prurigo lumbar

CAPÍTULO 2.4.8.
PRURIGO LUMBAR
RESUMEN
El prurigo lumbar es una enfermedad infecciosa neurodegenerativa que ocurre de forma natural en
ovejas y cabras, y se caracteriza por cambios vacuolares o esponjosos del sistema nervioso
central (SNC). Se ha reconocido desde hace aproximadamente dos siglos y medio. Está causada
por un agente transmisible, el prión, cuya naturaleza molecular y bioquímica está poco clara.
La enfermedad es endémica en muchas partes del mundo, aunque Australia y Nueva Zelanda se
han mantenido libres del prurigo lumbar. La infección en el ganado ovino puede transmitirse de la
oveja al cordero en el periodo que transcurre desde el parto hasta el destete. La infección también
puede transmitirse a ovejas o cabras no emparentadas, particularmente cuando el parto tiene lugar
en áreas reducidas. Se cree que las membranas fetales constituyen una fuente de infección. El
periodo de incubación entre la infección primaria y la enfermedad clínica es casi siempre superior a
un año, y a veces puede exceder el periodo de vida comercial de las ovejas. La mayoría de los
casos tienen lugar en ovejas de entre 2 y 5 años de edad. La enfermedad clínica solamente se
desarrolla si la infección penetra en el SNC.
La enfermedad se reconoce por los síntomas clínicos, los cuales comienzan de manera insidiosa
con anomalías en el comportamiento. Inicialmente pueden no ser reconocidos, pero generalmente
progresan hasta la aparición de signos neurológicos más obvios, incluyendo prurito y
descoordinación. También es frecuente la pérdida de salud. El trastorno clínico varía en su
duración y en la variedad de signos presentes, aunque es inevitablemente fatal.
Identificación del agente: El diagnóstico clínico se apoya en la inmunodetección de
acumulaciones específicas de proteína de prión en el cerebro o en los tejidos linforeticulares
periféricos, o mediante el diagnóstico histopatológico de la encefalopatía espongiforme. La
patología cerebral se caracteriza por la vacuolización neuronal bilateral generalmente simétrica, y
en el cambio espongiforme de la sustancia gris del tronco cerebral. La naturaleza del agente
causante del prurigo lumbar y de encefalopatías espongiformes parecidas (EETs) está poco clara,
aunque durante el desarrollo de la enfermedad se acumula en ciertos tejidos, particularmente en el
SNC y el sistema nervioso periférico, y , dependiendo del genotipo de la oveja, en los órganos
linforeticulares, una forma anormal de una glicoproteína membranal del hospedador denominada
proteína del prión o PrP. Esta isoforma anormal (PrPres, también referida como PrPSC) es un
componente, quizás la única molécula, del agente causal. Por tanto, su detección en extractos o
secciones de tejido de cerebros enfermos es un criterio diagnóstico específico de la enfermedad.
PrPres puede detectarse en el material cerebral no fijado mediante extracción con detergentes,
digestión enzimática, electroforesis e inmunodetección. Puede visualizarse una forma
morfológicamente característica de PrPres, empleando un microscopio electrónico, como fibrillas
asociadas al prurigo lumbar a partir de extractos de tejido cerebral no fijado tratados con
detergente y proteasas. Se puede emplear la inumnohistoquímica para detectar acumulaciones
anormales de PrP en secciones histológicas rutinarias preparadas a partir de cerebro y tejido
linforeticular. La detección de dicha acumulación en los tejidos linforreticulares durante el periodo
de incubación proporciona un medio para el diagnóstico preclínico de la infección por prurigo
lumbar, y puede ser particularmente útil con fines de vigilancia cuando se realiza en tejidos de
biopsias.
690
Manual de la OIE sobre animales terrestres 2004
Capítulo 2.4.8. — Prurigo lumbar
El prurigo lumbar puede transmitirse a roedores de laboratorio inyectándolestejido infectado,
aunque la eficiencia variable de los aislamientos, junto con periodos de incubación de 1–2 años lo
excluyen como un procedimiento de diagnóstico práctico.
Pruebas serológicas: No se sabe si la infección por prurigo lumbar provoca una respuesta
inmune específica, y no existe una base para establecer un diagnóstico mediante la detección de
anticuerpos específicos.
Pruebas genéticas: Se han identificado varios polimorfismos en la región codificante del gen PrP
de la oveja. Los estudios epidemiológicos han establecido una asociación entre la aparición de
prurigo lumbar y polimorfismos específicos en varias razas de ovejas. El genotipado de PrP puede
ser una herramienta valiosa para el control del prurigo lumbar clínico. Sin embargo, la evidencia
acumulada sugiere que ningún genotipo es del todo resistente a la infección, aunque todavía se
tiene que determinar si la enfermedad natural tiene lugar en los genotipos resistentes. Las ovejas
de los genotipos más susceptibles se encuentran en las zonas geográficas del mundo donde el
prurigo lumbar no se presenta, lo que apoya la creencia de que el prurigo lumbar puede surgir de
manera espontánea.
Requisitos para la vacunas y los materiales de diagnóstico: No existen productos biológicos
disponibles.
A.INTRODUCCIÓN
El prurigo lumbar es una enfermedad infecciosa neurodegenerativa progresiva y fatal que se pesenta de forma
natural en ovejas y cabras. Se caracteriza por cambios vacuolares o esponjosos en el sistema nervioso central
(SNC). Se sabe que en los países de Europa Occidental ha afectado a las ovejas durante al menos los últimos
dos siglos y medio. Ha sido por tanto, retrospectivamente, la primera encefalopatía espongiforme transmisible
(EET) o enfermedad por priones en ser reconocida en mamíferos.
El eprurigo lumbar continúa siendo endémico en muchos países Europeos y también se ha descrito su
existenciaen varios países de otros continentes. Sin embargo, Australia y Nueva Zelanda se han mantenido
libres de la enfermedad por medio de programas rigurosos de prevención. Debido a la ausencia de
procedimientos de seguimiento del prurigo lumbar en muchos países, se desconoce su situación en relación con
esta enfermedad. Dentro de la Unión Europea, el prurigo lumbar ha sido una enfermedad de declaración
obligatoria desde enero de 1993.
Se cree que el prurigo lumbar, como otras EETs, es causado por un agente transmisible (el prión) cuya
naturaleza molecular y bioquímica precisa no está clara. Un punto de vista minoritario sostiene que el agente del
prurigo lumbar posee un genoma de ácido nucleico convencional (13). Los estudios sobre esta enfermedad bien
conocida, aunque enigmática, proporcionan detalles sobre sus signos clínicos, epidemiología, patogénesis,
patología, diagnóstico y control (10, 19, 20, 36, 50, 71, 87, 89).
La mayoría de los casos clínicos de prurigo lumbar tienen lugar en ovejas de 2–5 años de edad (36). Raramente
se presentan en ovejas de menos de 1 año de edad. En algunos casos el periodo de vida de la oveja puede ser
demasiado corto para permitir que se desarrolle la enfermedad clínica (ver más adelante). El prurigo lumbar
también se ha descrito en el mouflon (Ovis musimon), un tipo primitivo de oveja (90). La infección en las ovejas
domésticas puede transmitirse de la oveja al cordero durante el periodo que transcurre entre el parto y el destete.
La infección también puede transmitirse a ovejas y cabras no emparentadas, especialmente cuando el parto
tiene lugar en zonas reducidas. se cree que las membranas fetales son una fuente de infección. Los registros de
los rebaños indican que en las ovejas la enfermedad tiende a relacionarse con algunas líneas familiares. La
enfermedad clínica solamente se desarrolla si la infección penetra en el SNC.
Normalmente, los síntomas clínicos(10, 20, 21, 49, 62, 63) comienzan de manera insidiosa, a menudo con
cambios de comportamiento que son evidentes solamente después de inspecciones repetidas. Una oveja
afectada puede liderar o arrastrar al resto de la manada, puede mostrar reacciones anormales frente al perro
mientras el rebaño está siendo conducido, pareciendo por momentos ansiosa o confusa, y puede separarse del
rebaño. Las ovejas pueden presentar una mirada fija. Estos rasgos sutiles desembocan en una enfermedad
neuronal más definida, caracterizada frecuentemente por síntomas de prurito yataxia o descordinación en el
trote, los cuales dominan el curso clínico (62). A menudo el primer cambio que se detecta es una pérdida de
peso.
Manual de la OIE sobre animales terrestres 2004
691
Capítulo 2.4.8. — Prurigo lumbar
El prurito se reconoce principalmente por el frotamiento o rascado compulsivo frente a objetos fijos; el animal se
mordisquea la piel o se rasca con la pata trasera. Ello trae consigo una pérdida considerable de lana, en
particular del lateral del torax , los flancos y los cuartos traseros. La persistencia del prurito a menudo causa
excoriaciones, con la producción de lesiones autoinfligidas en la piel. Estas pueden aparecer en las zonas de
pérdida de lana y en la cabeza, cara, orejas y extremidades. A menudo se puede favorecer un “reflejo de
frotamiento” característico mediante palpación en la región lumbar, y también puede provocarse mediante los
movimientos de rascado propios de la oveja.
La ataxia o descoordinación en el trote se manifiestaal principio como una torpeza en el giro, con dificultad para
posicionar las extremidades traseras, balanceando los cuartos traseros y un paso elevado en el trote con las
patas delanteras. Tienen lugar tropiezos y caídas, aunque generalmente la oveja es capaz de recuperar
rápidamente la posición erecta. Estos síntomas desembocan en debilidad y postración.
Otros signos neurológicos pueden ser el rechinado de los dientes (bruxismo), el porte anormalmente bajo de la
cabeza y las orejas, un temblor tenue, ataques y ceguera. También se puede apreciar una hipersensibilidad al
sonido, movimiento o tacto. La polidipsia o poliuria pueden ser evidentes. En la mayoría de los casos, también
existe pérdida de salud, aunque la pérdida significativa de peso puede ser aparente solamente en los estadios
clínicos tardíos. Se considera que esta decadencia preterminal en las ovejas con prurigo lumbar puede estar
asociada con la observación de una disminución en el tiempo de rumia (3).
La variedad de nombres con que se ha denominado el prurigo lumbar en las distintas lenguas, por ejemplo, “la
tremblante” (tembladera), “Traberkrankheit” (enfermedad del trote), o “Gnubberkrankheit” (enfermedad del
mordisqueo), refleja la diversidad de los síntomas clínicos que se presentan y predominan en diferentes
poblaciones de ovejas. El progreso de la enfermedad clínica es muy variable, durando deuna semana a varios
meses, con un resultado fatal inevitable. Los síntomas clínicos varían también de un animal a otro y según las
razas de ovejas. Estas variaciones pueden deberse a la influencia del genotipo del hospedador y la cepa del
agente, variables de las que se sabe que determinanel fenotipo de la enfermedad observada en los modelos de
prurigo lumbar que se dan en roedores. Los factores ambientales también pueden influir en el curso de la
enfermedad. Por tanto, puede ser difícil el diagnóstico clínico de casos individuales de prurigo lumbar. Los
síntomas clínicos pueden recordar a algunas otras enfermedades de la oveja adulta, particularmente en la fase
temprana de la enfermedad. Tales enfermedades son: ectoparasitismo, pseudorabia, (enfermedad de Aujeszky),
rabia, listeriosis encefálica, neumonía ovina progresiva (maedi–visna), toxemia del embarazo (cetosis),
hipomagnesemia e intoxicaciones químicas y por plantas (19).
El riesgo biológicode los ensayos para el diagnóstico del prurigo lumbar parece ser limitado, aunque deberían
tomarse las precauciones apropiadas. La existencia del prurigo lumbar natural en el ganado ovino doméstico
durantelos últimosdos siglos y medio, y el fracaso de muchas investigaciones enmostrar alguna conexión
epidemiológica entre el prurigo lumbar y las encefalopatías espongiformes humanas, proporcionan una
indicación sólida de riesgos insignificantes para aquellos que trabajan con el agente (11). Más concretamente, se
ha encontrado que la enfermedad de Creutzfeldt–Jakob no afecta con mayor frecuencia a aquellas personas
cuyasocupacionesimplican un contacto más cercano con el agente que a otros grupos de población. Sin
embargo, la extrema resistencia química y física del agente del prurigo lumbar y el hecho de que sea transmisible
experimentalmente mediante inyección en un amplio espectro de especies de mamíferos, aconsejan prudencia
para prevenir la exposición de los humanos a la misma. El agente de la encefalopatía espongiforme bovina
(EEB) y los agentes relacionados se encuentran actualmente clasificados con respecto a su bioseguridad junto
con los EETs (1), debido a la relación establecida actualmente entre la EEB y una variante de la enfermedad de
Creutzfeldt–Jakob (vCJD). Aunque el prurigo lumbar se encuentra excluido de esta clasificación, cuando se
manejen en el laboratorio tejidos a partir de casos naturales de prurigo lumbar se recomienda la adopción de
medidas de contención similares a aquellas utilizadas para otros agentes de EET. Esto es particularmente
relevante en aquellos países que han experimentado casos de EEB en su cabaña ganadera. Como las ovejas
pueden haberse encontrado expuestas a los mismos piensos contaminados que se consideran como la fuente de
infección en el ganado vacuno, aquellos que trabajen directamente con tejidos infectados deberían llevar puestas
ropas protectoras adecuadas y seguir los procedimientos estándar de descontaminación para los agentes de la
encefalopatía espongiforme (1, 74, 82). Esta aproximación asegura que los intentos por caracterizar el agente del
prurigo lumbar no se encuentran comprometidos por la contaminación cruzada.
B.TÉCNICAS DE DIAGNÓSTICO
1.
Identificación del agente
Todavía no se ha caracterizado por completo el agente etiológico del prurigo lumbar . Se sabe que es un agente
transmisible, pero su identidad molecular es incierta. El único componente macromolecular del agente infeccioso
identificado consiste en una forma modificada (PrPres) de una glicoproteína de membrana (PrPc) muy bien
conservada, codificada por el hospedador y con función desconocida. La hipótesis de la “proteína única” o “prión”
692
Manual de la OIE sobre animales terrestres 2004
Capítulo 2.4.8. — Prurigo lumbar
propone que el agente causal está compuesto enteramente o principalmente por la isoforma específica de
enfermedad de PrP (proteína del prión) y que la forma alterada es capaz de inducir la conversión de la forma
normal. Otras teorías, como las de la naturaleza del agente, sugieren que un ácido nucleico se encuentra
asociado con la proteína del prión, o que la proteína del prión es simplemente un subproducto de la infección
causada por otro agente.
La única forma disponible para la detección de la enfermedad consiste en la transmisión de la enfermedad a
partir de tejidos infectados, normalmente a roedores de laboratorio mediante inyección, y requiere periodos de
incubación de 1–2 años. Aunque los ratones han mostrado ser la especie más útil para este propósito, los
intentos para transmitir el prurigo lumbar natural a los ratones no siempre tienen éxito. No suele resultar práctico
para el diagnóstico el empleo del criterio de la transmisibilidad. La inmunohistoquímica se ha utilizado en
situaciones experimentales para detectar la forma anormal de PrP en muestras de biopsias de la amígdala (72,
73) o el tercer párpado (61, 84).La extensión conque estos ensayos se está aplicando para el diagnóstico de
casos de campo varía de un país a otro, y su efectividad está influida por el genotipo, y, por tanto, por la raza.
Por tanto, no existe un diagnóstico práctico definitivo basado en el aislamiento y la detección del agente
mediante cultivo, ni existen métodos de reconocimiento inmunológicos o de ácidos nucleicos. Dependiente de
una demostración de la hipótesis del prión, la detección de la forma patológica de PrP significaría la identificación
del agente.
A diferencia de la infección por EEB en el ganado vacuno, pero de manera similar al prurigo lumbar natural en las
ovejas, la EEB experimental en ovejas de un genotipo susceptible provoca la acumulación diseminada de PrP
específica de la enfermedad en un amplio rango de tejidos (25, 37, 47). Estudios preliminares sugieren que la
conformación del PrP específico de la enfermedad producido en ovejas infectadas con EEB es diferente al PrP
específico de la enfermedad que se encuentra en el prurigo lumbar natural de las ovejas (4, 5, 31, 44, 46, 47,
77). Estas diferencias conformacionales pueden revelarse mediante técnicas de inmunotransferencia o
inmunohistoquímica empleando anticuerpos específicos frente a péptidos del tallo flexible de la PrP específica de
la enfermedad. También se están considerando otras aproximaciones que, generalmente, hacen uso de las
diferentes susceptibilidades de PrPres frente a la acción enzimática. Sin embargo, ninguna de estas técnicas ha
sido validada.
En ausencia de métodos in-vitro para el aislamiento del agente causal (53), el diagnóstico del prurigo lumbar se
ha basado en la demostración de cambios patológicos. Históricamente el único método de ese tipo consistía en
la demostración de los cambios histopatológicos en el SNC. Aunque, cuando hay disponibilidad demuestras
adecuadas, los casos clínicos sospechosos de prurigo lumbar se deberían seguir investigando, inicialmente
mediante examen histopatológico. Entre los criterios de diagnóstico, debería incluirse en la actualidad la
demostración de la acumulación de la isoforma anormal de PrP. Esta última aproximación no solamente ofrece la
capacidad para confirmar un diagnóstico clínico post-mortem mediante la demostración de acumulaciones de
PrP en el SNC, sino que también puede proporcionar la base para un diagnóstico ante–mortem en la fase
preclínica de la enfermedad mediante la detección de PrP anormal en los tejidos linfáticos, incluyendo los de la
amígdala, nódulos linfáticos locales o la membrana nictitante, y que pueden obtenerse mediante biopsia (61, 72,
73, 84). Sin embargo, debe sopesarse la utilidad de la recogida de tales tejidos, ya que la acumulación de la PrP
específica de la enfermedad en los tejidos linfáticos no tiene lugar en todas las ovejas que progresan hacia la
enfermedad clínica (2, 86).
a)
Preparación del tejido
A continuación se resumen los métodos para el diagnóstico rutinario del prurigo lumbar en el laboratorio
(74) . Las ovejas sospechosas de padecer la enfermedad clínica deberían sacrificarse mediante un
inyección intravenosa de barbitúricos, y, después de la muerte, deberían extraerse lo antes posible el
cerebro y una parte de la médula ósea mediante procedimientos de necropsia estándar. Los métodos de
subdivisión del tejido cerebral y medular para su utilización en la detección de PrP que requiere tejido
fresco, y en las técnicas histológicas, dependen de las sensibilidades óptimas de cada uno de los ensayos
en diferentes zonas del cerebro y del supuesto de que la misma zona no puede utilizarse para ambas
técnicas. La acumulación temprana de PrP en el SNC se encuentra muy restringida neuroanatómicamente.
La sensibilidad diagnóstica de cualquier ensayo depende, por tanto, de la precisión con la que se recoge la
muestra problema en relación con el grado de implicación anatómica. Se sugiere el siguiente protocolo,
pero éste puede modificarse para satisfacer la lista concreta de los ensayos aplicados.
Para la detección de PrP (o fibrillas asociadas al prurigo lumbar), se recogen las muestras frescas de tejido
y se almacenan congeladas antes de la extracción. Debería ponerse cuidado en asegurar que las muestras
para inmunohistoquímica y examen histopatológico no se encuentren congeladas. las muestras deberían
incluir aproximadamente 3 g de médula espinal cervical y médula caudal. Si se selecciona la médula al nivel
del obex, se comprometerá el examen histopatológico e inmunohistoquímico en zonas clave. Se
recomiendan muestras adicionales para minimizar el diagnóstico de falsos negativos, teniendo en cuenta la
posibilidad de que puedan existir zonas afectadas por la infección en otras partes del cerebro (9). Pueden
obtenerse a partir del cortex cerebral (75, 77, 80) o el cerebelo (9). Cuando se va a realizar el examen
Manual de la OIE sobre animales terrestres 2004
693
Capítulo 2.4.8. — Prurigo lumbar
histoquímico para detectar el PrP, es aconsejable seleccionar los trozos que se van a utilizar a partir del
cerebro fresco, y procesarlos después de la fijación primaria durante sólo 3–5 días. El trozo demédula y el
obex pueden ser suficientes para este fin y, por supuesto, como se indicó anteriormente, para el diagnóstico
morfológico.
b)
Examen histológico
El tejido cerebral sobrante se fija en aproximadamente 10 veces su volumen con formol salino al 10%
durante al menos 1 semana y luego se corta transversalmente para obtener bloques para su procesado
histológico con cera de parafina. La muestra inicial puede limitarse a un sólo bloque de la médula (ver
Capítulo 2.3.13. EEB, Fig. 1), o extenderse a zonas adicionales del tallo cerebral y, si es necesario, a trozos
representativos de todas las principales regiones cerebrales. Las secciones, cortadas con un grosor de
5µm, se tiñen con hematoxilina y eosina y se examinan para detectar los cambios morfológicos esbozados
anteriormente.
No se observan cambios patológicos generales en el prurigo lumbar. Las lesiones histológicas se
encuentran limitadas al SNC y la mayoría de los informes sobre los cambios han descrito aquellos que
tienen lugar en el cerebro (26, 87, 91, 92). Los lesiones son neurodegenerativas, con cambios inflamatorios
no específicos y sin cambios degenerativos primarios en la sustancia blanca. El cambio más llamativo
consiste en la vacuolización de las neuronas. Las membranas nucleares de las neuronas se encuentran
distendidas por una o múltiples vacuolas características. La vacuolización en los procesos neuronales
origina la aparición distintiva de un cambio espongiforme en el neutropilo de la sustancia gris. Los cambios
vacuolares se acompañan de rasgos microscópicos variables y menos llamativos, que incluyen otras formas
de degeneración neuronal, concretamente la aparición de neuronas “oscuras” y encogidas. También puede
existir pérdida neuronal, gliosis (especialmente una reacción astrocítica), y amiloidosis cerebrovascular. Lo
típico es que las lesiones muestren una distribución simétrica bilateral. Existe una variación considerable en
el patrón de distribución de la vacuolización y otros cambios, aunque las lesiones son más visibles en el
tallo cerebral. Evidencias recientes sugieren que los patrones de vacuolización están influidos por la cepa
del agente y los genotipos del hospedador, aunque otros factores del hospedador, independientes de estas
dos variables, también se consideran influyentes (6, 54). Por tanto, es poco probable que sólo los patrones
de vacuolización permitan la identificación de la cepa de prurigo lumbar, como se ha venido realizando en
los ratones.
Aunque el diagnóstico de laboratorio se ha basado principalmente en los cambios vacuolares, varios
factores pueden contribuir a la aparición de dificultades en el diagnóstico histopatológico. La vacuolización
de las membranas nucleares del tipo que se observa en el prurigo lumbar no es patognomónica, porque a
menudo se encuentra presente en los cerebros de ovejas aparentemente sanas, aunque en tales
circunstancias el número de vacuolas es típicamente muy pequeño comparado con las cantidades
presentes normalmente en los casos de prurigo lumbar clínico (17, 65). Más aún, ninguno de los rasgos
patológicos individuales de prurigo lumbar puede considerarse estrictamente específico, aunque
combinados junto con numerosos cambios vacuolares son indudablemente patognomónicos. También
existe variación en la importancia de cada uno de los rasgos patológicos individuales entre los casos de
prurigo lumbar, y la gravedad de los signos clínicos no se ve reflejada necesariamente en la intensidad de la
patología. Se han registrado casos individuales de prurigo lumbar y al menos un inóculo experimental de
prurigo lumbar en oveja en los que la vacuolización neuronal fue virtualmente indetectable mediante
microscopia de campo claro (6, 24, 26). Por lo tanto, un diagnóstico clínico de un caso sospechoso de
prurigo lumbar no puede ser rebatido por el fracaso en encontrar cambios vacuolares significativos en el
cerebro.
A pesar de estas reservas, el examen histológico de secciones de la médula oblonga puede ser suficiente
para confirmar el diagnóstico en la mayor parte de los casos sospechosos de prurigo lumbar clínico
(49, 55). Aunque esta aproximación se ha empleado con éxito para el diagnóstico rutinario, las conclusiones
poco claras obtenidas a partir de la médula necesitarían el examen de secciones adicionales del tallo
cerebral, cerebelo o médula espinal. Cuando se necesitan una certificación reguladora o de ausencia de
enfermedad, las partes implicadas deben estar de acuerdo sobre el grado de sensibilidad del ensayo y la
especificidad necesaria. Puede establecerse la ausencia de lesiones con el mayor grado de confianza
examinando zonas representativas de todo el cerebro.
La ausencia de lesiones no es en absoluto una evidencia de la ausencia de infección por prurigo lumbar, ya
que éste puede darse en ausencia de signos clínicos o cambios patológicos. Por esta razón, en los casos
sospechosos deberían llevarse a cabo la inmunohistoquímica en secciones de tejido y/o métodos de
inmunotransferencia en tejidos frescos para demostrar la acumulación de PrPres, paralelamente a la
histología rutinaria. Ello también se recomienda cuando las lesiones son de una gravedad moderada y se
consideran equívocas. También debería emplearse la detección de PrPres para resolver posibles
observaciones inexplicables cuando es necesario un diagnóstico rápido diferencial mediante examen
histopatológico y los tejidos se han fijado durante menos de una semana.
694
Manual de la OIE sobre animales terrestres 2004
Capítulo 2.4.8. — Prurigo lumbar
c)
Detección de formas de PrP específicas de la enfermedad
Actualmente los métodos para la demostración de la acumulación de formas de PrP específicas de la
enfermedad pueden proporcionar una evidencia independiente para el diagnóstico (19, 74). PrPres puede
detectarse después de una purificación parcial a partir de extractos no fijados de cerebros afectados
tratados con detergente y proteasa. La proteína modificada se pone de manifiesto mediante electroforesis e
inmunotransferencia (23, 78). La acumulación de PrP específica de la enfermedad en un cerebro afectado
por prurigo lumbar también se demuestra mediante inmunohistoquímica, y puede ser realizada en material
rutinario fijado con formalina, mediante la aplicación de diversas técnicas de desenmascaramiento de
epitopos y el empleo de anticuerpos adecuados frente a PrP (34, 56–58). También se ha demostrado la
detección de PrP mediante inmunohistoquímica en el tejido linfático (85), y se considera que tiene potencial
para el diagnóstico preclínico ante–mortem del prurigo lumbar en ovejas utilizando biopsias de tejido
linfático de las amígdalas (72, 73), o de la membrana nictitante (61, 84). Las aplicaciones de la detección de
PrP para el diagnóstico preclínico del prurigo lumbar son prometedoras, aunque preliminares, y requieren
una mejor comprensión de la variabilidad de la patogénesis antes de que pueda comprobarse su
sensibilidad en relación con el periodo de incubación. Concretamente, ciertos genotipos de ovejas no
parecen tener una fase periférica de replicación cuando se infectan con prurigo lumbar natural o con EEB
(2, 86, 87).
El diagnóstico basado en la detección de PrPres mediante experimentos tipo “Western” requiere que
solamente se detecten en las “calles” de la muestra de prurigo lumbar tratada con proteinasa K un amplio
rango de bandas inmunoteñidas correspondientes a proteínas de un peso molecular de 27–30 kDa, y que
las “calles” de la muestra control proporcionen una comparación adecuada. La técnica original utilizada para
el diagnóstico del EEB, que ha sido descrita como la “técnica de inmunotransferencia tipo Western de la
OIE” se basaba en la extracción con detergente de una gran cantidad de tejido cerebral fresco (4 g) seguida
de ultracentrifugación para concentrar la PrP, y un tratamiento con proteinasa K para digerir cualquier
proteína normal del hospedador. Ello dejaría solamente en las muestraspositivas PrPres fijada mediante un
anticuerpo específico y un sistema de detección (79) (ver también el Capítulo 2.3.13. EEB).
Se han desarrollado ensayos de inmunodiagnóstico rápido que se utilizan en la actualidad para el
seguimiento de la EEB (68). Estos ensayos se han evaluado para el diagnóstico de la EEB por la Unión
Europea (59, 60, 69). El ensayo rápido se basa en la optimización de los reactivos utilizados para la
extracción y digestión, y un anticuerpo monoclonal específico para la detección, lo que anula la necesidad
de interminables fases de ultracentrifigación. Los ensayos requieren al menos 1 g de médula fresca
recogida en el obex o simplemente caudal hacia el obex. Algunos laboratorios utilizan la técnica de
inmunotransferencia tipo Western de la OIE (si se encuentra suficiente tejido disponible) para confirmar
cualquier muestra débilmente positiva que se detecta empleando el ensayo rápido. La concentración de
PrPres mediante ultracentrifugación a partir de una mayor cantidad de tejido cerebral puede mejorar la
sensibilidad (23). Los métodos inmunoquímicos y los ensayos rápidos se discuten con más detalle en el
Capítulo 2.3.13. EEB.
También puede demostrarse una forma morfológica del PrP patógeno en extractos cerebrales no fijados, en
forma de fibrillas asociadas al prurigo lumbar (FAS) visibles mediante microscopía electrónica con tinción
negativa (27, 75, 79). Esta última técnica puede ser particularmente útil cuando el tejido cerebral disponible
no es adecuado para el examen histológico debido a cambios post–mortem (80). El método de la
inmunotransferencia puede aplicarse también al material autolisado (65). Tanto la inmunotransferencia
como el examen SAF pueden también aplicarse en circunstancias en las que, debido a un error durante el
estadio post–mortem, el material del SNC destinado para la fijación y el examen histológico se ha
congelado. Con modificaciones, el método SAF puede también aplicarse con éxito a tejido fijado con
formalina (12). Debería tenerse cuidado con el empleo exclusivo del ensayo SAF; debería utilizarse siempre
junto con al menos otro método confirmativo, ya sea la histopatología o la detección inmunoquímica del
PrPres específico de la enfermedad.
También se ha utilizado la detección de PrPres en el bazo y en los nódulos linfáticos mediante
inmunodetección para el diagnóstico del prurigo lumbar post-mortem (43, 58, 64), pero, en la mayoría de las
circunstancias, no es práctico obtener tales tejidos quirúrgicamente para efectuar un diagnóstico antemortem. La detección de PrPres en la placenta mediante inmunotransferencia (en relación con la presencia
de infectividad en el tejido) a partir de ovejas afectadas por prurigo lumbar, puede ofrecer una forma no
invasiva de diagnóstico ante-mortem y un seguimiento de la enfermedad en los rebaños (66).
El examen histopatológico, el ensayorápido de inmunotransferencia, y la inmunohistoquímica son los tres
ensayos que se utilizan para el diagnóstico legal del prurigo lumbar en el Reino Unido. Los resultados a
partir de un ensayo ciego de correlación han mostrado que los resultados de las tres pruebas muestran un
elevado grado de correlación en casos clínicamente sospechosos de prurigo lumbar (17). La sensibilidad y
especificidad de los ensayos para el diagnóstico del prurigo lumbar se han estudiado en grandes
poblaciones de ovejas no enfermas, en rebaños con prurigo lumbar (16, 79), y en una inspección en un
Manual de la OIE sobre animales terrestres 2004
695
Capítulo 2.4.8. — Prurigo lumbar
matadero (76). Las publicaciones sugerirían que en los casos pre–clínicos de prurigo lumbar la formación
de PrP precede a la vacuolización y los signos clínicos, haciendo de los ensayos basados en técnicas
inmunológicas una opción más sensible (4, 32). La confirmación mediante SAF, que actualmente se
encuentra restringida en gran medida (en la mayoría de los casos) a la confirmación de muestras
autolisadas, requiere la identificación de las fibrillas características mediante una búsqueda sistemática en
la rejilla del espécimen en el microscopio electrónico (27, 75). Si no se pueden conseguir el examen
histopatológico y los resultados de la inmunohistoquímica debido al mal estado de la muestra, como por
ejemplo, en casos de autolisis severa, la inmunotransferencia y la detección mediante de SAF pueden ser
las únicas opciones de ensayo disponibles. La confirmación de prurigo lumbar a partir de preparaciones
inmunohistoquímicas debe depender no sólo de la existencia de una tinción inmunoespecífica para PrP,
sino también del reconocimiento de patrones de tinción específicos de la enfermedad desde un punto de
vista neuroanatómico y morfológico (67). Debería resaltarse que aunque las pruebas rápidas y la
inmunohistoquímica se están empleando ampliamente para el diagnóstico legal del prurigo lumbar, no se
han publicado datos formales de validación o ensayos de correlación para el diagnóstico de esta
enfermedad. Se han ensayado un pequeño numero de muestras de prurigo lumbar ovino y los resultados se
describieron como parte de la validación de los ensayos rápidos de la EEB (68).
Actualmente se utiliza un amplio rango de antisueros y anticuerpos monoclonales para la detección de PrP
mediante métodos inmunológicos, pero no todos ellos reaccionan de manera satisfactoria con el PrP ovino
(33). Algunos (Mab 6H4, L42 y F89/160.1.5) se encuentran disponibles comercialmente. Son necesarias
una mejora en la disponibilidad y la caracterización de los antisueros, así como la caracterización posterior
y la validación de las metodologías. Los controles positivos y negativos son esenciales. Sin embargo, la
inclusión de las técnicas de inmunotransferencia e inmunohistoquímicas en los ensayos aplicados para el
diagnóstico rutinario del prurigo lumbar en muchos laboratorios posibilitará la evaluación del rendimiento
relativo de cada una de ellas. La no observación de cambios histológicos característicos ola no detección de
PrP/SAF específicos no proporciona evidencia de la ausencia de la enfermedad, aunque la coincidencia
entre los resultados de aproximaciones diagnósticas múltiples proporciona la mejor garantía de exactitud.
Evidentemente, en situaciones de vigilancia en las cuales el control se realiza con el objetivo de obtener
una evidencia de la ausencia de prurigo lumbar en especies de rumiantes pequeñas, es necesario aplicar
criterios diagnósticos múltiples y utilizar al menos dos métodos de laboratorio sobre tejido del SNC
(histopatología e inmunohistoquímica, o inmunotransferencia) para mantener un alto grado de confianza en
los resultados negativos.
A diferencia de la EEB, es poco aconsejable depender solamente de los exámenes de exploración del SNC
para detectar a todos los animales expuestos. Varios estudios han mostrado que la acumulación de PrP
específica de la enfermedad puede detectarse en tejidos del sistema linforreticular y en los sistemas
nerviosos periféricos antes de la acumulación del PrP específico de la enfermedad en el SNC (2, 35, 45, 47,
85). Cuando se comparan estos estudios, el lugar del tejido donde se realizó la primera detección del PrP
específico de enfermedad varió, pero incluyó la amígdala, el nódulo linfático mesentérico, el nódulo linfático
retrofaríngeo, las placas de Peyer del intestino, el bazo, y el cerebro/médula espinal. Sin embargo estos
estudios emplearon diferentes razas de ovejas y genotipos, rutas de infección y cepas del agente
infeccioso. El genotipo de la oveja también parece ejercer un efecto sobre la edad a la cual puede realizarse
la primera detección de PrP específico de la enfermedad. Por lo tanto, actualmente no se comprende
suficientemente el efecto de un número de factores clave sobre la patogénesis periférica como para permitir
una selección precisa de los tejidos periféricos sobre los cuales se deberían realizar los ensayos. Las
metodología para realizar ensayos a gran escala para la demostración de la acumulación de PrP específico
de la enfermedad en los tejidos periféricos tampoco está desarrollada.
Mientras que entre los ensayos a gran escala para determinar la ausencia de prurigo lumbar debe figurar el
examen concreto de tejidos periféricos en los animales más jóvenes, el control de la frecuencia de la
enfermedad podría limitar potencialmente el examen del tejido del SNC en las ovejas adultas. Sin embargo,
en relación con el ensayo para estimar la frecuencia de la enfermedad, es necesario tener en cuenta un
número de factores, como la estratificación de la industria de las granjas de ovejas, la dosis o el nivel de
infección en rebaños concretos, la frecuencia de la enfermedad en diferentes genotipos, y el efecto de la
cepa del agente infeccioso sobre el periodo de incubación (38). Es probable que las ovejas homozigóticas
para el alelo VRQ constituyan el grupo más susceptible (22, 39–42). En un ambiente fuertemente infectado
estos animales pueden tener un periodo medio de incubación más corto que el de los pertenecientes a
genotipos menos susceptibles (22), pero incluso las ovejas homozigoticas para el alelo VRQ pueden
librarse de la infección, especialmente cuando las presiones de infección son bajas. Por el contrario, las
ovejas homozigóticas para el alelo ARR generalmente se consideran resistentes frente a la enfermedad,
aunque en algunas razas este alelo es poco frecuente o se encuentra ausente. (48, 83). Actualmente se
pone en duda si la resistencia a la enfermedad clínica se equipara o no con la resistencia a la infección,
siendo necesaria más investigación.
Actualmente las perspectivas para el desarrollo de pruebas diagnósticas más específicas y sensibles frente
al prurigo lumbar y otras EETs se centran principalmente en el desarrollo de nuevas aproximaciones para la
detección de formas de PrP específicas de la enfermedad (70). La valoración de los ensayos rápidos para
696
Manual de la OIE sobre animales terrestres 2004
Capítulo 2.4.8. — Prurigo lumbar
el diagnóstico de la EEB por la Unión Europea (59, 60, 69) será seguida de una evaluación de su
rendimiento en la detección del prurigo lumbar.
2.
Pruebas serológicas
No se ha detectado una respuesta inmune serológica frente al agente del prurigo lumbar.
3.
Pruebas genéticas
Además de la identificación de las ovejas infectadas con prurigo lumbar basada en los métodos de detección de
PrP específico de la enfermedad, también se están desarrollando estrategias para el control y eliminación del
prurigo lumbar basadas en la selección genética de la resistencia. El gen PrP de la oveja es altamente
polimórfico. Se han identificado polimorfismos frecuentes en la región codificante del gen PrP de la oveja en los
codones 136 – alanina/valina, 154 – arginina/histidina, y 171 – arginina/glutamina/histidina (28–30, 52). La
incidencia del prurigo lumbar en varias razas de ovejas se ha asociado con alguno de estos polimorfismos (30,
42, 51). Los polimorfismos en el codón 171 presentan una significación especial para determinar el riesgo global
(7, 15, 30, 88). Por tanto el genotipado de PrP puede emplearse como una herramienta para el control del prurigo
lumbar: el stock para cría, concretamente los carneros con un genotipo adecuado de PrP pueden seleccionarse
para producir una progenie con un riesgo menor de desarrollar la enfermedad (18). Estos servicios de genotipado
se encuentran disponibles comercialmente en América de Norte y en varios países de Europa. El ensayo se
realiza empleando ADN extraído a partir de leucocitos obtenidos de muestras de sangre tratadas con ácido etilén
diamino tetra–acético (EDTA). Algunos sociedades y granjeros individuales ya están basando la selección del
ganado de cría en los animales más resistentes al prurigo lumbar, los homozigóticos para arginina en el codón
171. Estos animales no son frecuentes en la mayoría de los rebaños, y en realidad el genotipo se encuentra
ausente en algunas razas. Probablemente es prematuro establecer una aproximación estratégica pare eliminar la
infección por prurigo lumbar de los rebaños de una nación o regiones geográficas adoptando un programa de
reproducción genético similar. Una causa es la escasez de ovejas que son homozigóticas para arginina en el
codón 171. Otra causa consiste en la falta de datos sobre los efectos de un predominio de tal genotipo sobre la
productividad, la resistencia a otras enfermedades distintas al prurigo lumbar y la viabilidad general. Las
decisiones sobre lo aconsajable de tales programas deben basarse en las presiones locales.
C.REQUISITOS PARA LAS VACUNAS Y LOS MATERIALES DE DIAGNÓSTICO
No existen productos biológicos disponibles.
REFERENCIAS
1.
ADVISORY COMMITTEE ON DANGEROUS PATHOGENS (1998). Transmissible Spongiform Encephalopathy Agents:
Safe Working and the Prevention of Infection. Spongiform Encephalopathy Advisory Committee. HMSO
Publication Centre, P.O. Box 276, London SW8 DT, UK.
2.
ANDREOLETTI O., BERTHON P., MARC D., SARRADIN P., GROSCLAUDE J., VAN KEULEN L., SCHELCHER F., ELSEN J.
M. & LANTIER F. (2000). Early accumulation of PrPSc in gut–associated lymphoid and nervous tissues of
susceptible sheep from a Romanov flock with natural scrapie. J. Gen. Virol., 81, 3115–3126.
3.
AUSTIN A.R, HAWKINS S.A.C., KELAY N.S. & SIMMONS M.M. (1994). New observations on the clinical signs of
BSE and scrapie. A Consultation on BSE with the Scientific Veterinary Committee of the Commission of the
European Communities held in Brussels, 14–15 September 1993. Bradley R. & Marchant B., eds. Document
VI/4131/94–EN. European Commission Agriculture, Brussels, Belgium, 277–287.
4.
BARON T.G.M., MADEC J.–Y. & CALAVAS D. (1999). Similar signature of the prion protein in natural sheep
scrapie and bovine spongiform encephalopathy–linked diseases. J Clin Microbiol., 37, 3701–3704.
5.
BARON T.G.M., MADEC J.–Y., CALAVAS D., RICHARD Y. & BARILLET F. (2000). Comparison of French natural
scrapie isolates with bovine spongiform encephalopathy and experimental scrapie–infected sheep.
Neuroscience Lett., 284, 175–178.
6.
BEGARA–MCGORUM I., CLARK A.M., MARTIN S. & JEFFREY M. (2000). Prevalence of vacuolar lesions consistent
with scrapie in the brains of healthy cull sheep of the Shetland Islands. Vet. Rec., 147, 439–441.
Manual de la OIE sobre animales terrestres 2004
697
Capítulo 2.4.8. — Prurigo lumbar
7.
BEGARA–MCGORUM I., GONZALEZ L., SIMMONS M. HUNTER N., HOUSTON F. & JEFFREY M. (2002). Vacuolar lesion
profile is sheep scrapie. Analysis of factors invovled in its variation and relationship to disease specific
accumulation. J. Comp. Pathol. 127, 59–68.7.
8.
BELT P.B.G.M., SCHREUDER B.E.C., MUILEMAN I.H., BOSSERS A. & SMITS M.A. (1995). PrP genotype and
modulation of disease onset in natural scrapie. En: Prion Diseases: Epidemiology, Biochemistry and
Molecular Biology. International Symposium, Göttingen, Germany, October 1995, 58 (abstract).
9.
BENESTAD S.L., SARRADIN P., THU B., SCHONHEIT J., TRANULIS M.A. & BRATBERG B. (2003). Cases of scrapie
with unusual features in Norway and designation of a new type, Nor98. Vet. Rec., 153, 202–208.
10. BRADLEY R. (1997). Animal prion diseases. En: Prion Diseases, Collinge J. & Palmer M.S., eds. Oxford
University Press, Oxford, UK, 89–129.
11. BROWN P. (1992). Infectious cerebral amyloidosis: clinical spectrum, risks and remedies. En: Transmissible
Spongiform Encephalopathies – Impact on Animal and Human Health, Brown F., ed. Basel, Karger, Dev.
Biol. Stand., 80, 91–101.
12. CHAPLIN M.J., ALDRICH A.D. & STACK M.J. (1998). Scrapie associated fibril detection from formaldehyde fixed
brain tissue in natural cases of ovine scrapie. Res. Vet. Sci., 64, 41–44.
13. CHESEBRO B. (2000). Transmissible spongiform encephalopathies and prion protein. En: New Concepts in
the Immunopathogenesis of CNS Infections. Blackwell Science, Oxford, UK, 223–235.
14. CLARK A.M., DAWSON M. & SCOTT A.C. (1994). Scrapie associated fibrils in found dead sheep. Vet. Rec. 134,
650–651.
15. CLOUSCARD C., BEAUDRY P., ELSEN J.M., MILAN D., DUSSAUCY M., BOUNNEAU C., SCHELCHER F., CHATELAIN J.,
LAUNAY J.–M. & LAPLANCHE J.M. (1995). Different allelic effects of the codons 136 and 171 of the prion
protein gene in sheep with natural scrapie. J. Gen. Virol., 76, 2097–2101.
16. COOLEY W.A., CLARK J.K. & STACK M.J. (1998). Comparison of scrapie associated fibril detection and
Western immunoblotting for the diagnosis of natural ovine scrapie. J. Comp. Pathol., 118, 41–49.
17. COURTIN F., SIMMONS M.M., RYDER S., COURTNEY S., CHAPLIN M.J., DAVIS L.A. & STACK M.J. (2001). A
comparative blind trial of histopathology, immunohistochemistry and Prionics–Check Western
immunoblotting techniques for the post–mortem diagnosis of scrapie in sheep. Unpublished observations.
18. DAWSON M., HOINVILLE L.J., HOSIE B.D. & HUNTER N. (1998). Guidance on the use of PrP genotyping as an aid
to the control of clinical scrapie. Vet. Rec. 142, 623–625.
19. DETWILER L.A. (1992). Scrapie. Rev. sci. tech. Off. int. Epiz., 11, 491–537.
20. DETWILER L.A. & BAYLIS M. (2003). The epidemiology of scrapie. En: Risk Analysis of prion diseases in
Animals. Rev. sci. tech. Off. Int. Epiz., 22, 121–143.
21. DICKINSON A.G. (1976). Scrapie in sheep and goats. En: Slow Virus Diseases of Animals and Man, Kimberlin
R.H., ed. North–Holland, Amsterdam, The Netherlands, 209–241.
22. ELSEN J.M., AMIGUES Y., SCHELCHER F., DUCROCQ V., ANDREOLETTI O., EYCHENNE F., KHANG J.V.T., POIVEY J.P.,
LANTIER F. & LAPLANCHE J.L. (1999). Genetic susceptibility and transmission factors in scrapie: detailed
analysis of an epidemic in a closed flock of Romanov. Arch. Virol., 144, 431–445.
23. EUROPEAN UNION (1998) FAIR project 98/7021 Establishment of a European network for the surveillance of
Ruminant TSE and the standardisation and harmonisation of the process and criteria for the identification of
suspect cases.FOSTER J.D., PARHHAM D.W., HUNTER N. & BRUCE M. (2001).Distribution of the prion
protein in sheep terminally affected with BSE following experimental oral transmission. J. Gen. Virol. 82.
2319–2326
24. FARQUHAR C.F., SOMERVILLE R.A. & RITCHIE L.A. (1989). Post mortem immunodiagnosis of scrapie and bovine
spongiform encephalopathy. J. Virol. Methods, 24, 215–222.
25. FOSTER J.D., PARNHAM D.W., HUNTER N. & BRUCE M. (2001). Distribution of the prion protein in sheep
terminally affected with BSE following experimental oral transmission. J. Gen. Virol. 82, 2319–2326.
26. FRASER H. (1976). The pathology of natural and experimental scrapie. En: Slow Virus Diseases of Animals
and Man, Kimberlin R.H., ed. North–Holland, Amsterdam, The Netherlands, 267–305.
698
Manual de la OIE sobre animales terrestres 2004
Capítulo 2.4.8. — Prurigo lumbar
27. GIBSON P.H., SOMERVILLE R.A., FRASER H., FOSTER J.D. & KIMBERLIN R.H. (1987). Scrapie associated fibrils in
the diagnosis of scrapie in sheep. Vet. Rec., 120, 125–127.
28. GOLDMANN W., HUNTER N., BENSON G., FOSTER J.D. & HOPE J. (1991). Different scrapie–associated fibril
proteins are encoded by lines of sheep selected for different alleles of the Sip gene. J. Gen. Virol., 72, 2411–
2417.
29. GOLDMANN W., HUNTER N., FOSTER J.D., SALBAUM J.M., BEYREUTHER K. & HOPE J. (1990). Two alleles of a
neural protein gene linked to scrapie in sheep. Proc. Natl Acad. Sci. USA, 87, 2476–2480.
30. GONZALEZ L., MARTIN S., BEGARA–MCGORUM I., HUNTER N., HOUSTON F., SIMMONS M. & JEFFREY M. (2002).
Effects of agent strain and host genotype on PrP accumulation in the brain of sheep naturally and
experimentally affected with scrapie. J. Comp. Pathol., 126, 17–29.
31. GROSCHUP M., JUNGHANS F., EIDEN M. & KUCZIUS, T. (2001). Characterisation of bovine spongiform
encephalopathy and scrapie strains/isolates by immunochemical analysis of PrPSc. En: Methods in
Molecular Medicine, Vol. 59: Molecular Pathology of the Prions, Baker H.F., ed. Humana Press Inc., Totowa,
NJ, USA, 71–83.
32. HAMIR A.N., MILLER J.M., SCHMERR M.J., STACK M.J., CHAPLIN M.J. & CUTLIP R.C. (2001). Diagnosis of
preclinical and subclinical scrapie in a naturally infected sheep flock utilizing currently available post mortem
diagnostic techniques J. Vet. Diagn. Invest., 13, 152–154.
33. HARDT M., BARON T. & GROSCHUP M.H. (2000). A comparative study of immunohistochemical methods for
detecting abnormal prion protein with monoclonal and polyclonal antibodies. J. Comp. Pathol., 122, 43–53.
34. HARITANI M., SPENCER Y.I. & WELLS G.A.H. (1994). Hydrated autoclave pretreatment enhancement of prion
protein immunoreactivity in formalin–fixed bovine spongiform encephalopathy–affected brain. Acta
Neuropath. (Berlin), 87, 86–90.
35. HEGGEBO R., PRESS C.M., GUNNES G., LIE K.I., TRANULIS M.A., ULVUND M., GROSCHUP M.H. & LANDSVERK T.
(2000). Distribution of prion protein in the ileal Peyer’s patch of scrapie– free lambs and lambs naturally and
experimentally exposed to the scrapie agent. J Gen. Virol., 81, 2327–2337.
36. HOINVILLE L.J. (1996). A review of the epidemiology of scrapie in sheep. Rev. sci. tech. Off. int. Epiz., 15,
827–852.
37. HOUSTON F., FOSTER J.D., CHONG A., HUNTER N. & BOSTOCK C.J. (2000). Transmission of BSE by blood
transfusion in sheep. Lancet, 356, 999–1000.
38. HUNTER N. (1997). PRP Genetics in Sheep and the Implications for Scrapie and Bse. Trends Microbiol., 5,
331–334.
39. HUNTER N., FOSTER J.D., GOLDMANN W., STEAR M.J., HOPE J. & BOSTOCK C. (1996). Natural scrapie in a closed
flock of Cheviot sheep occurs only in specific PrP genotypes. Arch. Virol., 141, 809–824.
40. HUNTER N., GOLDMANN W., BENSON G., FOSTER J.D. & HOPE J. (1993). Swaledale sheep affected by natural
scrapie differ significantly in PrP genotype frequencies from healthy sheep and those selected for reduced
incidence of scrapie. Gen. Virol., 147, 1025–1031.
41. HUNTER N., GOLDMANN W., FOSTER J.D., CAIRNS D. & SMITH G. (1997). Natural scrapie and PRP genotype –
case–control studies in British sheep. Vet. Rec., 141, 137–140.
42. HUNTER N., GOLDMANN W., SMITH G. & HOPE J. (1994). The association of a codon 136 PrP gene variant with
the occurrence of natural scrapie. Arch. Virol., 137, 171–177.
43. IKEGAMI Y., ITO, M., ISOMURA H., MOMOTANI E., SASAKI K., MURAMATSU Y., ISHIGURO N. & SHINAGAWA M. (1991).
Pre–clinical and clinical diagnosis of scrapie by detection of PrP protein in tissues of sheep. Vet. Rec. 128,
271–275.
44. JEFFREY M., MARTIN S. & GONZALEZ L. (2003). Cell–associated variants of disease–specific PrP
immunolabelling are found in different sources of sheep transmissible spongiform encephalopathy. J. Gen.
Virol., 84, 1033–1046.
45. JEFFREY M., MARTIN S., GONZALEZ L., RYDER S.J., BELLWORTHY S.J. & JACKMAN R. (2001). Differential
diagnosis of infections with the bovine spongiform encephalopathy (BSE) and scrapie agents in sheep. J.
Comp. Pathol., 125, 271–284.
Manual de la OIE sobre animales terrestres 2004
699
Capítulo 2.4.8. — Prurigo lumbar
46. JEFFREY M., MARTIN S., THOMSON J.R., DINGWALL W.S., BEGARA–MCGORUM I. & GONZALEZ L. (2001). Onset and
distribution of tissue PrP accumulation in scrapie–affected suffolk sheep as demonstrated by sequential
necropsies and tonsillar biopsies. J. Comp. Pathol., 125, 48–57.
47. JEFFREY M., RYDER S., MARTIN S., HAWKINS S.A.C., TERRY L., BERTHELIN–BAKER C. & BELLWORTHY S.J. (2001).
Oral inoculation of sheep with the agent of bovine spongiform encephalopathy (BSE). 1. Onset and
distribution of disease–specific PrP accumulation in brain and viscera. J. Comp. Pathol., 124, 280–289.
48. JUNGHANS F., TEUFEL B., BUSCHMANN A., STENG G. & GROSCHUP M.H. (1998). Genotyping of German Sheep
with Respect to Scrapie Susceptibility. Vet. Rec., 143, 340–341.
49. KIMBERLIN R.H. (1981). Scrapie. Br. Vet. J., 137, 105–112.
50. KIMBERLIN R.H. (1991) Chapter 29: Scrapie. En: Diseases of Sheep, Second Edition, Martin W.B. & Aitken
I.D., eds. Blackwell Scientific Publications, Oxford, UK & Boston, USA, 163–169.
51. LAPLANCHE J.L., CHATELAIN J., BEAUDRY P., DUSSAUCY M., BOUNNEAU C. & LAUNAY J.–M. (1993). French
autochthonous scrapied sheep without the 136Val PrP polyporhpism. Mammalian Genome, 4, 463–464.
52. LAPLANCHE J.L., CHATELAIN J., WESTAWAY D., THOMAS S., DUSSAUCY M., BRUGÉRE–PICOUX J. & LAUNAY J.–M.
(1993). PrP polymorphisms associated with natural scrapie discovered by denaturing gradient gel
electrophoresis. Genomics, 15, 30–37.
53. LAUDE H., VILETTE D., LE DUR A., ARCHER F., SOULIER S., BESNARD N., ESSELMANI R. & VILOTTE J–L. (2002).
New in vivo and ex vivo models for the experimental study of sheep scrapie: developments and
perspectives. CR Biologies, 325, 49–57.
54. LIGIOS C., JEFFREY M., RYDER S.J., BELLWORTHY S.J. & SIMMONS M.M. (2002). Distinction of scrapie
phenotypes in sheep by lesion profiling. J. Comp. Pathol., 127, 45–57.
55. MCDANIEL H.A. & MOREHOUSE L.G. (1964). The diagnosis of scrapie. En: Proceedings of the 67th Annual
Meeting of the United States Livestock Sanitary Association, 15–18 October 1963, Albuquerque, New
Mexico, USA, 550–564.
56. MILLER J.M., JENNY A.L., TAYLOR W.D., MARSH R.F., RUBENSTEIN R. & RACE R.E. (1993). Immunohistochemical
detection of prion protein in sheep with scrapie. J. Vet. Diagn. Invest., 5, 309–316.
57. MILLER J.M., JENNY A.L., TAYLOR W.D., RACE R.E., ERNST D.R., KATZ J.B. & RUBENSTEIN R. (1994). Detection of
prion protein in formalin–fixed brain by hydrated autoclaving immunohistochemistry for the diagnosis of
scrapie in sheep. J. Vet. Diagn. Invest., 6, 366–368.
58. MOHRI S., FARQUHAR C.F., SOMERVILLE R.A., JEFFREY M., FOSTER J. & HOPE J. (1992). Immunodetection of a
disease specific PrP fraction in scrapie–affected sheep and BSE–affected cattle. Vet. Rec., 131, 537–539.
59. MOYNAGH J. & SCHIMMEL H. (1999). Tests for BSE evaluated. Nature, 400, 105.
60. MOYNAGH J. & SCHIMMEL H. (1999). The evaluation of tests for the diagnosis of transmissible spongiform
encephalopathy in bovines. Commission of the European Communities. Available on http://www.irmm.jrc.be/
61. O’ROURKE K.I., BASZLER T.V., PARISH S.M. & KNOWLES D.P. (1998). Preclinical detection of PrPSc in nictitating
membrane lymphoid tissue of sheep. Vet. Rec., 142, 489–491.
62. PALMER A.C. (1976). Scrapie. En: Introduction to Animal Neurology, Second Edition, Palmer A.C., ed.
Blackwell Scientific Publications, Oxford, UK, 177–178.
63. PARRY H.B. (1983). Scrapie Disease in Sheep. Historical, Clinical, Epidemiological, Pathological and
Practical Aspects of the Natural Disease. Oppenheimer D.R., ed. Academic Press, London, UK, 192 pp.
64. RACE R.E., ERNST D., JENNY A.L., TAYLOR W., SUTTON D. & CAUGHY, B. (1992). Diagnostic implications of
detection of proteinase K–resistant in spleen, lymph nodes and brain of sheep. Am. J. Vet. Res., 53, 883–
889.
65. RACE R.E., ERNST D. & SUTTON D. (1994). Severe autloysis does not prevent scrapie diagnosis in sheep. J.
Vet. Diagn. Invest., 6, 486–489.
66. RACE R., JENNY A. & SUTTON D. (1998). Scrapie infectivity and proteinase K–resistant prion protein in sheep
placenta, brain, spleen, and lymph node: Implications for transmission and ante–mortem diagnosis. J. Infect.
Dis., 178, 949–953.
700
Manual de la OIE sobre animales terrestres 2004
Capítulo 2.4.8. — Prurigo lumbar
67. RYDER S.J., SPENCER Y.I., BELLERBY S. & MARCH S.A. (2001). Immunohistochemical detection of PrP in the
medulla oblongata of sheep: the spectrum of staining in normal and scrapie–affected sheep. Vet Rec., 148,
7–13.
68. SCHALLER O., FATZER R., STACK M.J., CLARK J., COOLEY W.A., BIFFIGER K., EGLI S. DOHERR M., VANDEVELDE M.,
HEIM D., OESCH B. & MOSER M. (1999). Validation of a Western immunoblotting procedure for bovine PrPSc
detection and its use as a rapid surveillance method for the diagnosis of bovine spongiform encephalopathy
(BSE). Acta Neuropathologica, 98, 437–443.
69. SCHIMMEL H., CATALANI P., LE GUERN L., PROKISHCH J., PHILIPP W., TRAPMANN S., ZELENY R. & MOYNAGH J.
(2002). The evaluation of five rapid tests for the diagnosis of transmissible spongiform encephalopathy in
bovines (second study). Available at http://www.irmm.jrc.be/
70. SCHMERR M.J., JENNY A. & CUTLIP R.C. (1997). Use of capillary sodium dodecyl sulfate gel electrophoresis to
detect the prion protein extracted from scrapie–infected sheep. J. Chromatogr. [B], 697, 223–229.
71. SCHREUDER B.E.C. (1994). Animal Spongiform Encephalopathies: an update. Part 1. Scrapie and lesser
known animal spongiform encephalopathies. Vet. Q., 16, 174–181.
72. SCHREDUER B.E.C., VAN KEULEN L.J.M., VROMANS M.E.W., LANGEVELD J.P.M. & SMITHS M.A. (1996). Preclinical
test for prion diseases. Nature, 381, 563.
73. SCHREDUER B.E.C., VAN KEULEN L.J.M., VROMANS M.E.W., LANGEVELD J.P.M. & SMITH M.A. (1998). Tonsillar
biopsy and PrPSc detection in the preclinical diagnosis of scrapie. Vet. Rec., 142, 564–568.
74. SCIENTIFIC VETERINARY COMMITTEE (1994). Protocols for the Laboratory Diagnosis and Confirmation of Bovine
Spongiform Encephalopathy and Scrapie. A report from the Scientific Veterinary Committee, September
1994. European Commission, Directorate General for Agriculture, Unit for Veterinary Legislation and
Zootechnics, Brussels, Belgium.
75. SCOTT A.C., DONE S.H., VENABLES C. & DAWSON M. (1987). Detection of scrapie–associated fibrils as an aid to
the diagnosis of natural sheep scrapie. Vet. Rec., 120, 280–281.
76. SIMMONS M.M., RYDER S.J., CHAPLIN M.C., SPENCER Y.I., WEBB C.R., HOINVILLE L.J., RYAN J., STACK M.J.,
WELLS G.A. & WILESMITH J.W. (2000). Scrapie surveillance in Great Britain: results of an abattoir survey,
1997/98. Vet. Rec., 146, 391–395.
77. STACK M.J., CHAPLIN M.J. & CLARK, J. (2002) Differentiation of prion protein glycoforms from naturally
occurring sheep scrapie, sheep–passaged scrapie strains (CH1641 and SSBP1), bovine spongiform
encephalopathy (BSE) cases and Romney and Cheviot breed sheep experimentally inoculated with BSE
using two monoclonal antibodies. Acta Neuropathologica, 104, 279–286.
78. STACK M.J., COOLEY W.A., SIMMONS M.M., RYDER S. SPENCER Y.I., CLARK J., FARRELLY S.J., DAWSON M.,
MARTIN T. & WELLS. G.A.H. (2002). Scrapie in sheep: the sensitivity and specificity of methods to detect
vacuolar lesions and prion protein. Unpublished observations.
79. STACK M.J., KEYES P. & SCOTT A.C. (1996). The diagnosis of bovine spongiform encephalopathy and scrapie
by the detection of fibrils and the abnormal protein isoform. En: Methods in Molecular Medicine: Prion
Diseases, Baker H. & Ridley R.M., eds. Humana Press, Totowa, New Jersey, USA, 85–103.
80. STACK M.J., SCOTT A.C., DONE S.H. & DAWSON M. (1991). Natural scrapie: detection of fibrils in extracts from
the central nervous system of sheep. Vet. Rec., 128, 539–540.
81. STACK M.J., SCOTT A.C., DONE S.H. & DAWSON M. (1993). Scrapie associated fibril detection on decomposed
and fixed ovine brain material. Res. Vet. Sci., 55, 173–178.
82. TAYLOR D.M. (1993). Inactivation of SE agents. En: Spongiform Encephalopathies. British Medical Bulletin,
Vol. 49, Allen I.V., ed. Churchill Livingstone, Edinburgh, UK, 810–821.
83. THORGEIRSDOTTIR S., SIGURDARSON S., THORISSON H.M., GEORGSSON G. & PALSDOTTIR A. (1999). PrP gene
polymorphism and natural scrapie in Icelandic sheep. J. Gen. Virol., 80, 2527–2534.
84. THURING C.M.A., MCELROY M.C., SWEENEY T. & WEAVERS E. (2000). Suitability of protuberances on the third
eyelids of sheep as a biopsy site for lymphoid follicles. Vet Rec., 147, 631–632.
85. VAN KEULEN L.J.M., SCHREUDER B.E.C., MELOEN R.H., MOOIJ–HARKES G. VROMANS M.E.W. & LANGEVELD
J.P.M. (1996). Immunohistochemical detection of prion protein in lymphoid tissues of sheep with natural
scrapie. J. Clin. Microbiol., 34, 1228–1231.
Manual de la OIE sobre animales terrestres 2004
701
Capítulo 2.4.8. — Prurigo lumbar
86. VAN KEULEN L.J.M., SCHREUDER B.E.C., MELOEN R.H., POELEN–VAN DEN BERG M., MOOIJ–HARKES G., VROMANS
M.E.W. & LANGEVELD J.P.M. (1995). Immunohistochemical detection and localisation of prion protein in brain
tissue of sheep with natural scrapie. Vet. Pathol., 32, 299–308.
87. WELLS G.A.H. & MCGILL I.S. (1992). Recently described scrapie–like encephalopathies of animals: case
definitions. Res. Vet. Sci., 53, 1–10.
88. WESTAWAY D., ZULIANI V., MIRENDA COOPER C., DA COSTA M., NEUMAN S., JENNY A.L., DETWILER L. & PRUSINER
S. (1994). Homozygosity for prion protein alleles encoding glutamine–171 renders sheep susceptible to
natural scrapie. Genes Dev., 8, 959–969.
89. WILESMITH J.W. & WELLS G.A.H. (1991). Bovine spongiform encephalopathy. Curr. Top. Microbiol. Immunol.,
172, 21–38.
90. WOOD J.L.N., LUND L.J. & DONE S.H. (1992). The natural occurrence of scrapie in moufflon. Vet. Rec. 130,
25–27.
91. WOOD J.L.N., MCGILL I.S., DONE S.H. & BRADLEY R. (1997). Neuropathology of scrapie: a study of the
distribution patterns of brain lesions in 222 cases of natural scrapie in sheep, 1982–1991. Vet. Rec. 140,
167–174.
92. ZLOTNIK I. & RENNIE J.C. (1958). A comparative study of the incidence of vacuolated neurones in the medulla
from apparently healthy sheep of various breeds. J. Comp. Pathol., 68, 411–415.
*
*...*
NB: Existen laboratorios de referencia de la OIE para el Prurigo lumbar (ver Cuadro en la Parte 3 de este Manual
de animales terrestres, o consultar el sitio Web de la OIE para ver la lista más actualizada: www.oie.int).
702
Manual de la OIE sobre animales terrestres 2004