Ver - Repositorio Institucional - Pontificia Universidad Javeriana

PONTIFICIA UNIVERSIDAD JAVERIANA
FACULTAD DE CIENCIAS
CARRERA DE MICROBIOLOGÍA INDUSTRIAL
Degradación de Polietileno de Baja Densidad Utilizando Hongos. Revisión
Sistemática de la Literatura
LAURA MARIA YEPES AGUIRRE
Trabajo de Grado presentado como requisito parcial para optar por el título
Microbióloga Industrial
Bogotá D.C., Colombia, 2014
1
Degradación de Polietileno de Baja Densidad Utilizando Hongos. Revisión
Sistemática de la Literatura
Laura María Yepes Aguirre
APROBADO
______________________________________
Luis David Gómez Méndez. M.Sc.
Director del Trabajo de Grado
_____________________________________________
Raúl A. Poutou Piñales, BQ., M.Sc., Ph.D.
Codirector del Trabajo de Grado
__________________________________________
Aura Marina Pedroza Rodríguez. PhD.
Jurado
Bogotá D.C., Colombia, 2014
2
NOTA DE ADVERTENCIA
Artículo 23 de la Resolución No 13 de julio de 1946:
"La Universidad no se hace responsable por los conceptos emitidos por sus alumnos en sus
trabajos de tesis. Solo velará por que no se publique nada contrario al dogma y a la moral
católica y por qué las tesis no contengan ataques personales contra persona alguna, antes
bien se vea en ellas el anhelo de buscar la verdad y la justicia".
3
AGRADECIMIENTOS
A mis padres por su amor y confianza.
A David Gómez por su conocimiento, su apoyo, colaboración infinita y la paciencia que
me tuvo.
A Raúl Poutou por su conocimiento y colaboración.
A las personas que creyeron en mí.
4
CONTENIDO
1.
2.
3.
4.
RESUMEN………………………………………………………………………………..8
INTRODUCCIÓN………………………………………………………………………...8
MARCO TEÓRICO………………………………………………………………………9
OBJETIVOS……………………………………………………………………………. 11
4.1 Objetivos generales………………………………………………………………...11
4.2 Objetivos específicos……………………………………………………………….11
5. PREGUNTA DE INVESTIGACIÓN……………………………………………………11
6. METODOLOGÍA…………………………………………………………………………11
7. RESULTADOS Y DISCUSIÓN…………………………………………………………12
7.1 Pre-tratamientos del PEBD antes de la biodegradación………………………...13
7.1.1 Por productos químicos……………………………………………………………...13
7.1.2 Adición de sustancias oxo-degradables al PEBD………………………………...13
7.1.3 Fototermodegradación del PEBD…………………………………………………..14
7.2 Asimilación del polietileno de baja densidad (PEBD) por
microorganismos…………………………………………………………………….15
7.2.1 Hongos involucrados en la biodegradación del PEBD………………….17
7.3 Metodologías en la degradación del PEBD por hongos.…………………………21
7.3.1 En cultivo líquido puro…………………………………………………….21
7.3.2 En medio de residuos sólidos y compost estabilizado (proceso de
fermentación)…….............................................................................................21
7.3.3
En el suelo………………………………………………………………23
7.4 Técnicas para evaluar la biodegradación……………………………………..23
7.4.1 Espectroscopia infrarroja transformada de Fourier (FTIR)………………..23
7.4.2 Microscopia de epifluorescencia……………………………………………..25
7.4.3 Cromatografía de exclusión o permeación en gel de alta temperatura HTGPC……………………………………………………………………………………26
7.5 Evaluación de las propiedades físicas del PEBD…………………………………………28
7.5.1 Microscopia electrónica de barrido (SEM)…………………………………..28
7.5.2 Medición de la tensión………………………………………………………...30
7.5.3 Difracción de rayos X (XRD)………………………………………………….31
7.5.4 Calorimetría de barrido diferencial (DSC)…………………………………..32
7.5.5 Conversión de CO2; Mineralización………………………………………….32
7.5.6 Titulación del NaOH…………………………………………………………...34
7.6 Pruebas cuantitativas de la biodegradación del PEBD…………………………………..35
7.6.1 Pérdida del peso del PEBD…………………………………………………..35
7.6.2 Determinación del contenido de humedad………………………………….36
8. CONCLUSIONES……………………………………………………………………………...39
9. BIBLIOGRAFÍA………………………………………………………………………………..40
5
INDICE DE TABLAS
Tabla 1. Resultados de la búsqueda de literatura ……………………………………….12
Tabla 2. Otros documentos consultados…………………………………………………..13
Tabla 3. Cepas fúngicas reportadas como degradadoras del PEBD…………………..20
Tabla 4. Composición y propiedades mecánicas de las muestras de películas. …….30
Tabla 5. Caracterización de la cristalinidad en películas expuestas a la luz solar por
DSC. …………………………………………………………………………………………..32
Tabla 6. Pérdida de peso de las películas después de la biodegradabilidad.
…………………………………………………………………………………………….……36
Tabla 7. Cambios observados en las superficies del PE después del tratamiento con
microorganismos……………………………………………………………………………..38
INDICE DE GRÁFICAS
Gráfica 1. Resultados de la búsqueda de literatura…………………………………………13
Gráfica 2. Géneros fúngicos que degradan el PEBD……………………………………….19
Gráfica 3. Familias fúngicas que degradan el PEBD………………………………………..19
Gráfica 4. Técnicas empleadas después del tratamiento con microorganismos…………37
6
INDICE DE FIGURAS
Figura 1. Mecanismo de fotodegradación; incorporación de grupos carbonilo ………15
Figura 2. Estructura molecular del PE..........................................................................16
Figura 3. Mecanismos generales de degradación……………………………………….17
Figura 4. Porcentaje de pérdida de peso del plástico por cepas fúngicas .…………...18
Figura 5. Esquema del sistema de compost. …………………………………………….22
Figura 6. Perfil de COT para el proceso de compostaje con cada hongo……………..22
Figura 7. Espectros de FT-IR de películas de PEBD antes y después de la irradiación
UV y la incubación con cada hongo durante 100 días. ………………………………….24
Figura 8. Espectros de FT-IR de películas de PEBD irradiadas con UV antes y
después de la incubación con cada hongo durante 100 días. …………………………24
Figura 9a. Análisis FT-IR del PEBD sin inoculación utilizado como patrón inicial. ….25
Figura 9b. Análisis FT-IR del PEBD después de 2 meses de incubación con el
consorcio MP3 a pH 5,5.…………………………………………………………………….25
Figura 10. Exploraciones de microscopia de fluorescencia de muestras de películas
LC compactadas no termo oxidadas con R. rhodochrous (Rr) para los diferentes
momentos. …………………………………….................................................................26
Figura 11. Resultados de HT-GPC del polietileno no tratado en cultivo liquido por 1
mes con hifas de P. simplicissimum YK. ………………………………………………….27
Figura 12. Resultados de HT-GPC del polietileno no tratado en cultivo liquido por 3
mes con hifas de P. simplicissimum YK. ………………………………………………….27
Figura 13. Resultados de GPC de películas de PEBD irradiados por UV. …………...28
Figura 14. Micrografías SEM de las películas de PEBD antes y después de la
incubación con cada hongo por 100 días.…………………………………………………29
Figura 15. Los espectros de difracción de rayos X de las películas no irradiadas por
UV y películas de PEBD puras irradiadas con UV antes y después de la incubación en
el suelo con diferentes tratamientos.……………………………………………………….31
Figura 16. La evolución de CO2 acumulado de las películas de PEBD irradiadas por
rayos UV y películas de PEBD puras irradiadas con UV antes y después de la
incubación en el suelo con diferentes tratamientos durante 126 días. ………………...33
Figura 17. Perfil de mineralización de las películas de PEBD irradiadas por rayos UV
y películas de PEBD puras irradiadas con UV antes y después de la incubación en el
suelo con diferentes tratamientos durante 126 días. …………………………………….34
7
1. Resumen
El plástico es un material que ha sido de gran utilidad a nivel mundial. Existen diferentes
tipos de plásticos que se clasifican de acuerdo a sus propiedades; según su estructura
química, térmicas y degradabilidad. La disponibilidad final de estos materiales polímeros
pueden ser: reutilizar, reciclar o desechar. Este último, conlleva a una acumulación de
residuos plásticos en el medio ambiente causando una contaminación severa de la fauna,
flora, el ser humano, recursos hídricos y forestales a nivel mundial. Estos materiales
pueden presentar modificaciones en sus propiedades físicas y químicas por factores
abióticos naturales como la luz solar, calor, humedad, entre otros. Aunque, es muy lento
este proceso de degradación lo que lleva a que estos materiales estén presentes por
mucho tiempo en el ambiente. Sin embargo, estas condiciones mencionadas
anteriormente se pueden controlar por medio de metodologías a nivel de laboratorio con
el uso de microorganismos que se denomina biodegradación. El Polietileno de baja
densidad (PEBD) es un tipo de termoplástico el cual presenta una alta demanda en el
mundo ya que es utilizado para elaborar envases alimentarios y artículos no alimentarios.
El PEBD se puede someter a condiciones abióticas (fotodegradación, termodegradación y
oxodegradación) antes del proceso de biodegradación para que este sea más susceptible
de ser utilizado como fuente de carbono y energía. Existen hongos que son capaces de
producir enzimas intra y extracelulares que permiten después asimilar el PEBD dentro de
la célula, entre estos hongos está el género Aspergillus spp., Penicillium spp., entre otros.
Los cambios observados en la estructura y superficie del PEBD después del tratamiento
con microorganismos se llevan a cabo por medio de técnicas cualitativas y cuantitativas,
donde, según esta revisión, las más predominantes son: Espectroscopia infrarroja
transformada de Fourier (FTIR), Microscopia electrónica de barrido (SEM) y evolución de
CO2. En esta última, está involucrada la pérdida de peso del PEBD.
Palabras claves: biodegradación, polietileno de baja densidad, microorganismos,
hongos.
2. Introducción
El plástico es la sustancia sintética de mayor utilidad, compuesta de elementos extraídos
de los recursos de combustibles fósiles. Este material ha hecho posible la mayoría de las
revoluciones industriales y tecnológicas de los siglos XIX y XX. Durante los últimos 30
años los materiales plásticos se han utilizado ampliamente en la alimentación, el vestido,
la vivienda, el transporte, la construcción, la industria médica y el ocio, debido a que son
ligeros, de bajo costo, extremadamente duraderos y relativamente resistentes. Los
plásticos no se descomponen fácilmente en el ambiente, pues son resistentes al ataque
microbiano, debido a su gran masa molecular, alto número de anillos aromáticos, o
sustituciones de halógenos. La generación de residuos de plástico en todo el mundo es
cada año de 57 millones de toneladas, como resultado de ello permanecen en el ambiente
durante mucho tiempo sin deteriorarse y la acumulación a gran escala de residuos
plásticos en la biosfera ha dado lugar a una contaminación ambiental severa que afecta la
fauna, flora, el ser humano, los recursos hídricos y forestales a nivel mundial (Dey et al.
2012).
Hay varios tipos de plásticos que se clasifican de acuerdo con su estructura química, sus
propiedades térmicas y a la degradabilidad de los mismos. Dentro de los tipos de
plásticos están los: termoplásticos como el polietileno (PE), polipropileno (PP),
poliestireno (PS), cloruro de polivinilo (PVC), politetrafluoroetileno y los polímeros
8
termoestables. Existen dos tipos de polietileno: los de alta densidad (PEAD) y los de baja
densidad (PEBD) (Ghosh et al. 2013); este ultimo presenta alta demanda mundial para la
producción de bolsas plásticas que sirven como envase de alimentos y artículos de toda
clase, lo que conduce a la acumulación excesiva de estos plásticos en el mundo.
Existen diferentes métodos de degradación de PEBD que están clasificados como físicos,
químicos y biológicos. Entre los físicos están la: foto-degradación, que es la degradación
de los materiales por la acción de la luz que se considera como una de las principales
fuentes de daños ejercida sobre sustratos poliméricos en condiciones ambientales y la
termodegradación que produce reacciones de despolimerización por la luz térmica y UV
(Singh B & Sharma N 2008). Entre los químicos está la oxo-degradación, que consiste en
la adición de una sustancia oxo-degradable al PEBD que lo vuelve más susceptible a la
acción de la degradación (Ojeda et al. 2009). Por último, el biológico que es la
biodegradación en la cual están implicados los microorganismos que degradan este
material debido a las actividades enzimáticas intra y extracelulares (Dey et al. 2012). Sin
embargo, debido a la insolubilidad en agua y al tamaño de las moléculas del polímero, los
microorganismos no son capaces de transportar este material directamente a las células
donde la mayoría de los procesos bioquímicos tienen lugar; en este sentido primero
deben secretar enzimas extracelulares que despolimericen los polímeros fuera de las
células. Como resultado, los productos finales de estos procesos metabólicos incluyen
agua, dióxido de carbono y metano, junto con biomasa (Dey et al. 2012).
Según Kathiresan (2003), una gran diversidad de los microorganismos del suelo de
manglar son capaces de degradar los plásticos, aunque a un ritmo muy lento, comparado
con los microorganismos de otros tipos de suelos. Los factores ambientales no sólo
influyen en que el polímero se degrade, también tienen una influencia crucial sobre la
ecología microbiana y la actividad de los diferentes microorganismos. Otro factor que
hace difícil la biodegradación de plásticos es la complejidad de los plásticos con respecto
a sus posibles estructuras y composiciones. Aunque los plásticos convencionales son
relativamente resistentes a los factores ambientales, en algunos casos los
microorganismos pueden atacar parcialmente los plásticos y causar cambios no deseados
en las propiedades del material, como el color, la flexibilidad o la resistencia mecánica
(Palmisano & Pettigrew 2014).
La adherencia de los microorganismos a la superficie polimérica es fundamental para la
biodegradación se lleve a cabo (Volke-Sepulveda et al. 2002). Debido a la falta de
solubilidad en agua y al tamaño de las moléculas del polímero, los microorganismos no
son capaces de transportar este material directamente a las células donde la mayoría de
los procesos bioquímicos toman lugar; deben primero secretar enzimas extracelulares que
despolimerizan los polímeros fuera de las células (Dey et. al. 2012). En la biodegradación
del polietileno, el paso inicial implica la oxidación abiótica de la cadena polimérica que
conduce a la formación de grupos carbonilo. Estos grupos forman eventualmente grupos
carboxílicos, que sufren posteriormente β-oxidación y se degradan completamente a
través del ciclo del ácido cítrico que resulta en la formación de CO2 y H2O. La β-oxidación
y el ciclo del ácido cítrico son catalizadas por microorganismos (Esmaeili et al. 2013).
3. Marco teórico
Los plásticos debido a su versatilidad se convierten en los ingredientes esenciales para
proporcionar una “mejor” calidad de vida. Este material es relativamente de bajo costo,
duradero y muy fácil de fabricar, lo que puede traer problemas de contaminación
9
ambiental al depositarse con los residuos sólidos domiciliarios y no reutilizarse.
Químicamente, hay varios tipos de plásticos que se clasifican de acuerdo con su
estructura química y sus propiedades. De acuerdo con sus propiedades térmicas, los
plásticos se clasifican en dos grupos: termoplásticos y termoestables. Los primeros son
aquellos que no pueden someterse a cambios químicos cuando se expone al calor, y por
lo tanto, puede someterse a moldeo varias veces. Polietileno (PE), polipropileno (PP),
poliestireno (PS), cloruro de polivinilo (PVC) y politetrafluoroetileno, son algunos ejemplos.
También son conocidos como plásticos comunes que van desde 20.000 a 500.000 uma
(unidad de masa atómica) de peso molecular. El segundo grupo, los termoestables, son
otros tipos de plásticos que cuando se han fundido en una forma particular, siguen siendo
sólidos y después no se pueden fundir ni modificar de nuevo; el cambio químico es
irreversible y por lo tanto no pueden ser reciclados. Ejemplos incluyen la baquelita (fenolformaldehído), y poliuretanos, entre otros. La otra forma de clasificación se basa en la
relevancia del proceso de fabricación y el diseño teniendo en cuenta parámetros como
conductividad eléctrica, durabilidad, resistencia a la tracción, degradabilidad, y estabilidad
térmica.
Las propiedades químicas de los plásticos son también criterios importantes para
diferenciarlos en polímeros degradables y no degradables. Por lo general, los plásticos no
biodegradables se conocen como plásticos sintéticos y se derivan de los productos
petroquímicos. Tienen una repetición de unidades de monómeros pequeñas y por lo tanto
tienen un peso molecular muy alto. En comparación, los plásticos degradables están
hechos de almidón y no son de muy alto peso molecular. Por lo general, se descomponen
como consecuencia de la interacción con los rayos UV, agua, enzimas y cambios
graduales en el pH. Ejemplos de plásticos biodegradables son Biopol y el Ecoflex (Ghosh
et al. 2013; Mohee et al. 2008).
El polietileno (PE) es un plástico sintético estable, que consiste de largas cadenas de
monómeros de etileno. El PE no es fácilmente degradado por microorganismos; sin
embargo, Mohee et al. 2008 reportan que los oligómeros de PE de peso molecular bajo
(PM = 600-800) fueron parcialmente degradados por Acinetobacter sp. 351 en dispersión,
mientras que PE de alto peso molecular no pudo ser degradado. Según lo anterior, el
polietileno de baja densidad es más susceptible a ser degradado por microorganismos, al
parecer debido a su bajo peso molecular.
La degradación es un proceso irreversible que conduce a un cambio significativo de la
estructura del material, típicamente caracterizado por una pérdida de propiedades (por
ejemplo, integridad, peso molecular, estructura o resistencia mecánica) y/o fragmentación.
La degradación se ve afectada por las condiciones ambientales y el producto durante un
período de tiempo que comprende uno o más pasos (Gautam 2009). De acuerdo con la
norma ASTM D5988 -03, la biodegradabilidad de materiales plásticos ha sido definida
como la capacidad de sufrir descomposición hasta dióxido de carbono, metano, agua,
compuestos inorgánicos o biomasa predominante, por la acción enzimática de
microorganismos (Mohee et al. 2008). La degradación, ocurre por la acción del calor, la
humedad, la luz del sol y/o enzimas que acortan y debilitan las cadenas del polímero
(Bidlingmaier & Papadimitriou, 2000). Sólo si los fragmentos son consumidos por los
microorganismos como fuente de carbono y energía, se dice que es biodegradable.
La biodegradación puede ser aeróbica que se lleva a cabo de forma acelerada por una
población microbiana mixta en un ambiente húmedo, cálido y en presencia de oxígeno. En
la biodegradación anaeróbica, la desintegración de la materia orgánica se da en ausencia
10
de oxígeno para producir gas metano, dióxido de carbono, sulfuro de hidrógeno,
amoníaco, hidrógeno y agua. Los factores que afectan la biodegradabilidad de los
plásticos son condiciones de la superficie (hidrofilicas o hidrofóbicas), la estructura
química, la temperatura de transición vítrea, el peso, la distribución del peso molecular,
temperatura de fusión, elasticidad y cristalinidad (Tokiwa et al. 2009; Gautam 2009).
También, el valor de pH es un factor clave para la supervivencia y la actividad de los
hongos; sin embargo, varía en función de los metabolitos presentes, generalmente, el pH
debe estar entre 7 y 9 (Zahra et al. 2010; Esmaeili et al. 2013). Los métodos estándar
para la medición de la biodegradabilidad de los plásticos están bajo el desarrollo de la
Sociedad Americana para Pruebas y Materiales (ASTM). Actualmente no hay métodos
uniformes de ensayo utilizados para la determinación de biodegradabilidad de plástico.
Los procedimientos en uso incluyen: Ingestión enzimática, crecimiento en sustrato de
plástico como fuente de carbono y el efecto de entierro en suelo (Palmisano & Pettigrew
2014).
4. Objetivos
4.1 Objetivo general
 Realizar una revisión sistemática de la literatura acerca de la biodegradación del
polietileno de baja densidad (PEBD) utilizando hongos.
4.2 Objetivos específicos
 Compilar literatura científica de los últimos catorce años acerca de la biodegradación
de PEBD a partir de hongos.
 Describir las metodologías empleadas in vitro para la evaluación de la biodegradación
del PEBD.
5. Pegunta de investigación: ¿Cómo se estudia en la actualidad la biodegradación
del PEBD utilizando hongos?
6. Metodología
1. Se establecieron criterios de búsqueda de artículos científicos, así:
•
•
Artículos científicos publicados entre los años 2000-2014.
Artículos científicos escritos en idioma inglés y español.
Se empleó la base de datos de la biblioteca de la Pontificia Universidad Javeriana,
empleando los buscadores:
•
•
•
ProQuest Biology Journal
ProQuest Science Journal
Science Direct
11
•
•
•
EbscoHost
Scopus
ISI
2. La estrategia de búsqueda fue (palabras claves):
•
•
•
•
•
•
Low density polyethylene degradation,
Degradation AND low density polyethylene,
Biodegradation AND microorganism AND low density polyethylene,
Fungi AND microorganism AND low density polyethylene,
Degradation AND plastics AND fungi
Biodegradation AND plastics AND (microorganism OR fungi OR bacteria).
3.
Se utilizó el programa Refworks para organizar la bibliografía.
4. Se seleccionaron artículos científicos sobre biodegradación de PEBD utilizando
hongos filamentosos y/o levaduriformes que explicaran, además, los métodos in vitro
para verificar la biodegradación.
5. Se construyó un cuadro con los hongos filamentosos y/o levaduriformes más
representativos en la biodegradación del PEBD, así como un cuadro comparativo de
los métodos in vitro empleados en los estudios.
7. Resultados y Discusión
En la búsqueda de literatura se encontró un total de 106 artículos, en la base de datos a la
que se tiene acceso por parte de la Pontificia Universidad Javeriana en los buscadores
previamente mencionados; 45 artículos correspondientes a la biodegradación de PEBD
utilizando hongos, 5 artículos relacionados con técnicas cualitativas y cuantitativas de los
polímeros, 33 artículos con la biodegradación utilizando microorganismos y 23 artículos
relacionados con los pre-tratamientos de los polímeros (Tabla 1). Por último, 6
documentos diferentes a artículos (Tabla 2 y Gráfica 1).
Tabla 1. Resultados de la búsqueda
Artículos correspondientes a:
# Artículos
Biodegradación del PEBD utilizando
hongos
45
Técnicas cualitativas y cuantitativas de los
polímeros
5
Biodegradación utilizando
microorganismos
33
Pre-tratamientos de los polímeros
23
TOTAL
106
12
Tabla 2. Otros documentos consultados
Otros
# Documentos
Libros
5
Manuales
Total
1
6
Gráfica 1. Porcentaje de los resultados de la búsqueda
7.1 Pre-tratamientos del PEBD antes de la biodegradación
7.1.2
Por productos químicos
El polietileno es disuelto en xileno y recristalizado antes de ser usado. El polietileno
recristalizado puede ser tratado por 6 días con ácido nítrico al 80°C antes de ser utilizado
como única fuente de carbono en cultivo líquido. Otros productos químicos pueden ser
obtenidos comercialmente y utilizados sin más purificación (Yamada-Onodera et al. 2001).
7.1.3
Adición de sustancias oxo-degradables al PEBD
En el estudio de Ojeda et al. 2009 un compost estabilizado mezclado con suelo y perlita
expandida se utilizó como sustrato para ensayos de biodegradación. Celulosa
microcristalina, fue utilizada como un estándar positivo para la biodegradación. En
muestras de películas de PEBD oxo-biodegradables expuestas a un compost estabilizado
a 25°C y 58°C con humedad saturada durante un año, se mostró una mayor
mineralización (23,2%) del PEBD a la temperatura más alta del compost y humedad
saturada, se aislaron y caracterizaron hongos epífitos de los géneros Aspergillus sp. y
Penicillium sp.
13
En este estudio, los microorganismos aislados de muestras de PEBD con aditivos prooxidantes en un vertedero y sin tratamiento previo de oxidación fueron capaces de utilizar
largas cadenas de polietileno hidrófobas. Estos resultados contrastan con reportes en los
que microorganismos podrían asimilar sólo los productos pre-oxidados del PE (Sudhakar
et al. 2008; Zahra et al. 2010). La rotura inicial de las cadenas de PE es el paso más largo
y difícil en su degradación; los tiempos de incubación prolongados producen cantidades
significativas de grupos carbonilo para continuar el proceso de descomposición (Nowak et
al. 2011; Esmaeili et al. 2013).
7.1.4
Fototermodegradación del PEBD
En condiciones normales, la degradación térmica y fotoquímica son similares y se
clasifican como la degradación oxidativa. La principal diferencia entre los dos es la
secuencia de pasos que conducen a la iniciación del ciclo de auto-oxidación. Otra
diferencia incluye que las reacciones térmicas se producen en todo el grueso de la
muestra de polímero, mientras que las reacciones fotoquímicas se producen sólo en la
superficie (Singh & Sharma 2008).
El mecanismo de la fotodegradación
Los mecanismos de las reacciones de degradación y oxidación están determinadas por
los grupos y/o impurezas extrañas presentes en el polímero, que absorben la luz y forman
estados excitados. Inicialmente el estado singlete de corta vida se transforma en larga
vida en estado triplete. El triplete puede escindir las cadenas de polímero y formar pares
radicales (reacción Norrish Tipo I) o forman parejas de las cadenas saturados e
insaturados externas por transferencia de hidrógeno (Norrish Tipo reacción II). Los
radicales del polímero formados pueden añadir oxígeno molecular (en estado fundamental
de triplete) e hidrogeno a los radicales peroxi formando grupos hidroperóxido, que
absorben luz UV o se excitan por la transferencia de energía, los bonos O-O débiles se
rompen y pares de radicales alcoxilo e hidroxilo se forman, estos radicales pueden
reaccionar de diversas maneras, por ejemplo, por abstracción de hidrógeno, escisión de la
cadena, reestructuración, etc y acelerar la fotodegradación. Los dobles enlaces pueden
añadir moléculas de oxígeno excitados en el estado singlete. En esta reacción, el doble
enlace se desplaza a un enlace C-C adyacente y un grupo hidroperóxido se forma.
Algunos polímeros sintéticos, por ejemplo poliésteres y poliamidas aromáticas, tienen una
absorción inherente de la luz UV, causando la excitación, la formación de radicales,
además de oxígeno, división en pequeñas moléculas, la escisión de cadena, etc. Algunos
de estos polímeros son auto-estabilizados hacia la fotodegradación por la formación de
una capa de superficie oxidada con una alta absorción de UV y de luz visible de
longitudes de onda cortas (Singh & Sharma 2008).
14
Figura 1. Mecanismo de fotodegradación; Incorporación de grupos carbonilo. Tomado de (Singh &
Sharma 2008).
El mecanismo de la termodegradación
La degradación térmica de los polímeros se compone de dos reacciones distintas, que se
producen simultáneamente en el reactor. Una es una escisión aleatoria de enlaces,
causando una reducción de peso molecular del polímero crudo, y la otra es una escisión
de la cadena de extremo de los bonos C-C, generando productos volátiles. La escisión de
la cadena de extremo tiene lugar en la interfase gas-liquido en el reactor. El tipo y la
composición de los productos de pirólisis dan información útil sobre el mecanismo de
degradación térmica (Singh & Sharma 2008).
En el estudio de Labuzek et al. 2006 la degradación biológica de las películas de PE que
se sometió a un preliminar envejecimiento acelerado ocurrió 3 a 4 veces más rápidamente
que la biodegradación de la película no envejecida (esta película perdió 0,05% de su
masa un resultado para la acción de Penicillium funiculosum). En la superficie de la
película de la muestra de PE, que se había sometido a la acción de la
fototermodegradación se observó delicadas perturbaciones de la textura en la superficie, y
después de un período de incubación con hongos, numerosas grietas a lo ancho. Se
encontró un ligero deterioro de las propiedades mecánicas de la película de PE posterior
a la degradación abiótica. Se observó una reducción en el valor de Rm (resistencia a la
tensión) por microorganismos sólo en el caso de la película sometida preliminarmente a
fototermodegradación este valor era menor que la obtenida después de la biodegradación
del PEBD no envejecido. La exposición de los plásticos a la acción de la temperatura tuvo
el efecto de que Penicillium funiculosum no contribuyó a la formación de las cadenas de
polímero de nuevos tipos de grupos funcionales, y sólo el aldehído, cetona, ácido, grupos
éter y éster presentes después de la degradación abiótica fueron utilizados para el
crecimiento de este microorganismo. En conclusión, los procesos iniciales de
envejecimiento abiótico aceleran la biodegradación de los polímeros en comparación con
los especímenes sometidos sólo a la biodegradación (Labuzek et al. 2006).
7.2 Asimilación del PEBD por microorganismos
La asimilación es el evento único en el que hay una integración real de átomos a partir de
fragmentos de materiales poliméricos dentro de las células microbianas. Esta integración
proporciona a los microorganismos las fuentes necesarias de energía, los electrones y los
elementos (es decir, carbono, nitrógeno, oxígeno, fósforo, azufre entre otros) para la
15
formación de la estructura celular. La asimilación permite el crecimiento y reproducción de
microorganismos mientras se consume el sustrato (por ejemplo, materiales poliméricos)
desde el medio ambiente. Naturalmente, las moléculas asimiladas pueden ser el resultado
de un anterior (bio) deterioro y/o (bio) fragmentación (Lucas et al. 2008). En estudios
publicados por Ojeda et al. 2009 y Esmaeili et al. 2013 se evidenció que algunas cepas de
hongos utilizaron el PEBD como fuente de carbono y energía, bajo condiciones
ambientales (suelo, residuos domiciliarios, abono, etc).
Los monómeros que rodean las células microbianas deben atravesar las membranas
celulares para ser asimilados. Algunos monómeros son fácilmente llevados al interior de
las células gracias a los transportadores específicos de membrana. Otras moléculas a las
que las membranas son impermeables no se asimilan, pero pueden sufrir reacciones de
biotransformación que generan productos que pueden ser asimilados o no (Lucas et al.
2008). El PE no es fácil de asimilar por los hongos; razón por la cual en algunos
experimentos se han realizado pretratamientos del PEBD como lo son: adición de
sustancias oxo-biodegradables, exposición a la luz UV y a altas temperaturas antes de la
biodegradación con los microorganismos (Sudhakar et al. 2008; Zahra et al. 2010; Ojeda
et al. 2009; Singh & Sharma 2008; Labuzek et al. 2006). Así, se hace posible que la
molécula del PEBD sea asimilable por su cambio estructural a grupos carbonilo que son
fácilmente degradables por los hongos (Zahra et al. 2010). Dentro de las células, las
moléculas transportadas son oxidadas a través de las vías catabólicas que conducen a la
producción del trifosfato de adenosina (ATP) y los elementos constitutivos de la estructura
de las células (Lucas et al. 2008).
Polietileno (-CH2-CH2-) n
Figura 2. Estructura molecular del polietileno. Tomado y modificado de (Palmisano & Pettigrew
2014).
Dependiendo de las capacidades microbianas para crecer en condiciones aeróbicas o
anaeróbicas, existen tres vías catabólicas esenciales para producir la energía para
mantener la actividad celular, la estructura y la reproducción: la respiración aeróbica, la
respiración anaerobia y la fermentación (Figura 3).
16
CO2, H2O, CH4
Otros productos metabólicos
Secreción de enzimas
extracelulares
Enzimas se adhieren a la
superficie y las cadenas de
polímero se rompen
Enzimas extracelulares
Intermediarios son asimilados
dentro de las células
Erosión de la
superficie
Cortos intermediarios de
degradación se disuelven en el
medio
Intermediarios solubles en agua
Plásticos
Figura 3. Mecanismos generales de biodegradación. Tomado y modificado de (Muller Dr R.J
2005).
7.2.1 Hongos involucrados en la biodegradación del PEBD
La velocidad de difusión de los nutrientes orgánicos solubles a una célula siempre tienden
a ser limitante del crecimiento y la necesidad de secretar enzimas degradativas impone
limitaciones aún mayores. Las enzimas son moléculas grandes, alrededor de 20,000 a
60,000 Daltons en el caso de celulasas fúngicas, por lo que no se difunden lejos de la
superficie de las hifas. Como resultado, los hongos generan zonas localizadas
erosionando el sustrato cuando crecen en sustratos tales como celulosa, y las hifas deben
extenderse continuamente en zonas frescas. Hongos saprofitos y patógenos de plantas
producen una variedad de enzimas extracelulares con importancia comercial. Un sólo
hongo, Aspergillus niger, representa casi el 95% de la producción comercial de enzimas a
partir de hongos, aunque otras cepas específicas de los hongos han sido seleccionadas
para fines particulares (Deacon 2006). En estudios de autores investigados se demostró y
concluyó que hongos de algunos géneros son capaces de biodegradar el PEBD utilizando
este polímero como fuente de carbono y energía (Tabla 3, Gráfica 2 y 3).
En el estudio de Raaman et al. 2012 se realizó el primer informe experimental de la
degradación del PEBD en condiciones de laboratorio; mostrando la capacidad efectiva de
Aspergillus japonicus que duplicó la actividad de A. niger (A. japonicus degradó 11,11%
por mes, mientras que A. niger degradó 5,8% por mes) (Raaman et al. 2012). Su eficacia
en la degradación de las bolsas comerciales de PEBD se estudió durante un período de 2
y 4 semanas. La biodegradación se midió en términos de pérdida de peso medio, que era
casi el 8 al 12% después de un período de 4 semanas (Figura 4). Se evidenció que la
superficie del material plástico pasó de ser suave a rugosa con grietas y con reducción de
peso molecular con el aumento de grupos carbonilo. Aunque no se supo exactamente el
mecanismo de la degradación (Raaman et al. 2012). En el proceso de despolimerización
por lo menos dos categorías de enzimas están implicadas activamente en la degradación
biológica de polímeros: despolimerasas extracelulares e intracelulares (Raaman et al.
2012). Durante la degradación, las exo-enzimas de los microorganismos descomponen
polímeros complejos que producen moléculas más pequeñas de cadenas cortas, por
17
ejemplo, oligómeros, dímeros y monómeros, que son suficientemente más pequeñas para
pasar las membranas externas semipermeables de los microorganismos y ser utilizado
como fuentes de carbono y energía (Raaman et al. 2012).
Figura 4. Porcentaje de pérdida de peso del plástico por cepas fúngicas. Tomado y modificado de
(Raaman et al. 2012).
Abdullahi & Saidu (2013), evidenciaron con suelos de la republica de Nigeria, la
degradación del PEDB a través de la pérdida de peso del polietileno y otros plásticos
desechables (se recogieron del medio ambiente) por nueve meses. La mezcla de suelo
con estiércol de vaca disminuyó el peso del polietileno en 18,1%, mientras que mezcla de
suelo con residuos de aves de corral lo disminuyó 6,0%. Las especies de los hongos
aislados de las muestras del suelo fueron A. niger, A. fumigatus y A. flavus. Este
resultado está acorde con las conclusiones de Orhan et al., (2004), quienes informaron
que la pérdida de peso de polietileno de alta densidad (PEAD) fue 3,68% y la de
polietileno de baja densidad (PEBD) fue de 11,01% después de doce meses de
incubación en presencia de residuos sólidos y lo atribuyó a sus diferencias en la
composición química.
Kathiresan & Bingham (2003), informaron especies similares a los del estudio de Raaman
et al. 2012 y Abdullahi & Saidu (2013), de organismos asociados con la degradación del
polietileno y otros plásticos enterrados en suelo de manglares, de hasta el 28,8% por mes.
Los microorganismos utilizan películas de polietileno como única fuente de carbono que
resulta en la degradación parcial de polietileno y plástico desechable. Ellos colonizan la
superficie de la películas de polietileno de alta y baja densidad formando una biopelícula
(Vijaya & Mallikarjuna 2008).
18
Gráfica 2.Géneros fúngicos que degradan el PEBD
Gráfica 3. Familias fúngicas que degradan el PEBD
19
Tabla 3. Cepas fúngicas reportadas como degradadoras de polietileno de baja densidad
FAMILIA
ASCOMYCOTA
GÉNERO
Aspergillus
ESPECIE
spp.
Terreus
fumigatus
Niger
Japonicus
Flavus
awamori nakazawa
Nidulans
Glaucus
ASCOMYCOTA
Penicillium
spp.
funiculosum
pinophilum
simplicissimum YK
BASIDIOMYCOTA
ASCOMYCOTA
Rhodotorulla
Hyalodendron
Fusarium
ASCOMYCOTA
Cladosporium
ASCOMYCOTA
ZYGOMYCOTA
Chaetomium
Mortierella
ASCOMYCOTA
Gliocladium
spp.
spp.
spp.
Solani
cladosporoides
Globosum
spp.
subtilissima oudemans & koning
Alpina
Solani
20
REFERENCIA
Ojeda et al. 2009; Kumar
et al. 2013; Mahalakshmi
et al. 2012; Pramila &
Ramesh 2011
Zahra et al. 2010
Zahra et al. 2010;
Abdullahi & Saidu 2013
Esmaeili et al. 2013;
Raaman et al. 2012;
Abdullahi & Saidu 2013;
Nowak et al. 2011;
Prabhat et al. 2013;
Labuzek et al. 2004;
Manzur et al. 2003
Raaman et al. 2012
Abdullahi & Saidu 2013;
Nowak et al. 2011; Usha
et al. 2011; Koutny et al.
2006; Pramila & Ramesh
2011
Nowak et al. 2011
Usha et al. 2011
Prabhat et al. 2013;
Kathiresan & Bingham
2003
Ojeda et al. 2009; Uribe
et al. 2010; Mahalakshmi
et al. 2012
Labuzek et al. 2006;
Labuzek et al. 2004
Manzur et al. 2003
Yamada-Onodera et al.
2001
Uribe et al. 2010
Uribe et al. 2010
Kumar et al. 2013
Zahra et al. 2010
Bonhomme et al. 2003;
Koutny et al. 2006
Sowmya et al. 2014
Nowak et al. 2011
Nowak et al. 2011
Koutny et al. 2006
Nowak et al. 2011
BASIDIOMYCOTA Phanerochaete
ZYGOMYCOTA
Mucor
Virens
chrysosporium
cicinelloides
Manzur et al. 2003
Manzur et al. 2003
Pramila & Ramesh 2011
7.3. Metodologías en la degradación de PEBD por hongos
7.3.1 En cultivo líquido puro
El método de cultivo puro, consiste en que las películas de PEBD previamente pesadas y
desinfectadas asépticamente, se añaden en un medio y se incuban con agitación durante
24 h antes de la inoculación para asegurar la asepsia de los mismos. El medio de cultivo
se inocula con esporas de un microorganismo específico (bacteria y/o hongo) y se incuba
con agitación a 125 rpm durante 4 semanas a temperatura óptima de crecimiento para el
microorganismo seleccionado. Después de la incubación, la muestra se lava con etanol al
70% (v/v), se seca a 45 °C y por último se pesa. Cada una de las películas se compara
con el correspondiente material no cultivado. La presencia de microorganismos puede ser
confirmado mediante el uso de un microscopio (Singh & Sharma 2008).
En los estudios de Zahra et al. 2010 y Raaman et al. 2012 esporas de hongos se
incubaron en medio PDA a 28 °C durante 32 h, y luego las hifas fueron cultivadas para
inocular el medio AP. El cultivo se realizó a 30 °C en un agitador rotatorio a 180 rpm
durante 2 días. Una muestra de 10 ml de la suspensión descrita anteriormente también se
usó para inocular el medio “C”, compuesto de sales y extracto de levadura. Otra muestra
de 10 ml de esta suspensión se añadió al medio “D”, compuesto de sales y PEBD
irradiado y fragmentado. Se evaluó la degradación del PEBD, después de 3 meses, con
etanol y calentando a 80 °C durante 24 h. Se evidenció en las fotomicrografías del SEM
de las muestras antes del proceso de fermentación tenían una superficie lisa sin defectos.
Sin embargo, después de un proceso con Aspergillus terreus y Aspergillus fumigatus, las
muestras poseían superficies erosionadas. Las cavidades fueron observadas en la
superficie, lo que sugiere que los hongos penetran en la matriz de PEBD durante la
degradación.
7.3.2 En medio de residuos sólidos y compost estabilizado (proceso de fermentación)
En el estudio de Zahra et al. 2010 los residuos sólidos utilizados en un proceso de
fermentación fueron: residuos vegetales, arroz, papel, compost maduro y aserrín como un
agente de carga. La relación C: N del material inicial fue de aproximadamente 29:1. Los
hongos A. fumigatus, A. terreus y F. solani se inocularon por separado en el medio de
residuos sólidos. El contenido inicial de humedad y el pH se ajustaron a los valores
óptimos para cada uno de los hongos por adición de agua destilada y HCl. El contenido
optimizado de humedad y pH para A. fumigatus, A. terreus y F. solani fueron los
siguientes: 50% y 7, 40% y 7, 70% y 5, respectivamente (Sahebnazar, 2008).
Los residuos sólidos fueron mezclados y tratados en autoclave, después las piezas de
PEBD (1x1 cm) fueron mezclados con los materiales. Se prepararon tres Erlenmeyer con
cada uno de los hongos (5x107 esporas/g). El muestreo se realizó semanalmente durante
100 días (Zahra et al. 2010), (Figura 5). La generación de dióxido de carbono (en un
metabolismo aeróbico) se traduce en disminución de la cantidad del carbono orgánico
21
total (COT). En este estudio, el COT disminuyó significativamente durante el proceso,
llegando a 22,5%, 18,7% y 22,6% para A. terreus, A. fumigatus y F. solani,
respectivamente (Figura 6).
Termómetro
Piezas de PEBD
Material compost
Aislamiento
Matraz cónico
Figura 5. Esquema del sistema del compost. Tomado de (Zahra et al. 2010).
Figura 6. Perfil de COT para el proceso de compostaje con cada hongo. Tomado y modificado de
(Zahra et al. 2010).
El método de ensayo de compostaje basado en vermiculita activada es un sistema
integral para la evaluación del impacto ambiental de los plásticos biodegradables. La
vermiculita activada no afecta ni a la velocidad de biodegradación ni el nivel de
biodegradación final. Por otro lado, los posibles intermediarios metabólicos y residuos
22
poliméricos después de la biodegradación se pueden recuperar fácilmente en la
vermiculita activada que en el compost maduro (una materia orgánica muy compleja). Por
lo tanto, al final de la prueba se ha podido determinar el balance de carbono que es
teniendo en cuenta el CO2 desprendido y un residuo polimérico extraído de la vermiculita
(Singh & Sharma 2008).
7.3.3 En el suelo
El método de enterramiento del suelo es uno de los métodos frecuentemente utilizados
para la determinación de la biodegradabilidad del plástico. En este método, la prueba de
biodegradación se realiza en condiciones naturales o condiciones de laboratorio. La
muestra con el peso y dimensión definitiva se entierra a una profundidad específica en el
suelo durante diferentes intervalos de tiempo. Después de un tiempo especificado, la
muestra se desentierra, se enjuaga bien con agua destilada y se seca a 50 °C durante 24
h en un horno de vacío. Se permite que la muestra se equilibre a temperatura ambiente y
humedad durante al menos 24 h antes de la medición (Singh & Sharma 2008).
7.4 Técnicas para evaluar la biodegradación
7.4.1 Espectroscopia infrarroja transformada de Fourier (FTIR)
La técnica de FIRT denota cuantitativamente la reducción de los índices de carbonilo (CO) y de las terminaciones con doble enlace (C=C) de una molécula cuando ésta sufre
algún cambio. Durante el proceso de fotodegradación, el grupo funcional carbonilo es
liberado por acción de la luz UV y rápidamente asimilado como fuente de energía por los
microorganismos, lo que a la vez podría permitir la mayor degradación de la estructura
principal de la molécula del polietileno, también compuesto por cadenas de enlaces
dobles. Es por esto que la reducción del índice de carbonilo obtenida en cultivos a pH 7,0
guarda relación con la disminución del índice de terminaciones C=C, aunque en esto
también está involucrado el tipo de microorganismos presentes en el cultivo (Uribe et al.
2010; Esmaeili et al. 2013; Bonhomme et al. 2003; Yamada-Onodera et al. 2001). El
espectro infrarojo (IR) se analiza separando dos zonas referenciales; la primera es
llamada la región de los grupos funcionales que va de 1200 a 3600 cm-1 y la segunda
denominada región de huella digital que se despliega desde 600 a 1200 cm-1; esta última
es una zona muy específica, donde los picos no varían para un polímero, a menos que
este haya sufrido el efecto de algún agente químico, físico o biológico (Gulmine 2002).
En el estudio de Zahra et al. 2010, películas de PEBD irradiadas y no irradiadas con UV,
se incubaron con Aspergillus terreus, Aspergillus fumigatus y Aspergillus solani. Los
cambios estructurales en la superficie de PEBD se investigaron mediante-FTIR. La figura
7 muestra los espectros de FTIR de películas de PEBD antes y después de la irradiación
UV y la incubación con cada hongo durante 100 días. Los cambios del C=O se
magnificaron en la figura 8. Se observó un enlace principal característico para el PEBD
irradiado que no se observó en las muestras que no fueron irradiadas. Esta diferencia se
presentó en la proximidad de 1.720 cm-1 y se asignó al grupo C=O que se formó por la
irradiación UV. La intensidad del enlace C=O en 1700-1760 cm-1 se redujo
significativamente durante el proceso con hongos debido a la utilización del grupo
23
carbonilo por los hongos para la degradación del PEBD. De acuerdo con los resultados,
Aspergillus fumigatus fue el hongo más eficaz para la degradación de PEBD.
Figura 7. Espectros de FT-IR de películas de PEBD antes y después de la irradiación UV y la
incubación con cada hongo durante 100 días desde 400 a 4000 números de onda cm -1. Tomado de
(Zahra et al. 2010).
Figura 8. Espectros de FT-IR de películas de PEBD irradiadas con UV antes y después de la
incubación con cada hongo por 100 días. (a) En blanco (sin irradiación UV, sin incubación); (b)
después de irradiación UV, sin incubación; (c) después de la irradiación UV, la incubación con
Aspergillus terreus; (d) después de la irradiación UV, la incubación con Aspergillus fumigatus; (e)
después de la irradiación UV, la incubación con Fusarium solani. Tomado de (Zahra et al. 2010).
24
En el estudio de Uribe et al. 2010 el FTIR permitió evidenciar una reducción del 83,89%
del grupo funcional C-O (cercano a 1700-1735 cm-1) a pH 7,0 y del 19,77% a pH 5,5 para
la forma C=C (cercano a 1340-1410 cm-1) de un polietileno sometido a la acción de un
consorcio bacteriano a pH 7.0 y fúngico a pH 5.5. Se obtuvo una reducción de 5,4% del
peso total de polietileno con bacterias y de 4,8% con hongos (Figuras 9a y 9b).
Figura 9a. Análisis FTIR del PEBD sin inoculación.
Figura 9b. Análisis FTIR del PEBD después de 2 meses de incubación con el consorcio MP3 a pH
5,5. Tomado de (Uribe et al. 2010).
7.4.2 Microscopía de epifluorescencia
La fluorescencia es un tipo de luminiscencia que se produce cuando una sustancia es
excitada por radiación luminosa. La longitud de onda de la luz emitida es normalmente
más larga que la luz de excitación (Sampedro et al. 1995). Cuando un objeto fluorescente
se expone a la luz ultravioleta, puede ser percibido como un cuerpo brillantemente
coloreado sobre un fondo negro. Este es el fundamento de la microscopía de
fluorescencia (Stanier et al. 1996).
La microscopía de epifluorescencia consiste en que una serie de filtros que selecciona un
segmento específico del espectro de luz excitando una preparación teñida y así la luz
excitada, pasa a través de los lentes oculares. Típicamente, un filtro de paso de banda de
excitación (BP) se utiliza en combinación con microscopía de epifluorescencia para
iluminar la muestra preparada que puede contener manchas de pigmentos, con la luz en
longitudes de onda que causa que el fluorocromo emita fluorescencia. Un divisor de haz
dicromático se utiliza entonces para dirigir el haz de excitación a través del lente del
objetivo, pero las propiedades del divisor del haz son tales que sólo fluoresce pasando a
través de él y a las lentes oculares. Un filtro de emisión de paso largo (LP) elimina
25
longitudes de onda no deseadas antes de que la luz pase a través de las lentes oculares
(Kemp et al. 1993). Bonhomme et al. 2003 a través de microscopía de fluorescencia,
evidenció la colonización de la superficie de películas de plástico no sometidas a
envejecimiento térmico en presencia de Rhodococcus rhodochrous (Figura 10).
Figura 10. Exploraciones de microscopía de fluorescencia de muestras de películas LC
compactadas no termo oxidadas incubadas con R. rhodochrous (Rr) para los diferentes tiempos.
Tomado de (Bonhomme et al. 2003).
7.4.3 Cromatografía de exclusión o permeación en gel de alta temperatura (HT-GPC)
La cromatografía de exclusión o permeación en gel (GPC), que se ha denominado de
tamices moleculares o filtración en gel, es un tipo de cromatografía sólido-líquido que
separa los polímeros polidispersos en fracciones por tamizado mediante un gel de
poliestireno con enlaces cruzados u otro de características semejantes. El gel de
poliestireno, que sirve de fase estacionaria, se puede obtener comercialmente en una
gran variedad de tamaños de poro (1 a 106 nm). Puesto que las moléculas pequeñas
penetran más fácilmente en las películas de gel, las fracciones de más alto peso
molecular se separarán antes. De esta manera, la GPC separa las fracciones con su
tamaño (Seymour & Carrager 1995).
La cromatografía de exclusión o permeación en gel (GPC) se ha utilizado en estudios de
la degradación de PEBD y polietileno de alta densidad bajo condiciones de alto
cizallamiento indicando que la mayoría de los cambios en distribución de peso molecular y
ramificación de cadena larga se han producido a partir de la degradación térmica o termooxidativa (Singh & Sharma 2008). Dado que la radiación UV produce fragmentos de
polímero, el peso molecular de los fragmentos liberados se revela mediante GPC y la
cromatografía de exclusión o permeación en gel de alta temperatura HT-GPC se utiliza
26
para determinar los cambios en la distribución del peso molecular del polietileno (Johnson
et al. 1993).
En el estudio de Yamada-Onodera et al. 2001, la distribución de pesos moleculares del
polietileno fue examinado por HT-GPC, mostrando que algunos de los enlaces dobles de
carbono del polietileno podían ser cortados por Penicillium simplicissimum YK (Figuras 11
y 12).
Figura 11. Resultados de HT-GPC del polietileno no tratado en cultivo liquido por 1 mes con hifas
de P. simplicissimmum YK. (a) Antes de la incubación; (b) después de 1 mes de incubación.
Tomado de (Yamada-Onodera et al. 2001).
Figura 12. Resultados de HT-GPC del polietileno no tratado en cultivo liquido por 3 meses con
hifas de P. simplicissimmum YK. (a) Antes de la incubación; (b) después de 3 meses de
incubación. Tomado de (Yamada-Onodera et al. 2001).
En el estudio de Zahra et al. 2010 el análisis de HT-GPC reveló una reducción de 66.739
a 54.686 KD en el peso molecular del PEBD irradiado, durante la incubación con una
mezcla de hongos (Figura 13).
27
Figura 13. Resultados de GPC de películas de PEBD irradiados por UV. (a) Antes de la incubación
con la mezcla de los hongos; (b) después de la incubación con la mezcla de los hongos. Tomado
de (Zahra et al. 2010).
7.5 Evaluación de las propiedades físicas del PEBD
7.5.1
Microscopia electrónica de barrido (SEM)
La morfología de los polímeros puede determinarse mediante la microscopia electrónica
de barrido (SEM), en la cual las imágenes se observan con una resolución de 5 a 10 nm
(Seymour & Carraher 1995). Esmaeili et al. 2013 empleó SEM para verificar
características de la superficie del PEBD irradiado y no irradiado, después de incubarse
con una cepa de bacterias denominada S7-10F y una cepa de hongos F1,
respectivamente. El análisis mostró erosión y formación de picaduras y cavidades en la
superficie de las muestras, lo que sugiere que el hongo (cepa F1) penetró en la matriz de
polietileno de baja densidad durante la degradación. Esta penetración de las hifas en la
matriz y la formación de una biopelícula bacteriana de la cepa S7-10F se observó en
ambas superficies. La presencia de pozos y cavidades puede ser debido a la ausencia de
una distribución uniforme de productos fotodegradables de la matriz del polímero (Manzur
et al. 2004).
En el estudio de Zahra et al. 2010 las fotomicrografías del SEM de las muestras de PEBD,
antes del proceso de fermentación tenían una superficie lisa sin defectos. Sin embargo,
después de un proceso con Aspergillus terreus y Aspergillus fumigatus, las muestras
poseían superficies erosionadas. Las cavidades fueron observadas en la superficie, lo que
sugiere que los hongos penetran en la matriz del polímero durante la degradación. La
superficie del plástico después de un ataque biológico fue físicamente débil y fácilmente
desintegrado bajo presión leve (Figura 14).
28
Figura 14. Micrografías SEM de las películas de PEBD antes y después de la incubación con cada
hongo por 100 días. (a) En blanco (sin irradiación UV, sin incubación); (b) después de la irradiación
UV, incubación con Fusarium solani; (c) después de la irradiación UV, la incubación con Aspergillus
terreus; (d) después de la irradiación UV, la incubación con Aspergillus terreus (penetración de
hifas en la matriz PEBD); (e) después de la irradiación UV, la incubación con Aspergillus fumigatus;
(f) después de la irradiación UV, la incubación con Aspergillus fumigatus (penetración de las hifas
en la matriz PEBD). Tomado de (Zahra et al. 2010).
29
7.5.2
Medición de la tensión
La resistencia a la tensión, es la medida de la capacidad de un polímero a resistir
esfuerzos de estiramiento (Seymour & Carraher 1995).
La resistencia a la tensión puede determinarse aplicando una fuerza al material de ensayo
hasta que se rompa. Se define mediante la siguiente relación (Formula 1):
[1]
La elongación o deformación se mide mediante el ensayo de tracción. Una elongación o
deformación recuperable se llama deformación elástica. El porcentaje de elongación es
igual a la variación dimensional dividida por la longitud original de la muestra y
multiplicado por 100 (Ecuación 1):
Seymour & Carraher 1995
En el estudio Esmaeili et al. 2013 la resistencia a la tensión (porcentaje de elongación) se
determinó usando un medidor de tensión (Gotech, modelo U 60) después de una
incubación con microorganismos. Debido a que las películas se volvieron frágiles y ligeras
en peso, indica esto etapas preliminares de una descomposición microbiana. La
irradiación UV de las películas causó una reducción en el porcentaje de elongación de 95.
8%. Labuzek et al. 2004 determinó la propiedad mecánica a la tensión de las películas de
PEBD usando un medidor de tensión (Instron 4466), los valores de tensión se calcularon
a partir de la media aritmética de cinco mediciones. Los rendimientos de la resistencia a la
tensión y porcentaje de elongación de la película de Bionolle tipo no. 3001 fueron 52,5
MPa y 878%. La película del PEBD que fue usado en este estudio tenía propiedades
menores que el de Bionolle tipo no. 3001. También fue interesante que se observó que en
presencia de un copoliéster, la resistencia a la tensión y la elongación de la película del
PEBD mejoro hasta 17,8MPa y 616,1%, respectivamente (Tabla 4).
Tabla 4. La composición y propiedades mecánicas de las muestras de películas (Labuzek et al.
2004)
30
7.5.3 Difracción de rayos X (XRD)
Los polímeros amorfos con grupos voluminosos irregulares son raramente cristalizables, y
a menos que se usen métodos especiales, los polímeros ordenados rara vez son 100%
cristalinos. La velocidad de cristalización puede observarse mediante técnicas de
difracción de rayos X (XRD) o por dilatometría (medida del cambio de volumen). La XRD
se ha utilizado para determinar la estructura cristalina y las conformaciones de los
polímeros (Seymour & Carraher 1995).
En el estudio de Esmaeili et al. 2013 los patrones de difracción de rayos X de películas de
PEBD irradiadas y no irradiadas, antes y después de 126 días de incubación en el suelo
en presencia y ausencia de microorganismos seleccionados, se midieron con un
difractómetro de rayos X (D5000, Siemens Difractómetro) usando radiación de Cu Kα (λ=
1,5418 A°) con una radiación dispersada en el intervalo angular (2θ) desde 2° a 40°,
usando una corriente de 30 mA y una tensión de 40 kV.
El análisis XRD, mostró que la intensidad de los picos de las películas irradiadas con UV
fue mayor que las no irradiadas. Esta diferencia claramente ha demostrado que el
tratamiento previo de oxidación aumenta el grado de cristalinidad del polietileno (Figura
15).
Figura 15. Los espectros de difracción de rayos X de las películas no-irradiadas por UV y películas
de PEBD puras irradiados con UV antes y después de la incubación en el suelo con diferentes
tratamientos. (A) los espectros de difracción de rayos X de las películas de PEBD puras no
irradiadas con UV sin aditivos pro-oxidantes antes y después de 126 días de incubación en el suelo
con diferentes tratamientos: (a) blanco (sin irradiación UV, sin incubación); (b) PEBD no irradiada
con UV después de la incubación en el suelo en ausencia de los microorganismos seleccionados
(tratamiento SP); (c) PEBD no irradiada con UV después de la incubación en el suelo en presencia
de los microorganismos seleccionados (tratamiento SMP). (B) los espectros de difracción de rayos
X de las películas PEBD puras irradiadas con UV sin aditivos pro-oxidantes antes y después de
126 días de incubación en el suelo con diferentes tratamientos: (a) en blanco (después de la
irradiación UV 25 días ', sin incubación); (b) PEBD irradiada con UV después de la incubación en el
suelo en ausencia de los microorganismos seleccionados (tratamiento SUP); (c) PEBD irradiada
con UV después de la incubación en el suelo en presencia de los microorganismos seleccionados
(tratamiento SMUP). Tomado de (Esmaeili et al. 2013).
31
7.5.4Calorimetría de barrido diferencial (DSC)
La DSC es una técnica de calorimetría de desequilibrio en la que se mide el flujo de calor
hacia y desde el polímero en función del tiempo o de la temperatura. Los equipos de DSC
disponibles actualmente miden el flujo del calor manteniendo un equilibrio térmico entre la
referencia y la muestra; esto se hace alterando la corriente que pasa a través de los
calentadores de ambas cámaras (Seymour & Carrager 1995).
En el estudio de Corti et al. 2010 las mediciones de DSC se llevaron a cabo bajo una
atmósfera de nitrógeno utilizando un equipo denominado Mettler-822. Las propiedades
térmicas tales como la temperatura de fusión (Tm), calor de fusión (ΔHm) y el grado de
cristalinidad, se calcularon a partir de las trazas de DSC registrados durante el segundo
calentamiento. Se mostró un ligero aumento en la cristalinidad y la temperatura de fusión
(Tm) en ambas películas con aditivos, después de 93 días de exposición al sol en
comparación con las muestras no expuestas (Tabla 5). Debido a que la oxidación se limita
principalmente a la porción amorfa de la matriz de polímero, el resto del polímero es más
susceptible a la reorganización molecular que puede explicar el aumento de la
cristalinidad de las películas foto-oxidadas que contienen pro-oxidantes. Adicionalmente,
no se evidenció un cambio en la cristalinidad o en la cantidad de residuos en el PEBD sin
aditivo pro-oxidante.
Tabla 5. Caracterización de la cristalinidad en películas expuestas a la luz del sol. Tomado de
(Corti et. al. 2010).
Muestra de
prueba (Tipo)
1st calentamiento
2nd calentamiento
Tiempo de
envejecimiento
(Días)
Tma (°C)
Cristalinidad
(%)
Tma (°C)
Cristalinidad
(%)
0
115,122
42.7
111,222
44.7
93
116,122
48.5
121
46.3
0
122
41.9
110,122
44.2
93
118,122
52.4
122
47.5
0
122
43.4
112,121
42.9
93
__
__
__
__
PEBD-TD1
PEBD-TD2
PEBD-TD0
7.5.5 Conversión en CO2 ; Mineralización
En la actualidad, las pruebas de laboratorio utilizados para determinar la biodegradación
de plásticos se basan en la medición de carbono o desprendimiento de dióxido por el
consumo de oxígeno cuando el polímero original se expone a condiciones ambientales
controladas (por ejemplo, tierra, compost, lodos activos, etc.). En general, la
biodegradación es medida como el grado de mineralización, a saber, la conversión en
CO2. Este método se considera el enfoque óptimo para confirmar la biodegradabilidad
32
total, es decir, la conversión total de carbono orgánico en carbono inorgánico. La cantidad
de CO2 generado se determina por titulación con NaOH (Esmaeili et al. 2013).
En el estudio de Esmaeili et al. 2013 se realizó cinco tratamientos con el PEBD en el cual
se realizaron mezclas con suelo + microorganismos seleccionados + PE irradiados y no
irradiados. Los niveles de CO2 alcanzaron 734 mg CO2.g suelo después de 126 días, que
era debido a la utilización de los grupos carbonilo de las películas irradiadas por UV de las
cepas S7-10F (Lysinibacillus xylanilyticus) y F1 (Aspergillus niger) (Figuras 16 y 17). La
mineralización de las películas de PEBD irradiadas en el tratamiento inoculado (SMUP
29,5%), cuando se compara con el correspondiente tratamiento sin inocular (SUP 8,6%),
fue más elevado. Esta diferencia demuestra claramente que los aislamientos bacterianos
y fúngicos seleccionados utilizan los productos de oxidación en las películas pre-oxidadas
(Esmaeili et al. 2013). El porcentaje de mineralización para el PEBD pre-oxidado y PEBD
conteniendo aditivos pro-oxidantes fue del 16% y el 24% después de 317 días de
incubación en compost, y el 9% y 12% después de 317 días de incubación en suelo.
Figura 16. La evolución de CO2 acumulado de las películas de PEBD irradiadas por rayos UV y
películas no irradiadas por UV incubadas en el suelo con varios tratamientos durante 126 días.
Cada punto de datos representa la media de tres repeticiones ± SD. (S: Suelo; SM: Suelo +
microorganismos seleccionados; SMP: Suelo + microorganismos seleccionados+ PE no irradiado
por UV; SMUP: Suelo + microorganismos seleccionados + PE irradiado por UV; SP: Suelo + PE no
irradiado por UV; SUP: Trabajo del suelo + PE irradiado por UV). Tomado de (Esmaeili et al. 2013).
33
Figura 17. Perfil de mineralización de las películas PEBD irradiadas por rayos UV y películas no
irradiadas con UV incubadas en el suelo con varios tratamientos durante 126 días. Cada punto de
datos representa la media de tres repeticiones ± SD. (SP: Suelo + PE no irradiados con UV; SUP:
suelo + PE irradiado por UV; SMP Suelo + PE irradiado por UV; SMUP: suelo + microorganismos
seleccionados + PE irradiado por UV). Tomado de (Esmaeili et al. 2013).
La generación del dióxido de carbono (en un metabolismo aeróbico) se traduce en la
disminución en la cantidad de carbono orgánico total (COT). Davis (2005) y Liang et al.
2003 mencionan que el contenido de humedad es un factor importante que afecta la
actividad microbiana en el proceso y en última instancia, la tasa de degradación. Por un
lado, la falta de humedad conduce a una disminución del metabolismo y la tasa de
desarrollo de los hongos, por el contrario, el exceso de humedad hace que la
disponibilidad de sustrato y anaerobiosis disminuya (Grima et al. 2012). El mejor
crecimiento de los hongos se da cuando la humedad está en un rango de 50-70% (Zahra
et al. 2010).
7.5.6 Titulación del NaOH
El hecho de agregar un ácido a una base o viceversa, es posible obtener una solución
neutra. Si se dispone de un método que permita establecer cuando se ha alcanzado esta
condición de neutralidad, es posible determinar la cantidad de ácido o de base mediante
un procedimiento que se denomina titulación, porque se trata de establecer el ¨titulo¨ del
ácido o de la base (Barrow 1975).
En el estudio de Ojeda et al. 2009 se realizó la titulación de NaOH, a muestras de PE que
contienen aditivos pro-oxidantes. Se introdujeron en forma de un polvo fino en los
matraces y las que no contenían los aditivos pro-oxidantes se cortaron en rectángulos de
aproximadamente 2x1 mm. Para atrapar el CO2 desprendido, el equipo biométrico fue
equipado con un vaso de precipitado que contenía 20 ml de unos 0,25 moldm-3 de
solución de NaOH, que se valora con 0,25 moldm-3 de solución de HCl. Antes de la
valoración, se añadió 1-3 ml de una solución de BaCl2 35 % (p/v) a la solución de NaOH
34
en el vaso de precipitado. El grado de biodegradación se calculó como el porcentaje de la
producción global de CO2 basado en el contenido de carbono de las muestras
determinadas y el porcentaje de biodegradación de las muestras (mineralización).
7.6 Pruebas cuantitativas de la biodegradación del PEBD
7.6.1
Pérdida de peso del PEBD
Una de las propiedades físicas de los plásticos que se ve afectada por la biodegradación
son los cambios en el peso molecular y la distribución del peso molecular para el mismo.
Los microorganismos secretan agentes catalíticos (es decir, enzimas y radicales libres)
capaz de escindir moléculas poliméricas reduciendo progresivamente su peso molecular.
Este proceso genera oligómeros, dímeros y monómeros. Este paso se llama
despolimerización. Así, que la medida de la pérdida de peso se utiliza con frecuencia para
la estimación de la biodegradabilidad. Este método ha sido estandarizado en los ensayos
de biodegradabilidad in situ. En realidad, la medida de la pérdida de peso de las
muestras, incluso a partir de materiales enterrados no es realmente representativa de la
biodegradabilidad del material, ya que esta pérdida de peso puede ser debido a la
desaparición de las impurezas volátiles y solubles (Lucas et al. 2008).
En el estudio de Uribe et al. 2010 la prueba cuantitativa de la capacidad biodegradativa
consistió en determinar la cantidad de peso perdido en un periodo de incubación de 2
meses, de una lámina de PEBD. Para esto se realizaron suspensiones de células en
solución salina, con las cepas aisladas correspondientes a un consorcio, las cuales se
inocularon en medio de sales minerales (MSM) con discos de PEBD previamente
esterilizados y pesados en una balanza analítica. Al final de la incubación se desinfectó el
PEBD para eliminar la biopelícula generado en la superficie, se pesaron los discos de
plástico y se determinó el porcentaje de peso perdido. El pesado se realizó por triplicado.
El porcentaje de peso perdido obtenido mediante el empleo de levaduras y hongos
aislados a un pH de 5,5 fue de 4,8%.
En la investigación de Labuzek et al. 2006 la pérdida de peso fue determinado usando
una balanza analítica Metler Toledo AB 204.S. La fuerza mecánica fue forzado y
determinado como esta descrito en PN-ENISO527.1-3:1998 en una Instron 4466 en
ensayos con aparatos de tensión denominado LK0214. Se evaluó la Rm resistencia a la
tracción y εr elongación relativa de tres películas de plástico (Película 0 polietileno, película
III polietileno con 20% de bionelle y película V poliéster), una considerable disminución de
Rm y εr de la película III ocurrido después de la fototermodegradación, pero estos valores
mostraron un incremento definitivo después de la incubación con Penicillium funiculosum.
La termo y fototermodegradación causó un considerable deterioro de la resistencia a la
tracción y elongación relativa de la película V en los valores iniciales.
En el estudio de Nowak et al. 2011 se determinó el porcentaje de pérdida de peso en tres
películas de PEBD después de 75 días de incubación en diferentes tipos de suelos (Tabla
6). Se observó una pequeña reducción (0,03%) en peso de las películas de polietileno
(película 0), independientemente del tipo de suelo que se acondicionó. Después de 225
días, fue reducido el peso del polietileno por 0,13% -0.28% en residuos de carbón y el
suelo del cráter respectivamente, lo que demuestra la lenta biodegradación de polietileno.
La película 1 se degradó en mayor cantidad en el suelo del cráter que era rico en materia
35
orgánica. Las películas consistían de 100% de polietileno (película 0), 100% de poliester
(película 1) o 70% PEBD con 30% Bionolle tipo no. 3001 (película 2).
Tabla 6. Pérdida de peso de las películas después de la biodegradación. Tomado de (Nowak et al.
2011).
Ubicación de muestreo de
suelos
Residuos de carbón
Bosque
Cráter
7.6.2
% Pérdida de peso
Tiempo, días
Película 0
Película 1
Película 2
75
0.03
0.18
2.49
150
0.15
0.34
4.35
225
0.26
0.50
5.76
75
0.03
0.22
0.91
150
0.05
0.40
1.97
225
0.13
0.52
2.02
75
0.03
0.28
7.53
150
0.21
0.56
13.54
225
0.28
0.62
17.03
Determinación del contenido de humedad
Los resultados finales de muchos análisis dependen de su expresión a base de peso seco
de suelo (ej. medidas de número, biomasa, etc). Esto es de importancia debido a que en
el suelo el contenido de humedad puede variar ampliamente en función de tiempo
mientras que el peso seco es constante a través del tiempo. En análisis microbiológicos,
el contenido de humedad es usualmente reportado como el porcentaje de humedad
relativa, el cual es igual a la masa de agua por unidad de masa de suelo seco al horno
(Ecuación 2).
Este se define como:
Dónde: m es la masa de suelo húmedo antes del secado y d es la masa de suelo luego de
secado al horno.
La disponibilidad de agua a los microorganismos es una función de cuan fuertemente
enlazada está el agua a partículas de suelo. Por lo tanto, es preferible expresar la
humedad de suelo en términos del potencial de agua. El contenido de humedad también
puede influenciar la disponibilidad de oxígeno en suelo debido a que O2 es poco soluble
en agua (Fuentes & Massol-Deyá 2002).
36
En el estudio de Zahra et al. 2010 el contenido de humedad del PEBD irradiado y no
irradiado por luz UV se determinó mediante el secado de las muestras a 105 °C durante
24 h. Después del proceso de fermentación del PEBD con A. terreus y A. fumigatus el
deterioro se observó en la superficie, lo que sugirió que los hongos penetran en la matriz
del PEBD durante la degradación indicando la penetración de hifas de los hongos en la
matriz del PEBD, se consideró que fue como resultado de la humedad de la superficie del
polímero. La explicación a lo anterior, es que el agua pudo extenderse sobre la superficie
de la película de PEBD que fue expuesta a la luz UV debido a que la superficie había sido
modificada convirtiendo la superficie hidrófila. Por lo tanto, los microorganismos también
podrían expandir sus colonias sobre la superficie formando una biopelícula.
Gráfica 4. Técnicas empleadas después del tratamiento con microorganismos
37
Tabla 7. Cambios observados en las superficies de polietileno después del tratamiento con
microorganismos.
CAMBIOS
OBSERVADOS
DESCOMPOSICIÓN
DEL POLÍMERO
PÉRDIDA DE GRUPOS
FUNCIONALES EN LA
SUPERFICIE
TRANSFORMACIÓN
DE LAS PROPIEDADES
MECÁNICAS
CAMBIO
MORFOLOGÍCOS EN
LA SUPERFICIE
PROPIEDADES
TÉRMICAS
TÉCNICAS
EMPLEADAS
Gravimetría;
Evolución de CO2
PROPIEDADES
MEDIDAS
Pérdida de peso
GC
FTIR
Concentración de CO2
% cristalinidad
XRD
Instron
% cristalinidad
Resistencia a la
tracción
Gotech
Resistencia a la
tracción
morfología
SEM
SEM-EDAX
DSC
REFERENCIAS
Ojeda et al. 2009; Uribe et
al. 2010; Esmaeili et al.
2013; Raaman et al. 2012;
Nowak et al. 2011; Corti et
al. 2010; Pramila & Ramesh
2011
Manzur et al. 2003
Uribe et al. 2010; Zahra et
al. 2010; Esmaeili et al.
2013; Bonhomme et al.
2003; Yamada-Onodera et
al. 2001; Sowmya et al.
2014; Corti et al. 2010;
Labuzek et al. 2004;
Mahalakshmi et al. 2012;
Manzur et al. 2003; Koutny
et al. 2006
Esmaeili et al. 2013
Labuzek et al. 2006; Nowak
et al. 2011
Esmaeili et al. 2013
Labuzek et al. 2006; Zahra
et al. 2010; Esmaeili et al.
2013; Raaman et al. 2012;
Bonhomme et al. 2003;
Sowmya et al. 2014; Nowak
et al. 2011; Corti et al. 2010;
Labuzek et al. 2004; Manzur
et al. 2003; Pramila &
Ramesh 20112
morfología
Mahalakshmi et al. 2012
Temperatura de fusión
(Tm), calor de fusión
(DHM) y el grado de
cristalinidad
Corti et al. 2010; Manzur et
al. 2003
CAMBIO EN LA
DISTRIBUCIÓN DEL
PESO MOLECULAR
HT-GPC; GPC
Distribución del peso
molecular
Zahra et al. 2010;
Bonhomme et al. 2003;
Yamada-Onodera et al.
2001; Koutny et al. 2006
GRUPOS
FUNCIONALES EN LA
SUPERFICIE
Espectroscopía RMN
Determina los átomos de
H y C de la molécula
Koutny et al. 2006
38
8. Conclusiones
Entre las cepas fúngicas reportadas en este estudio que degradan polietileno de baja
densidad (PEBD), la cepa predominante fue el hongo de la familia Ascomycota del
género Aspergillus (Tabla 1), los cuales producen enzimas extracelulares para degradar el
PEBD y utilizarlo como fuente de carbono y energía. Teniendo en cuenta que el PEBD es
un polímero sintético de difícil degradación, este debe sufrir pre-tratamientos como lo son:
la adición de sustancias oxo-degradables y la fototermodegradación siendo de gran
utilidad para la biodegradación del PEBD ya que permiten que sean más susceptibles a
los microorganismos porque quedan expuestos grupos carbonilo (-CO) que son más fácil
de metabolizar. Entre las metodologías en la degradación de PEBD por hongos que se
han utilizado están: en cultivo líquido o cultivo puro, en medio de residuos sólidos
(proceso de fermentación), en compost estabilizado y en el suelo.
Los cambios observados en la estructura y superficie del PEBD después del tratamiento
con microorganismos se llevan a cabo por medio de técnicas cualitativas y cuantitativas,
donde, según esta revisión, las más predominantes son: Espectroscopia infrarroja
transformada de Fourier (FTIR), Microscopio electrónico de barrido (SEM) y evolución de
CO2. En esta última, está involucrada la pérdida de peso del PEBD. Con la ayuda de
Espectroscopia infrarroja transformada de Fourier (FTIR), se puede evidenciar a nivel de
la estructura del PEBD la reducción del grupo funcional carbonilo -CO, así mostrando el
consumo del PEBD por los microorganismos en el estudio de Uribe et al. 2010 se
evidenció una reducción mayor con cepas de bacterias en comparación con los hongos.
Se puede realizar estudios con consorcios microbianos para la biodegradación del PEBD,
que se puedan utilizar como una manera más efectiva en la biodegradación.
En este estudio se concluyó que hay posibilidad de avanzar en la investigación de la
biodegradación del PEBD teniendo en cuenta: 1. Se puede realizar estudios con
consorcios microbianos (bacterias-hongos) para la biodegradación del PEBD, que se
puedan utilizar como una manera más efectiva en la biodegradación de este material. 2.
Se puede avanzar en el estudio de las enzimas implicadas en este mecanismo de
despolimerización del PEBD, ya que según este estudio hay más que explorar en este
tema.
39
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