DETERMINACIÓN DE CAROTENOIDES Y CLOROFILA EN

División Ciencias de la Vida
Campus Irapuato-Salamanca
XII CONGRESO NACIONAL DE CIENCIA
Y TECNOLOGIA DE ALIMENTOS
Jueves 27 y Viernes 28 de Mayo de 2010
Guanajuato, Gto.
DETERMINACIÓN DE CAROTENOIDES Y CLOROFILA EN FRUTOS DE
CUATRO VARIEDADES DE CHILE (Capsicum sp)
Moreno Limón S.a*, Guerra Cantú J.A.a, Cárdenas Avila M.L.b, Núñez González M.A.c,
Gámez González H.a, Villarreal Garza J.A. a
1
Departamento de Botánica, 2Departamento de Biología Celular y Genética, 3Departamento
de Química Analítica. Facultad de Ciencias Biológicas, UANL. Apartado Postal F 16. San
Nicolás de los Garza, N.L. Tel. (81) 8329-4110 *[email protected]
RESUMEN:
La importancia del chile (Capsicum sp.) es por su amplia distribución, gran diversidad de tipos de
chiles cultivados y silvestres, y los diversos usos que se le da a los frutos. Es una fuente excelente
de colorantes naturales, vitaminas y minerales que representan una importante materia prima en la
elaboración de alimentos y en la industria. El objetivo del presente estudio fue cuantificar el
contenido del color extractable, clorofila total, y β, y carotenoides de los grupos rojos (R) y amarillonaranja (A) en cuatro variedades de chile (Capsicum sp.). La determinación de carotenos y clorofilas
se realizó por dos métodos de extracción y la determinación de color extractable por el método
ASTA 20-1. El mayor contenido de clorofila total así como el de sus componentes y β se presentan
en la muestra seca de chile chilaca después de 4h de extracción. La mayor concentración de
carotenoides totales y grupos carotenoides (R) y (A) se obtuvo en la muestra fresca de chile
habanero después de una hora de extracción. En la variedad habanero en muestra fresca se
presentó el mayor contenido de unidades ASTA y en las muestras secas el mayor contenido de
estas se obtuvo en la variedad de chile chilaca.
Palabras clave: Pigmentos, Clorofila, Carotenoides, Chile, Capsicum.
ABSTRACT:
The importance of the chilli (Capsicum sp.) relies on its wide distribution, great diversity on both
harvested and wild chillis, and the diverse uses of its fruits. The chili is an excellent source of natural
pigments, vitamins and minerals that represent an important feedstock in the industry and the
elaboration of foods. The objective of the present work was to quantify the content of the extracted
color, of total chlorophyll, chlorophyll and β, carotenoids of the red (R) and yellow-orange (A)
groups in four varieties of chili (Capsicum sp.). The determination of carotenoids and chlorophylls
was evaluated by two methods of extraction and the determination of extracted color by the ASTA
20-1 method. The highest content of total chlorophyll and of its components, A and B, are observed
on the dry sample of the chili chilaca after four hours of extraction. The highest concentration of total
carotenoids and its groups, R and A, were observed on the fresh sample of chili habanero after an
hour of extraction. On the fresh samples the habanero presented the greatest content of ASTA units
and on the dry samples the greatest content was found on the variety of chilaca.
Key words: Pigments, Chlorophyll, Carotenois, Chilli, Capsicum.
INTRODUCCIÓN
FH231
División Ciencias de la Vida
Campus Irapuato-Salamanca
XII CONGRESO NACIONAL DE CIENCIA
Y TECNOLOGIA DE ALIMENTOS
Jueves 27 y Viernes 28 de Mayo de 2010
Guanajuato, Gto.
En México, la importancia económica del chile (Capsicum sp.) es evidente por su
amplia distribución y los diversos usos que se da a los frutos. El interés por este
cultivo se ha incrementado por la presencia de otros compuestos, conocidos como
fitoquímicos, que tienen un efecto benéfico sobre la salud humana (GuzmánMaldonado y Paredes-López, 1998). Dentro de este grupo de compuestos se
encuentran los ácidos fenólicos, de los cuales se sabe que reducen el riesgo de
contraer cáncer, problemas cardiovasculares y otras enfermedades crónico
degenerativas (Dillard y German, 2000).
Los frutos de Capsicum se han utilizado en forma de concentrados, oleorresinas y
como especias en colorantes alimenticios. Los frutos presentan carotenoides, como
ceto-carotenoides, capsantina, capsorubina contribuyendo a la coloración roja del
fruto (Philip et al., 1971), mientras que β-caroteno, zeaxantina, luteína y βcriptoxantina son responsables del color amarillo-naranja.
Los pigmentos y precursores de color de frutas y hortalizas desde el punto de vista
químico, pertenecen a la familia de los terpenos, es decir están formados por
unidades de isopreno y su biosíntesis se produce a partir de isopentil pirofosfato.
La clorofila ayuda a la fijación del hierro en casos de anemia, la clorofila y la
clorofilina poseen actividad antimutagénica y anticarcinogénica, posee acción
antioxidante, nutre y fortalece el sistema circulatorio e intestinal, tiene actividad
desintoxicante contra metales pesados, aflatoxinas, acción deodorizante (ayuda a
neutralizar el olor corporal) (Breinholt et al. 1995, Chermonosky et al. 1999). Desde
el punto de vista de la tecnología de los alimentos, el interés por clorofilas se centra
en las reacciones poscocecha que degradan a estos pigmentos, incluso los que
ocurren durante el procesamiento y almacenamiento. Paralelamente se reconoce
que la clorofila tiene efectos sobre la salud, tales como la reducción de algún tipo de
tumores en animales de laboratorio. Existen varias clorofilas reportadas, las
clorofilas y β están presentes en el tejido fotosintético en una relación 3:1. Las
clorofilas se emplean poco como aditivos alimentarios, con excepción de algunas
gomas de mascar y pastillas, junto con sales cúpricas. En estados Unidos se
emplean como aditivos a través del uso de jugos de vegetales.
De acuerdo con Almeda et al. (1991), el contenido total de carotenoides en el fruto
varia de acuerdo al tipo de cultivar, estado de madurez y condiciones de
crecimiento. Además, la temperatura, iluminación y tiempo de secado para
almacenar y/o elaborar subproductos pueden generar incrementos o decrementos
en la concentración de los carotenoides (Gómez-Ladron y Pardo-González, 1996).
Los procesos de secado, fabricación y extracción de pigmentos deben estar
eventualmente resueltos para evitar pérdidas de color y conservar en forma más
natural estos pigmentos (Minguez-Mosquera et al., 1994).
Hornero-Méndez et al. (2002), determinó el contenido de carotenoides en el chile
pimiento cv. MA1, reportando 12607.58 mg.kg-1 de peso fresco. Por otra parte
FH232
División Ciencias de la Vida
Campus Irapuato-Salamanca
XII CONGRESO NACIONAL DE CIENCIA
Y TECNOLOGIA DE ALIMENTOS
Jueves 27 y Viernes 28 de Mayo de 2010
Guanajuato, Gto.
Arjona et al. (2003), reportaron valores de 150 y 214 unidades ASTA en
carotenoides de pimentón (Capsicum annuum) var. trompa de elefante., superando
el valor mínimo exigido por la Federal Specification que es de 120 unidades,
además observaron que la materia prima influye en el contenido total de
carotenoides.
El conocer el contenido de pigmentos en frutos frescos y secos, es de gran
importancia ya que debido a los efectos antitumorales que se le atribuyen a los
pigmentos podrá recomendarse su consumo. Por lo que el objetivo del presente
estudio fue cuantificar el contenido del color extractable, clorofila y β, y
carotenoides rojos (R) y amarillo-naranja (A) en cuatro variedades de chile
(Capsicum sp.).
METODOLOGIA
Material biológico y procesamiento de muestras
Se obtuvieron 200 g de frutos frescos de chile de cada una de las variedades
(serrano, habanero, chilaca y jalapeño) y se refrigeraron a 5ºC por 24 horas.
Posteriormente, los frutos se desinfectaron con cloro 10% v/v y se enjuagaron con
agua destilada, se desvenaron y se eliminó la semilla.
Una vez eliminadas las semillas se dividieron las muestras en partes iguales, una
de las cuales se refrigeró hasta su posterior uso (muestra fresca) y la otra se colocó
en papel aluminio para efectuar el secado de las muestras el cual se realizó en un
horno eléctrico durante tres días a 60oC.
Determinación de color extractable, carotenos y clorofilas
Las muestras frescas y secas de cada una de las variedades fueron sometidas a
dos métodos de extracción:
Método de extracción 1. Se colocaron 0.5g de cada muestra (fresca y seca) por
variedad en seis repeticiones, se colocaron en vasos de precipitado de 100mL, se
agregaron 50mL de acetona y se agitaron durante 4 h; se filtró dos veces con papel
Whatman No. 4, a la muestra se le adicionaron otros 50mL de acetona y se
agitaron nuevamente (estos pasos podrán repetirse hasta obtener la decoloración
total de la muestra). El volumen total de acetona fue de 100mL.
Método de extracción 2. Se tomaron 0.5g de cada una de las muestras y se
molieron en mortero evitando la incidencia de luz, el polvo así obtenido se transfirió
a un vaso de precipitado de 200mL y se adicionaron 400mL de acetona y se
mantuvieron en reposo durante 1h, posteriormente se filtró dos veces en papel
Whatman No. 4 y se aforó a 100mL con acetona.
La determinación de color extractable se realizó por el método ASTA 20-1
(Anónimo, 1986) para lo cual se tomaron 5mL de la solución final y se determinó
FH233
División Ciencias de la Vida
Campus Irapuato-Salamanca
XII CONGRESO NACIONAL DE CIENCIA
Y TECNOLOGIA DE ALIMENTOS
Jueves 27 y Viernes 28 de Mayo de 2010
Guanajuato, Gto.
por seis repeticiones la absorbancia a 460nm en un espectrofotómetro
(Spectrphotometer BioMate TM 3). Éste se determinó solamente de las muestras
procesadas por el método1.
A partir de las soluciones obtenidas mediante los métodos de extracción 1 y 2, se
tomaron 5mL de cada una de las muestras y se realizaron lecturas de absorbancia
en el espectrofotómetro a diferentes longitudes de onda; 648nm-663nm para
clorofila (Godwing, 1976), 480nm-750nm para carotenos totales (Strickland &
Parsons, 1972; Britton, 1985), 450nm-508nm para carotenos amarillos y rojos
respectivamente (Fekete et al., 1976; Haspel-Horvatovic y Horickova, 1976).
Los resultados obtenidos fueron analizados mediante un Análisis de Varianza para
detectar diferencias significativas entre las variedades, y mediante comparación
múltiple de medias (Tukey).
RESULTADOS Y DISCUSION
En relación al contenido de pigmentos en frutos de cuatro variedades de chile
(Capsicum annuum L.) se encontró con base en el Análisis de Varianza, que
existen diferencias altamente significativas (P<0.01) entre variedades y entre
tratamientos, así como en la interacción de las diferentes fuentes de variación,
demostrándose una amplia variabilidad. En cuanto a la clorofila el más alto
contenido de este pigmento se presento en las muestras secas de los frutos de la
variedad chilaca independientemente del tiempo de extracción, alcanzado valores
de hasta 8.34mg/g de muestra. Por otra parte en las muestras secas de chile
habanero se registraron los valores mas bajo con 0.3mg/g (Figura 1). En cuanto a
los resultados obtenidos de clorofila y β se reporta que para ambos métodos la
muestra de chile chilaca (tanto muestra fresca, como seca) presentan valores
relativamente altos comparados con los demás variedades evaluadas. Respecto al
contenido de carotenoides totales en las muestras de las cuatro variedades se
encontró que la mayor concentración se presenta en las muestras frescas de los
frutos de habanero registrándose 93.25g/L cuando el tiempo de extracción en
acetona fue de 1h, cuyo contenido se incremento a 116.92g/L cuando el tiempo de
extracción fue de 4h. Este comportamiento se observo también en la muestras de
las variedades de chilaca y jalapeño. De manera general se observa un drástico
decremento en este pigmento cuando los frutos fueron deshidratados a 60oC
durante 72h (Figura 2). El contenido de grupos carotenoides reporta que para
ambos grupos (A y R) las muestras frescas de chile habanero del método de
extracción 2 (1h) registran una mayor cantidad de grupos carotenoides en relación
a las demás variedades estudiadas (Tabla 1). Para el color extractable, se reporta
un alto índice de 35.05 unidades ASTA para muestra fresca de chile habanero,
mientras que la muestra seca de chile chilaca da como reportado 22.49 unidades
ASTA, esta misma tendencia se observa para la muestra seca de chile serrano
dando 2.65 unidades ASTA por encima de su contraparte fresca.
FH234
XII CONGRESO NACIONAL DE CIENCIA
Y TECNOLOGIA DE ALIMENTOS
División Ciencias de la Vida
Campus Irapuato-Salamanca
8.34
Seco
Fresco
1h
0.99
0.70
1.1
1.20
0.87
1.1
0.76
3.11
5.56
Fresco
0.61
0.3
9.0
8.0
7.0
6.0
5.0
4.0
3.0
2.0
1.0
0.0
1.34
1.2
2.20
0.43
Clorofila (mg/g)
Jueves 27 y Viernes 28 de Mayo de 2010
Guanajuato, Gto.
Seco
4h
Tratamientos
Serrano
Habanero
Chilaca
Jalapeño
Figura 1. Contenido de clorofila total (mg/g) en frutos frescos y secos de cuatro
variedades de chile (Capsicum sp) sometidos a diferentes tiempos de extracción en
acetona.
Carotenoides (g/L)
150
100
50
Serrano
Habanero
0
Fresco
Seco
Fresco
1h
Seco
4h
Serrano
16.25
2.37E-06
12.83
3.35E-06
Habanero
93.25
7.76E-06
116.92
3.77E-06
Chilaca
28.33
2.13E-05
32.96
2.55E-05
11.875
3.76E-06
16.67
4.51E-06
Jalapeño
Chilaca
Jalapeño
Tratamientos
Figura 2. Contenido de carotenoides totales (g/L) en frutos frescos y secos de
cuatro variedades de chile (Capsicum annuum L.) sometidos a diferentes tiempos
de extracción en acetona.
FH235
XII CONGRESO NACIONAL DE CIENCIA
Y TECNOLOGIA DE ALIMENTOS
División Ciencias de la Vida
Campus Irapuato-Salamanca
Jueves 27 y Viernes 28 de Mayo de 2010
Guanajuato, Gto.
Tabla 1. Contenido de grupos carotenoides en frutos frescos y secos de cuatro
variedades de chile (Capsicum annuum L.) sometidos a diferentes tiempos de
extracción en acetona.
Carotenoides Variedades
Fresco
Tiempo de extracción
1h
4h
Seco
Fresco
Seco
Amarillos (A)
Serrano
Habanero
Chilaca
Jalapeño
2.247
8.160
4.610
1.527
0.192
0.441
1.899
0.305
0.18
1.01
0.72
0.24
0.23
0.35
2.43
0.36
Rojos (R)
Serrano
Habanero
Chilaca
Jalapeño
1.164
4.450
1.050
0.557
0.058
0.254
0.338
0.060
0.06
0.57
0.19
0.07
0.06
0.07
0.41
0.08
CONCLUSIONES
El mayor contenido de clorofila total así como el de sus componentes y β se
presentan en la muestra seca de chile chilaca del primer método (4h). El contenido
de carotenoides totales y grupos carotenoides se obtuvo la mayor cantidad de la
variedad chile habanero muestra fresca del segundo método de extracción (1h).
La variedad chile habanero en muestra fresca presentó el mayor contenido de
unidades ASTA, en cambio por parte de la muestra seca el mayor contenido de
unidades ASTA lo obtuvieron la variedad de chile chilaca (uso del método de
extracción 1, 4h).
REFERENCIAS
Almeda, L.; Lopez-Roca, J.M.; Candela, M.E.; Alcazar, M.D.. 1991. Carotenoid
composition of new cultivars of red pepper for paprika. J. Agric. Food Chem.
39:1606-1609.
Anónimo. 1986. Official Analytical Methods of the American Spice Trade
Association, 2nd ed. ASTA. Englewood Clifs, USA.
Arjona, M.; Iriarte A.; García V.; Amaya S. 2003. Contenido total de carotenoides y
oleorresina de la variedad Capsicum annuum L. Trompa de elefante. 2003.
Memorias Congreso Regional de Ciencia y Tecnología NOA 2003. Universidad
Nacional de Catamarca.
ASTA. Official Analytical Methods of the American Spice Trade Association, 2nd
ed,; ASTA: Englewood Cliffs, NJ, 1986.
FH236
División Ciencias de la Vida
Campus Irapuato-Salamanca
XII CONGRESO NACIONAL DE CIENCIA
Y TECNOLOGIA DE ALIMENTOS
Jueves 27 y Viernes 28 de Mayo de 2010
Guanajuato, Gto.
Breinholt, V.; Schimerlik, M.; Dashwood, R.; Bailey, G. 1995. Mechanisms of
Chlorophyllin Anticarcinogenesis against Aflatoxin B1: Complex Formation with
the Carcinogen. Chem. Res. Toxicol. 8:506-514.
Britton, G. 1985. General carotenoid method. In: methods in enzymology.
Academic Press inc. Ed: J.H. Law and H.C. Rilling (1985). 111:113-149.
(Qui135c719).
Chermonosky, S.; Segelman, A.; Porets, R. 1999. Effect of dietary chlorophyll
derivatives on mutagenesis and tumor cell growth. Teratogen Carcinogen
Mutagen. 19:313-322.
Dillar, C.J. y German, J.B. 2000. Phytochemicals: nutraceuricals and human
health. J. Sci. Food Agric. 80:1744-1756.
Fekete, M.; Kozmal, L.; Huszka, T. 1976. Spectrophotometric method for
determining the pigment content of ground paprika. Z. Lebensm Unters Forsch.
161:31-3.
Godwing, T.W. 1976. Chemistry and biochemistry of plants pigments. Vol. 1&2.
Academic Press Inc. New York. USA.
Gómez-Ladrón de Guevara, R.; Pardo-González, J.E. 1996. Evolution of color
during the ripening of selected varieties of paprika pepper (Capsicum annuum
L.). J. Agric. Food Chem. 44:2049-2052.
Guzmán-Maldonado, S.H. y Paredes-López, O. 1998. Functional products of plant
indigenous to Latin America: Amaranth, quinoa, common beans and botanicals.
En Functional Foods-Biochemical & Processing Aspects. Mazza, G. (ed.).
Technomic Publishing Co., Inc., Lancaster, PA. p. 293.328.
Haspel-Horvatovic, E.; Horickova, B. 1976. Spectrophotometrical determination of
paprika-pigments. Z. Lebensm Unters Forsch. 160:275-276.
Hornero-Mendez, D.; Costa-García, J.; Minguez-Mosquera, M.I. 2002.
Characterization of carotenoid high-producing Capsicum annuum cultivars
selected for paprika production. J. Agric. Food Chem. 50:5711-6.
Minguez-Mosquera M.I., Hornero-Mendez, D. 1994. Comparative study of the
effects of paprika processing on the carotenoids in peper Capsicum annuum of
the bola and agridulce. J. Agric Food Chem. 42:1555-1560.
Philip, T.; Navar, W.W.; Francis, F.J. 1971. The nature of fatty acids and
capsanthin esters paprika. J. Food Sci. 36:98-102.
Strickland, J.D.H. and Parsons, T.R. 1972. A practical handbook of seawaters
analysis. Bull. Fish. Res. Bd. Can. 167:1-20.
FH237