Capítulo 2.3.3

CAPÍTULO 2.3.3
INFECCIÓN POR
Gyrodactylus salaris
1.
Ámbito de aplicación
Gyrodactylus salaris (Platyhelminthes; Monogenea) es un parásito vivíparo de agua dulce que podría causar
girodactilosis en el salmón del Atlántico (Salmo salar).
2.
Información de enfermedad
2.1. Factores del agente
2.1.1.
El agente patógeno, cepas del agente
Se han identificado varias cepas o clados de Gyrodactylus salaris mediante la genotipificación del
marcador de la citocromo oxidasa I (CO1) mitocondrial (Hansen et al., 2003; 2007b; Meinilä et al., 2002;
2004). Aunque no parece haber ninguna correspondencia entre las cepas identificadas mediante la CO1 y
la patogenicidad (Hansen et al., 2007a), todas las cepas encontradas en el salmón del Atlántico que se
han estudiado hasta la fecha en pruebas de laboratorio son muy patógenas para el salmón del Atlántico.
Recientemente, se han encontrado cepas que no son patógenas para el salmón en la trucha alpina no
migratoria (Salvelinus alpinus) en Noruega (Olstad et al., 2007a; Robertsen et al., 2007), y en la trucha
arco iris (Oncorhynchus mykiss) en Dinamarca (Jørgensen et al., 2007; Lindenstrøm et al., 2003).
2.1.2.
Supervivencia fuera del hospedador
La supervivencia de parásitos fuera del hospedador depende de la temperatura; así, sobreviven unas 24
horas a 19°C, 54 horas a 13°C, 96 horas a 7°C y 132 horas a 3°C (Olstad et al., 2006). De igual forma, la
supervivencia en un hospedador muerto también depende de la temperatura: G. salaris puede sobrevivir
en ejemplares muertos de salmón del Atlántico 72, 142 y 365 horas a 18, 12 y 3°C, respectivamente
(Olstad et al., 2006).
2.1.3.
Estabilidad del agente (métodos eficaces de inactivación)
Gyrodactylus salaris sobrevive a cualquier temperatura de entre 0 y 25°C. No se sabe cuál es la
tolerancia a temperaturas superiores a los 25°C. No es resistente a la congelación. Gyrodactylus salaries
no es resistente a la sequía y debe estar envuelto de agua para sobrevivir. Gyrodactylus salaries muere
tras pocos días a un pH ≤5. Es más sensible a un pH bajo (5,1<pH<6,4) asociado a aluminio y zinc que el
hospedador salmón del Atlántico (Poléo et al., 2004; Soleng et al., 2000) (véase también el apartado
2.4.2).
2.1.4.
Ciclo de vida
Gyrodactylus salaries es un parasite estricto con un ciclo de vida directo. Estos parásitos tienen cinco
ejemplares de descendencia y no hay huevos, estadios de reposo, estadios de transmisión
especializados ni hospedadores intermediarios.
2.2. Factores del hospedador
2.2.1.
Especies hospedadoras susceptibles
Gyrodactylus salaris es un ectoparásito principalmente del salmón del Atlántico (Salmo salar), pero puede
sobrevivir y reproducirse en varios salmónidos, como la trucha arco iris (Oncorhynchus mykiss), la trucha
alpina (Salvelinus alpinus), el salvelino (Salvelinus fontinalis), el tímalo (Thymallus thymallus), la trucha
lacustre (Salvelinus namaycush) y la trucha común (Salmo trutta) (en orden decreciente de
susceptibilidad).
En el salmón del Atlántico se ha observado una susceptibilidad variable a G. salaris (Bakke et al., 2002).
Las cepas bálticas se han considerado resistentes. Sin embargo, esto solo se ha observado en el salmón
procedente del río ruso Neva, del río sueco Torneälven y del lago finlandés sin litoral Saima. El salmón
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1
Capítulo 2.3.3. — Infección por Gyrodactylus salaris
báltico del río sueco Indalsälven es casi tan susceptible como el salmón noruego o el del río escocés
Conon (Bakke et al., 2004). El salmón de otros ríos bálticos muestra una susceptibilidad intermedia.
2.2.2.
Fases susceptibles de la vida del hospedador
Todos los estadios de la vida del hospedador son susceptibles, pero solo se ha observado mortalidad en
alevines y en pintos.
2.2.3.
Especies o subpoblaciones predilectas (probabilidad de detección)
No es aplicable.
2.2.4.
Órganos diana y tejidos infectados
Gyrodactylus salaries aparece en las aletas de la mayoría de ejemplares de salmón del Atlántico, pero la
preferencia anatómica depende de la intensidad de la infección (Jensen y Johnsen, 1992; Mo, 1992).
También se hallan parásitos con frecuencia en el cuerpo y menos a menudo en las branquias. En otros
hospedadores, la distribución puede ser diferente, pero en algunas especies hospedadoras el parásito es
relativamente menos abundante en las aletas y relativamente más frecuente en el cuerpo en
comparación con el salmón.
2.2.5.
Infección persistente con portadores de por vida
No es aplicable.
2.2.6.
Vectores
No es aplicable.
2.2.7.
Animales acuáticos salvajes portadores o sospechosos de serlo
Todas las especies hospedadoras susceptibles mencionadas en el apartado 2.2.1 pueden llegar a actuar
como portadoras del parásito. Todos los hospedadores salmónidos podrían ser sospechosos de actuar
como posibles portadores. Los hospedadores más susceptibles serán portadores de parásitos durante
periodos más largos que los menos susceptibles.
2.3. Patrón de la enfermedad
2.3.1.
Mecanismos de transmisión
Gyrodactylus salaris se ha extendido entre ríos y piscifactorías principalmente por el transporte de peces
vivos y la utilización de estos para las repoblaciones. Los peces migratorios que nadan por aguas
salobres también pueden hacer que el parásito se transmita entre ríos (véase también el apartado 2.3.5).
Si se introduce G. salaris en una piscifactoría/tanque donde haya salmón del Atlántico, que es
susceptible, será muy probable que todos los peces de la piscifactoría resulten infectados, en función de
la distribución de la piscifactoría. Los ríos con salmón del Atlántico susceptible situados cerca de ríos
infectados presentan un gran riesgo de infección si estos ríos están situados dentro del mismo sistema
de agua salobre.
2.3.2.
Prevalencia
La prevalencia en cepas de salmón del Atlántico susceptibles en ríos y piscifactorías alcanza
prácticamente el 100% en poco tiempo. La prevalencia en cepas resistentes en río y piscifactorías no se
conoce. La prevalencia de otras especies susceptibles suele ser mucho más baja y puede ser inferior al
10% (por ejemplo, en trucha arco iris de piscifactoría).
2.3.3.
Distribución geográfica
La distribución de Gyrodactylus salaris se limita a Europa. Se ha hallado en salmón del Atlántico o trucha
arco iris de piscifactoría en varios países de Europa (principalmente del norte). En la naturaleza, el
parásito se ha hallado en salmónidos salvajes, principalmente en pintos de salmón del Atlántico, en ríos
de Rusia, Suecia y Noruega. Gyrodactylus salaris es más frecuente en trucha arco iris de piscifactoría de
lo que se creía, y es probable que exista en más países de lo que se supone actualmente. En 2006, se
notificó G. salaris en piscifactorías de peces de Italia (Paladini et al., 2009) y, en 2007, en piscifactorías
de peces de Polonia (Rokicka et al., 2007) y de Macedonia (Ziętara et al., 2007). En 2009, el Laboratorio
de Referencia de la OIE identificó G. salaris en piscifactorías de peces de Rumanía. Se ha observado
que Gran Bretaña e Irlanda están libres del parásito.
2
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Chapter 2.3.3. — Infección por Gyrodactylus salaris
2.3.4.
Mortalidad y morbilidad
La mortalidad puede alcanzar el 100% en el salmón del Atlántico de piscifactoría si no se trata. La
mortalidad en ríos de Noruega puede ser de incluso el 98%, con una media de alrededor del 85%. La
mortalidad en otras especies hospedadoras susceptibles suele ser baja o pasar desapercibida.
2.3.5.
Factores ambientales
Aunque G. salaries vive principalmente en agua dulce, se reproduce normalmente en salinidades de
hasta 5-6 ppmil. La supervivencia en salinidades superiores depende de la temperatura. Así, por ejemplo,
a 1,4°C G. salaris puede sobrevivir 240 horas, 78 horas y 42 horas a salinidades de 10 ppmil, 15 ppmil y
20 ppmil, respectivamente, mientras que a 12°C puede sobrevivir 72 horas, 24 horas y 12 horas a las
mismas salinidades, respectivamente (Soleng y Bakke, 1997).
2.4. Control y prevención
2.4.1.
Vacunación
No se dispone de vacunas.
2.4.2.
Tratamiento con sustancias químicas
Gyrodactylus salaris es sensible a los cambios en la composición química del agua. Es sensible a las
sustancias químicas más habitualmente utilizadas para el tratamiento por baño de pintos y huevos de
salmón de piscifactoría (por ejemplo, agua con alta salinidad, formaldehído y compuestos que contengan
cloro y yodo). Además, G. salaris es sensible a soluciones ácidas (pH de 5,0–6,0) de sulfato de aluminio
([Al2(SO4)3]; AIS) (Solenget al., 1999). Dado que AIS es menos tóxico para los peces que para G. salaris,
en aguas moderadamente acidificadas esta sustancia química puede utilizarse en los intentos de
erradicación del parásito de los sistemas fluviales de Noruega.
2.4.3.
Inmunoestimulación
No se dispone de inmunoestimulación.
2.4.4.
Selección genética a favor de la resistencia
En pruebas de laboratorio, la selección genética ha dado lugar a una prolongación de la supervivencia de
la descendencia (Salte et al., 2010). Sin embargo, dicha selección no se ha aplicado a poblaciones
salvajes de salmón, principalmente porque la población seguiría infectada y de esta forma el parásito se
extendería a más ríos.
2.4.5.
Repoblación con especies resistentes
La repoblación con especies resistentes de salmón del Atlántico (como la cepa del río báltico Neva) en
ríos afectados no es compatible con la gestión de las estirpes existentes de salmón del Atlántico.
2.4.6.
Agentes bloqueadores
No son aplicables.
2.4.7.
Desinfección de huevos y larvas
Los huevos procedentes de piscifactorías infectadas deben desinfectarse (se han utilizado compuestos
yodados).
2.4.8.
Prácticas generales de manejo
Las prácticas generales de manejo recomendadas para evitar la diseminación de los agentes infectivos
entre unidades de piscifactorías de peces de agua dulce son aplicables a G. salaris. El equipo (como
redes de pesca) utilizado en una unidad no se puede utilizar en otra sin una desinfección suficiente.
3.
Toma de muestras
3.1. Cómo escoger los ejemplares
En los casos en los que se toman muestras y no se sospecha de infección, debe tomarse una muestra
aleatoria con un número suficiente de peces, por ejemplo de un río. En las piscifactorías, si los peces
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Capítulo 2.3.3. — Infección por Gyrodactylus salaris
presentan signos clínicos de infección (como los descritos en el apartado 4.1.1), deben escogerse estos
peces.
3.2. Conservación de muestras para su envío
Los peces deben sacrificarse de inmediato y no debe permitirse que se sequen antes de iniciar la
conservación. Deben conservarse peces enteros en etanol al 96-100% en frascos lo bastante grandes como
para que quede espacio de sobra y quepa el conservante. La concentración de etanol tras la conservación no
debe ser inferior al 70%. Como norma general, esta concentración se obtiene si la proporción de peces
respecto al etanol no es superior a 1:9. Si la concentración es inferior, el mucus y la epidermis se pueden
desintegrar y las muestras de Gyrodactylus, incluso conservadas, pueden empeorar. Los frascos deben tener
un orificio lo bastante ancho como para al introducir o extraer los peces no haya rozamiento y se pierda así
muestra de Gyrodatylus. Los frascos se deben guardar en posición horizontal hasta que el tejido esté
fijado/conservado, para impedir que los peces se curven. Esto facilitará el examen de los peces, puesto que se
les podrá dar la vuelta fácilmente con unas pinzas bajo el microscopio. Cuando termina la conservación de los
peces, los frascos se pueden guardar en posición vertical.
Dado que G. salaris es frecuente en las aletas de salmón del Atlántico, también pueden enviarse aletas
cortadas del cuerpo y guardadas en etanol como se ha descrito anteriormente. Esto es especialmente
adecuado para peces más grandes y en condiciones de campo donde, por ejemplo, haya limitaciones de
transporte.
3.3. Combinación de varias muestras
Se pueden agrupar muestras de un río o una piscifactoría, aunque cada pez tendrá que examinarse y
analizarse también por separado. Las aletas de peces de una piscifactoría o río pueden agruparse y
examinarse y analizarse también por separado, pero en este caso cada aleta no puede estar relacionada con
un pez hospedador específico.
3.4. Órganos y tejidos de elección
Los peces se pueden examinar como ejemplares enteros vivos anestesiados (por ejemplo, como MS222),
como ejemplares acabados de sacrificar o como ejemplares conservados. Además, pueden examinarse aletas
frescas o conservadas. Se utiliza el mismo método de examen (véase el apartado 4.3.1) en todos los casos. El
examen de peces vivos anestesiados es muy lento y no se recomienda.
En lugar de examinar el pez entero, pueden examinarse las aletas (mediante el método descrito en el apartado
4.3.1). Cuando se infectan pintos de salmón noruego, casi todos los peces tienen al menos un ejemplar de G.
salaris en una de las aletas. En algunos peces, pueden hallarse G. salaris en el cuerpo o la cabeza, incluidas
las narinas, las branquias y la cavidad bucal. La distribución de G. salaris en la superficie de las aletas y otras
partes del pez varía en función de la especie de pez y parece variar también en función de la estirpe de
salmón.
3.5. Muestras/tejidos que no son adecuados
Los peces muertos, conservados en hielo, no son aceptables para el examen destinado a hallar Gyrodactylus,
ni siquiera si los peces se han conservado por separado en bolsas de plástico, etc. Los parásitos mueren
enseguida si no están sumergidos en agua, y dado que estos parásitos no tienen exoesqueleto, los que
mueren se desintegran rápidamente. Si este tipo de peces muertos se lavan en agua, pueden hallarse
ejemplares de Gyrodactylus en el sedimento. Sin embargo, si no se hallan ejemplares en el sedimento, no
puede concluirse que los peces no estuvieran infectados.
El examen de peces fijados en formaldehído no se recomienda por motivos de seguridad del operario. Las
muestras de Gyrodactylus fijadas en formaldehído también son muy difíciles de identificar morfológicamente y
no son adecuadas para el análisis del ADN.
4.
Métodos de diagnóstico
4.1. Métodos de diagnóstico de campo
4.1.1.
Signos clínicos
Normalmente no hay signos clínicos en los peces con uno o hasta unas pocas decenas de ejemplares
del parásito.
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Chapter 2.3.3. — Infección por Gyrodactylus salaris
En la primera fase de la enfermedad, son característicos los movimientos fugaces (los peces se rascan
más la piel sobre el sustrato). Más adelante, pueden volverse grisáceos por un aumento de la producción
de mucus y las aletas pueden erosionarse. Los peces enfermos están aletargados y suelen hallarse en
aguas de movimiento lento.
4.1.2.
Alteraciones del comportamiento
Los movimientos fugaces son frecuentes en los peces de piscifactoría moderada a intensamente
infectados porque se rascan la piel contra el fondo o las paredes del tanque o de los estanques. Los
peces intensamente infectados pueden presentar una reducción de la actividad y permanecer en zonas
de baja corriente.
4.2. Métodos clínicos
4.2.1.
Anatomopatología macroscópica
Los peces intensamente infectados pueden volverse grisáceos como consecuencia de un aumento de la
mucificación, y en un estadio posterior las aletas dorsales y pectorales pueden volverse blanquecinas
como consecuencia de un aumento del espesor de la epidermis (principalmente hipertrofia).
Los peces intensamente infectados pueden tener aletas erosionadas, sobre todo la dorsal, la caudal y la
pectoral, debido a que el parásito se alimenta en ellas.
En peces con girodactilosis es frecuente observar infecciones fúngicas secundarias (Saprolegnia spp.).
4.2.2.
Bioquímica clínica
No es aplicable.
4.2.3.
Anatomopatología microscópica
No es aplicable.
4.2.4.
Preparaciones húmedas
Pueden utilizarse raspados (preparaciones húmedas) de piel o aletas para detectar ejemplares de
Gyrodactylus en peces con girodactilosis. En estos casos, con una alta infestación, hay cientos o miles
de ejemplares de Gyrodactylus por toda la superficie corporal y de las aletas. Las preparaciones
húmedas no suelen ser adecuadas para la identificación de Gyrodactylus a nivel de especie, y para el
análisis morfológico o del ADN deben realizarse otras preparaciones (véase abajo). Si el número de
ejemplares de Gyrodactylus es bajo, la probabilidad de detectar el parásito mediante raspados también
será baja.
4.2.5.
Frotis
No son aplicables.
4.2.6.
Cortes fijados
No es aplicable.
4.2.7.
Microscopía electrónica/citopatología
No son aplicables.
4.3. Métodos de detección e identificación del agente
4.3.1.
Métodos directos de detección
La detección de Gyrodactylus y la identificación de G. salaris es un proceso de dos pasos. En primer
lugar, se observan ejemplares del parásito mediante equipo óptico y, a continuación, se identifican los
parásitos, normalmente de manera individual mediante otro equipo y otros métodos.
Para detectar Gyrodactylus debe utilizarse equipo óptico. En el caso de un brote sospechoso de
girodactilosis en el que solo se disponga de microscopía óptica, pueden utilizarse preparaciones
húmedas para detectar ejemplares de Gyrodactylus. No obstante, es muy aconsejable no utilizar este
método en un programa de vigilancia, puesto que la especificidad y la sensibilidad son muy bajas (no se
conocen los valores) y, por tanto, el número de peces examinados tendría que ser exageradamente alto.
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Capítulo 2.3.3. — Infección por Gyrodactylus salaris
Los peces se pueden examinar como ejemplares enteros vivos (anestesiados), acabados de sacrificar o
conservados/fijados. En todos los casos se aplica el mismo método de examen (véase abajo). El examen
de peces vivos anestesiados es muy lento y no se recomienda. El examen de de peces fijados con
formaldehído no se recomienda por motivos de seguridad del operario. Los ejemplares de Gyrodactylus
fijados con formaldehído también son muy difíciles de identificar y no son adecuados para el análisis del
ADN. En lugar de examinar los peces enteros, pueden examinarse las aletas (mediante el método
descrito abajo). Cuando hay muchos pintos de salmón susceptibles infestados, casi todos los peces
tienen al menos un G. salaris en una de las aletas. En algunos peces, pueden observarse ejemplares de
G. salaris por el cuerpo o la cabeza, incluidas las narinas, las branquias y la cavidad bucal. La
distribución de G. salaris sobre las aletas y otras partes del pez varía en función de la especie de pez y
las distribuciones también parecen variar en función de la estirpe de salmón.
Los peces vivos anestesiados, aletas recién cortadas o peces o aletas conservados en etanol deben
examinarse mediante microscopio de disección binocular con buena iluminación. Los peces deben
colocarse en una caja y cubrirse por completo con agua dulce. Los peces conservados también pueden
examinarse en etanol. Los parásitos vivos son más fáciles de detectar por sus movimientos, de modo que
debe evitarse la perturbadora refracción de la luz sobre la piel de los peces. Los ejemplares vivos de
Gyrodactylus son incoloros, mientras que los ejemplares de Gyrodactylus conservados en etanol suelen
ser solo ligeramente opacos. Si el microscopio de disección está iluminado desde arriba, el fondo de la
platina del microscopio debe ser negro. Esto aumentará el contraste y los parásitos se detectarán con
mayor facilidad. Toda la superficie del pez, incluidas las branquias y la cavidad bucal, normalmente de
menos de 10 cm, también pueden estudiarse utilizando iluminación desde la parte baja de la platina del
microscopio. De esta forma, normalmente es más fácil observar ejemplares de Gyrodactylus sobre las
aletas.
Si el examen se lleva a cabo en etanol, debe plantearse la utilización de guantes. A efectos de protección
del operario, el microscopio de disección debe colocarse sobre una repisa de succión con una salida de
gases hacia abajo para evitar la inhalación de conservante evaporado.
4.3.1.1. Métodos microscópicos
La identificación de Gyrodactylus a nivel de especie se basa en la morfología y la morfometría de las
anclas de los ganchos marginales (hamuli) y las barras del opistaptor (el órgano de fijación). Una buena
preparación de los ejemplares es un prerrequisito para la identificación a nivel de especie.
Cuando se requiere una morfometría de alta resolución para establecer un diagnóstico morfométrico
fiable es preferible una digestión del tejido blando, dejando solo las partes duras. El tejido blando se
puede digerir en una solución (de aproximadamente 1 µl) de Tris 75 mM, EDTA (ácido
etilendiaminotetraacético) 10 mM, un 5% de SDS (dodecilsulfato sódico) y 100 mg ml–1 de proteinasa
K, pH 8,0. Tras añadir la solución de digestión, la reacción debe observarse al microscopio hasta que
termine y a continuación terminarse añadiendo una solución de parada (glicerol y formalina neutra
tamponada al 10% a razón de 1:1). El procedimiento para la digestión lo describen en detalle Harris et
al., 1999. La identificación de G. salaris debe realizarse según las siguientes referencias bibliográficas:
Cunningham et al., 2001; Malmberg et al., 1957; 1970; McHugh et al., 2000; Olstad et al., 2007b; Shinn
et al., 2004.
El tamaño de las partes duras del opistaptor de Gyrodactylus depende en gran medida de, por ejemplo,
la temperatura, mientras que la forma es más constante (Mo, 1991a; 1991b; 1991c). Por tanto, la
capacidad de las mediciones lineales de capturar la morfología podría no siempre ser suficiente para
establecer un diagnóstico fiable (Olstad et al., 2007b).
Gyrodactylus salaris es morfológicamente similar al G. teuchis de la trucha marina, del salmón del
Atlántico y de la trucha arco iris, y al G. thymalli del tímalo (Figura 1). Los morfólogos expertos son
capaces de reconocer cada una de estas especies en función de la forma de la hoz del gancho
marginal. Gyrodactylus teuchis tiene una hoja de la hoz más larga y de curva más constante, mientras
que G. thymalli tiene un pequeño ángulo en el tallo de la hoz (Cunningham et al., 2001; McHugh et al.,
2000; Shinn et al., 2004).
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Chapter 2.3.3. — Infección por Gyrodactylus salaris
Figura 1. Ganchos marginales de (A) Gyrodactylus salaris, (B) G. teuchis y (C) G. thymalli.
Dibujos modificados por Cunningham et al., 2001.
4.3.1.1.1. Preparaciones húmedas
No son aplicables.
4.3.1.1.2. Frotis
No son aplicables.
4.3.1.1.3. Cortes fijados
No son aplicables.
4.3.1.2. Aislamiento e identificación del agente
4.3.1.2.1. Cultivo celular/medios artificiales
No son aplicables.
4.3.1.2.2. Métodos de detección de antígeno basados en anticuerpos
No son aplicables.
4.3.1.2.3. Técnicas moleculares
Preparación de muestras
El ADN molde se debe preparar a partir de ejemplares vivos/frescos o bien conservados en etanol
utilizando un protocolo adecuado de preparación de ADN. Puede utilizarse un kit de extracción de
ADN siguiendo las recomendaciones del fabricante.
4.3.1.2.3.1. Análisis de la región de separación interna transcrita del gen del ARN ribosómico
i)
Amplificación por reacción en cadena de la polimerasa (PCR) de la región de separación interna
transcrita (ITS)
Para la amplificación de un producto de 1300 pares de bases de la región ITS, pueden utilizarse
los cebadores como el 5’-TTT-CCG-TAG-GTG-AAC-CT-3’ y 5’-TCC-TCC-GCT-TAG-TGA-TA-3’.
Las condiciones de ciclado para la PCR son las siguientes: desnaturalización inicial a 95°C
durante 5 minutos; 30 ciclos de 94°C durante 1 minuto, 50°C durante 1 minuto, 72°C durante 2
minutos; extensión final a 72°C durante 7 minutos (Cunningham, 1997). Si se analiza material
parcialmente degradado, los espaciadores ITS1 e ITS2 pueden amplificarse en dos reacciones
independientes utilizando los cebadores y las condiciones de la PCR descritos por Matejusovaet
al. (2001).
ii)
Secuenciación de la región ITS y análisis de la secuencia
Deben secuenciarse fragmentos de ITS amplificados preparados como en el apartado
4.3.1.2.3.1.i anterior y secuenciarse, y las secuencias deben someterse a una búsqueda BLAST
en el GenBank/EMBL para establecer la identidad con secuencias conocidas. Además de los
cebadores para la PCR, deben utilizarse al menos dos cebadores internos; 5’-ATT-TGC-GTTCGA-GAG-ACC-G y 5’-TGG-TGG-ATC-ACT-CGG-CTC-A (Ziętara y Lumme, 2003). En el
GenBank/EMBL se dispone de varias secuencias de otras especies que infectan a los
salmónidos, como G. derjavini, G. derjavinoides, G. truttae, G. teuchis y G. thymalli.
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Capítulo 2.3.3. — Infección por Gyrodactylus salaris
Gyrodactylus salaris y G. thymalli no se pueden diferenciar por este método, pero las secuencias
de ITS permiten diferenciar G. salaris y G. thymalli de todas las demás especies conocidas
Nota: En el GenBank/EMBL se dispone de varias secuencias de G. salaris y de G. thymalli,
todas las cuales difieren en solo unas pocas mutaciones puntuales, pero no contienen ninguna
mutación que permita diferenciar G. salaris de G. thymalli.
4.3.1.2.3.2. Análisis del gen de la citocromo oxidasa I mitocondrial
i)
Amplificación por PCR del gen de la citocromo oxidasa I mitocondrial
Para amplificar el gen se pueden usar los cebadores 5’-TAA-TCG-GCG-GGT-TCG-GTA-A-3’ y
5’-GAA-CCA-TGT-ATC-GTG-TAG-CA-3’) (Meinilä et al., 2002). Las condiciones de ciclado para
la PCR son las siguientes: desnaturalización inicial a 95°C durante 5 minutos; 35 ciclos de 95°C
durante 1 minuto, 50°C durante 1 minuto, 72°C durante 2 minutos; extensión final a 72°C
durante 7 minutos. En la bibliografía pueden hallarse otros conjuntos de cebadores para la
amplificación de la CO1: 4, Meinilä et al., 2002; 2004.
ii)
Secuenciación del CO1 y análisis de la secuencia
Deben secuenciarse fragmentos del CO1 amplificados preparados como se describe
anteriormente, y compararse con otras secuencias mediante una búsqueda BLAST en el
GenBank/EMBL. Además de los cebadores para la PCR, pueden utilizarse al menos dos
cebadores internos, como 5’-CCA-AAG-AAC-CAA-AAT-AAG-TGT-TG-3’) y 5’-TGT-CYC-TACCAG-TGC-TAG-CCG-CTG-G-3’ (4).
Si la secuencia obtenida no tiene un 100% de coincidencia en el GenBank/EMBL, debe llevarse
a cabo un análisis filogenético para establecer las relaciones con otras secuencias disponibles.
Este método permite distinguir diferentes clados de G. salaris y G. thymalli.
NOTA: las secuencias del gen CO1 no permiten diferenciar claramente entre G. salaris y G.
thymalli pero se pueden utilizar para asignar muestras a un clado. Los clados de G. salaris y de
G. thymalli en general se asocian con claridad a preferencias por hospedador y/o a la
distribución geográfica de los parásitos, con algunas excepciones. El CO1 no puede aplicarse
como marcador de patogenicidad.
Hay que tener en cuenta que algunos investigadores han optado por enviar todas sus
secuencias, tanto de salmón del Atlántico como de tímalo, como G. salaris, lo cual causa
confusión cuando se comparan secuencias (tanto de la ITS como del CO1) con las del
GenBank/EMBL al realizar una búsqueda BLAST. Así pues, siempre debe comprobarse la
identidad del hospedador de las secuencias del GenBank/EMBL.
4.3.1.2.4. Purificación del agente
No es aplicable.
4.3.2.
Métodos serológicos
No son aplicables.
5.
Idoneidad de las pruebas para cada uso previsto
No es aplicable.
6.
Prueba(s) recomendada(s) para la vigilancia dirigida destinada a declarar la ausencia de
girodactilosis (Gyrodactylus salaris)
Los métodos de diagnóstico/detección para declarar la ausencia son los mismos que los descritos en el apartado
4.3.
7.
Criterios de diagnóstico confirmativo
7.1. Definición de caso sospechoso
La observación de ejemplares de Gyrodactylus en salmón del Atlántico o trucha arco iris (u otros
hospedadores susceptibles) en raspados de piel examinados al microscopio óptico o en aletas o piel
examinadas al microscopio estereoscópico.
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Chapter 2.3.3. — Infección por Gyrodactylus salaris
7.2. Definición de caso confirmado
El método de elección es una identificación molecular de uno o más ejemplares de Gyrodactylus como G.
salaris (o G. thymalli) secuenciando su ITS, seguida de una secuenciación y análisis filogenético de CO1 para
asignar la secuencia a la especie conocida más cercana. Los morfólogos expertos pueden identificar
morfológicamente ejemplares de Gyrodactylus como G. salaris en base a estructuras del órgano de fijación.
Sin embargo, el diagnóstico morfológico debe confirmarse mediante métodos moleculares. Se recomienda una
combinación de métodos morfológicos y moleculares como la descrita en este capítulo.
8.
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NB: Existe un Laboratorio de Referencia de la OIE para la Girodactilosis (Gyrodactylus salaries) (puede consultarse
en la Tabla del final de este Manual Acuático o en la página web de la OIE: www.oie.int).
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Manual Acuático de la OIE 2012