Manual de Operación del Centro de Producción, Capacitación e

Manual de Operación del Centro de
Producción, Capacitación e Investigación
Pesquera “El Infiernillo”
CIAD, A.C.
Centro de
Investigación en
Alimentación y
Desarrollo
FAO
Organización de las Naciones Unidas para la
Agricultura y la Alimentación
Versión 1.0 Septiembre 2007
1
Portada. Diseño: Pablo Almazán Rueda. Fotos tomadas en el Centro de Producción, Capacitación e
Investigación Pesquera “El Infiernillo”. Fotos cuadradas de arriba para abajo: 1) Vista lateral del centro. 2)
Tanques de engorda de juveniles. 3) Tanques de reproductores de reposición. 4) Recolección de semilla.
Fotos en los círculos de arriba para abajo: 1) Tilapias de 2 gramos de peso. 2) Juveniles de 5 gramos. 3)
Reproductores. 4) Foto “transporte de tilapia en canastos Mercado de Ixtlán de Juárez, Oaxaca”
proporcionada amablemente por el Dr. Omar Calvario Martínez, CIAD, A.C. Unidad Mazatlán
i
i.
Preparación de este documento
Este manual fue preparado por solicitud de FAO al Centro de Investigación en
Alimentación y Desarrollo del CIAD, A.C. Unidad Mazatlán con el fin de apoyar al buen
funcionamiento del Centro de Producción, Capacitación e Investigación Pesquera “El
Infiernillo”. Se pretende que éste documento sea una guía para la operación técnica y
efectiva de los procesos que se llevarán a cabo en dicha unidad con respecto a la
producción de crías de tilapia.
ii. Responsables de la elaboración del manual
Dr. Pablo Almazán Rueda
Dra. Emma Fajer Ávila
Dra. María Cristina Chávez Sánchez
M. en C. Isabel Abdo de la Parra
ii
iii. Contenido
página
i.
Preparación de este documento
ii
ii.
Responsables de la elaboración del manual
ii
iii. Contenido
iii
iv. Lista de tablas y figuras.
iv
I.
Introducción
1
II.
Objetivos del manual
1
III. Área de aplicación y alcance del manual
2
IV. Requerimientos para el trabajo efectivo del Centro.
3
IV.1. Infraestructura
IV.2. Calidad de agua
IV.3. Organización
IV.4. Bioseguridad
IV.5. Capacitación
IV.6. Documentación y registros
IV.7. Programa de verificación interna
3
4
5
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V. Manual de procedimientos de operación
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V.1. Proceso de cuarentena
V.2. Calidad de agua
V.3. Manejo de líneas genéticas
V.4. Manejo de reproductores y montaje de desoves
V.5. Incubación y desarrollo embrionario
V.6. Producción de crías
V.7. Alevinaje con masculinización
V.8. Alevinaje sin masculinización
V.9. Fase de crianza
V.10. Producción de reproductores de reposición
V.11. Pre-engorda en Jaulas
V.12. Diagrama de flujo
V.13. Mapeo de procesos.
V.14. Cronograma de procesos.
V.15. Proyección de costos de producción.
V.16. Análisis de riesgo y planes de contingencia.
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iv. Lista de tablas y figuras.
Tablas.
Tabla No. 1. Porcentaje de iones amonio en relación con el porcentaje de amoniaco libre.
Tabla No. 2. Rangos de parámetros en la calidad de agua para el cultivo de tilapia.
Tabla No. 3. Tallas y pesos promedio de alevines de tilapia sometidos a proceso de reversión sexual.
Tabla 4. Productos químicos más utilizados para desinfectar el fondo de los estanques y eliminar organismos
no deseables*.
Tabla No. 5. Uso y concentraciones de desinfectantes para instalaciones, estanques, materiales y equipos en
una granja de tilapia.1
Tabla No. 6. Plan de actividades diarias para el alevinaje.
Tabla No. 7. Densidades de siembra sugeridas por diversos autores para varias especies de tilapia.
Tabla No. 8 tamaño de pellet recomendado según peso de la tilapia
Tabla No. 9. Nivel de proteína recomendado según el peso de la tilapia
Figuras
Figura No.1. Vista lateral del Centro de Producción, Capacitación e Investigación Pesquera “El Infiernillo”.
Figura No. 2. Vista aérea del plano de construcción del Centro de Producción, Capacitación e Investigación
Pesquera “El Infiernillo”.
Figura No 3. Propuesta para la organización interna del centro de producción.
Figura No. 4. Muestra esquemáticamente el tiempo de reproducción de las hembras: las hembras son puestas
con los machos, se dan las revisiones bucales, ocurre el desove, se recogen los huevos fertilizados, se
da el descanso a la hembra y empieza el ciclo.
Figura No. 5. Esquemas de estructuras de bandas a través del tiempo, donde: a colocación con macho; b
revisión bucal; c desove completo, d descanso.
Figura No. 6. Ejemplo de un tanque limpio y seco antes de llenar con agua y colocar los reproductores.
Figura 7. Recolección de huevos por la hembra
Figura No. 8. Recolección de semilla con redes finas, cucharas y copos de tela mosquitera.
Figura No. 9. Incubadora Mac Donald de 20 litros de volumen
Figura No. 10. Canaleta para la recepción de las larvas recién eclosionadas en Incubadora Mac Donald.
Figura No. 11. Desarrollo embrionario de tilapia (Tomado de Cantor-Atlatenco, 2007).
Figura No. 12. Tanque rectangulares sembrados con alevines de tilapia.
Figura No. 13. Malla sombra utilizada para cubrir los tanques: ayuda a prevenir las altas temperaturas y
también evita que pájaros entren directamente a los estanques.
Figura No. 14. Ejemplo de jaulas flotantes que actualmente se utilizan en la Presa “El Infiernillo”.
Figura No. 15. Diagrama de flujo para el Centro de Producción, Capacitación e Investigación Pesquera “El
Infiernillo”, desde manejo de los reproductores hasta la engorda de juveniles a 50 gramos y estos a su
vez para formar parte de los reproductores de reposición. *insumos: calida de agua, materias primas,
mano de obra.
Figura No. 16 muestra el mapeo de procesos para el Centro de Producción, Capacitación e Investigación
Pesquera “El Infiernillo”.
iv
1. Introducción
Varias especies de la familia cichlidae conocidas como “tilapias” se cultivan por todo el
mundo. La producción mundial de tilapia se incremento paulatinamente desde los años 50s
a los 80s. Y a partir de los 90s y principios de los 2000s dicha producción se mantuvo
estable, fluctuando de entre 585,000 – 680,000 Mt al año. África es el productor principal
proporcionando cerca del 70 % de la producción mundial, seguido por Asia (18%) y
América (11%).
En México varias especies de tilapia fueron introducidas en 1964. Después de poco más de
cuatro décadas, México se posesiona del octavo lugar en producción a nivel mundial de
tilapia, siendo Michoacán el segundo lugar de producción a nivel nacional. Esta producción
no alcanza a satisfacer el mercado interno y muy poco se ha logrado para posicionarse en el
mercado extranjero.
Una buena oportunidad de incrementar la producción en el estado de Michoacán y
aprovechar el gran potencial de cultivo es utilizando las aguas de las presas, siendo la Presa
Adolfo López Mateos conocida como El Infiernillo una oportunidad magnifica para tal
fin. La principal actividad económica en la región es la pesca en dicha presa. La captura
de tilapia en la presa El Infiernillo ha venido disminuyendo con el tiempo, dejando sin
trabajo a la población económicamente activa.
Una opción importante para generar empleos es a través del cultivo de tilapia en jaulas. De
esta forma los pescadores se convierten en productores en lugar de ser “recolectores” con
la posibilidad de incrementar sus ingresos y a su vez mejorar su forma de vida. La creación
del centro de Producción, Capacitación e investigación pesquera “el Infiernillo” como
fuente de producción de alevines viene a impulsar dicho sector, suministrando
conocimiento y capacitación
2. Objetivos del manual
El manual de procedimientos es un documento necesario en cualquier unidad de
producción. Este documento contiene la descripción de actividades que deben seguirse en
la realización de las funciones de una unidad administrativa. El manual incluye además los
puestos o unidades administrativas que intervienen, precisando su responsabilidad y
participación. En el se encuentra registrada y transmitida la información sin distorsión por
lo tanto facilita las labores de auditoria, evaluación y control interno y su vigilancia, y de
que el trabajo se está realizando o no adecuadamente.
Este documento permitirá conocer el funcionamiento interno en lo que respecta a
descripción de tareas, ubicación, requerimientos y a los puestos responsables de su
ejecución. Proporciona información sobre cada puesto y el adiestramiento y capacitación
necesarios del personal ya que describe en forma detallada las actividades de cada puesto.
1
El manual sirve para el análisis o revisión de los procedimientos del sistema de operación.
Es importante que todo el personal lo pueda consultar. Con este manual se pretende
establecer sistemas de información, así como uniformizar y controlar el cumplimiento de
las rutinas de trabajo y evitar su modificación o desviación arbitraria. Si se siguen los
procedimientos establecidos, debe aumentar la eficiencia de los empleados ya que indica lo
que deben hacer y como deben hacerlo. Debido a la descripción detallada de las funciones y
tareas, ayuda a la coordinación de actividades y evita duplicidades. Construye una base
para el análisis posterior de trabajo y el mejoramiento de los sistemas, procedimientos y
métodos.
3. Área de aplicación y alcance del manual
Este manual cubre cada fase del proceso de producción y describe todos los protocolos de
control y operación del Centro. En cada una de ellas incluirá detalles de todos los puntos
críticos y describe como desempeñarse para controlar los riesgos asociados. Se promueve la
aplicación de buenas prácticas de producción, el manejo responsable de químicos y
fármacos, aspectos de sanidad e inocuidad, nutrición y alimentación, calidad de agua y
manejo de los organismos, manejo de la salud de los organismos y bioseguridad. Este
manual deberá darse a conocer a todo el personal en una reunión de trabajo con el fin de
explicar la necesidad de que se sigan sus instrucciones, una copia deberá estar siempre
disponible para todos los trabajadores en un lugar accesible.
Posiblemente con el tiempo será necesario hacer modificaciones al manual debido a que
hay que actualizarlo de acuerdo a los avances científicos y a las condiciones que se
presenten. Cada versión actualizada deberá darse a conocer a todo el personal y se les
explicará cuales son las partes que se han modificado, eliminando las secciones
correspondientes anteriores.
Este manual esta dirigido exclusivamente a los ejecutivos, técnicos y personal en general
del Centro de producción de Tilapia “el Infiernillo” situado en a la orilla de la presa
“Adolfo López Mateos” conocida como “El Infiernillo”, municipio de Arteaga, en el Edo.
de Michoacán. Se utilizó la información proporcionada por los técnicos del Centro sobre la
infraestructura y el programa que se elaboró al inicio del proyecto del mismo. Se visitaron
las instalaciones y se realizaron entrevistas con el personal del Centro, así como con
autoridades de pesca en el estado de Michoacán. Se analizó la literatura científica
relacionada con la producción de tilapia para elaborar el manual. Se pretende que este
manual sea el documento de operación que se utilice en el Centro y que con el se cubran
los objetivos originalmente planeados para esta Unidad de producción.
Todos los trabajadores deberán firmar de enterados, que entienden el manual y que
cumplirán con los requerimientos.
2
4. Requerimientos para el trabajo efectivo del Centro.
Con el propósito de proporcionar un manual práctico y efectivo para la producción de crías
de tilapia es necesario revisar los requerimientos básicos para una producción óptima. Esta
incluye la presencia de infraestructura adecuada, calidad de agua óptima las mayor parte del
año, organización (organigrama, manual de funciones y responsabilidades), el desarrollo de
procedimientos de operación estándares (este manual), el mantenimiento de medidas de
bioseguridad y el uso responsable de químicos.
IV.1. Infraestructura
El Centro debe estar bien diseñado para asegurar una producción exitosa, aplicar medidas
de bioseguridad con eficiencia y llevar a cabo los procedimientos de operación a bajos
costos (Figura No. 1 y 2).
Cada fase del proceso de producción debe contar con las unidades de infraestructuras
necesarias, bien diseñadas y separadas. Debe contar además con infraestructura de soporte
tales como almacenes separados de alimento, químicos, equipo de laboratorio, herramientas
etc., áreas de limpieza y desinfección, laboratorios, cubículos. Para el personal comedor,
baños y áreas habitacionales adecuadas.El área de cuarentena es básica y necesaria dentro
de las medidas de bioseguridad. Antes de que cualquier organismo sea introducido al
Centro, debe pasar por esta área para ser analizado cuidadosamente en busca de patógenos
que puedan ser dispersados. De la misma manera ésta área se puede utilizar para los
organismos que van a salir de la unidad para su venta o traslado. Estas instalaciones no
deben menospreciarse y minimizarse.
Figura No.1. Vista lateral del Centro de Producción, Capacitación e Investigación Pesquera
“El Infiernillo”
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Figura No. 2. Vista aérea del plano de construcción del Centro de Producción, Capacitación e
Investigación Pesquera “El Infiernillo”
IV.2. Calidad de agua
Además de contar con agua que cubra los requerimientos físicos y químicos de las especies
a cultivar, el agua debe ser filtrada y tratada para prevenir la entrada de patógenos o de
vectores que puedan estar presentes en el agua. Debido a que el agua que abastece las
instalaciones procede de una presa y ésta tiene diversos organismos que la habitan tales
como peces, crustáceos y moluscos, es posible que existan patógenos que puedan afectar al
cultivo. Por lo tanto, se debe realizar un filtrado inicial con malla de mosquitero, filtros de
arena y/o mallas finas en el primer reservorio o tanque, seguido por una desinfección
usando luz ultravioleta y ozono.
El agua que se descargue al medio ambiente debe estar libre de patógenos, especialmente la
del área de cuarentena, la cual debe desinfectarse con una solución de hipoclorito de sodio
(> 20 ppm de cloro activo por no menos de 60 minutos). En caso de infecciones en las
diferentes áreas, el agua debe ser desinfectada de la misma manera. Nunca arrojar agua con
cloro activo al medio ambiente natural. Para retirar el cloro, puede someter el agua a una
fuerte aireación, el tiempo dependerá de las concentraciones iniciales de cloro. En general,
4
el agua de los efluentes de los tanques será dirigido a la laguna de oxidación que la granja
cuenta actualmente. En dicha laguna, los procesos de oxidación de la materia orgánica se
llevarán a cabo por si solos, vertiendo al medio ambiente agua libre de contaminantes.
IV.3. Bioseguridad
El centro debe contar con un programa de bioseguridad que contemple los elementos
básicos que incluyen los aspectos físicos, químicos y biológicos necesarios para proteger el
Centro de las consecuencias derivadas de la introducción y dispersión de patógenos,
especialmente las de alto riesgo. El programa debe ser de fácil implementación, bajo costo
y apropiado de tal manera que proporcione un nivel de seguridad aceptable. El
entrenamiento en bioseguridad debe ser un componente importante de los procesos de
cultivo. Para ello se recomienda enfáticamente contar en ésta área con personal con alta
capacidad técnica que supervise y entrene a los trabajadores de las diferentes secciones del
Centro durante las diferentes fases del proceso de producción. Todos los trabajadores deben
entender la importancia de éstas medidas y por lo tanto el responsable debe organizar
reuniones en cada sección o fase del proceso de cultivo y explicar y discutir la importancia
de la ejecución de las medidas de bioseguridad. Se recomiendan cursos de capacitación
sobre medidas de bioseguridad.
IV.4. Organización del Centro
Cualquier centro de producción acuícola, como cualquier empresa, ya sea privada,
gubernamental o de tipo social, necesita establecer ciertos requerimientos básicos para su
buen funcionamiento y en consecuencia lograr con ello el éxito en el logro de sus metas y
objetivos. Estos requerimientos son:
•
•
•
•
Organización.
Capacitación
Documentación y registros de cada una de las fases del proceso de cultivo.
Programa de verificación interna.
En cuanto a la organización, es importante que el Centro establezca su visión, misión y
políticas enfocadas hacia la producción sustentable (buenas prácticas de protección dirigidas a
la inocuidad, cuidado del ambiente, bioseguridad y protección de los trabajadores). Así mismo
es necesario elaborar un organigrama con las diferentes áreas de la empresa, los puestos de
mando y sus responsables, así como un documento con las funciones y responsabilidades de
cada uno de los integrantes de la estructura de mando y operativa de la organización.
El centro debe contar con al menos dos áreas: la administrativa y la técnica, todos bajo el
mando de un gerente general que responda ante Dirección General de la COMPESCA. El
área administrativa debe de saber todos los movimientos de compra, venta o donaciones de
5
peces, equipo o insumos efectuados por el área técnica. En el área técnica se deben
establecer las funciones de los responsables de cada una de las fases establecidas en el
modelo operativo del Centro:
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
Manejo de las líneas genéticas
Manejo del apareamiento e incubación
Producción de crías
Alevinaje con masculinización
Alevinaje sin masculinización
Crianza
Producción de juveniles
Producción de reproductores de reposición
Investigación, Capacitación y extensionismo
Bioseguridad
Lo importante del organigrama es saber de manera doméstica, quienes forman parte de la
empresa, cual es la jerarquía y cuales son las responsabilidades y funciones de cada uno. Cada
responsable podrá tener además a su cargo un número determinado de técnicos y operarios o
piscicultores que a su vez deberán también tener definidas sus responsabilidades y funciones
mediante protocolos de trabajo bien establecidos. Lo anterior es importante porque en los
centros acuícolas es muy frecuente el cambio constante de personal, el contar con protocolos
de trabajo para cada persona facilita el saber quién es responsable de que y tener más control
de los procesos de producción. Los cambios de personal afectarán menos si se sabe cuales
serán las tareas huérfanas en determinado momento y será más fácil entrenar y capacitar al
nuevo personal en esas tareas específicas.
Varias de estas fases son todo un proceso en sí y requieren de ciertas metodologías y cuidados
por lo que una sola de ellas podría tener un responsable. Otras actividades por su naturaleza se
pueden unir y varias de éstas tener un solo responsable, todo esto depende del número de
técnicos empleados, su capacitación, de las metas de producción, de los recursos económicos.
No obstante es importante mencionar que esta granja por su tamaño y porque estará
produciendo todo el año, requiere la atención especial en todas éstas áreas de técnicos
altamente responsables y capacitados. Para este Centro se propone la organización de la figura
3.
6
Dirección General de la COMPESCA
Gerente General
Gerente de producción
Responsable área administrativa
1. Responsable manejo de líneas genéticas
Recursos humanos
2. Responsable apareamiento, incubación,
producción de crías
Contabilidad
3. Responsable Alevinaje con/sin masculinización
y producción de crías a talla de 10g
4. Producción de reproductores de reposición
5. Responsable de investigación
6. Responsable de capacitación y extensionismo
7. Responsable de la bioseguridad del
centro
Finanzas
Compras
Otras actividades
como taller,
mantenimiento,
responsable de
bodegas etc.
Personal vigilancia
Figura No 3. Propuesta para la organización interna del centro de producción.
Favor de ver Anexo I para ver en detalle las actividades de cada uno de los
responsables de las secciones propuestas en este organigrama.
•
Gerente de producción: Es la persona que dirige el protocolo de operación, apoyado
en los diferentes técnicos de área y en colaboración con el administrador del
proyecto. Lleva control de los registros de cada área y analiza con los diferentes
responsables la información generada (diaria, semanal y del ciclo) para la
elaboración de los reportes diarios y semanales. Lleva control de que se cumpla con
las diferentes tareas de técnicos y operarios y procura que se desarrolle sin ningún
7
problema y en armonía. Debe tener un perfil profesional-técnico con gran
experiencia operativa en acuacultura. Además de la licenciatura debe haber llevado
cursos de capacitación en cultivo de peces, nutrición y alimentación, patología de
peces, bioseguridad, calidad de agua.
•
Técnicos de área: Trabajan bajo la dirección del gerente de producción. Son
responsables del manejo de su respectiva fase del proceso de producción (manejo de
líneas genéticas, apareamiento, incubación y producción de crías, alevinaje,
producción de reproductores de reposición). Siguen los protocolos de manejo,
realizan los análisis técnicos de calidad de agua, alimentación, muestreos
biométricos y poblacionales, manejo sanitario y medidas de bioseguridad. El perfil
es de técnicos con licenciatura capacitados en acuicultura (biólogos, técnicos
pesqueros, veterinarios, oceanólogos etc.).
•
Operarios: Sirven de apoyo a los encargados de área, preparan y dan limpieza a las
tanques para un buen manejo sanitario, siguiendo los protocolos de limpieza,
desinfección y exclusión de patógenos. Se encargan de llenar y recambiar el agua
para mantener una buena calidad de agua, alimentar a los organismos, alevines y
crías de tilapia, apoyan en los muestreos biométricos y poblacionales lanzando la
atarraya y/o utilizando la red de cuchara, lectura de niveles, apoyo en la
hormonización y separación de crías, cuidado en el manejo y separación de
reproductores, apoyan en la aclimatación y embarque de la venta de crías de tilapia,
dan limpieza a las bodega y a las instalaciones en general del centro. El perfil será
mínimo de secundaria. Se dará capacitación previa y continua a este personal
durante el proceso por el gerente de producción. Se recomienda que los operarios
conozcan todas las actividades de la granja, pero para fincar responsabilidades,
éstos deben tener sus responsabilidades diarias bien establecidas en alguna fase del
proceso de producción y no moverse de ahí excepto en casos de que falte personal
en otra áreas y éste no se encuentre ocupado con las propias.
•
Responsable de investigación. Es el investigador con grado mínimo de maestría
encargado de identificar líneas de investigación en el cultivo de la tilapia y otros
organismos importantes. Se encargará de desarrollar y ejecutar los proyectos de
investigación. Responde ante el Gerente General, en colaboración con el gerente de
producción.
•
Responsable de capacitación y extensionismo. Responde al gerente general. Perfil
mínimo de licenciatura con gran experiencia en programas de extensionismo
(métodos y técnicas de extensionismo). Se encarga de elaborar cursos de
capacitación para todo el personal, de dar seguimiento a los programas, de buscar
cursos en universidades e instituciones de educación superior, organizar los cursos e
invitar a los profesores de las distintas áreas de interés. Con su experiencia se
encargará de capacitar a jóvenes en las técnicas de extensionismo para que a su vez
puedan capacitar a pescadores, campesinos, iniciativa privada en las técnicas de
cultivo que se vayan requiriendo. Dará seguimiento a los programas de
extensionismo.
8
•
Responsable de la bioseguridad: Como ya se mencionó anteriormente, si se
considera que la sanidad es un problema que puede restringir en un momento
determinado el éxito del Centro, se debe contemplar el área de bioseguridad. El
responsable deberá dar seguimiento estrecho al programa de bioseguridad del
centro. Manejará la unidad de cuarentena, los laboratorios de diagnóstico, los
programas de vigilancia y monitoreo de las enfermedades. Perfil mínimo
licenciatura en biología o veterinaria con cursos especializados en patología de
organismos acuáticos, enfermedades de tilapia, métodos de muestreo, técnicas
básicas de bacteriología, métodos de conservación de organismos para análisis
bacteriológicos, histopatológicos, fungales y virales. Deberá haber llevado un curso
de bioseguridad.
•
Personal de Vigilancia: Son las personas que se encargan físicamente de salvaguardar
las instalaciones, equipo, materiales y demás activos de la empresa, incluyendo los
organismos contra robos y sabotajes hacia la producción. Estará bajo las órdenes y en
coordinación con el administrador del proyecto
Cuando alguna de las áreas no estén funcionando, los piscicultores y técnicos de segundo
nivel podrán apoyar en otras áreas de trabajo.
IV.5. Capacitación
El Centro debe contar con un programa de capacitación. El objetivo es informar a todo el
personal involucrado en la producción de tilapia sobre la responsabilidad que cada uno tiene
en las diferentes fases del proceso y de la importancia del buen desempeño de su trabajo en
lograr los objetivos de la empresa. Tiene como función también actualizar a todo el personal
en los avances de las tecnologías, problemas de enfermedades, aspectos nutricionales, etc.
Se ha comprobado que la capacitación en los tres niveles de la organización: gerencia,
responsables de granja y operarios, es fundamental para el éxito de la empresa. Es común
observar que el único que se capacita es el gerente responsable de la producción y en
ocasiones se le da oportunidad a alguno de los otros técnicos responsables. La capacitación
se puede dar a diversos niveles, dependiendo de las tareas y responsabilidades asignadas.
Los cursos básicos que debe tener todo el personal son:
Biología y cultivo de la tilapia
Enfermedades de la tilapia y métodos de control
Nutrición y alimentación de la tilapia
Medidas de bioseguridad
Buenas prácticas de producción para la inocuidad
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IV.6. Documentación y registros
El Centro debe establecer la cultura del registro de información de cada uno de los pasos
del proceso de cultivo. Los registros permiten estandarizar y rastrear los procedimientos
operacionales en cada paso del proceso por ejemplo:
•
El dueño de la unidad de producción se asegura que los procedimientos de trabajo
se están cumpliendo.
•
El responsable técnico puede demostrar que los procedimientos de trabajo se están
cumpliendo.
•
Se puede demostrar a las autoridades que los procedimientos de trabajo se están
cumpliendo.
•
Los registros permiten identificar desviaciones a los procedimientos y en
consecuencia implementar acciones correctivas o preventivas.
•
Llevar registros significa orden, control, eficiencia, seguridad y buen manejo.
Cada parte del proceso debe llevar sus protocolos o manuales de operación junto con los
registros diarios. El responsable debe llevar minuciosamente control de ésta información.
IV.7. Programa de verificación interna.
El programa de verificación interna es una actividad que permite la evaluación del
proceso productivo y tiene como objetivo verificar que todos los procesos se están
llevando a cabo como está establecido en los manuales de procedimiento y protocolos
de trabajo. Dicha verificación debe realizarse mediante el análisis de evidencia
objetiva (registros) que permita diagnosticar el buen funcionamiento o desviaciones de
alguna o algunas fases del proceso de producción. Como resultado de este proceso de
verificación deben establecerse los lineamientos para llevar a cabo las acciones
correctivas necesarias para cumplir con los objetivos del centro.
La verificación debe realizarse siguiendo un calendario preestablecido que debe ser
dado a conocer a los evaluadores y evaluados con suficiente anticipación. La
verificación debe estar basada en un documento que defina las buenas prácticas,
mismo que debe estar disponible para todo el personal para su consulta y aplicación
(por ejemplo este documento).
El responsable de la unidad de producción debe asegurarse que las verificaciones se
realicen por personal entrenado y calificado, bajo condiciones adecuadas y con el
enfoque hacia la mejora y retroalimentación de las buenas prácticas. El personal de la
empresa debe participar tanto en las verificaciones internas, como en el proceso de
aplicación de acciones correctivas y preventivas fuera de las verificaciones (Chávez e
Higuera, 2003)
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V. MANUAL DE PROCEDIMIENTOS DE OPERACION.
V.1. EL PROCESO DE CUARENTENA
Objetivo: Establecer el procedimiento a seguir con todos los peces que ingresen a la
estación para evitar la introducción y dispersión de patógenos en la Unidad de producción.
Personal:
• El biólogo acreditado en la atención y control de los peces introducidos deberá
poseer los conocimientos básicos sobre sanidad acuícola y cuarentena de
organismos acuáticos, los cuales deben ser actualizados a través de cursos de
capacitación sistemáticos.
• El responsable de la cuarentena debe apoyarse en los técnicos piscicultores para el
desarrollo de la actividad.
Condiciones de seguridad:
El área debe estar restringida y entrará exclusivamente al personal encargado de
cuarentena. El personal involucrado en esta actividad debe usar botas plásticas, bata
sanitaria, guantes, tapa boca, etc.
Equipamiento y materiales:
El material y equipo que se utilice en la zona de cuarentena como redes de arrastre, redes de
manga, guantes de plástico, batas sanitarias, microscopio biológico y estereoscópico,
cubetas, mangueras, bolsas plásticas, cajas de cartón, etc., debe ser exclusivamente
utilizado en esta área para evitar la transmisión de posibles infecciones a otras áreas del
Centro. Este equipo debe ser constantemente lavado y desinfectado. Así mismo se necesitan
hojas de datos para: calidad de agua (Formato 1); posibles patógenos en el agua (Formato
2); aspectos nutricionales (Formato 3); de manejo de productos terapéuticos (Formato 4 y/o
5) y de desinfección (Formato 6).
Procedimiento:
1. Limpiar y desinfectar los tanques designados para realizar la cuarentena, los cuales
se colocarán al inicio de la estación, aislados de otras áreas de cría a una distancia
mínima de 50-100 metros, en un espacio cerrado y techado, dotado de piso y
paredes de cemento u otro material que permita su limpieza y desinfección. Los
tanques deben tener suministro de agua y desagüe independientes.
2. Limitar el acceso a personal no autorizado por el funcionario responsable de la
cuarentena.
3. El agua de suministro debe ser esterilizada y monitoreada previa a la introducción
de los peces.
4. El periodo de cuarentena es aquel que va desde el momento de recepción de los
organismos vivos hasta transcurridos al menos 30 días. Sin embargo, el período de
cuarentena depende del historial de enfermedades de los organismos introducidos
(granja y país de origen) y/o después que pasa el tiempo de incubación de las
enfermedades de mayor riesgo y en el que éstas debieran hacerse patentes.
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5. Los tanques y artes de pesca empleados en el traslado de los peces deben limpiarse
y desinfectarse con hipoclorito de sodio 10 mg/L durante 24 horas. En el caso de
usar cajas de cartón y bolsas plásticas para el traslado, éstas deben ser destruidas e
incineradas.
6. Una vez arribados los peces a la estación se tomará una muestra de al menos 10
tilapias adultas, 15 alevines o 100 larvas vivas y se enviarán en bolsas de plástico
con agua y oxígeno al Laboratorio de Sanidad Acuícola Acreditado para la
determinación de posibles patógenos. Este muestreo se repetirá a los 30 días de
transcurrida la cuarentena o después del período de cuarentena determinado.
7. Un lote pequeño de peces se someterá a estrés (altas o bajas temperaturas) para
exacerbar cualquier enfermedad que tengan de manera asintomática.
8. Las introducciones de gametos, huevos fertilizados o peces deben ser desinfectadas
aunque vengan certificadas. Los peces deben ser tratados profilácticamente.
9. Se debe observar diariamente el comportamiento de los peces en los estaques:
natación, respuesta a los estímulos externos, alimentación, coloración, presencia de
heridas o magulladuras, úlceras, erosión de las aletas u alguna otra señal de
alteración. Todo se anotará en el registro de control del tanque.
10. Si se observa mortalidad o alteraciones clínicas indicativas de enfermedad se debe
realizar un muestreo de la población de peces de acuerdo a la tabla de Amos (1985)
y enviarlo a un Laboratorio de Sanidad Acuícola acreditado para su diagnóstico.
11. Los registros de condiciones de operaciones y procedimientos deben ser archivados
y puestos a la disposición de las autoridades regulatorias que lo soliciten.
12. Si varias especies o poblaciones se mantienen en cuarentena en estanques separados
se deben usar equipos separados para cada grupo.
13. El personal que trabaje en la cuarentena debe ser supervisado por un Laboratorio de
Sanidad Acuícola Acreditado.
14. Al entrar y salir del área de cuarentena el personal debe pasar a través de un tapete
sanitario con hipoclorito de sodio a 10 mg/L, el cual debe ser revisado para
garantizar su efecto desinfectante.
15. Si durante el periodo de cuarentena se desarrolla una enfermedad declarada en el
país se le aplicará el tratamiento adecuado y se comunicará al Laboratorio de
Sanidad Acreditado.
16. Si durante el periodo de cuarentena se desarrolla una enfermedad infecciosa no
declarada en el país o de etiología desconocida se eliminará el lote de peces
introducidos mediante la incineración y se comunicará al Laboratorio de Sanidad
Acreditado.
17. Si no se detectan enfermedades posteriores a los 30 días o el período establecido, se
liberará la cuarentena y se destinarán los peces a los estanques correspondientes
bajo estricta vigilancia durante un año.
18. El efluente de los tanques de cuarentena se verterán a un tanque de tratamiento
previa a su salida al exterior y contará con sistema de filtrado que retengan los
residuos orgánico se inorgánicos.
19. La deposición de desechos sólidos y organismos muertos deben ser incinerados, de
forma tal que los patógenos potenciales de epizootias no puedan transmitirse a la
estación o al medio acuático circundante.
20. Los estanques de cuarentena deben ser desinfectados antes de su reutilización.
12
V.2. CALIDAD DE AGUA.
Objetivo:
Proporcionar a las diferentes variedades de tilapia que se cultiven en el Centro, los
requerimientos de calidad de agua óptimos necesarios para un máximo crecimiento y evitar
factores estresantes a los organismos en sus diferentes fases de desarrollo y con ello lograr
las producciones programadas.
Factores como la temperatura, oxígeno disuelto, pH, amonio, nitritos, sólidos suspendidos y
la turbidez son los factores que más afectan a la tilapia en condiciones tanto naturales como
de cultivo. En esta sección del manual se hará referencia a estos parámetros.
Personal: Debido a que esta fase es crítica, el responsable y los operarios deberán contar
con la experiencia necesaria y los conocimientos básicos sobre métodos de análisis de
calidad de agua. Se recomienda que anualmente se actualice a todo el personal a través de
cursos de capacitación en los diferentes aspectos.
Condiciones de seguridad:
El personal involucrado en esta actividad debe usar botas plásticas y bata sanitaria. El
equipo de medición debe ser desinfectado antes de ser introducido al siguiente tanque
Equipamiento y materiales:
Botas de hule, bata, instrumentos electrónicos o amperométricos para la medición de
temperatura, oxígeno disuelto, y pH, termómetro de mercurio, kit para la determinación
colorimétrica con tarjeta colorimétrica y comparador desplazable para amonio, nitritos, y
nitratos, disco de Secchi y hoja de datos (Formato 7).
Procedimiento:
1. Antes de tomar las muestras de agua para determinar la calidad del agua existente en la
fuente de abastecimiento, reservorio, tanques y en la laguna de oxidación, se deberá de
verificar lo siguiente:
•
•
•
•
•
•
•
•
Preparar calendario para las fechas de toma de muestras mensuales.
Preparar frascos etiquetados de acuerdo al número de muestras.
En caso de muestras que se tengan que preservar para diferentes análisis, contar con
el procedimiento de preservación.
Preparar lista con compuestos químicos a usar.
Revisar los reactivos existentes y pedirlos con anticipación
Tener listo los protocolos para cada uno de los análisis.
Disponer del material necesario.
Monitorear la fecha de caducidad de los reactivos. Hacer lista de material y
reactivos faltantes y solicitarlos.
13
•
•
Ver que los envases de reactivos estén bien cerrados y en su lugar. Descartar
cualquier reactivo, si se tiene sospecha de contaminación.
Limpiar, calibrar y probar los equipos. Anotar fechas y el personal que realizó esta
actividad. Reportar problemas si existieran.
2. La mayoría de los instrumentos electrónicos o amperométricos de medición contienen
sensores para medir temperatura, oxígeno disuelto, y pH a la vez. Antes de usar el
instrumento amperométrico o de sensores se deben considerar los siguientes aspectos:
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
Inspeccionar el sensor muy de cerca, especialmente la membrana. Esta debe de estar
sin ningún defecto, arruga o rasgadura, así como ninguna burbuja por debajo de la
membrana. No debe de haber alguna decoloración del cátodo o ánodo.
Calibrar el aparato según las recomendaciones del fabricante.
Probar el instrumento para asegurar una lectura de cero, en una solución
recientemente preparada para tal fin o estándar y dependiendo de lo que se vaya a
medir, por ejemplo temperatura, oxígeno disuelto, pH y/o conductividad.
Verificar las baterías.
Si el lector da una lectura por encima del estándar, la membrana debe ser cambiada
o el sensor mandarlo a reparar.
Antes de mandar a reparar o cambiar la membrana, verificar la lectura del medidor
con un nuevo estándar.
Antes de re-utilizar el instrumento con una nueva membrana, deja pasar de 2 a 6
horas. Para mayor seguridad dejar pasar todo una noche, para que la calibración
resulte adecuada.
En el caso de los lectores de OD deben de ser compensado por la temperatura: la
permeabilidad de la membrana y la solubilidad del oxígeno en agua cambia en
función de la temperatura.
A mayor presión atmosférica, y menor temperatura y conductividad, hay mayor
cantidad de oxigeno disuelto en el agua.
Agua estancada, o un flujo muy fuerte de agua, puede dar lecturas erróneas.
Lavar el sensor antes y después de usarlo, utilizando agua destilada. Es muy
importante seguir las recomendaciones del fabricante para cuidar y mantener en
forma el medidor electrónico.
3. Para medir temperatura se necesita un termómetro electrónico, o termómetro de
mercurio, y hoja de datos. En el caso de termómetros electrónicos, se debe de calibrar para
tener con exactitud la temperatura registrada ±0.2 °C de acuerdo al procedimiento
siguiente:
•
•
•
Ponga el termómetro (electrónico o de mercurio) en la columna del agua
aproximadamente unos 30 centímetros de profundidad.
Deje sumergido el sensor por no menos de 60 segundos.
Si el termómetro es electrónico, después de que la lectura se estabilice, regístrela en
la hoja de datos.
14
•
•
•
•
Se debe de tomar una segunda lectura, en otro lugar diferente, y los resultados se
registran en la hoja de datos.
Se calcula el promedio de ambas muestras para registrar la temperatura del tanque.
Limpiar el termómetro con agua destilada, y/o con algún químico (por ejemplo
cloro, verificar si la membrana en el caso del termómetro electrónico resiste al
cloro) si se va a medir la temperatura en diferentes tanques y se teme de
contaminación.
Realizar las mediciones cuatro veces al día. Se recomienda que sea a las 6:00,
12:00, 18:00 y 24:00 hr.
4. Para medir el oxígeno disuelto (OD) se necesita un medidor electrónico de OD, y una
hoja de datos. Se debe de calibrar para tener con exactitud la temperatura registrada ±0.3
mg/L:
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
En cada punto de muestreo, prenda el medidor y coloque el sensor en la columna de
agua y mueva en forma circular.
Permita un tiempo suficiente para que la lectura se estabilice.
Registre la lectura.
Una segunda muestra debe ser efectuada en una parte diferente del tanque o zona de
muestreo.
Se anotan las lecturas en las hojas de datos.
Limpie el sensor con agua destilada.
Apague el instrumento y maneje el sensor con cuidado para no dañarlo mientras se
encuentra de muestreo.
Verifique la calibración del instrumento después de cada uso y registre los
resultados.
Re-examine el medidor con el estándar a finales de cada muestreo y registre la
lectura.
Re-examine el medidor con el estándar al final del día y registre la lectura.
Realice las mediciones cuatro veces al día. Se recomienda que sea a las 6:00, 12:00,
18:00 y 24:00 h.
5. Para medir pH se necesita un medidor electrónico de pH (pHmetro), y una hoja de datos.
Se debe calibrar para tener con exactitud la temperatura registrada ±0.1 unidad:
•
•
•
•
•
•
En cada punto de muestreo, prenda el medidor.
Coloque el sensor en la columna de agua.
Obtenga la lectura del pH para cada punto de muestreo. Espere hasta que la lectura
del potenciómetro se estabilice antes de leer y registrar el pH.
Registre el pH en la hoja de datos.
Una segunda muestra debe ser efectuada en una parte diferente del tanque o zona de
muestreo.
Limpie el sensor con agua destilada.
15
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
Apague el medidor del pH.
Tenga cuidado para manejar el sensor con cuidado para no dañarlo.
Re-examine el medidor con el estándar a finales del día y registre la lectura.
Reexamine el estándar otra vez a fines del día y registre la lectura.
Recordar de mantener siempre húmedo el sensor, poniendo en su capa solución
destinada para este uso.
Es muy importante lavar el sensor antes y después de usarlo, utilizando agua
destilada.
Realizar las mediciones una vez al día.
La calibración se debe de seguir al pie de la letra, ésta dependerá de la marca del
sensor. Generalmente, se tienen tres buffers, uno de 4, 7 y 10 de pH. El medidor de
pH se pone en modo de calibrar, y se sumerge en la solución ácida, ya que el
medidor termina, el sensor se saca y se procede a hacer lo mismo con las otras dos
soluciones.
El pH también se puede medir de forma aproximada empleando indicadores ácidos
o bases débiles que presentan diferente color según el pH. Generalmente se emplea
papel indicador: Se trata de papel impregnado de una mezcla de indicadores.
Tomar un pedazo de papel indicador, un centímetro por ejemplo.
Sumergir en el agua a muestrear.
Inmediatamente el papel indicador se vuelve de un color diferente.
El color adquirido en el papel indicador se compara con los diferentes colores que
se encuentran en la tapa del empaque del papel indicador.
Se anota el resultado.
6. Existen varios tipos de métodos para analizar amonio total. Uno de los más fácil y
sencillos son los kits para la detección de amonio (NH4+). Se recomiendo medir una vez por
semana. Si las concentraciones son muy altas, se recomienda tomar las medidas necesarias
para bajar el nivel; como incrementar el flujo de agua, disminuir la cantidad de alimento,
etc. De esta manera se deberá tomar todos los días hasta que se arregle el problema e ir
disminuyendo las tomas de muestra hasta una vez por semana.
La concentración de amonio se determina semi-cuantitativamente por comparación visual
del color de la solución de medición con las zonas de color de una tarjeta colorimétrica. Si
el color de la solución de medición corresponde a la tonalidad más oscura de la escala
colorimétrica o es más intenso, debe repetirse la medición con nuevas muestras diluidas,
hasta que se obtenga un valor inferior a 5 mg/L de NH4+. Éste debe luego multiplicarse por
el correspondiente factor de dilución.
El valor medido es el contenido de “amonio total”. El amonio total se compone de Iones
amonio y amoniaco libre, la cantidad de uno de los dos depende del pH del agua en el lugar
de muestreo. A lecturas bajas de pH se encontrará mayor cantidad de iones amonio, por el
contrario, a niveles altos de pH, se encontrará mayor cantidad de amoniaco libre. Ver tabla
No.1:
16
Tabla No. 1. Porcentaje de iones amonio en relación con
el porcentaje de amoniaco libre.
pH
6
7
8
9
10
Iones amonio
%
100
99
96
75
22
Amoníaco libre
%
0
1
4
25
78
Este método aunque muy rápido, no es tan exacto, ya que se basa en cambios de coloración
que pueden ser muy subjetivos, pero dan una muy buena información. Cabe mencionar que
el test determina tanto los iones amonio como amoníaco disuelto, es decir amonio total.
Otro método muy utilizado es el procedimiento para la medición de amonio en aguas
residuales que se denomina método potenciométrico.
El funcionamiento del equipo obedece a los siguientes fundamentos: En medio básico el
nitrógeno amoniacal disuelto en la muestra de agua (NH3 y NH4+) pasa a amoniaco gas
(NH3), este último se difunde a través de una membrana permeable a gases que contiene el
electrodo, cambiando el pH de la solución contenida dentro del electrodo. El analizador de
iones mide esa variación de pH y la relaciona con medidas potenciométricas que se
encuentran en el rango de –700 mV a +700mV. El procedimiento para realizar el ensayo
consta de dos partes: la calibración del electrodo de amonio y la medición de la
concentración de amonio. La calibración del electrodo de amonio se realiza con dos
patrones que difieran entre sí 10 unidades de concentración. Por el rango esperado de
amonio se utilizan patrones de 1 y 10 ppm, y la calibración se realiza de la siguiente forma:
•
•
•
•
Partiendo del patrón de 1000 ppm se realizan mediante dilución los patrones de 10 y
1 ppm.
Se toman 100 ml del patrón de 10 ppm y se le agregan 2 ml de NaOH 5 M. Se
sumerge el electrodo de amonio en la solución que debe estar en agitación, una vez
estabilizada la lectura se le asigna el valor de 10.
Se toman 100 ml del patrón de 1 ppm y se le agregan 2 ml de NaOH 5 M. Se
sumerge el electrodo de amonio en la solución que debe estar en agitación, una vez
estabilizada la lectura se le asigna el valor de 1.
Enseguida, el analizador de iones calcula la pendiente, la cual debe estar en el rango
de –55 y –60, si ésta es aceptable se pasa nuevamente el patrón de 1 ppm para
asegurarnos que está bien calibrado. Si la lectura de este patrón de 1 ppm de
comprobación está comprendida entre 0.5 y 1.5 ppm se considera que el aparato
está bien calibrado.
17
Una vez calibrado el analizador de iones se procede a realizar la medición del amonio en
las muestras de agua residual de la siguiente forma:
• Se toman 100 ml de muestra y se le agregan 2 ml de NaOH 5 M.
• Se sumerge el electrodo de amonio en la solución que debe estar en agitación,
• Una vez estabilizado el analizador se lee el resultado de la medición y se anota el
resultados
Los niveles de amonio pueden ser reducidos por cualquiera, o por una combinación de los
siguientes aspectos:
•
•
•
•
Bajar la densidad de siembra
Reducir la cantidad de alimento
Mejorar o usar filtración biológica con materiales de cambio de iones
Aumentar el recambio de agua
7. Nitritos y Nitratos. El amonio es oxidado en nitrito (NO2) y después a nitrato (NO3) a
través del crecimiento de bacterias sobre la materia orgánica en suspensión.
Otro método es mediante el kit de determinación. Ambos kits comerciales se basan en la
determinación de nitritos o nitratos por medio del cambio de coloración de la muestran y
ésta a su vez comparada con la tarjeta colorimétrica para saber la concentración del
compuesto. El procedimiento es muy similar a la determinación de amonio.
Se recomienda medir una vez por semana.
8. La turbidez se mide en miligramos por litro o en NTU: Unidades Nefelométricas de
Turbidez. El instrumento usado para su medida es el turbidímetro o un nefelómetro,
respectivamente. Ambos miden la intensidad de la luz que está dispersada a 90 grados
cuando un rayo de luz pasa a través de una muestra de agua.
•
•
•
•
•
•
•
•
En cada punto de muestreo, prenda el medidor.
Llene la cubeta de muestreo con agua del tanque
Espere hasta que la lectura del sensor se estabilice antes de leer y registrar los mg/L.
Obtenga la lectura del turbidímetro para cada punto de muestreo.
Registre la turbidez en la hoja de datos.
Limpie la cubeta con agua destilada tres veces.
Apague el medidor.
Tenga cuidado al manejar el trubidímetro con cuidado para no dañarlo.
Se recomienda medir una vez por semana.
También se utiliza el disco de Secchi. Este método es simple y sencillo. Un disco Secchi es
un instrumento de medición de la turbidez del agua de ríos, lagos y mares, cuyo modo de
empleo se describe a continuación:
18
•
•
•
Se deja caer en el agua atado a una cuerda.
Se anota la profundidad en la que el disco se pierde de vista. Esto proporciona una
estimación del nivel de turbidez del área muestreado.
Se recomienda medir una vez por semana.
Una medición de la turbidez puede ser usada para proporcionar una estimación de la
concentración de STS (Sólidos Totales en Suspensión), lo que de otra forma es un
parámetro tedioso y no fácil de medir.
Se recomienda que la turbidez no sobrepase los 100 mg/L o los 30-40 cm (disco de Secchi),
ya que de lo contrario, el crecimiento, la eficiencia alimenticia y la sobrevivencia se ven
considerablemente afectados.
VI.3. MANEJO DE LÍNEAS GENÉTICAS
Objetivos. Mantener la producción de líneas genéticas puras, independientemente del
número de líneas que se desee tener. El manejo de líneas genéticas en acuicultura es algo
que actualmente se está iniciando en México. Sin embargo, su uso puede llevar a lograr los
resultados productivos que viabilicen económicamente el cultivo.
Personal. Debido a que esta fase es crítica, el responsable y los operarios deberán contar
con la experiencia necesaria y los conocimientos básicos sobre el manejo de líneas
genéticas. Se recomienda que el responsable se actualice constantemente en las nuevas
técnicas y metodologías genéticas.
Condiciones de seguridad:
El personal involucrado en esta actividad debe seguir con rigurosidad las medidas de
seguridad establecidas en el programa de bioseguridad de toda la Unidad de producción.
Equipamiento y materiales:
Redes de arrastre, tanques, reproductores, material de limpieza para cada uno de los
tanques: cepillos, escobillón, mangueras, redes de manga, termómetro, guantes de tela y de
plástico, batas sanitarias. Así mismo se necesitan hojas de datos para: calidad de agua
(Formato 1); posibles patógenos en el agua (Formato 2); aspectos nutricionales (Formato
3); de manejo de productos terapéuticos (Formato 4 y/o 5) y de desinfección (Formato 6).
Procedimiento:
1. Es recomendable adquirir a los reproductores en temprana edad para no solamente
asegurar su adaptación, si no también a su nuevo ambiente como lo estanques,
ruidos, alimentación y manejo.
2. No es recomendable juntar nuevos organismos con los ya existentes, ya que estos
pueden trasmitir enfermedades los unos con los otros.
19
3. Es conveniente tener un área de cuarentena para ahí recibir a los nuevos
organismos.
4. Suministrar el mismo alimento al que los peces estaban acostumbrados en los
primeros días (4 o 5 días).
5. Ir cambiando paulatinamente ese alimento con el que se utiliza en la granja.
6. En un lapso de unos cuatro ò cinco días se hace la transición total del alimento, a
una manera de 80 y 20%; 60 y 40%, 40 y 60%; 20 y 80%, alimento anteriormente
usado y el nuevo, respectivamente.
7. Los reproductores tiene un vida útil de tres años, después de este periodo se
recomienda no utilizarlos.
8. Es recomendable renovar el stock de reproductores en un 25 % anual.
Un buen manejo de líneas genéticas implica:
•
•
•
•
•
•
•
•
Mantener a los machos separados de las hembras especialmente si son de líneas
especializadas distintas.
También esto es importante para no generar progenie indeseable y a destiempo, y
agotamiento de los reproductores.
Al momento de escoger reproductores de sus estanques, escoger aquellos que
cumplan con los requisitos para las características deseadas.
Marcar a cada uno de los individuos.
Desechar los organismos mas alejados de dichos atributos.
Se recomienda que los peces tengan un peso mayor a 250 gramos.
Mantener un estricto control de limpieza e higiene.
Mantener las bitácoras al día.
Organización del esquema productivo
El esquema de producción de tilapia manejando líneas genéticas, implica un ciclo completo
de reproducción, es decir, mantenimiento de reproductores, desoves y fertilizaciones,
eclosión de larvas, cría de alevines, engorda de alevines hasta llegar a la edad reproductiva.
•
•
•
Este proceso de reproducción es el que regula los flujos de producción.
El intervalo entre desoves recomendado resulta en un equilibrio entre la máxima
cantidad de desoves en un periodo de tiempo por hembra y el periodo de descanso
de la misma.
El esquema de bandas es utilizado para los flujos constante de reproducción, la
máxima eficiencia reproductiva y una organización metódica de trabajo rutinario
(Figura No. 4).
20
Estructura de banda:
Día 0
Colocación con
macho
7 a 10 después cada 5
revisión bucal
hasta
desove
completo
15
Descanso
30
Colocación con
macho
Figura No. 4. Muestra esquemáticamente el tiempo de reproducción de las
hembras: las hembras son puestas con los machos, se dan las revisiones
bucales, ocurre el desove, se recogen los huevos fertilizados, se da el
descanso a la hembra y empieza el ciclo.
En términos prácticos, la estructura de bandas significa tener un lote de hembras desovando
simultáneamente. Cada banda puede ser un grupo de hembras por tanque. Para lograr el
éxito de estas bandas, es necesario tener un mayor número de hembras al que se requiere
definitivamente desovando. Estas bandas se pueden sobreponer en el tiempo, para cubrir las
necesidades de producción. Ver Figura No. 5.
Banda 1
b
a
d
c
a
Banda 2
d
c
b
a
a
Banda 3
d
c
b
a
a
Banda 4
d
c
b
a
a
Banda 5
a
b
c
d
a
tiempo
Figura No. 5. Esquemas de estructuras de bandas a través del tiempo, donde: a
colocación con macho; b revisión bucal; c desove completo, d descanso.
21
Este esquema de bandas, se acopla a los requerimientos de larvas; ya que en cada una de las
bandas puede haber muchas hembras, para llegar al número requerido de larvas. El número
de bandas en el tiempo, también responde a las necesidades de producción. Hay que tomar
en cuenta la cantidad de tanques que hay para cumplir dichas necesidades. Es muy
importante contar con registros, donde se apunte cada detalle de cada una de las hembras y
machos; así como la colocación de los mismos en los tanques y el destino de la nueva
progenie. Los registros son importantes para mantener y sustituir reproductores, así como
para evaluar los desoves que se están obteniendo. Existen muchos registros que pueden ser
tomados, hay unos que son fáciles y otros difíciles, pero recomendamos tomar los
siguientes:
Colocación con el macho:
•
•
•
Fecha, fundamental para saber el tiempo de revisión bucal y desove total.
Anotar el número de individuo, o identificación tanto del macho como de la
hembra.
Número de tanque en el que fue puesto.
Revisión bucal y desove completo:
•
•
•
•
•
•
•
Cada determinado tiempo después de colocar a las hembras con los machos, hay
que revisarlos, generalmente a los 7 a 10 días se revisa por primera vez, y después
cada 5 días, hasta que se encuentra el desove completo.
Revisión del número de huevos,
El porcentaje de fertilización,
Número de huevos viables.
Porcentaje de eclosión
Porcentaje de larvas vivas.
Anotar las fechas.
Descanso:
•
•
Anotar la fecha en que los organismos empezaron su tiempo de descanso.
Registrar el número del tanque en el cual se colocó después de la reproducción.
Cualquier información adicional que se tome en el transcurso de las labores diarias, es
importante para realizar un diagnóstico de la situación en un momento dado.
Condiciones generales de mantenimiento.
Para un buen mantenimiento de los reproductores y líneas puras deben tenerse en cuenta
varios factores y requerimientos de la especie: alimentación, buen manejo, calidad y
temperatura del agua (tabla No. 2), flujo del agua, y limpieza de los tanques.
Manejo y alimentación: ver siguiente sección (VI4)
22
Limpieza de tanques: Todos los días, tratando de evitar movimientos bruscos para no
estresar a los peces.
Tabla No. 2. Rangos de parámetros en la calidad de agua para el
cultivo de tilapia.
Parámetros
Oxigeno
Temperatura
pH
Alcalinidad total
Amonio total
Amonio (no ionizado NH3)
Nitritos
Turbidez (disco de Secchi)
Intervalos
3 a 10 mg.l-1
24 a 32 ˚C
6.5 a 8.5
100 a 200 mg.l-1
< 2.0 mg.l-1
< 0.05 mg.l-1
< 0.1 mg.l-1
30 a 40 cm
VI.4. MANEJO DE REPRODUCTORES Y MONTAJE DE DESOVES
Objetivo: Mantener reproductores de líneas puras y de alta calidad que garanticen una
producción de semilla exitosa.
Personal:
• El piscicultor responsable acreditado para la selección y montaje de los nidos deberá
poseer los conocimientos básicos sobre técnicas de reproducción de la tilapia, los
cuales deben ser actualizados a través de cursos de capacitación sistemáticos.
• El responsable debe apoyarse en los técnicos piscicultores para el desarrollo de la
actividad.
Condiciones de seguridad:
El personal involucrado en esta actividad debe seguir de manera rigurosa las medidas de
bioseguridad establecidas en el programa de la unidad de producción.
Equipamiento y materiales:
Redes de arrastre, chinchorro, incubadoras de 20 litros, canaletas de fibra de vidrio,
mochila de aspersión, cepillos, escobillón, mangueras, redes de manga, termómetro,
guantes de tela y de plástico, batas sanitarias. Así mismo se necesitan hojas de datos para:
calidad de agua (FORMATO 1); posibles patógenos en el agua (FORMATO 2); aspectos
nutricionales (FORMATO 3); de manejo de productos terapéuticos (FORMATO 4 y/o 5) y
de desinfección (FORMATO 6).
Procedimiento:
23
1. Se seleccionarán progenitores genéticamente puros de talla media 150-250 gramos
que no hayan desovado varias veces debido a que la fecundidad disminuye con la
edad de la madre y los desoves sucesivos.
2. Deben tener entre 10 y 20 meses de edad y provenir de lotes seleccionados
previamente por condiciones superiores al resto, que hayan tenido una alimentación
con un porcentaje de proteína cercano al 32% y bajo en grasa para llegar a su edad
reproductiva con una buena capacidad abdominal
3. Un reproductor debe poseer un cuerpo proporcionalmente ancho comparado con su
longitud, es decir que su cabeza ocupe más de 1.5 veces el ancho del cuerpo. La
cabeza debe ser pequeña y redonda. Poseer buena conformación corporal (buen
filete, cabeza pequeña, pedúnculo caudal corto) y estar libre de toda mal formación.
4. Poseer buena coloración y en el caso de la tilapia roja debe estar ausente de
manchas de cualquier otra coloración.
5. Se seleccionarán las hembras y los machos de acuerdo a las marcadas diferencias
sexuales que se pueden observar en la papila genital durante la fase reproductiva
mientras que los cambios de coloración ayudan a la selección de los organismos
maduros. Oreochromis niloticus muestra labios normales, cabeza y cuerpo rosa
pálido con garganta blanca y abdomen coloreado. Las aletas pectorales con bordes
azul negruzco y la aleta caudal posee bandas verticales. O. aureus muestra labios
normales, pero el labio inferior se observa ligeramente blanco, la cabeza es gris
azul, los flancos laterales azules, el abdomen blanco y el margen superior de la aleta
dorsal naranja, aleta caudal no pigmentada y anales y pélvicas amarillo pálido.
6. Previa a la puesta de los reproductores seleccionados en los tanques rectangulares
de apareamiento se limpiarán cuidadosamente los estanques con agua limpia,
cepillando las paredes para arrastrar cualquier resto de materia orgánica y poniendo
atención especial en la limpieza de las uniones, esquinas y resquicios. Se deja secar
el tanque (Figura No. 6).
Figura No. 6. Ejemplo de un tanque limpio y
seco antes de llenar con agua y colocar los
reproductores.
24
7. Se preparará la concentración del desinfectante seleccionado (Ver Anexo 2) y se
aplicará preferiblemente con equipos de aspersión o en su defecto con cubeta y
escobillón sobre las paredes y el fondo dejándolo no menos de 3 horas de
exposición. Las zonas que permanezcan sumergidas por razones constructivas, así
como las tuberías de los tanques deben se desinfectadas con la solución
desinfectante.
8. Se enjuagará el tanque con abundante agua limpia y anotará en el registro la fecha y
el desinfectante empleado.
9. Se ubicará cerca de los tanques de reproducción un tanque de fibra de vidrio de 400
L de volumen con tapa donde se mantendrá la solución desinfectante
(preferiblemente hipoclorito de sodio 10 mg/L).
10. Una vez lavadas las artes de pesca e instrumentos de muestreo, se sumergirán en la
solución desinfectante por no menos de 3 horas. Pasado este tiempo se trasladarán a
otro tanque similar con agua limpia para su enjuague y se pondrán a secar al sol
para uso posterior.
11. A los reproductores seleccionados se les aplicará un baño de sal común 15 g/l por
15 minutos, formalina 0.25 ml/l durante 30 minutos o permanganato de potasio 0.05
mg/l durante 10 minutos. Todos los tratamientos se tienen que aplicar con aeración
y con mayor atención los de formalina y permanganato de potasio debido a que
disminuyen el contenido de oxígeno del agua. Aunque estos últimos tratamientos
citados se usan de forma rutinaria en las estaciones de cría de tilapia, hay que tomar
precauciones para su empleo. En el caso específico del permanganato de potasio se
debe tener especial cuidado, ya que si el agua es alcalina o ligeramente ácida, se
puede formar un precipitado de dióxido de manganeso que daña los filamentos
branquiales de los peces. Para eliminar este riesgo debe usarse aeración artificial
durante el tratamiento y el compuesto no se debe añadir directamente al agua, sino
que se debe partir de una solución madre previamente diluida para su aplicación al
agua del tanque donde se va a realizar el tratamiento. Otro aspecto importante a
considerar es la temperatura, la cual incrementa la toxicidad de estos compuestos y
puede ocasionar lesiones epidérmicas en las aletas de las tilapias, por lo cual no
debe ser aplicada a una temperatura del agua superior a 28oC.
12. Una vez tratados los reproductores se colocarán en los tanques rectangulares de
apareamiento (TR610) a razón de 4 reproductores/m2 equivalente a 240 peces con
un peso promedio entre 250 y 450g con una producción estimada de 4 huevos por
gramo de peso o 6 peces/m2. En el caso de la producción de líneas puras se
sembrarán 3 hembras por cada macho y en el caso de cruzas para producir híbridos
un macho por cada hembra. Para tilapias entre 150-200g quedaría una densidad de
4.8 indiv/m2: 3 hembras y 1 macho equivalente a 288 peces. Para O. niloticus
machos de 439g y hembras de 206 g la proporción de 3 hembras y un macho para
una densidad de 1.67/m3 produjeron 39.1huevos/g (1328). En sistemas de
25
recirculación O. niloticus 3 hembras de 162-211 y 1 macho de 112-177 a una
densidad de 4 peces/ m2 produjeron 3165/kg/mes (678).
13. El periodo de apareamiento será de 7 a 10 días.
14. El aumento de tamaño de las mandíbulas superiores e inferiores de los machos es
indicativa que las tilapias están incubando en la boca.
15. A los 7-10 días se agruparán a los reproductores con un chinchorro de malla fina
hacia la entrada de agua y mientras se provee de un buen flujo de agua fresca, se
realizará la revisión y extracción de jebecillos (Figura No. 7).
Figura 7. Recolección de huevos por la hembra
16. El intervalo recomendado para la extracción de los huevos de la boca es de 5 días.
17. Los reproductores revisados se mantienen en corrales fabricados con malla, uno
para machos y otro para hembras, mientras se transportan a los tanques TC6 para su
recuperación.
18. Una vez que se recogen los huevos, en el día 5o o 7o, las hembras se regresarán
nuevamente a los tanques de descanso.
19. Los reproductores desovados se separarán por sexo en dos de los tanques TC6 para
su recuperación, durante la cual se alimentarán al 2% de su biomasa con alimento
de 35% de proteína. Tanto los machos y las hembras deben descansar en tanques
separados pero por periodos cortos (5-15 días). Mientras un lote de hembras está
trabajando durante 5 o 7 días, deben haber dos lotes descansando durante 10 o 14
días.
20. Los progenitores deben ser cambiados anualmente introduciendo una nueva
generación de progenitores jóvenes.
21. Los tanques circulares TC6 se utilizarán principalmente para la función de engorda
de reproductores a partir de la talla de 15 g. Estos tanques están diseñados para una
capacidad de producción de aproximadamente 1725 reproductores de 250g de peso
26
promedio o 15 kg/ m3 .La producción de reproductores de reposición se realiza dos
veces al año y dura 4.5 meses
22. Los huevecillos fecundados se retirarán de la cavidad oral, se colocarán en una
cubeta y se trasladarán a las incubadoras donde se desinfectarán con soluciones
yodadas o formalina para evitar las infecciones bacterianas y micóticas.
23. Si se emplea la reproducción natural en estanques la recolección de la semilla debe
realizarse en la mañana, antes de alimentar, con sistemas de redes muy finas,
cucharas y copos de tela mosquitera, para evitar el maltrato de las larvas y su
mortalidad. Las larvas se pueden cosechar de forma parcial o completa, para lo cual
se utiliza un trasmallo cuya luz varía entre 6 y 12 mm, a continuación se trasladan
hacia los tanques de cría (Figura No 8).
Figura No. 8. Recolección de semilla con redes finas,
cucharas y copos de tela mosquitera.
24. Para la cosecha parcial debe existir la posibilidad de drenar el tanque
completamente. Las larvas deben ser capturadas cada 5-10 días a partir de los 10
días posteriores a la obtención de la población y se espera alcanzar una producción
de 2.5 larvas/m2 /día. Sin embargo, la producción de larvas no es constante, un pico
en la producción puede esperarse aproximadamente 20 días después de la siembra
con un segundo pico cercano a 40 días. Un número de estanques puede ser acopiado
a intervalos con una tendencia de obtener un nivel de producción mayor. Debido a
que es difícil capturar todas las larvas, éstas se desarrollarán en el estanque y
depredarán a las larvas pequeñas. Así puede considerarse un 35% de pérdida en la
producción de larvas. Por esta razón es necesario drenar el estanque cada 8-10
semanas y sacar los progenitores y larvas grandes.
25. Para la cosecha completa el tanque se drenará cada 2-4 semanas. Los estanques
deben estar diseñados con un área de captura en la salida, la cual es
aproximadamente el 1% del área del estanque y 30-40cm de profundidad. El
27
estanque se drena en el área de captura donde los progenitores son trasladados a un
segundo estanque y las larvas son capturadas y extraídas. Se debe tomar mucho
cuidado en sacar rápidamente gran número de larvas, ya que los niveles de oxígeno
pueden disminuir rápidamente provocando pérdida de larvas que son menos
tolerantes al estrés del oxígeno que los adultos de tilapia. Se puede esperar una
producción de 7.5-10 larvas/ m2/día.
26. El tiempo correcto del sistema de cosecha completo es de 195-220 grados/días (un
día con el agua de 25oC equivalente a 25 grados/días) para obtener el máximo
porcentaje de larvas menores de 15 mg.
VI.5 INCUBACIÓN Y DESARROLLO EMBRIONARIO
1. La incubación se realizará en las incubadoras Mac Donald con capacidad individual
para 100, 000 huevecillos (Figura 9). En las incubadoras se pueden colocar entre
1000-4000 huevos por litro dependiendo de la talla, en incubadoras de 1.5 litro con
un flujo de 1 L/min se pueden colocar 2000 huevos y en incubadoras de 20 litros
con un flujo de 1 L/segundo pueden colocarse 80,000 huevos.
Figura No. 9. Incubadora Mac Donald de 20 litros de volumen
2. El flujo de agua será de aproximadamente 5 L/min. que mantiene a los huevos
rodando gentilmente en el fondo del recipiente, asemejando la acción de la hembra
incubadora bucal.
3. La recirculación debe ser usada para mantener las temperaturas del agua entre 2430°C, con un óptimo de 28-29°C. El agua debe ser tratada con un filtro de arena y
esterilizada con UV para reducir la carga bacteriana, con posterior circulación para
mantener las condiciones constantes.
4. Debe evitarse que los huevos vayan al fondo y formen grupos o que se dañen los
bordes de la envoltura del huevo y sean víctima de problemas bacterianos.
28
5. Las larvas recién eclosionadas flotan más que los huevos y pueden ser capturadas en
canaletas (Figura 10) o tanques a la salida de las incubadoras o criadas en las
incubadoras con los huevos. Las larvas saldrán por el vertedor de la incubadora a un
tanque de recepción de fibra de vidrio de las mismas dimensiones que el tanque
almacenador.
6. El periodo de incubación estimado será de 3-5 días y se asume un éxito de eclosión
del 75%.
7. Se emplearán 20 incubadoras, las cuales permitirán que los huevecillos que se
obtengan de cada tanque de apareamiento-reproducción se incuben por separado.
Figura No. 10. Canaleta para la recepción de las larvas recién eclosionadas en
Incubadora Mac Donald
8.
Cuando se lleva a cabo la fertilización, comienza la división celular y las células
envuelven el vitelo hasta rodearlo completamente, dejando en el extremo una
abertura que más tarde se cierra. Una vez formada la mayor parte del organismo, el
embrión comienza a girar dentro del espacio peri-vitelino. Ese movimiento giratorio
y los demás movimientos se hacen más enérgicos antes de la eclosión. Los
metabolitos del embrión contienen algunas enzimas que actúan sobre la membrana
del huevo y la disuelven desde adentro, permitiendo al embrión romperla y salir
fácilmente. Rana (1990a) describió el desarrollo embrionario a 28 °C: a las 2 ó 3
horas se observan dos células, la blástula o grupo de células a las 10 horas, la
gástrula de10-12 horas, de 14-30 horas se forma el tubo neural y los huesos
posteriores, esto es seguido de la formación de los ojos, aletas, y algunos
melanóforos que le dan al embrión un color naranja oscuro ó café. Este cambio en el
color puede ser usado para distinguir la edad de los huevos. A 28 °C los embriones
se adhieren desde las 90-120 horas. El tiempo desde la fertilización a la eclosión
29
depende de la temperatura, el tiempo aproximado de la incubación es de 6 días a
20°C; 5 días a 24°C; 4 días a 28°C y 3 días a 32 °C y el óptimo, > 80 % eclosión
varía desde 24 a 30 °C.
9. Los huevos en estadios tempranos ( 2 células, 2-3 horas post-fertilización, blástula,
10-12 horas) son más tolerantes a cambios de temperatura que los zigotos en
estadios avanzados (gastrulación 14-30 horas post-fertilización, cierre del
blastoporo 30-48 horas), siendo la fase más crítica el momento de la eclosión (90102 h post-fertilización) (Figura 11). En la fase post-gastrulación hay disminución
de la dureza del corion, ocasionada por estrés térmico o contaminación por hongos y
bacterias, o fracturas en las membranas que recubren el corion debido a estrés
mecánico.
Figura No. 11. Desarrollo embrionario de tilapia (Tomado de Cantor-Atlatenco, 2007)
10. El desarrollo larvario es corto, la larva mide de 0.5 a 1 cm y posee un saco vitelino
del cual se alimenta. Exactamente a los 4-5 días se absorbe el saco vitelino, las
larvas son delicadas y bastante inmóviles y pueden ser criadas en incubadoras de
huevos o colectadas y criadas en canaletas de 2.4 L de capacidad y una profundidad
de 3-4 cm. Una tasa de flujo de 8 L/min en una incubadora de 20 L produjo una
absorción óptima del saco vitelino. Los sistemas de canales pueden ser operados
para dar una supervivencia del 80% durante un periodo de 10 días de cría cuando
cada canaleta tiene una tasa de flujo de 5 L/min y sembrado con 10,000 larvas.
Durante este periodo el saco vitelino se absorberá y las larvas nadarán en busca de
su primer alimento en las canaletas.
30
11. Los sistemas artificiales de larvas y huevos son muy eficientes, logrando buenas
supervivencias y utilizando muy poco espacio para un gran número de larvas. Un
sistema de 64 canaletas puede producir 1, 000,000 ó 4 incubadoras pueden producir
45,472 larvas cada 16 días. Las larvas producidas por sistemas artificiales son
mayores y más saludables que las producidas naturalmente y además, en los
sistemas artificiales hay un control completo sobre la alimentación para la
producción de poblaciones masculinas.
12. Las larvas deben ser cosechadas cada 5-10 días a partir de los 10 días posteriores a
la obtención de la población y una producción de 2.5 larvas/m2/día. Se deben
recolectar los lotes de larvas máximo cada 5 días.
13. Las larvas deben estar libres de enfermedades bacterianas y parasitarias.
VI.6. PRODUCCIÓN DE CRÍAS.
Objetivos. Trasladar las larvas recién eclosionadas al área de alevinaje con o sin
masculinización.
Personal. Debido a que ésta fase es crítica, el responsable y los operarios deberán contar
con la experiencia necesaria y los conocimientos básicos sobre manejo de larvas y
alevinaje con y sin masculinización. Se recomienda que anualmente se actualice al personal
a través de cursos de capacitación en diferentes aspectos tales como reproducción, manejo
de larvas, masculinización, bioseguridad, etc.
Procedimiento:
1. Después de la eclosión, las larvas emergen a la superficie y van abandonando las
incubadoras para caer atrapadas en bandejas de poca profundidad.
2. Las larvas recién eclosionadas se contarán por estimación y se sembrarán en los
tanques destinados para el alevinaje con o sin masculinización.
3. Las larvas se deben cosechar con redes muy finas, cucharas de alevinaje o copos de
tela mosquitera, para evitar una manipulación directa y por consecuencia el maltrato
de los alevines y su mortandad. Este método además, permite un manejo rápido de
un gran volumen de animales.
4. Todo el material que se utilice para el traslado de las larvas al área de alevinaje
debe estar previamente lavado y desinfectado con cloro. Es muy importante que
todo se enjuague perfectamente con agua dulce y se deje secar para eliminar por
completo el cloro que puede ser tóxico para las larvas.
5. Después de utilizarse también debe ser lavado con agua dulce y desinfectado y
secado al sol para su uso posterior.
31
VI.7. ALEVINAJE CON MASCULINIZACION.
Objetivos. Obtener alevines masculinizados en un máximo de 30 días por medio de
alimento hormonado y con una supervivencia del al menos 90%.
Personal. El responsable y los técnicos operarios deberán contar con la experiencia
necesaria y los conocimientos básicos sobre manejo de larvas y alevinaje con
masculinización.
Se recomienda que anualmente se actualice al personal a través de cursos de capacitación
en diferentes aspectos tales como reproducción, manejo de larvas, alevinaje con
masculinización, alimentación y nutrición, enfermedades, bioseguridad, etc.
Procedimiento de manejo de las larvas:
1. La calidad del agua del medio de cultivo juega un papel muy importante en el
crecimiento y supervivencia de las crías por lo que es estrictamente necesario llevar
un registro y un control (FORMATO 7), en la medida de lo posible, mantener los
principales parámetros ambientales óptimos y que correspondan a los intervalos que
los alevines requieren para lograr el éxito de la reversión sexual. Desde el punto de
vista físico-químico, todas las condiciones críticas en peces adultos son, en la
mayoría de los casos mortales para alevines.
2. El proceso de reversión sexual debe llevarse a cabo a una temperatura que esté por
encima de los 26°C y no mayor a 32°C. Los alevines que se mantengan en
temperaturas por debajo de los 25°C dejan de alimentarse, su sistema inmune se
debilita y los peces se tornan altamente susceptibles a enfermedades, mortalidad por
manipulación, etc. La temperatura debe registrarse diariamente por la mañana y por
la tarde.
3. La concentración de oxígeno disuelto en el agua debe ser mayor a 4.5 mg/L,
medido en la estructura de salida del agua del tanque. Cuando el oxígeno disuelto es
menor a 4.0 mg/L disminuye la tasa de crecimiento, aumenta la tasa de conversión
alimenticia, produce inmunosupresión y susceptibilidad a enfermedades y se
incrementa la mortalidad.
4. Se recomienda monitorear el oxígeno disuelto por la mañana y por la tarde. Cuando
se presente una disminución en el nivel de saturación se recomienda realizar un
recambio de agua o incrementar el flujo.
5. Para el alevinaje se recomienda un pH entre 7 y 8. En aguas ácidas (abajo de 6.0), el
crecimiento se reduce, existe pérdida del apetito (inapetencia), hay problemas de
aletargamiento, la piel se decolora por excesiva producción de mucus, y aumenta la
mortalidad por falla respiratoria; por el contrario en aguas totalmente alcalinas (por
32
encima de 10.0) se inicia una alta mortalidad. Se debe llevar un registro diario del
pH y en caso de alteraciones se recomienda realizar recambio de agua.
6. El amonio no ionizado es el principal producto de excreción de los peces, también
se forma por la descomposición y mineralización de otros desechos. El amonio no
ionizado es la forma más tóxica para los peces. Altos niveles de amonio causan
entre otros, hiperventilación, producción excesiva de moco en las branquias, pérdida
de equilibrio, nado irregular y al final la muerte en poco tiempo. Para el alevinaje de
la tilapia el amonio no ionizado no debe exceder de 0.6 mg/L. En caso de la
presencia de altos niveles, se recomienda aumentar el flujo del agua o realizar un
recambio parcial del agua de cultivo.
7. Son un parámetro de vital importancia por su gran toxicidad y por ser un poderoso
agente contaminante. Se generan en el proceso de transformación del amoniaco a
nitratos y su toxicidad depende de la cantidad de cloruros y de la temperatura. Debe
de mantenerse por debajo de 0.1 mg/L. Para prevenir su aumento, se debe mantener
un monitoreo permanente sobre los niveles de amonio, al observarse incremento se
debe suspender de inmediato la alimentación y aumentar el recambio de agua, hasta
que se normalicen los niveles.
8. Días antes de que empiece el alevinaje, los sistemas (agua, aire, tanques, filtros,
etc.) deben estar bien ensamblados y probados antes de usarse para confirmar su
funcionamiento o en caso contrario realizar los ajustes necesarios para que al
momento en que empiece el alevinaje no se presenten problemas relacionados con
el mal funcionamiento de las instalaciones. Posteriormente todos los componentes
del área de cultivo, lo cual incluye entre otros, los tanques, mangueras de aireación,
sifones, redes, difusores, mallas, filtros, piso, etc. deben lavarse y desinfectase con
cloro. Es muy importante que todo se enjuague perfectamente con agua dulce y se
deje secar para eliminar por completo el cloro que puede ser tóxico para las cías.
9. Para la siembra de larvas es altamente recomendable que los tanques no se llenen
con días de anticipación, de preferencia llenarlos el mismo día que se van a sembrar.
Figura No. 12. Tanque rectangular sembrado con alevines de tilapia
33
10. Las larvas se sembrarán a una tasa máxima de 5000 larvas/m3. Es importante
conocer el número aproximado de larvas que se siembran en cada tanque para poder
calcular la tasa de alimentación (Figura No. 12).
11. Si la temperatura del agua en los tanques de larvas es diferente a la de las charolas,
es necesario aclimatar a las larvas a dicha temperatura.
12. Se recomienda colocar a los alevines en bolsas de plástico con agua de las charolas
y colocar las bolsas dentro de los tanques de alevinaje y mezclar poco a poco el
agua de las bolsas con el agua del tanque hasta alcanzar la misma temperatura.
13. Los tanques de alevinaje estarán equipados en su interior con un corral construido
de malla de mosquitero de plástico, el cual será retirado a partir del cuarto día
después de la siembra debido a que en este tiempo los alevines reabsorbieron el
saco vitelino y comienza la alimentación con el alimento hormonado.
Procedimiento para la preparación del alimento hormonado y alimentación de las
larvas:
1. Se recomienda que la preparación del alimento se lleve a cabo en un lugar limpio,
con condiciones adecuadas de ventilación, donde no exista la posibilidad de
intromisión de animales como perros, gatos, ratas, etc.
2. Es necesario utilizar un alimento para tilapia en iniciación (tipo harina) de 45 a 50%
de proteína. El tamaño de la partícula que se debe suministrar durante el período de
alevinaje debe estar entre los 0.5 y 0.8 milímetros.
3. Para preparar un kilo de alimento hormonado primeramente se disuelven 60 mg. de
la hormona 17 alfa-metil testosterona en 500 a 800 ml de alcohol al 90% (etanol).
Se requiere que la hormona se encuentre completamente disuelta para que al
momento en que se añada al alimento, se distribuya homogéneamente en él.
4. Una vez preparada la solución, colocarla en un atomizador de plástico para añadirla
después al alimento.
5. Sobre una superficie plana y limpia se coloca un plástico y sobre él se esparce un
kilogramo del alimento tamizado para evitar la formación de grumos.
6. Rociar el alimento con la hormona previamente preparada, removiendo
constantemente con la mano, para lograr una mezcla homogénea. Durante esta
maniobra se recomienda utilizar guantes de látex y una mascarilla como medidas
preventivas.
34
7. Posteriormente se dejar secar el alimento, a temperatura ambiente, evitando la luz
solar directa, removiéndolo continuamente, hasta que el alcohol se evapore por
completo y el alimento esté completamente seco.
8. Una vez preparado el alimento, se debe almacenar en recipientes plásticos oscuros,
que impidan la oxidación por efecto de la luz y mantenerlo en un lugar fresco y seco
para evitar la formación de hongos. Si es posible, es altamente recomendable
guardarlo en refrigeración a 4°C. y que no permanezca más de un mes almacenado.
9. El alimento hormonado se suministra a los alevines diariamente en proporción al
25% de su biomasa total. La biomasa es el término usado que indica el peso vivo
total que se encuentra en el cultivo. B = P x N en donde:
B = Biomasa.
P = Peso promedio de los alevines.
N = Número de alevines en el tanque de reversión.
Para poder calcularla es necesario realizar un muestreo que permita determinar
el número de alevines presentes y su peso húmedo:
Pasos para calcular la biomasa:
•
•
•
•
•
Pesar un recipiente con agua del mismo tanque de reversión y tararlo.
Colectar aproximadamente el 10% de los alevines en el tanque y colocarlos en
el recipiente previamente tarado. Anotar el peso.
Devolver los alevines al tanque de reversión contándolos uno por uno.
Obtener el peso promedio de los alevines.
Aplicar la fórmula.
Una vez obtenida la biomasa total de cada tanque se determina el 25% de esta cantidad
y el resultado será la cantidad de alimento a suministrar a los alevines cada día, repartido
en mínimo 6 raciones con un intervalo de 2 horas entre cada una (FORMATO 8)
10. El alimento hormonado se otorga hasta los 30 días de edad.
11. Semanalmente se cambia el tamaño de la partícula del alimento, no la fórmula. Se
inicia proporcionando alimento en polvo en forma de harina, diez días después se cambia a
un gránulo denominado No. 1, a la siguiente semana se proporciona el granulado No. 2
hasta completar los 30 días.
12. Para realizar la transición del tamaño de la partícula, los dos primeros días se deben
mezclar ambos tamaños para que el alevín se adapte al nuevo tamaño y el cambio no sea
abrupto y ocurran mortalidades.
13. Semanalmente es necesario ajustar la ración alimenticia de acuerdo al peso de los
peces, por lo tanto, se requerirá realizar muestreos semanales, siguiendo la metodología
35
descrita anteriormente, o bien, para evitar el manejo y sus consecuencias se puede emplear
como referencia la siguiente tabla:
Tabla No. 3. Tallas y pesos promedio de alevines de tilapia sometidos
a proceso de reversión sexual.
Edad
(días)
0
5
10
15
20
25
30
O. niloticus
Stirling
Talla (cm)
0.9
1.2
1.4
1.8
2.1
2.5
3.0
Peso
(g)
0.009
0.022
0.053
0.15
0.22
0.48
0.80
O. niloticus
roja
Talla (cm)
0.9
1.2
1.4
1.8
2.0
2.4
3.0
Peso
(g)
0.013
0.028
0.047
0.095
0.15
0.34
0.70
14. Para determinar la supervivencia de los alevines se recomienda aumentar un
poco la aireación en cada tanque para homogenizar la población de larvas.
15. Tomar cuatro muestras de 1 L en diferentes puntos del tanque y contar el
número de alevines presentes en cada muestra.
16. Calcular la media de los datos y multiplicar ese número por el volumen de litros
en el tanque para obtener la cantidad total de crías.
Para calcular la supervivencia aplicar la siguiente fórmula:
% S = No. final de alevines/ No. inicial de alevines x 100.
17. Cuando el proceso de reversión concluya, los alevines tendrán un peso promedio
aproximado de 0.8 g. En este momento podrán ser transferidos a los estanques de crianza.
Para cosechar las crías se recomienda realizarlo de la misma forma en como se cosecharon
las larvas recién eclosionadas (ver sección crianza).
18. Diariamente se recomienda retirar los restos de alimento que no fueron
consumidos durante el día y las heces, para evitar que altere la calidad del agua, esta
actividad debe realizarse antes de otorgar la primera ración de alimento y una hora
después de la última ración para evitar la formación de gases tóxicos y bacterias patógenas
y heterotróficas que crean una demanda extra de oxígeno y aumentan los nitritos en el
fondo del tanque. Hay que estar al pendiente de los recambios de agua. Al finalizar el ciclo
de cultivo, los estanques deben de ser lavados y limpiados antes de empezar un nuevo ciclo.
Ver tabla No. 4.
36
Tabla 4. Productos químicos más utilizados para desinfectar el fondo de los estanques y eliminar
organismos no deseables*
Producto químico
Dosis
Propósito de uso
Formol
Hidróxido de calcio
5 – 10 mg/L
1 000 - 2000 kg/ha
Oxido de calcio
50 – 70 mg/L
Hipoclorito de calcio (hth,
65%)
10 - 300 mg/L
Hipoclorito de sodio
(5.2%)
100 – 300 mg/L
Permanganato de potasio
Rotenona (5%)
Cal + sulfato de amonio
(8:1)
2 - 4 mg/L
1 – 4 mg/L
1 100- 1 200 kg/ha
Desinfección
Desinfectante, oxidación de materia orgánica,
incrementar el pH y eliminar posibles
depredadores
Desinfectante, oxidación de materia orgánica
e incrementar de pH
Desinfectante, oxidación de materia orgánica,
incrementar el pH y eliminar posibles
depredadores
Desinfectante, oxidación de materia orgánica,
incrementar el pH y eliminar posibles
depredadores.
Desinfectante
Eliminación de peces
Desinfectante, oxidación de materia orgánica,
incrementar el pH y eliminar posibles
depredadores.
Eliminar posibles depredadores.
Pasta de semillas de té (7%
10 -20 mg/L
saponina)
Fuente: Akiyama, D. Y Polanco, B.1995.
Rutinas de limpieza:
Termómetros, oxímetro y potenciómetro: Antes de usarlos en cada tanque se deben
enjuagar perfectamente con agua dulce y al final de la jornada, los termómetros se
sumergen en cloro y se enjuagan en agua dulce. Ver tabla No. 5.
Redes, cubetas, jabas, etc.: Lavarlos perfectamente con agua dulce a presión, sumergirlas
en cloro, enjuagarlas en agua dulce y dejarlas secar hasta su uso.
Piso: El piso se enjuaga con agua dulce, se cepilla y se elimina con un jalador el exceso de
agua. Una vez a la semana se lava con cloro.
Tanques vacíos: Al terminar el ciclo de reversión sexual, se vacían los tanques, se quitan
los filtros centrales, las mangueras de aireación, los difusores, etc. Los tanques se lavan con
agua dulce y cloro, tallándolos con fibras y cepillos duros, después se enjuagan con agua
dulce y se dejan secar antes de usarlos nuevamente (FORMATO 6).
37
Tabla No. 5. Uso y concentraciones de desinfectantes para instalaciones, estanques, materiales y equipos
en una granja de tilapia.1
Instalación a desinfectar
Oficinas, casas habitación, pisos
no porosos, muebles,
refrigeradores, escritorios, baños,
utensilios
Equipo desechable como redes,
tubería mangueras, etc.
Tipo de desinfectante y forma
de uso
a) Detergentes estándar y
soluciones limpiadoras seguidas
por una solución de Yodo
d) Este equipo se debe
desinfectar sumergiéndolo
completamente en una solución
de cloro y desechar
Equipo que no se puede mojar
e) Se limpia fuertemente con
como tractores, maquinaria,
soluciones limpiadoras
equipo de medición como
estándar, seguidas con solución
balanzas, herramientas, etc
de Yodo.
Toda la tubería
f) Hacer pasar una solución de
cloro. Si es posible cerrar el
sistema, dejar la solución por
24-48 horas.
1
Fuente: Modificado de Bell and Lightner ( 1992).
Concentración
Concentración del
Yodo 200 mg/L
(como I2)
Cloro 200 mg/L
Yodo 200 mg/L
200
mg/L
de
solución de cloro
Precauciones:
Nunca asuma que los materiales que va a utilizar, ya sean vasos de precipitado,
pipetas, redes, mallas, etc. están limpios. Antes de usarlos deben enjuagarse con agua dulce
y desinfectar. Mantener siempre las manos limpias y libres de crema, aceite, etc
Tabla No. 6. Plan de actividades diarias para el alevinaje
Hora
Control de parámetros ambientales
8:00
10:00
1 2:00
14:00
X
16:00
18:00
X
T°C, OD, pH, amonio.
Sifoneo de alimento y heces
X
Limpieza de mangueras de aireación
piso, etc.
Distribución de la ración
alimenticia
X
X
X
(1/6)
Observar el comportamiento de los
alevines
X
Comprobar el funcionamiento de los
sistemas en general
X
X
(1/6)
X
(1/6)
X
(1/6)
X
X
X
(1/6)
(1/6)
X
X
38
Recomendaciones al realizar el plan diario de actividades (tabla No. 6).
-
Superficie del agua: asegurarse que no hay grasa, alevines muertos, basura, etc.
Aireación: observar que no disturbe a las crías y que funcione correctamente.
Flujo de agua: asegurar su funcionamiento y que sea el adecuado.
Alevines: observar su comportamiento para detectar anomalías (actividad,
comportamiento alimenticio, nado anormal, etc.)
Fondo del tanque: que se encuentre libre de sedimento, alevines muertos, heces,
alimento sin consumir, hongos, bacterias, etc.
Nivel del agua: Observar que sea el adecuado y que el sistema de desagüe este
funcionando adecuadamente.
Llenar FORMATOS 7 y 8 y anotar cualquier anomalía.
T°C = temperatura, OD = oxígeno disuelto.
Enfermedades.
Las enfermedades de los alevines son generalmente de origen sanitario, aunque
algunos reproductores transmiten sus enfermedades bacterianas y parasitarias a los
huevecillos o larvas, que se manifiestan bajo condiciones de estrés (Anexo 2).
Los tratamientos recomendables son:
1.
2.
3.
4.
Mejorar la calidad del agua incrementando los recambios y aireación.
Supervisar que no existan cambios bruscos en las temperaturas y el oxígeno.
Bajar las densidades de peces sacando los mas grandes (hacer un gradeo).
Contar con un programa de bioseguridad en el área de alevinaje
Los alevines y larvas de tilapia son severamente atacados por parásitos, los que
provocan mortandades de hasta el 50%. Los alevines de tilapia son afectados por parásitos
ciliados como Trichodina, Chilodonella, Costia, así como coccidias, monogeneos y
digeneos, además, de larvas de moluscos y bivalvos.
VI.8. ALEVINAJE SIN MASCULINIZACION.
Objetivos. Obtener alevines sin masculinización en un máximo de 30 días por medio de
alimento peletizado y con una supervivencia del al menos 90%.
Personal. El responsable y los técnicos operarios deberán contar con la experiencia
necesaria y los conocimientos básicos sobre manejo de larvas y alevinaje.
39
Se recomienda que anualmente se actualice al personal a través de cursos de capacitación
en diferentes aspectos tales como reproducción, manejo de larvas, alevinaje, alimentación y
nutrición, enfermedades, bioseguridad, etc.
Manejo: Esta fase se llevará a cabo en el área destinada para el alevinaje sin
masculinización (tanques R )
Procedimiento:
1. Esta fase se llevará a cabo en el área destinada para el alevinaje sin masculinización
(tanques R ).
2. La metodología sobre la calidad del agua y todas las actividades relacionadas para
llevar a cabo el alevinaje sin masculinización son exactamente igual que lo empleado en el
alevinaje con masculinización, con la excepción que al alimento no se le agrega la
hormona.
3. La alimentación se lleva a cabo de igual forma, otorgando el 25% de la biomasa
repartido en 6 raciones cada dos horas y durante 30 días, ajustando la ración semanalmente
como se indicó en la sección anterior. Posteriormente los alevines se trasladarán a los
estanques de crianza.
VI.9. FASE DE CRIANZA
Objetivos. Llevar a organismos recién salidos de la fase de masculinización o sin
masculinización, con un peso inicial de 0.5 a 0.7 g. a un peso de 2-3g., con alta tasa de
sobrevivencia (90%) y buena calidad (sanos y resistentes), en el menor tiempo posible (no
más de 15 días).
Personal. Debido a que esta fase es crítica, el responsable y los operarios deberán contar
con la experiencia necesaria y los conocimientos básicos sobre el cultivo de la tilapia. Se
recomienda que anualmente se actualice al personal a través de cursos de capacitación en
diferentes aspectos tales como nutrición y alimentación, enfermedades, nuevos sistemas de
cultivo, bioseguridad, etc.
Procedimiento:
1. En esta fase del cultivo, el crecimiento y sobrevivencia de los alevines depende de
muchos factores que incluyen: calidad del agua, manipulación, densidad de siembra,
nutrición y alimentación, fotoperiodo, flujo de agua, recambios y separación por
tallas. Todos estos factores deben manejarse de manera óptima para evitar factores
estresantes en los organismos y con ello predisponer a los alevines a enfermedades
(El-Sayed, 2006).
2. Las tilapias se manejarán en los mismos tanques en los que fueron criados durante
la fase larvaria con alimento hormonado y sin hormonar. En esta fase de crianza, es
importante tomar en cuenta el tamaño y forma de los tanques. En el Centro, los
40
tanques para las larvas, alevines y crías son de 2 x 8 metros (= 16m3) cuando
generalmente para su mejor manejo en esta fase se recomiendan de 1 a 3 m3. El
único inconveniente en el tamaño de los tanques es que puede dificultar el manejo
de los organismos.
3. Uno de los problemas que pueden surgir con los tanques rectangulares es que en
muchas ocasiones los peces se acumulan en las esquinas causando reducción de
oxígeno en el área. Se recomienda ampliamente que haya mucha atención de los
niveles de oxígeno especialmente a altas densidades. Los técnicos debes estar
atentos a ésta situación y tomar los niveles de oxígeno diariamente al menos tres
veces al día y cuando se considere necesario.
4. Si los niveles de oxígeno se bajan de 3 ppm frecuentemente, será necesario reducir
la densidad.
5. Las paredes de los estanques de concreto deben estar completamente lisas para
evitar daños a los peces cuando se acercan a ellas por efecto de las corrientes o de
las altas densidades. Paredes con protuberancias, aunque sean pequeñas pueden
ocasionar daños en la piel y con ello entrada a posibles infecciones, además de no
facilitar la limpieza.
6. Los estanques deben mantenerse limpios, libres de algas y material en suspensión
pues dañan las frágiles branquias. Esta etapa es ideal para la depredación por aves e
insectos acuáticos, por lo tanto es importante mantener mallas antipájaros.
7. En esta fase es importante tratar de mantener una calidad de agua constante,
especialmente en lo que se refiere a la temperatura, de tal manera que ésta se
encuentre entre 28 a 30°C que es la temperatura óptima para su crecimiento.
8. Los encargados de esta fase deben llevar registro diario de los principales
parámetros del agua (temperatura, oxígeno, amonio, nitritos, nitratos) y
semanalmente otras mediciones de acuerdo al capítulo de calidad de agua)
(FORMATO 7).
9. Los niveles de oxígenos deben ser superiores a 4.5 ppm y los de amonio no
ionizado menor a 0.6 mg/l.
10. Se recomienda un flujo de agua de 0.5 a 1 L/min.
11. La tilapia tiene hábitos de alimentación continua, especialmente los organismos en
fase de desarrollo (larvas, alevines y juveniles) lo cual implica un mejor
aprovechamiento.
12. Se recomienda separar por tallas los alevines utilizando mallas suaves o bien
mediante separadores metálicos diseñados para este efecto o también puede
realizarse mediante el drenaje suave del estanque. El manejo de separación de tallas
debe realizarse con mucho cuidado debido a lo frágil de los alevines.
13. La tabla No. 7 señala las densidades que sugieren diversos autores con alevines. En
41
la granja se sugiere una densidad de 3000/m3 (= 3/l), lo cual se encuentra aceptable
para las diversas variedades genéticas que se van a manejar en el centro. Con esta
densidad se garantiza que al menos no habrá estrés por densidad de siembra
Tabla No. 7. Densidades de siembra sugeridas por diversos autores para varias especies de tilapia.
Especie
Oreochromis.
mossambicus
Nile Tilapia
Nile Tilapia
Densidad de
siembra
sugerida
8 alevines /l
5 a 10
alevines/l como
densidad
óptima
10 a 200/L
5 alevines/L
Observaciones
Referencia
Óptimo crecimiento
Rana (1981)
Con 2-20/L la tasa de crecimiento se
correlaciona de manera negativa con la
densidad.
Dambo and Rana,1992
El tamaño del cuerpo no se afecta con Gall and bakar (1999)
éstas densidades cuando el flujo del
agua es uniforme.
El crecimiento se reduce con densidades El-Sayed (2002)
de 3 a 20 alevines/L, pero no hay
diferencia significativa entre 3 a 5/L
14. La cantidad de alimento y las raciones dependen de la decisión del biólogo
encargado, sin embargo, normalmente los alevines deben alimentarse de 8 a 10
veces al día a razón de 10 a 12% de la biomasa.
15. La cantidad de proteína para esta fase de desarrollo está entre 35 y 45%, 10% de
lípidos y 25 a 30% de carbohidratos para un óptimo crecimiento.
16. El tamaño de la partícula que se debe suministrar después del período de reversión
es de 0.5. a 1.0 mm. Se recomienda el alimento extrudizado que flota para facilitar
el consumo inmediato.
17. Para la alimentación hay que considerar diversos factores bióticos y abióticos tales
como temperatura y oxígeno. Los peces se alimentan bien con una tasa de oxígeno
arriba de 4.5 mg/l., debajo de ella van disminuyendo la tasa de alimentación hasta
dejar de comer. Lo mismo sucede con la temperatura, debajo de 24°C dejan de
comer. Los técnicos a cargo deben estar registrando constantemente la temperatura
y el oxígeno para evitar sobre alimentar, evitar desperdicio de alimento y
contaminación del agua.
18. Los encargados de ésta fase deben llevar registro diario de los cálculos y tasas de
alimentación (FORMATO 8).
Enfermedades.
• Las principales mortalidades en el proceso total de cultivo de tilapia se presentan
normalmente en la fase de la cría de larvas y alevines..
•
Las razones pueden ser por factores bióticos y abióticos.
42
•
En el primer caso, la falta de oxígeno, altos niveles de amonio, bajas temperaturas,
enfermedades nutricionales son los factores que pueden afectar más comúnmente
los sistemas de cultivo.
•
Las enfermedades infecciosas pueden ocasionar también mortalidades masivas. Es
importante por lo tanto que el responsable mantenga las medidas de bioseguridad
bien establecidas en toda el área (ver sección de medidas de bioseguridad).
•
El responsable debe estar capacitado para reconocer a los peces sanos de los
enfermos mediante la identificación de cambios en el comportamiento y en su
anatomía externa (señales o signos clínicos).
•
El responsable deberá estar seguro al inicio de esta fase del cultivo de que los
organismos se encuentran libres de enfermedades. Para ello tendrá que sacrificar
una muestra de organismos y enviarse a un laboratorio especializado para detectar la
posible presencia de parásitos.
•
Dentro de estos signos anormales se cuentan comúnmente los siguientes:
o Letargia y pérdida del apetito.
o Pérdida del equilibrio, nado en espiral o vertical.
o Agrupamiento en la superficie y respiración agitada.
o Producción excesiva de mucus, lo que da al pez una apariencia opaca.
o Coloración anormal.
o Erosión en la piel o en las aletas.
o Branquias inflamadas, erosionadas o pálidas.
o Abdomen inflamado, algunas veces lleno de fluido o sangre, ano hinchado y
enrojecido.
o Exoftalmia (ojos brotados)
o Reducción del crecimiento
•
Las crías pueden verse afectadas principalmente por bacterias oportunistas, las
cuales se aprovechan de la mala condición del pez y condiciones adversas en el
sistema de producción. Específicamente, una mala calidad de agua (niveles bajos de
oxígeno disuelto, baja tasa de recambio, temperatura baja, etc.), y una dieta
deficiente.
•
Una de las enfermedades en tilapia que provoca altas mortandades (10-15%), es el
ataque de una bacteria oportunista (Streptococcus spp). No existe un tratamiento
químico preventivo que demuestre una alta eficiencia para contrarrestar este
patógeno
•
Las larvas y alevines de tilapia pueden ser severamente atacados por parásitos, los
que provocan mortalidades de hasta el 50%. Los principales parásitos son: Epystilis,
Chilodonella, Costia, Trichodina, coccidiosis, trematodos monogeneos y digeneos,
además, de larvas de moluscos y bivalvos.
43
•
En caso de presentar parásitos o infecciones llevar a cabo los tratamientos o
medidas pertinentes para eliminarlos (Formatos 4 y 5).
•
Los parásitos en las larvas pueden ser controlados en gran medida con la utilización
de baños de formalina (Anexo 2)
VI.10. PRODUCCIÓN DE REPRODUCTORES DE REPOSICIÓN
Objetivo: Contar constantemente con reproductores de alta calidad. Lo anterior es porque
la tasa de fecundidad decrece con la edad y número de desoves de cada reproductor.
Personal: El personal encargado de esta área debe estar debidamente capacitado en
reproducción de peces y en haber tomado cursos de genética, sanidad acuícola, nutrición,
bioseguridad. Tendrá la responsabilidad de que constantemente existan reproductores
dispuestos para la reproducción.
Procedimiento:
1. Se deben mantener extremas medidas de bioseguridad, tales como limpieza y
desinfección de los estanques, material y equipo antes de sembrar a los alevines,
asegurar que mediante el agua no están entrando patógenos o portadores de
ellos, mallas anti-pájaros, limpieza y desinfección constante de material y
equipo y de preferencia que la zona de producción de reproductores cuente con
sus propio material y equipo (cepillos para lavar estanques, redes, aparatos de
medición etc.).
2. Además de la pureza de los organismos, durante todo el proceso se debe cuidar
su salud, por lo tanto es vital que se lleve un registro cuidadoso de todo el
manejo que se da a los organismos, con relación a los parámetros ambientales,
factores nutricionales, aspectos de sanidad, productos químicos utilizados,
medidas de bioseguridad etc. Para ello se deben llenar diariamente los formatos
correspondientes. Lo anterior es importante para poder conocer el historial del
lote de peces que se van a seleccionar y en su caso llevar a cabo la trazabilidad
de los productos finales.
3. Para llevar a cabo híbridos resistentes, de rápido crecimiento, buen rendimiento
y buena calidad se seleccionarán alevines de Oreochromis niloticus y
Oreochromis aureus.
4. Los nuevos organismos serán seleccionados de los tanques del criadero que han
sido alimentados sin hormonas y cuando alcancen una talla de 0.5 a 0.7 g.
5. Los alevines seleccionados se sembrarán en los tanques de 2,500 litros durante
30 días aproximadamente o hasta alcanzar el peso de 15g.
6. La densidad de cultivo será de 64 peces/m3 (El-Sayed, 2006).
44
7. Se debe asegurar que los alevines se alimenten con productos bajos en grasa
para que llegue a su edad reproductiva con una buena capacidad abdominal.
8. Con el fin de garantizar la pureza de las dos líneas que se están manejando, es
importante recalcar que se deben mantener mallas antipájaros pues en ocasiones
las aves depredadoras sueltan los peces de un estanque a otro (Figura No. 13).
Figura No. 13. Malla sombra utilizada para cubrir los tanques: ayuda a prevenir
las altas temperaturas y también evita que pájaros entren directamente a los
estanques.
Primera fase de selección de reproductores:
1. Cuando los organismos alcancen la talla de 15g., las tilapias nilóticas y las
tilapias aureas se trasladarán de manera separada a tanques exteriores de 6
metros para engordarlos durante un período de 30 días o hasta alcanzar un peso
de 50g.
2. Cuando alcancen la talla de 50g., los juveniles se separarán por sexo desechando
los machos de tilapia nilótica y las hembras de tilapia aurea ya que éstos no se
utilizan como reproductores.
3. Se seleccionarán los mejores ejemplares de cada tanque para alcanzar 50% de
cada línea.
4. Se seguirá el período de engorda hasta alcanzar los 250 g o más a los 225 días
del proceso (7 meses y medio).
5. El manejo de las líneas debe ser extremadamente cuidadoso porque es muy fácil
perder las características de la línea genética y regresar a los ancestros.
45
Segunda fase de selección de reproductores
1. Como los reproductores deben ser genéticamente puros, el responsable debe
garantizar pureza y alta calidad de los organismos seleccionados ya que de esto
dependen las producciones programadas. Por lo tanto, antes de utilizar a estos
reproductores, se hace una última selección conservando el 80% de los
reproductores.
2. Se deben seleccionar los organismos que hayan alcanzado mayores tallas, ya
que con ello se garantizará mayor cantidad de huevo y mayor eficiencia durante
la incubación y protección de las crías.
3. Además de talla, peso y salud adecuados los nuevos reproductores deben tener
la mejor forma del cuerpo y carecer de deformidades y daños de cualquier
naturaleza.
4. Dependiendo de la temperatura los animales empiezan a reproducirse
aproximadamente a los 4 meses de edad por eso es vital mantener a los sexos
separados hasta que alcancen las tallas y pesos adecuados.
Selección de reproductores
1. Antes de sembrar a los reproductores seleccionados, se debe asegurar la
limpieza y desinfección de tanques, materiales, equipo y trabajadores. Revisar
las mallas excluidoras de peces, insectos y otros organismos. Mantener las
mallas antipájaros sin agujeros y en la posición adecuada para evitar la entrada
de las aves.
2. Revisar una muestra de los organismos para determinar su estado de salud,
especialmente analizar si no hay parásitos externos en piel, branquias y aletas.
La muestra será dirigida y se colectarán aquellos organismos que muestren
algún síntoma tales como coloraciones extrañas, puntos blancos, cambios de
color en la piel, anorexia, letargia etc.
3. En caso de detectar algún parásito antes de la selección se llevarán a cabo los
tratamientos adecuados.
4. Con el fin de asegurar la cantidad de huevo necesario para la producción
programada se calculará la cantidad de reproductores necesarios para los
siguientes ciclos de reproducción. Lo anterior se calcula de acuerdo al número
de huevos promedio que pongan las hembras de cada especie. De acuerdo al
programa de producción se seleccionará el número de hembras y machos de
cada línea.
5. El apareamiento y la reproducción se llevará a cabo en los tanques cuadrados
del criadero.
46
6. Los reproductores se pueden mantener a una densidad de 3 a 5 animales/m2, en
una proporción de 3 hembras por macho, sin exceder 1 kg de biomasa por metro
cuadrado debido a que se disminuye la postura.
7. Los reproductores se deben manejar gentilmente ya que el período de
reproducción es una etapa de estrés y los hace susceptible a enfermedades
8. Se debe llevar un inventario estricto de los reproductores ya que debido al
manejo pueden ocurrir mortalidades.
9. De acuerdo al tamaño, cada reproductor puede producir hasta 300 huevos.
10. Después de la eclosión de huevos, las hembras mantiene a las larvas mientras
éstas absorben el saco vitelino.
11. La recolección de las pequeñas larvas debe realizarse por las mañanas antes de
alimentar. Las larvas se colectan con redes finas o cucharas especiales para
larvas de manera muy cuidadosa para evitar mortalidades.
12. Las larvas se hacen pasar por un tamiz de 6 a 8 mm y las que no pasen se
descartan.
Nutrición y alimentación
1. Los reproductores deben alimentarse con 30 a 35% de proteína, 3.5% de grasa, rica en
vitaminas y minerales, especialmente vitamina C. La alimentación debe ser el 2% de
la biomasa total durante al menos 6 días a la semana.
2. Debido a que las hembras no comen cuando están incubando los huevos,
pierden hasta un tercio de su peso, por lo tanto es importante que después de
recoger los alevines, que machos y hembras se separen otra vez para darles un
tiempo de recuperación y descanso.
VI.11. PRE-ENGORDA EN JAULAS.
Objetivos. Engordar juveniles masculinizados de tilapia de 15 a 50g para la venta a
acuicultores de la presa Infiernillo
Personal. El responsable y los operarios deberán contar con la experiencia necesaria y los
conocimientos básicos sobre manejo y engorda de juveniles en jaulas. Se recomienda que
anualmente se actualice al personal a través de cursos de capacitación en diferentes
47
aspectos tales como, manejo de juveniles, engorda de tilapia en jaulas, nutrición y
alimentación, bioseguridad, etc.
Siembra de juveniles en las jaulas.
Los juveniles masculinizados producidos en los tanques TC9 de 15g serán
cosechados y se sembrarán en las jaulas ubicadas en la Presa Infiernillo para este fín. El
transporte de los juveniles se realizará mediante un camión con capacidad de 8 toneladas
con un transportador especializado. Los juveniles se engordarán en las jaulas de 15 a 50g
para después venderlas a los productores. Ver ejemplo de jaulas flotantes en el figura no.
14.
En cuerpos de agua con buena corriente, la densidad de siembra puede llegar hasta
1 000 a 1 500 peces por m3, mientras que en cuerpos de agua con movimiento lento o
moderado, sólo se recomienda de 300 a 1 000 animales por m3.
Figura No. 14. Ejemplo de jaulas flotantes que actualmente se
utilizan en la Presa “El Infiernillo”.
Conteo: Material: una báscula, una cubeta y una red pequeña de captura.
1. Se pone la cubeta con un poco de agua fijando un punto de peso en la bascula (1kg,
2kg, etc.)
2. Se empiezan a depositar los peces de uno por uno hasta llegar al siguiente nivel en
la báscula.
3. Después se procede a contabilizar uno por uno en su totalidad. Así sabremos
cuantos hay en un kilo
4. Posteriormente ya nada más se pesan los peces y se siembran según la densidad
deseada.
48
Aclimatación.
A la llegada de los peces a las jaulas se deben aclimatar, es decir, la temperatura del
agua de las jaulas debe de ser similar a la del contenedor. Si la temperatura no es similar, se
coloca agua de la presa en el contenedor poco a poco, hasta que igualen la temperatura y se
procede a sembrar.
Alimentación.
1. Para tilapias de 10 a 50g se recomienda otorgar alimento balanceado al
5% de la biomasa, pero considerando la productividad natural del cuerpo
de agua donde se encuentran las jaulas, se recomienda otorgar alimento
balanceado solo al 3% de la biomasa de cada jaula, repartida en 3
raciones diarias. Se recomienda utilizar alimento extrudizado (flotante)
para evitar su pérdida.
2. La biomasa es el término usado que indica el peso vivo total que se
encuentra en el cultivo. B = P x N
B = Biomasa.
P = Peso promedio de los alevines.
N = Número de alevines en el tanque de reversión.
Para poder calcularla es necesario realizar un muestreo que permita determinar el número
de juveniles presentes y su peso húmedo:
Pasos para calcular la biomasa:
1. Pesar un recipiente con agua de la jaula y tararlo.
2. Colectar aproximadamente el 10% de los juveniles en la jaula y colocarlos en el
recipiente previamente tarado.
3. Anotar el peso.
4. Devolver los juveniles a la jaula contándolos uno por uno.
5. Obtener el peso promedio de los juveniles.
6. Aplicar la fórmula.
Una vez obtenida la biomasa total de cada jaula se determina el 3% de esta cantidad y
el resultado será la cantidad de alimento a suministrar a los juveniles cada día, repartido en
2 raciones con un intervalo de 6 horas entre cada una (FORMATO 10). Se sugiere que
cada jaula tenga su propio alimentador.
En la tabla No. 8 se muestra el tamaño de pellet recomendado según el peso de la tilapia.
Tabla No. 8 tamaño de pellet recomendado según peso de la tilapia
Tamaño de pellet recomendado
(mm).
De 15.0 a 30.0 g
1.5 x 1.5
De 30.0 a 80.0 g
2x2
Estadío
49
En la tabla No. 9 se muestra el nivel de proteína recomendado según el peso de la tilapia.
Tabla No. 9. Nivel de proteína recomendado según el peso de la tilapia
Intervalo de peso
(gramos)
10 a 30
30 a 250
Nivel óptimo de
proteína (%)
30 – 35
30 - 35
Consideraciones y recomendaciones para alimentar tilapias en jaulas.
1. Tasa de alimentación diaria 3% del peso corporal, ajustada semanalmente
basada en el crecimiento del pez, por lo que se requiere realizar muestreos
semanales.
2. Comportamiento alimenticio: El alimento debe ser consumido en 15 minutos.
3. Tiempo de alimentación: Preferiblemente entre 8:00 AM a 4:00 PM
4. Alimentaciones por día: Proporcione 2/día, 6 a 8 horas entre cada una.
5. Alimentación: La máxima cantidad de alimento depende principalmente de la
calidad de agua.
6. Tipo de alimento: Gránulos (“peletizados”) flotantes o sumergibles
Cosecha
Consiste básicamente en el tipo y técnicas que se utilizan para la captura de la
tilapia en el estanque, se sugiere utilizar redes de hilo alquitranado; evitar la utilización de
redes elaboradas con material de nylon, ya que éste lastima a la tilapia provocándole
heridas que son propensas a el crecimiento de hongos y bacterias.
Se recomienda realizar las actividades de cosecha por la tarde o en la madrugada,
evitando las altas temperaturas (medio día ó sol intenso) porque los peces pueden estresarse
y aumenta la mortalidad.
Es recomendable que un día antes de la cosecha los peces no se alimenten.
Calidad de agua (FORMATO 9):
Temperatura
El intervalo óptimo de temperatura es de 28-32ºC. Cuando la temperatura
disminuye a los 15ºC los peces dejan de comer y cuando desciende a menos de 12ºC los
peces no sobreviven mucho tiempo. Durante los meses fríos los peces dejan de crecer y el
consumo de alimento disminuye, cuando se presentan cambios repentinos de 5ºC en la
temperatura del agua, el pez se estresa y algunas veces muere. Cuando la temperatura es
mayor a 30ºC los peces consumen más oxígeno.
La tilapia es en general, altamente tolerante a las altas temperaturas; sin embargo,
tienen poca tolerancia a las bajas temperaturas, convirtiéndose en un serio problema en la
instalación de los cultivos en regiones de clima templado. Las temperaturas letales se
ubican entre los 10-11 ºC. La temperatura debe registrarse diariamente por la mañana y por
la tarde.
50
Oxígeno
Uno de los gases fundamentales para los peces en el agua es el oxígeno. La
concentración normal de oxígeno para una correcta producción, es la de 5 ppm (2-3 mg/l),
ya que el metabolismo y el crecimiento disminuyen cuando los niveles son bajos o se
mantienen por períodos prolongados. El oxígeno disuelto en un cuerpo de agua es
indispensable para la supervivencia de los organismos que ahí se desarrollan por eso es
importante evaluar las cantidades de oxígeno.
La tilapia tiene la habilidad de extraer el oxígeno disuelto, por ello no se recomienda
mantener una alta producción de plantas acuáticas superficiales en el cuerpo de agua, ya
que ellas impiden la entrada de oxígeno de la atmósfera, por efecto de los vientos. Para
aguas cálidas deberá tenerse alrededor de 5ppm, la elevada concentración de plancton trae
como consecuencia por la noche bajas concentraciones de oxígeno disuelto (2ppm)
haciéndose más crítico al amanecer (1pp) lo que puede ocasionar la muerte de los peces.
También ocurren bajas concentraciones de oxígeno disuelto en días nublados o
sombreados, o en ausencia de luz solar (por la falta de fotosíntesis). Cuando falta oxígeno
en el agua, los peces suben a la superficie e intentan aspirar aire (peces boqueando) otros
nadan de lado o se agrupan cerca de las entradas de agua fresca. Además se llega a percibir
olores desagradables provenientes del agua. Se recomienda monitorear el oxígeno disuelto
por la mañana y por la tarde.
pH
Conocer los valores de pH determinará el crecimiento de los peces. Dentro de la
calidad del agua el pH interviene determinando si un cuerpo de agua es dura o blanda, es
decir, evalúa los niveles de carbonatos presentes para el desarrollo del cultivo de una
especie acuícola. La tilapia crece mejor en aguas de pH neutro o levemente alcalino. Su
crecimiento se reduce en aguas ácidas y toleran hasta un pH de 5. El alto valor de pH, de 10
durante las tardes, no las afecta y el límite, aparentemente, es un pH 11, ya que a alto pH,
el amonio se transforma en amoníaco tóxico. Este fenómeno puede manifestarse con pH
situados también a valores de 8, 9 y 10. Se debe llevar un registro diario del pH.
Amoníaco
El amoníaco es más tóxico a altas temperaturas (más a 32, que a 24ºC, por ejemplo).
La disminución del oxígeno disuelto también aumenta la toxicidad del amoníaco,
disminuyendo el apetito y el crecimiento en los peces. a concentraciones tan bajas como
0,08 mg/l. Se recomienda monitorear los niveles de amonio por lo menos una vez a la
semana.
Consideraciones de la calidad de agua
Los peces sembrados en jaulas requieren una cantidad y calidad de alimento
adecuado para promover su crecimiento. Cuando el alimento se provee, es necesario un
recambio de agua para brindar oxígeno dentro de la jaula y para remover los deshechos
51
producidos por los peces como resultado de la alimentación. La remoción de desperdicios
se hace más crítica durante las épocas del año cuando la temperatura es alta y cuando la
circulación del agua por la acción del viento es mínima. En estas épocas, el oxígeno
disuelto en el agua que rodea a la jaula se puede agotar. Esto es causado por la acumulación
de los alimentos no consumidos y los deshechos de los peces debajo de las jaulas. También,
el oxígeno disuelto en el agua baja a niveles críticos debido al consumo por parte de los
peces en las jaulas y por parte de las bacterias que descomponen los desperdicios.
Para la remoción de desechos se pueden utilizar las siguientes prácticas:
1. Se recomienda emplear una abertura de malla del tamaño máximo posible para
facilitar el intercambio de agua y colocar las jaulas en sitios donde la acción del
viento haga circular el agua dentro de la misma.
2. Es ideal una tasa de intercambio del volumen de una jaula cada 30 a 60
segundos, por lo que se debe colocar la parte más amplia de la jaula hacia el
sitio donde el viento prevalezca para ayudar al intercambio de agua.
3. Suspender las jaulas de tal forma que el fondo de la misma quede por lo menos
con 50 centímetros sobre el fondo de la presa
4. Proporcionar únicamente la cantidad de alimento que los peces puedan consumir
en 15 minutos. Si los peces no consumen el alimento en 15 minutos o dejan de
comer, reducir la alimentación hasta que respondan ansiosos al alimento.
Además, la colonización por otros organismos puede ocurrir en las jaulas. El proceso de
colonización es causado por organismos que se adhieren a la jaula y disminuyen el
intercambio de agua. Sin embargo, las tilapias raspan la malla de la jaula y pueden remover
los organismos colonizadores dentro de la misma. Si llegara a ocurrir una colonización se
recomienda raspar el exterior de la jaula manualmente con frecuencia.
V.12 DIAGRAMA DE FLUJO.
Los diagramas de flujo, como su nombre los indica, son diagramas que emplean símbolos
gráficos para representar los pasos o etapas de un proceso de producción. Así mismo,
describen la secuencia de los distintos pasos o etapas y su interacción con cada una de las
etapas del proceso de producción. Los diagramas de flujo sirven para que personas que no
están directamente involucradas en los procesos de realización del producto o servicio,
tengan una idea esquematizada de los mismos. La creación del diagrama de flujo es una
actividad que agrega valor, pues el proceso que representa está ahora disponible para ser
analizado, no sólo por quienes lo llevan a cabo, sino también por todas las partes
interesadas.
Las ventajas de los diagramas de flujo son varias: se favorece la comprensión del proceso a
través de mostrarlo en esquema. Un buen diagrama de flujo reemplaza varias páginas de
texto ya que el cerebro humano reconoce y recuerda más fácilmente los dibujos. También,
52
permite identificar los problemas y las oportunidades de mejor el proceso, así como,
identifica los pasos repetidos, los flujos de los re-procesos, los conflictos de autoridad, las
responsabilidades, los cuellos de botella, y los puntos de decisión. Son una excelente
herramienta para capacitar a los nuevos empleados y también a los que desarrollan la tarea,
cuando se realizan mejoras en el proceso
Figura No. 15 muestra el diagrama de flujo para el Centro de Producción, Capacitación e
Investigación Pesquera “El Infiernillo”, desde manejo de los reproductores hasta la engorda
de juveniles de 50 gramos y estos a su vez para formar parte de los reproductores de
reposición.
53
Figura No. 15. Diagrama de flujo para el Centro de Producción, Capacitación e
Investigación Pesquera “El Infiernillo”, desde manejo de los reproductores hasta la
engorda de juveniles a 50 gramos y estos a su vez para formar parte de los reproductores
de reposición. *insumos: calida de agua, materias primas, mano de obra.
54
V. 13. MAPEO DE PROCESOS.
El mapeo de procesos es básicamente un análisis de los procesos principales en el sistema
de producción, es decir identifica todos los pasos y etapas operativas. Así mismo, es
vincular todas las operaciones accesorias y/o intermitentes que conlleva cada uno de dichos
procesos principales. En el mapeo de procesos, es importante contar con la caracterización
de cada uno de los procesos principales. De la misma manera es importante identificar y
caracterizar todas las operaciones accesorias o de soporte e identificar y caracterizar todas
las operaciones intermitentes. El mapeo de procesos es importante porque permite realizar
el seguimiento y monitoreo de todos los recursos y esto a su vez permite visualizar alguna
contingencia y prever su éxito. El mapeo de procesos nos presenta un enfoque sobre las
conexiones y relaciones entre las unidades de trabajo.
El mapeo de proceso identifica todos los usos de los recursos y todas las pérdidas de
recursos. Cada uso de los recursos representa una oportunidad de conservar aquel recurso.
Cada pérdida de un recurso representa una oportunidad de evitar
Operaciones accesorias:
Serían aquellas que se llevan a la par de un proceso principal, en este caso es la producción
de crías y juveniles de tilapia para su venta. En este proceso principal, las operaciones
accesorias serían: el funcionamiento adecuado de los compresores de aire, las bombas para
extraer el agua, la depuración del agua, los laboratorios, los talleres de mantenimiento, el
tratamiento en las descargas de agua, la cafetería, las casas habitación, etc.
Operaciones intermitentes:
En el proceso principal, las operaciones intermitentes serían: el vaciado de los estanques al
término de la fase de cultivo que se tenga prevista, al término de la incubación, cría y
engorda de juveniles, así como de reproductores de reposición; limpieza y secado de los
estanques al termino de cada una de las fases, mantenimiento de los equipos, para y
arranque de las bombas, mantenimiento en general de la granja etc.
Una vez teniendo el mapeado de todos los procesos que conllevan la producción de crías y
juveniles de tilapia, se debe llevar a cabo la documentación de los mismos. También se
procede a la redacción de todas las instrucciones de trabajo y procedimientos generales, en
los cuales se describe:
− Qué se debe de hacer.
− Quién debe hacerlo.
− Cuando se debe hacer.
− Dónde se debe hacer.
− Por qué se debe de hacer.
− Cómo se debe de hacer.
55
Figura No. 16 muestra el mapeo de procesos para el Centro de Producción,
Capacitación e Investigación Pesquera “El Infiernillo”, desde manejo de los reproductores
hasta la engorda de juveniles de 50 gramos. Para ver cada una de las instrucciones de
trabajo y procedimientos de cada uno de los componentes del mapeo, favor de verificar la
sección requerida en cada una de las partes del manual. En el caso de reproductores ver
sección V.3. Manejo de líneas genéticas, V.4. Manejo de reproductores y montaje de
desoves y V.10. Producción de reproductores de reposición. Para reproducción e
incubación ver sección V.5. Incubación y desarrollo embrionario y V.6. Producción de
crías. Para crías de 2-3 gr. masculinizadas ver sección V.7. Alevinaje con masculinización.
Para crías 2-3 gr. sin hormonar ver sección V.8. Alevinaje sin masculinización. Para
juveniles a 15 gr. ver sección V.9. Fase de crianza y para juveniles a 50 gr. ver sección
V.11. Pre-engorda en Jaulas
.
Figura No. 16 muestra el mapeo de procesos para el Centro de Producción, Capacitación e
Investigación Pesquera “El Infiernillo”. El diagrama de flujo continua de la letra A a la letra A. para
el proceso de tratamiento de agua. Así mismo para el caso de la Letra B, donde el tratamiento del
agua debe de considerar tratamiento para hormonas.
56
V.14. CRONOGRAMA DE PROCESOS.
El cronograma de los procesos de producción es derivado de cada uno de las partes en los
procesos de producción de crías y juveniles de tilapia. La logística viene explicada en cada
una de las partes que constituye este manual. En cada sección del manual, los procesos de
producción de crías y juveniles de tilapia vienen explicados pasa a paso, que se entrelaza con
el siguiente eslabón de la cadena productiva. La coordinación y calendarización de la
producción y siembra, tiene que estar muy bien establecido, para que no se pierda la
continuidad y pérdidas en el proceso de producción. En el Anexo 3 se ejemplifica la
coordinación y la calendarización de cada uno de los procesos.
V.15. PROYECCION DE COSTOS DE PRODUCCIÓN.
La proyección de costos de producción es medular en una empresa, tanto para saber cuanto
se esta invirtiendo, así como para saber cuanto se recupera en ganancia. La proyección de
costos es variable, y esto se debe a los cambios en el costo de los insumos y mano de obra.
Debido a esto y no conociendo a grado exacto las compras, alimento, pagos de manos de
obra, etc. Se propone ver en el Anexo 4, el programa interactivo de proyecciones
financieras realizado por Fernando Fabre en colaboración con Fernando Barranco M. de la
Universidad Anahuac del Sur. El programa se configura con la información financiera de la
granja en el momento que se solicita, y en la última hoja se genera la proyección financiera
a los años que se requiera.
V.16. ANÁLISIS DE RIESGO Y PLANES DE CONTINGENCIA.
Los análisis de riesgos y planes de contingencia deben de ser identificados y analizados por
los gerentes y trabajadores de la empresa. Esto se debe a que los riesgos dependen
básicamente de la capacitación y habilidades de sus trabajadores y las condiciones de
trabajo del mismo, en este caso, aplicaría tanto para los trabajadores como para la
producción de tilapia. Los análisis de riesgos y planes de contingencia se basan en la
experiencia y continuidad de dichas experiencias en el tiempo. Y sería muy subjetivo
plantearles riesgos y planes de contingencia para sucesos que en las labores diarias no
pasarían. Sin embargo, a continuación se explica en forma detallada en que consisten cada
uno de las etapas en el planteo de los análisis de riesgos y planes de contingencia.
En forma genérica, dentro de las actividades del ambiente de trabajo, se deben considerar
principalmente los siguientes factores de riesgo:
Factores materiales o tecnológicos. Dentro de los que se encuentra la operación misma
del sistema, los agentes físicos, químicos y biológicos que se manejan en operaciones
rutinarias y especiales.
Factores humanos. Son consecuencia de carácter fisiológicos, psíquicos y psicológicos
resultantes de la exposición prolongada a condiciones adversas en el entorno del trabajo.
57
Factores sociales. Que incluyen aspectos políticos, económicos y organizativos.
Factores externos. Fuerza de la naturaleza que escapan al control humano.
Al realizar la tarea de identificación de la presencia y naturaleza de los riesgos, se debe
entender que el proceso no termina en la identificación de los mismos, sino que continúa
con la evaluación permanente y la aplicación dinámica del control por medio de técnicas de
prevención, eliminación de condiciones de peligro y mitigación de impacto.
Un método efectivo para la evaluación de riesgos consiste inicialmente en la identificación
de la fuente del riesgo, seguidamente se determina el probable receptor del riesgo para
luego estimar su dimensión (calculado en base a la probabilidad de que ocurra, el grado de
exposición y las consecuencias del riesgo).
El proceso básico para la determinación de riesgos se basa principalmente en: 1. la
identificación del riesgo; 2. Determinación del receptor; 3. Estimación de la determinación
del riesgo y 4. Control del riesgo. Al controlar el riesgo a que los trabajadores y la
producción, se planea la posibilidad de aminorarlo o desaparecerlo del sistema, mediante
acciones y/o capacitación de los trabajadores.
La identificación del riesgo se basa principalmente en datos históricos y estimaciones de
acuerdo al tipo de actividades que se desarrollaran durante la ejecución y operación del
proceso de producción. El realizar una adecuada identificación de todos los riesgos que
puedan surgir durante la producción es esencial para poder desarrollar un plan de
contingencias eficiente y acorde.
El receptor del riesgo corresponde al agente expuesto directa o indirectamente y que es
susceptible a sufrir la consecuencia del riesgo. Los principales receptores en este caso son
el ser humano y el ecosistema. La finalidad de la determinación del agente receptor del
riesgo, determina las prioridades del plan de contingencias en función de la dimensión del
riesgo.
Una vez identificados los riesgos que se pueden presentar durante la ejecución del proyecto
e identificados los receptores del riesgo, se procede a la estimación cuantitativa del riesgo,
con la finalidad de establecer prioridades de control, así mismo se elabora el plan de
contingencias haciendo mayor énfasis en los riesgos cuya probabilidad de ocurrencia es
mayor.
58
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63
CENTRO DE PRODUCCIÓN, CAPACITACIÓN E INVESTIGACIÓN “EL
INFIERNILLO.
PROCESO DE CULTIVO.
FORMATO 1
Parámetros ambientales
Tanque No. _______________
Área : ____________________
Fase de cultivo: _____________
Nombre del responsable de los parámetros ambientales en la fase del área
_______________________________________________________________
Edad de los organismos: ____________________________
Talla y peso inicial promedio de los organismos: ________ y ___________
Fecha de inicio del cultivo: ___________________________
Densidad inicial: ________________________________________________
Densidad actual: ________________________________________________
Registro de parámetros ambientales por tanque (Nota: no todos los parámetros se toman
a estas horas)
Fecha/hora
Temp.
O2
pH
NH3
NO3
NO2
Turbidez
Transparencia
Fotoperíodo
Observaciones
Fecha
06:00
12:00
18:00
24:00
Fecha
06:00
12:00
18:00
24:00
Fecha
06:00
12:00
18:00
24:00
Fecha
06:00
12:00
18:00
24:00
Fecha
06:00
12:00
18:00
24:00
Fecha
06:00
12:00
18:00
24:00
Fecha
06:00
12:00
18:00
24:00
64
CENTRO DE PRODUCCIÓN, CAPACITACIÓN E INVESTIGACIÓN “EL
INFIERNILLO
PROCESO DE CULTIVO
FORMATO 2
EXCLUSIÓN DE PATÓGENOS EN EL AGUA.
REVISIÓN DE BASTIDORES Y MALLAS EXCLUIDORAS
Tanque No. _______________
Área : ____________________
Fase de cultivo: ____________
Nombre del responsable de revisar las mallas en los tanques de alevinaje:___________
Especie o variedad de tilapia. ______________________________________________
Edad de los alevines (fecha de eclosión): _______________________________________
Fecha de inicio del cultivo de los alevines: _____________________________________
Densidad inicial: __________________________________________________________
Talla y peso inicial promedio de los organismos: _______cm_ y _______g._________
Características de salud de la población al inicio de la fase: ____________________________________________________________________
Tipo de excluidor
Excluidor 2. Malla de criba
Excluidor 3. Malla de gallinero
Excluidor 4. Malla de mosquitero
Excluidor 5. Filtro de 1000 micas
Excluidor 6. Filtro de 500 micras
Excluidor 7. Filtro de 250 micras (calcetín a la entrada del estanque)
Excluidor 8. Filtro de 180 micras (calcetín a la entrada del estanque)
Registro de limpieza de excluidores
Fecha y Limpieza Limpieza Limpieza
hora
Excluidor Excluidor Excluidor
1
2
3
Limpieza
Excluidor
4
Observaciones (cambios
de estructura, mallas,
filtros etc.)
Cuando el sistema de excluidores se encuentra a la entrada y salida de los estanques.
Tanque Fecha
Excluidor Excluidor Excluidor Excluidor Observaciones
No.
hora
1
2
3
4
65
CENTRO DE PRODUCCIÓN, CAPACITACIÓN E INVESTIGACIÓN “EL
INFIERNILLO.
PROCESO DE CULTIVO.
FORMATO 3
Parámetros nutricionales
Tanque No. _______________
Área : ____________________
Fase de cultivo: ____________
Nombre del responsable de la nutrición y alimentación en la fase :_______________________________________________________
Edad de los organismos o de los alevines (fecha de eclosión): _________________
Especie o variedad de tilapia. _______________________________________
Fecha de inicio del cultivo: _____________________________
Densidad inicial: __________________________________________________
Talla y peso inicial promedio de los organismos: ________ y _____________
Población inicial estimada:_________________________________________
Características nutricionales de la población al inicio de la fase: __________________________________________________________________
Registro de alimentación diaria por tanque durante los días de cultivo
Fecha % de la
biomasa
1 2 3
Raciones de alimento proporcionado/día (g)
Días
4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15
16
etc
Observaciones:
66
CENTRO DE PRODUCCIÓN, CAPACITACIÓN E INVESTIGACIÓN “EL
INFIERNILLO.
FASE DEL PROCESO DE CULTIVO.
SELECCIÓN DE REPRODUCTORES DE REPOSICIÓN
FORMATO 4
Registro de aplicación de productos terapéuticos
(Bactericidas, formalina, antibióticos, etc.)
Tanque No. _______________
Nombre del responsable de salud de los organismos en la fase de alevinaje__________
Edad de los alevines (fecha de nacimiento): ___________________________________
Fecha de inicio del cultivo de los alevines: ____________________________________
Densidad inicial: _________________________________________________________
Talla y peso inicial promedio de los organismos: _______cm_ y _______g.__________
Características de salud de la población al inicio de la fase: ______________
___________________________________________________________________
Registro de aplicación de productos químicos
Características
TR28-1
Estanque no.
TR28-2
TR28-3…… TR28-54 etc
Tipo de problema o
enfermedad identificado
Toma de muestras de agua,
fondo, organismo, etc.
Fecha de toma de muestras
Fecha de análisis
Método de tratamiento
Fechas de aplicación
Tipo de producto químico:
1.Nombre comercial
2. Presentación (polvo,
etc.)
3. Ingrediente químico
activo
5. Dosis ( Unidades /Ha)
6. # de veces por día
7. Tiempo de aplicación
Se logro el efecto deseado
Observaciones
67
CENTRO DE PRODUCCIÓN, CAPACITACIÓN E INVESTIGACIÓN “EL
INFIERNILLO.
PROCESO DE CULTIVO.
FORMATO 5
Uso de productos químicos diferentes de antibióticos
(ictiocidas, plaguicidas, pesticidas, probióticos, inmunoestimulantes, etc.)
Tanque No. _______________
Área : ____________________
Fase de cultivo: ____________
Nombre del responsable de los parámetros ambientales en la fase de alevinaje:______
Edad de los organimos o alevines (fecha de eclosión): ___________________________
Especie o variedad de tilapia. _______________________________________________
Fecha de inicio del cultivo de los organismos:___________________________________
Densidad inicial: _________________________________________________________
Talla y peso inicial promedio de los organismos: ________ y ____________________
Concentración de O2 durante la siembra______________________________________
Temperatura inicial durante la siembra_______________________________________
Formato a utilizar por tanque
Características
1
Estanque no.
2
3
ETC
Presencia de
Tipo de problema o enfermedad Aplicación de
inmunoestimulante insectos
identificado
Toma de muestras de agua,
fondo, organismo, etc.
Fecha de toma de muestras
Fecha de análisis
Método de tratamiento
Fechas de aplicación
Tipo de producto químico:
1.Nombre comercial
2. Presentación (polvo, etc.)
3. Ingrediente químico activo
5. Dosis ( Unidades /Ha)
6. # de veces por día
7. Tiempo de aplicación
Se logro el efecto deseado
*La granja debe analizar al inicio de cada ciclo la posible presencia de plaguicidas y metales pesados y durante la época de lluvias
parámetros del agua tales como alcalinidad, dureza, turbidez.
Observaciones especiales de calidad del agua durante el cultivo
68
CENTRO DE PRODUCCIÓN, CAPACITACIÓN E INVESTIGACIÓN
“EL INFIERNILLO”.
FORMATO 6
USO DE CLORO U OTRO COMPUESTO PARA DESINFECTAR EL AGUA
Ciclo de cultivo: ___________
Tanque No. _______________
Área : ____________________
Fase de cultivo: ____________
Nombre del responsable de los parámetros ambientales en la fase:_________________
Edad de los organimos o alevines (fecha de eclosión): ___________________________
Especie o variedad de tilapia. _______________________________________________
Fecha de inicio del cultivo de los organismos:___________________________________
Fecha de aplicación: ___________________________________________________
pH del estanque:_________
Dosis a aplicar: _________
Tiempo de permanencia del compuesto activo en el estanque
(horas):________________
Acciones que se llevaron a cabo para eliminar el compuesto activo (tiempo, aireación,
otros) antes de :__________________________________________________________
69
CENTRO DE PRODUCCIÓN, CAPACITACIÓN E INVESTIGACIÓN “EL INFIERNILLO.
FASE DEL PROCESO DE CULTIVO.
ALEVINAJE CON MASCULINIZACIÓN
FORMATO 7
Parámetros ambientales
Tanque No. _______________
Área : ____________________
Fase de cultivo: ____________
Nombre del responsable de los parámetros ambientales en la fase de
alevinaje:__________________
Edad de los alevines (fecha de eclosión): ___________________
Fecha de inicio del cultivo de los alevines: ________________________
Densidad inicial: ___________
Talla y peso inicial promedio de los organismos: ________ y _________
Formato para la toma de parámetros ambientales por tanque durante los 30 días de la
fase de alevinaje con masculinización*.
Fecha
Temp.
O2
pH
NH3
NO3
NO2
Turbidez
Fotoperíodo
Sifoneo
fondo
Recambio
de agua
vol/día
Observaciones
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
*La granja debe analizar al inicio de cada ciclo la posible presencia de plaguicidas y metales pesados y durante la época de lluvias
parámetros del agua tales como alcalinidad, dureza, turbidez.
Observaciones especiales de calidad del agua durante los 15 días de cultivo
70
CENTRO DE PRODUCCIÓN, CAPACITACIÓN E INVESTIGACIÓN “EL
INFIERNILLO.
FASE DEL PROCESO DE CULTIVO
___________________________________________________
FORMATO 8
Parámetros nutricionales
Tanque No. _______________
Área : ____________________
Fase de cultivo: ____________
Nombre del responsable de la nutrición y alimentación en la fase:____________
Edad de los alevines (fecha de eclosión): _________________________________________
Fecha de inicio del cultivo de los alevines:
________________________________________
Densidad inicial:
_____________________________________________________________
Talla y peso inicial promedio de los organismos: ________ y
_________________________
Población inicial
estimada:_____________________________________________________
Características nutricionales de la población al inicio de la fase: _________________________________________________________________
Registro de alimentación diaria por tanque durante los 15 días de cultivo
Fecha % de la
Raciones de alimento proporcionado/día (g)
biomasa
Días
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 TCA TEC
Observaciones durante el cultivo:
71
CENTRO DE PRODUCCIÓN, CAPACITACIÓN E INVESTIGACIÓN “EL INFIERNILLO.
FASE DEL PROCESO DE CULTIVO.
PREENGORDA EN JAULAS
FORMATO No 9.
Parámetros ambientales
Jaula No. _______________
Nombre del responsable de los parámetros ambientales en la fase de preengorda en
jaulas_________________
Edad de los alevines (fecha de eclosión): ___________________
Fecha de inicio de la preengorda en jaulas ________________________
Densidad inicial: ___________
Especie de tilapia__________________
Talla y peso inicial promedio de los organismos: ________ y _________
Formato para la toma de parámetros ambientales por jaula
Fecha
Temp.
O2
pH
NH3
NO3
NO2
Turbidez
Observaciones
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
72
CENTRO DE PRODUCCIÓN, CAPACITACIÓN E INVESTIGACIÓN “EL INFIERNILLO.
FASE DEL PROCESO DE CULTIVO.
PREENGORDA EN JAULAS
FORMATO No 10.
Parámetros nutricionales
Jaula No. _______________
Nombre del responsable de la nutrición y alimentación en la fase de preengorda
__________________
Edad de los alevines (fecha de eclosión): ___________________
Fecha de inicio del cultivo en jaulas: ____________________
Densidad inicial: ___________
Especie____________________
Talla y peso inicial promedio de los organismos: ________ y ___________________
Población inicial estimada________________________________________________
Características nutricionales de la población al inicio de la fase:_____________________________________________________________________
Registro de alimentación diaria por jaula
Fecha % de la
Raciones de alimento proporcionado/día (g)
biomasa
Días
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15
TCA TEC
73
Anexo 1. Detalle de actividades de cada uno de los responsables de las secciones
propuestas en el organigrama.
Dirección General de COMPESCA.
Es la responsable a nivel estatal de verificar que se cumpla con los objetivos para los que
fue planeado, construido y puesto a funcionar el “Centro de Producción, Capacitación e
Investigación Pesquera El Infiernillo”.
Gerente General.
El Gerente general será designado por la COMPESCA?? Su período será de 4?? años y
podrá ser reelegido por varios períodos si éste cumple satisfactoriamente sus funciones.
Descripción del puesto: Será el representante legal del Centro y formará parte del
consejo técnico junto con la COMPESCA y el gerente de producción.
Requerimiento del puesto: Biólogo, Oceanólogo o Técnico en Acuicultura con amplia
experiencia en cultivo de peces, especialmente de tilapia, sexo indistinto, mayor de 25
años, estado civil indistinto.
Experiencia laboral: más de 3 años
Habilidad laboral: Conocer todas las operaciones básicas de la producción de tilapia y
experiencia en el manejo de personal. Debe tener buenas aptitudes de liderazgo y
organizacionales, tener la habilidad para entender estados de pérdidas y ganancias y
manejar un diverso grupo de personal así como buenas aptitudes de comunicación para
negociar con los clientes, empleados y vendedores. El proceso administrativo consiste en
planeación, organización, dirección y control. La Organización consiste en asignar tareas
a cada persona, la responsabilidad de cada quien y el organigrama de la empresa es decir
quien es jefe de cada quien.
El gerente general tiene que entender, estar al día y cumplir las regulaciones federales,
estatales, y municipales que afecten su trabajo. También tiene que conocer y cumplir las
regulaciones que tiene que ver con el deshacerse de los desperdicios peligrosos y conocer
a fondo las disposiciones de la ley federal del Trabajo con el fin de proveer el
entrenamiento necesario para prevenir accidentes de trabajo y promover practicas que
realcen la ética profesional.
Subordinado: de COMPESCA ¿??
Subordinados a él: Gerente de Producción, técnicos de área y operarios.
Responsabilidad principal: El Gerente General tomará las decisiones relativas a los
aspectos de planeación, organización y control del Centro y será responsable de los
resultados finales. Las funciones del gerente general incluyen planear, motivar y
74
coordinar al Gerente de producción, técnicos y a través del liderazgo y bases sólidas de
administración.
Las funciones del Gerente General incluyen:
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
Contratar al personal.
Realizar evaluaciones periódicas acerca del cumplimiento de metas y objetivos.
Desarrollar metas a corto y largo plazo y objetivos anuales y entregar las
proyecciones de dichas metas para la aprobación a COMPESCA.
Poner atención a las operaciones diarias, haciendo recomendaciones y creando
cursos de acción para hacer mejoras si es necesario.
Explicar las políticas y procedimientos a todos los empleados a través del Gerente
de Producción y dar seguimiento para asegurar que estos temas han sido
comprendidos y puestos en práctica.
Proporcionar informes mensuales acerca de las condiciones financieras a la
COMPESCA???
Revisar junto con el responsable del área administrativa los estados financieros
mensuales para asegurar su cumplimiento, precisión y puntualidad en la entrega a
COMPESCA..
Coordinar con las oficinas administrativas para asegurar que los registros y sus
análisis se están llevando correctamente.
Crear y mantener buenas relaciones con COMPESCA, el personal técnico,
administrativo y operarios.
Coordinar reuniones regulares con el gerente de producción, técnicos, personal
administrativo para dar seguimiento a las distintas fases del proceso de producción,
resolver problemas técnicos, financieros y laborales.
Supervisar la contratación y entrenamiento del personal.
Mantener una actitud entusiasta para motivar a los empleados y mantenerles la
moral bien alta.
Supervisar y mantener planes de remuneración para todos los empleados.
Gerente de producción
El gerente de producción es el responsable de que el Centro cumpla las funciones señaladas
en el Manual de producción del mismo y dirige todas las operaciones apoyado en los siete
diferentes técnicos de área, siguiendo los planes de producción y en colaboración con el
administrador del proyecto.
Descripción del puesto: tomador de decisiones técnicas, responsable de la Unidad de
producción, optimización de recursos, flujos y procesos de producción.
Requerimiento del puesto: amplia experiencia en cultivo de peces, especialmente de
tilapia, sexo indistinto, mayor de 25 años, estado civil indistinto.
Formación: Biólogo, Oceanólogo o Técnico en Acuicultura con maestría o licenciatura
pero ambos con amplia experiencia en cultivo de peces, especialmente de tilapia
75
Experiencia laboral: más de 3 años
Habilidad laboral: conocer todas las operaciones básicas de la producción de tilapia y
experiencia en el manejo de personal.
Subordinado: al Gerente General
Subordinados a él: técnicos y operarios
Responsabilidad principal:
a) Organizar, controlar, dirigir desde el punto de vista técnico las siete operaciones
básicas del Centro con apoyo de los 7 técnicos a su cargo. Supervisar las funciones de
los siete técnicos encargados de área con el fin de que cumplan con sus funciones de
acuerdo a los procedimientos del manual y a los planes de producción .
b) Eficientizar y optimizar los recursos y procesos. Control de calidad.
c) Verificar las actividades plasmadas en el manual, apegándose a los sistemas
establecidos.
e) Informar el cambio de actividades.
f) Disponibilidad de horario: Debe vivir en el Centro.
Técnicos responsables de área.
Nombre del puesto: Técnico a cargo de “Manejo de líneas genéticas, apareamiento,
incubación, producción de crías.
Descripción del puesto: mantener la producción de líneas genéticas puras siguiendo las
instrucciones de éste manual de operación.
Requerimiento del puesto: amplia experiencia en cultivo de peces, especialmente en
aspectos de genética. Sexo indistinto, mayor de 25 años, estado civil indistinto
Formación: Biólogo, Oceanólogo o Técnico en Acuicultura.
Experiencia laboral: 3 años
Habilidad laboral: conocer todas las operaciones básicas del proceso de producción de
líneas genéticas de tilapia
76
Subordinado a: gerente de producción
Subordinados a él: otros técnicos (técnicos a cargo de manejo de reproductores y
montaje de desove, incubación y desarrollo embrionario, producción de crías, alevinaje
con masculinización, alevinaje sin masculinización, fase de crianza) y operarios
Responsabilidad principal:
a) Mantener el esquema de producción de tilapia manejando líneas genéticas, mediante el
mantenimiento de reproductores, desoves y fertilizaciones, eclosión de larvas, cría de
alevines, engorda de alevines hasta llegar a la edad reproductiva.
b) Verificar que las actividades se están llevando a cabo apegándose a los sistemas de
producción de este manual, supervisar las funciones de los subordinados.
c) Eficientar y optimizar los recursos durante los procesos de producción de líneas
genéticas.
d) Asegurar de que cuenta en su área de trabajo con la infraestructura, materiales y
equipos necesarios para llevar a cabo sus funciones.
e) Informar el cambio de actividades.
f) Disponibilidad de horario constante durante las actividades de reproducción y
selección.
Nombre del puesto: Producción de reproductores de reposición.
Descripción del puesto: Contar constantemente con reproductores de alta calidad.
Requerimiento del puesto: Amplia experiencia en cultivo de peces, especialmente en
aspectos de genética. Sexo indistinto, mayor de 25 años, estado civil indistinto
Formación: Biólogo, Oceanólogo o Técnico en Acuicultura.
Experiencia laboral: 3 años
Habilidad laboral: conocer todas las operaciones básicas del proceso de producción de
líneas genéticas de tilapia
Subordinado a: Gerente de producción
Subordinados a él: otros técnicos y operarios
Responsabilidad principal:
a) Tendrá la responsabilidad de que constantemente existan organismos dispuestos para la
reproducción.
b) Llevar un registro individual de los organismos que está manejando para futuros
reproductores con el fin de garantizar la pureza y alta calidad de los organismos
seleccionados ya que de esto dependen las producciones programadas.
77
c) Verificar que las actividades se están llevando a cabo apegándose a los sistemas de
producción de este manual, supervisar las funciones de los subordinados.
d) Eficientar y optimizar los recursos durante los procesos de producción de líneas
genéticas.
e) Asegurar de que cuenta en su área de trabajo con la infraestructura, materiales y
equipos necesarios para llevar a cabo sus funciones.
f) Informar el cambio de actividades.
g) Disponibilidad de horario constante
Nombre del puesto: Responsable de investigación.
Descripción del puesto: Investigador científico
Requerimiento del puesto: Experiencia en investigación en aspectos de acuicultura.
Sexo indistinto, mayor de 25 años, estado civil indistinto
Formación: mínimo con maestría en Ciencias en el área de acuicultura.
Experiencia laboral: 3 años
Habilidad laboral: capaz de llevar a cabo investigación científica, capacidad para
colaborar y trabajar en equipo con otros investigadores y técnicos
Subordinado a: Gerente de producción
Subordinados a él: otros técnicos y operarios
Responsabilidad principal: identificar las áreas de investigación básica y aplicada que
resuelvan los problemas cotidianos del mismo centro o líneas de investigación en aspectos
de acuicultura necesarias para resolver problemas y demandas del estado.
Nombre del puesto: Responsable de la capacitación y el extensionismo
Descripción del puesto: responsable de coordinar, dirigir, promover y organizar cursos de
capacitación para el personal con el fin de mantenerlos a la vanguardia en las diferentes
técnicas de manejo y cultivo de tilapia. Dirigir a un grupo de técnicos como extensionistas
y transferir las técnicas de producción a productores del sector social o privado a través de
la capacitación y el extensionismo.
Requerimiento del puesto: experiencia en docencia y extensionismo en aspectos de
acuicultura. Sexo indistinto, mayor de 25 años, estado civil indistinto
Formación: mínimo con licenciatura en las áreas de biología, oceanología
Experiencia laboral: 3 años
78
Habilidad laboral: poder transferir conocimiento a personas con diversos niveles de
preparación. Manejar de personal.
Subordinado a: Gerente de Producción
Subordinados a él: otros técnicos
Responsabilidad principal: elaborar un programa de capacitación anual para el personal
del Centro con el fin de mantenerlos siempre a la vanguardia en los adelantos de las
técnicas de producción de tilapia. Cursos de capacitación en buenas prácticas de
producción, inocuidad, bioseguridad, nutrición, sanidad etc.
Utilizar diferentes mecanismos como la generación e intercambio de información con
otros centros, universidades, institutos de investigación para contar con información
actualizada sobre aspectos relacionados con las actividades del centro.
Manejar a un grupo de técnicos capacitados como extensionistas para transferir las
técnicas de producción de tilapia en diferentes sistemas de cultivo.
Nombre del puesto: Responsable de de la bioseguridad del centro
Descripción del puesto: Responsable de dirigir, coordinar, dar seguimiento y hacer
cumplir las medidas de bioseguridad del Centro. Llevar a cabo los programas de vigilancia
y monitoreo de enfermedades. Aplicar las estrategias y medidas de control de
enfermedades.
Requerimiento del puesto: Experiencia en sanidad acuícola. Haber llevado cursos en
sanidad acuícola, especialmente de peces. Haber tomado un curso de medidas de
bioseguridad. Sexo indistinto, mayor de 25 años, estado civil indistinto
Formación: Biólogo, Oceanólogo, Técnico Pesquero
Experiencia laboral: 3 años en el área de sanidad acuícola.
Habilidad laboral: poder colaborar y trabajar en equipo con otros investigadores y
técnicos. Capacidad de dirigir a técnicos.
Subordinado a: Gerente de producción
Subordinados a él: otros técnicos y operarios
Responsabilidad principal: identificar los riesgos de entrada de patógenos al centro.
Elaborar el programa de bioseguridad y establecer junto con el Gerente de producción y
los diferentes técnicos de área las estrategias a seguir en dicho programa y establecer
responsabilidades y formatos de seguimiento.
79
Elaborar un programa de vigilancia y monitoreo de enfermedades y responsabilizarse del
mismo.
Nombre del puesto: Responsable del área administrativa del centro
Descripción del puesto: Lleva los registros, balances y las estadísticas empresariales.
Responsable de las funciones comerciales de compra venta de peces, las funciones de
carácter financiero que implican la búsqueda y manejo de capital, las funciones de
seguridad que velan por el bienestar de las personas que laboran en la organización y los
muebles y enseres con que cuenta la misma y las funciones contables que controlan la parte
que tiene que ver con los inventarios, costos. Responsable del área de recursos humanos,
finanzas, contabilidad, compras, vigilancia.
Requerimiento del puesto: Experiencia en el área administrativa. Sexo indistinto, mayor
de 25 años, estado civil indistinto
Formación: Contador público o administrador de empresas
Experiencia laboral: 3 años
Habilidad laboral: Manejo de recursos humanos.
Subordinado a: Gerente de producción
Subordinados a él: otros técnicos y operarios
Responsabilidad principal: Llevar la administración del Centro.
80
CENTRO DE PRODUCCIÓN, CAPACITACIÓN E INVESTIGACIÓN “EL INFIERNILLO.
FASE DEL PROCESO DE CULTIVO.
_____________________
FORMATO 11
REPORTE DE PRODUCCIÓN
ESTAN-
FECHA
DENSIDAD
DIAS DE
INCREM.
FECHA DE
PESO
No. DE
QUE
SIEMBRA
/M2
ENGORDA
Semanal
COSECHA
PROM.
CAMS.
BIOMASA
Kgs.
RENDIM.
% SOBRE
Kgs. / Ha
VIVENCIA
ALIMENTO
Kgs.
No.
Observaciones:
1
F.C.A.
Anexo 2. Principales enfermedades de la tilapia (O .niloticus, O. aureus ).
Patógeno
Síntomas
Tratamiento
Dosis
Aplicación
Especie
afectada
Fuente
Ichthyophthirius multifiliis
Puntos blancos sobre las aletas y
epidermis.
Formalina
0.025-0.050 ml.l-1
O. aureus
Lightner et al.(1988)
Sal comùn
1%
2-3 veces a
intervalos
de
Crecimiento bajo y altas mortalidades
3 días
Permanganato de potasio
Trichodina spp.
Altas infecciones ocasionan mortalidad
masiva en larvas. Los alevines se
frotan contra las paredes y el fondo del
tanque e incrementan los movimientos
operculares
Formalina
-1
0.5 mg. .l
Una
0.025-0.050 ml.l-1
Indefinido
0.250 ml.l-1
35-50 min
0.030 ml.l
Cryptobia branchialis
(Costia)
Myxobolus ovariae
Myxobolus sp.
0.040-0.050 ml.l
O. niloticus
Nguenga (1988)
15 min
O. aureus
5 horas
O. aureus
Indefinido
O. aureus,
Fajer –Àvila (1988)
O. mossambicus
Paperna y Van As
(1983)
0.5-1%
Indefinido
-1
formalina
0.15 ml.l
24 horas
Incremento del moco sobre la
superficie branquial, inflamación de
los filamentos branquiales e
hipertrofia del epitelio respiratorio
Sal
0.5-1%
Indefinido
Reacción inflamatoria, reabsorción del
tejido ovárico, atrofia gonadal y bajo
índice gonadosomàtico
Filtrar el agua para eliminar las
esporas, incinerar los peces
infectados
Nódulos blancos en las branquias, piel
oscura, exoftalmia, pèrdida del apetito,
incremento del volumen de la cavidad
abdominal, congestión y
engrosamiento del intestino
Kamonporn and
Chinabut (1997)
Paperna (1996)
Sal común
(Scyphidia spp,. Apiosoma
spp.)
Ichthyobodo (Costia
necatrix )
-1
Incremento del moco sobre la
superficie de la piel y aletas y
branquias, pérdida de escamas y
puntos hemorrágicos. Afecciones
respiratorias. Mortalidades por goteo.
Sesilinos
Constantino- Casas et
al. (1997)
Fajer –Avila (1988)
-1
Chilodonella hexasticha
O. niloticus
Straus and Griffin
(2001)
Kamonporn and
Chinabut (1997)
O. aureus
O. mossambicus
Kamonporn and
Chinabut (1997)
Kuperman et al. (2002)
O. niloticus
Oreochromis sp.
Okaeme et al. (1989)
Auró de Ocampo y
Camberos (1998)
2
Monogeneas
Cichlydogyrus
Formalina
0.250 ml.l-1
20 min
O. aureus
Gyrodactylus
-1
0.030-0.050 ml.l
Sal común
0.50-0.75 %
Salinidad
10-15 g/L
Permanganato de potasio
-1
5 mg/l
Indefinido
O. niloticus
Prieto et al. (1991)
Kamonporn and
Chinabut (1997)
Indefinido
20 min
10-15 min
Lernaea spp.
Dipterex
0.25-0.5 mg/l-1
L. cyprinacea
Indefinido
O. niloticus
Repetir 3-5
veces a
intervalos
semanales
O. aureus
Kamonporn and
Chinabut (1997)
Prieto et al (1991)
Ergasilus
Dipterex
0.15-0.25 mg/l-1
Indefinido
Kamonporn and
Chinabut (1997)
Argulus
Dipterex
0.25-0.3 mg/l-1
Indefinido
Kamonporn and
Chinabut (1997)
Parasita las branquias
Dipterex
0.25 mg/l-1
Indefinido
O. niloticus
Plumb(1997)
Mortalidades del 50-100%
Dipterex
0.15-0.25 mg/l-1
Indefinido
O. niloticus
Kamonporn and
Chinabut (1997)
Lamproglenia sp.
(Copepoda)
Alitropus typus
Chinabut (2002)
(isopodo)
Flexibacter columnaris
Aeromonas hydrophila
Trastornos respiratorios, erosión de las
aletas, decoloración del cuerpo,
lesiones en piel y músculo, gran
secreción de mucus
Erosión circular de la piel y aleta
dorsal, hemorragia epitelial,80-100%
de mortalidad, opacidad ocular,
exoftalmia, ùlcera en la boca,
expulsión del cristalino, movimientos
lentos, nadan cerca de la superficie
Reducir la densidad de
siembra y mejorar las
condiciones de cultivo
O. niloticus
Plumb (1997)
Furanace
1 mg/l-1
3 días
Permanganato de potasio
4-10 mg/l-1
1 hora
Oxitetraciclina
50 mg/kg de pez
10 días
Sulfameracina
150 mg/kg de pez
15 días
Vacuna contra el síndrome de la
septicemia hemorrágica
Roberts and
Sommerville (1982)
Conroy y Conroy
(2004)
O. niloticus
Kamonporn and
Chinabut (1997)
Constantino- Casas et
al. (1997)l
Conroy y Conroy
(2004)
3
Pseudomonas sp.
Edwarsiella tarda
Streptococcus sp.
Pequeños nódulos blancos en el bazo e
hígado con necrosis focal extensiva a
branquias, vesícula biliar inflamada,
abscesos en ojos, exoftalmia,
oscurecimiento de la piel.
Vacuna contra el síndrome de la
septicemia hemorrágica
Cavidades llenas de gas en el tejido
muscular que se rompen al ser
fileteado el pez liberando un conenido
sanguinolento y fètido
Oxitetraciclina
Natación errática y circular,
Oxitetraciclina
hemorragia alrededor de las
mandíbulas y base de las aletas
pectorales y pélvicas, fluido ascìtico,
natación en el fondo. Branquias
hiperèmicas, exoftalmia, opacidad de
la córnea, coloración oscura de la piel,
Mycobacterium marinum
M. chelonei
Pequeños granulomas en las vísceras,
macrófagos epiteliales grandes.
O. niloticus
Miyashita (1984),
Miyasiki et al. (1984)
Conroy y Conroy
(2004)
50 mg/kg de pez
10 días
O. niloticus
Vacuna contra el sìndrme de la
septicemia hemorrágica
Plumb(1997)
Conroy y Conroy
(2004)
75-100 mg/kg de
alimento
12-14 días
O. niloticus
Darwish y Griffin
(2002)
Perera et al.(1994)
Sulfadimetoxina-ormitoprim(5:1)
Vacunas comerciiales
Incinerar los peces
O. niloticus x O.
mossambicus x
O. aureus
M. fortuitum
Wolf y Smith (1999)
Roberts y Somerville
(1982)
O. niloticus
Micosis
Saprolegnia sp.
Formalina
0.025 ml.l-1
Indefinido
Aspergillus flavus
Sal
0.5-1%
Indefinido
A. niger
Branchiomyces
Gnathostoma sp. (larva
III)
Permanganato de potasio
Daño del tejido branquial, alta
mortalidad
Presente em las vísceras y musculatura
de tilapia sin ocasionar daño al pez,
pero se transmite al hombre al ingerir
el pescado crudo ocasionando la
enfermedad conocida como
gnatostomiasis
-1
2-4 mg.l
-1
4-10 mg.l
Indefinido
1 hora
Plumb (1997)
O. niloticus x O.
mossambicus
O. niloticus x O.
aureus
Oreochromis sp.
Paperna y Smimova
(1997)
Lamothe-Argumedo
(2003)
4