DETERMINAR LA INFLUENCIA DE LA LUZ Y LA TEMPERATURA

DETERMINAR LA INFLUENCIA DE LA LUZ Y LA TEMPERATURA
EN LAS ETAPAS DE GERMINACIÓN Y LATENCIA DEL MILDEO VELLOSO,
Peronospora sparsa, EN PLANTAS DE ROSA VARIEDAD Charlotte,
PARA EVALUAR LAS PRUEBAS DE CONTROL IN VITRO Y ESTABLECER
SU CONTROL FÍSICO EN CAMPO
SANDRA LILIANA GIRALDO BUITRAGO
Proyecto de grado para optar al título de Ingeniero de Producción
Agroindustrial
Director
BERNADETTE KLOTZ
UNIVERSIDAD DE LA SABANA
FACULTAD DE INGENIERIA
PROGRAMA DE PRODUCCIÓN AGROINDUSTRIAL
SANTAFÉ DE BOGOTÁ D.C.
2001
DETERMINAR LA INFLUENCIA DE LA LUZ Y LA TEMPERATURA
EN LAS ETAPAS DE GERMINACIÓN Y LATENCIA DEL MILDEO VELLOSO,
Peronospora sparsa, EN PLANTAS DE ROSA VARIEDAD Charlotte,
PARA EVALUAR LAS PRUEBAS DE CONTROL IN VITRO Y ESTABLECER
SU CONTROL FÍSICO EN CAMPO
SANDRA LILIANA GIRALDO
Proyecto de grado para optar el título de
Ingeniero de Producción Agroindustrial
Director
Dra. BERNADETTE KLOTZ
Microbióloga
Asesor
Dra. FANNY RESTREPO
M. Sc. Microbiólogía
UNIVERSIDAD DE LA SABANA
FACULTAD DE INGENIERIA
INGENIERÍA DE PRODUCCIÓN AGROINDUSTRIAL
SANTAFÉ DE BOGOTÁ D.C.
2001
ESTE DOCUMENTO EN LA MEMORIA DE MI MAMÁ
A PESAR DE SU AUSENCIA ME ACOMPAÑA
EN TODOS LOS MOMENTOS DE MI VIDA
AGRADECIMIENTOS
A Dios por su grandeza y guiar mis pasos
A mi MAMÁ, las mas grande mujer que he conocido, me dedicó su vida, me
enseñó el valor de la fortaleza, siempre tuvo una sonrisa y una voz de aliento
ante las dificultades.
A mi PAPÁ del cual siempre recibí sus consejos oportunos ante situaciones
difíciles e innumerables valores para culminar mis estudios.
Al Doctor JULIO AMADOR, Gerente de IDEA, por apoyarme y confiar siempre
en mi trabajo.
A la Doctora FANNY RESTREPO, por permitirme desarrollar el proyecto y
asesorarme durante su ejecución
A la Doctora BERNADETTE KLOTZ, por la dedicación para desarrollar este
trabajo.
A todo el equipo de trabajo del laboratorio de SANIDAD VEGETAL de
FLORAMÉRICA, quienes siempre estuvieron dispuestos a colaborarme durante
el desarrollo del proyecto.
Todos los amigos y compañeros que de alguna forma hicieron parte durante
este trabajo.
TABLA DE CONTENIDO
INTRODUCCIÓN
i
CAPÍTULO 1
OBJETIVOS
ii
1.1 OBJETIVO GENERAL
ii
1.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS
ii
CAPÍTULO 2
ANTECEDENTES
3
2.1 EL REINO DE LOS HONGOS
3
2.1.1 Características
3
2.2 ETAPAS EN EL DESARROLLO
DE LAS ENFERMEDADES
4
2.2.1 Inoculación
4
2.2.2 Penetración del patógeno
7
2.2.3 Infección
8
2.2.4 Invasión
10
2.2.5 Crecimiento y reproducción
10
2.2.6 Diseminación del patógeno
11
2.2.7 Invernación y estivación del patógeno
11
2.3 LOS MILDIUS
12
2.4 MILDEO VELLOSO, Peronospora sparsa,
EN ROSAS VARIEDAD Charlotte
14
2.4.1 Clasificación taxonómica del mildeo
velloso Peronospora sparsa
14
2.4.2 Generalidades
15
2.4.3 Etiología
16
2.4.4 Epidemiología
16
2.4.5 Síntomas
17
2.4.6 Susceptibilidad a Mildeo velloso de
diferentes variedades de rosa
2.5
19
EFECTO DEL AMBIENTE EN LA
PRODUCCIÓN DE ENFERMEDADES INFECCIOSAS
20
2.5.1 Efecto de la temperatura
20
2.5.2 Efecto de la humedad
21
2.5.3 Efecto de la luz
22
2.5.4 Efecto del viento
22
2.5.5 Efecto del pH del suelo
23
2.5.6 Efecto de la nutrición de la planta
23
2.6 FACTORES DEL HOSPEDANTE QUE
INCRMENTAN LA ENFERMEDAD EN UNA POBLACIÓN
25
2.6.1 Niveles de resistencia genética o
de susceptibilidad del hospedante
25
2.6.2 Grado de uniformidad de las plantas hospedantes
25
2.6.3 Edad de las plantas hospedantes
26
2.6.4 Otros factores
26
2.7
FACTORES DEL PATÓGENO QUE INCREMENTAN
EL DESARROLLO DE UNA ENFERMEDAD
26
2.7.1 Niveles de virulencia
26
2.7.2 Cantidad de inóculo cerca de los hospedantes
26
2.7.3 Tipo de reproducción del patógeno
27
2.7.4 Ecología del patógeno
27
2.7.5 Forma de diseminación del patógeno
27
2.8 TIPOS DE CONTROL DE ENFERMEDADES EN
LOS INVERNADEROS
27
2.8.1 Control físico
28
2.8.2 Manejo cultural
28
2.8.3 Control químico
29
2.9 ROSAS DE INVERNADERO
32
2.9.1 Respuestas fisiológicas
32
2.9.2 Floración
32
2.9.3 Temperaturas
32
2.9.4 Humedad
33
2.9.5 Ventilación
33
2.9.6 Luz e iluminación
33
2.10 INVERNADERO
34
2.10.1 Tipos de invernaderos
35
2.10.2 Factores ambientales en los invernaderos
36
2.11 RELACIÓN ENTRE LA HUMEDAD RELATIVA Y
LA TEMPERATURA
38
2.12 EFECTO INVERNADERO
39
2.13 DIFERENTES HERRAMIENTAS DEL CONTROL
DEL CLIMA
39
2.13.1 Cubiertas
39
2.13.2 Altura de los invernaderos
42
2.13.3 Pantallas térmicas
42
2.13.4 Ventilación móvil
43
2.13.5 Calefacción
43
2.13.6 Sistema automático de monitoreo y control del clima
43
2.14 BIOESTADÍSTICA
45
2.14.1 Análisis de varianza
45
CAPÍTULO 3
MATERIALES Y MÉTODOS
47
3.1 LUGAR DE REALIZACIÓN DE LA INVESTIGACIÓN
47
3.2 MATERIALES
47
3.3 MÉTODOS
49
3.3.1 Etapa de germinación
49
3.3.2 Etapa de latencia
52
3.3.3 Establecimiento del control en campo
58
3.4 DISEÑO EXPERIMENTAL
60
3.4.1 Etapa de germinación
60
3.4.2 Etapa de latencia
61
3.4.3 Establecimiento del control en campo
62
CAPITULO 4
PRESENTACIÓN DE RESULTADOS
63
4.1 ETAPA DE GERMINACIÓN
63
4.1.1 Tiempo de incubación: 2 horas
63
4.1.2 Tiempo de incubación: 4 horas
65
4.1.3 Tiempo de incubación: 6 horas
66
4.1.4 Tiempo de incubación: 8 horas
68
4.1.5 Tiempo de incubación: 12 horas
70
4.1.6 Tiempo de incubación: 24 horas
72
4.2 ETAPA DE LATENCIA
74
4.3 ESTABLECIMIENTO DEL CONTROL EN CAMPO
77
4.3.1 Dimensión del invernadero
77
4.3.2 Manejo de cortinas en cada bloque
77
4.3.3 Porcentaje de ventilación
83
4.3.4 Porcentaje de ventilación zaram
83
4.3.5 Porcentaje de ventilación cortina
83
4.3.6 Tipo de invernadero
83
4.3.7 Tipo de zaram
84
4.3.8 Área de la cama
84
4.3.9 Densidad de siembra
84
4.3.10 Patrones de siembra
84
4.3.11 Labores de poda y erradicación
84
4.3.12 Manejo de desechos
84
4.3.13 Ubicación espacial de los bloques en la finca
84
4.3.14 Aplicación de cal
85
4.3.15 Manejo de riego
85
4.3.16 Registro de humedad relativa y temperatura
en los bloques de evaluación
85
4.3.17 Análisis foliar
88
4.318 Incidencia de mildeo velloso en los bloques de
evaluación
91
CAPÍTULO 5
DISCUSIÓN DE RESULTADOS
92
5.1 ETAPA DE GERMINACIÓN
92
5.2 ETAPA DE LATENCIA
92
5.3 ESTABLECIMIENTO DEL CONTROL EN CAMPO
93
5.3.1 Comportamiento de la humedad relativa y temperatura
en los bloques de evaluación
93
5.3.2 Porcentajes de ventilación
94
5.3.3 Manejo de cortinas
94
5.3.4 Patrones de siembra
95
5.3.5 Densidad de siembra
96
5.3.6 Labores y manejo de focos
96
5.3.7 Labores de cultivo
96
5.3.8 Distribución espacial de los bloques
96
5.3.9 Manejo del riego
97
5.3.10 Aplicación de cal al piso
97
5.3.11 Análisis foliar
97
CAPÍTULO 6
CONCLUSIONES
98
6.1 ETAPA DE GERMINACIÓN
98
6.2 ETAPA DE LATENCIA
98
6.3 ESTABLECIMIENTO DEL CONTROL EN CAMPO
99
CAPÍTULO 7
RECOMENDACIONES
101
7.1 ETAPA DE GERMINACIÓN
101
7.2 ETAPA DE LATENCIA
101
7.3 ESTABLECIMIENTO DEL CONTROL EN CAMPO
101
REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS
102
ANEXOS
105
GLOSARIO
131
LISTA DE TABLAS
Tabla 1. Lista de materiales, equipos y herramientas
48
Tabla 2. Porcentajes de germinación promedio con diferentes
condiciones de iluminación y temperatura durante 2 horas de
incubación
63
Tabla 3. Porcentajes de germinación promedio con diferentes
condiciones de iluminación y temperatura durante 4 horas de
incubación
65
Tabla 4. Porcentajes de germinación promedio con diferentes
condiciones de iluminación y temperatura durante 6 horas de
incubación
67
Tabla 5. Porcentajes de germinación promedio con diferentes
condiciones de iluminación y temperatura durante 8 horas de
incubación
69
Tabla 6. Porcentajes de germinación promedio con diferentes
condiciones de iluminación y temperatura durante 12 horas de
incubación
71
Tabla 7. Porcentajes de germinación promedio con diferentes
condiciones de iluminación y temperatura durante 24 horas de
incubación
73
Tabla 8. Concentraciones promedio de esporangios de mildeo
Velloso por mililitro por centímetro cuadrado bajo diferentes
condiciones de temperatura e iluminación a diferentes días de
inoculación
75
LISTA DE FIGURAS
Figura 1. Esporangióforos y esporangios de Peronospora
sparsa (400 x)
4
Figura 2. Penetración en forma directa con los haustorios
para el caso de mildeo polvoso
4
Figura 3. Síntomas del mildeo velloso en hojas de rosa
8
Figura 4. Manchas irregulares de color púrpura a negro de
mildeo velloso a lo largo del tallo.
8
Figura 5. Ciclo de vida de Peronospora sparsa
15
Figura 6. Penetración en forma indirecta con los haustorios
para el caso de mildeo velloso
17
Figura 7. Clorosis y defoliación
18
Figura 8. Primeros síntomas (Observe la esporulación y la
Forma sinuosa de la hoja Var. Livia)
18
Figura 9. Síntomas del mildeo velloso en tallos de rosa
18
Figura 10. Detalle de los síntomas del mildeo velloso en una
hoja de rosa
18
Figura 11. Espectro de acción de los fungicidas
30
Figura 12. Modo de acción del Propineb, ciclo de Krebs
30
Figura 13. Distribución de una nave
34
Figura 14. Esporangioforo de Peronospora sparsa
49
Figura 15. Esporangio de Peronospora sparsa
49
Figura 16. Esporulación de Peronospora sparsa en foliolos
de rosa variedad Charlotte
50
Figura 17. Foliolos esporulados
50
Figura 18. Agitación en Vortex
51
Figura 19. Cámara de conteo de Neubauer
51
Figura 20. Esporangioforo de Peronospora sparsa
53
Figura 21. Esporangio de Peronospora sparsa
53
Figura 22. Esporulación de Peronospora sparsa en foliolos
de rosa variedad Charlotte
53
Figura 23. Foliolos esporulados
54
Figura 24. Agitación en Vortex
54
Figura 25. Cámara de conteo de Neubauer
55
Figura 26. Foliolos de rosa sanos
55
Figura 27. Lavado de foliolos
56
Figura 28. Secado de los foliolos
56
Figura 29. Inoculación de los foliolos
57
Figura 30. Solución de inóculo en tubos de ensayo
58
Figura 31. Vista aérea de la cubierta de un invernadero
59
Figura 32. Vista del frente de una nave
59
Figura 33. Germinación de esporas de Peronospora sparsa
durante 2 horas de incubación
63
Figura 34. Germinación de esporas de Peronospora sparsa
durante 2 horas de incubación
63
Figura 35. Germinación de esporas de Peronospora sparsa
durante 6 horas de incubación
66
Figura 36. Germinación de esporas de Peronospora sparsa
durante 8 horas de incubación
68
Figura 37. Germinación de esporas de Peronospora sparsa
durante 12 horas de incubación
70
Figura 38. Germinación de esporas de Peronospora sparsa
durante 24 horas de incubación
72
Figura 39. Bloque 1B. Frontal 1: Apertura de cortinas a 1.20 m
en el día
78
Figura 40. Bloque 1B. Frontal 2: Apertura a 1.60 m por la tabla B 78
Figura 41. Bloque 1B. Frontal 2: Apertura a 1.20 m por la tabla A 79
Figura 42. Bloque 1B. Laterales: Culatas laterales alternas zaramplástico (Tabla B).
79
Figura 43. Bloque 1B. Laterales: Culatas laterales. Nave 1 – 1-7
con zaram. Nave 8, 9 con plástico (Tabla A)
80
Figura 44. Bloque 5B. Frontal 1: Apertura de cortinas a 1.20 m
en el dia
80
Figura 45. Bloque 5B: Ventilación central
81
Figura 46. Bloque 5B: Frontal 2. Apertura a 1 m y cierre total de
cortinas en el día (Tabla A)
81
Figura 47. Bloque 5B: Frontal 2. Apertura de cortinas a 1 m en el
dia
82
Figura 48. Bloque 27: Frontal 1. Apertura de cortinas a 1.20 m en
el dia
82
Figura 49. Bloque 27: Frontal 2. Apertura total de cortinas y zaram
en el día. En la noche se bajan solo cortinas
83
LISTA DE GRÁFICAS
Gráfica 1. Porcentajes de germinación promedio en
Función de la temperatura durante 2 horas de incubación
64
Gráfica 2. Porcentajes de germinación promedio en
Función de la temperatura durante 4 horas de incubación
65
Gráfica 3. Porcentajes de germinación promedio en
Función de la temperatura durante 6 horas de incubación
67
Gráfica 4. Porcentajes de germinación promedio en
Función de la temperatura durante 8 horas de incubación
69
Gráfica 5. Porcentajes de germinación promedio en
Función de la temperatura durante 12 horas de incubación
71
Gráfica 6. Porcentajes de germinación promedio en
Función de la temperatura durante 24 horas de incubación
74
Gráfica 7. Concentración de esporangios en función del tiempo
bajo diferentes condiciones de luz y temperatura
77
Gráfica 8. Promedio de humedad relativa máxima de la semana
07 a la semana 27 en los bloques de evaluación y exterior
86
Gráfica 9. Promedio de humedad relativa mínima de la semana
07 a la semana 27 en los bloques de evaluación y exterior
86
Gráfica 10. Patrón de comportamiento de la humedad relativa
durante 24 horas en los bloques de evaluación y exterior
(se presenta como el promedio de la semana 14 – 17 durante
24 horas)
87
Gráfica 11. Promedio de temperatura máxima de la semana
07 a la semana 27 en los bloques de evaluación y exterior
87
Gráfica 12. Promedio de temperatura mínima de la semana
07 a la semana 27 en los bloques de evaluación y exterior
88
Gráfica 13. Patrón de comportamiento de la temperatura
durante 24 horas en los bloques de evaluación y exterior
(se presenta como el promedio de la semana 14 – 17
durante 24 horas)
88
Gráfica 14. Niveles foliares de nitrógeno
89
Gráfica 15. Niveles foliares de potasio
89
Gráfica 16. Niveles foliares de calcio
89
Gráfica 17. Niveles foliares de manganeso
90
Gráfica 18. Niveles foliares de cobre
90
Gráfica 19. Niveles foliares de zinc
90
Gráfica 20. % Incidencia mildeo velloso de semana 07 a la
semana 27
91
LISTA DE ANEXOS
ANEXO 1. Tabla de análisis de varianza bajo la forma de contrastes y
polinomios ortogonales para porcentajes de germinación en diferentes
condiciones de iluminación y temperatura durante 2 horas de incubación
ANEXO 2. Tabla de análisis de varianza bajo la forma de contrastes y
polinomios ortogonales para porcentajes de germinación en diferentes
condiciones de iluminación y temperatura durante 4 horas de incubación
ANEXO 3. Tabla de análisis de varianza bajo la forma de contrastes y
polinomios ortogonales para porcentajes de germinación en diferentes
condiciones de iluminación y temperatura 6 horas de incubación
ANEXO 4. Tabla de análisis de varianza bajo la forma de contrastes y
polinomios ortogonales para porcentajes de germinación en diferentes
condiciones de iluminación y temperatura durante 8 horas de incubación
ANEXO 5. Tabla de análisis de varianza bajo la forma de contrastes y
polinomios ortogonales para porcentajes de germinación en diferentes
condiciones de iluminación y temperatura durante 12 horas de incubación
ANEXO 6. Tabla de análisis de varianza bajo la forma de contrastes y
polinomios ortogonales para porcentajes de germinación en diferentes
condiciones de iluminación y temperatura durante 24 horas de incubación
ANEXO 7. Determinación de la influencia de la luz y la temperatura de 5 OC en
la etapa de germinación del mildeo velloso, Peronospora sparsa, en plantas de
rosa
ANEXO 8. Determinación de la influencia de la oscuridad y la temperatura de 5
O
C en la etapa de germinación del mildeo velloso, Peronospora sparsa, en
plantas de rosa
ANEXO 9. Determinación de la influencia de la luz y la temperatura de 10 OC
en la etapa de germinación del mildeo velloso, Peronospora sparsa, en plantas
de rosa
ANEXO 10. Determinación de la influencia de la oscuridad y la temperatura de
10 OC en la etapa de germinación del mildeo velloso, Peronospora sparsa, en
plantas de rosa
ANEXO 11. Determinación de la influencia de la luz y la temperatura de 15 OC
en la etapa de germinación del mildeo velloso, Peronospora sparsa, en plantas
de rosa
ANEXO 12. Determinación de la influencia de la oscuridad y la temperatura de
15 OC en la etapa de germinación del mildeo velloso, Peronospora sparsa, en
plantas de rosa
ANEXO 13. Determinación de la influencia de la luz y la temperatura de 20 OC
en la etapa de germinación del Mildeo velloso, Peronospora sparsa, en plantas
de rosa
ANEXO 14. Determinación de la influencia de la oscuridad y la temperatura de
20 OC en la etapa de germinación del Mildeo velloso, Peronospora sparsa, en
plantas de rosa
ANEXO 15. Determinación de la influencia de la luz constante y la temperatura
de 15 °C al sexto día de inoculación, en la etapa de infección del mildeo
velloso, Peronospora sparsa, en plantas de rosa.
ANEXO 16. Determinación de la influencia de la luz constante y la temperatura
de 15 °C al séptimo día de inoculación, en la etapa de infección del mildeo
velloso, Peronospora sparsa, en plantas de rosa.
ANEXO 17. Determinación de la influencia de la oscuridad constante y la
temperatura de 15 °C al sexto día de inoculación, en la etapa de infección del
mildeo velloso, Peronospora sparsa, en plantas de rosa.
ANEXO 18. Determinación de la influencia de la oscuridad y la temperatura de
15 °C al séptimo día de inoculación, en la etapa de infección del mildeo velloso,
Peronospora sparsa, en plantas de rosa.
ANEXO 19. Determinación de la influencia del fotoperíodo y la temperatura de
15 °C al sexto día de inoculación, en la etapa de infección del mildeo velloso,
Peronospora sparsa, en plantas de rosa.
ANEXO 20. Determinación de la influencia del fotoperíodo y la temperatura de
15 °C al séptimo día de inoculación, en la etapa de infección del mildeo velloso,
Peronospora sparsa, en plantas de rosa.
ANEXO 21. Determinación de la influencia de la luz y la temperatura de 20 °C
al sexto día de inoculación, en la etapa de infección del mildeo velloso,
Peronospora sparsa, en plantas de rosa.
ANEXO 22. Determinación de la influencia de la luz y la temperatura de 20 °C
al séptimo día de inoculación en la etapa de infección del mildeo velloso,
Peronospora sparsa, en plantas de rosa.
ANEXO 23. Determinación de la influencia de la oscuridad y la temperatura de
20 °C al sexto día de inoculación, en la etapa de infección del mildeo velloso,
Peronospora sparsa, en plantas de rosa.
ANEXO 24. Determinación de la influencia de la oscuridad y la temperatura de
20 °C al séptimo día de inoculación en la etapa de infección del Mildeo velloso,
Peronospora sparsa, en plantas de rosa.
ANEXO 25. Determinación de la influencia del fotoperíodo y la temperatura de
20 °C al sexto día de inoculación en la etapa de infección del Mildeo velloso,
Peronospora sparsa, en plantas de rosa.
ANEXO 26. Determinación de la influencia del fotoperíodo y la temperatura de
20 °C al séptimo día de inoculación en la etapa de infección del Mildeo velloso,
Peronospora sparsa, en plantas de rosa.
RESUMEN
El presente trabajo hace referencia a la investigación sobre la influencia de la
luz y la temperatura en las etapas de germinación y latencia del mildeo velloso,
Peronospora sparsa, en plantas de rosa. Luego, el autor hace
recomendaciones para su control físico en campo.
Los resultados obtenidos en la etapa de germinación indican que los mayores
porcentajes de germinación, 83 y 87 %, fueron obtenidos después de 4, 6 y 8
horas de incubación, bajo condiciones de oscuridad y 15 0C. Después de 12
horas de incubación a 15 0C, la tasa germinativa se incrementa a 93% y la
iluminación no afecta dicha tasa.
Los resultados de la etapa de latencia indican que las condiciones de
fotoperíodo y 20 oC constantes estimulan la esporulación del hongo.
La humedad relativa no fue evaluado debido a la falta del equipo adecuado, sin
embargo en el establecimiento del control en campo, este factor fue analizado.
Para propósitos prácticos para el control físico en el campo se propone:
Mantener temperaturas diurnas mayores a 27 oC o menores a 15 oC, mantener
la humedad relativa menor al 85% y evitar cambios fuertes de temperatura y
humedad relativa.
ABSTRACT
The present work makes reference to the investigation on the influence of the
light and the temperature in the germination and latency stage of the downy
mildew, Peronospora sparsa, in rose plants.
Then, the author makes
recommendations for its physical control in field.
The obtained results in the germination stage indicate that the greatest
percentages of germination 83 y 87 % where obtained after 4, 6 and 8 hours the
incubation, under dark conditions and 15 oC. After 12 hours of incubation at 15
o
C, the germinate rate increase to 93% and illumination does not affect it.
The results obtained in the latency stage indicated that constant conditions of
photoperiod and 20 oC stimulate the sporulation of the fungus.
The relative humidity was not evaluated due to the lack of the suitable
equipment, nevertheless in the recommendations of the control in field this
factor has analized.
For practical purpose a physical control in the field has been proposed: maintain
diurnal temperatures above at 27 oC or less to 15 oC, the manteinance a relative
humity below 85% and the avoidance strong changes than temperature and
relative humidity.
INTRODUCCIÓN
La empresa posee un porcentaje de área sembrada con rosas de 37.63 %
representado en 244.08 hectáreas. El Mildeo velloso se ha convertido en una
enfermedad permanente en los cultivos, su incidencia en las rosas ha
producido daños foliares y en casos graves, perdida de tallos. En las primeras
8 semanas del año 2000 se perdieron aproximadamente 30,000 tallos, por este
patógeno, con un costo de $US 8,000 y un consumo de $US 0.14 por metro
cuadrado para el control químico.
Esto implica pérdidas económicas altas para la empresa. El manejo de Mildeo
velloso en el año 99 tuvo un costo aproximado de $US 1.06 por metro
cuadrado para un porcentaje de incidencia entre 10 y 22%. Lo que exige tomar
medidas rápidas y confiables.
Una de las estrategias para el control del Mildeo velloso en rosas es el manejo
del clima bajo el invernadero para evitar la condensación de agua sobre los
tejidos de las plantas y en consecuencia la germinación de las esporas sobre
los mismos. Por lo tanto es importante conocer el ciclo en todos sus aspectos.
La temperatura, la humedad relativa y la luz son factores importantes, y
conocer su influencia sobre las diferentes fases del ciclo permiten romperlo.
Este estudio está orientado a determinar la condición de luz y temperatura que
favorece el ciclo de vida del hongo y recomendar su control físico en campo.
__________________________________________________________________________
i
CAPÍTULO 1
OBJETIVOS
1.1 OBJETIVO GENERAL
Evaluar la influencia de la luz y la temperatura en las etapas de germinación y
latencia del Mildeo velloso, Peronospora sparsa, en plantas de rosa variedad
Charlotte y establecer estrategias para el manejo del clima bajo el invernadero
para lograr el control del hongo.
1.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS
1.2.1 Encontrar las condiciones de iluminación que se requiere para el
proceso de germinación a temperaturas de 5, 10, 15 y 20 °C.
1.2.2 Determinar el mayor porcentaje de germinación, bajo las temperaturas
de 5, 10, 15 y 20 °C.
1.2.3 Evaluar la influencia de 15 y 20 °C en la etapa de latencia en el ciclo de
vida del hongo.
1.2.4 Determinar la condición de iluminación que requiere el hongo en la etapa
de latencia.
1.2.5 Conocer la estructura de los invernaderos en tres bloques de cultivo
pertenecientes a la finca La Herradura.
1.2.6 Establecer las prácticas en campo para el control del Mildeo velloso.
__________________________________________________________________________
ii
CAPITULO 2
ANTECEDENTES
2.1 EL REINO DE LOS HONGOS
2.1.1 Características
Los hongos son un grupo de organismos que se diferencian de los vegetales
entre otras características por su carencia de clorofila. Han desarrollado
habilidades para sobrevivir a partir de los que si pueden realizar fotosíntesis,
bien como saprófitos los que viven de materia orgánica no viva, parásitos que
dependen de las plantas vivas en sus relaciones de nutrición y como
facultativos los que pueden comportarse de ambas formas.
La mayoría de éstos organismos eucarióticos crecen en forma de filamentos
tubulares denominados hifas, responsables del crecimiento vegetativo. Una
masa formada por hifas entrelazadas recibe el nombre de micelio. Las hifas
son cenocíticas, es decir, no están segregadas en células separadas. Aunque
en algunas hifas se hallan paredes transversales, éstas están perforadas de tal
modo que el citoplasma y los numerosos núcleos presentes en el interior de las
hifas pueden desplazarse libremente a través del micelio (KIMBALL, 1986).
Su reproducción se realiza en otra hifa especializada que se llama
esporangióforo o conidióforo sobre el cual se forma los esporangios,
conidios o esporas de diferentes formas o agrupamientos, características
valiosas para su identificación. Los hongos se dispersan hacia nuevas
localidades mediante la liberación de esporas. En algunas especies acuáticas,
éstas nadan mediante flagelos. Sin embargo, las esporas de los numerosos
hongos terrestres son llevadas por el viento. Son tan livianas que se producen
en tales cantidades que están presentes en casi todas partes (MUÑOZ, 1996).
__________________________________________________________________________
3
4
Antecedentes_____________________________________________________________________
Figura 1. Esporangióforos y esporangios de Peronospora sparsa (400 x)
Fuente: Arbelaez, 1999
Los procesos de infección se realizan en algunos casos a través de los
estomas (ej. Phytophtora) y otros lo realizan mediante la formación de
estructuras especiales como apresorios y haustorios con los cuales rompen
la epidermis para penetrar y anclarse en los tejidos vegetales (MUÑOZ, 1996).
Figura 2. Penetración en forma directa con
los haustorios para el caso del mildeo polvoso
Fuente: Giraldo, 1999
2.2 ETAPAS EN EL DESARROLLO DE LAS ENFERMEDADES
En cualquier enfermedad infecciosa, se lleva a cabo una serie de eventos
sucesivos más o menos distintos que propician el desarrollo y la constancia de
la enfermedad y del patógeno. A esta cadena de eventos se le denomina ciclo
de la enfermedad, incluye los cambios y síntomas que sufre una planta, así
como los que se producen en el patógeno, y los períodos comprendidos en una
estación de crecimiento o al cabo de estaciones de crecimiento consecutivas.
Los eventos principales del ciclo de una enfermedad incluyen la inoculación,
penetración, infección, crecimiento, reproducción, dispersión y supervivencia
del patógeno (AGRIOS, 1996).
2.2.1 Inoculación
Es el proceso mediante el cual un patógeno y su hospedero entran en contacto.
Se le denomina inóculo al patógeno o patógenos que llegan a la planta o que
de alguna otra forma entran en contacto con ella.
5
Antecedentes_____________________________________________________________________
2.2.1.1 Inóculo
El inóculo es cualquier parte del patógeno que puede producir infección. Así en
los hongos, el inóculo puede ser fragmentos del micelio, las esporas o los
esclerocios (masas compactas de micelio); en las bacterias, micoplasmas,
bacterias del tipo de las rickettias, virus y viroides, el inóculo siempre está
representado por todo el cuerpo de esos organismos. El inóculo puede estar
representado por un solo patógeno, como es el caso de una espora, o por
millones de patógenos, como es el caso de las bacterias que contiene una gota
de agua.
2.2.1.2 Etapas de la inoculación
2.2.1.2.1 Depositación o llegada del inóculo
El inóculo en la mayoría de los patógenos llega a las plantas hospederas a
través del viento, el agua, los insectos, etc. y sólo una pequeña cantidad de él
se deposita en las plantas susceptibles; se desperdicia una gran cantidad del
inóculo debido a que se deposita en objetos que no pueden ser infectados. Por
lo común, los patógenos transmitidos por ciertos vectores son llevados hasta
las plantas con gran eficiencia.
2.2.1.2.2 Germinación de las esporas y semillas
Todos los patógenos en su estado vegetativo tienen la capacidad de producir
una infección inmediatamente. Sin embargo, las esporas de los hongos y las
semillas de las plantas superiores parásitas deben germinar previamente, para
lo cual requieren de temperaturas adecuadas y de un suministro de humedad
en forma de lluvia o rocío, o bien, una película de agua sobre la superficie de la
planta o, por lo menos, de una alta humedad relativa. Para que el patógeno
penetre en su hospedero, debe haber un suministro adecuado de humedad, ya
que de lo contrario puede desecarse y morir. La mayoría de las esporas
germinan inmediatamente después de su maduración y liberación, pero otras,
las también denominadas esporas latentes, requieren de un período de latencia
(reposo) variable antes de que puedan germinar. Cuando una espora germina,
produce un tubo germinal, esto es la primera parte de un micelio que penetra a
la planta hospedera. Las esporas de algunos hongos germinan y producen otro
tipo de esporas, como las zoosporas y las basidiosporas (AGRIOS, 1996).
De acuerdo con investigaciones realizadas durante años acerca del ciclo de
vida de los mildeos vellosos se ha encontrado que las esporas de Peronospora
destructor (mildeo velloso de la cebolla) germinan en 2 horas entre 10 y 18 ºC y
en 4 horas a 22 oC. La infección se completa en 3 horas a temperaturas entre 3
y 18 oC, 3 – 4 horas a 22 oC y en 6 – 10 horas a 26 oC (HILDEBRAND Y SUTTON, 1984).
6
Antecedentes_____________________________________________________________________
Las esporas necesitan agua libre para germinar, si el período de agua libre es
suficientemente largo, la germinación de las esporas se alcanza a cumplir en
las misma noche de la formación de ellas. Si no se alcanza ese día, se alcanza
el día siguiente. La mayoría de las esporas que no germinan al siguiente día
perderán la viabilidad y no germinarán nunca. Las esporas de P. parasitica no
germinan en condiciones de potencial de agua entre 0 y – 90 en ausencia de
agua libre (SUTTON Y HILDEBRAND, 1985).
Estudios realizados con aislamientos de Peronospora rubi causante del mildeo
velloso de Rubus fruticosus demuestran que entre 6 y 18 oC se presenta un
máximo de esporas germinadas (80 – 90%) y a 26 oC cesa la germinación
(BREEESE, 1994).
Goeldner (1962), en Leverkusen (Alemania) realizó ensayos de Peronospora
tabacina con plantas de tabaco de la variedad Samsum encontró que el poder
germinativo de las esporas está influenciado por la edad, siendo las recién
formadas las que germinan con mayor facilidad. La temperatura más apropiada
para la germinación está alrededor de 20 oC.
Según Ahrens (1929) la germinación de las oosporas del mildiu o Peronospora
de la vid (Plasmopara viticola) se efectúa cuando se producen lluvias y
temperaturas favorables, la germinación con humedad abundante empieza a
los 11 oC, estando el óptimo alrededor de los 25 oC. En condiciones por debajo
de las mínimas o de las máximas de humedad y temperatura los conidios
pueden germinar directamente, es decir, emitiendo un tubo germinativo en
lugar de zoosporas. Estas permanecen viables según las condiciones, así:
6 – 7 oC durante 20 – 28 horas
15 oC durante 10 – 16 horas
20 – 32 oC durante 2 – horas
32 oC durante 15 – 60 minutos
Zimmer, McKeen y Campbell (1992), realizaron estudios sobre las oosporas de
Peronospora ducometi, agente causal del mildeo velloso en el trigo (Fagopyrum
esculentum) y encontraron que la germinación de conidias es mucho mayor a
14 oC que a 25 oC. A 25 oC no hay germinación después de 3 horas, mientras
que después de 24 horas se ha incrementado a 14.4%,. a 14 oC la germinación
permanece relativamente constante entre 3 y 24 horas, 36.1 y 31.2%
respectivamente. Además la germinación de las conidias está afectada por la
edad de las mismas, conidias de 24 horas de edad germinan aproximadamente
el 59%, mientras que conididas de 48 horas de edad sólo germinan el 20%.
7
Antecedentes_____________________________________________________________________
2.2.2 Penetración del patógeno
Los patógenos penetran en la superficie de las plantas en forma directa, a
través de aberturas naturales de la planta o a través de heridas. Algunos
hongos penetran a los tejidos sólo mediante una forma, mientras que otros lo
hacen en más de una.
La penetración directa a través de superficies intactas de una planta, es el tipo
de penetración más común de los hongos y nemátodos, y el único tipo de
penetración de plantas superiores parásitas. Los hongos que penetran
directamente en sus plantas hospederas lo hacen a través de una hifa fina o un
apresorio. Estos se forman entre la zona de contacto del tubo germinal o
micelio y la superficie de una planta. La hifa crece en dirección de la superficie
de la planta y perfora la cutícula y la pared celular. Sin embargo, la mayoría de
los hongos forman un apresorio en el extremo del tubo germinal; por lo común,
el apresorio tiene forma cilíndrica o bulbosa y presenta una superficie plana en
la zona de contacto con la superficie de la planta hospedera. Como resultado
se forma una hifa fina (por lo común llamada gancho de penetración) en la
superficie plana del apresorio, la cual ofrece en dirección del hospedero y
perfora la cutícula y pared celular de sus células. En la mayoría de las
enfermedades causadas por hongos, el hongo penetra la cutícula y pared
celular de la planta, pero en otras, el hongo sólo atraviesa la cutícula y se aloja
entre ésta y la pared celular (AGRIOS, 1996).
La penetración a través de heridas la realizan las bacterias y algunos hongos.
Las heridas utilizadas pueden ser viejas o recientes y pueden ser consistir de
tejidos lacerados o destruidos. Al parecer las bacterias y hongos que penetran
a través de las heridas, germinan o se producen en la savia contenida en las
heridas recientes o en una película de agua o rocío que hay sobre la herida.
Por consiguiente, el patógeno invade directamente a las células vegetales
adyacentes o a través de haustorios, o bien secreta enzimas y toxinas que
destruyen y maceran a las células cercanas.
Con respecto a la penetración a través de aberturas naturales, es realizada por
bacterias y la mayoría de hongos. Entran a través de estomas, pero algunos
penetran a través de hidrátodos, nectártodos y lenticelas. La mayoría de los
estomas son bastante abundantes del lado inferior de las hoja, miden
aproximadamente 10 – 20 x 5 – 8 µm y se mantienen abiertos durante el día y
casi siempre cerrados durante la noche. Por lo general las esporas de los
hongos germinan sobre la superficie de la planta y emiten un tubo germinal que
se desarrolla entonces en el interior del estoma; sin embargo, es muy común
que el tubo germinal forme un apresorio que se adapta adecuadamente al
estoma y que, por lo general, se desarrolle a partir de él una fina hifa en el
interior del estoma. En la cavidad subestomática, la hifa crece y a partir de ella
se desarrolla una o varias hifas pequeñas que de inmediato invaden las células
de la planta hospedera en forma directa o a través de haustorios.
8
Antecedentes_____________________________________________________________________
Aun cuando al parecer algunos hongos penetran incluso en estomas cerrados,
otros entran a los estomas sólo cuando se mantienen abiertos, y todavía otros,
como es el caso de las cenicillas se desarrollan sobre estomas abiertos sin que
penetren en ellos.
2.2.3 Infección
Es el proceso mediante el cual los patógenos entran en contacto con las
células o tejidos susceptibles de un hospedero y en el que se producen
nutrientes suficientes para ambos. Durante la infección, los patógenos se
desarrollan y/o reproducen dentro de los tejidos de las plantas, e invaden a
éstas en forma variable. De esta manera, la invasión del patógeno sobre los
tejidos de la planta, y el crecimiento y reproducción de este patógeno en los
tejidos infectados, constituyen en la actualidad dos subetapas concurrentes en
el desarrollo de una enfermedad dentro de la etapa de infección.
Las infecciones reales dan como resultado la formación de zonas necróticas o
de zonas decoloradas y malformadas, a las que se les denomina síntomas. Sin
embargo algunas infecciones permanecen latentes, o sea, no producen
síntomas al instante, sino hasta cuando las condiciones del medio ambiente
son más favorables o bien durante una etapa distinta en la madurez de una
planta.
Los síntomas de una enfermedad comprenden el conjunto de cambios
observables e invisibles que se manifiestan en la apariencia y función de las
plantas infectadas.
Figura 3. Síntomas del mildeo
velloso en hojas de rosa
Fuente: Arbelaez, 1999
Figura 4. Manchas irregulares
de color púrpura a negro mildeo
velloso a lo largo del tallo.
Fuente: Quitián, 1995
Al intervalo comprendido entre la inoculación y la aparición de los síntomas de
la enfermedad se le denomina período de incubación. La duración de este
período en varias enfermedades varía de acuerdo a la relación particular que
se establece entre el patógeno y su hospedero, a la etapa de desarrollo de este
último y a la temperatura del medio ambiente donde se encuentra la planta
infectada.
9
Antecedentes_____________________________________________________________________
La incubación de P. destructor dura entre 7 y 16 días. Con alta humedad
relativa este período de incubación se reduce en algunas especies de
Peronospora (HILDEBRAND Y SUTTON, 1984). Las esporas son producidas durante la
noche con alta humedad y temperaturas moderadas (4 – 25 oC) con un óptimo
para la esporulación de 13 oC. Las esporas maduran rápidamente durante la
mañana y se dispersan durante el día. Ellas continúan viables durante 4 días.
La lluvia no es necesaria cuando el rocío ocurre continuamente durante la
noche y la mañana.
La infección producida por Peronospora rubi presenta su temperatura óptima a
15 oC, aunque la infección ocurre dentro de un rango de temperatura de 2 - 28
o
C. Las esporas mueren a altas temperaturas (> 39.5 oC), pero ellas continúan
viables por cortos periodos entre esta y la temperatura máxima del rango
permitido (BREEESE, 1994).
Para conseguir infecciones con Peronospora tabacina en plantas de tabaco de
la variedad Samsum, deben mantenerse las plantas durante 5 horas por lo
menos con una humedad relativa de 95 – 100% y a una temperatura de 12 a
15 oC. El período de incubación es de alrededor de 5 días, produciéndose el
máximo de esporulación al octavo día en el que el hongo emerge no sólo por el
envés sino también por la haz, de acuerdo con los estudios realizados por
Goeldner (1962).
Según Kröbler (1969), las oosporas de Peronospora tabacina no tienen
significativa influencia en la infección de las plantas adultas en el campo. Los
experimentos realizados por el citado autor revelan que ellas atacan sólo las
plantitas de almáciga.
Según Ravaz (1915) en el mildiu o Peronospora de la vid, Plasmopara viticola,
los conidióforos no aparecen hasta que la temperatura no llega por lo menos a
13 oC y sigue aumentando en cantidad hasta los 20 oC, situándose el óptimo
entre los 18 y 22 oC. A partir de los 25 oC la formación de los conidióforos es
lenta y desaparece a los 30 oC. Este fenómeno ocurre cuando la atmósfera
está húmeda, pues cuando está seca el mismo se retarda 4 o 5 a veces 20
días.
Las oosporas de Peronospora ducometi, agente causal del mildeo velloso en el
trigo (Fagopyrum esculentum), determinaron que a 14 oC la incidencia de la
infección sobre la semilla era de 35.9 %, y a 25 oC la infección ocurre en un
1.3% (ZIMMER, 1992).
Las evaluaciones realizadas al mildeo velloso de la lechuga, Bremia lactucae,
mostraron que las primeras lesiones de esporulación aparecen 5 días después
de la inoculación a temperaturas de 18 y 22 oC. A 7 y 12 oC, la esporulación no
ocurre antes de 18 y 11 días, respectivamente. El período de latencia no es
afectado a bajas temperaturas (7 y 12 oC), a altas temperaturas este período
de latencia es más largo (SCHERM, 1994).
10
Antecedentes_____________________________________________________________________
2.2.4 Invasión
La mayoría de los hongos se desarrollan en todos los tejidos de los órganos de
la planta que infectan (hojas, tallos, raíces, etc.), ya sea mediante un
crecimiento directo a través de sus células (micelio intracelular) o por su
desarrollo entre ellas (micelio intercelular). Por ejemplo algunos hongos, como
los que ocasionan la roña del manzano y la mancha negra del rosal, producen
un micelio que solo se desarrolla en la zona comprendida entre la cutícula y la
epidermis (zona subcuticular), mientras que otros, como los que ocasionan las
cenicillas, desarrollan un micelio solo sobre la superficie de la planta, aun
cuando formen haustorios en el interior de las células epidérmicas.
Algunos hongos, en particular los que ocasionan los mildius, royas y carbones,
invaden de manera sistémica a sus hospederos, es decir, el patógeno que se
localiza en una zona dada se propaga en invade la mayoría de células y tejidos
susceptibles de una planta o a toda ésta.
2.2.5 Crecimiento y reproducción
Por lo general los hongos y las plantas superiores parásitas se propagan desde
una zona inicial de inoculación e invaden e infectan a los tejidos al
desarrollarse en el interior de ellos. La mayoría de estos patógenos, aunque
produzcan una pequeña mancha, una amplia zona infectada o la necrosis total
de una planta, continúan creciendo y extendiéndose de una manera indefinida
dentro del hospedero infectado, de tal manera que se propaga cada vez mas
en los tejidos de la planta hasta que esta última muere o se detiene el
desarrollo de la infección. Sin embargo, en algunas infecciones producidas por
hongos, mientras las hifas jóvenes continúan desarrollándose en los nuevos
tejidos sanos, las hifas originales que se encontraban en las zonas infectadas
mueren y desaparecen, de tal manera que una planta infectada presenta varias
zonas donde mantienen su actividad unidades distintas de micelio. De tal
forma, los hongos que ocasionan marchitamientos vasculares con frecuencia
invaden las plantas al producir y liberar esporas en el interior de sus vasos y, al
ser transportadas las esporas en la savia, invaden a los vasos que se
encuentran lejos del micelio y al germinar producen más micelio que invade a
otros vasos.
De acuerdo con Hildebrand y Sutton (1984), P. destructor esporula a las 6, 10,
14, 18 y 22 oC, pero no a las 4 y 26 oC, cuando las plantas infectadas son
expuestas a alta humedad 2 horas después de iniciado el período de
oscuridad. El patógeno no esporula a las 6, 10, 14 y 22 oC cuando el período
de humedad inicia 4, 5, 6 y 7 horas después. Algunas esporangioforos y
esporas inmaduras se desarrollan a los 18 oC cuando el período de humedad
inicia después de 8 horas.
La temperatura y el tiempo de inicio del período de humedad afecta el tiempo
de inicio y rata de crecimiento de esporas y esporangioforos.
11
Antecedentes_____________________________________________________________________
2.2.6 Diseminación del patógeno
Algunos patógenos, como los nemátodos, las zooporas de los hongos y las
bacterias se desplazan por sí mismos hasta una cierta distancia y de esta
forma se trasladan de un hospedero a otro. Las hifas de los hongos y los
rizomorfos pueden desarrollarse entre los tejidos que se mantienen unidos y,
en ocasiones, a través del suelo en torno a las raíces adyacentes. Sin
embargo, ambos medios de propagación son bastante limitados,
particularmente en el caso de las zooporas y las bacterias.
Las esporas de algunos hongos son expulsadas violentamente desde el
esporóforo o esporocarpo mediante un mecanismo de presión que da como
resultado la descarga sucesiva o simultánea de esporas hasta 1 cm o más de
distancia por arriba del nivel des esporóforo. De esta manera semejante, las
plantas superiores parásitas dispersan sus semillas con tal fuerza que pueden
llegar a varios metros de distancia.
Casi toda la dispersión de los patógenos, de la que dependen los brotes de las
enfermedades de las plantas e incluso la aparición de enfermedades de menor
importancia económica, se lleva a cabo pasivamente mediante la participación
de agentes de dispersión tales como el aire, el agua, los insectos, otros
animales y el hombre.
2.2.7 Invernación y estivación del patógeno
Los patógenos que infectan a las plantas perennes pueden sobrevivir en ellas
durante las bajas temperaturas del invierno o en el clima seco y cálido del
verano, a pesar de que las plantas hospederas, durante esas estaciones,
muestren un crecimiento activo o entren en un período de reposo.
Los hongos han desarrollado una gran variedad de mecanismos de invernación
o de estivación. En las plantas perennes, los hongos invernan como micelio en
los tejidos infectados (por ejemplo, como cánceres) o como esporas en la
superficie infectada de una planta o cerca de ella, o bien sobre las escamas de
una yema. Por lo común , los hongos que infectan las hojas o frutos de los
árboles deciduos invernan como micelio o esporas sobre las escamas de las
yemas o bien sobre hojas o frutos infectados que se han desprendido. Por lo
general, los hongos que infectan las plantas anuales sobreviven al invierno o al
verano como micelio, esporas de resistencia a de otro tipo o bien como
esclerocios en los residuos vegetales infectados en el suelo o en las semillas u
otros órganos de propagación, como es el caso de los tubérculos. En algunas
áreas, los hongos sobreviven al infectar continuamente a plantas que crecen al
aire libre durante todo el año (como es el caso de la col) o al infectar a plantas
que crecen en los invernaderos durante el invierno y al aire libre durante el
verano. De manera semejante, algunas royas y otros hongos que invernan en
cultivos de invierno que se cultivan en climas cálidos se desplazan desde ellas
hasta los mismos hospederos que se desarrollan como cultivos de primavera
en climas más fríos.
12
Antecedentes_____________________________________________________________________
De la misma forma algunos hongos infectan a plantas anuales, a plantas
cultivadas o incluso a plantas perennes silvestres, y se desplazan desde estas
últimas hasta las anuales en cada estación de crecimiento. Las royas que
infectan alternadamente a una planta anual y a una perenne, se trasladan de
una a otra e invernan, por lo tanto, en la planta perenne.
2.3 LOS MILDIUS
Se llaman mildius o mildeo aquellas enfermedades caracterizadas por
presentar al exterior del órgano afectado, una eflorescencia vellosa o afelpada,
blanquecina, grisácea o azulada formada por los órganos de esporulación del
patógeno
Los mildius son principalmente tizones del follaje de las plantas que atacan y se
propagan con gran rapidez en tejidos verdes tiernos y jóvenes que incluyen
hojas, ramitas y frutos de las plantas. La severidad de la infección, en zonas
donde se desarrollan tanto las plantas susceptibles como los mildius
correspondientes que las infectan, depende en gran parte de la presencia de
una película de agua sobre los tejidos de la planta y de la alta humedad relativa
de la atmósfera durante los períodos moderadamente fríos y cálidos pero no de
calor intenso. La reproducción y propagación de estos hongos es rápida, de ahí
que estas enfermedades ocasionan pérdidas considerables en tiempos cortos.
Aún cuando el tizón tardío de la papa y del tomate se asemejan a un mildiu,
con frecuencia se le denomine como tal, los mildius verdaderos se deben a un
grupo de oomicetos que pertenece a la familia de Peronosporaceae, todas las
especies de esta familia son parásitos obligados de plantas superiores y
producen mildius en numerosas plantas que incluyen a la mayoría de las
hortalizas, gramíneas cultivadas, así como a muchas plantas de ornato, de
cultivo, árboles y vides. El hongo de los mildius forman esporangios sobre los
esporangióforos. Éstos difieren del micelio debido a su forma de ramificarse.
Los esporangios se localizan en las puntas de las ramas. Cada uno de los
géneros de los mildius tienen una forma característica de ramificación de sus
esporangióforos, lo que constituye un criterio que se utiliza para su
identificación. En un principio los esporangióforos casi siempre son largos y
blancos y emergen en grupos a través de los estomas de los tejidos de la
planta. Más tarde adquieren una tonalidad grisácea o café clara y forma una
matriz visible constituida por las hifas del hongo en la superficie inferior de las
hojas (o en ambas superficies de ellas) o bien sobre otros tejidos infectados.
Cada esporangióforo crece hasta llegar a la madurez y entonces produce
varios esporangios casi simultáneamente.
En la mayoría de los mildius, los esporangios germinan casi siempre mediante
zoosporas o, a temperaturas más altas, mediante tubos germinales. Sin
embargo, en el género Peronospora,, los esporangios generalmente germinan
mediante tubo germinal. Siempre que los esporangios germinen de esta
manera serán considerados como esporas y no como esporangios, de ahí que
13
Antecedentes_____________________________________________________________________
con frecuencia se les denomine como conidios, los cuales siempre
germinan por medio de tubos germinales.
Las oosporas de los mildius por lo general germinan mediante tubos
germinales, pero en unos cuantos casos producen un esporangio que libera
zoosporas.
En la mayoría de los mildius, como los de la alfalfa, maíz, lechuga, cebolla,
sorgo, espinaca, caña de azúcar, girasol y tabaco, el patógeno suele causar
infección sistémica en los vástagos de su hospedante, cuando se transporta en
las semillas o bulbos, o bien cuando la infección se origina en las etapas de
plántula o planta joven. Cuando los órganos de las plantas adultas son
infectados, éstos desarrollan áreas infectadas localizadas (aunque no
necesariamente pequeñas) o bien permiten que el hongo se propague hacia los
tejidos jóvenes y se vuelve localmente sistémico. En algunos mildius como la
vid, soya y algunos pastos, las infecciones por lo común producen lesiones
pequeñas o grandes y el hongo suele volverse sistemático cuando infecta a los
tallos jóvenes y a los pedúnculos de los frutos.
La cantidad de las pérdidas depende en gran parte de la cantidad de inóculo
inicial pero, sobre todo, de la prevalencia de una atmósfera húmeda durante la
cual los mildius esporulan profusamente, causan numerosas infecciones y se
propagan hacia los tejidos jóvenes suculentos a los que mata con rapidez. La
dispersión y capacidad de destrucción de los mildius en una atmósfera bajo
estas condiciones, son incontrolables. En el caso de algunos cultivos en
muchos países menos desarrollados, los mildius son aún incontrolables y sólo
se mantienen bajo control cuando la atmósfera es cálida y seca.
A continuación se mencionan algunos de los mildius más comunes e
importantes:
Peronospora destructor, causa el mildiu de la cebolla y ajo,
Peronospora tabacina, produce el mildiu del tabaco,
Peronospora manshurica causa el mildiu en soya,
Bremia lactucae produce el mildiu de la lechuga,
Plasmopara viticola en la vid
Pseudoperonospora cubensis en cucurbitáceas,
Sclerospora sacchari en caña de azúcar,
Peronosclerospora sorghi causa el mildiu del sorgo,
Scleropora maydis en maiz,
Sclerospora graminicola en trigo,
Peronospora trifoliorum causa el mildeo de la alfalfa y el trébol,
Peronospora pisi produce el mildiu de la arveja,
Peronospora scatii en remolacha (AGRIOS, 1996).
En plantas ornamentales, además del mildeo velloso en rosa, Peronospora
sparsa, están registrados otros mildeos como:
Peronospora dianthicola en clavel,
Peronospora anthirrini en boca de dragón,
Peronospora statices en Limonium latifolium,
Basidiospora entospora en Aster
Plasmopara violae en pensamiento y violeta,
14
Antecedentes_____________________________________________________________________
Plasmopara geranii en geranio,
Plasmopara pigmaea, en anémona
2.4
MILDEO VELLOSO, Peronospora sparsa, EN ROSAS
VARIEDAD Charlotte
2.4.1 Clasificación taxonómica del mildeo velloso Peronospora sparsa
Aunque hace algunos años el agente causal del mildeo velloso en las rosas se
clasificaba como un hongo perteneciente a la Clase Oomycetos, Reino
Mycetae (ALEXOPOULUS Y MIMS, 1979), actualmente se le clasifica como un
pseudohongo perteneciente al Phylum Oomycota, Reino Protista (CaARLILE Y
WATKINSON, 1994). Esta clasificación se basa principalmente en que las paredes de
los Oomycetos están formadas por celulosa y no por quitina, la cual es uno de
los componentes básicos de las paredes celulares de los hongos verdaderos,
los cuales se clasifican actualmente dentro del Reino Fungi; además los
Oomycetos se caracterizan por la producción de esporas móviles o zoosporas.
(CARLILE Y WATKINSON, 1994)
•
REINO: PROTISTA
•
PHYLUM: OOMYCOTA
•
CLASE: OOMYCETES (Mohos acuáticos, royas blancas y mildius). - Tienen
un micelio alargado sin paredes transversales o septas. El micelio es un
tubo, generalmente ramificado, constituído por protoplasma. Producen
esporangios, estructuras asexuales que se forman sobre los
esporangioforos. Los esporangios contienen en su interior zoosporas
(flageladas) o esporangiosporas (no poseen flagelo).
•
Orden: Peronosporales. - Los esporangios (por lo común, zoosporangios)
se forman en las puntas de hifas especializadas y quedan libres. Forman
oosporas. Son parásitos obligados, desarrollan todo el ciclo de vida en la
planta huésped viva, y no pueden ser cultivadas en el laboratorio a partir de
esporas.
•
Familia: Peronosporaceae (mildius). - Los esporangios se forman en
esporangióforos de crecimiento determinado y son transportados por el
viento. Son parásitos obligados.
•
Géneros: Peronospora
•
Especie: sparsa
2.4.2 Generalidades
El Mildeo velloso puede estar entre las más destructivas de todas las
enfermedades de rosa, cuando los factores ambientales favorecen su
desarrollo. La enfermedad fué por primera vez descrita en Inglaterra por
Berkeley en 1862 donde causó un daño considerable a cultivos de rosa en
invernaderos.
15
Antecedentes_____________________________________________________________________
El Mildeo velloso fue conocido en Inglaterra, en la mayoría de los países
europeos y en los Estados Unidos durante la última parte del siglo XIX.
El Mildeo velloso es principalmente una enfermedad de invernaderos, pero
también puede desarrollarse en plantas cultivadas al aire libre, mantenidas bajo
condiciones de frío y humedad (GILL, 1977).
Este organismo se caracteriza por ser un parásito obligado altamente
especializado en las plantas hospedantes que atacan. Se caracteriza por
producir pocas enzimas extracelulares, poca maceración de los tejidos y no
producen toxinas. El hongo penetra al hospedante en forma directa a través de
la cutícula y epidermis, crece de manera intercelular ocasionando pooco daño
en el hospedante y se alimenta de las células del parénquima a través de
haustorios (MICHELMORE, 1988).
La reproducción asexual se realiza a través de esporangios, los cuales se
forman sobre esporangióforos; las características de los esporangióforos se
utilizan para la identificación de los géneros. Los esporangios, dependiendo de
la temperatura y la humedad, germinan a través de zoosporas o esporas
móviles, o directamente a través de hifas. Los géneros Peronospora y Bremia
no forman zoosporas y los esporangios se comportan como conidias, es decir,
que al germinar producen directamente un tubo germinativo. Los demás
géneros si producen zooporas (ARBELAEZ, 1999)
La reproducción sexual se realiza a través de anteridios y oogonios con
formación de ooporas, las cuales son esporas sexuales provistas de paredes
muy gruesas, lo cual las hace muy resistentes a condiciones ambientales
desfavorables. La formación de ooporas es característica de las zonas
templadas y rara vez ocurren en los trópicos. Hasta el momento no se han
observado ooporas en los tejidos de rosa afectados en Colombia.
Figura 5. Ciclo de vida de Peronospora
Sparsa. Fuente: Quitián, 1995
2.4.3 Etiologia
El Mildeo velloso es causado por Peronospora sparsa Berk. Es conocido
atacando Rosa califórnica, R. centifolia, R. canina, R.chinensis, R. rubiginosa e
híbridos cultivados de rosa. Francis (1981) detalla la siguiente descripción: el
hongo Peronospora sparsa produce un micelio intercelular con haustorios
filiformes en el tejido del hospedante. Los esporangióforos son erectos,
producidos abundantemente en los estomas de la superficie inferior de la hoja,
sus brazos son dicotómicos, con esporangios sostenidos sobre la punta
16
Antecedentes_____________________________________________________________________
terminal de sus brazos, estos esporangióforos miden 490 – 600 x 4 – 6 µm
y tienen un tronco de 300 – 465 µm; las ramas terminales son de 12 a 16 µm
de largo, y afiladas. Bajo condiciones de humedad, los esporangióforos
poseen una longitud de 350 µm de longitud. Los esporangios son de 17 – 22 X
14 – 18 µm elipsoidales a esféricas, de color amarillo pálido con un segmento
que sirve de unión al esporangióforo, además poseen una pared exterior hialina
de 2 µm de grosor.
2.4.4 Epidemiología
Con respecto a las condiciones de P. sparsa no hay mucha información
disponible, sin embargo, su desarrollo esta usualmente restringido por rangos
de temperatura y humedad relativa. MacLean and Baker (1951), reportaron que
la temperatura óptima para la germinación de los esporangios, estaba
alrededor de los 18 oC y que los esporangios no podían germinar por debajo de
los 4.4 oC, o por encima de los 26.8 oC.
El esporangio colocado a 4.4 oC no moría y germinaba cuando era puesta a
una temperatura óptima; pero el esporangio colocado a 26.8 oC durante 24
horas, moría. Cuboni (1888), reportó que el esporangio germinaba en agua en
4 horas, y que la esporulación en hojas de rosa ocurría a alta humedad relativa
dentro de los 3 días siguientes a la inoculación. Cuando la humedad relativa
está por debajo de 85%, el hongo no afecta las rosas (HORST, 1995). El hongo se
presenta con mayor fuerza cuando las noches son frías y los días calurosos
(CHASE, 1995).
En condiciones ideales la esporulación de P. sparsa puede ocurrir en 3 días
siguientes a la infección (HORST, 1995). Mientras tanto, Vargas (1996) habla de un
período de incubación de 8 días. El hongo se desarrolla a temperaturas entre 1
y 25 oC con el óptimo de 18 oC (VARGAS, 1996).
El tubo germinativo forma el apresorio, la membrana celular no se rompe sino
que invagina el apresorio, el crecimiento es intrercelular, se forma gran
cantidad de apresorios que es por donde toma los alimentos de las células de
la rosa (GIRALDO, 1999).
Figura 6. Penetración en forma indirecta con los
Haustorios para el caso de mildeo velloso
Fuente: Giraldo, 1999
17
Antecedentes_____________________________________________________________________
Esporula por el envés de las hojas y lo hace por los estomas. El ataque es más
severo en noches frías y días calurosos. Según la literatura la esporulación
esta influenciada por la luz. Los esporangios se forman en la noche (la
esporulación ocurre normalmente en la noche), maduran en la mañana y se
diseminan en el día (GIRALDO, 1999).
Baker (1953) encontró esporangios viables producidas en hojas sueltas en una
cámara húmeda, un mes después de haber sido desprendidas de la planta.
Rápido crecimiento, veloz regeneración y la producción abundante de inóculo,
hacen posible epidemias repentinas, cuando las condiciones ambientales son
favorables.
Las investigaciones realizadas en el laboratorio de Sanidad Vegetal de
Americaflor Ltda., se ha determinado que se necesitan 24 horas en cámara
húmeda totalmente oscura para efectuarse el periodo de germinación y
penetración del hongo en la planta y transcurren aproximadamente de 6 a 9
días para que se inicie la esporulación.
2.4.5 Síntomas
EL Mildeo velloso ataca todas las estructuras aéreas de la planta incluyendo
tallos, hojas, pedúnculos, cálices, pétalos, etc. Cuando las hojas atacadas e
infectadas, desarrollan puntos de rojo púrpura a café oscuro, con manchas
irregulares a menudo acompañadas por amarillamiento de las hojas jóvenes.
Los síntomas en la hoja pueden parecerse en ocasiones a daños causados por
ciertos pesticidas, por lo tanto los síntomas del Mildeo velloso pueden no ser
reconocibles con facilidad.
Las hojas infectadas se debilitan fuertemente, y pueden caer con un mínimo
disturbio. Baker (1953) ha sugerido que el amarillamiento y rápida absición de
las hojas de rosa infectadas por Mildeo velloso, pueden estar influenciados por
la producción de etileno, pero no hay datos que soporten esta hipótesis.
Figura
Figura 7. Clorosis y defoliación
Fuente: Quitián, 1995
Figura 8. Primeros síntomas (observe la
(esporulación y la forma sinuosa de la
hoja. Var. Livia) Fuente: Quitián, 1995
La infección en tallos, pedúnculos y cálices causan desde áreas púrpuras a
negras; las cuales pueden variar de manchas pequeñas a lesiones de varios
centímetro de largo.
18
Antecedentes_____________________________________________________________________
Figura 9. Síntomas de mildeo velloso
en tallos de rosa
Fuente: Arbelaez, 1999
Figura 10. Detalle de los síntomas del
mildeo velloso en una hoja de rosa
Fuente: Arbelaez, 1999
La muerte de brotes infectados es común. Las manchitas cafés pueden
aparecer sobre los pétalos, pero los síntomas en los pétalos no siempre
ocurren (BAKER, 1953).
Baker reportó que la esporulación del hongo es profusa, bajo condiciones de
alta humedad relativa; produciendo abundantes esporangios sobre el envés de
la hoja. La esporulación declina rápidamente a bajas humedades relativas y
puede no ser evidenciado.
Esta enfermedad es algunas veces confundida con Mildeo polvoso; pero el
Mildeo velloso ramifica a través de la hoja, y necrosa la célula hospedante
rápidamente comparado con el Mildeo polvoso que unicamente penetra la
epidermis de las células y no causa necrosis celular.
Todos los cultivos de rosas son susceptibles a esta enfermedad, sin embargo
la severidad de esta es variable.
2.4.6 Susceptibilidad a Mildeo velloso de diferentes variedades de rosas
VARIEDAD
Madame del bard
Visa
Dallas
Peckoubo
Marlyse
Tango
Fire on ice
Sophia
Gabriela
Jacaranda
*Sonya
*Vivaldi
Anna
Cocktail
*Aalsmer Gold
*Golden
Emblen
Bettina
Marella
Saride
*Osiana
*Tineke
Rafaela
COLOR
Rojo
Rojo
Rojo
Pink salmón
Pink salmón
Bicolor (Amarillocrema)
Bicolor (Rojocrema)
Dark pink
Rojo
Fucsia
Pink salmón
Rosado
Rosado
Amarillo
Amarillo
Amarillo
Amarillo
Naranja
Naranja
Amarillo-Naranja
Champaña
Crema
Bicolor-Rojo
GRADO DE SUSCEPTIBILIDAD
Baja susceptibilidad
Baja susceptibilidad
Baja susceptibidad
Baja susceptibilidad
Baja susceptibilidad
Baja susceptibidad
Baja susceptibilidad
Baja susceptibilidad
Mediana susceptibilidad
Mediana susceptibilidad
Mediana susceptibilidad
Mediana susceptibilidad
Mediana susceptibilidad
Mediana susceptibilidad
Mediana susceptibilidad
Mediana susceptibilidad
Mediana susceptibilidad
Mediana susceptibilidad
Mediana susceptibilidad
Mediana susceptibilidad
Mediana susceptibilidad
Mediana susceptibilidad
Mediana susceptibilidad
19
Antecedentes_____________________________________________________________________
*Confetti
*Maaike
Charlotte
Libia
Lorena
Diplomat
Lancome
Frisco
Miss París
Star 2000
Bicolor (RojoAmarillo)
Bocolor (RojoCrema)
Rojo
Rosado
Rosado
Rosado
Rosado
Amarillo
Pink salmón
Naranja
Mediana susceptibilidad
Mediana susceptibilidad
Alta susceptibilidad
Alta susceptibilidad
Alta susceptibilidad
Alta susceptibilidad
Alta susceptibilidad
Alta susceptibilidad
Alta susceptibilidad
Alta susceptibilidad
*Altamente susceptible en algunas localidades
Fuente: Florez, 1996
2.5
EFECTO DEL AMBIENTE EN LA PRODUCCIÓN DE
ENFERMEDADES INFECCIOSAS
2.5.1 Efecto de la temperatura
El efecto de la temperatura sobre el desarrollo de una determinada enfermedad
después de haberse producido la infección, depende de la relación particular
que se establezca entre el patógeno y su hospedante. El desarrollo más rápido
de una enfermedad, o sea, el tiempo más breve que se requiere para que
concluya el ciclo de una enfermedad, habitualmente se produce cuando la
temperatura es óptima para el desarrollo del patógeno y cuando se encuentra
por arriba o por debajo de ese óptimo para el desarrollo del hospedante. El
avance de una enfermedad se ve entorpecido a temperaturas mucho menores
o mayores al valor óptimo que permite el desarrollo del patógeno, o bien a
temperaturas cercanas al óptimo en el que el hospedante se desarrolla. Dado
que la duración de un ciclo determina el número de ciclos de enfermedad y
aproximadamente el número de nuevas infecciones en una estación, resulta
evidente que reviste de gran importancia el efecto de la temperatura sobre la
frecuencia de una enfermedad en una estación determinada.
En caso de que las temperaturas mínima, óptima y máxima que permitan el
desarrollo del patógeno, del hospedero y de la enfermedad sean casi las
mismas, el efecto de la temperatura sobre el curso de la enfermedad, se
manifiesta al parecer a través de su influencia sobre el patógeno, el cual vuelve
a ser activo a la temperatura óptima a la que el hospedero, aún después de
haber logrado su óptimo desarrollo, se ve imposibilitado de contenerlo.
La tasa de cambio de temperaturas es más importante que el grado de cambio.
Los cambios repentinos tienden a ser más nocivos para las plantas que los
cambios lentos de la misma magnitud, aparentemente porque el protoplasma
requiere un período determinado para adaptarse a los nuevos niveles de
temperatura. Si las plantas leñosas en vida latente se enfrían lentamente y
20
Antecedentes_____________________________________________________________________
después se calientan de igual forma, pueden resistir las temperaturas muy
por debajo de cualquier nivel alcanzado incluso en los polos de la Tierra. La
tasa de enfriamiento, y no la temperatura mínima absoluta, determina si la
planta se daña o no por la formación de hielo intracelular o por el desarrollo de
lesiones del tallo. Asimismo, la temperatura extrema que ocasiona la lesión
solar en las plantas no es mayor que aquella que en otros momentos resisten
cuando el cambio de una temperatura alta a otra baja es gradual.
La transpiración aumenta directamente con la magnitud de la diferencia en
temperatura entre superficie de la hoja y el aire cercano a ella. La temperatura
también modifica la relación entre la transpiración cuticular y la estomática:
cuanto más elevada sea la temperatura, mayor será el componente cuticular.
2.5.2 Efecto de la humedad
La humedad, al igual que la temperatura, influyen sobre el inicio y desarrollo de
las enfermedades infecciosas de las plantas a través de varios mecanismos
interrelacionados, el aumento de la humedad puede producir cambios en el
crecimiento y desarrollo de las plantas, pero también en la incidencia de las
enfermedades fúngicas y, en última instancia, en la producción. Puede
presentarse en forma de lluvia o agua de riego sobre la superficie de la planta o
en torno a las raíces de ésta, como humedad relativa en la atmósfera y como
rocío. El efecto más importante de la humedad al parecer se centra sobre la
germinación de las esporas de los hongos y sobre la penetración del tubo
germinal en el hospedero. La humedad, en forma de salpicaduras de lluvia y
agua corriente tiene también una importante función sobre la distribución y
diseminación de muchos de esos patógenos sobre la misma planta o de una
planta a otra.
La mayoría de los hongos patógenos requieren de la presencia de humedad
libre sobre su hospedero o de una alta humedad relativa en la atmósfera sólo
durante la germinación de sus esporas y llegan a ser independientes una vez
que obtienen agua y nutrientes a partir de su hospedero. Sin embargo, algunos
patógenos, como los que ocasionan el tizón tardío de la papa y los mildius,
requieren que en el medio ambiente haya por lo menos una alta humedad
relativa durante todo su desarrollo. Estas enfermedades, el desarrollo y
esporulación del patógeno, así como la producción de los síntomas que
ocasiona, se inhiben tan pronto como llegan los climas cálidos y secos y sólo
vuelven a reanudarse hasta que llueve o después de que retorna el tiempo
húmedo.
La humedad atmosférica desempeña un papel determinante en el proceso de
transpiración del agua por las hojas y sobre el potencial hídrico foliar, sobre la
regulación de la conductancia estomática y la temperatura de las hojas, y
realiza estos procesos mediante funciones primarias de la planta como la
fotosíntesis, la absorción y el transporte de agua y elementos minerales. Se
conocen situaciones en que las condiciones de elevada humedad atmosférica
en los invernaderos ejercen una influencia claramente desfavorable sobre el
crecimiento, y todo ello conlleva a que surjan desórdenes fisiológicos y daños a
los cultivos. A pesar de la influencia sobre los cultivos de una humedad
21
Antecedentes_____________________________________________________________________
elevada, y que todavía se comprueba en buena parte de los cultivadores
de invernadero, está extendida la preocupación de los posibles efectos
negativos. Entre éstos, con una radiación solar muy intensa, se considera el
aumento excesivo de la temperatura de los tejidos y el aumento de la
posibilidad de daños térmicos tras la reducción de la dispersión de calor latente
de evaporación debido a la reducción de transpiración.
2.5.3 Efecto de la luz
La influencia de la luz sobre el desarrollo de las enfermedades, en particular en
condiciones naturales, tiene una importancia mucho menor de la que tiene la
temperatura o la humedad, aunque se conocen varias enfermedades en las
que la intensidad y la duración de la luz puede aumentar o disminuir la
susceptibilidad de las plantas ante las infecciones y también la severidad de las
enfermedades. Sin embargo, en la naturaleza, el efecto de la luz se restringe a
la producción de plantas mas o menos etioladas que han estado expuestas a
una baja intensidad luminosa. Esto habitualmente incrementa la susceptibilidad
de las plantas ante los parásitos no obligados, como ocurre con las plantas de
lechuga y tomate ante Botrytis y con el tomate ante Fusarium, pero disminuye
su susceptibilidad ante los parásitos obligados, como ocurre con el trigo ante
Puccinia, el hongo de la roya del tallo.
Por lo general la disminución de la intesidad luminosa incrementa la
susceptibilidad de las plantas a las infecciones virales. El mantener las plantas
en la oscuridad durante uno o dos días antes de que se produzca la
inoculación, incrementa el número de lesiones (o sea, de infecciones) que
aparecen una vez que se produjo la inoculación. Las bajas intensidades de luz
después de producida la inoculación tienden a enmascarar los síntomas de
algunas enfermedades, que son mucho más severos cuando las plantas se
desarrollan en condiciones normales de iluminación que cuando crecen en
lugares sombreados.
2.5.4 Efecto del viento
El viento influye sobre las enfermedades infecciosas de las plantas
principalmente por la importancia de la diseminación de los fitopatógenos y, en
menor grado, debido a la rápida desecación que produce sobre las superficies
húmedas de las plantas. La mayoría de las enfermedades de las plantas que
se extienden con rapidez y que pueden alcanzar proporciones epidémicas, son
ocasionadas por patógenos (entre ellos, hongos, bacterias y virus) que son
diseminados por el viento o por insectos vectores que pueden ser
transportados a grandes distancias por el viento.
La lluvia acarreada por el viento facilita la liberación de las esporas y bacterias
de los tejidos que han sido infectados y las lleva posteriormente a través del
aire depositándolas sobre superficies húmedas que, en caso de que sean
susceptibles, pueden ser infectadas de inmediato. El viento daña también las
superficies de las plantas cuando las azota y las frota entre sí; eso facilita la
infección por muchos hongos y bacterias y también por algunos virus que son
22
Antecedentes_____________________________________________________________________
transmitidos por vía mecánica. En ocasiones el viento facilita la prevención
de infecciones al acelerar la desecación de las superficies húmedas de las
plantas sobre las que pudieran depositarse las bacterias o las esporas de los
hongos. En caso de que las superficies de las plantas se sequen antes de que
el patógeno penetre en ellas existe la posibilidad de que las bacterias o las
esporas germinadas que se han depositado sobre la planta se desequen,
mueran y no produzcan infecciones.
2.5.5 Efecto del pH del suelo
El pH del suelo también es importante en la aparición y severidad de las
enfermedades de las plantas ocasionadas por algunos patógenos que moran
en el suelo. En muchas enfermedades, la acidez del suelo (pH), al parecer
influye principalmente sobre el patógeno, aunque en otras enfermedades, el
debilitamiento del hospedero debido a una nutrición desbalanceada inducida
por la acidez del suelo, puede afectar la incidencia y severidad de la
enfermedad.
2.5.6 Efecto de la nutrición de la planta
La nutrición influye sobre la velocidad de crecimiento y la rapidez de las plantas
para defenderse del ataque por los patógenos. La abundancia de algunos
nutrientes como por ejemplo:
2.5.6.1 El Nitrógeno:
•
•
•
•
•
•
•
•
Favorece la resistencia a parásitos facultativos pero no a parásitos
obligados. Redunda en la producción de crecimiento joven y carnoso y
puede prolongar la fase vegetativa retardando la madurez de las plantas
haciéndolas más susceptibles a los patógenos (durante períodos
prolongados de tiempo) que prefieren atacar a dichos tejidos (Nieto, 1996).
Por lo contrario la falta de nitrógeno hace que las plantas se debiliten,
crezcan con más lentitud y envejezcan con mas rapidez, haciéndolas
susceptibles a los patógenos que tienen así más posibilidad de atacar a
plantas débiles y de crecimiento lento (Nieto, 1996).
Aminoácidos y amidas aumentan cuando los suplementos de nitrógeno son
excesivos (Nieto, 1996).
Exceso de nitrógeno afectan el metabolismo de enzimas relacionadas con
la producción de fenol, reduciendo contenidos fenólicos de la planta.
Los contenidos de lignina aumentan cuando las cantidades de nitrógeno
son bajas y viceversa (Nieto, 1996).
Aumentos de nitrógeno reducen contenidos de sílice (Nieto, 1996).
Por lo general el exceso de nitrógeno en formas de nitratos favorecen más
el ataque de microorganismos (Nieto, 1996).
Fertilizaciones desequilibradas con exceso de nitrógeno y defecto de
potasio, favorecen crecimientos débiles y suculentos que facilitan el ataque
de ¨oidium¨ en rosas (Nieto, 1996).
23
Antecedentes_____________________________________________________________________
2.5.6.2 El Potasio:
•
•
•
•
•
•
Potasio en exceso favorece la resistencia a parásitos obligados y
facultativos (Nieto, 1996).
Azúcares y aminoácidos son altos en hojas cuando hay deficiencia de
potacio, calcio y boro (Nieto, 1996).
El potasio favorece la síntesis de formación de moléculas de alto peso
molecular como proteínas, almidón y celulosa (Nieto, 1996).
Potasio adecuado genera tejidos mas fuertes y paredes mas gruesas (Nieto,
1996).
Altos niveles de nutrición en potasio reducen la severidad de mas de 20
enfermedades bacterianas, más de 100 enfermedades fungosas y 10
enfermedades causadas por virus, nemátodos (Nieto, 1996).
El nitrógeno tiene efecto opuesto al del potasio lo que implica buscar
permanentemente balances adecuados de éstos y otros nutrientes en la
solución de la tolerancia a las enfermedades (Nieto, 1996).
2.5.6.3 El Cloro:
•
•
•
•
•
•
El cloro disminuye el potencial osmótico incrementando hidratación y
turgencia (Nieto, 1996).
El cloro junto con el potasio y el malato intervienen en la apertura
estomática (Nieto, 1996).
El cloro reduce la absorción de nitratos a nivel de las raices. A mayores
contenidos de nitratos se disminuye la concentración de cloro (Nieto, 1996).
Los efectos de potasio y cloro son muy parecidos en la planta (Nieto, 1996).
Fertilización a base de KCl facilitan la absorción de éstos elementos en la
planta (Nieto, 1996).
El cloro inhibe biológicamente los microorganismos del suelo protegiendo la
planta (Nieto, 1996)
2.5.6.4 Otros nutrientes:
•
•
•
•
•
•
El calcio influye en la actividad de enzimas pectolíticas de la lámina media
generando resistancia (Nieto, 1996).
Deficiencias de calcio generan desórdenes fisiológicos incrementando la
susceptibilidad a enfermedades (Nieto, 1996).
Deficiencias de zinc facilitan la salida de azúcares a la superficie de la hoja
(Nieto, 1996).
El sílice presente en tejidos maduros de las hojas y tallos genera efectiva
barrera de los tejidos al ataque de patógenos (Nieto, 1996).
El sílice tiene un papel similar a la síntesis de polifenoles y ligninas en sitios
de infección (Nieto, 1996).
Deficiencias de boro y cobre afectan la acumulación de los fenoles (Nieto,
1996).
24
Antecedentes_____________________________________________________________________
El boro se incrementa originando síntesis enzimáticas en procesos de
formación fenólica frente a la invasión en los tejidos de la planta huésped
•
(Nieto, 1996).
•
Deficiencias de boro generan una invasión más rápida de oidium (Nieto, 1996).
En general las plantas que reciben una nutrición balanceada, en la que los
elementos requeridos son abastecidos en cantidades adecuadas, tienen una
mayor capacidad de protegerse de las nuevas infecciones y de limitar las ya
existentes que cuando uno o más nutrientes son abastecidos en cantidades
excesivas o deficientes. Sin embargo, incluso una nutrición balanceada puede
afectar el desarrollo de una enfermedad cuando la concentración de todos los
nutrientes aumenta o disminuye más allá de cierto rango (AGRIOS, 1996).
2.6 FACTORES DEL HOSPEDANTE QUE INCREMENTAN LA
ENFERMEDAD EN UNA POBLACION
2.6.1 Niveles de resistencia genética o de susceptibilidad del hospedante
Las plantas hospedantes que tienen altos niveles de resistencia no permiten
que un patógeno se establezca en ellas, a menos que, y hasta que, aparezca
una nueva raza del patógeno que pueda atacar esa resistencia y entonces el
hospedante se vuelva susceptible. Las plantas que tienen bajos niveles de
resistencia probablemente serán infectadas, pero la velocidad a la que la
enfermedad se desarrollará depende del nivel de resistencia de la planta
hospedante y de las condiciones ambientales.
Los cultivos de rosas utilizan patrones de siembra para obtener flores de alta
calidad. La susceptibilidad de los patrones para rosas se ha clasificado en este
orden:
1. Natal Brier
2. Manetti
3. Indica
4. Canina
5. Inermes
6. Multiflora
2.6.2 Grado de uniformidad de las plantas hospedantes
Cuando en áreas grandes se cultivan plantas hospedantes que son
genéticamente uniformes, en particular con respecto a los genes asociados con
su resistencia a las enfermedades, existe una mayor probabilidad de que
aparezca una nueva raza de un patógeno que pueda atacar su genoma y
causar un incremento de la enfermedad.
25
Antecedentes_____________________________________________________________________
2.6.3 Edad de las plantas hospedantes
La susceptibilidad de las plantas a la enfermedad cambia con su edad. Por
ejemplo, en algunas relaciones hospedante-patógeno, como en el caso de
ahogamiento y de las pudriciones de la raíz causadas por Pythium, los mildius,
el enrollamiento foliar del duraznero, los carbones sistemáticos, las royas, los
tizones bacterianos y las infecciones virales, las plantas hospedantes (o sus
órganos) son susceptibles sólo durante el período de crecimiento y se vuelven
resistentes durante la etapa adulta (resistencia de la planta adulta). En el caso
de ciertas enfermedades como las royas y las infecciones virales, los órganos
de la planta en realidad son bastante resistentes a la infección cuando aún son
muy jóvenes, se vuelven más susceptibles conforme van desarrollándose y
nuevamente se hacen más resistentes antes de que se desarrollen
completamente.
2.6.4 Otros factores
2.6.4.1 Plantas estresadas son más susceptibles al ataque de
microorganismos, sin importar que el estrés sea generado por frío, calor,
sequía, humedad o nutrición.
2.6.4.2 La radiación solar puede disminuir la longevidad de las esporas. El
plástico sucio de los invernaderos influye en el desarrollo de hongos.
2.7 FACTORES DEL PATÓGENO QUE INCREMENTAN EL
DESARROLLO DE UNA ENFERMEDAD
2.7.1 Niveles de virulencia
Los patógenos virulentos que son capaces de infectar rápidamente a su
hospedante, aseguran una producción más rápida de grandes cantidades de
inoculo que los patógenos de menor virulencia.
2.7.2 Cantidad de inóculo cerca de los hospedantes
Cuan mayor es el número de propágulos del patógeno (esporas, esclerocios,
huevecillos, etc.) localizadas dentro o cerca de las inmediaciones de las plantas
hospedantes, mayor es la cantidad de inóculo que llega a los hospedantes.
2.7.3 Tipo de reproducción del patógeno
Todos los patógenos producen mucha descendencia, pero algunos de ellos
como la mayoría de los hongos, bacterias y virus, producen de manera sin igual
un gran número de descendientes que los demás patógenos. Algunos hongos,
todos los nemátodos y plantas parásitas dejan un número relativamente
pequeño de descendientes. Aun más importante es el hecho de que algunos
26
Antecedentes_____________________________________________________________________
patógenos (la mayoría de los hongos, bacterias y virus) tienen un ciclo de
reproducción corto y, por ende, pueden producir muchos ciclos reproductivos
(generaciones) en una sola estación de crecimiento.
2.7.4 Ecología del patógeno
Algunos patógenos, como en la mayoría de los hongos y plantas superiores
parásitas, producen su inoculo (esporas y semillas, respectivamente) en la
superficie de los órganos aéreos del hospedante. De ahí, las esporas y semillas
se dispersan con facilidad a diferentes distancias. Otros patógenos, como los
hongos y bacterias vasculares, los micoplasmas, los virus y los protozoarios, se
reproducen dentro.
2.7.5 Forma de diseminación del patógeno
Las esporas de muchos hongos fitopatógenos, como las que causan las royas,
los mildius y las manchas foliares, se liberan en el aire y se diseminan por el
aire o los vientos fuertes a distancias variables que pueden ser hasta varios
kilómetros.
2.8
TIPOS DE CONTROL DE ENFERMEDADES EN LOS
INVERNADEROS
La información que hasta ahora se tiene acerca de los síntomas, causas y
mecanismos del desarrollo de las enfermedades de las plantas, se encuentra
justificada desde el punto de vista científico y representa una fuente
intelectualmente interesante, pero sobre todo, es de gran utilidad porque
permite el diseño adecuado de métodos para combatirlas y de esta forma
propiciar un aumento en el número de los productos vegetales y un
mejoramiento en la calidad de los mismos (AGRIOS, 1996).
El control de enfermedades en los cultivos generalmente representa un gran
problema. En primer lugar los patógenos son como un enemigo ¨oculto¨, cuya
presencia generalmente no se detecta directamente, como en el caso de
insectos o malezas, sino cuando aparecen signos y/o síntomas del patógeno, o
sea cuando ya hay daños visibles.
En segundo lugar las enfermedades involucran un ciclo y un proceso evolutivo
del daño, cuya severidad depende de la susceptibilidad de la planta hospedera,
de la virulencia del patógeno o cepa del patógeno involucrado y finalmente las
condiciones ambientales presentes en el momento de presentarse la infección
(KRAUS, 1996).
El control de enfermedades se debe hacer dentro de un programa de Manejo
Integrado de Plagas y Enfermedades (MIPE), el cual básicamente comprende
tres aspectos:
27
Antecedentes_____________________________________________________________________
2.8.1 Control Físico
Este tipo de control busca manejar el clima bajo los invernaderos evitando que
éste sea el propicio para el desarrollo de la enfermedad. El manejo de cortinas,
el tipo de invernadero, los tipos de cubiertas, altura del invernadero,
calefacción, etc. hacen parte de las estrategias en el control físico.
A pesar de que la mayoría de los invernaderos para flores en Colombia
trabajan más que todo como coberturas plásticas y no como invernaderos
climatizados, se pueden lograr cambiar las condiciones de humedad relativa y
temperatura logrando hasta cierto punto alejarlas lo mayor posible de las
condiciones ideales para una rápida propagación de mildeo velloso (GIRALDO,
1999).
Se debe medir tanto afuera como adentro del invernadero la humedad relativa
y la temperatura, ya sea con estaciones meteorológicas o con los aparatos de
medición para cada caso, de tal manera que manejando adecuadamente las
cortinas y los ductos es posible en temporada de invierno tener unas
diferencias importantes entre las temperaturas y humedades relativas tanto
fuera como dentro del invernadero que dificulten la multiplicación rápida del
mildeo velloso (GIRALDO, 1999).
Además de disminuír la incidencia de la enfermedad, podemos tener los
invernaderos con una media de temperatura mas alta para que cicle
adecuadamente la producción de rosas, mejore la productividad y disminuya el
atraso de las cosechas.
2.8.2 Manejo Cultural
Incluyen las actividades del hombre que tienen como objetivo controlar las
enfermedades. Algunos de los métodos son:
Eliminar el patógeno de las plantas o de la zona en la que éstas se cultivan
(erradicación). Los tiempos de erradicación se determinan de acuerdo a la
severidad e incidencia de la enfermedad.
La rotación de cultivos tiene cierta utilidad en patógenos que habitan en el
suelo, ya que puede eliminarlos sembrando al cabo de 3 o 4 años cultivos
que pertenezcan a especies o familias que no sean atacadas por esos
patógenos. Sin embargo cuando el patógeno produce esporas de
resistencia o vive en forma saprofita durante más de 5 o 6 años, la rotación
de cultivos pierde su aplicación y llega a ser inefectiva.
El saneamiento es el conjunto de actividades que tienen como objetivo
eliminar o disminuir la cantidad de inóculo presente en la planta, zona de
cultivo o almacén. Así, el lavado de los productos vegetales, recipientes
donde éstos se colocan, desinfección de las tijeras de corte y todo tipo
herramientas, eliminación de la tierra del equipo agrícola antes de
transladarlo de una zona de cultivo a otra, etc.
El mejoramiento de las condiciones de crecimiento de las plantas, con
frecuencia incrementan su resistencia al ataque por los patógenos. Así, la
fertilización adecuada de las zonas de cultivo, su drenaje, riego,
espaciamiento adecuado de las plantas y el control de las malas hierbas,
28
Antecedentes_____________________________________________________________________
mejoran el desarrollo de las plantas e incluso pueden tener un efecto
directo e indirecto sobre el control de una determinada enfermedad.
Obtención de órganos de propagación que se encuentren libres de
patógenos a partir de plantas infectadas (AGRIOS, 1996).
2.8.3 Control Químico
El método de control de enfermedades de las plantas que mejor aplicación
tiene en el campo y en los invernaderos, y en ocasiones durante el
almacenamiento de productos vegetales, implica el uso de compuestos
químicos que son tóxicos a los patógenos. Estos compuestos inhiben la
germinación, el desarrollo y la reproducción de los patógenos, o bien son
completamente letales a ellos.
Sin embargo, el uso de éstos agroquímicos deben ser lo más racional posible,
por un lado para evitar el recargo innecesario al medio ambiente y por otro lado
para evitar costos adicionales en el manejo de los cultivos tecnificados (KRAUS,
1996).
Las diferencias morfológicas y fisiológicas entre plantas superiores y hongos
nos permiten un control químico selectivo de los hongos patógenos, dentro y
fuera de la planta hospedera.
La selectividad del agroquímico hacia la planta se basa en el hecho que no es
absorbido por sus células, pero sí por las del hongo (fungicidas de contacto o
protectantes) o es absorbido por la planta (fungicidas sistémicos) pero no
afecta sus procesos vitales. Esto se debe a las diferencias entre el
metabolismo de las plantas y los hongos (Kraus, 1996).
Figura 11. Espectro de acción de los fungicidas
Fuente; Chavarro, 1995
29
Antecedentes_____________________________________________________________________
Figura 12 Modo de acción del Propineb, ciclo de Krebs
Fuente; Chavarro, 1995
a) Fungicidas de contacto o protectantes
Actúan únicamente sobre los hongos antes del proceso de infección. Por sus
características estos productos son netamente preventivos y el sitio de acción
dentro del ciclo vital del hongo es alguna fase de la germinación, o antes de
completar la penetración al tejido vegetal. Por esto son productos que se deben
aplicar muy temprano (preventivos) o con los primeros síntomas de la
enfermedad. Estos productos no penetran el tejido vegetal por lo cual no
controlan al patógeno una vez que se complete el proceso de infección. La
gran mayoría de éstos compuestos químicos que se aplican a las plantas o a
sus órganos los protegen de las infecciones subsecuentes, pero no pueden
impedir o sanar una enfermedad una vez que se ha iniciado (Kraus, 1996).
GRUPO QUÍMICO
INGREDIENTE ACTIVO
•
•
•
•
Antibiótico
Azufre (0.8 cc/L)
Cúpricos (1.5 – 2 g/L)
Ditiocarbamatos
•
•
•
•
•
Dicarboxamidas
•
•
Carboxamidas
•
Validamicin, Blasticidin
Azufre
Oxicloruro de cobre
Propineb,
Mancozeb,
Metiram
Vinclozolin,
Iprodione,
Procymidone
Carboxin, Oxicarboxin
NOMBRE COMERCIAL
•
•
•
•
•
Validacin, Blass
Elosal 720 SC, Microthiol, Topsul
Oxicob
Antracol,
Dithane,
Manzate,
Polyram
Ronilan, Rovral, Sumilex
•
Vitavax, Plantvax
Elaborado por Sergio Muñoz, Jefe Cultivo Flores AGREVO
b) Fungicidas sistémicos
Sí penetran el tejido vegetal afectando el crecimiento del patógeno, permitiendo
así controles preventivos, curativos o erradicantes dependiendo del momento
de aplicación. Aplicados en fases tempranas de la enfermedad estos productos
pueden afectar la germinación y/o la penetración actuando como preventivos,
pueden controlar el crecimiento del hongo dentro de la planta dando el efecto
30
Antecedentes_____________________________________________________________________
curativo o puede afectar la esporulación del patógeno resultando en el
efecto erradicante (Kraus, 1996).
GRUPO QUÍMICO
INGREDIENTE ACTIVO
Afectan síntesis de:
a) Ácidos nucléicos
Fenilamidas
•
NOMBRE COMERCIAL
aluminio, •
Furalaxil,
Carbamato
Fosetyl
Cymoxanil,
Metalaxil
Propamocarb
b) Proteínas
Benzimidazoles
•
Carbendazim,
Tiabendazol,
Metiltiofanato
Benomyl, •
•
Tridemorph, Dodemorph
•
Calixin, Meltafun
d) Ergosterol
•
Imidazol (0.6 – 0.8
cc/L)
•
Triazol
Pochloraz
•
Sportak 45 EC, Octave 50 WP
Bifertanol, Triadimefon, •
Benconazol
Baycor, Bayleton, 8, Topas
e) Quitina
Organo fosforados
Pyrazophos
Afugan 30 EC, Kitasin
c) Lípidos
Morfolina
•
•
•
Aliette, Curzate, Fongarid, Ridomil, ,
Previcur-N SL
Bavistin, Derosal 500 SC, Makio, Benlate,
Mertect Topsin WPySC
Elaborado por Sergio Muñoz, Jefe Cultivo Flores AGREVO
2.9 ROSAS DE INVERNADERO
Puede decirse que, de todas las flores, las rosas son las más estrechamente
asociadas con las emociones humanas, en especial el amor romántico. Por
esta razón las rosas en particular las rojas, logran un precio especial en ciertas
ocasiones.
Sin embargo, la producción de rosas en invernaderos es probablemente la
forma más especializada de cultivo hortícola; las plantas tienen una forma
rígida de crecimiento que al mismo tiempo es muy susceptible a daños por
condiciones atmosféricas inadecuadas, temperatura o humedad, y también a
enfermedades y plagas. (SALINGER, 1991)
2.9.1 Respuestas fisiológicas
Básicamente la rosa es una planta de días largos; la producción de flores tiene
lugar a temperaturas convenientes en correspondencia a la radiación solar
total; de aquí que florece mejor en zonas con altos niveles de insolación; con
temperaturas veraniegas elevadas, aproximadamente por encima de 27 oC, la
floración es muy rápida, los capullos se abren más rápidamente y tienen una
duración más corta. Las rosas tienden a crecer y florecer a ráfagas, aunque el
período de tiempo desde el crecimiento del capullo a la floración depende del
período del año y el cultivar. (SALINGER, 1991)
31
Antecedentes_____________________________________________________________________
2.9.2 Floración
Los investigadores israelíes establecen que la floración en las rosas está en
relación directa a la intensidad de la luz y a su duración; de modo que han
construido edificios de fibra de vidrio con una pendiente de 23º para interceptar
el máximo de luz solar en invierno. (SALINGER, 1991)
2.9.3 Temperaturas
Las temperaturas óptimas de crecimiento se considera que son de 17 a 25 oC,
preferiblemente no debajo de 15 oC ni por encima de 27 oC. Bajo temperaturas
elevadas, las flores son pequeñas teniendo pocos pétalos y color más pálido.
Las temperaturas frías, la temperatura nocturna continuamente por debajo de
15 oC, también afecta seriamente a la planta. El crecimiento se atrasa, las
flores desarrollan un gran número de pétalos y se deforman y se aplanan,
produciendo flores llamadas ‘’Cabezas de toro’’. El color de las rosas es rojo
intenso puede intensificarse a tal extremo que tiene lugar su ’’azulado’’ (SALINGER,
1991)
2.9.4 Humedad
Es sabido que las rosas requieren una humedad relativamente alta que
tradicionalmente se ha obtenido humedeciendo los pasillos y nebulizando sobre
el cultivo durante el período más cálido del día. Los rangos de porcentaje de
humedad relativa se encuentra entre el 65 y el 70% ( 80 a 90% para el brotado
de las yemas a partir de la entrada en vegetación después del reposos
vegetativo). (VIDALIE, 1992)
2.9.5 Ventilación
El intercambio de aire es de importancia máxima, especialmente durante las
horas del día. Al amanecer, las temperaturas exteriores generalmente son
demasiado bajas para permitir la ventilación sin pérdidas severas de calor del
invernadero. Los niveles de dióxido de carbono han sido medidos durante este
período y se encontró que eran limitantes para el crecimiento de la planta. Las
adiciones de dióxido de carbono en la atmósfera del invernadero a través de
generadores o el suministro directo de depósitos de dióxido de carbono han
sido benéficas. Ordinariamente los ventiladores se abren cuando la
temperatura del invernadero alcanza de 20 a 21 oC. las investigaciones han
mostrado que es posible permitir que la temperatura del invernadero aumente
unos pocos grados antes de que los ventiladores sean abiertos, suponiendo
que se mantengan de 500 a 1200 ppm de dióxido de carbono en el aire. Los
niveles normales de 300 ppm rápidamente disminuyen si no se abastece
despúes a través de la ventilación. (LARSON, 1988)
2.9.6 Luz e iluminación
Los índices de crecimiento para la mayoría de los cultivares de rosa siguen la
curva de luz a través de todo el año. La producción floral es potencialmente alta
en verano cuando prevalecen altas intensidades y duración de luz diaria. Es
irónico que los invernaderos deban estar cubiertos con un compuesto
32
Antecedentes_____________________________________________________________________
oscurecedor durante el verano cuando la luz es abundante. El calor
intenso que acompaña las altas intensidades de luz hace tales prácticas
necesarias.
Por muchos años se creyó que la rosa no respondía a la iluminación
complementaria. Las investigaciones en éstas área han mostrado que esta
suposición es falsa. Utilizando un conjunto de fuentes de luz de los tipos de
descarga de alta intensidad a combinaciones de lámparas fluorescentes e
incandescentes, los investigadores han demostrado que la producción de rosas
podría mejorar bastante en el uso de iluminación complementaria. La literatura
reporta un incremento de hasta el 50 a 240% en la producción. Sin embargo,
una buena parte del incremento se ha encontrado en las flores de tallo corto.
(LARSON, 1988)
2.10 INVERNADERO
Construcción de madera o hierro u otro material, cubierta por cristales o
plástico, provista por lo general de calefacción, que a veces está iluminada
artificialmente y en donde se pueden cultivar hortalizas tempranas, flores y
plantas verdes, en épocas en las que la temperatura y la luz del lugar donde se
está cultivando serían insuficientes para su crecimiento y fructificación (ALPI, 1991).
Los términos empleados comúnmente son:
Bloque: Está compuesto por naves. Su tamaño varía dependiendo de la
densidad de siembra y el tipo de cultivo, los expertos sugieren que cada bloque
posea menos de 20 naves.
Nave (invernadero): Estructura de madera y/o hierro, cubierta por un plástico
de calibre No. 5, está dividido por cumbreras o parales. Sus dimensiones
estándar son 6.7 m x 65 m. Cada hectárea posee alrededor de 22 naves y cada
nave contiene aproximadamente 10 camas de clavel u 8 camas de rosa. Posee
un camino central de 2.5 a 3 m de ancho y una separación entre camas de
aproximadamente 0.5 a 1 m.
Cama: Su área efectiva es de 30 m2 (30 m x 1 m) si el cultivo es clavel o 33 a
36 m2 si el cultivo es rosa.
33
Antecedentes_____________________________________________________________________
CAMA
CAMA
C
A
M
I
N
O
Separación entre camas
CAMA
C
E
N
T
R
A
L
Separación entre camas
CAMA
Separación entre camas
Separación entre camas
CAMA
Separación entre camas
CAMA
Separación entre camas
Figura 13. Distribución de una nave
2.10.1 Tipos de invernaderos
Procediendo gradualmente en la descripción de los diversos tipos de
invernaderos, existe una primera distinción entre invernaderos fijos e
invernaderos móviles. Mientras es claro comprender lo que significa un
invernadero fijo, el invernadero móvil esta construido sobre una armadura
desmontable, o esta colocado sobre una estructura que le permita moverse
sobre unas vías.
Sea el invernadero fijo o móvil, pero sobre todo los primeros se diferencian
según su modalidad constructiva y los materiales empleados. A su vez, hay
que distinguir entre los materiales estructurales y los materiales de
revestimiento o cubierta. Actualmente se dispone de una gran variedad de
materiales para las estructuras; sin embargo los que mas se usan son: La
madera, el hierro galvanizado y en algunos casos el duraluminio.
Si hasta ahora el duraluminio no ha alcanzado más largo uso, es debido, no a
factores técnicos, sino económicos. Los materiales de recubrimiento son
esencialmente dos: cristal y materiales plásticos.
Las diversas combinaciones entre los materiales enunciados ha dado lugar a la
nomenclatura al uso para indicar los distintos tipos de invernaderos: se habla
así, por ejemplo, de invernaderos de madera y cristal; de madera y plásticos;
de hierro y plástico; de hierro, plástico y madera; de hierro y cristal.
En Italia el invernadero de madera y vidrio es el que se usa desde hace mas
tiempo en floricultura. Las paredes son generalmente fijas y para que se
renueve el aire se levanta los paneles de cristal o “vitrinas” que forman el
tejado.
También en este caso, como en casi todos los que se usa la madera, los
soportes representan un grave inconveniente porque proporcionan gran
cantidad de sombra sobre las plantas y, además los palos que sostienen la
cumbrera ocupan una buena parte de la superficie del invernadero.
34
Antecedentes_____________________________________________________________________
Con la aparición del plástico, ha tenido gran empuje la construcción de
invernaderos fríos y calientes usándose materiales plásticos para los
recubrimientos, sobre todo en polietileno y PVC. Este nuevo tipo de
construcciones ha tenido enseguida una gran aceptación entre los propietarios,
debido, primero, a que estos materiales cuestan poco, y segundo, porque su
construcción es tan sencilla que ellos mismos pueden proyectar y luego
montar sus invernaderos.
2.10.3 Factores ambientales en los invernaderos
2.10.3.1 Temperatura
En relación con la temperatura de la atmósfera de un invernadero, las
radiaciones más importantes son las infrarrojas cortas, que pasan a través de
los materiales de recubrimiento (los materiales usados deben de tener una
elevada capacidad de transmitir el infrarrojo corto), y son absorbidas por las
plantas, por el terreno y por los otros materiales que se encuentran en el
invernadero.
Las variaciones caloríficas infrarrojas, como consecuencia de su longitud de
onda, pueden encontrar un obstáculo al pasar a través del material de
recubrimiento, puesto que éste, en relación con sus características contribuye a
aumentar la temperatura de la atmósfera del invernadero. Si el flujo de
radiaciones de una longitud de onda superior a las 5.000 mµ no es transmitido,
sino que es absorbido casi todo por el material de recubrimiento, el cual emite
radiaciones calóricas tanto hacia el exterior como hacia el interior del
invernadero. Las radiaciones que van hacia el interior son las que calientan la
atmósfera del invernadero.
Este fenómeno permite cultivar plantas en invernadero desprovistos de
calefacción en zonas cuyas bajas temperaturas no les permitiría desarrollarse o
que, por lo menos, les haría tener un ciclo vegetativo más largo.
2.10.3.2 Luz
Se debe considerar las condiciones de la iluminación como un elemento
fundamental para un invernadero, en cuanto son las que determinan sus
posibilidades bioagronómicas.
A este elemento del clima se debe relacionar con la intensidad y la duración de
la luz, puesto que éstas, junto con el fotoperíodo, son en gran parte las que
determinan el resultado de los cultivos en los invernaderos.
Los materiales de recubrimiento reflejan una fracción de luz de un 20 a un 30%,
a nivel superficial, caso de que los rayos del sol caigan en ángulo recto; pero si
el ángulo de incidencia aumenta (de 90 a 180o), las pérdidas debidas al reflejo
aumentan más rápidamente y llegan a ser totales si el ángulo de incidencia es
de 180º. Por lo tanto estos rayos no penetran en el invernadero, ya que quedan
completamente reflejados por la superficie del material de recubrimiento.
Para aumentar la luminosidad en los invernaderos de plástico se puede recurrir
a unos recubrimientos que tengan forma parabólica o semicilíndrica; de este
35
Antecedentes_____________________________________________________________________
modo, el flujo luminoso que “enviste” el invernadero es casi el 90% de la
luz total y, por lo tanto, una fracción de luz de más del 75% podrá pasar a
través del recubrimiento.
Asimismo, resulta bastante fácil de comprender la importancia que tiene la
armadura soporte en relación con la iluminación de un invernadero. La mayor
cantidad de sombra es la que provocan los soportes de hierro en los
invernaderos de hierro y cristal, debido al tamaño relativamente pequeño de los
cristales que requieren unas armaduras soportes más bien complicadas; por el
contrario, el uso de láminas plásticas o de planchas rígidas de plástico permiten
hacer unas estructuras más finas para los soportes, lo cual reduce bastante el
efecto de sombra.
Los materiales de recubrimiento habrán de ser muy permeables a las
radiaciones luminosas, y hay que recordar que este factor es de una
importancia fundamental. Sin embargo, si tenemos en cuenta lo variables que
resultan ser la intensidad y la duración de la luz en relación con el ambiente,
veremos que la forma, la orientación y la inclinación del tejado y de las
paredes laterales juegan un papel importantísimo.
Al igual que para otros elementos del clima, como son la humedad y la
temperatura, también en este caso hay que procurar evitar que se formen
“zonas de sombra”, las cuales provocan un distinto grado de desarrollo en las
plantas, según donde se estén colocadas y, por lo tanto, provocan una
discontinuidad cualitativa y cuantitativa.
De acuerdo a la capacidad que tienen los materiales de recubrimiento para
seleccionar la luz, todos lo materiales de color absorben más luz que los
incoloros, puesto que tienen una banda de absorción proporcionada a la
intensidad de su color, a nivel de su color complementario, y pueden ser
usados tanto como diafragmas, con distintos fines, tanto como recubrimientos.
Por ejemplo, un material azul marino absorbe en cantidad elevada el color
amarillo-naranja, dentro del espectro visible; un material de color verde
esmeralda absorbe radiaciones rojas e infrarrojas, lo cual provoca una
disminución de la temperatura en el invernadero (ALPI, 1991).
2.10.3.3 Humedad relativa
La humedad relativa depende de la temperatura del aire y de la cantidad de
vapor de agua que éste contiene y, por lo tanto del balance hídrico del
invernadero. El problema del balance hídrico se acomete generalmente al
considerar por un lado las fuentes de aprovisionamiento de vapor de agua
(evapotranspiración, irrigación, intervenciones climatizantes específicas, como
la nebulización y la sustitución del aire interior con el exterior más húmedo), y
por el otro los procesos que tienden a disminuir la cantidad de vapor de agua
contenida en la atmósfera del invernadero (condensación, ventilación y
deshumidificación). Unas condiciones con una elevada evapotranspiración
(plantas con un elevado índice foliar, buena disposición de riego y valores
elevados de energía radiante) tienden a aumentar el contenido de vapor de
agua, y consecuentemente, la humedad relativa. Si la temperatura del aire es
demasiado alta, y sobre todo su aumento es muy brusco, la evapotranspiración
36
Antecedentes_____________________________________________________________________
puede que no llegue a mantener un abastecimiento adecuado de vapor en
la atmósfera, con la consiguiente disminución de la humedad relativa.
Un fenómeno unido a la humedad del aire, es el de la condensación del vapor
de agua presente en el aire del invernadero bajo la forma de gotas diminutas,
sobre la superficie de todo cuerpo (paredes, plantas, etc) que se encuentra a
una temperatura inferior a la de la escarcha. En el caso de las paredes
interiores del invernadero, este fenómeno adquiere un aspecto negativo al
provocar goteo continuo sobre las plantas que, llegan a estropearse debido al
exceso de humedad, favorable al desarrollo de organismos patógenos, o al
enfriamiento (el agua condensada está claramente a una temperatura mas baja
que el ambiente interior del invernadero).
También puede formarse sobre la superficie foliar agua de condensación
(escarcha); esto ocurre casi siempre de noche, cuando la humedad del aire es,
como se ha dicho, muy alta y la temperatura de la hoja puede ser inferior.
2.11
RELACIÓN ENTRE LA HUMEDAD RELATIVA Y LA
TEMPERATURA
Otra relación importante para tener en cuenta es la que existe entre la
temperatura y la humedad relativa. La humedad absoluta que puede contener
el aire aumenta con la temperatura. La humedad relativa (en porcentaje) se
calcula como el contenido actual de humedad del aire dividido por el máximo
contenido de humedad a esa temperatura, multiplicada por cien. El punto de
rocío es la temperatura del aire coincide con el máximo contenido o 100% de
humedad relativa.
La baja humedad relativa durante el día se explica por el rápido aumento de la
temperatura en la mañana sin que el aire absorba con la misma velocidad el
déficit de humedad. Por la noche el proceso es inverso (DE VIS, 1996).
Otro fenómeno importante en la mañana es la condensación del aire en las
plantas. El invernadero se calienta en una hora y media en la mañana, de 10
o
C hasta 20 oC. Al mismo tiempo el aire absorbe el agua que transpiran las
plantas y que se evaporan de las cubiertas por condensación, aumentando el
contenido total de humedad. Los botones florales y los tomates son masas de
agua que se calientan menos rápido y representan cuerpos fríos dentro del
invernadero. El aire caliente, al encontrarse con estos cuerpos fríos, se enfría
llegando rápidamente al punto de rocío con condensación en el botón o en el
fruto. Esta condensación es el medio óptimo para la germinación de esporas de
Botrytis o mildeo velloso. Una solución a este problema es no dejar calentar el
invernadero demasiado rápido en a mañana, para que el botón y el aire se
calientan mas o menos al mismo ritmo (DE VIS, 1996).
37
Antecedentes_____________________________________________________________________
2.12 EFECTO INVERNADERO
De día el sol irradia sobre los invernaderos ondas de longitud corta que son las
ultravioleta, la visible y la infrarroja cercana. La mayoría de las ondas que
llegan al invernadero pasan por el plástico una parte es reflejada y otra más
pequeña es absorbida. Al interior del invernadero una parte se refleja por
obstáculos pero la gran mayoría es absorbida por las plantas, el suelo, etc.
Estas plantas y el suelo emiten, por su temperatura baja, una radiación de onda
larga, la infrarroja lejana, gran parte de la cual se pierde en el espacio cuando
se utiliza una cubierta común y corriente. Pero otra parte también se refleja.
Los invernaderos en Colombia fuero diseñados para proteger los cultivos de la
lluvia y las granizadas, más no para combatir el clima. Este aspecto se
manifiesta en el clima de los invernaderos en un día de enero cuando hace
calor durante el día y no hay suficiente ventilación.
En la Sabana de Bogotá hay un 30% más de radiación que en sitios ubicados
al nivel del mar, y el invernadero, cuando no está bien ventilado, se recalienta
rápidamente. Las ventilaciones laterales funcionan si los bloques no son
demasiado grandes. Pero cuando se trata de 60 naves seguidas, el área de
ventilación (lateral y cumbrera) sólo representa de un 2 a 3% de la superficie
del invernadero, cuando se estima que la necesidad debe ser del 30% (DE VIS,
1996).
Por la noche el invernadero sólo puede perder la energía captada durante el
día. La apertura fija en las cumbreras aumenta la pérdida de calor, ya que no
se pueden cerrar.
2.13 DIFERENTES HERRAMIENTAS DE CONTROL DEL CLIMA
2.13.1 Cubiertas
Hasta el 70% del crecimiento de la planta puede ser relacionado con la
radiación. En holanda existe una regla: cada 1% de radiación, es 1% más en
producción. Si se están cosechando 100 tallos/m2 y se sube la luminosidad del
invernadero al 10%, resulta una cosecha de 110 tallos (DE VIS, 1996).
La radiación es un factor limitante en la Sabana de Bogotá. Frecuentemente se
considera que estando en el trópico y a 2.600 msnm, lo que debería haber es
un exceso de radiación. No es verdad esta consideración. El Dr. Tsujita
encontró en sus ensayos un punto de saturación de 1.000 µmoles/m2/s (Aprox.
500 W/m2). Posiblemente en una cama esta cifra es mas alta. El tiempo de
radiación del día que se encontró por debajo de ese nivel es aproximadamente
10 horas (DE VIS, 1996).
Las cubiertas de alta transmitancia con un buen mantenimiento son
importantes. Un plástico transparente nuevo tiene 80%. Un transparente de 6
meses tiene 4% menos de transmitancia. Un tres estrellas nuevo tiene 76% y
uno viejo, ya con algas, 57%. Se está perdiendo entre un 20 y 30% de
38
Antecedentes_____________________________________________________________________
luminosidad. Si se aplica la regla de que 1% de luz es equivalente a 1% en
productividad, se está perdiendo mucho en productividad. El tres estrellas
calibre 5 tiene 82%, un transparente calibre 5, 87%. Este 5% de diferencia
significa bastante dinero. En comparación, un vidrio de 4 mm tiene una
transmitancia de 88% (DE VIS, 1996).
Aún falta mucho por investigar sobre la transmitancia de los plásticos. En
Bélgica y en Holanda el vidrio es un punto de discusión muy importante: existen
vidrios de 88% de transmitancia y otros de 91%. La inversión en vidrio vale la
pena cuando se está pensando a largo plazo, de 20 a 25 años. Una diferencia
de 3% de transmitancia, significa una gran diferencia en productividad (DE VIS,
1996).
El plástico genera un clima más húmedo que el vidrio. La condensación se
hace más fácil en vidrio. La condensación en el techo es una ventaja porque
disminuye la humedad del aire y la formación de condensación en el cultivo.(DE
VIS, 1999)
Es importante mantener los pásticos limpios. Cuando el plástico está sucio, se
reduce la entrada de luz en el invernadero, este se calienta menos, hay menos
intercambio de aire y se genera un clima más húmedo (sobre todo en días
oscuros). La radiación también es importante en la supervivencia de las
esporas: con mayor radiación se reduce la longevidad de las esporas de mildeo
velloso.(DE VIS, 1999)
Reuveni y Raviv (1997) demostraron que con el uso de plásticos con un
pigmento azul se atrasó la aparición del mildeo velloso en pepino cohombro
causado por Pseudoperonospora cubensis. La filtración de la luz UV, sin
embargo incrementó la colonización del hongo pero no tenía efecto sobre la
esporulación del hongo. La filtración de la luz UV para controlar el
negreamiento de los pétalos y la esporulación de Botrytis cinerea. No se sabe
si estos plásticos tienen un efecto sobre el desarrollo de mildeo velloso.
Principales características de las cubiertas de invernadero:
•
Transparencia
Consiste en dejar pasar a su través la mayor cantidad de luz. La transparencia
depende de tres factores: Poder de reflexión (Los rayos que no atraviesan el
plástico se reflejan al exterior, dependiendo del ángulo de incidencia y la
propiedad reflectante del material), Poder absorbente (El porcentaje de luz que
absorbe el material) y el Poder de difusión (Consiste en que las radiaciones se
difunden al pasar por la cubierta y como consecuencia se reparte mejor la luz).
(FAINSTEIN, 1997)
•
Opacidad a las radiaciones nocturnas
Consiste en no dejar pasar el exterior durante la noche el calor emitido por las
plantas y el suelo (Radiacion IR). (FAINSTEIN, 1997)
•
Rendimiento térmico
Es la capacidad de un film para retener el calor dentro del invernadero, para
ello debe ser la mas transparente posible a la radiación infrarroja corta y lo mas
opaca posible al infrarrojo largo. (FAINSTEIN, 1997)
39
Antecedentes_____________________________________________________________________
•
Propiedades mecánicas
Ligereza (Poco peso), flexibilidad (Adaptabilidad a cualquier forma) y duración
(Tiempo de vida sin perder cualidades) (FAINSTEIN, 1997)
Cubiertas más comunes:
•
Polietileno
Es un material plástico relativamente barato y su uso es muy difundido en
Latinoamérica. Se degrada fácilmente con la radiación UV. Admite aditivos y al
agregarle UVA o sea un inhibidor de UV puede aguantar hasta 4 años. Hoy en
día se utiliza la coextrusión de tres capas para producir las cubiertas de los
invernaderos fuertes y duraderas. Algunas compañías lo venden con aditivos
como son UV, IR y antigog. (antifog o antigoteo no es necesario en un
invernadero sin calefacción. El polietileno puede venir con luz difusa y esto
permite la mejor distribución de la luz en el invernadero, de este modo se
mejora la fotosíntesis. Es muy recomendado para lugares con luminosidad alta.
Cuando el polietileno es claro o sea con transparencia máxima deja pasar el
máximo de luz y es usado en lugares con baja intensidad de luz. Otros vienen
con aditivos fluorescentes con el rojo que transforma la luz verde/amarilla en
luz roja aumentando así el índice de rojo/ultrarrojo. Las plantas ven esto como
una señal morfológica para reducir la dominancia apical y así se aumenta la
cantidad de flores, otro aditivo que se agrega ocasiona que el plástico se vea
azul, esta cubierta fotoselectiva reduce las enfermedades de hongos y el
número de insectos en el invernadero. Se usa en lugares con alta intensidad de
luz. (FAINSTEIN, 1997)
•
Copolímeros EVA
Se usa mucho en España, son materiales gomosos, tenaces y termoplásticos,
que se trabajan con las mismas técnicas del polietileno. Sus propiedades
dependen de dos factores: el peso molecular y el contenido en acetato de vinilo
(AV). (FAINSTEIN, 1997)
•
PVC
Llamado Plyvenil chloride, los estabilizadores aguantan más en PVC que en
polietileno y por eso el PVC envejece mas lentamente que el polietileno, es
mas caro que el polietileno, se caracteriza por su transparencia frente a la luz
visible y opacidad frente a la luz infrarroja, tiene propiedades mecánicas
menores que el polietileno y es necesario fortalecerlo con una red en las
láminas delgadas hechas de nylon. Es muy usado en Japón, Israel y España.
(FAINSTEIN, 1997)
•
Vidrio
Es la cubierta mas famosa del mundo, muy usado en Holanda, tiene una
transparencia mejor que cualquier cubierta llegando al 90% de transparencia,
guarda la temperatura dentro del invernadero (es térmico), por ser
completamente opaco a las radiaciones de longitud larga. No está influenciado
por el clima (calor, humedad, ácidos y productos de blanqueo) y aguanta
muchos años. Su desventaja es su alto precio. (FAINSTEIN, 1997)
40
Antecedentes_____________________________________________________________________
2.13.2 Altura de los invernaderos
Otro detalle de la construcción de los invernaderos es la altura de las
estructuras; en Colombia se construyen muy bajas. Para manejar el clima se
necesitan invernaderos mas altos. Quizá pierden calor por la altura, pero tienen
la ventaja de no calentarse ni enfriarse tan rápidamente. En Holanda, antes se
podían tocar los canales de desagüe. Ahora éstos están a 4 o 5 m de altura.
Los cambios se hicieron para manejar el clima satisfactoriamente (DE VIS, 1996)..
Un ejemplo de invernadero alto es el que se hizo en el Centro de
Investigaciones y Asesorías Agroindustriales (CIAA) para hortalizas que
requieren temperaturas más bajas. El poste más bajo tiene 3 m de altura, y el
más alto 6 m. Así se evitan los problemas de recalentamiento durante día. La
altura de la estructura depende de los requisitos del cultivo en cuanto al clima
(DE VIS, 1996).
2.13.3 Pantallas Térmicas
Las pantallas térmicas de Ludvig-Svensson tiene 3 partes en aluminio y 2
partes en plástico. Reduce la pérdida de radiación infrarroja lejana. Cuando se
cierra la pantalla, esta radiación está reflejada por las bandas de aluminio. Se
puede utilizar durante el día porque tiene bandas plásticas. Si se quiere utilizar
durante la noche, es más recomendable una pantalla exclusivamente de
aluminio donde la reflección será aun mayor. La pantalla térmica es
efectivamente una segunda cubierta: disminuye el número de intercambios de
aire y se ahorra energía porque reduce las pérdidas por convección y
conducción.
Para reducir costos se hizo un ensayo con un plástico nacional de Plastilene
que tiene el mismo efecto. Este plástico contiene EVA (Etilvinilo-acetato) y la
capacidad de reflejar la radiación infrarroja. Con esta pantalla se han logrado
resultados muy similares a los de la pantalla holandesa y su uso sería una
solución más económica para conservar el calor durante la noche.
Tiene un problema, la condensación de agua. Se puede manejar la HR, con un
sistema automatizado: el computador detecta cuándo la HR pasa de los 90% y
abre un poco la pantalla para bajarla; asi se evita la condensación. Se pierde
calor, pero entra aire frío éste se calienta, y en el proceso absorbe la
humedad.
2.13.4 Ventilación Movil
Consiste en ubicar unas ventanas “mariposas” en el techo del invernadero. Es
un sistema barato apto para la Sabana de Bogotá, que se puede ensayar en
zonas pequeñas (ej.: de propagación).
Para aprovechar al máximo esta herramienta es necesario automatizarla. Su
uso manual es difícil; pues no hay seguridad de que el obrero pueda estar
siempre pediente para abrir la ventana a 22 oC, y cerrarla a 18 oC. La
computadora lo hace automáticamente (DE VIS, 1996).
41
Antecedentes_____________________________________________________________________
2.13.5 Calefacción
Un sistema de calefacción a gas, sirve para calentar el invernadero y evitar
cambios bruscos en las temperaturas. Este sistema es adecuado sobre todo en
cultivos en agobio ya que la densidad del follaje y la falta de ventilación y calor
generan un micro-clima ideal para el desarrollo de hongos (DE VIS, 1996).
2.13.6 Sistema automático de monitoreo y control del clima
Este es un sistema que busca automatizar el proceso de control del clima.
Consiste en el desarrollo de un software que maneja tanto la toma de datos
como el accionamiento de todas las herramientas de control climático. (DE VIS,
1996)
Descripción del sistema
Sensores y cable: los sensores convierten un fenómeno físico en una señal
eléctrica, la cual puede ser transportada y convertida en una señal digital.
Los más comunes son: sensores de temperatura, humedad relativa,
radiación solar, radiación PAR, dirección y velocidad del viento, pluviómetro,
nivel de CO2. (UBAQUE, 1999)
Tarjetas de entrada: son tarjetas de comunicación que traducen la señal
eléctrica proveniente de los sensores en una señal digital. La cual reconoce
el computador y la almacena como dato climático. (UBAQUE, 1999)
Tarjeta de salida: al contrario de la anterior esta utiliza la señal digital y la
convierte en impulso eléctrico específico para cada controlador. (UBAQUE, 1999)
Computador: sirve para manipular e interpretar la información, por medio del
software, al igual almacena la información. (UBAQUE, 1999)
Controladores: son aquellos equipos capaces de obedecer señales del
computador e influenciar algunos de los factores del clima: motores de
ventanas, sistema de calefacción, humidificadores, pantallas térmicas, etc.
(UBAQUE, 1999)
Software: utiliza los datos recopilados, los transforma y los utiliza para tomar
decisiones de control basada en una serie de ecuaciones programadas por
el usuario. Administra bases de datos históricos para efectos de control y
para presentar reportes gráficos y numéricos. (UBAQUE, 1999)
Hardware:
• Sensores de temperatura, son sensores tipo RTD (20 – 100
0
C), estos sensores envían la señal a un transmisor remoto (4
– 20 mA) que permiten tener los sensores hasta una distancia
de 4 Km sin perder precisión. (UBAQUE, 1999)
• Sensores de radiación PAR, los sensores de radiación
detectan la radiación útil para las plantas (400 – 700 nm). Los
sensores son marca Li-Cor. (UBAQUE, 1999)
• Sensores de dirección y velocidad del viento, están instalados
a 8 m de altura y registran permanentemente la velocidad y
42
Antecedentes_____________________________________________________________________
0
dirección del viento en cuadrantes con relación al norte (0
C) (UBAQUE, 1999)
• Rack 8, sistema de portatarjetas PLEC con capacidad para 8
tarjetas (entrada-salida) (UBAQUE, 1999)
• Tarjetas (adquisición de datos), se reciben las señales de lso
diferentes sensores (análoga) y puede recibir señal de otra
tarjeta o computador (serial) (UBAQUE, 1999)
• Fuentes de poder y sistema de protección, los sensores y
ventiladores están conectados a una fuente de poder para su
funcionamiento. El sistema está protegido por un mecanismo
que interrumpe el paso de corriente en caso de que el voltaje
no sea estable. (UBAQUE, 1999)
Modelos de control
El sistema empleado en los invernaderos del Centro de Investigaciones y
Asesorías Agroindustriales (CIAA) contempla dos tipos de modelos:
Retroalimentación (feedback) y pronóstico (feed forward).
El modelo feedback consiste en tomar la información del sistema mediante un
sensor, compara con el estado deseado, tomar una decisión de control basada
en la diferencia entre los dos estados, transmitir esta señal al controlador y
volver a medir de nuevo la condición del sistema.
El modelo feed forward, funciona igual con una adición que es que las
mediciones incluyen el exterior y el interior del invernadero mediante sensores.
El estado de la medición del exterior determina el tipo de respuesta de los
controladores, la cual puede ser diferente para una misma desviación entre la
mediación al interior y el valor esperado.
2.14 BIOESTADÍSTICA
2.14.1 Análisis de la varianza
Es un procedimiento aritmético que descompone una suma total de cuadrados
en componentes asociados con fuentes de variación reconocida. Se ha usado
con provecho todos los campos de investigación en los que los datos se miden
cuantitativamente. Se puede definir como una técnica mediante la cual la
variación total presente en un conjunto de datos se divide en varios
componentes, cada una de las cuales tiene asociada una fuente de variación
específica, de manera que en el análisis es posible conocer la magnitud de las
contribuciones de cada fuente de variación a la variación total, está
íntimamente relacionado con el diseño experimental. (STEEL y TORRIE, 1997)
2.14.1.1 El diseño completamente aleatorio
43
Antecedentes_____________________________________________________________________
El diseño completamente aleatorio es útil cuando las unidades
experimentales son esencialmente homogéneas, es decir, cuando la variación
entre ellas es pequeña y agruparlas en bloques sería poco más que un proceso
aleatorio. Este es el caso en muchos tipos de experimentos de laboratorio.
(STEEL
y
TORRIE,
1997)
En un diseño completamente aleatorio en el que los datos de muestra son
clasificados en función de dos o más variables aleatorias independientes, cada
variable posee varias categorías o niveles para su estudio y se hace el mismo
número de observaciones para cada una de las combinaciones de niveles, el
experimento se llama, Experimento factorial. (MARQUES, 1995)
Un experimento factorial permite, en esencia, la separación y la evaluación de
los efectos de cada uno de dos (o más) factores que afectan a una sola unidad
experimental. Además, esto permite la detección de los efectos de interacción
entre dos (o más) factores. La interacción es el fracaso de los niveles de un
factor de responder de la misma forma frente a los niveles de otro factor o
factores, cuando dos factores interactúan la respuesta a los cambios de un
factor está condicionada por el nivel de otro factor. Un factor es una clase de
tratamiento, y en experimentos factoriales, todo factor proporciona varios
tratamientos. (SCHEFLER, 1981)
Grados de libertad individuales; tratamientos igualmente espaciados
Muchos experimentos se planean para determinar la naturaleza de curva o
superficie de respuesta donde los niveles de un factor se refieren a cantidades
crecientes del factor, cuando se presentan incrementos iguales entre niveles
sucesivos de un factor, puede usarse un codificador sencillo para llevar a cabo
el análisis con menor esfuerzo. Además se han desarrollado métodos simples
para tratar la regresión polinomial y la homogeneidad de los componentes de la
regresión, todo esto se refiere al uso de polinomios ortogonales o coeficientes
para comparaciones ortogonales en regresión.
Los polinomios ortogonales son ecuaciones tales que cada uno está asociado con
una potencia de la variable independiente, por ejemplo X, X2 o X3. Como las
comparaciones individuales son ortogonales, la suma de sus sumas de cuadrados es
igual a la suma de cuadrados del factor correspondiente. Si solamente el efecto
lineal es significante, se concluye que el aumento en la respuesta entre niveles
sucesivos del factor es constante dentro de la variación aleatoria del orden del
error experimental. La respuesta puede ser positiva o negativa, según aumente o
disminuya con los incrementos adicionales del factor. Un efecto cuadrático
significante indica que una parábola se ajusta mejor a los datos, esto es, que explica
significativamente más variación entre medias de tratamientos que una recta; es
decir, el aumento o disminución por cada incremento adicional no es constante
sino que varía progresivamente.
CAPITULO 3
MATERIALES Y MÉTODOS
3.1 LUGAR DE REALIZACIÓN DE LA INVESTIGACIÓN
El presente trabajo se desarrolló en el Laboratorio de Sanidad Vegetal
propiedad de la Empresa AMERICAFLOR LTDA y en el Laboratorio de
Fitopatología de la Facultad de Agronomía de la Universidad Nacional de
Colombia en Santafé de Bogotá.
3.2 MATERIALES
El material vegetal utilizado eran foliolos de rosa variedad Charlotte proveniente
de “Flores LAS PALMAS”, encontrándose en condiciones de invernadero en el
laboratorio de sanidad vegetal de Cajicá.
__________________________________________________________________________
44
45
Materiales y Métodos________________________________________________________________
Tabla 1. LISTA DE MATERIALES, EQUIPOS Y HERRAMIENTAS
CATEGORÍA
Materiales
•
•
•
•
•
•
•
Equipos
Herramientas
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
DESCRIPCIÓN
Foliolos de plantas de rosa var.
Charlotte
que
estén
esporuladas, esporangios con
edad de 7 días.
Foliolos de rosa sanos var.
Charlotte
Agua destilada desionizada
estéril para el inóculo
Agar-agua
Papel aluminio
Cinta de enmascarar
Discos de papel toalla dobles,
estériles, de 8.5 cm de
diámetro
Alcohol industrial
Tween 80
Cámara de conteo de Neubauer
Cámara de crecimiento
Micropipeta: 10-100 µL
Microscopio
Estereoscopio
Vortex
Tijeras
Cajas de petri plásticas
Frascos de 100 ml
Frascos de 250 ml con tapa
Pinzas
Probeta de 100 ml
Portaobjetos
Espátula
Mechero
Pipeta de 25 ml
Frascos de 35 ml
Tubos de ensayo
Marcador
Puntas para micropipeta
CANTIDAD
Según se requiera
500 unidades
700 ml
44 g
Según se requiera
1 rollo
Según se requiera
Según se requiera
Según se requiera
1 unidad
2 unidades
1 unidad
1 unidad
1 unidad
1 unidad
1 unidad
150 unidades
2 unidad
5 unidades
1 unidad
1 unidad
1 unidad
1 unidad
1 unidad
1 unidad
1 unidad
40 unidades
40 unidades
1 unidad
50 unidades
46
Materiales y Métodos________________________________________________________________
3.3 MÉTODOS
3.3.1 Etapa de Germinación
Breese, Shatock, Williamson y Hackett en 1994 determinaron las principales
temperaturas para germinación in vitro de esporangios de aislamientos de
mildeo velloso en hospedantes del género Rubus y Rosa. Por lo tanto, se
retomó esta metodología para evaluar la interacción entre la luz y la
temperatura y su efecto en la germinación de esporangios de mildeo velloso en
rosa.
3.3.1.1 Identificación del patógeno
•
•
•
•
Se tomó un foliolo esporulado al azar.
Se realizó un montaje tomando el inóculo esporulado directamente del
foliolo con cinta adhesiva transparente.
Se llevó a una lámina portaobjetos a la cual se le había agregado una gota
de azul de lactofenol.
Se llevó al microscopio y se hizo un reconocimiento morfológico del hongo.
Figura 14. Esporangioforo de Peronospora sparsa
Fuente: Agrios, 1996
Figura 15. Esporangio de Peronospora sparsa
Fuente: Agrios, 1996
3.3.1.2 Después de corroborar la presencia del patógeno se preparó la
solución de inóculo
•
•
•
Se tomó un frasco de vidrio (250 ml).
Se adicionó agua destilada estéril.
Se seleccionaron foliolos esporulados, los cuales previamente habían sido
incubados por 7 días.
47
Materiales y Métodos________________________________________________________________
Figura 16. Esporulación de Peronospora sparsa en foliolos
de rosa variedad Charlotte
•
Se adicionaron los foliolos previamente seleccionados al frasco.
Figura 17. Foliolos esporulados
•
•
•
•
Se agregó el agua.
Se adicionó TWEEN 80 al 0.1%.
Se agitó fuertemente.
Se llevó la mezcla a Vortex por 15 segundos.
48
Materiales y Métodos________________________________________________________________
Figura 18. Agitación en Vortex
•
•
•
Se filtró la solución a través de una doble capa de muselina, para retirar
impurezas y facilitar la lectura.
Se agregó el inóculo en la cámara de conteo de Neubauer y se hizo
recuento en los cuadrantes para glóbulos blancos
Se ajustó la solución a una concentración de 103 esporas/ml con agua
destilada y/o más esporas.
Figura 19. Cámara de conteo de Neubauer
49
Materiales y Métodos________________________________________________________________
3.3.1.3 Montaje en la cámara de crecimiento para determinación de las
condiciones de luz óptimas para la germinación
•
•
•
•
•
•
Luego de preparar la solución de inóculo, se tomó una alícuota (300 µL) de
la solución de esporas.
Se agregó en el medio agar-agua al 1.2 % para la luz constante.
Aquellas cajas que se debían colocar en oscuridad se envolvieron en papel
aluminio, se dejaron encendidas las 4 lámparas internas de la cámara.
Las cajas de petri se llevaron a la cámara de crecimiento la cual se había
ajustado a condición de temperatura requerida 05, 10, 15 o 20 °C
Se realizaron las observaciones a las 2, 4, 6, 8, 12 y 24 horas después de la
incubación.
Las lecturas se realizaron en el microscopio bajo un aumento de 20-40x. El
porcentaje de germinación de 100 esporas se registró por el conteo que se
realiza a una pieza de agar de 2 cm x 2 cm tomado del centro de la caja de
petri.
3.3.2 Etapa de latencia
El mildeo velloso en rosa, Peronospora sparsa, es un organismo que se
caracteriza por ser un parásito obligado altamente especializado en las plantas
que ataca, por la tanto, determinar el procedimiento para su evaluación a nivel
de laboratorio había sido difícil. Sin embargo las investigaciones en la
Empresa AMERICAFLOR LTDA permitieron encontrar el procedimiento
adecuado para su esporulación en cajas de petri; este procedimiento es el que
se realizó para determinar el efecto de las condiciones de luz y temperatura en
el desarrollo de la etapa de latencia del hongo.
3.3.2.1 Identificación del patógeno
•
•
•
•
Se tomó un foliolo esporulado al azar.
Se realizó un montaje tomando el inóculo esporulado directamente del
foliolo con cinta adhesiva transparente.
Se llevó a una lámina portaobjetos a la cual se le había agregado una gota
de azul de lactofenol.
Se llevó al microscopio y se hizo un reconocimiento morfológico del hongo.
50
Materiales y Métodos________________________________________________________________
Figura 20. Esporangioforo de Peronospora sparsa
Fuente: Agrios, 1996
Figura 21. Esporangio de Peronospora sparsa
Fuente: Agrios, 1996
3.3.2.2 Después de corroborar la presencia del patógeno se preparó la
solución de inóculo
•
•
•
Se tomó un frasco de vidrio (250 ml).
Se adicionó agua destilada estéril.
Se seleccionaron foliolos esporulados, los cuales previamente habían sido
incubados por 7 días.
Figura 22. Esporulación de Peronospora sparsa en plantas
de rosa variedad Charlotte
•
•
•
•
Se adicionaron los foliolos previamente seleccionados al frasco.
Se agregó el agua.
Se adicionó TWEEN 80 al 0.1%.
Se agitó fuertemente.
51
Materiales y Métodos________________________________________________________________
Figura 23. Foliolos esporulados
•
Se llevó la mezcla a Vortex por 15 segundos.
Figura 24. Agitación en Vortex
•
•
Se agregó el inóculo en la cámara de Neubauer y se hizo recuento en los
cuadrantes para glóbulos blancos.
Se ajustó la solución a una concentración de 20 – 25 x 103 esporas/ml con
agua destilada y/o más esporas.
52
Materiales y Métodos________________________________________________________________
Figura 25. Cámara de conteo de Neubauer
3.3.2.3 Montaje e inoculación
•
Se separó manualmente de las hojas cada uno de los foliolos sanos, los
cuales estaban en estado juvenil (coloración rojiza o amarillo verdoso, con
nervaduras rojizas).
Figura 26. Foliolos de rosa sanos
•
•
Los foliolos sanos se colocaron en un frasco de boca ancha
A este frasco se le colocó una malla.
53
Materiales y Métodos________________________________________________________________
•
Se llevó a un chorro de agua potable continuo durante 1 hora, con el fin de
hacer un lavado de los foliolos y retirar impurezas.
Figura 27. Lavado de foliolos
•
•
Transcurrida la hora se dejó escurrir el agua.
Los foliolos escurridos se extendieron sobre un papel toalla, con el fin de
secarlos
Figura 28. Secado de los foliolos
54
Materiales y Métodos________________________________________________________________
•
•
•
•
Se marcó cada caja con: tratamiento y fecha
Se colocó en la base de cada caja un disco doble de papel toalla estéril, de
10 cm de diámetro.
Se agregaron 2 ml de agua estéril a cada caja
Los foliolos previamente secos se tomaron con pinza estéril y se
sumergieron dentro del inóculo durante 3 segundos
Figura 29. Inoculación de los foliolos
•
•
Los foliolos se colocaron sobre la haz.
El muestreo para las lecturas era de carácter destructivo, es decir, cada día
de lectura poseía su correspondiente unidad experimental con sus
repeticiones.
3.3.2.4 Lecturas
•
•
El día correspondiente a la lectura se medía la longitud y ancho del cada
foliolo.
Se tomaban los 3 foliolos de cada caja y se colocaban en un frasco
pequeño de 35 ml.
55
Materiales y Métodos________________________________________________________________
•
•
•
Se agregaba 3 ml de agua y aproximadamente 3 µL de Tween 80
Se agitaba en el vortex durante 1 minuto
Se pasaba la solución de inóculo a tubos de ensayo
Figura 30. Solución de inóculo en tubos de ensayo
•
•
Se contaba en la cámara de conteo de Neubauer la concentración de
esporangios por mililitro de cada tubo de ensayo.
Con la medición del largo y ancho del foliolo se calculaba su área foliar
suponiendo que se asemejaba a una elipse:
A = π*a*b
Donde,
•
Se determinaba la concentración por unidad de área (Esporangios/cm²/ml).
3.3.3
•
•
a: ½ de la longitud del foliolo
b: ½ del ancho del foliolo
Establecimiento del control en campo
Se escogen 3 bloques con diferente porcentaje de ventilación (1B, 5B, 27),
que tenían una variedad de rosa susceptible al Mildeo velloso, Charlotte.
Se realiza el seguimiento a 20 camas ubicadas internamente dentro del
bloque.
56
Materiales y Métodos________________________________________________________________
•
•
Se determina el manejo cultural, físico y químico que se realiza a estas
camas para controlar el mildeo velloso.
Se mide el porcentaje de área de ventilación en cada bloque (Las medidas
se realizan únicamente en las áreas abiertas o con zaram)
% Área Ventilación = Area ventilada x 100
Area cubierta
b
a
C
F
Figura 31. Vista aérea de la cubierta de un invernadero
e
d
b
Figura 32. Vista del frente de una nave
57
Materiales y Métodos________________________________________________________________
Área ventilada = n [2 * (d * b)+ 2 * (b * e/2)+ (c * a)] + n * (ab * F) + 2 * (a * d) +
2 * (a * e/2)
Área cubierta = (b * a) * n
n: Número de naves
c: Apertura cenital
•
•
•
•
F: ventilación central
e : Altura triángulo culata
superior.
Los higrotermógrafos se colocaron dentro de una caseta climatológica,
dentro del invernadero a una altura de 1.90 mts.
Las lecturas de los higrotermógrafos y Data Loggers se realizaron
semanalmente y los resultados son el acumulado de la semana.
La incidencia y severidad del mildeo velloso se midió de acuerdo al
monitoreo definido por el MIPE (No. de camas positivas / total camas).
De acuerdo a los resultados del ciclo de vida y los datos reportados en la
finca se establecen estrategias para el manejo del clima bajo el invernadero
y controlar el Mildeo velloso.
3.4 DISEÑO EXPERIMENTAL
3.4.1 Etapa de germinación
3.4.1.1 Modelo
Completamente al azar con arreglo factorial 2 x 4 con 3 réplicas.
3.4.1.2 Unidad experimental
En un medio de agar-agua se agrega 300 µL de solución de inóculo.
3.4.1.3 Número de réplicas
Cada lectura se realiza a las 2, 4, 6, 8, 12 y 24 horas, cada lectura posee 3
réplicas.
58
Materiales y Métodos________________________________________________________________
3.4.1.4 Variables a evaluar
3.4.1.4.1 Nombres y forma de medición
Porcentaje de germinación (% Germinación).
Se toma una alícuota (300 µL) de la solución de esporas y se agrega en el
medio agar-agua (1.2 %). Luego se coloca en el microscopio bajo un objetivo
de 20-40x. El porcentaje de germinación de 100 esporas se registra por el
conteo que se realiza a una pieza de agar de 2 cm x 2 cm tomado del centro de
la caja de petri. La germinación está definida, como un esporangio que posee
un tubo germinal igual en longitud a la mitad del ancho del esporangio.
3.4.1.4.2 Variables de control
Intensidad lumínica (18 – 26 W/m2 ) de la cámara de crecimiento
3.4.2 Etapa de latencia
3.4.2.1 Modelo
Completamente al azar con arreglo factorial de 2 x 3 con 10 réplicas
3.4.2.2 Unidad experimental
3 foliolos de plantas de rosa var. Charlotte, los cuales tendrán el siguiente
criterio de selección:
Se tomarán hojas sanas completas en estado juvenil (con coloración rojiza o
amarillo verdoso, con nervaduras rojizas), de esta hoja se tomarán los foliolos
sanos, los cuales serán el material a evaluar.
3.4.2.3 Número de réplicas
Cada tratamiento se repite 10 veces, realizando las observaciones los días 6 y
7, luego de la inoculación.
3.4.2.4 Variables a evaluar
3.4.2.4.1 Nombres y forma de medición
Concentración de la esporulación.
En cada caja de petri se tienen 3 foliolos, a cada uno se le mide el área foliar y
se determina la concentración de esporangios que poseen, expresado como
59
Materiales y Métodos________________________________________________________________
esporangios/ml. Finalmente se calcula la concentración de esporangios por
unidad de área (Esporangios/cm²/ml)
3.4.2.4.2 Variable de control
Intensidad lumínica (18-26 W/m2)
3.4.3 Establecimiento del control en campo
3.4.3.1 Modelo
Completamente al azar
3.4.3.2 Unidad Experimental
Una cama
3.4.3.3 Número de replicaciones
20 replicaciones
3.4.3.4 Variables a evaluar
3.4.3.4.1 Nombres y forma de medición
• Temperatura y humedad relativa
Se registra con higrotermógrafos o data loggers ubicados en casetas
climatológicas dentro de cada bloque y una ubicada en la estación
meteorológica de la finca. Las lecturas se realizan semanalmente y los
resultados son el acumulado de la semana.
• Área de ventilación
Se calcula tomando las medidas en cada uno de los invernaderos de aquellos
espacios por donde había entrada de viento. La fórmula empleada se presenta
en el numeral 4.3.3.
• La incidencia y severidad del Mildeo velloso
De acuerdo al monitoreo MIPE.
• Manejo físico, químico y cultural del mildeo velloso
De acuerdo a la asesoría del jefe de área.
CAPITULO 4
PRESENTACIÓN DE RESULTADOS
4.1 ETAPA DE GERMINACIÓN
4.1.1 Tiempo de incubación: 2 horas
Figura 33. Germinación de esporas de Mildeo velloso durante 2 horas de
incubación
Figura 34. Germinación de esporas de
Mildeo velloso durante 2 horas de
incubación
Tabla 2. Porcentajes de germinación promedio con diferentes condiciones de
iluminación y temperatura durante 2 horas de incubación.
TIEMPO DE
INCUBACION
(Horas)
2
ILUMINACION
Luz
Oscuridad
PROMEDIO
5
1.00
0.67
0.84
TEMPERATURA ( C)
10
15
1.00
0.33
0.67
20.00
17.33
18.67
PROMEDIO
20
40.00
55.00
47.50
__________________________________________________________________________
15.50
18.33
60
61
Presentación de Resultados__________________________________________________________
El análisis de varianza realizado a los porcentajes de germinación (Anexo 1)1,
indicó que se presentaron diferencias significativas entre los tratamientos de
iluminación y temperatura, es decir, estos factores no actúan en forma
independiente. El coeficiente de variación presentado en éste análisis fue
27.8%, los coeficientes de variación que se aceptan en trabajos biológicos no
deben sobrepasar el 25%, el coeficiente de variación del trabajo tiene poca
diferencia con el teóricamente aceptado.
PORCENTAJE DE
GERMINACION PROMEDIO
(%)
Grafica 1. PORCENTAJES DE GERMINACION PROMEDIO EN FUNCION DE
LA TEMPERATURA DURANTE 2 HORAS DE INCUBACION
70.00
55.00
40.90
40.00
55.00
40.00
25.00
10.00
-5.00
Luz evaluado
Luz calculado
Oscuridad evaluado
Oscuridad calculado
20.00
1.00
0
5
17.33
17.30
3.70
10
15
20
25
TEMPERATURA DE INCUBACION ( C)
El análisis de varianza, la gráfica 1 y la tabla 1 permiten observar que bajo
condiciones de luz y oscuridad el porcentaje de germinación de esporangios
después de dos horas de incubación se incrementa a temperaturas más altas
sin presentar porcentajes superiores a 55%, observándose un incremento
acelerado después de 10 grados centígrados.
Para examinar la tendencia del porcentaje de germinación en función de la
temperatura bajo un periodo de incubación de 2 horas, se obtuvieron las
siguientes ecuaciones:
Luz
Y = 6.50 – 2.28x + 0.20x2
Oscuridad
Y = 20.83 – 5.90x + 0.38x2
Donde
Y: Porcentaje de germinación (%)
X: Temperatura (oC)
62
Presentación de Resultados__________________________________________________________
La gráfica 1 también muestra los datos correspondientes a los porcentajes de
germinación estimados calculados mediante las fórmulas anteriores.
Los coeficientes de determinación de las ecuaciones para luz y oscuridad
corresponden a 0.906 y 0.986, respectivamente, lo que indica que estos
modelos de regresión dan un buen ajuste de los datos.
4.1.2 Tiempo de incubación: 4 horas
Tabla 3. Porcentajes de germinación promedio con diferentes condiciones de
iluminación y temperatura durante 4 horas de incubación.
TIEMPO DE
INCUBACION
(Horas)
4
ILUMINACION
TEMPERATURA ( C)
10
15
5
Luz
Oscuridad
PROMEDIO
PROMEDIO
20
22.00
0.67
71.00
30.33
63.67
83.33
61.00
69.67
0.84
50.67
73.50
65.34
54.42
46.00
El análisis de varianza realizado a los porcentajes de germinación (Anexo 2),
indicó que se presentaron diferencias significativas entre los tratamientos de
iluminación y temperatura, es decir, estos factores no actúan en forma
independiente. El coeficiente de variación presentado en éste análisis fue
14.93%, los coeficientes de variación que se aceptan en trabajos biológicos no
deben sobrepasar el 25%, el coeficiente de variación del trabajo está dentro del
rango teóricamente aceptado.
PORCENTAJE DE GERMINACION
PROMEDIO (%)
Grafica 2. PORCENTAJE DE GERMINACION PROMEDIO EN FUNCION DE
LA TEMPERATURA DURANTE 4 HORAS DE INCUBACION
100.00
80.00
71.00
70.37
60.00
83.40
83.33
63.67
69.79
61.00
57.07
61.84
40.00
30.36
20.00
21.90
Luz evaluado
Luz calculado
Oscuridad evaluado
Oscuridad calculado
30.33
22.00
0.67
0.00
0
5
10
15
TEMPERATURA DE INCUBACION ( C)
20
25
63
Presentación de Resultados__________________________________________________________
El análisis de varianza, la gráfica 2 y la tabla 3 permiten observar que bajo
condiciones de luz y oscuridad el porcentaje de germinación de esporangios
después de cuatro horas de incubación se incrementa a temperaturas mayores
Bajo condición de luz se presentó reducción de germinación para temperatura
superior a 15 grados centígrados, en tanto que bajo condición de oscuridad
esta se reduce a partir de 20 grados centígrados.
Los porcentajes de germinación de esporangios después de 4 horas
alcanzaron un máximo nivel de 71% bajo condición de luz a 10 grados
centígrados y de 83% bajo condición de oscuridad a 15 grados centígrados.
Para examinar la tendencia del porcentaje de germinación en función de la
temperatura bajo un periodo de incubación de 4 horas, se obtuvieron las
siguientes ecuaciones:
Luz
Y = -144.33 + 49.07x – 3.57x2 + 0.081x3
Oscuridad
Y = 84.33 – 34.067x + 4.067x2 – 0.12x3
Donde
Y: Porcentaje de germinación (%)
X: Temperatura (oC)
La gráfica 2 presenta los datos correspondientes a los porcentajes de
germinación estimados mediante las formulas anteriores.
Los coeficientes de determinación de las ecuaciones para luz y oscuridad
corresponden a 0.903 y 0.968, respectivamente, lo que indica que estos
modelos de regresión dan un buen ajuste de los datos.
4.1.3 Tiempo de incubación: 6 horas
Figura 35. Germinación de esporas de Mildeo velloso durante
6 horas de incubación
64
Presentación de Resultados__________________________________________________________
Tabla 4. Porcentajes de germinación promedio con diferentes condiciones de
iluminación y temperatura durante 6 horas de incubación.
TIEMPO DE
INCUBACION
(Horas)
6
ILUMINACIÓN
TEMPERATURA ( C)
10
15
5
Luz
Oscuridad
PROMEDIO
51.00
0.33
25.67
79.00
55.33
67.17
80.33
87.00
83.67
PROMEDIO
20
53.00
68.33
60.67
65.83
52.75
El análisis de varianza realizado a los porcentajes de germinación (Anexo 3),
indicó que se presentaron diferencias significativas entre las interacciones de
iluminación y temperatura, es decir, los cambios de un factor están
condicionados por los niveles del otro factor. El coeficiente de variación
presentado en éste análisis fue 16.26%, los coeficientes de variación que se
aceptan en trabajos biológicos no deben sobrepasar el 25%, el coeficiente de
variación del trabajo está dentro de los rangos teóricamente aceptados.
PORCENTAJE DE GERMINACION
PROMEDIO (%)
Grafica 3. PORCENTAJE DE GERMINACIÓN PROMEDIO EN FUNCION DE
LA TEMPERATURA DURANTE 6 HORAS DE INCUBACIÓN
100.00
87.00
79.00
80.00
80.33
68.33
68.89
60.00
51.00
59.49
55.33
53.00
40.00
Luz evaluado
Oscuridad evaluado
24.84
20.00
Luz y Oscuridad
calculado
0.33
0.00
0
5
10
15
20
25
TEMPERATURA DE INCUBACION ( C)
El análisis de varianza, la gráfica 3 y la tabla 4 permiten observar que bajo
condiciones de luz y oscuridad el porcentaje de germinación de esporangios
después de seis horas de incubación se incrementa a mayores temperaturas.
Bajo condición de luz se presentó la mayor germinación entre 10 y 15 grados
centígrados presentando reducción en esta en los 20 grados centígrados, en
tanto que bajo condición de oscuridad el mayor porcentaje se registró con 15
grados centígrados y la reducción de la germinación en los 20 grados
centígrados. Lo anterior indica que bajo condición de luz la germinación de
esporangios es más rápida a temperaturas más bajas respecto a la condición
de oscuridad. En esta última condición la germinación de esporangios a 5
65
Presentación de Resultados__________________________________________________________
grados centígrados es prácticamente nula.
Para examinar la tendencia del porcentaje de germinación en función de la
temperatura bajo un periodo de incubación de 6 horas, se obtuvo la siguiente
ecuación, para ambos niveles de iluminación:
Y = -51.71 + 18.56x – 0.65x²
Donde
Y: Porcentaje de germinación (%)
X: Temperatura (oC)
La gráfica 3 también muestra los datos correspondientes a los porcentajes de
germinación estimados mediante las fórmulas anteriores.
Los coeficientes de determinación de la ecuación corresponde a 0.616, lo que
indica que este modelo de regresión no da un buen ajuste de los datos.
4.1.4 Tiempo de incubación: 8 horas
El análisis de varianza realizado a los porcentajes de germinación (Anexo 4),
indica que se presentaron diferencias significativas entre las interacciones de
iluminación y temperatura, es decir, los cambios de un factor están
condicionados por los niveles del otro factor.
Figura 36. Germinación de esporas de Mildeo velloso
durante 8 horas de incubación
66
Presentación de Resultados__________________________________________________________
Tabla 5. Porcentajes de germinación promedio con diferentes condiciones de
iluminación y temperatura durante 8 horas de incubación.
ILUMINACION
TIEMPO DE
INCUBACION
(Horas)
8
5
Luz
Oscuridad
PROMEDIO
PROMEDIO
TEMPERATURA ( C)
10
15
73.67
7.00
40.34
73.33
64.67
69.00
84.00
87.00
85.50
20
54.33
71.00
62.67
71.33
57.42
El análisis de varianza, la gráfica 4 y la tabla 5 permiten observar que bajo
condiciones de luz después de ocho horas de incubación se presenta los
mayores porcentajes de germinación de esporangios entre 5 y 15 grados
centígrados, presentando pérdida de nivel de germinación a los 20 grados
centígrados, en tanto que bajo condición de oscuridad el mayor porcentaje de
germinación se registró con 15 grados centígrados y pérdida de nivel de
germinación a los 20 grados centígrados. Lo anterior indica que bajo condición
de luz la germinación de esporangios es más rápida a temperaturas más bajas
respecto a la condición de oscuridad. En esta última condición la germinación
de esporangios a 5 grados centígrados es bastante baja. El coeficiente de
variación presentado en éste análisis fue 8.83%, los coeficientes de variación
que se aceptan en trabajos biológicos no deben sobrepasar el 25%, el
coeficiente de variación del trabajo está dentro de los rangos teóricamente
aceptados.
Grafica 4. PORCENTAJE DE GERMINACION PROMEDIO EN FUNCION DE
LA TEMPERATURA DURANTE 8 HORAS DE INCUBACION
100.00
PORCENTAJE DE
GERMINACION
PROMEDIO (%)
87.00
80.00
73.67
73.63
73.43
64.30
60.00
84.00
64.67
71.00
69.60
56.53
54.33
40.00
Luz evaluado
Luz calculado
Oscuridad evaluado
Oscuridad calculado
20.00
7.00
6.90
0.00
0
5
10
15
TEMPERATURA DE INCUBACION ( C)
20
25
67
Presentación de Resultados__________________________________________________________
Para examinar la tendencia del porcentaje de germinación en función de la
temperatura bajo un periodo de incubación de 8 horas, se obtuvo la siguiente
ecuación, para ambos niveles de iluminación:
Luz
Y = 136.33 – 22.19x + 2.27x2 - 0.068x3
Oscuridad
Y = -83.00 + 21.03x – 0.59x2 – 0.004x3
Donde
Y: Porcentaje de germinación (%)
X: Temperatura (oC)
La gráfica 4 también muestra los datos correspondientes a los porcentajes de
germinación estimados mediante las fórmulas anteriores.
Los coeficientes de determinación de las ecuaciones para luz y oscuridad
corresponden a 0.787 y 0.987, respectivamente, lo que indica que estos
modelos de regresión dan un buen ajuste de los datos.
4.1.5 Tiempo de incubación: 12 horas
El análisis de varianza realizado a los porcentajes de germinación (Anexo 5),
indica que se presentaron diferencias significativas entre las interacciones de
iluminación y temperatura, es decir, los cambios de un factor están
condicionados por los niveles del otro factor.
Figura 37. Germinación de esporas de Mildeo velloso durante 12 horas de incubación
68
Presentación de Resultados__________________________________________________________
Tabla 6. Porcentajes de germinación promedio con diferentes condiciones de
iluminación y temperatura durante 12 horas de incubación.
TIEMPO DE
INCUBACION
(Horas)
12
ILUMINACION
TEMPERATURA ( C)
10
15
5
Luz
Oscuridad
PROMEDIO
77.33
72.33
74.83
74.00
59.67
66.84
83.67
93.00
88.34
PROMEDIO
20
55.33
69.00
62.17
72.58
73.50
El análisis de varianza, la gráfica 5 y la tabla 6 permiten observar que bajo
condiciones de luz u oscuridad después de 12 horas de incubación, los
porcentajes de germinación de esporangios entre 5 y 15 grados centígrados
son altos y no muy diferentes, presentando pérdida de nivel de germinación a
los 20 grados centígrados. Lo anterior indica que después de 12 horas de
incubación la germinación de esporangios de Mildeo velloso se da en alto nivel,
independientemente de las condiciones de luz y de temperaturas entre 5 y 15
grados centígrados. El coeficiente de variación presentado en éste análisis fue
6.04%, los coeficientes de variación que se aceptan en trabajos biológicos no
deben sobrepasar el 25%, el coeficiente de variación del trabajo está dentro del
rango teóricamente aceptado.
G ra fic a 5 . PO R C E N T AJE D E G E R M IN AC IO N PR O M E D IO EN F U N C IO N D E
L A T EM P E R AT U R A D U R AN T E 1 2 H O R AS D E IN C U B AC IO N
9 3.0 0
PROMEDIO (%)
PORCENTAJE DE GERMINACION
1 10 .00
9 0.0 0
8 4.7 8
Lu z eva lua do
Lu z ca lcu lad o
8 3.6 2
77.33
O scu rid ad evalua do
74.00
O scu rid ad ca lcu lad o
7 2.3 3
7 0.0 0
6 9.0 0
5 9.6 7
55.33
5 7.1 3
4 9.9 3
5 0.0 0
0
5
10
15
T E M P E R AT U R A D E IN C U B AC IO N ( C )
20
25
69
Presentación de Resultados__________________________________________________________
Para examinar la tendencia del porcentaje de germinación en función de la
temperatura bajo un periodo de incubación de 12 horas, se obtuvo la siguiente
ecuación, para ambos niveles de iluminación:
Luz
Y = 144.67 – 23.27x + 2.30x2 - 0.068x3
Oscuridad
Y = 234.33 – 54.22x + 5.05x2 – 0.14x3
Donde
Y: Porcentaje de germinación (%)
X: Temperatura (oC)
La gráfica 4 también muestra los datos correspondientes a los porcentajes de
germinación estimados mediante las formulas anteriores y los observados en la
evaluación.
Los coeficientes de determinación de las ecuaciones para luz y oscuridad
corresponden a 0.898 y 0.918, respectivamente, lo que indica que estos
modelos de regresión dan un buen ajuste de los datos.
4.1.6 Tiempo de incubación: 24 horas
Figura 38. Germinación de esporas de Mildeo velloso durante 24 horas de incubación
70
Presentación de Resultados__________________________________________________________
El análisis de varianza realizado a los porcentajes de germinación (Anexo 6),
indicó que no se presentaron diferencias significativas de respuesta de
germinación de esporangios en condiciones de luz u oscuridad bajo diferentes
condiciones de temperatura y solo se observa significativo el efecto cúbico de
la temperatura. El coeficiente de variación presentado en éste análisis fue
7.44%, los coeficientes de variación que se aceptan en trabajos biológicos no
deben sobrepasar el 25%, el coeficiente de variación del trabajo está dentro de
los rangos teóricamente aceptados.
Tabla 7. Porcentajes de germinación promedio con diferentes condiciones de
iluminación y temperatura durante 24 horas de incubación.
TIEMPO DE
INCUBACION
(Horas)
24
ILUMINACION
5
Luz
Oscuridad
PROMEDIO
83.00
80.00
81.50
TEMPERATURA ( C)
10
15
79.67
82.00
80.84
83.00
84.00
83.50
PROMEDIO
20
57.00
67.33
62.17
75.67
78.33
El análisis de varianza, la gráfica 6 y la tabla 6 permiten observar que bajo
condiciones de luz u oscuridad después de 24 horas de incubación, los
porcentajes de germinación de esporangios entre 5 y 15 grados centígrados
son altos y no difieren significativamente, presentando pérdida de nivel de
germinación a los 20 grados centígrados lo que explica el efecto cúbico de la
temperatura. Lo anterior indica que después de 24 horas de incubación la
germinación de esporangios de mildeo velloso se da en alto nivel,
independientemente de las condiciones de luz y de temperaturas entre 5 y 15
grados centígrados.
Para examinar la tendencia del porcentaje de germinación en función de la
temperatura bajo un periodo de incubación de 24 horas, se obtuvo la siguiente
ecuación, para ambos niveles de iluminación:
Y = 112.83 –11.15 x + 1.16 x² - 0.036 x3
Donde
Y: Porcentaje de germinación (%)
X: Temperatura (oC)
La gráfica 6 también muestra los datos correspondientes a los porcentajes de
germinación estimados mediante las fórmulas anteriores.
71
Presentación de Resultados__________________________________________________________
PORCENTAJE DE GERMINACION (%)
Grafica 6. PORCENTAJE DE GERMINACION PROMEDIO EN FUNCION DE
LA TEMPERATURA DURANTE 24 HORAS DE INCUBACION
100.00
Luz evaluado
90.00
82.00
83.00
80.00
80.00
Oscuridad evaluado
85.08
Luz y Oscuridad
calculado
84.00
79.67
70.00
67.33
65.83
60.00
57.00
50.00
0
5
10
15
20
25
TEMPERATURA DE INCUBACION ( C)
4.2 Etapa de Latencia
El análisis de varianza de las concentraciones de esporangios por mililitro por
centímetro cuadrado, indicó que se presentaron diferencias significativas de
respuesta de la luz en las diferentes temperaturas y días de lectura de
inoculación.
La siguiente tabla presenta las concentraciones promedio de esporangios por
mililitro por centímetro cuadrado, para cada uno de las condiciones evaluadas.
72
Presentación de Resultados__________________________________________________________
Tabla 8. Concentraciones promedio de esporangios de mildeo velloso por
mililitro por centímetro cuadrado bajo diferentes condiciones de temperatura e
iluminación a diferentes días de inoculación.
Día
Lectura
Temperatura
°C
Iluminación
Promedio de
Esporangios
6
6
6
20
20
20
Luz Continua
Oscuridad Continua
Fotoperiodo
3256.02
1564.96
6072.87
6
6
6
15
15
15
Luz Continua
Oscuridad Continua
Fotoperiodo
223.31 c
1621.73 bc
134.78 c
7
7
7
20
20
20
Luz Continua
Oscuridad Continua
Fotoperiodo
4675.31 bc
599.90 c
16710.03 a L
7
7
7
15
15
15
Luz Continua
Oscuridad Continua
Fotoperiodo
2365.71 bc
2631.40 bc
835.42 c
bc
bc
bc
Promedio para dos factores
6
6
7
7
20
15
20
15
6
6
6
-
Luz Continua
Oscuridad Continua
Fotoperiodo
1739.67 abc
1593.34 bc
3103.83 bc
7
7
7
-
Luz Continua
Oscuridad Continua
Fotoperiodo
3520.51 bc
1615.65 bc
8772.73 abc
-
20
20
20
Luz Continua
Oscuridad Continua
Fotoperiodo
3965.66 abc
1082.43 bc
11391.45 abc
-
15
15
15
Luz Continua
Oscuridad Continua
Fotoperiodo
1294.47 abc
2126.56 abc
485.10 abc
-
3631.28 abc
659.91
c
7328.41 abc
1944.18 abc
73
Presentación de Resultados__________________________________________________________
Tabla 8. Continuación
Día
Lectura
Promedios para un factor
6
7
-
Temperatura
°C
Iluminación
-
-
2145.60
4636.30
bc
abc
20
15
-
5479.85
1302.05
a c
bc
-
Luz Continua
Oscuridad Continua
Fotoperiodo
Promedio de
Esporangios
2630.07 bc
1604.50 bc
6938.28 a L
Dos tratamientos con una letra en común (para la comparación) no difieren significativamente al 5%
La comparación de los promedios mediante la prueba de comparación múltiple
al 5%, indicó que la mayor concentración de esporangios se registró al séptimo
día de inoculación a una temperatura de 20 grados centígrados y con
iluminación en fotoperiodo superando las restantes condiciones evaluadas.
Al sexto día de inoculación no se detectaron diferencias de concentración de
esporangios entre los tratamientos de iluminación a una temperatura de 20
grados centígrados, al igual que a 15 grados centígrados. Pero al séptimo día
de inoculación a una temperatura de 20 grados centígrados, para la iluminación
en fotoperiodo se detectó mayor nivel de concentración de esporangios que
con luz y oscuridad continua, entre las cuales no se detectaron diferencias
significativas; pero a los 15 grados centígrados no se detectaron diferencias
significativas entre los tratamientos de iluminación.
Por lo anterior y de acuerdo a la gráfica siguiente, a nivel promedio sobre los
días de inoculación, se detectó mayor concentración de esporangios con
temperatura de 20 grados centígrados e iluminación en fotoperiodo respecto a
las otras combinaciones de estos dos factores. En promedio sobre
temperatura,
mayor concentración de esporangios al séptimo día con
iluminación en fotoperiodo respecto a las otras combinaciones de estos dos
factores. En promedio sobre iluminación, mayor concentración de esporangios
al séptimo día de inoculación y temperatura 20 grados centígrados.
74
Presentación de Resultados__________________________________________________________
Gráfica 7. CONCENTRACION DE ESPORANGIOS EN FUNCION DEL TIEMPO BAJO
DIFERENTES CONDICIONES DE LUZ Y TEMPERATURA
CONCENTRACION DE ESPORANGIOS
(Esporangios/cm¨2*ml)
18,000.00
16,710.03
16,000.00
14,000.00
Luz 15
12,000.00
Oscuridad 15
Fotoperiodo 15
10,000.00
Luz 20
Oscuridad 20
8,000.00
Fotoperiodo 20
6,000.00
6,072.87
4,000.00
4,675.31
3,256.02
2,000.00
2,631.40
2,365.71
835.42
599.90
1,621.73
1,564.96
223.24
0.00
5.5
134.78
6
6.5
7
TIEMPO DE INCUBACION (Dias)
4.3 Establecimiento del control en campo
4.3.1 Dimensión del invernadero
Bloque 1B: 4651 m2
Bloque 5B: 7996 m2
Bloque 27: 3510 m2
4.3.2 Manejo de cortinas en cada bloque
Bloque 1B: De noche las cortinas son cerradas a 60 cm. En el día el frontal 1
permanece abierto a 1.20 y el frontal 2 a 1.20 por la tabla A y a 1.60 cm por la
Tabla B. Los laterales son totalmente abiertos y sus culatas estan alternadas
entre zaram y plástico. Los ductos se encienden durante la noche. No hay
ventilación central.
7.5
75
Presentación de Resultados__________________________________________________________
Figura 39.
Bloque 1B. Frontal 1: Apertura de cortinas a 1.20 mts en el día
Figura 40. Bloque 1B. Frontal 2: Apertura a 1.60 mts por la tabla B
76
Presentación de Resultados__________________________________________________________
Figura 41. Bloque 1B. Frontal 2: Apertura a 1.20 mts por la tabla A
Figura 42.
Bloque. 1B. Laterales: Culatas Laterales alternas Zaram – Plástico (Tabla B)
77
Presentación de Resultados__________________________________________________________
Figura 43. Bloque 1B. Laterales: Culatas laterales. Nave 1-7 con Zaram
Nave 8,9 con Plástico. (Tabla A)
Bloque 5B: De noche las cortinas son cerradas a 60 cm. En el día el frontal 1
se abre a 1.20 y el frontal 2 a 1 mt por las dos tablas. Los laterales son
totalmente abiertos. Los ductos y la ventilación central se encienden durante la
noche.
Figura 44. Bloque 5B. Frontal 1: Apertura de cortinas
A 1.20 mts. en el día
78
Presentación de Resultados__________________________________________________________
Figura 45. Bloque 5B. Ventilación Central
Figura 46. Bloque 5B: Frontal 2. Apertura a 1 mt y cierre total de cortinas
en el día (Tabla A)
79
Presentación de Resultados__________________________________________________________
Figura 47. Bloque 5B: Frontal 2. Apertura de cortinas a 1 mt en el día (Tabla B)
Bloque 27: De noche, por el frontal 1 las cortinas son cerradas a 60cm y
permanecían con el zaram totalmente cerrado; en el frontal 2 las cortinas se
cierran a 60cm y el zaram permanece arriba. Este manejo se mantiene igual
de noche para los laterales. En el día el frontal 1 se abre totalmente y el frontal
2 es abierto sin zaram. Los laterales son abiertos pero hacia el lado de los
cultivos de Charlotte no hay zaram. Los ductos se encienden en la noche. No
hay ventilación central.
Figura 48. Bloque. 27. Frontal 1: Apertura de cortinas a 1.20 mts
en el día.
80
Presentación de Resultados__________________________________________________________
Figura 49. Boque. 27. Frontal 2: Apertura total de cortinas y
Zaram en el día día. En la noche se bajan sólo cortinas.
4.3.3 Porcentaje de ventilación
Bloque 1B: 8.40% en la noche y 10.10% en el día según el manejo normal de
cortinas
Bloque 5B: 9.50% en la noche y 13.50% en el día según el manejo normal de
cortinas
Bloque 27: 17.30% en la noche y 18.40% en el día según el manejo normal de
cortinas
4.3.4 Porcentaje de ventilación zaram
Bloque 1B: 3.62%
Bloque 5B: 6.73%
Bloque 27: 9.69%
4.3.5 Porcentaje de ventilación cortina
Bloque 1B: 10.01%
Bloque 5B: 13.04%
Bloque 27: 13.90%
4.3.6 Tipo de invernadero
Bloque 1B: Flexon
Bloque 5B: Flexon
Bloque 27: Zercha (Metal madera)
81
Presentación de Resultados__________________________________________________________
4.3.7 Tipo de zaram
Los tres bloques evaluados poseen un zaram de 75% de sombrío
4.3.8 Area de la cama
Bloque 1B: 36 m x 0.75 m = 22.50 m2
Bloque 5B: 40 m x 0.75 m = 30 m2
Bloque 27: 37.5 m x 0.80 m = 30 m2
4.3.9 Densidad de siembra
Bloque 1B: 5 plantas / m2 = 112.5 plantas
Bloque 5B: 5.55 plantas / m2 = 166.5 plantas
Bloque 27: 7.5 plantas / m2 = 225 plantas
4.3.10 Patrones de siembra
Bloque 1B: Natal Brier y Canina
Bloque 5B: Natal Brier
Bloque 27: Natal Brier y Manetty
4.3.11 Labores de poda y erradicación
En estas labores que ayudan en el manejo de focos, se fumiga antes y
después si amerita el caso.
4.3.12 Manejo de desechos
El deshecho producido después del desbotone, corte, guiada, peinada,
encajonada, deshierve, poda y erradicación es recogido y es tratado con cal
luego llevado al área de compostaje
4.3.13 Ubicación espacial de los bloques en la finca
A continuación se presentan los límites espaciales de los bloques a evaluados
y la distancia entre estos límites
Bloque 1B:
Distancia Blq 1B - Blq 1 A: 5.65 mts
Distancia Blq 1B - Blq 2: 2.7 mts
Distancia Blq 1B - Lindero Lateral (Carretera): 4.20 mts
Distancia Blq 1B - Lindero trasero (Finca): 6.55 mts
82
Presentación de Resultados__________________________________________________________
Bloque 5B:
Distancia Blq 5B – Blq 5 A: 5.10 mts
Distancia Blq 5B – Blq 6 B: 3.84 mts
Distancia Blq 5B – Blq 4 B: 2.65 mts
Distancia Blq 5B - Lindero trasero(Finca) : 6.48 mts
Bloque 27:
Distancia Blq 27 – Blq 26: 2.78 mts
Distancia Blq 27 – Post Cosecha: 3.63 mts
Distancia Blq 27 – Campo Abierto: 5.36 mts
Distancia Blq 27 - Lindero ( Finca): 6.32 mts
Estos límites muestran que la ubicación no esta cerca de vallados o reservorios
que le aporten humedad relativa, ni en zonas con niveles freáticos altos.
4.3.14 Aplicación de cal
Se realiza una aplicación de cal al piso cada semana (300 g/cama), ayuda a
absorber humedad y altera el pH. En general la alcalinidad no favorece los
hongos, muchos hongos crecen en un intervalo de pH de 4.5 a 8.0, y muestran
un amplio intervalo de pH óptimo de 5.5 a 7.5.
4.3.15 Manejo del riego
El riego se realiza en las noches, para evitar que en el día aumente la humedad
relativa, el sistema utilizado es por goteo.
4.3.16 Registro de humedad relativa y temperatura en los bloques de
evaluación
Se presentan los datos de humedad relativa y temperatura como el promedio
de máximas y mínimas durante 21 semanas de evaluación. Igualmente se
presenta el patrón de comportamiento de estas dos variables durante 24 horas
en cada uno de los bloques y externamente.
83
Presentación de Resultados__________________________________________________________
% HUMEDAD RELATIVA
MAXIMA
% HUMEDAD RELATIVA MAXIMA PROMEDIO EN EL
PERÍODO DE LA SEMANA 07 A LA 27
100
94.74
94.5
88.22
86.7
80
60
40
20
0
27
SEMANA
Gráfica 8 Promedio de humedad relativa máxima de la semana 07 a la semana 27
en los bloques de evaluación y exterior.
% HUMEDAD RELATIVA
MINIMA
% HUMEDAD RELATIVA MINIMA PROMEDIO
EN EL PERÍODO DE LA SEMANA 07-27
100
80
60
53.02
52.07
50.1
55.76
40
20
0
27
SEMANA
Gráfica 9. Promedio de humedad relativa mínima de la semana 07 a la semana 27
En los bloques de evaluación y exteriormente.
84
Presentación de Resultados__________________________________________________________
100
90
95.7
94.3
94.1
88.1
84.9
80
84.7
85.1
97
94.3
91.8
94.9
86.8
88.1
85.2
72.2
70.8
% H.R. Blq.
1B
% H.R. Blq.
5B
% H.R. Blq. 27
60.6
62.75
59.1
60.2
54.9
50
93.15
88.1
84.9
75.5
72.5
63.9
60
86.2
83.9
78.8
73.8
70
% H.R.
EXTERIOR
40
24
2
4
6
8
10
12
14
16
18
20
22
24
HORAS
Gráfica 10. Patrón de comportamiento de la humedad relativa durante 24 hrs en los bloques de
evaluación y exteriormente (se presenta como el promedio de la semana 14-17 durante las 24 horas)
35
TEMPERATURA MÁXIMA PROMEDIO DURANTE
LAS SEMANAS 07 A LA 27
29.49
30
TEMPERATURA (ºC)
% HUMEDAD RELATIVA
PATRON DE COMPORTAMIENTO DE HUMEDAD RELATIVA
POR HORAS/BLOQUE
25
24.96
24.39
19.27
20
15
10
5
0
27
SEMANA
Gráfica 11 Promedio de temperatura máxima de la semana 07 a la semana 27
en los bloques de evaluación y exterior.
85
Presentación de Resultados__________________________________________________________
TEMPERATURA MINIMA PROMEDIO
DURANTE LAS SEMANAS 07 A LA 27
TEMPERATURA (ºC)
15
9.72
10
9.21
7.83
6.7
5
0
27
SEMANA
Gráfica 12 Promedio de temperatura mínima de la semana 07 a la semana 27
en los bloques de evaluación y exteriormente.
TEMPERATUA (ºC)
PATRON DE COMPORTAMIENTO DE LA
TEMPERATURA POR HORAS / BLOQUE
25
23
21
19
17
15
13
11
9
7
5
23.7
23.8
21.3
19.2
15.5
10.8
9.5
9
24
11.3
8.4
2
10.5
9.4
4
18.4
16.6
17.1
18
22.1
18.9
16.4
16.4
12.4
12.1
9.7
11.1
9.7
10.8
11.3
9.8
8.5
6
Tº Blq.
1B
15.3
16
9.5
Tº Blq.
5B
Tº Blq. 27
8
10
12
14
16
18
20
22
24
HORAS
Gráfica 13. Patrón de comportamiento de la temperatura durante 24 hrs en los bloques de evaluación y exteriormente
( se presenta como el promedio de la semana 14-17 durante las 24 hrs)
4.3.17 Análisis foliar
Se presentan los datos de los análisis foliares realizados a la variedad
Charlotte en cada uno de los bloques de ensayo. Se muestran los datos
teóricos en los cuales no hay incidencia de mildeo Velloso. Estos análisis
fueron realizados por Laboratorios Calderón para la Finca La Herradura.
86
Presentación de Resultados__________________________________________________________
Niveles de Nitógeno
3.50%
3.66%
N2 Teórico
N2 Blq 1B
4.00%
3.97%
3.96%
N2 Blq 5B
N2 Blq 27
2.00%
0.00%
Gráfdica 14. Niveles foliares de nitrógeno
Niveles de Potasio
4.00%
2.60%
2.21%
1.88%
2.00%
1.93%
0.00%
K Teórico
K Blq 1B
K Blq 5B
K Blq 27
Gráfica 15. Niveles foliares de potasio
Niveles Calcio
2%
2%
1.70%
1.20%
0.85%
0%
Ca Teórico
Ca Blq 1B
Ca Blq 5B
Gráfica 16. Niveles foliares de calcio
Ca Blq 27
87
Presentación de Resultados__________________________________________________________
Niveles Manganeso (ppm)
400
300
324
250
192
200
143
100
0
Mn Teórico
Mn Blq 1B
Mn Blq 5B
Mn Blq 27
Gráfica 17. Niveles foliares de manganeso
Niveles Cobre (ppm)
25
20
20
15
19
12
12
Cu Blq 1B
Cu Blq 5B
10
5
0
Cu Teórico
Cu Blq 27
Gráfica 18. Niveles foliares cobre
Niveles Zinc (ppm)
60
56
50
38
40
21
20
0
Zn Teórico
Zn Blq 1B
Zn Blq 5B
Gráfica 19. Niveles foliares zinc
Zn Blq 27
88
Presentación de Resultados__________________________________________________________
4.3.18 Incidencia mildeo velloso en los bloques de evaluación.
A continuación se presenta la incidencia del mildeo velloso en los tres bloques
de evaluación durante 21 semanas. Esta incidencia se registra en las 20
camas escogidas como unidad de evaluación en cada bloque.
% DE INCIDENCIA DE MILDEO VELLOSO
% INCIDENCIA M.V.
100
100
100
100
95
90
95
90
85
80
85
70
60
% Incidencia Blq 1B
55
50
55
% Incidencia Blq 5B
60
60
% Incidencia Blq 27
40
40
20
5
5
5
10
25
20
20
10
15
5
10
5
10
0
07 08 09 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 26 27
SEMANA
Gráfica 20 % Incidencia mildeo velloso de semana 07 a semana 27
CAPÍTULO 5
DISCUSIÓN DE RESULTADOS
5.1 ETAPA DE GERMINACIÓN
Los resultados obtenidos en la presente evaluación indican que a las 4, 6 y 8
horas de incubación, bajo condiciones de oscuridad y 15 oC se presentan los
mayores porcentaje de germinación (83, 87 y 87% respectivamente). A partir
de las 12 horas y 15 oC la tasa germinativa es del 93%, donde la condición de
iluminación no afecta dicha tasa.
Con respecto a temperaturas entre 5 y 10 grados centígrados, la luz favorece la
tasa de germinación durante períodos de 6 a 8 horas de incubación, mientras
que a temperaturas de 15 y 20 grados centígrados la oscuridad favorece este
proceso, en el mismo tiempo de incubación.
En la gráfica 13, el patrón de comportamiento de la temperatura durante 24
horas muestra que durante aproximadamente 12 horas (entre las 8 am y las 8
pm) existe una tendencia a mantener la temperatura entre 10 y 20 oC, las 12
horas siguientes presentan temperaturas inferiores a 10 grados centígrados.
Estas son las condiciones determinadas como óptimas para una alta
germinación de esporangios de Mildeo velloso, lo cual define a esta
enfermedad como crítica y de alto riesgo para los cultivos de rosas, lo que
obliga a optimizar las acciones preventivas y de control.
5.2 ETAPA DE LATENCIA
Los resultados obtenidos en la presente evaluación indican que las condiciones
de fotoperíodo y 20 oC constantes, estimulan la esporulación del hongo. Como
se observa en la gráfica 13 en el transcurso de un día, durante
aproximadamente 8 horas (10 am a 6 pm) permanecen temperaturas alrededor
de los 20 grados centígrados y la gráfica 10 muestra que son aproximadamente
12 horas (8 pm a 8 am) en que la humedad relativa es superior al 85%.
Bajo estas condiciones, las fincas productoras de rosas presentan altas
probabilidades de ser atacadas por este patógeno, lo que implica que deben
tomar medidas de control inmediatas una vez se detecten focos de
contaminación.
__________________________________________________________________________
89
90
Discusión de Resultados___________________________________________________________
5.3 ESTABLECIMIENTO DEL CONTROL EN CAMPO
5.3.1 Comportamiento de la humedad relativa y temperatura en los
bloques de evaluación
Dentro del manejo integrado del Mildeo Velloso, el control del clima es de
particular importancia, ya que este patógeno depende de las condiciones
climáticas específicas para poder cumplir su ciclo.
Como se observa en la gráfica 8 y 9, la humedad relativa promedio máxima y
mínima del bloque 1B es la mas elevada (94.74 y 53.02%) en comparación con
los bloques 5B y 27; sin embargo las diferencias entre estos no es significativa.
Al observar detalladamente el patrón de comportamiento de la humedad
relativa (gráfica 10) durante 24 horas, en los 3 bloques se observa una
tendencia a mantener la humedad relativa por encima del 85% por
aproximadamente 10 horas (entre las 8 pm y las 6 a.m), en el transcurso de la
mañana con la aparición de tenues rayos de sol se calienta el invernadero y por
lo tanto la humedad comienza a bajar. Sin embargo, si se observa la curva del
bloque 5B se observa que alcanza una humedad relativa del 97% y luego
desciende bruscamente a 59.1% en un lapso aproximado de 4 horas, en los
otros bloques se presentan estos cambios pero no en rangos tan amplios.
Al observar el comportamiento de la temperatura en las gráficas 11 y 12 se
muestra que el bloque 5B presenta las temperaturas promedio máxima y
mínima mas elevada (29.49 y 9.72 oC) con respecto a los bloques 1B y 27, sin
poseer diferencias muy marcadas entre los bloques.
El patrón de comportamiento de la temperatura (gráfica 13) durante 24 horas,
la curva correspondiente al bloque 5B muestra cambios bruscos durante el día,
donde la temperatura diurna llega hasta 24 oC alrededor de las 12 m y 3 p.m, y
la nocturna desciende hasta los 8 y 10.8 oC, entre las 11 p.m y las 6 a.m. Los
otros bloques no presentan estos deltas de temperatura tan marcados.
La humedad atmosférica y la temperatura desempeñan un papel importante en
el proceso de transpiración del agua por las hojas y sobre el potencia hídrico
foliar, sobre la regulación de la conductancia estomática y la temperatura de las
hojas, y realiza estos procesos mediante funciones primarias de la planta como
la fotosíntesis, la absorción y el transporte de agua y elementos minerales. La
tasa de cambio de temperaturas y humedad es mas importante que el grado de
cambio, los cambios repentinos tienden a ser mas nocivos para las plantas que
los cambios lentos de la misma magnitud, aparentemente porque el
protoplasma requiere un período determinado para adaptarse a los nuevos
niveles de temperatura, además estos gradientes implican aumentar la tasa
metabólica de la planta lo que equivale a un mayor consumo de energía y
debilitamiento de la misma. Por lo tanto, los cambios bruscos de temperatura y
humedad presentes en los invernaderos evaluados generan estrés a las
plantas, este factor las hace mas susceptibles al ataque de hongos como el
mildeo velloso.
91
Discusión de Resultados___________________________________________________________
5.3.2 Porcentajes de ventilación
Con respecto a los porcentajes de ventilación de cada bloque se observa que
el bloque 27 presenta el mayor porcentaje de ventilación de día como de noche
(17.3 y 18.4%), el bloque con menor porcentaje de ventilación en el día lo
presenta el 1B (8.4%) y el bloque 1B presenta el menor porcentaje de
ventilación en la noche (9.5%).
De acuerdo a los resultados anteriores existe una relación directa entre el
porcentaje de ventilación y el clima dentro de los invernaderos, pues el bloque
1B presenta los menores porcentajes de ventilación y los cambios de
temperatura y humedad dentro del invernadero son muy marcados.
5.3.3 Manejo de cortinas
De acuerdo a la literatura y los resultados obtenidos en las etapas de
germinación y latencia del mildeo velloso este hongo se controla en ambientes
con humedades relativas por debajo del 85%, temperaturas menores a 15 oC o
mayores a 27 0C, mantener humedades relativas por encima del 85% y
temperaturas entre 15 y 20 oC por mas de 4 horas favorecen la germinación del
hongo.
A partir de las 6 a.m aproximadamente se deben abrir paulatinamente las
cumbreras, las ventanas y cortinas, de esta manera se evita cambios bruscos
en las condiciones, no se genera una diferencia entre la temperatura del aire y
la temperatura de los tejidos de la planta y se evita la formación de rocío,
además disminuye la humedad relativa y aumenta la temperatura. En la tarde
se deben subir poco a poco las cortinas y cerrar las ventanas y cumbreras,
para acumular el calor dentro del invernadero, de nuevo tomando en cuenta la
humedad. Cerrar el invernadero en la noche puede aumentar la temperatura
nocturna por lo menos en 2 oC. Este cambio no va ser importante para el
control del mildeo velloso, pero si se puede mantener el invernadero mas
caliente en el atardecer por más tiempo, se logra un período mas largo por
encima de la temperatura óptima de crecimiento del hongo. Se recomendaría
encender los ductos y sistemas de calefacción para evitar bajas fuertes de
temperatura, al igual que la humedad relativa se vería afectada. En días
oscuros se debe mantener las cortinas cerradas siempre y cuando la humedad
no esté por encima del 85%.
Una regulación sencilla se puede hacer poniendo en serie un humidistato con
un termostato. El humidistato solo deja cerrar el invernadero mediante el
termostato cuando la humedad está por encima del umbral de la humedad
relativa. Los sistemas automáticos de control de humedad bajan la temperatura
de apertura de las ventanas a medida que sube la humedad relativa por encima
del umbral.
92
Discusión de Resultados___________________________________________________________
Las pantallas climáticas, al igual que las tubulares pueden aumentar
significativamente la temperatura nocturna. Estos reflejan la luz ultravioleta y
guardan de esta manera el calor del invernadero. La diferencia en la
temperatura mínima puede aumentar en 2 grados en promedio. Esta diferencia
aumenta cuando la temperatura exterior es menor. En noches de heladas las
diferencias pueden aumentar hasta 6 grados. Las pantallas pueden ayudar a
evitar el rocío por la noche que se puede generar en tejidos que pierden su
calor por la radiación IR. Como las pantallas reflejan la radiación IR, los tejidos
no se enfrían más rápido que el ambiente y se evita la formación de rocío. Las
pantallas pueden ser de plástico (polietileno) con EVA (etilvenilacetato),
pantallas cocidas que contienen aluminio o pantallas hechas de alcohol
polivinílico.
La circulación de agua caliente por tubos, también ayuda a controlar el mildeo
velloso. Cuando la humedad relativa empieza a aumentar, se circula agua con
una temperatura mínima en los tubos. De esta forma se calienta el aire y se
disminuye la humedad relativa. Si el ambiente se calienta demasiado se abren
las ventanas y se evacúa la humedad en el aire.
Cuando se usa calefacción por aire caliente es importante tener un
intercambiador aire – aire para evitar que los gases quemados y con ellos una
gran cantidad de agua entre en el invernadero.
El orden de inversión aproximado para llegar a un invernadero climatizado:
• Ante todo, medir, saber que está pasando adentro y afuera del
invernadero para luego tomar las decisiones apropiadas.
•
Construir invernaderos mas altos, mayores a.4 o 5 m.
•
Cambiar las cubiertas, hacerles mantenimiento, utilizar tipos que
tienen una tramitancia mas alta.
•
Ventilación móvil, abrir ventanas cuando calienta y cerrar cuando
enfría.
•
Instalar una pantalla térmica.
•
Instalar un sistema de calefacción, como último paso. Esto servirá
sobre todo en cultivos en agobio ya que la densidad en el follaje y la
falta de ventilación y calor generan un microclima ideal para el mildeo
velloso.
Además de disminuír la incidencia de la enfermedad podemos tener los
invernaderos con una media de temperatura más alta para que cicle
adecuadamente la producción de rosas, mejore la productividad y disminuya el
atraso de la cosecha.
5.3.4 Patrones de siembra
Los bloques evaluados poseen patrones de siembra altamente susceptibles al
mildeo velloso, Natal Brier, Canina y Manetti, lo que incrementa la probabilidad
de contaminación de los bloques, se recomienda utilizar patrones como
Inermes y Multiflora, estos son menos susceptibles.
93
Discusión de Resultados___________________________________________________________
Todos los invernaderos presentan polisombra lateral (zaram) lo que permite
una ventilación difusa e impi+de la dispersión de los esporangios del mildeo
velloso, favorece el control de la enfermedad.
5.3.5 Densidades de siembra
De acuerdo a Giraldo (1999) las variedades altamente susceptibles, se deben
manejar con densidades bajas, unas 60 mil plantas por hectárea, los bloques
evaluados poseen densidades entre 50 mil a 75 mil plantas por hectárea, es
decir mantienen estas densidades bajas.
5.3.6 Labores y manejo de focos
En el manejo de focos, la erradicación se considera primordial y el punto mas
importante del manejo cultural, es clave en el éxito del manejo del mildeo
velloso. El bloque 27 presentaba una mayor incidencia del patógeno, sin
embargo la labor de erradicación presentaba sus deficiencias, los tiempos
empleados eran menores a los exigidos de acuerdo a la severidad de la
enfermedad. En este bloque, en las semanas iniciales del ensayo se dedicaban
máximo 3 horas semanales a esta labor cuando la incidencia de la enfermedad
era muy elevada, mientras que en el bloque 5B este parámetro se manejaba
estrictamente de acuerdo al porcentaje de incidencia, disminuyendo el ataque
de la enfermedad, se consiguió un porcentaje de incidencia de cero. Sin
embargo en los bloques evaluados, antes y después de cada erradicación y
poda se realiza una labor de fumigación, esto es importante para el control de
la enfermedad.
5.3.7 Labores de cultivo
Todos los desechos producidos en el desbotone, deshierbe, poda, erradicación
son tratados con cal y llevados a compostaje, esta labor la realizan
diariamente. Estas labores al día corrigen bastante el problema de la
condensación de humedad por la superposición de hojas de los tallos de las
rosas en una misma cama y la dispersión del hongo.
5.3.8 Distribución espacial de los bloques
La ubicación espacial de los bloques evaluados permiten observar su poca
cercanía con pozos, reservorios, vallados, etc. que aporten humedad relativa.
La distribución de las variedades susceptibles dentro del cultivo y la ubicación
del invernadero es importante para evitar crear el clima propicio para el
desarrollo del mildeo velloso.
94
Discusión de Resultados___________________________________________________________
5.3.9 Manejo del riego
El manejo del riego lo realizan en la noche. No es conveniente realizar el riego
en el día, pues se aumenta la humedad relativa a temperaturas altas,
favoreciendo el crecimiento del hongo
5.3.10 Aplicación de cal al piso
La aplicación de hidróxido de calcio cada semana en los bloques ayuda, pues
este absorbe humedad y altera el pH. En general la alcalinidad no favorece los
hongos, la mayoría de los hongos crecen en un intervalo de pH de 4.5 a 8.0, y
muestran un amplio intervalo de pH óptimo de 5.5 a 7.5.
5.3.11 Análisis foliar
El análisis foliar de las plantas de los bloques evaluados muestran muy poca
diferencia entre sí. Pero si se observa la diferencia con respecto a los niveles
teóricos, en todos los bloque existe un exceso en los niveles de nitrógeno
(gráfica 14). De acuerdo a Nieto (1996) esto favorece la resistencia a parásitos
facultativos pero no a parásitos obligados; afectan el metabolismo de enzimas
relacionadas con la producción de fenol, reduciendo contenidos fenólicos de la
planta. Con respecto al potasio (gráfica 15), hay deficiencia de este elemento,
favoreciendo el desarrollo de parásitos facultativos y obligados, hace que las
plantas tengan menor estabilidad en las paredes celulares adquiriendo menor
resistencia. Nieto (1996) establece que el nitrógeno tiene efecto opuesto al del
potasio, lo que implica buscar permanentemente balances adecuados de éstos
y otros nutrientes en la solución de tolerancia a las enfermedades.
Los niveles de calcio y cobre (gráfica 16 y 18) presentados en los análisis
foliares de los bloques son menores al dato teórico, según Nieto (1996) el
calcio influye en la actividad de las enzimas pectólicas de la lámina media
generando resistencia, deficiencias del calcio genera desórdenes fisiológicos
incrementando la susceptibilidad a las enfermedades, deficiencias de cobre
afectan la acumulación de fenoles.
CAPÍTULO 6
CONCLUSIONES
6.1 ETAPA DE GERMINACIÓN
Los resultados obtenidos en la presente evaluación permiten concluir que la
luz y la temperatura interactúan e inciden en el nivel de germinación de
esporangios de mildeo velloso.
Entre 5 y 10 grados centígrados y bajo la condición de luz se presentan los
mayores niveles de germinación de esporangios de mildeo velloso, que bajo
condiciones de oscuridad, durante periodos de 6 a 8 horas de incubación.
Bajo condiciones de temperaturas de 15 a 20 grados centígrados el nivel de
iluminación no incidió en la germinación de esporangios de Mildeo velloso pero
se alcanzan niveles muy altos en tan solo 4 horas de incubación, debido a que
existe una tendencia a reducirce la tasa germinativa a partir de los 20 grados
centígrados, se concluye que alrededor de los 15 grados centígrados se
encuentra la temperatura optima para germinación de esporangios de Mildeo
velloso bajo cualquier condición de iluminación.
Después de 12 horas de incubación el nivel de germinación es alto en
condiciones de luz o de oscuridad y para temperaturas entre 5 y 20 grados
centígrados, lo cual muestra la amplia gama de condiciones favorables para la
enfermedad que se presentan en las fincas.
6.2 ETAPA DE LATENCIA
La presente evaluación permiten concluir que la iluminación es un factor
fundamental en el desarrollo del hongo, estimula o inhibe su esporulación, al
igual que la temperatura. De acuerdo a los resultados de estas evaluaciones se
recomienda crearle al hongo condiciones de fotoperíodo, temperatura de 20 oC
para realizar evaluaciones a nivel de laboratorio, al igual que sus evaluaciones
se deben realizar al séptimo día después de la inoculación.
__________________________________________________________________________
95
96
Conclusiones_____________________________________________________________
6.3
ESTABLECIMIENTO DEL CONTROL EN CAMPO
Para poder controlar mildeo velloso, se deben lograr las siguientes
condiciones:
•
Aumentar la temperatura diurna por encima 27 oC o disminuírla por
debajo de 15 o C
•
Aumentar la temperatura nocturna, es decir, evitar las caídas de
temperatura en la noche.
•
Cambios bruscos en la temperatura y humedad relativa estimulan el
desarrollo del hongo.
•
Mantener la humedad relativa por debajo de 85%
•
Evitar o disminuír la formación de rocío.
Las labores de corte, poda, alineamiento, etc. ayudan a mantener una cama
despejada con buena aireación y luminosidad, disminución del material
vegetal tierno y susceptible, condiciones desfavorables para el mildeo
velloso. También facilita la penetración de agroquímicos hasta el centro de
la cama.
Para la climatización de los invernaderos actualmente existen muchas
opciones, incluso automáticas, que facilitan este manejo: Pantallas
térmicas, ventilación móvil, calefacción, etc.
La creación de software para el control del clima es importante, integra
todos los factores del clima y acciona las herramientas de control. Sin
embargo cada compañía debe elaborar su propio sistema de acuerdo a sus
necesidades, herramientas y tipos de invernadero.
Con respecto a las cubiertas se recomiendan 3 tipos de plásticos, donde de
acuerdo a los requerimientos del cultivo se elige el apropiado:
1. Tricapa (3C): contiene aditivos Hals (filtra radiación UVA) y acetato
de vinilo (EVA), es transparente y muy térmico. La garantía es de 24
meses y se utiliza en 200 micras habitualmente.
2. Indasol (IN): es muy transparente, la capa exterior es la encargada
de filtrar la radiación UV y es antipolvo, las dos capas interiores
incorporan un 14% de EVA, lo que le proporciona una muy buena
termicidad. Se fabrica en 200 micras.
3. Tritérmico (TT): está compuesto de 3 capas distintas, la externa es
antipolvo y lleva aditivos Hals para la radiación UVA, la intermedia
lleva un alto contenido en EVA que le proporciona una alta
termicidad y la capa interna es antigoteo para evitar la
condensación. La garantía es de 30 meses y sólo se fabrica en 200
micras.
97
Conclusiones_____________________________________________________________
La floricultura colombiana debe tener en cuenta las opciones de
climatización; no solo mirar costos sino también invertir para sobrevivir.
Trasladarse a otro país implica invertir de nuevo en la formación de recurso
humano. Aquí ya existe mano de obra entrenada. Aprovechando esta
herramienta tan importante la floricultura todavía tiene mucho futuro.
CAPÍTULO 7
RECOMENDACIONES
7.1
•
Con base en esta información, determinar la influencia de la humedad en
esta etapa de desarrollo del hongo.
7.2
•
ETAPA DE GERMINACIÓN
ETAPA DE LATENCIA
Evaluar otras temperaturas como 5, 10 y 25 C, para corroborar la
información presentada en la literatura, donde establecen que Peronospora
sparsa se desarrolla entre 4 y 27 C. Además realizar estudios sobre la
influencia de la humedad relativa.
7.3 ESTABLECIMIENTO DEL CONTROL EN CAMPO
•
•
•
Realizar evaluaciones mas estrictas acerca de la influencia de la fertilización
en la suseptibilidad de las plantas al ataque de microorganismos.
Determinar la influencia de las cubiertas de los invernaderos, en el ciclo de
desarrollo del mildeo velloso.
Desarrollar software que permitan automatizar los procesos de climatización
de los invernaderos.
__________________________________________________________________________
98
REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS
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Universidad de Bogotá Jorge Tadeo Lozano, 1996.
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Investigaciones y Asesorías Agroindutriales – CIAA. Universidad de Bogotá
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__________________________________________________________________________
99
100
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__________________________________________________________________________
100
101
Referencias Bibliográficas__________________________________________________________
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invernaderos. Centro de Investigaciones y Asesorías Agroindustriales (CIAA).
1999.
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ducometi in the disease cycle on buchweat. Journal Phytopathology. 135: 217 –
223 p. 199
__________________________________________________________________________
101
ANEXOS
ANEXO 1. Tabla de análisis de varianza bajo la forma de contrastes y
polinomios ortogonales1 para porcentajes de germinación en diferentes
condiciones de iluminación y temperatura durante 2 horas de incubación
FUENTE DE
VARIACION
Modelo
Error
Total
CONTRASTE
Luz vs. Oscuridad
Temperatura
lineal
Temperatura
cuadrática
Temperatura
cubica
Interacción lineal
Interacción
cuadrática
Interacción
cubica
Error
GRADOS DE
LIBERTAD
CUADRADO
MEDIO
Fc
NIVEL p
7
16
23
1302.26
22.12
58.86
0.0001 **
GRADOS
DE
LIBERTAD
1
1
CUADRADO
MEDIO
Fc
NIVEL p
48.17
7489.20
2.18
338.49
0.1595
0.0001 **
1
1261.50
57.02
0.0001 **
1
16.13
0.73
0.4057
1
1
145.20
121.50
6.56
5.49
0.0209 **
0.0324 **
1
34.13
1.54
0.2321
16
22.125
** : Diferencias significativas (Intervalo de confianza de 5%)
ANEXO 2. Tabla de análisis de varianza bajo la forma de contrastes y
polinomios ortogonales para
porcentajes de germinación en diferentes
condiciones de iluminación y temperatura durante 4 horas de incubación
FUENTE DE
VARIACION
Modelo
Error
Total
1
GRADOS DE
LIBERTAD
CUADRADO
MEDIO
Fc
NIVEL p
7
16
23
2507.52
56.21
44.61
0.0001 **
Los Polinomios ortogonales sólo identifican el grado del polinomio pero no los parámetros para
realizar la gráfica, por lo tanto, es necesario realizar análisis de regresión sobre los resultados que se
obtengan.
FUENTE DE
VARIACION
Luz vs. Oscuridad
Temperatura
lineal
Temperatura
cuadrática
Temperatura
cubica
Interacción lineal
Interacción
cuadrática
Interacción
cubica
Error
GRADOS
DE
LIBERTAD
1
1
CUADRADO
MEDIO
Fc
425.04
10249.00
7.56
182.34
0.0142 **
0.0001 **
1
3384.37
60.21
0.0001 **
1
63.07
1.12
0.3052
1
1
1695.00
26.04
30.16
0.46
0.0001 **
0.5058
1
1710.07
30.42
0.0001 **
16
56.21
NIVEL p
** : Diferencias significativas (Intervalo de confianza de 5%)
ANEXO 3. Tabla de análisis de varianza bajo la forma de contrastes y
polinomios ortogonales para
porcentajes de germinación en diferentes
condiciones de iluminación y temperatura durante 6 horas de incubación
FUENTE DE
VARIACION
Modelo
Error
Total
FUENTE DE
VARIACION
Luz vs. Oscuridad
Temperatura
lineal
Temperatura
cuadrática
Temperatura
cubica
Interacción lineal
Interacción
cuadrática
Interacción
cubica
Error
GRADOS DE
LIBERTAD
CUADRADO
MEDIO
Fc
NIVEL p
7
16
23
2263.18
92.92
24.36
0.0001 **
GRADOS
DE
LIBERTAD
1
1
CUADRADO
MEDIO
Fc
NIVEL p
1027.04
4428.67
11.05
47.66
0.0043 **
0.0001 **
1
6240.37
67.16
0.0001 **
1
63.07
0.68
0.4221
1
1
3910.21
126.04
42.08
1.36
0.0001 **
0.2612
1
46.87
0.50
0.4878
16
92.92
** : Diferencias significativas (Intervalo de confianza de 5%)
ANEXO 4. Tabla de análisis de varianza bajo la forma de contrastes y
polinomios ortogonales para
porcentajes de germinación en diferentes
condiciones de iluminación y temperatura durante 8 horas de incubación
FUENTE DE
VARIACION
Modelo
Error
Total
FUENTE DE
VARIACION
Luz vs. Oscuridad
Temperatura
lineal
Temperatura
cuadrática
Temperatura
cubica
Interacción lineal
Interacción
cuadrática
Interacción
cubica
Error
GRADOS DE
LIBERTAD
CUADRADO
MEDIO
Fc
NIVEL p
7
16
23
1928.71
32.29
59.73
0.0001 **
GRADOS
DE
LIBERTAD
1
1
CUADRADO
MEDIO
Fc
NIVEL p
1162.04
2091.67
35.99
64.77
0.0001 **
0.0001 **
1
3978.37
123.20
0.0001 **
1
221.41
6.86
0.0186 **
1
1
5135.21
737.04
159.03
22.82
0.0001 **
0.0002 **
1
175.21
5.43
0.0333 **
16
32.29
** : Diferencias significativas (Intervalo de confianza de 5%)
ANEXO 5. Tabla de análisis de varianza bajo la forma de contrastes y
polinomios ortogonales para porcentajes de germinación en diferentes
condiciones de iluminación y temperatura durante 12 horas de incubación
FUENTE DE
VARIACION
Modelo
Error
Total
GRADOS DE
LIBERTAD
CUADRADO
MEDIO
Fc
NIVEL p
7
16
23
445.66
19.46
22.90
0.0001 **
FUENTE DE
VARIACION
Luz vs. Oscuridad
Temperatura
lineal
Temperatura
cuadrática
Temperatura
cubica
Interacción lineal
Interacción
cuadrática
Interacción
cubica
Error
GRADOS
DE
LIBERTAD
1
1
CUADRADO
MEDIO
Fc
NIVEL p
5.042
81.67
0.26
4.20
0.6177
0.0573
1
495.04
25.44
0.0001 **
1
1786.41
91.81
0.0001 **
1
1
476.00
70.04
24.46
3.60
0.0001 **
0.0760
1
205.41
10.56
0.005 **
16
19.46
** : Diferencias significativas (Intervalo de confianza de 5%)
ANEXO 6. Tabla de análisis de varianza bajo la forma de contrastes y
polinomios ortogonales para
porcentajes de germinación en diferentes
condiciones de iluminación y temperatura durante 24 horas de incubación
FUENTE DE
VARIACION
Modelo
Error
Total
FUENTE DE
VARIACION
Luz vs. Oscuridad
Temperatura
lineal
Temperatura
cuadrática
Temperatura
cubica
Interacción lineal
Interacción
cuadrática
Interacción
cubica
GRADOS DE
LIBERTAD
CUADRADO
MEDIO
Fc
NIVEL p
7
16
23
280.95
32.83
8.56
0.0002 **
GRADOS
DE
LIBERTAD
1
1
CUADRADO
MEDIO
Fc
NIVEL p
42.67
918.53
1.30
27.98
0.2711
0.0001 **
1
640.67
19.51
0.0004 **
1
224.13
6.83
0.0188 **
1
1
112.13
6.00
3.42
0.18
0.0832
0.6747
1
22.53
0.69
0.4196
** : Diferencias significativas (Intervalo de confianza de 5%)
ANEXO 7. Determinación de la influencia de la luz y la temperatura de 5 oC en
la etapa de germinación del mildeo velloso, Peronospora sparsa, en plantas de
rosa
TIPO DE HOJA:
Hoja in vitro
CONCENTRACIÓN DE ESPORAS:
3
38.0*10 esporas/ml
FECHA MONTAJE:
06 de abril de 2000
FECHA DE LECTURA:
06de abril de 2000
HORA DEL MONTAJE:
7:30 a.m
FASE: Luz
TRATAMIENTO:
5C
MEDIO:
Agar-agua (1.2 % w/v)
Esporangios de 7 días
REPLICA
TIEMPO DE
LECTURA
NÚMERO DE
ESPORAS
CONTADAS
NÚMERO DE
ESPORAS
GERMINADAS
PORCENTAJE DE
GERMINACIÓN
(%)
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
2 hr
2 hr
2 hr
4 hr
4 hr
4 hr
6 hr
6 hr
6 hr
8 hr
8 hr
8 hr
12 hr
12 hr
12 hr
24 hr
24 hr
24 hr
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
0
3
0
28
11
27
57
39
57
80
64
77
75
77
80
84
82
83
0.00
3.00
0.00
28.00
11.00
27.00
57.00
39.00
57.00
80.00
64.00
77.00
75.00
77.00
80.00
84.00
82.00
83.00
VALOR
MÍNIMO
VALOR
MÁXIMO
PROMEDIO
0.00
3.00
1.00
11.00
28.00
22.00
39.00
57.00
51.00
64.00
80.00
73.67
75.00
80.00
77.33
82.00
84.00
83.00
ANEXO 8. Determinación de la influencia de la oscuridad y la temperatura de 5
o
C en la etapa de germinación del mildeo velloso, Peronospora sparsa, en
plantas de rosa
TIPO DE HOJA:
Hoja in vitro
CONCENTRACIÓN DE ESPORAS: 11.3*10^4
esporas/ml
FECHA MONTAJE:
14 de marzo de 2000
FECHA DE LECTURA:
14 de marzo de 2000
HORA DEL MONTAJE:
7:35 a.m
FASE:
Oscuridad
TRATAMIENTO: 5 C
MEDIO: Agar-agua (1.2 % w/v)
Esporangios de 7 días
REPLICA
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
TIEMPO DE
NÚMERO DE
NÚMERO DE
LECTURA
ESPORAS
ESPORAS
CONTADAS
CONTADAS
GERMINADAS
PORCENT
AJE DE
GERMINA
CIÓN
(%)
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
1
1
0
0
1
1
0
0
1
9
10
2
78
73
66
85
75
80
1.00
1.00
0.00
0.00
1.00
1.00
0.00
0.00
1.00
9.00
10.00
2.00
78.00
73.00
66.00
85.00
75.00
80.00
2 hr
2 hr
2 hr
4 hr
4 hr
4 hr
6 hr
6 hr
6 hr
8 hr
8 hr
8 hr
12 hr
12 hr
12 hr
24 hr
24 hr
24 hr
VALOR
VALOR
PROMEDIO
MÍNIMO
MÁXIMO
0.00
1.00
0.67
0.00
1.00
0.67
0.00
1.00
0.33
2.00
10.00
7.00
66.00
78.00
72.33
75.00
85.00
80.00
ANEXO 9. Determinación de la influencia de la luz y la temperatura de 10 oC en
la etapa de germinación del mildeo velloso, Peronospora sparsa, en plantas de
rosa
TIPO DE HOJA:
Hoja in vitro
CONCENTRACIÓN DE ESPORAS:
40.0*10^3 esporas/ml
FECHA MONTAJE:
05 de abril de 2000
FECHA DE LECTURA:
05de abril de 2000
HORA DEL MONTAJE:
9:45 a.m
FASE: Luz
TRATAMIENTO:
10 C
MEDIO:
Agar-agua (1.2 % w/v)
Esporangios de 7 días
REPLICA
TIEMPO DE
LECTURA
NÚMERO DE
ESPORAS
CONTADAS
NÚMERO DE
ESPORAS
GERMINADAS
PORCENTAJE DE
GERMINACIÓN
(%)
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
2 hr
2 hr
2 hr
4 hr
4 hr
4 hr
6 hr
6 hr
6 hr
8 hr
8 hr
8 hr
12 hr
12 hr
12 hr
24 hr
24 hr
24 hr
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
0
0
3
66
68
79
88
59
90
77
77
66
70
72
80
83
77
79
0.00
0.00
3.00
66.00
68.00
79.00
88.00
59.00
90.00
77.00
77.00
66.00
70.00
72.00
80.00
83.00
77.00
79.00
VALOR
MÍNIMO
VALOR
MÁXIMO
PROMEDIO
0.00
3.00
1.00
66.00
79.00
71.00
59.00
90.00
79.00
66.00
77.00
73.33
70.00
80.00
74.00
77.00
83.00
79.67
ANEXO 10. Determinación de la influencia de la oscuridad y la temperatura de
10 oC en la etapa de germinación del mildeo velloso, Peronospora sparsa, en
plantas de rosa
TIPO DE HOJA:
Hoja in vitro
CONCENTRACIÓN DE ESPORAS:
10.9*10^4 esporas/ml
FECHA MONTAJE:
14 de marzo de 2000
FECHA DE LECTURA:
14 de marzo de 2000
HORA DEL MONTAJE:
7:10 a.m
FASE:
Oscuridad
TRATAMIENTO:
10 C
MEDIO:
Agar-agua (1.2 % w/v)
Esporangios de 7 días
REPLICA
TIEMPO DE
LECTURA
NÚMERO DE
ESPORAS
CONTADAS
NÚMERO DE
ESPORAS
GERMINADAS
PORCENTAJE DE
GERMINACIÓN
(%)
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
2 hr
2 hr
2 hr
4 hr
4 hr
4 hr
6 hr
6 hr
6 hr
8 hr
8 hr
8 hr
12 hr
12 hr
12 hr
24 hr
24 hr
24 hr
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
1
0
0
25
43
23
49
72
45
65
61
68
64
57
58
80
91
75
1.00
0.00
0.00
25.00
43.00
23.00
49.00
72.00
45.00
65.00
61.00
68.00
64.00
57.00
58.00
80.00
91.00
75.00
VALOR
MÍNIMO
VALOR
MÁXIMO
PROMEDIO
0.00
1.00
0.33
23.00
43.00
30.33
45.00
72.00
55.33
61.00
68.00
64.67
57.00
64.00
59.67
75.00
91.00
82.00
ANEXO 11. Determinación de la influencia de la luz y la temperatura de 15 oC
en la etapa de germinación del mildeo velloso, Peronospora sparsa, en plantas
de rosa
TIPO DE HOJA:
Hoja in vitro
CONCENTRACIÓN DE ESPORAS: 20.5*10^3
esporas/ml
FECHA MONTAJE:
05 de abril de 2000
FECHA DE LECTURA:
05 de abril de 2000
HORA DEL MONTAJE:
9:45 a.m
FASE: Luz
TRATAMIENTO:
15 C
MEDIO:
Agar-agua (1.2 % w/v)
Esporangios de 7 días
REPLICA
TIEMPO DE
LECTURA
NÚMERO DE
ESPORAS
CONTADAS
NÚMERO DE
ESPORAS
GERMINADAS
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
2 hr
2 hr
2 hr
4 hr
4 hr
4 hr
6 hr
6 hr
6 hr
8 hr
8 hr
8 hr
12 hr
12 hr
12 hr
24 hr
24 hr
24 hr
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
15
24
21
57
68
66
89
77
75
85
90
77
80
88
83
80
85
84
PORCENTAJE DE VALOR
GERMINACIÓN MÍNIMO
(%)
15.00
24.00
21.00
57.00
68.00
66.00
89.00
77.00
75.00
85.00
90.00
77.00
80.00
88.00
83.00
80.00
85.00
84.00
VALOR
MÁXIMO
PROMEDIO
15.00
24.00
20.00
57.00
68.00
63.67
75.00
89.00
80.33
77.00
90.00
84.00
80.00
88.00
83.67
80.00
85.00
83.00
ANEXO 12. Determinación de la influencia de la oscuridad y la temperatura de
15 oC en la etapa de germinación del mildeo velloso, Peronospora sparsa, en
plantas de rosa
TIPO DE HOJA:
Hoja in vitro
CONCENTRACIÓN DE ESPORAS:
20.5*10^3 esporas/ml
FECHA MONTAJE:
15 de marzo de 2000
FECHA DE LECTURA:
15 de marzo de 2000
HORA DEL MONTAJE:
10:10 a.m
FASE:
Oscuridad
TRATAMIENTO:
15 C
MEDIO:
Agar-agua (1.2 % w/v)
Esporangios de 7 días
REPLICA
TIEMPO DE
LECTURA
NÚMERO DE
ESPORAS
CONTADAS
NÚMERO DE
ESPORAS
GERMINADAS
PORCENTAJE DE
GERMINACIÓN
(%)
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
2 hr
2 hr
2 hr
4 hr
4 hr
4 hr
6 hr
6 hr
6 hr
8 hr
8 hr
8 hr
12 hr
12 hr
12 hr
24 hr
24 hr
24 hr
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
17
13
22
83
83
84
84
89
88
90
83
88
92
94
93
78
80
94
17.00
13.00
22.00
83.00
83.00
84.00
84.00
89.00
88.00
90.00
83.00
88.00
92.00
94.00
93.00
78.00
80.00
94.00
VALOR
MÍNIMO
VALOR
MÁXIMO
PROMEDIO
13.00
22.00
17.33
83.00
84.00
83.33
84.00
89.00
87.00
83.00
90.00
87.00
92.00
94.00
93.00
78.00
94.00
84.00
ANEXO 13. Determinación de la influencia de la luz y la temperatura de 20 oC
en la etapa de germinación del mildeo velloso, Peronospora sparsa, en plantas
de rosa
TIPO DE HOJA:
Hoja in vitro
CONCENTRACIÓN DE ESPORAS: 35.0*10^3
esporas/ml
FECHA MONTAJE:
06 de abril de 2000
FECHA DE LECTURA:
27de abril de 2000
HORA DEL MONTAJE:
9:15 a.m
FASE: Luz
TRATAMIENTO:
20 C
MEDIO:
Agar-agua (1.2 % w/v)
Esporangios de 7 días
REPLICA
REPLICA
TIEMPO DE
LECTURA
NÚMERO DE
ESPORAS
CONTADAS
NÚMERO DE
ESPORAS
GERMINADAS
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
2 hr
2 hr
2 hr
4 hr
4 hr
4 hr
6 hr
6 hr
6 hr
8 hr
8 hr
8 hr
12 hr
12 hr
12 hr
24 hr
24 hr
24 hr
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
46
28
46
56
70
57
49
50
60
49
54
60
56
50
60
58
48
65
PORCENTAJE DE VALOR
GERMINACIÓN MÍNIMO
(%)
46.00
28.00
46.00
56.00
70.00
57.00
49.00
50.00
60.00
49.00
54.00
60.00
56.00
50.00
60.00
58.00
48.00
65.00
VALOR
MÁXIMO
PROMEDIO
28.00
46.00
40.00
56.00
70.00
61.00
49.00
60.00
53.00
49.00
60.00
54.33
50.00
60.00
55.33
48.00
65.00
57.00
ANEXO 14. Determinación de la influencia de la oscuridad y la temperatura de
20 oC en la etapa de germinación del mildeo velloso, Peronospora sparsa, en
plantas de rosa
TIPO DE HOJA:
Hoja in vitro
CONCENTRACIÓN DE ESPORAS: 35.0*10^3
esporas/ml
FECHA MONTAJE:
27 de abril de 2000
FECHA DE LECTURA:
27 de abril de 2000
HORA DEL MONTAJE:
8:20 a.m
FASE:
Oscuridad
TRATAMIENTO:
20 C
MEDIO:
Agar-agua (1.2 % w/v)
Esporangios de 7 días
REPLICA
TIEMPO
TIEMPO DE
LECTURA
NÚMERO DE
ESPORAS
CONTADAS
NÚMERO DE
ESPORAS
GERMINADAS
PORCENTAJE DE
GERMINACIÓN
(%)
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
2 hr
2 hr
2 hr
4 hr
4 hr
4 hr
6 hr
6 hr
6 hr
8 hr
8 hr
8 hr
12 hr
12 hr
12 hr
24 hr
24 hr
24 hr
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
60
51
54
68
61
80
68
64
73
73
65
75
65
67
75
65
68
69
60.00
51.00
54.00
68.00
61.00
80.00
68.00
64.00
73.00
73.00
65.00
75.00
65.00
67.00
75.00
65.00
68.00
69.00
VALOR
MÍNIMO
VALOR
MÁXIMO
PROMEDIO
51.00
60.00
55.00
61.00
80.00
69.67
64.00
73.00
68.33
65.00
75.00
71.00
65.00
75.00
69.00
65.00
69.00
67.33
ANEXO 15 Determinación de la influencia de la luz constante y 15 °C. al sexto
día de inoculación, en la etapa de infección del mildeo velloso, Peronospora
sparsa, en plantas de rosa
Lugar:
Universidad Nacional
Fecha Montaje:
16 de junio de 2000
Fecha Lectura:
22 de junio de 2000
Día:
6
Fase:
Luz
CAJA FOLIOLO
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
Tratamiento:
15
2A
2B
A
(cm) (cm) (cm)
2.8
4.0 1.40
2.6
3.5 1.30
2.8
3.5 1.40
2.3
3.2 1.15
2.6
3.4 1.30
2.7
3.6 1.35
2.2
2.7 1.10
2.7
3.4 1.35
2.0
2.8 1.00
2.8
3.6 1.40
2.5
3.2 1.25
2.7
3.5 1.35
1.6
2.5 0.80
2.7
3.4 1.35
2.3
2.9 1.15
2.4
2.7 1.20
2.6
3.7 1.30
2.4
2.9 1.20
3.1
4.0 1.55
2.2
3.1 1.10
2.7
2.9 1.35
2.3
2.7 1.15
2.6
2.8 1.30
2.7
3.8 1.35
3.0
3.3 1.50
2.6
3.0 1.30
2.5
3.1 1.25
2.6
3.5 1.30
2.8
3.5 1.40
2.7
3.4 1.35
B AREA (pi*A*B) AREA promedio
Concentración
(cm)
(cm^2)
(cm^2)
esporas/ml esporas/ (cm^2*ml)
2.00
8.80
1.75
7.15
7.88
0.00
0.00
1.75
7.70
1.60
5.78
1.70
6.94
6.79
0.00
0.00
1.80
7.63
1.35
4.67
1.70
7.21
5.42
666.67
122.90
1.40
4.40
1.80
7.92
1.60
6.28
7.21
0.00
0.00
1.75
7.42
1.25
3.14
1.70
7.21
5.20
500.00
96.21
1.45
5.24
1.35
5.09
1.85
7.56
6.04
0.00
0.00
1.45
5.47
2.00
9.74
1.55
5.36
7.08
0.00
0.00
1.45
6.15
1.35
4.88
1.40
5.72
6.22
250.00
40.21
1.90
8.06
1.65
7.78
1.50
6.13
6.66
11,333.33
1,700.98
1.55
6.09
1.75
7.15
1.75
7.70
7.35
2,000.00
272.06
1.70
7.21
ANEXO 16 Determinación de la influencia de la luz constante y 15 °C. al
séptimo día de inoculación, en la etapa de infección del mildeo velloso,
Peronospora sparsa, en plantas de rosa
Lugar:
Universidad nacional
Fecha Montaje:
16 de junio de 2000
Fecha Lectura:
23 de junio de 2000
Día:
7
Fase:
Luz
CAJA FOLIOLO
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
Tratamiento:
15
2A
2B
A
(cm) (cm) (cm)
2.5
3.7 1.25
2.0
2.4 1.00
2.7
3.8 1.35
3.0
4.3 1.50
2.6
3.3 1.30
2.2
3.0 1.10
2.9
4.5 1.45
2.1
3.0 1.05
2.5
3.1 1.25
1.8
2.5 0.90
2.4
3.5 1.20
2.6
3.2 1.30
2.7
3.8 1.35
2.5
3.2 1.25
2.4
3.8 1.20
2.6
3.3 1.30
2.2
3.3 1.10
3.2
4.3 1.60
2.3
3.5 1.15
2.1
2.8 1.05
2.2
2.8 1.10
2.5
2.7 1.25
2.3
3.2 1.15
2.5
3.6 1.25
2.2
3.8 1.10
2.1
2.5 1.05
2.6
3.2 1.30
1.7
2.4 0.85
3.2
4.5 1.60
2.0
2.2 1.00
B AREA (pi*A*B) AREA promedio
Concentración
(cm)
(cm^2)
(cm^2)
esporas/ml esporas/ (cm^2*ml)
1.85
7.26
1.20
3.77
6.36
42,500.00
6,677.81
1.90
8.06
2.15
10.13
1.65
6.74
7.35
39,666.67
5,395.84
1.50
5.18
2.25
10.25
1.50
4.95
7.09
7,500.00
1,057.12
1.55
6.09
1.25
3.53
1.75
6.60
5.56
500.00
90.00
1.60
6.53
1.90
8.06
1.60
6.28
7.17
1,500.00
209.26
1.90
7.16
1.65
6.74
1.65
5.70
7.75
0.00
0.00
2.15
10.81
1.75
6.32
1.40
4.62
5.26
49,000.00
9,316.37
1.40
4.84
1.35
5.30
1.60
5.78
6.05
4,500.00
743.78
1.80
7.07
1.90
6.57
1.25
4.12
5.74
0.00
0.00
1.60
6.53
1.20
3.20
2.25
11.31
5.99
1,000.00
166.95
1.10
3.46
ANEXO 17 Determinación de la influencia de la oscuridad constante y 15 °C. al
sexto día de inoculación, en la etapa de infección del mildeo velloso,
Peronospora sparsa, en plantas de rosa
Lugar:
Universidad Nacional
Fecha Montaje:
16 de junio de 2000
Fecha Lectura:
22 de julio de 2000
Día:
6
Fase:
Oscuridad
CAJA FOLIOLO
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
2A
2B
A
(cm) (cm) (cm)
2.4
4.0 1.20
2.8
3.5 1.40
2.4
2.7 1.20
3.0
4.0 1.50
3.0
3.2 1.50
2.8
3.4 1.40
2.7
3.7 1.35
2.5
2.9 1.25
2.8
3.7 1.40
2.3
3.3 1.15
2.6
3.8 1.30
2.4
3.3 1.20
2.7
3.5 1.35
2.3
3.4 1.15
2.3
3.1 1.15
2.5
3.3 1.25
2.6
3.0 1.30
2.9
3.0 1.45
2.3
2.9 1.15
2.5
3.6 1.25
2.1
2.8 1.05
2.4
3.2 1.20
3.1
4.0 1.55
2.5
3.1 1.25
2.9
3.9 1.45
2.6
3.2 1.30
2.1
2.8 1.05
2.8
3.9 1.40
2.9
3.5 1.45
2.3
3.2 1.15
Tratamiento:
15
B AREA (pi*A*B) AREA promedio
(cm)
(cm^2)
(cm^2)
2.00
7.54
1.75
7.70
6.78
1.35
5.09
2.00
9.42
1.60
7.54
8.15
1.70
7.48
1.85
7.85
1.45
5.69
7.23
1.85
8.14
1.65
5.96
1.90
7.76
6.65
1.65
6.22
1.75
7.42
1.70
6.14
6.39
1.55
5.60
1.65
6.48
1.50
6.13
6.48
1.50
6.83
1.45
5.24
1.80
7.07
5.64
1.40
4.62
1.60
6.03
2.00
9.74
7.29
1.55
6.09
1.95
8.88
1.60
6.53
6.68
1.40
4.62
1.95
8.58
1.75
7.97
7.44
1.60
5.78
Concentración
esporas/ml esporas/ (cm^2*ml)
666.67
98.40
0.00
0.00
0.00
0.00
46,500.00
6,995.53
39,000.00
6,105.27
1,333.33
205.78
500.00
88.62
2,000.00
274.50
2,000.00
299.47
16,000.00
2,149.68
ANEXO 18 Determinación de la influencia de la oscuridad constante y 15 °C. al
séptimo día de inoculación, en la etapa de infección del mildeo velloso,
Peronospora sparsa, en plantas de rosa
Lugar:
Universidad nacional
Fecha Montaje:
16 de junio de 2000
Fecha Lectura:
23 de julio de 2000
Día:
7
Fase:
Oscuridad
CAJA FOLIOLO
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
2A
2B
A
(cm) (cm) (cm)
2.7
3.3 1.35
2.5
3.0 1.25
3.0
3.9 1.50
3.2
4.4 1.60
3.4
4.4 1.70
2.7
3.6 1.35
2.6
3.6 1.30
2.7
3.6 1.35
3.1
3.6 1.55
2.9
3.4 1.45
2.6
3.6 1.30
2.0
2.5 1.00
2.6
3.5 1.30
2.3
2.9 1.15
3.0
4.0 1.50
1.7
2.7 0.85
2.6
3.0 1.30
2.1
2.3 1.05
3.1
3.9 1.55
2.3
3.1 1.15
3.0
4.0 1.50
2.2
2.8 1.10
2.3
3.0 1.15
3.0
4.4 1.50
2.4
2.9 1.20
3.1
4.0 1.55
2.7
3.4 1.35
2.2
2.8 1.10
1.7
2.5 0.85
2.8
3.6 1.40
Tratamiento:
15
B AREA (pi*A*B) AREA promedio
(cm)
(cm^2)
(cm^2)
1.65
7.00
1.50
5.89
7.36
1.95
9.19
2.20
11.06
2.20
11.75
10.15
1.80
7.63
1.80
7.35
1.80
7.63
7.92
1.80
8.77
1.70
7.74
1.80
7.35
6.34
1.25
3.93
1.75
7.15
1.45
5.24
7.27
2.00
9.42
1.35
3.60
1.50
6.13
4.51
1.15
3.79
1.95
9.50
1.55
5.60
8.17
2.00
9.42
1.40
4.84
1.50
5.42
6.87
2.20
10.37
1.45
5.47
2.00
9.74
7.47
1.70
7.21
1.40
4.84
1.25
3.34
5.36
1.80
7.92
Concentración
esporas/ml esporas/ (cm^2*ml)
1,000.00
135.88
107,000.00
10,544.61
4,000.00
505.25
16,500.00
2,602.20
31,000.00
4,263.99
666.67
147.88
16,333.33
1,998.35
26,666.67
3,878.86
0.00
0.00
12,000.00
2,237.02
ANEXO 19 Determinación de la influencia del fotoperíodo y 15 °C. al sexto día
de inoculación, en la etapa de infección del mildeo velloso, Peronospora
sparsa, en plantas de rosa
Lugar:
Universidad Nacional
Fecha Montaje:
16 de junio de 2000
Fecha Lectura:
22 de julio de 2000
Día:
6
Fase:
Fotoperiodo
CAJA FOLIOLO
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
2A
2B
A
(cm) (cm) (cm)
2.1
2.8 1.05
2.7
3.6 1.35
1.7
2.4 0.85
2.3
2.9 1.15
2.2
2.7 1.10
2.2
2.4 1.10
3.0
3.7 1.50
2.6
3.5 1.30
3.0
4.0 1.50
2.0
2.5 1.00
2.3
3.2 1.15
2.7
3.3 1.35
2.2
1.8 1.10
2.2
2.8 1.10
2.2
2.9 1.10
2.3
3.0 1.15
2.6
3.2 1.30
2.4
3.1 1.20
2.0
2.7 1.00
2.8
4.0 1.40
2.4
3.1 1.20
1.7
1.8 0.85
2.6
3.2 1.30
2.9
3.4 1.45
2.0
3.3 1.00
2.2
3.3 1.10
2.3
2.7 1.15
2.4
3.5 1.20
3.1
3.7 1.55
3.1
4.1 1.55
Tratamiento:
15
B AREA (pi*A*B) AREA promedio
(cm)
(cm^2)
(cm^2)
1.40
4.62
1.80
7.63
5.15
1.20
3.20
1.45
5.24
1.35
4.67
4.68
1.20
4.15
1.85
8.72
1.75
7.15
8.43
2.00
9.42
1.25
3.93
1.60
5.78
5.57
1.65
7.00
0.90
3.11
1.40
4.84
4.32
1.45
5.01
1.50
5.42
1.60
6.53
5.93
1.55
5.84
1.35
4.24
2.00
8.80
6.29
1.55
5.84
0.90
2.40
1.60
6.53
5.56
1.70
7.74
1.65
5.18
1.65
5.70
5.25
1.35
4.88
1.75
6.60
1.85
9.01
8.53
2.05
9.98
Concentración
esporas/ml esporas/ (cm^2*ml)
0.00
0.00
500.00
106.76
1,000.00
118.62
3,000.00
538.75
0.00
0.00
0.00
0.00
1,000.00
158.89
0.00
0.00
1,000.00
190.32
2,000.00
234.48
ANEXO 20 Determinación de la influencia del fotoperíodo y 15 °C. al séptimo
día de inoculación, en la etapa de infección del mildeo velloso, Peronospora
sparsa, en plantas de rosa
Lugar:
Universidad nacional
Fecha Montaje:
16 de junio de 2000
Fecha Lectura:
23 de julio de 2000
Día:
7
Fase:
Fotoperiodo
CAJA FOLIOLO
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
2A
2B
A
(cm) (cm) (cm)
2.6
3.0 1.30
2.2
3.0 1.10
2.6
3.3 1.30
2.6
3.6 1.30
2.6
3.5 1.30
2.0
2.5 1.00
2.7
1.9 1.35
2.1
3.0 1.05
2.7
3.6 1.35
2.6
3.1 1.30
2.5
3.3 1.25
2.4
3.3 1.20
2.2
3.0 1.10
1.9
2.2 0.95
2.6
3.5 1.30
2.4
3.5 1.20
3.0
3.8 1.50
2.6
3.8 1.30
2.4
3.3 1.20
2.3
2.8 1.15
1.9
2.6 0.95
2.1
2.7 1.05
2.5
3.4 1.25
2.3
2.9 1.15
2.3
3.5 1.15
2.5
3.3 1.25
2.8
4.0 1.40
2.3
3.3 1.15
2.3
3.2 1.15
2.4
3.2 1.20
Tratamiento:
15
B AREA (pi*A*B) AREA promedio
(cm)
(cm^2)
(cm^2)
1.50
6.13
1.50
5.18
6.02
1.65
6.74
1.80
7.35
1.75
7.15
6.14
1.25
3.93
0.95
4.03
1.50
4.95
5.54
1.80
7.63
1.55
6.33
1.65
6.48
6.34
1.65
6.22
1.50
5.18
1.10
3.28
5.20
1.75
7.15
1.75
6.60
1.90
8.95
7.77
1.90
7.76
1.65
6.22
1.40
5.06
5.05
1.30
3.88
1.35
4.45
1.70
6.68
5.46
1.45
5.24
1.75
6.32
1.65
6.48
7.20
2.00
8.80
1.65
5.96
1.60
5.78
5.92
1.60
6.03
Concentración
esporas/ml esporas/ (cm^2*ml)
6,000.00
997.31
2,500.00
407.04
666.67
120.40
666.67
105.10
333.33
64.05
29,750.00
3,828.72
0.00
0.00
666.67
122.19
11,000.00
1,527.88
7,000.00
1,181.53
ANEXO 21 Determinación de la influencia de la luz constante y 20 °C. al sexto
día de inoculación, en la etapa de infección del mildeo velloso, Peronospora
sparsa, en plantas de rosa
Lugar:
Universidad Nacional
Fecha
Montaje: 20 de junio de 2000
Fecha Lectura:
26 de junio de 2000
Día:
6
Fase:
Luz
CAJA FOLIOLO
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
Tratamiento:
20
2A
2B
A
(cm) (cm) (cm)
2.5
3.4 1.25
2.7
3.4 1.35
2.8
3.8 1.40
2.2
2.8 1.10
2.1
3.1 1.05
2.5
3.7 1.25
2.9
4.3 1.45
2.6
3.4 1.30
3.2
4.8 1.60
3.6
4.8 1.80
2.7
3.4 1.35
1.8
2.3 0.90
2.7
3.8 1.35
2.1
2.3 1.05
2.3
2.7 1.15
2.8
3.2 1.40
2.6
3.6 1.30
2.7
3.9 1.35
2.5
3.5 1.25
1.8
2.5 0.90
2.0
2.5 1.00
3.0
4.0 1.50
3.1
4.3 1.55
2.0
3.0 1.00
1.8
2.6 0.90
2.0
2.6 1.00
2.6
3.2 1.30
2.4
3.0 1.20
2.8
3.6 1.40
2.7
3.6 1.35
B
AREA (pi*A*B) AREA promedio
(cm)
(cm^2)
(cm^2)
1.70
6.68
1.70
7.21
7.41
1.90
8.36
1.40
4.84
1.55
5.11
5.74
1.85
7.26
2.15
9.79
1.70
6.94
9.60
2.40
12.06
2.40
13.57
1.70
7.21
8.01
1.15
3.25
1.90
8.06
1.15
3.79
5.58
1.35
4.88
1.60
7.04
1.80
7.35
7.55
1.95
8.27
1.75
6.87
1.25
3.53
4.78
1.25
3.93
2.00
9.42
2.15
10.47
8.20
1.50
4.71
1.30
3.68
1.30
4.08
4.76
1.60
6.53
1.50
5.65
1.80
7.92
7.07
1.80
7.63
Concentración
esporas/ml esporas/ (cm^2*ml)
2,333.33
314.71
32,333.33
5,634.30
32,666.67
3,402.71
44,333.33
5,534.00
3,500.00
627.65
0.00
0.00
28,333.33
5,930.14
75,500.00
9,204.85
6,750.00
1,416.65
3,500.00
495.15
ANEXO 22 Determinación de la influencia de la luz constante y 20 °C. al
séptimo día de inoculación, en la etapa de infección del mildeo velloso,
Peronospora sparsa, en plantas de rosa
Lugar:
Universidad nacional
Fecha Montaje:
20 de junio de 2000
Fecha Lectura:
27 de junio de 2000
Día:
7
Fase:
Luz
CAJA FOLIOLO
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
Tratamiento:
20
2A
2B
A
(cm) (cm) (cm)
2.0
2.8 1.00
2.2
2.8 1.10
2.5
3.4 1.25
2.8
3.6 1.40
2.8
3.4 1.40
2.8
3.5 1.40
2.6
3.6 1.30
2.7
3.6 1.35
3.0
4.0 1.50
1.9
2.8 0.95
3.0
4.5 1.50
2.6
3.3 1.30
2.2
3.5 1.10
3.1
4.5 1.55
3.2
4.2 1.60
2.5
3.3 1.25
2.0
3.1 1.00
2.6
3.5 1.30
2.8
3.5 1.40
2.9
3.6 1.45
3.3
4.2 1.65
2.5
3.7 1.25
3.3
4.1 1.65
2.7
4.1 1.35
2.9
4.1 1.45
2.7
3.7 1.35
2.0
2.7 1.00
2.6
3.9 1.30
1.8
2.6 0.90
2.6
3.7 1.30
B
AREA (pi*A*B) AREA promedio
(cm)
(cm^2)
(cm^2)
1.40
4.40
1.40
4.84
5.30
1.70
6.68
1.80
7.92
1.70
7.48
7.70
1.75
7.70
1.80
7.35
1.80
7.63
8.14
2.00
9.42
1.40
4.18
2.25
10.60
7.17
1.65
6.74
1.75
6.05
2.25
10.96
9.19
2.10
10.56
1.65
6.48
1.55
4.87
6.17
1.75
7.15
1.75
7.70
1.80
8.20
8.93
2.10
10.89
1.85
7.26
2.05
10.63
8.86
2.05
8.69
2.05
9.34
1.85
7.85
7.14
1.35
4.24
1.95
7.96
1.30
3.68
6.3984
1.85
7.56
Concentración
esporas/ml esporas/ (cm^2*ml)
4,000.00
754.14
19,500.00
2,034.63
4,000.00
491.60
68,000.00
9,112.04
12,500.00
1,360.68
4,250.00
689.33
16,000.00
2,538.26
181,000.00
20,127.91
52,500.00
6,909.43
17,500.00
2,735.06
ANEXO 23 Determinación de la influencia de la oscuridad constante y 20 °C. al
sexto día de inoculación, en la etapa de infección del mildeo velloso,
Peronospora sparsa, en plantas de rosa
Lugar:
Universidad Nacional
Fecha Lectura:
26 de junio de 2000
Fecha Montaje:
20 de junio de 2000
Día:
6
Fase:
Oscuridad
CAJA FOLIOLO
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
2A
2B
A
(cm) (cm) (cm)
3.1
4.2 1.55
2.5
3.7 1.25
2.2
2.9 1.10
2.9
3.5 1.45
2.0
2.4 1.00
2.1
3.7 1.05
2.8
3.4 1.40
2.6
3.5 1.30
2.5
3.5 1.25
2.5
3.1 1.25
3.5
4.8 1.75
2.8
3.7 1.40
2.3
3.1 1.15
1.9
2.7 0.95
2.7
3.8 1.35
1.9
2.8 0.95
2.8
3.7 1.40
3.0
3.9 1.50
1.9
2.8 0.95
2.1
3.0 1.05
2.8
4.1 1.40
2.9
3.9 1.45
3.7
4.9 1.85
2.2
2.9 1.10
2.6
3.3 1.30
2.6
3.9 1.30
2.4
4.0 1.20
2.5
3.0 1.25
2.4
3.1 1.20
2.8
3.8 1.40
Tratamiento:
20
B
(cm)
2.10
1.85
1.45
1.75
1.20
1.85
1.70
1.75
1.75
1.55
2.40
1.85
1.55
1.35
1.90
1.40
1.85
1.95
1.40
1.50
2.05
1.95
2.45
1.45
1.65
1.95
2.00
1.50
1.55
1.90
AREA (pi*A*B) AREA promedio
(cm^2)
(cm^2)
10.23
7.26
7.50
5.01
7.97
3.77
5.95
6.10
7.48
7.15
7.17
6.87
6.09
13.19
9.14
8.14
5.60
4.03
5.90
8.06
4.18
8.14
7.17
9.19
4.18
4.95
6.05
9.02
8.88
14.24
9.38
5.01
6.74
7.96
7.41
7.54
5.89
5.84
6.70
8.36
Concentración
esporas/ml esporas/ (cm^2*ml)
4,333.33
577.73
8,333.33
1,401.01
11,000.00
1,535.14
19,500.00
2,133.61
500.00
84.81
0.00
0.00
0.00
0.00
89,500.00
9,543.94
0.00
0.00
2,500.00
373.31
ANEXO 24 Determinación de la influencia de la oscuridad constante y 20 °C. al
séptimo día de inoculación, en la etapa de infección del mildeo velloso,
Peronospora sparsa, en plantas de rosa
Lugar:
Universidad nacional
Fecha Lectura:
27 de junio de 2000
Fecha Montaje:
20 de junio de 2000
Día:
7
Fase:
Oscuridad
CAJA FOLIOLO
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
2A
2B
A
(cm) (cm) (cm)
2.1
3.0 1.05
2.5
2.8 1.25
2.9
4.4 1.45
2.2
2.9 1.10
2.7
3.6 1.35
2.2
3.1 1.10
3.0
3.9 1.50
2.8
3.6 1.40
3.0
4.2 1.50
2.7
3.2 1.35
2.9
3.2 1.45
2.5
3.4 1.25
3.0
4.6 1.50
2.1
2.9 1.05
1.6
2.5 0.80
3.0
4.0 1.50
2.5
3.3 1.25
2.1
3.3 1.05
2.7
3.8 1.35
4.2
3.2 2.10
2.6
3.5 1.30
2.4
3.7 1.20
2.5
3.8 1.25
2.6
3.7 1.30
2.2
3.4 1.10
3.5
5.0 1.75
2.6
3.4 1.30
3.0
3.5 1.50
2.3
3.4 1.15
2.0
3.0 1.00
Tratamiento:
20
B
(cm)
1.50
1.40
2.20
1.45
1.80
1.55
1.95
1.80
2.10
1.60
1.60
1.70
2.30
1.45
1.25
2.00
1.65
1.65
1.90
1.60
1.75
1.85
1.90
1.85
1.70
2.50
1.70
1.75
1.70
1.50
AREA (pi*A*B) AREA promedio
(cm^2)
(cm^2)
4.95
5.50
6.82
10.02
5.01
7.63
6.00
5.36
9.19
7.92
9.00
9.90
6.79
7.29
6.92
6.68
10.84
4.78
6.25
3.14
9.42
6.48
7.12
5.44
8.06
10.56
8.59
7.15
6.97
7.46
7.33
7.56
5.87
13.74
8.85
6.94
8.25
6.14
6.37
4.71
Concentración
esporas/ml esporas/ (cm^2*ml)
0.00
0.00
2,000.00
333.31
0.00
0.00
1,500.00
216.86
0.00
0.00
500.00
70.27
500.00
58.23
39,000.00
5,320.31
0.00
0.00
0.00
0.00
ANEXO 25 Determinación de la influencia del fotoperíodo y 20 °c. al sexto día
de inoculación, en la etapa de infección del mildeo velloso, Peronospora
sparsa, en plantas de rosa
Lugar:
Universidad Nacional
Fecha Montaje:
20 de junio de 2000
Fecha Lectura:
26 de junio de 2000
Día:
6
Fase:
Fotoperiodo
CAJA FOLIOLO
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
2A
2B
A
(cm) (cm) (cm)
2.5
3.5 1.25
3.2
4.4 1.60
2.7
3.7 1.35
2.7
4.1 1.35
2.0
2.6 1.00
2.2
3.9 1.10
2.9
3.6 1.45
2.5
3.4 1.25
2.2
3.0 1.10
2.7
3.8 1.35
2.2
3.0 1.10
2.3
3.0 1.15
1.8
2.7 0.90
2.6
3.8 1.30
2.1
3.1 1.05
2.4
3.3 1.20
3.2
4.7 1.60
2.2
2.7 1.10
3.1
4.1 1.55
3.3
4.6 1.65
2.7
4.0 1.35
2.2
2.6 1.10
2.5
3.2 1.25
2.4
2.9 1.20
3.8
5.2 1.90
1.1
2.3 0.55
2.7
3.9 1.35
3.0
4.2 1.50
2.4
2.8 1.20
2.9
4.0 1.45
Tratamiento:
20
B
AREA (pi*A*B) AREA promedio
(cm)
(cm^2)
(cm^2)
1.75
6.87
2.20
11.06
8.59
1.85
7.85
2.05
8.69
1.30
4.08
6.51
1.95
6.74
1.80
8.20
1.70
6.68
6.69
1.50
5.18
1.90
8.06
1.50
5.18
6.22
1.50
5.42
1.35
3.82
1.90
7.76
5.56
1.55
5.11
1.65
6.22
2.35
11.81
7.57
1.35
4.67
2.05
9.98
2.30
11.92
10.13
2.00
8.48
1.30
4.49
1.60
6.28
5.41
1.45
5.47
2.60
15.52
1.15
1.99
8.59
1.95
8.27
2.10
9.90
1.40
5.28
8.09
2.00
9.11
Concentración
esporas/ml esporas/ (cm^2*ml)
40,000.00
4,655.34
192,666.67
29,614.92
65,000.00
9,721.27
0.00
0.00
2,666.67
479.34
1,333.33
176.23
13,200.00
1,303.18
74,500.00
13,760.56
4,500.00
523.73
4,000.00
494.14
ANEXO 26 Determinación de la influencia del fotoperíodo y 20 °c. al séptimo
día de inoculación, en la etapa de infección del mildeo velloso, Peronospora
sparsa, en plantas de rosa
Lugar:
Universidad nacional
Fecha Lectura:
27 de junio de 2000
Fecha Montaje:
20 de junio de 2000
Día:
7
Fase:
Fotoperiodo
CAJA FOLIOLO
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
2A
2B
A
(cm) (cm) (cm)
2.2
3.2 1.10
1.8
2.7 0.90
2.2
2.9 1.10
2.5
3.3 1.25
2.0
2.5 1.00
2.5
3.2 1.25
3.0
4.4 1.50
2.7
3.5 1.35
2.3
3.3 1.15
2.6
3.5 1.30
3.3
4.2 1.65
2.8
3.6 1.40
2.8
3.8 1.40
2.6
3.5 1.30
3.1
3.8 1.55
2.3
2.7 1.15
2.7
3.6 1.35
2.0
2.9 1.00
3.1
4.3 1.55
2.5
2.9 1.25
2.8
3.8 1.40
3.0
3.6 1.50
2.3
2.9 1.15
3.2
4.5 1.60
2.0
2.9 1.00
2.0
2.7 1.00
2.7
3.8 1.35
2.6
3.4 1.30
2.2
3.3 1.10
1.7
2.4 0.85
Tratamiento:
20
B
AREA (pi*A*B) AREA promedio
(cm)
(cm^2)
(cm^2)
1.60
5.53
1.35
3.82
4.79
1.45
5.01
1.65
6.48
1.25
3.93
5.56
1.60
6.28
2.20
10.37
1.75
7.42
7.92
1.65
5.96
1.75
7.15
2.10
10.89
8.65
1.80
7.92
1.90
8.36
1.75
7.15
8.25
1.90
9.25
1.35
4.88
1.80
7.63
5.69
1.45
4.56
2.15
10.47
1.45
5.69
8.17
1.90
8.36
1.80
8.48
1.45
5.24
8.34
2.25
11.31
1.45
4.56
1.35
4.24
5.62
1.90
8.06
1.70
6.94
1.65
5.70
5.28
1.20
3.20
Concentración
esporas/ml esporas/ (cm^2*ml)
112,500.00
23,507.51
1,500.00
269.63
174,500.00
22,041.64
119,000.00
13,757.43
335,500.00
40,657.13
142,666.67
25,078.01
2,000.00
244.70
74,285.71
8,903.35
63,750.00
11,346.99
112,500.00
21,294.22
GLOSARIO
Agar: Sustancia de consistencia gelatinosa que se obtiene de las algas
marinas y que se utiliza para preparar medios de cultivo en los que se estudia y
cultiva a los microorganismos.
Aislamiento: Separación de un patógeno de su hospedero y su cultivo en un
medio nutritivo.
Apresorio: Extremo hinchado de una hifa o tubo germinativo que facilita la
fijación y penetración de un hongo en su hospedero.
Bloque: Area dentro de un invernadero compuesto por naves. Su tamaño varía
dependiendo de la densidad de siembra y el tipo de cultivo, los expertos
sugieren que cada bloque posea menos de 20 naves.
Cama: Area pequeña dentro de un bloque. Su área efectiva es de 30 m2 (30 m
x 1 m) si el cultivo es clavel o 33 a 36 m2 si el cultivo es rosa.
Ciclo de enfermedad: Todos los eventos incluídos en el desarrollo de la
enfermedad, incluyendo las etapas de desarrollo del patógeno y el efecto de la
enfermedad sobre el hospedero.
Ciclo de vida: La fase o etapas sucesivas del crecimiento y desarrollo de un
organismo que se lleva a cabo entre la aparición y reaparición de una misma
etapa de su desarrollo (por ejemplo, la espora).
Clorosis: Amarillamiento de los tejidos normalmente verdes ocasionado por
la detrucción de la clorofila o al no poder sintetizarla.
Conidióforo: Hifa especializada sobre la cual se forman uno o más conidios.
Cultivo: Crecimiento artificial de los microorganismos en un medio nutritivo
preparado; colonia de microorganismos mantenidos artificialmente en dicho
medio nutritivo.
Diseminación: Transferencia de un inóculo desde su orígen hasta las plantas
sanas.
Enfermedad: Cualquier alteración de una planta que interfiere con su
estructura normal, funcionamiento o valor económico.
Enfermedad infecciosa: Enfermedad que ocasiona un patógeno que se
desplaza desde una planta enferma hasta una sana.
Erradicación: Control de las enfermedades de las plantas que consiste en la
eliminación del patógeno una vez que se ha establecido o mediante la
eliminación de las plantas que portan el patógeno.
Espora: Unidad reproductiva de los hongos, constituida por una o varias
células; es una estructura análoga a la semilla de las plantas verdes.
Esporangio: Estructura que contiene esporas asexuales.
Esporangióforo: Hifa especializada que porta uno o varios esporangios.
Fitopatógeno: Término que se aplica a los microorganismos que producen
enfermedades en las plantas.
Fungicida: Compuesto tóxico para los hongos.
Hifa: Ramificación individual de un micelio.
Hongo: Organismo indiferenciado que carece de clorofila y de tejidos
conductores.
Hospedero: Planta que es invadida por un parásito y de la cual éste obtiene
sus nutrientes.
Infección: Establecimiento de un parásito dentro de una planta hospedera.
Inoculación: Arribo o transferencia de un patógeno sobre su hospedero.
Inocular: Acción que pone en contacto un patógeno con una planta hospedera
o con un órgano de ésta.
Inóculo: Patógeno o partes de él que ocasiona enfermedad; partes de los
patógenos que entran en contacto con el hospedero.
Mancha foliar: Lesión foliar que se limita por sí misma.
Micelio: Hifa o masa de hifas que constituyen el soma de un hongo.
Mildeo: Enfermedad de las plantas en la que el micelio y las esporas del
hongo parásito tienen una apariencia vellosa y blancuzca sobre la superficie del
hospedero; y que es ocasionada por los hongos de la familia Peronosporaceae
Nave (invernadero): Estructura de madera y/o hierro, cubierta por un plástico
de calibre No. 5, está dividido por cumbreras o parales. Sus dimensiones
estándar son 6.7 m x 65 m. Cada hectárea posee alrededor de 22 naves y cada
nave contiene aproximadamente 10 camas de clavel u 8 camas de rosa. Posee
un camino central de 2.5 a 3 m de ancho y una separación entre camas de
aproximadamente 0.5 a 1 m.
Parásito: Organismo que vive a expensas de otro (hospedero).
Parásito obligado: Parásito que en la naturaleza sólo puede crecer y
multiplicarse sobre organismos vivos.
Patógeno: Entidad que produce en enfermedad.
Penetración: Invasión inicial de un hospedero por un patógeno.
Tubo germinativo:
Crecimiento primario del micelio producido por la
germinación de una espora.