Ecología de Poblaciones – 2008 TRABAJO PRÁCTICO Nº 3 TRABAJO PRÁCTICO DE CAMPO OBJETIVO - Ensayar diferentes metodologías de muestreo de poblaciones animales y vegetales en ambientes acuáticos y terrestres. AREA DE ESTUDIO Reserva Natural Integral - Punta Lara. Está ubicada a 18 km. de la ciudad de La Plata sobre la ribera del Río de la Plata. En 1958 fue declarada reserva integral intangible. Su superficie es de aproximadamente 450 Has. Se encuentra localizada en el paraje Boca Cerrada, sobre el Camino Almirante Brown. Es un área de características subtropicales, y constituye el exponente más austral de las "selvas en galería" que bordean los ríos Paraná y Uruguay, con vegetación similar a la del sur del Brasil y gran parte de Misiones, y diferente a la vegetación de los alrededores. Se caracteriza por la poca luz y los grandes árboles: Laurel, Chalchal, Ceibo, entre otros, que mantienen la humedad terrestre y atmosférica y favorecen el desarrollo de los vegetales inferiores. Está surcada por el arroyo Las Cañas. Hay numerosos artrópodos, anfibios, algunos mamíferos y gran variedad de aves. 1 TAREAS A DESARROLLAR 1. Muestreo de odonatos adultos utilizando métodos de captura – marcado – recaptura 2. Uso de redes de niebla para la captura de aves y toma de datos 3. Desarrollo de distintas metodologías de muestreo en ambientes acuáticos 4. Muestreo de poblaciones vegetales: Eryngium sp 1) MUESTREO DE ODONATOS ADULTOS UTILIZANDO MÉTODOS DE CAPTURA – MARCADO – RECAPTURA Los Odonatos son insectos llamados comúnmente “alguaciles” o “libélulas”, de aspecto grácil y excelentes voladores. Los estadios larvales se desarrollan en el agua, llamados antiguamente “náyades”, y solo los adultos son aéreos. Tanto las larvas como los adultos son predadores de pequeños organismos. Los adultos cazan al vuelo, utilizando sus patas como una canastilla para atrapar sus presas (mosquitos, jejenes, 1 Para mayor información: www.oni.escuelas.edu.ar/2002/buenos_aires/hudson-puntalara/solot.htm www.patrimonionatural.com/HTML/provincias/buenosaires/puntalara/descripcion.asp 1 Ecología de Poblaciones – 2008 moscas, avispas pequeñas, etc.). Los machos de algunas especies suelen ser territoriales, defendiendo un determinado sitio para la exclusividad en la alimentación y cortejo reproductivo. Existen dos subórdenes fácilmente distinguibles en nuestro medio: Zygoptera (B) y Anisoptera (A). Los primeros son pequeños pudiendo plegar sus alas sobre el dorso. Tienen los ojos relativamente separados y vuelan relativamente lento. Los Anisoptera en cambio alcanzan tamaños mayores, son más robustos, algunos vuelan muy rápido. En reposo poseen las alas desplegadas, y sus ojos en vista dorsal, casi se tocan. Es muy complicado obtener datos de densidad de una población de Odonatos. Como se imaginarán es imposible utilizar los métodos de muestreo convencionales para organismos sésiles o de poco movimiento. Solo resultan viables aquellos basados en los modelos de “capturarecaptura” en una o dos ocasiones de muestreo (Lincoln o Bailey), o para determinadas especies el mapeo territorial. Para realizar este muestreo, se conformarán grupos (no menos de tres personas) y se utilizarán: • Redes aéreas de mano (para lepidópteros, dípteros, etc.) • Marcador de tinta indeleble de punta fina, preferentemente negro. • Anotador y lápiz Se capturarán Odonatos adultos utilizando redes aéreas. Una vez identificada la especie más abundante (probablemente un zygóptero), se decidirá en el campo el grupo a muestrear. Los métodos de captura-recaptura parten del supuesto que la población total es al número de individuos capturados inicialmente, como el número de capturados por segunda vez es al de recapturados. Visto en forma de ecuación facilita la comprensión: P/a = n/r P = (a. n)/r donde: P= población total; n= número de individuos capturados en el segundo muestreo; a= número de individuos marcados y liberados; r= número de individuos recapturados (con marca del primer muestreo). Este es el método de Lincoln. Existen ciertos supuestos para aceptar la validez de este método, como por ejemplo: los individuos no son afectados por la marca, se deben reintegrar a su población, deben disponerse al azar con respecto a la captura teniendo la misma posibilidad de ser capturados que los no marcados. Entre las dos fechas de muestreo la mortalidad y natalidad tanto como la migración deben ser despreciables. Existe otra modalidad con tres días de muestreo: el método de Bailey. Una vez atrapado el espécimen, se lo extrae de la red tomándolo por las 4 alas a la vez para evitar que se lastime al aletear. Utilizando un marcador indeleble de punta fina se escribe sobre sus alas un código de localidad de captura, uno de fecha, y uno individual de registro del individuo. Por ejemplo: I A 22 Siendo “I” el primer día de muestreo, “A” la estación en que se capturó, y “22” el número de individuos capturados hasta el momento de esa especie. Pueden ser escritos en la misma ala o en varias, a criterio del investigador, de acuerdo al tamaño del espécimen. Los datos de cada individuo serán registrados por otro investigador en una libreta de campo. 2 Ecología de Poblaciones – 2008 Esta metodología de muestreo no solo es útil para determinar la densidad, sino también para registrar migraciones y estudiar tamaño y forma de territorios. 2) USO DE REDES DE NIEBLA PARA LA CAPTURA DE AVES Y TOMA DE DATOS El muestreo de poblaciones de aves puede incluir el conteo de individuos o de algún producto o 2 signo de sus actividades, como nidos, excrementos y cantos, entre otros . En esta salida de campo, nos proponemos realizar algunas actividades para la toma de datos en poblaciones de aves, dentro de las múltiples formas en que puede abordarse su estudio. Captura con redes La captura y/o recaptura de aves puede hacerse mediante el uso de redes de niebla o japonesas (Mist net). Las redes tienen 2,5 m de altura y 6 o 12 m de ancho. Presentan diferentes aperturas de malla que se usan en función del ambiente y/o tamaño de aves a capturar. El ave en vuelo no las ve, de modo que choca con ella y queda enganchada en la malla. Generalmente se abren antes del amanecer y la frecuencia de visita oscila entre 15 minutos y una hora, para evitar que el ave muera atrapada. Una vez que el ave cae en la red, debe ser cuidadosamente desenganchada para manipularla; en general, el tiempo que se trabaja sobre un ave debe ser el mínimo posible para evitar el estrés excesivo y la posibilidad de muerte. Debemos estar atentos a sus signos; es preferible perder algún dato que perder el ave. Actividad: colocación de red de niebla y captura y manipulación de aves. Marcas El marcado de un ave puede hacerse de diferentes maneras, pero el método básicamente depende de la facilidad con que el ave pueda ser re-capturada o re-observada. Existen marcas que pueden observarse a cierta distancia con el uso de binoculares, como son marcas propias de los individuos (rostros), o los anillos de colores, o placas y/o bandas de plástico o metal en alas o región dorsal. Los anillos plásticos pueden combinarse en colores y también usar dos marcas para subsanar pérdidas de alguna de ellas. Otras marcas observables a distancia con mayor uso de tecnología son los transmisores de radio o satelitales. Otro tipo de marcas requieren que se recapture el ave, como en el caso de los anillos metálicos numerados o los microchips. En todos los casos, los métodos de marcaje no deben alterar la vida del ave. Actividad: consistirá en conocer y utilizar el instrumental para realizar el marcado como pinza, anillos metálicos y de colores, aplicador. Datos a relevar 2 (mayor información puede ser consultada en: 1) Bibby et al. (1992). Bird Census Techniques. 2nd Ed. Academic Press, London).; 2) Gilbert et al. (1998). Bird Monitoring Methods: A manual of techniques for key species. RSPB/BTO/JNCC/WWT/ITE/The Seabird Group RSPB/BTO, Sandy; 3) Ralph, C. John et al. (1996). Manual de métodos de campo para el monitoreo de aves terrestres. Gen. Tech. Rep. PSW-GTR-159. Albany,CA: Pacific Southwest Research Station, Forest Service, U.S. Department of Agriculture, 46 p. http://www.fs.fed.us/psw/publications/documents/gtr-159/gtr-159-cover.pdf 3 Ecología de Poblaciones – 2008 Edad y sexo del individuo: En algunas especies es posible diferenciar entre juveniles, machos y hembras, así como algunos plumajes intermedios. Mediante la observación minuciosa del patrón de muda de las plumas de vuelo puede evidenciarse si es un juvenil que está cambiando de plumaje o un adulto. En paseriformes, el grado de osificación del cráneo es un método muy utilizado para asignar edad y la coloración de iris en algunas especies monomórficas puede ser utilizado para distinguir machos y hembras. Condición reproductiva: Mediante la inspección de la protuberancia cloacal y el parche de incubación. El parche puede tenerlo la hembra, el macho, o ambos de acuerdo al comportamiento de la especie y es una porción desprovista de plumas para facilitar la transmisión de calor durante la incubación de los huevos. Medidas corporales y peso: El peso de un ave varía de acuerdo a la región geográfica donde se encuentre, la condición del individuo y el período dentro del ciclo vital de cada especie. Nos permite comparar poblaciones de la misma especie que habitan diferentes áreas. Es un importante indicador de la salud de un ave, especialmente si se lo combina con otras mediciones como la longitud alar y la acumulación de grasa. Las medidas corporales son muy variadas y el modo en que se toman está estandarizado. Las más comunes son ala, tarso, dedo medio, culmen, longitud de algunas plumas como novena primaria o timoneras centrales de la cola, etc. Extracción de tejidos: se pueden obtener muestras de tejido a partir de plumas en desarrollo y de sangre. La sangre se puede extraer de venas del cuello o de la vena braquial. El tejido puede usarse para realizar análisis de rutina para ver condición fisiológica y parámetros bioquímicos de la población, para estudios de ADN, para sexar individuos en especies monomórficas, etc. Obtención de ectoparásitos: a través del brushing o cepillado del plumaje podemos extraer ectoparásitos obligados (como piojos) o artrópodos de régimen hematófago (ácaros, chinches, vinchucas). El procedimiento implica colocar el ave en una bolsa de nylon junto con una mota de algodón embebido en acetato de etilo. La bolsa se cierra alrededor del cuello del ave y se espera entre 3 y 5 minutos. Luego se cepilla o mueve con los dedos el plumaje del ave para hacer caer los artrópodos en el interior de la bolsa. Estudios de dieta: se puede forzar la ingestión de eméticos (=vomitivos) o soluciones de ClNa al 10% por medio de una jeringa provista con cánula. Las aves se colocan en un sitio oscuro (una caja, por ejemplo) con un papel absorbente que reciba la muestra. Las soluciones salinas también actúan por repleción y son casi inmediatas, por lo cual a veces es necesario disponer de un recipiente en el mismo momento de la aplicación. Otros estudios de dieta incluyen la defecación forzada por lavaje digestivo para el estudio posterior de heces. Actividad: se conocerá y utilizará con aves capturadas las balanzas de resorte o pesolas, calibre, regla, cinta métrica, compás de punta seca. Se identificarán parches, estado de la cloaca y suturas craneales. Se conocerán tablas de sutura y los índices de grasa corporal. Se extraerá sangre y ectoparásitos. 4 Ecología de Poblaciones – 2008 Otros datos posibles de relevar : Aunque por la época del año no lo vamos a complementar con prácticas, se verán distintos modos de estudiar nidos, huevos y pichones así como parte del instrumental que puede ser usado (equipos de escalada y escaleras para acceder a nidos en cavidades de árboles; el uso de cámaras digitales y filmadoras para observar el contenido de los nidos; escondites para observar comportamiento reproductivo; uso de linternas u ovoscopios para detectar huevos fértiles, marcado de huevos y pichones, medidas corporales y peso, etc). Actividad: se mostrará parte del instrumental mencionado. 3) DESARROLLO DE METODOLOGÍAS DE MUESTREO EN AMBIENTES ACUÁTICOS I) Evaluación de la estructura de edades de poblaciones de insectos acuáticos (belostomas, coleópteros, camarones) 1) El muestreo se realizará en ambientes acuáticos con abundante vegetación sumergida y flotante. 2) Una vez identificadas las especies se procederá a analizar su hábitat y si es posible su grupo funcional alimentario. 3) Se procederá a estimar su abundancia mediante el conteo a partir de una superficie conocida del muestreador. 4) Se tomará una medida estándar como por ejemplo la longitud total o un ancho de cabeza y se intentará graficar las frecuencias de acuerdo a algún intervalo de clase posible (mm). Se realizará un análisis de estructura poblacional en base a estas medidas. Muestreadores: tamices, coladores, copo de arrastre. Otros: conductímetro, phmetro, oxímetro, termómetro, etc. II) Muestreo de moluscos Los moluscos gasterópodos, comúnmente denominados caracoles, pueblan habitualmente los ambientes limnícolas de Argentina. Presentan una distribución muy amplia ya que sus especies manifiestan muy variado rango de tolerancia ambiental, por lo cual algunos de ellos son empleados como indicadores biológicos de contaminación ambiental. Por otro lado el estudio de los gasterópodos reviste particular importancia ya que muchas especies de pulmonados son hospedadores intermedios de trematodes que, en algunos casos afectan al hombre y a animales domésticos. Para estudiar poblaciones de moluscos gasterópodos se seleccionaran ambientes con distinto grado de penetración de la luz. • El arroyo bajo el sotobosque para Chilina fluminea (Pulmonata: Chilinidae) • El canal abierto o lagunas semipermanentes para poblaciones de Drepanotrema kermatoides (Pulmonata: Planorbidae) y Pomacea canaliculata (Prosobranchia: Ampullaridae), y su asociación 5 Ecología de Poblaciones – 2008 con el sustrato vegetal. También se ha detectado la presencia de bivalvos, entre ellos, la especie invasora Limnoperna fortunei. Objetivos A. Desarrollar técnicas de muestreo y recolección de gasterópodos de agua dulce (sistemático, al azar estratifcado, colecta manual). B. Estimación de la abundancia relativa (número de individuos / hora) y densidad (número de individuos / m2). C. Mediciones estándar en conchillas y con calibre: diámetro mayor, longitud máxima. Graficación de la distribución de frecuencias de los datos obtenidos a partir de los tamaños (estructura de edades relativas). D. Parámetros ambientales: relación de los moluscos con el sustrato, preferentemente vegetal E. Estimación de grado de cobertura relativa de las especies en el ambiente y relaciones de dominancia in situ F. Estimación de peso seco (cuadrado de muestreo) Implementos de muestreo: copos, cilindro, pala de campaña, cuadrado de muestreo. 4) MUESTREO DE POBLACIONES VEGETALES Eryngium sp. (Apiaceae) es una planta asociada a ambientes anegados, hierba perenne, con flores en capítulos. El lirio amarillo, Iris pseudacorus (Iridaceae), es también una hierba perenne, robusta, con rizomas cortos, frecuentes en suelos inundables en la zona de la ribera del Plata. Se analizarán diversas técnicas de muestreo de estas especies teniendo en cuenta que los individuos de eringium son más fáciles de separar entre sí, que los de lirio amarillo, con desarrollo rizomatoso y macollos apretados. Entre las variables más utilizadas en la ecología de poblaciones vegetales se encuentran: frecuencia, densidad, cobertura, área basal y biomasa. En este trabajo práctico haremos hincapié en la medición de la cobertura y la densidad de estas especies. Cobertura: es la proporción de terreno ocupado por la proyección perpendicular de las partes aéreas de los individuos de la población. Se utilizan transectas al azar de una longitud dada (L), por ejemplo de 50 m, y se mide la longitud li interceptada por los individuos de la población. La cobertura será: X= (Ó li / L). 100 o sea, la proporción de la longitud total interceptada por la especie. Luego se obtiene la media y la varianza de varias transectas ubicadas al azar. Esta metodología es apropiada para el lirio amarillo. Densidad (D): es el número de individuos (N) en un área (A) determinada. D= N / A Existen varias maneras de estimar la densidad: 6 Ecología de Poblaciones – 2008 1) por conteo del número de individuos de un área dada, a partir de n unidades muestrales (cuadrados) ubicados al azar. El tamaño de las unidades muestrales se fija teniendo en cuenta que en promedio, cada unidad muestral contenga 10 individuos como mínimo. Luego se obtiene una media y un desvío estándar. 2) cuando existen gradientes ambientales (edáficos, de humedad, etc) se trazan transectas siguiendo dicho gradiente. En cada transecta se toman n muestras equidistantes y se obtiene una media y un desvío estándar 3) por medidas de distancia, como por ejemplo a partir de unidades puntuales tomadas al azar. Se mide la distancia al individuo más cercano y se obtienen tantas distancias como puntos al azar se fijen (muestras). Tiene la ventaja de no utilizar cuadrados y la desventaja de ser un método sensible a la disposición espacial de la población. Por esta razón se requiere conocer previamente la disposición espacial, siendo preferentemente apropiado para patrones al azar. Se calcula el área media de cada planta a partir de las mediciones de distancias, ya que la distancia entre individuos es proporcional al área media de cada individuo. M= ((Σd / n) * C)2 M= área media por planta; n= número de mediciones; d= distancia entre individuos C= constante de proporcionalidad, en este caso es 2 y fue determinada teóricamente para el individuo más cercano de este modo: vM= (Σd / n) 2 Finalmente se calcula de densidad absoluta, D, (número de individuos / unidad de superficie): D= 1/ M El test de Hopkins permite identificar qué tipo de disposición espacial presentan los individuos. h = Σxi / Σri 2 2 Siendo xi: la distancia del punto al individuo más cercano y ri : la distancia del individuo a su vecino más cercano. Si los individuos están dispuestos al azar, el cociente no debe ser significativamente diferente de 1. El estadístico a utilizar es F. Los grados de libertad se calculan como 2n, tanto para el numerador como para el denominador. El método de distancia de Byth & Ripley, que puede utilizarse tanto para distancias desde un punto al azar a la planta más cercana, como para distancias tomadas desde una planta al azar hasta su vecina más cercana. N1= n / (π Σ (xi ) ) 2 N1= estimación de la densidad de la población; n= número de unidades muestrales; xi = distancia desde el punto i tomado al azar a la planta más cercana N2= n / (π Σ (ri ) ) 2 N2= estimación de la densidad de la población; n= número de unidades muestrales; ri = distancia desde una planta i tomada al azar a la planta vecina más cercana Estas dos fórmulas sirven indistintamente cuando la disposición espacial es al azar, en cambio 7 Ecología de Poblaciones – 2008 cuando es agregada o uniforme debe usarse la siguiente corrección: N3 = v N1 N2 Los límites de confianza se obtienen calculando la varianza de la recíproca de la densidad: Varianza de 1 / N3 = (1 / N3)2 / n y el error estandar de 1 / N3 = v varianza (1/N3) / n 8 Ecología de Poblaciones – 2008 Muestreo de Eryngium sp Punta Lara 02/05/2007 2007 30/04/2008 2008 punto x y 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 29 48 15 1 1 3 49 45 2 2 9 27 7 32 32 48 28 5 3 1 37 38 40 40 44 21 23 36 42 23 8 41 36 35 0 16 11 12 2 12 11 33 44 16 20 13 20 32 2 14 punto- individuoindividuo vecino (m) (m) 4,00 3,90 6,40 5,90 4,00 5,76 6,00 3,00 4,80 5,40 1,60 2,80 4,40 8,20 1,20 5,40 1,00 0,90 5,00 4,30 4,90 5,20 2,70 12,30 3,90 x y puntoindividuo (m) individuovecino (m) 3,55 6,50 2,60 1,70 6,75 2,80 12,40 2,30 1,00 2,80 6,50 4,90 1,10 5,20 5,20 1,60 2,80 1,60 6,50 6,30 5,50 1,90 2,60 5,40 1,60 9