UNIVERSIDAD DE LA REPUBLICA FACULTAD DE AGRONOMIA EVALUACIÓN AGRONÓMICA DE BIOFERTILIZANTES EN LA PRODUCCION DE LECHUGA (Lactuca sativa) A CAMPO. Por: Alejandro Tarigo Carlos Repetto Diego Acosta TESIS presentada como uno de los requisitos para obtener el título de Ingeniero Agrónomo MONTEVIDEO URUGUAY 2004 Tesis aprobada por: Director: Margarita García______________________________________________ Fecha: ____________________________________________________________ Autores: Diego ACOSTA_______________________________________________ Carlos REPETTO______________________________________________ Alejandro TARIGO____________________________________________ Tribunal: _____________________________________________________________ _____________________________________________________________ TABLA CONTENIDO 1 INTRODUCCIÓN 1.1 Presentación de la Investigación 1.2 Relevancia del tema 1.3 Pregunta Problema 1.4 Hipótesis de Trabajo 1.5 OBJETIVOS 1.5.1 Objetivos Generales. 1.5.2 Objetivos Específicos. 2 REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA 2.1 EL CULTIVO DE LECHUGA 2.1.1 Caracterización de la Especie 2.1.2 Requerimientos del Cultivo de Factores Ambientales a. Germinación b. Desarrollo Vegetativo. 2.1.3 Fases del Crecimiento y Desarrollo a. Desarrollo b. Crecimiento 2.1.4 Manejo del cultivo 2.1.5 Requerimientos de Nutrientes de la lechuga. 2.2 DINÁMICA DEL NITRÓGENO EN EL SISTEMA SUELO-PLANTAATMÓSFERA 2.2.1 Funciones del Nitrógeno 2.2.2 El ciclo del Nitrógeno 2.2.2.1.Entrada de Nitrógeno al Suelo 2.2.2.2 Procesos que Sufre el Nitrógeno en el Suelo 1. Mineralización a. Amonificación b. Nitrificación 2. Inmovilización 2.2.3. Pérdidas de Nitrógeno del suelo 2.2.4. Asimilación dentro de la planta 2.3 DINÁMICA E IMPORTANCIA DEL NITRATO. 2.3.1. Fuentes de Nitrato para el Hombre 2.3.2. Riesgos que puede ocasionar el consumo de nitrato en la salud humana 2.3.3. Fisiología de la acumulación de nitrato en plantas. 2.3.3.1 Factores que influyen en la acumulación de nitratos. a) Factores ambientales principales. b) Factores inherentes al organismo vegetal 2.4. FERTILIZANTES UTILIZADOS COMO FUENTE DE NUTRIENTES EN EL CULTIVO DE LECHUGA. 2.4.1 Fertilizantes inorgánicos. 2.4.2. Enmiendas Orgánicas. 2.4.2.1. Los Biofertilizantes Líquidos Artesanales. 2.4.2.1.1. Digestión anaeróbica de la materia orgánica en medio líquido. 2.4.2.1.2. Digestión Aeróbica de la materia orgánica en medio líquido. 1. Naturaleza de la Materia Orgánica utilizada. 2. Características del digestor o extractor. 3. Variables ambientales. 2.4.2.1.3. Principales Biofertilizantes Artesanales Utilizados a. Biofertilizante Líquido b. Biobov : Regenerador de Suelos c. Bioframbov: Biofertilizante para Fertilización del Suelo d. Supermagro 2.4.2.1.4 Efectos de los Biofertilizantes en el control de enfermedades y plagas 2.4.2.2 Biofertilizantes Comerciales. a. Aminon –Solo b. Fertiter 2.4.2.3. Enmiendas Orgánicas Sólidas 2.4.2.3.1 Impacto ambiental del estiércol. 2.4.2.3.2 Criterios para la Aplicación de estiércol. 2.4.2.3.3 Factores que afectan la calidad del estiércol como abono. 1. Tipo de animal. a) Especie animal b) Edad del animal. c) Alimentación de los animales. 2. Cantidad y Calidad de cama u otros materiales mezclados con el estiércol. 3. Temperatura y Contenido de Humedad. 2.4.2.3.4 Valor Residual del estiércol. 3. MATERIALES Y MÉTODOS 3.1. LOCALIZACIÓN 3.2. DATOS CLIMÁTICOS 3.3. HISTORIA DEL MANEJO DEL SUELO 3.4. DISEÑO DE LA INVESTIGACIÓN 3.5 TRATAMIENTOS 3.5.1 Descripción de los Tratamientos. 3.6 MANEJO DEL CULTIVO 3.7 EXTRACCIÓN DE MUESTRAS 3.7.1. Muestreo de Plantas 3.7.1.1. Crecimiento y Desarrollo 3.7.1.2. Rendimiento Final. 3.7.2. Muestreo de Suelos 3.7.3. Análisis de Laboratorio 3.7.3.1. Análisis de los biofertilizantes. 3.7.3.2.Análisis de suelo 3.7.3.3.Análisis de hoja. 3.7.4. Análisis Estadístico. 4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN 4.1. EFECTO DEL AMBIENTE EN EL CRECIMIENTO DEL CULTIVO DE LECHUGA. 4.2. CONTENIDO DE NUTRIENTES DE LOS BIOFERTILIZANTES 4.2.1. Contenido de Nitrógeno en los biofertilizantes. 4.2.2. Contenido de Fósforo en los Biofertilizantes. 4.2.3. Contenido de Potasio de los Biofertilizantes. 4.2.4. Contenido de Calcio de los bioferilizantes 4.2.5. Contenido de magnesio en los biofertilizantes 4.2.6. Contenido de micronutrientes (Fe, Mn, Cu y Zn). 4.2.7. Contenido de Sodio en los biofertilizantes. 4.2.8. Conductividad eléctrica y pH. 4.3. CRECIMIENTO Y DESARROLLO 4.3.1. Peso Fresco Aéreo. 4.3.2. Evolución del Peso Fresco Radicular. 4.3.3. Peso Seco Aéreo. 4.3.4. Relación Peso Fresco Aéreo – Peso Seco Aéreo. 4.3.5. Peso Seco Radicular. 4.3.6. Desarrollo. 4.4. RENDIMIENTO FINAL. 4.4.1. Biofertilizantes y Rendimiento 4.5. CONTENIDO DE NUTRIENTES EN HOJA. 4.5.1. Contenido de Fósforo en Planta 4.5.2. Contenido de Nitrógeno Total en Hoja. 4.5.3. Contenido de Nitrato en Hoja. 4.5.3.1. Evolución del contenido de nitrato en hoja. 4.5.3.2. Contenido de Nitrato en Base fresca 4.6. CONTENIDO DE NITRATO EN EL SUELO. 4.6.1. Correlación entre Contenido de Nitrato en Suelo y Planta 4.6.2. Correlación entre Nitrato en Planta y Nitrógeno Total. 5. CONCLUSIONES 6. RECOMENDACIONES. 7. BIBLIOGRAFÍA INDICE DE CUADROS 1. Calidad Comercial. 2. Absorción de Nutrientes por Hectárea de un Cultivo de Lechuga. 3. Contenido de Nutrientes en Porcentaje del Peso Seco de la Parte Aérea 4. Evolución de la Composición Química de un Biofertilizante en ppm a través del Tiempo. 5. Ingredientes para la Elaboración de 200 Litros de Biobov. 6. Elaboración de Biofranbov 7. Ingredientes Básicos para la elaboración de Supermagro. 8. Composición de las Heces y Orina en Base Fresca de Algunos Animales Domésticos. 9. Producción Anual de Estiércol Fresco por 454 kilogramos de Peso Vivo Animal. 10. Contenido de Calcio, Magnesio, Azufre, Manganeso y Zinc en Distintos Abonos de Origen Animal. 11. Influencia de la alimentación en la composición de las deyecciones: caso del cerdo. 12. Porcentaje de Nutrientes y Relación Carbono Nitrógeno de Distintos Materiales Utilizados como ‘’Cama´´. 13. Gramos de Nutrientes por Kilogramo de Materia Fresca de Distintos Estiércoles con Cama. 14. Contenido de Nutrientes en Base Fresca y Seca del Abono de Gallinas Ponedoras y Cama de Pollo. 15. Pérdida de Nitrógeno Durante el Almacenamiento y el Manejo. 16. Nitrógeno Residual Disponible en los Años Posteriores a la Aplicación 17. Valores Promedio de Temperatura Media, Máxima y Mínima Diaria Durante el Período Transplante – Cosecha. 18. Milímetros Acumulados de ETP( Método Pennman) y Precipitación, Promedio de Humedad Relativa (%) y Heliofanía Relativa (Hrs/día) Durante los Períodos de Muestreo. 19. Análisis de Suelo 20. Caracterización de la Cama de Pollo 21. Biofertilizante Artesanal tipo Supermagro del productor Bentancur 22. Biofertilizante Artesanal tipo Bostol del productor Bentancur 23. Biofertilizante Artesanal Tipo Supermagro del productor Monteghirfo 24. Biofertilizante Artesanal Tipo Bostol del productor Monteghirfo. 25. Aplicación de Estiércol 26. Volumen a aplicar por hectárea de cada tratamiento. 27. Fechas de Muestreo. 28. Contenido de Nutrientes, Conductividad y pH de los Biofertilizantes Líquidos. 29. Tasa de Crecimiento del Peso Fresco Aéreo 30. Porcentaje del peso fresco acumulado en los últimos 10 días del ciclo. 31. Comparación de Medias de Peso Fresco Aéreo de las Cuatro Fechas de Muestreo por la Prueba de Tukey 32. Comparación de PFA de los Tratamientos Durante las Fechas de Muestreo por la Prueba de Contrastes Ortogonales. 33. Comparación de Medias de Peso Fresco Radicular de los Tratamientos por Tukey. 34. Comparación de PFR de los Tratamientos Durante las Fechas de Muestreo por la Prueba de Contrastes Ortogonales. 35. Tasa de Crecimiento gramos/día 36. Prueba de Comparación de Medias por Tukey del Peso Seco Aéreo Durante las cuatro fechas de muestreo. 37. Prueba de Contrastes Ortogonales del PSA Durante las Cuatro Fechas de muestreo. 38. Comparación de Medias de Peso Seco radicular por Tukey para las cuatro fechas de muestreo. 39. Comparación del Número de hojas promedio por tratamiento con la prueba Tukey. 40. Comparación del Número de Hojas por Prueba de Contrastes Ortogonales. 41. Rendimiento medio y desvío estándar de los 10 tratamientos (gramos de materia fresca). 42. Contrastes Ortogonales de la Variable Rendimiento (gramos/planta). 43. Aplicación de nutrientes en Kilogramos por hectárea de los distintos Biofertilizantes. 44. Comparación del Porcentaje de Fósforo en Planta para la fecha 19/10 por la prueba Tukey. 45. Comparación del Porcentaje de Fósforo en Planta para la fecha 29/10 por la prueba Tukey. 46. Comparación del Contenido de Fósforo en Planta de los Tratamientos para las dos últimas fechas de Muestreo por la Prueba de Contrastes Ortogonales. 47. Contenido Promedio de Nitrógeno Total en Hoja como Porcentaje del Peso Seco y Desvío Estándar (%)de los Distintos Tratamientos para la Fecha 19/10. 48. Contenido Promedio de Nitrógeno Total en Hoja como Porcentaje del Peso Seco y Desvío Estándar (%)de los Distintos Tratamientos para la Fecha 29/10. 49. Contrastes Ortogonales de Porcentaje de Nitrógeno. 50. Contenido Promedio de Nitrato(ppm) en Hoja en Base Seca y Desvío Estándar (ppm) de los Distintos Tratamientos para la Fecha 19/10. 51. Contenido Promedio de Nitrato en Hoja (ppm) en Base Seca y Desvío Estándar (ppm) de los Distintos Tratamientos para la Fecha 29/10. 52. Contrastes Ortogonales de Contenido de NO3 en Hoja en las dos Ultimas Fechas de Muestreo. 53. Contenido Medio de Nitrato (ppm) y Desvío Estándar (ppm) en Suelo para la Fecha 29/10. 54. Contraste Ortogonal de Contenido de NO3 en Suelo en la última Fecha de Muestreo. INDICE DE GRÁFICAS 1. Evolución del Número de Hojas en Función de lo Días desde la Siembra 2. Evolución del Peso Fresco Aéreo. 3. Evolución del Peso Fresco Aéreo en Gramos de las lechugas según el tratamiento al que fueron sometidas. 4. Promedio en Gramos del Peso Fresco Aéreo de los 10 Tratamientos Durante las 4 Fechas de muestreo. 5. Evolución Del Peso Fresco Radicular. 6. Evolución del Peso Seco Aéreo Durante las Cuatro Fechas de Muestreo. 7. Evolución del Porcentaje de Materia Seca de los Tratamientos durante las 4 Fechas de Muestreo. 8. Evolución del peso seco radicular en gramos en las 4 fechas de muestreo. 9. Evolución en el de Hojas en las 4 Fechas de Muestreo. 10. Correlación entre el N° de Hojas y el Peso Fresco Aéreo en la Ultima Fecha de Muestreo. 11. Rendimiento Medio de los Tratamientos en Gramos 12. Correlación entre Dosis de Nitrógeno Aplicado con los Biofertilizantes y Rendimiento 13. Contenido de Fósforo en Porcentaje del Peso Seco para 2 Fechas de muestreo 14. Contenido de Nitrógeno Total en Porcentaje del Peso Seco para las 2 últimas fechas de Muestreo 15. Contenido de Nitrato en Hoja (ppm) en Base Seca para las dos Fechas de Muestreo. 16. Contenido de Nitrato en Miligramos por Kilogramo de Peso Fresco Aéreo para dos Fechas de Muestreo. 17. Contenido de Nitrato en Suelo en ppm para la Fecha 29/10. 18. Correlación entre Contenido de NO3 en Suelo y Planta por Tratamiento para la Ultima Fecha de Muestreo. 19. Correlación entre Nitrato y N Total en Planta en la Tercer Fecha de Muestreo. 20. Correlación entre N03- y N Total en Planta en la Cuarta Fecha de Muestreo. 2. INTRODUCCIÓN 1.1 Presentación de la Investigación El presente trabajo se enmarca dentro de la línea de investigación de la Cátedra de Horticultura de la Facultad de Agronomía de la Universidad de la República, como tesis de grado para la obtención del Título de Ingeniero Agrónomo, y en colaboración con el Instituto Nacional de Investigación Agropecuaria (INIA) por medio del Fondo de Promoción de Tecnología Agropecuaria (FPTA). Con él, se busca ampliar el campo de conocimiento de las ciencias agrarias abordando la problemática del uso de los biofertilizantes y sus implicancias en la producción hortícola del país. Para ello, se realizó un ensayo comparativo de biofertilizantes, fertilizantes de síntesis química (urea) y estiércol, sobre un cultivo de lechuga (Lactuca Sativa), evaluándose rendimiento y contenido de nitratos de los distintos tratamientos. El estudio tuvo lugar en el Centro Regional Sur (CRS), de la Facultad de Agronomía. 1.2 Relevancia del tema El aporte de los fertilizantes al proceso productivo ha sido un componente clave para el pleno desarrollo y la potencialización de la actividad agraria. Dentro de los mismos, los fertilizantes nitrogenados tienen un papel fundamental. Esto es debido a las características que presenta este elemento, en cuanto a su disponibilidad y a su importancia decisiva para los organismos. 1.3 Pregunta Problema Biofertilizantes, ¿alternativos ante los fertilizantes de síntesis química – urea – para la nutrición de plantas en la producción hortícola? ¿Existen diferencias en la concentración de nitratos en hojas y en suelo producida por los biofertilizantes y la urea?. 1.4 Hipótesis de Trabajo • La concentración de nitrato en hoja y en suelos producida por los tratamientos con urea es mayor a la producida por aquellos con biofertilizantes. • Los biofertilizantes son una fuente alternativa de nutrientes para los cultivos, cubriendo las necesidades nutricionales de las plantas. Produciendo diferencias con respecto a los fertilizantes inorgánicos en cuanto a: Rendimiento, crecimiento, aporte nutricional. • Dentro de los biofertilizantes, los producidos de forma casera por los productores ocasionan una respuesta distinta en los cultivos, en rendimiento final, crecimiento y aporte nutricional que los comerciales. • Existen diferencias en cuanto a rendimiento, crecimiento y aporte nutricional a los cultivos en función de los distintos biofertilizantes caseros utilizados. • La presencia de N03 en hoja esta correlacionada positivamente con la presencia de NO3 en suelo. 1.5 OBJETIVOS 1.5.1 Objetivos Generales: • Evaluar el uso de los biofertilizantes como fuente alternativa de nutrientes para los cultivos 1.5.2 Objetivos Específicos: • Determinar la existencia de diferencias en la concentración de nitratos producido por los fertilizantes de síntesis química y los biofertilizantes. • Establecer el aporte nutricional de los biofertilizantes a hojas y a suelos. • Establecer si los biofertilizantes caseros producen una respuesta en crecimiento y rendimiento equiparable a la de los biofertilizantes comerciales. 2 REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA 2.1 El Cultivo de Lechuga La Lechuga Lactuca sativa L. es una planta anual que pertenece a la familia compositae. El centro de origen primario de esta especie se ubica en Asia Menor en las proximidades del Mar Mediterráneo. Es una de las hortalizas más importantes de las que se consumen crudas. En el Uruguay también reviste esta importancia, siendo cultivada todo el año, concentrándose la producción en las cercanías de Montevideo y en menor magnitud en los alrededores de otros centros poblados. Los establecimientos donde se produce este cultivo están altamente especializados y realizan un uso intensivo de mano de obra e insumos. 2.1.1 Caracterización de la Especie La Lechuga es una planta herbácea anual que en estado vegetativo posee un tallo corto carnoso de 2 a 5 centímetros, en el cual se insertan las hojas, capaces o no de formar cabeza, teniendo forma, número, dimensiones y colores variables según la variedad botánica y cultivar. El sistema radicular es denso y superficial. Normalmente es pivotante alcanzando una profundidad máxima de 60 cm, con numerosas raíces laterales en los primeros 30cm. Si el cultivo se lleva a cabo mediante la modalidad de almácigo y transplante se rompe la dominancia apical y hay fácil regeneración de raíces adventicias, resultando un sistema radicular más ramificado y superficial. (Galván y Rogríguez 1999). Pasado el estado vegetativo, que constituye la madurez comercial, se desarrolla el tallo floral. Existen dentro de la especie cuatro variedades botánicas: L. sativa var. Longifolia Lam., que engloba aquellos cultivares que, aprovechándose por sus hojas, éstas no forman un verdadero cogollo (lechugas romanas y tipo <<Cos>> ), siendo aquellas de forma generalmente aovada u oblonga. L. sativa var. Capitata L., que incluye los cultivares que forman un cogollo apretado de hojas. La forma de sus hojas suele ser ancha, orbicular, etc. (lechugas acogolladas). L. sativa var. Inybacea Hort., lechugas que poseen las hojas sueltas y dispersas. L. sativa var. Augustana Irish., lechugas que se aprovechan por sus tallos (lechuga espárrago), sus hojas son puntiagudas y lanceoladas. Su cultivo es frecuente en China. Fuente (Maroto 2000). Dentro de las variedades botánicas mencionadas anteriormente, las de hoja mantecosa que pertenecen a la variedad capitata son el tipo más cultivado en el Uruguay. Estas lechugas se caracterizan por presentar cabezas medianas (400 – 600 gramos), poco compactas, hojas suculentas y mantecosas, nervaduras poco prominentes (Galvan y Rodríguez, 1999). La variedad capitata está dividida entre cultivares de otoño-invierno y de primavera-verano, resistentes a la floración. Dentro de los primeras se destacan Patty, Milly, Shirley, Elvira y Sandrina, mientras que entre las de primavera-verano encontramos Dolly, Lina, Nancy y Carolina (Aldabe, 2000). 2.1.2 Requerimientos del Cultivo de Factores Ambientales a) Germinación La temperatura óptima para que se produzca la germinación de la plántula de lechuga es de 15 a 20°C. Temperaturas mayores a 25°C para algunos cultivares y de 30°C para la mayoría de los cultivares producen en la semilla termodormancia, que consiste en que los tegumentos de la semilla se vuelven impermeables al oxígeno, por lo que se inhibe la germinación, proceso que se revierte al bajar la temperatura (Maroto 2000). Otro factor que influye en la germinación de las plantas, además de la temperatura, la humedad y la disponibilidad de oxígeno, es que muchos cultivares presentan fotoblastia positiva, es decir que la germinación se ve favorecida por la luz, especialmente por las longitudes de onda del rojo (600 nm), e inhibida por longitudes de luz infrarroja (735 nm). Esto cobra importancia al momento de la siembra ya que una profundidad de siembra excesiva puede causar una baja en el porcentaje de germinación (Galván y Rodríguez, 1999). b) Desarrollo Vegetativo. En términos generales la Lechuga se adapta mejor a climas frescos y húmedos por lo cual es en otoño y primavera cuando más fácil se hace la producción de este cultivo en nuestro país. Según varios autores las temperaturas promedio más favorables para el logro del crecimiento y la calidad ideal serían entre 15 y 20°C, con un mínimo de 7°C y un máximo de 25°C como promedio mensual. Es fundamental que no sean muy elevadas durante el día y que las noches se presenten frescas. Particular importancia tiene este factor en los tipos que forman cabeza, porque además de influir en el desarrollo, interviene también en un correcto repollado. (Bettini y Doglio, 1994). En líneas generales para un buen repollado Whitaker et al, (1974), citados por Maroto (2000) señalan que las temperaturas diurnas deben ser de entre 17 a 28°C, mientras que las temperaturas nocturnas varían entre 3 a 12 °C. La planta es relativamente resistente a las bajas temperaturas, aunque heladas severas causan daños irreversibles en las etapas próximas a la cosecha, que disminuyen su valor comercial. Las altas temperaturas producen plantas flojas, favorecen la aparición de quemaduras en los bordes de las hojas (Tipburn), inducen la floración prematura y dan sabores amargos a las hojas. Se desarrolla bien en una gran cantidad de suelos prefiriendo aquellos de textura media, alto contenido de materia orgánica, buen drenaje y alta capacidad de retención de agua. Es poco tolerante a la acidez, mínimo pH 6, adaptándose en cambio a suelos alcalinos. Resiste valores medios de salinidad, normalmente se admite que la producción de lechugas no se ve afectada con valores de conductividad eléctrica del extracto de saturación inferiores a 1,3 mmhos/cm, aunque pueden existir problemas en invernaderos por el aumento de sales solubles, producida por una fertilización excesiva en un recinto acotado (Maroto 2000). Si se considera que la mayoría del peso fresco de la lechuga es agua (95%), y que el sistema radicular es poco profundo, se deduce la importancia de un aporte de agua constante y uniforme a lo largo del cultivo. En este sentido se hace imperiosa la necesidad de contar con riego sobre todo en la estación cálida. 2.1.3 Fases del Crecimiento y Desarrollo a) Desarrollo El número de hojas puede ser utilizado como indicador de desarrollo, separando el crecimiento vegetativo de las variedades de lechuga que forman cabeza, en tres etapas: Etapa de plántula: Comprende desde la emergencia a la aparición de la tercer o cuarta hoja verdadera. Esta etapa dura de 3 a 6 semanas en función de las condiciones ambientales (especialmente temperatura). Fase de roseta: En esta etapa empieza a disminuir la relación largo/ancho de las láminas foliares. Los pecíolos se hacen sumamente cortos o desaparecen, por lo que la planta adquiere aspecto de roseta. En esta etapa la planta llega a 12 – 14 hojas verdaderas. Formación de la cabeza: La cabeza constituye un órgano de reserva, con hojas preformadas o no completamente desarrolladas, en un arreglo compacto. Para la formación de la cabeza continúa el descenso de la relación largo/ancho en las nuevas hojas, acompañado por un curvamiento de la nervadura central sobre el punto de crecimiento de la planta (crecimiento erecto). Se restringe así el crecimiento de las nuevas hojas desarrolladas en el ápice, que quedan rodeadas por las externas, formándose la cabeza. Fuente: Galván y Rodríguez (1999.) El número total de hojas en lechugas de calidad comercial, tomando como indicador de madurez comercial la firmeza de la cabeza, es de entre 39 a 47 hojas (Zink and Yamaguchi, 1962). Para la formación de la cabeza Wacquant y Le Bohec (1982), citados por Maroto (2000) realizaron una síntesis de los factores que afectan este proceso: En períodos con escasa iluminación las lechugas acogollan mal si el régimen térmico es superior a los 20°C, mientras que en estas condiciones de iluminación deficitaria, el acogollado se ve favorecido por la ocurrencia de bajas temperaturas. El valor de las temperaturas nocturnas es particularmente influyente en este proceso. En condiciones de fotoperíodos largos y fuertes iluminaciones, el acogollamiento puede verse favorecido por temperaturas del orden de los 20°C. Gráfica N° 1 Evolución del Número de Hojas en Función de lo Días desde la Siembra 50 45 40 N° de Hojas 35 30 25 Evolución del N úm ero de H ojas en Función de los D ias desde la Siem bra 20 15 10 5 0 0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 Dias desde la siem bra Adaptado de Galván y Rodríguez 1999. b) Crecimiento La tasa de crecimiento del peso fresco es exponencial en todo el ciclo del cultivo (gráfica.2).En los últimos 20 días puede ocurrir hasta un 60% del crecimiento total(Galvan y Rodríguez, 1999). En este mismo sentido Zink and Yamaguchi, 1962, encontraron trabajando con lechugas que forman cabeza que éstas acumulaban más del 80 % del peso fresco final en los últimos 21 días del ciclo y el 43 al 57 % en la última semana. La evolución del peso seco tanto de la parte aérea como de las raíces presenta un modelo exponencial (Premuzic, et al 1995). Gráfica N° 2 Evolución del Peso Fresco Aéreo Evolución del peso fresco de la parte aérea. (Cultivar Dolly ) Peso fresco (g) 600 500 400 300 200 100 0 0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 Días desde siembra Adaptado de Galván y Rodríguez 1999. 2.1.4 Manejo del cultivo En nuestro país el cultivo de lechuga se realiza durante todo el año, siendo primavera y otoño las estaciones más propicias para el cultivo a campo. En invierno se ha difundido el cultivo bajo invernáculo, mientras que en el verano se recomienda el uso de sombra. El cultivo puede instalarse tanto con siembra directa como con almácigo y transplante. Las distancias entre plantas utilizadas son de 25 a 30 cm en canteros de 1.2 a 1.4 m de ancho, resultando densidades del orden de 80000 a 90000 lechugas por hectárea. El número de plantas por hectárea y el peso promedio de éstas son los componentes que determinan el rendimiento final, obteniéndose como un buen rendimiento con las densidades de siembra utilizadas unas 50000 lechugas de calidad comercial por hectárea (Aldabe, 2000). A nivel del mercado nacional se diferencian tres categorías: Cuadro N° 1 Calidad Comercial. Especial Primera Segunda Más de 600 gramos 600 a 350 gramos 350 a 100 gramos Fuente: Aldabe, 2000. Ricci M. et al, 1994, trabajando con distintos abonos orgánicos (compost y vermicompost), lograron rendimientos entre 322 y 424 gramos/planta. Santos R. Et al, 1993, obtuvieron un rendimiento máximo de 322 gramos/planta con 65,85 ton. de materia seca/há de compost y una distancia entre planta de 0,25 metros. 2.1.4 Requerimientos de Nutrientes de la lechuga. La cantidad de nutrientes que puede absorber un cultivo de lechuga dependerá: del tipo y la variedad utilizada, de la estación de crecimiento, del marco de plantación, y del nivel de disponibilidad de otros factores limitantes. El hecho de que presente un ciclo vegetativo corto y un sistema radicular poco desarrollado, determina que sea necesaria la aplicación de fuentes de nutrientes para cubrir los requerimientos, a fin de lograr altos rendimientos y buenas calidades comerciales. Debido a que todo el ciclo del cultivo se corresponde con el ciclo vegetativo, las curvas de extracción de nutrientes acompañan la de producción de materia seca. El macronutriente que es absorbido en mayor cantidad es el potasio seguido por el nitrógeno y en último lugar el fósforo (Maroto, 2000). La lechuga absorbe el 70% de los nutrientes durante el último 30 % de su ciclo, por tal motivo se requieren altos niveles de fertilidad del suelo cerca de la cosecha.(Añez y Tavira, 1981) En el cuadro siguiente se presentan datos de absorción de nutrientes para una hectárea de lechuga de cabeza. Cuadro N° 2 Absorción de Nutrientes por Hectárea de un Cultivo de Lechuga. Fuente N P2O5 K2O CaO MgO kg/há kg/há kg/há kg/há kg/há 55 20 120 35 10 59 18 131 --- --- 56 24 --- --- --- 106 30 233 37 Anstett,1997 (Cit.Maroto et al, 1999) Mc George, 1940 (Zink and Yamaguchi, 1962) Lorenz and Minge, 1945 (cit Zink and Yamaguchi, 1962.) Zink and Yamaguchi, 1962 13 Fuente: Elaboración Propia Hay que considerar que la extracción de nutrientes no coincide con las necesidades de fertilización de los cultivos debido a varias razones dentro de las que se cuentan, la cantidad de nutrientes que pueden ser aportados por el suelo y el agua de riego, y las pérdidas por lavado y volatilización que reducen la eficiencia de los fertilizantes. Entre los macronutrientes el nutriente que es absorbido en mayor cantidad por la lechuga es el potasio, seguido por el nitrógeno y en último lugar el fósforo (Maroto,2000). Una idea de la cantidad de nutrientes que necesita una planta de lechuga puede inferirse a través del conocimiento de la composición química de la misma. El contenido de nutrientes de la lechuga al momento de la cosecha de la parte aérea para un cultivo de primavera fue estudiado por (Zink and Yamaguchi, 1962), quién obtuvo los datos que se presentan en el cuadro siguiente. Cuadro N° 3 Contenido de Nutrientes en Porcentaje del Peso Seco de la Parte Aérea. N total P K Ca Mg 3,5 0,4 7 1 0,45 % Peso Seco Fuente : Zink and Yamaguchi, 1962 Las necesidades de nitrógeno (N) aproximadas durante todo el ciclo son de 120 kg./ha (Maroto, 2000; Aldabe, 2000). Estas cantidades se deben suministrar durante todo el ciclo del cultivo y nunca en una sola oportunidad en dosis superiores a los 60 kg/ha de N. Para el diseño del plan de fertilización nitrogenado, se debe tener en cuenta el aporte de N-NO3 del suelo, determinado a través de un muestreo y posterior análisis de laboratorio. La estrategia de fertilización debe cubrir aquella cantidad de N que la oferta edáfica no es capaz de proveer(Balcaza, L. 1997). Cásseres (1966), Fusagri (1976) y Añez (1980) coinciden que la utilización del estiércol es necesaria, aplicado un poco antes de la siembra en dosis de 5-30 t/ha dependiendo de las características del suelo y del estiércol (Aguirre Y. Et al, 1994). La deficiencia de nitrógeno en la lechuga provoca disminución del crecimiento y vigor de las plantas, hojas de tamaño pequeño, color verde pálido, tallo hueco y coloración y coloración pardo oscura en el xilema. El exceso de nitrógeno provoca gran desarrollo vegetativo, aumento del tamaño de hoja, retraso del acogollado, y mayor sensibilidad al ataque de hongos fitopatógenos como los del género Botrytis (Maroto,2000). La deficiencia de fósforo en la lechuga provoca un color verde oscuro, el desarrollo se reduce, el tamaño de las hojas disminuye, las hojas más viejas adquieren un aspecto bronceado y en casos extremos las plantas no logran acogollar (Maroto, 2000). 2.1.6 Enfermedades y plagas de la Lechuga Como enfermedades criptógamas principales que afectan el cultivo en nuestro país están descriptas el tumbado, causado por Sclerotinia Sclerotiorum y Sclerotinia Minor, incidiendo principalmente en los cultivos de otoño y primavera; el mildiu, ocasionado por Bremia Lactucae; la podredumbre gris, causada por Botrytis Cinerea. Entre los virus, la bibliografía cita como más importantes el mosaico de la lechuga y el virus del bronceado del tomate. Existen enfermedades fisiológicas como el Tip Burn, cuyo síntoma es una quemadura en las puntas de las hojas jóvenes, causada por factores como temperaturas excesivas, estrés hídrico, bajo contenido de calcio en el suelo, que derivan en una deficiente traslocación de calcio hacia esa zona de la planta. Otra enfermedad fisiológica importante es la subida a flor prematura, causada principalmente por altas temperaturas en la etapa adulta. Dentro de las deficiencias nutricionales podemos encontrar el Tip Burn citado anteriormente, la carencia de magnesio por excesiva fertilización con Potasio; en suelos alcalinos, pueden existir deficiencias de Zinc, Manganeso, Hierro y Boro. Las plagas más comunes que afectan el cultivo de lechuga son los pulgones (Myzus persicae y Macrosiphum euphorbiae), ocurriendo los ataques más importantes en otoño y primavera (Marotto,2000). 2.2 DINÁMICA DEL NITRÓGENO EN EL SISTEMA SUELO-PLANTA- ATMÓSFERA Al momento de trabajar con abonos orgánicos como fuente de nitrógeno para los cultivos, es fundamental conocer la dinámica de éste elemento en el suelo. Los abonos orgánicos presentan éste nutriente principalmente bajo forma orgánica, teniendo que pasar a formas inorgánicas para poder ser utilizado por los cultivos. Por esto, el aporte de nitrógeno va a estar dado no solo por la calidad del material aplicado, sino por los procesos que sufra el abono en el suelo. 2.2.1 Funciones del Nitrógeno El nitrógeno es un elemento indispensable para la vida tanto de plantas como de animales. Esto se debe a que en vegetales como en animales, es un componente esencial necesario para varias funciones, entre ellas la biosíntesis de aminoácidos. Existen 20 aminoácidos que se unen entre si para formar las proteínas, macromoléculas más abundantes en las células que constituyen más del 50% por ciento del peso seco de las mismas (Lenhinger, 1984). De estos 20 aminoácidos existen 10 que pueden ser sintetizados por los humanos, mientras que los restantes 10 son los llamados aminoácidos esenciales, que deben ser consumidos en la dieta. Las plantas superiores pueden elaborar todos los aminoácidos que se necesitan para formar las proteínas a partir de amoniaco o nitratos solubles. Las proteínas cumplen muchos roles, entre ellos existen proteínas con acción enzimática, acción hormonal y otras con acción de anticuerpos. Otras funciones en las que el nitrógeno desempeña un papel fundamental para la vida es formando parte de los nucleótidos, elementos del código de los ácidos nucleicos, estos son esenciales en la preservación y en la transferencia de la información genética (Lenhinger, 1984). A su vez el nitrógeno, forma parte del ATP, encargado de transportar y actuar como enlace entre los procesos celulares que liberan energía y los que la consumen. Específicamente en las plantas además de cumplir con las funciones anteriormente citadas es componente de la clorofila, molécula fundamental para la fotosíntesis, así como forma parte de procesos metabólicos como la utilización de los carbohidratos. 2.2.3 El ciclo del Nitrógeno El ciclo del nitrógeno, se desarrolla en el sistema suelo-planta-atmósfera. 2.2.2.1) Entrada de Nitrógeno al Suelo El nitrógeno bajo su forma gaseosa(N2), constituye el 78% de los componentes de la atmósfera, pero a diferencia de otros elementos, esta molécula no puede ser absorbida en el estado en el que se encuentra por las plantas. Es por este motivo que la incorporación de nitrógeno al suelo se realiza de forma natural por la acción de bacterias, mediante la fijación de nitrógeno atmosférico, principalmente de los Géneros Rhizobium,. Azotobacter y Cianobacterias. Algunas de estas bacterias son de vida libre mientras otras forman asociaciones simbióticas con plantas; como es el caso de las bacterias del género Rhizobium con las plantas de la familia de las Leguminosas. También existen procesos de menor importancia que incorporan nitrógeno asimilable al suelo como el producido por descargas eléctricas atmosféricas, que disocian las moléculas, liberando de esta forma los átomos de nitrógeno. Las plantas al descomponerse en el suelo introducen el nitrógeno al sistema pudiendo ser utilizado este, por otras plantas o por los microorganismos del suelo. De igual manera los animales al morir o mediante sus excreciones incorporan nitrógeno al suelo. El nitrógeno es eliminado por los animales como amoníaco (peces), urea (hombre y otros animales) o ácido úrico (aves). En el suelo existe nitrógeno orgánico e inorgánico. Del total de nitrógeno que existe en el suelo el 98% está formando parte de la materia orgánica como: proteínas, aminoácidos y estructuras químicas complejas que aún no se han podido identificar. El 2% restante corresponde a la fracción mineral del suelo. 2.2.2.2. Procesos que Sufre el Nitrógeno en el Suelo A. Mineralización La mineralización consiste en el pasaje de nitrógeno que se encuentra en la materia orgánica del suelo y en restos vegetales y animales recién incorporados a formas inorgánicas como amonio, nitrito y nitrato. Esta última fracción es de suma importancia, debido a que las plantas pueden absorber el nitrógeno únicamente de forma inorgánica, principalmente como NO3- y en menor medida como NH4+ La mineralización se divide en dos etapas amonificación que es el pasaje hasta amonio y nitrificación que es el pasaje de amonio a nitrato. En el proceso de mineralización son de gran importancia los microorganismos del suelo que son quienes degradan la materia orgánica, quedando el nitrógeno inorgánico disponible para ser asimilado por las plantas. La mineralización de los compuestos nitrogenados es un proceso lento. Se considera que del 1 al 2% de nitrógeno es mineralizado por año bajo condiciones de clima templado (Fassbender, 1980). 1) Amonificación El proceso denominado amonificación consiste en la degradación de la materia orgánica por parte de los microorganismos del suelo para formar tejido microbiano. Una primera etapa consiste en la degradación de moléculas grandes como proteínas y ácidos nucleicos a aminoácidos. En una segunda etapa los aminoácidos pueden ser degradados nuevamente por los microorganismos liberando amonio. Dentro de las sustancias a ser atacadas por los microorganismos se distinguen dos clases: o Sustancias con un alto grado de estabilidad: como es el caso de la materia orgánica estabilizada o humus. Este nitrógeno es poco reactivo debido a los mecanismos de estabilidad que posee lo que produce que presente una baja tasa de mineralización y tiene una relación C/N constante cercana a 10/1 (Perdomo et al 1999). o Restos orgánicos recientemente incorporados al suelo y en proceso de descomposición: Las cantidades de nitrógeno en esta forma es menor que en el humus pero a su vez es más reactivo por no poseer mecanismos de estabilidad (Perdomo et al 1999). El NH4+ resultante puede ser absorbido por las plantas, adsorbido por los minerales arcillosos o la materia orgánica, fijado por minerales arcillosos 2:1 no expandibles, inmovilizado por los microorganismos, lixiviado a nivel del suelo u oxidado hasta el nivel de nitratos (Fassbender, 1980). 2) Nitrificación El amonio o amoníaco es oxidado principalmente por las bacterias Nitrosomonas como fuente de energía primaria. Esta oxidación produce Nitrito (NO2-), que a su vez es utilizado por otro grupo de bacterias principalmente las Nitrobacter, que lo oxidan produciendo nitrato (NO3-). El NO3-, es la principal forma en la que el nitrógeno pasa del suelo a las raíces. Ambas reacciones se producen al mismo tiempo ya que no existe una acumulación de nitritos en el suelo. Las condiciones óptimas para la nitrificación son de 25 a 35°C de temperatura, presencia de oxígeno, pH ligeramente ácido y condiciones intermedias de humedad. Condiciones reductantes inhiben completamente este proceso (Fassbender, 1980). B. Inmovilización Cuando el nitrógeno pasa de forma inorgánica a orgánica, es decir pasa a formar parte de la estructura microbiana del suelo, el proceso es llamado de inmovilización. Tanto el pasaje de nitrógeno orgánico a inorgánico como el proceso inverso, es fruto de la acción de microorganismos. Estos dos procesos son simultáneos en el suelo, por lo que la disponibilidad de nitrógeno para las plantas, va a estar dado por el efecto neto, que se denomina ciclo de mineralización e inmovilización (CMI) (Jansson y Persson 1982, cit por Perdomo et al 1999). Cuando en el suelo es mayor la mineralización que la inmovilización, se presenta mineralización neta, reacción normal y dominante en el suelo, quedando el nitrógeno de forma disponible para las plantas (Jansson y Persson 1982, cit por Perdomo et al 1999), mientras que cuando la inmovilización es mayor que la mineralización se presenta inmovilización neta. Los factores que determinan que predomine un proceso de mineralización o de inmovilización y su magnitud son, a igualdad de condiciones climáticas : el tipo y la cantidad de residuo que se está incorporando al suelo. En lo que respecta al tipo de resto que se esta incorporando, importa la relación C/N, dado que cuando esta es mayor a 33/1 se produce inmovilización del nitrógeno del suelo por parte de los microorganismos, mientras que relaciones menores a15/1 producen una mineralización neta. La cantidad de residuo influye porque va a determinar el aporte neto de nutrientes que se le va a estar incorporando al suelo. 2.2.3. Pérdidas de Nitrógeno del suelo El nitrógeno inorgánico no es estable en el suelo, porque sufre procesos como lixiviación, desnitrificación y volatilización reduciendo su disponibilidad para las plantas. La lixiviación se produce porque el NO3- a causa de su carga negativa no es retenido por los coloides del suelo, perdiéndose al ser arrastrado por el agua hacia los horizontes inferiores. Este proceso es afectado entre otros factores por: la dosis y fuente de nitrógeno aplicada, la textura del suelo, el estado del cultivo y el agua, tanto de lluvia o riego que ocasiona la pérdida de nitrato a través del perfil del suelo. Sánchez, 2000, trabajando en un cultivo de lechuga sobre suelos arenosos, encontró que la pérdida de nitrato, era mayor en las primeras etapas del cultivo, con las dosis máximas de nitrógeno y la mayor cantidad de agua como riego aplicada. La desnitrificación es realizada por un gran número de microorganismos del suelo bajo condiciones de anaerobiosis. En este proceso tanto el NO3- como el NO2- son utilizados por los microorganismos como aceptores de electrones produciéndose dos formas gaseosas N20 y N2 ,que se pierden hacia la atmósfera(Perdomo y Barbazan, 1998). La volatización es el pasaje de NH4+ de la solución del suelo a NH3+ gaseoso que se pierde hacia la atmósfera. Para que se produzca esta reacción el medio donde se encuentra el NH4+ debe ser alcalino y debe existir una alta demanda atmosférica. Este proceso ocurre cuando se realiza la aplicación de fertilizantes amoniacales o materia orgánica fácilmente descomponible en la superficie de suelos neutros o alcalinos, o cuando se concentra un fertilizante alcalino amoniacal en un volumen limitado del suelo como es el caso de la urea(Perdomo y Barbazan, 1998). 2.2.4. Asimilación dentro de la planta Dentro de los vegetales el NO3- es reducido nuevamente a NH4+ llamándose este proceso asimilación. El NH4+ formado, es incorporado a cadenas de carbono formando aminoácidos y otras moléculas orgánicas nitrogenadas que la planta necesita. Los animales obtienen nitrógeno al alimentarse de las plantas o de otros animales. El nitrato además de ser asimilado por las plantas puede ser almacenado en el humus en descomposición, ser lavado hacia aguas superficiales o subterráneas o ser transformado nuevamente a N2 molecular y perderse hacia la atmósfera. Este proceso es llamado desnitrificación y es realizado por microorganismos como las bacterias Pseudomonas, baccilus lechiniformis, etc. . 2.3. Dinámica e Importancia del Nitrato. 2.3.1. Fuentes de Nitrato para el Hombre El hombre está expuesto continuamente a los nitratos y nitritos a través de medicamentos, agua y alimentos, tanto de origen animal como vegetal. El NO3- es un constituyente común de los vegetales y su concentración varía en función de factores genéticos y ambientales. Richardson (1907), y otros autores posteriormente, sostienen que la mayor fuente de nitrato para los humanos son los alimentos de origen vegetal, especialmente los cultivos de hoja (cit. por Maynard 1976). Las hortalizas de hoja como la lechuga, espinaca o endibia pueden presentar un contenido de nitrato por encima del 10% del peso seco de la planta (Maynard ,1976). Dentro de las hortalizas, las de hoja se encuentran en el grupo de las que pueden presentar más de 2500 miligramos por kilogramo de peso fresco de producto comestible (Corré & Breimer1979, cit por BlomZandstra,1989). La parte de la planta que se consuma y el contenido de NO3- en el suelo son los factores que determinan que un vegetal tenga un contenido alto o no de NO3- y, por lo tanto, que represente un riesgo para la salud (Maynard, 1976). Teniendo en cuenta que gran parte de los nitratos ingeridos por el hombre, hasta un 75%, provienen de los vegetales, como lechuga y acelga que se caracterizan por su alto poder acumulador de nitrato, países como Suiza, Holanda, Francia y Alemania han establecido niveles máximos admisibles de nitratos en hortalizas de hoja. Para lechuga el nivel máximo de 3500 mg de nitratos por kg de materia fresca para lechugas de invierno, 5000 mg/Kg de materia fresca para lechugas de invernáculo y 2500 mg/Kg de materia fresca para lechugas de verano (Maroto, et al, 2000). La otra fuente importante de nitrato para los humanos es el agua de beber, en especial, la proveniente de aguas de pozos particulares en áreas rurales. Estos pozos, pueden estar altamente contaminados por nitratos debido a lavado de los fertilizantes nitrogenados, abonos animales y excrementos humanos provenientes de cámaras sépticas. Se estima que cerca del 40% del nitrógeno aplicado como fertilizante es convertido a nitrato y pasa posteriormente a las fuentes de agua(Wetzlich, Scott 1991). El agua de beber contribuye en un 2 a 3% del consumo diario de nitratos, pero en casos de pozos contaminados puede llegar a un 69% del nitrato total consumido(Office of Water, Ground Water and Drinking Water 2001). El 70% de las muestras de agua subterránea tomadas en un relevamiento realizado en el área de Montevideo Rural superan el valor de 10 mg/L de nitrógeno como nitrato. La concentración promedio es de 12,5 mg/L (IMM, 2001). De acuerdo a las cantidades de fertilizantes que utilizan los productores, la contaminación por nitrato puede estar causada por las altas dosis de fertilizantes utilizadas y la utilización del riego. En promedio se aportan 350 kg./ha/año y son comunes dosis de 450 kg./ha/año. Los aportes provienen tanto de abonos orgánicos o minerales. Ramos y Ocio, 1993,cit por IMM; 2001, recomiendan no utilizar dosis mayores a 300 kg./ha/año de nitrógeno para hortalizas de forma de evitar pérdidas excesivas de nitratos por lixiviación (IMM; 2001). En otro estudio realizado en el litoral oeste del Uruguay se encontraron niveles de nitrato muy por debajo del nivel crítico (10mg de nitrato por litro de agua) en aguas superficiales (Casanova et al, 1997, cit por IMM, 2001), mientras que las aguas subterráneas presentaron en algunos casos niveles muy por encima del nivel crítico. Los niveles más altos se registraron en pozos cercanos a concentración de viviendas y animales. La fuente de contaminación con nitrato más importante fue de origen local, proveniente principalmente de cámaras sépticas. La contaminación por fuentes derivadas de la agricultura parece ser de menor importancia (Casanova et al, 1997, cit por IMM,2001). En Estados Unidos el 9% de los pozos domésticos excede el contenido límite recomendado por el U.S Public Health Service que es de 10mg de nitrato por litro de agua (Holton, C, 1996) 2.3.2. Riesgos que puede ocasionar el consumo de nitrato en la salud humana Generalmente las cantidades de NO3- y NO2- son bajas y no producen daños en la salud humana y animal, pero en ciertos casos especiales, altas concentraciones de NO3- y NO2- pueden causar pérdidas importantes a través de enfermedades y muerte (Maynard, 1976). La organización Mundial de la Salud (OMS), ha establecido una ingesta diaria admisible de 5mg de nitrato por kilogramo de peso vivo, lo que equivale a 350 mg/día para una persona de 70 Kg (Muro et al, 1998). La toxicidad por NO3- es relativamente baja y la dosis fatal en humanos adultos es de 15-70 mg de N- NO3- /Kg de peso vivo (Burden 1961, Lee 1970 cit por Maynard 1976). El NO2- formado a partir de la reducción del nitrato o usado como aditivo en alimentos es el factor que presenta un riesgo para la salud humana. La dosis fatal de NO2- es cercana a 20 mg de N-NO2-/kg de peso vivo (Burden, 1961, Lee, 1970 cit por Maynard 1976). En humanos con el aparato digestivo sano, el nitrato es rápidamente absorbido en el intestino delgado. Si existen disturbios gastrointestinales, baja la absorción y aumenta la probabilidad de que el nitrato sea reducido a nitrito. Esto es más probable en niños que en adultos, porque tienen menor acidez del estómago, lo que permite la sobrevivencia de microorganismos que realizan la reducción de NO3- a NO2- y además la mayor frecuencia con que se presentan disturbios gastrointestinales (Maynard, 1976). El nitrito al asociarse a la hemoglobina en la sangre forma metahemoglobina que es incapaz de transportar oxígeno por lo que en niños se produce una enfermedad llamada ‘’síndrome del bebe azul’’, que consiste en una coloración azulada de la piel, que se acompaña de náuseas, vómitos, diarrea y problemas para respirar. En una segunda instancia puede producir un estado de coma e incluso la muerte. En Estados Unidos se han reportado cerca de 2000 casos de esta enfermedad en el período 1945- 1970 siendo 160 fatales (Wetzlich and Scott, 1991). En adultos y niños otro problema causado por el nitrito es que se une a otras sustancias llamadas aminas formando nitrosaminas compuestos potencialmente carcinogénicos. 2.3.3. Fisiología de la acumulación de nitrato en plantas. Reducción del Nitrato a Amonio: El nitrógeno es absorbido por las plantas principalmente como NO3- y en menor medida como NH4+. Posteriormente a su absorción el NO3- debe ser reducido a NH4+ para poder ser incorporado a compuestos nitrogenados como por ejemplo proteínas y ácidos nucleicos. A causa de que no puede ser acumulado en el vegetal por su alta toxicidad, el NH4+ debe ser incorporado a esqueletos carbonados (Givan, 1979, cit por Salisbury y Ross, 1992) . El pasaje de NO3- a NH4+ se produce tanto en las raíces como en la parte aérea La reducción de NO3- a NH4+ es dependiente de energía como se lee en la ecuación global: NO3- + 8 electrones + 10 H+ NH4+ + 3 H2O Este pasaje se realiza en dos etapas: en la primera el NO3- es reducido a nitrito por medio de la enzima nitrato reductasa (NR), enzima que transfiere dos electrones procedentes del NADH. En el proceso de reducción a nitrito también se produce NAD y H2O. a) NO3- + NADH + H + NR NO2 + NAD+ + H2O Posteriormente el NO2- es reducido a NH4+ por la acción de la enzima nitrito reductasa, sirviéndose de seis electrones que se obtienen del H2O mediante el sistema de transporte acíclico de electrones del cloroplasto. b) NO2- + 3H2O + 2 H+ + luz NH4+ + 1.5 O2 + 2 H2O En un principio, se pensó que la acumulación de NO3- se debía a una reducción de la actividad de la enzima nitrato reductasa (NR), producida por una disminución de la radiación lumínica interceptada por el cultivo y porque, a su vez, la absorción de nitrato no disminuía en la misma proporción. La concurrencia de ambos factores producía la acumulación del nitrato en las vacuolas de las células del mesófilo (Muro et al, 1998). Esta hipótesis fue planteada por Maynard, (1976), y sostiene que la acumulación de nitrato en planta es producto de diferencias entre la absorción, asimilación y translocación. Siendo la diferencia en asimilación, la principal causa en la acumulación de nitrato, es decir, cuando disminuye la reducción de nitrato a nitrito a causa de una menor actividad de la enzima nitrato reductasa. Actualmente existen varias teorías del porqué de la acumulación de nitrato en planta. Una, afirma que la absorción de nitrato está estrictamente regulada por la demanda para el crecimiento de la planta y por ello es improbable que la absorción pueda exceder a la capacidad de reducción de los mismos (Rodgers 1988, cit por Muro et al, 1998). Otra teoría, defiende la existencia en algunas plantas de un consumo de lujo (Chapin 1980; Koch et al, 1988, cit por Muro, et al, 1998). Las plantas absorben nutrientes en exceso, es decir, por encima de las necesidades inmediatas de crecimiento, usando estos nutrientes como reservas y utilizándolos cuando el aporte del suelo decrece (Muro, et al, 1998). Finalmente, otros autores atribuyen al nitrato una función no específica como componente de la ósmosis vascular (MacRobbie 1976, cit por Muro et al, 1998). Después de absorbido, el nitrato es transportado de las raíces a través del xilema. Algunas especies tal vez asimilen el nitrato en las raíces (Pate, 1973, cit. Por Maynard, 1976). En las células el nitrato es distribuido en dos reservorios: el ‘’ reservorio metabólico’’, ubicado en el citoplasma y el ‘’reservorio de almacenamiento’’, ubicado en las vacuolas. En el ‘’reservorio metabólico’’ es incorporado a las proteínas. La concentración de nitrato es baja en éste, con respecto a el ‘’reservorio de almacenamiento’’ (Steigröver, et al 1986, cit por Blom-Zandstra M, 1989). El nitrato ubicado en el ‘’ reservorio de almacenamiento’’ no esta rápidamente disponible para ser utilizado (MacKown 1981, cit por Blom-Zandstra M, 1989). Las plantas acumularían nitrato para aumentar su potencial osmótico y establecer una diferencia de potencial hídrico con respecto al suelo. Al disminuir la actividad fotosintética, disminuyen los ácidos orgánicos y azúcares disponibles para la regulación osmótica, siendo en parte reemplazados por otros iones, nitrato principalmente, en su función osmótica. Esta teoría se apoya en la relación inversa observada en distintas especies entre la concentración de nitrato y compuestos orgánicos solubles. La utilización de nitrato con fines osmóticos supone un menor coste energético (ATP) para la planta que la síntesis y almacenamiento de carbohidratos (Blom-Zandstra M, Lampe1985) 2.3.3.1 Factores que influyen en la acumulación de nitratos. El contenido de nitrato en planta está dado por la interacción de factores de origen ambiental, factores inherentes al organismo vegetal y factores nutricionales. A. Factores ambientales principales. Luz: La disminución de la intensidad de luz está asociada a un aumento en la concentración de nitrato (Schuphan et al., 1967;Viets y Hageman, 1971; cit por Maynard 1976). Este hecho puede ser explicado por una reducción en la actividad fotosintética y consiguiente disminución de la síntesis de compuestos orgánicos, por lo que el nitrato reemplaza a los carbohidratos en su función osmorreguladora (Muro, et al, 1998). Otra explicación estaría dada por la función de la enzima nitrato reductasa (NR) en el metabolismo del nitrógeno. El primer paso en la asimilación de NO3- es la reducción de NO3- a NO2- por medio de la enzima NR (Beevers y Hageman, 1969). Este paso es considerado limitante porque el NO3- se puede acumular en la planta a diferencia de otros compuestos intermediarios del pasaje de NO3- a nitrógeno proteico (Keesler 1964). La máxima actividad de la enzima nitrato reductasa está determinada por la presencia de la máxima radiación solar incidente en la superficie de la hoja (Hageman, 1961; cit por Maynard 1976). La concentración de nitrato tiende a ser menor en la tarde que en la mañana, así como en los días soleados menor que en los nublados, por lo que sería importante tener en cuenta esto para el momento de la cosecha (Maynard 1976). Temperatura: Es difícil hacer una relación general sobre el efecto de la temperatura porque los procesos de absorción, translocación y asimilación son todos afectados. Por lo que se encuentran casos en los que la concentración de NO3- aumenta, disminuye o no se ve afectada por la temperatura (Maynard 1976). Lechugas cultivadas hidropónicamente, aumentaron su contenido en nitratos al incrementar la temperatura de la solución nutritiva (Van der Boon, et al, 1988, cit por Muro, et al, 1998). En suelos con alto contenido de materia orgánica la alta temperatura aumenta la mineralización por lo que aumenta el contenido de NO3- en el cultivo (Maynard 1976). La temperatura aumenta la transpiración lo que provoca un flujo ascendente de nitratos de la raíz, donde son más abundantes, hacia la parte aérea. Al aumentar la temperatura aumenta la demanda de azúcares con fines respiratorios disminuyendo su disponibilidad para fines osmóticos. Así mismo, disminuye la tasa de síntesis de proteínas aumentando la disposición de nitrato susceptible de ser acumulado en las vacuolas (Van diest 1990, Muro et al, 1998). Contenido de agua del suelo: Un elevado nivel hídrico en el suelo puede ejercer un doble efecto sobre el contenido de nitratos en la parte aérea. Por un lado, facilita la mineralización del nitrógeno orgánico del suelo y, por otra parte, en regiones donde el agua de riego presenta elevados niveles de nitratos se pueden llegar a aplicar más de 100 kg N/há adicionales, lo que contribuye a aumentar el nivel de nitratos (Klasse et al, 1982, cit por Muro et al, 1998). Humedad relativa: La elevada humedad relativa nocturna disminuyó el contenido de nitratos en un 19% (Van der Boon J, et al, 1988, sit por Muro, et al, 1998). Bajos niveles de humedad relativa aumentan la transpiración y con ello el transito de nitratos de la raíz a las hojas fotosintetizantes (Abrol 1990, sit por Muro et al, 1998). Concentración de CO2. Para este factor Raper et al, (1973), encontraron que un aumento en la concentración de CO2 en el aire, produjo una disminución del contenido de nitratos en hojas de tabaco. B. Factores inherentes al organismo vegetal Genotipo: Existen grandes variaciones inter e intra específicas. Así se han encontrado variedades de lechugas que acumulan el doble de nitratos que otras (Vogtam et al, 1987, cit por Muro, et al, 1998). Minotti, datos no publicados, citado por Maynard 1976, encontró diferencias en el contenido de NO3- cuando 14 variedades fueron evaluadas bajo distintas condiciones. Si bien existieron fluctuaciones, las variedades que acumulaban más o menos nitratos, se comportaron de la misma manera bajo las distintas condiciones. Al compararse dos variedades; Mineto y Val Río, bajo 9 situaciones de crecimiento distintas, se encontró que el contenido de nitrato variaba mucho según el ambiente, la edad de la planta y la parte de la planta. Pero, la variedad Mineto siempre tuvo un contenido de nitrato mayor y un porcentaje de materia seca menor que la variedad Val Río (Maynard, 1976). Distribución del nitrato en la planta: El nitrato tiende a mantener una distribución no uniforme dentro de la planta, tendiendo a acumularse en ciertas partes (Maynard, 1976). Generalmente las concentraciones de nitrato son bajas en las partes florales y se encuentran concentraciones crecientes de nitrato en frutos o granos, hojas, raíces y pecíolos o tallos, en este orden (Maynard 1976). A causa de que el nitrato es transportado por el xilema (Pate, 1980) las frutas y semillas presentan un contenido muy bajo de nitrato. En el caso de la lechuga las hojas exteriores presentan niveles superiores, siendo el contenido en el cogollo mínimo (Muro, et al, 1998). Esto fue comprobado por Pavlovic et al , en (1997) al comparar distintas dosis de fertilización con nitrato de calcio. En este experimento independientemente de la dosis aplicada las hojas externas presentaron mayores tenores de nitrato que las hojas internas. Estado de desarrollo de la planta: El contenido de nitrato de las plantas decrece con su estado de desarrollo (Kameno et al 1990, cit por Muro et al, 1998). Pero este cambio no es independiente de los factores ambientales y nutricionales, por lo que a veces queda encubierto. En el caso de lechuga de invierno bajo túnel (Muro et al, 1998) encontraron un aumento en el contenido de nitrato hasta el momento de acogollado, momento a partir del cual descendía el contenido. C. Factores nutricionales: Nitrógeno: El contenido de nitrato en los vegetales es debido primariamente al nitrato agregado o formado en el medio nutritivo, por esto la suplementación nitrogenada es el factor que domina la acumulación de nitrato en los vegetales (Barker and Maynard, 1971). La cantidad y la fuente aplicada, el tiempo y método de aplicación, gobiernan el efecto del fertilizante nitrogenado en la acumulación de nitrato en los vegetales (Maynard, 1976). Fuentes de nitrógeno Materiales de mineralización lenta, como el estiércol seco de vacunos, producen una acumulación menor de nitrato en los vegetales que materiales que se mineralizan más rápido (Barker, 1975, cit por Maynard 1976). Las tasas de aplicación de materiales de lenta mineralización, deben ser altas para mantener los rendimientos de los cultivos equivalentes a los producidos por fertilizantes químicos u orgánicos más fáciles de mineralizar (Atanasiu and Hamdi, 1964, cit por Maynard 1976). La aplicación únicamente de compost orgánico resultó en un menor contenido foliar de nitrógeno y calcio y en un contenido mayor de fósforo, potasio y sodio con respecto a la aplicación de fertilizantes químicos (Rodríguez et al, 1999). Según los informes de FAO,2000, el contenido de nitrato de los cultivos orgánicos, en particular los cultivos nitrófilos de hojas, raíces y tubérculos, es considerablemente inferior al de los productos cultivados por medios convencionales. La utilización de fertilizantes minerales altamente solubles favorece la presencia de nitrato en ciertos cultivos. Sin embargo, algunos estudios indican que, además del sistema agrícola, hay otros factores importantes que determinan el nivel de nitrato. Se ha señalado, por ejemplo, que los gobiernos de Alemania y Francia han fomentado la reconversión a la agricultura orgánica en ciertas zonas en un intento de mejorar la calidad del agua, especialmente en relación con su contenido de nitrato (FAO, 2000). Al aumentar la relación amonio/nitrato de la solución nutritiva se reduce la acumulación de nitrato en lechuga (Van der Boon , et al, 1988, cit por Muro 1998). Barker (1971), citado por Maynard (1976), encontró que la urea, el nitrato de amonio y el nitrato de potasio, produjeron un rápido crecimiento en un cultivo de espinaca, incrementando el contenido de nitrato en hojas, pero la urea produjo el menor incremento y el nitrato de potasio el mayor. Peck, (1971; citado por Maynard 1976); notó que la urea en remolachas de mesa producía un menor contenido de nitrato en los tallos y raíces que el nitrato de potasio. La utilización de amonio o una mezcla de amonio y nitrato reduce la acumulación de nitrato en hoja pero las plantas así cultivadas acumulan aminoácidos, presentando un elevado contenido de azúcares y materia seca lo cual afecta negativamente la apariencia y calidad de las hortalizas (Blom-Zandstra M, 1989). Dosis: El efecto más común es que aumentando la cantidad de fertilizante nitrogenado, se aumenta el contenido de nitrato en los vegetales (Arora and Ultra, 1971; cit. por Maynard, 1976). El exceso en la fertilización con nitrógeno es común en los cultivos comerciales debido a que las deficiencias de este nutriente pueden causar pérdidas muy importantes en los cultivos de hoja. El aumento en la concentración de nitrógeno en la solución del suelo aumenta significativamente el contenido en la parte aérea en ensayos realizados en cultivos hidropónicos (Muro et al, 1998). En cultivos realizados a campo no se han obtenido relaciones claras entre dosis de abonado o nivel de nitrato en suelo y concentración de nitrato en hoja, probablemente debido a la imposibilidad de controlar la multitud de factores que afectan al proceso fisiológico(Muro et al, 1998). En este sentido en espinaca se encontraron relaciones positivas entre la concentración de nitratos en la parte aérea y el nivel de nitrógeno inorgánico del suelo (Breimer T, 1982, cit por Muro et al, 1998). También Rados M Pavlovic, et al, en 1997, encontraron que además de producir un incremento en el rendimiento, la aplicación de altas dosis de fertilizantes nitrogenados producen un aumento en el contenido de nitrato en las hojas de lechuga fresca. Otros Nutrientes No se ha encontrado relación entre la deficiencia o exceso de fósforo, calcio, magnesio con el contenido de nitrato (Maynard, 1976). En el caso del potasio estudios de campo realizados por Brown (1966) y Smitch, (1967), cit por Maynard, (1976), encontraron que una fertilización abundante con potasio, estimula la absorción de nitrato. Estos dos iones sufren consumo de lujo por parte de las plantas, y uno es absorbido después del otro para mantener la neutralidad eléctrica de la planta (Wright and Davison, 1964). En el caso de los micronutrientes, el molibdeno al ser componente de la enzima NR es necesario para que se produzca el pasaje de NO3- a NO2- por lo que deficiencias de este micronutriente produce altas concentraciones de nitrato en hoja que pueden llegar a exceder el 3% del peso seco (Hewitt y Smith, 1975, cit por Maynard, 1976). El cloro sustituye parcialmente al nitrato en su función osmorreguladora ( Van de Dijk 1981, cit por Muro et al 1998). En presencia de amonio, el cloruro puede reemplazar parcialmente al nitrato como elemento osmótico (Van der Boon J, et al, 1988, sit por Muro 1998). Espinacas cultivadas en solución nutritiva deficiente en sulfato, acumularon más nitrato que las cultivadas con deficiencia de fosfato y las plantas control. Al restablecer dicha carencia las concentraciones de nitrato entre las plantas anteriores se igualaron (Dietz, 1989, cit por Muro et al, 1998). 2.4. FERTILIZANTES UTILIZADOS COMO FUENTE DE NUTRIENTES EN EL CULTIVO DE LECHUGA. En la horticultura y especialmente en los cultivos intensivos, como es el caso de la lechuga, el aporte de nitrógeno proveniente de la mineralización de los restos frescos y de la materia orgánica del suelo no es suficiente para cubrir los requerimientos de los cultivos comerciales. Así es necesaria la incorporación de fuentes de nitrógeno y otros nutrientes para alcanzar buenos rendimientos comerciales. Dentro de los fertilizantes que se utilizan, se encuentran los fertilizantes inorgánicos que son producidos por el hombre a través de procesos químicos y los abonos orgánicos que son productos de origen animal o vegetal. 2.4.1. Fertilizantes inorgánicos. El uso de fuentes artificiales de nutrientes como son los fertilizantes inorgánicos, se intensifico a partir de la denominada ‘’revolución verde’’. En el caso del nitrógeno el aumento del uso de fertilizantes nitrogenados se debió al proceso de síntesis de amoníaco a partir de nitrógeno, desarrollado por Haber- Bosch. Estos materiales han tenido como impacto positivo el aumento de la productividad por unidad de superficie y presentan como ventaja su fácil aplicación. En contrapartida el uso indiscriminado de estos fertilizantes puede producir daños al medio ambiente como la contaminación de fuentes de agua por nitrato, acidificación del suelo, etc. Dentro de los fertilizantes inorgánicos que aportan nitrógeno existen dos grandes grupos: los fertilizantes amoniacales y los nítricos. Los fertilizantes amoniacales como el sulfato de amonio (21% de N), fosfato monoamónico(11% de N), fosfato diamónico (21% de N) etc, presentan la característica de acidificar el suelo, esto se debe a que en el pasaje de amonio a nitrato se liberan H+ que acidifican el medio. El efecto acidificante de los diferentes fertilizantes amoniacales depende de la dosis y granulación de ellos, el pH original del suelo y su capacidad tampón(Fassbender, 1980). En el Uruguay el principal fertilizante nitrogenado utilizado en la producción de cultivos intensivos como es el caso de la lechuga es la urea (Perdomo, et al,1999). La molécula de urea (NH2-CO-NH2) es un sólido blanco cristalino, de origen sintético y contiene un 46% de nitrógeno, presenta un valor de acidez equivalente de 84 y un índice salino de 75. Es utilizada en la agricultura y en la alimentación de animales. Presenta como ventaja frente a otros fertilizantes químicos: que puede ser aplicada al suelo como sólido o líquido, pudiendo en algunos cultivos aplicarse como fertilizante foliar; su uso no implica riesgos de explosión o de combustión; debido a su alto porcentaje de nitrógeno presenta un bajo costo de transporte, manipuleo y almacenamiento por unidad de nitrógeno. Al ser hidrolizada por la enzima ureasa, común en el suelo, produce carbonato de amonio, que es inestable en el suelo que libera finalmente: una molécula de CO2, dos moléculas de NH4+ y dos iones OH-, como se representa en la siguiente ecuación: CO(NH2)2 + H2O + ureasa (urea) 2NH3 +CO2 + 2 OH- Este pasaje se produce rápidamente en el suelo, después de un día de ser aplicada un 66% de la urea es hidrolizada a amoníaco y pasada una semana el 100% del nitrógeno aplicado como urea es hidrolizado a amoníaco. El hecho que se produzca un medio alcalino en torno al NH4+ debido a los iones OH-, hace que el nitrógeno de la urea tenga más probabilidades de perderse por volatilización, especialmente durante la época cálida. Se recomienda por éste motivo incorporarla con el laboreo, o en caso de fertilizaciones en cobertura su aplicación seguida de un riego o antes de una lluvia. Por otra parte el pH alto y la alta concentración de amoníaco en la zona donde se está disolviendo la molécula de urea produce un medio tóxico por algunas horas para las semillas y raíces, que se revierte con el pasaje de amoníaco a amonio. Otro factor que es importante como causa de toxicidad para las plantas es el contenido de biuret. El biuret se forma durante la fabricación de la urea, en el caso de que la temperatura sobrepase los 200° F. Se busca que el contenido de biuret de la urea sea menor al 0,3%. El biuret se convierte a amoníaco, pero su pasaje es más lento, el momento en que causa más daño es en la germinación, por lo que si se aplica a la siembra al tardar más en transformarse los daños son mayores. Al igual que los otros fertilizantes amoniacales la urea también produce posteriormente una acidificación del suelo, este proceso de acidificación se agrava al aplicarla en combinación con otros fertilizantes fosfatados y potásicos acidificantes (Fassbender, 1980). En el caso de los fertilizantes nítricos como el nitrato de potasio (13,4% de N), nitrato de sodio (16% de N), etc, se hidrolizan rápidamente en el suelo y liberan NO3-. A diferencia de los amoniacales, son neutros excepto el nitrato de amonio (33% de N) que también produce acidificación. 2.4.2. Enmiendas Orgánicas. El uso intensivo de Agrotóxicos y fertilizantes de síntesis química con altas concentraciones de nutrientes en la agricultura ha promovido diversos problemas del orden ambiental, como la contaminación de alimentos, el agua y el suelo, desequilibrios biológicos (eliminación de organismos benéficos, eutroficación y surgimiento de resistencia de patógenos y plagas), reducción de la diversidad y en algunos casos intoxicación de trabajadores del agro. Como enmiendas orgánicas se definen a aquellos productos de origen animal o vegetal que se agregan al suelo para mejorar propiedades físicas o para aportar nutrientes (Perdomo, 1998). En este capítulo nos centraremos en describir las diferentes enmiendas orgánicas y sus formas de aplicación, haciendo una distinción entre las enmiendas líquidas, que llamaremos Biofertilizantes, y las sólidas, ya sean de origen animal o vegetal. La fertilización con materiales orgánicos se justifica por las siguientes razones: 1) Pueden ser producidos en el predio o ser subproductos o residuos de otras actividades. 2) Al ser residuos de origen animal o vegetal, contienen todas las sustancias necesarias para el desarrollo de las plantas. Aunque la proporción de dichas sustancias no sea la óptima. 3) El nitrógeno que contienen, aunque varía en su porcentaje, es una fuente lenta pero continua. 4) Aunque los nutrientes que contienen están disponibles para las plantas solo después de haber sido mineralizados, algunas de las sustancias que contienen (hormonas, enzimas, auxinas, antibióticos) pueden absorberse directamente y tendrían por ello influencia en el desarrollo y rendimiento. 5) Mejoran las propiedades físicas del suelo: aireación, capacidad de retención y penetración del agua. Favorecen la formación de agregados, mejorando la estructura del suelo. 6) Mejoran las propiedades químicas del suelo: como la capacidad de intercambio catiónico, debido a que la materia orgánica tiene gran superficie específica permite adsorber mayor cantidad de cationes. La materia orgánica a su vez tiene poder buffer, lo que permite amortiguar los cambios de pH del suelo. 7) Favorecen la actividad microbiológica y de la fauna del suelo. (Adaptado de Campelo et al 1981). 2.4.2.1. Los Biofertilizantes Líquidos Artesanales El uso intensivo de Agrotóxicos y fertilizantes de síntesis química con altas concentraciones de nutrientes en la agricultura ha promovido diversos problemas del orden ambiental, como la contaminación de alimentos, el agua y el suelo, desequilibrios biológicos (eliminación de organismos benéficos, eutroficación y surgimiento de resistencia de patógenos y plagas), reducción de la diversidad y en algunos casos intoxicación de trabajadores del agro. Con la intención de eliminar estos problemas algunas instituciones vienen estudiando métodos alternativos para nutrir los cultivos y controlar enfermedades y plagas que los afectan. Dentro de esta línea de investigación se destaca el uso de materia orgánica de origen animal o vegetal, ya sea a través de su incorporación al suelo como de su transformación para su uso posterior. Una de las transformaciones conocidas es la digestión tanto aerobia como anaerobia de estiércol denominado biofertilizante y utilizado tanto en pulverizaciones foliares como aplicándose directamente al suelo. Según Vairo dos Santos,1992 el término biofertilizante se refiere a un efluente pastoso resultante de la fermentación de la materia orgánica de origen animal y vegetal, en un medio líquido, en presencia o ausencia de oxígeno, por un determinado tiempo, en una cámara llamada biodigestor. El resultado de este proceso es un sistema de dos fases: una sólida usada como abono orgánico y otra líquida utilizada como fertilizante foliar y para el control de enfermedades y plagas. Así mismo, Merrill, et al 1998, definen como biofertilizante o té orgánico, los extractos líquidos elaborados a partir de poner en agua distintos materiales orgánicos para crear un líquido rico en nutrientes benéficos, compuestos orgánicos y microorganismos que se encuentran en los materiales orgánicos. El líquido obtenido después puede ser utilizado en sistemas de fertirrigación, como fertilizante de suelo o como fertilizante foliar. Otra definición es que los biofertilizantes son preparados que contienen células vivas o latentes de cepas microbianas, eficientes fijadoras de nitrógeno, solubilizadoras de fósforo, potencializadoras de diversos nutrientes o productoras de sustancias activas. Se utilizan para aplicar a las semillas o al suelo con el objetivo de incrementar el número de los microorganismos en el medio y acelerar los procesos microbianos. De esta forma se aumentan las cantidades de nutrientes que pueden ser asimilados por las plantas y se hacen más rápidos los procesos fisiológicos que influyen sobre el desarrollo y el rendimiento de los cultivos. El uso de estos biopreparados presenta como ventajas qué, origina procesos rápidos, como son en general los de origen microbiano, consumen escasa energía no renovable, y, son "limpios", es decir, no contaminantes del medio ambiente. Además, los procesos se realizan en el ambiente rizosférico, en la inmediata vecindad de las raíces, y las plantas se benefician en un plazo muy breve ([email protected]). Entre los beneficios que presenta el uso de biofertilizantes líquidos Merrill, et al 1998, encuentran: o Proveer de nutrientes inorgánicos y compuestos orgánicos benéficos al suelo y las plantas. o Supresor de enfermedades de plantas. Generando resistencias contra patógenos, inhibiendo la germinación de esporas, aportando antagonistas, parásitos, bacterias que producen antibióticos, aumentando el sistema radicular de las plantas, por lo que se aumenta la capacidad de captar nutrientes, mejorando el estado nutricional y la respiración de la biomasa del suelo. o Mejorar la estructura del suelo. Por intermedio de la adición de microorganismos que excretan gomas y resinas que junto a las hifas de hongos, promueven la formación de agregados. Uno de los aspectos más importantes en cuanto al proceso de elaboración de los biofertilizantes líquidos, es el medio donde se produce la digestión de la materia orgánica por parte de los microorganismos, si éste es aeróbico a anaeróbico, a causa de que los procesos, microorganismos involucrados y productos resultantes, serán distintos en cada uno de ellos. 2.4.2.1.1 Digestión anaeróbica de la materia orgánica en medio líquido El origen de la elaboración de biofertilizantes líquidos a través de la digestión anaeróbica de la materia orgánica se encuentra en Asia y tuvo mayor divulgación como un subproducto de la obtención de biogás (gas metano), que es utilizado como una fuente alternativa de energía barata, de buena calidad, limpio y de fácil obtención en el medio rural, teniendo la función básica de fermentación y saneamiento de desechos humanos y animales. La ecuación global de la fermentación anaeróbica es la siguiente: C6H12O6 3CH4 + 3CO2 + biomasa microbiana. 100% 45% 45% G°= -394 Kj/mol/gl. 10% Procesos que Sufre la Materia Orgánica en el Biodigestor La fermentación anaerobia, es un proceso complejo desde el punto de vista microbiológico, al estar enmarcado en el ciclo anaerobio del carbono, es posible en ausencia de oxígeno, transformar la sustancia orgánica en biomasa y compuestos inorgánicos en su mayoría volátiles: CO2; NH3, H2S, N2 y CH4 (Soubes, 1994). Este proceso presenta como ventaja que se optimiza el material orgánico utilizado ya que se captan todos los productos y subproductos (gases y líquidos con sólidos disueltos), con poca pérdida de elementos nutritivos cosa que no ocurre en la biodegradación aerobia. Por lo que los materiales derivados de la degradación anaerobia presentan una mayor riqueza nutricional que los producidos por digestión aerobia (Noyola y Monroy, 1994, cit por Soria, 2001). Dentro del biodigestor coexisten distintos grupos de microorganismos: bacterias, hongos y protozoarios. Siendo la proporción y cantidad de cada grupo diferente en cada biodigestor. Es importante conocer los grandes grupos que actúan en cada etapa. En la etapa de Hidrólisis y Fermentación participan bacterias anaerobias estrictas (Clostridium, Bacteroides), facultativas (Enterobacterias)y aerotolerantes (Bacterias Lácticas). En la etapa de acetogénesis y deshidrogenación actúan bacterias anaerobias obligadas y facultativas; en la etapa de metanogénesis actúan bacterias metanogénicas anaerobias estrictas(Methanobrevibacter, Methanospirillium)(Frioni L.,1999). La digestión anaerobia, a partir de los polímeros naturales y en ausencia de compuestos inorgánicos se realiza en varias etapas: 1) Hidrólisis y fermentación, en la que la materia orgánica es descompuesta por la acción de un grupo de bacterias hidrolíticas anaerobias estrictas y facultativas, que hidrolizan los materiales solubles o no en agua como: grasas, proteínas y carbohidratos y las transforman en monómeros y compuestos simples solubles como aminoácidos, azúcares y ácidos grasos; 2) acetogénesis y deshidrogenación, donde los alcoholes, ácidos grasos y compuestos aromáticos generados en la fase anterior se degradan produciendo ácido acético, CO2 e hidrógeno que son los sustratos de las bacterias metanogénicas; 3) Fase Metanogénica: Es la última etapa de la degradación anaeróbica en la que se produce metano y CO2 a partir de la actividad de las bacterias metanogénicas (Marty, 1984, cit por Soria,2001). Estas bacterias por ser las de más lento crecimiento son las más afectadas por cambios en el pH, falta de nutrientes o temperatura dentro del digestor. La secuencia de estos procesos va a estar dada por que existan condiciones óptimas para el desarrollo de las bacterias encargadas de producir la descomposición de los materiales que se encuentra en el biodigestor, dentro de los cuales el mismo autor cita: Temperatura: Los niveles de reacción química y biológica normalmente aumentan con el incremento de la temperatura, hasta cierto punto. Temperaturas por encima de los valores críticos producen la degradación de las enzimas, afectando la actividad microbiana y por ende la fermentación. La temperatura óptima para las bacterias es de entre 15 y 40°C. Hermetismo: para que el proceso de fermentación se lleve a cabo el tanque de fermentación debe estar herméticamente cerrado. Tiempo de Retención: Es el tiempo promedio en el que la materia orgánica es degradada por los microorganismos. Se ha observado que a un tiempo corto de retención se produce mayor cantidad de biogas, pero un residuo de fertilizante de baja calidad por haber sido parcialmente digerido. Para tiempos largos de retención se obtendrá un rendimiento bajo en biogas, pero con un efluente más degradado y con excelentes características como fuente de nutrientes. Relación C/N: La relación óptima es de 30/1, si la relación es baja por ejemplo 10/1, se pierde nitrógeno asimilable, mientras que si la relación es alta 40/1, se inhibe el crecimiento por falta de nitrógeno. PH En biodigestores operados con estiércol de bovinos el pH óptimo es de 6,5 a 7,5 con límites de 6,5 a 8 (Hayes et al, 1979, cit por Soria, 2001). Si las bacterias metanogénicas no alcanzan a convertir rápidamente los AGV a medida que lo producen las bacterias acetogénicas, éstos se acumulan y disminuyen el pH en el digestor lo que puede provocar la inhibición de las bacterias metanogénicas y la detención del proceso anaeróbico (Viñas M, 1999.). Sin embargo, el equilibrio CO2-bicarbonato opone resistencia al cambio de pH. Agitación: esta práctica es recomendada para facilitar el contacto de las bacterias con los materiales. Adaptado de Soria, 2001. 2.4.2.1.2. Digestión Aeróbica de la materia orgánica en medio líquido. La elaboración de biofertilizantes en medio aeróbico según Merrill R, et al, 1998, se divide en dos tipos de sistemas de extracción: sistemas de extracción pasivos y sistemas de extracción activos. Los sistemas de extracción pasivos son descriptos por el autor como aquellos en los que únicamente se coloca estiércol, restos de plantas, compost o vermicompost en un recipiente con agua y se deja por unos días hasta que la mayoría de los nutrientes solubles quedan en solución. Este tipo de elaboración presenta como desventaja que el medio se torna anaeróbico en pocos días (24 a 48 horas), con la desventaja que se produce mal olor y un material de menor calidad. En este aspecto se plantea la utilización de medios de extracción aeróbicos activos donde se introduce oxígeno al medio donde se produce la digestión de la materia orgánica por distintos métodos entre los que propone: revolver el preparado, utilizar sistemas de oxigenación como en las peceras, colocar el estiércol o compost en una malla fina, pasar agua por el estiércol o compost y recoger el líquido en un recipiente que se coloca debajo. La incorporación de oxígeno al sistema produce un aumento de la actividad microbiana, por lo que los procesos aeróbicos son más rápidos en degradar la materia orgánica que los anaeróbicos. La ecuación general de la respiración aeróbica es la siguiente: C6H12O6 100% 6CO2+ 6H2O + biomasa microbiana. 60% G°= -2828 Kj/mol/gl. 40% Como se observa en la ecuación de fermentación y de respiración la mayor energía liberada en esta última, promueve una mayor acumulación de biomasa microbiana Los microorganismos involucrados en la degradación aeróbica de la materia orgánica son: hongos, bacterias y protozoarios dependiendo la predominancia de un grupo u otro en función de la composición química de la materia original, su relación C/N, humedad, aereación temperatura y pH (Frioni L, 1999). La calidad y cantidad de nutrientes y microorganismos de un biofertilizante líquido van a estar dadas por: 1) Naturaleza de la Materia Orgánica utilizada. Las características del biofertilizante varían en función del material utilizado, es importante destacar que los estiércoles presentan gran variabilidad debido a las diferencias que existen en cuanto a la especie animal, edad, alimentación, relación C/N del material, etc. Dentro de las características de los materiales vegetales utilizados que afectan la calidad del biofertilizante se encuentran: el tipo y edad de la planta, los nutrientes tomados por la planta, la presencia de aceites volátiles u otros exudados de plantas, y la presencia de bacterias fijadoras de nitrógeno, Merrill, et al 1998. Los biofertilizantes elaborados a partir de estiércol presentan un mayor contenido de nutrientes que los elaborados con compost, que presentan menos nutrientes pero un contenido mayor de microorganismos benéficos y ácidos húmicos que pueden formar quelatos con micronutrientes, por lo que su función principal es contra enfermedades foliares. 2) Características del digestor o extractor: En este especto es importante el tamaño y forma del tanque donde se realiza el biofertilizante líquido, si se utiliza un sistema de aeración que características presenta. 3. Variables ambientales: Dentro de las variables ambientales el autor destaca: a. Temperatura de extracción: Esto se debe a que la respiración de los microorganismos es proporcional a la temperatura y de que muchos nutrientes son solubles en agua tibia. b. La calidad del agua utilizada: El uso de aguas ácidas o alcalinas o salinas puede tener un efecto perjudicial en la elaboración por lo que se recomienda utilizar agua de lluvia. c. Uso de Ingredientes suplementarios: Se utilizan aditivos como azúcar, melaza, rocas, restos de pescado, etc. con el fin de aumentar la actividad microbiana en el preparado. Extraído de Merrill, et al, 1998. 2.4.2.1.3. Principales Biofertilizantes Artesanales Utilizados Existen en la producción orgánica distintos preparados, utilizados por los productores como fuente de nutrientes para las plantas y como defensivos contra plagas y enfermedades. Los ingredientes o aditivos utilizados para la elaboración de estos preparados, varían en función de los recursos y de la disponibilidad que existan de ellos en la zona donde se encuentre el productor. A continuación se presentan algunos biofertilizantes desarrollados mayoritariamente en Brasil, que son los que han sido adoptados principalmente por los productores orgánicos del Uruguay. o Biofertilizante Líquido Este biofertilizante fue descrito por Santos (1992), por su utilización en cultivos de caña de azúcar y café en el Brasil. Como características principales de este biofertilizante se cita que presenta un costo de elaboración prácticamente nulo, acción fungistática, bacteriostática, efectos nutricionales y presencia de fitohormonas que promueven la floración y enraizamiento de las plantas ( Santos1992). Elaboración El procedimiento utilizado para la obtención del biofertilizante consiste en fermentar por treinta días, en sistema cerrado, en ausencia de aire, una mezcla de estiércol fresco de bovino, preferentemente lechero a causa de poseer una alimentación más variada y agua en una proporción del 50% en volumen. Para obtener un sistema anaeróbico se coloca la mezcla en un recipiente plástico de 200 Lts., dejando un espacio vacío de 15 a 20 cm. en su interior. Se cierra herméticamente y se adapta una manguera a la tapa, sumergiendo el otro extremo en un recipiente con agua para la salida de los gases y evitar la entrada de oxígeno, el cual alteraría el proceso de fermentación y la calidad del producto. La fermentación tendrá una duración aproximada de 30 días, después el material debe ser colado para separar la parte sólida más pesada, de la parte líquida que será utilizada como biofertilizante en pulverizaciones foliares. Este producto no debe ser almacenado por mucho tiempo, para no alterar sus características, esto es demostrado en el cuadro extraído del trabajo de Santos, et al, 1992, que se presenta a continuación. Cuadro N° 4 Evolución de la Composición Química de un Biofertilizante en ppm a través del Tiempo. Elementos Días de Fermentación En ppm 30 60 90 120 CaCO3 3260 2600 2460 2372 SO3 (Sulfito) 447 170 97.2 112 PO4 1668 569 410 320 SiO2 83.1 168 143 177 Fe (total) 44.7 11.3 9.7 11 Cl 1160 810 1090 840 Na 166 250 276 257 K 970 487 532 500 Mo/Litro 1 1 1 1 B/Litro 1.1 1 1 1 Zn 6.7 3.7 1.3 1.7 Cu 1.1 0.7 1 0.2 Mn 16.6 4.7 3.8 4.6 Mg 312 305 281 312 PH 7.8 7.4 7.6 7.7 Fuente: Santos 1992 Como muestra el cuadro N° 4 las mayores concentraciones de los minerales se producen a los 30 días de fermentación, por lo que se recomienda utilizar este biofertilizante inmediatamente después de los 30 días de fermentación. Dosis y utilización Este biofertilizante se recomienda utilizarlo en forma de pulverizaciones foliares. Se debe tratar de cubrir totalmente las hojas y ramas de las plantas, llegando al punto de escurrimiento. La dosis que se recomienda es del 10% al 30%. Realizando aplicaciones semanales para el caso de cultivos hortícolas (Santos 1992). En el caso del tratamiento de semillas sexuales se recomienda sumergir las semillas en el biofertilizante puro durante un período de 1 a 10 minutos, secadas a la sombra por dos horas y plantadas enseguida. El mismo procedimiento se recomienda en órganos de propagación vegetativa como bulbos, estacas y tubérculos para ser plantados de inmediato. En el caso de producción de mudas se recomienda regar las almacigueras o canteros antes de la siembra con biofertilizante puro, como desinfectante, porque posee un excelente efecto bacteriostático (Santos 1992). o Biobov : Regenerador de Suelos Otro biofertilizante muy similar al descrito por Santos (1992), es el denominado Biobov, que al igual que el anterior es obtenido por la fermentación de estiércol fresco de bovinos y agua, más el uso de leche y melaza como activadores de la fermentación. Si bien se puede tomar como una modificación del biofertilizante anterior, presenta algunas diferencias en su elaboración ( ya que en este caso la fermentación se realiza de forma aeróbica) e ingredientes por lo que se lo incluye de forma separada Esta receta es extraída del libro de Soel Antonio Claro (2001), Referenciais Tecnológicos para a Agricultura Familiar Ecológica. Para su elaboración se requiere: Cuadro 5. Ingredientes para la Elaboración de 200 Litros de Biobov. Ingredientes Unidades Cantidades Estiércol Fresco de Bovino Kg. 80 a 100 Leche o Suero de Leche Litros 5 Melaza o Azúcar Kg. 2 Agua Litros 80 a 100 Estiércol o Cama de Aves Kg. 4 Fuente Claro 2001. Modo de Elaboración. Para la elaboración se recomienda utilizar un recipiente de 200 litros como por ejemplo una tarrina de plástico, un tonel e incluso un agujero en el suelo revestido por una lona plástica. Se disuelven y mezclan todos los ingredientes dentro del recipiente agregando agua poco a poco hasta llenarlo, es importante que el estiércol sea de animales que no hallan sido tratados recientemente con antibióticos para no perjudicar a las bacterias en el proceso de fermentación. Se revuelve el preparado diariamente, preferentemente 3 veces al día, siendo esta tarea muy importante ya que la agitación del contenido es fundamental para mejorar la fermentación. La temperatura ideal del preparado debe ser cercana a los 38°C, porque al ser ésta la temperatura del rumen, los microorganismos encuentran las condiciones óptimas para su desarrollo. Por lo que la temperatura ambiente donde se elabora el biobov debe ser entre 25 a 30°C, es así que si se elabora en invierno, se debe colocar el recipiente al sol, mientras que si se elabora en verano se debe colocar el recipiente a la sombra. El recipiente debe estar cerrado en la parte superior de manera tal que permita la entrada de aire pero que evite la entrada de agua de lluvia, que perjudicaría la fermentación. Al igual que el biofertilizante de Santos se recomienda no utilizar el biobov con más de 50 a 60 días de preparado. Dosis y utilización Este biofertilizante contiene diversos nutrientes pero en pequeñas cantidades, producto de que el estiércol bovino es pobre en nutrientes y del bajo porcentaje de materia seca de este biofertilizante. La principal virtud de este preparado se halla en el hecho de que su componente principal, el estiércol bovino, presenta una importante acción en el control de enfermedades. Además de que existen trabajos que muestran que los fermentados de estiércol bovino contienen hongos y bacterias que producen sustancias bioquímicas con efecto fungistáticos y bacteriostáticos sobre las enfermedades de las plantas, además de aportar componentes nutricionales y fitohormonas. La dosis que se recomienda es una relación de 3/1, es decir 1 litro de biobov por cada 3 litros de agua. Se recomienda aplicar 1 litro de la dilución por planta al momento del transplante en cultivos muy susceptibles a enfermedades, como el tomate y el morrón. En cobertura se recomienda aplicarlo entre las plantas o a lo largo de la fila de las plantas. o Bioframbov: Biofertilizante para Fertilización del Suelo Este biofertilizante es descrito al igual que el biobov en el libro de Soel Antonio Claro (2001). En contraste con el biobov la principal acción de este biofertilizante es la de fuente de nutrientes, principalmente nitrógeno y potasio para las plantas. La diferencia principal que se encuentra en la elaboración, es que la base de este biofertilizante es el estiércol de ave, que presenta un contenido de nutrientes mayor que el de bovinos. Como características principales de este biofertilizante se encuentra el hecho de que aporta cantidades importantes de macro y micro nutrientes y de ser una excelente fuente de nutrientes en el caso de refertilización de cultivos, evitando las pérdidas de nitrógeno especialmente en cultivos en invernáculo con riego por goteo. Modo de Elaboración En el cuadro N° 6 se presentan los ingredientes para su elaboración: Cuadro N° 6 Elaboración de Biofranbov Ingredientes Unidades Cantidades Kg 50 Kg 50 Litros 5 Melaza o Azúcar Kg 2 Agua sin Contaminantes Litros 80 a 100 Cama de Pollo o Estiércol de Gallina Estiércol Fresco de Bovino Leche o Suero de Leche sin Sal Fuente Soel Antonio Claro (2001). El procedimiento para la elaboración de este biofertilizante y los cuidados necesarios son los mismos que para el biobov. Forma Dosis y Modo de Aplicación. La dosis que se recomienda para la aplicación de este biofertilizante es de una relación 3/1, 1 litro de biofertilizante cada 3 litros de agua, tanto como solución de arranque como en el caso de refertilización. La cantidad de estiércol que presenta éste biofertilizante fue determinada para que la aplicación de 1 litro por planta de este biofertilizante brinde aproximadamente: 20Kg/há de nitrógeno y 30 Kg/há de K2O cuando la densidad de plantas es de 27000 plantas/hectárea (Soel Antonio Claro2001). o Supermagro Dentro de los biofertilizantes utilizados por técnicos y productores se encuentra el Supermagro, desarrollado por el técnico Delvino Magro, en el Centro de Agricultura Ecológica Ipê, Brasil. Este biofertilizante es un fertilizante orgánico líquido, proveniente de un proceso de descomposición de la materia orgánica (animal o vegetal) a través de la fermentación anaeróbica (fermentación bacteriana sin la presencia de oxígeno), en medio líquido. El resultado de la fermentación es un residuo, utilizado como abono foliar, defensivo natural, llamado biofertilizante Supermagro. Además de un residuo sólido utilizado como abono orgánico (Pedini S, 2000). Este biofertilizante se elabora a partir de estiércol de ganado lechero, sales minerales y otros aditivos. La receta original de elaboración de este biofertilizante es la siguiente: Cuadro N° 7 Ingredientes Básicos para la elaboración de Supermagro Ingredientes Unidades Cantidades Estiércol Fresco de Vaca Kg. 40 Agua Litros 140 Leche Litros 9 Melaza* Litros 9 *Se puede sustituir la melaza por 4,5 Kg de azúcar. Fuente: Pedini S, 2000. Apostila de Cafeicultura Orgánica. Sales Minerales: Orden de Aplicación Sales Minerales: 1 Sulfato de Zinc*. 2 Sulfato de Magnesio (Sal amargo). Unidades Cantidades Kg. 3 Kg. 1 0,3 3 Sulfato de Manganeso. Kg. 4 Sulfato de Cobre. Kg. 5 Cloruro de Calcio. Kg. 2 0,3 6 Borax* Kg. 1,5 7 Molibdato de Sodio Kg 0,2 *Deben ser divididos en dos aplicaciones. Fuente: Pedini S, 2000. Apostila de Cafeicultura Orgânica Aditivos Complementarios: Aditivos: Unidades Cantidades Harina de Huesos. Kg 0,2 Sangre Litros 0,1 Restos de pescados. Kg. 0,5 Hígado molido. Kg. 0,2 Fuente Pedini S, 2000. Apostila de Cafeicultura Orgânica Modo de Elaboración En un recipiente de 200 litros se colocan 40 litros de estiércol fresco de bovinos y 100 litros de agua, 1 litro de leche y 1 litro de melaza o 0,5 Kgs. de azúcar. Se revuelve y se deja fermentar por 5 a 7 días. Después de éste tiempo se disuelve la mitad del Sulfato de Zinc (1,5 Kg) en 2 litros de agua fría y se agrega al recipiente donde está la mezcla de estiércol y agua. Junto con la sal mineral se agregan 1 litro de leche y 1 litro de melaza o 0,5 Kgs. de azúcar, más uno o dos de los aditivos complementarios (sangre, harina de huesos, etc), de esta manera se reactiva la fermentación. Se revuelve la mezcla y se deja reposar por 5 a 7 días. Después de este período se agrega de la misma manera el resto del Sulfato de Zinc. Se procede de la misma forma con el resto de las sales, a intervalos de 5 a 7 días, en el orden que se establece en el cuadro, siempre adicionando los aditivos para reactivar la fermentación. En el caso del bórax se debe dividir la aplicación en dos veces al igual que el Sulfato de Zinc. Completada la mezcla de todas las sales minerales y los aditivos, se completa el volumen del recipiente con agua hasta los 180 litros, se tapa y se deja el material en reposo fermentando por 30 días en verano y 45 días en invierno para empezar a utilizarlo. Se debe adaptar una manguera en la tapa que tenga sumergida la otra extremidad en un recipiente con agua para la salida de los gases (Supermagro, 1994, cit por Bettiol et al, 1998). Durante la elaboración de este preparado la CTA-ZM, 2000, recomienda que sea revuelto todos los días para mantener la presencia de oxígeno y evitar el mal olor y putrefacción. Por lo que existen controversias en la forma en que debe ser realizado éste preparado. Forma, modo y dosis de aplicación El supermagro se utiliza como abono foliar complementario a la fertilización de base orgánica del suelo. Brinda micronutrientes, en una forma orgánica (quelatos), que actúan en el metabolismo, crecimiento y producción de las plantas y que son requeridos por las plantas en pequeñas cantidades. Además presenta un efecto como defensivo natural por ser medio de crecimiento de bacterias benéficas, principalmente Bacillus subtilis que inhibe el crecimiento de hongos y bacterias que causan enfermedades en las plantas, como así aumentar la resistencia contra insectos y ácaros (CAE-IPÉ, 1995 cit por Anvisa internet). La dosis que se recomienda es del 2 al 5% (Pedini S, 2000). Se debe tener cuidado de filtrar el preparado, para evitar el tapado de los picos de las pulverizadoras, se recomienda pasar el supermagro por una tela galvanizada o de plástico de malla que sea menor o igual a 1mm. (Anvisa internet). Después de colado se puede almacenar el supermagro en un recipiente de plástico, vidrio o madera que debe estar herméticamente cerrado pero es prudente dejar un espacio vacío entre la tapa y el líquido de 1/5 del volumen total del recipiente. 2.4.2.1.4 Efectos de los Biofertilizantes en el control de enfermedades y plagas El uso de los Biofertilizantes implica una adición al cultivo de macro y micronutrientes, microorganismos y sus metabolitos, y de compuestos orgánicos e inorgánicos con efectos sobre las plantas y sobre la comunidad microbiana de la hoja y del suelo. El control de enfermedades a base de Biofertilizantes puede deberse a la presencia de metabolitos producidos por los microorganismos presentes, como por su acción directa sobre los patógenos y o sobre el hospedero( McQuilken et al., 1994; Reuveni et al, 1995 cit por Bethiol W, et al, 1998). Debido a que la comunidad de microorganismos presentes en los Biofertilizantes es rica y diversa probablemente la acción directa de un microorganismo sobre otro (antibiosis, competición y parasitismo), ocurren simultáneamente. Si bien es difícil cuantificar la magnitud de cada uno de estos mecanismos, lo más importante es justamente la acción antagónica conjunta de estos mecanismos. Además de la acción directa de los microorganismos la inducción de defensa del hospedero puede ocurrir por la presencia de compuestos orgánicos como aminoácidos, vitaminas y fitohormonas. Una de las principales características de los Biofertilizantes es la presencia de organismos responsables de la descomposición de materia orgánica, producción de gas y liberación de metabolitos, entre ellos antibióticos y hormonas. Castro et al., (1992) aislaron de un biofertilizante varias levaduras y bacterias, destacándose bacillus spp., un reconocido productor de antibióticos(Bethiol W, et al, 1998). Cuanto más activa y más diversificada la materia prima, mayor la posibilidad de liberación de diferentes sustancias orgánicas. Para el control de enfermedades de las plantas es importante la presencia de los metabolitos conocidos por los organismos presentes en los Biofertilizantes y de los propios organismos vivos. Castro et al., 1992 aislaron de un biofertilizante producido de acuerdo con el método de Santos(1992), levaduras y bacterias. Dentro de éstas identificó a las del género Bacillus spp. que inhibían la germinación de conídios de Colletotrichun Gloeosporioides, en el crecimiento de células de Xanthomonas Campestris p.p. Vesicatoria, y de Pseudomonas Solanacearum in vitro. Los metabolitos obtenidos del aislamiento de Bacillus sp. presentaron el mismo efecto sobre estos patógenos y además redujeron la germinación de esclerotos de Sclerotinia Minor (Bethiol W, et al, 1998). Tratch y Bethiol en 1997 estudiando el efecto de los Biofertilizantes en el crecimiento micelial y la germinación de esporas de diversos hongos concluyeron que los Biofertilizantes en concentraciones por encima del 15% en volumen inhibieron completamente el crecimiento de los hongos estudiados: Alternaria Solani (Tizón Temprano), Septoria Licopersici (Viruela del Tomate), Scerotinia Sclerotiorum(Tumbado de la lechuga), Botrytis Cinerea (Moho ceniciento), Fusarium sp. ( Fusariosis), Sclerotium Rolfsii (Mufa del ajo). Furlaneto et al 1996, trabajando en control de Colletotrichum Acutatum, causante de Antracnosis en frutilla, verificaron que un compuesto líquido preparado en condiciones aerobias, aplicado en una concentración de 2%, controló la Antracnosis de forma semejante a la de diversos funguicidas mostrándose superior al tratamiento con debuconazol en una concentración de 18,75 gramos cada 100 Lts. cit por (Bethiol W, et al, 1998). 2.4.2.2 Biofertilizantes Comerciales. En la actualidad existen en el mercado productos elaborados por empresas dedicadas a la venta de insumos agropecuarios que son permitidos en la producción orgánica. En el ensayo se evaluaron dos de estos biofertilizantes, de características similares entre sí que son: a)Aminon – Solo y b)Fertiter. 1) Aminon –Solo. El Aminon – Solo es distribuido en el Uruguay por la empresa Arletan S. A y es elaborado en el Brasil por la empresa Technes Agrícolas Ltda. Es presentado como un biofertilizante orgánico líquido a base de aminoácidos de origen animal y vegetal que proporciona nutrientes para las plantas y también para el suelo, de forma natural sin agredir el medio ambiente. La dosis recomendada por la empresa es de 50 lts/há (acción bio-estimulante), a 200Lts/há, (acción bio-estimulante y nutricional). Para la horticultura se recomienda una dosis de 5 mililitros por planta, una a tres veces durante el ciclo del cultivo y su utilización como solución starter o de arranque al momento del transplante. Las características principales de este biofertilizante son: Aportar nutrientes para las plantas. Estimular el desarrollo del sistema radicular, mejorando la absorción de nutrientes y agua. Activar los microorganismos benéficos del suelo, mejorando la disponibilidad de nutrientes y ayudando a combatir las enfermedades del suelo. En fertirriego ayuda como limpiador de las líneas de goteros, disolviendo las sales que se acumulan en ellas. Se recomienda la aplicación directa de este producto al suelo, especialmente su utilización en el riego por goteo. El fabricante garantiza el contenido en este producto de: 9% de aminoácidos, 5% de Nitrógeno orgánico, 1% de Oxido de Potasio, 0,05% de Calcio, 0,08% de Magnesio y 25% de Materia orgánica. La densidad aparente del producto es de 1,25. 2) Fertiter Este producto es distribuido en Uruguay por la empresa ISUSA y es elaborado por la empresa NovAgro S.A. de España. Es presentado como un fertilizante nitrogenado fluido de origen orgánico soluble en agua. La dosis que recomienda la empresa para cultivos hortícolas es de 4 a 5 aplicaciones durante el ciclo vegetativo de 14 a 18 Lts/há cada una. Las características de este producto son: Aumentar la actividad de la microflora y microfauna del suelo. Mejorar las condiciones de disponibilidad de los iones presentes en el terreno gracias a la acción quelante de los aminoácidos. Efecto anti-estrés contra adversidades climáticas y/o parasitarias. Aumento de los procesos biológicos y bioquímicos con el consiguiente incremento de la vegetación y de la producción. Aporte de nitrógeno orgánico a través del agua de irrigación. Incrementar la actividad y la medida del aparato radical. Al igual que en el caso del Aminon-Solo, este biofertilizante es recomendado para ser utilizado en fertirriego. La composición que garantiza el fabricante es de: 6% de nitrógeno orgánico soluble en agua, 23% de Carbono orgánico, 40% de sustancia orgánica. 2.4.2.3. Enmiendas Orgánicas Sólidas El uso de estiércol como fertilizante es una de las prácticas más antiguas utilizadas en la agricultura por el hombre. Las ventajas que presenta su aplicación se encuentran no solo en el aporte de nutrientes que brinda, lo que ayuda a mantener la fertilidad del suelo, sino también en la mejoría que produce en las propiedades físicas. Esto permite una mejor aeración, retención de agua y mayor número de microorganismos benéficos. El estiércol como los purines son mezcla de las heces de los animales con los orines y las camas. Se define al estiércol como aquel material que puede ser manejado y almacenado como sólido, mientras que los purines lo son como líquido (Iglesias,1995). Otra forma de clasificar el estiércol define que: El estiércol sólido es aquel que presenta 20 a 25% de contenido sólido. El estiércol semisólido es aquel que contiene de 10 a 20% de contenido sólido. El estiércol líquido es aquel que presenta de 0 a 10% de contenido sólido. Los estiércoles puros o en mezcla de cama con deyecciones constituyen abonos orgánicos naturales, con aportes de macro y micro nutrientes, hormonas, vitaminas, antibióticos y una gran población microbiana (García M. 1999). El estiércol debe ser considerado primariamente como un fertilizante nitrogenado y en una menor extensión, como fertilizante potásico (Tisdale y Nelson, 1966 cit por Campelo et al 1981). 2.4.2.3.1 Impacto ambiental del estiércol. Impacto Medioambiental Positivo Al aplicar estiércol la descomposición de la materia orgánica por los microorganismos libera dióxido de carbono, agua y minerales, disminuyendo o suplantando los requerimientos de fertilizantes químicos. Poder residual como fertilizante de la materia orgánica: se asume que la materia orgánica que permanece en el suelo después de un año de la aplicación forma parte del mismo y se descompondrá gradualmente con el paso del tiempo, liberando nutrientes para las plantas. Mejoramiento de la estabilidad estructural del suelo. La materia orgánica también está involucrada en las propiedades físicas del suelo, tales como porosidad, aireación y capacidad de retención de agua. Por lo tanto mejora la estructura del suelo y reduce su vulnerabilidad a la erosión. Mejora del potencial del fertilizante inorgánico: la materia orgánica en el suelo incrementa la capacidad de absorción de minerales, reduciendo la pérdida de los elementos traídos con los fertilizantes. Los elementos absorbidos son liberados gradualmente para la nutrición de las plantas. Impacto Medioambiental Negativo. Emisiones de Amoníaco: antes y durante el almacenamiento y durante la aplicación a los campos. Emisión de N0: éste se forma como un producto secundario del proceso de desnitrificación. Emisión de metano: formado durante la descomposición del estiércol bajo condiciones anaeróbicas. Escorrentía del estiércol y de sus componentes hacia el agua superficial: contribuyendo a la polución acuática. Lavado de nitratos y fósforo al agua subterránea: contribuyendo a la contaminación de aguas subterráneas. Fuente (Brandjes P.J, 1996). 2.4.2.3.2.Criterios para la Aplicación de estiércol. Al aplicar estiércol al suelo se deben buscar dos objetivos: maximizar el uso de los nutrientes por el cultivo y disminuir los riesgos de contaminación ambiental (Johnson J, 1995). |Para realizar un buen manejo del estiércol como fertilizante es necesario seguir ciertos criterios al momento de realizar el abonado: Realizar análisis de suelo para determinar el nivel de fertilidad. Realizar análisis del abono para saber el nivel de fertilidad. Determinar una tasa de aplicación que no exceda los requerimientos del cultivo para evitar la contaminación del suelo, daños en el cultivo y perdidas de nutrientes hacia las fuentes de agua. Para evitar perdidas no aplicar abonos en suelos anegados. Incorporar el abono para evitar los olores y las perdidas de nitrógeno. 2.4.2.3.3. Factores que afectan la calidad del estiércol como abono. La calidad del estiércol como fuente de nutrientes está dada por varios factores entre los que se destacan: 1)Tipo de animal, 2) la cantidad y calidad de cama u otros materiales mezclados con él, 3), la temperatura y la humedad.4) el almacenamiento y cuidado que el estiércol haya tenido antes de ser aplicado al suelo, 5) la forma en que es aplicado. 1) Tipo de animal. Dentro de las características principales que determinan el valor de un estiércol como fertilizante se encuentran aquellas inherentes al animal del que procede. Entre ellas se pueden destacar: a) La especie, b) Edad, y c) Alimentación. a) Especie animal A causa de que los animales de los cuales se utiliza el estiércol como fertilizante presentan aparato digestivo y excretor distintos, la forma en que se presentan los nutrientes y su presencia en el estiércol varía. Por esto algunos nutrientes son eliminados por el animal principalmente en la fracción líquida que corresponde a la orina y otros a través de la fracción sólida que corresponde a las heces. En el caso de los bovinos, del 100% de lo que el animal excreta: un 70% lo hace como heces y un 30% como orina, en los cerdos un 60% se elimina como heces y un 40% como orina. En el caso de las aves solo existen deyecciones sólidas. En el cuadro N° 8 se presenta la composición de las heces y orina en base fresca de algunos animales domésticos. Cuadro N° 8 Composición de las Heces y Orina en Base Fresca de Algunos Animales Domésticos. N Total N Soluble P205 K 20 Ca % % % % % Heces Orina Heces Orina Heces Orina Heces Orina Heces Vacunos 0.3 1 0.05 1 0.2 0.1 0.1 1.5 0.1 Caballos 0.55 1.2 0.06 1.2 0.3 0.05 0.33 1.5 0.23 Cerdos 0.5 0.08 0.5 0.5 0.05 0.4 1 0.05 0.6 Fuente: Campelo et al, 1981. En el caso del ganado vacuno según Núñez y Laird (1966) y Mojica (1973) citados por Remedi de Souza (1995), la fracción líquida del estiércol es más rica en nutrientes ya que contiene el 43% del nitrógeno, 5% del fósforo y el 60% del potasio totales, de ahí la importancia que se le debe dar a la orina. A continuación se presenta el cuadro N° 9 en el que se encuentra la producción de estiércol cada 454 kilogramos de peso vivo de distintas especies animales, como también el porcentaje de sólidos y de los principales nutrientes. Cuadro 9 Producción Anual de Estiércol Fresco por 454 kilogramos de Peso Vivo Animal. Nitrógeno Tipo de animal Ganado lechero Ganado de carne Terneros Suinos Cerdos en crecimiento Cerdos Adultos Cerdas Ovejas Cabras Caballos Aves de Corral Ponedoras Parrilleros Pavos Prod.de estiércol Ton/año/454 % sólidos kg PV P2O5 Kg/ton Porcentaje K2O Kg/ton Porcentaje Kg/ton Porcentaje 12.7 15 4.54 0.45 1.86 0.19 3.59 0.36 11.6 8.4 11 11.5 5.13 3.95 0.51 0.39 3.81 0.95 0.38 0.1 4.31 4.09 0.43 0.41 9.2 11.9 6.27 0.63 4.9 0.49 4.9 0.49 9.2 9.2 25 31.7 21 5.9 15.9 7.3 7 8.2 6.31 6.45 10.22 9.99 5.49 0.63 0.64 1.02 1 0.55 4.9 4.86 3.45 2.45 2.09 0.49 0.49 0.35 0.25 0.21 4.9 5.04 8.85 6.86 4.09 0.49 0.5 0.89 0.69 0.41 25 25 25 9.7 13.1 8.4 12.39 15.16 10.76 1.24 1.52 1.08 10.67 7.58 9.44 1.07 0.76 0.94 5.99 5.68 7.67 0.6 0.57 0.77 Adaptado: Johnson J, 1995. Los abonos orgánicos no solo aportan los macro nutrientes principales, el estiércol contribuye también con micronutrientes y otros elementos como calcio, azufre, etc. En el cuadro N° 10 se presenta el contenido de los mismos en distintos abonos. Cuadro N° 10 Contenido de Calcio, Magnesio, Azufre, Manganeso y Zinc en Distintos Abonos de Origen Animal. Ca (Kg/Ton) Mg(Kg/Ton) S(Kg/Ton) Mn(Kg/Ton) Zn(Kg/Ton) Parrilleros 18.614 3.632 5.448 0.227 0.227 Ponedoras 38.59 2.27 2.724 0.1816 0.1362 Cerdos 3.632 0.908 0.908 0.0454 0.0454 Caballos 7.08 2.81 0.73 0.04 0.005 Ca(Kg/4550 Mg(Kg/4550 S(Kg/4550 Mn(Kg/4550 Zn(Kg/4550 lts) lts) lts) lts) lts) 10.44 3.18 1.36 0.05 0.05 Vacunos Fuente Camberato et al, 1996. b) Edad del animal: Según Gomes (1978), citado por Remedi de Souza (1995), el estiércol de animales adultos es más rico en nutrientes que el de animales jóvenes, lo que estaría dado por su baja capacidad de asimilación en el proceso digestivo. Así mismo el estiércol de animales jóvenes es menos estable biológicamente que el de adultos. Por otra parte el tamaño del animal afecta la cantidad de estiércol que produce. Se estima que la cantidad de estiércol producida por un animal por día es equivalente al 8% de su peso. c) Alimentación de los animales. La dieta que se le suministra al ganado depende tanto del tipo de ganado como del destino del animal. La dieta no es igual para un animal destinado al engorde que para un animal que está en crecimiento para la reposición; esto hace que varíe tanto la cantidad de estiércol producido como el contenido en nitrógeno, fósforo y potasio (Iglesias, 1995). La digestibilidad, el contenido de fibras y de proteínas del alimento afectan la producción de estiércol del ganado. Es así, que en el caso del ganado alimentado con raciones altas en concentrado, éstos animales no producen tanto estiércol como cuando son alimentados con pasturas u otros alimentos ricos en fibras. Por otra parte el tipo de alimentación influye en el estado de las deyecciones, porque alimentos más líquidos producirán estiércoles más líquidos, a continuación se presenta el cuadro N° 11 que ejemplifica este concepto. Cuadro N° 11 Influencia de la alimentación en la composición de las deyecciones: caso del cerdo. Tipo de Tipo de alimentación deyección % MS Suero de leche de queso + Muy líquido harina de trigo 2 Litros/día en engorde Peso de la MS/cerdo/día En Kg 12 0.25 5 8 0.4 - Controladas 8 5 0.4 - No Controladas 3 13 0.39 6 a 10 _ _ Aguas Grasas + desechos de cocina Harinas con agua (Hierbas + desechos de cocina + Harina Fuente Mustin 1987. 2) Cantidad y Calidad de cama u otros materiales mezclados con el estiércol La presencia de los materiales utilizados como cama, le confieren al estiércol ciertas características en la capacidad de ser utilizado como fuente de nutrientes para las plantas. Entre ellas se destacan el hecho que generalmente son materiales que presentan una alta relación carbono – nitrógeno, y un bajo contenido de nutrientes, lo que determina que la capacidad de aportar nutrientes esté determinada por el porcentaje de cama que contenga el estiércol. A su vez estos materiales presentan la ventaja de mejorar la estructura del suelo por lo que se mejoran las propiedades físicas del suelo como la aeración, porosidad y capacidad de retención del agua, un bajo contenido de humedad que hace que este tipo de abono presente mayor contenido de materia seca que el estiércol puro. A continuación se presenta un cuadro con los materiales más utilizados como ‘’cama’’ en nuestro país y sus principales características ( cuadro N° 12). Cuadro N°12 Porcentaje de Nutrientes y Relación Carbono Nitrógeno de Distintos Materiales Utilizados como ‘’Cama´´. Tipo de Porcentaje de Porcentaje de Porcentaje de Relación Material N P2O5 K2O C/N 0.78 0.58 0.49 39/1 Paja de trigo 0.73 0.07 1.28 70/1 Aserrín 0.06 0.01 0.01 400/1 Cáscara de arroz Fuente: Perdomo 1998. A continuación se presenta el cuadro N°12 conteniendo valores de distintos estiércoles con cama. Cuadro N° 12 Gramos de Nutrientes por Kilogramo de Materia Fresca de Distintos Estiércoles con Cama. Tipo de Animal N H2PO4 K Caballo 6.0 2.3 5.5 Vaca 5.2 1.4 4.5 Cerdo 4.5 3.0 4.2 Oveja 7.2 3.0 8.2 Novillo 6.8 2.7 3.6 Gallina (sin cama) 9.8 7.4 4.6 Fuente Campelo et al, 1981. La principal diferencia que se encuentra entre los abonos de gallinas ponedoras y los de pollos parrilleros es que estos últimos al ser criados a piso incluyen lo que se denomina como ‘’cama´´, que consiste en materiales que se agregan para absorber los líquidos. El estiércol de gallina ponedora usualmente se encuentra libre de estos materiales porque la crianza de las gallinas se realiza en jaulas que se encuentran a una determinada altura del suelo. En el cuadro N° 14 se presenta el contenido de nutrientes en base seca y fresca del abono de gallina ponedora y la ‘’cama de pollo’’. Cuadro N°14 Contenido de Nutrientes en Base Fresca y Seca del Abono de Gallinas Ponedoras y Cama de Pollo. Porcentaje Tipo de de abono Porcentaje Porcentaje Porcentaje Kg/Ton Kg/Ton Kg/Ton de N de P2O5 de K2O de N 20 3.1 3 2 28 27 18 0 3.9 3.7 2.5 35 34 23 70 1.5 1.3 0.5 14 12 5 0 5 4.3 1.7 45 39 15 Humedad Cama de pollo de P2O5 de K2O Cama de pollo secada a estufa Gallina Ponedora Gallina ponedora secada a estufa Fuente: Mitchell, C., 1989. Como se observa en el cuadro N° 14 el contenido de humedad de la ‘’cama de pollo parrillero’’, es de 20%, siendo menor que el contenido de humedad del estiércol de ponedoras que es del orden del 70%. Para calcular las dosis de fertilización se debe utilizar el valor de base fresca. Si bien el abono de pollo parrillero contiene un alto contenido de nitrógeno en comparación a otros estiércoles, es posible que el nitrógeno esté ligado en la descomposición de la cama de los parrilleros por lo que los beneficios podrían ser incrementados mediante la fortificación del material con nitrógeno (Hittz, 1951, cit por Remedi M, 1995). 3) Temperatura y Contenido de Humedad. Contenido de Humedad. El contenido de humedad del estiércol es otro de los factores a tener en cuenta al momento de determinar la dosis de fertilización, por esto se presenta a continuación un cuadro donde se establece el promedio de nutrientes del abono de gallina ponedora en función del contenido de humedad Cuadro Promedio De Nutrientes En Función Del Contenido De Humedad Por Tonelada De Gallinaza De Ponedora Estado de la Gallinaza Humedad Nitrógeno P205 K 20 % Kg/Ton Kg/Ton Kg/Ton Húmeda, pegajosa 75 11 10 5 Húmeda, migajas 50 18 21 11 Migajas, sin polvo 25 27 30 16 Seca polvorosa 15 32 32 21 Completamente seca 0 36 41 25 Fuente: North M, 1986. 4) Almacenamiento y cuidado que el estiércol haya tenido antes de ser aplicado al suelo El almacenamiento juega un papel muy importante en la capacidad que tenga el estiércol de mantener los nutrientes que contiene. Los inconvenientes que presenta un mal almacenamiento, no son únicamente la pérdida de calidad del estiércol como fertilizante, sino que esta pérdida puede representar un problema para el medio ambiente, a causa de la contaminación del suelo y del agua. Entre los factores que afectan el almacenamiento se encuentran principalmente el sistema de crianza y el tipo de estiércol es decir si es líquido o sólido. A su vez el sistema de crianza afecta el tipo de estiércol, porque si se realiza la limpieza del local con agua, el estiércol será diluido por el agua y por lo tanto el estiércol se almacenará de forma líquida. A sí mismo si se utilizan grandes cantidades de cama el estiércol será sólido. Los distintos sistemas de almacenamiento presentan porcentajes de pérdidas distintos, a continuación se presenta el cuadro N° 15 de los distintos sistemas de almacenamiento y la pérdida de nitrógeno estimada de cada uno de ellos: Cuadro N°15 Pérdida de Nitrógeno Durante el Almacenamiento y el Manejo. Sistema Porcentaje de Pérdida de Nitrógeno Sólido Recolección y aplicación diaria 15-35 Apilada 20-40 Apilada al aire libre 40-60 Fosa (en aves) 15-35 Liquido Tanques de almacenamiento debajo del suelo Tanques de almacenamiento encima del suelo 15-30 10-30 Almacenaje en el suelo 20-40 Lagunas anaeróbicas 70-80 Pérdidas típicas del almacenamiento y el manejo entre la excreción y la aplicación a la tierra. Los valores son ajustados por dilución. Estos valores deben ser sumados a aquellos que ocurren durante la aplicación Fuente Jonson J,1995. El estiércol, según Iglesias (1995), puede sufrir 3 tipos de pérdidas principales durante su almacenamiento: a. Pérdidas gaseosas: En el estiércol se encuentran elementos como el amonio, que puede volatilizarse principalmente cuando existen altas temperaturas, y que si no se almacena de una forma adecuada es una causa importante de pérdida de nutrientes. Estas pérdidas pueden ser de un 10% del nitrógeno. b. Pérdidas por lavado: El estiércol suele almacenarse al aire libre y por lo tanto, al llover, el agua puede arrastrar los componentes nutritivos. Por esta vía se puede perder un 20% del nitrógeno, un 5% del fósforo y más del 35% del potasio. c. Pérdidas por filtración: Estas pérdidas se producen cuando los líquidos del interior de la pila de estiércol pasan al suelo. Por este motivo se recomienda que el estiércol, siempre que el sistema de crianza y el tipo de estiércol lo permitan, se almacene sobre una superficie de hormigón, que se compacte y que se cubra para evitar el lavado por la lluvia. Acumularlo sobre una superficie de hormigón impide que se produzca la pérdida de nutrientes por filtración. Al compactarlo se hace más difícil la entrada de oxígeno y por lo tanto más lentos los procesos exotérmicos de oxidación no habiendo así una pérdida tan grande de materia orgánica por combustión. El agua gracias a su elevado calor específico impide los fuertes aumentos de temperatura y evita la disociación del amonio y gas carbónico contribuyendo para su retención (Malavolta, 1976, cit por Campelo et al, 1981). Evitando que el estiércol esté expuesto al agua de lluvia se reducen las pérdidas por lavado, además de esto el estiércol expuesto a la lluvia se torna pegajoso lo que dificulta su posterior aplicación y distribución uniforme. Para conservar el nitrógeno, reducir el olor a amonio y la pérdida de nitrógeno asociada, se recomienda aplicar superfosfato en la tasa de 100 libras (aproximadamente 46 Kgs) por tonelada de estiércol en el criadero. El fosfato forma con el amonio fosfato de amonio aumentando el valor como fertilizante del estiércol(Mitchell, C., 1989.). El agregado de cal mejora la conservación de la cama de pollo y reduce el problema de las moscas, aunque se aumenten las pérdidas de nitrógeno como amoniaco. No se debe usar cuando los valores de amoniaco son muy altos. La dosis recomendada es de 50 libras (23 Kgs) por 1000 pies cuadrados (aproximadamente 93 m2) de piso de gallinero(Mitchell, C., 1989.). 5) Forma en que es Aplicado el Estiércol La forma en que se aplica el estiércol es otro de los factores que determina la eficiencia de éste, como fuente de nutrientes para las plantas. Se debe tener en cuenta al momento de la aplicación: el nivel de fertilidad del suelo, el contenido de nutrientes y la forma en que se encuentran en el estiércol, las necesidades del cultivo, el tipo de terreno, la pendiente, el escurrimiento superficial y la percolación de nutrientes hacia el agua subterránea, que puedan causar daños al medio ambiente. La mayoría de las pérdidas ocurren dentro de las primeras 24hrs después de la aplicación. El estiércol debe ser incorporado lo antes posible después de la aplicación. Es importante hacer la incorporación o enterrado para disminuir las pérdidas de nitrógeno y evitar así una oxidación destructiva de la materia orgánica. En un ensayo realizado en Dinamarca, al retrasarse la incorporación en apenas un día, hubo una pérdida del 30% en su eficacia (Malavolta E. 1976, cit por Campelo et al 1981) Incorporar o inyectar el estiércol dentro del suelo minimiza los olores y la pérdida de nutrientes hacia el aire o por escurrimiento superficial (Johnson, J. 1995). Existen actualmente estercoléras que realizan el trabajo de inyectar el estiércol líquido al suelo o de esparcirlo en la superficie. Uno de los principales problemas que presenta la refertilización, especialmente en pasturas, es que al no poder ser enterrado el estiércol existen importantes pérdidas de nitrógeno como amoniaco hacia la atmósfera (Mitchell,C, et al 1989.). Otro problema que se presenta si no es incorporado el estiércol es el lavado de nutrientes hacia aguas superficiales. La contaminación de fuentes de agua es más probable cuando el estiércol se aplica: en terrenos con pendiente fuerte, cercanos a cursos de agua, suelos saturados o compactados, si la aplicación se realiza en meses en que las precipitaciones superan a la evapotranspiración, suelos que presenten una baja tasa de infiltración o una baja capacidad de retención de agua. Como forma de evitar el lavado superficial se cita: inyectar o incorporar el estiércol, la existencia de una superficie rugosa o cubierta que detenga el escurrimiento, el contenido de nutrientes ya que ciertos nutrientes tienden a lavarse más si el contenido de nutrientes es alto y un buen drenaje subsuperficial y superficial (Jonson, J, 1995). 6) Forma en que se encuentran los nutrientes. Existen diferencias en la forma en que son eliminados los nutrientes. El nitrógeno en las aves de corral se elimina en más de la mitad como ácido úrico y otro 5-10% como amonio (Campelo M, et al, 1981). Entre el 25 y el 30% del total del nitrógeno en la cama de pollo parrillero se encuentra bajo forma de urea o amonio. Estando disponible para las plantas de igual forma que un fertilizante comercial de amonio o urea (Mitchell,C, et al 1989) En el caso del ganado vacuno, en la fracción líquida la mayor parte del nitrógeno se encuentra bajo forma de urea, aunque también se encuentra en pequeñas cantidades bajo forma de ácido úrico. En la fracción sólida los compuestos nitrogenados son principalmente proteínas de los alimentos originales, algo de urea y algo de tejidos de la flora intestinal( Núñez y Laird 1966, cit por Remedi de Souza 1995). El aprovechamiento del nitrógeno que contiene el abono es muy difícil de predecir. Está en función de lo que el abono libera y de las pérdidas que se producen en el suelo. El nitrógeno se encuentra en el estiércol de 3 maneras principales: nitrógeno orgánico, amonio o amoníaco y nitrato. La cantidad de cada una de estas formas es muy difícil de predecir porque depende de los mismos factores ambientales que el contenido de nutrientes. Las 3 formas son de distinto aprovechamiento por las plantas y se pierden del suelo de distinta forma. El nitrógeno orgánico es el más abundante de las 3 formas en que se encuentra el nitrógeno. No es aprovechado por el cultivo hasta que pasa a amonio. La velocidad y la duración de este pasaje dependen del: tipo de abono, tipo de suelo, humedad y temperatura del suelo y de cuanto se haya entreverado el suelo con el abono. Se estima que el aprovechamiento del nitrógeno orgánico en la primera estación de cultivo es de un rango del 30 a 80%. Se asume un valor del 50% como porcentaje más común de nitrógeno orgánico aprovechado en la primera estación de cultivo. Aunque al ser la tasa de descomposición afectada por muchos factores, la tasa de descomposición puede ser mayor o menor que este valor. El nitrógeno orgánico se pierde únicamente del suelo por erosión (Camberato, et al, 1996). Existen cantidades importantes de amonio / amoniaco en muchos estiércoles. El amoníaco (NH3+) es un gas y el amonio (NH4+), es una partícula con carga, disuelta en el agua del suelo. El pasaje de amoníaco a amonio y viceversa se produce rápidamente dependiendo del pH de la solución del suelo. Al aumentar el pH aumenta el porcentaje de amoníaco y disminuye el de amonio. Muchos cultivos pueden utilizar amonio pero no pueden utilizar amoníaco. El amoníaco se pierde del suelo hacia la atmósfera. Más del 15% del amoníaco de un estiércol aplicado en superficie, se puede perder por día en condiciones de humedad, calor y con brisa en un suelo arenoso con un pH alto. La pérdida de amonio por lavado hacia las capas inferiores son mínimas(Camberato, et al, 1996). Cuando el estiércol presenta un olor fuerte a amoníaco o es aplicado en superficie y no es incorporado en el suelo, una importante cantidad de nitrógeno es perdida. Más del 75% del amonio (Un 22% del nitrógeno total), puede ser perdido en siete días si el tiempo es seco y caluroso y el estiércol no es incorporado (Mitchell,C, et al 1989) En el caso del fósforo y el potasio que contiene el estiércol, se estima que más del 75% del total es aprovechable en la primera estación de crecimiento del cultivo. Una ventaja que presenta el estiércol de aves con respecto al de vacunos es la de no presentar semillas de malezas (Filgueira, F,A ,1972, cit por Campelo et al 1981). 2.4.2.3.4 Valor Residual del estiércol. La presencia de nitrógeno orgánico le brinda al estiércol un valor residual como fuente de nutrientes. Este valor varía según distintos factores pero generalmente en el primer año está disponible el 50% del nitrógeno orgánico, produciéndose posteriormente una mineralización anual cercana al 5%. En el cuadro N°16 se expresa el porcentaje de nitrógeno residual en los años siguientes a la aplicación. Cuadro N°16 Nitrógeno Residual Disponible en los Años Posteriores a la Aplicación Años Después Porcentaje de Nitrógeno de la Aplicación Residual Disponible 1 5.0 2 4.7 3 4.5 4 4.3 5 4.1 6 3.9 7 3.7 8 3.6 9 3.4 10 3.2 Fuente Johnson, J, 1995 Estos valores, es importante tenerlos en cuenta al momento de calcular los requerimientos de los cultivos que se realizan en años sucesivos. En el caso del fósforo y el potasio la disponibilidad de estos nutrientes es prácticamente total al primer año del cultivo por lo que deben realizarse análisis de suelo, al igual que para el nitrógeno, para determinar el nivel que existe en el suelo de dichos nutrientes. 3. MATERIALES Y MÉTODOS A través del uso de herramientas experimentales y de la revisión bibliográfica se trazó como objetivo general la evaluación del uso de los biofertilizantes como fuente alternativa de nutrientes para los cultivos. Se partió de la hipótesis de que los biofertilizantes pueden ser una fuente alternativa de nutrientes para los cultivos hortícolas. Y de que existen diferencias en la concentración de nitrato en hoja producida por los biofertilizantes y por la urea. 3.1. LOCALIZACIÓN El ensayo se realizó en el Centro Regional Sur (CRS) de la Facultad de Agronomía , que se encuentra ubicado en el camino al Rincón del Gigante, en la localidad de Progreso (Latitud 34.35 Sur, Longitud 56.15 Oeste), al Suroeste del Departamento de Canelones, Uruguay. 3.2. DATOS CLIMÁTICOS Los valores promedios de Temperatura media, máxima y mínima ocurridos durante el período comprendido entre la fecha de transplante (17/9) y la cosecha (3/11) en la Estación INIA Las Brujas se presentan en el cuadro N° 17: Cuadro N°17 Valores Promedio de Temperatura Media, Máxima y Mínima Diaria Durante el Período Transplante – Cosecha. T° Media T° Máxima T° Mínima Diaria Diaria Diaria Promedio Promedio Promedio Período °C °C °C 17/9 al 4/10 15,9 21,1 11,7 5/10 al 11/10 15,9 20,0 11,6 12/10 al 18/10 17,3 22,1 13,4 19/10 al 29/10 18,6 23,7 14,8 Fuente INIA Las Brujas. Durante el período en que se realizó el ensayo a campo, se registraron en el INIA las Brujas los siguientes valores de ETP y Precipitaciones acumuladas. Estos valores corresponden al total de milímetros de agua evapotranspirados (estimados por el método Pennman) y precipitados, durante el período de tiempo comprendido entre el día 17 de septiembre y el día 29 de noviembre. También se presentan a continuación los promedios de los valores diarios de Humedad relativa y heliofanía relativa u horas de sol ocurridos durante el período de tiempo que el ensayo permaneció en el campo. Cuadro N° 18 Milímetros Acumulados de ETP( Método Pennman) y Precipitación, Promedio de Humedad Relativa (%) y Heliofanía Relativa (Hrs/día) Durante los Períodos de Muestreo. Promedio Promedio de de Humedad Heliofanía ETP Relativa Relativa PENMAN Período PP (mm) (%) (Hrs/día) (mm) 5/9 al 16/9 39,2 81,9 7,0 21,7 17/9 al 4/10 32,2 88,1 5,2 39,70 5/10 al 11/10 42,1 90,13 4,29 15,10 12/10 al 18/10 28,4 92,16 3,91 15,20 19/10 al 29/10 156,8 88,85 5,18 27,10 Fuente INIA Las Brujas. 3.3. HISTORIA DEL MANEJO DEL SUELO El cultivo fue instalado en un cuadro perteneciente al área de horticultura del CRS. El suelo donde se realizó el ensayo se clasifica como un Brunosol Subéutrico, de textura Franco – Limosa. La pendiente promedio que presenta el terreno es del 1%. A continuación se presenta el análisis de suelo realizado en la Dirección de Suelos y Aguas del MGAP, correspondiente al área donde se realizó el ensayo. Cuadro N°19 Análisis de Suelo Ph en Agua Ph en KCL MO (%) P* K** Ca** Mg** Na** 6 4,7 3,3 17 0,6 0,48 11,1 4,7 *Partes por millón **Miliequivalentes cada 100 gramos de suelo. Dicha área anteriormente estaba ocupada por una pradera vieja que fue laboreada para realizar el ensayo. El laboreo de la tierra consistió en: una pasada de arado de rejas, una pasada de excéntrica aradora, rastra y se realizaron los canteros con una encanteradora de discos. 3.4. DISEÑO DE LA INVESTIGACIÓN El diseño estadístico empleado fue el de Bloques Completos al Azar, con 3 repeticiones. Cada bloque contiene los 10 tratamientos. Los bloques se ubicaron a lo largo de los canteros, en sentido oeste-este. Cada tratamiento ocupó una superficie de 1 metro de ancho por 8 metros de largo, dejándose una separación entre tratamientos de 1 metro dentro de cada cantero. A su vez para evitar el efecto borde se dejaron dos canteros en los extremos del ensayo, con lechugas pero que no fueron incluidos en el mismo. Por lo que cada cantero contenía 3 tratamientos. Bloque 3 T4 T8 T5 T3 T2 T6 T7 T1 T10 T9 Bloque 2 T4 T7 T2 T6 T8 T1 T10 T5 T3 T9 Bloque 1 T8 T6 T5 T10 T4 T1 T9 T3 T7 T2 N S 3.5 TRATAMIENTOS Los tratamientos a evaluar en el ensayo consistieron en: 5 biofertilizantes caseros, 2 biofertilizantes comerciales, 100% de estiércol, 100% de urea y una combinación de estiércol y urea. En el caso de los biofertilizantes líquidos caseros y comerciales se realizó una fertilización de base previa al transplante con cama de pollo a razón de 1 kilogramo de cama de pollo por metro lineal de cantero, al ser la distancia entre canteros de 1,2 metros, se aplicó una dosis equivalente a 8000 Kg/Há. La materia seca del estiércol utilizado fue del 55%, por tanto se empleó una dosis equivalente de 4.400 Kg. de materia seca por hectárea. En el siguiente cuadro se presentan las características del estiércol de ave. Cuadro N° 20 Caracterización de la Cama de Pollo Cama de pollo Disponibilidad Humedad (%) Materia seca Dosis de cama MS de cama (%) (Kg/Há) (Kg/Há) Kg de Nitrógeno por Hectárea de N para el cultivo en Función del Coeficiente isohúmico 45% 55% 8000 4400 120 60 45% 55% 16000 8800 240 120 El criterio para determinar la dosis de cama de pollo utilizada en estos tratamientos fue el de cubrir los requerimientos de nitrógeno de la lechuga que según Maroto son de 120 Kg/há. Se asumió que la cama de pollo tenía un porcentaje de nitrógeno en base fresca de 1,5%. Por lo que la cama de pollo utilizada brindaría una dosis del orden de 120 kg de nitrógeno por hectárea. Asumiendo un coeficiente isohúmico del 50%, la cama de pollo en realidad estaría aportando para el cultivo 60 kg de nitrógeno por hectárea. De este modo se aplicó la mitad del nitrógeno requerido por el cultivo bajo forma de cama de pollo y la otra mitad se fraccionó en tres aplicaciones siguiendo, el modelo teórico de crecimiento de la lechuga. Las aplicaciones de los biofertilizantes se hicieron en la entrelínea de las lechugas, evitando que los preparados toquen las plantas. Para el tratamiento que consiste en la combinación de urea y estiércol, el criterio fue el mismo que en el caso anterior, aplicándose la mitad del nitrógeno requerido por la lechuga previo al transplante como cama de pollo y fraccionando el resto del nitrógeno en tres aplicaciones iguales de urea. Para el tratamiento que consistió en cubrir el 100% de los requerimientos de nitrógeno de la lechuga con cama de pollo, la fertilización se realizó previo al transplante y no se realizó ningún aporte de nutrientes posterior. La dosis aplicada fue de exactamente el doble, que en el caso de los tratamientos de biofertilizantes y urea y estiércol aplicándose 2 Kg. por metro lineal de cantero, equivalente a 16000 kg/ha. En el tratamiento que consistió en cubrir los requerimientos de nitrógeno de la lechuga con urea no se realizó un abonado de base con cama de pollo, sino que se aportó todo el nitrógeno bajo forma de urea post transplante dividido en tres aplicaciones iguales. De esta manera los diez tratamientos evaluados se presentan a continuación: a. T1: Supermagro de BENTANCOUR b. T2: Bostol de BENTANCOUR c. T3: Supermagro de MONTEGHIRFO d. T4: Bostol de MONTEGHIRFO + 1Kg. ESTIÉRCOL/ e. T5: Supermagro PETIRROJO METRO LINEAL f. T6: Aminón g. T7: Fertiter h. T8: Urea i. T9: Urea 100% j. T10: Estiércol (2Kg. / metro líneal) 3.5.1 DESCRIPCIÓN DE LOS TRATAMIENTOS. Tratamiento 1 El tratamiento 1 corresponde a un biofertilizante elaborado por el señor productor Daniel Bentancur, más una aplicación de cama de pollo de 8000 Kg./há.. Para elaborar el biofertilizante el productor utiliza una tarrina de plástico con capacidad de 200 litros. Los ingredientes y el orden en el que se agrega cada uno son los siguientes: Cuadro 21 Biofertilizante Artesanal tipo Supermagro del productor Bentancur Ingredientes Primera Semana Ingrediente Unidad Cantidad Abono Fresco de Vaca Kg. 50 Melaza Kg. 10 Carbonato de Calcio Grs. 200 Agua Lts. 120 – 140 Segunda Semana Ingrediente Unidad Cantidad Melaza Kg. 5 Sulfato de Potasio Kg. 1 Ácido Bórico Grs. 100 Sulfato de Magnesio Grs. 100 Microelementos (Fertilizante combinado) Grs. 500 Tercera Semana Ingrediente Unidad Cantidad Sulfato de Potasio Kg. 1 Sulfato de Zinc Grs. 100 Microelementos (Fertilizante combinado) Grs. 250 Tratamiento 2 El tratamiento 2 (T2), corresponde a otro biofertilizante elaborado por el productor Daniel Bentancur, más una aplicación de 8000 Kg./há de cama de pollo. La elaboración de este biofertilizante es similar al anterior, con la diferencia que en este biofertilizante el productor no utiliza ácido bórico ni sulfato de potasio, agregándole más melaza. A continuación se presenta la forma y los ingredientes utilizados para la elaboración de este biofertilizante: Cuadro N° 22 Biofertilizante Artesanal tipo Bostol del productor Bentancur Ingredientes Primera Semana Ingrediente Unidad Cantidad Abono Fresco de Vaca Kg. 50 Melaza Kg. 15 - 20 Carbonato de Calcio Grs. 200 Agua Lts. 120 - 140 Segunda Semana Ingrediente Unidad Cantidad Melaza Kg. 10 Sulfato de Magnesio Grs. 100 Microelementos (Fetrilon combi) Grs. 500 Tercera Semana Ingrediente Unidad Cantidad Sulfato de Zinc Grs. 100 Microelementos (Fetrilon combi) Grs. 250 Tratamiento 3 El tratamiento 3 correspondiente a uno de los biofertilizantes del señor Montegirfo, consiste en 1kg de cama de pollo por metro lineal equivalente a una dosis de 8000kg/há., como abono de base y 3 aplicaciones de biofertilizante elaborado a partir de: Cuadro N° 23 Biofertilizante Artesanal Tipo Supermagro del productor Monteghirfo Ingredientes Unidades Cantidades Estiércol vaca lechera Litros 20 Sangre Litros 5 Leche Litros 2 Azúcar Kilogramos 1 Sulfato de Potasio Kilogramos 1 Dolomita Kilogramos 1 Bórax Kilogramos 0,2 Agua Litros 150 a 170 Tratamiento 4 El tratamiento 4 correspondiente a 8000 kg de cama de pollo por hectárea y otro biofertilizante del señor Monteghirfo que se elaborado a partir de: Cuadro N° 24 Biofertilizante Artesanal Tipo Bostol del productor Monteghirfo Ingredientes Unidades Cantidades Abono Fresco de Gallina Kilogramos 20 Leche Litros 10 Azúcar Kilogramos 1 Agua Litros 150 a 170 Tratamiento 5 El tratamiento 5 corresponde a 8000 kg/há de cama de pollo y un biofertilizante tipo supermagro, elaborado en la chacra ecológica Petirrojo por el señor Carlos Repetto. La receta con la que se preparó el biofertilizante es la misma receta que se presentó en el ítem supermagro. Tratamiento 6 El tratamiento 6 corresponde al fertilizante Aminon -Solo. Como en los otros biofertilizantes se aplicó cama de pollo a razón de 1 kg/metro lineal, equivalente a una dosis de 8000 Kg./há. El criterio para determinar la dosis de biofertilizante fue según la recomendación especificada en el envase, que en el caso de cultivos hortícolas es 3 aplicaciones de 5 militros de Aminon - Solo por planta. La distancia entre plantas era de 0,25 metros a hilera doble, lo que da un número de 16 plantas por parcela de 8 metros. Éste número de plantas al ser multiplicado por la dosis por planta determinó que se realizaran 3 aplicaciones de 80 mililitros cada 8 metros de tratamiento. Tratamiento 7 El tratamiento 7 corresponde al fertilizante Fertiter. Se incorporó igual dosis de cama de pollo y se realizaron tres aplicaciones de 26 ml de Fertiter cada 8 m. El criterio para determinar la dosis de biofertilizante fue según la recomendación especificada en el envase. Tratamiento 8 El tratamiento 8 corresponde a la combinación de estiércol y urea como fuente de nitrógeno para el cultivo de lechuga. Se aplicó una dosis de 120 kg de nitrógeno por hectárea, que se realizó de la siguiente manera: Se incorporó previo al transplante una cantidad equivalente a 8000kg/há de cama de pollo por hectárea, que corresponde a la mitad de los requerimientos de nitrógeno de la lechuga y el resto se dividió en tres aplicaciones de 35 gramos de urea, diluidos en 8 litros de agua cada 8 m2 de tratamiento, equivalentes a 20 kg de nitrógeno como urea por hectárea cada una. La dilución se aplicó en la entre línea, sin tocar las plantas para evitar problemas de fitotoxicidad. Tratamiento 9 El tratamiento 9 consistió en cubrir los requerimientos de nitrógeno de la lechuga únicamente con urea. La cantidad de nitrógeno requerida por la lechuga se cubrió con tres aplicaciones iguales de 52 gramos de urea diluidos en 8 litros de agua cada 8 m2, equivalentes a 30 kg de nitrógeno como urea por hectárea cada una. La dilución se aplicó en la entrelínea, sin tocar las plantas para evitar problemas de fitotoxicidad. Se aplicó una dosis total durante el ciclo de 90 kilogramos de nitrógeno como urea por hectárea. Tratamiento 10 El tratamiento 10 consistió en cubrir los requerimientos de nitrógeno del cultivo de lechuga únicamente con cama de pollo. La dosis que se utilizó fue de 2 kilogramos de cama de pollo por metro cuadrado, equivalente a 16000 kilogramos de cama por hectárea. Según los cálculos esta dosis de cama aporta 120 kg de nitrógeno por hectárea. La misma se realizó antes del transplante incorporando el abono al suelo. 3.6 MANEJO DEL CULTIVO El cultivo se desarrolló bajo el modo de almácigo-transplante. La siembra en bandeja de espuma plast se realizó el día 13 de agosto de 2001, en el invernáculo del CRS. La emergencia del cultivo se produjo el día 17 del mismo mes, y se realizó la colocación de una malla blanca para evitar daños producidos por pájaros. El marcado de las parcelas se realizó el 5 de septiembre y ese mismo día se procedió a la aplicación del estiércol en las parcelas que correspondían; es decir, en todas excepto en la de urea 100% (T9). Cuadro N° 25 Aplicación de Estiércol Tratamiento Fecha Dosis por Tratamiento T1 a T5 5/9 1 kg de cama de pollo por m2 T6 5/9 1 kg de cama de pollo por m2 T7 5/9 1 kg de cama de pollo por m2 T8 5/9 1 kg de cama de pollo por m2 T9 5/9 T10 5/9 2 kg de cama de pollo por m2 La cantidad de estiércol de cama de pollo incorporada a los primeros ocho tratamientos fue de 1 Kg. (kilogramo) por metro lineal de cantero equivalente a 8000 kg/ha de estiércol fresco. A lo largo del ciclo de cultivo a la parcela correspondiente al Estiércol 100%; T10, sólo se le realizó una aplicación de base de estiércol antes del trasplante, siendo ésta la única fuente de nutrientes en todo el ciclo. Mientras, a las primeras ocho parcelas; de T1 a T8, se les incorporó antes del transplante estiércol y luego, cuando el cultivo ya estuvo instalado, le fueron aplicadas tres dosis de biofertilizantes y urea respectivamente. El trasplante del cultivo de lechuga se llevó a cabo el día 17 de septiembre. El mismo se realizó en 10 canteros de 1 metro de ancho por 30 metros de largo. El marco de plantación utilizado fue de dos líneas al trebolillo de plantas por cantero, con una distancia entre plantas de 0,25 metros y una distancia entre el centro de un cantero y el otro de 1,2 metros. Esto determinó una densidad de 66667 plantas por hectárea. El mismo día se instalaron las cintas de riego, aplicándose una lámina de riego de 5 mm (milímetros). El caudal de los goteros utilizados era de 1,5 Lt / hora. (litros por hora) El día 26 de septiembre se procedió a carpir el cultivo seguido por la incorporación de Mulch de paja. Al tratamiento Urea 100%; T9, se le aplicó la urea fraccionada en tres dosis pos transplante. Las fechas en las que se realizaron las aplicaciones y las distintas dosis por tratamiento se presentan a continuación: 5 de octubre, el 12 de octubre y el 22 de octubre. Primera Fecha de Aplicación Tratamiento Fecha Dosis por Tratamiento T1 a T5 5/10 2 litros cada 8 m T6 5/10 80 ml cada 8 m T7 5/10 26 ml cada 8 m T8 5/10 35 gramos cada 8 m T9 5/10 52 gramos cada 8 m T10 La cantidad de biofertilizantes aplicada en la primera fecha correspondió a 2 lts. de biofertilizante cada 8 metros (tratamientos T1 a T5). En el caso del aminón; T6, se aplicaron 80 ml de aminon diluidos en 16 lts. de agua cada 8 m2. Para el tratamiento siete; T7, correspondiente al Fertiter la dosis utilizada fue de 26 ml de fertiter diluidos en 8 lts. de agua cada 8 m2. En el caso del tratamiento ocho; T8, se aplicaron 35 gramos cada 8 m2 diluidos en 8 litros de agua. Y en el tratamiento nueve; T9, se aplicaron 52 gramos cada 8 m2 diluidos en 8 litros de agua. Segunda Fecha de Aplicación Tratamientos Fecha Dosis por Tratamiento T1 a T5 12/10 3 litros cada 8 m T6 12/10 80 ml cada 8 m T7 12/10 26 ml cada 8 m T8 12/10 35 gramos cada 8 m T9 12/10 52 gramos cada 8 m T10 En la segunda fecha la cantidad de biofertilizante casero aplicada( T1 a T5) se incrementó en un 50% con respecto a la fecha anterior, correspondiendo a una dosis de 3 litros cada 8 metros. En el caso de los restantes tratamientos; T6, T7, T8 y T9, se aplicó igual dosis que en la fecha anterior. Tercera Fecha de Aplicación Tratamientos Fecha Dosis por Tratamiento T1 29/10 T2 a T5 29/10 4 litros cada 8 metros T6 29/10 80 ml cada 8 m T7 29/10 26 ml cada 8 m T8 29/10 35 gramos cada 8 m T9 29/10 52 gramos cada 8 m T10 29/10 En esta última fecha el tratamiento uno; T1, no recibió una tercera aplicación por razones que escaparon a la voluntad del cuerpo investigador. Para los demás tratamientos de biofertilizantes caseros (T2 a T5), se duplicó la dosis de la fecha anterior aplicándose 4 litros cada 8 metros de tratamiento. En el caso de los tratamientos T6, T7, T8 y T9 se aplicaron las mismas dosis que en las dos fechas anteriores. A continuación se presenta el cuadro N° 26 donde se muestra el volumen a aplicar por hectárea de cada tratamiento. Cuadro N° 26 Volumen a aplicar por hectárea de cada tratamiento. Biofertilizante Tratamiento Liquido (Lts/há) Estiércol Urea (Kg./há) (Kg./há) T1 11250 8000 T2 11250 8000 T3 11250 8000 T4 11250 8000 T5 11250 8000 T6 300 8000 T7 97.5 8000 T8 8000 T9 T10 131.25 195 16000 3.7 EXTRACCIÓN DE MUESTRAS 3.7.1. MUESTREO DE PLANTAS Se realizaron cinco extracciones de muestras de plantas de lechuga, las primeras cuatro extracciones se utilizaron para evaluar: Crecimiento y Desarrollo; y la última para evaluar Rendimiento comercial. 3.7.1.1.CRECIMIENTO Y DESARROLLO El crecimiento se midió a través de las siguientes variables: Peso Fresco Aéreo (PFA) Peso Fresco Radicular (PFR). Peso Seco Aéreo (PSA) Peso Seco Radicular (PSR) Tasa de Crecimiento. (TC) Esta medida surge de dividir: la diferencia de peso entre dos muestreos sucesivos entre la cantidad de días transcurridos entre dichos muestreos. Siendo: PFA0: el peso fresco aéreo de la muestra en el tiempo cero. PFA1: el peso fresco aéreo de la muestra en el tiempo uno. T1-T0: la cantidad de días transcurridos entre la fecha de muestreo anterior T0, y la fecha de muestreo sucesiva T1. La formula de cálculo utilizada sería: TC = (PFA1 - PFA0) / (T1-T0) Para evaluar Desarrollo se utilizó como variable: Número de hojas (N° H) Para cuantificar estas variables se realizaron cuatro extracciones de muestras como lo indica el cuadro N° 27, en las siguientes fechas: Cuadro N° 27 Fechas de Muestreo. Fecha Muestra 5/10 4 plantas/parcela 12/10 4 plantas/parcela 19/10 4 plantas/parcela 29/10 4 plantas/parcela La primera muestra se tomó previo al inicio de la aplicación de los tratamientos. Luego, previo a cada aplicación de tratamiento se efectuó un muestreo de plantas, para después sí proceder a la aplicación. Se tomaron en cada fecha de muestreo cuatro lechugas por parcela, por lo que se obtuvieron 30 muestras de cuatro plantas cada una por fecha de muestreo. Las muestras fueron llevadas al laboratorio del CRS y se evaluó: Número de Hojas, Peso Fresco Aéreo y Peso Fresco Radicular. Después, las plantas fueron secadas en estufa por 48 horas a 65°C. y se determinó: Peso Seco Aéreo y Peso Seco Radicular. Posteriormente las muestras fueron molidas y guardadas para determinar el contenido en planta de: nitrato, nitrógeno total, fósforo, potasio y calcio. 3.7.1.2.RENDIMIENTO FINAL. El rendimiento final se evaluó al momento de la cosecha, el día 3 de noviembre de 2001. Se extrajo una muestra de 8 plantas por parcela y se midió el Peso Fresco de cada lechuga de la muestra como indicador de Rendimiento Final. 3.7.2.MUESTREO DE SUELOS El muestreo de suelos se realizó para evaluar el contenido de nitrato en suelo. Para obtener las muestras se realizaron varias extracciones de suelo con un taladro dentro de cada parcela, se mezclaron en una bolsa de nylon y de la mezcla se obtuvo la muestra final por parcela. De este modo se obtuvieron las 30 muestras de suelo en cada fecha de muestreo. Las fechas en las que se realizaron los muestreos de suelo fueron las mismas en que se realizó el muestreo de plantas y con las mismas características, es decir previo a la aplicación de los distintos tratamientos. Únicamente se evaluó el contenido de nitrato en laboratorio en la última fecha de muestreo. 3.7.3.ANÁLISIS DE LABORATORIO Los análisis que se realizaron en el laboratorio fueron: análisis de los biofertilizantes, análisis de suelo y análisis foliar. 3.7.3.1.ANÁLISIS DE LOS BIOFERTILIZANTES. El análisis de los biofertilizantes fue realizado por el Laboratorio de Suelos y Aguas del MGAP. Las variables que se analizaron fueron: N-N03- en mg/L. N orgánico y amoniacal en g/L. Contenido de nutrientes (P, K, Ca, Mg, Fe, Mn, Cu, Zn, Na) en mg/L. Ph Conductividad eléctrica medida en ms/cm a) Determinación de Nitrato. Para realizar la determinación de Nitrato se utilizó el Método Electrométrico. Este método consiste en diluir la muestra, tomar 30 mililitros y agregar 20 mililitros de solución buffer (sulfato de aluminio + ácido bórico + sulfato de plata + ácidosulfámico). Se lee en medidor de iones con electrodo específico para nitrato. Se contrastan las lecturas con una curva preparada con soluciones de nitrato de potasio. b) Determinación de Nitrógeno Orgánico y Amoniacal Para determinar el nitrógeno orgánico y amoniacal se utilizó el método Kjeldhal. Este método consiste en: tomar una alícuota de muestra, agregar una tableta de 3,5 gramos de sulfato de potasio, 0,5 gramos de sulfato de cobre y 15 mililitros de ácido sulfúrico concentrado. Se digiere por dos horas en digestor. Una vez fría la digestión se destila con soda al 50%, se recoge el destilado en ácido bórico al 2% y se valora con ácido clorhídrico. c) Determinación de Fósforo Total Para determinar fósforo total se utilizó el método colorimétrico. Se calcina a 500°C una alícuota de la muestra filtrada, se disuelven las cenizas en solución de ácido clorhídrico. Se toman 2 mililitros de la solución y se agregan 10 mililitros de mezcla de molibdato de amonio y ácido ascórbico. Después de una hora se lee en espectrofotómetro a 720 nanómetros. d) Determinación de Sodio y Potasio. Se hacen diluciones de la muestra y se leen en espectrofotometría de emisión de llama. e) Determinación de Calcio, Magnesio, Hierro, Manganeso, Cobre y Zinc. Se hacen diluciones de la muestra y se leen en absorción atómica. f) Medición de pH La medición de pH se realizó con medidor de pH con electrodo combinado. g) Conductividad Eléctrica La conductividad eléctrica fue medida con un conductímetro por el método electrométrico. 3.7.3.2.ANÁLISIS DE SUELO Las muestras de suelo se analizaron para determinar el contenido de nitrato. La variable analizada fue: Contenido de Nitrato en ppm. Las muestras fueron llevadas al Laboratorio de Suelos y Aguas del MGAP, molidas y se utilizó el Método Electrométrico para cuantificar el contenido de nitrato. Este método consiste en pesar 20 gramos de suelo, agregar una pizca de sulfato de calcio y 100 mililitros de agua destilada, se agita durante 15 minutos en agitador mecánico y se filtra. Se lee en medidor de iones. 3.7.3.3.ANÁLISIS DE HOJA. Las muestras de hojas fueron utilizadas para evaluar las siguientes variables: N-N03- en ppm. Porcentaje de N orgánico y amoniacal. Porcentaje de Fósforo, Potasio, Magnesio y Calcio. Contenido de Hierro, Cobre, Zinc, Manganeso y Boro en ppm. Para determinar nitrógeno orgánico y amoniacal, porcentaje de (P, K, Mg y Ca) y contenido de (Fe, Cu, Zn, Mn y B) en ppm, se emplearon las mismas técnicas que se utilizaron para análizar los biofertilizantes. En el caso de contenido de nitrato en planta se utilizó una técnica distinta que se describe a continuación. a) Determinación de Nitrato en Planta. La determinación del contenido de nitrato en planta fue realizada en el Laboratorio de Bioquímica de la Facultad de Agronomía por el cuerpo investigador de la tesis. Se utilizaron únicamente las muestras correspondientes a las dos últimas fechas de muestreo (19/10 y 29/10). Las muestras molidas fueron llevadas al laboratorio y se utilizó la Técnica de Cataldo para determinar el contenido de nitrato. El procedimiento que se llevó a cabo fue: tomar 0,1 gramo de muestra de hoja molida, ponerla en un tubo y agregar 5 mililitros de agua caliente (60 a 70°C), agitar en vortex, llevarla a ebullición a baño maría y después dejar enfriar a temperatura ambiente. Luego que enfrió a temperatura ambiente, se tomó 0,1 mililitros de muestra, se le agregaron 0,4 mililitros de ácido salicílico + ácido sulfúrico de concentración 5%; se agitó y se esperó 20 minutos para después agregar 5 mililitros de hidróxido de sodio 3,8 N. Se tomó una alícuota de muestra y se leyó el contenido de nitrato en espectrofotómetro (Cataldo et al. 1975). 3.7.4. Análisis Estadístico. Se realizó la prueba de análisis de varianza. En los casos que se rechaza la hipótesis nula se compararon los tratamientos por la Prueba de Tukey. Se agruparon los tratamientos para realizar la prueba de contrastes ortogonales. Así, se evaluaron en forma conjunta como fuentes orgánicas los tratamientos que correspondían a cama de pollo más los biofertilizantes líquidos, tanto caseros como comerciales y el tratamiento 10 en el que se fertilizó únicamente con cama de pollo. Como fuentes inorgánicas de nutrientes se tomo al tratamiento 8 donde se realizó una fertilización de base con cama de pollo y las refertilizaciones se hicieron con urea y el tratamiento 9 en el que la fertilización consistió en la aplicación de urea. Dentro de las fuentes de nutrientes orgánicas se agrupo a los tratamientos según: forma de aplicación líquida, tratamientos: 1,2,3,4,5,6 y7 forma de aplicación sólida tratamiento: 10. Los biofertilizantes líquidos a su vez se separaron entre: a) La forma de elaboración: “ Caseros”, elaborados por los productores, tratamientos: 1,2,3,4 y 5 “Comerciales” producidos por empresas tratamientos: 6 y 7. b) Los ingredientes utilizados para su elaboración: “Bostoles”: tratamientos 2 y 4 “Supermagros”: tratamientos 1,3 y 5. A su vez se comparó: Los tratamientos“Comerciales”, con el tratamiento 10 correspondiente a 100% estiércol. Dentro de las fuentes inorgánicas se las comparó entre sí para observar diferencias entre ambas y cada una de forma individual con los tratamientos orgánicos. Los datos fueron procesados a través del programa estadístico SAS (SAS Institute, 1985). 4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN 4.1. EFECTO DEL AMBIENTE EN EL CRECIMIENTO DEL CULTIVO DE LECHUGA. Al observar el cuadro 17, correspondiente a los datos de temperatura media, máxima y mínima registradas durante el ciclo del cultivo, encontramos que el experimento se llevó a cabo en el rango óptimo de temperatura reportado por Bettini y Doglio 1994, Maroto 2000, para un buen crecimiento y repollado. Como indica el cuadro 18 durante el ciclo del cultivo las precipitaciones excedieron de forma importante la demanda atmosférica medida como ETP, especialmente en la última etapa del cultivo. Las abundantes precipitaciones pueden haber afectado la disponibilidad de nitrógeno mineral a causa del lavado de este nutriente hacia las capas inferiores del perfil del suelo. De igual modo se observa que durante este período de tiempo se registraron altos valores de humedad relativa, como también un valor bajo de horas de luz diaria promedio. Estos valores están indicando que el cultivo se desarrolló bajo un cielo cubierto por abundante nubosidad, factor que según Maynard, 1976, esta asociado a un aumento en la concentración de N03- en hoja. 4.2. CONTENIDO DE NUTRIENTES DE LOS BIOFERTILIZANTES A continuación se presentan los resultados del análisis llevado a cabo a los distintos biofertilizantes. Los tratamientos del 1 al 5 corresponden a los preparados artesanales mientras que el 6 y 7 corresponden a los preparados comerciales. Cuadro N° 28 Contenido de Nutrientes, Conductividad y pH de los Biofertilizantes Líquidos. N-NO3 N org. y P K Ca Mg Fe Mn Muestra (mg/L) amoniacal mg/L mg/L mg/L mg/L mg/L mg/L (g/L) 528 1.71 1700 4540 248 136 10 6.4 T1 414 1.14 1840 4140 431 169 12 9.4 T2 _ 0.74 2.1 1960 630 115 5 12 T3 16 0.76 81 938 56 15 1.6 N.D. T4 74 0.27 10 940 1350 1250 49 425 T5 742 49.4 355 9625 269 775 74 23 T6 984 86.4 155 8188 14500 2450 41 8.8 T7 Cu Zn Na Cond. mg/L mg/L mg/L Ms/cm pH N.D. 1.2 213 N.D. 1.1 180 N.D. 800 185 N:D. 9.3 163 51 1725 365 0.5 3 9750 N.D. 13 22750 >10 >10 >10 8.4 >10 7 6 7 8 7 N.D. : No detectado. Como se observa en el cuadro N° 28 dentro de los biofertilizantes producidos de forma artesanal existen diferencias importantes en cuanto al contenido de nutrientes. Estas diferencias pueden ser explicadas por factores que van desde la forma de elaboración, los ingredientes utilizados, el tiempo de elaborados, los procesos y reacciones dentro del biodigestor y factores del ambiente como temperatura, oxígeno y pH. Al no haberse podido recabar información de varios factores que, como se expreso anteriormente determinan la calidad del biofertilizante elaborado, como son entre otros: el tiempo que transcurrió entre su elaboración y aplicación, los procesos que gobernaron la digestión de la materia orgánica dentro del biodigestor y la calidad del estiércol con el que fueron elaborados, la discusión se centrara en los aspectos que pudieron ser cuantificados, como es el tipo de materiales y cantidades utilizadas. Los biofertilizantes evaluados presentan en general cantidades menores de estiércol en su elaboración que los descritos por Soel Antonio Claro, 2001. En este sentido se podría probar aumentar las cantidades de estiércol utilizadas en la elaboración de los biofertilizantes, de manera de aumentar la concentración de nutrientes, de forma de disminuir el volumen a aplicar por hectárea. Es bueno aclarar que si se continúa en esta línea de investigación, estos factores mencionados y otros como el tipo de microorganismos involucrados en los procesos de degradación de la materia orgánica, deben ser estudiados y cuantificados. 4.2.1. Contenido de Nitrógeno en los biofertilizantes. En el cuadro N°28 se observa que existe una diferencia importante en el contenido de nitrógeno orgánico y amoniacal, entre los biofertilizantes caseros (T1 a T5) y los biofertilizantes comerciales (T6 y T7), siendo muy superior el contenido de nitrógeno en el caso de éstos últimos biofertilizantes. Los valores encontrados en el análisis son similares a los valores establecidos por los fabricantes en las etiquetas de los dos productos. Dentro de los biofertilizantes artesanales los utilizados en los tratamientos T1 y T2, son los que presentan un mayor contenido de nitrógeno, tanto en forma de nitrato como en forma orgánica y amoniacal. En el caso de nitrógeno como nitrato éstos biofertilizantes caseros, presentan valores inferiores, pero próximos a los contenidos en los biofertilizantes comerciales. Esta diferencia entre los biofertilizantes caseros puede estar explicada por la utilización de una mayor cantidad de estiércol en la preparación de lo biofertilizantes T1 y T2 (50 Kg.), que en los tratamientos T3 y T4 (20 Kg.) y T5 (40 Kg.). Al comparar el biofertilizante T3, elaborado a partir de 20Kg. estiércol vacuno con el biofertilizante T4, elaborado a partir de 20Kg. estiércol de ave no encontramos diferencias importantes en el contenido de nitrógeno total. 4.2.2. Contenido de Fósforo en los Biofertilizantes. En el caso del fósforo los biofertilizantes utilizados en los tratamientos T1 y T2 presentan un contenido muy superior al resto de los biofertilizantes, tanto caseros como comerciales. Esto, como se presentó en el ítem estiércol indica un mayor porcentaje de éste nutriente en el estiércol de ave que en el de ganado vacuno, la diferencia entre el tratamiento basado en estiércol de ave (T4) y los que presentan un valor mayor de fósforo (T1 y T2), este ocasionada por un mayor contenido en kilogramos de estiércol de ganado vacuno en su preparación. Con respecto a la diferencia entre el aporte de fósforo del estiércol de aves y el estiércol de vacunos, se puede observar las diferencias que se encuentran entre los biofertilizantes elaborados por el señor Monteghirfo. Es interesante comparar estos dos biofertilizantes, ya que fueron elaborados por la misma persona y se utilizaron las mismas cantidades de estiércol (20Kg.), pero de distinta fuente. En el caso del biofertilizante utilizado en el tratamiento T3, fue elaborado con estiércol de vacuno, y como se observa en el cuadro N° presenta un contenido de fósforo inferior, que el tratamiento T4 que contiene en su preparación estiércol de aves. En el caso de los biofertilizantes comerciales los resultados se corresponden con lo señalado por los fabricantes, ya que no se especifica que éstos productos contengan éste elemento. 4.2.3. Contenido de Potasio de los Biofertilizantes. En el caso del Potasio los biofertilizantes comerciales (T6 y T7), son los que presentan un mayor contenido de éste nutriente. Dentro de los biofertilizantes caseros los biofertilizantes utilizados en los tratamientos T1 y T2 son los que presentan un mayor valor, siendo el contenido de éstos biofertilizantes, (T1 y T2), aproximadamente la mitad de los biofertilizantes comerciales. El contenido de potasio del biofertilizante T1, es levemente superior al biofertilizante T2, debido a que el primero contiene sulfato de potasio en su elaboración. La diferencia entre estos dos preparados y el resto de los biofertilizantes caseros posiblemente sea originada por su mayor contenido de estiércol. 4.2.4. Contenido de Calcio de los bioferilizantes Para el contenido de calcio se encontró que el biofertilizante Fertiter T7, presenta un contenido muy superior al resto de los biofertilizantes. Dentro de los biofertilizantes caseros el supermagro T5, es el que presenta un mayor contenido de este nutriente, que se explica por el hecho de que en su elaboración se utiliza una mayor cantidad de éste nutriente que en el resto. 4.2.5. Contenido de magnesio en los biofertilizantes Al igual que en el caso del calcio, los biofertilizantes que presentan un mayor contenido de magnesio son: en primer lugar el fertiter T7 y en segundo lugar el supermagro, T5. Del mismo modo, que en el calcio la diferencia entre el supermagro T5 y el resto de los preparados caseros se encuentra en la mayor cantidad de este nutriente utilizada para su elaboración. 4.2.6. Contenido de micronutrientes (Fe, Mn, Cu y Zn). En el caso de los micronutrientes evaluados (Fe, Mn, Cu y Zn) observamos en el cuadro N° 28, que el mayor contenido de Manganeso, Cobre y Zinc, se encuentra en el biofertilizante supermagro T5. En el caso del hierro éste biofertilizante es superado únicamente por el Aminon – Solo (T6). 4.2.7. Contenido de Sodio en los biofertilizantes. Para éste mineral encontramos que los biofertilizantes comerciales Aminon – Solo (T6) y Fertiter (T7), presentan un contenido de sodio muy superior al de los biofertilizantes caseros. Dentro de los biofertilizantes comerciales el Fertiter presenta un valor muy superior al del Aminon – Solo. 4.2.8. Conductividad eléctrica y pH. Únicamente se midieron éstas variables en los biofertilizantes caseros. Excepto el biofertilizante T4, los biofertilizantes caseros presentaron conductividades superiores a los 10 Ms/cm. En este aspecto Lopes de Almeida, et al, 2000, encontraron trabajando con un biofertilizante producto de la digestión aeróbica de distintos compuestos orgánicos, con un valor de conductividad eléctrica de 11,22 Ms/cm y ph en agua de 6,5; efectos fitotóxicos al ser aplicado en estado puro, en un cultivo de pepinos en la etapa de plántula. Si bien no se realizó la medición de éste parámetro en las diluciones de biofertilizantes aplicadas, el cultivo no presentó síntomas similares a los observados por Lopes de Almeida, esto podría explicarse por ser la lechuga una especie menos sensible a la salinidad que la especie con la que trabajaron los autores y por un efecto de dilución a causa de que las aplicaciones de biofertilizantes no se hicieron en estado puro, sino que en el caso de mayor concentración de biofertilizante, tercera aplicación, estaba diluido en un 50%. En el caso del pH los biofertilizantes tienden a ser neutros, ya que todos los valores son cercanos a pH 7. Únicamente el preparado N° 4 correspondiente al productor Monteghirfo, presentó un valor de pH alcalino, lo que podría causar pérdidas de nitrógeno por volatilización al producirse el pasaje del NH4+ en solución a NH3+ gaseosoSegún lo expuesto por Soria, 2001, todos los preparados presentan valores de ph que se encuentran en el rango establecido como óptimo para el desarrollo de las bacterias encargadas de la transformación de los materiales orgánicos. Desde el punto de vista del cultivo la lechuga es un a especie sensible a la acidez por lo que el pH de los preparados se ajusta a los requerimientos del cultivo. 4.3. CRECIMIENTO Y DESARROLLO 4.3.1. Peso Fresco Aéreo. La evolución del Peso Fresco Aéreo de las lechugas sometidas a los distintos tratamientos se presenta en el gráfico N° 3: Gráfico N° 3 Evolución del Peso Fresco Aéreo en Gramos de las lechugas según el tratamiento al que fueron sometidas. 450, Peso Fresco Aéreo (Gramos) 400, 350, 300, 250, 200, 150, 100, 50, , 5 Oct 12 Oct 19 Oct Fechas de Muestreo 29 Oct Al observar el comportamiento de los distintos tratamientos durante el ciclo del cultivo se aprecia que hasta la segunda fecha de muestreo no se encontraron diferencias importantes en el peso fresco aéreo. Como se observa en el gráfico N° 3 la evolución del peso fresco aéreo de las lechugas durante el período de crecimiento presentó en general un comportamiento similar a la mostrada por Galvan y Rodríguez (1999), (gráfica N° 2), donde se observa que el crecimiento medido como peso fresco de las lechugas se ajusta, en la mayoría de los tratamientos a una curva exponencial. Al promediar todos los tratamientos se obtuvo la siguiente evolución del peso fresco aéreo: Gráfico N° 4 Promedio en Gramos del Peso Fresco Aéreo de los 10 Tratamientos Durante las 4 Fechas de muestreo. Peso Fresco Aéreo (Grs). 350, 300, 250, 200, 150, 100, 50, , 5 Oct 12 Oct 19 Oct 29 Oct Fecha de Muestreo Cuadro N° 29 Tasa de Crecimiento del Peso Fresco Aéreo. T1 T2 T3 T4 T5 T6 T7 T8 T9 T10 Tasa de Crecimiento gramos/día Días desde Transplante 17/9 al 5/10 5/10 al 12/10 12/10 al 19/10 19/10 al 29/10 1,6 5,22 7,98 12,23 1,71 5,12 11,91 36,24 1,6 5,44 8,77 20,99 1,65 5,04 9,75 22,88 1,4 5,55 8,29 16,76 1,47 3,41 14,76 29,13 1,7 4,16 11,86 20,25 1,93 3,68 16,14 35,18 1 2,94 9,48 24,39 1,88 6,08 9,53 7,65 Al observar el cuadroN° 29 donde se presenta la tasa crecimiento medida como peso fresco aéreo por día de las lechugas en los distintos tratamientos, encontramos que durante los últimos 10 días, se produjeron las mayores tasas de crecimiento del ciclo del cultivo. Estas tasas de crecimiento durante la última etapa explican la forma que presenta la curva de crecimiento de la gráfica N° 3. Este crecimiento exponencial durante la última etapa del cultivo produjo, como se observa en el cuadro N° 30 que durante los últimos 10 días del ciclo se acumulara entre un 40 y 60 % (según tratamiento), del peso fresco aéreo total. Esto se corresponde con lo encontrado por Zink- Yamaguchi, 1962, en donde en un experimento llevado a cabo con lechugas, durante un período de siembra a cosecha que duró entre 61 a 78 días, las lechugas produjeron el 80 % del peso fresco en los 21 días previos a la cosecha y el 43 al 57 % en la semana previa a la cosecha. Cuadro N° 30 Porcentaje del peso fresco acumulado en los últimos 10 días del ciclo. Tratamiento % del Peso Fresco Total acumulado en los Últimos 10 días. 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 41,4 62,8 53,4 54,6 49 57 49,8 58,7 61,9 27,2 La respuesta a los distintos tratamientos fue analizada por medio de la prueba de comparación de medias de tukey, que se presenta en el cuadro N° 31: Cuadro N° 31Comparación de Medias de Peso Fresco Aéreo de las Cuatro Fechas de Muestreo por la Prueba de Tukey PFA Trat. 05-Oct PFA Trat. PFA 12/10 Trat. 19-Oct PFA Trat. 29-Oct 8 a 34,8 10 a 76,4 8 a 173,5 8 a 419,8 10 a 33,8 3 ab 67,0 6 ab 153,7 2 a 403,7 2 a 30,8 2 ab 66,7 2 ab 150,0 6 ab 357,6 7 a 30,6 1 ab 65,3 10 ab 143,1 4 bc 293,5 4 a 29,8 4 ab 65,0 7 ab 142,8 7 bc 284,5 3 a 28,9 5 ab 64,1 4 ab 133,3 9 bc 275,7 1 a 28,7 8 abc 60,6 3 ab 128,4 3 bc 275,4 6 ab 26,5 7 abc 59,8 5 ab 122,1 5 c 239,4 5 ab 25,2 6 bc 50,4 1 b 121,2 1 c 206,8 9 b 9 bc 38,6 9 b 105,0 10 c 196,7 18,1 En la primer fecha de muestreo únicamente fue significativa para la prueba Tukey la diferencia entre el tratamiento 9, de menor peso fresco aéreo y los tratamientos: 1, 2, 3 ,4, 7, 8 y 10. El menor peso fresco aéreo de éste tratamiento puede ser explicado porque no recibió como en el caso de los demás tratamientos la aplicación de cama de pollo previa al transplante. En el caso de la segunda fecha de muestreo, se mantuvo la misma tendencia, siendo el tratamiento 9 el de menor peso fresco aéreo. Los tratamientos 8 y 2 que produjeron un mayor rendimiento al final del ciclo (ver cuadro Nº41), mostraron a lo largo del cultivo una tendencia general a presentar un mayor peso fresco aéreo durante todos los muestreos. En el último muestreo éstos tratamientos presentaron los mayores pesos frescos aéreos, siendo significativa la diferencia entre éstos tratamientos y el resto, a excepción del tratamiento 6. A su vez durante las dos primeras fechas de muestreo, el tratamiento 10 correspondiente a la aplicación de una dosis de 16000 Kg /Há de estiércol previo al transplante, produjo una de las mejores respuestas en crecimiento de las lechugas medido como peso fresco aéreo. Al comparar a este tratamiento por la prueba de contrastes ortogonales (cuadro N° 32), se obtuvieron diferencias significativas con los biofertilizantes líquidos, tanto caseros como comerciales. Esto estaría indicando que existen diferencias en la disponibilidad de nutrientes entre una dosis de estiércol menor, como lo fue en el caso de los biofertilizantes líquidos, y el tratamiento en que solo se aplicó estiércol. De este hecho se desprende que en esta primera etapa, la respuesta en crecimiento del cultivo fue superior con la dosis de estiércol mayor, que con la aplicación de las combinaciones estiércol – dosis de biofertilizante líquido elegidas. A partir de la tercera fecha de muestreo, la respuesta del cultivo al tratamiento 10 fue disminuyendo, presentando una tasa de crecimiento menor que el resto de los tratamientos. Esto en alguna medida puede ser explicado por las precipitaciones ocurridas durante la última etapa del ciclo (Cuadro N° 18), que hayan causado el lavado del NO3-, producto de la mineralización del estiércol. En la gráfica de NO3- encontramos así mismo que éste tratamiento presenta uno de los valores más bajos de NO3- en suelo para la última fecha de muestreo. Al no existir refertilización como en el caso de los demás tratamientos, la baja disponibilidad de nitrógeno mineral en el momento en que el cultivo realiza la mayor extracción de nutrientes pudo estar determinando el bajo rendimiento obtenido con éste tratamiento. Cuadro 32 Comparación de PFA de los Tratamientos Durante las Fechas de Muestreo por la Prueba de Contrastes Ortogonales. 05-Oct 12-Oct 19-Oct 29-Oct Nivel de Significancia Fuente Org Vs Fuente Inorg Comerciales. Vs Producidos en Predio Sólidos Vs Líquidos Bostoles Vs Supermagros Urea Vs Urea + Estiércol Trat. 8 Vs Orgánicos Trat. 9 Vs Orgánicos Tra. 2 Vs Biofert. Comprados Líquidos Vs Estiércol 0,1128 P(F>Fo) 0,0006 NS 0,0008 NS 0,0362 NS 0,0001 0,0264 0,0001 NS 0,0187 0,0156 NS 0,004 NS 0,0001 NS 0,0746 NS 0,0921 0,0001 0,0031 0,01 NS 0,0663 0,0002 0,0001 0,0001 0,0001 NS NS 0,0628 0,0013 NS 0,0001 Durante las sucesivas fechas de muestreo se encontró por medio de la prueba de contrastes ortogonales (cuadro N° 32), diferencias significativas entre los tratamientos agrupados como orgánicos y los inorgánicos. Dentro de los tratamientos “inorgánicos”, durante todo el ciclo del cultivo se encuentran diferencias entre ambos, esto es debido a un mejor peso fresco aéreo durante todo el ciclo del cultivo del tratamiento que combina la fertilización con estiércol y urea, tratamiento 8; respecto al tratamiento 9 basado únicamente en la fertilización con urea. Dentro de los tratamientos “orgánicos” al comparar los tratamientos producidos en predio con los tratamientos comerciales, existen en líneas generales diferencias en el desempeño de ambos grupos, especialmente hacia el final del cultivo, en donde los tratamientos comerciales muestran un peso fresco aéreo más uniforme entre sí que los tratamientos caseros. Igualmente se encuentra una diferencia significativa a favor del tratamiento 6, con respecto al tratamiento 7, explicada posiblemente por la aplicación de una mayor cantidad de nitrógeno durante el ciclo según se observa en el cuadro de cantidades de nutrientes aplicados. Al comparar los tratamientos agrupados como bostoles (2 y 4) y los tratamientos denominados supermagros 1,3 y 5, encontramos que existen diferencias en la variable peso fresco aéreo entre ambos grupos. Esto puede ser explicado a que estos tratamientos presentan diferentes contenidos de nutrientes, especialmente nitrógeno en donde los tratamientos 2 y 4 presentan un mayor contenido de nitrógeno que los tratamientos 3 y 5. Dentro del grupo de los biofertilizantes caseros el tratamiento que presenta un mejor desempeño es el N° 2. Éste tratamiento si bien no presento diferencias con el resto de los tratamientos produjo un peso fresco aéreo similar al tratamiento de mejor desempeño que fue el tratamiento 8. 4.3.2. Evolución del Peso Fresco Radicular. En el gráfico N° 5 se presenta la evolución del peso fresco radicular. Gráfico N° 5 Evolución Del Peso Fresco Radicular. Peso Fresco Radicular (Gramos) 25 20 T1 T2 15 T3 T4 T5 10 T6 T7 T8 5 T9 T10 0 5 Oct 12 Oct 19 Oct 29 Oct Fechas de Muestreo En el gráfico N° 5 se observa que la evolución del peso fresco radicular presenta una curva similar a la encontrada por Premuzic, et al, 1995, similar a la curva de peso aéreo donde en la última etapa del cultivo se produce el 40 a 60 % del peso final de las raíces. Cuadro N° 33 Evolución del Peso Fresco Radicular de los Tratamientos Durante las 4 Fechas de Muestreo. Trat. PFR 5-Oct Trat. PFR 12-Oct Trat. PFR 19-Oct Trat. PFR 29-Oct 4 2,62 10 4,73 10 8,76 10 21,1 1 2,43 4 4,49 4 8,45 4 20,55 7 2,4 2 4,41 7 8,14 7 20,06 10 2,3 1 4,13 8 8,12 3 19,4 3 2,16 5 4,06 6 8,08 6 19,36 2 2,14 3 3,94 5 7,64 5 18,3 8 2,12 7 3,84 2 6,89 2 18 6 1,93 8 3,76 3 6,69 1 17,82 5 1,88 9 3,29 9 6,48 9 16,16 9 1,7 6 3,1 1 6,11 8 15,88 Al realizar el análisis de varianza no se encontraron diferencias significativas entre los distintos tratamientos para esta variable. Al agrupar los tratamientos y realizar la prueba de contrastes ortogonales encontramos: Cuadro N° 34 Comparación de PFR de los Tratamientos Durante las Fechas de Muestreo por la Prueba de Contrastes Ortogonales. PFR Durante las Fechas de Muestreo 05-Oct 12-Oct 19-Oct 29-Oct Nivel de Significancia Fuente Org Vs Fuente Inorg Comprados Vs Producidos en Predio Sólidos Vs Líquidos Bostoles Vs Supermagros Urea Vs Urea + Estiércol Trat. 8 Vs Orgánicos Trat. 9 Vs Orgánicos Tra. 2 Vs Biofert. Comerciales Líquidos Vs Estiércol 0,0762 P(F>Fo) 0,0299 NS 0,0011 NS 0,0074 NS NS NS NS NS NS 0,0285 NS 0,0365 NS NS NS 0,0215 NS 0,0968 NS NS NS NS NS NS NS NS 0,0108 0,0188 NS NS 0,0019 NS NS Al comparar los tratamientos “orgánicos” e “inorgánicos”, existen diferencias significativas entre ambos grupos, esto estaría dado por un menor peso fresco radicular del segundo grupo frente al primero. Siendo explicada la diferencia principalmente por el menor peso radicular desarrollado por el tratamiento 9, que corresponde a una fertilización a base de urea. Dentro de los tratamientos orgánicos no se encontraron diferencias significativas claras al compararlos entre sí. Existiendo una tendencia del tratamiento 10 a presentar un mayor peso radicular. Lo que podría estar explicado por la falta de nutrientes, por basarse en una única aplicación al transplante, lo que determinaría un mayor desarrollo radicular con respecto al desarrollo aéreo como se observa en el cuadro N° 35 relación parte aérea/raíz: Cuadro N° 35 Relación Parte Aérea/Raíz por Tratamiento en las Cuatro Fechas de Muestreo Tratamientos 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 Relación Parte Aérea/Raíz por fecha de Muestreo. 05-Oct 12-Oct 19-Oct 29-Oct 11,8 15,8 19,8 11,6 14,4 15,1 21,8 22,4 13,4 17 19,2 14,2 11,4 14,5 15,8 14,3 13,4 15,8 16 13,1 13,7 16,3 19 18,5 12,8 15,6 17,5 14,2 16,4 16,1 21,4 26,4 10,6 11,7 16,2 17,1 14,7 16,2 16,3 9,3 En este cuadro N° 35 se observa como se menciono anteriormente de que el tratamiento 10 en las primeras etapas del cultivo presentaba una relación parte aérea raíz alta, posiblemente explicada por la alta disponibilidad de nutrientes producto de recibir una única aplicación al transplante; al transcurrir el ciclo es posible que como se observa en la gráfica de nitrato en suelo, los contenidos no sean los requeridos por el cultivo por lo que se promueva el desarrollo radicular frente al aéreo. De igual modo los tratamientos que consisten en aplicaciones de urea presentan relaciones altas, producto de un mayor peso fresco aéreo y un menor peso radicular. 4.3.3. Peso Seco Aéreo. La evolución del peso seco aéreo de los distintos tratamientos se presenta en la siguiente gráfica, que fue elaborada tomando los valores promedio de cada tratamiento en cada fecha de muestreo: Gráfica N° 6. Evolución del Peso Seco Aéreo Durante las Cuatro Fechas de Muestreo. 18,0 Peso Seco Aéreo (Gramos). 16,0 14,0 T1 12,0 T2 T3 10,0 T4 8,0 T5 6,0 T6 4,0 T7 2,0 T8 0,0 T9 5 Oct 12 Oct 19 Oct 29 Oct T10 Fechas de Muestreo En la gráfica N° 6 se observa que la evolución del peso seco aéreo presenta la misma forma que la curva de peso fresco aéreo, produciéndose una etapa de crecimiento exponencial en la última etapa del cultivo para ambas variables. Al observar el cuadro N° 35 donde se presentan las tasas de crecimiento diarias calculadas a partir del incremento en el peso seco de los muestreos sucesivos, encontramos que la mayor tasa de crecimiento se produce para todos los tratamientos, durante la última semana en donde la tasa de crecimiento se duplica, en la mayoría de los casos con respecto a la tasa de crecimiento de las etapas anteriores. Estos datos son similares a lo encontrado por Premuzic Z., et al, 1995; en donde se obtuvieron aumentos altamente significativos (alfa<0.01) de un 500 % en la materia seca en la última semana del ciclo del cultivo. Cuadro N° 35 Tasa de Crecimiento gramos/día Tratamientos T1 T2 T3 T4 T5 T6 T7 T8 T9 T10 Tasa de Crecimiento gramos/día 17/9 al 5/10 5/10 al 12/10 12/10 al 19/10 19/10 al 29/10 0,11 0,37 0,27 0,54 0,11 0,44 0,32 0,76 0,1 0,38 0,34 0,57 0,1 0,43 0,38 0,7 0,09 0,47 0,37 0,63 0,1 0,28 0,61 0,58 0,11 0,35 0,43 0,6 0,1 0,38 0,66 0,7 0,06 0,28 0,42 0,64 0,13 0,4 0,45 0,29 A diferencia del peso fresco, el comportamiento de todos los tratamientos fue similar para esta variable durante el ciclo del cultivo; únicamente se encontraron diferencias significativas en ésta variable en las primeras etapas del cultivo, donde se encuentra que el tratamiento 10, presenta una tendencia a mostrar un mayor peso seco durante las primeras etapas del ciclo, como también en la última etapa del ciclo éste tratamiento presenta el menor peso seco aéreo, de igual modo que lo acontecido con el peso fresco aéreo. Así mismo se encuentra un peso seco aéreo significativamente menor del tratamiento 9, durante las primeras etapas del cultivo. En las últimas fechas de muestreo no se encontraron diferencias significativas entre los distintos tratamientos para la variable peso seco aéreo por medio de la comparación de medias por Tukey (cuadro 36). Si bien no existieron diferencias significativas, al observar los datos de peso fresco aéreo y peso seco aéreo, los tratamientos que presentaron un mayor peso fresco aéreo, que presentan diferencias significativas con el resto (8 y 2), son los que a su vez presentan un mayor peso seco aéreo. De lo anterior se puede inferir que las diferencias significativas observadas en peso fresco aéreo son debidas a un mayor contenido de agua por parte de los tratamientos que alcanzaron un mayor peso fresco aéreo y no a un mayor contenido de materia seca. Según Termine et al, 1987, cit por Santos R., 1994; las plantas subnutridas presentan mayores tenores de materia seca, a causa de un menor crecimiento resultando hojas más chicas y espesas. Mientras que la aplicación de fertilizantes minerales, principalmente nitrógeno reduce la cantidad de materia seca por simple acumulación de agua en los tejidos ( Schupman, 1974, cit por Santos R, 1994). Cuadro N° 36 Prueba de Comparación de Medias por Tukey del Peso Seco Aéreo Durante las cuatro fechas de muestreo. Trat. PSA 5/10 Trat. PSA 12/10 Trat. PSA 19/10 Trat. PSA 29/10 10 2,33 a 2 5,12 a 8 9,11 8 16,07 2 2,01 ab 10 5,10 a 10 8,26 2 14,97 7 2,00 ab 5 4,91 a 6 8,04 4 14,55 1 1,95 ab 4 4,87 a 4 7,53 6 13,86 3 1,87 ab 1 4,56 ab 5 7,53 5 13,84 8 1,87 ab 8 4,50 ab 7 7,53 7 13,41 4 1,84 ab 3 4,50 ab 2 7,45 3 12,58 6 1,76 ab 7 4,42 ab 3 6,91 9 12,44 5 1,63 ab 6 3,75 bc 1 6,48 1 11,84 9 1,14 b 9 3,07 c 9 6,01 10 11,12 Al agrupar los tratamientos y realizar la prueba de contrastes ortogonales (cuadro N° 37) al comparar fuentes orgánicas e inorgánicas, se observa en el cuadro, que existen diferencias significativas entre ambas fuentes durante las dos primeras fechas de muestreo. De la misma manera, se observa que las diferencias se explican por un menor peso seco aéreo del tratamiento N° 9 (cuadro N° 36), ya que al comparar a éste tratamiento con el tratamiento 8, se encontraron diferencias significativas, mientras que cuando se comparó únicamente al tratamiento 8 contra los biofertilizantes, las diferencias no fueron significativas, durante las dos primeras fechas de muestreo. Dentro de los biofertilizantes líquidos no existieron diferencias significativas entre los biofertilizantes comprados y los elaborados por los productores. Cuadro N° 37 Prueba de Contrastes Ortogonales del PSA Durante las Cuatro Fechas de muestreo 05-Oct 12-Oct 19-Oct 29-Oct Nivel de Significancia Fuente Org Vs Fuente Inorg Comerciales Vs Producidos en Predio Sólidos Vs Líquidos Bostoles Vs Supermagros Urea Vs Urea + Estiércol Trat. 8 Vs Orgánicos Trat. 9 Vs Orgánicos Trat. 2 Vs Biofert. Comerciales Líquidos Vs Estiércol 0,022 P(F>Fo) 0,007 NS NS 0,055 NS 0,026 NS 0,003 NS 0,032 NS NS 0,012 NS 0,001 NS NS NS NS 0,005 0,033 0,061 NS NS 0,065 0,076 0,041 0,036 NS NS 0,1 0,035 NS 0,096 NS Al comparar la utilización de estiércol (trat10), contra los biofertilizantes líquidos se encuentra que existieron diferencias significativas al inicio del experimento por un mejor desempeño del estiércol y al final del ciclo por el menor peso seco que produjo el tratamiento 10. 4.3.4. Relación Peso Fresco Aéreo – Peso Seco Aéreo. En la gráfica N° 7 se observa como evolucionó el porcentaje de materia seca de los distintos tratamientos: Gráfica N° 7 Evolución del Porcentaje de Materia Seca de los Tratamientos durante las 4 Fechas de Muestreo 9,0 8,0 T1 7,0 T2 T3 6,0 % de MS T4 5,0 T5 4,0 T6 T7 3,0 T8 2,0 T9 T10 1,0 0,0 5 Oct 12 Oct 19 Oct 29 Oct Fechas de Muestreo Se observa que el porcentaje de materia seca de los tratamientos aumenta en el inicio, pero hacia el final del ciclo tiende a disminuir. Esta disminución es más pronunciada en aquellos tratamientos que presentan un mayor peso fresco y por lo tanto un mayor rendimiento comercial. 4.3.5. Peso Seco Radicular A continuación se presenta la gráfica N° 8 de peso seco radicular de los distintos tratamientos para las cuatro fechas de muestreo: Gráfico N° 8 Evolución del peso seco radicular en gramos en las 4 fechas de muestreo Evolución del Peso Seco Radicular (Gramos) 4,00 3,50 3,00 T1 T2 2,50 T3 T4 2,00 T5 1,50 T6 T7 1,00 T8 0,50 T9 T10 0,00 5 Oct 12 Oct 19 Oct 29 Oct Fechas de Muestreo Se observa en la gráfica N° 8 que la evolución del crecimiento medido como peso seco radicular presenta la misma forma exponencial que el peso fresco radicular. De igual modo el comportamiento de esta variable es similar a lo relatado por Premuzic Z., et al, 1995; en donde se obtuvieron aumentos altamente significativos (alfa<0.01) de un 500 % en la materia seca en la última semana del ciclo del cultivo. Cuadro N° 38 Comparación de Medias de Peso Seco radicular por Tukey para las cuatro fechas de muestreo. Trat. PSR 5PSR PSR PSR Oct Trat. 12-Oct Trat. 19-Oct Trat. 29-Oct T7 0,24 T10 0,48 T4 1,18 T10 3,39 T4 0,19 T2 0,43 T7 1,05 T7 2,99 T3 0,19 T4 0,39 T10 0,88 T4 2,87 T10 0,19 T5 0,34 T8 0,77 T1 2,81 T8 0,17 T7 0,34 T6 0,71 T6 2,54 T1 0,17 T3 0,34 T5 0,69 T2 2,51 T2 0,16 T1 0,33 T2 0,65 T5 2,47 T6 0,14 T8 0,32 T1 0,65 T3 2,34 T9 0,13 T9 0,30 T3 0,63 T8 1,87 T5 0,12 T6 0,27 T9 0,57 T9 1,79 Para esta variable no se encontraron diferencias significativas entre los tratamientos, al realizar el análisis de varianza. 4.3.6. Desarrollo La variable utilizada para evaluar desarrollo fue Número de hojas. En la gráfica N° 9 se presenta la evolución del número de hojas durante el ciclo del cultivo: Gráfico N° 9 Evolución en el de Hojas en las 4 Fechas de Muestreo. 45 40 N° de Hojas T1 35 T2 30 T3 T4 25 T5 T6 20 T7 15 T8 10 T9 T10 5 0 N° de hojas 5 Oct N° de hojas 12 Oct N° de hojas 19 Oct N° de hojas 29 Oct Fechas de Muestreo A ver la evolución del número de hojas a lo largo del cultivo encontramos que ésta variable presenta el mismo comportamiento que el descrito por Rodríguez, et al 1999, produciéndose un crecimiento exponencial del número de hojas durante la última fase del cultivo. Esto es debido a que esta etapa del ciclo corresponde a la formación de la cabeza, que es un órgano de reserva con hojas preformadas o no completamente desarrolladas, en un arreglo compacto. Durante la segunda fecha de muestreo el conjunto de los tratamientos alcanzó las 14 – 15 hojas, valor estimado como del final de la etapa de roseta e inicio de la formación de cabeza. Por lo que este número de hojas podría ser utilizado como indicador del inicio de la etapa de mayor extracción por parte del cultivo para ajustar la demanda de nutrientes por parte del cultivo, con la oferta de nutrientes, aumentando la eficiencia en el uso de las fuentes de nutrientes y evitando pérdidas por lavado que ocasionan pérdidas económicas y riesgos de contaminación de aguas. Al observar los datos de evolución del número de hojas y de peso fresco aéreo, encontramos que estos dos parámetros están estrechamente relacionados, como se presenta en la gráfica N° 10. Gráfico N° 10 Correlación entre el N° de Hojas y el Peso Fresco Aéreo en la Ultima Fecha de Muestreo. 450 400 PFA grs/Lechuga 350 300 250 200 150 100 50 0 35 36 37 38 39 N° de Hojas 40 41 42 43 Al observar la gráfica N° 10 encontramos que existe una buena correlación (r= 0.90 significativo al 0.05), entre el número de hojas y el peso fresco aéreo, lo que estaría indicando que los tratamientos que promovieron un mayor número de hojas, obtuvieron mayores rendimientos en peso fresco, por lo que ésta variable puede ser manejada como indicador de rendimiento. Cuadro N° 39 Comparación del promedio de N° de hojas por tratamiento por Tukey. Trat. 8 3 7 10 2 4 5 6 9 1 N° Hojas 5-Oct. a 16 ab 15 ab 15 ab 15 ab 14 ab 14 ab 14 ab 14 ab 14 b 13 Trat. 10 5 4 8 7 3 2 1 9 6 N°Hojas 12-Oct 19 19 19 18 18 18 18 18 17 16 Trat. 10 7 6 4 3 8 5 2 1 9 N° Trat. Hojas 19-Oct. 29-Oct 22 a 42 8 22 2 ab 41 22 6 ab 41 22 4 ab 40 22 3 ab 39 21 7 ab 39 20 10 ab 38 20 5 ab 37 20 9 ab 37 19 b 36 1 N° Hojas A lo largo del ciclo, si bien existe una tendencia a que los tratamientos que presentan mayor número de hojas promuevan un mayor peso fresco, no se encontraron diferencias significativas para esta variable en la mayor parte del ciclo, como fue encontrado para peso fresco aéreo. Los valores encontrados en este experimento, son similares a los presentados por Zink y Yamaguchi, 1962, en donde el número de hojas al momento de madurez comercial están entre 39 y 47 hojas por planta. Cuadro N° 40 Comparación del Número de Hojas por Prueba de Contrastes Ortogonales. Comparación del N° de Hojas por Prueba de Contrastes Ortogonales 05-Oct 12-Oct 19-Oct 29-Oct Nivel de Significancia P(F>Fo) NS 0,12 0,108 NS Fuente Org Vs Fuente Inorg NS 0,0198 0,122 NS Comercial Vs Producción Predial 0,116 NS NS NS Sólidos Vs Líquidos NS NS NS 0,012 Bostoles Vs Supermagros 0,0092 NS NS 0,008 Urea Vs Urea + Estiércol 0,017 NS NS 0,027 Trat. 8 Vs Orgánicos NS NS 0,033 NS Trat. 9 Vs Orgánicos NS NS NS NS Tra. 2 Vs Biofert. NS 0,066 NS NS Comerciales Líquidos Vs Estiércol Al agrupar los tratamientos y realizar la prueba de contraste ortogonales, no se encuentran diferencias claras que se mantengan a lo largo del ciclo entre los distintos grupos. 4.4. Rendimiento Final En el cuadro N° 41 se presentan los 10 tratamientos ordenados en forma decreciente en función del rendimiento medio. Cuadro N° 41 Rendimiento medio y desvío estándar de los 10 tratamientos (gramos de materia fresca) Tratamientos Media Desvío 8 418.33 a 77.8 2 342.29 ab 80.7 6 331.25 b 97.37 9 284.58 bc 69.44 4 244.79 c 95.94 7 238.54 c 94.59 3 236.67 c 86.35 10 223.54 c 133.09 5 222.92 c 90.48 1 211.46 c 75.25 * Las medias seguidas de la misma letra no difieren significativamente al nivel de 0.05 de acuerdo a la prueba de Tukey. En el cuadro N° 41 se puede observar que el tratamiento 8 correspondiente a la urea y estiércol es el que presenta un mayor rendimiento, con una menor variación medida como desvío estándar. Aunque según la prueba de Tukey no existen diferencias significativas entre éste y el tratamiento 2, correspondiente al biofertilizante de Bentancur, que al igual que el tratamiento 8 presenta un valor bajo de desvío estándar. Esto estaría indicando que estos dos tratamientos presentaron una mayor uniformidad en el peso individual de cada lechuga tomada para conformar la muestra con la que se determino el rendimiento final. El rendimiento similar obtenido por el tratamiento que combina el uso de estiércol y urea y el tratamiento a base de estiércol y un biofertilizante liquido, es similar al encontrado por Gomez J. Y Viniegra G. 1977, que compararon la respuesta en rendimiento de lechugas a la aplicación de urea o un biofertilizante líquido, producto de la digestión anaerobia de estiércol de vaca, como fuente de nitrógeno no encontraron diferencias importantes entre ambos tratamientos. Como se observa en la gráfica N° 11 y en el cuadro N° 41 de rendimiento medio, dentro de los biofertilizantes elaborados por los productores el único que se diferenció estadísticamente fue el tratamiento 2 ya que el resto presentó un rendimiento promedio menor e inferior a 250 gramos. A su vez estos tratamientos presentaron un mayor vslor de desvío estándar, lo que estaría indicando que estos tratamientos presentan un comportamiento variable. Dentro de los biofertilizantes comerciales se obtuvieron diferencias significativas entre el tratamiento 6 correspondiente al aminon y el tratamiento 7 correspondiente al fertiter. Gráfica N° 11 Rendimiento Medio de los Tratamientos en Gramos Peso Fresco Aéreo (Gramos) 450 400 350 300 250 200 150 100 50 0 8 2 6 9 4 7 Tratamientos 3 10 5 1 Al agrupar los distintos tratamientos y realizar la prueba de contrastes ortogonales (cuadro N° 42) encontramos diferencias significativas entre los tratamientos “inorgánicos” es decir los que contienen urea (8 y 9) con los tratamientos de biofertilizantes y el estiércol. Al comparar a su vez el tratamiento 9 que consistía en 100% urea y el tratamiento 8 encontramos que este último da un rendimiento significativamente mayor. Al comparar los biofertilizantes producidos por los productores con los comerciales encontramos que existen diferencias significativas, obteniendo en promedio los comerciales mayores rendimientos que los otros, debido a presentar una mayor uniformidad en cuanto a respuesta que los caseros. Dentro de los biofertilizantes producidos en predio los bostoles (2 y 4), presentaron estadísticamente rendimientos promedios mayores a los supermagros (1, 3 y 5). Cuadro N° 42 Contrastes Ortogonales de la Variable Rendimiento (gramos/planta). Nivel de Significancia P(F>Fo) Fuente Org Vs Fuente Inorg 0,0001 Comerciales. Vs Producidos en Predio 0,025 Sólidos Vs Líquidos 0,047 Bostoles Vs Supermagros 0,0001 Urea Vs Urea + Estiércol 0,0001 Trat. 8 Vs Orgánicos 0,0001 Trat. 9 Vs Orgánicos NS Tra. 2 Vs Biofert. 0,0001 Comprados Líquidos Vs Estiércol 0,0048 En el cuadro N° 42 también se observa que el tratamiento 10 que recibió una única aplicación de estiércol al transplante, presenta diferencias significativas con los biofertilizantes líquidos, tanto comerciales como producidos en predio. 4.4.1. Biofertilizantes y Rendimiento En el cuadro N° 43 que se presenta a continuación se presenta la cantidad de nutrientes aplicados con los biofertilizantes. Cuadro N° 43 Aplicación de nutrientes en Kilogramos por hectárea de los distintos Biofertilizantes. N-NO3 Muestra T1* T2 T3 T4 T5 T6 T7 N org. y P amoniaca Kg/Há Kg/Há l Kg/Há 3,3 10,69 10,63 4,66 12,83 20,7 0 8,33 0,02 0,18 8,55 0,91 0,83 3,04 0,11 0,22 14,82 0,11 0,1 8,42 0,02 K Ca Mg Fe Mn Cu Zn Na Kg/Há Kg/Há Kg/Há Kg/Há Kg/Há Kg/Há Kg/Há Kg/Há 28,38 46,76 22,05 10,55 10,58 2,89 0,8 1,55 4,89 7,09 0,63 15,19 0,08 1,41 0,85 1,9 1,29 0,17 14,06 0,23 0,24 0,06 0,14 0,06 0,02 0,55 0,02 0 0,04 0,11 0,14 0 4,78 0,01 0 0 0 0 0 0,57 0 0 0,01 0,01 9 0,11 19,41 0 0 1,33 2,03 2,08 1,83 4,11 2,93 2,22 * Este tratamiento tuvo una aplicación menos que el resto. Al correlacionar los Kg/há de nitrógeno aplicados con los biofertilizantes durante el ciclo del cultivo y el rendimiento obtenido a la cosecha, se encuentra que la calidad del biofertilizante es fundamental ya que existe una muy buena correlación (r=0.966 significativo al 0.05), gráfica N° 12, entre el contenido de nitrógeno de los preparados y el rendimiento obtenido. El mayor contenido de estiércol de vaca con el que fue realizado el preparado 2, estaría determinando su mayor calidad al momento de ser utilizado como fuente nitrogenada. Es importante aclarar que todos los factores que influyan en el estiércol que se utiliza para elaborar los biofertilizantes líquidos, como los procesos que sufre en el biodigestor, serán fundamentales la calidad del biofertilizante elaborado. Gráfica N° 12 Correlación entre Dosis de Nitrógeno Aplicado con los Biofertilizantes y Rendimiento 400 350 Gramos/Lechuga 300 250 200 150 100 50 0 0 5 10 15 20 Kg N/há Los tratamientos denominados supermagros: 3 y 5 presentan en su composición cantidades altas de microelementos, especialmente Zn y Na. Las altas dosis que se estarían aplicando de éstos y otros microelementos al utilizarlos de ésta manera, es decir como fertilizantes nitrogenados, podrían causar problemas de desequilibrios nutricionales, como también problemas de salinidad para el cultivo. La dosis que se recomienda para éstos preparados es del 2 al 5% foliar (Pedini S, 2000), como correctores de deficiencias de micronutrientes. De igual modo el costo que presenta su elaboración, al requerirse la compra de sales minerales, no justificaría su aplicación por los rendimientos obtenidos en éste ensayo con éstos tratamientos. 4.5. Contenido de Nutrientes en Hoja. Los nutrientes que se evaluaron mediante análisis químicos y que se compararon estadísticamente por medio de la prueba Tuckey y de contrastes ortogonales fueron: Porcentaje de Nitrógeno Total, Porcentaje de Fósforo, Porcentaje de Potasio, Porcentaje de Calcio. 4.5.1. Contenido de Fósforo en Planta A continuación se presenta la gráfica N° 13 mostrando el contenido de fósforo en planta en la dos últimas fechas de muestreo: Gráfica N° 13 Contenido de Fósforo en Porcentaje del Peso Seco para 2 Fechas de muestreo 0,80 0,70 % del Peso Seco 0,60 0,50 19-Oct 29-Oct 0,40 0,30 0,20 0,10 0,00 1 2 3 4 5 6 Tratamientos 7 8 9 10 Como se observa en el gráfico N° 13 y en los cuadros N° 44 y 45, los valores de porcentaje de fósforo en éstas dos fechas de muestreo no muestran un comportamiento homogéneo entre tratamientos. Aunque existe una tendencia de disminuir el porcentaje de fósforo en planta a lo largo del ciclo. Esto es similar a lo relatado por Zink y Yamaguchi, 1962, en California trabajando con lechugas de tipo mantecosa. Cuadro N° 44 Comparación del Porcentaje de Fósforo en Planta para la fecha 19/10 por la prueba Tukey. Tratamientos 2 6 3 1 7 10 4 8 5 9 Porcentaje de Fósforo en Planta 19-10 Media DS a 0,6 0,03 ab 0,58 0,08 ab 0,55 0,02 ab 0,54 0,08 ab 0,53 0,03 ab 0,52 0,05 ab 0,51 0,06 ab 0,5 0,04 bc 0,44 0,07 c 0,35 0,05 En este muestreo existe una tendencia a que los tratamientos con agregado de materiales orgánicos presenten un porcentaje mayor de fósforo que los tratamientos en que solo se realizó refertilización a base de urea, tratamiento 8, o que únicamente se fertilizó con urea tratamiento 9, diferenciándose significativamente éste tratamiento del resto. Cuadro N° 45 Comparación del Porcentaje de Fósforo en Planta para la fecha 29/10 por la prueba Tukey. Porcentaje de Fósforo 2910 Tratamientos 2 6 9 7 3 8 5 1 4 10 a a a a a a a a a a Media 0,67 0,57 0,55 0,52 0,5 0,48 0,48 0,46 0,46 0,41 DS 0,08 0,09 0,4 0,04 0,07 0,08 0,08 0,09 0,02 0,07 En esta fecha no se encontraron diferencias significativas entre los tratamientos. La ausencia de diferencias entre los tratamientos que recibieron fósforo contenido en el estiércol, y el tratamiento a base de urea, tratamiento 9, puede ser explicada por el contenido de fósforo en el suelo de 17 ppm. Según Aldabe, 2000, suelos con valores mayores a 16 ppm de fósforo no requieren fertilización fosforada para el cultivo de lechuga. De igual manera el tratamiento 9, muestra un desvío estándar alto lo que refleja una alta variabilidad en la muestra obtenida. Por lo que se puede inferir que el comportamiento de este tratamiento no es homogéneo para esta variable. Los valores de porcentaje de fósforo en planta de todos los tratamientos superan el nivel crítico definido por Lorenz, et al, 1956, cit por Zink y Yamaguchi, 1962, de 0,20 de fósforo como porcentaje de la materia seca. A su vez los valores encontrados para porcentaje de fósforo son similares a los hallados por los mismos autores, que estaban en el rango de 0,40 a 0,60 % del peso seco. Estos valores concuerdan con los encontrados por Haworth y Cleaver, 1967 donde trabajando con diferentes dosis de estiércol, los valores de fósforo como porcentaje del peso seco fluctuaron entre 0,34 y 0,66. Cuadro N° 46 Comparación del Contenido de Fósforo en Planta de los Tratamientos para las dos últimas fechas de Muestreo por la Prueba de Contrastes Ortogonales. 19-Oct 29-Oct Nivel de Significancia P(F>Fo) Fuente Org Vs Fuente Inorg 0,0001 NS Comerciales. Vs Producidos en Predio NS NS Sólidos Vs Líquidos NS NS Bostoles Vs Supermagros NS NS Urea Vs Urea + Estiércol 0,0017 NS Trat. 8 Vs Orgánicos NS NS Trat. 9 Vs Orgánicos 0,001 NS Tra. 2 Vs Biofert. NS NS Comprados Líquidos Vs Estiércol NS NS En el muestreo del día 19/10, existen diferencias significativas entre los tratamientos “orgánicos e “inorgánicos”, esta diferencia puede ser explicada por la ausencia de fertilización fosforada en el tratamiento 9, lo que determinó que la disponibilidad de este nutriente sea menor que en el resto de los tratamientos. Sumado a esto, dicho tratamiento presenta un menor crecimiento radicular medido como peso fresco, lo que indicaría una menor capacidad de exploración radicular que limitaría la capacidad de absorción de fósforo por parte de la planta. Al realizar la prueba de contrastes ortogonales no se encontraron para la última fecha de muestreo diferencias significativas entre los distintos grupos de tratamientos. 4.5.2. Contenido de Nitrógeno Total en Hoja. A continuación se presentan los datos obtenidos en las dos últimas fechas de muestreo en el porcentaje de nitrógeno total de las hojas de lechuga de los distintos tratamientos. Cuadro N° 47 Contenido Promedio de Nitrógeno Total en Hoja como Porcentaje del Peso Seco y Desvío Estándar (%)de los Distintos Tratamientos para la Fecha 19/10. Tratamiento Porcentaje de Nitrógeno Desvío Estándar 9 8 2 6 3 7 4 1 10 5 3,8a 3,69a 3,63a 3,46ab 3,19ab 3,05ab 3,03ab 3,03ab 2,87ab 2,59b 1,04 0,84 0,51 0,68 0,53 0,67 0,84 1,01 0,32 0,76 * Las medias seguidas de la misma letra no difieren significativamente al nivel de 0.05 de acuerdo a la prueba de Tukey. Como se observa en el cuadro N° 47 y al realizar la prueba de contrastes ortogonales (cuadro N° 49), los tratamientos que presentan mayor cantidad de nitrógeno como porcentaje del peso seco, para esta fecha de muestreo son aquellos que recibieron fertilización química a base de urea. Dentro de los biofertilizantes líquidos, el que presenta un mayor porcentaje de nitrógeno es el tratamiento 2. Los biofertilizantes comerciales, tratamientos 6 y 7, presentan un comportamiento similar, no siendo significativa la diferencia al realizar la prueba de contrastes ortogonales, entre éstos tratamientos y los biofertilizantes caseros (cuadro 49). Mientras que sí se encuentra diferencia entre éstos tratamientos y el tratamiento 10 a base de estiércol. Cuadro N° 48 Contenido Promedio de Nitrógeno Total en Hoja como Porcentaje del Peso Seco y Desvío Estándar (%)de los Distintos Tratamientos para la Fecha 29/10. Tratamiento Porcentaje de Desvío Nitrógeno Estándar 2 8 9 6 3,3a 3,3a 3,3a 3,2ab 0,4 0,4 0,3 0,4 7 2,8ab 0,4 3 2,6ab 0,3 4 2,5ab 0,2 2,5ab 0,5 5 2,5ab 0,6 1 2,2b 0,6 10 * Las medias seguidas de la misma letra no difieren significativamente al nivel de 0.05 de acuerdo a la prueba de Tukey. En esta segunda fecha de muestreo se observa que el comportamiento de los tratamientos fue similar que en la fecha de muestreo anterior. Encontrándose que los tratamientos que exhibían un mayor porcentaje de nitrógeno en la fecha anterior, presentaron un comportamiento similar en ésta fecha de muestreo. Al comparar los tratamientos por medio de la prueba de contrastes ortogonales, cuadro N° 49, se encontraron diferencias significativas entre los tratamientos en los que se incluyo urea, 8 y 9, y el resto de los tratamientos. De igual manera se encontraron diferencias significativas entre los tratamientos de biofertilizantes líquidos comerciales, 6 y 7, y los biofertilizantes líquidos caseros, así como también con el tratamiento a base de estiércol. En el cuadro N° 48 que corresponde a la última fecha de muestreo, se observa que el tratamiento que presenta un menor porcentaje de nitrógeno es el 10, en el que solo se aplicó como fuente de nitrógeno estiércol al inicio del experimento. Al realizar la prueba de contrastes ortogonales éste tratamiento presentó diferencias significativas con los biofertilizante líquidos en la última fecha de muestreo. Cuadro N° 49 Contrastes Ortogonales de Porcentaje de Nitrógeno. 19-Oct 29-Oct Nivel de Significancia P(F>Fo) 0,0005 0,0021 Fuente Org Vs Fuente Inorg Comerciales. Vs Producidos NS en Predio NS Sólidos Vs Líquidos Bostoles Vs Supermagros 0,0369 NS Urea Vs Urea + Estiércol 0,0105 Trat. 8 Vs Orgánicos 0,003 Trat. 9 Vs Orgánicos NS Tra. 2 Vs Biofert. Comprados Líquidos Vs NS Estiércol 0,0701 0,0191 0,0503 NS 0,0503 0,0153 NS 0,0051 A continuación en al gráfica N° 14 se presenta la evolución del porcentaje de nitrógeno en dos fechas sucesivas de muestreo: Gráfica N° 14 Contenido de Nitrógeno Total en Porcentaje del Peso Seco para las 2 últimas fechas de Muestreo 4, % Del Peso Seco 3,5 3, 2,5 2, 19 de Octubre 1,5 29 de Octubre 1, ,5 , 1 2 3 4 5 6 Tratamientos 7 8 9 10 Si se observa la gráfica N° 14 que presenta la evolución del porcentaje de nitrógeno durante las dos fechas de muestreo, encontramos que el porcentaje de nitrógeno disminuye en todos los tratamientos entre la primera y la segunda fecha de muestreo. Este comportamiento es similar al presentado por Rincón Sánchez, et al ,2002, en el que trabajando con lechugas iceberg, evaluando distintas dosis de nitrógeno, encontró que independientemente de la dosis la concentración de nitrógeno disminuía al acercarse a la madurez del cultivo. Siendo los porcentajes obtenidos por Rincón Sánchez próximos al 3 %, similares a los encontrados en éste experimento. 4.5.3. Contenido de Nitrato en Hoja. El contenido de nitrato en las dos últimas fechas de muestreo (19/10 y 29/10), se analizó estadísticamente por medio de la prueba de Tuckey. A continuación se presentan los resultados ordenados de forma decreciente de ambas fechas. Cuadro N° 50 Contenido Promedio de Nitrato(ppm) en Hoja en Base Seca y Desvío Estándar (ppm) de los Distintos Tratamientos para la Fecha 19/10. Fecha 19/10 Media Desvío 10.657a 2358 T2 9.523ab 3120 T8 9.167abc 2349 T9 7.347abcd 6197 T6 7013abcd 4570 T1 4742bcd 5355 T4 4.144cd 3341 T7 3445d 1539 T3 2580d 2089 T5 2.406d 857 T10 * Las medias seguidas de la misma letra no difieren significativamente al nivel de 0.05 de Tratamiento acuerdo a la prueba de Tukey. En el cuadro N° 50 se observa que en esta fecha de muestreo los mayores valores promedio de contenido de nitrato se encuentran en el tratamiento T2. Igualmente la prueba de Tukey no encontró diferencias significativas entre éste tratamiento y los tratamientos: T8,T9,T6 y T1. Así mismo se observa que estos tratamientos son los que presentan menor variación medida como desvío estándar, lo que estaría indicando que existe mayor uniformidad entre las muestras, dentro de cada tratamiento. Si se observa el comportamiento de los tratamientos con fertilización química (T8 y T9), al ser comparados conjuntamente y de forma individual, con el resto de los tratamientos, por la prueba de contrastes ortogonales cuadro N° 52, encontramos que presentan un mayor contenido de nitrato en hoja estadísticamente significativo, por lo que se diferencian de los tratamientos con fertilización orgánica. Por esta misma prueba no se encontraron diferencias significativas entre los biofertilizantes producidos en el predio y los comerciales. Dentro de los tratamientos con fertilización con materiales orgánicos, encontramos que la muestra del tratamiento que recibió 100% estiércol (T10), presenta el menor contenido de nitrato de todos los tratamientos. Este tratamiento presenta un bajo coeficiente de variación, a diferencia de los tratamientos que no difieren estadísticamente de él (T1, T3, T4, T5, T6 y T7), que presentan valores altos de desvío lo que estaría indicando que existe gran variabilidad entre las lechugas que conformaron las muestras de estos tratamientos. Así mismo la prueba de contrastes ortogonales encontró diferencias significativas entre el estiércol y los biofertilizantes líquidos. De igual modo si se observa el cuadro N° 47 que presenta nitrógeno total como porcentaje del peso seco y el cuadro N° 50 que muestra contenido de nitrato, encontramos que existe una tendencia a que los tratamientos que presentan un mayor porcentaje de nitrógeno como porcentaje del peso seco, presenten un mayor contenido de nitrato en esta fecha de muestreo. A continuación se presenta el cuadro N° 51 que corresponde a los valores obtenidos de contenido de nitrato en hoja ordenados de forma decreciente para la última fecha de muestreo. Cuadro N° 51Contenido Promedio de Nitrato en Hoja (ppm) en Base Seca y Desvío Estándar (ppm) de los Distintos Tratamientos para la Fecha 29/10. 29-Oct Tratamiento Media Desvío (ppm) (ppm) 8 12180a 1809 9 7713b 1308 3 6592bc 5920 2 6325bc 3506 7 4928bc 2672 6 4538bc 3196 10 2810c 919 1 2754c 1395 2725c 2651 5 2302c 1146 4 *Las medias seguidas de la misma letra no difieren significativamente al nivel de 0.05 de acuerdo a la prueba de Tukey. En esta última fecha de muestreo encontramos que el tratamiento 8 (T8), correspondiente a la combinación de urea y estiércol se distingue como superior en el contenido de nitrato en hoja. Conjuntamente con esto, este tratamiento presenta el valor más bajo de desvío estándar, lo que nos estaría indicando que este tratamiento presentó menor variación entre las lechugas que conformaron la muestra, con la que se obtuvo el dato promedio. Por lo que se puede decir que no solo este tratamiento es el que tuvo en promedio mayor contenido de nitrato sino que también las muestras de este tratamiento fueron las más homogéneas. Al igual que en la fecha de muestreo anterior los tratamientos que consistieron en la fertilización con urea (T8 y T9), presentaron tanto al ser comparados de forma conjunta, como individual, por contrastes ortogonales diferencias significativas con los tratamientos con fertilización a partir de estiércol y biofertilizantes. De igual modo ambos tratamientos (T8 y T9), presentan los menores valores de desvío estnándar, que estaría indicando que las muestras de ambos tratamientos fueron las más homogéneas para esta variable. En el caso del tratamiento 8 según lo expresado por Barker and Maynard, 1971, el factor que estaría determinando la presencia de un mayor contenido de nitrato en hoja en éste tratamiento sería la presencia de un mayor contenido de nitrato en suelo, lo que estaría determinando un “consumo de lujo” de nitrógeno por parte del cultivo de lechuga. Dentro de los biofertilizantes y el estiércol encontramos que según la prueba de Tukey no existen diferencias significativas entre los tratamientos (T1, T2, T3, T4, T5, T6, T7 y T10). Encontrándose una mayor variabilidad dentro de las muestras, que se refleja en el alto valor de desvío estnándar que presentan estos tratamientos. La prueba de contrastes ortogonales (cuadro N° 52) muestra que no existen diferencias significativas entre los biofertilizantes caseros y los comprados. A su vez la prueba de contrastes ortogonales no muestra diferencias significativas entre los biofertilizantes líquidos y el estiércol, pero sí muestra diferencias entre los biofertilizantes comprados y el estiércol. Cuadro N° 52 Contrastes Ortogonales de Contenido de NO3 en Hoja en las dos Ultimas Fechas de Muestreo. Fuente Org Vs Fuente Inorg Comerciales .Vs Producidos en Predio Sólidos Vs Líquidos Bostoles Vs Supermagros Urea Vs Urea + Estiércol Trat. 8 Vs Orgánicos Trat. 9 Vs Orgánicos Tra. 2 Vs Biofert. Comerciales Líquidos Vs Estiércol 19 29 Nivel de Significancia P(F>Fo) 0,0001 0,0001 NS NS 0,0062 0,0013 NS 0,0005 0,0014 0,028 NS NS 0,0014 0,0001 0,0007 0,0108 0,0147 0,0976 4.5.3.1. Evolución del contenido de nitrato en hoja. En la gráfica N° 15 se presenta la evolución del contenido de nitrato en hoja en las dos fechas de muestreo. Gráfica N° 15 Contenido de Nitrato en Hoja (ppm) en Base Seca para las dos Fechas de Muestreo. 14000 12000 10000 8000 ppm 19-Oct 29-Oct 6000 4000 2000 0 1 2 3 4 5 6 Tratamientos 7 8 9 10 Como se observa en la gráfica N° 15 y en los cuadros N° 50 y 51, existe la tendencia en ambas fechas de muestreo en que los tratamientos que presentan urea (T8 y T9) sean los que presentan mayor contenido de nitrato en hoja. En ambos tratamientos la evolución del contenido de nitrato fue inversa. Mientras que para el tratamiento 8 (T8), correspondiente a urea y estiércol, hubo un aumento del 28% en el contenido de nitrato de la primer fecha a la segunda fecha de muestreo, en el caso del tratamiento que consiste en urea 100% (T9), disminuyó en un 16% el contenido de nitrato de una fecha a la otra. Igualmente el tratamiento 8, presentó siempre un valor mayor en el contenido de nitrato en ambas fechas que el tratamiento 9. Del mismo modo que los tratamientos que presentaron mayor contenido de nitrato lo hicieron en ambas fechas, los tratamientos que presentaron los menores contenidos de nitrato lo hicieron en ambas fechas de muestreo. Dentro de estos se destacan el tratamiento 10 (T10), correspondiente a la aplicación del 100% de estiércol como fuente de nutrientes, y el tratamiento 5 (T5), correspondiente al biofertilizante supermagro. Dentro de los biofertilizantes es interesante el comportamiento del tratamiento 2, que en la primer fecha de muestreo produjo el mayor valor de contenido de nitrato en hoja, pero en la segunda fecha de muestreo este valor se redujo en un 41% con respecto al valor de la fecha anterior. Los biofertilizantes comerciales, tratamientos (T6 y T7), presentaron valores intermedios de contenido de nitrato en ambas fechas de muestreo. Mientras en la primer fecha el Aminon (T6), presentó un valor más alto de contenido de nitrato, en la segunda fecha este valor bajo en un 38%. El tratamiento de Fertiter (T7), presentó en la primer fecha de muestreo, un menor contenido de nitrato, que se incrementó en la segunda fecha en un 19% con respecto a la fecha anterior. El tratamiento 1 correspondiente a un biofertilizante casero del señor Bentancur, presentó una disminución importante del contenido de nitrato, cercana al 60%, de la fecha del primer muestreo a la segunda fecha. Esto podría ser explicado porque este tratamiento no tuvo la tercer aplicación de biofertilizante, debido a causas que se explicaron anteriormente. 4.5.3.2. Contenido de Nitrato en Base fresca Para evaluar si el contenido de nitrato de las lechugas puede representar un riesgo para la salud humana, éste dato se debe cuantificar en base fresca. De este modo se presenta a continuación la gráfica N° 16 que muestra el contenido de nitrato por kilogramo de peso fresco. Esta gráfica se construyó a partir de los datos de contenido de nitrato en base seca, peso seco aéreo y peso fresco aéreo de cada tratamiento. Gráfica N° 16 Contenido de Nitrato en Miligramos por Kilogramo de Peso Fresco Aéreo para dos Fechas de Muestreo. 600,0 500,0 19 de octubre Mg de N03 400,0 29 de octubre 300,0 200,0 100,0 0,0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 Tratamientos En la gráfica N° 16 observamos que si bien el contenido de nitrato para los distintos tratamientos en las dos fechas de muestreo, en líneas generales presenta un comportamiento similar que la gráfica de contenido de nitrato en peso seco (gráfica N° 15), en algunos tratamientos existen variaciones. En ambas gráficas observamos que el contenido de nitrato es mayor en los tratamientos que contienen urea (T8) y (T9) en la última fecha de muestreo. Los valores de contenido de nitrato presentados por todos los tratamientos, se encuentran muy por debajo de los límites establecidos por la Unión Europea que para lechugas de verano plantea un valor máximo de 2500 mg/Kg de materia fresca (Maroto, et al, 2000). En el caso del tratamiento 8 (T8), correspondiente a urea + estiércol, en la gráfica de contenido de nitrato en base seca (gráfica N° 15), la segunda fecha de muestreo presentaba un contenido mayor de nitrato que la primera. Si se observa la gráfica de contenido de nitrato en base fresca (gráfica N° 16), éste resultado se invierte, posiblemente debido al aumento en el peso fresco sufrido por éste tratamiento en la última fecha de muestreo, que diluye el contenido de nitrato por kilogramo de peso fresco aéreo. En el caso del tratamiento 9 (T9), que corresponde a 100% urea existe un comportamiento similar al anterior. En ambas gráficas tanto en base fresca como seca, la primer fecha presenta un contenido de nitrato mayor, pero en el caso de la gráfica de base fresca la diferencia entre los dos muestreos es mayor, posiblemente al aumento en el peso fresco, que diluye el contenido de nitrato por kilogramo de peso fresco. 4.6. Contenido de Nitrato en el Suelo. El contenido de nitrato en suelo se evaluó para la última fecha de muestreo. A continuación se presenta el cuadro N° 53 con los valores obtenidos de cada tratamiento. Cuadro N° 53 Contenido Medio de Nitrato (ppm) y Desvío Estándar (ppm) en Suelo para la Fecha 29/10. Tratamiento Media T8 92.88a Desvío Estandar 19.11 T9 70.03ab 50.57 T5 36.21ab 40 T6 30.79ab 31.85 T7 26.05ab 28.72 T4 16.21b 10.7 T2 10.36b 0.42 T1 10.11b 1.06 T10 9.39b 0.075 9.36b 0.89 T3 *Las medias seguidas de la misma letra no difieren significativamente al nivel de 0.05 de acuerdo a la prueba de Tukey. En el cuadro N° 53 y la gráfica N° 17 observamos que el tratamiento 8, correspondiente a urea + estiércol, presenta el valor más alto de contenido de nitrato en suelo. Este valor no difiere significativamente según la prueba de Tukey, de los valores obtenidos de los tratamientos T9, T5, T6 y T7. A diferencia del tratamiento 8, que presenta una menor variación medida como desvío estándar, éstos últimos tratamientos presentan valores mayores de desvío estándar por lo que se puede inferir que existió gran variabilidad entre las distintas parcelas de los tratamientos. Así mismo el bajo valor de desvío estándar del tratamiento 8 nos indica que existió una mayor uniformidad entre las parcelas de este tratamiento. A partir de los datos contenidos en el cuadro se elaboró la siguiente gráfica: Gráfica N° 17 Contenido de Nitrato en Suelo en ppm para la Fecha 29/10. 100 90 80 ppm N03 70 60 50 40 30 20 10 0 1 2 3 4 5 6 Tratamientos 7 8 9 10 En la gráfica N° 17 y en la prueba de contrastes ortogonales, cuadro N° 54, advertimos que los tratamientos 8 y 9, se diferencian significativamente en esta variable del resto de los tratamientos. Siendo iguales entre sí por esta prueba. Entre los tratamientos de biofertilizantes no se encontraron diferencias significativas por la prueba de contrastes ortogonales. Los tratamientos de biofertilizantes comerciales presentan una tendencia a tener un contenido de nitrato en suelo mayor que el de los biofertilizantes producidos en el predio, si bien no se encontró una diferencia significativa en la prueba de contrastes ortogonales entre ellos y los biofertilizantes producidos en el predio. En el caso del tratamiento 10, que corresponde a 100% estiércol se observa que presenta uno de los valores más bajos de nitrato en suelo, esto podría estar debido a un menor aporte de nitrógeno por parte del estiércol o por lavado de éste elemento, mientras que el tratamiento 8 que es una combinación de estiércol y urea presenta el mayor contenido, producto de la refertilización a base de urea. Cuadro N° 54 Contraste Ortogonal de Contenido de NO3 en Suelo en la Ultima Fecha de Muestreo. Tratamientos Fuente Org Vs Fuente Inorg Comerciales. Vs Producidos en Predio Sólidos Vs Líquidos Bostoles Vs Supermagros Urea Vs Urea + Estiércol Trat. 8 Vs Orgánicos Trat. 9 Vs Orgánicos Tra. 2 Vs Biofert. Comprados Líquidos Vs Estiércol 29-Oct Nivel de SignificanciaP(F>Fo) 0,0001 NS NS NS NS 0,0002 0,0046 NS NS 4.6.1. Correlación entre Contenido de Nitrato en Suelo y Planta A partir de los datos de contenido de nitrato en suelo y en hoja, de cada tratamiento, se calculó el coeficiente de correlación entre ambas variables para la ultima fecha de muestreo. Gráfico N° 18 Correlación entre Contenido de NO3 en Suelo y Planta por Tratamiento para la Ultima Fecha de Muestreo. 14000 ppm de NO3 en Planta 12000 10000 8000 6000 4000 2000 0 0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 ppm deNO3 en Suelo El coeficiente de correlación entre ambas variables es de 0.769; con una probabilidad de 0,05. Por lo que existe una tendencia a que los tratamientos que presentan un mayor valor de contenido de nitrato en suelo presenten un mayor contenido de nitrato en hoja. Esta relación estaría confirmando los datos obtenidos en espinaca por Breimer T, 1982, cit por Muro et al, 1998. El mayor contenido de nitrato en suelo en los tratamientos a base de urea estaría explicado por una mayor dosis de nitrógeno en las refertilizaciones, que en el caso de los demás tratamientos (ver gráfica de nitrato en suelo). Esto determinaría una absorción de éste nutriente en una mayor proporción en éstos tratamientos lo que se observa en la gráfica de nitrato en planta. 100 4.6.2. Correlación entre Nitrato en Planta y Nitrógeno Total. Se realizó la correlación entre el contenido de nitrato en base seca y nitrógeno total en planta para las dos últimas fechas de muestreo. Gráfica N° 19 Correlación entre Nitrato y N Total en Planta en la Tercer Fecha de Muestreo. 4, % de N Total 3, 2, 1, , 0 2000 4000 6000 8000 ppm de Nitrato en Planta 10000 12000 Como se observa en el gráfico N° 19, existe en ésta fecha de muestreo una buena correlación entre ambas variables, r=0.886 ; con una probabilidad de 0,05. Lo que estaría mostrando es que los tratamientos que presentan un mayor contenido de nitrato en planta presentan un mayor contenido de nitrógeno total. Mostrando que aquellos tratamientos que brinden en esta etapa del cultivo una mayor oferta de nitrato estaría promoviendo un mayor crecimiento expresado a través de una mayor síntesis proteica. Gráfica N° 20 Correlación entre N03- y N Total en Planta en la Cuarta Fecha de Muestreo. 4, % de N Total 3, 2, 1, , 0 2000 4000 6000 8000 10000 12000 14000 ppm de Nitrato Para ésta fecha de muestreo el coeficiente de correlación r = 0,737; probabilidad 0,05; disminuye, indicando que en esta etapa del cultivo un mayor contenido de nitrato en planta no repercute en un mayor contenido de nitrógeno total. Por lo que no se produce el pasaje de nitrato a amonio, por intermedio de las enzimas nitrito y nitrato reductasa, dentro de la planta acumulándose el nitrato. Esto podría deberse a la existencia en algunas plantas de un consumo de lujo (Chapin 1980; Koch et al, 1988, cit por Muro, et al, 1998). Las plantas absorben nutrientes en exceso, es decir, por encima de las necesidades inmediatas de crecimiento, usando éstos nutrientes como reservas y utilizándolos cuando el aporte del suelo decrece (Muro, et al, 1998). Al ser iguales para todos los tratamientos los factores del ambiente e inherentes al organismo vegetal que pueden afectar la acumulación de nitrato, la suplementación nitrogenada es como lo expresa (Barker and Maynard, 1971) el factor que domina la acumulación de nitrato en los vegetales. La cantidad y la fuente aplicada, el tiempo y método de aplicación, gobiernan el efecto del fertilizante nitrogenado en la acumulación de nitrato en los vegetales (Maynard, 1976). Al calcular la correlación entre nitrato en hoja: peso seco aéreo y peso fresco aéreo en la última fecha de muestreo se encontró que la variable nitrato en planta estaba mejor correlacionada con el peso fresco (r= 0,7) que con el peso seco (r= 0.51). Esto podría estar explicado por la teoría planteada por Blom-Zandstra M, Lampe, 1985 de que las plantas acumularían nitrato para aumentar su potencial osmótico y establecer una diferencia de potencial hídrico con respecto al suelo. Por lo que plantas con un mayor contenido de nitrato en planta serían más eficaces en la absorción de agua. 5. CONCLUSIONES Los biofertilizantes líquidos demuestran potencialidad para ser utilizados en la producción hortícola. Los grandes volúmenes necesarios para cubrir los requerimientos de nutrientes de los cultivos, hacen difícil que únicamente por éste medio se cumpla con tales demandas. Por lo que resulta más eficiente la aplicación de estiércol como fertilización de base para luego refertilizar con éstos preparados, con la ventaja de que los biofertilizantes líquidos incorporan los nutrientes al suelo, evitando las pérdidas que se producirían en el caso de utilizar únicamente estiércol. Dentro de los biofertilizantes líquidos, los denominados comerciales presentan como ventaja ser una fuente más concentrada de nutrientes, por lo que se hace más práctico su uso, por manejar volúmenes menores. En contrapartida representan un costo mayor para la producción que los preparados artesanales. Los tratamientos denominados supermagros: 3 y 5 presentan en su composición cantidades altas de microelementos, especialmente Zn y Na. Las altas dosis que se estarían aplicando de éstos y otros microelementos al utilizarlos de ésta manera, es decir como fertilizantes nitrogenados, podrían causar problemas de desequilibrios nutricionales, como también problemas de salinidad para el cultivo. La dosis que se recomienda para éstos preparados es del 2 al 5% foliar (Pedini S, 2000), como correctores de deficiencias de micronutrientes. De igual modo el costo que presenta su elaboración, al requerirse la compra de sales minerales, no justificaría su aplicación por los rendimientos obtenidos en éste ensayo con éstos tratamientos. En complemento de lo anteriormente dicho, los preparados caseros llamados “bostoles” mostraron un mejor comportamiento en el rendimiento final obtenido que los “supermagros”, por lo que éste tipo de preparados se adaptarían mejor para ser utilizados en la refertilización de lechugas. Para los cultivos de lechuga a campo, en el período en que se desarrolló el ensayo y con las dosis de N utilizadas los valores de nitrato en hoja se ubican muy por debajo de los límites establecidos por la U.E., independientemente de la fuente utilizada. Existe una tendencia clara a que los tratamientos con mayor fertilización nitrogenada presenten un mayor tenor de nitrato en hoja. 6. RECOMENDACIONES La falta de conocimiento de los procesos que gobernaron la elaboración de los biofertilizantes utilizados en el experimento, sumado a la poca información que existe sobre el tema, acota la interpretación de los resultados obtenidos. Es por este motivo que en futuros estudios que se realicen sobre el tema, es importante que se lleve a cabo la cuantificación de las variables y procesos que determinan la calidad del biofertilizante. Entre ellas: Tipo y cantidad de material orgánico utilizado, factores ambientales que ocurren durante la elaboración del biofertilizante; procesos biológicos que ocurren durante la elaboración y tiempo de elaboración. La concentración de nitrógeno de los Biofertilizantes caseros debería mejorarse aumentando la cantidad de estiércol utilizada en su elaboración. Los grandes volúmenes que deben manejarse en la fertilización a base de estos preparados obligan a idear nuevas tecnologías en el manejo de los cultivos a nivel comercial. Los Biofertilizantes denominados Supermagros se adaptan mejor cuando son usados con el objetivo de prevenir deficiencias de micronutrientes y protección sanitaria. Para determinar si el contenido de nitrato en hoja puede alcanzar niveles de riesgo para la salud humana, se tendrían que evaluar las situaciones más propicias para la acumulación de nitrato en hoja, como son los cultivos protegidos en invierno y con altas dosis de nitrógeno. 7. BIBLIOGRAFÍA AGUIRRE Y. et al, 1994. Fertilización Química y Orgánica en Lechuga. Rev. Fac. Agron. (Maracay) 20:111-122. ALDABE, L. 2000. Producción de hortalizas en Uruguay. Epsilon. Montevideo, Uruguay. 269p. ANSORETA J. Y MERINO D. 1994. Nitratos en Lechuga. Horticultura 99: 13-26. ANVISA – Toxicología – Agroecología –Formulas de Produtos Alternativos de Controle de Pragas, Doencas e Nutricao de Plantas – Bio Fertilizantes http://www.anvisa.gov.br/toxicologia/agro/formula/bio.htm AÑEZ Y TAVIRA, 1981. Revista de la facultad de Agronomía, Mérida, Venezuela. BALCAZA, L. 1997. Hortalizas de hoja. En: La fertilización de cultivos y pasturas. Editorial Hemisferio Sur.207-210. BETTINI, R. DOGLIO, J. 1994. “El cultivo de la lechuga en el Uruguay. Situación Productiva y Comercial”. JUNAGRA. MGAP. BETTIOL W.TRATCH R., GALVAO J. 1998. Controle de Doencas de Plantas com Biofertilizantes. Jaguariúna, SP. EMBRAPA-CNPMA. Circular Técnica 02. 22p. BLOM-ZANDSTRA G. AND LAMPE E.M., 1983. The Effect of Clorhide and Sulphate Salts on the Nitrate Content in Lettuce Plants (Lactuca sativa L.). Journal of Plant Nutrition. 6(7), 611-628. BLOM-ZANDSTRA M., 1989. Nitrate accumulation in Vegetables and its Relationship to Quality. Ann appl. Biol. 115, 553-561. BRANDJES P.J., DE WIT J., VAN DER MEER H.G., VAN KEULEN H., 1996. Environmental impact of animal manure management. Livestock and the environment. Finding a balance. International Agriculture Centre, Wageningen (the Netherlands), pp. 53. National Primary Drinking Water Regulations: Consumer Factsheet on Nitrates/Nitrites. CAMBERATO J., LIPPERT, B., CHASTAIN J. PLANK, O. 1996. Land Application of animal manure www.bae.uga.edu CAMPELO, E., BENZANO, R., PLA, M., 1981. Efecto de Diferentes Manejos Previos del Suelo en la Producción de Tomates para Industria y en la Respuesta a la Fertilización Nitrogenada. Tesis Ing. Agr. Montevideo, Uruguay, Facultad de Agronomía. 143 p. CATALDO et al. 1975. Rapid Colorimetric Determination of Nitrate in plant tissue by nitratation of salicilic acid. Soil Science and Plant analysis CLARO S. A. 2001. Referenciais Tecnológicos para a Agricultura Familiar Ecológica. Porto Alegre, RS. EMATER/RS. 241 p. CENTRO DE TECNOLOGIAS ALTERNATIVAS DA ZONA DA MATA – MG. Novo Supermagro O Biofertilizante. www.ctazm.org.br FAO, 2000. 22ª Conferencia Regional de la FAO para Europa. Inocuidad Y Calidad De Los Alimentos En Relación Con La Agricultura Orgánica. Oporto, Portugal, 24-28 De Julio De 2000. FASSBENDER H. W. Química de Suelos. 1980. San José, Costa Rica. Instituto Interamericano de Ciencias Agrícolas, IICA. 398 p. FRIONI L. Procesos Microbianos Tomo II. Río Cuarto. Editorial de la Fundación Universidad Nacional de Río Cuarto. 1999. 286 pag. GALVAN G. Y RODRÍGUEZ J., 1999. Cultivos de Hoja. Lechuga Generalidades y Ecofisiología. Montevideo. Facultad de Agronomía. 19 p. GARCÍA M. 1999. Curso de Educación Permanente ‘’ Agricultura Ecológica’’. Facultad de Agronomía UDELAR. GÓMEZ J, VINIEGRA G., 1977. The use of anaerobically digested catlle slurry as a fertilizer for vegetables. Trop animal Prod. 4(1) 26-30. GRUPO DE EDUCACIÓN AMBIENTAL INTENDENCIA MUNICIPAL DE MONTEVIDEO. 2001 Evaluación participativa de calidad de agua en Montevideo Rural. www.montevideo.gub.uy/ambiente/documentos/m-ambiente.htm HAWORTH F. AND CLEAVER T.J. 1967. The effects of different manorial treatments on the yield and mineral composition of winter lettuce. J. Hort Sciences 42: 23-29. HOLTON, CONARD. "Nitrate Elimination," Environmental Health Perspectives, Vol. 104, No. 1 (January 1996). http://ehpnet1.niehs.nih.gov/docs/1996/104-1/innov.html IGLESIAS MARTINEZ L., El Estiércol y las Prácticas Agrarias Respetuosas con el Medio Ambiente, Madrid, Ministerio de Agricultura Pesca y Alimentación, Hojas Divulgatorias Número 1/94, 1995, 23 p. JOHNSON J. 1995. Best Management Practices: Land Application of Animal Manure. Ohio State University Extension Department of Horticulture and Crop Science. www.ohioline.osu.edu. LEHNINGER A., 1984. Principios de Bioquímica. Barcelona, Ediciones Omega, S.A. 1013p. LOPES DE ALMEIDA, 2000. Determinacao do efeito fitotoxico de um biofertilizante líquido utilizado em viveiros de café por meio de bioensaios em casa de vegetacao. Comunicado Técnico EMBRAPA, N° 42 pag. 1-4.. MAROTO, J., GARCÍA, A., BAIXAULLI, S. 2000. La lechuga y la escarola. Valencia; Caja Rural de Valencia. Fundación Ediciones Mundi-Prensa. España. 242p. MAYNARD, D.N., A.V., BARKER, P.L., MINOTTI AND N.H. PECK 1976. Nitrate accumulation in vegetables. Advances in Agronomy pp71-118.Acad. Press, N.Y., S.F. and Lond. MERRILL, R.. HOBERECHT, K. MCKEON, J. 1998. Organic Teas for Compost and Manure. In: Organic Farming Research Foundation. www.ofrf.org MITCHELL CHARLES C., JR., JAMES O. DONALD, JOHN MARTIN, 1989. THE VALUE AND USE OF POULTRY WASTE AS FERTILIZER. Agriculture & Natural Resources Agronomy Alabama Cooperative Extension Service, Auburn University, Alabama MURO, J; IRIGOYEN, HI.; LAMSFUS, C. 1998. Avances en el metabolismo del nitrógeno. De la fisiología a la biología molecular. 1ª. España. 453-463 p. MUSTIN, M., Le compost. Paris, Editions Francois Dubusc, 1987. 954 p. NORTH M, 1986. Manual de Producción Avícola. PEDINI SÉRGIO, 2000 Apostila de Cafeicultura Orgânica - ESACMA - Escola Superior de Agricultura e Ciências de Machado - Machado/ MG / PERDOMO C., BARBAZAN M. 1999. Nitrógeno, Montevideo, Uruguay. Facultad de Agronomía, Código 501/200/99. 72 p. PREMUZIC Z., DE LOS RÍOS, A, CLOZZA M, MINIÑO H, VILELLA F, IORIO A. F. DE, 1995. Absorción y Distribución de Macronutrientes en Lechuga. Hort. Arg. 14(37) jul-dic. REMEDI DE SOUZA, M., 1995. Efecto del agregado de materia orgánica y dosis de nitrógeno sobre la producción de frutilla en suelos arenosos de Salto. Tesis Ing. Agr. Montevideo, Uruguay, Facultad de Agronomía. 114 p. RICCI M. 1994. Producao de Alface adubadas com composto orgánico. Hort Bras. 12 (1). SALISBURY F., ROSS C.,. Fisiología Vegetal. México D.F. Grupo Editorial Iberoamérica S.A. de C.V. 1994. 759 pag. SANCHEZ A. CHARLES. 2000. Response of Lettuce to Water and Nitrogen on Sand and the Potencial for Leaching of Nitrate- N. HortScience 35 (1): 73:77. SANTOS R., 1994. Qualidade de Alface Cultivada com Composto Orgánico. Hort. Bras.12(1). SAS INSTITUTE, 1985. In SAS user’s guide: Statistics Version 5 ed. SAS Inst., Cary, NY. SMITH S.R AND HADLEY P. 1988. A comparison of the effects of organic and inorganic nitrogen fertilizers on the growth response of summer cabbage (Brassica oleracea var. capitata cv. Hispi F1.). Journal of Horticultural Science 63(4) 615- 620. SORIA FREGOSO MANUEL, et al, 2001. Producción de biofertilizante mediante biodigestión de excreta líquida de cerdo. Terra volumen 19:353 – 362. SOUBES MATILDE 1994. Microbiologia de la fermentación Anaerobia. Tratamiento Anaerobio III taller y Seminario Latinoamericano ‘’ Tratamiento Anaerobio de Aguas Residuales’’. Montevideo Uruguay 1994 pag. 15 – 28. U.S. ENVIRONMENTAL PROTECTION AGENCY, Office of Water, Ground Water and Drinking Water, Updated March 9, 2001. http://www.epa.gov/safewater/dwh/c-ioc/nitrates.html VAIRO DOS SANTOS A. C. 1992. Biofertilizante Líquido: o Defensivo Agrícola da Natureza. Niteroi: EMATER- RÍO 16P. Agropecuaria Fluminense, 8. VIÑAS MARÍA. 1999. Los Procesos de Tratamiento en los Efluentes Lácteos. Seminario: Manejo Integral del Agua en Predios Lecheros e Industriales Lácteos. Ministerio de Vivienda, Ordenamiento Territorial y Medio Ambiente, Conaprole y Facultad de Veterinaria.136 p. WETZLICH, SCOTT. “Water:Better Late Than..., Part II: Nitrates," Cooperative Extension University of California, Environmental Toxicology Newsletter, Vol. 11, No. 1 (1991). http://ace.orst.edu/cgi-bin/mfs/01/newsletters/n111_91.htm ZINK F, YAMAGUCHI M., 1962. Studies on the growth rate and nutrient absorption of head lettuce. Journal of Agricultural Science 32(11) 471-500.