Síntesis de proteínas

SECCIÓN
L
Síntesis de proteínas
L 1 Aspectos de la síntesis de proteínas
Notas clave
Interacciones
codón-anticodón
En la hendidura del ribosoma, las tres bases del codón en el mRNA y el anticodón en el par de tRNA de
una manera antiparalela. Si se modifica la base del 5′-anticodón, el tRNA puede interactuar por lo
general con más de un codón.
Balanceo
La hipótesis del balanceo explica cómo se forman pares de bases no estándar entre bases 5′-anticodón
modificadas y 3′-codón. Cuando el nucleósido que se balancea es inosina, el tRNA puede formar pares
de bases con tres codones: los que terminan en A, C o U.
Sitio de unión a
ribosomas
Este sitio (RBS) es una secuencia ascendente a partir del codón de inicio en el mRNA bacteriano que
forma pares de bases con una secuencia complementaria cerca de la terminación 3′ del rRNA 16S para
posicionar el ribosoma para el inicio de la síntesis de proteínas. También se le conoce como secuencia
Shine-Dalgarno (sus descubridores).
tRNA iniciador
Un tRNA especial (tRNA iniciador) reconoce al primer codón AUG y se le usa para iniciar la síntesis
de proteínas en procariotas y eucariotas. En bacterias, la metionilo-tRNA sintetasa carga primero al
tRNA con metionina. Luego, la transformilasa convierte a la metionina en N-formilmetionina. En
eucariotas, no se modifica la metionina en el iniciador tRNA. Hay diferencias estructurales entre el
iniciador tRNA de E. coli y el que inserta residuos Met internos.
Polisomas
Los polirribosomas (polisomas) se forman en un mRNA cuando se anexan ribosomas sucesivos, se
empieza la traducción y luego se mueven en dirección 5′→3′ a lo largo del mRNA. Un polisoma es un
complejo de múltiples ribosomas en varias etapas de traducción en una molécula de mRNA.
Temas relacionados
(J1) Procesamiento de rRNA y ribosomas
(J2) Procesamiento del tRNA y otros RNA pequeños
(K2) Estructura y función de tRNA
(L2) Mecanismo de la síntesis de proteínas
Interacción codón-anticodón
Balanceo
El anticodón es uno de los bucles de tallo del tRNA e interactúa con una tripleta complementaria de bases en el
mRNA, el codón, cuando se acercan los dos en la hendidura del ribosoma (sección J1). La interacción es de naturaleza
antiparalela (figura L1-1). Cuando se encontró que algunas moléculas muy purificadas de tRNA interactuaban con
más de un codón, esta capacidad se correlacionó con la presencia de nucleósidos modificados en la posición 5′-anticodón, sobre todo la inosina (sección K2). La inosina (I) se
forma mediante procesamiento posterior a la transcripción
(sección J2) de la adenosina cuando ocurre en esta posición. Esto lo realiza la deaminasa de adenosina específica de tRNA, que convierte al grupo 6-amino de la base
adenina en uno ceto (hipoxantina).
Crick sugirió la hipótesis del balanceo para explicar la redundancia del código genético. Se dio cuenta mediante la
construcción de un modelo que la base del 5′-anticodón
podía moverse más que las otras dos bases y formar pares
de bases no estándar, siempre y cuando las distancias
entre las unidades de ribosa fueran menores de lo normal.
En el cuadro L1-1 se muestran sus predicciones específicas
y las observaciones reales. No se permiten pares de bases
purina-purina ni pirimidina-pirimidina, porque la distancia entre las ribosas sería incorrecta.
Ningún tRNA podría reconocer más de tres codones,
por lo que se necesitarían cuando menos 32 tRNA para decodificar los 61 codones, excluidos los de detención. Los
tRNA pueden reconocer uno, dos o tres codones, depen-
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148
SECCIÓN L – SÍNTESIS DE PROTEÍNAS
3′ metionina
co muestra conservación con el rRNA 16S bacteriano, esta
sección está ausente. En cambio, el capuchón en el extremo
5′ puede tener una función similar en eucariotas.
tRNA iniciador
Anticodón
Codón
Figura L1-1. Interacción codón-anticodón.
diendo de su base de balanceo (base 5′-anticodón). Si ésta
es C, sólo reconoce el codón con terminación G. Si es G,
reconoce dos codones con terminación en U o C, que se
modifican más adelante, forma pares con A o G. El nucleósido de balanceo no es nunca A, porque se convierte en I
que luego forma pares con A, C o U.
Sitio de unión a ribosomas
En el mRNA bacteriano, una secuencia conservada, con
abundancia de purinas, por lo general 5′-AGGAGGU-3′, se
encuentra en 8 a 13 nt ascendente a partir del primer codón
que se traduce (el codón de inicio). Esta secuencia forma
pares de bases con la terminación 3′ del rRNA 16S en la
pequeña subunidad del ribosoma (5′-ACCUCCU-3′). Se le
llama sitio de unión a ribosomas o secuencia de ShineDalgarno, que recibe este nombre por sus descubridores, y
se cree que coloca al ribosoma de manera correcta en relación con el codón de inicio. Aunque el rRNA 18S eucarióti-
En eucariotas y procariotas, la metionina siempre es el
primer aminoácido incorporado en una cadena de proteínas, aunque en bacterias y en mitocondrias y cloroplastos
esta Met se modifica a N-formilmetionina. Un tRNA iniciador especial, diferente del que forma pares con codones
AUG en el resto de la región codificante, es el que reconoce
al codón de inicio AUG. En E. coli hay diferencias sutiles
entre estos dos tRNA (figura L1-2). Hay bases que no han
formado pares en la terminación del tronco aceptor del
aminoácido que se requieren para la formilación. También
hay tres pares de bases G-C en el brazo del anticodón que
son necesarios para la entrada en el sitio P del ribosoma
(sección L2). Por último, el tRNA iniciador permite más
flexibilidad en la formación de pares de bases (balanceo)
porque carece de la A alquilada en el bucle del anticodón y,
por tanto, sólo reconoce AUG como codón de inicio, pero
también GUG y en muy pocas ocasiones UUG, que ocurre
con mucho menos frecuencia en los mRNA bacterianos. El
tRNA no iniciador es menos flexible y sólo puede formar
pares con los codones AUG. La misma metionil-tRNA
sintetasa carga con Met a ambos tRNA (sección K2) para
dar la metionil-tRNA (Met-tRNA), pero la enzima transformilasa modifica sólo al Met-tRNA iniciador (Met-tRNAfMet) para dar N-formilmetionil-tRNAfMet (fMet-tRNAfMet
). La unión al grupo N-formil se parece a un enlace
péptido y puede ayudar a que este tRNA iniciador entre en
el sitio P del ribosoma, un requisito esencial para el inicio,
mientras que todos los otros tRNA entran en el sitio A (sección L2).
Polisomas
Cuando un ribosoma ha empezado la traducción de una
molécula de mRNA (sección L2) y se ha desplazado de 70 a
80 nt en sentido descendente a partir del codón de inicio,
un segundo ribosoma puede integrarse en el sitio de inicio
y empezar a traducir el mRNA. Cuando este segundo ribo-
Cuadro L1-1. Predicciones originales del balanceo.
Base 5′-anticodón
A
Lectura prevista de la base 3′-codón Observaciones
U
A convertida en I mediante anticodón deaminasa
No hay balanceo, formación normal de pares de bases
C
G
G
CyU
G y G modificada, pueden formar pares con C y U
U
AyG
No se encuentra U como base 5′-anticodón
I
Ay
Balanceo como se predijo. Inosina (I) puede
Cy
reconocer 3′-A, -C o -U
U
L1 – ASPECTOS DE LA SÍNTESIS DE PROTEÍNAS
(a)
Met
formil
149
(b)
Met
Adenosina
alquilada
Anticodón
Anticodón
Figura L1-2. Los metionina-tRNA de E coli. (a) El tRNA fMet-tRNAfMet iniciador; (b) el
metionil-tRNA Met-tRNAMet.
soma se retira, un tercero puede empezar, y así sucesivamente. A los ribosomas múltiples en un solo mRNA se les
denomina polisomas (forma corta de polirribosomas) y
puede haber hasta 50 en algunos mRNA, aunque no pueden
acercarse a más de 80 nt.
L 2 Mecanismo de la síntesis
de proteínas
Notas clave
Revisión general
La síntesis de proteínas recorre tres etapas:
• Inicio: el ensamblado de un ribosoma en un mRNA.
• Elongación: ciclos repetidos de entrega de aminoácidos, formación de enlaces péptidos y movimiento a lo largo del mRNA (translocación).
• Terminación: la liberación de la cadena polipeptídica.
Inicio
En las bacterias, para el inicio se necesitan las subunidades grandes y pequeñas de ribosomas, el
mRNA, el tRNA iniciador, tres factores de inicio (IF) y GTP. IF1 e IF3 se unen a la subunidad 30S y
evitan la fijación a la subunidad grande. IF2 + GTP pueden unirse entonces y ayudar al tRNA iniciador
a que se una después. Esta pequeña subunidad puede ahora anexarse a un mRNA mediante su sitio de
unión a ribosomas. El tRNA iniciador puede formar pares de bases con el codón de inicio AUG, que
libera IF3, creando así el complejo de inicio 30S. Luego se une la subunidad grande, desplazando IF1 e
IF2 + GDP, creando el complejo de inicio 70S, que es el ribosoma ensamblado por completo en la
posición correcta del mRNA.
Elongación
La elongación comprende los tres factores de elongación (EF), EF-Tu, EF-Ts y EF-G, además de GTP,
tRNA cargados y el complejo de inicio 70S (o su equivalente). Consta de tres pasos:
• Se entrega un tRNA cargado como un complejo con EF-Tu y GTP. Se hidroliza al GTP y se libera
•
•
EF-Tu-GDP, que puede reutilizarse con la ayuda de EF-Ts y GTP (mediante el ciclo de intercambio
EF-Tu-EF-Ts).
La peptidil transferasa, una actividad de la subunidad grande de rRNA, elabora un enlace peptídico
mediante transferencia del polipéptido en el sitio P al aminocil-tRNA en el sitio A sin necesidad de
energía adicional.
Con la energía de la hidrólisis de GTP, la translocasa (EF-G) mueve el ribosoma un codón a lo largo
del mRNA, expulsando el tRNA sin carga y transfiriendo el polipéptido en crecimiento de regreso
hacia el sitio P.
Terminación
Los factores de liberación (RF1 o RF2) reconocen los codones de detención y, con ayuda de RF3, causan
que la peptidil transferasa transfiera al polipéptido finalizado a una molécula de agua, liberándola. El
factor de reciclaje de los ribosomas ayuda a disociar las subunidades ribosómicas del mRNA.
Temas relacionados
(J2) Procesamiento del tRNA y de otros RNA pequeños
(K2) Estructura y funcionamiento del tRNA
Revisión general
No toda la secuencia mRNA se traduce en proteínas, sólo la
región desde el codón de inicio (e incluido éste) hasta el de
terminación. A las regiones ascendentes y descendentes
de estos codones se les denomina regiones no traducidas de 5′ (5′-UTR) y no traducidas de 3′ (3′-UTR), respectivamente, y son importantes para regular la traducción.
El mecanismo real de síntesis de proteínas puede dividirse en tres etapas:
• Inicio: el ensamblado de una ribosa en una molécula de
mRNA.
150
(L1) Aspectos de la síntesis de proteínas
(L3) Inicio en eucariotas
• Elongación: ciclos repetidos de adición de aminoácidos.
• Terminación: liberación de la nueva cadena de proteínas.
Éstas se ilustran en las figuras L2-1 a L2-3 y requieren las
actividades de diversos factores. En bacterias, se usan
las abreviaturas IF o EF para los factores de inicio y elongación, respectivamente, mientras que en eucariotas se
usan eIF y eEF. Hay detalles diferentes en el mecanismo
entre bacterias y eucariotas, y casi todos se presentan en la
etapa de inicio. En esta sección se describe el mecanismo
en las bacterias y en la siguiente (L3) se tratan las diferen-
L2 – MECANISMO DE LA SÍNTESIS DE PROTEÍNAS
cias en eucariotas. La síntesis de proteínas en arqueas es un
mosaico, que muestra características de ambos.
Inicio
El propósito de este paso es ensamblar un ribosoma completo en una molécula de mRNA en el punto de inicio correcto, el codón de inicio. Los componentes que intervienen son las subunidades ribosómicas grandes y pequeñas,
el mRNA, el tRNA iniciador en su forma cargada (sección
L1), tres factores de inicio y GTP. Los factores de inicio
IF1, IF2 e IF3 son apenas una décima parte más abundantes
que los ribosomas. A continuación se describe la secuencia
de eventos (figura L2-1):
• IF1 e IF3 se unen a una subunidad 30S libre. En ausencia
de mRNA, IF3 ayuda a evitar la formación de un ribosoma inactivo al detener la unión de una subunidad grande.
Más tarde ayuda a que el iniciador tRNA cargado co-
Factores de inicio
Subunidad 30S
Región complementaria 16S
tRNA iniciador
Complejo
de inicio 30S
Subunidad 50S
Sitio A
Sitio P
151
Complejo de inicio 70S
Figura L2-1. Inicio de síntesis de proteínas en E. coli.
152
•
•
•
•
SECCIÓN L – SÍNTESIS DE PROTEÍNAS
rrecto entre en el sitio de unión apropiado (sitio P). IF1
bloquea el sitio al que se uniría el tRNA no iniciador.
IF2 forma un complejo con GTP y luego se une a una
subunidad pequeña para ayudar al enlace del tRNA iniciador cargado.
La subunidad 30S y los IF asociados se unen a una molécula de mRNA al reconocer el sitio de unión del ribosoma (RBS) en el mRNA (sección L1).
El tRNA iniciador se une después al complejo en el sitio
P (consúltese más adelante) al formar pares de bases de
su anticodón con el primer codón AUG del mRNA. En
este punto, puede liberarse IF3 para que puedan cumplirse sus funciones de mantener separadas las subunidades,
ayudar en su unión al mRNA y dirigir al tRNA iniciador.
A esto se le denomina complejo de inicio 30S.
Ahora la subunidad 50S puede unirse, desplazando IF1 e
IF2. En este paso se hidroliza el GTP. Al complejo formado al final de la fase de inicio se le llama complejo de
inicio 70S.
Como se muestra de manera simplificada de las figuras L2-1
a L2-3, el ribosoma ensamblado tiene dos sitios de fijación a
tRNA. Son los sitios A y P para sitios aminoacilo y peptidilo.
El sitio A es donde se unen las moléculas entrantes de aminoacil-tRNA y el P es donde suele encontrarse la cadena de
polipéptidos en crecimiento. Estos sitios se localizan en la
hendidura de la subunidad pequeña (sección J1) y contienen
codones adyacentes a los que se les está traduciendo. Un resultado importante del inicio es la colocación del tRNA iniciador en el sitio P. Es el único tRNA que hace esto, porque
todos los demás deben entrar en el sitio A (sección L1). La
colocación correcta del codón AUG iniciador fija el marco de
lectura por el resto del proceso de traducción (sección K1).
Elongación
Con la formación del complejo de inicio 70S, el ciclo de
elongación puede empezar. Se subdivide en tres pasos: i)
entrega de aminoacil-tRNA; ii) formación de un enlace
peptídico, y iii) translocación. Estos tres pasos se muestran en la figura L2-2, empezando con un sitio P ocupado y
uno A vacío. Comprende tres factores de elongación,
EF-Tu, EF-Ts y EF-G; todos ellos unen GTP o GDP. EF-Ts
y EF-G son casi tan abundantes como los ribosomas, pero
EF-Tu es casi 10 veces más abundante.
i)
Entrega de aminoacil-tRNA. Se requiere EF-Tu para
la entrega de aminoacil-tRNA al sitio A y, en este paso,
se consume energía en la forma de hidrólisis de GTP a
GDP+Pi. El complejo liberado EF-Tu-GDP se regenera
con la ayuda de EF-Ts. En el ciclo de intercambio EFTu-EF-Ts, EF-Ts desplaza a GDP y después GTP desplaza a EF-Ts. El complejo resultante, EF-Tu-GTP,
ahora tiene la capacidad de unir otro aminoacil-tRNA y
de entregarlo al ribosoma. Todos los aminoacil-tRNA
pueden formar este complejo con EF-Tu, excepto el
tRNA iniciador.
Formación de un enlace peptídico. Después de la
entrega de aminoacil-tRNA, se ocupan los sitios A y P
y los dos aminoácidos que han de unirse quedan en
posiciones cercanas. La actividad peptidil transferasa de la subunidad 50S puede formar ahora un enlace
peptídico entre estos dos aminoácidos sin necesidad
de más energía, porque ésta, en la forma de ATP, se
usó para cargar el tRNA (sección K2). Lo interesante
es que el sitio catalítico de la peptidil transferasa es
parte del rRNA 23S (o 28S) en la subunidad grande y
no requiere una proteína. Por tanto, este rRNA es una
ribozima (sección J2).
iii) Translocación. Un complejo de EF-G (translocasa)
y GTP se une al ribosoma y, en un paso que consume
energía, se expulsa al tRNA del sitio P, se desplaza al
peptidil-tRNA del sitio A al P y el mRNA se mueve un
codón en relación con el ribosoma. Se liberan GDP y
EF-G y este último es reciclado. Ahora hay un codón
nuevo en el sitio A vacío. En bacterias, se desplaza primero al tRNA descargado al sitio E (sitio de salida),
que se localiza sobre todo en la subunidad 50S, y se le
expulsa cuando se une el siguiente aminoacil-tRNA.
De esta manera, el ribosoma mantiene contacto con el
mRNA vía 6 bp, lo que puede cambiar las posibilidades de desplazamiento de marco: el deslizamiento
de una o dos bases, que cambiaría el marco de lectura
y la secuencia de proteínas resultantes (sección E2).
No hay evidencia de un sitio E en eucariotas.
ii)
Una vez que se ha completado un ciclo del proceso de elongación de tres pasos, se repite hasta que uno de los tres codones terminación (o detención) aparece en el sitio A. De
esta manera, se traduce el mRNA 5′→3′ y la proteína se
sintetiza de la N-terminal a la C-terminal.
Terminación
Aparte de los pocos casos especializados en que pueden interpretarse como un aminoácido (sección K1), las especies
de tRNA no suelen reconocer a los codones de detención.
En cambio, las proteínas llamadas factores de liberación
interactúan con estos codones y causan la liberación de toda
la cadena de polipéptidos (figura L2-3). Los factores de liberación de clase I, RF1 y RF2, reconocen a los codones
UAA y UAG, y UAA y UGA, respectivamente. Causan que
la peptidil transferasa transfiera el polipéptido a agua
en lugar de hacerlo a un aminoacil-tRNA; de este modo se
libera la nueva proteína. El factor de liberación clase 2, RF3,
promueve la disociación de RF1 o RF2 del ribosoma. Para
retirar al tRNA sin carga del sitio P y liberar al mRNA, se
necesita EF-G junto con factor reciclador del ribosoma
(RRF) para la disociación completa de las subunidades. IF3
puede unir ahora la subunidad pequeña para evitar que se
reformen los ribosomas 70S inactivos.
Los ribosomas pueden estancarse en un mRNA si una
base está dañada y resulta irreconocible (sección E1), si el
L2 – MECANISMO DE LA SÍNTESIS DE PROTEÍNAS
mensaje no tiene codón de detención o si no hay tRNA correcto suficiente para un codón en particular. Existen mecanismos para tratar con los problemas de mRNA dañados
o truncados (acortados), a los que se les está traduciendo en
proteínas defectuosas. En bacterias, se usa un RNA pequeño llamado tmRNA (RNA mensajero de transferencia), que
tiene propiedades de tRNA y mRNA, para liberar al ribosoma estancado y asegurar la degradación de la proteína defectuosa. En primer lugar, el tmRNA se comporta como
tRNA al entregar alanina al sitio A y permitir que tenga
lugar la formación de un enlace peptídico. Luego ocurre la
translocación, colocando otra parte del tmRNA en el sitio
Sitio A
vacío
Peptidil tRNA
en sitio P
Codones
Unión de
aminocil-tRNA
específico al sitio A
Complejo AA-tRNA-GTP-EF-Tu
Codones
Complejo
EF-Tu-EF-Ts
Formación de enlace peptídico
Ciclo de intercambio EF-Tu-Ts
Centro de
peptidil
transferasa
Codones
Translocación
de peptidil-RNA
del sitio A al P
153
Complejo EF-G-GTP
Codones
Figura L2-2. Etapa de elongación de síntesis de proteínas en E. coli.
154
SECCIÓN L – SÍNTESIS DE PROTEÍNAS
Codón de
terminación
Codones
Factor de liberación 1 o 2
Factor de liberación 3
Codones
Peptidil transferasa
Cadena polipeptídica liberada
Codones
Factor de liberación
Subunidad
50S
Subunidad
30S
Figura L2-3. Terminación
de síntesis de proteínas
en E. coli.
A, donde se comporta como un mRNA que dirige la traducción de 10 codones y uno de detención contenido
dentro de su propia secuencia. Por tanto, la proteína liberada tiene una etiqueta de 10 aminoácidos codificados por el
tmRNA en su C-terminal, lo que la convierte en blanco
para la degradación rápida. Existen mecanismos diferentes
en eucariotas (sección L3).
L 3 Inicio en eucariotas
Notas clave
Revisión general
La mayor parte de las diferencias en el mecanismo de síntesis de proteínas entre bacterias y eucariotas
se presenta en la etapa de inicio. Además, los eucariotas sólo tienen un factor de liberación (eRF) y su
tRNA iniciador no sufre N-formilación, como en las bacterias.
Rastreo
El complejo eucariótico de la subunidad 40S de ribosoma se une al capuchón en la terminación 5′ del
mRNA y luego se mueve 5′→3′, rastreando el mRNA para localizar el codón de inicio, AUG. Éste no
siempre es el primero que encuentra, porque debe estar en el contexto de secuencias apropiadas. Puede
usarse más de un AUG para iniciar, lo que lleva a proteínas diferentes.
Inicio
Abarca cuatro pasos principales que requieren cuando menos 12 eIF que caen en grupos funcionales
diferentes. Entre ellos ensamblan el complejo de preinicio 43S, se unen al mRNA o reclutan a la
subunidad 60S mediante el desplazamiento de otros factores. En contraste con las bacterias, el inicio
requiere la unión del tRNA iniciador con la subunidad 40S antes de que se una al mRNA. Entre los
controles importantes se incluyen la fosforilación de eIF2, que aporta el tRNA iniciador, y las proteínas
unidoras eIF4E, que inhiben la unión de eIF4G, lo que bloquea el reclutamiento del complejo 43S.
Elongación
Esta etapa de la síntesis de proteínas es, en esencia, idéntica a la descrita para las bacterias (sección L2).
Los factores EF-Tu, EF-Ts y EF-G tienen equivalentes eucarióticos directos a los que se les denomina
eEF1α, eEF1βγ y eEF2, respectivamente, que realizan las mismas funciones.
Terminación
Los eucariotas sólo tienen un factor de liberación de clase 1 (eRF1) para la terminación de la síntesis de
proteínas. Puede reconocer a los tres codones de detención. El factor de liberación de clase 2, eRF3,
causa que eRF1 abandone el ribosoma. Se ponen en operación mecanismos de vigilancia para liberar a
los ribosomas estancados o degradar a los mRNA defectuosos.
Temas relacionados
(J2) Procesamiento de tRNA y otros RNA pequeños
(K2) Estructura y función del tRNA
Revisión general
Aparte de la síntesis de proteínas en las mitocondrias y los
cloroplastos (que se cree que se originaron en bacterias
simbióticas), los detalles de la traducción en eucariotas difieren un poco de lo descrito en la sección L2. Casi todas
estas diferencias se encuentran en la fase de inicio donde
interviene una cantidad mayor de factores de inicio eucarióticos (eIF). El encuentro del codón de inicio correcto
requiere un proceso de rastreo porque no hay secuencia
de unión a ribosomas. Aunque hay dos especies diferentes
de tRNA para la metionina (una de ellas es el tRNA iniciador), la anexada no se convierte en N-formilmetionina. En
el cuadro L3-1 se presenta una comparación de los factores
que intervienen en bacterias y eucariotas.
Rastreo
La ausencia de un RBS reconocible en el mRNA eucariótico
significa que el mecanismo para seleccionar el codón de
inicio debe ser diferente. Marilyn Kozak propuso un
modelo de rastreo en que la subunidad 40S, que ya porta
el tRNA iniciador, se anexa a la terminación 5′ con capu-
(L2) Mecanismo de la síntesis de proteínas
chón del mRNA y rastrea en dirección 5′→3′ hasta que encuentra un AUG apropiado. Éste no siempre es el primero,
porque debe estar en el contexto de la secuencia correcta
(5′-gccRccAUGG-3′), donde R representa la purina y las
minúsculas indican preferencia leve. La cercanía de la secuencia real que rodea al AUG de esta secuencia de consenso de Kozak determina la probabilidad de que se presente el inicio. Por tanto, es posible iniciar en más de un
AUG con probabilidades diferentes que llevan a la síntesis
de proteínas relacionadas con secuencias con terminación
N diferentes.
Inicio
En la figura L3-1 se muestran los pasos y los factores para el
inicio de la síntesis de proteínas en los eucariotas. Hay
cuatro pasos principales: i) ensamblado del complejo de
preinicio 43S mediante un complejo multifactores
(MFC); ii) reclutamiento del complejo de preinicio 43S mediante el mRNA a través de interacciones en su terminación 5′; iii) rastreo para localizar el codón de inicio, y iv)
reclutamiento de la subunidad 60S para formar el complejo
155
156
SECCIÓN L – SÍNTESIS DE PROTEÍNAS
Cuadro L3-1. Comparación de factores de síntesis de proteínas en bacterias y eucariotas.
Bacterias
Eucariotas
Función
IF1, IF3
eIF1, eIF1A, eIF3, eIF5/eIF2, elF2B
Union a subunidades pequeñas/entrega de tRNA iniciador
IF2
eIF4B, eIF4F, elF4H
Unión a mRNA
eIF5B
Desplazamiento de otros factores y reclutamiento de
subunidades grandes
EF-Tu
eEF1α
Entrega de tRNA aminoacil al ribosoma
EF-Ts
eEF1βγ
Reciclado de EF-TU o eEF1α
EF-G
eEF2
Translocación
eRF1
Reconocimiento de codón de terminación y liberación de
cadenas de polipéptidos (clase 1)
eRF3
Disociación de factores de clase 1 (clase 2)
Factores de inicio
Factores de elongación
Factores de terminación
RF1
RF2
RF3
de inicio 80S. Cuando menos 12 factores de inicio más o
menos definidos intervienen en la síntesis de proteínas en
eucariotas, y algunos tienen funciones análogas a los tres IF
bacterianos. Pueden agruparse de varias maneras, pero es
lógico hacerlo de acuerdo con el paso en que actúan:
• Los que intervienen en el ensamblado del complejo de
preinicio 43S, como eIF1, eIF1A, eIF2, eIF3 y eIF5.
• Los que se unen al mRNA para reconocer el capuchón
en la terminación 5′ y fusionar la estructura secundaria,
como eIF4B y eIF4F. Este último es un complejo heterotrímero de una RNA helicasa a la que se le denomina
eIF4A, una proteína de unión a capucha (eIF4E) y una
proteína de estructura: eIF4G.
• Los que reclutan a la subunidad 60S al desplazar otros
factores, como el eIF5B, que libera otros cinco factores
para que pueda unirse a la subunidad 60S.
Tienen lugar los siguientes eventos, empezando con el
complejo binario eIF2-GTP, formado por el eIF2B al reciclar el eIF2-GTP liberado en una etapa tardía durante el
inicio. El tRNA iniciador se une para hacer un complejo
ternario de tres componentes, el tRNAi iniciador, eIF2 y
GTP. En levaduras, el complejo ternario forma parte de un
MFC que contiene eIF1, eIF2-GTP-tRNAi, eIF3 y eIF5. La
unión del MFC a la subunidad 40S libre es auxiliada por el
eIF1A y al complejo resultante se le denomina complejo de
preinicio 43S. En algunos eucariotas el complejo ternario
puede unirse más tarde (a la subunidad 40S libre que contiene eIF1, eIF1A, eIF3 y eIF5). Obsérvese este orden diferente
de ensamblado en eucariotas donde el tRNA iniciador se
une a la subunidad pequeña antes de que lo haga el mRNA
(compárese con la figura L2-1). Antes de que este complejo
grande pueda unirse al mRNA, el último debe haber interactuado con eIF4B y eIF4F (que reconoce el capuchón en
5′ gracias a su subunidad eIF4E) y, usando energía del ATP,
se le ha desenrollado, además de que la subunidad eIF4A
debe retirársele su estructura secundaria. El eIF4H es de
ayuda en esto. La subunidad de estructura eIF4G del eIF4F
puede unirse a PABI, la proteína unidora citoplásmica
poli(A) (sección J3) y estimular la traducción al hacer circular el mRNA (no de manera covalente, sino espacial a través
de contactos proteína-proteína). La estimulación con PABI
de la traducción también proporciona una revisión de que el
ribosoma está uniéndose a un mRNA intacto que tenga un
capuchón en la terminación 5′ y una cola 3′-poli(A). El segundo paso importante ocurre cuando el complejo de preinicio 43S se ha unido al complejo mRNA mediante interacciones entre eIF4G y eIF3. En el tercer paso, el ATP se
hidroliza mientras se rastrea el mRNA para encontrar el
codón de inicio AUG. Éste suele ser el primero, aunque no
siempre es el caso (consúltese la explicación en párrafos anteriores). En el cuarto paso, eIF5B debe desplazar a eIF1,
eIF2, eIF3 y eIF5 para permitir que la subunidad 60S se una
y que el GTP se hidrolice. Se liberan eIF1A y eIF5B cuando
el primero ha promovido la unión de la subunidad 60S para
formar el complejo de inicio 80S completo.
El eIF2B recicla el complejo liberado eIF2-GDP y la
fosforilación de la subunidad-α de eIF2 regula el ritmo de
reciclado (y, por tanto, el de inicio de síntesis de proteínas).
Ciertos eventos, como la infección vírica y la producción
resultante de interferón, causan inhibición de la síntesis de
proteínas al promover la fosforilación de eIF2. Otro punto
de regulación comprende unión de eIF4E/proteínas inhibidoras que pueden bloquear por completo el ensamblado
de eIF4F en algunos mRNA (sección L4).
L3 – INICIO EN EUCARIOTAS
Algunos virus de RNA usan un proceso independiente
de capuchón para ensamblar ribosomas en sitios de entrada internos ribosómicos (IRE) en sus RNA policistróni-
1
1A
2
elF2
3
elF3
5
elF5
5B
cos (secciones M1 y M4). Los IRES también se encuentran
en algunos genes celulares, en especial los que intervienen en la supervivencia bajo estrés.
elF1
elF1A
3
1
2
5
1
3
elF5B
GTP
5
GTP
2
Subunidad
ribosómica
40S
1A
Complejo multifactorial
tRNA i
1
3
5
2 GTP
1A
Complejo de preinicio 43S
cap
mRNA *
Codón
de inicio
elF4B
elF4F
Poli(A)
An
AUG
Ciclo
eIF2B
1
3
ATP
Unidad
ribosómica
40S
5
GTP
2
*
ADP + Pi
1A
An
AUG
ATP
Rastreo
+
Monosoma
inactivo
ADP + Pi
1
Subunidad
ribosómica
60S
3
5
2
*
GTP
1A
An
AUG
Complejo de preinicio 48S
5B
1
Subunidad
ribosómica
60S
*
3 5
GDP
+ Pi
2
5B
Sitio A
1A
An
AUG
Sitio P
1A
*
AUG
157
An
Complejo de inicio 80S
Figura L3-1. Inicio de síntesis de proteínas en eucariotas.
5B
158
SECCIÓN L – SÍNTESIS DE PROTEÍNAS
Elongación
El ciclo de elongación en la síntesis de proteínas en bacterias y eucariotas es muy similar. Se requieren tres factores
con propiedades similares a su contraparte bacteriana
(cuadro L3-1). eEF1α, eEF1βγ y eEF2 tienen funciones
equivalentes, como se describió en la sección L2 para
EF-Tu, EF-Ts y EF-G.
Terminación
En eucariotas, un factor único de liberación clase 1,
eRF1, reconoce a los tres codones de terminación y realiza
las labores ejecutadas por RF1 (o RF2) en bacterias. El
factor de liberación clase 2, ERF3, causa la liberación de
eRF1 y requiere GTP para estar activo.
Los mecanismos de vigilancia del mRNA operan en
eucariotas para liberar ribosomas atascados o degradar
mRNA defectuosos que tal vez hayan surgido debido a mutaciones (sección E2). La degradación imparable libera
ribosomas atascados que han traducido un mRNA al que le
falta un codón de detención y esté atrapado en la terminación 3′. El producto de la traducción es defectuoso porque
tiene polilisina en su C-terminal debido a la traducción de
la cola poli(A). Un factor proteínico (Ski7) ayuda a disociar
el ribosoma y reclutar una exonucleasa 3′→5′ para degradar el mRNA defectuoso. La proteína defectuosa marcada
con polilisina también se degrada con rapidez.
En NMD, se reconocen los mRNA que contienen codones de detención prematuros debido a la presencia de
complejos proteínicos depositados en las uniones exónexón por corte y empalme en el núcleo (sección J3). En los
mRNA normales, estos complejos son desplazados por el
primer ribosoma que traduzca el mRNA, y después se alcanza el codón de detención. En los mRNA defectuosos, se
alcanza el codón de detención prematuro antes de que se
desplacen todos los complejos y esto causa la eliminación
del capuchón del mRNA y la degradación 5′→3′ consecuente. NMD también se usa para regular la expresión de
transcriptos normales.
L 4 Traducción, su control
y eventos posteriores
Notas clave
Control
de la traducción
en bacterias
En bacterias, puede afectarse el nivel de traducción de cistrones diferentes mediante: i) la unión de
proteínas que evitan el acceso de ribosomas; ii) la estabilidad relativa a las nucleasas de regiones del
mRNA policistrónico, y iii) la unión de moléculas de mRNA cortas antisentido.
Control
de la traducción
en eucariotas
En eucariotas, la unión de las proteínas también puede enmascarar al mRNA y evitar la traducción, y
las repeticiones de secuencias como 5′-AUUUA-3′ pueden hacer inestable al mRNA y disminuir su
frecuencia de traducción. Los microRNA con acción en trans en el complejo silenciador inducido por
RNA pueden tener como destino mRNA específicos para degradación por la unión a secuencias
complementarias en UTR-3′. Las secuencias con acción en cis como el elemento de respuesta al hierro
en los mRNA transferrina y ferritina son importantes para el control del transporte y almacenaje de
hierro.
Poliproteínas
A un solo producto de la traducción que se divide para generar dos o más proteínas separadas se le
conoce como poliproteína. Muchos virus las producen.
Orientación
a un destino
en proteínas
Las secuencias de péptidos terminales cortas o internas en proteínas determinan la ubicación
subcelular, como núcleo, mitocondrias, etc. La secuencia de señal de las proteínas secretadas causa que
el ribosoma traductor se una a factores que le permitan su anclaje a una membrana y la transferencia
de la proteína a través de ésta conforme se le sintetiza. Una peptidasa de señal suele retirar después la
secuencia de señal.
Plegado
y modificación
de proteínas
Las chaperonas auxilian a las proteínas recién sintetizadas a plegarse para evitar el plegado erróneo y la
agregación. Las alteraciones más comunes de los polipéptidos recién creados son la división y
modificación química. Ocurre la división para retirar péptidos de señal, liberar fragmentos maduros de
las poliproteínas, retirar péptidos internos y recortar las N- y C-terminales. Todas las cadenas laterales
de aminoácidos, excepto seis, pueden experimentar cualquiera de las cuantiosas modificaciones
químicas posteriores a la traducción.
Degradación
de proteínas
Las proteínas dañadas, modificadas o con inestabilidad inherente son marcadas para degradación
mediante la anexión covalente de múltiples moléculas de ubiquitina. Luego, el complejo proteasa 26S,
el proteasoma, degrada a la proteína ubiquitinilada. Los defectos en la degradación de proteínas son
responsables de varias enfermedades humanas.
Temas relacionados
(H4) Genes de RNA Pol II: promotores y
potenciadores
(J3) Procesamiento del mRNA, hnRNP y snRNP
Control de la traducción en bacterias
Debido a las diferencias del mRNA entre bacterias y eucariotas (p. ej., policistrónico contra monocistrónico, sección
G1) y la ausencia de membrana nuclear en las primeras, la
traducción se controla en formas diferentes. En su aspecto
más simple, la traducción del mRNA bacteriano policistrónico comprende el movimiento del ribosoma de la terminación 5′ a la 3′. La subunidad ribosómica 30S permanece
anexada al mRNA hasta el final, con ensamblado total del
ribosoma, inicio y terminación de cada proteína codificada
de manera secuencial, a medida que se encuentra cada RBS,
codón de inicio y de detención. Sin embargo, es posible que
(J4) Procesamiento alterno del mRNA
(L2) Mecanismo de la síntesis de proteínas
(L3) Inicio en eucariotos
proteínas reguladoras de fijación a RNA, que están unidas
cerca, obstruyan a los RBS, mientras que estructuras secundarias como bucles de tronco pueden oscurecer de manera
temporal al RBS de un cistrón descendente; en el último
caso, esta estructura inhibitoria se daña cuando un ribosoma traduce el cistrón ascendente, lo que permite la unión
interna de una subunidad 30S. La formación de una estructura de bucle de tronco puede inhibir la acción de enzimas
cuya función es degradar el mRNA, sobre todo en la terminación 5′, donde inhibe la acción de RppH, la enzima que
inicia la degradación (sección J3). Las bacterias también
emplean pequeñas moléculas de RNA reguladoras con se159
160
SECCIÓN L – SÍNTESIS DE PROTEÍNAS
cuencias parciales complementarias de regiones de mRNA
específicas, como el RBS. La estructura dúplex resultante
inhibe la traducción. Mecanismos como éste permiten la
elaboración de cantidades diferentes de productos de la traducción a partir de los cistrones de un mRNA policistrónico.
Varios operones que codifican proteínas ribosómicas
de E. coli muestran una forma interesante de control de la
traducción donde una región del mRNA tiene estructura
terciaria que se parece al sitio de unión de una proteína ribosómica codificada por el mRNA. Si hay rRNA insuficiente disponible para que se una el producto de la traducción,
se une a su propio mRNA y evita la traducción adicional.
Control de la traducción en eucariotas
Puede lograrse el control global de la traducción en eucariotas mediante fosforilación de factores clave en el inicio
de la traducción. Por ejemplo, la represión global de la traducción eucariótica se presenta cuando se fosforila la subunidad α de eIF2 (sección L3). También se presenta debido
a la unión de una proteína eIF4EBP1 (un miembro del
grupo 4E-BP de represores de la traducción) a eIF4E, lo
que evita el ensamblado del ribosoma activo (sección L3).
Los factores de crecimiento, las hormonas y los estimuladores de la división celular pueden activar una cinasa
(mTor) que fosforila eIF4EBP1, causando disociación de
eIF4E, que activa la traducción. Aunque los eucariotas suelen
controlar la cantidad de proteínas específicas al modificar
el nivel de transcripción del gen (sección H4), al procesar el
RNA (secciones J3 y J4), o ambas acciones, el control específico de la traducción ocurre también en el citoplasma. La
presencia de varias copias de elementos con abundancia
de AU como 5′-AUUUA-3′, por lo general en la región no
codificante 3′, marca al mRNA para degradación rápida, a
menudo mediante el exosoma (sección J3) y así se limita la
traducción. Otra forma de control de la traducción se relaciona con las proteínas del grupo 4E-BP que se unen de
manera indirecta al mRNA específico y evitan la traducción. A este RNA se le denomina “mRNA enmascarado”.
En circunstancias apropiadas, es posible traducir el mRNA
cuando la proteína se disocia.
La regulación de la traducción individual o por grupos
de RNA incluye pequeños ncNRA con acción en trans
como microRNA (miRNA), RNA corto de interferencia
(siRNA) y RNA asociados con piwi (piRNA). Estos RNA
son responsables, por lo menos en parte, del fenómeno de
silenciamiento del RNA, la disminución regulada de la expresión genética mediante RNA exógeno de doble hebra
(dsRNA) observado por primera vez en plantas. miRNA y
siRNA comparten muchas propiedades y funciones, y la diferencia entre ellos no queda clara por completo. Los piwi
son proteínas reguladoras de fijación a ácido nucleico y representan una clase especial de miRNA encontrados en las
células germinativas. Puede haber cuando menos 1 000
genes de miRNA en el genoma humano; algunos de ellos se
encuentran en los intrones de genes codificadores de proteínas que regulan, mientras que otros se encuentran entre
genes estructurales. Algunos se han conservado por evolución y tienen un desarrollo regulado. A la mayor parte de
los miRNA se les sintetiza mediante RNA Pol II como precursores más grandes, sujetos a procesamiento como inclusión de capuchones, poliadenilación y división (sección J2).
Estos miRNA primarios (primiRNA) tienen estructuras
secundarias extensas y algunas pueden aportar varias especies de miRNA maduros, que son cortos (21 a 23 nt) y de
hebra doble. Estos RNA inhiben la traducción al unirse a
una región complementaria en el mRNA de destino, por lo
general en el 3′-UTR, un proceso conocido como interferencia del RNA (RNAi). En plantas, la coincidencia es casi
perfecta, mientras en animales sólo es parcial, lo que significa que el miRNA de un animal puede tener como destino
a varios mRNA. El miRNA es parte de un complejo de RNP
denominado RISC, que incluye la proteína de procesamiento Dicer (sección J2) y proteína argonauta que promueve que se reprima la traducción al inhibir o escindir de
manera directa al mRNA o al hacerlo blanco de degradación aumentada (sección J3). Se calcula que los miRNA regulan la expresión de más de la mitad de los genes en el
genoma humano, y se ha correlacionado la sobreexpresión
de algunos de ellos con ciertos tipos de cáncer. Es probable
que el RNAi haya evolucionado para proteger a las células
eucarióticas de los virus de RNA (sección M4) pero ahora
se ha adaptado para cumplir un papel más amplio en el control de la expresión genética. En la actualidad se les explota
en experimentos para descubrir las funciones de genes específicos mediante RNAi inactivado sintético (sección
S2).
Un ejemplo interesante del control de la traducción en
mamíferos que se relaciona con las secuencias con acción
en cis no codificadoras dentro del mRNA es la regulación
del contenido celular de hierro. Este elemento resulta esencial para la actividad de algunas proteínas, pero es dañino
en exceso. Se le transporta al interior de las células mediante el receptor de transferrina y se le almacena unido a la
ferritina. Los mRNA para cada una de estas proteínas contienen una secuencia no codificante llamada elemento de
respuesta al hierro (IRE) que puede formar estructuras de
bucle en tronco a las que puede unirse una proteína detectora de hierro (ISP). Sin embargo, la posición de IRE y la
acción de la ISP son muy diferentes en cada mRNA. La IRE
en el mRNA del receptor de la transferrina es 3′-UTR y
cuando se une ISP, lo que sucede cuando el hierro es escaso,
estabiliza al mRNA, aumentando la traducción del receptor
para tratar de mejorar la captación de hierro. Sin embargo,
cuando éste es abundante la ISP se disocia de 3′-IRE y desenmascara las secuencias desestabilizadoras, para que las
nucleasas puedan atacarlos, lo que produce la degradación
del mRNA, reduce la traducción y disminuye la captación
de hierro. Por el contrario, bajo estas mismas condiciones
de abundancia de hierro, aumenta la traducción del mRNA
L4 – TRADUCCIÓN, SU CONTROL Y EVENTOS POSTERIORES
ferritina. Esto ocurre porque a niveles bajos de hierro, el
IRE localizado en el 5′-UTR de la mRNA ferritina se une
con ISP, reduciendo la capacidad del ribosoma para traducirla. Cuando se eleva la concentración de hierro, la ISP se
disocia de 5′-IRE y procede la traducción, aumentando el
nivel de ferritina necesaria para el almacenamiento. Este
sistema de control de la traducción regula con rapidez y de
manera sensible la concentración intracelular de hierro.
Existen muchos otros ejemplos de control de la traducción
que dependen de la unión de proteínas en la cercanía de
secuencias desestabilizadoras, lo que lleva a la supresión de
su efecto.
Poliproteínas
A transcriptos de bacteriófagos y víricos (sección M2) y
muchos mRNA de hormonas en eucariotas (p. ej., la proopiomelanocortina) se les traduce para producir una sola
cadena de polipéptidos; más adelante, proteasas específicas
la dividen para producir varias proteínas maduras a partir
de un solo producto de traducción. Al polipéptido progenitor se le denomina poliproteína.
Orientación a un destino en proteínas
Secuencias específicas de aminoácidos más o menos cortas
dentro de las proteínas suelen determinar la ubicación final
de éstas en la célula. También determinan si se secretan, se
importan en el núcleo o se dirigen a otros organelos. La
secreción de proteínas por procariotas y eucariotas re-
quiere una secuencia de señal en la proteína naciente,
además de proteínas exportadoras específicas. En bacterias, intervienen varios sistemas de secreción; los patógenos utilizan algunos de ellos para secretar toxinas dentro
del organismo infectado. En el caso de las proteínas secretadas por eucariotas, una partícula de RNP, la partícula de
reconocimiento de señales (SRP), que contiene RNA
7SL, es la que reconoce la señal (figura L4-1). Cuando un
ribosoma citosólico empieza a traducir un mRNA que codifica una proteína destinada a secreción, SRP se une al ribosoma y al polipéptido que emerge y detiene la traducción
al evitar la unión de factores de elongación. SRP reconoce a
los ribosomas con una cadena de proteínas naciente que
contienen una secuencia de señal (péptido de señal) compuesto por 13 a 36 aminoácidos y que contiene por lo
menos un residuo con carga positiva seguido por un centro
hidrofóbico de 7 a 13 residuos seguido por un residuo pequeño y neutral, a menudo Ala. Luego, la SRP (anexada al
ribosoma detenido) se une al receptor de SRP (proteína
de anclaje) en el lado citosólico del retículo endoplásmico (ER) y luego se le libera para reciclaje cuando el ribosoma se anexe a proteínas receptoras de ribosomas del
complejo de translocación (translocón) en el ER. El ribosoma puede seguir con la traducción y se empuja a la cadena
naciente de polipéptidos a través de la luz (interior) del ER.
A medida que lo atraviesa, la peptidasa de señal retira al
péptido de señal. Cuando se libera la proteína en el ER, por
lo general se le modifica, a menudo mediante glucosila-
SRP
Receptor de SRP
Complejo de receptor
ribosómico-translocador
de proteínas
Citosol
Ciclo de
la SRP
Membrana del RER
Luz del
RER
161
Peptidasa
Péptido de señal de señal
Figura L4-1. Secreción de proteínas en eucariotas.
162
SECCIÓN L – SÍNTESIS DE PROTEÍNAS
ción; al parecer, patrones diferentes de glucosilación controlan el destino final de la proteína. La formación correcta
de enlaces de disulfuro (sección A3), que se encuentran con
más frecuencia en proteínas secretadas, recibe ayuda de la
proteína isomerasa disulfuro en el ER.
Otras secuencias peptídicas son responsables por la localización intracelular de proteínas. Secuencias de N- o Cterminales pueden causar la importación de las proteínas a
mitocondrias, cloroplastos y peroxisomas, mientras que la
secuencia interna –Lys-Lys-Lys-Arg-Lys (o cualquier combinación de cinco aminoácidos consecutivos) puede actuar
como señal de localización nuclear, causando que la proteína que la contiene (p. ej., histona) sea importada en el
núcleo.
Plegado y modificación de las proteínas
Un polipéptido recién traducido no siempre genera de inmediato una proteína funcional (sección A3). Se necesita el
plegado en la estructura terciaria correcta y esto empieza
antes de completarse la síntesis. Aunque esta estructura es
inherente a la secuencia primaria in vitro y muchos polipéptidos se pliegan correctamente de manera espontánea,
la naturaleza de traducción colaborativa del plegado y la
concentración elevada de proteínas en la célula requiere
que las proteínas chaperonas auxilien en el proceso de plegado, sobre todo para evitar los errores debidos a agregación de secuencias hidrofóbicas de exposición reciente durante la traducción. Muchas chaperonas son también HSP
(p. ej., Hsp70, GroEL/GroES), porque evitan y revierten la
agregación causada por desnaturalización proteínica a temperaturas elevadas.
Aparte del plegado correcto y la posible formación de
enlaces disulfuro, es posible que se necesiten otras alteraciones para que desarrollen la actividad a la que están
orientadas. Estas modificaciones posteriores a la traducción incluyen división y covalencia. La primera es muy
común, en especial el recorte por la acción de amino y carboxipeptidasas, pero también se presenta la remoción de
péptidos internos. En la mayoría de los casos, los enlaces
disulfuro mantienen unidas las secuencias que flanquean al
péptido escindido, como en el caso de la insulina; sin embargo, se conocen casos donde estas secuencias se combinan mediante corte y empalme de proteínas en un solo
polipéptido, de manera análoga al corte y empalme con el
premRNA. En estos casos, al fragmento escindido se le denomina inteína y, a las secciones unidas y con información,
exteínas. A las secuencias de señal también suele separárseles de las proteínas secretadas, y cuando las proteínas
conforman una poliproteína, es necesario dividir este precursor para liberar las proteínas componentes. Por ejemplo,
a la pequeña ubiquitina de 8.5 kDa se le elabora como una
poliproteína que contiene varias copias unidas de una terminación a otra, y es necesario procesarlas para generar las
moléculas individuales.
Las modificaciones químicas son muchas y variadas y
tienen lugar en las N- y C-terminales, y en casi todas las
cadenas laterales de 20 aminoácidos, con la excepción de
Ala, Gly, Ile, Leu, Met y Val. Entre las modificaciones se
incluyen acetilación, hidroxilación, fosforilación, metilación, glucosilación y aun la adición de nucleótidos y
cadenas proteicas pequeñas como la ubiquitina (consúltese más adelante) y las SUMO y NEDD8 relacionadas. Es
común la hidroxilación de Pro en el colágeno y suelen acetilarse algunas de las proteínas histona (secciones C2 y C3).
Estas modificaciones tienen cuantiosas funciones en la regulación y señalización celular, mediando a menudo en interacciones proteína-proteína. La fosforilación reversible
controla la actividad de muchas enzimas, como la glucógeno fosforilasa y algunos factores de transcripción.
Degradación de proteínas
Las proteínas tienen vidas medias (t1/2) muy diferentes. Estructurales como el colágeno tienen t1/2 medida en semanas
o meses mientras que las reguladoras tienden a recambiarse con rapidez (t1/2 = minutos u horas). Las células deben
tener la capacidad de degradar y disponer de proteínas defectuosas y dañadas. En eucariotas, el residuo N-terminal
tiene un papel muy importante en la estabilidad inherente.
Ocho aminoácidos con N-terminales (Ala, Cys, Gly, Met,
Pro, Ser, Thr, Val) se correlacionan con estabilidad (t1/2 > 20
h), ocho (Arg, His, Ile, Leu, Lys, Phe, Trp, Tir) con t1/2 corta
(2 a 30 min) y cuatro (Asn, Asp, Gln, Glu) se desestabilizan
después de modificaciones químicas. Una proteína dañada,
modificada o con un residuo con N-terminal desestabilizante en sentido inherente se ubiquitinila mediante la
unión covalente de residuos Lys y de glicinas con C-terminal de moléculas de ubiquitina. Un complejo proteasa
26S (proteasoma) reconoce y digiere a la proteína ubiquitinilada en una reacción que requiere ATP, liberando ubiquitina intacta para reciclaje. Los aminoácidos liberados
pueden reutilizarse para elaborar nuevas proteínas. Los defectos en su degradación pueden causar compuestos proteínicos insolubles que se acumulan en las células y se relacionan con la patogénesis de algunos cánceres y trastornos
neurodegenerativos, como las enfermedades de Alzheimer,
Parkinson y Huntington (sección A3).