EVALUACION DEL CRECIMIENTO Y PRODUCCION DE Pleurotus

EVALUACIÓN DEL CRECIMIENTO Y PRODUCCIÓN DE Pleurotus
ostreatus SOBRE DIFERENTES RESIDUOS AGROINDUSTRIALES DEL
DEPARTAMENTO DE CUNDINAMARCA
RICARDO ALFREDO HERNÁNDEZ CORREDOR
CLAUDIA LILIANA LÓPEZ RODRÍGUEZ
TRABAJO DE GRADO
Presentado como requisito parcial para optar al titulo de
MICROBIÓLOGO INDUSTRIAL
PONTIFICIA UNIVERSIDAD JAVERIANA
FACULTAD DE CIENCIAS
CARRERA DE MICROBIOLOGÍA INDUSTRIAL
BOGOTÁ, D.C.
NOTA DE ADVERTENCIA
Articulo 23 de la Resolución No. 13 de julio de 1946
“La universidad no se hace responsable por los conceptos emitidos por sus
alumnos en sus trabajos de grado solo velará porque no se publique nada
contrario al dogma y a la moral católica y porque la tesis no contenga
ataques personales contra persona alguna, antes bien se vea en ellas el
anhelo de buscar la verdad y la justicia.”
EVALUACIÓN DEL CRECIMIENTO Y PRODUCCIÓN DE Pleurotus
ostreatus SOBRE DIFERENTES RESIDUOS AGROINDUSTRIALES DEL
DEPARTAMENTO DE CUNDINAMARCA
RICARDO ALFREDO HERNÁNDEZ CORREDOR
CLAUDIA LILIANA LÓPEZ RODRÍGUEZ
APROBADO
CHRISTIAN SUÁREZ FRANCO
Microbiólogo industrial
Director
Maria Ximena Rodríguez B
Mónica Gutiérrez Pacheco
Microbióloga
Microbióloga Agrícola y
Jurado
veterinaria
Jurado
EVALUACIÓN DEL CRECIMIENTO Y PRODUCCIÓN DE Pleurotus
ostreatus SOBRE DIFERENTES RESIDUOS AGROINDUSTRIALES DEL
DEPARTAMENTO DE CUNDINAMARCA
RICARDO ALFREDO HERNÁNDEZ CORREDOR
CLAUDIA LILIANA LÓPEZ RODRÍGUEZ
APROBADO
Dra. Angela Umaña
Dr. Luis David Gómez M.
Decana académica
Director de Carrera
AGRADECIMIENTOS
•
A la empresa Agrosolidaria por facilitarnos sus equipos y
apoyarnos económicamente para el desarrollo de este trabajo.
•
Christian Suárez Franco por su apoyo, dedicación y conocimientos
que favorecieron la culminación de este trabajo.
•
A
nuestras familias por su apoyo incondicional e interés que
permitió cumplir a cabalidad con este trabajo.
TABLA DE CONTENIDO
Pág.
RESUMEN
1. INTRODUCCIÓN .................................................................................................1
2. MARCO TEÓRICO ..............................................................................................3
2.1. Generalidades ..........................................................................................3
2.1.1. Los Hongos Macromycetes.......................................................................3
2.1.1.1. Ascomycetes..........................................................................................4
2.1.1.2. Basidiomycetes......................................................................................5
2.1.1.2.1. Orden Agaricales………………………………………………....... .........5
2.1.1.3. Ciclo de vida de los Hongos Macromycetes……..……………...... .........7
2.2.Los Hongos Comestibles cultivables .........................................................9
2.2.1. Historia del cultivo de los Hongos Comestible ........................................ 10
2.2.2. Etapas del Cultivo de los Hongos Comestibles....................................... 11
2.2.2.1. Semilla ................................................................................................. 11
2.2.2.2. Inoculación........................................................................................... 12
2.2.2.3. Incubación............................................................................................ 12
2.2.2.4. Fructificación........................................................................................ 12
2.2.2.5. Cosecha............................................................................................... 12
2.2.3. Requerimientos nutricionales para el crecimiento de Hongos ....................
Comestibles ............................................................................................ 13
2.3. Pleurotus ostreatus
2.3.1. Generalidades......................................................................................... 14
2.3.2. Clasificación y morfología ....................................................................... 15
2.3.3. Historia del cultivo de Pleurotus ostreatus .............................................. 16
2.3.4. Composición nutricional de Pleurotus ostreatus ..................................... 17
2.3.5. Etapas del cultivo de Pleurotus ostreatus ............................................... 18
2.3.5.1. Condiciones de incubación .................................................................. 19
2.3.5.2. Condiciones de fructificación ............................................................... 19
2.3.6. Sustratos utilizados para el cultivo de Pleurotus ostreatus ..................... 19
2.4. Residuos agroindustriales para el cultivo de hongos comestibles ............. 20
2.4.1. Composición química de los residuos agroindustriales .......................... 20
2.4.1.1 Celulosa ................................................................................................ 20
2.4.1.2. Hemicelulosa ....................................................................................... 21
2.4.1.3. Lignina ................................................................................................. 21
2.4.1.4 Extractivos ............................................................................................ 22
2.4.2. Residuos agroindustriales evaluados del Departamento de ......................
Cundinamarca......................................................................................... 22
2.4.2.1. Cultivo de Uchuva ................................................................................ 22
2.4.2.1.1. Producción del cultivo ....................................................................... 24
2.4.2.1.1.1. Capacho de uchuva ....................................................................... 25
2.4.2.2 Cultivo de Arveja ................................................................................... 25
2.4.2.2.1. Producción del cultivo ....................................................................... 26
2.4.2.2.1.1. Cáscara de arveja .......................................................................... 27
2.4.2.3. Cultivo de Maíz .................................................................................... 27
2.4.2.3.1. Producción del cultivo ....................................................................... 28
2.4.2.3.1.1. Tusa de mazorca ........................................................................... 29
2.4.2.4. Aserrín de Roble (Quercus humboldtii) ............................................... 30
3. JUSTIFICACIÓN ...............................................................................................32
4. OBJETIVOS ......................................................................................................33
4.1.OBJETIVO GENERAL ............................................................................ 33
4.2. OBJETIVOS ESPECÍFICOS .................................................................. 33
5. HIPOTESIS........................................................................................................34
6. MATERIALES Y MÉTODOS .............................................................................35
6.1 Diseño de la investigación....................................................................... 35
6.1.1. Población de estudio............................................................................... 35
6.1.1.1. Localización ........................................................................................ 35
6.1.1.2. Muestra ................................................................................................ 35
6.1.2. Variables del estudio............................................................................... 36
6.2. Metodología............................................................................................ 36
6.2.1. Preparación del sustrato………………………………. ............................. 36
6.2.1.1. Deshidratación y adecuación de los residuos……… ........................... 36
6.2.1.2. Mezcla de los materiales que conforman el sustrato ........................... 37
6.2.1.3. Elaboración de los bloques de sustrato ............................................... 38
6.2.2. Inoculación.............................................................................................. 38
6.2.3. Incubación............................................................................................... 39
6.2.4. Fructificación........................................................................................... 40
6.2.5. Cosecha y pesaje de los carpóforos ....................................................... 40
6.2.6. Prueba sensorial ..................................................................................... 40
6.2.7. Análisis de Carbono y Nitrógeno total de los residuos
agroindustriales....................................................................................... 41
6.3 Análisis de la información ........................................................................... 41
6.3.1. Diseño del análisis estadístico ................................................................ 41
6.3.1.1. Población a estudiar............................................................................. 41
6.3.1.2. Unidad experimental del estudio……………………………................... 42
6.3.1.3 Estimación del tamaño muestral ........................................................... 42
6.3.1.4. Variables a analizar ............................................................................. 42
6.3.1.5. Métodos estadísticos ........................................................................... 43
6.3.1.5.1. Análisis del desarrollo y crecimiento de Pleurotus ostreatus en
cada uno de los sustratos evaludos ................................................... 43
6.3.1.5.2. Análisis sensorial de los hongos cosechado de Pleurotus ostreatus
en cada uno de los sustratos evaluados ........................................... 46
7. RESULTADOS Y DISCUSIÓN DE RESULTADOS ..........................................48
7.1. Análisis del desarrollo y crecimiento de Pleurotus ostreatus en los
diferentes sustratos........................................................................................ 48
7.1.1. Análisis del desarrollo y crecimiento de Pleurotus ostreatus en el
sustrato control ....................................................................................... 48
7.1.2. Análisis del tiempo de corrida del micelio de Pleurotus ostreatus
en cada uno de los sustratos evaluados ................................................. 49
7.1.3. Análisis del número de hongos producidos por bolsa de Pleurotus
ostreatus en cada uno de los sustratos evaluados .................................. 53
7.1.4. Análisis del tamaño de carpóforos de Pleurotus ostreatus en cada
uno de los sustratos evaluados................................................................ 55
7.1.5. Análisis del peso fresco de Pleurotus ostreatus en cada uno de los
sustratos evaluados ................................................................................. 56
7.1.6. Análisis del Porcentaje de Eficiencia Biológica de Pleurotus
ostreatus en cada uno de los sustratos evaluados ................................... 60
7.1.7. Análisis del rendimiento de Pleurotus ostreatus en cada uno
de los sustratos evaluados....................................................................... 61
7.2. Análisis sensorial de los hongos cosechados de Pleurotus ostreatus
en cada uno de los sustratos evaluados .................................................... 63
7.2.1. Hongos en fresco.................................................................................... 63
7.2.2. Hongos salteados ................................................................................... 64
8. CONCLUSIONES .............................................................................................65
9. RECOMENDACIONES......................................................................................67
10. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS ...............................................................70
LISTA DE TABLAS
Pág.
Tabla 2.1. Propiedades alimenticias de las setas como Hongos
Comestibles.......................................................................................9
Tabla 2.2. Contenido nutricional del hongo comestible Pleurotus
Ostreatus........................................................................................ 18
Tabla 2.3. Producción nacional de uchuva....................................................... 24
Tabla 2.4. Producción nacional de arveja......................................................... 27
Tabla 2.5. Producción de maíz amarillo del departamento de
Cundinamarca de 1996-2003........................................................... 29
Tabla 2.6. Porcentaje de la composición del roble ........................................... 31
Tabla 6.1. Formulación del sustrato para el cultivo de Pleurotus
Ostreatus......................................................................................... 37
Tabla 7.1.Porcentaje de carbono y nitrógeno total de los residuos
Utilizados ......................................................................................... 58
LISTA DE FIGURAS
Pág.
Figura 2.1. Morfología de un Hongo Macromycete ............................................7
Figura 2.2. Ciclo de vida de un Basidiomycete ..................................................8
Figura 2.3. Pleurotus ostreatus ........................................................................ 14
Figura 2.4. Uchuva........................................................................................... 23
Figura 2.5. Cáliz o capacho de uchuva ............................................................ 23
Figura 2.6. Arveja............................................................................................. 25
Figura 2.7. Cáscara de arveja .......................................................................... 25
Figura 2.8. Maíz ............................................................................................... 28
Figura 2.9. Tusa de mazorca ........................................................................... 28
Figura 6.1. Termohigrómetro en la etapa de incubación.................................. 39
Figura 7.1. Sustrato antes de la corrida del micelio ......................................... 49
Figura 7.2. Corrida del micelio sobre el sustrato .............................................. 49
Figura 7.3. Tiempo de corrida del micelio de Pleurotus ostreatus
en los diferente s sustratos evaluados .......................................... 50
Figura 7.4. Formación de primordios en el sustrato control ............................. 53
Figura 7.5. Formación de cuerpos fructíferos en el sustrato control ................ 53
Figura 7.6. Cantidad de hongos cosechados de Pleurotus ostreatus
en cada sustrato evaluado ............................................................. 53
Figura 7.7. Medición del diámetro de los carpóforos........................................ 55
Figura 7.8. Tamaño de los carpóforos producidos en cada uno
de los sustratos evaluados............................................................. 55
Figura 7.9. Carpóforos cosechados pesados por bolsa .................................. 57
Figura 7.10. Peso fresco obtenido de Pleurotus ostreatus en cada
uno de los sustratos evaluados..................................................... 58
Figura 7.11. Porcentaje de eficiencia biológica de Pleurotus
ostreatus generada en cada sustrato............................................ 60
Figura 7.12. Rendimiento estimado de Pleurotus ostreatus en cada
sustrato evaluado.......................................................................... 62
Figura 7.13. Cubículo predispuesto para la realización de la prueba
Sensorial ...................................................................................... 63
LISTA DE ANEXOS
Pág.
Anexo 1. Resumen de la producción de Pleurotus ostreatus en cada
uno de los sustratos evaluados......................................................... 78
Anexo 2. Análisis estadístico de los datos del crecimiento y producción
de Pleurotus ostreatus ....................................................................... 79
Anexo 3. Números aleatorios de la prueba sensorial....................................... 89
Anexo 4. Formato de evaluación de la prueba sensorial ................................. 90
Anexo 5. Análisis estadístico de la prueba sensorial ....................................... 92
RESUMEN
Se llevo a cabo la evaluación del cultivo de Pleurotus ostreatus, para
determinar el mejor residuos o residuos sobre el cual este hongo genera un
crecimiento y una producción de alta calidad. Los sustratos evaluados fueron
residuos agroindustriales del departamento de Cundinamarca (capacho de
uchuva, cáscara de arveja y tusa de mazorca); teniendo como sustrato
control el aserrín de roble. Los mezclas a evaluar fueron empacados en
bolsas de 1 Kg. de sustrato, del cual el 78% era el residuo agroindustrial,
esterilizadas e inoculadas con 30 g de semillas de Pleurotus ostreatus,
adquiridas comercialmente. Luego, se llevaron al área de incubación y luego
al área de fructificación bajo condiciones estipuladas en cada una de ellas.
Se evaluó el tiempo de corrida del micelio, el diámetro de los carpóforos, el
número de hongos producidos por bolsa, el peso fresco, la eficiencia
biológica y el rendimiento de cada uno de los sustratos trabajados. El mejor
sustrato para el crecimiento y producción de Pleurotus ostreatus fue el
capacho de uchuva ya que alcanzó una eficiencia biológica de 76.1% en un
periodo total de producción de 41 días y una rentabilidad de 39.03 Kg/m2 con
excelentes características organolépticas, considerándose así un sustrato
adecuado y eficiente para el cultivo de este hongo.
1. INTRODUCCIÓN
Se estima que existen alrededor de 70.000 especies de hongos
Macromycetes conocidas e identificadas, de las cuales aproximadamente
5.000 son setas comestibles en algún grado y 2.000 son setas comestibles
de buena calidad. Se ha reportado que solamente 100 de estas especies
comestibles se han investigado experimentalmente, de las cuales solamente
50 se han desarrollado con fines económicos, y de estas solo 30 especies
comestibles se cultivan a escala comercial y 6 a escala industrial (Pire,
2001). Lo anterior indica que el mercado de producción de hongos
comestibles es muy amplio y que al nivel de experimentación y cultivo
todavía queda mucho por explorar.
A nivel alimenticio, los hongos comestibles, poseen el doble del contenido de
proteínas que los vegetales y disponen de los nueve aminoácidos esenciales,
contando con leucina y lisina (ausente en la mayoría de los cereales). Así
mismo, poseen alta cantidad de minerales (superando a la carne de muchos
pescados), bajo contenido de calorías y carbohidratos. También se
caracterizan por tener conocidas y reportadas propiedades medicinales como
producir retardo en el crecimiento de tumores, disminuir los niveles de
colesterol
en
la
sangre,
poseer
sustancias
antioxidantes
e
inmunomoduladoras (Romero y colaboradores, 2000). Son apetecidos
ampliamente por su excelente sabor en platos de comida gourmet, por ende
la producción de hongos actualmente moviliza cientos de millones de dólares
y miles de puestos de trabajo en toda América, particularmente en América
Latina ya que esta región tiene un gran potencial para el cultivo de las
especies comestibles por la variedad de climas que posee y la gran
diversidad de residuos orgánicos que se genera en los diferentes cultivos
agrícolas (Torres, 2003).
Uno de los hongos comestibles que más se ha estudiado y cultivado durante
los últimos años es Pleurotus ostreatus debido a la facilidad de cultivo y a su
gran potencial económico y calidad nutricional. Este hongo se desarrolla en
la naturaleza preferiblemente sobre residuos de material leñoso o rico en
fibra como troncos, ramas y bagazos. Para su cultivo se pueden utilizar otro
tipo de materiales que contengan una composición similar a los residuos que
utiliza para crecer en su ambiente natural. Dentro de estos materiales se
encuentran los residuos agroindustriales, los cuales en la mayoría de los
casos no son reutilizados sino simplemente son quemados o arrojados a los
basureros, quebradas y ríos sin ningún tratamiento previo lo que contribuye
al daño de los ecosistemas (Oei, 2003).
2. MARCO TEÓRICO
2.1. Generalidades
Los hongos son organismos unicelulares, pluricelulares o dimórficos que
carecen de clorofila, por lo tanto son heterótrofos, es decir, obtienen sus
alimentos por absorción y el componente principal de sus paredes celulares
es la quitina. El talo o cuerpo vegetativo en los hongos filamentosos está
constituido por filamentos delgados llamados hifas, las que presentan
crecimiento apical y en conjunto integran el micelio.
Los hongos se dividen en microscópicos y macroscópicos. En el caso de los
hongos macroscópicos, el micelio está representado por la masa de
apariencia algodonosa y por lo regular blanquecina que forman un cuerpo de
reproducción. Dentro de los hongos macroscópicos se encuentran los
Ascomycetes y Basidiomycetes, los cuales presentan una reproducción
asexual y/o sexual. Los hongos macroscópicos son también llamados hongos
Macromycetes y presentan distribución cosmopolita debido a que pueden
desarrollarse en cualquier tipo de clima, existiendo variedad de géneros que
pueden crecer entre 4 y 60°C, desde el nivel del mar hasta por encima de los
4000 m.s.n.m. y en diferentes tipos de maderas (Koneman, 1997; Stamets,
2003).
2.1.1. Hongos Macromycetes
Los hongos Macromycetes están formados por largas hifas ramificadas que
se reúnen en cordones y cuerpos de reproducción visibles y medibles en
centímetros. Son saprófitos ya que crecen en materia descompuesta
absorbiendo la materia orgánica, en simbiosis con plantas formando
ectomicorrizas o como parásitos sobre los árboles. Algunos son comestibles,
otros venenosos e incluso pueden producir efectos psicoactivos. Suelen
crecer en la humedad que proporciona la sombra de los árboles, pero
también en cualquier ambiente húmedo y con poca luz (Saldarriaga, 2001).
2.1.1.1. Ascomycetes
Los Ascomycetes pueden ser encontrados en gran variedad de hábitat como
suelos, aguas, coprófilos (en excrementos de herbívoros), saprobios de
animales y plantas, parásitos incluyendo al hombre. Se encuentran miembros
microscópicos y macroscópicos, por lo general son epígeos sin embargo,
existen miembros enteramente hipógeos (Koneman, 1997).
Estos hongos pueden ser unicelulares ó estar formados por un micelio con
hifas de paredes quitinosas, con septos transversales incompletos (presentan
un poro central). Las hifas, pueden ser uni ó multinucleadas, homocarióticas
ó dicarióticas ramificadas. La principal característica de estos hongos es que
como producto de su reproducción sexual, se forman unos sacos o bolsas
llamados ascos los cuales, contienen en su interior a las esporas de origen
sexual (ascosporas). Los cuerpos productores de ascos se denominan
ascocarpos. No existen células flageladas a ningún nivel. Algunas especies
se asocian con ciertas algas formando líquenes, conocidos como
ascolíquenes (Moore, 1996).
En la gran mayoría de las especies se forman cuerpos fructíferos
macroscópicos ó microscópicos que contienen uno o muchos ascocarpos, sin
embargo algunas especies no forman cuerpos fructíferos ni ascocarpos y los
ascos quedan al descubierto y diseminados en el micelio (Saldarriaga, 2001).
2.1.1.2. Basidiomycetes
Las esporas que dan nombre al grupo son las basidiosporas, producidas
exógenamente
en
órganos
especiales,
llamados
basidios.
En
los
Basidiomycetes superiores se producen cuatro basidiosporas típicamente y
los basidios se encuentran en líneas aserradas o en las laminillas de los
grandes basiocarpos carnosos. Los Basidiomycetes inferiores tienen un ciclo
vital más complicado y su lugar en la clasificación no es muy seguro. Un
buen número de especies de Agaricales pueden desarrollarse en cultivos
artificiales (Stamets, 2003).
Una actividad muy importante de los Basidiomycetes es la descomposición
de la madera, papel y otros derivados de productos naturales. Estos
Basidiomycetes, por lo tanto, son capaces de producir celulasas o enzimas
capaces de catabolizar la lignina y utilizarla como fuentes de carbono y
energía. La descomposición de la lignina en la naturaleza es difícil y es
realizada por un reducido grupo de hongos basidiomycetes que producen la
llamada podredumbre de la madera. Existen dos tipos de podredumbre: la
marrón, en la que solamente se degrada la celulosa pero no la lignina y la
blanca, en la que ambos polímeros son degradados eficientemente (Stamets,
2003).
2.1.1.2.1. Orden Agaricales
Los hongos del orden Agaricales son hongos que se caracterizan por tener
esporas color café chocolate, presentar anillos diferentes a partir de un velo
parcial y laminillas o agallas libres. Este orden de hongos lo integran tanto
especies comestibles como venenosas. Son de gran importancia económica
para el hombre por sus diferentes usos, tanto en alimentación, medicina,
agricultura, industria, etc. Pueden ser saprófitos, parásitos o ectomicorrizicos.
Las principales partes que componen un hongo Macromycete del orden
Agaricales (Solomon y colaboradores, 1996) son (Figura 2.1):
•
Cutícula: Membrana exterior que recubre el sombrero y el pie.
Fundamental para determinar la especie, tanto por su estructura como
por su color. La cutícula puede ser lisa, rugosa, seca, viscosa,
presentar restos en forma de escama, verrugas, estrías y también
puede estar fuertemente adherida al sombrero, o ser fácilmente
separable.
•
Píleo: La parte más ancha de la seta. Situado encima del pie, puede
presentar una amplia gama de colores y tiene la forma de un
paraguas, aunque con muy diferentes diseños: esféricos, acopados,
cónicos, acampanados, ramificados.
•
Himenóforo: Parte inferior del sombrero, sostiene al himenio, donde
se encuentran las esporas de origen sexual.
•
Pie: Sostiene el píleo, puede ser recto o curvado y comúnmente
cilíndrico.
•
Anillo: Parte residual procedente del velo y situado bajo el sombrero
cuando éste se expande, tiene como misión proteger el himenio y
facilitar la maduración de las esporas.
•
Volva: Parte subterránea y membranosa que rodea la base del pie de
algunas especies en forma de círculos, cónica o libres, de pie esférico.
Figura 2.1. Morfología de un hongo Macromycete del orden Agaricales
Fuente: Solomon y colaboradores, 1996
2.1.1.3. Ciclo de vida de los Hongos Macromycetes
Los hongos se reproducen por esporas, estas son lanzadas al exterior al
abrirse el píleo para la propagación de la especie. La espora es transportada
por el viento y depositada en un lugar favorable con condiciones adecuadas,
permitiendo que la espora germine formando un largo filamento de células
vivas denominado hifa. La hifa crece a partir de su extremo permitiéndole
deslizarse hacia adelante. El material vegetal encontrado en su camino es
descompuesto por medio de enzimas liberadas hacia el exterior de la hifa.
Los nutrientes liberados son absorbidos y utilizados para sustentar el
crecimiento y la fructificación (Pire, 2001).
De esta manera, cualquier alimento encontrado es eficientemente recogido y
la colonia se expande para localizar nuevas fuentes de alimento (Solomon y
colaboradores, 1996). La reiterada ramificación y el crecimiento de las hifas
forman la extensa red de células llamada micelio que es la parte vegetativa
del organismo fúngico, el cuerpo viviente del hongo. A la intemperie, los
micelios de la seta pueden observarse a menudo creciendo bajo la corteza
suelta que queda sobre los árboles caídos o dentro de pilas de hojas o de
broza del bosque, donde aparece como un crecimiento piloso de color blanco
(Pire, 2001).
En el caso de los hongos Basidiomycetes (Figura 2.2) los cuerpos fructíferos
contienen en la zona himenial láminas, poros o tubos en donde se
encuentran los basidios. Los basidios son células especializadas en forma de
bolsa, en cuyo extremo se desarrollan exteriormente 4 esporas o
basidiosporas. En la mayoría de las setas se forman cientos de miles de
basidios que producirán millones de esporas que son liberadas una vez han
madurado y posteriormente serán esparcidas por el viento (Navarro, 2005).
Figura 2.2. Ciclo de vida de los Hongos Basidiomycetes
Fuente: Navarro, 2005
2.2. Los Hongos Comestibles Cultivables
Los hongos comestibles son importantes debido no solo a su papel culinario,
sino también a su potencial como fuente de proteína que puede enriquecer la
dieta humana. Se caracterizan por poseer cuerpos fructíferos que pueden ser
cosechados fácilmente bajo condiciones especificas de cultivo dependiendo
del tipo de especie que sé este cultivando.
El cultivo de hongos comestibles es una actividad productiva que no posee
etapas o procesos que afecten el medio ambiente, por el contrario, en él se
utilizan materiales de origen vegetal y animal, y se simula lo que ocurre en la
naturaleza. Los materiales que se utilizan en la preparación del sustrato para
el cultivo de hongos, comúnmente son residuos que se obtienen de la
agroindustria como pajas de cereales, aserrín, papeles, cartones, etc, y de la
crianza de animales como estiércoles de caballo, pollos, conejos, entre otros.
Para la descomposición de estos materiales las mezclas de crecimiento de
los hongos cultivables necesitan igualmente suplementos nitrógenados como
sulfato de amonio, superfosfato, urea, etc (Regés, 1990).
Los hongos comestibles se caracterizan por contener nutrientes que
favorezcan la mejor calidad de vida del hombre por el consumo de estos
organismos, por lo cual muchos expertos aconsejan, incluir este tipo de
productos en la dieta diaria alimenticia (Tabla 2.1)
Tabla 2.1. Propiedades alimenticias de las setas como hongos comestibles
MINERALES
HONGOS
HONGOS
FRESCOS
DESHIDRATADOS
SODIO
30
26.31
COBRE
1.19
0.53
PROPIEDADES
* Participa en el equilibrio de
fluidos en el organismo
* Participa en la formación de
glóbulos rojos y en el crecimiento
MAGNESIO
86.42
151.25
HIERRO
1.86
1.16
CALCIO
1.79
14.87
POTASIO
2180.4
2397.25
ZINC
5.47
4.41
* Forma parte de los dientes y
huesos* Interviene en la
transmisión de impulsos nerviosos
y en la contracción muscular
* Forma parte de los glóbulos
rojos - hemoglobina. *Aumenta las
defensas del organismo
* Forma parte de los huesos y
dientes.* Interviene en la
contracción muscular y en la
coagulación sanguínea.* Previene
la presión arterial alta.
* Interviene en la contracción
muscular, en la transmisión de
impulsos nerviosos y en el
equilibrio hídrico del cuerpo.*
Previene la presión arterial alta
* Forma parte de algunas enzimas
y del metabolismo de las
proteínas.* Aumenta las defensas
Fuente: Centro de información de Asohofrucol. 2005
2.2.1. Historia del cultivo de los hongos comestibles
El consumo de hongos comestibles es muy antiguo y hasta hace más de
cuatro siglos los hongos no se cultivaban sino que se recolectaban en los
bosques.
En la antigua Grecia se conocían por sus propiedades gastronómicas y se
recolectaban numerosas especies de hongos. Los romanos eran buenos
conocedores de sus propiedades gastronómicas, medicinales y tóxicas, y
otros pueblos como los celtas los empleaban no sólo como alimento, sino
también en celebraciones por las propiedades alucinógenas de algunas
especies. En la Edad Media había ciertos hongos cuyo consumo estaba sólo
otorgado como privilegio a los caballeros y solo hasta el siglo XVII se inicia
en Francia el cultivo controlado de algunas de ellos. Durante las últimas
décadas, su producción ha experimentado una evolución extraordinaria y en
la actualidad se utilizan tanto métodos rústicos como modernos sistemas de
cultivo (Cabrera y colaboradores, 1998).
En Colombia se conoció muy poco de setas comestibles hasta 1950 y
seguramente los hongos cultivados que se consumieron en el país antes de
ese año fueron importados de Francia o Alemania. El champiñón, Agaricus
bisporus, fue el primer hongo que se cultivó en Colombia, posiblemente en
Cundinamarca, en el municipios de Cajicá, cerca a Bogotá, y se debe al
alemán Alfredo Beck quien trajo el inóculo al país, según informó él mismo en
1985. Años más tarde, diversificó su producción con el cultivo de Shiitake
(Lentinula edodes) con el fin de producir micofarina que se vende
actualmente en el mercado colombiano (Cardona, 2001).
2.2.2.
Etapas
del
cultivo
de
hongos
comestibles
en
bloques
esterilizados
2.2.2.1. Semilla
La semilla es la expansión de masa de micelio que busca potenciar
metabólicamente al hongo para que se encuentre en condiciones ideales y
así poder crecer eficientemente en los sustratos de producción (Stamets,
2000). El hongo se obtiene a partir de cultivos puros que se mantienen
criopreservados en agar o de un aislamiento a partir de la zona himenial de
un cuerpo fructífero. De estos cultivos se transfiere el micelio a tubos de
ensayo que contienen agares nutritivos, y de allí a cajas de Petri o botellas
planas que contienen agares nutritivos para hongos para incrementar el
micelio. Luego se prepara la semilla utilizando granos de cereales como trigo,
millo, cebada, sorgo o arroz. El procedimiento consiste en hidratar mediante
calor el grano del cereal hasta una humedad del 45%, lo que en la práctica
se consigue lavando el grano para retirarle impurezas adicionar agua hasta
cubrirlo y hacer una cocción de 15 minutos aproximadamente. Luego de
obtener la humedad, el hongo crecido en agar se transfiere al cereal utilizado
y se le proporcionan las condiciones de incubación optimas de crecimiento
dependiendo de la especie que se quiera (Rodríguez y Gómez, 2001).
2.2.2.2 Inoculación
Consiste en adicionar la semilla del hongo al sustrato ya preparado y estéril,
y se debe realizar en un sitio cerrado sobre un mesón previamente
desinfectado para evitar que se presente contaminación en la fase del
establecimiento micelial (Rodríguez y Gómez, 2001).
2.2.2.3 Incubación
En la fase de incubación se busca que el micelio invada totalmente el
sustrato por medio de la optimización de las condiciones ambientales. Se
debe realizar en un cuarto cerrado y oscuro. Las bolsas pueden acomodarse
en estanterías metálicas o colocarse directamente en el suelo. Es necesario
que la temperatura en el sitio de incubación permanezca alrededor de 20 a
28 ºC, con una humedad relativa alrededor del 70 a 80% y escasa
iluminación, teniendo en cuenta que estas características pueden variar
dependiendo de la especie (Fernández, 2004).
2.2.2.4 Fructificación
La fase de fructificación comienza una vez el sustrato es invadido por el
micelio del hongo y se logran observar primordios o pines, los cuales
formarán el cuerpo fructífero. Para esta fase es necesario cambiar las
condiciones del cultivo aumentando la humedad relativa y las condiciones de
luminosidad para inducir la formación de los hongos. Para optimizar la fase
de fructificación se debe manejar una temperatura diferente a la de
incubación que se asemeje a la temperatura del hábitat natural donde crece
el hongo (Fernández, 2004).
2.2.2.5
Cosecha
La cosecha es la fase en la cual se realiza la recolección de los cuerpos
fructíferos. Comúnmente, se realiza de forma manual haciendo un
movimiento de torsión sobre la base del estípe o utilizando una cuchilla
estéril para evitar contaminaciones posteriores en los puntos del sustrato
donde creció el hongo. Así mismo, la cosecha se divide en tres periodos, el
primero en el cual se recoge el 50% de la producción, el segundo en donde
se recoge el 30% y el tercer periodo solamente el 20% de la producción.
Habitualmente, en el cultivo de hongos no se recoge más de tres cosechas
ya que la productividad es muy baja y el riesgo de contaminación es más
frecuente (Oei, 2003).
2.2.3.
Requerimientos
nutricionales
para
el
cultivo
de
Hongos
Comestibles
Debido a que no presentan requerimientos nutricionales complicados y a su
fácil adaptación a los ambientes de cultivo, los hongos requieren de técnicas
simples y económicas para su crecimiento. Los residuos agroindustriales
proveen las fuentes de carbono, nitrógeno, azufre y fósforo necesarias para
el desarrollo adecuado de la biomasa fúngica (Madigan y colaboradores,
1997).
La fuente de carbono es proporcionada en su totalidad por los residuos
agroindustriales por lo cual para la optimización del cultivo de los hongos se
han realizado amplias investigaciones acerca de diferentes mezclas de estos
residuos con el fin de incrementar la producción (Stamets, 2003)
La fuente de nitrógeno utilizada por los hongos comestibles cultivables es
aportada en baja proporción por los residuos agroindustriales, los cuales
contienen mayor proporción de carbono que de nitrógeno. Para proporcionar
la cantidad de nitrógeno necesaria para el cultivo se adicionan suplementos
tanto orgánicos (salvado de trigo, cereal, arroz) como inorgánicos (sales de
ion amonio y sales de nitrato (Solomon y colaboradores, 1996).
2.3. Pleurotus ostreatus
Figura 2.3. Pleurotus ostreatus
Fuente: Keizer, 1997
2.3.1. Generalidades
Pleurotus ostreatus es un hongo saprofítico o parásito débil, descomponedor
del grupo de la podredumbre blanca que crece de forma natural en árboles
como aliso, balso y arce, principalmente en los valles de los ríos. La palabra
Pleurotus viene del griego “pleuro”, que significa formado lateralmente o en
posición lateral, refiriéndose a la posición del estípite respecto al píleo. La
palabra ostreatus en latín quiere decir en forma de ostra y en este caso se
refiere a la apariencia y al color del cuerpo fructífero (Stamets, 2000).
2.3.2. Clasificación y morfología
P. ostreatus se encuentra clasificado taxonómicamente de la siguiente
manera:
REINO: Fungi
SUBREINO: Fungi Superior
DIVISIÓN: Basidiomycota
SUBDIVISIÓN: Basidiomycotina
CLASE: Himenomycetes
ORDEN: Agaricales
FAMILIA: Tricholomataceae
GÉNERO: Pleurotus
ESPECIE: ostreatus
Pleurotus ostreatus es un típico hongo agarical, que a menudo se encuentra
recubierto de una capa micelial en la base (Mendoza y Díaz, 1981) y
presenta carne delgada y blanca. El píleo cuando madura adquiere forma de
concha, las láminas son blancas o de color crema en las cuales se disponen
los basidios no tabicados con cuatro basidiosporas blanquecinas elípticas de
8-11 x 3-4 mm.
El píleo es de superficie lisa, brillante y un poco viscosa en tiempo húmedo.
El estípite es corto de 1-4 x 1- 2 cm, las lámelas son blancas, decurrentes y
ampliamente espaciadas y las esporas en masa son blanquecinas o de color
gris-blanquecino (Cadavid y Cardona 1996).
Pleurotus ostreatus posee un píleo regularmente de 4 a 13 cm de diámetro,
aunque ocasionalmente puede presentar tamaños mayores de acuerdo a las
condiciones de fructificación. La superficie superior puede presentar color
variable según la intensidad de la luz, con tonos entre blanquecinos, grises o
azulados. Su margen es suave, delgado, ondulado y ocasionalmente
enrollado (Stamets, 2000; Cardona y Bedoya, 1996).
2.3.3. Historia del cultivo de Pleurotus ostreatus
No se conoce la fecha exacta de la implementación del cultivo de Pleurotus
ostreatus, sin embargo, se han reportado varias hipótesis al respecto.
Según Zadrazil en 1978, Pleurotus ostreatus se cultivó en varias partes de
Europa
desde 1900
haciendo
pertenecientes a los géneros
parte
de las
seis setas cultivadas
Agaricus, Lentinula, Auricularia, Volvariella,
Flammulina y Pleurotus. Pero según García en 1987, Pleurotus ostreatus no
se cultivó en Europa hasta después de 1960, aunque desde antes se
cosechaba para consumo pues se recogían de los troncos de los árboles en
descomposición que muchas veces se acercaban a las viviendas donde se
les
proporcionaba
Posteriormente,
su
condiciones
para
la
producción
cultivo
inició
en
Francia,
se
de
carpóforos.
Hungría,
Italia y
Checoslovaquia sobre troncos que se incubaban en zanjas y luego se
sometían a riegos para obtener los cuerpos fructíferos.
A principios de los años 90, Pleurotus ostreatus ocupaba el segundo puesto
entre los hongos más cultivados en el mundo; cinco años después, el 24% de
la producción de hongos comestibles en el mundo correspondía a P.
ostreatus y otras especies relacionadas (Matsumoto, 1996). Según Miles y
Shang en 1997, la producción total de Pleurotus sp. en la última década del
siglo XX fue mayor a 250.000 toneladas
En Colombia, el cultivo de Pleurotus ostreatus fue iniciado hacia 1990 en el
Laboratorio de Microbiología de la Universidad de Antioquia, gracias al
experto Fabio Pineda. Sin embargo, no fue sino en la última década del siglo
XX que se conocieron los primeros cultivos rústicos en Antioquia, Caldas y
Cundinamarca (Cabrera y colaboradores, 1998).
2.3.4. Composición nutricional de Pleurotus ostreatus
El contenido nutricional de Pleurotus ostreatus presenta un alto valor nutritivo
pues contiene minerales, vitaminas y proteínas (Tabla 2.2). Igualmente
presenta un sabor agradable que hace que sea apetecible en muchas
regiones del mundo. Por su alto contenido proteínico, a este hongo se le
llama "bistec vegetal", su proteína es asimilable y además presenta buenas
características organolépticas (Fennema, 2000).
Este hongo posee bajo contenido de grasa y sodio, unido al relativamente
alto contenido de potasio, lo cual hace que tenga también importancia para
padecimientos cardiovasculares y estados de hipertensión, así como para
combatir la obesidad (Navarro, 2001). En él están presente todos los
aminoácidos esenciales, es una rica fuente de vitaminas y se han reportado
contenidos de ácido absórbico (vitamina C) en diferentes etapas de su
desarrollo. Es rico en ergosterol y vitamina D, así como en minerales como
fósforo, sodio, magnesio, calcio, hierro, manganeso, zinc y cobre (Potter,
1995).
También se ha podido observar que muchos animales se alimentan de este
hongo en épocas de apareamiento o enfermedad, por lo que se piensa que
puede servir como estimulante sexual, como sedante o que cuando estén
enfermos ejerza su efecto positivo sobre ellos (Potter, 1995)
Tabla 2.2. Contenido Nutricional del hongo comestible Pleurotus ostreatus
SUSTANCIA
Agua
Materia seca
Ceniza
Grasa
Proteína bruta
Fibra
Fibra cruda
Nitrógeno total
Calcio
Fósforo
Potasio
Hierro
Ácido ascórbico. Vit. C
Tiamina. Vit. B1
Niacina. Vit. B5
Ácido fólico
%
92.20
7.80
9.50
1.00
39.00
7.50
1.40
2.40
33mg/100g
1.34mg/100g
3793mg/100g
15.20mg/100g
90-144mg/100g
1.16-4.80mg/100g
46-108.7mg/100g
65mg/100g
Fuente: Romero y colaboradores, 2000
2.3.5. Etapas del cultivo de Pleurotus ostreatus
El cultivo del hongo Pleurotus ostreatus posee las mismas etapas que las del
cultivo de hongos comestibles en bloques estériles pero se diferencia
básicamente en las etapas de incubación y fructificación, puesto que se hace
necesario adecuar las condiciones ambientales del cuarto de producción,
permitiendo simular sus condiciones de crecimiento en la naturaleza.
2.3.5.1. Condiciones de Incubación
La incubación tarda de 22 a 30 días y es necesario que la temperatura en el
sitio de incubación permanezca de 23 a 24 ºC (Granados, 2004). El área de
incubación debe ser un lugar oscuro, fresco y cerrado para mantener una
humedad relativa de 70 a 80% (Archila, 2004).
2.3.5.2. Condiciones de fructificación:
Se aumenta la humedad relativa de un 80 a 93% para inducir la formación de
los cuerpos fructíferos. Esta etapa se puede realizar en el mismo cuarto de
incubación, si todas las bolsas están cubiertas por el micelio, de lo contrario
debe destinarse un cuarto para esta etapa. Así mismo, se debe manejar una
temperatura de16-18ºC (Archila, 2004).
2.3.6. Sustratos utilizados para el cultivo de Pleurotus ostreatus
Se han utilizado una gran cantidad de sustratos para el cultivo de Pleurotus
ostreatus. Los materiales más comúnmente utilizados como fuente de
carbono incluyen paja de trigo, de avena, de centeno, de sorgo y de algodón,
virutas de madera y cortezas, subproductos del algodón, heno, tallos de
plantas de maíz, plantas y desperdicios de café, tusa de mazorca, hojas de
té, cáscaras de maní, harina de soya, cáscaras de semillas de girasol,
desperdicios de alcaucil, desperdicios de yuca, ágave, residuos de la
industria papelera (diarios, cartones), hojas de plátano, cactus, yuca, pulpa
de cardamomo, fibra de coco, hojas de limón, tallos de menta, paja de arroz,
bagazo de caña, entre otros. (Stamets, 2003; Oie, 2000; Miles y Chang,
1997).
También se pueden realizar cultivos sobre bloques o troncos sintéticos. Las
ventajas principales de utilizar estos sustratos en lugar de la producción en
troncos naturales, es que los tiempos se acortan y la eficiencia aumenta. Las
eficiencias biológicas varían de 75 a 125 % en troncos sintéticos (Miles y
Chang, 1997).
2.4. Residuos agroindustriales para el cultivo de hongos comestibles
Se llama residuo agroindustrial al material o elemento que después de haber
sido producido, manipulado o usado a nivel agroindustrial no tiene valor para
quien lo posee y por lo general se desecha no adecuadamente generando
contaminación en el ecosistema (Atlas y Bartha, 2002).
2.4.1. Composición química de los residuos agroindustriales
Los materiales utilizados para el cultivo de Pleurotus ostreatus, están
constituidos de compuestos ligninocelulolíticos, los cuales están formados
por celulosa y hemicelulosa enlazadas mediante lignina, un polimero
aromático altamente oxigenado, con un esqueleto de fenilpropano que se
repite. Sobre esta matriz se deposita una mezcla de compuestos de bajo
peso molecular llamados extractivos.
2.4.1.1. Celulosa
Es el compuesto más simple encontrado en el material lignocelulolítico de la
plantas, es el polímero más abundante en la biosfera. Esta compuesto por un
polímero de residuos de D-glucosa unidos por enlaces β-1,4. Debido a su
estructura las cadenas de celulosa esta unidas por puentes de hidrógeno
intermoleculares formando agregados (microfibrillas). La celulosa es una
molécula que da estructura y soporte a la planta y forma un cristal
empaquetado que es impermeable al agua, por lo cual es insoluble en agua y
resistente a la hidrólisis (Atlas y Bartha, 2002). Los hongos Macromycetes
pueden degradar la celulosa por medio de la producción de enzimas como
son endo- -1,4-gluacanasa, el complejo Cx y endo- -1,4-glucosidasa
(Martin, 1981)
2.4.1.2. Hemicelulosa
La hemicelulosa esta formada por cadenas cortas y son polímeros
heterogéneos que contienen tanto hexosas (azúcares de 6 carbonos como
glucosa, manosa y galactosa) como pentosas (azúcares de 5 carbonos como
xilosa y arabinosa). Dependiendo de la especie de la planta estos azúcares
se asocian con ácidos urónicos formando estructuras poliméricas diversas
que pueden estar relacionadas con la celulosa y la lignina. Los tres polímeros
principales son los xilanos, mananos y arabinogalactanos (Atlas y Bartha,
2002; Mailer, 2000). Los hongos Macromycetes tienen la capacidad de
degradar la hemicelulosa por medio de la producción de enzimas como son
xilanasas, galactanasas, manasas, arabinasas y glucanasas (Martin, 1981).
2.4.1.3. Lignina
Es un polímero complejo tridimensional, globular, insoluble y de alto peso
molecular, formado por unidades de fenilpropano cuyos enlaces son
relativamente fáciles de hidrolizar por vía química o enzimática. Esta
molécula tiene diferentes tipos de uniones entre los anillos de fenilpropano
(Atlas y Bartha, 2002; Mailer, 2000).
La lignina es la responsable de la rigidez de las plantas y de sus mecanismos
de resistencia al estrés y a ataques microbianos. En las plantas la lignina se
encuentra químicamente unida a la hemicelulosa y rodeando las fibras
compuestas por celulosa (Atlas y Bartha, 2002; Mailer, 2000). Los hongos
Macromycetes pueden degradar la lignina por medio de la producción de
enzimas como son lacasa, lignina peroxidasa y manganeso peroxidasa
(Martin, 1981).
2.4.1.4 Extractivos
Son aquellas sustancias que se encuentran presentes en las diferentes fibras
vegetales, pero no son carbohidratos, tales como ácidos grasos, terpenos,
fenoles y resinas. Muchos de estos compuestos son solubles en agua o
disolventes orgánicos polares como metanol, etanol o acetona y algunos
pueden llegar a ser utilizados por los hongos Macromycetes (Atlas y Bartha,
2002; Mailer, 2000).
2.4.2. Residuos agroindustriales evaluados del departamento de
Cundinamarca
El departamento de Cundinamarca, específicamente en la sabana de Bogotá
existe un gran número de cultivos que generan residuos agroindustriales en
gran abundancia, los cuales en la mayoría de los casos no son reutilizados
sino simplemente son quemados o arrojados a los basureros, quebradas y
ríos, sin ningún tratamiento previo, y contribuyen de esta manera a la
degradación del ecosistema (Atlas y Bartha, 2002; Mailer, 2000).
2.4.2.1. Cultivo de Uchuva
El nombre científico de este fruto es Physalis peruviana L (Figura 2.4) es
originaria de los Andes suramericanos y cuenta con más de 80 variedades
que se encuentran en estado silvestre. Se caracteriza porque sus frutos se
encuentran encerrados dentro de un cáliz o capacho (Figura 2.5) (Centro de
Información de Asohofrucol
Figura 2.4. Uchuva
Fuente: Cabrera y colaboradores, 1998
.
Figura 2.5. Cáliz o
Capacho de Uchuva
Fuente: Centro de
Información de Asohofrucol,
2005
El cáliz gamosépalo o capacho está formado por cinco sépalos persistentes,
es velloso con venas salientes y con una longitud de unos 4 a 5 cm, cubre
completamente el fruto durante todo su desarrollo. Inicia su alargamiento
cuando ha pasado la fecundación del fruto. Durante los primeros 40 a 45 días
de su desarrollo es de color verde, con la maduración del fruto va perdiendo
clorofila volviéndose pergamino al final. Es importante porque protege el fruto
contra insectos, pájaros, enfermedades y situaciones climáticas extremas,
además de servir como una fuente indispensable de carbohidratos durante
los primeros 20 días del crecimiento del fruto. Separando el cáliz
completamente durante el comienzo del desarrollo del fruto, este retrasa su
crecimiento madurez, situación que no se presenta, cuando se elimina a
partir de los 25 días después del cuajamiento. Se ha observado que en la
cara interior (adaxial) del cáliz o capacho, ésta presenta una zona glandular
la cual produce una resina traslúcida que cubre parcialmente el fruto. Esta
sustancia es observable en el cáliz de frutos de 3.5 mm. En adelante,
probablemente ayude a impedir que el fruto sufra ataques de insectos
(Cabrera y colaboradores, 1998).
El cáliz también protege el fruto contra un sobrecalentamiento, causado por
una alta radiación solar. Cuando se midió la temperatura del aire circundante
al cáliz fue de 30° C y dentro de este órgano se registraron 5°C menos.
2.4.2.1.1. Producción del cultivo
Con más del noventa por ciento de la producción, Cundinamarca es el
departamento que tiene mayor volumen de producción de esta fruta de
exportación, con una producción nacional de 8.934 toneladas al año, en un
área de 464 hectáreas, siendo los municipios de Granada y Silvana los que
obtiene mayor volumen (Tabla 2.3). Los principales residuos agroindustriales
de este tipo de cultivo son el cáliz o capacho de uchuva, el tamo o parte
vegetal resultante después de la cosecha, los frutos que estén reventados,
sobremaduros, que presenten daños por manipulación o con signos de haber
sido afectados por plagas o enfermedades y las malezas que crecen en el
borde del cultivo (Centro de Información de Asohofrucol, 2005).
Tabla 2.3. Producción nacional de uchuva
MUNICIPIO
Área Sembrada
Producción
Rendimiento
Año 2003
(has)
(Ton)
(Kg/ha)
534
9.873
-
Antioquia
Boyacá
Cundinamarca
Norte de
Santander
Tolima
Valle
Total de uchuva
Fuente: Secretarias de Agricultura Departamentales - URPAS´s, UMATA´s, Ministerio
de Agricultura y Desarrollo Rural
2.4. 2.1.1.1. Capacho de uchuva
En la producción de capacho de uchuva se estima que por tonelada de
uchuva que se produce en un cultivo, 100 Kg son capacho en peso fresco,
esto indicaría que aproximadamente el 10% del cultivo de uchuva son
residuos agroindustriales en forma de capacho (Hurtado, 2005).
2.4.2. 2. Cultivo de Arveja
La arveja, Pisum sativum L. (Figura 2.6), es una especie dicotiledónea anual,
perteneciente a la familia de las fabáceas (papilionáceas). Es cultivada
fundamentalmente para la obtención de granos tiernos inmaduros; éstos
pueden destinarse directamente al consumo humano o procesarse, ya sea
para la obtención de producto congelado o enlatado. Los cultivos
pertenecientes a esta variedad botánica presentan, en su mayoría, flores de
color blanco. Entre los nombres comunes más importantes que se utilizan
para denominar a esta variedad están los siguientes: arveja, guisante, garden
pea, green pea, canning pea, pois, etc. (Faiguenbaum, 1990).
Figura 2.6. Arveja
Fuente: Faiguenbaum, 1990
Figura 2.7. Cáscara de arveja
Fuente: Ministerio de Agricultura y
Desarrollo Rural y Corporación Colombia
Internacional, 2002
Las siembras en la zona se hacen escalonadas a lo largo del año iniciando
en mayo y presentando variantes de acuerdo a los periodos lluviosos.
Cuando el terreno se encuentra en condiciones aptas para la siembra, se
trazan los surcos a distancias que pueden variar entre 80 cm a 1,20 m y se
hacen hoyos distanciados a 30, 50 y hasta 70 cm, de acuerdo a la cantidad
de semillas depositadas. El número de semillas utilizadas por sitio puede
estar entre 4, 6 y 15 dependiendo de la calidad (especialmente el tamaño)
(Ministerio de Agricultura y Desarrollo Rural y Corporación Colombia
Internacional, 2002).
2.4.2.2.1. Producción del cultivo
La producen 11 departamentos, pero Cundinamarca y Boyacá concentran la
mayor parte de esta producción, con 35%y 33% respectivamente. Existen
diversas variedades de arveja como la Piquinegra, la Parda, la Pajarito, la
Guatecana y la Bogotana. Es la hortaliza de mayor área cosechada en
Colombia con 24.620 hectáreas, es decir el 27% del área hortícola
cosechada total en el año 2000. Sin embargo su peso en la producción es
sustancialmente menor (Tabla 2.4) (Ministerio de Agricultura y Desarrollo
Rural y Corporación Colombia Internacional, 2002).
Aunque el consumo interno de arveja tiene una tasa de crecimiento anual de
1,4%, sólo alcanza a ser abastecido en un 35% por la producción nacional,
ya que el 65% restante es importado. Esto se debe a la mayor demanda de
arveja seca, que representa el 50% del consumo de este producto y que se
importa especialmente desde Canadá (Ministerio de Agricultura y Desarrollo
Rural y Corporación Colombia Internacional, 2002).
Los principales residuos agroindustriales de este tipo de cultivo son el tamo
de la arveja, la cáscara, los frutos que presenten daños por manipulación o
con signos de haber sido afectados por plagas o enfermedades y las
malezas que crecen en el borde del cultivo.
Tabla 2.4. Producción nacional de arveja
AÑO
ÁREA COSECHADA
RENDIMIENTO
(Has)
(ton/ha)
1999
25 305.4
1.35
2000
24 159.9
1.5
2001
28 687.6
1.7
2002
39 619.5
1.8
Fuente: Ministerio de Agricultura y Desarrollo Rural y Corporación Colombia
Internacional.
2.4.2.2.1.1. Cáscara de arveja
En la producción de cáscara de arveja, se estima que por tonelada de arveja
que se produce en un cultivo, 450 Kg. son cáscara de arveja en peso fresco,
esto indicaría que aproximadamente el 45% del cultivo de arveja son
residuos agroindustriales en forma de cáscara (Hurtado, 2005).
2.4.2.3.
Cultivo de Maíz
Este cereal (Figura 2.8) de origen americano es base de la alimentación del
pueblo colombiano. Se produce en todos los pisos térmicos pero en las
tierras bajas y fértiles da tres cosechas al año. Sus hojas y granos sirven
también de alimento al ganado caballar y porcino. El maíz es además planta
industrial: de él se saca harina, salvado, aceites, bebidas y papel. Se
conocen muchas variedades de maíz, lo cual facilita la extensión de los
cultivos. Los principales residuos de este cultivo son: las cáscaras que cubre
el fruto y la tusa, la cual es la mazorca desprovista de granos (Figura 2.9)
(Centro de Información de Asohofrucol, 2005).
Figura 2.8. Maíz
Fuente: Pérez y
colaboradores, 2005
Figura 2.9. Tusa de la mazorca
Fuente: Panaramica, 2002
2.4.2.3.1. Producción del cultivo
Las más importantes zonas maiceras se hallan en los departamentos de
Antioquia, Boyacá, Cundinamarca, Córdoba, Meta, Magdalena y Valle del
Cauca, aunque el maíz se produce en todas partes del país, inclusive en las
tierras frías, donde demora algo más en crecer (Pérez y colaboradores,
2005).
El maíz amarillo se siembra actualmente en todo el mundo, su producción
asciende a 482 millones de toneladas y el consumo mundial promedio es de
90 kilos persona año. Se estima que un 20% lo consume directamente en
preparaciones como arepas, tortillas, sopas, coladas, etc; un 66% se destina
para la alimentación animal y el restante 14% para usos industriales como
pegantes, glucosas, jarabes, licores, aceites y enlatados, entre otros (Pérez y
colaboradores, 2005).
En Colombia, el maíz amarillo se cultiva a lo largo y ancho de su geografía y
hace parte fundamental de la dieta y economía campesina. El 85% del área
maicera la cultivan pequeños agricultores en forma tradicional, generando
empleo para unas 190 mil familias (Pérez y colaboradores, 2005).
Los principales residuos agroindustriales de este tipo de cultivo son las tusas,
los tallos y hojas verdes restantes del cultivo, las brácteas (hojas de la
mazorca), las barbas, las mazorcas que presenten daños por manipulación o
con signos de haber sido afectados por plagas o enfermedades y las
malezas que crecen en el borde del cultivo (Pérez y colaboradores, 2005).
Tabla 2.5. Producción de Maíz amarillo en el Departamento de Cundinamarca de 1996 2003
PARÁMETRO
1996
1997
1998
1999
2000
2001
2002
2003
SUPERFICIE
31.334
30.409
22.220
27.354
27.164
27.678
29.386
27.366
42.649
40.827
32.303
41.356
55.077
69.217
66.627
38.661
1.343
1.454
1.512
2.028
2.501
2.267
1.413
(Ha)
PRODUCCIÓN
(Ton)
RENDIMIENTO 1.361
(Ton/Hec)
Fuente: Pérez y colaboradores, 2005
2.4.2.3.1.1. Tusa de mazorca
En la producción de tusa maíz amarillo, se estima que por tonelada de maíz
que se produce en un cultivo, 700 Kg son tusa de maíz en peso fresco, esto
indicaría que aproximadamente el 70% del cultivo de maíz son residuos
agroindustriales en forma de tusa (Hurtado, 2005).
2.4.2.4. Aserrín de Roble (Quercus humboldtii)
Los robles son árboles de gran porte, hasta de una altura de 40 m de fuste,
casi siempre recto y cilíndrico, a veces ramificaciones profusas desde la
base; la corteza inicialmente es lisa y luego exfoliable de color negruzco. La
copa es globosa y densa con presencia de yemas vegetativas de posición
lateral, protegidas por catáfilos o escamas ciliadas. Las hojas son simples,
alternas, enteras, lanceoladas, coriáceas y delgadas, y de ápice agudo
(Agudelo y Ramírez 1995).
El Aserrín de Roble posee una composición característica (Tabla 2.6) pero
mezclado con varias materias primas que se complementan entre sí, ha sido
utilizado a lo largo de la historia del cultivo de hongos comestibles como
sustrato para el crecimiento y producción de Pleurotus ostreatus, ya que es
un hongo lignocelulolítico que fácilmente puede utilizar este aserrín como
fuente de Carbono para su crecimiento y reproducción (García, 2005;
Fernández, 2004; Stamets, 2000).
En Colombia este género domina ciertas localidades entre 1.000 m y 2.800 m
de elevación. Quercus es un migrante reciente (340.000 años) en América,
de origen holártico y se debate que llegó por México. En Colombia, el número
de especies de Quercus se reduce y a pesar de todas las discusiones
taxonómicas sobre la especie se reconoce solo una, Quercus humboldtii. Se
encuentra ubicado en Nariño, Boyacá, Huila, Santanderes, Antioquia, Caldas,
Cauca, Caquetá, Cundinamarca, Risaralda, Tolima. Sin embargo, hoy en día
la presencia del roble se limita a fragmentos distribuidos a lo largo de las tres
cordilleras principalmente hacia las zonas más altas, pendientes y de suelos
rocosos, de las cuales en la cordillera Oriental se encuentran los fragmentos
de mayor tamaño (Rosselli y colaboradores, 2003).
El Roble es una especie que ha sido objeto de acciones de conservación
desde tiempos pasados. En 1974 se decreta por parte del INDERENA la
veda al roble con el fin de aportar a su conservación y esta se modifica en
1975 (Solano y Roa, 2005).
Son varios los esfuerzos adelantados e igualmente los impactos en
conservación; sin embargo sigue vigente la discusión sobre qué instrumentos
son los más apropiados para adelantar efectivas acciones de conservación
en zonas aun no protegidas por el Estado, a la luz de leyes como la Ley
General Forestal. A pesar del gran interés sobre el tema se sigue discutiendo
si la información base existente es o no suficiente para arriesgarse a
modificar la Resolución 1408 de 1975, hacia la posibilidad de uso y
extracción forestal (Solano y Roa, 2005).
En
Colombia
el
roble
(Quercus
humboldtii)
está
vedado
para
aprovechamiento a través de la Resolución 0316 de 1974, por la cual se
veda indefinidamente y en todo el territorio nacional al aprovechamiento. Se
exceptúa de la veda a los departamentos de Cauca, Nariño y Antioquia. Un
año después la Resolución 1408 de 1975 del Inderena, modifica la
Resolución 0316/74, levantando la veda para los municipios de Ospina
Pérez,
Cabrera,
Pandi
y
San
Bernardo
en
el
Departamento
de
Cundinamarca, siempre y cuando la especie sea aprovechada de acuerdo
con un adecuado plan de manejo (Solano y Roa, 2005).
Tabla 2.6. Porcentajes de la composición del Roble
MATERIAL
MATERIA
GRASA
FIBRA
SECA
Roble
(Hojas, en
vivo o seco)
93.8
9.3
2.7
N-
MINERALES
LIBRE
TOTALES
29.9
45.3
CALCIO
NITRÒGENO
6.6
1.49
(Stamets, 2000)
3. JUSTIFICACIÓN
En Colombia existe una escasa tradición cultural y culinaria del consumo de
hongos comestibles, desconociendo sus propiedades medicinales, alta
calidad nutricional y sabor exótico apetecido y reconocido en otras culturas.
Las técnicas de cultivo en nuestro país son muy poco desarrolladas y
tecnificadas por lo cual el cultivo de hongos actualmente es considerado un
cultivo artesanal asequible a pequeños agricultores a partir de cualquier
residuo agroindustrial que se pueda utilizar como sustrato para el crecimiento
de los hongos comestibles.
En los procesos agroindustriales se generan residuos lignocelulolíticos que
pueden ser utilizados como fuente de carbono en el cultivo de este tipo de
hongo. El sustrato más usado y el registrado por la literatura para el cultivo
del hongo Pleurotus ostreatus es el tronco de género Quercus humboldtii
(Roble), por su eficiencia biológica y excelente calidad de los carpóforos. Sin
embargo en Colombia, el roble se encuentra en vía de extinción, razón por la
cual no es posible implementar una producción de P. ostreatus a partir de
materiales de roble.
En el departamento de Cundinamarca no se ha valorado el potencial
ecológico y económico de muchos residuos agrícolas como lo son el capacho
de la uchuva, la cáscara de la arveja y la tusa de la mazorca, ya que son
sustratos abundantes en la región y de fácil acceso para el cultivo de
Pleurotus ostreatus. La producción y venta de este hongo introduce al
mercado un producto alimenticio de buena calidad nutracéutica, utilizando
residuos propios de los cultivos agrícolas de la región.
4. OBJETIVOS
4.1. OBJETIVO GENERAL
Evaluar el crecimiento y producción de Pleurotus ostreatus sobre tres
residuos
agroindustriales
del
departamento
de
Cundinamarca
bajo
condiciones ambientales y nutricionales controladas.
4.2. OBJETIVOS ESPECÍFICOS
•
Determinar cual de los residuos agroindustriales analizados (capacho
de uchuva, cáscara de arveja o tusas de mazorca) es más eficiente
para el crecimiento de Pleurotus ostreatus.
•
Evaluar el posible efecto de los diferentes sustratos sobre las
características morfológicas y organolépticas del hongo Pleurotus
ostreatus.
•
Evaluar el tiempo de corrida del micelio de Pleurotus ostreatus sobre
los diferentes residuos agroindustriales evaluados.
•
Evaluar la producción del hongo Pleurotus ostreatus determinando el
porcentaje de eficiencia biológica.
•
Evaluar el rendimiento del hongo Pleurotus ostreatus en los diferentes
sustratos.
5. HIPOTESIS
Hipótesis general
Se espera que la producción de Pleurotus ostreatus sea igual en los tres
sustratos evaluados (capacho de uchuva, cáscara de arveja, cáscara de
mazorca) al ser comparados con el cultivo control (aserrín).
6. MATERIALES Y MÉTODOS
6.1 Diseño de la investigación
El presente proyecto está basado en un estudio experimental comparativo
que busca encontrar el mejor residuo para el cultivo de Pleurotus ostreatus,
es decir, aquel que promueva un mayor crecimiento teniendo en cuenta las
características morfológicas y organolépticas que debe tener este hongo. En
la experimentación se realizó un montaje de 3 residuos agroindustriales
diferentes (capacho de uchuva, cáscara de arveja y tusa de mazorca) con
diez replicas en cada uno, teniendo como cultivo control el aserrín de roble.
6.1.1. Población de estudio
6.1.1.1. Localización
La fase experimental se llevó a cabo en la casa de uno de los estudiantes
que desarrollan este trabajo y que cuenta con todos los requisitos básicos
para la elaboración del mismo. Los equipos necesarios para la realización de
dicho estudio fueron suministrados por Agrosolidaria, empresa encargada de
la producción de hongos comestibles y patrocinadora del proyecto.
6.1.1.2. Muestra
Durante el desarrollo de la investigación se manejaron como tamaño de
muestra 10 unidades experimentales en cada uno de los tratamientos a
evaluar. Cada tratamiento se mantuvo bajo condiciones ambientales
controladas y asegurándose de que estuvieran libres de contaminación.
6.1.2. Variables del estudio
Se describen detalladamente más adelante en análisis de la información:
•
Variable independiente: Los diferentes residuos agroindustriales.
•
Variables dependientes: Tiempo de corrida del micelio, porcentaje de
eficiencia biológica, peso fresco total, tamaño de los carpóforos,
rendimiento de la producción.
6.2. Metodología
La metodología busca encontrar una alternativa para el cultivo de hongos
comestibles, específicamente Pleurotus ostreatus, que permita disminuir el
tiempo y costos de producción.
6.2.1. Preparación del sustrato
Los
materiales
evaluados
en
este
proyecto
fueron
tres
residuos
agroindustriales y un montaje con aserrín de Roble como control, el cual fue
adquirido en Maderas Uno A. Los residuos agroindustriales analizados fueron
capacho de la uchuva, cáscara de la arveja y tusa de mazorca, adquiridos en
la central de Abastos de la ciudad de Bogotá.
6.2.1.1 Deshidratación y adecuación de los residuos
Todos los residuos fueron seleccionados y sometidos a un proceso de
secado mediante la exposición directa al sol hasta que se vieran físicamente
secos (García y Rollan, 1991).
Posterior al proceso de deshidratación, se realizó un tratamiento de corte y
molido, con la ayuda de un molino industrial con motor de 4 ½ HP de energía
trifásica de la empresa Molinos Pulverizadores, para obtener un tamaño de
partícula 1,52 – 3,35 mm en todos los residuos (Miles y Chang, 1997).
6.2.1.2. Mezcla de los materiales que conformaran el sustrato de
crecimiento
Se realizó la mezcla de los componentes necesarios para el sustrato bajo la
formulación de la tabla 6.1 en iguales proporciones para cada uno de los
residuos y se realizó la prueba del guante para determinar la humedad
apropiada de cada mezcla de sustrato.
Tabla 6.1. Formulación del sustrato para el cultivo de Pleurotus ostreatus
MATERIALES
PORCENTAJE DE LOS
COMPONENTES EN PESO SECO
Residuo agroindustrial
78 %
(Fuente de Carbono)
Salvado de trigo
20 %
(Fuente de nitrógeno)
Azúcar
1%
Cal
1%
Agua
La necesaria para mantener una
humedad de 65% a 75%
(Miles y Chang, 1997).
El salvado de trigo, la cal y el azúcar blanco fueron comprados
comercialmente de marcas reconocidas.
6.2.1.3. Elaboración de los bloques de sustrato
Posterior a la realización de la mezcla de cada uno de los sustratos, se
empacó en bolsas de polietileno de alta densidad, con dimensiones de 15 x
30 cm, con 1 Kg. de mezcla de sustrato en cada una. Cada bolsa se cubrió
con la ayuda de collares plásticos de tubos de PVC (5 cm de diámetro y 2 a 3
cm de largo) y papel periódico sin tinta (Miles y Chang, 1997).
Posteriormente las bolsas se sometieron a un proceso de esterilización por
30 minutos a 20 lb. de presión constante (Miles y Chang, 1997).
Para determinar la eficiencia del autoclave se colocó cinta indicadora de
esterilidad en las bolsas y así mismo se preparó una bolsa en cada uno de
los tratamientos sin la adición de semilla de Pleurotus ostreatus, como control
de esterilidad.
6.2.2. Inoculación
La inoculación se realizó en cada una de las bolsas, suministrando una sola
vez durante todo el proceso 30 g de semilla por cada bolsa de 1 Kg. de
sustrato evaluado (Fernández, 2004).
La semilla fue adquirida en Champifung, lista para ser inoculada en cada uno
de los sustratos. La semilla venía empacada bajo condiciones de esterilidad,
cubierta en papel kraft. Se mantuvo bajo las condiciones estipuladas por la
casa comercial (refrigeración a 4 ºC) hasta el momento en que se realizó la
inoculación.
6.2.3. Incubación
Esta etapa se realizó en un cuarto cerrado con un promedio de temperatura
de 24 ºC a 26 ºC y un rango de humedad relativa entre 70-80% sin
iluminación (Fernández, 2004; Romero y colaboradores, 2000; García, 2003).
Entre anaquel y anaquel se manejó una distancia de 90 cm para una mejor
manipulación en este proceso. En cada anaquel se manejaron cinco
bandejas entre las cuales había una distancia de 50 cm (Fernández, 2004).
Los bloques de sustrato de cada uno de los residuos agroindustriales a ser
evaluados se distribuyeron al azar dentro del cuarto de incubación en cada
uno de los anaqueles, de tal manera que todos los bloques de sustrato se
encontraran bajo las mismas condiciones ambientales de cultivo.
Tanto en la etapa de incubación como en la fructificación, la temperatura y la
humedad relativa del cuarto fue medida con un termohigrómetro digital
(Figura 6.1). La temperatura se mantuvo con la ayuda de un calentador de
ambientes y la humedad relativa con un humificador. Ambos equipos se
programaban para mantener las condiciones estipuladas durante cada etapa.
Figura 6.1. Termohigrómetro
en la etapa de incubación
6.2.4. Fructificación
Durante esta etapa, se mantuvo la temperatura entre 18 a 20 ºC con un
rango de humedad relativa de 80-93% (Fernández, 2004).
La luz se
suministró utilizando tubos fluorescentes, de intensidad lumínica de 60 a 500
unidades lux durante un período de 8 a 12 horas diarias (García, 2003).
6.2.5. Cosecha y pesaje de los carpóforos
La recolección se hizo de forma manual cortando con una cuchilla estéril y el
peso de los carpóforos se determinó inmediatamente después de su corte
por medio de la gramera analítica SSH modelo No.5005. Este procedimiento
se realizó durante las tres cosechas estipuladas (Fernández, 2004).
6.2.6. Prueba sensorial
Los hongos producidos en los diferentes sustratos fueron evaluados en su
presentación en fresco y en forma salteada.
Se realizó una prueba sensorial discriminativa de ordenamiento con la
asesoría de la Nutricionista Dietista, Martha Lucia Borrero, docente de la
Facultad de Ciencias de La Universidad Javeriana.
La prueba se realizó suministrándoles a 30 catadores no entrenados tres o
más muestras que diferían en alguna propiedad y se les pedía que las
colocarán en orden creciente o decreciente a dicha propiedad (Anzaldua,
1994; Carpenter y colaboradores, 2002). Los catadores no entrenados eran
personas habituales o potenciales compradores de este tipo de alimento para
que de acuerdo a su criterio de preferencia las colocaran en orden
descendiente diligenciando un formato (Anexo 4).
La prueba sensorial se realizó en el Laboratorio de preparación de alimentos
de la Facultad de Ciencias. Para esto se diseñaron doce cubículos
independientes, en los cuales se colocaron bandejas plásticas con ocho
vasos desechables numerados aleatoriamente (Anexo 3) de acuerdo al
residuo agroindustrial evaluado y cada uno contenía aproximadamente 1.5
cm2 de muestra del hongo cosechado. Cuatro de estos vasos contenían la
muestra de los hongos en fresco y los cuatro restantes contenían hongos
salteados. Los hongos salteados se sofrieron en mantequilla sin sal previo al
inicio de la prueba sensorial. Así mismo, se les proporciono agua y galletas
de soda como pasantes a los catadores no entrenados.
6.2.7.
Análisis de carbono y nitrógeno total
de los residuos
agroindustriales.
A los residuos agroindustriales analizados (capacho de uchuva, cáscara de
arveja y tusa de mazorca) se les realizó una prueba para determinar la
concentración de carbono total y nitrógeno total en el Laboratorio Analítica de
agua E.U.
6.3 Análisis de la información
6.3.1. Diseño del análisis estadístico
Para llevar a cabo este proyecto se realizó un análisis de tipo descriptivo con
la asesoría del estadístico Miguel Pinzón, docente de la Facultad de Ciencias
de la Universidad Javeriana, por medio del uso de programas estadísticos
como Biomates y Excel avanzado 2005.
6.3.1.1. Población a estudiar
El comportamiento del hongo Pleurotus ostreatus en los diferentes sustratos
agroindustriales evaluados.
6.3.1.2. Unidad experimental del estudio
En este proyecto la unidad experimental es el bloque de sustrato en cada
uno de los residuos agroindustriales evaluados (Pinzón, 2006).
6.3.1.3. Estimación del tamaño muestral
El tamaño de la muestra para cada tratamiento y para el control fue de 10
bloques de mezcla de sustrato basándose en la ecuación para tamaño de
muestra para diseño de experimentos (Daniel, 1981; Pinzón, 2006)
6.3.1.4. Variables a analizar
Las variables analizadas son descritas como se muestra a continuación:
•
Variable
independiente:
Residuos
agroindustriales
(Variable
discreta, cualitativa, nominal)
•
Variables dependientes:
- Tiempo de corrida del micelio: Tiempo determinado en días en
el cual el hongo coloniza el sustrato, evidenciado con el cambio
de color a blanco y la compactación del bloque (Variable
continua, cuantitativa, de razón).
- Porcentaje de eficiencia biológica: Peso en fresco de hongos
cosechados sobre el peso del sustrato húmedo por cien de las
tres cosechas (Variable continua, cuantitativa, de razón).
- Peso fresco total: Peso en fresco de los cuerpos fructíferos en
gramos (g.) a partir de las tres cosechas (Variable continua,
cuantitativa, de razón).
- Diámetro de los carpóforos: Diámetro de los carpóforos en
centímetros (cm) (Variable continua, cuantitativa, de razón).
- Cantidad total de hongos: Número de carpóforos cosechados
por sustrato durante las tres cosechas evaluadas (Variable
continua, cuantitativa de razón).
- Rendimiento: Peso en kilogramos (Kg.) en fresco en las tres
cosechas sobre el área ocupada por las bolsas (Variable
continua, cuantitativa de razón).
6.3.1.5. Métodos estadísticos
6.3.1.5.1. Análisis del desarrollo y crecimiento de Pleurotus ostreatus en
cada uno de los sustratos evaluados
Los datos recogidos durante el desarrollo de este trabajo (Anexo 1) se
analizaron para determinar las medidas de dispersión central, media y
varianza muestral, de cada una de las variables a estudiar.
Para determinar si los datos obtenidos procedían de una población con
distribución normal se llevó a cabo un análisis de contraste de normalidad
Shapiro-Wilks (Anexo 2), puesto que el tamaño de muestra a ser evaluado
era menor a 50. Posteriormente, se calculó el estadístico de contraste con un
nivel de significancia del 95%. Así, el contraste de normalidad planteado para
determinar si los datos registrados se comportan normalmente se define en
los siguientes términos:
H0: "La muestra procede de una población normal"
Ha: "La muestra no procede de una población normal".
A continuación se realizó un análisis de varianza de un solo factor (ANOVA)
para comparar si los valores obtenidos en cada uno de los sustratos
utilizados son significativamente distintos entre ellos (Anexo 2). Así, el
análisis de varianza se utilizó para asociar una probabilidad (p) a la
conclusión de que la media de un grupo de valores es distinta de la media de
otro grupo de valores con un nivel de significancia del 95%. Para la
realización de dicha prueba se plantearon las siguientes hipótesis:
Ho:
µi= µc
Ha: No todos los
µi son iguales
Donde µi es cualquiera de los sustratos evaluados (capacho de uchuva,
cáscara de arveja y tusa de mazorca) y µc es el sustrato control (aserrín de
roble). Al desarrollar la prueba se obtiene la probabilidad (p), la cual si es
p<0.05 se toma la decisión de aceptar la Ho.
Posteriormente, se compararon cada uno de los sustratos analizados con el
sustrato control para determinar si existe diferencia significativa entre cada
uno de estos. Para esto se realizó una prueba t de Student para dos
muestras con varianzas desiguales con un nivel de significancia del 95%
(Anexo 2). Al desarrollar la prueba se obtiene la probabilidad (p). Si p<0,05
se concluye que hay diferencia entre los dos tratamientos, rechazando así la
Ho.
Para esto se definió esta comparación para cada uno de los sustratos
evaluados en los siguientes términos:
µu : Media poblacional del capacho de uchuva
µar : Media poblacional de la cáscara de arveja
µtm : Media poblacional de la tusa de mazorca
µc : Media poblacional del control (aserrín de roble)
•
Planteamiento de hipótesis Capacho de uchuva Vs. control:
µ µ
µ µ
•
Planteamiento de hipótesis Cáscara de arveja Vs. control:
µ
µ
•
µ
µ
Planteamiento de hipótesis Tusa de mazorca Vs. control:
µ
µ
µ
µ
6.3.1.5.2.
Análisis sensorial de los hongos cosechados de Pleurotus
ostreatus en cada uno de los sustratos evaluados
Al realizar una prueba sensorial de ordenamiento se pudo determinar cual de
las muestras evaluadas por los catadores no entrenados fue la de mayor
preferencia de acuerdo a su sabor, tanto en hongos frescos como en hongos
salteados. Para esto primero se llevó a cabo un análisis de varianza ANOVA,
la cual permitió comparar los datos obtenidos en cada uno de los sustratos y
posteriormente se realizó una prueba t de student suponiendo varianzas
desiguales, para comparar específicamente cada uno de los residuos
agroindustriales evaluados con el sustrato control.
Tanto para el análisis de varianza como para la prueba t de student se
manejó un nivel de significancia del 95 % con un margen de error del 0.5%,
Para el análisis de varianza, ANOVA, se plantearon las hipótesis bajo los
siguientes términos:
Ho:
µi= µc
Ha: No todos los
µi son iguales
Donde µi es cualquiera de los sustratos evaluados (capacho de uchuva,
cáscara de arveja y tusa de mazorca) y µc es el sustrato control (aserrín de
roble). Al desarrollar la prueba se obtiene la probabilidad (p), la cual si es
p<0.05 se toma la decisión de aceptar la Ho.
Posteriormente, se compararon cada uno de los sustratos analizados con el
sustrato control por medio de la realización de una prueba t de Student para
dos muestras con varianzas desiguales (Anexo 2). Al desarrollar la prueba se
obtiene la probabilidad (p). Si p<0,05 se concluye que hay diferencia entre
los dos tratamientos, rechazando así la Ho.
Para esto se definió esta comparación para cada uno de los sustratos en los
siguientes términos:
µu : Media poblacional del capacho de uchuva
µar : Media poblacional de la cáscara de arveja
µtm : Media poblacional de la tusa de mazorca
µc : Media poblacional del control (aserrín de roble)
•
Planteamiento de hipótesis Capacho de uchuva Vs. Control para
la prueba sensorial:
µ µ
µ µ
•
Planteamiento de hipótesis Cáscara de arveja Vs. Control para la
prueba sensorial:
µ
µ
•
µ
µ
Planteamiento de hipótesis Tusa de mazorca Vs. Control para la
prueba sensorial:
µ
µ
µ
µ
7. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
7.1. Análisis del desarrollo y crecimiento de Pleurotus ostreatus en los
diferentes sustratos evaluados
7.1.1. Análisis del desarrollo y crecimiento de Pleurotus ostreatus en el
sustrato control:
El sustrato más usado, de mejor rentabilidad, de fácil adquisición y que
genera carpóforos de excelente calidad reportado por la literatura para el
cultivo del hongo Pleurotus ostreatus es el tronco del género Quercus
humboldtii (Roble) por lo cual se utilizó como control para este estudio
(García, 2003; Fernández, 2004; Stamets, 2000).
En este estudio en el crecimiento de Pleurotus ostreatus sobre el aserrín de
roble se pudo observar que se generó un porcentaje de eficiencia biológica
de 70% (Figura 7.11), el cual al ser comparado con Shan y colaboradores
(2004), quienes reportan un porcentaje de eficiencia biológica de 64.69% y
Hami (1990) de 69.88% es un resultado similar. Se puede corroborar que la
utilización de aserrín de roble como control en este estudio arrojo resultados
similares a otros autores teniendo en cuenta que se manejaron las mismas
condiciones de cultivo, igual porcentaje de inoculación de semilla, la misma
proporción de mezcla de sustrato y la misma cantidad de cosechas (Miles y
Chang, 1997).
7.1.2. Análisis del tiempo de corrida del micelio de Pleurotus ostreatus
en cada uno de los sustratos evaluados:
El tiempo de corrida del micelio hace referencia al tiempo que tarda el hongo
en colonizar el sustrato que se puede evidenciar con el cambio de color a
blanco y la compactación del bloque (Figura 7.2). Este momento precede la
formación de los primordios sobre el sustrato. Dicha cobertura se observó en
todos los sustratos evaluados, incluyendo el sustrato control, bajo las mismas
condiciones de temperatura (24ºC - 26º C), humedad relativa entre 70-80% y
oscuridad (Fernández, 2004; Romero y colaboradores, 2000; García, 2003).
.
Figura 7.1. Sustrato antes de la corrida
de micelio en tusa de mazorca
Figura 7.2. Corrida de micelio sobre el
sustrato en tusa de mazorca
Al observar el tiempo de corrida del micelio del hongo en cada uno de los
sustratos (Figura 7.3) se puede ver que el tiempo de corrida de micelio en el
capacho de uchuva, la cáscara de arveja y la tusa de mazorca fue mayor al
del control.
TIEMPO (Días)
TIEMPO DE CORRIDA DEL MICELIO DE
Pleurotus ostreatus EN DIFERENTES
SUSTRATOS
30
25
20
15
10
5
0
20
CAPACHO DE
UCHUVA
27
23
18
CASCARA DE
ARVEJA
TUSA DE
MAZORCA
CONTROL
SUSTRATO
Figura 7.3. Tiempo de corrida del micelio de Pleurotus ostreatus en los
diferentes sustratos evaluados
Esto puede deberse a que el sustrato control es el mismo medio en el cual el
hongo esta habituado a crecer en la naturaleza indicando que no es un
sustrato desconocido para su crecimiento, por tal razón no se ve afectado el
metabolismo del hongo sobre el sustrato. Además, los hongos que realizan
la descompisición aeróbica de un sustrato requieren de una mayor presencia
de carbono que de nitrógeno para crear un ambiente óptimo para su
crecimiento y desarrollo, por lo tanto al observar la proporción de carbono y
nitrógeno total de los sustratos evaluados (Tabla 7.1) se puede observar que
el aserrín de roble posee una mayor proporción de carbono total (50%p/p)
seguido por el capacho de uchuva (28.31% p/p), la cáscara de arveja
(25.51% p/p) y por último la tusa de mazorca (18.66% p/p) lo que se ve
reflejado en los resultados correspondiendo al tiempo de corrida del micelio
(Mojica y Molano, 2006). Indicando que el porcentaje de carbono total influye
en la corrida del micelio puesto que a mayor cantidad de carbono el hongo se
adapta con mayor facilidad para la degradación del sustrato y lo usa para su
crecimiento y formación de biomasa.
Tabla 7.1. Porcentaje de carbono y nitrógeno total de los residuos utilizados
RESIDUO
CARBONO TOTAL
NITROGENO TOTAL
AGROINDUSTRIAL
(%p/p)
(%p/p)
ASERRÍN *
51
0.11
CAPACHO DE
28.31
1.10
25.51
9.18
18.66
10.85
UCHUVA **
CÁSCARA DE
ARVEJA **
TUZA DE
MAZORCA **
* Fuente: Escobar, 2002.
** Fuente: Mojica y Molano, 2006
Sin embargo, hay que tener en cuenta que la biodegradabilidad de estos
residuos agroindustriales también es función del contenido relativo en
biomoléculas fácilmente degradables (azúcares solubles y de bajo peso
molecular,
grasas,
proteínas,
almidón,
hemicelulosa
y
celulosa)
y
componentes de lenta degradación (ceras, ligninas y otros polifenoles), por
ende el hongo tiene que utilizar su variedad enzimática para degradar y
adaptarse al sustrato utilizándolo como fuente de carbono. Pleurotus
ostreatus posee una maquinaria enzimática muy compleja que le permite
degradar polímeros grandes como lignina y celulosa que componen en
mayor proporción estos residuos evaluados (Iriarte, 2003).
Se ha demostrado que la lignina no es una fuente aprovechable para el
crecimiento de los hongos sin la presencia de un cosustrato (Kirk y
colaboradores, 1987). Razón por la cual en la mezcla de preparación de los
sustratos se adicionó azúcar comercial (sacarosa) como fuente de carbono
simple, para que el hongo pueda comenzar su crecimiento y adaptar sus
enzimas a las fuentes de carbono complejas como lignina, celulosa y
hemicelulosa (Fernández, 2004).
Así mismo, se debe tener en cuenta que la concentración de carbono y
nitrógeno del residuo influye en el tiempo de corrida del micelio, puesto que
el hongo utiliza principalmente el carbono como fuente de energía y el
nitrógeno para formar componentes celulares y nuevas células, aumentando
así su población para la colonización del micelio (Escobar, 2002). Todo esto
lleva a suponer que el tiempo de corrida del micelio es directamente
proporcional a la concentración de carbono con respecto al nitrógeno del
residuo utilizado.
Otro factor que puede afectar la corrida del micelio es la compactación del
bloque de sustrato y según los resultados obtenidos, se observó que tanto en
la cáscara de arveja como en la tusa de mazorca se tomó más tiempo la
corrida del micelio que en el control y en el capacho de uchuva, esto pudo
deberse a que al preparar la mezcla de los sustratos se observó la formación
de apelmazamientos en la cáscara de arveja y en la tusa de mazorca. A
pesar de que todos los sustratos fueron sometidos al mismo proceso de
molido, esto pudo generar una baja difusibilidad de oxígeno en el sustrato,
importante para el desarrollo y crecimiento del micelio (Hami, 1990).
En
contraparte, el sustrato control y el capacho de uchuva presentaban una
contextura más fibrosa que no permitía la formación de apelmazamientos
durante la preparación de la mezcla.
7.1.3. Análisis del número de hongos producidos por bolsa de Pleurotus
ostreatus en cada uno de los sustratos evaluados
Pasado el tiempo de corrida del micelio se da la formación de los primordios,
(se denomina primordio al primer estadio del desarrollo de un hongo) (Figura
7.4), seguida por la formación de cuerpos fructíferos (Figura 7.5).
Figura 7.4. Formación de primordios
Figura 7.5. Formación de cuerpos
fructíferos en el sustrato control
. en el sustrato control
El número de hongos cosechados por bolsa en promedio en cada sustrato
(Figura 7.6) se determinó a partir de las tres cosechas evaluadas a lo largo
de esta investigación.
NÚMERO DE HONGOS
HONGOS COSECHADOS DE Pleurotus ostreatus
EN LOS DIFERENTES SUSTRATOS
80
65
58.9
51.4
60
34.5
40
20
0
CAPACHO DE
UCHUVA
CASCARA DE
ARVEJA
TUSA DE
MAZORCA
CONTROL
SUSTRATO
Figura 7.6. Cantidad de hongos cosechados de Pleurotus ostreatus en cada
sustrato evaluado
Según los datos obtenidos en el número de hongos producidos por bolsa en
promedio en cada uno de los sustratos se pudo determinar por medio de
ANOVA que no hubo diferencia estadísticamente significativa (Anexo 2) ya
que se obtuvo una probabilidad igual a 2.9653 x 10-12 y con la prueba t de
student se determinó que ninguno de los residuos analizados como son
capacho de uchuva (p=0.028), cáscara de arveja (p=0.011)
y
tusa de
mazorca (p=) supero al cultivo control ya que no existió diferencia
estadísticamente significativa entre estos. Todo esto indica que la fuente de
carbono no influye en el número de hongos que se producen por bolsa.
Según Magae y colaboradores (1995), el número de hongos producidos por
bolsa no tiene tanta relevancia como su peso fresco, además el número de
hongos producidos debe estar en un rango de 58 a 65 hongos en bloque de
sustrato de 1 Kg. para que se pueda considerar un sustrato adecuado y
rentable para su cultivo.
Sin embargo, aunque no exista diferencia estadísticamente significativa entre
los sustratos evaluados, se puede ver que tanto el sustrato con capacho de
uchuva como el sustrato control se encuentran dentro del rango reportado en
la bibliografía de hongos producidos por bolsa, considerándolos así sustratos
adecuados y rentables para la producción de este hongo. Esto puede
deberse a que el sustrato control es el mismo medio en el cual el hongo esta
habituado a crecer y el reportado en varios estudios según la bibliografía por
ende es de esperarse que el sustrato se encontrara dentro de este rango de
producción. En cuanto al capacho de uchuva, se puede decir que por su
contenido alto en lípidos puede verse incrementada la producción de
carpóforos ya que según Bonzom y colaboradores (1999) al adicionar
materiales lipídicos al sustrato se logra un incremento del 20 al 60% de la
producción del carpóforos.
7.1.4. Análisis del tamaño de carpóforos de Pleurotus ostreatus en cada
uno de los sustratos evaluados
La determinación del tamaño de los carpóforos se llevó a cabo por medio de
la medición del diámetro (Figura 7.7).
Figura 7.7 Medición del diámetro de los
carpóforos
Para la medida del tamaño de los carpóforos se obtuvo un promedio de todos
los hongos producidos en cada bolsa de cada residuo agroindustrial
analizado (Figura 7.8).
DIAMETRO (cm)
TAMAÑO DE LOS CARPÓFOROS DE Pleurotus
ostreatus EN LOS DIFERENTES SUSTRATOS
8
6
5.81
5.47
5.53
5.77
CAPACHO DE
UCHUVA
CASCARA DE
ARVEJA
TUSA DE
MAZORCA
CONTROL
4
2
0
SUSTRATO ANALIZADO
Figura 7.8. Tamaño de los carpóforos producidos en cada uno de los sustratos
Según los datos obtenidos del tamaño de los carpóforos se pudo determinar
(Anexo 2) por medio de ANOVA que no hubo diferencia estadísticamente
significativa ya que se obtuvo una probabilidad igual a 0.359 y con la prueba t
de student se determinó que ninguno de los residuos analizados como son
capacho de uchuva (p=0.437), cáscara de arveja (p=0.120)
y
tusa de
mazorca (p=0.180) supero al cultivo control ya que no existió diferencia
estadísticamente significativa entre estos, indicando que el sustrato no influyó
en el desarrollo del diámetro de los carpóforos. Sin embargo según Magae y
colaboradores (1995), el diámetro de los carpóforos de los hongos
producidos por bolsa no es relevante como su peso fresco, ya que lo
importante de un sustrato es el rendimiento y la productividad en cuanto al
peso fresco que este pueda generar. Aun así es necesario observar el
tamaño y forma de los carpóforos ya que se sabe que el crecimiento de este
hongo sobre cierto tipos de sustrato puede llegar a generar deformaciones
del carpóforo, sin embargo en este estudio no se evidenció este evento. En
este estudio se observó que el tamaño de los carpóforos en todos los
residuos evaluados eran similares entre sí, aproximadamente de 5 a 6 cm, y
que no existía una diferencia estadísticamente significativa con respecto al
de los producidos en el sustrato control al realizar la prueba t de student.
7.1.5. Análisis del peso fresco de Pleurotus ostreatus en cada uno de
los sustratos evaluados
El peso fresco registrado es el promedio de cada bolsa por sustrato evaluado
(Figura 7.9) teniendo en cuenta que el valor obtenido fue el dado por los
carpóforos.
Figura 7.9. Carpóforos cosechados
pesados por bolsa
En cuanto al peso fresco obtenido se pudo determinar por medio de ANOVA
que no hubo diferencia estadísticamente significativa (Anexo 2) ya que se
obtuvo una probabilidad igual a 7.393 x 10-08 y con la prueba t de student se
determinó que ninguno de los residuos analizados como son capacho de
uchuva (p=0.0004), cáscara de arveja (p=0.007)
(p=0.001)
supero
al
cultivo
control
ya
que
y
no
tusa de mazorca
existió
diferencia
estadísticamente significativa entre estos. Sin embargo a pesar de que de
acuerdo a los método estadísticos utilizados no existió diferencia significativa,
se pudo observar (Figura 7.10) que el tratamiento con capacho de uchuva
produjo mayor cantidad de gramos en peso fresco, indicando que este
residuo suministra una fuente de carbono apropiada para el crecimiento y
desarrollo del hongo sin afectar las características físicas, incrementando así
la cantidad de gramos en peso fresco con respecto al control.
PESO FRESCO OBTENIDO DE Pleurotus
ostreatus A PARTIR DE LOS DIFERENTES
SUSTRATOS
PESO (g.)
1000
800
761
686
567
600
700
400
200
0
CAPACHO DE
UCHUVA
CASCARA DE
ARVEJA
TUSA DE
MAZORCA
CONTROL
SUSTRATO ANALIZADO
Figura 7.10. Peso fresco obtenido de Pleurotus ostreatus en cada uno de los
sustratos evaluados
Además al observar los análisis realizados a cada uno de los residuos
agroindustriales para determinar el carbono y nitrógeno total (Tabla 7.1) se
pudo observar que entre los tres residuos agroindustriales utilizados, el
capacho de uchuva es el que posee una mayor proporción de carbono total
(28.31% p/p). Indicando que en este sustrato existe mayor proporción de
carbono que puede ser utilizado por el hongo para su crecimiento y
formación de biomasa. Seguido por la cáscara de arveja (25.51% p/p) y por
último la tusa de mazorca (18.66% p/p) (Mojica y Molano, 2006). Así mismo,
la explicación a un alto peso fresco del capacho de uchuva podría estar
relacionada con el posible alto contenido de lípidos que posee este sustrato
ya que aunque no se conoce la composición exacta de lípidos de este
residuo se observó una alta consistencia lipídica en el momento del molido
del material seco (Bock y colaboradores 1995).
En general, el hongo utiliza principalmente el carbono como fuente de
energía y formación de biomasa, y el nitrógeno para formar componentes
celulares como proteínas y ácidos nucleicos. De acuerdo a las necesidades
metabólicas de los hongos ligninocelulolíticos se necesita más carbono que
nitrógeno, pero si hay excesiva cantidad de carbono y al agotarse el
nitrógeno, se disminuirá el crecimiento y reproducción del hongo.
Sin
embargo no se considera en el estudio que exista limitación de nitrógeno
pues a la formulación de todas las mezclas del sustrato se adicionó salvado
de trigo como suplemento orgánico de nitrógeno el cual contiene un 9.7% de
nitrógeno en su composición, suficiente para suplir las necesidades
metabólicas de este tipo de hongos (Oei, 2003).
Así, los resultados de los porcentajes de carbono y nitrógeno total de los
residuos coinciden con la producción obtenida, indicando que el porcentaje
de carbono total que posee un sustrato es directamente proporcional a la
producción de hongos comestibles que se desee obtener (Escobar, 2002).
Tabla 7.1. Porcentaje de carbono y nitrógeno total de los residuos utilizados
RESIDUO
CARBONO TOTAL
NITROGENO TOTAL
AGROINDUSTRIAL
(%p/p)
(%p/p)
ASERRÍN *
51
0.11
CAPACHO DE
28.31
1.10
25.51
9.18
18.66
10.85
UCHUVA **
CÁSCARA DE
ARVEJA **
TUZA DE
MAZORCA **
* Fuente: Escobar, 2002.
** Fuente: Mojica y Molano, 2006
7.1.6. Análisis del Porcentaje de Eficiencia Biológica de Pleurotus
ostreatus en cada uno de los sustratos evaluados
El porcentaje de eficiencia biológica permite evaluar la producción midiendo
el peso en fresco de hongos cosechados sobre el peso del sustrato húmedo
por cien en cada uno de los residuos evaluados durante tres cosechas. Así,
de acuerdo a los resultados obtenidos se pudo observar que no existió
diferencia estadísticamente significativa (Anexo 2) entre los residuos
agroindustriales analizados y asimismo se observó que el porcentaje de
eficiencia biológica (Figura 7.11) obtenido es directamente proporcional al
peso fresco generado en cada uno de los sustratos. Los resultados muestran
que el capacho de uchuva fue más eficiente que los demás residuos con un
valor de 76.1% seguido por el aserrín con 70%, la cáscara de arveja con un
68.6% y finalmente la tusa con 57.8%.
EFICIENCIA
BIOLÓGICA (%)
PORCENTAJE DE EFICIENCIA BIOLÓGICA DE
Pleurotus ostreatus EN LOS DIFERENTES
SUSTRATOS
100.00
80.00
76.10
68.60
60.00
56.70
70.00
40.00
20.00
0.00
CAPACHO DE CASCARA DE
UCHUVA
ARVEJA
TUSA DE
MAZORCA
CONTROL
SUSTRATO ANALIZADO
Figura 7.11. Porcentaje de eficiencia biológica de Pleurotus ostreatus
generada en cada sustrato evaluado
La explicación a un alto porcentaje eficiencia biológica del capacho de
uchuva podría estar relacionada con el posible alto contenido de lípidos que
posee este sustrato ya que aunque no se conoce la composición exacta de
lípidos de este residuo se observó una alta consistencia lipídica en el
momento de molido del material seco (Bock y colaboradores 1995).
Nair y colaboradores en 1989, han reportado que los lípidos estimulan el
crecimiento del micelio y la producción de cuerpos fructíferos de Pleurotus
ostreatus. Además se observa que al adicionar materiales lipídicos al
sustrato se logra un incremento del 20 al 60% de la producción de carpóforos
(Bonzom y colaboradores, 1999). Los niveles relativamente bajos de lípidos
durante el crecimiento del hongo indican su rápida utilización durante la
formación de los cuerpos fructíferos, lo cual demuestra el efecto estimulador
que los lípidos tiene en el desarrollo de P. ostreatus (Nair y colaboradores,
1989).
Así mismo, se puede deducir que la cáscara de arveja y la tusa mazorca no
poseen un alto porcentaje de lípidos, 1.4% y 0.4% (Stamets, 2003), en su
composición y un porcentaje de carbono total menor al del sustrato control
(tabla 7.1). Esto explica porque no se genera un porcentaje de eficiencia
biológica rentable para el cultivo de este hongo sobre estos sustratos.
7.1.7. Análisis de rendimiento de Pleurotus ostreatus en cada uno de
los sustratos evaluados
Del rendimiento obtenido en cada uno de los sustratos (Figura 7.12) se
puede observar que es directamente proporcional al peso fresco obtenido y
por ende al porcentaje de eficiencia biológica registrada en cada uno de los
sustratos. El sustrato que presentó mayor rentabilidad fue aquel hecho con
capacho de uchuva superando al cultivo control en aproximadamente 3 Kg.
Indicando que si las bolsas de 1 kilo ocuparan un espacio de un m2, se
generan en promedio 39.03 Kg de hongo en peso fresco por ende se
recomienda el capacho de uchuva como el adecuado para el cultivo de
Pleurotus ostreatus. El sustrato con mejor rendimiento que le sigue es el del
control con un promedio de 35.90 Kg/m2, seguido por la cáscara de arveja
con un promedio de 29.08 Kg/m2 y finalmente la tusa de mazorca con un
promedio de 29.08 Kg/m2.
RENDIMIENTO (Kg/m2)
RENDIMIENTO DE Pleurotus ostreatus EN LOS
DIFERENTES SUTRATOS
60.00
40.00
39.03
35.18
29.08
35.90
20.00
0.00
CAPACHO DE
UCHUVA
CASCARA DE
ARVEJA
TUSA DE
MAZORCA
CONTROL
SUSTRATO
Figura 7.12. Rendimiento estimado de Pleurotus ostreatus en cada sustrato
evaluado
Así mismo se puede estimar que a escala industrial la cáscara de arveja y la
tusa mazorca producirían, aproximadamente de 4 a 6 Kg. menos que el
sustrato control, lo cual no evidenciaría la rentabilidad del cultivo del hongo
sobre estos residuos a gran escala.
7.2. Análisis sensorial de los hongos cosechados de Pleurotus
ostreatus en cada uno de los sustratos evaluados:
En la prueba sensorial realizada (Figura 7.13) por catadores no entrenados
para el consumo de Pleurotus ostreatus se pudo determinar por medio del
análisis de ANOVA que tanto en los hongos en fresco como en los hongos
salteados no existió diferencia significativa al comparar la aceptabilidad y
palatabilidad dada al producto en todos los sustratos a la vez, indicando que
las características de sabor y textura del carpoforo no varían por la
composición de los sustratos.
Figura 7.13. Cubículo predispuesto para
la realización de la prueba sensorial
7.2.1. Hongos en fresco
Al observar la prueba t de student (Anexo 5), que permite comparar la
aceptabilidad y palatabilidad del producto dependiendo del sustrato evaluado
con respecto al sustrato control, se pudo determinar que en Pleurotus
ostreatus en fresco tuvieron mayor preferencia las obtenidas a partir de
capacho de uchuva y tusa de mazorca, indicando que el producto cambia su
sabor de acuerdo al sustrato en el que se cultive. Los hongos cultivados en
cáscara de arveja no superaron la aceptabilidad comparadas a las obtenidas
a partir de sustrato control, por ende este sustrato aunque pueda ser
considerado eficiente no asegura permanencia en el mercado de acuerdo a
la aceptación del producto.
7.2.2. Hongos salteados
En cuanto a las muestras de Pleurotus ostreatus salteadas (Anexo 5), se
pudo observar que los catadores no entrenados no encontraron diferencia
alguna en la palatabilidad del producto indicando que en las muestras
salteadas no se ve afectado el sabor por el sustrato en el que haya sido
cultivadas, puesto que estas absorben el sabor del elemento con el cual
estas se estén preparando, como lo es en este caso la mantequilla sin sal,
influenciando la degustación del producto.
De todas maneras, cabe reconocer que como es un producto poco conocido
en el mercado colombiano los catadores no entrenados no pueden tener un
punto de comparación o de referencia y por ende la prueba sensorial solo
pudo ser realizada en cuanto a la aceptación y palatabilidad, sin evaluar
características importantes como son olor, color, presencia de defectos, las
cuales permitirían corroborar aun más la aceptación del producto para su
consumo en la sociedad colombiana.
Así mismo, los catadores no entrenados al no tener conocimiento profundo
del producto no pueden inclinarse por preferencias nutricionales y/o
alimenticias que pudieran afectar los resultados de la prueba, es decir que
estos datos reflejan a la gran mayoría de posibles consumidores de Pleurotus
ostreatus (orellanas) en Colombia.
CONCLUSIONES
El mejor sustrato para el desarrollo y producción de Pleurotus
ostreatus es el capacho de uchuva ya que alcanzó un porcentaje de
eficiencia biológica de 76.1% en un periodo total de producción de 41
días y una rentabilidad de 39.03 Kg/m2 con excelentes características
organolépticas, considerándose así un sustrato adecuado y eficiente
para el cultivo de este hongo.
La cáscara de arveja, aunque produjo un porcentaje de eficiencia
biológica de 68,6% demoró 23 días para la corrida del micelio y en
consecuencia un periodo total de producción de 49 días, lo cual indica
que puede ser un sustrato utilizable, sin embargo, la aceptación del
producto en la prueba sensorial realizada no fue la esperada y los
hongos obtenidos a partir de este sustrato fueron considerados una de
las de menor aceptabilidad.
La tusa de mazorca fue el sustrato que produjo el menor porcentaje de
eficiencia biológica, obteniendo un valor de 57% y periodo total de
producción de 52 días, lo cual hace que no se pueda recomendar
como un sustrato rentable y eficiente para el cultivo de este hongo
para una producción a gran escala, ya que la aceptabilidad del
producto no asegura un buen posicionamiento en el mercado.
El aserrín de roble utilizado como control fue más eficiente que la
cáscara de arveja y la tusa de mazorca, con un periodo total de
producción de 39 días., corroborándolo como un sustrato eficiente,
rentable para la producción del hongo y utilizable como cultivo control.
Se demostró que a gran escala el capacho de uchuva genera una
rentabilidad de 39.03 Kg/m2, superando al sustrato control en
aproximadamente 3 Kg, lo cual lo hace considerarse un residuo
adecuado y competente para el cultivo de Pleurotus ostreatus.
Se demostró que el tipo de sustrato de residuo agroindustrial utilizado
como fuente de carbono influye significativamente sobre la producción
y crecimiento de Pleurotus ostreatus.
Se confirmó que la metodología realizada durante el desarrollo de
investigación es la adecuada para el cultivo de Pleurotus ostreatus
teniendo en cuenta que se manejen los rangos óptimos de
temperatura, humedad y luz durante el desarrollo de cada etapa del
proceso.
9. RECOMENDACIONES
Realizar análisis detallados de la composición química y estructural de
cada uno de los residuos, y así determinar la posible interferencia en
el crecimiento y desarrollo de Pleurotus ostreatus por parte de algún
compuesto del residuo.
Desarrollar estudios en la composición química del capacho de
uchuva para determinar el factor exacto que incrementa la producción
del producto de Pleurotus ostreatus.
Efectuar mezclas de diferentes sustratos variando el tamaño de la
partícula de los residuos que se vayan a utilizar como fuente de
carbono para establecer si tiene influencia en el porcentaje de
eficiencia biológica en la producción del hongo Pleurotus ostreatus.
Realizar un análisis químico de la composición de los carpóforos
obtenidos a partir de cada uno los sustratos para determinar si el
residuo en el que se cultiva influye en esta característica.
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SOLOMON, E.P. BERG, L. R. MARTIN, D. W. VILLEE, C. 1996.
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Nacional de Asunción. Revista de Ciencia y Tecnología. Paraguay.
Vol. 1 No. 2.
ANEXO 1
RESUMEN DE LA PRODUCCIÓN DE Pleurotus ostreatus EN CADA
UNO DE LOS SUSTRATOS EVALUADOS
VARIABLE
ANALIZADA
CAPACHO DE
UCHUVA
CÁSCARA DE
ARVEJA
TUSA DE
MAZORCA
ASERRÍN DE
ROBLE
Tiempo total de
cultivo (Días)
41
49
52
39
Corrida del
micelio (Días)
20
23
27
18
No. de hongos
producidos
65
51.4
34.5
58.9
Diámetro
promedio por
bolsa (cm)
5.87
5.47
5.53
5.77
Peso fresco (g)
761
686
567
700
Eficiencia
biológica %
76.1
68.6
56.7
70
RENDIMIENTO
2
(Kg/cm )
7.43
6.7
5.54
6.84
Los valores reportados son el promedio de las diez bolsas cultivadas en cada sustrato.
ANEXO 2
ANÁLISIS ESTADÍSTICO DE LOS DATOS OBTENIDOS DEL
CRECIMIENTO Y PRODUCCIÓN DE Pleurotus ostreatus
•
ANÁLISIS DEL NÚMERO DE HONGOS PRODUCIDOS EN CADA SUSTRATO
Análisis de Varianza
Análisis de varianza de un factor
RESUMEN
Grupos
Cuenta
Suma
Promedio
Varianza
CAPACHO DE
UCHUVA
10
650
65
32.2222222
ASERRÍN DE
ROBLE
10
589
58.9
56.3222222
CÁSCARA DE
ARVEJA
10
514
51.4
29.8222222
TUSA DE
MAZORCA
10
345
34.5
36.7222222
ANÁLISIS DE VARIANZA
Grados Promedio de
de
los
libertad cuadrados
Origen de las
variaciones
Suma de
cuadrados
Entre grupos
5224.1
3
1741.36667 44.9127382 2.9653E-12 2.86626556
Dentro de los
grupos
1395.8
36
38.7722222
Total
6619.9
39
F
Probabilidad
Valor crítico
para F
Prueba t de student
Prueba t para dos muestras suponiendo varianzas desiguales
CAPACHO DE UCHUVA ASERRÍN DE ROBLE
Media
Varianza
Observaciones
Diferencia hipotética
de las medias
Grados de libertad
Estadístico t
P(T<=t) una cola
Valor crítico de t (una
cola)
P(T<=t) dos colas
Valor crítico de t (dos
colas)
65
32.22222222
10
58.9
56.32222222
10
0
17
2.049977887
0.028058652
1.739606716
0.056117304
2.109815559
Prueba t para dos muestras suponiendo varianzas desiguales
CÁSCARA DE ARVEJA ASERRÍN DE ROBLE
Media
Varianza
Observaciones
Diferencia hipotética
de las medias
Grados de libertad
Estadístico t
P(T<=t) una cola
Valor crítico de t (una
cola)
51.4
29.82222222
10
0
16
-2.555333721
0.010586816
1.745883669
P(T<=t) dos colas
0.021173632
Valor crítico de t (dos
colas)
2.119905285
58.9
56.3222222
10
•
ANÁLISIS DEL TAMAÑO DE LOS CARPOFOROS PRODUCIDOS EN CADA
SUSTRATO
Análisis de Varianza
Análisis de varianza de un factor
RESUMEN
Grupos
Cuenta
CAPACHO DE UCHUVA
ASERRÍN DE ROBLE
CÁSCARA DE ARVEJA
TUSA DE MAZORCA
10
10
10
10
Suma
58.6
57.7
54.7
55.3
Promedio
Varianza
5.860.26488889
5.770.27788889
5.470.35344444
5.53
0.369
ANÁLISIS DE VARIANZA
Origen de las
variaciones
Suma de
cuadrados
Entre grupos
Dentro de los
grupos
Total
Grados de
libertad
Promedio de
los cuadrados
1.05075
3
11.387
36
12.43775
39
F
0.31630556
Prueba t para dos muestras suponiendo varianzas desiguales
CAPACHO DE UCHUVA
ASERRÍN DE ROBLE
5.8100
0.3477
10
5.7700
0.2779
10
0
18
0.1599
0.4374
1.7341
0.8747
2.1009
Valor crítico
para F
0.350251.10731536 0.35881846 2.86626556
Prueba t de student
Media
Varianza
Observaciones
Diferencia hipotética de
las medias
Grados de libertad
Estadístico t
P(T<=t) una cola
Valor crítico de t (una
cola)
P(T<=t) dos colas
Valor crítico de t (dos
colas)
Probabilidad
Prueba t para dos muestras suponiendo varianzas desiguales
CÁSCARA DE ARVEJA ASERRÍN DE ROBLE
Media
Varianza
Observaciones
Diferencia hipotética de
las medias
5.47
0.35
10
Grados de libertad
Estadístico t
P(T<=t) una cola
18
-1.19
Valor crítico de t (una
cola)
P(T<=t) dos colas
Valor crítico de t (dos
colas)
5.77
0.28
10
0
0.12
1.73
0.25
2.10
Prueba t para dos muestras suponiendo varianzas desiguales
Media
Varianza
Observaciones
Diferencia hipotética de
las medias
Grados de libertad
Estadístico t
P(T<=t) una cola
Valor crítico de t (una
cola)
P(T<=t) dos colas
Valor crítico de t (dos
colas)
TUSA DE MAZORCA
ASERRÍN DE ROBLE
5.53
0.369
10
5.77
0.277888889
10
0
18
-0.94
0.18
1.73
0.36
2.10
• ANÁLISIS DEL PESO FRESCO PRODUCIDO EN CADA SUSTRATO
Análisis de Varianza
Análisis de varianza de un factor
RESUMEN
Grupos
CAPACHO DE UCHUVA
ASERRÍN DE ROBLE
CÁSCARA DE ARVEJA
TUSA DE MAZORCA
Cuenta
10
10
10
10
Suma
7610
7000
6860
5670
Promedio
761
700
686
567
Varianza
1521.11111
511.111111
293.333333
10690
ANÁLISIS DE VARIANZA
Origen de las
variaciones
Grados
Suma de
de
Promedio de
cuadrados libertad los cuadrados
Entre grupos
197570
3
65856.6667
Dentro de los grupos
117140
36
3253.88889
Total
314710
39
F
20.2393717
Prueba t de student
Prueba t para dos muestras suponiendo varianzas desiguales
Media
Varianza
Observaciones
Diferencia hipotética
de las medias
Grados de libertad
Estadístico t
P(T<=t) una cola
Valor crítico de t (una
cola)
P(T<=t) dos colas
Valor crítico de t (dos
colas)
CAPACHO DE UCHUVA ASERRÍN DE ROBLE
761
700
1521.111111
511.1111111
10
10
0
14
4.279019218
0.000381974
1.761310115
0.000763948
2.144786681
Probabilidad
7.3929E-08
Valor crítico
para F
2.86626556
Prueba t para dos muestras suponiendo varianzas desiguales
Media
Varianza
Observaciones
Diferencia hipotética de las medias
Grados de libertad
Estadístico t
P(T<=t) una cola
Valor crítico de t (una cola)
P(T<=t) dos colas
Valor crítico de t (dos colas)
CÁSCARA DE ARVEJA ASERRÍN DE ROBLE
686
700
293.3333333
511.1111111
10
10
0
17
-1.560917707
0.0068482589
1.739606716
0.136965179
2.109815559
Prueba t para dos muestras suponiendo varianzas desiguales
TUSA DE MAZORCA
Media
567
Varianza
10690
Observaciones
10
Diferencia hipotética de las medias
0
Grados de libertad
10
Estadístico t
-3.973938011
P(T<=t) una cola
0.001313284
Valor crítico de t (una cola)
1.812461102
P(T<=t) dos colas
0.002626569
Valor crítico de t (dos colas)
2.228138842
ASERRÍN DE ROBLE
700
511.1111111
10
•
ANÁLISIS DE LA EFICIENCIA BIOLÓGICA OBTENIDA EN CADA SUSTRATO
Análisis de Varianza
Análisis de varianza de un factor
RESUMEN
Grupos
CAPACHO DE UCHUVA
ASERRÍN DE ROBLE
CÁSCARA DE ARVEJA
TUSA DE MAZORCA
Cuenta Suma Promedio
Varianza
10
761
76.1 15.2111111
10
700
70 5.11111111
10
686
68.6 2.93333333
10
567
56.7
106.9
ANÁLISIS DE VARIANZA
Grados Promedio de
Origen de las
Suma de
de
los
Valor crítico
variaciones
cuadrados libertad cuadrados
F
Probabilidad
para F
Entre grupos
1975.7
3 658.566667 20.2393717 7.3929E-08 2.86626556
Dentro de los grupos
1171.4
36 32.5388889
Total
3147.1
39
Prueba t de student
Prueba t para dos muestras suponiendo varianzas desiguales
Media
Varianza
Observaciones
Diferencia hipotética
de las medias
Grados de libertad
Estadístico t
P(T<=t) una cola
Valor crítico de t (una
cola)
P(T<=t) dos colas
Valor crítico de t (dos
colas)
CAPACHO DE UCHUVA ASERRÍN DE ROBLE
76.1
70
15.21111111
5.111111111
10
10
0
14
4.279019218
0.000381974
1.761310115
0.000763948
2.144786681
Prueba t para dos muestras suponiendo varianzas desiguales
CÁSCARA DE ARVEJA
Media
Varianza
Observaciones
Diferencia hipotética de las medias
Grados de libertad
Estadístico t
P(T<=t) una cola
Valor crítico de t (una cola)
P(T<=t) dos colas
Valor crítico de t (dos colas)
ASERRÍN DE ROBLE
70
5.111111111
10
68.6
2.933333333
10
0
17
-1.560917707
0.0068482589
1.739606716
0.136965179
2.109815559
Prueba t para dos muestras suponiendo varianzas desiguales
Media
Varianza
Observaciones
Diferencia hipotética de las medias
Grados de libertad
Estadístico t
P(T<=t) una cola
Valor crítico de t (una cola)
P(T<=t) dos colas
Valor crítico de t (dos colas)
TUSA DE MAZORCA
56.7
106.9
10
0
10
-3.973938011
0.001313284
1.812461102
0.002626569
2.228138842
ASERRÍN DE ROBLE
70
5.111111111
10
ANÁLISIS DEL RENDIMIENTO OBTENIDO EN CADA SUSTRATO
Análisis de Varianza
Análisis de varianza de un factor
RESUMEN
Grupos
CAPACHO DE UCHUVA
ASERRÍN DE ROBLE
CÁSCARA DE ARVEJA
TUSA DE MAZORCA
Cuenta
10
10
10
10
Suma Promedio
Varianza
74.34
7.434 0.14413778
68.39
6.839
0.05001
67.02
6.702 0.02819556
55.37
5.537 1.01917889
ANÁLISIS DE VARIANZA
Grados Promedio de
de
los
Valor crítico
Origen de las
Suma de
F
Probabilidad
para F
variaciones
cuadrados libertad cuadrados
Entre grupos
18.89914
3 6.29971333 20.2967397 7.1635E-08 2.86626556
Dentro de los grupos
11.1737
36 0.31038056
Total
30.07284
39
Prueba t de student
Prueba t para dos muestras suponiendo varianzas desiguales
Media
Varianza
Observaciones
Diferencia hipotética de las medias
Grados de libertad
Estadístico t
P(T<=t) una cola
Valor crítico de t (una cola)
P(T<=t) dos colas
Valor crítico de t (dos colas)
CAPACHO DE UCHUVA ASERRÍN DE ROBLE
7.434
6.839
0.144137778
0.05001
10
10
0
15
4.27022495
0.000335414
1.753050325
0.000670827
2.131449536
Prueba t para dos muestras suponiendo varianzas desiguales
CÁSCARA DE
ARVEJA
Media
Varianza
Observaciones
Diferencia hipotética de las medias
Grados de libertad
Estadístico t
P(T<=t) una cola
Valor crítico de t (una cola)
P(T<=t) dos colas
Valor crítico de t (dos colas)
6.702
0.028195556
10
0
17
-1.549179582
0.069876688
1.739606716
0.139753376
2.109815559
ASERRÍN DE ROBLE
6.839
0.05001
10
Prueba t para dos muestras suponiendo varianzas desiguales
Media
Varianza
Observaciones
Diferencia hipotética de las medias
Grados de libertad
Estadístico t
P(T<=t) una cola
Valor crítico de t (una cola)
P(T<=t) dos colas
Valor crítico de t (dos colas)
TUSA DE MAZORCA ASERRÍN DE ROBLE
5.537
6.839
1.019178889
0.05001
10
10
0
10
-3.98183964
0.001296623
1.812461102
0.002593247
2.228138842
ANEXO 3
NÚMEROS ALEATORIOS DE LA PRUEBA SENSORIAL
PRODUCTO: ORELLANAS EN FRESCO
(HONGOS COMESTIBLES)
4507: CAPACHO DE UCHUVA
1703: ASERRÍN DE ROBLE
2575: CÁSCARA DE ARVEJA
7721: TUSA DE MAZORCA
PRODUCTO: ORELLANAS SALTEADAS
(HONGOS COMESTIBLES)
4507: CAPACHO DE UCHUVA
1703: CÁSCARA DE ARVEJA
2575: ASERRÍN DE ROBLE
7721: TUSA DE MAZORCA
ANEXO 4
FORMATO DE EVALUACIÓN DE LA PRUEBA SENSORIAL
FECHA:
.
NOMBRE:
.
OCUPACIÓN:
.
PRODUCTO: ORELLANAS EN FRESCO
(HONGOS COMESTIBLES)
Sobre la mesa encontrara cuatro vasos marcados aleatoriamente; pruebe las cuatro
muestras y acomódelas de la que MÁS LE GUSTE A LA QUE MENOS LE GUSTE.
No puede existir igualdad entre las muestras.
Indique sus respuestas usando el número asignado a cada uno de los vasos que
contienen la muestra.
Beba agua pura y consuma galletas de soda después de probar cada muestra.
Más me gusta
Menos me gusta
MUCHAS GRACIAS
Comentarios:
FECHA:
.
NOMBRE:
.
OCUPACIÓN:
.
PRODUCTO: ORELLANAS SALTEADAS
(HONGOS COMESTIBLES)
Sobre la mesa encontrara cuatro vasos marcados aleatoriamente; pruebe las cuatro
muestras y acomódelas de la que MÁS LE GUSTE A LA QUE MENOS LE GUSTE.
No puede existir igualdad entre las muestras.
Indique sus respuestas usando el número asignado a cada uno de los vasos que
contienen la muestra.
Beba agua pura y consuma galletas de soda después de probar cada muestra.
Más me gusta
Menos me gusta
MUCHAS GRACIAS
Comentarios:
ANEXO 5
ANÁLISIS ESTADÍSTICO DE LA PRUEBA SENSORIAL
•
ANÁLISIS DE LA ACEPTABILIDAD DE ORELLANAS EN FRESCO
Análisis de Varianza
Análisis de varianza de un factor
RESUMEN
Grupos
CAPACHO DE
UCHUVA
ASERRIN DE
ROBLE
CÀSCARA DE
ARVEJA
TUSA DE
MAZORCA
Cuenta
Suma
Promedio
Varianza
30
12,36
30
-0,86 -0,02866667 0,36008782
30
-7,12 -0,23733333 0,50354437
30
-28,11
0,412 0,52013379
-0,937 0,08880103
ANÁLISIS DE VARIANZA
Grados Promedio de
Valor crítico
Suma de
de
los
cuadrados
para F
libertad
cuadrados
F
Probabilidad
28,4532492
3 9,48441639 25,7629468 7,6192E-13 2,682809415
Origen de las
variaciones
Entre grupos
Dentro de los
grupos
42,7044433
116
Total
71,1576925
119
0,36814175
Prueba t de student
Prueba t para dos muestras suponiendo varianzas desiguales
Media
Varianza
Observaciones
Diferencia hipotética de las medias
Grados de libertad
Estadístico t
P(T<=t) una cola
Valor crítico de t (una cola)
P(T<=t) dos colas
Valor crítico de t (dos colas)
CAPACHO DE UCHUVA
0,412
0,520133793
30
0
56
2,572615102
0,006385746
1,672522304
0,012771491
2,003240704
ASERRIN DE ROBLE
-0,028666667
0,360087816
30
Prueba t para dos muestras suponiendo varianzas desiguales
Media
Varianza
Observaciones
Diferencia hipotética de las medias
Grados de libertad
Estadístico t
P(T<=t) una cola
Valor crítico de t (una cola)
P(T<=t) dos colas
Valor crítico de t (dos colas)
CÀSCARA DE ARVEJA
-0,237333333
0,503544368
30
0
56
-1,229841933
0,111949078
1,672522304
0,223898156
2,003240704
ASERRIN DE ROBLE
-0,028666667
0,360087816
30
Media
Varianza
Observaciones
Diferencia hipotética de las medias
Grados de libertad
Estadístico t
P(T<=t) una cola
Valor crítico de t (una cola)
P(T<=t) dos colas
TUSA DE MAZORCA
-0,937
0,088801034
30
0
42
-7,425684104
1,79984E-09
1,681952358
3,59969E-09
ASERRIN DE ROBLE
-0,02866667
0,36008782
30
Valor crítico de t (dos colas)
2,018081679
ANÁLISIS DE LA ACEPTABILIDAD DE ORELLANAS SALTEADAS
Análisis de Varianza
Análisis de varianza de un factor
RESUMEN
Grupos
CAPACHO DE UCHUVA
ASERRIN DE ROBLE
CÀSCARA DE ARVEJA
TUSA DE MAZORCA
Cuenta
Suma Promedio
Varianza
30 7.51 0.25033333 0.5304654
30 -5.92 -0.19733333 0.5884892
30 -2.06 -0.06866667 0.42301885
30 -29.44 -0.98133333 0.03430161
ANÁLISIS DE VARIANZA
Origen de las
variaciones
Suma de
cuadrados
Grados Promedio de
de
los
libertad cuadrados
F
Probabilidad
Valor crítico
para F
Entre grupos
24.6250558
Dentro de los grupos 45.7119767
3 8.20835194 20.8297452 7.2578E-11 2.68280941
116 0.39406876
Total
119
70.3370325
Prueba t de student
Prueba t para dos muestras suponiendo varianzas desiguales
Media
Varianza
Observaciones
Diferencia hipotética de las medias
Grados de libertad
Estadístico t
P(T<=t) una cola
Valor crítico de t (una cola)
P(T<=t) dos colas
Valor crítico de t (dos colas)
CAPACHO DE UCHUVA ASERRÍN DE ROBLE
0.25033333
-0.19733333
0.5304654
0.5884892
30
30
0
58
2.31797716
0.01199924
1.67155276
0.02399848
2.00171747
Prueba t para dos muestras suponiendo varianzas desiguales
CÁSCARA DE ARVEJA ASERRÍN DE ROBLE
Media
-0.06866667
-0.19733333
Varianza
0.42301885
0.5884892
Observaciones
30
30
Diferencia hipotética de las medias
0
Grados de libertad
56
Estadístico t
0.70071596
P(T<=t) una cola
0.24319084
Valor crítico de t (una cola)
1.6725223
P(T<=t) dos colas
0.48638168
Valor crítico de t (dos colas)
2.0032407
Prueba t para dos muestras suponiendo varianzas desiguales
Media
Varianza
Observaciones
Diferencia hipotética de las medias
Grados de libertad
Estadístico t
P(T<=t) una cola
Valor crítico de t (una cola)
P(T<=t) dos colas
Valor crítico de t (dos colas)
TUSA DE MAZORCA ASERRÍN DE ROBLE
-0.98133333
-0.19733333
0.03430161
0.5884892
30
30
0
32
-5.44133663
2.7501E-06
1.6938887
5.5002E-06
2.03693333