C - Biblioteca Digital de la Facultad de Ciencias Exactas y Naturales

Enriquecimiento de manzana con calcio: efecto en
las propiedades físico-químicas y estructurales
durante el secado en corriente de aire
Casim, Silvina Mariel
2011
Tesis Doctoral
Facultad de Ciencias Exactas y Naturales
Universidad de Buenos Aires
www.digital.bl.fcen.uba.ar
Contacto: [email protected]
Este documento forma parte de la colección de tesis doctorales y de maestría de la Biblioteca
Central Dr. Luis Federico Leloir. Su utilización debe ser acompañada por la cita bibliográfica con
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This document is part of the doctoral theses collection of the Central Library Dr. Luis Federico Leloir.
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Fuente / source:
Biblioteca Digital de la Facultad de Ciencias Exactas y Naturales - Universidad de Buenos Aires
UNIVERSIDAD DE BUENOS AIRES
Facultad de Ciencias Exactas y Naturales
Departamento de Industrias
ENRIQUECIMIENTO DE MANZANA CON CALCIO: EFECTO EN
LAS PROPIEDADES FÍSICO-QUÍMICAS Y ESTRUCTURALES
DURANTE EL SECADO EN CORRIENTE DE AIRE
Silvina Mariel Casim
Tesis presentada para optar al título de Doctor de la Universidad de Buenos Aires
en el área Química Industrial
Director de tesis: Dra. Stella Maris Alzamora
Consejero de estudios: Dra. Stella Maris Alzamora
Buenos Aires, 2011.
Enriquecimiento de manzana con calcio: efecto en las propiedades físico-químicas y
estructurales durante el secado en corriente de aire
El objetivo general de esta investigación ha sido evaluar la respuesta de una matriz frutícola
porosa (manzana) sometida previamente a diferentes tipos de impregnación (bajo vacío, IV, y
a presión atmosférica, IA) con calcio como componente fisiológicamente activo, a lo largo del
proceso de deshidratación en corriente de aire, en términos de sus propiedades físico-químicas
y estructurales, con el fin de desarrollar nuevos productos frutícolas que, además de mantener
características sensoriales de excelencia, contribuyan a mejorar la salud y/ó reducir el riesgo de
enfermedades en la población.
La cantidad de calcio presente en 200 g de fruta IA ó IV satisfizo alrededor del 11-17% de
la ingesta diaria recomendada (1000 mg) respectivamente, mientras que en 50 g de fruta IA ó
IV y deshidratada a presión de vapor relativa ≈ 0,30 se satisfizo alrededor del 18-26% de
dicha ingesta respectivamente. Respecto a la porosidad, las muestras IA presentaron valores
similares al tejido fresco, desarrollando altos valores al final del secado; sin embargo las
muestras IV se caracterizaron por valores despreciables, desarrollando bajos valores durante el
secado. Las muestras impregnadas y no impregnadas presentaron el mismo comportamiento
mecánico durante el secado: un aumento de la fuerza máxima de ruptura con la disminución de
la humedad, y una disminución y posterior incremento de la rigidez; estos efectos fueron más
pronunciados en las muestras impregnadas. Tanto en las muestras impregnadas como en las no
impregnadas, la disminución de la movilidad del agua durante el secado siguió un perfil
similar: una disminución severa de la misma, caracterizada por tres poblaciones a humedades
altas, dos a humedades intermedias y una a bajas humedades; no se observaron diferencias
importantes entre los tratamientos. Los procesos de impregnación provocaron el pardeamiento
de los productos, siendo el mismo más evidente a medida que transcurría el secado, y más
severo en las muestras tratadas al vacío. Todos estos cambios pudieron ser correlacionados, en
parte, con las observaciones ultra y micro-estructurales de los tejidos. El agregado de trehalosa
al medio de impregnación resultó en productos deshidratados con menores daños estructurales,
mejores características texturales y menor pardeamiento.
El importante aporte de calcio y los resultados obtenidos de los diferentes estudios sugieren
que estos métodos de impregnación pueden ser utilizados para diseñar alimentos funcionales
en base a matrices de frutas y vegetales con calcio incorporado.
Palabras claves: impregnación, secado, porosidad, propiedades mecánicas, movilidad del agua,
color, estructura, calcio, manzana.
II
Calcium enrichment of apple: effects in physic-chemical and structural properties during
air drying
The objective of this research was to evaluate the response of a apple tissue previously
subjected to impregnation (under vacuum (IV) or at atmospheric pressure (IA)) with calcium
as physiological active component, along the air dehydration process, in terms of their
physicochemical and structure properties, in order to develop new apple products that, besides
keeping excellent sensory characteristics, contribute to improve health and/or reduce
population disease risks.
The amount of calcium present in 200 g of fruit IA or IV would satisfy about 11-17% of the
recommended daily intakes (1000 mg) respectively, meanwhile in 50 g of impregnated and
dehydrated fruit to relative water pressure ≈ 0,30, would satisfy about 18-26 % of the
recommended daily intakes respectively. The IA products presented porosity values similar to
those of fresh tissue, developing high values at the end of the dehydration process. On the
other hand, the porosity values of IV products were negligible, developing lower values during
drying. Fortified and non-fortified samples presented the same behavior with regard to
mechanical properties during drying: an increment on maxim rupture force with moisture
decrease, and a diminution and a subsequent increase in rigidity. These effects were more
pronounced in impregnated samples. The decrease in water mobility in impregnates samples
during drying followed a similar profile to non-impregnated ones: a severe decrease,
characterizes by three big populations at high moisture content, by two populations at
intermediate moisture, and by only one at low moisture; there were no important differences in
water mobility between treatments. Impregnation process induced browning, being more
evident during drying, and more severe in IV samples. All these changes could be correlated,
in part, with ultra and micro-structural features. Adition of trehalose to the impregnation
medium resulted in dehydrated products with less structural damages, better textural
characteristics and less browning.
Present results suggest that these impregnation methods could be used to design functional
foods employing fruit and matrices with added calcium.
Key words: impregnation, drying, porosity, mechanical properties, water mobility, color,
structure, calcium, apple.
III
AGRADECIMIENTOS
A mi vieja por estar siempre a mi lado, por su cariño, su apoyo, por aguantar mis locuras y
confiar en mí. Por insistirme en terminar la tesis todas las veces que he querido renunciar.
A mi directora Stella Alzamora por el compromiso, apoyo, dedicación y amistad que me
brindó durante estos años. Nunca dejará de sorprenderme su nivel de conocimiento, su
capacidad de análisis, su paciencia y su entusiasmo.
A todo el grupo de trabajo: Paula, Analía, Sandra, Marcela, Leticia, Silvia, Andrea, Joaquín,
Sebastián, por su compañerismo y apoyo, y por hacer más agradables las jornadas de trabajo.
En especial quiero agradecer a Paula por su amistad y por haberme enseñado y ayudado tanto.
Al personal no docente del Departamento de Industrias, en especial a Carlitos y Julio, por
solucionar todos mis problemas técnicos durante las experiencias.
A la Universidad de Buenos Aires, la Agencia Nacional de Promoción Científica y
Tecnológica y el CONICET por el aporte financiero brindando para la realización de esta tesis.
Especialmente quiero agradecer a mis viejos, abuelos, hermanos, primos, y a Emi, por
aguantarme, y hacerme llorar y reír las veces necesarias.
Silvina
IV
A mi familia, compañeros y amigos
por confiar en mí
V
ÍNDICE
1. OBJETIVOS………………………………………………………………………….......5
2. INTRODUCCIÓN……………………………………………………………………….7
2.1. Alimentos funcionales………………………………………………………………......7
2.1.1. Definición…………………………………………………………………….........7
2.1.2. Tecnologías de obtención de un alimento funcional…………..…………..............8
2.2. Calcio…………………………………………………………………………..............10
2.2.1. El calcio como componente fisiológicamente activo (CFA)……………………..10
2.2.2. Ingestas recomendadas de calcio…………………….…………………………...16
2.2.3. Fuentes alimenticias de calcio…………………………………………................20
2.2.4. Fortificación con calcio de tejidos vegetales……………………………………..23
2.3. Descripción del tejido vegetal……................................................................................23
2.3.1. Estructura tisular………………………………………………………………….24
2.3.2. Estructura y componentes celulares…………………………….………………..26
2.3.2.1. Las pectinas y su interacción con el calcio………….......................................33
2.3.3. La manzana…………………………………………………….............................36
2.3.3.1. Origen, taxonomía e importancia de la manzana………………..…………...36
2.3.3.2. Morfología y estructura tisular de la manzana……………..………………...37
2.3.3.3. Variedad Granny Smith………………………………..……………………..38
2.4. Métodos de desarrollo de productos vegetales funcionales: impregnación con
componentes fisiológicamente activos (CFA)...….........................................................39
2.4.1. Impregnación a presión atmosférica (IA)…………………………………….......40
2.4.2. Impregnación al vacío (IV)…………………………………………....................44
2.4.3. Cambios de calidad durante los procesos de impregnación de tejidos
vegetales……………………………………..…………………….......................47
2.5. Métodos de conservación de productos vegetales: deshidratación…………………….47
2.5.1. Características del agua en sistemas alimenticios………………………..………48
2.5.1.1. Contenido de humedad de equilibrio…………………………….…………...50
2.5.2. Deshidratación en corriente de aire……………………………………................51
2.5.2.1. Cambios físico-químicos durante el secado de tejidos vegetales…………….51
2.5.2.2. Cambios de calidad durante el secado de tejidos vegetales………………….54
2.6. Caracterización de alimentos……………………….………………………………….55
1
2.6.1. Movilidad molecular……………………………………………………………...55
2.6.1.1. Principios básicos de la resonancia magnética nuclear (1H-RMN)…………..56
2.6.1.2. Métodos de determinación de T2……………………………………………..62
2.6.1.3. Movilidad del agua en sistemas alimenticios………………………………...67
2.6.2. Transición vítrea…………………………………………………………………..68
2.6.2.1. Métodos de determinación de Tg……………………………………………..70
2.6.3. Propiedades ópticas……………………………………………………………….71
2.6.4. Propiedades mecánicas……………………………………………………............75
2.6.4.1. Textura, reología y estructura……………………………………...................75
2.6.4.2. Comportamiento reológico de los alimentos…………………….……….......77
2.6.4.2.1. Propiedades mecánicas de alimentos sólidos…………............................79
2.6.4.3. Métodos instrumentales para el estudio de las propiedades mecánicas de
alimentos sólidos..............................................................................................83
2.6.4.3.1. Ensayo de punción…………………………………….............................83
2.7. Relación entre las propiedades mecánicas y los cambios en la estructura de tejidos
vegetales producidos por los distintos tratamientos……………………………….…...86
3. MATERIALES Y MÉTODOS………………………………………………………….91
3.1. Materia prima………………………………………………………………………….91
3.2. Metodología experimental……………………………………………………………..91
3.2.1. Preparación de las muestras……………………………………………..………..91
3.2.2. Preparación del medio de impregnación…………………………………………92
3.2.3. Tratamientos……………………………………………………………………...93
3.2.3.1. Impregnación…………………………………………………………………93
3.2.3.2. Secado………………………………………………………………………..94
3.2.4. Caracterización de las muestras de manzana……………………………………..95
3.2.4.1. Determinación de las isotermas de desorción……………………..................96
3.2.4.2. Determinación de la PVR…………………………………………………….97
3.2.4.3. Determinación del contenido de humedad…………………………………...97
3.2.4.4. Determinación del contenido de calcio………………………………………97
3.2.4.5. Determinación del volumen, la densidad y la porosidad…………………….98
3.2.4.6. Medición instrumental de las propiedades mecánicas……………………....100
3.2.4.7. Análisis por 1H-RMN…………………………………………………….....101
3.2.4.8. Determinación de las transiciones térmicas………………………………...103
2
3.2.4.9. Determinación del color…………………………………………………….103
3.2.4.10. Análisis micro y ultra estructural………………………………………….103
3.3. Análisis estadístico…………………………………………………………………...105
4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN……………………………………………………….107
SECCIÓN I: ESTUDIOS EN MANZANA FRESCA E IMPREGNADA CON
SOLUCIÓN ISOTÓNICA DE GLUCOSA CONTENIENDO SALES DE CALCIO........107
4.1.1. Isotermas de desorción………………………….……………………………….107
4.1.1.1. Manzana fresca (control: C)…………………………………………….......107
4.1.1.2. Manzana impregnada con calcio a presión atmosférica (IA) y al vacío
(IV)………………………………………………………………………….111
4.1.2. Deshidratación en corriente de aire de manzana C, IA e IV………………….....115
4.1.2.1. Aspecto general de las manzanas deshidratadas a diferentes humedades.....115
4.1.2.2. Incorporación de calcio y porcentaje de la IR aportado por las manzanas
deshidratadas a diferentes humedades..……………………………………..118
4.1.2.3. Caracterización micro y ultra estructural de los tejidos de manzana
impregnados con calcio y/ó deshidratados a diferentes humedades……......121
4.1.2.3.1. Manzana control (C)……………………..……………………………...121
4.1.2.3.2. Tejidos impregnados con calcio (IA e IV)………………...……............123
4.1.2.4. Cambios de volumen………………………………………………………..131
4.1.2.5. Cambios en la porosidad………………………………………………........148
4.1.2.6. Cambios en las propiedades mecánicas……………………………………..153
4.1.2.6.1. Manzana control (C)…………...……………………………………….156
4.1.2.6.2. Manzana impregnada con calcio (IA e IV)………...…………………...165
4.1.2.7. Cambios en la movilidad molecular……………………………..……..…...179
4.1.2.7.1. Modelado de las curvas de relajación transversal de los ensayos
de 1H-RMN obtenidas
mediante la secuencia de pulsos CPMG:
determinación y validación del orden del modelo de regresión no lineal....179
4.1.2.7.2. Análisis de los cambios en la movilidad del agua durante el
secado de manzana en corriente de aire….……………………………..183
4.1.2.7.2.1. Manzana control (C)……………………………………..................183
4.1.2.7.2.2. Manzana impregnada (IA e IV)………………………………….....198
4.1.2.8. Transiciones vítreas……………………………………..…………………..217
3
4.1.2.8.1. Manzana control (C)………………………………………………….217
4.1.2.8.2. Manzana impregnada (IA e IV)………………………………………219
4.1.2.9. Cambios en el color…………………………………………………..….….223
4.1.2.9.1. Manzana control (C)……………………………………………….....223
4.1.2.9.2. Manzana impregnada (IA e IV)………………………………………232
SECCIÓN II: ESTUDIOS EN MANZANA IMPREGNADA CON SOLUCIÓN
HIPERTÓNICA DE TREHALOSA CONTENIENDO SALES DE CALCIO……….......246
4.2.1. Isotermas de desorción……………………………….………………………....248
4.2.2. Manzana impregnada y deshidratada a alta y/ó baja humedad………………....250
4.2.2.1. Aspecto general………………………………………..…………………....250
4.2.2.2. Incorporación de calcio y porcentaje de la IR aportado…………….……....250
4.2.2.3. Manzana impregnada y deshidratada a alta humedad……………………....253
4.2.2.3.1. Caracterización micro y ultra estructural……………………………...253
4.2.2.3.2. Cambios en la porosidad……………………………………………....257
4.2.2.3.3. Cambios en las propiedades mecánicas……………………………......257
4.2.2.3.4. Cambios en la movilidad molecular…………………………………...262
4.2.2.3.5. Cambios en el color…………………………………………………....262
4.2.2.4. Manzana impregnada y deshidratada a baja humedad……………………...267
4.2.2.4.1. Caracterización micro y ultra estructural……………………………...267
4.2.2.4.2. Cambios en la porosidad……………………………………………....271
4.2.2.4.3. Cambios en las propiedades mecánicas……………………………......271
4.2.2.4.4. Cambios en la movilidad molecular………………………………..….276
4.2.2.4.5. Transiciones vítreas……………………………………………………276
4.2.2.4.6. Cambios en el color……………………………………………………280
SECCIÓN III: INTEGRACIÓN DE LOS RESULTADOS OBTENIDOS DE LA
CARACTERIZACIÓN FISICO-QUÍMICA Y ESTRUCTURAL DE LOS TEJIDOS
IMPREGNADOS Y DESHIDRATADOS A DIFERENTES HUMEDADES……………283
5. CONCLUSIONES……………………………………………………………………...290
6. BIBLIOGRAFÍA……………………………………………………………………….293
4
1. OBJETIVOS
El desarrollo de alimentos de alto valor nutritivo y/ó beneficiosos para el organismo es uno
de los principales objetivos actuales de la industria alimentaria, que busca ofrecer productos
innovadores para satisfacer las crecientes necesidades del consumidor, cada vez más
consciente de la relación entre determinados componentes alimentarios y la salud. En los
últimos años ha surgido el interés por el diseño de los llamados alimentos funcionales. Éstos
incluyen alimentos con el agregado de componentes fisiológicamente activos (CFA) con el
objeto de facilitar o aumentar el consumo de alguna vitamina, mineral o fitoquímico que pueda
proveer un beneficio adicional a la salud más allá del propósito de nutrir (IOM/NAS, 1994).
Existe ya en el mercado una amplia gama de alimentos funcionales, no muy bien definidos,
que abarca desde nutracéuticos, alimentos diseñados y alimentos medicinales hasta
fitoquímicos. Muchos de estos productos se producen a partir de materiales sintéticos, siendo
las formulaciones resultantes no muy palatables y poco atractivas al consumidor. Un segmento
particular dentro de la suplementación de alimentos es el de los minerales. En particular el
calcio es un nutriente fundamental para la supervivencia y los estudios existentes reconocen
serias deficiencias en las dietas, no sólo en países en desarrollo sino también en los
desarrollados, debido a una ingesta insuficiente o a una absorción pobre (Gibson, 1994). En
Argentina la deficiencia de calcio es casi endémica, debido a causas no ligadas a la situación
económica sino más bien a los hábitos alimentarios: insuficiente consumo en casi todas las
edades y alta ingesta de proteínas, fibra, fosfatos y polifosfatos contenidos en los alimentos
industrializados, que pueden disminuir la disponibilidad de este nutriente (Zeni & Portela,
1988). Los alimentos enriquecidos con minerales disponibles en el mercado son
principalmente lácteos, jugos y cereales. Prácticamente no se encuentran alimentos
enriquecidos a partir de matrices de frutas o vegetales, que además de proveer naturalmente
grandes cantidades de fibra, minerales, vitaminas y otros compuestos imprescindibles para el
metabolismo, permitan la aplicación de técnicas específicas para la introducción de
compuestos bioactivos adicionales, sin destruir la matriz vegetal inicial, y que presenten una
alta biodisponibilidad al momento del consumo.
El objetivo general de esta investigación ha sido evaluar la respuesta de una matriz
frutícola porosa (manzana), sometida previamente a diferentes tipos de impregnación (a vacío
y a presión atmosférica) con calcio como CFA, a lo largo del proceso de deshidratación en
corriente de aire, en sus propiedades físico-químicas y estructurales, de modo de desarrollar
nuevos productos frutihortícolas que, además de mantener características sensoriales de
5
excelencia, contribuyan a mejorar la salud y/ó reducir el riesgo de enfermedades en la
población.
Los objetivos específicos han sido:
A) Caracterizar el comportamiento material de la matriz frutícola fortificada con calcio
(mediante impregnación a presión atmosférica o bajo vacío) a lo largo del proceso de
deshidratación en corriente de aire, a través del estudio de:
1- las propiedades de desorción
2- los cambios de color
3- las propiedades mecánicas
4- la movilidad molecular del agua y de los biopolímeros
5- la transición vítrea
6- la micro y ultra-estructura
B) Integrar los resultados para analizar la respuesta de la matriz a los métodos de
impregnación con calcio y a la deshidratación en corriente de aire con miras al diseño de
productos de frutas fortificadas con calcio de excelente calidad con diferente estabilidad físicoquímica y microbiológica:
1- Frutas autoestables de larga vida útil, conservadas mediante deshidratación en corriente
de aire hasta valores de humedad de monocapa.
2- Frutas de vida útil intermedia o corta, deshidratadas parcialmente a humedades
intermedias (PVR ≈ 0,70-0,85) o altas (PVR ≈ 0,90-0,97), almacenadas a temperatura
ambiente o en refrigeración.
Las frutas totalmente deshidratadas podrán ser consumidas como snacks o incorporadas en
yogurts; las de humedad intermedia y alta podrán destinarse al consumo directo o en productos
de repostería, yogurts, helados, etc.
6
2. INTRODUCCIÓN
2.1. Alimentos funcionales
2.1.1. Definición
La ciencia de la nutrición ha estado tradicionalmente focalizada en identificar una dieta
balanceada, aunque a partir de los últimos años este enfoque ha ido cambiando poniendo
mayor énfasis en adquirir una nutrición optimizada, maximizando la expectativa de vida y su
calidad, identificando ingredientes alimentarios que, cuando son agregados a una dieta
balanceada, mejoran la capacidad del hombre de resistir a enfermedades y mejorar su salud. El
desarrollo de alimentos funcionales manifiesta este cambio en los atributos que poseen y su
relación con la dieta y la salud. Este hecho se ve claramente reflejado en la rápida expansión
del mercado de alimentos funcionales y suplementos dietarios. En este aspecto, el Banco
Internacional Rabo (2001) proyectó un crecimiento mundial del 100% en tan solo 5 años.
Actualmente no existe una definición generalmente aceptada del término "alimento
funcional", y tiende a ser entendido como un concepto más que como un grupo bien definido
de productos alimenticios. La “European Commission‟s Concertes Action on Functional Food
Science in Europe” (FUFOSE) ha propuesto que “…un alimento puede ser considerado como
funcional si se demuestra satisfactoriamente que afecta benéficamente a una o más funciones
requeridas en el cuerpo, más allá de los efectos nutricionales adecuados, de manera que es
relevante para mejorar la salud y/ó para reducir el riesgo de enfermedad. Un alimento
funcional debe permanecer como alimento y debe demostrar su efecto en cantidades que
puedan normalmente ser consumidas en la dieta: no es una pastilla o una cápsula, pero es parte
del patrón normal del alimento…” (Diplock y col. 1999).
Los alimentos funcionales podrían entonces definirse como “cualquier alimento en forma
natural o procesada que, además de sus componentes nutritivos, contienen componentes
adicionales que favorecen la salud, la capacidad física y el estado mental de una persona”
(Vasconcellos, 2001).
El consumo de alimentos funcionales ofrece la oportunidad de ingerir una dieta saludable
balanceada con beneficios adicionales, y este aspecto desafía a la industria alimentaria a
mejorar alimentos existentes y formular nuevos productos innovadores. Por lo tanto estos
alimentos ofrecen al consumidor beneficios a la salud y a la industria nuevas posibilidades de
mercado con productos de valor agregado. De acuerdo a este concepto, los alimentos
7
funcionales pueden ser diseñados y desarrollados tanto como para un público en general como
para grupos especiales tales como deportistas, infantes y pacientes enfermos. Es necesario
aclarar que los componentes funcionales siempre han estado presentes en los alimentos, la
novedad consiste en que a través de las investigaciones han empezado a ser identificados y se
intenta determinar y manipular los beneficios concretos que pueden proporcionar.
Al momento del diseño de nuevos productos dos aspectos importantes deben ser recalcados:
por un lado el valor nutricional tradicional y, por el otro, la bioactividad ó funcionalidad más
allá del valor nutritivo en sí (Tabla 2-1). El primero incluye alimentos diseñados
convenientemente capaces de reemplazar una comida, tales como barras de cereal energéticas
y bebidas y batidos asociados a programas de pérdida de peso, con una composición
nutricional bien balanceada y alimentos fortificados con nutrientes. El segundo aspecto se
refiere a la suplementación ó fortificación de alimentos con componentes fisiológicamente
activos (CFA) tales como prebióticos, probióticos, fitoquímicos, péptidos bioactivos, ácidos
grasos poliinsaturados, etc. Los alimentos diseñados de consumo diario ofrecen una excelente
matriz para el desarrollo de estos productos.
Es importante remarcar que los efectos de estos alimentos pueden ser divididos en:
a) Efectos funcionales: como la modulación metabólica, la atenuación del colesterol, el
equilibrio de la flora intestinal, la modulación inmunológica, la acción antioxidante, etc., que
son acciones metabólicas fáciles de demostrar.
b) Efectos sobre la salud: relacionados con la prevención y cura de enfermedades o
reducción de riesgo de dolencias, que son más difíciles de probar.
2.1.2. Tecnologías de obtención de un alimento funcional
Entre las tecnologías más frecuentemente utilizadas en el desarrollo de alimentos
funcionales se encuentran:
- El mejoramiento de las técnicas tradicionales para la producción de plantas y animales, por
ejemplo la alimentación controlada de animales con el fin de obtener huevos con bajo
contenido de colesterol (Ogasahara y col. 1991).
- El desarrollo de productos genéticamente modificados, por ejemplo arroz modificado con
aumento en el contenido de β-caroteno y hierro (Xudong y col. 2000).
- La ingeniería de la matriz, que apunta a la aplicación del conocimiento de la composición de
matrices alimenticias, sus propiedades y estructura, por ejemplo la tecnología de los coloides
(alimentos geles y emulsiones), extrudados, frituras, tortas, etc. (Fito y col. 1999).
8
Tabla 2-1. Componentes alimenticios funcionales y propiedades fisiológicas correspondientes
Componente
Propiedades fisiológicas propuestas
Varias: requeridas por el cuerpo en pequeñas cantidades para realizar
Vitaminas y
funciones esenciales y se considera que contribuyen a la prevención de
minerales
ciertas condiciones, ej.: calcio y prevención de la osteoporosis,
antioxidantes como defensa ante los radicales libres.
Soluble: disminuye los niveles de colesterol sérico y controla el índice de
Fibra
glucemia. Insoluble: aumenta el tránsito intestinal aliviando ó previniendo
la constipación, demora la absorción de glucosa
Extractos
Varias: Gingseng, guaraná, gingko biloba: alivian la fatiga y el stress,
vegetales
aumentan la atención mental y la concentración.
Prebióticos
Equilibran la flora intestinal, mejoran el sistema inmunológico, alivian la
digestión y disminuyen los signos de constipación
Probióticos
Equilibran la flora intestinal, fortalecen el sistema inmunológico,
previenen enfermedades coronarias.
Péptidos y
Varias, ej.: caseína, inmunoglobulinas, lactoferrina: regulación de la
proteínas
presión arterial, regulación del sistema inmunológico
Ácidos grasos
Previenen enfermedades coronarias, estimulan el desarrollo psíquico.
esenciales
- La mezcla de Componentes Fisiológicamente Activos (CFA) con alimentos tradicionales, el
cual es procedimiento más común en la industria alimenticia, útil para la formulación de
productos líquidos (tales como leche enriquecida con calcio, hierro, vitaminas, etc.), geles
(como yogures) y comidas reestructuradas (como cereales para desayuno, panes, etc.). El
proceso tradicional es mantenido pero la composición del alimento cambia al incorporar el
CFA. Esta tecnología no es apropiada para la producción de alimentos funcionales que tienen
como requisito mantener las características de frescura
(como alimentos con estructura
celular). Los procesos de impregnación de matrices porosas, como el caso de los tejidos
vegetales, por inmersión a presión atmosférica, en condiciones de vacío o por una combinación
de impregnación a vacío seguida de largos periodos a presión atmosférica, pueden ser
empleados para introducir un CFA en un tejido fresco y así obtener un alimento funcional
manteniendo las características de frescura (Alzamora y col. 2005; Fito y col. 2001a). Los
productos de frutas impregnados con el CFA pueden ser comercializados como tejidos
9
mínimamente procesados o pueden ser deshidratados para hacerlos más estables (Fito y col.,
2001a, b).
2.2. Calcio
2.2.1. El calcio como componente fisiológicamente activo (CFA)
El calcio (Ca2+) es un elemento esencial para el cuerpo humano, por lo cual debe ser
obtenido a partir de la dieta. Sus diversas funciones incluyen tanto el mantenimiento de la
integridad del esqueleto como la regulación de la excitabilidad nerviosa, la contracción
muscular y la coagulación de la sangre. (Levenson & Bockman, 1994).
El calcio, en sus diferentes sales, es uno de los componentes más utilizados en la actualidad
en el diseño y desarrollo de alimentos funcionales. El mayor interés de este hecho radica en su
relación con la prevención de la osteoporosis.

Composición y distribución del calcio en el cuerpo humano
El calcio es uno de los elementos más abundante del cuerpo. Teniendo en cuenta la
composición elemental del organismo, se encuentra en la quinta posición luego del oxígeno, el
carbono, el hidrógeno y el nitrógeno; y constituye aproximadamente el 2 % del peso corporal
(Food and Agriculture Organization of the United Nations/ World Health Organization
(FAO/WHO), 2002).
El 99% del calcio corporal se encuentra presente en el esqueleto unido a fosfatos
conformando una estructura cristalina denominada hidroxiapatita cálcica [Ca10(OH)2(PO4)6], y
está embebido en una red fibrilar de colágeno, donde contribuye a la estructura ósea,
constituyendo el 25% de su masa seca. El 1% restante está distribuido entre los dientes y
dentro de las células de los tejidos blandos, con sólo un 0,1% en los fluidos extracelulares
(FEC) en forma ionizada, regulando diferentes funciones metabólicas de gran importancia para
el normal funcionamiento del organismo (FAO/WHO, 2002).

Absorción, metabolismo y homeostasis
El calcio de la ingesta se absorbe en el intestino por dos mecanismos que involucra dos
procesos en función de su concentración: uno activo, saturable, y uno pasivo, no saturable.
Si la ingesta es baja, el calcio es absorbido principalmente por el mecanismo de transporte
activo en el duodeno; en cambio, a ingestas altas, una proporción del mismo se absorbe por
10
transporte activo hasta saturación de las proteínas transportadoras mientras que el resto lo hace
por simple difusión a lo largo de todo el intestino (Heaney y col., 1975; Bronner, 1997).
El calcio absorbido se incorpora a los FEC. El calcio presente en plasma puede penetrar al
esqueleto a través de la vía de formación de huesos. Por otro lado, el plasma también puede
incorporar calcio por mecanismos de resorción desde los huesos, en función de los
requerimientos metabólicos.
Cerca del 1% del calcio óseo se encuentra en permanente intercambio con los FEC, y está
disponible para mantener la homeostasis, conservando la concentración de calcio en plasma en
sus valores normales. Este calcio se almacena principalmente en los extremos de los huesos
largos. Existe además un pequeño porcentaje de calcio que se reabsorbe a nivel renal
proveniente del calcio plasmático que se infiltra en el riñón.
Tanto la absorción de calcio por transporte activo desde el duodeno como el intercambio
entre huesos y los FEC involucran la acción conjunta de una serie de hormonas, entre ellas,
hormonas derivadas de la vitamina D, parathormona y calcitonina. Las hormonas derivadas de
la vitamina D, especialmente la 1,25-dihidroxicolecalciferol (1,25-OH-D3) ó vitamina D3,
producen un aumento en la absorción del calcio intestinal al inducir la síntesis de las proteínas
que participan en el transporte activo del mismo; de ser necesario, también actúan sobre la
resorción ósea. Por otro lado, estas hormonas están implicadas en ciertas funciones
metabólicas en las que participa el calcio. La parathormona actúa también en el incremento del
calcio plasmático, pues se libera al plasma en respuesta a una disminución del mismo
induciendo la producción renal de 1,25-OH-D3, lo cual provoca un rápido aumento en la
absorción intestinal. También actúa sobre la reabsorción renal y la resorción ósea. La
calcitonina tiende a disminuir la concentración de calcio plasmático debido a que actúa en la
captura por parte de las células de los tejidos blandos y en la formación de los huesos
(Bronner, 1997; Beers y col., 2003). La fracción no absorbida se elimina junto al calcio
endógeno a través de las heces; la excreción urinaria de calcio proviene de la fracción de calcio
plasmático que ha filtrado en riñón y que no ha sido reabsorbido, las pérdidas cutáneas ocurren
en forma de sudor y exfoliación de la piel. La actividad física extenuante con sudoración
aumenta las pérdidas, incluso en personas con bajas ingestas. La inmovilidad del cuerpo por
reposo en cama por tiempo prolongado también aumenta las pérdidas de calcio en respuesta a
la falta de tensión sobre los huesos.

Biodisponibilidad
11
El principal requisito para la absorción del calcio es que debe estar presente en el tracto
gastrointestinal en forma hidrosoluble y no precipitado. Cuanto mayor es la necesidad y menor
el suministro por la dieta, más eficaz será su absorción. El aumento de las necesidades en el
crecimiento, el embarazo, la lactancia, deficiencias del calcio y grados de ejercicio que
originan una densidad ósea elevada incrementarán la absorción de calcio.
Diversos factores influyen de manera favorable en la absorción, aunque también existen
otros que la perturban.

Favorecen la absorción:
- Vitamina D: la ingesta adecuada y/ó su síntesis por exposición solar promueven la absorción
como ya se ha detallado previamente.
- pH ácido: aumenta la solubilidad de las sales de calcio.
- Lactosa: estimula la absorción en personas con una provisión normal de lactasa; sin embargo
cuando hay deficiencia de esta enzima, la lactosa inhibe la absorción.
- Lípidos: cantidades moderadas de grasa aumentan el tiempo de tránsito por el tubo digestivo,
lo que permite mayor tiempo para la absorción mineral

Perturban la absorción:
- Ácido oxálico (presentes en la espinaca y acelga), ácido fítico y fibra dietaria (presentes en la
cáscara de granos, semillas y frutas secas) y algunas grasas, con las cuales forman complejos
insolubles. Estas sustancias afectarían la absorción del calcio presentes en el alimento que las
contiene y no al calcio contenido en otros alimentos que son consumidos al mismo tiempo
(Standing Committee on the Scientific Evaluation of Dietary Reference Intakes (SCSEDRI),
1997; United States Department of Agriculture (USDA), 2003)
- Envejecimiento: la eficiencia de la acción de las hormonas implicadas en la absorción tiende
a disminuir con la edad. La absorción neta de calcio en niños y adolescentes se encuentra
alrededor del 60%, mientras que en el adulto la absorción disminuye hasta el 15-20% y más
aún con el aumento de la edad (SCSEDRI, 1997)
- El estrés mental o físico tiende a disminuir la absorción y a aumentar la eliminación. La
motilidad gastrointestinal excesiva disminuye la posibilidad de absorción.

Existen a su vez ciertos componentes que aumentan la excreción del calcio ingerido:
- Sodio: El calcio urinario está relacionado con el sodio urinario, y la administración de sodio
incrementa la excreción de calcio aparentemente debido a que el sodio compite con el calcio
en el mecanismo de reabsorción a nivel renal. La relación sodio/calcio es 1% molar
(FAO/WHO, 2002; Heaney, 1996)
- Proteínas: al igual que el sodio, las proteínas de la dieta, particularmente de origen animal,
12
provocan un aumento del calcio urinario. Alrededor de 1 mg de calcio se excreta en la orina
por cada 1 g de proteína ingerida (Heaney, 1993; Heaney, 1996). Aparentemente los grupos
fosfato y sulfato provenientes del metabolismo de las proteínas animales ingeridas
acomplejarían al calcio a nivel renal (FAO/WHO, 2002).
- Cafeína y teofilina: el efecto está relacionado a la relación de consumo cafeína/calcio. Una
taza de café provoca una pérdida de 3 mg de calcio (Heaney, 1996). Un consumo moderado de
té (dos tazas) ó café (una taza) por día en mujeres jóvenes, cuya ingesta de calcio es adecuada,
no tendría efectos negativos en sus huesos (Massey y col., 1993).
- Ciertos medicamentos: glucocorticoides, diuréticos, laxantes, antiácidos que contienen
aluminio ó magnesio, entre otros.

Rol biológico del calcio
Las sales de calcio se encuentran en el esqueleto formando parte de la estructura del mismo,
contribuyendo a su construcción y mantenimiento, otorgándole rigidez; además, el calcio óseo
constituye el último reservorio del calcio iónico que circula por el plasma. Por otro lado, el
calcio iónico actúa en el organismo regulando gran cantidad de procesos metabólicos, por lo
que dependen del mantenimiento de una concentración adecuada de éste último. Entre ellos se
encuentran (Wardlaw y col. 2004):
- Regulador de la función de transporte de las membranas celulares en donde actúa como
estabilizador de la membrana.
- Regulador de la transmisión de iones a través de las membranas de organelas celulares.
- Regulador de la liberación de neurotransmisores en las uniones sinápticas.
- Mediador intracelular cumpliendo la función de segundo mensajero, por ejemplo, el ion
Ca2+ interviene en la contracción de los músculos.
- Regulador de la transmisión nerviosa y del latido cardíaco.
- Regulador de la función de hormonas proteínicas y de la liberación o activación de enzimas
intra y extracelulares.
- El equilibrio adecuado de los iones de calcio, sodio, potasio y magnesio conserva el tono
muscular y controla la irritabilidad nerviosa.

Rol del calcio en la salud y en la prevención de enfermedades
Osteoporosis: La osteoporosis es un desorden complejo, multifactorial (edad, raza, sexo,
talla corporal, antecedentes familiares, menopausia prematura, ingestión limitada de calcio
durante la vida, ejercicio limitado, tabaquismo, consumo de alcohol y uso prolongado de
13
hormonas tiroideas exógenas en exceso), caracterizado por la reducción asintomática en la
masa del hueso por unidad de volumen (densidad ósea) (DiSilvestro, 2005). La pérdida ósea es
un proceso normal que se inicia en la vida adulta y continúa hasta la vejez. La composición
ósea no varía pero disminuye la masa y su densidad. Cuando la pérdida de esta última se torna
tan aguda que el esqueleto es incapaz de soportar los esfuerzos usuales, se presenta la
osteoporosis, un trastorno que se caracteriza por la presencia de huesos frágiles y porosos que
pueden dar origen a fracturas. Previo a la osteoporosis puede presentarse la osteopenia. Ambas
enfermedades pueden resultar de una ingesta baja tanto de calcio como de vitamina D, de una
baja absorción ó de una alta excreción de calcio. Cuando la ingesta de calcio es baja ó su
absorción es pobre, la fragilidad ósea y las quebraduras ocurren debido a que el organismo
debe utilizar el calcio almacenado en los huesos para mantener normales sus funciones
biológicas, tales como la regulación nerviosa y muscular (DiSilvestro, 2005).
La prevención es preferible al tratamiento, pues es imposible producir elevada densidad
ósea una vez que se presenta la osteoporosis. El tratamiento sólo está limitado a evitar el
avance de la enfermedad. Como el calcio está íntimamente relacionado a la salud ósea, tiene
sentido tomar al calcio como un factor en la prevención de la enfermedad, a pesar de que la
misma es multifactorial por naturaleza. La estrategia principal en la prevención es maximizar
la ganancia de masa ósea durante el período activo de crecimiento y desarrollo óseo y
minimizar su pérdida en la adultez. El pico de masa ósea se alcanza alrededor de los 30 años
de edad, y la pérdida de densidad ósea se acelera en la vejez, principalmente en las mujeres
después de la menopausia (DiSilvestro, 2005). Por esta razón esta enfermedad aparece con
mayor frecuencia en las mujeres postmenopáusicas. En 1993 la Food & Drug Administration
(FDA) autorizó un rótulo para alimentos en relación al calcio y la osteoporosis basado en
adecuada evidencia científica, en el cual declara que una inadecuada ingesta de calcio es un
factor que puede provocar una disminución en el pico de densidad ósea y es considerado un
factor de riesgo de osteoporosis, el rótulo declara que: “La ingesta adecuada de calcio a lo
largo de la vida está relacionada a reducir el riesgo de osteoporosis a través del mecanismo de
optimización del pico de masa ósea durante la adolescencia y la adultez temprana y la
disminución de la pérdida ósea en la edad adulta” (FDA, 1993)
Osteomalacia: La osteomalacia, llamada en ocasiones “raquitismo del adulto”, suele
presentarse por ausencia concurrente de vitamina D y un desequilibrio en la ingestión calciofósforo. Se caracteriza por la incapacidad de mineralización de la matriz ósea que origina una
disminución del contenido mineral del hueso.
Raquitismo: Es una enfermedad relacionada con la mal formación de los huesos en niños
14
debido a una mineralización deficiente de la matriz orgánica. Se la atribuye principalmente a
una deficiencia de vitamina D; como la misma participa en la absorción del calcio se infiere
que el déficit de calcio también puede contribuir al raquitismo. Los huesos raquíticos no
pueden sostener el peso y tensión ordinaria, por lo que resulta en un aspecto de piernas
arqueadas, rodillas confluentes, tórax en quilla y protuberancia frontal del cráneo (DiSilvestro,
2005).
Tetania: Niveles muy bajos de calcio en sangre aumentan la irritabilidad de las fibras y los
centros nerviosos, lo que resulta en espasmos musculares conocidos como calambres, una
condición llamada tetania.
Presión sanguínea: Si bien el calcio participa en muchos procesos fisiológicos que influyen
en la presión arterial, no se ha demostrado hasta qué grado se afectan estos mecanismos por el
calcio de la dieta. Aparentemente tendría un efecto reductor de la presión sanguínea y, por
ende, según varios estudios, disminuiría el riesgo de hipertensión, pero hasta el momento este
efecto es especulativo (DiSilvestro, 2005). Pudiera ser que sólo un grupo menor de hipertensos
“sensibles al calcio” responda a un aumento de su ingestión.
Alteraciones en los lípidos plasmáticos: En varios estudios se ha propuesto que la ingesta
alta de calcio reduciría el colesterol sérico, además de otros efectos en los lípidos del plasma.
El calcio se uniría a los lípidos formando complejos insolubles, lo cual inhibiría la absorción
intestinal del colesterol, reduciría la reabsorción de la bilis, lo cual aceleraría la degradación
del colesterol y disminuiría la absorción de grasas, sin embargo, estos resultados no son
totalmente consistentes (DiSilvestro, 2005).
Regulador del peso corporal: Varios estudios relacionan una ingesta alta de calcio con la
disminución del peso corporal. Se han propuesto dos procesos para explicar este hecho, por un
lado, se conoce que altos niveles de calcio en la ingesta disminuye la secreción de 1,25-OH-D3
y parathormona, lo cual provoca el colapso de las grasas y evita su acumulación en las células;
por otro lado, el calcio acompleja grasas en el tracto digestivo previniendo y/ó disminuyendo
su absorción y eliminándolas en las heces (DiSilvestro, 2005).
Cáncer: Se cree que la ingesta de calcio estaría relacionada con la disminución del riesgo de
contraer cáncer de colon, aunque al momento los estudios no son totalmente consistentes.
Algunos estudios indican que el calcio estaría involucrado en una serie de eventos de señales
complejas que afectaría la estructura y funcionalidad de las células del colon. Ciertos estudios
indican la posibilidad de que el calcio iónico en el lumen acompleje sustancias citotóxicas
hidrofóbicas, particularmente grasas y ácidos biliares, que promueven el desarrollo de cáncer
de colon, y formen jabones de calcio que precipitan en el lumen y se eliminan en las heces, lo
15
cual reduciría la exposición del epitelio intestinal a sustancias potencialmente tóxicas, pero se
requieren mayores estudios para confirmar este efecto (DiSilvestro, 2005).

Toxicidad
Una ingesta elevada de calcio y la presencia de un elevado nivel de vitamina D podría
constituir una fuente potencial de hipercalcemia (elevados niveles de calcio en plasma) lo que
favorecería la calcificación excesiva de los huesos y tejidos blandos, a la vez que podría actuar
como antagonista en la absorción de hierro y zinc. Sin embargo se requieren dosis muy
elevadas de calcio para que se presenten estos efectos. La FAO/WHO (2002) recomienda una
ingesta máxima de 3 g por día.
2.2.2. Ingestas recomendadas
Una dieta adecuada y equilibrada es la que satisface todas las necesidades nutricionales de
una persona para el sostén, reparación, procesos de la vida, y crecimiento o desarrollo. Incluye
todos los nutrientes en cantidades adecuadas y en proporción entre sí. La ausencia de un
nutriente esencial puede afectar la disponibilidad, absorción, metabolismo o necesidades
dietéticas de otros. El conocimiento cada vez mayor de las interrelaciones entre nutrientes
resalta el principio de conservar la variedad de los alimentos a fin de proporcionar la dieta más
completa. Es importante resaltar que cualquier nutriente puede ser necesario o tóxico según la
cantidad administrada, por lo que se debe tener en cuenta que en un cierto rango de ingesta se
cubren las necesidades y que por encima de un cierto valor pueden aparecer signos de
toxicidad.
La mayoría de los documentos definen “Ingestas Recomendadas de Nutrientes” (IR) a las
cantidades promedio diarias per cápita de nutrientes esenciales que, basadas en experiencias
científicas, se consideran suficientes para cubrir las necesidades fisiológicas de la mayor parte
de la población, de un determinado grupo etario. El término IR es una expresión general que
involucra tres tipos importantes de valores de referencia: Dosis Diaria Recomendada (DDR)
Ingesta Adecuada (IA) y Niveles de Ingesta Máximos Tolerables (IMT).
Las DDR recomiendan el promedio diario de ingesta que es suficiente para satisfacer los
requerimientos de un nutriente en un 97-98 %. Una IA se establece cuando no existen
suficientes estudios científicos disponibles para establecer una DDR. Las IA se acercan ó
exceden el contenido necesario del nutriente para mantener el estado nutricional adecuado en
la mayoría de los individuos de una edad específica pertenecientes a un mismo grupo étnico.
16
Por el contrario, las IMT se refieren a la ingesta diaria máxima en la cual no se observarían
efectos adversos. Las cifras de IR de nutrientes y los criterios utilizados no son definitivos,
sino que están en permanente revisión. Desde 1993 las revisiones están a cargo del Comité del
Food & Nutrition Board de los Estados Unidos con el Instituto de Medicina, la Academia
Nacional de Ciencias y el Instituto de Salud de Canadá.
En el caso del Ca2+, el Comité de las IR fijó una Ingesta Adecuada (IA) en lugar de DDR en
base a los siguientes aspectos:
- la incertidumbre inherente a los métodos de balance que forman parte del modelo de máxima
retención,
- la falta de acuerdo entre los datos observados en la población (Food & Nutrition Board;
National Research Council, 1989) y los datos experimentales obtenidos en laboratorio,
- la falta de estudios longitudinales que puedan verificar la asociación entre los datos
experimentales, derivados de la ingesta de calcio para la máxima retención, la pérdida de
masa ósea por períodos prolongados y su secuela clínica sobre la incidencia de fracturas.
Por ello, la IA de calcio representa una aproximación a la ingesta que parecería suficiente
para mantener un adecuado estado nutricional; sin embargo se reconoce que podrían existir
ingestas inferiores adecuadas para algunos grupos. Existe una amplia variación en las ingestas
de calcio entre países y/ó grupos étnicos debido a diferentes hábitos alimenticios, factores
genéticos, estilos de vida, factores geográficos, etc.; sin embargo se observa una relación entre
la ingesta adecuada de calcio, el consumo de proteínas de origen animal y el tipo de alimentos
consumidos diariamente. Las ingestas menores de calcio se encuentran en los países en vías
de desarrollo, como los países asiáticos, africanos y latinoamericanos en donde el consumo de
proteínas animales es bajo respecto a los países desarrollados, Estados Unidos, Canadá y
Europa, en donde su consumo es mayor y la ingesta de calcio es mayor. La Tabla 2-2 muestra
las ingestas de calcio y proteínas provenientes de diferentes fuentes alimenticias en diferentes
regiones del mundo.

Poblaciones en riesgo
A lo largo del crecimiento se requiere un balance positivo de calcio, particularmente
durante los dos primeros años de vida y durante la pubertad y la adolescencia. Estos grupos de
edad constituyen la población en riesgo de déficit de calcio, al igual que las mujeres
embarazadas (principalmente en el tercer trimestre de gestación), en período de lactancia y
postmenopáusicas, y probablemente hombres mayores.
17
Tabla 2-2. Ingestas de proteínas y calcio en diferentes regiones del mundo (1987-1989)
Proteína (g)
Región
Total
Calcio (mg)
Animal
Vegetal
Total
Animal
Vegetal
USA y Canadá
108.7
72.2
36.5
1031
717
314
Europa
102.0
59.6
42.4
896
684
212
Oceanía
98.3
66.5
31.8
836
603
233
Otros desarrollados
91.1
47.3
43.8
565
314
251
Todos desarrollados
103.0
60.1
42.9
850
617
233
África
54.1
10.6
43.5
368
108
260
Latinoamérica
66.8
28.6
38.2
476
305
171
Otros en desarrollo
55.8
22.7
33.1
432
140
292
Todos en desarrollo
59.9
13.3
46.6
344
138
206
Fuente: FAO Yearbook, 1990
Infancia: ciertos estudios indican que la absorción de calcio proveniente de la leche vacuna
es menor que la proveniente de la leche humana. De acuerdo a esta información las
recomendaciones para bebés e infantes son diferentes en función de la fuente de la leche
consumida (Tabla 2-3)
Prematuros: Es necesario proporcionar calcio y fósforo adecuados para la mineralización
ósea óptima de los prematuros en crecimiento, aunque no se han definido con precisión las
raciones recomendadas de estos nutrientes (Greer & Tsang, 1985). Dos tercios del contenido
de calcio y fósforo del cuerpo de los recién nacidos a término se acumula durante el último
trimestre de la gestación. Los prematuros no tienen este depósito mineral intrauterino. Se han
elaborado fórmulas para satisfacer las necesidades de nutrientes y fisiológicas únicas de niños
con peso bajo al nacer, diferentes a las fórmulas estándar. La cantidad y calidad de nutrientes
que contienen estos productos promueve el crecimiento a los índices intrauterinos.
Embarazo: se genera un incremento en la absorción. Las mujeres embarazadas presentan
consecuentemente varios ajustes en el metabolismo del calcio, en gran parte por la influencia
de factores hormonales, de modo de promover la retención progresiva de calcio para satisfacer
el incremento cada vez mayor de las demandas del esqueleto fetal para la mineralización. La
Dosis Diaria Recomendada de calcio durante el embarazo proporciona entre 200 y 300 mg
adicionales sobre lo que se recomienda para mujeres adultas (Tabla 2-3) (Mahan & Arlin,
18
1996).
Menopausia: en la menopausia se presenta una excreción de calcio urinaria más elevada, a
la vez que la absorción del mineral es menor, por lo cual se genera un balance de calcio
negativo que se refleja en una pérdida ósea de un 0,5-1% anual a partir de esta edad para
mantener la homeostasis. Por eso se recomienda una ingesta adicional de calcio de alrededor
de 300 mg en este período para contrarrestar las pérdidas urinarias (Tabla 2-3)
Tabla 2-3. Ingestas recomendadas de calcio (mg/día) en países desarrollados y en desarrollo
basadas en un consumo de 60-80 g y 20-40 g de proteínas de origen animal respectivamente.
Ingesta recomendada (mg/día)
Países
desarrollados
Grupo
Países
en desarrollo
Infantes y niños
0-6 meses
Leche humana
300
300
Leche vacuna
400
400
7-12 meses
400
450
1-3 años
500
500
4-6 años
600
550
7-9 años
700
700
1300a
1000a
19 años hasta menopausia
1000
750
Post-menopausia
1300
800
19-65 años
1000
750
65 +
1300
800
Embarazadas (último trimestre)
1200
800
En Lactancia
1000
750
Adolescentes (10-18 años)
Adultos
Mujeres
Hombres
a
Particularmente durante el desarrollo acelerado
Fuente: FAO/WHO, 2002
19

Recomendaciones por grupos
Los cálculos de los requerimientos propuestos se basan en los estudios existentes que, en su
mayoría, han sido conducidos en los países desarrollados, por lo cual no necesariamente se
aplican a otros países con diferentes hábitos alimenticios y estilos de vida. En forma particular,
la ingesta o no de cualquier nutriente que afecte la absorción ó la excreción de calcio influye
en los requerimientos del mineral; principalmente posee gran influencia la ingesta de altos
niveles de proteína animal y de sodio, y la vitamina D, como ya se ha detallado previamente.
La Tabla 2-3 muestra las ingestas recomendadas según la FAO/WHO para países
desarrollados, en donde el consumo proteico de un adulto es de un 60-80 g, y en vías de
desarrollo, en donde el consumo proteico de un adulto es de 20-40 g de proteínas de origen
animal. Es necesario resaltar que las IR están diseñadas para aplicarse a grupos específicos de
población; sin embargo, pueden utilizarse en forma apropiada para estimar el riesgo de
carencia de nutrientes de personas si se promedian las ingestas durante un tiempo suficiente
(Food and Nutrition Board, 1989). Sería erróneo suponer que las personas cuyas dietas no
satisfacen la DDR necesariamente sufren de desnutrición, ya que la IR incluye el margen de
seguridad que permite variaciones individuales. Por esta razón con frecuencia se utilizan
límites arbitrarios (ej. 75% de IR) como niveles bajo los cuales se considera que la ausencia de
nutrientes individuales es un elemento de riesgo. Tampoco es válido suponer que, si las
ingestas promedio de nutrientes por un grupo de población satisfacen los estándares de IR, no
existe desnutrición en personas dentro de ese grupo. Por ello, la IA de calcio representa una
aproximación a la ingesta que parecería suficiente para mantener un adecuado estado
nutricional.
Estas ingestas pueden alcanzarse con dietas apropiadas. En el caso de patrones alimentarios
asociados con bajo ingreso de calcio (ej.: dietas pobres en productos lácteos ó dietas
vegetarianas) se puede suplementar con alimentos funcionales cuyo elemento funcional sea el
calcio, como es el caso de frutas impregnadas con calcio, evitando o reduciendo de este modo
la suplementación medicamentosa de este nutriente.
2.2.3. Fuentes alimenticias de calcio
Los productos lácteos, principalmente la leche y el yogurt, constituyen los productos que
más aporte de calcio y mejor biodisponibilidad poseen. Sin embargo existen otras fuentes
alimenticias que aportan este mineral, aunque en muy baja proporción, por lo que se requiere
un elevado consumo de estos productos para alcanzar la IR, aunque hay que tener en cuenta la
20
biodisponibilidad del mismo. La Tabla 2-4 muestra algunas fuentes alimenticias comunes, y el
aporte de calcio que provee una porción de cada una de ellas.
Debido a que los vegetales tales como el brócoli y la espinaca poseen sustancias que
disminuyen la absorción del mineral se requieren grandes cantidades de estos alimentos para
obtener la misma cantidad de calcio que posee un vaso de leche, la cual constituye una de las
fuentes más ricas y de fácil absorción. Según la USDA (2003) el contenido de calcio de un
vaso de leche entera equivale a un vaso de yogurt ó a 8 tazas de espinaca hervida ó a 2 ¼ tazas
de brócoli cocido, considerando la diferente biosdisponibilidad de estos alimentos. Por otro
lado, existen actualmente una amplia variedad de alimentos enriquecidos ó fortificados con el
mineral, como es el caso de ciertas bebidas, jugos de frutas, lácteos y cereales.
La ingesta inadecuada de productos ricos en calcio puede explicar porque muchas
poblaciones presentan deficiencias de este mineral.
Tabla 2-4. Fuentes alimenticias y aporte de calcio de una porción de las mismas
Alimento
Calcio (mg)
% IR
Yogurt, bajo en grasas, 1 pote 200 g
277
28%
Yogurt entero, 1 pote 125 g
126
13%
Sardinas, enlatadas en aceite, 90 g
324
32%
Queso Cheddar, 1 porción 45 g
306
31%
Leche, descremada, 1 vaso 200 cc.
290
29%
Leche, entera (3,25% grasa láctea), 1 vaso 200 cc.
280
28%
Queso muzzarella, 1 porción 45 g
275
28%
Espinaca cocida, ½ taza
120
12%
Helado de crema, ½ taza
85
8,5%
Repollo crudo, 1 taza
74
7%
Pan blanco, 1 unidad 30 g
31
3%
Brócoli crudo, ½ taza
21
2%
Pan integral, 1 rodaja
20
2%
Queso crema, 1 cucharada
12
1%
Fuente: USDA, 2003
21

Suplementos
Existen alrededor de 11 suplementos de calcio disponibles en el mercado y cientos de
diferentes formulaciones, consumibles en forma de píldoras ó como componente en alimentos
fortificados. La FDA (1993) ha aprobado una serie de compuestos para ser utilizados como
suplementos basados en los efectos positivos que poseen en la salud ósea. Entre ellos se
encuentran:
Carbonato de calcio: es una forma relativamente insoluble de calcio, especialmente a pH
neutro. Tiene un contenido elevado de calcio (40% p/p) comparada con otras sales de calcio y
es barata. Una dosis muy elevada puede producir problemas gastrointestinales, como
constipación o hinchazón. Por lo tanto, debido a su efecto antiácido, no es aconsejable a largo
plazo en personas con problemas de salud gastrointestinal.
Calcio coral: es un tipo de carbonato de calcio que origina diversas controversias acerca de
su biodisponibilidad y toxicidad, pero no existen investigaciones suficientes para afirmarlas.
Se han detectado elevados niveles de plomo y aluminio que podrían superar los niveles
máximos permitidos de metales.
Citrato de calcio: es una formulación muy popular. Los preparados de citrato tienen un bajo
contenido de calcio (21% p/p) pero son considerados mucho más solubles que el carbonato de
calcio. El ión citrato ayudaría a modular la propensión para el desarrollo de cálculos renales.
Fosfatos de calcio: estos productos son normalmente insolubles y como contiene cantidades
considerables de fosfato, el uso está limitado en pacientes con deficiencia renal crónica.
Gluconato de calcio: tiene un bajo contenido de calcio (9% p/p), pero es el suplemento
utilizado en forma intravenosa para el tratamiento de hipocalcemia. A su vez, es el utilizado en
las fórmulas alimenticias infantiles.
Lactato de calcio: con un contenido de calcio de 13% (p/p), es una fuente soluble apropiada
para la fortificación de leche debido a su aspecto natural, elevada solubilidad y “flavor” neutro.
Es más cara que las sales inorgánicas simples, pero en ratas se ha demostrado que posee mejor
biodisponibilidad a nivel óseo que el carbonato y el citrato (DiSilvestro, 2005; Levenson &
Bockman, 1994)
Muchos profesionales de la salud e investigadores afirman que el citrato de calcio posee una
mejor absorción potencial que los demás suplementos, y que si bien el carbonato está
calificado como el de menor absorción, posee buena funcionalidad, es barato y requiere menor
acomplejamiento debido a una mayor relación de peso calcio/complejo total).
A pesar de que muchas de las sales de calcio son insolubles o parcialmente solubles en
agua, el pH de la flora intestinal y la presencia de otras sustancias en la dieta pueden afectar de
22
manera importante la solubilidad, como ya se ha detallado anteriormente. Los compuestos
orgánicos de calcio son más solubles que los inorgánicos.
En algunos alimentos y bebidas la sal de calcio debe ser soluble. El gluconato o el lactato
son moderadamente solubles, aunque es posible mantener la sal insoluble mediante el uso de
estabilizantes y emulsificantes, como en el caso de la leche y bebidas lácteas, en las que es
necesario mantener el calcio en suspensión.
La mayoría de los productos funcionales desarrollados con calcio han sido bebidas a base
de soja y jugos de fruta, generalmente enriquecidas con calcio y vitamina C. En la mayoría de
los casos el pH de los jugos y las bebidas de fruta está por debajo de 4,5 proporcionando un
ambiente ácido que aumenta la solubilidad de ciertas sales de calcio, aunque la estabilidad a
largo plazo de la sal disuelta es crucial.
2.2.4. Fortificación con calcio de tejidos vegetales
Gras y col. (2003) estudiaron la fortificación con calcio de diferentes tejidos vegetales
(berenjena, hongos y zanahoria) mediante impregnación a vacío, analizando la interacción del
calcio con el tejido y la modificación de las respuestas mecánicas frente a la impregnación. La
capacidad de impregnación con calcio de tejido de manzana por diferentes técnicas
(impregnación a presión atmosférica ó al vacío) y el efecto de estos tratamientos sobre las
propiedades mecánicas fueron estudiados por Anino y col. (2001, 2002, 2003). González
Fesler y col. (2008) estudiaron el efecto de la fortificación de manzana con calcio mediante
técnicas de impregnación, con y sin escaldado previo, en la cinética de secado. Tapia y col.
(2003) aplicaron la impregnación a vacío a cilindros de melón para incorporar calcio y zinc.
Ortiz y col. (2001, 2003) estudiaron el comportamiento de hongos previamente escaldados
durante la impregnación con calcio bajo condiciones de vacío. El escaldado a bajas
temperaturas fue aplicado por Indaco (2005) y por Pérez-López y col. (2002) para fortificar
papa cortada en placas y papaya respectivamente. Por otro lado, González Fesler (2003)
estudió la biodisponibilidad del calcio incorporado en tejido de manzana (por medio de
tratamientos de impregnación a presión atmosférica) mediante estudios con ratas, encontrando
una alta biodisponibilidad (≈ 80 %), lo cual indicaría que la impregnación con sales de calcio
en tejido de manzana es un vehículo para proveer fácilmente calcio absorbible.
2.3. Descripción del tejido vegetal
23
Los frutos usualmente se consideran como el órgano reproductivo de las plantas,
conteniendo las semillas. Poseen generalmente alto contenido de azúcar, acidez relativamente
elevada y perfume pronunciado. Los vegetales generalmente son reconocidos como las partes
no reproductivas de las plantas, como las raíces, hojas o tallos. Sin embargo, la distinción entre
frutas y vegetales no está del todo clara, y el uso común de los términos a veces no coincide
con la clasificación botánica estricta (Edwards, 1999).
2.3.1. Estructura tisular
La estructura de una planta a toda escala es en su mayoría anisotrópica, heterogénea y no
continua, y por lo tanto exhibe una considerable variabilidad en su construcción (Jackman y
Stanley, 1995).
Cada una de las distintas partes de la planta es un órgano de la misma, el cual está
constituido por diferentes tipos de tejidos. Los tejidos pueden definirse como grupos de células
estructural y/ó funcionalmente características. Los tejidos que se componen de un solo tipo de
células se denominan tejidos simples, mientras que aquellos que se componen de dos ó más
tipos de células reciben el nombre de tejidos complejos. El parénquima, el colénquima y el
esclerénquima son simples, mientras que el xilema y el floema son complejos. Estos tejidos se
encuentran en la planta organizados en tres sistemas, revelando una similitud básica de los
diferentes órganos y la continuidad del cuerpo vegetal. Estos sistemas son: 1) Fundamental, 2)
Vascular y 3) Epidérmico (Raven y col., 1992).

Sistema fundamental
Se encuentra compuesto por tres tejidos principales que conforman el elemento básico de la
planta: el parénquima, el colénquima y el esclerénquima, siendo el parénquima el más
abundante.
El tejido parenquimático es el progenitor de todo el resto de los tejidos. Sus células se
encuentran formando masas continuas en la corteza de los tallos y raíces, en el mesófilo de las
hojas y en la pulpa de los frutos, además forman cordones verticales y horizontales en los
tejidos vasculares. Las células parenquimáticas son típicamente células vivas, capaces de
crecer y dividirse. Tienen diversas formas; con frecuencia son poliédricas, pero pueden ser
estrelladas o muy alargadas. El parénquima está implicado en actividades que dependen del
protoplasto vivo, como la fotosíntesis, el almacenamiento de reservas, la cicatrización de
heridas, la regeneración de tejidos, la secreción y la formación de nuevos vástagos y raíces
24
adventicias; además pueden tener un papel en el movimiento del agua y en el transporte de
nutrientes (Raven y col., 1992).
Dependiendo del arreglo espacial y tamaño relativo de las células, el tejido tiene cantidades
significativas (1-25%) de espacios intercelulares llenos de aire que tienen un impacto
considerable en las propiedades mecánicas (Jackman & Stanley, 1995).
El colénquima y el esclerénquima son tejidos mecánicos de sostén de la planta. Las células
del colénquima aparecen formando cordones discretos o cilindros continuos en tallos, hojas,
partes florales, frutos y raíces. La forma de las células varía desde prismática corta a muy
alargada; generalmente tienen paredes desigualmente engrosadas (Esau, 1982). El colénquima
es plástico y se deforma irreversiblemente cuando crece el órgano en que se encuentra (Fahn,
1985). Las células del esclerénquima pueden desarrollarse en cualquier parte del cuerpo
vegetal. Poseen paredes secundarias gruesas, a menudo lignificadas, por lo cual cumplen una
función de refuerzo importante, así como de soporte. Son células muertas y se distinguen dos
tipos celulares: esclereidas y fibras. Las esclereidas varían en forma desde poliédrica hasta
alargada y pueden ser ramificadas. Las fibras generalmente son células largas y delgadas
(Esau, 1982). Las células del esclerénquima tienen propiedades elásticas, al contrario que las
del colénquima que son plásticas (Fahn, 1985).

Sistema vascular
Está compuesto de dos tipos de tejidos conductores, el xilema (conductor de agua) y el
floema (conductor de nutrientes)
El xilema es un tejido complejo que consta de varios tipos de células, de las cuales las más
importantes son los elementos traqueales (traqueidas y tráqueas), que son células muertas
implicadas fundamentalmente en el transporte de agua e iones disueltos, pero además
desempeñan en algún grado una función de sostén (Fahn, 1985). El floema también es un
tejido complejo. Se encuentra en el cuerpo de la planta junto al xilema. Está relacionado con la
conducción y el almacenamiento de nutrientes y con el sostén. (Esau, 1982). Las células
fundamentales del floema son los elementos cribosos, que conducen los productos de la
fotosíntesis. Estos elementos de tubo criboso están unidos por sus extremos (Fahn, 1985).

Sistema dérmico
Se encuentra representado por la epidermis, la cubierta protectora más externa del cuerpo
vegetal. Las células epidérmicas forman una capa continua densamente trabada en la superficie
del cuerpo de la planta proporcionando una considerable protección mecánica. Por otro lado,
25
pueden contener estomas, relacionados con el intercambio gaseoso, y otros tipos de células
especializadas para funciones específicas. Las paredes de las células epidérmicas en las partes
aéreas están recubiertas por una cutícula que minimiza las pérdidas de agua y está formada
mayoritariamente por cutina y cera (Raven y col., 1992).
2.3.2. Estructura y componentes celulares
La célula es la unidad fundamental de todos los organismos vivientes.
Es una unidad dinámica que está permanentemente en intercambio con el medio
circundante, por lo tanto, es un sistema abierto que, si bien siempre se modifica, esencialmente
es siempre el mismo.
Cada célula está constituida por una unidad que se encuentra dentro de la misma llamada
protoplasma, el cual contiene en su interior diversas estructuras subcelulares y está rodeado por
una frágil membrana semipermeable. Cada célula se encuentra aislada de otra célula por una
pared y una membrana celular.
Considerando su grado de organización interna, se distinguen dos tipos básicos de células:
procariontes y eucariontes. Las células eucariontes son características de plantas y animales,
exceptuando las algas azules y las bacterias, poseen un núcleo limitado por una membrana y
otras organelas, mientras que las procariontes carecen de endomembranas y de un núcleo
verdadero (Curtis, 1985).
Una célula vegetal típica consta de una pared celular porosa y delgada, constituida por
microfibrillas de celulosa embebida en una matriz integrada por hemicelulosa y pectina, que
rodea un citoplasma delimitado por una membrana (plasmalema), un núcleo y una gran
vacuola central, rodeada de otra membrana (tonoplasto) que la separa del citoplasma (Figura
2-1). La presencia de pared celular es la característica fundamental que la diferencia de la
célula animal.

Núcleo
El núcleo es el sitio de control de todas las actividades de la célula, actuando como unidad
directora y organizadora de las mismas. Se encuentra conformado por una membrana nuclear,
nucleolos, cariolinfa y cromosomas. La membrana nuclear está constituida por dos membranas
paralelas porosas, separadas por un espacio de grosor variable, que permiten el ingreso y
egreso de macromoléculas. La membrana interna es un simple saco, pero la externa se continúa
con el retículo endoplasmático. Los nucleolos son estructuras granulares, cuya función está
26
NUCLEO
MEMBRANA
NUCLEOLO
NUCLEAR
RETICULO ENDOPLASMATICO
RUGOSO
CLOROPLASTO
CITOPLASMA
RETICULO
VACUOLA
ENDOPLASMATICO LISO
LAMINA MEDIA
ESPACIO
INTERCELULAR
APARATO
DE
PEROXISOMA
GOLGI
MITOCONDRIA
- LAMINA MEDIA
PARED
CELULAR
MEMBRANA PLASMATICA
RICA EN PECTINAS
- PARED RICA EN CELULOSAS / HEMICELULOSAS
Figura 2-1. Esquema de una célula eucariota vegetal.
asociada a la síntesis de ARN ribosomal. La cariolinfa es un líquido claro, incoloro, que se
encuentra esparcido dentro del espacio nuclear. Los cromosomas son estructuras características
de las células eucarióticas, que contienen el material genético celular en forma organizada,
están formados por ADN y su forma varía según el período celular.

Citoplasma
El citoplasma es una solución viscosa conformada mayormente por agua, que se encuentra
en el protoplasma separado de la pared celular por una membrana denominada plasmalema, y
de la vacuola por otra membrana llamada tonoplasto. En el mismo se encuentran embebidas
una serie de estructuras membranosas llamadas organelas, cuyas funciones son fundamentales
en el metabolismo celular. Comprende el retículo endoplasmático, el aparato de Golgi,
mitocondrias, ribosomas, plástidos, sustancias ergásticas, etc. (Fahn, 1985).

Organelas citoplasmáticas
- Retículo endoplasmático (RE): es una estructura tridimensional de membranas en forma de
túbulos continuos plegados. Se encuentran recubriendo cavidades, sinuosidades y canales que
27
corren a través de la célula. El RE rugoso (RER) presenta ribosomas adheridos a su superficie,
mientras que el RE liso (REL) no. El RE comunica el núcleo con el citoplasma a través de sus
membranas. En la célula vegetal, su función principal constituye la síntesis y procesamiento de
proteínas, además de actuar como sistema de transporte intracelular.
- Ribosomas: son pequeñas partículas compuestas de ARN y proteínas que se encuentran en
forma libre en el citoplasma, adheridas externamente a las membranas del RE, en el núcleo, los
cloroplastos y/ó las mitocondrias. Están involucrados en la síntesis de proteínas.
- Aparato de Golgi: es un sistema de pilas de sacos circulares deprimidas, limitadas cada una
por una membrana lisa. Está involucrado en el camino de secreción, recibiendo nuevamente
proteínas y lípidos sintetizados en el RE, y actúa en el ensamblaje de los polisacáridos de la
matriz de la pared celular.
- Mitocondrias: son estructuras ovoides, membranosas, constituidas por proteínas y
fosfolípidos. Constan de dos membranas, externa e interna; la interna forma invaginaciones
dentro de la matriz, ambas poseen, en su superficie, miles de pequeñas partículas responsables
de las actividades químicas de la mitocondria. La función principal de estas estructuras es la
respiración celular, donde, mediante distintos procesos metabólicos, se encargan de extraer la
energía de los enlaces químicos de los nutrientes que llegan a la célula.
- Plástidos: existen diferentes clases, las principales las constituyen los cloroplastos,
cromoplastos y leucoplastos. En los cloroplastos predomina la clorofila y su función está
ligada a la fotosíntesis; además del sistema de captación de luz, los cloroplastos contienen
enzimas que son las responsables de la reducción del carbono del CO2 a un azúcar simple. En
los cromoplastos predominan pigmentos carotenoides. Los leucoplastos no poseen
pigmentación, y actúan acumulando sustancias de reserva.
- Sustancias ergásticas: son sustancias de reserva y materiales de desecho producidos por las
células que no participan en el crecimiento de la misma. Entre éstas se encuentran resinas,
gomas, alcaloides, almidón, algunas proteínas, aceites, etc.

Vacuola
Puede ocupar hasta el 90 % del volumen de una célula madura. Es un compartimento
rodeado por una membrana llamada tonoplasto, y está compuesta principalmente de agua en la
cual están embebidas variadas sustancias orgánicas e inorgánicas tales como iones, azúcares,
proteínas, ácidos orgánicos, taninos, flavonoides y otras sustancias. Su función principal es la
de regular el contenido de agua y sustancias disueltas de la célula, regulando la presión
osmótica, el almacenamiento de sustancias de reserva o la digestión, entre otras. Dentro de una
28
célula puede existir más de una vacuola.

Membranas celulares
Todas las membranas celulares están constituidas por una bicapa fluida de fosfolípidos con
proteínas globulares asociadas que penetran de un lado o del otro de la membrana o se
extienden enteramente a través de la misma, las cuales realizan la mayoría de las funciones y
definen la especificidad de cada sistema de membrana. Los esteroides, como el colesterol,
tienen un importante papel en la regulación de las propiedades físico-químicas de la membrana
regulando su resistencia y fluidez. La bicapa lipídica actúa como una barrera de permeabilidad
selectiva, lo que le permite seleccionar las moléculas que deben entrar y salir de la célula.
La membrana citoplasmática ó plasmalema es una estructura que engloba a la célula, define
sus límites y contribuye a mantener el equilibrio entre el medio intracelular y el extracelular.
La función básica de la misma es mantener el medio intracelular diferenciado del entorno. Esto
es posible gracias a la naturaleza aislante en medio acuoso de la bicapa lipídica y a las
funciones de transporte que desempeñan las proteínas. La combinación de transporte activo y
transporte pasivo hacen de la membrana plasmática una barrera selectiva que permite a la
célula diferenciarse del medio. De esta forma se mantiene estable el medio intracelular,
regulando el paso de agua, iones y metabolitos, a la vez que mantiene el potencial
electroquímico (haciendo que el medio interno esté cargado negativamente).
El modelo de mosaico fluido propuesto por Singer & Nicolson (1972) describe la
organización de lípidos y proteínas dentro de la membrana celular e ilustra cómo los rasgos
mecánicos y fisiológicos de las membranas son definidos por las características físicoquímicas de varios componentes moleculares (Figura 2-2). Las proteínas (en violeta) serían
como "icebergs" que navegarían en un mar de fosfolípidos (en lila). Nótese además que las
cadenas de oligosacáridos (en verde) se hallan siempre en la cara externa, pero no en la interna.

Pared celular
La pared celular se encuentra rodeando externamente al plasmalema. Es una estructura
altamente organizada que contiene aproximadamente 65 % de agua y 35 % de diversos
polisacáridos, proteínas y sustancias aromáticas. La composición y el arreglo molecular de los
polímeros presentes en la pared difiere entre especies, entre tejidos de una misma especie,
entre células individuales y también entre regiones de la pared que rodea a un solo protoplasto
(Carpita & McCann, 2000). Es una estructura dinámica que cambia a lo largo de la vida
celular.
29
Figura 2-2. Esquema del modelo de mosaico fluido propuesto por Singer & Nicolson.
La pared celular primaria nace durante la división celular y rápidamente incrementa su área
superficial durante la expansión de la célula. La laminilla media forma la interfase entre las
paredes primarias de las células vecinas. Finalmente, puede existir una diferenciación: algunas
células elaboran dentro de la pared primaria una pared celular secundaria.
La pared está compuesta principalmente por tres estructuras independientes pero que
interactúan entre sí (Figura 2-3): celulosa y hemicelulosas, pectinas y glicoproteínas
(extensina).
La celulosa es el compuesto mayoritario de las paredes celulares. Está formado por largas
cadenas lineales de D-glucopiranosas unidas por enlaces β (1→4), organizadas en forma de
microfibrillas, en las cuales varias docenas de cadenas de glucosa se encuentran ensambladas
unas a otras por enlaces hidrógeno a lo largo de su longitud (Figura 2-4). La fibrilla elemental
es principalmente cristalina, por lo cual la pared celular es anisotrópica. Muchas de estas
microfibrillas forman haces de microfibrillas que, al engrosarse, pueden verse con microscopio
óptico (Fahn, 1985). La celulosa está asociada a hemicelulosas y sustancias pécticas.
La hemicelulosa es un polímero rígido altamente ramificado en forma de varillas con azúcares
neutros, como el xilano, xiloglucano y mezclas de glucanos β (1→3) o β (1→4) (Carpita &
McCann, 2000). Son el componente principal de unión, y se unen fuertemente en una
conformación lineal con las microfibrillas de celulosa a través de puentes hidrógeno.
Las glicoproteínas también están presentes en un 5-10 % de la masa seca en las paredes
30
MICROFIBRILLAS
HEMICELULOSAS
PECTINAS
EXTENSINAS
DE CELULOSA
Figura 2-3. Representación de la pared celular primaria.
…
PARED
CELULAR
MICROFIBRILLA
DE CELULOSA
HEMICELULOSAS UNIDAS A
A SUPERFICIE Y ATRAPADAS
ENTRE LAS MICROFIBRILLAS
4 nm
DOMINIOS
CRISTALINOS
CADENAS 1,4-β- D-GLUCOSA
ENLACE GLICOSÍDICO β (1→4)
UNIDAD DE CELOBIOSA
Figura 2-4. Estructura y organización de una microfibrilla de celulosa en la pared celular
31
celulares. Se conocen varias de estas proteínas pertenecientes a la pared celular; la más
conocida es la extensina, la cual es rica en hidroxiprolina. Las extensinas están uniformemente
distribuidas a través de la pared celular, a la vez que se entrecruzan con otros polímeros de la
pared celular, y, probablemente, con algunas pectinas, pero no están presentes en la laminilla
media.
La lignina es un polímero de fenilpropanol de variado peso molecular que se encuentra
incrustando las paredes de muchos tipos de células. Está presente tanto en las paredes celulares
como en la laminilla media, pero la mayor concentración se encuentra en la pared secundaria,
donde la polimerización y la formación del material que la compone ocurren a expensas del
contenido de agua (Jackman & Stanley, 1995).
Las sustancias pécticas son polímeros lineales de ácido galacturónico, que contienen un
porcentaje variable de grupos carboxilo esterificados por radicales metilo. Se encuentran
principalmente en las paredes celulares y los espacios intercelulares de los tejidos vegetales,
observándose una alta concentración en la laminilla media, con una disminución gradual a
medida que atraviezan la pared primaria hacia la membrana plasmática. Están conformadas
fundamentalmente por unidades de ácidos D-galacturónico unidos por enlaces β (1→4); sin
embargo, la cadena principal puede contener segmentos con abundantes restos de L-ramnosa, y
también, en pequeñas cantidades, se pueden encontrar D-galactanos, L-arabinanos y
arabinogalactanos. La presencia de estas sustancias (ramnosa, arabinosa y galactosa) en la
cadena principal tiene como consecuencia una desviación de la cadena produciendo una
especie de zig-zag. Por otro lado, parte de las pectinas está ligada a la celulosa, especialmente
en las paredes celulares, bajo la forma de un complejo insoluble en agua llamado protopectina.
El entrecruzamiento de las pectinas puede ocurrir como resultado de acoplamientos oxidativos
con
constituyentes
fenólicos
como
el
ferulato.
Aunque
más
frecuentemente
el
entrecruzamiento de las cadenas helicoidales de homogalacturonanos de las pectinas
desesterificadas puede ocurrir por unión por puentes de Ca2+. Los grupos carboxilo de los
restos galacturónicos pueden encontrarse esterificados en diferentes proporciones por grupos
metilo y los grupos hidroxilo de las posiciones 2 y 3 pueden estar acetilados en pequeñas
cantidades (Fennema, 1996).
Muchas otras sustancias, orgánicas e inorgánicas, así como el agua, están presentes en las
paredes celulares en cantidades que varían según la naturaleza de la célula (Esau, 1982).
Todos estos componentes y el entrecruzamiento de los mismos imparten rigidez a la pared
celular, la cual proporciona protección celular y funciona como sostén mecánico a los órganos
de las plantas, especialmente las paredes gruesas y rígidas. Las mismas actúan en diversas
32
actividades importantes para los tejidos vegetales, a saber: la absorción, transpiración, el
traslado y la secreción (Esau, 1982). Actúa como límite resistente que impide la exagerada
distensión (y la posible ruptura) de la membrana plasmática debido a una entrada excesiva de
agua. No presenta funciones de selectividad como la membrana plasmática y el tonoplasto (que
controlan el paso de sustancias de un compartimiento a otro).
La pared contiene gran número de enzimas capaces de modificar la matriz de polisacáridos.
Entre ellas se incluyen endoglucanasas (capaces de romper la cadena de la matriz de
polisacáridos), glicosidasas (pueden remover cadenas laterales, permitiendo mayores
interacciones entre las cadenas de polisacáridos), transglicosilasas (cortan polisacáridos y
luego los unen), esterasas (permiten remover grupos metilos de las pectinas y rompen uniones
éster entre las cadenas de polisacáridos) y peroxidasas (pueden formar o romper enlaces
fenólicos en la pared). Todas estas enzimas pueden alterar la estructura de la pared y modular
su expansión. La hidrólisis enzimática de la pared puede debilitarla físicamente, pero no
induce la extensión de la misma (Cosgrove, 2001).
Otras enzimas presentes en la pared celular, importantes durante el crecimiento celular, son
las expansinas, las cuales inducen la extensión y la relajación de las paredes celulares aisladas.
Estas enzimas son muy importantes en la conducta reológica durante el desarrollo de las
paredes celulares. La diferencia principal entre las células en desarrollo o no, se observa en la
capacidad de la pared celular para soportar esfuerzos de relajación y permitir la fluencia de sus
polímeros. El crecimiento se termina cuando la maduración de la célula es irreversible y está
acompañado por el aumento de rigidez de la pared celular y por la pérdida de la expresión de la
expansina (Cosgrove, 2001). Los cambios metabólicos están asociados al incremento en la
plasticidad de la pared.
2.3.2.1. Las pectinas y su interacción con el calcio
Una terminología adecuada exigiría que únicamente se denominasen pectinas a las cadenas
poligalacturónicas metiladas al 100%, y ácidos péctinicos a los que contuviesen una
proporción de metilación inferior; el término ácidos pécticos designa a los ácidos
poligalacturónicos exentos de grupos metilo. Sin embargo en la práctica el término pectinas se
emplea tanto para los ácidos pectínicos como para las pectinas propiamente dichas, pues las
pectinas sólo se han logrado en laboratorio, no conociendo su existencia en la naturaleza
(Cheftel & Cheftel, 1999). La longitud de la cadena es variable y puede incluir desde algunas
unidades a varios centenares de ácido galacturónico. Las pectinas contienen zonas
33
parcialmente esterificadas, llamadas lisas (homogalacturonano), las cuales poseen poca o
ninguna ramificación y zonas de distintos grados de polimerización y ramificaciones con alto
contenido de azúcar neutro, llamadas vellosas (ramnogalacturonanos I y II), las cuales a veces
contienen ácido fenólico u otra cadena lateral que facilita el entrecruzamiento (Jackman &
Stanley, 1995).
El grado de esterificación de las pectinas (GE) corresponde al porcentaje de unidades de
ácido galacturónico esterificado por cada cien unidades de la cadena. Según su GE se pueden
clasificar en dos grupos: pectinas de alto metoxilo (HM), si su GE es mayor al 50 %, y
pectinas de bajo metoxilo (LM), si su GE es menor al 50 %. En frutas, la proporción de
metilación varía según la especie, variedad y grado de madurez entre otros factores, siendo los
siguientes algunos de los valores promedio: frutilla, 60 %; pera, 51 %; manzana, 72 % y
mango 78 % (Van Buren, 1991). Según su GE, las pectinas poseen la propiedad de formar
geles bajo distintas condiciones. Las pectinas HM gelifican en un medio con alto contenido de
sólidos solubles, usualmente azúcar en concentraciones > 50 % p/p, y en un rango de pH entre
2,0 y 3,5: si su GE es del 100%, formará geles con la sola presencia de azúcar. En cambio, las
pectinas LM pueden formar geles estables en ausencia de azúcar, pero requieren la presencia
de cationes divalentes, como el calcio, para formar entrecruzamientos moleculares. Sin
embargo, el agregado de 10-20% de sacarosa proporciona geles con mejores características de
textura, más rígidos. Estas pectinas son menos sensibles a los cambios de pH.
Por otro lado, se conoce que la mayor parte del Ca2+ presente en los tejidos vegetales se
localiza extracelularmente en la pared celular, en los pectatos de la lámina media, en las
membranas y, en menor medida, en algunos orgánulos celulares del tejido parenquimático
como la vacuola (Val y col., 1999). En el interior de la célula, el calcio se encuentra en las
vacuolas donde, dado el pH ácido de las mismas, puede precipitar como sales de oxalato,
fosfato, carbonato, sulfato, etc., según las especies. Sin embargo, en el citosol, su
concentración sigue siendo muy baja, pues si bien activa algunas enzimas, muchas otras son
inhibidas frente a concentraciones de calcio superiores a 1 m. En la pared celular, los grupos
carboxilo de las pectinas pueden estar disociados y dar lugar a la formación de puentes de
Ca2+. El calcio es esencial para el mantenimiento de la estructura y el funcionamiento de las
paredes y membranas celulares (Izumi & Watada, 1994). El mantenimiento de la estructura de
la pared celular depende particularmente del enlace del calcio con los componentes pécticos de
la lámina media (Poovaiah, 1986; Quiles y col., 2004). Se ha demostrado que cuando se
agregan iones calcio en exceso, las moléculas de polipectatos forman dímeros en una
conformación de “caja de huevo” en las cuales el calcio interactúa y se combina con los
34
oxígenos de dos cadenas adyacentes formando los puentes de Ca2+ (Figura 2-5), neutralizando
en un 50 % los grupos carboxilos. Sin embargo, si el GE es mayor del 40%, esta dimerización
no ocurre (McFeeters, 1985). Cuando el grado de metilación de las pectinas es bajo, el calcio
es un efectivo agente para mejorar la firmeza del tejido vegetal, formando en estas condiciones
complejos insolubles. En presencia de este ion existe una tendencia al incremento de
formación de gel cuando el GE decrece. Las uniones de calcio incluyen a otros grupos
funcionales además del grupo carbonilo. Existe, por ejemplo, una fuerte interacción entre los
iones Ca2+ y otros átomos de oxígeno de las pectinas; también forma complejos con azúcares
neutros y con los ácidos orgánicos presentes naturalmente en la fruta.
En el tejido vegetal, aproximadamente el 90 % del calcio naturalmente presente en él está
comprometido o en forma insoluble. Cuando los iones Ca2+ son desplazados por agentes
quelantes, existe una pérdida de firmeza y solubilización de las pectinas. Por ejemplo, un tejido
vegetal en presencia de oxalato de amonio, ácido etilendiaminotetraacético (EDTA), y/ó
hexametafosfato de sodio presenta una marcada pérdida de la cohesividad. Esto demostraría
que las uniones Ca2+-pectina son los principales factores que contribuyen a la adhesión celular,
actuando como un cemento intracelular que proporciona firmeza al tejido vegetal (Van Buren,
1991; Alonso y col, 1995). En este sentido, el cloruro de calcio se ha utilizado para mantener
la firmeza de distintos alimentos, como en manzanas enteras (Sams y col., 1993), frutillas
Ca++
Cadenas de pectina
Ca++
Ca ++
Ca ++
++
Ca
Ca ++
Precipitado
Figura 2-5. Formación de pectato de calcio. Agregación de las cadenas de pectina.
35
enteras y en láminas (Rosen & Kader, 1989; García y col., 1996) y en tomates cubeteados
(Floros y col., 1992). El lactato de calcio se ha utilizado como agente potenciador de firmeza
en frutillas (Morris y col., 1985; Main y col., 1986) y en uvas (Baker, 1993).
Además de contribuir a la adhesión célula-célula en la laminilla media y otorgar resistencia
mecánica a la pared celular, por lo que son en gran medida responsables de la textura de frutas
y hortalizas, las pectinas poseen otras funciones: son capaces de retener mucha agua y
participan en la transferencia de agua en las plantas debido a que controlan el tamaño del poro
de la pared celular, proveen carga superficial, la cual regula el pH de la pared y el balance
iónico, y ayudan a moléculas de reconocimiento contra organismos simbióticos, patógenos, e
insectos (Carpita & McCann, 2000).
2.3.3. La manzana
2.3.3.1. Origen, taxonomía e importancia de la manzana
Los manzanos son los árboles frutales cultivados de mayor abundancia en las regiones
templadas del planeta debido a su facilidad de adaptación a diferentes tipos de clima y suelos,
su alto rendimiento, su valor alimenticio y por la calidad y diversidad de productos que se
obtienen en la industria, tales como jugos, bebidas fermentadas, vinagres, jaleas, mermeladas,
purés, conservas, deshidratados, etc. Este frutal pertenece a la familia de las Rosáceas,
subfamilia Pomoideas, especie Pyrus Malus L. Existen numerosas variedades cultivadas de
esta especie, las cuales se clasifican de acuerdo con el color de su epidermis, y dentro de ella
por su precocidad y características de la coloración (intensidad y tipo de color: liso o estriado)
(Agustí, 2004). El origen de las mismas se remonta a la prehistoria; la mayoría provienen de la
variedad Pumila originaria de Europa central y oeste, aunque existen unas pocas pertenecientes
a la variedad Sylvestris originaria del este y sur europeo y sudoeste asiático.
El árbol es de tamaño mediano, fuerte, con una masa foliar abundante. Sus flores son muy
perfumadas. Normalmente presentan cinco pétalos redondeados de color blanco siendo rosado
en el extremo inferior, un cáliz conformado de cinco sépalos puntiagudos, y veinte estambres.
Su ovario presenta cinco lóculos, cada uno con dos óvulos. El receptáculo de la flor participa
sólo en la formación de una pequeña parte basal del fruto. El fruto deriva de un ovario ínfero.
El parénquima externo del fruto se origina a partir del hipanto (o tubo floral). Tanto el cáliz
como los estambres persisten, en forma deshidratada, en el fruto.
En la Tabla 2-5 se muestra la composición de la manzana fresca. Desde el punto de vista
36
Tabla 2-5. Valor nutricional de manzana en 100 g de sustancia comestible
Kcal
Agua (g)
52-58
84-85
Carbohidratos (g)
Proteínas(g)
13,8-15
Lípidos (g)
0,3
Vitaminas
A (UI)
C (mg)
Tiaminag)
70-90
5-8
38-40
Fibra (g)
0,4-0,6
2
Riboflavina (g)
B6 (g)
20-40
30
Minerales
Na (mg)
K (mg)
1
95-116
Mg (mg)
5
Ca (mg)
Fe (mg)
P (mg)
S (mg)
3-7
0,3
9-10
5
Acidos
A. Málico (mg)
A. Cítrico (mg)
A. Oxálico (mg)
270-1020
0-30
1,5
nutritivo, la manzana es una de las frutas más completas y enriquecedoras en la dieta. Un 85%
de su composición es agua, por lo que resulta muy refrescante e hidratante. Los azúcares, la
mayor parte fructosa (azúcar de la fruta) y en menor proporción, glucosa y sacarosa, de rápida
asimilación en el organismo, son los nutrientes más abundantes después del agua. Es fuente
discreta de vitamina E o tocoferol y aporta una escasa cantidad de vitamina C. Es rica en
pectina, fibra abundante en la manzana, que mejora el tránsito intestinal. Entre su contenido
mineral sobresale el potasio y es baja en sodio. El potasio, mineral necesario para la
transmisión y generación del impulso nervioso y para la actividad muscular normal, interviene
en el equilibrio de agua dentro y fuera de la célula (Consumer, 2006)
2.3.3.2. Morfología y estructura tisular de la manzana
La manzana es un pomo globoso, carnoso, con pedúnculo corto y numerosas semillas de
color pardo brillante. La epidermis se viste de una cutícula gruesa con cera que se espesa a
medida que el fruto madura, siendo suave y lustrosa. En los estadíos tempranos de desarrollo
pueden verse todavía estomas en la epidermis, pero dejan de funcionar y se sustituyen por
lenticelas en frutos maduros. Tanto el cáliz como el pedúnculo y las áreas de la piel en sus
alrededores, están cubiertos de un fieltro de pelos suaves. El tejido subepidérmico es
compacto, formado por varias capas de células colenquimáticas de paredes gruesas
tangencialmente alargadas con inclusiones citoplasmáticas proteicas y con ferritina. En las
37
capas ya más profundas hay un parénquima con espacios intercelulares, de células más o
menos ovales y que se orientan tangencialmente según su eje mayor. Esta parte del fruto crece
más intensamente que el resto durante el desarrollo; al principio por intensa división celular y
aumento del tamaño celular, más tarde sólo por esta última razón.
Una capa de células compactas indica el límite del tejido carpelar. La pared del ovario
funciona en un pericarpio parenquimatoso con haces carpelares y en un endocarpo
cartilaginoso que recubre los lóculos, formado de esclereidas alargadas con paredes muy
gruesas y con el lumen celular casi completamente obstruido.
El corte transversal del fruto muestra la presencia de diez haces vasculares principales,
cinco provenientes de los sépalos y cinco de los pétalos. Longitudinalmente se observa que
cada haz forma una onda que comienza en el pedúnculo y termina en el cáliz. Estos hacecillos
vasculares se bifurcan hacia la periferia penetrando por entre el parénquima formando una red;
desde el pedúnculo se originan otros haces primarios que ramifican en la porción inferior del
fruto (Figura 2-6).
Las semillas son ovoides, marrones, muchas veces achatadas y alargadas, puntiagudas hacia
la base y redondeadas hacia el ápice. Contiene un episperma fibroso, un perisperma incoloro y
un delgado endosperma alrededor del embrión. Los cotiledones son ovalados y carnosos.
Tubo floral
Haces vasculares
del carpelo
Endocarpo
Mesocarpo
Exocarpo
Figura 2-6. Corte longitudinal y transversal de una manzana
2.3.3.3. Variedad Granny Smith
38
Semillas
La variedad Granny Smith es de origen australiano. Es una de las más difundidas en el
mundo, luego de Red Delicious y Golden Delicious. Nuestro país es uno de los productores
más importantes junto con Chile, Brasil, Sudáfrica, entre otros. En general requiere de un
clima cálido y luminoso para su cultivo. Los árboles son vigorosos de porte erecto,
desordenados al desarrollar, con fructificación precoz y muy productivos, con tendencia a dar
frutos en la extremidad de las ramas. Se polinizan con la variedad Golden Delicious y suelen
hacerse plantaciones con estas dos variedades exclusivamente debido a la autoesterilidad.
El fruto es de gran calibre, esférico y generalmente simétrico. Tiene color verde intenso que
se vuelve más claro durante la maduración, con numerosas lenticelas de color blanquecino. La
pulpa es de color blanco-verdoso, compacta y de sabor dulce-acidulado. En cuanto a su textura
es muy firme, crujiente y jugosa. Es muy resistente al transporte y al almacenamiento,
conservándose por largos períodos de tiempo en cámara frigorífica. Por estas características se
ha seleccionado esta variedad como objeto de este estudio.
2.4. Métodos de desarrollo de productos vegetales funcionales: Impregnación con
componentes fisiológicamente activos (CFA)
La fortificación de tejidos vegetales con CFA por medio de técnicas de impregnación es un
método eficaz que admite la incorporación de componentes fisiológicamente activos en el
alimento de manera controlada, permitiendo el desarrollo de productos funcionales sin
modificar considerablemente la estructura de la matriz original. Esta técnica es especialmente
útil en el desarrollo de productos que poseen poros internos en los cuales el CFA pueda ser
introducido y mantenido (Fito & Chiralt, 2000; Fito y col., 2001a, b).
La incorporación de CFA en los tejidos vegetales puede realizarse mediante procesos de
impregnación a presión atmosférica (IA), impregnación a vacío (IV) o mediante una
combinación de impregnación a vacío seguido por largos períodos de impregnación a presión
atmosférica. La presión de operación es uno de los factores que afecta la composición y las
características estructurales del producto final.
Durante los procesos de impregnación a presión atmosférica se produce una transferencia
del CFA desde la solución hacia la fruta debido al gradiente de potencial químico entre el
medio y el tejido celular vegetal. La impregnación se produce por lo tanto por un mecanismo
de difusión en donde la estructura celular de la planta actúa como una membrana
semipermeable (Torreggiani, 1993; Torregiani & Bertolo, 2002). En cambio, en los procesos
de impregnación al vacío la solución de impregnación penetra en los poros (espacios
intercelulares) de la matriz vegetal por capilaridad y mediante gradientes de presión impuestos
39
al sistema. Este fenómeno se denomina mecanismo hidrodinámico y en algunos casos permite
una mayor velocidad de transferencia de masa, aunque la efectividad de la IV para la
incorporación de un soluto específico dentro del tejido está limitada por su solubilidad y/o la
porosidad de la matriz vegetal.
Los tejidos vegetales, debido a sus apreciadas propiedades funcionales, nutricionales y
sensoriales podrían ser alimentos ideales para ser fortificadas con calcio. Existen diversos
estudios que demuestran la viabilidad de las matrices vegetales para incorporar compuestos
bioactivos (Betoret y col., 2003; Fito y col., 2001a, b; Gras y col., 2003; Ortiz y col., 2003;
Tapia y col., 2003; Anino y col., 2006).
Los productos impregnados pueden ser comercializados directamente como productos
mínimamente procesados o pueden ser secados para obtener mayor estabilidad (Fito y col.
2001b).
2.4.1. Impregnación a presión atmosférica (IA)
La impregnación a presión atmosférica se produce por transferencia de solutos desde la
solución hacia la fruta debido al gradiente de potencial químico entre el medio y el tejido. La
impregnación se produce, entonces, por mecanismos difusivos en donde la estructura celular
de la planta actúa como una membrana semipermeable. Debido a que la bibliografía acerca del
proceso de impregnación a presión atmosférica es escasa, y dado que los mecanismos de
transporte involucrados en este proceso son los mismos que los de la deshidratación osmótica
(DO), se detallarán los fenómenos que ocurren en la DO, pues en realidad se habla de
impregnación cuando la finalidad del proceso es incorporar solutos y de deshidratación cuando
se desea eliminar agua del producto.
La DO implica al menos dos flujos principales simultáneos en contracorriente: un flujo de
agua del alimento hacia la solución, y una transferencia de solutos desde la solución hacia el
alimento, debido a los gradientes de potencial químico del agua y de los solutos a un lado y
otro de las membranas celulares del tejido que conforma el producto. Dicha membrana es
selectiva, permitiendo al agua fluir libremente a través de ella, pero limitando y/ó restringiendo
el paso de solutos (Torreggiani, 1993). La impregnación se produce entonces por un
mecanismo de difusión debido a las diferencias de potencial químico de los distintos
componentes de la solución de impregnación y del líquido intercelular o intracelular a lo largo
del sistema producto-disolución, en donde la estructura celular de la planta actúa de forma
40
similar a una membrana semipermeable. El flujo de componentes de una fase a otra ocurrirá de
forma espontánea hasta que se alcance la igualdad de potenciales químicos en el sistema.
Se ha comprobado que la velocidad a la que sale el agua del alimento hacia la solución
concentrada es mayor que la del movimiento de los sólidos solubles hacia el interior del
alimento (Karel, 1973; Lenart & Lewicki, 1998; Videv y col, 1990). Por lo tanto, la presión
osmótica del sistema será la fuerza impulsora predominante hacia el equilibrio al comienzo del
proceso. Usualmente las velocidades de flujo de agua son altas durante las primeras dos horas
y la mayor cantidad de sólidos ganados ocurre dentro de los primeros 30 minutos de
tratamiento. A partir de ese punto los flujos se hacen muy lentos (Conway y col, 1983;
Giangiacomo y col., 1987). En cambio, las velocidades de transferencia de masa de sustancias
hidrosolubles nativas (azúcares, ácidos orgánicos, minerales, sales, etc.) que atraviesan la
membrana son muy pequeñas y cuantitativamente despreciables comparadas con las de los
otros flujos (La Font, 1988). La transferencia de solutos intracelulares está muy impedida al
inicio del proceso por la semipermeabilidad de las membranas, al igual que la de los solutos de
la solución osmótica que penetrarán principalmente por capilaridad en los poros (espacios
intercelulares) del tejido y en cierta medida por difusión a través de la fase líquida intercelular
del tejido. A medida que avanza el proceso osmótico, las membranas celulares se
desnaturalizan perdiendo su selectividad al transporte, dependiendo en gran medida de las
condiciones del proceso (Levi y col., 1983; Heng y col., 1990), lo cual permite que el
intercambio de solutos entre la fase líquida del producto y la solución osmótica pueda ocurrir
libremente. Sin embargo, esto no parece ocurrir cuantitativamente a los tiempos usuales de
proceso. De hecho, se ha observado que el flujo neto de azúcares y ácidos nativos del producto
hacia la solución osmótica es prácticamente cero en procesos de hasta 10 h y hay una ganancia
limitada (hasta un 10% en peso) de azúcares externos en el producto (Barat, 1998). En una
situación de ósmosis ideal, existe una membrana semipermeable y las moléculas del solvente
la atraviesan, pero no lo hacen las del soluto (Bolin y col, 1983).
Los factores más importantes que influyen en la velocidad del proceso y las características
del producto final en los tratamientos de impregnación a presión atmosférica son:






Estructura, tamaño y composición de la matriz
Tamaño de las piezas
Composición y concentración de la solución osmótica
Temperatura
Presión
Tiempo de proceso
41
En este sentido, se han estudiado las cinéticas de deshidratación de muchas frutas
considerando las condiciones de proceso (Barat y col., 2001a, b; Cháfer y col., 2001; Giraldo y
col., 2003; Barrera y col., 2004; Ceballos, 2006). En cuanto a la estructura, el tamaño y la
geometría del tejido a deshidratar, se observó que el proceso es más eficaz cuanto mayor sea
la relación superficie/volumen; también el estado de madurez del producto tienen implicancias
directas por su efecto en términos de estructura de la membrana celular, espacios
intercelulares, compactación del tejido, cantidad de sólidos, etc. Se sabe que la concentración y
el tipo de agente osmótico empleado afectan al secado osmótico, así como la temperatura a la
que se realiza el proceso, la agitación del medio osmótico, la relación entre la solución
osmótica y el alimento empleado y las características propias de los diferentes productos
(Farkas & Lazar, 1969; Flink, 1980; Bolin y col., 1983; Lerici, y col., 1985; Dixon, y col.,
1976). La compleja organización celular y la semipermeabilidad de las membranas se ve
alterada cuando el material es sometido a dichos procesos, modificándose las propiedades de
transporte de los tejidos y la naturaleza de los fenómenos de transporte que ocurren en los
mismos (Crapiste y col., 1988; Aguilera & Stanley, 1990). La permeabilidad de la membrana
celular puede modificarse por efecto de la temperatura o presión, lo que facilitaría la entrada de
solutos por difusión (Levi y col, 1983). La amplia variación de la física natural del tejido
vegetal afecta al comportamiento osmótico y al estado final de los productos deshidratados
osmóticamente (Ponting, 1973).
 Comportamiento del tejido vegetal durante la impregnación a presión atmosférica
A efectos prácticos, puede considerarse que la estructura celular consiste en un volumen
intracelular que incluye la vacuola y el citoplasma, un volumen extracelular que contiene la
pared celular y los espacios intercelulares y una membrana plasmática ubicada entre ambos
volúmenes. En muchos trabajos de modelación se considera que la membrana celular carece de
volumen pero combina el tonoplasto, el plasmalemma y el citoplasma en una sola resistencia
denominada resistencia de la membrana celular (Crapiste & Rotstein, 1982). Un tejido vegetal
puede entonces verse como un agregado de células empaquetadas en forma compacta con una
cierta cantidad de espacios intercelulares libres. Prácticamente, todas las células tienen una
parte de su superficie que da a un espacio intercelular, los cuales se encuentran interconectados
(Slatyer, 1967 citado por Le Maguer, 1988).
Cuando se sumerge una célula en una solución hipertónica pierde su turgencia rápidamente,
la vacuola se encoge, el volumen del protoplasma se separa de la pared, y el espacio entre el
protoplasma y la pared se llena con la solución plasmolizante (Noggle & Fritz, 1976, citado
42
por Le Maguer, 1988). La plasmólisis es un fenómeno que ocurre en todas las células vegetales
y se define como la separación del protoplasma de la pared celular debido a la pérdida de agua
(Figura 2-7). El grado de plasmólisis dependerá de la concentración de la solución osmótica.
En cambio, cuando se utilizan soluciones isotónicas la célula mantiene su turgor. Si se
considera que el comportamiento de todo el tejido es el mismo que el de una sola célula, es
obvio que la velocidad de encogimiento o hinchamiento del tejido durante este proceso
dependerá tanto de la difusión extracelular del soluto como de la permeabilidad de la
membrana celular. Sin embargo, si se tiene en cuenta la relación entre células, un cambio en el
medio circundante repercutirá en la primera capa de células e inducirá el flujo del solvente o
soluto desde una célula a la otra a través del simplasma. De esta forma las células cercanas a la
interfase estarán plasmolizadas mientras que aquellas más alejadas permanecerán aún
completamente turgentes (Le Maguer, 1996).
Durante el procesamiento osmótico de tejido fresco, los solutos difunden en el volumen
extracelular y, dependiendo de sus características, pueden o no atravesar la membrana celular e
ingresar al volumen intracelular. Como ya se ha mencionado, la penetración de soluto crea una
diferencia de potencial químico a través de la membrana celular que da lugar a un flujo de
agua desde el interior de la célula hacia el volumen extracelular. El agua fluye entonces hacia
Citoplasma
Movimiento del agua
Pared
Solutos
vacuola
celular
a)
b)
c)
Figura 2-7. a) Célula vegetal turgente. La vacuola central es hipertónica con respecto al fluido
que lo rodea y de esta manera gana agua. La expansión de la célula es contenida por la pared
celular. b) Célula vegetal en solución isotónica: mantiene su turgor, aunque puede comenzar a
marchitarse porque ya no se produce presión de agua en la vacuola. c) Célula vegetal en
solución hipertónica: cede agua al líquido que la rodea y, en consecuencia, su citoplasma se
retrae y su membrana se separa de la pared celular. Se dice que esta célula está plasmolizada.
43
la solución osmótica a través del espacio extracelular. Por consiguiente, durante los procesos
osmóticos hay al menos dos flujos simultáneos en contracorriente: el movimiento de solutos
desde la solución concentrada hacia el tejido y el flujo de agua desde el tejido hacia la
solución. Estos flujos interactúan entre sí de forma que los flujos convectivos y difusivos en el
volumen extracelular se balancean dinámicamente con un frente de solutos que se mueve
desde la superficie del tejido hacia el centro (Yao & Le Maguer, 1996).
Se conocen tres caminos en que un soluto o solvente puede seguir a través de un tejido
sometido a tratamiento osmótico (Molz, 1976). El tranporte apoplástico es exterior a la
membrana celular y puede visualizarse como una difusión de moléculas en la pared celular y
los espacios intercelulares. El transporte simplástico es interior al plasmalemma y se
caracteriza por el movimiento de moléculas de una célula a otra a través de delgados conductos
(plasmodesmos). Finalmente, el transporte transmembrana, tiene lugar a través del mecanismo
osmótico, es un intercambio entre el protoplasma y el espacio libre que comprende el espacio
intercelular y la pared celular (Le Maguer, 1988).
2.4.2. Impregnación al vacío (IV)
La impregnación al vacío de alimentos estructurados porosos consiste en el intercambio del
gas o del líquido ocluido en los poros o espacios extracelulares por una disolución externa,
debido a la acción de un mecanismo hidrodinámico (MHD) promovido por gradientes de
presión (Fito, 1994; Fito & Pastor, 1994).
La técnica de IV permite introducir un soluto deseado directamente al producto a través de
los poros del alimento de un modo controlado. Muchas frutas y vegetales presentan una gran
parte de su volumen total ocupado por gas (Bauman & Hensen, 1983; Calbo & Sommer,
1987), por lo cual son matrices apropiadas para ser sometidas a este método.
El MHD es un mecanismo de transferencia rápida de materia que ocurre en sistemas sólidolíquido y ha sido utilizado para explicar el fenómeno de IV. La IV ocurre en dos etapas, una
etapa de vacío en la cual el alimento es sumergido en el medio de impregnación a presión
atmosférica y se somete al sistema a una presión menor durante un período de tiempo t; y otra
atmosférica en la cual se reestablece la presión en el sistema. Durante la etapa de vacío, el gas
ocluído en los poros de la matriz sólida, que se encuentra sumergida en el líquido, se expande
para equilibrarse con la baja presión impuesta al sistema. Este hecho provoca un flujo de gas
hacia el exterior del alimento, lo cual implica una desgasificación parcial de la estructura del
alimento de acuerdo a la presión aplicada, al mismo tiempo que se relaja la estructura
44
expandiéndose el volumen extracelular, de manera que la expansión del gas termina
parcialmente equilibrándose con la expansión del poro hasta que deja de fluir el gas. Al
alcanzar el sistema el equilibrio de presión puede verse una penetración parcial del líquido
externo por capilaridad, de acuerdo a la tensión superficial del mismo y al diámetro de los
poros. Al restaurar la presión, en la etapa atmosférica, el gas residual de los poros o espacios
intercelulares de la matriz se comprime y el tejido se contrae, produciéndose una entrada
hidrodinámica de la disolución externa (Fito y col., 1996). El nivel de impregnación depende
entonces de la presión con la que se trabaje, pues la misma influye en el grado de
desgasificación alcanzado. La expansión y/ó compresión del gas ocluido en los espacios
intercelulares provoca que este fenómeno sea, al menos en teoría, reversible.
Fito & Pastor (1994) explicaron el proceso IV a través del MHD y del acoplamiento
posterior de los mecanismos de compresión relajación del tejido (Fito y col., 1996), teniendo
en cuenta la estructura porosa de los alimentos y la existencia de gas ocluido en ésta. Este
mecanismo puede visualizarse esquemáticamente en la Figura 2-8, donde se representa los
cambios ocurridos en un poro de la matriz, asimilado como un poro ideal de geometría
cilíndrica. Además del intercambio de materia observado en la IV, se produce también una
clara deformación del producto, debido a las propiedades viscoelásticas de la matriz, lo cual
influye en el nivel de impregnación del líquido, a la vez que afecta de manera importante a las
propiedades mecánicas y estructurales del producto luego del tratamiento, de lo cual se infiere
que el HDM está acompañado de un fenómeno de deformación-relajación (FDR) de la
estructura (Fito & Pastor, 1994).
En el FDR lo que ocurre primero es una expansión del volumen de aire ocluido en la matriz
durante la etapa de vacío, y posteriormente, al restaurar la presión atmosférica, una contracción
del volumen del poro debido a la relajación de la estructura. Este fenómeno, en función de las
condiciones de tratamiento, puede provocar efectos irreversibles en la estructura debido a una
ruptura parcial de las paredes celulares, involucrando pérdida de rigidez del tejido. El aumento
del volumen del poro provoca un mayor nivel de impregnación del líquido externo pero a su
vez presenta un efecto negativo debido a la pérdida de integridad de la matriz. Por lo cual las
presiones y los tiempos de trabajo son críticos en este proceso al momento de diseñar un
producto con las características mecánicas y estructurales deseadas.
Debido a que en el proceso de IV actúa el mecanismo MHD, la ventaja que posee el
método, frente al mecanismo de impregnación netamente atmosférico, radica en que se
optimiza el uso de la superficie interior de los poros como área de intercambio sólido-líquido,
lo cual acelera los intercambios osmóticos a través de las paredes celulares en el interior del
45
t=0;
Poro lleno de gas
Sin líquido exterior
HDM (P=1030mbar)
Sólo por capilaridad
P cambia a 100 mbar
El gas se expande y es
expulsado al exterior
HDM (P=100mbar)
Sólo por capilaridad
Restauración
de
la
presión
atmosférica.
HDM
Capilaridad y diferencia
de presión como fuerza
impulsora
Sólido
Líquido
Gas
Figura 2-8. Pasos típicos en operaciones de transferencia de masa entre un tejido poroso y el
medio de impregnación en condiciones de vacío. Situación de poro ideal. Fuente: Fito, 1994.
producto, y permite, por ende, un mayor nivel de impregnación a tiempos mucho menores.
La impregnación a vacío puede ser considerada como una herramienta en el desarrollo de
frutas y hortalizas mínimamente procesadas (Chiralt y col., 1999). En este sentido, la IV puede
utilizarse para introducir eficientemente en un alimento prácticamente cualquier tipo de
sustancia (Fito y col., 2001a, b), como componentes de interés nutricional (Gras y col., 2003) o
microorganismos prebióticos (Betoret y col., 2003), así como para modificar su pH o actividad
de agua (Muntada y col., 1998) utilizando disoluciones concentradas de ácidos, conservantes o
solutos de diferente peso molecular. Fito y col. (2001a) estudiaron la viabilidad del tratamiento
de impregnación a vacío en el desarrollo de productos fortificados con sales de calcio y hierro
en frutas y vegetales frescos; Fito y col. (2001b) utilizaron solución isotónica para discutir
cómo la IV puede modificar la composición de la matriz porosa, para estudiar su influencia
sobre algunas propiedades físicas y de transporte del tejido de manzana y los cambios
relevantes inducidos en los procesos de deshidratación osmótica y secado en corriente de aire.
Anino y col. (2003) estudiaron la impregnación con calcio en manzanas; Ortiz y col. (2001,
2003) estudiaron la impregnación con calcio en hongos; Gras y col. (2003) analizaron la
46
fortificación con calcio en berenjenas, hongos y zanahorias; Martinez-Monzó y col. (2000)
analizaron los cambios en las propiedades térmicas de manzana debido a la impregnación a
vacío y Mujica-Paz y col. (2003) evaluaron las características de impregnación de algunas
frutas y vegetales en condiciones de vacío.
2.4.3. Cambios de calidad durante los procesos de impregnación de tejidos vegetales
Los cambios provocados en las características sensoriales de las frutas sometidas a
tratamientos de impregnación dependen del nivel de deshidratación y/o impregnación y de la
composición de la disolución. En cuanto a la transparencia y el color de las frutas, pueden
modificarse considerablemente durante el proceso osmótico. Martínez-Monzó (1998), Talens y
col. (2002) y Chiralt & Talens (2005) observaron que las frutas IV se vuelven más traslúcidas.
Por otro lado, puede observarse una pérdida en la turgencia celular, por lo cual pueden verse
afectadas las propiedades viscoelásticas (Talens y col., 2002; Chiralt & Talens, 2005; Salvatori
y col., 2009). Gras y col. (2003) observaron cambios en el comportamiento mecánico de
zanahorias impregnadas con calcio al vacío, aunque en champignón no observaron cambios
significativos.
Sin embargo, y a pesar de todo lo comentado, se puede considerar que la impregnación en
disoluciones concentradas de azúcares a temperaturas suaves es una técnica muy adecuada
para el desarrollo de productos de frutas funcionales, ya que permite la incorporación del CFA
sin daños térmicos, manteniendo al tejido con características organolépticas similares a las del
producto fresco (Lazarides y col., 1999). También la IV con disoluciones isotónicas o en
combinación con tratamientos osmóticos, puede mejorar el rendimiento del proceso en función
de las características del tejido vegetal, como es su porosidad. Asimismo, puede servir como
vía de entrada de sustancias disueltas y/o en suspensión de carácter tecnológico y/o nutricional,
como es el caso de CFA. En cualquier caso, es necesario estudiar cómo afectan estos
tratamientos a la calidad y estabilidad de la fruta.
2.5. Métodos de conservación de productos vegetales: deshidratación
La deshidratación se define como aquella operación unitaria mediante la cual se elimina la
mayor parte del agua de los alimentos, por evaporación, vaporización ó sublimación. La
conservación de alimentos por deshidratación se basa en la reducción de la actividad de agua
(aw) a un valor tal de que se asegure la estabilidad microbiológica, química y enzimática, de
47
modo de prolongar su vida útil.
La operación de secado o deshidratación en corriente de aire es una de las tecnologías de
desecación más utilizadas en el campo de la preservación y el desarrollo de nuevos productos
alimenticios y, aún con el desarrollo de nuevas técnicas (secado al vacío, en microondas,
liofilización, ultrasonido, etc.), muchos vegetales seguirán siendo procesados por el método
tradicional de secado en corriente de aire por ser ésta una operación simple y económica. La
mayor desventaja que presenta este método es que provoca grandes cambios en la
composición, la conformación espacial de los biopolímeros y, por ende, en la estructura,
ocasionando el encogimiento del producto y otorgándole
características pobres de
rehidratación del producto seco, además de generar cambios (deseables o no) en la textura, el
color, el “flavor” y el valor nutritivo.
2.5.1. Características del agua en sistemas alimenticios
En la mayoría de los sistemas celulares, el agua es la molécula más importante, ocupando
entre el 60 al 90 % de la masa celular. En los alimentos está presente en todo sistema e
ingrediente, tanto en el azúcar cristalino (0,04% base húmeda), como en tejidos vegetales (90%
de agua), y tanto su contenido, como su estado y las interacciones que presenta con el resto de
los componentes del sistema, es crítica y determinante del comportamiento del mismo, pues
influye en su estabilidad físico-química, seguridad microbiológica, percepción sensorial,
propiedades mecánicas, y comportamiento durante el procesamiento (Levine & Slade, 1991).
Debido al importante rol del agua en los alimentos, no sólo una disminución ó aumento del
contenido acuoso, sino también los diferentes procesamientos, el almacenamiento y el
transporte pueden afectar drásticamente la calidad del alimento y disminuir su estabilidad
debido a la migración y a la redistribución del agua en la matriz del producto. Por tal motivo
muchos procesos requieren del conocimiento de qué ocurre con el agua y cómo ocurre, para
poder diseñar y controlarlos. Por ejemplo, en el caso de productos vegetales frescos se intenta
mantener el contenido de humedad para preservar la calidad original, pero si se desea extender
la vida útil lo más común es disminuir la humedad inicial a pesar de que la pérdida de presión
de turgor origina una pérdida de la crujencia de estos productos frescos. De modo contrario,
la absorción de agua durante el almacenamiento de un producto vegetal deshidratado, que
supone ser consumido como cracker, puede tornar al producto duro y/ó gomoso. Por lo tanto,
las propiedades físicas del agua tienen un fuerte impacto en el manejo, procesamiento y
almacenamiento de los alimentos.
48
Como ya se ha mencionado, el contenido acuoso y las interacciones del agua con el resto de
los componentes del alimento son factores de gran importancia a tener en cuenta respecto a las
propiedades y factores de calidad del producto. Se ha observado que alimentos con el mismo
contenido de agua difieren significativamente en sus propiedades físico-químicas y su
estabilidad microbiológica. Esta diferencia es atribuible a las diferencias de intensidad con la
que el agua se asocia con los componentes no acuosos (Fennema, 1996). El término actividad
de agua (aw) ha sido desarrollado considerando este aspecto, el cual está basado firmemente en
el equilibrio termodinámico. Considerando un cambio físico-químico, tal como la expansión
isotérmica de un gas, la energía libre molar (dG) está dada por:
dG = V*dP
Ecuación 2-1

y V (volumen molar) puede expresarse en términos de P, de acuerdo a la ley de gases ideales
de Boyle, que provee la siguiente relación:
V = RT/P
Ecuación 2-2
y entonces:
dG = RT*dln P
Ecuación 2-3
integrando esta ecuación, resulta que:
G = RT*ln P + P0
Ecuación 2-4
Donde P0 se refiere a un estado de referencia.
En este desarrollo se ha asumido idealidad del gas. Para la evaporación de agua de una
solución acuosa se puede escribir, en analogía:

w = W0 + RT*ln X
Ecuación 2-5
Donde w es el potencial químico (energía libre molar parcial) del agua en el sistema, y X es
la concentración molar.
49
La ley de Raoult define a las soluciones ideales, en donde X es proporcional a p
(presión parcial de vapor); por tal, en una solución ideal:
w = W0 + RT*ln p
Ecuación 2-6
Aún se asume que el vapor que rodea a la solución es un gas ideal. La condición de idealidad
puede darse en soluciones diluídas. Sin embargo esta ecuación es compacta y fácil de manejar,
y en lugar de agregar términos de corrección, Lewis & Randall (1961) propusieron el concepto
de actividad de agua (aw), tal que la aw es proporcional a p, por tanto:
w = W0 + RT*ln aw
Ecuación 2-7
y entonces:
aw = p/p0]T
Ecuación 2-8
donde:
aw es la actividad de agua
p es la presión de vapor de agua en el alimento a la temperatura T
p0 es la presión de vapor del agua pura a la temperatura T
Como ya se ha advertido, esta igualdad se basa en asumir que el sistema se encuentra en
equilibrio termodinámico con su entorno. Sin embargo, en variados alimentos este aspecto no
es real, como por ejemplo en los productos deshidratados, debido a que la determinación de las
propiedades físicas es dependiente del tiempo. Por ello en estos casos es más correcto usar el
término presión de vapor relativa (PVR) en lugar del término aw.
2.5.1.1. Contenido de humedad de equilibrio
La humedad de equilibrio de un alimento representa la humedad que el material alcanzará
finalmente cuando se lo exponga al aire a una temperatura y humedad relativa fijada, por un
período de tiempo bajo condiciones ideales en las cuales no ocurrirán reacciones químicas ni
microbiológicas que afecten al contenido de humedad. A esta humedad se establece un
equilibrio termodinámico entre el aire y el alimento, y la presión parcial del vapor en el aire
equipara a la presión parcial del vapor en el alimento. La relación entre la humedad de
50
equilibrio y aw puede representarse gráficamente a través de las isotermas de sorción. Las
mismas son de gran utilidad para calcular los valores de humedad de monocapa, predecir la
vida media de alimentos de humedad baja e intermedia, e ilustrar el efecto de la temperatura,
entre otros (Labuza y col., 1970; Labuza, 1980; Simatos & Karel, 1988).
A los fines prácticos, una isoterma puede ser representada por variados modelos
matemáticos empíricos ó semiempíricos; sin embargo, ninguno de ellos es válido en el rango
completo de aw. Los modelos de Brunauer-Emmet-Teller (BET) (Brunauer y col., 1938) y
Guggenheim-Anderson-de Boer (GAB) (van den Berg & Bruin, 1981) son los más difundidos
y aplicados para el cálculo de la humedad de monocapa. El valor de humedad de monocapa
suele ser considerado como el contenido óptimo de humedad para la estabilidad de alimentos
de baja humedad (Labuza y col., 1970). Este valor se encuentra generalmente entre valores de
aw de 0,2 a 0,4. El modelo de BET deriva de un modelo de sorción propuesto originalmente
para la sorción física de un gas inerte en una superficie de un sólido, cuyos dos supuestos son
que la superficie posee un área geométrica fija y que existe una gran diferencia entre la
cantidad de energía liberada cuando una molécula alcanza la superficie del sólido ó cuando
llega a un sitio del mismo que se encuentra cubierto por otras moléculas del gas. De este modo,
el valor de monocapa se visualiza como la cantidad de gas que cubre completamente a la
superficie expuesta del sólido (van den Berg & Bruin, 1981). Este modelo, si bien es aplicable
en un rango limitado de aw (0,1- 0,5) (Labuza, 1968), es efectivo para estimar la cantidad de
agua ligada a sitios polares específicos en alimentos deshidratados, y posee mayor
aceptabilidad por su sencillez en comparación al modelo de GAB, aunque este último es
aplicable en un rango mayor de aw (0,1-0,9) (van den Berg & Bruin, 1981).
2.5.2. Deshidratación en corriente de aire
El secado es un proceso de remoción de humedad debido a la transferencia simultánea de
materia y energía. La transferencia de energía desde el ambiente que rodea al producto provoca
la evaporación de la humedad superficial del material. La humedad puede ser transportada
como líquido a la superficie del producto y posteriormente evaporada, ó bien ser evaporada
internamente y posteriormente transportada como vapor hasta la superficie.
El secado por convección se basa en la transferencia directa de la energía a través de un gas
caliente (aire) no saturado al material y la transferencia de la humedad del producto por
evaporación hacia la fase gaseosa no saturada. El aire caliente actúa como fuente de calor
sensible (que provoca el aumento de temperatura del producto) y latente (utilizado para la
51
evaporación del agua), y, simultáneamente, como transportador del agua evaporada. A tal
efecto, durante la operación de secado, la temperatura y la cantidad de vapor de agua en el aire
varían drásticamente permitiendo la transferencia de materia y energía entre el aire y el
alimento. Durante el secado en corriente de aire bajo condiciones de operación (temperatura,
humedad relativa y velocidad del aire) constantes, el contenido de agua de un producto varía
en el tiempo de proceso hasta alcanzar la humedad de equilibrio del alimento.
2.5.2.1. Cambios físico-químicos durante el secado de tejidos vegetales
El agua es un componente vital en el mantenimiento de la estructura y la integridad
funcional de un tejido vegetal. Como consecuencia de la remoción de la misma a través del
secado por convección, se presentan grandes cambios físico-químicos en la composición y la
conformación espacial de los biopolímeros, debido al empleo de altas temperaturas, exposición
prolongada al oxígeno y a la concentración de sólidos solubles entre otros, lo que provoca
desarreglos y/ó destrucción de la estructura natural, encogimiento, deformación y cambios en
la porosidad tisular, transiciones de fase, cambios en las características reológicas y en la
movilidad molecular, entre otros, los cuales influyen en los cambios observados en la calidad
del producto, a saber: capacidad de rehidratación, textura, color, “flavor” y valor nutritivo.

Cambios microestructurales
A nivel microestructural, se han reportado distintos cambios asociados a la operación de
deshidratación, a saber:
- Modificación de la cristalinidad de la pared celular, desorganización de las microfibrillas de
celulosa y ruptura de la laminilla media (Sterling & Shimazu, 1961; Willis & Teixeira, 1988;
Wang & Brennan, 1995).
- Separación lateral, redistribución y/ó cristalización de los lípidos que conforman las
membranas biológicas, además de la separación y la consecuente agregación de las proteínas
presentes (Chapman, 1994; Wang & Brennan, 1995).
- Pérdida de la funcionalidad del plasmalema y el tonoplasto debido a la pérdida de integridad,
provocando una detrimento importante de la turgencia celular (Pendlington & Ward, 1965).
- Gelatinización del almidón (Wang & Brennan, 1995)
- Incapacidad del protoplasto para expandirse y recuperar su volumen original (Alzamora
1997)
- Encogimiento, deformación y separación celular (Krokida & Maroulis, 1997; Lewicki &
52
Pawlak, 2003).

Encogimiento, deformación y cambios de porosidad tisular
El encogimiento es uno de los principales cambios físicos que ocurren durante el secado y
comienza al inicio del proceso (Witrowa y col., 1998). El encogimiento y la deformación
tisular dependen de la separación y del encogimiento celular. Durante el período de secado
constante, el encogimiento de tejidos vegetales está relacionado casi linealmente con la
disminución del contenido de humedad (Lewicki & Witrowa, 1992; Sjöholm & Gekas, 1995;
Suarez & Viollaz, 1991; Wang & Brennan, 1995). Dependiendo del proceso de secado, los
productos vegetales deshidratados pueden caracterizarse por una alta ó una baja porosidad, y
una alta ó una baja densidad (Tsami y col., 1999; Krokida & Maroulis, 1997). Karathanos y
col. (1996) demostraron que los mayores cambios en la porosidad se desarrollan durante el
período final de secado y que dependen en gran medida del tipo de material y del proceso de
secado.

Cambios en la movilidad molecular
Para entender más fácilmente el papel del agua en los cambios de movilidad de un sistema
alimenticio durante la deshidratación resulta más práctico comprender el efecto inverso, o sea,
qué ocurre durante la rehidratación de un producto seco. El agua actúa como promotor de
movilidad, debido a que disminuye el volumen libre y la viscosidad local, a medida que el
contenido de humedad aumenta desde un sólido seco a una solución (Slade & Levine, 1991).
En un material deshidratado las moléculas de agua están fuertemente adsorbidas físicamente en
la estructura polimérica rígida y casi totalmente inmovilizadas, y se comportan en muchos
aspectos como parte del sólido. Los tiempos de relajación de estas moléculas de agua son
similares a aquellos del agua en el hielo. A medida que aumenta la absorción de agua la
estructura polimérica es plastificada y pasa a través de varios cambios estructurales y
reológicos. La muestra frágil y rígida pasa por un estado de transición tornándose más débil y
plástica. A diferencia del producto seco, las moléculas de agua muestran un marcado
incremento de la movilidad, así como también se incrementa su coeficiente de difusión. Sólo
las dos o tres primeras capas de agua muestran un comportamiento diferente al resto del agua.
Cuanto mayor sea el nivel de hidratación menos viscoso se vuelve el material, aumentando la
movilidad y difusividad de las moléculas, hasta el punto tal que el agua adicional difícilmente
se distinga de la mayoría del agua presente, comportándose en este caso como agua libre ó
ligeramente ligada, la cual presenta gran movilidad.
53

Transiciones vítreas
La evaporación de agua durante la fase final del proceso de secado puede dar lugar a
transiciones vítreas debido a la concentración de los componentes. Además, las cadenas de los
biopolímeros pueden acercarse considerablemente y cambiar de una conformación amorfa a un
estado cristalino. Sin embargo, la viscosidad de la solución concentrada puede ser tan alta que
la cristalización de las moléculas de bajo peso molecular no es posible, y se forma entonces un
estado vítreo. Por lo tanto en un tejido vegetal deshidratado pueden encontrarse dominios
cristalinos y vítreos que le otorgan resistencia mecánica al material (Rao, 2003; Roos, 1991;
Slade & Levine, 1991). La formación de estos estados y la relación entre ellos depende del tipo
de material y su composición química, así como de la velocidad de secado y del contenido de
humedad final.

Cambios en las características reológicas
Los cambios observados en las propiedades mecánicas durante la
deshidratación de
productos vegetales han sido ampliamente estudiados por varios autores
y pueden ser
explicados en parte por los cambios estructurales y la movilidad molecular como se ha
detallado previamente. (Gabas y col., 2002; Krokida y col., 1998a; Krokida y col., 2000;
Lewicki y col., 1997; Lewicki & Lukaszuk, 2000; Lewicki & Jakubczyk, 2004). Los tejidos
vegetales frescos y/ó procesados de alta humedad son generalmente viscoelásticos, mientras
que durante el secado se vuelven cada vez más viscosos, disminuyendo la movilidad y
difusividad de las moléculas, tornándose plásticos, hasta tornarse rígidos, frágiles y
quebradizos a bajos contenidos de agua, adquiriendo una importante resistencia a la
deformación.
2.5.2.2. Cambios de calidad durante el secado de tejidos vegetales
Los cambios físico-químicos observados durante el secado de tejidos vegetales influyen en
los cambios de calidad del producto, a saber: en el “flavor”, el valor nutritivo, el color y la
textura de los mismos.

“Flavor”
Muchos compuestos orgánicos volátiles responsables del aroma del producto poseen puntos
de ebullición menores que el del agua, de modo que a menudo se pierden durante el secado en
corriente de aire. Sin embargo la intensidad con que esta pérdida se produce depende de la
54
temperatura, de la concentración de sólidos en el alimento, de la presión de vapor de esas
sustancias y de su solubilidad en el vapor de agua. Por otro lado, controlando las condiciones
de secado es posible lograr la formación de una capa fina seca superficial en el material
durante el primer período de secado, la cual puede ayudar a retener los aromas debido a que
esta capa posee una permeabilidad selectiva a los mismos.

Valor nutritivo
Los cambios en el valor nutritivo de vegetales deshidratados se relacionan principalmente a
la pérdida de vitaminas debido a las altas temperaturas y la exposición prolongada al oxígeno.
La oxidación de vitaminas liposolubles puede disminuirse secando al vacío ó con el agregado
de antioxidantes. Por otro lado, el ácido ascórbico es muy sensible a las altas temperaturas en
productos de alta humedad, disminuyendo esa sensibilidad con la disminución del contenido
de agua. Para minimizar su pérdida se ha recomendado comenzar el secado a bajas
temperaturas hasta un cierto valor de humedad en el cual su velocidad de degradación
disminuye, y aumentar entonces la temperatura del proceso (Mishkin y col., 1982).

Color
Los cambios de color que se presentan durante la deshidratación no sólo se deben a la
evaporación del agua superficial sino también a ciertas reacciones químicas que ocurren en el
proceso, tales como oxidación y degradación de pigmentos (Stefanovich & Karel, 1982),
pardeamiento enzimático y pardeamiento no enzimático (Voegel-Turenne y col., 1997). Estas
reacciones pueden ser deseadas o no dependiendo del producto, y muchas veces pueden
controlarse utilizando distintos tratamientos físico-químicos, como por ejemplo escaldado ó
sulfitado, y/ó diseñando adecuadamente los diferentes tratamientos.

Textura
Los cambios observados en la textura de un tejido vegetal durante el secado están
ampliamente determinados por los cambios estructurales y reológicos. Los cambios generados
conducen a un alimento cada vez más viscoso, percibiéndose gomoso a humedades
intermedias, hasta tornarse más rígido y quebradizo a bajas humedades. Por otra parte, las
tensiones internas generadas por variaciones localizadas en el contenido de agua durante el
proceso de secado dan lugar a roturas y compresiones que provocan distorsiones permanentes
en las células otorgando al alimento un aspecto arrugado.
55
2.6. Caracterización de alimentos
2.6.1. Movilidad molecular
Los vegetales y otros materiales biológicos consisten básicamente en agua y
macromoléculas. La movilidad molecular de los mismos puede estudiarse en base a la
movilidad de los protones presentes en ellos, la cual depende de las características químicas y
físicas de los compuestos químicos individuales y de las interacciones entre ellos. Como los
protones del agua son los contribuyentes principales a la relajación de los protones totales en el
producto, la interacción entre el agua y las macromoléculas y los solutos es el factor que más
afecta a la movilidad del sistema y, por ende, al proceso de relajación.
La movilidad molecular se puede estimar mediante los tiempos de relajación de la
magnetización nuclear. La espectroscopía de Resonancia Magnética Nuclear (RMN) es una
técnica basada en el registro de la radiofrecuencia de resonancia de los núcleos atómicos
colocados bajo la influencia de un campo magnético externo (B0), al exponerse a un segundo
campo magnético oscilante (B1).
2.6.1.1. Principios básicos de la resonancia magnética nuclear (RMN)
Todo núcleo cuyo número cuántico de espín es distinto de cero (≠0, por ejemplo 13C, 17O,
1
H, 19F), al someterse a un campo magnético puede absorber ó emitir energía como radiación
electromagnética, la cual puede ser detectada por espectroscopía de RMN. El átomo de 1H,
cuyo núcleo está compuesto de un solo protón y con un = ± 1/2, es el más comúnmente
investigado por la técnica de RMN por su facilidad de observación, su alta abundancia y por
encontrarse presente en la mayoría de las sustancias naturales y sintéticas, como agua, aceite,
polímeros y muestras biológicas. Se considera que este tipo de núcleos rotan alrededor de un
eje generando un pequeño campo magnético, cuya fuerza, dirección y sentido está
representado por un vector denominado momento magnético (). Como cualquier objeto
magnético, el posee un polo norte y uno sur, por el que se lo denomina dipolo magnético
nuclear. Cuando el núcleo en cuestión es colocado en un campo magnético estático, B0, el
mismo interaccionará con éste a través de su dipolo, que tenderá a alinearse en la misma
dirección y mismo sentido u opuesto al campo, dependiendo de su número magnético cuántico
(Abrabam, 1960). Al generar la alineación, el torque producido por B0 genera en los núcleos
un segundo fenómeno de precesión (rotación angular) alrededor del eje debido a la atracción
56
del campo magnético externo (Figura 2-9). La frecuencia de precesión es proporcional a la
fuerza de B0 y se la denomina frecuencia Larmor, que está definida como:
= B0
Ecuación 2-9
donde  es la frecuencia (angular) de precesión, B0 es la fuerza del campo magnético estático,
y  es la constante giromagnética característica de cada tipo de núcleo.
La frecuencia angular puede expresarse en unidades de frecuencia, pues = 2, obteniéndose
la famosa ecuación de Larmor:
 = B0/2
Ecuación 2-10
donde  es la frecuencia de resonancia.
Por lo tanto, para un núcleo en particular en un dado campo magnético B0, la frecuencia de
resonancia de RMN (frecuencia Larmor) será característica de la constante giromagnética ,
propia del tipo de núcleo.
Un núcleo cuyo espín está alineado en la misma dirección y sentido que el campo
magnético posee menor energía que un núcleo alineado en dirección opuesta. Como un estado
de menor energía es más estable que uno de mayor energía, existen más núcleos en el nivel
menor que en el superior. La diferencia de población entre ambos niveles es muy pequeña; sin
embargo es esta diferencia de población la utilizada en espectroscopía de RMN (Figura 2-10).
La diferencia de energía ∆E es proporcional a la fuerza del campo y a la diferencia de
población: 
∆E = ħB0
Ecuación 2-11
donde ħ es la constante de Planck‟s dividida por 2
El número de núcleos alineados en el mismo sentido y los opuestos al campo está determinado
por la distribución de Boltzmann:
N/N = e (E/T°)
Ecuación 2-12
donde y  son el número de núcleos en el nivel de menor energía () y en el de mayor
energía (), es la constante de Boltzman y la temperatura.
57
B0
ɵ

Figura 2-9. Precesión de  alrededor del campo magnético B0, formando un ángulo 
N
Mayor
energía
m= - 1/2
m= +1/2
E=
Menor
energía
B0
N
Ausencia de B0
Presencia de B0
Figura 2-10. Representación nuclear de Zeeman de los niveles de energía en un campo
magnético para espines de número cuántico ½.
De acuerdo a los fundamentos mencionados se puede concluir que la técnica de RMN se
basa en inducir la transición entre niveles de energía vecinos por absorción ó emisión de un
fotón con la energía requerida para que ocurra, la cual es aplicada en la forma de un campo
magnético B1 ó pulso de radiofrecuencia (RF) cuya frecuencia coincide con la frecuencia
Larmor y cuya energía equivale al ∆E que causa la absorción ó emisión de energía por parte
del núcleo. A esta frecuencia se la denomina frecuencia de resonancia y está gobernada por la
condición de Bohr (Abrabam, 1960):
∆E = h
Ecuación 2-13
La energía absorbida ó emitida provoca ambas transiciones de los espines, alineados al
58
campo, en la misma dirección y sentido, u opuestos. Como existe una mayor población en el
nivel de menor energía, habrá más transiciones a favor del campo que opuestas a él, dando
como resultado una distribución de los espines fuera del equilibrio. La magnetización neta del
sistema está representada por el vector M, cuya longitud corresponde a la diferencia de
población entre los dos estados (Figura 2-11).
Básicamente, en un experimento de RMN, se coloca la muestra en un campo magnético B0
(aplicado generalmente paralelo al eje Z), lo que provoca que los espines se alineen en el
mismo sentido u opuesto a éste de acuerdo a la distribución de Boltzman. La diferencia de
población entre los niveles da como resultado la magnetización neta, que también apunta en la
dirección del eje Z, representada por el vector Mz. Si el sistema permanece en el campo B0 por
el tiempo suficiente, el número de espines orientados con el campo alcanzará el equilibrio cuyo
valor M0 es la máxima magnetización posible. En este estado no existe nada que provoque que
los espines transversalmente se orienten en una determinada posición en el plano xy, sino que
los mismos precesionan libremente al azar por falta de coherencia de fase, o sea que no existe
una magnetización en el plano transversal, Mxy=0. El segundo paso en el experimento consiste
en la aplicación del pulso de
radiofrecuencia específico mediante un campo magnético
oscilante B1 que produce un torque en el vector de magnetización en dirección perpendicular a
B1 y provoca la rotación del vector desde el eje z al plano xy; el ángulo de rotación depende de
la duración y fuerza del pulso, el cual determina la magnitud de Mxy. Un pulso de 90° focaliza
la magnetización en el plano xy en la cual la magnetización Mxy es máxima; en cambio, un
pulso de 180° invierte la magnetización en la dirección –z, en la cual la magnetización –Mz es
máxima y Mxy=0.
Inmediatamente después de la aplicación de un pulso de 90°, la magnetización neta retornará a
su estado de equilibrio liberando la energía absorbida en forma de una onda de RF. El proceso
de relajación contiene ambos componentes, el longitudinal a través del eje z en donde los
espines retornan a su estado de equilibrio -de menor energía- en posición alineada, y el
transversal en el plano xy en donde se observa la incoherencia de fase. Durante el retorno, la
magnetización neta a través del eje z‟ ó del plano x‟y‟ cambia en el tiempo en la forma de una
recuperación ó decaimiento.
Es un proceso en donde los espines excitados se relajan energéticamente y retornan a su
estado más estable, estado original (en el eje z), y/ó donde los mismos interaccionan entre ellos
y pierden su coherencia de fase (en el plano xy). Estos procesos son denominados procesos de
relajación y pueden ser detectados por el espectrómetro de RMN a través de la energía
liberada.
59
M
B0
Figura 2-11. Modelo del vector de magnetización de protones en presencia de un campo
magnético externo permanente B0.
La magnitud ó intensidad de la señal de relajación transversal en función del tiempo se la
denomina decaimiento libre de la inducción ó FID (“free induction decay”).
De un espectro obtenido de un experimento de RMN como el descripto puede obtenerse
importante información acerca de la muestra analizada, tales como: posición en el espectro,
que provee información del ambiente químico que rodea a los núcleos, y área ó intensidad de
la señal, que es proporcional al número de espines involucrados en la misma.
La capacidad de tornar la magnetización neta a través de un pulso de RF permite manipular
la magnetización de modo tal que las características del núcleo puedan ser detectadas y
observadas. Muchas veces se utiliza una secuencia de pulsos de RF para generar la señal de
magnetización.
La magnitud de Mz y Mxy en el tiempo luego de la aplicación de un pulso de 90° puede
verse en la Figura 2-12. La magnetización a través del eje Z, Mz, indica una recuperación ó
crecimiento de la señal que fue previamente orientada en la dirección del eje y con M z =0
debido al pulso de 90° aplicado. La recuperación de Mz es exponencial y se equilibra
generalmente a M0. La magnetización en el plano xy (Mxy), se encuentra en su máximo valor
(M0), inmediatamente en el instante posterior a la aplicación del pulso de 90° y luego decae
a 0. Se puede decir entonces que existen dos tipos de relajación: longitudinal, ó espín-red,
y transversal, ó espín-espín. Ambos están caracterizados por las constantes de tiempo de
relajación obtenidas en los procesos de relajación. Al tiempo de relajación espín-red se lo
denomina T1, y al espín-espín, T2 (Ruan & Chen, 1998).
Estos tiempos son una función del tipo de espines involucrados y el ambiente físicoquímico que los rodea, o sea, son una propiedad característica y fundamental de la muestra.
Por lo tanto, el análisis de T1 y/ó T2 de una muestra permite estudiar las propiedades físicoquímicas de la misma. Constantes de tiempo grandes indican relajación lenta, y viceversa.
60
M0
Magnetización Mz
ó relajación T1
Mz
Mxy
Magnetización Mxy
ó relajación T2
1T1
1T2
2T1
2T2
3T1
3T2
4T1
4T2
Figura 2-12. Relajación de las señales de RMN luego de un pulso de RF de 90°

Relajación espín-red
Caracteriza la magnitud del valor del vector Mz en retornar al equilibrio, M0. La
relajación espín-red es la interacción del espín nuclear con todo el conjunto de átomos de la
muestra. La red se refiere al ambiente que rodea a los núcleos incluyendo el resto de la
molécula a la que pertenece y otros solutos y solventes. La energía de resonancia de los
núcleos es transferida a varios componentes de la red como energía rotacional, traslacional ó
vibratoria hasta que el equilibrio térmico entre el espín nuclear y la red se haya alcanzado. T1
es una medida de la movilidad rotacional y de las interacciones moleculares, y está
fuertemente afectado por la movilidad de la red. Cuando dos núcleos vecinos se hallan en
diferentes estados magnéticos de energía sus campos magnéticos pueden interactuar
produciendo un intercambio de estados cuánticos. Como consecuencia de la interacción, el
tiempo de vida media de un núcleo excitado se acorta. Cuanto más roten los componentes de la
red a la frecuencia de resonancia, más eficiente y más rápida será la relajación del espín.
Existen muchos procesos físicos que provocan campos magnéticos fluctuantes, de los cuales el
más importante es la interacción dipolo-dipolo.

Relajación espín-espín
Se refiere a la relajación en el plano xy. La relajación espín-espín se realiza a través de
núcleos vecinos. La relajación transversal es un proceso de pérdida de coherencia de fase de
los espines luego de un pulso de RF, que se debe a diferencias en los campos magnéticos
experimentados por momentos magnéticos individuales y a los intercambios energéticos entre
núcleos iguales, lo que concluye en una pérdida de magnetización en el plano xy. Los campos
magnéticos no fluctuantes provocan la relajación transversal. El intercambio químico ó el
61
intercambio mutuo de los estados del espín debido a espines vecinos es la forma típica de
relajación espín-espín, a pesar que las fuentes que contribuyen a la relajación longitudinal
también contribuyan a la relajación transversal. Las diferencias entre campos magnéticos
provienen de dos fuentes: inhomogeneidades del campo B0, y campos magnéticos locales
debido a las interacciones intra e intermoleculares. Al contrario de la relajación longitudinal, la
relajación transversal es un proceso adiabático y la redistribución de energía entre los espines
no cambia al número de núcleos en el nivel mayor de energía.
Existen varias formas en las que los espines excitados relajan alcanzando su estado de
equilibrio con el ambiente:
-
Acoplamiento espín-espín, ó dipolo-dipolo, causado por los momentos magnéticos de
otros dipolos (predominante en núcleos con I =1/2)
-
Relajación paramagnética, causada por los momentos magnéticos de los electrones
desapareados.
-
Protección electrónica por anisotropía, debido a variaciones angulares en la distribución
electrónica del campo B0.
-
Relajación electrónica cuadrupolar, causada por el momento electrónico cuadrupolar de
los núcleos irradiados (predominante en núcleos con I > 1/2)
-
Relajación rotacional del espín, como resultado de los momentos magnéticos
moleculares.
El acoplamiento dipolo-dipolo es el mecanismo dominante en la mayoría de los sistemas, e
involucra a los espines vecinos (dipolos magnéticos), en donde el movimiento de un espín está
acoplado al movimiento de otro. Cada uno de los espines es afectado tanto por el B0 como por
los momentos magnéticos de cada uno de ellos y por la distancia y la orientación relativa entre
los dos espines.
2.6.1.2. Métodos de determinación de T2
Existen variados métodos para determinar T2. La señal es detectada luego de uno ó más
pulsos aplicados. Los tiempos de cada paso durante la aplicación de la secuencia de pulsos es
crítica y de gran importancia para la correcta adquisición de los datos y, por ende, para la
utilidad del análisis y la explicación de los resultados.
T2 describe el decaimiento de Mxy. Con un pulso de 90° se logra la magnetización a lo largo
del eje y, con una magnitud de Mxy = M0. Mxy comienza a disminuir exponencialmente luego
62
de la aplicación del pulso. La curva de decaimiento obtenida es denominada Decaimiento
Libre de la Inducción ó FID, y está representada por la siguiente ecuación:
Mxy
M0*exp (-t/T2)
Ecuación 2-14
Sin embargo, con este método, la magnetización decae más rápidamente que lo predicho
por la ecuación, o sea, que la relajación espín-espín obtenida experimentalmente es menor al
T2 obtenido empíricamente, y se lo denomina entonces T2*. Este hecho se debe a fenómenos de
heterogeneidad del campo, fenómenos de difusión, etc.
Si el campo magnético no es perfectamente homogéneo, los núcleos ubicados en diferentes
lugares de la muestra experimentarán diferentes valores de campo y rotarán a distintas
frecuencias apuntando en diversas direcciones, en este caso se dice que los espines están
desfasados, y el vector magnetización es menor al obtenido en un sistema magnético
homogéneo. En cambio, si todos los espines rotan a la misma frecuencia apuntando en la
misma dirección durante todo el proceso de relajación, se dice que los espines están en fase ó
mantienen la coherencia de fase, a pesar de que los vectores de magnetización se contraigan en
el tiempo debido a la relajación. Esto se logra generando y conservando la homogeneidad del
campo. De este modo, la magnetización neta del sistema de espines equivale a cualquier espín
en el sistema, y se puede decir entonces que se está frente al verdadero T2. En el caso anterior
la relajación obtenida obedece a T2*, el cual incluye la contribución natural de las interacciones
moleculares, T2, y la proveniente de las inhomogeneidades de campo, T2m, según la siguiente
ecuación (Ruan & Chen, 1998):
1/T2* = 1/T2 + 1/T2m
Ecuación 2-15
Sin embargo es imposible determinar T2m con un simple pulso de 90°, por lo cual se han
desarrollado diferentes métodos para la determinación de T2, los cuales involucran pulsos
adicionales luego del pulso de 90°. Lo más común es retornar la coherencia de fase de la
magnetización luego del pulso inicial. Uno de esos métodos es el desarrollado por Hahn (1950)
denominado secuencia de ecos de espín (EE), y que consiste en la aplicación de dos pulsos,
uno de 90° seguido de uno de 180°, de la siguiente forma: 90°--180°, donde  es el tiempo
entre los dos pulsos (Figura 2-13). El segundo pulso refocaliza la señal remanente al tiempo
2 y la amplitud del eco a este tiempo es proporcional a la cantidad de protones que no han
decaído al tiempo . Los principios de este método pueden observarse en la Figura 2-14, en
63
Pulso 90°
Pulso 180°
Eco de espín
FID


Tiempo
Figura Figura
A… 2-13. Secuencia de Ecos de espín (90°--180°)
f
-y´
y´
-y´
y´
-y´
y´
s
x´
x´
(A)Equilibrio
(B) Pulso 90°
x´
(C) Desfasaje
Tiempo 
Tiempo=0

f
s
f
-y´
y´
s
-y´
y´
s
x´
(D)Pulso 180°
-y´
y´
f
x´
(E) Refasaje
x´
(F) Desfasaje
Tiempo Tiempo 2Tiempo ˃
> 2
Figura 2-14. Principios del método de Ecos de Espín.
donde se detallan los diversos acontecimientos:
(A) Cuando los espines son sometidos al campo magnético estacionario B0, todos ellos se
alinean con B0 en la dirección z.
(B) Luego de la aplicación del pulso de 90°, todos los espines se alinean a lo largo del eje y,
64
obteniendo un valor de Mxy≠ 0.
(C) Mxy comienza a decaer debido a la relajación T2 y a la heterogeneidad del campo
magnético. Esta heterogeneidad provoca que los espines individuales precesionen con
diferentes frecuencias, dando como resultado una pérdida de la coherencia de fase y se
distribuirán a lo largo del plano x‟ y‟.
(D) Si luego del tiempo  se aplica un pulso de 180°, los spines girarán 180° en el eje x‟
(E) Como los espines continúan precesionando a las mismas frecuencias individuales
anteriores, todos ellos recuperarán la fase nuevamente al tiempo 2 orientados en la dirección
-y‟.
(F) La continua precesión de los espines provoca que los mismos pierdan nuevamente la
coherencia de fase. Este hecho provoca una señal de FID que alcanza su máximo al tiempo 2.
Esta señal se llama eco de espín ó amplitud del eco de espín.
Sin embargo, el proceso de desfasaje no se debe exclusivamente a la heterogeneidad del
campo, sino también a la relajación transversal natural de tiempo T2. Si el pulso de 180° se
aplica a tiempos diferentes se observa el decaimiento en la amplitud de EE, caracterizado por
T2.
Una desventaja de este método es que está limitado en su rango de aplicación debido al
efecto de difusión molecular (Ruan & Chen, 1998). Si un núcleo se traslada de una parte
heterogénea del campo a otra, la amplitud del eco se reduce. Debido a éste problema se
desarrollaron otras secuencias. Carr & Purcell (1954) propusieron una variación del método
anterior en la cual se reduce drásticamente el efecto de difusión. Este método se basa en la
aplicación de un primer pulso de 90° a tiempo 0, seguido de una serie de pulsos de 180° a
tiempos 35, que provoca la refocalización de los espines, que producen ecos a tiempos
2, 4, 6…, hasta que decae la intensidad del eco hasta desaparecer su señal. Sin embargo, la
falta de precisión en la amplitud del pulso de 180° puede dar lugar a errores en la magnitud del
eco de espín, lo cual puede ser acumulativo, tornándose más serio a medida que aumentan los
pulsos de 180° en la secuencia Carr-Purcell. Esta secuencia fue modificada por Meiboom &
Gill (1958) para eliminar errores. La secuencia Carr Purcell Meiboom Gill, ó CPMG, es el
método más común para la determinación de T2. Esta secuencia minimiza la pérdida de
coherencia de fase debido a heterogeneidades. La misma utiliza la misma secuencia anterior,
pero el pulso de 180° es aplicado a lo largo del eje +y‟. Así, las refocalizaciones siguientes son
a lo largo del eje y‟, y todos los ecos son positivos. La desventaja del método CPMG es que
demora más tiempo y no es adecuado para detectar los espines que relajan tan rápido que su
65
señal desaparece antes de que comience la adquisición de datos, pues esta secuencia comienza
a adquirir datos una vez que la señal del sólido ha decaído. Por lo tanto, el método de un solo
pulso de 90° es útil para obtener la información del componente más veloz en decaer,
correspondiente al sólido. Fullerton & Cameron (1988) determinaron que para muestras
sólidas, T2 es tan corto que la relajación aparente debido a heterogeneidades de campo, T2m, no
es importante y T2 es aproximadamente igual a T2*.

Comportamientos del proceso de relajación
La señal de RMN proveniente de la aplicación de un pulso de 90° ó FID generalmente
decae exponencialmente, por tal motivo el decaimiento puede ser descripto mediante una
función exponencial (Ecuación 2-16), aunque también puede ser descripto mediante una
función Gaussiana (Ecuación 2-17). Las constantes de tiempo se determinan a partir de las
curvas de decaimiento.
I = A*exp (-t/T2)
I = A*exp (-t/T2)2
Ecuación 2-16
Ecuación 2-17
donde:
I: intensidad de la señal al tiempo t
A: amplitud de la señal
T2: tiempo de relajación espín-espín
Si luego de la aplicación del pulso hay varios tipos de protones decayendo a diferentes
tiempos, cada uno de ellos estará caracterizado por su propio T2, y cada uno contribuye a la
suma total de las características del decaimiento. La curva del FID puede ser expresada como
la sumatoria de dos componentes: la componente sólida y la líquida. Generalmente la
componente sólida se caracteriza por una función Gaussiana mientras que la líquida por una
función exponencial (Le Botlan & Ouguerram, 1997; Ruan & Chen, 1998), por lo tanto:
I = As*exp [-(t/T2S)2] + AL*exp (-t/T2L)
Ecuación 2-18
donde:
I: intensidad de la señal del protón al tiempo t
T2S: tiempo de relajación de los protones en las cadenas poliméricas de la muestra
As: número relativo de protones que contribuyen a la señal de T2S
66
T2L: tiempo de relajación de los protones del agua fuertemente ligada a la matriz
AL: número relativo de protones que contribuyen a la señal de T2L
Si se aplica la secuencia CPMG, la curva puede expresarse mediante un comportamiento
netamente exponencial debido a que la adquisición de datos comienza luego de que la señal del
sólido ha decaído, representando básicamente a la componente líquida. Del mismo modo, la
señal puede estar conformada por uno ó varios tipos de protones decayendo a diferentes
tiempos. La curva, entonces, puede seguir un comportamiento mono ó multiexponencial, y
respondería a la siguiente ecuación:
I =  Ai*exp (-t/T2i)
Ecuación 2-19
Donde i = 1, 2, 3,…, es el número de componentes en el sistema. En sistemas alimenticios
diferentes se han utilizado modelos con dos, tres, cuatro componentes. Lo más común es
definir un número discreto de T2 para un sistema particular y obtener los distintos valores
utilizando modelos matemáticos que respondan al comportamiento del sistema.
2.6.1.3. Movilidad del agua en sistemas alimenticios
En un alimento, la relajación de los protones está fuertemente influenciada por tres factores
principales, aunque la contribución de cada factor depende del tipo de sistema analizado y es
importante considerar la complejidad de cada muestra (Ruan & Chen, 1998):
- Intercambio físico-químico: entre los componentes que conforman el sistema y de las
interacciones entre ellos. Como los protones del agua son los mayores contribuyentes en el
sistema, las interacciones entre el agua y las macromoléculas son los factores más importantes
que afectan al proceso de relajación T1 y T2, (a través de los protones del agua y los de los
grupos hidroxilos, aminos, carboxilos de las biomoléculas)
- Difusión: de las moléculas de agua de una zona del sistema con libertad de movimiento a
otra con movilidad restringida, afectando a T1 y a T2.
- Relajación cruzada: se observa en la relajación T1, debido a espines en diferentes estados que
relajan a diferentes tiempos en el eje z, como por ejemplo núcleos cerca de la superficie de un
biopolímero y núcleos en el biopolímero.
La mayoría de los alimentos son altamente heterogéneos en muchos aspectos, incluyendo
estructura, composición química, propiedades térmicas, distribución de humedad, etc. Las
67
diferencias en el comportamiento de la relajación T2 entre líquidos y sólidos es muy drástica.
El contenido de humedad es una de las principales fuentes de variación en los tiempos de
relajación; generalmente 1/T1-2 tiene una relación lineal con el contenido de agua. La otra
causa principal se debe a la diferente habilidad de las macromoléculas de ligar el agua debido a
las interacciones previamente mencionadas. Además de éstas, la temperatura es otro factor de
gran influencia.
La relajación de los protones puede ser caracterizada a través de T1 y T2 en el rango de
varios microsegundos a unos pocos segundos, dependiendo del ambiente en el que se
encuentran. Tiempos largos indican alta movilidad de las moléculas de agua, pues tardan más
en alcanzar el estado de equilibrio que las moléculas de agua menos móviles, las cuales poseen
tiempos más cortos. El agua de monocapa posee tiempo T2 solamente de unas decenas de
microsegundos similares a los protones del agua en el hielo y muchas macromoléculas,
mientras que el agua libre en el sistema posee T2 largos, en el rango de los milisegundos.
Es necesario aclarar es que en un sistema tan heterogéneo como un tejido vegetal, el agua
puede encontrarse en un sinfín de estados, asociada a un sinfín de componentes diferentes que
le proveen ambientes de diversa movilidad, aunque solamente unos pocos son los dominantes
y, por ende, gobiernan el sistema. En este sentido, Snaar & Van As (1992) identificaron tres
poblaciones de agua con diferentes tiempos de relajación característicos en tejido
parenquimático de manzana, los cuales fueron atribuidos al agua en diferentes compartimentos
de la célula: en vacuola, citoplasma y pared celular/espacio extracelular. Por su parte, Hills &
Remigereau (1997) también identificaron tres poblaciones de agua a nivel subcelular en
manzana durante el secado y el congelamiento del tejido. Raffo y col. (2004) monitorearon el
tejido de banana a través de la medición de los tiempos de relajación T2 y los coeficientes de
difusión del agua, en diferentes estadíos de maduración del fruto. Ellos también identificaron
tres poblaciones de agua, que fueron atribuidas a diferentes compartimentos celulares.
Además de la mencionada recientemente, la técnica de 1H-RMN también ha permitido otras
aplicaciones. Cornillon (2000) utilizó la técnica para caracterizar al tejido de manzana
deshidratado osmóticamente. Hickey y col. (2006) utilizaron el método para determinar el
contenido de agua y aceite en snacks y determinaron que puede ser utilizado a nivel industrial
como método de análisis de rutina. Monteiro Marques y col. (1991) identificaron que T1/T2
aumenta abruptamente cuando el agua congelable es eliminada por completo en tejido de papa,
por lo que dedujeron que la rápida determinación de T1 y T2 permite el análisis “on-line” del
liofilizado de papas. Cho y col. (1993) correlacionaron empíricamente a T1 y/ó T2 con la
68
concentración de los sólidos solubles en varios sistemas alimenticios, por ejemplo, el
contenido de azúcar en frutas.
2.6.2. Transición vítrea
El conocimiento de las transiciones térmicas de los componentes de los alimentos durante el
procesamiento y almacenamiento de un producto es de utilidad al momento de obtener
alimentos de alta calidad. Un material no cristalino o amorfo puede presentarse en estado
vítreo ó en estado líquido sobreenfriado (gomoso ó “rubbery”) dependiendo de la temperatura
y del contenido de agua. El cambio observado entre estos estados se conoce como transición
vítrea, y se refiere a la temperatura a la cual los vidrios inorgánicos comienzan a ablandarse
y/o fluir, el cual se conoce como temperatura de transición vítrea (Tg) (Sperling, 1986). Este
fenómeno físico-químico puede gobernar las propiedades de los alimentos, su calidad,
inocuidad, estabilidad y procesamiento.
Algunos de los cambios observados en alimentos están afectados por la movilidad
molecular. Un material que se encuentra por debajo de la Tg se encuentra en estado vítreo, y su
aspecto es el de un sólido rígido quebradizo, pero su microestructura es no-cristalina (amorfa).
La movilidad molecular en los vidrios se restringe a movimientos vibracionales y rotacionales
de rango corto. Por encima de la Tg, la movilidad molecular aumenta y la viscosidad
disminuye; el comportamiento mecánico de un material sobreenfriado es viscoelástico gomoso
(en el caso de sólidos) ó viscoso (en líquidos) (Roos & Karel 1991c; Sperling, 1986).
En muchos alimentos y sistemas biológicos las fases sólidas se encuentran en un estado
metaestable, de no equilibrio, el cual es sensible a cambios de temperatura y humedad. En
procesos tales como la deshidratación, donde la remoción de agua es tan rápida que no puede
establecerse el equilibrio, gran parte del producto permanece amorfo por impedimentos de
movilidad de las sustancias cristalizables (Roos & Karel, 1991a, c). En estos alimentos de baja
humedad la transición vítrea afecta a los atributos de calidad, como la textura y el “flavor”, y la
actividad enzimática. Por otra parte, la movilidad de un sistema puede estar afectada por el
agregado de plastificantes. Un plastificante es una sustancia que al ser agregada al material
aumenta su flexibilidad y extensibilidad. Para que un compuesto se comporte como tal debe
ser compatible y miscible con el material al que se incorpora. En los sistemas biológicos el
plastificante más importante es el agua. El agregado de un plastificante provoca un aumento en
el volumen libre, y, por ende, posee el efecto de reducir la Tg del sistema.
69

Teorías del fenómeno de transición vítrea
Se han propuesto varias teorías para explicar el fenómeno de transición vítrea y los cambios
que se observan a temperaturas superiores a Tg. Entre ellas se encuentran:
- Teoría del volumen libre: se basa en que la movilidad molecular depende de la presencia
de poros en el material que permiten que las moléculas se muevan. Los huecos entre moléculas
proveen el volumen libre necesario para que se presenten movimientos y reordenamientos
moleculares dentro del sistema amorfo. La Tg estaría caracterizada, en este caso, por un valor
fijo de volumen libre (Frish & Stern, 1983).
- Teoría cinética: postula que no existe una transición vítrea termodinámicamente verdadera
sino que el fenómeno es netamente cinético, y que aparece cuando el tiempo de respuesta para
que el sistema alcance el equilibrio es del mismo tamaño que la escala de tiempo del
experimento (Roos, 1995b).
- Teoría termodinámica: supone que en un tiempo infinito existe una verdadera transición
termodinámica, en la cual la Tg se manifiesta en tiempos finitos. Existiría entonces, en la
práctica, una verdadera transición de segundo orden a una temperatura por debajo de la T g
(Llorente & Horta, 1991).
2.6.2.1. Métodos de determinación de Tg
La transición vítrea puede ser estudiada por diferentes técnicas, las cuales se basan, por un
lado, en el estudio de la movilidad molecular y/ó difusividad, como es el caso de la resonancia
magnética nuclear (1H-RMN) y la resonancia electrónica de espín (ESR), y por otro, en el
análisis del cambio en las propiedades térmicas, dieléctricas y mecánicas, como en el caso de
la calorimetría diferencial de barrido (DSC), el análisis por espectroscopia dieléctrica (DEA),
el análisis termomecánico (TMA), la espectroscopia mecánica y la reología mecánica. La
calorimetría diferencial de barrido es el método más utilizado, debido a que es capaz de
detectar la transición vítrea en base al cambio en el calor específico cuando el material pasa del
estado sólido amorfo a líquido sobreenfriado. La Figura 2-15 muestra un termograma típico
de un azúcar liofilizado (Roos, 1992). El mismo representa el flujo calórico en función de la
temperatura ó del tiempo de calentamiento de la muestra, la cual se calienta a una velocidad
constante dentro de una cápsula sellada. El cambio en el calor específico del sólido que ocurre
a la Tg se evidencia como un cambio en la línea base del termograma a medida que la muestra
es calentada a una velocidad constante desde una temperatura inicial menor que Tg hasta
temperaturas mayores. A temperaturas más altas que Tg el azúcar se transforma en un líquido
70
Flujo de calor
Transición
Formación
vítrea
de cristales
Región vítrea
Región
sobreenfriada
Fusión de
cristales
Temperatura / tiempo
Figura 2-15. Termograma típico de un azúcar liofilizado.
sobreenfriado. A medida que la temperatura y la movilidad aumentan y la viscosidad
disminuye, las moléculas de azúcar pueden reorientarse hasta alcanzar un estado
termodinámicamente más estable, como una estructura cristalina, produciendo un pico
exotérmico. Al incrementar aún más la temperatura, el azúcar funde produciendo un pico
endotérmico. Este tipo de termogramas demuestra el efecto de la temperatura sobre el estado
físico de un alimento que contiene azúcares.
2.6.3. Propiedades ópticas
Como ya ha sido mencionado, el color de los alimentos es, entre otros, un atributo
importante de calidad de los mismos, pues constituye el primer paso en la evaluación del
producto por parte del consumidor y, por lo tanto, condiciona su elección.
La sensación del color de un producto es un fenómeno psicofísico complejo, y constituye
sólo una parte de la percepción visual total de la información detectada por el ojo e
interpretada por el cerebro. Dicha percepción es producto de la interacción de diversos
factores, entre los cuales se destacan la distribución de la energía espectral de la fuente de luz
que ilumina al objeto (solar, lámpara de tungsteno, etc.), las condiciones bajo las cuales el
color es visualizado (ángulo de visión, color de contorno, nivel de iluminación, etc.), la
sensibilidad del observador y la naturaleza del material observado.
La sensibilidad del ojo humano a la radiación electromagnética se encuentra en el rango de
longitud de onda entre los 380 a 770 nm (llamada comúnmente luz). El sistema visual humano
71
se encuentra formado por células especializadas llamadas conos y bastones, ubicadas en la
retina. Este sistema posee la capacidad de discriminar entre radiaciones de distinta longitud de
onda determinando su color. Los bastones perciben un atributo de claridad, y los conos, dos
atributos cromáticos. Por tales motivos, la percepción del color es una respuesta triestímulo.
Existen tres conjuntos de conos, uno sensible al rojo, otro al verde y otro al azul, y la respuesta
total es la combinación de las distintas señales en el cerebro.
Un objeto es coloreado debido a su interacción con la luz incidente. De acuerdo a su
comportamiento frente a la radiación se lo puede clasificar en opaco (si absorbe y/ó refleja
toda la luz), transparente (transmite la mayor parte de la luz sin reflejarla ni difundirla) ó
translúcido (refleja y transmite parte de la luz, originando una componente difusa tanto
transmitida como reflejada)
Los principios fundamentales de la colorimetría están basados en las leyes de Grassman. La
principal de ellas establece que cualquier color puede ser igualado por la suma de tres colores
primarios en cantidades convenientes. Estos colores primarios deben ser elegidos de forma tal
que sean independientes entre sí, es decir, ninguno puede ser obtenido por combinación de los
otros dos. En la práctica, los colores primarios a utilizar en forma aditiva son tres: rojo, verde y
azul. La suma de todos ellos produce la sensación de luz blanca o acromática (Lozano, 1978).
El color puede ser definido por los siguientes atributos:
- Claridad: es el atributo que hace corresponder a cada color una equivalencia con respecto a
una escala de grises. A la cualidad psicológica claridad le corresponde la magnitud psicofísica
luminosidad.
- Tono o matiz: adjudica al color una cualidad que se define como rojo, naranja, amarillo,
verde, azul, púrpura o cualquier combinación de ellos. A la cualidad psicológica tono le
corresponde la magnitud psicofísica longitud de onda dominante.
- Saturación: es el atributo que, fijado el tono, describe al color por su similitud con un color
espectral puro; cuanto más parecido a este, tanto más saturado. A la cualidad psicológica
saturación le corresponde la magnitud psicofísica pureza.
Existen diferentes formas de evaluar el color de un objeto. La determinación visual humana
es uno de ellos aunque es una inspección altamente subjetiva y variable entre un observador y
otro, por lo que para realizar un análisis visual más objetivo se requiere el uso de estándares de
color como material de referencia. Por otro lado, existen variados métodos objetivos de
evaluación que permiten una adecuada caracterización de los colores, los cuales se basan en el
análisis de su espectro visible, por transmisión o reflexión, obtenido con un espectrofotómetro.
Se han desarrollado sistemas de medida que emplean espacios y/ó coordenadas de color lo cual
72
permite la especificación en el espacio tridimensional. De los sistemas propuestos el más
difundido universalmente es el de la CIE (Comission Internationale de l‟Eclairage), en el cual
el color es indicado por tres variables X, Y, Z, conocidas como los valores triestímulo y que
representan a tres colores primarios imaginarios (relacionados con el verde, el rojo y el azul)
(Lozano, 1978).
El cálculo necesario para obtener los valores triestímulo CIE de un objeto se esquematiza en
la Figura 2-16. El valor del estímulo visual es la resultante de una combinación del espectro
de la luz incidente (E vs ) con el espectro de la muestra (R vs ) y con las funciones de
distribución de la sensibilidad del ojo para cada uno de los tres primarios imaginarios (S vs ).
El área bajo la curva resultante se integra en el espacio visible para obtener los valores
numéricos de la contribución de cada uno de los tres primarios ideales (X, Y, Z) al color dado.
En los espectrofotómetros actuales este cálculo se realiza automáticamente a través de un
sistema de computación acoplado al instrumento. De este modo el color queda determinado
por un punto en el espacio tridimensional de coordenadas X, Y, Z. Sin embargo, la forma
habitual de representación se basa en calcular las coordenadas cromáticas x e y, donde:
x
y
E
X
XYZ
Ecuación 2-20
Y
XYZ
Ecuación 2-21
R
DISTRIBUCIÓN

S
REFLECTANCIA

SENSIBILIDAD
DE LA POTENCIA
ESPECTRAL DEL
ESPECTRAL DEL
ESPECTRAL DEL
OBJETO
OBSERVADOR

ESTÍMULO
ILUMINANTE
Figura 2-16. Representación esquemática del cálculo para obtener los valores triestímulo.
73

El color definido por “xy” se representa en el diagrama cromático CIE (Figura 2-17) donde
sólo tiene lugar la cromaticidad del color en cuestión. Para que la especificación del color sea
completa es necesario utilizar el valor de Y como tercera coordenada, en un plano
perpendicular al plano del papel, que, por sus características de cálculo,
representa la
propiedad de reflejar más ó menos luz, y se lo conoce como luminosidad ó claridad del color.
El plano de las coordenadas cromáticas está delimitado por una línea recta que une los
extremos del espectro visible, conocida como línea de los púrpuras (Kelly, 1943). El espacio
CIE 1931 es muy simple de manejar y es excelente para representar mezclas aditivas, pero no es
homogéneo (distancias geométricas iguales no suelen representar diferencias de color iguales en
la percepción por el ojo humano). Para subsanar este problema se han desarrollado una serie de
transformaciones del espacio CIE que permiten obtener
resultados más adecuados en la
evaluación de la diferencia de color, tales como el espacio CIELab y CIELuv. El CIELuv es una
transformación lineal del espacio cromático CIE. En cambio, líneas rectas en el
espacio CIE
corresponden a líneas curvas en el espacio CIELab. El espacio CIELab es un espacio de color
rectangular de 3 dimensiones basado en la teoría de colores opuestos.
Hay dos escalas de color populares de este espacio en uso hoy en día, Hunter Lab y CIE
L*a*b* Aunque son similares en organización, un mismo color tendrá valores diferentes en estos
dos espacios. Ninguna de las dos escalas es visualmente uniforme. Hunter Lab se concentra en la
región azul del espacio de color y CIEL*a*b* se expande en la región amarilla. La
recomendación actual de la CIE es usar la escala CIE L*a*b*. Las ecuaciones de transformación
del espacio CIE a CIE L*a*b* son las siguientes (Lozano, 1978; Bakker y col., 1986):
L*ab = 116 (Y/Yn)1/3 – 16
Ecuación 2-22
a* = 500 [ (X/Xn)1/3 - (Y/Yn)1/3 ]
Ecuación 2-23
b* = 200 [ (Y/Yn)1/3 - (Z/Zn)1/3 ]
Ecuación 2-24
donde:
L*ab es el parámetro luminosidad. Toma valores entre 0 (negro) y 100 (blanco)
a* es la coordenada cromática en el eje de las abscisas (rojo-verde)
b* es la coordenada cromática en el eje de las ordenadas (amarillo-azul)
Tanto a* como b* poseen valores entre -120 y 120. X, Y, Z son los valores triestímulo; Xn, Yn,
Z n son los valores correspondientes al iluminante.
74
Figura 2-17. Representación del diagrama de cromaticidades CIE 1931.
Dentro de este espacio es posible definir otras funciones que pueden ser indicativas de
determinados atributos de color, como la saturación y el tono:
C*= (a*2 + b*2)1/2
Ecuación 2-25
h' = tan-1 (b*/a*)
Ecuación 2-26
donde C* es la cromaticidad o croma métrica y h' es el ángulo de tono. h' representa un ángulo
en una rueda de color de 360° y puede ser distribuido en cuatro cuadrantes del plano a*b*. Los
valores se definen según: rojo-purpura (0°), amarillo (90°), azul-verdoso (180°) y azul (270°).
El valor de croma representa la intensidad o pureza del valor de h' y toma un valor de cero en
el centro y se incrementa de acuerdo a la distancia con respecto al centro.
Por otro lado pueden calcularse también la diferencia de color global (E*ab) de una
muestra que ha sufrido un tratamiento respecto a un testigo, y el índice de pardeamiento (IP),
de acuerdo a las siguientes ecuaciones:
E*ab = [(L*ab)2 + (a*)2 + (b*)2]1/2
75
Ecuación 2-27
IP = [100 (x – 0,31)] / 0,172
Ecuación 2-28
donde:
x = X / (X + Y + Z)
2.6.4. Propiedades mecánicas
2.6.4.1. Textura, reología y estructura
La textura es uno de los principales factores de calidad de un alimento. Su definición no es
sencilla porque es el resultado de la acción de estímulos de distinta naturaleza, y su significado
puede ser diferente para distintas personas en función del tipo de material involucrado (Costell
y col., 1997).
Dentro del contexto de los alimentos, el término textura se refiere a un “espectro de
propiedades mecánicas pero también geométricas y de superficies perceptibles por mediciones
mecánicas y táctiles. Existen casos en que la complejidad de la medición objetiva es tal que se
utilizan receptores visuales y auditivos” (Peleg, 1993). Según la Norma Española de Análisis
Sensorial sobre Vocabulario, correspondiente a la Norma ISO 5492, la textura se define como
el “conjunto de propiedades reológicas y de estructura (geométricas y de superficie) de un
producto perceptibles por los mecano-receptores, los receptores táctiles y en ciertos casos, por
los visuales y los auditivos” (UNE, 1994). De estas definiciones se desprende que la textura es
una propiedad sensorial que se encuentra estrechamente relacionada con la estructura y con las
propiedades mecánicas del alimento, por lo que se torna esencial la caracterización reológica y
estructural en el estudio de esta propiedad. Cabe destacar que, al consistir de una serie de
sensaciones físicas, es más correcto hablar de “propiedades texturales”, ya que el término
“textura” se refiere a un parámetro único (Bourne, 1982). Según Kramer & Szczesniak (1973),
el término textura se reserva para alimentos sólidos en los cuales la estructura compleja causa
dificultades para referirlos a los sistemas modelo de la reología clásica; en cambio, cuando se
trata de alimentos líquidos (Newtonianos y no Newtonianos) y semisólidos se habla de
viscosidad y consistencia, de acuerdo a los conceptos clásicos de la reología.
La reología se define como el estudio de la deformación y el flujo de la materia. Estudia la
forma en que los materiales responden a la aplicación de un esfuerzo o de una deformación. En
el caso de los alimentos, el comportamiento reológico está directamente relacionado con sus
76
características texturales; sin embargo, debe tenerse en cuenta que los alimentos son materiales
complejos, tanto desde el punto de vista estructural como reológico. El análisis y la
cuantificación del comportamiento reológico de los alimentos y la investigación de las causas
químicas y estructurales que lo determinan es un asunto de gran interés en la ciencia de los
alimentos; en el caso de productos de origen vegetal, por ejemplo, las propiedades mecánicas
son relevantes en muchos aspectos del estudio de estos materiales, incluyendo las causas de
daño durante la cosecha, el transporte, y el almacenamiento; la percepción humana sobre la
calidad del producto; y los cambios fisiológicos que toman lugar en el producto durante el
crecimiento, la maduración, y el almacenamiento postcosecha.
La reología aplicada a materiales alimenticios permite:
-
Estimar los parámetros de diseño de equipos y procesos ingenieriles
-
Determinar la funcionalidad de ingredientes para el desarrollo de productos
-
Caracterizar los materiales e interpretar aspectos estructurales
-
Controlar la calidad de un producto final o de uno intermedio
-
Evaluar la textura mediante su correlación con los datos sensoriales
Es bien conocido que la estructura de tejidos vegetales posee un papel principal en la
percepción de la textura de los mismos, y numerosos investigadores han aplicado la reología a
frutas y vegetales de modo de entender la relación existente entre estos aspectos y los cambios
inducidos por diferentes modos de procesamiento.
Según Heertje (1993), la estructura se define como el arreglo espacial de los elementos en
el alimento y su interacción, recalcando que la observación visual es importante en el análisis
de la estructura formada. Otra definición del término es la expuesta por Raeuber & Nikolaus
(1980), quienes definieron a la estructura como la organización de un número de elementos
disímiles o similares, su ligazón en una unidad, y la interrelación entre los elementos
individuales y sus agrupamientos. Ambas definiciones hacen énfasis en dos aspectos:
organización de los elementos e interacción. De acuerdo a lo expuesto puede concluirse que el
arreglo espacial de los elementos estructurales de un producto alimenticio a niveles ultra,
micro y macroestructural, determinados por su composición química y las fuerzas físicas de
atracción entre ellos, determinan su percepción sensorial y cualquier cambio en su estructura
acarrea el riesgo de que varíe su textura, pudiendo cambiar la aceptación por el consumidor.

Propiedades texturales
Las propiedades texturales han sido clasificadas en tres categorías: atributos mecánicos,
geométricos y de superficie. Los primeros indican el comportamiento mecánico del alimento
77
ante la deformación, y pueden clasificarse en primarios y secundarios. Los primarios son los
que se correlacionan con una propiedad mecánica, tal como fuerza, deformación o energía,
mientras que los secundarios son los que resultan de la combinación de las propiedades
primarias. Los atributos geométricos son aquellos relacionados con la forma o la orientación
de las partículas del alimento, como por ejemplo, la fibrosidad, que nos indica la presencia de
fibras y su resistencia. Los atributos de superficie son los que aparentemente indican la
presencia de algún componente en el alimento, como serían la humedad, la grasosidad, la
harinosidad, etc. (Tabla 2-6).
2.6.4.2. Comportamiento reológico de los alimentos
Dentro del área de alimentos, los sólidos y los líquidos son los más estudiados. Un sólido
tiene una forma definida y una dada resistencia (bajo ciertos límites) cuando se aplica una
fuerza que tiende a deformarlos; bajo la aplicación de fuerzas externas que superan esa
resistencia se deforman entrando en una nueva forma de equilibrio. Cuando estas fuerzas se
remueven, se revierte la forma exactamente al estado original. El sólido almacena toda la
energía que obtiene a través del trabajo hecho por las fuerzas externas durante la deformación.
Esta energía está posteriormente disponible para restablecer el cuerpo a la forma original
cuando se remueven las fuerzas. Normalmente se denominan líquidos a aquellos materiales
que no tienen forma definida (adoptan la del recipiente que los contienen) y fluyen de manera
Tabla 2-6. Clasificación de los atributos de textura
ATRIBUTOS DE TEXTURA
MECÁNICOS
Primarios
Secundarios
GEOMÉTRICOS
DE SUPERFICIE
- Fibrosidad
- Humedad
- Dureza
- Fragilidad
- Granulosidad
- Grasosidad
- Cohesividad
- Masticabilidad
- Cristalinidad
- Aceitosidad
- Elasticidad
- Gomosidad
- Esponjosidad
- Terrosidad
- Adhesividad
- Pegajosidad
- Porosidad
- Sequedad
- Viscosidad
- Crocancia
- Aspereza
- Harinosidad
- Tersura
- Suculencia
78
irreversible bajo la acción de fuerzas externas. La energía de deformación de los líquidos no se
almacena sino que se disipa en forma de calor. La mayoría de los alimentos no son
perfectamente sólidos ni líquidos, pero existe un estado de agregación que puede ser definido
como estado semisólido. Muchos alimentos pueden ser considerados sólidos blandos, es decir,
no fluyen como un líquido pero soportan sin deformarse fuerza externas muy pequeñas. Por
otro lado, los alimentos compuestos comprenden aquellos que son predominantemente líquidos
y que contienen una cantidad perceptible de partículas no líquidas (sopas, salsas) (Kramer &
Szczesniak, 1973). La mayoría de los alimentos poseen conducta viscoelástica, o sea, tienen
propiedades que son intermedias entre un sólido elástico y un líquido viscoso. Los procesos de
deformación están relacionados con valores de tiempo real. Sustancias como el agua pueden
exhibir un comportamiento de líquido o sólido dependiendo de las condiciones de esfuerzo,
velocidad de deformación y tiempos característicos de los mismos a las cuales se las someten.
Por ejemplo si se eyectan hacia una pared gotas de agua a gran velocidad, éstas se deforman y
en un tiempo infinitesimal recobran su forma original. Este proceso de deformación es
extremadamente rápido y, en este caso, reacciona elásticamente (Schramm, 1994). Por lo
general, los cuerpos reales tienen comportamiento reológico intermedio entre líquidos y
sólidos. Por tales motivos, los materiales viscoelásticos, a su vez, pueden clasificarse en:

Viscoelástico lineal: cuando la relación entre la tensión aplicada y la deformación
resultante es sólo función del tiempo y no depende de la magnitud del estímulo aplicado. En
muchos materiales reales se verifica este comportamiento si las deformaciones son pequeñas
(Costell y col., 1997).

Viscoelástico no lineal: cuando la relación entre la tensión y la deformación es función
del tiempo así como también función de la magnitud del esfuerzo aplicado (Mohsenin,
1978).
No existe una teoría general sencilla que caracterice el comportamiento viscoelástico no
lineal, y por lo tanto para estudiar la reología de los alimentos se aplican condiciones
experimentales que permitan la aplicación de la teoría de viscoelasticidad lineal.
Ante la diversidad de comportamientos de los materiales reales y su complejidad, se recurre
a modelos mecánicos para explicar su respuesta reológica (Costell y col., 1997).
2.6.4.2.1. Propiedades mecánicas de alimentos sólidos
El principio básico de la reología de los sólidos es la ley de Hooke, que define al sólido
ideal como aquel que se deforma instantánea y proporcionalmente a la magnitud de la fuerza
79
aplicada y se recupera al estado inicial al retirar la fuerza. La siguiente ecuación describe dicho
comportamiento:
=Eε
Ecuación 2-29
donde:
 : fuerza por unidad de superficie (esfuerzo)
ε : deformación lineal relativa
E : módulo de elasticidad de Young
El valor de E es una característica de la estructura del material.
La Ley de Hooke establece que para muchos materiales bajo deformaciones bajas, el
esfuerzo es proporcional a la deformación. Esta proporcionalidad depende de la geometría de
la muestra, por lo que se ha corregido la relación describiéndola en términos de esfuerzo y
deformación relativa de modo de eliminar la dependencia geométrica; a esta relación se la
denomina Módulo de Young.
Cuando una fuerza externa actúa sobre un cuerpo, este experimenta una deformación.
Además de sufrir cortes y cizallas superficiales, el cuerpo también desarrolla estos efectos en
forma interna. El esfuerzo o tensión es la intensidad en un punto dado o sobre la superficie de
un cuerpo. Se expresa en términos de fuerza por unidad de área. Se puede hablar de esfuerzo
normal (), o de corte o cizalla (), dependiendo si los componentes del esfuerzo son aplicados
en forma continua y tensando, hacia o tangencialmente al plano sobre el cual las fuerzas actúan
(Andersson, 2005). La deformación relativa es la expresión matemática de un cambio de forma
o tamaño de un cuerpo con referencia a sus valores originales. Por ejemplo, en un ensayo de
tensión, la deformación (), es L/L, donde L es la longitud. Al igual que para la tensión,
existen tres clases de deformaciones: de tensión, de compresión y de corte o cizalla.
El sólido elástico ideal es isotrópico y homogéneo, la presión o fuerza aplicada se reparte
uniformemente entre los enlaces interatómicos y la relación entre ésta y la deformación
producida se mide, según la ley de Hooke, por el valor del módulo de elasticidad de Young.
Este módulo caracteriza la rigidez del material. La rigidez es una medida de la resistencia de
un material a deformarse. Matemáticamente se expresa como la razón entre el esfuerzo y la
deformación en el tramo lineal inicial de la representación gráfica esfuerzo-deformación.
No se conoce ningún alimento que se comporte como un sólido ideal. Todos muestran un
comportamiento viscoelástico en su respuesta mecánica, es decir que además de un
80
comportamiento hookeano, manifiestan la presencia de una componente viscosa. Debido a este
último elemento, la deformación del sólido viscoelástico no es instantánea, se produce en un
tiempo finito y medible. En la mayoría de los alimentos sólidos la distribución de la fuerza no
es uniforme y los enlaces se distorsionan, produciéndose una deformación progresiva y no
totalmente recuperable; la incidencia de la componente viscosa en su comportamiento
mecánico no es despreciable, y debe tenerse en cuenta al caracterizarlos reológicamente, lo que
implica la necesidad de aplicar la teoría de la viscoelasticidad (Shoemaker & Figoni, 1984).
Esta teoría fue desarrollada para materiales poliméricos sometidos a muy pequeñas tensiones y
deformaciones. Entre los alimentos y, en general, entre los materiales biológicos, no hay
ninguno que pueda considerarse como sólido viscoelástico puro, es decir que se comporte
como un material que responde totalmente a los principios teóricos de la viscoelasticidad
(Costell y col., 1997). Incluso están normalmente sujetos a grandes deformaciones durante el
ensayo, por lo que la estricta definición de módulo de Young raramente es aplicable a los
alimentos. Sin embargo, el concepto de módulo de elasticidad de Young es igualmente
utilizado, al menos en condiciones de deformaciones moderadamente bajas y en el tramo de la
curva fuerza-deformación razonablemente lineal. Mohsenin & Mittal (1977) propusieron el
término “módulo de deformabilidad” para alimentos en lugar de módulo de elasticidad.
La mayoría de los tejidos vegetales tienen una estructura muy compleja y son altamente
anisotrópicos (las propiedades mecánicas son diferentes según la dirección considerada) y
solamente presentan un comportamiento hookeano en un rango de esfuerzo muy pequeño. Al
estudiar las propiedades mecánicas de los alimentos sólidos hay que tener en cuenta los
siguientes aspectos (Vincent, 1991, 2002):
1) Un alimento puede exhibir diferente comportamiento según el tipo de ensayo aplicado.
2) Un alimento, bajo un mismo ensayo aplicado, puede exhibir diferente comportamiento
en función de su posición (anisotropía).
3) Las propiedades mecánicas de tejidos celulares, ya sean de origen vegetal ó animal,
varían de un lugar a otro en la misma muestra del tejido.

Límite elástico y ductilidad
Tanto en los vegetales como en la mayoría de los alimentos la relación esfuerzodeformación permanece lineal solamente a deformaciones pequeñas, más allá de las cuales se
vuelve no lineal. La linealidad significa que el material se está comportando elásticamente, o
que retornará a sus dimensiones originales si se elimina la fuerza. Por consiguiente, el módulo
de Young a veces se refiere como módulo elástico ó módulo de Hooke. En cierto punto la
81
curva de esfuerzo-deformación se desvía de la linealidad, definido como límite elástico
aparente. Superado éste, el material se deforma plásticamente y, al eliminar la fuerza, el
material no retorna a sus dimensiones originales y permanece estirado o deformado
permanentemente. La ductilidad es la capacidad del material a fluir en la deformación plástica.

Fractura y transición quebradizo-dúctil
La mayoría de los alimentos se encuentran en la región dúctil o gomosa, ó dentro de la
región quebradiza dependiendo de las condiciones circundantes. En este sentido, los productos
crackers ó snacks, que se espera que sean crocantes, o que tengan una fractura quebradiza, al
absorber humedad se mueven a la región dúctil ó gomosa donde la fractura puede tener lugar
junto con un flujo plástico extensivo alejado de la grieta.
Bourne (2002) ha descripto tres tipos de fractura según el material, denominadas de tipo I,
II y III. El tipo I es una simple fractura en la cual el esfuerzo impuesto excede la resistencia del
material y el cuerpo se separa en dos ó más partes, ó, ocasionalmente, la fractura es parcial y el
cuerpo no se divide en piezas. La fractura de tipo II es definida como una fractura quebradiza ó
frágil, en la cual no se observa deformación previa a la fractura, ó es muy leve, y el material
original resulta en varios trozos. El tipo III es una fractura dúctil, donde se observa una
deformación plástica considerable previa a la fractura. Si un material se fractura en la región
dúctil, las superficies de fractura generalmente son muy ásperas y altamente deformadas, las
superficies no se pueden volver a juntar, y la fractura tiene lugar en un gran período de
deformación. Los materiales que fracturan en la región elástica generalmente son quebradizos,
donde las superficies de fractura son lisas y brillantes, se pueden volver a juntar, y la fractura
tiene lugar en forma rápida. Estas diferencias son visibles en sus comportamientos de esfuerzodeformación: la fractura elástica quebradiza muestra una relación lineal hasta la fractura y una
caída súbita de la fuerza en el punto de fractura, en cambio, la fractura plástica dúctil da una
curva no lineal, y la fractura tiene lugar durante el período de deformación.
El comportamiento de fractura de muchos alimentos depende de la velocidad de
deformación, puesto que el flujo plástico y viscoso es altamente dependiente de la velocidad.
La fractura quebradiza, típica del estado vítreo, es independiente de la velocidad. La magnitud
del comportamiento quebradizo y dúctil es importante debido a que la fractura quebradiza es
altamente dependiente de la geometría de la muestra, mientras que la fractura dúctil es más o
menos independiente de la forma pero altamente dependiente de la velocidad y la temperatura.
Los factores que controlan la transición quebradiza-dúctil son la velocidad y la temperatura
(que principalmente afectan al módulo de elasticidad y al esfuerzo umbral), la humedad, la
82
geometría, el tamaño de las grietas en el material, la presencia de azúcares-grasas, etc.
La mayoría de los materiales se vuelven menos rígidos a medida que aumenta la
temperatura, y en cierto punto pasará a través de la transición vítrea, donde pasa del estado
vítreo elástico quebradizo a la región de flujo dúctil ó gomosa. Es importante mencionar que la
transición vítrea no debe confundirse con la transición quebradizo-dúctil. La denominada
transición vítrea se define para una temperatura a la cual el calor específico medido muestra un
cambio súbito, ó transición; en cambio, los métodos mecánicos miden cambios en el módulo,
que son dependientes tanto de la velocidad como de la temperatura, y, además, los ensayos de
fractura pueden medir la magnitud del comportamiento quebradizo-dúctil, el cual está más
relacionado con los cambios que perciben los consumidores al evaluar las propiedades
mecánicas de un alimento.
2.6.4.3. Métodos instrumentales para el estudio de las propiedades mecánicas de
alimentos sólidos
Del mismo modo en que existe una gran variedad de alimentos con propiedades mecánicas
bien diferenciables, existe también una amplia variedad de técnicas y métodos instrumentales
(destructivos o no) para determinar su comportamiento mecánico. La mayoría de los métodos
son destructivos, y están basados en ensayos que miden la resistencia del alimento a la
aplicación de una fuerza mayor que la gravedad. En función del tipo y dirección de la fuerza
que se aplica sobre el producto existen distintos tipos de ensayos reológicos, aunque
fundamentalmente todos estudian la evolución de tres variables: fuerza, deformación y tiempo.
Las técnicas existentes de obtención de curvas de fuerza versus deformación son ampliamente
utilizadas para la determinación objetiva de las propiedades reológicas. Las mismas miden de
modo directo una ó más propiedades mecánicas de los alimentos, relevantes en la percepción
sensorial de la textura por el consumidor. Los ensayos instrumentales para la medición de las
propiedades mecánicas de alimentos deben ser aplicados de acuerdo con el tipo de material,
teniendo en cuenta su forma, tamaño, necesidad de un recipiente contenedor, composición, etc.
Los materiales vegetales exhiben comportamiento viscoelástico, esto es, su respuesta mecánica
está gobernada por características elásticas y viscosas y es dependiente del tiempo. Por ello
deben tenerse en cuenta las condiciones fijadas para la realización del ensayo a aplicar. Si éstas
varían, variará la respuesta reológica (Jackman & Stanley, 1995).
En general los métodos instrumentales están compuestos de cuatro elementos básicos:
- Un dispositivo de contacto con la muestra. Puede ser una punta, una base, un cono de
83
penetración, una cuchilla para corte, un grupo de alambres de corte, etc.
- Un mecanismo de conducción para impartir movimiento (horizontal, vertical, rotacional o de
elevación). Puede tener velocidad constante o variable.
- Un elemento sensor para detectar la resistencia que ofrece la muestra a la fuerza aplicada.
- Un sistema de lectura-salida que puede ser un software específico del equipo, un dial, un
display ó un graficador de las curvas fuerza-distancia o fuerza-tiempo.
- Muchos, pero no todos, de los instrumentos de medición tienen una plataforma para soportar
la muestra sólida o un recipiente para los productos semilíquidos.
2.6.4.3.1. Ensayo de punción
El ensayo de punción está basado en la medida de la resistencia que opone un alimento a
que una pieza determinada penetre en él. La técnica involucra dos ensayos: la compresión y el
corte de la muestra. Es un test empírico que intenta muchas veces imitar la mordida de un
alimento en la boca. En la mayoría de los casos la muestra de alimento se presenta en forma de
cilindro o de cubo y se somete a la acción de un émbolo que se desplaza verticalmente a una
velocidad prefijada.
Existen diferentes tipos de equipos utilizados en el ensayo de penetración, los cuales van
desde simples penetrómetros, específicos para un tipo de alimento, hasta equipos universales
que miden diferentes variables. La diferencia entre ellos radica en:
1) la geometría del punzón que se introduce en el alimento, la cual puede ser cilíndrica,
cuadrada ó poligonal.
2) la geometría de la punta del punzón, la cual puede ser plana, parcialmente hemisférica,
totalmente hemisférica ó cónica.
3) el sistema por el que la pieza se introduce en el alimento; generalmente se realiza aplicando
una fuerza a una velocidad constante.
4) las dimensiones de la variable que miden, que pueden ser las de fuerza, distancia o tiempo.
El ensayo depende, entonces, del tamaño y las dimensiones de la pieza a introducir y su
geometría, del número de piezas, del tipo de alimento y de la velocidad del cabezal de carga
del equipo.
En el caso de frutas se utiliza un punzón cilíndrico con punta plana ó parcialmente
hemisférica que se introduce en la pieza hasta una distancia determinada ó hasta atravesarla
por completo. Para trozos de frutas se sugiere un punzón cilíndrico con punta plana para
asegurar un área de contacto constante entre la punta y el trozo de fruta (que también deberá
84
ser plano) durante todo el test. Se registra el valor de fuerza en función de la deformación. Las
magnitudes registradas dependen no sólo del producto sino también de las dimensiones del
punzón, de la distancia de penetración y de la velocidad con que se aplica la fuerza. Si el
ensayo se realiza utilizando equipos universales empleando puntas cilíndricas planas se puede
extraer información adicional de la muestra además de la fuerza máxima, como las resistencias
a la deformación y a la ruptura.
Al momento de definir los diversos parámetros que pueden obtenerse a partir de los valores
de fuerza versus deformación existen diversas controversias entre diferentes autores. Sin
embargo, en la presente tesis se ha decidido optar por las definiciones propuestas por Jackman
& Stanley (1995) y por Rosenthal (1999).
La información a adquirir de la curva fuerza-distancia puede ser dividida, generalmente, en
tres partes en el caso de un tejido vegetal (Figura 2-18):
1) Primer tramo: la relación entre la fuerza y la deformación es lineal, y podría decirse que
se cumple la teoría de la elasticidad. De la pendiente en esta porción lineal de la curva
ascendente deriva el módulo de deformabilidad, el cual es una medida de la resistencia del
material a la deformación. Cuanto mayor sea su valor más rígido será el material estudiado. Al
retirar la carga en este tramo, el material recuperaría su forma original; en el caso de alimentos,
debido a que no son verdaderamente elásticos, a menudo no se recuperan totalmente incluso
bajo muy bajas deformaciones.
2) Segundo tramo: la relación entre la fuerza y la deformación se desvía de la linealidad y
por lo tanto ya no es válida la teoría de la elasticidad. En este trayecto, al retirar la carga, el
material recupera su forma sólo parcialmente. A medida que la deformación se incrementa
también lo hace la fuerza hasta un punto en donde ya no se observa aumento ó se ve una
interrupción abrupta de la curva. Este punto se denomina “bioyield”. El mismo indica la
ruptura inicial de la estructura celular en un tejido vegetal. A partir de este punto el material no
es capaz de recuperarse. En algunos alimentos el punto de bioyield no es claramente
observado, puede verse sólo como un pequeño punto de inflexión, o sea, como un cambio
pequeño en la pendiente de la curva, ó directamente puede no observarse y seguir
incrementándose hasta el punto de fuerza máxima (la curva, en este caso, presentaría
solamente dos fases).
3) Tercer tramo: a partir del punto de bioyield la curva puede tornarse de diversas
maneras: la relación entre la fuerza y la deformación puede tornarse irregular y zigzagueante, ó
puede incrementarse levemente hasta un punto de fuerza máxima para luego tornarse irregular
y zigzagueante ó directamente puede seguir incrementándose hasta un punto de fuerza máxima
85
a partir del cual se observa una caída abrupta de la fuerza hasta la penetración total de la
muestra. El punto máximo de tensión observado se lo denomina fuerza máxima de ruptura
(Fmáx), y se refiere a la fuerza máxima que un objeto soportará antes de romperse. No debe
confundirse con la rigidez, debido a que esta última es una medida de la resistencia de un
material a deformarse.
Integrando el área bajo la curva encerrada desde el punto inicial hasta el punto de Fmáx, se
obtiene la resistencia a la ruptura ó trabajo de ruptura que equivale a la energía necesaria para
romper el material. Es importante considerar que este concepto es estrictamente válido si la
mayoría de la energía de deformación se propaga en una única grieta. Si, en cambio, se
observa un considerable flujo plástico distante de la punta de la grieta, el área bajo la curva
también contendrá trabajo plástico de deformación.
F
Fmáx
“bioyield”
A
P = tg 

máx
Ddmáx
dD
Figura 2-18. Representación gráfica de fuerza (F) vs distancia (d) de un material viscoelástico
obtenida mediante un ensayo de punción con un equipo Instron, hasta penetración total. Fmáx
corresponde a la fuerza máxima de ruptura, dmáx es la distancia en el punto de ruptura, A es el
trabajo de ruptura, y P es la pendiente en el tramo inicial lineal del ensayo (resistencia a la
deformación). Se muestra además el punto de “bioyield”.
86
2.7. Relación entre las propiedades mecánicas y los cambios en la estructura de tejidos
vegetales producidos por los distintos tratamientos
Como resultado del almacenamiento y el procesamiento de un alimento se generan cambios
físico-químicos y estructurales que afectan a las propiedades reológicas y, por ende, a la
textura del producto.
Los procesos que provocan cambios en la textura ocurren principalmente a nivel molecular.
Sin embargo los estudios existentes están enfocados al análisis de la estructura jerárquica (a
nivel de órganos, tejidos y celular). Debido a esta discrepancia se torna difícil entender los
cambios ocurridos en la textura de un material celular, como es el caso de frutas ó vegetales.
Las posibles fuentes que contribuyen a la textura de estos productos determinadas a partir de
estudios a nivel de los órganos tienen sus bases a nivel celular y molecular (Van Dijk &
Tijskens, 2000). Sin embargo, parámetros tales como la rigidez y la dureza, percibida tanto a
nivel humano como evaluadas por medidas objetivas, están determinadas por la estructura
física del tejido (Vincent, 1991). La Tabla 2-7 resume las posibles fuentes que contribuyen a
las propiedades mecánicas de tejidos celulares, teniendo en cuenta los diferentes niveles
estructurales: molecular, celular y tisular (Van Dijk & Tijskens, 2000).
A nivel molecular, la composición de las paredes celulares determina las propiedades del
material. La constitución y el comportamiento de los polisacáridos, como las pectinas, son
especialmente importantes en este nivel. A nivel celular y tisular los tres factores estructurales
más importantes que contribuyen a las propiedades mecánicas de los tejidos vegetales son: la
presión de turgor, que es la fuerza ejercida por el fluido intracelular sobre la membrana celular,
la rigidez de la pared celular y la adhesión célula-célula determinada por la integridad de la
laminilla media y los plasmodesmos (Jackman y col., 1992; Waldron y col., 1997; Alzamora y
col., 2000a, b). Además de estos elementos estructurales también son importantes: el
porcentaje relativo de los diferentes tejidos, el tamaño y la forma de las células, la relación
citoplasma-vacuolas, el volumen de espacios intracelulares (que pueden contener tanto fluidos
como aire intersticial), el tipo de solutos presentes y la presencia de componentes especiales
tales como almidón y su estado (Alzamora y col. 2000a, b). Por último, el modo en que las
células se organizan en tejidos y órganos afecta a las propiedades mecánicas del órgano.
El comportamiento mecánico de la parte comestible de las frutas es la resultante de las
características de las células del parénquima y de los demás componentes estructurales. La
rigidez se debe, en parte, a las microfibrillas cristalinas de celulosa. Dichas fibrillas están
presentes en las paredes de las distintas células, en particular de las de tejidos vasculares de
87
Tabla 2-7. Fuentes que contribuyen a las propiedades mecánicas de tejidos celulares en los
diferentes niveles estructurales
Nivel
Fuente
Órganos
Diferentes tejidos
Adhesión
Morfología
Tejidos
Diferentes células
Espacios de aire
Adhesión y cohesión entre células
Orientación/morfología
Células
Pared celular
Tamaño y forma
Turgor
Componentes especiales (ej: almidón)
Pared celular
Componentes
Espesor
Orientación
Moléculas
Tipos de polisacáridos
Modificaciones (incluídas acciones enzimáticas)
Tamaño molecular y conformación
Fuente: Van Dijk & Tijskens (2000)
soporte y protección. La turgencia, que confiere a las frutas su firmeza y suculencia, depende
del agua, que, retenida por ósmosis en las células, puede alcanzar hasta un 96% del peso del
tejido. Como ya se ha comentado, la ósmosis resulta de fuertes concentraciones intracelulares
de sustancias solubles de bajo peso molecular; la hinchazón por absorción del agua está, sin
embargo, limitada por la resistencia mecánica de la pared celular. La permeabilidad de las
membranas celulares y, por consiguiente, las propiedades mecánicas, se modifican por la
maduración, el almacenamiento, y por tratamientos tecnológicos. Asimismo, la conducta
reológica también está influenciada por los geles de almidón y de pectinas de la laminilla
media, la que asegura la ligazón entre paredes celulares vecinas. La cohesión de estos geles
puede reducirse por las actividades amilolíticas y pectinolíticas, que intervienen durante la
maduración, así como después de la cosecha (Cheftel & Cheftel, 1999). Los compuestos
pécticos contribuyen a dar consistencia a las frutas y su presencia es importante en algunas
88
tecnologías, como por ejemplo en la elaboración de mermeladas. La presencia de
heterogeneidades en la estructura tales como canales aéreos y tejido vascular en manzanas son
de importancia primordial en la caracterización de las propiedades mecánicas (Vincent, 1991).
La forma y contacto entre células adyacentes genera espacios intercelulares que pueden llegar
a ser grandes, dando apariencia de tejidos aireados. Estos espacios intercelulares poseen una
cantidad significativa de aire (1-25 %) y pueden tener una considerable influencia sobre la
textura (Jackman & Stanley, 1995). Las células parenquimáticas pueden impartir fuerza y
soporte al tejido cuando son turgentes (Jewell, 1979).
Mientras la elasticidad de la pared celular es la principal responsable de la elasticidad del
tejido, la savia vacuolar es responsable de ejercer la presión de turgor sobre la pared celular,
manteniéndola en un estado de “estrés elástico”. Los efectos del turgor hacen que las vacuolas
se agranden y presionen unas contra otras impartiendo turgencia, rigidez y frescura al tejido
celular (Aguilera & Stanley, 1990; Le Maguer, 1988).
De los ítems previamente mencionados, algunos de ellos pueden ser de mayor importancia
para la textura que otros, dependiendo del tipo de producto. En función de la importancia
relativa se puede describir un amplio rango de comportamiento textural (Tijskens & Luyten,
2004):
- Cuando la tensión del tejido ó turgencia celular es el factor de mayor importancia, las células
se rompen fácilmente durante el proceso de masticación y se liberan ampliamente los jugos; es
el caso de las frutillas, en las cuales las paredes celulares son muy blandas y fácilmente
dañables, y el proceso de fractura ocurre en un amplio volumen de material.
- Cuando, además de la turgencia celular, la rigidez y fracturabilidad de las paredes celulares
son los factores de mayor importancia, (debido, por ejemplo, a su composición en pectinas y
su grado de polimerización) el producto es jugoso y crujiente. La fractura ocurre a través de las
paredes celulares y los contenidos celulares se liberan. El daño se limita a un pequeño volumen
alrededor de la mordida; es el caso de las manzanas frescas.
- Cuando las paredes celulares son relativamente fuertes y la adhesión intercelular es débil, la
fractura ocurre alrededor de las células y no todas las paredes celulares quiebran (la fractura se
produce en los puntos débiles). No se presenta liberación de jugos, ó su liberación es muy
pobre, y los productos son harinosos ó arenosos y secos; es el caso de las manzanas viejas ó
sobremaduras.
- Cuando la estructura morfológica ó histológica es el factor de mayor importancia, la
percepción sensorial estará afectada por la orientación del producto durante su masticación. En
manzana se determinó que al morder paralelamente en forma radial a los espacios de aire la
89
fractura ocurría a menores deformaciones, y se percibía más crujiente que cuando se mordía
perpendicularmente a los espacios de aire (Vincent y col., 2002). Esto demuestra la
importancia de los arreglos estructurales en la percepción de la textura para productos con un
alto nivel de agregación y organización.
La influencia de la orientación, el tamaño celular y los espacios intercelulares también se ha
determinado en la textura percibida de zanahoria, manzana y pepino (Alvarez y col., 2000).
Según varios autores (Bourne, 1976; Lin y Pitt, 1986; Jackman y col., 1992; Sajnin y col.,
1999; Alzamora y col., 2000a, b) los cambios observados en la textura de un tejido vegetal
durante el procesamiento están atribuidos principalmente a:

Cambios en los componentes de la pared celular, así como cambios en el espesor de la
pared celular;

Cambios en las propiedades viscoelásticas de la pared celular, la laminilla media y la
permeabilidad hidráulica del plasmalemma;


Tamaño y forma de las células y espacios intercelulares;
Pérdida de turgor.
90
3. MATERIALES Y MÉTODOS
3.1. Materia prima
Se utilizaron manzanas (Malus pumila) variedad Granny Smith (aw = 0,98  0,01 y °Brix =
12  1) adquiridas en un comercio local. Para cada tipo de ensayo las manzanas fueron
elegidas teniendo en cuenta el tamaño, la forma y el contenido de sólidos solubles (°Brix), de
modo tal de trabajar con un lote homogéneo de frutas. De esta manera se trató de evitar la
variabilidad debido al estadio de madurez y/ó el estado de conservación. Las manzanas fueron
almacenadas en refrigeración (5°C ± 1) hasta dos horas antes de su utilización.
Los aditivos utilizados incluyeron Cerelose (monohidrato de glucosa, grado alimenticio,
Refinerías de Maíz S.A., Argentina), trehalosa (grado alimenticio, Cargill S.A., Argentina),
lactato de calcio (calidad farmacopea, Saporiti S.A., Argentina), gluconato de calcio (calidad
farmacopea, Saporiti S.A., Argentina), sorbato de potasio (grado alimenticio, Saporiti S.A.,
Argentina), ácido cítrico (grado analítico, Saporiti S.A., Argentina) y agua destilada.
3.2. Metodología experimental
3.2.1. Preparación de las muestras
Las manzanas fueron lavadas, peladas y cortadas en rodajas de 0,60 ± 0,02 cm de espesor
con una cortadora manual, en forma paralela al eje axial del fruto. Las rodajas fueron obtenidas
de la zona de tejido parenquimático, descartando las zonas centrales donde existe mayor
cantidad de tejido vascular, con propiedades diferentes del resto del tejido. De cada fruto se
obtuvieron cuatro rodajas correctamente identificadas de modo de no perder la trazabilidad; las
mismas fueron cortadas en placas cuadradas con un sacabocados de acero inoxidable de 4 cm
de lado manteniendo el mismo espesor, e inmediatamente se las destinó a los diversos
tratamientos. Luego de cada tratamiento de impregnación (Sección 3.2.3.1.), se obtuvo de cada
placa un cilindro de 3,00 cm de diámetro y 0,60 ± 0,02 cm de espesor utilizando un
sacabocados cilíndrico de acero inoxidable. En el caso de las muestras control (manzana sin
ningún tratamiento de impregnación) se obtuvieron cilindros con las mismas dimensiones.
Para las mediciones del espesor se utilizó un micrómetro Teclock (± 0,001 cm, Teclok
Corporation, Japón). La Figura 3-1 muestra la metodología de corte utilizada.
91
CORTADORA MANUAL
PLACA CUADRADA
Espesor: 0,60 cm
Lado: 4,00 cm
MANZANA
IMPREGNACION
TRATAMIENTO
MANZANA IMPREGNADA
SACABOCADOS
SACABOCADO
Diámetro: 3 cm
MUESTRA FINAL
IMPREGNADA
Espesor: 0,60 cm
Diámetro: 3,00 cm
Figura 3-1. Esquema de pasos para el corte de la muestra antes y después de la impregnación.
3.2.2. Preparación del medio de impregnación
Las fuentes de calcio utilizadas fueron seleccionadas en base a su solubilidad, costo,
contenido y biodisponibilidad de calcio, y “flavor” otorgado al producto. En estudios previos
de otros investigadores de este mismo laboratorio, se concluyó que el gluconato y el lactato de
calcio son las sales más apropiadas para la preparación del medio de impregnación (Anino y
col., 2001), pues son de bajo costo, son relativamente solubles en agua a temperatura ambiente,
no agregan ningún sabor al producto y poseen una biodisponibilidad similar a las sales de
calcio presentes en la leche (Levenson & Bockman, 1994).
Se utilizaron dos medios de impregnación, uno conteniendo Cerelose y otro trehalosa. El
medio de impregnación con glucosa se preparó mezclando previamente en seco las sales de
calcio con el azúcar y luego disolviéndolas en agua destilada. Se utilizó una mezcla de lactato
y gluconato de calcio conteniendo 5,24 % p/p de calcio. La cantidad de glucosa utilizada (10,9
92
% p/p) fue calculada de modo que la solución final fuera isotónica respecto al contenido de
sólidos solubles nativos de la fruta (aw 0,98), con el fin de minimizar la presencia de
mecanismos de transferencia de masa debido a los azúcares presentes, y así, evitar la
deshidratación del tejido y la pérdida de azúcares nativos durante el proceso. Al medio se le
agregó 1500 ppm de sorbato de potasio y se ajustó el pH a 3,5 con ácido cítrico con el
propósito de inhibir y/ó retardar el desarrollo microbiano y evitar posibles cambios en el pH
del tejido.
El medio de impregnación con trehalosa se preparó del mismo modo que el de glucosa, con
la diferencia de que en este caso se empleó una solución de trehalosa (37,5% p/p) hipertónica
respecto al contenido de sólidos solubles nativos de la fruta (aw 0,96), con el objetivo de
estudiar, además, el efecto del azúcar en la integridad de la estructura del tejido.
El cálculo de las concentraciones de glucosa y de trehalosa de las soluciones de
impregnación se realizó mediante el empleo de la ecuación de Norrish (1966):
aw = x1*exp (- K* x22 )
(Ecuación 3-1)
donde: x1 y x2 son las fracciones molares de agua y soluto respectivamente y K es la constante
de Norrish para cada soluto (2,25 para glucosa y 6,66 para trehalosa) (Chirife y col., 1980;
Galmarini y col., 2008).
3.2.3. Tratamientos
3.2.3.1. Procesos de impregnación
Se llevaron a cabo dos técnicas de impregnación, a presión atmosférica (IA) y al vacío (IV).
Ambas impregnaciones se realizaron en un recipiente con agitación forzada a temperatura
ambiente (22 ± 2oC). El grado de agitación fue el necesario para asegurar el control interno a la
transferencia de masa. Se utilizó una gran relación solución/fruta para minimizar el posible
efecto de dilución en la solución de inmersión luego de los diferentes tratamientos.
Las muestras, previamente pesadas e identificadas, eran colocadas en una cesta metálica
divida en compartimentos individuales para cada placa de modo de seguir su trazabilidad. A
continuación se las sumergía en el medio de impregnación. La metodología y las condiciones
de impregnación fueron seleccionadas teniendo en cuenta estudios previos realizados en el
mismo grupo de trabajo sobre enriquecimiento de matrices de manzana con sales de calcio
93
(Salvatori y col., 2007).
Una vez impregnadas, las muestras eran escurridas y removidas de la cesta, sumergidas en
agua destilada fría (4 ± 1oC) durante aproximadamente 10 segundos y luego secadas sobre
papel absorbente en forma estandarizada para eliminar el exceso de solución en la superficie de
la placa impregnada. Posteriormente de cada una se obtuvo un cilindro por medio de un
sacabocado; cada cilindro identificado fue envuelto en papel de aluminio y almacenado a 5 ±
1oC durante ≈ 20 horas previo a las diversas determinaciones de modo de permitir que los
gradientes de humedad en las muestras se uniformizaran. Luego de este tiempo fueron
destinadas a los diferentes tratamientos y/o determinaciones correspondientes.

Impregnación a vacío
El sistema consistió en un desecador conteniendo la solución de impregnación, en el cual se
sumergía la cesta metálica que contenía a las muestras; el mismo se encontraba adosado a una
bomba de vacío conteniendo una trampa de vapor de agua y un manómetro. La Figura 3-2
muestra el equipo utilizado.
Al sistema se le aplicó un pulso de 10 minutos a una presión de 50 mm Hg manteniendo la
convección forzada por medio de un agitador magnético, y luego se restableció la presión
atmosférica durante 10 minutos para finalizar el proceso; en esta última etapa se adicionó al
sistema un agitador mecánico de paletas para asegurar el control interno a la transferencia de
masa.

Impregnación a presión atmosférica
El sistema fue similar al utilizado en el proceso de impregnación al vacío, pero sin conexión
a la bomba de vacío. Se utilizó del mismo modo un agitador magnético y uno mecánico.
El tiempo de tratamiento de las muestras impregnadas con la solución de glucosa fue de 4 ½
horas, pues de acuerdo a estudios previos llevados a cabo por otro investigador del mismo
grupo de investigación fue el tiempo en que se logró obtener una concentración de calcio en el
producto de ≈ 1200 ppm correspondiente a satisfacer el 24% de la IR en tan solo 200 gramos
de producto (González Fesler, 2003)
El tiempo de tratamiento de las muestras impregnadas con la solución de trehalosa fue de 6
horas, siendo este tiempo el necesario para que la aw de las muestras se equilibre con la aw de
la solución.
94
(1)
(2)
(3)
(4)
bomba de vacío
manómetro
trampa de vapor
recipiente de inmersión
(5) nivel del medio de impregnación
(6) enrejado metálico
(7) agitador magnético
(8) válvula reguladora
Figura 3-2. Equipo utilizado en el proceso de impregnación al vacío.
3.2.3.2. Secado
El secado de los cilindros fue realizado en un equipo de secado con convección forzada de
aire. La temperatura del tratamiento fue de 60 ± 1oC. La humedad relativa del aire de secado
fue de ≈ 9%; la misma fue calculada haciendo uso de un diagrama psicrométrico teniendo en
cuenta la temperatura de bulbo húmedo determinada al inicio del secado (≈ 29°C) y la de
bulbo seco. Se utilizó una velocidad de aire constante de ≈ 3 m/s.
Para la determinación de la velocidad del aire se utilizó un termoanemómetro de hilo
caliente Wallac modelo GGA23S (Finlandia). Los cilindros fueron colocados en una canasta
metálica dividida en 63 celdas individuales para poder seguir la trazabilidad de las muestras.
Las muestras impregnadas con la solución de glucosa fueron secadas durante diferentes
tiempos para obtener productos de diferentes PVR. El procedimiento se basó en la
determinación de la presión de vapor relativa (PVR) de cada tanda de muestras
homogeneizadas, luego de un determinado tiempo de secado y de un período de ≈ 20 horas de
almacenamiento a 5°C. Se obtuvieron productos de PVR 0,98; 0,96; 0,94; 0,91; 0,87; 0,78;
0,72; 0,58; 0,47; 0,40 y 0,30. Los tiempos de secado para alcanzar una determinada PVR
variaron entre las muestras impregnadas y las muestras control.
Por su parte, las muestras impregnadas con la solución de trehalosa fueron secadas hasta
que no se observaran cambios considerables de masa (± 0,0001 g), obteniéndose productos de
95
PVR ≈ 0,30.
Los productos obtenidos fueron envueltos de manera individual en papel de aluminio antes
de ser almacenados durante 20 horas a 5°C para su estudio posterior. De cada tanda de
muestras, 20 fueron destinadas al estudio de las propiedades mecánicas, 10 al estudio de la
movilidad molecular por
1
H-RMN, 10 a la determinación de color, 5 al estudio
microestructural, 3 al estudio de las propiedades de sorción de agua, 3 al análisis del
encogimiento, 3 a la determinación del contenido de humedad y de calcio, y un homogenato de
tres muestras al estudio de las transiciones térmicas por calorimetría diferencial de barrido
(DSC). Las muestras destinadas a la determinación de humedad y a las propiedades de
desorción de agua fueron colocadas inmediatamente después de la impregnación en pesafiltros
previamente tarados y pesadas en una balanza analítica (± 0,0001 g).
3.2.4. Caracterización de las muestras de manzana
3.2.4.1. Determinación de las isotermas de desorción
Las muestras frescas y tratadas, previamente taradas, fueron colocadas por triplicado en
desecadores bajo vacío conteniendo soluciones salinas saturadas de presiones de vapor
relativas (PVR) en el rango del 11 al 90 %. Las mismas fueron almacenadas a 20°C durante 30
– 40 días hasta que no se observaran cambios considerables de masa (< 0,0001 g). Para
preparar las soluciones saturadas se utilizaron sales de calidad analítica: cloruro de bario (a w
0,90; Malliinckrodt Chemical Works, USA); cloruro de potasio (aw 0,85; Merck Química
Argentina S.A.I.C., Argentina) ); sulfato de amonio (aw 0,80; Biopack, Argentina); cloruro de
sodio (aw 0,75; Merck Química Argentina S.A.I.C., Argentina); bromuro de sodio (aw 0,58;
Merck Química Argentina S.A.I.C., Argentina); carbonato de potasio (a w 0,43; Merck Química
Argentina S.A.I.C., Argentina); cloruro de magnesio (aw 0,33; Merck Química Argentina
S.A.I.C., Argentina); acetato de potasio (aw 0,23; Merck Química Argentina S.A.I.C.,
Argentina); cloruro de litio (aw 0,11; Merck Química Argentina S.A.I.C., Argentina) (Resnik &
Chirife, 1988).
Una vez alcanzado el equilibrio entre las muestras y las soluciones saturadas, se determinó
gravimétricamente el contenido de humedad de las manzanas utilizando una estufa de secado
al vacío a 60°C (Gallenkamp, UK). Los datos fueron ajustados de acuerdo a los modelos de
Brunauer-Emmet-Teller (Brunauer y col., 1938) y Guggenheim-Anderson-de Boer (van den
Berg & Bruin, 1981) que relacionan el contenido de humedad de equilibrio (m) con la
96
actividad de agua de la muestra (aw).
La ecuación de Brunauer-Emmet-Teller (BET) es aplicable generalmente en un rango de a w
entre 0,10 y 0,55 (Labuza, 1980), y tiene la siguiente expresión:
m mB C B a w
m
1- a w  1  C B  1 a w 
Ecuación 3-2
donde:
m: es la humedad de equilibrio (g agua/ g m.s.)
mmB: es el contenido de humedad de monocapa BET en base seca (g agua/ g m.s.)
CB: es una constante de energía relacionada con la diferencia entre el potencial químico del
agua en estado líquido y el del agua adsorbida en la primera capa.
aw: es la actividad de agua determinada como la humedad relativa (HR) % del aire en
equilibrio con la solución saturada.
La ecuación de Guggenheim-Anderson-de Boer (GAB) es aplicable en un rango más
amplio de aw (0,1-0,9) (van den Berg & Bruin, 1981) y puede expresarse como:
m
m Gm C G K a w
1- K a w  1  C B  1 K a w 
Ecuación 3-3
donde:
mmG: es el contenido de humedad de monocapa GAB (g agua/g m.s.)
CG: es una constante de energía relacionada con la diferencia de potencial químico del agua
entre la monocapa y multicapa
K: es un factor de corrección de las propiedades de las moléculas en multicapa respecto al agua
líquida pura, y está relacionado a la diferencia de potencial químico entre las mismas.
Los parámetros de las constantes de BET y de GAB (mmG, CG y K) fueron obtenidos por
análisis de regresión no lineal, utilizando el método de estimación de Marquardt, empleando el
programa Origin Pro8 (Massachusetts, USA).
3.2.4.2. Determinación de la PVR
97
La medición de la PVR de las muestras se realizó por triplicado a 20°C en un equipo
AquaLab modelo CX-2 (Decagon Devices Inc., Pullman, WA, USA; sensibilidad = ± 0,01),
basado en la detección del punto de rocío.
El equipo fue calibrado con soluciones salinas saturadas de aw conocida en el rango de
medición (Resnik & Chirife, 1988). Se utilizaron los mismos reactivos detallados en la sección
3.2.4.1.
3.2.4.3. Determinación del contenido de humedad
El contenido de humedad de las muestras se determinó gravimétricamente por triplicado en
estufa de secado al vacío a 60°C (Gallenkamp, UK) hasta lograr constancia en peso (< 0,0001
g), utilizando cloruro de calcio como desecante.
3.2.4.4. Determinación del contenido de calcio
El contenido de calcio se determinó por espectroscopía de absorción atómica. Luego de ser
secadas en estufa de vacío a 60oC hasta peso constante, las muestras fueron pesadas.
Posteriormente fueron digeridas en un digestor por microondas (Prolabo 301 – Microdigest,
Prolabo, Francia). 5 gramos de muestra por tratamiento se colocaron en un mufla a 550-600oC
durante aproximadamente 3 horas hasta obtener solamente las cenizas del producto, lo cual
indica la completa destrucción de la materia orgánica. Las cenizas fueron disueltas en ácido
nítrico y diluidas en agua deionizada. Se utilizó un espectrofotómetro de absorción atómica
Varian modelo SpectrAA-20,76 (Australia). Se empleó LaCl3 (6500 μg/g, Merck, Alemania)
como supresor de interferencia, una llama de aire-acetileno, 0,5 nm de apertura y una longitud
de onda de 422,7 nm (AOAC, 2000). Para verificar la precisión de los procedimientos
analíticos se utilizó el material de referencia RM 8435 (leche en polvo entera). Las
determinaciones fueron realizadas por duplicado.
3.2.4.5. Determinación del volumen, la densidad y la porosidad
El volumen de las muestras se determinó mediante el método de desplazamiento de
volumen empleando un picnómetro (25 ml, IVA, Argentina) y utilizando n-heptano como
líquido de referencia. Se escogió a este solvente debido a que no interactúa con los
componentes de las muestras, y por su relativa baja densidad (: 0,6851 g/cm3, Biopack,
98
Argentina.) que facilita que la muestra quede sumergida en el líquido (McMinn & Magee,
1997).
Cada disco de manzana, previamente tarado, se sumergió dentro del picnómetro, el cual
estaba enrasado con el líquido de referencia y previamente tarado. Posteriormente se pesó el
picnómetro conteniendo a la muestra enrasado con el líquido de referencia. De esta manera se
determinó la densidad aparente de la muestra de acuerdo a la Ecuación 3-5, considerando que:
δL*mM = δapar.M*mL
Ecuación 3-4
δapar.M = mM / (mPL + mM - mMPL)* δL
Ecuación 3-5
donde:
δapar.M: es la densidad aparente de la muestra
δL: es la densidad del líquido de referencia: n-heptano: 0,6851 g/cm3
mM: es la masa de muestra
mL: es la masa del líquido de referencia
mPL: es la masa del picnómetro enrasado con el líquido de referencia
mMPL: es la masa del picnómetro + la masa de muestra enrasado con el líquido de referencia
A partir de la densidad aparente calculada, y teniendo en cuenta la masa de cada rodaja de
manzana, se determinó el volumen de la misma. El encogimiento de las muestras durante el
proceso de secado se determinó de acuerdo a la siguiente expresión:
V = (V0 – Vx) / V0 * 100
Ecuación 3-6
donde:
V es la diferencia de volumen (%)
V0 es el volumen inicial de la muestra (m3)
Vx es el volumen de la muestra a una dada PVR (m3)
Las determinaciones se hicieron por triplicado. Debido a que se sumergieron los discos
enteros de cada muestra, y a que las mismas eran porosas y contenían aire ocluido, el volumen
determinado correspondió al volumen aparente, y la densidad calculada correspondió a la
densidad aparente (apar.).
99
La determinación de la densidad real de las muestras (real) se basó en el siguiente método:
se pulverizaron las muestras de PVR ≈ 0,30 y se des-airearon aplicando vacío, de modo de
eliminar los poros y el aire ocluído; posteriormente se procedió a determinar la densidad real
del mismo modo en que se determinó la densidad aparente en las muestras enteras. En función
de los valores de real determinados experimentalmente para las muestras de PVR 0,30, y
teniendo en cuenta las humedades de cada producto, se determinó la densidad del sólido seco
aplicando el modelo presentado por Krokida & Maroulis (1997) basado en Zogsas y col.
(1994) (Ecuación 3-7).
real = (1 + X) / ((1- s) + (X / (a))
Ecuación 3-7
donde:
X: humedad de la muestras en base seca (g/g m.s.)
s: densidad del sólido seco (g/cm3)
a: densidad del agua ocluída (g/cm3)
De acuerdo a lo reportado por Krokida & Maroulis (1997), se fijó la a en 1,00 g/cm3.
A causa de la dificultad en homogeneizar y des-airear las muestras de humedad intermedia,
la densidad real de las mismas fue predicha teóricamente a partir de los valores teóricos de s,
a y los valores experimentales de humedad (m.s.) de las manzanas correspondiente a cada
PVR aplicando la Ecuación 3-7. Debido a la similitud con los resultados reportados por otros
autores se decidió aplicar este modelo en todo el rango de humedades.
La porosidad (), definida como la fracción volumétrica de aire ó espacio vacío en la
muestra, fue calculada del siguiente modo:
= (real - apar.) / real
Ecuación 3-8
3.2.4.6. Medición instrumental de las propiedades mecánicas
Las propiedades mecánicas de las muestras fueron analizadas mediante un ensayo de
penetración a 25oC utilizando un equipo Instron modelo 1101 (Canton, Massachusetts, USA).
Se empleó una punta cilíndrica de 2 mm de diámetro, y una velocidad del cabezal de 50
mm/min. Para el ensayo se utilizaron 20 réplicas por tratamiento y condición. Previo al
análisis, se determinó el espesor de cada muestra utilizando un micrómetro Teclock (Teclok
100
Corporation, Japón).
Cada disco de manzana fue colocado dentro de un contenedor cilíndrico de acrílico con un
sistema a rosca diseñado especialmente de modo de sostener la muestra durante el ensayo
mientras la punta de medición penetraba el centro del disco (Figura 3-3).
En el ensayo se obtuvieron las curvas de fuerza (F) versus distancia (d) o deformación.
Como el espesor en las diferentes muestras era variable debido a la deshidratación, a partir de
las curvas adquiridas se obtuvieron las curvas de fuerza versus deformación relativa (D)
corrigiendo el valor de “d” por el espesor inicial de cada muestra. Por el contrario, como el
área de contacto de la punta con la muestra fue la misma en todos los materiales estudiados,
por cuestiones prácticas y a modo comparativo en lo que respecta a esta tesis, se utilizó
directamente el valor de F sin corregir por el área.
De las curvas se extrajeron los siguientes parámetros: fuerza máxima de ruptura (Fmáx),
deformación relativa en el punto de Fmáx (Dmáx), pendiente en el tramo inicial lineal de la curva
(P), área bajo la curva hasta el punto de Fmáx (A) y, en los casos en que se presentó, punto de
“bioyield”. El parámetro P está relacionado con la resistencia del material a la deformación ó
rigidez. El área bajo la curva representa el trabajo necesario para producir la ruptura del
material, relacionado con la resistencia del material a la ruptura.
Entrada de la punta de medición
Sistema a rosca
Disco de manzana
Adaptado al Instron
Figura 3-3. Esquema del dispositivo para contener los discos de manzana en el ensayo de
punción.
101
3.2.4.7. Análisis por 1H-RMN
La determinación de la movilidad molecular del agua se basó en la medición de los valores
de los tiempos de relajación spin-spin (T2) por medio de la técnica de resonancia magnética
nuclear de protón resuelta en el tiempo (1H-RMN). Se utilizó un espectrómetro de 1H-RMN de
campo pulsado Bruker Minispec modelo mq 20 (Bruker Biospin GmbH, Rheinstetten,
Alemania) con un campo magnético de 0,47 Teslas equivalente a una frecuencia de resonancia
de 20 MHz para el núcleo de 1H. Las muestras fueron cuidadosamente cortadas con hojas de
afeitar (GILLETTE, Brasil) y posteriormente fueron colocadas en tubos de vidrio de 10 mm de
diámetro hasta una altura de 6 cm para su análisis.
Previo a su estudio las muestras fueron termo-estatizadas en un baño a 22,00 ± 0,01°C
(Haake, Phoenix II C35P, Thermo Electron Corporation Gmbh, Karlsruhe, Alemania).
Los T2 asociados a la rápida relajación de los protones, relacionados con los protones
móviles de los biopolímeros que conforman la matriz sólida y al agua interactuando
fuertemente con ella, fueron determinados a través del Decaimiento Libre de la Inducción,
conocido normalmente como FID (“Free Induction Decay”) mediante la aplicación de un único
pulso de 90°. Las curvas obtenidas fueron modeladas de acuerdo a la siguiente expresión:
I = As*exp [-(t/T2S)2] + AL*exp (-t/T2L)
Ecuación 3-9
donde:
I: intensidad de la señal del protón al tiempo t
T2S: tiempo de relajación de los protones en las cadenas poliméricas de la muestra
As: número relativo de protones que contribuyen a la señal de T2S
T2L: tiempo de relajación de los protones del agua fuertemente ligada a la matriz
AL: número relativo de protones que contribuyen a la señal de T2L.
Los T2 asociados a los protones con tiempos de relajación medios y altos, relacionados a las
moléculas de agua con interacción baja ó media con los sólidos y al agua libre
respectivamente, fueron determinados por medio de la secuencia de pulsos Carr-PurcellMeiboom-Gill (CPMG) (90o-  -180o). Se aplicó un de 1 ms para las muestra de alta
humedad y de 0,04 ms para las de baja humedad, utilizando una demora de reciclo de 2 ms. Se
registraron 200 puntos y se realizaron 4 barridos por medición. Las curvas fueron modeladas
de acuerdo a un comportamiento mono, bi ó tri-exponencial en función del ajuste regresional
102
obtenido para cada muestra, con la siguiente ecuación:
I =  [Ai*exp (-t/T2i)]
Ecuación 3-10
donde:
I: intensidad de la señal al tiempo t.
T2i: tiempo de relajación de los protones en la fracción i
Ai: número de protones que contribuyen a la señal de T2i
Para todas las determinaciones se utilizaron 10 réplicas por cada muestra. Las curvas fueron
modeladas mediante regresión no lineal utilizando el programa Origin Pro8.
3.2.4.8. Determinación de las transiciones térmicas
Aproximadamente 15 mg de muestra fueron taradas con una precisión de ± 0.01 mg,
colocadas y selladas en cápsulas de aluminio, y colocadas en un calorímetro diferencial de
barrido (DSC; modelo 822, Mettler Toledo, Schwerzenbach, Switzerland). El equipo fue
calibrado utilizando indio, zinc y plomo. Una cápsula vacía fue utilizada como referencia. Se
utilizó una velocidad de calentamiento de 10 ºC/min. Dicha velocidad de calentamiento es
comúnmente utilizada para observar claramente las transiciones biopoliméricas (Ablett y col.,
1993; Sopade y col., 2004; Tananuwong & Reid, 2004). La temperatura de transición vítrea
(Tg) fue determinada como la temperatura en donde se observa el comienzo de la
discontinuidad en la curva flujo de calor versus temperatura, lo cual indica un cambio en el
calor específico. Los termogramas fueron analizados utilizando el software STARe v. 6.1
(Mettler Thermal Analysis).
3.2.4.9. Determinación del color
El color en la superficie de las muestras fue medido con un espectrofotómetro tri-estímulo
de reflectancia con esfera integradora (modelo CM-508-d, Minolta Co, Japón) usando una
apertura de medida de 1,4 cm, iluminante C y 2° de ángulo de observador. Las caras laterales
de las muestras fueron recubiertas con una cartulina negra para evitar la dispersión de la luz
incidente por los laterales. Las mediciones se realizaron sobre un fondo blanco.
Se registraron las coordenadas de color del espacio CIE (X, Y, Z) y los componentes L*,
103
a*, b* del espacio CIELAB. A partir de estos valores numéricos se calcularon las siguientes
funciones de color: croma (C), ángulo de tono (h), diferencia de color global (E*ab) e índice
de pardeamiento (IP) cuyas funciones fueron definidas previamente en el apartado 2.6.3.
Se utilizaron 10 muestras para cada condición, haciendo mediciones por triplicado en dos
posiciones diferentes de la superficie de cada muestra. Los resultados reportados se basaron en
el valor promedio de estas mediciones.
3.2.4.10. Análisis micro-estructural

Microscopía óptica (MO)
Las muestras para este estudio estaban identificadas con una marca desde el momento del
corte de modo de no perder la orientación del eje axial, pues las células de manzana crecen de
manera alargada en sentido paralelo a dicho eje de la fruta. Posteriormente a los tratamientos
fueron cuidadosamente cortadas con hojas de afeitar (GILLETTE, Brasil) en rectángulos de 2
mm x 2 mm x 10 mm. La Figura 3-4 muestra la metodología de corte.
Inmediatamente después, las muestras fueron fijadas en una solución de glutaraldehído (3%
p/p) preparada en buffer fosfato de potasio (20 mM; pH 7,4) a 6 ± 1oC durante 24 horas. Luego
se lavaron con la solución buffer y posteriormente se fijaron en una solución de OsO4 (1,5 %
p/p) a 20°C durante 2 horas. Luego se deshidrataron con una serie de soluciones de
concentración ascendente de acetona de manera sucesiva y finalmente se embebieron en resina
Spurr de baja viscosidad (Sorrivas & Morales, 1983). Todos los reactivos empleados eran de
grado analítico (Merck Química Argentina S.A., Argentina)
Se cortaron entonces secciones ultrafinas de 1 µm de espesor con una cuchilla de vidrio
utilizando un micrótomo Sorbal MT2B Ultracut (USA). Las secciones fueron coloreadas con
una solución acuosa de azul de toluidina y examinadas en un microscopio Carl Zeiss modelo
Axioskop 2 plus (Zeiss, Oberkochen, Alemania).

Microscopía electrónica de barrido ambiental (MEBA)
Para el estudio ultraestructural de la topografía del tejido se cortaron piezas (≈ 7 mm x 3
mm x 5 mm) de los diferentes productos con una cuchilla (GILLETTE, Brasil) y se observaron
en forma directa en un microscopio electrónico de barrido ambiental marca Phillips modelo
XL30 (Holanda). Se empleó una aceleración de voltaje de 20 kV y condiciones de presión
entre 1,1 y 3,5 Torr.
104
Paralelo
al eje
axial
Eje axial
Dirección y sentido del corte para
análisis microscópico: perpendicular
al eje axial
Bastón paralelo
al eje axial
Figura 3-4. Esquema de corte de la muestra para las observaciones microscópicas.

Microscopía electrónica de transmisión (MET)
Para realizar las observaciones en el microscopio electrónico de transmisión, las muestras
embebidas en resina Spurr se cortaron en secciones ultrafinas con una cuchilla de vidrio
utilizando un ultramicrótomo (Sorvall MT2B Ultracut, USA) y se montaron en grillas de
cobre. Luego se colorearon con una solución de acetato de uranilo (5 % p/p) por 45 minutos y
posteriormente con citrato de sodio y nitrato de plomo (solución de Reynolds). Todos los
reactivos empleados eran de grado analítico (Merck Química Argentina S.A., Argentina).
Las muestras fueron examinadas con un microscopio JEOL modelo JEM-1200 ExII (Japón)
utilizando una aceleración de voltaje de 80 kV.
105
3.2.5. Análisis estadístico
Los resultados fueron expresados como la media ± desviación estándar (D.E.) y analizados
estadísticamente utilizando el software Infostat v. 2009 (Universidad Nacional de Córdoba,
Argentina).
El encogimiento y los cambios en la porosidad se analizaron mediante un análisis de la
varianza (ANOVA) de dos factores (tratamiento, PVR). Las diferencias significativas entre
medias se establecieron aplicando el test de Tuckey con un nivel de confianza del 95%.
Debido a que las diversas variables derivadas de los ensayos mecánicos, de color y de 1HRMN son dependientes entre sí, se analizaron las mismas mediante un análisis multivariado de
la varianza (MANOVA). En todos los casos las diferencias significativas se establecieron
aplicando el test de Bonferroni para comparación de medias con un nivel de confianza del 95
%.
Se realizó además, en cada caso, un análisis de componentes principales (PCA: “principal
component analysis”) para comparar un mismo tratamiento a las distintas PVR, y para
comparar todos los tratamientos a las distintas PVR, y determinar cuál/cuáles de las variables
estudiadas tienen mayor influencia en las variaciones observadas en los MANOVAs.
106
4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
SECCIÓN I: ESTUDIOS EN MANZANA FRESCA Y EN MANZANA IMPREGNADA
CON SOLUCIÓN ISOTÓNICA DE GLUCOSA CONTENIENDO SALES DE CALCIO
4.1.1. Isotermas de desorción
4.1.1.1. Manzana fresca (control: C)
Las características de desorción de manzana fresca (control: C) se muestran en la Figura 41, en la que se representa el contenido de humedad (m) en base seca (m.s.) en equilibrio con la
humedad relativa (HR), a 22°C; se informan los valores medios con sus respectivas
desviaciones estándar (D.E.)
La isoterma observada puede ser catalogada como de tipo III según la clasificación de
Brunauer y col. (1940), la cual es característica de alimentos con altos contenidos de azúcares
solubles. En este tipo de comportamiento, a baja HR, a medida que se incrementa la misma,
los productos sorben pequeñas cantidades de agua, y a valores de HR mayores a 0,80 el
contenido de humedad se incrementa bruscamente. A bajos valores de HR la sorción de agua
es un fenómeno superficial debido fundamentalmente a la presencia de los sitios activos de los
polímeros presentes en el tejido (polisacáridos, pectinas y proteínas), mientras que a altos
valores de HR el incremento en el contenido de humedad es causado por la disolución de los
azúcares (Hubinguer y col., 1992).
Comportamientos similares han sido observados por otros investigadores en durazno
(Sobral y col., 2001), ananá (Telis y col., 2001), frutilla (Moraga y col., 2004), pomelo (Fabra
y col., 2009) y en otras frutas (Iglesias & Chirife, 1982; Maroulis y col, 1988).
En la Figura 4-2 se muestra la isoterma de desorción a 30°C de manzana Granny Smith
reportada por Nieto (2004). La isoterma determinada por este autor fue muy similar a la
obtenida en esta tesis; la diferencia observada a valores de HR mayores que 0,80 podría
atribuirse a la diferencia en la temperatura y en el porcentaje de azúcares en la fruta debido a
la variabilidad biológica.
Los datos experimentales de la isoterma de desorción de manzana fresca fueron modelados
aplicando la ecuación de BET (Brunauer y col., 1938) y la ecuación de GAB (van den Berg
107
m (g agua / g m.s.)
3,50
3,00
2,50
2,00
1,50
1,00
0,50
0,00
0,00
0,20
0,40
0,60
0,80
1,00
HR
Figura 4-1. Isoterma de desorción de manzana fresca a 22ºC. Las barras indican la D.E.
m (g agua / g m.s.)
3,50
3,00
2,50
2,00
1,50
1,00
0,50
0,00
0,00
0,20
0,40
0,60
0,80
1,00
HR
Figura 4-2. Isoterma de desorción de manzana fresca a 30ºC reportada por Nieto (2004)
108
& Bruin, 1981). En la Figura 4-3 se muestran los valores experimentales y el ajuste de los
modelos de BET y GAB. La Tabla 4-1 muestra los parámetros estimados por regresión no
lineal con sus respectivos coeficientes de regresión para ambos modelos.
En concordancia a lo reportado por diversos autores que compararon las constantes de GAB
y BET, los valores de humedad de monocapa predichos por el modelo de GAB (mmG) fueron
ligeramente mayores a los predichos por el modelo de BET (mmB), mientras que los valores de
la constante de energía del modelo de GAB (CG) fueron menores a los de la constantes del
modelo de BET (CB) (Timmerman y col., 2001). El valor de la constante K fue alto,
coincidiendo con una subida pronunciada de la isoterma a altos valores de HR. Por otro lado,
este valor fue cercano a 1, implicando que en este caso la ecuación de GAB quedaría reducida
a la ecuación de BET. El modelo de GAB resultó en un mejor ajuste de los datos que la
ecuación de BET, siendo el valor de r2 mayor a 0,99. El menor ajuste del modelo de BET
podría explicarse en base a la menor cantidad y mayor dispersión de los datos experimentales
en el rango de HR 0  0,50. Timmerman y col. (2001) demostraron que los valores de la
ecuación de GAB representan mejor la realidad física, ya que sus constantes son parámetros
representativos de la adsorción multicapa y permiten representar las isotermas en el rango de
interés práctico en alimentos (0,10 – 0,90). Por otra parte, el grupo del Proyecto Europeo
COST 90 sobre Propiedades Físicas de Alimentos ha recomendado la ecuación de GAB como
la ecuación fundamental para la caracterización de las propiedades de sorción en alimentos
(Wolf y col, 1985).
Tal como se observa en la Tabla 4-2, el valor de humedad de monocapa de la manzana
fresca hallado en este trabajo se encontró en el rango de los valores de mm de diferentes frutas
reportados por distintos autores.
Tabla 4-1. Parámetros de las ecuaciones de BET y de GAB obtenidos por regresión no lineal
de los datos experimentales en el intervalo 0,113  aw  0,422
y 0,113  aw  0,903
respectivamente para isotermas de desorción de manzana fresca.
MODELO
mmi (g agua/g ms) ± D.E.
Ci ± D.E.
K ± D.E.
r2
--
0,985
BET
0,098 ± 0,010
4,144 ± 1,278
GAB
0,105 ± 0,010
3,175 ± 1,251
1,074 ± 0,003
0,997
El superíndice i se refiere al superíndice G ó B de las ecuaciones de GAB ó BET según corresponda.
109
A
m (g agua/ g m.s.)
0,20
0,15
0,10
0,05
0,00
0,0
0,1
0,2
0,3
0,4
0,5
HR
3,50
B
m (g agua/ g m.s.)
3,00
2,50
2,00
1,50
1,00
0,50
0,00
0,00
0,20
0,40
0,60
0,80
1,00
HR
Figura 4-3. Modelado matemático de la isoterma de desorción de manzana fresca.
valores
observados,  valores ajustados. A: modelo de BET, B: modelo de GAB. Las barras indican
la D.E.
110
Tabla 4-2. Valores de humedad de monocapa reportados para distintas frutas obtenidos
mediante el fenómeno de desorción (des.) ó adsorción (ads.) aplicando la ecuación de GAB.
Alimento
mmG (g/100 g ms) T (ºC)
K
Referencia
Moraga y col., 2006
Kiwi (des.)
5,9
20
1,17
Manzana (des.)
9,99
30
0,99
Manzana escaldada (ads.)
7,55
25
1,03 LópezMalo y col., 1997
Manzana osmotizada (ads.)
14,0
25
0,99 LópezMalo y col., 1997
Níspero (des.)
16,3
20
0,99
Higo (des.)
11,7
15-60
Maroulis y col., 1988
Ciruela (des.)
13,3
15-60
Maroulis y col., 1988
Damasco (des.)
15,1
15-60
Maroulis y col., 1988
"Fruta seca" promedio (des.)
12,4
15-60
Maroulis y col., 1988
Nieto, 2004
Moreira y col., 2008
4.1.1.2. Manzana impregnada con calcio a presión atmosférica (IA) y al vacío (IV)
La conducta típica de manzana IA y de manzana IV respecto a sus características de
desorción se muestra en la Figura 4-4-A, B. Al igual que en las muestras C, las isotermas
de las
muestras IA e IV observadas pueden ser catalogadas como tipo III según la
clasificación de Brunauer y col. (1940). Ambas isotermas fueron similares a la obtenida para
manzana fresca.
Las isotermas de desorción de manzana IA e IV fueron modeladas mediante la ecuación de
BET y de GAB. En la Figura 4-5 y 4-6 se muestran los valores observados experimentalmente
y el ajuste de ambos modelos para las manzanas IA e IV respectivamente. La Tabla 4-3
muestra los parámetros estimados con sus respectivos coeficientes de regresión. El modelo de
GAB resultó en un mejor ajuste de los datos que la ecuación BET. Los valores de m mi, Ci y K
obtenidos por ambos modelos fueron similares entre las muestras C, IA e IV, a excepción del
valor de CB en las muestras IV que fue levemente mayor. Se podría decir, entonces, que los
tratamientos de impregnación con sales de calcio no introdujeron modificaciones en el
comportamiento de desorción de manzana.
111
m (g agua / g m.s.)
3,50
A
3,00
2,50
2,00
1,50
1,00
0,50
0,00
0,00
0,20
0,40
0,60
0,80
1,00
HR
m (g agua / g m.s.)
4,00
B
3,50
3,00
2,50
2,00
1,50
1,00
0,50
0,00
0,00
0,20
0,40
0,60
0,80
1,00
HR
Figura 4-4. Isotermas de desorción de manzana impregnadas con calcio a 22ºC. Las barras
indican la D.E. A) IA; B) IV.
112
m (g agua / g m.s.)
0,20
A
A
0,15
0,10
0,05
0,00
0,00
0,10
0,20
0,30
0,40
0,50
HR
3,50
B
m (g agua/ g m.s.)
3,00
2,50
2,00
1,50
1,00
0,50
0,00
0,00
0,20
0,40
0,60
0,80
1,00
HR
Figura 4-5. Modelado matemático de la isoterma de desorción de manzana IA.
valores
observados,  valores ajustados. A: modelo de BET, B: modelo de GAB. Las barras indican
la D.E.
113
m (g agua / g m.s.)
0,20
A
0,15
0,10
0,05
0,00
0,00
0,10
0,20
0,30
0,40
0,50
HR
B
m (g agua / g m.s.)
3,50
3,00
2,50
2,00
1,50
1,00
0,50
0,00
0,00
0,20
0,40
0,60
0,80
1,00
HR
Figura 4-6. Modelado matemático de la isoterma de desorción de manzana IV.
valores
observados,  valores ajustados. A: modelo de BET, B: modelo de GAB. Las barras indican
la D.E.
114
Tabla 4-3. Parámetros de las ecuaciones de BET y de GAB obtenidos por regresión no lineal
de los datos experimentales en el intervalo 0,113  aw  0,422
y 0,113  aw  0,903
respectivamente para isotermas de desorción de manzana IA e IV.
MODELO
IA
IV
Ci ± D.E.
mmi (g agua/g ms) ± D.E.
BET
0,106 ± 0,015
3,877 ± 1,448
GAB
0,096 ± 0,012
3,517 ± 1,251
BET
0,095 ± 0,007
7,685 ± 2,291
GAB
0,114 ± 0,012
3,447 ± 1,614
K ± D.E.
r2
--
0,957
1,064 ± 0,020
-1,056 ± 0,013
0,968
0,976
0,995
El superíndice i se refiere al superíndice G ó B de las ecuaciones de GAB ó BET según corresponda.
4.1.2. Deshidratación en corriente de aire de manzana fresca (control: C) y manzanas
impregnadas con calcio a presión atmosférica (IA) y al vacío (IV)
4.1.2.1. Aspecto general de las manzanas deshidratadas a diferentes humedades
La Figura 4-7 muestra el aspecto general de las manzanas fresca e impregnadas con calcio
y de los diferentes productos deshidratados hasta diferentes humedades. El análisis visual de
las manzanas no impregnadas demuestra el importante encogimiento y deformación que
experimentó la fruta en el transcurso del proceso, siendo estos fenómenos más notables al
comienzo del secado. El efecto en el encogimiento fue más marcado en el espesor que en el
diámetro del disco. Se observó la formación de pliegues en el contorno del mismo. En cuanto
al color no se observaron grandes variaciones respecto de la manzana fresca sin deshidratar.
Las muestras IA mostraron visualmente un encogimiento durante el secado al igual que las
muestras C, y cambios importantes en el color que se hicieron más notorios a partir de PVR
0,58. Las muestras IV presentaron un encogimiento mucho mayor al de las muestras IA y C, y
una gran deformación del tejido debido al secado, con importante formación de pliegues,
mayores a los observados en las muestras C e IA. En cuanto al color, se observó una
disminución de la opacidad en las muestras impregnadas sin deshidratar respecto a la muestra
C, y un pardeamiento muy destacable de las muestras deshidratadas, siendo el mismo marcado
ya al comienzo del secado, e incrementándose de manera importante hasta el final del proceso.
Es importante destacar que la PVR alcanzada en las muestras IV al final del proceso (PVR =
0,33) fue levemente mayor a la alcanzada por las muestras C e IA (PVR = 0,30), a pesar de
115
C
IA
IV
0,98
0.98
0,91
0.9
0,78
0.8
0,72
0.7
0,58
0.6
0,47
0.47
0,40
0.4
0,30/
0,30
0.30
0,33
Figura 4-7. Aspecto general de las manzanas control (C), impregnadas con calcio a presión atmosférica (IA) e impregnadas con calcio al vacío
(IV), deshidratadas a diferentes humedades. Se muestran los productos en función de la PVR correspondiente.
116
que los contenidos de humedad final fueron similares entre sí (m ≈ 6 % m.s.).
Otro aspecto fundamental a destacar es la diferencia, aunque leve, entre la PVR
determinada en los productos deshidratados en corriente de aire y la PVR de los productos
obtenidos a partir de las isotermas de desorción a un mismo contenido de humedad de las
muestras. Este hecho se tradujo en diferentes valores de PVR correspondientes a la mm. La
Tabla 4-4 muestra los valores de humedad de las muestras C, IA e IV a distintas aw ó PVR
obtenidos mediante ensayos de desorción y/ó por secado convectivo. Basándose en los valores
de mmG, la PVR correspondiente a la monocapa sería de ≈ 0,35 (isoterma de desorción) ó ≈
0,43 (secado convectivo) para las muestras C, en las muestras IA sería de ≈ 0,32 (isoterma) ó ≈
0,42 (secado) y en las muestras IV sería de ≈ 0,33 (isoterma) ó ≈ 0,42 (secado).
Tabla 4-4. Valores de humedad de las muestras C, IA e IV a diferentes aw/PVR obtenidos por
medio de ensayos de desorción o por secado convectivo.
C
aw/PVR
Isoterma
0,98
0,96
0,94
0,91
0,90
0,87
0,84
0,80
0,78
0,75
0,72
0,57/58
0,47
0,42
0,40
0,33
0,30
0,22
0,11
6,010
3,071
1,116
0,627
0,428
0,227
0,131
0,091
0,067
0,041
Secado
convectivo
6,010
3,550
2,683
1,930
1,236
0,509
0,297
0,238
0,152
0,067
0,063
-
m (g agua/ g m.s.)
IA
Secado
Isoterma
convectivo
6,160
6,160
3,017
1,533
0,996
3,027
0,649
0,918
0,571
0,439
0,453
0,316
0,304
0,151
0,124
0,139
0,073
0,103
0,057
0,067
0,058
117
IV
Isoterma
6,077
3,487
0,969
0,668
0,542
0,219
0,143
0,109
0,078
0,060
Secado
convectivo
6,077
3,269
1,809
1,379
0,798
0,521
0,422
0,305
0,118
0,930
0,056
-
Las diferencias observadas se deberían a las características de las distintas experiencias: por un
lado, se asume que las muestras en los ensayos de desorción (sujetas a distintas condiciones de
HR durante largos tiempos de almacenamiento) alcanzaron un estado de equilibrio (o pseudoequilibrio) con el medio; por otro lado, las muestras deshidratadas por convección forzada
(secadas durante diferentes tiempos de modo de lograr productos de diversas humedades) no se
encontrarían en equilibrio con el medio al momento de analizar sus características. Por lo
tanto, las propiedades físico-químicas de las muestras obtenidas por un método u otro pueden
ser diferentes. Por ello, en la discusión de la caracterización de los diferentes productos, se
decidió considerar solamente el valor de mm de la isoterma de desorción y no el valor de aw de
equilibrio correspondiente.
4.1.2.2. Incorporación de calcio y porcentaje de la IR aportado por las manzanas C, IA e
IV a diferentes humedades
Las concentraciones de Ca2+ (ppm) de las muestras control y las impregnadas con calcio a
presión atmosférica y al vacío, y posteriormente deshidratadas a distintas PVR se muestran en
la Figura 4-8. El contenido de calcio en las rodajas de manzana impregnadas aumentó
considerablemente en comparación con el contenido presente en la fruta fresca (≈ 6 ppm),
alcanzando valores de ≈ 540 ppm en el caso de las impregnadas a presión atmosférica, y de ≈
850 ppm en el caso de las impregnadas al vacío.
De acuerdo a la cantidad de calcio incorporado luego del tratamiento al vacío, la cantidad
presente en una porción de 200 g de fruta contribuiría con alrededor del 17% de la ingesta
recomendada en adultos (1000 mg/día), mientras que debido al tratamiento atmosférico
satisfacería el 11%. Si bien estos resultados son menores a los valores promedio hallados por
González Fesler (2003) utilizando la misma variedad de manzana, la misma geometría, la
misma formulación de la solución de impregnación y los mismos tiempos de proceso, es
necesario destacar que los valores encontrados por este autor presentaban una importante
dispersión, con valores entre 900 y 2000 ppm entre diferentes lotes y dentro de un mismo lote
en el caso de los productos IV, y entre 1000 y 1600 ppm en el caso de los productos IA.
Gómez (2010) determinó un contenido de ≈ 700 ppm en manzana impregnada a presión
atmosférica utilizando las mismas condiciones de proceso. Las diferencias entre los valores de
impregnación obtenidos podrían asociarse al diferente grado de madurez de los lotes
empleados y/ó a la variabilidad biológica entre frutas, lo cual conllevaría a tiempos de
tratamiento diferentes para obtener un mismo nivel de impregnación.
118
5500
5000
Ca
2+
(ppm)
4500
4000
3500
3000
2500
2000
1500
1000
500
0
0,30
0,40
0,50
0,60
0,70
0,80
0,90
1,00
PVR
Figura 4-8. Concentraciones de Ca2+ (ppm) de las muestras -- C, -- IA e -- IV
deshidratadas a distintas humedades en función de la PVR.
119
Con tiempos más prolongados de proceso se podrían obtener concentraciones cada vez más
elevadas del CFA, tal cual lo demostró Anino (2003), hasta alcanzar el estado de equilibrio con
el medio de impregnación (5267 ppm). Sin embargo, tiempos mayores de proceso no serían
factibles ya que, por un lado, el prolongado tiempo de proceso traería aparejado un deterioro
de la matriz del tejido vegetal, y por otro, no sería económicamente eficaz.
Durante el secado, el contenido de calcio en las muestras C e impregnadas sufrió un rápido
incremento al comienzo del proceso para tornarse más gradual al final del mismo, de manera
lógica debido a la concentración de sólidos, y a que el mayor porcentaje de agua fue removido
en los primeros estadíos del secado. Al final del proceso de deshidratación las muestras C
presentaron valores de calcio promedio de 39 ppm (0,19% de la IR); por su parte, las muestras
IA e IV se caracterizaron por valores promedio de ≈ 3600 y ≈ 5200 ppm respectivamente, los
cuales implicaron, considerando una porción de producto de 50 g, un 18% y un 26% de la
ingesta diaria recomendada respectivamente. Es de destacar el mayor porcentaje de
impregnación obtenido en los productos IV respecto de los IA en los tiempos de tratamiento
empleados.
Al comparar los valores obtenidos de IR con la aportada por algunos productos lácteos
comerciales se comprobó que el calcio aportado por una porción de 50 g de producto IV
deshidratado equivaldría aproximadamente al calcio aportado por un vaso de leche entera (200
cc; 28% IR de Ca2+), a un pote de yogurt entero (250 g; 26% de la IR de Ca2+), y a una porción
de 45 g de queso cheddar (30% de la IR de Ca2+) ó muzzarella (28% de la IR de Ca2+),
mientras que se requerirían de 75 g de producto IA deshidratado para igualar estos valores.
Estos resultados muestran la factibilidad del uso de la impregnación como herramienta para la
incorporación del CFA seleccionado, ya que, mediante la misma se logra satisfacer, con una
porción de 50 g de producto deshidratado, la IR en forma equivalente a la aportada por un vaso
de leche, considerada como producto estándar de fuente de calcio.
Sin embargo, a pesar de estos alentadores resultados, hay que considerar que una elevada
concentración de un determinado nutriente en los alimentos ingeridos no necesariamente
implica que dicho nutriente sea biodisponible en su totalidad, sino que existen diversos
factores que interfieren en la asimilación del nutriente (apartado 2.2.1 de la Introducción). En
este aspecto, González Fesler (2003) realizó previamente ensayos de biodisponibilidad de
calcio en ratas alimentadas con tejidos de manzana impregnados a presión atmosférica con la
misma solución de impregnación empleada en esta tesis, los cuales fueron de gran utilidad para
poder concluir los resultados obtenidos desde el punto de vista nutricional. Los valores de
absorción aparente encontrados por este autor fue de ≈ 80% lo cual indicaría que la
120
impregnación con sales de calcio (lactato y gluconato) en los tejidos de manzanas es un
vehículo para proveer fácilmente calcio absorbible.
4.1.2.3. Caracterización microestructural y ultraestructural de los tejidos de manzana
impregnados con calcio y/ó deshidratados a diferentes humedades
4.1.2.3.1. Manzana control (C)
Se analizaron los cambios microestructurales del tejido parenquimático de manzana fresco y
deshidratado a diferentes humedades mediante microscopía óptica (MO), microscopía
electrónica de barrido ambiental (MEBA) y microscopía electrónica de transmisión (MET).
Las microfotografías obtenidas con MO del tejido fresco (Figuras 4-9-A y 4-10-A)
mostraron células y espacios intercelulares dispuestos en un arreglo en forma de red,
distribuidos en forma heterogénea y anisotrópica. Los espacios intercelulares se presentaron de
varias formas y tamaños, siendo irregulares, algunos de ellos alargados, equivalentes a tres ó
hasta cuatro células. Se observaron también algunos espacios pequeños, principalmente en la
zona de contacto triangular. Sin embargo, se observaron grandes áreas de contacto celular. Esta
distribución concuerda con las observaciones realizadas por Reeve (1953) y Khan & Vincent
(1990). Las células se presentaron en forma irregular, muchas de ellas alargadas, con una
estructura celular aparentemente bien definida. El volumen celular se mostró dominado por
una única gran vacuola central, ocupando la mayor parte del volumen total. El citoplasma se
observó presionado fuertemente contra la pared celular formando una delgada capa de alta
densidad óptica revistiendo la superficie celular. Las paredes celulares se observaron íntegras y
bien teñidas. En las observaciones con MEBA del tejido fresco (Figuras 4-11-A, B) también
se visualizó el arreglo celular en red, con espacios intercelulares alargados. Se observaron
células poliédricas redondeadas, bien turgentes, con paredes celulares consistentes. Las
observaciones con MET mostraron paredes celulares con buena densidad electrónica, con el
material fibrilar densamente empaquetado, con una laminilla media ocupando una banda
central bastante dispersa (Figura 4-13-A). En la zona de contacto triangular de tres ó más
células se observó a la laminilla media bien definida y con alta densidad (Figura 4-13-B). El
citoplasma se presentó adyacente a la pared celular, rodeado por el plasmalemma y el
tonoplasto, los cuales se observaron íntegros. En algunas imágenes pudieron visualizarse
algunas organelas (Figura 4-13-A).
121
Las Figuras 4-9 y 4-10 muestran las micrografías obtenidas con MO de los tejidos C
deshidratados a diferentes humedades. Se observa cómo el proceso de secado afectó
fuertemente, en forma progresiva, a la estructura celular. Las muestras de PVR 0,91 mostraron
un arreglo celular similar al del control, sin embargo, las células aparecieron más deformadas y
encogidas. El encogimiento celular fue difícil de cuantificar debido a la gran diferencia en la
forma y tamaño de las células del tejido nativo. Algunas células se observaron intactas,
similares a las frescas, aunque otras presentaron las membranas contraídas dispuestas hacia el
centro de la célula y algunas de ellas aparecieron con discontinuidades, lo que demostró la
importante pérdida de la turgencia celular. No obstante, las paredes se observaron íntegras, con
densidad óptica similar a la de fruta fresca (Figuras 4-9-B y 4-10-B). Las observaciones con
MEBA mostraron una menor turgencia celular respecto al tejido fresco, con células contraídas
y paredes plegadas debido al encogimiento del tejido, y, en ciertas zonas, una leve separación
de las mismas (Figura 4-11-C, D). Las muestras deshidratadas de PVR 0,78 presentaron un
arreglo general con mayores espacios, aunque el tejido se notó contraído. En este caso las
membranas celulares ya se observaron muy desintegradas; sin embargo las paredes se
conservaron íntegras y el contacto célula-célula aún fue significativo (Figura 4-9-C). Las
muestras de PVR 0,72 se presentaron aún más encogidas y deformadas, con las membranas
más desintegradas y con restos esparcidos por toda la célula. No se evidenciaron interrupciones
en la pared, aunque se observó un alto plegamiento y una distribución irregular de densidad
óptica en las mismas (zonas menos teñidas), demostrando un debilitamiento de la pared debido
al secado (Figuras 4-9-D). Las muestras de PVR 0,47 mostraron un arreglo similar a las de
PVR 0,72 aunque las observaciones con MO mostraron que las células se presentaron con
mayor volumen y más redondeadas, con un alto plegamiento de paredes (Figuras 4-9-E y 410-C). Es necesario mencionar que el método de fijación de las muestras para su observación
posterior con MO y con MET puede provocar la hidratación del tejido, por tal motivo en las
muestras deshidratadas no es correcto hablar de encogimiento celular pues las células se
encontrarían expandidas debido al hinchamiento causado por la rehidratación; en cambio, los
cambios en el volumen celular sí pueden ser apreciados en las observaciones con MEBA. Las
observaciones con MEBA de las muestras de PVR 0,47 (Figuras 4-12-A) mostraron que las
células se encontraron totalmente colapsadas, con paredes celulares muy plegadas, algunas de
ellas con interrupciones, un arreglo más espaciado e incremento de los espacios intercelulares,
la superficie se tornó también más arrugada (Figura 4-12-B). Las observaciones con MO de
las muestras de PVR 0,30 presentaron un aspecto mucho más deteriorado (Figuras 4-9-F y 410-D). El arreglo general se encontró altamente espaciado, con bajo contacto intercelular y
122
espacios intercelulares muy grandes. Las células, si bien se encontraron altamente encogidas,
se presentaron alargadas. Las paredes celulares poseían baja densidad óptica con algunas zonas
no teñidas, lo que demostró el deterioro y la disrupción de las mismas. Se vieron fragmentos
de paredes rotas y libres unidos a células adyacentes con paredes íntegras, formando cavidades
largas, lo cual contribuyó en parte al importante aumento en la porosidad. Además el contacto
intercelular fue escaso. En estas muestras no se observó un hinchamiento importante de las
células debido al proceso de fijación como en el caso de las muestras de PVR 0,47
probablemente debido a la resistencia a la difusión ofrecida por el tejido muy colapsado. Las
observaciones con MEBA confirmaron el gran daño al tejido, mostrando una baja densidad en
las paredes celulares, y la gran porosidad desarrollada, producto del encogimiento y del daño
celular irreversible en membranas y paredes celulares debido al proceso de secado (Figuras 412-C, D), la superficie del producto se observó con importantes rugosidades y altamente
plegada (Figura 4-12-E). Las observaciones con MET de las muestras de PVR 0,30
confirmaron con mayor precisión estos daños; las paredes en ciertos casos se encontraron
íntegras pero con muy baja densidad electrónica y con algunos plegamientos (Figuras 4-14-A,
B), en otros casos se observó un patrón fibrilar más abierto (Figuras 4-14-C, D). Se observó
además una importante cantidad de material esparcido a través de estos espacios. En ningún
caso se observó laminilla media. También en el interior celular se observó el contenido
desintegrado y esparcido por toda la célula (Figuras 4-14-A, B).
La separación de las paredes celulares y el aumento asociado del tamaño de los espacios
intercelulares podría deberse en parte al adelgazamiento o degradación completa de la
laminilla media; ello estaría asociado, entre otros, a la solubilización de las pectinas debido a la
temperatura de secado.
4.1.2.3.2. Tejidos impregnados con calcio (IA e IV)
Las microfotografías obtenidas con MO del tejido IA sin deshidratar mostró un arreglo
celular similar al observado en las muestras C, presentando además las membranas
conservadas, sin embargo las paredes se observaron más teñidas en ciertas zonas (Figuras 415-A y 4-16-A). Las observaciones con MEBA mostraron células bien turgentes y más
redondeadas que las muestras C (Figura 4-17-A), mientras que con MET se observaron
las paredes más densamente empaquetadas, más teñidas y con la laminilla media más definida
(Figuras 4-19-A, C). Las membranas aparecieron conservadas (Figura 4-19-C), al igual que
de los plasmodesmos (Figura 4-19-B).
123
A
mc
B
ei
C
D
E
F
Figura 4-9. Imágenes de microscopía óptica de tejido de manzana deshidratado a diferentes
PVR. A: muestra fresca; B: PVR 0,91; C: PVR 0,78; D: PVR 0,72; E: PVR 0,47; F: PVR 0,30.
ei: espacio intercelular; mc: membrana celular.
124
A
B
C
D
Figura 4-10. Imágenes de microscopía óptica de tejido de manzana deshidratado a diferentes
PVR. A: muestra fresca; B: PVR 0,91; C: PVR 0,47; D: PVR 0,30.
125
A
B
C
D
Figura 4-11. Imágenes de microscopía electrónica de barrido ambiental de tejido de manzana
fresco y deshidratado a diferentes PVR. A: muestra fresca (interior); B: muestra fresca
(superficie); C: PVR 0,91 (interior); D: PVR 0,91 (superficie)
126
A
B
C
D
E
A
Figura 4-12. Imágenes de microscopía electrónica de barrido ambiental de tejido de manzana
fresco y deshidratado a diferentes PVR. A: PVR 0,47 (interior); B: PVR 0,47 (superficie); C:
PVR 0,30 (interior); D y E: PVR 0,30 (superficie)
127
A
o
v
c
pc
t
p
lm
1 m
B
1 m
Figura 4-13. Imágenes de microscopía electrónica de transmisión de tejido de manzana fresco
(A y B). pc: pared celular; v: vacuola; lm: laminilla media; t: tonoplasto; p: plasmalemma; c:
citoplasma; o: organela.
128
B
A
2 m
1 m
C
D
500 nm
500 nm
Figura 4-14. Imágenes de microscopía electrónica de transmisión de tejido de manzana
deshidratado a PVR 0,30 (A-D).
129
Anino y col. (2006) también observaron que la impregnación isotónica de manzana con sales
de calcio a presión atmosférica resultó en paredes celulares más teñidas con la laminilla
media reforzada; sin embargo en algunos casos observaron membranas rotas, interrumpidas y
vesiculadas.
Durante el proceso de secado las muestras sufrieron los mismos cambios observados en las
muestras C mediante MO, aunque las paredes se observaron más reforzadas (Figuras 4-15-BF y 4-16-B-D). Al final del secado se observaron, además, grandes áreas de contacto celular; la
importante porosidad desarrollada al final del proceso se debería exclusivamente al
encogimiento de las células, y no a la ruptura de las paredes como se observó en las muestras
C, lo que demostraría la mayor conservación de la estructura celular (Figuras 4-15-F y 4-16D). La Figura 4-18-C confirmó este hecho: los espacios intercelulares se observaron como
poros (grandes y pequeños) y no como enormes cavidades producto del encogimiento y la
ruptura de las paredes celulares. Las superficies si bien se presentaron arrugadas se
encontraron menos plegadas que en C (Figuras 4-18-D, E). Las observaciones con MET de
las muestras de PVR 0,30 mostraron, a diferencia de las muestras C a la misma PVR, paredes
muy bien conservadas, intactas, y en ciertas zonas con presencia de laminilla media bien
definida (Figura 4-20). Las membranas celulares también se encontraron más conservadas; si
bien se observaron importantes interrupciones, no se vieron desintegradas como en las
muestras C (Figura 4-20-A, C).
Las muestras IV sin deshidratar mostraron mediante MO un arreglo celular similar al
observado en las muestras IA, sin embargo las paredes se observaron aún más teñidas en
ciertas zonas (Figuras 4-21-A y 4-22-A). Las observaciones con MEBA mostraron células
bien turgentes, aunque más angulares que lo observado en las muestras C e IA (Figuras 4-23
A-B) con la superficie en el producto más lisa (Figura 4-23-C), mientras que con MET se
observaron a las paredes más densamente empaquetadas que las mencionadas previamente,
más teñidas y con la laminilla media mucho más engrosada, altamente definida (Figura 4-25).
Además, las membranas se presentaron conservadas, a diferencia de lo observado por Anino y
col. (2006), quienes vieron un importante grado de plasmólisis con ruptura de membranas en
muestras de manzana impregnadas isotónicamente con sales de calcio al vacío. Durante el
proceso de secado las muestras sufrieron los mismos cambios observados en las muestras C e
IA, aunque las paredes se observaron aún más reforzadas y las membranas más conservadas
(Figuras 4-21 y 4-22). En las observaciones con MEBA lo más destacable a resaltar en estas
muestras es la importante compactación del tejido, y la respectiva baja porosidad desarrollada
al final del proceso (Figuras 4-23 y 4-24): en los procesos de impregnación al vacío, el
130
contacto laminilla media-fase acuosa (solución presente en los espacios intercelulares) pudo
haber contribuido de manera importante al fenómeno de solubilización de las pectinas y
favorecer la formación de una estructura gelificada. Los cambios en la solubilidad de las
pectinas que pueden ocurrir durante el secado afectan al peso molecular medio de los solutos
en la fase acuosa y a las fuerzas de adhesión que soportan la estructura celular. La mayor
solubilización de las pectinas puede contribuir al aumento de la compactación celular
(Contreras y col., 2005). Este hecho estaría en concordancia con el bajo valor de porosidad y la
alta densidad determinadas experimentalmente. Las observaciones con MET en las muestras
de PVR 0,33 mostraron paredes celulares íntegras aunque muy plegadas (Figura 4-26-A). La
laminilla media se presentó en ciertos casos mucho mas reforzada que en las muestras IA, y
bien definida (Figuras 4-26-B, D). Las membranas, aunque interrumpidas, mantuvieron
aparentemente su organización (Figura 4-26-D).
Por lo tanto, de acuerdo a lo observado, se podrían confirmar que los tratamientos de
impregnación con sales de calcio no dañaron a las paredes celulares sino que, por el contrario,
las reforzaron. La estructura celular en los tejidos IA e IV de PVR 0,98 pudo compararse con
la del fresco; y, en el caso de los productos secos de PVR ≈ 0,30, la estructura de las muestras
impregnadas estuvo mucho más conservada que en el tejido C, con las paredes más integras y
con presencia de laminilla media. En las muestras C e IA el secado provocó un importante
aumento en la porosidad resultando en productos menos densos e irregulares, mientras que en
las muestras IV provocó una importante compactación del tejido, resultando en productos muy
densos.
4.1.2.4. Cambios de volumen
La Figura 4-27 muestra el encogimiento de los discos de manzana C, IA e IV durante el
proceso de secado a diferentes humedades en función de la PVR de los productos.
Con respecto a las muestras C, al final del secado se registró una disminución del volumen
del producto de aproximadamente 78%. Se observó un encogimiento severo progresivo
durante los primeros estadíos del secado hasta una PVR de 0,78 (Figura 4-27), indicando el
análisis estadístico diferencias significativas entre las muestras (p < 0,05) (Tabla 4-5). Luego
el encogimiento se incrementó más lentamente y tendió a ser constante; sin embargo, el
análisis estadístico demostró que sólo hubo diferencias significativas entre el encogimiento de
las muestras de PVR 0,78 y 0,72 respecto de las muestras de PVR 0,40 y 0,30 (Tabla 4-5).
131
A
B
C
D
E
F
Figura 4-15. Imágenes de microscopía óptica (MO) de tejido de manzana IA deshidratado a
diferentes PVR. A: PVR 0,98; B: PVR 0,91; C: PVR 0,78; D: PVR 0,72; E: PVR 0,47; F: PVR
0,30.
132
A
B
C
D
Figura 4-16. Imágenes de microscopía óptica (MO) de tejido de manzana IA deshidratado a
diferentes PVR. A: PVR 0,98; B: PVR 0,91; C: 0,47; D: PVR 0,30.
133
A
B
C
D
E
F
Figura 4-17. Imágenes de microscopía electrónica de barrido ambiental (MEBA) de tejido de
manzana IA deshidratado a diferentes PVR. A: PVR 0,98 (interior); B: PVR 0,98 (superficie);
C-E: PVR 0,91 (interior); F: PVR 0,91 (superficie).
134
A
B
C
D
E
Figura 4-18. Imágenes de microscopía electrónica de barrido ambiental (MEBA) de tejido de
manzana IA deshidratado a diferentes PVR. A: PVR 0,47 (interior); B: PVR 0,47 (superficie);
C: PVR 0,30 (interior); D-E: PVR 0,30 (superficie).
135
A
B
m
500 nm
C
1 m
Figura 4-19. Imágenes de microscopía electrónica de transmisión (MET) de tejido de manzana
IA a PVR 0,98 (A-C).
136
A
B
1 m
1 m
C
1 m
Figura 4-20. Imágenes de microscopía electrónica de transmisión (MET) de tejido de manzana
IA deshidratado a PVR 0,30 (A-C).
137
A
B
C
D
E
F
Figura 4-21. Imágenes de microscopía óptica (MO) de tejido de manzana IV deshidratado a
diferentes PVR. A: PVR 0,98; B: PVR 0,91; C: PVR 0,78; D: PVR 0,72; E: PVR 0,47; F: PVR
0,33.
138
A
B
C
D
Figura 4-22. Imágenes de microscopía óptica (MO) de tejido de manzana IV deshidratado a
diferentes PVR. A: PVR 0,98; B: PVR 0,91; C: PVR 0,47; D: PVR 0,33.
139
A
B
C
D
E
Figura 4-23. Imágenes de microscopía electrónica de barrido ambiental (MEBA) de tejido de
manzana IV deshidratado a diferentes PVR. A-B: PVR 0,98 (interior); C: PVR 0,98
(superficie); D: PVR 0,91 (interior); E: PVR 0,91 (superficie).
140
A
B
C
D
E
F
Figura 4-24. Imágenes de microscopía electrónica de barrido ambiental (MEBA) de tejido de
manzana IV deshidratado a diferentes PVR. A: PVR 0,47 (interior); B: PVR 0,47 (superficie);
C, E: PVR 0,33 (interior); D, F: PVR 0,33 (superficie).
141
A
500 nm
B
500 nm
Figura 4-25. Imágenes de microscopía electrónica de transmisión (MET) de tejido de manzana
IV a PVR 0,98 (A-B).
142
g
A
g
g 500 nm
B
1 m
C
500 nm
D
500 nm
Figura 4-26. Imágenes de microscopía electrónica de transmisión (MET) de tejido de manzana
IV deshidratado a PVR 0,33 (A-D).
143
100,00
80,00
5,00
4,00
60,00
3,00
40,00
2,00
1,00
20,00
m (g agua / g m.s.)
Encogimiento (%)
6,00
0,00
0,00
0,30
0,40
0,50
0,60
0,70
0,80
0,90
1,00
PVR
Figura 4-27. Encogimiento de discos de manzana durante la deshidratación en corriente de
aire en función de la PVR del producto: -- C, -- IA, -- IV. Las barras indican la D.E. En
líneas punteadas (eje derecho) se muestra el contenidos de humedad (m.s.) correspondiente a
cada producto:
C,
IA,
IV.
144
Tabla 4-5. ANOVA de dos factores correspondiente a los cambios de volumen de las manzanas C, IA e IV a diferentes PVR. Se muestran los
valores medios de cada parámetro con su respectiva D.E.
ANOVA
Encogimiento %
PVR
0,98
0,96
0,94
0,91
0,87
0,78
0,72
0,58
0,47
0,40
0,30/0,33
C
0,00
25,46
47,86
54,47
60,83
70,99
71,48
75,03
75,39
77,72
77,97
D.E.
± 0,00
± 1,68
± 2,29
± 1,32
± 1,06
± 2,23
± 1,73
± 0,37
± 0,37
± 0,21
± 0,64
IA
11,39
34,19
56,49
57,11
62,00
70,71
72,75
74,51
74,88
74,55
74,86
D.E.
± 2,29
± 1,33
± 0,56
± 1,49
± 1,49
± 1,49
± 0,76
± 1,39
± 0,93
± 0,77
± 0,56
IV
0,00
37,03
58,64
67,03
72,34
81,97
84,81
84,19
86,78
88,52
88,27
D.E.
± 0,00
± 3,21
± 3,02
± 2,31
± 0,57
± 2,73
± 1,13
± 0,57
± 0,57
± 0,74
± 0,43
C
A
C
E
F
HG
IJK
IJ
JKN
JKN
LN
LN
IA
B
D
FG
FG
H
IJ
JKN
JKN
KN
JKN
JKN
IV
A
D
FGH
I
JK
L
M
M
M
M
M
Test de Tukey. Letras distintas indican diferencias significativas (p ≤ 0,05)
145
La tendencia general en el cambio de volumen fue similar a la reportada por otros autores en
tejido de manzana (Karathanos y col., 1996; Krokida & Maroulis, 1997; Moreira y col., 2000).
Moreira y col. (2000) determinaron un importante encogimiento en discos de manzana Granny
Smith al comienzo del secado hasta alcanzar un contenido de humedad de 0,45 (m.h.), a partir
del cual el volumen se mantuvo aproximadamente constante con la posterior eliminación de
agua. Además reportaron que dicho encogimiento fue anisotrópico, debido a que la
disminución del espesor del material fue más rápida que la del diámetro a altos contenidos de
humedad. En esta tesis se observó la anisotropía en forma visual en la Figura 4-7, con
presencia de rugosidades y pliegues, presentándose los extremos del disco con mayor espesor
que el centro, lo que estaría indicando los cambios en la estructura del tejido durante el secado.
Debido a ello no se determinó experimentalmente la evolución de dichas dimensiones.
Por otra parte, las manzanas IA previo al secado presentaron un leve encogimiento respecto
a las muestras frescas (11%), pero la impregnación al vacío no produjo cambios en el volumen
de la muestra. Ambas muestras impregnadas mostraron un patrón de encogimiento similar a la
muestra C durante el secado, aunque al final del proceso las IA presentaron un encogimiento
levemente menor a las C (75%), y las IV, un encogimiento bastante mayor a lo observado en
C (88%). El análisis estadístico demostró diferencias significativas en las muestras C e IV
respecto a las IA a PVR 0,98. A PVR ≤ 0,91 las muestras IA fueron estadísticamente similares
a las C, sin embargo, las muestras IV fueron significativamente diferentes (p ≤ 0,05) de las C e
IA a lo largo del proceso (Tabla 4-5).
González Fesler (2003) estudió el encogimiento de manzana impregnada con calcio a
presión atmosférica y al vacío, previo al secado y en el producto final, y reportó un leve
encogimiento en los tejidos debido a ambos procesos de impregnación. Encontró además que
las muestras IV se encogieron más que las IA (15 y 13% respectivamente), a diferencia de la
presente tesis en donde el volumen de las muestras IV previo al secado fue igual al de las
muestras frescas; sin embargo los tiempos utilizados por dicha autora en la impregnación al
vacío durante la etapa de recuperación atmosférica fueron mayores que los empleados en esta
tesis. Por otro lado, tanto las muestras C como las IA e IV al final del secado presentaron
valores de encogimiento similares a los reportados por González Fesler (78, 76 y 84 %
respectivamente).
El encogimiento observado fue proporcional al volumen de agua removida en todas las
muestras. La Figura 4-28 muestra una correlación lineal entre el encogimiento y la humedad
de las muestras. Observando las pendientes de las curvas puede constatarse que el
encogimiento fue más pronunciado en las muestras IV. Otros autores también determinaron
146
100,00
y= -14,93x + 88,31
R2 = 0,993
y = -10,86x + 73,80
R² = 0,963
y= -13,26x + 76,44
R2 = 0,990
Encogimiento (%)
90,00
80,00
70,00
60,00
ies1
50,00
40,00
30,00
20,00
10,00
0,00
0,00
1,00
2,00
3,00
4,00
5,00
6,00
7,00
m (g agua / g m.s.)
Figura 4-28. Encogimiento de discos de manzana en función del contenido de humedad (m.s.)
durante la deshidratación en corriente de aire: ▼ C, ▲ IA,  IV. Las barras indican
la D.E.
147
que el encogimiento de la estructura de tejido de manzana y otros vegetales evolucionó
linealmente con la disminución de la humedad independientemente de las condiciones de
secado (temperatura y HR del aire de secado) (Karathanos y col., 1996; Lozano y col., 1983;
Moreira y col., 2000; Sjoholm & Gekas, 1995).
4.1.2.5. Cambios en la porosidad
La porosidad de la muestras se determinó a partir de la determinación experimental de la
densidad aparente y la densidad real de acuerdo a la Ecuación 3-8.
 Cambios en la densidad aparente (apar.)
La muestra C se caracterizó por un valor de apar. = 0,826 ± 0,008 g/cm3. Este valor estuvo
dentro del rango de los valores reportados por otros autores (0,79-0,91) (Tabla 4-6); las
diferencias observadas pudieron deberse no sólo a la diferente variedad de manzana estudiada
sino también a la variabilidad biológica intrínseca, como así también al estado de madurez del
fruto.
Previo a su secado, la muestra IA presentó una apar. similar a C (apar. = 0,853 ± 0,003
g/cm3), mientras que la apar. de la muestra IV fue mayor a las anteriores (apar. = 1,047 ± 0,004
g/cm3). Dicho fenómeno podría ser atribuido a que el aire de los poros de estas muestras fue
reemplazado por la solución de impregnación sin que variara su volumen, aumentando su
densidad por el incremento de la masa. Este resultado fue similar al valor de apar. de manzana
impregnada al vacío con solución isotónica conteniendo calcio reportado por Castelló Gómez
(2007) (1,053 g/cm3).
La Figura 4-29-A muestra el cambio en la apar. de los discos de manzana C, IA e IV
durante el proceso de secado a diferentes humedades en función de la PVR de los productos.
Tanto la muestra C como la IA presentaron un rápido descenso en la apar. al comienzo del
secado, que se tornó más lento con el progreso del mismo. Esto podría adjudicarse, en parte, al
aumento en la porosidad del tejido durante la deshidratación, como se analizará más adelante.
Al final del secado estas muestras se caracterizaron por una apar. = 0,506 ± 0,006 g/cm3 en el
caso de la C y una apar. = 0,490 ± 0,016 g/cm3 en la IA. En cambio, la densidad aparente de la
muestra IV, que ya a PVR 0,98 fue mayor comparada a las de las muestras C e IA, fue en
aumento a medida que progresó el secado para hacerse constante a humedades intermedias148
Tabla 4-6. Valores de densidad aparente (apar.), densidad real (real) y porosidad () reportados
por diversos autores para manzana y otras frutas frescas y deshidratadas.
Alimento
Fresca
apar.
real
(g/cm3) (g/cm3)

(%)
Referencia
0,79
1,06
25
Manzana Secado en aire 75°C
0,55
1,19
53
D.O. + secado 50°C
0,67
1,11
40
Manzana Fresca
0,80
1,05
24
Nieto y col., 2004
Manzana Fresca
0,91
1,15
21
Karathanos y col., 1996
Manzana Fresca
--
--
21
Salvatori y col., 1998
Manzana Fresca
0,89
1,15
23
Sereno y col., 2007
Manzana Secado 70°C; m:10 % (m.s.)
0,51
1,46
65
Zogzas y col., 1994
Manzana Secado 60°C, m: 10% (m.s.)
--
--
60
Manzana Secado 70°C, m: 10% (m.s.)
0,56
1,69
67
D.O. + secado 70°C
0,73
1,67
56
Fresca
1,05
1,10
5
Secado 70°C
1,81
1,97
8
D.O. + secado 70°C
1,33
1,67
20
Fresca
--
--
6
Secado 70°C, m: 5 % (m.s.)
--
--
16
Fresco
--
--
11
Secado 70°C, m: 8% (m.s.)
--
--
7
Fresco
--
--
5
Secado 70°C, m: 8% (m.s)
--
--
24
Banana
Banana
Ananá
Mango
D.O.= deshidratación osmótica
149
Askari y col., 2004
Sjoholm & Gekas,
1995
Krokida & Maroulis,
1997
Yan y col., 2008
A
3
(g/cm )
5,00
1,20
4,00
 aparente
1,00
3,00
0,80
2,00
1,00
0,60
m (g agua / g m.s.)
6,00
1,40
0,00
0,40
0,30
0,40
0,50
0,60
0,70
0,80
0,90
1,00
PVR
6,00
1,50
3
real (g/cm )
5,00
1,40
4,00
1,30
3,00
1,20
2,00
1,00
m (g agua / g m.s.)
B
1,60
1,10
0,00
1,00
0,30
0,40
0,50
0,60
0,70
0,80
0,90
1,00
PVR
Figura 4-29. Variación de la densidad de discos de manzana durante la deshidratación en
corriente de aire en función de la PVR de cada producto: -- C, -- IA, -- IV. En líneas
punteadas (eje derecho) se muestran los contenidos de humedad (m.s.) correspondiente a cada
producto:
C,
IA,
IV. A) densidad aparente. Las barras indican la D.E.; B) densidad
real calculada mediante la Ecuación 3-7.
150
bajas. Al contrario de lo supuesto en las muestras C e IA, el comportamiento de este parámetro
en la manzana IV podría relacionarse en parte a la compactación del tejido celular. Estas
muestras al final del secado se caracterizaron por una apar. = 1,282 ± 0,106 g/cm3.
El análisis estadístico demostró que no existieron diferencias significativas en la apar. (p ≤
0,05) entre las muestras C e IA debido al proceso de impregnación ni a lo largo del secado.
Por otra parte, las muestras IV fueron significativamente diferentes (p ≤ 0,05) de las C e IA
después del tratamiento de impregnación con calcio y durante el secado (Tabla 4-7).
 Cambios en la densidad real (real)
A partir de la real de las muestras C, IA e IV deshidratadas a la PVR 0,30/0,33, y teniendo
en cuenta el contenido de humedad de las mismas, se calculó la densidad del sólido seco para
cada una de ellas utilizando la Ecuación 3-7. Se obtuvieron los valores 1,509, 1,558 y 1,618
g/cm3 para las muestras C, IA e IV respectivamente. A partir de dichos valores se calculó la
real de cada muestra a las diferentes PVR mediante la misma ecuación, teniendo en cuenta el
contenido de humedad correspondiente. A PVR 0,98 la muestra C se caracterizó por un valor
de real = 1,051 g/cm3, en coincidencia con lo reportado por otros autores (Tabla 4-6), mientras
que las muestras impregnadas presentaron valores similares aunque levemente mayores (IA:
1,053 g/cm3; IV: 1,057 g/cm3). La Figura 4-29-B muestra el cambio en la real de los discos de
manzana C e impregnados IA e IV durante el proceso de secado a diferentes humedades, en
función de la PVR de los productos. Se observa que tanto la muestra C como las impregnadas
presentaron un incremento paulatino de la densidad real debido a la remoción de agua. Ello era
de esperarse debido a que los valores de densidad real se encuentran entre los valores de la
densidad del agua y la del sólido seco: cuanto menor sea el contenido de humedad más cercano
al valor de la densidad del sólido seco se encontrará la densidad real de la muestra. Además las
muestras impregnadas presentaron valores de real levemente mayores respecto de la C. Entre
las muestras impregnadas, la manzana IV se caracterizó por una densidad real ligeramente
mayor; ello se debería a la mayor ganancia de sólidos en el proceso bajo vacío.
 Cambios en la porosidad
La porosidad de la muestra C se caracterizó por un valor de 21%, el cual se encontró entre
los valores reportados por otros autores (21-25%) (Tabla 4-6). Por su parte, la muestra IA
antes de la deshidratación presentó una porosidad levemente menor (19%) a la observada en la
151
Tabla 4-7. ANOVA de dos factores correspondiente a los cambios en la densidad aparente de las muestras C, IA e IV durante el proceso de
secado a diferentes PVR. Se muestran los valores medios de cada parámetro con su respectiva D.E.
ANOVA
Densidad
aparente (g/cm3)
PVR
0,98
0,96
0,94
0,91
0,87
0,78
0,72
0,58
0,47
0,40
0,30/0,33
C
0,826
0,747
0,611
0,590
0,587
0,568
0,572
0,560
0,528
0,512
0,506
D.E.
± 0,008
± 0,003
± 0,012
± 0,010
± 0,019
± 0,005
± 0,009
± 0,009
± 0,011
± 0,011
± 0,006
IA
0,853
0,775
0,692
0,689
0,662
0,623
0,601
0,583
0,551
0,534
0,490
D.E.
± 0,003
± 0,015
± 0,010
± 0,009
± 0,011
± 0,025
± 0,012
± 0,027
± 0,004
± 0,017
± 0,016
IV
1,046
1,052
1,098
1,130
1,166
1,246
1,290
1,248
1,272
1,320
1,282
D.E.
± 0,004
± 0,012
± 0,014
± 0,012
± 0,024
± 0,027
± 0,006
± 0,056
± 0,054
± 0,108
± 0,106
C
A
AB
EFGH
EFGHI
EFGHI
FGHI
FGHI
FGHI
GHI
HI
I
IA
A
AB
CE
CE
CEF
EFG
FGHI
FGHI
GHI
HI
I
IV
J
J
JK
JK
KL
LM
LM
LM
M
M
M
Test de Tukey. Letras distintas indican diferencias significativas (p ≤ 0,05).
152
manzana C, lo cual podría deberse al pequeño encogimiento determinado previamente en la
muestra IA. Sin embargo el ANOVA no detectó diferencias significativas entre dichos valores
de porosidad (p < 0,05) (Tabla 4-8).
Por otra parte, la muestra IV previo al secado no presentó valores importantes de porosidad
(1%), dado que en el proceso de impregnación, el aire ocluído en los poros es eliminado y
reemplazado por líquido.
La Figura 4-30 muestra el cambio en la porosidad de los discos de manzana C, IA e IV
durante el proceso de secado a diferentes humedades en función de la PVR de los productos.
La muestra C presentó un importante incremento en la porosidad durante el secado, debido, al
menos parcialmente, a la disminución de la adhesividad intercelular causada por el
debilitamiento estructural de la laminilla media y la generación de discontinuidades en las
paredes celulares, como se observó previamente en las Figuras 4-9, 10, 12 y 14, alcanzando
valores de porosidad del 65,5% al final del proceso. Este valor fue coincidente con el reportado
por Zogzas y col (1994), Krokida & Maroulis (1997) y Sjoholm y Gekas (1995) (Tabla 4-6).
Las muestras IA presentaron un perfil de porosidad en función de la PVR similar al de las
muestras C (p < 0,05) (Tabla 4-8), alcanzando un valor del 67,5% al final del proceso. Sin
embargo, a pesar de que la porosidad desarrollada fue similar a la de las muestras C, la
estructura celular se encontró más íntegra y reforzada que en las C, demostrando que la
porosidad desarrollada fue de un tipo diferente a la desarrollada en las manzanas C, como se
visualizó previamente en las Figuras 4-15, 16, 18 y 20.
Por el contrario, el incremento de la porosidad de la muestra IV durante el secado fue
mucho menor, alcanzando al final del proceso un valor promedio del 19,5%, siendo éste valor
similar a la porosidad de la muestra fresca y de la muestra IA previo al secado (p < 0,05)
(Tabla 4-8). Este bajo valor de porosidad estaría en relación, en primer instancia, a la ausencia
de porosidad en la muestra antes del secado, y, por otra parte, con el gran encogimiento y la
importante compactación del tejido debido a la mayor cantidad de entrecruzamiento entre las
pectinas y el calcio, que proveyó mayor integridad estructural de la laminilla media,
manteniendo la adhesividad y la cohesividad intercelular, evitando entonces separación entre
células, derivando en una menor generación de espacios de aire, como se vio previamente en
las Figuras 4-21, 22, 24 y 26.
4.1.2.6. Cambios en las propiedades mecánicas
153
Porosidad (%)
6,00
5,00
60,00
4,00
40,00
3,00
2,00
20,00
1,00
0,00
m (g agua / g m.s.)
80,00
0,00
0,30
0,40
0,50
0,60
0,70
0,80
0,90
1,00
PVR
Figura 4-30. Variación de la porosidad (%) de discos de manzana durante la deshidratación en
corriente de aire en función de la PVR de cada producto: -- C, -- IA, -- IV. En líneas
punteadas (eje derecho) se muestran los contenidos de humedad (m.s.) correspondientes a cada
producto:
C,
IA,
IV.
154
Tabla 4-8. ANOVA de dos factores correspondiente a los cambios de porosidad de las muestras C, IA e IV durante el proceso de secado a
diferentes PVR. Se muestran los valores medios de cada parámetro con su respectiva D.E.
ANOVA
Porosidad (%)
PVR
0,98
0,96
0,94
0,91
0,87
0,78
0,72
0,58
0,47
0,40
0,30/0,33
C
21,37
30,84
44,96
49,55
50,28
55,97
58,27
59,71
63,86
65,18
65,56
D.E.
± 0,77
± 0,29
± 1,15
± 0,85
± 1,62
± 0,42
± 0,67
± 0,67
± 0,74
± 0,77
± 0,40
IA
18,76
29,57
40,38
42,99
52,47
53,17
57,50
62,02
63,63
65,42
67,55
D.E.
± 0,26
± 1,40
± 0,86
± 0,73
± 0,59
± 1,89
± 2,01
± 0,29
± 1,22
± 1,1
± 0,90
IV
1,23
4,37
5,29
5,16
8,18
7,03
5,80
11,46
15,92
16,73
19,45
D.E.
± 0,41
± 1,13
± 1,30
± 0,84
± 1,89
± 2,04
± 0,0,45
± 4,01
± 2,99
± 4,91
± 4,86
C
A
C
EF
FG
FGI
IJK
JKL
KLN
LNO
NO
NO
IA
A
C
E
E
GIJ
GIJ
JK
KLNO
LNO
NO
O
IV
B
BD
BD
BD
DH
BDH
BDH
HM
AM
AM
A
Test de Tukey. Letras distintas indican diferencias significativas (p ≤ 0,05).
155
4.1.2.6.1. Manzana control (C)
La Figura 4-31 muestra las curvas típicas de fuerza (F) - distancia (d) obtenidas en los
ensayos de punción de tejido de manzana fresca deshidratada a diferentes humedades. Las
curvas mecánicas correspondientes a las muestras de PVR 0,91 y 0,72 no se presentan debido a
que sus comportamientos fueron muy similares a las de las muestras de PVR 0,94 y 0,78
respectivamente. El proceso de deshidratación afectó notablemente al comportamiento
mecánico de la manzana, ya que se observaron grandes cambios en la forma de las curvas a
medida que se removió el agua del tejido. La curva de la muestra fresca C (PVR ≈ 0,98)
presentó una pendiente inicial lineal bastante elevada, indicando que la misma fue
moderadamente rígida, y mostró, además, un pico de fractura incipiente (“bioyield”). El patrón
mecánico de las muestras al comienzo del proceso de secado (PVR ≈ 0,96) demostró la pérdida
del pico de fracturabilidad y una disminución notable de la rigidez, tal como lo indica la
menor pendiente inicial. Hubo entonces una disminución en la resistencia del material a la
deformación, y, a pesar del aumento en la fuerza de ruptura (Fmáx), un corrimiento en la
distancia o deformación correspondiente al pico de ruptura. Cuando la muestra alcanzó una
PVR de 0,94, el incremento en la distancia a la ruptura fue todavía mayor, y luego se mantuvo
sin grandes variaciones hasta PVR 0,58, decreciendo en las muestras de PVR 0,30-0,47. El
pico de ruptura se incrementó a medida que disminuyó la humedad con perfiles bastante
similares entre las muestras de PVR 0,94-0,58, pero a PVR < 0,47 se observó un cambio
importante en el patrón de las curvas, observándose un rápido incremento en la pendiente del
tramo lineal inicial (o sea una mayor resistencia a la deformabilidad) y un aumento más
notorio de la Fmax de ruptura (es decir una mayor resistencia a la ruptura). Las Figuras 4-32 y
4-33 muestran la variación de los parámetros mecánicos obtenidos a partir de las curvas
fuerza-distancia de discos de manzana deshidratados a diferentes humedades en función de la
PVR. Además se incluye el valor de humedad (m.s.) correspondiente a cada producto. Se
representa gráficamente la evolución de los valores medios de la fuerza máxima de ruptura
(Fmáx), la deformación relativa en el punto de ruptura (D), la pendiente en el tramo lineal inicial
de la curva (P) y el área bajo la curva (A) con sus respectivas desviaciones estándar.
De acuerdo a la Figura 4-32-A, a medida que se redujo la humedad, la Fmáx aumentó
paulatinamente al comienzo del proceso, y se mantuvo luego sin grandes variaciones hasta
valores de PVR cercanos a 0,47 para volver a aumentar hasta el final del proceso (PVR ≈
0,30). El parámetro P, por el contrario, exhibió una rápida disminución inicial a PVR ≈ 0,96; y
luego mostró un comportamiento similar a Fmáx (Figura 4-32-B). Ello indicaría que, a altos
156
0,98A
0,96B
10
8
6
6
6
F (N)
8
4
4
2
2
0
1
2
3
4
5
6
0
0
7
1
2
0,87D
10
4
5
6
7
0
0,78E
8
6
6
6
4
2
F (N)
8
4
2
0
2
3
4
5
6
7
1
2
3
4
5
6
7
0
0,40H
10
6
F (N)
6
F (N)
6
4
2
1
2
3
4
d (mm )
2
5
6
7
3
4
5
6
7
0,30I
4
2
0
0
1
10
8
0
7
d (mm )
8
2
6
4
8
4
5
0,58F
d (mm )
0,47G
4
0
0
d (mm )
10
3
2
0
1
2
10
8
0
1
d (mm )
10
F (N)
F (N)
3
d (mm )
d (m m )
F (N)
4
2
0
0
0,94C
10
8
F (N)
F (N)
10
0
0
1
2
3
4
d (mm )
5
6
7
0
1
2
3
4
5
6
7
d (mm )
Figura 4-31. Curvas típicas de fuerza vs. distancia de manzana C deshidratada a diferentes
humedades (expresadas según su PVR) obtenidas mediante ensayos de punción.
157
A
9,00
8,00
5,00
Fmáx (N)
7,00
4,00
6,00
3,00
5,00
4,00
2,00
Humedad de
monocapa
3,00
1,00
2,00
0,00
1,00
0,30
0,40
0,50
0,60
0,70
0,80
0,90
m ( g agua / g m.s.)
6,00
1,00
PVR
16,00
6,00
14,00
5,00
12,00
4,00
P (N)
10,00
3,00
8,00
2,00
6,00
4,00
Humedad de
monocapa
1,00
2,00
m ( g agua / g m.s.)
B
0,00
0,00
0,30
0,40
0,50
0,60
0,70
0,80
0,90
1,00
PVR
Figura 4-32. Parámetros mecánicos de las curvas fuerza-distancia en función de la PVR (línea
en rojo) de discos de manzana C deshidratados hasta distintas humedades. La barra indica la
D.E. En negro se muestra la humedad (m.s.) correspondiente a la PVR de cada producto. A)
Fmáx vs. PVR; B) P vs. PVR.
158
A
3,00
5,00
2,00
4,00
D
3,00
2,00
1,00
1,00
0,00
m ( g agua / g m.s.)
6,00
0,00
0,30
0,40
0,50
0,60
0,70
0,80
0,90
1,00
PVR
6,00
4,00
5,00
4,00
A (J/m)
3,00
3,00
2,00
2,00
1,00
1,00
0,00
m ( g agua / g m.s.)
B
5,00
0,00
0,30
0,40
0,50
0,60
0,70
0,80
0,90
1,00
PVR
Figura 4-33. Parámetros mecánicos de las curvas fuerza-distancia en función de la PVR (línea
en rojo) de discos de manzana C deshidratados hasta distintas humedades. La barra indica la
D.E. En negro se muestra la humedad (m.s.) correspondiente a la PVR de cada producto. A) D
vs. PVR; B) A vs. PVR.
159
niveles de deshidratación (PVR < 0,47), el producto se tornó más fuerte y más rígido que la
manzana fresca debido a la remoción de agua y la concentración de los sólidos. En cambio, a
niveles intermedios de remoción de agua (PVR en el rango 0,96-0,47), la manzana
deshidratada fue menos rígida que la fruta fresca, o sea, exhibió menor resistencia a la
deformación, pero mostró mayor resistencia a la ruptura (> Fmáx), probablemente debido a la
concentración de los sólidos. Es interesante destacar que el incremento observado en ambos
parámetros a PVR < 0,47 se produjo a una humedad del producto ligeramente mayor al valor
de humedad de monocapa determinada mediante la isoterma de desorción; por ello podría
concluirse que los mayores cambios en estos parámetros a bajos valores de PVR ocurrieron
mientras el agua del tejido sufría una transición desde multicapa a monocapa. El descenso del
valor de P observado cuando la PVR en el tejido fresco (aw ≈ 0,98) se redujo a aw ≈ 0,96 podría
atribuirse a una pérdida importante de la turgencia celular que ocurriría como consecuencia de
la pérdida de agua (Mohsenin, 1986; Vincent, 1994; Edwards, 1999). La evolución de los
valores de D en la Figura 4-33-A indican que hubo un incremento drástico en la deformación
correspondiente a la ruptura hasta llegar a una PVR ≈ 0,91, observándose luego un aumento
menos severo con la pérdida de agua hasta alcanzar una PVR 0,78, posteriormente la
deformación se mantuvo sin grandes variaciones y decreció en las etapas finales del secado
llegando a valores más similares al del tejido fresco recién a una PVR ≈ 0,30. Ello indicaría
que en los primeros estadíos del secado los tejidos se volvieron más deformables, pero luego,
al progresar la remoción de agua, dicha habilidad se mantuvo aproximadamente constante para
finalmente disminuir a partir de PVR 0,47 hasta ser más similar a la del control, aunque
ligeramente mayor. El parámetro A (Figura 4-33-B) aumentó paulatinamente al comienzo del
secado hasta una PVR ≈ 0,78 indicando un aumento en la resistencia del material a la ruptura.
A humedades menores los valores no presentaron diferencias significativas. En ciertos casos
los valores de D fueron mayores a 1 (PVR 0,91-0,47); ello se debió a que durante los ensayos
de punción la zona de la muestras en contacto con la punta de medición fue levemente
arrastrada por la punta, al comienzo de la experiencia, a través del dispositivo que la sostenía,
deformándolas y compactándolas a la vez. En estos casos, los procesos de ruptura vinieron
dados una vez conseguida una compactación suficiente en el tejido, mostrando además un
importante aumento en el trabajo de ruptura, demostrando que los productos en este rango de
humedades se comportaron como materiales dúctiles ó sólidos plásticos.
Numerosos estudios han indicado que el secado en corriente de aire afecta fuertemente a las
propiedades mecánicas del tejido deshidratado, y que la firmeza y la elasticidad están
fuertemente influenciadas por el contenido de humedad (Gabas y col., 2002; Krokida y col.,
160
1998, 2000; Lewicki & Lukaszuk, 2000; Lewicki & Jakubczyk, 2004). Lewicki & Jakubczyk
(2004) determinaron que la disminución en el contenido de humedad de manzana mediante
secado en corriente de aire provocó un aumento en la fuerza necesaria para comprimir el
tejido. Pendlington & Ward (1965) determinaron en diversos tejidos vegetales que la pérdida
de agua en los productos deshidratados provocó un aumento en la rigidez de las paredes
celulares debido a la concentración de sólidos.
En la Tabla 4-9 se observan los resultados del MANOVA de los diferentes parámetros
obtenidos para los distintos grados de deshidratación. El mismo muestra que el
comportamiento
mecánico
general
de
las
muestras
a
diferentes
humedades
fue
significativamente diferente (p < 0,05); sin embargo, las muestras de PVR 0,91 y 0,94 por un
lado, y las de 0,72 y 0,78 por otro, se comportaron similarmente, sin observarse diferencias
significativas. Además, las muestras de PVR 0,47 y 0,58 tampoco presentaron diferencias
significativas en sus parámetros mecánicos. A pesar de que los ensayos se realizaron con un
número considerable de replicados, los valores medios de los parámetros de las curvas de
punción presentaron valores grandes de desviación estándar, principalmente las muestras
frescas. Estos errores no se alejan de los que normalmente se obtienen en las mediciones de las
propiedades mecánicas de tejidos frutihortícolas. Esta gran variabilidad puede atribuirse a
diversas causas, entre otras, la anisotropía de los tejidos vegetales, la heterogeneidad en las
propiedades mecánicas en células aparentemente homogéneas de un mismo tejido, la diferente
edad de las células, los aspectos climáticos y las prácticas agronómicas, como asimismo la
madurez en el momento de cosecha (Mittal y Mohsenin, 1987; Pitt, 1992; Alzamora y col.,
2000a, b). El análisis de componentes principales (PCA) indicó que sobre la componente
principal 1 se explica el 82% de la variabilidad de los datos, y considerando también a la
componente principal 2 (CP 2) es posible explicar el 99% (Tabla 4-10). La Tabla 4-11 indica
que en la CP1 la variable más destacable para diferenciar las muestras fue el parámetro P
(Tabla 4-12); por su parte, las variables Fmáx y A tuvieron mayor peso y estuvieron más
correlacionadas con la CP2. Analizando el gráfico "biplot" del análisis (Figura 4-34) puede
verse claramente cómo el contenido de humedad afectó a las propiedades mecánicas de las
muestras: la muestra fresca se encontró diferenciada del resto de las muestras de alta humedad
(PVR 0,96-0,91) básicamente por la CP1, en donde se vio que éstas últimas tendieron a
menores valores de P y mayores valores de Fmáx, A y D. A menores humedades, comenzó a
tener peso la CP2, aunque las muestras
de humedad intermedia se encontraron en un
espacio común en D, sin estar diferenciadas de modo importante entre ellas, como se
vio previamente en el MANOVA.
161
Tabla 4-9. MANOVA de los parámetros mecánicos de manzana C deshidratada hasta distintas humedades. Se muestran los valores medios de
cada parámetro (n=20) con su respectiva D.E.
PARÁMETRO
PVR
0,98
0,96
0,94
0,91
0,87
0,78
0,72
0,58
0,47
0,40
0,30
Fmáx (N)
1,63
3,61
3,60
3,62
4,65
5,10
5,29
5,48
5,54
6,44
7,75
D.E.
± 0,26
± 0,46
± 0,52
± 0,63
± 0,77
± 0,70
± 0,44
± 0,69
± 0,59
± 0,75
± 0,82
P (N)
8,59
0,87
0,57
0,49
0,43
0,36
0,60
0,87
1,02
7,96
12,61
D.E.
± 2,50
± 0,29
± 0,12
± 0,09
± 0,07
± 0,09
± 0,16
± 0,31
± 0,21
± 1,90
± 2,21
A (J/m)
0,22
0,63
1,30
1,68
2,45
3,69
3,76
3,16
3,54
3,36
3,70
D.E.
± 0,11
± 0,14
± 0,27
± 0,48
± 0,58
± 1,21
± 0,74
± 0,69
± 0,60
± 1,28
± 0,84
D
0,25
0,65
1,27
1,52
1,74
2,24
2,25
1,85
2,02
1,03
0,89
D.E.
± 0,08
± 0,08
± 0,11
± 0,19
± 0,16
± 0,45
± 0,34
± 0,37
± 0,28
± 0,28
± 0,18
A
B
C
C
D
E
E
F
EF
G
H
MANOVA
Prueba de Hotelling con nivel corregido por Bonferroni (Alfa=0,05). Letras distintas indican diferencias significativas (p ≤ 0,05).
162
11.00
Fmáx
A
F máx
5.50
CP 2 (17.2%)
D
0.58
0.72
0.78
0.47
0.87
0.91
0.94
0.96
0.00
0.30
0.40
P
0.98
-5.50
-11.00
-11.00
-5.50
0.00
5.50
11.00
CP 1 (81.7% )
Figura 4-34. Biplot correspondiente al PCA de los parámetros mecánicos obtenidos a partir de
los ensayos de punción de manzana C deshidratada a diferentes humedades.
Tablas 4-10, 4-11 y 4-12. Autovalores, autovectores y correlaciones correspondientes al PCA
de los parámetros mecánicos obtenidos a partir de los ensayos de punción de manzana C
deshidratada a diferentes humedades.
Autovalores
Lambda Valor
19,75
1
4,16
2
0,24
3
0,01
4
Proporción Prop. Acum.*
0,82
0,82
0,17
0,99
0,01
1
3E-4
1
Autovectores
Variables
Fmáx
P
A
D
Tabla 4-10
Correlaciones con las variables originales
Variables
CP 1
CP 2
0,36
0,91
Fmáx
1
-0,04
P
0,08
0,97
A
-0,62
0,70
D
*Prop. Acum.: proporción acumulada
163
e1
0,13
0,99
0,02
-0,09
e2
0,74
-0,09
0,63
0,23
Tabla 4-11
Tabla 4-12
A bajas humedades (PVR 0,40 y 0,30), las muestras comenzaron a diferenciarse de modo
muy importante por la CP1, tendiendo a mayores valores de P, por lo cual se encontraron
diferenciadas del resto de las muestras principalmente por tornarse más rígidas, pero
diferenciadas de la muestra fresca por la CP2.
De acuerdo a los resultados expuestos, se podría decir que durante el proceso de secado el
tejido estudiado experimentó tres comportamientos mecánicos bien definidos según la
humedad. Por un lado el producto fresco, que se presentó con un comportamiento mecánico
característico de un sólido rígido pero poco fuerte, con baja resistencia a la ruptura. Por otro,
los productos de humedad alta, intermedia y baja (PVR 0,94 ~ 0,47), que se presentaron con
menor rigidez y más fuertes, muy deformables, probablemente por la disminución y/ó pérdida
de la turgencia celular en primera instancia y, subsecuentemente, por la desorganización de la
estructura celular, principalmente la adhesión intercelular. La deshidratación celular y la
alteración de las laminillas medias potencian el mecanismo de ruptura por separación celular
frente a la rotura de las células por la ausencia de turgor, lo que las hace más deformables
(Chiralt y col., 2001); los productos de PVR 0,96, si bien aparentemente perdieron turgencia,
la misma sería todavía considerable, de acuerdo a los jugos liberados durante los ensayos en el
punto de ruptura, aunque ciertamente en menor medida que los frescos, y se encontrarían
caracterizados entre los dos grupos citados previamente. Y por último, los productos de muy
baja humedad (PVR ≤ 0,40), que alcanzaron el valor de humedad de monocapa, que se
observaron rígidos y bastante más fuertes que los anteriores, siendo frágiles y quebradizos,
probablemente por la disminución en el número de multicapas de agua asociados a los sólidos
de la manzana y la disminución y/ó pérdida del efecto plastificante del agua, y al
entrecruzamiento de polímeros debido al encogimiento y formación de regiones cristalinas en
el polímero amorfo.
Estos resultados fueron similares a los reportados por Bourne (1986), quien estudió el
comportamiento mecánico de manzana en todo el rango de aw (0,01 – 0,99) mediante ensayos
de perfil de textura. Sin embargo este autor determinó que los cambios en el perfil de textura a
bajas humedades ocurría a humedades menores que las determinadas en esta tesis, aunque
coincidente también con la transición del agua desde multicapa a monocapa. Es de notar que
quizás haya habido algún problema experimental en dicho trabajo, ya que al valor de humedad
de monocapa BET determinado por el autor (≈ 6%) le correspondió una aw de 0,14. Las
diferencias observadas en cuanto a la humedad a partir de la cual se observaron dichos
cambios, entre los reportados por este autor y por la presente tesis, se deberían también
probablemente a que este autor no estudió el tejido de manzana durante el proceso de secado,
164
sino que lo hizo durante el proceso de adsorción de humedad a partir del tejido completamente
deshidratado.
4.1.2.6.2. Manzana impregnada con calcio a presión atmosférica (IA) y al vacio (IV)
La Figura 4-35 muestra las curvas típicas de fuerza-distancia obtenidas en los ensayos de
punción de tejido de manzana IA e IV deshidratado a diferentes humedades. Se incluyen, en
trazo más fino, las correspondientes curvas de las muestras C a modo comparativo. En ambos
casos, y de modo similar a las muestras C, se observaron grandes cambios en la forma de las
curvas a medida que se deshidrataba el tejido, lo que demostró cómo el proceso de
deshidratación también afectó notablemente al comportamiento mecánico de las manzanas
impregnadas por ambos métodos. La evolución de estos cambios para ambas muestras tratadas
siguió un patrón similar al observado en las muestras C durante el proceso de secado. Si bien
los perfiles mecánicos fueron similares, en la mayoría de los casos los valores de Fmáx de las
muestras tratadas fueron mayores a los de las C, siendo las diferencias cada vez más grandes a
menores humedades. A valores de PVR entre 0,58 y 0,40, las muestras IA e IV se
diferenciaron de las C por presentar una mayor distancia al pico de ruptura, aunque al final del
secado este aspecto cambió marcadamente. En cuanto a las diferencias entre las muestras IA e
IV, a humedades intermedias se comportaron de modo similar, pero a bajas humedades las
muestras IV presentaron un mayor pico de ruptura y una mayor deformabilidad hasta la
ruptura respecto de las IA. Las Figuras 4-36 y 4-37 muestran la variación de los parámetros
mecánicos de las curvas fuerza-distancia de discos de manzana IA e IV deshidratados a
diferentes humedades en función de la PVR. Además se incluye el valor de humedad (m.s.)
correspondiente a la PVR de cada producto. Se muestra el cambio en los valores medios, con
sus respectivas desviaciones estándar, de Fmáx, D, P y A. La Figura 4-36-A muestra que el
parámetro Fmáx de las muestras IA e IV siguió el mismo patrón que las C a medida que se
redujo la humedad: aumentó paulatinamente al comienzo del tratamiento, se mantuvo luego sin
grandes variaciones hasta valores de PVR cercanos a 0,58, para volver a aumentar hasta el
final del proceso (PVR ≈ 0,30/0,33); sin embargo los valores de Fmáx tanto de las muestras IA
como IV fueron mayores a los de la manzana C, diferenciándose de modo importante a bajas
humedades, en donde los valores de este parámetro fueron aproximadamente dos veces
mayores al valor de la muestra C. El parámetro P en ambas muestras también presentó
patrones similares a los de la manzana C: una rápida disminución inicial a PVR ≈ 0,96 y luego
un comportamiento similar a Fmáx en ambas muestras, aunque a altos niveles de
165
0,98
0,96B
20
18
16
16
14
14
14
12
12
12
8
F (N)
18
16
10
10
8
6
4
4
4
2
2
2
0
0
1
2
3
4
5
6
0
0
7
1
2
3
4
5
6
7
0
0,87D
0,78E
20
16
14
14
14
12
12
12
8
F (N)
18
16
F (N)
18
10
10
8
6
4
4
4
2
2
2
0
0
4
5
6
7
1
2
3
4
5
6
7
0
0,40H
20
16
16
14
14
14
12
12
12
8
F (N)
16
F (N)
18
10
8
6
4
4
4
2
2
2
0
0
3
4
d (m m )
5
6
7
4
5
6
7
I
0,30 (C, IA)
0,33 (IV)
8
6
2
3
10
6
1
2
20
18
0
1
d (m m )
18
10
7
0,58F
d (m m )
0,47G
6
0
0
d (m m )
20
5
8
6
3
4
10
6
2
3
20
16
1
2
d (m m )
18
0
1
d (m m )
20
F (N)
8
6
d (m m )
F (N)
10
6
0
0,91C
20
18
F (N)
F (N)
20
0
0
1
2
3
4
d (m m )
5
6
7
0
1
2
3
4
5
6
7
d (m m )
Figura 4-35. Curvas típicas de fuerza vs. distancia de manzana IA (en verde) e IV (en
amarillo) deshidratadas a diferentes humedades (expresadas según su PVR) obtenidas
mediante ensayos de punción. A modo comparativo se muestran las curvas de las muestras C
(en rojo).
166
A
25,00
5,00
4,00
15,00
3,00
10,00
2,00
1,00
5,00
m
Fmáx (N)
20,00
( g agua / g m.s.)
6,00
0,00
0,00
0,30
0,40
0,50
0,60
0,70
0,80
0,90
1,00
PVR
B
80,00
5,00
50,00
4,00
40,00
3,00
Humedad de
monocapa
30,00
2,00
20,00
1,00
10,00
m
P (N)
60,00
( g agua / g m.s.)
6,00
70,00
0,00
0,00
0,30
0,40
0,50
0,60
0,70
0,80
0,90
1,00
PVR
Figura 4-36. Parámetros mecánicos de las curvas fuerza-distancia en función de la PVR
(líneas continuas, eje izquierdo) de discos de manzana deshidratados a distintas humedades: -C, -- IA, -- IV. Las barras indican la D.E. En líneas punteadas (eje derecho) se muestran los
contenidos de humedad (m.s.) correspondiente a la PVR de cada producto:
A) Fmáx vs. PVR; B) P vs. PVR.
167
C,
IA,
IV.
A
4,00
D
2,00
3,00
2,00
1,00
1,00
m
5,00
( g agua / g m.s.)
6,00
3,00
0,00
0,00
0,30
0,40
0,50
0,60
0,70
0,80
0,90
1,00
PVR
B
15,00
A (J/m)
4,00
10,00
3,00
2,00
5,00
1,00
0,00
m
5,00
( g agua / g m.s.)
6,00
20,00
0,00
0,30
0,40
0,50
0,60
0,70
0,80
0,90
1,00
PVR
Figura 4-37. Parámetros mecánicos de las curvas fuerza-distancia en función de la PVR
(líneas continuas, eje izquierdo) de discos de manzana deshidratados a distintas humedades: -C, -- IA, -- IV. Las barras indican la D.E. En líneas punteadas (eje derecho) se muestran los
contenidos de humedad (m.s.) correspondiente a la PVR de cada producto:
A) D vs. PVR; B) A vs. PVR.
168
C,
IA,
IV.
deshidratación ambos productos se diferenciaron, tanto de las muestras C como entre sí
(Figura 4-36-B). Las muestras IV se presentaron levemente más rígidas que las C al final del
secado; sin embargo las IA presentaron una rigidez aproximadamente cuatro veces mayor que
las anteriores. Tal como se observó en las muestras C, también en las IA e IV el repentino
incremento observado en los parámetros Fmáx y P a PVR < 0,47 se produjo cuando los valores
de humedad de ambos productos se encontraban cercanos a los valores correspondientes a la
humedad de monocapa. Los valores de D (Figura 4-37-A) en ambas muestras tratadas
mostraron un perfil similar al observado en la muestra C, si bien las muestras IV a bajas
humedades presentaron mayores valores. Los perfiles de A (Figura 4-37-B) a humedades altas
e intermedias fueron similares en todas las muestras; a bajas humedades, las muestras IA
presentaron menores valores que las C, y éstas valores mucho menores que las IV. La Tabla
4-13 muestra los resultados del MANOVA de los parámetros mecánicos obtenidos para los
distintos grados de deshidratación de manzana IA. El mismo muestra un comportamiento
mecánico general similar al encontrado en las muestras C a las diferentes PVR: las muestras
deshidratadas fueron significativamente diferentes (p ≤ 0,05). Sin embargo, las muestras de
PVR 0,87 y 0,78 por un lado y las de 0,72 y 0,78 por otro, se comportaron similarmente, sin
observarse diferencias significativas entre ellas. Del mismo modo, el MANOVA derivado de
las muestras IV (Tabla 4-14) también indicó diferencias significativas entre las muestras
deshidratadas a diferentes humedades (p ≤ 0,05), a pesar de que las muestras de PVR 0,94 y
0,91 se comportaron en forma similar, del mismo modo las de 0,87 y 0,78, y ésta última con la
de 0,72, que tampoco mostró diferencias significativas con la de 0,58. El PCA de las muestras
IA indicó que con la CP1 se explicó el 96% de la variación total de los datos (Tabla 4-15).
Los autovectores reportados demostraron nuevamente que la variable P recibió el peso más
alto, con un alto coeficiente de correlación (Tablas 4-16, 17). El gráfico "biplot" del análisis
(Figura 4-38) fue similar al observado en las muestras C, aunque las muestras de PVR 0,30
estuvieron robustamente caracterizadas por el parámetro P, que las diferenció fuertemente del
resto. Por su parte, el PCA de las muestras IV demostró que no solo el parámetro P fue el de
mayor importancia sino que también Fmáx y A tuvieron pesos importantes sobre la CP1
(Tablas 4-18, 19). El gráfico "biplot" del análisis fue similar al observado en las muestras IA
para las muestras de humedad alta e intermedia, sin embargo a bajas humedades las muestras
tendieron no sólo hacia mayor rigidez, sino también hacia mayor Fmáx y A (Figura 4-39).
Estos resultados han sido de gran utilidad para interpretar, por un lado, los perfiles
observados previamente en los comportamientos mecánicos, y por otro, determinar a qué
parámetros se debieron principalmente las diferencias observadas en los MANOVAs.
169
Tabla 4-13. MANOVA de los parámetros mecánicos provenientes del ensayo de punción de manzana IA deshidratada a diferentes humedades. Se
muestran los valores medios de cada parámetro (n=20) con su respectiva D.E.
PARÁMETRO
PVR
0,98
0,96
0,94
0,91
0,87
0,78
0,72
0,58
0,47
0,40
0,30
Fmáx (N)
3,16
4,00
4,18
4,80
5,49
5,85
6,21
6,22
7,59
12,67
17,56
D.E.
± 0,52
± 0,70
± 0,52
± 0,39
± 0,79
± 0,75
± 0,91
± 0,88
± 1,13
± 1,73
± 1,09
P (N)
12,08
0,99
0,58
0,69
0,56
0,69
0,76
0,97
2,00
5,91
57,13
D.E.
± 2,32
± 0,22
± 0,10
± 0,12
± 0,14
± 0,21
± 0,16
± 0,19
± 0,76
± 2,74
± 14,09
A (J/m)
0,44
1,33
1,80
2,90
4,46
5,07
5,86
4,21
5,13
7,51
1,91
D.E.
± 0,13
± 0,33
± 0,33
± 0,51
± 1,29
± 1,12
± 1,37
± 0,87
± 0,98
± 1,68
± 0,49
D
0,30
1,03
1,53
1,92
2,47
2,40
2,56
2,00
1,83
1,45
0,41
D.E.
± 0,06
± 0,12
± 0,18
± 0,18
± 0,27
± 0,14
± 0,21
± 0,17
± 0,27
± 0,26
± 0,06
A
B
C
D
E
EF
F
G
H
I
J
MANOVA
Prueba de Hotelling con nivel corregido por Bonferroni (Alfa=0,05). Letras distintas indican diferencias significativas (p ≤ 0,05).
170
Tabla 4-14. MANOVA de los parámetros mecánicos provenientes del ensayo de punción de manzana IV deshidratada a diferentes humedades. Se
muestran los valores medios de cada parámetro (n=20) con su respectiva D.E.
PARÁMETRO
PVR
0,98
0,96
0,94
0,91
0,87
0,78
0,72
0,58
0,47
0,40
0,33
Fmáx (N)
2,85
3,75
4,36
4,80
5,05
5,25
5,30
5,69
8,54
14,24
20,60
D.E.
± 0,37
± 0,40
± 0,89
± 0,67
± 0,96
± 0,72
± 0,99
± 0,95
± 1,68
± 1,79
± 2,71
P (N)
11,08
1,28
0,69
0,74
0,58
0,37
0,41
0,60
2,03
8,44
17,67
D.E.
± 2,59
± 0,34
± 0,15
± 0,16
± 0,13
± 0,08
± 0,14
± 0,15
± 0,65
± 2,12
± 4,20
A (J/m)
0,39
1,03
1,42
2,01
3,57
3,76
4,50
5,64
7,14
10,98
17,09
D.E.
± 0,15
± 0,20
± 0,25
± 0,51
± 1,68
± 1,39
± 1,19
± 1,78
± 0,95
± 2,02
± 2,99
D
0,30
0,86
1,21
1,45
2,14
2,46
2,76
2,85
2,22
1,62
1,48
D.E.
± 0,07
± 0,15
± 0,15
± 0,19
± 0,43
± 0,33
± 0,21
± 0,39
± 0,30
± 0,22
± 0,21
A
B
C
C
D
DE
EF
F
G
H
I
MANOVA
Prueba de Hotelling con nivel corregido por Bonferroni (Alfa=0,05). Letras distintas indican diferencias significativas (p ≤ 0,05).
171
FFmáx
máx
30.00
A
15.00
CP 2 (3.4%)
D
0.40
0.72
0.47
0.78
0.87
0.58
0.91
0.94
0.96
0.98
0.00
0.30
P
-15.00
-30.00
-54.00
-27.00
0.00
27.00
54.00
CP 1 (96.3% )
Figura 4-38. Biplot correspondiente al PCA de los parámetros obtenidos de los ensayos de
punción de manzana IA deshidratada a diferentes humedades.
Tablas 4-15, 4-16 y 4-17. Autovalores, autovectores y correlaciones correspondientes al PCA
de los parámetros obtenidos de los ensayos de punción de manzana IA deshidratada a
diferentes humedades.
Autovalores
Lambda Valor
295,29
1
10,52
2
0,58
3
0,13
4
Proporción
0,96
0,03
2E-3
4E-4
Prop Acum
0,96
1
1
1
Autovectores
Variables
Fmáx
P
A
D
Tabla 4-15
e2
0,76
-0,13
0,62
0,10
Tabla 4-16
Correlaciones con las variables originales
Variables
CP 1
CP 2
0,81
0,58
Fmáx
1
-0,03
P
-0,29
0,93
A
-0,64
0,43
D
Tabla 4-17
172
e1
0,20
0,98
-0,04
-0,03
20.00
P
0.98
CP 2 (13.7%)
10.00
0.33
0.96 0.91
0.94
0.58
0.87
0.78
0.72 0.47
0.00
0.30
0.40
D
FFmáx
máx
-10.00
A
-20.00
-24.00
-12.00
0.00
12.00
24.00
CP 1 (85.6% )
Figura 4-39. Biplot correspondiente al PCA de los parámetros obtenidos de los ensayos de
punción de manzana IV deshidratada a diferentes humedades.
Tablas 4-18, 4-19 y 4-20. Autovalores, autovectores y correlaciones correspondientes al PCA
de los parámetros obtenidos de los ensayos de punción de manzana IV deshidratada a
diferentes humedades.
Autovalores
Lambda Valor
75,67
1
12,14
2
0,59
3
0,02
4
Proporción
0,86
0,14
0,01
2E-4
Prop Acum
0,86
0,99
1
1
Autovectores
Variables
Fmáx
P
A
D
Tabla 4-18
e2
-0,35
0,79
-0,47
-0,19
Tabla 4-19
Correlaciones con las variables originales
Variables
CP 1
CP 2
0,97
-0,23
Fmáx
0,88
0,47
P
0,94
-0,33
A
-0,1
-0,82
D
Tabla 4-20
173
e1
0,60
0,59
0,54
-0,01
Los efectos de los tratamientos de impregnación se hicieron más marcados durante el
proceso de secado a medida que aumentó el nivel de deshidratación, y se tornaron bien
importantes al final del proceso.
La Tabla 4-21 muestra los resultados del MANOVA de los parámetros mecánicos
obtenidos para los distintos grados de deshidratación de manzana IA, IV y C. Se realizó un
MANOVA de dos factores teniendo en cuenta el factor PVR y el factor tratamiento (IV, IA y
C). Se incluyó a las muestras C de modo de determinar estadísticamente las diferencias de las
muestras impregnadas respecto de las C. Si bien el mismo resulta bastante complejo, se puede
destacar que a PVR 0,98 los tejidos impregnados (IA e IV) no presentaron diferencias
significativas entre ellos en cuanto a su comportamiento mecánico (p ≤ 0,05); sin embargo la
muestra IV fue similar a la muestra C, pero la muestra IA se comportó de modo diferente. A
bajas humedades (PVR 0,47–0,30/0,33) las muestras fueron todas significativamente
diferentes (p ≤ 0,05). El PCA integrador de todos los tratamientos se realizó para explicar las
diferencias observadas en el MANOVA entre los diferentes tratamientos a las distintas PVR.
El mismo indicó que con las dos primeras componentes fue posible explicar el 99% de la
variabilidad total de los datos (Tabla 4-22). Los autovectores reportados demostraron
nuevamente que en la componente principal 1 (CP1) la variable P fue la que recibió el peso
más alto, con un coeficiente de correlación de 1, y que en la CP2 se destacaron las variables
Fmáx y A (Tablas 4-23 y 4-24). Como puede verse en el "biplot" (Figura 4-40) las muestras de
PVR 0,98 se encontraron en un espacio común, separadas levemente las muestras impregnadas
de las C debido a la CP1, o sea, diferenciadas por la variable P. Las muestras de humedad altaintermedia (PVR 0,96 a 0,58) se diferenciaron principalmente por la CP2, hacia mayores
valores de A y Fmáx a medida que disminuyó la humedad. En este caso no se observaron
separaciones importantes entre las muestras impregnadas y las muestras C. A menores
humedades comenzó a tener nuevamente una importante influencia la CP1. A partir de aquí es
importante resaltar la separación entre las muestras C, IA e IV. Es de destacar la fuerte
oposición entre todas las muestras a PVR 0,30/0,33, mostrando que al final del secado las tres
muestras se comportaron mecánicamente en forma bien diferente, caracterizándose
principalmente, a modo comparativo, las IV por ser más fuertes y mucho más resistentes a la
ruptura, las IA por ser mucho más rígidas y las C por ser más débiles ó menos fuertes que las
demás.
Los resultados presentados por las muestras impregnadas antes de su deshidratación no
estarían en concordancia con lo reportado por otros autores integrantes del mismo grupo de
investigación, quienes determinaron, por un lado, que la impregnación tanto al vacío como a
174
Tabla 4-21. MANOVA de los parámetros mecánicos provenientes de los ensayos de punción de manzanas C, IA e IV, deshidratadas a diferentes
humedades en corriente de aire. Se muestran los valores medios de cada parámetro (n=20).
P (N)
A (J/m)
D
PARÁMETRO
Fmáx (N)
PVR
MANOVA
0,98
0,96
0,94
0,91
0,87
0,78
0,72
0,58
0,47
0,40
0,30/0,33
C
1,63
3,61
3,60
3,62
4,65
5,10
5,29
5,48
5,54
6,44
7,75
IA
3,16
4,00
4,18
4,80
5,49
5,85
6,21
6,22
7,59
12,67
17,56
IV
2,85
3,75
4,36
4,80
5,05
5,25
5,30
5,69
8,54
14,24
20,60
C
8,59
0,87
0,57
0,49
0,43
0,36
0,60
0,87
1,02
7,96
12,61
IA
12,08
0,99
0,58
0,69
0,56
0,69
0,76
0,97
2,00
5,91
57,13
IV
11,08
1,28
0,69
0,74
0,58
0,37
0,41
0,60
2,03
8,44
17,67
C
0,22
0,63
1,30
1,68
2,45
3,69
3,76
3,16
3,54
3,36
3,70
IA
0,44
1,33
1,80
2,90
4,46
5,07
5,86
4,21
5,13
7,51
1,91
IV
0,39
1,03
1,42
2,01
3,57
3,76
4,50
5,64
7,14
10,98
17,09
C
0,25
0,65
1,27
1,52
1,74
2,24
2,25
1,85
2,02
1,03
0,89
IA
0,30
1,03
1,53
1,92
2,47
2,40
2,56
2,00
1,83
1,45
0,41
IV
0,30
0,86
1,21
1,45
2,14
2,46
2,76
2,85
2,22
1,62
1,48
C
A
C
EG
FG
FH
J
J
HIM
HIJM
R
U
IA
B
DE
FG
HIJ
KL
K
KN
M
P
S
V
IV
AB
CD
EG
FG
IJM
L
LO
NO
Q
T
W
Prueba de Hotelling con nivel corregido por Bonferroni (Alfa = 0,05). Letras distintas indican diferencias significativas (p ≤ 0,05).
175
20.00
CP 2 (14.5%)
10.00
0.00
-10.00
FFmáx
máx
A
0.33
0.30
0.40
0.47
0.87 0.72
0.40
0.72 0.87 0.58
0.87
0.78
0.78
D 0.47
0.94 0.91 0.58
0.58
0.96 0.91 0.78
0.30
0.96 0.94 0.47
0.40
0.94 0.91 0.96 0.72
0.98
0.98
0.98
P
0.30
-20.00
-28.00
-6.75
14.50
35.75
57.00
CP 1 (84.9% )
Figura 4-40. Biplot correspondiente al PCA de los parámetros obtenidos de los ensayos de
punción de manzana C (en rojo), IA (en verde) e IV (en amarillo, rótulo negro) deshidratadas a
diferentes humedades.
Tablas 4-22, 4-23 y 4-24. Autovalores, autovectores y correlaciones correspondientes al PCA
de los parámetros obtenidos de los ensayos de punción de manzana C, IA e IV deshidratada a
diferentes humedades.
Autovalores
Lambda Valor
116,64
1
19,91
2
0,53
3
0,3
4
Proporción
0,85
0,14
4E-3
2E-3
Prop Acum
0,85
0,99
1
1
Autovectores
Variables
Fmáx
P
A
D
Tabla 4-22
e2
0,65
-0,22
0,73
0,08
Tabla 4-23
Correlaciones con las variables originales
Variables
CP 1
CP 2
0,70
0,70
Fmáx
1
-0,09
P
0,17
0,97
A
-0,45
0,48
D
Tabla 4-24
176
e1
0,27
0,96
0,05
-0,03
presión atmosférica, de manzana Granny Smith en las mismas condiciones y con la misma
solución utilizada en esta tesis provocó una disminución de la Fmáx y del módulo de
deformabilidad respecto al tejido fresco, y que, empleando la misma solución pero sin el
agregado de calcio también se producía el mismo fenómeno, aunque en menor medida (Anino
y col. (2006)). Estas diferencias respecto a lo observado en la presente tesis, y en otros trabajos
en donde también se observó una preservación y/ó reforzamiento de los tejidos vegetales
debido a la impregnación con sales de calcio (Del Valle y col. (1998), Grass y col. (2003), Lee
y col. (2003), Quiles y col. (2004)) podrían deberse, por un lado, a la variabilidad biológica y
al distinto grado de madurez del tejido empleado. Probablemente, el grado de demetilación de
las pectinas en las paredes celulares de las manzana empleadas por Anino y col. (2006) haya
sido diferente e insuficiente para el mantenimiento de la estructura del tejido debido a la
interacción con el calcio (en ninguno de los casos se determinó la composición de la pared
celular ni la actividad de la enzima pectinmetilesterasa (PME) para corroborar estos hechos).
Y, por otro lado, podrían existir diferencias debido al distinto ensayo mecánico utilizado
(compresión versus punción). Por otra parte, los estudios de Anino y col. (2006) mostraron, a
diferencia de lo observado en la presente tesis, que la estructura de las manzanas impregnadas
fue alterada considerablemente por los tratamientos, como ya se ha mencionado en el apartado
4.1.4.3.2., presentándose en ciertos casos un importante grado de plasmólisis, con membranas
rotas, interrumpidas y/ó vesiculadas, factores que estarían relacionados con la disminución
reportada en el módulo de deformabilidad. Ello indicaría que las muestras frescas se
encontrarían más débiles estructuralmente, demostrando la importante influencia del estado de
conservación y el grado de madurez en la conducta mecánica del fruto. Del Valle y col. (1998)
determinaron que la impregnación con calcio de manzanas como tratamiento previo a la
ósmosis preservó mejor la textura en comparación con la manzana sin pretratamiento. Grass y
col. (2003) reportaron, en zanahoria y berenjena, que la impregnación al vacío con una
solución isotónica de calcio como alternativa en el desarrollo de alimentos funcionales,
produjo un aumento en la rigidez y fragilidad de las muestras; sin embargo no observaron
ningún efecto en champignon debido a que las paredes celulares de este organismo no poseen
pectinas. Por su parte, Martinez-Monzó y col. (1998) estudiaron la impregnación al vacío de
manzana con soluciones isotónicas y/ó hipotónicas sin encontrar cambios en el esfuerzo
máximo de ruptura respecto al tejido fresco.
Considerando los efectos del pulso de vacío, el nivel de deshidratación y la presencia de
calcio, se observó que los valores de P y Fmáx fueron, al comienzo y al final del proceso de
secado, menores en las muestras IV en comparación con las muestras impregnadas a presión
177
atmosférica, aunque mayores a los de la muestra C. De acuerdo a lo analizado, las muestras IA
a PVR ≈ 0,30 pudieron ser caracterizadas como un sólido rígido pero frágil, debido a la baja
deformación relativa necesaria para la ruptura del material, con muy baja resistencia a la
ruptura. La fragilidad desarrollada en estas muestras al final del proceso de secado podría
deberse en parte al menor encogimiento y la mayor porosidad desarrollada, de acuerdo a lo
observado previamente en las Figuras 4-18-C, 4-27 y 4-30. En cambio, las muestras IV a
PVR ≈ 0,33 pudieron caracterizarse como un sólido rígido (aunque menos que las IA) pero
muy resistente a la ruptura, con la ruptura produciéndose a una deformación considerable,
siendo de carácter más dúctil. Como ya se ha observado en las Figuras 4-7, 4-24-C, 4-27, 4-29
y 4-30, el tejido se presentó muy encogido, deformado y altamente compactado, con alta apar.
(debido en parte a la sustitución del gas de los espacios intercelulares por la solución líquida y
a la solubilización de las pectinas como ya se ha comentado), sin desarrollo importante de
porosidad, lo que podría justificar la menor rigidez en los productos IV a bajas humedades
respecto de IA y la alta resistencia a la ruptura desarrollada.
Previamente, en la introducción, se ha comentado que los procesos de impregnación, tanto a
presión atmosférica como al vacío, pueden provocar cambios en la estructura del tejido vegetal
debido a posibles daños sobre las membranas y paredes celulares dependiendo de las
condiciones de tratamiento, provocando modificaciones en las propiedades mecánicas del
producto, generalmente disminución en la rigidez y la Fmáx. El aumento en la rigidez y en la
resistencia a la ruptura de los tejidos impregnados con calcio, comparado con los valores de la
manzana C, previo a la deshidratación, puede ser explicado por el incremento de la integridad
estructural de la laminilla media debido al entrecruzamiento entre las pectinas y el calcio,
manteniéndose la adhesividad y la cohesividad intercelular. En cuanto a las diferencias entre
ambos métodos de impregnación se deberían a distintas causas: por un lado, el pulso de vacío
acentuaría los cambios en el comportamiento mecánico debido a los daños mecánicos
provocados por la impregnación y la deformación de las muestras por los cambios de presión.
Por otro lado, debido a que en los productos impregnados al vacío el aire en los poros es
reemplazado por líquido, la disolución impregnada en los espacios intercelulares puede tener
un efecto solvente sobre las pectinas de la laminilla media, que provocaría una disminución de
la rigidez de las paredes celulares.
Lo paradójico acerca de la impregnación con sales de calcio se torna claro al considerar el
efecto negativo del proceso: la pérdida moderada de la integridad del tejido como
consecuencia de los tratamientos de impregnación per se puede ser compensada en gran
medida por el rol activo del calcio incorporado.
178
4.1.2.7. Cambios en la movilidad molecular
4.1.2.7.1. Modelado de las curvas de relajación transversal de los ensayos de 1H-RMN
obtenidas mediante la secuencia de pulsos CPMG: Determinación y validación del orden
del modelo de regresión no lineal
Se analizó el comportamiento del tiempo de relajación transversal del protón (T2) en discos
de manzana C, IA e IV a diferentes humedades. El análisis del modelado por regresión no
lineal de las curvas de relajación transversal obtenidas mediante la secuencia de pulsos CPMG
indicó que los distintos tejidos estudiados a las diferentes humedades presentaron diversas
poblaciones de agua, caracterizadas por diferentes distribuciones y movilidad.
A continuación se muestra, a modo de ejemplo, el análisis realizado para determinar el
número de exponenciales en el modelo de regresión en tejido fresco. El mismo análisis fue
efectuado para todos los productos. La movilidad del agua del tejido fresco se pudo
caracterizar mediante un comportamiento triexponencial, definido por tres tiempos de
relajación T2 característicos e intensidad correspondientes. Para validar dicho comportamiento
se modelaron las curvas de la señal de CPMG con tres ajustes: monoexponencial,
biexponencial y triexponencial (Figura 4-41) y se analizaron diferentes coeficientes
estadísticos y gráficos como medidas de diagnóstico para chequear la validez de los modelos.
La Tabla 4-25 muestra los valores promedio de los parámetros derivados de los diferentes
modelos, con su R2 y el estadístico Chi2. En base al R2 se vió que los modelos bi y
triexponencial poseían un excelente ajuste regresional, pues sus coeficientes de regresión
fueron mayores a 0,9999, siendo el de mejor ajuste el modelo triexponencial. En base a esto, y
para simplificar el análisis de los resultados, se podría seleccionar al modelo biexponencial
como una muy buena representación del comportamiento del tejido. Sin embargo, el análisis
de los residuos demostró que esta suposición no es totalmente válida. Observando la Figura 442 en la que se representa gráficamente los residuos estudentizados versus, por un lado, los
valores predichos por el modelo, y por otro, versus los valores de la variable independiente
para los tres modelos, se observa que tanto el modelo monoexponencial como el biexponencial
no son adecuados pues los datos en ambos presentaron una cierta tendencia que sugieren falta
de ajuste, indicando que la varianza de los mismos no fue homogénea. Estos resultados
sugieren que debe introducirse un tercer término al modelo de ajuste regresional. En los
gráficos del modelo triexponencial se observó cómo los datos se presentaron en forma
aleatoria alrededor de la línea de corte 0,00, indicando en este caso que la varianza era
179
A
60
40
20
80
INTENSIDAD (%)
80
100
B
100
INTENSIDAD (%)
INTENSIDAD (%)
100
60
40
20
0
1000
0
2000
80
60
40
20
0
0
0
C
1000
2000
0
1000
TIEMPO (ms)
TIEMPO (ms)
TIEMPO (ms)
2000
Figura 4-41. Curvas de relajación transversal de manzana fresca obtenidas por medio de la secuencia CPMG, --- datos experimentales, --- valores
predichos por el modelo. A) monoexponencial, B) biexponencial, C) triexponencial.
Parámetro
Modelo
y0 ± D.E.
T21 ± D.E.
C1 ± D.E.
T22 ± D.E.
C2 ± D.E.
T23 ± D.E.
C3 ± D.E.
(ms)
(%)
(ms)
(%)
(ms)
(%)
--
--
---
R2
Chi2
--
0,99754
0,93814
--
Monoexponencial
17,32 ± 0,25 671,33 ± 7,38
76,33 ± 0,27
Biexponencial
3,03 ± 0,11
133,65 ± 2,75
15,84 ± 0,22 870,91 ± 5,39
70,39 ± 0,16
0,99995
0,01848
Triexponencial
1,32 ± 0,16
60,72 ± 2,49
6,31 ± 0,25
16,09 ± 0,48 1164,5 ± 12,51 77,77 ± 0,54 0,99999
0,00364
333,40 ± 9,24
Tabla 4-25. Valores de T2 con sus respectivas intensidades (proporción relativa: Ci%) provenientes de los ajustes de las curvas de relajación
transversal de manzana fresca por medio de la secuencia CPMG aplicando los modelos monoexponencial, biexponencial y triexponencial. Se
muestran las desviaciones estándar de cada parámetro (DE) y los coeficientes de ajuste de regresión del modelo R2 y Chi2.
180
a)
A
b)
6
3
3
RE_%
RE_%
6
0
0
Residual of B
-3
0
1000
Residual of B
-3
2000
0
Variable
(ms)
Variable independiente_t
independiente t (ms)
a)
B
5
RE_%
RE_%
90
10
5
0
Residual of B
-5
0
1000
0
Residual of B
-5
2000
0
Variable independiente
t (ms)
Variable
independiente_t
(ms)
a)
30
60
90
Valor
predicho %
Predichos_%
b)
C
2
2
0
0
RE_%
RE_%
60
Predichos_%
Valor
predicho %
b)
10
30
-2
-2
Residual of B
-4
0
1000
Residual of B
-4
0
2000
Variable independiente_t
independiente t (ms)
variable
(ms)
30
60
90
Valor predicho %
Predichos_%
Figura 4-42. Gráficos de los residuos estudentizados (R.E.) versus los valores de la variable
independiente (a), y R.E. versus los valores predichos (b), provenientes del modelado de las
curvas de relajación transversal de manzana fresca por medio de la secuencia CPMG. A)
modelo monoexponencial; B) modelo biexponencial; C) modelo triexponencial.
181
homogénea. Por todos estos motivos se decidió que el modelo triexponencial era el más
correcto para explicar el comportamiento de los datos en el tejido fresco. El agregado de una
cuarta exponencial al modelo no aportaba, estadísticamente, beneficios adicionales, y, además,
complicaba el análisis posterior de los datos por abundancia de variables, por lo cual se
descartó.
Este mismo procedimiento se utilizó para decidir el modelado de las curvas de los restantes
productos impregnados con calcio y/ó deshidratados, tratando de maximizar el ajuste de
regresión no lineal minimizando el número de variables dependientes.
Algunos autores han propuesto el empleo del modelo triexponencial en el caso de tejido
parenquimático de manzanas y bananas frescas, relacionando a cada una de las tres
exponenciales con la distribución y movilidad del agua a nivel celular. Los T2 podrían
relacionarse con la compartimentalización del agua en la célula: en vacuola, citoplasma y
pared celular y espacios extracelulares (Snaar y Van As, 1992; Hills y Remigereau, 1997;
Raffo y col, 2004; Ribeiro, 2008). La Tabla 4-26 muestra los valores de T2 obtenidos para
algunos tejidos vegetales frescos. Nótese que los valores determinados en manzana fresca son
bastante coincidentes con los hallados en el presente trabajo (Tabla 4-25); las diferencias
existentes podrían deberse a que se utilizó una variedad de manzana diferente, la variabilidad
biológica intrínseca, y a diferencias en las condiciones del ensayo. Para explicar los tres T2,
dichos autores consideraron que estos valores son controlados por el intercambio químico
entre el agua y el resto de las moléculas presentes en tales compartimentos. Asignaron al
mayor tiempo de relajación transversal (T23) al agua en la vacuola, que posee además la mayor
intensidad ó composición relativa de protones, argumentando que la vacuola funciona como
una solución diluída de azúcares, sales y otras moléculas orgánicas pequeñas, que reducen
levemente la movilidad del agua y consecuentemente al valor de T2; asociaron a T22 con el
agua presente en el citoplasma, considerando que el mismo se comporta como una solución
altamente viscosa debido a la presencia de diversas proteínas y carbohidratos como almidón,
interfiriendo aún más con la movilidad del agua. Por último, asociaron al menor tiempo de
relajación transversal (T21) con el agua presente en paredes celulares y espacios intercelulares.
Este último está caracterizado, además, por la menor amplitud relativa ó composición. Esto
demuestra que existen altos niveles de interacción entre el agua y los biopolímeros de la pared
y menores volúmenes en donde la misma pueda migrar. En otros estudios realizados en tejido
de papa propusieron el mismo modelo; sin embargo, considerando el alto contenido de
almidón presente en el tejido, asociaron a T21 no sólo con el agua contenida en la pared celular
sino también a la presente dentro de los gránulos de almidón (Hills & Le Floc‟h, 1994).
182
Tabla 4-26. Valores de T2 obtenidos mediante la secuencia de pulsos CPMG reportados para
algunos tejidos vegetales frescos (25°C).
Parámetro
T2 1
C1
T2 2
C2
T2 3
C3
(ms)
(%)
(ms)
(%)
(ms)
(%)
BANANA
27
13
190
25
610
62
Raffo y col., 2004
BANANA
10
5
100
15
500
80
Ribeiro, 2008
MANZANA
30
8
190
16
1020
76
Snaar & Van As, 1992
(var. Golden Del.)
2080
5
200400
10
8001000
85
Hills & Remigereau,
1997
PAPA
10
-
100
-
300-500
-
Hills & Le Floc‟h, 1994
Muestra
(var. Cox)
MANZANA
Referencia
Sin embargo, hay que tener en cuenta que los tres componentes citados no podrían
relacionarse directamente con el agua presente en los diversos compartimentos subcelulares,
pues la contribución de ellos puede superponerse y el intercambio difusivo del agua puede
promediar la magnetización, por lo que una simple correlación entre los componentes y los
compartimentos celulares no necesariamente existe. No obstante, debido a que el intercambio
difusivo entre compartimentos sucede muy lentamente comparado con la escala de tiempo del
ensayo de 1H-RMN, este fenómeno puede ignorarse y, en concordancia con diversos trabajos
en tejidos vegetales frescos, la interpretación mencionada podría tenerse en cuenta
considerando que el tonoplasto y la membrana plasmática son barreras permeables
significativas al intercambio acuoso (Hills & Remigereau, 1997).
4.1.2.7.2. Análisis de los cambios en la movilidad del agua durante el secado de manzana
en corriente de aire
4.1.2.7.2.1. Manzana control (C)
La Figura 4-43 muestra las curvas típicas de relajación obtenidas de los ensayos de 1HRMN por medio de la secuencia de pulsos CPMG de tejido de manzana fresca deshidratada a
diferentes humedades. Se observó una importante evolución en la concavidad de las curvas a
distintos grados de deshidratación, lo cual demuestra cómo el proceso de deshidratación afectó
notablemente a la movilidad del agua en la manzana.
183
100
30
90
20
I
80
70
10
60
0
50
0
20
40
60
80
I
t (ms)
40
30
20
10
0
0
500
1000
1500
2000
t (ms)
Figura 4-43. Curvas de relajación características obtenidas a partir de los ensayos de 1HRMN por medio de la secuencia de pulsos CPMG de manzana C deshidratada a diferentes
PVR:
0,98;
0,96;
0,94;
0,91;
0,86;
0,78;
184
0,72;
0,58;
0,52;
0,47.
El análisis de regresión de las curvas de CPMG determinó que a altos valores de PVR
(0,98-0,91) la movilidad del agua puede caracterizarse mediante un comportamiento
triexponencial. A valores de PVR intermedios (0,87-0,52) se detectaron dos poblaciones de
agua, mientras que a PVR ≈ 0,47 (correspondiente a una humedad del 15% m.s.) sólo se
observó una. A menores valores de PVR no se detectó señal con este método, en coincidencia
con el hecho de que el contenido de humedad en la muestra se encontraba en los alrededores
del valor de mm. Cada una de estas poblaciones mostró diferentes distribuciones y tiempos T2.
Las Figuras 4-44-A, B y 4-45-A muestran la variación de los tiempos de relajación espínespín obtenidos a partir del modelado de las curvas de relajación mediante la secuencia CPMG
de discos de manzana deshidratados a diferentes humedades en función de la PVR. Además se
incluye el valor de humedad (m.s.) correspondiente a cada producto. Se muestra el cambio en
los valores medios de los tiempos T21, T22 y T23, con sus respectivas desviaciones estándar.
En las mismas se observa que cada población de agua sufrió un descenso progresivo de los
diferentes T2 durante el transcurso del secado, siendo el mismo bien marcado al comienzo del
proceso para tornarse más gradual durante el mismo, indicando una reducción en la movilidad
del agua de las distintas poblaciones. El descenso fue mucho más notable en T23, que
disminuyó drásticamente hasta un valor de PVR < 0,91, donde la correspondiente señal no fue
detectada. El importante descenso de T23 al inicio del secado fue acompañado también de un
descenso altamente significativo en la intensidad del pico de relajación o proporción relativa
de protones caracterizados por T23 (C3) (Figura 4-46). Este aspecto podría asociarse con una
importante pérdida del agua contenida en la vacuola, el cual fue más marcado al inicio del
secado, donde la proporción relativa de protones (C3) (correspondiente al agua contenida en
vacuola) disminuyó de modo importante mientras que el contenido relativo del agua presente
en citoplasma y pared (C2 y C1) aumentó a expensas de la reducción de C3, sugiriendo que la
pérdida general de agua al comienzo del proceso ocurrió inicialmente desde la vacuola,
principalmente, y que este hecho estuvo acompañado de un importante encogimiento celular
como se discutió previamente. La desaparición de la señal de T23 a PVR < 0,91 podría
asociarse a la pérdida de la integridad de las membranas como resultado del avance del
proceso de secado, tal como se observó previamente en las Figuras 4-9-B: se liberaría el
contenido de las vacuolas al citoplasma ocasionando una redistribución de las poblaciones del
agua y una modificación de la movilidad de la misma. El leve aumento en los valores de T22
observado a PVR 0,87 podría deberse a dicha redistribución. A humedades intermedias, C1 y
C2 permanecieron sin cambios significativos durante la deshidratación, sin embargo a PVR ≈
0,52 se observó una inversión en los valores: C1 se tornó mayor a C2 (Figura 4-46).
185
6,00
1200,00
5,00
1000,00
4,00
CPMG
800,00
T2 3
ms)
1400,00
400,00
3,00
600,00
2,00
1,00
200,00
0,00
m ( g agua / g m.s.)
A
0,00
0,30
0,40
0,50
0,60
0,70
0,80
0,90
1,00
PVR
B
CPMGms)
6,00
800,00
5,00
4,00
600,00
3,00
400,00
2,00
200,00
1,00
0,00
m ( g agua / g m.s.)
1000,00
0,00
0,30
0,40
0,50
0,60
0,70
0,80
0,90
1,00
PVR
Figura 4-44. Tiempos de relajación T2 (secuencia de pulsos CPMG) en función de la PVR
de rodajas de manzana C deshidratadas a diferentes humedades. A) T23; B) T22. Las barras
indican la D.E. Humedad (m.s.) versus PVR de los diferentes productos obtenidos.
186
A
6,00
180,00
CPMGms)
160,00
5,00
140,00
4,00
120,00
100,00
3,00
80,00
2,00
60,00
40,00
1,00
20,00
0,00
m ( g agua / g m.s.)
200,00
0,00
0,30
0,40
0,50
0,60
0,70
0,80
0,90
1,00
PVR
2,50
T2 - FID (ms)
0,60
2,00
0,40
1,50
1,00
0,20
0,50
0,00
m (g agua / g m.s.)
B
0,00
0,30
0,35
0,40
0,45
0,50
0,55
0,60
PVR
Figura 4-45. Tiempos de relajación T2 en función de la PVR de rodajas de manzana C
deshidratadas a diferentes humedades. A) T21 (secuencia de pulsos CPMG); B) T2 (método
FID): -- T2S y -- T2L. Las barras indican la D.E. Humedad (m.s.) versus PVR de los
diferentes productos obtenidos.
187
100,00
C (%)
80,00
5,00
4,00
60,00
3,00
40,00
2,00
1,00
20,00
m (g agua / g m.s.)
6,00
0,00
0,00
0,30
0,40
0,50
0,60
0,70
0,80
0,90
1,00
PVR
Figura 4-46. Composición relativa (%) de las diferentes fracciones de agua en función de la
PVR de rodajas de manzana C deshidratadas a diferentes humedades. -- CL y -- CS (método
FID); -- C1, -- C2 y -- C3 (secuencia CPMG). Las barras indican la D.E. Humedad
(m.s.) versus PVR de los diferentes productos obtenidos.
188
Para el análisis estadístico de los parámetros obtenidos por la secuencia CPMG se dividió a
las muestras en diferentes grupos de acuerdo al número de variables: por un lado se analizaron
las muestras de PVR alta-intermedia caracterizadas por el modelo triexponencial, y por otro se
analizaron las muestras de humedad intermedia-baja caracterizadas por el modelo
biexponencial. Las muestras de PVR 0,47 se incluyeron en este último grupo adjudicando
valor cero a las variables del segundo término. El análisis estadístico indicó diferencias
significativas (p ≤ 0,05) en los parámetros derivados de las curvas de relajación provenientes
de la secuencia CPMG determinadas a las distintas PVR. La Tabla 4-27 muestra los resultados
del MANOVA para ambos grupos. En el mismo se observa que el comportamiento de
movilidad molecular general de las muestras a diferentes humedades fue significativamente
diferente (p < 0,05) entre todos los productos, sin embargo, las muestras de PVR 0,58 y 0,68
por un lado y las 0,78 y 0,87 por otro, se comportaron de modo similar, sin observarse
diferencias significativas; además, las muestras de PVR 0,68 y 0,72 tampoco presentaron
diferencias significativas entre sí. El PCA de las muestras a humedades altas-intermedias (PVR
0,98-0,91) indicó que la CP1 explicó el 99,60 % de la variabilidad de los datos, y que todas las
variables estuvieron fuertemente correlacionadas con esta componente, por lo que fue
condición suficiente para discriminar entre los diferentes grupos a humedades altasintermedias (Tablas 4-28 y 4-30). La variable más destacable para diferenciar a estos grupos
fue el tiempo T23, indicando que la variabilidad entre los diversos productos de alta humedad
residió más en la movilidad del agua libre, de mayor movilidad (Tabla 4-29). La Figura 4-47
muestra el “biplot” correspondiente al análisis. En el mismo puede verse claramente como el
contenido de humedad afectó a la movilidad del agua de las muestras: las mismas se
encontraron ubicadas en espacios separados por la CP1, principalmente por el parámetro T23,
ubicándose hacia menores valores de T23 a medida que disminuyó la PVR. Este
comportamiento podría llegar a confirmar la hipótesis de que la pérdida de humedad en los
primeros estadíos del secado proviene principalmente del agua contenida en la vacuola, como
ha sido discutido previamente. Por su parte, el PCA de los parámetros de CPMG de las
muestras a humedades intermedias-bajas (PVR 0,87-0,47) indicó que la CP1 explicó el 76,7%
de la variabilidad de los datos, por lo que fue necesario también considerar a la CP2 para
diferenciar a estos grupos (Tabla 4-31). La variable con mayor peso en la CP1 fue el tiempo
T22, mientras que en la CP2 fueron las proporciones relativas de protones (Tabla 4-32). En el
“biplot” (Figura 4-48) puede verse cómo la movilidad de estas muestras también fue afectada
fuertemente por el contenido de humedad, pues cuanto menor era la PVR las muestras
se encontraban cada vez menos caracterizadas con el valor de T22 (hacia menores valores)
189
Tabla 4-27. MANOVA de los parámetros provenientes del modelo de regresión no lineal de las curvas de relajación T2 de los ensayos de 1H-RMN
(secuencia CPMG) de manzana C deshidratada a diferentes humedades. Se muestran los valores medios de cada parámetro (n = 10) con su
respectiva D.E.
PVR
0,98
0,96
0,94
0,91
0,87
0,78
0,72
0,68
0,58
0,52
0,47
6,3
12,9
19,9
22,2
41,3
39,3
36,8
33,5
40,5
59,1
100,0
D.E.
± 1,7
± 2,3
± 1,9
± 2,4
± 2,7
± 1,9
± 4,5
± 1,8
± 1,6
± 9,8
± 0,0
T21 (ms)
60,7
39,3
32,7
21,5
23,1
18,9
11,5
3,8
3,0
0,6
0,4
D.E.
± 9,9
± 6,5
± 4,1
± 3,7
± 3,6
± 2,3
± 1,6
± 0,4
± 0,2
± 0,2
± 0,1
C2 (%)
16,0
21,7
33,7
36,1
58,7
60,8
63,2
66,5
59,5
40,9
--
D.E.
± 3,3
± 3,4
± 1,9
± 1,8
± 2,7
± 1,9
± 4,5
± 0,8
± 1,6
± 9,8
T22 (ms)
333,0
175,0
139,0
88,7
100,1
81,0
42,4
22,0
15,4
1,8
D.E.
± 58,5
± 16,2
± 13,9
± 8,4
± 14,3
± 8,5
± 3,8
± 1,4
± 0,9
± 0,7
C3 (%)
77,8
65,0
46,4
41,7
--
--
--
--
--
--
--
D.E.
± 3,7
± 5,6
± 3,1
± 3,3
T23 (ms)
1164,5
790,4
449,1
293,5
--
--
--
--
--
--
--
D.E.
± 31,2
± 73,7
± 40,1
± 27,2
A
B
C
D
E
E
F
FG
G
H
I
PARÁMETRO
C1 (%)
MANOVA
Prueba de Hotelling con nivel corregido por Bonferroni (Alfa=0,05). Letras distintas indican diferencias significativas (p ≤ 0,05).
190
--
865,00
Tt2
22
432,50
CP 2 (0,4%)
C2
c2
T21
t1
0,94
0,00
0,96
0,91
c1
C1
0,98
c3
C3
t3
T23
-432,50
-865,00
-865,00
-432,50
0,00
432,50
865,00
CP 1 (99,6% )
Figura 4-47. Biplot correspondiente al PCA de los parámetros obtenidos a partir de las curvas
de relajación T2 de los ensayos de 1H-RMN (secuencia CPMG) de manzana C fresca y
deshidratada a humedades altas-intermedias (PVR 0,98-0,91).
Tablas 4-28, 4-29 y 4-30. Autovalores, autovectores y correlaciones correspondientes al PCA
de los parámetros de las curvas de relajación T2 de los ensayos de 1H-RMN (secuencia CPMG)
de manzana C fresca y deshidratada a humedades altas-intermedias.
Autovalores
Lambda
Valor
Proporción
160958,73
1,00
1
705,11
4,4E-3
2
2,52
1,6E-5
3
0,00
0,00
4
0,00
0,00
5
0,00
0,00
6
Prop Acum
1,00
1,00
1,00
1,00
1,00
1,00
Autovectores
Variables
T21
C1
T22
C2
T23
C3
Tabla 4-28
Correlaciones con las variables originales
Variables
CP 1
CP 2
0,97
0,22
T21
-1,00
0,05
C1
0,97
0,24
T22
-0,98
0,19
C2
1,00
-0,02
T23
0,99
-0,12
C3
191
e1
0,04
-0,02
0,26
-0,02
0,96
0,04
e2
0,14
0,01
0,95
0,07
-0,25
-0,07
Tabla 4-29
Tabla 4-30
96,00
C1
c1
Tt2
22
CP 2 (23,3%)
48,00
T21
t1
0,47
0,87
0,78
0,00
0,52
0,72
0,58
0,68
-48,00
c2
C2
-96,00
-96,00
-48,00
0,00
48,00
96,00
CP 1 (76,7% )
Figura 4-48. Biplot correspondiente al PCA de los parámetros obtenidos de las curvas de
relajación T2 de los ensayos de 1H-RMN (secuencia CPMG) de manzana C deshidratada a
humedades intermedias-bajas (PVR 0,86-0,47).
Tablas 4-31, 4-32 y 4-33. Autovalores, autovectores y correlaciones correspondientes al PCA
de los parámetros de las curvas de relajación T2 de los ensayos de 1H-RMN (secuencia CPMG)
de manzana C deshidratada a humedades intermedias-bajas (PVR 0,86-0,47).
Autovalores
Lambda
Valor
2091,36
1
634,70
2
0,72
3
0,01
4
Proporción
0,77
0,23
2,6E-4
3,4E-6
Prop Acum
0,77
1,00
1,00
1,00
Autovectores
Variables
T21
C1
T22
C2
Tabla 4-31
Correlaciones con las variables originales
Variables
CP 1
CP 2
0,92
0,38
T21
-0,78
0,63
C1
0,94
0,35
T22
0,78
-0,62
C2
192
e1
0,19
-0,40
0,80
0,40
e2
0,14
0,59
0,55
-0,58
Tabla 4-32
Tabla 4-33
hasta alcanzar una PVR < 0,68; a partir de este valor, si bien se alejaron cada vez más de T22,
la proporción relativa de protones (C1 y C2) tuvieron mayor peso sobre su caracterización,
demostrando que tendieron hacia mayores valores de C1.
En tejidos vegetales la técnica de 1H-RMN ha sido aplicada en la caracterización de tejidos
frescos o de tejidos bajo el efecto de pequeños cambios fisiológicos debido, por ejemplo, a la
maduración de los mismos (Snaar & Van As, 1992; Cornillon, 2000; Raffo y col., 2004;
Ribeiro, 2008). Hasta el momento es escasa la bibliografía en la que se haya aplicado la técnica
de 1H-RMN en el estudio del transporte del agua y su distribución durante el procesamiento,
tales como el secado o la congelación. Sin embargo, las reducciones en los valores de T2 en el
secado pueden atribuirse a varias causas, cuya importancia relativa depende del nivel de
deshidratación y del tipo de agua, entre las cuales se pueden mencionar: a) la concentración de
los sólidos presentes en el tejido por la remoción de agua y el consecuente incremento de la
viscosidad de la matriz, otorgando un ambiente en el cual el agua remanente puede interactuar
más con los componentes del sistema, y en el que se presentan menores volúmenes en los
cuales el agua podría migrar, lo que disminuye su movilidad. El encogimiento del tejido
reduce el comportamiento de relajación del agua aún más; b) la desorganización y pérdida de
integridad de membranas y el consecuente cambio de la interacción de las proteínas con las
moléculas de agua vecinas y el intercambio difusivo entre los compartimentos, y c) la
compactación y alteración de la pared celular y la consecuente modificación de la interacción
del agua con las macromoléculas de la pared.
El método de un único pulso de 90° (FID) permitió la detección de los tiempos de relajación
T2 muy bajos. Las curvas obtenidas con este método pudieron ser ajustadas mediante el
modelo de dos componentes (T2S y T2L) detallado previamente. T2S estuvo caracterizado por un
valor de ≈ 0,011 ms que permaneció constante a las diferentes humedades, por lo cual la
movilidad observada se debería puramente a los protones no intercambiables, pero flexibles, de
los componentes sólidos de la matriz del tejido, como por ejemplo de los grupos
hidroximetilos de las pectinas. Por otra parte, los valores T2L disminuyeron con el descenso de
humedad hasta que el tejido alcanzó valores de humedad cercanos a la m m, permaneciendo
aproximadamente constantes con la posterior eliminación de agua; esta señal a bajas
humedades correspondería a los protones del agua fuertemente asociada a los sólidos (agua de
monocapa) (Figura 4-45-B). Si bien el valor de T2S permaneció constante, no se observó el
mismo comportamiento en la proporción de los protones que contribuyeron a su señal. Como
se observa en la Figura 4-46, existió un aumento en la población con T2S a expensas de la
disminución de la población con T2L a medida que disminuyó el contenido de humedad. El
193
valor de T2S en el producto caracterizado por una PVR ≈ 0,52 representó ≈ 17 % del total de
protones, a PVR ≈ 0,47 representó ≈ 28 % y que a PVR ≈ 0,44 representó ≈ 85 %, para llegar a
un 95 % en el producto deshidratado final (PVR 0,30); este drástico incremento en la
población caracterizada por T2S ocurrió entonces en los alrededores de la transición del
contenido de humedad desde multicapa a monocapa, e indicaría que, en los tejidos que se
encuentran a mm, los componentes sólidos del tejido son los que tendrían influencia dominante
sobre las propiedades físico-químicas del sistema.
El método FID no detectó señales a PVR mayores a 0,58 probablemente debido a que el alto
contenido de humedad correspondiente enmascaró la señal. Por otra parte es interesante
destacar que, en los casos en los que se pudo estudiar las muestras por ambos métodos (PVR
0,47-0,58), los valores de T2L detectados por FID fueron similares a los valores de T21
detectados por CPMG; las pequeñas diferencias observadas se deberían a los distintos métodos
empleados. Sin embargo, es sabido que la señal de FID se encuentra limitada para medir
movilidades mayores a 1 ms; de hecho, la señal de FID está compuesta no solo de la relajación
espín-espín sino también de la señal perdida debido a inhomogeneidades del campo magnético
local. Por tal motivo, valores altos de T2 detectados por el método FID (mayores a 1 ms) no
son verdaderos tiempos de relajación espín-espín, y se deben tomar recaudos al momento de
utilizar y comparar estos datos (Hore, 1995). Este hecho es otra de las probables causas de las
diferencias observadas entre los valores de T2L y los valores de T21 detectados por CPMG en
las muestras de PVR 0,58. El MANOVA de los parámetros derivados del método FID indicó
diferencias significativas entre las diversas muestras (p < 0,05); sin embargo las muestras de
PVR 0,40 y 0,30 se comportaron de modo similar (Tabla 4-34). El PCA correspondiente
indicó que la CP1 explicó el 100% de la variabilidad de los datos siendo CS y CL las variables
más correlacionadas con esta componente y con mayor peso para agrupar y/ó discriminar a
estas muestras (Tablas 4-35, 4-36 y 4-37). Esto indica que, a diferencia de las muestras de
humedades altas-intermedias, la variabilidad entre los diferentes productos residió
principalmente en la proporción relativa de protones de diferente movilidad más que en la
movilidad misma, lo que era de esperar de acuerdo a lo observado en la Tabla 4-34 y en la
Figura 4-46. En el “biplot” correspondiente al análisis se observa cómo la disminución de la
PVR impactó en los cambios de composición relativa de protones en las muestras de baja
humedad (Figura 4-49). Sin embargo, debe notarse que las muestras de PVR 0,40 y 0,30 se
encontraron en el mismo espacio común opuestas fuertemente del resto, en concordancia con
lo observado en el MANOVA (Tabla 4-34), aunque las de PVR 0,44 se encontraron muy
cercanas a las mencionadas previamente demostrando que se comportaron como un conjunto.
194
Tabla 4-34. MANOVA de los parámetros provenientes del modelo de regresión no lineal de
las curvas de relajación T2 de los ensayos de 1H-RMN (método FID) de manzana C
deshidratada a diferentes humedades. Se muestran los valores medios de cada parámetro (n =
10) con su respectiva D.E.
PVR
0,58
0,52
0,47
0,44
0,40
0,30
8,990
17,250
27,910
85,420
96,250
95,350
D.E.
± 3,200
± 4,73
± 10,442
± 7,408
± 0,714
± 0,499
T2S (ms)
0,013
0,012
0,011
0,012
0,010
0,010
D.E.
± 0,003
± 0,002
± 0,001
± 0,002
± 0,001
± 0,001
82,750
72,090
14,580
3,750
4,65
PARÁMETRO
Cs (%)
CL (%)
91,010
D.E.
± 3,201
± 4,733
± 10,486
± 7,408
± 0,714
± 0,499
T2L (ms)
2,003
0,549
0,151
0,080
0,070
0,089
D.E.
± 0,521
± 0,069
± 0,059
± 0,019
± 0,011
± 0,022
A
B
C
D
E
E
MANOVA
Prueba de Hotelling con nivel corregido por Bonferroni (Alfa=0,05). Letras distintas indican
diferencias significativas (p ≤ 0,05).
Al momento existen escasos reportes acerca de la movilidad del agua en tejidos vegetales
deshidratados a bajas humedades; los estudios existentes en alimentos de baja humedad se han
enfocado en el análisis de cereales, harinas y productos panificados. Acevedo y col. (2008)
estudiaron tejido de papa liofilizado equilibrado posteriormente a diferentes humedades
relativas y determinaron que a bajas aw los valores de T2 FID prácticamente no aumentaron
con el incremento de la humedad y la temperatura (T2 FID ≈ 0,008 ms), sin embargo a aw ≥
0,52 hubo un incremento pronunciado, adjudicando este aumento al efecto plastificante del
agua que provee gran movilidad a los sólidos; en este caso, debido a la composición del tejido,
los valores de T2 FID dependerían principalmente de la movilidad de las moléculas de amilosa
y amilopectina. Ruan y col. (1997), quienes estudiaron granos de arroz cocidos durante el
almacenamiento, determinaron tres T2. T2S (≈ 0,01 ms) permaneció constante pero aumentó en
intensidad durante el almacenamiento, indicando que el sistema se tornó más sólido y
atribuyéndolo al aumento en la dureza de los granos; en cuanto a T22 (0,7-1 ms) lo atribuyeron
a las primeras 1 a 3 monocapas de agua hidratantes y lubricantes de las macromoléculas
(almidón y proteínas), que durante el almacenamiento disminuyeron en intensidad relativa
195
Tt22L
127,00
CP 2 (0,0%)
63,50
0,00
CSc1
T
t1 2S
0,30 0,44
0,58
C
c2 L
0,47
0,40
0,52
-63,50
-127,00
-127,00
-63,50
0,00
63,50
127,00
CP 1 (100,0% )
Figura 4-49. Biplot correspondiente al PCA de los parámetros obtenidos a partir de las curvas
de relajación T2 de los ensayos de 1H-RMN (método FID) de manzana C deshidratada a
humedades bajas (PVR 0,58-0,30).
Tablas 4-35, 4-36 y 4-37. Autovalores, autovectores y correlaciones correspondientes al PCA
de los parámetros de las curvas de relajación T2 de los ensayos de 1H-RMN (método FID) de
manzana C deshidratada a humedades intermedias-bajas (PVR 0,58-0,30).
0,47).
Autovalores
Lambda
Valor
3401,73
1
0,34
2
0,04
3
2E-6
4
Proporción
1,00
1E-4
1,2E-5
6E-10
Prop Acum
1,00
1,00
1,00
1,00
Autovectores
Variables
T2S
CS
T2L
CL
Tabla 4-35
Correlaciones con las variables originales
Variables
CP 1
CP 2
0,31
0,39
T2S
-1,00
-3E-3
CS
0,69
0,72
T2L
1,00
-3E-3
CL
196
e1
9E-6
-0,71
0,01
0,71
e2
1,1E-3
-0,24
0,94
-0,25
Tabla 4-36
Tabla 4-37
indicando una pérdida del agua de hidratación del producto. Debido a esto observaron un
aumento en la intensidad de T23. Esta pérdida de agua de hidratación la atribuyeron a los
cambios de conformación de las macromoléculas como resultado de la retrogradación del
almidón, que conllevaron a la pérdida del efecto plastificante del agua en el sistema.
En el caso del tejido de manzana estudiado en esta tesis, los valores de T2 FID podrían
depender principalmente de los polisacáridos que conforman la pared celular. La disminución
de los valores de T2L con la reducción de la PVR indicaría que el agua asociada a la matriz
sólida estaría cada vez menos disponible para actuar como plastificante de la estructura, y por
eso disminuyó la movilidad del sistema, hasta alcanzar valores de humedad (cercanos a la
monocapa) a partir de los cuales los polisacáridos de la pared celular serían los dominantes del
comportamiento de relajación del tejido. El aumento en la proporción relativa de protones que
contribuyeron a la señal de T2S con el descenso de humedad indicaría que la matriz se tornó
más sólida, precisamente debido a la concentración cada vez mayor de sólidos en el sistema.
Sin embargo, si bien T2L representa la señal del líquido en la matriz (como ya se ha
mencionado), debido a la heterogeneidad del tejido estudiado, y de acuerdo a lo reportado por
otros autores, pueden presentarse diferentes situaciones: (i) El agua puede parcial o totalmente
participar en la señal de T2S; (ii) viceversa, los protones intercambiables de ciertas
macromoléculas de la matriz pueden participar de la señal de T2L; y (iii) los protones no
intercambiables de ciertos polímeros poseen suficiente movilidad para dar una señal “líquida”
(Rugraff y col., 1996; Le Botlan y col., 1998). Por tales motivos puede decirse que la simple
atribución de la señal líquida a la totalidad de la fase acuosa puede ser incorrecta. Aclarado
este aspecto y de acuerdo a los resultados obtenidos se podría argumentar que, a mayor
contenido de humedad, un porcentaje dado de los protones de la matriz estarían plastificados
por el agua, lo que les otorga mayor volumen libre para la movilidad molecular,
caracterizándose por el valor de T2L, mientras que otros no lo están, caracterizándose por el
valor de T2S. Al disminuir el contenido de humedad y disminuir entonces el efecto plastificante
del agua, un dado porcentaje de los protones de la matriz que estaban plastificados perderían
esa propiedad y se tornarían con menor movilidad, adquiriendo el valor de T2S. El hecho de
que a PVR ≤ 0,44 el valor de T2L se haya tornado aproximadamente constante y que la
proporción relativa de protones correspondiente haya disminuido drásticamente a valores muy
bajos, estaría indicando esta pérdida del efecto plastificante del agua, y estaría relacionado con
el cambio abrupto en el comportamiento mecánico del tejido a dicha PVR, como ya se ha
discutido en el apartado 4.2.6.1.
Por todo lo expuesto, se debe tener bien presente que el tejido estudiado es altamente
197
heterogéneo y anisotrópico, en donde cada componente de la matriz tiene distinto grado de
movilidad, y el valor T2S determinado corresponde a la movilidad promedio de la matriz. En
este sentido, MacKay y col. (1988), quienes estudiaron la estructura física de la pared celular
primaria del tallo de una planta de porotos por 1H-RMN, determinaron, a partir de la
extracción diferenciada de los componentes de la pared, que las pectinas y las hemicelulosas I
se caracterizaron por un T2S ≈ 0,080 ms, mientras que las celulosas y las hemicelulosas II se
caracterizaron por un T2S menor, de ≈ 0,030 ms.
4.1.2.7.2.2. Manzana impregnada a presión atmosférica (IA) y al vacio (IV)
Las curvas de relajación obtenidas de los ensayos de 1H-RMN por medio de la secuencia de
pulsos CPMG de tejido de manzana IA e IV presentaron un comportamiento muy similar a las
muestras C a medida que se deshidrataron los tejidos (por tal motivo no se muestran). El
análisis de regresión de las mismas determinó que, tanto las muestras IA como las IV,
presentaron un comportamiento multiexponencial: a PVR 0,91-0,98 la movilidad del agua se
caracterizó mediante un comportamiento triexponencial, a valores de PVR 0,87-0,52 se
detectaron dos poblaciones de agua, y a PVR ≈ 0,47 sólo de observó una población. A menores
valores de PVR no se detectó señal mediante el método CPMG.
Las Figuras 4-50 y 4-51-A muestran la variación de los tiempos de relajación espín-espín
obtenidos a partir del modelado de las curvas de relajación mediante la secuencia CPMG de
discos de manzana IA e IV deshidratados a diferentes humedades en función de la PVR.
Además se incluye el valor de humedad (m.s.) correspondiente a la PVR de cada producto. Se
muestra el cambio en los valores medios de los tiempos T21, T22 y T23 con sus respectivas
desviaciones estándar. La Figura 4-50-A muestra que los parámetros T23, T22 y T21 de las
muestras IA e IV siguió el mismo patrón que las muestras C a medida que se redujo la
humedad: cada población de agua sufrió un descenso progresivo de los diferentes T2 durante el
transcurso del secado, siendo éste bien marcado al comienzo del proceso para tornarse más
gradual durante el mismo, indicando una reducción en la movilidad del agua de las distintas
poblaciones. El descenso fue mucho más marcado en T23, que disminuyó drásticamente hasta
llegar a un valor de PVR < 0,91, al cual ya no se detectó la señal correspondiente. Del mismo
modo, a medida que el tejido se fue deshidratando, hubo una redistribución del número
relativo de protones en las distintas poblaciones, incrementándose ligeramente la proporción
de agua de “movilidad intermedia” y “baja” (C2, C1) a expensas de una reducción en el agua
“más móvil” (C3).
198
A
6,00
1000,00
T2 3 CPMG ms)
5,00
800,00
4,00
600,00
3,00
400,00
2,00
1,00
200,00
m (g agua / g m.s.)
1200,00
0,00
0,00
0,30
0,40
0,50
0,60
0,70
0,80
0,90
1,00
PVR
B
6,00
5,00
300,00
4,00
CPMGms)
400,00
3,00
200,00
2,00
100,00
1,00
0,00
0,00
0,30
0,40
0,50
0,60
0,70
0,80
0,90
m (g agua / g m.s.)
500,00
1,00
PVR
Figura 4-50.iempos de relajación T2 (secuencia de pulsos CPMG) en función de la PVR de
rodajas de manzana IA e IV deshidratadas a diferentes humedades. A) T21; B) T22. Las barras
indican las D.E. En líneas punteadas: humedad (m.s.) versus PVR de los diferentes productos
obtenidos. -- C, -- IA, -- IV.
199
A
6,00
CPMGms)
175,00
5,00
150,00
125,00
4,00
100,00
3,00
75,00
2,00
50,00
1,00
25,00
m (g agua / g m.s.)
200,00
0,00
0,00
0,30
0,40
0,50
0,60
0,70
0,80
0,90
1,00
PVR
T2 - FID (ms)
2,00
0,60
1,50
0,40
1,00
0,20
0,50
0,00
m (g agua / g m.s.)
B
0,00
0,30
0,35
0,40
0,45
0,50
0,55
0,60
PVR
Figura 4-51. Tiempos de relajación T2 en función de la PVR de rodajas de manzana IA e IV
deshidratadas a diferentes humedades. A) T21 (secuencia de pulsos CPMG): -- C, -- IA, -IV; B) T2 método FID: -- T2S-C, -- T2L-C; -- T2S-IA, -- T2L-IA; -- T2S-IV, -- T2L-IV. Las
barras indican las D.E. En líneas punteadas: humedad (m.s.) versus PVR de los diferentes
productos obtenidos: -- C, -- IA, -- IV.
200
La Tabla 4-38 muestra los resultados del MANOVA de los parámetros derivados de las
curvas de relajación T2 provenientes de la secuencia CPMG obtenidos para los distintos grados
de deshidratación de manzana IA. El mismo muestra un comportamiento similar al encontrado
en las muestras C: la movilidad molecular general de las muestras a diferentes humedades fue
significativamente diferente (p < 0,05) entre todos los productos. Sin embargo, las muestras de
PVR 0,78 y 0,72 por un lado y las de 0,58 y 0,52 por otro, se comportaron similarmente, sin
observarse diferencias significativas entre ellas.
Del mismo modo, el MANOVA derivado de las muestras IV (Tabla 4-39) también indicó
diferencias significativas entre las muestras deshidratadas a diferentes humedades (p ≤ 0,05), a
pesar de que las muestras de PVR 0,78, 0,72 y 0,68 se comportaron en forma similar, del
mismo modo las de 0,58 y 0,52. Los análisis de componentes principales de estas muestras
fueron también similares a los de las muestras C, siendo T23 la variable más destacable para
agrupar y diferenciar a las muestras de PVR 0,98-0,91; T22 para las muestras de PVR 0,860,72 y C1 y C2 con la mayor influencia sobre las muestras de PVR 0,68-0,47 (Tablas 4-40 a
4-51; Figuras 4-52 a 4-55).
A bajas humedades las muestras IA se comportaron de modo similar a las muestras C: el
MANOVA de los parámetros derivados del método FID indicó diferencias significativas entre
las diferentes muestras (p < 0,05), sin embargo las muestras de PVR 0,44 y 0,40 se
comportaron de modo similar (Tabla 4-52), aunque las mismas se encontraron, de acuerdo al
“biplot” correspondiente al PCA, en un espacio común junto con las de PVR 0,30, separadas
del resto por la CP1 (principalmente por los parámetros CS y CL) (Figura 4-56; Tablas 4-54 a
4-56).
Por otra parte, las muestras IV también exhibieron el mismo patrón, aunque las de PVR 0,33
fueron significativamente diferentes del resto (p < 0,05) (Tabla 4-53), encontrándose, de
acuerdo al “biplot” del PCA correspondiente, en un espacio muy separadas de las de PVR 0,40
y 0,44 (Figura 4-57). En este aspecto es necesario destacar que los valores de T2L al final del
proceso fueron bastante menores a los de las muestras C e IA, siendo, además, mayor la
composición relativa de protones que contribuyeron a esa señal.
Considerando todos estos resultados se puede destacar que la movilidad del agua de los
tejidos impregnados IA e IV fue significativamente diferente a la de las muestras C a una
misma PVR a humedades altas-intermedias tal como lo demuestra el MANOVA integrador
(Tabla 4-60). Sin embargo, a PVR entre 0,52 y 0,47 no se observaron diferencias
significativas entre los tres tipos de muestras a una misma PVR (p ≤ 0,05).
201
Tabla 4-38. MANOVA de los parámetros provenientes del modelo de regresión no lineal de las curvas de relajación T2 de los ensayos de 1H-RMN
(secuencia CPMG) de manzana IA deshidratada a diferentes humedades. Se muestran los valores medios de cada parámetro (n = 10) con su
respectiva D.E.
PVR
0,98
0,96
0,94
0,91
0,87
0,78
0,72
0,68
0,58
0,52
0,47
7,1
15,2
17,9
18,3
41,8
39,5
39,9
34,1
65,1
62,6
100,0
D.E.
± 3,1
± 1,2
± 1,00
± 1,2
± 2,7
± 1,9
± 2,0
± 4,4
± 2,8
± 9,3
± 0,0
T21 (ms)
35,6
37,8
22,9
18,3
27,9
17,7
11,9
3,2
1,0
0,5
0,5
D.E.
± 5,3
± 2,6
± 2,6
± 3,7
± 2,5
± 3,7
± 1,8
± 0,4
± 0,1
± 0,1
± 0,1
C2 (%)
16,3
35,3
40,0
38,2
58,2
60,5
60,1
64,9
34,9
37,4
--
D.E.
± 3,4
± 3,1
± 2,7
± 1,9
± 2,7
± 1,9
± 2,0
± 3,5
± 2,8
± 10,3
--
T22 (ms)
213,5
164,9
103,0
71,5
128,0
50,3
44,9
15,4
4,4
1,8
--
D.E.
± 26,4
± 3,6
± 7,7
± 9,1
± 15,6
± 5,9
± 5,9
± 1,3
± 0,5
± 0,6
--
C3 (%)
76,6
49,5
42,1
43,5
--
--
--
--
--
--
--
D.E.
± 5,8
± 4,0
± 2,3
± 2,5
--
--
--
--
--
--
T23 (ms)
920,1
615,0
323,9
221,9
--
--
--
--
--
--
--
D.E.
± 27,7
± 21,9
± 23,6
± 22,9
--
--
--
--
--
--
--
A
B
C
D
E
F
F
G
H
H
I
PARÁMETRO
C1 (%)
MANOVA
Prueba de Hotelling con nivel corregido por Bonferroni (Alfa=0,05). Letras distintas indican diferencias significativas (p ≤ 0,05).
202
Tabla 4-39. MANOVA de los parámetros provenientes del modelo de regresión no lineal de las curvas de relajación T2 de los ensayos de 1H-RMN
(secuencia CPMG) de manzana IV deshidratada a diferentes humedades. Se muestran los valores medios de cada parámetro (n = 10) con su
respectiva D.E.
PVR
0,98
0,96
0,94
0,91
0,87
0,78
0,72
0,68
0,58
0,52
0,47
7,7
13,3
18,5
18,0
39,7
43,1
38,8
44,6
58,3
62,6
100,0
D.E.
± 1,9
± 0,8
± 6,6
± 5,1
± 2,1
± 7,0
± 2,3
± 1,1
± 4,3
± 10,3
± 0,0
T21 (ms)
45,7
44,5
26,3
18,8
20,0
6,8
3,3
2,4
1,0
0,5
0,4
D.E.
± 3,0
± 4,7
± 4,2
± 7,9
± 4,3
± 2,4
± 0,5
± 0,5
± 0,2
± 0,1
± 0,1
C2 (%)
23,1
32,8
41,4
37,0
60,3
56,9
61,2
55,4
41,6
38,5
--
D.E.
± 4,9
± 3,8
± 7,4
± 2,7
± 2,1
± 7,0
± 2,3
± 1,1
± 4,2
± 9,3
--
T22 (ms)
234,4
181,4
110,8
62,8
68,7
24,5
13,6
10,6
3,8
1,9
--
D.E.
± 43,5
± 10,3
± 8,8
± 6,8
± 16,8
± 4,1
± 1,8
± 2,0
± 0,6
± 0,3
C3 (%)
69,2
54,1
40,1
45,0
--
--
--
--
--
--
--
D.E.
± 5,7
± 4,4
± 3,2
± 3,7
T23 (ms)
926,6
682,2
319,7
179,7
--
--
--
--
--
--
--
D.E.
± 63,0
± 45,0
± 26,8
± 13,2
A
B
C
D
E
F
F
F
G
G
H
PARÁMETRO
C1 (%)
MANOVA
Prueba de Hotelling con nivel corregido por Bonferroni (Alfa=0,05). Letras distintas indican diferencias significativas (p ≤ 0,05).
203
702,00
Tt222
T2t1
1
CP 2 (0,1%)
351,00
C2
c2
C1
c1
0,00
0,96
0,98
0,91
0,94
T2t3
3
-351,00
c3
C3
-702,00
-702,00
-351,00
0,00
351,00
702,00
CP 1 (99,9% )
Figura 4-52. Biplot correspondiente al PCA de los parámetros obtenidos de los ensayos de 1HRMN (secuencia CPMG) de manzana IA deshidratada a humedades altas-intermedias (PVR
0,98-0,91).
Tablas 4-40, 4-41 y 4-42. Autovalores, autovectores y correlaciones correspondientes al PCA
de los parámetros obtenidos de los ensayos de 1H-RMN (secuencia CPMG) de manzana IA
deshidratada a humedades altas-intermedias (PVR 0,98-0,91).
Autovalores
Valor
Proporción Prop. Acum.

1,00
1,00
1 103183,56
124,84
1E-3
1,00
2
4,44
4E-5
1,00
3
2E-12
0,00
1,00
4
0,00
0,00
1,00
5
0,00
0,00
1,00
6
Autovectores
Variables
C1
T2 1
C2
T2 2
C3
T2 3
Tabla 4-40
Correlaciones con las variables originales
Variables
CP 1
CP 2
-0,96
0,29
C1
0,88
0,46
T2 1
-0,91
0,42
C2
0,99
0,11
T2 2
0,93
-0,38
C3
1,00
-3E-3
T2 3
204
e1
-0,02
0,03
-0,03
0,20
0,05
0,98
e2
0,13
0,39
0,41
0,60
-0,54
-0,09
Tabla 4-41
Tabla 4-42
113,00
C1
c1
T2t2
2
56,50
CP 2 (19,9%)
0,47
0,00
Tt1
21
0,58
0,52
0,87
0,78
0,72
0,68
-56,50
c2
C2
-113,00
-113,00
-56,50
0,00
56,50
113,00
CP 1 (79,9% )
Figura 4-53. Biplot correspondiente al PCA de los parámetros obtenidos de los ensayos de 1HRMN (secuencia CPMG) de manzana IA deshidratada a humedades intermedias-bajas (PVR
0,86-0,47).
Tablas 4-43, 4-44 y 4-45. Autovalores, autovectores y correlaciones correspondientes al PCA
de los parámetros obtenidos de los ensayos de 1H-RMN (secuencia CPMG) de manzana IA
deshidratada a humedades intermedias-bajas (PVR 0,86-0,47).
Autovalores
 Valor Proporción
0,80
1 2639,28
0,20
2 657,17
5,48
2E-3
3
0,04
1E-5
4
Prop. Acum.
0,80
1,00
1,00
1,00
Tabla 4-43
Autovectores
Variables
C1
T2 1
C2
T2 2
Correlaciones con las variables originales
Variables
CP 1
CP 2
-0,72
0,69
C1
0,96
0,19
T2 1
0,73
-0,69
C2
0,97
0,26
T2 2
205
e1
-0,33
0,20
0,33
0,86
e2
0,63
0,08
-0,62
0,46
Tabla 4-44
Tabla 4-45
760,00
t222
T
380,00
CP 2 (0,1%)
C2
C1c1
c2
T21
t1
0,96
0,00
0,91
0,98
0,94
C3
c3
T2t33
-380,00
-760,00
-760,00
-380,00
0,00
380,00
760,00
CP 1 (99,9% )
Figura 4-54. Biplot correspondiente al PCA de los parámetros obtenidos de los ensayos de 1HRMN (secuencia CPMG) de manzana IV deshidratada a humedades altas-intermedias (PVR
0,98-0,91).
Tablas 4-46, 4-47 y 4-48. Autovalores, autovectores y correlaciones correspondientes al PCA
de los parámetros obtenidos de los ensayos de 1H-RMN (secuencia CPMG) de manzana IV
deshidratada a humedades altas-intermedias (PVR 0,98-0,91).
Autovalores
Valor
Proporción Prop. Acum.

1,00
1,00
1 123458,35
73,66
6E-4
1,00
2
36,51
3E-4
1,00
3
0,00
0,00
1,00
4
0,00
0,00
1,00
5
0,00
0,00
1,00
6
Autovectores
Variables
C1
T2 1
C2
T2 2
C3
T2 3
Tabla 4-46
Correlaciones con las variables originales
Variables
CP 1
CP 2
-0,96
0,03
C1
1,00
-2E-3
T2 1
-0,89
0,11
C2
1,00
0,10
T2 2
0,93
-0,09
C3
1,00
-0,01
T2 3
206
e1
-0,01
0,05
-0,02
0,24
0,03
0,97
e2
0,02
-5E-3
0,01
0,96
-0,13
-0,23
Tabla 4-47
Tabla 4-48
72,00
T2t2
2
CP 2 (22,0%)
36,00
C1
c1
0,87
T21
t1
0,47
0,00
0,78
0,72
-36,00
0,68
0,52
0,58
C2
c2
-72,00
-72,00
-36,00
0,00
36,00
72,00
CP 1 (78,0% )
Figura 4-55. Biplot correspondiente al PCA de los parámetros obtenidos de los ensayos de 1HRMN (secuencia CPMG) de manzana IV deshidratada a humedades intermedias-bajas (PVR
0,86-0,47).
Tablas 4-49, 4-50 y 4-51. Autovalores, autovectores y correlaciones correspondientes al PCA
de los parámetros obtenidos de los ensayos de 1H-RMN (secuencia CPMG) de manzana IV
deshidratada a humedades intermedias-bajas (PVR 0,86-0,47).
Autovalores
 Valor Proporción
0,78
1 1228,71
0,22
2 346,86
0,02
1E-5
3
5E-4
3E-7
4
Prop. Acum.
0,78
1,00
1,00
1,00
Tabla 4-49
Autovectores
Variables
C1
T2 1
C2
T2 2
Correlaciones con las variables originales
Variables
CP 1
CP 2
0,94
0,34
C1
-0,76
0,65
T2 1
-0,94
-0,34
C2
-0,79
0,61
T2 2
207
e1
0,58
-0,15
-0,58
-0,54
e2
0,40
0,25
-0,40
0,79
Tabla 4-50
Tabla 4-51
Tabla 4-52. MANOVA de los parámetros provenientes del modelo de regresión no lineal de
las curvas de relajación T2 de los ensayos de 1H-RMN (método FID) de manzana IA
deshidratada a diferentes humedades. Se muestran los valores medios de cada parámetro (n =
10) con su respectiva D.E.
PVR
0,58
0,52
0,47
0,44
0,40
0,30
11,800
20,320
26,650
86,667
89,800
95,870
D.E.
± 5,460
± 7,462
± 4,220
± 7,330
± 6,610
± 0,520
T2S (ms)
0,013
0,012
0,013
0,013
0,013
0,011
D.E.
± 0,004
± 0,003
± 0,001
± 0,001
± 0,001
± 0,001
79,680
73,350
13,333
10,200
4,130
PARÁMETRO
Cs (%)
CL (%)
88,200
D.E.
± 5,460
± 7,463
± 4,220
± 7,333
± 6,610
± 0,520
T2L (ms)
1,444
0,736
0,191
0,090
0,108
0,094
D.E.
± 0,447
± 0,225
± 0,067
± 0,033
± 0,033
± 0,025
A
B
C
D
D
E
MANOVA
Prueba de Hotelling con nivel corregido por Bonferroni (Alfa=0,05). Letras distintas indican
diferencias significativas (p ≤ 0,05).
Tabla 4-53. MANOVA de los parámetros provenientes del modelo de regresión no lineal de
las curvas de relajación T2 de los ensayos de 1H-RMN (método FID) de manzana IV
deshidratada a diferentes humedades. Se muestran los valores medios de cada parámetro (n =
10) con su respectiva D.E.
PARÁMETRO
PVR
0,58
0,52
0,47
0,44
0,40
0,33
Cs (%)
11,700
9,160
21,000
44,100
45,900
80,200
D.E.
± 4,370
± 0,753
± 6,580
± 7,475
± 8,425
± 4,686
T2S (ms)
0,014
0,015
0,013
0,014
0,014
0,013
D.E.
± 0,003
± 0,002
± 0,003
± 0,001
± 0,001
± 0,001
90,840
79,000
55,900
54,100
19,800
CL (%)
88,300
D.E.
± 4,370
± 0,753
± 5,770
± 7,475
± 8,425
± 4,686
T2L (ms)
1,178
1,051
0,448
0,104
0,082
0,049
D.E.
± 0,211
± 0,202
± 0,266
± 0,021
± 0,030
± 0,012
A
A
B
C
C
D
MANOVA
Prueba de Hotelling con nivel corregido por Bonferroni (Alfa=0,05). Letras distintas indican
diferencias significativas (p ≤ 0,05).
208
125,00
T2L
t2
CP 2 (0,0%)
62,50
0,40
0,00
0,52
C
c2 L
CS
c1
0,30 0,44
Tt12S
0,58
0,47
-62,50
-125,00
-125,00
-62,50
0,00
62,50
125,00
CP 1 (100,0% )
Figura 4-56. Biplot correspondiente al PCA de los parámetros obtenidos de los ensayos de 1HRMN (método FID) de manzana IA deshidratada a humedades bajas (PVR 0,58-0,30).
Tablas 4-54, 4-55 y 4-56. Autovalores, autovectores y correlaciones correspondientes al PCA
de los parámetros obtenidos de los ensayos de 1H-RMN (método FID) de manzana IA
deshidratada a humedades bajas (PVR 0,58-0,30).
Autovalores
 Valor Proporción
1,00
1 3102,83
0,12
4E-5
2
2E-6
6E-10
3
0,00
0,00
4
Prop. Acum.
1,00
1,00
1,00
1,00
Tabla 4-54
Autovectores
Variables
CS
T2S
CL
T2L
Correlaciones con las variables originales
Variables
CP 1
CP 2
-1,00
5E-5
CS
0,41
-0,07
T2S
1,00
5E-5
CL
0,77
0,64
T2L
209
e1
-0,71
1E-5
0,71
0,01
e2
0,01
-3E-4
-0,01
1,00
Tabla 4-55
Tabla 4-56
T2L
t2
69,00
Cc2L
CS
c1
CP 2 (0,0%)
34,50
0,33
0,30
0,52
0,40
0,00
0,58
0,47
t1
T2S
0,44
-34,50
-69,00
-69,00
-34,50
0,00
34,50
69,00
CP 1 (100,0% )
Figura 4-57. Biplot correspondiente al PCA de los parámetros obtenidos de los ensayos de 1HRMN (método FID) de manzana IV deshidratada a humedades bajas (PVR 0,58-0,33).
Tablas 4-57, 4-58 y 4-59. Autovalores, autovectores y correlaciones correspondientes al ACP
de los parámetros obtenidos de los ensayos de 1H-RMN (método FID) de manzana IV
deshidratada a humedades bajas (PVR 0,58-0,33).
Autovalores
 Valor Proporción
1,00
1 1454,75
0,11
8E-5
2
0,04
3E-5
3
3E-7
2E-10
4
Prop. Acum.
1,00
1,00
1,00
1,00
Tabla 4-57
Autovectores
Variables
e1
0,71
CS
-2E-5
T2S
-0,71
CL
-0,01
T2L
Correlaciones con las variables originales
Variables
CP 1
CP 2
1,00
0,01
CS
-0,63
0,45
T2S
-1,00
0,01
CL
-0,84
0,47
T2L
210
e2
0,51
1,6E-3
0,50
0,70
Tabla 4-58
Tabla 4-59
Tabla 4-60. MANOVA de los parámetros provenientes del modelo de regresión de las curvas de relajación T 2 de los ensayos de 1H-RMN
C2
(%)
T2 2
(ms)
T2 3
(ms)
C3
(%)
PARÁMETRO
T2 1
(ms)
C1
(%)
(secuencia CPMG) de manzana C, IA e IV deshidratada a diferentes humedades. Se muestran los valores medios de cada parámetro (n = 10).
MANOVA
0,98
0,96
0,94
0,91
0,87
PVR
0,78
C
IA
IV
C
IA
IV
C
IA
IV
C
IA
IV
C
IA
IV
C
IA
IV
6,3
7,1
7,7
60,7
35,6
45,8
16,0
16,3
23,1
333,0
213,5
234,4
77,8
76,6
69,2
1164,5
920,1
926,6
12,9
15,2
13,3
39,3
37,8
44,5
21,7
35,3
32,8
175,0
164,9
181,4
65,0
49,5
54,1
790,4
615,0
682,2
19,9
17,9
18,5
32,7
22,9
26,3
33,7
40,0
41,4
139,0
103,0
110,8
46,4
42,1
40,1
449,1
323,9
319,7
22,2
18,3
18,0
21,5
18,3
18,8
36,1
38,2
37,0
88,7
71,5
62,8
41,7
43,5
45,0
293,5
221,9
179,7
41,3
41,8
39,7
23,1
27,9
20,0
58,7
58,2
60,3
100,1
128,0
68,7
-------
39,3
39,5
43,1
18,9
17,8
6,8
60,8
60,5
56,9
81,0
50,3
24,5
-------
36,8
39,9
38,8
11,5
11,9
3,3
63,2
60,1
61,2
42,4
44,9
13,6
-------
33,5
34,1
44,6
3,8
3,2
2,4
66,5
64,9
55,4
22,0
15,4
10,6
-------
40,5
65,1
58,3
3,0
1,0
1,0
59,5
34,9
41,6
15,4
4,4
3,8
-------
59,1
62,6
62,6
0,6
0,5
0,5
40,9
37,4
38,5
1,8
1,9
1,9
-------
100,0
100,0
100,0
0,4
0,5
0,4
-------------
C
A
D
G
H
J
M
M
M
O
Q
R
IA
B
E
H
I
K
N
MN
O
P
Q
R
IV
C
F
H
I
L
O
O
O
P
Q
R
0,72
0,68
0,58
0,52
0,47
Prueba de Hotelling con nivel corregido por Bonferroni (Alfa=0,05). Letras distintas indican diferencias significativas (p ≤ 0,05).
211
El análisis de componentes principales de todas las muestras (C, IA e IV) de PVR 0,98-0,91
indicó que con una componente (CP1) fue posible explicar el 100% de la variabilidad total de
los datos (Tabla 4-61). Si bien todas las variables estuvieron altamente correlacionadas con
esta componente, los autovectores reportados demuestran que sólo la variable T23 tuvo un peso
importante, tal como se observó en los PCA de las muestras individuales (Tabla 4-62). El
“biplot” correspondiente demostró que a PVR 0,98 las muestras impregnadas se encontraron
levemente separadas de las muestras C hacia menores valores de T23; sin embargo, con la
disminución de la humedad, los tres tipos de muestras tendieron a agruparse, para encontrarse
a PVR 0,91 más cercanas en el espacio; las muestras impregnadas se ubicaron en el mismo
lugar a una dada PVR (Figura 4-58).
Del mismo modo, los autovectores reportados por el análisis de componentes principales de
las muestras de PVR 0,87-0,47 demostraron que la variable T22 fue la que recibió el peso más
alto (Tabla 4-65). El “biplot” correspondiente (Figura 4-59) mostró la misma tendencia
observada en las muestras de humedad alta, encontrándose las muestras de PVR 0,68-0,47 en
un mismo espacio a una dada PVR, demostrando que se comportaron de igual modo, tal como
lo demostró el MANOVA.
En cuanto a los productos de baja humedad se puede destacar que las muestras IA
exhibieron un comportamiento en general similar a las C a cada PVR característica, mostrando
iguales características de movilidad al final del proceso de secado; sin embargo las muestras
IV se comportaron de manera diferente de las C y de las IA, siendo distintas incluso al final
del secado, tal como lo indica la Tabla 4-67 correspondiente al MANOVA integrador.
El “biplot” muestra gráficamente este hecho (Figura 4-60): las muestras IA y C se
encontraron en un espacio común a una dada PVR, sin embargo las IV se presentaron
levemente distanciadas hacia menores valores de CS, siendo ello más evidente al final del
secado. Estos resultados indicarían que las muestras IV al final del secado se encontrarían
menos sólidas que las IA y C, lo cual podría explicar, en parte, la mayor deformación al punto
de ruptura observado previamente en el apartado 4.2.6.2. por estas muestras al final del
proceso de secado. Sin embargo los valores de T2L fueron menores, lo que indicaría que, si
bien la matriz es menos sólida, la movilidad del líquido en la misma fue menor, a pesar de que
el contenido de agua era el mismo. Esto estaría dando indicios de que el producto se tornó
como una estructura gelificada, lo cual es probable debido a la formación de geles de pectina
favorecidos por el calcio no solo en las paredes sino también entre los espacios intercelulares
debido a la solubilización de las pectinas y a la mayor posibilidad de interacción con el Ca2+.
212
724,00
Tt222
362,00
CP 2 (0,3%)
C2
T1
t12
c2
0,91
0,96
0,96
0,94 0,94
0,00
0,98
0,98
0,98
0,91 0,91 0,94 c1
C1
c3
0,96
C3
T2t3
3
-362,00
-724,00
-724,00
-362,00
0,00
362,00
724,00
CP 1 (99,7% )
Figura 4-58. Biplot correspondiente al PCA de los parámetros obtenidos de los ensayos de 1HRMN (secuencia CPMG) de manzana C (en rojo), IA (en verde) e IV (en amarillo, rótulo
negro) deshidratadas a humedades altas-intermedias (PVR 0,98-0,91).
Tablas 4-61, 4-62 y 4-63. Autovalores, autovectores y correlaciones correspondientes al PCA
de los parámetros obtenidos de los ensayos de 1H-RMN (secuencia CPMG) de manzana C, IA
e IV deshidratadas a humedades altas-intermedias (PVR 0,98-0,91).
Autovalores

Valor
1
2
3
4
5
6
111531,74
339,19
29,93
8,32
4,11
2E-3
Proporción Prop. Acum.
1,00
3E-3
3E-4
7E-5
4E-5
2E-8
1,00
1,00
1,00
1,00
1,00
1,00
Autovectores
Variables
e1
e2
C1
T21
C2
T22
C3
T23
-0,01
0,04
-0,03
0,24
0,04
0,97
0,02
0,22
0,11
0,93
-0,23
-0,23
Tabla 4-61
Tabla 4-62
Correlaciones con las variables originales
Variables
CP 1
CP 2
C1
T21
C2
T22
C3
T23
-0,93
0,93
-0,92
0,98
0,95
1,00
213
0,06
0,29
0,23
0,21
-0,17
-0,01
Tabla 4-63
100,00
C1
c1
50,00
Tt2
22
0,87
0,47
CP 2 (23,1%)
0,47
0,47
0,00
T2t1
1
0,87
0,78
0,52
0,58
0,72
0,87
0,52
0,52 0,78
0,78
0,58
0,72
0,68
0,68
0,72
0,58 0,68
-50,00
C2
c2
-100,00
-100,00
-50,00
0,00
50,00
100,00
CP 1 (76,8% )
Figura 4-59. Biplot correspondiente al PCA de los parámetros obtenidos de los ensayos de 1HRMN (secuencia CPMG) de manzana C (en rojo), IA (en verde) e IV (en amarillo, rótulo
negro) deshidratadas a humedades intermedias-bajas (PVR 0,86-0,47).
Tablas 4-64, 4-65 y 4-66. Autovalores, autovectores y correlaciones correspondientes al ACP
de los parámetros obtenidos de los ensayos de 1H-RMN (secuencia CPMG) de manzana C, IA
e IV deshidratadas a humedades intermedias-bajas (PVR 0,86-0,47).
Autovalores
 Valor Proporción
0,77
1 1826,13
0,23
2 550,02
2,75
1E-3
3
0,03
1E-5
4
Prop. Acum.
0,77
1,00
1,00
1,00
Tabla 4-64
Autovectores
Variables
C1
T2 1
C2
T2 2
Correlaciones con las variables originales
Variables
CP 1
CP 2
-0,78
0,63
C1
0,93
0,33
T2 1
0,78
-0,63
C2
0,94
0,35
T2 2
214
e1
-0,40
0,19
0,40
0,81
e2
0,59
0,13
-0,58
0,55
Tabla 4-65
Tabla 4-66
Tabla 4-67. MANOVA de los parámetros provenientes del modelo de regresión de las curvas
de relajación T2 de los ensayos de 1H-RMN (método FID) de manzana C, IA e IV
deshidratada a diferentes humedades. Se muestran los valores medios de cada parámetro (n =
10)
PVR
PARÁMETRO
Cs
T2S
CL
T2L
MANOVA
0,58
0,52
0,47
0,44
0,40
0,30/0,33
C
8,990
17,250
27,910
85,420
96,250
95,350
IA
11,800
20,320
26,650
86,667
89,800
95,870
IV
11,700
9,160
21,000
44,100
45,900
80,200
C
0,013
0,012
0,011
0,012
0,010
0,010
IA
0,013
0,012
0,013
0,013
0,013
0,011
IV
0,014
0,015
0,013
0,014
0,014
0,013
C
91,010
82,750
72,090
14,580
3,750
4,650
IA
88,200
79,680
73,350
13,333
10,200
4,130
IV
88,300
90,840
79,000
55,900
54,100
19,800
C
2,003
0,549
0,151
0,080
0,070
0,089
IA
1,444
0,736
0,191
0,090
0,108
0,094
IV
1,178
1,051
0,448
0,104
0,082
0,049
C
A
D
E
GH
I
I
IA
B
D
EF
GH
GH
I
IV
BC
C
DF
J
J
G
Prueba de Hotelling con nivel corregido por Bonferroni (Alfa=0,05). Letras distintas indican
diferencias significativas (p ≤ 0,05).
215
93,00
Tt22L
CP 2 (0,0%)
46,50
0,52
0,52 0,52
Cc2L
0,00
0,47
Tt12S
0,58
0,58 0,58 0,47 0,44 0,47
0,40
0,33
0,30
0,40
0,44
C
c1 S
0,30
0,44 0,30
0,40
-46,50
-93,00
-93,00
-46,50
0,00
46,50
93,00
CP 1 (100,0% )
Figura 4-60. Biplot correspondiente al PCA de los parámetros obtenidos de los ensayos de 1HRMN (método FID) de manzana C (en rojo), IA (en verde) e IV (en amarillo, rótulo negro)
deshidratada a humedades bajas (PVR 0,58-0,30/0,33).
Tablas 4-68, 4-69 y 4-70. Autovalores, autovectores y correlaciones correspondientes al ACP
de los parámetros obtenidos de los ensayos de 1H-RMN (método FID) de manzana C, IA e IV
deshidratada a humedades bajas (PVR 0,58-0,30/0,33).
Autovalores
 Valor Proporción
1,00
1 2504,92
0,16
6E-5
2
0,02
1E-5
3
2E-6
7E-10
4
Prop. Acum.
1,00
1,00
1,00
1,00
Tabla 4-68
Autovectores
Variables
CS
T2S
CL
T2L
e1
0,71
2E-5
-0,71
-0,01
Correlaciones con las variables originales
Variables
CP 1
CP 2
1,00
1E-3
CS
-0,59
-2,5E-3
T2S
-1,00
9E-4
CL
-0,73
0,68
T2L
216
e2
0,09
-1E-5
0,08
0,99
Tabla 4-69
Tabla 4-70
4.1.2.8. Transición vítrea
4.1.2.8.1. Manzana control (C)
La Figura 4-61 muestra los termogramas obtenidos por calorimetría diferencial de barrido
para manzana deshidratada en corriente de aire a PVR 0,72, 0,58, 0,40 y 0,30. Como puede
verse, las muestras manifestaron transiciones vítreas muy definidas y un claro aumento de la
Tg con el descenso del contenido de humedad, indicando un descenso de la movilidad del
sistema. Además los termogramas presentaron un pequeño pico endotérmico a temperaturas
entre 40°C y 60°C; este aspecto fue detectado también por Acevedo (2006). Gidley y col.,
(1993) argumentaron que este hecho probablemente corresponda a la ruptura térmica de la red
ligada por hidrógenos entre las cadenas poliméricas de polisacáridos solubles y el agua.
La Tabla 4-71 resume los valores de las temperaturas de transición vítrea y de los Cp
obtenidos de los termogramas de manzana C. El análisis de los valores de Tg obtenidos señala
que las muestras de manzana deshidratadas se encontraron en estado líquido-sobreenfriado
incluso al final del proceso de secado, este hecho coincide con lo reportado por del Valle y
col., (1998) y Welti-Chanes y col., (1998).
Los valores de Tg obtenidos a las diferentes PVR fueron similares a los reportados
previamente por Karmas y col, (1992a) y Acevedo (2006) quienes estudiaron manzana
liofilizada en polvo, y por Welti y col, (1998) quienes estudiaron manzana liofilizada y
también deshidratada en corriente de aire a diferentes temperaturas. La Tabla 4-72 muestra los
valores de Tg obtenidos por estos autores. Al analizar las diferencias observadas en los valores
determinados debe considerarse que es ambiguo decir que un material tan complejo como un
tejido biológico, de gran variabilidad, constituido por diversos componentes y por más de una
simple fase, pueda tener un único valor de Tg, tal como lo poseen los azúcares puros ó ciertas
soluciones poliméricas, por lo cual es razonable considerar que los valores de Tg puedan diferir
en varios grados entre los diferentes estudios citados. También hay que considerar que los
valores obtenidos representan un promedio de toda la muestra. Si bien, como ya ha sido
explicado, un material heterogéneo puede tener más de una T g, las transiciones de fase en gran
cantidad de tejidos vegetales a bajas humedades están dominadas por una única T g. Roos
(1987) determinó que la Tg de frutas completamente deshidratadas con alto contenido de
azúcares, tales como frutillas, coincidió en gran medida con la Tg de los azúcares (anhidros)
que componen el tejido.
217
Flujo de calor (mW/g)
PVR 0,30
"Onset": -22,62°C
-0,1
-0,2
PVR 0,40
"Onset": -27,38°C
PVR 0,58
"Onset": -50°C
-0,3
-0,4
PVR 0,72
"Onset": -71,22°C
-0,5
-75
-50
-25
0
25
50
75
Temperatura (°C)
Figura 4-61. Termogramas obtenidos por calorimetría diferencial de barrido para manzana
deshidratada en corriente de aire a PVR 0,72, 0,58, 0,40 y 0,30.
Tabla 4-71. Valores de las temperaturas de transición vítrea y de los Cp obtenidos de los
termogramas de manzana deshidratada en corriente de aire a PVR 0,72, 0,58, 0,40 y 0,30.
.
PVR
0,30
0,40
0,58
0,72
“Onset”
-22,62
-27,38
-50
-71,22
Tg (°C)
Cp
(J/g°K)
“Midpoint” “Endpoint”
-16,54
-10,88
0,776
-22,61
-17,67
0,757
-45,49
-41,12
0,798
-66,64
-62,34
0,859
218
Tabla 4-72. Valores de Tg de manzana obtenidos por diversos autores a distintas aw.
Alimento
aw
m (m.s.)
Tg “onset”(°C)
Manzana deshidratada
por convección
a 60°C
0,00
0,11
0,33
0,44
0,54
0,0
2,0
3,5
10,1
15,6
-2,2
-8,5
-18,6
-43,0
-54,8
0,76
33,5
-79,4
0,00
0,11
0,33
0,44
0,54
0,76
0,0
0,3
5,2
8,0
12,7
30,4
4,5
-12,5
-31,2
-38,7
-42,1
-79,3
0,00
0,11
0,33
0,43
0,52
0,79
-
7,1
-17,5
-21,9
-26,7
-34,2
-70,8
Manzana liofilizada
Manzana liofilizada
Referencia
Welti-Chanes y col,
(1998)
Welti-Chanes y col,
(1998)
del Valle y col,,
(1998)
4.1.2.8.1. Manzana impregnada a presión atmosférica (IA) y al vacio (IV)
Las Figuras 4-62 y 4-63 muestran los termogramas obtenidos por calorimetría diferencial
de barrido para manzanas impregnadas con calcio (IA e IV) y deshidratadas en corriente de
aire a PVR 0,72, 0,58, 0,40 y 0,30/0,33. Ambas muestras manifestaron transiciones vítreas
muy definidas y un claro aumento de la Tg con el descenso del contenido de humedad. Los
termogramas presentaron el mismo pico endotérmico observado en las muestras C a
temperaturas entre 40°C y 60°C. Las Tablas 4-73 y 4-74 resumen los valores de las
temperaturas de transición vítrea y de los Cp obtenidos de los termogramas de manzana IA e
IV. Ambas muestras impregnadas al final del proceso de secado permanecieron en estado
219
líquido-sobreenfriado. Sin embargo, los valores de Tg obtenidos de las muestras IA a una
misma PVR fueron levemente mayores a los de las muestras C, mientras que los valores de las
muestras IV fueron significativamente superiores a las muestras IA.
Lin y col. (1990), quienes estudiaron la transición vítrea de una extracto de paredes
celulares de porotos de soja, determinaron que el agregado de calcio al preparado celular
provocó un aumento significativo en la Tg, adjudicando este hecho al aumento de los
entrecruzamientos de las pectinas con el calcio, resultando en una mayor rigidez de las paredes
celulares. En polímeros sintéticos se sabe que los entrecruzamientos y las interacciones iónicas
provocan el aumento de la Tg (Billmeyer, 1971; Shalaby, 1981). Esto podría justificar las
diferencias observadas entre las muestras impregnadas con calcio y las C. El mayor
incremento de la Tg en las muestras IV respecto de las IA se debería al efecto del tratamiento
de vacío, que, como ya ha sido discutido en el apartado 4.1.2.3.2., provocaría un mayor
incremento de la solubilización de las pectinas, afectando al peso molecular medio de los
solutos en la fase acuosa y a las fuerzas de adhesión que soportan la estructura celular,
favoreciendo a un mayor número de entrecruzamientos y a la formación de una estructura
gelificada, y contribuyendo al aumento de la compactación celular. Contreras y col. (2004),
quienes estudiaron la Tg de manzanas deshidratadas previamente impregnadas al vacío con
jugo de manzana, determinaron un incremento en la Tg del sistema respecto de las muestras
deshidratadas sin impregnar, atribuyendo este hecho al aumento de la solubilización de las
pectinas.
Como ya se ha mencionado, basándonos en la ciencia de los polímeros, si un material
amorfo se encuentra en estado vítreo, es duro y crocante; en cambio, si se presenta en estado
sobreenfriado el material es blando y plástico. Roudaut y col. (1998) mostraron que la pérdida
de crocancia de pan blanco seco corresponde a un contenido de agua crítico de un 9-10%, en el
cual el material se encuentra en estado vítreo. Una pronunciada disminución de la misma fue
observada cuando la fuerza de ruptura debido a la compresión de la muestra fue graficada en
función de la temperatura. Este cambio fue definido como transición quebradiza-dúctil. Por su
parte, la textura de alimentos crocantes ha sido estudiada en función de su contenido de agua
por Katz y Labuza (1981), quienes determinaron que la crocancia de productos crackers,
pochoclo y papas chips se pierde si la aw es superior a 0,35-0,50.
Si bien a bajas humedades se esperaba una vitrificación del producto estudiado, debido a los
grandes cambios observados en la conducta mecánica del tejido deshidratado, este fenómeno
no se ha observado, y a pesar que en algunos casos los cambios en la conducta mecánica de un
alimento coincide con la transición vítrea, en general no es totalmente cierto que la transición
220
Flujo de calor (mW/g)
PVR 0,30
"Onset": -17,84°C
-0,1
-0,2
PVR 0,40
"Onset": -24,97°C
-0,3
PVR 0,58
"Onset": -49,02°C
PVR 0,72
-0,4 "Onset": -71,65°C
-0,5
-75
-50
-25
0
25
50
75
Temperatura (°C)
Figura 4-62. Termogramas obtenidos por calorimetría diferencial de barrido para manzana IA
deshidratada en corriente de aire a PVR 0,72, 0,58, 0,40 y 0,30.
Tabla 4-73. Valores de las temperaturas de transición vítrea y de los Cp obtenidos de los
termogramas de manzana IA deshidratada en corriente de aire a PVR 0,72, 0,58, 0,40 y 0,30.
PVR
0,30
0,40
0,58
0,72
Tg (°C)
“Onset” “Midpoint” “Endpoint”
-17,84
-13,23
-8,5
-24,97
-19,08
-13,40
-49,02
-43,68
-38,57
-71,65
-66,59
-61,73
221
Cp
(J/g°K)
0,800
0,796
0,845
0,897
Flujo de calor (mW/g)
PVR 0,33
"Onset": -5,5°C
-0,1
-0,2
PVR 0,40
PVR 0,58
"Onset": -48,29°C "Onset": -15,65°C
-0,3
PVR 0,72
"Onset": -70,73°C
-0,4
-0,5
-75
-50
-25
0
25
50
75
Temperatura (°C)
Figura 4-63. Termogramas obtenidos por calorimetría diferencial de barrido para manzana IV
deshidratada en corriente de aire a PVR 0,72, 0,58, 0,40 y 0,33.
Tabla 4-74. Valores de las temperaturas de transición vítrea y de los Cp obtenidos de los
termogramas de manzana IV deshidratada en corriente de aire a PVR 0,72, 0,58, 0,40 y 0,33.
PVR
0,33
0,40
0,58
0,72
Tg (°C)
“Onset” “Midpoint” “Endpoint”
-5,5
-3,02
11,34
-15,65
-8,49
-2,14
-48,29
-43,33
-38,59
-70,73
-66,04
-61,46
222
Cp
(J/g°K)
0,701
0,722
0,826
0,891
dúctil-quebradiza coincida con el fenómeno de transición vítrea (Parker & Smith, 1993).
Sin embargo, los cambios observados en el patrón mecánico de los productos deshidratados
estudiados a bajas humedades podrían explicarse del siguiente modo: muchos alimentos, tales
como los tejidos vegetales, son parcialmente cristalinos; en particular, las frutas se encuentran
compuestas de porciones amorfas conteniendo agua como plastificante y regiones
microcristalinas, que actúan como zonas físicas de unión, conformadas de hidratos cristalinos,
con interconexiones entre los dominios amorfos y los cristalinos. La cristalinidad del tejido
estaría aportada principalmente por la celulosa presente en las paredes celulares en estado
semicristalino. La deshidratación de las frutas resulta en la formación de materiales
parcialmente amorfos. Debido a la concentración de los componentes, durante la fase final del
proceso de secado pueden ocurrir transiciones de fase. Las cadenas de los biopolímeros pueden
acercarse considerablemente y cambiar de una conformación amorfa a un estado cristalino. Sin
embargo, la cristalización completa de polímeros amorfos es poco probable y las porciones
cristalinas se encontrarían embebidas en una matriz amorfa. Por otro lado, la viscosidad de la
solución concentrada puede ser tan alta que la cristalización de las moléculas de bajo peso
molecular no es posible, manteniéndose entonces en estado líquido sobreenfriado ó
transformándose en estado vítreo (Roos, 1995). En el caso de los tejidos estudiados, los
productos deshidratados obtenidos al final del proceso se encontrarían compuestos de
dominios cristalinos y amorfos sobreenfriados con porciones vítreas. La cristalización afecta a
la Tg de las porciones amorfas de polímeros parcialmente cristalinos. Es sabido que los
polímeros en estado amorfo poseen mayor movilidad que en estado cristalino. Un aumento en
la cristalinidad aumenta la Tg del sistema, debido al efecto de rigidez ó antiplastificante de los
entrecruzamientos microcristalinos. Estos disminuyen la movilidad de las porciones amorfas
de las cadenas. El aumento de la rigidez ó de la firmeza debido a la cristalización deriva en la
disminución de la movilidad molecular en las regiones cristalinas, y en el aumento de la Tg de
las regiones amorfas y la formación de porciones vítreas (Slade & Levine, 1991).
4.1.2.9. Cambios en el color
4.1.2.9.1. Manzana control (C)
Se analizó la evolución del color de discos de manzana a lo largo del proceso de secado.
Las rodajas de manzana fresca presentaron un color inicial blanco-crema verdoso, representado
223
por valores promedio de L* de 68,0, de a* de -5,3 y de b* de 17,9. En la Figura 4-64 se
presenta la evolución de los parámetros colorimétricos L*, a* y b* de las muestras en función
de la PVR. Se observó un leve incremento en los parámetros L* y a* en el tejido al comienzo
del secado respecto a la muestra fresca, que luego se mantuvieron constantes durante todo el
proceso de secado, sin observarse diferencias significativas en estos parámetros a diferentes
humedades. Las muestras se tornaron levemente más claras (mayor L*) y menos verdes
(mayor a*) y no hubo indicios de pardeamiento significativo, como pudo visualizarse en la
Figura 4-7. Por otra parte, se observó durante el proceso un leve cambio hacia mayores
valores en la variable b* durante el secado a diferentes humedades (p < 0,05), lo que demostró
que las muestras viraron su color blanco-verde azulado a un blanco más amarillo, tal como se
observó en la Figura 4-7.
La Figura 4-65 muestra la evolución de las funciones de color h´ y C* durante el secado.
Los valores de h´ de las muestras frescas presentaron un valor promedio de 106° el cual
disminuyó levemente al comienzo del secado (aproximadamente 8 %) indicando que el tono de
la muestra se tornó más amarillo, para luego mantenerse sin cambios importantes durante todo
el proceso. La función C*, caracterizada por un valor promedio de 18,5 en el producto fresco,
presentó un aumento paulatino del 24 % hasta el final del secado. Este aumento en la
cromaticidad podría atribuirse a la importante pérdida de agua inicial, lo que implica no sólo
un aumento en la concentración efectiva de pigmentos, lo que potenciaría la absorción
selectiva de la luz, sino también un mayor índice de refracción en la fase líquida del tejido, lo
que promovería la reflexión en la superficie (Martinez-Monzó, 1998; Talens y col., 2002;
Chiralt & Talens, 2005).
La Tabla 4-75 muestra los resultados del MANOVA de las variables L*, a*, b*, h´ y C*. El
MANOVA indicó que el espectro de color general de la muestra fresca fue significativamente
diferente del resto de los productos deshidratados (p < 0,05), aunque estos últimos fueron
estadísticamente similares.
La diferencia entre el índice de pardeamiento de las muestras deshidratadas a diferentes
humedades y el índice de pardeamiento de la muestra fresca (IP) se muestra en la Figura 466-A. Los valores del IP de las muestras frescas posterior al corte se encontraron entre 16 y 21.
Durante el secado del tejido este índice se incrementó muy levemente, con valores entre 20 y
26 al final del proceso. La Figura 4-66-B muestra la evolución de las diferencia de color
global respecto del tejido fresco de las muestras deshidratadas a diferentes humedades. En la
misma se ve que el color general de las muestras deshidratadas no fue muy diferente al del
tejido fresco.
224
a*
L*
b*
0
90
30
-2
25
80
-4
-6
20
70
-8
15
-10
60
0,3
0,4
0,5
0,6
0,7
PVR
0,8
0,9
1,0
0,3
0,4
0,5
0,6
0,7
PVR
0,8
0,9
1,0
0,3
0,4
0,5
0,6
0,7
0,8
0,9
1,0
PVR
Figura 4-64. Parámetros de color L*, a* y b* en función de la PVR de discos de manzana C durante la deshidratación en corriente de aire. Las
barras indican la D.E.
225
A
110,00
5,00
104,00
4,00
h'
102,00
3,00
100,00
98,00
2,00
96,00
1,00
94,00
m
106,00
( g agua / g m.s.)
6,00
108,00
0,00
92,00
0,30
0,40
0,50
0,60
0,70
0,80
0,90
1,00
PVR
B
4,00
C*
22,00
3,00
20,00
2,00
18,00
1,00
16,00
m
5,00
24,00
( g agua / g m.s.)
6,00
26,00
0,00
0,30
0,40
0,50
0,60
0,70
0,80
0,90
1,00
PVR
Figura 4-65. Funciones de color h´ (A) y C* (B) en función de la PVR de discos de manzana
durante la deshidratación en corriente de aire (en rojo). Las barras indican la D.E. En negro se
muestra la humedad correspondiente a la PVR de cada producto.
226
Tabla 4-75. MANOVA de los parámetros L*, a* y b* y de las funciones de color h´ y C* de
manzana C deshidratada a diferentes humedades.
PARÁMETRO
PVR
0,98
0,91
0,78
0,72
0,58
0,47
0,40
0,30
L*
68,14
75,73
75,86
76,14
74,85
75,85
77,20
76,11
D.E.
± 0,74
± 1,24
± 2,59
± 2,89
± 3,01
± 3,14
± 3,99
± 4,20
a*
-5,27
-3,86
-3,79
-4,13
-3,38
-3,9
-4,18
-3,04
D.E.
± 0,63
± 0,61
± 0,51
± 0,73
± 0,99
± 0,61
± 1,00
± 0,92
b*
17,94
19,88
20,67
21,57
23,13
22,37
23,64
23,05
D.E.
± 2,10
± 0,83
± 1,56
± 1,60
± 2,93
± 1,46
± 1,82
± 2,47
C*
18,70
20,26
21,02
21,97
23,41
22,72
24,03
23,27
D.E.
± 2,15
± 0,87
± 1,57
± 1,67
± 2,80
± 1,38
± 1,74
± 2,42
h´
106,41
100,97
100,39
100,79
98,58
99,96
100,14
97,65
D.E.
± 1,15
± 1,57
± 1,22
± 1,47
± 2,30
± 2,02
± 2,66
± 2,54
A
B
B
B
B
B
B
B
MANOVA
Prueba de Hotelling con nivel corregido por Bonferroni (Alfa=0,05). Letras distintas indican
diferencias significativas (p ≤ 0,05)
227
A
6,00
IP
40,00
5,00
4,00
30,00
3,00
20,00
b
10,00
b
2,00
b
b
ab ab
ab
0,00
0,30
0,40
0,50
0,60
0,70
0,80
0,90
1,00
a
m ( g agua / g m.s.)
50,00
0,00
1,00
PVR
B
6,00
E*ab
40,00
5,00
4,00
30,00
3,00
20,00
2,00
b
b
b
b
b
b
10,00
b
1,00
a 0,00
m ( g agua / g m.s.)
50,00
0,00
0,30
0,40
0,50
0,60
0,70
0,80
0,90
1,00
PVR
Figura 4-66. Diferencia en el índice de pardeamiento (A) y diferencia de color global (B) en
función de la PVR de discos de manzana C durante la deshidratación en corriente de aire (en
rojo). Las barras indican la D.E. Letras distintas indican diferencias significativas (p ≤ 0,05)
(Test de Tukey). En negro se muestra la humedad correspondiente a la PVR de cada producto.
228
Las funciones IP y E, si bien son dependientes de las anteriores, se analizaron de modo
independiente por medio de un ANOVA simple cada una, debido a que son comparaciones de
la muestra deshidratada respecto a la muestra fresca. El ANOVA indicó diferencias
significativas en el índice de pardeamiento de las muestras deshidratadas respecto del tejido
fresco en los productos de PVR ≤ 0,58 (p < 0,05). Sin embargo, analizando los valores reales,
se observó que el aumento, aunque significativo, fue mínimo, como se observó previamente en
la Figura 4-7. El ANOVA de la diferencia global de color indicó que las muestras de
humedad intermedia fueron similares a las de baja humedad, y solo se encontraron diferencias
significativas entre las muestras de alta y las de baja humedad (p ≤ 0,05).
El análisis de componentes principales demostró que la CP1 explica el 89 % de la
variabilidad de los datos entre grupos, y todas las variables presentaron muy altos coeficientes
de correlación con la misma; sin embargo ninguna de ellas tuvo un peso importante sobre esta
componente (Tablas 4-76, 4-77 y 4-78). El gráfico “biplot” del análisis muestra al tejido
fresco separado levemente del resto aunque sin ningún perfil definido, sino que estuvo
influenciado por todas las variables; el resto de las muestras se comportaron como un mismo
conjunto encontrándose en el mismo espacio común (Figura 4-67).
De acuerdo a estos resultados se puede concluir que el color del tejido de manzana C
durante el secado no se deterioró en forma importante, lo cual está en contraposición con lo
reportado por otros autores (Fernández y col., 2005; Krokida y col., 1998c, 1999b, 2000)
quienes demostraron que el proceso de secado de tejidos vegetales afectó significativamente al
color de los productos (Tabla 4-79). Krokida y col. (1999b) determinaron un aumento de a* en
diversos tejidos vegetales durante el secado, y encontraron que el mismo dependía de la
temperatura del proceso, siendo este aumento más evidente a mayores temperaturas (≥ 70°C),
por lo que estaría asociado a reacciones de pardeamiento no enzimático. Fernández y col.
(2005), quienes estudiaron al tejido de manzana Granny Smith durante el proceso de secado a
50°C, reportaron que el tejido exhibió un importante pardeamiento, aunque muy heterogéneo.
Si bien los valores de L* se mantuvieron constantes, los valores de a* y b* aumentaron
considerablemente durante el proceso (Tabla 4-79). El importante pardeamiento observado
por estos autores podría haberse debido al diferente método de secado utilizado (en estufa sin
convección forzada de aire) y a la menor temperatura empleada, lo cual incrementó mucho el
tiempo de proceso (14 horas alcanzar una humedad en el producto del 12 %), mientras que en
esta tesis fue de 3 horas, lográndose menor contenido de humedad): Dichas condiciones de
secado podría estar favoreciendo la actividad de las polifenoloxidasas. En el trabajo de
Fernández y col. (2005) el pardeamiento ocurrió de manera importante ya en los comienzos
229
IP
IP
21.00
C
C*
10.50
CP 2 (8.7%)
b*
0.58
0.98
a*
0.30
0.40
0.47
0.91
0.78 0.72
0.00
h'
E
de
-10.50
L*
-21.00
-21.00
-10.50
0.00
10.50
21.00
CP 1 (88.8% )
Figura 4-67. "Biplot" correspondiente al PCA de los parámetros L*, a* y b* y de las funciones
h´y C* de color de manzana C fresca y deshidratada a diferentes humedades.
Tablas 4-76, 4-77 y 4-78. Autovalores, autovectores y correlaciones correspondientes al PCA
de los parámetros y funciones de color de manzana C fresca y deshidratada a diferentes
humedades.
Autovalores
 Valor
1
2
3
4
5
6
7
37,24
3,65
0,94
0,06
0,02
8E-5
2E-6
Proporción
Prop. Acum.
Autovectores
Variables
0,89
0,09
0,02
1,4E-3
5E-4
2E-6
5E-8
0,89
0,98
1
1
1
1
1
L*
a*
b*
h´
C*
E
IP
Tabla 4-76
e1
e2
0,43
0,09
0,30
-0,41
0,27
0,57
0,38
-0,55
-0,01
0,32
-0,01
0,33
-0,33
0,62
Tabla 4-77
Correlaciones con las variables originales
Variables
CP 1
CP 2
L*
a*
b*
h´
C*
E
IP
0,92
0,84
0,94
-0,96
0,92
0,98
0,89
230
-0,37
-0,02
0,31
-0,01
0,34
-0,18
0,45
Tabla 4-78
Tabla4-79. Parámetros de color obtenidos por diferentes autores en manzana y otros tejidos
vegetales frescos y deshidratados en estufa. Los subíndices “0” y “e” indican los valores de
cada parámetro al inicio y al final del secado respectivamente.
Parámetro
Muestra
L0 *
Le*
a0*
ae*
b0*
b e*
75
70
-7
55
18
35
57
64,8
-1
6,7
10
20
53
10
3,6
41
14
18
40
45
5
30
13
16
Manzana
(var. Granny Smith)
50°C
Manzana
(var: no reportada)
70°C, 7%HR
Banana
Papa
Referencia
Fernández y col.,
2005
Krokida y col.,
2000; 2001
Krokida y col.,
1998c, 1999b
Krokida y col.,
1998c, 1999b
del secado y aumentó muy levemente hacia el final, sugiriendo entonces que el pardeamiento
observado fue de origen enzimático principalmente. Yemenicioglu y col. (1997) reportaron
que la actividad de la PPO de manzana aumentó durante el calentamiento a temperaturas
moderadas al comienzo del proceso hasta un máximo, a partir de donde comenzó a disminuir,
primero gradualmente y posteriormente en forma rápida. Dichos autores postularon entonces
que el efecto de la inactivación por calor de la PPO depende no sólo de la temperatura sino
también del tiempo de exposición de la enzima a varias temperaturas. Por su parte, Buckow y
col. (2009) determinaron que tratamientos térmicos a temperaturas entre 45-55°C resultaron en
un incremento inicial de la actividad de la PPO de manzana de aproximadamente un 40%
debido a la liberación de las PPO en estado de latencia, que comenzó a disminuir gradualmente
a partir de los 10 minutos de proceso, mientras que a temperaturas mayores (60°C y 70°C) no
observaron dicho efecto, por lo cual la activación-inactivación enzimática estaría ocurriendo al
mismo tiempo, siendo predominante el efecto de inactivación. Sin embargo, los autores
afirmaron que estas condiciones pueden variar en función de la variedad del fruto empleado,
de acuerdo con lo reportado por otros estudios en manzana. En este aspecto, Krokida y col.
(2000), quienes además estudiaron al tejido de manzana durante el proceso de secado mediante
231
una estufa con convección forzada de aire a 70°C, también determinaron un pardeamiento
significativo en las muestras al comienzo del proceso, el cual fue en aumento durante el mismo
(Tabla 4-79). En este caso se podría decir que las diferencias observadas se deberían, en gran
parte, a la diferente variedad de manzana utilizada. Krokida y col. (2000) no la especifican en
su trabajo, pero es de esperar una diferente variedad de manzana debido a la gran diferencia en
los parámetros a* y b* iniciales en las muestras frescas, que de acuerdo a otros trabajos se
asemejan a variedades de epidermis roja. Respecto a las diferentes variedades de manzana es
necesario destacar que la composición en polifenoles es diferente en cada una, y que eso deriva
en una diferente respuesta a los cambios de color debido a reacciones de pardeamiento
enzimático ante iguales condiciones de procesamiento: bajas concentraciones de polifenoles
pueden proteger a las manzanas del deterioro oxidativo durante su procesamiento. La
susceptibilidad de las manzanas al pardeamiento depende entonces de la concentración relativa
de los diferentes componentes fenólicos. En este aspecto se ha determinado que el ácido
clorogénico y las catequinas son los sustratos más importantes de la PPO (Oszmianski & Lee,
1990; Amiot y col., 1992; Simon y col., 1992). Wu y col. (2007), quienes estudiaron
exhaustivamente la composición química de diversas variedades de manzana, determinaron
que las mayores diferencias se encuentran en la composición de polifenoles. La variedad
Granny Smith se encontró entre las de menor contenido de ácido clorogénico y catequinas
(6,88 mg/l y 2 mg/l respectivamente), siendo además la variedad de mayor acidez, mientras
que las variedades Ralls y Golden Delicious fueron las de mayor contenido (ácido clorogénico:
41 mg/l y 23 mg/l; catequinas: 4,4 mg/l y 3,9 mg/l respectivamente).
Por lo antes expuesto, las diferencias observadas en el color de la manzana C en la presente
tesis y los trabajos citados se deberían no sólo a las diversas condiciones de secado empleadas
sino también a la diferente variedad de manzana utilizada.
4.1.2.9.2. Manzana impregnada a presión atmosférica (IA) y al vacio (IV)
Las muestras IA se caracterizaron por valores promedio de L* de 68,4, de a* de -4,4 y de
b* de 19,5, siendo esos valores similares al tejido fresco, mientras que en las muestras IV se
determinaron valores similares de a* y de b* (-5,2 y 18,9 respectivamente), aunque se
presentaron con menor luminosidad, representada por un valor promedio de L* de 48,7.
Martinez-Monzó (1998) determinó una importante disminución en el valor de L* (36) en
manzana Granny Smith impregnada al vacío. En otros estudios en diversas frutas, tales como
damascos, papaya y frutillas, impregnadas al vacío con jugos y jarabes, también se observó
232
una importante disminución de la luminosidad (Acosta, 1995; García Redón, 1997; MartínezMonzó, 1996: citados todos ellos por Fito & Chiralt, 2000). La Figura 4-68 muestra la
evolución de los parámetros L*, a* y b* (valores promedio) de las muestras IA e IV
deshidratadas a diferentes humedades en función de la PVR. A diferencia de las muestras C,
las muestras IA demostraron una disminución paulatina del parámetro L* durante el proceso
de secado; del mismo modo aumentaron los parámetros a* y b*. Como ya ha sido mencionado,
las muestras IV presentaron una marcada diferencia en el parámetro L* a PVR 0,98 respecto
de las muestras C e IA, siendo su valor un 30% menor. Además, también se determinó una
disminución paulatina de este parámetro durante el secado, en forma paralela a lo observado en
las muestras IA. El parámetro a* también se incrementó durante el proceso, siendo sus valores
mayores a los observados en las IA. Estas variaciones dieron indicios de oscurecimiento de las
muestras impregnadas con calcio respecto del control, el cual fue mucho más pronunciado en
las muestras IV, y se acentuó aún más durante el secado: las superficies de las muestras se
tornaron más oscuras (menores valores de L*) y menos verdes (mayores valores de a*) en
comparación con las muestras C, como se pudo ver previamente en la Figura 4-7. Diversos
autores han reportado que una disminución en el valor de L* y un incremento en el valor de a*
son indicativos de pardeamiento (Monsalve-González y col., 1993; Goupy y col., 1995; Rocha
& Morais, 2003).
La Figura 4-69 muestra la evolución de las funciones de color h´ y C* (valores promedio)
de las muestras IA e IV durante el secado. A diferencia de lo observado en las muestras C, los
valores de h´ disminuyeron drásticamente al comienzo del secado y continuaron disminuyendo
en forma paulatina hasta alcanzar una PVR de 0,58 en el caso de las muestras IA, y durante
todo el proceso en el caso de las muestras IV; el descenso fue más pronunciado en estas
últimas. En cuanto al parámetro C* en las muestras IA se observó un aumento hasta alcanzar
una PVR de 0,58 y luego se mantuvo constante hasta el final del secado. En las muestras IV, la
cromaticidad aumentó drásticamente al comienzo del secado y se mantuvo constante a
humedades intermedias hasta el final del proceso en donde disminuyó también de manera
pronunciada.
Los resultados del MANOVA de las variables L*, a*, b*, h´ y C* obtenidos para los
distintos grados de deshidratación de manzana IA e IV se muestran en las Tablas 4-80 y 4-81
respectivamente. El análisis de las muestras IA mostró que el espectro de color general de la
muestra fresca fue significativamente diferente del resto de los productos deshidratados, y que
existieron diferencias significativas entre los productos de humedad alta e intermedia. Sin
embargo, las muestras caracterizadas por PVR igual y/ó menor a 0,72 se comportaron en forma
233
80
12
75
10
8
70
6
65
a*
L*
4
60
55
2
0
50
-2
45
-4
40
-6
0,3
0,4
0,5
0,6
0,7
0,8
0,9
1,0
0,3
0,4
0,5
0,6
0,7
0,8
0,9
1,0
PVR
PVR
34
32
30
28
b*
26
24
22
20
18
Figura 4-68. Parámetros de color L*, a*, b* en función de la PVR
16
de manzana C, IA e IV durante la deshidratación en corriente de aire:
0,3
0,4
0,5
0,6
0,7
PVR
0,8
0,9
1,0
--- C, ---- IA, ---- IV. Las barras indican la D.E.
234
34
32
30
C*
28
26
24
22
20
18
16
0,3
0,4
0,5
0,6
0,7
0,8
0,9
1,0
0,8
0,9
1,0
PVR
110
105
100
95
h'
90
85
80
75
70
65
60
0,3
0,4
0,5
0,6
0,7
PVR
Figura 4-69. Funciones de color C* y h´ en función de la PVR de manzana C, IA e IV durante
la deshidratación en corriente de aire: --- C, ---- IA, ---- IV. Las barras indican la D.E.
235
Tabla 4-80. MANOVA de los parámetros L*, a* y b* y de las funciones h´y C* de color de
manzana IA deshidratada a diferentes humedades.
PARÁMETRO
PVR
0,98
0,91
0,78
0,72
0,58
0,47
0,40
0,30
L*
68,45
71,65
67,50
66,37
66,12
66,63
63,17
62,28
D.E.
± 1,01
± 3,71
± 2,58
± 3,50
± 1,41
± 1,32
± 5,16
± 2,31
a*
-4,41
0,44
1,50
2,90
4,62
4,30
4,80
4,60
D.E.
± 0,25
± 1,15
± 1,32
± 1,95
± 0,52
± 0,71
± 1,49
± 0,77
b*
19,49
21,76
23,49
27,70
30,25
29,60
28,70
28,86
D.E.
± 1,99
± 1,59
± 2,90
± 4,28
± 1,27
± 1,29
± 2,30
± 0,93
C*
19,99
21,86
23,56
27,90
30,60
29,92
29,12
29,23
D.E.
± 1,96
± 1,58
± 2,95
± 4,38
± 1,26
± 1,32
± 2,38
± 0,95
h´
102,86
88,93
86,61
84,45
81,31
81,76
80,55
80,96
D.E.
± 1,37
± 5,69
± 3,02
± 3,87
± 0,99
± 1,23
± 2,66
± 1,46
A
B
C
CD
D
D
D
D
MANOVA
Prueba de Hotelling con nivel corregido por Bonferroni (Alfa=0,05). Letras distintas indican
diferencias significativas (p ≤ 0,05).
Tabla 4-81. MANOVA de los parámetros L*, a* y b* y de las funciones h´y C* de color de
manzana IV deshidratada a diferentes humedades.
PARÁMETRO
PVR
0,98
0,91
0,78
0,72
0,58
0,47
0,40
0,33
L*
48,68
56,92
49,21
49,27
48,91
44,60
47,58
43,21
D.E.
± 1,22
± 2,67
± 5,11
± 3,09
± 1,55
± 3,86
± 3,52
± 3,36
a*
-5,24
-0,25
5,16
6,07
8,49
9,24
8,78
8,11
D.E.
± 0,49
± 1,41
± 2,16
± 2,69
± 0,74
± 1,84
± 2,28
± 2,07
b*
18,88
25,69
27,03
28,44
25,66
26,44
26,63
20,56
D.E.
± 1,22
± 3,42
± 4,37
± 3,99
± 3,19
± 4,25
± 3,62
± 3,35
C*
19,60
25,90
27,63
29,21
27,04
28,08
28,08
22,14
D.E.
± 1,30
± 3,44
± 4,13
± 3,78
± 3,20
± 4,12
± 3,99
± 3,72
h´
105,50
90,04
78,71
77,61
71,60
70,43
71,88
68,56
D.E.
± 0,66
± 7,54
± 5,41
± 5,97
± 1,37
± 4,35
± 3,16
± 3,15
A
B
C
CD
D
D
D
E
MANOVA
Prueba de Hotelling con nivel corregido por Bonferroni (Alfa=0,05). Letras distintas indican
diferencias significativas (p ≤ 0,05).
236
similar, sin presentar diferencias significativas entre sí (p < 0,05). Por otro lado, el MANOVA
derivado de las muestras IV también indicó un comportamiento en los cambios de color
similar a IA, a excepción de las muestras de caracterizadas por una PVR de 0,33 que fueron
significativamente diferentes del resto (p ≤ 0,05).
La Figura 4-70 muestra los valores del IP de las muestras impregnadas y deshidratadas a
diferentes humedades. Previo a ser deshidratadas, las muestras IV presentaron valores
significativamente mayores de este índice respecto al control (p ≤ 0,05). Durante el secado de
los tejidos IA e IV este índice se incrementó paulatinamente al comienzo del secado hasta
alcanzar una PVR ≈ 0,72 para las IA y ≈ 0,78 para las IV, a partir de las cuales no se
observaron cambios significativos (p ≤ 0,05). Sin embargo, de acuerdo a la Figura 4-7, la
evolución del pardeamiento en las muestras impregnadas continuó en ascenso hasta valores
más bajos de humedad, y en este aspecto es necesario recalcar la gran variación en los valores
de los parámetros determinados debido a que los cambios de color fueron no homogéneos, no
solo entre las diferentes muestras, sino también en un mismo disco. Los PCA indicaron
precisamente que la variable IP fue la de mayor peso al momento de diferenciar-agrupar a las
muestras, tanto IA como IV, con perfectos coeficientes de correlación; en el caso de las IV
también el parámetro h´ fue importante (Tablas 4-82 a 4-87). Los “biplot” de ambos tipos de
productos muestran cómo los mismos se encuentran ubicados separadamente hacia mayores
valores de IP con el descenso de la PVR, a la vez que las muestras IV tienden a menores
valores de h´; se observa además un agrupamiento en un espacio común de las muestras de
baja humedad demostrando que se comportan como un conjunto (Figuras 4-71 y 4-72).
Observando la Tabla 4-88 se puede destacar que a PVR 0,98 los tejidos IA no presentaron
diferencias significativas respecto de C en cuanto a los parámetros y funciones indicadas; en
cambio los IV fueron diferentes del resto de las muestras a la misma PVR. En los productos
deshidratados
todas
las
muestras
estudiadas
a
las
diferentes
humedades
fueron
significativamente diferentes entre sí (p ≤ 0,05). El análisis de componentes principales
integrador indicó que con las dos primeras componentes fue posible explicar el 98% de la
variación total de los datos (Tabla 4-89). Los autovectores reportados demostraron que en la
CP1 las variables IP y h´ recibieron los pesos más altos y que en la CP2 se destacó
positivamente el parámetro L* (Tabla 4-90). Como puede verse en el "biplot" correspondiente
(Figura 4-73), las muestras C e IA a PVR 0,98 se encontraron en un espacio común, separadas
levemente debido a la CP1; en cambio, las muestras IV se diferenciaron negativamente por la
CP2, ubicándose en un sector más inferior, o sea que tuvieron una fuerte influencia de la
luminosidad (hacia menores valores). En cuanto a los productos deshidratados se observó que
237
c
c
70
c
c
c
c
60
50
IP
40
b
d
d
d
d
d
a
30
c
b
20
a
10
0
0,3
0,4
0,5
0,6
0,7
0,8
0,9
1,0
PVR
Figura 4-70. IP en función de la PVR de manzana C, IA e IV durante la deshidratación en
corriente de aire: --- C, ---- IA, ---- IV. Las barras indican la D.E. Para cada muestra, letras
distintas indican diferencias significativas (p ≤ 0,05).
238
31.00
h'
IP
C*
C
CP 2 (3.6%)
15.50
0.98
0.78
0.00
0.72
0.91
b*
0.30
0.40
0.58 0.47
de
E
a*
-15.50
L*
-31.00
-31.00
-15.50
0.00
15.50
31.00
CP 1 (95.2% )
Figura 4-71. "Biplot" correspondiente al PCA de los parámetros L*, a* y b* y de las funciones
h´y C* de color de manzana IA deshidratada a diferentes humedades.
Tablas 4-82, 4-83 y 4-84. Autovalores, autovectores y correlaciones correspondientes al PCA
de los parámetros y funciones de color de manzana IA deshidratada a diferentes humedades.
Autovalores
 Valor
1
2
3
4
5
6
7
223,89
8,46
2,67
0,13
0,01
2E-4
1E-5
Proporción
Prop. Acum.
Autovectores
Variables
0,95
0,04
0,01
5E-4
6E-5
8E-7
6E-8
0,95
0,99
1
1
1
1
1
L*
a*
b*
h´
C*
E
IP
Tabla 4-82
e1
e2
-0,14
0,21
0,27
-0,48
0,27
0,34
0,67
-0,56
-0,16
0,18
0,66
0,23
-0,16
0,33
Tabla 4-83
Correlaciones con las variables originales
Variables
CP 1
CP 2
L*
a*
b*
h´
C*
E
IP
-0,72
0,99
0,98
-0,96
0,97
0,99
1,00
239
-0,56
-0,15
0,13
0,26
0,16
-0,09
0,09
Tabla 4-84
45.00
L*
b*
C*
C
de
E
CP 2 (5.9%)
22.50
0.91
h'
0.78
0.72
0.47
0.40
0.00
0.98
IP
a*
0.58
0.33
0.30
-22.50
-45.00
-45.00
-22.50
0.00
22.50
45.00
CP 1 (92.3% )
Figura 4-72. "Biplot" correspondiente al PCA de los parámetros L*, a* y b* y de las funciones
h´y C* de color de manzana IV deshidratada a diferentes humedades.
Tablas 4-85, 4-86 y 4-87. Autovalores, autovectores y correlaciones correspondientes al PCA
de los parámetros y funciones de color de manzana IV deshidratada a diferentes humedades.
Autovalores
 Valor
1
2
3
4
5
6
7
390,97
24,96
5,94
1,36
0,31
0,05
1,5E-3
Proporción
Prop. Acum.
Autovectores
Variables
0,92
0,06
0,01
3E-3
7E-4
1E-4
3E-6
0,92
0,98
1
1
1
1
1
L*
a*
b*
h´
C*
E
IP
Tabla 4-85
e1
e2
-0,10
0,26
0,09
-0,63
0,11
0,28
0,65
0,65
-0,04
0,53
0,15
0,46
0,24
0,01
Tabla 4-86
Correlaciones con las variables originales
Variables
CP 1
CP 2
L*
a*
b*
h´
C*
E
IP
-0,51
0,99
0,55
-0,99
0,66
0,96
1,00
240
0,80
-0,04
0,79
0,06
0,69
0,20
2,5E-3
Tabla 4-87
Tabla 4-88. MANOVA de los parámetros L*, a* y b* y de las funciones h´y C* de color de
color de manzana C, IA e IV deshidratadas a diferentes humedades.
b*
C*
h´
PARÁMETRO
a*
L*
PVR
MANOVA
0,30/
0,98
0,91
0,78
0,72
0,58
0,47
0,40
C
68,14
75,73
75,86
76,14
74,85
75,85
77,20
76,11
IA
68,45
71,65
67,50
66,37
66,12
66,63
63,17
62,28
IV
48,68
56,92
49,21
49,27
48,91
44,60
47,58
43,21
C
-5,27
-3,86
-3,79
-4,13
-3,38
-3,90
-4,18
-3,04
IA
-4,41
0,44
1,50
2,90
4,62
4,30
4,80
4,60
IV
-5,24
-0,25
5,16
6,07
8,49
9,24
8,78
8,11
C
17,94
19,88
20,67
21,57
23,13
22,37
23,64
23,05
IA
19,49
21,76
23,49
27,70
30,25
29,60
28,70
28,86
IV
18,88
25,69
27,03
28,44
25,66
26,44
26,63
20,56
C
106,41
100,97
100,39
100,79
98,58
99,96
100,14
97,65
IA
102,86
88,93
86,61
84,45
81,31
81,76
80,55
80,96
IV
105,50
90,04
78,71
77,61
71,60
70,43
71,88
68,56
C
18,70
20,26
21,02
21,97
23,41
22,72
24,03
23,27
IA
19,99
21,86
23,56
27,90
30,60
29,92
29,12
29,23
IV
19,60
25,90
27,63
29,21
27,04
28,08
28,08
22,14
C
A
C
C
C
C
C
C
C
IA
A
D
DF
FH
H
H
H
H
IV
B
E
G
G
I
I
I
J
0,33
Prueba de Hotelling con nivel corregido por Bonferroni Alfa=0,05 Letras distintas indican
diferencias significativas (p ≤ 0,05).
241
50.00
L*
25.00
C* C
CP 2 (9.6%)
b*
0.58
0.58 0.40
0.72
0.30
0.72
0.78
0.47 0.91 0.78
0.91
0.00
0.91
0.98
0.98
E
de
0.47
0.40
0.30
a*
IP
IP
0.72
0.58 0.47
0.40
0.78
0.30
0.33
h'
0.98
-25.00
-50.00
-50.00
-25.00
0.00
CP 1 (88.0%
)
25.00
50.00
Figura 4-73. Biplot correspondiente al PCA de los parámetros L*, a* y b* y de las funciones
h´y C* de color de manzana C (en rojo), IA (en verde) e IV (en amarillo, rótulo negro)
deshidratadas a diferentes humedades.
Tablas 4-89, 4-90 y 4-91. Autovalores, autovectores y correlaciones correspondientes al
análisis de componentes principales de los parámetros y funciones de color de manzana C, IA
e IV deshidratadas a diferentes huedades.
Autovalores
Lambda
1
2
3
4
5
6
7
Valor
530,84
57,70
9,45
4,73
0,63
0,15
0,01
Proporción Prop Acum
0,88
0,88
0,10
0,98
0,02
0,99
0,01
1,00
1E-03
1,00
3E-04
1,00
1E-05
1,00
Autovectores
Variables
L*
a*
b*
h'
C*
E
IP
Tabla 4-89
Variables
L*
a*
IP
h'
CP 1
-0,85
0,98
1,00
-0,97
Correlaciones con las variables originales
CP 2
Variables
CP 1
0,53
0,74
C*
0,16
0,81
E
0,05
0,66
b*
-0,18
e1
-0,43
0,22
0,11
-0,52
0,12
0,18
0,66
e2
0,81
0,11
0,27
-0,29
0,24
0,32
0,09
Tabla 4-90
CP 2
0,50
0,46
0,55
Tabla 4-91
242
las tres muestras presentaron perfiles bien diferentes, coincidiendo con lo observado en el
MANOVA, en el que se determinó que todas las muestras fueron significativamente diferentes
(p ≤ 0,05). Las muestras C se encontraron en la CP1 en un espacio común, diferenciándose
levemente por la CP2. Tal cual lo observado en la Figura 4-73, se observa que están en un
espacio opuesto al eje correspondiente al IP, indicando que no se caracterizaron por un
pardeamiento importante comparadas con las muestras IA e IV. Las muestras impregnadas
deshidratadas estuvieron fuertemente influenciadas por la CP1, oponiéndose fuertemente a las
muestras C, demostrando que a medida que se deshidrató el tejido influenciaron más el
aumento del IP y la disminución de h´. Las muestras IA se diferenciaron de las IV debido a
ambas componentes. Se vio que las muestras IA se destacaron principalmente por dirigirse
positivamente hacia mayores valores de L*, b*, a* y C* a medida que se deshidrataron, en
cambio las IV se caracterizaron más por el IP, principalmente las de PVR ≤ 0,78, indicando
nuevamente que fueron las más pardeadas. Es de destacar la fuerte oposición entre todas las
muestras a PVR 0,30/0,33 mostrando que al final del proceso de secado las tres muestras
fueron bien diferentes, cada una de ellas con las características detalladas previamente.
La evolución del color durante el secado de las rodajas de manzana C, IA e IV puede ser
apreciada en el diagrama de cromaticidad CIE x-y (Figura 4-74). Se puede verificar en este
diagrama que las muestras C no presentaron un pardeamiento relevante durante el proceso de
deshidratación, y que este fenómeno de pardeamiento fue muy notorio en cambio en las
muestras impregnadas, siendo mucho más destacable en las muestras IV.
Ciertos autores han reportado que la adición de calcio en los productos vegetales puede,
entre otros, reducir su pardeamiento enzimático, dependiendo de la sal utilizada, como
consecuencia de la estabilización y/o reforzamiento de las paredes celulares (Conway & Sams,
1984; Bolin & Huxoll, 1989). Sin embargo, este efecto no se ha observado en las muestras
impregnadas, y el pardeamiento observado podría haber sido causado por los posibles daños
estructurales debido a los tratamientos de impregnación. Por otro lado, los tiempos de
impregnación a temperatura ambiente, en conjunto con el tiempo de almacenamiento en
refrigeración previo al secado, podría haber dado lugar a la formación de intermediarios de las
reacciones de pardeamiento (enzimático y/ó no enzimático), provocando que el pardeamiento
se torne visible luego de una importante remoción de agua del tejido, cuando la concentración
de éstos alcanzó un nivel umbral, encontrándose, además, las células descompartimentalizadas.
Estas causas podrían explicar las diferencias observadas principalmente entre las muestras IA
y C. Si esto fuera así, en el caso de las muestras C no se observó este fenómeno debido a que
las muestras fueron inmediatamente deshidratadas luego del corte.
243
0,9
NI
IA
IV
0,8
0,7
0,6
y
0,5
0,4
0,3
0,2
0,1
0
0
0,2
0,4
0,6
0,8
x
Figura 4-74. Evolución del color de manzana C, IA e IV durante el proceso de deshidratación
en corriente de aire representado en el diagrama de cromaticidades CIE x-y. (La flecha indica
la disminución de humedad). CIA, V.
244
Además de estos parámetros estudiados es interesante destacar en las muestras IV a PVR
0,98 la transparencia desarrollada por el tratamiento de impregnación. Si bien este fenómeno
no ha sido estudiado instrumentalmente en la presente tesis, es importante mencionarlo pues
visualmente ha sido observado, tal como se muestra en la Figura 4-7. Algunos autores han
reportado que el proceso de impregnación al vacío puede provocar cambios en el color de
tejidos vegetales debido a que el intercambio de la fase gaseosa por líquido externo induce
índices de refracción en el tejido más homogéneos, lo que promueve la absorción de la luz en
contraposición a la dispersión, provocando como consecuencia una mayor transparencia en el
producto. Cuando el color es medido por reflección difusa se obtienen menores coeficientes de
reflección en comparación con las muestras frescas, lo que implica menores valores de
claridad-luminosidad y croma, y pequeños cambios en el tono o “hue” (Fito & Chiralt, 2000;
Martinez-Monzó y col., 1997). Fito & Chiralt (2000) reportaron grandes cambios de color en
manzanas, frutillas y papayas impregnadas al vacío, siendo menores en bananas, damascos y
kiwis (Talens y col., 2002; Chiralt & Talens, 2005).
245
SECCIÓN II: ESTUDIOS EN MANZANA IMPREGNADA CON SOLUCIÓN
HIPERTÓNICA DE TREHALOSA CONTENIENDO SALES DE CALCIO
El agregado de trehalosa al medio de impregnación se realizó con el objetivo de mejorar las
características físico-químicas y estructurales de los productos IA e IV. Se seleccionó este
disacárido teniendo en cuenta diversos estudios reportados en donde se sugiere a la trehalosa
como un efectivo agente protector de tejidos vegetales deshidratados debido a sus
interacciones con las membranas celulares (Miller y col., 1997; Ferrando & Spiess, 2001).
La trehalosa (α-D-Glucopiranosil-(1→1)-α-D-glucopiranosa) es un disacárido no reductor
compuesto por dos moléculas de glucosa unidas mediante un enlace α, α -1,1 que se encuentra
naturalmente en ciertos hongos, levaduras y esporas (Crowe y col., 1988) e incluso en algunos
insectos (Lee, 1980). Si bien la estructura química de este azúcar es muy similar a la de la
sacarosa, la trehalosa posee una extraordinaria inercia química que la hace un interesante
objeto de estudio. Es más estable que la sacarosa tanto a bajas condiciones de pH como a
temperaturas elevadas, siendo así resistente a la hidrólisis, y por lo tanto no participa de la
reacción de Maillard con aminoácidos y proteínas. Posee menor poder edulcorante respecto a
la sacarosa (equivalente al 45 %) (American Dietetic Association, 2004; Birch y col., 1970),
baja cariogenicidad, baja higroscopicidad, alta depresión del punto de congelación, alta
temperatura de transición vítrea y provee protección a las propiedades de las proteínas, lo cual
hace que su empleo sea muy interesante para los tecnólogos de alimentos, tanto en el
mejoramiento como en el desarrollo de productos alimenticios existentes, ó en el diseño de
nuevos productos. Respecto a la temperatura de transición vítrea, es muy superior a la de la
sacarosa (115ºC vs. 75ºC de la sacarosa) y otros disacáridos (maltosa: 84°C), lo que hace que
su uso como coadyuvante en la deshidratación de alimentos facilite mantener el estado vítreo y
retardar o inhibir cambios físicos-químicos y estructurales deteriorativos (Busso Casati y col.,
2007; Crowe y col., 1985).
La protección de los tejidos vegetales deshidratados contra la muerte celular se ha
relacionado con la presencia de disacáridos. Es obvio que los disacáridos juegan un papel
significativo en la preservación de la funcionalidad de las membranas en estado deshidratado.
Si bien el rol protector de los disacáridos no está claramente dilucidado, los azúcares están en
posición de reemplazar a las moléculas de agua alrededor de los residuos polares de las
246
macromoléculas. En el caso de las membranas celulares, se encuentran estabilizando a los
fosfolípidos y proteínas, previniendo su colapso. Entre ellos, se ha encontrado que la trehalosa
es la más eficiente en la preservación de las membranas. La principal causa por la cual la
trehalosa es mejor que otros azúcares en cuanto a la preservación de sistemas biológicos es su
alta Tg en el estado anhidro. Sin embargo este azúcar posee un beneficio adicional debido a su
posibilidad de formar dihidratos. La habilidad de estabilizar biomoléculas, células y tejidos
durante el secado y la liofilización puede atribuirse a su alta efectividad como donante de
uniones hidrógeno, comparando con otros disacáridos. Si bien la trehalosa, maltosa y sacarosa
son isómeros, la trehalosa posee mayor flexibilidad entre dos monómeros, comparada con los
demás azúcares. Al momento no se ha encontrado propiedad química alguna que pueda
explicar dicho comportamiento. Sin embargo, el análisis espectroscópico ha demostrado la
interacción entre las cabezas de los fosfolípidos y la trehalosa, lo que le confiere a los grupos
polares en estado seco propiedades similares a las que posee estando totalmente hidratados.
Esta particularidad le confiere a la trehalosa la capacidad de reacomodarse con los grupos
polares de las macromoléculas y, por ende, lograr mejor interacción con las cabezas de los
fosfolípidos. La trehalosa es capaz de formar uniones por puente hidrógeno con los grupos
polares de las biomoléculas, reemplazando a las moléculas de agua en la interfase membranafluido, manteniendo, durante la deshidratación, a los grupos polares en posición tal como si
estuvieran hidratados. Dichas interacciones parecen evitar la fusión, las transiciones de fase
lipídicas y la inactivación proteica, siendo las mismas los principales factores de estrés
involucrados en la desestabilización de las membranas celulares durante el secado. La
distribución de lípidos y proteínas en las membranas se encuentra en relación directa con el
estado físico del agua. Durante la deshidratación, el déficit de agua induce a los fosfolípidos y
proteínas a cambiar sus orientaciones, permitiendo o no a las membranas recobrar sus
propiedades al rehidratarse. La presencia de trehalosa durante el secado evita dichas
transiciones entre el estado seco y el rehidratado (Crowe y col, 1985, 1990, 1993).
La capacidad de la trehalosa de proteger contra los cambios de color durante el secado está
relacionada a su alta estabilidad química. No se disocia fácilmente salvo por acción enzimática
o en condiciones hidrolíticas extremas; excepto bajo calentamiento intenso la trehalosa no
carameliza y no puede participar en reacciones de Maillard con péptidos y proteínas (O‟Brien,
1996).
En base a los resultados obtenidos en la sección I se decidió diseñar dos tipos de productos
de diferentes humedades: productos de vida útil corta, deshidratados parcialmente a
247
humedades altas, caracterizados por una PVR ≈ 0,96, y productos de larga vida útil,
deshidratados en corriente de aire hasta valores de humedad de monocapa (o menores),
caracterizados por una PVR ≈ 0,30.
4.2.1. Isotermas de desorción
La conducta típica de manzana impregnada con la solución de trehalosa conteniendo sales
de calcio (aw 0,96) a presión atmosférica (IAT) y al vacío (IVT) respecto a sus características
de desorción se muestra en la Figura 4-75 A, B. Las isotermas observadas pueden ser
catalogadas como tipo III según la clasificación de Brunauer et al. (1940). Ambas isotermas
fueron similares a las obtenidas para manzana IA e IV, presentando leves diferencias a bajas
HR.
Las isotermas de desorción de manzana IAT e IVT fueron modeladas mediante la ecuación
de BET y de GAB. La Tabla 4-92 muestra los parámetros estimados con sus respectivos
coeficientes de regresión. El modelo de GAB resultó en un mejor ajuste de los datos que la
ecuación BET. Si bien las isotermas fueron similares a las obtenidas en las muestras
impregnadas sin trehalosa, los valores de mm obtenidos por ambos modelos para las muestras
IAT e IVT fueron levemente menores a los obtenidos para las muestras IA e IV. Se puede
concluir, entonces, que el agregado de trehalosa a la solución de impregnación introdujo leves
modificaciones en el comportamiento de desorción de manzana.
Tabla 4-92. Parámetros de las ecuaciones de BET y de GAB obtenidos por regresión no lineal
de los datos experimentales en el intervalo 0,113  aw  0,422 y 0,113  aw  0,903
respectivamente para isotermas de desorción de manzana IAT e IVT.
MODELO
IAT
IVT
mmi (g agua/g ms) ± D.E.
Ci ± D.E.
BET
0,064 ± 0,001
13,858 ± 3,791
GAB
0,071 ± 0,004
7,605 ± 2,867
BET
0,071 ± 0,003
6,751 ± 7,680
GAB
0,067 ± 0,004
3,428 ± 1,842
248
K ± D.E.
-1,085 ± 0,001
-1,086 ± 0,001
r2
0,992
0,997
0,960
0,996
A
m (g agua/ g m.s.)
3,00
2,50
2,00
1,50
1,00
0,50
0,00
0,00
0,20
0,40
0,60
0,80
1,00
HR
B
m (g agua/ g m.s.)
3,00
2,50
2,00
1,50
1,00
0,50
0,00
0,00
0,20
0,40
0,60
0,80
1,00
HR
Figura 4-75. Isotermas de desorción de manzana impregnada a 22ºC. Las barras indican la
D.E. A) IAT; B) IVT.
249
4.2.2. Manzana impregnada (IAT e IVT) deshidratada a alta y/ó baja humedad
4.2.2.1. Aspecto general
La Figura 4-76 muestra el aspecto general de las manzanas IAT e IVT deshidratadas
caracterizadas por una PVR ≈ 0,96 y ≈ 0,30/0,35. A altas humedades las muestras presentaron
un aspecto similar al tejido fresco, manteniéndose sin desarrollo de pardeamiento visible, a
pesar de la translucidez desarrollada en las muestras IVT, tal como se observó en las muestras
IV, debido al tratamiento de vacío. A bajas humedades las muestras IAT se observaron con un
color similar al observado en las muestras C deshidratadas, manteniéndose sin pardeamiento
visible y un encogimiento similar, aunque el tejido se presentó poco deformado, similar a lo
observado en las IA a la misma PVR. Por otro lado, las muestras IVT a bajas humedades, si
bien mostraron un encogimiento y deformación similar a las IV, se visualizaron con menor
pardeamiento.
Las muestras IAT e IVT de alta humedad mostraron contenidos de humedad de ≈ 373 % y
≈ 418 % (m.s.) respectivamente. Por su parte, las muestras IAT e IVT de baja humedad
presentaron valores de humedad de ≈ 4,60 % (m.s.), indicando que ambas muestras se
encontraban con un contenido de humedad por debajo de la monocapa. A estos contenidos de
humedad las muestras se caracterizaron por una PVR ≈ 0,30 en el caso de las IAT y de ≈ 0,35
en las IVT.
4.2.2.2. Incorporación de calcio y porcentaje de la IR aportado
Las concentraciones de Ca2+ (ppm) de las muestras IAT e IVT a PVR 0,96 y 0,30/0,35 se
muestran en la Figura 4-77. Se incluyen, además, los valores obtenidos en las muestras IA e
IV a modo comparativo a un mismo contenido de humedad. El contenido de calcio en las
rodajas de manzana impregnadas con calcio en la solución de trehalosa, tanto a presión
atmosférica como al vacío, fue menor al obtenido en las muestras impregnadas sin trehalosa;
sin embargo los valores fueron considerablemente altos, alcanzando valores de ≈ 606 ppm en
el caso de las impregnadas a presión atmosférica, y de ≈ 920 ppm en el caso de las
impregnadas al vacío. De acuerdo a la cantidad de calcio incorporado luego del tratamiento al
vacío, la cantidad presente en una porción de 200 g de fruta implicaría alrededor del 18 % de la
ingesta recomendada en adultos (1000 mg/día), mientras que debido al tratamiento atmosférico
satisfacería el 12 %. Después de deshidratar a bajas humedades, el contenido de calcio en las
250
IVT
IAT
IVT
IAT
PVR
0,96
0,30/0,35
Figura 4-76. Aspecto general de las muestras impregnadas con calcio IAT e IVT
deshidratadas a alta y baja humedad.
251
6000
C
C
A
4000
B
3000
2+
Ca (ppm)
5000
2000
c
a
1000
b
a
0
0,96
0,30-0,35
0,96
0,3
Figura 4-77. Concentraciones de Ca2+ (ppm) de las manzanas impregnadas con calcio. ● IA,
● IAT, ● IV, ● IVT. Las barras indican la D.E. Letras distintas indican diferencias
significativas (p ≤ 0,05) (Test de Tukey).
252
muestras IAT e IVT presentó valores de calcio promedio de ≈ 2736 y ≈ 4560 ppm
respectivamente, los cuales implicaron, considerando una porción de producto de 50 g, un 14
% y un 23 % de la ingesta diaria recomendada respectivamente.
4.2.2.3. Manzana impregnada (IAT e IVT) deshidratada a alta humedad
4.2.3. Caracterización micro y ultraestructural de los tejidos de manzana impregnados
con calcio (IAT e IVT)
Las microfotografías obtenidas con MO del tejido IAT a PVR 0,96 mostraron un arreglo
celular similar al observado en las muestras IA a PVR 0,98 (Figuras 4-15-A y 4-16-A), con
células
turgentes y más redondeadas, demostrando que no sufrieron daños estructurales
importantes. Las membranas se presentaron bien conservadas, sin observarse un importante
grado de plasmólisis. Sin embargo, las paredes aparecieron, en ciertas zonas, más teñidas
(Figura 4-78-A-C). Con MET (Figura 4-79) se observaron paredes más alisadas y uniformes
que las muestras IA (Figura 4-19), aunque con fibrillas igualmente empaquetadas, bien
teñidas y con la laminilla media bien definida. En las zonas de unión de tres células se observó
un importante reforzamiento, bien uniforme, en los extremos de las paredes celulares. El
citoplasma se presentó parietal mostrándose más conservado que en las muestras IA a PVR
0,98. Con respecto a las muestras IVT a PVR 0,96 (Figuras 4-78-D y E), se observó que
también fueron similares a las IV a PVR 0,98 (Figuras 4-21-A y 4-22-A), y a las IAT. Las
paredes se observaron, también, bien teñidas, y, al igual que en la manzana IAT, con los
extremos más reforzados, aunque con la laminilla media aún más reforzada (Figura 4-80). Las
membranas se presentaron menos distendidas que en las IV a PVR 0,98 (Figura 4-25), y bien
cercanas a las paredes, indicando que, probablemente, las células aún se encuentran turgentes a
pesar de la deshidratación. La estructura celular de ambas muestras pudo compararse con la del
tejido fresco, aunque con las paredes más teñidas.
Estos resultados demostrarían, no solo un mayor reforzamiento de las paredes celulares, sino
también un reforzamiento de las membranas por parte de la trehalosa, confirmando su efecto
protector.
Ceroli (2009) reportó, en manzana osmotizada con trehalosa, que el tejido no estuvo
afectado por el tratamiento, mostrando células bastante redondeadas, con paredes bien densas y
definidas, y las membranas intactas, a diferencia de los tejidos osmotizados con sacarosa y/ó
glucosa, en donde sí observó daños celulares. Además notó, con el empleo de trehalosa, una
253
A
B
C
D
E
Figura 4-78. Imágenes de microscopía óptica del tejido de manzana impregnado a PVR 0,96.
A-C: IAT; D-E: IVT.
254
A
Ccc
500 nm
B
1 m
Figura 4-79. Imágenes de microscopía electrónica de transmisión de tejido de manzana IAT a
PVR 0,96 (A-B).
255
A
1 m
B
1 m
C
1 m
Figura 4-80. Imágenes de microscopía electrónica de transmisión de tejido de manzana IVT a
PVR 0,96 (A-C).
256
disminución de los espacios intercelulares y un aumento del contacto intercelular.
4.2.2.3.2. Cambios en la porosidad
Las muestras IAT e IVT se caracterizaron por valores de apar. = 0,790 ± 0,008 g/cm3 y apar.
= 1,060 ± 0,006 g/cm3, y por valores de real = 1,074 g/cm3 y real = 1,080 g/cm3
respectivamente.
La Figura 4-81 muestra los valores de porosidad de las muestras IAT e IVT calculados a
partir de la determinación experimental de la densidad aparente y la densidad real de acuerdo a
la Ecuación 3-8; se muestran, además, los valores determinados en las muestras IA e IV a la
misma PVR. La porosidad de las muestras IAT se caracterizó por un valor de 26 %, el cual fue
levemente menor a la de las muestras IA (29 %); sin embargo no se encontraron diferencias
significativas entre las mismas (p ≤ 0,05). Por su parte, las muestras IVT presentaron una
porosidad de ≈ 2 %, también levemente menor a la de las muestras IV (4 %), siendo
significativamente diferentes entre sí (p ≤ 0,05).
4.2.2.3.3. Cambios en las propiedades mecánicas
La Figura 4-82 muestra las curvas típicas de fuerza-distancia obtenidas de los ensayos de
punción de tejido de manzana IAT e IVT a altas humedades; se incluyen, además, las curvas
de las muestras IA e IV a la misma PVR a modo comparativo. En ambos casos se observaron
grandes cambios en la forma de las curvas en las muestras impregnadas con la solución con
calcio conteniendo trehalosa respecto del tejido impregnado con la solución con calcio
conteniendo glucosa. Principalmente se observó que las muestras impregnadas con la solución
de trehalosa presentaron menor distancia al pico de ruptura, y la pendiente inicial fue más
elevada en ambos casos.
Las Figuras 4-83 y 4-84 muestran los valores medios obtenidos de las curvas de las
muestras IAT e IVT respectivamente; se incluyen además los valores obtenidos en las
muestras IA e IV a la misma PVR. Se observa que las muestras IAT presentaron valores
mayores de P y menores de D y A respecto a las IA, demostrando ser más rígidas aunque
menos resistentes a la ruptura. El análisis estadístico de los parámetros derivados de las curvas
indicó que las muestras IAT fueron significativamente diferentes de las IA (p ≤ 0,05) (Tabla
4-93). Por su parte, las muestras IVT también fueron significativamente diferentes de las
IV (Tabla 4-94), con valores mayores de P y menores de D y A.
257
a
Porosidad (%)
30
a
25
20
15
10
b
5
c
0
0,96
Figura 4-81. Porosidad de los cilindros de manzana impregnados con calcio: ● IA, ● IAT, ●
IV, ● IVT. Las barras indican la D.E. Letras distintas indican diferencias significativas (p ≤
0,05) (Test de Tuckey).
258
5
A
4
F (N)
3
2
1
0
0
1
2
3
4
5
6
d (m m )
5
B
4
F (N)
3
2
1
0
0
1
2
3
4
5
6
d (m m)
Figura 4-82. Curvas típicas de fuerza (F) vs. distancia (d) de manzana impregnada con
solución hipertónica de trehalosa y sales de sales de calcio (aw 0,96). A modo comparativo se
adjuntan las curvas de las muestras IA e IV. A) IAT (), IA (); B) IVT ().IV ().
259
8
7
6
5
4
3
2
1
0
Fmáx
(N)
Fmáx (N)
D
D
PP (N)
(N)
A (J/m)
(J/m)
A
Figura 4-83. Parámetros mecánicos de las curvas fuerza-distancia de los ensayos de punción
de discos de manzana IA () e IAT () a PVR 0,96. Las barras indican la D.E.
Tabla 4-93. MANOVA de los parámetros mecánicos provenientes de los ensayos de punción
de manzana IA e IAT a PVR 0,96. Se muestran los valores medios de cada parámetro (n=20)
con su respectiva D.E.
Parámetro
Fmáx (N) ± D.E.
D ± D.E.
P (N) ± D.E.
A (J/m) ± D.E. MANOVA
IA
4,03 ± 0,70
1,03 ± 0,12
0,99 ± 0,21
1,33 ± 0,33
A
IAT
3,50 ± 0,30
0,39 ± 0,07
6,13 ± 1,29
0,49 ± 0,16
B
Muestra
Prueba de Hotelling con nivel corregido por Bonferroni (Alfa=0,05). Letras distintas indican
diferencias significativas (p ≤ 0,05).
260
8
7
6
5
4
3
2
1
0
Fmáx
(N)
Fmáx (N)
D
D
PP (N)
(N)
A (J/m)
(J/m)
A
Figura 4-84. Parámetros mecánicos obtenidos de las curvas fuerza-distancia provenientes de
los ensayos de punción de discos de manzana IV () e IVT () a PVR 0,96. Las barras
indican la D.E.
Tabla 4-94. MANOVA de los parámetros mecánicos provenientes de los ensayos de punción
de manzana IV e IVT a PVR 0,96. Se muestran los valores medios de cada parámetro (n=20)
con su respectiva D.E.
Parámetro
Fmáx (N) ± D.E.
D ± D.E.
P (N) ± D.E.
A (J/m) ± D.E. MANOVA
IV
3,75 ± 0,40
0,86 ± 0,15
1,28 ± 0,34
1,03 ± 0,20
A
IVT
3,70 ± 0,50
0,42 ± 0,05
5,58 ± 1,35
0,62 ± 0,15
B
Muestra
Prueba de Hotelling con nivel corregido por Bonferroni (Alfa=0,05). Letras distintas indican
diferencias significativas (p ≤ 0,05).
261
Dermesonlouoglou y col. (2005), quienes estudiaron las propiedades mecánicas de tomates
osmotizados con diversos azúcares previo al congelado, demostraron que el empleo de
trehalosa resultó en productos más firmes que los osmotizados con glucosa. Por su parte,
Ceroli (2009), quien también estudió las propiedades mecánicas de manzana deshidratada
osmóticamente empleando diferentes azúcares, entre ellos trehalosa, no encontró diferencias
significativas en los valores del módulo de deformabilidad y del esfuerzo de ruptura entre los
diversos productos osmotizados.
4.2.2.3.4. Cambios en la movilidad molecular
El análisis de regresión de las curvas de relajación obtenidas de los ensayos de 1H-RMN por
medio de la secuencia de pulsos CPMG de tejido de manzana IAT e IVT determinó que, tanto
las muestras IAT como las IVT, presentaron un comportamiento triexponencial.
Las Figuras 4-85 y 4-86 muestran los valores de los tiempos de relajación espín-espín
obtenidos a partir del modelado de las curvas de relajación. Se muestran, además, los valores
obtenidos para las muestras IA e IV a la misma PVR. Se indican los valores medios de los
tiempos T21, T22 y T23 con sus respectivas desviaciones estándar. El análisis estadístico de los
parámetros derivados de las curvas indicó que las muestras IAT fueron significativamente
diferentes de las IA (p ≤ 0,05) (Tabla 4-95), y que las muestras IVT lo fueron de las IV (p ≤
0,05) (Tabla 4-96). Tanto las muestras IAT como las IVT presentaron valores de T2i mayores
que las muestras impregnadas sin trehalosa; sin embargo, los valores de Ci fueron similares. Si
bien la mayor concentración de azúcares en los tejidos de las muestras IAT e IVT implicaría
una mayor disminución de los valores de T2i respecto de las IA e IV, a un mismo contenido de
humedad, los mayores valores obtenidos podrían asociarse al desplazamiento del agua de las
membranas celulares debido a la acción de la trehalosa sobre las mismas.
4.2.2.3.5. Cambios en el color
Los valores promedio de los parámetros de color L*, a*, b*, las funciones h' y C*, y el IP
de las muestras IAT e IVT se muestran en las Figuras 4-87 y 4-88 respectivamente. Se
muestran, además, los valores obtenidos para las muestras IA e IV a la misma PVR.
El análisis estadístico indicó que las muestras IAT fueron significativamente diferentes de
las muestras IA (p ≤ 0,05) (Tabla 4-97); por su parte, las muestras IVT también fueron
significativamente diferentes de las muestras IV (p ≤ 0,05) (Tabla 4-98).
262
900
800
700
600
500
400
300
200
100
0
T21 (ms)
T21 (ms)
T22 (ms)
T22 (ms)
T23 (ms)
T23 (ms)
Figura 4-85. Tiempos de relajación T2 provenientes del modelado de las curvas de relajación
de los ensayos de 1H-RMN (secuencia CPMG) de discos de manzana IA () e IAT () a PVR
0,96. Las barras indican las D.E.
Tabla 4-95. MANOVA de los parámetros provenientes del modelo de regresión no lineal de
las curvas de relajación T2 de los ensayos de 1H-RMN (secuencia CPMG) de manzana IAT e
IA a PVR 0,96. Se muestran los valores medios de cada parámetro con su respectiva D.E.
Parámetro
Muestra
IA
IAT
C1
T21 (ms)
C2
T22 (ms)
C3
T23 (ms)
± D.E.
± D.E.
± D.E.
± D.E.
± D.E.
± D.E.
15,20
37,81
35,30
164,95
49,50
615,00
± 1,23
± 2,58
± 3,09
± 3,64
± 4,03
± 21,88
10,60
60,81
35,90
276,05
43,40
758,62
± 1,26
± 5,07
± 4,33
± 13,53
± 5,72
± 50,97
MANOVA
A
B
Prueba de Hotelling con nivel corregido por Bonferroni (Alfa=0,05). Letras distintas indican
diferencias significativas (p ≤ 0,05).
263
900
800
700
600
500
400
300
200
100
0
T 1 (ms)
2
T21 (ms)
T 2 (ms)
T222(ms)
T 3 (ms)
2 (ms)
T23
Figura 4-86. Tiempos de relajación T2 provenientes del modelado de las curvas de relajación
de los ensayos de 1H-RMN (secuencia CPMG) de discos de manzana IV () e IVT () a PVR
0,96. Las barras indican las D.E.
Tabla 4-96. MANOVA de los parámetros provenientes del modelo de regresión no lineal de
las curvas de relajación T2 de los ensayos de 1H-RMN (secuencia CPMG) de manzana IVT e
IV a PVR 0,96. Se muestran los valores medios de cada parámetro con su respectiva D.E.
Parámetro
Muestra
IV
IVT
C1
T21 (ms)
C2
T22 (ms)
C3
T23 (ms)
± D.E.
± D.E.
± D.E.
± D.E.
± D.E.
± D.E.
13,30
44,54
32,80
181,37
54,10
682,24
± 0,82
± 4,75
± 3,79
± 10,32
± 4,36
± 45,02
10,39
61,67
28,74
287,96
54,94
988,15
± 1,44
± 7,02
± 3,05
± 26,92
± 5,58
± 63,47
MANOVA
A
B
Prueba de Hotelling con nivel corregido por Bonferroni (Alfa=0,05). Letras distintas indican
diferencias significativas (p ≤ 0,05).
264
100
90
80
70
60
50
40
30
20
10
0
L*
a*
b*
h'
C*
C
IP
Figura 4-87. Parámetros de color de manzana IA () e IAT () a PVR ≈ 0,96. Las barras
indican las D.E.
Tabla 4-97. MANOVA de los parámetros de color de manzana IA e IAT a PVR ≈ 0,96. Se
muestran los valores medios de cada parámetro (n=10) con su respectiva D.E.
Parámetro
Muestra
IA
IAT
L
a*
b*
h'
C*
IP
± D.E.
± D.E.
± D.E.
± D.E.
± D.E.
± D.E.
69,20
-3,30
20,49
100,58
20,50
23,31
± 1,01
± 0,21
± 1,99
± 1,15
± 1,70
± 3,02
68,44
-5,59
18,33
107,00
19,17
19,49
± 0,99
± 0,48
± 1,74
± 1,15
± 1,77
± 2,20
MANOVA
A
B
Prueba de Hotelling con nivel corregido por Bonferroni (Alfa=0,05). Letras distintas indican
diferencias significativas (p ≤ 0,05).
265
100
90
80
70
60
50
40
30
20
10
0
L*
a*
b*
h'
C*
C
IP
Figura 4-88. Parámetros de color de manzana IV () e IVT () a PVR ≈ 0,96. Las barras
indican las D.E.
Tabla 4-98. MANOVA de los parámetros de color de manzana IV e IVT a PVR ≈ 0,96. Se
muestran los valores medios de cada parámetro (n=10) con su respectiva D.E.
Parámetro
Muestra
IV
IVT
L
a*
b*
h'
C*
IP
± D.E.
± D.E.
± D.E.
± D.E.
± D.E.
± D.E.
50,70
-4,30
20,01
101,04
21,59
29,61
± 1,21
± 0,48
± 1,23
± 0,62
± 1,30
± 1,36
47,58
-5,29
18,51
106,01
19,26
26,34
± 1,13
± 0,49
± 1,98
± 0,95
± 2,02
± 3,31
MANOVA
A
B
Prueba de Hotelling con nivel corregido por Bonferroni (Alfa=0,05). Letras distintas indican
diferencias significativas (p ≤ 0,05).
266
Las muestras IAT se caracterizaron principalmente, respecto de las IA, por presentar
menores valores de a* y mayores de h'; sin embargo los valores de L* e IP fueron similares, y,
aún más, los valores de a*, L* e IP fueron similares a los de las muestras C descriptas en la
sección I, por lo cual se puede afirmar que las muestras no se pardearon significativamente.
Por su parte, las muestras IVT presentaron, respecto de las IV, un comportamiento similar a
lo observado previamente en las muestras impregnadas a presión atmosférica: menores valores
de a* y mayores valores de h', similares a los del tejido fresco.
4.2.2.4. Manzana impregnada (IAT e IVT) deshidratada a baja humedad
4.2.4.1. Caracterización micro y ultraestructural de los tejidos de manzana impregnados
con calcio (IAT e IVT)
Las microfotografías obtenidas con MO del tejido IAT a PVR 0,30 (Figura 4-89-A-C)
mostraron un arreglo celular más conservado al observado en las muestras IA a la misma PVR
(Figuras 4-15-F y 4-16-D). Las membranas se presentaron más conservadas. Se observaron
grandes áreas de interconección celular y ciertas zonas con paredes muy densamente teñidas.
Con MET (Figura 4-90) se observaron a las paredes con un empaquetamiento fibrilar denso
y con una laminilla media mucho más engrosada que en las IA (Figura 4-20) y muy bien
definida. Se observó también la presencia de plasmodesmos muy reforzados.
Las muestras IVT al ser observadas con MO (Figura 4-89-D-E) mostraron un arreglo
celular similar al de las IV a bajas humedades (Figuras 4-21-F y 4-22-D), aunque en general
las células se presentaron más redondeadas. Con MET (Figura 4-91) se observó que las
paredes no presentaron plegamientos importantes, a diferencia de lo observado en las IV
(Figura 4-26), y la laminilla media se encontró bien marcada en todo el contenido celular,
presentándose, en ciertas zonas, altamente engrosada y bien definida, observándose además
sectores de las paredes más reforzados.
De acuerdo a Roser (1991), la trehalosa puede actuar en la célula como sustituto del agua,
pero a diferencia a ella, no se evapora ni congela. En ausencia de trehalosa las células se
deforman y rompen al remover la humedad; sin embargo, la estructura molecular de la
trehalosa provee una forma similar a varias moléculas de agua superpuestas unas a otras, y se
supone que poseen un rol de barrera de protección de la estructura celular y la deformación.
Estos resultados demostrarían el efecto protector de la trehalosa en la estructura de los
tejidos vegetales deshidratados.
267
A
B
C
D
E
Figura 4-89. Imágenes de microscopía óptica del tejido de manzana IAT e IVT deshidratado a
bajas humedades. A-C: IAT; D-E: IVT
268
A
500 nm
B
1 m
C
500 nm
Figura 4-90. Imágenes de microscopía electrónica de transmisión (MET) de tejido de manzana
IAT deshidratado a bajas humedades (A-C).
269
A
1 m
B
C
1 m
500 nm
Figura 4-91. Imágenes de microscopía electrónica de transmisión (MET) de tejido de manzana
IVT deshidratado a bajas humedades (A-C).
270
4.2.2.4.2. Cambios en la porosidad
Las muestras IAT e IVT se caracterizaron por valores de apar. = 0,570 ± 0,005 g/cm3 y apar.
= 1,340 ± 0,004 g/cm3, siendo mayores a los de las muestras IA e IV, y por valores de real =
1,450 g/cm3 y real = 1,577 g/cm3 respectivamente.
La Figura 4-92 muestra los valores de porosidad de las muestras IAT e IVT calculados a
partir de la determinación experimental de la densidad aparente y la densidad real de acuerdo a
la Ecuación 3-8; se muestran, además, los valores determinados en las muestras IA e IV a la
misma PVR. La porosidad de la muestra IAT se caracterizó por un valor de 61 %, el cual fue
menor, y significativamente diferente (p ≤ 0,05), a la de la muestra IA (68 %). Por su parte, la
muestra IVT presentó una porosidad de ≈ 15 %, también levemente menor, y
significativamente diferente (p ≤ 0,05), a la de la muestra IV (18 %).
4.2.2.4.3. Cambios en las propiedades mecánicas
La Figura 4-93 muestra las curvas típicas de fuerza-distancia obtenidas de los ensayos de
punción de tejido de manzana IAT e IVT deshidratados a bajas humedades; se incluyen,
además, las curvas de las muestras IA e IV a modo comparativo. En ambos casos se
observaron grandes cambios en la forma de las curvas en las muestras impregnadas con la
solución conteniendo trehalosa respecto del tejido impregnado sin trehalosa.
En el caso de las muestras IAT lo más destacable fue que presentaron, en gran parte de los
casos, y a diferencia de las IA, un pico de fracturabilidad ó “bioyield”, además de una
conducta escalonada, lo que indicaría que el producto fue más crocante y fracturable. Las
muestras IAT fueron significativamente diferentes de las IA (p ≤ 0,05) (Tabla 4-99). La
Figura 4-94 muestra que las muestras IAT presentaron valores mayores de P y menores de D
y Fmáx respecto al tejido IA, demostrando ser más rígidas aunque menos fuertes, lo cual estaría
caracterizando a un producto de mayor crocancia.
Por su parte, las muestras IVT también fueron significativamente diferentes a las IV (Tabla
4-100). La curva típica del producto IVT mostró diferentes eventos de fractura a lo largo del
ensayo de punción, lo cual indica una conducta crocante y fracturable del producto, a
diferencia de las muestras IV. Sin embargo en este caso no se observó punto de “bioyield”.
Los productos presentaron mayores valores de P y menores de D y A que las muestras IV; Sin
embargo los valores de Fmáx fueron mayores (Figura 4-95).
271
80
Porosidad (%)
70
a
b
60
50
40
30
c
20
d
10
0
Figura 4-92. Porosidad de los cilindros de manzana impregnadas con calcio y deshidratados a
bajas humedades: ● IA, ● IAT, ● IV, ● IVT. Las barras indican la D.E. Letras distintas
indican diferencias significativas (p ≤ 0,05) (Test de Tuckey).
272
A
25
F (N)
20
15
10
5
0
0
1
2
3
4
5
6
d (m m)
B
25
F (N)
20
15
10
5
0
0
1
2
3
4
5
6
d (m m)
Figura 4-93. Curvas típicas de fuerza vs. distancia de manzana impregnada con solución
hipertónica de trehalosa y sales de sales de calcio y deshidratadas a bajas humedades,
obtenidas mediante ensayos de punción. A) IAT (), B) IVT (). A modo comparativo se
adjuntan las curvas de las muestras IA () e IV () a la misma PVR.
273
80
60
40
20
0
Fmáx
(N)
Fmáx (N)
DD
PP(N)
(N)
AA(J/m)
(J/m)
Figura 4-94. Parámetros mecánicos obtenidos de las curvas fuerza-distancia provenientes de
los ensayos de punción de discos de manzana IA () e IAT () a PVR 0,30. Las barras
indican la D.E.
Tabla 4-99. MANOVA de los parámetros mecánicos provenientes de los ensayos de punción
de manzana IA e IAT a PVR 0,30. Se muestran los valores medios de cada parámetro (n=20)
con su respectiva D.E.
Parámetro
Fmáx (N) ± D.E.
D ± D.E.
P (N) ± D.E.
A (J/m) ± D.E.
MANOVA
IA
17,56 ± 1,09
0,41 ± 0,06
57,13 ± 9,09
1,91±0,49
A
IAT
13,10 ± 3,00
0,23 ± 0,08
74,13 ± 7,00
1,30 ± 0,70
B
Muestra
Prueba de Hotelling con nivel corregido por Bonferroni (Alfa=0,05). Letras distintas indican
diferencias significativas (p ≤ 0,05).
274
100
80
60
40
20
0
(N)
FFmáx
máx (N)
D
D
PP(N)
(N)
A
A(J/m)
(J/m)
Figura 4-95. Parámetros mecánicos obtenidos de las curvas fuerza-distancia provenientes de
los ensayos de punción de discos de manzana IV () e IVT () deshidratados a bajas
humedades. Las barras indican las D.E.
Tabla 4-100. MANOVA de los parámetros mecánicos provenientes de los ensayos de punción
de manzana IV e IVT deshidratados a bajas humedades. Se muestran los valores medios de
cada parámetro (n=20) con su respectiva D.E.
Parámetro
Fmáx (N) ± D.E.
D ± D.E.
P (N) ± D.E.
A (J/m) ± D.E. MANOVA
IV
20,60 ± 2,70
1,48 ± 0,21
17,67 ± 4,20
17,09 ± 2,99
A
IVT
31,56 ± 5,52
0,39 ± 0,10
80,80 ± 21,80
5,70 ± 1,90
B
Muestra
Prueba de Hotelling con nivel corregido por Bonferroni (Alfa=0,05). Letras distintas indican
diferencias significativas (p ≤ 0,05).
275
Estos resultados demostrarían un importante efecto de reforzamiento por parte de la trehalosa
sobre la estructura del tejido, que provocaría el incremento en la rigidez del material y
favorecería a la generación de materiales más crocantes y fracturables.
4.2.2.4.4. Cambios en la movilidad molecular
El análisis de regresión de las curvas de relajación obtenidas de los ensayos de 1H-RMN por
medio del método FID de tejido de manzana IAT e IVT deshidratado a bajas humedades
determinó que ambas presentaron un comportamiento monoexponencial, a diferencia de lo
observado en las muestras IA e IV a PVR similar.
Las Figuras 4-96 y 4-97 muestran los valores de los tiempos de relajación espín-espín
obtenidos a partir del modelado de las curvas de relajación. Se muestran, además, los valores
obtenidos para las muestras IA e IV a la misma PVR. Se indican los valores medios de los
tiempos T2S y T2L con sus respectivas desviaciones estándar.
El análisis estadístico de los parámetros derivados de las curvas indicó que las muestras IAT
fueron significativamente diferentes de las IA (p ≤ 0,05) (Tabla 4-101), y las IVT lo fueron de
las IV (p ≤ 0,05) (Tabla 4-102).
El hecho de que las muestras impregnadas IAT e IVT presenten solo una componente T2, y
que sus respectivos valores prácticamente coincidan con los valores de T2S de las muestras IA
e IV, indicaría que estos productos se estarían comportando como sistemas netamente sólidos,
lo cual indicaría una mayor estabilidad de los mismos respecto a los impregnados sin
trehalosa; esto podría estar relacionado a una vitrificación de los productos, y se estaría
nuevamente probando que la alta temperatura de transición vítrea de la trehalosa facilitaría al
tejido su transformación a un estado vítreo, haciéndolo menos vulnerable a los cambios físicoquímicos y estructurales que pudieran ocurrir durante el procesamiento y el almacenamiento.
4.2.2.4.5. Transiciones vítreas
La Figura 4-98 muestra los termogramas obtenidos por calorimetría diferencial de barrido
de manzana IAT e IVT deshidratadas en corriente de aire. Las muestras manifestaron
transiciones vítreas muy definidas. La Tabla 4-103 resume los valores de las temperaturas de
transición vítrea y de los Cp obtenidos de los termogramas.
El análisis de los valores de Tg obtenidos señala que las muestras de manzana IAT e IVT
deshidratadas a bajas humedades se encontraron en estado vítreo a temperatura ambiente, lo
276
0,120
0,100
0,080
0,060
0,040
0,020
0,000
T21T
(ms)
2S (ms)
(ms)
T2LT22
(ms)
Figura 4-96. Tiempos de relajación T2 provenientes del modelado de las curvas de relajación
de los ensayos de 1H-RMN (secuencia CPMG) de discos de manzana IA () e IAT () a PVR
0,96. Las barras indican la D.E.
Tabla 4-101. MANOVA de los parámetros provenientes del modelo de regresión no lineal de
las curvas de relajación T2 de los ensayos de 1H-RMN (secuencia CPMG) de manzana IAT e
IA deshidratas a bajas humedades. Se muestran los valores medios de cada parámetro (n = 10)
con su respectiva D.E.
Parámetro
Muestra
IA
IAT
CS
T2S (ms)
CL
T2L (ms)
± D.E.
± D.E.
± D.E.
± D.E.
95,870
0,011
4,130
0,094
± 0,520
± 0,001
± 0,520
± 0,025
--
--
--
0,012
MANOVA
A
B
± 0,000
Prueba de Hotelling con nivel corregido por Bonferroni (Alfa=0,05). Letras distintas indican
diferencias significativas (p ≤ 0,05).
277
0,120
0,100
0,080
0,060
0,040
0,020
0,000
T (ms)
T2L (ms)
T22 (ms)
2S
T21 (ms)
Figura 4-97. Tiempos de relajación T2 provenientes del modelado de las curvas de relajación
de los ensayos de 1H-RMN (secuencia CPMG) de discos de manzana IV () e IVT () a PVR
0,96. Las barras indican la D.E.
Tabla 4-102. MANOVA de los parámetros provenientes del modelo de regresión no lineal de
las curvas de relajación T2 de los ensayos de 1H-RMN (secuencia CPMG) de manzana IVT e
IV deshidratadas a bajas humedades. Se muestran los valores medios de cada parámetro (n =
10) con su respectiva D.E.
Parámetro
Muestra
IV
IVT
CS
T2S (ms)
CL
T2L (ms)
± D.E.
± D.E.
± D.E.
± D.E.
80,200
0,013
19,800
0,049
± 4,686
± 0,001
± 4,686
± 0,012
--
--
--
0,014
MANOVA
A
B
± 0,000
Prueba de Hotelling con nivel corregido por Bonferroni (Alfa=0,05). Letras distintas indican
diferencias significativas (p ≤ 0,05).
278
Flujo de calor (mW/g)
-0,1
-0,2
"Onset": 25,64°C
"Onset": 32,71°C
-0,3
-0,4
-0,5
0
25
50
75
Temperatura (°C)
Figura 4-98. Termogramas obtenidos por calorimetría diferencial de barrido para manzana
IAT (●) e IVT (●) deshidratada en corriente de aire a PVR ≈ 0,30/0,35.
Tabla 4-103. Valores de las temperaturas de transición vítrea y de los Cp obtenidos de los
termogramas de manzana IAT e IVT deshidratada en corriente de aire a PVR ≈ 0,30/0,35.
Cp
Tg (°C)
PVR
“Onset”
“Midpoint” “Endpoint”
(J/g°K)
IAT
25,64
33,79
39,48
0,643
IVT
32,71
41,91
45,87
0,369
279
cual justificaría, en parte, las características mecánicas observadas en dichos productos,
además de los resultados derivados de la caracterización por 1H-RMN de los mismos.
Estos resultados avalan la sugerencia del empleo de trehalosa como coadyuvante en la
deshidratación de alimentos.
4.2.2.4.6. Cambios en el color
Las Figuras 4-99 y 4-100 muestran los valores de los parámetros de color L*, a*, b*, las
funciones h' y C*, y el IP de las muestras IAT e IVT respectivamente. Se muestran, además,
los valores obtenidos para las muestras IA e IV a la misma PVR. Se indican los valores
medios con sus respectivas desviaciones estándar.
Las muestras IAT deshidratadas fueron significativamente diferentes de las IA a la misma
PVR (p ≤ 0,05) (Tabla 4-104). Las mismas se caracterizaron principalmente por presentar
menores valores de IP, aunque también menores valores a*, b* y C, y mayores de L* y h'.
Los valores de IP fueron más similares a los de las muestras frescas descriptas en la sección I,
por lo cual se puede afirmar que la trehalosa ha brindado un efecto protector contra el
pardeamiento durante el secado de los tejidos impregnados a presión atmosférica, inhibiendo
su desarrollo.
Por su parte, las muestras IVT también fueron significativamente diferentes a las IV (Tabla
4-105), con valores menores de a* y mayores de h'. Si bien el pardeamiento observado fue
menor al observado en las muestras IV deshidratadas, el IP fue considerablemente alto. Puede
concluirse que la trehalosa no ha sido suficientemente eficaz para inhibir el pardeamiento en
las muestras impregnadas al vacío.
280
100
90
80
70
60
50
40
30
20
10
0
L*
a*
b*
h'
C*
C
IP
Figura 4-99. Parámetros de color de manzana IA () e IAT () deshidratados a PVR ≈ 0,30.
Las barras indican la D.E.
Tabla 4-104. MANOVA de los parámetros de color de manzana IA e IAT a PVR ≈ 0,30. Se
muestran los valores medios de cada parámetro (n=10) con su respectiva D.E.
Parámetro
Muestra
IA
IAT
L
a*
b*
h'
C*
IP
± D.E.
± D.E.
± D.E.
± D.E.
± D.E.
± D.E.
62,30
4,6
28,9
81,58
29,50
49,31
± 2,3
± 0,8
± 0,99
± 1,55
± 0,90
± 2,32
68,81
0,52
21,71
86,84
21,76
30,75
± 3,97
± 1,45
± 1,42
± 2,23
± 1,46
± 2,60
MANOVA
A
B
Prueba de Hotelling con nivel corregido por Bonferroni (Alfa=0,05). Letras distintas indican
diferencias significativas (p ≤ 0,05).
281
100
90
80
70
60
50
40
30
20
10
0
L*
a*
b*
C*
C
h'
IP
Figura 4-100. Parámetros de color de manzana IV () e IVT () deshidratadas a bajas
humedades. Las barras indican la D.E.
Tabla 4-105. MANOVA de los parámetros de color de manzana IV e IVT a bajas humedades.
Se muestran los valores medios de cada parámetro (n=10) con su respectiva D.E.
Parámetro
Muestra
IV
IVT
L
a*
b*
h'
C*
IP
± D.E.
± D.E.
± D.E.
± D.E.
± D.E.
± D.E.
43,21
8,11
20,49
68,58
22,50
62,31
± 3,30
± 2,11
± 3,32
± 3,15
± 3,70
± 7,62
46,31
5,61
26,20
77,91
26,86
57,20
± 2,42
± 0,91
± 2,21
± 2,12
± 2,11
± 3,47
MANOVA
A
B
Prueba de Hotelling con nivel corregido por Bonferroni (Alfa=0,05). Letras distintas indican
diferencias significativas (p ≤ 0,05).
282
SECCIÓN III: INTEGRACIÓN DE LOS RESULTADOS OBTENIDOS DE LA
CARACTERIZACIÓN FISICO-QUÍMICA Y ESTRUCTURAL DE LOS TEJIDOS
IMPREGNADOS
CON
CALCIO
Y
DESHIDRATADOS
A
DIFERENTES
HUMEDADES
Las Figuras 4-101, 4-102 y 4-103 muestran el resultado de la integración de los cambios
producidos en las muestras C, IA e IV antes y durante el secado en corriente de aire a 60ºC;
las mismas permiten interpretar los resultados obtenidos y las diferencias entre los
tratamientos. Principalmente se puede destacar que:

Los tratamientos de impregnación promovieron cambios significativos en las
concentraciones de calcio en los tejidos. La ingesta de una porción de 50 g de producto
deshidratado a una humedad de ≈ 6% (m.s.) satisfacería el 18-26% de la ingesta
recomendada de calcio de acuerdo a las condiciones de proceso, frente a sólo el 0,2 % del
tejido C.

Los tratamientos de impregnación con sales de calcio no introdujeron modificaciones en el
comportamiento de desorción de manzana respecto a la manzana C, y los valores de
humedad de monocapa obtenidos fueron similares entre las muestras (9,5-10,5 % m.s.).

El encogimiento tisular observado fue proporcional al volumen de agua evaporada en todas
las muestras hasta una determinada humedad, a partir de la cual la subsecuente remoción
de agua no produjo cambios significativos de volumen. El encogimiento de las muestras IA
fue similar al de las muestras C, sin embargo las muestras IV presentaron mayores valores
debido a la mayor compactación del tejido.

Las muestras IV después del tratamiento de impregnación exhibieron mayor densidad
aparente como resultado del reemplazo de aire en los poros por líquido y la subsecuente
compactación celular. La densidad real se incrementó levemente en los productos
impregnados, siendo las IV las de mayor valor debido probablemente a la mayor ganancia
de sólidos en el proceso al vacío.

Las muestras C e IA resultaron, al final del secado, en productos muy porosos, lo que
explicaría la baja densidad aparente, mientras que las IV desarrollaron poca porosidad, lo
283
(N) F
(N)
P (N.m)
máx
14,00
: 21%
: 64%
9,00
: 49%
8,00
12,00
5,00
7,00
10,00
8,00
6,00
6,00
m (g agua / g m.s.)
16,00 10,00
4,00
6,00
5,00
3,00
: 66%
4,00
2,00
CPMG
3,00
1 T2
2 T2
3 T2
4,00
2,00
2,00
0,00
CS > CL
1,00
FID
1,00
C L > CS
mm
mmB: 0,098
0,00
0,00
0,30
0,40
Tg : -22,6°C
0,50
PVR: 0,42
0,60
0,70
0,80
0,90
1,00
PVR
Figura 4-101: Integración de los efectos en las propiedades físico-químicas y estructurales durante
el secado en corriente de aire de manzana C. Se muestra el contenido de humedad correspondiente a
cada producto deshidratado, caracterizado por diferentes PVR. Las fotografías en recuadro rojoanaranjado corresponden a las muestras de PVR 0,98, en recuadro naranja a las de PVR 0,91, en
recuadro amarillo a las de PVR 0,47 y en recuadro verde a las de PVR 0,30; se indican los valores
de porosidad obtenidos en dichos productos. Se muestran los valores de PVR dentro de los cuales se
detectó señal mediante el método CPMG, y los valores en los cuales se observó la inversión en CS y
CL del método FID. Se indica la humedad de monocapa y la PVR del producto a dicha humedad,
además del valor de Tg en el producto final.
284
P(N) Fmáx(N)
6,00
50,00
15,00
: 68%
12,50
40,00
: 43%
: 19%
: 64%
5,00
(g agua / g m.s.)
60,00 17,50
4,00
10,00
3,00
30,00
CPMG
7,50
1 T2
2 T2
3 T2
2,00
20,00
5,00
FID
m
10,00
1,00
CL > CS
CS > CL
mm
2,50
mmB: 0,106
0,00
0,00
0,00
0,30
0,40
0,50
Tg: -17,82°C PVR: 0,42
0,60
0,70
0,80
0,90
1,00
PVR
Figura 4-102: Integración de los efectos en las propiedades físico-químicas y estructurales durante
el secado en corriente de aire de manzana IA. Se muestra el contenido de humedad correspondiente
a cada producto deshidratado, caracterizado por diferentes PVR. Las fotografías en recuadro rojo
corresponden a las muestras de PVR 0,98, en recuadro naranja a las de PVR 0,91, en recuadro
amarillo a las de PVR 0,47 y en recuadro verde a las de PVR 0,30; se indican los valores de
porosidad obtenidos en dichos productos. Se muestran los valores de PVR dentro de los cuales se
detectó señal mediante el método CPMG, y los valores en los cuales se observó la inversión en CS y
CL del método FID. Se indica la humedad de monocapa y la PVR del producto a dicha humedad,
además del valor de Tg en el producto final.
285
P (N) Fmáx(N)
6,00
20,00
: 17%
17,50
15,00
: 1%
: 4%
m (g agua / g m.s.)
20,00
5,00
15,00
4,00
12,50
10,00
7,50
5,00
3,00
10,00
: 19%
3 T2
2 T2
2,00
FID
5,00
CS > CL
2,50
0,00
CPMG
1 T2
CL > CS
1,00
mm
mmB: 0,095
0,00
0,00
0,30
0,40
0,50
Tg: -5,50°C PVR: 0,40
0,60
0,70
0,80
0,90
1,00
PVR
Figura 4-103: Integración de los efectos en las propiedades físico-químicas y estructurales durante
el secado en corriente de aire de manzana IV. Se muestra el contenido de humedad correspondiente
a cada producto deshidratado, caracterizado por diferentes PVR. Las fotografías en recuadro rojo
corresponden a las muestras de PVR 0,98, en recuadro naranja a las de PVR 0,91, en recuadro verde
claro a las de PVR 0,47 y en recuadro verde oscuro a las de PVR 0,30; se indican los valores de
porosidad obtenidos en dichos productos. Se muestran los valores de PVR dentro de los cuales se
detectó señal mediante el método CPMG, y los valores en los cuales se observó la inversión en CS y
CL del método FID. Se indica la humedad de monocapa y la PVR del producto a dicha humedad,
además del valor de Tg en el producto final.
286
cual justificaría en parte la mayor densidad aparente y el mayor encogimiento debido a la
compactación.

El secado afectó fuertemente a la estructura del tejido C. Las membranas se contrajeron al
comienzo del proceso indicando la pérdida de turgencia celular, hasta desnaturalizarse y
desintegrarse completamente en el transcurso del mismo. La densidad óptica de las paredes
celulares, observada con MO, fue en detrimento, provocándose la ruptura de las mismas al
final del secado, lo que provocó la separación de células.

Los tratamientos de impregnación disminuyeron los daños estructurales durante el secado.
La incorporación de calcio resultó en paredes celulares con una lámina media claramente
reforzada, lo que derivó en un arreglo celular más conservado sin ruptura de paredes y con
buen contacto intercelular. Las observaciones con MEBA confirmaron los niveles de
porosidad desarrollados en los diversos productos.
 Los cambios físico-químicos-estructurales durante el secado se reflejaron en las
propiedades mecánicas. La fuerza del material y su habilidad para deformarse fue
fuertemente dependiente del contenido de agua y sólidos. La resistencia a la deformación al
comienzo del secado disminuyó fuertemente debido a la pérdida de turgor; cuanto mayor
fue el agua removida más plástico se tornó el tejido. A humedades intermedias-bajas los
productos se deformaron fácilmente debido a la flexibilidad de la estructura. Mayor
remoción de agua provocó una importante concentración de sólidos que le otorgaron un
severo aumento en la rigidez y en la fuerza de ruptura a los productos; estos cambios
importantes en el perfil ocurrieron en las muestras que se encontraban con un contenido de
humedad cercano al valor de monocapa. La remoción de las multicapas de agua asociada a
los biopolímeros provocaría que se acorten las distancias entre las cadenas y aumenten
considerablemente estos parámetros.

Los tratamientos de impregnación afectaron a las propiedades mecánicas de los productos
durante el secado, tornándose más evidentes al final del proceso. Si bien los productos
impregnados presentaron un perfil similar a la manzana C, presentaron mayor fuerza
máxima de ruptura y rigidez debido al mantenimiento y/ó reforzamiento de las paredes
celulares. Las muestras IA se caracterizaron por ser mucho más rígidas. La mayor fuerza y
la alta resistencia a la ruptura desarrollada por las muestras IV respecto a las muestras C e
287
IA durante el secado se relacionaría con el importante encogimiento, compactación, baja
porosidad y alta densidad aparente del tejido.

A pesar de estas características las muestras permanecieron en estado amorfo sobreenfriado.

El estudio de la movilidad del agua por 1H-RMN indicó que las muestras de alta humedad
se caracterizaron por tres tiempos de relajación del protón T2 que pudieron relacionarse con
el agua contenida en vacuola, citoplasma y paredes y espacios intercelulares. Los mismos
presentaron un descenso progresivo con la disminución del contenido de agua. El aumento
de la viscosidad y la concentración de los sólidos solubles de las porciones líquidas del
tejido debido a la remoción del agua impactaron en la disminución de los tiempos de
relajación T2. La descompartimentalización celular dio lugar a la desaparición de una
población de agua y a una redistribución de las señales. La desaparición de la señal de
CPMG a bajas humedades se encontró en los alrededores de la transición de humedad de
multicapa a monocapa. El método FID permitió la detección de los tiempos de relajación
muy bajos, correspondientes a los protones móviles de la matriz sólida y a los del agua
fuertemente ligada a la misma. Cuando los productos se encontraron en valores cercanos
de humedad de monocapa, los componentes sólidos del tejido fueron los que tuvieron
influencia dominante sobre las propiedades físico-químicas del sistema en lugar del agua
debido a que por debajo de la monocapa no varió considerablemente la movilidad sino que
quien lo hizo fuertemente fue la composición relativa de protones que contribuyeron a su
señal. Este hecho estaría en relación con los cambios observados en las propiedades
mecánicas entre los diversos tratamientos, pues las muestras C, IA e IV se diferenciaron
claramente y de modo muy importante cuando las muestras alcanzaron aproximadamente
el contenido de humedad de monocapa. Por encima de la monocapa el agua es lo que
estaría influenciando principalmente a dichas propiedades y quizás por eso las diferencias
observadas entre las propiedades mecánicas de los tratamientos a una misma PVR por
encima de la monocapa no fueron muy importantes. A pesar de todo no se observaron
diferencias importantes en cuanto al comportamiento de relajación a humedades
intermedias-altas entre las muestras impregnadas y las C a una misma PVR.

El secado no provocó cambios importante en el color en las muestras C. Las muestras
impregnadas desarrollaron un pardeamiento considerable, siendo el mismo mucho más
288
pronunciado en las muestras IV.

El agregado de trehalosa a la solución de impregnación derivó en menores daños
estructurales y en un mayor reforzamiento de la laminilla media y de la pared celular
previo y durante el secado, lo cual se reflejó, entre otros, en un menor encogimiento del
tejido, menor desarrollo de pardeamiento, y en productos más crocantes y más estables
respecto a los impregnados sin trehalosa.
289
5. CONCLUSIONES

El contenido de agua, presente tanto en bajas o altas cantidades, y las interacciones con la
estructura de la matriz, influencian fuertemente a la mayoría de las propiedades del tejido.

Los tratamientos de impregnación no dañaron las paredes celulares y la estructura celular
de los tejidos impregnados sin deshidratar pudo compararse con la del tejido fresco. El
proceso de secado provocó la diferenciación estructural de las muestras.

El desarrollo de porosidad varió con las condiciones de proceso y tuvo influencia sobre el
encogimiento observado. El mayor encogimiento en las muestras IV derivó en una mayor
compactación del tejido deshidratado.

La relajación de los protones del agua en un sistema heterogéneo complejo, como es el
caso de tejidos vegetales, exhibió un comportamiento multiexponencial, en el cual cada
componente pudo interpretarse como representante de poblaciones de agua de diferente
movilidad.
Fue posible determinar una fuerte disminución en la movilidad del agua debido al descenso
de humedad en el tejido y a algunas alteraciones celulares derivadas de los procesos. La
1
H-RMN puede emplearse para monitorear la migración y pérdida de agua durante el
secado.

Los cambios observados en las interacciones del agua con la estructura del tejido se
relacionaron con los cambios mecánicos observados durante el secado.

La respuesta mecánica de las muestras deshidratadas fue el resultado del comportamiento
de la matriz y de los sólidos solubles en el tejido, ambos con diferente grado de interacción
con el agua. Los cambios estructurales y composicionales ocasionaron diferencias en el
comportamiento mecánico de los diversos productos impregnados, dependiendo del
contenido de humedad.
El reforzamiento de la textura del tejido en base al aumento en la fuerza máxima de ruptura
y en la rigidez en los tejidos impregnados y deshidratados respecto al tejido C pudo ser
explicado por el mantenimiento y/ó reforzamiento de la integridad estructural de la lámina
media debido al entrecruzamiento entre las pectinas y el calcio, manteniendo la
adhesividad y cohesividad intercelular.
290
La impregnación con calcio al vacío implicó un comportamiento diferente en los productos
deshidratados respecto al proceso a presión atmosférica, lo cual pudo relacionarse con la
pérdida de gas ocluido y la mayor solubilización de pectinas, generando una matriz más
compacta.

Si bien el hecho de que los importantes cambios observados en las características
mecánicas durante la deshidratación de las muestras, al alcanzar humedades cercanas a la
monocapa, sugeriría que los productos estarían tornándose vítreos, algunas muestras
permanecieron en estado líquido-sobreenfriado. Por tal motivo no puede generalizarse que
la transición de un material de un estado dúctil a quebradizo (ó viceversa) coincida con la
transición vítrea, a pesar de que en ciertos casos este hecho ha sido observado.

Al momento del diseño de tejidos vegetales funcionales deshidratados, pretratados
mediante las técnicas de impregnación aplicadas, deberían considerarse previamente las
características requeridas en el producto final. Diferentes condiciones de proceso pueden
recomendarse de acuerdo a ello. Para obtener productos más crocantes, porosos y poco
fuertes,
similares a un producto “snack”, se recomienda la impregnación a presión
atmosférica; en cambio, la impregnación al vacío da lugar a productos más resistentes a la
ruptura, similares a un caramelo duro.
El agregado de trehalosa derivó en productos deshidratados más frágiles y quebradizos
debido al mayor reforzamiento de las paredes celulares y (probablemente) a que las
muestras se tornaron vítreas. Este azúcar, además, disminuyó de modo importante el
desarrollo de pardeamiento.

El agregado de trehalosa a la solución de impregnación demostró el efecto protector de este
azúcar contra los daños estructurales. Por tal motivo es una alternativa altamente eficaz al
momento de formular el tejido previo al secado.

El significativo porcentaje de calcio incorporado y los resultados físico-químicos y
estructurales sugieren que los métodos de impregnación tanto a presión atmosférica como a
vacío pueden emplearse para diseñar alimentos funcionales utilizando matrices vegetales
con calcio incorporado. Estos resultados demuestran que el tejido de manzana es una buena
matriz para la fortificación con calcio.
291

La presente tesis contribuye a la elección de tecnologías de procesamiento de frutas
deshidratadas de diferentes características organolépticas que, además, sean benéficas para
el organismo, pudiendo emplearse para su consumo directo o para ser incorporadas en
otros alimentos elaborados.
292
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