Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos para la

UNIVERSIDAD AUTÓNOMA CHAPINGO
DEPARTAMENTO DE SUELOS
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos para
la producción de jitomate hidropónico.
TESIS PROFESIONAL
Que como requisito parcial para obtener el título de:
INGENIERO AGRÓNOMO ESPECIALISTA EN SUELOS
PRESENTA:
MENDOZA GONZÁLEZ MA. CLARA ELENA
Chapingo, México, Diciembre de 2009.
La presente tesis titulada “Comparación
entre sustratos orgánicos e inorgánicos para
la producción de jitomate hidropónico” fue realizada por la C. Ma. Clara Elena Mendoza
González, bajo la dirección del M. C. Joel Pineda Pineda y asesoría del Dr. Armando Ramírez
Arias, M.C. Prócoro Díaz Vargas e Ing. Francisco Rodríguez Neave, ha sido revisada y
aprobada por el H. Jurado Examinador, como requisito parcial para obtener el título de:
INGENIERO AGRÓNOMO ESPECIALISTA EN SUELOS
JURADO EXAMINADOR
PRESIDENTE -----------------------------------------------------------------------------M.C. JOEL PINEDA PINEDA
SECRETARIO ------------------------------------------------------------------------------DR. ARMANDO RAMÍREZ ARIAS
VOCAL
------------------------------------------------------------------------------M.C. PRÓCORO DÍAZ VARGAS
SUPLENTE
-------------------------------------------------------------------------------ING. FRANCISCO RODRÍGUEZ NEAVE
SUPLENTE
-------------------------------------------------------------------------------DR. JOSÉ GUADALUPE RUÍZ SALAZAR
Chapingo, Texcoco, Edo. de México, Diciembre de 2009.
AGRADECIMIENTOS
A Dios por la maravillosa oportunidad de existir y por haberme brindado la
oportunidad de vivir éste momento. Sé que existes, gracias por no haberme
dejado nunca sola.
Al pueblo de México por hacer posible la existencia de un lugar como la
Universidad Autónoma Chapingo.
A mi Alma Mater, la Universidad Autónoma Chapingo y al Departamento de
Suelos por brindarme la oportunidad de continuar con mis estudios de
Licenciatura y por todo el apoyo brindado en mi formación profesional y
personal.
A todos mis profesores de la Universidad Autónoma Chapingo, en especial a los
del Departamento de Suelos por cada una de sus enseñanzas dentro y fuera del
salón de clases.
A todos los maestros a lo largo de mi vida, por la hermosa labor de enseñar.
A la gran profesora y amiga Q.F.B. Reina Mata por todo el apoyo, cariño y
amistad brindadas es ésta etapa de mi vida, no tengo como agradecer todo lo
hecho por mí.
Al M.C. Joel Pineda Pineda por la confianza, tiempo y dedicación en la
realización de éste trabajo.
Al M.C. Procoro Díaz Vargas, Ing. Francisco Rodríguez Neave y Dr. Armando
Ramírez Arias por cada una de las aportaciones hechas al presente trabajo así
como a mi formación.
A todas las personas que de una u otra forma han confiado en mí, espero no
defraudarlas.
DEDICATORIA
A las personas más importantes en mi vida: mis padres, Josefina González y Ricardo
Mendoza, por educarme con el ejemplo, y haberme enseñado que con trabajo,
paciencia, confianza y perseverancia se pueden lograr las cosas. Gracias por el amor,
confianza y respeto que siempre me han mostrado. Las palabras son pocas para
expresar todo lo que siento por ustedes, CON TODO MI AMOR.
A mi hermano Ricardo, por el poco tiempo que te he dedicado, y que sé que te debo.
Sabes que te quiero mucho.
A mi madrina Rosalba por todo el apoyo recibido en cada una de las etapas de mi
vida, es difícil poder pagar todo lo recibido.
A mi tía Clara por todos los consejos recibidos, los cuales guardo como un gran tesoro
en mi corazón.
A toda la familia González Álvarez por todos los momentos de risas compartidos, así
como el apoyo en los momentos más difíciles. SON MI INSPIRACIÓN.
A las personas que forman parte de mi familia y que siempre han estado cerca, saben
que somos un equipo.
A mi mejor amiga de toda la vida Carmen Maqueda por ser mi paño de lágrimas y mi
confidente desde que tengo memoria. Gracias por estar conmigo a pesar del tiempo y
la distancia.
A mis compañeros y amigos, por todos los ratos de alegría y apoyo en los momentos
difíciles; pero en especial a Lilo, Saby, Susi, Josefina, Bella, Eli, Laura, Martha, Luce,
Thadey, Fabián, Juan Carlos, Victor Hugo, Jorge y Hugo.
A Luis Ángel Hernández por haberme enseñado cuanto valgo como persona, y
demostrarme lo hermosa que puede llegar a ser la vida.
A cada una de las personas que de una u otra forma han formado parte de mi vida.
CON CARIÑO CLARA.
ÍNDICE
RESUMEN .................................................................................................................................. 1
SUMMARY ................................................................................................................................ 2
I.
II.
INTRODUCCIÓN ........................................................................................................... 3
OBJETIVOS ........................................................................................................................ 4
III. HIPÓTESIS ......................................................................................................................... 5
IV. REVISIÓN DE LITERATURA .......................................................................................... 6
4.1.
Sustratos de cultivo .......................................................................................................... 6
4.1.1.
Sustratos: Concepto y clasificación ............................................................................................ 6
4.1.2.
Propiedades de los sustratos de cultivo ....................................................................................... 7
4.2.
Características de los sustratos usados en el presente experimento .............................. 11
4.2.1.
Aserrín ...................................................................................................................................... 11
4.2.2.
Fibra de coco ............................................................................................................................. 17
4.2.3.
Perlita ........................................................................................................................................ 22
4.2.4.
Tezontle .................................................................................................................................... 28
4.3.
Soluciones nutritivas para fertirriego............................................................................. 32
4.3.1.
pH.............................................................................................................................................. 34
4.3.2.
Conductividad eléctrica (CE) .................................................................................................... 38
4.3.3.
Drenaje ...................................................................................................................................... 41
4.4.
Cultivo de jitomate ........................................................................................................ 43
4.4.1.
Generalidades............................................................................................................................ 43
4.4.2.
Condiciones optimas de desarrollo ........................................................................................... 44
4.4.3.
Proceso de producción en invernadero ..................................................................................... 46
4.4.4.
Plagas y enfermedades .............................................................................................................. 50
4.4.5.
Riego ......................................................................................................................................... 52
i
4.4.6.
Cosecha ..................................................................................................................................... 52
V. MATERIALES Y MÉTODOS .......................................................................................... 53
5.1.
Ubicación del experimento ............................................................................................ 53
5.2.
Materiales ...................................................................................................................... 53
5.3.
Instalación del experimento ........................................................................................... 54
5.4.
Tratamientos y diseño experimental .............................................................................. 54
5.5.
Manejo del cultivo ......................................................................................................... 55
5.6.
Variables medidas y análisis de datos ........................................................................... 58
VI. RESULTADOS Y DISCUSIÓN ....................................................................................... 60
6.1.
pH de la solución de aporte .......................................................................................... 60
6.2.
Conductividad eléctrica (CE) de la solución de aporte ................................................. 64
6.3.
Temperatura de la solución de aporte ............................................................................ 65
6.4.
pH de la solución de drenaje .......................................................................................... 66
6.5.
Conductividad eléctrica (CE) de la solución de drenaje ................................................ 72
6.6.
Temperatura de la solución de drenaje .......................................................................... 75
6.7.
Porcentaje de drenaje ..................................................................................................... 80
6.8.
Volumen de agua consumida por el cultivo (mL planta-1) ............................................ 83
6.9
Área foliar, biomasa seca total producida y rendimiento de fruto .............................. 87
VII. CONCLUSIONES ............................................................................................................. 90
VIII.LITERATURA CITADA .................................................................................................. 91
ANEXOS ................................................................................................................................... 99
ii
ÍNDICE DE CUADROS
1. Niveles de pH y CE en aserrín ............................................................................................. 13
2. Macronutrimentos extractables (mg L-1) del aserrín. ............................................................ 13
3. Propiedades físicas del aserrín............................................................................................... 14
4. Comparación de concentración de nutrientes de fibra de coco (muestra virgen y en 5 meses
de cultivo); Posadas y Gallo (1999) . ....................................................................................... 18
5. Características químicas reportadas por algunos autores para la fibra de coco (Posadas,
1999) . ........................................................................................................................................ 18
6. Características físicas de la fibra de coco reportadas por diferentes autores. ....................... 19
7. Composición química de la perlita expandida comercial (García, 1999) . ........................... 24
8. Características físicas de la perlita . ..................................................................................... 25
9. Tipos de perlitas comerciales y sus propiedades físicas (Urrestarazu, 1997) ...................... 26
10. Características químicas del tezontle ................................................................................. 29
11. Propiedades físicas del tezontle ........................................................................................... 30
12. Rangos de concentración de nutrimentos en los que se encuentran la mayoría de las
soluciones nutritivas (Elaboración propia) ............................................................................... 33
13. Clasificación de una solución nutritiva en función del valor de pH (Huterwal, 1989) ...... 34
14. Valores orientativos para la CE (Ballester, 1993) ............................................................. 39
15. Clasificación taxonómica del jitomate ................................................................................ 43
16. Necesidades nutrimentales del jitomate .............................................................................. 44
17. Necesidades ambientales y edáficas del jitomate (Arévalo y Vázquez, 2007) ….......... .45
18. Control de las principales plagas en jitomate (Morales, 2005) ........................................... 50
iii
19. Control de las principales enfermedades del jitomate (Morales, 2005) .............................. 51
20. Solución nutritiva aplicada del día 11 hasta 50 días después del trasplante…….…….....56
21. Solución Nutritiva aplicada a partir de los 50 días hasta el despunte de la planta….…. .... 56
22. Solución nutritiva aplicada a partir del despunte de la planta hasta el final de la cosecha..57
23. Comparación de medias de cada una de las variables evaluadas para cada sustrato y etapa
de desarrollo del cultivo ............................................................................................................ 61
24. Comparación de medias de cada una de las variables evaluadas para cada sustrato
considerando el ciclo completo del cultivo… ........................................................................... 63
25. Comparación de medias de área foliar (cm2 planta-1), biomasa seca total (g planta-1) y
rendimiento (g planta-1) para cada uno de los sustratos de la variedad caimán ........................ 87
26. Comparación de medias de área foliar (cm2 planta-1), biomasa seca total (g planta-1) y
rendimiento (g planta-1) para cada uno de los sustratos de la variedad tequila ........................ 88
ÍNDICE DE FIGURAS
1. Curva de distribución de agua en sustratos ............................................................................. 9
2. Jitomate híbridos “Caimán F1” y “Tequila F1”. ................................................................... 53
3. Sacos usados para coco, aserrín y perlita, y bolsas empleadas para tezontle. ....................... 54
4. Comportamiento del pH de la solución aportada por etapa de desarrollo del cultivo en cada
uno de los sustratos. ................................................................................................................... 68
5. Comportamiento de la CE de la solución aportada (dS m-1) por etapa de desarrollo del
cultivo para cada uno de los sustratos. ...................................................................................... 69
6. Comportamiento de la temperatura de la solución aportada por etapa de desarrollo del
cultivo para cada uno de los sustratos. ...................................................................................... 70
iv
7. Comportamiento del pH de la solución drenada por cada uno de los sustratos por etapa de
desarrollo del cultivo. ................................................................................................................ 77
8. Comportamiento de la CE de la solución drenada (dS m-1) por cada uno de los sustratos por
etapa de desarrollo del cultivo . ................................................................................................. 78
9. Comportamiento de la temperatura de la solución drenada por cada uno de los sustratos por
etapa de desarrollo del cultivo ................................................................................................... 79
10. Comportamiento del porciento de drenaje para cada uno de los sustratos por etapa de
desarrollo del cultivo. ................................................................................................................ 84
11. Comportamiento del volumen de agua consumido (mL planta-1) para cada uno de los
sustratos por etapa de desarrollo del cultivo.............................................................................. 85
v
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
RESUMEN
El uso de sustratos para la producción hidropónica de hortalizas se ha incrementado
significativamente ya que ayudan a mejorar la calidad y elevar la producción de éste tipo de
cultivos. Por ello es importante conocer el comportamiento y propiedades que presentan los
sustratos durante el crecimiento de las plantas, así como su efecto en desarrollo y producción.
El presente experimento se estableció en la Universidad Autónoma Chapingo de mayo a
noviembre de 2007. El diseño instalado fue un completamente al azar con 5 tratamientos y 4
repeticiones, usando cinco diferentes sustratos y dos variedades de jitomate. Las variables
medidas fueron pH, conductividad eléctrica (CE) en dS m-1 y temperatura (°C) tanto de la
solución nutritiva aportada como de la solución de drenaje, además del volumen de entrada y
drenaje. A partir de éstos datos se calcularon porciento de drenaje y volumen de agua
consumida (mL planta.1). Fueron medidas también, el área foliar (cm2 planta-1), biomasa seca
total (g planta-1) y rendimiento en fruto (g planta-1). Para el análisis estadístico se utilizó el
programa SAS (Statistical Analisys System) versión 8.0 donde se hicieron los ANOVA, las
pruebas medias (Tukey α=0.05) y el análisis de correlación de Pearson. Se encontraron
diferencias en la conductividad eléctrica y en el pH entre la solución nutritiva de entrada (1.73
dS m-1 y 6.71 respectivamente) y en la solución del drenaje (2.53 dS m-1 y 7.3) en los 5
diferentes sustratos empleados. El porciento de drenaje y el volumen de agua consumida (mL
planta-1) variaron de acuerdo a la etapa de desarrollo del cultivo así como en cada sustrato.
Existió una relación directa significativa con correlación de 0.9 entre pH y rendimiento de
fruto. En la variedad Caimán F1 se encontró también un significativo efecto positivo (coef.
correlación de 0.93) del pH en la biomasa seca total. Hay una significativa correlación
negativa (-0.98) entre el porciento de drenaje y el rendimiento en la var. Tequila F1. La CE y
la temperatura no tienen un efecto significativo sobre área foliar, biomasa seca y rendimiento.
El sustrato más adecuado para la producción de jitomate hidropónico fue el tezontle, ya que
las plantas cultivadas en éste sustrato mostraron el rendimiento más alto (niveles de
significancia de 0.07 var. Caimán F1 y 0.09 var. Tequila F1).
Palabras clave: sustrato, pH, conductividad eléctrica, temperatura, drenaje, jitomate
1
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
SUMMARY
The use of substrates for vegetable hydroponics production has increased significantly because
it helps to improve crop growing production and quality. For this reason it is important to
know substrate performance and properties during plant growth, as well as their effects in crop
development and yield. This study was done at the Universidad Autonoma Chapingo from
May to November, 2007. The installed design was entirely at random with five treatments and
four repetitions; five different substrates were used and two tomato varieties. The variables
measured were pH, electrical conductivity (EC) in dS m-1 and temperature (°C) of the nutrient
solution given as well as the drainage solution, besides the entry and drainage volume. With
these data, the percentages of drainage and water volume consumption (ml plant-1) were
calculated. They were measured also, the leaf area (cm2 plant-1), total dry biomass (g plant-1)
and fruit yield (g plants-1). Version 8.0 of the SAS program (Statistical Analysis System) was
used the analysis upon which the ANOVA, the mean (Tukey =0.05) and the Pearson's
correlation analysis were done. Differences in the electrical conductivity and pH were found
between the entry nutrient solution (1.73 dS m-1 and 6.71 respectively) and the drainage
solution (2.53 dS m-1 and 7.3) for the five different substrates used. The drainage and water
volume consumed (ml plant-1) changed according to the stage of crop development and with
each one of the substrates. There was a major direct relation with a correlation of 0.9 between
pH and fruit yield. For the Caiman F1 variety, a significant positive pH effect was also found
(correlation coefficient
0.93) in the total
dry biomass. There is a significant negative
correlation (-0.98) between the drainage percentage and the yield for the Tequila F1 variety.
The EC and the temperature do not have a major effect on leaf area, dry biomass and yield.
The most appropriate substrate for hydroponic tomato production was volcanic sand, given
that the plants grown on this substrate presented a considerably higher yield (significance
levels 0.07 Caiman F1 variety and 0.09 Tequila F1 variety).
Key words: substrates, pH, electrical conductivity, temperature, drainage, tomato.
2
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
I.
INTRODUCCIÓN
El jitomate es una de las hortalizas mas demandas y por lo tanto producidas a nivel mundial.
En el mundo son producidas 126.2 millones de toneladas por año, de las cuales México
produce 3.15 millones (FAO, 2007).
Este hecho es posible gracias a que la diversidad climática de éste país lo permite así como a
la amplia adaptabilidad de éste cultivo. En México existen regiones en las que el jitomate
puede ser producido a cielo abierto; sin embargo, en otras diversos factores se convierten en
limitante para el óptimo desarrollo de éste cultivo.
En la actualidad es posible obtener jitomate hidropónico de calidad en invernadero aun
existiendo estos factores limitantes, permitiendo a su vez incrementar el rendimiento. Los
denominados cultivos hidropónicos incluyen a todos aquellos métodos y sistemas que hacen
crecer a las plantas fuera de su ambiente natural: el suelo (Urrestarazu, 2004).
El cultivo en sustratos es el principal método de cultivo sin suelo empleado a nivel mundial y
está disponible gran variedad de materiales que pueden ser empleados como sustratos.
Gracias a la situación geográfica de México se pueden disponer de sustratos como aserrín,
fibra de coco y tezontle, los cuales se están utilizando por su elevado potencial en hidroponía
y su bajo costo respecto a otro tipo de materiales importados,
sin embargo, no existe
suficiente información generada por la investigación bajo diferentes ambientes y sistemas de
manejo.
Es de vital importancia conocer las características de cada uno de estos materiales así como
sus ventajas e inconvenientes para evitar cualquier tipo de sorpresa a la hora de elegirlos. Y
aún más importante, hacerlo en sustratos de origen mexicano con la finalidad de reducir costos
y apoyar al mercado mexicano.
3
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
II.

OBJETIVOS
Evaluar las diferencias entre sustratos orgánicos e inorgánicos para la producción de
jitomate hidropónico.

Evaluar la variación de la CE y el pH en la solución nutritiva de entrada y en la
solución del drenaje en diferentes sustratos en el cultivo de jitomate en un ciclo de 6
meses.

Medir la cantidad de drenaje en los diferentes sustratos en las diferentes etapas
fenológicas del cultivo de jitomate.

Cuantificar el volumen de agua consumida por el jitomate desarrollado en diferentes
sustratos en las diferentes etapas fenológicas del cultivo.

Evaluar el efecto de CE, pH, temperatura, por ciento de drenaje y agua consumida por
planta en diferentes sustratos, sobre desarrollo y producción de jitomate.
4
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
III.

HIPÓTESIS
Los sustratos inorgánicos son mejores que los orgánicos para la producción de jitomate
hidropónico.

Los cambios en CE y pH en la solución nutritiva de entrada y en la solución del
drenaje son diferentes para cada sustrato así como para cada etapa fenológica del
cultivo.

La cantidad de drenaje es diferente para cada sustrato y las diferencias se mantendrán
para cada etapa fenológica.

La cantidad de agua consumida por planta es diferente para cada sustrato y las
diferencias se mantendrán para cada etapa fenológica.

La variación en CE, pH, temperatura, porciento de drenaje y agua consumida por
planta en diferentes sustratos pueden explicar el comportamiento en el crecimiento y
producción de jitomate.
5
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
IV.
4.1.
REVISIÓN DE LITERATURA
Sustratos de cultivo
4.1.1. Sustratos: Concepto y clasificación
El término “sustrato” se aplica en horticultura a todo material sólido distinto del suelo in situ,
natural, de síntesis o residual, mineral u orgánico, que, colocado en un contenedor, en forma
pura o en mezcla, permite el anclaje del sistema radicular, desempeñando, por tanto, un papel
de soporte para la planta.
Entre los diferentes criterios de clasificación de los sustratos, merece ser destacado el que se
basa en las propiedades de los materiales:
1) Químicamente inertes: arena granítica o silícea, grava, perlita, lana de roca, etc.
2) Químicamente activos: turbas rubias y negras, corteza de pino, vermiculita, materiales
lignocelulósicos, etc.
La diferencia entre ambos tipos de materiales está determinada por la capacidad de
intercambio catiónico, una propiedad físico-química directamente relacionada con la
capacidad de almacenamiento de nutrientes por parte del sustrato. En el primer caso, el
material actúa única y exclusivamente como soporte de la planta, no interviniendo en el
proceso de adsorción y fijación de los nutrientes. Estos han de suministrarse mediante la
solución fertilizante, que debe ajustarse al máximo con objeto de no crear disfunciones en la
planta. El cultivo en este tipo de sustratos es en la práctica un verdadero cultivo hidropónico,
exigiendo una avanzada tecnología de las instalaciones y una elevada especialización del
personal. En el segundo caso, el sustrato, además de soporte para la planta, actúa como reserva
de los nutrientes aportados mediante la fertilización, almacenándolos o cediéndolos según las
exigencias del vegetal (Abad et al., 2004).
6
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
4.1.2. Propiedades de los sustratos de cultivo
La importancia del conocimiento de las propiedades de los sustratos radica en que de ellas
dependerá el manejo adecuado de la fertilización, del riego, y por lo tanto, el éxito del cultivo
(Burés, 1997).
Ansorena (1994) menciona que para valorar la calidad de un sustrato no basta con conocer las
propiedades generales de sus principales componentes, sino que es necesario determinarlas
para cada ingrediente o mezcla particular. Sugiere necesario hacer un análisis fisicoquímico
cuando se está ensayando con algún nuevo material, debido a la inexistencia de un adecuado
control de calidad de los sustratos.
Los medios de cultivo nunca son estables; además la planta necesita cierta inestabilidad en el
medio de cultivo para compensar los cambios creados por ella misma o los microorganismos.
Al evaluar los componentes del medio de crecimiento, las características específicas deben
tomarse en cuenta, así como las reacciones de la materia y sus interacciones con otros
componentes, aditivos, plantas y microorganismos en el medio (Verhagen, 2007).
En el caso de sustratos orgánicos, Naasz et al. (2007) mencionan que es necesario considerar
que las propiedades de retención de agua de estos materiales son fuertemente influenciados
por la hidrofobicidad.
En un estudio realizado en la Unión Europea por Schmilewsky (2007) se encontró que el
material más utilizado en sistemas de cultivo sin suelo es la turba (77.4%) pero que puede
llegar a ser cara en comparación con otros “materiales alternativos”, materiales que
desafortunadamente poseen características que a menudo los hacen menos adecuados para una
serie de aplicaciones tales como producción de plántulas. Jackson y Wrigth (2007) mencionan
que además del costo; el suministro y los problemas ambientales hacen necesaria la
investigación en otros materiales. De aquí, la importancia del estudio es estos “materiales
alternativos”.
7
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
Urrestarazu (2004) sugiere que para obtener buenos resultados durante la germinación, el
enraizamiento y el crecimiento de las plantas, se requieren las siguientes características del
medio de cultivo:
Propiedades físicas
Son de primerísima importancia ya que una vez que el sustrato esté en el contenedor, y la
planta esté creciendo en él, no es posible modificar las características físicas básicas de dicho
sustrato.
a) Elevada capacidad de retención de agua fácilmente disponible o asimilable.
b) Suficiente suministro de aire
c) Baja densidad aparente
d) Elevada porosidad total
e) Estructura estable que impida la contracción (o hinchazón) del sustrato.
f) Distribución del tamaño de las partículas que mantenga las condiciones antes
mencionadas.
Espacio poroso total: se define como el volumen total del sustrato no ocupado por partículas.
Éste es función de la distribución granulométrica que dará como resultado la aparición de
poros capilares de pequeño tamaño (30) y poros no capilares de mayor tamaño (>30). Los
primeros tienen capacidad de retención de agua, mientras que los no capilares se vacían
después de cada riego, cuando el sustrato ha drenado. Son por lo tanto poros de aireación,
aunque dada la tensión superficial del agua, esta queda adherida en el contorno del poro no
capilar.
Capacidad de aireación: se define como el volumen proporcional de sustrato que queda
ocupado por aire después de haber sido saturado y dejado drenar. Es por ello parte del espacio
poroso no capilar. Como norma general resulta después de una tensión de succión de 10 cm de
columna de agua (c.a).
8
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
Agua fácilmente disponible: es el agua contenida por el sustrato retenida con una fuerza entre
10 y 50 cm de c.a. El agua fácilmente disponible favorece el crecimiento y desarrollo de las
plantas. Resulta por ello muy importante un valor de esta agua en el sustrato. Normalmente
esta agua ocupa los poros capilares pero no los excesivamente pequeños.
Agua de reserva: es el agua fuertemente retenida, comprendida entre una fuerza de succión de
50 a 100 cm de c.a. Su valor no debe superar el 10%. El límite de 100 cm de tensión es
recomendable para la mayoría de las plantas cultivadas, aunque para ciertas especies
hortícolas se pueden alcanzar tensiones de hasta 300 cm de c.a., sin afectar de modo
significativo el crecimiento vegetal.
Agua difícilmente disponible: se define como aquella agua que esta retenida a una tensión
superior a 100 cm c.a. Cuando se llega a este nivel de humedad existe un estrés para la planta
ya que el gasto energético que la planta realiza para obtenerla es elevado, incluso algunas
especies de plantas cultivadas no pueden asimilar esta agua. Esta agua es fuertemente retenida
y con ella las sales que presenta en disolución.
Figura 1. Curva de distribución de agua en sustratos
9
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
Densidad aparente: se define como la masa seca del material sólido por unidad de volumen
aparente del sustrato húmedo, es decir, incluyendo el espacio poroso entre las partículas.
Contracción de volumen: se refiere al porcentaje de pérdida de volumen cuando el sustrato se
seca (generalmente a 105 °C) con relación al volumen aparente inicial bajo determinada
condición de humedad (generalmente saturación y drenaje posterior a 10 cm de c.a.). Informa
sobre el grado de variación del volumen del sustrato bajo condiciones de cultivo, en ciclos de
humectación-desecación.
Propiedades químicas
Se caracterizan las transferencias de materia entre el sustrato y la solución del sustrato:
reacciones de disolución e hidrólisis de los constituyentes minerales (química), reacciones de
intercambio de iones (físico-química) y reacciones de biodegradación de la materia orgánica
(bioquímica).
a) Baja o apreciable capacidad de intercambio catiónico, dependiendo de que la
fertigación se aplique permanentemente o de modo intermitente, respectivamente
b) Suficiente nivel de nutrientes asimilables
c) Baja salinidad
d) pH ligeramente ácido y moderada capacidad tampón
e) Mínima velocidad de descomposición
Capacidad de intercambio catiónico: se define como la suma de los cationes que pueden ser
adsorbidos por unidad de peso (o de volumen) del sustrato. Dichos cationes quedan así
retenidos frente al efecto lixiviante del agua y están disponibles para la planta.
Salinidad: se refiere a la concentración de sales solubles presentes en la solución del sustrato.
Relación Carbono/Nitrógeno (C/N): se usa tradicionalmente como un índice del origen de la
materia orgánica, de su madurez y de su estabilidad
10
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
Otras propiedades
a) Libre de semillas de malas hierbas, nematodos y otros patógenos, y sustancias
fitotóxicas.
b) Reproducibilidad y disponibilidad
c) Bajo costo
d) Fácil de mezclar
e) Fácil de desinfectar y estabilidad frente a la desinfección
f) Resistencia a cambios extremos físicos, químicos y ambientales (García, 1999; Abad et
al., 2004).
4.2.
Características de los sustratos usados en el presente experimento
4.2.1. Aserrín
Producción de Aserrín
El aserrín comenzó a utilizarse como medio de cultivo en explotaciones comerciales en la
región costera de Columbia Británica, debido a su bajo costo, ligereza y disponibilidad (Resh,
1992).
El aserrín y la viruta son materiales que solo están disponibles en los lugares donde existen
aserraderos, en donde existen talleres de muebles o carpinterías.
La calidad de estos materiales depende del tipo de madera que se utiliza y de los aditivos
(conservadores, etc.) que pueden haber sido añadidos, por lo que será importante realizar una
prueba de fitotoxicidad para determinar la calidad agronómica del material. Puede ser
empleado como sustrato después de un proceso de composteo, que elimine resinas, taninos y
otras sustancias toxicas, que pueden ser perjudiciales para las plantas (Burés, 1997).
11
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
Las técnicas de producción de aserrín usualmente consisten en hacer pasar la madera por una
abertura a elevadas presiones y elevadas temperaturas. Debido a la fricción involucrada en el
proceso, el producto es calentado a 80 - 90 °C, y gracias a esto se puede considerar al aserrín
libre de patógenos. En algunos casos es tratado con vapor (100 – 120 °C). Pueden ser
adicionados también colorantes naturales a la madera, como polvo de carbón (Raviv y
Heinrich, 2008).
El aserrín puede ser fabricado para tener las características físicas deseadas para el crecimiento
de plantas a partir de una amplia gama de plantas leñosas y herbáceas nativas.
Nutricionalmente, puede ser similar a otros sustratos con un manejo adecuado. Algunas
investigaciones indican que es poca o nula la contracción por descomposición en cultivo en
invernadero incluso después de 2 años para cultivos en vivero (Jackson y Wrigth, 2007).
Este sustrato es una buena opción para ir reemplazando a la turba, y contrarrestar los efectos
ambientales que causa la extracción de este material.
Propiedades químicas del aserrín
Las características químicas varían según la especie. Tanto el aserrín como la viruta son de
baja capacidad amortiguadora, contenido de sales variable, pH ácido, a lo que se agrega que
liberan pocos nutrientes y su capacidad de intercambio catiónico o aporte de nutrientes
aumenta en la medida en que se descomponen (Burés, 1997).
En general, el contenido de nutrientes es bajo. El pH del aserrín de eucalipto por ejemplo,
varía entre 3.5 y 5 para el material fresco, subiendo a valores de 6.5 después del compostaje
(Worral, 1978).
El aserrín y las virutas se descomponen muy lentamente debido al elevado contenido de
ligninas y compuestos lignocelulósicos. El aserrín y las virutas de pino, abeto y varias especies
de dicotiledóneas deben ser composteadas, puesto que tienen una relación C/N elevada.
12
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
Debido a su contenido de nitrógeno bajo, es conveniente añadir una fuente de nitrógeno
durante el compostaje (Burés, 1997).
Cuadro 1. Niveles de pH y CE en aserrín.
Material
Toresa (Gumi, 2001)
Torbella (Fischer et al., 1993)
Hortifibre (Lemaire et al.,1988)
Hortifibre†
Hortifibre†
Toresa especial†
Holsfasser†
pH
5.0-6.5
6.5
4.5-5.1
3.9-5.1
5.21
5.6
5.6
CE (mS cm-1)
0.7-1.3
---0.15
0.55
0.23
Fuente: †Raviv y Heinrich (2008). --: datos no encontrados
Cuadro 2. Macronutrimentos extractables (mg L-1) del aserrín.
Fuente
Kipp et al., 2000
Hortifibre (Lemaire et al., 1988)
Torbella (Fischer et al., 1993)
Pietal†
Hortifibre†
Toresa especial†
Toresa Holzfasser†
N
34-35
6
2.1
16
86
0.5
K
0-200
5-7
131
78
28
42
59
Na
0-8
3-5
-20
6
19
66
Ca
379
3-5
------
Mg
0-122
--26
8
56
30
P
-5-8
24
5
2
0.2
0.2
SO4
---8
4
142
11
Fuente: †Raviv y Heinrich (2008). --: datos no encontrados
El aserrín composteado con nitrógeno adicional aplicado durante un mes, presentó
características apropiadas para su uso como medio de crecimiento. Si el pH resultara muy
ácido, se adiciona cal para neutralizarlo. Varios tipos de pino y algunos tipos de aserrín de
madera dura requerirán nuevas aplicaciones de cal conforme el tiempo pase. El aserrín como
los otros materiales provenientes de plantas, tenderá a un pH neutro si está debidamente
composteado (Nelson, 1991).
En un experimento realizado por Gruda et al. (2007) sobre la concentración de CO2 en la zona
de raíces de las plantas cultivadas en sustratos orgánicos, reportaron que en aserrín las
13
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
concentraciones de CO2 fueron más altas que en las plantas cultivadas en turba, probablemente
debido a la mayor actividad microbiana.
Propiedades físicas del aserrín
El aserrín tiene elevado nivel de porosidad total y en la mayoría de los casos un alto nivel de
capacidad de aireación y un bajo nivel de agua fácilmente disponible. También tiene mayor
difusión de oxigeno comparado con la turba. En adición a esto, como resultado de la
compresión mecánica, las propiedades físicas del aserrín pueden cambiar considerablemente
(Clemmenson, 2004 citado por Raviv y Heinrich, 2008).
Tanto el aserrín como la viruta presentan partículas grandes, proporcionan una buena aireación
y buen drenaje, el primero presenta buena retención de humedad no así la viruta que por sus
características proporciona alta aireación, presenta baja densidad y poca estabilidad física
(Worral, 1978).
Cuadro 3. Propiedades físicas del aserrín
Material
Aserrín (Kipp et al., 2000)
Toresa (Gumi, 2001)
Cultifibre (Clemmenson, 2004)
Hortifibre†
Piatel†
Toresa†
Toresa especial†
Toresa Nova†
PT (%) CA (%) AFD (%)
95
47-78
6-21
92-97
50-65
-94.2
65.6
-93.7
58.6
-92.4
42
-90.1
64.1
-93.2
51.2
14.6
91.4
24.9
27.3
Fuente: †Raviv y Heinrich (2008). PT: porosidad total, CA: capacidad de
aireación, AFD: agua fácilmente disponible. --: datos no encontrados
Cultivo en aserrín
Es un sustrato que tiene muchas características que lo hacen deseable en la preparación de
medios de crecimiento. También pueden usarse como mejorador de la estructura del suelo y
para aligerar mezclas (Burés, 1997; Mastalerz, 1977 citado por Esquivel, 2001).
14
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
Se ha demostrado que el jitomate prospera bien en un medio hidropónico compuesto
completamente de aserrín, siempre y cuando se proporcionen las cantidades de nutrientes
necesarios para su desarrollo (Adamson y Mass, 1976).
Jackson y Wrigth (2007) encontraron que no existen diferencias significativas en el
rendimiento y la calidad de las plantas cultivadas en aserrín en comparación con otros
sustratos. Con una preparación adecuada y buenas prácticas de manejo puede ser un fiable y
una alternativa económica a los medios tradicionales para los viveros y producción de cultivos
en invernadero.
Desventajas de uso
El aserrín por si solo puede presentar problemas de exceso de humedad, por lo que debe
mezclarse con materiales de partículas más gruesas que aporten aireación, tanto durante el
compostaje como en el cultivo, puesto que el material puede compactarse produciendo
procesos anaeróbicos de fermentación que dan lugar a algunos ácidos orgánicos. Conviene
usar una mezcla de aserrín y viruta ya que proporcionan mejores características de retención
de humedad y aireación (Morales et al., 2005).
El aserrín deberá estar parcialmente composteado porque en estado fresco su tasa de
descomposición e inmovilización de nitrógeno es excesiva y podría contener sustancias
tóxicas como resinas, taninos o turpentina. Por lo que es conveniente que el nitrógeno en la
fertilización sea elevado (Nelson, 1991; Burés, 1997).
Mils y Pokorny (1978), sugieren que incorporando un inhibidor de la desnitrificación (50 ppm
de nitrapyrin) a aserrín y corteza se incrementa el peso de la planta y la relación
nitrato:amonio con un incremento en el nitrógeno aprovechable en el medio.
La aplicación de vapor es una alternativa de compostaje para residuos de especies de madera
dura, ya que reduce grandemente la fitotoxicidad, pero en el caso de especies de madera suave
la incrementa (Worral, 1978).
15
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
El aserrín derivado del nogal contiene toxinas que matan o limitan severamente el crecimiento
de las plantas; el aserrín de la secuoya puede ser tóxico si no es expuesto a la intemperie, o si
no es cuidadosamente lavado ya que su alto contenido de manganeso podría ser el problema.
El aserrín de tuja roja (Thuja aplicata D.) y el de cedro rojo son tóxicos para las plantas, por lo
que debe conocerse plenamente el tipo de aserrín que se esté usando (Martínez, 1998 y
Mastalerz, 1977 Citado por Esquivel, 2001; Resh, 1992).
Mastalerz (1977) menciona también que el costo del nitrógeno requerido para compensar la
disminución de nitrógeno provocada por el aserrín, también debe ser considerado, ya que las
ventajas económicas de usar aserrín podrían dejar de serlo por el costo del nitrógeno adicional
utilizado.
Es importante asegurarse que el material no haya sido tratado con aditivos tóxicos, además el
material debe ser desechado después de dos ciclos de cultivo, para evitar gastos de
esterilización (Winsor y Schwarz, 1990).
Durante el proceso de compostaje, se deberán tomar precauciones para evitar áreas profundas
no lixiviadas en la pila, las cuales son fuertemente ácidas y perjudiciales para las plantas. Estas
áreas no reciben suficiente oxigeno durante la fermentación, y producen ácidos orgánicos
volátiles que ahí quedan atrapados (Nelson, 1991).
Otra precaución que deberá tomarse siempre con el aserrín, es determinar su contenido de
cloruro de sodio: en caso de encontrar alguna cantidad significante de éste (mayor a 10 ppm)
deberá ser lavado con agua limpia antes de colocarlo en las bancadas y contenedores (Resh,
1997).
16
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
4.2.2. Fibra de coco
Producción de fibra de coco
La fibra de coco (bonote) es un subproducto de la industria del coco que se encuentra
disponible en grandes cantidades en los países productores de cocos (Cocos nucifera). Los
subproductos resultantes del desfibrado de la nuez de coco proceden del mesocarpio de la
misma y consisten en fibras largas, que se suelen utilizar para diversas actividades de
manufactura, más restos de fibras y polvo, de aspecto similar a la turba que se acumulan como
residuo (Morales et al., 2005). El polvo de bonote viene siendo subproducto de subproducto
que se acumula la mayoría de las veces en grandes cantidades fuera de las instalaciones
copreras el cual constituye entre el 35 y 40% del peso total del fruto (Caraveo, 1994 ;
Cardigal y Magat, 1977 citados por Esquivel, 2001)
Son generalmente los restos de fibras, de longitud menor a 2 mm, los que suelen utilizarse en
mezclas como sustrato y se presentan generalmente prensadas en ladrillos que deben
deshacerse y rehumectarse previamente a su uso. Las fibras largas, de longitud superior a 16
mm, se utilizan como sustratos para el cultivo hidropónico (Morales et al., 2005).
En un estudio realizado por Vargas et al. (2008) sobre las propiedades físicas, químicas y
biológicas de la fibra de coco mexicana comparada con una proveniente de Sri Lanka,
concluyeron que las muestras de coco mexicano cumplen con las características necesarias
para ser consideradas como sustratos y solo es necesario hacer un lavado previo antes de su
uso para eliminar el exceso de sales y hacer un manejo adecuado a sus características.
La fibra de coco se presenta comercialmente en dos formas: salchichas de polietileno con una
barra de fibra de coco prensada en su interior, que se hincha al regar, y fibra suelta para
rellenar un contenedor (Posadas, 1999).
17
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
Propiedades químicas de la fibra de coco
El polvo de bonote contiene entre 30 y 40% de ligninas aproximadamente, por lo que es de
lenta descomposición; algunos investigadores aseguran que el color café rojizo de la fibra de
coco se debe a la presencia de lignina; además gracias a la poca proporción de hemicelulosa
(fracción altamente atacable por los microorganismos), este sustrato prácticamente no se
degrada ni se disgrega. (Liyanage, 1988 citado por Esquivel, 2001; Posadas, 1999).
Noguera et al. (1997) trabajando con dos polvos de coco (uno procedente de México y el otro
de Sri Lanka) observaron que difirieron ampliamente en sus características químicas, y
consideran que éstas diferencias están relacionadas con los métodos de procesamiento del
polvo de coco entre ambas fuentes.
Posadas (1999) reporta una capacidad de intercambio catiónico de 60 – 117 meq 100 g-1 para
éste material. En un trabajo realizado junto con Gallo (1999), evaluaron el cambio de una
fibra de coco nueva y de una muestra tomada directamente de contenedores después de cinco
meses de cultivo de tomate regado con soluciones nutritivas habituales. Los resultados se
muestran en el cuadro 4.
Cuadro 4. Comparación de concentración de nutrientes de fibra de coco
(muestra virgen y con 5 meses de cultivo); Posadas y Gallo (1999).
Muestra
CIC†
Na‡
K‡
Ca‡
Mg‡
Virgen
114.81
32.17
16.7
41.7
24.3
Cultivo
33.29
7.6
11
6.9
7.8
†: (cmol kg-1); ‡: (meq L-1)
Cuadro 5. Características químicas reportadas por algunos autores para la fibra de
coco (Posadas, 1999).
Autor
pH
CE (dS m-1) CIC (cmol kg-1) C/N
Noguera et al., 1996
4.9
1.7
117
98
García et Daverede, 1994
5.4
(0.4-1.8)
-220
Shinohara, Y., et al.
5.6
1.7
--Noguera, P., et al. 1999
(4.7-6.6)
(0.3-3.2)
--Noguera, P., et al. 1998
(4.9-5.6)
(1.7-3.3)
(73-117)
(98-112)
Abad M., et al. 1997
5.7
3.52
61
132
Ansorena, Gojenola. 1994
5.6
0.22
----: datos no encontrados
18
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
En investigaciones hechas en fibra de coco Posadas (1999) encontró que la CIC de un sustrato
actúa como desalojadora para el sodio, ion que no interesa al cultivo, con todo lo que ello
significa de aprovechamiento de aguas regulares, o ahorro en los drenajes. Si esta CIC está en
un rango moderadamente grande, por ejemplo 40CIC80 (cmol kg-1), además de no tener
problemas de calidad derivados de dificultades de adsorción de potasio, calcio o magnesio, se
tendrá un sustrato, a efectos prácticos, inerte.
Propiedades físicas de la fibra de coco
Las características físicas y químicas del polvo de coco están afectadas en mayor medida por
la distribución granulométrica que por el método de desfibrado o molienda (Vargas et al.,
2008).
Cuadro 6. Características físicas de la fibra de coco reportadas por diferentes autores.
Autor Dr (g cm-3)
Da (g cm-3)
PT (%)
CRA (mL L-1)
CA (%)
AFA (%)
AR (%)
ADA (%) IG (%)
1
--
--
95.1
523
46.1
20
5.3
23.7
39
2
--
--
96.3
491
48
19.2
3.7
25.4
37
3
--
61
95.9
533
45.3
18.6
3
30
35
4
1490
72
95.2
542
42
22.4
4
26.8
36
5
1520
89
94.1
593
31.7
22.5
5.7
34.2
32
6
1490
64
95.7
493
56.9
15
3
20.8
34
7
1510
70
95.3
623.7
43.8
22.8
5.2
23.5
22
8
--
<400
>85
240-400
10-30
20-30
4-10
--
--
Dr: densidad real, Da: densidad aparente, PT: porosidad total, CRA: capacidad de retención de agua, CA: capacidad de aireación, AFA: agua
fácilmente asimilable, AR: agua de reserva, ADA: agua difícilmente asimilable, IG: índice de grosor (% de partículas de diámetro > 1mm);
1.Noguera, P., et al. 1998. Referido a fibra de coco mexicana; 2. Noguera, P., et al. 1998. Referido a fibra de coco de Sri Lanka; 3. Noguera,
P., et al. 1998. Referido a fibra de coco de varios países; 4. Abad, M. y Noguera, V. 1995. Sri Lanka. Ladrillo 10; 5. Abad, M. y Noguera, V.
1995. Sri Lanka. Bloque 100; 6. Abad, M. y Noguera, V. 1995. México, fibra virgen; 7.Abad, M. y Noguera, V. 1995. México, tamizado,
fracción fina; 8. Sustrato “ideal” (Bunt, 1988). --: datos no encontrados
En un estudio realizado por Anicua (2008) sobre la caracterización física y morfológica de
materiales orgánicos e inorgánicos para la generación de mezclas de sustratos encontró que en
fibra de coco, el mayor tamaño de partículas son las menores a 1 mm.
La capacidad de retención hídrica de la fibra de coco por lo tanto es elevada, puede retener
hasta 8 veces su peso en agua, incluso puede verse afectada con el uso; sin embargo, no toda el
19
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
agua retenida por éste sustrato es fácilmente disponible para el cultivo (Shinohara et al., 1999;
Alarcón, 2000; Anicua, 2008).
En la succión de 10 cm de c. a., la planta extrae fácilmente el agua retenida en los poros
grandes. A medida que las succiones se incrementan la planta necesitará más energía, hasta
que ya no pueda continuar extrayendo el agua de los poros más pequeños (menores de 0.0002
mm de diámetro), alcanzando el punto de marchitez permanente (Ansorena, 1994).
Cultivo en fibra de coco
Este material debido a sus características se ha utilizado tradicionalmente para mejorar las
propiedades físicas y químicas de los suelos. La aplicación de fibra de coco mejora la
retención de agua, aumenta la tasa de infiltración, la porosidad total y la conductividad
hidráulica de los suelos donde se utiliza como enmienda (Morales et al., 2005; Burés, 1997).
La fibra de coco se emplea como sustrato para producción de plántula, ya que ayuda a un buen
desarrollo radicular y forma un buen “cepellón”. También se emplea como sustrato o base de
mezclas en la producción de planta en maceta y sin mezclar en sistemas semi-hidropónicos
(Bastida, 1999).
Posadas (1999) considera que el principal uso agrícola de la fibra de coco es el cultivo de
hortalizas, ya que las ornamentales podrían tener algunos problemas de humedad en este tipo
de sustrato.
Este mismo autor sugiere que la frecuencia de riego sea determinada en función del consumo
de agua por el cultivo, es decir se aportara agua cuando la planta haya consumido entre un 5 y
un 10% de la suma del agua fácilmente asimilable y agua de reserva. Como hay que incluir un
drenaje que se decidirá en función del sodio u otros elementos contenidos en el agua de riego,
y de la concentración máxima que se está dispuesto a tolerar en el seno del sustrato, el tiempo
de riego se alargará con esa medida. Recomienda en los momentos de máximo crecimiento en
calibre de los frutos, tender al valor del 5%, y en las situaciones de debilidad (comienzo de la
20
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
recolección, los meses tempranos de primavera) alargar el periodo entre riegos al valor del
10%.
La fibra de coco correctamente manejada puede emplearse durante un elevado número de años
(más de cinco), incluso pueden verse mejoradas sus cualidades con el tiempo (Alarcón, 2000).
Desventajas de uso
La elevada salinidad que proviene del lavado o contacto con agua de mar en las zonas de
origen; puede resultar un inconveniente para el cultivo, habiéndose encontrado lotes de
distintas características (es conveniente analizar todos los lotes de fibra de coco, al menos,
con respecto a la salinidad). Se han descrito también algunos problemas de exceso de cloro,
sodio o potasio (Morales et al., 2005).
Aunque en general la fibra de coco puede utilizarse fresca, para algunos tipos de fibra de coco
que presentan fitotoxicidad en el material fresco, es preferible el compostaje antes de su uso en
mezcla para sustratos, debiéndose añadir nitrógeno al compostaje (Burés, 1997)
Es necesario compostear el material fresco de fibra de coco durante 2 o 3 meses, debido a la
presencia de sustancias fitotóxicas, así como agregar durante el composteo 1% de nitrógeno
en forma de urea y 2% de CaCO3 (Verdonck et al., 1983).
Debido a las particulares propiedades físicas y químicas del polvo de coco, las técnicas de
riego y los regímenes nutricionales deberán ser ajustados para cada cultivo (Noguera et al.,
1997).
Posadas (1999) considera como problema, el hecho de que el coco se compacta (9 – 20 %). Si
el diseño del sistema se basa en cubetas, tal vez sea necesario añadir más fibra de coco en
algún momento.
21
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
4.2.3. Perlita
Producción de perlita
La perlita es uno de los materiales inorgánicos más usados y estudiados a nivel mundial. Es un
compuesto mineral natural de roca volcánica silícea hallada en muchas partes del mundo,
grandes depósitos han sido descubiertos en Grecia y E.U. (Wilson, 1985).
Se trata de un mineral natural del grupo de las riolitas. Es lo más parecido a un vidrio natural,
sin restos orgánicos en su composición química, cuyo origen geológico procede de
formaciones volcánicas submarinas. Formados en la era terciaria, con el paso del tiempo han
emergido a la superficie y forman conos o chimeneas volcánicas en su mayoría (Lucas, 2000).
Es formada por enfriamiento rápido, constituyendo un material amorfo que contiene entre un 2
y un 5% de agua atrapada y que tiene una densidad aparente de unos 1500 kg de materia seca
por m3. Este mineral, en su manipulación industrial se granula y precalienta a 300 – 400 °C,
donde, por efecto de las altas temperaturas, el agua atrapada se evapora rápidamente,
expandiéndose en el proceso para formar una espuma de densidad aproximada a 120 kg de
materia seca por m3. La perlita expandida se extrae de los hornos por aspiración y se
transporta a los mecanismos de molienda y cribado, donde se obtiene la granulometría
deseada.
Dependiendo del proceso de fabricación de la perlita expandida, de la materia prima utilizada,
fundamentalmente su dureza, función de la composición química proporcional del material
original, se obtendrán diversos tipos de perlita. Así, no todas las materias primas son las
idóneas para la consecución de perlitas aptas para su utilización como sustrato en cultivos sin
suelo (García, 1999).
22
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
También sugiere exigir dos propiedades fundamentales al material original y proceso de
fabricación:

La dureza mínima para mantener su estructura sin alteraciones en el tiempo.

Homogeneidad en la distribución de partículas. Esta última es la más difícil de
conseguir y, de hecho, no se consigue totalmente.
Los tipos de perlita no son uniformes y contienen un intervalo de tamaños, dependiendo del
tamiz utilizado en su manufactura. Actualmente, no hay estándares de tamaños, por lo que
cada fabricante tiene su propio sistema de clasificación, lo cual puede variar de acuerdo al
tamaño, embalaje y la procedencia del material (El Instituto Perlita, 1983 citado por Anicua,
2008).
Propiedades químicas de la perlita
La perlita expandida es un material casi inerte, que no se descompone biológica o
químicamente. Su pH es neutro (6.5 -7.2) aunque puede también alcanzar valores muy
básicos, y la conductividad eléctrica es muy baja (0.01-0.12 dS m-1). No tiene casi capacidad
de intercambio catiónico. No contiene microorganismos siendo completamente estéril por su
proceso de obtención (Burés, 1997).
La perlita en esencia es neutra, con un pH de 6 a 8 pero sin capacidad de amortiguamiento
químico. Igualmente menciona, que la perlita contiene sodio y aluminio en cantidades
apreciables que pueden ser extraídos por las plantas en crecimiento. A esto, García (1999)
agrega que cuando el pH de la solución nutritiva baja de 5.0, se promueve la liberación de
elementos constitutivos de la perlita, como es el aluminio, hierro, magnesio, etc (Aragón ,
1995).
Se trata de un material estéril, con insignificantes contenidos de nutrientes, bajo contenido de
metales pesados y otros materiales tóxicos (por ejemplo fluoruro). Esta libre de enfermedades,
23
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
plagas y semillas, estas propiedades hacen de la perlita el sustrato ideal para las plantas
(Wilson, 1985).
Es un error pensar que la perlita expandida es un mineral invariable con composición química
constante o idénticas características físicas. La naturaleza volcánica de la roca silícea de la que
proviene, el método de procesamiento y el material final gradado, pueden afectar las
propiedades químicas y físicas del producto final (Martyr, 1981).
Es un material que tiene una salinidad de partida muy baja. Dada la forma de la partícula de
perlita y la capacidad de retención de agua difícilmente asimilable, es poco aconsejable utilizar
este sustrato con aguas salinas, aunque el margen es amplio. De igual forma se observan
fuertes acumulaciones salinas cuando el sustrato pierde cierto grado de humedad (García,
1999).
Cuadro 7. Composición química de la perlita
expandida comercial (García, 1999).
Compuesto
Peso (%)
SiO2
73-75
Al2O3
11-13
K2O
1-9
Na2O
2.5-5
Fe2O3
0.2-1.5
CaO
0.3-2
MgO
0.1-0.8
TiO2
0.1-0.5
MnO2
0.2-0.7
Como norma general aconseja no dejar secar la perlita de un cultivo a otro, a no ser que se
hiciera un lavado correcto de sales. Mantener la humedad del sustrato durante la etapa de
verano es lo más recomendable. Para la mayoría de las especies cultivadas el rango óptimo de
conductividad eléctrica es de 2.5 a 3.5 dS m-1.
24
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
Propiedades físicas de la perlita
La perlita expandida tiene una estructura celular cerrada; en consecuencia, el porcentaje de
poros no percolantes o cerrados al exterior es elevado. Su superficie es rugosa y contiene
numerosas indentaciones, hecho que le da una gran área superficial y permite que pueda
retener agua en superficie, además del agua retenida en los poros internos.
Se trata de un material rígido y no se comprime con facilidad, lo cual promueve una buena
porosidad y por ende una mejor aireación al sustrato en comparación con la arena (Ward et al.,
1987 citados por Anicua, 2008).
Las características de retención de agua y aireación dependen de la granulometría, su
capacidad de aireación puede ser de hasta 70% y el contenido de agua fácilmente disponible
hasta el 45%, según la fracción granulométrica analizada. Por ello, es necesario determinar la
granulometría para conocer las propiedades que tendrá el material. Además, la perlita
comercial suele contener cantidades variables de polvo fino que aumentan con el grado de
manipulación, favoreciendo la retención de agua y dificultando la aireación (Burés, 1997).
Según Aragón (1995), la perlita es ligera de peso, tiene un gran volumen de poros, absorbe de
3 a 4 veces su peso en agua (200 a 300 L m-3), tiene una excelente capilaridad, se moja
fácilmente. Es muy útil para aumentar la aireación de las mezclas, ya que tiene una estructura
rígida que, mientras dura da lugar a que el tamaño de las partículas vaya disminuyendo
conforme estas se parten con el uso. La perlita no se pudre o se deteriora excepto a través de la
destrucción física. Algunas características reportadas por varios autores son presentadas en el
Cuadro 8.
Cuadro 8. Características físicas de la perlita.
Autores
Ballester, 2003
Valdivia, 1989
Anicua, 2008
Densidad
aparente (g cm-3)
0.03-0.16
0.18
0.14-0.32
Densidad
real (g cm-3)
2.37
2.93
0.62-1.9
Espacio poroso
total (%)
80-95
94
77.4-85
25
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
Tras el proceso de industrialización del material original se obtienen distintos tipos de perlita
que se diferencian en la distribución del tamaño de sus partículas y en su densidad, los más
comunes se muestran en el Cuadro 9.
Normalmente el agua fácilmente disponible ocupa los poros capilares pero no los
excesivamente pequeños. Una perlita que tenga una distribución de partículas grandes tendrá
poca agua disponible, para compensarla y evitar el estrés de la planta, se deberá proceder a
incrementar la frecuencia de riegos (García, 1999).
La principal ventaja en el manejo del cultivo en perlita sobre otras técnicas hidropónicas es la
facilidad y simplicidad de mantener una humedad constante en la sección cercana el
enraizamiento en el sustrato, sin considerar las condiciones climáticas o el estado de
crecimiento del cultivo. No importando que tan profunda sea mantenida la solución nutritiva
en las capas basales del sustrato, la capilaridad de la perlita elevará el agua para remplazar lo
que ha sido removido por el cultivo, por eso mantiene una humedad útil en el perfil todo el
tiempo. Otra importante característica de la perlita es que los poros de los gránulos no
sumergidos justo por encima de la permanente lamina de agua, contienen más del 50% de
volumen de aire, de esta manera las raíces en la perlita están siempre bien aireadas y bien
mojadas (Olympios, 1992).
Cuadro 9. Tipos de perlitas comerciales y sus propiedades físicas (Urrestarazu, 1997).
Propiedad
-3
Densidad aparente (g cm )
Espacio poroso total (% vol.)
Porosidad (%vol.)
Capacidad de aireación (% vol.)
Agua fácilmente disponible (%vol.)
Agua de reserva (%vol.)
Agua total disponible (%vol.)
Agua difícilmente disponible (%vol.)
A-13
0.127
87
7.6
58.1
6.9
2.7
9.6
19.3
Tipos de perlita
B-12
B-9
0.143
0.086
85.9
94
8.1
2.4
29.1
18
24.6
38.3
7
9.5
31.6
47.8
25.2
28.2
B-6
0.053
97.2
0.6
24.4
36.6
8.4
45
27.8
26
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
En la caracterización realizada por Anicua (2008) encontró que los tamaños de partícula mas
frecuentemente encontrados en la perlita fueron los menores a 0.5 mm.
La perlita presenta porosidad ocluida que altera el valor de la densidad aparente, pero no así la
relación agua-aire, ya que se trata de poros interiores que no tienen mucha comunicación
posible con los fluidos (García, 1999).
La perlita al ser un sustrato granular, influye con su granulometría directamente en el buen o
mal control de los parámetros óptimos agronómicamente establecidos de manejo en cuanto a
conductividad eléctrica. Así se tiene que granulometrías más finas, con mayor capacidad de
intercambio, es más difícil corregir la CE, y por el contrario, granulometrías menos finas, con
menor capacidad de intercambio, permiten una corrección más fácil de la CE (Cantera, 2000).
Cultivo en perlita
La perlita es un material de uso común y bien aceptado en horticultura, utilizándose tanto para
mezclas destinadas al cultivo en contenedor como para el cultivo hidropónico (Burés, 1997).
Resh (1997) dice que es más útil para incrementar la aireación de las mezclas, ya que mientras
dura, proporciona una estructura rígida que va disminuyendo conforme se parten con el uso. El
tamaño más fino es útil como medio de germinación, mientras que las partículas mayores u
hortícolas son las más apropiadas para mezclarlas con turba a partes iguales con arena y turba
para cultivo. En las aplicaciones hortícolas el tamaño de partícula más utilizado es el de 1.6 a
3.1 mm.
Se utiliza ampliamente como medio de enraizamiento para estacas bajo niebla debido a sus
buenas propiedades de drenaje (Aragón, 1995).
Es importante asegurarse que la perlita para uso hortícola haya sido preparada de mina libre de
cualquier contaminación de elementos tóxicos por lo que recomienda ser altamente selectivos
al escoger el material por el riesgo de fitotoxicidades existentes en materiales no seleccionados
27
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
y que son usados en propagación o mezclas en contenedor. También advierte que las
partículas más finas (menores a 0.1 mm) deben ser removidas porque incrementan el riesgo de
fitotóxicidad de materiales contaminados (Martyr, 1981).
Wilson (1986) comparando diferentes sustratos (turba, corteza composteada, vermiculita, lana
de roca y perlita) concluye que el mejor medio de crecimiento para tomate y pepino fue la
perlita.
Desventajas de uso
A pH inferiores a 5 puede aparecer fototoxicidad por solubilización del aluminio. Verdonck et
al. (1980) asegura que la perlita contiene sodio y aluminio en cantidades apreciables que
pueden ser extractadas por las plantas (Burés, 1997).
Es un material frágil que se rompe con facilidad: la degradación de su estructura constituye un
inconveniente en cultivos de ciclo largo: es propenso a que se desarrollen algas en la
superficie de los contenedores, lo que condiciona a veces su aceptación (Burés, 1997).
Hay amplia evidencia del valor de la perlita como un acondicionador de suelo pero es
restrictivo el costo de este material. Dada la forma de la partícula de perlita y la capacidad de
retención de agua, difícilmente asimilable, es poco aconsejable utilizar este sustrato con aguas
salinas (Martyr, 1981; García, 1999).
4.2.4. Tezontle
Producción de tezontle
El tezontle, arena volcánica o escoria volcánica, es un material procedente de las erupciones
volcánicas, constituido por silicatos de aluminio, formado por fragmentos y partículas de lava
porosa y poco pesada. Es un material económico que se encuentra en grandes depósitos
presentes en todos aquellos lugares donde existen volcanes. En México abunda principalmente
28
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
en el eje Neovolcánico, su principal empleo es para recubrimiento de caminos de terracería y
en la construcción de casas y edificios (Morales et al., 2005).
Se trata de un material que desarrolla formas vesiculares como resultado de la expansión de
gases durante el proceso de enfriamiento de la lava volcánica y que es una variedad de
obsidiana con textura vítrea. La naturaleza escoria de ésta roca se desarrolla cuando el agua y
otras burbujas de gases escapan a través de la lava suavemente espesa, produciendo hoyos que
son mucho más grandes que en la pumita (piedra pómez) (Tennisen, 1974).
Existen tres tipos de puzolana volcánica utilizados en horticultura: negra que está ligeramente
erosionada y consiste en brechas piroclásicas, la amarilla que es un producto de la erosión de
la negra y la roja que procede de otro tipo de erupción volcánica cuyo color es debido a la
presencia de hierro en forma férrica. La más estimada en horticultura es la puzolana roja
(Burés, 1997).
Propiedades químicas del tezontle
Es un material que aporta pocos nutrientes, tiene baja capacidad de intercambio catiónico, pH
neutro a alcalino y generalmente libre de sustancias tóxicas (Morales et al., 2005).
Algunos materiales fijan amonio (NH4), en la solución nutritiva. Además los materiales
retienen H2PO4, K, Ca, Mg y Na (Luque, 1981).
Cuadro 10. Características químicas del tezontle.
Propiedad
Ph
CE†
N‡
P‡
K‡
Ca‡
Mg‡
Valor
4.6
0.02
6
9
52
330
25
Fuente: Burés (1997); †: dS m-1, ‡: mg L-1
29
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
Propiedades físicas del tezontle
Las propiedades físicas varían considerablemente con el tamaño de las partículas, y también
varían con el origen del material (Burés, 1997).
Existen varios tipos de tezontle que se diferencian entre sí por su color y contenido de Fe, Mn,
Ca y Mg; estas diferencias se relacionan con el contenido de sílice presente en la roca y la
temperatura de erupción, por lo que sus características físicas son determinadas principalmente
por su composición mineralógica (Raviv et al., 2002; citados por Anicua, 2008).
Cuadro 11. Propiedades físicas del tezontle
Material
TN F25/G75
TN F75/G25
TR
Densidad Densidad Porosidad de
aparente
real
aireación
(g cm-3) (g cm-3)
(%)
0.61
2.45
39.2
0.75
2.18
17.4
1.33
2.8
19.9
Capacidad de
retención de
agua (%)
27.9
43.9
35
Espacio
poroso total
(%)
74.7
65.6
52.6
Índice de
grosor
(%)
81
57
77
Fuente: Castellanos y Vargas-Tapia (2007)
T= tezontle; N= negro; R= rojo; F25/G75: 25% fino mas 75% grueso; F75/G25: 75% fino mas 25% grueso;
F= fino (2 mm); G= grueso (>2 mm y 12.5 mm).
El tezontle en su estado natural presenta partículas de tamaños variables, mismas que pueden
separase con un tamaño de malla apropiado, para obtener diferentes tamaños de arena y grava;
tiene buena aireación y alta porosidad interna. La retención de humedad está en función del
tamaño de partícula; tezontles de partículas pequeñas presentan alta retención de humedad,
partículas grandes baja retención. Presenta buen drenaje, la densidad aparente va de media a
alta; tiene buena estabilidad física, presenta variaciones considerables de temperatura y puede
mezclarse con otros materiales en diferentes proporciones (Morales et al., 2005).
Este material se somete a un proceso de trituración para obtener la granulometría adecuada, se
usa la fricción para perder ángulos y aristas, hasta que adquiere una forma redondeada de 2 a
50 mm. La textura es porosa (vesicular), por lo que es un material ligero, poco resistente,
además de ofrecer un buen drenaje y casi no aporta nutrientes, guarda el calor, no es
30
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
permeable, ni aislante. El tamaño de partículas dominante son las mayores a 2 mm en éste
sustrato (Anicua, 2008; Jaroslav, 1990 citado por Anicua, 2008).
Cultivo en tezontle
Los tezontles por sus características, se utilizan como aditivos o enmiendas físicas de
materiales orgánicos. Las granulometrías gruesas, por retener muy poca agua fácilmente
disponible, conviene mezclarlas con otros materiales con retención de agua más elevada. A
diferencia de la perlita, el tezontle puede ser almacenado al aire libre. Tiene como
inconveniente su elevada densidad aparente, por lo que se utiliza principalmente para cultivos
de planta ornamental de exterior y de ciclo largo, puesto que su estructura física se degrada
con dificultad (Burés, 1997).
Granados Azpeitia (1989) evaluó sustratos para la producción de pepino en hidroponía bajo
condiciones de invernadero y concluyó que los tres mejores sustratos en orden de importancia
fueron la arena de río, arena de tezontle negro y arena de tezontle rojo.
Hernández et al. (2005) evaluando sustratos y frecuencias de riego para jitomate, encontraron
que las plantas cultivadas con arena de tezontle como sustrato, rindieron significativamente
más que aquellas cultivadas con perlita.
En un experimento realizado por Ojodeagua et al. (2008) donde evaluaron el rendimiento,
eficiencia de agua y fertilizante del suelo en comparación con el tezontle en un cultivo de
jitomate, encontraron que el potencial de ahorro en agua y fertilizante que se puede tener en
condiciones de cultivo en suelo, puede ser del orden de 50% en fertilizante y de 70% en agua,
en comparación con el sistema en sustrato de tezontle, aunque ambos sistemas produjeron el
mismo rendimiento de fruto. Sin embargo, en condiciones de suelo es necesario usar la técnica
de injerto mediante el uso de portainjertos resistentes a patógenos de suelo para asegurar el
éxito de este sistema a largo plazo.
31
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
El tezontle es uno de los materiales inorgánicos usados con mayor frecuencia en los procesos
de producción de hortalizas y ornamentales; debido a su bajo costo, disponibilidad, densidad
aparente y real elevada, capacidad de aireación y poca retención de humedad en comparación
con otros materiales. Agrega además que actualmente los productores presentan problemas en
los procesos de producción, debido a que desconocen el tamaño de partícula que deben
emplear (Anicua, 2008).
A pesar que el tezontle es el principal sustrato empleado en la agricultura mexicana, existe
muy poca investigación en lo que a su caracterización se refiere.
Desventajas de uso
El tezontle puede resultar abrasivo con alguna maquinaria para enmacetar (Burés, 1997), y
puede encarecerse su uso en los lugares donde el material no abunda.
4.3.
Soluciones nutritivas para fertirriego
Un punto decisivo para el éxito en el cultivo hidropónico es la composición de las soluciones
nutritivas. Las soluciones deberán contener todos los elementos necesarios para las plantas, en
las debidas condiciones y en las dosis convenientes, debiendo cumplir, junto a la misión de los
elementos nutritivos, la que efectúan en el suelo los microorganismos y los coloides
(Penningsfeld, 1983).
En cultivos hidropónicos, todos los elementos esenciales se suministran a las plantas
disolviendo las sales fertilizantes en agua, de manera que sean ionizados y estén en
disponibilidad para las plantas. De tal manera que la selección de los fertilizantes está en
función de diversos factores tales como: la proporción relativa de iones que se deben de
añadir a la solución, la solubilidad del fertilizante, su costo y su disponibilidad en el mercado
(Miranda, 2004).
32
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
En el Cuadro 12 se muestran rangos de concentración de nutrimentos, que fueron estimados
considerando las concentraciones de más de 30 soluciones nutritivas.
Cuadro 12. Rangos de concentración de nutrimentos en los que se
encuentran la mayoría de las soluciones nutritivas (Elaboración propia).
Nutrimento
Ppm
N
80-250
P
30-100
K
100-300
Ca
90-350
Mg
20-80
S
50-120
Fe
2-8
Mn
0.5-2
Cu
0.02-0.1
Zn
0.05-0.1
B
0.3-1
Mo
0.02-0.5
Los factores de la solución nutritiva que tienen mayor influencia en la producción de tomate
en hidroponía son: la relación mutua entre los aniones, la relación mutua entre los cationes, la
concentración de nutrimentos (CE), la relación NO3-:NH4+, el pH, y la temperatura (Lara,
1999).
También menciona que no existe una solución nutritiva que sea apropiada para cualquier
condición, los cuatro primeros factores dependen de las condiciones del ambiente, las
características genéticas y la etapa de desarrollo de la planta. El pH para cualquier condición
debe ser mantenido entre 5.5 y 6 y la temperatura lo más cercana a 22 °C.
Un inapropiado manejo de la solución nutritiva en cualquiera de estos factores o la interacción
entre ellos, afecta la nutrición de la planta y, por ende, el rendimiento y la calidad de los
frutos.
Lykas et al. (2006) estudiando la CE y el pH de una solución de nutrientes recirculante,
concluyeron que los cambios de CE y pH ocurridos en una solución nutritiva no están
influenciados por el cultivo (absorción de agua y nutrientes), lo que indica que los cambios en
33
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
la composición de la solución nutritiva debido a complejos, disociación y reacciones de
precipitación así como el CO2 están determinados por la solución. En este caso el curso
temporal de la CE y pH parecen ser determinados por el tipo de mezcla o el volumen de la
solución nutritiva así como su tiempo de uso.
Se deben también de tomar en cuenta las necesidades nutrimentales de la planta a la que se va
a aplicar, así como la edad o etapa fenológica de la misma y el sistema con el cual se lleve a
cabo el cultivo; es decir, si se trata de un sistema cerrado en el cual hay recirculación de la
solución nutritiva o si se trata de un sistema abierto en el cual no hay recirculación de la
solución. Todos éstos factores hacen difícil dar reglas generales para la preparación de la
solución nutritiva (Resh, 1992).
4.3.1. pH
El término empleado para expresar la acidez o alcalinidad de una solución es el pH. La escala
varía de 0 a 14. Las soluciones con pH menor que 4 o mayor que 9, no deben emplearse para
la producción vegetal, porque las primeras son demasiado acidas y las segundas demasiado
alcalinas. Una solución con pH 7 es neutra; si el pH es inferior a 7 corresponde a acidez; si es
superior a 7 corresponde a alcalinidad (Huterwal, 1989).
Cuadro 13. Clasificación de una solución nutritiva en función del valor de pH (Huterwal,
1989).
pH 4
pH 5
pH 6
pH 7
pH 8
pH 9
pH 10
Muy Moderadamente Ligeramente Neutra Ligeramente Moderadamente
Muy
ácida
Ácida
Ácida
Alcalina
Alcalina
Alcalina
Hidropónicamente, la planta se comporta mejor si la solución es ligeramente ácida, esto
significa un pH entre 5.5 y 6.5. Fuera de este intervalo algunos minerales, aunque estén
presentes en la solución nutritiva, no estarán disponibles para ser absorbidos por las raíces
(Barry, 1999; Maldonado y Álvarez, 2003 citados por Sánchez, 2004).
34
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
Bugbee (1996) citado por Velázquez (2000) recomienda un pH entre 5.5 y 5.8 para cultivos
hidropónicos.
Es de vital importancia poner cuidado en el pH en hidroponía ya que de él depende la
disponibilidad de los iones en solución, que se convierten en los nutrimentos que absorberán
las raíces de las plantas.
El pH afecta al desarrollo de los cultivos modificando las formas asimilables de los distintos
elementos nutritivos, de modo que un pH adecuado en el sustrato indica que los nutrientes
están en formas asimilables y, por lo tanto, existe una buena disponibilidad de nutrientes para
las plantas.
De Rick y Schrevens (1998) evaluando la biodisponibilidad elemental en las soluciones
nutritivas en relación a las reacciones de precipitación, encontraron que en los rangos de pH en
soluciones nutritivas normales el K+, NO3-, NH4+ o SO42- no forman precipitados, a menos que
el pH y/o el rango de concentración de la solución nutritiva se incremente, debido a la
acumulación de sales en los sustratos. Sin embargo, el Ca2+ y el Mg2+ forman precipitados con
el H2PO42- a elevados pH.
También mencionan que con el uso de agua de la llave para la preparación de la solución
nutritiva el CaCO3 precipita, condición que puede ser evitada bajando el pH antes de adicionar
los nutrientes, de esta manera, disminuye también la cantidad de CO3= presente.
Estas reacciones de precipitación no son únicamente perjudiciales por el hecho de que esos
elementos son retirados de la solución nutritiva además de cambios en la composición mineral,
ya que existe la formación de precipitados en válvulas y sistemas de riego por goteo, los
cuales resultan obstruidos. Como consecuencia, se tiene una heterogénea producción y
disminución en la calidad del producto.
35
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
Cuanto mas frecuentes sean los riegos menos riesgo se tiene de formar bicarbonatos y cuanto
mas distantes sean los riegos mas riesgo de formar bicarbonato y que el pH suba de valor
(Cantera, 2000).
En un estudio realizado por Brandon et al. (2004) donde evaluaron los efectos de la
concentración de la solución nutritiva y el pH en la absorción de nutrientes y la clorosis en un
cultivo de geranios en turba, dedujeron que en un rango aceptable de pH el crecimiento sano
de una planta depende de la concentración de los fertilizantes. Afirman que las plantas que
crecen en pH de 4.5 – 5.5 en concentraciones altas sufrirán graves síntomas de toxicidad por
micronutrientes. Las plantas que crecen en un pH mayor de 7 mostraron síntomas de
deficiencia de micronutrientes, independientemente de la concentración.
En general para los materiales orgánicos, el margen de pH óptimo se halla entre 5.0 y 5.8. Este
pH óptimo no depende sólo del sustrato sino también de la planta, puesto que también
distintos cultivos tienen distintos requerimientos nutritivos. Aunque la mayoría de las plantas
pueden sobrevivir con amplios márgenes de pH en el sustrato (entre 4 y 8), su calidad
disminuye si el pH se aleja de los valores óptimos.
Los materiales que forman los sustratos tienen gran variación de pH, la mayoría de materiales
disponibles suelen tener pH básicos. En ambos casos es necesaria la corrección del pH. La
corrección del pH se suele realizar mediante la adición de enmiendas encalantes para elevar el
pH de los sustratos ácidos o de enmiendas de azufre para bajar el pH de los sustratos básicos
(Burés, 1997).
Es importante que la rizosfera de la planta esté sometida al adecuado pH de forma constante,
es decir, que el intervalo deseado se debe considerar de una forma dinámica, ya que no es
suficiente ajustar el pH de la disolución suministrada en principio y esperar que ésta se
mantenga constante en todo el cultivo –tanto si se trata de cultivos en agua o cultivos en
sustrato-, es fundamental considerar la modificación constante del pH que la propia raíz
provoca en la rizosfera. En la actualidad es bien conocido el flujo de hidrogeniones (H3O+) o
36
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
iones bicarbonato (HCO3-) que se establece por el metabolismo de las células de las raíces de
las plantas durante absorción activa de los diversos cationes (C+) y aniones (A-),
respectivamente. Por ello cuando predomina la absorción de C+ sobre la de A- la tendencia de
la rizosfera es a disminuir el pH, en cambio cuando se absorben mas A- que C+ se incrementa
el pH (Urrestarazu, 2004).
El pH influye en la nutrición y crecimiento de las plantas de dos maneras: 1) a través del
efecto directo del ion H+; 2) indirectamente por su influencia sobre la asimilación de
nutrimentos y presencia de iones tóxicos (Daubenmire, 1982 citado por Sánchez, 2004).
La competencia entre H+ y otros cationes y entre OH- y otros aniones es muy importante para
la nutrición vegetal. Un ejemplo típico de la influencia de pH sobre la tasa de absorción de
cationes es que hay una marcada disminución de la absorción de potasio conforme aumenta la
concentración de H+ (disminución del pH entre 7 y 4); esta disminución es causada por la
competencia entre H+ y K+ por los sitios de unión de las proteínas transportadoras de la
membrana plasmática. En contraste, la absorción de aniones se ve favorecida a pH ácido en el
exterior de la membrana (Sánchez y Miranda, 2003 citados por Sánchez, 2004).
El pH es modificado también por:

Temperaturas bajas en el medio radicular, ya que reducen drásticamente la absorción
de nitratos y en menor medida la de amonio.

Las necesidades de nitrógeno, puesto que varían durante el ciclo de cultivo y en
consecuencia varían las extracciones de nitrato.

Cuando debido a las condiciones climáticas tiende a reducirse el metabolismo de la
planta, se observa una acidificación de la solución lixiviada. Esto se observa en otoño
Cunill (2000) citado por Rodríguez (2004).
El manejo del pH de la solución nutritiva cobra especial importancia en hidroponía, ya que los
sustratos y las soluciones nutritivas utilizadas, tienen una capacidad de intercambio catiónico
37
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
muy inferior a un suelo natural medio, lo cual hace extremar cuidados para garantizar al
cultivo la perfecta absorción de nutrientes, controlando los niveles de pH (Urrestarazu, 2004).
El pH de la solución nutritiva debe ser ajustado antes de que la solución sea suministrada al
cultivo; el ajuste debe realizarse previo a la preparación de la solución nutritiva mediante la
adición de ácidos o álcalis según al pH que se desee alanzar Rodríguez (2004). Adicional a lo
anterior Velázquez (2000) sugiere revisar con mayor frecuencia el pH cuando la solución es
reciclada.
4.3.2. Conductividad eléctrica (CE)
La salinidad de una solución acuosa se mide por su contenido en sales disueltas (mg L-1 o
ppm) o, mas comúnmente, por su capacidad para conducir la corriente eléctrica o
conductividad (mS cm-1 o µS cm-1). Cuanto mas elevada sea la concentración de sales
disueltas, mayor será la conductividad de la solución. Para controlar la salinidad de un medio
de cultivo, se mide la conductividad de un extracto acuoso del mismo.
El método de la conductividad eléctrica que mide básicamente los componentes ionizados de
la solución, está relacionado con la suma total de cationes o aniones de una solución y también
esta relacionado con los sólidos totales disueltos (Coras, 2000 citado por Sánchez, 2004).
Las razones para que se produzca una acumulación excesiva de sales, que dé lugar a
problemas de salinidad, pueden ser debidas a diferentes causas:
a) Presencia de concentraciones elevadas de sales en alguno de los componentes del
sustrato (por ejemplo, algunas turbas salinas extraídas en zonas próximas al mar)
b) Aporte excesivo de nutrientes con los abonos o el agua de riego
c) Mineralización incontrolada de determinados fertilizantes orgánicos o de liberación
lenta Ansorena (1994).
38
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
Cuando el sustrato tiene un contenido excesivo de sales pueden presentarse problemas en el
cultivo, bien debido a la toxicidad de algunos elementos químicos que se hallen en cantidades
excesivas, o bien a causa del aumento del potencial osmótico del agua del sustrato que
provoca un aumento del potencial total del agua del sustrato (en valor absoluto) y una mayor
dificultad para la planta de obtener agua. Este efecto resulta mucho más marcado en verano,
cuando las tasas de transpiración son más elevadas. En general, se considera necesario realizar
una corrección de la salinidad del sustrato cuando ésta sobrepasa los 3 dS m-1 en pasta
saturada o 2 dS m-1 en diluciones 1:2.5 (sustrato:agua) Burés (1997).
La CE puede ser utilizada para indicar la Presión osmótica (PO) de la solución en el sustrato,
ya que ambos parámetros se relacionan con la fórmula:
PO (atm) = 0.36 x CE (mS cm-1 a 25 °C)
La asimilación del agua por la planta depende fundamentalmente de la CE del sustrato. Esto
significa que cuanto mayores son las necesidades de agua para la planta (mayor tasa de
transpiración y mayor intensidad luminosa) tanto mas bajo debe ser la CE en el medio de
nutrición. Pero si la PO es muy baja, las plantas pueden sufrir deficiencias de nutrientes
aunque toda la disolución del sustrato sea asimilable (Ballester, 1993).
Algunos valores orientativos para la CE del extracto de saturación están descritos en el Cuadro
14 (expresados en mS cm-1 a 20 °C):
Cuadro 14. Valores orientativos para la CE (Ballester, 1993)
Valores
CE (mS cm-1 a 20°C)
Muy bajo
0.75
Para semilleros y bandejas de repicado
0.75-2
Apropiado para la mayoría de las plantas
2-3.5
Elevado para la mayoría de las especies
Mas de 3.5
La concentración total de elementos en la solución nutritiva debe estar entre 1000 y 1500 mg
L-1, así la presión osmótica facilitará el proceso de absorción por las raíces. Esto podría
39
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
corresponder a las lecturas de conductividad de las sales entre 1.5 y 3.5 dS m -1. En general los
valores bajos (1.5 – 2.0 dS m-1) son preferidos para cultivos como pepinos, mientras que
valores más altos son mejores para tomates (2.5 – 3.5 dS m-1) (Resh, 1989).
El incremento en la concentración de sales tiene dos efectos sobre las plantas: uno producido
por la presión osmótica y otro producido por la presencia de iones específicos (Na+ o Cl-), pero
ambos afectan la absorción y el transporte de nutrimentos en la planta. La alta concentración
de sales o presión osmótica disminuye el estado hídrico de la planta, la corriente transpiratoria,
el flujo de masas y en consecuencia el transporte de nutrimentos, especialmente del Ca y B
(Maldonado y Álvarez, 2003; citados por Sánchez, 2004).
Los niveles de sal soluble en los sustratos tienen gran impacto en el desarrollo de las plántulas,
por ello es indispensable poner especial cuidado en ésta característica, ya que afecta
considerablemente el desarrollo de las raíces (Huang y Nelson, 2001; Schawarz, 2003).
Incrementando la salinidad de la solución nutritiva se reduce la evapotranspiración y la
cosecha (rendimiento) de tomate, mientras que la calidad del fruto mejora con el incremento
de los niveles de CE de la solución nutritiva. Bajo condiciones de elevado estrés de humedad
la reducción en la cosecha es corregido al incrementar la conductividad, pero a bajo estrés la
cosecha no es severamente reducida, mientras que la calidad del fruto (brix / sabor del fruto)
aun así es mejorada (Tüzel et al., 2003; Mpelasoka y Nichols, 2003).
De Rijck y Schrevens (1998) evaluando la biodisponibilidad elemental en las soluciones
nutritivas en relación a las reacciones de precipitación encontraron también que debido a la
acumulación de sal, la CE de la solución nutritiva en los sustratos puede llegar a alcanzar
fácilmente 10 mS cm-1.
Ansorena (1994) sugiere la lixiviación controlada de sales en exceso por lavado con agua,
como forma de prevenir o, en su caso, corregir la salinidad.
40
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
El lavado del sustrato consiste en añadir la suficiente cantidad de agua para eliminar el exceso
de sales. La eficacia del lavado depende de múltiples factores: la concentración de sales del
sustrato y del agua de lavado, el tiempo de aplicación del agua, la porosidad del sustrato y el
tamaño de poros (especialmente los intraparticulares). Cuando la conductividad hidráulica del
medio es muy elevada, la eficacia del lavado disminuye, puesto que el agua fluye rápidamente
a través de él.
Otra práctica adecuada es utilizar los medios de salinidad elevada para el cultivo de especies
mas tolerantes a la salinidad (Burés, 1997).
4.3.3. Drenaje
Las raíces de las plantas, además de agua y nutrientes, requieren de un suministro adecuado de
aire para proveerse de oxigeno necesario para su respiración. En caso de sustratos orgánicos o
cultivos en el suelo, los microorganismos del medio de cultivo también consumen oxigeno al
respirar y, al igual que las células de las raíces, producen CO2, que es necesario desalojar por
los poros del sustrato.
En concordancia con lo anterior, es necesario que el medio de cultivo tenga buen drenaje para
que elimine de manera eficiente el exceso de agua después de un riego, y para que permita la
entrada de aire para renovar el oxígeno en el entorno de las raíces. Cuando el cultivo requiera
de mayor cantidad de agua se debe aplicar un mayor número de riegos. Nunca se deben dejar
las plantas inundadas por mucho tiempo con el fin de evitar que las raíces se asfixien por falta
de oxígeno.
Sugiere que para mayor facilidad de drenaje es conveniente dar a los contenedores o camas de
crecimiento una inclinación apropiada. Cuando el cultivo se realice en macetas o bolsas de
plástico deben contener las perforaciones suficientes para drenar el exceso de líquido y
permitir la entrada de aire. Dichas perforaciones no deben ser en exceso o muy grandes, ya
41
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
que ello representa una disminución en la capacidad de retención de humedad del mismo
sustrato (Bastida, 1999).
Moreno (2004) aconseja realizar controles diarios de los valores de pH y conductividad en la
solución nutritiva del drenaje. Las variaciones encontradas respecto a los valores de la
solución nutritiva del gotero pueden diferir considerablemente.
El mismo autor dice que el valor del pH del drenaje queda modificado de forma desigual
dependiendo de diversas circunstancias. En general, se observa que en épocas de crecimiento
activo hay una tendencia a la alcalinización. Por el contrario, cuando la actividad decrece
motivada por que se entra en un proceso de maduración de frutos con una importante
absorción de cationes, entonces hay una tendencia a la acidificación. La bajada del pH del
agua de drenaje puede estar motivada por una aportación de iones de amonio.
Así mismo, asegura que el valor de la conductividad de solución nutritiva del drenaje tiene un
comportamiento desigual. En general tiende a situarse por encima del valor de la
conductividad de la solución nutritiva del gotero. Cuando la conductividad del drenaje
adquiere valores altos la forma de contrarrestarlo es aumentando los porcentajes de drenaje y
la disminución del valor de la conductividad.
En un estudio realizado por Giuffrida y Lipari (2003) sobre la lixiviación como una alternativa
para prevenir la acumulación sales en el sustrato, concluyeron que con el riego con agua de
baja conductividad eléctrica, en volúmenes tales que exista lixiviación (menos de 22%), son
reducidas las condiciones de estrés debidas a la sal, reduciendo al mismo tiempo el impacto
medio ambiental de los sistemas de cultivo sin suelo abiertos.
Desde este punto de vista, el drenaje es una característica que debe cumplir cualquier medio de
cultivo; sin embargo, con el drenaje también son perdidos nutrientes que son importantes para
el desarrollo de cultivos.
42
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
En un estudio realizado por Brés (2008) donde estimo los nutrientes perdidos en un sistema de
fertirriego abierto durante el desarrollo de cultivos hortícolas en suelo, encontró que las
mayores pérdidas fueron potasio (hasta 413 kg mes-1 ha-1), nitratos (hasta 220 kg N-NO3 mes-1
ha-1), calcio (hasta 220 kg mes-1 ha-1) y azufre (hasta 101 kg S-SO4 mes-1 ha-1). Las perdidas
más pequeñas fueron las de los micronutrimentos (0.01 kg de Mn y Cu a 3.46 kg de Fe mes-1
ha-1).
4.4.
Cultivo de jitomate
4.4.1. Generalidades
Pertenece a la familia de las solanáceas y es originario de algunas regiones tropicales y
subtropicales de Latinoamérica (México, Perú), en donde también se encuentran en estado
silvestre las especies Lycopersicum cerasiforme, Lycopersicum piriforme, Poir, Lycopersicum
proniformes y otras.
Cuadro 15. Clasificación taxonómica del jitomate.
Taxón
Reino
Plantae
Subreino
Traqueobionta
Superdivisión Spermatophyta
División
Magnoliophyta
Clase
Dicotyledoneas
Subclase
Asteridae
Orden
Solanales (Personatae)
Familia
Solanaceae
Subfamilia
Solanoideae
Género
Lycopersicon
Especie
Lycopersicon esculentum Mill
Fuente: Nuez, 2001
43
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
El tomate es una planta perenne de porte arbustivo que se cultiva como anual. La planta puede
desarrollarse de forma rastrera, semirrecta o erecta, y su crecimiento es limitado en las
variedades determinadas e ilimitados en las variedades indeterminadas, pudiendo llegar, en
estas últimas, a 10 m en un año (Rick, 1978; citado por Arévalo y Vázquez, 2007).
De su cultivo se utiliza el fruto, una baya de variadas formas, del redondo al acorazado,
oblongos, claviformes, sea fresco o cocido, y de conservas (enlatados) (Fersini, 1976).
4.4.2. Condiciones optimas de desarrollo
En los Cuadros 16 y 17 se muestran datos relacionados a las necesidades nutrimentales ,
ambientales y edáficas que permiten el desarrollo óptimo de tomate bajo invernadero.
Cuadro 16. Necesidades nutrimentales del jitomate
Optimo
Mínimo y máximo
Nutriente
(mg L-1)
(mg L-1)
N – NO3
150 a 250
100 a 400
N – NH4+
0 a 50
0 a 100
Fósforo
40 a 60
30 a 80
Potasio
200 a 300
150 a 400
Calcio
180 a 300
150 a 400
40 a 60
25 a 100
Azufre
120 a 250
100 a 500
Hierro
0.5 a 3
0.3 a 10
Manganeso
0.5 a 1.0
0.2 a 2.0
Boro
0.4 a 0.8
0.3 a 1.0
Cobre
0.05 a 0.1
0.02 a 1.0
Zinc
0.05 a 0.1
0.02 a 1.0
0.001 a 0.01
0.0001 a 0.05
0.01 a 1
0.001 a 100
Magnesio
Molibdeno
Cloro
Fuente: Arévalo y Vázquez (2007)
44
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
En plena cosecha se puede incrementar un poco más con K para mejorar calidad de fruto
aunque se tiende a reducir el tamaño; para plántula las concentraciones de todos los
nutrimentos se manejan al 50% Silicio, sodio, cobalto selenio y níquel pueden ser benéficos
para ciertas especies de plantas (Arévalo y Vázquez, 2007) .
Cuadro 17. Necesidades ambientales y edáficas del jitomate (Arévalo y Vázquez, 2007)
Factor
Irradiancia (pie-bujía)
Estado fenológico
Plántula
Optimo
Mínimo y máximo
3000
1500 a 5000 (80 a 100% difusa)
5000
4000 a 8000 (50 a 100% difusa)
Irradiancia (pie-bujía)
Vegetativo-reproductivo
Temperatura día (ºC)
Plántula
20 a 25
15 a 35
Temperatura día (ºC)
Vegetativo-reproductivo
20 a 25
15 a 35
Temperatura noche (ºC)
Plántula (hasta los 15 días)
18 a 20
10 a 22
Temperatura noche (ºC)
Plántula (de 15 a 30 días)
12 a 15
10 a 18
Temperatura noche (ºC)
Vegetativo
12 a 18
8 a 20
Temperatura noche (ºC)
Reproductivo
15 a 18
10 a 20
Viento (km hora-1)
Plántula
0.5 a 3
0.3 a 4
Viento (km hora-1)
Vegetativo-reproductivo
1a3
0.5 a 7
Humedad relativa (%)
Plántula
70 a 80
50 a 90
Humedad relativa (%)
Vegetativo-reproductivo
60 a 70
40 a 80
Temperatura sustrato (ºC)
Plántula
20 a 25
18 a 28
Temperatura sustrato (ºC)
Vegetativo-reproductivo
20 a 22
18 a 25
pH de la solución
Todo el ciclo
5.5 a 6.5
5a7
CE de la solución (mS cm-1)
Plántula
1 a 1.5
0.8 a 2.5
CE de la solución (mS cm-1)
Vegetativo-reproductivo
1.5 a 2.5
1 a 3.5
Porosidad del sustrato (%)
Todo el ciclo
50 a 90
40 a 96
Espacio de aire a CR (%)
Todo el ciclo
20 a 30
15 a 60
CR de agua o solución (%)
Todo el ciclo
20 a 30
20 a 60
Volumen de sustrato/planta (L)
Plántula
>0.3
>0.05
Volumen de sustrato/planta (L)
Vegetativo-reproductivo
>12
>6
45
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
4.4.3. Proceso de producción en invernadero
Densidad de población
La densidad de plantación dependerá del tamaño final de la planta, el cual estará influido
principalmente por el cultivar elegido, sus características de crecimiento, poda, tutorado
empleado, tipo y fertilidad del suelo, disposición y tipo de riego, así como de las condiciones
climáticas del sitio elegido para su producción (Nuez, 2001).
Siembra
El alto costo de la semilla de tomate ha generalizado el uso de semilleros que permiten obtener
plántulas con mejores condiciones fitosanitarias y nutrimentales. El crecimiento de la plántula
en semillero tiene una duración variable según el tamaño deseado, un tiempo promedio sería
de 35 días o cuando la planta presente de 3 a 4 hojas verdaderas.
Trasplante
Un trasplante bien efectuado es esencial para obtener una buena cosecha en invernadero. Las
plantas deberán colocarse con cuidado en las bancadas, evitando cualquier parada en su
desarrollo; para esto, deberán tener la edad adecuada y estar ligeramente endurecidas. En el
trasplante con cepellón o contenedor, el choque será siempre inferior al sufrido por las plantas
que se llevan a bancada a raíz desnuda, puesto que éstas no sufren ninguna variación en su
medio. Un transplante adecuado a raíz desnuda puede minimizar esta diferencia.
Una vez efectuado el trasplante deberá darse un riego lo antes posible para evitar el
marchitamiento. En el cultivo en grava las bancadas pueden estar inundadas durante el
trasplante para mantener de ésta forma un alto nivel de humedad en el medio. Antes de la
plantación deberá mantenerse el semillero en el estado óptimo de humedad. Las plantas
cuidadas apropiadamente desde la siembra en contenedores no deberán marchitarse al
trasplantarlas, siempre que la zona de la raíz tenga bastante humedad en este momento, y se
efectúe el riego correspondiente lo antes posible (Resh, 2001).
46
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
Durante el trasplante se debe evitar que el cuello de la plántula quede demasiado enterrado ya
que esto puede ocasionar problemas de enfermedades (Damping off), una medida preventiva
comúnmente utilizada es la inmersión del cepellón en una solución de fungicidas (Previcur n y
Derosal) por 2 minutos (Arévalo y Vázquez, 2007).
Eliminación de brotes laterales (chupones)
Los chupones son los pequeños brotes que crecen entre el tallo principal y los pecíolos de las
hojas, debiendo ser eliminados antes de que se desarrollen demasiado, pues tomarían parte de
los nutrientes que son precisos a los frutos. En los tomates, deberán quitarse cuando alcancen
una longitud de una a dos pulgadas (2.5 a 5 cm), en éste momento son frágiles y pueden
arrancarse con los dedos sin causar daño en la zona axilar (área entre el tallo y el peciolo). El
quitar los chupones a mano presenta mucho menos peligro de transmisión de enfermedades
que al efectuarlo con una navaja, pudiendo protegerse con guantes del ácido contenido en la
savia de las plantas. Cuando los chupones están muy desarrollados habrá que cortarlos con
tijeras de podar o navaja (Resh, 2001).
Los cortes deben ser limpios para evitar la posible entrada de enfermedades. En épocas de
riesgo es aconsejable realizar un tratamiento fitosanitario con algún fungicida-bactericida
cicatrizante,
como
pueden
ser
los
derivados
del
cobre
(http://www.infoagro.com/hortalizas/tomate.htm).
Tutoreo
Es importante mantener la planta erguida y evitar que las hojas y sobre todo los frutos toquen
el suelo, mejorando así la aireación general de la planta y favoreciendo el aprovechamiento de
la radiación y la realización de las labores culturales (destallado, recolección, etc.). Todo ello
repercutirá en la producción final, calidad del fruto y control de las enfermedades
(http://www.infoagro.com/hortalizas/tomate.htm).
El cultivo de tomate que es guiado verticalmente, tiene que ser atado con cuerdas y sujetos con
abrazaderas de plástico. Las cuerdas deberán atarse a unos cables a la altura del canal del
invernadero directamente encima de las hileras de las plantas.
47
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
Para los cultivos de una sola cosecha al año, se enrolla una cantidad extra de cuerda en un
gancho de alambre. Usando éste método, las plantas pueden mantenerse bajas sin problemas
gracias a la cuerda adicional disponible. La cuerda puede estar acoplada a la base de la planta
mediante una abrazadera o, simplemente, atando una vuelta floja alrededor del tallo, por
debajo de una hoja sana. En caso necesario, puede colocarse una abrazadera debajo del peciolo
de la hoja, para conseguir un soporte adicional (Resh, 2001).
Deshojado
Conforme las plantas maduran y se cosechan los frutos de los racimos más inferiores, las hojas
mas antiguas situadas en ésta zona comenzaran a amarillear y morir, debiendo ser eliminadas
para permitir una mejor ventilación y bajar de ésta forma la humedad relativa en la base de las
plantas, pudiéndose efectuar esta operación en el momento en que se haya terminado la
recolección de los frutos del segundo racimo, a partir de este momento se continuarán
quitando las hojas que vayan amarilleando conforme maduran los racimos, partiéndolas
simplemente con los dedos para evitar al máximo las cicatrices, y retirándolas a continuación
del invernadero para eliminar cualquier infección. Esta poda de hojas puede repetirse varias
veces durante el cultivo, pero nunca deberán eliminarse las hojas verdes, puesto que son las
encargadas de alimentar los frutos maduros. Generalmente, no se deben eliminar mas de 3 a 4
hojas por poda, y la frecuencia de éstas no debe ser mayor de una vez por semana (Resh,
2001).
Despunte de inflorescencias y aclareo de frutos
Ambas prácticas están adquiriendo cierta importancia desde hace unos años, con la
introducción del tomate en racimo, y se realizan con el fin de homogeneizar y aumentar el
tamaño de los frutos restantes, así como su calidad. Se ha desarrollado y validado
comercialmente con productores una nueva tecnología que consiste en despuntar (eliminar la
yema terminal) tempranamente para dejar dos a tres inflorescencias por planta; además se
eliminan, por medio de podas, todos los brotes laterales que emitan antes, durante y después
del despunte para dejar un solo tallo y así establecer densidades de población tan altas como 8
a 12 plantas m-2. De ésta manera, el ciclo de cultivo puede acortarse a tres meses después del
48
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
transplante, permitiendo hasta cuatro ciclos por año, si bien el rendimiento por ciclo es menor,
la productividad anual es mayor. (Cancino- Borraz et al., 1991; Sánchez Del Castillo y
Corona- Saenz, 1994; Ponce- Ocampo et al., 2000; citados por Hernández et al., 2005).
De forma general se pueden distinguir dos tipos de aclareo: el aclareo sistemático es una
intervención que tiene lugar sobre los racimos, dejando un número de frutos fijo, eliminando
los frutos inmaduros mal posicionados. El aclareo selectivo tiene lugar sobre frutos que
reúnen determinadas condiciones independientemente de su posición en el racimo; como
pueden ser: frutos dañados por insectos, deformes y aquellos que tienen un reducido calibre
(http://www.infoagro.com/hortalizas/tomate.htm).
Los racimos florales del tomate deben podarse para seleccionar los 4 ó 5 frutos cuajados mas
uniformes del racimo. Cualquier flor deforme, fruto doble o flor tardía debe ser eliminada del
racimo. Esto da lugar a que la forma, el tamaño y el color de los tomates sea uniforme. Los
capullos y los frutos pequeños se deben eliminar cuando 2 ó 3 frutos alcancen el tamaño de un
guisante (Resh, 2001).
Polinización
Cuando existe polen viable, si las condiciones climáticas permiten su dispersión y
germinación, la agitación de las flores utilizando vibrador manual a pilas, o vibrando los
alambres del tutorado, utilizando corrientes de aire, o incluso, pulverizando agua en gotitas
microscópicas sobre la flor han dado buenos resultados para mejorar el cuajado de frutos.
Sin embargo, en los últimos años
la utilización de abejorros (Bombus terrestres) para
polinización de tomate y otras especies (melón, sandía y berenjena) está resultando muy
eficaz, especialmente en invernadero, por ser activos a temperaturas bajas (menores a las que
requiere la abeja común) y por reconocer las flores polinizadas (Castilla, 2001).
En los invernaderos, el empleo de abejorros y la aplicación de aire están desplazando a las
restantes técnicas para mejorar la polinización (Maroto, 1983; Geisenberg y Stewart, 1986;
Castilla, 2001; citados por Arévalo y Vázquez, 2007).
49
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
4.4.4. Plagas y enfermedades
En el Cuadro 18 se muestran las principales plagas encontradas en tomate así como su control
biológico y químico.
Cuadro 18. Control de las principales plagas en jitomate (Morales, 2005)
Nombre
Minador de
la hoja.
Liriomyza
munda Fick
Gusano
alfiler.
Keiferia
lycopersicella
Walsh
Gusano del
fruto.
Heliothis
virescens
Fabr.
Heliothis zea
Bodie
Gusano
soldado.
Spodoptera
exigua Hubn
Mosca
blanca.
Bemicia
tabaci Genn.
Daños
Control biológico
Control
químico
A base de proteína tóxica de Bacillus
La larva ataca al
Diazinón 25%,
thuringiensis, con marcas como
follaje, formando
el
Dimetoato
Thuricide, MVP, Javellin WG., cuando
extensas galerías
40%, otros.
el 25%
Su daño mas
"Agrimec" por
CHECK MATE TPW-1 a una dosis de
importante es al
ser
selectivo
110-140 ml/ha
fruto
para alfiler
Las larvas causan
perforaciones en Liberación de la avispa Trichogramma, Lannate 90%
las hojas y una las catarinas del genero Hippodamia spp Sevimol 500 y
sola larva ataca y la Chrysopa spp.
Gardona 75%
varios frutos
a)Bacterias Bacillus thuringiensis
b) Jabones agrícolas
La
larva
se
c)Aceites agrícolas
alimenta
del
d) Hongos Beauveria bassiana,
follaje
Metarhizium anisipliae y Paecilomyces
fumosoroseus
a) Aplicación de jabones agrícolas
b) Liberación de avispas parasitoides
Encarsia spp, Eretmocerus spp y
Chysopa c) Liberación del hongo
Vector
del
9 Paecilomyces fumosoroseus
enfermedades
d) Extractos naturales de ajo
virosas
e) Aspersión de leche bronca sobre el
follaje
f) Uso de plástico amarillo con
pegamento especial o cubierto con grasa
de motor.
Sevimol 500,
Paration
metílico,
Lannate 90 y
Sevin 80% P.H.
Insecticidas
sistémicos
como Confidor
o de contacto
(Tamarón 600,
Azodrín 5 y
Folimat 1000)
50
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
Y las principales enfermedades y su control, son presentados en el Cuadro 19.
Cuadro 19. Control de las principales enfermedades del jitomate (Morales, 2005)
Enfermedad
"Damping-off". Secadera
de plántulas. Hongos de
los géneros Phythium,
Phytophthora,
Rhizoctonia,
Fusarium,
Botrytis,
Phoma,
Aphanomyces
y
Sclerotium.
Tizón
temprano.
Alternaria solani (Ell &
G. Martin)
Daños
Combate
El tallo de la plántula se
constriñe al nivel del suelo;
esa porción atacada se
reblandece y la planta se dobla
y muere.
Fungicida Ridomil 25 WP a dosis
de 2.0 g/L. Ridomil Gold a una
dósis de 1.5 - 2.5 litros de agua por
hectárea
Se presenta en tallos, follaje y Difolatán, Maneb, Zineb, Dithane
fruto de tomate
M-45 o Daconil
Pequeñas
manchas
Cenicilla.
Leveillula amarillentas casi circulares
taurica (Lév.) Arn.
sobre el haz de las hojas
infectadas.
El peciolo se dobla, las
lesiones en las hojas son mas
Tizón tardío. Phytophtora
o menos grandes y de forma
infestans (Mont) De Barry
irregular, hundidas y color
verdoso
Causa en el follaje un
moteado que varía del verde
Virus mosaico del tabaco claro al obscuro, acompañado
de enrollamiento y mal
formación de las hojasVirus del enchinamiento
del tomate. La causa un
virus, y se transmite por la
mosquita blanca.
Productos azufrados ya sea en
forma
de
espolvoreos
o
aspersiones, de polvos humectables
a intervalos semanales
Difolatán, Maneb, Zineb, Dithane
M-45, Daconil, Dyrene y productos
a base de cobre.
Usar semilla certificada, prohibir a
los trabajadores fumar dentro de los
invernaderos, y que éstos se laven
las manos con jabón, agua y en
alcohol al 70%
Crecimiento
raquítico
Combatir la mosca blanca y las
(achaparramiento); los foliolos
malezas con el objeto de evitar la
de sus hojas, presentan
diseminación de la enfermedad
enchinamiento.
Las
hojas
son
aéreas
amarillentas o verde claro; el
Moho de la hoja. área correspondiente en el Dyrene, Dithane-M-45, cobres
Cladosporium
fulvum envés se cubre con filamentos fijos, Difolatán mas sulfato de Zinc
Cooke
y esporas de hongo de aspecto y Daconil a intervalos semanales.
aterciopelado y de color gris o
café pálido.
51
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
4.4.5. Riego
Una vez efectuado el trasplante deberán comenzarse los ciclos de fertilización. El tiempo entre
los ciclos de riego depende de un gran número de factores, entre los que incluye, el tipo de
medio utilizado para el cultivo. Incluso la frecuencia y la duración de los ciclos de riego
dependen en gran parte de las características de retención de agua del sustrato (Castilla, 2001).
Hernández et al. (2005) evaluando sustratos y frecuencias de riego para jitomate, obtuvieron
mayor rendimiento por planta dividiendo la misma cantidad de solución nutritiva diaria en
cuatro riegos que dividida en dos riegos.
En los cultivos de arena y aserrín serán suficientes algunos riegos al día, mientras que en grava
se deberán repetir con pocas horas de intervalo, mientras que exista luz solar (Resh, 2001).
Flores et al. (2007) estudiando los requerimientos de riego para tomate en invernadero, con un
sustrato de tezontle y riego por goteo, encontraron que los requerimientos de riego del tomate
varían de 200 mL planta-1, en la etapa inicial hasta 1500 mL, en la etapa de máxima demanda.
Así mismo sugiere que un conocimiento de las demandas diarias del cultivo sirva para ajustar
el volumen requerido por riego, en función de la etapa del cultivo y las condiciones climáticas;
éstas últimas integradas a través de la radiación solar acumulada.
4.4.6. Cosecha
Una vez que el fruto está maduro, o bien, listo para el uso a que se haya destinado, se
recogerán durante las horas de la tarde, privándolos del peciolo, comprimiendo ligeramente si
éste no esta perfectamente maduro, o con una torcedura, igualmente ligera, del mismo si éste
ha llegado a su plena maduración. Por ser delicados deben conservarse en convenientes cajas
en las que el total del producto no rebase los 8-10 kilos de peso (Fersini, 1976).
52
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
V.
5.1.
MATERIALES Y MÉTODOS
Ubicación del experimento
El experimento fue realizado en uno de los invernaderos de la Preparatoria Agrícola de la
Universidad Autónoma Chapingo, del 11 de mayo al 02 de noviembre de 2007.
5.2.
Materiales
Fueron utilizados cinco diferentes sustratos para la realización de éste experimento: Aserrín de
pino no composteado, dos tipos de coco (BOLI y BIOGROW), Perlita y tezontle.
En el experimento se utilizaron dos híbridos de jitomate: “Tequila F1” y “Caimán F1”, los
cuales se trasplantaron como plántulas de 40 días de desarrollo producidas en el mismo
invernadero usando turba como sustrato.
Figura 2. Jitomate híbridos “Caimán F1” y “Tequila F1”.
53
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
5.3.
Instalación del experimento
Para llevar a cabo éste experimento se instalaron los sustratos de coco-BOLI® y BIOGROW®,
los cuales vienen en sacos (bolis, salchichas) de 35 L (Figura 4), una presentación que se ha
estandarizado para producción con estos sustratos en invernadero. Para aserrín y perlita, se
elaboraron también sacos de plástico de 35 L y se llenaron con estos sustratos que se producen
en el área de Chapingo. El tezontle se puso en bolsas de 15 L (Figura 4). Para el aserrín, perlita
y los materiales de coco se trasplantaron 6 plantas por bolsa, mientras que en tezontle 2
plantas por bolsa. El aserrín y tezontle, fueron tamizados previamente con una malla de 7 mm
de diámetro.
Figura 3. Sacos usados para coco, aserrín y perlita, y bolsas empleadas para tezontle.
5.4.
Tratamientos y diseño experimental
Los tratamientos evaluados se formaron con los cinco diferentes materiales empleados como
sustratos (aserrín, coco-BOLI®, coco-BIOGROW®, perlita y tezontle) utilizando dos cultivares
de jitomate hibrido “Caimán F1”, y Tequila F1”. El diseño experimental utilizado fue
completamente al azar, poniendo 128 sacos (unidad experimental) de aserrín y perlita, 64
sacos de cada tipo de coco y 300 bolsas de tezontle, para cada cultivar de jitomate.
54
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
5.5.
Manejo del cultivo
Antes del establecimiento del cultivo, se realizó un análisis del agua de riego, para conocer la
cantidad de elementos presentes y determinar así, la cantidad de nutrientes necesarios para
ajustar la solución nutritiva.
Una vez obtenidas las plántulas, se procedió a trasplantar el 11 de mayo de 2007. Para ello, las
plántulas fueron sumergidas en una solución de 1 g L-1 de Captan® para evitar posibles
infecciones.
Se aplicaron de 4 a 8 riegos por día en función de la demanda de la planta, con una duración
de 3 a 5 min por riego. Los volúmenes aplicados variaron de 300 a 1600 en las épocas de
máxima demanda.
Las plántulas fueron regadas durante los primeros 10 días de desarrollo con la solución
nutritiva (Cuadro 20) al 50% de concentración, los siguientes 40 días se aplico la solución
completa. De los 51 a los 130 ddt se aplicó la solución del Cuadro 21 y de los 131 a los 180
ddt la solución del Cuadro 22.
Una semana después del trasplante se inició con el proceso de tutorado. La poda de hojas
basales se inicio el 22 de julio, y se repetía cada 15 días, con el fin de eliminar hojas viejas que
podían representar competencia para la formación de frutos o nuevas hojas, así como para
disminuir la probabilidad de ataque de plagas y enfermedades.
Se eliminaron brotes laterales (deschupone) 15 días después del trasplante, proceso que se
repetía cada semana, cuando se observaba que los chupones tenían un tamaño entre 3 y 5 cm,
dejando únicamente el ápice orientando así verticalmente la planta.
55
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
Cuadro 20. Solución nutritiva aplicada del día 11 hasta 50 días después del trasplante
Cationes
(meq L-1)
Fertilizantes
Pm
Concentración del tanque
Aniones
(meq L-1)
25
Pe
+
K
Ca
2+
Mg
2+
+
NH4
+
H
Ca(NO3)24H2O
236
118
7.5
NH4H2PO4
115
115
KNO3
101
101
4
K2SO4
174
87
2
MgSO47H2O
246
123
H3PO4
98
98
0.5
H2SO4
98
49
1
HNO3
63
63
0.5
NO3
-
-
H2PO4
3.5
∑ Cationes-Aniones
1
2.0
kg/400 L (sal), mL/400 L
(ácidos)
35.4
3
115
46
1.15
2.30
4.6
4
404
161.6
4.04
8.08 12.12 16.16
4
2
174
69.6
1.74
3.48
6.96
5
3.5
430.5
172.2
4,305 8.61 12.92 17.22
5
0.034
13.6
340
680
1020
1360
1
0.033
13.2
330
660
990
1320
1
0.035
14
350
700
1050
1400
3
Micronutrimentos(mg·L ): Fe: 3, Mn:1, Zn:
0.2, Cu:0.1, B: 0.6, Mo: 0.05
2
0.5
20
Tanque
17.7 26.55
1
1.5
100
8.85
0.5
12
75
354
4
7.5
mg/L g/400L
50
885
1
3.5
6
SO4
7.5
1
∑ Parcial Cationes-Aniones
2-
6.5
20
3.45
5.22
-1
CE = 2.0 dS m-1 y pH = 6 en la solución de entrada
H3PO4 (densidad 1.70 g mL-1, pureza 85%), H2SO4 (densidad 1.75 g mL-1, pureza 85%), HNO3 (densidad 1.40 g mL-1, pureza 65%).
Cuadro 21. Solución Nutritiva aplicada a partir de los 50 días hasta el despunte de la planta
Cationes
(meq L-1)
Fertilizante
Pm
Concentración del tanque
Aniones
(meq L-1)
25
K+ Ca2+ Mg2+ NH4+ H+ NO3- H2PO4- SO42Ca(NO3)24H2O
236 118
NH4H2PO4
115 115
KNO3
101 101
K2SO4
174
MgSO47H2O
87
8
4
75
100
Tanque
98
98
1.5
H2SO4
98
49
0.5
∑ Parcial Cationes-Aniones
g/400L
8
944
377.6
9.44
18.88 28.32 37.76
3
4
404
161.6
4.04
8.08
12.12 16.16
4
3.5
304.5
121.8
3,045
6.09
9,135 12.18
5
4
492
196.8
4.92
9.84
14.76 19.68
5
0.102
40.8
1020
0.0165
6.6
165
4
H3PO4
7.5
8.0
4.0
21.5
0
kg/400 L (sal), mL/400 L
(ácido)
mg/L
3.5
246 123
∑ Cationes-Aniones
50
Pe
2.0 12.0
1.5
0.5
1.5
21.5
8.0
20402 3060
4080
1
660
1
Micronutrimentos Micronutrimentos(mg·L-1):
Fe: 3, Mn:1, Zn: 0.2, Cu:0.1, B: 0.6, Mo: 0.05
2
330
495
CE = 2.0 dS m-1 y pH = 6 en la solución de entrada
H3PO4 (densidad 1.70 g mL-1, pureza 85%), H2SO4 (densidad 1.75 g mL-1, pureza 85%), HNO3 (densidad 1.40 g mL-1, pureza 65%).
56
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
Cuadro 22. Solución nutritiva aplicada a partir del despunte de la planta hasta el final de la
cosecha
Fertilizante
Pm
Cationes
(meq L-1)
Pe
Concentración del tanque
Aniones
(meq L-1)
25
K+ Ca2+ Mg2+ NH4+ H+ NO3- H2PO4- SO42- mg/L g/400L
Ca(NO3)24H2O
236
118
NH4H2PO4
115
115
KNO3
101
101
2
K2SO4
174
87
4
MgSO47H2O
246
123
H3PO4
98
98
H2SO4
98
49
∑ Parcial Cationes-Aniones
7
∑ Cationes-Aniones
18.0
0
2.0
kg/400 L (sal), mL/400 L
(ácido)
330.4
8.26 16.52 24.78 33.04
3
2
202
80.8
2.02
4.04
6.06
8.08
4
4
348
139.2
3.48
6.96
10.44 13.92
5
3
369
147.6
3.69
7.38
11.07 14.76
5
0.068
27.2
680
1360
2040
2720
1
1
0.033
13.2
330
660
990
1320
1
8
Micronutrimentos Micronutrimentos(mg·L1
): Fe: 3, Mn:1, Zn: 0.2, Cu:0.1, B: 0.6, Mo:
0.05
2
1.0
1
3
100 Tanque
826
1
7
75
7
3
6
50
9
1.0
18.0
CE = 2.0 dS m-1 y pH = 6 en la solución de entrada
H3PO4 (densidad 1.70 g mL-1, pureza 85%), H2SO4 (densidad 1.75 g mL-1, pureza 85%), HNO3 (densidad 1.40 g mL-1, pureza 65%).
Debido a que en cultivo en invernadero, la polinización natural se disminuye drásticamente, es
necesario ayudar a que se lleve a cabo, para lo cual se golpeaban los cables de tutoreo todos
los días entre 10 y 11 de la mañana, mínimo una vez al día desde el inicio de la floración hasta
que cuajo el último racimo.
Para prevenir la incidencia de hongos de la raíz (Phytium sp, Fosarium sp, Rhizoctonia sp,
Phytoptora sp) se aplicaban productos orgánicos cada quince días. Una vez que éstos
patógenos atacaban se aplicaba el producto químico Interguzan® (I.A. Quintozeno) en las
dosis recomendadas por el producto.
Para el combate de mosca blanca (Bemisia argentifolii), solo en la etapa vegetativa, se
aplicaron los productos químicos Talstar® (I.A. bifentrina, 1.5 a 2 L ha-1), Muralla® (I.A.
bifentrina, 1.5 a 2 L ha-1) y Thiodan® (I.A. endosulfán, 1.5 a 2 L ha-1). Una vez iniciada la
cosecha se combatió la mosquita con los productos orgánicos: Neem® (I.A. Azadiractina, 2 a
3cc L-1), además de Biosavor® y Stickbugs® a una dosis de 2 mL L-1.
57
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
Para el combate de los hongos del follaje: tizón tardío (Phytophthora infestans), cenicilla
(Leveillula taurica), moho gris (Botrytis cinerea) y fumagina (Capnodium sp.), se aplicaron
los productos químicos: Captan® (I.A. captan, 1.5 a 2 L ha-1), Cupravit® (I.A. oxicloruro de
cobre, 2 a 4 kg ha-1), Cabrio C® (I.A. boscalid, 0.8 a 1.2 kg ha-1)y Tecto® (I.A. thiabendazole
MK 360, ) y el biológico Serenade® (I.A. QST 713 strain de Bacillus subtillis, 2 a 3 kg ha-1).
La cosecha inició el 18 de julio (dos meses después del transplante) y se realizaba cada
semana, dando en total 15 cosechas, la última se dió el 2 de noviembre del 2007.
5.6.
Variables medidas y análisis de datos
En el sustrato y solución nutritiva. Las variables medidas en el experimento fueron, pH,
conductividad eléctrica (dS m-1) y temperatura (ºC) tanto en la solución de aporte como en el
drenaje del sustrato, además se cuantificó el volumen de riego (mL) y el volumen de drenaje
(mL).
Para medir el volumen, pH, CE y temperatura de la solución de drenaje, se colectó en un
recipiente la totalidad del lixiviado de los sacos de cada una de las repeticiones. Para medir
éstas variables en la solución de entrada se colectó el total de volumen que aportaban los
goteros en cada una de las repeticiones y se siguió el mismo procedimiento cada día alrededor
de las 6 de la tarde.
Se utilizó una probeta de 1000 mL para medir el volumen de agua, para el pH, conductividad
eléctrica y temperatura se utilizó un potenciómetro portátil de la marca Hanna modelo Combo.
Estas variables fueron medidas todos los días a partir del trasplante hasta el final del ciclo de
cultivo.
A partir de los volúmenes de entrada y salida se obtuvieron el porciento de drenaje y el
volumen de agua consumida por planta para cada uno de los sustratos empleados.
58
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
En la planta. Se midió la producción de biomasa (g planta-1) a través del tiempo, haciendo
muestreos de hoja, tallo y flor-fruto cada mes. Además se obtuvo el área foliar (cm2 planta-1),
el rendimiento de fruto (g planta-1) a través de los diferentes cortes durante la cosecha. El área
foliar fue medida con un aparato integrador de área foliar de la marca LI-COR modelo LI3100.
Análisis de datos. Para la realización del análisis estadístico de los datos obtenidos en el
experimento se utilizó el programa SAS (Statistical Analisys System) Versión 8, donde se
hicieron los análisis de varianza, las pruebas de comparación de medias (Tukey α=0.5) y los
coeficientes de correlacion de Pearson.
59
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
VI.
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
En el Cuadro 23 se presentan los resultados obtenidos en el análisis estadístico para las
variables medidas en la solución nutritiva y en la solución de drenaje en cada una de las etapas
de desarrollo del cultivo, y en el Cuadro 24 se muestran las variables medidas considerando el
ciclo completo del cultivo.
6.1. pH de la solución de aporte
En el Cuadro 23 se observa que, a pesar de la poca variación (6.6 - 7.0) del pH en la solución
nutritiva de aporte, se presentaron diferencias significativas (α=0.05) en ésta variable tanto en
la primera etapa (vegetativa) como en la última etapa (despunte a fin de cosecha) de desarrollo
del cultivo no así en las otras dos etapas. En la etapa vegetativa el tratamiento con sustrato de
aserrín presentó el valor más alto (6.8) y el tezontle el valor más bajo (6.6). En la última etapa,
el coco-BOLI®, coco-BIOGROW® y la perlita mostraron los valores de pH significativamente
más elevados (7.05, 6.95 y 6.99, respectivamente), mientras que el aserrín y el tezontle
tuvieron los valores más bajos (6.81 y 6.82 respectivamente). Para las etapas de desarrollo de
fruto y cosecha el pH varió entre 6.24-6.35 valores que no presentan diferencias significativas
(α=0.05).
En teoría, no debieron existir tales variaciones debido a que la solución nutritiva de aporte fue
la misma para cada uno de los tratamientos. Este tipo de variaciones son atribuibles a errores
en la mezcla de soluciones concentradas con el agua de riego, llevada a cabo por el sistema de
riego. Esta situación es importante considerarla ya que puede influir en los datos tomados de la
solución de drenaje.
A pesar de lo anterior, al analizar el ciclo completo no existió diferencia significativa en el pH
de la solución aportada en todos los sustratos (Cuadro 24), donde se presento una variación de
pH entre 6.64 – 6.75 entre sustratos.
60
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
Cuadro 23. Comparación de medias de cada una de las variables evaluadas para cada sustrato y etapa de desarrollo del cultivo.
Etapa/Sustrato
------Solución de Aporte-----
------Solución de drenaje-----
Agua
consumida
(mL planta-1)
pH
CE
Temperatura
pH
CE
Temperatura
Porciento
de drenaje
1. Crecimiento vegetativo
hasta amarre del fruto
Aserrín
6.8398 a
1.6308 a
25.0358 ab
7.458 c
1.3133 c
24.0315 ab
22.543 ab
500.86 b
Coco-BOLI®
6.8323 a
1.643 a
24.7205 ab
8.0668 b
2.7595 a
23.5405 ab
16.139 b
371.56 c
6.786 ab
6.8133 ab
6.6098 b
1.6508 a
1.679 a
1.6623 a
24.4560 b
25.5913 a
24.3485 b
7.844 b
7.7813 bc
8.4093 a
1.9868 b
1.4420 c
1.4783 c
22.7488 b
24.4940 a
23.3808 ab
22.256 ab
28.589 a
11.932 b
347.13 c
358.05 c
935.07 a
1.4278
0.2113
2.3751
0.0857
1.9661
1.066
1.9215
0.332
11.0747
0.4343
2.8044
1.4473
25.5056
11.744
6.4667
70.957
6.26 a
1.7168 a
22.0995 a
6.8615 c
1.8708 b
21.6785 a
35.123 a
880.53 b
Coco-BOLI
6.3535 a
1.713 a
21.8488 ab
7.3228 bc
2.5508 a
21.1625 ab
27.92 a
635.18 c
Coco-BIOGROW®
Perlita
Tezontle
6.3495 a
6.3423 a
6.3368 a
1.7323 a
1.6113 a
1.6398 a
21.5123 ab
21.5845 ab
21.1115 b
7.4833 b
7.5378 b
8.0640 a
2.5335 a
2.2205 ab
2.238 ab
20.8003 ab
21.2610 ab
20.5065 b
26.767 a
23.977 a
11.258 b
644.87 c
698.08 c
1193.1 a
0.8894
0.1229
3.4853
0.128
1.7923
0.8465
3.0023
0.4886
7.8517
0.3914
2.2633
1.0418
22.9312
12.522
6.4418
113.98
Coco-BIOGROW
Perlita
Tezontle
®
CV
DMS
2. Desarrollo del fruto
Aserrín
®
CV
DMS
Medias con la misma letra en cada columna son estadísticamente iguales (Tukey α ≤ 0.05); CE: conductividad eléctrica (dS m-1); CV: coeficiente de variación;
DMS: diferencia mínima significativa.
61
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
Continuación
Cuadro 23. Comparación de medias de cada una de las variables evaluadas para cada sustrato y etapa de desarrollo del cultivo.
------ Solución de Aporte ----Etapa/Sustrato
3. Cosecha
Aserrín
------- Solución de drenaje ------
Agua
Porciento
consumida
de drenaje (mL planta-1)
pH
CE
Temperatura
pH
CE
Temperatura
6.3068 a
2.0378 ab
19.427 a
6.8693 a
2.6213 b
19.2655 a
38.291 a
923.55 b
Coco-BOLI
6.2765 a
2.1438 a
20.506 a
6.3065 b
4.4278 a
18.7168 ab
27.447 a
713.0 bc
Coco-BIOGROW®
Perlita
Tezontle
6.2963 a
6.351 a
2.099 ab
1.99 b
20.839 a
19.207 a
6.3865 b
6.6095 ab
4.026 a
3.8075 a
18.3068 b
18.8443 ab
27.736 a
21.474 a
655.8 c
858.81 bc
6.2495 a
0.877
0.1206
2.0633 ab
2.9037
0.131
19.207 a
7.2566
3.1431
6.8785 a
3.2995
0.4762
2.8133 b
11.4442
0.8844
18.6418 ab
1.5969
0.6539
24.868 a
30.9654
18.907
1440.9 a
11.7009
234.64
6.8068 b
1.6385 a
17.567 a
6.9658 a
2.3705 b
19.542 a
50.575 a
849.21 b
Coco-BOLI
7.0503 a
1.6318 a
17.288 a
6.5615 c
5.2843 a
16.145 a
30.132 b
626.29 cd
Coco-BIOGROW®
Perlita
Tezontle
6.9518 a
6.9928 a
6.8198 b
1.6715 a
1.6273 a
1.5925 a
23.331 a
17.114 a
18.963 a
6.6105 bc
6.9133 ab
7.0408 a
3.3438 ab
4.0435 ab
2.5405 b
15.886 a
16.227 a
19.864 a
40.947 ab
36.016 ab
31.916 b
523.54 d
761.36 bc
1469.93 a
0.8512
0.1287
3.2455
0.1157
20.1254
8.2845
2.3154
0.3447
25.586
1.9646
17.7452
6.7933
18.7881
15.555
11.6512
215.24
®
CV
DMS
4. Despunte hasta fin del ciclo
Aserrín
®
CV
DMS
Medias con la misma letra en cada columna son estadísticamente iguales (Tukey α ≤ 0.05); CE: conductividad eléctrica (dS m-1); CV: coeficiente de variación;
DMS: diferencia mínima significativa.
62
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
Cuadro 24. Comparación de medias de cada una de las variables evaluadas para cada sustrato considerando el ciclo completo del
cultivo.
----- Solución de Aporte ------
------ Solución de drenaje -------
Sustrato
Aserrín
Coco-BOLI®
Coco-BIOGROW®
Perlita
Tezontle
CV
DMS
Ph
6,7043 a
6,7593 a
6,7195 a
6,7365 a
6,6475 a
CE
1,7243 b
1,7703 a
1,7683 a
1,714 b
1,7048 b
Temperatura
20,4688 a
20,5045 a
20,3375 a
20,2618 a
20,2485 a
pH
7,0975 b
7,1695 b
7,192 b
7,351 b
7,6938 a
CE
1,8765 d
3,3185 a
2,7303 b
2,5355 bc
2,2033 cd
Temperatura
21,4598 a
19,499 a
18,9738 a
19,7275 a
19,5543 a
Porcentaje
de drenaje
39,697 a
29,702 ab
32,693 a
31,619 ab
19,974 b
0,7881
0,1155
0,8513
0,0323
2,4893
1,1069
1,6146
0,2574
8,232
0,4553
6,6431
2,8782
17,8449
11,976
Agua
consumida
(mL planta-1)
717,79 b
533,73 c
502,49 c
636,39 bc
1217,74 a
9,0261
142,22
Medias con la misma letra en cada columna son estadísticamente iguales (Tukey α ≤ 0.05); CE: conductividad eléctrica (dS m-1); CV: coeficiente de variación;
DMS: diferencia mínima significativa.
63
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
El comportamiento general de los valores del pH de la solución de aporte se muestra en la
Figura 4 para cada uno de los sustratos y etapas de desarrollo del cultivo. Se observa que
existió muy poca variación en pH entre soluciones aportadas a cada uno de los sustratos; sin
embargo, los valores de pH variaron considerablemente para cada etapa de desarrollo del
cultivo, a consecuencia de las concentraciones de las soluciones nutritivas aportadas para cada
uno de éstos períodos.
Cabe mencionar que Barry (1999) y Maldonado y Álvarez (2003) aseguran que
hidropónicamente, la planta se comporta mejor si la solución es ligeramente ácida, esto
significa un pH entre 5.5 y 6.5. Fuera de éste intervalo algunos minerales aunque estén
presentes en la solución nutritiva, no estarán disponibles para ser absorbidos por las raíces.
6.2.
Conductividad eléctrica (CE) de la solución de aporte
En el Cuadro 23 se observa que la CE de la solución de aporte, solo mostró diferencia
significativa entre tratamientos en la etapa de cosecha donde coco-BOLI® presento el valor
más alto (2.14 dS m-1) y perlita el valor más bajo (1.99 dS m-1), variación que en términos
prácticos tiene poca importancia, debido a que el cultivo no presenta problemas de crecimiento
en este intervalo de CE.
En las pruebas medias de Tukey (α=0.05) del ciclo completo, el coco-BOLI® y el cocoBIOGROW® obtuvieron el valor de conductividad más elevado, 1.77 dS m-1 para ambos
casos, siendo significativamente superiores al aserrín, la perlita y el tezontle que obtuvieron
las medias más bajas (1.72 dS m-1, 1.71 dS m-1 y 1.7 dS m-1, respectivamente). Sin embargo, a
pesar que existieron tales diferencias significativas, en términos prácticos ésta variaciones son
pequeñas.
Es importante resaltar que, al igual que el pH, estas variaciones en CE son explicadas por el
funcionamiento del sistema de riego.
64
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
En la Figura 5 se observa la tendencia de la CE (dS m-1) a lo largo del desarrollo del cultivo,
donde se puede apreciar claramente que la CE fue aumentado conforme al tiempo hasta el
momento del despunte donde comenzó a disminuir. Estos valores se encuentran dentro de los
rangos recomendados por Resh (1989) para soluciones nutritivas propias para jitomate que van
de 1.5 a 3.5 dS m-1.
6.3.
Temperatura de la solución de aporte
Urrestarazu (2004) dice que la temperatura juega un papel muy importante sobre la solubilidad
del oxígeno en la solución nutritiva. Menciona que varios autores afirman que existe una
fuerte disminución en la absorción de diversos nutrimentos como N, P, K y Ca en cultivos
hidropónicos cuando la temperatura es menor de 10 – 13 °C y que cuando la temperatura se
sitúa sobre 20 - 25 °C (incluso hasta los 30 °C) se incrementa fuertemente la absorción
nutrimental, habiendo poca variación dentro de éstos intervalos.
La tendencia de la temperatura medida en la solución nutritiva de entrada es mostrada en la
Figura 6, donde claramente se observa que ésta disminuye con el tiempo, influenciada por el
clima durante el desarrollo del cultivo.
Esta variable fue medida al igual que todas las demás variables alrededor de las 6 de la tarde
de cada día. Ya que la temperatura fue tomada de la solución que sale del gotero se convierte
en una forma de conocer la tendencia de la temperatura de acuerdo a la posición de cada uno
de los sustratos dentro del invernadero.
La temperatura significativamente más elevada en la etapa de crecimiento vegetativo fue la
tomada en el área de la perlita (25.59 °C) seguida del aserrín (25.04 °C) y coco-BOLI® (24.72
°C). Los sitios con la menor temperatura fueron los de coco-BIOGROW® (24.46 °C) y
tezontle (24.35 °C), valores que pueden ser observados en el Cuadro 23.
65
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
En la etapa de desarrollo de fruto la mayor temperatura fue encontrada en el sitio del aserrín
(22.1 °C), la menor temperatura se manifestó en el sitio del tezontle (21.11 °C). El cocoBOLI® con una media de 21.85 °C, el coco-BIOGROW® con una media de 21.51 °C y el
tezontle con una media de 21.54 °C se colocaron en un nivel intermedio.
En las últimas dos etapas de desarrollo y analizando el ciclo completo del cultivo no hubo
diferencia significativa en cuanto a la temperatura de la solución nutritiva de aporte.
Considerando lo mencionado por Urrestarazu (2004) sobre la influencia de la temperatura en
la absorción de nutrimentos y considerando el rendimiento como una forma indirecta de
determinar dicha absorción, se infiere que no existió influencia de la temperatura sobre la
absorción nutrimental, ya que todos los tratamientos presentaron temperaturas en el rango
recomendado (20 a 25 °C).
6.4.
pH de la solución de drenaje
En general el valor de pH de la solución de drenaje estuvo alrededor de 7.3, en promedio 0.6
unidades más elevado que el de la solución de aporte, que fue de 6.7 en promedio de todos los
sustratos. Urrestarazu (2004) explica que el valor de pH de la solución de aporte puede ser
diferente al de la solución de drenaje, ya que se establece un flujo de hidrogeniones (H3O+) y
iones bicarbonato (HCO3-) por el metabolismo de las células de las raíces durante la absorción
activa de los diversos cationes y aniones, respectivamente. Por ello cuando predomina la
absorción de cationes sobre la de aniones la tendencia de la rizósfera es a disminuir el pH, en
cambio cuando ocurre lo contrario se absorben mas aniones que cationes y se incrementa el
pH como sucedió en éste caso.
Sin embargo, al considerar las diferentes etapas de desarrollo del cultivo se observa mayor
variación en el pH. En la etapa de desarrollo vegetativo (primeras 5 semanas) el pH de la
solución de drenaje fue significativamente más alto (8.41) en tezontle con respecto a los
66
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
demás de tratamientos. En coco-BOLI®, coco-BIOGROW® y perlita no existió diferencia
significativa entre sí, en aserrín el valor de pH (7.46) fue significativamente más bajo que en
tezontle y los sustratos de coco (Cuadro 23).
De igual manera, en el Cuadro 23 puede verificarse que en la etapa de desarrollo de fruto, el
tezontle mostró una vez más los valores de pH significativamente más altos (8.06) en
comparación con los otros sustratos, seguido de la perlita y los materiales de coco, los cuales
no muestran diferencia significativa entre ellos. El aserrín muestra un pH significativamente
más bajo (6.86) que el resto de los sustratos, con excepción al coco-BOLI®.
En la tercera etapa (cosecha) el aserrín y el tezontle muestran significativamente los valores
más altos (6.87 y 6.88) respecto a los demás tratamientos. La perlita se encuentra en un lugar
intermedio respecto a éstos valores con 6.61 de pH. Los materiales de cocos muestran los
valores significativamente más bajos de pH de la solución de drenaje (coco-BOLI® 6.31 y
coco-BIOGROW® 6.39).
En investigaciones realizadas en fibra de coco, Posadas (1999) reporta valores de capacidad de
intercambio catatónico (CIC) moderadamente elevados [40<CIC<80 (cmol kg-1)], propiedad
que ayuda amortiguar cambios en pH. También se menciona que al darse la adsorción del
sodio (Na+) que es un catión alcalinizante, ayudará a este sustrato a mantener valores bajos de
pH.
En la última etapa, una vez más el aserrín y el tezontle tuvieron los valores de pH
significativamente más altos en la solución de drenaje (6.97 y 7.04, respectivamente). La
perlita y el coco-BIOGROW® se situaron en un lugar intermedio respecto a éstos valores (6.91
y 6.61), el coco-BOLI® tuvo el pH significativamente más bajo con una media de 6.56.
Analizando el ciclo completo del cultivo, el pH de la solución de drenaje del tezontle mostró
el valor significativamente más alto (7.69) que el resto de los sustratos.
67
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
Crecimiento vegetativo
hasta amarre de fruto Desarrollo
de fruto
8.00
pH de la solución aportada
Despunte hasta
fin de ciclo
Cosecha
7.00
6.00
5.00
Aserrin
Coco (BOLI)
4.00
Coco (BIOGROW)
Perlita
3.00
Tezontle
2.00
1.00
0.00
0
5
10
15
20
25
Semanas después del transplante
Figura 4. Comportamiento del pH de la solución aportada por etapa de desarrollo del cultivo en cada uno de los sustratos
68
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
CE de la solución aportada
3.00
Cosecha
2.50
Desarrollo
de fruto
Crecimiento vegetativo
hasta amarre de fruto
Despunte hasta
fin de ciclo
2.00
Aserrin
Coco (BOLI)
1.50
Coco (BIOGROW)
Perlita
1.00
Tezontle
0.50
0.00
0
5
10
15
20
25
Semanas después del transplante
Figura 5. Comportamiento de la CE de la solución aportada (dS m-1) por etapa de desarrollo del cultivo para cada uno de los sustratos
69
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
Figura 6. Comportamiento de la temperatura de la solución aportada por etapa de desarrollo del cultivo para cada uno de los sustratos
70
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
Respecto al análisis de correlación de Pearson, se encontró que hay una correlación de -0.90
entre el pH de la solución de drenaje y el porciento de drenaje, con un nivel de significancia
alto de 0.04. Es decir, a mayor volumen de drenaje menor valor de pH.
De igual manera se encontró que el pH de la solución de drenaje explica el volumen de agua
consumida (mL planta-1) cuyo coeficiente de correlación es de 0.87 con un nivel de
significancia de 0.05. Es decir, existe una relación directa entre el volumen de agua consumida
y el pH.
En éste análisis se encontró también que el rendimiento está relacionado directamente con el
pH de la solución de drenaje con un coeficiente de correlación de Pearson de 0.87 y un nivel
de significancia de 0.05 para la variedad tequila, y un coeficiente de correlación de Pearson de
0.89 y un nivel de significancia de 0.04 en la variedad caimán.
Los resultados del análisis de correlación arrojaron también que en la variedad Caimán la
biomasa seca total está altamente relacionada con el pH de la solución de drenaje con un
coeficiente de 0.93 y un nivel de significancia de 0.02. Esto implica que entre mayor valor de
pH (los valores de pH se encontraron entre 7 y 7.7), mayor biomasa seca total.
Moreno (2004) asegura que en épocas de crecimiento activo hay una tendencia a la
alcalinización en la solución de drenaje. Por el contrario, cuando la actividad decrece
motivada porque se entra en un proceso de maduración de frutos con una importante absorción
de cationes, entonces hay una tendencia a la acidificación. Agrega además, que la disminución
del pH de la solución de drenaje puede estar inducida por una aportación de iones de amonio.
Hecho que coincidió con éste cultivo, como se puede observar en la Figura 7, éste incremento
de pH sucedió en la etapa de crecimiento vegetativo hasta el desarrollo del fruto donde
comenzó a disminuir hasta llegar a la etapa de cosecha a partir del cual permaneció constante.
71
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
6.5.
Conductividad eléctrica (CE) de la solución de drenaje
En general se aplicó la misma solución nutritiva en todos los tratamientos, pero al igual que el
pH ésta puede ser modificada debido a las características de los sustratos situación que puede
observarse en los Cuadros 23 y 24.
En las Figuras 8 y 5 puede apreciarse que a pesar de que en promedio la CE de la solución de
drenaje fue 0.8 unidades (dS m-1) mayor a la CE de la solución aportada, todos los sustratos
muestran tendencias similares en el valor de la CE de drenaje.
En la primer etapa de desarrollo del cultivo, el valor de la CE de la solución de drenaje fue
significativamente más alta para el coco-BOLI® (2.76 dS m-1) que para el resto de los
sustratos, seguido del coco-BIOGROW® cuya media fue de 1.99 dS m-1. El aserrín, perlita y
tezontle muestran los valores significativamente más bajos (1.31, 1.44 y 1.45 dS m-1,
respectivamente).
Morales et al., (2005) mencionan que la fibra de coco contiene elevada salinidad proveniente
del lavado o contacto con el agua de mar en las zonas de origen. Si se observan en el Cuadro
23 los valores medios de CE de drenaje y los CE de aporte en aserrín, perlita y tezontle en la
primer etapa de desarrollo se comprueba que la CE de drenaje (aserrín 1.31 dS m -1, perlita
1.44 dS m-1 y tezontle 1.48 dS m-1) es menor que la CE de aporte (aserrín 1.63 dS m-1, perlita
1.68 dS m-1 y tezontle 1.66 dS m-1). Sin embargo, se observa lo contrario para los materiales
de coco, donde la CE de la solución de drenaje (2.76 dS m-1 coco-BOLI® y 1.99 dS m-1 cocoBIOGROW®) es mayor que la CE de aporte (1.64 dS m-1 coco-BOLI® y 1.65 dS m-1 cocoBIOGROW®), lo que confirma lo expuesto anteriormente.
Moreno (2004) dice que cuando la conductividad del drenaje adquiere valores altos la forma
de contrarrestarlo es aumentando los porcentajes de drenaje para disminuir así el valor de la
CE. Entonces se puede decir que la conductividad eléctrica es inversamente proporcional al
drenaje del sustrato.
72
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
Tomando en cuenta lo anterior, y como se puede observar en el Cuadro 23, en la primer etapa
de desarrollo esta afirmación se cumplió para la perlita, ya que obtuvo el drenaje
significativamente más elevado (28.59 %) y la CE de drenaje significativamente más baja
(1.44 dS m-1), no así para el tezontle que tuvo el más bajo porciento de drenaje (11.93 %) y un
valor relativamente bajo de CE (1.48 dS m-1).
En la etapa de desarrollo del fruto los materiales de coco muestran los valores
significativamente más altos (2.55 dS m-1 coco-BOLI® y 2.53 dS m-1 coco-BIOGROW®). La
perlita con media de 2.22 dS m-1 y el tezontle de 2.24 dS m-1 se situaron en un nivel
intermedio. La CE de la solución de drenaje del aserrín fue la más baja (1.87 dS m-1).
El aserrín mostró el valor significativamente más bajo, ya que el porciento de drenaje fue el
más elevado (35.12 %) que el resto de los sustratos. Este valor de CE también puede ser
explicado con las afirmaciones de Raviv y Heinrich (2008) que reportan valores de CE bajos
(alrededor de 0.05 dS m-1) para aserrín. Worral (1978) agrega que éste material libera pocos
nutrientes y posee baja capacidad amortiguadora; además, según Mastalerz (1977) el
crecimiento de las plantas puede ser severamente restringido cuando aserrín no tratado es
incorporado al medio de crecimiento. El efecto se debe principalmente al agotamiento de
nitrógeno disponible.
En el periodo de cosecha, el coco-BOLI®, coco-BIOGROW® y la perlita mostraron los valores
de CE significativamente más elevados (4.43, 4.03 y 3.81 dS m-1, respectivamente), mientras
que el aserrín y el tezontle los más bajos (2.62 y 2.81 dS m-1). En el caso de la perlita a pesar
de que (Ballester, 1993) reporta valores de CE muy bajos (0.01-0.12 dS m-1) ésta se ve
afectada debido a que éste material no tiene capacidad de amortiguamiento químico (Aragón,
1995). En éste periodo no existió diferencia significativa entre los porcientos de drenaje.
Como se muestra en el Cuadro 23, en la etapa final del ciclo, el valor significativamente más
alto (5.28 dS m-1) lo presentó el coco-BOLI®; el coco-BIOGROW® (3.34 dS m-1) y la perlita
mostraron valores intermedios (4.04 dS m-1). El valor significativamente más bajo de CE fue
73
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
el de aserrín con una media de 2.37 dS m-1 y tezontle con una media de 2.54 dS m-1. En ésta
etapa de desarrollo el aserrín presentó el valor más bajo de conductividad eléctrica como
consecuencia del porciento de drenaje (50.58 %). Por el contrario, la CE significativamente
más elevada la mostró el coco-BOLI® (5.28 dS m-1) y el porciento de drenaje
significativamente menor (30.13 %).
Analizando el ciclo completo (Cuadro 24), el coco-BOLI® mostró la CE en la solución de
drenaje significativamente más alta (3.32 dS m-1) seguido del coco-BIOGROW® (2.73 dS m1
), la perlita (2.54 dS m-1) y el tezontle (2.2 dS m-1), los cuales mostraron diferencia
significativa respecto al coco-BOLI®. La CE significativamente más baja fue la del aserrín
(1.88 dS m-1) como consecuencia de su porciento de drenaje (39.7 %) el cual fue más elevado
que el resto de los sustratos. A partir de estos datos mostrados en el Cuadro 24, se puede decir
que el sustrato que acumuló menos sales fue el aserrín, situación que podría estar relacionada
con la inmovilización de nutrimentos, pero principalmente porque tuvo el mayor drenaje en
comparación con el resto de los sustratos.
Coras (2000) dice que cuanto más elevada sea la concentración de sales disueltas, mayor será
la conductividad de la solución, de lo que se deduce que los sustratos que presentaron valores
de conductividad altos, tienden a concentrar mayor cantidad de sales.
Moreno (2004) asegura que en general, el valor de la CE de la solución del drenaje tiende a
situarse por encima del valor de la CE del gotero, situación que puede observarse en las
Figuras 8 y 5. Ésta afirmación se cumplió para casi todas las etapas de desarrollo del cultivo y
para cada uno de los sustratos, con excepción de la primera etapa (Cuadro 23), donde las
medias de la CE de la solución de drenaje en aserrín (1.31 dS m-1), perlita (1.44 dS m-1) y
tezontle (1.48 dS m-1) fueron menores que las medias de la CE de la solución de aporte de los
mismos sustratos (1.63 dS m-1, 1.68 dS m-1 y 1.66 dS m-1 dS m-1, respectivamente).
En el análisis de correlación de Pearson, se encontró que existe relación inversa entre la CE de
la solución de drenaje y la temperatura del sustrato con un coeficiente de -0.68 y un nivel de
74
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
significancia de 0.21. Lo que implica que a mayor temperatura menor CE de la solución de
drenaje.
De igual manera se encontró una ligera relación inversa entre el valor de la CE de la solución
de drenaje y el volumen de agua consumido por la planta, con un coeficiente de correlación de
Pearson de -0.55 y un nivel de significancia de 0.33.
Cuando el sustrato tiene un contenido excesivo de sales pueden presentarse problemas en el
cultivo a causa del potencial osmótico del agua en el sustrato que provoca un aumento del
potencial total del agua del sustrato (en valor absoluto) y una mayor dificultad de la planta
para obtener agua. Éste efecto resulta mucho más marcado en verano cuando las tasas de
transpiración son más elevadas. Por lo tanto, la asimilación de agua por la planta depende
fundamentalmente de la CE del sustrato. Esto significa que cuanto mayores son las
necesidades de agua de la planta, tanto más baja debe ser la CE en el medio de nutrición
(Burés, 1997; Ballester, 1993).
.
6.6.
Temperatura de la solución de drenaje
A pesar de que la temperatura no fue tomada directamente del sustrato, se convierte en una
manera indirecta de estimar el comportamiento de ésta variable en cada sustrato. Para ello se
midieron las temperaturas a la misma hora cada día (alrededor de las 6 de la tarde) una vez
finalizado el riego y el drenaje de todos los sustratos.
En el primer período, el sustrato con la temperatura de la solución de drenaje
significativamente mayor fue la perlita (24.49 ºC) con respecto al coco-BIOGROW® tuvo la
temperatura baja (22.75 ºC). No se encontró diferencia significativa al compararlo con el
aserrín (24.03 ºC), coco-BOLI® (23.54 ºC) y tezontle (23.38 ºC). En ésta etapa, el cocoBIOGROW® mostró la mayor variación de temperatura entre la solución de aporte (24.46 °C)
y la solución de drenaje (22.75 °C).
75
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
En la etapa de desarrollo del fruto el sustrato con temperatura de la solución de drenaje
significativamente mayor fue el aserrín (21.68 ºC). Los materiales de coco y la perlita se
situaron en un nivel intermedio. El tezontle presentó la temperatura significativamente más
baja en la solución de drenaje (20.51 ºC).
Durante la cosecha, la temperatura de la solución de drenaje del aserrín fue nuevamente la más
alta (19.27 ºC) seguida del coco-BOLI® (18.72 ºC), perlita (18.84 ºC) y tezontle (20.51 ºC). El
coco-BIOGROW® obtuvo el valor significativamente más bajo con 18.31 ºC de temperatura.
Durante éste período, el coco-BIOGROW® y el coco-BOLI® tuvieron la mayor variación entre
la temperatura de la solución de aporte (20.52 y 20.84 °C, respectivamente) y la solución de
drenaje (18.72 y 18.31°C).
Alarcón (2000) dice que la fibra de coco muestra un poder de amortiguación térmica ante
temperaturas ambientales extremas (máximas y mínimas), considerablemente superior a otros
sustratos como perlita o lana de roca (situación que no sucedió en este caso); dice también que
el color oscuro favorece el calentamiento del sustrato, pero esta inercia térmica favorable se
pierde si se mantiene el sustrato en situación de humedad excesiva permanente.
En la última etapa de desarrollo no hubo diferencia significativa entre los sustratos. Tampoco
hubo diferencias analizando el ciclo completo. Sin embargo, se presentó diferencia altamente
significativa entre la temperatura de la solución de aporte (23.33 °C) y la temperatura de la
solución de drenaje (15.89 °C) del aserrín en el ciclo completo como se muestra en el Cuadro
24.
En el análisis de correlación de Pearson, se encontró que existe un efecto negativo de la
temperatura del sustrato en la CE de la solución de drenaje con un coeficiente de -0.68 y un
nivel de significancia de 0.21; así como un ligero efecto positivo de la temperatura en el
porciento de drenaje con un coeficiente de correlación de 0.60 y un nivel de significancia de
0.28.
76
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
Figura 7. Comportamiento del pH de la solución drenada por cada uno de los sustratos por etapa de desarrollo del cultivo
77
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
CE de la solución de drenaje
Despunte hasta
fin de ciclo
8.00
7.00
Cosecha
6.00
5.00
Aserrin
Crecimiento vegetativo
hasta amarre de fruto
4.00
Desarrollo
de fruto
Coco (BOLI)
Coco (BIOGROW)
3.00
Perlita
Tezontle
2.00
1.00
0.00
0
5
10
15
20
25
Semanas después del transplante
Figura 8. Comportamiento de la CE de la solución drenada (dS m-1) por cada uno de los sustratos por etapa de desarrollo del cultivo
78
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
Temperatura de la solución de drenaje
30.00
Crecimiento vegetativo
hasta amarre de fruto
Desarrollo
de fruto
25.00
Despunte hasta
fin de ciclo
Cosecha
20.00
Aserrin
Coco (BOLI)
15.00
Coco (BIOGROW)
Perlita
10.00
Tezontle
5.00
0.00
0
5
10
15
20
25
Días después del transplante
Figura 9. Comportamiento de la temperatura de la solución drenada por cada uno de los sustratos por etapa de desarrollo del cultivo
79
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
Se encontró también que en la variedad tequila F1, el rendimiento está determinado por la
temperatura con un coeficiente de -0.71 y un nivel de significancia de 0.18, y en la variedad
Caiman F1con un coeficiente de -0.54 y un nivel de significancia de 0.34, lo que significa que
a mayor temperatura el rendimiento se ve reducido.
En la variedad Caimán F1, se encontró también que el área foliar tiene una ligera correlación
inversa con la temperatura, con un coeficiente de correlación de -0.61 y un nivel de
significancia de 0.28.
De acuerdo a la Figura 9, la temperatura de la solución de drenaje fue disminuyendo respecto
al tiempo, debido a la época de establecimiento del cultivo que en la etapa final correspondió a
otoño principalmente.
6.7.
Porcentaje de drenaje
Como se mencionó anteriormente, la conductividad eléctrica es inversamente proporcional al
drenaje del sustrato, es decir entre mayor drenaje, menor conductividad eléctrica. Así mismo
ésta es directamente proporcional a la concentración de sales en el sustrato, cuanto más
elevada sea la conductividad eléctrica mayor será la concentración de sales (Moreno, 2004;
Coras, 2000).
En la etapa de crecimiento vegetativo la perlita presentó el valor significativamente más
elevado para porciento de drenaje (28.59%) seguido del aserrín y el coco-BIOGROW® con
medias de 22.54% y de 22.26%, respectivamente. El porciento de drenaje más bajo lo
mostraron el coco-BOLI® (16.14%) y el tezontle (11.93%), situación que puede verse en el
Cuadro 23.
Para éste período de desarrollo, la perlita tuvo el drenaje significativamente más elevado
(28.59%) y la CE de drenaje significativamente más baja (1.44 dS m-1) como consecuencia de
80
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
éste drenaje, por lo tanto este material acumulo pocas sales en comparación con los otros
sustratos debido al elevado drenaje.
En la etapa de desarrollo del fruto, todos los sustratos a excepción del tezontle (11.26%)
tuvieron valores significativamente altos de drenaje (aserrín 35.12%, coco-BOLI® 27.92%,
coco-BIOGROW® 26.77% y perlita 23.97%). El aserrín mostró el valor significativamente
más bajo de CE de drenaje (1.87 dS m-1) y por lo tanto menor acumulación de sales, ya que el
porciento de drenaje fue el más elevado (35.12%) que el resto de los sustratos.
No hubo diferencia significativa entre los porcientos de drenaje de todos los sustratos en la
etapa de cosecha (variable que tuvo variación de 21.5 a 38.3%).
En la última etapa de desarrollo del cultivo, el sustrato que mostró el porciento de drenaje
significativamente más elevado fue el aserrín (50.58%), seguido del coco-BIOGROW®
(40.95%) y la perlita (36.02%). El coco-BOLI® (30.13%) y el tezontle (31.92%) tuvieron los
valores más bajos en comparación con los otros sustratos. En ésta etapa el aserrín presentó el
valor más bajo de CE (2.37 dS m-1) como consecuencia del porciento de drenaje (50.58%).
Por el contrario, la CE significativamente más elevada la mostró el coco-BOLI® (5.28 dS m-1)
debido a que presentó el porciento de drenaje significativamente menor (30.13%), lo que
propició la mayor acumulación de sales para éste período.
Analizando el ciclo completo, los sustratos que mostraron el porciento de drenaje
significativamente más elevado fue el aserrín, el coco-BIOGROW® (39.7% y 32.69%); el
coco-BOLI® (29.7%) y la perlita (31.62%) esto es con respecto al tezontle que obtuvo el
porciento de drenaje de 19.97%. La CE significativamente más baja fue la del aserrín (1.88 dS
m-1) como consecuencia de su porciento de drenaje (39.7%) el cual fue más elevado que el
resto de los sustratos. Entonces se puede decir, que el sustrato que acumuló menos cantidad de
sales fue el aserrín.
81
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
En teoría, el coco-BOLI® debería presentar mayor porciento de drenaje que el cocoBIOGROW®, debido a que posee un tamaño de partícula mayor, y por lo tanto retiene menor
cantidad de humedad, sin embargo, como se puede observar en el Cuadro 24 esto no fue así.
Observando la Figura 10 puede verse el comportamiento de ésta variable en cada etapa de
desarrollo del cultivo. En el período de crecimiento vegetativo puede verse que el drenaje
disminuye respecto al tiempo hasta el inicio del desarrollo del fruto donde se va
incrementando hasta el fin del ciclo.
Respecto al análisis de correlación de Pearson, se encontró que hay una correlación inversa de
-0.90 entre el pH de la solución de drenaje y el porciento de drenaje, con un nivel de
significancia alto de 0.04. Es decir, a mayor volumen de drenaje menor valor de pH; así como
un ligero efecto positivo de la temperatura en el porciento de drenaje con un coeficiente de
correlación de 0.60 y un nivel de significancia de 0.28.
Al comparar el porciento de drenaje con el volumen de agua consumido por planta, se
encontró una correlación de -0.69 con un nivel de significancia de 0.20, por lo que a mayor
volumen de solución drenado, menor volumen de agua consumida.
El rendimiento de la variedad Tequila es explicado por el porciento de drenaje con un
coeficiente de correlación de -0.98 y un nivel de significancia de 0.002, y con un coeficiente
de correlación de -0.78 y un nivel de significancia de 0.12 para la variedad Caimán.
Además, en la variedad Caimán se encontró también que el área foliar estuvo ligeramente
influenciada por el porciento de drenaje con un coeficiente de correlación de -0.68 y un nivel
de significancia de 0.21, así como con la biomasa seca total con un coeficiente de -0.77 y un
nivel de significancia de 0.13. De lo que se deduce que a menor porciento de drenaje, mayor
área foliar y biomasa seca total.
82
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
6.8.
Volumen de agua consumida por el cultivo (mL planta-1)
De acuerdo al Cuadro 23 en la primer etapa de desarrollo del cultivo (crecimiento vegetativo)
el sustrato que mostró el valor significativamente mayor en cuanto a cantidad de agua
consumida (mL planta-1) fue el tezontle (935.07 mL planta-1) seguido del aserrín (500.86 mL
planta-1). Los materiales de coco (coco-BOLI® 371.56 mL planta-1, coco-BIOGROW® 347.13
mL planta-1) y la perlita (358.05 mL planta-1) presentaron el volumen de agua consumida por
planta significativamente menor.
El tezontle tuvo el mayor volumen de agua consumida por planta en la etapa de desarrollo del
fruto (1193.1 mL planta-1). El coco-BOLI®, coco-BIOGROW® y la perlita tuvieron los valores
significativamente más bajos (635.18 mL planta-1, 644.87 mL planta-1 y 698.08 mL planta-1
respectivamente). El aserrín se situó en un nivel intermedio (880.53 mL planta-1).
En las últimas dos etapas de desarrollo del cultivo (Cuadro 23), el tezontle fue una vez más el
sustrato con la mayor cantidad de agua consumida por planta (1440.9 mL planta-1 en cosecha y
1469.93 mL planta-1en la última etapa), no existiendo gran diferencia entre los otros sustratos
(aserrín 923.55 mL planta-1, perlita 858.81 mL planta-1, coco-BOLI® 713 mL planta-1 y cocoBIOGROW® 655.8 mL planta-1en cosecha; aserrín 849.21 mL planta-1, perlita 761.36 mL
planta-1, coco-BOLI® 626.29 mL planta-1y coco-BIOGROW® 523.54 mL planta-1 en la última
etapa).
En el ciclo completo, el tezontle fue el sustrato que reportó la cantidad significativamente más
elevada de volumen de agua consumida la cual fue de 1217.74 mL planta-1 seguido del aserrín
(717.79 mL planta-1) y la perlita (636.39 mL planta-1). El coco-BOLI® y el coco-BIOGROW®
presentaron el menor volumen de agua consumida (533.73 mL planta-1 y 502.49 mL planta-1)
tal y como se muestra en el Cuadro 24. De igual manera, en la Figura 11 se muestra la
tendencia de ésta variable a lo largo del ciclo del cultivo.
83
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
Despunte hasta
fin de ciclo
Porciento de drenaje
Crecimiento vegetativo
hasta amarre de fruto
70.00
Desarrollo
de fruto
60.00
Cosecha
50.00
40.00
Aserrin
Coco (BOLI)
Coco (BIOGROW)
30.00
Perlita
Tezontle
20.00
10.00
0.00
0
5
10
15
20
25
Semanas después del transplante
Figura 10. Comportamiento del porciento de drenaje para cada uno de los sustratos por etapa de desarrollo del cultivo
84
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
Vol. agua consumida (mL planta-1)
2500.00
Cosecha
Crecimiento vegetativo
hasta amarre de fruto
2000.00
Despunte hasta
fin de ciclo
Desarrollo
de fruto
1500.00
Aserrin
Coco (BOLI)
Coco (BIOGROW)
1000.00
Perlita
Tezontle
500.00
0.00
0
5
10
15
20
25
Semanas después del transplante
Figura 11. Comportamiento del volumen de agua consumido (mL planta-1) para cada uno de los sustratos por etapa de desarrollo del
cultivo
85
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
El hecho de que en el tezontle se encontró el mayor volumen de agua consumida por planta se
puede explicar por el tipo de saco en el que se colocó éste sustrato, ya que su mayor volumen
(7.5 L planta-1) y su forma, proporcionaban mayor volumen de agua disponible para la planta,
ésta condición desfavorable para los demás sustratos se hubiera podido corregir disminuyendo
el intervalo entre riegos en el resto de los sustratos, o utilizando el mismo tipo de
contenedores.
El volumen de agua consumida (mL planta-1) fue incrementándose con el tiempo, sobre todo
en la época de crecimiento vegetativo hasta amarre y desarrollo del fruto. En la época de
cosecha se mantuvo contante, y fue disminuyendo una vez realizado el despunte.
En el análisis de correlación se encontró que el pH de la solución de drenaje explica el
volumen de agua consumida (mL planta-1) cuyo coeficiente de correlación es de 0.87 con un
nivel de significancia de 0.06. Es decir, existe una relación directa entre el volumen de agua
consumida y el pH.
De igual manera se encontró una ligera relación inversa entre el valor de la CE de la solución
de drenaje y el volumen de agua consumida por la planta, con un coeficiente de correlación de
Pearson de -0.55 y un nivel de significancia de 0.33.
Al comparar el porciento de drenaje con el volumen de agua consumido por planta, se
encontró una correlación de -0.69 con un nivel de significancia de 0.20, por lo que a mayor
volumen de solución drenado, menor volumen de agua consumida.
Se encontró una correlación entre el rendimiento y el agua consumida por planta con un
coeficiente de correlación de 0.61 y un nivel de significancia de 0.27 en la variedad Tequila.
En la variedad Caimán, la biomasa seca total se explica con el agua consumida por la planta
con un coeficiente de correlación de 0.78 y un nivel de significancia de 0.12. También se
86
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
encontró una ligera relación entre agua consumida por planta y rendimiento cuyo coeficiente
de correlación fue de 0.58 con un nivel de significancia de 0.30.
6.9 Área foliar, biomasa seca total producida y rendimiento de fruto
Comparación de medias
El análisis estadístico de cada una de éstas variables es mostrado en los Cuadros 25 y 26.
En área foliar y materia seca no hubo diferencia significativa entre los tratamientos en la
variedad Caimán F1. En el análisis realizado para ésta variedad, el sustrato que mostró el
rendimiento de fruto significativamente mayor fue el tezontle (6.64 kg planta-1 ó 25.23 kg m-2)
seguido de la perlita (6.44 kg planta-1 ó 24.47 kg m-2) coco-BIOGROW® (5.96 kg planta-1 ó
22.65 kg m-2), coco-BOLI® (5.63 kg planta-1 ó 21.39 kg m-2), y por último el aserrín (5.36 kg
planta-1 ó 20.37 kg m-2) (Cuadro 25).
El mayor rendimiento del tezontle en comparación con el resto de los sustratos puede ser
explicado con el agua consumida (mL planta-1), ya que debido a las condiciones en las que fue
establecido éste sustrato (forma y volumen del saco) el agua era más fácilmente disponible
para la planta en comparación con los demás sustratos.
Cuadro 25. Comparación de medias de área foliar (cm2 planta-1), biomasa seca total (g planta1
) y rendimiento de fruto (g planta-1) para cada uno de los sustratos de la variedad caimán.
Área foliar Materia seca Rendimiento
Sustrato
(cm2 planta-1) (g planta-1) (g planta-1)
Aserrín
4216.2 a
209.62 a
5363 c
Coco-BOLI
5923.6 a
215.01 a
5627.3 bc
Coco-BIOGROW
4980.7 a
206.45 a
5961.7 abc
Perlita
6364.7 a
238.58 a
6443.7 ab
Tezontle
5925.4 a
250.71 a
6643.7 a
CV
DMS
15.071
2220.2
13.1367
79.1
6.0516
976.97
87
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
Cuadro 26. Comparación de medias de área foliar (cm2 planta-1), biomasa seca total (g planta1
) y rendimiento de fruto (g planta-1) para cada uno de los sustratos de la variedad tequila.
Área foliar Materia seca Rendimiento
Sustrato
(cm2 planta-1) (g planta-1) (g planta-1)
Aserrín
5512.6 bc
252.81 a
4236 b
Coco-BOLI
6111.5 bc
238.22 a
4849.3 ab
Coco-BIOGROW
7226 ab
321.49 a
4861 ab
Perlita
8752 a
301.71 a
4787.7 ab
Tezontle
4292.2 c
242.4 a
5462 a
CV
DMS
15.0327
2576.7
12.2465
89.287
6.268
815.08
En cuanto al área foliar de la variedad Tequila F1, las plantas con mayor área foliar fueron las
cultivadas en perlita tuvieron el mayor área foliar (8752 cm2 planta-1), seguida de cocoBIOGROW® (7226 cm2 planta-1), coco-BOLI® (6111.5 cm2 planta-1) y aserrín (5512.6 cm2
planta-1). El tezontle mostró el menor área foliar (4292.2 cm2 planta-1).
En materia seca no hubo diferencia significativa entre los tratamientos en la variedad Tequila
F1.
El sustrato que mostró el rendimiento de fruto significativamente más elevado (5.46 kg planta1
ó 20.75 kg m-2) fue también el tezontle. El aserrín manifestó el rendimiento menor con una
media de 4.24 kg planta-1 (16.11 kg m-2). El coco-BOLI® (4.85 kg planta-1 ó 18.43 kg m-2),
coco-BIOGROW (4.86 kg planta-1 ó 18.47 kg m-2) y la perlita (4.79 kg planta-1 ó 18.2 kg m-2)
se situaron en un nivel intermedio no existiendo diferencia significativa entre ellos.
Los datos del experimento muestran evidencia de que el tezontle fue el sustrato con el mayor
rendimiento tanto para la variedad Caimán F1 (nivel de significancia 0.07) como para la
variedad Tequila F1 (nivel de significancia 0.09).
Análisis de correlación
En la variedad Caimán F1, se encontró una correlación entre la biomasa seca total y el área
foliar con coeficientes de 0.70 y nivel de significancia de 0.18. El rendimiento también está
88
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
determinado por el área foliar con coeficiente de correlación de 0.72 y un nivel de
significancia de 0.17.
En ésta variedad también la biomasa seca total explica el rendimiento de fruto con un
coeficiente de correlación de 0.88 y un nivel de significancia de 0.05.
En la variedad Tequila F1 la biomasa seca total está determinada por el área foliar con un
coeficiente de correlación de 0.78 y un nivel de significancia de 0.12.
89
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
VII.
CONCLUSIONES
Existieron variaciones en la conductividad eléctrica y en el pH en la solución nutritiva de
entrada (1.73 dS m-1 y 6.71 respectivamente) y en la solución del drenaje (2.53 dS m-1 y 7.3)
en los 5 diferentes sustratos empleados en el cultivo de jitomate a lo largo del ciclo. El aserrín
presentó la mayor variación tanto en CE como en pH.
El porciento de drenaje varió en cada sustrato de acuerdo a la etapa de desarrollo del cultivo.
En desarrollo vegetativo el sustrato con el mayor drenaje fue la perlita (28.6%) y desde
crecimiento de fruto hasta fin de cosecha el aserrín fue el sustrato con mayores porcentajes (en
promedio 39.7%) de drenaje.
Se encontraron diferencias de volumen de agua consumida (mL planta-1) en cada etapa de
desarrollo del cultivo, así como entre sustratos. En general el tezontle registró en promedio el
mayor volumen de agua consumida (1217.7 mL planta-1), mientras que el coco BIOGROW®
presentó en promedio el menor volumen (502.5 mL planta-1).
Existió una relación directa significativa entre pH y rendimiento de fruto. En la variedad
Caimán F1 se encontró también un significativo efecto positivo del pH en la biomasa seca
total.
Se presentó una correlación negativa significativa entre el porciento de drenaje y el
rendimiento de fruto.
En la variedad Caimán F1 el rendimiento fue significativamente explicado por la biomasa seca
total.
El sustrato más adecuado para la producción de jitomate hidropónico en invernadero fue el
tezontle, mostrando el rendimiento significativamente más alto, el mayor consumo de agua
(mL planta-1) el menor volumen de solución lixiviada, respecto a los demás sustratos.
90
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
VIII. LITERATURA CITADA
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98
Comparación entre sustratos orgánicos e inorgánicos
ANEXOS
Anexo 1. Prueba de coeficientes de correlación de Pearson, variedad Caimán F1
Anexo 2. Prueba de coeficientes de correlación de Pearson, variedad Tequila F1
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