UNIVERSIDAD VERACRUZANA Natalia Cambrano López

UNIVERSIDAD VERACRUZANA
FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
PRESENCIA DE Toxoplasma gondii. EN LOS FELINOS
NACIONALES MANTENIDOS EN CAUTIVERIO EN EL
PARQUE ZOOLÓGICO Y BOTÁNICO” MIGUEL ÁNGEL DE
QUEVEDO DE LA CIUDAD DE VERACRUZ”.
TRABAJO RECEPCIONAL EN LA MODALIDAD DE:
TESIS
COMO REQUISITO PARCIAL PARA OBTENER EL TÍTULO DE
MÉDICO VETERINARIO ZOOTECNISTA
:PRESENTA:
Natalia Cambrano López
ASESORES
MVZ. Marina del Carmen Naranjo Gamboa.
MVZ. Javier Hermida Lagunes.
MVZ.José Ángel Morales Narcia.
VERACRUZ, VER.
ENERO 2015
INDICE GENERAL
INDICE DE CUADROS ........................................................................................... iv
INDICE DE FIGURAS ............................................................................................. v
INDICE DE ANEXOS. ............................................................................................ vii
AGRADECIMIENTOS ........................................................................................... viii
DEDICATORIA........................................................................................................ ix
RESUMEN ............................................................................................................... x
INTRODUCCIÓN .................................................................................................. 11
REVISION DE LITERATURA ................................................................................ 12
DESCRIPCIÓN DE LAS ESPECIES DE FELINOS .............................................. 12
Jaguar(Panthera onca). ........................................................................................ 12
Puma(Puma concolor). ......................................................................................... 14
Jaguarundi (Puma yagouaroundi). ........................................................................ 16
Ocelote (Leopardus pardalis). ............................................................................... 18
Tigrillo (Leopardus wiedii). .................................................................................... 20
ANTECEDENTES ................................................................................................. 22
EL AGENTE ETIOLOGICO Y SU CICLO VITAL................................................... 24
CICLO ENTEROEPITELIAL.................................................................................. 24
FASE EXTRAINTESTINAL O TISULAR ............................................................... 25
TRANSMISIÓN DE LA TOXOPLASMOSIS .......................................................... 25
TOXOPLASMOSIS HUMANA................................................................................27
TOXOPLASMOSIS ADQUIRIDA…………………………..………………………….27
TOXOPLASMOSIS CONGÉNITA……………………………………………...………28
TOXOPLASMOSIS OCULAR…………………………………………………..………29
TOXOPLASMOSIS EN FELINOS………………………………………………..…….29
RESPUESTA INMUNOLÓGICA HUMORAL…………………………………………30
JUSTIFICACIÓN…………………………………………………………………………32
HIPOTESIS……………………………………………………………………………….34
OBJETIVO GENERAL…………………………………………………………………..35
OBJETIVOS ESPECÍFICOS……………………………………………………………35
ii
MATERIALES Y METODOS ................................................................................. 36
ÁREA DE ESTUDIO ............................................................................................. 36
ANIMALES DE ESTUDIO ..................................................................................... 38
MUESTREO .......................................................................................................... 39
TOMA DE MUESTRA EN GRANDES FELINOS…………………………………….40
TOMA DE MUESTRA EN PEQUEÑOS FELINOS……………….………………... .41
MÉTODO
DE
DIAGNOSTICO:
QUIMIOLUMINISCENCIA:
PARA
LA
DETERMINACIÓN DE ANTICUERPOS DE CLASE IgM E IgG……...…………….44
RESULTADOS Y DISCUSIÓN………………………………………………………....46
CONCLUSIONES …………………………………………………………...…………54
SUGERENCIAS……………………………………………………………………….…55
BIBLIOGRAFIA…………………………………………………………………………..56
ANEXOS……………………………………………………………………………….....60
iii
INDICE DE CUADROS
CUADRO.1. Ejemplares que se muestrearon para diagnóstico de toxoplasma del
parque zoológico y botánico “Miguel Ángel de Quevedo"……………..…..….….37
CUADRO. 2. Anéstesico y dosificación de los ejemplares con ketamina al 20%.
xilacina al 10%........................................................................................................42
CUADRO 3. Dosificación de los ejemplares con Xylacina………………………….43
CUADRO 4.. Dosificación de tolazolina………………………………………………43
CUADRO
5
Interpretación
de
los
resultados
de
los
ensayos
por
quimioluminiscencia……………………………………………………………….…….45
CUADRO 6 Resultados de la primera evaluación……………………………………46
CUADRO 7. Resultados de la segunda evaluación…………………………………49
iv
INDICE DE FIGURAS
FIGURA 1. Panthera onca goldmani…..…………………………………………..13
FIGURA 2.Distribución del Jaguar en México………………….…………………13
FIGURA 3. Puma concolor.………..…………………………………………..……..15
FIGURA 4.Distribución del Puma en México ……………………………….……..15
FIGURA 5.Puma yagouaroundi………….……………………………………………..17
FIGURA.6. Distribución del Jaguarundi en México………………………………..…17
FIGURA 7.Leopardus pardalis………….……………………………………….……..19
FIGURA.8.Distribución del ocelote en México……………………………………… .19
FIGURA 9.Leopardus wiedii……….…………………………………………….……..21
FIGURA 10. Distribución del tigrillo en México…………………………….………..21
FIGURA.11.Ciclo biológico de Toxoplasma gondii ………………………………..26
FIGURA 12. Ubicación del Parque Zoológico y Botánico "Miguel Ángel de
Quevedo"………………………………………………………………………………....36
FIGURA 13. Distribución
del Parque Zoológico y Botánico "Miguel Ángel de
Quevedo…………………………………………………………………………………..38
FIGURA.14.Titulación de
anticuerpos(UI/Ml) de la clase IgM en los felinos
nacionales del Parque Zoológico y Botánico “Miguel Ángel de Quevedo”………..47
FIGURA.15.Titulación de
anticuerpos(UI /Ml) de la clase IgG
en los felinos
nacionales del Parque Zoológico y Botánico “Miguel Ángel de Quevedo”………47
FIGURA 16. Titulación de anticuerpos de la clase IgM en el segundo muestreo en
los felinos nacionales del Parque Zoológico y Botánico “Miguel Ángel de
Quevedo”………………………………………………………………………………….49
v
FIGURA 17. Titulación de anticuerpos de la clase IgG en el segundo muestreo en
los felinos nacionales del Parque Zoológico y Botánico “Miguel Ángel de
Quevedo”………………………………………………………………………………….50
FIGURA 18. Comparación de los títulos de anticuerpos de la clase IgM del primer
y segundo muestreo……………………………………………………………………..51
FIGURA. 19. Comparación de los títulos de anticuerpos de la clase IgG del primer
y segundo muestreo……………………………………………………………………..52
vi
INDICE DE ANEXOS.
ANEXO 1. Ficha técnica de los ejemplares del Parque Zoológico y Botánico
“Miguel Ángel de Quevedo”………………………………………………………..…60
ANEXO 2. Preparación del dardo con anestésico.…………………………………. 62
ANEXO 3. Inyeccion de anestésico con dardo hipodérmico………………………..62
ANEXO 4. Toma de muestra en grandes felinos…………………………………….63
ANEXO 5. Toma de muestra en pequeños felinos……………………………...….64
ANEXO 6. Ejemplo de protocolo para la contención química de los ejemplares
dentro del parque zoológico……………………………………………………….……65
vii
AGRADECIMIENTOS
En primer lugar a Dios por prestarme vida y permitirme llegar hasta este momento,
por guiarme en este viaje donde a pesar de los mil y un obstáculos pude terminar
este proyecto.
A los ejemplares albergados en el zoológico de Veracruz, sin ellos definitivamente
este trabajo nunca se hubiese podido realizar.
A la MVZ .Marina Naranjo Gamboa por su tiempo, dedicación y ayuda .
Al MVZ. Javier Hermida Lagunes por todo el tiempo dedicado ya que a pesar de
sus múltiples ocupaciones nunca dejó de apoyarme en cuanto lo solicite para los
manejos de los ejemplares.
Al MVZ. Gustavo Gallardo Méndez igualmente por su tiempo, paciencia, consejos
y la amistad brindada en este lapso de tiempo.
Al MVZ. Rodolfo Canseco Sedano por sus consejos y “tips” en la realización de
este proyecto, a la Dra. Anabel Cruz por su paciencia y disponibilidad para aclarar
mis dudas.
A la bióloga Berenice Vivanco por brindarme su ayuda durante mi estancia en el
zoológico y al MVZ. Carlos David Pérez Brigido por su colaboración con las fotos
tomadas para este trabajo.
A los servicios sociales del DGTI( especialmente a Gaby) por su ayuda y las
bromas que hicieron llevar un ambiente más ameno frente a las adversidades.
A todo el personal que labora en el zoológico Miguel Ángel de Quevedo, y a los
MVZ. José Ángel Morales Narcia y Víctor Sánchez Montalvo por enseñarme que
en la vida hay pruebas difíciles pero nada que uno no pueda superar con la ayuda
de Dios.
A la Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia de la Universidad Veracruzana,
por haberme forjado como profesionista, a todos mis profesores por brindarme sus
conocimientos.
Al Parque Zoológico y Botánico Miguel Ángel de Quevedo por recibirme
nuevamente para realizar mi servicio social ahora como estudiante de medicina
veterinaria y poder así aportar un poco de lo aprendido durante la carrera, así
como para adquirir nuevas experiencias y conocimientos tanto en lo profesional
así como en el ámbito personal.
viii
DEDICATORIA
A mis padres Belma López Hueda y Fernando Cambrano López por
acompañarme y apoyarme, por saberme siempre guiar y aconsejar en los
momentos y porque pese a que muchas veces no están de acuerdo con mis
decisiones siempre me apoyan, gracias también por forjarme este carácter ya que
creo que sin él no hubiera llegado a la meta que me fije aproximadamente seis
meses, gracias infinitas.
A mi abuelo Antonio (Q.E.P.D) por ser una persona admirable y ser esa figura que
me motivo muchas veces a seguir adelante, por su amor y sus enseñanzas, a mi
abuela Inés (Q.E.P.D) por su amor, por siempre estar pendiente de mí y por todo
lo que aprendí de ella. A mi hermano por estar en mi vida aunque sea unos
meses y por formar parte de ella siempre.
A mi asesora Marina Naranjo Gamboa, por su valioso tiempo, dedicación,
consejos, por ayudarme en todo momento, por la amistad brindada y sobre todo
por imprimir en mi esa pasión por los animales.
A mis tíos Juan Carlos Campos Estrada por la ayuda ofrecida siempre que lo
necesite y Graciela López Hueda (mamá chela) por siempre estar pendiente de
mí, por sus consejos y ayuda, y al pequeño Víctor, gracias por tus bromas.
A mi tío Felipe por estar siempre presente a pesar de la distancia, gracias infinitas
por tu cariño y por estar al pendiente de mí .
Al MVZ. Sergio Muñoz Melgarejo por su ayuda , tiempo y consejos durante el paso
por la facultad.
A todos los animales que fueron parte
Pinta,Moro.Palú,Diva,Franquicia y Karim”.
de
esta
tesis
“Kiara,
kiero,
Así como a” Kika”, “Mauricio” y demás animales que habitan en el parque
zoológico, gracias porque de ellos me llevo mucho conocimiento.
A” Moro” y “Yagul” que gracias a ustedes aprendí muchas cosas y fueron parte
importante de lo que ahora soy, me enseñaron a tomar decisiones y que siempre
se debe luchar por lo que uno cree, gracias muchachos siempre los llevare en el
corazón.
ix
RESUMEN
Cambrano López Natalia, 2015, presencia de Toxoplasma gondii. en los felinos
nacionales mantenidos en cautiverio en el parque zoológico y botánico” Miguel
Ángel de Quevedo de la ciudad de Veracruz”, Tesis, Facultad de Medicina
Veterinaria y Zootecnia, Universidad Veracruzana, Veracruz, Veracruz, México.
Esta investigación tiene como objetivo determinar la presencia de Toxoplasma
gondii en los felinos nacionales mantenidos en cautiverio en el parque zoológico y
botánico “Miguel Ángel de Quevedo” de la ciudad de Veracruz. Los animales de
estudio fueron 8 felinos , de los cuales: 3 jaguares (Panthera onca), 2 tigrillos
(Leopardus wiedii), 1 ocelote (Leopardus pardalis),
1 jaguarundi (puma
yagouaroundi), y un puma (Puma concolor), todos en exhibición. El sistema de
diagnóstico serológico fue por medio de quimioluminiscencia. De los 8 animales en
estudio se obtuvieron un total de 15 muestras las cuales se remitieron al
laboratorio de análisis clínicos “Millenium” evaluadas, 14 fueron positivas a
anticuerpos de la clase IgG para T.gondii, considerando que los valores de
referencia para IgG son: Negativo, < 1 UI / ml; dudoso, ≥1 UI / mL y ≤30 UI / mL;
positivo, > 30 UI / ml), para IgM Negativo, < 0.8 UI / ml; dudoso, ≥0.8 UI / mL y
≤1 UI / mL; positivo, > 1 UI / ml),
Palabras clave: Toxoplasma gondii, felinos, zoológico.
x
INTRODUCCIÓN
La fauna silvestre es uno de los recursos naturales que enriquece el medio
ambiente que nos rodea. Las enfermedades infecciosas y parasitarias de las
especies silvestres tienen interés por su efecto directo o indirecto sobre la
población animal, así como por su importancia desde el punto de vista
epidemiológico y su relación con la salud del ser humano o de los animales
domésticos (Artois, 1997).
Ejemplo de lo anteriormente mencionado es la toxoplasmosis la cual es una
zoonosis ampliamente distribuida en todo el mundo, siendo los felinos los
huéspedes definitivos ; actuando varios mamíferos y aves como intermediarios.
Clínicamente la toxoplasmosis en gatos se comporta como una coccidiosis
discreta, en los huéspedes intermediarios generalmente es benigna; sin embargo,
otras veces se manifiesta con muerte neonatal, hidrocefalia, macrocefalia y
abortos (Quiroz, 2009).
El diagnóstico de Toxoplasma gondii(en lo sucesivo lo llamaremos T.gondii).se
puede hacer por medio de varios procedimientos:

Determinación directa del parásito

Reacción de la cadena de polimerasa(PCR)

Inoculación en animales

La inmunoflorescencia indirecta.

Enzyme linked inmuno sorbent assay ( ELISA).

Hemaglutinación indirecta.

Fijación del complemento.

Método de Sabin y Fieldman.

Quimioluminiscencia. (López M.et al…2006).
.
11
REVISION DE LITERATURA
Los félidos (Felidae) son una familia de mamíferos placentarios del orden
Carnívora. Poseen un cuerpo esbelto, oído agudo y excelente vista. Son los
mamíferos cazadores más sigilosos. Hay alrededor de cuarenta (40) especies en
esta familia; muchas escasean en la actualidad, porque han sido objeto de caza
por su piel, para aprovechar partes de su cuerpo, o porque su hábitat está siendo
destruido.
La Unión Internacional para la Conservación de la Naturaleza (IUCN) y la
Convención Internacional para el Comercio de Especies Amenazadas (CITES),
consideran que todos los miembros silvestres de la familia felidae han disminuido
en su rango de distribución geográfico original como consecuencia de la perdida
de hábitat, la competencia con humanos, el comercio de pieles y el tráfico de
animales (Brousset, 2003).
De las 40 especies existentes alrededor del mundo, seis habitan en México:
Panthera onca, Puma yagouaroundi, Puma concolor, Lynx rufus, Leopardus
pardalis Leopardus wiedii, y de éstas todas habitan en el parque zoológico y
botánico “Miguel Ángel de Quevedo” a excepción del Lynx rufus.
DESCRIPCIÓN DE LAS ESPECIES DE FELINOS
Jaguar (Panthera onca).
Distribución: Se encuentra en los bosques tropicales en el sureste de México,
hasta el Río Bravo en el Golfo y en la Sierra Madre Occidental de la costa del
Pacífico, hasta los límites con Belice y Guatemala.
Hábitat: Habita bosques tropicales densos, bosques lluviosos y espinosos,
bosques de montaña, de pino-encino, tropicales perennifolios, caducifolios y
subcaducifolios, así como zonas pantanosas y manglares .
12
Descripción: El peso del adulto es de 45 a 120 Kg, la longitud de la punta de la
nariz a la punta de la cola es de 1.70 a 2.30 m. y tiene una longevidad de 22 años.
Hábitos: Es casi exclusivamente nocturno, pues raras veces sale durante el día,
dedicándose a descansar en algún lugar oculto entre las rocas o entre la maleza
espera. Son solitarios y territoriales. Es muy aficionado al agua, gustan de echarse
en el agua e incluso bucean y nadan con gran habilidad.
Alimentación: Se alimentan principalmente de pecarís, venados, monos, tapires,
mapaches, tejones, armadillos, conejos y otros pequeños mamíferos, aves, peces,
y aún de cocodrilos, caimanes, lagartijas, víboras, tortugas y sus huevos e incluso
carroña. Algunas veces ataca a animales domésticos, aunque es muy raro.
Reproducción: El periodo de gestación es de 100 días; los partos generalmente
son de 2 y rara vez de 3 ó 4 cachorros; después del apareamiento el macho
abandona a la hembra y ella cuida sola a los críos; las hembras crían a sus hijos
guardándolos en cuevas u otros refugios trayéndolos consigo durante todo su
periodo de desarrollo, enseñándoles a cazar por un año o más hasta que puedan
hacerlo satisfactoriamente, tiempo después tendrán que abandonar el territorio de
sus padres.
Situación actual: Se encuentra incluido en la NOM-059-ECOL-94 y apéndice I de
CITES.
FIGURA 2 .Distribución del jaguar en
México( Chávez y Ceballos, 2006).
FIGURA 1. Panthera onca
goldmani. (Aranda,2012).
13
Puma (Puma concolor).
Distribución: Esta especie se distribuye desde el sudeste de Canadá hasta el sur
de Argentina (Patagonia). En México en todo el país
Hábitat: El puma habita prácticamente en cualquier tipo de vegetación. Es raro
encontrarlo en lugares pantanosos o selvas muy húmedas e inundables. Prefieren
cerros y montañas muy rocosas.
Descripción: El macho pesa en promedio 70 Kg y la hembra 40 kg. Miden 1.70 m.
y 1.50 m. respectivamente, del hocico a la punta de la cola. Tiene una longevidad
de 18 años. Después del jaguar es el felino más grande de América; son felinos
grandes, con el cuerpo esbelto y piernas y cola grandes. La cabeza es pequeña
especialmente en las hembras; las orejas son redondas y de regular tamaño; la
coloración del dorso y cabeza es parda amarillenta o cremosa, variando a café
rojizo; el vientre es blancuzco; las puntas de las orejas y la cola son negras; la
barbilla, los labios y pecho son más blanco.
Hábitos: Es solitario, en la época de celo se juntan machos y hembras para
aparearse, separándose antes del nacimiento. Es tímido y esquivo en extremo, es
difícil observarlos, pero a través de los rastros se nota su presencia. Además de
sus huellas y los restos de sus presas dejan amontonamiento de hojarasca con lo
cual cubren los restos de sus excrementos y su orina; es el único gato grande
maullador y ronroneador cuando está contento o en celo; evita el agua. Sus
madrigueras se encuentran por lo general en áreas abruptas y son por lo regular
cuevas y otras cavidades naturales; son activos principalmente por la noche y
tienen gran habilidad para trepar árboles; en sus correrías diarias pueden
desplazarse hasta 50 Km dentro de un territorio bien definido. Este territorio se
puede traslapar con el de otros pumas; las densidades de sus poblaciones son
muy variables, encontrándose las más altas en bosques de pino y pino-encino,
sobre todo en el norte de la República. Cazan a sus presas de noche, acechando
casi pegados al suelo, de un salto des cae en la espalda agarrándoles el cuello.
Cuando ha matado a su presa la arrastra hasta un lugar seguro, generalmente
hasta el abrigo de arbustos o rocas, en este sitio la destripa desechando las
14
vísceras. Entierra los despojos que no ha consumido y vuelve al día siguiente para
terminar su comida.
Alimentación: Se alimenta de aves, reptiles y mamíferos desde conejos hasta
venados. Entre el 50 y 90% de su dieta la constituyen los venados; rara vez
consume carroña. Ocasionalmente puede matar animales domésticos (corderos,
potros, cabras, cerdos medianos, becerros, guajolotes y gallinas) razón por la cual
han sido exterminados en amplias zonas.
Reproducción: Se pueden reproducir durante todo el año; el período de gestación
es de 90 a 96 días; en cada parto nacen de 2 a 6 crías; nacen con los ojos
cerrados y con el cuerpo cubierto con motas negruzcas; abren los ojos a los 10
días. Las hembras se reproducen desde los 2 años de edad, cada 2 ó 3 años; el
celo dura 9 días; da a luz en lugares ocultos, ya sea bajo las raíces de un árbol
caído o alguna cueca entre las rocas; los jóvenes permanecen con la madre casi
por 2 años. Alcanzan su madurez sexual desde los 2.5 a 3 años.
Situación actual: Se encuentra incluido en el apéndice II de CITES
FIGURA 3. Puma
FIGURA 4.. Distribución del Puma en México.(rojo).
concolor.(Aranda,2012).
FUENTE:http://www.taringa.net/posts/cienciaeducacion/13585190/El-Puma-Distribucionecosistemas-y-dieta.html
15
Jaguarundi (Puma yagouaroundi).
Distribución: Del sur de EUA a Argentina. En México se encuentra en trópicos de
México; costas del Pacífico, planicies de Tamaulipas y al norte de Yucatán (Figura
4). En Veracruz se localiza en la región huasteca (Morales y Mendoza, 2000;
Zarza, 2006).
Hábitat: Habita los bosques más espesos donde los árboles no son muy altos.
Descripción: Peso va de 2.5-7 Kg; Longitud del cuerpo: 65-90 cm.; Cola: 8-12
cm.; Longevidad 25 años. Es un felino largo y esbelto, como del tamaño de un
gato casero, pero mucho más largo; con forma de nutria con pescuezo largo,
piernas más bien cortas; la cabeza es pequeña, algo aguda, los ojos son
pequeños, bastante juntos; orejas pequeñas y redondas, el hocico muy corto; tiene
pelaje corto y áspero. Se presenta en dos coloraciones distintas, café rojizo y
negro opaco, pero ambos son pálidos ventralmente ( y ambos tienen también
pequeños puntos salpicados) sin manchas o listas. Patas delgadas y cola muy
larga.
Hábitos: Trepan a los árboles donde pasan gran parte de su tiempo. Se mueven
muy bien en el día pero generalmente son nocturnos, su grito es un agudo silbido,
parecido al chillido de un pajarillo; dan saltos prodigiosos de una rama a otra.
Viven en parejas que tienen un territorio bien definido que pueden sobre laparse
con el de otras parejas. Forman parejas que viven siempre juntas, salvo en la
época de cría, tiempo cuando la hembra atiende sola a las crías. No teme al agua.
Caza por medio de la persecución
Alimentación: Se alimenta de toda clase de animales menores, como ratas,
ratones, monos, conejos, ardillas, codornices, cervatillos, llegando a considerarse
el terror de las gallinas y guajolotes. Sus esbeltos cuerpos y movimientos ágiles le
facilitan la captura de sus presas en los más espesos matorrales.
Reproducción: El apareamiento ocurre, en noviembre y diciembre, va
acompañada con un intenso ruido de maullidos .Los cachorros nacen en árboles
huecos o algún otro refugio de 9 a 10 semanas después; un parto normal consta
de 2 cachorros, pero llega a tener hasta 4. Los pequeños no tienen manchas, en lo
16
que se distinguen de otros; en un solo parto puede haber individuos rojizos y
oscuros. Hacen sus refugios con ramas y hojarasca, en lo más denso de la selva.
Situación actual: Se encuentra incluido en la NOM-059-ECOL-94 y apéndice I de
CITES.
FIGURA 5.Puma yagouaroundi
(Aranda,2012)..
FIGURA 6. Distribución del Jaguarundi
en México.(Zarza, 2006).
17
Ocelote (Leopardus pardalis).
Distribución: El ocelote se encuentra desde Arizona y Texas hasta Argentina. En
México se localiza en los planos costeros tropicales y serranías a ambos lados de
México, desde Sonora y Tamaulipas hacia el sur hasta el Istmo de Tehuantepec y
hacia el este por Chiapas y la Península de Yucatán.
Hábitat: Se distribuyen ampliamente en las zonas tropicales desde el espeso
bosque lluvioso hasta los aclarados bosques tropicales caducifolios. Algunas
veces en las zonas áridas tropicales. Se encuentran donde la vegetación es
densa, aunque también en vegetación secundaria (acahual).
Descripción: Es un felino manchado, de tamaño mediano, cabeza pequeña y cola
fuerte y relativamente corta; hocico pequeño o corto y orejas erectas con la punta
redondeada; las patas son largas, con 5 dedos en las anteriores y 4 en las
posteriores, todas con garras retráctiles. El pelaje es corto y denso durante todo el
tiempo. El color base de su cuerpo, piernas y cola espesa es gris mate, pero
intensamente marcado con manchas café fuerte, cada una con el borde negro; las
manchas en los hombros y cuello son alargadas y las de la parte posterior casi
redondas; la cabeza es café con listas y dibujos negros; las partes inferiores
blancas con manchas oscuras, la cola fuertemente relativamente corta y marcada
de negro en su mayor parte.
Hábitos: Son de hábitos nocturnos; pasan los días descansando quietamente en
la rama de un árbol alto, de donde baja en la noche para cazar. Son solitarios
normalmente, aunque se les encuentra frecuentemente en parejas (un macho y
una hembra). Cazan en el suelo o sobre los árboles. Su territorio es
aproximadamente de 30 ha. No tienen madriguera fija. Acostumbra caminar por
las playas de ríos, esteros y de mar. Es un felino valiente que pueden atacar
cuando se ve amenazado.
Alimentación: Su dieta incluye una gran variedad de pequeños mamíferos, lo
mismo que aves. Se alimenta de conejos y de otros pequeños mamíferos, aves,
iguanas, ranas, peces, cangrejos y pequeñas tortugas, aun llegando a cazar
venados jóvenes, temazate, hocofaisan, perdices de bosque, cojolites.
18
Reproducción: Se aparean en el otoño y los cachorros nacen en el invierno. Las
camadas de cachorros pueden ser hasta de 4 críos, aunque dos es lo más común.
La madriguera generalmente la hacen en una cueva o en un árbol hueco con
hojas y ramas secas.
Situación actual: Se encuentra incluido en la NOM-059-ECOL-94 y apéndice I de
CITES.
FIGURA 7. Leopardus pardalis.
(Aranda, 2012).
FIGURA 8. .Distribución del Ocelote en México.
FUENTE:http://www.ocelote.org.br/newsletter/34/ingles.html
19
Tigrillo (Leopardus wiedii).
Distribución: El tigrillo se encuentra siguiendo las zonas tropicales desde el sur
de Texas y Nayarit hasta Argentina. En México a lo largo de ambas costas desde
el sur de Sinaloa en el oeste y este de San Luis Potosí en el Golfo, siguiendo
hacia el sur hasta el Istmo de Tehuantepec y de ahí por todo Chiapas y la
Península de Yucatán.(Fig.6)
Hábitat: Bosques tropicales, prefieren las selvas con cobertura vegetal muy
densa, en donde abunden árboles muy grandes.
Descripción: Es del tamaño de un gato doméstico grande, con cuerpo robusto y
cola relativamente larga, la cual le sirve para balancearse al caminar por las
ramas. El color base es gris mate, intensamente marcado con manchas y líneas
negras o café oscuro; a lo largo de la línea dorsal media las manchas oscuras
tienden a hacerse lineares, haciéndose irregularmente redondas en los costados,
cuyas manchas son todas oscuras. Posee un pelaje denso, corto y suave. Su
cabeza es pequeña con el rostro corto y fino; las orejas son de tamaño mediano,
erectas y con la punta redondeada, ojos grandes y de color claro; sus
extremidades son cortas con garras retráctiles.
Hábitos: Es arborícola y frecuenta las copas de los árboles en los grandes
bosques tropicales durante el día, saliendo a cazar únicamente por la noche. Al
primer síntoma de peligro corre para refugiarse en lo alto de los árboles. Cazan al
acecho. Son solitarios, se reúnen en parejas únicamente en la época de celo.
Longevidad 13 años.
Alimentación: Ratas, conejos, guaqueques, ardillas, monos, aves y algunos
pollos ocasionalmente.
Reproducción: Nacen de 2-4 crías en cada parto, entre los meses de marzo y
junio, en un hueco de un árbol, una grieta en una roca, o las raíces de un árbol
caído. Después de 4 semanas de edad empiezan a devorar pequeñas presas que
la madre les proporciona y a las 10 semanas ya siguen a la madre en sus
cacerías. Cuando se aproxima la época de celo busca pareja, emitiendo durante la
noche gritos realmente espeluznantes. La gestación dura 12 semanas
20
aproximadamente. La madre los amamanta hasta los 4 meses. Los cachorros
alcanzan la madurez sexual a los 2 años.
Situación actual: Se encuentra incluido en la NOM-059-ECOL-94 y apéndice I de
CITES.
FIGURA 9. Leopardus wiedii.
Aranda,2012).
FIGURA 10. Distribución del tigrillo en México.
FUENTE:http://upload./Leopardus_wiedii_range_map.png/250px
-Leopardus_wiedii_range_map.png
21
ANTECEDENTES
La toxoplasmosis es una de las infecciones parasitarias zoonóticas de mayor
difusión en la naturaleza, se encuentra en todas las latitudes afectando a humanos
y diversas especies de mamíferos domésticos, silvestres y aves (Tenter et
al…2000).
Toxoplasma gondii fue descubierto en 1908 en el Instituto Pasteur de Túnez
por Nicolle y Manceaux en un pequeño roedor africano, el gondi (Ctenodactylus
gundi), que era utilizado como animal de experimentación en el laboratorio.y
descubierto su ciclo vital hasta 1970. Los huéspedes definitivos de este parásito
son los gatos y otros félidos silvestres, los cuales se contagian con la ingestión de
mamíferos infectados por roedores y aves.( Michel y Mercado,2001).
T.gondii ha sido reportado en varias especies de hospedadores. Existen
reportes desde 1988, los cuales fueron revisados por Dubey y Beattie(1988).
El rol que juega la fauna silvestre puede ser como la fuente de infección en
humanos, gatos, y otros carnívoros. Datos serológicos muestran que una
población significante de cerdos ferales, osos y cérvidos están expuestos a
Toxoplasma.
T. gondii fue hallado en los tejidos del ciervo rojo de Nueva Zelanda y el
corso de Alemania. En los Estados Unidos Toxoplasma fue aislado en el berrendo,
alces, venado bura, venado cola blanca, y osos negros. Los animales antes
mencionados además del wapití, bison, venado rojo, y renos se contagian de T.
gondii mediante la ingestión de oocistos, mientras que el riesgo potencial de
infección en los humanos se da por el consumo de carne de animales salvajes mal
cocida. (Samuel 2001).
22
En los últimos veinte años, la producción científica sobre aspectos
sanitarios de la fauna ha crecido en forma exponencial. El motivo de esto ha sido
la gran importancia que revisten dichos aspectos de la fauna en intereses
trascendentales para la humanidad, tales como la salud pública, la conservación
de especies, la producción animal, y la salud de ecosistemas.
23
EL AGENTE ETIOLOGICO Y SU CICLO VITAL
El Toxoplasma gondii, fue aislado en varios tejidos vivos y células nucleadas y en
líquidos orgánicos, como sangre, linfa, saliva, exudados, esperma y liquido
peritoneal (Meireles, 2001).
El ciclo biológico del T. gondii se divide en dos partes: un ciclo sexual que
ocurre por gametogonia en las células epiteliales del intestino delgado del
hospedero definitivo (felinos domésticos y silvestres) y un ciclo asexual que ocurre
en los tejidos extra intestinales de los hospederos intermediarios: animales de
sangre caliente, incluido el hombre, aves e incluso los propios félidos (Acha y
Szyfres, 2003).
CICLO ENTEROEPITELIAL
Se realiza sólo en el hospedero definitivo (gato y felinos silvestres) (Leguía y
Casas, 1999). Se inicia con la ingestión del quistezoíto que contiene a los
bradizoítos (por carnivorismo) y/o del ooquiste (por contaminación) por el gato y
otros félidos, en cuyas células intestinales realiza cinco tipos de reproducción
asexual, y luego, la reproducción sexual, para generar los ooquistes, que se
eliminan conjuntamente con las heces (Rojas, 2003).
Fase esporogónica. La esporulación ocurrirá en el medio externo en 1-5
días haciéndose infectivo y dando origen, en el interior del ooquiste, a dos
esporoquistes conteniendo cuatro esporozoítos cada uno (Meireles, 2001).
24
FASE EXTRAINTESTINAL O TISULAR
Se produce en los hospederos intermediarios y que incluye además al propio gato
(Leguía y Casas, 1999). Los ooquistes ingeridos y digeridos dejan libres a los
esporozoítos que se dividen rápidamente en las células intestinales y en los
linfonódulos asociados generando taquizoítos (Meireles, 2001), que entrarán al
torrente circulatorio y/o linfáticos para ubicarse en varios tejidos y efectuar:
1. Una primera esquizogonia o reproducción rápida. Es la fase aguda de la
infección, donde por endodiogenia en las células de sistema fagocítico
mononuclear, se reproducen los taquizoítos.
2. Una segunda esquizogonia o reproducción lenta. Es la fase crónica de la
infección, donde por endodiogenia en las células de distintos tejidos: muscular,
nervioso, etc., se reproducen los bradizoítos, en el interior de un continente
intracitoplasmático, que se conoce como Quistezoito o microquistes tisulares
Cistozoíto o Pseudoquiste, que distiende a la célula alcanzando 10-60 μm de
tamaño.
La ingestión de taquizoíto y bradizoítos por la presa, recicla la fase extra
intestinal; mientras si lo hace el predador, se inicia la fase entérica o intestinal
(Rojas, 2003).
TRANSMISIÓN DE LA TOXOPLASMOSIS
La toxoplasmosis, es transmitida de diversas maneras en forma natural, cuya
importancia dependerá de la especie animal involucrada y el sistema de
producción practicado.
25
Existen tres formas de transmisión: 1) mediante contaminación fecal, por
ingestión de ooquistes, donde tiene rol importante los vectores cucarachas y
moscas 2) mediante carnivorismo, por ingestión de bradizoítos y taquizoítos en
carne cruda e insuficientemente cocida; y 3) congénita transplacentaria y
transmamaria mediante los taquizoítos (Silva et al., 1981). Sin embargo, factores
como la localización geográfica o hábitos culturales de una población pueden
variar el curso de la infección por ejemplo la alta prevalencia en Francia se
relaciona a los hábitos alimenticios por ingerir alimentos crudos o mal cocidos. En
contraste, la alta prevalencia en América central y América del sur es por elevada
contaminación del medio ambiente por los ooquistes (Hill y Dubey, 2002).
FIGURA 11. Ciclo biológico de Toxoplasma gondii.
(http://upload./commons/7/72/Toxoplasmosis_life_cycle_en.svg ).
26
TOXOPLASMOSIS HUMANA
La prevalencia de la toxoplasmosis humana en adultos a nivel mundial presenta
variaciones regionales, observándose valores entre 30 y 60% (Amato Neto et al.,
1995).
El impacto socio económico de la toxoplasmosis en términos de sufrimiento
humano y cuidado de niños con retardo mental y ceguera son enormes (Dubey,
2004). Sin embargo, los factores económicos y sociales no tienen relación
especial con el parásito, pero si los factores culturales, pues la costumbre de
comer carne cruda o poco cocida fue identificado como un factor de riesgo en
varios estudios. Por ejemplo en Francia y Noruega el consumo de carne de res y
cordero poco cocido respectivamente, fueron el principal factor de riesgo
identificado en la adquisición de la toxoplasmosis (Tenter et al., 2000).
TOXOPLASMOSIS ADQUIRIDA
La toxoplasmosis adquirida (es decir la forma, no congénita) debe de sospecharse
cuando existen lifoadenopatías, linfocitosis, meningoencefalitis, lesiones oculares
de origen dudoso y miocarditis. Sin embargo, cientos o miles de casos de
toxoplasmosis humana pasan desapercibidos, ya que las manifestaciones
apreciables se reducen a una ligera fiebre y a un discreto aumento del tamaño de
los ganglios linfáticos (Soulsby, 1987).).
27
TOXOPLASMOSIS CONGÉNITA
El feto es infectado por taquizoítos que cruzan la placenta a partir de la circulación
materna durante la infección primaria, además quistes titulares en estado latente
pueden reiniciar el ciclo de vida del parásito en gestantes inmunosuprimidas y en
casos muy raros en gestantes inmunocompetentes (Morussi et al., 2006).
La toxoplasmosis adquirida durante la gestación puede constituir una de
las formas que presenta especial relevancia por los daños causados en el feto. En
general el riesgo de adquirir la toxoplasmosis durante el período de gestación se
correlaciona a tres factores: la prevalencia en la comunidad, el número de
contactos con la fuente de infección y el número de mujeres susceptibles (no
inmunizadas por una infección previa) en la comunidad (Figueiró et al., 2005).
La toxoplasmosis puede pasar desapercibida en el momento del
nacimiento, pudiéndose manifestar meses o años después del nacimiento. En
esos casos las manifestaciones más frecuentes son la retinocoroiditis y
alteraciones neurológicas (Spalding et al., 2003). Así, Sabin, en 1942, describió
una tétrada de signos clínicos en la toxoplasmosis congénita, que son:
microcefalia, calcificaciones cerebrales,convulsiones y corioretinitis (Melamed et
al., 2001). Hoy en día se sabe que la infección de toxoplasmosis en los recién
nacidos puede presentarse de diversas formas, variando desde daño cerebral,
enfermedad leve a subclínica hasta la muerte después del nacimiento.
28
TOXOPLASMOSIS OCULAR
La toxoplasmosis ocular es una de las principales manifestaciones clínicas de la
infección humana por este parásito. La retina del ojo es un sitio primario de
infección para este microorganismo, por lo que la manifestación ocular más
frecuente de una toxoplasmosis es la corioretinitis o también llamada
retinocoroiditis. Presentándose de forma focal, granulomatosa y necrosante, tanto
en una primoinfección como en la recidiva de una forma congénita (MartínHernández y García-Izquierdo, 2003). Los síntomas más comunes en los
pacientes con toxoplasmosis ocular son visión borrosa, opacidad del campo visual,
fotofobia y dolor ocular (Meireles, 2001).
TOXOPLASMOSIS EN FELINOS
Los felinos desempeñan un papel fundamental en la epidemiología de la
toxoplasmosis por ser los hospederos definitivos del T.gondii y los únicos animales
en que el parásito realiza la fase sexual del ciclo de vida y eliminan los ooquistes
que constituyen una de las formas infectantes del parásito, siendo los felinos
esenciales para la diseminación y perpetuación del agente en la naturaleza
(Pacheco et al., 2003).
En gatos puede presentarse una enfermedad entérica grave si justo
después del destete ocurre alguna enfermedad concurrente como una infección
respiratoria viral. En un gato con hepatitis por toxoplasmosis se demostró una
infección enteroepitelial activa. Por otro lado, la infección extraintestinal suele
acompañarse de la enfermedad clínica. La reproducción asexual ocurre dentro de
las células en la mayor parte de los tejidos del cuerpo y origina la destrucción de la
29
célula infectada y el desarrollo de signos característicos del órgano afectado con
mayor gravedad (Kirk, 1997).
En general, en el gato la infección con T. gondii es inaparente, sin embargo
en algunos casos se asocia con signos clínicos como: disminución del apetito,
letargia, hipertermia, hepatitis, diarrea, pancreatitis, linfoadenopatía y a nivel de
SNC incoordinación, convulsiones, alteraciones conductuales, y posturales,
retinopatía y anormalidades musculares (Minovich et al., 2002).
Los signos neurológicos son variables pero, los más frecuentes son las que
denotan afección del sistema nervioso central debida a lesiones multifocales,
suelen comenzar con convulsiones y ataxia. También encontramos hipotermia,
ceguera total o parcial. Alteraciones en la conducta, estupor, incoordinación,
lagrimeo atípico y tortícolis.
RESPUESTA INMUNOLÓGICA HUMORAL
La superficie externa del taquizoíto está recubierta, por proteínas, con peso
molecular que varía entre los 22 a 43 kDa, estas moléculas contienen
glicosilfosfatidilinositol sirviendo como puente de anclaje para estas proteínas
(Scout, 2004).
La inmunidad humoral representada por la producción de anticuerpos
específicos y el principal indicador para el diagnóstico de la toxoplasmosis en la
población. Posee gran validez para la detección de los individuos infectados
(Mayumi, 2004). Se han descrito varias clases de anticuerpos que ejercen acción
30
sobre diversos antígenos; todos ellos se forman a los pocos días de la infección y
actúan sobre las formas libres en la sangre y en los líquidos extracelulares.
Algunos
de
estos
anticuerpos
originan
lisis
del
protozoario,
actuando
exclusivamente sobre el parásito extracelular, cuya membrana celular perforan
con ayuda del complemento, lo cual produce escape del citosol (Frenkel, 1986).
Durante la respuesta humoral, el parásito induce rápidamente niveles
detectables de anticuerpos de tipo IgM e IgG en el suero. La evolución más
frecuente (> 90% de los casos), sea o no la infección sintomática, ocurre con nivel
elevado de IgM que desaparece después de varios meses, siendo el titulo de IgG
ascendente durante dos o tres meses o persistente durante 6 a 12 meses, para
después ir disminuyendo lentamente. (Martín-Hernández y García-Izquierdo,
2003).
31
JUSTIFICACIÓN
Los felinos juegan un rol importante en la transmisión de T. gondii debido a que
son los hospederos definitivos y eliminan los ooquistes que contaminan el medio
ambiente (Lindsay et al., 1997; Cordero del Campillo et al., 1999).
El ratón doméstico y otros roedores pequeños son portadores naturales de
T. gondii (Araujo et al., 2003) y las mayores fuentes de infección al gato (Araujo et
al., 1998; Dubey y Lappin, 2000), especialmente para aquellos gatos que viven en
las calles (Soulsby, 1987; Castillo L. 2012).
La toxoplasmosis constituye una zoonosis relevante en la salud pública y
animal, que hacen que su diagnóstico sea importante, tanto en animales
silvestres, domésticos, así como en personas.
La encuesta Nacional Seroepidemiológica realizada en México en 1992,
demostró una prevalencia dela toxoplasmosis por todo el país con distribuciones
del 13%en la zona norte del país, y un máximo de hasta el 64% en ciudades
costeras.(Velasco et.al 1992).
En un estudio adicional se reportó para Tabasco una prevalencia del 60%
en mujeres embarazadas, en el centro de México 34.9%, en Mérida 47% y en
Durango 6.1%. En el 2005 se reportó que cada año, 2 de cada 1000 recién
nacidos presentan toxoplasmosis congénita.(Velasco et.al 1992).
32
Por ende el siguiente estudio pretende hacer una evaluación
de la
colección de felinos nacionales del Parque Zoológico y Botánico “ Miguel Ángel de
Quevedo” para detectar la presencia de T.gondii en ellos.
33
HIPÓTESIS
La colección de felinos Nacionales del Parque Zoológico y Botánico “Miguel Ángel
de Quevedo” poseen titulación positiva de anticuerpos de la clase IgG e IgM para
Toxoplasma gondii.
34
OBJETIVO GENERAL
El objetivo de este estudio será determinar si la colección de felinos nacionales
del Parque zoológico y botánico Miguel Ángel de Quevedo del puerto de Veracruz
posen titulación positiva para T. gondii.
OBJETIVO PARTICULAR

Contribuir al conocimiento de los felinos Nacionales en cautiverio.
35
MATERIALES Y METODOS
ÁREA DE ESTUDIO
El estudio se llevó
a cabo en las instalaciones Parque zoológico y botánico
“Miguel Ángel de Quevedo”, con las siguientes coordenadas: 19”10”23,48” N y
96”08” 14,80” O, en el puerto de Veracruz”. Las características generales de la
zona son: temperatura promedio de 25° C, humedad relativa del 78 %, con una
precipitación media anual de 2,500 mm. (Enciclopedia de los municipios de
Veracruz, México, Municipio de Veracruz, 2005).
FIGURA 12. Ubicación del Parque Zoológico y Botánico “Miguel Ángel de Quevedo”.
36
ANIMALES DE ESTUDIO
Los animales en estudio fueron 8 felinos nacionales mantenidos en el Parque
Zoológico y Botánico “Miguel Ángel de Quevedo”, cabe aclarar que solo se
muestrearon los felinos nacionales, no así los felinos exóticos, esto por el plan de
Manejo interno del zoológico.
CUADRO 1. Ejemplares que se muestrearon para diagnóstico de toxoplasma del parque zoológico
y botánico “Miguel Ángel de Quevedo”.
Nombre común
Nombre científico
Cantidad de
sexo
ejemplares
Jaguar
Panthera onca
3
2 Hembras, 1 Macho
Jaguarundi
Puma jaguarundi
1
Macho
Ocelote
Leopardus pardalis
1
Hembra
Tigrillo
Felis wieddi
2
1 Hembra,1 Macho
Puma
Puma concolor
1
Hembra
37
FIGURA 13. Distribución del Parque Zoológico y Botánico “Miguel Ángel de Quevedo”, Veracruz,
Veracruz, México.
NOTA: Las claves de numeración corresponden:
1.Monos araña.
2,3 y 4. Cuarentena
5.Jaguares.
6. Puma.
7.Leones.
8.Oso americano.
9.Leona.
10.Tigre de bengala.
11.Cuarentena.
12 y 13. Guacamayas.
14. Tortugas y
Guaqueque.
15.Cabras africanas.
16, 17 y 18.Cocodrilos.
19.Tigrillos.
20. Chachalacas.
21.Cocodrilos.
22.Loros.
23.Zorros.
24.Llamas.
25.Coyotes.
26 y 27.Monos araña.
28.Cocodrilo.
29.Ocelote.
30.Jaguarundi.
31.Venados.
32.Jabalies.
33.Venados.
34.Tortugas del
desierto.
35.Coatis.
36.Martuchas.
37.Boas.
38.Mapaches.
39 y 40 . Aviario.
41.Mono papión.
42.43 y 44. Área de
contacto.
45.Loro frentiblanca.
46.Gallinas de guinea.
47.Martucha.
48.Halcon cara cara.
49.Pavos reales.
50.Bioterio.
51.Explanada.
52.Nutrición.
53.Oficina.
54.Clinica veterinaria.
55 Baños.
56.Alberca.
57.Kiosko.
58.Taquilla.
59 León.
60 León.
38
MUESTREO
El estudio se realizó muestreando de forma individual a los felinos nacionales del
Parque Zoológico y Botánico “Miguel Ángel de Quevedo”, cabe destacar que para
la obtención de las muestras se realizaran dos manejos a los ejemplares, por
medio de contención física y química.
Para la contención química de dichos ejemplares se utilizó como anestésico
Ketamina al 20%“Ketanil” laboratorio WILDLIFE PHARMACEUTICALS MÉXICO,
S.A. de C.V. en combinación con xylacina al 10% “PROCIN EQUUS” laboratorio
PISA AGROPECUARIA, S.A. de C.V. las dosis varíarón de acuerdo a la especie
en cuestión, así como al peso de los ejemplares los cuales fueron estimados y
corroborados de acuerdo a los expedientes clínicos. (CUADRO 2 y CUADRO 3).
Se hace mención que las dosis utilizadas fueron tomadas de la recopilación de
datos que hizo la MVZ Laura Delgadillo Keenan para laboratorios Virbac México
S.A. de C.V. en su publicación de “Anestesia en felinos”, dosis de tiletaminazolazepam (Zoletil) y ketamina (Inoketam) para la inmobilización en diferentes
especies de felinos.
De la misma manera se utilizó Tolazolina “TOLAZONIL” del laboratorio
WILDLIFE PHARMACEUTICALS MÉXICO, S.A. de C.V. como antagonista del
anestésico (xylacina), esto con la finalidad de
prevenir
complicaciones
anestésicas.
Los manejos se realizaron por la mañana esto a fin de que la temperatura
fuera lo más confortable posible tanto para el animal como para las personas
involucradas en el manejo, y con previo ayuno de los ejemplares.
39
TOMA DE MUESTRA EN GRANDES FELINOS
La administración de la anestesia se realizó mediante inyección remota utilizando
dardos artesanales con aguja de calibre 18G x 1 ½, el sitio de aplicación fueron las
masas musculares de los miembros posteriores utilizando un rifle de Co2.
(ANEXO 2 y 3).
Se utilizó como apoyo cuerdas para la sujeción de los miembros anteriores
o posteriores según sea el caso, asimismo se colocó una manta en la cabeza del
animal y evitar de este modo la sobre estimulación del ejemplar, así como reducir
el estrés del manejo.
Una vez aplicado el anestésico el tiempo de inducción fue de
aproximadamente 5-10 minutos en general, posterior a esto, el médico
responsable del área de mamíferos se cercioró que el animal estuviera en plano
quirúrgico, se procedió a ingresar al resguardo del ejemplar para poner la manta
sobre la cabeza del animal y después hacer la sujeción de los miembros.
Posterior a la inmovilización química y física, se realizó la embrocación con
tintura de yodo y alcohol de la región dorsal del tercio medio distal del radio y ulna
que es la región que se puncionó, uno de los médicos aplicó presión sobre la
articulación del codo para interrumpir el retorno venoso, la punción se realiza
introduciendo la aguja (Calibre 20 G x 1”) de la jeringa con el bisel apuntando
hacia arriba, en un ángulo de 45 grados aproximadamente, sobre la vena cefálica.
Una vez que se ha atravesado la piel, tejido subcutáneo y la pared del vaso
sanguíneo, se realiza una ligera aspiración del émbolo, para verificar que
efectivamente se introdujo la aguja al vaso sanguíneo.(ANEXO 4).
40
Se colecta la muestra, la cual consistió en 2 ml como mínimo, se deposita
en el tubo sin anticoagulante, el cual iba debidamente rotulado con el nombre del
paciente, especie y edad, se esperó alrededor de 20 minutos a que el coagulo se
separara, las muestras se conservaron en hielera con medio de refrigeración de
gel hasta su llegada al laboratorio “Millenium”, donde fueron analizados.
TOMA DE MUESTRA EN PEQUEÑOS FELINOS
Para los pequeños felinos como son el Ocelote, Jaguarundi y Tigrillos, primero se
realizó una contención física con ayuda de una red de manejo, para
posteriormente aplicar la anestesia de forma manual con aguja de calibre 22G x 1
½ , siendo la vía de administración intramuscular profunda también.(ANEXO 5).
Después de
aplicado el anestésico el tiempo de inducción fue de
aproximadamente 5-10 minutos, tiempo en el cual se llevó al ejemplar hasta la
clínica.
Ya en la clínica uno de los médicos sujetó al individuo en posición decúbito
esternal sobre la mesa de exploración, asimismo sujetó el cuello y cabeza del
animal con una mano, y con la otra mano sujetó ambos miembros torácicos
procurando que el cuello del animal se encuentre extendido para realizar la
preparación antiséptica del mismo y luego la venopunción yugular.
Se limpia la zona a puncionar con tintura de yodo y alcohol, se puede hacer
presión con el dedo pulgar sobre la región lateral a la línea media del cuello para
que la vena resalte, posteriormente se introduce en la vena la aguja ( calibre 22G
41
x 1 ½ ) de la jeringa con el bisel apuntando hacia arriba,para corroborar que se
halla introducido la aguja en el vaso sanguíneo se hace una ligera aspiración del
embolo.(ANEXO 6).
Se colecta la muestra, la cual consistió en 2 ml como mínimo, se deposita
en el tubo sin anticoagulante, el cual iba debidamente rotulado con el nombre del
paciente, especie y edad, se esperó alrededor de 20 minutos a que el coagulo se
separara, las muestras se conservaron en hielera con medio de refrigeración de
gel hasta su llegada al laboratorio “Millenium”, donde fueron analizados.
CUADRO. 2. Anestésico y dosificación de los ejemplares con Ketamina al 20%.
Ejemplar
Peso(kg)
Dosis (mg/kg)
Dosis final (ml).
Jaguar
50
4
1
Jaguar
80
4
1.6
Puma
10
10
4 ml.
Ocelote
10
15
0.7
Tigrillo
3.5
8
0.16
Tigrillo
6
8
0.2
Jaguarundí
3.5
15
0.2
Jaguar melánico
100
4
2
42
CUADRO 3. Dosificación de los ejemplares con Xylacina.
Ejemplar
Peso ( kg)
Dosis (mg/kg)
Dosis final (ml).
Jaguar
50
2
1
Jaguar
80
2
1.6
Puma
80
2
1.6
Ocelote
10
1
0.1
Tigrillo
3.5
1
0.03
Tigrillo
6
1
0.06
Jaguarundi
3.5
1
0.03
Jaguar melánico
100
2
2
“Moro”
CUADRO 4. Dosificación de Tolazolina.
Ejemplar
Peso (kg).
Dosis (mg/kg)
Dosis final (ml).
Jaguar “Pinta”
50
6
1.5
Jaguar “Palú”
80
6
2.4
Puma “Diva”
80
6
2.4
Ocelote “Franquicia”
10
6
0.3
Tigrillo “Kiara”
3.5
6
0.1
Tigrillo “Kiero”
6
6
0.18
Yaguarundí “Karim”
3.5
6
0.1
Jaguar melánico
100
6
3
“Moro”
43
MÉTODO DE DIAGNOSTICO
QUIMIOLUMINISCENCIA: PARA LA DETERMINACIÓN DE ANTICUERPOS DE
CLASE IgM E IgG (INMUNOGLOBILINAS).
La quimioluminiscencia es un inmunoensayo que se basa en la emisión de luz
asociada con la energía. La quimioluminiscencia es definida también como la
emisión de fotones de luz asociada con la disipación de energía con una sustancia
electrónicamente excitada esto se da a través de una reacción enzima sustrato.
Quimioluminiscencia, la emisión de luz es causada por los productos de una
reacción específica química, en la cual se involucran las siguientes sustancias
según el sistema automatizado que sea utilizado: éster de acridina, peróxido ácido, hidróxido de sodio, fosfatasa alcalina. En el caso de esta reacción el agente
quimio luminiscente es el éster de acridina que es oxidado por el peróxido ácido y
el hidróxido de sodio.
Ventajas de la quimioluminiscencia:

Alta sensibilidad.

No emplea radiactividad.

No genera riesgo contaminante ni ruido de fondo a la hora de efectuar el
proceso del análisis de una muestra, control o estándar.

Los resultados son rápidos (generalmente a los 15 min).

Equipos automatizados de fácil manejo.
Falsos positivos: Los anticuerpos anti-ratón humanos (HAMA) pueden estar
presentes en muestras de individuos en contacto con inmunoglobulinas de ratón u
otros animales procedentes de fuentes naturales o como parte de terapias
curativas, pudiendo dar falsos positivos o negativos.
44
Falsos negativos: muestras recogidas en estadios tempranos pueden dar
niveles de IgG que podrían ser clasificados como negativos.( FARESTAIE.Instituto
de análisis clínicos.).
CUADRO 5. Interpretación de los resultados de los ensayos por quimioluminiscencia.
Resultado
de IgM
Negativo
Resultado
de IgG
Negativo
Interpretación
Negativo
Positivo
A partir del análisis no se puede determinar si
el paciente sufre una infección actual o
reactivada por T.gondii
Positivo
Negativo
El paciente puede estar cursando una
infección por T. Gondii o tratarse de un falso
positivo.
Debido a que los anticuerpos IgG para T
gondii son negativos la muestra puede
haberse obtenido demasiado pronto en el
proceso de la enfermedad. Para poder
obtener una determinación precisa se sugiere
analizar una nueva muestra con un ensayo
anti
IgM
distinto
Si el resultado de la nueva muestra sigue
siendo positiva enviar a un laboratorio de
referencia
Positivo
Positivo
Parece que el paciente puede sufrir una
infección aguda por T gondii
El paciente no ha sido infectado por T gondii.
Si persisten los síntomas, solicitar una nueva
muestra antes de 3 semanas
45
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
De los 8 animales en estudio se obtuvieron un total de 15 muestras para
analizar en el laboratorio de análisis clínicos “Millenium”, 14 fueron positivas a
T.gondii. Considerando que los valores de referencia para IgG son: Negativo,
< 1 UI / ml; dudoso, ≥1 UI / mL y ≤30 UI / mL; positivo, > 30 UI / ml). (Guenael
Freire de Souzaa, 2012)
Los animales que presentaron una mayor titulación de anticuerpos para
T.gondii fueron los Tigrillos, Jaguarundi, siguiendo ocelote, puma y jaguares.
CUADRO 6. Resultados de la primera evaluación.
Ejemplar
Titulación de anticuerpos
IgG
IgM
Jaguarundi “Karim”
650 UI/ML
0.3 UI/mL
Jaguar “Pinta”
128.20 UI/ML
0.2 UI/mL
Jaguar “Palú”
51.77 UI/ML
0.2 UI/mL
Puma “Diva”
205.20 UI/ML
0.2 UI/mL
Ocelote“Franquicia”.
622.80 UI/ML
0.3 UI/mL
Tigrillo “Kiara”
650 UI/mL
0.2 UI/mL
Tigrillo “Kiero”
650 UI/ML
0.3 UI/mL
Jaguar melánico”Moro”
29.90 UI/ML
0.3 UI/mL
46
IgM
IgM
0.3
0.3
0.2
0.2
0.2
0.3
0.3
0.2
FIGURA.14.Titulación de anticuerpos(UI/Ml) de la clase IgM en los felinos nacionales del Parque
Zoológico y Botánico “Miguel Ángel de Quevedo”.
IgG
IgG
650
622.8
128.2 51.77
650
650
295.2
29.9
FIGURA.15.Titulación de anticuerpos(UI /Ml) de la clase IgG en los felinos nacionales del Parque
Zoológico y Botánico “Miguel Ángel de Quevedo”.
47
En el primer muestreo que se llevó a cabo en el mes de octubre, se obtuvieron
titulaciones de anticuerpos IgG positivas para siete de los ocho animales en
estudio a excepción del jaguar melánico, el cual obtuvo una titulación de
anticuerpos negativa para IgG ; asimismo ninguno de los ejemplares en estudio
obtuvo niveles de anticuerpos positivos a IgM, determinándose con esto que los
animales en estudio poseen una infección crónica por toxoplasma.
Cabe destacar que los animales con mayor titulación resultaron ser los
pequeños felinos (Jaguarundi y tigrillos), esto se asocia a que los individuos están
ubicados en zonas donde tienen más acceso a cazar presas vivas tales como
pequeñas aves o roedores, los cuales podrían estar fungiendo como transmisores
de la enfermedad.
48
CUADRO 7. Resultados de la segunda evaluación:
Ejemplar
Titulación de anticuerpos
IgG
IgM
Jaguarundi “Karim”
650 UI/mL
0.2 UI / mL
Jaguar “Pinta”
115 UI/ML
0.2 UI/mL
Jaguar “Palú”
45.07 UI/ML
0.2 UI/mL
Puma “Diva”
185 UI/ML
0.2 UI/mL
Ocelote “Franquicia”.
642.80 UI/ML
0.2 UI/mL
Tigrillo “Kiara”
650 UI/ML
0.2 UI/mL
Tigrillo “Kiero”
650 UI/ML
0.2 UI/mL
Nota: en la segunda toma de muestra no fue posible incluir al ejemplar de jaguar
melánico (moro), puesto que se hallaba en un estado deteriorado que no permitía
el manejo con anestésicos.
IgM
IgM
0.2
0.2
0.2
0.2
0.2
0.2
0.2
FIGURA 16. Titulación de anticuerpos de la clase IgM en el segundo muestreo en los felinos
nacionales del Parque Zoológico y Botánico “Miguel Ángel de Quevedo”.
49
IgG
IgG
650
642.8
115
650
650
185
45.07
FIGURA 17. Titulación de anticuerpos de la clase IgG en el segundo muestreo en los felinos
nacionales del Parque Zoológico y Botánico “Miguel Ángel de Quevedo”.
El segundo muestreo se llevó a cabo entre los meses de noviembre y diciembre,
en este segundo muestreo se observó que de los siete ejemplares estudiados
todos resultan con titulaciones de anticuerpos IgG positivas a toxoplasma.
Además nuevamente los ejemplares resultan negativos a anticuerpos IgM,
lo cual se traduce como que los individuos no presentan infección reciente a
toxoplasma.
50
PRIMER PERIODO IgM
SEGUNDO PERIODO IgM
0.3
0.2
0.3
0.20.2
0.20.2
0.20.2
0.2
0.3
0.20.2
0.2
FIGURA 18. Comparación de los títulos de anticuerpos de la clase IgM del primer y segundo
muestreo.
El nivel de titulación de anticuerpos de la clase IgM tuvo variaciones, el nivel
se encontró disminuido en el segundo periodo para el jaguarundi, tigrillo 2”Karim”
y para el ocelote, y resultando con el mismo valor para ambos jaguares, el puma y
tigrillo “Kiara”.
A partir del análisis de IgM se determina que ninguno de los individuos en
estudio están cursando con la enfermedad causada por Toxoplasma gondii, ya
que en ninguno de los casos la IgM superó el 1 UI/ml.
51
Título del gráfico
PRIMER PERIODO IgG
SEGUNDO PERIODO IgG
650
622.8
642.8
650
650
295.2
185
128.2 115
51.77 45.07
FIGURA. 19. Comparación de los títulos de anticuerpos de la clase IgG del primer y segundo
muestreo.
De acuerdo a Green, 2000, la persistencia crónica de títulos IgG altos
simplemente refleja que continúa la persistencia de antígenos de toxoplasma. La
infección aguda o relativamente reciente suele acompañarse con títulos elevados,
pero en modo alguno no se trata de criterio diagnóstico definitivo; si existe la
evidencia de una seroconversión o de un aumento significativo del título de IgG
entre dos muestras separadas 3-4 semanas, es diagnóstica de infección reciente.
Por lo mencionado se puede determinar que la infección por T.gondii en los
ejemplares estudiados es una infección crónica, puesto que la presencia de
anticuerpos IgG implica que ha habido contacto entre el paciente y el parásito en
algún momento de la vida.
52
Asimismo en el presente estudio , sólo el ejemplar de Leopardus pardalis
(ocelote) se hallaba en la fase aguda, etapa en la cual los felinos pueden eliminar
millones de ooquistes en un solo día y éstos bajo condiciones de humedad y
temperatura adecuada pueden sobrevivir en el medio ambiente por más de 1 año
(Dubey y Beattie, 1988).
Tal como Temoche (2007) menciona la frecuencia de anticuerpos contra
toxoplasma en la población felina es diversa y está relacionada al tipo de
población estudiada, por ejemplo los hábitos alimenticios pueden estar
relacionados a la presencia del parásito dado que en su estudio se analizaron
felinos domésticos que
poseían domicilio conocido y la mayoría de ellos se
encontraban recibiendo alimento casero sus titulaciones de anticuerpos inferior a
los hallados en la mayoría de poblaciones de gatos callejeros, como se muestran
en trabajos de (Sogorb et al., 1972) quienes obtuvieron reacciones de 50,9% de
los sueros felinos estudiados en San Paulo – Brasil.
En caso de los animales del presente estudio, y tal como lo menciona
Temoche, los malos hábitos de higiene en los alimentos puede es uno de los
factores a asociar para la presencia de toxoplasma, , sin embargo en este estudio
también se considera que factores tales como mala higiene en los encierros ,
presencia de fauna nociva (roedores en su mayoría), y el consumo de presas
vivas están asociados a la presencia de toxoplasma en los felinos del Parque
zoológico y Botánico “Miguel Ángel de Quevedo”
53
CONCLUSIONES
Los animales en estudio se encontraron con presencia de anticuerpos contra
Toxoplasma gondii.
Los anticuerpos a los que fueron positivos los ejemplares son de la clase
IgG, esto indica que dichos ejemplares estuvieron expuestos al parásito en el
pasado, no cursando así con una infección aguda.
La ocelote es el único ejemplar que se determina como cursando
actualmente la enfermedad, ya que los títulos de anticuerpos se hallaron
incrementados en el segundo muestreo.
Se llegó a la conclusión que los ejemplares de tigrillo (Leopardus wiedii),
ocelote (Leopardus pardalis) y jaguarundi (Puma yagouaroundi) poseen una
titulación mayor de anticuerpos IgG, debido a la ubicación dentro del parque que
les permite tener contacto con posibles transmisores, tales como ardillas, ratones
y algunas aves.
54
SUGERENCIAS
Se recomienda implementar un plan de desparasitación más riguroso , es decir,
que las fechas de desparasitación se cumplan tal y como están marcadas en el
plan de manejo interno del zoológico, además contemplar en el calendario de
desparasitación sulfonamidas o piremetina a dosis de 100 mg/kg/día.
Además de tener un control sobre los gatos ferales que habitan en el
parque, ya que ellos podrían estar diseminando
la infección hacia los felinos
silvestres, además de impedir que los felinos tengan contacto con roedores como
en el caso de los felinos pequeños.
También se considera importante que se lleve a cabo un monitoreo más
seguido respecto a toxoplasma en el parque, esto podría ser mediante exámenes
coproparasitoscopicos.
Asimismo mejorar el manejo de los alimentos, esto es, evitar que la carne
de consumo de los animales se proporcione en lugares sucios, además de evitar
almacenar los alimentos en lugares donde pueda haber fauna nociva.
Tener un mejor manejo de los exhibidores, con esto nos referimos a evitar
limpiarlos después de haber limpiado un área de cuarentena.
55
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59
ANEXOS
ANEXO 1. Ficha técnica de los ejemplares del parque zoológico y botánico
“Miguel Ángel de Quevedo”.
Jaguarundi. (Puma yagouaroundi)
Nombre: Karim
Sexo: Macho
Edad: 1 año.
Peso aproximado: 3.5 kg.
No.microchip: sin chip.
Tigrillo (Leopardus wiedii).
Nombre :Kiero.
Sexo: Macho.
Edad: 7 años.
Peso aproximado: 6 kg.
No.microchip: AVID*009*051*117.
Tigrillo (Leopardus wiedii).
Nombre :Kiero.
Sexo: Hembra.
Edad: 5 años.
Peso aproximado: 3.5 kg.
No.microchip: AVID*094*597*824.
Ocelote (Leopardus pardalis).
Nombre :Franquicia.
Sexo: Hembra.
Edad: 5 años.
Peso aproximado: 10 kg.
No.microchip: sin microchip.
60
Jaguar melánico (Panthera onca).
Nombre:Moro.
Sexo: Macho
Edad: 17 años.
Peso aproximado: 100 kg.
No.microchip: AVID*027*091*049
Jaguar (Panthera onca goldmani).
Nombre:Pinta.
Sexo: Hembra
Edad: 17 años.
Peso aproximado: 50 kg.
No.microchip: AVID*024*036*123
Jaguar (Panthera onca goldmani).
Nombre: Palú.
Sexo: Hembra
Edad: 1 año.
Peso aproximado: 80-90 kg.
*
*
*
No.microchip: AVID 003 805 567
Puma (Puma concolor).
Nombre:Diva
Sexo: Hembra
Edad: 2 años.
Peso aproximado: 70-80 kg.
*
*
*
No.microchip: AVID 009 031 868
61
ANEXO 2. Preparación del dardo con
anestésico.
ANEXO 3 . Inyeccion de anestésico con dardo hipodérmico.
62
ANEXO 4. Toma de muestra en grandes felinos.
Se cubrieron los ojos
del animal para reducir
el estrés del ejemplar,
así como por medidas
de seguridad para el
personal.
La toma de muestra se realizó
en la vena safena o cefálica,
según sea el caso, con previa
asepsia de la zona.
63
ANEXO 5. Toma de muestra en pequeños felinos.
Uso de la red de manejo para la contención física de
los pequeños felinos.
En los felinos
pequeños
(Jaguarundi, ocelote
y tigrillos) la muestra
fue tomada de la
vena yugular, con
previa asepsia de la
zona.
64
ANEXO 6. Ejemplo de protocolo para la contención química de los ejemplares
dentro del parque zoológico.
PROTOCOLO INMOVILIZACIÓN JAGUAR
Especie: Jaguar (pinta).
Nombre científico: Panthera onca goldmani.
OBJETIVO:
Realizar la inmovilización química de un ejemplar de jaguar hembra para:,:
Examen físico general,
Toma de muestra sanguínea, con la finalidad de integrar el diagnóstico de
toxoplasma .
MATERIAL:
curación
Gasas
Material
de Equipo
contención
1 red.
jeringas
Torundas de yodo
de Anestésicos
y
antagonistas.
1 frasco ketamina
10mg /10ml
1
frasco
xilacina
10%/50ml
1 frasco tolazonil 30ml
ANESTESIA:
Peso promedio del jaguar: 50 kg.
Protocolo recomendado: Ketamina 4 /kg +xylacina 2 mg/kg. IM. (1 ketamina y 1
xylacina).
Agente complementario: ketamina 2 mg/kg IM para profundizar o prolongar la
anestesia.
Antagonista: Tolazolina 6mg/kg/iv lento, aproximadamente 1 ml.
Procedimiento:
Previo al manejo:
◦ Se presentara al espécimen con 12 horas previas de ayuno.
65
◦ El manejo se realizara dentro del resguardo .
◦ Se revisaran las medidas de seguridad tanto del encierro para minimizar los
riesgos de fuga de algún animal, lesiones tanto de personal como de
especímenes, y facilitar el manejo.
Se calcularan las dosis de anestésicos y antagonista con la finalidad de evaluar la
dosis a administrar considerando condicion corporal, edad y estado de salud del
espécimen.
Durante el manejo:








Una vez en el área se llevar a cabo el derribo del animal.
La administración del anestésico se llevara a cabo con apoyo de un rifle y
dardos.
Una vez administrada la dosis, se esperara a obtener plano anestésico, y
se procederá a tomar la muestra sanguínea.
Se tomaran las constantes fisiológicas (temperatura, frecuencia cardiaca,
frecuencia respiratoria) cada 5 minutos, con la finalidad de evaluar la
evolución del espécimen bajo anestesia a lo largo del procedimiento el cual
se calcula dure un aproximado 25 minutos (aplicando tolazolina como
revertidor de la anestesia)..
Concluido el procedimiento se procederá a aplicar el antagonista.
Se realizara un examen físico general, midiendo las diferentes constantes
como, temperatura, frecuencia cardíaca, frecuencia respiratoria; tanto para
el registro médico como para la evaluación de la anestesia.
Cada miembro del equipo se le asignara una tarea que tendrá que cumplir y
llevar a cabo de acuerdo a las indicaciones dadas, así como estar al
pendiente en caso de ser necesario apoyar a otro miembro del equipo.
No se descuidara por ningún momento las medidas de seguridad para
salvaguardar la integridad del equipo de trabajo.
Inmediatamente después de que el animal ha sido disparado con el dardo se debe
llevar un control de la respiración y el pulso para asegurarse de que están dentro
de los parámetros normales.
Para monitorear la temperatura se debe usar un termómetro rectal. Para
monitorear la respiración se debe observar la expansión del tórax. Para monitorear
la frecuencia cardíaca se puede palpar la arteria femoral y contar el número de
pulsaciones por minuto o se puede auscultar el corazón con un estetoscopio y
contar los latidos por un minuto.
A continuación se describen los parámetros normales :
66



Temperatura (T) 37-39.5°C .
Frecuencia respiratoria (FR) 8-24 respiraciones/minuto
Frecuencia cardíaca (FC) 70-140 latidos/minuto
Durante el manejo de nuestro paciente, se moniterearon las constantes
fisiológicas, las cuales se enlistan a continuación:
Hora
Frecuencia
respiratoria
Frecuencia
cardiaca
Temperatura
12:20
12:40
1:00
22
22
24
85
80
80
38
37
37
Examen físico – Todos los jaguares inmovilizados u observados deben ser
sometidos a una evaluación clínica. Cualquier información del estado de salud del
jaguar es valiosa.
Las observaciones visuales son útiles, pero más importante son los exámenes
físicos que se le puedan/deben hacer directamente al animal (uso del termómetro,
estetoscopio, palpaciones).
Identificación #: 024 036 123
Fecha: 25 octubre 2014
Ubicación: zoológico veracruz
Sexo: Hembra
Peso corporal: 50 kg aprox.
Temperatura corporal: 37-38
Frecuencia cardíaca: 80-85 lpm
Carácter del pulso: FLLC.
Color de las membranas: rosas
Frecuencia respiratoria: 22 -24 rpm
Piel y oídos: SHA.
Nódulos linfáticos superficiales: SHA.
Posterior al manejo:
◦ Una vez concluido el manejo y toma de muestras, se aplicara el antagonista,
tolazolina 4ml/iv, esperando que el espécimen reaccione y despierte sin
novedades.
◦ Previendo cualquier eventualidad se deberán tener a la mano los medicamentos
que se denominaran “de emergencia”. Tales como el Frecardyl y/o Dopram.
◦ Las muestras obtenidas serán enviadas al laboratorio millenium, con la finalidad
de ser procesadas.
67