1 PARA CADA UNO DE LOS TÍTULOS DE MASTER INCLUIDOS

PARA CADA UNO DE LOS TÍTULOS DE MASTER
INCLUIDOS EN EL PROGRAMA
(En el caso de títulos para los que el gobierno haya establecido directrices generales propias,
sólo es necesario mencionar la referencia de la publicación en el BOE del programa
homologado por el CCU)
DENOMINACIÓN DEL TÍTULO
Master en Biotecnología
(Este Máster procede de la transformación del programa de doctorado Producción
Agraria y Aplicaciones Biotecnológicas acreditado por el Ministerio de Educación y
Ciencia con la Mención de Calidad que se ha venido impartiendo conjuntamente por el
Departamento de Producción Agraria de la UPNa y el Instituto de Agrobiotecnología
del CSIC-UPNa- Gobierno de Navarra).
DURACIÓN DE LOS ESTUDIOS
Indicar si existe una duración fija obligatoria para todos los estudiantes. Si no es así, por
defecto se incluirá la frase:
120 créditos
OBJETIVOS ESPECÍFICOS
Descripción de los objetivos formativos específicos del máster, su orientación profesional,
académica o investigadora y las competencias generales que se adquieren.
La revolución biotecnológica impulsada por las técnicas de biología molecular y
de secuenciación de genomas está afectando múltiples aspectos de nuestra
forma de vida relacionados con las plantas, animales, microorganismos y las
interacciones que se producen entre ellos y con el medio ambiente. De hecho,
la biotecnología ya ha mejorado de forma notable nuestra salud y calidad de
vida y es esperable que en el futuro su efecto sobre nuetras vidas será incluso
mayor.
Se trata de un Máster de Investigación en el que la realización de una tesis de
máster dirige la formación del alumno hacia los objetivos particulares
Este progrma de máster está dirigido a la formación de especialistas en
biotecnología con los siguientes objetivos específicos:
• Ofrecer una sólida formación en ciencias biotecnológicas.
• Proporcionar una educación de postgrado que cualifique y prepare a los
alumnos para el desarrollo de una carrera profesional en las industrias
de base biotecnológica.
• Preparar a los alumnos para el diseño y gestión de proyectos de base
biotecnológica.
PERFIL/ES DE INGRESO Y REQUISITOS DE FORMACIÓN PREVIA
Descripción de los perfiles y formación previa más adecuados para superar con éxito el
programa de Master. No son criterios de admisión.
Ingenieros Técnicos, Diplomados, Ingenieros y Licenciados con formación afín
al Master.
CRITERIOS DE ADMISIÓN Y SELECCIÓN DE ESTUDIANTES
1º Afinidad de la Titulación de acceso o de la experiencia profesional del estudiante.
2º Valoración del currículum vitae del estudiante.
1
BREVE DESCRIPCIÓN DE LOS CONTENIDOS
Descripción de las materias correspondientes al núcleo formativo básico que caracteriza el
máster (es decir, aquellos contenidos que identifiquen la formación que se ofrece y cuya
modificación alteraría los objetivos trazados)
La superación de los estudios del Máster, conducirá al título oficial de Máster en
Biotecnología.
ESTRUCTURA ACADÉMICA
El Plan de Estudios de este Máster se organiza en dos cursos académicos de 60
ECTS cada uno. El primero corresponde a la formación predominantemente teórica y
el segundo es de formación práctica centrada en el desarrollo de una Tesis de Máster.
El primer curso se estructura en diez módulos de seis ECTS cada uno (total 60
ECTS) organizados en dos periodos e incluye módulos comunes (obligatorios) y
optativos.
El primer periodo comprende cuatro módulos comunes (MC) que deben cursar todos
los alumnos del Máster y son los siguientes:
MC-1.
Modelos estadísticos en biotecnología
MC-2.
Herramientas informáticas aplicadas a la biotecnología
MC-3.
Tecnología del ADN recombinante
MC-4.
Introducción a la biómica
En el segundo periodo del primer curso, el alumno seleccionará seis módulos de entre
los optativos (MO) que se indican a continuación:
MO-1.
Aplicaciones biotecnológicas de los microorganismos entomopatógenos
MO-2.
Aplicaciones de la biotecnología en producción animal
MO-3.
Bases moleculares de las interacciones entre plantas y
microorganismos
MO-4.
Caracterización, gestión y manejo de bancos de germoplasma
MO-5.
Ingeniería del metabolismo glucídico de plantas y bacterias
MO-6.
Mejora asistida por marcadores moleculares
MO-7.
Microbiología Molecular
MO-8.
Microorganismos como biofactorias para producción de productos
biotecnológicos
MO-9.
Plantas transgénicas y sus aplicaciones
MO-10. Expresión génica en eucariotas: principios y aplicaciones
MO-11.
Bases inmunológicas y biotecnológicas de las infecciones en especies
ganaderas
Las asignaturas optativas permiten desarrollar ciertas diferencias en las trayectorias
curriculares de los alumnos, puesto que con ellas se podrá profundizar en:
biotecnología vegetal, biotecnología animal o biotecnología de microorganismos.
Desde el punto de vista organizativo, al alumno interesado se le ofrece la posibilidad
de realizar el Máster completo o simplemente alguno de sus módulos, obteniendo en
cada caso el certificado correspondiente al alcance de los estudios realizados.
El segundo curso consta de tres módulos prácticos de 6 ECTS cada uno y del
desarrollo de una Tesis de Máster de 42 ECTS.
Los módulos prácticos consistirán en la estancia en uno de los laboratorios de
2
investigación de los propios grupos participantes en el Máster o de otros grupos
nacionales o internacionales. El objetivo de estos módulos es facilitar a los alumnos la
adquisición de destrezas y competencias en técnicas experimentales y en metodología
de investigación en el campo de la biotecnología.
La Tesis de Máster es central en el programa que se dirige a formar a los alumnos
para su iniciación en la actividad investigadora y consistirá en un trabajo de
investigación realizado bajo la supervisión de uno de los profesores responsables de
los módulos opcionales MO-1 a MO-11.
Para la obtención del título de Máster en Biotecnología, el alumno debe cursar 60
créditos ECTS en cursos teóricos, realizar tres estancias de investigación (18 créditos
ECTS en total) y una tesis de Máster de 42 créditos ECTS.
3
MÓDULO: MC-01
TÍTULO. Modelos estadísticos en biotecnología
DURACIÓN: 6 ECTS
Actividad
Clases teóricas
Clases prácticas intensivas
Tutorías (sesiones de trabajo)
Exámenes
Trabajo personal
Total
Horas
30
20
6
4
90
150
CONTENIDOS:
En este curso se aprenderán los procedimientos estadísticos básicos para el
diseño y análisis de experimentos biológicos y agronómicos. Se estudiará
además el modelo de regresión logística y el análisis de supervivencia. El
software estadístico utilizado será S-PLUS y R.
Tema 1
Tema 2
Tema 3
Tema 4
Tema 5
Tema 6
Tema 7
Cómo se diseña un experimento. Aleatorización y repetición
de un experimento. Control de la variación aleatoria por
bloques. Significado del error cuadrático medio. Estructura del
tratamiento y estructura del diseño. Análisis de la varianza.
Diseños completamente aleatorios. Análisis estadístico de
los diseños completamente aleatorios. Estimación de los
parámetros y contrastes de hipótesis. Diagnosis de los
modelos estadísticos. Cuadrados latinos y grecolatinos.
Diseños completos e incompletos por boques.
Diseños factoriales. Análisis estadístico del modelo de
efectos fijos. Estimación de los parámetros del modelo.
Hipótesis de interacción. Diagnosis del modelo estadístico.
Ajustes de curvas y superficies de respuesta. Utilización de
bloques en los diseños factoriales
Experimentos con efectos aleatorios. Modelos mixtos.
Determinación del tamaño muestral con efectos aleatorios.
Test aproximado de la F. Componentes de varianza
Modelos anidados. Análisis estadístico. Componentes de
varianza.
Estimación de parámetros. Diagnósticos del
modelo. Contrastes de medias. Interpretación de resultados.
Ajustes de curvas y superficies de respuesta
Diseños Split-plot. Análisis estadístico. Componentes de
varianza.
Estimación de parámetros. Diagnósticos del
modelo. Contrastes de medias. Interpretación de resultados.
Asociación en variables cualitativas. Tablas de
contingencia.
Comparación de proporciones, odds ratio,
riesgos relativos. Tests de independencia. Test de Cochran,
Mantel y Haenszel.
4
Regresión logística. Interpretación del modelo. Inferencia.
Diagnosis. Modelos logit con predictores cualitativos.
Tema 8
Análisis de supervivencia.
Estimación de curvas por
Kaplan-Meier. Comparación de curvas mediante el test de
log-rank.
Análisis de supervivencia. Modelo de Cox de riesgos
proporcionales. Evaluación de las hipótesis del modelo.
Tema 9
Tema 10
Cada tema se impartirá en 3 horas de clase magistral
CLASES PRÁCTICAS
Clases prácticas: 10 clases x 2 horas = 20 horas
Sesiones de trabajo (tutorías): 6 sesiones de 1 hora = 6 horas
Evaluaciones del alumno: 4 horas
Cada práctica se realizará en salas de ordenadores con los paquetes
estadÍsticos R y s-plus.
Objetivos:
•
•
•
•
•
•
•
Que el alumno aprenda a diseñar un experimento biológico o
agronómico.
Que el alumno defina correctamente los factores y la posibilidad de
interacción entre los mismos.
Que el alumno plantee correctamente el ensayo y lo justifique.
Que el alumno compruebe la adecuación del modelo y sus hipótesis
básicas.
Que el alumno aprenda a resolver el experimento con ayuda de
paquetes estadísticos (específicamente S-Plus y R).
Que el alumno sepa interpretar los resultados del análisis estadístico.
Que el alumno sea capaz de redactar las conclusiones estadísticas del
experimento.
Actividades:
Además de las lecciones magistrales teóricas que se verán complementadas
con las prácticas de ordenador con el software S-PLUS y R y con sesiones de
trabajo con el profesor, el alumno deberá conseguir datos reales de un
experimento biotecnológico que tendrá que analizar como trabajo personal o en
grupo.
Evaluación:
5
Se realizará una evaluación continua sobre el contenido de las clases teóricas,
prácticas y el caso de estudio.
Bibliografía:
1. Haaland, P.D. (1989) Experimental Design in Biotechnology. Marcel
Dekker.
2. Ugarte, M.D., Militino, A.F. (2002). Estadística Aplicada con S-PLUS.
Universidad Pública de Navarra.
3. Agresti, A. (1996). An Introduction to Categorical Data Análisis. Wiley.
4. Kleinbaum, D.G. and Klein, M. (2005) Survival Analysis. Second Edition.
Springer.
Profesorado:
Prof. Dra. M. Dolores Ugarte
Prof. Dra. Ana F. Militino
6
MÓDULO MC-02
Herramientas informáticas para la búsqueda de información y el análisis
de secuencias
6 ECTS
Actividad
Clases teóricas
Clases prácticas
Tutorías
Realización de trabajos
Estudio personal
Total
Horas
15
45
12
10
68
150
Conocimientos básicos deseables:
Genética y biología molecular básicas y conocimientos básicos del manejo de
ordenadores en entorno Windows y, en lo posible, Linux.
Contenido:
En este módulo se estudiarán las herramientas informáticas básicas para la
búsqueda, selección y recuperación de literatura científica y para el análisis de
secuencias de DNA y genomas y su comparación, trabajando
fundamentalmente con organismos procariotas. Se detallarán las diversas
bases de datos de información científica y se entrenará a los estudiantes en su
utilización eficiente, de manera que puedan recuperar la literatura relevante en
su campo de investigación y puedan evaluar su impacto en la comunidad
científica. Por otro lado, se detallarán las bases de datos más relevantes en
bioinformática y los programas básicos de mayor utilidad para la recuperación y
el análisis de secuencias de DNA y sus productos. Los estudiantes adquirirán
los conocimientos básicos para el análisis de las relaciones filogenéticas entre
organismos mediante la comparación de secuencias y las habilidades para
interpretar los resultados obtenidos. Las bases teóricas, limitaciones y
aplicaciones de los diversos programas disponibles proveerán una base que
permitirá al estudiante la selección de las herramientas más adecuadas y la
planificación de los análisis necesarios en su investigación. Finalmente, se
revisarán los programas que permiten la recuperación, visualización y
comparación de genomas completos.
Objetivos:
•
•
•
Conocer y manejar las bases de datos de literatura científica y las
estrategias de búsqueda y recuperación de información relevante.
Conocer los tipos de datos que son objeto de análisis en la
Bioinformática, las bases de datos y cómo se accede a ellas a través de
Internet.
Conocer los tipos de herramientas y las estrategias generales de
investigación usadas más frecuentemente en Bioinformática, incluyendo
las técnicas y métodos enfocados a analizar y comparar secuencias de
ácidos nucleicos, establecer filogenias y anotar secuencias de DNA.
7
Actividades:
Las lecciones interactivas proporcionarán el conocimiento teórico requerido. Se
desarrollarán diversos casos prácticos en el que se estimulará al estudiante a
profundizar en un problema de análisis de secuencias, utilizando los recursos
más corrientes disponibles en internet. Durante las prácticas el estudiante
adquirirá destreza en las tecnologías y métodos que se utilizan en
bioinformática.
Evaluación:
Se evaluarán diversos trabajos en los que el estudiante deberá aplicar los
conocimientos adquiridos en las clases para resolver una serie de supuestos
teóricos.
Bibliografía:
‚
‚
‚
‚
‚
‚
‚
‚
‚
‚
‚
‚
Baxevanis, A.D., and B.F.F. Ouellette. 2005. Bioinformatics: a practical guide to the
analysis of genes and proteins. 3rd ed. Wiley, Hoboken, N.J.
Brown, S.M. 2003. BioComputing: computer tools for biologists Eaton Pub., Westborough,
MA.
Caballero, P. y J. Murillo. 2003. Protección de cultivos. Conceptos actuales y fuentes de
información. UPNA.
Carrizo, G.; Irureta-Goyena, P.; López de Quintana, E. 2000. Manual de fuentes de
información. CEGAL, Madrid.
Chowdhury, G.; Chowdhury, S. 2001. Information sources and searching on the World Wide
Web. Library Association, London.
Lacroix, Z., and T. Critchlow. 2003. Bioinformatics: managing scientific data Morgan
Kaufmann Publishers, San Francisco, CA.
Lesk, A.M. 2005. Database annotation in molecular biology John Wiley, Chichester, West
Sussex ; Hoboken, NJ.
Markoff, A. 2005. Analytical tools for DNA, genes and genomes : nuts & bolts. 1st ed. DNA
Press, Eagleville, Pa.
Sensen, C.W. 2002. Essentials of genomics and bioinformatics Wiley-VCH, Weinheim.
Tramullas, J.; Olvera, M. D. 2001. Recuperación de la información en Internet. Ra-Ma
Editorial, Madrid.
Wang, J.T.L. 2005. Data mining in bioinformatics Springer, London.
Literatura científica especializada y manuales específicos de los programas bioinformáticos
Profesorado:
Prof. Dr. Jesús Murillo
Prof. Dra. Elena Führer
8
MODULO MC-03
Tecnología del ADN recombinante
6 ECTS
Actividad
Clases teóricas
Clases prácticas intensivas
Tutorias
Exámenes
Trabajo personal
Total
Horas
30
30
6
4
80
150
Créditos
Contenido:
La tecnología del ADN recombinante representa una herramienta esencial para
la comprensión de los procesos moleculares de los seres vivos. La capacidad
para aislar molécula discretas de ADN y cortar-pegar dichas moléculas a
nuestra conveniencia tiene enormes aplicaciones en cualquier campo de la
biotecnología, desde la construcción de plantas transgénicas, la producción de
proteinas recombinantes, la protección de cultivos, la trazabilidad de alimentos,
biorremediación, la producción de vacunas o el diagnóstico microbiológico. En
este curso se estudiarán las bases de la ingeniería genética y las técnicas
básicas que se utilizan en cualquier laboratorio de biología molecular. El curso
comienza con una serie de lecciones teóricas en las que se explica el
fundamento biológico de las técnicas habitualmente utilizadas en un laboratorio
de biología molecular (aislamiento del ADN, clonaje de genes, métodos para la
construcción de quimeras de ADN, construcción de genotecas, técnicas de
hibridación, mutagénesis dirigida, secuenciación de ADN, PCR, etc), Las
técnicas se explicarán siempre dentro del contexto de una aplicación concreta
de la tecnología del ADN recombinante. Estas lecciones teóricas se
combinarán con ejercicios reales sobre clonaje y construcción de moléculas de
ADN recombinante en el laboratorio.
Objetivos:
• Introducir los fundamentos básicos de la biología molecular
• Conocer las herramientas disponibles para el clonaje de genes
(vectores, enzimas de restricción, enzimas modificadoras de ADN,
bacterias huésped)
• Conocer las técnicas para la purificación de ADN y ARN
• Analizar distintas estrategias para la construcción de moléculas
quiméricas de ADN
• Conocer las técnicas de hibridación de ácidos nucleicos
• Conocer el fundamento de las técnicas secuenciación, mutagénesis
dirigida y PCR
• Conocer las nuevas herramientas de la genómica
• Conocer los programas bioinformáticos para el análisis de las
secuencias de ADN
9
•
Adquirir la capacidad para diseñar experimentos de clonaje y
construcción de moléculas de ADN recombinante
Actividades:
Las lecciones magistrales se combinarán con un experimento de clonaje y
construcción de una molécula de ADN recombinante. Los alumnos organizados
en parejas deberán confirmar la construcción realizada mediante PCR,
hibridación y/o secuenciación. Durante el curso los alumnos también deberán
utilizar programas informáticos para el análisis de las secuencias de ADN.
Evaluación:
La evaluación consistirá en el diseño por parte del alumno de un experimento
de clonaje y construcción de una molécula de ADN recombinante en la
aplicación que el alumno elija. El alumno deberá presentar públicamente su
diseño experimental y defender las razones que justifican la estrategia elegida.
Bibliografía:
"Genes VIII" Lewin, B.. Ed. Oxford University Press.
"Current Protocols in Molecular Biology". Ed. John Wiley & Son, 1994.
"Molecular Cloning: a laboratory manual". Sambroock, J., Fritswich, E.F.,
Maniatis, T.. Ed. Cold Spring Harbor Laboratory Press, 1989.
Profesorado:
Prof. Dr. Iñigo Lasa
Prof. Dra. Cristina Solano
10
MODULO MC-04
Introducción a la biómica
6 ECTS
Actividad
Clases teóricas
Seminarios tutorados
Tutorías
Examen
Trabajo personal
Total
Horas
30
30
6
4
80
150
Contenido:
Laos avances tecnológicos que se han producido en la secuenciación de
ácidos nucleicos, en el análisis de proteínas y en bioinformática permiten
abordar de forma integrada el estudio de las etapas del paradigma central de la
biología molecular: el análisis de la estructura y función del genoma, de sus
productos de transcripción (transcriptoma) y de expresión (proteoma), así como
la interacción de estos productos entre sí (interactoma) y su efecto en los flujos
metabólicos celulares.
El objetivo de este curso es estudiar los aspectos biológicos de estos cuatro
niveles de organización de los componentes celulares en bacterias, plantas,
hongos y animales de forma que se adquieran los conocimientos básicos
necesarios para comprender, manejar y, eventualmente, producir este tipo de
información. El curso está dedicado a conocer las bases de la metodología y a
aprender a interpretar los resultados puesto que la producción material de los
análisis se lleva a cabo en servicios técnicos externos por personal técnico.
Programa:
• Estrategias de análisis genómico: secuenciación, anotación, análisis
funcional
• Estudio comparativo de la estructura del genoma entre microorganismos,
plantas, animales y hongos
• Fundamentos y técnicas del análisis del transcriptoma y de los efectos
integrados producidos por la expresión de genes heterólogos.
• Métodos de producción y análisis de microarrays de expresión
• Estudio modelo de transcriptoma
• Métodos de análisis proteómico
• Estudio de un caso práctico de análisis proteomico
• Metodología de estudio del interactoma
• Redes y espacios de interacción de proteínas
• Estudio de un caso práctico de análisis del inrteractoma
• Principios del estudio de flujos metabólicos
• Estudio de un caso práctico integrado que incluye los cuatro primeros niveles
de complejidad.
11
Actividades:
El curso se basa en lecciones teóricas en las que se ofrecerán los fundamentos
para el desarrollo de cinco casos prácticos seleccionados y elaborados de
forma tutorada por los alumnos. Estos casos prácticos serán presentados en
seminarios en los que se aprenderá a exponer, discutir y defender el trabajo
realizado.
Evaluación:
La evaluación será continua e incluirá el desarrollo, presentación y defensa de
los estudios prácticos elaborados por los alumnos (75% de la puntuación final).
Se hará una evaluación individual consistente en un examen escrito sobre el
contenido del material de trabajo empleado en el curso (25%).
Bibliografía:
La bibliografía que se indica aquí corresponde a los libros generales que
servirán de base para los estudios de casos prácticos basados en
publicaciones que se irán actualizando con el tiempo.
• D.W. Mount. 2004. Bioinformatics Sequence and Genome Analysis, Second
Edition. Cold Spring Harbor Laboratory Press. USA.
• A. Bernot. 2004. Genome Transcriptome and Proteome Analysis. Wiley. UK.
• R. A Prade, H. J Bohnert 2003. Genomics of Plants and Fungi. Marcel
Dekker Inc. Suiza.
• D. Speicher 2004. Proteome Analysis: Interpreting the Genome. Elsevier.
The Netherlands.
Profesorado:
Antonio G. Pisabarro, Catedrático de Microbiología
María M. Peñas, Profesora Ayudante Doctor de Microbiología.
12
MODULO MO-01
Aplicaciones biotecnológicas de los microorganismos entomopatógenos
6 ECTS
Actividad
Clases teóricas
Clases prácticas intensivas
Tutorías
Exámenes
Trabajo personal
Total
Horas
20
40
6
4
80
150
Contenido:
En este curso se estudiarán las interacciones entre microorganismos (virus,
bacterias, hongos, protozoos) o nematodos entomopatógenos y los insectos
fitófagos, considerando principalmente aquellos entomopatógenos que tienen
un mayor potencial para ser desarrollados como bioinsecticidas. El curso
comienza con una introducción a la patología de insectos en la que se revisan
la biodiversidad, el proceso infeccioso y los aspectos ecológicos de los distintos
grupos de entomopatógenos. En los temas siguientes se discuten las
propiedades insecticidas de los entomopatógenos y sus aplicaciones en el
biocontrol de las plagas agrícolas y forestales. Con especial énfasis se
estudiarán los baculovirus y se discutirá el potencial de mejorar sus
propiedades insecticidas a través de la ingeniería genética.
Objetivos:
• Conocer la biodiversidad de los microorganismos (virus, bacterias,
hongos, protozoos) y nematodos entomopatógenos.
• Conocer las interacciones entre los entomopatógenos y sus huéspedes
(por ej. entendiendo el proceso infeccioso).
• Profundizar en las interacciones entre los insectos y los baculovirus.
• Conocer las funciones genéticas del genoma de los baculovirus.
• Conocer las técnicas de producción in vivo e in vitro de los baculovirus.
• Conocer las estrategias de biocontrol de insectos plagas utilizando
baculovirus.
• Entender las estrategias de ingeniería genética para mejorar las
propiedades insecticidas de los baculovirus.
• Entender el papel de los baculovirus como componentes de un
programa de control integrado.
Actividades:
Las lecciones interactivas proporcionarán el conocimiento teórico requerido. Se
desarrollará un caso práctico en el que se estimulará al estudiante a
profundizar en un sistema huésped-baculovirus, utilizando www así como
literatura científica reciente, y formular, en relación con ello, una potencial tesis
de master junto con su tutor/supervisor de tesis. Durante las prácticas el
estudiante adquirirá destreza en las tecnologías y métodos que se utilizan en
13
baculovirología las cuales servirán de base para un posible proyecto de tesis
de master.
Evaluación:
Se hará una evaluación individual sobre la base de un examen escrito que
incluya preguntas de desarrollo cortas y de tipo test (con tres respuestas
opcionales) sobre el contenido de las clase teóricas, prácticas y el caso
práctico.
Bibliografía:
5. Caballero P., López-Ferber M. y Williams T. 2001. Los baculovirus y sus
aplicaciones como bioinsecticidas en el control biológico de plagas. M.V.
Phytoma-España y Universidad Pública de Navarra.
6. Miller L.K. 1997. The baculoviruses. Plenum Press, N.Y., USA.
Profesorado:
Prof. Dr. Primitivo Caballero
Prof. Dra. Delia Muñoz
14
MODULO MO-02
Aplicaciones de la biotecnología en Producción Animal
6 ECTS
Actividad
Clases teóricas
Clases prácticas intensivas
Tutorias
Exámenes
Trabajo personal
Total
Horas
15
30
8
2
95
150
Contenido:
En este curso se estudiarán las aplicaciones a la producción animal que
ofrecen las técnicas basadas en la biotecnología y en la biología molecular.
Se abordará la búsqueda e identificación de marcadores moleculares con
objeto de ser utilizados en identificación animal, trazabilidad de los productos
animales, relación con caracteres productivos, de resistencia a
enfermedades y conservación de la biodiversidad. Se estudiarán diversas
técnicas de búsqueda de polimorfismos de DNA como RFLPs, STRs, SNPs,
scuenciación, etc. Po rúltimo se estudiarán técnicas para estudiar la
expresión génica de genes de interés.
Objetivos:
Conocer las aplicaciones de la biotecnología en producción animal:
clonación y animales trasgénicos.
•
Conocer la importancia de los marcadores moleculares y su aplicación
en producción animal para la identificación individual (pruebas de
paternidad, parentesco entre animales, ¿relaciones filogenéticos entre
razas?,conservación de la biodiversidad, trazabilidad de los productos.
•
Aprender distintos métodos de extracción de DNA y RNA de tejidos
animales.
Aprender diferentes métodos para detectar polimorfismos en el ADN de
animales y sus aplicaciones.
Conocer diferentes técnicas para garantizar la trazabilidad de los
productos de origen animal y la ausencia de fraudes.
•
•
Actividades:
Las lecciones magistrales, las clases prácticas, el trabajo individual y las
puestas en común en clase, proporcionarán un equilibrio entre la teoría y la
práctica. Estas actividades permitirán provocar el debate y la participación de
15
los alumnos. Así mismo, se aplicará el conocimiento adquirido, y las destrezas
y competencias trabajadas, a un caso práctico.
Evaluación:
Se hará una evaluación individual sobre la base de un examen escrito sobre el
contenido de las clase teóricas y prácticas. Esta valoración se completará en
base a la participación y asistencia a clase, los informes parciales presentados
y el trabajo final práctico realizado y presentado oralmente.
Bibliografía:
- Génétique moleculaire: principes et application aux populations animales..
Productions animales. Institut National de la Recherche Agronomique. Paris.
2000
- Molecular biotechnology. Therapeutic Applications and strategies. maulink S,
Patel SD Wiley-Liss 1997
- Molecular cloning: a laboratory manual. Sambrook J, Frtswich ET, Maniatis T
ED Cold Spring Harbor Laboratory Press 1989
- Transgenic mammals Bishop J Longman 1999
Profesorado:
Prof. Dra. Ana Arana
Prof. Dra. Beatriz Soret
Prof. Dr. Leopoldo Alfonso
16
MODULO MO-03
Bases moleculares de las interacciones entre plantas y microorganismos
6 créditos
Actividad
Clases teóricas
Clases prácticas
Tutorías
Exámenes
Estudio personal
Total
Horas
25
35
12
4
68
150
Créditos
Contenido:
El curso describe los aspectos fisiológicos, bioquímicos, moleculares y
ecológicos de las interacciones entre plantas y microorganismos patógenos y
beneficiosos. Se revisarán los siguientes aspectos de estas interacciones:
- papel de los productos génicos y metabolitos en patogénesis y otras
interacciones
- las bases moleculares de la resistencia mono- y poligénica en plantas
- la percepción de inductores microbianos por las plantas y su efecto en la
fisiología del huésped
- la transducción de señales en la planta para dar lugar a respuesta de
defensa locales y sistémicas
- la variabilidad patogénica y la evolución de determinantes de virulencia.
En la parte práctica se revisarán metodología que son relevantes en el campo
de la patología vegetal y que no han sido cubiertas en cursos previos,
incluyendo ensayos de patogénesis y virulencia, control biológico, competencia
microbiana.
Objetivos:
Adquirir conocimientos avanzados, tanto teóricos como prácticos, en los
aspectos ecológicos y moleculares de las interacciones entre plantas y
microorganismos.
Evaluación:
La calificación se basará en un examen escrito u oral (50%), en la calidad de
un trabajo realizado por el estudiante (25%), presentado oralmente o por
escrito, y en las habilidades desarrolladas durante las prácticas y la calidad del
cuaderno de prácticas (25%).
Profesorado:
Dr. Jesús Murillo Martínez
Dra. Amaya Ortiz Barredo
Dra. Elena Führer Ithurrart
17
MODULO MO-04
Caracterización, gestión y manejo de bancos de germoplasma
6 ECTS
Actividad
Clases teóricas
Clases prácticas
Tutorias
Exámenes
Trabajo personal / Estudio
Total
Horas
30
30
6
4
80
150
Créditos
Contenido:
En este curso se estudiarán los métodos y técnicas que permiten conocer y
aprovechar la variabilidad genética de recursos fitogenéticos conservados en
bancos de germoplasma. Se partirá de una introducción en la que se revisa el
fundamento y objeto de los bancos de germoplasma, así como el modo de
crearlos y de obtener la información básica (caracterización morfológica y
molecular).
En temas siguientes se discutirá los métodos para sacar partido a la
información obtenida de la caracterización para su aplicación a la mejora de
plantas: En particular se hará especial énfasis en el estudio de los métodos e
índices para evaluar la diversidad genética de una colección y la relación entre
sus integrantes, en la identificación de los caracteres más informativos y en los
métodos de creación de subcolecciones representativas y manejables.
Objetivos:
•
•
•
•
•
•
Conocer las bases y las técnicas de la caracterización morfológica y
molecular de plantas.
Conocer los métodos de selección de los caracteres más informativos
dentro de una colección
Conocer y dominar el manejo de los métodos con los que determinar el
grado de similitud entre los integrantes de una colección.
Conocer y dominar el manejo de los índices de evaluación de la
diversidad existente en una colección
Conocer y dominar el manejo de las principales técnicas de selección y
validación de colecciones nucleares
Familiarizarse con el manejo de las aplicaciones informáticas más
comunes de este campo.
Actividades:
Las lecciones interactivas proporcionarán el conocimiento teórico requerido,
que será aplicado en casos prácticos en los que se estimulará al estudiante a
profundizar en el tema, empleando los recursos telemáticos y la bibliografía
más reciente de manera que, si se plantea, el alumno pueda desarrollar
18
posteriormente su tesis de master. Durante las prácticas el alumno adquirirá
destreza en las tecnologías y métodos que se emplean en caracterización
molecular así como en el uso de las aplicaciones informáticas empleadas en
este campo de la investigación.
Evaluación:
Se hará una evaluación individual: la nota se obtendrá de la calificación de un
examen escrito que incluya preguntas sobre el contenido de las clase teóricas y
prácticas y de la calificación de los trabajos individuales que se le proponga a lo
largo del curso.
Bibliografía básica:
1. Karp, A., S. Kresovich, K.V. Bhat, W.G. Ayad and T. Hodgkin. 1997.
Molecular tools in plant genetic resources conservation: a guide to the
technologies. IPGRI Technical Bulletin No. 2. International Plant Genetic
Resources Institute, Rome, Italy.
2. Mohd Said Saad and V. Ramanatha Rao, eds. 2001. Establishment and
Management of Field Genebank, a Training Manual. IPGRI-APO,
Serdang
3. Crisci, J.V., Lopez Armengol, M.F. 1983. Introducción a la teoría y
práctica de la taxonomía numérica. Colección de monografías científicas
Serie Biología nº 26. Organización de los Estados Americanos,
Washington, D.C., USA.
4. Johnson, R.C, Hodgkin, 1999. Core collections for today and tomorrow.
International Plant Genetic Resources Institute, Roma, Italia.
5. Franco, T. L. e Hidalgo, R. (eds.). 2003. Análisis Estadístico de Datos de
Caracterización Morfológica de Recursos Fitogenéticos. Boletín técnico
no. 8, Instituto Internacional de Recursos Fitogenéticos (IPGRI), Cali,
Colombia.
Profesorado:
Prof. Dr. J. Bernardo Royo Díaz
Prof. Dr. Carlos Miranda Jiménez
Prof. Dr. Gonzaga Santesteban García
19
MODULO MO-05
Ingeniería del metabolismo glucídico de plantas y bacterias
Actividad
Clases teóricas
Clases prácticas intensivas
Tutorías
Exámenes
Trabajo personal
Total
Horas
5
45
6
4
90
150
Contenido:
Se estudiarán los mecanismos básicos de biosíntesis del almidón en plantas y
del glucógeno en bacterias. Para ello se describirán y harán uso de las
herramientas más básicas de la bioquímica y la biología molecular de estos
organismos.
Objetivos y actividades:
Plantas
Teoría
Explicar el metabolismo glucídico central de las plantas (fijación de CO2
atmosférico y posterior producción de sacarosa y almidón)
• Presentar los mecanismos de entrada de la sacarosa en células
heterotróficas productoras de almidón
•
Práctica
•
•
•
•
•
Cultivos in vitro de células y plantas: preparación de medios y
subcultivos en cámaras
Análisis de la captación endocítica de la sacarosa mediante técnicas de
microscopía confocal y medida fluorométrica de marcadores endocíticos
fluorescentes.
Extracción y medida de azúcares mediante técnicas cromatográficas
Medición de actividades enzimáticas del metabolismo glucídico central
mediante técnicas cromatográficas y espectrofotométricas
Herramientas básicas de la ingeniería genética de plantas:
construcciones génicas y transformación via Agrobacterium tumefaciens.
Bacterias
Teoría
o Explicar el metabolismo glucídico central de las bacterias: metabolismo
del glucógeno y de las maltodextrinas
Práctica
o Cultivos: preparación de medios e incubación
o Extracción y medida de azúcares mediante técnicas cromatográficas
o Herramientas básicas de la ingeniería genética de las bacterias:
construcciones génicas, electroporación, verificaciones por PCR
20
Evaluación:
Los asistentes al Máster tendrán que presentar sus cuadernos en los que se
detallen los desarrollos teóricos del curso y se describan y comenten los
experimentos realizados durante las clases prácticas.
Bibliografía:
Moreno-Bruna, B., Baroja-Fernández, E., Muñoz, F.J., BastarricaBerasategui, A., Zandueta-Criado, A., Rodríguez-López, M., Lasa, I.,
Akazawa, T., Pozueta-Romero, J. (2001) Adenosine diphosphate sugar
pyrophosphatase prevents glycogen biosynthesis in Escherichia coli. Proc. Natl.
Acad. Sci. USA 98, 8128-8132
Baroja-Fernández, E., Muñoz, F.J., Zandueta-Criado, A., Morán-Zorzano,
M.T., Viale, A.M., Etxeberria, E., Alonso-Casajús, N., Pozueta-Romero, J.
(2004) Most of ADPglucose linked to starch biosynthesis occurs outside the
chloroplast in source leaves. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 101, 13080-13085
Etxeberria, E., Baroja-Fernández, E., Muñoz, F.J., Pozueta-Romero, J.
(2005) Sucrose inducible endocytosis as a primary mechanism of nutrient
uptake in heterotrophic plant cells. Plant Cell Physiol. 46, 474-481
Baroja-Fernández, E., Muñoz, F.J., Pozueta-Romero, J. (2005) A need for
two paradigms on transitory starch biosynthesis in source leaves. Trends Plant
Sci. 10, 156-158
Muñoz, F.J., Baroja-Fernández, E., Morán-Zorzano, M.T., Viale, A.M.,
Etxeberria, E., Alonso-Casajús, N., Pozueta-Romero, J. (2005) Sucrose
synthase controls the intracellular levels of ADPglucose linked to transitory
starch biosynthesis in source leaves. Plant Cell Physiol. 46, 1366-1376
Profesorado:
Dra. Edurne Baroja Fernández (Instituto de Agrobiotecnología, Consejo
Superior de Investigaciones Científicas, Gobierno de Navarra, Universidad
Pública de Navarra)
Dr. Francisco José Muñoz Pérez (Instituto de Agrobiotecnología, Consejo
Superior de Investigaciones Científicas, Gobierno de Navarra, Universidad
Pública de Navarra)
Dr. Javier Pozueta Romero (Instituto de Agrobiotecnología, Consejo Superior
de Investigaciones Científicas, Gobierno de Navarra, Universidad Pública de
Navarra)
Dr. Alejandro Viale (Universidad de Rosario, Argentina). Su participación,
condicionada por la obtención de financiación para su desplazamiento, será
crítica para el desarrollo de la parte de microbiología.
21
MODULO MO-06
Mejora asistida por marcadores moleculares.
6 ECTS
Actividad
Clases teóricas
Clases prácticas intensivas
Tutorías
Exámenes
Trabajo personal
Total
Horas
30
30
6
4
80
150
Contenido:
Los marcadores moleculares son herramientas que permiten la identificación
rápida, fácil e inequívoca de un carácter al que están ligados. En los últimos
quince años se han desarrollado una gran variedad de marcadores moleculares
basados en la técnica de la polimerasa en cadena. Estas herramientas son de
gran utilidad en programas de mejora tanto en plantas como en animales,
puesto que la aplicación de los mismos lleva aparejada la reducción del tiempo
necesario para la obtención de resultados esperados.
En este curso se estudiarán los fundamentos y utilización de los diversos tipos
de marcadores moleculares poniéndose especial énfasis en la aplicación de los
mismos para la identificación de material vegetal, para la determinación del
sistema reproductivo en plantas, para garantizar el grado de pureza de semilla
certificada, para analizar la estructura de las poblaciones y el flujo génico entre
ellas, para marcar caracteres cualitativos y cuantitativos, para la construcción
de mapas de ligamiento, para la elección de parentales y el análisis de su
descendencia entre otros fines. Se discutirán las ventajas de esta metodología
para la obtención de diferentes variedades de hortícolas, herbáceas y leñosas
así como de setas cultivadas.
Objetivos:
•
Conocer la potencialidad de las técnicas derivadas de la aplicación de la
polimerasa en cadena en programas de identificación, selección y
mejora del material vegetal.
•
Conocer qué tipo de marcador molecular se ajusta mejor para el análisis
de material vegetal con diferentes sistemas reproductivos.
Desarrollar habilidades para diseñar experimentos en los que se utilicen
diferentes tipos de marcadores moleculares.
Adquirir destrezas para manejar el material biológico y de laboratorio
necesarios para la obtención de marcadores moleculares.
•
•
Actividades:
Las lecciones interactivas proporcionarán el conocimiento teórico requerido. En
las clases prácticas el alumno adquirirá destrezas y habilidades que utilizará
22
posteriormente para planificar, bajo la supervisión de su tutor una posible tesis
de master que podrá elegir entre al amplio abanico de propuestas
desarrolladas por su tutor.
Evaluación:
Se hará una evaluación individual sobre la base de un examen escrito que
incluya preguntas de desarrollo cortas y de tipo test (con tres respuestas
opcionales) sobre el contenido de las clases teóricas y prácticas.
Bibliografía:
Gorka Landeras, Mikel Alfonso, Nicholas M. Pasiecznik, Philip J.C.Harris and
Lucía Ramírez. 2005. Identification of Prosopis juliflora and Prosopis pallida
accessions using molecular markers. Biodiversity and Conservation (En
prensa)
Eneko Idareta, Luis M. Larraya, Antonio G. Pisabarro y Lucía Ramírez. 2004.
Evaluación de parámetros de producción y calidad en cultivo semi-industrial de
cepas de seta ostra (Pleurotus ostreatus) obtenidas mediante selección asistida
por marcadores moleculares. Actas de Horticultura. 41: 416-419.
Luis M. Larraya, Mikel Alfonso, Antonio G. Pisabarro, Lucía Ramírez. 2003.
Mapping of genomic regions (QTLs) controlling production and quality in
industrial cultures of the edible basidiomycete Pleurotus ostreatus. Appl.
Environ. Microbiol. 69 (6):3617-3625.
Philip J.C. Harris, Nicholas M. Pasiecznik, S.J. Smith, J.M. Billington, Lucía
Ramírez. 2003. Differentiation of Prosopis juliflora (Sw.) DC and P. pallida (Il. &
B. ex Willd.) H.B.K using foliar characters and ploidy. Forest Ecology and
Management 180: 153-164
Lucía Ramírez, Luis M. Larraya, Mikel Alfonso y Antonio G. Pisabarro. (2002).
Desarrollo de nuevos híbridos de la seta comestible Pleurotus ostreatus
mejorados para caracteres de producción y calidad. En Actas de Horticultura
(R. Lozano, T. Angosto, J. Capel y M. Jamilena, Eds.). Vol.34: 267-273
Luis M. Larraya, Eneko Idareta, Dani Arana, Enrique Ritter, Antonio G.
Pisabarro and Lucía Ramírez. 2002. Quantitative Trait Loci Controlling
Vegetative Growth Rate in the Edible Basidiomycete Pleurotus ostreatus. Appl.
Environ. Microbiol.68: 1109-1114
Luis M. Larraya, Gúmer Pérez, Iñaki Iribarren, Juan A. Blanco, Mikel Alfonso,
Antonio G. Pisabarro and Lucía Ramírez. 2001. Relationship Between
Monokaryotic Growth Rate and Mating Type in the Edible Basidiomycete
Pleurotus ostreatus. Appl. Environ. Microbiol.67: 3385-3390
L. Ramírez, V. Muez, M. Alfonso, L. Alfonso, and A.G. Pisabarro. 2001. Use of
Molecular Markers to Distinguish Commercial Strains of the Button Mushroom
Agaricus bisporus. FEMS Microbiol. Lett. 198: 45-48
23
Luis M. Larraya, Gúmer Pérez, Enrique Ritter, Antonio G. Pisabarro and Lucía
Ramírez. 2000. A Genetic Linkage Map of the Edible Basidiomycete Pleurotus
ostreatus. Appl. Environ. Microbiol. 66: 5290-5300
Lucía Ramírez, Luis M. Larraya, María M. Peñas, Gúmer Pérez, Arantza
Eizmendi, Irantzu Agós, Dani Arana, Joseba Aranguren, Iñaki Iribarren, Nerea
Olaberria, Edurne Palacios, Blanca E. Ugarte, and Antonio G. Pisabarro. 2000.
Molecular tools for the breeding of Pleurotus ostreatus. In Science and
cultivation of edible mushrooms (L.J.L.D. van Griensven, ed.). A.A. Balkema,
Rotterdam. pp157-163
Lucía Ramírez, Luis M. Larraya and Antonio G. Pisabarro. 2000. Molecular
tools for breeding basidiomycetes. International Microbiology.3: 147-152
L. Ramírez, A. de la Vega, N. Razkin, V. Luna, and P.H.C. Harris. 1999.
Analysis of the relationships between species of the genus Prosopis revealed
by the use of molecular markers. Agronomie 19: 31-43
Luis M. Larraya, Gumer Pérez, María M. Peñas, Johan J.P. Baars, Thomas
S.P. Mikosch, Antonio G. Pisabarro, and Lucía Ramírez. 1999. Molecular
karyotype of the white rot fungus Pleurotus ostreatus. Appl. Environ.
Microbiol.65: 3413-3417
Luis Larraya, María M. Peñas, Gumer Pérez, Cruz Santos, Enrique Ritter,
Antonio G. Pisabarro, and Lucía Ramírez. 1999. Identification of incompatibility
alleles and characterisation of molecular markers genetically linked to the A
incompatibility locus in the white rot fungus Pleurotus ostreatus. Curr. Genet.34:
486-493
Profesorado:
Prof. Dr. Lucía Ramírez.
Prof. Dra. Luis Larraya
24
MODULO MO-07
Microbiología Molecular
6 ECTS
Actividad
Clases teóricas
Seminarios tutorados
Tutorías
Examen
Trabajo personal
Total
Horas
40
20
6
4
80
150
Contenido:
Este curso presenta los aspectos moleculares de la investigación actual en
diferentes campos de la microbiología tratando con un interés especial en
hongos filamentosos y levaduras. Las áreas cubiertas incluyen el crecimiento y
desarrollo de hongos y levaduras en condiciones libres y en cultivos
controlados, el metabolismo central y secundario (producción de compuestos
de interés industrial y de micotoxinas), la genética, los mecanismos
moleculares de las adaptación y respuesta al medio (transducción de señal), el
papel de los microorganismos en la biodegradación y biorremediación, y las
relaciones evolutivas entre microorganismos.
Objetivos:
• Realizar una revisión amplia de los aspectos de microbiología moderna
relacionados con la producción y utilización industrial de microorganismos.
• Entender las bases de los mecanismos moleculares implicados en procesos
de microbiología industrial y ambiental
• Entender y describir los principales procesos genéticos y metabólicos de los
microorganismos empelados en procesos aplicados en agricultura e
industrial
• Describir cómo interaccionan los microorganismos con el medio y cómo se
puede manejar esa interacción de forma dirigida.
• Adquirir práctica experimental en el manejo de hongos y levaduras.
• Desarrollar habilidades de interpretación y comunicación de resultados
científicos así como la capacidad de trabajo en grupo para diseñar y
desarrollar proyectos de investigación.
Programa:
• Introducción a la Microbiología Molecular
• Crecimiento y desarrollo de bacterias y hongos
• Cultivo industrial de microorganismos
• Metabolismo primario
25
•
•
•
•
Metabolismo secundario
Genética microbiana
Interacciones entre microorganismos
Filogenia molecular
Actividades:
El curso comprende lecciones teóricas en las que se desarrollarán los temas
indicados en el programa. En las primeras sesiones del curso cada alumno
seleccionará un tema individual sobre el que deberá realizar un trabajo de 1500
palabras que presentará en un seminario al resto de la clase al final del
periodo. Las clases prácticas consistirán en la elaboración y desarrollo de un
experimento basado en el empleo de hongos filamentosos o levaduras en el
que se evaluarán aspectos genéticos y metabólicos del comportamiento de los
microorganismos. Los alumnos deberán realizar las prácticas y elaborar un
informe sobre ellas en la forma de un trabajo de investigación de 2000
palabras.
Evaluación:
La evaluación incluirá un examen de 2 horas (40%), la realización y
presentación de un trabajo de 1500 palabras (30%) y el desarrollo del trabajo
práctico durante el curso (30%).
Bibliografía:
• R. Dickinson, M. Schweizer. 2004. The Metabolism and Molecular
Physiology of Saccharomyces cerevisiae. CRC Press.
• H. D. Osiewacz. 2002. Molecular Biology of Fungal Development. Marcel
Dekker Inc. N.Y.
• R. P Oliver, M. Schweizer. 1999. Molecular Fungal Biology. Cambridge
University Press. UK.
• R.H. Davis 2003. The Microbial Models of Molecular Biology: From Genes to
Genomes. Oxford University Press. UK.
Profesorado:
Antonio G. Pisabarro, Catedrático de Microbiología
María M. Peñas, Profesora Ayudante Doctor de Microbiología.
26
MODULO MO-08
Microorganismos como biofactorias para producción de productos
biotecnológicos
6 ECTS
Actividad
Clases teóricas
Clases prácticas intensivas
Tutorias
Exámenes
Trabajo personal
Total
Horas
30
30
6
4
80
150
Contenido:
La utilización de microorganismos como factorías para la producción de
proteínas recombinantes es una de las aplicaciones biotecnológicas más
importantes de los microrganismos. Las aplicaciones de las proteínas
recombinantes son ilimitadas (obtención de energía, transformación de
alimentos, aplicaciones biomédicas, industria de detergentes, etc). Esta
tecnología implica el clonaje del gen de interés en un vector de expresión, su
introducción en un huésped adecuado y la purificación de la proteína
recombinante. En este curso se analizarán los distintos vectores y huéspedes
disponibles para la sobreproducción de proteínas recombinantes en bacterias y
levaduras, analizando sus ventajas/inconvenientes y los puntos críticos
(utilización de codones, estabilidad de RNA, modificación posttraduccional de la
proteína). Se estudiarán distintas estrategias para mejorar los niveles de
expresión y solubilizar las proteínas recombinantes insolubles. Estas lecciones
teóricas se combinarán con un ejercicio real en el que los alumnos organizados
en parejas sobreproducirán una proteína recombinante en el laboratorio.
Objetivos:
• Introducir los fundamentos teóricos de la metodología para la obtención
de una proteína pura mediante técnicas de ADN recombinante
• Conocer los elementos de un vector de expresión y analizar los vectores
de expresión disponibles
• Conocer los distintos huéspedes disponibles para la sobreexpresión de
proteínas
• Estudiar estrategias de purificación de proteínas en tres fases: Captura,
purificación intermedia y pulido. Introducir las técnicas cromatográficas
disponibles para la separación de biomoléculas: filtración en gel,
cromatografía de intercambio iónico, cromatografía de interacción
hidrofóbica, cromatografía en fase reversa y cromatografía de afinidad.
• Conocer y saber aplicar métodos simples de purificación tales como la
purificación en batch o la utilización de kits con columnas
preempaquetadas y métodos de purificación automáticos para el
incremento de la producción.
27
•
•
•
Estudiar estrategias para mejorar los rendimientos en la producción de
proteínas recombinantes
Estudiar estrategias para solucionar problemas de solubilidad de la
proteína recombinante o de falta de expresión
Adquirir la capacidad para diseñar la sobreproducción de una proteína
recombinante en microorganismos
Actividades:
Las lecciones magistrales se combinarán con un experimento en el cual los
alumnos organizados en parejas realizarán todos los pasos necesarios para a
partir de un gen aislado, sobreproducir una proteína recombinante de interés
biotecnológico.
Evaluación:
La evaluación consistirá en el diseño por parte del alumno de un experimento
de sobreproducción de una proteína recombinante de interés biotecnológico
que el mismo seleccione. El alumno deberá presentar públicamente su diseño
experimental, defender las razones que justifican la estrategia elegida e indicar
posibles aplicaciones biotecnológicas de dicha proteína.
Bibliografía:
Protein expression. A practical approach. S. Higgins. Oxford University press.
E. coli gene expression protocols. P. Vaillancourt. Humana Press
Profesorado:
Prof. Dr. Iñigo Lasa
Prof. Dra. Cristina Solano
28
MODULO MO-09
Plantas transgénicas y sus aplicaciones
6 ECTS
Actividad
Clases teóricas
Clases prácticas
Tutorías
Exámenes
Trabajo personal
Total
Horas
30
30
6
4
80
150
Créditos
Contenido
Parte teórica:
En este curso se estudiarán las aplicaciones de las plantas transgénicas en los
ámbitos agrícola, farmacéutico, industrial y de investigación básica. El curso
comienza describiendo qué es una planta transgénica y los principales métodos
para obtenerlas. En los temas siguientes se tratarán las últimas tecnologías
desarrolladas, la producción de proteínas de interés biofarmacéutico y las
posibilidades de manipular el metabolismo en la dirección deseada. Finalmente
se abordarán los posibles riesgos para la salud humana y medioambientales
así como su manejo y los aspectos legales a nivel nacional y europeo.
Parte práctica:
Se obtendrán plantas transgénicas de tabaco mediante infección con
Agrobacterium tumefaciens en un sistema de cultivo in vitro. Se transformarán
también plantas de Arabidopsis thaliana en un sistema in vivo que evita la fase
de cultivo in vitro. En ambos casos se utilizará el gen informador uida que
codifica para la β–glucuronidasa, que permite visualizar mediante una sencilla
técnica colorimétrica la expresión del transgén.
Objetivos:
• Conocer el concepto de planta transgénica y cuáles son sus
características básicas.
• Conocer en detalle los principales sistemas de transformación de
plantas.
• Conocer las ventajas de esta tecnología en la investigación básica.
• Conocer las aplicaciones de esta tecnología en los diferentes sectores
productivos
• Conocer los riesgos inherentes del empleo de esta tecnología y su
control.
• Conocer la legislación relativa a la comercialización de plantas
transgénicas y sus derivados.
• Transformar plantas utilizando dos sistemas distintos, in vivo e in vitro.
29
Evaluación:
Se utilizarán: examen escrito que incluya preguntas de desarrollo cortas y de
tipo test (con tres respuestas opcionales) sobre el contenido de las clases
teóricas y prácticas , exposiciones públicas de artículos científicos o trabajos de
revisión bibliográfica.
Bibliografía:
7. Potrykus Y. 1991. Gene transfer to plants. Ann. Review Plant Physiol.
Plant Mol. Biol.. 42, 205-225.
8. Hammond J. 1999. Overview: the many uses and applications of
transgenic plants. In: Plant Biotech. J Hammond et al (eds) SpringerVerlag pp 1-19.
9. Ma J, Drake P, Christou P. 2003. The production of recombinant
pharmaceutical proteins in plants. Nature Reviews 4, 794-805.
10. Christou P, Klee H. 2004. Handbook of Plant Biotechnology vol. 1 & 2.
Wiley.
Profesorado:
Prof. Dr. Angel M. Mingo Castel (Catedrático de Universidad)
Prof. Dr. Jon Veramendi Charola (Profesor Titular de Universidad)
30
MODULO MO-10
Expresión génica en eucariotas: principios y aplicaciones
6 ECTS
Actividad
Clases teóricas
Seminarios tutorados
Tutorías
Examen
Trabajo personal
Total
Horas
45
15
6
4
80
150
Contenido:
Este curso presenta una visión actualizada de los procesos básicos celulares
que cubren la replicación del DNA, el control de la expresión génica y la
metodología en el estudio de la expresión génica.
Objetivos:
• Conocer la organización del genoma eucariótico.
• Profundizar en los procesos de replicación y reparación del DNA.
• Estudiar los mecanismos moleculares que utilizan las células eucariotas
para controlar la expresión de su material genético.
• Analizar los distintos tipos de factores de transcripción.
• Profundizar en los mecanismos de regulación expresión génica en
genes constitutivos, inducibles y específicos de tejidos.
• Conocer las estrategias de biocontrol de insectos plagas utilizando
baculovirus.
• Conocer la metodología habitual en el estudio de la expresión génica.
• Conocer la metodología habitual en el estudio de las interacciones DNAproteína.
Actividades:
Las lecciones interactivas proporcionarán el conocimiento teórico requerido. Se
desarrollará un caso práctico en el que se estimulará al estudiante a
profundizar en la metodología en el estudio de la expresión génica, y formular,
en relación con ello, una potencial tesis de master junto con su tutor/supervisor
de tesis. Durante las prácticas el estudiante adquirirá destreza en las
tecnologías y métodos que se utilizan en la determinación de la expresión
génica y el cultivo celular.
Evaluación:
Se hará una evaluación individual sobre la base de un examen escrito que
incluya preguntas de desarrollo cortas y de tipo test (con tres respuestas
opcionales) sobre el contenido de las clase teóricas, prácticas y el caso
práctico.
Bibliografía:
31
Profesorado:
Prof. Dr. Ignacio Encío Martínez
Prof. Dra. Arantxa Arrazola Zabaleta
32
MODULO MO-11
Bases inmunológicas y biotecnológicas de las infecciones en especies
ganaderas
6 ECTS
Actividad
Clases teóricas
Clases prácticas intensivas
Tutorías
Exámenes
Trabajo personal
Total
Horas
30
30
6
4
80
150
Contenido:
Los Contenidos serán impartidos de forma teórico-práctica en una proporción
aproximada de mitad de Teoría y mitad de Prácticas, en las instalaciones del
IARN.
En este curso se revisarán los conceptos relacionados con la respuesta inmune
en sus vertientes celular y humoral, así como los desarrollos biotecnológicos
utilizados en la identificación de microorganismos y en vacunación, para su
aplicación al ámbito de los animales domésticos, fundamentalmente.
Modelos de estudio serán microorganismos de especial relevancia en especies
ganaderas y se hará hincapié en los aspectos de la respuesta inmune de base
celular y humoral y en las técnicas de inducción, detección y medida de la
misma. Desde el punto de vista del diagnóstico, el estudio se enfocará tanto a
la identificación del material genético del microorganismo, como a la respuesta
desencadenada por el hospedador.
La información suministrada en este curso ayuda a comprender los
mecanismos de patogenicidad implicados en las enfermedades infecciosas y
proporciona las bases para conocer la tecnología del diagnóstico e inmunidad
correspondiente a dichas enfermedades.
Objetivos:
Los conocimientos impartidos permitirán al alumno:
• Conocer los tipos de vacunas y ámbitos de aplicación.
• Aprender a diseñar inmunógenos, especialmente para vacunas ADN.
• Conocer la acción de los Inmunomoduladores.
• Conocer las bases celular y humoral de la respuesta inmune,
profundizando tanto en las pautas y vías de inmunización como en la
evaluación de respuestas humorales y celulares (citotoxicidad,
linfoproliferación y perfil de citoquinas).
• Asociar el tipo de respuesta inmune con la patogenicidad
• Determinar la carga viral para evaluar la eficacia vacunal y la evolución
de la enfermedad.
33
•
•
•
•
Conocer distintos parámetros para evaluar la eficacia vacunal y la
patogenicidad.
Aprender herramientas informáticas de utilidad en el ámbito de la
vacunación.
Conocer las técnicas de detección/diagnóstico ex vivo e in vitro de los
microorganismos.
Conocer las estrategias de control de las infecciones.
Actividades:
Las sesiones teóricas serán interactivas y proporcionarán el conocimiento
teórico requerido. Se desarrollarán sesiones prácticas en las que el estudiante
adquirirá destreza en las tecnologías y métodos que se utilizan para llevar a
cabo la detección del microorganismo infeccioso, así como a la evaluación
preliminar de estrategias vacunales. Para finalizar, se realizará una sesión
interactiva para el diseño y evaluación de una vacuna.
Evaluación:
Además del proceso de evaluación continua en el ámbito de las clases teóricas
y prácticas, se realizará una evaluación individual sobre la base de una prueba
que incluya preguntas de desarrollo corto y de tipo test (con tres respuestas
opcionales) sobre el contenido de las clase teóricas, prácticas y un caso
práctico.
Bibliografía:
Cavaillon, J-M. (2004) Scientific director of the Euroconference “Frontiers in
vaccine development”, Paris, Octubre 7-8, 2004. Edición de la Euroconferencia.
Sponsor Aventis Pasteur. http:/www.aventis.com.
Janeway, C.A., Travers, P., Walport, M., Shlomchik,
Immunobiology. 6th Edition. Garland, New York. 823 pp
M.J.
(2005).
Kaufmann, S.H.E. (2004) Novel vaccination strategies. Wiley-VCH Verlag
GmbH and C. KGaA, Weiheim, Alemania. 628 pp.
Pier, G.B., Lyczak, J.B., Wetzler, L.M. (2004) Immunology, infection and
immunity. ASM press, Washington, Estados Unidos. 717pp.
Profesorado:
Prof. Dra. Beatriz Amorena Zabalza
Prof. Dr. Damián de Andrés Cara
34