EXTRACCIÓN DE ACEITE DE QUINOA (Chenopodium quínoa Willd

Universidad de Chile
Facultad de Ciencias Químicas y Farmacéuticas
Departamento de Ciencia de los Alimentos y Tecnología Química
Laboratorio de Procesos de Alimentos
Laboratorio de Análisis de Alimentos y Materias Grasas
Fundación para la Innovación Agraria
“EXTRACCIÓN DE ACEITE DE QUINOA (Chenopodium quínoa
Willd) Y SU CARACTERIZACION DE DOS ECOTIPOS
PROVENIENTES DEL SECANO COSTERO DE LA REGIÓN VI DE
CHILE”
Memoria para optar al título de Ingeniero en Alimentos
Patrocinante: Prof. Eduardo Castro Montero.
Directores
: Prof. Lilia Masson Salaüé.
Prof. Eduardo Castro Montero.
YOLANDA PAOLA RUBIO ZAMORANO
Santiago, Chile
2005
Circulación restringida hasta 2007
Esta memoria fue realizada en los laboratorios de Procesos de
Alimentos, de Análisis de Alimentos y Materias Grasas; y de Operaciones
Unitarias, pertenecientes al Departamento de Ciencia de los Alimentos y
Tecnología Química de la Facultad de Ciencias Químicas y Farmacéuticas de la
Universidad de Chile. Esta memoria formó parte del proyecto “Desarrollo de
harina de quinoa orgánica de alta calidad como una alternativa de consumo y
de producción sustentable” financiado por la Fundación para la Innovación
Agraria FIA, SUB-ES-C-2004-1-A-015.
2
INDICE GENERAL
Pág.
INDICE GENERAL
ii
INDICE DE TABLAS
vi
INDICE DE FIGURAS
viii
INDICE DE ANEXOS
ix
RESUMEN
x
SUMMARY
xi
1.- INTRODUCCION
1
2.- ANTECEDENTES GENERALES
3
2.1.- Lípidos
3
2.1.1.- Ácidos grasos saturados
3
2.1.2.- Ácidos grasos insaturados
4
2.2.- Extracción de aceites
4
2.3.- Antecedentes de la semilla de quínoa
5
2.3.1.- Morfología de la semilla de quínoa
5
2.3.2.- Valor nutricional de la semilla de quínoa
6
2.3.3.- Factores antinutricionales de la semilla de quínoa
7
2.3.4.- Composición en ácidos grasos del aceite de semilla
7
de quínoa
3.- OBJETIVOS
9
3.1.- Objetivo general
9
3.2.- Objetivos específicos
9
4.- MATERIALES Y METODOS
10
4.1.- Materiales
10
4.1.1.- Materia prima
10
4.1.2.- Reactivos químicos
10
4.1.3.- Materiales y equipos
11
3
4.1.3.1.- Material de vidrio y otros
11
4.1.3.2.- Equipos
11
4.2.- Métodos
12
4.2.1.- Pruebas preliminares realizadas a la semilla de
12
quínoa
4.2.2.- Extracción orgánica con etanol de la semilla de
13
quínoa
4.2.3.- Determinación del contenido de humedad de la
14
semilla de quínoa
4.2.4.- Determinación del contenido de materia grasa
14
4.2.5.- Procedimiento de obtención de aceite de quínoa de
15
Paredones mediante extracción con solvente
4.2.5.1.- Procedimiento de obtención de aceite de
16
quínoa de Mata Redonda mediante extracción con
solvente
4.2.6.- Métodos analíticos efectuados al aceite de quínoa
19
extraído mediante extracción con solventes
4.2.6.1.- Métodos químicos efectuados al aceite de
19
quínoa
4.2.6.1.1.- Ácidos grasos libres
19
4.2.6.1.2.- Tiempo de inducción
19
4.2.6.1.3.- Índice de peróxidos
19
4.2.6.1.4.- Índice de saponificación
20
4.2.6.1.5.- Índice de yodo
20
4.2.6.1.6.- Materia insaponificable
20
4.2.6.1.7.- Valor de Anisidina
20
4.2.6.1.8.- Tocoferoles
21
4
4.2.6.2.- Métodos físicos efectuados al aceite de
21
quínoa
4.2.6.2.1.- Índice de refracción
21
4.2.6.2.2.- Peso específico
21
4.2.6.2.3.- Cromatografía gas-líquido
22
4.2.7.- Determinación de los cambios químicos del aceite de quínoa
22
proveniente de la zona de Paredones
5.- RESULTADOS Y DISCUSIONES
5.1.- Determinación del tamaño de partícula de la semilla de
23
23
quínoa
5.2.- Extracción orgánica con etanol
23
5.3.- Determinación del contenido de humedad de las
25
semillas de quínoa provenientes de la zona de Paredones y
Mata Redonda
5.4.- Determinación del contenido de materia grasa de las
26
semillas de quínoa provenientes de la zona de Paredones y
Mata Redonda
5.5.- Caracterización del aceite de quínoa proveniente de la
26
zona de Paredones obtenido de forma semi-industrial y de la
zona de Mata Redonda extraído a escala de laboratorio
5.5.1.- Análisis físicos y químicos realizados al aceite
27
de quínoa proveniente de la zona de Paredones y
Mata Redonda
5.5.2.- Perfil porcentual de los ácidos grasos del
34
aceite de quínoa proveniente de la zona de
Paredones y Mata Redonda
5
5.6.- Estudio del cambio químico en el tiempo del aceite de quínoa
38
proveniente la zona de Paredones
5.6.1.- Cambios hidrolíticos del aceite de quínoa de
38
Paredones a las 3 temperaturas de almacenamiento
5.6.2.- Cambios oxidativos del aceite de quínoa de
41
Paredones a las 3 temperaturas de almacenamiento
6.- CONCLUSIONES
43
7.- BIBLIOGRAFIA
44
6
INDICE DE TABLAS
Pág.
Tabla 2.3.2.1.: Contenido nutricional por 100 g de porción
6
comestible de la semilla de quínoa
Tabla 2.3.4.1.: Composición en ácidos grasos (% ésteres metílicos)
8
del aceite de la semilla de quínoa
Tabla 4.2.2.1.: Diseño experimental cuadrático 32
13
Tabla 5.2.1.: Obtención de la variable respuesta del diseño
24
experimental cuadrático 32
Tabla 5.2.2.: Rendimiento de extracción de aceite para las
25
humedades propuestas en el diseño experimental
Tabla 5.3.1.: Contenido de humedad inicial de los distintos ecotipos
25
de quínoa, Paredones no pulida, Mata Redonda pulida y Mata
Redonda no pulida
Tabla 5.4.1.: Contenido de materia grasa (% base seca) de los
26
distintos ecotipos de quínoa, Paredones no pulida, Mata Redonda
pulida y Mata Redonda no pulida
Tabla 5.5.1.1.: Caracterización física y química de los aceites
28
extraídos de quínoa proveniente de la zona de Paredones y Mata
Redonda
Tabla 5.5.1.2.: Parámetros de calidad de los aceites extraídos de
32
quínoa proveniente de la zona de Paredones y Mata Redonda
Tabla 5.5.2.1.: Perfil porcentual de los ácidos grasos (% ésteres
35
metílicos) del aceite de quínoa de Paredones y Mata Redonda
Tabla 5.5.2.2.: Distribución porcentual por grupo de ácidos grasos
36
del aceite de quínoa de Paredones y Mata Redonda
Tabla 5.6.1.1.: Predicción de las ecuaciones para la evolución del
39
porcentaje de ácido oleico a través del tiempo a distintas
temperaturas de almacenamiento
7
Tabla 5.6.2.1.: Predicción de las ecuaciones para la evolución del
41
índice de peróxido a través del tiempo a distintas temperaturas de
almacenamiento
8
INDICE DE FIGURAS
Pág.
Fig. 4.1.3.2.1.: Equipo Soxhlet utilizado para la extracción semi-
12
industrial del aceite de la semilla de quínoa de Paredones
Fig. 4.2.5.1.: Diagrama de bloques del proceso de extracción de
18
aceite de quínoa de Paredones
Fig. 5.5.2.1.: Comparación de los principales ácidos grasos del
36
aceite de la semilla de quínoa con otras similares en composición
Fig. 5.6.1.1.: Evolución del porcentaje de ácido oleico de las
38
muestras para las distintas temperaturas de almacenamiento, 20ºC,
30ºC y 40ºC
Fig. 5.6.1.2.: Representación de una cinética de orden 2 para los
40
cambios hidrolíticos del aceite de quínoa de Paredones
Fig. 5.6.2.1.: Evolución del índice de peróxido de las muestras para
41
las distintas temperaturas de almacenamiento, 20ºC, 30ºC y 40ºC
Fig. 5.6.2.2.: Representación de una cinética de orden 1 para los
42
cambios oxidativos del aceite de quínoa de Paredones
9
INDICE DE ANEXOS
ANEXO 1: a.- Cambios hidrolíticos del aceite de quínoa de Paredones
almacenado a 40ºC
b.- Cambios hidrolíticos del aceite de quínoa de Paredones
almacenado a 30ºC
c.- Cambios hidrolíticos del aceite de quínoa de Paredones
almacenado a 20ºC
ANEXO 2: a.- Cambios oxidativos del aceite de quínoa de
Paredones
almacenado a 40ºC
b.- Cambios oxidativos del aceite de quínoa de Paredones
almacenado a 30ºC
c.- Cambios oxidativos del aceite de quínoa de Paredones
almacenado a 20ºC
10
RESUMEN
“Extracción de aceite de quínoa (chenopodium quínoa willd) y su
caracterización de dos ecotipos provenientes del secano costero de la
región VI de Chile”
Se planteó la posibilidad de realizar una extracción de aceite de quínoa
de carácter orgánico con etanol como solvente, sin embargo no es posible
realizar esta extracción ya que el etanol extrae otras sustancias no grasas como
ceras, fosfátidos, azúcares, pigmentos, etc.
Para la extracción del aceite de quínoa se realizó una extracción con
hexano y éter de petróleo, que permitió obtener rendimientos de un contenido
graso de alrededor de un 6% para todas las muestras estudiadas.
De los parámetros de calidad del aceite de quínoa de Paredones se
puede observar que el proceso de pulido deja más expuesta a la semilla, esto
influye en un mayor deterioro y mayor inestabilidad del aceite.
De los análisis de caracterización química y física del aceite de quínoa
destaca el contenido de ácidos grasos poliinsaturados, principalmente el ácido
linoleico con un 56% y oleico con un 21%, y de un contenido moderado de
linolénico con un 5% para todas las muestras en estudio.
El alto contenido de tocoferoles totales, alrededor de 1300 ppm para las
muestras de Mata Redonda y 700 ppm para Paredones, le confiere al aceite
una buena protección frente a la rancidez oxidativa.
Para evaluar los cambios químicos del aceite de quínoa se realizó un
estudio de la cinética del deterioro térmico del aceite, a través de análisis de
índice de peróxidos y acidez del aceite. Estas cinéticas corresponden a orden 2
para el caso de los cambios hidrolíticos y de orden 1 para los cambios
oxidativos en el aceite.
11
SUMMARY
“Quinoa (chenopodium quínoa willd) oil extraction and its
characterization of two ecotypes from coastal dry land VI Region, Chile”
A quinoa oil extraction with organic character and ethanol as solvent was
thought to make. However, this extraction wasn’t possible make it, because the
ethanol extracts other non-fat substances like waxes, phosphatides, sugars,
pigments, etc.
An extraction with hexane and petrol ether was carried out to extract the
quinoa oil, obtaining yields of a fat content about 6% for all studied samples.
With Paredones quinoa oil quality parameters was observed that the
polished process shows more the seed, it influences in a greater deterioration
and greater oil instability.
With the chemical and physical characterization analyses of quinoa oil
emphasize the polyunsaturated fatty acids content, mainly the linoleic acid with
56% and oleic with 21%, and a moderate content of linolenic with 5% for all
studied samples.
The high content of totals tocopherols, about 1300 ppm for sampled of
Mata Redonda and 700 ppm for Paredones, give a good protection to the oil,
front oxidative rancidity.
To evaluate the chemical changes of the quinoa oil was carried out a
kinetic study of the oil, thermal deterioration with an analysis of peroxide value
and oil free fatty acids. These kinetics are order 2 to hydrolytic changes and
order 1 to oxidative changes into the oil.
12
1.- INTRODUCCIÓN
La protohistoria muestra que la quínoa es uno de los cultivos más
primitivos de los antiguos pueblos americanos.
Su desarrollo posterior se
equipara con el del maíz y la papa. Sin embargo, su cultivo no ha progresado
porque la cultura española que penetró las tierras americanas, impuso
principalmente el trigo y la cebada en el grupo de los cereales. Más tarde,
estos y otros productos introducidos ocuparon la atención de las poblaciones
nativas que entonces empezaron a usarlos. De este modo, el conocimiento y el
mejoramiento de los cultivos andinos fue relegado a un segundo plano
(Gandarillas, 1979).
El redescubrimiento de este tipo de alimentos olvidados podría contribuir
a paliar el hambre en las zonas más desfavorecidas del planeta y eliminar la
dependencia excesiva de la humanidad de unos pocos cultivos, especialmente
para consumo humano (Johnson, 1990).
La quínoa (Chenopodium quinoa Willd) no es propiamente un cereal
aunque forme granos o semillas, es una planta anual de hojas anchas
perteneciente a la familia de las quenopodiáceas, a la que también pertenece la
remolacha, las espinacas y las acelgas; y es susceptible a muchos de los
mismos insectos y problemas de enfermedades de esos cultivos. Además de
las semillas, también se aprovechan las hojas cocinadas como verdura fresca
(Oelke et al., 1992).
13
La quínoa, un cultivo de semillas de la región de los Andes de
Sudamérica, es también considerado como un cultivo de alto valor nutricional,
debido particularmente al excepcional balance de aminoácidos de las proteínas
de la semilla y a la cantidad de lípidos nutricionalmente favorables, los que se
encuentran localizados principalmente en el endospermo y en el embrión o
germen de la semilla (Prego et al., 1998).
El contenido de aceite de la semilla de quínoa varía desde un 1,8 a un
9,5%, con una media global calculada de 5,8% (Koziol, 1993).
En la composición
de
los
lípidos
dominan
los
ácidos
grasos
insaturados, destacando su alto contenido de ácido linoleico (50,2-56,1%) y
oleico (22,0-24,5%), y moderado de linolénico (5,4-7%) (Herencia et al., 1999 y
Masson y Mella, 1985).
La presencia de ácidos grasos linoleico y linolénico, normalmente hacen
a los aceites susceptibles a la rancidez oxidativa, esto no ocurriría en el caso
del aceite de semilla de quínoa debido a su contenido de antioxidantes
naturales, denominados tocoferoles, que le brindan una buena protección
(Koziol, 1993).
14
2.- ANTECEDENTES GENERALES
2.1.- Lípidos
Las materias grasas en general cumplen una serie de roles en la dieta
humana, además de ser la principal fuente de energía,
son constituyentes
normales de la estructura celular y cumple un rol importante en las funciones de
la membrana de ésta.
Son fuente de ácidos grasos esenciales para el
organismo animal, donde cabe destacar su papel en la síntesis de las
prostaglandinas.
Regulan el nivel de lípidos sanguíneos.
Son vehículo de
vitaminas liposolubles y aportan otros componentes importantes como
pigmentos carotenoides, esteroles, etc (Masson y Mella, 1985).
Los ácidos grasos son los principales constituyentes de los lípidos
neutros (triglicéridos) y lípidos polares (fosfolípidos, esfingolípidos, etc.) ya que
se encuentran esterificando un alcohol el cual se puede considerar como un
soporte (Masson y Mella, 1985).
Los ácidos grasos se dividen en dos grandes grupos:
•
Los saturados
•
Los insaturados
2.1.1.- Ácidos grasos saturados
Generalmente son de cadena recta, principalmente con número par de
átomos de carbono, aunque también impares se han detectado en materias
grasas comestibles de origen animal y marino y algunos ramificados, en general
en proporciones pequeñas, del orden del 1%. El largo de cadena se encuentra
entre cuatro y veinticuatro átomos de carbono para las materias grasas de
consumo habitual (Masson y Mella, 1985).
15
2.1.2.- Ácidos grasos insaturados
Se caracterizan porque en la cadena hidrocarbonada aparece una doble
unión C=C, lo cual, fuera de introducir una rigidez en la molécula,
automáticamente complica la química de los ácidos grasos al aparecer dos
tipos de isomerismo: de posición y geométrico cis, trans que confieren a su vez
propiedades diferentes a los ácidos grasos. La presencia del doble enlace y su
configuración en el espacio tiene un efecto notable en el punto de fusión de los
ácidos grasos. La mayoría en forma natural presenta la configuración cis y lo
hace ser líquidos a temperatura ambiente (Masson y Mella, 1985).
Los ácidos grasos insaturados pueden ser monoinsaturados, es decir,
tener únicamente una sola doble ligadura en la molécula, o poliinsaturados con
dos o más dobles enlaces.
Los largos de cadena para los ácidos grasos
insaturados habituales en las materias grasas comestibles son más
restringidos. Los monoinsaturados se encuentran entre 10 y 22 átomos de
carbono y los poliinsaturados entre 16 y 22 átomos de carbono (Masson y
Mella, 1985).
2.2.- Extracción de aceites
Históricamente, se han usado muchos procesos para extraer el aceite de
semillas, pero los tres procedimientos más comunes son los de prensa
hidráulica, prensa de expulsión y extracción con solventes (Erickson et al.,
1980).
En operaciones a gran escala, la extracción con solventes es un medio
más económico de obtención de aceite que la extracción por presión, y su
aplicación va aumentando rápidamente, especialmente para la obtención de
aceite de soja. El aceite de la semilla difunde y es extraído a través del
solvente, mientras que la proteína permanece en la torta residual con fibra e
hidratos de carbono. Como solventes, en los métodos comerciales de
extracción se recurre a hidrocarburos volátiles purificados, especialmente las
16
distintas clases de bencinas de petróleo, conocidas comúnmente como éter de
petróleo, hexano o heptano. El hexano es el más utilizado tradicionalmente
(Tapia, 2002).
2.3.- Antecedentes de la semilla de quínoa
La quínoa no es propiamente un cereal aunque forme granos o semillas,
es una planta anual de hojas anchas perteneciente a la familia de las
quenopodiáceas, a la que también pertenece la remolacha, las espinacas y las
acelgas (Oelke et al., 1992).
La quínoa o quinua, de nombre botánico “Chenopodium quinoa Willd”, se
cultiva desde hace más de 5000 años, según testimonian los granos
encontrados junto a las momias enterradas en toda la región andina que se
extiende desde la sabana de Bogotá hasta el norte de Chile y Argentina, en
zonas semiáridas, a más de 3000 metros de altura sobre el nivel del mar, en la
región del altiplano andino de América del Sur. Los antiguos incas lo llamaron
el Grano Madre y la veneraron como planta sagrada (Erdos, 1999).
2.3.1.- Morfología de la semilla de quínoa
La quínoa es una planta de desarrollo anual, de hojas anchas,
dicotiledónea y usualmente alcanza una altura de 1 a 2 metros. El tallo central
comprende hojas lobuladas y quebradizas. La raíz principal normalmente mide
de 20 a 25 cm de longitud, formando una densa trama de radículas, las cuales
penetran en la tierra y tan profundamente como la altura de la planta. El fruto
es seco y mide aproximadamente 2 mm de diámetro, la semilla es usualmente
lisa y de color blanco, rosado, naranja, rojo, marrón y negro. El peso del
embrión constituye el 30% del peso de la semilla, formando una especie de
anillo alrededor del endospermo que se desprende cuando la semilla es cocida
(Ministerio de Agricultura del Perú, 2005).
17
2.3.2.- Valor nutricional de la semilla de quínoa
El principal componente de los granos de quínoa es el almidón, que
constituye el 60% del peso fresco del grano (Herencia et al., 1999).
La característica nutricional más importante es el contenido de proteína,
que es alrededor de 16% en base a materia seca y a su balance rico en
aminoácidos esenciales tales como: histidina, isoleucina, leucina, metionina,
fenilalanina, treonina, triptófano, valina y especialmente lisina (Berti et al.,
2000).
Puede destacarse el contenido en hierro de alta biodisponibilidad, calcio,
potasio, fósforo, magnesio, cobre, manganeso, azufre y otros minerales
fácilmente disponibles (Herencia et al., 1999).
Además la quínoa es buena fuente de vitamina E, tiamina y niacina
(Schlick y Bubenheim, 1996).
Tabla 2.3.2.1.: Contenido nutricional por 100 g de porción comestible de la
semilla de quínoa.
Componente
g/100g parte comestible
Calorías
331
Humedad
9,8
Proteínas
13,0
Lípidos
7,4
Carbohidratos
64,1
Fibra cruda
2,7
Cenizas
3,0
Fuente: Tabla de Composición Química de los Alimentos Chilenos, 1992.
18
2.3.3.- Factores antinutricionales de la semilla de quínoa
La semilla de quínoa contiene varias sustancias antinutritivas que pueden
afectar la biodisponibilidad de ciertos nutrientes esenciales como, proteínas y
minerales; estos son saponinas, ácido fítico, inhibidores de tripsina y taninos
(Improta y Kellems, 2001).
La saponina, un componente del pericarpio de la semilla de quínoa, es
un conocido tóxico (triterpenoide) glicosídico.
La saponina puede ser
encontrada en el pericarpio de varias especies tales como quínoa, alfalfa y soja,
es fácilmente identificada por la producción de espuma jabonosa en contacto
con el agua, estas saponinas son solubles en agua, soluble en alcohol metílico
y etílico e insoluble en solventes orgánicos (Johnson y Ward, 1993).
La saponina normalmente se encuentra en un rango de 0,11% a 2,0%,
otorgándole un sabor amargo a la semilla. Sin embargo, es de fácil remoción
por medio de lavado con agua.
De acuerdo a la concentración de estos
compuestos, se han separado las variedades de quínoa en “dulces”, que
contienen menos de un 0,11% y variedades “amargas” con un contenido de
saponinas mayor a éste (Berti et al., 2000).
2.3.4.- Composición en ácidos grasos del aceite de semilla de quínoa
En la composición
de
los
lípidos
dominan
los
ácidos
grasos
insaturados, destacando su alto contenido de ácido linoleico (50,2-56,1%) y
oleico (22,0-24,5%), y moderado de linolénico (5,4-7%) (Herencia et al., 1999 y
Masson y Mella, 1985).
19
Tabla 2.3.4.1: Composición en ácidos grasos (% ésteres metílicos) del aceite
de la semilla de quínoa.
Ácidos grasos
Semilla de quínoa (% ésteres metílicos)
C14:0 Ac. Mirístico
2,4
C16:0 Ac. Palmítico
11,1
C18:0 Ac. Esteárico
1,1
C22:0 Ac. Docosanoico
0,3
C14:1 Ac. Miristoleico
1,0
C16:1 Ac. Palmitoleico
1,2
C18:1 Ac. Oleico
22,8
C18:2 n-6 Ac. Linoleico
50,5
C18:3 n-3 Ac. Linolénico
7,8
Fuente: Masson y Mella, 1985.
20
3.- OBJETIVOS
3.1.- Objetivo General
Obtener aceite de quínoa mediante un proceso de extracción
con
solvente y la caracterización del aceite obtenido mediante realización de
análisis físicos, químicos y perfil de ácidos grasos por cromatografía.
3.2.- Objetivos Específicos
1. Determinar pre-tratamientos de la semilla de quínoa y extracción
orgánica de aceite de quínoa.
2. Obtener aceite de quínoa de carácter no orgánico.
3. Caracterizar el aceite de quínoa obtenido mediante análisis físicos
y químicos; y perfil de ácidos grasos por cromatografía.
4. Evaluar cambios químicos del aceite de quínoa, a tres
temperaturas de almacenamiento 20, 30 y 40ºC.
21
4.- MATERIALES Y MÉTODOS
4.1.- Materiales
4.1.1.- Materia Prima
Para realizar las experiencias se utilizó quínoa (Chenopodium quinoa
Willd) pulida y sin pulir, cosecha 2004, proveniente de la zona de Paredones y
Mata Redonda, Región VI, Chile.
4.1.2.- Reactivos Químicos
•
Acido acético glacial p.a.
•
Acido clorhídrico p.a.
•
Acido sulfúrico p.a.
•
Alcohol etílico p.a. y técnico
•
Almidón como indicador
•
Cloroformo p.a.
•
Cloruro de sodio p.a.
•
Eter de petróleo 40-60ºC p. eb. p.a.
•
Fenolftaleína 1% en etanol
•
Hexano p.a. y técnico
•
Hidróxido de potasio p.a.
•
Hidróxido de sodio p.a.
•
Isooctano calidad uvasol
•
Metanol p.a.
•
Metilato de sodio p.a.
•
ρ-anisidina p.a.
•
Reactivo de Wijs p.a.
•
Tiosulfato de sodio 0,1 N (Tritrisol, Merck)
•
Yoduro de potasio p.a.
22
4.1.3.- Materiales y equipos
4.1.3.1.- Material de vidrio y otros
•
Balones, bureta, cápsulas de porcelana y metálicas, embudos de
decantación, matraces aforados, matraces Erlenmeyer, matraces fondo
plano esmerilado, microbureta, picnómetro, pipetas graduadas y
volumétricas, probetas, refrigerantes, rejillas de secado de acero
galvanizado 44*25 cm, soxhlet, tamices ASTM, Arthur Thomas Company,
Philadelphia, P.A., U.S.A., termómetros y vaso de precipitado.
4.1.3.2.- Equipos
•
Agitador multifuncional ERWEKA modelo AR 400, Germany
•
Balanza analítica manual modelo Mettler H33AR
•
Balanza analítica modelo 125 A, Oerlikon AG, Precisa, Zurich, Suiza.
•
Balanza analítica JK-180, Chyo Balance Corp, Japan
•
Balanza granataria modelo 1620D,Oerlikon AG, Precisa, Zurich, Suiza.
•
Baño termorregulado Haake, modelo FE, Saddle Brook, Karlsruhe,
Germany.
•
Cromatógrafo de gases HP 5890, Integrador HP 3395, Hewlett Packard
Corp., U.S.A.
•
Equipo Soxhlet Quickfit
•
Estufa modelo KB 600, W.C. Heraeus GMBH Hanau, Germany.
•
Estufa modelo TU60/60, W.C. Heraeus GMBH Hanau, Germany.
•
Estufa modelo UT 6200, W.C. Heraeus GMBH Hanau, Germany.
•
Lámpara de sodio Carl Zeiss, Germany.
•
Molino de cuchillas Ritter Gold modelo K65, Germany.
•
Plato calefactor IKA - COMBITHERM, HCH Staufen, Breisgau.
23
•
Refractómetro Carl Zeiss, Germany
•
Rancimat 679, Metrohm, Herisau,Switzerland.
•
Rotavapor Heidolph VV 2000, Germany.
•
Rotavapor R-205 Buchi, VWR Scientific, Inc, Atlanta, GA
Fig. 4.1.3.2.1: Equipo Soxhlet utilizado para la extracción semi-industrial del
aceite de la semilla de quínoa de Paredones.
4.2.- Métodos
4.2.1.- Pruebas preliminares realizadas a la semilla de quínoa.
Para aumentar la eficiencia de la extracción de aceite de la semilla de
quínoa es necesario disminuir el tamaño de partícula de la semilla,
considerando que mediante esta disminución de tamaño se aumenta la
superficie de contacto de la semilla con el solvente lo que finalmente se traduce
en un mayor rendimiento de extracción de aceite.
24
La quínoa fue molida en distintos molinos, en cada una de estas
moliendas se determinó el tamaño de partícula promedio de la semilla y
además se realizaron extracciones de aceite para determinar si existían
diferencias en los rendimientos de extracción o si existía algún problema
durante la extracción por causa del tamaño de partícula.
4.2.2.- Extracción orgánica con etanol de la semilla de quínoa.
Se planteó la posibilidad de obtener aceite de quínoa mediante una
extracción orgánica con etanol. Para ello se estableció un diseño experimental
cuadrático 32 con dos repeticiones en el centro.
Tabla 4.2.2.1.: Diseño experimental cuadrático 32.
Variables independientes
Pruebas
X1
X2
1
-1
-1
2
0
-1
3
1
-1
4
-1
0
5
0
0
6
1
0
7
-1
1
8
0
1
9
1
1
10
0
0
11
0
0
Variable respuesta
% Rendimiento aceite
25
Donde:
Las variables independientes corresponden a:
X1: % Humedad de la semilla de quínoa.
X2: Concentración de etanol (%v/v)
Las variables utilizadas en el diseño experimental fueron determinadas a
partir de revisión bibliográfica correspondiente a distintos tipos de semillas
oleaginosas.
Mediante el análisis estadístico del diseño experimental se determinarán
las variables que permitan optimizar el rendimiento de extracción de aceite.
4.2.3.- Determinación del contenido de humedad de la semilla de quínoa
De acuerdo a lo descrito por el método oficial A.O.C.S. Ab 2-49 (1993),
se determinó el contenido de humedad presente en la semilla de quínoa. El
secado de la semilla de quínoa molida se realizó en estufa a 105°C, hasta que
la muestra presentara peso constante.
4.2.4.- Determinación del contenido de materia grasa
De acuerdo a lo descrito por el método oficial A.O.C.S. Aa 4-38 (1993) se
determinó mediante el método Soxhlet, la cantidad de materia grasa contenida
en la semilla de quínoa, por la extracción de ésta con éter de petróleo 40-60ºC
p.a., evaporación de éste en rotavapor y la estimación gravimétrica del residuo.
26
4.2.5.- Procedimiento de obtención de aceite de quínoa de Paredones
mediante extracción con solvente.
El proceso de extracción de aceite de quínoa está descrito por el
siguiente procedimiento:
1. Recepción de la semilla de quínoa: La quínoa fue recibida en sacos de
papel Kraft doble de 25 kg, los que fueron almacenados a temperatura
ambiente y en un lugar seco.
2. Limpieza: Se realizó una limpieza manual para eliminar las impurezas
presentes, tales como, piedrecillas, semillas defectuosas y otras semillas.
3. Lavado: Se efectuó un lavado con agua fría para eliminar la totalidad de
la saponina, ésta produce una detergencia la que se ve reflejada por la
formación de espuma. En este punto se realizó un pulido a la semilla ya
que se están eliminando las capas exteriores de ésta.
4. Secado: El secado se realizó en estufa de aire forzado a 80ºC por 3
horas hasta llegar a una humedad de alrededor del 8%.
5. Molienda: Esta operación se efectuó en un molino de cuchillas, el cual
reduce el tamaño de las partículas de las semillas de quínoa, permitiendo
la ruptura de las células lo que facilita la liberación del aceite de éstas, el
tamaño promedio de partícula es de 240 u.
6. Extracción con solvente (Hexano técnico): La extracción de aceite se
realizó en un extractor Soxhlet, con capacidad de 3 kg de semilla. La
quínoa molida se introduce en un capacho en donde se pone en contacto
con el solvente, con el cual se realiza la extracción, el proceso continúa
hasta que no se observan restos de aceite en el extractor donde está
contenida la semilla molida.
7. Evaporación del solvente: El solvente mezclado con el aceite extraído
es evaporado en un rotavapor, en donde se realizó la separación del
solvente y el aceite.
27
8. Almacenamiento: El aceite extraído se almacenó en botellas de vidrio
ámbar y protegidas de la luz.
4.2.5.1- Procedimiento de obtención de aceite de quínoa de Mata Redonda
mediante extracción con solvente.
El proceso de extracción de aceite de quínoa está descrito por el
siguiente procedimiento:
1. Recepción de la semilla de quínoa: La quínoa fue recibida en sacos de
papel Kraft doble de 25 kg, los que fueron almacenados a temperatura
ambiente y en un lugar seco.
2. Limpieza: Se realizó una limpieza manual para eliminar las impurezas
presentes, tales como, piedrecillas, semillas defectuosas y otras semillas.
3. Secado: El secado se realizó en estufa de aire forzado a 80ºC por 3
horas hasta llegar a una humedad de alrededor del 8%.
4. Molienda: Esta operación se efectuó en un molino de cuchillas, el cual
reduce el tamaño de las partículas de las semillas de quínoa, permitiendo
la ruptura de las células lo que facilita la liberación del aceite de éstas, el
tamaño promedio de partícula es de 240 u.
5. Extracción con solvente (Eter de petróleo): La extracción de aceite se
realizó en un extractor Soxhlet, con capacidad de 200 g de semilla. La
quínoa molida se introduce en un capacho de papel filtro en donde se
pone en contacto con el solvente, con el cual se realiza la extracción, el
proceso continúa hasta que no se observan restos de aceite en papel
filtro donde está contenida la semilla molida.
6. Evaporación del solvente: El solvente mezclado con el aceite extraído
es evaporado en un rotavapor, en donde se realiza la separación del
solvente y el aceite.
28
7. Almacenamiento: El aceite extraído se almacenó en botellas de vidrio
ámbar y protegidas de la luz.
El diagrama de bloques correspondiente a los procesos de extracción de
aceite se presenta en la Fig. 4.2.5.1.
29
Recepción de la
semilla de quínoa
Limpieza
Lavado
Secado
Molienda
Extracción del aceite
con solvente
Eliminación de
materiales extraños
Agua fría y fricción
80ºC por 3 horas
hasta 8% de
humedad
Molino de cuchillas
240 um
Hexano y/o éter de
petróleo
Evaporación del
solvente
Almacenamiento del
aceite
Fig. 4.2.5.1.- Diagrama de bloques del proceso de extracción de aceite de
quínoa de Paredones y Mata Redonda.
30
4.2.6.- Métodos analíticos efectuados al aceite de quínoa extraído
mediante extracción con solvente.
Los análisis químicos y físicos realizados tanto a la semilla de quínoa
como al aceite, se encuentran descritos por los métodos oficiales de “American
Oil Chemistry Society” (AOCS, 1993).
4.2.6.1.- Métodos químicos efectuados al aceite de quínoa extraído
4.2.6.1.1.- Ácidos grasos libres
Método oficial A.O.C.S Ca 5a-40.
Se determinó el contenido de los
ácidos grasos libres existentes en la muestra, que pueden ser expresados como
ácido oleico, palmítico o láurico, según corresponda la naturaleza del cuerpo
graso.
4.2.6.1.2.- Tiempo de inducción
Método oficial A.O.C.S Cd 12b-92. Se determinó el tiempo (en horas)
correspondiente al punto de inflexión de la curva, llamado tiempo de inducción.
El tiempo de inducción se determinó utilizando un equipo Rancimat ( modelo
679, Metrohm Ltda., Herisau, Switzerland) a una temperatura de 110°C y un
flujo de aire de 18 L/min.
4.2.6.1.3.- Índice de peróxidos
Método oficial
A.O.C.S Cd 8-53.
Se determinó el contenido de
hidroperóxidos expresados en términos de meq de peróxido por 1000 g de
muestra, por oxidación del yoduro de potasio (KI) bajo
las condiciones de
operación del ensayo.
31
4.2.6.1.4.- Índice de saponificación
Método oficial A.O.C.S Cd 3-25.
Se determinó la cantidad de álcali
necesario para saponificar una cantidad definida de muestra. Este índice se
expresa como los mg de hidróxido de potasio (KOH) requeridos para saponificar
1 g de materia grasa.
4.2.6.1.5.- Índice de yodo
Método oficial A.O.C.S Cd 1-25. Se determinó la medida de la
insaturación de grasas y aceites; y está expresada en términos de gramos de
halógeno absorbido por 100 gramos de materia grasa.
4.2.6.1.6.- Materia insaponificable
Método oficial A.O.C.S Ca 6b-53. Se determinaron todas las sustancias
que frecuentemente se encuentran disueltas en grasas y aceites y que no
pueden ser saponificadas por tratamientos cáusticos usuales, pero son solubles
en solventes comunes de grasas y aceites. Dentro de este grupo de
compuestos están los alcoholes alifáticos superiores, esteroles, pigmentos e
hidrocarburos. Este índice se expresa en g por 100 g de materia grasa.
4.2.6.1.7.- Valor de Anisidina
Método oficial A.O.C.S Cd 18-90. Se determinó la cantidad de aldehídos
presentes en el aceite, mediante reacción en una solución de ácido acético, de
los componentes aldehídicos del aceite y la ρ-anisidina, y luego la medición de
la absorbancia a 350 nm.
El
valor de anisidina es definido por convención como 100 veces la
medición de la densidad óptica a 350 nm, en una cubeta de 1 cm, de una
solución que contiene 1,0 g de aceite en 100 ml de una mezcla de solvente y
reactivo.
32
4.2.6.1.8.- Tocoferoles
Método oficial A.O.C.S Ce 8-89.
Se determinó el contenido de
Tocoferoles presente en el aceite de quínoa. El aceite es disuelto en hexano
HPLC y sometido a separación mediante HPLC. Los tocoferoles presentes en el
aceite son expresados en ppm.
4.2.6.2.- Métodos físicos efectuados al aceite de quínoa extraído
4.2.6.2.1.- Índice de refracción
De acuerdo a lo descrito por el método oficial A.O.C.S Cc 7-25 (1993),
se determinó el índice de refracción, el cual es la velocidad de un rayo de luz en
el vacío a la velocidad de la luz en la sustancia. El índice de refracción para
aceites es característico dentro de ciertos límites para cada tipo de aceite. Está
relacionado con el grado de saturación, pero está afectado por otros factores
como el contenido de ácidos grasos libres, oxidación y calentamiento térmico.
El índice de refracción de una sustancia varía con la temperatura y la longitud
de onda del rayo de luz refractado, generalmente está referido a la longitud de
onda correspondiente a la línea D 589,3 de la luz de sodio a 40°C.
4.2.6.2.2.- Peso específico
De acuerdo
a lo descrito por el método oficial A.O.C.S Cc 10 a-25
(1993), se determinó la razón entre el peso de una unidad de volumen de
muestra a 25°C y el peso de una unidad de volumen de agua a 25°C.
33
4.2.6.2.3.- Cromatografía gas-líquido
Método oficial A.O.C.S. Ce 1-62. Este método es aplicable a ésteres
metílicos de ácidos grasos que contienen 8 a 24 átomos de carbono, en
muestras grasas animales, aceites vegetales y ácidos grasos después de su
conversión a ésteres metílicos. La muestra fue metilada para formar ésteres
metílicos de acuerdo a la norma UNE 55-037 –737311. La separación de los
ésteres metílicos se realizó en un cromatógrafo Hewlett Packard modelo 5860,
con detector de ionización de llama, usando H2 como gas portador. La columna
capilar de sílica fundida fue BPX-70 de 50m, 0,25 mm de diámetro interno, con
un espesor de film de 0,25 μm, programada entre 160°C a 230°C, a 1°C/min.
Las temperaturas del inyector y del detector fueron fijadas a 240°C.
4.2.7.- Determinación de los cambios químicos del aceite de quínoa
proveniente de la zona de Paredones.
Para evaluar los cambios químicos del aceite de quínoa se realizó un
estudio de la cinética del deterioro térmico del aceite, a través de análisis de
índice de peróxidos y acidez del aceite.
temperaturas 20, 30 y 40ºC.
El aceite se almacenó a tres
Estas mediciones se efectuaron a distintos
tiempos dependiendo de la temperatura de almacenamiento, a los 20ºC las
mediciones se realizaron cada 8 semanas, para los 30ºC cada 4 semanas y a
40ºC cada 2 semanas.
El deterioro oxidativo del aceite se determinó mediante el índice de
peróxidos de acuerdo al método oficial de la A.O.C.S Cd 8-53 (1993) y el
deterioro hidrolítico se determinó mediante el análisis de ácidos grasos libres de
acuerdo al método oficial de la A.O.C.S Ca 5a-40.
34
5.- RESULTADOS Y DISCUSIONES
5.1.- Determinación del tamaño de partícula de la semilla de quínoa.
El tamaño óptimo de partícula promedio utilizado para las extracciones
fue de 240 um, para tamaños de partícula más pequeños del orden de 100 um
no hubo mayores diferencias en el rendimiento de aceite, el problema es que se
generaba un polvillo demasiado fino que durante la extracción se traspasaba al
aceite. Para tamaños de partículas del orden de 380 um se observó una leve
disminución en el rendimiento de aceite y además el tiempo de extracción
prácticamente se duplicaba.
5.2.- Extracción orgánica con etanol.
Una vez elegidos los rangos (máximo y mínimo) de las variables
independientes para el desarrollo del diseño estadístico se procedió a realizar
las pruebas experimentales de todas las combinaciones proporcionadas por el
diseño
experimental
cuadrático,
en
la
tabla
5.2.1
se
observan
las
combinaciones de experimentos y los resultados obtenidos.
35
Tabla 5.2.1.: Obtención de la variable respuesta del diseño experimental
cuadrático 32.
Pruebas
% Humedad
Concentración de
% Rendimiento aceite
etanol (% v/v)
1
8
90
10,6
2
12
90
9,2
3
16
90
8,2
4
8
95
11,1
5
12
95
9,6
6
16
95
8,3
7
8
99
10,3
8
12
99
10,2
9
16
99
10,2
10
12
95
9,6
11
12
95
9,8
Al realizar las extracciones con etanol se observó que este solvente no
sólo se extrae el aceite de la semilla sino que también extrae otros compuestos
como azúcares, ceras, pigmentos, etc. Johnson y Lusas (1983) indican que
algunos alcoholes como el etanol forman mezclas azeotrópicas al mezclarse
con agua, esto produce una disminución de la solubilidad del aceite en el
solvente y un aumento de la capacidad de extraer otras sustancias no grasas
como fosfátidos, azúcares, pigmentos, etc.
Por este motivo no se continuó con el análisis estadístico del diseño
experimental y se decidió utilizar hexano como solvente.
Sin embargo, para
confirmar los datos aportados por las pruebas experimentales del diseño se
realizaron extracciones con hexano con las humedades propuestas para el
diseño experimental. En la tabla 5.2.2 se observan los resultados obtenidos.
36
Tabla 5.2.2.: Rendimiento de extracción de aceite para las humedades
propuestas en el diseño experimental.
Humedades
% Rendimiento aceite b.s.
8
6,1
12
5,5
16
4,3
De acuerdo a lo expuesto en la tabla 5.2.2 se procedió a realizar las
extracciones con hexano y el secado de la semilla de quínoa se realizó hasta
obtener una humedad de la semilla del orden del 8%.
5.3.- Determinación del contenido de humedad de las semillas de quínoa
provenientes de la zona de Paredones y Mata Redonda.
La humedad de las semillas de quínoa fue realizada inmediatamente
después de recepcionados cada uno de los ecotipos.
Tabla 5.3.1.: Contenido de humedad inicial de los distintos ecotipos de quínoa,
Paredones no pulida, Mata Redonda pulida y Mata Redonda no pulida.
Muestra
Paredones No
Mata Redonda
Mata Redonda No
Pulida
Pulida
Pulida
1
10,4
11,1
11,0
2
10,6
11,5
11,0
3
10,9
11,4
10,9
Promedio
10,6a ± 0,2
11,3b ± 0,2
11,0ab ± 0,06
(a y b) denotan diferencias significativas estadísticamente (P<0,05)
De la tabla 5.3.1 se puede observar que la muestra proveniente de
Paredones es la que tiene un menor porcentaje de humedad, además la
37
muestra de Mata Redonda pulida es la que tiene el valor más alto, esto puede
deberse a que el grano de quínoa está más expuesto al medio ambiente, por lo
tanto, absorbe más humedad.
5.4.- Determinación del contenido de materia grasa de las semillas de
quínoa provenientes de la zona de Paredones y Mata Redonda.
Tabla 5.4.1.: Contenido de materia grasa (% base seca) de los distintos
ecotipos de quínoa, Paredones no pulida, Mata Redonda pulida y Mata
Redonda no pulida.
Muestra
Paredones No
Mata Redonda
Mata Redonda No
Pulida
Pulida
Pulida
1
6,2
6,6
6,7
2
5,9
6,5
6,6
3
Promedio
6,1
6,3
6,4
a
b
b
6,1 ± 0,1
6,4 ± 0,2
6,5 ± 0,2
(a y b) denotan diferencias significativas estadísticamente (P<0,05)
De las muestras analizadas se puede observar que la quínoa proveniente
de la zona de Paredones tiene un contenido graso levemente menor comparado
con el ecotipo, tanto pulido como no pulido, proveniente de Mata Redonda.
38
5.5.- Caracterización del aceite de quínoa proveniente de la zona de
Paredones obtenido de forma semi-industrial y de la zona de Mata
Redonda extraído a escala de laboratorio.
5.5.1.- Análisis físicos y químicos realizados al aceite de quínoa
proveniente de la zona de Paredones y Mata Redonda.
Los resultados corresponden a los análisis químicos efectuados al aceite
de quínoa de Paredones y Mata Redonda para su caracterización, estos
resultados están expresados como el promedio de tres repeticiones y su
desviación estándar.
39
Tabla 5.5.1.1.: Caracterización física y química de los aceites extraídos de quínoa proveniente de la zona de
Paredones y Mata Redonda.
Análisis físicos y
Paredones pulida
Mata Redonda pulida
Mata Redonda no pulida
1,4726 ± 0
1,4669 ± 0,0003
1,4653 ± 0,0006
0,9239 ± 0
0,9236 ± 0,0003
0,9231 ± 0,0003
(g
141 ± 0,9
142 ± 1,0
140 ± 2,2
saponificación
192 ± 2,1
químicos
Índice
de
refracción
(a
40ºC)
Peso específico ( a 25ºC)
Índice
de
yodo
halógeno/100 g aceite)
Índice
de
192 ± 2,1
191 ± 4,1
(mg KOH/ g aceite)
Indice de éster
188 ± 2,1
190 ± 2,1
190 ± 4,5
Grasa neutra (%)
97,8 ± 0,1
98,7 ± 0,1
99,5 ± 0,1
Materia insaponificable (%)
6,5 ± 0,2
7,3 ± 1,0
7,4 ± 0,4
α – tocoferol (ppm)
396 ± 2
933 ± 24
875 ± 3
β – tocoferol (ppm)
51 ± 0
8±1
7±1
γ – tocoferol (ppm)
264 ± 3
447 ± 1
435 ± 6
δ – tocoferol (ppm)
8±0
9±0
10 ± 1
40
De los resultados de la caracterización física y química del aceite de
quínoa proveniente de Paredones y Mata Redonda, presentados en la tabla
5.5.1.1. Erickson et al. (1980), señala que el índice de refracción de las grasas
líquidas está en relación directa al peso molecular, a la longitud de cadena de
los ácidos grasos y al grado de insaturación de éstos, pero en relación inversa a
la temperatura. De acuerdo a los resultados obtenidos, el aceite de quínoa de
Paredones presentó un índice de refracción de 1,4726 realizado a 40°C, el
aceite de quínoa pulida de Mata Redonda presentó un valor de 1,4669 y el
aceite de quínoa no pulida de Mata Redonda arrojó un valor de 1,4653. Estos
valores son similares a los descritos por De Bruin (1964) que indica un índice de
refracción de 1,464, algunos aceites con índices similares al aceite de quínoa
son el aceite de maíz y el aceite de soja. Estos datos se confirman con los
resultados obtenidos en la cromatografía gas-líquido, que da cuenta de un
aceite poliinsaturado.
Erickson et al. (1980) indica que el peso específico de los aceites
vegetales está en relación inversa al peso molecular de los ácidos grasos y en
relación directa al grado de insaturación. El aceite de quínoa proveniente de la
zona de Paredones presentó un peso específico de 0,9239, el aceite de quínoa
pulida de Mata Redonda arrojó un valor de 0,9236 y el aceite de quínoa no
pulida de Mata Redonda presentó un valor de 0,9231,
estos valores son
mayores respecto a lo observado por De Bruin (1964) con un peso específico
de 0,891, y muy similar a algunos aceites como pepa de uva y rosa mosqueta.
El índice de yodo que está en relación con el grado de insaturación de
las materias grasas, arrojó valores entre 140 y 142 g halógeno/ 100 g de aceite
para las tres muestras de aceite, estos valores indican que el aceite de semilla
de quínoa es un aceite altamente insaturado. Esta aseveración fue ratificada
por la cromatografía gas-líquido, que indica un alto contenido de ácidos grasos
insaturados como oleico, linoleico y linolénico.
41
El índice de saponificación da una medida aproximada del peso
molecular de los triglicéridos que componen el aceite. El valor del índice de
saponificación era el esperado para aceites con ácidos grasos de cadena
mediana y estuvo para las tres muestras de aceite entre 191 y 192. Estos
valores son bastante similares a los resultados descritos por De Bruin (1964) y
Ogungbenle (2003), que presentan índices de 190 y 192 respectivamente.
El índice de éster, proporciona una medida de la cantidad de materia
grasa neutra presente en el aceite. De acuerdo a los resultados obtenidos
todas las muestras de aceite de quínoa presentaron un índice de éster inferior
al índice de saponificación, lo que implica que existe un porcentaje elevado de
grasa que se encuentra como ácidos grasos libres, esto concuerda con los
valores de acidez libre obtenidos.
El contenido de materia insaponificable estuvo entre 6,5 y 7,4% para las
tres muestras analizadas, estos resultados son mayores a los descritos por De
Bruin (1964), que presenta un valor de 5,2%.
El contenido de tocoferoles reveló que los aceites con mayor contenido
de α – tocoferol fueron los obtenidos de las semillas de Mata Redonda, tanto
pulida como no pulida, con valores 933 y 875 ppm, respectivamente, estas
concentraciones son mayores a las reportadas por Koziol (1993), que presenta
valores entre 690 y 740 ppm de α – tocoferol. El mayor contenido de β –
tocoferol se obtuvo para el aceite de Paredones con 51 ppm. En cuanto al
contenido de γ – tocoferol el mayor contenido se obtuvo para el aceite
proveniente de Mata Redonda de quínoa pulida como no pulida, con valores de
447 ppm y 435 ppm respectivamente, estos valores son menores que los
reportados por Koziol (1993), que presenta valores entre 790 y 930 ppm de γ –
tocoferol. El contenido de δ – tocoferol es bastante bajo y muy similar en todas
las muestras analizadas. El aceite de Paredones presentó un contenido menor
de tocoferoles respecto a las otras muestras analizadas, ya que el análisis fue
realizado cuando este aceite llevaba un mayor tiempo de almacenamiento en
42
comparación a los otros aceites, por lo que estuvo más expuesto a condiciones
desfavorables para la disminución del contenido de tocoferoles.
43
Tabla 5.5.1.2: Parámetros de calidad de los aceites extraídos de quínoa proveniente de la zona de Paredones y
Mata Redonda.
Parámetros de calidad
Paredones pulida
Mata Redonda pulida
Mata Redonda no pulida
ácido
4,1 ± 0,1
2,5 ± 0,1
1,0 ± 0,4
Índice de peróxido (meq
14,9 ± 0,2
4,6 ± 0,2
10,5 ± 0,5
31,9 ± 0,1
24,2 ± 0,1
25,8 ± 0
61,7
33,4
46,8
< 30 min
6,4
8,0
Acidez
libre
(%
oleico)
O2/ kg aceite
Valor
de
Anisidina
(densidad óptica/ g aceite)
Totox
Tiempo de inducción (h)
44
Los resultados de la tabla 5.5.1.2 muestran los parámetros de calidad de
los aceites de semilla de quínoa proveniente de la zona de Paredones y Mata
Redonda, se puede observar que las muestras de quínoa pulida presentan un
deterioro hidrolítico, siendo mayor para el aceite de Paredones con un
contenido de acidez libre de 4,1%, expresado como ácido oleico.
El límite
señalado por el Reglamento Sanitario de los Alimentos es de 0,25% de acidez
libre para aceites refinados, este valor es sólo tomado como una referencia ya
que el aceite de quínoa obtenido es de tipo crudo. Este índice elevado de
acidez libre da cuenta del estado de la semilla al momento de la extracción del
aceite, lo que indica una mala conservación de ésta, que puede deberse a
diversos factores como, condiciones de secado y de almacenamiento de la
semilla molida, a mezclas de cosechas de otros años, etc.
Respecto al índice de peróxidos todas las muestras presentaron un
deterioro oxidativo, siendo mayor para el aceite de Paredones con un índice de
peróxido de 14,9 meq O2/ kg aceite. El límite permitido por el Reglamento
Sanitario de los Alimentos que exige un máximo de 10 meq O2/ kg materia
grasa, es tomado sólo como una referencia, ya que este límite está señalado
para aceites refinados y no para aceites crudos como es el caso de este aceite.
Este deterioro oxidativo da cuenta de problemas de la semilla en su período de
cosecha y almacenamiento; y principalmente del inadecuado manejo de la
semilla molida antes de realizar la extracción y del mal manejo del aceite
cuando éste fue extraído, antes de ser almacenado.
El valor de Anisidina complementa los resultados aportados por el índice
de peróxido, ya que da cuenta del deterioro oxidativo secundario del aceite.
Todas
las
muestras
presentaron
un
elevado
valor
de
Anisidina,
correspondiendo el valor más alto al aceite de semilla pulida proveniente de la
zona de Paredones con 31,9, las otras muestras de Mata Redonda dieron
valores del orden de 25.
45
El aceite de semilla de quínoa pulida de Paredones presentó un tiempo
de inducción menor a 30 minutos, el aceite de quínoa pulida proveniente de
Mata Redonda presentó un tiempo de inducción de 6,4 h y el aceite de la
semilla no pulida de la misma zona presentó un tiempo de inducción de 8,0 h
siendo este último el aceite más estable.
De los análisis de parámetros de calidad del aceite de quínoa de
Paredones se puede observar que el proceso de pulido deja más expuesta a la
semilla, esto influye en un mayor deterioro y mayor inestabilidad del aceite.
5.5.2.- Perfil porcentual de los ácidos grasos del aceite de quínoa
proveniente de la zona de Paredones y Mata Redonda.
Los resultados corresponden al promedio de dos repeticiones y su
desviación estándar.
46
Tabla 5.5.2.1: Perfil porcentual de los ácidos grasos (% ésteres metílicos) del aceite de quínoa de Paredones y
Mata Redonda.
Ácidos grasos
Paredones
Mata Redonda
Mata Redonda no
pulida
pulida
Ac. Mirístico (C14:0)
0,21 ± 0
0,19 ± 0,01
0,19 ± 0
Ac. Pentadecanoico (C15:0)
0,06 ± 0
0,06 ± 0
0,06 ± 0,01
Ac. Palmítico (C16:0)
8,76 ± 0,02
8,50 ± 0,13
8,44 ± 0,05
Ac. Palmitoleico (C16:1)
0,10 ± 0
0,10 ± 0
0,11 ± 0
Ac. hexadecaenoico (C16:1, isómero)
0,07 ± 0
0,08 ± 0
0,07 ± 0
Ac. Hexadecadienoico (C16:2, probable)
0,04 ± 0
0,05 ± 0
0,04 ± 0
Ac. Heptadecanoico (C17:0)
0,12 ± 0,02
0,09 ± 0,01
0,12 ± 0
Ac. Heptadecaenoico (C17:1, isómero)
0,05 ± 0
0,05 ± 0
0,05 ± 0
Ac. Heptadecaenoico (C17:1)
0,13 ± 0
0,13 ± 0
0,13 ± 0
Ac. Octadecanoico (C18:0, ramificado)
0,06 ± 0
0,08 ± 0
0,08 ± 0
Ac. Esteárico (C18:0)
0,64 ± 0,01
0,57 ± 0
0,55 ± 0
Ac. Elaídico (C18:1w9t)
Trazas
0,08 ± 0
0,05 ± 0
Ac. Oleico (C18:1w9c)
21,21 ± 0
21,31 ± 0,14
21,60 ± 0,04
Ac. Octadecaenoico (C18:1w7c)
1,17 ± 0,01
1,02 ± 0,23
1,21 ± 0,01
Ac. Octadecaenoico (C18:1, isómero)
0,13 ± 0
0,10 ± 0
0,12 ± 0,01
Ac. Octadecadienoico (C18:2, isómero)
0,06 ± 0
0,09 ± 0
0,09 ± 0,01
Ac. Linoleico (C18:2w6)
55,36 ± 0,05
56,94 ± 0,60
56,64 ± 0,03
Ac. Octadecadienoico (C18:2, isómero)
0,30 ± 0
0,23 ± 0
0,29 ± 0
Ac. Linolénico (C18:3w3)
5,74 ± 0,01
5,01 ± 0,02
4,66 ± 0,01
Ac. Eicosanoico (C20:0)
0,47 ± 0,03
0,44 ± 0,04
0,38 ± 0,01
Ac. Eicosaenoico (C20:1)
1,31 ± 0,01
1,32 ± 0,02
1,31 ± 0,03
Ac. Docosanoico (C22:0)
0,63 ± 0,01
0,67 ± 0,05
0,57 ± 0,01
Ac. Docosaenoico (C22:1)
1,10 ± 0
1,07 ± 0
1,10 ± 0
Ac. Tetracosanoico (C24:0)
0,27 ± 0
0,29 ± 0
0,23 ± 0,01
47
Tabla 5.5.2.2: Distribución porcentual por grupo de ácidos grasos del aceite de
quínoa de Paredones y Mata Redonda.
Ácidos grasos
Paredones
Mata Redonda Mata Redonda
pulida
no pulida
Saturados
11,2
10,9
10,6
Monoinsaturados
25,3
25,3
25,8
Poliinsaturados
63,5
63,8
63,6
Índice de poliinsaturación
5,7
5,9
6,0
70
% ácidos grasos
60
56,0
55,4
57,7
53,0
50
40
30
26,1
23,2
22,0
21,2
20
10
7,0
5,7
5,6
2,2
0
Quínoa
Soja
ácido oleico
Trigo
ácido linoleico
Maíz
ácido linolénico
Fig. 5.5.2.1.: Comparación de los principales ácidos grasos del aceite de la
semilla de quínoa con otras semillas similares en composición.
De la cromatografía gas-líquido presentada en la tabla 5.5.2.1 del aceite
de quínoa proveniente de la zona de Paredones y Mata Redonda, se puede
observar que los grupos de ácidos grasos predominantes son los ácidos grasos
48
poliinsaturados y monoinsaturados, entre los que destacan principalmente el
ácido linoleico (ω-6) con un contenido del orden del 56%, el ácido linolénico (ω3) con un contenido del orden del 5% y el ácido oleico con un 21%. Estos
porcentajes concuerdan con los datos reportados por Ruales et al. (2002) y
Masson y Mella (1985) que presentan porcentajes similares para la mayoría de
los ácidos grasos.
La fig. 5.5.2.1 muestra una comparación de los aceites
similares al aceite de quínoa de Paredones en composición de los principales
ácidos grasos oleico, linoleico y linolénico, estos aceites son el de soja, de maíz
y el aceite de germen de trigo que es el más parecido en composición de los
tres ácidos grasos mencionados, Masson y Mella (1985).
El índice de poliinsaturación (tabla 5.5.2.2) es la relación que existe entre
el contenido de ácidos grasos poliinsaturados y el contenido de ácidos grasos
saturados, por lo tanto, un aceite con un mayor porcentaje de ácidos grasos
poliinsaturados tendrá un índice de poliinsaturación mayor que un aceite en que
predomina el contenido de ácidos grasos saturados.
En las tres muestras
analizadas de aceite de quínoa, se obtuvo un índice de poliinsaturación entre
5,7 y 6,0. Algunos aceites con índices de poliinsaturación similares al aceite de
quínoa son los aceites de semilla de cártamo (Carthamus tinctorius) variedad
Fénix y de semilla de girasol (Helianthus annuus) de acuerdo a lo descrito por
Masson y Mella (1985).
49
5.6.- Estudio del cambio químico en el tiempo del aceite de quínoa
proveniente de la zona de Paredones.
Se realizó un estudio del deterioro hidrolítico y deterioro oxidativo del
aceite, el cual fue almacenado a tres temperaturas distintas 20ºC, 30ºC y 40ºC.
Estas mediciones se efectuaron a distintos tiempos dependiendo de la
temperatura de almacenamiento, cada 8 semanas para la temperatura de 20ºC,
cada 4 semanas para los 30ºC y cada 2 semanas para 40ºC.
5.6.1.- Cambios hidrolíticos del aceite de quínoa de Paredones a las 3
temperaturas de almacenamiento.
4,9
acidez 40ºC
4,8
acidez 30ºC
Acidez libre
4,7
acidez 20ºC
4,6
4,5
4,4
4,3
4,2
4,1
4
0
5
10
15
20
25
Tiempo (semanas)
Fig. 5.6.1.1.- Evolución de la acidez libre de las muestras para las distintas
temperaturas de almacenamiento, 20ºC, 30ºC y 40ºC.
50
Tabla 5.6.1.1.: Predicción de las ecuaciones para la evolución de la acidez libre
a través del tiempo a distintas temperaturas de almacenamiento.
Temperaturas de
Ecuación
Coeficiente de
almacenamiento
correlación
20
Y = 4,1872x0,0011
0,9982
30
0,0038
0,9153
40
Y = 4,3923x
Y = 0,0232x + 4,2318
0,8283
Donde:
Y = Acidez libre
x = Tiempo (semanas)
La fig. 5.6.1.1 muestra la evolución de la acidez libre a través del tiempo
para las tres temperaturas de almacenamiento. Cabe destacar que el contenido
inicial de acidez libre es alto, debido a que la semilla presentaba cierto deterioro
al momento de la extracción del aceite. Se puede observar el aumento de la
acidez libre en todas las temperaturas de almacenamiento, siendo este
aumento mayor para 40ºC y menor para 20ºC. (Anexo 1).
Con los datos obtenidos (Anexo 1) del contenido de acidez libre del aceite
de quínoa de Paredones se realizó un estudio de la cinética del deterioro
térmico, para determinar si los cambios
hidrolíticos de este aceite
correspondían a orden 0, orden 1 u orden 2. Para discriminar el posible orden
de reacción de los datos obtenidos fue necesario obtener correlaciones lineales
para todos los casos, es necesario señalar que por tratarse de datos
experimentales las correlaciones son más bajas, comparado con las obtenidas
de datos teóricos. Primeramente se graficaron los datos de acidez libre versus
el tiempo de almacenamiento del aceite, para determinar si la reacción
corresponde a orden 0, luego se graficaron los datos del logaritmo natural de la
acidez libre versus el tiempo de almacenamiento del aceite, para determinar si
51
es de orden 1 y por último se graficaron los datos del inverso de la acidez libre
versus el tiempo de almacenamiento del aceite, para determinar si es de orden
2. Una vez realizados los gráficos se observó la curva que presentó la mejor
correlación lineal siendo en este caso la que determinó un orden 2 para los
cambios hidrolíticos del aceite.
y = 0,24
0,245
acidez 40ºC
acidez 30ºC
acidez 20ºC
0,24
1/(acidez libre)
0,235
0,23
0,225
0,22
y = -0,0007x + 0,2371
2
R = 0,8
0,215
0,21
y = -0,0013x + 0,2377
2
R = 0,876
0,205
0,2
0
5
10
15
20
25
30
Tiempo (semanas)
Fig. 5.6.1.2.: Representación de una cinética de orden 2 para los cambios
hidrolíticos del aceite de quínoa de Paredones.
52
5.6.2.- Cambios oxidativos del aceite de quínoa de Paredones a las 3
temperaturas de almacenamiento.
Indice de peróxido
120
Peróxidos 40ºC
100
Peróxidos 30ºC
Peróxidos 20ºC
80
60
40
20
0
0
5
10
15
20
25
30
Tiempo (semanas)
Fig. 5.6.2.1.- Evolución del índice de peróxidos de las muestras para las
distintas temperaturas de almacenamiento, 20ºC, 30ºC y 40ºC.
Tabla 5.6.2.1.: Predicción de las ecuaciones para la evolución del índice de
peróxido a través del tiempo a distintas temperaturas de almacenamiento.
Temperaturas de
Ecuación
almacenamiento
Coeficiente de
correlación
20
Y = 2,5638e0,0945x
0,9811
30
Y = 11,775e0,0621x
0,8315
40
Y = 3,4859x + 14,386
0,9769
Donde:
Y = índice de peróxidos
x = Tiempo (semanas)
53
La fig 5.6.2.1 muestra la evolución del índice de peróxidos a través del
tiempo para las tres temperaturas de almacenamiento. Es necesario señalar
que el contenido inicial de peróxido es alto, debido a que durante el proceso de
extracción se inició el deterioro oxidativo del aceite. Se puede observar un
aumento del índice de peróxido en todas las temperaturas de almacenamiento,
siendo este aumento mayor para 40ºC y menor para 20ºC (Anexo 2).
Para determinar el orden de la reacción se procedió de la misma manera
que en el caso anterior para los cambios hidrolíticos del aceite.
6,00
y = 0,083x + 2,9368
2
R = 0,9256
Ln (peróxidos)
5,00
y = 0,062x + 2,4664
2
R = 0,8323
4,00
3,00
y = 0,0944x + 0,9433
2
R = 0,9804
2,00
1,00
Peróxidos 40ºC
0,00
0
5
10
15
20
Tiempo (semanas)
25
30
Peróxidos 30ºC
Peróxidos 20ºC
Fig. 5.6.2.2.: Representación de una cinética de orden 1 para los cambios
oxidativos del aceite de quínoa de Paredones.
Esta cinética de orden 1 concuerda con datos obtenidos por Labuza
(1982) que indica que uno de los tipos de deterioro con orden 1 es la rancidez.
54
6.- CONCLUSIONES
•
No fue posible obtener aceite de quínoa de carácter orgánico ya que el
etanol, solvente usado para este propósito extrae otras sustancias no
grasas como ceras, fosfátidos, pigmentos, etc.
•
La quínoa proveniente de la zona de Paredones utilizada para la
extracción de aceite presentó un contenido graso de 6,1% en base seca,
mientras que la quínoa proveniente de la zona de Mata Redonda, tanto
pulida como no pulida, presentó valores de 6,4 y 6,5% en base seca
respectivamente.
•
El proceso de pulido de la semilla de quínoa la deja más expuesta, esto
influye en un mayor deterioro y mayor inestabilidad del aceite.
•
De la cromatografía gas-líquido se puede concluir que en el aceite de
quínoa de los ecotipos estudiados predominan los ácidos grasos
insaturados, destacando el alto contenido de ácido linoleico alrededor de
56% y oleico de 21%; y moderado linolénico con un promedio de 5%
para todas las muestras en estudio.
•
El alto contenido de tocoferoles del orden de 1100 ppm en promedio para
los tres aceites, le brinda a éste una buena protección frente a la
rancidez oxidativa.
•
La cinética de deterioro térmico para las muestras almacenadas a 40ºC,
30ºC y 20ºC, es de orden 2 para los cambios hidrolíticos del aceite y para
los cambios oxidativos es de orden 1.
•
El proceso de extracción de aceite no fue el adecuado ya que el tiempo y
las temperaturas manejadas durante la extracción afectaron el aceite,
contribuyendo con el deterioro hidrolítico y oxidativo de éste, en especial
para el aceite extraído a escala semi-industrial.
•
Se recomienda como proceso de extracción de aceite, el prensado en
frío, mediante una prensa de tornillo.
55
7.- BIBLIOGRAFIA
•
A.O.C.S. Oficial Methods and Recommended Practices of the American
Chemistry Society. Four Edition. Champaign. Illinois. USA, 1983.
•
BERTI, M., R. WILCKENS, F. HEVIA, H. SERRI, I. VIDAL Y C. MÉNDEZ.
Fertilización nitrogenada en quínoa (Chenopodium quinoa Willd). Ciencia
e Investigación Agraria. 27(2): 107-116, 2000.
•
Catálogo Rancimat. Publicación en línea.
<http://www.metrohm.com/products/stability.html>.
[Consulta:
25
de
enero, 2005].
•
DE BRUIN, A. Investigation of the food value of quinoa and canihua
seed. Journal Food Sciences. Vol 29. Pág 872-876. 1964.
•
ERDOS, J. Quínoa, Mother Grain of the Incas. Publicación en línea.
<http://www.planeta.com/planeta/99/1199quinoa.html#author>. [Consulta:
13 de enero, 2005].
•
ERICKSON, D., PRYDE, E., BREKKE, O., MOUNTS, T. AND FALB, R.
Manual de procesamiento y utilización de aceite de soya. Asociación
Americana de Soya. Cuauhtecmoc. México, 1980.
•
GANDARILLAS H. Genética y origen. En: TAPIA M. (ed). La quínoa y
kañiwa: cultivos andinos. Instituto Interamericano de Ciencias Agrícolas,
Bogotá, Colombia, 1979.
56
•
HERENCIA, L.I., GONZÁLEZ, J.A., URBANO, P. Cultivo de la quínoa en
la
región
centro.
Publicación
en
línea
“Vida
Rural”,
<http://www.eumedia.es/articulos/artcereal.htm>. [Consulta: 22 de marzo,
2004].
•
IMPROTA, F. y KELLEMS, R.O. Comparación de la quínoa al natural,
pulida y lavada con dietas basadas en trigo, sorgo y su efecto en el
crecimiento y supervivencia en pollos de engorde. Publicación en línea,
Benson Institute.
<http://benson.byu.edu/Publication/RELAN/V15/V153/Comparacion.htm>
[Consulta: 25 de junio, 2004].
•
JOHNSON, D.L. New grains and pseudograins. In: J. Janick y J.E. Simon
(eds). Advances in new crops. Pág. 122 - 127. Timber Press, Portland,
OR, 1990.
•
JOHNSON, D.L. and WARD, S.M. Quínoa. In: J. Janick y J.E. Simon
(eds). New crops. Pág. 219 - 221. Wiley, New York, 1993.
•
JOHNSON, L.A. and LUSAS, E.W. Comparison of Alternative Solvents
of oils Extraction. 60 (2). 1983.
•
KOZIOL, M.J. Quínoa: A potencial new oil crop. In: J. Janick y J.E. Simon
(eds). New crops. Pag. 328 - 336. Wiley, New York, 1993.
•
LABUZA, T. Shelf-Life Dating of Foods. Departament of Food Science
and Nutrition. University of Minnesota. Food & Nutrition Press, Inc.
Wesport, Connecticut, USA,1982.
57
•
MASSON, L. y MELLA, M. Materias grasas de consumo habitual y
potencial en Chile. Facultad de Ciencias Químicas y Farmacéuticas. Ed.
Universitaria, Universidad de Chile, 1985.
•
MINISTERIO DE AGRICULTURA DE PERÚ. Línea de cultivos
emergentes.
Publicación
en
línea,
“Portal
agrario”.
<
www.portalagrario.gob.pe/quinua.shtml>. [Consulta: 22 de marzo, 2004].
•
MINISTERIO DE SALUD. Reglamento Sanitario de los Alimentos.
Ediciones Publiley. Santiago. Chile, 2003.
•
OELKE, E.A., PUTNAM, D.H., TEYNOR, T.M. Y OPLINGER, E.S.
Quínoa. Publicación en línea, Universidad de Minnesota y Universidad de
Wisconsin-Madison.
<http://www.hort.purdue.edu/newcrop/afcm/quinoa.html>.[Consulta:
07
de enero, 2005].
•
OGUNGBENLE, H. N. Nutritional evaluation and functional properties of
quinoa (Chenopodium quinoa) flour.
International Journal of Food
Sciences and Nutrition. Vol 54. Pág 153 – 158, 2003.
•
PREGO, I., MALDONADO, S. y OTEGUI, M. Seed structure and
localization of reserves in Chenopodium quínoa. Annals of Botany 82:
481 – 488, 1998.
58
•
RUALES, J., DE GRIJALVA, Y., LÓPEZ-JARAMILLO, P., y NAIR, B. The
nutritional quality of an infant food from quinoa and its effect on the
plasma level of insulin-like growth factor-1 (IGF-1) in undernourished
children. International Journal of Food Sciences and Nutrition. Vol 53.
Pág 143 – 154, 2002.
•
SCHLICK, G. y BUBENHEIM, D.L. Quínoa: Candidate crop of NASA’s
Controlled Ecological Life Support Systems. In: J. Janick (ed.), Progress
in new crops. Pág. 632 – 640. ASHS Press, Arlington, VA., 1996.
•
TAPIA, C. Apuntes de clase
Operaciones Unitarias II, Extracción.
Universidad de Chile, 2002.
59
ANEXO 1
a.- Cambios hidrolíticos del aceite de quínoa de Paredones almacenado a
40ºC.
Tabla 1: Cambios hidrolíticos del aceite de quínoa de Paredones almacenado a
40ºC.
Tiempo (semanas)
Valor Promedio
0
4,1
2
4,4
4
4,4
6
4,4
8
4,4
10
4,4
12
4,5
14
4,5
16
4,6
18
4,7
20
4,7
60
b.- Cambios hidrolíticos del aceite de quínoa de Paredones almacenado a
30ºC.
Tabla 2: Cambios hidrolíticos del aceite de quínoa de Paredones almacenado a
30ºC.
Tiempo (semanas)
Valor Promedio
0
4,1
4
4,4
8
4,4
12
4,4
16
4,4
20
4,5
24
4,5
c.- Cambios hidrolíticos del aceite de quínoa de Paredones almacenado a
20ºC.
Tabla 3: Cambios hidrolíticos del aceite de quínoa de Paredones almacenado a
20ºC.
Tiempo (semanas)
Valor Promedio
0
4,1
8
4,2
16
4,2
24
4,2
61
ANEXO 2
a.- Cambios oxidativos del aceite de quínoa de Paredones almacenado a
40ºC.
Tabla 1: Cambios oxidativos del aceite de quínoa de Paredones a 40ºC
almacenado a 40ºC.
Tiempo (semanas)
Valor Promedio
0
14,9
2
18,9
4
28,1
6
35,1
8
43,7
10
50,8
12
58,7
14
65,7
16
67,5i
18
68,9
20
89,4
62
b.- Cambios oxidativos del aceite de quínoa de Paredones almacenado a
30ºC.
Tabla 2: Cambios oxidativos del aceite de quínoa de Paredones almacenado a
30ºC.
Tiempo (semanas)
Valor Promedio
0
14,1
4
17,1
8
15,3
12
20,8
16
23,5
20
42,3
24
71,7
c.- Cambios oxidativos del aceite de quínoa de Paredones a 20ºC.
Tabla 3: Deterioro oxidativo del aceite de quínoa de Paredones a 20ºC.
Tiempo (semanas)
Valor Promedio
8
5,8
16
10,3
24
26,3
63