master en biotecnología molecular, celular y genética

Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
MASTER EN
BIOTECNOLOGÍA
MOLECULAR, CELULAR
Y GENÉTICA
PROGRAMA DE POSTGRADO:
BIOCIENCIAS Y CIENCIAS
AGROALIMENTARIAS
Curso 2009-10
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Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
ÍNDICE
PRESENTACIÓN……………………………………………………...…4
1. GUIA DOCENTE ASIGNATURAS COMUNES
Transferencia de Tecnología, Protección de Resultados de
Investigación y Creación de Empresas de Base
Tecnológica…………………………………………………………....7
Introducción a la Bioinformática………………………………………...9
2. GUÍA DOCENTE ASIGNATURAS METODOLÓGICAS
Bioquímica de Proteínas y Proteómica………………...………..…...17
Técnicas Básicas del DNA Recombinante ……………………...…..21
Metodología de la Experimentación en Biología Celular………...…27
3. ITINERARIO 1: BIOTECNOLOGÍA VEGETAL Y AMBIENTAL
Técnicas Avanzadas en Genómica Funcional………………...…….32
Biotecnología Ambiental……………………………………………….39
Biotecnología Vegetal……………………………………………….…43
Biotecnología de Eucariotas Unicelulares…………………………...47
Transporte de Solutos en Membranas Vegetales…………………..51
Metabolómica…………………………………………………………...52
4. ITINERARIO 2: BIOTECNOLOGÍA SANITARIA
Técnicas Avanzadas en Genómica Funcional ………….………..…32
Técnicas Avanzadas de Imagen Celular……………….…………....59
Inmunobiología Molecular………...………………….………………..62
Avances en Neuroendocrinología………………….…………………65
Cultivos Celulares…………………………………….………………...71
Metabolómica ……………………………………….………………….52
5. ITINERARIO 3: ANÁLISIS GENÉTICO EN BIOTECNOLOGÍA
Transformación Aplicada a la Mejora Vegetal. ……………..………76
Mecanismos de Patogénesis y Resistencia en las Enfermedades de
las Plantas ………………………………………………………………78
Recursos Fitogenéticos y Evolución de Plantas Cultivadas……….81
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Curso 2009-2010
Manipulación Cromosómica en Plantas……………………………...82
Epigenética……………………………………………………………...84
Genética del Comportamiento………………………………………...88
Marcadores Moleculares y su Uso en Mejora Genética…………....92
Análisis e Interpretación de Genomas………………………………..95
Filogenias y Análisis de Datos Genéticos……………………………98
6. HORARIO DEL MASTER…………………………………...…….100
7. LÍNEAS DE INVESTIGACIÓN…………………………………....102
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Curso 2009-2010
GUíA DEL MÁSTER EN
BIOTECNOLOGíA MOLECULAR
CELULAR Y GENÉTICA
PROGRAMA DE POSTGRADO: BIOCIENCIAS Y
CIENCIAS AGROALIMENTARIAS
Curso 2009-10
Esta guía tiene como objetivo orientar a cerca del
contenido y metodologías de docencia y los métodos de
evaluación de las asignaturas del Master. Asimismo se
incluye el horario para facilitar la elección de las
asignaturas a cursar.
Se recuerda al alumno que, de partida, debe elegir su
tutor, quien le orientará sobre las asignaturas optativas a
seleccionar y la línea de investigación sobre la que
desarrollará el trabajo final del Máster.
Contenido:
1. Guía docente de las asignaturas comunes (8 ECTS)
2. Guía docente de las asignaturas metodológicas
(8 ECTS)
3. Itinerario 1: Biotecnología Vegetal y Ambiental.
4. Itinerario 2: Biotecnología Sanitaria.
5. Itinerario 3: Análisis Genético en Biotecnología.
6. Horario del Master.
7. Líneas de investigación, de donde se elegirá el tutor
y el tema para el trabajo experimental del Master
(16 ECTS)
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Curso 2009-2010
ESQUEMA ACADÉMICO DEL MÁSTER
MASTER en BIOTECNOLOGIA MOLECULAR, CELULAR Y GENETICA
FORMACIÓN
PROFESIONAL
16 créditos de
Asignaturas comunes (2 X 4ECTS)
1. Transferencia de Tecnología, protección de
resultados de investigación y creación de
empresas de base tecnológica
2. Introducción a la Bioinformática
Asignaturas metodológicas: (2 X 4ECTS) a
elegir 2 de:
1. Bioquímica de proteínas y Proteómica.
2. Técnicas básicas del DNA recombinante
3. Metodología de la experimentación en Biología
Celular
FORMACIÓN
INVESTIGADORA
16 créditos de
A elegir 2 de las asignaturas de Investigación
Transversales de la UCO (2 x 4 ECTS)
Asignaturas metodológicas: (2 X 4ECTS) a elegir
2 de:
1. Bioquímica de proteínas y Proteómica.
2. Técnicas básicas del DNA recombinante
3. Metodología de la experimentación en Biología
Celular
+ 28 créditos (7 x 4)
(especialización en un itinerario con al menos 5 asignaturas)
I
tinerario 1: Biotecnología
Vegetal y Ambiental
Itinerario 2: Biotecnol.
Sanitaria
Itinerario 3: Análisis Genético
en Biotecnología (7 a elegir)
- Técnicas avanzadas en
Genómica Funcional
- Biotecnología ambiental
- Biotecnología vegetal
- Biotecnología de eucariotas
unicelulares
-Transporte de solutos en
membranas vegetales
- Metabolómica
- Técnicas avanzadas en
Genómica Funcional
- Técnicas avanzadas de imagen
celular
- Inmunobiología molecular
- Avances en
Neuroendocrinología
- Cultivos Celulares
- Metabolómica
- Transformación aplicada a la
mejora vegetal
- Mecanismos de patogénesis y
resistencia en las enfermedades
de las plantas
- Recursos fitogenéticos y
evolución de plantas cultivadas
- Manipulación cromosómica en
plantas
- Epigenética
- Genética del comportamiento
- Marcadores moleculares y su
uso en mejora genética
- Análisis e interpretación de
genomas
- Filogenias y análisis de datos
genéticos
16 ECTS
Trabajo Fin de Master
16 ECTS
TFM investigación
16 ECTS
TFM investigación
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Curso 2009-2010
1. GUÍA DOCENTE ASIGNATURAS
COMUNES
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Curso 2009-2010
Asignatura: TRANSFERENCIA DE TECNOLOGÍA, PROTECCIÓN
DE RESULTADOS DE INVESTIGACIÓN Y CREACIÓN DE
EMPRESAS DE BASE TECNOLÓGICA
Total de créditos ECTS: 4 (100 horas)
Tipo de asignatura: Obligatoria.
Coordinador: Manuel Pineda Priego.
La OTRI
Discusión del Artículo 83 de la LOU
El proceso de transferencia
Funciones de la OTRI
Los contratos con otras entidades
El intercambio de personal universidad-empresa
El programa Torres Quevedo
Otros programas nacionales
Programas internacionales
Protección de resultados
Propiedad intelectual e industrial: conceptos nacionales e internacionales
El Copyright y los derechos de autor
La propiedad industrial y sus modalidades
Invenciones (patentes y modelos de utilidad)
Variedades vegetales
Marcas
Signos distintivos
Funciones de la patentes
Gestión de la propiedad II en la Universidad: explotación y licencia
Vías de protección: nacional, europea y PCT
Las patentes en Biotecnología
Las empresas de base tecnológica
El concepto y su regulación
El proceso de creación y su forma jurídica
Participación del profesorado: ley de incompatibilidades
La participación de las universidades: reglamentación y procedimientos
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Curso 2009-2010
TABLA 1: La estructura curricular
a
MATERIA/
ASIGNATURA
(Unidad de
matrícula)
Transferencia de
tecnología, protección
de resultados de
investigación y
creación de
empresas de base
tecnológica
b
OBJETIVOS DE
APRENDIZAJE
1. Conocer el
proceso de
transferencia de
conocimiento a la
sociedad
2. Identificar
invenciones
patentables
3. Conocer los
mecanismos de
búsqueda de
recursos
4. Conocer el
procedimiento de
creación de
empresas de base
tecnológica
c
d
e
f
g
h
i
Nº
CRS
ECTS
TIPO
SECUEN
CIA
CTER.
DESARROLLO
ACTIVIDADES
DE
APRENDIZAJE
EVALUACIÓN
(d) Obligatoria
(e) 1º semestre
(f) Teórica/ Aplicada/Metodológica/Práctica (PFC, Prácticum, Problemas/casos)
(g) Presencial/Semipresencial/No presencial)
(h) Grandes tipologías:
1. Clases, seminarios
2. Prácticas "regladas": laboratorio, campo, seminarios, externas
3. Trabajos en grupo
4. Trabajos individuales
(i) Ejecuciones del estudiante sobre las que se tendrá que evaluar:
1. Asistencia y participación en clase
2. Exámenes (papel y lápiz)
3. Ensayo, trabajo individual o en grupo
4. Exposiciones o demostraciones
5. Informes de prácticas
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Curso 2009-2010
Asignatura: INTRODUCCIÓN A LA BIOINFORMÁTICA
Total de créditos ECTS: 4
Tipo de asignatura: Elegible.
Nombre del Profesor responsable:
Prof. Dr. Antonio Rodríguez Franco, Profesor Titular de Bioquímica y Biología
Molecular, Departamento de Bioquímica y Biología Molecular, UCO. 1 ECTS.
Profesores participantes[1]:
Dr. Manuel Tejada Jiménez, Contratado Postdoctoral, Departamento de
Bioquímica y Biología Molecular, UCO. 1 ECTS.
Dr. Juan Ruano Ruiz, Unidad de Lípidos y Arteriosclerosis. Facultativo
Especialista de Área de la Unidad de Gestión Clínica de Medicina Interna.
Hospital Universitario Reina Sofía. 1 ECTS.
Dr. Juan Ramón Peinado Mena, Contratado Postdoctoral, Unidad de
Endocrinología, Departamento de Biología Celular, Fisiología e Inmunología,
UCO. 1 ECTS.
Competencias y objetivos del aprendizaje.
Al final del curso, el alumno deberá conocer:
1. Diferentes sistemas operativos e informáticos. La manipulación de
diferentes formatos de archivos (texto, binario) y de archivos de bases
de datos de secuencias. Acceso WEB. Manipulación de gráficos
2. Las principales bases de datos primarias y secundarias de ácidos
nucleicos y de proteínas y la forma de acceder a las mismas y de
manejarlas.
3. Los principales conceptos informáticos y de Bioinformática/Biología
Computacional y las estrategias que se utilizan para al estudio de la
estructura y función de las proteínas y de los ácidos nucleicos.
4. Las principales aplicaciones bioinformáticas para la visualización,
modelado y análisis estructural de las proteínas.
5. Algunas de las herramientas de biología computacional para la
predicción de genes y de la estructura de las proteínas a partir de la
secuencia.
6. Los métodos para la predicción de función de la proteínas:
colocalización cromosómica, duplicaciones y fusiones génicas, coexpresión y co-evolución.
7. El sistema de clasificación funcional jerárquico basado en términos GO.
8. La generación de redes semánticas de genes/proteínas a través de
métodos de text mining en la literatura científica.
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Curso 2009-2010
Metodología.
La Asignatura se dará presencialmente por los diferentes profesores y
está implementada en la plataforma digital Moodle. Desde la misma, los
alumnos tendrán acceso a los recursos más importantes (foros, chat, wiki, etc)
así como a problemas y cuestiones bien definidos en cada tema que tendrán
que resolver como parte del trabajo que deben realizar.
Antes de cada “sesión” o bloque temático se tratará de proporcionar
cuando sea posible a los estudiantes un “screencast” conteniendo información
sobre la lección preparado ad hoc. Los estudiantes visualizarán este video, que
les servirá de guión para luego ponerlo en práctica por sí mismos con el
ejercicio práctico que les haya correspondido.
Evaluación
La calificación final se obtendrá de la suma de varias calificaciones:
1.
Examen final: 30%.
2.
Elaboración de ejercicios prácticos: 15%.
3. Cantidad y calidad de la participación en los foros de Moodle:
10%.
4. Resolución del problema del curso, que debe ser redactado en
formato de artículo científico: 30%.
5.
Lectura crítica de artículos científicos: 15%.
La asistencia a las clases presenciales es obligatoria.
PROGRAMA ABREVIADO
TEMA 1. Conceptos básicos de Informática e Internet.
TEMA 2. Bases de datos biológicas.
TEMA 3. Análisis de secuencias biológicas.
TEMA 4. Analisis de los genes a partir de la secuencia.
TEMA 5. Análisis de las proteínas a partir de la secuencia.
TEMA 6. Visualización y manipulación de la estructura 3D de las proteínas.
TEMA 7. Análisis de datos de experimentos con chips de arrays.
TEMA 8. Objetivos futuros de la Bioinformática.
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Curso 2009-2010
PROGRAMA DESARROLLADO
TEMA 1. Conceptos básicos de Informática e Internet. (Manuel Tejada
Jiménez)
OBJETIVOS: Toma de contacto, comprensión conceptual y familiarización
con las herramientas de hardware y software.
Conocer las características esenciales de las aplicaciones y servicios
web.
Conocer las definiciones de Bioinformática y Biología Computacional y
los diferentes formatos de archivos.
CONTENIDO:
Conocer la estructura básica de una computadora y el funcionamiento
básico de sus componentes (CPU, memoria, dispositivos E/S) al utilizar
una aplicación (software, archivos, GUI, sistema operativo).
Conocer la existencia de diferentes sistemas operativos (UNIX/Linux,
Mac OS, Microsoft Windows).
Conocer las características esenciales en relación a las aplicaciones de
escritorio:
·Modelo matemático/estadístico, algoritmo, script, programa o
aplicación, plugins, , suite informática, entorno de desarrollo
informático;
·Editores de texto vs. procesadores de texto;
·Tipos y Manipulación de Imágenes
·Lenguaje máquina y lenguaje de alto nivel, compilador, debugs;
·Licencias GNU vs. software comercial;
·Órdenes en línea de comandos (terminal, prompt, intérprete de
programa) vs GUI.
Conceptos útiles sobre la Internet: dominios/servidores web, IP/DNS,
protocolos HTTP/FTP, navegadores web (Firefox/Mozilla, Camino,
Safari, Opera, Internet Explorer), web 2.0, documentos y editores
html/CSS, scripts PHP/CGI/Ruby/Java, sesiones web y activación de
cookies. Publicación en páginas WEB
Modos de entradas de los datos (formulario/archivo/bacthing/workflows)
y de salida de los resultados (pantalla/download/e-mail).
Consideraciones prácticas sobre las herramientas/servicios web
creados por instituciones educativas/públicas.
Manejo de los diferentes tipos de archivos frecuentes en Bioinformática
(.txt, .doc, .xls, .cvs, .xml, pdb, etc)
TEMA 2. Bases de datos biológicas (Antonio R. Franco)
OBJETIVOS: Conocer las características y manejar las diferentes bases
datos en Ciencias de la Vida.
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Curso 2009-2010
CONTENIDO:
- Principales bases de datos de ácidos nucleicos y proteinas: EMBL, GenBank,
UniProt, SwissProt, etc
- Acceso a otras bases de datos, como la de publicaciones cientificas (PubMed,
Mediline), del genoma humano (OMIM, MapView), de protocolos, de genomas
completos, arrays, proteómica, etc.
- Servicios de búsqueda de bases de datos: SRS, Entrez. Identificación de los
diferentes campos de cada ficha, de los métodos de filtrado y recuperación de
datos.
- Propiedades y Anotaciones en las secuencias
TEMA 3. Análisis de secuencias biológicas. (Antonio R. Franco)
OBJETIVOS:
Comparación de secuencias de ácidos nucleicos y de proteínas.
CONTENIDO:
- Alineamiento y comparación de pares de secuencias. Programa Dotlet.
Algoritmos globales (FASTA) y locales (BLAST). Matrices de comparación
Penalización de creación de huecos y de extensión en los alineamientos.
- Alineamiento y comparación de 3 o más secuencias.
- Aplicaciones
TEMA 4. Analisis de los genes a partir de la secuencia. (Manuel Tejada
Jiménez)
OBJETIVOS: Análisis funcional y estructural de las secuencias de núcleotidos.
CONTENIDOS:
- Predicción de ORFs, TFBS en regiones promotoras, intrones/exones,
snARN, microRNA
- Identificación de dianas para enzimas de restricción. Digestión ‘virtual’ de
secuencias.
TEMA 5. Análisis de las proteínas a partir de la secuencia. (Juan R
Peinado)
OBJETIVOS: Conocer las estrategias bioinformáticas para la predicción de
la función de una proteína a partir de datos estructurales y genómicos.
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Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
CONTENIDO:
- Paquetes bioinformáticos para la predicción de propiedades físico químicas y
estructurales de las proteínas a partir de la secuencia. Predicción de péptidos
señal, residuos/regiones potencialmente sometidas a regulación enzimática
(fosforilación, mutilación, glicosilación, etc).
- Identificar las principales estrategias y métodos computacionales para la
predicción de regiones estructuralmente ordenadas y desordenadas en la
proteína
- Otros métodos para la predicción de función: localización cromosómica,
duplicaciones y fusiones génicas, co-expresión y co-evolución.
- Conocer la estructura jerárquica que rige las clasificaciones de ontologías
(‘ramas’, ‘hijos’ y ‘madres’), así como las principales bases de datos sobre
términos GO, las herramientas de búsqueda y los métodos de análisis
(enriquecimiento de términos en grupos de genes/proteínas, análisis
comparativos).
TEMA 6. Visualización y manipulación de la estructura 3D de las
proteínas. (Juan R Peinado)
OBJETIVOS: Visualizar y manipular las estructuras tridimensionales de las
proteínas y sus interacciones con ligandos específicos.
CONTENIDO:
- Formas de representar las proteínas (cintas, cartoon, cordón).
- Conceptos de plegamiento/flexibilidad, estructuras secundaria, terciaria y
cuaternaria.
- Acceso a estructuras macromoleculares en la web.
- Destreza en los principales programas para el manejo de datos
macromoleculares y coordenadas tridimensionales.
- Bases de datos especializadas y clasificación de estructuras resueltas.
- Predicción de estructuras por modelado, “threading” y ”ab initio”.
- Aplicaciones para la predicción funcional del efecto de sustituciones
aminoacídicas
TEMA 7. Análisis de datos de experimentos con chips de arrays. (Juan
Ruano Ruiz)
OBJETIVOS: Conocimiento de la validez y el alcance de la información
obtenida mediante tecnologías de arrays de genes y de proteínas.
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Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
CONTENIDO:
- Identificación de los tipos de chips de arrays y utilidad para el análisis de
muestras biológicas a gran escala (expresión génica (tags, exones),
variaciones génicas (SNP, CNV), tilling arrays (metilación de islas CpG, ChIP
on chip, MeDIP-chip, CGH), proteínas). Chips comerciales y chips ‘a la carta’
de baja densidad.
- Identificación de los factores comunes más importantes a tener en cuenta:
a) diseño del experimento (hipótesis/objetivos planteados, controles externos
e internos –spikes-, réplicas biológicas y técnicas, cáculo de la ‘n’)
b) marcaje e hibridación del chip (fluoróforos, dye-swap, problemas de
saturación)
c) preprocesamiento de los datos de lectura (ruido de fondo, cuantificación
de la señal, normalización, identifación de las flags)
d) análisis de los resultados (expression diferencial, métodos de clustering,
clasificación, métodos automatizados de anotación funcional)
- Principales nociones sobre lo algoritmos matemáticos, técnicas estadísticas y
aplicaciones para el análisis de los resultados. El problema del false discovery
rate y posibles soluciones que se ofrecen.
- Repositorios públicos para alojar/consultar los resultados.
TEMA 8. Objetivos futuros de la Bioinformática. (Juan Ruano Ruiz)
OBJETIVOS: Conocer el estado actual y futuro de la Bioinformática
CONTENIDO:
Creación de algoritmos/modelos matemáticos más eficientes;
Herramientas estadísticas cada vez más complejas (métodos de
clasificación basados en maching learning, análisis multivariante, false
discovery rate, significación estadística).
Lenguajes de programación potentes, orientados a objetos y con menos
nivel de abstracción (Ruby, Python).
Flujos automatizados de trabajo (BIOMOBY, Taverna).
Redes neuronales.
Métodos de integración de los procesos de análisis (Biología de
Sistemas) y búsqueda (Redes Semánticas) de datos biológicos de
diferente
naturaleza
(genómica,
proteómica,
transcriptómica,
metabolómica, etc).
Potencia y velocidad de computación: grid computing, paralelismo en
computación y supercomputadoras.
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Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
Text mining para la extracción de nuevos conocimientos y generación de
hipótesis a partir de la información contenida en las publicaciones
científicas (abstract, full text).
BIBLIOGRAFÍA
1. http://www.uco.es/~bb1rofra/analisis/
2. Orengo C.A., Jones D.T. y Thorton J.M. (2003) Bioinformatics. Genes,
Proteins & Computers. BIOS Scientific Publishers. ISBN 1-85996-054-5
3. Current Protocols in Bioinformatics.(2005) John Wiley & Sons, Inc
4. http://www.ebi.ac.uk
5. http://www.ncbi.nlm.nih.gov
6. http://www.ddbj.nig.ac.jp/
7. http://www.expasy.org
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Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
2. GUÍA DOCENTE ASIGNATURAS
METODOLÓGICAS
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Curso 2009-2010
Asignatura: BIOQUÍMICA DE PROTEÍNAS Y PROTEÓMICA
Total de créditos ECTS: 4 (100 horas)
Tipo de asignatura: Elegible.
PROFESORES:
Prof. Dr. José Antonio Bárcena Ruiz. 1,0 ECTS.
Dr. Manuel José Rodríguez Ortega, 2,0 ECTS.
Dr. Víctor Manuel Luque Almagro, 2,0 ECTS.
Colaboradores invitados:
-
Dr. Samuel Ogueta Villarreal, Servicio de Proteómica del SCAI, UCO.
-
Dra. Consuelo Gómez Díaz, Servicio de Proteómica del SCAI, UCO.
-
Dr. Fernando Corrales, CIMA, Universidad de Navarra.
-
Dr. Antonio Romero Ruiz, Hospital Virgen del Rocío, Sevilla
OBJETIVOS ESPECÍFICOS DEL CURSO:
Objetivos concretos
-Aprender a manipular muestras biológicas para estudios Proteómicos.
-Comprender los fundamentos de las técnicas preparativas de separación de
proteínas empleadas en Proteómica.
-Comprender los aspectos prácticos de la electroforesis bidimensional de
proteínas para estudios de Proteómica de expresión diferencial.
-Manejo práctico de programas de análisis de imagen para estudio de geles
bidimensionales.
-Conocer los fundamentos y variantes de la espectrometría de masas aplicada al
estudio de las proteínas.
-Preparar y analizar muestras mediante espectrometría de masas para
identificación de proteínas.
- Aprender a interpretar datos de espectrometría de masas de péptidos y utilizar
motores de búsqueda conociendo las posibilidades y las limitaciones.
-Comprender las estrategias experimentales más adecuadas para cada tipo de
estudio proteómico.
Competencias a adquirir
-Capacidad de diseñar experimentos en cada campo de las Biociencias con el
fin de aprovechar las posibilidades que ofrece la Proteómica para dar respuestas a
los problemas biológicos.
- Conocimiento de todos aspectos experimentales que conducen a la
identificación del proteoma: Fraccionamientos electroforéticos y cromatográficos;
espectrometría de masas de mezclas peptídicas; herramientas bioinformáticas.
-Conocimiento de las limitaciones de la información proporcionada por un
análisis proteómico.
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Curso 2009-2010
-Capacidad para interpretar y ampliar la información estándar de un análisis de
espectrometría de masas de péptidos por huella peptídica y por fragmentación.
CONTENIDOS DEL CURSO:
TEORÍA (1,5 ECTS): J. Antonio Bárcena y Manuel J. Rodríguez Ortega:
T1: Introducción a las terminologías y ciencias “ómicas”. Proteoma y
Proteómica. Separación y fraccionamiento de proteínas y péptidos mediante
electroforesis bidimensional y cromatografía líquida.
T2: Espectrometría de masas. Identificación de proteínas y péptidos
mediante PMF y MS/MS.
T3: Interpretación de espectros MS y MS/MS. Secuenciación “de novo”.
Ejercicios prácticos.
T4: Modificaciones postraduccionales y Proteómica cuantitativa.
T5: Proteómica aplicada: data mining, perfiles de expresión proteica.
Proteómica cuantitativa. Interactómica. Descubrimiento de biomarcadores. Biología
de Sistemas. Ontologías.
PRÁCTICAS (2,5 ECTS): Manuel J. Rodríguez Ortega y Víctor Luque.
Realización de una electroforesis bidimensional de dos muestras biológicas
comparables (Laboratorio Severo Ochoa):
P1: (individual) Isoelectroenfoque (IEF).
P2: (individual) 2ª dimensión; fijación y tinción.
Análisis de imágenes de los geles bidimensionales mediante aplicaciones
informáticas apropiadas (SCAI: laboratorio de proteómica y sala de informática):
P3: (en grupo de 12) escaneo del gel e introducción al análisis de imagen.
P4: (individual) utilización del software Melanie para el análisis de los geles y
selección de manchas diferenciales.
Extracción y digestión con tripsina de manchas proteicas diferenciales
seleccionadas del gel de electroforesis 2D (Laboratorio Severo Ochoa):
P5: (grupos de 6) Picado y digestión.
Obtención de las “huellas peptídicas” por MS mediante MALDI-TOF (SCAI:
laboratorio de proteómica):
P6: (en grupos de 6) colocación en placa y disparo en el espectrómetro.
Identificación de proteínas a partir de su huella peptídica mediante consulta en
bases de datos proteicas, con el empleo de algoritmos específicos.
Confirmación de la identificación por fragmentación de 3 péptidos por MALDITOF/TOF (SCAI: laboratorio de proteómica):
Análisis y discusión de los resultados individuales (en el aula):
P7: (en un único grupo)
METODOLOGÍA DE ENSEÑANZA-APRENDIZAJE:
Aproximaciones metodológicas.
El contenido de la parte teórica se impartirá en el aula mediante clases
magistrales de 120 minutos de duración, en las que se delinearán los
diferentes temas haciendo hincapié en los conceptos esenciales
ilustrados mediante la descripción de casos modelo. Los estudiantes
completarán estas clases con la consulta en la bibliografía recomendada
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Curso 2009-2010
para cada tema en particular. Los alumnos dispondrán de antemano de
copias del material audiovisual de cada clase o tema.
Las clases prácticas se impartirán en tres sitios:
1) Individualmente en el laboratorio de prácticas del segundo ciclo del
Departamento de Bioquímica y Biología Molecular en el edificio Severo
Ochoa.
2) En grupos de un máximo de 6 alumnos, en el laboratorio de proteómica
del SCAI usando la infraestructura informática y de espectrometría de
masas.
3) Una sesión inicial en grupos de 12 alumnos y luego individualmente, en
sala de informática para manejo de software específico y simulaciones.
Competencias a adquirir en actividades de carácter presencial.
Al final del curso los estudiantes deben ser capaces de:
Realizar una separación de proteínas por electroforesis 2D e interpretar los
resultados.
Evaluar la idoneidad de cada tipo de método de preparación de proteínas para
análisis protéomico.
Interpretar un análisis de huella peptídica y de fragmentación de péptidos para
la identificación de proteínas y evaluar su validez.
Decisión del tipo de aproximación proteómica adecuado para cada objetivo
científico.
Utilizar las bases de datos de acceso libre en Internet para recabar información
estructural y funcional sobre proteínas.
Otras actividades académicas dirigidas.
Asistencia a seminarios o conferencias relacionados con la temática del curso.
Elaboración de un informe de valoración personal sobre cada seminario.
CRITERIOS DE EVALUACIÓN:
Resolución de ejercicios prácticos sobre interpretación de espectros PMF y
MS/MS: 30%.
Presentación y en su caso, exposición oral, del informe práctico: 50%
El progreso, implicación y aprovechamiento de cada estudiante se seguirá en
cada sesión teórica y práctica mediante preguntas durante el desarrollo
de las mismas: Informes sobre los seminarios y conferencias a los que
asista: 20%.
BIBLIOGRAFÍA BÁSICA:
Libros o revisiones generales:
PENNINGTON AND DUNN (2000). Proteomics. From protein sequence to
function. BIOS Scientific.
O’CONNOR, DC (2008) Proteomics. Scion Publishers.
WESTERMEIER R, NAVEN T (2002) Proteomics in Practice. A Laboratory manual
of Proteome Analysis. Wiley-VCH, Darmstadt, Germany.
LINK & LE BAER (2009) Proteomics. Cold Spring Harbor Laboratory Protocols.
CSHL Publ.
19
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
VARIOS AUTORES (2003) Proteomics. Nature, 422 (6928):191-237.
STEEN, H & MANN, M (2004) The ABC’s (and XYZ’s) of peptide sequencing.
Nature Reviews, 5:699-711.
JENSEN, ON (2006) Interpreting the protein language using proteomics. Nat Rev
Mol Cell Biol vol. 7 pp. 391-403.
Bibliografía específica:
Se proporcionará con el material didáctico de cada tema.
Revistas periódicas (por orden de de interés):
Molecular and Cellular Proteomics.
Proteomics.
Journal of Proteome Research
Journal of Proteomics
Practical Proteomics
Nature Protocols
Nature Methods
Nature Biotechnology
J. Chromatogr.
J. Chromatogr. B Biomed. Sci. Appl.
Anal. Biochem.
Electrophoresis.
Curr Opin. Biotechnol.
Anal. Chem.
J. Protein Chem.
20
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Distribución, temporalización y planificación.
Distribución ECTS de la Asignatura BIOQUÍMICA DE PROTEÍNAS Y PROTEÓMICA
(a) 1 ECTS = 25 horas trabajo. (b) Estimación de estudio personal del alumno durante el curso 12 (trimestral) o 36 (anual) semanas: 1,5 horas de estudio por cada hora de teoría y
0,75 horas de estudio por cada hora de prácticas.
(c)Las tutorías se encuentran incluidas en el total de Actividades Académicamente Dirigidas.
Actividad
Actividad
Docente
Clases en
aula
Actividades
dirigidasc
Clases en
laboratorio
Exámenes
Evaluación
Alumno
Procedimiento
Peso
en la
nota
final
Horas
presenciales
Horas no
presenciales
Horas
Profesor
Exposición de
la Teoría.
Apoyo con
audiovisuales
Tomar
apuntes,
copiar el
material
audiovisual
Varias preguntas
cortas y una
larga. Se
valorará
razonamiento y
capacidad de
síntesis
40 %
10 h
20 h b
30 h
Resultados
de
prácticas
Interpretación
de espectros y
criterios de
búsqueda en
bases de datos
Exposición y
discusión en
grupo de los
resultados
individuales.
Identificar sin
ambigüedad
las proteínas
diferenciales
No evaluable
2h
2h
4h
Prácticas
de
laboratorio
Preparación
del material
para cada
grupo y
alumno.
Explicación y
supervisión
continua.
Cuaderno de
laboratorio,
anotaciones,
experimentos,
informe, etc.
Evaluación
continuada,
cuaderno,
resultados,
informes, actitud
18 h
20 h
38 h
Teoría
Poner, atender
y corregir el
examen.
Calificar
globalmente al
alumno
Preparación
de examen
(35 horas)
Realización
de examen
(2 horas)
2h
26 h
28 h
32 h
68 h
100 h
Materia
Teoría
TOTAL CARGA DOCENTE DEL ALUMNO
50%
90 %
ECTS a
Asignatura: TÉCNICAS BÁSICAS DEL DNA RECOMBINANTE
Total de créditos ECTS: 4
Tipo de asignatura: Elegible.
Profesorado: Concepción de la Hera y/o Carmen Ruiz Roldán
(Módulo 1: Clonación,1 ECTS)
Enriqueta Moyano Cañete y/o Carmen Michán Doña
(Módulo 2: Hibridación de ácidos nucleicos, 1 ECTS)
21
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
Conrado Moreno Vivián y Mª Dolores Roldán Ruiz
(Módulo 3: PCR y mutagénesis dirigida, 1 ECTS y Módulo 4:
Expresión de proteínas, 1 ECTS)
La necesidad de impartir un Máster de calidad en una asignatura de alta experimentalidad como es
Técnicas básicas del DNA Recombinante, exige que el número máximo de alumnos por grupo sea
10. En los cursos académicos en los que el número de matriculados sea superior a diez, será
necesaria la distribución de alumnos en varios grupos y consecuentemente, la participación de más
profesores. Por esta razón, se han incluido más de cuatro nombres de profesores, cuya participación
estará vinculada a las necesidades docentes de cada año académico.
Profesor invitado: se contará con la colaboración del Dr. José Gadea Vacas
(Universidad Politécnica de Valencia-CSIC), experto en genómica funcional y
técnicas de matrices de DNA que impartirá un seminario
Objetivos específicos del curso
- Adquirir los conocimientos básicos, tanto a nivel teórico como práctico, para
su iniciación en la utilización de las principales técnicas de genómica y de
ingeniería genética.
- Conocer las técnicas de clonación, hibridación de ácidos nucleicos, PCR y
mutagénesis dirigida, expresión heteróloga de genes para proteínas
recombinantes.
- Adquirir la capacidad de aplicación de técnicas básicas en diferentes
muestras biológicas.
- Introducir al alumno en el análisis funcional de genomas mediante matrices de
DNA.
Contenidos del curso
Módulo 1: Clonación
Programa teórico:
1. Qué es la clonación
2. Estrategias de clonación de ADN
2.1. Obtención del ADN
Amplificación de fragmentos ADN genómico (PCR)
Obtención de fragmentos mediante enzimas de restricción
2.2. Vectores de clonación
2.3. Organismos hospedadores
2.4. Métodos de transformación
2.5. Selección de las células transformadas
3. Aplicaciones de la clonación
Programa práctico:
- Clonación de un fragmento de ADN genómico de Fusarium oxysporum en
Escherichia coli.
1. Diseño de oligonucleótidos
2. Amplificación mediante PCR del fragmento de interés
3. Ligación del fragmento en el vector pGEM-T
4. Transformación de Escherichia coli
22
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
5. Selección y análisis de los transformantes
a) Amplificación del fragmento mediante PCR de colonia
b) Análisis de los tamaños de los plásmidos recombinantes mediante
electroforesis en gel de agarosa.
Módulo 2: Hibridación de ácidos nucleicos
Programa teórico:
1. Fundamentos de la hibridación de ácidos nucleicos
2. Tipos de técnicas de hibridación
3. Etapas y factores que afectan a la hibridación
4. Ventajas e inconvenientes de los diferentes tipos de membranas y de marcaje de
la sonda
5. Kits comerciales
Programa práctico:
- Realización de un Southern blot
1. Fraccionamiento de una muestra de DNA mediante electroforesis en gel de
agarosa.
2. Transferencia de la muestra de DNA a un filtro de nailon
3. Preparación de una sonda de DNA marcada con digoxigenina
4. Proceso de hibridación, lavados y detección de la señal
Módulo 3: PCR y mutagénesis dirigida
Programa teórico:
1. Fundamentos de la PCR
1.1. Introducción y consideraciones generales
1.2. Características de las DNA polimerasas termoestables
1.3. Características de los oligonucleótidos cebadores
1.4. Tipos de PCR: PCR convencional, PCR inversa, RACE-PCR, PCR en
tiempo real, PCR in situ, otros tipos de PCR
1.5. Aplicaciones de la PCR
2. Mutagénesis dirigida
2.1. Introducción y consideraciones generales
2.2. Tipos de mutagénesis
2.3. Descripción de algunos sistemas comerciales de mutagénesis dirigida
2.3.1. QuikChange™ (Stratagene)
2.3.2. ExSite™ (Stratagene)
2.3.3. Chamaleon™ (Stratagene)
2.3.4. Code20™ (Biolabs)
2.3.5. Sculptor™ (Amersham)
2.3.6.Altered Sites® (Promega)
2.3.7.Otros sistemas
Programa práctico:
- Utilización de la PCR y el DNA total de la bacteria alcalófila degradadora de
cianuro y de cianato Pseudomonas pseudoalgaligenes CECT5344 junto con los
cebadores cynLF9 y cynLR5 para introducir los sitios de corte para las enzimas de
23
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
restricción PstI y NotI en el gen cynB que codifica el componente transmembrana de
un transportador de tipo ABC posiblemente de cianato.
Módulo 4: Expresión de proteínas
Programa teórico:
1. Introducción: Conceptos de expresión homóloga y heteróloga
2. Técnicas de análisis transcripcional
2.1. Identificación de promotores y de secuencias reguladoras de unión DNAproteína. Experimentos de huella y de retardo de la movilidad en gel
2.2.
Identificación del extremo 5’ del transcrito. Experimentos de extensión
de cebadores y de digestión con nucleasa S1
2.3.
Técnicas de identificación y cuantificación de transcritos
2.4.
Fusiones transcripcionales y traduccionales de genes informadores
3. Expresión heteróloga de proteínas
3.1.
Objetivos y problemática de la expresión de genes clonados
3.2.
Principales sistemas de expresión
3.3.
Tipos de expresión (proteínas de fusión, de secreción, etc.)
3.4.
Vectores de expresión y vectores lanzaderas
3.5.
Factores que afectan a la expresión y estrategias para su optimización
3.6.
Expresión y purificación de proteínas marcadas (6xHis, etc.)
3.7.
Descripción de algunos vectores y sistemas comerciales de expresión
(pET, pQE, pMAL, pGEX, etc.)
3.8.
Cuantificación de la expresión
4. Análisis funcional de los genomas: genómica y proteómica
4.1.
Técnicas de análisis genómico de la expresión génica
4.2.
Identificación de proteínas y modificaciones post-transcripcionales
4.3.
Interacciones proteína-proteína
4.4.
Bioensayos
Programa práctico:
- Análisis de la expresión en E. coli de una proteína recombinante.
1. Utilización de una estirpe de E. coli previamente transformada con una
construcción que permite sobreexpresar la nitrorreductasa NprA de la
bacteria Rhodobacter capsulatus fusionada a una secuencia marcadora de
seis histidinas en el extremo N-terminal.
2. Inducción de la expresión con IPTG y detección de la proteína recombínate
mediante Western-blot con anticuerpos frente a las oligohistidinas.
Metodología de enseñanza-aprendizaje
Al comenzar la asignatura se entregará a cada alumno en CD y/o en forma de
libro todo el material necesario (explicación y planificación del curso,
bibliografía, contenido de explicaciones teóricas, protocolos prácticos, etc).
Esta información estará disponible en el aula virtual de la UCO
(http://www3.uco.es/moodle).
Clases Teóricas: se impartirá en el aula mediante clases magistrales en las
que se desarrollarán los diferentes temas, profundizando en los conceptos
básicos para la realización posterior de las prácticas correspondientes.
24
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
Los alumnos completarán estas clases con la consulta en la bibliografía
recomendada para cada tema en particular.
Clases prácticas: se impartirán en grupos reducidos de no más de 10 alumnos
/grupo en los laboratorios de prácticas de tercer ciclo del Departamento
de Bioquímica y Biología Molecular y del Departamento de Genética de la
UCO. Las prácticas de uno de los grupos del módulo 2 se impartirán
preferentemente en inglés.
Criterios de evaluación
La participación y el interés en el curso se valorarán de 0 a 2 puntos. La
realización de cuestiones tanto teóricas como prácticas relacionadas con cada
uno de los módulos del curso se valorará de 0 a 2 puntos. El examen se
valorará de 0 a 6 puntos. Si no se supera la asignatura en la convocatoria de
junio se realizará un examen en septiembre con preguntas de teoría (de 0 a 6
puntos) y de prácticas (de 0 a 4 puntos).
Bibliografía básica
Al comenzar la docencia de la asignatura se entregará la bibliografía específica
para cada módulo. A continuación se suministra una relación bibliográfica de
carácter general para toda la asignatura.
1. Sambrook J y Russell DW (2001). Molecular Cloning: A Laboratory Manual,
3rd ed, Vols 1-3. Cold Spring Harbor Laboratory Press.
2. Glick BR y Pasternak JJ (2003). Molecular Biotechnology. Principles and
Applications of Recombinant DNA. 3rd ed, ASM Press.
3. Ausubel FM, Brent R, Kingston RE, Moore DD, Seidman JG, Smith JA y
Struhl K (2000). Current Protocols in Molecular Biology, Vols 1-4. John
Wiley & Sons.
4. Newton CR y Graham A (1997). PCR. 2nd ed. Bios. Sci. Publ., SpringerVerlag.
5. Tait RC (1997). An Introduction to Molecular Biology. Horizon Scientific
Press.
6. Glover DM y Hames BD (1995). DNA Cloning: A Practical Approach, Vols.
1-4. IRL Press.
7. Brown TA (1992). Gene Cloning: An Introduction, 2nd ed. Chapman & Hall.
8. Old RW y Primrose SB (1989). Principles of Gene Manipulation. An
Introduction to Genetic Engineering, 4th ed. Blackwell Scientific Publications.
9. Winnacker, E-L (1987). From Genes to Clones. Introduction to Gene
Technology. VCH Publishers.
10. Wu R, Grossman L y Moldave K, eds. (1989). Recombinant DNA
Methodology. Academic Press.
25
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
ANEXO I:
Distribución ECTS de la Asignatura TÉCNICAS BÁSICAS DEL DNA RECOMBINANTE
a
b
( ) 1 ECTS = 25 horas trabajo. ( ) Estimación de estudio personal del alumno durante el curso 12 (trimestral) o 36 (anual)
semanas: 1,5 horas de estudio por cada hora de teoría y 0,75 horas de estudio por cada hora de prácticas.
(c)Las tutorías se encuentran incluidas en el total de Actividades Académicamente Dirigidas.
Actividad
Actividad
Docente
Clases en
aula
Clases en
laboratorio
o en aula
de
informática
Actividades
dirigidas
tutoríasc
Materia
Alumno
Presentación
de normas,
exposición de
la teoría,
apoyo con
audiovisuales,
entregar
cuestiones
para su
realización
Tomar notas
y apuntes,
completar
copias del
material
audiovisual,
formular
preguntas y
dudas
Prácticas
Presentación
de normas,
explicación de
las prácticas,
aclaración del
protocolo
experimental
Realizar la
práctica,
hacer
anotaciones,
discutir
resultados,
etc.
Preguntas
sobre los
protocolos,
cuestiones
prácticas,
problemas o
ejercicios
Cuestiones
y tutorías
Preparación
de cuestiones
teóricas y
prácticas y
discusión de
las mismas y
otros temas
de interés a
alumnos
Responder
las
cuestiones.
Presentar
dudas y
participar en
la pagina
web de la
asignatura
Se valorará los
conocmientos y
la respuesta
razonada de
las cuestiones
20%
Es una
actividad no
evaluable
-
La asistencia y
la participación
es fundamental
y por ello será
evaluada
20%
Teoría
Actividades
dirigidas
Seminario
Exposición
del seminario
Asistencia
a clases y
actividades
Teoría,
prácticas y
seminario
Controlar la
asistencia a
las
actividades
presenciales
del curso
Asistir y
participar en
las clases
de teoría y
prácticas y
al seminario
Teoría y
prácticas
Poner, vigilar
y corregir el
examen,
calificar
globalmente
al alumno
Preparación
y realización
del examen
Procedimiento
Peso
en la
nota
final
Profesor
Realizar
cuestiones
sobre el
seminario
en el aula
Exámenes
Evaluación
Preguntas en
las que se
valorará el
conocimiento
de la materia,
el
razonamiento y
la capacidad
de síntesis.
TOTAL CARGA DOCENTE DEL ALUMNO
Horas
presenciales
Horas no
presenciales
Horas
8h
10,5 hb
18,5 h
22 h
16,5 h
38,5 h
26 h
26 h
-
1h
ECTS
a
60%
1h
Las indicadas anteriormente en las
clases de teoría, prácticas y
actividades dirigidas
1h
15 h
16 h
32 h
68 h
100 h
26
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
Curso: METODOLOGÍA DE LA EXPERIMENTACIÓN EN
BIOLOGÍA CELULAR
Departamento de Biología Celular, Fisiología e Inmunología.
CRÉDITOS: 4 ECTS
PROFESORES (Indicando el nº de créditos que imparten):
1.- José Antonio González Reyes (1 crédito ECTS).
2.- Mª Isabel Burón Romero (1 crédito ECTS).
3.- Mª del Mar Malagón Poyato (1 crédito ECTS).
4.- José Manuel Villalba Montoro (1 crédito ECTS).
OBJETIVOS ESPECÍFICOS DEL CURSO:
Aprendizaje teórico y práctico de las metodologías de estudio más utilizadas en
los distintos campos de estudio de la Biología, a nivel celular. Se pretende
dotar al alumno de conocimientos básicos y recursos para el abordaje técnico
en líneas de investigación biológica que utilicen modelos de estudio celulares
y/o métodos de análisis del nivel celular y tisular. Se pretende acercar al
alumno al manejo de distintos organismos y materiales de trabajo, al
planteamiento experimental de problemas concretos y al análisis, discusión y
presentación de resultados
CONTENIDOS DEL CURSO:
Fraccionamiento celular.- Conceptos básicos sobre toma de muestras para
fraccionamiento celular. Homogenización de células, órganos y tejidos
animales y vegetales.
Centrifugación y ultracentrifugación. Centrifugación diferencial y en gradientes.
Tipos de gradientes. Estimación de pureza de fracciones: métodos
espectrofotométricos, inmunológicos y morfométricos. Solubilización de
fracciones de membrana para la obtención de proteínas. Introducción a los
detergentes biológicos.
Identificación y localización de moléculas y estructuras en células y tejidos
animales y vegetales. Técnicas histoquímicas e inmunohistoquímicas.
Determinación de la expresión celular de genes por hibridación in situ.
Concepto y objetivos. Fijación y preparación de las muestras biológicas. Tipos
de sonda y marcado. Condiciones de hibridación. Especificidad y sensibilidad
de la hibridación
Identificación y localización de moléculas y estructuras a nivel subcelular en
muestras animales, vegetales y células en cultivo. Técnicas de microscopía
electrónica aplicadas a citoquímica e inmunocitoquímica.
27
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
METODOLOGÍA DE ENSEÑANZA-APRENDIZAJE:
Clases teóricas: en aula, con presentaciones virtuales y apoyo de medios
audiovisuales y potenciando la participación activa del alumno. estas clase
tiene carácter obligatorio.
Clases prácticas: en laboratorio, grupos reducidos (no mas de16 alumnos) y
con carácter obligatorio.
Actividades dirigidas: realización de memorias a partir de la actividad
desarrollada en cada sesión práctica. Posibilidad de hacer ejercicios y
problemas planteados por el profesor. Aunque esta actividad tiene un carácter
optativo, la presentación de las correspondientes memorias es obligatoria.
Tutorías: orientación del profesor al alumno, personalizada. Presencial o en
espacio virtual de aprendizaje
CRITERIOS DE EVALUACIÓN:
Para la calificación final se contempla la siguiente distribución de puntuación y
método de seguimiento:
- 50% Conocimientos adquiridos: examen final.
- 25% Asistencia con aprovechamiento: control de presencia.
- 25% Memorias de prácticas y actividades relacionadas (espacio virtual).
Evaluación del profesor, seguimiento en tutoría y/o espacio web
BIBLIOGRAFÍA BÁSICA:
Cell Biology: A Laboratory Handbook. JE Celis, N Carter (Editor), K Simons, JV
Small, T Hunter, D Shotton. 2ª Edición. Academic Press (New York, USA).
2005.
Biological Centrifugation (The Basics). J Graham. BIOS Scientific Publishers
Ltd (Oxford, UK). 2001.
Centrifugation: A Practical Approach. IRL Press, Oxford. 1984.
Isolation of Membranes and Organelles from Plant Cells. Academic Press (San
Diego, USA). 1983.
Aqueous Two-Phase Systems (Methods in Enzymology). JN Abelson, MI
Simon, H Walter and G Johansson. Academic Press Inc. (San Diego, CA,
USA). 1994.
Subcellular Fractionation: A Practical Approach (Practical Approach Series) J
Graham and D Rickwood. Academic Press (New York, USA). 1997.
Methods in Enzimology. Vol 182. Guide to protein purification. Academic Press,
San Diego, 1990.
Electron Microscopy: Methods and Protocols (Methods in Molecular Biology). 2ª
Edición. J Kuo. Humana Press Inc (New York, USA). 2007.
28
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
Microscopy, Immunohistochemistry, and Antigen Retrieval Methods: For Light
and Electron Microscopy. MA Hayat. Kluwer Academic/Plenum Publishers
(New York, USA). 2002.
Introduction to Immunocytochemistry. JM Polak. BIOS Scientific Publishers Ltd
(Oxford, UK). 2003.
Immunocytochemistry and In Situ Hybridization in the Biomedical Sciences. JE
Beesley. Birkhäuser Boston (New York, USA). 2001.
Practical in Situ Hybridization. T Schwarchzacher and P Heslop-Harrison. BIOS
Scientific Publishers Ltd (Oxford, UK). 2000.
In Situ Hybridization Protocols (Methods in Molecular Biology). IA Darby and
TD Hewitson. Humana Press Inc. (Totowa, New Jersey, USA). 2006.
In situ Hybridization. Principles and Practice. J.M. Polak y J.O.D. McGee,
Oxford Science Publications. 1990.
In situ hybridization Histochemistry. M.F. Cheselet. CRC Press. 1990.
ALGUNOS RECURSOS “ON-LINE”
http://homepages.gac.edu/~cellab/chpts/chpt3/intro3.html
http://fig.cox.miami.edu/~cmallery/255/255tech/255techniques.htm
http://csm.colostate-pueblo.edu/biology/dcaprio/412L/CFbreak.html
http://www.sumanasinc.com/webcontent/animations/content/cellfractionation.html
http://swehsc.pharmacy.arizona.edu/exppath/micro/em.html
http://www.udel.edu/biology/Wags/b617/b617.htm
http://www.protocol-online.org/prot/Image_Techniques/Microscopy/Electron_Microscopy/
http://www.mwrn.com/microscopy/electron/microscope.aspx
http://www.ub.edu/biocel/wbc/tecnicas/me.htm
http://www.cytochemistry.net/Cytochem.htm
http://www.roche-applied-science.com/PROD_INF/BIOCHEMI/no1_98/p10.pdf
http://www.ifom-ieo-campus.it/RESEARCH/Mol_path/Final_Protocols/ISH_protocol.pdf
http://www.genedetect.com/insitu.htm
29
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
Distribución de horas presenciales y no presenciales. Criterios de evaluación:
Distribución ECTS de la Asignatura METODOLOGÍA DE LA EXPERIMENTACIÓN EN BIOLOGÍA CELULAR
a
b
( ) 1 ECTS = 25 horas trabajo. ( ) Estimación de estudio personal del alumno durante el curso 12 (trimestral) o 36 (anual)
semanas: 1,5 horas de estudio por cada hora de teoría y 0,75 horas de estudio por cada hora de prácticas.
Actividad
Actividad
Docente
Clases en
aula
Evaluación
Alumno
Procedimiento
Peso
en la
nota
final
Horas
presenciales
Horas
no
b
presenciales
Horas
Profesor
Exposición de
la teoría con
apoyo de
medios
audiovisuales
Planteamiento
de cuestiones.
Toma de
apuntes,
planteamiento
de
cuestiones;
respuesta a
cuestiones
planteadas
por el
profesor
Tipo de
cuestiones
planteadas por
el alumno.
Respuesta a
cuestiones
planteadas por
el profesor. Se
valorará
razonamiento y
capacidad de
síntesis
50 %
6h
9h
15 h
Presentación
de normas.
Explicación de
las prácticas
Realización
de
experimentos,
recogida de
datos
Evaluación
continuada,
cuaderno de
datos y
memorias de
prácticas. Se
valorará la
actitud así
como la
capacidad de
análisis y
síntesis
25 %
24 h (6
sesiones de
4 h)
10 h
34 h
Análisis
de
resultados
Explicación de
métodos para
el análisis de
datos
experimentales
Análisis de
resultados; de
conclusiones;
elaboración
de una
memoria para
cada práctica
Evaluación
continuada;
memorias de
prácticas. Se
valorará el
razonamiento y
las
capacidades
de análisis y
comunicación.
25 %
32 h
32 h
Teoría y
prácticas
Orienta
y
resuelve dudas
Preparar
cuestiones y
solicitar
orientación
personalizada
Es una
actividad no
evaluable, sólo
de
comunicación
-
3h
3h
Confeccionar,
vigilar y
corregir el
exámen.
Evaluación
Preparación y
realización
del examen
Materia
Teoría
Prácticas
de
laboratorio
Clases en
laboratorio
Tutorías
Examen
TOTAL CARGA DOCENTE DEL ALUMNO
ECTS
a
-
2h
14 h
16 h
100%
32 h
68 h
100 h
30
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
3. ITINERARIO 1: BIOTECNOLOGÍA
VEGETAL Y AMBIENTAL
31
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
Asignatura: TÉCNICAS AVANZADAS EN GENÓMICA
FUNCIONAL
Total de créditos ECTS: 4
Tipo de asignatura: Elegible.
Profesorado: José Luis Caballero Repullo y/o Enriqueta Moyano Cañete
(Modulo1: Genotecas substractivas, 2 ECTS).
Mª José Prieto Álamo (Coordinadora) y/o Juan Jurado Carpio
(Modulo 2: Microarrays de DNA, 1 ECTS)
Carmen Pueyo de la Cuesta y/o Nieves Abril Díaz
(Módulo 3: Perfiles transcripcionales por RT-PCR en tiempo
real, 1ECTS)
La impartición de una docencia de calidad en una asignatura de alta experimentalidad como es
Técnicas Avanzadas en Genómica Funcional, exige que el número máximo de alumnos por
grupo sea 10. Si el número de matriculados es superior a diez, será necesaria la distribución de
alumnos en varios grupos y consecuentemente, la participación de más profesores. Por esta
razón, se han incluido más de cuatro profesores, cuya participación estará vinculada a las
necesidades docentes en función del número de alumnos.
Profesores invitados:
Dra. Mercedes Cousinou Rodríguez, Servicio de Genómica del SCAI,
Universidad de Córdoba.
Dr. José Gadea Vacas, Laboratorio de Genómica, Instituto de Biología
Molecular y Celular de Plantas, Universidad Politécnica de Valencia-CSIC.
Objetivos del curso
Generales
- Conocer los fundamentos teóricos y prácticos de la Genómica funcional.
- Entender las distintas aproximaciones de la Genómica funcional al estudio
de los procesos biológicos.
- Manejo de técnicas y equipos en estudios genómicos de muestras
biológicas.
- Familiarizarse con el procesamiento y análisis de los resultados obtenidos
en los diversos experimentos.
- Percibir el alcance de las aplicaciones biotecnológicas de las
metodologías aprendidas.
Específicos
Módulo 1. Genotecas substractivas
- Conocer los procedimientos más empleados y novedosos en la
construcción de genotecas representativas de cDNA
- Comprender la importancia del enriquecimiento de éstas en determinados
genes mediante hibridación substractiva (clonación substractiva).
32
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
-
-
Curso 2009-2010
Diferenciar entre el escrutinio convencional de una genoteca mediante
sondas conocidas y los escrutinios diferenciales (sondas no conocidas),
con el fin de aislar genes específicos relacionados con un determinado
proceso.
Conocer cómo estos procedimientos hacen uso de otras técnicas, como la
PCR, que mejoran e incrementan notablemente los resultados.
Conocer las etapas relevantes de estas técnicas, con especial énfasis en
sus ventajas e inconvenientes
Conocer qué número mínimo de clones debe poseer una genoteca y
comprender las diferencias entre título primario de una genoteca y título
de una genoteca amplificada.
Módulo 2. Microarrays de DNA
- Conocer los principales aspectos teóricos y prácticos de los experimentos
que conllevan el uso de microarrays de DNA.
- Conocer diferentes técnicas de validación de los resultados obtenidos con
microarrays.
- Conocer nuevas aplicaciones de los microarrays: hibridación genómica
comparativa (CGH), metilación del DNA (islas CpG), interacciones DNAproteína, procesamientos alternativos de transcritos primarios, análisis de
miRNA.
- Comprender las ventajas e inconvenientes de estos análisis y su
potencialidad.
Módulo 3. Perfiles transcripcionales por RT-PCR en tiempo real
- Comprender los fundamentos de la RT-PCR cuantitativa.
- Comprender la importancia del diseño de cebadores para obtener la
máxima eficiencia de amplificación de las secuencias diana.
- Conocer la importancia de contrastar la bondad de los estándares
elegidos en la cuantificación relativa por RT-PCR.
- Diferenciar entre cuantificación relativa y cuantificación absoluta por RTPCR en tiempo real. Conocer las ventajas e inconvenientes de la
cuantificación relativa y de la cuantificación absoluta, y en sus posibles
aplicaciones según el tipo de estudio.
Competencias a adquirir:
Capacidad de diseñar experimentos aplicando cada una de las metodologías
descritas.
Capacidad de valorar las diferentes estrategias para el aislamiento de genes
mediante construcción, enriquecimiento y escrutinio de genotecas con
objeto de economizar tiempo y costes de ejecución en proyectos
relacionados con el tema.
Desarrollo de la capacidad de manipulación práctica de fagos recombinantes,
siembra y titulación de las genotecas.
Conocimiento de todos los aspectos experimentales que conllevan la
metodología de microarrays de DNA (marcaje, hibridación, escaneado,
extracción y tratamiento de los datos, análisis estadístico, herramientas
33
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
bioinformáticas, etc.) así como de las ventajas y limitaciones de la
tecnología de microarrays.
Capacidad para llevar a cabo experimentos de análisis masivo de expresión
génica diferencial en un conjunto de muestras, utilizando la metodología de
microarrays de DNA.
Conocimiento de todos los aspectos experimentales que conlleva la
cuantificación de transcritos (aislamiento de RNA de calidad, síntesis de
cDNA, diseño de cebadores que amplifiquen las secuencias diana con
máxima eficiencia, elección de estándares, etc.)
Capacidad para utilizar la RT-PCR para cuantificación absoluta o relativa de la
expresión génica, aplicando una u otra según convenga al tipo de estudio
concreto que se quiera realizar.
Desarrollo de las habilidades bioinformáticas necesarias para conocer y utilizar
las múltiples bases de datos de acceso libre en internet de secuencias de
DNA, Gene Ontology, etc.
Programa de la asignatura:
Módulo 1. Genotecas substractivas (2 ECTS; José Luis Caballero Repullo
y/o Enriqueta Moyano Cañete).
1. Introducción a la obtención y uso de genotecas substractivas:
1.1. Procedimientos más empleados y novedosos en la construcción de
genotecas representativas de cDNA.
1.2. Enriquecimiento en determinados genes mediante hibridación
substractiva (clonación substractiva) para su escrutinio convencional
mediante sondas conocidas o mediante escrutinios diferenciales
(sondas no conocidas), con el fin de aislar genes específicos
relacionados con un determinado proceso.
2. Escrutinio de una genoteca construida en fago lambda:
2.1. Titulación de la genoteca mediante siembra en placas.
2.2. Obtención de membranas réplica por duplicado de los clones/halos de
lisis sembrados/as.
2.3. Hibridación con sondas de ADNc a partir de ARNm de muestras
procedentes de condiciones biológicas diferentes.
Módulo 2. Microarrays de DNA (1 ECTS; Mª José Prieto Álamo y/o Juan
Jurado Carpio).
1. Introducción a la tecnología de microarrays de DNA y sus aplicaciones:
1.1. Conceptos básicos y recomendaciones generales en el manejo de
microarrays.
1.2. Microarrays de expresión.
1.3. Otras aplicaciones de la tecnología de microarrays: hibridación
genómica comparativa, metilación del DNA, interacciones DNAproteína, procesamientos alternativos de transcritos primarios, análisis
de miRNA.
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Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
2. La tecnología de microarrays aplicada al estudio de la expresión génica:
2.1. Preparación de las muestras: marcaje, purificación y control
espectrofotométrico de la calidad del marcaje.
2.2. Hibridación y escaneado de microarrays. Extracción de datos: GenePix.
2.3. Visión general del análisis de datos de un experimento con microarrays.
Obtención de genes diferencialmente expresados.
2.4. Análisis funcional e interpretación biológica de los resultados.
Módulo 3. Perfiles transcripcionales por RT-PCR en tiempo real. (1 ECTS;
Carmen Pueyo de la Cuesta y/o Nieves Abril Díaz).
1. Introducción a la cuantificación por RT-PCR:
1.1. Ventajas e inconvenientes de distintos métodos para cuantificar
transcritos.
1.2. Métodos para el aislamiento de RNA y síntesis de cDNA.
1.3. Etapas en la amplificación por PCR.
1.4. Parámetros y estrategias para el diseño de cebadores.
1.5. Naturaleza exponencial de la amplificación por PCR y eficiencia de
amplificación.
1.6. Ventajas e inconvenientes de los estándares internos vs externos, y de
las cuantificaciones relativas vs absolutas.
1.7. Medidas por RT-PCR a tiempo final vs medidas por RT-PCR en tiempo
real.
1.8. Concepto de Ct y recta de calibración.
1.9. Método de Pfaffl.
2. Cuantificación absoluta y relativa de transcritos por RT-PCR en tiempo real:
2.1. Determinación de la eficiencia de amplificación de la/s pareja/s de
cebadores utilizados en la cuantificación de transcrito/s de interés.
2.2. Determinación de los valores de Ct en las muestras objeto de análisis.
2.3. Cuantificaciones relativas mediante el método de Pfaffl.
2.4. Obtención de la recta de calibración.
2.5. Cuantificaciones absolutas por extrapolación en la recta de calibración.
2.6. Comparación de las medidas expresadas en diferencias en número de
moléculas de transcritos vs número de veces de variación.
Metodología de enseñanza-aprendizaje
Al comenzar la asignatura cada alumno dispondrá de todo el material
necesario (planificación del curso, bibliografía, contenido de las explicaciones
de los fundamentos teóricos, protocolos prácticos, material necesario para la
preparación de los seminarios, etc.) en el aula virtual de la UCO
(http://www3.uco.es/moodle/), así como en formato CD y/o libro.
Así mismo, se suministra una bibliografía general básica y material
docente para que los alumnos que lo deseen puedan mejorar sus
conocimientos previos sobre los principales métodos y técnicas utilizados en
Genómica funcional, tanto de aquellas objeto de estudio en este curso como de
otras que no pueden ser abordadas por la limitada duración del mismo.
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Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
La metodología docente incluirá los siguientes aspectos fundamentales:
Clases prácticas, que se impartirán en grupos reducidos (no más de 10
alumnos/grupo) en:
1. Aula, para la explicación inicial de los fundamentos teóricos que se
impartirán haciendo hincapié en los conceptos esenciales ilustrados
mediante la descripción de casos modelo. También se llevará a cabo
en el aula la exposición y discusión en grupo de los resultados. Los
estudiantes completarán sus conocimientos con la consulta de la
bibliografía recomendada para cada módulo.
2. Laboratorio de prácticas de tercer ciclo del Departamento de
Bioquímica y Biología Molecular, en el edificio Severo Ochoa.
3. Sala de informática para manejo de software específico y simulaciones.
4. Servicio de Genómica del SCAI, UCO.
Actividades dirigidas, que consistirán en la realización de un seminario bajo la
supervisión de un profesor (en grupos de 2 alumnos o individualmente).
Las exposiciones de estos seminarios durarán unos 20-30 min y se
realizarán al finalizar la docencia de la asignatura. Los temas de los
seminarios (trabajos científicos o resolución de problemas) se propondrán
al comenzar el curso.
Tutorías, donde el profesor orientará al alumno de forma personalizada. Podrán
ser presenciales o a través del espacio virtual de aprendizaje.
Estudio y trabajo personal de cada alumno para la asimilación de los conceptos
aprendidos. Se evaluará mediante la realización de un examen final donde
se demostrarán los conocimientos adquiridos.
Criterios de evaluación
Debido al carácter práctico de este curso, la asistencia a las actividades
presenciales se considera un requisito básico para la consecución de los
objetivos propuestos. De este modo, la asistencia y participación en el curso se
valorará de 0 a 2 puntos (0, si se asiste a menos del 80% de las horas
presenciales; 1, si la asistencia está entre el 80 y el 90%; 2, si se asiste a más
del 90%).
El examen final se valorará de 0 a 6 puntos.
La realización y exposición del seminario se valorará de 0 a 2 puntos.
Para superar la asignatura será necesario obtener al menos 3 puntos en el
examen final, 1 punto en los seminarios y una calificación global de 5.
Si no se supera la asignatura en la convocatoria de junio se realizará un
examen en Septiembre que se valorará de 0 a 10 puntos, donde será necesario
obtener al menos 5 puntos para aprobar.
Bibliografía básica
A continuación se suministra una relación bibliográfica de carácter general
para toda la asignatura.
1. Ausubel FM, Brent R, Kingston RE, Moore DD, Seidman JG, Smith JA y
Struhl K (2000). Current Protocols in Molecular Biology, Vols 1-4. John
Wiley & Sons.
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Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
2. Botwell D and Sambrook J (Ed). (2003) DNA Microarrays (A Molecular
Cloning Manual), Cold Spring Harbor Laboratory Press.
3. Caballero, J.L., Valpuesta Fernández, V. y Muñoz Blanco, J. (2001)
Introducción a la Biotecnología Vegetal: Técnicas y Aplicaciones.
Capítulo: Construcción de sondas y genotecas sustractivas. Escrutinios
diferenciales. ISBN. 8479593806. Editorial: CajaSur Córdoba (SPAIN)
4. Churchill GA (2002). Fundamentals of experimental design for cDNA
microarrays. Nature Genetics, 32:490-495.
5. Cui X, Churchill GA (2003). Statistical tests for differential expression in
cDNA microarray experiments. Genome Biology, 4:210.1-210.10.
6. Duggan DJ, Bittner M, Chen Y, Meltzer P, Trent JM (1999). Expression
profiling using cDNA microarrays. Nature Genetics, 21:10-14.
7. Freeman WM, Robertson DJ, Vrana KE (2000). Fundamentals of DNA
hybridization arrays for gene expression analysis. Biotechniques,
29:1042.1055.
8. Glick BR y Pasternak JJ (2003). Molecular Biotechnology. Principles and
Applications of Recombinant DNA. 3rd ed, ASM Press.
9. Houghton SG, Cockerill FR (2006). Real-time PCR: overview and
applications. Surgery, 139:1-5.
10. Kaltenboeck, B, Wang Ch (2005). Advances in real-time PCR:
application to clinical laboratory diagnostics. Adv Clin Chem, 40:219-59.
11. Kubista M, Andrade JM, Bengtssona M, Forootand A, Jonáke J, Linda K,
Sindelkae R, Sjöbacka R, Sjögreend B, Strömboma L, Ståhlberga A,
Zorica N (2006). The real-time polymerase chain reaction. Molecular
Aspects of Medicine, 27:95-125
12. Pfaffl, M W (2001). A new mathematical model for relative quantification
in real-time RT-PCR. Nucleic Acids Res, 29:2002-2007
13. Sambrook J y Russell DW (2001). Molecular Cloning: A Laboratory
Manual, 3rd ed, Vols 1-3. Cold Spring Harbor Laboratory Press.
Al comenzar la docencia de la asignatura se proporcionará la bibliografía
específica con el material didáctico de cada módulo.
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Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
ANEXO I:
Distribución ECTS de la Asignatura TÉCNICAS AVANZADAS EN GENÓMICA FUNCIONAL
(a) 1 ECTS = 25 horas trabajo. (b) Estimación de estudio personal del alumno durante el curso 12 (trimestral) o 36 (anual) semanas: 1,5 horas de estudio por cada hora de
teoría y 0,75 horas de estudio por cada hora de prácticas.
(c)Las tutorías se encuentran incluidas en el total de Actividades Académicamente Dirigidas.
Actividad
Actividad
Docente
Clases en
laboratorio
o en aula
de
informática
Materia
Todo el
contenido
del
programa
Actividades
dirigidas
Seminarios
Tutorias
Todo el
contenido
del
programa
Asistencia
a clases y
actividades
dirigidas
Exámenes
Profesor
Alumno
Preparación del
material.
Explicación de
los
fundamentos
Toma
teóricos de la
apuntes.
práctica y de
Formula
los protocolos
preguntas y
experimentales.
dudas.
Explicación del
Realiza los
uso de los
experimentos.
programas de
Recoge los
ordenador
datos, realiza,
adecuados a
cálculos, y
cada técnica
análiza los
impartida.
resultados.
Planteamiento
de cuestiones y
aclaración de
dudas.
Supervisión
continua.
Distribuye los
Consulta de
trabajos,
dudas,
recomienda
exposición
bibliografía,
del seminario
orienta,
en el aula,
resuelve y
etc.
aclara dudas
Trabajo colaborativo alumnoprofesor.
Discusión de los contenidos del
programa de forma global
Resolución de dudas y
participación en el espacio
virtual de aprendizaje
Evaluación
Procedimiento
Peso
en la
nota
final
Evaluación
continuada
(asistencia,
participación,
actitud).
Resultados
experimentales.
Cuestiones
prácticas,
problemas o
ejercicios.
Examen donde
se valorará el
conocimiento de
la materia, el
razonamiento y
la capacidad de
síntesis.
Se valorará
contenido,
exposición,
presentación y
preparación del
tema
No evaluable
La asistencia
participativa no
se considera
obligatoria pero
es fundamental y
por ello será
evaluada
Horas
presenciales
Horas no
presenciales
Horas
60%
26 h
30 h
56 h
20%
4h
15 h
19 h
ECTS
a
-
Prácticas y
seminarios
Controla la
asistencia y la
actitud en las
actividades
presenciales
del curso
Asiste con
actitud
positiva
a las clases y
seminarios
Prácticas
Pone, atiende y
corrige el
examen.
Califica
globalmente al
alumno
Preparación y
realización
del examen
2h
23 h
25 h
TOTAL CARGA DOCENTE DEL ALUMNO
32
68h
100 h
20%
Las indicadas anteriormente en las clases
y actividades dirigidas
38
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
Asignatura: BIOTECNOLOGÍA AMBIENTAL
Total de créditos ECTS: 4
Tipo de asignatura: Elegible.
Profesores participantes:
Módulos 1 (Introducción), 3 (Biomarcadores convencionales de contaminación)
y 4 (Nuevos biomarcadores)
-
Prof. Dr. Juan López Barea, Catedrático de Bioquímica y Biología
Molecular, Departamento de Bioquímica y Biología Molecular, UCO. 1 ECTS.
Módulo 2. Biotecnología microbiana.
-
Prof. Dr. Francisco Castillo Rodríguez, Catedrático de Bioquímica y
Biología Molecular, Departamento de Bioquímica y Biología Molecular,
UCO.
1 ECTS.
Módulo 5. Integración de tecnologías ómicas en la monitorización de
ecosistemas terrestres: el ratón moruno (Mus spretus) como bioindicador.
-
Profa. Dra. Carmen Pueyo de la Cuesta, Catedrática de Bioquímica y
Biología Molecular, Departamento de Bioquímica y Biología Molecular,
UCO.
1 ECTS.
Parte experimental.
-
Dr. José Alhama Carmona, Profesor Contratado Doctor, Departamento
de Bioquímica y Biología Molecular, UCO.
1 ECTS.
En esta parte colaboran dos expertos con las siguientes dedicaciones:
-
Dr. Victor Luque Almagro, Doctor contratado por el Programa Juan de la
Cierva, Departamento de Bioquímica y Biología Molecular, UCO. 0,25 ECTS.
-
Dra. Julia Ruiz Laguna, Doctora contratada con cargo a proyecto,
Departamento de Bioquímica y Biología Molecular, UCO.
0,25 ECTS.
Profesores colaboradores invitados:
-
-
-
Dr. Rafael Blasco Pla, Profesor Titular de Bioquímica y Biología
Molecular, Universidad de Extremadura, UNEX.
0,25 ECTS
Prof. Dr. José Luis Gómez Ariza, Catedrático de Química Analítica,
Universidad de Huelva, UHU.
0,25 ECTS
Objetivos:
Conocer los principales contaminantes ambientales, su absorción y
distribución y sus efectos sobre los seres vivos de distintos niveles, desde
microorganismos a animales superiores.
Comprender el uso de microorganismos para la bioeliminación de
contaminantes, centrándose en algunos ejemplos en los que tienen
experiencia los profesores participantes.
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Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
-
-
-
Curso 2009-2010
Familiarizarse con los principales biomarcadores moleculares usados de
forma convencional para la monitorización de la contaminación.
Análisis masivo de datos en organismos expuestos a contaminantes y
seguimiento integral de los ecosistemas mediante metodologías derivadas
de la nueva Biología de Sistemas
Descripción global de ecosistemas, búsqueda de nuevos biomarcadores
no sesgados y comprensión de los mecanismos moleculares de toxicidad
por técnicas “ómicas”: metagenómica, metaproteómica, proteómica,
transcriptómica y metalómica en estudios ambientales
Integración de proteómica, transcriptómica y metalómica en el estudio de
ecosistemas de la Ría de Huelva y el Entorno de Doñana con distintos
niveles de contaminación.
Programa teórico (3 ECTS):
Módulo 1. Introducción (aprox. 1,5 horas)
1. Contaminantes (hidrocarburos lineales, PAHs, PCBs, plaguicidas, metales).
2. Disposición de xenobióticos.
3. Biotransformación en animales (reacciones de Fases I y II).
4. Modificación de la biotransformación (factores biológicos y ambientales,
regulación génica).
5. Estrés oxidativo (especies reactivas de oxígeno, daños en biomoléculas).
6. Defensas antioxidativas y su regulación.
Módulo 2. Biotecnología microbiana (duración aprox. 7 horas)
1. El equilibrio de los elementos biogenésicos en la biosfera: alteraciones de
los ciclos del carbono, nitrógeno y azufre-hierro.
2. Aplicaciones de la metagenómica al estudio de los microorganismos en su
medio ambiente.
3. Bioeliminación de contaminantes. Rutas metabólicas biodegradativas.
Evolución natural y artificial de rutas metabólicas: ingeniería metabólica.
4. Aplicaciones prácticas de la biodegradación: eliminación de cianuros de
origen industrial por bacterias.
Módulo 3. Biomarcadores convencionales de contaminación (aprox. 3,5
horas)
1. Enzimas biotransformadoras (cit P450, GSH transferasas) y antioxidativas.
2. Daños oxidativos en biomoléculas (oxidación y rotura del DNA; estado redox
del glutatión; peroxidación lipídica; oxidación de proteínas; proteólisis).
3. Biomarcadores específicos (metalotioneínas, esterasas).
4. Aplicación al estudio del litoral andaluz, el accidente de Aznalcóllar y el
Entorno de Doñana.
5. Limitaciones de los biomarcadores convencionales.
Módulo 4. Nuevos biomarcadores de contaminación (aprox. 4 horas)
1. Análisis masivo de los efectos biológicos de los contaminantes.
40
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
2. Estudios iniciales de proteómica ambiental: señales de expresión protéica:
identificación de proteínas en organismos modelo expuestos a
contaminantes.
3. Las especies no modelo exigen la secuenciación de novo: exposición de
bivalvos, crustáceos y peces a contaminantes; estudios en Doñana con
crustáceos, bivalvos y ratones silvestres.
4. Causas de alteración protéica (síntesis/proteólisis, carbonilos, GSH, NO2).
5. Presente y futuro de la metaproteómica: aplicación a la Ría de Huelva.
Módulo 5. Integración de tecnologías “ómicas” en la monitorización de
ecosistemas terrestres: el ratón moruno (Mus spretus) como bioindicador
(aprox. 8 horas)
1. Interés de M. spretus en la monitorización de ecosistemas: especie de vida
libre próxima al organismo modelo mejor conocido (Mus musculus).
2. El Estero de Domingo Rubio (EDR) como laboratorio “al aire libre”.
3. Transcriptómica: perfiles de expresión transcripcional por qRT-PCR y
micrpochips hete-rólogos de DNA. Integración de resultados proteómicos y
transcriptómicos en el EDR.
4. Contaminantes metálicos y su especiación; metalobiomoléculas; metaloproteínas; metalómica y sus aplicaciones ambientales. Integración de la
proteómica, transcriptómica y metalómica en EDR y Entorno de Doñana.
Programa Práctico (1 ECTS):
Módulo 1. Estudio del regulador CynF del operón cyn que codifica la
cianasa de Pseudomonas pseudoalcaligenes (aprox. 2,5 horas)
1. Actividad cianasa en la estirpe silvestre y en un mutante cynF cultivadas en
distintas fuentes de N.
Módulo 2. Cuantificación por PCR en tiempo real del nº de transcritos de
los genes GstM1, GstA2 y cyp2E1 en M. spretus (aprox. 2,5 horas)
2. Efecto de la zona, del sexo y del tejido en la expresión génica.
Módulo 3 Herramientas usadas en el análisis de resultados de Proteómica
Ambiental (aprox. 6 horas)
3. Digitalización de los geles bidimensionales. Análisis de imagen de los geles
2-DE(software PDQuest, DeCyder, MelanieSIB, Proteomweaver).
4. Algoritmos empleados en la secuenciación de novo (Lutefisk, Peaks, etc.).
5. Identificación de proteínas mediante BLAST en distintas bases de datos y
búsqueda de estructura y función (UNIPROT, INTERPRO, EXPASSY,
SWISS MODEL, INGENUITY PATHWAY ANALYSIS)
6. Análisis de clusters (GENESIS)
41
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
Bibliografía
Libros de texto:
Burdon RH (1999). Genes and the Environment. Taylor & Francis, London, 243
pp.
Castillo Rodríguez F, et al (2005). Biotecnología Ambiental. Editorial Tébar,
Madrid, 614 pp.
Simpson RJ (2003). Proteins and Proteomics. Cold Spring Harbour Laboratory
Press, New York, 926 pp.
Timbrell J (2002). Introduction to Toxicology (3rd ed). Taylor & Francis, London,
394 pp.
Walker CH, et al (2001). Principles of Ecotoxicology (2nd ed). Taylor & Francis,
London, 309 pp.
Artículos:
Alhama J, et al (2006). J Chromatogr A, 1107: 52-58.
Bonilla-Valverde D, et al (2004). Toxicology, 197: 123-138.
Dowling V, Sheehan D (2006). Proteomics, 6: 5597-5604.
Fraser-Liggett CM (2005). Genome Research, 15: 1603-1610.
Funes V, et al (2006). Environ Pollut, 139: 214-223.
Gómez-Ariza JL, et al (2007). Anal Bioanal Chem, 388: 1295-1302.
Gonzalez-Fernandez M, et al (2008). Anal Bioanal Chem, 390: 17-28.
Huertas MJ, et al (2006). Biochem Soc Transact, 34: 152-155.
Karl DM (2007). Nature Reviews Microbiology, 5: 759-769.
López-Barea J, Gómez-Ariza JL (2006). Proteomics, 6 (Suppl 1): S51-S62
(2006).
Luque-Almagro V, et al (2005). Appl Environ Microbiol, 71: 940-947.
Luque-Almagro V, et al (2005). Biochem Soc Transact, 33: 168-169.
Luque-Almagro, V.M., et al (2007) Environ. Microbiol. 9, 1541-1549
Monsinjon T, Knigge T (2007). Proteomics, 7: 2297-3009.
Montes-Nieto R, et al (2007). Proteomics, 7: 4376-4387.
Pérez-Reinado et al (2008) Environ. Microbiol. (en prensa)
Roldán MD et al (2008) FEMS Microbiol Rev (en prensa)
Rodríguez-Ortega MJ, et al (2003). Proteomics, 3: 1535-1543.
Romero-Ruíz A, et al (2003). Environ Toxicol Chem, 22: 92-100.
Romero-Ruiz A, et al (2006). Proteomics, 6 (Suppl 1): S245-S255 (2006).
Ruíz-Laguna J, et al (2001). Biomarkers, 6: 146-160.
Ruiz-Laguna J, et al (2005). Gene Express, 12: 165-176.
Ruiz-Laguna J, et al (2006). Environ Sci Technol, 40: 3646-3652.
Vioque-Fernández A, et al (2007). Toxicol Lett, 168: 260-268.
Wilmes P, Bond PL (2006). Trends Microbiol, 14: 92-97.
42
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
Distribución ECTS de la Asignatura: BIOTECNOLOGÍA AMBIENTAL
(a) 1 ECTS = 25 horas trabajo. (b) Estimación de estudio personal del alumno durante el curso 12 (trimestral) o 36 (anual) semanas: 1,5 horas de estudio por cada hora de teoría y 0,75
horas de estudio por cada hora de prácticas.
(c)Las tutorías se encuentran incluidas en el total de Actividades Académicamente Dirigidas.
Actividad
Actividad
Docente
Clases en
aula
Clases en
laboratorio
Actividades
dirigidas
Exámenes
Evaluación
Profesor
Alumno
Procedimiento
Peso
en la
nota
final
Teoría
Exposición
de la Teoría.
Apoyo con
audiovisuales
Toma
apuntes.
Formula
preguntas y
dudas
Eval contin asist,
particip., actitud).
Examen preg.
cortas (razonam,
cap. síntesis)
60%
24
46
70
Prácticas de
laboratorio
Explicación
superv. cont.
Manejo
softare para
las técnicas
enseñadas
Cuaderno de
laboratorio,
cálculo y
análisis de
datos
Eval continuada
(asistencia,
participación,
actitud),
30%
8
4
12
Seminarios
Orientación,
de trabajos a
presentar
Exposición
del seminario.
Formulación
de preguntas
Contenido,
exposición,
respuesta a
preguntas
10%
3
5
8
Teoría
Redactar y
corregir.
Calificar
globalmente
Preparación
y realización
1
9
10
36(36%)
64 (64%)
100(100%)
Materia
TOTAL CARGA DOCENTE DEL ALUMNO
100
%
Horas
presenciales
Horas no
presenciales
Horas
ECTS a
Asignatura: BIOTECNOLOGÍA VEGETAL
Total de créditos ECTS: 4
Tipo de asignatura: Elegible.
Profesorado:
Juan Muñoz Blanco
Jesús V. Jorrín Novo
Ana Mª Maldonado Alconada
Rosario Blanco Portales
Introducción:
La revolución verde, liderada por Norman Borlaug, Monkombu Swaminathan
and Gurdev Khush, permitió triplicar la producción de alimentos a lo largo de
las tres últimas décadas del siglo XX. Este extraordinario aumento de la
producividad fue debida a la adopción de de variedades de plantas mejoradas
genéticamente conjuntamente con una mejora del manejo de los sistemas de
cultivo. A pesar del desarrollo de esa Agricultura intensiva, en muchos paises la
la velocidad de demanda de alimentos supera la velocidad de producción de
los mismos. Por ello, se necesita incrementar cada vez mas la proporción de
terreno paras fines agrícolas y la utilización de Agroquímicos, ambas
43
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
situaciones producen efectos medio ambientales indeseados. La población
mundial se ha incrementado en 2.5 billones de personas en los últimos 50
años, estimándose que en la actualidad es de 6.1 billones de personas.
También se ha indicado que el aumento de la población no se estabilice hasta
el año 2100. Por todo ello, se necesita que además de los recursos actuales
disponibles en Agricultura se desarrollen e implementen nuevas tecnologías
enfocadas a:
a. Aumento de la producción de alimentos de alta calidad y bajo
coste
b. Que dichos aumentos de producción no motiven un impacto
medio-ambiental insostenible.
c. Mejora y explotación de las metodologías moleculares tanto
aplicadas a la mejora genética asistida por marcadores (molecular
breeding), como al desarrollo de plantas modificadas
genéticamente y que presenten características agronómicas
mejoradas o alimentos de mayor calidad nutricional y mas
saludables (healthy foods).
La Biotecnología Vegetal moderna, entendida como el desarrollo y aplicación
de tecnologías basadas en los seres vivios o en sus procesos para obtener
bienes y servicios, forma parte de la última revolución tecnológica que ha
irrumpido en muchas áreas del quehacer humano y, especialmente, en su
actividad productiva. En los inicios del siglo XXI presenta un desarrollo
imparable y prometedor.
La diversidad de Biotecnología, o la existencia de posibles Biotecnologías,
puede ser tan amplia como son los organismos vivos protagonistas de la
misma o las áreas de la producción a las que se puede aplicar. Esta gran
diversidad, así como la amplitud de conocimientos y el rigor exigido a los
mismos, obligan a centrar los objetivos del Programa Docente en la
Biotecnología de las Plantas Superiores. Sin embargo el ámbito de aplicación
se puede extender desde la sanidad humana y animal hasta la alimentación y
la protección del medio ambiente.
La variedad de disciplinas científicas que participan en el desarrollo de la
Biotecnología exige la contribución de expertos de áreas que desde la mejora
genética vegetal hasta la innovación y creación de empresas biotecnológicas,
pasando por genéticos, biólogos celulares y moleculares, bioquímicos,
microbiólogos y bio-informáticos. El impacto social de esta tecnología exige una
reflexión sobre éticos y legales que plantea su desarrollo.
Objetivos:
Entre los objetivos docentes de la asignatura se presentan los siguientes:
1. Presentar los conocimientos básicos sobre el funcionamiento molecular de
las especies vegetales y su relación con el entorno y que son esenciales para
el desarrollo de proyectos de Biotecnología Vegetal.
44
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
2. Estudiar todas las técnicas moleculares utilizadas para el aislamiento de
genes, el conocimiento de sus funciones y su aplicación en el desarrollo de la
Biotecnología Vegetal en los diferentes campos de la actividad productiva.
3. Conocimiento en profundidad de las herramientas biotécnológicas modernas
aplicables en Biotecnología Vegetal y de como deben de ser utilizadas para
obtener cultivares mejorados genéticamente.
4. Revisar los aspectos sociales del desarrollo de la Biotecnología, incluidos los
aspectos legales y el análisis de la empresa biotecnológica, y reflexionar sobre
las implicaciones éticas del desarrollo de la misma.
Estructura de la Asignatura:
La asignatura se impartirá integrando las clases teóricas con las clases
prácticas. Inicialmente se diseñará un objetivo Biotecnológico práctico que se
desarrollará en el laboratorio. A lo largo del desarrollo del citado proyecto se
irán impartiendo las clases téóricas correspondientes al temario y relacionadas
los mas posible con el trabajo experimental que se esté haciendo en el
laboratorio.
En paralelo se les dará al alumno un tema monográfico de interés en
biotecnología vegetal para que planteen un proyecto de aplicación
biotecnológica que tendran que desarrollar (con la supervisión y tutoría de un
profesor de la asignatura) y posteriormente exponer.
Temario:
Los temas se compondrán de una apartado teórico (exposición en aula) y de
un apartado práctico (proyecto de desarrollo práctico tutelado por el profesor
en el laboratorio).
Tema 1.- Aplicaciones de las metodologías de “alto rendimiento” (micro-arrays,
proteómica y metabolómicas) en la identificación de genes implicados en
procesos de interés biotecnológico en plantas.
Horas teórico-prácticas : 5
Tema 2.- Herramientas moleculares de interés en Biotecnología Vegetal:
Promotores, vectores binarios y sistemas de transformación.
Horas teórico-prácticas: 4
Tema3.- Genética Directa: Generación y utilización de mutantes en
Biotecnología Vegetal. RILs y NILs. Tilling.
Horas teórico-prácticas: 3
Tema 4.- Genética inversa: Silenciamiento y sobre-expresión génica y sus
aplicaciones en Biotecnología Vegetal. Metodologías de ARN antisentido, RNAi
y sistema Gateway.
Horas teórico-prácticas: 4
Tema 5.- Aplicaciones relacionadas con la resistencia de las plantas frente a
insectos y microorganismos patógenos (Estrés biótico).
Horas teórico-prácticas: 2
45
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
Tema 6.- Aplicaciones relacionadas con la resistencia de las plantas frente a
estrés abiótico (especialmente sequía, salinidad y heladas).
Horas teórico-prácticas: 2
Tema 7.- Abordajes biotecnológicos para la obtención de nutraceúticos en
plantas (alimentos funcionales).
Horas teórico-prácticas: 2
Tema 8.- Aproximaciones experimentales para la obtención de alimentos
vegetales de mayor valor nutricional (calidad alimentaria).
Horas teórico-prácticas: 2
Tema 9.- Química genómica aplicada a plantas.
Horas teórico-prácticas: 1
Tema 10.- Las plantas como biofactorías y como organismos utilizables en
fitorremediación
Horas teórico-prácticas: 2
Métodos de evaluación:
a) Evaluación continua
b) Desarrollo del tema monográfico (aplicación biotecnológica) y exposición del
mismo.
Bibliografía básica:
Libros
- Introducción a la Biotecnología Vegetal: Métodos y aplicaciones. Ed.
J.L Caballero, V. Valpuesta y J. Muñoz Blanco. CAJASUR, 2001.
ISBN 84-7959-380-6.
- Smith AM, Coupland G, Dolan L, Harberd N, Jones J, Martin C,
Sablowski R, Amey A (2010) Plant Biology. Garland Science. ISBN
978-0-8153-4025-6
- Neal Stewart C (2008). Plant Biotechnology and Genetics. Wiley &
Sons. ISBN 978-0-470-04381-3.
- Slater A, Scott NW, Fowler MR (2008). Oxford University Press. ISBN
978-0-19-928261-6.
Revistas
- Trends in Plant Science
- Trends in Biotechnology
- Plant Biotechnology Journal
- Current Opinion in Plant Biology
- Cellular and Molecular Life Sciences
46
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
Distribución ECTS de la Asignatura: BIOTECNOLOGÍA VEGETAL
(a) 1 ECTS = 25 horas trabajo. (b) Estimación de estudio personal del alumno durante el curso 12 (trimestral) o 36 (anual) semanas: 1,5 horas de estudio por cada hora de teoría y 0,75
horas de estudio por cada hora de prácticas.
(c)Las tutorías se encuentran incluidas en el total de Actividades Académicamente Dirigidas.
Actividad
Actividad
Docente
Materia
Evaluación
Profesor
Alumno
Procedimiento
Peso
en la
nota
final
Tomar apuntes,
discutir el
material
audiovisual
Tipo de
preguntas. Se
valorará
razonamiento y
capacidad de
síntesis
35
8h
8h
16h
Horas
presenciales
Horas no
presenciales
Horas
ECTS a
Clases en
aula
Teoría
Exposición
de la Teoría.
Apoyo con
audiovisuales
Prácticas
en
laboratorio
Prácticas de
aspectos
metodológicos
de la
asignatura
Preparación
de la parte
práctica de la
asignatura
Realización de
actividades,
ejercicios y
demostraciones
prácticas en el
laboratorio
Evaluación
continuada,
ejercicios,
informes, actitud
35
19 h
29 h
58 h
Proyecto
Distribución
de los
trabajos,
recomendar
bibliografía,
orientar
Exposición y
discusión del
proyecto en el
aula
Se valorará
contenido,
preparación,
presentación,
interés, etc..
30
4h
16 h
20 h
Teoría y
prácticas
Discusión de
las materias
teóricopráctica de
modo global
y otros temas
de interés a
alumnos
Preparar
cuestiones y
participar en la
pagina web de
la asignatuta
Es una actividad
no evaluable
-
5h
5h
Teoría y/o
problemas
Realizar y
corregir el
examen.
Calificar
globalmente
al alumno
1h
10h
21h
32 h
68 h
100h
Actividades
dirigidasc
Tutorias
Exámenes
Preparación de
examen
Realización de
examen
TOTAL CARGA DOCENTE DEL ALUMNO
80 %
Asignatura: BIOTECNOLOGÍA DE EUCARIOTAS
UNICELULARES
Total de créditos ECTS: 4
Tipo de asignatura: Elegible.
Profesorado:
Juan Carlos García Mauricio
Isidoro García García
Aurora Galván Cejudo
Emilio Fernández Reyes
47
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
OBJETIVOS ESPECÍFICOS DEL CURSO:
-
Familiarizarse con las principales propiedades de las levaduras y algas
que las capacitan para desarrollar aplicaciones biotecnológicas.
Conocer las estrategias moleculares, genómicas y proteómicas en
aplicaciones industriales de levaduras y algas.
Conocer aplicaciones biotecnológicas actuales de las levaduras y algas,
así como sus perspectivas futuras.
Familiarizarse con los principales tipos de biorreactores y fotorreactores, y
comprender las claves para su diseño y funcionamiento.
PROGRAMA TEÓRICO
Programa de la parte de levaduras:
1.- Las levaduras. Características morfológicas y fisiológicas.
2.- Genómica y proteómica de levaduras industriales. Aplicación de los chips de DNA a
las levaduras industriales. Proteómica en levaduras vínicas.
3.- Levaduras de flor. Base molecular de la formación del velo de flor. Aplicaciones
biotecnológicas.
4.- Mejora de levaduras industriales mediante técnicas de ingeniería genética. Sistemas
de transformación genética en levaduras. Regulación de la expresión génica:
promotores de interés biotecnológico. Levaduras transgénicas. Legislación en torno al
empleo de ingeniería genética en alimentación. Perspectivas de futuro.
5.- Inmovilización de levaduras. Cultivos de levaduras inmovilizadas. Ventajas y
dificultades de usar levaduras inmovilizadas. Métodos de inmovilización. Aplicaciones
de la inmovilización celular en vinificación. Bioinmovilización.
Programa de la parte de biorreactores:
1.- Aspectos generales de los biorreactores. Tipos y modos de funcionamiento.
2.- Cinética bioquímica. Análisis y diseño.
3.- Biorreactores para levaduras. Relación entre tipo de producto y elección del
biorreactor. Biorreactores con células libres e inmovilizadas.
4.- Biorreactores para algas. Fotobiorreactores. Aspectos generales de su
diseño y funcionamiento.
Programa de la parte de algas:
1.- Las algas eucariotas. Características y ciclos reproductivos. Características
anatómicas interesantes. Fotosíntesis e interacciones con la luz.
2.- Papel biogeoquímico de las algas. Limitación de nutrientes en el crecimiento
de algas. Las algas y los ciclos del carbono, nitrógeno, fósforo, y azufre.
3.- Utilización de algas en alimentación humana y animal. Polisacáridos
derivados de las algas. Aplicaciones de las algas como fertilizantes,
suplementos terapeúticos, y en cosmética. Las toxinas derivadas de las
microalgas.
48
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
4.- Transformación nuclear de microalgas eucarióticas. Métodos y
características. Construcciones utilizadas. Dificultades para la expresión
estable de los transgenes.
5.- Transformación de cianobacterias. Métodos y aplicaciones.
6.- Diatomeas. Biología. Manipulación genética. Bioquímica y aplicaciones
tecnológicas. Síntesis de ácidos grasos. Biomineralización.
7.- Transformación de los cloroplastos de Chlamydomonas. Métodos.
Poliploidía y los problemas de la heteroplasmia.
8.- El sesgo en el uso de codones en la expresión de genes heterólogos.
Expresión en el núcleo frente al cloroplasto.
9.-Secuenciación de los genomas de algas. Decisiones sobre los organismos a
secuenciar. Secuencias completas, parciales y de cDNA. Manejo de las bases
de datos de los genomas. Los genomas de virus.
10.-Mutagénesis insercional en los estudios de genómica funcional.
11.- Optimización de la expresión de proteínas recombinante en los
cloroplastos.
12.- Ficorremediación de metales pesados usando microalgas transgénicas.
Biosensores de algas.
13.- La producción de hidrógeno a partir de algas transgénicas. Estrategias de
ingeniería de microalgas eucariotas.
14.- Vacunas de microalgas.
PROGRAMA PRÁCTICO
Práctica 1: Bioinmovilización de levaduras. Aplicación de biocápsulas de
levaduras a distintas fermentaciones.
Práctica 2: Transformación de algas con marcadores moleculares. Análisis
de transformantes para detectar la presencia de un marcador en la
inactivación insercional de un gen blanco.
Práctica 3: Determinación de la ecuación cinética para el crecimiento
celular. Análisis del funcionamiento de un biorreactor.
CRITERIOS DE EVALUACIÓN:
1.- Criterios cualitativos de evaluación:
Nivel de aprendizaje alcanzado.
Capacidad para integrar sus conocimientos y expresarlos de forma oral y
escrita.
Sentido crítico y capacidad de generar ideas de modo individual y en grupo.
Capacidad para mantenerse informado de modo personal.
2.- Métodos de evaluación:
Evaluación continua.
Trabajos realizados.
Participación en las tutorías.
Examen de preguntas cortas sobre aspectos teóricos de la materia (1 hora).
3.- Criterios cuantitativos de evaluación:
Cumplimiento de las horas presenciales (Obligatorio 80%).
Examen y evaluación continua: 4 puntos.
Evaluación continua y parte práctica: 2 puntos.
49
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
Trabajo y presentación de proyecto: 2 puntos.
Participación y comentarios de seminarios: 1puntos.
Participación en tutorías: 1 puntos.
BIBLIOGRAFÍA BÁSICA:
- Barbosa, M. Microalgal photobioreactors. Scale-up and optimisation. 2003.
Ph.D. Thesis, Wageningen University, The Netherlands. ISBN: 90-5808-898-7.
-Barsanti, L., Gualtieri, P. Algae. Anatomy, Biochemistry and Biotechnology.
2006. CRC Press-Taylor and Francis. Boca Raton.
- Carrascosa, A.V., Muñoz, R., González, R. Microbiología del vino. AMV
Ediciones, Madrid. ISBN: 84-87440-06-1.
- Dutta, R. Fundamentals of Biochemical Engineering. 2008. Springer. ISBN:
978-3-540-77900-1.
-Glick, B.R., Pasternak, J.J. Molecular Biotechnology. Principles & Applications
of Recombinant DNA. 1998. ASM Press, Washington.
-León, R., Galván, A., Fernández, E. Transgenic microalgae as green cell
factories. 2007. Springer Science-Landes Bioscience.New York, Austin.
- Nedovic, V., Willaert, R. Applications of cell Immobilisation Biotechnology.
2005. Springer. The Netherlands. ISBN: 1-4020-3229-3.
- Xiao, W. Yeast Protocols. Methods in Molecular Biology. 2006. Humana Press
Inc. Totawa, New Jersey. ISBN: 1-58829-437-4.
Distribución ECTS de la Asignatura: BIOTECNOLOGÍA DE EUCARIOTAS UNICELULARES
(a) 1 ECTS = 25 horas trabajo. (b) Estimación de estudio personal del alumno durante el curso 12 (trimestral) o 36 (anual) semanas: 1,5 horas de estudio por cada hora de teoría y 0,75
horas de estudio por cada hora de prácticas.
(c)Las tutorías se encuentran incluidas en el total de Actividades Académicamente Dirigidas.
Actividad
Actividad
Docente
Materia
Evaluación
Profesor
Alumno
Procedimiento
Peso
en la
nota
final
Tomar apuntes,
discutir el
material
audiovisual
Tipo de
preguntas. Se
valorará
razonamiento y
capacidad de
síntesis
40 %
20 h
20h b
40h
Horas
presenciales
Horas no
presenciales
Horas
ECTS a
Clases en
aula
Teoría
Exposición
de la Teoría.
Apoyo con
audiovisuales
Prácticas
en
laboratorio
Prácticas de
aspectos
metodológicos
de la
asignatura
Preparación
de la parte
práctica de la
asignatura
Realización de
actividades,
ejercicios y
demostraciones
prácticas en el
laboratorio
Evaluación
continuada,
ejercicios,
informes, actitud
20%
7h
7h
14 h
Proyecto
Distribución
de los
trabajos,
recomendar
bibliografía,
orientar
Exposición y
discusión del
proyecto en el
aula
Se valorará
contenido,
preparación,
presentación,
interés, etc..
20%
4h
16
20 h
Teoría y
prácticas
Discusión de
las materias
teóricopráctica de
modo global
y otros temas
de interés a
Preparar
cuestiones y
participar en la
pagina web de
la asignatuta
Es una actividad
no evaluable
-
5
5h
Actividades
dirigidasc
Tutorias
50
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
alumnos
Exámenes
Teoría y/o
problemas
Realizar y
corregir el
examen.
Calificar
globalmente
al alumno
Preparación de
examen
Realización de
examen
TOTAL CARGA DOCENTE DEL ALUMNO
80 %
1h
20h
21h
32 h
68 h
100h
Asignatura: TRANSPORTE DE SOLUTOS EN MEMBRANAS
VEGETALES
Total de créditos ECTS: 4
Tipo de asignatura: Elegible.
Profesorado:
Manuel Benlloch Marín
José María Fournier Andray
José Ramos Ruiz
(todos intervienen a partes iguales)
Objetivos:
Se pretende que el alumno adquiera conocimientos específicos, tanto teóricos
como prácticos, sobre los procesos de transporte de solutos a nivel celular y a
nivel de la planta, que se consideran necesarios para conocer las relaciones
hídricas y la nutrición mineral de las plantas
Programa Teórico
1. Estructura y función de la membrana
2. Bioenergética del transporte a través de la membrana
3. Transporte iónico a través de la planta
4. Regulación del flujo hídrico en la planta. Acuaporinas.
5. Bases moleculares de la tolerancia al estrés salino
6. Transporte y compartimentación de asimilados en la planta. Carga y
descarga del floema.
Programa Práctico. Actividades complementarias
Se realizaran prácticas de laboratorio sobre transporte de solutos y agua,
utilizando como material biológico células de levadura y plantas de girasol. Los
alumnos elegirán, a ser posible, el tipo de práctica a realizar. Al comienzo de
las mismas recibirán bibliografía relacionada con la práctica seleccionada, que
servirá de apoyo para la realización del trabajo de laboratorio y para la
redacción del manuscrito final, en el que se recogerán los resultados obtenidos.
Cada alumno expondrá de forma oral un resumen de su trabajo de
investigación relacionándolo con la bibliografía utilizada. En el caso de que en
un mismo tema participaran más de un alumno, se deja a su criterio el grado
de participación que cada uno de ellos tenga en la exposición oral. En todos los
casos se pretenderá ajustar el horario de practicas con las actividades de las
51
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
mismas, tanto en lo referente al trabajo de laboratorio como a la preparación
del manuscrito.
Bibliografía
Marschner, H. (1995). Mineral Nutrition of Higher Plants. Academic Press,
London.
Harold, F.M. (1986). The Vital Force: A Study of Bioenergetics. W. H. Freeman
and
Company, New York.
Wilkinson, R.E. (1994). Plant-Environment Interactions. Marcel Dekker, Inc.,
New York
Hohmann, S and Willem H. Mager (2005). Yeast Stress Responses (Topics in
Current Genetics) Springer
Yeo, A. R. and Flowers, T. J. (2007). Plant Solute Transport. Blackwell
Publishing, Oxford.
Evaluación
La evaluación será contínua. Se tendrá en cuenta el grado de participación del
alumno en las diferentes actividades de la asignatura: clases teóricas, trabajo
en el laboratorio y exposición de los resultados. También se valorará la calidad
de la exposición final del trabajo de laboratorio: originalidad, claridad y nivel de
comprensión del proceso estudiado.
Asignatura: METABOLÓMICA
Total de créditos ECTS: 4
Tipo de asignatura: Elegible.
Profesorado:
María Dolores Luque de Castro
Feliciano Priego capote
Objetivos del curso:
(1) Introducir a los alumnos en la materia objeto del curso.
(2) Poner de manifiesto la estrecha relación entre ésta y otras ómicas como la
proteómica y la genómica, así como las ventajas de su uso conjunto.
(3) Mostrar la vertiente analítica de la metabolómica, extrapolable a las demás
ómicas.
(4) Formar a los alumnos en los aspectos prácticos de la metabolómica
mediante las adecuadas clases prácticas.
Programa teórico:
LECCIÓN 1. INTRODUCCIÓN A LA METABOLÓMICA
Introducción. Sub-disciplinas de la Metabolómica: Clasificación. Estrategias
usadas en Metabolómica. La Metabolómica en el contexto de las disciplinas
ómicas: La biología de sistemas.
52
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
LECCIÓN 2. LAS HERRAMIENTAS ANALÍTICAS DE LA METABOLÓMICA
Introducción. Selección de la muestra. Preparación de la muestra. Técnicas de
análisis sin separación previa —espectrometría de resonancia magnética
nuclear -(NMR), espectrometría de masas (MS), espectrometría de infrarrojo
(IR). Técnicas de análisis con separación previa — cromatografía de gases
(GC), cromatografía de líquidos (LC), electroforesis capilar (CE).
LECCIÓN 3. LA QUIMIOMETRÍA Y LA BIOINFORMÁTICA EN METABOLÓMICA
Introducción. Modelado y análisis de datos: La combinación del diseño de
experimentos y el análisis multivariante. Etapas y aproximaciones
quimiométricas de los estudios en metabolómica. Herramientas quimiométricas
características de la metabolómica. Utilización de bases de datos.
LECCIÓN 4. ÁREAS GENÉRICAS DE APLICACIÓN DE LA METABOLÓMICA
Introducción. La metabolómica como herramienta en biomedicina: Investigación
y desarrollo farmacéuticos y estudios clínicos. Aplicación de la metabolómica
en botánica. Biomarcadores.
LECCIÓN 5. NUTRIMETABOLÓMICA
Introducción: Relación dieta-salud. Logros genéricos en nutrición y salud.
Logros recientes en nutrición y salud. Las ómicas y el binomio nutrición-salud.
La nutrimetabolómica para entender los efectos de la alimentación en la salud.
El papel del microbioma en nutrimetabolómica. Alimentos transgénicos y
nutrimetabolómica. Contribuciones de interés en el campo de la nutrimetabolómica. Contribuciones del Grupo a la nutrimetabolómica
LECCIÓN 6. XENOMETABOLÓMICA
Concepto y extensión de la disciplina. Metabolómica de fármacos, drogas y
tóxicos en individuos: Métodos analíticos. Xenometabolómica ambiental:
Estrategias y métodos analíticos. Contribuciones realizadas en la UCO.
LECCIÓN 7. LIPIDÓMICA
Introducción. La determinación de lípidos: Etapas de un método analítico. Papel
de las lipasas en la transformación de lípidos. Los lípidos como biomarcadores
de enfermedades. Investigaciones sobre lipidómica realizadas por el grupo PAI
FQM-227.
PROGRAMA PRÁCTICO
Programa práctico:
Práctica 1: Biomarcadores del metabolismo óseo. Preparación de la muestra
de suero. Análisis automatizado de vitamina D y sus metabolitos mediante
extracción en fase sólida (Prospekt)–separación individual mediante HPLC–
identificación/cuantificación mediante espectrometría de masas de triple
cuadruplo. Tratamiento de los datos e interpretación de los resultados.
Práctica 2: Metaboloma del olivo. Selección de la muestra (hojas o frutos,
según la época) y su preparación. (A) Perfil de lípidos y antioxidantes mediante
53
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
lixiviación asistida por ultrasonidos, microondas o extractante sobrecalentado–
separación individual mediante cromatografía de gases y electroforesis capilar,
respectivamente– identificación/determinación mediante espectrometría de
masas en tándem y mediante espectrometría de masas de triple cuadrupolo,
respectivamente. (B) Huella dactilar metabólica, utilizando la clasificación de
variedades por su perfil fenólico mediante el método de determinación de
antioxidantes. Tratamiento de los datos obtenidos en (A) y (B) e interpretación
de los resultados.
BIBLIOGRAFÍA BÁSICA:
Affolter M, Bergonzelli GE, Blaser K, Blum-Sperisen S, Corthésy B, Fay L, GarcíaRódenas C, Lopes L, Marvin-Guy L, Mercenier A, Mutch D, Panchaud A, Raymond F,
Schmidt-Weber C, Schumann A, Spertini F, Williamson G, Kussmann M (2006): Omics
for prevention: gene, protein and metabolite profiling to better understand individual
disposition to disease. 57th Nestle Nutrition Workshop. Primary Prevention by Nutrition
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Allen J, Davey HM, Broadhurst D, Rowland JJ, Oliver SG, Kell DB (2004):
Discrimination of modes of action of antifungal substances by use of metabolic
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Bang JW. Crockford DJ. Holmes E. Pazos F. Sternberg MJE, Muggleton HS. Nicholson
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states via data-driven Bayesian methods. J Proteome Res 7: 497–503.
Colquhoun IJ. (2007): Use of NMR for metabolic profiling in plant systems. J Pestic Sci
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Davies KM (2007): Genetic modification of plant metabolism for human health benefits.
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Dobrovolsky VN, Bowyer JF, Pabarcus MK, Heflich RH, Williams LD, Doerge DR,
Arvidsson B, Bergquist J and Casida JE (2005): Effect of arylformamidase (kynurenine
formamidase) gene inactivation in mice on enzymatic activity, kynurenine pathway
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Evans DA, Hirsch JB, Dushenkov S (2006): Phenolics,
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Fiehn O, Kristal B, van Ommen B, Sumner LW, Sansone SA, Taylor C, Hardy N,
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metabonomic studies: a call for participation. Omics J Integrative Biol 10(2): 158–63.
Fogg-Johnson N, Kaput J (2007): Providing valid personalized nutritional advice to
consumers on the basis of their genetic makeup will require scientific collaboration,
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Griffiths WJ (Editor) (2008): Metabolomics, Metabonomics and Metabolite Profiling.
Royal Society of Chemistry, Cambridge, UK.
54
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
Gu H, Chen H, Pan Z, Jackson AU, Talaty N, Xi B, Kissinger C, Duda C, Mann D,
Raftery D, Graham R (2007): Monitoring diet effects via Biofluids and their implications
for metabolomics studies. Anal Chem 79: 89–97.
Hoefgen R. Nikiforova VJ. (2008): Metabolomics integrated with transcriptomics:
assessing systems response to sulphur-deficiency stress. Physiologia Plantarum 132:
190–198.
Huang X, Regnier FE (2008): Differential metabolomics using stable isotope labelling
and two-dimensional gas chromatography with time-of-flight mass spectrometry. Anal
Chem 80: 107–114.
Ito H, Gonthier MP, Manach C, Morand C, Mennen L, Rémésy C, Scalbert A, (2005):
Polyphenol levels in human urine after intake of six different polyphenol-rich
beverages. Br J Nutr 94: 500–509.
Japón-Luján R, Luque-Rodríguez JM, Luque de Castro MD (2006): Multiariate
optimisation of microwave-assisted extraction of oleuropein and related biophenols
from olive leaves. Anal Bioanal Chem 385: 753–759.
Japón-Lujan R, Priego-Capote F, Marinas A, Luque de Castro MD (2008): Liquid
chromatography/triple quadrupole tandem mass spectrometry with multiple reaction
monitoring for optimal selection of transitions to evaluate nutraceuticals from olive-tree
materials. Rapid Commun Mass Spectrom 22: 855–864.
Kaput J, Perlina A, Hatipoglu B, Bartholomew A, Nikolsky Y (2007): Nutrigenomics:
concepts and applications to pharmacogenomics and clinical medicine.
Pharmacogenomics 8: 369–390.
Kaderbhai NN, Broadhurst DI Ellis DI, Goodacre R, Kell DB (2003): Monitoring
metabolite secretion by Escherichia coli tryptophan metabolism mutants using FT-IR
and direct injection electrospray mass spectrometry. Compar Funct Genomics 4: 376–
391.
Kell DB. (2006): System biology, metabolic modelling and metabolomics in drug
discovery and development. Drug Discovery 11 (23/24): 1085–1098.
Kinloch A, Tatzer V, Wait R, Peston D, Lundberg K, Donatien P, Moyes D, Taylor PC,
Venables PJ (2005). Identification of citrullinated α-enolase as a candidate autoantigen
in rheumatoid arthritis. Arthritis Research & Therapy, 7:R1421–R1429doi
Kussmann M, Raymond F, Affolter M (2006): OMICS-driven biomarker discovery in
nutrition and health. J Biotechnol 124: 758-787.
Lawrence GR (2005): Pathogenesis of osteoporosis: concepts, conflicts, and
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Lindon JC. Nicholson JK. (2008): Analytical technologies for metabonomics and
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Lindon JC, Nicholson JK, Holmes E (2007): The Handbook or Metabonomics and
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55
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
Lindon JC, Nicholson JK, Holmes E (2005): NMR spectroscopy of biofluids.
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Lindon JC et al (2005): Summary recommendations for standardization and reporting
of metabolic analyses. Nature Biotechnol 23(7): 833–838.
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variation in human urine in 1H NMR spectroscopy-based metabolic pehnotyping
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Maiani G, Serafini M, Salucci M, Azzini E, Ferro-Luzzi A (2007); Application of a new
high-performance liquid chromatographic method for measuring selected polyphenols
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Malayappan B, Garrett TJ, Segal M, Leeuwenburgh C (2007): Urinary analysis of 8oxoguanine, 8-oxoguanosine, fapy-guanine and 8-oxo-2'-deoxyguanosine by highperformance liquid chromatography-electrospray tandem mass spectrometry as a
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Mariman ECM (2006): Nutrigenomics and nutrigenetics: the 'omics' revolution in
nutritional science. Biotech Applied Biochem 44: 119–128.
Martin FPJ, Dumas ME, Wang Y, Legido-Quigley C, Yap Ivan KS; Tang H, Zirah S,
Murphy GM, Cloarec O, Lindon JC, Sprenger N, Fay LB, Kochhar S, van Bladeren P,
Holmes E, Nicholson JK (2007) A top-down systems biology view of microbiomemammalian metabolic interactions in a mouse model. Mol Syst Biol 3: 112–120.
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Rezzi G, Ramadan Z, Martin FPJ, Fay LB, van Bladeren P, Lindon JC, Nicholson JK,
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Sánchez-Ávila N, Priego-Capote F, Luque de Castro MD (2007): Ultrasound-assisted
extraction and silylation prior to gas chromatography–mass spectrometry for the
characterization of the triterpenic fraction in olive leaves. J Chromatogr 1165(1–2):
158–165.
56
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
Sing OV. (2006): Proteomics and metabolomics: The molecular make-up of toxic
aromatic pollutant bioremediation. Proteomics 6: 5481–5492.
Subbiah MTR (2007): Nutrigenetics and nutraceuticals: the next wave riding on
personalized medicine. Transl Res 149: 55–61.
Trauger SA. et al. (2008): Correlatinf the transcriptome, proteome, and metabolome in
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Trygg J, Holmes E, Lundstedt T (2007): Chemometrics in metabonomics. J Rev
Proteome Res 6: 469–479.
Wang Y, Lawler D, Larson B, Ramadan Z, Kochhar S, Holmes E, Nicholson JK (2007):
Metabonomic investigations of aging and caloric restriction in a life-long dog study. J
Proteome Res 6(5): 1846–1854.
Wang X, Liu R, Sun J, Guan S, Yang M, Bi K, Guo D (2007): HPLC method for the
determination and pharmacokinetic studies of four triterpenoids in rat plasma after oral
administration of Ganoderma lucidum extract. Biomed Chromatogr 21: 389–396.
Watson AD (2006): Lipidomics: a global approach to lipid analysis in biological
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Weckwerth W. (2008): Integration of metabolomics and proteomics in molecular plant
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Wenk MR (2005): The emerging field of lipidomics. Nat Rev Drug Discovery 4: 594610.
Werf MJ. Overkamp KM. Muilwijk B. Coulier L. Hankemeier T. (2007): Microbial
metabolomics: towards a platform with full metabolome coverage. Anal Biochem 370:
17–25.
Criterios de evaluación:
Se exigirá el cumplimiento de un mínimo de horas presenciales del 80% del
total.
La evaluación será un compendio de los siguientes aspectos:
-Un examen de preguntas cortas sobre los aspectos teóricos de la materia (4
puntos)
-La evaluación continuada del interés demostrado en las clases teóricas y en
las tutorías (2 puntos).
-Trabajo de revisión crítico (1.5 puntos).
-Interés y capacidad demostradas en las clases prácticas de laboratorio (2.5
puntos).
57
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
4. ITINERARIO 2: BIOTECNOLOGÍA
SANITARIA
58
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
Asignatura: TÉCNICAS AVANZADAS DE IMAGEN CELULAR
Total de créditos ECTS: 4
Tipo de asignatura: Elegible.
Profesorado:
Justo P. Castaño Fuentes
Rafael Vázquez Martínez
Antonio J. Martínez Fuentes
Raul M. Luque Huertas
Profesores colaboradores invitados:
Dr. Mario Durán Prado
Instituto de Parasitología López Neira. CSIC. Granada.
Dr. Spencer L. Shorte.
Institut Pasteur. Paris, Francia. (1 ECTS)
Competencias y objetivos del aprendizaje:
COMPETENCIAS TRANSVERSALES/GENÉRICAS:
Competencias básicas de la profesión investigador en biomedicina
Capacidad de aplicar la teoría a la práctica
COMPETENCIAS ESPECÍFICAS:
• Cognitivas (Saber): Conocer los fundamentos teórico-prácticos de las principales
técnicas avanzadas de adquisición y análisis de imagen de células y moléculas.
• Procedimentales/Instrumentales (Saber hacer): Destreza en técnicas de
adquisición, procesamiento y análisis de imágenes de células y estructuras
subcelulares en distintas condiciones experimentales concretas, aplicando criterios
metodológicos para la resolución de problemas de estudio. Habilidad en la
redacción, exposición y discusión de memorias de trabajos experimentales.
• Actitudinales (Ser): Espíritu crítico. Capacidad de elección metodológica, análisis
de resultados y obtención de conclusiones.
Objetivos:
Se persigue que el alumno alcance un aprendizaje teórico y práctico de las
principales técnicas y metodologías avanzadas que se emplean en la adquisición,
procesamiento y análisis cuantitativo de imágenes de células, tanto vivas como
fijadas, así como de orgánulos subcelulares y de moléculas. El alumno podrá
59
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
adquirir los conocimientos y recursos necesarios para abordar líneas de
investigación biomédica que requieran modelos de estudio celulares vivos y/o
fijados sobre los que se aplican métodos de análisis a través de la imagen
cuantitativa. De esta forma, el alumno podrá aplicar este conjunto de técnicas al
estudio de distintos organismos y modelos experimentales, seleccionando y
aplicando la metodología más conveniente al planteamiento experimental que
requiera la resolución de problemas concretos y aprendiendo asimismo a realizar el
análisis, discusión y presentación de resultados.
Programa Teórico:
1.-Principios básicos del Análisis de Imagen. Técnicas de adquisición, digitalización
y procesamiento de imágenes. Filtros electrónicos para la mejora de imagen.
Principios de Morfometría, Estereología y Densitometría. Análisis de imagen
aplicado a la Citología cuantitativa en Biomedicina.
2.- Microfluorimetría. Fundamentos de microfluorimetría cuantitativa. Técnicas de
microfluorimetría para el estudio de iones intracelulares y otros segundos
mensajeros (AMPc): fundamentos, métodos de excitación doble-emisión simple y
excitación simple-emisión doble. Cuantificación por microfluorimetría de la
incorporación de membrana para análisis de secreción celular. Evaluación de
interacciones moleculares mediante técnicas microfluorimétricas: aplicaciones del
FRET (Fluorescence Resonance Energy Transfer).
4.- Microscopía confocal. Técnicas de microscopía confocal: fundamentos, tipos y
métodos. Microscopía confocal para la visualización y adquisición de imágenes
biológicas. Aplicaciones cuantitativas de la microscopía confocal: FRET, FRAP,
FLIP. Métodos de análisis de células vivas mediante microscopía confocal.
5.- Bioluminiscencia. Principios, tipos y aplicaciones de la bioluminiscencia en el
estudio del funcionamiento de las células. Sistemas de adquisición, cuantificación y
análisis de bioluminiscencia. Estudios de la regulación de la expresión génica en
células individuales vivas.
Prácticas:
1. Adquisición, digitalización y procesamiento de imágenes para la evaluación de
parámetros morfométricos y densitométricos mediante un sistema semiauto-mático
de análisis de imagen.
2. Evaluación de la concentración de calcio libre citosólico en células
adenohipofisarias mediante microfluorimetría.
3. Bases del manejo del microscopio confocal para el examen de muestras
biológicas.
60
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
4. Cuantificación de la expresión génica en células individuales vivas mediante
bioluminiscencia.
Metodología:
Presenciales: 35
• Clases Teóricas: 7
• Clases Prácticas: 26
• Examen final: 2
No presenciales: 65
Actividades en colaboración con el profesor: 3
• Tutorías individualizadas (presenciales / virtuales)
Actividades autónomas del alumnado: 62
Se incluyen la realización de Actividades Académicas Dirigidas y el trabajo
colaborativo en el espacio virtual.
• Horas de estudio de teoría: 8
• Estudio y elaboración de datos experimentales 10
• Preparación de Trabajos (memorias) : 32
• Preparación de Exámenes: 12
Técnicas Docentes
Clases teóricas: En aula, con presentaciones virtuales. Carácter obligatorio.
Tutorías: Orientación del profesor al alumno, personalizada. Presencial o en espacio
virtual de aprendizaje
Actividades dirigidas: Realización de memorias a partir de la actividad desarrollada
en cada sesión práctica. Posibilidad de hacer ejercicios y problemas planteados por
el profesor. Carácter optativo
Clases prácticas: En laboratorio, grupos reducidos (no más de 15) alumnos.
Carácter obligatorio
Estudio y trabajo personal: Asimilación de conceptos aprendidos. Actividad en el
espacio virtual de aprendizaje.
Examen final: Realización de un test para evaluar los conocimientos básicos
adquiridos. Carácter obligatorio
Criterios de evaluación y seguimiento
Para la calificación final se contempla la siguiente distribución de puntuación y
método de seguimiento:
• 50% Conocimientos adquiridos: EXAMEN FINAL
• 25% Asistencia con aprovechamiento: CONTROL DE PRESENCIA
• 25%. Memorias de prácticas y actividades relacionadas (espacio virtual).
EVALUACION DEL PROFESOR, SEGUIMIENTO EN TUTORIA Y/O ESPACIO
WEB.
61
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
Asignatura: INMUNOBIOLOGÍA MOLECULAR
Total de créditos ECTS: 4 (100 horas)
Tipo de asignatura: Elegible
Profesorado:
José Peña Martínez. CR: 2
Rafael Solana Lara. CR: 1
Manuel Santamaría Osorio. CR: 1
Objetivos:
Introducir al alumno en la función de las moléculas de
histocompatibilidad (MHC) en la salud y la enfermedad. Ofrecer conocimientos
actuales de las moléculas del complejo mayor de histocompatibilidad y de los
receptores que las reconocen y actúan como ligando de las mismas. Resaltar
la gran importancia de estas moléculas en la regulación de la respuesta inmune
a través de su capacidad de de presentación de antígenos a los linfocitos T y
su contribución a definir de lo propio y no propio a cada organismo. También
se estudiaran los receptores que reconocen a estas moléculas MHC descritos
recientemente y que tienen una gran importancia en los fenómenos de defensa
del organismo y en el reconocimiento inmune de los componentes propios.
Programa teórico:
1. Moléculas del complejo mayor de histocompatibilidad (MHC). Estructura,
tipos, distribución y relevancia biológica.
2. Genética de las moléculas MHC y regulación de su síntesis.
3. Polimorfismo de las moléculas MHC: su origen y su importancia en la
evolución de las poblaciones.
4. Función de las moléculas MHC en la presentación de antígenos y como
marcadores de lo propio y lo extraño.
5. Biología de los receptores inhibidores y activadores que reconocen las
moléculas MHC. Estudio de las distintas familias de receptores y sus
implicaciones funcionales.
6. Importancia de las moléculas MHC y sus receptores en los fenómenos
de tolerancia inmunológica y en inmunopatología de las enfermedades
autoinmunes.
7. Importancia de las moléculas MHC en los trasplantes de órganos sólidos
y de médula ósea. Procesos de alorreconocimiento y rechazo.
8. Moléculas MHC y en especial HLA-G y sus receptores en la aceptación
inmune del feto por la madre.
62
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
9. Implicaciones del MHC en enfermedades virales con especial referencia
a los fenómenos de “escape viral”.
10. MHC en inmunología tumoral con especial referencia a los fenómenos
de escape y crecimiento de células tumorales.
11. Utilidad de las moléculas MHC en el estudio de migraciones de
poblaciones, diagnóstico de enfermedades y estudios de paternidad.
Programa de prácticas1
1. Laboratorio de Inmmunología con especial referencia al laboratorio de
histocompatibilidad. Características y requerimientos del mismo.
Sistemas de acreditación internacional de sus resultados.
2. Laboratorio de citometría. Fundamentos y equipos. Estudio de los
sistemas de separación de células (sorting) y sus aplicaciones en
biología y en Medicina.
3. Estudio por técnicas serológicas de las moléculas HLA. Uso de los
anticuerpos y técnicas de citotoxicidad en placas de Teresaki.
4. Estudio de niveles y especificidades de anticuerpos citotóxicos anti-HLA.
Ventajas e inconvenientes de las distintas técnicas existentes.
5. Análisis génico de las moléculas HLA clase I y II por baja y alta
resolución. Uso de las técnicas de PCR y de PCR a tiempo real en al
estudio del genotipo HLA.
6. Estudio de las moléculas de histocompatibilidad solubles y sus
receptores
7. Análisis geonómico
de los receptores de las moléculas de
histocompatibilidad.
Moléculas
de
la
superfamilia
de
las
inmunoglobulinas como receptores tipo lectina.
8. Citometría aplicada al estudio de las moléculas de histocompatibilidad
en linfocitos y las distintas familias de receptores de las moléculas HLA.
9. Estudio inmunohistológico de moléculas HLA y sus receptores en
muestras de tejido sano y en diversas patologías, especialmente en
trasplantes y SIDA.
Bibliografía/referencias/enlaces: Se recomendarán diversos libros de texto,
libros-online y trabajos monográficos sobre inmunología, esencialmente en el
área de las moléculas de histocompatibilidad.
Entre estos libros se
consideraran, entre otros:
1. Peña, J. (Coordinador): Inmunología. Bases moleculares y celulares.
Editorial Pirámide. (Grupo Anaya). 2001. ISBN: 84-368-0828-2
(segunda edición). Madrid.
2. Solana, R. and Peña, J.: MHC antigens and NK cells. Editorial R.G.
Landes Company. ID: 2693 USA.1995.
1
Las practicas se realizarán el laboratorio de Inmunología ubicado en la Facultad de Medicina
y en el laboratorio del Servicio de Inmunología del Hospital Reina Sofía al ser el profesor
responsable de este curso, el director de dicho servicio al poseer una plaza hospitalaria
vinculada a la Universidad.
63
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
3. Peña, J: Inmunopatología. Bases moleculares y celulares. Editorial
ARAN. Madrid. 2001. ISBN: 84-86725-91-7. Madrid.
Así como:
1. Abbas, A 2007. Inmunología Cel. y Mol. Interamericana.
2. Janeway, C. 2008. Inmunobiología. Churchil Levistone
3. Klein, J. 2004. Immunology. Blackwell Scientific Public.
4. Kubi, J. Inmunología.2005. Freemen and Company
5. Paul, W.E. 2005. Fundamental Immunology. Raven Press.
6. Regueiro, J. R. 2008. Inmunología. Panamericana.
7. Roitt, I.M. 2008. Inmunología. Panamericana
Así como las paginas webs especialmente diseñadas para este
objetivo:
Libro inmunología enlinea: http://www.inmunologiaenlinea.com
Libro de trasplante online: http://www.inmunologiatrasplante.com
Criterios de evaluación: Se realizará tanto del contenido teórico como las
habilidades adquiridas en el desarrollo de las distintas clases prácticas. Para
ello se realizará una prueba escrita y otra consistente en el desarrollo de un
caso practico al final del periodo formativo. Se considerará de manera muy
prioritaria la asistencia a las clases tanto teóricas como prácticas.
Advertencias al alumno. Se hace una indicación de que las clases se
impartirán en la Facultad de Medicina.
ANEXO I:
Distribución ECTS de la Asignatura AVANCES EN INMUNOLOGÍA
(a) 1 ECTS = 25 horas trabajo. (b) Estimación de estudio personal del alumno durante el curso 12 (trimestral) o 36 (anual) semanas: 1,5
horas de estudio por cada hora de teoría y 0,75 horas de estudio por cada hora de prácticas.
(c)Las tutorías se encuentran incluidas en el total de Actividades Académicamente Dirigidas.
Actividad
Actividad
Docente
Materia
Teoría
Evaluación
Profesor
Alumno
Procedimiento
Exposición
de la Teoría.
Apoyo con
audiovisuales
Tomar
apuntes,
copiar el
material
audiovisual
Tipo de
preguntas. Se
valorará
razonamiento y
capacidad de
síntesis
Clases en
aula
Clases en
laboratorio
Ejercicios y
problemas
Respuestas y
soluciones
Apuntes.
Formulación
de preguntas
y dudas
Problemas
numéricos. Se
valorarán
razonamientos,
unidades y
convenios,
resultados,
lenguaje, etc.
Prácticas
de
laboratorio
Presentación
de normas.
Explicación
de las
prácticas
Cuaderno de
laboratorio,
anotaciones,
experimentos,
ejercicios,
informe, etc.
Evaluación
continuada,
cuaderno,
ejercicios,
informes, actitud
Peso
en la
nota
final
Horas
presenciales
Horas no
presenciales
Horas
24 h
36 h b
60 h
4
8
12h
12 h
9
21 h
ECTS a
40 %
25%
64
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Actividades
dirigidasc
Distribución
de los
trabajos,
recomendar
bibliografía,
orientar
Seminarios.
Exposición
del seminario
en el aula
Se valorará
contenido,
exposición,
presentación, y
preparación,
etc..
Curso 2009-2010
20%
4h
17
21 h
Asignatura: AVANCES EN NEUROENDOCRINOLOGÍA
Total de créditos ECTS: 4 (100 horas)
Tipo de asignatura: Elegible
Manuel Tena Sempere
Leonor Pinilla Jurado (Responsable de la asignatura)
Profesorado:
Objetivos:
-
Conocer los principios básicos del control neuroendocrino de
diversas funciones corporales
-
Conocer los sistemas neuronales (circuitos hipotalámicos y
neuropéptidos) y señales periféricas involucrados en el
control de la función reproductora
-
Conocer los principales factores hormonales implicados en el
control de la ingesta y el metabolismo, con especial atención
a señales recientemente identificadas
-
Saber
interpretar
elementos
las
interacciones
periféricos
fisiológicas
(hormonas)
y
entre
centrales
(neuropéptidos) en el control neuroendocrino de diversas
funciones corporales
-
Ser capaz de aplicar diversas técnicas analíticas y diseños
experimentales
al
estudio
de
los
mecanismos
neuroendocrinos de control de la reproducción y el balance
energético
Programa
PROGRAMA TEÓRICO (12 horas presenciales)
- Tema 1: Aspectos generales del desarrollo y la función del eje reproductor
- Duración: 3 horas
- Fecha de impartición 4 de Mayo de 2009
- Horario: 16.00-19.00 horas
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Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
- Tema 2: Control integral de la ingesta
- Duración: 3 horas
- Fecha de impartición: 5 de Mayo de 2009
- Horario: 16.00-19.00 horas
- Tema 3: Interacciones entre señales que informan del estado energético y
funcionamiento del eje reproductor
- Duración: 3 horas
- Fecha de impartición: 6 de Mayo de 2009
- Horario: 16.00-19.00 horas
- Tema 4: Control neuroendocrino de la reproducción: Sistema Kiss/GPR54
- Duración: 3 horas
- Fecha de impartición: 7 de Mayo 2009
- Horario: 16.00-19.00
PROGRAMA PRÁCTICO (12 horas presenciales)
- Tema 1: Introducción: Experimentación con animales y legislación al
respecto. Tipos de animalarios. Importancia y necesidad de los Comités de
Ética en experimentación
- Tema 2: Experimentación animal y humana: Técnicas experimentales “in vivo” e
“in vitro”. Recogida de datos
- Tema 3: Manejo de la rata desde el nacimiento y condiciones de
estabulación. Diferenciación sexual en el momento del nacimiento. Destete.
Signos externos de pubertad en machos y hembras. Ciclo vaginal. Fertilidad,
preñez y pseudopreñez
- Tema 4: Administración de drogas: Administración sistémica (inhalatoria, oral,
subcutánea, intraperitoneal, intravenosa), central (intracerebroventricular, en
núcleos) o directa en órganos. Elección de vías de administración según el tipo de
estudio
- Tema 5: Disección de órganos endocrinos en la rata. Obtención de muestras
biológicas. Almacenamiento de muestras según el tipo de señal a analizar
-
Tema
6:
Cirugía
endocrina
en
la
rata:
Ovariectomía,
orquidectomía,
adrenalectomía, pancreatectomía, pinealectomía, tiroidectomía e hipofisectomía.
Cuidados postoperatorios
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Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
- Tema 7: Obtención de muestras de sangre en los animales de experimentación.
Técnicas de obtención de sangre en roedores: Decapitación, punción yugular e
intracardiaca y canulación yugular. Elección de la técnica según tipo de estudio a
realizar. Tomas seriadas de sangre y estudios de pulsatilidad hormonal.
Anestésicos: Tipos. Indicaciones y contraindicaciones según el tipo de estudio y las
hormonas a analizar
- Tema 8: Secreción hormonal “in vitro”: incubaciones estáticas de órganos y
células dispersas y cultivos celulares. Medios de incubación.
- Tema 9: Medida de hormonas en sangre y tejidos. Radioinmunoensayo de
hormonas esteroideas y proteicas: Fundamentos teóricos. Marcaje de hormonas y
rendimiento del mismo. Cálculo de la actividad específica. Titulación de
anticuerpos. Curvas patrón y sensibilidad del ensayo. Variaciones intra e
interensayo. Cálculo de los resultados.
-
Duración: 12 horas
-
Fechas de impartición: 11, 12 y 13 de Mayo de 2009
-
Horario: 16.00-20.00 horas
Bibliografía/referencias/enlaces
- Interacting appetite-regulating pathways in the hypothalamic regulation of
body weight. Kalra SP, Dube MG, Pu S, Xu B, Horvath TL, Kalra PS.
Endocrine Reviews 20:68-100 (1999)
- The timing of normal puberty and the age of sexual precocity: variations
around the world, secular trends and changes after migration. Parent AS,
Teilmann G, Juul A, Skakkebaek NE, Toppari J, Bourguignon JP.
Endocrine Reviews 24:668-693 (2003)
- Biological, physiological, pathological and pharmacological aspect of
ghrelin. van der Lely AJ, Tschöp M, Heiman ML, Ghigo E. Endocrine
Reviews 25:426-457 (2004)
- Ghrelin and reproduction: a novel signal linking energy status and fertility.
Barreiro ML, Tena-Sempere M. Molecular and Cellular Endocrinology
226:1-9 (2004)
- Ghrelin in growth and development. Chanoine JP. Hormona research 63:119 (2005)
67
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
- GPR54 and kisspeptin in reproduction. Tena-Sempere M. Hum. Reprod.
Uptake 12:631-639 (2006)
- Role of ghrelin in reproduction. García MC, López M, Álvarez CV,
Casanueva FF, Tena-Sempere M, Diéguez C. Reproduction 133:531-540
(2007)
- New frontiers in kisspeptin/GPR54 physiology as fundamental gatekeepers
of reproductive function. Roa J, Aguilar E, Diéguez C, Pinilla L, TenaSempere M. Frontiers in Neuroendocrinology 29:48-69 (2008)
Distribución de horas presenciales: Ver cuadro adjunto
- Indicar el carácter obligatorio o no de cada actividad presencial
- Clases en el aula: Se valorará la asistencia, sin considerarse obligatoria
- Clases en el laboratorio: Se considera obligatoria la asistencia a, al
menos, un 65% de las actividades
Criterios de evaluación: Ver cuadro adjunto
Advertencias al alumnado:
- Dado que en el curso se manipularán ratas, se desaconseja la
matriculación en el mismo de personas que, por distintas causas (alergias,
miedo, ideología….etc.) no puedan manipular las mismas.
- Dado que del total de 24 horas presenciales, la asistencia a 8 horas de
laboratorio asegura la posibilidad del examen, no se contemplan de inicio
medidas alternativas. Los requerimientos para el examen de Septiembre
serán similares a los de la convocatoria de Junio
- Lugar de impartición: Facultad de Medicina. Campus Menéndez Pidal
- En caso de ausencia de la Dra. Pinilla, ésta será sustituida por el Dr. TenaSempere y viceversa
68
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
69
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
Asignatura: CULTIVOS CELULARES
Total de créditos ECTS: 4
Tipo de asignatura: Elegible.
Profesorado:
Fco. Javier Alcaín Tejada
Socorro García Navarro
Rafael Manuel Vázquez Martínez
Rafael Villalba Montoro*
Objetivos:
Conocer las técnicas de cultivos celulares y adquirir experiencia en la
manipulación de células en cultivo. Se pretende que el alumno adquiera
destreza en el laboratorio de cultivos celulares, particularmente en la
esterilización del material, preparación de medios, manipulación estéril de
líneas celulares y cultivos primarios. Que el alumno aprenda como se
establecen, mantienen y conservan las líneas celulares; como se obtienen los
hibridomas y los anticuerpos monoclonales. Que conozca y aprenda las
técnicas de manipulación celular (transfección y silenciamiento génico) y las
técnicas básicas de ingeniería tisular.
Número de horas de trabajo del alumno:
Nº de Horas en créditos ECTS: ...100.....
Presenciales: 41
• Clases Teóricas: ...12.......
• Clases Prácticas:.27......
• Examen final:……2
No presenciales: 59
Actividades en colaboración con el profesor: ..2........
• Tutorías individualizadas(presenciales / virtuales): 2
• Trabajo colaborativo en espacio virtual
Actividades autónomas del alumnado: 57
• Realización de Actividades Académicas Dirigidas (memorias de
prácticas): 10
• Horas de estudio de teoría: 18
• Estudio y elaboración de datos experimentales 20
• Preparación de Trabajos (memorias) :
• Preparación de Exámenes: 9
Técnicas docentes
Este curso se desarrollará a través de las actividades lectivas, prácticas y de
evaluación, operando ya sea en grupos plenarios, en subgrupos o
individualmente. Para ello se utilizarán el aula de teoría, el laboratorio y el aula
virtual. En estos escenarios, se utilizarán como herramientas educativas:
70
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
a.- Unidades de estudio independiente, es decir, formas de estrategia y
organización del estudio autónomas, propias de cada alumno o grupo de
alumnos, para el tratamiento de un tema encomendado.
b.- La participación en las actividades comunes, como espacio de reflexión,
producción y puesta a prueba colectiva e individual de resultados parciales o
finales de los ejercicios propuestos. Estas actividades incluirán asimismo
prácticas de laboratorio y visitas a Servicios de la Universidad de Córdoba y al
Banco de Tejidos y Unidad de Terapia Celular del Centro de Transfusión
Sanguínea de Córdoba.
c.- Lecturas dirigidas, bajo la forma de documentos propios y artículos
científicos, orientados sobre la base del contenido del curso, proporcionados
por el docente.
d.- Sesiones de tutoría y orientación individual.
e.- Docencia virtual mediante la utilización de recursos on-line y de la
información contenida en un CD con la totalidad de los contenidos del curso
Programa Teórico
1.- El laboratorio de cultivos celulares: Diseño y equipamiento. Diseño del
laboratorio. Cabinas de seguridad microbiológica. Centrífugas. Incubadores.
Superficies de trabajo y suelo. Material de plástico y desechable. Cuidado y
mantenimiento del laboratorio. Requerimientos y medidas de seguridad del
laboratorio de cultivos celulares. Salas blancas, estructura y diseño. Evaluación
del riesgo. Desinfección. Eliminación de residuos.
2. El entorno del cultivo celular. Preparación, conservación y esterilización
del material y reactivos comúnmente utilizado en el cultivo de células animales.
Selección del sistema de cultivo (escala). Sistemas de cultivo alternativos.
Cultivos celulares a gran escala: soluciones. Incubadores y botellas “roller”.
Otros cultivos a escala.
Constituyentes básicos del medio. Sales inorgánicas. Sistemas de tamponado.
Carbohidratos. Vitaminas. Proteínas y péptidos. Ácidos grasos y lípidos.
Oligoelementos. Suero. Normas para el uso del suero. Origen del suero.
3. Características y naturaleza del sustrato. .Factores de adhesión celular
(colágeno, gelatina, fibronectina, laminina) y polímeros. Interacciones células–
substrato:. Medios semisólidos: matrices. Biomateriales en Ingeniería Tisular:
Principios básicos en el diseño de biomateriales y substratos. Biocompatibilidad
y respuesta a biomateriales
4.- Cultivos primarios. Métodos de aislamiento y dispersión de tejidos y
órganos. Separación celular. Cultivo en monocapa y cultivo en suspensión.
Obtención de fibroblastos embrionarios de ratón (MEFs) para el cultivo de
células madre.
5.- Líneas celulares. Subcultivo de las monocapas celulares. Cinética del
crecimiento y mantenimiento de las células en cultivo. Establecimiento y
mantenimiento de líneas celulares. Autentificación de líneas celulares.
Criopreservacion y almacenamiento de líneas celulares.
71
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
6. Contaminaciones de los cultivos celulares. Principales contaminantes de
los cultivos celulares. Origen de los contaminantes biológicos. Control de la
contaminación. Protocolos de actuación ante la contaminación
7. Preparación y uso de hibridomas. Clonación de células por diluciones
seriadas. Clonación de células en medio semisólido
8. Manipulación celular. Transfección de genes en células de mamíferos.
Transfección estable. Protocolos básicos. Marcadores y medios selectivos:
selección de células transfectadas resistentes a antibióticos. Silenciamiento
génico: siRNA basado en vectores. Clonación del siRNA en vectores GenScript
pRNA.
9. Ingeniería tisular. Generalidades: Introducción al estudio de la Ingeniería
tisular. Fundamentos de la terapia basada en células. Normas de buenas
prácticas de fabricación (GMPs). La Ingeniería Tisular en el marco normativo
europeo. La legislación española del medicamento. Ensayos clínicos y
biobancos.
Donación de células y tejidos. Selección de donantes.
Establecimientos de Tejidos (Conservación y criopreservación). Gestión de
riesgos. Normas de seguridad en instalaciones criogénicas.
10. Células madre: concepto y tipos Investigación con células madres.
Aplicaciones de la ingeniería tisular celular de los distintos sistemas orgánicos
(sistema cardiovascular, nervioso, aparato locomotor, génitourinario, digestivo,
piel)
PROGRAMA PRÁCTICO
1. Preparación, conservación y esterilización del material y reactivos
comúnmente utilizado en el cultivo de células animales. Manipulación en
esterilidad. Recuento celular. Viabilidad celular. (4 horas)
2. Cultivo primario: Métodos de aislamiento y dispersión de tejidos y órganos.
Obtención de dispersiones celulares a partir de hipófisis de rata. Separación de
células hipofisarias de rata por centrifugación en gradiente de densidad de
percoll. (6 horas) o Dispersión celular de corazones de embriones de pollo y
cultivo en monocapa de cardiomiocitos (4 horas).
3. Líneas celulares. Cinética del crecimiento y mantenimiento de las células en
cultivo. Subcultivo de las líneas celulares. Congelación y descongelación de las
líneas. (3 horas)
4. Sincronización celular. Estimulación por factores de crecimiento del paso
quiescencia-proliferación: estudio del ciclo celular. (3 horas)
5. Transfección celular. (4 horas)
6. Criopreservación y Bancos de Tejidos: Crioprotectores y curvas de
congelación: (3 horas).
7. Ingeniería tisular: Manejo en salas blancas. Monitorización de condiciones
ambientales. Cultivo sobre matriz para trasplante (4 horas)
72
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
ACTIVIDADES DIRIGIDAS (10 HORAS)
1. Diseño de un laboratorio de cultivos: equipamiento básico, distribución etc.. y
medidas de seguridad del laboratorio de cultivos celulares.
2. Diseño de salas blancas y monitorización de condiciones ambientales para
Ingeniería Tisular del trasplante en humanos.
3. Conocimiento de instalaciones criogénicas. Normas de seguridad
Bibliografía GENERAL
- Adams, R.L.P. Cell Culture for Biochemists. Elsevier. (1990).
- Barnes, D.W., D.A. Sirbasku, G.H. Sato. Cell Culture Methods for Molecular
and Cell Biology. Vol. 1: Methods for Preparation of Media, Supplements, and
Substrata for Serum-Free Animal Culture. Alan R. Liss, Inc. (1984).
- Barnes, D.W.; D.A. Sirbasku y G.H. Sato. Cell Culture Methods for Molecular
and Cell Biology. Vol. 2: Methods for Serum Free Culture of Cells of the
Endocrine System. Alan R. Liss, Inc. (1984).
- Conn, P.M. Methods in Neurosciences. Vol. 2: Cell Culture. Academic Press,
Inc. (1990).
- Freshney, R.I. Culture of Animal Cell: A Manual of Basic Technique. IRL
Press. (1983).
- Freshney, R.I. Animal Cell Culture: A Practical Approach. IRL Press. (1986).
- Jakoby, W.B. y I.H. Pastan. Methods in Enzymology. Vol. LVIII: Cell culture.
Academic Press Inc. (1979).
- Lydersen, B.K. Large Scale Cell Culture Technology. Hanser Publishers,
(1987).
- Pollard, J.W. y J.M. Walker. Methods in Molecular Biology. Vol. 6. Plant Cell
and Tissue Culture. Human Press, (1990)
- Vasil, I.K. Cell Culture and Somatic Cells Genetics of Plants. Vol 3: Plant
Regeneration and Genetic Variability. Academic Press, Inc. (1986).
Criterios de evaluación y seguimiento
Los alumnos realizarán un examen teórico-práctico final. Además, presentarán
una memoria del las actividades realizadas en las sesiones prácticas.
Para la calificación final se contempla la siguiente distribución de puntuación y
método de seguimiento:
• 60% Conocimientos adquiridos: EXAMEN FINAL
• 40%. Memorias de prácticas y actividades relacionadas (espacio
virtual).EVALUACION DEL PROFESOR, SEGUIMIENTO EN TUTORIA
Y/O ESPACIO WEB
Advertencias:
Dado el carácter fundamentalmente práctico del contenido de la asignatura, es
obligatoria la asistencia a las clases teóricas y prácticas y la presentación al
examen final como medida del aprovechamiento y consecución de los
objetivos.
Al inicio del curso, el alumno que no pueda asistir a alguna(s) de las sesiones
presenciales, por los motivos que sean, debe anunciarlo y justificarlo
73
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
debidamente. De esta forma se consensuará previamente con el alumno la
forma de recuperación de las actividades obligatorias.
En casos de enfermedad o imprevistos sin posibilidad de programación previa,
será el profesor(es) responsable(s) quien establecerá el criterio de evaluación,
y la posibilidad de recuperación de las faltas e asistencia.
Distribución ECTS de la Asignatura CULTIVOS CELULARES
(a) 1 ECTS = 25 horas trabajo. (b) Estimación de estudio personal del alumno durante el curso 12 (trimestral) o 36 (anual) semanas: 1,5 horas de estudio por cada hora de teoría y 0,75 horas de
estudio por cada hora de prácticas.
Actividad
Actividad
Docente
Clases en
aula
Clases en
laboratorio
Actividades
dirigidas
Tutorias
Exámenes
Evaluación
Profesor
Alumno
Procedimiento
Peso
en la
nota
final
Teoría
Exposición de
la Teoría.
Apoyo con
audiovisuales
Tomar apuntes,
comprender los
conceptos apoyados
en el material
audiovisual.Participar.
Examen final tipo
test.
60 %
12h
18h
30 h
Prácticas de
laboratorio
Presentación/
Explicación de
métodos y
técnicas.
Entrega de
documentación
y guias para el
desarrollo
experimental
Anotaciones
detalladas en ,
cuaderno de
laboratorio.Realización
de experimentos,
Obtención de
resultados.
Evaluación
continuada de
asistencia,
destreza, actitud,
resolucion de
problemas.
25%
27h
20
47h
Realización y Entrega
de documentos.
Se valorará: la
forma y
contenido de la
presentación, el
razonamiento y
la capacidad de
síntesis.
15%
10h
10h
Teoría y
prácticas
Se trata de Trabajo Colaborativo (todo el
grupo, profesores y alumnos)
Discusión de las materias teórico-práctica
de modo global y otros temas de interés a
alumnos
Resolver cuestiones y participar en la
pagina web de la asignatuta
Es una actividad
no evaluable,
sólo de
comunicación
-
2
2h
Teoría y/o
problemas
Poner, vigilar y
corregir el
examen.
Evaluar el
aprendizaje y
rendimiento del
alumno
2h
9h
11 h
41h
59 h
100h
Materia
Tareas
autónomas.
Memorias de
Prácticas y
Actividades
relacionadas.
Establecimiento
de criterios,
modelos,
formato para la
presentación ,
Orientar,
aclarar dudas
en tutoria.
Preparación y
Realización de
examen
TOTAL CARGA DOCENTE DEL ALUMNO
100%
Horas
presenciales
Horas no
presenciales
Horas
74
ECTS a
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
4. ITINERARIO 3: ANÁLISIS
GENÉTICO EN BIOTECNOLOGÍA
75
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
Asignatura: TRANSFORMACIÓN APLICADA A LA MEJORA
VEGETAL
Total de créditos ECTS: 4
Tipo de asignatura: Elegible.
Profesorado:
Francisco Barro Losada
Juan Gil Ligero
Objetivos:
Proporcionar los conocimientos básicos de ingeniería genética (IG). Aplicación
de la IG a la Mejora de cereales y leguminosas. Conocer los sistemas de
transformación genética de plantas. Cómo desarrollar e implementar un
protocolo de transformación genética.
Programa
Teórico
1. Introducción.
2. Sistemas de transformación
2.1. Agrobacterium
2.2. Transferencia Directa de Genes
2.2.1. Electroporación de tejidos
2.2.2. Transformación de protoplastos
2.2.3. Microinyección/microfibrillas
2.2.4. Bombardeo con micropartículas
3. Vectores para la transferencia de genes
3.1. Promotores
4. Sistemas de selección
4.1. Selección positiva
4.2. Selección negativa
5. Genes marcadores
6. Aplicaciones agrícolas
6.1. Mejora para la resistencia a herbicidas
6.2. Resistencia a enfermedades y plagas
6.3. Mejora de la calidad
Práctico
1.
2.
3.
4.
Aislamiento de explantes y cultivo in vitr.
Práctica transformación mediante bombardeo de partículas.
Cuantificación de la expresión de transgenes.
Análisis estadístico.
76
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
Bibliografía/referencias/enlaces
Aldemita RR, Hodges TK (1996) Agrobacterium tumefaciens-mediated
transformation of japonica and indica rice varieties. Planta 199:612-617
Altpeter F, Baisakh N, Beachy R, Bock R, Capell T, Christou P, Daniell H, Datta
K, Datta S, Dix PJ, Fauquet C, Huang N, Kohli A, Mooibroek H, Nicholson
L, Nguyen TT, Nugent G, Raemakers K, Romano A, Somers DA, Stoger E,
Taylor N, Visser R (2005) Particle bombardment and the genetic
enhancement of crops: myths and realities. Mol Breed 15:305-327
Altpeter F, Vasil V, Srivastava V, Vasil IK (1996) Integration and expression of
the high-molecular-weight glutenin subunit 1Ax1 gene into wheat. Nat
Biotechnol 14:1155-1159
Barro F, Barcelo P, Lazzeri PA, Shewry PR, Martín A, Ballesteros J (2002) Field
evaluation and agronomic performance of transgenic wheat. Theor Appl
Genet 105:980-984
Barro F, Cannell ME, Lazzeri PA, Barcelo P (1998) The influence of auxins on
transformation of wheat and tritordeum and analysis of transgene
integration patterns in transformants. Theor Appl Genet 97:684-695
Barro F, Rooke L, Bekes F, Gras P, Tatham AS, Fido R, Lazzeri PA, Shewry
PR, Barcelo P (1997) Transformation of wheat with high-molecular-weight
subunit genes results in improved functional-properties. Nat Biotechnol
15:1295-1299
Dai SH, Zheng P, Marmey P, Zhang SP, Tian WZ, Chen SY, Beachy RN,
Fauquet C (2001) Comparative analysis of transgenic rice plants obtained
by Agrobacterium-mediated transformation and particle bombardment. Mol
Breed 7:25-33
Travella S, Ross SM, Harden J, Everett C, Snape JW, Harwood WA (2005) A
comparison of transgenic barley lines produced by particle bombardment
and Agrobacterium-mediated techniques. Plant Cell Rep 23:780
Wu H, Sparks C, Amoah B, Jones HD (2003) Factors influencing successful
Agrobacterium-mediated genetic transformation of wheat. Plant Cell Rep
21:659-668
Criterios de evaluación
Se valorará la asistencia y participación en las clases teóricas, la
asistencia y resultados obtenidos en los trabajos prácticos, así como el trabajo
de revisión presentado. Los alumnos que no cumplan con la asistencia a las
actividades obligatorias del Curso no podrán superar la asignatura en la
convocatoria de Junio. Para estos alumnos el examen de septiembre consistirá
en una prueba escrita sobre cuestiones teóricas y prácticas del programa de la
asignatura.
77
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
Distribución ECTS de la Asignatura TRANSFORMACION APLICADA A LA MEJORA VEGETAL
(a) 1 ECTS = 25 horas trabajo. (b) Estimación aproximada de estudio personal del alumno durante el curso 12 (trimestral) o 36 (anual)
semanas: 1,5 horas de estudio por cada hora de teoría y 0,75 horas de estudio por cada hora de prácticas.
(c)Las tutorías se encuentran incluidas en el total de Actividades Académicamente Dirigidas.
Actividad
Actividad
Docente
Materia
Evaluación
Alumno
Procedimiento
Peso
en la
nota
final
Horas
presenciales
Horas no
presenciales
Horas
Profesor
Prestar
atención,
tomar notas,
enterarse,
preguntar si
no se entera
Se valorará
razonamiento y
capacidad de
síntesis
35 %
15 h
25 h
40 h
ECTS a
Clases en
aula
Teoría
Exposición
de la Teoría.
Apoyo con
audiovisuales
Clases en
laboratorio
Prácticas
de
laboratorio
Explicación
de las
prácticas
Anotaciones,
experimentos,
ejercicios,
estadística.
Evaluación
continuada,
ejercicios, actitud
40%
20 h
20 h
40 h
Trabajos
tutorizados.
Seminarios
Distribución
de los
trabajos,
recomendar
bibliografía,
orientar
Recoger
información,
analizarla,
obtener
conclusiones,
redactar y
exponer el
trabajo
Se valorará
bibliografía
utilizada,
contenidos y
presentación
25%
5h
15 h b
20 h
40 h
60 h
100 h
Actividades
dirigidasc
TOTAL CARGA DOCENTE DEL ALUMNO
Asignatura: MECANISMOS DE PATOGENÉSIS Y RESISTENCIA
EN LAS ENFERMEDADES DE LAS PLANTAS
Total de créditos ECTS: 4
Tipo de asignatura: Elegible.
Profesorado:
Antonio Di Pietro
David Turrà
Alejandro Pérez
Sara Fondevilla
Objetivos:
En el curso se dan a conocer a los alumnos los principios básicos que
determinan las enfermedades en plantas. Las clases teóricas y prácticas se
centran tanto en los mecanismos de infección de los patógenos, como en la
respuesta de defensa y en las bases de la resistencia en plantas. Se explica la
aplicación de estos conocimientos a la mejora genética de plantas.
78
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
Programa:
Primera parte (Genética-UCO)
Programa teórico
- Mecanismos de patogénesis
- Señalización y regulacion de los mecanismos de infección
- Comunicación patógeno-planta
Programa práctico
- Inoculación de plantas con cepas de Fusarium oxysporum
- Observación microscópica de F. oxysporum expresando GFP
- Detección de mutantes de F. oxysporum obtenidos por mutación dirigida.
Segunda parte (IAS-CSIC)
Programa teórico
- Señalización y regulación de mecanismos de defensa
- Principios de la mejora genética por resistencia a enfermedades
Programa práctico
- Estudio de macro- y microscópico de mecanismos de resistencia a royas
y oidios en cereales y leguminosas.
- Evaluación de resistencia a hongos necrotrofos en cereales y
leguminosas.
- Estudio de componentes de resistencia a plantas parásitas en
leguminosas
Bibliografía/referencias/enlaces
Di Pietro, A., Madrid, M.P., Caracuel, Z., Delgado-Jarana, J., Roncero, M.I.G.
(2003) Fusarium oxysporum: exploring the molecular arsenal of a vascular wilt
fungus. Mol. Plant Pathol. 4:315-326.
Dita, M.A., N. Rispail, E. Prats, D. Rubiales & K.B. Singh, 2006. Biotechnology
approaches to overcome biotic and abiotic stress constraints in legumes.
Euphytica 147(1-2): 1-24.
Gold, S.E., García-Pedrajas, M.D., Martínez-Espinoza, A.D. (2001) New (and
used) approaches to the study of fungal pathogenicity. Annu. Rev.
Phytopathol. 39: 337-365
Jones, J.D.G., Dangl, J.L. (2006) The plant immune system. Nature 444:323329.
Lengeler, K.B. et al. (2000) Signal transduction cascades regulating fungal
development and virulence. Microbiol. Mol. Biol. Rev. 64:746-785.
Sillero, J.C., S. Fondevilla, J. Davidson, M.C. Vaz Patto, T.D. Warkentin, J.
Thomas & D. Rubiales, 2006. Screening techniques and sources of resistance
to rusts and mildews in grain legumes. Euphytica 147(1-2): 255-272.
79
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
Rispail N., M.A. Dita, C. González-Verdejo, A. Pérez-de-Luque, M.A. Castillejo,
E. Prats, B. Román, J. Jorrín & D. Rubiales, 2007. Plant Resistance to Parasitic
Plants: Current Approaches for an old foe. New Phytologist 173: 703-712.
Distribución de horas presenciales: VER TABLA ADJUNTA
Criterios de evaluación: Evaluación continua (100% presenciales)
En caso de más de 15 alumnos se desdoblará el grupo.
En caso mayor de ausencia, las Dras Mª Angeles Castillejo y Mónica
Fernández-Aparicio sustituirán a los profesores del CSIC.
- En caso de fuerza mayor y por ausencia excepcional y justificada de
algún alumno se compensarían parte de las clases perdidas con un
trabajo de revisión. En caso de no asistencia a ninguna clase se exigirá
un periodo de colaboración práctica en el laboratorio o un trabajo de
revisión, además de la elaboración de un informe y/o la realización de un
examen.
- Los lugares de impartición de las clases teóricas y prácticas serán los
reservados en el Edificio Gregor Mendel (Campus de Rabanales) y en el
IAS-CSIC.
-
fechas
horarios
20/04 ,
de 16:00 a
22/04,
20:00
23/04
27/04-30/04
Lugar clases
Laboratorio de Práctica,
Edificio Gregor Mendel
Rabanales
IAS, CSIC
Profesores
Antonio Di Pietro
X1583221Q
créditos
2
Alejandro Pérez de Luque 1
30805160H
Sara Fondevilla Aparicio 1
44222867P
Distribución ECTS de la Asignatura MECANISMOS DE PATOGENÉSIS Y RESISTENCIA EN LAS ENFERMEDADES DE LAS PLANTAS
(a) 1 ECTS = 25 horas trabajo. (b) Estimación de estudio personal del alumno durante el curso 12 (trimestral) o 36 (anual) semanas: 1,5
horas de estudio por cada hora de teoría y 0,75 horas de estudio por cada hora de prácticas.
(c)Las tutorías se encuentran incluidas en el total de Actividades Académicamente Dirigidas.
Actividad
Actividad
Docente
Materia
Evaluación
Alumno
Procedimiento
Peso
en la
nota
final
Horas
presenciales
Horas no
presenciales
Horas
Profesor
Tomar
apuntes,
copiar el
material
audiovisual
Tipo de
preguntas. Se
valorará
razonamiento y
capacidad de
síntesis
50 %
12 h
30 h b
42
ECTS a
Clases en
aula
Teoría
Exposición
de la Teoría.
Apoyo con
audiovisuales
Clases en
laboratorio
Prácticas
de
laboratorio
Presentación
de normas.
Explicación
de las
prácticas
Cuaderno de
laboratorio,
anotaciones,
experimentos,
ejercicios,
informe, etc.
Evaluación
continuada,
cuaderno,
ejercicios,
informes, actitud
50%
20 h
26 h
46
Tutorias
Teoría y
prácticas
Discusión de
las materias
teórico-
Preparar
cuestiones y
participar en
Es una actividad
no evaluable
-
8
4
12
80
Con formato: Numeración y
viñetas
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
práctica de
modo global
y otros temas
de interés a
alumnos
Curso 2009-2010
la pagina
web de la
asignatuta
TOTAL CARGA DOCENTE DEL ALUMNO
40 h
60 h
100
Asignatura: RECURSOS FITOGENÉTICOS Y EVOLUCIÓN DE
PLANTAS CULTIVADAS
Total de créditos ECTS: 4
Tipo de asignatura: Elegible.
Profesorado:
Luís Miguel Martín Martín
Juan Bautista Álvarez Cabello
Objetivos:
Comprender cómo se han generado los recursos genéticos a partir de la
evolución que han tenido las plantas cultivadas, y las repercusiones
económicas y sociales de todo el proceso.
Metodología:
NÚMERO DE HORAS DE TRABAJO DEL ALUMNO:
Nº de Horas/ Créditos ECTS: ........100,0 horas/ 4.0 ECTS
Clases Teóricas: ......... 20.0 h
Clases Prácticas: ..........8.0 h
Actividades en colaboración con el profesor:
Exposiciones y Seminarios…8.0 h
Tutorías especializadas colectivas (presenciales o virtuales): 4.0 h
Actividades autónomas del alumnado:
Horas de estudio y preparación de trabajos… 50.0 h
Tutorías especializadas individuales (presenciales o virtuales). 4.0 h
Realización de Exámenes:… 4.0 h
PROGRAMA:
Tema 1. Sociedades preagrícolas.
Tema 2. El origen de la Agricultura.
Tema 3. Genética de poblaciones vegetales.
Tema 4. El concepto de planta cultivada.
Tema 5. El concepto de mala hierba.
Tema 6. La taxonomía de las plantas cultivadas.
Tema 7. La dinámica de la domesticación.
Tema 8. La variación en el espacio y en el tiempo.
Tema 9. El Centro del Oriente Medio.
Tema 10. El Centro Africano.
Tema 11. El Centro Chino.
Tema 12. El Centro del Sur de Asia y Oceanía.
81
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
Tema 13. Los Centros Americanos.
Tema 14. La domesticación en la actualidad.
Tema 15. Evolución de plantas cultivadas y recursos genéticos.
Bibliografía general:
Cubero, J.I. 2002. Introducción a la Mejora Genética Vegetal. Mundi-Prensa. 2ª
edición.
Harlan, J. R. 1992. Crop and Man. American Society of Agronomy, Inc. Crop
Science Society of America. Inc Madison. Winscosin. USA.
Con cada tema se entregará un guión detallado y una relación bibliográfica
específica.
TÉCNICAS DOCENTES:
Sesiones académicas
teóricas
X
Sesiones académicas
prácticas
X
Exposición y debate:
X
Visitas y excursiones:
Tutorías especializadas:
X
Otros (especificar):
Conferencias de profesionales de la
Mejora de Plantas.
Asignatura: MANIPULACIÓN CROMOSÓMICA EN PLANTAS
Total de créditos ECTS: 4
Tipo de asignatura: Elegible.
Profesorado:
Adoración Cabrera Caballero, Dpto. Genética, UCO
Antonio Martín Muñoz, IAS, CSIC
Pilar Prieto Aranda, IAS, CSIC
Programa de la asignatura
1. Introducción
1.1. La paradoja del valor C.
1.2. Estructura del cromosoma eucarióntico. Sub y microscópica.
1.3. El cromosoma en mitosis y meiosis.
1.4. Bloques cromosómicos
1.5. Evolución genómica. NOR en algodón. El impulso molecular.
1.6. Importancia de la poliploidía en la Naturaleza y en la Mejora Genética
Vegetal.
2. Cambios numéricos y estructurales.
Poliploidía y aneuploidía
2.1. Cambios numéricos. Nomenclatura, producción e identificación,
comportamiento meiótico, fertilidad y uso.
2.1.1. Diploide.Euploide
2.1.2. Aneuploides
2.1.3. Poliploides
2.1.3.1. Autoploides
82
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
2.1.3.2. Aloploides.
2.1.4. Haploides.
2.2. Cambios estructurales. Efectos genéticos.
2.2.1. Inversiones. Para y pericéntricas
2.2.2. Traslocaciones
3. Híbridos interespecíficos y anfiploides.
3.1. Ideas generales
3.2. Relaciones evolutivas en las gramíneas
3.2.1. Homología y homeología
3.2.2. Control de apareamiento homeólogo
3.2.2.1.Caracterización de mutantes de apareamiento (mutantes Ph)
3.2.2.2.Aplicación en mejora genética vegetal como herramienta
para la transferencia de genes de interés entre especies relacionada
3.2.3. Manipulación cromosómica.
3.2.3.1. Heterosis y nuevas especies en las gramíneas
3.2.3.2. Triticale y tritórdeo
3.4. Androesterilidad e híbridos interespecíficos.
3.4.1. Utilización del híbrido- anfiploide para la obtención de líneas
aloplásmicas.
3.4.2. Uso de la hibridación somática para la manipulación de los
genomas citoplásmicos.
Tema 4. Hibridación In situ en plantas: Métodos
4.1. Hibridación in situ Fluorescente (FISH)
4.1.1. Sondas de ADN. Aislamiento, tipos y preparación de sondas.
4.1.1.1. ADN genómico
4.1.1.2. Secuencias de ADN repetido de función conocida
Secuencias teloméricas
Secuencias centroméricas
Secuencias de genes ribosómicos (NORs)
4.1.1.3. Secuencias de ADN repetido de función desconocida
4.1.1.4. BACs y YACs
4.1.1.5. Sondas obtenidas por microdisección
4.1.1.6. Sondas obtenidas por citometría de flujo
4.1.2. Marcaje de sondas. Métodos de marcaje.
4.1.3. Preparaciones cromosómicas: mitóticas y meióticas.
4.1.4. Hibridación in situ DNA:DNA
4.1.5. Detección de la hibridación. Análisis de señales fluorescentes.
4.2. PRINS
4.3. FISH Multicolor
4.4. Fibra de cromatina extendida
4.5. Q-FISH: Análisis de telómeros
Tema 5. Hibridación In situ en plantas: Aplicaciones
5.1. Identificación genómica
5.2. Identificación cromosómica.
5.3. Estudio de la composición genómica de híbridos interespecíficos y
especies aloploides.
5.4. Estudio del apareamiento cromosómico meiótico
5.5. Análisis de cambios evolutivos cromosómicos: numéricos y estructurales
83
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
5.6. Detección de introgresiones.
5.7. Estudio de la arquitectura molecular de los cromosomas
5.8. Organización cromosómica y función de la cromatina. Compartimentación
nuclear. Dominios cromosómicos
5.9. Mapeo físico mediante FISH. Secuencias repetidas y de copia única.
5.10. Estudios de homeología
5.11. Localización de transgenes
5.12. Estudios de expresión génica. Hibridación in situ con sondas de ARN.
Marcaje y localización de proteínas. Uso de la microscopía confocal para
experimentos de expresión in vivo (FLIP y FRAP).
Tema 6. Utilización de los cambios cromosómicos númericos y
estructurales en la localización y mapeo de genes
6.1. Utilización de aneuploides:
6.1.1. Trisómicos, monosómicos y nulisómicos
6.2. Líneas de adición, sustitución y líneas ditelosómicas
6.3. Mapeo físico mediante líneas de translocación y deleción.
6.4. Correlación entre distancias genéticas y físicas
PRÁCTICAS
1.
2.
3.
4.
5.
Visualización de cromosomas mitóticos
Visualización de cromosomas meióticos
Cruzamientos
Rescate de embriones inmaduros
Visualización de preparaciones hibridadas con sondas fluorescentes.
Asignatura: EPIGENÉTICA
Total de créditos ECTS: 4
Tipo de asignatura: Elegible.
Profesorado:
Rafael Rodríguez Ariza
María Teresa Roldán Arjona
María Teresa Morales Ruiz
Dolores Córdoba Cañero
Objetivos:
-
-
Entender el concepto de epigenética y su campo de estudio
Conocer los principales tipos de marcas epigenéticas y los mecanismos
moleculares responsables de su establecimiento, mantenimiento y
modificación.
Familiarizarse con los métodos experimentales empleados para analizar
modificaciones epigenéticas
Entender el papel que desempeñan los procesos epigenéticos en
distintos aspectos de los ciclos vitales de los organismos.
Programa:
84
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
Programa de clases teóricas:
1. Introducción a la Epigenética
Genética y epigenética. Definición de epigenética. Fenómenos
epigenéticos. La cromatina. Tipos de marcas epigenéticas.
PARTE 1. MECANISMOS MOLECULARES
2. Cromatina: estructura y función
La estructura básica de la cromatina: el nucleosoma. La fibra de 30
nm. Estructura de la cromatina y actividad génica. Cambios en el
empaquetamiento del ADN durante el ciclo celular
3. Metilación de ADN
Metiltransferasas. Patrones de metilación en animales y plantas.
Funciones biológicas de la metilación. Metilación y silenciamiento
génico transcripcional. Efectos de la metilación sobre los genomas
4. Modificaciones en la estructura y composición de la cromatina
Modificaciones covalentes de las histonas: el código de histonas.
Incorporación de variantes histónicas. Remodelado de la cromatina.
5. El papel de del ARN en el control de las modificaciones
epigenéticas
La interferencia mediada por ARN (RNAi) y silenciamiento a nivel
postranscripcional. El papel del RNAi en la formación de
heterocromatina. Metilación de ADN dirigida por ARN.
PARTE 2. PROCESOS EPIGENÉTICOS
6. Silenciamiento de transposones, genes y cromosomas
Silenciamiento de elementos transponibles. Impronta parental.
Inactivación del cromosoma X.
7. Cambios epigenéticos durante el ciclo vital de animales y
plantas
Estabilidad y flexibilidad de la regulación epigenética durante el
desarrollo en mamíferos. Reprogramación epigenética.
8. Epigenética y enfermedades humanas
Enfermedades causadas por defectos en impronta. Enfermedades
causadas por defectos en la maquinaria epigenética. Cáncer y
epigenética. Medio ambiente y epigenética.
Programa de clases prácticas:
Práctica 1. Análisis del estado de metilación de una secuencia de ADN
mediante tratamiento con McrBC.
Práctica 2. Análisis del estado de metilación de una secuencia de ADN
mediante inmunoprecipitación de ADN metilado (MeDIP).
Práctica 3. Utilización de ADN glicosilasas para detectar la presencia
de 5-metilcitosina en el ADN
Bibliografía:
85
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
Allis, C. D., Jenuwein, T., and Reinberg, D. (2007). Epigenetics (Cold Spring
Harbor, N.Y., Cold Spring Harbor Laboratory Press).
Turner, B. M. (2001). Chromatin and gene regulation: mechanisms in
epigenetics (Oxford ; Malden, MA, Blackwell Science).
Schones, D. E., and Zhao, K. (2008). Genome-wide approaches to studying
chromatin modifications. Nat Rev Genet 9, 179-191.
Reik, W. (2007). Stability and flexibility of epigenetic gene regulation in
mammalian development. Nature 447, 425-432.
Kouzarides, T. (2007). Chromatin modifications and their function. Cell 128,
693-705.
Jiang, Y. H., Bressler, J., and Beaudet, A. L. (2004). Epigenetics and human
disease. Annu Rev Genomics Hum Genet 5, 479-510.
Jones, P. A., and Baylin, S. B. (2007). The epigenomics of cancer. Cell 128,
683-692.
Distribución de horas presenciales y no presenciales:
Ver cuadro adjunto
Todas las actividades presenciales son obligatorias. Será requisito
indispensable la asistencia a un mínimo de un 80 % de las clases teóricas y
prácticas.
Criterios de evaluación:
Ver en al cuadro adjunto el peso que se da a cada una de las actividades
presenciales y no presenciales para la calificación final.
Advertencias al alumno:
- En caso de que, por causas de fuerza mayor y por ausencia excepcional y
debidamente justificada, algún alumno no cumpla con la asistencia a las
actividades obligatorias del curso, se dará la opción de recuperar el 80% de
las actividades/clases perdidas en horario y lugar previamente acordado con
los profesores de la asignatura.
- En caso de no superar la asignatura en la convocatoria de junio se exigirá la
repetición de las memorias correspondientes a todas las actividades prácticas
y su entrega en septiembre para repetir la evaluación.
86
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
Otras consideraciones:
1. En caso de ausencia forzada de alguno de los tres profesores, será
sustituido por alguno de los dos restantes.
2. Si el número de alumnos es superior a 20, se establecerán dos grupos para
la realización de las clases prácticas.
3. Los lugares de impartición de las clases teóricas y prácticas serán los
reservados en el campus de Rabanales, oportunamente anunciados en la
página web de posgrado (http://www.uco.es/estudios/postgrado/).
Distribución de horas presenciales y no presenciales. Criterios de
evaluación:
Distribución ECTS de la Asignatura EPIGENÉTICA
(a) 1 ECTS = 25 horas trabajo. (b) Estimación de estudio personal del alumno durante el curso 12 (trimestral) o 36 (anual) semanas: 1,5
horas de estudio por cada hora de teoría y 0,75 horas de estudio por cada hora de prácticas.
Actividad
Actividad
Docente
Clases en
aula
Alumno
Procedimiento
Peso
en la
nota
final
Horas
presenciales
Horas no
presencialesb
Horas
Profesor
Teoría
Exposición de
la Teoría con
apoyo de
medios
audiovisuales
Planteamiento
de cuestiones.
Toma de
apuntes,
planteamiento
de
cuestiones;
respuesta a
cuestiones
planteadas
por el
profesor
Tipo de
cuestiones
planteadas por
el alumno.
Respuesta a
cuestiones
planteadas por
el profesor. Se
valorará
razonamiento y
capacidad de
síntesis
20 %
8h
12 h
20 h
Prácticas
de
laboratorio
Presentación
de normas.
Explicación de
las prácticas
Realización
de
experimentos,
recogida de
datos,
Evaluación
continuada,
cuaderno de
datos
experimentales,
actitud
20%
24 h
18 h
42 h
Análisis
de
resultados
Explicación de
métodos para
el análisis de
datos
experimentales
Análisis de
resultados;
extracción de
conclusiones;
elaboración
de una
memoria para
cada práctica
Evaluación
continuada;
memoria de
prácticas. Se
valorará
razonamiento y
capacidad de
análisis
60 %
6
30
36 h
Teoría y
prácticas
Orienta y
resuelve
dudas
Preparar
cuestiones y
solicitar
orientación
personalizada
Es una actividad
no evaluable
-
2h
0h
2h
100 %
40 h
60 h
100 h
Materia
Clases en
laboratorio
Tutorías
Evaluación
TOTAL CARGA DOCENTE DEL ALUMNO
ECTS a
87
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
Asignatura: GENÉTICA DEL COMPORTAMIENTO
Total de créditos ECTS: 4
Tipo de asignatura: Elegible.
Profesorado:
Encarna Alejandre Durán (2 créditos)
Manuel Ruiz Rubio (2 créditos).
Objetivos:
Dar a conocer a los alumnos los principios básicos de la función de los genes
en el comportamiento. Profundizar en las bases moleculares de las
enfermedades del comportamiento y aplicar dichos conocimientos para
entender el comportamiento humano.
Programa Teórico:
Introducción a la genética del comportamiento.
Enfermedades humanas que afectan al comportamiento:
Genética del autismo
Genética del trastorno de hiperactividad (TDAH)
Genética del síndrome X-frágil
Variación alélica en las poblaciones humanas y su relación con el
comportamiento:
Polimorfismo en el gen MAOA y su relación con el maltrato.
Sistemas modelos para el estudio del comportamiento:
Base molecular del comportamiento social en Caenorhabditis elegans
El comportamiento y su relación con los genes, el ambiente y
epigenética
Bases moleculares del comportamiento emocional.
Seminarios:
ANOREXIA
ALZHEIMER
ESQUIZOFRENIA
SINDROME DE RETT
DEPRESION
TRASTORNO BIPOLAR
ADICCION AL TABACO
ALCOHOLISMO
Síndrome de ANGELMAN y PRADER-WILI
(Levinson 2006; Haile, Kosten et al. 2007; Hunt 2007; Kas, Fernandes et al.
2007; Levitt and Manson 2007; Schnoll, Johnson et al. 2007; Tsankova,
Renthal et al. 2007; Voracek and Loibl 2007; Mineur and Picciotto 2008; Moy
and Nadler 2008)
88
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
Programa Práctico:
- Extracción de ADN a partir de muestras de sangre y estudio de polimorfismo
en los genes DRD4 (receptor de la dopamina) y 5HTT (transportador de la
serotonina) en humanos.
- Observación y análisis del comportamiento social de C. elegans.
Bibliografía:
Libros
Reilly P R (2004) Is it in your genes? Cold Spring Harbor Laboratoty Press.
New York
Novo Villaverde F J (2007) Genética Humana. Perrazo Prentice Hall.
Khoury M J, Little J, Burke W (2004) Human Genome Epidemiology. Oxfor
University Press
Jimenez Escrig A (2003) Manual de Neurogenética. Díaz de Santos, Madrid
Plomin R., DeFries J.C., McClearn G.E. y McGuffin P (2000) Behavioral
Genetics. Worth Publishers, New York
Faraone S.V., Tsuang M.T. y Tsuang D. W. (1999) Genetics of mental
disorders. Guilford Press, New York
Revisiones
Haile, C. N., T. R. Kosten, et al. (2007). "Genetics of dopamine and its
contribution to cocaine addiction." Behav Genet 37(1): 119-45.
Hunt, G. J. (2007). "Flight and fight: a comparative view of the neurophysiology
and genetics of honey bee defensive behavior." J Insect Physiol 53(5):
399-410.
Kas, M. J., C. Fernandes, et al. (2007). "Genetics of behavioural domains
across the neuropsychiatric spectrum; of mice and men." Mol Psychiatry
12(4): 324-30.
Levinson, D. F. (2006). "The genetics of depression: a review." Biol Psychiatry
60(2): 84-92.
Levitt, M. and N. Manson (2007). "My genes made me do it? The implications of
behavioural genetics for responsibility and blame." Health Care Anal
15(1): 33-40.
Mineur, Y. S. and M. R. Picciotto (2008). "Genetics of nicotinic acetylcholine
receptors: Relevance to nicotine addiction." Biochem Pharmacol 75(1):
323-33.
Moy, S. S. and J. J. Nadler (2008). "Advances in behavioral genetics: mouse
models of autism." Mol Psychiatry 13(1): 4-26.
Schnoll, R. A., T. A. Johnson, et al. (2007). "Genetics and smoking behavior."
Curr Psychiatry Rep 9(5): 349-57.
Tsankova, N., W. Renthal, et al. (2007). "Epigenetic regulation in psychiatric
disorders." Nat Rev Neurosci 8(5): 355-67.
Voracek, M. and L. M. Loibl (2007). "Genetics of suicide: a systematic review of
twin studies." Wien Klin Wochenschr 119(15-16): 463-75.
89
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
Enlaces
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/projects/gensat/
http://neuroscienceupdate.cumc.columbia.edu/index.html
http://www.bbc.co.uk/radio4/reith2003/lecturer.shtml
http://www.sciammind.com/
Distribución de horas presenciales:
VER CUADRO ADJUNTO
Todas las actividades son obligatorias.
Criterios de evaluación
Asistencia 30%
Exposición del trabajo 30%
Resolución de cuestiones individualmente 30%
Participación 10%
Advertencias al alumno
EN CASO DE NO ASISTENCIA JUSTIFICADA, EL ALUMNO TENDRÍA QUE
REALIZAR LOS CUESTIONARIOS DE EVALUACIÓN DEL CURSO, YA SEA
EN LA CONVOCATORIA DE JUNIO COMO EN LA DE SEPTIEMBRE.
Otras consideraciones:
- En caso de fuerza mayor cualquiera de los profesores se sustituirían
mutuamente.
- El curso se impartirá en el edificio C-5
90
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
Distribución ECTS de la Asignatura: GENÉTICA DEL COMPORTAMIENTO
(a) 1 ECTS = 25 horas trabajo. (b) Estimación de estudio personal del alumno durante el curso 12 (trimestral) o 36 (anual) semanas: 1,5 horas de estudio por cada hora de teoría
y 0,75 horas de estudio por cada hora de prácticas.
(c)Las tutorías se encuentran incluidas en el total de Actividades Académicamente Dirigidas.
Actividad
Actividad
Docente
Materia
Teoría
Profesor
Alumno
Procedimiento
Exposición
de la Teoría.
Apoyo con
audiovisuales
Tomar
apuntes,
copiar el
material
audiovisual
Tipo de
preguntas. Se
valorará
razonamiento y
capacidad de
síntesis
Clases en
aula
Práctica en
laboratorio
Actividades
dirigidasc
Tutorias
Exámenes
Evaluación
Peso
en la
nota
final
Horas
presenciales
Horas no
presenciales
Horas
12 h
18 h
30 h
8h
12 h
20 h
ECTS a
Ejercicios y
problemas
Respuestas y
soluciones
Apuntes.
Formulación
de preguntas
y dudas
Problemas
numéricos. Se
valorarán
razonamientos,
unidades y
convenios,
resultados,
lenguaje, etc.
Prácticas
de
laboratorio
Presentación
de normas.
Explicación
de las
prácticas
Cuaderno de
laboratorio,
anotaciones,
experimentos,
ejercicios,
informe, etc.
Evaluación
continuada,
cuaderno,
ejercicios,
informes, actitud
20 %
10 h
7 h
17 h
Seminarios.
Distribución
de los
trabajos,
recomendar
bibliografía,
orientar
Exposición
del seminario
en el aula
Se valorará
contenido,
exposición,
presentación, y
preparación,
etc..
21 %
3h
15 h
18 h
Teoría y
prácticas
Discusión de
las materias
teóricopráctica de
modo global
y otros temas
de interés a
alumnos
Preparar
cuestiones y
participar en
la pagina
web de la
asignatuta
Es una actividad
no evaluable
-
1h
1h
2h
Teoría y/o
problemas
Poner, vigilar
y corregir el
examen.
Calificar
globalmente
al alumno
Preparación
de examen
(25 horas)
Realización
de examen
(2 horas)
3h
10 h
13 h
37 h
63 h
100 h
TOTAL CARGA DOCENTE DEL ALUMNO
59 %
85 %
91
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
Asignatura: MARCADORES MOLECULARES Y SU USO EN
MEJORA GENÉTICA
Total de créditos ECTS: 4
Tipo de asignatura: Elegible.
Profesorado:
Luis Morera Sanz
Juan José Garrido Pavón
Manuel Barbancho Medina
Teresa Millán Valenzuela
Objetivos:
Formación de los alumnos en aspectos teóricos y prácticos relacionados
con los marcadores moleculares y sus aplicaciones en la mejora genética
animal y vegetal.
Programa:
BLOQUE DE GENÉTICA ANIMAL
¾
Contenidos teóricos:
- 1. Conceptos y técnicas básicas relacionadas con la detección de
microsatélites. Métodos de identificación de microsatélites:
Identificación a partir del estudio de genotecas.
- 2. Aplicaciones de los microsatélites: Mapas genéticos. Localización de QTLs.
Pruebas de paternidad. Análisis de variabilidad genética en las
poblaciones.
- 3. Otros marcadores.
ƒ SNPs. Concepto y distribución en el genoma. Técnicas de
detección. Detección por electroforesis: SSCP. Aplicaciones
en genética animal.
ƒ RAPDs. Concepto, variación en poblaciones animales y
técnica de detección. Aplicaciones en genética animal.
Prácticos:
ƒ 1. Identificación de microsatélites en muestras biológicas.
ƒ 2. Detección de SNPs por electroforesis: polimorfismo SSCP.
ƒ 3. Detección de SNPs por PCR-RFLP.
BLOQUE DE GENÉTICA VEGETAL
¾
Contenidos teóricos:
1. Marcadores moleculares en la selección del material vegetal de partida de
un programa de Mejora.
2. Introducción al análisis de ligamiento y elaboración de mapas genéticos.
3. Fundamentos teóricos sobre la detección de QTL (Quantitative Trait Loci),
concepto de “selección asistida por marcadores” (MAS).
4. Desarrollo de marcadores diagnóstico. Estrategia de genes candidatos
92
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
5. Uso de marcadores moleculares en la identificación varietal.
Prácticos:
1. - Extracción rápida de ADN en material vegetal.
2. - Análisis de marcadores RAPDs (Random Amplified Polymorphic DNA), STS
(Sequence Tagged Sites) y AFLPs (Amplified Fragment Length Polymorphisms).
3. - Interpretación y elaboración de bases de datos a partir de lectura de geles y
análisis de fragmentos con electroforesis capilar.
4. Análisis de ligamiento y elaboración de mapas genéticos (programas Joinmap y
Mapmaker)
5. Análisis de QTL (Quantitative Trait Loci)
- Bibliografía/referencias/enlaces
BLOQUE DE GENÉTICA ANIMAL
DeNise S et al., Power of exclusion for parentage verification and probability of
match for identity in American kennel club breeds using 17 canine microsatellite
markers. Animal Genetics, 2004, 35: 14 – 17.
Forman et al., Characterization of the COMMD1 mutation causing copper
toxicosis in Bedlington terrier. Animal Genetics, 2005, 36: 497 - 501
Morera L et al., A polymorphic microsatellite located on pig chromosome band
12p11-2/3p13, within the 3’UTR of the ITGB3 gene. Animal Genetics 2002, 33:
239-240.
Morera L et al., Genetic variation detected by microsatellites in five Spanish dog
breeds. Journal of Heredity 1999, 90(6): 654-666.
Pompanon F et al., Genotyping errors: causes, consequences and solutions.
Nature Reviews: Genetics, 2005, 6: 847 – 859.
Ruane J y Zimmerman M., Biotecnología agrícola para países en desarrollo.
Resultados de un foro electrónico. Organización de las Naciones Unidas para
la Agricultura y la Alimentación (FAO). Roma, 2003.
Yuzbasiyan-Gurkan V et al., Linkage of a microsatellite marker to the canine
copper toxicosis locus for Bedlington terriers. American Journal of Veterinary
Research 1997, 58: 23-27.
BLOQUE DE GENÉTICA VEGETAL
Agarwal M., Shrivastava N, Padh H. (2008) Advances in marker technique and
their applications in plant sciences. Plant Cell Rep 27: 617-631.
Collard BCY, MZZ Jahufer, JB Brouwer, ECK Pang (2005). An introduction to
markers, quantitative trait loci (QTL) mapping and marker-assisted selection for
crop improvement: The basic concepts Euphytica 142: 169–196
93
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
Gale, K.R. (2005). Diagnostic DNA markers for quality traits in wheat. Journal of
Cereal Science 41, 181-192.
Guimaraes E., Ruane J, Scherf BD, Sonnino A, Dargie JD. (2007). MarkerAssisted selection. Current status and future perspectives in crops, livestock,
forestry and fish. Guimaraes E., Ruane J, Scherf BD, Sonnino A, Dargie JD
(Eds). FAO, Rome.
Martín A. (2002). Los Marcadores genéticos en Mejora Vegetal. En: Genómica
y Mejora Vegetal. Nuez F, Carrillo JM, Lozano R (Eds) Mundi –Prensa
Nuez F y Carrillo JM. (2000). Los Marcadores Genéticos en la Mejora Vegetal.
Nuez F y Carrillo JM (Eds) Univ Politécnica de Valencia.
Criterios de evaluación.
Se valorará la asistencia y participación en las clases teóricas, la asistencia y
resultados obtenidos en los trabajos prácticos, así como el trabajo de revisión
presentado. Los alumnos que no cumplan con la asistencia a las actividades
obligatorias del curso no podrán superar la asignatura en la convocatoria de
Junio. Para estos alumnos el examen de septiembre consistirá en una prueba
escrita sobre cuestiones teóricas y prácticas del programa de la asignatura.
Distribución ECTS de la Asignatura MARCADORES MOLECULARES Y SU USO EN MEJORA GENÉTICA
(a) 1 ECTS = 25 horas trabajo. (b) Estimación aproximada de estudio personal del alumno durante el curso 12 (trimestral) o 36 (anual)
semanas: 1,5 horas de estudio por cada hora de teoría y 0,75 horas de estudio por cada hora de prácticas.
(c)Las tutorías se encuentran incluidas en el total de Actividades Académicamente Dirigidas.
Actividad
Actividad
Docente
Materia
Evaluación
Alumno
Procedimiento
Peso
en la
nota
final
Horas
presenciales
Horas no
presenciales
Horas
Profesor
Prestar
atención,
intentar
enterarse,
preguntar si
no se entera
Tipo de
preguntas. Se
valorará
razonamiento y
capacidad de
síntesis
35 %
10 h
28 h b
38 h
ECTS a
Clases en
aula
Teoría
Exposición
de la Teoría.
Apoyo con
audiovisuales
Clases en
laboratorio
Prácticas
de
laboratorio
Explicación
de las
prácticas
Anotaciones,
experimentos,
ejercicios,
informe, etc.
Evaluación
continuada,
ejercicios,
informes, actitud
40%
18 h
24 h
42 h
Trabajos
tutorizados.
Distribución
de los
trabajos,
recomendar
bibliografía,
orientar
Recoger
información,
analizarla,
obtener
conclusiones
y redactar el
trabajo
Se valorará
bibliografía
utilizada,
contenidos y
presentación
25%
4h
16 h
20 h
32 h
68 h
100h
Actividades
dirigidasc
TOTAL CARGA DOCENTE DEL ALUMNO
94
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
Asignatura: ANÁLISIS E INTERPRETACIÓN DE GENOMAS
Total de créditos ECTS: 4 (100)
Tipo de asignatura: Optativa.
Profesores: Concha de la Hera
Mª Carmen Ruiz Roldán
Objetivos:
Aprendizaje teórico y práctico de la estructura y organización de los
genomas eucarióticos, a la luz de los resultados de los Proyectos Genoma y las
informaciones que se derivan de la Genómica Comparativa. Se pretende
acercar al alumno al manejo de bases de datos, al planteamiento experimental
de problemas concretos y al análisis, discusión y presentación de los
resultados.
Programa de clases teóricas:
1. La Organización y Estructura de los Genomios.
2. De los Mapas Genéticos a los Proyectos Genoma
3. Disección, interpretación e impacto de la información obtenida tras la
secuenciación de genomios
4. Genómica comparativa: Conservación de secuencias. Expansión de familias
génicas. Sintenia.
Programa de clases prácticas:
1. Análisis de secuencias repetidas en Fusarium
1.1. Identificación “in silico” de secuencias repetidas en el genomio de
especies del género Fusarium: análisis de familias de transposones.
1.2. Comparación de la inestabilidad genómica entre estirpes silvestres
y mutantes de Fusarium oxysporum mediante un ensayo fenotípico que detecta
el movimiento de los transposones.
2. Análisis de familias génicas en Fusarium
1.1. Identificación “in sílico” de familias génicas en distintas especies del
género Fusarium.
1.2. Detección de la variabilidad existente en una familia génica entre
distintas formae speciales de F.oxysporum, mediante análisis por PCR.
1.2. Determinación del patrón de expresión de los miembros de una de
las familias génicas mediante análisis transcripcional.
Bibliografía:
Libros:
1. Watson, JD; Caudy AA; Myers, RM y Witkowski JA. (2007) Recombinant
DNA: Genes and Genomes, a short course. W.H. Freeman and
Company. Cold Spring Harbor Laboratory Press.
95
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
2. Primrose SB y Twyman RM (2006) Principles of Gene Manipulation and
Genomics. Blackwell Publishing.
3. Brown TA (2002) Genomes. Biocientific Publishers Ltd.
Revisiones y Artículos Científicos:
1. Scannell DR, Butler G and Wolfe KH (2007) Yeast genome evolution-the
origin of the species. Yeast 24:929-942
2. Tirosh I, Bilu Y and Barkai N (2007) Comparative biology: beyond
sequence analysis. Current Opinion in Biotechnology 18: 371-377
Enlaces:
http://www.broad.mit.edu/annotation/genome/fusarium_group/MultiHo
me.html
Distribución de horas presenciales y no presenciales:
Todas las actividades presenciales son obligatorias. Será requisito
indispensable la asistencia a un mínimo de un 80 % de las clases teóricas y
prácticas.
Criterios de evaluación:
Ver en al cuadro adjunto el peso que se da a cada una de las actividades
presenciales y no presenciales para la calificación final.
96
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
ANEXO I:
Distribución ECTS de la Asignatura
ANÁLISIS E INTERPRETACIÓN DE GENOMAS
(a) 1 ECTS = 25 horas trabajo. (b) Estimación de estudio personal del alumno durante el curso 12 (trimestral) o 36 (anual) semanas: 1,5 horas de estudio por
cada hora de teoría y 0,75 horas de estudio por cada hora de prácticas.
Actividad
Actividad
Docente
Clases en
aula
Alumno
Procedimiento
Peso
en la
nota
final
Horas
presenciales
Horas no
presenciales
Horas ECTS
Profesor
Teoría
Exposición de la
Teoría. Apoyo
con audiovisuales
Tomar apuntes,
comprender los
conceptos
apoyados en el
material
audiovisual.
Participar.
Examen al finalizar
el curso
50 %
10h
15h
25 h
Prácticas de
laboratorio
Presentación/
Explicación de
métodos y
técnicas. Entrega
de
documentación y
guías para el
desarrollo
experimental
Anotaciones
detalladas en
cuaderno de
laboratorio.
Realización de
experimentos,
Obtención de
resultados.
Evaluación
continuada de
asistencia, destreza,
actitud, resolución
de problemas.
30%
20
15h
35h
Presentación/
Explicación de
métodos y
técnicas.
Realización de
actividades y
análisis de
resultados.
Evaluación
continuada de
asistencia, destreza,
actitud, resolución
de problemas
20%
10
15h
25h
Es una actividad no
evaluable, sólo de
comunicación
-
5h
(individuales
en despacho)
5h
2h
8h
10 h
42h
58 h
100h
Materia
Clases en
laboratorio
Análisis y
comparación
de secuencias
en bases de
datos.
Tutorías
Exámenes
Evaluación
Teoría y
prácticas
Teoría y/o
problemas
Se trata de Trabajo Colaborativo
(todo el grupo, profesores y alumnos)
Discusión de las materias teóricoprácticas de modo global y otros
temas de interés a alumnos
Poner, vigilar y
corregir el
examen. Evaluar
el aprendizaje y
rendimiento del
alumno
Preparación y
Realización de
examen
TOTAL CARGA DOCENTE DEL ALUMNO
100%
97
a
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
Asignatura: FILOGENIAS Y ANÁLISIS DE DATOS GENÉTICOS
Total de créditos ECTS: 4
Tipo de asignatura: Elegible.
Profesorado:
Mª Ángeles Alonso Moraga
Andrés Muñoz Serrano
OBJETIVOS:
Conocer la estructura filogenética de los grandes taxos. Conocer qué datos
genéticos se utilizan para generar filogenias. Trabajar las metodologías utilizadas para
inferir filogenias y sus limitaciones. Conocer los modelos de evolución molecular.
Manejar programas generalistas de reconstrucción filogenética. Estudiar el origen de la
variabilidad de los datos científicos. Analizar las causas de esta variabilidad. Estudiar
los diferentes métodos de estima de los parámetros que determinan esta variabilidad.
Y realizar la resolución en ordenador mediante paquetes estadísticos.
NÚMERO DE HORAS DE TRABAJO DEL ALUMNO:
Nº de Horas/ Créditos ECTS: ........100 horas/ 4.0 ECTS
• Clases Teóricas: .........30 h
• Clases Prácticas: ........ 10 h
Actividades en colaboración con el profesor:
• Exposiciones y Seminarios…10 h
• Tutorías especializadas colectivas (presenciales o virtuales): 4 h
Actividades autónomas del alumnado:
• Horas de estudio y preparación de trabajos… 39 h
• Tutorías especializadas individuales (presenciales o virtuales). 4 h
• Realización de Exámenes:… 3 h
Criterios de evaluación: Evaluación continua de los trabajos dirigidos.
Programa:
DATOS GENÉTICOS DE LOCI SIMPLES
Tema 1: Base molecular de la evolución. Arqueología del genoma. Mecanismos de
la evolución. Estructura y función de los genes.
Tema 2: Árboles filogenéticos. Terminología. Reconstrucción de la historia de un
carácter.
Tema 3: Medida del cambio evolutivo. Alineamiento de secuencias y homología.
Distancias genéticas.
Tema 4: Reconstrucción de filogenias: métodos de distancias, de parsimonia,
máxima verosimilitud y bayesiano. Error de muestreo.
Tema 5: Modelos de evolución molecular. Composición de bases y uso de codones.
Reloj Molecular. Selección natural a nivel molecular.
Tema 6: Uso y discusión de lo programas de filogenias.
98
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
Bibliografía
Muñoz Serrano, A. 2002. Estadística Aplicada Uni y Multivariante. E.; Consejería de
Agricultura y Pesca. Sevilla (España).
Cuadras, C.M. 1981. Métodos de Análisis Multivariante. Ed:EUNIBAR. Barcelona
(España).
Nei M. and Kumar S. 2000. Molecular Evolution and Phylogenetics. Oxford
University Press
Page R.D.N. and Holmes E.C. 1998. Molecular Evolution: A Phylogenetic
Approach. Ed. Blackewll Science.
Sokal, R. R. and F. J. Rohlf. 1995. Biometry: the principles and practice of statistics
in biological research. E.: W. H. Freeman, New York (USA).
Weir B.S. 1996. Genetic Data Análisis II. Ed. Sinauer.
99
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
Horario del Master
Semana
2-6N
9-13N
16-20N
23-27N
30N-4D
L
Transversales y
comunes
Transversales y
comunes
Transversales y
comunes
Transversales y
comunes
Bioq Prot:Proteo
9:00-13:00 (B)
Met Exp Biol Cel
4:00-8:00
7-11D
M
X
J
V
Bioq Prot:Proteo
9:00-13:00 (B)
Met Exp Biol Cel
4:00-8:00
Bioq Prot:Proteo
9:00-13:00 (B)
Met Exp Biol Cel
4:00-8:00
Bioq Prot:Proteo
9:00-13:00 (B)
Met Exp Biol Cel
4:00-8:00
Immaculada
Bioq Prot:Proteo
9:00-13:00 (A)
Met Exp Biol Cel
4:00-8:00
Bioq Prot:Proteo
9:00-13: (A)
Met Exp Biol Cel
4:00-8:00
Bioq Prot:Proteo
9:00-13:00 (B)
GenetComport
13:00-14:00
Met Exp Biol Cel
4:00-8:00
Bioq Prot:Proteo
9:00-13:00 (A)
Met Exp Biol Cel
4:00-6:00
14-18D
Bioq Prot:Proteo
9:00-13:00
Bioq Prot:Proteo
9:00-13:00
Bioq Prot:Proteo
9:00-13:00
Bioq Prot:Proteo
9:00-13:00
4E-8E
Navidad
Navidad
Navidad
11-15 E
TecBasDNARec
9.30-10-30 (A y B)
Presentación del
curso.
TecBasDNARec
9.30-12.30 (A)
Módulo 1
TecBasDNARec
9.30-12.30 (A)
Módulo1
TranspSolMemVeg
17:30-19:30
TecBasDNARec
9.30-13.30 (A)
Módulo 3
Bioq Prot:Proteo
9:00-13:00
GenetComport
13:00-14:00
TranspSolMemVeg
17:30-19:30
TecBasDNARec
9.30-12.30 (A)
Módulo 3
15.30-18.30 (B)
Módulo 1
15.30-18.30 (B)
15.30-19.30 (B)
15.30-18.30 (B)
TranspSolMemVg
17:30-19:30
TranspSolMemVg
17:30-19:30
TranspSolMemVg
17:30-19:30
TranspSolMemVg
17:30-19:30
TecBasDNARec
9.30-10.30 (A)
Módulo 2
TecBasDNARec
9.30-12.30 (A)
Módulo 2
TecBasDNARec
9.30-13.30 (A)
Módulo 4
10.30-13.30 (A)
Módulo 4
15.30-18.30 (B)
Módulo 2
15.30-19.30 (B)
Módulo 4
TranspSolMemVg
17:30-19:30
TecAvazGenFun
15:30-19:00
GenetComport
9:00-13:30
TecAvazGenFun
15:30-19:00
AnalInterpGenom
9:00-14:00
TranGenetMejVeg
16:00-20:30
TecAvazGenFun
15:30-19:00
GenetComport
9:00-13:30
TecAvazGenFun
15:30-19:00
AnalInterpGenom
9:00-14:00
TranGenetMejVeg
16:00-20:30
Santo TOMAS
AnalInterpGenom
9:00-14:00
TranGenetMejVeg
16:00-20:30
Biotec Amb
16:00-20:00
CultCel
16:00-18:00
AnalInterpGenom
9:00-14:00
TranGenetMejVeg
16:00-20:30
Biotec Amb
16:00-20:00
CultCel
16:00-18:00
TranGenetMejVeg
16:00-20:00
10.30-12.30 (A)
Módulo 1
18-22 E
15.30-17.30 (B)
Módulo 1
TranspSolMemVg
17:30-19:30
TecBasDNARec
9.30-12.30 (A)
Módulo 2
15.30-18.30 (B)
Módulo 2
15.30-16.30 (B)
Módulo 2
25-29E
1-5 F
8-12 F
15-19 F
TranspSolMemVg
17:30-19:30
TecAvazGenFun
15:30-19:00
GenetComport
9:00-13:30
TecAvazGenFun
15:30-19:00
GenetComport
9:00-13:30
16.30-19.30 (B)
Módulo 4
TranspSolMemVg
17:30-19:30
TecAvazGenFun
15:30-19:00
GenetComport
9:00-13:30
TecAvazGenFun
15:30-19:00
GenetComport
9:00-13:30
TecAvazGenFun
16:00-18:00
AnalInterpGenom
9:00-14:00
TranGenetMejVeg
16:00-20:30
Biotec Amb
16:00-20:00
CultCel
16:00-18:00
AnalInterpGenom
9:00-14:00
TranGenetMejVeg
16:00-20:30
Biotec Amb
16:00-20:00
CultCel
16:00-18:00
Santo TOMAS
TecAvazGenFun
15:30-19:30
AnalInterpGenom
9:00-14:00
TranGenetMejVeg
16:00-20:30
Biotec Amb
16:00-20:00
CultCel
16:00-18:00
100
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
22-26 F
1-5 M
8-12 M
15-19M
22-26 M
29M-2A
5-9A
12-16A
19-23 A
26-30A
3-7M
10-14 M
17-21 M
24-28M
MarcMolMejGen
9:00-14:00
RecFitoEvolPl
16:00-19:00
Biotec Amb
16:00-20:00
Cult Cel
16:00-18:00
RecFitoEvolPl
16:00-19:00
Biotec Veg
16:00-18:00
TecnAvazImagCel
16:00-18:00
RecFitoEvolPl
16:00-19:00
Biotec Veg
16:00-18:00
TecnAvazImagCel
16:00-18:00
ManCromosPlant
16:00-20:30
Metabol
9:30-13:00
15:30-19:30
SEMANA SANTA
Epigenetica
16:00-20:300
ImmunolMolec
9:00-13:00
MecPatogen
16:00-20:30
ImmunolMolec
9:00-13:00
MecPatogen
16:00-20:30
BiotecEucUnic
16:00-18:00
Avanz Neuroend
16:00-19:00
BiotecEucUnic
16:00-18:00
Avanz Neuroend
16:00-20:00
BiotecEucUnic
16:00-18:00
FilogenAnalDGen
16:00-20:30
BiotecEucUnic
16:00-18:00
Curso 2009-2010
MarcMolMejGen
9:00-14:00
RecFitoEvolPl
16:00-19:00
Biotec Amb
16:00-20:00
Cult Cel
16:00-18:00
RecFitoEvolPl
16:00-19:00
Biotec Veg
16:00-18:00
TecnAvazImagCel
16:00-18:00
RecFitoEvolPl
16:00-19:00
Biotec Veg
16:00-18:00
TecnAvazImagCel
16:00-18:00
ManCromosPlant
16:00-20:30
Metabol
9:30-13:00
15:30-19:30
MarcMolMejGen
9:00-14:00
RecFitoEvolPl
16:00-19:00
Biotec Amb
16:00-20:00
Cult Cel
16:00-18:00
RecFitoEvolPl
16:00-19:00
Biotec Veg
16:00-18:00
TecnAvazImagCel
16:00-18:00
MarcMolMejGen
9:00-14:00
RecFitoEvolPl
16:00-19:00
Biotec Amb
16:00-20:00
CultCel
16:00-18:00
RecFitoEvolPl
16:00-19:00
Biotec Veg
16:00-18:00
TecnAvazImagCel
16:00-18:00
MarcMolMejGen
9:00-14:00
RecFitoEvolPl
16:00-19:00
Biotec Amb
16:00-20:00
CultCel
16:00-18:00
RecFitoEvolPl
16:00-19:00
Biotec Veg
16:00-18:00
TecnAvazImagCel
16:00-18:00
Biotec Veg
16:00-18:00
TecnAvazImagCel
16:00-18:00
ManCromosPlant
16:00-20:30
Metabol
9:30-13:00
15:30-19:30
Biotec Veg
16:00-18:00
TecnAvazImagCel
16:00-18:00
ManCromosPlant
16:00-20:30
Metabol
9:30-13:00
15:30-19:30
Biotec Veg
16:00-18:00
TecnAvazImagCel
16:00-18:00
ManCromosPlant
16:00-20:30
Metabol
9:30-13:00
15:30-19:30
Epigenetica
16:00-20:30
Epigenetica
16:00-20:30
Epigenetica
16:00-20:30
Epigenetica
16:00-20:30
ImmunolMolec
9:00-13:00
MecPatogen
16:00-20:30
ImmunolMolec
9:00-13:00
Epigenetica
16:00-20:30
ImmunolMolec
9:00-13:00
Epigenetica
16:00-20:30
ImmunolMolec
9:00-13:00
MecPatogen
16:00-20:30
BiotecEucUnic
16:00-18:00
Avanz Neuroend
16:00-19:00
BiotecEucUnic
16:00-18:00
Avanz Neuroend
16:00-20:00
BiotecEucUnic
16:00-18:00
FilogenAnalDGen
16:00-20:30
ImmunolMolec
9:00-13:00
1 MAYO
MecPatogen
16:00-20:30
BiotecEucUnic
16:00-18:00
Avanz Neuroend
16:00-19:00
BiotecEucUnic
16:00-18:00
Avanz Neuroend
16:00-20:00
BiotecEucUnic
16:00-18:00
FilogenAnalDGen
16:00-20:30
MecPatogen
16:00-20:30
BiotecEucUnic
16:00-18:00
Avanz Neuroend
16:00-19:00
BiotecEucUnic
16:00-18:00
1 MAYO
BiotecEucUnic
16:00-18:00
FilogenAnalDGen
16:00-20:30
FERIA
BiotecEucUnic
16:00-18:00
FilogenAnalDGen
16:00-20:30
FERIA
BiotecEucUnic
16:00-18:00
BiotecEucUnic
16:00-18:00
31M-4J
ASIGNATURAS TRANSVERSALES CIENTÍFICO-TÉCNICAS Y COMUNES
HORARIO
ASIGNATURA
9.30 – 11.30
Búsqueda bibliográfica
11.30 – 13.30
Experimentación animal en investigación y sus alternativas
16.30 – 18.30
18.30 – 20.30
11:30-13:30
Teoría, metodología y evaluación de la Comunicación y divulgación de la ciencia
investigación científica
Transferencia
de Ética aplicada a la ciencia Diseños de experimentos y
tecnología y empresas de y a la vida profesional
fundamentos de análisis de
base tecnológica
datos
Bioinformática
101
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
Curso 2009-2010
4. Líneas de investigación
Línea
ESTUDIO DEL APAREAMIENTO CROMOSÓMICO
DURANTE LA MEIOSIS EN CEREALES Y SU
APLICACIÓN PARA INTRODUCIR GENES DE
INTERÉS AGRONÓMICO EN TRIGO
FUNCION DE LINFOCITOS T EN
INMUNOPATOLOGIA HUMANA
Tutor
Adoración Cabrera Caballero
Pilar Prieto Aranda
Manuel Santamaría Ossorio
TÍTULO: METABOLOMA DEL OLIVO: RUTAS
METABÓLICAS DE COMPUESTOS ANTIOXIDANTES
DEL OLIVO
M.D. Luque de Castro
F. Priego Capote
DESARROLLO DEL MAPA GENÉTICO DE LA ROSA
(Rosa SP)
Teresa Millán Valenzuela
TRANSPORTE Y REGULACIÓN DE LA ASIMILACIÓN
DE NITRATO Y METABOLISMO DEL MOLIBDENO EN
ALGAS EUCARIOTAS
Emilio Fernández Reyes
Aurora Galván Cejudo
Ángel Llamas Azúa
CARACTERIZACIÓN FUNCIONAL DE UNA
PROTEINA FAWRKY DE FRESA Y SU HOMÓLOGA
EN Arabidopsis, ATWRKY75: DOS REGULADORES
POSITIVOS DE RESISTENCIA
BIORREACTORES PARA ACETIFICACIÓN
OBTENCIÓN DE UNA VACUNA CURATIVA FRENTE
AL HIV-1 (SIDA)
PROTEÓMICA Y METAPROTEÓMICA AMBIENTALES
PROTEÓMICA VEGETAL: PROTEÓMICA DE
EXPRESIÓN DIFERENCIAL Y MODIFICACIONES
POSTRADUCCIONALES (PROTEOMA REDOX)
PROTEÓMICA DE LEVADURAS ENOLÓGICAS
ADAPTACIONES Y MECANISMOS DE REGULACIÓN
EN EL METABOLISMO DEL NITRÓGENO Y
CARBONO DE LA CIANOBACTERIA Phroclocococcus
DESMETILACIÓN DE ADN Y REGULACIÓN
EPIGENÉTICA
UTILIZACIÓN DE Caenorhabditis Elegans COMO
MODELO EXPERIMENTAL PARA EL ESTUDIO DE LA
BASE MOLECULAR DEL AUTISMO
EVALUACIÓN DE LA ACTIVIDAD GENOTÓXICA Y
ANTITUMORAL DE ALIMENTOS
SISTEMA KISS-1/GPR54: CARACTERIZACIÓN
FISIOLÓGICA E IMPLICACIONES
FISIOPATOLÓGICAS Y TERAPÉUTICAS
SELECCIÓN DE CANDIDATOS PARA VACUNAS
MEDIANTE NUEVAS ESTRATEGIAS PROTEÓMICAS
INGENIERÍA GENÉTICA EN HONGOS PATÓGENOS
INMUNOSENESCENCIA E INFECCIONES VÍRICAS
MEJORA ASISTIDA POR MARCADORES EN
Juan Muñoz Blanco
José Luis Caballero Repullo
Isidoro García García
José Peña Martínez
Juan López Barea
José Alhama Carmona
Jesús V. Jorrín Novo
Ana Mª Maldonado Alconada
Juan Carlos García Mauricio
Jesús Díez Dapena
José Manuel García Fernández
Mª Teresa Roldán Arjona
Rafael Rodríguez Ariza
Teresa Morales Ruiz
Mª Dolores Córdoba Cañero
Manuel Ruiz Rubio
Encarnación Alejandre Durán
Andrés Muñoz Serrano
Ángeles Alonso Moraga
Leonor Pinilla Jurado
Manuel J. Rodríguez Ortega
Concepción de la Hera Díaz de Liaño
Carmen Ruiz Roldán
Rafael Solana Lara
Teresa Millán Valenzuela
102
Master en Biotecnología, Molecular Celular y Genética
GARBANZO (Cicer arietinum L.)
SEÑALES ENDOCRINAS QUE ADECUAN EL
FUNCIONAMIENTO DEL EJE REPRODUCTOR A LAS
RESERVAS ENERGÉTICAS DEL ORGANISMO
Curso 2009-2010
Juan Gil Ligero
Manuel Tena Sempere
DEGRADACIÓN BACTERIANA DE CIANURO.
APLICACIONES BIOTECNOLÓGICAS
Francisco Castillo Rguez.
Conrado Moreno Vivián
Mª Dolores Roldán Ruiz
ACTIVIDAD ESFINGOMIELINASA Y NIVELES DE
CERAMIDA EN LOS FIBROBLASTOS
EMBRIONARIOS DE RATÓN KNOCKOUTS NQO1-/DURANTE LA SENESCENCIA REPLICATIVA
Francisco J. Alcaín Tejada
CONTRIBUCIÓN DE NUEVAS SEÑALES
ENDOCRINAS A LA REGULACIÓN FISIOLÓGICA DE
LOS ADIPOCITOS
Socorro García Navarro
PAPEL DE LA UBIQUINONA EN LA DEFENSA
CELULAR FRENTE AL ESTRÉS OXIDATIVO
José M. Villalba Montoro
José A. González Reyes
Mª Isabel Burón Romero
REGULACIÓN CELULAR Y MOLECULAR DE LA
SECRECIÓN HORMONAL
Justo P. Castaño Fuentes
Rafael Vázquez
Antonio J. Mtez. Fuentes
Mª del Mar Malagón Poyato
RUTAS DE SEÑALIZACIÓN IMPLICADAS EN LA
PATOGÉNESIS FÚNGICA
Antonio Di Pietro
SIMULACIÓN Y DISEÑOS DE EXPERIMENTOS
APLICADOS A LOS ANÁLISIS BIOMÉTRICOS
Andrés Muñoz Serrano
MODIFICACIONES REDOX DE LAS PROTEÍNAS:
“REDOXINAS” Y PROTEÓMICA
REGULACIÓN DE LOS FLUJOS DE CATIONES EN
LEVADURAS Y PLANTAS
José A. Bárcena Ruiz
Carmen Alicia Padilla Peña
Colab. Brian McDonagh
José Ramos Ruiz
Manuel Benlloch Marín
José Mª Fournier Andray
103