INSTITUTO TECNOLÓGICO DE LOS MOCHIS TESIS “ANÁLISIS DE LA EXPRESIÓN DIFENRENCIAL DE GENES DURANTE LA FORMACIÓN DE BULBILOS EN Agave tequilana POR MEDIO DE cDNA-AFLP” PARA OBTENER EL TÍTULO DE INGENIERO BIOQUÍMICO PRESENTA MIRNA ISABEL OCHOA LUGO Febrero de 2007 1 Este trabajo fue realizado en el Laboratorio de Genética Molecular del Centro de Investigación y de Estudios Avanzados del Instituto Politécnico Nacional Unidad Irapuato, bajo la dirección de la Dra. June K. Simpson Williamson. 2 ÍNDICE Página I.- Resumen 5 II.- Introducción 7 III.- Antecedentes 10 III.1 Descripción del género Agave. 10 III.2 Descripción botánica de Agave tequilana Weber var. Azul 10 III.3 Descripción geográfica 11 III.4 Norma Oficial para la protección de cultivo de Agave y la calidad del tequila 12 III.5 Ubicación taxonómica. 13 III.6 Metabolismo de ácido crasuláceas 14 III.7 Nutrición 14 III.8 Floración de Agave tequilana 15 III.9 Fisiología y reproducción 16 III.9.1 Reproducción sexual 16 III.9.2 Reproducción asexual 17 III.9.2.1 Hijuelos de rizoma 17 III.9.2.2 Brotes basales o hijuelos 17 III.9.2.3 Plántulas pequeñas conocidas como bulbilos 17 III.9.2.3.1 Propagación de bulbilos 19 III.10 Aprovechamiento y Utilidad de Agave 20 III.11 TECNICAS MOLECULARES 22 III.11.1 Transcripción 22 III.11.1.1 Transcripción en eucariotas 23 III.11.2 cDNA-AFLP (Amplificación de Fragmentos de Longitud Polimórfica usando DNA complementario). 25 III.11.3 Técnica de Hibridación de Microarreglos (microarrays) 27 III.11.4 Técnica de despliegue diferencial 27 IV. JUSTIFICACIÓN 29 V. OBJETIVOS 30 V.1 OBJETIVO GENERAL 30 V.2 OBJETIVOS ESPECIFICOS 30 VI. ESTRATEGIA METODOLÓGICA 31 VI.1 Preparación del templado de cDNA 31 VI.2 cDNA-AFLP (Amplificación de Fragmentos de Longitud Polimórfica usando DNA complementario). 32 3 VII. MATERIALES Y MÉTODOS 35 VII.1 MATERIALES 35 VII.2 MÉTODOS 37 VIII. RESULTADOS Y DISCUSIONES 48 IX. CONCLUSIONES 59 X. PERSPECTIVAS 60 XI. BIBLIOGRAFÍA 61 4 I. RESUMEN El cultivo de Agave tequilana Weber var. Azul es económicamente importante en México por ser el más apropiado para la producción de tequila. En campo, estas plantas pueden propagarse por dos mecanismos: a) reproducción sexual (por semillas) y b) reproducción asexual (hijuelos de rizoma, bulbilos). Los bulbilos son pequeños brotes aereolados formando pequeñas rosetas en las axilas de los bractéolos de la inflorescencia. Los bulbilos son plantados algunas veces para propagar especies como A. tequilana, A. fourcroydes, A. sisalana, A. angustifolia y muchos otros. En el presente estudio se realizó un análisis de la expresión diferencial de genes en las diferentes etapas de la formación de bulbilos de Agave tequilana, mediante la técnica de cDNA-AFLP (Amplificación de Fragmentos de Longitud Polimórfica usando DNA complementario). Las técnicas para huellas genéticas de RNA entre las que se encuentra la de cDNA-AFLP han sido desarrolladas permitiendo la detección de fragmentos de DNA derivados desde RNA usando síntesis de cDNA y una amplificación subsecuente por PCR. En el desarrollo de este proyecto se monitorearon las plantas de Agave tequilana, impidiendo por medio del corte de botones florales su fructificación y por lo tanto induciendo la formación de bulbilos, se tomaron muestras en seis diferentes etapas de su formación describiéndose como T0, T1, T2, T3, T4, T5, correspondientes a los 0, 14, 28, 30, 32 y 35 días respectivamente, después del corte de los botones. A partir de estas muestras se llevo a cabo el aislamiento de RNA total y mRNA, obteniéndose de muy buena calidad y en cantidad suficiente para la preparación del templado de cDNA, obteniéndose una concentración promedio del templado de cDNA de 138.51 ng/ μL. La alta calidad del templado cDNA fue importante para obtener resultados de cDNA-AFLP reproducibles. En esta técnica se realizaron 12 amplificaciones selectivas para cada etapa usando 12 combinaciones de primers (conteniendo 2 nucleótidos selectivos), obteniéndose patrones de bandeo desde 30 a 650 Pb, observándose en este rango un promedio de 116 bandas, para cada una de las combinaciones. En estas 12 combinaciones se visualizan 912 patrones de expresión diferencial y 440 patrones de expresión constitutiva. En estos patrones de expresión diferencial se observaron varios transcritos de expresión muy notable, tal es el caso de transcritos que se expresan solo en una etapa y patrones de expresión en los que se expresa en todas las etapas excepto en una de ellas. Los transcritos que se expresan solo en las etapas T3 y T4, podrían ser de mayor interés, ya que debido a lo observado en el estereo-microscopio, en la etapa T3 se presenta hinchamiento debajo de los bractéolos y en la etapa T4 el hinchamiento es más visible y empiezan a sobresalir los bulbilos. Algunos de los transcritos mas notables para la etapa T3, se observaron en las 5 combinaciones T-AG, M-AC localizado a 123.9 Pb; T-AG, M-CT localizado a 400.3 Pb; TCA, M-AG se localizaron dos transcritos a 159.1 Pb y 206.3 Pb. Sin embargo, la expresión del transcrito que se expresa solo en la etapa T4, es demasiado notable, observándose esto en 11 de las 12 combinaciones, en las combinaciones T-GA, M-AC se localizaron dos transcritos T4 a 327.4 y a 339.9 Pb; en T-GA, M-AG se localizo a 451.5 Pb; y en T-AC, M-AC se localizo a 596.1, en estas combinaciones el transcrito o banda se podría extraer para identificar por secuenciación a que gen pertenece ya que se encuentra muy separada de las demás. Se han observado también patrones de expresión diferencial de manera ascendente, lo que nos permite suponer que podrían ser transcritos involucrados en el crecimiento de meristemos vegetativos; y patrones de expresión diferencial de manera descendente de los cuales podría suponerse que son transcritos de identidad de meristemo floral que se reprimen por la acción de genes de meristemos vegetativos. En la combinación T-AG, M-AC se localizan algunos patrones de manera ascendente a 173.8, 241.3 y 270.6 Pb; y en la combinación T-TC, M-CA se localiza un patrón diferencial de manera descendente 503.0 Pb. Este es el primer estudio que reporta un análisis de expresión diferencial de genes, en la formación de bulbilos en A. tequilana. 6 II. INTRODUCCIÓN Los agaves son plantas representativas de México, ya que es escenario del origen y evolución del maguey, y poseen gran importancia en el país. La relación hombre-agave se ha convertido en una simbiosis, describiendo ampliamente los usos más importantes del género como son: alimento, bebidas (pulque, aguamiel, mezcal, tequila), fibras, medicina tradicional y otros (Gentry, 1982). La familia Agavaceae, cuenta con 9 géneros y 330 especies, es endémica de América; se distribuye desde los límites entre Canadá y Estados Unidos hasta Bolivia, incluyendo las islas del Caribe. El centro de mayor riqueza y diversidad se encuentra en México, donde se localizan 251 especies, 76% de las descritas en el mundo, de las cuales 177 son endémicas, lo que corresponde a 70%. Con 58 especies, Oaxaca es el estado más rico en agaváceas de México. Los miembros de la familia crecen desde el nivel del mar hasta 3000 m, siendo mayor su presencia entre 1500 y 2000 m (García-Mendoza, 2004). La palabra Agave cuyo nombre viene del griego “noble” y del latín “admirable”, fue descrita inicialmente por Linneo en 1753 (Gentry, 1982). Son plantas adaptadas a condiciones de aridez, raíces someras y ramificadas, cutícula gruesa, suculencia, estomas hundidos, metabolismo fotosintético y metabolismo ácido crasuláceo (CAM), lo que permite a sus células la capacidad de fijar cantidades significativas de CO2 en la oscuridad, lo que conduce a la síntesis y acumulación de ácido málico en la vacuola (Nobel 1994). Los agaves son monocárpicos, semélparos, esto es, que solo tienen una floración al cabo de la cual la planta muere (Gentry, 1978). El Agave tequilana Weber variedad azul es la materia prima favorita para la elaboración del tequila por sus cualidades, como la concentración de azucares y lo prolífico en sus hijuelos de rizoma. Existe la Norma Oficial Mexicana NOM-006-SCFI-2005, que establece que solo A. tequilana var. Azul debe ser usada para este fin. Además señala como territorio de denominación de origen, el comprendido por el estado de Jalisco, y algunos municipios de los estados de Guanajuato, Michoacán, Nayarit y Tamaulipas (Diario Oficial, 2006). En el inventario general de agave realizado por el Consejo Regulador del Tequila, durante el 2005, se cuantificaron 22 137 158 plantas en el Territorio de Denominación de Origen (TDO). Los trabajadores que dependen del cultivo son más de 36 mil familias en el campo, mas de 5 000 obreros, 3 000 empleados y 1 000 técnicos (empleos directos), y un 7 sinnúmero de empleos indirectos. La planta de agave tiene un ciclo de vida de 7 a 12 años, resultando una inversión muy importante y costosa para la cadena productiva agave-tequila (Control Regulador del Tequila 2006). En agave la movilización de reservas metabólicas (azucares) almacenados en la base de la roseta o piña parece ser un proceso fisiológico irreversible. Una vez que el desarrollo del eje floral ha sido disparado y las reservas basales empiezan a ser hidrolizadas y translocadas, el esfuerzo reproductivo final y la resultante senescencia de la roseta no puede ser revertida (Howell y Roth 1981). Aunque en varios casos daños severos en la inflorescencia puede prolongar la vida de la planta por algún tiempo (Nobel 1988). Estas plantas pueden propagarse por dos mecanismos: a) reproducción sexual (por semillas) y b) reproducción asexual (multiplicación vegetativa). Hay tres mecanismos de reproducción asexual existentes en agave: a) hijuelos de rizoma que son tallos subterráneos generados de la base de la roseta y emergen a una distancia de la planta madre, es la forma mas común de propagación (Nobel 1977, 1988; Gentry 1982; Barrientos et al. 1985); b) brotes basales o hijuelos que son ramificaciones de los meristemos axilares mas bajos de la roseta, formando nuevas rosetas que emergen en la periferia de la planta madre y producen raíces adventicias las cuales permiten su crecimiento independiente (Gómez-Pompa 1963; Gentry 1982; Lock 1985) c) plántulas pequeñas conocidas como bulbilos; la mayoría desarrolladas de las yemas axilares en los lados de los pedicelos cuando las flores se caen. Los bulbilos son pequeños brotes aereoladas formando pequeñas rosetas en el meristemo de la inflorescencia (Gentry 1982; Robert M., García 1985; Lock 1985; Nobel 1988). Algunas especies de plantas de agave son observadas en el campo con las inflorescencias cubiertas con bulbilos y con muy pocas o sin cápsulas con semillas. Por lo que también, las plantas que producen un alto número de cápsulas, generalmente tiene pocos o no tienen bulbilos. Los bulbilos son plantados algunas veces para propagar especies cultivadas como A. tequilana (Robert and García 1985), A. fourcroydes (Gentry 1982) y A. sisalana (Barrientos et al. 1985; Lock 1985; Nobel 1988). La formación de bulbilos no es exclusiva de la familia Agavaceae, esta presente en otras familias, especialmente en otras monocotiledóneas que son taxonómicamente relacionadas con las Agaváceas. Los bulbilos se forman en estructuras florales, por lo que han sido confundidas con semillas vivíparas (Gómez-Pompa 1963; Bell 1991). En el contexto de esta frecuente confusión, Bell (1991) define la formación de bulbilos como vivíparos falsos. 8 El presente trabajo reporta la identificación de fragmentos diferenciales de cDNA relacionados con las diferentes etapas de formación de bulbilos, como paso previo a la determinación de genes involucrados en su formación, para posteriormente aislar y secuenciar los fragmentos con patrón de expresión interesante e identificar su identidad por medio de la comparación con bases de datos e ir entendiendo mejor las vías de reproducción de esta planta. Recientemente, las técnicas para huellas genéticas de RNA han sido desarrolladas permitiendo la detección de fragmentos de DNA derivados de RNA, usando síntesis de cDNA y una amplificación subsecuente por PCR (Mc Clelland et al., 1995). La técnica de cDNAAFLP usa un protocolo de AFLP genómico estándar sobre un templado de cDNA para obtener un análisis diferencial (Bachem C. B et al, 1996). cDNA-AFLP (Amplificación de Fragmentos de Longitud Polimórfica usando DNA complementario) es una tecnología confiable y altamente aplicable para identificar genes involucrados en el desarrollo, finalmente con esta técnica se muestra una verificación rápida y simple en la identificación de bandas obtenidas. Existen otras técnicas que han sido ampliamente usadas para clonar genes expresados diferencialmente como son: Despliegue Diferencial, Hibridación sustractiva, fingerprinting de ARN con PCR usando iniciadores arbitrarios (RAP-PCR), Análisis de Diferencias Representativas y Análisis Seriales de la Expresión Diferencial (SAGE). En la actualidad, una técnica que ha acelerado enormemente el análisis de cDNA es la técnica de Hibridación de Microarreglos, pero el costo de adquisición de los equipos necesarios hace difícil su uso. 9 III. ANTECEDENTES III.1 Descripción del género Agave. La familia Agavaceae, cuenta con 9 géneros y 330 especies, es endémica de América; se distribuye desde los límites entre Canadá y Estados Unidos hasta Bolivia, incluyendo las islas del Caribe. El centro de origen y diversidad se encuentra en México, donde se localizan 251 especies, 76% de las descritas en el mundo, de las cuales 177 son endémicas, lo que corresponde a 70%. Con 58 especies, Oaxaca es el estado más rico en agaváceas de México. El crecimiento de miembros de esta familia se localizan desde el nivel del mar hasta 3000 m, siendo mayor su presencia entre 1500 y 2000 m sobre el nivel del mar (García-Mendoza, 2004). La palabra Agave cuyo nombre viene del griego “noble” y del latín “admirable”, fue descrito inicialmente por Linneo en 1753 (Gentry, 1982). Entre las familias de monocotiledóneas incluidas en el orden Asparagales por Dahlgren et al. (1985) y Kubitzki (1998) se encuentran las Agavaceae, estos constituyen una de las 10 familias de monocotiledóneas con mayor riqueza de especies en el estado de Oaxaca (García- Mendoza, 2000). III.2 Descripción botánica de Agave tequilana Weber var. Azul Agave tequilana Weber var. Azul es descrita como una planta suculenta, extendida radialmente, con una altura de 1.2 a 1.8 m, con tallos gruesos y cortos de 30 a 50 cm de altura en su madurez. Las hojas son de 90 a 120 cm de largo y de 8 a 12 cm de ancho, lanceoladas y acuminadas, de fibras firmes, la mayoría de ellas rígidamente estiradas cóncavas, ascendiendo a horizontal, donde lo mas ancho de las hojas se encuentra a la mitad; disminuyendo y engrosando hacia la base, generalmente de azulado glauco a verde grisáceo, algunas veces con zonas de coloración cruzada, con un margen recto a ondulado o pando; los dientes son de color café claro a obscuro, generalmente regulares en tamaño y en pocos casos irregulares, en su mayoría de 3 a 6 mm de largo a través de la parte media de la hoja, se encuentran separados de 1 a 2 cm, raramente son remotos o mas largos; las espinas son generalmente cortas, de 1 a 2 cm de longitud, rara vez son mas largas achatadas o surcada abiertamente arriba, con base ancha, de color café obscuro, decurrente o no decurrente; la panícula tiene de 5 a 6 m de altura con gran densidad de ramas con 20 a 25 umbelas grandes difusas de flores verdes con estambres rosados; las flores tienen de 68 a 75 mm de largo, con cuello corto no constricto terminado ligeramente en punta sobre la base; el tubo floral es de 10 mm de profundidad, de 12 mm de ancho, funeliforme y surcado; los tépalos son desiguales de 25 a 28 mm de longitud con 4 mm de ancho, lineares, erectos, pero rápidamente flojos en antesis, 10 tornándose en café y secos; los filamentos son de 45 a 50 mm de longitud doblados hacia adentro contra el pistilo, instados a 7 y 5 mm arriba de la base del tubo; las anteras miden 25 mm de largo; el fruto es una cápsula ovada o brevemente cuspidada. (Gentry, 1982). FIGURA 1. Fenotipo de Agave tequilana Weber Var. Azul III.3 Descripción geográfica México es el centro de origen del genero agave y su distribución se localiza principalmente en las zonas áridas y semiáridas de México y Norteamérica; por el noroeste hasta el estado de Utah y al noreste el de Maryland; al sur el limite conocido es Colombia (Berger, 1915). Actualmente, algunas especies han cobrado gran importancia al ser cultivadas para la producción de destilados alcohólicos. El Agave tequilana Weber var. Azul es un cultivo económicamente distinguible en México y es el más apropiado para la producción de tequila. El agave tequilero se cultiva solo en regiones muy restringidas, establecidas como territorios protegido por la Denominación de Origen del tequila. El 9 de diciembre de 1974, se publicó en el "Diario Oficial" de la Federación la resolución del 22 de noviembre de 1974 de la entonces Secretaría de Industria y Comercio, por la cual se otorgó la protección a la denominación de origen tequila estableciendo un territorio de denominación de origen, para esa bebida; habiendo sufrido modificaciones el 13 11 de octubre de 1977, el 3 de noviembre de 1999, y el 26 de junio de 2000, el TDO, a la fecha actual, comprende 180 municipios: • todos los municipios del Estado de Jalisco, es decir 124, • 8 municipios de Nayarit, • 7 municipios de Guanajuato, • 30 municipios de Michoacán y • 11 municipios de Tamaulipas FIGURA 2. Denominación de Origen del Tequila III.4 Norma Oficial para la protección de cultivo de Agave y la calidad del tequila El 28 de octubre de 2005, el Comité Consultivo Nacional de Normalización de Seguridad al Usuario, Información Comercial y Prácticas de Comercio, aprobó por unanimidad la norma referida; que la Ley Federal sobre Metrología y Normalización establece que las normas oficiales mexicanas se constituyen como el instrumento idóneo para la protección de los intereses del consumidor, se expide la siguiente: Norma Oficial Mexicana NOM-006-SCFI-2005 Bebidas alcohólicas Tequila, el tequila se define como sigue: “Bebida alcohólica regional obtenida por destilación de mostos, preparados directa y originalmente del material extraído, en las instalaciones de la fábrica de un Productor Autorizado la cual debe estar ubicada en el territorio comprendido en la Declaración, derivados de las cabezas de Agave tequilana Weber variedad Azul, previa o posteriormente hidrolizadas o cocidas, y sometidos a fermentación alcohólica con levaduras, cultivadas o no, siendo susceptibles los mostos de ser enriquecidos y mezclados conjuntamente en la 12 formulación con otros azúcares hasta en una proporción no mayor de 49% de azúcares reductores totales expresados en unidades de masa, en los términos establecidos por esta NOM y en la inteligencia que no están permitidas las mezclas en frío (Aguilar 2005). III.5 Ubicación taxonómica. Uno de los principales problemas en cuanto a taxonomía del género Agave es situarlo en la familia a la que pertenece, ya que, aun cuando se clasifica en Agavaceae, existen referencias bibliográficas que lo incluyen en otras familias. Hutchinson, en 1934 incluyó la familia Agavaceae al genero Agave, los géneros que incluye esta familia pertenecían a las Liliaceae y las Amarilidaceae (Granados, 1993). Algunos géneros importantes que Hutchinson incluyó en esta nueva familia son: Agave, Hesperaloe, Yucca, Samuela, Dracaena, Nolina, Calibanus, Dasylirion, Furcraea, Prochnyanthes y otros mas que suman en total 19 géneros para esta familia. Por otro lado, Cronquist (1968) propone la unión de Amarylidaceae y Liliaceae en una sola familia, manteniendo a Agavaceae como una familia aparte. Otra clasificación propuesta es la de Takhtajan (1980), este autor reordena la familia Agavaceae, dejando solo 3 tribus: Hosteae, Yucceae y Agaveae. Con una visión un poco diferente, Dahlgren y Clifford (1982) proponen una nueva clasificación: manteniendo a la familia Agavaceae, la dividen en dos subfamilias: Yuccoideae y Agavaideae (Granados, 1993). División Angiospermae Clase Monocotiledoneae Orden Liliales Otros 11 órdenes Familia Agavaceae Otras 14 familias Subfamilias Agavoideae Agaveae Dicotiledoneae Yuccoideae Polyntheae Nolineae Dracaeneae Yucceae Formieae Género Agave 13 Subgénero Littaea Agave CUADRO I. Relaciones taxonómicas de los Agaves dentro de las angiospermas (Cronquist 1981). III.6 Metabolismo de ácido crasuláceas Las plantas de este tipo son plantas adaptadas a condiciones de aridez, raíces someras y ramificadas, cutícula gruesa, suculencia, estomas hundidos, metabolismo fotosintético y metabolismo ácido crasuláceo (CAM), lo que permite a sus células con cloroplastos la capacidad de fijar cantidades significativas de CO2 en la oscuridad, lo que conduce a la síntesis y acumulación de ácido málico en la vacuola (Nobel 1994). Las plantas MAC son suculentas y están representadas en las familias Cactaceae, Crassulaceae, Euphorbiaceae, Liliaceae, Agavaceae y Airoaceae; también incluye miembros epífitos de las familias Orchidaceae y Bromeliaceae (Granados, 1993). El CAM según Ting (1985), cumple los siguientes aspectos: a) Fluctuación diurna de ácidos orgánicos; b) Fluctuación en el almacén de carbohidratos, como son: almidón, poliglucanos o hexosas solubles; c) Alta actividad de la enzima PEP-carboxilasa y una descarboxilasa; d) Plantas con células altamente vacuoladas y de gran capacidad de almacén, así como alto contenido de cloroplastos en la célula; e) Plantas suculentas con un gran porcentaje de clorénquima; f) El intercambio de gases ocurre en la noche. III.7 Nutrición El buen desarrollo de una planta depende en gran parte de la cantidad de nutrimentos (macro y micro) que existan en su cuerpo. El aporte de estos alimentos en su mayoría los toma del suelo en forma de humus (restos de organismos aun no descompuestos) que constituyen una reserva que se va agotando lentamente (Granados, 1993). Nobel y Col (1983) en un trabajo con varias especies de cactáceas observaron que el nitrógeno y el sodio son elementos indispensables en el MAC, ya que la síntesis de ácidos orgánicos se incrementa. En general, los agaves viven en suelos rocosos arcillosos y bien drenados; ricos en nutrientes, especialmente nitrógeno, que parece ser el elemento mas limitante de la actividad metabólica de algunos agaves. Los niveles de elementos en el suelo afectan la distribución en 14 sus hábitats nativos. Estas plantas son relativamente sensibles a la salinidad, sobre todo en estado juvenil; pero no son muy sensibles a altas concentraciones de Ca ni a metales pesados como el Cu, y el Zn. El pH óptimo es entre 5 y 8, fuera de este rango son muy sensibles (Epstein, 1972). III.8 Floración de Agave tequilana La floración del agave se inicia con el cambio de la estructura foliar de la roseta, que se extiende para captar más luz y además pierde turgencia por las perdidas de humedad. El brote del quiote o eje floral es rodeado por hojas acintadas, que son mas largas que anchas, de color verde pálido. Al terminar el crecimiento del quiote prosigue el desarrollo de los brazos o pedúnculos, donde se diferencian los agrupamientos florales. Con la floración se consigue la reproducción sexual y la formación de bulbilos (Valenzuela, 1997). a) b) FIGURA 3. Floración de Agave tequilana. a) Eje floral o quiote, b) Agrupamientos florales. Agave tequilana Weber var. Azul florece de los seis a los doce años de edad, dependiendo del lugar donde se cultive y del manejo agronómico (Valenzuela, 1997). III.9 Fisiología y reproducción Una vez transcurrido el tiempo durante el cual la producción de salvia ha pasado de las hojas al tallo, se inicia la formación del tallo floral en la parte central de la planta. Esto se lleva acabo en la primera quincena del mes de febrero, el desarrollo del tallo floral tarda aproximadamente 55 días, al terminar este se forman las yemas florales en la segunda quincena de abril; posteriormente, la fructificación se efectúa los primeros quince días de mayo. Cuando se presentan lluvias tempranas se acelera todo este proceso. Por otra parte, el periodo de tiempo que tarda en realizarse la floración y la fructificación es similar para las especies presentes en el área: A. tequilana, A. subtilis, y A. longisepala (Granados, 1981). 15 La estructura de esta planta esta conformada por hojas, raíz y el eje floral (en el cual se desarrollan las flores). En agave la movilización de reservas metabólicas (azucares) almacenados en la base de la roseta o piña parece ser un proceso fisiológico irreversible. Una vez que el eje floral ha sido disparado y las reservas basales empiezan a ser hidrolizadas y translocadas, el esfuerzo reproductivo final y la resultante senescencia de la roseta no puede ser revertida (Howell y Roth 1981). Aunque en varios casos, daños severos en la inflorescencia puede prolongar la vida de la planta por algún tiempo (Nobel 1988). FIGURA 4. Reproducción de Agave (Arizaga, S., and E. Ezcurra 2002). Estas plantas pueden propagarse por dos mecanismos: a) reproducción sexual (por semillas) y b) reproducción asexual (multiplicación vegetativa). III.9.1 Reproducción sexual La reproducción sexual a través de semillas no es muy usual en el cultivo de Agave tequilana Weber var. Azul ya que, la inflorescencia es eliminada para evitar la disminución en el contenido de azúcares fermentables en el tallo. Por lo anterior, en cultivos comerciales es propagado de manera asexual (Valenzuela, 1997). Aun cuando exista alta producción de semillas en la reproducción sexual, debido a su gran depredación y también a que las condiciones de germinación no son siempre muy adecuadas, su reproducción es principalmente en forma asexual (Gentry, 1978). Debido al largo tiempo requerido y a los cuidados que necesita (secado, selección de semilla, riego, etcétera), la reproducción por semilla en este agave no se practica (Gonzatti, 1946). 16 a) Botones florales b) Frutos c) Cápsula de semillas FIGURA 5. Reproducción sexual de Agave por semillas. III.9.2 Reproducción asexual Hay tres mecanismos de reproducción asexual existentes en agave: III.9.2.1 Hijuelos de rizoma Son tallos subterráneos generados de la base de la roseta y emergen junto de la planta madre y son separados después de tres o cuatro años para su cultivo, es la forma mas común de propagación. En general cada agave puede llegar a producir de 10 a 25 hijuelos de rizoma durante su periodo de vida de 7 a 12 años (Nobel 1977, 1988; Gentry 1982; Barrientos et al. 1985). FIGURA 6. Reproducción asexual de Agave por hijuelos de rizoma. III.9.2.2 Brotes basales o hijuelos Son ramificaciones de los meristemos axilares mas bajos de la roseta, formando nuevas rosetas que emergen en la periferia de la planta madre y producen raíces adventicias las cuales permiten su crecimiento independiente (Gómez-Pompa 1963; Gentry 1982; Lock 1985). III.9.2.3 Plántulas pequeñas conocidas como bulbilos La mayoría desarrolladas de las yemas axilares en los lados de los pedicelos cuando las flores se caen, estas plántulas después de algún tiempo de su desarrollo se desprenden y caen al suelo para desarrollar raíces. Los bulbilos son pequeños brotes aereoladas formando pequeñas rosetas en el meristemo de la inflorescencia (Gentry 1982; Robert y García 1985; Lock 1985; Nobel 1988). 17 FIGURA 7. Agave tequilana Weber Var. Azul con bulbilos en el meristemo de la inflorescencia. a) Botones florales b) Tallos florales sin botones c) Bulbilos FIGURA 8. Reproducción asexual de Agave por bulbilos. Los bulbilos ocurren en estructuras florales, por lo que han sido confundidas con semillas vivíparas (Gómez-Pompa 1963; Bell 1991). En el contexto de esta frecuente confusión, Bell (1991) define la formación de bulbilos como vivíparos falsos. Algunas especies de agave son observadas en el campo con las inflorescencias cubiertas con bulbilos y con muy pocas o sin cápsulas con semillas. Por lo que también, las plantas que producen un alto número de cápsulas, generalmente tiene pocos o no tienen bulbilos. La formación de bulbilos no es exclusiva de la familia Agavaceae, también esta presente en otras familias, especialmente en otras monocotiledóneas que son taxonómicamente relacionadas con la Agavaceae (CUADRO 2). 18 CUADRO 2. Especies que forman bulbilos de diferentes familias de plantas. (Arizaga, S., and E. Ezcurra 1995). III.9.2.3.1 Propagación de bulbilos En huerto familiar. Sé efectúa en cuanto los bulbilos empiezan a desprenderse de la inflorescencia, se dejan secar de 2 a 3 días y se insertan en pequeños agujeros que pueden o no estar alineados, con distancia de 20 cm entre cada planta. En viveros. Generalmente los establecen personas con grandes extensiones de terreno disponibles para el cultivo de esta planta. Se recolectan los bulbilos crecidos para sembrarlos durante el periodo de mayo-junio, antes de la época de lluvias (Gómez Lavanatt, 1984). 19 FIGURA 9. Crecimiento de los bulbilos. CUADRO 3. Formas de propagación de diferentes especies del género Agave (Arizaga, S., and E. Ezcurra 2002). Como se muestra en el CUADRO 3, la producción de bulbilos en A. tequilana no se ha reportado, sin embargo, se tiene conocimiento de comunicación personal que de cada planta se obtiene un promedio de 3000 bulbilos, independientemente de que provengan de un vivero o un huerto familiar. III.10 Aprovechamiento y Utilidad de Agave La utilización del agave es una muestra de la capacidad del hombre para sobrevivir en un medio ambiente hostil y poco fértil, aprovechando al máximo sus recursos. Uno de los usos ampliamente aplicable ha sido la elaboración del tequila mediante Agave tequilana Weber variedad azul es la materia prima favorita por sus cualidades. La siguiente lista nos ofrece una visión más amplia de los usos del agave en México. 20 Categoría Alimento Parte de la planta usada Especies Tallos, base de hojas, Agave americana, A. angustiarum, A. pedúnculo floral, flores angustifolia, A. applanata, A. chiapensis, A. karwinskii, A. marmorata, A.potatorum, A. rhodacantha, A. salmiana, A. seemanniana. Furcraea longaeva. Yucca elephantipes, Y. periculosa. Bebidas Jugos de tallos y hojas Agave americana var. americana, A. americana fermentadas var. oaxacensis, A. mapisaga, A. salmiana var. (aguamiel y feroz, A. salmiana var. salmiana. pulque) Bebidas Jugos de tallos y base de Agave americana var. americana, A. americana destiladas hojas cocidos var. oaxacensis, A. angustifolia, A. convallis, A. (mezcal) karwinskii, A.marmorata, A.potatorum, A. rhodacantha, A. seemanniana. Medicina Hojas: cutículas, jugos Agave americana, A. angustiarum, A. marmorata, A. potatorum. Fibras Hojas Agave americana var. americana, A. americana var. oaxacensis, A. angustiarum, Agave angustifolia var.angustifolia, Agave angustifolia var. Rubescens, A. convallis, A.horrida. Furcraea longaeva. Construcción Pedúnculo floral, hojas Agave americana, A. angustifolia, A. atrovirens, A. marmorata, A. salmiana. Yucca periculosa Forraje Inflorescencias, hojas Ornato Agave americana, A. angustifolia, A. atrovirens, A. ghiesbreghtii, A. karwinskii, A. macroacantha, A. rhodacantha, A.salmiana, A. Scaposa, A. Stricta. Furcraea longaeva, F. macdougallii. Planta completa, Agave americana ‘Marginata’, A. applanata, inflorescencis dasyliriodes, A. guiengola, A. isthmensis, macroacantha, A. salmiana, A. stricta. Beschorneria albiflora. Furcraea longaeva, F. macdougallii. Polianthes tuberosa. Yucca elephantipes, Y. periculosa. Sustituto del Rizoma, restos de fibras Furcraea longaeva, F. macdougallii. jabón de hojas Manfreda hauniensis. Ceremonial Inflorescencias Polinthes tuberosa. Cercas vivas Planta completa Agave americana, A. angustiarum, angustifolia, A. ghiesbreghtii, A. karwinskii, macroacantha, A. rhodacantha, A.salmiana, Stricta. Furcraea macdougallii. Combustible Planta completa seca A. A. A. A. A. Agave americana, A. angustifolia, A. karwinskii, A. salmiana, A. stricta 21 CUADRO 4. Agaváceas: principales usos, órganos de la planta empleados y especies importantes para la obtención de benefactores para el hombre (García-Mendoza, 2004). El hombre ha considerado a las plantas de la familia Agavácea, desde hace por lo menos 9000 años, para satisfacer y complementar una serie de necesidades básicas: alimento, bebidas (pulque, aguamiel, mezcal, tequila), forraje, fibras, medicamentos tradicionales y construcción entre otros (Gentry, 1982). En la actualidad Agave tequilana Weber var. Azul es una de las plantas de mayor importancia económica a nivel industrial en México, debido a que esta especie es la única materia prima permitida para la producción de tequila 100% de Agave, los trabajadores que dependen del cultivo son más de 36 mil familias en el campo, mas de 5 000 obreros, 3 000 empleados y 1 000 técnicos (empleos directos), y un sinnúmero de empleos indirectos (Control Regulador del Tequila 2006). Esto nos demuestra cuan importante es estudiar esta planta. Los estudios existentes en el género Agave han sido enfocados principalmente a la composición bioquímica y la producción de azucares, por lo que ha sido muy poco estudiado a nivel genómico, y en cuanto a sus formas de reproducción, los reportes existentes son sólo de estudios morfológicos y fisiológicos, siendo de gran importancia el inicio de análisis a nivel genómico, que permitan conocer y establecer la función de los genes involucrados en las diferentes etapas de desarrollo, para posteriormente poder manipularlos. Para esto es necesario tener conocimiento de los mecanismos moleculares involucrados en la expresión génica. III.11 TECNICAS MOLECULARES III.11.1 Transcripción La síntesis de RNA se produce por la incorporación de los ribonucleótidos que cataliza la RNA polimerasa dependiente de DNA. La cadena (+), que no es molde, tiene la misma secuencia de bases que el RNA producto de la transcripción (excepto por la sustitución de U por T), por lo que también se denomina cadena codificadora. La polimerización tiene lugar desde el extremo 5’ al extremo 3’ del gen debido a que la cadena molde de DNA, también llamada cadena (-), y la molécula de RNA recién sintetizadas son antiparalelas. Como se ha señalado, la transcripción genera varios tipos de RNA, de los cuales los rRNA, tRNA y mRNA participan directamente en la síntesis de proteínas. 22 DNA (+) 5’___TTTGGACAACGTCCAGCGATC ___ 3’ cadena no molde 3’___AAACCTGTTGCAGGTCGCTAG ___ 5’ cadena molde (-) RNA 5’___UUUGGACAACGUCCAGCGAUC ___ 3’ Es el RNA más abundante en la célula, y puede purificarse fácilmente. Una célula típica contiene 10 veces más RNA que DNA. El azúcar presente en el RNA es la ribosa. Esto indica que en la posición 2' del anillo del azúcar hay un grupo hidroxilo (OH) libre. Por este motivo, el RNA es químicamente inestable, de forma que en una disolución acuosa se hidroliza fácilmente. En el RNA la base que se aparea con la A es U, a diferencia del DNA, en el cual la A se aparea con T. En la mayor parte de los casos es un polímero monocatenario, pero en ciertos casos puede presentar zonas en su secuencia con apareamientos intracatenarios (Lodish, 2003). III.11.1.1 Transcripción en eucariotas La transcripción en eucariota esta regulada por un elevado numero de factores de transcripción que deben ensamblarse de forma precisa antes de que pueda empezar la transcripción. Sin embargo, el proceso eucariota posee las características singulares siguientes: II.11.1.1.1 Actividad de RNA polimerasa. Las eucariotas poseen tres RNA polimerasas nucleares, cada una de las cuales se diferencia en la clase de RNA que sintetiza, la estructura de subunidades y las cantidades relativas. La RNA polimerasa I, que se encuentra dentro del nucléolo, transcribe los rRNA grandes. Los precursores de los mRNA y de la mayoría de los snRNA se transcriben por la RNA polimerasa II, y la RNApolimerasa III es responsable de la transcripción de los precursores de los tRNA y del rRNA 55S. Las enzimas eucariotas no pueden iniciar por si mismas la transcripción de forma diferente a la RNA polimerasa procariota. Antes de que pueda empezar la transcripción, deben unirse al promotor varios factores de transcripción (Lodish, 2003). 23 FIGURA 10. Inicio de la transcripción en las eucariotas (Lodish 2003). III.11.1.1.2 Promotores. Antes que la RNA polimerasa pueda comenzar a transcribir un gen, los factores de transcripción deben ensamblarse en un complejo. El proceso comienza cuando el TFIID se une a la secuencia TATA. El TFIID, que consta de TBP (una proteína de unión a TATA) y varias proteínas asociadas, se une al DNA duplex en la secuencia TATA y lo desenrolla. A continuación se une el TFIIB y, posteriormente, el TFIIE, el TFIIH y el TFIIJ. El TFIIF se une directamente a la RNA polimerasa II. Debido a que las reacciones de fosforilación que cataliza el TFIIH, la RNA polimerasa II se activa y comienza la transcripción (Lodish, 2003). III.11.1.1.3 Procesamiento. En el procesamiento posterior a la transcripción, los transcritos pre-mRNA o hnRNA se asocian con alrededor de 20 clases de proteínas nucleares en partículas ribonucleoprotéicas (hnRNP). Inmediatamente tras comenzar la transcripción de los transcritos primarios, se produce una modificación del extremo 5´ que se denomina formación de la caperuza. La estructura de la caperuza que consta de 7-metilguanosina ligada al mRNA mediante un enlace trifosfato, protege al extremo 5´ de las exonucleasas e impulsa la traducción por los ribosomas. Por razones desconocidas, la RNA polimerasa II transcribe bastante mas allá del pasado el extremo funcional del transcrito primario. Tras finalizar la transcripción, el transcrito se fracciona en un lugar específico cerca de la secuencia AAUAAA. Inmediatamente después, se añaden entre 100 y 250 residuos de adenilato por la poli A polimerasa al extremo 3´. Esta cola de poli A se cree que desempeña varias funciones, 24 entre las que se encuentran el amortiguamiento de la perdida de secuencias criticas del extremo 3´ del mRNA mediante la acción de 3´,5´-exonucleasas y promoviendo la exportación de los mRNA al citoplasma y su traducción por los ribosomas. Las reacciones de procesamiento drásticas y complejas son las que eliminan los intrones. Durante este proceso, denominado corte y empalme, cada intrón se corta en una configuración poco habitual que se llama lazo. El corte y empalme tiene lugar en el espliceosoma, una estructura con varios componentes (40-60 S) que contiene varios snRNA, así como varias proteínas (Lodish, 2003). Recientemente, las técnicas para huellas genéticas de RNA han sido desarrolladas permitiendo la detección de fragmentos de DNA derivados desde RNA, usando síntesis de cDNA y una amplificación subsecuente por PCR (Mc Clelland et al., 1995). Estas técnicas han sido ampliamente usadas para clonar genes expresados diferencialmente como son: cDNA-AFLP, Despliegue Diferencial, Hibridación sustractiva, fingerprinting de ARN con PCR usando iniciadores arbitrarios (RAP-PCR), Análisis de Diferencias Representativas y Análisis Seriales de la Expresión Diferencial (SAGE). En la actualidad, una técnica que ha acelerado enormemente el análisis de cDNA es la técnica de Hibridación de Microarreglos (microarrays). A continuación se describen tres de estas técnicas más usuales: III.11.2 cDNA-AFLP (Amplificación de Fragmentos de Longitud Polimórfica usando DNA complementario). Esta técnica de cDNA-AFLP usa un protocolo de AFLP genómico estándar sobre un templado de cDNA para obtener un análisis diferencial abierto (Bachem C. B et al, 1996). Es una tecnología confiable y altamente aplicable para identificar genes regulados en el desarrollo, finalmente con esta técnica se muestra una verificación rápida y simple en la identificación de bandas obtenidas. Este método consiste en: - El aislamiento de RNA total eucariótico, que puede ser de plantas y animales. - La purificación y aislamiento de mRNA a partir de RNA total. - Síntesis cDNA. Una vez aislado, el mRNA es convertido en DNA monocatenario mediante la enzima transcriptasa reversa y luego se sintetiza una cadena estable de DNA de doble cadena mediante la enzima DNA polimerasa. Este DNA es llamado DNA complementario (cDNA) porque la primera de las hebras es complementaria al mRNA del cual fue producido. Se produce cDNA porque es un compuesto mucho más estable que el mRNA y porque al ser 25 obtenido a partir de un mRNA (en el cual no hay regiones no codificantes) representa únicamente la secuencia de DNA expresada. Después de la preparación de doble cadena del templado cDNA, hay cinco pasos básicos: 1. Digestión Restricción del templado cDNA con enzimas Taql y Msel para generar fragmentos dentro de un rango de tamaños variables. 2. Ligación de Adaptadores donde los adaptadores conocidos son ligados en los extremos de los fragmentos de cDNA producidos durante digestión restricción. 3. Pre-Amplificación con primers complementarios a las secuencias de los adaptadores para amplificar los fragmentos de cDNA. 4. Amplificación Selectiva el uso de primers conteniendo 2 nucleótidos extras para el extremo 3’ de los primers de preamplificación, permite la amplificación de sólo un grupo de fragmentos de restricción. 5. Electroforesis Los fragmentos amplificados son posteriormente separados en un gel de poliacrilamida desnaturalizante y visualizados. FIGURA 11: Protocolo cDNA-AFLP Las ventajas del uso de la tecnología de cDNA-AFLP son: a) No se requiere información previa de secuencia del genoma; 26 b) Se puede estudiar una fracción muy grande de todos los genes expresados. c) Es una técnica muy sensible que permite la detección de transcritos de baja abundancia. d) Permite la identificación de genes novedosos y proporciona perfiles de expresión cuantitativa (Pessino, 2006). III.11.3 Técnica de Hibridación de Microarreglos (microarrays) Los microarreglos de ADN son una herramienta que permite realizar análisis genéticos diversos basados en la miniaturización de procesos biológicos. El funcionamiento de los microarreglos de expresión se basa en la capacidad de las moléculas complementarias de ADN de hibridar entre sí. Pequeñas cantidades de ADN, correspondientes a diversos genes cuya expresión se desea medir, son depositadas en una base de cristal. Para ello se utilizan robots de precisión que usan unas agujas especiales para obtener las moléculas de sus recipientes y depositarlas en las coordenadas adecuadas denominadas dianas. En un microarreglo típico, una superficie de 2 x 2 cm puede contener más de 10.000 dianas en forma de pequeños puntos separados adecuadamente. De las células que queramos medir su expresión obtendremos una muestra de ARN que se convertirá en ADN complementario (ADNc) y se marcará con una molécula fluorescente. A esta muestra marcada la denominaremos sonda y se enfrentará a las dianas del microarreglo. Cada molécula de ADNc marcada de la sonda se moverá por difusión hacia la diana que contenga su molécula complementaria para hibridarse con ella y quedar fijada allí. Después de un tiempo para que la mayoría de las cadenas complementarias hibriden, el microarreglo y se lava y se procede a hacer una medición relativa de la cantidad de ADN de la sonda que ha quedado fijada en cada diana. El objetivo de un experimento de microarreglos es medir la cantidad de copias de cada gen en un tejido en estudio y compararla con la de un tejido control (Moreno V. et al 2004). III.11.4 Técnica de despliegue diferencial La técnica de despliegue diferencial de mensajeros desarrollada por Pardee y Liang en 1992 la cual es una poderosa herramienta que permite identificar RNA que son expresados en una población específica pero ausente en otra con las mismas características pero con la presencia de un factor alterador. El protocolo consiste de 2 pasos generales, la síntesis de cDNA y una reacción en cadena de la polimerasa (PCR) diferencial usando un primer poly-dT (3’) y oligonucleotidos arbitrarios para el primer (5’). En ellos, el diseño de los iniciadores “primers” es crítico para el éxito y reproducibilidad de los resultados. Los fragmentos 27 amplificados son posteriormente separados en un gel de poliacrilamida desnaturalizante y visualizados autoradiográficamente. Esta técnica presenta varios inconvenientes experimentales: el elevado número de análisis necesarios para estudiar los cambios totales en la expresión de genes de una muestra y la cantidad elevada de falsos positivos. En plantas esta técnica tiende a dar una preponderancia de secuencias no traducidas 3’ en los resultados de los fragmentos DNA, los cuales hacen difícil poder identificar homologáis en la comparación con bases de datos (P. Liang and AB Pardee, 1997). 28 IV. JUSTIFICACIÓN El Agave tequilana Weber var. Azul es una de las plantas de mayor importancia económica a nivel industrial en México. Según la Norma Oficial Mexicana (NOM-006-SCFI-2005), esta especie es la única materia prima permitida para la producción de tequila 100% de Agave, debido a su alta concentración de azúcares, bajo contenido en fibras, etc., siendo una de las mas codiciadas no sólo en México, sino en el mundo. Agave tequilana var. Azul puede propagarse por dos mecanismos: a) reproducción sexual (por semillas) y b) reproducción asexual (hijuelos de rizoma, bulbilos). La propagación por hijuelos de rizoma ha sido la más utilizada a nivel industrial, y ha sido la mas investigada dejando a un lado las otras dos formas de propagación. La propagación por semillas es poco eficiente debido al bajo porcentaje de germinación y en cuanto a la reproducción por bulbilos aún hay muy poca información. En el presente trabajo se ha logrado generar información básica de reproducción asexual por bulbilos en Agave tequilana, realizándose un análisis diferencial de la expresión de genes involucrados en las diferentes etapas de su crecimiento, usando la técnica de cDNAAFLP (Amplificación de Fragmentos de Longitud Polimórfica usando DNA complementario); este es un método de huella genética de RNA, basado en AFLP, el cual permite la caracterización detallada de la expresión de genes en un amplio rango de procesos biológicos. Es una tecnología confiable y altamente aplicable para identificar genes regulados en el desarrollo, finalmente con esta técnica se muestra una verificación rápida y simple en la identificación de bandas obtenidas. Al secuenciar transcritos expresados diferencialmente se puede identificar su presencia en las bases de datos para determinar su función y así entender mejor las vías de reproducción de esta planta. Conocer los genes involucrados en los diferentes procesos de desarrollo de Agave tequilana, nos permitirá en un futuro manipularlos, para generar plantas más resistentes a patógenos (hongos, bacterias y virus), logrando obtener una mejor propagación de plántulas así como una mayor calidad en éstas, brindando beneficios a los productores de tequila. 29 V. OBJETIVOS V.1 OBJETIVO GENERAL: Realizar un análisis de la expresión diferencial de genes durante la formación de bulbilos en Agave tequilana, utilizando la técnica de cDNA-AFLP. V.2 OBJETIVOS ESPECIFICOS: Llevar a cabo la inducción de bulbilos en plantas de Agave tequilana. Colectar muestras de tallos florales desde la inducción hasta la formación de los bulbilos. Extraer RNA total y RNA mensajero de los tejidos de las diferentes etapas colectadas. Llevar a cabo la síntesis de cDNA a partir del RNA mensajero. Realizar el análisis de expresión de genes en las diferentes etapas usando la técnica de cDNA- AFLP. Determinar las diferencias en expresión de los genes en todas etapas colectadas de la formación de bulbilos. 30 VI. ESTRATEGIA METODOLÓGICA VI.1 Preparación del templado de cDNA - Aislamiento de RNA total. Invitrogen life technologies. TRIZOL Reagent. (Chomezynsqui y Sacchi 1987) Es usado para el aislamiento de RNA total de células y tejidos. El reactivo es una solución monofásica de fenol e isotiocianato guanidina. Durante la homogeneización o rompimiento de la muestra, el “TRIZOL Reagent” mantiene la integridad del RNA, mientras se destruyen las células y los componentes celulares se disuelven. La adición de cloroformo seguida por centrifugación, permite la separación entre la fase acuosa y la fase orgánica. El RNA se mantiene exclusivamente en la fase acuosa. Después de transferir la fase acuosa a un tubo nuevo, el RNA es obtenido por precipitación con alcohol isopropílico. - Aislamiento de mRNA. DYNAL BIOTECH. Dynabeads Oligo (dT)25. Es diseñado para la purificación y aislamiento rápido de mRNA, de RNA total eucariótico de plantas, células y extracto de tejido animal. Los dynabeads son partículas uniformes, superparamagneticas, partículas poliméricas monodispersas. El uso de Dynabeads Oligo (dT)25 depende de la unión de las colas de poliA de la mayoría de los mRNA con las secuencias de oligo dT unidas a la superficie de las Dynabeads. Dos μg de poliA o mRNA puede ser aislado por 200 μL de Dynabeads Oligo (dT)25, dependiendo del tipo tejido o células y del nivel de expresión del mRNA. FIGURA 12. Extracción de mRNA poli A+ por la técnica Dynabeads Oligo (dT) 25 31 - Síntesis cDNA. SuperScript II reverse transcriptasa. Una vez aislado, el mRNA es convertido de manera eficiente en DNA de una hebra mediante la enzima transcriptasa reversa y luego se sintetiza una cadena estable de DNA de doble cadena mediante la enzima DNA polimerasa. Este DNA es llamado DNA complementario (cDNA) porque la primera de las hebras es complementaria al mRNA del cual fue producido. Se produce cDNA porque es un compuesto mucho más estable que el mRNA y porque al ser obtenido a partir de un mRNA (en el cual no hay regiones no codificantes) representa únicamente la secuencia de DNA expresada. VI.2 cDNA-AFLP (Amplificación de Fragmentos de Longitud Polimórfica usando DNA complementario). Después de la preparación de doble cadena del templado cDNA, hay cinco pasos básicos: 1. Digestión Restricción del templado cDNA con dos enzimas de restricción TaqI (T/CGA) y MseI (T/TAA), ambos de corte frecuente, para generar fragmentos dentro de un rango de tamaños específicos. Los fragmentos obtenidos presentan las características siguientes: CGNNNNNNNNNNNNN NNNNNNNNNNNNNAT 2. Ligación de Adaptadores donde los adaptadores conocidos son ligados en los extremos de los fragmentos de cDNA producidos durante digestión restricción, presentando las siguientes características: 5’GACGATGAGTCCTGACCGNNNNNNNNNNNNTACTCAGGACTCAT3’ 3’TACTCAGGACTGGCNNNNNNNNNNNNATGAGTCCTGAGTAGCAG5’ 3. Pre-Amplificación se lleva a cabo mediante un PCR (Reacción en cadena de la polimerasa), es una técnica que permite amplificar secuencias específicas de DNA complementario (cDNA), el procedimiento consiste en realizar ciclos repetitivos de desnaturalización de cDNA. Los componentes requeridos para un PCR son: cDNA; iniciadores (oligonucleótidos) específicos que flanquean el gen o segmento que actúa como molde para la amplificación, los primers complementarios pueden ser TaqI+0 y MseI+0, en el presente trabajo se usaron TaqI+0 y MseI+A, MseI+C; mezcla de desoxinucleótidos (dNTPs); solución amortiguadora de reacción y DNA polimerasa (Arredondo, 1991). Cada uno de los ciclos de reacción consta de tres pasos: 32 Desnaturalización (94°C, 30 segundos), en el cual se separan las dos cadenas complementarias del cDNA. 5’GACGATGAGTCCTGACCGNNNNNNNNNNNNTACTCAGGACTCAT3’ 3’TACTCAGGACTGGCNNNNNNNNNNNNATGAGTCCTGAGTAGCAG5’ Alineamiento (56°C, 1 min.) una vez que el cDNA está desnaturalizado se disminuye la temperatura para que se realice el apareamiento específico entre los oligonucleótidos y las cadenas simples del fragmento de ADN que se va a amplificar. MseI+A MseI+C AAATGAGTCCTGAGTAGCAG5’ 5’GACGATGAGTCCTGACCGNNNNNNNNNNNNTACTCAGGACTCAT3’ 3’TACTCAGGACTGGCNNNNNNNNNNNNATGAGTCCTGAGTAGCAG5’ 5’GACGATGAGTCCTGACCGA 3’TACTCAGGACTGGCNNNNNNNNNNNNATGAGTCCTGAGTAGCAG5 5’GACGATGAGTCCTGACCGA TaqI+0 CAATGAGTCCTGAGTAGCAG5’ 5’GACGATGAGTCCTGACCGNNNNNNNNNNNNTACTCAGGACTCAT3’ TaqI+0 Extensión (72°C, 1min.), en el que la ADN polimerasa extiende la longitud de los oligonucleótidos apareados al ADN molde, al ir polimerizando los desoxinucleótidos libres, como resultado se obtienen dos dobles hélices idénticas a partir de una doble hélice presente al inicio de la reacción (Barrera A. H, 1993). MseI+A CTGCTACTCAGGACTGNNNNNNNNNNNN AAATGAGTCCTGAGTAGCAG5’ 5’GACGATGAGTCCTGACCGNNNNNNNNNNNNTACTCAGGACTCAT3’ 3’TACTCAGGACTGGCNNNNNNNNNNNNATGAGTCCTGAGTAGCAG5’ 5’GACGATGAGTCCTGACCGA NNNNNNNNNNNNACTCAGGACTCATCGTC TaqI+0 MseI+C CTGCTACTCAGGACTGNNNNNNNNNNNN CAATGAGTCCTGAGTAGCAG5’ 5’GACGATGAGTCCTGACCGNNNNNNNNNNNNTACTCAGGACTCAT3’ 3’TACTCAGGACTGGCNNNNNNNNNNNNATGAGTCCTGAGTAGCAG5 5’GACGATGAGTCCTGACCGANNNNNNNNNNNNACTCAGGACTCATCGTC TaqI+0 Estas preamplificaciones permiten determinar fragmentos en condiciones mas especificas, debido a que solo amplifica fragmentos con nucleótidos A y C, hacia dentro del marco de lectura. Amplificación Selectiva consta de un PCR, en este se usaron primers con dos nucleótidos selectivos para el extremo 3’ de los primers preamplificación, permitiendo la amplificación de sólo un grupo de fragmentos. Desnaturalización (94°C por 30 segundos). 23 ciclos MseI+A CTGCTACTCAGGACTGNNNNNNNNNNNN AAATGAGTCCTGAGTAGCAG5’ 5’GACGATGAGTCCTGACCGNNNNNNNNNNNNTACTCAGGACTCAT3’ TaqI+0 MseI+C CTGCTACTCAGGACTGNNNNNNNNNNNN CAATGAGTCCTGAGTAGCAG5’ 5’GACGATGAGTCCTGACCGNNNNNNNNNNNNTACTCAGGACTCAT3’ TaqI+0 33 Alineamiento (65°C a30 segundos) 12 ciclos (56°C a 30 segundos) 23 ciclos TaqI+0NN TaqI+0NN 5’GATGAGTCCTGACCGANN 5’GATGAGTCCTGACCGANN CTGCTACTCAGGACTGNNNNNNNNNNNNAAATGAGTCCTGAGTAGCAG5’ 5’GACGATGAGTCCTGACCGNNNNNNNNNNNNTACTCAGGACTCAT3’ CTGCTACTCAGGACTGNNNNNNNNNNNN CAATGAGTCCTGAGTAGCAG5’ 5’GACGATGAGTCCTGACCGNNNNNNNNNNNNTACTCAGGACTCAT3’ NAAATGAGTCCTGAGTAG5’ NCAATGAGTCCTGAGTAG5’ MseI+AN Extensión (72°C MseI+CN a1 minuto) 23 ciclos TaqI+0NN TaqI+0NN 5’GATGAGTCCTGACCGANNNNNNNNNTTTACTCAGGACTCATCGTC CTGCTACTCAGGACTGNNNNNNNNNNNNAAATGAGTCCTGAGTAGCAG5’ 5’GACGATGAGTCCTGACCGNNNNNNNNNNNNTACTCAGGACTCAT3’ CTGCTACTCAGGACTGNNNNNNNNNNNNAAATGAGTCCTGAGTAG5’ MseI+AN 5’GATGAGTCCTGACCGANNNNNNNNNGTTACTCAGGACTCATCGTC CTGCTACTCAGGACTGNNNNNNNNNNNNCAATGAGTCCTGAGTAGCAG5’ 5’GACGATGAGTCCTGACCGNNNNNNNNNNNNTACTCAGGACTCAT3’ CTG CTACTCAGGACTGNNNNNNNNNNNNNCAATGAGTCCTGAGTAG5’ MseI+CN 5. Electroforesis los fragmentos amplificados son posteriormente separados en un gel de poliacrilamida desnaturalizante y visualizados. 34 VII. MATERIALES Y MÉTODOS VII.1 MATERIALES VII.1.1 MATERIAL VEGETAL Se muestrearon plantas en un campo de Agave tequilana Weber var. Azul situado en la ciudad de Irapuato, Guanajuato en el período de Marzo a Julio del 2006. Se seleccionaron estas plantas, ya que estaban en la etapa de floración, en la cual se impidió la producción de semillas para que se indujera la producción de bulbilos y se tomaron muestras de tallos florales porque es donde se da la producción de bulbilos, desde el día del corte de los botones hasta el día en que emergieron los brotes de estos. Las muestras fueron en seis diferentes etapas T0, T1, T2, T3, T4, T5, correspondientes a los 0, 14, 28, 30, 32 y 35 días respectivamente como se observa en el CUADRO 4. Etapas colectadas de la inducción de bulbilos: Los tallos florales inducidos T0: 0 días (sin botones florales) están iguales que los que tienen flores. Los tallos florales inducidos T1: 14 días están iguales que el día del corte de los botones, sin cambio, pero en la superficie donde se cortó el botón hay una cutícula seca. Hay un ligero hinchamiento T2: 28 días debajo de los bractéolos. Hay hinchamiento marcado debajo de los bractéolas. T3: 30 días 35 Empiezan a salir los brotes vegetativos. T4: 32 días T5: 35 días Los brotes ya se ven a simple vista, su tamaño es de 1-2 mm. CUADRO 5. “Muestras colectadas durante la formación de bulbilos en Agave tequilana”. VII.1.2 MATERIALES Morteros estériles y pistilos (esterilizar a 200°C, 18 hr. y enfriar a – 20 °C). Espátulas pequeñas (esterilizar a 200°C, 18 hr. y enfriar a – 20 °C). Tubos eppendorf Tubos para PCR Gradillas Recipientes térmicos para hielo Termos para nitrógeno líquido Micropipetas (2 μL, 10 μL, 20 μL, 200 μL, 1000 μL) Balanza granataria Termobloc (LAB LINE MULTI BLOK HEATER) Magneto de Dynabeads Vortex (EQUIPAR, SYBRON, Thermolyne) Microcentrifuga (Kendro Laboratory Products, Biofuge, pico, Heraeus) Cámaras de Electroforesis (Hoefer HE 33, Mini Horizontal Submarine Unit) Fuente de Voltaje para Electroforesis (HOEFER SCIENTIFIC INSTRUMENTS SAN FRANCISCO) Fotodocumentador Termociclador (Applied Biosystems, GeneAmp PCR System 2700) 36 VII.2 MÉTODOS Se congelaron las muestras en nitrógeno líquido y se guardaron a -70 °C hasta su molienda y posteriores análisis. VII.2.1 Molienda de Muestras Se molió 10 g de tejido en un mortero, con N2 líquido para cada etapa T0, T1, T2, T3, T4, T5 correspondientes a los 0, 14, 28, 30, 32 y 35 días respectivamente. El tejido se molió perfectamente agregando perlas de vidrio como abrasivo. Para la Extracción de RNA total: - Se pesó 100 mg de tejido molido en un tubo eppendorf sin dejar que se descongelara (poniendo N2 liquido), - Se guardó la muestra molida a -70 °C hasta la extracción. La molienda de cada muestra duró aproximadamente 1 hora. Se requieren mínimo 50 μg de RNA total, para obtener mínimo 500 ng de mRNA final. Aproximadamente 1% de RNA total es poli A+ (mRNA). VII.2.1.1 Precauciones en la extracción de RNA En la manipulación de RNA el principal problema es la degradación por RNasas, por lo que se debe usar un inhibidor de estas en la preparación de todas las soluciones que entren en contacto con el RNA, generalmente DEPC (dietil pirocarbonato). Cuando se trabaja con TRIZOL Reagent es importante estar muy protegidos: 1) Uso de bata. 2) Uso de guantes nuevos. Es necesario su uso debido a que las manos son una fuente potencial de contaminación por RNasas. 3) Uso de gogles o lentes de seguridad reservados para extracción de RNA, que son requeridos en la manipulación de buffers, los cuales generalmente contienen mezclas de solventes orgánicos fenol y cloroformo (tóxicos). 4) Evitar el contacto con la ropa, con otros químicos y vapor. 5) Desinfectar el área de trabajo ya sea con etanol 70% o fenol. 6) Usar siempre las mismas pipetas o pipetas especiales, para extracción de RNA (tratadas con DEPC), para evitar contaminación por RNasas). 7) Usar material de plástico nuevo, certificado y estéril. 8) Esterilizar en horno a 200 °C toda la noche el material de vidrio y porcelana. 37 9) Todas las soluciones deben ser preparadas con agua desionizada tratada con DEPC y esterilizadas en autoclave. VII.2.1.2 Determinación de la concentración de RNA y DNA, mediante el Espectrofotómetro. La concentración y pureza de muestras de RNA y DNA son determinadas mediante la habilidad que tienen los ácidos nucleicos para absorber luz ultravioleta a 260 nm, medida en una celda (de cuarzo) de 1cm2 de sección. Las mediciones de absorbancia permite el cálculo directo de la concentración de muestras de ácidos nucleicos. En el espectrofotómetro se hace pasar un haz de luz de una longitud de onda (λ) a 260nm a través de una celda en la cual se puso: 1. Blanco: H2O o Buffer TE (10mM Tris, 1mM EDTA, pH 7.5). 2. Muestras: H2O o Buffer TE + RNA. La absorbancia medida (también llamada densidad óptica) esta en relación con la concentración y se calculó con la siguiente fórmula: [RNA] (µg/mL) = Absorbancia 260nm x dilución X 40 Factor de dilución =1000 (1µL RNA en 1mL H2O o Buffer TE) Coeficiente de extinción de RNA = 40 Para el DNA el coeficiente de extinción es de 50. VII.2.1.3 Determinación de la concentración de RNA y DNA, mediante el Nanodrop. Este equipo permite realizar medidas de espectrofotometría en un amplio rango de longitudes de onda sin necesidad de utilizar celdas. Tan sólo requiere un volumen de muestra de 1-2 µL (según el tipo de muestra) y además el software asociado al equipo incorpora una serie de aplicaciones específicas para el tipo de medición que se desee realizar (ácidos nucleicos a 260nm, proteínas a 280 nm, cuantificación de marcajes fluorescentes, etc.). De pequeño tamaño y fácil manejo, permite medir un gran número de muestras en poco tiempo. La información es transmitida al ordenador a través de un cable de fibra óptica y los resultados se obtienen en formatos totalmente compatibles con los soportes informáticos convencionales para su almacenamiento y manipulación. 38 VII.2.2 Preparación del templado de cDNA VII.2.2.1 Extracción de RNA total (miniprep), para las étapas (T0, T1, T2, T3, T4, T5) de desarrollo de bulbilos. Se utilizó el método de TRIZOL Reagent. Invitrogen life technologies. (Chomezynsqui y Sacchi 1987). - Se pesó 0.1g de tejido molido - Se adicionó 1mL de Trizol y se agitó en Vortex - Se incubó 5 minutos a temperatura ambiente - Se adicionó 200 μL de cloroformo 4°C - Se agitó por inversión - Se incubó 3 min. a temperatura ambiente - Se centrifugó a 12000 rpm 15min. a 4°C - Se transfirió el sobrenadante a un tubo nuevo - Se precipitó con 500 μL de isopropanol - Se incubó 10 min. a temperatura ambiente - Se centrifugó 10 min. a 12000 rpm a 4°C - Se decantó - Se lavó dos veces con etanol 70 % (1 mL de etanol, se agitó en vortex y se centrifugó 2 min. con 5000 rpm a temperatura ambiente. - Se resuspendió en agua DEPC 30 μL. Determinación de la calidad del RNA total mediante gel de electroforesis. - Se preparó un gel de agarosa 1.2% + EtBr - Se preparó TAE 1X con DEPC - Se cargó el marcador en el primer pozo y se cargo una muestra de RNA total de las 6 etapas en cada pozo. - Se corrió el gel por electroforesis a 70 Volts aprox. 30 min. Para determinar la concentración de RNA total de las 6 etapas, se uso el espectrofotómetro y el Nanodrop. 39 VII.2.2.2 Extracción de RNA mensajero (poli A). Se utilizó el método Dynabeads Oligo (dT) 25. DYNAL BIOTECH. - Se usó 150 μg de RNA total. Concentraciones obtenidas de RNA total y volumen necesario para la extracción de mRNA. Etapas T0 T1 T2 T3 T4 T5 Concentración de RNA total Volumen para la Extracción de mRNA 650 ng/μL 230.76 μL 880 ng/μL 170.45 μL 820 ng/μL 182.92 μL 476 ng/μL 315.12 μL 704 ng/μL 213.06 μL 684 ng/ μL 219.29 μL l - Se adicionó un volumen igual de Binding Buffer. - Se calentó en el Termoblock a 65 °C. - Se tomó 150 μL de dynabeads bien resuspendidas y pusieron en un tubo de Eppendorf, se puso en el imán y se quitó el buffer sobrenadante. - Se lavó una vez con Binding Buffer y se quitó el buffer sobrenadante. - Se centrifugó brevemente RNA + Binding Buffer. - Se adicionó a las partículas el RNA + Binding Buffer y se mezcló rotando el tubo. - Se puso en el imán 10 min. y se quitó el sobrenadante - Se diluyó el buffer de la RT (FS 5X) a 1X - Se lavó con buffer de lavado A, resuspendiendo en Vortex lentamente, - Se puso en el imán y se quitó el sobrenadante. - Se lavó con buffer de lavado B, resuspendiendo en Vortex lentamente, - Se puso en el imán y se quitó sobrenadante. - Se lavó con Buffer de la RT y se quitó sobrenadante - Se puso 7 μL de H2O DEPC a las partículas - Se puso a 65 °C, 5 min. en el Termoblock. - Se puso en el imán, se quitó sobrenadante (mRNA) y se puso en un tubo nuevo. - Se pusieron otros 7 μL de H2O DEPC a las partículas - Se puso a 65 °C, 5 min. en el Termoblock. - Se puso en el imán, se quitó sobrenadante (mRNA) y se puso en el tubo. - Determinación de la calidad del mRNA mediante gel de electroforesis. - Se midió la concentración de mRNA de las 6 etapas, en el Nanodrop. 40 VII.2.2.3 Síntesis de 1ra cadena. Se utilizó el método de SuperScript II reverse transcriptase. Se uso 500 ng de mRNA Adicionar los siguientes componentes a un tubo para PCR. mRNA 3.9 μL H2O Kit 7.1 μL 11.0 μL Oligo dT 1.0 μL dNTPs 1.0 μL 13.0 μL Centrifugar brevemente Termociclador: 65°C, 5 min. 45°C, 90 min. 4°C, ∞ Preparar Mezcla. Buffer FS 4.0 μL DTT 2.0 μL 6.0 μL - Se centrifugó brevemente. - Se adicionó al tubo la mezcla preparada. - Se adicionó 1.0 μL de enzima SSIIRT - Se dejó a 45 °C el tiempo restante del programa. - Determinación de la calidad de 1ra cadena de cDNA mediante el gel de electroforesis. VII.2.2.4 Síntesis de 2da cadena Al tubo con la reacción de 1ra cadena, adicionar lo siguiente: 18.5 μL de reacción de 1ra cadena H2O DEPC Kit 92.0 μL Buffer SS 30.0 μL dNTPs 3.0 μL E. coli, Ligasa (10u/µL) 1.0 μL E. coli. DNA polimerasa 1 (10u/µL) 4.0 μL RNA asa H (2u/µL) 1.0 μL 150.0 μL 41 - Se pipeteó para mezclar, - Termociclador: 16°C, 2:30 hrs. - Se adicionó T4 DNA polimerasa 2 μL - 16°C 30 min. 4°C - Se adicionó 10 μL de EDTA 0.5M para detener la reacción - Determinación de la calidad de 2da cadena de DNA mediante el gel de electroforesis. - Se midió la concentración de 2ª cadena DNA de las 6 etapas, en el Nanodrop. VII.2.2.5 Extracción Fenol-Cloroformo - A la reacción de 2ª cadena agregar 160 μL de fenol: cloroformo, isoamílico. - Agitar en Vortex - Centrifugar 5 min. a 14000 rpm - Transferir la fase acuosa a un tubo nuevo y desechar el fenol - Al sobrenadante agregar: 1 μL de glicógeno 80 μL de acetato de amonio 600 μL de etanol 100% - Poner a –80 °C. - Centrifugar 25 min. a 14000 rpm - Quitar sobrenadante - Lavar la pastilla con etanol 70% - Centrifugar 5 min. a 14000 rpm. - Secar a 37 °C. - Resuspender en H2O DEPC. VII.2.3 cDNA/AFLP (Amplificación de Fragmentos de Longitud Polimórfica usando DNA complementario). Se utilizó el Kit de AFLP ® Expression Analysis (Li-Cor Biosciences). ETAPAS Concentración de 2ª cadena de cDNA T0 50 ng/ μL T1 70 ng/ μL T2 100 ng/μL T3 80 ng/μL T4 70 ng/μL T5 70 ng/μL 42 VII.2.3.1 Digestión Restricción del templado cDNA Digestión Restricción Taq I Poner lo siguiente en tubos eppendor en hielo T0 T1 T2 T3 T4 T5 cDNA (250 ng) 5 μL 3.57 μL 2.5 μL 3.12 μL 3.57 μL Buffer RL 10X 4 μL 4.0 μL 4 μL 4.0 μL 4 μL 4 μL Taq I 1 μL 1.0 μL 1 μL 1.0 μL 1 μL 1 μL 30 μL 31.43 μL 32.5 μL 31.88 μL 31.42 μL 31.43 μL 40 μL 40 μL 40 μL 40 μL 40 μL H2O dd 40 μL 3.57 μL Mezclar y centrifugar Incubar a 65 °C durante dos horas y poner el tubo en hielo o a 4 °C. Digestión Tru Adicionar lo siguiente a la digestión de Taq I en hielo. T0 Mezcla de Digestion Taq I T1 40 μL 40 T2 μL 40 T3 μL 40 T4 μL 40 T5 μL 40 μL Buffer RL 10X 2 μL 2.0 μL 2.0 μL 2.0 μL 2.0 μL 2.0 μL Tru 1 μL 1.0 μL 1.0 μL 1.0 μL 1.0 μL 1.0 μL H2O dd 7 μL 7 μL 7 μL 7.0 μL 50 μL 50 μL μL 50 μL 7 μL 50 μL 7 50 μL 50 μL Mezclar y centrifugar Incubar a 37 °C durante dos horas Incubar 20 min. a 80 °C para inactivar las enzimas y poner el tubo en hielo o a 4 °C. NOTA: Esta reacción se hizo al doble, para verificar en electroforesis en gel de agarosa que los fragmentos hayan sido digeridos. VII.2.3.2 Ligación de Adaptadores Mezcla de Digestión Restricción Taq I / Mse I 50 μL Mezcla de Ligación de Adaptadores 9 μL T4 DNA ligasa 1 μL 60 μL 43 Mezcla de Ligación de Adaptadores x1 Adaptador Taq I (50 pmol) 0.3 μL Adaptador Mse I (50 pmol) 0.3 μL ATP (10 mM) 1.2 μL Buffer RL (10X) 1.0 μL H2O dd 6.2 μL 9.0 μL Centrifugar brevemente la mezcla Incubar a 20 °C por dos horas o toda la noche NOTA: Hacer una dilución 1:10 de la mezcla de ligación. La porción no usada guardarlo a -20 °C. TABLA 1. Secuencia de adaptadores. Nombre Secuencia Adaptador MseI 5’GACGATGAGTCCTGAG-3’ 3’TACTCAGGACTCAT-5’ 5’GACGATGAGTCCTGAC-3’ Adaptador Taq I 3’TACTCAGGACTGGC-5’ VII.2.3.3 Pre-amplificación Adicionar lo siguiente a un tubo de PCR. A B Dilución 1:10 2.5 μL Dilución 1:10 Oligo Taq I + 0 (50ng/ μL) 1.15 μL Oligo Taq I + 0 (50ng/ μL) 1.15 μL Oligo MseI + A (50ng/ μL) 1.15 μL Oligo MseI + C (50ng/ μL) 1.15 μL dNTPs (10 mM) 0.5 μL dNTPs (10 mM) H2O dd 17.2 μL Buffer de Amplificacion H2O dd 2.5 μL 0.5 μL 17.2 μL Buffer de Amplificacion PCR 10X 2.5 μL PCR 10X MgCl2 0.65 μL MgCl2 0.65 μL Taq DNA Pol (50ng/ μL) 0.5 μL Taq DNA Pol (50ng/ μL) 0.5 μL 26.15 μL 2.5 μL 26.15 μL 44 Centrifugar mezcla brevemente Termociclador 20 ciclos 94°C, 30 seg. 56°C, 1 min. 72°C, 1min. 4°C, ∞ Análisis de preamplificación en gel de agarosa por electroforesis NOTA: Hacer diluciones 1:150 de la mezcla de preamplificación. TABLA 2. Secuencias de primers usados para Pre-amplificación. Nombre Secuencia Oligonucleótido MseI + A 5’GACGATGAGTCCTGAGTAA/A-3’ Oligonucleótido MseI + C 5’GACGATGAGTCCTGAGTAA/C-3’ Oligonucleótido TaqI + 0 5’GACGATGAGTCCTGACCGA-3’ VII.2.3.4 Amplificación Selectiva Preparar la siguiente mezcla para usarse en la amplificación selectiva. Taq DNA polimerasa, mezcla de trabajo 5.2 μL H2O dd Buffer de Amplificación PCR 10X 1.1 μL MgCl2 0.3 μL Taq DNA Polimerasa (50ng/ μL) 0.2 μL 6.8 μL Continuación de la amplificación selectiva ADN preamplificado y diluido 1:150 2.0 μL Primer MseI + 2 (contiene dNTPs) 2.0 μL Primer TaqI marcado a 700nm 0.5 μL 11.3 μL Mezclar suavemente, centrifugar brevemente, colocar en hielo y cubrirlo de la luz con papel aluminio. Llevar a cabo un PCR con el siguiente programa: un ciclo a 94°C por 30 segundos, 30 segundos a 65°C, y un minuto a 72°C; 12 ciclos en donde subsecuentemente se disminuye la 45 temperatura de alineamiento (65°C) por 0.7°C por ciclo mientras se mantiene a 94°C por 30 segundos (desnaturalizar) y 1 minuto a 72°C (extensión); 23 ciclos de 94°C por 30 segundos, 30 segundos a 56°C y 1minuto a 72°C y mantener a 4°C. NOTA: Los primers marcados con fluorescencia, son sensibles a la luz, se recomienda minimizar la exposición a la luz de los primers marcados y las mezclas de reacción que los contienen. TABLA 3. Secuencias de primers para su uso en Amplificación Selectiva. Nombre Secuencia Oligonucleótido MseI + A 5’GATGAGTCCTGAGTAAAN Oligonucleótido MseI + C 5’GATGAGTCCTGAGTAACN Oligonucleótido TaqI + 0 5’GATGAGTCCTGACCGANN TABLA 4. Combinaciones Combinación de oligonucleótidos utilizados en la Amplificación Selectiva. Oligonucleótido marcar) (sin Oligonucleótidos marcados con fluorescencia (700nm) 1 MseI + AC TaqI + AC 2 MseI + AG TaqI + GA 3 MseI + AC TaqI + TC 4 MseI + AC TaqI + CA 5 MseI + AC TaqI + GA 6 MseI + AG TaqI + CA 7 MseI + AC TaqI + AG 8 MseI + CA TaqI + TC 9 MseI + CT TaqI + AG 10 MseI + CA TaqI + AC 11 MseI + CA TaqI + CT 12 MseI + CT TaqI + TC 46 VII.2.3.5 Desnaturalización Antes de la electroforesis en gel de poliacrilamida, se desnaturalizó el cDNA de amplificación selectiva para que pudiera entrar a la fina matriz que forma la poliacrilamida, para esto se agrego a cada tubo PCR, 3µL de la muestra de amplificación selectiva con 2µL de buffer de carga (Blue Stop Solution del Kit cDNA-AFLP de LI-COR). Se mezcló y centrifugó y se puso por 3 minutos a 94 °C. VII.2.3.6 Electroforesis en gel de poliacrilamida Se preparó un gel de poliacrilamida al 6.5 %, con Urea 8 M y TBE 1X (Tris 1M, ácido bórico 1M, EDTA 20 Mm, pH 7.0). La separación de los fragmentos en el gel se hizo en la cámara de electroforesis del Analizador de cDNA marca LI-COR. El gel se precorrió a 2000 V con amortiguador TBE 0.5 X hasta que se alcanzaron 30 mA o menos. Después se cargo de 0.8 a 1 μL de cada muestra desnaturalizada en cada pozo, en los carriles de los extremos se cargo la misma cantidad de marcador de peso molecular de 50 – 700 pares de bases. Para obtener fragmentos de hasta 700 Pb, el cDNA se dejo correr aproximadamente 3 horas, a 1500 V, 40 W, y 40 mA. Los datos de los cDNA- AFLP fueron captados automáticamente por el Analizador de cDNA LI-COR durante electroforesis. La relación entre el tamaño de los fragmentos y su migración en el gel es casi lineal. 47 VIII. RESULTADOS Y DISCUSIONES Se monitorearon y colectaron muestras de la formación de bulbilos en plantas de Agave tequilana en seis diferentes etapas T0, T1, T2, T3, T4, T5, correspondientes a los 0, 14, 28, 30, 32 y 35 días respectivamente, en el periodo de Marzo a Julio del 2006, en la ciudad de Irapuato, Guanajuato. A partir de estas muestras se empleo la técnica de cDNA-AFLP usando un protocolo de AFLP genómico estándar sobre un templado de cDNA para obtener un análisis diferencial. VIII.1 Templado de cDNA VIII.1.1 Extracción de RNA total. En la extracción de RNAtotal, se obtuvieron de muy buena calidad, esto fue gracias a que la técnica TRIZOL Reagent es eficiente, debido principalmente al tipo de tejido siendo este de etapas en el desarrollo de los bulbilos, donde las células se reproducen muy rápidamente por tanto el proceso transcripcional esta muy activo y la cantidad de RNA es mayor. La FIGURA 14 muestra al RNAtotal en sus tres formas: mRNA y tRNA en forma de barrido y rRNA (5S, 18S, 28S) en forma de bandas. Sus concentraciones fueron adecuadas para la extracción de mRNA, ya que presentan una concentración promedio de 702 ng/μL, estas fueron medidas en el espectrofotómetro y en el nanodrop obteniendo un promedio de las dos comparaciones, los resultados obtenidos se aprecian en la TABLA 5. MPM T0 T1 T2 T3 T4 T5 4.0 Kb 3.0 2.0 1.6 1 0.5 FIGURA 13. RNA total de bulbilos. MPM) Marcador de peso molecular de 1 Kb; T0) 0 días; T1) 14 días; T2) 28 días; T3) 30 días; T4) 32 días; T5) 35 días. 48 TABLA 5. Concentraciones obtenidas de RNA total y volumen necesario para la extracción de mRNA. ETAPAS T0 650 ng/μL Volumen para la Extracción de mRNA 230.76 μL T1 880 ng/μL 170.45 μL T2 820 ng/μL 182.92 μL T3 476 ng/μL 315.12 μL T4 704 ng/μL 213.06 μL T5 684 ng/ μL 219.29 μL l Concentración de RNA total VIII.1.2 Extracción de RNA mensajero. Esta extracción fué realizada a partir de RNA total de las etapas (T0, T1, T2, T3, T4, T5), se obtuvieron mRNA de muy buena calidad, presentando un peso molecular mayor de 1Kb, esto fue gracias a que la técnica Dynabeads Oligo (dT)25 es eficiente para este RNA total. Se verificaron las concentraciones obtenidas para las 6 etapas comparándose con un RNA control de 100 ng, observándose las diferentes etapas en concentraciones con un promedio arriba de 100 ng mRNA como se observa en la FIGURA 14. Sus concentraciones también fueron medidas en el Nanodrop obteniendo un promedio de 126.91 ng/μL al conocer las concentraciones, se calculo el volumen necesario para 500 ng, los cuales fueron requeridos para la síntesis de 1ª cadena de cDNA, estos resultados se aprecian en la TABLA 5. CONCENTRACION mRNA T0-T5 MPM C MPM C T0 T0 T1 T1 T2 T2 T3 T4 T5 T3 T4 T5 4.0 Kb 3.0 2.0 1.6 1.0 0.5 FIGURA 14. mRNA de bulbilos. MPM) Marcador de peso molecular de 1 Kb; C) RNA control de 100 ng; T0) 0 días; T1) 14 días; T2) 28 días; T3) 30 días; T4) 32 días; T5) 35 días. 49 TABLA 5. Concentraciones obtenidas de mRNA y volumen necesario para la síntesis de 1a cadena. ETAPAS Concentración de mRNA Vol. mRNA para 500ng T0 128.7 ng/ μL 3.885 μL T1 103.1 ng/ μL 4.849 μL T2 115.5 ng/μL 4.329 μL T3 139.8 ng/μL 3.576 μL T4 143.5 ng/μL 3.484 μL T5 130.9 ng/μL 3.819 μL Una alta calidad de RNA es crítico para obtener resultados de cDNA-AFLP reproducible. Generalmente, 1 μg de mRNA por templado es suficiente para la producción de cDNA, sin embargo, se uso 0.5 μg lográndose buenos resultados. VIII.1.3 Síntesis de 1ra y 2da cadena. La síntesis de 1ª y 2ª cadena de cDNA fué de muy buena calidad, observándose arriba de 1 Kb y expresándose en los geles en forma de barrido estas observaciones se muestran en las FIGURAS 15 A) y B). La síntesis fue buena, debido principalmente a la calidad del mRNA, Las concentraciones, fueron medidas después de la síntesis de la 2ª cadena en el nanodrop, obteniéndose en promedio 138.51 ng/ μL estos resultados se aprecian en la TABLA 6. de 1a cadena 1a Cadena Síntesis de 2a cadena 2a Cadena FIGURAS 15 A). Síntesis B). 1KbM C 1KbM T0 1Kb T0 C T1 T1 1Kb 50 1a cadena 2a cadena 1KbM C 1KbM T2 C T3 T3 1Kb 1Kb 1a cadena 1KbM T4 2a cadena T5 1Kb TABLA 6. T2 1KbM C T4 1KbM C T4 C C T5 T5 1Kb Concentraciones obtenidas de 2ª cadena de cDNA. ETAPAS Concentración de 2ª cadena de cDNA T0 51.8 ng/ μL T1 70.4 ng/ μL T2 112.1 ng/μL T3 83.6 ng/μL T4 71.3ng/μL T5 72.2ng/μL 51 VIII.1.4 Extracción Fenol-Cloroformo Se llevo a cabo la purificación del templado de cDNA de las 6 etapas, mediante la técnica de extracción Fenol-Cloroformo, el cual purificó el cDNA degradando algunas proteínas (enzimas que actuaron en la síntesis de 1ª y 2ª cadena). VIII.2 cDNA/AFLP (Amplificación de Fragmentos de Longitud Polimórfica usando DNA complementario). En el análisis de cDNA-AFLP se utilizaron 12 combinaciones de primers conteniendo 2 nucleótidos selectivos (TABLA 4), cada combinación tiene un primer marcado con fluorescencia (TaqI+0 NN) y otro sin marcar (MseI + NN). Los primers marcados con fluoróforos permitieron un alto rango en la expresión de transcritos debido a que emiten luz a 700 nm. A continuación se muestran los resultados obtenidos detalladamente: VIII.2.1 Digestión Restricción del templado cDNA La digestión se realizó en dos etapas a diferentes temperaturas, usando dos enzimas de restricción TaqI (con sitio de corte T/CGA) y MseI (con sitio de corte T/TAA), ambos de corte frecuente, generando fragmentos dentro de un rango de tamaños variables. Se realizo una verificación en geles de agarosa al 1% del cDNA digerido, los resultados obtenidos se observan en la FIGURA 16 en forma de barrido. Los fragmentos digeridos, fueron de tamaño notablemente menor que el cDNA sin digerir, por lo tanto fueron de buena calidad, posteriormente a estos fragmentos digeridos se les ligaron en sus extremos los adaptadores conocidos TaqI y MseI, de lo obtenido se hicieron diluciones 1:10 y se continuó con las preamplificaciones. MPM T0 T1 T4 T5 T2 MPM T3 1.6 Kb 1 Kb 0.5 Kpb FIGURA 16. Digestión Restricción del templado cDNA. MPM) Marcador de peso molecular de 1 Kb; T0) 0 días; T1) 14 días; T2) 28 días; T3) 30 días; T4) 32 días; T5) 35 días. 52 VIII.2.2 Pre-amplificación Se realizaron pre-amplificaciones con los primers TaqI+0 y MseI+A, y con los primers TaqI+0 y MseI+C, de los resultados obtenidos se llevo a cabo una verificación en geles de agarosa al 1%, obteniéndose fragmentos de buena calidad en forma de barrido, con tamaños aproximadamente entre 0.3 a 0.7 Kpb, como se observa en la FIGURA 17 de a) y b). Con estas pre-amplificaciones obtenidas se prepararon diluciones 1:150, para las amplificaciones selectivas posteriores. MPM T0 T1 T2 T3 T4 T5 MPM T0 T1 T2 T3 T4 T5 1.6 Kb 1 Kb 0.5 Kpb a) b) FIGURA 17. Pre-amplificación del templado cDNA digerido, con combinaciones: a) TaqI+0 y MseI+A; b) TaqI+0 y MseI+C. MPM) Marcador de peso molecular de 1 Kb; T0) 0 días; T1) 14 días; T2) 28 días; T3) 30 días; T4) 32 días; T5) 35 días. VIII.2.3 Amplificación Selectiva Se realizaron 12 amplificaciones selectivas a partir de las preamplificaciones diluidas 1:150 para cada etapa, usando 12 combinaciones de primers conteniendo 2 nucleótidos selectivos (TABLA 4). Cada combinación tuvo un primer marcado con fluorescencia (TaqI+0 NN) y otro sin marcar (MseI + NN) de los cuales se utilizaron (MseI + AN y MseI + CN). Los fragmentos amplificados fueron posteriormente separados en un gel de poliacrilamida desnaturalizante y la lectura de los geles fue visualizada en el software SAGAMX de AFLPR Quantar en el sistema LI-COR, obteniéndose un buen perfil de patrones de bandeo desde 30 a 650 Pb, observándose en este rango un promedio de 116 bandas, para cada una de las combinaciones. En estas 12 combinaciones se visualizan 912 patrones de expresión diferencial y 440 patrones de expresión constitutiva. En estos patrones de expresión diferencial se observaron varios transcritos de expresión muy notable, tal es el caso de transcritos que se expresan solo en la etapa T0, solo en la etapa T3, solo en la etapa T4, solo en la etapa T5 y patrones de expresión donde hay transcritos que se expresan en todas las etapas excepto en una de ellas, todos estos resultados se muestran en la TABLA 7. 53 Los transcritos que se expresan solo en las etapas T3 y T4, podrían ser de mayor interés, ya que debido a lo observado en el estereo-microscopio FIGURA 18, en la etapa T3 se presenta hinchamiento debajo de los bractéolos y en la etapa T4 el hinchamiento es más visible y empiezan a sobresalir los bulbilos. T3: 30 días T4: 32 días FIGURA 18. Etapas T3 y T4 de formación de bulbilos. Algunos de los transcritos mas notables para la etapa T3, se observan en la FIGURA 19 en las combinaciones: T-AG, M-AC localizando el transcrito a) a 123.9 Pb; T-AG, M-CT localizando el transcrito b) a 400.3 Pb; T-CA, M-AG localizándose dos transcritos c) a 159.1 Pb y d) a 206.3 Pb T-AG, M-AC I. C T0 T1 T2 T3 T4 T-AG, M-CT II. T5 C C T0 T1 T2 T3 T4 T-CA, M-AG III. T5 C C T0 T1 T2 T3 T4 T5 C d) a) b) c) FIGURA 19. Ejemplo del gel cDNA-AFLP, donde transcritos mas notables para la etapa T3 se muestran expresados en tres diferentes combinaciones mostradas en los cuadros I, II y III. Cada cuadro representa las seis etapas de la formación de bulbilos T0, T1, T2, T3, T4, T5, correspondientes a los 0, 14, 28, 30, 32 y 35 días respectivamente. 54 También el transcrito que se expresa solo en la etapa T4, su expresión es demasiado notable, observándose esto en 11 de las 12 combinaciones. En la FIGURA 20 se observan tres combinaciones: T-GA, M-AC localizándose dos transcritos T4 a) a 327.4 y b) a 339.9 pb; en T-GA, M-AG localizándose el transcrito c) a 451.5 pb; y en T-AC, M-AC localizándose el transcrito d) a 596.1, en estas combinaciones los transcritos se encuentran con posibilidad de extraerlos, debido a que se encuentra muy separados de los demás. T-GA, M-AC I. C T0 T1 T2 T3 T4 T-GA, M-AG II. T5 b) a) C C T0 T1 T2 T3 c) T4 T-AC, M-AC III. T5 C C T0 T1 T2 T3 T4 T5 C d) FIGURA 20. Ejemplo del gel cDNA-AFLP, donde transcritos mas notables para la etapa T4 se muestran expresados en tres diferentes combinaciones mostradas en los cuadros I, II y III. Cada cuadro representa las seis etapas de la formación de bulbilos T0, T1, T2, T3, T4, T5, correspondientes a los 0, 14, 28, 30, 32 y 35 días respectivamente. Se observaron también patrones de expresión diferencial de manera ascendente, lo que nos permite suponer que podrían ser transcritos involucrados en la iniciación y desarrollo de meristemos vegetativos; y patrones de expresión diferencial de manera descendente de los cuales podría suponerse que son transcritos de identidad de meristemo floral u otros que se que se reprimen por la acción de genes de identidad de meristemos vegetativos. En la FIGURA 20 se observan tres combinaciones donde se muestran patrones de expresión de manera ascendente, constitutiva y descendente: en la combinación T-AG, M-AC se localizan algunos patrones de manera ascendente a) a 173.8, b) a 241.3 y c) a 270.6 Pb; en la combinación TTC, M-CA se obtuvieron 56 patrones de expresión constitutiva, en el CUADRO II solo se observan 8 y en la combinación T-TC, M-CA se localiza un patrón diferencial de manera descendente d) a 503.0 Pb. 55 T-AG, M-AC I. C T0 T1 T2 T3 T4 T-TC, M-CA II. T5 C C T0 T1 T2 T3 T4 T-TC, M-CA III. T5 C C T0 T1 T2 T3 T4 T5 C c) d) b) a) FIGURA 21. Ejemplo del gel cDNA-AFLP, donde se observan patrones de expresión de manera ascendente, constitutiva y descendente se muestran expresados en dos diferentes combinaciones mostradas en los cuadros I, II y III. Cada cuadro representa las seis etapas de la formación de bulbilos T0, T1, T2, T3, T4, T5, correspondientes a los 0, 14, 28, 30, 32 y 35 días respectivamente. En los resultados obtenidos en electroforesis de las 12 combinaciones (TABLA 4), no debemos descartar transcritos de expresión notable para otras etapas; se debe tener en cuenta que es el primer estudio que reporta un análisis de expresión diferencial de genes, en la formación de bulbilos en A. tequilana. Se comprobó que la técnica de cDNA-AFLP, es rápida y eficiente, además de que no requiere información previa de secuencia del genoma, es reproducible permitiendo estudiar una fracción muy grande de todos los genes expresados, y muy sensible permitiendo la detección de transcritos de baja abundancia, además permite la identificación de genes novedosos y proporciona perfiles de expresión semicuantitativa. Aun cuando existen otras técnicas de expresión diferencial tal como: Hibridación de Microarreglos (microarrays), Despliegue Diferencial, Hibridación sustractiva, Huella Genética de ARN con PCR usando iniciadores arbitrarios (RAP-PCR), Análisis de Diferencias Representativas y Análisis Seriales de la Expresión Diferencial (SAGE), entre 56 otros. Se utilizo esta técnica, debido a que es confiable y aplicable para identificar genes regulados en el desarrollo. Su aplicación en plantas se describió por primera vez por Bachem et al (1996), quien utilizo esta técnica para el análisis de expresión de genes involucrados en el desarrollo del tubérculo de papa. Ellos analizaron la expresión de dos genes conocidos Patatina y ADPGlucosa Pirofosforilasa, involucrados en el proceso de formación del tubérculo, demostrando que los fragmentos derivados de transcritos generados mediante cDNA-AFLP revelan patrones de expresión estrechamente correlacionados con los datos obtenidos usando otros métodos. Además, obtuvieron en el análisis de expresión dos genes novedosos lox altamente homólogos, los cuales son expresados diferencialmente durante la formación del tubérculo. La técnica de cDNA-AFLP se ha aplicado en varios estudios moleculares en papa: Brugmans et al. (2002) publicaron un nuevo método para obtener mapas completos del transcriptoma basados en cDNA-AFLP. Las variantes alélicas de genes que se expresan constitutivamente segregan al igual que otros marcadores en una progenie y se pueden utilizar, por lo tanto, para generar mapas genéticos, cuyos marcadores, en este caso, tienen un significado biológico concreto. Tian et al. (2003) utilizaron cDNA-AFLP en combinación con la técnica SSH (subtractive suppression hybridization) para identificar genes relacionados con la resistencia a P. infestans. De esta forma, se identificaron cDNAs con expresión diferencial que presentan homologías con proteínas del tipo kinasas, lipoxigenasas y proteínas ricas en glutamato, elementos típicos generados en reacciones de defensa en plantas. Siguiendo este reporte inicial por Bachem et al (1996) en sistemas de plantas, el uso de cDNA-AFLP es una alternativa valida y de acuerdo con los resultados obtenidos en este, nos permite suponer que en el presente estudio de la expresión diferencial de genes involucrados en el formación de los bulbilos, los transcritos localizados en una sola etapa, así como también los que se encuentran en forma ascendente y los que se encuentran en forma descendente, pudieran ser transcritos de interés que son regulados por otros genes y así como también no debemos descartar la posibilidad de encontrar genes novedosos, debido a que son los primeros estudios realizados en el desarrollo de estos bulbilos. Estos transcritos se pueden secuenciar y al conocer su secuencia identificar la identidad del transcrito con bases de datos de plantas que producen bulbilos o meristemos vegetativos y otras bases de datos ya existentes como las de Arroz, Maíz, Arabidopsis. Los genes que no se localizan en ninguna base de datos diferente a la de Agave, pudieran ser transcritos novedosos y para analizar estos se pueden realizar análisis de expresión en tiempo y espacio específicos tipo Northem o RTPCR. 57 En un artículo reportado por Tooke et al (2005), se estableció que existe un balance entre la expresión de genes que dan lugar a la formación de meristemos florales y genes que dan lugar a la formación de meristemos vegetativos, por lo tanto la identidad del meristemo en formación dependerá del tipo de genes expresados y la principal característica de la reversión de la inflorescencia es su fuerte asociación con factores ambientales. Esto nos permite suponer que patrones de expresión diferencial en la formación de los bulbilos de manera ascendente, podrían ser transcritos involucrados en el crecimiento de meristemos vegetativos; y los patrones de expresión diferencial de manera descendente, probablemente transcritos de identidad de meristemo floral que se reprimen por la acción de genes de meristemos vegetativos. Algunas investigaciones también han mostrado la existencia de mutantes en Arabidopsis thaliana, Titanotrichum oldhamii y en Zea mays, en las que se esta alterando el equilibrio entre las características vegetativas y florales de la planta (Tooke, 2005; Colasanti, 1998; Desmond Bradley, 1996). Estos genes mutados en estas plantas, pueden ser comparados con las secuencias obtenidas de los transcritos de expresión diferencial de la formación de bulbilos y si estos presentan características similares, podrían ser los mismos genes que están alterando el equilibrio entre las características vegetativas y florales de la planta o por lo menos podrían estar involucrados. En general, el presente estudio generó información básica de la expresión diferencial de genes en la formación de bulbilos en Agave tequilana, la cual podría servir para identificar genes responsables en el desarrollo y reproducción de estas plantas, que en algún futuro se puedan manipular para obtener una mejor propagación de plantas, así como una mayor calidad en estas, brindando beneficios a los productores de Tequila. 58 IX. CONCLUSIONES Se obtuvo un RNA total de buena calidad y cantidad mediante la técnica “TRIZOL Reagent” con una concentración promedio de 702 ng/μL para ser usado en la extracción de mRNA. Se obtuvo mRNA a partir de RNAtotal mediante Dynabeads Oligo (dT)25 obteniéndose también de muy buena calidad, con concentraciones arriba de 100 ng/μL. Se obtuvo el templado cDNA de buena calidad a partir de 0.5 μg de mRNA mediante la técnica de SuperScript II Reverse Transcriptase con una concentración promedio de 138.51 ng/ μL, siendo buena cantidad para ser usado en los cDNA-AFLP. Se usaron 12 combinaciones de primers (conteniendo 2 nucleótidos selectivos), obteniéndose un buen perfil de patrones de bandeo desde 30 a 650 Pb, observándose en este rango un promedio de 116 bandas, para cada una de las combinaciones. En estas 12 combinaciones se visualizan 912 patrones de expresión diferencial y 440 patrones de expresión constitutiva. Se observaron varios transcritos de expresión muy notable, tal es el caso de transcritos que se expresan solo en la etapa T4 (cuando los bulbilos empiezan a salir). En general los resultados indican que la técnica cDNA-AFLP es rápida, reproducible y muy sensible, permitiendo la detección de transcritos de expresión diferencial en las distintas etapas de formación de bulbilos en Agave tequilana. 59 X. PERSPECTIVAS Extraer los transcritos de interés, clonarlos y secuenciarlos, puede ayudar a determinar su identidad mediante un Blast en la base de datos de Agave y otras bases de datos ya existentes como las de Arroz, Maíz, Arabidopsis o con bases de datos de plantas que producen bulbilos o meristemos vegetativos. Los genes que no se localizan en ninguna base de datos diferente a la de Agave, pudieran ser transcritos novedosos, los cuales se podrían caracterizar por medio de análisis de expresión en tiempo y espacio específicos. 60 XI. BIBLIOGRAFÍA Arredondo Peter R. 1991. La reacción en cadena de la polimerasa, PCR: Un método reciente en la biología molecular. Departamento de Microbiologia. Instituto de fisiologia celular. UNAM. Mexico. 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