TESIS Geminivirus 2012 Ma. Alejandra Ibarra FIMCBOR

ESCUELA SUPERIOR POLITÉCNICA DEL LITORAL
Facultad de Ingeniería Marítima Ciencias Biológicas,
Oceanográficas y Recursos Naturales.
“Diagnóstico molecular de geminivirus en plantaciones
comerciales de tomate (Solanum lycopersicum L.) y malezas
asociadas al cultivo, en la provincia Santa Elena.”
TESIS DE GRADO
Previo a la obtención del título de:
BIÓLOGO
Presentada por:
María Alejandra Ibarra Matamoros
GUAYAQUIL – ECUADOR
Año: 2012
AGRADECIMIENTO
A Dios por todas las bendiciones que me ha brindado, a mis padres, a mi
hermana y mi abuelita, por el apoyo incondicional que he recibido durante
estos años; a la Dra. Esther Peralta, a la Ing. Lisbeth Espinoza y al M.Sc.
Pablo Chong, por la oportunidad que me brindaron
para realizar mi tesis
en el Centro de Investigaciones Biotecnológicas del Ecuador (CIBE), y por su
apoyo y orientación para la realización de este trabajo.
Al Centro de Investigación Científica y Biotecnológica (CICYT) por el apoyo y
financiamiento brindado para la ejecución de este trabajo de investigación.
A todo el personal del CIBE que, con su colaboración, permitieron que se
culmine este estudio, y de manera especial a aquellos que se convirtieron,
no solo en mis compañeros, si no, en mis amigos: a la Ing. Ana María
Campuzano, al Ing. Jorge Paredes, al Ing. Robert Álvarez y al Biólogo
Cristian Romero, por la invaluable y permanente ayuda brindada.
A mis profesores de FIMCBOR, de manera especial al Dr. Marcelo Muñoz,
M.Sc. Cesar Bedoya
y Dr. Washintong Cárdenas por
poner a mi
disposición los reactivos, software y equipos que fueron necesarios.
A mi amor, Jorge Rafael Paredes, que me ha brindado su apoyo, paciencia y
cariño.
A mis amigos de siempre por las palabras de aliento y los abrazos que me
han dado: Ana María Campuzano, Fernanda Ratti, Jennifer Choca, Lorena
Monserrate, Favio Alvarado, Nicolás Esparza, Freddy Magdama, Gabriela
Maridueña y Mirian Villavicencio.
DEDICATORIA
A toda mi familia, en especial a mis padres:
MSc. Clara Matamoros y Sr. Mariano Ibarra
que han sido los pilares fundamentales de mi
vida.
A mi hermana Jullyana Ibarra, mi eterna
compañera, que ha permanecido a mi lado
en las buenas y en las malas.
A mi abuelita Argentina Samaniego.
TRIBUNAL DE GRADUACIÓN
M.Sc. Jerry Landivar Z.
Decano de la FIMCBOR
PRESIDENTE
M.Sc. Marcos Álvarez G.
CO-DIRECTOR
Ing. Lisbeth Espinoza L.
Asistente de investigación del CIBE
DIRECTORA DE TESIS
M.Sc. Francisca Burgos V.
VOCAL
DECLARACIÓN EXPRESA
“La responsabilidad del contenido de esta Tesis de Grado,
me corresponde exclusivamente; y el patrimonio intelectual
de la misma a la ESCUELA SUPERIOR POLITÉCNICA
DEL LITORAL ‟‟.
(Reglamento de Graduación de la ESPOL).
María Alejandra Ibarra Matamoros
RESUMEN
Los geminivirus están constituidos por cuatro géneros, siendo los
begomovirus los más destacados, debido a las características de su vector
Bemisia tabaci y alta tasa de recombinación que exhiben. Esta familia ha
provocado pérdidas estimadas entre 40 y 100% en diferentes cultivos de
regiones tropicales y subtropicales como fréjol, tomate, melón, tabaco,
calabaza, pimiento, entre otros. El presente trabajo tuvo la finalidad de
diagnosticar, secuenciar e identificar por primera vez la presencia de
geminivirus mediante la aplicación de técnicas moleculares en plantaciones
de tomate (Solanum lycopersicum L.) y malezas (Luffa sp. e Ipomoea sp,)
asociadas a este cultivo en la provincia Santa Elena-Ecuador.
Se realizaron muestreos dirigidos en las plantaciones de tomate donde se
observó: altas poblaciones de mosca blanca (B. tabaci) y síntomas
relacionados con la presencia de geminivirus tales como amarillamiento,
arrugamiento, clorosis, deformaciones,
enanismo y enroscamiento de la
hoja.
Se realizó la extracción de ADN total de las muestras y para determinar la
presencia de geminivirus se emplearon iniciadores dirigidos a amplificar la
región central del gen que codifica para la cápside proteica (CP).
muestras que
amplificaron la
región
de interés
fueron clonadas
Las
y
secuenciadas; además se establecieron relaciones filogenéticas entre varios
miembros del género Begomovirus que se encuentran afectando al tomate
en América.
El 34% de las muestras recolectadas en campo resultaron positivas en el
diagnóstico
inicial
de
geminivirus
mediante
el
uso
de
cebadores
degenerados, la mayoría de estas asociadas con síntomas de enrollamiento
de la hoja y clorosis. En los análisis filogenéticos se demostró que el
geminivirus encontrado presentaba una homología genética del 99% con el
Virus de la deformación de la hoja de tomate (ToLDeV), una nueva especie
de begomovirus identificada en Perú; encontrándose cuatro variaciones en la
secuencia ecuatoriana, las cuales están ubicadas en los nucleótidos 71, 239,
240 y 450 remplazando G, T, C y T por A, A, G y C del ToLDeV. Dichas
variaciones en los nucleótidos originaron que al convertirse en aminoácidos
ciertos tripletes cambien: el codón que codifica para Arginina CGT (R) fue
remplazado por una Histidina CAT (H), mientras que la variación TCT por
AGT no ocasionó ningún cambio, ya que estos dos tipos de tripletes codifican
para Serina (S); así mismo el cambio en la última base de TAT por TAC, no
causa ninguna variación significante, codificando Tyrosina (Y) en las dos
posiciones.
Los resultados expuestos, constituyen los primeros en la identificación de
esta nueva especie de geminivirus en el país afectando los cultivos de
tomate y malezas acompañantes; sin embargo no se descarta la presencia
de otras especies aún no identificadas.
ÍNDICE GENERAL
Página
RESUMEN................................................................................................................. I
ÍNDICE GENERAL ................................................................................................. IV
ÍNDICE DE ABREVIATURAS ................................................................................ VI
ÍNDICE DE FIGURAS ........................................................................................... VII
ÍNDICE DE TABLAS .............................................................................................. IX
INTRODUCCIÓN ...................................................................................................... 1
1.
GEMINIVIRUS Y TOMATE ................................................................................ 4
1.1 Clasificación taxonómica, características generales e importancia de los
geminivirus. .........................................................................................................................4
1.2 Géneros de la familia de los Geminiviridae .........................................................10
1.3 Tomate ......................................................................................................................19
1.3.1
Importancia económica ...................................................................................20
1.3.2
Principales geminivirus que afectan los cultivos de tomate ......................22
1.3.3
Medidas de control ...........................................................................................23
1.4 Métodos de Diagnóstico e identificación .............................................................24
2.
1.4.1
Diagnóstico Molecular .....................................................................................25
1.4.2
Clonación ..........................................................................................................26
1.4.3
Secuenciación ..................................................................................................26
MATERIALES Y MÉTODOS ........................................................................... 28
2.1. Recolección de muestras de campo ....................................................................28
2.2. Descripción de síntomas ........................................................................................31
2.3. Extracción de ADN y Electroforesis......................................................................31
2.4. Reacción en cadena de la polimerasa y electroforesis .....................................34
2.5. Clonación y secuenciación ....................................................................................36
2.6. Análisis y comparación de datos obtenidos ........................................................39
3.
RESULTADOS Y DISCUSIÓN ........................................................................ 41
3.1. Recolección de muestras en campo y síntomas ................................................41
3.2. Extracción de ADN. .................................................................................................45
3.3. Reacción en cadena de la polimerasa .................................................................46
3.4. Obtención de Clones. .............................................................................................52
3.5. Secuencia del Genoma viral ..................................................................................53
3.6. Comparación de la secuencia y análisis filogenético ........................................54
4.
CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES ................................................... 60
BIBLIOGRAFÍA ...................................................................................................... 67
APÉNDICE ............................................................................................................. 79
ÍNDICE DE ABREVIATURAS
ACR
AND
ADNc
ADNdc
ADNsc
ADNv
ARNi
ARNm
B
ELISA
h
HAN
Kb
Kg/Ha
M
Mg
Ml
mM
Ng
Nm
Nt
O
OR
ORF
Pb
PCR
Rpm
S
„ / min
" / seg
%
°
°C
µg
µg/ml
µl
Amplificación por circulo rodante
Ácido desoxiribonucleico
ADN complementario
ADN de doble cadena
ADN de simple cadena
ADN viral
ARN de interferncia
Ácido ribonuceico mensajero
Bases
Ensayo por inmunoabsorción ligado a enzimas
Horas
Hibridación de ácidos nucleicos
Kilobases
Kilogramos/ hectarias
Molar
Miligramos
Mililitros
Milimolar
Nanogramos
Nanometros
Nucleótido
Oeste
Origen de replicación
Marco abierto de lectura
Pares de base
Reacción en cadena de la polimerasa
Revoluciones por minuto
Sur
Minutos
Segundos
Porcentajes
Grado
Grados centigrados
Microgramos
Microgramos/mililitros
Microlitros
ÍNDICE DE FIGURAS
Figura 1:
Pág.
Ciclo de replicación viral de los geminivirus y
movimiento intracelular del ADN viral.…………………... 10
Figura 2:
Genoma
bipartito
del
género
Begomovirus:
componente A y B ………………………………………... 14
Figura 3:
Genoma monopartito del género Curtovirus……………
16
Figura 4:
Genoma monopartito del género Mastrevirus…………..
17
Figura 5:
Genoma monopartito del género Topocuvirus…………
19
Figura 6:
Ubicación de la Hacienda Azúcar………………………..
29
Figura 7
Localidad San Rafael, Hacienda Luz Victoria………….
30
Figura 8
Hacienda El Azúcar, cultivo de tomate (S lycopersicum
var. Dominic)……………………...................................... 41
Figura 9:
Presencia del complejo de moscas blancas B. tabaci y
B. argentifolii en los cultivos de tomate (S.
lycopersicum), malezas y cultivos aledaños………….
42
Figura 10:
Muestras de hojas de la hacienda Chanduy con
presencia de síntomas de manchas amarillas en las
hojas nuevas……………………………………………….. 44
Figura 11:
Síntomas relacionados con la presencia de geminivirus
en maleza y tomate………………………………………... 45
Figura 12:
Análisis de electroforesis de la presencia de ADN total
en las muestras recolectadas en la Hacienda Azúcar
(A y T), Chanduy (C) y Luz Victoria (V). A, T, C, V
corresponden a muestras de tomate, mientras que AM,
TM, CM, y VM corresponden a malezas………………... 46
Figura 13:
Resultados de la electroforesis en gel de agarosa al
1%. Carriles del 1 al 3 corresponden a muestras de
tomate positivas para geminivirus con amplicones de
casi 600 nucleótidos; del 4 al 7 corresponden a
muestras negativas de tomate para geminivirus, 8 es el
control positivo, y 9 el blanco del ensayo……………..
47
Figura 14
Análisis de correspondencias entre los síntomas y la
infección por geminivirus para las muestras de tomate. 52
Figura 15
Electroforesis en gel de agarosa al 1%, donde se
muestra la digestión de los productos clonados con la
enzima Not I. Se empleó un marcador de 1kb (M), los
códigos corresponden a: blancos=B, Hacienda
Azúcar= A y T, Chanduy =C y Luz Victoria =V. A, T, C,
V corresponden a muestras de tomate, mientras que
AM, TM, CM, y VM corresponden a malezas…………... 53
Figura 16
Alineación de las secuencias de nucleótidos de
ToLDeV del Perú con las tres secuencias encontradas
en Ecuador………………………………………………...
55
Figura 17
Alineación de las secuencias de aminoácidos de
ToLDeV, del Perú con las tres especies identificadas
en Ecuador C5, C8, C2…………………………………..
56
Figura 18
Dendograma que muestra la relación entre 20
begomovirus que infectan únicamente a los cultivos de
S. lycopersicum, empleando el alineamiento de
secuencias 186 de aminoácidos de la región central
de la cápside proteica…………………………………….. 59
ÍNDICE DE TABLAS
Tabla I:
Pág.
Reactivos que conforman la solución tamponada de
extracción (“buffer” de extracción)……………………….. 32
Tabla II:
Iniciadores universales para geminivirus……………….
34
Tabla III:
Programa de amplificación para AVcore y ACcore……
35
Tabla IV:
Reacción de ligación………………………………………
36
Tabla V:
Geminivirus alineados en Bioedit………………………… 40
Tabla VI:
Muestras recolectadas en la provincia de Santa
Elena………………………………………………………… 42
Tabla VII:
Descripción de síntomas en tomate…………………..
43
Tabla VIII
Descripción de síntomas en maleza…………………….
44
Tabla IX:
Muestras que presentaron ADN………………………….
46
Tabla X:
Porcentaje de muestras infectadas con geminivirus….
47
Tabla XI:
Tabla de contingencia entre síntomas e infección en
tomate……………………………………………………… 50
Tabla XII:
Tabla de contingencia entre síntomas e infección en
malezas……………………………………………………... 50
INTRODUCCIÓN
La presencia de geminivirus (en especial el género Begomovirus), se ha
incrementado notablemente desde el año 1986, (1), (2) convirtiéndose en un
problema emergente debido a las mutaciones y recombinaciones genéticas
de estos virus que han sido reportadas en los últimos años (3), (4). Lo que ha
permitido este incremento y variación genética es la presencia de la mosca
blanca (Bemisia tabaci Gennadius) biotipo B (5), su principal vector, que es
un organismo con un amplio rango de hospederos, alta capacidad de
proliferación, gran resistencia a varios tipos de insecticidas y dispersión en
diferentes pisos climáticos (6), (7).
La familia Geminiviridae está formada por virus de ADN circular de simple
cadena (3), (8), (9) y agrupa cuatro géneros: Begomovirus, Curtovirus,
Mastrevirus y Topocuvirus (4), (10). Esta familia de virus ha causado
problemas en más de 20 países en América Central (México, Costa Rica), el
Caribe (Cuba, República Dominicana y Jamaica) y América del Sur
(Colombia, Venezuela, Perú, Brasil, Argentina y Chile), ya que estos virus y
sus vectores pueden desarrollarse con facilidad en zonas tropicales y
subtropicales del mundo (10).
2
Los geminivirus pueden llegar a ocasionar pérdidas que varían entre el 40 y
el 100% de la producción (6), su nivel de perjuicio afecta por lo menos, a 17
tipo de cultivos, entre ellos se cuentan: fréjol, tomate, ayote, algodón, soya,
melón, tabaco, calabaza y pimiento entre otros (3).
En el ámbito nacional, los rendimientos del cultivo de tomate hasta el año
2009 han sido estimados en 20.600 Kg/Ha aproximadamente, mientras que
en países vecinos como Colombia y Perú se encuentran alrededor de 29.911
y 37.223 Kg/Ha respectivamente (11). Estas cifras demuestran los bajos
rendimientos que existen en el Ecuador debido a factores como falta de
tecnología, mal manejo del cultivo y enfermedades de diferentes tipos, en
muchos casos no conocidas ni estudiadas.
La mayoría de los estudios realizados en América han sido desarrollados en
México, Cuba, Venezuela y Brasil, entre otros, pero en Ecuador, hasta el
2010 no existían resultados que demuestren la presencia de geminivirus
afectando los cultivos de tomate. Sin embargo los estudios desarrollados por
Arias y Valarezo (12), (13), describen una alta incidencia de mosca blanca
en el país y sugieren la posible presencia de geminivirus en los cultivos
afectados por este insecto.
La presencia de virus en diferentes tipos de cultivos puede ser diagnosticada
por medio de la sintomatología presente, pruebas serológicas (ELISA) y
técnicas moleculares (PCR, ACR, etc), (14). Sin embargo para el caso de
3
geminivirus, la metodología más empleada para el diagnóstico es la
molecular, debido a su especificidad y rapidez. (15), (16), (17).
Los síntomas en campo asociados con la infección de geminivirus en
diferentes
hospedantes
pueden
ser:
mosaico
amarillo
brillante,
enrollamientos, reducción del área foliar, enanismo, epinastia, maduración
prematura de los frutos, moteado clorótico y clorosis foliar interna o de los
márgenes (14), (18); sin embargo estos síntomas también pueden ser
producidos por otras especies virales, por lo que en muchos casos carecen
de valor diagnóstico.
La existencia en los cultivos de ciclo corto del vector principal (B. tabaci)
junto a la de síntomas relacionados con geminivirus, en especial del género
Begomovirus, hace considerar la posibilidad de la presencia de algunas de
sus especies en la provincia de Santa Elena, por lo que el objetivo principal
de este estudio, fue diagnosticar la presencia de la familia Geminiviridae en
los cultivos de tomate de esta provincia; para lo que fue necesario: recolectar
muestras de este tejido vegetal junto con las malezas asociadas al cultivo,
con síntomas relacionados con infección por geminivirus. Luego mediante la
aplicación de técnicas moleculares se diagnosticó la presencia de
geminivirus para luego, clonar, secuenciar, y comparar los resultados con
otras especies reportadas en América.
CAPÍTULO 1
1. GEMINIVIRUS Y TOMATE
1.1
Clasificación taxonómica, características generales e importancia
de los geminivirus.
La familia Geminiviridae, constituyen a una de las tres familias virales
con mayor importancia económica a nivel mundial y la segunda más
grande de los virus vegetales (17), (19), que afectan a una gran
diversidad de especies de plantas en zonas tropicales y subtropicales
(2), (20), (21), Esta familia incluye aproximadamente 295 miembros,
218 de los cuales constituyen especies totalmente definidas como
geminivirus y 77 aún se consideran especies tentativas (22).
Se cree que la primera referencia sobre la presencia de este virus fue
hecho en el año 752 DC, por la emperatriz japonesa Koken, al
referirse a la apariencia de una hoja de una planta, conocida hoy en
5
día como Eupatorium makinoi, que presentaba una coloración
amarilla, y según la descripción lírica, se trata del síntoma mosaico
amarillo, frecuente de geminivirus (23). Sin embargo, la identificación,
caracterización y reconocimiento de los geminivirus como una familia
viral vegetal por parte del Comité Internacional Taxonómico de Virus
(ICTV) no se produjo hasta 1978 (24).
Se ha reportado que los geminivirus pueden afectar a más de 74
familias vegetales a nivel mundial (24), incluyendo especies de
importancia comercial como: el fréjol (Phaseolus vulgaris), tomate
(Solanum lycopersicum L.), pimiento (Capsicum annuum L), remolacha
(Beta vulgaris), algodón (Gossypium hirstium), soya (Glycine max),
melón (Cucumis melo), tabaco (Nicotiana tabacum L), calabaza
(Cucurbita pepo L), maíz (Zea mays), entre otras, presentado
pérdidas entre el 40 y 100% en la producción (3).
Los geminivirus, son la segunda familia viral de menor tamaño que
afectan a las plantas, pues tienen un diámetro de 30 nm y de largo
entre 18 y 20 nm (9), (24), además presenta una cápside en forma de
dos icosaedros iguales incompletos unidos por una de sus caras,
dándole una forma geminada, de ahí se deriva su nombre
“gemini=gemelos” (3), (24).
6
La estructura icosaédrica externa está recubierta por 220 subunidades
proteicas (3), y en su interior presenta un genoma de ADN de simple
cadena (ADNsc) en forma circular. El material genómico de los
geminivirus puede ser monopartito, donde la información genética
está ubicada en un solo componente, o bipartito, es decir que su
material genómico está distribuido en dos componentes, cada una de
los cuales tiene una longitud entre 2500 a 3000 nucleótidos (0,7 a
0,9x106 g/mol) (24), (25). Sin embargo este tipo de genomas bipartitos
es más común en los begomovirus.
Su genoma total puede transcribir y traducir hasta ocho proteínas que
se pueden encontrar codificadas en sentido positivo (viral) o negativo
(complementario) de acuerdo a la posición que se encuentren los
marcos abiertos de lectura (siglas en ingles, ORF) que son secuencias
de nucleótidos que se encuentran entre un codón de inicio y un codón
de parada, que posiblemente traducen una proteína (3), (24).
Los geminivirus en su región intergénica presentan una horquilla de
30nt y 46nt en los bipartitos y monopartitos respectivamente (24); y
una área nanomérica (secuencia invariable de
nueve nucleótidos)
(TAATATTAC) formando el asa de la horquilla, donde se ha
demostrado que la variación o mutación de esta pequeña región
origina la inhibición de la replicación viral ya que esta zona es un
7
elemento de especificidad para el reconocimiento del origen de la
replicación (14), (26), (27).
Otra secuencia invariable de importancia que interviene en el
reconocimiento para el acoplamiento de la proteína que acelera la
replicación
viral
(REP),
es
una
secuencia
repetida
(5´
GGTAGTAAGGTAG) que está ubicada de ocho a nueve nucleótidos
debajo de la secuencia TATA (26).
Síntomas comunes causados por geminivirus:
Los geminivirus afectan a las plantas angiospermas y los síntomas
varían de acuerdo a la edad que presenten los cultivos al momento de
la infección caso similar es común en los demás fitovirus, (3), (26).
Se ha reportado que los cultivos infectados en etapas tempranas,
presentan síntomas más severos y graves que los que son infectados
en estadios más avanzados; por lo general en este último caso, el
síntoma más común es un retraso en la maduración de los frutos (26).
En plantas monocotiledóneas los síntomas más comunes son:
amarillamiento y estriado clorótico en las hojas, mientras que en las
dicotiledóneas es el retraso en el crecimiento de la planta y frutos,
enrollamiento en las hojas (síntoma de la cuchara), presencia de
8
moteado o coloración amarillenta, aclaramiento en las venas,
arrugamiento y deformación en las hojas nuevas (26).
Transmisión e infección viral:
Hasta los últimos estudios realizados sobre la familia Geminiviridae se
ha demostrado que no son trasmitidos por semillas, y la única manera
de infección es originada exclusivamente por insectos vectores
pertenecientes al orden Hemíptera, mediante un proceso circulativo,
persistente pero no propagativo (1), (26), (28).
El genoma de los geminivirus está estructurado para codificar
proteínas para pocas funciones, por lo que depende de la maquinaria
celular de su hospedero para el proceso de replicación y expresión de
su genoma.
El proceso de infección de los geminivirus inicia cuando el vector,
inocula a la planta con el virus y este ingresa al citoplasma, donde se
despoja de la cápside proteica e ingresa al núcleo de la célula
iniciándose el proceso de replicación viral, donde la cadena de ADN
viral (ADNv) sirve como templete para la formación del ADN
complementario pasando de cadena simple (ADNsc) a doble cadena
(ADNdc) que servirá como molde para la transcripción de los genes de
la cadena complementaria, así como para la replicación en círculo
rodante (Figura 1) (3), (24). A partir del proceso transcriptivo, de esta
9
molécula se producen las proteínas AC1 y AC3 requeridas para iniciar
la replicación (29).
Para la síntesis de la cadena del virión se produce un corte en la
molécula de ADN circular en el origen de replicación (OR), esta
función es realizada por la proteína AC1, Después del corte esta
proteína permanece unida al extremo 5‟ de la cadena clivada, mientras
que el extremo 3‟ sirve como iniciador para la síntesis de ADN,
desplazando la cadena original. La enzima encargada de esta
reacción continuamente gira alrededor del ADN molde siguiendo por
tanto el modelo del círculo rodante. Cuando una unidad de la cadena
ha sido copiada la misma es cortada y ligada para formar una
molécula de ADN circular de simple cadena, la cual puede servir como
molde para otro ciclo de replicación o puede ser encapsidada dentro
de los viriones (3), (24), (29). Debido a este proceso de replicación los
geminivirus pueden sufrir de recombinación genética, empleando el
mismo mecanismo de los procariotas, proceso
que es facilitado
debido al gran número de copias de ADNv
producido por la
replicación de círculo rodante, originando mutaciones génicas, en
especial cuando hay infecciones mixtas (24).
10
Figura 1: Ciclo de replicación viral de los geminivirus y
movimiento intracelular del ADN viral.
Fuente: Gutiérrez 2003
1.2
Géneros de la familia de los Geminiviridae
La clasificación taxonómica actual, basada en la variedad de
hospedantes, insecto vector, organización del genoma y la similitud
de las secuencias, divide a esta familia cuatro géneros: Begomovirus,
Curtovirus, Mastrevirus y Topocuvirus (9), (20), (21),
(27), sin
embargo, estudios del 2009 han identificado una nueva especie,
Eragrostis curvula streak (ECSV), que podría estar agrupada en un
11
nuevo género, el cual presenta similitudes especificas lo que hace
concluir, que este posible nuevo género
no es resultado de
recombinaciones genéticas, si no que surgió de un ancestro común
(30), sin embargo el género Begomovirus es el de mayor importancia
y con mayor número de especies, causantes de pérdidas tanto
económicas como de producción en zonas tropicales y subtropicales
del mundo (3), (14), (17), (20).
Género Begomovirus:
El nombre de este género, surge de Bean golden mosaic virus (Virus
mosaico dorado del fréjol - BGMV), que fue la primera especie de
virus identificada en este género en 1981 (31).
Muchas de las especies de begomovirus constituyen un serio
problema en la agricultura por los daños y pérdidas económicas que
ocasionan (14).
En países como Cuba, México, Venezuela, Chile; las pérdidas oscilan
entre el 20 y el 100% de la producción (2), (3), (14), (16), por lo que es
considerado
el
responsable
de
las
principales
pérdidas
agroeconómicas en todo el mundo (17).
Los begomovirus afectan a plantas dicotiledóneas tales como son:
tomate (S. lycopersicum L), pimiento (C. annum
L),
tabaco (N
12
tabacum L),
fréjol (P.
vulgaris L), papa (S. tuberosum L), etc.
causando principalmente alteraciones en el desarrollo, moteado,
amarillamiento, y enrollamiento de las hojas (14), (20).
El genoma de los begomovirus
puede ser bipartito o monopartito,
presentando en el primer caso dos componentes denominados: ADNA donde se ubican los genes esenciales para la replicación, traducción
y transcripción viral y ADN-B están los genes responsables del
movimiento viral; a excepción de algunos aislamientos del Virus del
rizado amarillo del tomate o mejor conocido por sus siglas TYLCV
(Tomato yellow leaf curl virus) y el Virus del rizado amarillo del tomate
de Sardinia
o conocido como TYLCSV (Tomato yellow leaf curl
sardinia virus) que son monopartitas (3), (27), incluso hay especies
que pueden infectar a plantas de tomate únicamente con el
componente ADN-A.
Investigaciones recientes han detectado la presencia de ADN satélites
conocidos como ADN-α y ADN-β asociados con estas especies
monopartitas, siendo esencial para la inducción de síntomas (17), (32),
(33), (34). Se considera que todas las especies monopartitas se
originaron en el viejo mundo mientras que las bipartitas, son especies
nuevas, las cuales surgieron en las zonas tropicales y subtropicales
del nuevo mundo (14), (27).
13
Este género es el grupo más importante de la familia de los
Geminiviridae, debido a su alta tasa de recombinación dando como
resultado una gran número de aislados y cepas (35), (36), su vector es
la mosca blanca (B. tabaci Gennadius) (HEMÍPTERA: ALEYRODIDAE)
que posee un amplio rango de hospederos, abarcando 74 familias
vegetales y 500 especies aproximadamente (24). La mosca blanca
presenta una gran capacidad de proliferación y en los últimos años ha
mostrado resistencia a ciertos insecticidas inorgánicos (21) como:
ciclodienos, piretroides y órganofosforados (6), (21), (24), (37).
Genéticamente este género están constituidos hasta por ocho ORF
distribuidos en un solo componente o en dos. En el caso de los
monopartitos, presentan seis genes, cuatro están ubicados en sentido
complementario: gen C1 (Rep)
que codifica la proteína de la
replicación que está asociada a la polimerasa de la planta, el gen C2
(Trap) que controla la transactivación de los genes V1 y V2, el gen C3
(Ren) que incrementa la eficiencia de la multiplicación viral; mientras
que el gen V1 (Cp) codifica la cápside proteica del virus y V2 (Mp) es
responsable del movimiento, están ubicados en la cadena viral (3),
(24).
En el caso de los bipartitas (Figura 2), en el componente ADN-A están
los genes: AC1 (Rep)
que codifica la proteína esencial para la
14
replicación del ADN viral, la cual va a estar asociada a la ADN
polimerasa del hospedante, el gen AC2 (Trap) que controla la
transactivación de los genes AV1 y BV1, el gen AC3 (Ren) que
incrementa la eficiencia de la replicación viral, y el gen AC4, que aún
se desconoce su función. Estos genes están parcialmente solapados
en el ADNc, mientras que en la cadena viral se encuentra el gen AV1
(Cp) que codifica la cápside proteica del virus y AV2 (MP) involucrado
en el movimiento del virus en la célula y la inhibición
del
silenciamiento de los ARN virales (20), (27).
En
el
componente
ADN-B
se
encuentran
en
la
cadena
complementaria, el gen BC1 (Mp) también responsable del movimiento
del virus de célula a célula por los plasmodesmos, y en la cadena viral
el gen BV1 (Nsp) encargado del movimiento del virus hacia afuera del
núcleo al citoplasma (20), (27).
Figura 2: Genoma bipartito del género Begomovirus: componente
ADN-A y ADN-B.
Fuente: Cuong Viet Ha 2007
15
Investigaciones recientes han demostrado que estos dos componentes
no están completamente ligados, ya que los niveles de infección no se
encuentran estrictamente unidos al componente ADN-B (26), (27),
como es el caso del Virus del rizado amarillo en la hoja del tomate en
Tailandia (TYLCTHV,) y el virus mosaico de la yuca en Sri Lanka
SLCMV), los cuales pueden causar infecciones sintomáticas solo con
la presencia del componente ADN-A (27).
Hasta la actualidad se han descrito 196 especies dentro de este
género y aproximadamente 56 individuos tentativos (38).
Género Curtovirus:
El nombre “Curtovirus” se deriva de la primera especie encontrada,
Beet Curly Top Virus California (Virus Rizado de la Remolacha de
California) (39). Este género afecta alrededor de 300 especies de
dicotiledóneas, causando síntomas de amarillamiento, enrollamiento y
moteado en las hojas (26), (40).
Genéticamente los virus de este género están conformados por siete
genes distribuidos dentro de un solo componente de aproximadamente
de entre 2,7 a 3 Kb, con tres ORF en sentido viral y cuatro ORF en la
cadena complementaria (Figura 3) (20), (40).
16
Estos genes están distribuidos entre la cadena viral y la cadena
complementaria: C1 (Rep) que codifica la proteína que interviene en
la replicación viral, que interactúa con la ADN polimerasa de la planta,
el gen C2 (Trap) encargado de la transactivación de V1 y V2, el gen
C3 (Ren) incrementa la eficiencia de la multiplicación viral, y el gen C4
que aún se desconoce su función. Estos genes están parcialmente
solapados en el ADNc, mientras que en la cadena viral se encuentran:
V1 (Cp) que codifica la cápside proteica del virus, V2 (Nsp) encargado
del movimiento del virus hacia afuera del núcleo y V3 (MP)
responsable del movimiento del virus de célula a célula (24).
Figura 3: Genoma monopartito del género Curtovirus
Fuente: Cuong Viet Ha 2007
Su principal vector es el insecto Circulifer tenellus (HEMÍPTERA:
CICADELIDAE), conocido también como: saltahojas, loritos verdes o
chicharritas. A pesar de la amplia cantidad de hospedantes vegetales
del género Curtovirus, su capacidad de propagación no es tan alta
como la ocasionada por la mosca blanca en begomovirus (3), (20).
17
De este género hasta el 2009 se han descrito siete especies y tres
especies tentativas (9).
Género Mastrevirus:
“Mastrevirus” se origina a partir del nombre Maize streak virus (virus
del estriado del maíz) (3), (26), (41).
Este género se caracteriza por afectar
principalmente plantas
monocotiledóneas (gramíneas), presentan síntomas como
estriado
clorótico en las hojas y amarillamiento (26). Sus genes se encuentran
arreglados en un genoma monopartito de aproximadamente 2.8kb y
presenta dos genes en el sentido complementario, el gen C1 (Rep A)
y C2 (Rep) ligado a la proteína de la replicación: y dos en el sentido
viral, V1 (Mp) encargado de la proteína de movimiento y el V2 (Cp)
que codifica para la cápside viral y cada par se encuentra solapado
(Figura 4) (24), (26).
Este género además de presentar una región intergénica (denominada
en este caso región intergénica mayor-LIR) común con los demás
geminivirus, presenta una región intergénica menor (SIR) que
corresponde el punto de origen para la replicación de la cadena viral y
cadena complementaria respectivamente (20), (24).
18
Figura 4: Genoma monopartito del género Mastrevirus
Fuente: Cuong Viet Ha 2007
Hasta la actualidad se han descrito un total de 32 especies siendo 14
totalmente confirmadas y 18 especies tentativas (9). El insecto vector,
al igual que en los curtovirus, son los saltahojas (Nesocluta tenellus)
(HEMÍPTERA: CICADELIDAE) (20), (24), (26).
Género Topocuvirus:
El nombre de este género se deriva de la única especie identificada
hasta el momento dentro del mismo: Tomato pseudo-curly top virus
(TPCTV).
Este género
afecta solo a las plantas dicotiledóneas. Presenta un
genoma monopartita con seis genes codificados, dos en sentido viral y
cuatro en el sentido complementario presentando una longitud de
19
2,8kb (Figura 5) (42). Los genes que presentan son: C1 (Rep) que
codifica la proteína de la replicación, el gen C2 (Trap) que controla la
transactivación de los genes V1 y V2, el gen C3 (Ren) que incrementa
la eficiencia de la multiplicación viral, y el gen C4, (se desconoce su
función), estos genes
están parcialmente solapados en la cadena
complementaria; mientras que el gen V1 (Cp) que codifica la cápside
proteica del virus y V2 (Nsp) encargado del movimiento hacia afuera
del núcleo, están ubicados en la cadena viral (20), (24).
El insecto vector responsable de la dispersión de este género viral son
los membrácidos de la especie Micrutalis malleifera (26).
Figura 5: Genoma monopartito del género Topocuvirus
Fuente: Cuong Viet Ha 2007
1.3
Tomate
El tomate es una hortaliza perteneciente a la familia de las solanáceas
y del género Solanum (26), (43), es originario de la región andina de
20
Perú, Ecuador, Bolivia y el norte de Chile donde su crecimiento es
silvestre (44). Aún se desconoce de manera precisa el sitio de origen,
pero se cree que México fue el lugar de domesticación y la región
andina del Perú donde posiblemente surgieron las diferentes
variedades, puesto que hoy en día se encuentra una enorme variedad
de parientes silvestres y cultivos del tomate en esta región y también a
sus alrededores (44), (45).
1.3.1 Importancia económica
El tomate, luego de la papa es la segunda hortaliza más importante a
nivel mundial tanto para consumo interno como para exportación,
alcanzando
en el año 2004, los 100 millones de toneladas de
producción, repartidas en 3.7 millones de hectáreas en 114 países
(46).
En Ecuador el cultivo de tomate es de gran importancia, desde el
punto de vista social como económico, ya que a más de ser un
producto de alta demanda local, es el soporte económico para varios
pequeños agricultores que dependen de esta actividad en las zonas
costeras (43).
Para el año 2009, el rendimiento estimado en Ecuador fue de 20.600
Kg/Ha aproximadamente, mientras que en países como Colombia y
Perú
se
encuentran
alrededor
de
29.911
y
37.223
Kg/Ha
21
respectivamente (11), estas cifras dan constancia del bajo rendimiento
que existe a nivel nacional, probablemente a factores como: falta de
tecnología, mal manejo del cultivo y enfermedades de diferente origen:
fungoso, bacteriano y viral (47).
Se conoce que entre los principales problemas que afectan a las
plantaciones de esta especie se encuentran los insectos plaga y
enfermedades de tipo viral, en especial el complejo Mosca blancabegomovirus, que pueden provocar una gran variedad de síntomas
desde mosaicos leves y retraso en el crecimiento de las plantas, hasta
rizados de las hojas y disminución del 80% del rendimiento de la
producción (2) (47).
Este complejo ha sido catalogado como emergente y re-emergente
(48). Otra de las enfermedades virales
problemas, es
que han causado serios
el bronceado del tomate (TSWV), perteneciente al
género Tospovirus (familia Bunyaviridae) y cuyos síntomas principales
son manchas necróticas en las hojas, disminución del tamaño de la
planta, manchas y deformación del fruto (49).
En Ecuador los cultivos de: melón, sandía, pepino, zapallo, tomate,
pimiento, soya, haba, tabaco, algodón y maní ubicados en las
provincias de: Manabí, el Guayas, Santa Elena y Los Ríos han sido
los más afectados con una disminución entre el
producción
25 y 50% en su
a causa de la presencia de la mosca blanca
22
pertenecientes a las especies Bemisia argentifolii y B. tabaci (12), (13),
sin embargo hasta el 2008 se descarta la existencia de geminivirus en
el Ecuador sin ninguna comprobación (13) .
1.3.2 Principales geminivirus que afectan los cultivos de tomate.
En las regiones tropicales y subtropicales de América se encuentran
distribuidos principalmente los begomovirus (6).
Solo en América Latina se ha diagnosticado la presencia de más de
30 especies de geminivirus, en su mayoría
perteneciente al género
Begomovirus, afectando una variedad de cultivos (3), (24).
En la región de América del Norte los begomovirus que afectan los
cultivos de tomate son: el virus moteado del tomate (ToMoV), virus
del encrespamiento amarillo de la hoja del tomate (TYCV), el virus del
chino del tomate (CdTV), el virus del encrespamiento de la hoja del
tomate (TLCV) y virus del encrespamiento de la hoja del tomate de
Sinaloa (STLCV); en América Central: el virus del chino del tomate
(CdTV), el virus de la hoja rizada del tomate de Sinaloa (STLCV), virus
del moteado del tomate taino (TTMoV), el virus de la hoja rizada
amarilla del tomate (TYLCV), virus moteado del tomate(ToMoV); y
finalmente en América del Sur
los virus de mayor incidencia son:
mosaico amarillo del tomate (TYMV), el virus del mosaico dorado del
tomate (ToGMV), virus del moteado clorótico del tomate, (ToCMV),
23
virus del mosaico rugoso del tomate (ToRMV) , virus de la rugosis
severa del tomate (ToSRV) (6), (26), (50), (51).
1.3.3 Medidas de control
La implementación de medidas de control es de vital importancia
económica para los cultivos, aunque las estrategias convencionales
que son principalmente para evitar el establecimiento y la propagación
de enfermedades fungosas o bacterianas, no son siempre aplicables
para el caso de los virus, en especial de los geminivirus, (19), (45).
El género Begomovirus, por su alta tasa de recombinación y gracias a
las habilidades de adaptación de su vector (52), necesita un manejo
integrado que incluye la obtención y utilización de variedades
genéticamente mejoradas (19),
y el manejo efectivo de las
poblaciones de vectores, ya sea con aplicaciones de insecticidas
(azadiractin, abamectina) y/o su control biológico con especies como:
Chispoeria
sp.
Coleornegilia
maculata,
Cycloneda
sanguínea,
Scymnus sp. Orius sp, Geocoris sp Encarsia formosa o Eretmocerus
califomicus (45).
Otra estrategia, que permite controlar la presencia viral es
la
eliminación de malezas, que pueden servir de fuente de infección (19).
Sin embargo en la actualidad la ingeniería genética está permitiendo
obtener material vegetal capaz de mantener los rendimientos y
24
silenciar el ataque de varias especies de geminivirus mediante: 1) la
sobreexpresión de genes virales, en particular del que codifica para la
proteína de la cápside (Cp), que genera un mecanismo de
competencia por la maquinaria celular, teniendo como resultado una
mayor resistencia de la planta al virus en cuestión; 2) el uso de ácidos
nucleicos interferentes (ARNi), capaces de disminuir los síntomas e
interferir la replicación viral 3) la expresión de los ARNm de genes de
interés involucrados directamente en la replicación viral, sea mediante
el uso de construcciones antisentido de fragmentos específicos o de
estrategias de silenciamiento génico post-transcripcional (19).
1.4
Métodos de Diagnóstico e identificación
Es indispensable establecer métodos de diagnóstico idóneos que nos
permitan identificar de manera rápida, precisa y fiable la presencia de
diferentes agentes infecciosos en las plantas (3), (53). Es necesario
que el diagnóstico de geminivirus sea un proceso permanente, debido
a que estos patógenos poseen facilidad de recombinación dando lugar
a nuevos Begomovirus; por ello, nuevas estrategias de control son
siempre requeridas (19).
Los sistemas tradicionales de diagnóstico como: la observación de
síntomas y la microscopía, con el paso de los años han quedado
rezagados para ser remplazados por técnicas inmunoquímicas como
25
el ELISA (Ensayo por inmunoabsorción ligado a enzimas) (14) y
técnicas moleculares como PCR (Reacción en cadena de la
polimerasa),
ACR
(Amplificación
por
circulo
rodante),
HAN
(Hibridación de ácidos nucleicos) (24), (26).
La técnica ELISA es muy usada para el diagnóstico de diferentes
patógenos. Sin embargo, en la identificación de geminivirus, ha
presentado muchas limitaciones por la dificultad de obtener los
antisueros y la inespecificidad ligada a los sitios de reconocimiento
(54). Por otro lado, las técnicas moleculares permiten tener resultados
cualitativos y cuantitativos de la presencia de geminivirus, incluso en
etapas tempranas de infección permitiendo realizar caracterizaciones
parciales (15), (16), (17), (24), (54).
1.4.1
Diagnóstico Molecular
Estas técnicas se fundamentan en la complementariedad de las bases
de los ácidos nucleicos y la capacidad de síntesis del ADN por parte
de las polimerasas.
La PCR fue una de las primeras técnicas moleculares empleada para
el diagnóstico de geminivirus, por ser extremadamente sensible y
específica para determinar la presencia de patógenos en plantas (3),
(53). Sin embargo uno de los problemas con este tipo de virus es su
gran variabilidad genética, lo que dificulta la identificación de regiones
26
conservadas que sirven para el diseño de iniciadores o cebadores,
por lo que inicialmente se diseñaron como degenerados (53).
Otra técnica que ha cobrado importancia es el ACR. Esta, ha mostrado
ser mucho más eficiente que la PCR debido a que partiendo de bajas
concentraciones (0,01ng) permite obtener un sinnúmero de copias
(1x107 1-3µg) de ADN de simple cadena completo, sin tener que
considerar las variaciones genéticas en las secuencias al momento de
la amplificación (51), (55), (56). El producto de ambas técnicas ha
sido empleado para realizar hibridaciones con sondas específicas para
determinar presencia de infecciones múltiples comunes en los
geminivirus (3).
1.4.2 Clonación
La clonación de los geminivirus se puede iniciar a partir de los
productos de PCR, -cuando se desea identificar genes específicos-, y
de ACR, cuando el propósito es la caracterización del genoma viral
completo (51).
1.4.3 Secuenciación
Esta tecnología, establecida alrededor de los años 80, se ha
convertido
en
una
técnica
básica
para
la
identificación
y
caracterización de nuevas especies y genes, pues provee un claro
27
detalle de los ácidos nucleicos y su organización. Por otro lado,
existen programas que analizan y almacenan estas secuencias en
bases de datos, que se encuentran a disposición de la comunidad
científica; estos programas permiten comparar y estudiar los niveles
de homología entre secuencias (51), (57), (58), (59).
En el caso de los geminivirus, para el estudio filogenético es
indispensable realizar los alineamientos con el genoma completo en el
caso de los monopartitos, y del componente ADN-A en los bipartitos,
considerando que si la homología entre la nueva especie secuenciada
y la especie de geminivirus más cercana genéticamente es menor a
88%, es otra especie, si va de 88% a 89% es una especie tentativa, si
es mayor a 89% pertenece a la misma especie (58).
Dentro de las mismas especies se pueden encontrar cepas y
variantes, si la homología es menor a 93% es una nueva cepa, y si es
mayor a 94% entonces es una variante (58).
CAPÍTULO 2
2. MATERIALES Y MÉTODOS
2.1. Recolección de muestras de campo
La presente investigación fue realizada en tres haciendas hortícolas
del cantón Santa Elena, en época seca. El historial agrícola de la
península de Santa Elena ha estado marcado por la producción de
cultivos de ciclo corto, entre los que destacan pimiento, tomate y
cucurbitáceas, por lo que se consideró el área para el presente estudio
(60).
La zona donde se realizó la investigación, corresponde a una región
desértica tropical con temperaturas mínimas y máximas de 23 y 26°C
y 200mm de precipitación anual (61).
La haciendas muestreadas están ubicadas en dos localidades del
cantón Santa Elena: Azúcar, y San Rafael; en la primera se evaluó la
hacienda “Azúcar” (2°16‟7.77‟‟S; 80°35‟11.93‟‟O) (Figura 6), y en la
29
segunda localidad las haciendas: Luz Victoria (2°19‟55.23‟‟S;
80°39‟8.14‟‟O) (Figura 7) y Chanduy (2°18‟59.11‟‟S; 80°38‟15.74‟‟O).
Figura 6: Ubicación de la Hacienda Azúcar
Para este estudio se realizaron muestreos dirigidos con el objetivo de
recolectar material vegetal de hojas jóvenes de cultivos de tomate y
maleza acompañante que presentaran síntomas
relacionados con
geminivirus, los cuales se describen en el acápite 2.2. En estos sitios
de evaluación además se observó la presencia de mosca blanca (B.
tabaci)
30
.
Figura 7: Localidad San Rafael, Hacienda Luz Victoria
Las muestras de hojas se depositaron en fundas de polietileno bajo
refrigeración (4°C) para su posterior procesamiento en los laboratorios
del Centro de Investigaciones Biotecnológicas del Ecuador (CIBE).
En el laboratorio, se dejó constancia fotográfica de las muestras
colectadas en campo, se codificó (Apéndice A) y se guardó en dos
grupos las muestras: 300mg de cada muestra fue colocado en tubos
en -80 (Detallado en el acápite 2.3), y el resto del tejido vegetal se
preservó en -20.
Como controles negativos para el diagnóstico molecular, se emplearon
muestras de tomate sanas, obtenidas de los invernaderos de la
Sociedad Ecuatoriana de Biotecnología (SEBIOCA).
31
2.2. Descripción de síntomas
De acuerdo a lo indicado por Faría
y Cervantes (14), (18), los
síntomas de campo más comunes relacionados con geminivirus y los
cuales se consideraron en el muestreo de campo fueron: mosaico
dorado,
mosaico amarillo brillante, enrollamiento total de la hoja,
encrespamiento de los foliolos, entrenudos cortos, moteado clorótico,
clorosis foliar marginal, enrollamiento de la hoja (Forma de cuchara),
deformaciones foliares como abultamientos, ampollas, reducción del
área foliar, enanismo, abscisión floral, reducción del tamaño de los
frutos, entre otros. A demás como un agente indicador extra, solo se
tomó muestras de las localidades que presentaban poblaciones de
mosca blanca (B. tabaci) ya que es el vector principal de propagación
del género Begomovirus.
2.3. Extracción de ADN y Electroforesis
Para la obtención de ADN total se aplicó el protocolo interno del CIBE
de ¨Aislamiento de ADN basado en el protocolo de Dellaporta y
Aljanabi (62), (63).
Los
tejidos vegetales fueron tratados con todas las medidas de
seguridad adecuadas para evitar contaminación entre las muestras de
cada hacienda y los controles.
32
Previamente a la extracción del material genómico, las muestras
fueron cortadas en trozos pequeños (300 mg de material vegetal
fresco) y colocados en tubos de 2ml a -80º C entre 24 y 48 horas,
pasado el periodo de congelación; las muestras fueron pulverizadas
utilizando el triturador Retsch, MM400 ® y
se colocó 1 ml de la
solución tamponada de extracción (Tabla I) por muestra:
Tabla I: Reactivos que conforman la solución
tamponada de extracción
Reactivo
Tris
EDTA
Cl Na
Beta-Mercaptoetanol
PVP(polivinil pirrolidona)
Concentración
100mM
50mM
500mM
10mM (7ul cada uno)
2% (10.000pm)
Luego de invertir varias veces la muestra, se adicionaron 80 µl de
SDS al 20% y se homogenizaron las muestras por 5 seg en un vortex;
luego se incubaron a 55°C durante 10 min.
Finalizado el periodo de incubación, se adicionaron 330 µl de acetato
de potasio (K-Ac
5M) se homogenizó por 2 seg. en vortex e
inmediatamente se procedió a su centrifugación a 4°C durante 10 min
a 12000 rpm (Centrífuga Eppendorf 5810R).
Se eliminó el sobrenadante evitando que se mezcle con la fase acuosa
inferior; se colocaron 750 µl
de cloruro de sodio (NaCl, 6M) y se
33
colocaron las muestras en el vortex durante 30 seg; se adicionaron 10
µl de RNasa al sobrenadante y se incubó a 37 C por 15 min.
Para ayudar a precipitar las macromoléculas se adicionó un volumen
de cloroformo isoamilalcohol igual al de la muestra y se invirtió varias
veces; posteriormente se centrifugó la muestra a 12000 rpm por 5 min
a 4°C y se transfirió la fase acuosa superior a un nuevo tubo. Se
agregó a la muestra un volumen (1:1) de isopropanol, se homogenizó
y se dejó reposar por 24 h a -20°C.
Pasado ese tiempo, se centrifugó a 12000 rpm a 4°C por 20 min; se
lavó el precipitado con etanol al 70% y se volvió a centrifugar por 5
min a 4°C a la misma velocidad. Se retiró el sobrenadante y se dejó
secar. El precipitado obtenido fue resuspendido en 200 µl de agua y se
conservó en refrigeración a -20°C.
Para determinar la presencia de los ADN extraídos, se realizó una
electroforesis en un gel de agarosa al 1% en solución TAE 1X (Tris,
Ácido Acético y EDTA). Para realizar la lectura de las bandas, se
empleó un transiluminador (Bio-Rad, Gel DocTM XR). Además
evaluó la calidad y
se
concentración de ADN vegetal mediante
espectrofotometría, usando el Nanodrop (Thermo, Scientific NanoDrop
2000).
34
2.4. Reacción en cadena de la polimerasa y electroforesis
Se realizó la detección de la presencia de geminivirus mediante la
reacción en cadena de
la polimerasa, usando
los iniciadores
degenerados universales: AVcore y ACcore (Tabla II) que amplifican
aproximadamente 600 nucleótidos de la región interna central del gen
que codifica para la cápside proteica de los geminivirus; los ciclos para
la amplificación fueron los diseñados y establecidos por Brown (48).
(Tabla III).
Se trabajó con un volumen final por reacción de 10 µl, compuesto por:
1x de la solución de PCR sin MgCl2, 250 µM de dNTPs, 2.5mM de
MgCl2, 1unidad de Taq polimerasa (Invitrogen),
0.02 µM de cada
primer (AVcore y ACcore), 100 ng de ADN total. Se completó el
volumen deseado con agua estéril. El ciclaje de las muestras se
realizó en el termociclador Eppendorf (Eppendorf,
Mastercycler
Gradient).
Tabla II: Iniciadores universales para geminivirus
Primers
AVcore:
ACcore:
Secuencias de reconocimiento
5‟ GCCHATRTAYAGRAAGCCMAGRAT 3‟
5‟ GGRTTDGARGCATGHGTACANGCC 3‟
Nucleótidos degenerados: R = A/G; Y = C/T; M = A/C; K = G/T; W = A/T; S = C/G;
B = C/G/T; D = A/G/T; H = A/C/T; V = A/C/G; N = A/C/G/T
Se emplearon controles positivos, negativos y blancos de PCR, para
garantizar la fiabilidad de los resultados. Los controles positivos (ADN
35
de plantas de tomate infectados con TYLCV), fueron donados por el
laboratorio de virología de la “Universidad de Arizona” de TucsónArizona, mientras que los controles negativos, fue el ADN extraído de
plantas sanas.
Los productos de PCR fueron separados y observados
mediante
electroforesis en un gel de agarosa al 1% disuelto en solución TAE 1X
teñido con SYBR Safe, a 100 voltios por 30 minutos.
Tabla III: Programa de amplificación para los iniciadores
AVcore y ACcore
30 CICLOS
Tapa
105ºC
Inicio
95ºC
Desnaturalización 95ºC
Hibridación
58ºC
Enlongación
72ºC
Extención
72ºC
Conservar
4ºC
2 min
1 min
1 min
1 min
20 min
Se utilizó un marcador de ADN (100 pb Ladder Invitrogen) para
determinar el tamaño de los amplicones; las bandas fueron
observadas en un transiluminador (Bio-Rad, Gel DocTM XR).
Análisis de la presencia de geminivirus y sintomas asociados
Para el análisis de la relación de dependencia o independencia entre
la presencia de los síntomas encontrados en campo y la presencia
del virus en los tejidos vegetales, se empleó técnicas estadísticas
36
inferenciales como: tablas de contingencias (Ji-cuadrado, X2) y
análisis de correspondencia
para los cuales se usó el software
estadístico InfoStat (64).
2.5. Clonación y secuenciación
Clonación
Para la clonación de la región central del gen que conforma la cápside
proteica de los geminivirus, se utilizaron los productos de PCR
positivos; se empleó
el kit pGEM®-T y pGEM®-T
Easy Vector
Systems (Promega, Madisson WI, USA), siguiendo la metodología de
ligación y transformación recomendada por el fabricante:

Ligación
Se realizó la ligación de los productos de PCR positivos usando
los volúmenes de reactivos detallados en la tabla IV los mismos
que se incubaron por 18 horas a 4°C.
Tabla IV: Reacción de ligación
Volumen
1ul
2.5ul
0.5ul
0.5ul
0.5ul
Reactivos
H2O (Libre de nucleasas)
2X Buffer de ligación
Vector (pGEM-T easy)
Producto de PCR
T4 ADN Ligasa
37
Para lograr una buena interacción entre inserto y vector se
estableció previamente la concentración del producto de PCR en
un espectrofotómetro de marca “Bio-Rad, Molecular Imager Gel
Doctm XR”.

Transformación de células E. coli DH5α competentes
En una cámara de flujo laminar se descongelaron las células E.
coli de las cepas DH5α competentes por 5 min. Sin retirar las
células del hielo, se colocó 5µl de reacción de ligación a cada tubo
que contenía 100 µl de bacterias E. coli, finalmente se homogenizó
la mezcla.
Para lograr el ingreso de los plásmidos con los amplicones ligados
a las células, las muestras se sometieron a un choque térmico que
inició a 42°C en un baño de María por 45 seg y finalizó en hielo
por 2 min; luego se añadieron 300 µl del medio SOC (Apéndice B)
en cada tubo y se colocaron en una incubadora con agitación por
1,5 h a 37°C y a 250 rpm.
Se preparó medio LB con ampicilina (100 µg/ml) (Apéndice B),
luego de dispensado y solidificado, se colocaron 40 µl de X-Gal
(5-bromo-4-cloro-3-indolil-β-D-galactopiranósido) por placa petri.
Las cajas con el medio se dejaron secar por 30 min dentro del flujo
laminar en ausencia de luz.
38
Después de la hora de incubación de las bacterias, se tomaron 50
µl de cada una de estas muestras, y se dispersaron suavemente
en una placa con LB sólido con Ampicilina (Apéndice B); el
restante (350 µl) fue dispensado en otras placas en similares
condiciones. Las placas sembradas se dejaron durante 30 min a
temperatura ambiente para que la solución fuera absorbida por el
medio; posteriormente, se dejaron las cajas incubando toda la
noche a 37°C.
Luego del período de incubación, todas las colonias que se
tornaron azules fueron descartadas, mientras que a las blancas
que crecieron bien y se encontraban dispersas se les realizó un
estriado. Se dejó incubar durante otra noche.
Estas colonias estriadas fueron posteriormente colocadas en 5ml
de medio LB líquido + Antibiótico (100µg/ml)
y se las dejó
incubando en un plato agitador a 250rpm a 37°C por 12h.

Recuperación del plásmido y verificación de la presencia
del inserto de interés:
Para la recuperación del plásmido se empleó el kit GeneJET Tm
Plasmid Minipreps (Cat # K0503, Fermentas) siguiendo el
protocolo detallado por el fabricante.
39
Para confirmar la presencia de los insertos en el pGEM-T, se
realizó una digestión combinando: 3 µl de muestra, 0.1 µl
de
seroalbúmina bovina (BSA) 1 µl de solución tampón (50 mM TrisHCl, 100 mM NaCl, 10 mM MgCl2, 1 mM Dithiothreitol, pH 7.9 a
25°C), 0.5 µl de enzima Not I y 5.4 µl de agua; la combinación se
incubó a 30°C por dos horas. Se observó la digestión en un gel de
agarosa al 1%.

Secuenciación del fragmento clonado
Las muestras que presentaron el inserto de interés
fueron
enviadas al Instituto de Genómica de Arizona (AGI) de la
“Universidad de Arizona”,
para su secuenciación mediante el
Applied Biosystem 3730XL DNA Analyzer.
2.6. Análisis y comparación de datos obtenidos
Las secuencias obtenidas fueron alineadas individualmente en Basic
Blast-NCBI
(http://blast.ncbi.nlm.nih.gov/BLAST)
y
posteriormente
fueron alineadas con 19 secuencias de diferentes begomovirus que
han sido reportadas en América y cuyo principal hospedero es S.
lycopersicum (Tabla V), se empleó el programa informático Bioedit
(65) usando
“ClustaI W Multiple alignment”
y transformando los
ácidos nucleicos a aminoácidos. Las distancias genéticas fueron
40
determinadas a partir de la secuencia de aminoácidos con el software
Mega 5.05, en Construct/test-Neighbor Joining tree (Método del vecino
más próximo) (66).
Tabla V: Geminivirus empleados para los alineados en Bioedit
Accesiones
Virus
Acrónimo
País
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
FJ538207
GQ387369
AY090557
AF132852
HQ606467
EU518935
NC_003867
AF012300
FJ174698
AJ223505
Tomato yellow spot virus
Tomato yellow vein streak virus
Tomato chlorotic mottle virus
Tomato golden mottle virus
Tomato severe rugose virus
Tomato yellow mosaic virus
Tomato mosaic Havana virus
Tomato mottle Taino virus
Tomato yellow distortion leaf virus
Tomato yellow leaf curl virus
ToYSV
ToYVSV
ToCMoV
TGMoV
ToRMV
TYMV
ToMHV
ToMoTV
ToYLDV
TYLCV
Argentina
Argentina
Brasil
Brasil
Brasil
Colombia
Cuba
Cuba
Cuba
Cuba
11
12
L14460
HM459852
Tomato mottle virus
Tomato chino La Paz virus
ToMoV
ToChLPV
Florida
México
13
14
HM459851
EF501978
Tomato yellow leaf curl virus
Tomato golden mottle virus
TYLCV
TGMoV
México
México
15
16
DQ347946
AJ842171
Tomato severe leaf curl virus
Tomato severe leaf curl virus
ToSLCV
ToSLCV
México
Nicaragua
17
18
19
AF110515
GQ334472
NC_015122
Sinaloa tomato leaf curl virus
Tomato leaf deformation virus
Tomato mottle leaf curl Zulia virus
STLCV
ToLDeV
ToMLCV
Panama
Perú
Venezuela
CAPÍTULO 3
3. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
3.1.
Recolección de muestras en campo y síntomas
Muestreos:
Figura 8: Hacienda El Azúcar, cultivo de tomate
(S. lycopersicum var. Dominic).
42
En la zona de “El Azúcar” se recolectaron 76 muestras de tomate (S.
lycopersicum var. Dominic) y 13 de malezas que correspondieron a los
géneros Luffa sp. e Ipomoea sp, de acuerdo a lo descrito en la guía de
campo para la identificación de malezas (67). Ochenta y nueve de las
muestras (Apéndice A) presentaron síntomas relacionados con la
presencia de geminivirus (Tabla VI).
Tabla VI: Muestras recolectadas en la provincia de Santa
Elena.
Localidad
Hacienda
Azúcar
Azúcar
San Rafael Luz Victoria
San Rafael Chanduy
Total
Muestras
de Maleza
Muestras
de Tomate
8
3
2
13
48
16
12
76
Total de
Muestras
56
19
14
89
Figura 9: Presencia del complejo de moscas blancas B. tabaci y B. argentifolii
en los cultivos de tomate (S. lycopersicum), malezas y cultivos aledaños.
Adicionalmente, se observaron infestaciones altas (> 80%) de mosca
blanca (B. tabaci & B. argentifolii) en las unidades de muestreo y en
las plantaciones comerciales aledañas, Estos resultados coinciden con
lo reportado por Valarezo (Figura 9) (68).
43
Síntomas
Los síntomas encontrados en tomate
en las diferentes zonas de
evaluación (Tabla VII ) correspondieron a: clorosis en los márgenes de
las hojas o moteado, presencia de amarillamiento en todo el haz de la
hoja o mosaico o moteado (Figura 10a y 10b), enrollamiento de la hoja
- en forma de cuchara- (Figura 10b); y en un caso en particular - en
una planta de tomate de la hacienda Azúcar- se encontró
arrosetamiento total, descripción que fue agrupada en la categoría de
“deformación” para el posterior análisis (Figura 11a).
Tabla VII: Descripción de síntomas en Tomate
Síntomas
Multiples
S2+S3
S2+S5
S3+S4
S1
S2
S3
Localidad
Azúcar Luz Victoria
0
0
0
16
0
26
22
0
Chanduy
2
0
0
0
0
0
2
1
0
7
Total de Tomates evaluados
Total
2
16
2
27
22
7
76
S1=Moteado
clorótico,
S2=Clorosis
foliar,
S3=Mosaico
amarillo,
S4=Deformación,
S5= Enrollamiento de la hoja en forma de cuchara y
S6= Ampollas en el haz de la hoja.
Todos estos síntomas se asemejan a los reportados en otros países,
donde las infecciones por diferentes especies de geminivirus han sido
comprobadas con técnicas moleculares (6), (51).
44
Las muestras de malezas recolectadas (Tabla VIII) presentaron
únicamente variación en la forma original de las hojas, con
arrugamiento y clorosis, mostrándose en conjunto y en un patrón
intenso tal como se observa en las Figuras 11e, 11f, 11g y 11h.
Tabla VIII: Descripción de síntomas en Malezas
Síntomas
Multiples
Localidad
Azúcar Luz Victoria Chanduy
S1+S4+S6
3
0
0
S1+S5
0
3
0
S3+S4
0
0
2
S2
5
0
0
Total de Malezas evaluadas
Total
3
3
2
5
13
S1=Moteado clorótico, S2=Clorosis foliar, S3=Mosaico amarillo,
S4=Deformación,
S5= Enrollamiento de la hoja en forma de cuchara
y S6= Ampollas en el haz de la hoja
Figura 10: Muestras de hojas de la hacienda Chanduy
con presencia de síntomas de manchas amarillas en las
hojas nuevas.
45
Figura 11: Síntomas relacionados con geminivirus en maleza y
tomate. a) planta de tomate arrosetada, b) muestras de tomate con
síntoma de enrollamiento en la hoja o “síntoma de la cuchara”, c)
hojas de tomate con amarillamiento en el ápice. d) es ligero
amarillamiento y clorosis en una parte de la lámina foliar. e) maleza
con presencia de arrugamiento y ligera clorosis. f) maleza con
presencia de un mosaico amarillo. g) y h) clorosis en maleza. i)
clorosis en tomate.
3.2.
Extracción de ADN.
Las concentraciones de ADN genómico variaron desde 18ng/µl hasta
1428ng/µl, en un volumen final de 200 µl.
Sin embargo, en las
muestras T32 y T13 de tomate de la hacienda Azúcar la concentracion
fue muy baja, que no pudo ser visible mediante electroforesis; y el
material genómico de las muestras TM1 se observa degradado, tal
como se aprecia en la Figura 12.
46
Figura 12: Análisis de electroforesis de la presencia de ADN total en las
muestras recolectadas en la Hacienda Azúcar (A y T), Chanduy (C) y Luz
Victoria (V). A, T, C, V corresponden a muestras de tomate, mientras que
AM, TM, CM, y VM corresponden a malezas.
Tabla IX: Muestras presentaron concentraciones óptimas para el
diagnóstico de geminivirus
Localidad
Hacienda
Azúcar
Azúcar
San Rafael Luz Victoria
San Rafael
Chanduy
Total
3.3.
Maleza
Tomate
Total
5
3
2
10
44
14
11
69
49
17
13
79
Reacción en cadena de la polimerasa
Resultados de la presencia de geminivirus
En las muestras evaluadas, tanto de malezas como de S.
lycopersicum
se
obtuvieron
amplicones
de
600
nucleótidos
aproximadamente (Figura 13), similar a lo descrito por Brown (48).
47
Figura 13: Resultados de la PCR con iniciadores
degenerados para la región central de la cápside. Carriles
1 al 3 muestras de tomate infectadas por geminivirus con
amplicones de 600nt, el carril 4 al 7 corresponde a
muestras de tomate que no resultaron infectadas para
geminivirus, el carril 8 corresponde al control positivo, 9
el blanco del PCR, el 10 control negativo (muestra de
tomate sano) y en el carril 11(M) marcador 100bp.
De los 69 ADN evaluados en tomate 22 se logró la amplificación
específica, mientras que en las 10 muestras de malezas, sólo se
diagnosticó la presencia viral en cinco, lo que muestra que las plantas
se encontraban infectadas por geminivirus. En la tabla X se detallan
los porcentajes de infección.
Tabla X: Porcentaje de muestras infectadas con
geminivirus
Localidad
Hacienda
Azúcar
Azúcar
San Rafael Luz Victoria
San Rafael
Chanduy
Total
Infectadas
Tomate
Maleza
Total
8.86%
13.92%
5.06%
27.84%
2.53%
2,53%
1.27%
6.33%
11.39%
16.45%
6.33%
34.17%
48
El bajo porcentaje de plantas sintomáticas en las que se detectó la
presencia de geminivirus podría deberse a diferentes factores.
El
primero que debe considerarse es la presencia de otro tipo de agente
causal en las plantas recolectadas con síntomas similares a los
ocasionados por geminivirus. Es conocido que tales síntomas no son
completamente específicos, por lo que su valor diagnóstico es muy
variable. Otros factores a tener en cuenta serían los inherentes a la
sensibilidad de la técnica empleada y la concentración viral en las
muestras. Aunque en la actualidad existen variantes como la ACR,
capaces de detectar 0.1µg de ADN viral total , la PCR tradicional ha
mostrado una elevada sensibilidad para el diagnóstico rutinario de
geminivirus (55).
En vista que se realizó un muestreo dirigido a recolectar plantas de
tomate y maleza con más de 10 síntomas relacionados con la
presencia de diferentes geminivirus, no se puede comparar los
porcentajes obtenidos, con la situacion real de los cultivos del
Ecuador, ya que no se ha evaluado la posible presencia de otros virus
asociados al cultivo de tomate, más zonas de cultivos, el impacto del
virus, la presencia del vector , ni los parametros biológicos que puedan
intervenir en su diseminación. Sería clave realizar estudios enfocados
en estas áreas para de esta manera poder tener un panorama claro
sobre los cultivos comerciales.
49
Estos resultados indican la necesidad de profundizar en el estudio, y
realizar evaluaciones en invernadero para determinar inicialmente
cuales son los sintomas mas comunes que esta familia viral causa en
los cultivos de importancia comercial, para direccionar mejor los
futuros muestreos.
Análisis de la presencia de geminivirus y síntomas asociados.
Debido a la variedad de síntomas y al número de muestras infectadas
con geminivirus que se encontraron en esta investigación, se resolvió
hacer el análisis separando los tipos de muestras: Tomate y Maleza en
el software estadístico InfoStat (64).
Es importante mencionar que para los siguientes análisis se descartó
la muestra A20, principalmente por ser la única planta que presentó
arrocetamiento total y sus resultados en PCR fueron negativos .
En el caso de las muestras de tomate, la tabla cruzada (Tabla XI)
demuestra que existe dependencia entre las variables: síntomas
descritos (S1= Moteado clorótico, S2= Clorosis foliar, S3= Mosaico
amarillo, S4= Deformación, S5= Enrollamiento de la hoja en forma de
cuchara y S6= Ampollas en el haz de la hoja) y la infección por
geminivirus, (×2=23.86, p<0.05).
50
Tabla XI: Tabla de contingencia entre síntomas e infección en tomate
Infectados
S1
S2
S2-S3
S2-S5
S3
S3-S4
Total
No
19
18
1
3
5
0
46
Si
4
3
0
11
2
2
22
23
21
1
14
7
2
68
Total
Chi
2
23.86
P
0.0002
S1=Moteado clorótico, S2=Clorosis foliar, S3=Mosaico amarillo, S4=Deformación,
S5= Enrollamiento de la hoja en forma de cuchara y S6= Ampollas en el haz de la
hoja
Según lo observado en la Tabla XI, la sintomatología que presentó
mayor relación con los resultados obtenidos para el diagnóstico
molecular fue principalmente el enrollamiento de la hoja con la
presencia de clorosis en los bordes.
La tabla de contigencia realizada para las muestras de malezas (Tabla
XII), indica que no existe relación de dependencia entre las dos
variables sometidas al análisis (×2=2.33 , p>0.05)
Tabla XII: Tabla de contingencia entre síntomas e infección en malezas
Infectados
S1-S4
S1-S5
S2
S3-S4
Total
No
0
1
3
1
5
Si
1
2
1
1
5
Total
1
3
4
2
10
2
Chi =
2.33
P
0.51
=
S1=Moteado clorótico, S2=Clorosis foliar, S3=Mosaico amarillo,
S4=Deformación, S5= Enrollamiento de la hoja en forma de cuchara y
S6= Ampollas en el haz de la hoja
51
En el caso de las malezas, aunque el 50% de los individuos
recolectados mostraron ser positivos para geminivirus, sin embargo
cabe recalcar que el número de tejidos vegetales recolectados, es muy
bajo, y aunque la tabla de porcentaje de síntomas vs infección (Tabla
XII) indica que la presencia de
clorosis, deformación foliar
y
formación de ampollas en el haz es el más fuerte indicio sobre la
presencia de éste virus, el valor de probabilidad (p>0.05) nos indica
que la presencia de todos estos síntomas es independiente de la
infección de esta familia viral.
Análisis de correspondencia entre síntomas e infección viral
El análisis de correspondencia (Figura 14) muestra la estrecha
relación entre la disposición de los síntomas y la infección de
geminivirus en un plano bidimensional. Tal como se explicó
anteriormente, el síntoma que posiblemente se encuentra relacionado
con la presencia de esta familia viral es el enrollamiento de la hoja
(S5), se aprecian además dos tipos de asociaciones de síntomas
relacionados a la infección: S2-S5 y S3-S4; la presencia del síntoma
S1, S2, y S3 de forma individual indican que están asociados a la no
presencia de la infección, al igual que la combinación S2- S3, lo que
determina como un posible
geminivirus
síntoma común de infección de
en los cultivos de la Península de Santa Elena el
52
enrollamiento de las hojas, el que puede estar acompañado por
síntomas secundarios como deformación de la hoja o clorosis.
Figura 14: Análisis de correspondencia entre los síntomas y la infección por
geminivirus para las muestras de tomate.
3.4.
Obtención de Clones.
Mediante electroforesis
se observó que los clones digeridos con la
enzima Not I liberaron dos fragmentos de: 3kb que correspondería al
pGEM®-T Vector (Plásmido) y 600bp de la región central de la CP de
los geminivirus (Figura 15). Las muestras clonadas exitosamente que
presentaron amplicones de 600 pb, correspondieron a: VM2, V3, V7,
V12, CM2, C2, C5 y C8 (Apéndice A).
53
Figura 15: Electroforesis en gel de agarosa al 1%, donde
se muestra la digestión de los productos clonados con la
enzima Not I. Se empleó un marcador de 1kb (M), los
códigos corresponden a: blancos=B, Hacienda Azúcar= A
y T, Chanduy =C y Luz Victoria =V. A, T, C, V
corresponden a muestras de tomate, mientras que AM,
TM, CM, y VM corresponden a malezas.
Del total de muestras evaluadas, la muestra VM1 presentó un inserto
que no corresponde al esperado, por lo que fue descartada; por otro
lado las muestras AM, A3, T1 y T7 se observó tenuemente el tamaño
del vector y no se apreció el inserto, por lo que también se descartaron
para la secuenciación.
3.5.
Secuencia del Genoma viral
Los resultados de la secuenciación arrojaron tres muestras con un
100% de especificidad en la lectura del electroferograma C2, C5 y C8,
con un tamaño de 510 nt (Apéndice B).
54
Al realizar el alineamiento de las secuencias en NCBI-Basic Blast se
determinó una homología del 99% con el Virus de la deformación de
la hoja del tomate (ToLDeV), una especie del género Begomovirus
recientemente identificada en el Perú (56), almacenada en la base de
datos GenBank (No. de accesión GQ334472).
3.6.
Comparación de la secuencia y análisis filogenético
Alineamiento de nucleótidos con ToLDeV-Perú
Las muestras alineadas con la secuencia de la especie de ToLDeV
descrita en el Perú presentaron una homología del 99%, por lo que se
consideran de la misma especie, de acuerdo a lo especificado por
Fauquet (58).
Las alineaciones fueron realizadas mediante el software BioEdit (64).
Se encontraron cuatro variaciones en la secuencia ecuatoriana; las
variantes están ubicadas en los nucleótidos 71, 239,
240 y 450
remplazando G, T, C y T por A, A, G y C respectivamente (Figura 16);
estos cambios, podrían deberse a una mutación
originada en la
replicación del virus lo que corrobora el hecho que los geminivirus son
cuasi-especies, que presentan un sinnúmero de cambios entorno a
una secuencia consenso (24), (58).
55
.
.
ToLDeV
C5
C8
C2
C
.
.
.
C
.
.
.
.
.
ToLDeV
C5
C8
C2
G
.
.
.
C
.
.
.
.
.
.
.
ToLDeV
C5
C8
C2
T
.
.
.
C
.
.
.
A
.
.
.
C
.
.
.
.
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ToLDeV
C5
C8
C2
A
.
.
.
AG
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. .
. .
T
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.
.
.
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ToLDeV
C5
C8
C2
G
.
.
.
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.
.
.
.
.
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ToLDeV
C5
C8
C2
C
.
.
.
C
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.
.
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.
.
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.
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ToLDeV
C5
C8
C2
G
.
.
.
AG
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. .
. .
C
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.
.
.
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ToLDeV
C5
C8
C2
T
.
.
.
A
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.
.
.
.
.
ToLDeV
C5
C8
C2
AG
. .
. .
. .
C
.
.
.
.
.
.
.
ToLDeV
C5
C8
C2
A
.
.
.
A
.
.
.
C
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.
.
C
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.
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ToLDeV
C5
C8
C2
A
.
.
.
T
.
.
.
.
.
.
.
AG
. .
. .
. .
.
.
.
10
|
.
.
.
TG
. .
. .
. .
T
.
.
.
T
.
.
.
C
.
.
.
C
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.
.
C
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A
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.
| .
A
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.
.
.
.
AGGG
. . . .
. . . .
. . . .
.
C
.
.
.
.
| .
.
.
.
60
|
.
.
.
.
AG
. .
. .
. .
CG
. .
. .
. .
T
.
.
.
C
.
.
.
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.
.
C
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.
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G
.
.
.
A
.
.
.
T
.
.
.
A
.
.
.
| .
.
.
.
110
|
.
.
.
AG
. .
. .
. .
.
.
TG
. .
. .
. .
C
.
.
.
CG
. .
. .
. .
.
A
.
.
.
.
C
.
.
.
.
.
170
|
.
.
.
210
|
.
.
.
.
C
.
.
.
A
.
.
.
C
.
.
.
A
.
.
.
C
.
.
.
T
.
.
.
A
.
.
.
| .
.
.
.
260
|
AG
. .
. .
. .
C
.
.
.
| .
C
.
.
.
A
.
.
.
.
.
.
410
|
T
.
.
.
C
.
.
.
T
.
.
.
.
.
460
|
| .
T
.
.
.
.
.
.
C
.
.
.
C
.
.
.
C
.
.
.
.
.
.
TG
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. .
. .
C
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.
.
360
|
.
AGG
. . .
. . .
. . .
C
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.
.
A
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T
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.
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.
G
A
A
A
C
.
.
.
A
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310
|
70
|
C
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.
.
.
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.
.
C
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.
.
A
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T
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.
.
T
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.
.
.
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.
.
T
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.
.
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.
T
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120
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A
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.
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.
30
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C
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.
.
.
T
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.
.
AG
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. .
. .
.
C
.
.
.
.
T
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.
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160
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C
.
.
.
.
C
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.
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| .
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AGGGG
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. . . . .
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C
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AG
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TG
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T
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A
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T
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C
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.
20
|
| .
.
.
| .
A
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.
| .
T
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. .
. .
CGG
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C
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| .
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AG
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C
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|
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|
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|
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|
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180
|
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230
|
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. . .
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|
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|
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|
.
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.
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|
.
.
.
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. .
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|
.
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|
.
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.
.
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|
.
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.
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390
|
.
.
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. .
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.
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.
.
.
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|
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. .
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TG
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. .
.
150
|
TG
. .
. .
. .
.
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200
|
AG
. .
. .
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250
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300
|
C
.
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A
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.
.
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350
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. . .
. . .
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A
.
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A
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|
CG
. .
. .
. .
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.
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450
|
C
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A
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.
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.
.
| .
T
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.
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.
.
.
Figura 16: Alineación de las secuencias de nucleótidos de ToLDeV del
Perú con las tres secuencias encontradas en Ecuador, se observan
cuatro variaciones.
56
Alineamiento de aminoácidos con ToLDeV-Perú
Al trasformar las secuencias de ADN a aminoácidos, y al efectuar la
alineación de las tres secuencias ecuatorianas con ToLDeV-Perú en el
programa BioEdit, (65)
se observó un cambio en los aminoácidos
como se aprecia en la Figura 17.
| .
.
.
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10
|
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.
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.
60
|
.
.
.
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C5
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C5
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110
|
.
.
.
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|
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|
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.
.
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130
|
.
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140
|
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R
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| .
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|
V
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.
.
.
100
|
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. .
. .
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.
.
.
P
.
.
.
.
150
|
.
.
V
.
.
.
Y
.
.
.
Figura 17: Alineación de las secuencias de aminoácidos de ToLDeV, del
Perú con las tres especies identificadas en Ecuador C5, C8, C2
El codón que codifica para Arginina CGT (R) fue remplazado por una
Histidina CAT (H), mientras que la variación TCT por AGT no ocasionó
ningún cambio ya que estos dos tipos de tripletes codifican para
Serina (S); así mismo el cambio en la última base de TAT por TAC, no
causa ninguna variación significante, codificando Tyrosina (Y) en las
dos posiciones. Cabe recalcar que las variaciones o recombinaciones
genéticas son procesos muy comunes para el género Begomovirus;
favorables para la supervivencia y
.
.
C
.
.
.
| .
L
.
.
.
ciertas variaciones pueden ser
.
| .
R
.
.
.
NNHV
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. . . .
. . . .
| .
L
.
.
.
.
GK
. .
. .
. .
NH
. .
. .
. .
57
resistencia de estos
virus, contribuyendo a la expansión de estos
patógenos en nuevas áreas por lo que es necesario realizar estudios
detallados (69).
Alineamiento y árboles filogenéticos con los Begomovirus de
América.
Para el diseño del árbol filogenético se empleó el software Mega
versión 5.05 (66). El análisis de secuencias
se obtuvo con la
alineación de 168 aminoácidos de la región central de la CP.
La Figura 18 se describen las distancias genéticas, las cuales fueron
determinadas usando el método Construct/test-Neighbor Joining tree
(65), a demás detalla la relación que existe entre la muestra ToLDeV
descrita por primera vez en este estudio, en el Ecuador, con las demás
especies, Puede apreciarse que se forman seis ramas (nodos e
internodos) de importancia, siendo la secuencia ToLDeV de Perú la
más cercana filogenéticamente, ubicándose en el mismo nodo con
98%, seguido por ToYVSV-Ar con 76% en su internodo; el tercer
internodo distante estaría conformado por las especies ToCMoV-Br
SLCV-Pa, ToMoTV-Cu, TGMoV-Br, TGMoV-Mx, TYMV-Co, ToSLCVMx,ToMHV-Cu, ToMoV-Fl; el cuarto internodo más distante está
conformado por ToYSV-Ar, ToRMV-Br, ToMLCV-Ve; el quinto grupo
alejado es ToYDV-Cu, ToCHLPV-Mx , ToSLCV-Ni y finalmente los
58
individuos que se encuentran totalmente separados no solo de
ToLDeV-Ec si no a todos los demás individuos es TYLCV tanto de
México como Cuba.
Sin embargo hay que recalcar que desde el segundo nodo se aprecia
la
enorme distancia genética entre esta nueve especie (ToLDeV),
tanto para Perú (56) como para Ecuador, en relación a los
begomovirus más trascendentales de cada País.
Las
distancias
observadas
entre
las
diferentes
especies
de
begomovirus, están siendo consideradas en la actualidad por varios
investigadores, como parte de un complejo proceso de evolución y
adaptación, teniendo como motor la capacidad de recombinación de
este tipo de virus, lo que les permite acceder a un mayor número de
hospederos y a una variedad de síntomas diferentes.
Haciendo un análisis desde el punto de vista de familia, esta es una de
las más complejas al momento de realizar o plantear técnicas de
control, ya que su diversidad y capacidad de recombinación quiebran
rápidamente la resistencia de algunas variedades comerciales de
tomate.
59
ToLDeV-Pe
ToLDeV-Ec
ToYVSV-Ar
STLCV-Pa
ToMoTV-Cu
TGMoV-Br
33
11
89 TGMoV-Mx
TYMV-Co
ToSLCV-Mx
49
ToMHV-Cu
75
26
ToMoV-Fl
ToCMoV-Br
ToYSV-Ar
ToRMV-Br
32
ToMLCV-Ve
ToYLDV-Cu
ToChLPV-Mx
ToSLCV-Ni
99
TYLCV-Cu
99 TYLCV-Mx
98
75
60
0.10
0.08
0.06
0.04
0.02
0.00
Figura 18: Dendograma, que muestra la relación entre 20
begomovirus que infectan únicamente a los cultivos de S.
licopersicum, empleando el alineamiento de secuencias 186
de aminoácidos de la región central de la cápside proteica.
CAPÍTULO 4
4. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES
CONCLUSIONES
1. Con este estudio se demostró por primera vez la presencia del
género Begomovirus en los cultivos de tomate (S. lycopersicum) y
malezas en las haciendas de la provincia de Santa Elena-Ecuador.
2. Se detectó la presencia de geminivirus en todas las localidades
evaluadas.
3. Los síntomas con mayor asociación a la presencia comprobada de
geminivirus fueron enrollamiento de las hojas, en la localidad de Luz
Victoria, y clorosis foliar en Chanduy, en las demás localidades se
encontró variedad de síntomas independientes a la infección.
61
4. El
begomovirus
identificado
en
los
cultivos
ecuatorianos
correspondió a ToLDeV con una homología del 99% con el ToLDeV
identificado recientemente en Perú, encontrándose 4 variantes en
la secuencia de nucleótidos, pero solo uno de esos cambios resultó
ser relevante para ocasionar un cambio
en la secuencia de
aminoácidos remplazando una arginina por una histidina. Sin
embargo para poder llegar a una conclusión más contundente sobre
el porcentaje de similitud del virus identificado con el reportado en
Perú, sería necesario secuenciar el genoma completo del virus,
además de identificar la presencia del componente B o algún
satélite relacionado con el mismo, de esta manera se realizaría un
estudio completo sobre los cambios ocurridos en las secuencias
virales y su repercusión en características como síntomas, rango de
hospederos y movimiento del virus en la planta.
62
RECOMENDACIONES
1. Se recomienda para estudios futuros, utilizar los protocolos de
extracción de ácidos nucleicos descrito por Palmer (70) que son
mucho más eficientes para
realizar ensayos de clonación y
secuenciación, mientras los de Dellaporta (62) son aplicados para
hibridación y PCR.
2. Teniendo en cuenta que
solo en el 34% de las muestras
con
síntomas similares a los inducidos por geminivirus, se detectó la
presencia
de geminivirus, es conveniente profundizar el estudio
para identificar el impacto real de la presencia de esta familia viral
en los cultivos de ciclo corto como pimiento, frejol, etc., y detectar
la posible presencia de otros agentes causales en las plantaciones.
3. Secuenciar el genoma completo del componente A del virus
identificado.
4. Evaluar la presencia de geminivirus en malezas que pueden ser
reservorios de una gran variedad de virus, e identificar las posibles
variaciones genéticas de esta familia.
5. Evaluar la presencia de geminivirus en B. tabaci en sus diferentes
biotipos ubicados en los cultivos infectados y evaluar su capacidad
vectorial.
BIBLIOGRAFÍA
1. Idris, A. & Brown, J. 1998. Sinaloa tomato leaf curl geminivirus:
Biological and molecular evidence for a new subgroup III virus.
Phytopathology 88:648-657.
2. Martínez, Y., Quiñones, M., Fonseca, D. & Miranda, E. 2003.
Prospección nacional de Begomovirus presentes en el cultivo del
tomate en Cuba. Revista Protección Vegetal. 18(3). P 168-175.
3. Zúñiga, C. &
Ramírez, P. 2002. Los geminivirus, patógenos
de
importancia mundial. Manejo Integrado de Plagas y Agroecológica
(Costa Rica) No. 64. P 25 – 33.
4. Bian, X.Y., Thomas, M. R., Rasheed, M. S., Saeed, M., Hanson, P., De
Barro, P. J. & Rezaian, M. A. 2007.
A recessive allele (tgr-1)
conditioning tomato resistance to geminivirus infection is associated
with impaired viral movement. Phytopathology 97:930-937.
5. Ambrozevicius, L.P., Calegario, R.F., Fontes, E.P.B., Carvalho, M.G. &
Zerbini, F.M. Brasil. 2002. Genetic diversity of Begomovirus infecting
tomato and associated weeds in southeastern Brazil. Fitopatología
Brasileira 27:372-377.
6. Holguín, R., Vázquez, R. & Mejía, H. México. 2004. Geminivirus en
tomate (Lycopersicon esculentum) y rango de hospedante en Baja
California Sur, México. Resista Mexicana de Fitopatología. 22(001).
7. Jiu, M., Zhou, X.P., Tong, L., Xu, J. & Yang, X. 2007. Vector-virus
mutualism accelerates population increase of an invasive whitefly.
PLoS ONE 2:e182.
8. Xiong, Q., Fan, S., Wu, J. & Zhou, X. 2007. Ageratum yellow vein
China virus is a distinct Begomovirus species associated with a DNAβ
molecule. Phytopathology 97:405-411.
9. ICTVdB Management (2006).Taxonomy of Geminivirus The Universal
Virus Database, version 4. Büchen-Osmond, C (Ed), Columbia
University,
New
York,
USA.http:
//www.ictvonline.org/virusTaxonomy.asp?version=2009.
10. Yang, C., Cui, G., Zhang, J., Weng, X., Xie, L. & Wu, Z. 2008.
Molecular characterization of a distinct Begomovirus species i solated
from Emilia Sonchifolia. Journal of Plant Pathology 90 (3), 475-478.
11. FAOSTAT 2011. Food and Agricultural organization for the united
nations. Available in: http://faostat.fao.org/site/567/default.aspx#ancor.
12. Arias, M. 1995. Monitoreo de moscas en soya. Revista INIAP
(Ecuador) 6: 13.
13. Valarezo, O., Cañarte, E., Navarrete, B., Guerrero, J. & Arias, M. 2008.
Diagnóstico de la “mosca blanca” en Ecuador. Revista la Granja. P 1315, 18.
14. Faría, A. & Nava, A. Venezuela. 2007.
Detección por PCR de
Begomovirus en el cultivo de tomate en las áreas productoras de
tomate en los andes venezolanos. Revista de la Facultad de
Agronomía Luz (Maracaibo-Venezuela). 26: 179-195.
15. Czosnek, H. 2002. Characterization and management of tomato and
pepper geminiviruses. Submitted to the Office Agriculture & Food
Security U.S. Agency for International Development. P 3- 6.
16. Rosales, I., Sepúlveda, P., Sepúlveda, G. & Brown, J. Chile.2007.
Caracterización molecular preliminar del complejo mosquita BlancaBegomovirus en Arica y Parinacota.
17. Yadava, P., Suyal, G. &
replication and
Kumar, S.
pathogenicity.
2010. Begomovirus DNA
International Centre for Genetic
Engineering and Biotechnology. Revista CURRENT SCIENCE, 98 (3).
18. Cervantes, L., Zavaleta, E. & Rojas, R. México. 2009. Detección de
geminivirus asociados a la alstroemeria (alstroemeria l.) En villa
Guerrero, estado de MéxicoI. Revista Averciencia 34:12.
19. Quiñones, M., Vega, A., Martínez, Y. & Rodríguez, E. 2007.
Estrategias de ingeniería genética para la obtención de plantas
transgénicas, resistentes a geminivirus, Experiencia del CENSA. La
Habana. Rev. Protección Veg. v.22 n.2.
20. Cuong, Viet Ha. 2007. Detection and identification of potyviruses and
geminiviruses in Vietnan. Tropical Crops and Biocommodities Domain
Institute of health and Biomedical Innovation.Martínez, Y., Quiñones,
M., Palenzuela, I.
& Muñoz. Y. 2006. Diversidad de Begomovirus
presentes en Cuba. Revista Protección Vegetal. 21(3). P 149-154.
21. Martínez, Y., Quiñones, M., Palenzuela, I.
& Muñoz. Y. 2006.
Diversidad de Begomovirus presentes en Cuba. Revista Protección
Vegetal. 21(3). P 149-154.
22. Index of Viruses - Geminiviridae (2006). In: ICTVdB - The Universal
Virus Database, version 4. Büchen-Osmond, C (Ed), Columbia
University,
New
York,
USA.
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/ICTVdb/Ictv/fs_index.htm
23. Saunders, K., Bedford, I.D., Yahara, T.
& Stanley, J. 2003.
Aetiology: The earliest recorded plant virus disease. Nature 422, 831.
24. Ramos, P. 2004. Identificación y caracterización biológica y molecular
de una nueva especie de Begomovirus bipartito: Tomato mottle taino
virus. Centro de Ingeniería Genética y Biotecnología Departamento de
Plantas, Laboratorio de Virología Vegetal. Cuba.
25. Flores, G. 2003. Evaluación de fracciones de extractos y de sustancias
puras de origen vegetal como disuasivos o repelentes de adultos de
Bemisia tabaci. Tesis de maestria de Costa Rica. Pag. 6-13
26. Martínez, Y. 1998. Contribución al conocimiento de geminivirus que
afectan el cultivo del tomate (Lycopersicon esculentum Mill) en Cuba.
Instituto superior de ciencias agropecuarias de la Habana. Fructuoso
Rodríguez, Centro Nacional de Sanidad Agropecuaria. P 5,6,13.
27. Briddon, R., Patil, B., Bagewadil, B. Naqaz-ul-Rehman, M & Fauquet,
C. 2010. “Distinct evolutionary histories of the DNA-A and DNA-B
components of bipartite Begomoviruses.
28. DIXON, AFG. 1973. Biology of aphids. E. Arnold (Public.) Ltd. London.
58p.
29. Xiong,
Z.
1995.
Single
stranded
DNA
viruses:
Geminiviruses. http://ag.arizona.edu/%zxion/plp611/lect17.html
30. Varsani, A., Shepherd, D., Dent, K., Monjane, A., Rybicki, E. & Martin,
D. 2009. A highly divergent South African geminivirus species
illuminates the ancient evolutionary history of this family. Virology
Journal, 6:36.
31. Haber, S., Ikegami, M., Bajet, N.B. & Goodman, R.M. 1981. Evidence
for a divided genome in bean golden mosaic virus, a geminivirus.
Nature, UK 289, 324-326.
32. Kon,T., Kuwabara, k.,
Hidayat, S. H. & Ikegami, M. 2007
A
Begomovirus associated with ageratum yellow vein disease in
Indonesia: evidence for natural recombination between tomato leaf curl
Java virus and Ageratum yellow vein virus-[Java]. Arch Virol
152:
1147–1157.
33. Ilyas, M., Qazi, J., Mansoor, S. & Briddon, R. 2010. Genetic diversity
and phylogeography of Begomoviruses infecting legumes in Pakistan.
Journal of General Virology. Vol 91 N°2091-2101.
34. Nkeabeng, W. 2010. Molecular Epidemiology of Begomoviruses That
Infect Vegetable Crops in Southwestern Cameroon. Doctoral Thesis.
Swedish University of Agricultural Sciences Uppsala.
35. Argüello-Astorga, G.R. & Ruiz-Medrano, R. 2001. An interon- related
domain is associated to motif 1 in the replication proteins of
geminivirus: identification of potencial interacting amino acidbase pairs
by a comparative approach. Arch. Virol. 146: 1465-1485.
36. Martinez, Y. 2008. Emergence of Begomoviruses in Cuba. National
Centre for Animal and Plant Health (CENSA). Rev. Protección Veg.
Vol. 23 No. 1: 11-15.
37. Prabhaker, N., Toscano, N., Castle, S. & Henneberry, T. 1997.
Selection for imidacloprid resistance in silverleaf whiteflies from the
imperial valley and development of a hydroponic bioassay for
resistance monitoring. Pestic. Sci. 51: 419-428.
38. ICTVdB Management (2006). 00.029.0.03. BEGOMOVIRUS. In:
ICTVdB - The Universal Virus Database, version 4. Büchen-Osmond,
C. (Ed), Columbia University, New York, USA.
39. Briddon,R.W., Bedford,I.D., Tsai,J.H. & Markham,P.G, 1996. Analysis
of the nucleotide sequence of the treehopper-transmitted geminivirus,
tomato pseudo-curly top virus, suggests a recombinant origin.,
Virology, 1996 May 15; 219 (2) :387-94.
40. ICTVdB Management (2006). 00.029.0.02. CURTOVIRUS. In: ICTVdB
- The Universal Virus Database, version 4. Büchen-Osmond, C. (Ed),
Columbia University, New York, USA.
41. ICTVdB Management (2006). 00.029.0.01. MASTREVIRUS. In:
ICTVdB - The Universal Virus Database, version 4. Büchen-Osmond,
C. (Ed), Columbia University, New York, USA.
42. ICTVdB Management (2006). 00.029.0.04. TOPOCUVIRUS. In:
ICTVdB - The Universal Virus Database, version 4. Büchen-Osmond,
C. (Ed), Columbia University, New York, USA.
43. Coronel, J. 2009. Alternativas de Mejora en el Manejo Postcosecha
de Tomate Riñón Cultivados en la Provincia de Santa Elena. Tesis de
grado. Escuela Superior Politécnica.
44. Pérez, M. 2010. Mejoramiento genético en Solanum Lycopersicum
para la resistencia al pasador del fruto Neoleucinodes elegantalisis
Guenée (Lepidoptera: Crambidae).
Tesis de maestría en ciencias
agrarias línea de investigación fitomejoramiento. Universidad nacional
de Colombia. Facultad Dr. Ciencias Agropecuarias.
45. Espinosa,
C.
2004.
Producción
de
Tomate
en
invernadero.
Multiservicios Agropecuarios y Forestales, Zapata y Asociados.
Memorias del IV Simposio Nacional de Horticultura. Invernaderos:
Diseño, Manejo y Producción Torreón, Coah, México.
46. FAO (2004) Food and Agriculture Organization of the United Nations
(FAO)
FAOSTAT
Database.
Rome
Italy.
Available
at
http://faostat.fao.org/.
47. Productores de Hortalizas. México. 2006. Plagas y enfermedades del
Tomate (Guía de Identificación y manejo). P 1, 8, 9 y 23.
48. Brown, J.K., Idris, A.M., Torre-Jerez., Banks, G.K. & Wyatt, S.D. 2001
the core region of the coat protein gene is highly useful for establishing
the provisional identification and classification of Begomoviruses.
Archives of Virology 146:1581-1598.
49. Morales, M.V., Alcacio, S. & De La Torre, R. 2008. Tomato spotted
wilt virus: agente causal de la marchitez del Miguelito (Zinnia elegans
Jacquin) en el Estado de Morelos, México. Agrociencia [online], vol.42,
n.3, pp. 335-347. ISSN 1405-3195.
50. Faier,
R.,
Siqueira,
S.,
Chumbinho,
E.,
&
Murilo
F.
2007.
Characterization of Tomato yellow spot virus, a novel tomato-infecting
begomovirus in Brazil. Pesq. agropec. bras.,Brasília, v.42, n.9, p.13351343.
51. Fiallos E. MArtines, Y. Hernandez, C. Carrillo, J. & Rivera, R.F. 2009
Identificación de nuevos Begomovirus en cuba mediante el empleo de
la amplificación por círculo rodante. Rev. Protección Veg. Vol. 24 No.
2: 81-86.
52. Martínez, A. 2007. Caracterización Molecular de un Begomovirus de
Tomate en el Valle de Cauca, Colombia y búsquedas de fuentes de
resistencia para el mejoramiento de la variedad Unapal Maravilla.
Tesis Magister Ciencias Agrarias. Valle del Cauca–Colombia.
Universidad
Nacional
de
Colombia
Facultad
de
Ciencias
Agropecuarias Escuela de Posgrados. p 1- 4, 8, 11- 14.
53. Rojas, M.R. 1992. Detection and characterization of whiteflytransmitted geminiviruses by the use of polymerase chain reaction.
M.S. thesis. University of Wisconsin-Madison.
54. Martínez, Y., Fonseca, D., Quiñones, M. & Peralta, E.
2001.
Evaluación de parámetros analíticos para la detección molecular de
geminivirus que afectan el cultivo del tomate en Cuba. Rev. Protección
Veg. Vol. 16 No. 1 : 55-61.
55. Nelson, J., Cai, Y., GGiesler, T., Farchaus, J., Sundaram, S., Ortiz, M.,
Hosta, L., Hewitt, P., Mamone, A., Palaniappann, C. & Fuller, Carl.
2002.
TempliPhi, 29 DNA Polymerse Based Rolling Circle
Amplification of Templates for DNA Sequencing. Genomics Reagents
Departament, Amersham Biosciences, Piscataway. NJ, USA.
56. Márquez B., Aragón, L., Fiallo, E., Navas, & J. Moriones, E. 2011.
Tomato leaf deformation virus, a novel Begomovirus associated with a
severe disease of tomato in Peru. Eur J Plant Pathol (2011) 129:1–7.
57. Smith, J.Z., Sanders, R.J., Kaiser, P., Hughes, C., Dodd, C.R.,
Connell, C., Heiner, S.B., Kent, L.E. & Hood. 1986.
Fluorescence
detection in automated DNA sequence analysis, Nature 321: 674–679.
58. Fauquet, C., Briddon, R., Brown, J. Moriones, E., Stanley, J., Zerbini,
M.
&
Zhou,
X.
2008.
Geminivirus
strain
demarcation
and
nomenclature. Arch Virol 153: 783-821.
59. Pietersen,
G.,
Idris,
A.M.,
Krüger,
K.
&
Brown
J.K.
2008.
Characterization of Tomato curly stunt virus: a new tomato infecting
Begomovirus from South Africa. Plant Pathology.57:809-818.
60. Huayamave, R. & Maldonado, A. 2002. Estudio del potencial
agroindustrial y exportador de la Península de Santa Elena y de los
recursos Necesarios Para Su Implementación; Caso: Ocra. Informe De
Tesis del Instituto de Ciencias Humanísticas y Económicas de la
Escuela Superior Politécnica del Litoral.
61. Cañadas, L. 1983.
El mapa bioclimático y ecológico del Ecuador.
Banco Central del Ecuador Quito-Ecuador Pg. 24 y 25.
62. Dellaporta, S. Word, J. A plant DNA minipreparation: version II. Plant
Molecular Biology Reports. N°1, 1983, pp. 19 – 21.
63. Aljanabi, S., Wood, J. & Hicks, J. 1997. Universal and rapid saltextraction of high qulity genomic DNA for PCR-based techniques.
Nucleic Acids Research 25: 4692-4693.
64. Balzarini, M.G., González, L., Tablada M., Casanoves, F., Di Rienzo,
J.A. & Robledo, C.W. 2008. Infostat. Manual del Usuario, Editorial
Brujas, Córdoba, Argentina.
65. Hall, T.A. 1999. BioEdit: a user-friendly biological sequence alignment
editor and analysis program for Windows 95/98/NT. Nucl. Acids.
Symp. Ser. 41:95-98.
66. Tamura, K., Peterson, D., Peterson, N., Stecher, G., Nei, M. & Kumar,
S. 2011. MEGA5: Molecular Evolutionary Genetics Analysis using
Maximum Likelihood, Evolutionary Distance, and Maximum Parsimony
Methods. Molecular Biology and Evolution (submitted).
67. Muñoz, R. & Pitty A. 1995. Guía fotográfica para la identificación de
malezas,
Parte
I.
Zamorano,
Honduras:
Escuela
agrícola
Panamericana. 77-80.
68. Valarezo, O. 1994. Diagnóstico preliminar sobre moscas blancas en el
Ecuador. Revista Colegio de Ingenieros Agrónomos de Manabí
(Ecuador): 15.
69. Potter, J.L. 2001. PCR and DNA Hybridization methods for specific
Detection and Identification of Bean-Infecting Begomoviruses. Tesis en
opción al grado de Master en Ciencia en Patología de plantas de la
Universidad de Wisconsin- Madison. 159 Págs.
70. Palmer, K., Schnippenkoetter, H. & Rybicki, E. 1998. Geminivirus
isolation and DNA extraction. In G. Foster, and S. Taylor (eds). Plant
Virology Protocols. Humana Press. Totowa, New Jersey, USA. 567 p.
APÉNDICE
Apéndice A: Nomenclatura de muestras
recolectadas
Apéndice B: Medios de cultivos para clonación
Medio LB-Sólido
2g
1g
2g
3g
Composición
Bacto Tryptone
Bacto Yeast Extract
NaCl 
Bacto Agar
Medio LB-Líquido
2g
1g
2g
Composición
Bacto Tryptone
Bacto Yeast Extract
NaCl 
Medio SOC (100ml)
2g
0.5g
1ml
0.25ml
1ml
1ml
Composición
Bacto Tryptone
Bacto Yeast Extract
NaCl 1M
Cl 1M
Mg++ stock 2M
Glucosa 2M (Filtrado y esterilizado)
Se mezcla primero el Bacto Tryptone, el Bacto Yeast Extract y el NaCl en un
volumen de 97 ml de agua estéril. Después de autoclavar se agrega el Mg++ stock
y la Glucosa, se preparan alícuotas y se ponen en congelación en -20°C
Apéndice C: Secuencia consenso de la región central
de la
cápside proteica de los Begomovirus ToLDeV de Ecuador,
encontrados en las muestras C2 C5 y C8 de la hacienda Chanduy
de Santa Elena