instituto tecnológico de sonora

INSTITUTO TECNOLÓGICO DE SONORA
“DETERMINACIÓN
DE
COLIFORMES
FECALES, Clostridium perfringens Y Listeria
monocytogenes
EN
AGUAS
DEL
CANAL
PRINCIPAL
BAJO,
AGUA
RESIDUAL
MUNICIPAL TRATADA, ASÍ COMO SUS
MEZCLAS”.
TITULACIÓN POR TESIS
QUE PARA OBTENER EL TÍTULO DE
INGENIERO BIOTECNÓLOGO
PRESENTA;
ALMA ANGELINA GARCÍA AMARILLAS
CD. OBREGÓN, SON.
SEPTIEMBRE DE 2006.
Índice General iii
ÍNDICE GENERAL
Resumen……………………………………………………………………………………….i
Índice general…………………………………………………………………………………iii
Índice de tablas, cuadros y figuras………………………………………………………….v
Índice de graficas……………………….……………………………………………………vi
I.- INTRODUCCIÓN
1.1.- Antecedentes………………………………………………………………………1
1.2.- Planteamiento del problema……………………………………………………..4
1.3.- Justificación………………………………………………………………………..5
1.4.- Objetivos……………………………………………………………………………6
II.- FUNDAMENTACIÓN TEÓRICA
2.1.- Importancia del agua…………………………………………………………......7
2.2.- Agua residual municipal………………………………………………………….8
2.2.1.- Reuso del agua residual municipal………………………………………...9
2.2.2.- Reuso en la agricultura……………………………………………………...9
2.3.- Aplicación de Normas de calidad microbiológicas para agua residual
con fines de uso agrícola…………………………………………………...…..10
2.4.- El agua como medio de contaminación microbiológica……………………..14
2.4.1.- Enfermedades transmitidas por microorganismos……………………...15
2.5.- Indicadores microbiológicos……………………………………………………17
2.6.- Generalidades de los microorganismos en estudio………………………….18
2.6.1.- Coliformes fecales…………………...…………………………….……….18
2.6.1.1.- Métodos de recuento utilizados para coliformes fecales……..19
2.6.1.2.- Método del Número Más Probable (NMP)…………….............20
2.6.1.3.- Recuento en placas normales (SPC) para células
viables. Utilización de filtros de membrana……………………………....22
2.6.2.- Características de coliformes fecales…………………………………….23
2.6.3.- Bacilos anaerobios formadores de esporas…………………………......27
Índice General iv
2.6.3.1.- Clostridium perfringens……………………………………...…………….28
2.6.4.- Listeria monocytogenes……………………………………………………....35
III.- MATERIALES Y MÉTODOS
3.1.- Localización de la zona de estudio…………………………………………….39
3.2.- Muestreos………………………………………………………………………...42
3.2.1.- Frecuencia de muestreos………………………………………………….43
3.2.2.- Conservación y transporte de muestras………………………………….44
3.3.- Preparación de medios y reactivos…………………………………………....45
3.3.1.- Medios para coliformes fecales…………………………………………...45
3.3.2.- Medios para Clostridium perfringens…………………………………......46
3.3.3.- Medios para Listeria monocytogenes…………………………………….46
3.4.- Análisis de muestras…………………………………………………………….48
3.4.1.- Cuantificación de coliformes fecales…………………………………......48
3.4.1.1.- Tablas de Número Más Probable (NMP)…….……………..….51
3.4.2.- Cuantificación de Clostridium perfringens………………………….…….53
3.4.3.- Identificación de Listeria monocytogenes……………………………......54
IV.- RESULTADOS Y DISCUSIÓN
4.1.- Coliformes fecales……………………………………………………………….55
4.2.- Clostridium perfringens………….………….…………………………………..61
4.3.- Listeria monocytogenes…………...……………………………………………63
V.- CONCLUSIONES……………………………………………………………………….65
BIBLIOGRAFÍA…………………………………………………………...…………………67
Tablas, Cuadros y Figuras
ÍNDICE DE TABLAS, CUADROS Y FIGURAS
TABLAS
1.- Límites máximos permisibles de contaminantes en aguas residuales
tratadas establecidos en la norma NOM-003-SEMARNAT-1997 ….…………….14
2.- Condiciones para el desarrollo de E. coli………………………………………..25
3.- Características morfológicas y bioquímicas de los clostridios patógenos
más importantes …………………………………………………………………… ….28
4.- Principales toxinas producidas por los tipos de Clostridium perfringens……...31
5.- Algunas características diferenciales de las especies de Listeria……………..35
7.- Periodo de muestreos y actividades realizadas en cada
muestreo correspondientes al agua residual y agua del canal bajo……………….44
8.- Número más probable de microorganismos y límites de confianza
cuando se inoculan tres tubos. . ……………………………………………………...51
9.- Número más probable de microorganismos y límites de confianza para
cuando se inoculan cinco tubos. ……………………………………………………..52
10.- Comparación de NMP y UFC de coliformes fecales en 100 ml
de muestra. ……………………………………………………………………………...56
11.- Concentración de coliformes fecales en muestras del agua
residual tratada y agua del canal bajo. ………………………………………….......58
12.- Análisis de muestras tomadas antes de la mezcla del ART y canal bajo,
así como también a aguas de pozos. ………………………………………………...60
13.- Concentración de Clostridium perfringens en muestras de agua
residual tratada y agua del canal bajo. …………………………………………........62
14.- Análisis de muestras tomadas antes de la mezcla del ART y
canal bajo, así como también a aguas de pozos. …………………………………..63
15.- Identificación cualitativa de Listeria monocytogenes en muestras
de agua residual tratada y agua del canal bajo. ………………………………........64
CUADROS
1.- Grupo de patógenos transmitidos por alimentos..............................................15
2.- Características de Listeria monocytogenes. ………………………....................37
Tablas, Cuadros y Figuras vi
FIGURAS
1.- Vías de transmisión fecal-oral de patógenos intestinales transmitidos
por alimentos……………………………………………. ……………………………...16
2.- Cultivo en placa con filtro de membrana de Escherichia coli. …………………23
3.- Vista microscópica del grupo coliformes fecales. ………………………….……23
4.- Clostridium perfringens. ……………………………………………………………29
5.- Cámara anaerobia utilizada para incubación de Clostridium perfringens……30
6.- Morfología de Listeria monocytogenes. ………………………………………….36
7.-Tinción Gram de L. monocytogenes. ……………………………………………...36
8.- Localización de los puntos de muestreo a lo largo de la trayectoria
del canal bajo. …………………………………………………………………………..40
9.- plano de localización de las plantas de tratamiento de aguas residuales
en Cd. Obregón, Sonora. ……………………………………………………………...41
10.- Toma de muestra a la salida de la planta tratadora de agua sur. …………...42
11.- Toma de muestra en el carcamo. ……………………………………………….42
12.- Localización de puntos en el canal bajo. ……………………………………….43
13.- conservación y transportación de las muestras. …………………………….…45
14.- NMP de coliformes totales y fecales para aguas residuales. ………………...49
15.- NMP de coliformes totales y fecales. …………………………………………...50
16.- Método de filtración con membrana para Clostridium perfringens…………...53
17.- Procedimiento para la identificación de Listeria monocytogenes………….…54
GRAFICAS
1.- Comportamiento de coliformes fecales en el período comprendido
del muestreo (Enero-Junio). …………………………………………………………...60
2.- Comportamiento de Clostridium perfringens en el período comprendido
del muestreo (Enero-Junio). …………………………………………………………..61
Resumen
RESUMEN
Debido a la escasez de agua que se presenta en la localidad del Valle del Yaqui,
principalmente en el sector agrícola, se realiza la propuesta de reutilizar el agua
residual tratada proveniente de la planta sur, mediante la descarga de esta, al canal
principal bajo. El reuso de aguas residuales para la agricultura, plantea el problema
de la posible presencia de organismos patógenos, por lo que es de suma importancia
realizar análisis para saber las concentraciones de microorganismos que pueden ser
un riesgo para la salud. En este estudio se enfatizó principalmente al análisis de
coliformes fecales, Clostridium perfringens y Listeria monocytogenes, en el agua del
canal bajo, agua residual tratada, así como sus mezclas.
El objetivo de este estudio, es determinar si la mezcla resultante del agua residual
tratada con la del canal bajo, es adecuada para utilizarla para riego en campos
agrícolas. Para ello se analizaron de manera individual el agua residual tratada
proveniente de la planta sur y el agua del canal bajo.
Los resultados de esta
investigación indicaron que la concentración de coliformes fecales en el agua
residual tratada excedía del límite máximo permisible de 1000 y 2000 NMP/100 ml;
mientras que en el agua del canal, la concentración del mismo se mantenía a niveles
bajos. Por lo que una vez realizada la mezcla, el resultado fue que la concentración
en el agua del canal aumentó. Por otro lado en el caso contrario, de Clostridium
perfringens las concentraciones en las dos aguas no paso de la dosis infectiva de
1x1010 organismos, por lo que realizada la mezcla el resultado fue una dilución, ya
que la concentración de Cl. perfringens disminuyó. En el caso de L. monocytogenes,
utilizando el método de la USDA, se detectó su presencia en el agua residual tratada,
por lo que al descargarse al agua del canal bajo, fue de igual manera detectada la
presencia del microorganismo.
Para el análisis de coliformes fecales, se realizaron dos técnicas; la de Número Mas
Probable (NMP), cuyo propósito es la de cumplir con la Norma Mexicana NOM-001SEMARNAT-1996 y la de reconteo en placa, reportando en unidades de UFC. Los
Resumen
ii
resultados de ambas técnicas fueron muy parecidos, presentándose los valores en el
mismo nivel de magnitud. En el caso de Cl. Perfringens, el método utilizado fue el de
reconteo en placa con filtro de membrana.
Es importante mencionar que en el análisis de L. monocytogenes, se realizó de
manera cualitativa, por lo que no se puede determinar si su presencia sobrepasa de
la dosis infectiva.
Introducción
I.
INTRODUCCIÓN
1.1 Antecedentes
El reuso de las aguas residuales se ha practicado desde tiempos muy remotos, sobre
todo en lugares que se presentan problemas con el suministro de agua para la
realización de las actividades humanas. La aplicación de las aguas residuales
urbanas en la agricultura, acuacultura y sobre todo al terreno, se remonta a las
primeras civilizaciones (Castillo, 1996).
El uso de aguas residuales para el riego de cultivos es cada vez más común. El
rendimiento de los cultivos es superior, ya que las aguas residuales contienen
nutrientes para el desarrollo de las plantas. Sin embargo, existe el riesgo de que el
riego con aguas residuales facilite la transmisión de enfermedades relacionadas con
nematodos intestinales y bacterias fecales a consumidores y agricultores (Ayres y
Duncan, 1996).
Introducción.-
2
Generalmente, las aguas residuales son sometidas a tratamientos con el fin de
mejorar su calidad física, química y biológica, de tal forma que pueda cumplir con los
requisitos que establece la Secretaria del Medio Ambiente y Recursos Naturales
(SEMARNAT), así como también la Comisión Nacional de Agua (CNA), para disponer
de ellas, disminuyendo el grado de contaminación ambiental.
Ante la escasez de los recursos hídricos, la explosión demográfica y el desarrollo
industrial, la utilización del agua residual resulta una importante alternativa como
fuente adicional del suministro de agua, particularmente para riego agrícola. Sin
embargo, existen inconvenientes desde el punto de vista sanitario, ya que resulta un
aspecto de riesgo para la salud.
La Secretaría del Medio Ambiente y Recursos Naturales (SEMARNAT) ha constituido
el Comité Consultivo Nacional de Normalización para la protección ambiental,
integrado por las dependencias del sector publico, industrial y académicos (Adan,
2002). Ha emitido para ello Normas Oficiales Mexicanas (NOM), como la NOM-001SEMARNAT-1996, que establece los limites máximos permisibles para las descargas
de aguas residuales a ríos y embalses naturales y artificiales que pudieran ser
empleados para riego agrícola, y la NOM-003-SEMARNAT-1997, establece los limites
máximos permisibles para las aguas residuales tratadas que se reusen en servicios
públicos (SEMARNAT, 2005 ).
Ciudad Obregón, Sonora, mantiene el saneamiento de sus aguas residuales
domésticas mediante la operación de plantas de tratamiento con sistema biológico
lagunar, las cuales dan servicio a las aguas provenientes del alcantarillado norte y sur
de la ciudad. Dichas plantas reciben el nombre de “planta norte” y “planta sur”, que en
su conjunto tratan aguas residuales que son descargadas a drenes agrícolas y
conducidas hasta la zona costera del Golfo de California.
Dada la escasez de agua en la localidad, se plantea reutilizar el efluente de la planta
sur en actividades agrícolas mediante su descarga al canal principal bajo. El reuso de
Introducción.-
3
agua residual tratada permitirá contar con una cantidad de 31.536 millones de metros
cúbicos anualmente, si se considera el agua residual tratada generada por las dos
plantas de tratamiento de aguas residuales de Cd. Obregón. Tal cantidad de agua,
representa irrigar alrededor de 3,000 a 4,500 hectáreas por año. Lo que a su vez,
contribuirá a la solución de las grandes necesidades de agua del Valle del Yaqui, ya
que por las sequía, el agua que es suministrada de la presa Álvaro Obregón es
insuficiente y limita los cultivos de la zona (Ortega y Airola, 2005).
Las pruebas epidemiológicas, de las que forman parte diversos estudios recientes,
han indicado que muchas enfermedades pueden guardar relación con el
aprovechamiento de las aguas residuales tratadas y en particular en estado crudo. La
mayoría de las enfermedades son causadas por agentes patógenos, que no pueden
ser detectados con las técnicas empleadas en la vigilancia microbiológica
convencional de la calidad de las aguas residuales, ni se eliminan con procesos de
tratamiento biológico y desinfección (OMS, 1989). Para ello se
emplean los
organismos coliformes como indicadores de contaminación, puesto que su presencia
es más numerosa y fácil de comprobar, sin embargo, la ausencia de coliformes no
necesariamente indica ausencia de patógenos.
En consecuencia se ha sugerido el uso de otros organismos como Streptococci fecal,
Pseudomonas euroginosas, Escherichia coli y Clostridium perfringens como
indicadores de contaminación para agua potable, agua de recreación y aguas
residuales (Forrest y Gushulak, 1997). Listeria monocytogenes es una especie de
importancia médica aislada con mayor frecuencia en agua dulce, agua salada, polvo
ambiental y heces de seres humanos. A raíz de esto, L. monocytogenes se ha
incluido dentro de las especies patógenas, distribuidas en la naturaleza,
encontrándose en altas concentraciones en agua residuales (Garrec et al., 2003).
Así, que para el aprovechamiento del agua residual tratada en el Valle del Yaqui,
resulta necesario tener la certeza de que la calidad del agua no representará algún
problema en la agricultura y sobre todo en la salúd pública. Por lo que es importante,
Introducción.-
4
conocer la calidad microbiológica del agua, en específico en este proyecto se llevará
a cabo un estudio de las bacterias
coliformes fecales, Clostridium perfringens y
Listeria monocytogenes. Se han encontrado que algunos microorganismos patógenos
pueden ser más resistentes a la cloración y otros factores de estrés microbiano que
los coliformes fecales y huevos de helmintos. Tal es el caso de Clostridium
perfringens, que presenta una mayor resistencia por su capacidad de producir
esporas, así como también Listeria monocytogenes que soporta temperaturas
extremas.
Desde 1997, las aguas residuales municipales en nuestra cuidad reciben un
tratamiento previo a su descarga a drenes colectores. Sin embargo, es necesario
conocer cuál sería la calidad microbiológica resultante una vez que se lleve a cabo la
mezcla entre las aguas residuales tratadas y las aguas que normalmente conduce el
canal bajo principal.
1.2 Planteamiento del problema
Debido a la escasez de agua que actualmente se presenta en el Valle del Yaqui,
principalmente en el sector agrícola, se pretende llevar a cabo la reutilización del
efluente de la planta sur, con la incorporación del agua del canal principal bajo como
posible alternativa para dicho problema. Sin embargo es de vital importancia evaluar
la calidad microbiológica de la mezcla, para descartar cualquier influencia que pudiera
presentarse al tener contacto el agua residual con los cultivos y resultara un riesgo
para la salud.
La razón primordial no solo es el agua residual tratada, si no también es evidente que
las aguas conducidas por el canal bajo ocasionalmente es empleada para usos
domésticos, incluyendo el consumo humano, así mismo los canales son utilizados
con fines recreativos, por lo que ¿Es importante determinar la concentración de
coliformes fecales, Clostridium perfringens y Listeria monocytogenes tanto al agua
Introducción.-
5
residual tratada, al aguas del canal principal bajo, así como la mezcla resultante entre
ambas, para su reutilización en campos agrícolas?
1.3 Justificación
El aprovechamiento de las aguas residuales agrícolas en México, se realiza
principalmente en zonas áridas y semiáridas, siendo la calidad y la cantidad de agua
el factor más importante para la producción agrícola, sin embargo es evidente que
puede representar daños a la salúd y afecciones a los cultivos si no se controla su
manejo. El interés por el control de la contaminación en las fuentes de agua tanto
superficiales como subterráneas por parte de la sociedad es cada día mayor. En
México no es común que se realicen análisis del agua de riego y menos aún que se
evalúe su calidad microbiológica. Sin embargo, cada vez es más importante la
seguridad alimentaria tanto para los consumidores de nuestro país, como de aquellos
países a donde nuestros productos son exportados (Cuevas, 2002).
Es
por
ello,
que
resulta
necesario
la
determinación
y
cuantificación
de
microorganismos patógenos tales como; coliformes fecales, Clostridium perfringens y
Listeria monocytogenes, ya que los parámetros relacionados con el impacto en la
salud pública que contemplan las normas establecidas para aguas residuales,
básicamente son de coliformes fecales y huevos de helmintos. Por lo que a nivel
internacional se ha visto la necesidad de incluir nuevos indicadores microbiológicos
ya que algunos microorganismos patógenos pueden ser más resistentes a
tratamientos químicos y otros factores de estrés
microbiano que los coliformes
fecales y huevos de helmintos.
De igual forma es importante realizar un estudio al agua del canal bajo, aun sabiendo
que su función primordial es la conducción del agua requerida para las actividades
agrícolas del Valle del Yaqui, ya que ocasionalmente es utilizada para usos
domésticos, consumo humano y fines recreativos por asentamientos que se
encuentran localizados a lo largo del canal bajo.
Introducción.-
6
1.4 Objetivos
Objetivo general
Determinar la calidad bacteriológica del efluente de la planta sur y del agua del canal
principal bajo, así como sus mezclas, monitoreando la presencia de coliformes
fecales, Clostridium perfringens y Listeria monocytogenes, como parte de los
requisitos para el reuso agrícola.
Objetivos específicos
‰
Comparar técnicas de recuento para coliformes fecales entre; Numero Más
Probable (NMP) y Unidades Formadoras de Colonias (UFC), para sustituir
análisis rutinarios.
‰
Cuantificar coliformes fecales utilizando medio de cultivo mFc, en los efluentes
de la planta de tratamiento sur y agua del canal bajo.
‰
Determinar la concentración de Clostridium perfringens por filtración de
membrana en medio de cultivo mCp.
‰
Determinar cualitativamente Listeria monocytogenes mediante el método de la
USDA, para indicar su presencia o ausencia.
Materiales y Métodos
III.
MATERIALES Y MÉTODOS
3.1 Localización de la zona de estudio
En el presente trabajo se establecieron en total siete puntos de muestreos, para la
recolección de agua, de los cuales el punto número uno corresponde al efluente de la
planta tratadora de agua residual sur, mientras que los seis puntos restantes,
corresponden al trayecto del canal bajo hacia la costa. La selección de los puntos se
realizó en base a la presencia de viviendas en la zona. Y se muestra en la figura 8,
así como también se presenta en la figura 9, la localización de las dos plantas
tratadoras de aguas residuales la norte y sur.
Materiales y Métodos.- 40
Figura 8.- Localización de los puntos de muestreo a lo largo de la trayectoria del
canal bajo.
¾ Localización de puntos de muestreos 1, 2 y 3
¾ Localización de puntos de muestreos 4 y 5
Materiales y Métodos.- 41
¾ Localización de puntos de muestreos 6 y 7
Figura 9.- plano de localización de las plantas de tratamiento de aguas residuales en
Cd. Obregón, Sonora
Materiales y Métodos.- 42
3.2 Muestreos
El método de muestreo se llevó a cabo considerando las características particulares
de cada sitio de muestreo, de igual forma apegados a la Norma Mexicana NMX-AA003-1980 , referente a métodos de muestreos de aguas residuales, los cuales fueron:
I. Planta tratadora sur: representa el punto número uno de las muestras.
¾ Toma de muestra en el efluente: la recolección de muestra se efectuó a
la salida del ducto (figura 10), el cual conlleva el agua residual tratada, la
cantidad aproximada de recolección fue de 1 litro.
Figura 10.- Toma de muestra a la salida de la planta tratadora de agua sur
1
¾ Toma de muestra en carcamo: la recolección de muestra se realizó en el
carcamo solamente cuando el agua no se descargo al canal de aguas
negras (figura 11), la toma de muestra se llevó a cabo de igual forma que
a la salida del agua residual tratada.
Figura 11.- Toma de muestra en el carcamo
Materiales y Métodos.- 43
II. Canal bajo: representa los seis puntos restantes de muestras. Como se muestra
en la figura 12.
¾ Toma de muestra en el recorrido del canal bajo: la recolección de
muestras de agua se realizó en cada punto establecido, tomando
aproximadamente cantidades de 1 litro para el análisis de la misma.
Figura 12.- Localización de puntos en el canal bajo
2
5
3
4
6
7
3.2.1 Frecuencia de muestreos
El experimento comprendió un periodo de seis meses; Del 25 de enero al 13 de
junio, presentándose a lo largo del periodo diferente variantes, como bombeo del
agua residual tratada al cana bajo; La realización del método NMP para coliformes,
en términos de comparación. Por lo que se presentan la fechas de muestreos, así
como, los periodos de bombeo y realización de NMP para coliformes. En la tabla 7,
se indican las actividades que se realizaron en las fechas correspondientes, así
como también los días de muestreos.
Materiales y Métodos.- 44
Tabla 7.- Periodo de muestreos y actividades realizadas en cada muestreo,
correspondientes al agua residual y agua del canal bajo.
Periodos de
muestreos
25- ene-06
13- feb-06
Actividad Realizada
Inicio del muestreo, para análisis de:
•
Coliformes fecales
•
Clostridium perfringens
•
Listeria monocytogenes
28- feb-06
7-mar-06
Mezclas de las dos aguas; efluente de la
planta tratadora sur con la del canal
14- mar-06
principal bajo.
29-mar-06
18-abril-06
9-may-06
Realización del método NMP, para efectos
de comparación con el método de UFC,
31-may-06
para Coliformes fecales
13-jun-06
3.2.2 Conservación y transporte de muestras
Los
recipientes
se
conservaron
en
una
hielera
con
una
temperatura
aproximadamente de 4 0C (figura 13), y fueron transportados al laboratorio de
Ecodesarrollo del Instituto Tecnológico de Sonora, donde se realizaron los análisis
microbiológicos en un tiempo no mayor de 6 horas una vez recolectadas las
muestras.
Materiales y Métodos.- 45
Figura 13.- conservación y transportación de las muestras
3.3 Preparación de medios y reactivos
Los medios de cultivo necesarios se adquirieron comercialmente y se prepararon de
acuerdo a las especificaciones establecidas por el fabricante.
3.3.1 Medios para coliformes fecales
Caldo Verde Bilis Brillante 2% ( BD, Disco TM )
Suspender 40 g de medio y disolver en 1 litro de aguas destilada.
Calentar
ligeramente el medio agitando frecuentemente hasta homogenización completa,
vaciar en tubos con campanas, para posteriormente esterilizar en autoclave a
temperatura de 121 0C por un tiempo de 15 minutos.
Caldo Lactosado ( BD, Disco TM )
Pesar 13 g de medio y disolver en 1 litro de agua destilada. Calentar ligeramente el
medio agitando frecuentemente hasta homogenización completa, vaciar en tubos con
campanas, y posteriormente esterilizar en autoclave a temperatura de 121 0C por un
tiempo de 15 minutos.
Caldo EC ( BD, Disco TM )
Suspender 37 g en 1 litro de agua destilada. Calentar ligeramente el medio agitando
frecuentemente hasta homogenización completa, vaciar en tubos con campanas,
Materiales y Métodos.- 46
para posteriormente esterilizar en autoclave a temperatura de 121 0C por un tiempo
de 15 minutos.
Agar mFC (Difco, Detroit, MI).
Pesar 3.7 g en una balanza (OHAUS) y disolver en 100 mL de agua destilada.
Calentar agitando frecuentemente y dejar hervir por 1 minuto para logra que se
disuelva completamente. Posteriormente agregar 1 mL de una solución de 1% de
ácido rosólico en 0.2N NaOH, si es necesario ajustar el pH a 7.4 con HCl 1N. El
medio no se esteriliza, ya que así se indica en las instrucciones de preparación.
Dejar enfriar para distribuir en cajas petris estériles.
3.3.2 Medio para Clostridium perfringens
Agar mCP (Acumedia).
Pesar 71.1 g de medio y se agregar 900 mL de agua destilada, posteriormente el
medio se calentará y se dejará hervir por 1 minuto, seguidamente se esterilizará en
autoclave a 121 0C por 15 minutos, se dejará enfriar el medio a una temperatura
aproximada de 50 0C, una vez enfriado se agregará asépticamente 0.4 g de Dcycloserina, 0.025 g de sulfato de polymixin-B, 2 mL de FeCl3-6H2O al 4.5%
esterilizado con filtro, 20 mL de fenoftaleína difosfato al 0.5% esterilizado por filtro y
80 mL de indoxyl-β- D glucosido al 0.075%. Todos los componentes se mezclararán
para posteriormente distribuir el medio en cajas de petri estériles.
3.3.3 Medios para Listeria monocytogenes
Listeria Caldo Base de Enriquecimiento (UVM) (OXOID, CM0863).
Añadir 27.2 g de medio UVM a 500 mL de agua destilada; someter a esterilización en
autoclave a 121 0C por 15 minutos, dejar enfriar hasta temperatura de 50 0C y se
agregar asépticamente el contenido de un vial, de suplemento selectivo de
Materiales y Métodos.- 47
enriquecimiento SRO 143E (OXOID). Mezclar bien y
distribuir en recipientes
estériles.
Vial SRO 143E
Agregar 2 mL de agua destilada al vial, mezclar bien y depositar a los 500 mL de
UVM CM0863.
Caldo Base Fraser (OXOID, CM0895).
Disolver 28.7 g en 500 mL de agua destilada, esterilizar en autoclave a 121 0C por 15
minutos; el caldo se deja enfriar aproximadamente a 50 0C y posteriormente se
agregar el contenido de un vial de suplemento Fraser (SRO 156E).
Vial SRO 156E
Agregar 5 mL en una proporción 1:1 etanol – agua destilada, se mezcla y se deposita
el vial en los 500 mL de medio Fraser, agitar y se distribuir en medios estériles.
Agar Base selectivo de Listeria (Oxford) (OXOID, CMO856).
Añadir 27.75 g a 500 mL de agua destilada, llevar a ebullición hasta disolución
completa, para una posterior esterilización en autoclave a 121 0C por 15 minutos. El
medio se deja enfriar aproximadamente a 50 0C y agregar el contenido de un vial
previamente reconstituido de Listeria suplemento selectivo SR140, mezclar bien y
distribuir en cajas petri estériles.
Vial SR140
Agregar 5 mL de etanol al 70%, mezclar hasta disolución y agregar a los 500 mL del
medio Oxford, mezclar el contenido del vial con el medio y posteriormente vaciar en
cajas petri estériles.
Agar de Triptocaseína de soya (TSA, DIFCO).
Suspender 30 g de TSB (caldo de Triptocaseína de soya) en 1 litro de agua
purificada y añadir 15 g de agar bacteriológico, para obtener TSA al 1.5%, calentar
Materiales y Métodos.- 48
ligeramente para disolver por completo, esterilizar en autoclave a 121 0C por 15
minutos, para posteriormente vaciar a cajas petri.
Medio SIM (BD, BIOXON)
Suspender 30 g del medio en 1 litro de agua purificada, calentar con agitación
frecuente y dejar hervir por 1 minuto hasta disolución completa, distribuir en tubos y
someter a esterilización a una temperatura de 121 0C por 15 minutos.
3.4 Análisis de muestras
3.4.1 Cuantificación de Coliformes fecales
Las técnicas utilizadas para la cuantificación de coliformes fecales fueron; la de
extensión en placas, filtración y Número Más Probable (NMP). (APHA, AWWA,
WPCF, 1998)
¾ Número Más Probable (NMP): se realizaron dos metodologías diferentes para
las muestras, tomando en cuenta que una de las muestras representa al agua
residual tratada, por lo que no se puede manejar de igual forma para el agua del
canal bajo. Esto es, que para el agua residual tratada la técnica se hizo de la
siguiente manera:
♦ Prueba presuntiva para agua residual tratada
1.- Se realizaron 3 diluciones de la muestra; 10 mL de muestra en 90 mL de agua
destilada estéril (10-1), posteriormente en 9 mL de agua destilada estéril se colocaron
en 1 mL de la dilución 10-1 (10-2) y finalmente de la dilución 10-2 se tomó 1 mL para
colocarlo en un tubo con 9 mL de agua destilada estéril (10-3.).
2.- De cada dilución se tomó 1 mL para colocarlo por triplicado en tubos con
campanas que contenían 10 mL de caldo lactosado. Se incubaron a 37 0C de 24 a
Materiales y Métodos.- 49
48 horas, según era necesario. Tubos positivos indicaban presencia de turbidez y
gas en la campana.
♦ Prueba confirmativa
3.- De los tubos de lactosado que resultaban positivos al paso de las 24 a 48 horas se
pasaban, mediante 2 asadas a los caldos Verde Bilis Brillante (para coliformes
totales) y al caldo EC (para coliformes fecales). Se incubaron a 37 0C y 44.5 0C
respectivamente, por un periodo de 18 a 24 horas. Prueba positiva los tubos que
demostraban turbidez y gas en la campana. Para saber el NMP se identificaron el
número de tubos positivos y se correlacionaban en las tablas correspondientes.
Figura 14.- NMP de coliformes totales y fecales para aguas residuales
Materiales y Métodos.- 50
ƒ
Prueba presuntiva para agua del canal bajo municipal
1.- Se utilizaron 5 tubos con 10 mL de muestra, 1 tubo con 1 mL de muestra y 0.1 mL
de muestra. Los 5 tubos contienen 10 mL de caldo Lactosado de doble
concentración, los restantes con concentración de caldo Lactosado simple. Se
incubaron a 37 0C
de 24 a 48 horas, según era necesario. Tubos positivos
indicarban presencia de turbidez y gas en la campana.
♦ Prueba confirmativa
2.- Los tubos que resultaron positivos se pasaron a los caldos Verde Bilis Brillante y
caldo EC mediante dos asadas, se incubaron a temperaturas de 37 0C y 44.5 0C
respectivamente, por un periodo de 18 a 24 horas. Prueba positiva los tubos que
demostraron turbidez y gas en la campana. Para saber el NMP se identifican el
número de tubos positivos y se correlacionan en las tablas correspondientes.
Figura 15.- NMP de coliformes totales y fecales
3.4.1.1
Tablas de NMP para coliformes
Materiales y Métodos.- 51
Tabla 8.- Número más probable de microorganismos y límites de confianza para
diferentes combinaciones de tubos positivos cuando se inoculan tres tubos con 1 mL
de la dilución 1:10, tres con 1mL de la dilución 1:100 y tres con 1 mL de la dilución
1:1000 de la muestra.
Fuente: NMX-AA-42-1987
Materiales y Métodos.- 52
Tabla 9.- Número más probable de microorganismos y límites de confianza para
diferentes combinaciones de tubos positivos cuando se inoculan cinco tubos con 10
mL, uno con 1mL y uno con 0.1 mL de la muestra.
Fuente: NMX-F-187-1978.
¾ Extensión en placas: Una vez obtenida la muestra, se realizaron diluciones; se
pasaron 1 mL de la muestra diluida a una placa con agar, ya depositada la muestra,
con una varilla previamente sumergida en alcohol y flameada para sanitisarla, se
extendió por toda la placa la muestra, las cajas se encubaron a una temperatura de
44.5 0C.
Materiales y Métodos.- 53
¾ La técnica de filtración; se hará el mismo procedimiento que en la cuantificación
de Clostridium perfringens, pero a diferencia que el filtro se coloco en medio mFc, y
se encubaron a 44.5 0C.
3.4.2 Cuantificación de Clostridium perfringens
La cuantificación de Clostridium perfringens se llevó a cabo por el método de filtro de
membrana descrito por Visón y Cabello (1979) entre otros, el cual consiste en:
Someter la muestra de agua a un choque térmico, que consiste en poner las
muestras a un baño maría por 20 minutos a 70 0C, con el fin de estimular la
esporulación, dicha muestra se filtró y se hizo pasar por membranas de 0.45 µm. las
membranas son colocadas en cajas petri con medio mCP, a su vez las cajas fueron
transferidas a una cámara anaerobia, en la cual se encubaron por 24 horas a 45 0C.
Las colonias amarillas que cambian a rosa-rojo después de ser expuestas a NH4OH
son de Clostridium perfringens.
Figura 16.- Método de filtración con membrana para Clostridium perfringens.
Fuente: Adan, 2002
Materiales y Métodos.- 54
3.4.3 Identificación de Listeria monocytogenes
La técnica empleada fue la descrita por APHA (1998):
1) Se tomaron 100 mL de la muestra de agua y se colocaron en 200 mL del caldo de
enriquecimiento UVM, el caldo con la muestra se sometió a incubación a 30 0C
por 24 horas.
2) Después del tiempo transcurrido se tomaron 1 mL de la muestra-UVM y se
colocaron en 10 mL de Caldo Base Fraser, para pasar a incubación por 24 horas
a 35 0C.
3) Una vez transcurrido las 24 horas se tomó una asada del Caldo Base Fraser y
se sembró en medio Oxford, se incubo a 37
0
C por 48 horas (colonias
características negras).
4) De las colonias características que dieron de color negro, se tomó una asada,
para resembrar en agar TSA, incubando posteriormente a 37 0C de 18 – 24 horas.
5) Finalmente como prueba bioquímica se utilizo el medio SIM (movilidad (+), indol
(-) y sulfuro (-)); del medio TSA se tomó una asada del crecimiento y por picadura
se sembró en el medio SIM.
Figura 17.- Procedimiento para la identificación de Listeria monocytogenes
Medio UVM
Caldo Fraser
Agar Oxford
Agar TSA
Medio SIM
Resultados y Discusión
IV. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
En los muestreos donde se llevó a cabo las mezclas de las aguas (agua residual
tratada y canal bajo), se observaron variaciones en los resultados; es decir, que la
concentración de los organismos estudiados en el presente trabajo, para algunos
casos aumentó, mientras que para otros disminuyó. Esto es, en comparación con los
muestreos analizados al agua del canal bajo sin la descarga del agua residual
tratada.
4.1 Coliformes fecales
En el caso de coliformes fecales, se realizaron diez muestreos, de los cuales en tres
muestreos se realizó la técnica del NMP para tomar de referencia a Normas
establecidas por SEMARNAT y para comparar resultados con las unidades de UFC.
El promedio manejado por la Norma Mexicana es de 1,000 y 2,000 como número
Resultados y Discusión.- 56
más probable (NMP) de coliformes fecales por cada 100 ml para el promedio
mensual y diario, respectivamente. (NOM-001-SEMARNAT-1996).
Como se aprecia en la tabla 10, las muestras del agua residual tratada exceden a los
limites máximos permisible indicadas en la Norma Mexicana NOM-001-SEMARNAT1996, ya que el valor mas bajo es de 9.3 x 103, por lo que el límite máximo según
Norma es de 2000 NMP/100ml, como promedio diario. Pero cabe destacar, que las
concentraciones
de
coliformes
fecales,
varían
en
el
transcurso
del
día,
presentándose a diferentes horas, altas y bajas en las concentraciones; Resaltando
que la hora en el que se llevó acabo el muestreo (9:00 – 10:00 a.m.), representan
concentraciones
altas,
según
estudios
pasados
realizados.
La
NOM-001-
SEMARNAT-1996, no incluye a aguas de canal; sin embargo, para efectos de
comparación en la Norma, podemos apreciar valores muy por debajo, de los valores
del agua residual tratada. Por lo que actualmente, es muy común la utilización del
agua del canal bajo en cultivos agrícolas.
Tabla 10.muestra.
Comparación de NMP
y UFC de coliformes fecales en 100 ml de
Agua
Residual
Tratada
Agua
Residual
Tratada
Canal
Bajo
Canal
Bajo
UFC/100ml
UFC/100ml
NMP/100ml
de muestra
NMP/100ml de
muestra
9 Mayo
2.4 x 104
8.3 x 104
100
170
31 Mayo
1.5 x 104
2.7 x 104
240
225
13 Junio
9.3 x 103
4 x 103
240
115
Fecha
** Las tablas de NMP tomadas como referencia se muestran en el apartado de método
materiales.
Resultados y Discusión.- 57
Otro de los objetivos de la realización de esta técnica, es para efectos de
comparación con la técnica de UFC, cuyo propósito es la de facilitar la determinación
de coliformes fecales comprobando que los resultados quizás no sean iguales pero si
muy cercanos, manteniéndose los resultados de ambas técnicas en el mismo rango
de unidades; Dicha comparación se muestra en la tabla 10. Según Jay (2002), sí
existe comparación alguna en procedimientos entre ambas técnicas; Por lo que una
vez demostrado que los valores son parecidos, es decir, se encuentran en el mismo
orden de magnitud, los muestreos restantes solamente se llevaron a cabo por la
técnica de recuento en placa, reportando en UFC.
En la tabla 11, se muestran los resultados obtenidos para coliformes fecales del
efluente de la planta sur en UFC, mostrando valores muy por encima de los
esperados, ya que los márgenes mencionados por Ortega y Airola (2005), son de
1000 UFC/100 ml (10 UFC/ml); Arrojando en la mayoría de los muestreos realizados,
datos mas altos. Sin embargo cabe destacar que en los meses en donde se llevó a
cabo la descarga del agua residual tratada al canal bajo, los cuales comprendieron
cuatro muestreos, se obtuvieron concentraciones bajos de coliformes fecales, en el
caso del agua residual tratada, excepto en el muestreo del 7 de marzo, su valor fue
el que mayormente excedió del limite correspondiente.
En el caso de los puntos muestreados a lo largo del canal bajo, sin la mezcla de
ambas aguas, los datos no pasan de los límites establecidos mencionados
anteriormente. Es importante mencionar que una vez realizada la mezcla los valores
del agua del canal bajo, aumentaron en los cuatro muestreos en los que se realizó la
descarga del agua residual. Excediendo en esta forma de los 1000 UFC/100 ml
establecidos.
Resultados y Discusión.- 58
Tabla 11.-
Concentración de coliformes fecales en muestras del agua residual
tratada y agua del canal bajo.
Fecha
Agua Residual
Tratada
Canal Bajo
UFC/100ml
UFC/100ml
25 Enero
9.3 x 103
260
13 Febrero
6.8 x 104
170
*28
Febrero
*< 20
5,640
*7 Marzo
6.6 x 105
5,150
*14 Marzo
*< 10
440
*29 Marzo
1 x 103
2,380
18 Abril
1 x 103
440
9 Mayo
8.3 x 104
170
31 Mayo
2.7 x 104
225
13 Junio
4 x 103
115
* Fechas en la que se realizó la mezcla del agua residual tratada con la del canal bajo.
* < Valores del límite de detección
Como se muestra en la tabla anterior, los valores obtenidos en el agua residual
tratada, indican números altos. En su mayoría más de 1000 UFC/100ml mostrando
de igual forma que los valores del agua del canal bajo se mantiene en un rango
estable; es decir, no exceden del limite permitido indicado anteriormente.
Sin embargo es de suma importancia el hacer notar que en la fechas indicadas con
asteriscos (*), los cuales corresponden a las mezclas y/o descarga del agua residual
tratada con la del agua del canal bajo, en tres de los cuatro muestreos en los que se
llevó a cabo la mezcla, las concentraciones de coliformes fecales del agua residual
Resultados y Discusión.- 59
tratada
son bajos e incluso adecuados como para efectos de comparación con
Normas Mexicanas, ya que caen dentro de las especificaciones señaladas.
Para efecto contrario los valores obtenidos en el agua del canal bajo en las fechas de
la mezcla de igual forma, como se muestra en la grafica 1, se observa un aumento
significativamente a pesar de que el agua descargada lleva una concentración baja
de coliformes fecales. Alcanzando valores superiores a 1000 UFC/100 ml. Por lo que
se indica que al mezclarse dichas aguas, la carga de coliformes fecales del agua del
canal bajo, aumenta.
Se realizaron análisis a aguas provenientes de pozos, los cuales son descargados al
canal bajo, mostrando que su contenido de coliformes fecales es de < 0.5 UFC/100
ml, como valor del límite de detección. Como su concentración es muy baja, se
demuestra que es un factor diluyente, propiciando así, la disminución de la
concentración de coliformes fecales en el canal bajo. De igual manera se realizó un
muestreo en el canal principal bajo, a una distancia suficiente para recolectar una
muestra de agua antes del punto en donde se descargaba el agua residual tratada,
para comparar resultados de los valores obtenidos una vez realizada la descarga.
Comparando los valores de la tabla 11, en las fechas de las mezclas marcadas con
asteriscos, con la tabla 12, se puede apreciar las diferencias de concentraciones los
cuales fueron muy notorios y se pueden apreciar en la siguiente tabla.
Resultados y Discusión.- 60
Tabla 12.- Análisis de muestras tomadas antes de la mezcla del ART y canal bajo,
así como también a aguas de pozos.
Muestra antes
de la mezcla
Fecha
Muestra de
mezclas del
ART – Canal Bajo
UFC/100ml
Pozos
UFC/100ml
UFC/100ml
*28 Febrero
190
-
*14 Marzo
430
5,640
440
*29 Marzo
420
2,380
-
31 Mayo
-
-
*< 0.5
13 Junio
-
-
*< 0.5
-
*Fechas en la que se realizó la mezcla del agua residual tratada con la del canal bajo
* Valor del límite de detección
Así que según resultados obtenidos, nos demuestran que el agua no es
recomendada para un consumo directo. Sin embargo, según estudios realizados por
Gortáres et al., (2001) indica que al regar vegetales con agua con una concentración
de coliformes fecales entre 220 y 17, 000,000 NMP/100 ml, no se encontró una
diferencia significativa en la calidad microbiológica de los vegetales regados con
estas aguas.
Grafica 1.- Comportamiento de coliformes fecales en el periodo comprendido del
muestreo (Enero-Junio).
Donde: tiempo=periodo
Coliformes fecales
1
25-ene
2
13-feb
3
28-feb
1,000,000
Concentración UFC/100 ml
100,000
4
7-mar
10,000
5
14-mar
1,000
6
29-mar
100
7
18-abr
8
9
9-may
31-may
10
13-jun
10
1
1
2
3
4
5
6
Tiempo
7
8
9
10
agua residual
canal bajo
Resultados y Discusión.- 61
4.2 Clostridium perfringens
En la tabla 13, se muestran los resultados que se obtuvieron para Clostridium
perfringens en los seis meses de muestreos, del efluente de la planta sur, como del
agua del canal bajo. Los resultados arrojados resultan mayores a los obtenidos en
estudios realizados por Ortega y Airola (2005), tanto los del efluente de la planta sur,
como el agua de canal bajo. Sin embargo, se coincide que los valores en el agua del
canal bajo resultan menores, en comparación a la carga de Cl. perfringens que
contiene el agua residual tratada.
La mezcla de ambas aguas (agua residual tratadas y agua del canal bajo) nos indica
que se lleva a cabo un efecto de dilución, tal como se puede observar en la tabla 12.
En estudios pasados, llevados acabo por Ortega y Airola (2005), hipotéticamente
mencionan la realización del efecto de dilución si se mezclaban ambas aguas. Con
los análisis realizados a la mezcla de dichas aguas se comprueba, que si resulta un
efecto de dilución, ya que efectivamente, la carga que contiene el agua del canal bajo
es menor a la que contiene el efluente de la planta sur. Tal como se puede observar
en la grafica 2, el comportamiento de ambas aguas en el transcurso del periodo de
muestreos.
Grafica 2.- Comportamiento de Clostridium perfringens en el periodo comprendido
del muestreo (Enero-Junio)
Donde:
Clostridium perfringens
ConcentraciónUFC/Lt
10,000
1,000
100
10
1
1
2
3
4
5
6
Tiempo
7
8
9
10
Agua Residual
Tratada
Canal Bajo
tiempo=periodo
1
25-ene
2
13-feb
3
28-feb
4
7-mar
5
14-mar
6
29-mar
7
18-abr
8
9-may
9
31-may
10
13-jun
Resultados y Discusión.- 62
Tabla 13.- Concentración de Clostridium perfringens en muestras de agua residual
tratada y agua del canal bajo.
Agua Residual
Tratada
UFC/L
Canal Bajo
UFC/L
550
50
13 Febrero
3.5 x 103
233
*28 Febrero
1.2 x 103
567
*7 Marzo
6.1 x 103
67
*14 Marzo
812
50
*29 Marzo
167
100
18 Abril
1,150
150
9 Mayo
250
750
31 Mayo
100
550
13 Junio
150
25
* Fecha
25 Enero
* Fechas en la que se realizó la mezcla del Agua Residual Tratada con la del Canal Bajo.
Aún cuando el resultado mayor fue de 6.1 x 103UFC/L, mostrado en la tabla 13,
existe un mínimo riesgo de contraer una enfermedad a causa de este
microorganismo. De acuerdo con
dosis mayor de 1 x 10
10
Pikes (1978), menciona que se requieren una
organismos para producir infección. Por lo que si esta agua
es utilizada para regar cultivos agrícolas, existe un riesgo sanitario menor, por lo que
se considera que el suelo actúa como un filtro (Cuevas, 2002). De acuerdo con
estudios realizados por Gortáres et al., (2001), no encontraron diferencia significativa
entre los vegetales irrigados con agua sin tratar, a los irrigados con agua de los
canales.
Al igual que en coliformes fecales, también se realizó un análisis para Clostridium
perfringens de aguas de pozos, los cuales son descargados en el agua de canal
Resultados y Discusión.- 63
bajo, dando como resultado un valor de límite de detección de < 5 UFC /L,
comprobando que esta agua actúa como un factor diluyente. Realizando una
comparación de las concentraciones de Cl. perfringens en las mismas fechas, como
se muestra en la tabla 14, pero en puntos de muestreos diferentes, uno a una
distancia suficiente a la cual era poca la posibilidad de que el agua residual
descargada al canal tuviese contacto; el otro punto donde se lleva a cabo las
mezclas de las aguas. Los resultados del punto antes de la mezcla, arrojaron valores
muy bajos, indicando, que si las concentraciones de Cl. perfringens, en el agua
residual tratada son elevadas se produce una dilución, permitiendo de esta manera
valores de concentraciones bajos en el agua de canal bajo.
Tabla 14.- Análisis de muestras tomadas antes de la mezcla del ART y canal bajo,
así como también a aguas de pozos.
Fecha
Muestra antes
de la mezcla
UFC/100ml
Muestra de
mezclas del
ART – Canal Bajo
Pozos
UFC/100ml
UFC/100ml
*28 Febrero
< 67
567
-
*14 Marzo
< 167
50
-
*29 Marzo
< 100
100
-
31 Mayo
-
-
*< 0.5
13 Junio
-
-
*< 0.5
*Fechas en la que se realizó la mezcla del agua residual tratada con la del canal bajo
* Valor del límite de detección
4.3 Listeria monocytogenes
Los resultados que se presentan en la tabla 15, indica solamente la presencia o
ausencia de este microorganismo, ya que la técnica utilizada descrita por APHA
(1998), únicamente permite la identificación cualitativa de Listeria monocytogenes.
Sin embargo aun así, nos demuestra que una vez que se realiza la mezcla de las
Resultados y Discusión.- 64
aguas, da como resultado la presencia de L. monocytogenes. Indicando así, que la
descarga del agua residual tratada al canal bajo, tienen gran influencia, hacia los
resultados obtenidos del canal bajo.
Tabla 15.- Identificación cualitativa de Listeria monocytogenes en muestras de agua
residual tratada y agua del canal bajo.
*FECHA
Agua Residual
Tratada
Canal Bajo
25 Enero
Ausencia
ausencia
13 Febrero
Ausencia
Ausencia
*28 Febrero
Presencia
Presencia
*7 marzo
Presencia
Presencia
9 mayo
Ausencia
Presencia
31 mayo
Ausencia
Ausencia
13 junio
Presencia
Presencia
* Fechas en la que se realizó la mezcla del agua residual tratada con la del
canal bajo
Los datos arrojados no permiten saber si la presencia de este microorganismo,
resulte un riesgo para la salud, por lo que se considera conveniente realizar un
análisis cuantitativo para tener un estimado del acercamiento de la dosis infectiva
(104 células / Litro). Notándose además que una vez realizada la descarga del agua
residual al canal, la presencia de L.
monocytogenes se presentó de manera
constante. Siendo esto que anteriormente la ausencia del microorganismo era
notable, tanto en este estudio como en realizados anteriormente por Ortega y Airola
(2005), atribuyéndole a que este microorganismo es capaz de crecer en la escala
de temperaturas de aproximadamente 1-45 0C y en el intervalo de pH desde 4.1
hasta alrededor de 9.6 (Freeman, 1989), presentan movilidad, confiriéndole a este
microorganismo una fácil reproducción en el agua.
Conclusiones
V. CONCLUSIONES
Los resultados obtenidos en el análisis del agua del canal bajo y del agua residual
tratada por la técnica de NMP, mostraron que los valores no son iguales, sin
embargo se encuentran, dentro del mismo orden de magnitud, que los realizados
por la técnica de recuento en placa, reportados en UFC. Por lo que se demuestra,
que para sustituir análisis rutinarios, es recomendable reportar en UFC,
disminuyendo por lo tanto; materiales, equipo, tiempo y se puede utilizar de igual
manera como referencia y/o comparación a las Normas Mexicanas.
La concentración de coliformes fecales en la mezcla, resultó por encima de lo
establecido por la Norma Mexicana (NOM-001-SEMARNAT-1996), que establece
el límite máximo permisible para las descargas de aguas residuales vertidas a
aguas y bienes nacionales, así como las descargas vertidas a suelo (uso en riego
agrícola) de 1,000 y 2000 NMP/100 ml. Mostrando así, que con la descarga del
agua residual tratada, aumentó la concentración de coliformes fecales del agua del
canal.
Conclusiones.- 66
La concentración de Clostridium perfringens, en la mezcla disminuyó, indicando
que ocurre un efecto de dilución, por lo que los valores se encuentran por debajo
de la dosis infectiva de 1 x 1010 organismos. Existiendo por lo tanto, un riesgo
menor para contraer una enfermedad por este microorganismo por una ingestión
directa.
En los estudios realizados de Listeria monocytogenes durante la mezcla, se
detectó su presencia en el agua del canal bajo, cuando precisamente se detectó
en el agua residual tratada. De tal manera que una vez realizada la mezcla de las
aguas, en los siguientes muestreos se determinó la presencia de L.
monocytogenes .
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