FACULTAD DE INGENIERÍA Departamento: Ingeniería Química Materia: Bioquímica Laboratorio Docente: Carmen Luz García Echeverria Nombre Alumno: Unidad: Tema: Luis Diego Gabriel Pérez Pérez - 1090619 Sección 1 Grupo A Actividad: Reporte post-laboratorio 2 Practica 1: Fecha: 28/09/2021 Microscopía y mohos ÍNDICE 1. RESULTADOS ....................................................................................................................................... 2 1.1. MICROSCOPÍA .................................................................................................................................. 2 1.2. MOHO ............................................................................................................................................... 11 2. DISCUSIÓN ......................................................................................................................................... 12 3. CONCLUSIONES ................................................................................................................................ 13 4. REFERENCIAS .................................................................................................................................... 14 1. RESULTADOS 1.1. MICROSCOPÍA Ilustración 1: Moho de arroz en estereoscopio. Elaboración: propia. Ilustración 2: Moho de chile pimiento en estereoscopio. Elaboración: propia. Ilustración 3: Moho de pan francés en estereoscopio. Elaboración: Propia. Ilustración 4: Micelio del moho de pan francés en estereoscopio. Elaboración: Propia. 3 Ilustración 5: Moho de arroz en microscopio con lente exploratorio. Elaboración: Propia. Ilustración 6: Hifa, esporangio y esporas de moho de arroz en microscopio con aumento x10. Elaboración: Propia. 4 Ilustración 7: Esporas del moho de arroz en microscopio con aumento x40 Elaboración: Propia. Ilustración 8: Moho de chile en microscopio con lente explorador. Elaboración: Propia. 5 Ilustración 9: Estructuras del micelio en moho de chile con microscopio con aumento x10. Elaboración: Propia. Ilustración 10: Hoja de flor en microscopio con aumento explorador. Elaboración: Propia. 6 Ilustración 11: Hoja de flor en microscopio con aumento x10 Elaboración: Propia. Ilustración 12: células vegetales de hoja de flor en microscopio con aumento x40 Elaboración: Propia. 7 Ilustración 13: Moho en pétalo de rosa en microscopio con lente exploratorio. Elaboración: Propia. Ilustración 14: Moho en pétalo de rosa en microscopio con aumento x10 Elaboración: Propia. 8 Ilustración 15: Micelio y esporas del moho en pétalo de rosa en microscopio con aumento x40. Elaboración: Propia. Ilustración 16: Microorganismos de saliva en microscopio con lente exploratorio . Elaboración: Propia. 9 Ilustración 17: Microorganismos en saliva en microscopio con aumento x10. Elaboración: Propia. Ilustración 18: Microorganismo muerto presente en saliva en microscopio con aumento x40. Elaboración: Propia. 10 1.2. MOHO Ilustración 19: Cultivo de moho de pan en agar de papa dextrosa luego de 4 días. Elaboración: Propia. 11 2. DISCUSIÓN Se observaron en la práctica un conjunto de muestras vegetales, animales y fungi utilizando el microscopio y el estereoscopio. Las muestras de hoja de flor; mohos de pimiento, arroz y pétalo de rosa y de bacterias bucales se observaron en el microscopio. Mientras que la muestra de moho de pimiento, moho de arroz y moho de pan se observaron en el estereoscopio. Esto se debe a que estas últimas muestras presentan estructuras tridimensionales muy difíciles de contener apropiadamente en el portaobjeto con el cubreobjeto lo cual hace difícil su observación adecuada; ya que no se puede enfocar apropiadamente en cada lente de aumento (Cárdenas, Morales, & Ussa, 2015). No obstante, se pudo retirar una pequeña muestra de únicamente moho del chile y el arroz ya que este tenía un tamaño y textura adecuada para poder extraerlo con pinzas. En todas las muestras se utilizó el aumento x4 para poder explorar la muestra apropiadamente e identificar partes importantes en la muestra; mientras que se utilizaron los aumentos x10 y x40 para observar dichas partes a detalle. No se utilizó el aumento x100 ya que no se contaba con el aceite de inmersión apropiado para poder utilizarlo. (de Vizcarrondo & Gutierrez, 2001) Para las observaciones en el microscopio, se requirió de un reactivo asistente aplicado a la muestra colocada en el portaobjeto. El propósito de este reactivo asistente es el de colorear partes específicas de los elementos de la muestra para facilitar su observación, identificación y clasificación. En el caso de muestras únicamente vegetales, se utilizó Lugol para poder identificar las células vegetales; ya que esta forma un complejo del colorante-yodo que provoca una coloración azulada al unirse con el almidón presente en los amiloplastos de las células tiñendo el núcleo (Martín-Sánchez, Martín-Sánchez, & Pinto, 2013). Por el otro lado, en las muestras de células animales y moho se utilizó azul de metileno para poder teñir los núcleos/citoplasmas y esporangio/ micelios; lo cual se logra por el incremento de concentración del tinte en las regiones específicas de las células/microorganismos (Gil, 2019). Cabe mencionar que el Lugol también se utiliza para la tinción de bacterias gram positivas ya que el complejo colorante-yodo penetra la gruesa capa de peptidoglicanos reduciendo su permeabilidad y aumentando la retención del del complejo colorido (Laboratorios Britania, S.A., 2017). En las muestras de moho de chile se observó únicamente la presencia del micelio, pero no de esporangios ni de esporas en el medio. En las muestras de moho en pétalos de rosa se observó claramente la presencia de un micelio y de esporas, en el aumento x40 se logró observar parte de las hifas que se unen a un micelio. En las muestras de moho de arroz se logró identificar claramente el micelio y las esporas, pero se logró identificar en el aumento x10 una hifa con su esporangio intacto rodeado de esporas. En las muestras de células animales provenientes de la boca se lograron identificar un número de células bucales teñidas con el azul de metileno; y en el aumento x40 se observó una célula muerta la cual aparentaba haber “explotado”, probablemente debido a la presión ejercida por el cubreobjeto. Y finalmente en la muestra de hoja de flor se observaron claramente las células vegetales que la conforman y se distinguen con claridad los núcleos y las paredes celulares. (Camacho, y otros, 2009) Para la segunda parte se tomó una muestra de moho de pan, el cual se sembró en una caja de Petri con agar de dextrosa y papa. Este cultivo se dejo crecer por cuatro días a temperatura ambiente, pero en completa oscuridad. Al momento de retirarse del medio en el cual se dejó 12 crecer, se observó el crecimiento de una gran colonia de moho rodeada de alrededor de 7 colonias adyacentes que se acercaron mucho a la colonia central. Las colonias presentaron una coloración blanca/transparentosa similar al color del agar con un centro color negro; sabiendo el medio y las características visuales se pudo determinar que moho crecido corresponde al Aspergillus flavus. (Aryal, 2019) Se utilizó el agar de papa y dextrosa para el crecimiento del cultivo de moho ya que este se utiliza para cultivar levaduras y mohos debido a su base de infusión de papa, la cual es rica en nutrientes que facilitan el crecimiento y la esporulación. La presencia de ácido tartárico 10% contribuye a esterilizar el medio y a disminuir el pH a uno ácido cercano a 3.5 que limita el crecimiento bacteriano, pero estimula el crecimiento del fungi sembrado. Además, la existencia cloranfenicol en el medio facilita la inhibición bacteriana para que crezca únicamente un único espécimen. (Aryal, 2019) 3. CONCLUSIONES 1. La microscopía como herramienta de investigación requiere de una muestra plana y clara, así como de un tinte adecuado para facilitar la observación y descripción de lo observado para su comparación posterior con la información teórica. 2. El moho cultivado del pan es Aspergillus flavus. 3. El agar de papa-dextrosa es el adecuado para el cultivo e identificación de mohos y levaduras de uso industrial y presentes en alimentos por su valor nutricional que facilita el crecimiento. 13 4. REFERENCIAS E-GRAFÍA 1. Aryal, S. (2019, agosto 15). Potato Dextrose Agar (PDA)- Principle, Uses, Composition, Procedure and Colony Characteristics. Retrieved from Microbiology information: https://microbiologyinfo.com/potatodextrose-agar-pda-principle-usescomposition-procedure-and-colonycharacteristics/# Camacho, A., Giles, M., Ortegón, M., Palao, M., Serrano, B., & Velázquez, O. (2009). Método para la cuenta de mohos y levaduras en alimentos. Retrieved from Universidad Nacional Autónoma de Mëxico: http://depa.fquim.unam.mx/amyd/arc hivero/TecnicBasicas-Cuentamohos-levaduras_6530.pdf Cárdenas, E. A., Morales, L. Y., & Ussa, A. (2015, julio 30). La estereoscopía, métodos y aplicaciones en diferentes áreas del conocimiento. Revista Científica General José María Córdova, 201-219. Retrieved from http://www.scielo.org.co/pdf/recig/v1 3n16/v13n16a10.pdf de Vizcarrondo, M., & Gutierrez, S. (2001, noviembre). Uso del microscopio de luz. Retrieved from Universidad de Venezuela: http://www.ucv.ve/fileadmin/user_upl oad/facultad_farmacia/catedraMicro/ 10_Uso_del_microscopio_de_luz.pd f Gil, M. (2019, agosto 28). Azul de metileno: características, preparación y usos. Retrieved from Lifeder: https://www.lifeder.com/azul-demetileno/ Laboratorios Britania, S.A. (2017). Coloración de gram. Argentina: Laboratorios Britania, S.A. Martín-Sánchez, M., Martín-Sánchez, M. T., & Pinto, G. (2013). Rectivo de Lugol: historia de su descubrimiento y aplicaciones didácticas. México D.F.: Universidad Nacional Autónoma de México. Retrieved from http://www.scielo.org.mx/pdf/eq/v24 n1/v24n1a6.pdf
