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© Ministerio de Salud
INSTITUTO NACIONAL DE SALUD
Jr. Cápac Yupanqui 1400, Jesús María
Telf. 471-3254 / Fax: 471-7443
Lima, Perú, 1996
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MANUAL DE NORMAS Y PROCEDIMIENTOS
PARA DIAGNÓSTICO BACTERIOLÓGICO DE
LEPRA
COMITÉ DE REDACCIÓN:
Dr. Eduardo Falconí Rosadio
Dr. Hernán Sanabria Rojas
Blga. Neyda Quispe Torres
Blga. Lucy Vásquez Campos
COMITÉ EDITOR:
Dr. Alfonso Zavaleta Martínez-Vargas
Dr. César Cabezas Sánchez
Dr. Jaime Chang Neyra
MINISTERIO DE SALUD
ALTA DIRECCIÓN
Dr. Marino Costa Bauer
Ministro
Dr. Alejandro Aguinaga Recuenco
Viceministro
INSTITUTO NACIONAL DE SALUD
Dr. Carlos Carrillo Parodi
Jefe
CENTRO NACIONAL DE LABORATORIOS DE SALUD PÚBLICA
Dr. César Cabezas Sánchez
Director General
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PERFIL DE LOS AUTORES
Dr. Eduardo Falconí Rosadio
Médico Cirujano, Especialista en Enfermedades Infecciosas y Tropicales
Laboratorio de Referencia de Mycobacterias, División de Bacteriología, Centro Nacional de Laboratorios de Salud Pública, INS, MINSA
Investigador; Instituto de Medicina Tropical “Alexander Von Humbolt”, Universidad Peruana Cayetano Heredia
Dr. Hernán Sanabria Rojas
Médico Cirujano, Especialista en Enfermedades Infecciosas y Tropicales. Maestro en Medicina
Médico de la División Reactivos, Kits de diagnóstico y Medios de cultivo, Centro Nacional de Producción de Biológicos, INS, MINSA
Profesor Asociado, Sección Epidemiología, Departamento de Medicina Preventiva y Salud Pública, Facultad de Medicina de San Fernando,
Universidad Nacional Mayor de San Marcos
Blga. Neyda Quispe Torres
Bióloga
Jefa de la División de Bacteriología, Centro Nacional de Laboratorios de Salud Pública, INS, MINSA
Blga. Lucy Vásquez Campos
Bióloga
Jefa del Laboratorio de Referencia de Mycobacterias, División de Bacteriología, Centro Nacional de Laboratorios de Salud Pública, INS,
MINSA
PERFIL DE LOS EDITORES
Dr. Alfonso Zavaleta Martínez-Vargas
Médico Cirujano, Doctor en Farmacología
Profesor Principal, Sección Farmacología, Departamento Ciencias Fisiológicas, Facultad de Ciencias y Filosofía, Universidad Peruana
Cayetano Heredia, A.P. 4314, Lima 100, Perú.
Director General, Centro Nacional de Control de Calidad, Instituto Nacional de Salud, Ministerio de Salud; Lima-Perú.
Miembro, Instituto de Medicina Tropical “Alexander Von Humbolt”.
Dr. César Cabezas Sánchez
Médico Cirujano, Master en Medicina, Especialista Enfermedades Infecciosas y Tropicales.
Director General, Centro Nacional de Laboratorios de Salud Pública, INS, MINSA. Profesor invitado de Medicina Tropical, Universidad
Nacional Mayor de San Marcos, Universidad Peruana Cayetano Heredia.
Dr. Jaime Oscar Chang Neyra
Médico Cirujano, Master of Science in Community Health in Developing Countries
Director Ejecutivo de Garantía de la Calidad, Centro Nacional de Control de Calidad, INS, MINSA
Investigador, Instituto de Medicina Tropical “Alexander Von Humbolt”, Universidad Peruana Cayetano Heredia.
Esta publicación fue posible gracias al apoyo económico brindado por la Oficina Sanitaria Panamericana (OPS).
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INDICE
Presentación ................................................................................................................................................7
Resolución Jefatural ....................................................................................................................................8
CAPÍTULO I
Introducción ................................................................................................................................................ 9
CAPÍTULO II
Las Muestras ...............................................................................................................................................11
CAPÍTULO III
La Baciloscopía ...........................................................................................................................................13
CAPÍTULO IV
La Biopsia de Piel .......................................................................................................................................25
BIBLIOGRAFÍA .......................................................................................................................................27
ANEXOS ....................................................................................................................................................28
Anexo 1
Material y Reactivos ...................................................................................................................................29
Anexo 2
Preparación de la Coloración de Ziehl Neelsen ..........................................................................................30
Anexo 3
Características de orientación para el diagnóstico
clínico y bacteriológico de la Lepra ............................................................................................................30
Anexo 4
Sinopsis de los estudios para el diagnóstico y
seguimiento de los casos tratados de Lepra (Hanseniasis) ............................................................................31
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PRESENTACIÓN
La Lepra o Enfermedad de Hansen es una enfermedad endémica en la Amazonía peruana, ocasionada por la
infección bacteriana por un agente alcohol ácido resistente: el Mycobacterium leprae, el que afecta piel y
nervios periféricos desencadenando manifestaciones clínicas variadas, dependiendo el compromiso
inmunológico del paciente. Aún cuando los mecanismos de transmisión de persona a persona no están
claramente definidos, la existencia de pacientes bacilíferos y contacto estrecho entre enfermos y sujetos susceptibles, condiciona la aparición de nuevos casos. El exitoso uso a nivel mundial de la terapia combinada con
dapsona, clofazimina y rifampicina, ha permitido reducir signiticativamente la prevalencia de pacientes a nivel
mundial.
Las dificultades existentes al no contarse aún con un medio adecuado para el cultivo del agente causal, hacen
necesario el redoblar los esfuerzos en la obtención adecuada de las muestras para el diagnóstico, la clasificación
y seguimiento de la respuesta terapéutica de los pacientes sometidos a tratamiento antibiótico. Dos son los
métodos de estudio recomendados: La baciloscopia y el examen anatomopatológico de la biopsia de piel. El
énfasis a nivel de laboratorio local se centra en la baciloscopia. Examen anatomopatológico complementa el
estudio en el Laboratorio intermedio, Regional o Referencial.
El Instituto Nacional de Salud, organismo técnico normativo de la Red Nacional de Laboratorios de Salud, pone
este manual a disposición del personal de Salud, que en los diferentes niveles de atención se ven en la necesidad
de tener que obtener y evaluar muestras sospechosas o confirmatorias de Lepra para estudio y control. El
presente volumen, N° 20 de la Serie de Normas Técnicas, forma parte del programa editorial del Instituto
Nacional de Salud, desarrollado en concordancia con los lineamientos de política institucional y sectorial.
El Comité Editor
7
8
CAPÍTULO I
INTRODUCCIÓN
La lepra es una enfermedad infecto-contagiosa de evolución crónica que afecta principalmente piel y nervios
periféricos produciendo incapacidades que estigmatizan al paciente y ocasionan su marginación social.
A pesar de ser una enfermedad muy antigua, aún no se ha encontrado un medio de cultivo habitual para el
aislamiento del agente causal denominado Mycobacterium leprae.
Sin embargo, la bacteriología de la lepra está bastante ligada a la historia moderna de esta enfermedad, desde
que Armauer Hansen descubrió el bacilo que lleva su nombre el 28 de febrero de 1873.
Desde que se usa la terapia combinada con dapsona, clofazimina y rifampicina, la lepra ha reducido su
prevalencia mundial de 12 millones de pacientes en 1982 a sólo 6 millones de casos diez años más tarde. Esto
permitió a la Organización Mundial de la Salud (OMS) anunciara la proximidad del control de la lepra como
problema de salud pública y, posiblemente, también su erradicación. Para mediados de 1995, la OMS estimó 1,8
millones de casos de lepra a nivel mundial.
En nuestro país, la lucha antileprosa está vinculada al trabajo meritorio de renombrados médicos como Hugo
Pesce, llamado el Padre de la lepra en el Perú, entre otros profesionales de la salud.
1.1 LA LEPRA O HANSENIASIS (Fotos 1 al 4)
Es una enfermedad infecto-contagiosa que afecta piel y nervios periféricos con manifestación clínica
variada dependiendo del compromiso inmunológico del paciente.
El agente causal Mycobacterium leprae es un bacilo ácido alcohol resistente de multiplicación lenta.
Se reconoce que la transmisión es de persona a persona, aunque su mecanismo preciso no está bien
definido. Desde el punto de vista epidemiológico y bacteriológico, la transmisión requiere del contacto
íntimo con enfermos bacilíferos. Se admite que el tiempo dc incubación promedio es de 3 a 5 años, con un
rango que va desde los 6 meses hasta los 20 años o más.
Cuando el compromiso neurólogo es definido, la enfermedad es capaz de causar invalidez permanente
como las deformidades severas de las extremidades y también ceguera.
1.2 TERMINOLOGÍA Y CLASIFICACIÓN
Como la lepra se manifiesta en diferentes formas clínicas dependiendo del grado de compromiso
inmunológico, se ha determinado una forma de clasificación. Actualmente, el Programa Nacional de
Control de Lepra en el Perú utiliza la clasificación de Madrid, adoptada en el VII Congreso Internacional
de Leprología realizado en la ciudad del mismo nombre en 1953. Esta clasificación fue recomendada por la
OMS para las actividades de los programas de control. Existe además la clasificación de Ridley y Jopling,
que es la más actual y ha sido propuesta para procesos de investigación. Sin embargo, ambas
clasificaciones son de utilidad para las actividades de los programas de control.
1.2.1 Clasificación de la lepra
1.2.1.1 Clasificación de Madrid
Comprende los siguiente tipos de lepra:
I : Indeterminada
T : Tuberculoide
D : Dimorfa
L : Lepromatosa
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1.2.1.2 Clasificación de Ridley y Jopling (Ver Anexo 3)
I :
TT :
BT :
BB :
BL :
LL :
Indeterminada
Tuberculoide
Borderline tuberculoide
Borderline borderline
Borderline lepromatosa
Lepromatosa
1.2.2 Formas Clínicas y Especiales de lepra:
1.2.2.1 Formas Clínicas Especiales de Lepra lepromatosa (LL):
Lepra de Lucio, Alvarado y Latapí: lepra vista en México.
Lepra Histoide: lepromas por resistencia a drogas (LL).
1.2.2.2 Formas Clínica Especial de Lepra paucibacilar:
Lepra Neural: manifestación neurítica pura, sin compromiso evidente de piel.
EL RESULTADO BACTERIOLÓGICO ES LO MÁS
IMPORTANTE PARA DECIDIR EL MANEJO DE LA
TERAPIA MULTIDROGA, PARA MULTIBACILARES O
PAUCIBACILARES
1.2.3 La Bacteriología según Forma Clínica
Desde el punto de vista bacteriológico, se tiene una clasiticación acorde con el número de bacilos (ver
acápite Informe de resultados):
1.2.3.1 Paucibacilar:
Los resultados de 0 a 1 + pueden corresponder a las formas I, TT Y BT de la clasitícación de Ridley y
Jopling.
1.2.3.2 Multibacilar:
Resultados de 2+ a 6 + pueden corresponder a las formas BB, BL y LL de la clasificación de Ridley y
Jopling.
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CAPÍTULO II
LAS MUESTRAS
2.1 OBTENCIÓN DE LA MUESTRA
La correcta obtención de la muestra es indispensable para el diagnóstico bacteriológico de la lepra.
También es importante para la clasificación y el seguimiento de la respuesta al tratamiento.
•
La obtención de la muestra se debe realizar en los casos siguientes:
-
En todos aquellos pacientes con sospecha clínica de lepra.
Para seguimiento en el curso del tratamiento (véase Anexo 4).
A todos los pacientes tratados que serán dados de alta definitiva; no es requisito indispensable
que la baciloscopia sea negativa al momento del alta.
A todos los pacientes con sospecha de recidiva luego del alta definitiva.
•
En casos sospechosos de lepra multibacilar el número de muestras se toma generalmente de ambos
lóbulos de la oreja, ambos codos, ambas rodillas y lesiones dérmicas.
•
En los casos sospechosos de lepra paucibacilar, el número de muestras se hará de tres lugares:
-
De lesiones dérmicas sospechosas o activas (2)
Del lóbulo de la oreja (1)
2.2 FRECUENCIA DE OBTENCIÓN DE LA MUESTRA
-
En los multibacilares (BB, BL y LL) la muestra para baciloscopia se deberá tomar cada seis meses en
los dos primeros años de tratamiento. Después las muestras se deben tomar anualmente hasta obtener
baciloscopías negativas. El control clínico y baciloscópico continúa por cinco años.
En los casos de los pacientes paucibacilares (I TT y BT) en tratamiento, el estudio bacteriológico de
seguimiento dependerá del criterio del médico tratante.
-
2.3 LUGAR DE OBTENCIÓN DE LA MUESTRA
La muestra se tomará de la parte más activa de las lesiones dérmicas. Si la lesión es plana o en placa, la
muestra se tomará del borde de la lesión; si es una mácula o mancha, que tiene evidencia de estar en
curación, se preferirá la parte más interna del borde de la lesión. La identificación de la lesión debe ser
hecha con buena luz.
2.4 PROCEDIMIENTO PARA LA OBTENCIÓN DE LA MUESTRA
Explicar al paciente sobre el procedimiento y darle tranquilidad, luego:
a. Marcar la lámina con el número de registro que corresponde al paciente.
b. Desinfectar el área escogida de la piel con torunda de algodón y alcohol frotándola de manera breve,
c.
pero en forma vigorosa.
Hacer un pliegue de la piel de donde se tomará la muestra con auxilio del dedo índice y del pulgar.
11
Hacer presión suficiente durante todo el procedimiento para impedir el flujo de sangre. Si el pliegue no
se blanquea (isquemia), frotar con un pedazo de algodón manteniendo la presión hasta tomar la
muestra. De preferencia debe utilizarse guantes para evitar contacto con la sangre. (Véase fotos del 5
al 8).
d. Realizar un corte de 5 mm. de largo por 1-2 mm. de profundidad con el bisturí.
e. Se tomará la muestra de los bordes de la incisión mediante raspado por 2 ó 3 veces usando el bisturí.
Tratar de obtener una buena cantidad de muestra. Evitar que la muestra contenga sangre. Si hay
sangrado, mantener la presión y secar con un algodón seco.
f. Transferir la muestra a una lámina portaobjeto limpia, extendiéndola con movimientos circulares
(aprox. 5-7 mm de diámetro). (Ver Foto 5).
g. El bisturí debe limpiarse con alcohol y fIamearse en el mechero antes de volverse a emplear, aun
cuando sea con el mismo paciente.
h. Tomar la muestra de las otras áreas ubicándolas aproximadamente a 1 cm de distancia entre cada
muestra y a 1 cm del extremo de la lámina. Luego de h.) hacer el esquema de dos láminas (una que
muestra el lado I = izquierdo, y D = derecho) idénticamente iguales.
i.
Cada lámina no deberá contener más de tres muestras, indicando en ésta el lado correspondiente (I =
izquierdo, y D = derecho).
j. Colocar un pedazo de algodón y esparadrapo en el lugar de la incisión para controlar el sangrado.
k. Dejar que el extendido seque al aire libre.
2.5 FIJACIÓN DE LA MUESTRA
Fijar la muestra con la ayuda de un mechero de alcohol aproximando la lámina lateralmente en tres
oportunidades por tiempo breve con las muestras hacia arriba. No colocar la lámina encima del mechero.
La fijación de la muestra sirve para proteger el frotis de posible deterioro durante su manejo y transporte. Se
debe dejar el frotis al medio ambiente por espacio de 10-20 minutos, hasta que se haya secado
completamente. Nunca exponer las láminas sin colorear a la luz solar, pues interfiere en la coloración.
2.6 CONSERVACIÓN Y TRANSPORTE DE LAS MUESTRAS
Las láminas tijadas aún no coloreadas deben guardarse en recipientes apropiados como cajas de madera u
otro material resistente y que tengan divisiones interiores. Esto evitará la luz solar, humedad, polvo,
insectos y el calor. En caso de no contar con recipiente apropiado para el transporte de las láminas hasta el
laboratorio, éstas deberán envolverse con papel. Recordar que se debe acompañar la solicitud del examen.
2.7 OTRAS CONSIDERACIONES
Los frotices pueden recolectarse y fijarse en condiciones de campo y posteriormente colorearse en el
hospital o centro de salud. Para tener un resultado eficiente, los frotices deben colorearse y leerse el
mismo día que se hicieron. Si no es así, los frotices fijados se pueden guardar hasta por dos semanas bajo
sombra; las láminas deben colorearse inmediatamente antes de observarse.
12
CAPÍTULO III
LA BACILOSCOPIA
3.1 COLORACION DE LA BACILOSCOPIA
El examen baciloscópico debe hacerse en todos los pacientes sospechosos de lepra, cualesquiera que sea
su forma clínica por lo que la coloración del examen baciloscópico es importante para un diagnóstico
correcto y para que el médico decida el tratamiento.
3.1.1 Procedimiento de coloración de la muestra:
El procedimiento más recomendado es la técnica de coloración de Zichl-Neelsen. Antes de su uso todos los
colorantes deben ser previamente filtrados (antes de cada coloración).
a.
b.
Antes de colorear los frotices, estos deben ser fijados al calor. (Ver ítem 2.5, pág. l 8).
Colocar sobre un soporte de coloración (alambres o varilIas de vidrio) la serie de láminas fijadas con el
extremo hacia arriba.
c.
Cubrir la totalidad del extendido con el colorante fucsina básica fenicada y filtrada recientemente.
d.
Calentar suavemente la lámina con un mechero de alcohol o un hisopo de algodón humedecido en
alcohol hasta la emisión de vapores (humos); repetir el proceso tres veces. No llegar a la ebullición. Si
el volumen del colorante disminuye por evaporación, debe agregarse más hasta cubrir totalmente el
extendido y dejar enfriar.
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e.
Reposar 5 minutos y lavar con agua corriente a baja presión sobre el área que no tiene el extendido.
f.
Decolorar cada lámina con alcohol ácido por un tiempo de 10 segundos hasta obtener un color rosa
pálido.
14
g.
Lavar con agua corriente a baja presión cuidando de no desprender la película que forma el extendido.
h.
Cubrir la superficie del frotis con el colorante azul de metileno durante 30 segundos a 1 minuto.
i.
Lavar con agua corriente y secar las láminas al ambiente.
Se recomienda incluir una lámina reconocida como positiva dentro de aquellas que se han de colorear. Así
se descarta la posibilidad de obtener falsos negativos debido a errores técnicos.
15
3.2 EXAMEN MICROSCÓPICO
3.2.1 Procedimiento:
Utilizar un microscopio binocular que tenga ocular 10x y objetivo inmersión 100x.
Antes de enfocar el campo microscópico, colocar una gota de aceite de inmersión en la lámina para tener
un mayor índice de refracción.
3.2.2 Método de Lectura:
a.
Empezar el examen en el extremo superior observando sistemáticamente en filas adyacentes y en
forma de zig-zag.
b.
Examinar de 20 a 100 campos microscópicos.
Los bacilos aparecerán como bastoncitos delgados, teñidos de rojo. Algunos íntegros y otros fraccionados y
otros en forma de gránulo y también agrupados (globias) en un fondo azul claro.
16
17
18
19
20
3.2.3 Indice Bacteriológico:
Contar los bacilos en cada campo microscópico, bacilos íntegros o sólidos, fragmentados granulosos y
globias. Anote el número total de bacilos observados y divida por el número de campos examinados. Este
número promedio de bacilos es el índice bacteriológico de la baciloscopia.
Si se han tomado muestras y analizado un número de diferentes lesiones, el puntaje promedio de estas
lesiones es el índice bacteriológico del paciente. Tener en cuenta lo siguiente:
Una globia grande puede contener 100 bacilos íntegros.
Una globia mediana puede contener 60 bacilos íntegros.
Una globia pequeña puede contener 30 bacilos íntegros.
Clasificar cada baciloscopia utilizando la escala de Ridley y Jopling.
3.3 INFORME DE RESULTADOS:
(Índice bacteriológico según la escala bacteriológica de Ridley)
Negativo
Una cruz
Dos cruces
Tres cruces
Cuatro cruces
Cinco cruces
Seis cruces
:
:
:
:
:
:
:
No se observan bacilos x 100 campos examinados
1-10 bacilos en promedio x 100 campos examinados
1-10 bacilos en promedio x 100 campos examinados
1-10 bacilos en promedio x cada campo examinado
10-100 bacilos en promedio x cada campo examinado
100-1000 bacilos en promedio x cada campo examinado
Más de 1000 bacilos en promedio o presencia de globia
x campo examinado
3.3.1. Indice Morfológico del extendido:
Examinar 100 a 200 bacilos.
-
El índice morfológico describe el aspecto o las formas del bacilo.
Examinar sólo bacilos bien individualizados; no examinar bacilos muy juntos, aglomerados o en
restos celulares.
El bacilo deberá ser considerado irregular cuando presente cualquier alteración en su forma o
coloración (fraccionado o granulado).
21
-
Anotar el número de bacilos que estén bien coloreados, también llamados sólidos.
El resultado de bacilos sólidos será dado en porcentaje, en relación al total de los 100 ó 200 bacilos
examinados. Es lo que se denomina índice morfológico.
3.4 CUIDADO DEL MICROSCOPIO
-
-
El microscopio debe mantenerse limpio. Las dificultades en obtener una imagen precisa en el campo
microscópico puede deberse a la lente que se encuentra sucia o deteriorada por el uso de papel
higiénico en reemplazo del papel lente.
Después de su uso, las lentes de los objetivos y el condensador deben mantenerse libres de aceite. Esto
se consigue sin dañar las lentes a través de la limpieza con un papel lente y tolueno.
La superficie de las lentes oculares están expuestas al polvo, siendo posible que la observación con una
lupa pueda revelar su estado.
La limpieza se puede hacer con una escobilla de pelo fino y de manera directa, pero las partículas
grasas requieren uso cuidadoso del papel lente. Este deberá ser humedecido con tolueno cuando sea
necesario.
22
-
El microscopio debe mantenerse libre de polvo, protegiéndolo con una capucha.
En climas tropicales las lentes se deterioran algunas veces por crecimiento de hongos en su superficie.
En algunos laboratorios se previene colocando el microscopio íntegro en un desecador grande; en otros
el microscopio es guardado en un armario que es expuesto continuamente al calor producido por un
foco incandescente de 40 w.
3.5 BIOSEGURIDAD EN EL LABORATORIO
3.5.1 Cuidado Personal:
El personal de laboratorio está constantemente trabajando con material contaminado, por tanto debe tomar
las siguientes medidas:
a.
b.
c.
d.
e.
f.
g.
Desde la toma de la muestra debe usar mandil, mascarilla y guantes.
Lavarse las manos con abundante agua y jabón, antes y después de tomar los frotices de cada paciente
Mantener las uñas cortas, así como las manos limpias.
Nunca ponga los lápices o lapiceros o los dedos en su boca; estos deben estar colocados sobre la mesa
de trabajo.
No traer comida ni comer en el laboratorio.
Lavarse las manos con jabón y agua antes de salir del laboratorio cada día.
Cualquier corte, herida o abrasión, aún cuando no fuera profunda, debe ser lavada y luego cubierta con
un antiséptico.
3.5.2 Material contaminado
Todas las superficies de trabajo que han estado en contacto con el M. leprae deben ser consideradas
contaminadas. Esto incluye las superficies superiores de los bancos, todos los instrumentos usados en la
preparación de frotices de piel, láminas, algodones usados, etc. Recordar que el material no descartable que
va a reutilizarse debe seguir el proceso de limpieza, desinfección y esterilización convencionales. Con esto
se puede prevenir diversas enfermedades transmisibles como Sida, hepatitis y otras.
a.
b.
c.
d.
e.
Lavar la parte superior de las mesas de trabajo frotando las superficies con desinfectante, tal como
fenol al 5% o un desinfectante similar todos los días antes de dejar el laboratorio.
Si se utiliza un espéculo nasal para la obtención de frotis nasal, este deberá ser colocado en una
riñonera que contenga al menos 4% de lejía o un desinfectante similar. Las torundas nasales utilizadas
para los frotices nasales son sumergidas en un recipiente que contenga arena y alcohol, flameándolas,
y luego colocadas en lejía al 4%. Pueden limpiarse también con algodón y alcohol, fIamearlas y
colocarlas en lejía. El algodón debe ser quemado.
Los bisturíes deben ser fIameados después de su uso, por ambos lados, y luego colocados en un sobre
de papel para su eliminación.
Todo género de algodón utilizado en la toma de muestras es eliminado en un sobre de papel y
colocado en un tacho de basura o papelera. El sobre se quema luego de terminado el trabajo.
Después de la microscopia, las láminas son sumergidas en una cubeta con xilol para remover el aceite
de inmersión. Estos son remojados toda la noche en lejía, hervido en agua y jabón, lavado en agua corriente de caño y limpiado. Una vez utilizadas las láminas para los frotices, no deben reutilizarse para
el mismo propósito; de hacerlo, pasarlas antes por mezcla sulfocrómica.
3.6 SUGERENCIAS PARA ALGUNOS PROBLEMAS COMUNES
El personal de salud debe tener la mente lista para aprender, cambiar y adaptarse de acuerdo a las
necesidades. En relación a los frotices se presentan algunos de los problemas más comúnmente
observados:
Problema 1 :
Solución 1 :
Si el mechero tiene llama inestable debido a viento.
Usar un protector, por ejemplo, un cilindro abierto en ambos lados con aberturas
en la base.
Problema 2 :
Solución 2 :
Transporte de láminas fijadas al hospital para coloración y examen hacia el hospital.
Se puede adquirir cajas para láminas cubiertas de madera, metal o plástico. Si no se
encuentra en el mercado o es muy caro, se puede utilizar la caja de cartón de las
23
nuevas láminas engomando dos tiras acanaladas de papel. También se ha visto que
el empaquetado simple de láminas es útil.
Problema 3 :
Solución 3 :
Polvo sobre las láminas ya fijadas.
Para evitar que esto suceda, colocar todas las láminas en una caja inmediatamente
después de fijarlas. Trabajar en una área cerrada preferentemente.
Problema 4 :
Solución 4 :
Descarte del material contaminado.
Queme la bolsa con la basura o traiga la bolsa al hospital para quemarlo o
autoclavarlo, según como sea la práctica.
Problema 5 :
Solución 5 :
No hay láminas nuevas para bacteriología.
Reutilizar las láminas negativas; limpiarlas con solución sulfocrómica con abundante
agua corriente, pasar luego por agua destilada y finalmente en alcohol éter.
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CAPÍTULO IV
LA BIOPSIA DE PIEL
4.1 ASPECTOS GENERALES
La biopsia de piel es importante en el estudio de la lepra y puede realizarse con relativa facilidad. Con
cierto entrenamiento este procedimiento puede hacerlo un sanitario o un auxiliar de enfermería. Es
importante para la clasificación de la enfermedad y confirmación diagnóstico de casos paucibacilares
principalmente. Raras veces será necesario una biopsia de nervio para el diagnóstico, procedimiento que
deberá dejarse en manos del médico. Los lugares para biopsia se hará a nivel de la lesión dérmica.
Se preferirá los lugares con un índice bacteriológico alto, o bien la lesión con signos de actividad.
En los casos de mácula o placa se prefiere hacer por dentro del borde la lesión. Se sugiere escoger una
lesión de tal dimensión que permita hacer por lo menos una biopsia más en el seguimiento.
4.2 PROCEDIMIENTOS CON EL BISTURÍ
Identificar el sitio a biopsiar y hacer la asepsia correspondiente. La biopsia debe hacerse cerca al borde
externo de las lesiones. Ponerse guantes y luego anestesiar intradérmicamente con 3 cc de Lidocaína al 2%
con epinefrina. Poner un campo estéril con una abertura en el centro (poncho) y esperar 2 minutos o más
para que el anestésico haga su efecto totalmente. Estirar ligeramente la piel a biopsiar con el dedo índice y
el pulgar de la mano izquierda (operador diestro). Hacer dos incisiones semilunares de modo que la pieza
de tejido sea elíptica. El eje longitudinal debe ser paralelo a la dirección de la tensión de la piel. Luego las
incisiones semilunares se profundizarán hasta el tejido subcutáneo.
La pieza se jala cuidadosamente con pinzas (o fórceps) y se corta a nivel del subcutáneo con bisturí. Según
la dimensión de la biopsia (normal 4 x 12 mm), se podrán los puntos de sutura si fuese necesario.
4.3 PROCEDIMIENTOS CON PUNZÓN CORTANTE (PUNCH)
Localizar el sitio de la biopsia. Hacer la asepsia correspondiente y colocarse los guantes. Infiltrar 1 a 2 ml
de Lidocaína al 2% con epinefrina para una buena anestesia; en el caso de lesiones en dedos o áreas de
poca irrigación, se utilizará Lidocaína sin epinefrina. Esperar 2 minutos aproximadamente, tomar el
punzón y presionar en forma perpendicular a la piel a biopsiar (puede utilizarse punzón de 4 mm para
muestras simples o de 6 mm para muestras dobles), e iniciar la rotación presionando hasta llegar al nivel
subcutáneo. Retirar el punzón y levantar el tejido biopsiado hasta observar el borde fijo del tejido, el
mismo que será cortado con bisturí o tijeras cuidadosamente, lo más profundo posible. Se cubre la herida
con apósito compresivo.
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4.4 EL MATERIAL DE BIOPSIA
La pieza de biopsia obtenida por bisturí o punzón se coloca en frasquito (v.g. de penicilina) que contenga
formol al 10%. Es importante que la concentración del formol sea al 10%, de lo contrario la fijación del
tejido puede perderse.
El frasquito se rotulará con el nombre del paciente y la fecha de la biopsia. Asegurar la tapa del frasquito
con esparadrapo o papel que sobrepase el cuello del frasco y sujetarlo con liga o pita. Se debe acompañar
una solicitud de biopsia, señalando el tipo de diagnóstico clínico de lepra, el lugar de la toma de muestra y
el resumen de historia clínica, indicando con precisión si es paciente nuevo, en tratamiento o ha sido
tratado previamente.
26
CAPÍTULO V
BIBLIOGRAFÍA
1.
Devasundaram, B. and Chacko, C.J.C. (1990). Smears under field conditions. Partners (Magazine for
paramedical workers in Leprosy). N° 18: 2-3.
2.
Devasundaram, B. and Chacko, C.J.C. (1990). Safety in the laboratory. Partners (Magazine for
paramedical workers in Leprosy). 20: 12-13.
3.
Ministerio de Saúde (1984). Guía para controle da Hanseníase. 2da. Ed. Brasilia, 100 págs.
4.
Ministerio de Salud (1992). Doctrina, Normas y Procedimientos para el Control y Eliminación de la
Lepra en el Perú. Capítulo 5: Red de Laboratorios e Histopatología, Lima, 103 págs.
5.
Sanabria, H. (1989). Prevalencia de Hanseniasis en contactos familiares de Requena, Loreto.
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6.
OPS. (1983). Manual para el Control de la Hanseniasis. Publicación Científica 436. Washington, 96
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7.
OMS. (1995). Progress towards the elimination of Leprosy as a public health problem. Weekly
Epidemiological Record. 25: 1 - 4.
8.
Centro de Dermatología e Venerología “Alfredo da Matta”. (1995). Manual de Normas y
Procedimientos para la Baciloscopia. Manaos. Estado de Amazonas. Brasil, 10 págs.
9.
Asencios S., L.; Quispe T., N.; Sanabria R., H.; Yi Chu, A. (1995). Manual de Normas y
Procedimientos en Bacteriología de la Tuberculosis (Zavaleta, A.; Chang, J. y Vigil, L., Eds.).
Instituto Nacional de Salud, Centro Nacional de Laboratorios de Salud Pública, Serie de Normas Técnicas N° 10. Lima, Art. Lautrec, 67 págs.
10. Manual de Normas de Bioseguridad para los laboratorios de Diagnóstico de Tuberculosis (1995).
Normas Técnicas N° 8. Lima, Mayo. 19 págs.
11. Thangaraj, R.H. y Yawalkar, J.J. (1988). La lepra. Ciba-Geygy S.A. Basilea, Suiza. 166 págs.
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ANEXOS
28
ANEXO 1
MATERIAL Y REACTIVOS
-
Una mesa de material lavable de por lo menos 1 x 0,6 m.
Un lavadero pequeño con su llave de agua y desagüe
Dos varillas de vidrio unidas por tubos de caucho
Cuaderno de registro de baciloscopias
Estuche para almacenar y transportar láminas
Pinzas
Lámpara de alcohol o quemador de Bunsen
Dos embudos
3 frascos cuenta gotas color ámbar de 50 mL
2 probetas pyrex de 250 y 100 mL
2 fiolas de 100 y 200 mL
Un microscopio monocular o binocular con objetivos de inmersión
Un alcoholímetro
Un cronómetro
Una balanza de l g de precisión
Alcohol de 95 grados
Acido clorhídrico Q.P.
Fucsina básica
Azul de metileno
Cristales de fenol (ácido fénico)
Agua destilada
Aceite de inmersión
Tolueno y xilol
Papel de filtro
Fósforo
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ANEXO 2
PREPARACIÓN DE LA COLORACIÓN
DE ZIEHL NEELSEN
A. Fucsina fenicada
Solución A: Fucsina básica :
Alcohol de 95º :
1g
10 mL
Solución B: Acido fénico :
Agua destilada :
5g
100 mL
Nota: Unir la solución A más la B y mantenerlo así por 24-48 horas. Seguidamente, filtrar la solución en
un frasco oscuro (ambar).
B. Alcohol Acido al 1-2%
Acido clorhídrico
Alcohol de 95º
:
:
2 mL
98 mL
:
:
:
0,3 g
30,0 mL
100,0 mL
c. Azul de Metileno
Azul de metileno
Alcohol de 95º
Agua destilada
Nota: Preparada la solución, dejar en un balón por 24 horas, para luego filtrarla en frasco oscuro.
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Esta publicación se terminó de imprimir
en diciembre de 1996 en los
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