Plan de accion Philornis downsi

Manejo del parásito aviar Philornis downsi en las
Islas Galápagos; plan de investigación estratégica
Reporte final del taller:
Buscando soluciones para el control del parásito aviar, Philornis downsi
Puerto Ayora, Santa Cruz, Galápagos
31 de Enero - 3 Febrero 2012
Fundación Charles Darwin y Parque Nacional Galápagos
Abril 2012
Contribuyentes
El presente plan fue desarrollado en febrero de 2012 durante el taller denominado “Buscando
Soluciones para el control del Parásito Aviar, Philornis downsi". El taller fue organizado por Charlotte
Causton y Francesca Cunninghame (Fundación Charles Darwin) y Wacho Tapia (Parque Nacional
Galápagos). Charlotte Causton fue la autora principal del plan. La producción del plan fue posible
gracias al generoso apoyo del Galapagos Conservation Trust y Galapagos Conservancy.
Los contribuyentes al plan son los miembros de los grupos del taller e investigadores adicionales:
Rachel Atkinson
Ronal Azuero
Carlos Carrión
Raphael Carrión
Víctor Carrión
Oscar Carvajal
Charlotte Causton
Dave Chadee
Dale Clayton
Francesca Cunninghame
Kristin Doherty
Michael Dvorak
Birgit Fessl
George Heimpel
Pierre-Yves Henry
Gustavo Jiménez
Sonia Kleindorfer
Sarah Knutie
Jennifer Koop
Renato León
Piedad Lincango
Nivia Luzuriaga
Raymond Martínez
Godfrey Merlen
Jody O'Connor
Luis Ortiz
Andrew Parker
Martín Quiroga
Christian Sevilla,
Cathy Smallridge
Wacho Tapia,
Stephen Teale
Sabine Tebbich
Leandro Vaca
José Villa
Fundación Charles Darwin, Islas Galápagos, Ecuador
Agrocalidad-SICGAL, Islas Galápagos, Ecuador
Fondo para el Control de Especies Invasoras en las Islas Galápagos (FEIG), Ecuador
Parque Nacional Galápagos, Islas Galápagos, Ecuador
Conservación de Islas (Island Conservation), Islas Galápagos, Ecuador
Parque Nacional Galápagos, Islas Galápagos, Ecuador
Fundación Charles Darwin, Islas Galápagos, Ecuador
Universidad de Indias Orientales, Trinidad
Universidad de Utah, Salt Lake City, Utah, USA
Fundación Charles Darwin, Islas Galápagos, Ecuador
Escuela de Ciencia Ambiental y Forestería, Universidad Estatal de Nueva York (SUNY-ESF)
Vida Aviar (Birdlife), Austria
Fundación Charles Darwin, Islas Galápagos, Ecuador
Universidad de Minnesota, St Paul, Minnesota, USA
Universidad Pierre & Marie Curie Paris VI, Museo Nacional de Historia Natural, Paris, Francia
Fundación Charles Darwin, Islas Galápagos, Ecuador
Universidad Flinders, Adelaida, Sur de Australia
Universidad de Utah, Salt Lake City, Utah, USA
Universidad de Arizona, Tucson, Arizona, USA
Universidad San Francisco, Quito, Ecuador
Universidad de Valencia, Valencia, España
Universidad Pierre & Marie Curie Paris VI, Museo Nacional de Historia Natural, Paris, Francia
Universidad de Indias Orientales, Trinidad
Consultor Independiente, Islas Galápagos, Ecuador
Universidad Flinders, Adelaida, South Australia
Fundación Charles Darwin, Islas Galápagos, Ecuador
FAO/OIEA Laboratorios, Viena, Austria
Universidad Autónoma de Entre Ríos, Santa Fe, Argentina
Parque Nacional Galápagos, Islas Galápagos, Ecuador
Consultora Independiente, Sur de Australia
Parque Nacional Galápagos, Islas Galápagos, Ecuador
Escuela de Ciencia Ambiental y Forestería, Universidad Estatal de Nueva York (SUNY-ESF)
Universidad de Viena, Viena, Austria
Centro Científico de Galápagos, San Cristóbal, Islas Galápagos, Ecuador
Fondo para el Control de Especies Invasoras en las Islas Galápagos (FEIG), Ecuador
Plan de Investigación de Philornis downsi
Manejo del parásito aviar Philornis downsi en las Islas Galápagos; plan de investigación
estratégica
Antecedentes
Philornis downsi fue registrada por primera vez en las Islas Galápagos en los años 60, pero sus
impactos negativos en pequeñas especies de aves terrestres se descubrieron recién en los años 90
(Causton et al., 2006). Las moscas adultas colocan sus huevos en los nidos de las aves antes y
después de que los polluelos nacen y la larva de la mosca se alimenta de su sangre y tejidos lo que
produce un crecimiento reducido de los polluelos, anemia y deformación del pico. La mortalidad de
los polluelos debido a estos parásitos está en el rango del 16 al 95%, dependiendo de los factores
medioambientales (Dudaniec & Kleindorfer, 2006; Fessl et al., 2006a; Huber, 2008; O’Connor et al.,
2010a,b). Las moscas poseen una alta capacidad de dispersión y usan un amplio rango de hábitats y
huéspedes. Hasta el momento se han registrado en 14 islas con los mayores números de moscas en
las islas habitadas; solamente las islas Genovesa y Española se encuentran libres de estos parásitos
(Wiedenfeld et al., 2007; B. Fessl and P. Lincango, pers. comm. 2008). Al menos 17 especies de aves
endémicas y una especie introducida, son atacadas por P. downsi (Wiedenfeld et al., 2007). El alto
nivel de mortalidad e impacto en la salud de las aves que causa esta mosca son de especial
preocupación para la conservación, especialmente sobre las especies vulnerables y decrecientes. El
parasitismo de P. downsi ya está implicado en la reducción de especies endémicas en peligro crítico
de extinción como el pinzón de manglar Camarhynchus heliobates, y el pinzón de árbol mediano - C.
pauper (O’Connor et al., 2010 a,b,c).
Actualmente, no existen técnicas disponibles para mitigar los impactos de la mosca P. downsi
sobre las aves de Galápagos. Las brechas sustanciales en la comprensión de la historia de vida y la
ecología de la P. downsi han impedido el desarrollo de métodos para reducir el número de moscas.
Se conoce poco sobre la mosca en su rango nativo (Trinidad y Brasil) o en áreas donde se ha
introducido inadvertidamente (Galápagos) o donde se ha dispersado naturalmente (Argentina). Más
aún, los intentos de criar masivamente a P. downsi en el laboratorio no han sido exitosos. Debido a
esto, el Parque Nacional Galápagos (PNG) realizó un taller juntamente con la Fundación Charles
Darwin (FCD) del 31 de enero al 3 de febrero de 2012, para reunir a expertos locales e
internacionales para desarrollar un plan de investigación y acción para el manejo de P. downsi.
Durante la fase de planificación del taller, se puso en evidencia el hecho de que se conoce muy poco
sobre el estado de las aves terrestres de Galápagos, a pesar de la reciente reducción de varias
especies, y que es necesario contar con un marco de trabajo para la protección de las aves terrestres
de Galápagos. Aprovechando la presencia de muchos ornitólogos que asistieron al taller, se incluyó
una sesión adicional para discutir las acciones para monitorear y proteger a las aves terrestres.
Luego de un día de charlas, los participantes se dividieron en grupos (ver el anexo 2) para trabajar en
tareas específicas:
1. Desarrollar un método de monitoreo estandarizado, simple y eficiente para detectar los cambios
en poblaciones comunes de aves.
2. Desarrollar un plan de acción para la protección a mediano y largo plazo de las especies de aves
amenazadas.
3. Identificar las brechas en nuestro conocimiento sobre la P. downsi y desarrollar un plan para
responder a las preguntas claves de investigación.
4. Identificar mecanismos que pueden usarse para controlar la P. downsi en el corto plazo y
desarrollar un plan de investigación para encontrar métodos de control viables a largo plazo.
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Plan de Investigación de Philornis downsi
Los resultados de los primeros dos grupos de trabajo se presentan en un documento separado
denominado “Plan Estratégico para proteger las Aves Terrestres de Galápagos”.
Las presentaciones del taller están disponibles en línea en el sitio:
https://sites.google.com/site/philornisworkinggroup/workshop/presentations
Un documento de resumen de lo que se conoce actualmente sobre la P. downsi está disponible en el
sitio: https://sites.google.com/site/philornisworkinggroup/file-cabinet
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Plan de Investigación de Philornis downsi
Tabla 1: Resumen de las actividades de investigación necesarias para desarrollar un programa de
manejo efectivo de P. downsi y monto de financiamiento necesario a asegurar para cada actividad
Pregunta de
Investigación
(página #)
Acción
Prioridad Ubicación de Cooperantes
investigación a
1.3. ¿Dónde se
aparean las moscas y
cuál es la biología
reproductiva de la
mosca? (11)
1.4. ¿Cuáles son las
capacidades de
dispersión de P.
downsi? (13)
Estado de
financiamientob
FinanciaIniciado
miento
aproximado
requerido
$USDc
Galápagos
A-SICGAL,
FCD, FC, GH,
LV, RL
1-2
PF
9,000
√
2. Monitorear la actividad
Media/
de reproducción de las
alta
aves a lo largo de las islas.
Galápagos
A-SICGAL,
BF, FCD, FC,
GH, MD, RL,
SKl, SKn,
STe, LV
1-2
PF
9,000
√
3. Determinar si P. downsi
sobrevive toda la estación
seca
Media
Galápagos,
USA (SUNY)
FCD, KD, GH,
ST
1-2
PF
4,000
4. Buscar huéspedes o
alimentos alternativos de
P. downsi
Baja
Galápagos,
FCD, GJU,
Austria (OIAE) KD, RH-N,
STe, CV
1
PF
10,000
√
1. Determinar de qué
forma las moscas
encuentran los nidos de
aves.
Alta
Galápagos,
USA (SUNY,
UCR)
FCD, KD, JM,
ST
1-3
PF
30-60,000
√
2. Determinar de qué
forma las moscas se
localizan la una a la otra
para aparearse.
Alta
Galápagos,
USA (SUNY,
UCR)
FCD, KD, JM,
ST
1-3
PF
40-80,000
√
3. Buscar otros
Alta
componentes que atraigan
a la P. downsi
Galápagos,
USA (SUNY,
UCR)
FCD, KD, JM,
MQ, ST
1-3
PF
30-60,000
√
1. Registrar el
comportamiento de las
moscas para observar su
apareamiento.
Galápagos,
Trinidad,
Argentina
DC, FCD, KD,
MQ, PL, RM,
ST
1
PF
5,000
√
2. Determinar la capacidad Alta
reproductiva de la mosca
Galápagos,
DC, GH, FCD,
Trinidad, USA RM
(U.
Minnesota)
1
F
-
√
1. Determinar si han
existido múltiples
introducciones desde el
continente y si P. downsi
todavía está siendo
introducida
Alta
Galápagos,
Ecuador
continental
A-SICGAL,
FCD, RL
1-2
PF
8,000
√
2. Determinar la distancia
que viajan las moscas
dentro del archipiélago
Alta
Galápagos
A-SICGAL,
FCD, PNG
1
U
8000
Galápagos,
Australia,
Argentina,
MQ, SKl, SKn
3
PF
1.1. ¿Dónde están las 1. Monitoreo todo el año de Alta
moscas en la estación P. downsi a lo largo de las
seca? (6)
islas
1.2. ¿El
comportamiento de la
mosca está guiado
por atractivos
químicos? (9)
Duración
(años)
Alta
3. Analizar la estructura de Media
la población genética de P.
downsi y especies de
Philornis
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Plan de Investigación de Philornis downsi
Pregunta de
Investigación
(página #)
Acción
Prioridad Ubicación de Cooperantes
investigación a
Duración
(años)
Estado de
financiamientob
FinanciaIniciado
miento
aproximado
requerido
$USDc
1.5. ¿Cómo podemos 1. Desarrollar una dieta
reproducir a P. downsi para las larva de primer
en cautiverio? (15)
estadio
Alta
Galápagos,
Austria,
Trinidad, USA
(U.Minnesota)
DC, FCD, GH,
MQ, PL, RHN, RL, RM,
STe
1-2
F
-
√
2. Desarrollar una dieta
para estadios 2da y 3ra
Alta
Trinidad,
Argentina
DC, MQ, PL,
RM
1-2
F
-
√
3. Desarrollar una dieta
para adultas
Alta
Trinidad,
Argentina
DC, MQ, PL,
RM
1-2
F
-
√
4. Determinar los
estimulantes para la
oviposición
Alta
Galápagos,
DC, FCD,
Trinidad, USA MQ, PL, RL,
(SUNY),
RM, ST
Argentina
1-2
PF
5,000
1.6. ¿Cómo se
comportan P. downsi
y sus especies
congéneres en sus
rangos nativos e
introducidos? (17)
Media
Galápagos,
Ecuador
continental,
Trinidad,
Brasil,
Australia,
Argentina
DC, GH, MQ
RL, RM, SKl,
SKn
3
PF
150,000
1.7. ¿Es P. downsi un
vector de
enfermedad? (18)
Media
USA (U.
Missouri-SL)
PP
1-2
PF
10,000
1. Probar tratamientos
para los nidos usando
permetrin y compuestos
similares
Alta
Galápagos,
Argentina
CC, FCD,
CSe, CSm,
FC, GM,
PNG, MQ,
SKn, WT
1
PF
12,000
2. Probar trampas con
elementos atrayentes
Media
Galápagos
A-SICGAL,
CC, FCD,
CSe,CSm,
FC,PNG
1
PF
5,000
1. Probar trampas con
atrayentes a gran escala
Alta
Galápagos,
USA (SUNY)
A-SICGAL,
CC, CSe
CSm, FCD
KD , PNG, ST
1-2
U
10-15,000
2. Probar la interrupción
de la reproducción con
feromonas.
Alta
Galápagos,
USA (SUNY)
A-SICGAL,
CC, CSe
CSm, FCD,
KD , PNG,ST
1-2
U
20-50,000
3a. Investigar el control
biológico aumentativo
Media/
Alta
Galápagos,
CC, CSe,
USA
FCD,PNG,
(U.Minnesota) GH, SKl,STe,
1-2
PF
8-50,000
√
3b. Investigar el control
biológico clásico
Media/
Alta
Brasil,
Ecuador
continental,
Galápagos,
Trinidad, USA
(U.Minnesota)
2-4
PF
100-120,000
√
2.1 ¿Qué métodos
podemos implementar
a corto plazo para
reducir los números
de P. downsi en las
áreas de anidación de
especies de aves
altamente
amenazadas? (19)
2.2. ¿Cuáles son las
mejores estrategias
de manejo de la P.
downsi? (21)
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CC, FCD,
CSe DC, GM,
PNG, MQ,
RM,, SKn, WT
√
√
Plan de Investigación de Philornis downsi
Pregunta de
Investigación
(página #)
Acción
Prioridad Ubicación de Cooperantes
investigación a
4. Investigar opciones de
control químico
Alta
Galápagos
5. Investigar técnicas para
esterilizar a los insectos.
Media/
Alta
Galápagos,
AP, CC, CSe,
Austria (OIEA) CSm,PNG,W
T
CC, CSe
CSm, FCD
PNG, MQ,
SKn, WT
Duración
(años)
Estado de
financiamientob
1-2
U
2-4
U
FinanciaIniciado
miento
aproximado
requerido
$USDc
30-45,000
1,100,000
a: Cooperantes: A-SICGAL, Agrocalidad-SICGAL; AP, Andrew Parker (Organización Internacional de Energía Atómica, Austria); BF, Birgit
Fessl (FCD); CC, Charlotte Causton ; CSe, Christian Sevilla ( Parque Nacional Galápagos); CSm, Cathy Smallridge (consultora
independiente), DC, Dave Chadee (Universidad de Indias Orientales, Trinidad); FC, Francesca Cunninghame (FCD); (FCD); FCD,
investigador de la FCD (a ser contratado)GH, George Heimpel (Universidad de Minnesota, USA); GJ, Gustavo Jiménez (FCD); GM, Godfrey
Merlen (consultor independiente); PNG, Parque Nacional Galápagos; JM, Jocelyn Millar (Universidad de California, Riverside, USA); KD,
Kristin Doherty Escuela de Ambiente y Forestería, SUNY, USA).; LV, Leandro Vaca (Centro Científico de Galápagos); MD, Michael Dvorak
(Birdlife International, Austria); MQ, Martin Quiroga (Universidad Autónoma de Entre Ríos, Argentina); PL, Piedad Lincango (Universidad de
Valencia, España); PP, Patricia Parker (Universidad de Missouri, St. Louis, USA); RH-N, Rebecca Hood-Nowotny (OIEA, Austria); RL,
Renato León (Universidad San Francisco, Quito, Ecuador); RM, Raymond Martínez (Universidad de Indias Orientales, Trinidad); SKl, Sonia
Kleindorfer (Universidad Flinders, Australia); SKn, Sarah Knutie (Universidad de Utah, USA); ST, Sabine Tebbich (Universidad de Viena,
Austria); STe, Stephen Teale (Escuela de Ambiente y Forestería, SUNY, USA); CV, Científicos Visitantes; WT, Wacho Tapia (Parque
Nacional Galápagos).
b: Estado de financiamiento: F, financiado; PF, parcialmente financiado; U, no financiado.
c: Costos aproximados: La intención de estos estimados es dar una idea del rango de costos necesario para completar cada actividad de
investigación. Nota: esto no incluye los costos de implementación de los programas de control una vez que se haya finalizado la
investigación.
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Plan de Investigación de Philornis downsi
PLAN DE INVESTIGACIÓN
El presente documento identifica las investigaciones y acciones claves que son necesarias para
desarrollar un programa efectivo de manejo de P. downsi. El plan está dividido en dos secciones
basadas en dos metas: 1) Comprender la ecología y biología de P. downsi; y 2) Desarrollar una
estrategia para el manejo efectivo de P. downsi.
Se identificaron las siguientes preguntas clave de investigación para cada meta y se han listado de
acuerdo a su prioridad.
Meta 1: Comprender la ecología y biología de P. downsi
1. ¿Por qué y cómo P. downsi emerge en números tan grandes al principio de la temporada de
reproducción? ¿Dónde están las moscas en la temporada seca? (PRIORIDAD ALTA).
2. ¿El comportamiento de la mosca es guiado por atrayentes químicos? (PRIORIDAD ALTA).
3. ¿Dónde copulan las moscas? (PRIORIDAD ALTA).
4. ¿Cuáles son las capacidades de dispersión de P. downsi? (PRIORIDAD ALTA).
5. ¿Cómo podemos reproducir a P. downsi en cautiverio? (PRIORIDAD ALTA).
6. ¿Cómo se comporta P. downsi en su rango nativo? (MEDIANA PRIORIDAD).
7. ¿Es P. downsi un vector de enfermedad?
Meta 2: Desarrollar una estrategia para el manejo efectivo de P. downsi.
1. ¿Qué soluciones a corto plazo podemos usar para reducir los números de P. downsi en las áreas
de anidación de especies de aves altamente amenazadas? (PRIORIDAD ALTA).
2. ¿Cuáles son las mejores estrategias de manejo para prevenir, controlar o erradicar a P. downsi y
qué pasos deben darse para determinar si pueden ser efectivas? (PRIORIDAD ALTA).
A continuación se presenta un resumen de las acciones recomendadas que deben realizarse para
responder a cada una de las preguntas de investigación. Para cada actividad de investigación se
provee la siguiente información: breve descripción de la metodología, dónde se realizará la
investigación, principales recursos requeridos para realizar la investigación, lista de investigadores
cooperantes en el proyecto con el coordinador del proyecto resaltado con un asterisco (*), y
finalmente el financiamiento necesario para el proyecto. La investigación será realizada por
especialistas en Argentina, Austria, Australia, Brasil, Ecuador, Trinidad, y en los Estados Unidos.
Además, un pequeño equipo de investigación tendrá como base las islas Galápagos para realizar los
estudios prioritarios sobre la ecología de la P. downsi y para probar técnicas de control en el campo.
META 1: COMPRENDER LA ECOLOGÍA Y BIOLOGÍA DE P. DOWNSI
Antecedentes
Todavía existen grandes brechas en lo que conocemos sobre la historia de vida y la ecología de P.
downsi tales como, cómo se reproduce, de qué se alimentan las moscas adultas y las larvas recién
nacidas y qué estimula la colocación de huevos. Esta información es crucial para criar masivamente
la P. downsi en el laboratorio, un pre-requisito para desarrollar métodos de control tales como la
Técnica de Esterilización de Insectos y control biológico. Por otro lado, una comprensión de los
señales olfativas (olores de comida o feromonas) que usan las moscas, facilitará el desarrollo de
técnicas para atraparlas y monitorearlas.
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Plan de Investigación de Philornis downsi
Preguntas de investigación
1.1 ¿Por qué y cómo la P. downsi emerge en números tan grandes al principio de la temporada
de reproducción? ¿Dónde están las moscas en la temporada seca? (PRIORIDAD ALTA)parcialmente financiado, en progreso)
Antecedentes y razonamiento: los estudios sugieren que las zonas húmedas de vegetación actúan
como un reservorio para las moscas porque algunas aves pueden estar reproduciéndose todo el año
en esta zona, manteniendo de esta forma una población permanente de moscas (Wiedenfeld et al.,
2007; O'Connor et al., 2010a). Es necesario realizar más estudios para determinar si la zona húmeda
es un hábitat de alta calidad para las moscas todo el año y si existe evidencia de dinámicas fuentesumidero donde las moscas en la zona húmeda se trasladan a la zona árida cuando las condiciones
son favorables.
Hipótesis:
A. Las moscas adultas son activas y se alimentan de frutas en fermentación durante la temporada
seca;
B. Las moscas adultas entran en inactividad;
C. La reproducción ocurre en los nidos de aves en la zona de Scalesia/agrícola a lo largo del año;
D. La reproducción ocurre en huéspedes alternos o materiales alimenticios
E. Migración entre hábitats donde las aves todavía están reproduciéndose (pe. Zonas bajas a zonas
altas o zonas bajas a zonas agrícolas).
Acercamiento a la prueba de hipótesis:
1.1.1 Monitoreo todo el año de P. downsi a lo largo de la islas
Prioridad - Alta
Breve descripción de los métodos – Las moscas serán monitoreadas con intervalos de tiempo
estandarizados (pe. Semanalmente) usando trampas McPhail con una mezcla estandarizada de
papaya y azúcar. Serán necesarias múltiples réplicas (~30/hábitat) en las zonas altas, en la zona
agrícola y en las zonas bajas de cada isla. Inicialmente, el monitoreo se limitará a Santa Cruz y
posiblemente a San Cristóbal, y en el sitio de anidación del Pinzón de Manglar.
Ubicación – Galápagos.
Recursos clave - personal, transporte, trampas, atrayentes, tubos de recolección.
Duración – por lo menos 1.5 años.
Cooperantes – Agrocalidad-SICGAL, investigador de la FCD*, Charlotte Causton, Francesca
Cunninghame, George Heimpel, Leandro Vaca, Renato León.
Fondos necesarios – parcialmente financiado. Monitoreo en Santa Cruz financiado el primer año con
fondos de Galápagos Conservation Trust y George Heimpel. GAIAS y el GSC, USFQ financiarán la
investigación en San Cristóbal. Se necesitan fondos para contratar el investigador de la FCD. Monto
necesario aproximado: $ 9000.
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Plan de Investigación de Philornis downsi
1.1.2. Monitorear la actividad de reproducción de aves a lo largo de las islas
Prioridad - Media/Alta
Breve descripción de los métodos – Visitar hábitats áridos y húmedos todo el año para determinar
el número de aves que se están reproduciendo y si es suficiente para apoyar las mismas poblaciones
de Philornis observadas durante la estación húmeda. Cuantificar la densidad de nidos relativa a la
abundancia de Philornis en los nidos para establecer una comparación entre las estaciones seca y
húmeda. Revisar los nidos para determinar si Philornis está presente independientemente de la
época del año.
Ubicación – Galápagos.
Recursos clave - personal, transporte, binoculares, escalera.
Duración – cada hábitat debe ser monitoreada por lo menos pasando una semana por al menos un
año.
Cooperantes – Agrocalidad-SICGAL, Birgit Fessl, investigador de la FCD*, Francesca Cunninghame,
Leandro Vaca, Michael Dvorak, Renato León, Sabine Tebbich, Sarah Knutie, Sonia Kleindorfer.
Fondos necesarios - parcialmente financiado. Monitoreo en Santa Cruz financiado para el primer
año con fondos de Galápagos Conservation Trust y George Heimpel. GAIAS y el CCG, USFQ
financiarán la investigación en San Cristóbal. Se necesitan fondos para contratar al investigador de la
FCD. Financiamiento necesario aproximado: $9000.
1.1.3. Determinar si P. downsi sobrevive toda la estación seca
Prioridad - media
Breve descripción de los métodos – Preservar algunas moscas al principio de la estación húmeda,
examinar las capas de endocutícula para determinar si es una opción factible para determinar la edad
de las moscas. Si esto funciona, determinar la edad de las moscas al inicio y al fin de la estación seca
usando un microscopio de transmisión de electrones. Considerar también el mirar el pigmento del ojo
pterina.
Ubicación – Galápagos; Universidad Estatal de Nueva York (SUNY-ESF), Syracuse.
Recursos clave - personal, transporte, trampas, tubos de recolección. Se requiere el microscopio de
transmisión de electrones y posiblemente trabajo en sitio con un microscopio compuesto.
Duración – 1-2 años.
Cooperantes – Investigador de la FCD, George Heimpel, Kristin Doherty, Stephen Teale*.
Fondos necesarios – parcialmente financiado. Algunos fondos de Stephen Teale y George Heimpel.
Financiamiento necesario aproximado: $4000.
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Plan de Investigación de Philornis downsi
1.1.4. Buscar materiales huésped /alimentos alternativos de P. downsi
Prioridad - Baja
Breve descripción de los métodos – Para determinar si los huéspedes de la Philornis cambian
durante la estación seca, se analizará la marca isotópica y la composición de ácido graso de las
moscas adultas a lo largo del año y se comparará con muestras de huéspedes alternativos
potenciales tales como ratas y otras especies de aves. Se recolectarán 20 moscas adultas cada mes
desde marzo a diciembre y se analizarán. Si es necesario se realizará la búsqueda de huéspedes
alternativos en medio de la estación seca en diferentes tipos de hábitats. Las búsquedas deben incluir
material de carroña/fecal y otros nidos/hábitats de otros animales vivientes (pe. Aves marinas, nidos
de rata) de zonas húmedas, agrícolas y áridas, incluyendo las regiones costeras en donde se
encuentra el pinzón de manglar. El barrer y aspirar la vegetación puede ayudar a determinar donde
pasan el tiempo las moscas cuando no están en el nido.
Ubicación – Galápagos; OIEA, Viena.
Recursos clave - personal, transporte, trampas, barredor de nidos, aspiradora de insectos, tubos de
recolección, análisis de laboratorio.
Duración – trabajo isótopo: 1 año; trabajo de campo: semana de muestreo intensivo en diferentes
hábitats en medio de la estación seca (pe. octubre), por 3 semanas.
Cooperantes – trabajo isótopo: Rebecca Hood-Nowotny y Sabine Tebbich*; investigación en
Galápagos: Investigador de la FCD*, George Heimpel, Gustavo Jiménez, científicos visitantes.
Fondos necesarios – parcialmente financiado. Trabajo isótopo parcialmente financiado a través de
una donación concedida a Rebecca Hood-Nowotny. Investigación en Galápagos sin financiamiento.
Financiamiento necesario aproximado: $10,000.
1.2. El comportamiento de la mosca es guiado por atrayentes químicos (PRIORIDAD ALTA –
parcialmente financiado, en progreso)
Antecedentes y razonamiento: Esta investigación es crucial para el manejo exitoso de P. downsi.
Los atrayentes químicos para el insecto pueden ser olores de alimentos o feromonas y pueden
usarse por sí solos o combinados. Los atrayentes químicos se usan para monitorear poblaciones de
plagas o para suprimir poblaciones a través de una serie de estrategias tales como trampeo a gran
escala, interrupción de la cópula, entre otros.
Varios múscidos producen feromonas para atraer a su pareja tal como la mosca casera y las
especies de Fannia, entre otras. Los resultados preliminares de la búsqueda de feromonas en P.
downsi, sugieren que los machos producen una feromona de agregación (Collignon y Teale, 2010).
Adicionalmente, existe un pronunciado dimorfismo sexual en los hidrocarbonos cuticulares que son
similares a las feromonas sexuales que han sido reportados en otros múscidos. Se requieren estudios
adicionales para identificar el sexo que produce la feromona.
Los olores de alimentos pueden ser atractivos en diferentes momentos en la vida del insecto adulto,
por ejemplo, los olores de alimentos pueden atraer a las hembras a los sitios de colocación de
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Plan de Investigación de Philornis downsi
huevos. Algunas pruebas con elementos atrayentes sugieren que la P. downsi es atraída a productos
en fermentación y olores producidos por la proteína en descomposición (Muth, 2007; Lincango y
Causton, 2008a). De acuerdo a esto, podemos plantear la hipótesis de que las hembras de P. downsi
en busca de nidos huésped podrian ser atraídas por olores fecales compuestos, en parte, de material
vegetal y proteico digerido o en descomposición.
1.2.1 Determinar de qué forma las moscas encuentran los nidos de ave
Prioridad - Alta
Breve descripción de los métodos –
Se realizarán pruebas para determinar si las aves dependen de señales visuales u olfativas, o ambas,
para localizar los nidos.
A. Para examinar si las moscas usan señales olfativas para localizar los nidos, se revisarán muestras
de material fecal y muestras de materiales frescos de nidos para buscar potencial actividad con
análisis de un detector a gas de cromatografía- electroantenografía (GC-EAD). Seguidamente se
realizarán exámenes de comportamiento en el aboratorio y estudios de trampas en campo en
combinación con feromonas. Se realizarán ensayos de comportamiento en laboratorio en Syracuse y
ensayos de campo en Galápagos para confirmar la actividad de los compuestos que están activos.
Los extractos activos a nivel de comportamiento serán examinados con el GC-EAD y los compuestos
activos EAD serán identificados tentativamente con cromatografía de gas – espectrometría de masa
(GC-MS) y serán enviados a UC Riverside para el posterior trabajo de elucidación estructural si es
necesario.
B. Para examinar si las moscas usan señales visuales como la forma del nido para localizar los nidos,
se recolectarán nidos no ocupados de diferentes tipos y se expondrán a los volátiles que han sido
identificados. Se colocará cinta adhesiva en los nidos para atrapar a las moscas.
Ubicación – Galápagos; Universidad Estatal de Nueva York, (SUNY-ESF), Syracuse; Universidad de
California, Riverside.
Recursos clave - personal, atrayentes, trampas, análisis de laboratorio.
Duración – 1-3 años.
Cooperantes – investigador de la FCD, Jocelyn Millar (UC Riverside), Kristin Doherty, Stephen
Teale*, estudiante de PhD no identificado supervisado por Stephen Teale.
Fondos necesarios - parcialmente financiado. El trabajo en Syracuse está financiado para el primer
año y posiblemente para el segundo año por Galápagos Conservancy. Financiamiento necesario
aproximado para el segundo año: $ 20,000. Se necesita encontrar financiamiento para la producción
en masa/síntesis de olores. El costo de la síntesis depende de la estructura de el/los compuesto(s)
que es desconocida al momento. Este podría variar de insignificante, en caso de que el compuesto
esté disponible a nivel comercial, a varias decenas de miles para una estructura compleja que
requiera una síntesis con varios pasos.
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Plan de Investigación de Philornis downsi
1.2.2. Determinar en qué forma las moscas localizan una pareja. Si usan feromonas,
determinar el sexo que produce el atrayente y si es una feromona sexual o una feromona de
agregación
Prioridad - Alta
Breve descripción de los métodos – las hembras vírgenes y los machos serán probados en el
campo para determinar si existe algún atrayente y cuando se produce (edad de la mosca, hora del
día) etc. Para determinar si se producen feromonas vía oxidación de hidrocarbonos, se expondrán los
extractos cuticulares de la mosca a una luz de espectro completo usando un simulador solar en el
laboratorio para aproximar condiciones parecida a las cuales P. downsi está expuesta en la
naturaleza. Se examinarán separadamente los extractos masculinos y femeninos y luego se
analizarán usando el GC-EAD. Todas las muestras activas a nivel de comportamiento serán
analizadas por GC-MS al menos hasta identificar tentativamente los compuestos que activen las
antenas y los extractos cuticulares masculinos y femeninos crudos y oxidados serán examinados en
ensayos de campo en Galápagos. Dependiendo de si los compuestos activos son identificables con
GC-MS o no, y de si éstos están disponibles comercialmente o no, el próximo paso será involucrar a
un químico que pueda identificar el compuesto activo usando técnicas espectrométricas estándar, y
luego, diseñarlo y sintetizarlo, si no está disponible comercialmente. Una vez que se obtenga una
muestra sintética del compuesto activo, se confirmará su estructura con una serie de pruebas
incluyendo la detección electroantenográfica (GC-EAD), respuesta de comportamiento en laboratorio
en un olfatómetro de tubo Y, y una evaluación de trampas en campo.
Ubicación – Galápagos; Universidad Estatal de Nueva York, (SUNY-ESF), Syracuse; Universidad de
California, Riverside.
Recursos clave - personal, transporte, trampas, atrayentes, tubos recolectores, análisis de
laboratorio.
Duración – 1-3 años.
Cooperantes – investigador de la FCD, Jocelyn Millar (UC Riverside), Kristin Doherty, Stephen
Teale*, estudiante de PhD no identificado supervisado por Stephen Teale.
Fondos necesarios – parcialmente financiado. El trabajo en Syracuse está financiado para el primer
año y posiblemente para el segundo año por Galápagos Conservancy. Financiamiento necesario
aproximado para el segundo año: $40,000. Será necesario encontrar financiamiento para la
producción en masa/síntesis de feromonas. El costo de la síntesis depende de la estructura de el/los
compuesto(s) que es desconocida al momento. Éste puede variar de una cantidad irrisoria en caso de
que el compuesto está disponible comercialmente, a varias decenas de miles de dólares para una
estructura compleja que requiera una síntesis de varios pasos.
1.2.3. Búsqueda de otros compuestos que atraigan a P. downsi que puedan ser usados para
atraparlas
Prioridad - Alta
Breve descripción de los métodos – Los olores asociados con los eventos de alimentación o
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Plan de Investigación de Philornis downsi
copulación serán identificados y examinados para ver si son atractivos a la P. downsi ya sea solos o
en combinación con feromonas. Los aromas volátiles de banana y papaya y otros olores serán
examinados en el laboratorio en Syracuse y se realizarán ensayos de comportamiento en laboratorio
usando un olfatómetro con tubo en Y. Paralelamente se realizarán estudios en el norte de Argentina y
posiblemente en Brasil. Se obtendrán muestras de los materiales en los cuales se observe a la P.
downsi copulando en el laboratorio y en el campo, y estos olores serán analizados con GC-EAD y
GC-MS. Se realizarán ensayos de comportamiento en laboratorio en Syracuse y se realizarán
ensayos de campo en Galápagos para confirmar la actividad de los compuestos que están activos.
Los extractos activos a nivel de comportamiento serán examinados con GC-EAD y los compuestos
activos en base al EAD serán identificados tentativamente con el GC-MS y serán enviados a UC
Riverside para realizar un trabajo de identificación estructural posterior, si es necesario.
Ubicación – Galápagos; Universidad Estatal de Nueva York, (SUNY-ESF), Syracuse; Universidad de
California, Riverside; Universidad Autónoma de Entre Ríos, Santa Fe, Argentina.
Recursos clave - personal, transporte, trampas, atrayentes, tubos recolectores, análisis de
laboratorio.
Duración – 1-2 años.
Cooperantes – investigador de la FCD, Jocelyn Millar (UC Riverside), Kristin Doherty, Martín
Quiroga, Stephen Teale*, estudiante de PhD no identificado supervisado por Stephen Teale.
Fondos necesarios - parcialmente financiado. Financiamiento de Galápagos Conservancy para el
primer año y posiblemente para el segundo año de investigación de Stephen Teale. Financiamiento
necesario aproximado para el segundo año: $ 20,000. Será necesario encontrar financiamiento para
la producción en masa /síntesis de atrayentes. El costo de la síntesis depende de la estructura de
el/los compuesto(s) que es desconocida al momento. Éste puede variar de una cantidad irrisoria en
caso de que el compuesto esté disponible a nivel comercial, a varias decenas de miles para una
estructura compleja que requiera una síntesis de varios pasos. Se buscará financiamiento de
agencias en Argentina para el trabajo en Argentina y Brasil (Martín Quiroga).
1.3. ¿Dónde se aparean las moscas y cuál es la biología reproductiva de la mosca?
(PRIORIDAD ALTA – parcialmente financiado, en progreso)
Antecedentes y razonamiento: No se ha observado la cópula en los nidos ni en ningún otro lugar en
el campo. Se ha observado la cópula en el laboratorio pero solo en cinco ocasiones (Lincango y
Causton, 2008b). El comprender donde copulan las moscas es crítico para desarrollar un programa
de manejo, sin embargo todavía hay muchas cosas que no conocemos sobre el sistema de
apareamiento de la mosca, por ejemplo, como se atraen las moscas unas a otras, qué pasa durante
el cortejo y donde y cuando se realiza, si los machos tienen territorios o se congregan. Si somos
capaces de determinar donde se realiza el apareamiento (pe. En flores o alimentos, en los nidos, en
estiércol o carroña), podremos encontrar los olores atrayentes que están asociados con la ubicación
del apareamiento que puede usarse para desarrollar un método para atraparlas. Por otro lado, una
comprensión del sistema de apareamiento (tal como las señales para iniciar la cópula y el
comportamiento para depositar los huevos) es clave para evaluar la factibilidad de la Técnica de
Esterilización de Insectos.
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Plan de Investigación de Philornis downsi
1.3.1. Observar el comportamiento de las moscas para observar los eventos de apareamiento
Prioridad - alta
Breve descripción de los métodos – Se realizarán observaciones en los puntos posibles de
agregación, incluyendo frutas o proteínas en descomposición, flores y nidos de aves. Se colocarán
cámaras o trampas pegajosas en lugares estratégicos tales como los nidos de ave para registrar la
visita de las moscas y detectar si los machos se congregan alrededor de los sitios posibles para la
colocación de huevos. También se colocarán trampas pegajosas en diferentes especies de plantas
para determinar si las moscas adultas tienen una planta preferida. Adicionalmente, se colocarán
trampas McPhail con atrayentes en lugares estratégicos y se registrará la visita y el comportamiento
de las moscas alrededor de las trampas. Además, se realizarán observaciones en el laboratorio
donde se colocarán las moscas en jaulas de diferentes tamaños (2.5 m de diámetro por 2 m de alto),
para tratar de observar el apareamiento y otros comportamientos. Se usarán cámaras para registrar
la actividad de las moscas.
Ubicación – Galápagos; Trinidad; Argentina.
Recursos clave - personal, transporte, trampas, atrayentes, jaulas, tubos recolectores, cámaras.
Duración – 1 año.
Cooperantes – investigador de la FCD*, Dave Chadee, Kristin Doherty, Martín Quiroga, Piedad
Lincango, Raymond Martínez, Stephen Teale, estudiante de PhD no identificado supervisado por
Stephen Teale.
Fondos necesarios – parcialmente financiado. Las investigaciones en Trinidad y Argentina están
financiadas. La investigación en Galápagos no está financiada. Monto aproximado de financiamiento
necesario: $5000.
1.3.2 Determinar la capacidad reproductiva de la mosca
Prioridad – Alta, pero no necesaria de manera inmediata
Breve descripción de los métodos - en los programas de esterilización de insectos (SIT), las
moscas de la fruta con tasas muy altas de fecundidad en su tiempo de vida (1000 – 2000 huevos por
hembra) requieren tasas de liberación de moscas estériles más altas que las moscas con tasas
reproductivas mucho menores. Mientras que las investigaciones recientes sugieren que un número de
hembras Philornis pueden colocar de 10 a 15 huevos en un nido, no se conoce que proporción de la
fecundidad en el tiempo de vida de cada hembra representa este evento reproductivo. Sería
importante aclarar la fecundidad general en el tiempo de vida para esta especie, determinando la
capacidad diaria o semanal para colocar huevos de numerosos individuos que se mantengan en el
laboratorio en su tiempo de vida. Estos resultados facilitarán el realizar evaluaciones de la producción
de moscas estériles y las tasas de liberación necesarias y los costos probables de la implementación
de un programa de esterilización de insectos (SIT) para esta especie. Los resultados también serán
útiles para otros programas de control.
Ubicación – Galápagos; Universidad de Indias Orientales, Trinidad; Universidad de Minnesota.
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Plan de Investigación de Philornis downsi
Recursos clave - personal, transporte, trampas, atrayentes, tubos recolectores, espacio de
laboratorio y jaulas.
Duración – 1 año.
Cooperantes – Dave Chadee*, Cathy Smallridge, George Heimpel, Raymond Martínez.
Fondos necesarios - Financiado. La investigación en Trinidad está financiada por medio de un
contrato con OIEA.
1.4.
¿Cuáles son las capacidades de dispersión de la P. downsi? (PRIORIDAD ALTA – pero
no se necesita inmediatamente, parcialmente financiado)
Antecedentes y razonamiento: Philornis downsi fue probablemente introducida por primera vez en
Galápagos juntamente con frutas, palomas/pollos o material de nido importados o en las cabinas de
los aviones. Es posible que haya existido más de un evento de introducción. El vía de colonización de
la P. downsi dentro del archipiélago puede haber sido natural (por medio del viento) y/o asistida (en
frutas, atraídas por las luces de los barcos, etc.). Los estudios han demostrado que existe un alto flujo
de genes entre las islas Isabela, Santa Cruz y Floreana, siendo el más alto flujo de genes entre Santa
Cruz e Isabela y el más bajo desde la isla Floreana; el flujo de genes entre los sitios de zonas bajas y
altas fue comparable (Dudaniec et al., 2008). Esto sugiere que P. downsi puede dispersarse en
grandes distancias y puede colonizar áreas nuevas por sí misma. El comprender la capacidad de
dispersión de la P. downsi es crucial para determinar qué métodos de control serían efectivos. Por
ejemplo, si es altamente posible tener una re-invasión, el enfoque debería ser una supresión/manejo
a largo plazo en lugar de la erradicación.
1.4.1. Determinar si han existido múltiples introducciones del continente y si P. downsi todavía
está siendo introducida.
Prioridad - Alta
Breve descripción de los métodos – El primer paso debe ser determinar si Philornis está presente
en el Ecuador continental. Se debe contactar a los ornitólogos y entomólogos y en el caso que no se
ha registrado la presencia de P. downsi en el continente, se debe realizar un inventario de los nidos
de paseriformes en el área de Guayaquil. Adicionalmente, se deben revisar los especímenes
recolectados durante el monitoreo de aviones y barcos de carga por parte de Agrocalidad-SICGAL.
Se pueden colocar trampas tales como jaulas con luz LED y trampas pegajosas en el fondo de los
contenedores de carga antes de salir de Quito y Guayaquil para identificar si Philornis está siendo
reintroducida.
Ubicación – Galápagos; Quito; Guayaquil y áreas aledañas.
Recursos clave - personal, transporte, trampas, atrayentes, tubos recolectores.
Duración – al menos una vez al año.
Cooperantes – Agrocalidad- SICGAL (Ronal Azuero, José Loayza, José Luis Escandón, Jimena
Vivero), investigador de la FCD*, Renato León.
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Plan de Investigación de Philornis downsi
Fondos necesarios – parcialmente financiado. Agrocalidad-SICGAL cubrirá los costos para
monitorear periódicamente los aviones y barcos. Se necesita financiamiento para realizar la
investigación en el Ecuador continental. Monto aproximado necesario de fondos: $ 8,000.
1.4.2. Determinar la distancia que viajan las moscas dentro del archipiélago
Prioridad - Alta
Breve descripción de los métodos – Usando polvo fluorescente, se pueden etiquetar las moscas de
diferentes hábitats con un color distintivo y luego pueden ser liberadas. Las moscas serán
recapturadas usando trampas McPhail y se registrará la proporción de colores en cada hábitat. Este
estudio también podría proporcionar información sobre la longevidad de las moscas y complementará
los estudios indicados en el numeral 1.1.3.
Ubicación – Galápagos.
Recursos clave - personal, transporte, trampas, atrayentes, tubos recolectores, polvo fluorescente.
Duración – al menos una vez al año.
Cooperantes – Agrocalidad-SICGAL, investigador de la FCD*, PNG.
Fondos necesarios – sin financiamiento. Monto aproximado de fondos necesarios: $8000.
1.4.3. Analizar la estructura genética poblacional de Philornis downsi y las especies Philornis
Prioridad - media
Breve descripción de los métodos – Se analizarán muestras de moscas P. downsi de Trinidad,
Argentina, Brasil, Galápagos, Perú, y especialmente de Ecuador, para evaluar la estructura genética
de la población. El grupo de Kleindorfer extraerá el ADN de los huéspedes, larvas y pupas y se
enfocará en ocho marcadores micro satelitales de P. downsi desarrollados por Dudaniec y otros.
(2008). Adicionalmente desarrollarán más marcadores usando muestras de Philornis del continente y
de las islas. También desarrollarán marcadores de cualquier especie parasitoide asociada con la P.
downsi (incluyendo las dos que se encuentran comúnmente en las Galápagos; ver el numeral 2.2.).
Se seguirán condiciones multiplex PCR como se describe en el trabajo de Dudaniec et al. (2008a). El
equipo de Kleindorfer conducirá métodos genómicos adaptativos innovadores tales como el DNA
Asociado en Sitio Restringido (RAD por sus siglas en Inglés- Restriction-site Associated DNA)
secuenciando ambos P. downsi y los pinzones de Darwin desde 2013 al 2015, para identificar los
genes adaptativos y comprender de mejor forma la relación entre el huésped y el parásito.
Para distinguir entre las especies, el grupo de Quiroga usará secuencias ITS2 como marcadores
moleculares para diferenciar de forma inequívoca los especímenes de Philornis identificados usando
características morfológicas. La evidencia acumulada sugiere que la región rDNA ITS2 es un buen
marcador filogenético a nivel de especies o géneros debido a sus muchas ventajas, como la facilidad
de conducir PCRs y de ser una región relativamente pequeña con alto contenido de información.
(Young & Coleman, 2004).
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Plan de Investigación de Philornis downsi
Ubicación – Galápagos; Universidad Flinders, Australia; Universidad Autónoma de Entre Ríos, Santa
Fe, Argentina.
Recursos clave - personal, transporte, tubos recolectores, materiales necesarios para análisis
genéticos (sustratos, enzimas, tubos para micro centrifugado, etc.).
Duración – 3 años.
Cooperantes – Grupo Clayton – Sarah Knutie (Galápagos y Trinidad), Martín Quiroga (Argentina),
Sonia Kleindorfer (muestras en Galápagos y Ecuador continental).
Fondos necesarios – parcialmente financiado, los grupos de Quiroga y Clayton tienen
financiamiento. Se requiere financiamiento para el grupo de Kleindorfer (producto Noviembre 2012) $250,000.
1.5. ¿Cómo podemos reproducir a la P. downsi en cautiverio? (PRIORIDAD ALTA –
parcialmente financiado, en progreso)
Antecedentes y razonamiento: el poder reproducir a la P. downsi en cautiverio es crucial para
desarrollar los métodos de crianza masiva que se requieren para el control biológico y esterilización
de insectos (SIT). Debido a esto, todos los aspectos de esta investigación son de alta prioridad. Del
2007-2008 se han realizado esfuerzos considerables para tratar de criar moscas P. downsi en
cautiverio, sin embargo, solo se han obtenido resultados parcialmente exitosos. Se encontraron
medios para criar el segundo estadio hasta la edad adulta, pero los investigadores no pudieron
encontrar un medio de alimentación adecuado para el primer estadio. Al parecer, las condiciones
medioambientales también deben ser muy estables (pe. temperatura y humedad constantes para
estimular los orificios nasales). Algunos huevos se colocaron en el laboratorio, pero todavía deben
definirse los estimulantes de la oviposición y los medios de colocación de huevos.
1.5.1. Desarrollar una dieta para criar el 1er estadio de larvas
Prioridad – alta
Breve descripción de los métodos – Se criarán larvas en huéspedes vivos (canarios y pichones) en
la Universidad de Minnesota y en la Universidad Nacional del Litoral (Argentina) para ver si es posible
obtener moscas hasta su completo desarrollo. Paralelamente, se investigarán los medios para criar el
1er estadio de larvas en Trinidad. Una vez que se obtengan huevos/larvas en el laboratorio, se
requerirá un medio artificial para alimentarlas. Para simular el ambiente natural, se pueden mantener
las larvas en contenedores con material parecido al de los nidos, sobre la cual se colocará una fina
membrana (parafilm, malla o caucho) a través de la cual las larvas pueden alimentarse, proveyendo
un material alimenticio como sangre, productos cárnicos o medios artificiales, o se les puede sumergir
en este material. Se usará un marcaje estable de isótopos para determinar qué las larvas del 1er
estadio están realmente consumiendo, por ejemplo, secreciones o tejidos.
Ubicación – Galápagos, Universidad de Minnesota; Universidad de Indias Orientales; OIEA, Viena;
Universidad Autónoma de Entre Ríos, Santa Fe, Argentina.
Recursos clave - personal, transporte, aves vivas, instalaciones de cuarentena, dietas.
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Plan de Investigación de Philornis downsi
Duración – por lo menos una vez al año.
Cooperantes – Investigador de la FCD, Dave Chadee*, George Heimpel, Martín Quiroga, Piedad
Lincango, Raymond Martínez, Rebbeca Hood-Novotny, Renato León, Sabine Tebbich.
Fondos necesarios – Financiado. Financiamiento de OIEA para el trabajo en Trinidad y el trabajo
isótopo en Austria. George Heimpel y Martín Quiroga tienen financiamiento.
1.5.2. Desarrollar una dieta para criar 2do y 3er estadios larvales
Prioridad – alta
Breve descripción de los métodos – El segundo y el tercer estadios de larva se pueden criar en
cautividad con sangre de pollo descongelada o agar con sangre de pollo (Lincango y Causton, 2008b;
Hellman y Fierke, 2009). Estos métodos serán estandarizados y las técnicas como los sistemas de
alimentación por membranas serán probadas para desarrollar una metodología que pueda usarse
para criar grandes cantidades de larvas. Se investigará el uso de sistemas de calefacción en
combinación con el régimen alimenticio (hematech).
Ubicación – Universidad de Indias Orientales; Universidad Autónoma de Entre Ríos, Santa Fe,
Argentina.
Recursos clave - personal, laboratorio, dietas.
Duración – por lo menos una vez al año.
Cooperantes – Dave Chadee*, Martín Quiroga, Piedad Lincango, Raymond Martínez.
Fondos necesarios - Financiado. El trabajo en Trinidad está financiado por el contrato de
investigación con OIEA (contrato para 2 años). Trabajo en Argentina financiado por el Consejo
Nacional de Investigaciones Científicas y Térnicas - CONICET.
1.5.3. Desarrollar una dieta para criar moscas adultas
Prioridad – alta
Breve descripción de los métodos – Se ha encontrado que una mezcla de papaya y proteína es
adecuada para criar moscas adultas y para obtener huevos fértiles (Lincango y Causton, 2008b). Las
moscas también se alimentan bien con una mezcla de cerezas muyuyu y maracuyá con huevos,
leche y azúcar (grupo de Clayton). Se probarán otros componentes de la dieta para encontrar un
medio adecuado para criar moscas masivamente. Se realizarán pruebas para determinar las
proporciones óptimas necesarias para asegurar un tiempo de vida largo y alta fecundidad y se
desarrollará un protocolo.
Ubicación – Universidad de Indias Orientales; Universidad Autónoma de Entre Ríos, Santa Fe,
Argentina.
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Plan de Investigación de Philornis downsi
Recursos clave - personal, laboratorio, dietas, jaulas.
Duración – por lo menos una vez al año.
Cooperantes – Dave Chadee*, Martín Quiroga, Piedad Lincango, Raymond Martínez.
Fondos necesarios - financiado. El trabajo en Trinidad está financiado por el contrato de
investigación de OIEA (contrato a 2 años). El trabajo en Argentina está financiado por CONICET.
1.5.4. Determinar qué estimula la oviposición
Prioridad – alta
Breve descripción de los métodos – se probarán las señales visuales y olfatorias para determinar
los estimulantes más efectivos para la colocación de huevos. Esto incluirá los nidos (con o sin
cubierta artificial y una fuente de calor), viruta o aserrín, plantas, entre otras. Los estudios de campo
proporcionarán datos adicionales sobre las señales para probar. Adicionalmente, las hembras serán
forzadas a depositar huevos, poniéndolas en pequeños frascos por períodos cortos de tiempo o por
decapitación.
Ubicación – Galápagos; Universidad de Indias Orientales; Universidad Estatal de Nueva York,
(SUNY-ESF), Syracuse; Universidad Autónoma de Entre Ríos, Santa Fe, Argentina.
Recursos clave - personal, transporte, trampas, atrayentes, tubos recolectores, jaulas.
Duración – por lo menos una vez al año.
Cooperantes – investigador de la FCD, Dave Chadee*, George Heimpel, Martín Quiroga, Piedad
Lincango, Raymond Martínez, Renato León, Stephen Teale.
Fondos necesarios – parcialmente financiado. El trabajo en Trinidad está financiado por el contrato
de investigación de OIEA (contrato a 2 años). El trabajo en Argentina es financiado por CONICET. El
trabajo en Galápagos no está financiado. Monto aproximado de fondos necesarios: $ 5000.
1. 6. ¿De qué forma la P. downsi y sus especies congéneres se comportan en sus rangos
nativos e introducidos y cómo se relaciona esto con el ambiente? (PRIORIDAD MEDIA –
parcialmente financiado, en progreso)
Antecedentes y razonamiento: El realizar investigaciones paralelas sobre la P. downsi y sus
especies congéneres que tienen una relación cercana en su rango nativo e introducido, puede
ayudarnos a comprender la biología de la mosca. El género Philornis consta de 50 especies y la
distribución principal de la Philornis se encuentra en Centro y Sud América, extendiéndose hasta el
sur de los Estados Unidos. Se ha reportado la existencia de P. downsi en Trinidad y Brasil, de donde
se piensa es nativa. Recientemente se encontró en Argentina, a donde puede haberse dispersado
naturalmente (Silvestri y otros., 2011). No se conoce si se encuentra en el Ecuador continental.
La variación medioambiental influencia fuertemente la dinámica de las enfermedades en las
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Plan de Investigación de Philornis downsi
comunidades de vida silvestre. Los modelos de cambio climático global predicen una mayor virulencia
e impacto de las enfermedades y parásitos en los ecosistemas, y debido a esto, es importante buscar
evidencia de una rápida coevolución entre los huéspedes y la P. downsi en relación a los factores
ambientales que influyen en el éxito y persistencia de la mosca. Los resultados de estos estudios
tendrán implicaciones aplicadas para predecir la severidad del brote y conservar la biodiversidad.
Breve descripción de los métodos – Se deben realizar estudios de campo sobre la prevalencia de
Philornis e intensidad del parasitismo, para identificar las presiones selectivas que actúan sobre las
poblaciones de P. downsi (pe. humedad/temperatura, competencia con otras especies de Philornis,
parasitoidismo). Se conoce que en las áreas temperadas del sur, la prevalencia de Philornis
usualmente se incrementa con el avance de la estación de reproducción, esto es diferente a lo
observado en Galápagos. Se estudiarán los sistemas de apareamiento de las especies de Philornis
en el campo y en el laboratorio.
El rastrear las respuestas adaptativas al ambiente requiere el contar con muestras y un análisis
genético de la misma población a lo largo del tiempo. Este proyecto combinará un extenso conjunto
de datos ya existente (desde 1998) con nueva información (propuesta 2013-2015) sobre la variación
genética de huésped – parásito, su historia de vida, salud y medidas ambientales. Usando el marco
de trabajo de oscilación de frecuencia de genes (Wolinska y King, 2009), el equipo de Kleindorfer
examinará la relación entre la frecuencia de genes y la influencia medioambiental.
Ubicación – Galápagos; Ecuador; Trinidad; Argentina; Brasil.
Recursos clave - personal, transporte, trampas, tubos recolectores, materiales y equipos para
análisis genético.
Duración – 3 años.
Cooperantes – Dave Chadee, George Heimpel, Martín Quiroga*, Raymond Martínez, Renato León,
Sarah Knutie, Sonia Kleindorfer* (modelado medioambiental del x huésped x efectos del parásito).
Fondos necesarios – parcialmente financiado. Becas entregadas a Dave Chadee (Trinidad) y Martín
Quiroga (CONICET). El grupo de Kleindorfer ha aplicado para obtener financiamiento ($150,000).
1.7. ¿Es P. downsi un vector de enfermedades? (PRIORIDAD MEDIA - financiado)
Antecedentes y razonamiento: No se conoce si las especies de Philornis juegan un papel en la
transferencia de arbo viruses entre aves. Aitken et al., (1958) examinaron 3 especies de Philornis con
diferentes hábitos alimenticios (alimentador de sangre, alimentador subcutáneo y una especie
coprofílica) para determinar si eran capaces de trasmitir arbo viruses y encontró que las larvas
inoculadas con el virus de San Luis o virus Ilhéus, podían infectarse y transmitir el virus a las ratas.
Más aún, las moscas adultas que emergieron de las larvas infectadas dieron positivo para el virus. En
una ocasión una larva dio positivo con el virus de San Luis después de alimentarse de un ave
infectada.
Breve descripción de los métodos – Se diseccionará la cabeza, tórax y abdomen de Philornis para
ver (1) que alimentos a base de sangre están comiendo los insectos (abdomen), y (2) qué patógenos
pueden estar transmitiendo (tórax y cabeza, dependiendo del patógeno). Esta investigación formará
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Plan de Investigación de Philornis downsi
parte de un proyecto de investigación más grande sobre la relación entre los
enfermedades en las Islas Galápagos.
vectores y las
Ubicación - Universidad de Missouri - St. Louis.
Recursos clave - personal, tubos recolectores, análisis de laboratorio.
Duración – por lo menos 1-2 años.
Cooperantes – Patricia Parker.
Fondos necesarios – parcialmente financiado. Este proyecto no tiene una fuente de fondos
dedicada, pero existe financiamiento disponible a través de un proyecto grande de estudio de
vectores y enfermedades que podría ayudar a financiar la investigación. El financiamiento
aproximado necesario es: $10,000.
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Plan de Investigación de Philornis downsi
META 2: DESARROLLAR MÉTODOS PARA EL MANEJO EFECTIVO DE P. DOWNSI
Antecedentes
El desarrollo de estrategias de manejo efectivas de P. downsi en Galápagos se encuentra en un
estado incipiente y al momento no existen métodos para reducir de forma efectiva los números de P.
downsi en las áreas de anidación de especies de aves amenazadas o en áreas más grandes. La
colocación de trampas con atrayentes químicos sin feromonas, produjo una recolección mínima de
moscas P. downsi y además la atracción no fue específica para esta especie por lo que se
recolectaron otras especies de mosca (Muth, 2007; Lincango y Causton, 2008a). El desarrollo de un
protocolo de crianza masiva, a efectos de aplicar la técnica de esterilización de insectos (SIT por sus
siglas en inglés), no ha tenido éxito (Lincango y Causton, 2008b; Hellman y Fierke, 2009). Un solo
tratamiento de permetrin realizado a los nidos fue efectivo para frenar el parasitismo y por lo tanto
incrementar la tasa de éxito de los polluelos significativamente, sin embargo, la extensa distribución
de P. downsi a lo largo del archipiélago, hace que este método de control no sea práctico a gran
escala (Fessl et al., 2006a).
2.1 ¿Qué métodos podemos implementar a corto plazo para reducir los números de P. downsi
en las áreas de anidación de las especies de aves altamente amenazadas? (PRIORIDAD ALTA),
parcialmente financiado, en progreso)
Antecedentes y razonamiento: Los estudios han demostrado que P. downsi es una seria amenaza
para la supervivencia de las especies amenazadas, tales como el pinzón de manglar en la isla Isabela
y el pinzón de árbol mediano en la isla Floreana (Fessl et al., 2010; O'Connor et al., 2010c). Philornis
downsi también está causando un serio impacto en las comunidades de aves en hábitats
amenazados de alto valor para la conservación, tales como Los Gemelos (Dvorak y otros., 2011).
Dada la urgencia de proteger estas especies y debido a que no existen al momento técnicas
disponibles que sean altamente efectivas para reducir las poblaciones de moscas, quizás debería
considerar el emplear una combinación de métodos que han tenido éxito parcial para reducir las
poblaciones de moscas, aun cuando estos métodos representan un extenso trabajo y no son 100%
efectivos. Las opciones incluyen el tratamiento de los nidos con permetrin y/o la colocación de
trampas con atrayentes y la remoción de los nidos.
2.1.1. Probar el tratamiento de los nidos usando permetrin y compuestos similares
Prioridad – alta
Antecedentes y razonamiento – Hasta la fecha, éste es el único método de control existente que ha
demostrado ser efectivo para reducir el número de moscas. Los estudios realizados por Fessl et al.
(2006b) y Koop et al. (2011) mostraron que una o más aplicaciones al 1% de permetrín puede
incrementar el éxito de los polluelos significativamente. Más aún, no hubo re-infestación de los nidos
cuando éstos fueron tratados cuando los polluelos tenían 4-6 días de nacidos, quizás porque se
presentó un efecto repelente. Es necesario realizar investigaciones adicionales para determinar la
seguridad de usar permetrín con una especie amenazada y para diseñar métodos para colocar el
insecticida en los nidos que se encuentran en árboles altos.
Breve descripción de los métodos – Las pruebas preliminares indican que una dosis más baja de
permetrín (0.1 %) podría ser efectiva y esto debe experimentarse en las larvas. También debe
determinarse el tiempo y frecuencia de aplicación. Por ejemplo, ¿si se aplica permetrín en los nidos
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antes de la salida de los polluelos del cascarón, esto puede evitar el establecimiento de la P. downsi
en el nido? Se investigarán los riesgos y beneficios del uso de permetrín y otros compuestos
relacionados con toxicidad más baja, por ejemplo, deltametrin, lambda-cyalotrin, a los polluelos
pequeños, y se preparará un análisis de riesgos para obtener un permiso para realizar el tratamiento
de los nidos con insecticida. Se probarán las técnicas para colocar el insecticida en los nidos (esto
puede realizarse antes de obtener los permisos) tales como rociadores de nidos, geles de larga vida,
bloques que liberan la fórmula lentamente, artefactos en forma de huevo (termómetro de prueba en
forma de huevo), algodón mojado en insecticida, inyección de insecticida en el nido (desde abajo). Si
el Parque Nacional Galápagos aprueba el análisis de riesgos, primeramente se probará la
metodología en aves ubicadas en Los Gemelos. Seguidamente, se realizará el tratamiento de los
nidos de pinzones de manglar y otras especies en el área. Nota: no es recomendable tratar
solamente los nidos de otras especies en el área y no los de pinzón de manglar, pues esto puede
producir que las moscas sean repelidas de realizar la ovoposición en los sitios tratados y se
concentren en los nidos no tratados.
Ubicación – Galápagos. Si resultara difícil encontrar moscas para las pruebas en la época seca, es
posible que algunos de estos estudios puedan realizarse fuera de Galápagos.
Recursos clave - personal, transporte, cámara, insecticidas, pruebas de laboratorio.
Duración – 1 año.
Cooperantes – investigador de la FCD*, Charlotte Causton, Christian Sevilla, Francesca
Cunninghame, PNG, Godfrey Merlen (métodos de colocación), Martín Quiroga, Sarah Knutie,
Wacho Tapia.
Fondos necesarios - parcialmente financiado. Monto aproximado de fondos necesario: $12,000.
2.1.2 Probar el uso de trampas con atrayentes
Prioridad - Media
Antecedentes y razonamiento – Se han probado diferentes métodos y atrayentes (O'Connor, pers.
comm; Muth, 2007; Lincango y Causton, 2008a; Hellman y Fierke, 2009). Se obtuvieron los mejores
resultados con trampas amarillas Mcphail (entrada sin malla) llenas con una mezcla de papaya
madura y azúcar o azúcar y leche en polvo. Las trampas se colocaron generalmente con una
separación de 10 m a 20 m a una altura de 2 m Aunque este método de control no es altamente
efectivo y también atrae a otros insectos que no son el objetivo, la colocación de trampas en tiempos
clave durante la época de anidación, podría ayudar a reducir el impacto de la mosca.
Breve descripción de los métodos- colocar una cuadrícula de trampas usando el alimento atrayente
más efectivo (jugo de papaya y azúcar), de preferencia en lugares soleados, con intervalos de dos
metros para monitorear los números de moscas en la estación y atrapar y matar a las moscas. Una
opción podría ser colocar jugo de papaya y azúcar en el fondo de las trampas McPhail, cubierto por
un fondo falso; se colocaría un bloque de insecticida encima de esto para matar a las moscas. Se
recolectarán las moscas de las trampas en alcohol en frascos para un conteo posterior. Se probará el
uso de trampas secas de Amonio /podredumbre y se comparará su efectividad, si es posible, con las
trampas húmedas con alimentos para determinar cuáles son más atractivas. Además, se repetirán
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las pruebas con Z9-23 (tricosano), un atrayente de la Mosca doméstica. Agrocalidad-SICGAL revisará
si el cebo de moscas de la fruta que se aplica en las áreas urbanas de Santa Cruz atrae también a la
Philornis. Adicionalmente, 10 trampas con cebo de moscas se colocarán cada 2-3 días en un área
que no haya sido rociada con cebo de moscas.
Ubicación – Galápagos.
Recursos clave - personal, transporte, trampas, atrayentes, tubos recolectores, bloque de
insecticida.
Duración – 1 año.
Cooperantes – Agrocalidad-SICGAL (Ronal Azuero), Birgit Fessl, Cathy Smallridge, investigador de
la FCD, Charlotte Causton, Christian Sevilla, Francesca Cunninghame*, PNG.
Fondos necesarios - parcialmente financiado. Financiamiento del Fondo Durrell para la
Conservación (Durrell Conservation Trust) para realizar pruebas en los sitios de reproducción del
pinzón de manglar. Monto aproximado de fondos necesarios: $5,000.
Otras opciones a considerar:
Remoción de nido: las Philornis inmaduras deben permanecer en los nidos por al menos dos
semanas luego del rompimiento del cascarón de los huevos, antes de emerger como adultas, y
debido a que la mayoría de aves (con excepción de los pinzones terrestres) no reusan los nidos,
sería factible eliminar las pupas usando esta técnica. Esto podía ayudar a reducir la tasa de
expansión de la población a lo largo de la estación.
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2.2. ¿Qué opciones a largo plazo podríamos usar para el manejo de P. downsi?
Tabla 2. Resumen de las opciones de manejo de P. downsi
Opciones de Manejo Ventajas
Desventajas
Atraparlas con
feromonas u otros
atrayentes
Método efectivo para proteger a especies
amenazadas con poblaciones restringidas.
Importante herramienta para el monitoreo de
poblaciones.
Solo se puede usar en áreas pequeñas.
Necesita aplicar con regularidad.
No todos los métodos son específicos
para la especie.
Interrupción del
apareamiento con
feromonas
Específico para cada especie y ambientalmente
seguro.
Debe usarse en combinación con otras técnicas.
 Es más efectivo al controlar densidades
poblacionales de bajas a moderadas (inversamente
dependiente de la densidad)
Funciona mejor si se tratan áreas grandes
Se pueden tratar áreas inaccesibles.
Puede dar como resultado la erradicación.
Costoso
Control biológico
clásico (importación
de enemigos
naturales)
Puede ser específico por género o especie.
Ecológicamente seguro
Se usa en grandes áreas.
Puede aplicarse en topografía difícil.
Permanente y auto sostenible.
Buena relación costo- beneficio.
Toma más tiempo para desarrollar.
Es difícil conocer el nivel de control hasta
ser liberado.
Control biológico
aumentativo (usando
enemigos naturales
que ya se encuentran
en Galápagos)
Puede ser específico por género o especie
Ecológicamente seguro
Se usa en grandes áreas
Costos de desarrollo más bajos.
Puede ser que no es auto-sostenible y
puede requerir liberaciones periódicas del
enemigo natural.
Control químico
(Reguladores de
Crecimiento de
Insectos (IGR),
insecticidas,
inhibidores de
quitinasa, etc.) y
biopesticidas
Algunos como los IGR son más seguros y más
específicos para un grupo.
Puede ser útil para proteger las especies amenazadas
con poblaciones restringidas.
Algunos son de amplio espectro y la
seguridad dependería de qué técnica se
use para colocar el insecticida.
 Solamente es efectivo en áreas
pequeñas
Requiere aplicaciones repetidas.
Se puede desarrollar resistencia con el
tiempo.
Costoso
Técnica de
Esterilización de
insectos
Método de control específico para la especie
Costoso
Se puede aplicar en una topografía difícil.
Inversamente dependiente de la densidad
Se integra bien con otros métodos.
Puede dar como resultado la erradicación.
Puede usarse también para una supresión y exclusión
a largo plazo si es probable una re invasión (pe.
Programa de liberación preventivo de California).
Antecedentes y razonamiento: Se han listado las opciones para el manejo de la P. downsi en la
Tabla 2. Debido a su extensa distribución en el archipiélago, su erradicación solamente sería posible
si no ocurren nuevas incursiones de P. downsi de forma regular y si se garantiza un financiamiento a
largo plazo. La interrupción del apareamiento o la Técnica de Esterilización de Insectos son técnicas
que podrían usarse para erradicar la Philornis del archipiélago. La mejor opción para reducir el daño
causado por la P. downsi a un nivel aceptable, sería una combinación de estrategias de manejo. El
monitoreo y las evaluaciones regulares indicarán si se ha alcanzado la meta.
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2.2.1 Captura masiva con atrayentes
Prioridad - Alta
Antecedentes y razonamiento – La captura masiva usando atrayentes es una técnica útil para
suprimir las poblaciones en áreas de alto valor para la conservación, pero no para un control en todo
el archipiélago. Los atrayentes químicos también son útiles para medir poblaciones en el tiempo o
medir la eficacia de otros programas de control como la Técnica de Esterilización de Insectos y
control biológico. Los atrayentes que se usan para atrapar moscas incluyen los alimentos preferidos
de la plaga o feromonas. Las feromonas son particularmente útiles porque pueden ser usadas para
atraer moscas del sexo opuesto a una trampa o se pueden usar para interrumpir la actividad de
apareamiento. Se han aislado feromonas y se han usado para atrapar moscas domésticas y especies
Fannia, entre otras. Las pruebas preliminares con atrayentes sugieren que P. downsi podría usar
feromonas (ver el numeral 2.2.2) y es atraída por producto de la fermentación y olores producidos por
descomposición de proteínas. (Muth, 2007; Lincango y Causton, 2008a).
Breve descripción de los métodos – Los atrayentes probados dependerán principalmente de los
hallazgos de los estudios propuestos en el numeral 1.2. Una vez que se identifique un señuelo
eficiente, se fabricarán los señuelos y una densidad de trampeo eficaz determinada
(aproximadamente 5/hec). Se debe revisar las trampas con intervalos de 1 a 2 meses para limpiarlas
y renovar los señuelos.
Ubicación – Galápagos; Universidad Estatal de Nueva York, (SUNY-ESF), Syracuse.
Recursos clave - personal, transporte, trampas, atrayentes, tubos recolectores, bloque de
insecticida.
Duración – por lo menos una vez al año.
Cooperantes – Agrocalidad-SICGAL (Ronal Azuero), Cathy Smallridge, Investigador de la FCD,
Charlotte Causton, Christian Sevilla, Kristin Doherty, PNG, Stephen Teale*, estudiante de PhD
supervisado por Stephen Teale.
Fondos necesarios – Sin financiamiento. Depende de los resultados del numeral 1.2. Monto
aproximado de fondos necesarios: $10,000-15,000 para desarrollar y probar el método. El costo del
control dependerá del tamaño del área. El costo del señuelo será de aproximadamente $50/hec.
2.2.2. Interrupción del apareamiento con feromonas
Prioridad – Alta (pero no se investigará inmediatamente)
Antecedentes y razonamiento – El efecto general de la interrupción del apareamiento es confundir
al macho enmascarando las feromonas naturales producidas por la hembra, liberando una feromona
sintética en el hábitat de la plaga. Esto produce que los machos sigan los “falsos rastros de
feromonas” para poder encontrar su pareja. Consecuentemente, la población de machos experimenta
una probabilidad reducida de localizar exitosamente y de aparearse con las hembras, lo cual conduce
al eventual cese de la reproducción y colapso de la infestación de insectos.
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Plan de Investigación de Philornis downsi
Breve descripción de los métodos – Trabajo de laboratorio para aislar y sintetizar las feromonas
descritas en el numeral 1.2. Si se logra aislar y sintetizar la feromona, se desarrollarán métodos para
distribuirla, tales como: tecnología de puntos adhesivos (técnica de atraer y matar), en la cual se
aplican puntos de gel a los troncos de los árboles u otras superficies con un aparato de calafateo tipo
pistola, se colocan contenedores en los árboles o se realiza dispersión aérea. Se realizarán ensayos
de campo para probar su efectividad.
Ubicación – Galápagos; Universidad Estatal de Nueva York, (SUNY-ESF), Syracuse.
Recursos clave - personal, transporte, trampas, métodos de colocación de las feromonas,
atrayentes, tubos recolectores.
Frecuencia /duración – 1-2 años
Cooperantes – Agrocalidad-SICGAL, Cathy Smallridge, Charlotte Causton, Christian Sevilla, PNG,
Kristin Doherty, estudiante de PhD supervisado por Stephen Teale, Stephen Teale*.
Fondos necesarios – Sin financiamiento. Depende de los resultados del numeral 1.2. Los costos
principales serán para desarrollar un aparato para diseminar las feromonas (hojuelas impregnadas,
etc., preferiblemente deben ser biodegradables) y para probar los métodos para su distribución.
Monto aproximado de fondos necesario: $ 20-50,000.
2.2.3. Control Biológico
Prioridad – Media/Alta
Razonamiento – Si se usa con seguridad, el control biológico puede ser altamente efectivo para
mantener a las plagas en niveles no dañinos en áreas extensas. Hasta hace poco, el control biológico
se usaba principalmente en la agricultura, pero más recientemente se ha estado usando en
ecosistemas naturales para conservar especies amenazadas, inclusive en las islas Galápagos donde
se usó la Rodolia cardinalis para reducir el impacto de la cochinilla algodonosa en plantas endémicas
(Calderón et al., 2012). Los enemigos naturales de P. downsi, particularmente aquellas especies que
se alimentan exclusivamente de ellas, pueden ser altamente efectivos para reducir la población de P.
downsi a niveles no dañinos. Existen dos tipos de controles biológicos que pueden usarse; el control
biológico aumentativo donde los enemigos naturales que ya se encuentran en Galápagos se crían y
liberan masivamente, o el control biológico clásico que involucra la importación de enemigos
naturales del rango nativo de la mosca.
Se han criado cuatro especies de parasitoides de pupas de Philornis en Galápagos (Spalangia
endius, Brachymeria podagrica, B. cabira; y la eulofida Aprostocetus sp. (Tetrastichinae). En el 2008,
Lincango y Causton encontraron 5% de las pupas atacadas por parasitoides, principalmente por la
Brachymeria podagrica. Todos son parasitoides generalistas que podrían afectar a las especies
nativas, y debido a esto, posiblemente no sean adecuadas para usarse en un programa de control
biológico. Antes de eliminar la posibilidad de usar enemigos naturales residentes de la Philornis como
agentes de control biológico, es necesario determinar si alguna otra especie está asociada con la P.
downsi, incluyendo los endo-simbiontes. La información recolectada ayudará a determinar qué tipo de
interacciones podrían ocurrir en el caso de que se importen agentes de control biológico a Galápagos.
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Plan de Investigación de Philornis downsi
No existen registros de parasitoides de P. downsi en su rango nativo, sin embargo, los parasitoides
conocidos de otras especies de Philornis incluyen a Conura annulifera, Brachymeria podagrica o
Dibrachys sp. (Couri y otros. 2006; Di Iorio y Turienzo 2011).
a) Control biológico aumentativo
Breve descripción de los métodos – Se recolectarán muestras de larvas y pupas de Philornis de
diferentes áreas de vegetación e islas para determinar la prevalencia de enemigos naturales en
Galápagos (diversidad, distribución y % de parasitación/nido). El muestreo puede combinarse con
otra investigación sobre Philornis. Se criarán las pupas en el laboratorio para ver qué enemigos
naturales surgen, si lo hacen. Estos estudios se realizarán dentro de las instalaciones de cuarentena
de la FCD, las cuales necesitarán ser restauradas. Se investigará el rango huésped de todos los
enemigos naturales de P. downsi por medio de la búsqueda en la literatura y revisando los registros
del museo de la Estación Científica Charles Darwin. En caso de que se encuentren especies con un
rango huésped restringido, se realizarán estudios para determinar los riesgos de usar especies con
objetivo no específico y su eficacia como agentes de control (fase 2). Para probar endo-simbiontes,
se exportarán moscas a Minnesota y se usarán análisis genéticos para determinar si las moscas
están infectadas con bacterias endo-simbióticas comunes como la Wolbachia spp. o la Cardinium
spp. Esto podría conducir al desarrollo de opciones alternativas de manejo porque los machos que
portan endo-simbiontes son usualmente incompatibles con hembras no portadoras de endosimbiontes y así el apareamiento no es exitoso (O’Neill et al. 1997).
Ubicación – Galápagos, Universidad de Minnesota.
Recursos clave – Personal, transporte, tubos recolectores, instalaciones del laboratorio de
cuarentena, jaulas para crianza.
Duración – 1-2 años.
Cooperantes – investigador de la FCD*, Christian Sevilla, George Heimpel, PNG, Sabine Tebbich,
Sonia Kleindorfer.
Fondos necesarios – parcialmente financiado. Existen algunos fondos del Fondo para la
Conservación de Galápagos (Galápagos Conservation Trust) y George Heimpel para realizar
encuestas de avispas parasitoides y para reparar las instalaciones de cuarentena. Monto aproximado
de fondos necesarios: $ 8,000 – 12,000 para encuestas exploratorias (fase 1) y $ 50, 000 para la fase
2.
b) Control biológico clásico
Breve descripción de los métodos – Conura annulifera (= Spilochalcis ornithea) parece ser
especialista en especies de Philornis (Burks, 1960; Couri y otros., 1996) y los esfuerzos se enfocarán
en estudiar el impacto de esta especie así como en buscar otros enemigos naturales. Una rama
adicional de investigación será el evaluar algunos de los parásitos generalistas muscoides disponibles
a nivel comercial para hilornis downsi, los cuales incluyen Muscidifurax spp. y Nasonia vitripennis
además de Spalangia endius, la cual ya se ha encontrado en las Galápagos. Se han obtenido
permisos para traer pupas de Philornis al laboratorio de cuarentena de la Universidad de Minnesota y
se realizarán esfuerzos para tratar de criarlas y mantener una colonia de Philornis en cautiverio, como
pre-requisito para buscar los agentes de control biológico más adecuados. También se deben
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Plan de Investigación de Philornis downsi
investigar otros enemigos naturales, como patógenos, y se deben identificar potenciales
colaboradores.
A continuación se listan las acciones clave:
B1. Obtener nuestras de nidos en Trinidad (George Heimpel, Ray Martínez, Sarah Knutie) y
Brasil/Argentina (Martín Quiroga) para sacar pupas de Philornis y parasitoides asociados.
B2. Estudiar el ciclo de vida de P. downsi en el laboratorio en una colonia de aves (cuarentena
Minnesota, Estados Unidos).
B3. Determinar la biología de los parasitoides asociados con Philornis incluyendo su capacidad para
parasitar las larvas o pupas de P. downsi, la capacidad de los parasitoides para desarrollarse en P.
downsi, su fecundidad y comportamiento de búsqueda.
B4. Identificar y contactar colaboradores potenciales para investigar los patógenos, endosimbiontes
(como la Wolbachia) y otros enemigos naturales asociados con P. downsi.
B5. Determinar los efectos potenciales de su ataque a otros insectos no objetivo, en particular a las
moscas nativas de Galápagos y otras especies de valor para la conservación.
Ubicación – Trinidad; norte de Argentina; Brasil; Ecuador; Universidad de Minnesota; Galápagos.
Recursos clave - personal, transporte, laboratorio de cuarentena, jaulas de crianza.
Duración – 2-4 años.
Cooperantes – Charlotte Causton, Christian Sevilla, Dave Chadee, George Heimpel*, PNG, Martín
Quiroga, Raymond Martínez, Sarah Knutie, Wacho Tapia.
Fondos necesarios –Parcialmente financiado. Existen fondos para 1.5 años para iniciar los
inventarios de enemigos naturales en el rango nativo de la mosca (George Heimpel). Se necesitan
$2000 para realizar los inventarios en el norte de Argentina. Monto aproximado de fondos necesarios:
$100-120,000.
2.2.4. Control químico
Prioridad - Alta
Antecedentes y razonamiento – Esta actividad extenderá la investigación realizada en la sección
2.1. Los reguladores de crecimiento de insectos,(IGR por sus siglas en inglés), otros piretroides,
inhibidores de la quitinización o biopesticidas como las toxinas de Bacillus thuringiensis y la Spinosad,
podrían ser útiles para controlar Philornis en áreas de alto valor de conservación tales como Los
Gemelos, o en las áreas de anidación de las especies amenazadas. El nivel en que podrían usarse
estos métodos de control dependerá de la técnica que se use para liberar el químico y podría incluir:
la técnica de rociar los árboles, inyectar o rociar los nidos. Los Reguladores de Crecimiento de
Insectos que se encuentran en el grupo de los benzo fenilos como la cyromazina y el polvo de
triflumuron, induce la esterilidad de las moscas domésticas hembras, impide el nacimiento de los
huevos e inhibe la síntesis de la quitina en las larvas. Estos compuestos son más seguros y más
amigables con el ambiente que los insecticidas, se usan ampliamente para el control de moscas,
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Plan de Investigación de Philornis downsi
tienen una acción relativamente específica para dípteros y son de bajo riesgo para los organismos no
objetivo (Isman, 2005; Hajjar, 1985). Jody O'Connor probó el polvo humedecible de triflumuron o
polvo mezclado con agua (regular y doble poder) (llamado Alsystin de Bayer) en larvas y pupas en el
laboratorio, pero no tuvo ningún efecto notable. Valdría la pena tratar otro regulador de crecimiento de
insectos o realizar pruebas más profundas con estos compuestos. También se deben realizar pruebas
con análogos hormonales juveniles como el metopreno.
Breve descripción de los métodos Las acciones claves se describen a continuación:
A. Crear un listado de posibles compuestos a probar, que incluyan: Deltrametrin, Reguladores de
Crecimiento de Insectos (IGR - metopreno), toxinas de Bacillus thuringiensis, Spinosad, otros
piretroides e inhibidores de la quitina, redes rociadas con insecticida, etc.
B. Probar los compuestos que sean los más seguros para las aves y el ambiente. Examinar las larvas
y en donde sea relevante, las hembras adultas para ver si se afecta la producción de huevos. Nota:
puede ser necesario realizar algunas de estas pruebas fuera de Galápagos, dependiendo de si el uso
de los insecticidas está aprobado o no en Galápagos.
C. Probar métodos de colocación de los compuestos que sean efectivos y de bajo riesgo para las
aves, con el objeto de usarlos en la mayor escala posible. Esto incluye la técnica de rociado en
árboles, diseminación, que las aves lleven algodón mojado en insecticida a los nidos, etc. Nota. Es
necesario probar si el método del algodón supone un mayor riesgo para las aves adultas al llevarlos
en sus picos.
Ubicación – Galápagos.
Recursos clave - personal, transporte, trampas, atrayentes, tubos recolectores, insecticidas.
Duración – 1-2 años.
Cooperantes – Cathy Smallridge, investigador de la FCD*, Charlotte Causton, Christian Sevilla, PNG,
Martín Quiroga, Sarah Knutie, Wacho Tapia.
Fondos necesarios – No financiado. Monto aproximado de fondos necesarios: $30,000- 45,000.
2.2.5. Técnica de Esterilización de Insectos (SIT por sus siglas en inglés)
Prioridad – Media/Alta
Antecedentes y razonamiento – La Técnica de Esterilización de Insectos es un método de control
de plagas en el cual se liberan grandes cantidades de machos estériles de la especie objetivo.
Cuando las hembras fértiles se aparean con estos machos, su reproducción se reduce de tal forma
que por varias generaciones, la población se reduce a una densidad insostenible y muere. Este
método ha sido usado contra varias especies de plagas (Hendrichs et al., 2005). Tiene la ventaja de
ser altamente específico para cada especie (no causará daño a otras especies) y es benigno para el
medio ambiente. En el 2008 C. Smallridge preparó un plan de investigación para usar la técnica SIT
en Galápagos. Los requerimientos para evaluar la factibilidad de implementar la SIT incluyen el
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conocer sobre la biología reproductiva (comportamiento de apareamiento y colocación de huevos,
dieta, condiciones ambientales, como criar la plaga en cautiverio) y la disponibilidad de conocimiento
y métodos para monitorear y suprimir las poblaciones (pe. atrayentes huéspedes, feromonas,
población, distribución y densidad). La SIT funciona mejor si existe una supresión inicial de la
población porque el nivel del programa de SIT depende de la densidad poblacional y porque
usualmente se usa de forma combinada con otras técnicas.
Breve descripción de la metodología El proyecto consiste de tres fases principales para desarrollar e implementar un programa de SIT:
Fase Uno: Investigar la biología y ecología de la mosca (en progreso)
A. Desarrollar métodos de vigilancia y supresión de la población (en progreso, ver el numeral 1.2.2).
B. Desarrollar un método de crianza en laboratorio para la P. downsi (en progreso, ver el numeral
1.5).
C. Describir la historia de vida y biología (en progreso, ver el numeral 1.3).
D. Evaluar la factibilidad de la Técnica de Esterilización de Insectos. La propuesta solicitando
asistencia técnica debe ser enviada al Gobierno del Ecuador hasta el 31 de mayo de 2012 (Charlotte
y Wacho con ayuda de Andrew Parker).
Fase Dos: Desarrollo y prueba piloto de SIT
Si el análisis de la fase uno es favorable, el desarrollo de una técnica de esterilización de insectos
incluirá las siguientes actividades.
A. Desarrollar los parámetros y el protocolo de esterilización: Determinar la relación entre la dosis,
esterilidad y competitividad de la mosca estéril.
B. Desarrollar un protocolo de liberación (que incluya la liberación piloto), identificar localidades y
determinar la densidad de la liberación.
C. Desarrollar técnicas y construir instalaciones para el suministro de moscas estériles:
 Determinar el sitio para la producción a escala piloto hasta la etapa de pupa, por ejemplo,
construir la fábrica o comprar moscas estériles de una fabrica establecida de SIT en otro lugar,
 Crear procedimientos de operación para la fábrica,
 Identificar el método preferido de distribución o la combinación de métodos, por ejemplo.
terrestre o aéreo, en etapa de pupa o adulto (los diferentes métodos pueden ser adecuados
para diferentes islas de acuerdo a su accesibilidad y densidad de la plaga).
 Desarrollar guías de procedimiento para crianza y reproducción,
 Establecer guías para monitorear la calidad del producto estéril en las instalaciones de
producción y en las ubicaciones de liberación en base a las guías de la FAO/OIEA/USDA
(2003),
 Establecer guías para monitorear la efectividad de la operación de la SIT (por ejemplo,
encuestas de larvas de polluelos, encuestas de adultos en trampas, etc.).
D. Producir pupas estériles en números apropiados, criarlas y distribuir las moscas en áreas
seleccionadas.
E. Desarrollar un protocolo de monitoreo.
F. Desarrollar un método para estimar la densidad poblacional a fin de determinar la densidad efectiva
de liberación.
Fase Tres: Operaciones de erradicación a gran escala.
En caso de que se use la SIT, es posible que sea necesario usar una erradicación secuencial de la
mosca en las islas en un período de 5 - 10 años. Este escenario permite una construcción gradual de
una capacidad de producción de moscas estériles a través del período de duración de la campaña.
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Plan de Investigación de Philornis downsi
Cada fase de erradicación incluirá un período inicial de supresión (de la estación anterior y/o
temprano en la estación) para reducir la población de adultos tanto como sea posible. A esto le
seguirá un período extenso de liberaciones de insectos estériles.
Ubicación – Galápagos
Recursos clave – como se menciona anteriormente.
Duración – Fase 1- 3 años, Fase 2 – 2-3 años, Fase 3 – 5-10 años. Nota: Posiblemente sea
necesario implementar solamente las fases 1 y 2.
Cooperantes – Agrocalidad-SICGAL, Andrew Parker, Cathy Smallridge, Charlotte Causton, Christian
Sevilla, Dave Chadee, George Heimpel, PNG, Ray Martínez, Stephen Teale, Wacho Tapia.
Fondos necesarios Fase 1: 300,000 USD (parcialmente financiado por OIEA).
Fase 2: 1,100,000 USD
Fase 3: 11 millones USD. Entre $500-4000 per km 2 /año dependiendo de la densidad de la plaga.
COMUNICACIÓN
El éxito de cada una de las actividades de investigación descritas en este plan dependerá de: a) la
comunicación regular dentro y entre los grupos de investigación, sobre el progreso de cada actividad,
b) compartir a tiempo los reportes recientemente publicados o artículos que sean relevantes, y c) la
cooperación en la búsqueda de oportunidades de financiamiento. Para asegurar la probabilidad de
éxito, un coordinador será responsable de mantener la comunicación abierta entre los investigadores.
Esto asegurará que el plan se implemente de acuerdo a su diseño, eliminando la duplicación entre
proyectos, y motivará a los investigadores a trabajar en equipo cuando sea posible. Para facilitar este
trabajo, se ha creado un sitio web interactivo que permitirá el dialogo entre los investigadores, colocar
artículos y presentaciones relevantes para el proyecto, y proveer información actualizada sobre
proyectos de investigación: (https://sites.google.com/site/philornisworkinggroup/).
Bibliografía
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Anexo 1. Listado de participantes en el taller e información de contacto
Rachel Atkinson
Botánica/ especies
invasivas /restauración,
investigadora adjunta
Fundación Charles Darwin, Islas
Galápagos, Ecuador
Agrocalidad-SICGAL, Islas Galápagos,
Ronal Azuero
Técnico de Monitoreo
Ecuador
Director, Estación Científica Fundación Charles Darwin, Islas
Stuart Banks
Charles Darwin
Galápagos, Ecuador
Fondo para el Control de Especies
Invasoras en las Islas Galápagos
Carlos Carrión
Coordinador
(FEIG)
Parque Nacional Galápagos, Islas
Raphael Carrión
Park ranger
Galápagos, Ecuador
Island Conservation, Islas Galápagos,
Víctor Carrión
Asesor técnico
Ecuador
Coordinador, Oficina de la Parque Nacional Galápagos, Islas
Oscar Carvajal
isla Isabela
Galápagos, Ecuador
Entomología/ especies
invasivas, investigadora
Fundación Charles Darwin, Islas
Charlotte Causton adjunta
Galápagos, Ecuador
Entomólogo médico /
Profesor de Salud
Universidad de Indias Orientales,
Dave Chadee
Ambiental
Trinidad
Francesca
Ornitología, programa del
Fundación Charles Darwin, Islas
Cunninghame
pinzón de manglar
Galápagos, Ecuador
Ecología Química
/entomología, estudiante de
Kristin Doherty
grado
SUNY-ESF
Ornitología/ biología de
Michael Dvorak
conservación
Birdlife, Austria
Ecología de
comportamiento / biología
de conservación,
Fundación Charles Darwin, Islas
Birgit Fessl
investigador adjunto
Galápagos, Ecuador
Entomología/ control
biológico, Profesor y
director de estudios de
Universidad de Minnesota, St Paul,
George Heimpel
postgrado
Minnesota, USA
Profeso de Manejo de la
Biodiversidad /ornitología
Universidad Pierre & Marie Curie Paris
/cambio climático,
VI, Museo Nacional de Historia Natural,
Pierre-Yves Henry investigador
Paris, Francia
Fundación Charles Darwin, Islas
Gustavo Jiménez Ornitología, investigador
Galápagos, Ecuador
Ornitología/ ecología de
comportamiento, Profesora
de Biodiversidad y
Conservación y Directora
Científica del Centro de
Investigación Flinders para
la Adaptación Climática y el Universidad Flinders, Adelaida, Sur de
Sonia Kleindorfer Comportamiento Animal.
Australia
Biología evoluacionaria
/ornitología/ ecología de
parásitos, estudiante
Universidad de Utah, Salt Lake City,
Sarah Knutie
graduada
Utah, USA
Biología ecológica y
evolucionaria, colega
Universidad de Arizona, Tucson,
Jennifer Koop
postdoctoral
Arizona, USA
[email protected]
[email protected]
[email protected]
[email protected]
[email protected]
[email protected]
[email protected]
[email protected]
[email protected]
[email protected]
[email protected]
[email protected]
[email protected]
[email protected]
[email protected]
[email protected]
[email protected]
Director Laboratorio de
Entomología Médica y
Renato León
Medicina Tropical (LEMMT)
Entomología/ especies
invasivas, estudiante
Piedad Lincango graduada.
Biología de conservación/
Estudiante monitora
Nivia Luzuriaga
graduada
Entomología/ taxonomía de
insectos, Asociado de
Raymond Martínez Investigación
Conservación /vias de
Godfrey Merlen
especies invasivas
Ornitología/conservación
biología/Programa del
Pájaro Bobo de Floreana,
Coordinador del Programa
Luis Ortiz
de restauración
Entomólogo Investigador
Andrew Parker
(Tsetse)
Martín Quiroga
Christian Sevilla
Cathy Smallridge
Wacho Tapia,
Ornitología, investigador
Coordinador, Conservación
y restauración de
ecosistemas isleños
Entomología/ecología de
parásitos
Coordinador, Programa de
Conservación, Desarrollo
Sustentable e Investigación
Sabine Tebbich
Profesor de ecología
Química /entomología
Asociado de Ornitología
/ecología de
comportamiento,
investigación
Leandro Vaca
Biólogo
José Villa
Gerente de Proyecto
Stephen Teale
Universidad San Francisco, Quito,
Ecuador
[email protected]
Universidad de Valencia, Valencia,
España
[email protected]
Universidad Pierre & Marie Curie Paris
VI, Museo Nacional de Historia Natural,
Paris, Francia
[email protected]
Universidad de Indias Orientales,
Trinidad
Raymond.Martí[email protected]
Consultor independiente
[email protected]
Fundación Charles Darwin, Islas
Galápagos, Ecuador
[email protected]
FAO/OIEA Laboratorios, Viena, Austria [email protected]
Universidad Autónoma de Entre Ríos,
Santa Fe, Argentina
[email protected]
Parque Nacional Galápagos, Islas
Galápagos, Ecuador
[email protected]
Consultora Independiente, Australia
[email protected]
Parque Nacional Galápagos, Islas
Galápagos, Ecuador
Escuela de Ciencia Ambiental y
Forestería, Universidad Estatal de
Nueva York (SUNY-ESF)
Universidad de Viena, Viena, Austria
Centro Científico de Galápagos, San
Cristóbal, Islas Galápagos, Ecuador
Fondo para el Control de Especies
Invasoras en las Islas Galápagos
(FEIG)
[email protected]
[email protected]
[email protected]
[email protected]
[email protected]
Anexo 2. Grupos de Trabajo
Grupo
1
Participantes
Protección de especies de aves amenazadas
a) Sistema de Monitoreo de Aves – cuál sistema,
cuáles especies, donde, qué debe ser
monitoreado (número de aves, parásitos,
presencia de hormigas, Philornis)
a) Rachel Atkinson, Sonia Kleindorfer, Michael
Dvorak, Nivia Luzuriaga, Pierre-Yves-Henry, Luis
Ortiz, Wacho Tapia, Oscar Carvajal, Gustavo
Jiménez
b) Plan para proteger especies amenazadas
incluyendo:
b) Birgit Fessl, Francesca Cunninghame, Godfrey
Merlen, Sabine Tebbich,
2
Biología / Ecología de P. downsi
a) Expandir la información disponible sobre la P.
downsi
b) Identificar preguntas de investigación
c) Medios para responder a las preguntas
(planes paso a paso)
d) Identificar los posibles colaboradores
/donantes
Andrew Parker, Dave Chadee, Raymond
Martínez, Martín Quiroga, Stephen Teale, Kristin
Doherty, Piedad Lincango, Jen Koop, Renato
León, Leandro Vaca
3
Manejo de P. downsi
Soluciones intermedias para controlar la mosca
en áreas de alto valor de conservación
Soluciones a largo plazo
Cathy Smallridge, George Heimpel, Charlotte
Causton, Christian Sevilla, Víctor Carrión, Sarah
Knutie, Ronal Azuero, Raphael Carrión.