El ciclo celular y su papel en la biologíade las

medigraphic
Artemisa
en línea
Alvarado-Moreno y Mayani-Viveros
ARTÍCULO DE REVISIÓN
El ciclo celular y su papel en la biología
de las células progenitoras hematopoyéticas
José Antonio Alvarado-Moreno y Héctor Mayani*
Laboratorio de Hematopoyesis, Unidad de Investigación Médica en Enfermedades Oncológicas,
Centro Médico Nacional Siglo XXI, IMSS, México, D.F., México
Recibido en su versión modificada: 06 de julio de 2006
RESUMEN
El ciclo celular constituye el conjunto de eventos que determinan la
actividad metabólica de toda célula así como su división y la
generación de células hijas. Este proceso está involucrado en todos
los procesos celulares tales como proliferación y diferenciación. Se
ha demostrado que diversos elementos moleculares participan en
su regulación y que alteraciones en este proceso pueden conducir
a trastornos fisiológicos e incluso a la muerte del organismo. En los
mamíferos, uno de los tejidos con mayor recambio celular es el
hematopoyético, por lo que se requiere un control muy estricto del
ciclo celular, principalmente a nivel de células troncales y progenitoras para la óptima producción de células sanguíneas. En este
artículo presentamos un panorama general de los principales
mecanismos y factores involucrados en la regulación del ciclo
celular, poniendo particular énfasis en su papel en la biología de las
células hematopoyéticas primitivas.
Palabras clave:
Ciclo celular, inhibidores del ciclo celular, hematopoyesis,
células troncales, células progenitoras
Introducción
E
n 1838, Theidos Schleiden y Jacob Schwann propusieron, mediante la teoría celular, que todos los organismos vivos se componen de una o más células que proceden
de la división de células pre-existentes, con lo que afirmaban
que la división celular en cierta forma es una ruta a la
inmortalidad.1 Las células se reproducen por la duplicación
de su contenido genético y la división de su citoplasma; este
ciclo de división celular es el medio fundamental por el cual
todos los organismos vivientes son propagados. En especies
unicelulares como las bacterias y levaduras, cada división
celular produce un organismo; en organismos multicelulares,
múltiples ciclos de división celular son necesarios para generar un nuevo individuo y, posteriormente, necesarios para el
mantenimiento de los individuos a lo largo de toda su vida.
Aceptado: 01 de septiembre de 2006
SUMMARY
The cell cycle comprises a group of biological events that determine
the metabolic activity of any cell, as well as its division and the
generation of new daughter cells. It is involved in every cellular
process, such as proliferation and differentiation. It has been shown
that several molecular elements regulate the cell cycle, and that
alterations in any of its phases and/or regulators could give rise to
physiologic deficiencies, and even death. In mammals, the
haematopoietic tissue is one of the most active in terms of cell
replacement; thus, a tight cell cycle control, particularly at the level
of stem and progenitors cells is crucial for optimal blood cell
production. In the present article, we give a comprehensive overview
of the major mechanisms and regulatory, molecules that participate
in the cell cycle of mammalian cells, with particular emphasis on its
role in the biology of primitive cells of the hematopoietic system.
Keywords:
Cell cycle, inhibitors, haematopoiesis, stem cells,
progenitor cells
En los mamíferos, uno de los tejidos con mayor recambio
celular y, por ende, donde la división es más común, es el
tejido hematopoyético. Todas las células de la sangre se
forman a partir de la continua producción de células progenitoras que, a su vez, da lugar a células maduras. Así, nuestro
organismo produce 1 × 1010 eritrocitos y 4 × 108 leucocitos
cada hora durante la etapa adulta.
El ciclo celular es sin duda uno de los procesos biológicos
más intensamente estudiados, y a pesar de los grandes
esfuerzos realizados, aún quedan incógnitas de cómo éste es
controlado por las diversas moléculas que participan en él. En
el presente artículo, haremos un análisis de los mecanismos
que regulan el ciclo celular en general y posteriormente nos
enfocaremos a las características particulares del ciclo celular en el proceso de formación de las células sanguíneas.
* Correspondencia y solicitud de sobretiros: Dr Héctor Mayani. Unidad de Investigación Médica en Enfermedades Oncológicas, Centro Médico
Nacional Siglo XXI, IMSS, Av. Cuauhtémoc 330, Col. Doctores, 06720 México, D.F., México. Tel.: (52 55) 5627-6959, Fax: (52 55) 5761-0952.
Correo electrónico: [email protected]
Gac Méd Méx Vol. 143 No. 2, 2007
(www.anmm.org.mx)
149
Ciclo celular y células progenitoras hematopoyéticas
El ciclo celular
El ciclo celular es un término usado para describir una serie
ordenada de eventos responsables de coordinar la duplicación del material genético y citoplásmico de una generación
celular a la siguiente, y de asegurar la segregación balanceada del material genético en las dos células hijas. En células
eucarióticas el ciclo celular se divide en cuatro fases basados
en eventos visibles o medibles, denominadas G1, S, G2 y M.
Si durante la fase G1, las células están sujetas a estimulación
por mitógenos extracelulares y factores de crecimiento, transitan en esta fase para proceder con la síntesis de ADN en la
fase S; G2 es el intervalo entre la culminación de la síntesis
de ADN y la mitosis (M). Esta última es visible al microscopio
y comprende la citocinesis (división del contenido citoplásmico) y la cariocinesis (división del contenido cromosómico
celular). Existe también un estadio denominado G0, el cual es
usado para describir las células que han salido del ciclo
celular y permanecen en un estado de quiescencia, no
proliferativo (Figura 1). En G0, las células difieren mucho de
las que se encuentran en G1; disminuye el tamaño celular
debido a un desbalance entre la síntesis y degradación de los
componentes celulares, además las enzimas y el transporte
transmembranal son bajos. Las fases G1, S y G2, son
imperceptibles a la vista y constituyen la etapa denominada
interfase.2,3 Sin embargo, la conservación de los procesos de
crecimiento celular y división puede disociarse, en casos
especiales: por ejemplo, en los ovocitos, neuronas y células
de músculo, puede existir crecimiento celular sin división
celular y, en huevos fertilizados, puede existir división celular
sin crecimiento celular; estos eventos pueden funcionar en
forma independiente o complementaria.4
Reguladores del ciclo celular
Para que se puedan llevar a cabo los diferentes eventos de
la progresión del ciclo celular que alterna procesos de proliferación y procesos de diferenciación, es necesaria la participación de diversas moléculas que, junto con las condiciones del medio, controlan la duplicación celular. Tal es el caso
de las cinasas dependientes de ciclinas (Cdks). De acuerdo
con las últimas versiones de los genomas de humano y de
ratón, hasta el momento se conocen 11 genes que codifican
para las Cdks y otros 9 genes que codifican proteínas con
similitudes estructurales conservadas.5
Cinasas dependientes de ciclinas (Cdks)
Las Cdks representan la subunidad catalítica de una gran
familia de enzimas que promueven la fosforilación de residuos de serina/treonina; las holoenzimas están formadas por
complejos heterodiméricos con una de varias subunidades
reguladoras denominadas ciclinas, las cuales han sido implicadas en el control de la progresión del ciclo celular. El primer
miembro de la familia de Cdks, que se describió ahora recibe
el nombre de Cdk1 y fue identificado mediante un tamizaje
genético en mutantes de Schizosaccharomyces pombe y
150
CICLO CELULAR
Ciclo completo
18-24 hrs
Factores de
crecimiento
División
celular
G0
Progresión
1-2 hrs G1
Temprana
M
G2
G1 12 hrs
S
Interfase (G0-S)
Eliminación de factores
de crecimiento
4 hrs
R
Punto de
restricción
6 hrs
G1
Tardía
Continuación
Figura 1. El ciclo celular. El esquema muestra las diferentes
fases del ciclo celular, y el tiempo promedio de cada una de las
fases. Se observa como la presencia de factores de crecimiento inducen la progresión de las células en G0 a las siguientes
fases del ciclo. La eliminación de estos puede mantener a las
células en el punto R o regresar a G0.
Sacharomyces cerevisiae (Cdc2 y Cdc28 respectivamente),
con defectos en la división del ciclo celular.6 Este gen resultó
ser equivalente a la subunidad catalítica p34 del factor
inductor de la mitosis (FIM), identificado en Xenopus laevis,
luego de la clonación de los miembros de esta familia. En
1991, en el Cold Spring Harbor Symposium on Cell Cycle, se
decidió adoptar el término cinasas dependientes de ciclinas,
de las que actualmente se conocen 11 miembros (Cuadro I).5
La actividad de las Cdks en el ciclo celular es un proceso
altamente controlado a diferentes niveles; además de requerir subunidades activadoras (ciclinas), que también se unen
a reguladores negativos inhibidores de Cdks o inhibidores de
cinasas dependientes de ciclinas (CDKI) y adicionalmente
están sujetas a regulación por fosforilación y desfosforilación
de la subunidad catalítica. Las Cdks pueden ser fosforiladas
en residuos de treonina (T172 en Cdk4 y T160 en Cdk2)
Cuadro I. Complejos formados por las Cdks y las Ciclinas
CDK
Ciclinas con que se asocia
1
A1, A2, B1, B2, B3, F
2
A1, A2, E1, E2
D1, D2, B1, B3
E1,F2,A1,A2, C, D
D1, D2, D3
p35, p39
(D-E y TIPO G)
D1, D2, D3
H
C
K, T1, T2
Factor Ets2
L1, L2 (D)
3
4
5
6
7
8
9
10
11
Referencia
Malumbres et al., 20057
Conget et al., 20008
Aleemet et al., 20059
Malumbres et al., 200410
Ren et al., 200411
Lilja et al., 200412
Zhang et al., 200413
Lolli et al., 200514
Akoulitchev et al., 200015
Garriga et al., 200416
Kasten et al., 200117
Loyer et al., 200518
Gac Méd Méx Vol. 143 No. 2, 2007
Alvarado-Moreno y Mayani-Viveros
localizados en su asa “T” para llevar a cabo su propia
actividad catalítica. Mientras que las cinasas Wee1 y Myt1
inhiben la actividad de cinasas de los complejos ciclinasCdks, por la fosforilación de residuos adyacentes de tirosina
y treonina en la subunidad de Cdks. La fosfatasa Cdc25
(Cdc25A, Cdc25B y Cdc25C) activa estas cinasas al desfosforilar los residuos de amino ácidos (aa) fosforilados por las
cinasa Wee1 y Myt1. De esta manera podemos ver que los
complejos ciclina-Cdks requieren ser fosforilados en el asa
“T” de la subunidad Cdk por la cinasa activadora de Cdks.
Cuando ambas fosforilaciones, activadoras e inactivadoras
existen simultaneamente en la misma molécula, las señales
inhibitorias son dominantes y por lo tanto la cinasa carece de
actividad, consiguiente la fosfatasa Cdc25 es la responsable
de la activación.4,19
Ciclinas
Estudios realizados en huevos de erizo de mar identificaron
una serie de proteínas que se sintetizan y se destruyen en
cada una de las divisiones embrionarias las cuales recibieron
el nombre de ciclinas.20 Fueron subsecuentemente clonadas
de embriones fertilizados de almejas y erizos de mar, y se
observó que éstas promueven la meiosis en ovocitos de
Xenopus laevis.21 Proteínas relacionadas designadas como
Cdc13, ciclina A y ciclina B fueron aisladas de S. pombe, S.
cerevisiae y células humanas. Posteriormente, se demostró
el establecimiento de interacciones específicas proteínaproteína entre la Cdk1 y las ciclinas A y B en ovocitos de
almejas, estrellas de mar y X. laevis.22 Asimismo, se descubrieron otras ciclinas en mamíferos por complementación de
mutantes de S. cerevisiae y células B de linfomas.23
Actualmente y de acuerdo con el genoma humano, se han
identificado, al menos, 29 genes que codifican proteínas
relacionadas que comparten una región conservada de 150
residuos de aa designados “caja de ciclinas” (cyclin box).
Este dominio está formado por 5 regiones helicoidales y es
responsable de la unión de supuestas proteínas de acompañamiento incluyendo las Cdk (Cuadro I).5
De las 29 proteínas designadas formalmente como ciclinas, algunas no se asocian a Cdks o a otras cinasas, tal es el
caso de las ciclinas F, G, I, J, M, O y S. Sin embargo, el
análisis de la secuencia del genoma humano ha identificado
7 locis adicionales que codifican a supuestas ciclinas de
acuerdo con la secuencia homóloga a la caja de ciclinas, no
obstante, hasta el momento no se han descubierto sus
funciones.
Inhibidores de cinasas dependientes de ciclinas (CDKI)
Los inhibidores de cinasas dependientes de ciclinas (CDKI)
juegan papeles clave en la regulación de la proliferación y el
desarrollo celular, a través del control que ejercen sobre
transiciones críticas del ciclo celular y como efectores de vías
de transducción que actúan en puntos de control del ciclo
celular (checkpoints). Su importancia se ha puesto de manifiesto al encontrar que formas deficientes de estos inhibidores se asocian con el desarrollo de tumores. Su actividad es
Gac Méd Méx Vol. 143 No. 2, 2007
altamente controlada a través del ciclo celular y en respuesta
a varias señales. Mientras que algunas de estas proteínas
inhibidoras se expresan y funcionan de manera constitutiva
como p16, otras como p27 se expresan en respuesta a
condiciones del medio ambiente y detienen el ciclo celular de
manera transitoria. La regulación generalmente afecta el
nivel o la disponibilidad de los CDKI que pueden cambiar sus
actividades intrínsecas. Los mecanismos que controlan la
función de los CDKI incluyen: 1) regulación de la transcripción, 2) traducción y 3) proteólisis. Sin embargo, algunas
señales cambian la capacidad de los CDKI para interaccionar
con sus blancos específicos.24
Los CDKI que gobiernan estos eventos han sido asignados a una de las dos familias basadas en su estructura y
blancos de Cdks. La primer clase incluye a las proteínas
INK4, las cuales son nombradas de esta forma por su capacidad de inhibir específicamente la subunidad catalítica de
las proteínas monoméricas Cdk4 y Cdk6, formando complejos binarios y está formada por cuatro proteínas: p16INK4,25
p15 INK4,26 p18 INK4 ,27 y p19INK4.28 Las cuatro proteínas comparten una identidad de aproximadamente un 40% y bioquímicamente son muy similares.29,30 No obstante, se sugiere que
pueden tener un efecto inhibitorio formando un complejo
ternario: INK4-Cdk4-ciclina D, con la unión específica a la
holoenzima, bloqueando el complejo. Análisis estructurales
de los complejos p16-Cdk6, p19-Cdk6 y p18-Cdk4 pudieron
confirmar esto, ya que las proteínas INK4 se unen a regiones
cercanas al sitio de unión de ATP del surco catalítico y
opuesto al sitio de unión de ciclinas de las Cdk4 y Cdk6,
induciendo un cambio conformacional que distorsiona la
región catalítica y altera alostéricamente el sitio de unión de
la ciclina D, favoreciendo su disociación.31
Para el caso de p16, el miembro prototípico de la familia,
se ha demostrado que es un inhibidor específico de Cdk4.25
Asimismo, es importante mencionar que la transcripción de
p16 puede ser reprimida por la proteína del retinoblastoma
(Rb).32
Los complejos ciclinas/Cdks pueden ser contrarrestados
por inhibidores de acción más amplia que forman la segunda
clase de CDKI, la familia Cip/Kip, cuyas acciones afectan las
actividades de las Cdks asociadas a las ciclinas A, D y E. Esta
clase está formada por las moléculas: p21Cip/Waf1/Sdi1,33,34 p27Kip135
y p57Kip2.36 Cada una de las cuales contiene regiones características en el amino terminal que aumentan la unión tanto a
las ciclinas así como a las subunidades de Cdks.37,38 Estas
moléculas forman complejos ternarios con la ciclina B/CDC2,
ciclina A/Cdk2, ciclina E-Cdk2, ciclina D-Cdk4 y ciclina DCdk6.39
Basados en un gran número de experimentos in vitro y en
los estudios de sobreexpresión in vivo, se ha demostrado que
los CDKI de la familia Cip/Kip, interfieren con las actividades
de las Cdks asociadas a las ciclinas A, D y E. Trabajos más
recientes han revelado que aunque las proteínas Cip/Kip son
potentes inhibidores de la Cdk2 dependientes de las ciclinas
E y A, también actúan como reguladores positivos de las
cinasas dependientes asociadas a la ciclina D.19
La expresión de genes inhibidores individuales de Cdk,
es regulada por diferentes señales antiproliferativas tales
151
Ciclo celular y células progenitoras hematopoyéticas
como el daño al ADN por radiación ionizante, o la inhibición
de la proliferación por la presencia del Factor de Crecimiento
Transformante Tipo Beta (TGF-β). El factor de transcripción
p53 activa la expresión de inhibidores como p21. Por otro
lado, la función de Rb, reprime la transcripción de p16, y el
TGF-β estimula la transcripción de p15.40
E2F) y E2F7 (se asocia con promotores de E2F durante las
fases G2 y S del ciclo celular) que tienen truncado el dominio
de unión a las proteínas “pocket” y a la transactivación; por lo
que ellos bloquean la transcripción de forma independiente
de las proteínas pocket.45 Las proteínas presentan dos dominios de unión a ADN de forma independiente de DP, y los loci
de E2F6 y E2F7 producen importantes RNAs con empalmes
alternativos, los cuales codifican distintas isoformas de proteínas, ya que se han demostrado dos isoformas de E2F7 y
dos y cuatro isoformas en humano y ratón de E2F6. La
función más ampliamente estudiada y mejor entendida de
E2F es su capacidad para regular la transición de G1/S y la
entrada a la fase S durante el ciclo celular.46 Cabe mencionar
que se han identificado una gran variedad de proteínas
virales entre las que destacan el antígeno T grande de SV40,
y la proteína E6 del papiloma virus humano (HPV-16), que
compiten con los miembros de la familia E2F por su sitio de
unión en la proteína Rb. La sobre-expresión de estas proteínas virales da como resultado un exceso de formas libres de
E2F y que favorecen la entrada a la fase S.
El factor de elongación de la transcripción E2F
E2F es un miembro representativo de una familia de factores
de transcripción E2 (E2F) que actúan como efectores río
abajo de la vía de Rb y juegan un papel importante en la
división del ciclo celular.41 Se consideran como reguladores
positivos de genes requeridos para la síntesis de ADN,
aunque también pueden funcionar como represores de la
transcripción que actúa en la proliferación y en la diferenciación, como reguladores de la muerte celular, de la oncogénesis y la supresión de tumores.42 En células de mamífero, la
actividad de E2F se genera por una amplia gama de complejos interconectados en donde participan siete genes de E2F:
dos genes DP (DP1 y DP2) y tres genes que codifican a las
proteínas de la familia de Rb (Rb, p107 y p130). E2F1, E2F2
y E2F3 (E2F3a) (la cual difiere sólo en el amino terminal con
el represor E2F3b) son potentes activadores transcripcionales, los cuales interactúan exclusivamente con Rb y se expresan frecuentemente durante el ciclo celular. E2F4 y E2F5 se
expresan en algunos tipos celulares, se consideran pobres
activadores de la transcripción y funcionan como represores,
ya que reclutan a las proteínas asociadas a promotores
reguladores de E2F. E2F4 puede interactuar con las tres
proteínas pocket y E2F5 se puede unir a p130.43 E2F3b es el
complejo predominante E2F-Rb en algunos tipos de células
quiescentes y funciona como un represor transcripcional.44
Los miembros E2F6 (en altos niveles de expresión retrasa la
re-entrada al ciclo celular y reprime los genes de respuesta a
La proteína del retinoblastoma (Rb)
Rb es una proteína nuclear que pertenece a una familia de
tres miembros como se mencionó anteriormente, los cuales
presentan múltiples sitios que son fosforilados por las Cdks
(Figura. 2). Rb se mantiene mínimamente fosforilada (hipofosforilada) en células quiescentes o G0, pero cambia a un
estado altamente fosforilado (hiperfosforilada) durante la
progresión de G1 y se mantiene así hasta el final de la mitosis.
Rb fosforilada libera al factor de transcripción E2F, permitiendo la expresión de algunos genes que codifican proteínas
involucradas en la progresión del ciclo celular y síntesis de
ADN, incluyendo la ciclina E, la cual es requerida para la
activación de la Cdk2. De esta manera el complejo ciclina EUb
P
Ub
P
FACTORES DE
CRECIMIENTO
E
Ub
P
P
PP1
P
Rb
P
CDK2
E2F HDACs
E2F4
D1
p107
Rb
CDK4
P130
CDK6
CDK2
p57
p21
CDK2
A
P
P
Rb
E
p27
Dp
ADN
P
p130
E2F
Dp
E2F
H3
HATS
ADN
A
E
G0
G1 Temprana
G1 Tardía
S
Figura 2. Fosforilación de la proteína Rb y progresión del ciclo celular. Rb o alguno de
los miembros de la familia (p107 o p130), al ser fosforilados, liberan factores de
transcripción (E2F y Dp) necesarios para la expresión de genes involucrados en las
diferentes fases del ciclo celular.
152
Gac Méd Méx Vol. 143 No. 2, 2007
Alvarado-Moreno y Mayani-Viveros
OTRAS VIAS
TGF-β
FACTORES DE
CRECIMIENTO
RAS
ERK
p21
p27
P
D1
C-myc
Cdc25A
Rb
Dp
E2F
Id2
Rb
CDK2
ADN
D1
E
CDK4
D2
Ub
Ub
DEGRADACION
p27
Cull
E
CDK2
Ub
Figura 3. Control de la función de c-myc. C-myc activada por Ras-ERK favorece la
progresión del ciclo celular mediante la activación transcripcional de la ciclina D2 y
CDK4, así como la modulación transcripcional de la ciclina D1, la activación del
complejo ciclina E-CDK2 a través de Cdc25A, la represión transcripcional de p21, p27
y promoviendo la proteólisis de p27 a través de Cull.
Cdk2 participa en el mantenimiento de Rb en un estado
hiperfosforilado y participa en el proceso de retroalimentación positivo para la acumulación de E2F activo, como algunos otros complejos de ciclina–Cdk, el complejo ciclina ECdk2 fosforila la histona H1 y esta actividad puede ser
importante para el rearreglo de la cromatina, requerido durante la replicación del genoma47 y la duplicación del centrosoma.48 En este evento, también participa un sustrato del
complejo ciclina E-Cdk2, una proteína nuclear llamada NPAT,
la cual está presente en todas las etapas del ciclo celular y su
fosforilación está implicada en la expresión de la histona, un
proceso requerido para la entrada a la fase S.49,50
C-Myc
El gene c-myc es transcrito en una forma estrictamente
dependiente de la proliferación celular, por lo que es considerado un importante regulador de la proliferación. C-myc es
parte de una pequeña familia de 4 miembros relacionados
entre si (c-, N-, L- y s-myc) y B-myc; aunque este último carece
Gac Méd Méx Vol. 143 No. 2, 2007
de los dominios importantes para la función de las proteínas
Myc. Las proteínas Myc, son factores de transcripción de la
familia de zipper de leucina y dominio helice-asa-helice, que
activa la transcripción formando heterodímeros con las proteínas Max . C-myc es un factor transcripcional, involucrado en
la carcinogénesis a través de su papel en el control del
crecimiento y la progresión del ciclo celular. Su sobre-expresión promueve la transición G1-S (Figura 3).51-53
Punto de restricción
El término Punto de Restricción (R) fue acuñado en 1974 por
Arthur Pardee, para definir un evento específico en G1
después del cual las células cultivadas pueden proliferar
independientemente de un estímulo mitogénico. Las células
cultivadas de mamífero que han sufrido mitosis tres horas
previas, pueden ser detenidas de la progresión a través del
ciclo celular por eliminación de factores de crecimiento o
inhibición moderada de síntesis de proteínas. Estas células
153
Ciclo celular y células progenitoras hematopoyéticas
FACTORES DE
CRECIMIENTO
NUTRIENTES
TGF-β
RECEPTOR
RECEPTOR
RAF
RAS
GSK
3B
RETENCION
CITOPLASMICA
DE D1 EN G0
SMADS
p21
MEK
P
D1
PI3K
p27
ERK
AKT
BIOSINTESIS DE
RIBOSOMAS
D1
TOR
S6K
p21
CDK4
D1
CDK2
p27
P
4E-BP1
CDK6
S6
eIF4E
MNK1
ADN
p21
ADN
p15
D1
CDK2
p21
D1
p27
CDK4
CDK6
Rb
Dp
ADN
p107
p130
E2F
Figura 4. Factores inductores del bloqueo y el inicio de la proliferación celular.
entonces entran de nuevo al ciclo después de la re-estimulación con factores de crecimiento; sin embargo, si las células
tuvieron una división celular 4 horas antes o más, ellas no
responden a la falta del mitógeno y avanzan a través del ciclo
con la misma cinética que las células que no son deprivadas.
Ese fenómeno llevó a Pardee a postular que las últimas
células habían pasado un punto de restricción (R) (Figura 1).
R separa dos partes funcionalmente diferentes de G1 de
células que están ciclando continuamente. Además no representa un punto de control o “checkpoint” como originalmente
fue definido en levaduras. G1-pm representa el intervalo
post-mitótico de G1 que perdura de la mitosis a R. G1-ps
representa el intervalo prefase S de G1, que perdura de R a
S. G1-pm es constante (duración aproximada de tres horas)
en los diferentes tipos de células estudiadas. G1-ps, sin
embargo, varía considerablemente, indicando que la entrada
a S no es seguida directamente después del paso a través de
R. Ahora es usado para dividir las fases temprana y tardía de
G1. En células en cultivo R ocurre 3 o 4 horas después de la
mitosis. Esta variabilidad es característica de la fase G1
tardía y explica algunas de las diferencias observadas a lo
largo del ciclo celular.
La progresión a través de G1-pm requiere una continua
estimulación por señales mitogénicas (factores de crecimiento) y una alta tasa de síntesis de proteínas. La interrupción de
las señales mitogénicas o la inhibición moderada de síntesis
de proteínas, conduce a una rápida salida del ciclo celular a
G0 en células normales. Luego de la re-estimulación mitogénica, las células regresan al mismo punto en G1-pm después
del cual éstas retornan al ciclo celular. Además la cinética
diferencial de estas dos transiciones confirma diferentes
mecanismos de control, en donde miembros de la familia de
Rb, juegan un papel importante como frenos del ciclo que
deben ser removidos.53,54
154
Fases del ciclo celular
El intervalo de tiempo de una célula de mamífero para
progresar a través del ciclo celular y sufrir una división varía
dependiendo del tipo celular, como una consecuencia de las
diferencias en el tiempo invertido entre la citocinesis y el
punto de restricción, pero en promedio este dura aproximadamente 24 horas. El tiempo usado por una célula para pasar de
la fase S a M es extremadamente constante entre las células;
dura aproximadamente 6 horas para la fase S, 4 horas para
la fase G2 y entre 1 y 2 horas para que se lleve a cabo la
mitosis y la citocinesis; el resto es para transitar a lo largo de
la fase G1 (Figura 1).55
Transición GO/G1
El ciclo celular en mamíferos está altamente influenciado por
señales externas durante la fase G0 y G1. La cascada de
proteínas cinasas activadas por mitógenos (MAPK) es una de
las vías más ubicuas de transducción de señales, la cual
regula importantes procesos biológicos como la progresión
del ciclo celular (Figura 4). La cascada MAPK está formada
por tres proteínas cinasas evolutivamente conservadas: la
cinasa cinasa de MAPK (MAPKKK), la cinasa de MAPK
(MAPKK) y MAPK, que son activadas secuencialmente de
una forma dependiente de Ras.56 La cascada Ras-MAPK,
favorece la expresión de las ciclinas del tipo D, inicialmente
por MAPK la cual controla la activación del factor de transcripción denominada, la proteína activadora-1 (AP-1) y de los
factores de transcripción ETS, que transactivan el promotor
de la ciclina D, el cual contiene sitios de unión específicos
para AP-1 y ETS.57 La vía Ras-MAPK también regula postranscripcionalmente las CDK, ya que puede intervenir en su
ensamblaje y actividades catalíticas, en donde p21 y p27
Gac Méd Méx Vol. 143 No. 2, 2007
Alvarado-Moreno y Mayani-Viveros
además de su función inhibitoria, también participan en el
ensamblaje de los complejos ciclina D-Cdk4 y ciclina D-Cdk6
durante la fase G1 temprana.58
Las ciclinas del tipo D como se mencionó antes, son las
primeras ciclinas que son inducidas, permitiendo que las
células salgan de G0 y puedan incorporarse al ciclo celular,
y son importantes integradores del señalamiento mitogénico;
la disponibilidad de la ciclina D1 es controlada por un balance
entre las vías mitogénicas RAS/RAF/MAPK (para la síntesis
de la ciclina D1) y RAS/PI3K/ATK (para darle estabilidad a la
ciclina D1) así como por la actividad GSK-3beta y la actividad
de SCF (favoreciendo la degradación de la ciclina). Asimismo, se ha observado que células en ausencia de la ciclina D1
pueden proliferar indicando que esta molécula no es estrictamente necesaria para G1, ya que como los tres tipos de
ciclinas presentan una alta homología y son co-expresados
en algunos tejidos, es posible que tengan funciones redundantes; sin embargo, la ciclina D1 facilita el paso a través de
G1 y promueve la proliferación celular (Cuadro II). De igual
manera, esta vía regula la síntesis de la familia de inhibidores
CIP/KIP, ya que se ha demostrado que la estimulación con
factores de crecimiento de células quiescentes causa la reentrada del ciclo celular y la expresión transitoria de p21, la
cual es dependiente de las actividad de MAPK.
Fase G1
La fase G1 originalmente fue definida como un intervalo de
tiempo (Fase Gap) entre los eventos claramente observados
de síntesis de DNA y la mitosis, que aparece al término de las
divisiones embrionarias, en donde sólo se presentan en
forma alterna las fases M y S. Este es un intervalo de tiempo
que requiere de algunas horas en diferentes células, durante
el cual las células están sujetas a estimulación por mitógenos
extracelulares, factores de crecimiento, o inhibidores de la
proliferación, los cuales determinan cuando una célula quies-
cente puede iniciar con la proliferación, una célula en G1 puede
seguir ciclando o regresar a un estado quiescente (Figura 2).
La progresión a través de G1 es regulada por un mecanismo
complejo que involucra tres Cdks (Cdk2, Cdk4 y Cdk6) con sus
respectivos reguladores (tales como ciclinas e inhibidores).
Posterior a la señal mitogénica, se induce la síntesis de la
ciclina D y posiblemente el transporte de Cdk4 y Cdk6 al
núcleo. Los complejos activos Cdk4, Cdk6 unidos a las ciclinas
tipo D, son esenciales para el paso a través de la fase G1, y
ellos ejercen su regulación en la progresión del ciclo celular, a
través de la fosforilación de diferentes sustratos entre los
cuales la proteína Rb juega un papel preponderante.59
Fase S
En la fase S se lleva acabo la duplicación de los cromosomas
y del centrosoma, es el momento en que la célula se prepara
para la división celular. En este punto existe un punto de
control o checkpoint, que asegura que el ADN no presente
alteraciones antes de la replicación. Se caracteriza por la
expresión de las enzimas necesarias para la biosíntesis de
purinas y pirimidinas y de la maquinaria de replicación, en
donde destacan el antígeno de proliferación nuclear “PCNA”
y la polimerasa de ADN. Durante esta fase se expresa el
antígeno Ki 67 cuya función se desconoce pero, sirve como
un marcador histopatológico de células proliferantes. La
ciclina A, también es regulada por E2F, y se acumula en la
transición de la fase G1-S y persiste a través de toda la fase
S. El inicio de la fase S correlaciona con la formación de los
complejos ciclina A-Cdk2, pero al final de la fase S ésta se
asocia con la Cdk1 (Figura 2). De esta manera, se puede
observar que la ciclina A asociada a la actividad de cinasas,
es necesaria para la entrada a la fase S, su culminación y
entrada a la mitosis. Debido a que el genoma eucariótico es
extremadamente largo (107 a 109 pares de bases - pb-), la
duplicación ocurre como un proceso simultáneo entre 10,000
Cuadro II. Complejos formados por las Ciclinas-Cinasas Dependientes de Ciclinas (Cdks). Se muestra la interacción formada
por las ciclinas-Cdks y los sitios de unión, así como sus respectivos sustratos en las diferentes fases del ciclo celular.
CDK
Ciclina
Actividad en las fases
del ciclo celular
Motivos de unión
a ciclinas
1
A1,A2,B1,B2,B3, E
G2/M
PSTAIRE
2
A1, A2, E1, E2D1,
D2, B1, B3
E1,F2,A1,A2, C
D1, D2, D3
P35, P39
(D-E y TIPO G)
D1, D2, D3
H
G1-S
PSTAIRE
Go-G1-S
G1-S
Senescencia
PSTAIRE
PISTVRE
PSSALRE
G1-S
Cinasa activadora
DE CDK
Transcripción
Transcripción
G2-M, Transcripción
M, Transcripción
PLSTIRE
NRTALRE
3
4
5
6
7
8
9
10
11
C
T1, T2
¿?
L1, L2 (D)
Gac Méd Méx Vol. 143 No. 2, 2007
SMSACRE
PITALRE
PISSLRE
SMSACRE
Sustratos
Histona H1, p53, Rb, STAT 3
STAT 3
B-Myb, p21, p27, p53,
p107, pRb, Smad3
CABLES 1
p107, p130, pRb, Smad3
Inhibidor de proteína fosfatasa 1,
STAT 3
p107, p130, pRb
CDK-CDK6, p53,
RNA polimerasa II
RNA polimerasa II
pRB, RNA polimerasa II
¿?
Ciclina L
155
Ciclo celular y células progenitoras hematopoyéticas
y 100,000 sitios de síntesis paralelas, también denominadas
orígenes de replicación.60 Asimismo, se ha podido demostrar
que el inicio de la replicación del ADN se lleva a cabo en dos
pasos: el primero está dedicado al ensamblaje de los factores
de iniciación al origen de la replicación, y el segundo consiste
en la inducción de los complejos para activar la síntesis del
ADN mediante la acción de proteínas cinasas. El origen de
replicación del ADN, también llamado secuencia de replicación autónoma (ARS) contiene regiones consenso altamente
conservadas de 100 a 200 pb, conocidas como secuencias
consenso (ACS), la cual es un componente esencial del
origen de replicación, que se une al complejo del origen de
reconocimiento (ORC);hasta el momento, se han identificado
3 subunidades ORC en el humano HsORC1, 2 y 4.61
Por otra parte, se ha demostrado que CDC6 es una
proteína adaptadora clave para las interacciones del ORC,
con diferentes proteínas como las del mantenimiento del
minicromosoma (MCM) en la replicación del ADN. Esta
molécula se fosforila en el núcleo durante la fase S, por el
complejo ciclina A-CDK2 y posteriormente se transporta al
citoplasma.62 Las proteínas MCM están formadas por un
complejo de 6 proteínas relacionadas que forman un componente esencial del complejo de iniciación del ADN, estas se
asocian con la cromatina en la fase G1, y en la fase S son
fosforiladas, por lo que se reduce su afinidad a la cromatina,
lo que asegura que la replicación ocurra sólo una vez por
ciclo. De igual forma, otras dos cinasas son importantes en el
inicio de la replicación, tal es el caso de las CDKs y la cinasa
Dbf4/CDC7, las cuales pueden asociarse con las proteínas
MCM.63
Transición G2/M
La fase G2 es la segunda fase gap en el ciclo celular en el cual
la célula evalúa el estado del material genético replicado y se
prepara para la fase M; en esta fase, el complejo ciclina BCDC2 es el regulador mitótico clave de la transición G2/M. La
síntesis de la ciclina B se inicia al final de la fase S, y hasta el
momento se conocen 2 isoformas B1 y B2. B2 no es importante para el crecimiento y el desarrollo, ya que se asocia con
el aparato de Golgi; mientras que B1 es responsable de
algunas de las acciones de CDC2 en el citoplasma y el
núcleo, y puede compensar la ausencia de B2. La CDC2 es
fosforilada positivamente por la cinasa activadora de CDK
(CAK) en la región conservada de Thr 160 y en la fase G2, el
complejo ciclina B-CDC2, sin embargo se mantiene en un
estado inactivo por la fosforiolación de CDC2 en el residuo de
Thr 14 que evita la unión de ATP y en el residuo de Thr 15, que
interfiere con la transferencia del fosfato. El complejo nuevamente es activado después de la desfosforilación de estos
sitios por la fosfatasa CDC25C.64
en células de mamífero. Esta comprende: profase, prometafase, metafase anafase y telofase.
Un evento relevante durante la mitosis es la ruptura de las
láminas nucleares (A, B y C), las cuales están formadas por
filamentos intermedios de lámina, localizados adyacentes a
la cara interna de la envoltura nuclear. Durante la mitosis
temprana, el Factor Promotor de la Maduración (FPM), constituido por la proteína cinasa de 34 Kda y CDK1 (p34cdc2 /
CDK1) unido a la ciclina B, (Complejo ciclina B-CDC2) fosforila residuos específicos de serina en las tres láminas nucleares, causando la despolimerización de estos filamentos intermedios. En esta etapa, se registra un incremento en los
niveles de las ciclinas A y B de las cuales la primera puede
formar complejos con Cdk1 o la proteína cinasa de 34 kDa
(activa también en la mitosis en levaduras) para fosforilar
sustratos ricos en residuos de serina y treonina. Además de
la lámina nuclear, este complejo fosforila otros sustratos
como la vimentina (constituyente de los filamentos intermedios que se extiende a través del citoplasma), y caldesmona
(componente no estructural de los microfilamentos citoplásmicos). El complejo p34/ciclina B induce la hiperfosforilación
de la lámina y promueve el desensamblaje de la lámina
nuclear y su ruptura. La reorganización del citoesqueleto en
la fase M se produce por la fosforilación de la vimetina y
caldesmona.65
El complejo ciclina B-CDC2, está involucrado en el inicio
de diferentes eventos mitóticos, tanto en el citoplasma así
como en el núcleo. Durante la profase, B-CDC2 está asociado con centrosomas duplicados y esto promueve la separación del centrosoma por la fosforilación de la proteína Eg5
asociada al centrosoma. La ciclina B1-CDC2 y/o los complejos B2-CDC2 también están involucrados en la fragmentación del Golgi por tanto, el complejo y B-CDC2 están relacionados en reorganizar completamente la arquitectura celular
durante la mitosis.66
De acuerdo con lo antes descrito, se puede observar que
la progresión del ciclo celular es un proceso extremadamente
complejo, en el que están involucradas un gran número de
moléculas, las cuales cumplen con una función particular, en
donde las diferentes señales externas pueden favorecer una
progresión continua, división, paro del ciclo (ya sea por
eventos de maduración y/o diferenciación), reparación de
algún daño detectado en el ADN o la muerte; todo esto
implícito en el tiempo de duración del ciclo celular, el cual es
muy variable, y éste va a depender del tipo celular, de las
condiciones del medio y el estado de maduración de las
células.3 Un buen modelo de estudio, en donde se pueden
observar los diferentes cambios presentes durante los procesos de proliferación y maduración celular, es el relacionado
con las células troncales y progenitoras hematopoyéticas.
Fase M
Hematopoyesis
La mitosis, involucra las etapas de cariocinesis (división del
contenido cromosómico celular) y citocinesis (división del
contenido citoplásmico), mismas que constituyen la fase más
corta del ciclo celular eucariótico, ya que dura entre 1 y 2 hrs
La hematopoyesis es un proceso finamente regulado, mediante el cual se generan todas las células de la sangre. Este
se lleva a cabo en diferentes órganos a lo largo del desarrollo
prenatal, iniciando en el saco vitelino, y siguiendo en el
156
Gac Méd Méx Vol. 143 No. 2, 2007
Alvarado-Moreno y Mayani-Viveros
hígado fetal, bazo fetal y médula ósea (MO). Este último es el
órgano en el que se desarrolla más del 95% de la actividad
hematopoyética en la etapa postnatal.67
Células progenitoras
De acuerdo con las características que presentan las células,
el sistema hematopoyético se ha divido en cuatro compartimentos (Figura 5).
1) Células Troncales Hematopoyéticas (CTH), consideradas las más primitivas, capaces de autorrenovarse, originar células de los distintos linajes sanguíneos y restablecer la hematopoyesis in vivo. Las células hematopoyéticas más primitivas no presentan marcadores de linaje
(Lin-) y mantienen una morfología que no corresponde a
ninguna línea de diferenciación definida. El principal
marcador usado para su aislamiento ha sido la molécula
CD34, la cual participa en mecanismos de adhesión
celular. Las células CD34+ Lin-, que incluyen a las células
progenitoras representan aproximadamente, el 0.5% del
total de las células de la medula ósea. A su vez a partir de
células CD34+Lin- puede ser aislada otra subpoblación
carente del antígeno CD38 conocida como CD34+CD38Lin-, que incluyen a células progenitoras, representa
menos del 0.2% del total de las células de la medula
ósea.68
2) Células progenitoras hematopoyéticas (CPH), una población extremadamente heterogénea, que representa entre
el 0.1-0.5% del total de las células presentes en médula
ósea. Las CPH son positivas al antígeno CD34 e incluyen
células positivas y negativas a los diferentes linajes
sanguíneos. Estudios in vitro han mostrado que estas
células se caracterizan por su capacidad de formar colonias en cultivos semisólidos.
3) Precursores reconocibles morfológicamente, que representan más del 95% de las células residentes de la
médula ósea.
4) Células sanguíneas maduras, las cuales después de un
proceso de proliferación, diferenciación, maduración, e
incluso apoptosis, se encuentran presentes en la circulación.69
Durante muchos años, la MO fue la principal fuente de
CTH y CPH; sin embargo, desde 1976, y en 1988, se
demostró la presencia de CTH y CPH en la sangre periférica
de pacientes tratados con quimioterapia y factores de crecimiento, tales como el factor estimulante de colonias de
macrófagos y granulocitos (GM-CSF). Al igual que lo observado por Broxmeyer en la sangre del cordón umbilical (SCU).
Se ha demostrado que estas dos fuentes ricas en células
troncales y progenitoras hematopoyéticas, tienen un potencial de proliferación que llega a ser superior al de la MO; como
ha sido observado en la SCU, y actualmente se usan como un
buen recurso en terapias clínicas para transplantes en enfermedades hematológicas y no hematológicas.70
El ciclo celular en células progenitoras
hematopoyéticas
Las CTH tienen la capacidad de renovarse indefinidamente,
mientras poseen el potencial para diferenciarse en múltiples
linajes. No obstante, in vivo, su tasa de proliferación bajo
condiciones fisiológicas es mucho más lenta que la de su
progenie intermedia, en las que se incluye a las células
progenitoras y precursoras proliferantes. La quiescencia observada en estas células, asegura que la población de las
CTH no se pierda bajo condiciones de estrés fisiológico y
pueda mantenerse a lo largo de toda la vida del individuo.71 La
proliferación altamente regulada ocurre a una tasa muy
limitada, bajo las condiciones de procesos homeostáticos.
De esta forma, se mantiene la hipótesis, de que la alta
quiescencia de las células CTH, refleja el completo arresto
del ciclo celular de la mayoría de las células en el compartimiento de las CTH, llamado “el modelo de sucesión clonal”.72
1 ) CSH
2) CPH
3) Precursores
Hematopoyéticos
4) Células
Maduras
ERITROCITOS
PLAQUETAS NEUTROFILOS
MONOCITOS
EOSINOFILOS BASOFILOS
LINFOCITOS B
LINFOCITOS T
Figura 5. Proceso hematopoyético. La hematopoyesis se ha dividido en cuatro compartimientos debido a las características que se presentan en cada una de las subpoblaciones. Ver texto.
Gac Méd Méx Vol. 143 No. 2, 2007
157
Ciclo celular y células progenitoras hematopoyéticas
Recientemente se postuló, que la posición específica en el
ciclo celular determina cuándo una célula primitiva funciona
como una célula CTH o CPH, lo cual sugiere que el estímulo
recibido en distintas fases del ciclo celular, puede llegar a
provocar proliferación y/o diferenciación.73
La quiescencia relativa de las CTH puede prevenir su
prematura reducción numérica in vivo, pero ha sido considerada uno de los obstáculos en el contexto de la expansión in
vitro, necesarios para el transplante de CTH y la terapia
génica. En los últimos años, diversos estudios se han enfocado en encontrar las condiciones de cultivo in vitro que permitan expandir y mantener la población de las CTH capaces de
repoblar la médula ósea de individuos inmunosuprimidos.
Los esfuerzos realizados se han centrado en el uso de
diferentes citocinas recombinantes hematopoyéticas, para
de esta forma lograr expandirlas, en donde se considera que
los reguladores del ciclo celular pueden jugar papeles importantes en estos procesos.
En células de mamífero, la maquinaria del ciclo celular
que determina cuando una célula puede continuar proliferando o puede detener su división y diferenciarse, opera ampliamente en la fase G1. Se ha demostrado que las dos familias
de reguladores del ciclo celular (Cip/Kip e INK4), son esenciales en el arresto de la progresión del ciclo celular, en un
amplio espectro de tipos celulares.74 Para definir los mecanismos en la respuesta de las CTH se requiere del análisis de
reguladores de forma individual y así poder describir cómo
estos reguladores interactúan con otras moléculas e intersectan varias vías de señalización. Específicamente, en el
sistema hematopoyético se ha detectado que algunos miembros de la familia de reguladores se expresan de forma
diferencial en las células CD34+.71,75-78
Se ha encontrado que en las CTH humanas quiescentes
el RNAm es muy reducido y en las CPH este se encuentra
más abundante; de igual forma, se ha detectado que p21
gobierna la entrada del ciclo celular de las mismas CTH y que
su ausencia incrementa la capacidad proliferativa.79,80
De esta manera, se puede determinar que el éxito de la
capacidad proliferativa y de expansión, entre otros factores,
está directamente relacionado con el estado de quiescencia
en el que se encuentran estas células; ya que se ha demostrado que un alto porcentaje de las células troncales y
progenitoras hematopoyéticas se encuentran en la fase G0/
G1 del ciclo celular. Asimismo, se ha observado, que las
CPH, que se encuentran en la fase G0, tienen un mayor
potencial de proliferación que aquellas que se encuentran en
la fase G1.81 Sin embargo, no todas las células tienen ese
potencial de proliferación y esto también va a depender del
destino celular, ya que de la población de CTH y CPH que
presentan el antígeno CD34, no todas están destinadas a
dividirse y como consecuencia a diferenciarse, o bien pueden
dividirse y mantener las mismas características de una célula
pluripotencial, o bien llegar a diferenciarse. Debido a esto,
dichas poblaciones celulares derivadas del sistema hematopoyético, han sido aisladas y sujetas a estudios in vivo e in
vitro, para medir su función hematopoyética y dependiendo
del grado de aislamiento y purificación, se ha encontrado que
las CTH no son una población homogénea, ya que se reagru-
158
pan en subpoblaciones que expresan diferentes antígenos
de superficie, con potenciales de diferenciación y proliferación variable.82, 83
De acuerdo con lo anterior, se sugiere que las diferentes
subpoblaciones de células CD34+ presentan variaciones en
el número de moléculas reguladoras del ciclo celular, las
cuales estarían muy relacionadas con los eventos celulares
que se han observado in vitro. Tal es el caso del proceso de
diferenciación, que se asocia con una disminución de la
proliferación celular y a la salida de las células del ciclo
celular. En este proceso se ha encontrado una participación
importante de p21 y p27;74,84,85 ya que la diferenciación celular
frecuentemente involucra picos secuenciales en la expresión
de los CDKIs, por ejemplo: un incremento en los niveles de
expresión de p27, es seguida de un incremento en la regulación de p21 en importantes tipos celulares, inducidos a
diferenciarse por diversos estímulos.
A continuación, se muestran algunas de las evidencias
que se tienen en líneas celulares, CTH y CPH, haciendo
énfasis particular en los CDKIs, ya que debido a su importancia en la regulación del ciclo celular, son elementos clave en
procesos de proliferación y diferenciación.
Entre otras, se ha observado que en la línea celular
mieloide M07e y en progenitores mieloides de ratón, la
presencia del Factor de Células Stem (SCF) y el Factor
Estimulante de Colonias de Macrófagos y Granulocitos (GMCSF), actúan de forma sinérgica y esto induce la sobreexpresión de p21, y como consiguiente una disminución de
p27; de esta manera p21 se asocia con la proteína CDK2, la
cual incrementa su actividad y por lo tanto los niveles estequiométricos de las moléculas. Evento que tiene como consecuencia un incremento en la capacidad proliferativa de las
células, importante para el mantenimiento del compartimiento de las CTH y CPH.86
De igual manera, en diversas líneas celulares leucémicas, tales como la HL-60, en donde se observaron diferencias
en la expresión de p21 y un arresto del ciclo celular, ésto de
acuerdo con las condiciones de cultivo utilizadas, las cuales
pueden ser o no independientes de la presencia de p53;87 ya
que en el caso de la línea K562, se ha demostrado que el gene
WAF1/CIP1 que codifica a p21, puede participar activamente
en una disminución de la proliferación y un incremento en la
diferenciación hacia el linaje monocito-macrófago. Lo cual
sugiere que el gene WAF1/CIP1 puede ser regulado a través
de múltiples mecanismos.88 Años más tarde, se demostró en
la misma línea celular, usando un vector de expresión de p21,
que p21 induce la expresión de p27 y una disminución de su
degradación por ubiquitina, todo esto demuestra que durante
la diferenciación, se facilita una ordenada transición entre las
dos moléculas, cada una de las cuales puede influenciar de
distinta forma el proceso de diferenciación.89 Mientras que en
la línea U937, se demostró que la inducción de la expresión
de p21, esta acoplada a la expresión de marcadores de
diferenciación temprana. No obstante, en tales eventos, no
se descarta la posibilidad de la participación de p27 en este
proceso de diferenciación.90 Tal es el caso de la línea celular
de leucemia megacarioblástica CMK y UT27, en donde la
sobre-expresión de p27, asociada con un incremento en la
Gac Méd Méx Vol. 143 No. 2, 2007
Alvarado-Moreno y Mayani-Viveros
expresión de p21, se induce la diferenciación de megacariocitos, además de que bajo estas condiciones no se detecta una
participación de p16, p15 o p18.91,92 Al igual que lo observado
en la línea MEG-01s, en donde se observa la formación de
complejos triméricos p21/p27/ciclina E.93 Mientras que, en la
línea celular macrofágica de ratón BAC1.2F5A, se ha demostrado que la presencia de Interferón-gama (INF-γ) promueve
una disminución de la expresión de la actividad cinasa de
CDK2, no se observan cambios en p21 durante la progresión
del ciclo celular, y los niveles de p27 son máximos en la fase
G1 temprana, para posteriormente disminuir de forma gradual conforme avanza el ciclo celular, lo que evita la formación activa de los complejos CDK2/p27, evitando la progresión a través de la fase S y por lo tanto, la diferenciación.94 En
el caso de la línea celular eritroleucémica HB60-5, que
prolifera y se diferencia en presencia de SCF y Eritropoyetina
(Epo), después de 48 hrs de cultivo, se ha observado que con
la sola presencia de Epo, se inhiben las actividades de CDK4
y CDK6, este evento se asocia con un incremento en la unión
de p27 y p15 a CDK6; y un incremento de p27 unido a la ciclina
A y E, lo cual correlaciona con la inhibición de CDK2; no
obstante, no se detecta una participación de p27 en el
proceso de diferenciación hacia el linaje eritroide, lo que
indica que los niveles de expresión de p27, son necesarios
para la diferenciación inducida por SCF.95
En la línea de células progenitoras mieloides de ratón
32Dcl3, la presencia de interleucina 3 (IL-3) mantiene en un
estado indiferenciado a estas células, debido a un incremento
en la expresión de p21 y del receptor para IL3 (RIL-3), lo cual
produce un defecto en la maduración de linaje mieloide, ya
que las células se mantienen como mieloblastos. Estas
evidencias han sido correlacionadas con la patogenia de la
Leucemia Mieloide Aguda (LMA).96
Se ha mostrado en diversas líneas celulares inducidas al
proceso de diferenciación una sobreregulación de p21. Sin
embargo, los mecanismos de la inducción de p21 durante la
diferenciación normal no es muy clara. En células precursoras de SCU, se ha demostrado un incremento en el nivel de
expresión de p21, relacionado con la maduración mieloide;97
y en colonias derivadas de células CD34+ de SCU, médula
ósea y SPM se ha observado un incremento en el ARNm de
p21 a través del tiempo, en granulocitos, macrófagos, megacariocitos y eritroblastos, mientras que por su parte el nivel de
p27 se mantiene bajo, excepto en las colonias explosivas
eritroides. La proteína p27 es constante en megacariocitos y
monocitos de SPM y MO y células plasmáticas.75,98
Asimismo, se ha determinado in vitro, la participación de
p21 y p27 en la diferenciación normal de blastos de células
CD34+, y se ha encontrado que p27 es expresada en células
CD34+ frescas, mientras que el nivel de p21 correlaciona con
la tasa proliferativa; sin embargo, dicha expresión disminuye
cuando las células alcanzan un proceso de diferenciación
terminal; por su parte, p27 se mantiene constante durante
todo el proceso, con diferentes sitios de localización subcelular.77
Por otro lado, recientemente se demostró en una rara
subpoblación de células CD34+Lin de SCU, una marcada
resistencia a ciclar en presencia de factores de crecimiento y
Gac Méd Méx Vol. 143 No. 2, 2007
citocinas durante varios meses, y se determinó que p27 se
expresa de una forma constante durante todo el tiempo de
cultivo, mientras que la expresión de p21 es muy variable, no
obstante, mantiene a las células en una prolongada quiescencia, siendo indispensable y p27 necesaria para el arresto
del crecimiento.99 Siguiendo con este punto, se demostró que
p27 participa en la regulación de la autorrenovación y la
diferenciación de las CTH de médula ósea.100
En lo que respecta a p16, se ha detectado una alta
expresión en las CTH de MON; sin embargo, su presencia
disminuye en progenitores comprometidos y en relación con
la entrada a la fase de síntesis del ciclo celular, similar a lo que
ocurre en las CPH de SPM78,101 mientras que la expresión de
p21, la ciclina D y CDK4 aumentan conforme aumenta el grado
de diferenciación. De igual manera se ha observado que en
cultivos prolongados, se pierde la capacidad de las CTH y se
ha demostrado una baja participación de p16 y p19, lo que
indica que mecanismos independientes de estas moléculas,
juegan papeles dominantes en las CTH durante el cultivo.102
Por otra parte, se determinó, que la ausencia de p18 en
CTH de un modelo de transplante de ratón, se induce un
incremento en las divisiones de autorrenovación y se incrementa el injerto a largo plazo, sugiriendo que p18 es un fuerte
inhibidor limitante del potencial de autorrenovación de las
CTH in vivo;103 y en células humanas se observó que la
ausencia de p18, disminuye la pérdida de las células que son
negativas para p21.104
La presencia de algunos inhibidores de la hematopoyesis
tales como el TGF-β, reducen la expresión de receptores de
citocinas en la membrana celular, tales como el receptor de
la Interleucina-6 (RIL-6), receptor de c-Kit, del Receptor del
ligado de FLT3 y el receptor de Eritropoyetina (REpo), y
promueve el incremento en la proteína p21, y de forma
conjunta inducen el arresto del ciclo celular, al tiempo que
disminuye la capacidad proliferativa y se mantiene a las CTH
y CPH humanas en las fases G0-G1.79,105
En células precursoras hematopoyéticas CD34+ humanas, ha observado que la sola presencia de un anticuerpo
monoclonal anti-TGF-β1 en el cultivo, induce sobre-expresión de p27, sin alguna modificación significativa en el estado
del ciclo celular y su capacidad de proliferación a corto plazo.
Lo que demostró la participación del TGF-β en los mecanismos autocrinos de la regulación de la población de CTH así
como, el papel de p27 (en altos niveles de expresión) en la
inducción prematura a la diferenciación de progenitores, y la
posible contribución a la pérdida del potencial de los precursores hematopoyéticos.106
Durante el cultivo de células CD34+ normales, se induce
la diferenciación de granulocitos y megacariocitos, pero no de
linaje eritroide, se ha detectado la presencia de p15, este
nivel de expresión se incrementa conforme avanza el grado
de maduración de las células.107
Conclusiones
El ciclo celular es un proceso importante en todos los tipos
celulares, ya que de este dependen muchas de las funciones
159
Ciclo celular y células progenitoras hematopoyéticas
vitales de los diferentes tejidos que se encuentran en los
organismos. En el ciclo celular están implícitas un gran número
de moléculas, y de acuerdo con niveles estequiométricos, su
presencia puede jugar papeles importantes en los procesos de
proliferación, diferenciación, maduración e incluso apoptosis.
No obstante, la pérdida del balance entre los niveles de
expresión, fosforilación translocación al núcleo y degradación,
pueden provocar alteraciones en la tasa proliferativa de las
células en los diferentes tejidos donde esto ocurra.
Es interesante saber que a pesar de las diferentes funciones encontradas de algunas de las moléculas involucradas en
este proceso. No todas actúan de igual forma, ya que como se
ha observado en el sistema hematopoyético, las moléculas
como p21 o p27 pueden tener funciones diferentes a las que
en un inicio fueron caracterizadas. Esto implica procesos de
proliferación, diferenciación o maduración. Tales comportamientos van a depender del tipo celular, las características de
las células en donde se realizan dichos análisis, como el
estado de diferenciación y madurez de las células, o bien de
acuerdo con las condiciones del medio.
Sin embargo, el conocer algunos de los aspectos relacionados al ciclo celular en las CTH y CPH, ayuda a entender un poco
más acerca de la biología de estas células a lo largo de todo el
proceso hematopoyético, y nos proporciona herramientas para
su manipulación que puedan ayudarnos a aplicar alternativas
terapéuticas en procesos expansión, y proliferación para fines
de transplante y regeneración hematopoyética.
18.
19.
20.
21.
22.
23.
24.
25.
26.
27.
28.
29.
30.
31.
32.
33.
Referencias
1. Murray A, y Hunt T. The cell cycle. An Introduction. Oxford University Press. 1993.
2. Johnson DG, Walker CL. Cyclins and cell cycle chekpoints. Ann Rev Pharmacol Toxicol 1999;39:295-312.
3. Israels ED, Israels LG. The Cell cycle. Stem Cells 2001;19:88-91.
4. Malumbres M, Barbacid M. To cycle or not to cycle: a critical decision in cancer.
Nature Reviews 2001;1:222-231.
5. Thompson JD, Gibson TJ, Plewniak F, Jeanmougin F, Higgins DG. The
Clustal X Windows interface: flexible strategies for multiple sequence alignment
by quality analysis tools. Nucleic Acids Res 1997;24:4876-4882.
6. Russell P. y Nurse P. Shizosaccharomyces pombe and Saccharomyces
cerevisiae: a look at yeasts divided. Cell 1986; 45:781-782.
7. Malumbres M, Barbacid M. Mammalia cyclin-dependent kinases. Trends
Biochem. Sci 2005;30:630-41.
8. Conget PA, Mingell JJ. Adenoviral-mediated gene transfer into ex vivo expanded human bone marrow mesenchymal progenitor cells. Exp Hematol
2000;28:382-90.
9. Aleemet E, Kiyokawa H, Kaldis P. Cdc2-cyclin E complexes regulate the G1/
S phase transition. Nat. Cell Biol 2005;7:831-836.
10. Malumbres M, Sotillo R, Santamaria D, Galan J, Cerezo A, Ortega S, et al.
Mammalian cells cycle without the D-type cyclin-dependent kinases Cdk4 and
Cdk6. Cell 2004;118:493-504.
11. Ren S, Rollins BJ. Cyclin/Cdk3 promotes Rb-dependent Go exit. Cell
2004;117:239-251.
12. Lilja L, Johansso JU, Gromada J, Mandic SA, Fried G, Berggeren PO, et al.
Cyclin-dependenst kinase 5 associated with p39 promotes Munc18-1 phosphorylation and Ca(2+) dependent exocytosis. J. Biol Chem 2004;279:2953429541.
13. Zhang L, Gjoerup O, Roberts TM. Serine/threonine kinase cyclin G-associated kinase regulates epidermal growth factor receptor signaling. Proc. Natl.
Acad. Sci 2004;101:10296-10301.
14. Lolli G, Johnson LN. CAK-cyclin-dependent activating kinase: a key kinase in
cell cycle control and atarget for drugs? Cell Cycle 2005;4:572-577.
15. Akoulitchev S, Chuikov S, Reinberg D. TFIIH is negatively regulated by cdk8containing mediator complexes. Nature 2000;407:102-106.
16. Garriga J, Graña X. Cellular control of gene expression by T-type cyclin/CDK9
complexes. Gene 2004;337:15-23.
17. Kasten M, Giordano A. Cdk10, a Cdc2-related kinase, associates with the Ets2
160
34.
35.
36.
37.
38.
39.
40.
41.
42.
43.
44.
45.
46.
47.
48.
49.
transcription factor and modulates its transactivation activity. Oncogene
2001;20:1832-1838.
Loyer P, Trembley JH, Katona R, Kidd VJ, Lahti JM. Role of CDK/cyclin
complexes in transcription and RNA splicing. Cell. Signal. 2005;17:1033-1051.
Roberts M.J. Evoling ideas about cyclins. Cell 1999;98:129-132.
Evans T, Rosenthal ET, Younglom J, Distel D, Hunt T. Cyclin: a protein
specified by maternal mRNA in sea urchin eggs that is destroyed at each
cleavage division. Cell 1983;33:389-396.
Hunt T. Maturation promoting factor, cyclin and the control of M-phase. Curr.
Opin. Cell Biol 1989;1:268-274.
Nurse P. Universal control mechanism regulating onset of M-phase. Nature
1990;344:503-508.
Xiog Y, Beach D. Population explosion in the cyclin family. Curr. Biol 1991;1:362364.
Peter M. The regulation of cycli-dependen kinase inhibitors (CKIs). Prog Cell
Cycle Res 1997;3:99-108.
Serrano M, Hannon GJ, Beach D. A new regulatory motif in cell-cycle control
causing specific inhibition of cyclin D/CDK4. Nature 1993;366:704-707.
Hannon GJ, Beach D. p15INK4B is a potential effector of TGF-beta-induced
cell cycle arrest. Nature 1994;371:257-261.
Guan KL, Jenkins CW, Li Y, Nichols MA, Wu X, O´Keefe CL, et al. Growth
suppression by p18, a p16INK4/MTS1- and p14INK4B/MTS2-related CDK6
inhibitor, correlates with wild-type pRb function.Genes Dev 1994;8:2939-2952.
Chan FK, Zhang L, Chen L, Shapiro DN, Winoto A. Identification of human
and mouse p19, a novel CDK4 and CDK6 inhibitor with homology to p16ink4.
Mol. Cell. Biol 1995;15:2682-2688.
Parry D, Mahony D, Wills K, Lees E. Cyclin D-CDK subunit arrangement is
dependent on the availability of competing INK4 and p21 class inhibitors.
Mol. Cell. Biol 1999;19:1775-1783.
Thullberg M, Bartkota J, Khan S, Hansen K, Ronnstrand L, Lukas J, Strauss
M, Bartek J. Distinct versus redundant properties among members of the INK4
family of cyclin-dependent kinase inhibitors. FEBS Lett 2000;470:161-166.
Jeffrey PD, Tong L, Pavletich NP. Structural basis of inhibition of CDK-cyclin
complexes by INK4 inhibitors. Genes Dev 2000;14:3115-3125.
Ly Y, Nichols MA, Shay JW, Xiong Y. Transcriptional repression of the D-type
cyclin-dependent kinase inhibitor p16 by the retinoblastoma susceptibility
gene product pRb. Cancer Res 1994;54:6078-6082.
Gu Y, Turk CW, Morgan DO. Inhibition of CDK2 activity in vivo by an
associated 20K regulatory subunit. Nature 1993;366:634-635.
Noda A, Ning Y, Venable SF, Pereira-Smith OM, Smith JR. Cloning of
senescent cell-derived inhibitors of DNA synthesis using an expression screen.
Exp. Cell Res 1994;211:90-98.
Poliak K, Kato J, Solomon MJ, Ser CJ, Massague J, Roberts JM, et al.
p27Kip1, a cyclin-Cdk inhibitor, links transforming growth factor-beta and
contact inhibition to cell cycle arrest. Genes Dev 1994;8:9-22.
Matsuoka S, Edwards MC, Bai C, Parquer S, Zhang P, Baldini A, et al.
p57KIP2, a structurally distinct member of the p21CIP1 Cdk inhibitor family, is
a candidate tumor suppressor gene. Genes Dev 1995;9:650-662.
Chen J, Jackson PK, Kirschner MW, Dutta A. Separate domains of p21
involved in the inhibition of Cdk kinase and PCNA. Nature 1995;374:386-388.
Russo AA, Jeffrey PD, Patten AK, Massague J, Pavletich NP. Crystal
structure of the p27Kip1 cyclin-dependent kinase inhibitor bound to the cyclin
A-Cdk2 complex. Nature 1996;382:325-331.
Pei XH, Xiog Y. Biochemical and cellular mechanisms of mammalian CDK
inhibitors: a few unresolved issues. Oncogene 2005;24:2787-2795.
Feng XH, Lin X, Derinck R. Smad2, Smad3 and Smad4 cooperate with Sp1
to induce p15 (Ink4B) transcription in response to TGF-beta. EMBO J
2000;19:5178-5193.
Nevis JR. Toward an understanding of the functional complexity of the E2F
and retinoblastoma families. Cell Growth Differ1998;9:585-593.
Cam H, Dynlancht BD. Emerging roles for E2F: beyond the G1/S transition
and DNA replication. Cancer Cell 2003;3:311-316.
Dyson, N. The regulation of E2F by pRB-family proteins. Genes Dev
1998;12:2245-2262.
Aslanian A, Iaquinta PJ, Verona R, Lees JA. Repression of the Arf tumor
suppressor by E2F3 is required for normal cell cycle kinetics. Genes Dev
2004;1413-1422.
Trimarchi JM, Lees JA, Sibling rivalry in the E2F family. Nat. Rev. Mol. Cell.
Biol. 2002;3:11-20.
Kherrouche Z, De Launoit Y, Monte D. Human E2F6 is alternatively spliced
to generate multiple protein isoforms. Biochem. Biophys. Res. Commun
2004;317:749-760.
Tsai KY, HY, Macleof KF, Crowley DY, Yamasaki L, Jacks T. Mutation of
E2f-1 suppresses apoptosis and inappropriate S phase entry ad extends
survival of Rb-deficient mouse embryos. Moll Cell 1998;2:293-304.
Lacey KR, Jackson PK, Stearns T. Ciclin-dependent kinase control of
centrosome duplication. Proc Natl Acad Sci USA 1999;96:2817-2822.
Zhao J, Kennedy BK, Lawrece BD, Barbie DA, Matera AG, Fletcher JA,
Harlow E. NPAT links clyclin E-Cdk2 to the regulation of replication-dependent
histone gene. Genes Dev 2000;14:2283-2297.
Gac Méd Méx Vol. 143 No. 2, 2007
Alvarado-Moreno y Mayani-Viveros
50. Zhao J, Dynlacht B, Imai T, Hori T, Harlow W. Expression of NPAT, a novel
substrate of cyclin E-CDK2, promotes S-phase entry. Genes Dev 1998;12:456461.
51. Bouchar C, Staller P, Eilers M. Control of cell proliferation by Myc. Trends in
Cell Biology 1998;8:202-206.
52. Nasi S, Ciarapica R, Jucker R, Rosati J, Soucek L. Making decisions through
Myc. FEBS Letters 2001;490:153-162.
53. Blagosklonny MV, Pardee AB. The restriction point of cell cycle. Cell Cycle
2002;2:103-110.
54. Zetterberg A, Larsson O, Wiman KG. What is the restriction point? Curr Opin
Cell Biol 1995;7:835-842.
55. Alberts B, Bray D, Lewis J, Raff M, Roberts K, Watson JD. Molecular biology
of the cell. Garland Publishing, Inc. New York U.S.A., 1994.
56. Marshall MS. Ras target proteins in eukaryotic cells. FASEB J 1995;9:1311-1318.
57. Lavoie JN, L’Allemain G, Brunet A, Muller R, Pouyssegur J. Cyclin D1
expression is regulated positively by the p42/p44MAPK and negatively by the
p38/HOGMAPK pathway. J Biol Chem 1996;271:20608-20616.
58. Cheng M, Sexl V, Sherr CJ, Roussel MF. Assambly of cyclin D-dependent
kinase and titration of p27kip1 regulated by mitogen-activated protein kinase
(MEK1). Proc Natl Acad Sci USA 1998;95:1091-1096.
59. Golias CH, Charalabopoulos A, Charalabopoulos K. Cell proliferation and
cell control: a mini review. Int j Clin Pract 2004;12:1134-1141.
60. Nasheuer HP, Smith R, Bauerschmidt C, Grosse F, Weisshark K. Initiation
of eukaryotic DNA replication: regulation and mechanisms. Prog Nucleic Acid
Res Mol Biol 2002;72:41-91.
61. Iizuka M, Stillma B. Histone acetyltransferase HBO1 interacts with the ORC1
subunit of the human initiator protein. J Biol Chem 1999;274:23027-23034.
62. Findeisen M, E1-Denary M, Kapitza T, Graf R, Strausfeld U. Ciclin Adependent kinase activity affects chromatin binding of ORC, Cdc6 and MCM in
egg extracts of Xenopus laevis. Eur J Biochem 1999;264:415-426.
63. Ishimi Y. A DNA helicase activity is associated with a MCM4, -6 and 7 protein
complex. J Biol Chem 1997;272:24508-24513.
64. Sanchez I, Dylcht BC. New insights into cyclins, CDKs, and cell cycle control.
Semin Cell Dev Biol 2005;16:311-321.
65. Ferby I, Blazquez M, Palmer A, Eritja R, Nebreda AR. A novel p34 (cdc2)binding and activating protein that is necessary and sufficient to trigger G(2)/M
progression in Xenopus oocytes. Genes Dev 1999;13:2177-2189.
66. Ookata K, Hisanaga S, Okumura E, Kishimoto T. Association of p34cdc2/ciclin
B complex with microtubules in star fish oocytes. J Cell Sci 1993;105:873-881.
67. Mayani H, Guilbert LJ, Janowska-Wieczorek A. Biology of the hemopoietic
microenvironment. Eur J Haematol 1992;34:49:225-233.
68. Bhatia M, Bonnet D, Murdoch B, Gan OI, Dick JE. A Newly discovered class
of human hematopoietic cells with SCID repopulating activity. Nat Med
1998;4:1038-1045.
69. Morrison SJ, Wright DE, Cheshier SH, Weissman IL. Hematopoietic stem
cells: challenges to expectations. Curr Opin Immunol 1997;216-221.
70. Mayani H, Alvarado-Moreno JA, Flores-Guzman P. Biology of human hematopoietic stem and hematopoietic stem and progenitor cells present in circulation. Arch Med Res 2003;476-488.
71. Cheng T, Rodrigues N, Dombkowski D, Stier S, Scadden DT. Stem cell
repopulation efficiency but not pool size is governed by p27kip1. Nature Med
2000;6:1235-1240.
72. Rosedaal M, Adam J. Haemopoiesis by clonal succession? Blood Cells
1984;10:473-485.
73. Quesenberry PJ, Colvin GA, Lambert JF. The chiaroscuro stem cell: a unified
stem cell theory. Blood 2002;100:4266-4271.
74. Serr CJ, Roberts JM. Inhibitors of mammalian G1 cyclin-dependent kinases.
Genes Dev 1995;9:1149-1163.
75. Taniguchi T, Endo H, Chikatsu N, Uchimaru K, Asano S, Fujita T, et al.
Expression of p21 (Cip1/Waf1/Sdi1) and p27 (kip) cyclin-dependent kinase
inhibitors during human hematopoiesis. Blood 1999;93:4167-4178.
76. Tschan MP, Peters UR, Cajot JF, Betticher DC, Fey MF, Tobler A. The cyclidependent kinase inhibitors p18IK4c and p19INK4d are highly expressed in
CD34+ progenitor and acute myeloid leukaemic cells but not I normal differentiated myeloid cells. Br J Haematol 1999;106:644-651.
77. Yaroslavskiy B, Watkins S, Doneberg AD, Patto TJ, Steinman RA. Subcellular and cell-cycle expression profiles of CDK-inhibitors in normal differentiating myeloid cells. Blood 1999;93:2907-2917.
78. Marone M, Pierelli L, Mozzetti S, Mascuillo V, Boanno G, Morosetti R, Rutella
S, Battaglia A, Rumi C, Mancuso S, Leone G, Giordano A, Scambia G. High
cyclin-dependent kinase inhibitors in Bcl-2 and Bcl-xL- expressing CD34+proliferating haematopoietic progenitors. Br J Haematol 2000;110:654- 662.
79. Ducos K, Panterne B, Fortunel , Hatzfeld A, Monier MN, Hatzfeld J. p21
(cip1) mRNA is controlled by endogenous transforming growth factor-beta1 in
quiescent human hematopoietic cells. J Cell Physiol 2000;184:80-85.
80. Stier S, Cheng T, Forkert R, Lutz C, Dombkowski DM, Zhang JL, Scadden
DT. Ex vivo targeting of p21 Cip/Waf1 permits relative expansion of human
hematopoietic stem cells. Blood. 2003;1260-1266.
81. Summers YJ, Heyworth CM, Wynter EA, Chang J, Testa NG. Cord blood Go
CD34+ cells have a thousand-fold higher capacity for generating progenitors in
Gac Méd Méx Vol. 143 No. 2, 2007
vitro than G1 CD34+ cells. Stem Cells 2001;19:505-513.
82. Mayani H, Lansdorp PM. Biology of human umbilical cord blood-derived
hematopoietic stem/progenitor cells. Stem Cells 1998;16:153-165.
83. Lewis ID, Verfaillie CM. Multi-lineaje expansion potential of hematopoietic
progenitors: superiority of umbilical cord blood compared to mobilized peripheral blood. Exp Hematol 2000;28:1087-1095.
84. Parker SB, Eichele G, Zhang P, Rawls A, Sands AT, Bradkey A, et al. P53
independent expression of p21 Cip 1 in muscle and other terminally differentiating cells. Science 1995;1024-1027.
85. Durand B, Gao FB, Raff M. Accumulation of the cyclin-dependent kinase
inhibitor p27/Kip1 and the timing of oligodendrocyte differentiation. EMBO J
1997;16:306-317.
86. Mantel C, Luo Z, Cafield J, Braun S, Deng C, Broxmeyer HE. Involvement
of p21 cip-1 ad p27 kip-1 in the molecular mechanisms of steel factor-induced
proliferative synergy in vitro and of p21 cip-1 in the maintenance of stem/
progenitor cells in vivo. Blood 1996;88:3710-3719.
87. Zeng YX, e-Deiry WS. Regulation of p21 WAF1/CIP1 expression by p53independent pathways. Oncogene. 1996;12:1557-1564.
88. Zhang W, Grasso L, McClain CD, Gambel AM, Cha Y, Travali S, et al. p53independent induction of WAF1/CIP1 in human leukemia cells is correlated with
growth arrest accompanying monocyte/macrophage differentiation Cancer
Research 1995;55:668-674.
89. Steinman RA, Lu Y, Yarolavskiy B, Stehle C. Cell cycle-independent upregulation of p27Kip1 by p21Waf1 in K562 cells. Oncogene. 2001;20:6524-6530.
90. Steinman RA, Hoffman B, Iro A, Guillouf C, Liebermann DA, el-Houseini
ME. Induction of p21 (WAF-1/CIP1) during differentiation. Oncogene
1994,11:3389-3396.
91. Matsumura I, Ishikawa J, Nakajima K, Oritani K, Tomiyama Y, Miyagawa J,
et al. Thrombopoietin-induced differentiation of a human megakarioblastic
leukemia cell line, CMK, involves transcriptional activation of p21 (WAF/CIP1)
by Stat5. Mol Cell Biol 1997;17:2933-2943.
92. Kikuchi I, Furukawa Y, Iwase S, Terui Y, Nakamura M, Kitagawa S, et al.
Poliploidization and functional maturation are two distinct processes during
megakaryocytic differentiation: Involvement of cyclin-dependent kinase inhibitor p21 in polyploidization. Blood 1997;89:3980-3990.
93. Uchimaru K, Taniguchi T, Yoshikawa M, Fujinuma H, Fujita T, Motokura T.
Growth arrest associated with 12-o-tetradecanoylphorbol-13-acetate-induced
hematopoietic differentiation with a defective retinoblastoma tumor seppressor-mediated pathway. Leukemia Research 1998;22:413-420.
94. Matsuoka M. Nishimoto I. Asano S. Interferon-β impairs physiologic downregulation of cyclin-dependent kinase inhibitor, p27Kip1, during G1 phase progression in macrophages. Exp. Hematol 1999;27:203-209.
95. Tamir A, Petrocelli T, Stetler K, Chu W, Howard J, Croix BS, et al. Stem cell
factor inhibits erythroid differentiation by modulating the activity of G1-cyclindependent kinase complexes: a role for p27 in erythroid differentiation coupled
G1 arrest. Cell Growth Differentiation 2000;11:269-277.
96. Ghanem L, Steinman RA. p21Waf1 inhibits granulocytic differentiation of
32Dcl3 cells. Leuk Res 2006; (Epub ahead of print).
97. Steinman RA, Huang J, Yaroslavskiy B, Goff JP, Ball ED, Nguyen A.
Regulation of p21 (WAF1) expression during normal myeloid differentiation.
Blood 1998;91:4531-4542.
98. Baccini V, Roy L, Vitrat N, Chagraoui H, Sabri S, Le Couedic JP, et al. Role
of p21 (Cip1/Waf1) in cell cycle exit of endomitotic megakaryocytes. Blood
2001;98:3274-3282.
99. Steinman RA, Yaroslavskiy B, Goff JP, Alber SM, Watkins S. Cdk-inhibitors
and exit from quiescence in primitive haematopoietic cell subsets. Br. J.
Haematol. 2004;3:358-365.
100. Walkley CR, Fero ML, Chien WM, Purton LE, McArthur GA. Negative cellcycle regulators cooperatively control self-renewal and differentiation of haematopoietic. Nat Cell Biol 2005;2:172-178.
101. Furukawa Y, Kikuchi J, Nakamura M, Iwase S, Yamada H, Matsuda M.
Lineage specific regulation of cell cycle control gene expression during haematopoietic cell differentiaon. Br. J. Haematol 2000;110:663-673.
102. Stepanova L, Sorrentino BP. A limited role for p16InK4a y p19Arf in the loss
hematopoietic stem cells. Blood 2005;106:827-832.
103. Yu H, Yuan Y, Shen H, Cheng T. Hematopoietic stem cell exhaustion impacted
by p18INK4C and p21/Cip1/Waf1 in opposite manners. Blood 2006;3:1200-1206.
104. Yuan Y, Shen H, Franklin DS, Scadden DT, Cheng T. In vivo self-renewing
divisions of maematopoietic stem cells are increased in the absence of the early
G1-phase inhibitor, p18INK4C. Nat Cell Biol. 2004;5:436-442.
105. Fortunel NO, Hatzfeld JA, Monier MN, Hatzfeld A. Control of hematopoietic
stem/progenitor cell fate by transforming growth factor-beta. Oncol. Res
2003;13:445-453.
106. Pierelli L, Marone M, Bonanno G, Mozzetti S, Rutella S, Morosetti R, et al.
Modulation of bcl-2 and p27 in human primitive proliferating hematopoietic
progenitors by autocrine TGF-β1 is a cell cycle-independent effect and influences their hematopoietic potential. Blood 2000;95:3001-3010.
107. Teofili L, Morosetti R, Martini M, Urbano R, Putzulu R, Rutella S, et al.
Expression of cyclin-dependent kinase inhibitor p15(INK4B) during normal and
leukemic myeloid differentiation. Exp Hematol 2000;28:519-526.
161