REPORTE EPIDEMIOLÓGICO DEL NEMATODO ENQUISTADOR DE LA PAPA 1. Globodera rostochiensis

Sistema Nacional de Vigilancia Epidemiológica Fitosanitaria
REPORTE EPIDEMIOLÓGICO DEL NEMATODO ENQUISTADOR DE LA PAPA
Globodera rostochiensis
1.
Generalidades (Notificaciones de primeros reportes)
El centro de Origen del nematodo es en las montañas de los Andes en Sudamérica, de donde fueron
introducidos a Europa en tubérculos de papa, posiblemente a mediados del siglo XIX. (EPPO, 2010)
2.
Estatus fitosanitario en México y regulación fitosanitaria
El nematodo dorado de la papa es considerado como plaga A2 por la EPPO (OEPP, 1981).
Para la APPPC, NAPO, CPPC y IAPSC es una plaga de importancia cuarentenaria. En México,
G. rostochiensis se encuentra en la hoja de requisito en la NOM-041-FITO-2002, no permite
niveles de tolerancia para el material propagativo. De igual forma la Norma Oficial Mexicana
NOM-040-FITO-2002, establece las zonas bajo control.
3.
Biología y ecología
Taxonomía
Dominio: Eucarionta
Reino: Metazoa
Philum: Nematoda
Informe 2009
Familia: Heteroderidae
Género: Globodera
(CABI, 2007)
Morfología
Huevo
Los huevos de G. rostochiensis se encuentran retenidos dentro del cuerpo del quiste, la superficie del
huevo es suave y no presenta micro vellosidades, el huevo tiene unas dimensiones aproximadas de 101104 micras de longitud; 46-48 micras de ancho y 2.1-2.5 de radio (CABI, 2007).
Figura 1. Estados juveniles y huevecillos de G. rostochiensis. Créditos: Ulrich Zunke.
10
Producto 4
Hembras
Las hembras emergen de la corteza de la raíz alrededor de un mes a seis semanas después de la
invasión del segundo estado juvenil. Inicialmente son de color blanco puro, adquiriendo en la maduración
un color amarillo dorado. Las hembras maduras son de aproximadamente 50 micras de circunferencia sin
su cono. La cutícula de las hembras en ocasiones presenta una capa delgada sub cristalina (CABI,
2007).
La cabeza de la hembra tiene de uno a dos ánulos y en la región del cuello numerosos tubérculos. El
esqueleto de la cabeza es hexarradiado y débil. El estilete se divide proporcionalmente en su longitud del
cono y el eje. Un importante rasgo de diagnostico es la inclinación retrasada de la prolongación central
del estilete. El bulbo medio es largo y circular y está bien desarrollado. Presenta un par de ovarios
alargados que a menudo desplazan a las glándulas esofágicas. El poro excretor está bien definido en la
base del cuello. La parte posterior de la hembra, al polo opuesto del cuello y de la cabeza, está referido
como el orificio bulbar y está contenido dentro de una depresión redondeada. La línea bulbar se localiza
en el centro de esta región al costado en cualquiera de los dos lados de la papila, la cual usualmente
cubre las áreas traslucidas que cubren la cutícula, de la línea bulbar al borde de la fenestra. El ano es
distinto y a menudo se observa en el punto donde la cutícula forma una V estrecha al final (CABI, 2007).
Reporte Epidemiológico
Los quistes contienen huevos, y están formados por una cutícula endurecida de la hembra. Quistes
nuevos muestran un orificio bulbar intacto; pero quistes viejos particularmente aquellos que han estado
en el suelo por varias temporadas, pierden todos los signos de sus genitales y presentan un solo orificio
en la cutícula que muestra la posición de la fenestra (CABI, 2007).
Figura 2. Quistes de G. rostochiensis. Créditos: Christopher Hogger.
Machos
Los machos tienen un tamaño de 0.89 -1.27mm, es de forma vermiforme con una pequeña cola y sin
bursa o ala caudal. Presenta cuatro incisiones a la mitad del cuerpo (tres de ellas terminan en la cola).
Alrededor de la cabeza tiene 6-7 ánulos. La cabeza está fuertemente desarrollada y tiene un esqueleto
hexarradiado. Los cefálidos se localizan en los ánulos 2-4 y 6-9 respectivamente. El estilete es fuerte y
con una prolongación en forma de embudo que le sirve de guía. El bulbo medio está bien desarrollado y
presenta un gran aparato valvular. El anillo nervioso se localiza alrededor del esófago entre el bulbo
medio y el intestino. El hemizonio se encuentra en los ánulos 2-3, cerca del poro excretor y tiene el
tamaño de dos ánulos. Presenta un solo testículo en una cavidad a la mitad del cuerpo. El par de
espículas están arqueadas y terminan con una punta simple (CABI, 2007).
11
Sistema Nacional de Vigilancia Epidemiológica Fitosanitaria
Los juveniles en el segundo estadio juvenil se presenta a partir de la eclosión del huevo, el primer cambio
toma lugar dentro del huevo. El macho juvenil, es vermiforme con una cabeza redondeada y al final con
una cola estrecha. La cabeza es ligeramente compensado y presenta de 4 a 6 ánulos. El esqueleto de la
cabeza está bien desarrollado y tiene forma hexarradiada. Los cefaloides se localizan en el cuerpo a la
altura de los ánulos 2-3 y 6-8 respectivamente. El estilete es fuerte, el cono es de cerca del 45% del
tamaño total del cuerpo. La prolongación central en forma de embudo. El bulbo medio está bien
desarrollado y de forma elíptica teniendo una gran válvula central. El anillo nervioso se rodea el esófago
entre la válvula media y el intestino (CABI, 2007)
Informe 2009
Ciclo biológico
El ciclo de vida toma aproximadamente 45 días, tiempo durante el cual los machos mudarán y llegarán a
convertirse en vermiformes, viven en la raíz del hospedante y fertilizarán tantas hembras como sea
posible antes de que muera (Evans, 1970). La parte posterior de la hembra queda como una
protuberancia fuera de la corteza de la raíz lista para aparearse. Las hembras secretan feromonas que
atraen a los machos; para la fecundación. (Mugniery et al., 1992). Adultos y juveniles de G.
rostochiniensis se pueden diseminar en bulbos, tubérculos, cormos, rizomas, raíces y tallos. Los quistes y
los huevos son las etapas más persistentes del ciclo de vida de G.rostochiniensis, cada nuevo quiste
contiene cerca de 500 huevos. Los huevos son capaces de sobrevivir dentro de un quiste por largo
tiempo (30 años) aunque es posible que muy pocos sean viables. La eclosión se incrementa gracias a
estímulos tales como las raíces extensas de los hospederos (Perry y Beane, 1988.). Los estímulos llegan
gracias a la permeabilidad de las lipoproteínas del cascarón (Atkinson y Ballantyne, 1977).
La temperatura optima de eclosión de G. rostochiniesis es de cerca de 15°C con una alta proporción de
adultos en la población de 60-830 días (Evans, 1968). Los juveniles penetran la raíz del hospedante justo
entre las puntas de las raíces, y se movilizan hacia arriba hasta que reciben una señal específica,
probablemente una señal de tipo química, para comenzar a alimentarse en el sitio conocido. Los machos
juveniles de segundo estadio que penetran las células del periciclo de la planta, mientras que las
hembras penetran las células procambial (Golinowinski et al., 1997). Pocas horas después de haber
elegido el sitio de alimentación el juvenil prueba la célula insertando su estilete dentro de ella, mientras
permanece inmóvil, el estilete es retraído y reinsertado dentro de la misma célula (Rice et al., 1986;
Robinson et al., 1988).
4.
Síntomas
El nematodo dorado ataca las raíces de las plantas hospederas, estas muestran síntomas consistentes
con pudrición de raíz o alteración vascular. Las partes aéreas de la planta muestran un retraso en el
crecimiento, aspecto débil, además débil clorosis y marchitamiento. Los síntomas del nematodo se
pueden diferenciar de otros posibles en raíz, por la presencia de quistes en la superficie de la misma. Los
quistes parecen de color crema a dorado durante la época de crecimiento y durante la cosecha será de
color dorado a negro. Las infecciones en el tubérculo son raras debido a que el nematodo prefiere
alimentarse inmediatamente detrás de la punta de raíz o de la prolongación de raíces activas (Utah
University, 2010).
12
Producto 4
Detección y diagnostico
Para una detección positiva son necesario los quistes o hembras en muestras de suelo, o quistes en
raíces de plantas hospederas. Las hembras maduras y los quistes son visibles a simple vista y se
observan como un minúsculo globo dorado en la superficie de la raíz. Diversos métodos son validos para
la extracción de juveniles o adultos del suelo y posteriormente será necesaria una exanimación
microscópica especial en juveniles, hembras y quistes para una identificación precisa. Las especies
pueden ser diferenciadas por características morfológicas y mediciones del segundo estado juvenil y
quistes (EPPO, 2010).
6.
Hospederos
Los principales hospederos se encuentran restringidos a especies de Solanaceas, particularmente en
papa, tomate y berenjena.
Las plantas enlistadas a continuación son hospederos de G. rostochiensis: Datura tatula, Lycopersicon
glandulosum, L. hirsutum, L. mexicanum, L. esculentum peruvianum, L. pyriforme, Physalis philadelphica,
Physochlaina orientalis, Salpiglossis sp., S. acaule, S. aethiopicum, S. ajanhuiri, S. alandiae, S. alatum, S.
anomalocalyx, S. antipoviczii, S. armatum, S. ascasabii, S. asperum, S. berthaultii, S. blodgettii, S.
boergeri, S. brevimucronatum, S. bulbocastanum, S. calcense, S. calcense x S. cardenasii, S. caldasii, S.
canasense, S. capsicibaccatum, S. capsicoides, S. carolinense, S. chacoense, S. chaucha, S.
chloropetalum, S. citrillifolium, S. coeruleiflorum, S. commersonii, S. curtilobum, S. curtipes, S. demissum,
S. demissum x S. tuberosum, S. dulcamara, S. durum, S. elaeagnifolium, S. famatinae, S. garciae, S.
gibberulosum, S. giganteum, S. gigantophyllum, S. gilo, S. glaucophyllum, S. goniocalyx, S. gracile, S.
heterophyllum, S. heterodoxum, S. hirtum, S. hispidum, S. indicum, S. intrusum, S. jamesii, S. jujuyense,
S. juzepczukii, S. kesselbrenneri, S. kurtzianum, S. lanciforme, S. lapazense, S. lechnoviczii, S.
leptostygma, S. longipedicellatum, S. luteum, S. macolae, S. macrocarpon, S. maglia, S. mamilliferum, S.
marginatum, S. melongena, S. miniatum, S. multidissectum, S. nigrum, S. nitidibaccatum, S. ochroleucum,
S. ottonis, S. pampasense, S. parodii, S. penelli, S. phureja, S. pinnatisectum, S. platypterum, S.
polyacanthos, S. polyacanthos S. polyadenium, S. prinophyllum, S. quitoense, S. radicans, S. rostratum,
S. rybinii S. salamanii, S. saltense, S. sambucinum, S. sanctae-rosae, S. sarrachoides, S. schenkii S.
schickii, S. semidemissum, S. simplicifolium, S. sinaicum, S. sinaicum, S. sisymbrifolium, S. sodomaeum,
S. soukupii, S. sparsipilum, S. stenotomum, S. stoloniferum, S. subandigenum, S. sucrense, S. tarijense,
S. tenuifilamentum, S. toralopanum, S. triflorum, S. tuberosum ssp. andigena, S. tuberosum ssp.
13
Reporte Epidemiológico
5.
Sistema Nacional de Vigilancia Epidemiológica Fitosanitaria
tuberosum, S. tuberosum 'Aquila', S. tuberosum 'Xenia N', S. utile, S. vallis-mexicae, S. vernei, S.
verrucosum, S. villosum, S. violaceimarmoratum, S. wittmackii, S. wittonense, S. xanti, S. yabari and S.
zuccagnianum. El nematodo ataca a la planta en los estados de pre-emergencia, plántula y desarrollo
vegetativo, las partes de planta que se ven afectadas son las hojas, raíz, órganos vegetativos y la planta
entera. (CABI, 2007).
7.
Mecanismos de dispersión
Este nematodo no cuenta con un mecanismo de dispersión natural, y solo puede moverse a cortas
distancias viajando como juveniles atraídos hasta las raíces en el suelo. Se dispersa hacia nuevas áreas
como quiste sobre tubérculos de papa, viveros, suelo, bulbos, papas para consumo o procesos (EPPO,
2010).
8.
Prevalencia y distribución geográfica de la enfermedad
Informe 2009
El centro de Origen del nematodo es en las montañas de los Andes en Sudamérica de donde fueron
introducidos a Europa en tubérculos de papa, posiblemente a mediados del siglo XIX. De ahí se disperso
en los tubérculos de papa, a otras áreas. La distribución actual abarca de las zonas templadas hasta nivel
del mar y en los trópicos hasta elevadas altitudes. En estas áreas la distribución se encuentra ligada con
producción de papa (EPPO, 2010)
De acuerdo con la EPPO, G. rostochiensis se encuentra distribuido en los siguientes países: Asia:
Armenia, India (Kerala, Tamil Nadu), Indonesia (Java), Israel, Japón (Hokkaido, Kyushu) Líbano, Malasia,
Omán, Pakistán, Filipinas, Sri Lanka, Tayikistán, Turquía. Europa: Albania, Austria, Bielorusia, Bélgica,
Bulgaria, Croacia, Chipre, Republica Checa, Dinamarca, Estonia, Islas Faroe, Finlandia, Francia,
Alemania, Grecia (Creta), Hungría, Islandia, Irlanda, Italia, Lativia,, Reino de Leinchestein, Lituania,
Luxemburgo, Malta, Holanda, Noruega, Polonia, Portugal (Azores, Madeira), Rumania, Federación Rusa
(Rusia Central, Siberia del este, Norte de Rusia, Rusia del Este, Sur de Rusia, Oeste de Siberia), Serbia y
Montenegro, Eslovaquia, Eslovenia, España (Islas Canarias y España continental), Suecia, Suiza, Reino
Unido (Islas del Canal, Inglaterra y Gales,
Irlanda del Norte, Escocia). África: Argelia, Egipto, Libia, Marruecos, Sierra Leona, Sudáfrica, Túnez,
Zimbawe. Norteamérica: Canadá (Columbia Británica, New foundland), México, Estados Unidos
(Delaware, Maine, Nueva York). América central: Costa Rica, Panamá. América del Sur: Argentina,
Bolivia, Brasil, Chile, Colombia, Ecuador, Perú, Venezuela. Oceanía: Australia (Victoria, Australia del
Oeste), Nueva Zelanda, Isla de Norfolk.
Figura 5. Prevalencia y distribución mundial del nematodo enquistador de la papa G. rostochiensis. Créditos:
CABI, 2007.
14
Producto 4
9.
Potencial económico, impacto ambiental e implicaciones comerciales
El nematodo enquistador de la papa es la plaga más importante en el cultivo de papa en áreas con bajas
temperaturas. Este es particularmente el caso cuando, a causa de los patotipos presentes, no se dispone
de cultivares resistentes en la plantación. El costo actual del daño causado por G. rostochiensis es difícil
de determinar, pero los nematodos enquistadores que causan daños extensos, particularmente en áreas
templadas y cuando ocurren los patotipos virulentos y falla cualquier resistencia. La situación empeora
con G. pallida, donde los cultivos comerciales con buena resistencia son escasos y con frecuencia
presentan otras propiedades indeseables. El daño se relaciona con el número de huevos por unidad de
suelo y se refleja en el peso del tubérculo producido. Varias infestaciones con G. rostochiensis y G.
pallida pueden resultar en menor rendimiento que la calidad de la semilla plantada originalmente (Oerke
et al., 1994).
México cuenta con una superficie sembrada de papa (papa y semilla) de 61,069 hectáreas, de las cuales
se cosechan 60,241 con una producción de 1, 670,148 toneladas, cuyo valor de producción es de
aproximadamente 7, 844,706 miles de pesos (SIAP, 2008)
Ubicación
Sup.
Sembrada
(Ha)
Sup.
Cosechada
(Ha)
Producción
(Ton)
Rendimiento
(Ton/Ha)
PMR
($/Ton)
SINALOA
14,014.00
14,013.00
343,992.00
24.55
4,644.67
Valor
Producción
(Miles
de
Pesos)
1,597,730.00
SONORA
11,648.00
11,645.00
386,850.58
33.22
5,547.18
2,145,930.14
CHIHUAHUA
5,257.00
5,103.00
131,482.57
25.77
5,386.56
708,239.07
PUEBLA
4,857.00
4,360.00
94,578.00
21.69
3,346.30
316,486.00
MEXICO
4,554.50
4,544.50
129,441.95
28.48
3,659.06
473,635.43
10.
Estrategias para la vigilancia, alerta, monitoreo y detección
El nematodo enquistador de la papa, en común con otros nematodos enquistadores no causa síntomas
específicos de infestación, inicialmente en los cultivos se muestran parches con pobre crecimiento y
estas plantas pueden mostrar clorosis y marchitamiento. Cuando los tubérculos son cosechados, habrá
pérdidas en el rendimiento y el tubérculo será de menor tamaño. Para confirmar que los síntomas son
causados por el nematodo enquistador y dar una indicación de la densidad de población, se deben tomar
muestras simples, de hembras, o se deben observar directamente los quistes en la raíz de plantas
hospederas (CABI, 2007).
La principal estrategia de vigilancia del nematodo, es mediante recorridos mensuales, en zonas
productoras del cultivo de papa, para buscar síntomas sospechosos a los ocasionados por G.
rostochiensis auxiliándose de una guía de síntomas donde se muestran los daños característicos
ocasionados por el nematodo G. rostochiensis. En los casos donde se presenten síntomas similares
ocasionados por el nematodo, se procederá a la toma de muestra de acuerdo a lo mencionado en el
protocolo para la toma de muestra de plagas cuarentenarias de la papa y dichas muestras serán
enviadas al Centro Nacional de Referencia Fitosanitaria (CNRF) para su análisis.
De esta manera se podrá detectar de manera oportuna la presencia del nematodo G. rostochiensis y
efectuar las acciones para el manejo, confinamiento y erradicación de la enfermedad.
11.
Control
Control Físico
15
Reporte Epidemiológico
Tabla 1. Principales estados productores de papa (SIAP, 2008)
Sistema Nacional de Vigilancia Epidemiológica Fitosanitaria
Solarización
La solarización es un buen método para matar nematodos en climas muy calientes. El suelo se cubre con
dos capas de polietileno permitiendo el calentamiento rápido del subsuelo. En Omán, Mani y
colaboradores (1993) encontraron que 62 días de solarización reducen a G. rostochiensis en un 95%
cuando se compara con la solarización y el Oxamil a 4Kg/ha. En el Estado de Nueva York E.U.A el 97 %
de huevos de nematodos fueron inactivados en los 10 cm superiores de suelo (LaMondia y Brodie,
1984.). En estudios realizados por Franco y colaboradores (1993) señalan que la temperatura máxima del
suelo deberá aproximarse a 45°C para afectar la supervivencia de G. rostochiensis. La solarización en
climas fríos y profundidades superiores a 10 cm son mucho menos efectivos (CABI 2007).
Informe 2009
Control Cultural
Rotación de cultivo
La rotación de cultivo es frecuentemente empleada para reducir la densidad poblacional de los
nematodos enquistadores de la papa, G. rostochiensis y G. pallida. Los principales hospedantes de estas
dos especies se encuentran limitados en plantas de la familia Solanaceaes, donde los principales cultivos
comerciales son la papa, tomate y berenjena.
Cuando estos cultivos se desarrollan como monocultivos por varias temporadas en suelos infestados, la
densidad de nematodos puede incrementarse hasta niveles extremos y los campos dejan de ser
económicamente viables. Para reducir la densidad poblacional de los nematodos, se establecen cultivos
no hospedantes como la cebada entre los cultivos hospedantes. (Magnusson 1987) registro un 87% de
disminución de G. rostochiensis, empleando este tipo de rotación. Whitehead (1995) reporta un buen
control de G. rostochiensis desarrollándose en micro parcelas. El ritmo en la disminución anual del
nematodo enquistador es variable, dependiendo de los cultivos no hospedantes utilizados, la densidad
poblacional inicial, factores relacionados con el suelo y la población bajo estudio. Cuando tarda la
reducción en la densidad poblacional por una sola rotación, serán necesarios métodos de control
adicionales, como la implementación de cultivos resistentes o nematicidas. (CABI 2007).
Cultivo trampa
Los cultivos trampa han sido utilizados satisfactoriamente para la reducción de poblaciones de
nematodos enquistadores (Halford, et al., 1999). Las papas se desarrollan con el fin de incubar el
segundo estado juvenil. Esto da suficiente tiempo de penetrar a la raíz y desarrollarse en adultos jóvenes.
Poniendo atención a la temperatura del suelo y fechas de plantación, fertilización y formación de nuevos
huevos se puede evitar destruyendo el cultivo unas 6 o 7 semanas después de la plantación. Utilizando
este método las poblaciones de G. rostochiensis han sido reducidas por más de 80% (Halford et al.,
1999). Si la destrucción de los cultivos se realiza muy tarde, la densidad de nematodos se incrementara.
Donde la densidad del nematodo es reducida habrá un beneficio significativo en los rendimientos de los
cultivos posteriores de papa.
Control químico
Nematicidas no-fumigantes
Los nematicidas no fumigantes son usados en pequeñas cantidades y no persisten mucho tiempo en el
suelo como los nematicidas fumigantes. Organofosforados y oximecarbamatos son nematicidas muy
efectivos. Su efecto en los nematodos es paralizar antes de matar a menos que se utilicen dosis muy
altas. Los organofosforados ofrecen buen control de G. rostochiensis, pero necesitan ser incorporados al
suelo utilizando rotación del cultivo. Este tipo de químicos son mejores situados a la luz, suelos limosos y
no son tan efectivos en suelos orgánicos (CABI 2007). Fenamifos, etoprofos e isazofos (CGA 12223)
fueron utilizados por Moss et al. (1975) en loams limosas y dio un control parcial de G. rostochiensis y
de poblaciones mezcladas de G. rostochiensis y G. pallida. Etoprofos es aun utilizado en programas de
manejo integrado. Aldicarb y oxamil ofrecen buenos resultados de control del nematodo enquistador en
muchos suelos, incluso suelos turbosos. Es efectivo en camas de siembra antes de la plantación. En
general son aplicados como gránulos por ser muy tóxicos y algunas veces son aplicados como
tratamientos en fila o bandas estrechas. En algunos casos se debe hacer una segunda aplicación a
16
Producto 4
media temporada. Los químicos no fumigantes son más efectivos cuando se usa en forma granular
incorporado a 15 cm debajo de la superficie del suelo por maquinas que no dañan la estructura del suelo.
Alguno de estos nematicidas no fumigantes, en especial aldicarb y oxamil han demostrado incrementar
significativamente el rendimiento del cultivo de papa en campos infestados con Globodera spp. Sin
embrago no son completamente efectivos para reducir la densidad del nematodo en el campo (Franco et
al. 1993).
El remojo de tubérculos de papa por 15 min. En 8000 μg/ml de oxamil previo a la siembra, redujo el
número de quistes de G. rostochiensis, que se desarrollan en la raíz de la papa. Sin embargo este
tratamiento resulta ser fitotóxico. Cinco aplicaciones foliares de 1.12 kg i.a./ha de oxamil o carbofuran a
diez días a partir del 90% de plantas emergidas, redujeron el incremento de las densidades de G.
rostochiensis. Aplicaciones al suelo (en la fila de siembra) de aldicarb, carbofuran, fenamifos, etoprofos, y
oxamil a 5.6 kg i.a./ha redujo el número de hembras blancas, que se desarrollaron en la raíz de papa.
Pero solo aquellos tratamientos que incluyen al aldicarb y oxamil suprimieron el incremento de
poblaciones de G. rostochiensis Brodie (1983)
En resultados obtenidos por Greco et al., 1984 sugieren que los nematicidas sistémicos (Fenamifos y
Aldicarb) prueban ser tan efectivos como la mayoría de los fumigantes (D-D 50% 1,2 dicloropropano, 1,3
dicloropropeno. Di-trapex 80% D-D, 20% metil isotiacinato. Telon II 92%, 1,3 dicloropropeno. EDB 83 1,2
dibrometano.). Sin embargo tienen la ventaja de emplearse en aquellas áreas en que la temperatura y/o
humedad del suelo contenidas reducen la efectividad de los fumigantes.
Nematicidas fumigantes
El bromuro de metilo es exitoso erradicando al nematodo enquistador de la papa bajo láminas de
polietileno. El costo de este tipo de control químico es alto y normalmente usado en condición de
invernadero que en campo. El nematicida 1,3-Dicloropropeno es validado mezclado en diversas
cantidades con otros compuestos como los C3-chlorinated hidrocarbonos y 1,2-dichloropropano; Telone II
consiste de 94% 1,3-D considerando que D-D contiene alrededor de 50%. Otro tipo de fumigantes
liberados isotiocianatos (MITC), e.j. dazomet, que es efectivo contra el nematodo enquistador de la papa
(Whitehead, 1975).
Control Genético
Cultivos resistentes
Las primeras fuentes de resistencia a G. rostochiensis fueron identificadas a partir del material existente
en la Commonwealth Potato Collection (CPC). Entre ellas se mencionan tres clones diploides de S.
vernei: CPC 1051, CPC 2443 y CPC 2414; un clon diploide de S. chaucha: CPC 1647 y cinco clones
tetraploides de S. tuberosum ssp. andigena: CPC 1595, CPC 1673, CPC 1685, CPC 1690 y CPC 1692.
El clon de Solanum. tuberosum ssp. andigena fue ampliamente utilizado como progenitor resistente,
pensando que podría ser útil para controlar todas las poblaciones del nematodo quiste de la papa. Sin
embargo, en diferentes partes del mundo, se reportaron poblaciones que se multiplicaron fácilmente en
líneas de este clon y aparentemente son de muy poca utilidad para las poblaciones latino americanas
(Franco et al. 1993).
Control Biológico
La mayoría de los estudios en los 90´s se han concentrado en agentes de control fúngico Verticillum,
Hirsutella, Arthrobotrys y la bacteria Pasteuria. Verticillium chlamydosporium que infecta a hembras
jóvenes en agregados, pero es menos efectivo cuando las papas se desarrollan en la presencia de bajas
densidades poblacionales del nematodo. Los tres mejores hongos parásitos: Verticillium
chlamydosporium, Fusarium oxysporum y Cylindrocarpon destructans, han sido detectados a través del
ciclo biológico del nematodo enquistador, pero la mayor actividad variara en diferentes momentos del
ciclo (Crump, 1987). Se ha demostrado que F. oxisporum y F. solani se hallan parasitando huevos de G.
rostochiensis pero en baja proporción por lo cual es considerado como un invasor secundario del
17
Reporte Epidemiológico
De los nematicidas no fumigantes, mencionados anteriormente únicamente el Oxamil se encuentra
registrado y autorizado por COFEPRIS para su uso en el cultivo de papa
Sistema Nacional de Vigilancia Epidemiológica Fitosanitaria
nematodo del quiste de la papa y pueden hacer la cutícula del huevo más susceptible a la invasión de
otros hongos. (Franco et al., 1993).
Con respecto a los enemigos naturales, se encuentran depredadores como Alliphis halleri
Hypoaspis
aculeifer
y
los
parasitoides
Paecilomyces
lilacinus
en
Pakistán
Verticillium chlamydosporium atacando huevos.
Informe 2009
Regulación
El control de los nematodos mediante regulación incluye el cumplimiento de cuarentenas para impedir la
introducción y diseminación de un determinado nematodo fitoparasito en áreas conocidas como libres de
esa especie. Esta medida es efectiva solamente cuando se conoce la naturaleza de ese determinado
nematodo y se hacen cumplir las regulaciones. A pesar de fallas y limitaciones la acción reguladora ha
reducido La cuarentena es muy necesaria y una forma común de intentar limitar el daño causado por
organismos infecciosos como los nematodos (CABI, 2007). En México se cuentan con tres normas
fitosanitarias: Norma Oficial Mexicana NOM-007-FITO-1995, Por la que se establecen los requisitos
fitosanitarios especificaciones para la importación de material vegetal propagativo, NOM-041-FITO-2002
Requisitos y especificaciones fitosanitarias para la producción de material propagativo asexual de papa.
Métodos preventivos
1. Debe utilizar semilla libre de la plaga
2. Comprobar que la maquinaria, equipo, herramientas y utensilios se encuentre completamente limpia y
libre de restos vegetales
3. Arada profunda al preparar el suelo para exponer los quistes a la luz solar
4. No devolver tierra a los campos ya que puede provocar la infestación de nematodos
5. Mantener suelos limpios de tubérculos
6. Cultivar variedades susceptibles y resistentes de papa, alternativamente, reduciendo así la posibilidad
de seleccionar una muy virulenta o patotipo nuevo.
7. Realizar obras de conservación de suelos y aguas
8. Mejorar las condiciones de las bodegas donde se almacena semilla de tal manera que los pisos sean
de materiales impermeables
9. Realizar rotación de cultivos con especies diferentes a la familia de las Solanáceas
10. Eliminar plantas enfermas
11. Eliminar malezas hospederas (Solanáceas)
12. Eliminar rastrojos y plantas voluntarias (CABI 2007, Coto 2005)
12.
Recomendaciones

Divulgacion de la importancia y daños del nematodo dorado de la papa, a los productores de
dicho cultivo, Organismos Auxiliares de Sanidad Vegetal y público en general.

Utilización de semilla certificada, para prevenir la introducción del nematodo

Realizar el control químico con Oxamil, debido a que es el único registrado y autorizado para su
utilización en el cultivo de papa.

Capacitar al personal técnico encargados de realizar las inspecciones visuales sobre la biología,
síntomas y daños ocasionados por el nematodo dorado de la papa G. rostochiensis.

Realizar inspecciones visuales periódicamente, en busca de síntomas sospechosos ocasionados
por el nematodo dorado de la papa

Regular el movimiento de material vegetal de zonas donde se presente el problema del nematodo
dorado de la papa, hacia zonas productoras de papa que se encuentren libres del problema

Ante la sospecha de la presencia del nematodo en base a los síntomas que presenta el cultivo.
La Dirección General de Sanidad Vegetal a través del Centro Nacional de Referencia
18
Producto 4
Fitosanitaria, ha establecido la comunicación pública mediante el servicio telefónico 01 800 987
987 9 para la atención personalizada.
13.
Literatura
Atkinson H. J. and Ballantyne A. J. 1977. Changes in the oxygen consumption of cysts of G. rostochiensis
associated with the hatching of juveniles. Annals of Applied Biology. 87(2):159-166.
B. B. Brodie. 1983 Control of Globodera rostochiensis in Relation to Method of Applying Nematodes. J
Nematol; 15(4): 491–495(En línea http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC2618333/ consultado el 9
dic de 2009).
CABI. 2007. Crop Protection Compendium. Global Module 7nd. Edition. CAB Internacional. UNK.
Coto A. A., 2005. El nematodo blanco de la papa (Globodera pallida. Stone). Ministerio de Agricultura y
Ganadería Servicio Fitosanitario del Estado Gerencia de Vigilancia y Control de Plagas, Cartago, Costa
Rica.
Crump DH, 1987. Effect of time sampling, method of isolation and age of nematode on the species of
fungi isolated from females of Heterodera schachtii and H. avenae.. Revue de Nématologie, 10(3):369373.
Evans K. 1970. Longevity of males and fertilization of females of Heterodera rostochiensis. Nematologica.
16:369-374.
Evans K. 1968. The Influence of some factors on the Reproduction of Heterodera rostochiensis.
Ph.D. Thesis. London, UK: London University.
Franco, J., Gonzales, A., Matos, A., 1993. Manejo Integrado del Nematodo Quiste de la Papa. Centro
Internacional de la Papa (CIP), Lima Perú.
Golinowski W., Sobczak M., Kurek W. and Grymaszewska, 1997. The structure of Syncytia. In: Fenoll C,
Grundler FMW, Ohl SA, eds. Cellular and Molecular Aspects of Plant Nematode Interactions. Dordhecht,
Netherlands: Kluwer Academic Publishers. 80-97 pp.
Greco. N., Brandonisio. A., Bultrini. A., 1984. Control of Globodera rostochiensis on potatio with fumigant
and non-fumigant nematicides. Nematol. Medit. 12:1-13.
Mani A, Prakash KS, Zidgali TA, 1993. Comparative effects of soil solarization and nematicides of three
nematode species infecting potato. Current Nematology, 4(1):65-70.
LaMondia JA, Brodie BB, 1984. Control of Globodera rostochiensis by solar heat. Plant Disease,
68(6):474-476.
Moss SR, Crump D, Whitehead AG, 1975. Control of potato cyst-nematodes, Heterodera rostochiensis
and H. pallida, in sandy, peaty and silt loam soils by oximecarbamate and organophosphate nematicides.
Annals of Applied Biology, 81(3):359-365.
Mugniéry D., Bossis M. and Pierre J. S., 1992. Hybridization between Globodera rostochiensis
(Wollenweber), G. pallida (Stone), G. virginiae (Miller & Gray), G. solanacearum (Miller & Gray)
19
Reporte Epidemiológico
EPPO,
2010.
Globodera
rostochiensis
and
Globodera
pallida
(En
línea:
http://www.eppo.org/QUARANTINE/nematodes/Globodera_pallida/HETDSP_ds.pdf citado el 13 de enero
de 2010)
Sistema Nacional de Vigilancia Epidemiológica Fitosanitaria
and Globodera "mexicana" (Campos-Vela). Description and future of the hybrids. Fundamental and
Applied Nematology. 15(4):375-382.
Oerke EC, Dehne HW, Schönbeck F, Weber A, 1994. Crop production and crop protection: estimated
losses in major food and cash crops. Amsterdam, Netherlands: Elsevier Science Publishers.
Perry R. N. and Beane J. 1988. Effects of activated charcoal on hatching and infectivity of Globodera
rostochiensis in pot tests. Revue de Nématologie. 11:229-233.
Rice S. L., Leadbeater B. S. A. and Stone A. R. 1986. Changes in roots of resistant potatoes
parasitized by potato cyst-nematodes. I. Potatoes with resistance gene H1 derived from Solanum
tuberosum ssp. andigena. Physiology and Plant Pathology. 27:219-234.
Robinson M. P., Atkinson H. J. and Perry R. N. 1988. The association and partial characterization of a
fluorescent hypersensitive response of potato roots to the potato cyst nematode Globodera
rostochiensis and G. pallida. Revue de Nématologie. 11: 99-108.
SIAP. 2008. Anuarios Estadísticos de la Producción Agrícola en México. Secretaria de Agricultura,
Ganadera, Desarrollo Rural, Pesca y Alimentación. Versión Electrónica.
UC DAVIS, 2008. Globodera rostochiensis (En línea: Globodera rostochiensis citado en línea el13 de
Enero de 2010)
Informe 2009
Utah University, 2010. Golden Nematode of Potatoes Globodera rostochiensis en línea
(http://utahpests.usu.edu/plantdiseases/files/uploads/PestMonitoring/golden_nematode.pdf, Citado el (13
de enero de 2010)
Whitehead AG, 1995. Decline of potato cyst nematodes, Globodera rostochiensis and G. pallida, in spring
barley microplots. Plant Pathology, 44(1):191-195
20
Nombre Producto
Producto 1
21