EVALUACIÓN DEL CRECIMIENTO Y PRODUCCIÓN DE Pleurotus ostreatus SOBRE DIFERENTES RESIDUOS AGROINDUSTRIALES DEL DEPARTAMENTO DE CUNDINAMARCA RICARDO ALFREDO HERNÁNDEZ CORREDOR CLAUDIA LILIANA LÓPEZ RODRÍGUEZ TRABAJO DE GRADO Presentado como requisito parcial para optar al titulo de MICROBIÓLOGO INDUSTRIAL PONTIFICIA UNIVERSIDAD JAVERIANA FACULTAD DE CIENCIAS CARRERA DE MICROBIOLOGÍA INDUSTRIAL BOGOTÁ, D.C. NOTA DE ADVERTENCIA Articulo 23 de la Resolución No. 13 de julio de 1946 “La universidad no se hace responsable por los conceptos emitidos por sus alumnos en sus trabajos de grado solo velará porque no se publique nada contrario al dogma y a la moral católica y porque la tesis no contenga ataques personales contra persona alguna, antes bien se vea en ellas el anhelo de buscar la verdad y la justicia.” EVALUACIÓN DEL CRECIMIENTO Y PRODUCCIÓN DE Pleurotus ostreatus SOBRE DIFERENTES RESIDUOS AGROINDUSTRIALES DEL DEPARTAMENTO DE CUNDINAMARCA RICARDO ALFREDO HERNÁNDEZ CORREDOR CLAUDIA LILIANA LÓPEZ RODRÍGUEZ APROBADO CHRISTIAN SUÁREZ FRANCO Microbiólogo industrial Director Maria Ximena Rodríguez B Mónica Gutiérrez Pacheco Microbióloga Microbióloga Agrícola y Jurado veterinaria Jurado EVALUACIÓN DEL CRECIMIENTO Y PRODUCCIÓN DE Pleurotus ostreatus SOBRE DIFERENTES RESIDUOS AGROINDUSTRIALES DEL DEPARTAMENTO DE CUNDINAMARCA RICARDO ALFREDO HERNÁNDEZ CORREDOR CLAUDIA LILIANA LÓPEZ RODRÍGUEZ APROBADO Dra. Angela Umaña Dr. Luis David Gómez M. Decana académica Director de Carrera AGRADECIMIENTOS • A la empresa Agrosolidaria por facilitarnos sus equipos y apoyarnos económicamente para el desarrollo de este trabajo. • Christian Suárez Franco por su apoyo, dedicación y conocimientos que favorecieron la culminación de este trabajo. • A nuestras familias por su apoyo incondicional e interés que permitió cumplir a cabalidad con este trabajo. TABLA DE CONTENIDO Pág. RESUMEN 1. INTRODUCCIÓN .................................................................................................1 2. MARCO TEÓRICO ..............................................................................................3 2.1. Generalidades ..........................................................................................3 2.1.1. Los Hongos Macromycetes.......................................................................3 2.1.1.1. Ascomycetes..........................................................................................4 2.1.1.2. Basidiomycetes......................................................................................5 2.1.1.2.1. Orden Agaricales………………………………………………....... .........5 2.1.1.3. Ciclo de vida de los Hongos Macromycetes……..……………...... .........7 2.2.Los Hongos Comestibles cultivables .........................................................9 2.2.1. Historia del cultivo de los Hongos Comestible ........................................ 10 2.2.2. Etapas del Cultivo de los Hongos Comestibles....................................... 11 2.2.2.1. Semilla ................................................................................................. 11 2.2.2.2. Inoculación........................................................................................... 12 2.2.2.3. Incubación............................................................................................ 12 2.2.2.4. Fructificación........................................................................................ 12 2.2.2.5. Cosecha............................................................................................... 12 2.2.3. Requerimientos nutricionales para el crecimiento de Hongos .................... Comestibles ............................................................................................ 13 2.3. Pleurotus ostreatus 2.3.1. Generalidades......................................................................................... 14 2.3.2. Clasificación y morfología ....................................................................... 15 2.3.3. Historia del cultivo de Pleurotus ostreatus .............................................. 16 2.3.4. Composición nutricional de Pleurotus ostreatus ..................................... 17 2.3.5. Etapas del cultivo de Pleurotus ostreatus ............................................... 18 2.3.5.1. Condiciones de incubación .................................................................. 19 2.3.5.2. Condiciones de fructificación ............................................................... 19 2.3.6. Sustratos utilizados para el cultivo de Pleurotus ostreatus ..................... 19 2.4. Residuos agroindustriales para el cultivo de hongos comestibles ............. 20 2.4.1. Composición química de los residuos agroindustriales .......................... 20 2.4.1.1 Celulosa ................................................................................................ 20 2.4.1.2. Hemicelulosa ....................................................................................... 21 2.4.1.3. Lignina ................................................................................................. 21 2.4.1.4 Extractivos ............................................................................................ 22 2.4.2. Residuos agroindustriales evaluados del Departamento de ...................... Cundinamarca......................................................................................... 22 2.4.2.1. Cultivo de Uchuva ................................................................................ 22 2.4.2.1.1. Producción del cultivo ....................................................................... 24 2.4.2.1.1.1. Capacho de uchuva ....................................................................... 25 2.4.2.2 Cultivo de Arveja ................................................................................... 25 2.4.2.2.1. Producción del cultivo ....................................................................... 26 2.4.2.2.1.1. Cáscara de arveja .......................................................................... 27 2.4.2.3. Cultivo de Maíz .................................................................................... 27 2.4.2.3.1. Producción del cultivo ....................................................................... 28 2.4.2.3.1.1. Tusa de mazorca ........................................................................... 29 2.4.2.4. Aserrín de Roble (Quercus humboldtii) ............................................... 30 3. JUSTIFICACIÓN ...............................................................................................32 4. OBJETIVOS ......................................................................................................33 4.1.OBJETIVO GENERAL ............................................................................ 33 4.2. OBJETIVOS ESPECÍFICOS .................................................................. 33 5. HIPOTESIS........................................................................................................34 6. MATERIALES Y MÉTODOS .............................................................................35 6.1 Diseño de la investigación....................................................................... 35 6.1.1. Población de estudio............................................................................... 35 6.1.1.1. Localización ........................................................................................ 35 6.1.1.2. Muestra ................................................................................................ 35 6.1.2. Variables del estudio............................................................................... 36 6.2. Metodología............................................................................................ 36 6.2.1. Preparación del sustrato………………………………. ............................. 36 6.2.1.1. Deshidratación y adecuación de los residuos……… ........................... 36 6.2.1.2. Mezcla de los materiales que conforman el sustrato ........................... 37 6.2.1.3. Elaboración de los bloques de sustrato ............................................... 38 6.2.2. Inoculación.............................................................................................. 38 6.2.3. Incubación............................................................................................... 39 6.2.4. Fructificación........................................................................................... 40 6.2.5. Cosecha y pesaje de los carpóforos ....................................................... 40 6.2.6. Prueba sensorial ..................................................................................... 40 6.2.7. Análisis de Carbono y Nitrógeno total de los residuos agroindustriales....................................................................................... 41 6.3 Análisis de la información ........................................................................... 41 6.3.1. Diseño del análisis estadístico ................................................................ 41 6.3.1.1. Población a estudiar............................................................................. 41 6.3.1.2. Unidad experimental del estudio……………………………................... 42 6.3.1.3 Estimación del tamaño muestral ........................................................... 42 6.3.1.4. Variables a analizar ............................................................................. 42 6.3.1.5. Métodos estadísticos ........................................................................... 43 6.3.1.5.1. Análisis del desarrollo y crecimiento de Pleurotus ostreatus en cada uno de los sustratos evaludos ................................................... 43 6.3.1.5.2. Análisis sensorial de los hongos cosechado de Pleurotus ostreatus en cada uno de los sustratos evaluados ........................................... 46 7. RESULTADOS Y DISCUSIÓN DE RESULTADOS ..........................................48 7.1. Análisis del desarrollo y crecimiento de Pleurotus ostreatus en los diferentes sustratos........................................................................................ 48 7.1.1. Análisis del desarrollo y crecimiento de Pleurotus ostreatus en el sustrato control ....................................................................................... 48 7.1.2. Análisis del tiempo de corrida del micelio de Pleurotus ostreatus en cada uno de los sustratos evaluados ................................................. 49 7.1.3. Análisis del número de hongos producidos por bolsa de Pleurotus ostreatus en cada uno de los sustratos evaluados .................................. 53 7.1.4. Análisis del tamaño de carpóforos de Pleurotus ostreatus en cada uno de los sustratos evaluados................................................................ 55 7.1.5. Análisis del peso fresco de Pleurotus ostreatus en cada uno de los sustratos evaluados ................................................................................. 56 7.1.6. Análisis del Porcentaje de Eficiencia Biológica de Pleurotus ostreatus en cada uno de los sustratos evaluados ................................... 60 7.1.7. Análisis del rendimiento de Pleurotus ostreatus en cada uno de los sustratos evaluados....................................................................... 61 7.2. Análisis sensorial de los hongos cosechados de Pleurotus ostreatus en cada uno de los sustratos evaluados .................................................... 63 7.2.1. Hongos en fresco.................................................................................... 63 7.2.2. Hongos salteados ................................................................................... 64 8. CONCLUSIONES .............................................................................................65 9. RECOMENDACIONES......................................................................................67 10. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS ...............................................................70 LISTA DE TABLAS Pág. Tabla 2.1. Propiedades alimenticias de las setas como Hongos Comestibles.......................................................................................9 Tabla 2.2. Contenido nutricional del hongo comestible Pleurotus Ostreatus........................................................................................ 18 Tabla 2.3. Producción nacional de uchuva....................................................... 24 Tabla 2.4. Producción nacional de arveja......................................................... 27 Tabla 2.5. Producción de maíz amarillo del departamento de Cundinamarca de 1996-2003........................................................... 29 Tabla 2.6. Porcentaje de la composición del roble ........................................... 31 Tabla 6.1. Formulación del sustrato para el cultivo de Pleurotus Ostreatus......................................................................................... 37 Tabla 7.1.Porcentaje de carbono y nitrógeno total de los residuos Utilizados ......................................................................................... 58 LISTA DE FIGURAS Pág. Figura 2.1. Morfología de un Hongo Macromycete ............................................7 Figura 2.2. Ciclo de vida de un Basidiomycete ..................................................8 Figura 2.3. Pleurotus ostreatus ........................................................................ 14 Figura 2.4. Uchuva........................................................................................... 23 Figura 2.5. Cáliz o capacho de uchuva ............................................................ 23 Figura 2.6. Arveja............................................................................................. 25 Figura 2.7. Cáscara de arveja .......................................................................... 25 Figura 2.8. Maíz ............................................................................................... 28 Figura 2.9. Tusa de mazorca ........................................................................... 28 Figura 6.1. Termohigrómetro en la etapa de incubación.................................. 39 Figura 7.1. Sustrato antes de la corrida del micelio ......................................... 49 Figura 7.2. Corrida del micelio sobre el sustrato .............................................. 49 Figura 7.3. Tiempo de corrida del micelio de Pleurotus ostreatus en los diferente s sustratos evaluados .......................................... 50 Figura 7.4. Formación de primordios en el sustrato control ............................. 53 Figura 7.5. Formación de cuerpos fructíferos en el sustrato control ................ 53 Figura 7.6. Cantidad de hongos cosechados de Pleurotus ostreatus en cada sustrato evaluado ............................................................. 53 Figura 7.7. Medición del diámetro de los carpóforos........................................ 55 Figura 7.8. Tamaño de los carpóforos producidos en cada uno de los sustratos evaluados............................................................. 55 Figura 7.9. Carpóforos cosechados pesados por bolsa .................................. 57 Figura 7.10. Peso fresco obtenido de Pleurotus ostreatus en cada uno de los sustratos evaluados..................................................... 58 Figura 7.11. Porcentaje de eficiencia biológica de Pleurotus ostreatus generada en cada sustrato............................................ 60 Figura 7.12. Rendimiento estimado de Pleurotus ostreatus en cada sustrato evaluado.......................................................................... 62 Figura 7.13. Cubículo predispuesto para la realización de la prueba Sensorial ...................................................................................... 63 LISTA DE ANEXOS Pág. Anexo 1. Resumen de la producción de Pleurotus ostreatus en cada uno de los sustratos evaluados......................................................... 78 Anexo 2. Análisis estadístico de los datos del crecimiento y producción de Pleurotus ostreatus ....................................................................... 79 Anexo 3. Números aleatorios de la prueba sensorial....................................... 89 Anexo 4. Formato de evaluación de la prueba sensorial ................................. 90 Anexo 5. Análisis estadístico de la prueba sensorial ....................................... 92 RESUMEN Se llevo a cabo la evaluación del cultivo de Pleurotus ostreatus, para determinar el mejor residuos o residuos sobre el cual este hongo genera un crecimiento y una producción de alta calidad. Los sustratos evaluados fueron residuos agroindustriales del departamento de Cundinamarca (capacho de uchuva, cáscara de arveja y tusa de mazorca); teniendo como sustrato control el aserrín de roble. Los mezclas a evaluar fueron empacados en bolsas de 1 Kg. de sustrato, del cual el 78% era el residuo agroindustrial, esterilizadas e inoculadas con 30 g de semillas de Pleurotus ostreatus, adquiridas comercialmente. Luego, se llevaron al área de incubación y luego al área de fructificación bajo condiciones estipuladas en cada una de ellas. Se evaluó el tiempo de corrida del micelio, el diámetro de los carpóforos, el número de hongos producidos por bolsa, el peso fresco, la eficiencia biológica y el rendimiento de cada uno de los sustratos trabajados. El mejor sustrato para el crecimiento y producción de Pleurotus ostreatus fue el capacho de uchuva ya que alcanzó una eficiencia biológica de 76.1% en un periodo total de producción de 41 días y una rentabilidad de 39.03 Kg/m2 con excelentes características organolépticas, considerándose así un sustrato adecuado y eficiente para el cultivo de este hongo. 1. INTRODUCCIÓN Se estima que existen alrededor de 70.000 especies de hongos Macromycetes conocidas e identificadas, de las cuales aproximadamente 5.000 son setas comestibles en algún grado y 2.000 son setas comestibles de buena calidad. Se ha reportado que solamente 100 de estas especies comestibles se han investigado experimentalmente, de las cuales solamente 50 se han desarrollado con fines económicos, y de estas solo 30 especies comestibles se cultivan a escala comercial y 6 a escala industrial (Pire, 2001). Lo anterior indica que el mercado de producción de hongos comestibles es muy amplio y que al nivel de experimentación y cultivo todavía queda mucho por explorar. A nivel alimenticio, los hongos comestibles, poseen el doble del contenido de proteínas que los vegetales y disponen de los nueve aminoácidos esenciales, contando con leucina y lisina (ausente en la mayoría de los cereales). Así mismo, poseen alta cantidad de minerales (superando a la carne de muchos pescados), bajo contenido de calorías y carbohidratos. También se caracterizan por tener conocidas y reportadas propiedades medicinales como producir retardo en el crecimiento de tumores, disminuir los niveles de colesterol en la sangre, poseer sustancias antioxidantes e inmunomoduladoras (Romero y colaboradores, 2000). Son apetecidos ampliamente por su excelente sabor en platos de comida gourmet, por ende la producción de hongos actualmente moviliza cientos de millones de dólares y miles de puestos de trabajo en toda América, particularmente en América Latina ya que esta región tiene un gran potencial para el cultivo de las especies comestibles por la variedad de climas que posee y la gran diversidad de residuos orgánicos que se genera en los diferentes cultivos agrícolas (Torres, 2003). Uno de los hongos comestibles que más se ha estudiado y cultivado durante los últimos años es Pleurotus ostreatus debido a la facilidad de cultivo y a su gran potencial económico y calidad nutricional. Este hongo se desarrolla en la naturaleza preferiblemente sobre residuos de material leñoso o rico en fibra como troncos, ramas y bagazos. Para su cultivo se pueden utilizar otro tipo de materiales que contengan una composición similar a los residuos que utiliza para crecer en su ambiente natural. Dentro de estos materiales se encuentran los residuos agroindustriales, los cuales en la mayoría de los casos no son reutilizados sino simplemente son quemados o arrojados a los basureros, quebradas y ríos sin ningún tratamiento previo lo que contribuye al daño de los ecosistemas (Oei, 2003). 2. MARCO TEÓRICO 2.1. Generalidades Los hongos son organismos unicelulares, pluricelulares o dimórficos que carecen de clorofila, por lo tanto son heterótrofos, es decir, obtienen sus alimentos por absorción y el componente principal de sus paredes celulares es la quitina. El talo o cuerpo vegetativo en los hongos filamentosos está constituido por filamentos delgados llamados hifas, las que presentan crecimiento apical y en conjunto integran el micelio. Los hongos se dividen en microscópicos y macroscópicos. En el caso de los hongos macroscópicos, el micelio está representado por la masa de apariencia algodonosa y por lo regular blanquecina que forman un cuerpo de reproducción. Dentro de los hongos macroscópicos se encuentran los Ascomycetes y Basidiomycetes, los cuales presentan una reproducción asexual y/o sexual. Los hongos macroscópicos son también llamados hongos Macromycetes y presentan distribución cosmopolita debido a que pueden desarrollarse en cualquier tipo de clima, existiendo variedad de géneros que pueden crecer entre 4 y 60°C, desde el nivel del mar hasta por encima de los 4000 m.s.n.m. y en diferentes tipos de maderas (Koneman, 1997; Stamets, 2003). 2.1.1. Hongos Macromycetes Los hongos Macromycetes están formados por largas hifas ramificadas que se reúnen en cordones y cuerpos de reproducción visibles y medibles en centímetros. Son saprófitos ya que crecen en materia descompuesta absorbiendo la materia orgánica, en simbiosis con plantas formando ectomicorrizas o como parásitos sobre los árboles. Algunos son comestibles, otros venenosos e incluso pueden producir efectos psicoactivos. Suelen crecer en la humedad que proporciona la sombra de los árboles, pero también en cualquier ambiente húmedo y con poca luz (Saldarriaga, 2001). 2.1.1.1. Ascomycetes Los Ascomycetes pueden ser encontrados en gran variedad de hábitat como suelos, aguas, coprófilos (en excrementos de herbívoros), saprobios de animales y plantas, parásitos incluyendo al hombre. Se encuentran miembros microscópicos y macroscópicos, por lo general son epígeos sin embargo, existen miembros enteramente hipógeos (Koneman, 1997). Estos hongos pueden ser unicelulares ó estar formados por un micelio con hifas de paredes quitinosas, con septos transversales incompletos (presentan un poro central). Las hifas, pueden ser uni ó multinucleadas, homocarióticas ó dicarióticas ramificadas. La principal característica de estos hongos es que como producto de su reproducción sexual, se forman unos sacos o bolsas llamados ascos los cuales, contienen en su interior a las esporas de origen sexual (ascosporas). Los cuerpos productores de ascos se denominan ascocarpos. No existen células flageladas a ningún nivel. Algunas especies se asocian con ciertas algas formando líquenes, conocidos como ascolíquenes (Moore, 1996). En la gran mayoría de las especies se forman cuerpos fructíferos macroscópicos ó microscópicos que contienen uno o muchos ascocarpos, sin embargo algunas especies no forman cuerpos fructíferos ni ascocarpos y los ascos quedan al descubierto y diseminados en el micelio (Saldarriaga, 2001). 2.1.1.2. Basidiomycetes Las esporas que dan nombre al grupo son las basidiosporas, producidas exógenamente en órganos especiales, llamados basidios. En los Basidiomycetes superiores se producen cuatro basidiosporas típicamente y los basidios se encuentran en líneas aserradas o en las laminillas de los grandes basiocarpos carnosos. Los Basidiomycetes inferiores tienen un ciclo vital más complicado y su lugar en la clasificación no es muy seguro. Un buen número de especies de Agaricales pueden desarrollarse en cultivos artificiales (Stamets, 2003). Una actividad muy importante de los Basidiomycetes es la descomposición de la madera, papel y otros derivados de productos naturales. Estos Basidiomycetes, por lo tanto, son capaces de producir celulasas o enzimas capaces de catabolizar la lignina y utilizarla como fuentes de carbono y energía. La descomposición de la lignina en la naturaleza es difícil y es realizada por un reducido grupo de hongos basidiomycetes que producen la llamada podredumbre de la madera. Existen dos tipos de podredumbre: la marrón, en la que solamente se degrada la celulosa pero no la lignina y la blanca, en la que ambos polímeros son degradados eficientemente (Stamets, 2003). 2.1.1.2.1. Orden Agaricales Los hongos del orden Agaricales son hongos que se caracterizan por tener esporas color café chocolate, presentar anillos diferentes a partir de un velo parcial y laminillas o agallas libres. Este orden de hongos lo integran tanto especies comestibles como venenosas. Son de gran importancia económica para el hombre por sus diferentes usos, tanto en alimentación, medicina, agricultura, industria, etc. Pueden ser saprófitos, parásitos o ectomicorrizicos. Las principales partes que componen un hongo Macromycete del orden Agaricales (Solomon y colaboradores, 1996) son (Figura 2.1): • Cutícula: Membrana exterior que recubre el sombrero y el pie. Fundamental para determinar la especie, tanto por su estructura como por su color. La cutícula puede ser lisa, rugosa, seca, viscosa, presentar restos en forma de escama, verrugas, estrías y también puede estar fuertemente adherida al sombrero, o ser fácilmente separable. • Píleo: La parte más ancha de la seta. Situado encima del pie, puede presentar una amplia gama de colores y tiene la forma de un paraguas, aunque con muy diferentes diseños: esféricos, acopados, cónicos, acampanados, ramificados. • Himenóforo: Parte inferior del sombrero, sostiene al himenio, donde se encuentran las esporas de origen sexual. • Pie: Sostiene el píleo, puede ser recto o curvado y comúnmente cilíndrico. • Anillo: Parte residual procedente del velo y situado bajo el sombrero cuando éste se expande, tiene como misión proteger el himenio y facilitar la maduración de las esporas. • Volva: Parte subterránea y membranosa que rodea la base del pie de algunas especies en forma de círculos, cónica o libres, de pie esférico. Figura 2.1. Morfología de un hongo Macromycete del orden Agaricales Fuente: Solomon y colaboradores, 1996 2.1.1.3. Ciclo de vida de los Hongos Macromycetes Los hongos se reproducen por esporas, estas son lanzadas al exterior al abrirse el píleo para la propagación de la especie. La espora es transportada por el viento y depositada en un lugar favorable con condiciones adecuadas, permitiendo que la espora germine formando un largo filamento de células vivas denominado hifa. La hifa crece a partir de su extremo permitiéndole deslizarse hacia adelante. El material vegetal encontrado en su camino es descompuesto por medio de enzimas liberadas hacia el exterior de la hifa. Los nutrientes liberados son absorbidos y utilizados para sustentar el crecimiento y la fructificación (Pire, 2001). De esta manera, cualquier alimento encontrado es eficientemente recogido y la colonia se expande para localizar nuevas fuentes de alimento (Solomon y colaboradores, 1996). La reiterada ramificación y el crecimiento de las hifas forman la extensa red de células llamada micelio que es la parte vegetativa del organismo fúngico, el cuerpo viviente del hongo. A la intemperie, los micelios de la seta pueden observarse a menudo creciendo bajo la corteza suelta que queda sobre los árboles caídos o dentro de pilas de hojas o de broza del bosque, donde aparece como un crecimiento piloso de color blanco (Pire, 2001). En el caso de los hongos Basidiomycetes (Figura 2.2) los cuerpos fructíferos contienen en la zona himenial láminas, poros o tubos en donde se encuentran los basidios. Los basidios son células especializadas en forma de bolsa, en cuyo extremo se desarrollan exteriormente 4 esporas o basidiosporas. En la mayoría de las setas se forman cientos de miles de basidios que producirán millones de esporas que son liberadas una vez han madurado y posteriormente serán esparcidas por el viento (Navarro, 2005). Figura 2.2. Ciclo de vida de los Hongos Basidiomycetes Fuente: Navarro, 2005 2.2. Los Hongos Comestibles Cultivables Los hongos comestibles son importantes debido no solo a su papel culinario, sino también a su potencial como fuente de proteína que puede enriquecer la dieta humana. Se caracterizan por poseer cuerpos fructíferos que pueden ser cosechados fácilmente bajo condiciones especificas de cultivo dependiendo del tipo de especie que sé este cultivando. El cultivo de hongos comestibles es una actividad productiva que no posee etapas o procesos que afecten el medio ambiente, por el contrario, en él se utilizan materiales de origen vegetal y animal, y se simula lo que ocurre en la naturaleza. Los materiales que se utilizan en la preparación del sustrato para el cultivo de hongos, comúnmente son residuos que se obtienen de la agroindustria como pajas de cereales, aserrín, papeles, cartones, etc, y de la crianza de animales como estiércoles de caballo, pollos, conejos, entre otros. Para la descomposición de estos materiales las mezclas de crecimiento de los hongos cultivables necesitan igualmente suplementos nitrógenados como sulfato de amonio, superfosfato, urea, etc (Regés, 1990). Los hongos comestibles se caracterizan por contener nutrientes que favorezcan la mejor calidad de vida del hombre por el consumo de estos organismos, por lo cual muchos expertos aconsejan, incluir este tipo de productos en la dieta diaria alimenticia (Tabla 2.1) Tabla 2.1. Propiedades alimenticias de las setas como hongos comestibles MINERALES HONGOS HONGOS FRESCOS DESHIDRATADOS SODIO 30 26.31 COBRE 1.19 0.53 PROPIEDADES * Participa en el equilibrio de fluidos en el organismo * Participa en la formación de glóbulos rojos y en el crecimiento MAGNESIO 86.42 151.25 HIERRO 1.86 1.16 CALCIO 1.79 14.87 POTASIO 2180.4 2397.25 ZINC 5.47 4.41 * Forma parte de los dientes y huesos* Interviene en la transmisión de impulsos nerviosos y en la contracción muscular * Forma parte de los glóbulos rojos - hemoglobina. *Aumenta las defensas del organismo * Forma parte de los huesos y dientes.* Interviene en la contracción muscular y en la coagulación sanguínea.* Previene la presión arterial alta. * Interviene en la contracción muscular, en la transmisión de impulsos nerviosos y en el equilibrio hídrico del cuerpo.* Previene la presión arterial alta * Forma parte de algunas enzimas y del metabolismo de las proteínas.* Aumenta las defensas Fuente: Centro de información de Asohofrucol. 2005 2.2.1. Historia del cultivo de los hongos comestibles El consumo de hongos comestibles es muy antiguo y hasta hace más de cuatro siglos los hongos no se cultivaban sino que se recolectaban en los bosques. En la antigua Grecia se conocían por sus propiedades gastronómicas y se recolectaban numerosas especies de hongos. Los romanos eran buenos conocedores de sus propiedades gastronómicas, medicinales y tóxicas, y otros pueblos como los celtas los empleaban no sólo como alimento, sino también en celebraciones por las propiedades alucinógenas de algunas especies. En la Edad Media había ciertos hongos cuyo consumo estaba sólo otorgado como privilegio a los caballeros y solo hasta el siglo XVII se inicia en Francia el cultivo controlado de algunas de ellos. Durante las últimas décadas, su producción ha experimentado una evolución extraordinaria y en la actualidad se utilizan tanto métodos rústicos como modernos sistemas de cultivo (Cabrera y colaboradores, 1998). En Colombia se conoció muy poco de setas comestibles hasta 1950 y seguramente los hongos cultivados que se consumieron en el país antes de ese año fueron importados de Francia o Alemania. El champiñón, Agaricus bisporus, fue el primer hongo que se cultivó en Colombia, posiblemente en Cundinamarca, en el municipios de Cajicá, cerca a Bogotá, y se debe al alemán Alfredo Beck quien trajo el inóculo al país, según informó él mismo en 1985. Años más tarde, diversificó su producción con el cultivo de Shiitake (Lentinula edodes) con el fin de producir micofarina que se vende actualmente en el mercado colombiano (Cardona, 2001). 2.2.2. Etapas del cultivo de hongos comestibles en bloques esterilizados 2.2.2.1. Semilla La semilla es la expansión de masa de micelio que busca potenciar metabólicamente al hongo para que se encuentre en condiciones ideales y así poder crecer eficientemente en los sustratos de producción (Stamets, 2000). El hongo se obtiene a partir de cultivos puros que se mantienen criopreservados en agar o de un aislamiento a partir de la zona himenial de un cuerpo fructífero. De estos cultivos se transfiere el micelio a tubos de ensayo que contienen agares nutritivos, y de allí a cajas de Petri o botellas planas que contienen agares nutritivos para hongos para incrementar el micelio. Luego se prepara la semilla utilizando granos de cereales como trigo, millo, cebada, sorgo o arroz. El procedimiento consiste en hidratar mediante calor el grano del cereal hasta una humedad del 45%, lo que en la práctica se consigue lavando el grano para retirarle impurezas adicionar agua hasta cubrirlo y hacer una cocción de 15 minutos aproximadamente. Luego de obtener la humedad, el hongo crecido en agar se transfiere al cereal utilizado y se le proporcionan las condiciones de incubación optimas de crecimiento dependiendo de la especie que se quiera (Rodríguez y Gómez, 2001). 2.2.2.2 Inoculación Consiste en adicionar la semilla del hongo al sustrato ya preparado y estéril, y se debe realizar en un sitio cerrado sobre un mesón previamente desinfectado para evitar que se presente contaminación en la fase del establecimiento micelial (Rodríguez y Gómez, 2001). 2.2.2.3 Incubación En la fase de incubación se busca que el micelio invada totalmente el sustrato por medio de la optimización de las condiciones ambientales. Se debe realizar en un cuarto cerrado y oscuro. Las bolsas pueden acomodarse en estanterías metálicas o colocarse directamente en el suelo. Es necesario que la temperatura en el sitio de incubación permanezca alrededor de 20 a 28 ºC, con una humedad relativa alrededor del 70 a 80% y escasa iluminación, teniendo en cuenta que estas características pueden variar dependiendo de la especie (Fernández, 2004). 2.2.2.4 Fructificación La fase de fructificación comienza una vez el sustrato es invadido por el micelio del hongo y se logran observar primordios o pines, los cuales formarán el cuerpo fructífero. Para esta fase es necesario cambiar las condiciones del cultivo aumentando la humedad relativa y las condiciones de luminosidad para inducir la formación de los hongos. Para optimizar la fase de fructificación se debe manejar una temperatura diferente a la de incubación que se asemeje a la temperatura del hábitat natural donde crece el hongo (Fernández, 2004). 2.2.2.5 Cosecha La cosecha es la fase en la cual se realiza la recolección de los cuerpos fructíferos. Comúnmente, se realiza de forma manual haciendo un movimiento de torsión sobre la base del estípe o utilizando una cuchilla estéril para evitar contaminaciones posteriores en los puntos del sustrato donde creció el hongo. Así mismo, la cosecha se divide en tres periodos, el primero en el cual se recoge el 50% de la producción, el segundo en donde se recoge el 30% y el tercer periodo solamente el 20% de la producción. Habitualmente, en el cultivo de hongos no se recoge más de tres cosechas ya que la productividad es muy baja y el riesgo de contaminación es más frecuente (Oei, 2003). 2.2.3. Requerimientos nutricionales para el cultivo de Hongos Comestibles Debido a que no presentan requerimientos nutricionales complicados y a su fácil adaptación a los ambientes de cultivo, los hongos requieren de técnicas simples y económicas para su crecimiento. Los residuos agroindustriales proveen las fuentes de carbono, nitrógeno, azufre y fósforo necesarias para el desarrollo adecuado de la biomasa fúngica (Madigan y colaboradores, 1997). La fuente de carbono es proporcionada en su totalidad por los residuos agroindustriales por lo cual para la optimización del cultivo de los hongos se han realizado amplias investigaciones acerca de diferentes mezclas de estos residuos con el fin de incrementar la producción (Stamets, 2003) La fuente de nitrógeno utilizada por los hongos comestibles cultivables es aportada en baja proporción por los residuos agroindustriales, los cuales contienen mayor proporción de carbono que de nitrógeno. Para proporcionar la cantidad de nitrógeno necesaria para el cultivo se adicionan suplementos tanto orgánicos (salvado de trigo, cereal, arroz) como inorgánicos (sales de ion amonio y sales de nitrato (Solomon y colaboradores, 1996). 2.3. Pleurotus ostreatus Figura 2.3. Pleurotus ostreatus Fuente: Keizer, 1997 2.3.1. Generalidades Pleurotus ostreatus es un hongo saprofítico o parásito débil, descomponedor del grupo de la podredumbre blanca que crece de forma natural en árboles como aliso, balso y arce, principalmente en los valles de los ríos. La palabra Pleurotus viene del griego “pleuro”, que significa formado lateralmente o en posición lateral, refiriéndose a la posición del estípite respecto al píleo. La palabra ostreatus en latín quiere decir en forma de ostra y en este caso se refiere a la apariencia y al color del cuerpo fructífero (Stamets, 2000). 2.3.2. Clasificación y morfología P. ostreatus se encuentra clasificado taxonómicamente de la siguiente manera: REINO: Fungi SUBREINO: Fungi Superior DIVISIÓN: Basidiomycota SUBDIVISIÓN: Basidiomycotina CLASE: Himenomycetes ORDEN: Agaricales FAMILIA: Tricholomataceae GÉNERO: Pleurotus ESPECIE: ostreatus Pleurotus ostreatus es un típico hongo agarical, que a menudo se encuentra recubierto de una capa micelial en la base (Mendoza y Díaz, 1981) y presenta carne delgada y blanca. El píleo cuando madura adquiere forma de concha, las láminas son blancas o de color crema en las cuales se disponen los basidios no tabicados con cuatro basidiosporas blanquecinas elípticas de 8-11 x 3-4 mm. El píleo es de superficie lisa, brillante y un poco viscosa en tiempo húmedo. El estípite es corto de 1-4 x 1- 2 cm, las lámelas son blancas, decurrentes y ampliamente espaciadas y las esporas en masa son blanquecinas o de color gris-blanquecino (Cadavid y Cardona 1996). Pleurotus ostreatus posee un píleo regularmente de 4 a 13 cm de diámetro, aunque ocasionalmente puede presentar tamaños mayores de acuerdo a las condiciones de fructificación. La superficie superior puede presentar color variable según la intensidad de la luz, con tonos entre blanquecinos, grises o azulados. Su margen es suave, delgado, ondulado y ocasionalmente enrollado (Stamets, 2000; Cardona y Bedoya, 1996). 2.3.3. Historia del cultivo de Pleurotus ostreatus No se conoce la fecha exacta de la implementación del cultivo de Pleurotus ostreatus, sin embargo, se han reportado varias hipótesis al respecto. Según Zadrazil en 1978, Pleurotus ostreatus se cultivó en varias partes de Europa desde 1900 haciendo pertenecientes a los géneros parte de las seis setas cultivadas Agaricus, Lentinula, Auricularia, Volvariella, Flammulina y Pleurotus. Pero según García en 1987, Pleurotus ostreatus no se cultivó en Europa hasta después de 1960, aunque desde antes se cosechaba para consumo pues se recogían de los troncos de los árboles en descomposición que muchas veces se acercaban a las viviendas donde se les proporcionaba Posteriormente, su condiciones para la producción cultivo inició en Francia, se de carpóforos. Hungría, Italia y Checoslovaquia sobre troncos que se incubaban en zanjas y luego se sometían a riegos para obtener los cuerpos fructíferos. A principios de los años 90, Pleurotus ostreatus ocupaba el segundo puesto entre los hongos más cultivados en el mundo; cinco años después, el 24% de la producción de hongos comestibles en el mundo correspondía a P. ostreatus y otras especies relacionadas (Matsumoto, 1996). Según Miles y Shang en 1997, la producción total de Pleurotus sp. en la última década del siglo XX fue mayor a 250.000 toneladas En Colombia, el cultivo de Pleurotus ostreatus fue iniciado hacia 1990 en el Laboratorio de Microbiología de la Universidad de Antioquia, gracias al experto Fabio Pineda. Sin embargo, no fue sino en la última década del siglo XX que se conocieron los primeros cultivos rústicos en Antioquia, Caldas y Cundinamarca (Cabrera y colaboradores, 1998). 2.3.4. Composición nutricional de Pleurotus ostreatus El contenido nutricional de Pleurotus ostreatus presenta un alto valor nutritivo pues contiene minerales, vitaminas y proteínas (Tabla 2.2). Igualmente presenta un sabor agradable que hace que sea apetecible en muchas regiones del mundo. Por su alto contenido proteínico, a este hongo se le llama "bistec vegetal", su proteína es asimilable y además presenta buenas características organolépticas (Fennema, 2000). Este hongo posee bajo contenido de grasa y sodio, unido al relativamente alto contenido de potasio, lo cual hace que tenga también importancia para padecimientos cardiovasculares y estados de hipertensión, así como para combatir la obesidad (Navarro, 2001). En él están presente todos los aminoácidos esenciales, es una rica fuente de vitaminas y se han reportado contenidos de ácido absórbico (vitamina C) en diferentes etapas de su desarrollo. Es rico en ergosterol y vitamina D, así como en minerales como fósforo, sodio, magnesio, calcio, hierro, manganeso, zinc y cobre (Potter, 1995). También se ha podido observar que muchos animales se alimentan de este hongo en épocas de apareamiento o enfermedad, por lo que se piensa que puede servir como estimulante sexual, como sedante o que cuando estén enfermos ejerza su efecto positivo sobre ellos (Potter, 1995) Tabla 2.2. Contenido Nutricional del hongo comestible Pleurotus ostreatus SUSTANCIA Agua Materia seca Ceniza Grasa Proteína bruta Fibra Fibra cruda Nitrógeno total Calcio Fósforo Potasio Hierro Ácido ascórbico. Vit. C Tiamina. Vit. B1 Niacina. Vit. B5 Ácido fólico % 92.20 7.80 9.50 1.00 39.00 7.50 1.40 2.40 33mg/100g 1.34mg/100g 3793mg/100g 15.20mg/100g 90-144mg/100g 1.16-4.80mg/100g 46-108.7mg/100g 65mg/100g Fuente: Romero y colaboradores, 2000 2.3.5. Etapas del cultivo de Pleurotus ostreatus El cultivo del hongo Pleurotus ostreatus posee las mismas etapas que las del cultivo de hongos comestibles en bloques estériles pero se diferencia básicamente en las etapas de incubación y fructificación, puesto que se hace necesario adecuar las condiciones ambientales del cuarto de producción, permitiendo simular sus condiciones de crecimiento en la naturaleza. 2.3.5.1. Condiciones de Incubación La incubación tarda de 22 a 30 días y es necesario que la temperatura en el sitio de incubación permanezca de 23 a 24 ºC (Granados, 2004). El área de incubación debe ser un lugar oscuro, fresco y cerrado para mantener una humedad relativa de 70 a 80% (Archila, 2004). 2.3.5.2. Condiciones de fructificación: Se aumenta la humedad relativa de un 80 a 93% para inducir la formación de los cuerpos fructíferos. Esta etapa se puede realizar en el mismo cuarto de incubación, si todas las bolsas están cubiertas por el micelio, de lo contrario debe destinarse un cuarto para esta etapa. Así mismo, se debe manejar una temperatura de16-18ºC (Archila, 2004). 2.3.6. Sustratos utilizados para el cultivo de Pleurotus ostreatus Se han utilizado una gran cantidad de sustratos para el cultivo de Pleurotus ostreatus. Los materiales más comúnmente utilizados como fuente de carbono incluyen paja de trigo, de avena, de centeno, de sorgo y de algodón, virutas de madera y cortezas, subproductos del algodón, heno, tallos de plantas de maíz, plantas y desperdicios de café, tusa de mazorca, hojas de té, cáscaras de maní, harina de soya, cáscaras de semillas de girasol, desperdicios de alcaucil, desperdicios de yuca, ágave, residuos de la industria papelera (diarios, cartones), hojas de plátano, cactus, yuca, pulpa de cardamomo, fibra de coco, hojas de limón, tallos de menta, paja de arroz, bagazo de caña, entre otros. (Stamets, 2003; Oie, 2000; Miles y Chang, 1997). También se pueden realizar cultivos sobre bloques o troncos sintéticos. Las ventajas principales de utilizar estos sustratos en lugar de la producción en troncos naturales, es que los tiempos se acortan y la eficiencia aumenta. Las eficiencias biológicas varían de 75 a 125 % en troncos sintéticos (Miles y Chang, 1997). 2.4. Residuos agroindustriales para el cultivo de hongos comestibles Se llama residuo agroindustrial al material o elemento que después de haber sido producido, manipulado o usado a nivel agroindustrial no tiene valor para quien lo posee y por lo general se desecha no adecuadamente generando contaminación en el ecosistema (Atlas y Bartha, 2002). 2.4.1. Composición química de los residuos agroindustriales Los materiales utilizados para el cultivo de Pleurotus ostreatus, están constituidos de compuestos ligninocelulolíticos, los cuales están formados por celulosa y hemicelulosa enlazadas mediante lignina, un polimero aromático altamente oxigenado, con un esqueleto de fenilpropano que se repite. Sobre esta matriz se deposita una mezcla de compuestos de bajo peso molecular llamados extractivos. 2.4.1.1. Celulosa Es el compuesto más simple encontrado en el material lignocelulolítico de la plantas, es el polímero más abundante en la biosfera. Esta compuesto por un polímero de residuos de D-glucosa unidos por enlaces β-1,4. Debido a su estructura las cadenas de celulosa esta unidas por puentes de hidrógeno intermoleculares formando agregados (microfibrillas). La celulosa es una molécula que da estructura y soporte a la planta y forma un cristal empaquetado que es impermeable al agua, por lo cual es insoluble en agua y resistente a la hidrólisis (Atlas y Bartha, 2002). Los hongos Macromycetes pueden degradar la celulosa por medio de la producción de enzimas como son endo- -1,4-gluacanasa, el complejo Cx y endo- -1,4-glucosidasa (Martin, 1981) 2.4.1.2. Hemicelulosa La hemicelulosa esta formada por cadenas cortas y son polímeros heterogéneos que contienen tanto hexosas (azúcares de 6 carbonos como glucosa, manosa y galactosa) como pentosas (azúcares de 5 carbonos como xilosa y arabinosa). Dependiendo de la especie de la planta estos azúcares se asocian con ácidos urónicos formando estructuras poliméricas diversas que pueden estar relacionadas con la celulosa y la lignina. Los tres polímeros principales son los xilanos, mananos y arabinogalactanos (Atlas y Bartha, 2002; Mailer, 2000). Los hongos Macromycetes tienen la capacidad de degradar la hemicelulosa por medio de la producción de enzimas como son xilanasas, galactanasas, manasas, arabinasas y glucanasas (Martin, 1981). 2.4.1.3. Lignina Es un polímero complejo tridimensional, globular, insoluble y de alto peso molecular, formado por unidades de fenilpropano cuyos enlaces son relativamente fáciles de hidrolizar por vía química o enzimática. Esta molécula tiene diferentes tipos de uniones entre los anillos de fenilpropano (Atlas y Bartha, 2002; Mailer, 2000). La lignina es la responsable de la rigidez de las plantas y de sus mecanismos de resistencia al estrés y a ataques microbianos. En las plantas la lignina se encuentra químicamente unida a la hemicelulosa y rodeando las fibras compuestas por celulosa (Atlas y Bartha, 2002; Mailer, 2000). Los hongos Macromycetes pueden degradar la lignina por medio de la producción de enzimas como son lacasa, lignina peroxidasa y manganeso peroxidasa (Martin, 1981). 2.4.1.4 Extractivos Son aquellas sustancias que se encuentran presentes en las diferentes fibras vegetales, pero no son carbohidratos, tales como ácidos grasos, terpenos, fenoles y resinas. Muchos de estos compuestos son solubles en agua o disolventes orgánicos polares como metanol, etanol o acetona y algunos pueden llegar a ser utilizados por los hongos Macromycetes (Atlas y Bartha, 2002; Mailer, 2000). 2.4.2. Residuos agroindustriales evaluados del departamento de Cundinamarca El departamento de Cundinamarca, específicamente en la sabana de Bogotá existe un gran número de cultivos que generan residuos agroindustriales en gran abundancia, los cuales en la mayoría de los casos no son reutilizados sino simplemente son quemados o arrojados a los basureros, quebradas y ríos, sin ningún tratamiento previo, y contribuyen de esta manera a la degradación del ecosistema (Atlas y Bartha, 2002; Mailer, 2000). 2.4.2.1. Cultivo de Uchuva El nombre científico de este fruto es Physalis peruviana L (Figura 2.4) es originaria de los Andes suramericanos y cuenta con más de 80 variedades que se encuentran en estado silvestre. Se caracteriza porque sus frutos se encuentran encerrados dentro de un cáliz o capacho (Figura 2.5) (Centro de Información de Asohofrucol Figura 2.4. Uchuva Fuente: Cabrera y colaboradores, 1998 . Figura 2.5. Cáliz o Capacho de Uchuva Fuente: Centro de Información de Asohofrucol, 2005 El cáliz gamosépalo o capacho está formado por cinco sépalos persistentes, es velloso con venas salientes y con una longitud de unos 4 a 5 cm, cubre completamente el fruto durante todo su desarrollo. Inicia su alargamiento cuando ha pasado la fecundación del fruto. Durante los primeros 40 a 45 días de su desarrollo es de color verde, con la maduración del fruto va perdiendo clorofila volviéndose pergamino al final. Es importante porque protege el fruto contra insectos, pájaros, enfermedades y situaciones climáticas extremas, además de servir como una fuente indispensable de carbohidratos durante los primeros 20 días del crecimiento del fruto. Separando el cáliz completamente durante el comienzo del desarrollo del fruto, este retrasa su crecimiento madurez, situación que no se presenta, cuando se elimina a partir de los 25 días después del cuajamiento. Se ha observado que en la cara interior (adaxial) del cáliz o capacho, ésta presenta una zona glandular la cual produce una resina traslúcida que cubre parcialmente el fruto. Esta sustancia es observable en el cáliz de frutos de 3.5 mm. En adelante, probablemente ayude a impedir que el fruto sufra ataques de insectos (Cabrera y colaboradores, 1998). El cáliz también protege el fruto contra un sobrecalentamiento, causado por una alta radiación solar. Cuando se midió la temperatura del aire circundante al cáliz fue de 30° C y dentro de este órgano se registraron 5°C menos. 2.4.2.1.1. Producción del cultivo Con más del noventa por ciento de la producción, Cundinamarca es el departamento que tiene mayor volumen de producción de esta fruta de exportación, con una producción nacional de 8.934 toneladas al año, en un área de 464 hectáreas, siendo los municipios de Granada y Silvana los que obtiene mayor volumen (Tabla 2.3). Los principales residuos agroindustriales de este tipo de cultivo son el cáliz o capacho de uchuva, el tamo o parte vegetal resultante después de la cosecha, los frutos que estén reventados, sobremaduros, que presenten daños por manipulación o con signos de haber sido afectados por plagas o enfermedades y las malezas que crecen en el borde del cultivo (Centro de Información de Asohofrucol, 2005). Tabla 2.3. Producción nacional de uchuva MUNICIPIO Área Sembrada Producción Rendimiento Año 2003 (has) (Ton) (Kg/ha) 534 9.873 - Antioquia Boyacá Cundinamarca Norte de Santander Tolima Valle Total de uchuva Fuente: Secretarias de Agricultura Departamentales - URPAS´s, UMATA´s, Ministerio de Agricultura y Desarrollo Rural 2.4. 2.1.1.1. Capacho de uchuva En la producción de capacho de uchuva se estima que por tonelada de uchuva que se produce en un cultivo, 100 Kg son capacho en peso fresco, esto indicaría que aproximadamente el 10% del cultivo de uchuva son residuos agroindustriales en forma de capacho (Hurtado, 2005). 2.4.2. 2. Cultivo de Arveja La arveja, Pisum sativum L. (Figura 2.6), es una especie dicotiledónea anual, perteneciente a la familia de las fabáceas (papilionáceas). Es cultivada fundamentalmente para la obtención de granos tiernos inmaduros; éstos pueden destinarse directamente al consumo humano o procesarse, ya sea para la obtención de producto congelado o enlatado. Los cultivos pertenecientes a esta variedad botánica presentan, en su mayoría, flores de color blanco. Entre los nombres comunes más importantes que se utilizan para denominar a esta variedad están los siguientes: arveja, guisante, garden pea, green pea, canning pea, pois, etc. (Faiguenbaum, 1990). Figura 2.6. Arveja Fuente: Faiguenbaum, 1990 Figura 2.7. Cáscara de arveja Fuente: Ministerio de Agricultura y Desarrollo Rural y Corporación Colombia Internacional, 2002 Las siembras en la zona se hacen escalonadas a lo largo del año iniciando en mayo y presentando variantes de acuerdo a los periodos lluviosos. Cuando el terreno se encuentra en condiciones aptas para la siembra, se trazan los surcos a distancias que pueden variar entre 80 cm a 1,20 m y se hacen hoyos distanciados a 30, 50 y hasta 70 cm, de acuerdo a la cantidad de semillas depositadas. El número de semillas utilizadas por sitio puede estar entre 4, 6 y 15 dependiendo de la calidad (especialmente el tamaño) (Ministerio de Agricultura y Desarrollo Rural y Corporación Colombia Internacional, 2002). 2.4.2.2.1. Producción del cultivo La producen 11 departamentos, pero Cundinamarca y Boyacá concentran la mayor parte de esta producción, con 35%y 33% respectivamente. Existen diversas variedades de arveja como la Piquinegra, la Parda, la Pajarito, la Guatecana y la Bogotana. Es la hortaliza de mayor área cosechada en Colombia con 24.620 hectáreas, es decir el 27% del área hortícola cosechada total en el año 2000. Sin embargo su peso en la producción es sustancialmente menor (Tabla 2.4) (Ministerio de Agricultura y Desarrollo Rural y Corporación Colombia Internacional, 2002). Aunque el consumo interno de arveja tiene una tasa de crecimiento anual de 1,4%, sólo alcanza a ser abastecido en un 35% por la producción nacional, ya que el 65% restante es importado. Esto se debe a la mayor demanda de arveja seca, que representa el 50% del consumo de este producto y que se importa especialmente desde Canadá (Ministerio de Agricultura y Desarrollo Rural y Corporación Colombia Internacional, 2002). Los principales residuos agroindustriales de este tipo de cultivo son el tamo de la arveja, la cáscara, los frutos que presenten daños por manipulación o con signos de haber sido afectados por plagas o enfermedades y las malezas que crecen en el borde del cultivo. Tabla 2.4. Producción nacional de arveja AÑO ÁREA COSECHADA RENDIMIENTO (Has) (ton/ha) 1999 25 305.4 1.35 2000 24 159.9 1.5 2001 28 687.6 1.7 2002 39 619.5 1.8 Fuente: Ministerio de Agricultura y Desarrollo Rural y Corporación Colombia Internacional. 2.4.2.2.1.1. Cáscara de arveja En la producción de cáscara de arveja, se estima que por tonelada de arveja que se produce en un cultivo, 450 Kg. son cáscara de arveja en peso fresco, esto indicaría que aproximadamente el 45% del cultivo de arveja son residuos agroindustriales en forma de cáscara (Hurtado, 2005). 2.4.2.3. Cultivo de Maíz Este cereal (Figura 2.8) de origen americano es base de la alimentación del pueblo colombiano. Se produce en todos los pisos térmicos pero en las tierras bajas y fértiles da tres cosechas al año. Sus hojas y granos sirven también de alimento al ganado caballar y porcino. El maíz es además planta industrial: de él se saca harina, salvado, aceites, bebidas y papel. Se conocen muchas variedades de maíz, lo cual facilita la extensión de los cultivos. Los principales residuos de este cultivo son: las cáscaras que cubre el fruto y la tusa, la cual es la mazorca desprovista de granos (Figura 2.9) (Centro de Información de Asohofrucol, 2005). Figura 2.8. Maíz Fuente: Pérez y colaboradores, 2005 Figura 2.9. Tusa de la mazorca Fuente: Panaramica, 2002 2.4.2.3.1. Producción del cultivo Las más importantes zonas maiceras se hallan en los departamentos de Antioquia, Boyacá, Cundinamarca, Córdoba, Meta, Magdalena y Valle del Cauca, aunque el maíz se produce en todas partes del país, inclusive en las tierras frías, donde demora algo más en crecer (Pérez y colaboradores, 2005). El maíz amarillo se siembra actualmente en todo el mundo, su producción asciende a 482 millones de toneladas y el consumo mundial promedio es de 90 kilos persona año. Se estima que un 20% lo consume directamente en preparaciones como arepas, tortillas, sopas, coladas, etc; un 66% se destina para la alimentación animal y el restante 14% para usos industriales como pegantes, glucosas, jarabes, licores, aceites y enlatados, entre otros (Pérez y colaboradores, 2005). En Colombia, el maíz amarillo se cultiva a lo largo y ancho de su geografía y hace parte fundamental de la dieta y economía campesina. El 85% del área maicera la cultivan pequeños agricultores en forma tradicional, generando empleo para unas 190 mil familias (Pérez y colaboradores, 2005). Los principales residuos agroindustriales de este tipo de cultivo son las tusas, los tallos y hojas verdes restantes del cultivo, las brácteas (hojas de la mazorca), las barbas, las mazorcas que presenten daños por manipulación o con signos de haber sido afectados por plagas o enfermedades y las malezas que crecen en el borde del cultivo (Pérez y colaboradores, 2005). Tabla 2.5. Producción de Maíz amarillo en el Departamento de Cundinamarca de 1996 2003 PARÁMETRO 1996 1997 1998 1999 2000 2001 2002 2003 SUPERFICIE 31.334 30.409 22.220 27.354 27.164 27.678 29.386 27.366 42.649 40.827 32.303 41.356 55.077 69.217 66.627 38.661 1.343 1.454 1.512 2.028 2.501 2.267 1.413 (Ha) PRODUCCIÓN (Ton) RENDIMIENTO 1.361 (Ton/Hec) Fuente: Pérez y colaboradores, 2005 2.4.2.3.1.1. Tusa de mazorca En la producción de tusa maíz amarillo, se estima que por tonelada de maíz que se produce en un cultivo, 700 Kg son tusa de maíz en peso fresco, esto indicaría que aproximadamente el 70% del cultivo de maíz son residuos agroindustriales en forma de tusa (Hurtado, 2005). 2.4.2.4. Aserrín de Roble (Quercus humboldtii) Los robles son árboles de gran porte, hasta de una altura de 40 m de fuste, casi siempre recto y cilíndrico, a veces ramificaciones profusas desde la base; la corteza inicialmente es lisa y luego exfoliable de color negruzco. La copa es globosa y densa con presencia de yemas vegetativas de posición lateral, protegidas por catáfilos o escamas ciliadas. Las hojas son simples, alternas, enteras, lanceoladas, coriáceas y delgadas, y de ápice agudo (Agudelo y Ramírez 1995). El Aserrín de Roble posee una composición característica (Tabla 2.6) pero mezclado con varias materias primas que se complementan entre sí, ha sido utilizado a lo largo de la historia del cultivo de hongos comestibles como sustrato para el crecimiento y producción de Pleurotus ostreatus, ya que es un hongo lignocelulolítico que fácilmente puede utilizar este aserrín como fuente de Carbono para su crecimiento y reproducción (García, 2005; Fernández, 2004; Stamets, 2000). En Colombia este género domina ciertas localidades entre 1.000 m y 2.800 m de elevación. Quercus es un migrante reciente (340.000 años) en América, de origen holártico y se debate que llegó por México. En Colombia, el número de especies de Quercus se reduce y a pesar de todas las discusiones taxonómicas sobre la especie se reconoce solo una, Quercus humboldtii. Se encuentra ubicado en Nariño, Boyacá, Huila, Santanderes, Antioquia, Caldas, Cauca, Caquetá, Cundinamarca, Risaralda, Tolima. Sin embargo, hoy en día la presencia del roble se limita a fragmentos distribuidos a lo largo de las tres cordilleras principalmente hacia las zonas más altas, pendientes y de suelos rocosos, de las cuales en la cordillera Oriental se encuentran los fragmentos de mayor tamaño (Rosselli y colaboradores, 2003). El Roble es una especie que ha sido objeto de acciones de conservación desde tiempos pasados. En 1974 se decreta por parte del INDERENA la veda al roble con el fin de aportar a su conservación y esta se modifica en 1975 (Solano y Roa, 2005). Son varios los esfuerzos adelantados e igualmente los impactos en conservación; sin embargo sigue vigente la discusión sobre qué instrumentos son los más apropiados para adelantar efectivas acciones de conservación en zonas aun no protegidas por el Estado, a la luz de leyes como la Ley General Forestal. A pesar del gran interés sobre el tema se sigue discutiendo si la información base existente es o no suficiente para arriesgarse a modificar la Resolución 1408 de 1975, hacia la posibilidad de uso y extracción forestal (Solano y Roa, 2005). En Colombia el roble (Quercus humboldtii) está vedado para aprovechamiento a través de la Resolución 0316 de 1974, por la cual se veda indefinidamente y en todo el territorio nacional al aprovechamiento. Se exceptúa de la veda a los departamentos de Cauca, Nariño y Antioquia. Un año después la Resolución 1408 de 1975 del Inderena, modifica la Resolución 0316/74, levantando la veda para los municipios de Ospina Pérez, Cabrera, Pandi y San Bernardo en el Departamento de Cundinamarca, siempre y cuando la especie sea aprovechada de acuerdo con un adecuado plan de manejo (Solano y Roa, 2005). Tabla 2.6. Porcentajes de la composición del Roble MATERIAL MATERIA GRASA FIBRA SECA Roble (Hojas, en vivo o seco) 93.8 9.3 2.7 N- MINERALES LIBRE TOTALES 29.9 45.3 CALCIO NITRÒGENO 6.6 1.49 (Stamets, 2000) 3. JUSTIFICACIÓN En Colombia existe una escasa tradición cultural y culinaria del consumo de hongos comestibles, desconociendo sus propiedades medicinales, alta calidad nutricional y sabor exótico apetecido y reconocido en otras culturas. Las técnicas de cultivo en nuestro país son muy poco desarrolladas y tecnificadas por lo cual el cultivo de hongos actualmente es considerado un cultivo artesanal asequible a pequeños agricultores a partir de cualquier residuo agroindustrial que se pueda utilizar como sustrato para el crecimiento de los hongos comestibles. En los procesos agroindustriales se generan residuos lignocelulolíticos que pueden ser utilizados como fuente de carbono en el cultivo de este tipo de hongo. El sustrato más usado y el registrado por la literatura para el cultivo del hongo Pleurotus ostreatus es el tronco de género Quercus humboldtii (Roble), por su eficiencia biológica y excelente calidad de los carpóforos. Sin embargo en Colombia, el roble se encuentra en vía de extinción, razón por la cual no es posible implementar una producción de P. ostreatus a partir de materiales de roble. En el departamento de Cundinamarca no se ha valorado el potencial ecológico y económico de muchos residuos agrícolas como lo son el capacho de la uchuva, la cáscara de la arveja y la tusa de la mazorca, ya que son sustratos abundantes en la región y de fácil acceso para el cultivo de Pleurotus ostreatus. La producción y venta de este hongo introduce al mercado un producto alimenticio de buena calidad nutracéutica, utilizando residuos propios de los cultivos agrícolas de la región. 4. OBJETIVOS 4.1. OBJETIVO GENERAL Evaluar el crecimiento y producción de Pleurotus ostreatus sobre tres residuos agroindustriales del departamento de Cundinamarca bajo condiciones ambientales y nutricionales controladas. 4.2. OBJETIVOS ESPECÍFICOS • Determinar cual de los residuos agroindustriales analizados (capacho de uchuva, cáscara de arveja o tusas de mazorca) es más eficiente para el crecimiento de Pleurotus ostreatus. • Evaluar el posible efecto de los diferentes sustratos sobre las características morfológicas y organolépticas del hongo Pleurotus ostreatus. • Evaluar el tiempo de corrida del micelio de Pleurotus ostreatus sobre los diferentes residuos agroindustriales evaluados. • Evaluar la producción del hongo Pleurotus ostreatus determinando el porcentaje de eficiencia biológica. • Evaluar el rendimiento del hongo Pleurotus ostreatus en los diferentes sustratos. 5. HIPOTESIS Hipótesis general Se espera que la producción de Pleurotus ostreatus sea igual en los tres sustratos evaluados (capacho de uchuva, cáscara de arveja, cáscara de mazorca) al ser comparados con el cultivo control (aserrín). 6. MATERIALES Y MÉTODOS 6.1 Diseño de la investigación El presente proyecto está basado en un estudio experimental comparativo que busca encontrar el mejor residuo para el cultivo de Pleurotus ostreatus, es decir, aquel que promueva un mayor crecimiento teniendo en cuenta las características morfológicas y organolépticas que debe tener este hongo. En la experimentación se realizó un montaje de 3 residuos agroindustriales diferentes (capacho de uchuva, cáscara de arveja y tusa de mazorca) con diez replicas en cada uno, teniendo como cultivo control el aserrín de roble. 6.1.1. Población de estudio 6.1.1.1. Localización La fase experimental se llevó a cabo en la casa de uno de los estudiantes que desarrollan este trabajo y que cuenta con todos los requisitos básicos para la elaboración del mismo. Los equipos necesarios para la realización de dicho estudio fueron suministrados por Agrosolidaria, empresa encargada de la producción de hongos comestibles y patrocinadora del proyecto. 6.1.1.2. Muestra Durante el desarrollo de la investigación se manejaron como tamaño de muestra 10 unidades experimentales en cada uno de los tratamientos a evaluar. Cada tratamiento se mantuvo bajo condiciones ambientales controladas y asegurándose de que estuvieran libres de contaminación. 6.1.2. Variables del estudio Se describen detalladamente más adelante en análisis de la información: • Variable independiente: Los diferentes residuos agroindustriales. • Variables dependientes: Tiempo de corrida del micelio, porcentaje de eficiencia biológica, peso fresco total, tamaño de los carpóforos, rendimiento de la producción. 6.2. Metodología La metodología busca encontrar una alternativa para el cultivo de hongos comestibles, específicamente Pleurotus ostreatus, que permita disminuir el tiempo y costos de producción. 6.2.1. Preparación del sustrato Los materiales evaluados en este proyecto fueron tres residuos agroindustriales y un montaje con aserrín de Roble como control, el cual fue adquirido en Maderas Uno A. Los residuos agroindustriales analizados fueron capacho de la uchuva, cáscara de la arveja y tusa de mazorca, adquiridos en la central de Abastos de la ciudad de Bogotá. 6.2.1.1 Deshidratación y adecuación de los residuos Todos los residuos fueron seleccionados y sometidos a un proceso de secado mediante la exposición directa al sol hasta que se vieran físicamente secos (García y Rollan, 1991). Posterior al proceso de deshidratación, se realizó un tratamiento de corte y molido, con la ayuda de un molino industrial con motor de 4 ½ HP de energía trifásica de la empresa Molinos Pulverizadores, para obtener un tamaño de partícula 1,52 – 3,35 mm en todos los residuos (Miles y Chang, 1997). 6.2.1.2. Mezcla de los materiales que conformaran el sustrato de crecimiento Se realizó la mezcla de los componentes necesarios para el sustrato bajo la formulación de la tabla 6.1 en iguales proporciones para cada uno de los residuos y se realizó la prueba del guante para determinar la humedad apropiada de cada mezcla de sustrato. Tabla 6.1. Formulación del sustrato para el cultivo de Pleurotus ostreatus MATERIALES PORCENTAJE DE LOS COMPONENTES EN PESO SECO Residuo agroindustrial 78 % (Fuente de Carbono) Salvado de trigo 20 % (Fuente de nitrógeno) Azúcar 1% Cal 1% Agua La necesaria para mantener una humedad de 65% a 75% (Miles y Chang, 1997). El salvado de trigo, la cal y el azúcar blanco fueron comprados comercialmente de marcas reconocidas. 6.2.1.3. Elaboración de los bloques de sustrato Posterior a la realización de la mezcla de cada uno de los sustratos, se empacó en bolsas de polietileno de alta densidad, con dimensiones de 15 x 30 cm, con 1 Kg. de mezcla de sustrato en cada una. Cada bolsa se cubrió con la ayuda de collares plásticos de tubos de PVC (5 cm de diámetro y 2 a 3 cm de largo) y papel periódico sin tinta (Miles y Chang, 1997). Posteriormente las bolsas se sometieron a un proceso de esterilización por 30 minutos a 20 lb. de presión constante (Miles y Chang, 1997). Para determinar la eficiencia del autoclave se colocó cinta indicadora de esterilidad en las bolsas y así mismo se preparó una bolsa en cada uno de los tratamientos sin la adición de semilla de Pleurotus ostreatus, como control de esterilidad. 6.2.2. Inoculación La inoculación se realizó en cada una de las bolsas, suministrando una sola vez durante todo el proceso 30 g de semilla por cada bolsa de 1 Kg. de sustrato evaluado (Fernández, 2004). La semilla fue adquirida en Champifung, lista para ser inoculada en cada uno de los sustratos. La semilla venía empacada bajo condiciones de esterilidad, cubierta en papel kraft. Se mantuvo bajo las condiciones estipuladas por la casa comercial (refrigeración a 4 ºC) hasta el momento en que se realizó la inoculación. 6.2.3. Incubación Esta etapa se realizó en un cuarto cerrado con un promedio de temperatura de 24 ºC a 26 ºC y un rango de humedad relativa entre 70-80% sin iluminación (Fernández, 2004; Romero y colaboradores, 2000; García, 2003). Entre anaquel y anaquel se manejó una distancia de 90 cm para una mejor manipulación en este proceso. En cada anaquel se manejaron cinco bandejas entre las cuales había una distancia de 50 cm (Fernández, 2004). Los bloques de sustrato de cada uno de los residuos agroindustriales a ser evaluados se distribuyeron al azar dentro del cuarto de incubación en cada uno de los anaqueles, de tal manera que todos los bloques de sustrato se encontraran bajo las mismas condiciones ambientales de cultivo. Tanto en la etapa de incubación como en la fructificación, la temperatura y la humedad relativa del cuarto fue medida con un termohigrómetro digital (Figura 6.1). La temperatura se mantuvo con la ayuda de un calentador de ambientes y la humedad relativa con un humificador. Ambos equipos se programaban para mantener las condiciones estipuladas durante cada etapa. Figura 6.1. Termohigrómetro en la etapa de incubación 6.2.4. Fructificación Durante esta etapa, se mantuvo la temperatura entre 18 a 20 ºC con un rango de humedad relativa de 80-93% (Fernández, 2004). La luz se suministró utilizando tubos fluorescentes, de intensidad lumínica de 60 a 500 unidades lux durante un período de 8 a 12 horas diarias (García, 2003). 6.2.5. Cosecha y pesaje de los carpóforos La recolección se hizo de forma manual cortando con una cuchilla estéril y el peso de los carpóforos se determinó inmediatamente después de su corte por medio de la gramera analítica SSH modelo No.5005. Este procedimiento se realizó durante las tres cosechas estipuladas (Fernández, 2004). 6.2.6. Prueba sensorial Los hongos producidos en los diferentes sustratos fueron evaluados en su presentación en fresco y en forma salteada. Se realizó una prueba sensorial discriminativa de ordenamiento con la asesoría de la Nutricionista Dietista, Martha Lucia Borrero, docente de la Facultad de Ciencias de La Universidad Javeriana. La prueba se realizó suministrándoles a 30 catadores no entrenados tres o más muestras que diferían en alguna propiedad y se les pedía que las colocarán en orden creciente o decreciente a dicha propiedad (Anzaldua, 1994; Carpenter y colaboradores, 2002). Los catadores no entrenados eran personas habituales o potenciales compradores de este tipo de alimento para que de acuerdo a su criterio de preferencia las colocaran en orden descendiente diligenciando un formato (Anexo 4). La prueba sensorial se realizó en el Laboratorio de preparación de alimentos de la Facultad de Ciencias. Para esto se diseñaron doce cubículos independientes, en los cuales se colocaron bandejas plásticas con ocho vasos desechables numerados aleatoriamente (Anexo 3) de acuerdo al residuo agroindustrial evaluado y cada uno contenía aproximadamente 1.5 cm2 de muestra del hongo cosechado. Cuatro de estos vasos contenían la muestra de los hongos en fresco y los cuatro restantes contenían hongos salteados. Los hongos salteados se sofrieron en mantequilla sin sal previo al inicio de la prueba sensorial. Así mismo, se les proporciono agua y galletas de soda como pasantes a los catadores no entrenados. 6.2.7. Análisis de carbono y nitrógeno total de los residuos agroindustriales. A los residuos agroindustriales analizados (capacho de uchuva, cáscara de arveja y tusa de mazorca) se les realizó una prueba para determinar la concentración de carbono total y nitrógeno total en el Laboratorio Analítica de agua E.U. 6.3 Análisis de la información 6.3.1. Diseño del análisis estadístico Para llevar a cabo este proyecto se realizó un análisis de tipo descriptivo con la asesoría del estadístico Miguel Pinzón, docente de la Facultad de Ciencias de la Universidad Javeriana, por medio del uso de programas estadísticos como Biomates y Excel avanzado 2005. 6.3.1.1. Población a estudiar El comportamiento del hongo Pleurotus ostreatus en los diferentes sustratos agroindustriales evaluados. 6.3.1.2. Unidad experimental del estudio En este proyecto la unidad experimental es el bloque de sustrato en cada uno de los residuos agroindustriales evaluados (Pinzón, 2006). 6.3.1.3. Estimación del tamaño muestral El tamaño de la muestra para cada tratamiento y para el control fue de 10 bloques de mezcla de sustrato basándose en la ecuación para tamaño de muestra para diseño de experimentos (Daniel, 1981; Pinzón, 2006) 6.3.1.4. Variables a analizar Las variables analizadas son descritas como se muestra a continuación: • Variable independiente: Residuos agroindustriales (Variable discreta, cualitativa, nominal) • Variables dependientes: - Tiempo de corrida del micelio: Tiempo determinado en días en el cual el hongo coloniza el sustrato, evidenciado con el cambio de color a blanco y la compactación del bloque (Variable continua, cuantitativa, de razón). - Porcentaje de eficiencia biológica: Peso en fresco de hongos cosechados sobre el peso del sustrato húmedo por cien de las tres cosechas (Variable continua, cuantitativa, de razón). - Peso fresco total: Peso en fresco de los cuerpos fructíferos en gramos (g.) a partir de las tres cosechas (Variable continua, cuantitativa, de razón). - Diámetro de los carpóforos: Diámetro de los carpóforos en centímetros (cm) (Variable continua, cuantitativa, de razón). - Cantidad total de hongos: Número de carpóforos cosechados por sustrato durante las tres cosechas evaluadas (Variable continua, cuantitativa de razón). - Rendimiento: Peso en kilogramos (Kg.) en fresco en las tres cosechas sobre el área ocupada por las bolsas (Variable continua, cuantitativa de razón). 6.3.1.5. Métodos estadísticos 6.3.1.5.1. Análisis del desarrollo y crecimiento de Pleurotus ostreatus en cada uno de los sustratos evaluados Los datos recogidos durante el desarrollo de este trabajo (Anexo 1) se analizaron para determinar las medidas de dispersión central, media y varianza muestral, de cada una de las variables a estudiar. Para determinar si los datos obtenidos procedían de una población con distribución normal se llevó a cabo un análisis de contraste de normalidad Shapiro-Wilks (Anexo 2), puesto que el tamaño de muestra a ser evaluado era menor a 50. Posteriormente, se calculó el estadístico de contraste con un nivel de significancia del 95%. Así, el contraste de normalidad planteado para determinar si los datos registrados se comportan normalmente se define en los siguientes términos: H0: "La muestra procede de una población normal" Ha: "La muestra no procede de una población normal". A continuación se realizó un análisis de varianza de un solo factor (ANOVA) para comparar si los valores obtenidos en cada uno de los sustratos utilizados son significativamente distintos entre ellos (Anexo 2). Así, el análisis de varianza se utilizó para asociar una probabilidad (p) a la conclusión de que la media de un grupo de valores es distinta de la media de otro grupo de valores con un nivel de significancia del 95%. Para la realización de dicha prueba se plantearon las siguientes hipótesis: Ho: µi= µc Ha: No todos los µi son iguales Donde µi es cualquiera de los sustratos evaluados (capacho de uchuva, cáscara de arveja y tusa de mazorca) y µc es el sustrato control (aserrín de roble). Al desarrollar la prueba se obtiene la probabilidad (p), la cual si es p<0.05 se toma la decisión de aceptar la Ho. Posteriormente, se compararon cada uno de los sustratos analizados con el sustrato control para determinar si existe diferencia significativa entre cada uno de estos. Para esto se realizó una prueba t de Student para dos muestras con varianzas desiguales con un nivel de significancia del 95% (Anexo 2). Al desarrollar la prueba se obtiene la probabilidad (p). Si p<0,05 se concluye que hay diferencia entre los dos tratamientos, rechazando así la Ho. Para esto se definió esta comparación para cada uno de los sustratos evaluados en los siguientes términos: µu : Media poblacional del capacho de uchuva µar : Media poblacional de la cáscara de arveja µtm : Media poblacional de la tusa de mazorca µc : Media poblacional del control (aserrín de roble) • Planteamiento de hipótesis Capacho de uchuva Vs. control: µ µ µ µ • Planteamiento de hipótesis Cáscara de arveja Vs. control: µ µ • µ µ Planteamiento de hipótesis Tusa de mazorca Vs. control: µ µ µ µ 6.3.1.5.2. Análisis sensorial de los hongos cosechados de Pleurotus ostreatus en cada uno de los sustratos evaluados Al realizar una prueba sensorial de ordenamiento se pudo determinar cual de las muestras evaluadas por los catadores no entrenados fue la de mayor preferencia de acuerdo a su sabor, tanto en hongos frescos como en hongos salteados. Para esto primero se llevó a cabo un análisis de varianza ANOVA, la cual permitió comparar los datos obtenidos en cada uno de los sustratos y posteriormente se realizó una prueba t de student suponiendo varianzas desiguales, para comparar específicamente cada uno de los residuos agroindustriales evaluados con el sustrato control. Tanto para el análisis de varianza como para la prueba t de student se manejó un nivel de significancia del 95 % con un margen de error del 0.5%, Para el análisis de varianza, ANOVA, se plantearon las hipótesis bajo los siguientes términos: Ho: µi= µc Ha: No todos los µi son iguales Donde µi es cualquiera de los sustratos evaluados (capacho de uchuva, cáscara de arveja y tusa de mazorca) y µc es el sustrato control (aserrín de roble). Al desarrollar la prueba se obtiene la probabilidad (p), la cual si es p<0.05 se toma la decisión de aceptar la Ho. Posteriormente, se compararon cada uno de los sustratos analizados con el sustrato control por medio de la realización de una prueba t de Student para dos muestras con varianzas desiguales (Anexo 2). Al desarrollar la prueba se obtiene la probabilidad (p). Si p<0,05 se concluye que hay diferencia entre los dos tratamientos, rechazando así la Ho. Para esto se definió esta comparación para cada uno de los sustratos en los siguientes términos: µu : Media poblacional del capacho de uchuva µar : Media poblacional de la cáscara de arveja µtm : Media poblacional de la tusa de mazorca µc : Media poblacional del control (aserrín de roble) • Planteamiento de hipótesis Capacho de uchuva Vs. Control para la prueba sensorial: µ µ µ µ • Planteamiento de hipótesis Cáscara de arveja Vs. Control para la prueba sensorial: µ µ • µ µ Planteamiento de hipótesis Tusa de mazorca Vs. Control para la prueba sensorial: µ µ µ µ 7. RESULTADOS Y DISCUSIÓN 7.1. Análisis del desarrollo y crecimiento de Pleurotus ostreatus en los diferentes sustratos evaluados 7.1.1. Análisis del desarrollo y crecimiento de Pleurotus ostreatus en el sustrato control: El sustrato más usado, de mejor rentabilidad, de fácil adquisición y que genera carpóforos de excelente calidad reportado por la literatura para el cultivo del hongo Pleurotus ostreatus es el tronco del género Quercus humboldtii (Roble) por lo cual se utilizó como control para este estudio (García, 2003; Fernández, 2004; Stamets, 2000). En este estudio en el crecimiento de Pleurotus ostreatus sobre el aserrín de roble se pudo observar que se generó un porcentaje de eficiencia biológica de 70% (Figura 7.11), el cual al ser comparado con Shan y colaboradores (2004), quienes reportan un porcentaje de eficiencia biológica de 64.69% y Hami (1990) de 69.88% es un resultado similar. Se puede corroborar que la utilización de aserrín de roble como control en este estudio arrojo resultados similares a otros autores teniendo en cuenta que se manejaron las mismas condiciones de cultivo, igual porcentaje de inoculación de semilla, la misma proporción de mezcla de sustrato y la misma cantidad de cosechas (Miles y Chang, 1997). 7.1.2. Análisis del tiempo de corrida del micelio de Pleurotus ostreatus en cada uno de los sustratos evaluados: El tiempo de corrida del micelio hace referencia al tiempo que tarda el hongo en colonizar el sustrato que se puede evidenciar con el cambio de color a blanco y la compactación del bloque (Figura 7.2). Este momento precede la formación de los primordios sobre el sustrato. Dicha cobertura se observó en todos los sustratos evaluados, incluyendo el sustrato control, bajo las mismas condiciones de temperatura (24ºC - 26º C), humedad relativa entre 70-80% y oscuridad (Fernández, 2004; Romero y colaboradores, 2000; García, 2003). . Figura 7.1. Sustrato antes de la corrida de micelio en tusa de mazorca Figura 7.2. Corrida de micelio sobre el sustrato en tusa de mazorca Al observar el tiempo de corrida del micelio del hongo en cada uno de los sustratos (Figura 7.3) se puede ver que el tiempo de corrida de micelio en el capacho de uchuva, la cáscara de arveja y la tusa de mazorca fue mayor al del control. TIEMPO (Días) TIEMPO DE CORRIDA DEL MICELIO DE Pleurotus ostreatus EN DIFERENTES SUSTRATOS 30 25 20 15 10 5 0 20 CAPACHO DE UCHUVA 27 23 18 CASCARA DE ARVEJA TUSA DE MAZORCA CONTROL SUSTRATO Figura 7.3. Tiempo de corrida del micelio de Pleurotus ostreatus en los diferentes sustratos evaluados Esto puede deberse a que el sustrato control es el mismo medio en el cual el hongo esta habituado a crecer en la naturaleza indicando que no es un sustrato desconocido para su crecimiento, por tal razón no se ve afectado el metabolismo del hongo sobre el sustrato. Además, los hongos que realizan la descompisición aeróbica de un sustrato requieren de una mayor presencia de carbono que de nitrógeno para crear un ambiente óptimo para su crecimiento y desarrollo, por lo tanto al observar la proporción de carbono y nitrógeno total de los sustratos evaluados (Tabla 7.1) se puede observar que el aserrín de roble posee una mayor proporción de carbono total (50%p/p) seguido por el capacho de uchuva (28.31% p/p), la cáscara de arveja (25.51% p/p) y por último la tusa de mazorca (18.66% p/p) lo que se ve reflejado en los resultados correspondiendo al tiempo de corrida del micelio (Mojica y Molano, 2006). Indicando que el porcentaje de carbono total influye en la corrida del micelio puesto que a mayor cantidad de carbono el hongo se adapta con mayor facilidad para la degradación del sustrato y lo usa para su crecimiento y formación de biomasa. Tabla 7.1. Porcentaje de carbono y nitrógeno total de los residuos utilizados RESIDUO CARBONO TOTAL NITROGENO TOTAL AGROINDUSTRIAL (%p/p) (%p/p) ASERRÍN * 51 0.11 CAPACHO DE 28.31 1.10 25.51 9.18 18.66 10.85 UCHUVA ** CÁSCARA DE ARVEJA ** TUZA DE MAZORCA ** * Fuente: Escobar, 2002. ** Fuente: Mojica y Molano, 2006 Sin embargo, hay que tener en cuenta que la biodegradabilidad de estos residuos agroindustriales también es función del contenido relativo en biomoléculas fácilmente degradables (azúcares solubles y de bajo peso molecular, grasas, proteínas, almidón, hemicelulosa y celulosa) y componentes de lenta degradación (ceras, ligninas y otros polifenoles), por ende el hongo tiene que utilizar su variedad enzimática para degradar y adaptarse al sustrato utilizándolo como fuente de carbono. Pleurotus ostreatus posee una maquinaria enzimática muy compleja que le permite degradar polímeros grandes como lignina y celulosa que componen en mayor proporción estos residuos evaluados (Iriarte, 2003). Se ha demostrado que la lignina no es una fuente aprovechable para el crecimiento de los hongos sin la presencia de un cosustrato (Kirk y colaboradores, 1987). Razón por la cual en la mezcla de preparación de los sustratos se adicionó azúcar comercial (sacarosa) como fuente de carbono simple, para que el hongo pueda comenzar su crecimiento y adaptar sus enzimas a las fuentes de carbono complejas como lignina, celulosa y hemicelulosa (Fernández, 2004). Así mismo, se debe tener en cuenta que la concentración de carbono y nitrógeno del residuo influye en el tiempo de corrida del micelio, puesto que el hongo utiliza principalmente el carbono como fuente de energía y el nitrógeno para formar componentes celulares y nuevas células, aumentando así su población para la colonización del micelio (Escobar, 2002). Todo esto lleva a suponer que el tiempo de corrida del micelio es directamente proporcional a la concentración de carbono con respecto al nitrógeno del residuo utilizado. Otro factor que puede afectar la corrida del micelio es la compactación del bloque de sustrato y según los resultados obtenidos, se observó que tanto en la cáscara de arveja como en la tusa de mazorca se tomó más tiempo la corrida del micelio que en el control y en el capacho de uchuva, esto pudo deberse a que al preparar la mezcla de los sustratos se observó la formación de apelmazamientos en la cáscara de arveja y en la tusa de mazorca. A pesar de que todos los sustratos fueron sometidos al mismo proceso de molido, esto pudo generar una baja difusibilidad de oxígeno en el sustrato, importante para el desarrollo y crecimiento del micelio (Hami, 1990). En contraparte, el sustrato control y el capacho de uchuva presentaban una contextura más fibrosa que no permitía la formación de apelmazamientos durante la preparación de la mezcla. 7.1.3. Análisis del número de hongos producidos por bolsa de Pleurotus ostreatus en cada uno de los sustratos evaluados Pasado el tiempo de corrida del micelio se da la formación de los primordios, (se denomina primordio al primer estadio del desarrollo de un hongo) (Figura 7.4), seguida por la formación de cuerpos fructíferos (Figura 7.5). Figura 7.4. Formación de primordios Figura 7.5. Formación de cuerpos fructíferos en el sustrato control . en el sustrato control El número de hongos cosechados por bolsa en promedio en cada sustrato (Figura 7.6) se determinó a partir de las tres cosechas evaluadas a lo largo de esta investigación. NÚMERO DE HONGOS HONGOS COSECHADOS DE Pleurotus ostreatus EN LOS DIFERENTES SUSTRATOS 80 65 58.9 51.4 60 34.5 40 20 0 CAPACHO DE UCHUVA CASCARA DE ARVEJA TUSA DE MAZORCA CONTROL SUSTRATO Figura 7.6. Cantidad de hongos cosechados de Pleurotus ostreatus en cada sustrato evaluado Según los datos obtenidos en el número de hongos producidos por bolsa en promedio en cada uno de los sustratos se pudo determinar por medio de ANOVA que no hubo diferencia estadísticamente significativa (Anexo 2) ya que se obtuvo una probabilidad igual a 2.9653 x 10-12 y con la prueba t de student se determinó que ninguno de los residuos analizados como son capacho de uchuva (p=0.028), cáscara de arveja (p=0.011) y tusa de mazorca (p=) supero al cultivo control ya que no existió diferencia estadísticamente significativa entre estos. Todo esto indica que la fuente de carbono no influye en el número de hongos que se producen por bolsa. Según Magae y colaboradores (1995), el número de hongos producidos por bolsa no tiene tanta relevancia como su peso fresco, además el número de hongos producidos debe estar en un rango de 58 a 65 hongos en bloque de sustrato de 1 Kg. para que se pueda considerar un sustrato adecuado y rentable para su cultivo. Sin embargo, aunque no exista diferencia estadísticamente significativa entre los sustratos evaluados, se puede ver que tanto el sustrato con capacho de uchuva como el sustrato control se encuentran dentro del rango reportado en la bibliografía de hongos producidos por bolsa, considerándolos así sustratos adecuados y rentables para la producción de este hongo. Esto puede deberse a que el sustrato control es el mismo medio en el cual el hongo esta habituado a crecer y el reportado en varios estudios según la bibliografía por ende es de esperarse que el sustrato se encontrara dentro de este rango de producción. En cuanto al capacho de uchuva, se puede decir que por su contenido alto en lípidos puede verse incrementada la producción de carpóforos ya que según Bonzom y colaboradores (1999) al adicionar materiales lipídicos al sustrato se logra un incremento del 20 al 60% de la producción del carpóforos. 7.1.4. Análisis del tamaño de carpóforos de Pleurotus ostreatus en cada uno de los sustratos evaluados La determinación del tamaño de los carpóforos se llevó a cabo por medio de la medición del diámetro (Figura 7.7). Figura 7.7 Medición del diámetro de los carpóforos Para la medida del tamaño de los carpóforos se obtuvo un promedio de todos los hongos producidos en cada bolsa de cada residuo agroindustrial analizado (Figura 7.8). DIAMETRO (cm) TAMAÑO DE LOS CARPÓFOROS DE Pleurotus ostreatus EN LOS DIFERENTES SUSTRATOS 8 6 5.81 5.47 5.53 5.77 CAPACHO DE UCHUVA CASCARA DE ARVEJA TUSA DE MAZORCA CONTROL 4 2 0 SUSTRATO ANALIZADO Figura 7.8. Tamaño de los carpóforos producidos en cada uno de los sustratos Según los datos obtenidos del tamaño de los carpóforos se pudo determinar (Anexo 2) por medio de ANOVA que no hubo diferencia estadísticamente significativa ya que se obtuvo una probabilidad igual a 0.359 y con la prueba t de student se determinó que ninguno de los residuos analizados como son capacho de uchuva (p=0.437), cáscara de arveja (p=0.120) y tusa de mazorca (p=0.180) supero al cultivo control ya que no existió diferencia estadísticamente significativa entre estos, indicando que el sustrato no influyó en el desarrollo del diámetro de los carpóforos. Sin embargo según Magae y colaboradores (1995), el diámetro de los carpóforos de los hongos producidos por bolsa no es relevante como su peso fresco, ya que lo importante de un sustrato es el rendimiento y la productividad en cuanto al peso fresco que este pueda generar. Aun así es necesario observar el tamaño y forma de los carpóforos ya que se sabe que el crecimiento de este hongo sobre cierto tipos de sustrato puede llegar a generar deformaciones del carpóforo, sin embargo en este estudio no se evidenció este evento. En este estudio se observó que el tamaño de los carpóforos en todos los residuos evaluados eran similares entre sí, aproximadamente de 5 a 6 cm, y que no existía una diferencia estadísticamente significativa con respecto al de los producidos en el sustrato control al realizar la prueba t de student. 7.1.5. Análisis del peso fresco de Pleurotus ostreatus en cada uno de los sustratos evaluados El peso fresco registrado es el promedio de cada bolsa por sustrato evaluado (Figura 7.9) teniendo en cuenta que el valor obtenido fue el dado por los carpóforos. Figura 7.9. Carpóforos cosechados pesados por bolsa En cuanto al peso fresco obtenido se pudo determinar por medio de ANOVA que no hubo diferencia estadísticamente significativa (Anexo 2) ya que se obtuvo una probabilidad igual a 7.393 x 10-08 y con la prueba t de student se determinó que ninguno de los residuos analizados como son capacho de uchuva (p=0.0004), cáscara de arveja (p=0.007) (p=0.001) supero al cultivo control ya que y no tusa de mazorca existió diferencia estadísticamente significativa entre estos. Sin embargo a pesar de que de acuerdo a los método estadísticos utilizados no existió diferencia significativa, se pudo observar (Figura 7.10) que el tratamiento con capacho de uchuva produjo mayor cantidad de gramos en peso fresco, indicando que este residuo suministra una fuente de carbono apropiada para el crecimiento y desarrollo del hongo sin afectar las características físicas, incrementando así la cantidad de gramos en peso fresco con respecto al control. PESO FRESCO OBTENIDO DE Pleurotus ostreatus A PARTIR DE LOS DIFERENTES SUSTRATOS PESO (g.) 1000 800 761 686 567 600 700 400 200 0 CAPACHO DE UCHUVA CASCARA DE ARVEJA TUSA DE MAZORCA CONTROL SUSTRATO ANALIZADO Figura 7.10. Peso fresco obtenido de Pleurotus ostreatus en cada uno de los sustratos evaluados Además al observar los análisis realizados a cada uno de los residuos agroindustriales para determinar el carbono y nitrógeno total (Tabla 7.1) se pudo observar que entre los tres residuos agroindustriales utilizados, el capacho de uchuva es el que posee una mayor proporción de carbono total (28.31% p/p). Indicando que en este sustrato existe mayor proporción de carbono que puede ser utilizado por el hongo para su crecimiento y formación de biomasa. Seguido por la cáscara de arveja (25.51% p/p) y por último la tusa de mazorca (18.66% p/p) (Mojica y Molano, 2006). Así mismo, la explicación a un alto peso fresco del capacho de uchuva podría estar relacionada con el posible alto contenido de lípidos que posee este sustrato ya que aunque no se conoce la composición exacta de lípidos de este residuo se observó una alta consistencia lipídica en el momento del molido del material seco (Bock y colaboradores 1995). En general, el hongo utiliza principalmente el carbono como fuente de energía y formación de biomasa, y el nitrógeno para formar componentes celulares como proteínas y ácidos nucleicos. De acuerdo a las necesidades metabólicas de los hongos ligninocelulolíticos se necesita más carbono que nitrógeno, pero si hay excesiva cantidad de carbono y al agotarse el nitrógeno, se disminuirá el crecimiento y reproducción del hongo. Sin embargo no se considera en el estudio que exista limitación de nitrógeno pues a la formulación de todas las mezclas del sustrato se adicionó salvado de trigo como suplemento orgánico de nitrógeno el cual contiene un 9.7% de nitrógeno en su composición, suficiente para suplir las necesidades metabólicas de este tipo de hongos (Oei, 2003). Así, los resultados de los porcentajes de carbono y nitrógeno total de los residuos coinciden con la producción obtenida, indicando que el porcentaje de carbono total que posee un sustrato es directamente proporcional a la producción de hongos comestibles que se desee obtener (Escobar, 2002). Tabla 7.1. Porcentaje de carbono y nitrógeno total de los residuos utilizados RESIDUO CARBONO TOTAL NITROGENO TOTAL AGROINDUSTRIAL (%p/p) (%p/p) ASERRÍN * 51 0.11 CAPACHO DE 28.31 1.10 25.51 9.18 18.66 10.85 UCHUVA ** CÁSCARA DE ARVEJA ** TUZA DE MAZORCA ** * Fuente: Escobar, 2002. ** Fuente: Mojica y Molano, 2006 7.1.6. Análisis del Porcentaje de Eficiencia Biológica de Pleurotus ostreatus en cada uno de los sustratos evaluados El porcentaje de eficiencia biológica permite evaluar la producción midiendo el peso en fresco de hongos cosechados sobre el peso del sustrato húmedo por cien en cada uno de los residuos evaluados durante tres cosechas. Así, de acuerdo a los resultados obtenidos se pudo observar que no existió diferencia estadísticamente significativa (Anexo 2) entre los residuos agroindustriales analizados y asimismo se observó que el porcentaje de eficiencia biológica (Figura 7.11) obtenido es directamente proporcional al peso fresco generado en cada uno de los sustratos. Los resultados muestran que el capacho de uchuva fue más eficiente que los demás residuos con un valor de 76.1% seguido por el aserrín con 70%, la cáscara de arveja con un 68.6% y finalmente la tusa con 57.8%. EFICIENCIA BIOLÓGICA (%) PORCENTAJE DE EFICIENCIA BIOLÓGICA DE Pleurotus ostreatus EN LOS DIFERENTES SUSTRATOS 100.00 80.00 76.10 68.60 60.00 56.70 70.00 40.00 20.00 0.00 CAPACHO DE CASCARA DE UCHUVA ARVEJA TUSA DE MAZORCA CONTROL SUSTRATO ANALIZADO Figura 7.11. Porcentaje de eficiencia biológica de Pleurotus ostreatus generada en cada sustrato evaluado La explicación a un alto porcentaje eficiencia biológica del capacho de uchuva podría estar relacionada con el posible alto contenido de lípidos que posee este sustrato ya que aunque no se conoce la composición exacta de lípidos de este residuo se observó una alta consistencia lipídica en el momento de molido del material seco (Bock y colaboradores 1995). Nair y colaboradores en 1989, han reportado que los lípidos estimulan el crecimiento del micelio y la producción de cuerpos fructíferos de Pleurotus ostreatus. Además se observa que al adicionar materiales lipídicos al sustrato se logra un incremento del 20 al 60% de la producción de carpóforos (Bonzom y colaboradores, 1999). Los niveles relativamente bajos de lípidos durante el crecimiento del hongo indican su rápida utilización durante la formación de los cuerpos fructíferos, lo cual demuestra el efecto estimulador que los lípidos tiene en el desarrollo de P. ostreatus (Nair y colaboradores, 1989). Así mismo, se puede deducir que la cáscara de arveja y la tusa mazorca no poseen un alto porcentaje de lípidos, 1.4% y 0.4% (Stamets, 2003), en su composición y un porcentaje de carbono total menor al del sustrato control (tabla 7.1). Esto explica porque no se genera un porcentaje de eficiencia biológica rentable para el cultivo de este hongo sobre estos sustratos. 7.1.7. Análisis de rendimiento de Pleurotus ostreatus en cada uno de los sustratos evaluados Del rendimiento obtenido en cada uno de los sustratos (Figura 7.12) se puede observar que es directamente proporcional al peso fresco obtenido y por ende al porcentaje de eficiencia biológica registrada en cada uno de los sustratos. El sustrato que presentó mayor rentabilidad fue aquel hecho con capacho de uchuva superando al cultivo control en aproximadamente 3 Kg. Indicando que si las bolsas de 1 kilo ocuparan un espacio de un m2, se generan en promedio 39.03 Kg de hongo en peso fresco por ende se recomienda el capacho de uchuva como el adecuado para el cultivo de Pleurotus ostreatus. El sustrato con mejor rendimiento que le sigue es el del control con un promedio de 35.90 Kg/m2, seguido por la cáscara de arveja con un promedio de 29.08 Kg/m2 y finalmente la tusa de mazorca con un promedio de 29.08 Kg/m2. RENDIMIENTO (Kg/m2) RENDIMIENTO DE Pleurotus ostreatus EN LOS DIFERENTES SUTRATOS 60.00 40.00 39.03 35.18 29.08 35.90 20.00 0.00 CAPACHO DE UCHUVA CASCARA DE ARVEJA TUSA DE MAZORCA CONTROL SUSTRATO Figura 7.12. Rendimiento estimado de Pleurotus ostreatus en cada sustrato evaluado Así mismo se puede estimar que a escala industrial la cáscara de arveja y la tusa mazorca producirían, aproximadamente de 4 a 6 Kg. menos que el sustrato control, lo cual no evidenciaría la rentabilidad del cultivo del hongo sobre estos residuos a gran escala. 7.2. Análisis sensorial de los hongos cosechados de Pleurotus ostreatus en cada uno de los sustratos evaluados: En la prueba sensorial realizada (Figura 7.13) por catadores no entrenados para el consumo de Pleurotus ostreatus se pudo determinar por medio del análisis de ANOVA que tanto en los hongos en fresco como en los hongos salteados no existió diferencia significativa al comparar la aceptabilidad y palatabilidad dada al producto en todos los sustratos a la vez, indicando que las características de sabor y textura del carpoforo no varían por la composición de los sustratos. Figura 7.13. Cubículo predispuesto para la realización de la prueba sensorial 7.2.1. Hongos en fresco Al observar la prueba t de student (Anexo 5), que permite comparar la aceptabilidad y palatabilidad del producto dependiendo del sustrato evaluado con respecto al sustrato control, se pudo determinar que en Pleurotus ostreatus en fresco tuvieron mayor preferencia las obtenidas a partir de capacho de uchuva y tusa de mazorca, indicando que el producto cambia su sabor de acuerdo al sustrato en el que se cultive. Los hongos cultivados en cáscara de arveja no superaron la aceptabilidad comparadas a las obtenidas a partir de sustrato control, por ende este sustrato aunque pueda ser considerado eficiente no asegura permanencia en el mercado de acuerdo a la aceptación del producto. 7.2.2. Hongos salteados En cuanto a las muestras de Pleurotus ostreatus salteadas (Anexo 5), se pudo observar que los catadores no entrenados no encontraron diferencia alguna en la palatabilidad del producto indicando que en las muestras salteadas no se ve afectado el sabor por el sustrato en el que haya sido cultivadas, puesto que estas absorben el sabor del elemento con el cual estas se estén preparando, como lo es en este caso la mantequilla sin sal, influenciando la degustación del producto. De todas maneras, cabe reconocer que como es un producto poco conocido en el mercado colombiano los catadores no entrenados no pueden tener un punto de comparación o de referencia y por ende la prueba sensorial solo pudo ser realizada en cuanto a la aceptación y palatabilidad, sin evaluar características importantes como son olor, color, presencia de defectos, las cuales permitirían corroborar aun más la aceptación del producto para su consumo en la sociedad colombiana. Así mismo, los catadores no entrenados al no tener conocimiento profundo del producto no pueden inclinarse por preferencias nutricionales y/o alimenticias que pudieran afectar los resultados de la prueba, es decir que estos datos reflejan a la gran mayoría de posibles consumidores de Pleurotus ostreatus (orellanas) en Colombia. CONCLUSIONES El mejor sustrato para el desarrollo y producción de Pleurotus ostreatus es el capacho de uchuva ya que alcanzó un porcentaje de eficiencia biológica de 76.1% en un periodo total de producción de 41 días y una rentabilidad de 39.03 Kg/m2 con excelentes características organolépticas, considerándose así un sustrato adecuado y eficiente para el cultivo de este hongo. La cáscara de arveja, aunque produjo un porcentaje de eficiencia biológica de 68,6% demoró 23 días para la corrida del micelio y en consecuencia un periodo total de producción de 49 días, lo cual indica que puede ser un sustrato utilizable, sin embargo, la aceptación del producto en la prueba sensorial realizada no fue la esperada y los hongos obtenidos a partir de este sustrato fueron considerados una de las de menor aceptabilidad. La tusa de mazorca fue el sustrato que produjo el menor porcentaje de eficiencia biológica, obteniendo un valor de 57% y periodo total de producción de 52 días, lo cual hace que no se pueda recomendar como un sustrato rentable y eficiente para el cultivo de este hongo para una producción a gran escala, ya que la aceptabilidad del producto no asegura un buen posicionamiento en el mercado. El aserrín de roble utilizado como control fue más eficiente que la cáscara de arveja y la tusa de mazorca, con un periodo total de producción de 39 días., corroborándolo como un sustrato eficiente, rentable para la producción del hongo y utilizable como cultivo control. Se demostró que a gran escala el capacho de uchuva genera una rentabilidad de 39.03 Kg/m2, superando al sustrato control en aproximadamente 3 Kg, lo cual lo hace considerarse un residuo adecuado y competente para el cultivo de Pleurotus ostreatus. Se demostró que el tipo de sustrato de residuo agroindustrial utilizado como fuente de carbono influye significativamente sobre la producción y crecimiento de Pleurotus ostreatus. Se confirmó que la metodología realizada durante el desarrollo de investigación es la adecuada para el cultivo de Pleurotus ostreatus teniendo en cuenta que se manejen los rangos óptimos de temperatura, humedad y luz durante el desarrollo de cada etapa del proceso. 9. RECOMENDACIONES Realizar análisis detallados de la composición química y estructural de cada uno de los residuos, y así determinar la posible interferencia en el crecimiento y desarrollo de Pleurotus ostreatus por parte de algún compuesto del residuo. Desarrollar estudios en la composición química del capacho de uchuva para determinar el factor exacto que incrementa la producción del producto de Pleurotus ostreatus. Efectuar mezclas de diferentes sustratos variando el tamaño de la partícula de los residuos que se vayan a utilizar como fuente de carbono para establecer si tiene influencia en el porcentaje de eficiencia biológica en la producción del hongo Pleurotus ostreatus. Realizar un análisis químico de la composición de los carpóforos obtenidos a partir de cada uno los sustratos para determinar si el residuo en el que se cultiva influye en esta característica. 10. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS • AGUDELO, J. RAMÍREZ, A. 2002. [En Línea]: Robledales en Colombia. http://www.monografias.com/trabajos11/roco/roco.shtml [Consulta: 09 Feb. 2006] • ANZALDUA, A. 1994. La evaluación sensorial de los alimentos en la teoría y la práctica. Editorial Acribia, S.A. Zaragoza, España.198 págs. • ARIAS, T. 1993. Manejo y consumo de leña en un municipio rural de subsistencia: Alcozauca, Guerrero. Tesis de Licenciatura. Facultad de Ciencias, UNAM. México. • ATLAS, R. BARTHA, R. 2002. Ecología microbiana y microbiología ambiental. Cuarta Edición. Editorial Adisson Wesley. Madrid, España. 677 págs. • ARGUIÑANO, L. 2004. Estudio de la velocidad de crecimiento del micelio de monocariontes e híbridos dicariontes obtenidos de los mismos en Pleurotus ostreatus. Trabajo de grado. Universidad Pública de Navarra. Pamplona, España. • AZCON-BIETO, J. TALON, M. 1993. Fisiología y Bioquímica Vegetal. Primera Edición. McGraw-Hill Interamericana. Madrid, España. 476 págs. • BONZOM, P. NICOLAOU, A. BALDEO, W. 1999. NMR lipid profile of Pleurotus ostreatus. Phytochemestry. 50: 1311-1321. • BOCK, M. SACHEZ-PILCHER, J. MCKEE, L. ORTIZ, M. 1995. Selected nutritional and quality analyses of tomatillos (Physalis ixocarpa). Plant Foods of Human Nutrition. Septiembre. 48:127-133. • CABRERA T., J. CASAS, F., ROJAS, C. Y VIVEROS, S. 1998. Alimentos en la naturaleza. Algunas plantas comestibles, silvestres arvenses y ruderales. SEMARNAP. México, D.F. 245 págs. • CARDONA, L. F. 2001. Anotaciones acerca de la bromatología y el cultivo del hongo comestible Pleurotus ostreatus. Revisión bibliográfica. Crónica forestal y del medio ambiente. 16: 99-119 • CARPENTER, R. LYON, D. HASDELL, T. 2002. Análisis sensorial en el desarrollo y control de la calidad de alimentos. Editorial Acribia. Zaragoza, España. 191 págs. • CENTRO DE INFORMACIÓN DE ASOHOFRUCOL. 2005. [En Línea]: Más vida, salud y sabor. Disfruta ya de las frutas. Uchuva <http://frutasyhortalizas.com.co/portal/Business/product_view.php> [Consulta: 15 Nov. 2005] • CENTRO DE INFORMACIÓN DE ASOHOFRUCOL. 2005. [En Línea]: Orellana. Más vida, salud y sabor. http://frutasyhortalizas.com.co/portal/includej/hongos_orellana.php [Consulta: 15 Nov. 2005] • COLCIENCIAS. 2004. [En Línea]: Una alternativa productiva y alimenticia. La seta de la esperanza. http://www.colciencias.gov.co/agenda/pn96.html [Consulta: 26 Nov. 2005] • CURVETTO, N. 2004. Biotecnología en hongos superiores. Parte I. Revista AgroUNS. No. 2. Año I: 12-15 • DANIEL, W. 2002. Bioestadística: Base para el análisis de las ciencias de la salud. Cuarta Edición. Editorial Limusa. México. 153 págs. • DANIEL, W. 1981. Estadística con aplicaciones a las ciencias sociales y a la educación. Capitulo 6. Editorial McGraw Hill. México. 504 págs. • ESCOBAR, J. 2002. [En Línea]: Programa especial de Seguridad Alimentaria Española. en coordinación INTECAP-FAO-PESA. Jovotan. Cooperación http://www.fao- sict.un.hn/documentos_interes/19_permacultura_aplicada.pdf#search= %22Programa%20especial%20de%20Seguridad%20Alimentaria%20e n%20coordinaci%C3%B3n%20%2B%20INTECAP%20%2B%20FAO% 22 . [Consulta: 16 May. 2006] • FAIGUENBAUM, H. 1990. Morfología, crecimiento y desarrollo de la arveja (Pisum sativum L.). Proyecto docente. Pontificia Universidad Católica de Chile, Santiago, Chile. • FENNEMA, O. 2000. Química de los alimentos. Segunda Edición. Editorial Acribia S.A. Zaragoza, España. 1258 págs. • FERNANDEZ, F. 2004. Guía Práctica de producción de Setas (Pleurotus spp.). Fungitec Asesorias. Guadalajara, Jalisco. México. Marzo. • GAITAN, R. 2000. Obtención de Carpóforos de Lentinula sp. y Pleurotus sp. en residuos de la madera de pino y bagazo de la caña de azúcar. Trabajo de maestría. Instituto de Ecología. México. • GARCIA, M. ROLLAN, M. 1991. Cultivo de setas y trufas. Editorial Mundi-Prensa. Madrid. España. 239 págs. • GRANADOS, S. 2004. Orellana Sajor. Manual cultivo de setas comestibles tropicales. Armenia. Colombia. • GUZMÁN. G. 1980. [En Línea]: Un gran desconocido: el hongo. México desconocido No. 48. Noviembre 1980. http://www.mexicodesconocido.com.mx/espanol/naturaleza/flora/detall e.cfm?idpag=3458&idsec=10&idsub=31 [Consulta: 26 Nov. 2005] • GUZMÁN G. MATA G. 1993. El cultivo de los hongos comestibles, con especial atención a especies tropicales y subtropicales en esquilmos y residuos agro-industriales. Trabajo de grado. Instituto Politécnico Nacional. México. • HAMI, H. 1990. Cultivation of Oyster Mushroom. (Pleurotus spp.) on sawdust of different woods. M.Sc. Thesis. Departament of Plant Pathology, University of Agriculture. Faisalabad, Pakistán. • HERNÁNDEZ-IBARRA, H. SANCHEZ-VASQUEZ, J. CLAVO-BADO, L. 1995. Estudio de 5 cepas nativas de Pleurotus de la región de Tapachula, Chiapas, México. Revi. Mex Micol. 11:29-38 • HERRERA, T. ULLOA, M. 1990. El reino de los hongos. Micología básica y aplicada. UNAM y FCE. México. 552 págs. • HURTADO, H. 2005. [Comunicación personal]: Administrador agropecuario de las plantaciones de la Escuela de Tecnologías de La Universidad Católica de Colombia. Kilómetro 21 Vía Carrera 7. La Caro. Chía, Cundinamarca. Colombia [Consulta: 30 Nov. 2005] • IRIARTE, C. 2003. Estudio de la producción y secreción de enzimas celulolíticas en micelios rápidos y lentos de P. ostreatus. Trabajo de grado. Ingeniero Técnico Agrícola. Universidad Pública de Navarra. Pamplona, España. • KHAN, S. SIDDIQUI, M. 1989. Some studies on the cultivation of Oyster Mushroom (Pleurotus spp.) on lignocellulosic by products of textile industry. Mushroom Science. 12: 121-128 • KEIZER, G. 1997. Paddestoelenencyclopedie. [En Línea]: Pleurotus Rebo http://home.hccnet.nl/andre.biemans/zwamstart.html ostreatus. Productions. [Consulta: 27 Nov. 2005] • KIRK, T. FARRELL, R. 1987. Enzymatic “combustion”: the microbial degradation of lignin. Annual Review of Microbiology. 41:465-505. • KONEMAN, E. 1997. Micología: práctica de laboratorio. Tercera Edición. Medica Panamericana. Buenos Aires, Argentina. 221 págs. • KUES, U. LIU, Y. 2000. Fructing body production in Basidiomycetes. Applied Microbiology and Biotechnology. 54: 141 – 152 • LEVEAU, J.Y. BOUIX, M. 2000. Microbiología Industrial: Los microorganismos de interés industrial. Editorial Acribia S. A. Zaragoza, España. • MADIGAN, M.T. MARTINKO, J.M. PARKER, J. 1997. Brock Biology of microorganisms. 8th Edition. Editorial Prentice Hall. New Yersey, U.S.A. 986 págs. • MAGAE, Y. KAKIMOTO, Y. KASHIWAGI, Y. SASAKI, T. 1995. Fructing body formation from regenerated mycelium of Pleurotus ostreatus protoplasts. Applied and environmental Microbiology. Feb 49: 441-442. • MAILER, R. 2000. Enviromental Microbiology. Editorial Academic. San Diego, California. 346 págs. • MARTIN, A. 1981. Introducción a la microbiología del suelo. AGT editores, México. Páginas 47-61. • MILES, P. CHANG, S. 1997. Mushroom biology, Concise Basics and current development. First Edition. Ed. World scientific. Singapore. • MINISTERIO DE AGRICULTURA Y DESARROLLO RURAL y CORPOPRACIÓN COLOMBIA INTERNACIONAL. 2002. [En Línea]: Principales productos hortofrutícolas. Mapas - Arveja. http://www.cci.org.co/Manual%20del%20Exportador/Desempeno_prod /princ_prod_mapas/princ_prod11.htm [Consulta: 26 Nov. 2005] • MOJICA, J. MOLANO, C. 2006. Determinación de carbono total y nitrógeno total del capacho de uchuva, la cáscara de arveja y la tusa de mazorca. Laboratorio Químico Analítica de Agua. E.U. Marzo. Bogota, Colombia • MOORE, E. 1996. Fundamental of the Fungi. 4th Edition. Prentice-Hall. New Yersey, U.S.A. 1455 págs. • NAIR, N. SONG, C. JIANG, J. CHO, K. 1989. Lipid profile of Pleurotus spp. Annual Applied Biology. 114:165-176. • NAVARRO, J. M. 2005. [En Línea]: Hongos En Aragón. http://www.aragonesasi.com/natural/hongos/ [Consulta: 17 Nov. 2005] • OEI, P. 2003. Mushroom cultivation. Tercera edición. Backhuys Publishers. Leiden, Holanda • PANARAMICA. INC. 2002. [En Línea]: Bollos de maíz nuevo (50 unidades). http://www.chorrera.com/info/comidas/default.asp?id=001 [Consulta: 27 Nov. 2005] • PEREZ, J. C. URREA, R. CARABALLO, U. NAVAS, A. 2005. [En Línea]: Manejo del cultivo de maíz en la costa Atlántica de Colombia. Centro de investigación Turipana. Corpoica. http://www.turipana.org.co/mane_maiz.htm [Consulta: 17 Nov. 2005] • PIRE, D.V. 2001. [En Línea]: Las asombrosas setas. Mayo 15. Argentina. http://agronet.com.mx/cgi/articles.cgi?Action=Viewhistory&Article=1&T ype=A&Datemin=2001-05-01%2000:00:00&Datemax=2001-0531%2023:59:59 [Consulta: 15 Nov. 2005] • PINZÓN, M. 2006. [Comunicación personal]. Asesoría en aplicaciones estadísticas a los trabajos de grado. Facultad de Ciencias. [Consulta: 12-25 May. 2006] • POTTER, N. H. HOTCHKISS, J. H. 1995. Ciencia de los alimentos. Editorial Acribia S.A. Zaragoza, España. 667 págs. • QUIMIO, T. H. 1990. Technical guidelines for mushroom growing in the tropics. FAO. 155 págs. • REGÉS, R. 1990. [En Línea]: El cultivo de hongos la ecología y la situación actual. C.D.E.E.A. http://www.cdeea.com/loshongosylaecologia.htm Enero. [Consulta: 26 Nov. 2005] • RODRÍGUEZ-VALENCIA, N. GOMEZ-CASTRO, F. 2001. Cultivo de hongos comestibles en pulpa de café. Programa de investigación científica. Avances técnicos 285. Cenicafe. Marzo: Págs. 1-8. • RODRIGUEZ, S. FERNANDEZ, M. BERMUDEZ, R. C. MORRIS, H. 2003. Tratamiento de efluentes industriales coloreados con Pleurotus spp. Centro de estudios de biotecnología industrial. Santiago de Cuba, Cuba. Rev Iberoam Micol. 20:164-168. • ROMERO, J. RODRIGUEZ, M. PÉREZ, R. 2000. Pleurotus ostreatus. Importancia y tecnología de cultivo. Universidad de Cienfuegos “Carlos Rafael Rodríguez”. Cuatro caminos, Ciudad de Cienfuegos. 155 págs. • ROSSELLI, P. BETANCUR, J. FERNÁNDEZ, L. 1997. Diversidad florística en dos bosques sub-andinos del sur de Colombia. Caldaria Vol. 19. No.1-2: 205- 2034 • SALDARRIAGA, Y. 2001. Manual de micología aplicada. Primera edición. Universidad de Antioquia • SHAN, Z. ASHRAF, M. ISHTIAQ, C. 2004. Comparative study on cultivation and yield performance of Oyster Mushroom (Plreurotus ostreatus) on different substrates (Wheat Straw, Leaves, Saw dust). Pakistan Journal of Nutrition. Vol 3. No. 3: 158-160. • SOHI, H. UPADAHYAY, R. 1989. Effect of the temperature on mycelial growth of Pleurotus species and their yield performance on selected substrates. Mushroom Science. Vol 12: 49-56 • SOLANO, C. ROA, C. 2005. El Roble, ¿Veda o no veda?. Documento de apoyo. Fundación Natura. Colombia. • SOLOMON, E.P. BERG, L. R. MARTIN, D. W. VILLEE, C. 1996. Biología de Villee. Tercera Edición. Ed. Interamericana McGRaw-Hill. Mexico, D.F. • STAMETS, P. 2000. Growing gourmet and medicinal mushrooms. Third Edition. Ten Speed Press. Berkeley, Toronto. • STAMETS, P. 2003. Mycomedicinal: an information booklet on medicinal mushroom. Editorial Olympia • TORRES, M. G. 2003. Potencial de la microbiota nativa comestible y medicinal en el municipio de Quibdo. Investigadora asociada. Universidad Tecnológica del Chocó. • WAINWRIGHT, M. 1995. Introducción a la biotecnología de los hongos. Editorial acribia s.a. zaragoza, España. • ZANOTTI-CAVAZZONI, J. C. 2000. Screening de hongos comestibles que crecen en paraguay. Facultad de Ciencias Química, Universidad Nacional de Asunción. Revista de Ciencia y Tecnología. Paraguay. Vol. 1 No. 2. ANEXO 1 RESUMEN DE LA PRODUCCIÓN DE Pleurotus ostreatus EN CADA UNO DE LOS SUSTRATOS EVALUADOS VARIABLE ANALIZADA CAPACHO DE UCHUVA CÁSCARA DE ARVEJA TUSA DE MAZORCA ASERRÍN DE ROBLE Tiempo total de cultivo (Días) 41 49 52 39 Corrida del micelio (Días) 20 23 27 18 No. de hongos producidos 65 51.4 34.5 58.9 Diámetro promedio por bolsa (cm) 5.87 5.47 5.53 5.77 Peso fresco (g) 761 686 567 700 Eficiencia biológica % 76.1 68.6 56.7 70 RENDIMIENTO 2 (Kg/cm ) 7.43 6.7 5.54 6.84 Los valores reportados son el promedio de las diez bolsas cultivadas en cada sustrato. ANEXO 2 ANÁLISIS ESTADÍSTICO DE LOS DATOS OBTENIDOS DEL CRECIMIENTO Y PRODUCCIÓN DE Pleurotus ostreatus • ANÁLISIS DEL NÚMERO DE HONGOS PRODUCIDOS EN CADA SUSTRATO Análisis de Varianza Análisis de varianza de un factor RESUMEN Grupos Cuenta Suma Promedio Varianza CAPACHO DE UCHUVA 10 650 65 32.2222222 ASERRÍN DE ROBLE 10 589 58.9 56.3222222 CÁSCARA DE ARVEJA 10 514 51.4 29.8222222 TUSA DE MAZORCA 10 345 34.5 36.7222222 ANÁLISIS DE VARIANZA Grados Promedio de de los libertad cuadrados Origen de las variaciones Suma de cuadrados Entre grupos 5224.1 3 1741.36667 44.9127382 2.9653E-12 2.86626556 Dentro de los grupos 1395.8 36 38.7722222 Total 6619.9 39 F Probabilidad Valor crítico para F Prueba t de student Prueba t para dos muestras suponiendo varianzas desiguales CAPACHO DE UCHUVA ASERRÍN DE ROBLE Media Varianza Observaciones Diferencia hipotética de las medias Grados de libertad Estadístico t P(T<=t) una cola Valor crítico de t (una cola) P(T<=t) dos colas Valor crítico de t (dos colas) 65 32.22222222 10 58.9 56.32222222 10 0 17 2.049977887 0.028058652 1.739606716 0.056117304 2.109815559 Prueba t para dos muestras suponiendo varianzas desiguales CÁSCARA DE ARVEJA ASERRÍN DE ROBLE Media Varianza Observaciones Diferencia hipotética de las medias Grados de libertad Estadístico t P(T<=t) una cola Valor crítico de t (una cola) 51.4 29.82222222 10 0 16 -2.555333721 0.010586816 1.745883669 P(T<=t) dos colas 0.021173632 Valor crítico de t (dos colas) 2.119905285 58.9 56.3222222 10 • ANÁLISIS DEL TAMAÑO DE LOS CARPOFOROS PRODUCIDOS EN CADA SUSTRATO Análisis de Varianza Análisis de varianza de un factor RESUMEN Grupos Cuenta CAPACHO DE UCHUVA ASERRÍN DE ROBLE CÁSCARA DE ARVEJA TUSA DE MAZORCA 10 10 10 10 Suma 58.6 57.7 54.7 55.3 Promedio Varianza 5.860.26488889 5.770.27788889 5.470.35344444 5.53 0.369 ANÁLISIS DE VARIANZA Origen de las variaciones Suma de cuadrados Entre grupos Dentro de los grupos Total Grados de libertad Promedio de los cuadrados 1.05075 3 11.387 36 12.43775 39 F 0.31630556 Prueba t para dos muestras suponiendo varianzas desiguales CAPACHO DE UCHUVA ASERRÍN DE ROBLE 5.8100 0.3477 10 5.7700 0.2779 10 0 18 0.1599 0.4374 1.7341 0.8747 2.1009 Valor crítico para F 0.350251.10731536 0.35881846 2.86626556 Prueba t de student Media Varianza Observaciones Diferencia hipotética de las medias Grados de libertad Estadístico t P(T<=t) una cola Valor crítico de t (una cola) P(T<=t) dos colas Valor crítico de t (dos colas) Probabilidad Prueba t para dos muestras suponiendo varianzas desiguales CÁSCARA DE ARVEJA ASERRÍN DE ROBLE Media Varianza Observaciones Diferencia hipotética de las medias 5.47 0.35 10 Grados de libertad Estadístico t P(T<=t) una cola 18 -1.19 Valor crítico de t (una cola) P(T<=t) dos colas Valor crítico de t (dos colas) 5.77 0.28 10 0 0.12 1.73 0.25 2.10 Prueba t para dos muestras suponiendo varianzas desiguales Media Varianza Observaciones Diferencia hipotética de las medias Grados de libertad Estadístico t P(T<=t) una cola Valor crítico de t (una cola) P(T<=t) dos colas Valor crítico de t (dos colas) TUSA DE MAZORCA ASERRÍN DE ROBLE 5.53 0.369 10 5.77 0.277888889 10 0 18 -0.94 0.18 1.73 0.36 2.10 • ANÁLISIS DEL PESO FRESCO PRODUCIDO EN CADA SUSTRATO Análisis de Varianza Análisis de varianza de un factor RESUMEN Grupos CAPACHO DE UCHUVA ASERRÍN DE ROBLE CÁSCARA DE ARVEJA TUSA DE MAZORCA Cuenta 10 10 10 10 Suma 7610 7000 6860 5670 Promedio 761 700 686 567 Varianza 1521.11111 511.111111 293.333333 10690 ANÁLISIS DE VARIANZA Origen de las variaciones Grados Suma de de Promedio de cuadrados libertad los cuadrados Entre grupos 197570 3 65856.6667 Dentro de los grupos 117140 36 3253.88889 Total 314710 39 F 20.2393717 Prueba t de student Prueba t para dos muestras suponiendo varianzas desiguales Media Varianza Observaciones Diferencia hipotética de las medias Grados de libertad Estadístico t P(T<=t) una cola Valor crítico de t (una cola) P(T<=t) dos colas Valor crítico de t (dos colas) CAPACHO DE UCHUVA ASERRÍN DE ROBLE 761 700 1521.111111 511.1111111 10 10 0 14 4.279019218 0.000381974 1.761310115 0.000763948 2.144786681 Probabilidad 7.3929E-08 Valor crítico para F 2.86626556 Prueba t para dos muestras suponiendo varianzas desiguales Media Varianza Observaciones Diferencia hipotética de las medias Grados de libertad Estadístico t P(T<=t) una cola Valor crítico de t (una cola) P(T<=t) dos colas Valor crítico de t (dos colas) CÁSCARA DE ARVEJA ASERRÍN DE ROBLE 686 700 293.3333333 511.1111111 10 10 0 17 -1.560917707 0.0068482589 1.739606716 0.136965179 2.109815559 Prueba t para dos muestras suponiendo varianzas desiguales TUSA DE MAZORCA Media 567 Varianza 10690 Observaciones 10 Diferencia hipotética de las medias 0 Grados de libertad 10 Estadístico t -3.973938011 P(T<=t) una cola 0.001313284 Valor crítico de t (una cola) 1.812461102 P(T<=t) dos colas 0.002626569 Valor crítico de t (dos colas) 2.228138842 ASERRÍN DE ROBLE 700 511.1111111 10 • ANÁLISIS DE LA EFICIENCIA BIOLÓGICA OBTENIDA EN CADA SUSTRATO Análisis de Varianza Análisis de varianza de un factor RESUMEN Grupos CAPACHO DE UCHUVA ASERRÍN DE ROBLE CÁSCARA DE ARVEJA TUSA DE MAZORCA Cuenta Suma Promedio Varianza 10 761 76.1 15.2111111 10 700 70 5.11111111 10 686 68.6 2.93333333 10 567 56.7 106.9 ANÁLISIS DE VARIANZA Grados Promedio de Origen de las Suma de de los Valor crítico variaciones cuadrados libertad cuadrados F Probabilidad para F Entre grupos 1975.7 3 658.566667 20.2393717 7.3929E-08 2.86626556 Dentro de los grupos 1171.4 36 32.5388889 Total 3147.1 39 Prueba t de student Prueba t para dos muestras suponiendo varianzas desiguales Media Varianza Observaciones Diferencia hipotética de las medias Grados de libertad Estadístico t P(T<=t) una cola Valor crítico de t (una cola) P(T<=t) dos colas Valor crítico de t (dos colas) CAPACHO DE UCHUVA ASERRÍN DE ROBLE 76.1 70 15.21111111 5.111111111 10 10 0 14 4.279019218 0.000381974 1.761310115 0.000763948 2.144786681 Prueba t para dos muestras suponiendo varianzas desiguales CÁSCARA DE ARVEJA Media Varianza Observaciones Diferencia hipotética de las medias Grados de libertad Estadístico t P(T<=t) una cola Valor crítico de t (una cola) P(T<=t) dos colas Valor crítico de t (dos colas) ASERRÍN DE ROBLE 70 5.111111111 10 68.6 2.933333333 10 0 17 -1.560917707 0.0068482589 1.739606716 0.136965179 2.109815559 Prueba t para dos muestras suponiendo varianzas desiguales Media Varianza Observaciones Diferencia hipotética de las medias Grados de libertad Estadístico t P(T<=t) una cola Valor crítico de t (una cola) P(T<=t) dos colas Valor crítico de t (dos colas) TUSA DE MAZORCA 56.7 106.9 10 0 10 -3.973938011 0.001313284 1.812461102 0.002626569 2.228138842 ASERRÍN DE ROBLE 70 5.111111111 10 ANÁLISIS DEL RENDIMIENTO OBTENIDO EN CADA SUSTRATO Análisis de Varianza Análisis de varianza de un factor RESUMEN Grupos CAPACHO DE UCHUVA ASERRÍN DE ROBLE CÁSCARA DE ARVEJA TUSA DE MAZORCA Cuenta 10 10 10 10 Suma Promedio Varianza 74.34 7.434 0.14413778 68.39 6.839 0.05001 67.02 6.702 0.02819556 55.37 5.537 1.01917889 ANÁLISIS DE VARIANZA Grados Promedio de de los Valor crítico Origen de las Suma de F Probabilidad para F variaciones cuadrados libertad cuadrados Entre grupos 18.89914 3 6.29971333 20.2967397 7.1635E-08 2.86626556 Dentro de los grupos 11.1737 36 0.31038056 Total 30.07284 39 Prueba t de student Prueba t para dos muestras suponiendo varianzas desiguales Media Varianza Observaciones Diferencia hipotética de las medias Grados de libertad Estadístico t P(T<=t) una cola Valor crítico de t (una cola) P(T<=t) dos colas Valor crítico de t (dos colas) CAPACHO DE UCHUVA ASERRÍN DE ROBLE 7.434 6.839 0.144137778 0.05001 10 10 0 15 4.27022495 0.000335414 1.753050325 0.000670827 2.131449536 Prueba t para dos muestras suponiendo varianzas desiguales CÁSCARA DE ARVEJA Media Varianza Observaciones Diferencia hipotética de las medias Grados de libertad Estadístico t P(T<=t) una cola Valor crítico de t (una cola) P(T<=t) dos colas Valor crítico de t (dos colas) 6.702 0.028195556 10 0 17 -1.549179582 0.069876688 1.739606716 0.139753376 2.109815559 ASERRÍN DE ROBLE 6.839 0.05001 10 Prueba t para dos muestras suponiendo varianzas desiguales Media Varianza Observaciones Diferencia hipotética de las medias Grados de libertad Estadístico t P(T<=t) una cola Valor crítico de t (una cola) P(T<=t) dos colas Valor crítico de t (dos colas) TUSA DE MAZORCA ASERRÍN DE ROBLE 5.537 6.839 1.019178889 0.05001 10 10 0 10 -3.98183964 0.001296623 1.812461102 0.002593247 2.228138842 ANEXO 3 NÚMEROS ALEATORIOS DE LA PRUEBA SENSORIAL PRODUCTO: ORELLANAS EN FRESCO (HONGOS COMESTIBLES) 4507: CAPACHO DE UCHUVA 1703: ASERRÍN DE ROBLE 2575: CÁSCARA DE ARVEJA 7721: TUSA DE MAZORCA PRODUCTO: ORELLANAS SALTEADAS (HONGOS COMESTIBLES) 4507: CAPACHO DE UCHUVA 1703: CÁSCARA DE ARVEJA 2575: ASERRÍN DE ROBLE 7721: TUSA DE MAZORCA ANEXO 4 FORMATO DE EVALUACIÓN DE LA PRUEBA SENSORIAL FECHA: . NOMBRE: . OCUPACIÓN: . PRODUCTO: ORELLANAS EN FRESCO (HONGOS COMESTIBLES) Sobre la mesa encontrara cuatro vasos marcados aleatoriamente; pruebe las cuatro muestras y acomódelas de la que MÁS LE GUSTE A LA QUE MENOS LE GUSTE. No puede existir igualdad entre las muestras. Indique sus respuestas usando el número asignado a cada uno de los vasos que contienen la muestra. Beba agua pura y consuma galletas de soda después de probar cada muestra. Más me gusta Menos me gusta MUCHAS GRACIAS Comentarios: FECHA: . NOMBRE: . OCUPACIÓN: . PRODUCTO: ORELLANAS SALTEADAS (HONGOS COMESTIBLES) Sobre la mesa encontrara cuatro vasos marcados aleatoriamente; pruebe las cuatro muestras y acomódelas de la que MÁS LE GUSTE A LA QUE MENOS LE GUSTE. No puede existir igualdad entre las muestras. Indique sus respuestas usando el número asignado a cada uno de los vasos que contienen la muestra. Beba agua pura y consuma galletas de soda después de probar cada muestra. Más me gusta Menos me gusta MUCHAS GRACIAS Comentarios: ANEXO 5 ANÁLISIS ESTADÍSTICO DE LA PRUEBA SENSORIAL • ANÁLISIS DE LA ACEPTABILIDAD DE ORELLANAS EN FRESCO Análisis de Varianza Análisis de varianza de un factor RESUMEN Grupos CAPACHO DE UCHUVA ASERRIN DE ROBLE CÀSCARA DE ARVEJA TUSA DE MAZORCA Cuenta Suma Promedio Varianza 30 12,36 30 -0,86 -0,02866667 0,36008782 30 -7,12 -0,23733333 0,50354437 30 -28,11 0,412 0,52013379 -0,937 0,08880103 ANÁLISIS DE VARIANZA Grados Promedio de Valor crítico Suma de de los cuadrados para F libertad cuadrados F Probabilidad 28,4532492 3 9,48441639 25,7629468 7,6192E-13 2,682809415 Origen de las variaciones Entre grupos Dentro de los grupos 42,7044433 116 Total 71,1576925 119 0,36814175 Prueba t de student Prueba t para dos muestras suponiendo varianzas desiguales Media Varianza Observaciones Diferencia hipotética de las medias Grados de libertad Estadístico t P(T<=t) una cola Valor crítico de t (una cola) P(T<=t) dos colas Valor crítico de t (dos colas) CAPACHO DE UCHUVA 0,412 0,520133793 30 0 56 2,572615102 0,006385746 1,672522304 0,012771491 2,003240704 ASERRIN DE ROBLE -0,028666667 0,360087816 30 Prueba t para dos muestras suponiendo varianzas desiguales Media Varianza Observaciones Diferencia hipotética de las medias Grados de libertad Estadístico t P(T<=t) una cola Valor crítico de t (una cola) P(T<=t) dos colas Valor crítico de t (dos colas) CÀSCARA DE ARVEJA -0,237333333 0,503544368 30 0 56 -1,229841933 0,111949078 1,672522304 0,223898156 2,003240704 ASERRIN DE ROBLE -0,028666667 0,360087816 30 Media Varianza Observaciones Diferencia hipotética de las medias Grados de libertad Estadístico t P(T<=t) una cola Valor crítico de t (una cola) P(T<=t) dos colas TUSA DE MAZORCA -0,937 0,088801034 30 0 42 -7,425684104 1,79984E-09 1,681952358 3,59969E-09 ASERRIN DE ROBLE -0,02866667 0,36008782 30 Valor crítico de t (dos colas) 2,018081679 ANÁLISIS DE LA ACEPTABILIDAD DE ORELLANAS SALTEADAS Análisis de Varianza Análisis de varianza de un factor RESUMEN Grupos CAPACHO DE UCHUVA ASERRIN DE ROBLE CÀSCARA DE ARVEJA TUSA DE MAZORCA Cuenta Suma Promedio Varianza 30 7.51 0.25033333 0.5304654 30 -5.92 -0.19733333 0.5884892 30 -2.06 -0.06866667 0.42301885 30 -29.44 -0.98133333 0.03430161 ANÁLISIS DE VARIANZA Origen de las variaciones Suma de cuadrados Grados Promedio de de los libertad cuadrados F Probabilidad Valor crítico para F Entre grupos 24.6250558 Dentro de los grupos 45.7119767 3 8.20835194 20.8297452 7.2578E-11 2.68280941 116 0.39406876 Total 119 70.3370325 Prueba t de student Prueba t para dos muestras suponiendo varianzas desiguales Media Varianza Observaciones Diferencia hipotética de las medias Grados de libertad Estadístico t P(T<=t) una cola Valor crítico de t (una cola) P(T<=t) dos colas Valor crítico de t (dos colas) CAPACHO DE UCHUVA ASERRÍN DE ROBLE 0.25033333 -0.19733333 0.5304654 0.5884892 30 30 0 58 2.31797716 0.01199924 1.67155276 0.02399848 2.00171747 Prueba t para dos muestras suponiendo varianzas desiguales CÁSCARA DE ARVEJA ASERRÍN DE ROBLE Media -0.06866667 -0.19733333 Varianza 0.42301885 0.5884892 Observaciones 30 30 Diferencia hipotética de las medias 0 Grados de libertad 56 Estadístico t 0.70071596 P(T<=t) una cola 0.24319084 Valor crítico de t (una cola) 1.6725223 P(T<=t) dos colas 0.48638168 Valor crítico de t (dos colas) 2.0032407 Prueba t para dos muestras suponiendo varianzas desiguales Media Varianza Observaciones Diferencia hipotética de las medias Grados de libertad Estadístico t P(T<=t) una cola Valor crítico de t (una cola) P(T<=t) dos colas Valor crítico de t (dos colas) TUSA DE MAZORCA ASERRÍN DE ROBLE -0.98133333 -0.19733333 0.03430161 0.5884892 30 30 0 32 -5.44133663 2.7501E-06 1.6938887 5.5002E-06 2.03693333