UTILIZACION DE EXTRACTOS CRUDOS DE HIPOFISIS DE Gallus

UTILIZACION DE EXTRACTOS CRUDOS DE HIPOFISIS DE Gallus domesticus, EN
INDUCCION AL DESOVE DE CIPRINIDOS Tinca tinca L., OPCION DE BANCO DE
HIPOFISIS, PARA EL PEQUEÑO PRODUCTOR RURAL.
Hilton Amaral Junior
Directora de tesis: Carmen Bauptista Parejo.
INDICE
1- OBJETIVOS
2- INTRODUCCION
2.1- GENERALIDADES SOBRE LA CARPA
2.2- GENERALIDADES SOBRE LA TENCA
2.3- FISIOLOGIA GENERAL DE LA CARPA Y DE LA TENCA
2.4- CALIDAD DEL AGUA PARA LA CREACION DE CIPRINIDOS
2.5- ESTANQUES O VIVEROS PARA LA CREACION DE CARPAS
2.6- ESTANQUES O VIVEROS PARA LA CREACION DE TENCAS
2.7- ALIMENTACION ARTIFICIAL PARA CIPRINIDOS
2.8- INTERACCION PARA CIPRINIDOS
2.9- REPRODUCCION DE CARPAS
2.10- REPRODUCCION DE TENCAS
2.11- REPRODUCCION DE AVES
2.12- REPRODUCCION
3- MATERIAL
4- METODO
5- RESULTADO
6- DISCUCCION DEL RESULTADO
7- CONCLUSIONES
8- BIBLIOGRAFIA
OBJETIVO Y INTRODUCCION
La piscicultura, como forma de explotación económica, esta dividida en varias
fases de desarrollo, en los distintos continentes. Mientras que en Europa, Japón,
China, EE.UU, Canadá y otros, está en una fase muy adelantada, donde las
preocupaciones están en como aumentar la producción y el mercado, en países
como los de Sudamérica, la preocupación básica, aún es en como producir. Tomando
por ejemplo a Brasil, país donde realizamos nuestro trabajo, las técnicas de
producción son muy antiguas, sin resultados que incentiven los productores rurales a
investir en piscicultura. Estamos perdiendo y perderemos por mucho tiempo, una gran
parte de la producción, por mala alimentación, por enfermedades, por falta de
metodología de producción y por problemas de manejo.
Con todo esto, existen productores rurales con buena voluntad y un buen
comercio para el pescado.
Brasil es uno de los mayores países en extensión costera del mundo, posee
una gran variedad de especies de peces marinos y un excelente mercado interno. O
que esta ocurriendo en Brasil es lo que esta pasando con todos los países del mundo
que es el inicio de la baja de producción por la extracción en gran cantidad y ningún
repoblamiento.
Las industrias pesqueras, que trabajan con manipulación del pescado, están
con un 40% de su capacidad de producción, ociosa.
Ya existen empresas que están trabajando con peces de agua dulce, lo que
esta haciendo rentable muchas explotaciones acuicolas, aumentando el interese por
la piscicultura entre estos productores rurales.
Uno de los peces, quizá el mas producido hoy en día y consumido en el
mercado interno, del sur de Brasil, es la carpa (Cyprinus carpio,L.) seguidos de la
Tilapia (Oreochromis niloticus),(Oreochromis hornorum),(Tilapia rendalli), la Trucha
(Salmo gairdnerii), el Black bass (Micropterus salmoides) y peces nativos como la
Traira (Hoplias malabaricus), el Lambari (Astianax sp.) y el Acará (Carasius auratus).
La carpa, el pez mas producido y consumido, esta con su técnica de producción,
mejor desarrollada y hoy se consigue, hasta 10.000 kg/Ha/año.
El gran problema que encuentra los productores,de carpa es con la oferta de
alevines. Las piscifactorias poseen una dificultad muy grande con la obtención de
productos gonadales para la inducción al desove. Hasta ahora, la que mejor
resultados tiene presentado, es la inducción por extracto crudo de hipofisis de la
propia carpa. Ocurre que la carpa es comercializada entera, solo eviscerada. La
obtención de la glándula pituitaria es muy difícil, ya que el mercado no acepta un pez
sin la cabeza o la misma dañada.
Las alternativas para inducción al desove de ciprinidos, que se conoce hoy en
día, traen siempre alguno inconveniente, tanto para técnicos, cultivadores, como de
resultados.
Es justamente esta dificultad, de obtener materiales capases de inducir al
desove los ciprinidos, que ha influido muchos técnicos, a encontrar alternativas para
llegar a la inducción.
El objetivo de esto trabajo, es el de intentar facilitar el trabajo del técnico e del
productor rural de peces, en encontrar mas disponible el material de inducción al
desove de ciprinidos, bien como eficaz y de bajo coste.
Utilizamos para realizar el trabajo, glándulas pituitarias de (Gallus domesticus), fácil
de encontrar y siempre disponible en gran cantidad.
Tenemos que pensar que hoy, el productor rural, aún depende casi que
totalmente del abastecimiento de alevines provenientes de piscifactorias Federales,
Estatales o Municipales, como también de algunas privadas.
Facilitar en la práctica la labor del productor rural, es una necesidad, ya que la
mayoría de estos, son propietarios de pequeñas parcelas y que tienen que extraer
todo que pueda ofrecer esta parcela.
Es primordial, un trabajo de ampliación de la producción de alevines, también
abrir el mercado de inductores hormonales que sean baratos, principalmente fáciles
de obtener y de efectos comprobados.
Es objetivo de este trabajo, facilitar la adquisición de este material inductor,
bien como aumentar aún mas la interacción entre especies, ya que muchos
productores rurales de esta región de Brasil, trabajan con avicultura, pudiendo
aprovechar así, mucho material sin valor comercial.
Es importante también la utilización de las glándulas pituitarias de gallina como
inductor a la puesta de ciprinidos, por su total compactibilidad y por su potencialidad.
LA CARPA (Cyprinus carpio,L.)
Phylun: Vertebrata
Subphylun: Gnastostomata
Clase: Piscis
Subclase: Teleostomi
Orden: Cyprinoidea
Familia: Ciprinidae
Subfamilia: Cyprininae
(Nikolskii, 1961)
GENERALIDADES SOBRE LA CARPA Y SU CREACIÓN
La familia de los Ciprinidos, posee un gran número de géneros y especies.
Todos están entre los peces que carecen de dientes en la cavidad bucal, entretanto
presentan dientes faringeos bien desarrollados.
La carpa común (Cyprinus carpio,L.), pertenece a la familia Cyprinidae y es
originaria de la Europa Oriental, respectivamente del mar Caspio y del mar Negro.
Vive en ríos, lagos, estanques y en períodos de freza, requiere las aguas calmas.
En algunos países donde es un pez exótico, la carpa acaba siendo un
problema y entonces es combatida incluso con presupuestos para atacar este
problema.
Características Generales de la Carpa
La carpa común y la carpa espejo (Cyprinus carpio specularis), son peces
omnívoros, que gustan de vivir en el fondo, donde suelen remover toda especie de
materiales que les pueda servir de alimento. De todos los ciprinidos, son los que
mejor aceptan lo alimentos balanceados.
La carpa común, tiene el cuerpo recubierto de escamas, ya la carpa espejo
posee el cuerpo con muy pocas escamas, pero de tamaño grande y en las laterales
del cuerpo, siendo el restante solo piel.
La carpa acepta muy bien alimentos tales como: hojas, harinas, maíz, frutos,
zooplancton, fitoplancton, larvas de insectos, otros peces menores, detritos en
general, etc.
Llega a alcanzar de 70-80 cm de longitud y un peso de 15 kg o mas. Sin
embargo, los ejemplares comerciables, siempre presentan una media de 40 cm de
longitud y pesan hasta 1,5 kg.
La carpa se adapta a muchas variedades de climas y se desarrolla bien en
ambientes lénticos y lóticos. Son peces muy condicionados a las temperaturas,
incidiendo directamente en la tasa metabólica. En temperaturas por debajo de los
8°C, dejan de alimentarse.
En regiones frías, desovan una única vez al año, generalmente en la primavera
y en regiones calientes, puede hacer un segundo desove, en finales del verano.
Es un pez que tolera muy bien el frío Europeo, como el calor del sudeste de
Asia o del Africano. Tolera aguas polutas y bajas en cantidad de oxigeno disuelto. Su
mejor desarrollo esta en aguas donde el pH esta entre los 6,5-8,5.
Prácticamente donde otro pez no podría sobrevivir, la carpa lo hace, engorda y se
reproduce.
Por estas razones, constituye un problema para algunos países, como por
ejemplo EE.UU., donde se ambientó tan bien que invadió ríos y lagos, acabó con las
condiciones naturales de los peces nativos, infestando tanto algunas provincias, que
hoy, hay presupuestos para destruir a esta especie.
Ciclo de vida.
Es común las hembras de (Cyprinus carpio), maduraren entre los 6 meses y 1
año de vida, dependiendo de la temperatura, siendo que los machos, con seis meses
ya están maduros sexualmente.
La reproducción natural se realiza en finales de la primavera, cuando sube la
temperatura de las aguas. Se efectúa en aguas lénticas y con abundancia en
vegetación.
Los huevos son adherentes y fijanse en estas vegetaciones inmediatamente
después de la fecundación.
Una hembra de (Cyprinus carpio) posee en media 100.000 óvulos por kg de
peso. El desarrollo del embrión, tiene una duración de 44 a 46 horas a 23 °C.
La reabsorción del saco vitelino, por el alevine, tarda hasta 3 dias. Después de
la reabsorción, el alevine empieza la ingestión de alimentos externos, que es
básicamente zooplancton hasta alcanzar una longitud de 3,5 cm, talla que adquiere
definitivamente hábitos alimentarios omnívoro.
Morfología
Presentan dimorfismo sexual en ocasiones evidentes. Poseen ojos pequeños,
con diámetros que varían del 17,7 al 23,3 de la longitud de la cabeza. Su nariz es
larga, la boca moderada, sin dientes en la mandíbula, siendo la superior ligeramente
mayor.
La cabeza es de forma triangular. Presenta 2 pares de barbillas muy visibles
arriba de la boca.
Posse aleta dorsal, aleta anal y aletas pélvicas. La aleta caudal es bifurcada.
Los dientes faríngeos, son de tipo molar, en tres hileras y en número de 21 a 27
branquiespinas.
Las escamas son cicloidea, grandes e gruesas.
En la carpa espejo (Cyprinus carpio specularis), estas escamas son muy
grandes y difusas. Las vertebras varian de 35 a 36 y son do tipo amphycílicas.
(SCOTT y CROSSMAN. (1973); PEILEGER.(1975)
La coloración de la carpa es muy variable, los adultos generalmente poseen el
dorso verde oliva o gris y el vientre amarilleado o blanquesino. La carpa espejo, posee
zonas del cuerpo dorada. Viven en zonas profundas y son bentófagas.
LA TENCA (Tinca tinca,L.)
Phylun: Vertebrata
Super Orden: Teleostei
Orden: Cypriniformes
Familia: Cyprinidae
Género: Tinca
Especie: tinca
Posee un color verde-olivaceo amarilleado, con tonalidad mas clara en la zona
ventral. Las escamas son pequeñas y cubren todo el cuerpo, contabilizando en la
línea lateral de 95-110 unidades.
No posee dientes en la boca y los dientes faringeos son del tipo molariforme.
Posee 4 arcos branquiales con 12-13 branquiespinas.
La laringe y esófago son cortos y disponen de una válvula pseudo pilórica, que
permite a estos peces ingerir alimento, hasta que el intestino quede totalmente lleno.
Las aletas son de forma redondeada y sirven las ventrales para diferenciar
machos y hembras, ya que hay una notable diferenciación, respecto al grosor de los
radios, en los machos mucho mas grueso que en las hembras.
(SPILLMAN.(1973), señala que durante el período de freza, aparece en los machos
un carácter sexual secundario, temporal que consiste en sendos abultamientos
laterales y simétricos de la pared muscular, situados un poco traseros y encima del
punto de inserción de las aletas ventrales.
La tenca, es un pez de aguas templadas.Es un pez sedentario, lucífugo,
zoofago, aunque con capacidad omnívora. En su dieta se pueden presentar:
moluscos, gusanos, insectos, granos, frutos y vegetación en general.
El rango de temperatura óptima para su desarrollo y crecimiento es de 17-26
°C, y como todos los animales poikilotermos, su actividad metabólica queda
relacionada a la temperatura del agua. Su mejor desarrollo esta entre el inicio de la
primavera y finales del otoño.
Es una especie euriterma, de aguas dulces de curso lento. Tiene hábitos
sedentarios y sufre muchas acciones de depredadores en charcos de cultivo
extensivo.
(Huet, 1983) dice que el crecimiento de la tenca es lento y que llega a medir en el
primer año de vida de 10-12 cm y peso entre las 5-10 gr. Ya en el segundo año, llega
a la talla de 12-20 cm y peso entre 30-80 gr. En el tercer año, alcanza los 22-30 cm y
peso entre 200 y 350 gr.
De manera natural, la tenca hace la freza en los meses de mayo/junio y julio.
La eclosión transcurre después de un período de 6-7 días de desarrollo del embrión.
Los huevos de tenca en frezas naturales, se quedan expuestos a un gran número de
depredadores, ya que las charcas en esta época del año, están con los niveles por
abajo de los normales.
El interés por el cultivo de tenca ha aumentado en estos últimos años en varios
países. Se utiliza en algunos de estos países el policultivo, utilizando muy a menudo
la carpa.
Se utiliza también en monocultivo, en charcas, pequeños regadíos, estanques
etc. Se utiliza el cultivo extensivo, donde se encuentran peces de varias edades e que
se alimentan del alimento presente naturalmente en el agua.Se puede también hacer
su cultivo intensivo, en jaulas con alimentación artificial.
El aparato digestivo es igual en todos los otros ciprinidos. Su boca posee labios
gruesos, barbillones de pequeño tamaño, no tiene dientes y los dientes faringeos, en
número de 4-5, son del tipo molariforme. Al fondo de la cavidad bucal, están las
hendiduras branquiales, con los arcos branquiales, que son en número de 4 en cada
una. Posee una media de 12-13 branquiespinas. La laringe y esófago son cortos y
comunican la boca con el estómago. Las aletas son redondeadas y sirven para hacer
la diferenciación entre otros ciprinidos. Tanto en temperaturas bajas (↓ 10°C) como en
temperaturas altas (↑ 30°C) la tenca reduce su actividad metabólica y disminuye su
crecimiento.
Las aguas ácidas, son las mas apropiadas para la freza. pero sin embargo,
después de la eclosión de los huevos, conviene basificarla (PÉREZ REGADERA Y
PÉREZ,J.J.).
En una temperatura del agua entre los 23-24°C la incubación en la tenca dura
3 días (LUKOWICZ,et al.(1986). Los alevines de tenca son muy sensibles a cambios
de temperatura.
La primera fase, que dura alrededor de 70° día, la larva permanece fija. Tras
la reabsorción de la vesícula vitelina, suben a la superficie para captar una burbuja de
aire para la vejiga natatoria, comenzando a procurar alimentación zooplantónica. Los
alevines de tenca son muy sensibles a bajas concentraciones de oxígeno, como
también a algunas concentraciones de nitritos y amonia.
(KOKUREWICZ.(1970), realizó una experiencia para calcular los rangos en las que se
puede desarrollar la incubación de embriones de tenca. Admite como óptimo los
24°C, aunque los límites van de los 15 a los 30°C. En los extremos, hay mortalidades
mayores del 60%, desarrollo no uniformes y numerosas anomalidades.
Mismo considerada como una especie muy resistente a las condiciones del
medio, la tenca pierde ante la competencia con otras especies. Es una presa muy
fácil para depredadores y sus huevos son comidos por muchas especies en el medio
natural.
Su gametogenisis se alarga por todo el año y culmina con la puesta cuando
encuentra condiciones favorables externamente para el desarrollo de los alevines.
Un calentamiento rápido del agua, de 3-6°C, haz con que provoque un inicio precoz
de la gametogenisis, adelantando la freza alrededor de un mes con aumento global
de la fertilidad. BRETON, et al.(1980) y MORAWSKA,(1984).
Para HOROSZEWICZ.(1983), es muy importante el patrón seguido por los
cambios térmicos, dependiendo la duración del período de prefreza, más de dicho
patrón, que de nivel de temperatura alcanzado.
Otro patrón importante para la tenca, es el fotoperiodo, que ha de ser creciente
para no inhibir la gametogenisis tanto en machos como en hembras.
La tenca necesita de un período que va del final de la freza hasta la primavera
siguiente, en la cual el ovario permanece inactivo. GUPTA,(1975). La temperatura no
afecta la previtelogenisis, pero si cuando la temperatura llega a los 10-11°C, cuando
empieza la prefreza y prolongase hasta la freza.
BRETON, et al.(1980), señala que con un desarrollo mas lento del ovario,
aumentamos la fertilidad de la tenca. La suma de grados día, para la freza en tencas
varia en un rango que va de los 600 a 1.077 ± 24 grados día.
La tenca posee ovocitos en distintos estados de desarrollo, haciendo conexión
con el asincrónico y continuo tipo de vitelogenisis y que corresponden con 2 o 4
deposiciones en una estación. En este período, los niveles de GTH son máximos y
flutuan en la sangre a lo largo de todo el período, produciendo la hipófisis, continuas
descargas.
Al acabar la estación de freza, los ovocitos con una avanzada vacuolización o
con el proceso de vitelogenisis comenzado, son reabsorvidos. Durante el período de
puesta, y teniendo en cuenta el asincrónico crecimiento de los ovocitos, también se va
realizando el proceso de maduración, con nuevas generaciones de ovocitos tras el
comienzo de la freza MORAWSKA,(1981).
La tenca se entierra en el lodo y incrementa la productividad del estanque.
TORRECILLAS y col.(1987), estudiaran la composición química de la carne de la
tenca en animales de 7 y 22 gramos de peso, obtenido con pienso de alto valor
energético, observaran que el porcentaje de grasa aumentaba con la alimentación. os
resultados dan los siguientes valores en cuanto a la composición química de la tenca:
La humedad oscila entre 72 y 77%, la composición porcentual en peso seco para la
grasa oscila entre 25 y 27%, para la proteína esta entre el 62 y 70% y para los
minerales totales entre 10 y 13%.
El peso y la edad, afectan a la composición química de tal modo que conforme
aumentan el peso y la edad, aumentan los porcentajes de grasa en la carne y
disminuyen los de agua y proteína. BURGESS,(1965);PAPOUTSAGLOU y
PAPOPAROSKEVA-PAPOUTSAGLOU,(1978). En cualquier caso, no se han
detectado efectos patológicos por los acumulos relativamente altos de grasa corporal
(LEE y WALES,(1973) y HEINTZ y col.(1978).
La mejor temperatura de crecimiento para la tenca esta alrededor de 28°C
(BACHASSON.(1988);BACKEL.(1986), afirma que los juveniles de tenca, pertenecen
al grupo de peces que se adaptan a un amplio rango de temperatura.
Pesar de todo, temperaturas constantes de 24°C y de 24°C seguidos de temperaturas
de 30°C se mostraran como la mas favorecida.
Según CARRILLO, M.(1987), especies estresadas, con parásitos o enfermas,
difícilmente maduran. GIORDANI,G. y MELOTTI,P.(1984), el peor defecto que
presenta una tenca es su poco crecimiento y su precoz maturidad sexual. La tenca
tiene a su favor, su excelente condición a sobrevivir en ambientes desfavorables
como: acidez elevado, escaso oxígeno, cierto grado de salinidad y que como pez
acostumbrado a vivir inmerso en el fango, no adquiere sabor a este en su carne.
JACQUOT.(1961), afirma que las variaciones en la composición química se deben al
ciclo sexual, influjo ambiental, edad, sexo,etc.
Aunque no desprecien los vegetales, su alimentación es principalmente
zoofaga, comiendo toda suerte de animallillos acuáticos o de insectos aéreos que
caigan al agua. No es tampoco raro que ingieran fango para aprovechar la materia
orgánica en él contenida. Durante el invierno, costumbran quedarse en el fango de las
charcas y lo mismo lo hacen en el verano, cuando se quedan estas charcas casi
secas y el agua calienta excesivamente.
En su musculatura se diferencian tres tipos de tejidos; el tejido muscular
estriado, el no estriado o liso y el cardíaco.
Comercialmente, el tejido mas importante es el muscular estriado, que tiene su
procedencia en los somitos del tejido mesodermico embrionario.
El músculo blanco, como en toda la mayoría de los peces, tiene poco aporte
sanguíneo, distribuyéndose en dos masas musculares a cada lado del pez. Esta
musculatura solo actúa en movimientos bruscos hechos por el pez, trabajando en
anaerobiosis. Es común en casos de exceso de esfuerzo o un gran stress, la muerte
del pez por acidosis.
En períodos de gran ayuno, es este músculo que será movilizado antes de
otros tejidos y se producirán mayores perdidas a medida que sea mayor el periodo de
ayuno (LOUGHANA y GOLDSPINK,(1984).
El músculo rojo, que esta debajo de la línea lateral, en forma de hueso es muy
rico en mioglobina y vasos sanguíneos, trabajo en aerobiosis y es el responsable por
la mayor parte de la actividad natatoria de los peces.
El aprovechamiento de la parte comestible de la tenca, esta por un 52,8%.
Según IGNACIO DE LA ROSA y RAFAEL GINÉS.(1991), los criterios que se
proponen para la valoración de la calidad comercial de la tenca, pueden resumirse en
lo siguiente:
- Peso del producto (entero o eviscerado)
- Conformación - morfología
- Rendimiento canal (producto entero)
- Composición regional tisular y química
- Calidad de la carne
.dureza
.pH
.color
.capacidad de retención de agua
.flaveur
.bouquet.
Según PÉREZ REGADERA y PÉREZ,J.J. los estanques para tencas deben
tener vegetaciones del tipo Zannichellia, myriophyllum, chara, etc.
Hoy en piscifactorias que trabajan con reproducción de tencas, se intenta seleccionar
ejemplares que sean tranquilos, menos lucífugos, de puestas tempranas y de mayor
tamaño.
En una reproducción natural la tenca pondrá unos 200.000 ovulos/kg de peso,
que deposita en plantas sumergidas, Los ovulos de tencas son envueltos en
mucoproteinas menos denso y pegajosa que las de carpa, siendo menos estables en
la vegetación PÉREZ REGADERA y PÉREZ,J.J.
La temperatura óptima para incumbación es de 25°C y para la eclosión son
necesarios unos 100° día.
Los alevines nacen con longitud de unos 4 mm, son transparentes y muy
sensibles a la luz.
Según BILLARD,R. et al.(1986), la inducción a ovulación es forma común con
utilización de hipofosación, a través de la estimulación directa de las gónadas por
extractos crudos de glándulas hipofisiarias de carpas. La utilización de hormonas
hipotalámicas sintéticas y hormona luteinizante, también son buenas promesas. En
China, la LHRHa es utilizada muy a menudo para diferentes especies de carpas y
tencas.
FISIOLOGÍA GENERAL DE LA CARPA Y DE LA TENCA
Digestión
La carpa y la tenca comen casi todo lo que encuentra. Muchas veces el pez
joven y el pez adulto pueden comer alimentos diferentes. La carpa y la tenca tienen
un intestino muy largo y un estómago bien definido. El aparato digestivo esta formado
por:
-boca
-esófago
-región de la cardia
-estómago
-región del piloro
-cecos
-intestino
-tejido adiposo
-bazo
-hepato-páncreas
-vesícula biliar
-recto
-apertura anal
-conducto pneumático.
Poseen dientes faríngeos que pueden fragmentar los alimentos en pequeños
trozos.
Los órganos gustativos se encuentran en la cara externa de los labios, en la cabeza,
en las barbillas, en las aletas, en las branquias, arcos branquiales y boca.
Locomoción
La aleta caudal es la mas importante para estas especies, en la locomoción,
siendo la que regula la velocidad de la natación. Las demás aletas tienen menor
importancia en esto proceso.
Respiración
Los 4 pares de branquias pectinadas, colocadas a ambos lados de la faringe y
sostenida por los arcos branquiales son los responsables por la respiración. El
proceso consiste en una corriente de agua que entra por la boca, pasa por la faringe,
hendiduras branquiales y sale por la hendidura del opérculo. El epitélio de las
branquias es muy delgado, o que permite los intercambios de gas. Otras funciones de
las branquias son regular los intercambios de sal y agua y tienen importante papel en
la excreción de productos residuales nitrogenados.
Circulación
El aparato circulatorio esta integrado por el corazón, arterias, venas y capilares.
El corazón tiene una aurícula y un ventrículo y por el solo circula sangre venosa. De
las branquias la sangre ya sale oxigenada, pasa a la aorta dorsal, se ramifica y
reparte la sangre a todos los tejidos.
Excreción
La piel del pez adulto es impermeable. pero puede producir intercambios
iónicos y del agua a nivel de branquias. En menor medida este intercambio ocurre
también en la pared del intestino y riñón. El control de los líquidos orgánicos se realiza
en tres órganos: Riñón, Branquias y Tubo Digestivo.
Osmoregulación
Para estas especies el sistema esta formado por células agrupadas alrededor
de la base de los filamentos de las agallas. Transporta activamente iones de
sodio(Na+) y cloro(Cl-). El riñón en los ciprinidos tiene papel importante en la
osmoregulación. En los túbulos renales es donde se forma la orina, donde ocurre
también una gran reabsorción de sales.
Línea Lateral
Es un órgano distinto. Su origen y sus componentes nerviosos son comunes
con el laberinto.
Su componente principal son un par de canales lineales laterales. Las
perturbaciones ondulatórias exteriores son registradas por mecanoreceptores
localizados a lo largo de los canales.
Oídos
El laberinto es un órgano sensorial complejo y interviene en el equilibrio. Es
formado por dos partes conectadas entre si, los canales semicirculares y los órganos
con otolitos.
Ojos
La esclerótica es formada por fibras mas externas.
La cornea tiene un índice de refracción semejante al del agua. El cristalino es
siempre esférico. El iris esta virtualmente fijo.
Sistema Endócrino
La glándula pituitaria esta formada por dos componentes distintos: la
neurohipofisis y la adenohipofisis. Las hormonas pituitarias se dividen en dos grupos.
El primero regula actividades de otras glándulas endócrinas (tireoide, gónada,
suprarenales). El otro tiene función sobre procesos fisiológicos como: actividad de
melanóforos dérmicos y osmoregulación. Este sistema también esta formado por
tireoide, glándulas adrenales, glándulas ultimo branquiales, cuerpo de Stannius y
gónadas.
CALIDAD DEL AGUA PARA LA CREACION DE CIPRINIDOS
En piscicultura tenemos primordialmente que tener en consideración, tres
elementos básicos: el agua, el suelo y el pez.
Hay que tener el agua, ciertas calidades naturales compatibles con la vida de
los peces y sus necesidades.
El mecanismo mas importante de equilibrio interno en la regulación de la
compensación de las aguas dulces, es el que concierne al sistema carbónicocarbonatos. Es fundamental ya que nos va a dar la idea de la concentración de
carbono inorgánico que esta a disposición de los productos primarios, así como,
debido a la íntima relación que con estos iones tienen, los metales alcalinos-térreos
que tenemos en solución en el agua MARGALE,(1983).
- pH:
Determina hacia donde se nos desplaza la constante de equilibrio, para que
haya mayor o menor presencia de determinados iones y debido que en la mayor parte
de los casos de aguas dulces, esta comprendido entre los 6,5 y 8,5. El ión
bicarbonato (HCO3-). Los limites extremos, tanto para la vida vegetal como para la
animal debe estar entre 5,0 y 9,0.
- Oxígeno disuelto:
Nunca debe ser inferior a los 5,0 ppm en aguas de buena calidad. Como los
ciprinidos poseen una gran capacidad de adaptación a las malas condiciones de
sobrevivencia, este puede bajar a niveles de 2,0 ppm que la carpa y mas aún la tenca
conseguirán sobrevivir.
- Gas Carbónico (CO2):
Debe estar en niveles entre los 5,0 hasta los 10,0 ppm.
- Reserva alcalina:
La alcalinidad total de un agua, depende de los sales solubles y de metales
alcalinos y alcalinos-térreos. Cuando esta reserva es suficiente, la estabilidad química
del medio esta asegurada y se favorece la vida acuática WURTZ-ARLET,(1980).
- Oxidación-Reducción
Su potencial es mayor, cuanto mayor es la productividad y la velocidad de
sedimentación. Como resultado de la fotosíntese que ocurre en las capas mas
iluminadas del agua, ocurre una producción de oxígeno gaseoso que se disuelve en
el medio. Tenemos elementos que pasan de un estado oxidado a otro mas reducido.
El potencial debe tener valores medios entre +10 hasta +120 milivoltios (MV).
- Condutibilidad elétrica del agua:
Esta debe tener valores medios entre 120 y 500 microSiemens (microS).
ESTANQUES O VIVEROS PARA CREACION DE CARPAS
- Creación en un solo vivero
Esta técnica es primitiva. En un solo vivero de encuentran animales de todas
las edades. Viveros así suelen ser grandes (mas de 1,0 ha). Son utilizados para
pesca deportiva o consumo familiar la producción esta en torno de 200 kg/ha.
Características:
* baja productividad
* Posibilitar la utilización de estanques y agua existentes
* Consumo familiar.
Estos viveros son muy utilizados por productores que tienen en el ganado su
principal explotación y utilizan el agua, para darla al ganado.
- Creación en un estanque y un vivero
También es una técnica no industrial. Hay un estanque para desove y alevines y un
vivero para engorda. En este caso, son producidos los peces para pequeños pueblos
o mercado local. La creación suele ser de dos formas.
* Por alevines: se ponen los alevines y se separan los reproductores después de que
son adultos.
* Por peces reproductores: que son colocados en los estanques de desove y alevines.
Hay que observar lo siguiente:
Las carpas para reproducción deben ser colocadas en los estanques de
desove y alevinaje en finales del invierno.
La superficie de estos estanques deben de ser protegidos en los sitios mas
profundos, por vegetación flotante. Deberá cubrir hasta 1/3 del área.
Después del desove, los reproductores deben ser sacados para el vivero o
consumirlos.
Los alevines se quedan en el estanque hasta medir 10 cm.
Los peces se quedan en el estanque hasta pesar 700 gr.
Hay que proveer de alimentos artificiales
Creación para fines industriales
En esta creación son utilizados estanques y viveros en serie.
1- estanque de desove o encubaderas
2- viveros para alevines
3- viveros de crecimiento y engorda.
Se colocan los reproductores de carpas en el estanque de desove. Después
del desove, se separan los materiales para este desove (kakabans, vegetación tipo
rafia, etc.), con los huevos para los viveros de alevines. Después de la eclosión que
ocurre en el estanque de alevines, estos se quedarán hasta tener 5 cm, quando se
hace la primera selección.
Los alevines son transferidos para los viveros de engorda.
Los viveros de engorda pueden ser uno o varios. En esta creación, los viveros
deben tener un mínimo de 2.000 m2 y un máximo de 10.000 m2. La productividad es
muy grande, hasta 1 kg/m2/año.
Característica de cada estanque
A- Estanque de desove:
No debe ser grande, estar entre 25 y 100 m2
La profundidad debe estar en 1,5 m en el máximo.
El fondo debe ser sin agujero y regular.
Tener un refugio, con 30 cm de profundidad, 2,00 m de anchura y 2,00 de
longitud con revestimento de ladrillo. Sirve de refugio a los peces cuando se vaciar el
estanque.
El estanque de desove debe tener material para el desove (kakabans,
vegetación artificial, etc.).
-Método Israelita:
Utiliza ramos de ciprés amarrados y inmersos en el estanque para fijación de los
huevos.
-Método Indonesio:
Utiliza KAKABANS en estanques sin vegetación.
B- Vivero de primer alevinagen:
El tamaño debe estar entre 100 y 200 m2. La profundidad esta cerca de 1.00
m. Es necesario un refugio para cuando se vaciar el vivero.
C- Vivero de segunda alevinagen:
Después de 45 días de vida, debemos llevar los alevines mayores para otro
vivero, donde se quedarán hasta los 10 cm.
* tamaño de vivero: 500 m2
* cantidad de alevines: 5.000
* se hace la recogida con red delicada.
D- Vivero de engorda:
En esto vivero, se van a colocar todos los animales después de 10 cm de
largo. Es necesario un área y una profundidad mayores que las anteriores.
* área mínima: 1.000 m2
* área máxima: 20.000 m2
* profundidad media: 1,5 m.
Se utiliza un máximo de un pez por m2.En la práctica hay una producción o
productividad de 10.000 kg/año, con alimentación suplementaria.
Creación de alevines de carpas
Preparación del vivero para alevines de carpa:
- Agua:
La cantidad del agua en el vivero, debe quedarse entre 60 y 80 cm, de acuerdo
con la temperatura exterior.
Es recomendable, poner agua en viveros previamente secos y el agua debe
ser filtrado.
- Abonación:
Para alevines de carpa, la abonación es fundamental, pues proporciona las
condiciones naturales para el desarrollo de poblaciones de zooplancton. Sin
abonación orgánica, no se puede pensar en creación intensiva de alevines de carpa.
La calidad del agua, del abono y del tipo de suelo del fondo del vivero, determinan la
cantidad de abono a ser utilizado y el tiempo de abonación.
Los abonos de aves son los mejores, sigue los de cerdo y los de ganado. Con
el abono de origen animal, se desarrollan rápidamente seres vivos zooplanctonicos.
En la creación de alevines de carpa, durante la primera semana, es necesario
zooplancton unicelular (ciliatos y rotíferos). Se hace una selección de plancton con
insecticidas organo-fosforados. Paralelamente se introduce de forma artificial el
segundo grupo de zooplancton (daphnias). Esto ocurre en la segunda semana. Para
la tercera semana, se introduce el tercer grupo de zooplancton. Este grupo de
zooplancton son mayores y mejores (ciclopoides y cladoceros).
- Almacenamiento de post-larvas:
* viveros de 1.000 m2, se colocan hasta 300 larvas de carpa/m2
* viveros de 5.000 m2, se coloca hasta 200 larvas de carpa/m2
* viveros de área superior a los 5.000 m2, se coloca hasta 100 larvas de carpa/m2.
ESTANQUES O VIVEROS PARA CREACION DE TENCAS
Los estanques o viveros para producción de tencas, difieren en algunas cosas
de los de creación de carpas.
En el Centro Nacional de Acuicultura Piscififactoria Las Vegas del Guadiana,
que trabaja con producción de alevines de tencas, los estanques donde se mantienen
los reproductores durante todo el invierno es de 2.000 m2 y la profundidad media es
solo de 60 cm.
Alternando losas de hormigón y tierra en la que se ha sido plantada hierbas
sumergidas, que como en todas las que se dedica a esta especie, se la ponen en
cepellones, puesto que la tenca tiene una especial predilección por refugiarse entre la
vegetación mientras mas espesa mejor.
Se hace el vaciado del estanque para la clasificación de los reproductores que
son separados por sexos.
A partir del mes de abril ya se prepara los estanques que van a servir de
frezaderos, que poseen unos 400 m2, con vegetación sumergida de los géneros
Potamogetón, zannichellia, myriophyllum, charo, etc.
Esta plantación debe ser hecha con tiempo, para que cuando llegar la época de freza,
esta tenga cubierto un 50% del estanque.
Ya a finales del verano, principio del otoño, se retira conjuntamente los
reproductores y los tenquinos, que pasarán a los estanques de engorda PÉREZ
REGADERA y PÉREZ,J,J.
Los estanques o viveros para creación de tencas a nivel de productores
rurales, pueden tener también las mismas características citadas anteriormente o
sencillamente aprovechar charcas, abrevaderos, etc.
Lo que tenemos en cuenta es que se puede hacer la producción en cualquier
sitio que sea propio para la creación de peces, siempre que haya cantidad de agua,
calidad del agua y disponibilidad de oxígeno.
La cantidad de plantas acuáticas existentes en el agua es muy importante bien
como su calidad. Es deseable que el local de creación no tenga plantas acuáticas
emergentes tales como el carrizo, espadaño y otras que son invasoras y muy difíciles
de eliminar, que perjudicarían grandemente a la masa acuática que queríamos
mejorar. PÉREZ REGADRERA y PÉREZ,J,J.
Concluimos que, a no ser por la presencia de plantas acuáticas, no hay nada
que impida la utilización de estanques con características iguales a lo de los
estanques para creación de carpas, para la creación de tencas.
INTERACCION PARA CIPRINIDOS
En caso de monocultivo para ciprinidos, aproximadamente 3-5% del estiércol
aplicado, son transformados por los peces en carne.
En viveros con peces que se alimentan de plancton, pueden obtenerse índices de
conversión aún mas altos. WOYNAROVICH,E.
La interacción es el cultivo de distintas especies acuáticas en mono o
policultivo que aprovechan los restos o residuos de otros animales ( cerdo, aves, etc.),
viviendo alrededor de un mismo microsistema ecológico. Hay muchos tipos de
interacción con ciprinidos, siendo los principales con:
cerdo, gallina, pato, ganso, marreco, ganado, conejo, oveja y en caso de vegetales, el
arroz.
Ventajas de la interacción:
- aprovechamiento racional de una misma area de cultivo
- disminución de costes operacionales
- utilización racional de residuos
- disminución de la polución ecológica
- favorece el mono y el policultivo
- producción de proteínas a bajo coste
- facilitar el manejo de la alimentación de los peces
- el agua de los viveros puede servir para la irrigación, ya
que es enriquecida con
nutrientes minerales
- mejora de la calidad del suelo
- favorecer la multiplicación del zooplancton
- aumento de beneficios para el productor.
Desventajas
- disminución del oxígeno, es peligroso por la mañana y en períodos calientes
- existe la posibilidad de cerrar ciclos biológicos de
parásitos
- favorece la aparición de algunas enfermedades
En el cultivo de (Cyprinus carpio), Demétrio Porras establece para interacción
con gallinas, el siguiente:
Superficie
Densidad de
Residuos
Densidad de
del vivero en
gallina 500-
Kg/día
peces
m2
700 gr/día
100
7 a 15
2a 4
100 a 200
200
15 a 25
3a 5
200 a 400
300
25 a 50
4a 6
300 a 600
400
75 a 100
5a 7
400 a 800
600
250 a 300
7a 9
600 a 1200
800
450 a 500
9 a 11
800 a 1600
1000
600 a 700
11 a 13
1000 a 2000
Interacción entre cerdo y ciprinidos
El beneficiamiento de la interacción entre cerdos y ciprinidos, esta en el
continuo abastecimiento del estiércol fresco, haciendo que la productividad de los
viveros puedan ser mantenida. WOYNAROVICH,E.
Un vivero de 10.000 m2, suele estar bien abastecido con el estiércol de 100 cerdos.
En esta densidad, el normal es una gran productividad.
Interacción entre aves y ciprinidos
Para los ciprinidos en interacción , se utiliza pollos, gallinas, patos, gansos, etc. El
estiércol de la gallina es el mejor. WOYNAROVICH,E.
En un mismo año, se puede crear de 1/20 gallinas por m2.
REPRODUCCION DE CARPAS
Para la distinción entre machos y hembras en los animales sexualmente
maduros, el método mas sencillo es una compresión abdominal con movimientos
dirigidos para la apertura genito anal.
Cuando comprimimos el vientre de estos animales, no sexualmente maduros,
saldrá un líquido sanguíneo.
Con la compresión en machos sexualmente maduros, saldrá
líquido
espermático y de las hembras sexualmente maduras, saldrá óvulos.
Estos óvulos eliminados, son fecundados en el medio externo y por esto las
carpas son ovuliparas.
La reproducción ocurre en el inicio de la primavera, pero en condiciones
favorables de temperatura, las carpas pueden reproducirse también a finales del
verano, siendo entonces dos veces al año.
El período de cambios de reproductores, en reproducción artificial o
semiartificial, para los estanques de desove, es en finales del invierno.
Se debe elegir animales de 2 hasta 5 años de edad y hasta 3 kg de peso para
realizar el desove.
El abdomen de la hembra sexualmente madura, aumenta mucho cerca de la
primavera, siendo un buen señal para diferenciar machos de hembras.
Para la reproducción natural de (Cyprinus carpio) ocurre:
- Las parejas se excitan individualmente, rozando el vientre en plantas, raíces y
arenas del fondo.
- El macho persigue a la hembra tocándola con el hocico y viceversa.
- Muévense en círculos.
- Las hembras procuran estos sitios con vegetación flotante y eliminan los óvulos.
- Los machos eliminan el esperma sobre los ovulos.
- Con movimientos bruscos de la aletas, la pareja dispersa el esperma que fecundará
los óvulos.
- Los óvulos fecundados se van a prender en la vegetación, o se quedará flotando.
En la inducción artificial de carpas, son objetivos establecer líneas para
ejecución de operaciones de recogida y preservación de hipofisis, con la práctica de
aplicaciones de hormonas gónado estimulantes a la reproducción de las carpas.
En inducción con hipofisis de (Cyprinus carpio) la dosis utilizada para carpas
es:
Machos...2 mg/kg de peso y 5 ml de suero fisiológico.
Hembras..4 mg/kg de peso y 5 ml de suero fisiológico.
Es común hacer dos dosis, siendo la dosis inicial un 10% de la dosis final, con
intervalo entre una y otra dosis de 8 a 10 horas.
Con 330 horas grado se inicia los primeros desoves.
Después del desove y quitado la adherencia de los huevos, estos se van a la
incubadora, que deberá realizar una buena agitación de estos huevos con el agua
para ayudar su desarrollo embriogenico.
El surgimiento de las larvas empieza con 250 horas grado de la fertilización.
La larvicultura es hecha en estanques de primera alevinaje, pasando después para
viveros de segunda alevinaje.
La reproducción siempre es un fenómeno estacional cíclico.
El comienzo del ciclo reproductor, esta determinado por el desarrollo de los
gametos, tanto en la gónadas masculinas como en las gónadas femeninas.
La gametogenisis (Ovogenisis y espermatogenisis) involucra las etapas de
proliferación, crecimiento y maduración de las células sexuales.
Cada ciclo reproductor esta a su vez regulado por un circuito hormonal. Estos
períodos de desarrollo gonádico alteran con frecuencia, diversos aspectos del
metabolismo de ambos sexos, mas evidente en las hembras, ROBERTS, op cit. Las
hormonas esteroides de las gónadas
comportamientos.
son las que inducen en los peces estos
REPRODUCCION DE TENCAS
En la tenca, un calientamento del agua donde tenemos los animales, que
aumente la temperatura entre 3 y 6 °C con respecto a la del medio ambiente normal,
va a hacer con que se provoque un inicio precóz de la gametogenisis, adelantando la
época de freza alrededor de un mes, con un aumento global de la fertilidad. BRETON,
et al.(1980).
El ovario de la tenca permanece inactivo desde la freza hasta la primavera
siguiente, ya en la carpa hay nueva vitelogenisis.
La vitelogenisis en la tenca empieza al alcanzarse una temperatura de 10-11 °C.
La hembra de la tenca posee hasta 200.000 ovulos/kg de peso PÉREZ REGADERA y
PÉREZ,J,J.(1988).
Para un sistema tradicional, se hace la puesta semi controlada en estanques
de tipo Dubish. PÉREZ REGADERA y PÉREZ,J,J. expone lo siguientes datos:
Estanques con 400 m2 se colocan los reproductores en una proporción de 16_ y 20_,
obteniendose un rendimiento a principios del otoño de 100 tenquinos de 2.5 cm por
m2.
La regulación de la puesta, corre a cargo de las hormonas gonadotropas, que
se forman y acumulan en la hipofisis o glándula pituitaria. HORVATH et al,(1986).
HARVEY y HOAL,(1980),MARCEL,(1980), citan los problemas que se encuentran en
la hipofización, dosificación y posibles problemas relativos a la provisión de hipofisis.
Para las tencas, las altas temperaturas pueden presentar un aumento en el
número de espermatozoides con avanzado estado de reabsorción.
En un sistema intensivo de cultivo, se suele poner 3_ para cada 2_ y obtener un buen
resultado en la freza.
el proceso de reproducción que se utiliza para la tenca es parecido al utilizado para
las carpas:
- Tratamiento hormonal para los reproductores.
- Obtención de los gametos por presión abdominal.
- Fecundación artificial.
- Eliminación de la adhesividad de los huevos.
- Incubación en un medio controlado.
El contenido hormonal que se administra con el extracto hipofisiario, vá a
estimular la maduración final de los ovocitos, desencadenando la puesta en un
período de tiempo determinado, momento en el cual hay que actuar para recoger los
gametos.
Para la inducción artificial, se puede utilizar las siguientes
dosis:
- _.... de 0,3 a 3,5 mg de hipofisis de (Cyprinus carpio)
- _.... 3,5 mg de hipofisis de (Cyprinus carpio)/kg de peso.
- _ y _ de 1 a 40 UI de GCH/ gr de peso.
- Para las _ el intervalo entre dosis es de 12 horas siendo un 10% de la dosis al
principio y un 90% de la dosis al final de la administración. Para los _ se administra
una dosis única de
un 100% al tiempo de la segunda dosis de la hembra o se puede también hacer el
mismo procedimento utilizado para las hembras.
Los ovulos no deben entrar en contacto con el agua. Se esto ocurre, el ovulo
se hincha y se obtura el micropilo, no penetrando el espermatozoide para fecundar el
ovocito HORVATH et al, (1986).
En los primeros estadio de desarrollo embrionario, los huevos son muy frágiles
y sus necesidades en oxígeno escasos. Se puede mantener la circulación de água en
0,5 litros/minuto por cada 5 litros de huevos.HORVATH,(1977).
En la tenca el período de incubación dura 3 días en 23-24°C. LUKOWICZ,V. et
al,(1986)
Para sincronizar la eclosión al surgir las primeras larvas, se puede parar la
circulación del agua. La anoxia estimula la secreción enzimática de una glándula del
embrión que rompe la cubierta del huevo. GILLET, (1980).
Al comienzo de la vitelogenisis en la tenca, los niveles de GTH tanto
plasmática como fipofisiaria son bajos y aumentan rápidamente a medida que la fase
la avanzando. BRETON et al, (1980). HOROSZEWICZ.(1983), señala los 29-30°C
diarios como límites para la puesta.
La gametogenisis se alarga por todo el ovario y culmina con la puesta, con
condiciones externas favorables a los alevines.
REPRODUCCION DE AVES
Es en los tubos seminíferos, que se complementan la espermatogenisis y
espermiogenisis.
El tejido intersticial, constituye la glándula endocrina masculina.
El tejido excretor esta formado por:
- cloaca
- canal de müller
- canal de Wolf
- mesonefros
- metanefros
- rectum
- rate testis
- testículo
- uretra.
Fecundación
El coito en las aves es muy corto, el macho sube al dorso de la hembra y por
15 segundos en media realiza el acto sexual. Las cloacas de machos y hembras se
dilatan, pasando el esperma a la cloaca de la hembra, pasando a seguir al ovario
izquierdo que es el funcional. El tiempo de vida de un espermatozoide es muy largo y
después del acoplamiento, puede fecundar por varias semanas.
La hipofisis resulta de la fusión durante la embriogénisis de un esbozo
estomodeal (Adenohipofisis), con un esbozo hipotalámico (Neurohipofisis). (Devillers,
et al.)
REPRODUCCION
Histórico de la reproducción inducida:
Los primeros ensayos de hipofisación se llevaron a cabo principalmente en
Brasil hacia la década de 30 PICKFORD y ATZ, (1957). Los ensayos fueron hechos
con especies como
(Prochylodus),
(Trachycorystes),
(Astianax),
(Leporinus),
(Hoplerytrinus)
y
(Curimatus).
Durante estos mismos años se empezó también en Rusia las primeras
experiencias de hipofisación en esturiones. En este país, entre los años 1930 y 1950,
se habían inyectado 20.000 hembras de esturión, de los cuales se obtuvieron 1.365
millones de alevines. Posteriormente en EE.UU. y Canadá se utilizó esta misma
técnica con el fin de conseguir la reproducción del salmón. En la India y Extremo
oriente, el método ha resistido el pasar del tiempo, surgiendo modificaciones con el fin
de adaptarlo a las condiciones particulares de cada país o zona. En estos países,
sigue siendo el método de mayor utilización y una alternativa realista para el productor
rural de peces. LAM,(1982)
Característica de reproducción de ciprinidos.
Gametogenisis:
Las hembras necesitan estar bien preparadas para producir ovulos. Es
necesario una alimentación rica en proteínas, temperatura mínima de 17°C y local
tranquilo.
Espermatogenisis:
Es en este proceso que originase los espermatozoides, que se encuentran en
las células epiteliales del testículo.
La cadena se forma cuando estas células dan lugar al espermatócito primario,
espermatócito secundario, espermátidas y el espermatozoide.
Las células germinales van siempre asociadas a las células somáticas. Las
células de SERTOLI son para nutrir los espermatozoides y fagocitar espermatozoides
en degeneración, distribuyendo también espermas inmaturos.
Los ciprinidos presentan testículo tubular.
Los espermatozoides son liberados todos al mismo tiempo por los machos,y
pueden participar en varios desoves.
Ovogenisis:
Es la transformación de una célula germinal, la oogonia, en una célula mas
compleja, el oocito.
Las oogonias surgen en el epitelio germinal del ovario.
La hipofisis parece tener función en el desarrollo inicial del folículo primario.
Vitelogenisis:
Es la incorporación del vitelo a los ovocitos en el desarrollo.
El vitelo se acumula de dos formas: como vesícula de vitelo y gránulos de
vitelo.
La síntesis de los precursores del vitelo se efectúa en el hígado y ha probado
ser
estimulado
por
los
estrogenos.HOY
VANSTONE,(1961);CAMPBELL
y
IDLER,(1976).Hay siete fases de desarrollo desde los oocitos primarios, hasta la
culminación de la vitelogenisis:
I- ovogonias muy pequeñas (8 a 12 micras) de multiplicación por mitosis
II- ovogonias que crecen (12 a 20 micras), formación del folículo alrededor de cada
célula
III- crecimiento de oogonias hasta 40 a 50 micras
IV- se inicia la vitelogenisis. Las ovogonias miden hasta 350 micras
V- segunda fase vitelogenica, citoplasma completo con gotas lipoides. Las células
alcanzan de 300 a 500 micras.
VI- tercera fase vitelogénica. Formación del nucléolo. Las ovogonias alcanzan de 600
a 900 micras
VII- Se completa la vitelogenisis. Las ovogonias alcanzan de 900 a 1000 micras.
Maduración final
Las hormonas gonadotrópicas regen el proceso de maduración final. Estas
hormonas gonadotropicas, son producidas por la glándula pituitaria. El volumen de
secreción esta regulado por las hormonas esteroides, que son producidas por la
cápsula del folículo, lo cual informan el cerebro a cerca del desarrollo de los oocitos.
Cuando se completa la vitelogenisis y las ovogonias ya alcanzan las 1000
micras, cesa la secreción de estrógenos por la cápsula del folículo, suspendiéndose la
producción de gonadotropinas por la hipófisis.
Cuando el medio ambiente es propicio, el hipotálamo secreta una hormona,
induciendo la liberación de las gonadotropinas responsables por el proceso de
maduración final sobre las gónadas.
Cuando el medio ambiente no presenta las condiciones ideales para que
ocurra la ovulación, los productos sexuales entran en fase de putrefación folicular y
reabsorción,(atresia).
Abajo haremos una representación esquemática del mecanismo que controla
la función reproductora de los teleósteos.ZANUY,S.;CARRILLO,M.(1987).
ESTIMULOS AMBIENTALES
║
╔═══════════╩═══════════╗
║
║
║
║
║
║
OJOS
TEMPERATURA
PINEAL
impulsos bioeléctricos
melatonina
║
╔═══════════╩═══════════╗
║
║
CEREBRO
conexiones neurales
║
╔═══════════╩═══════════╗
║
║
HIPOTALAMO
hormonas liberadoras
estimuladoras/inhibidoras
║
║
HIPOFISIS(hormonas liberadoras)
║
║
GONADAS(hormonas sexuales).
LUZ
Estadios gonádicos
Los estadios gonádicos son los siguientes:(LIN,op cit)
ESTADIO I
Gónada gris blanquecino, con forma de hilo y mas o menos transparente. Esta
localizada a los lados dorso-laterales de la vejiga natatoria y cerca del peritoneo. En
este estadio, no se pueden diferenciar los sexos a simples vista.
ESTADIO II
Puede diferenciarse la gónada de la hembra y el macho. El ovario es
ligeramente blanco, semi-transparente y con forma de cordón. Los capilares pueden
ser observados en su superficie, cuando se presiona la membrana del ovario, las
placas de almacenamiento de óvulos de forma de pétala, pueden ser apreciados,
pero los óvulos son todavía invisibles a simples vista. El coeficiente de maduración es
de 1-2%.
ESTADIO III
El volumen del ovario esta prominentemente incrementado. Es de color gris
verdoso a gris café.
Los óvulos pueden ser diferenciados pero no pueden ser fácilmente
separados. Algunos óvulos empiezan a acumular vitelo, el coeficiente de maduración
es de 3-6%.
La gónada en la mayoría de los reproductores permanece en el estadio II o en
el II-III en el invierno.
ESTADIO IV
El ovario adquiere la forma de saco y ocupa cerca de los 2/3 partes de todo el
celoma. Es de color gris verdoso o ligeramente amarillo y esta lleno de vasos
sanguíneos. La membrana del ovario es transparente.
Los óvulos
están llenos de vitelo y sus diámetros se incrementan notablemente, se separan
fácilmente y caen. El coeficiente de maduración es de 14-22%
ESTADIO V
Los óvulos alcanzan la total madurez y los vasos sanguíneos están llenos de
sangre. Un gran número de óvulos se liberan desde el folículo hacia el lumen del
ovario, de tal manera que el abdomen del pez se suaviza. Cuando el abdomen es
presionado ligeramente o el cuerpo del pez es colocado verticalmente, los ovulos
fluyen.
ESTADIO VI
Después del desove, la mayoría de los ovulos han salido, el volumen del ovario
se ha reducido notablemente y su membrana esta relajada y es de color púrpura,
todavía permanecen algunos óvulos sobremaduros, no expulsados en el ovario.
Después del desove, el ovario del reproductor, pasa por un proceso de degeneración
y absorción y entonces regresa al estadio II.
Fecundación
La fecundación en carpas y tencas ocurre externamente, es la fusión de
gametas femenino y masculino.
Vitalidad de los huevos maduros
Los huevos maduros de los ciprinidos, deben ser fertilizados tanto natural
como artificialmente en el estado de primera división meiótica.
El agua al entrar en contacto con los huevos maduros haz con que estos
cierren el micropilo rápidamente, dificultando así la fertilización. En reproducción
natural es importante tener machos sanos, fuertes y con gran cantidad de esperma.
Vitalidad del esperma
El esperma del macho de carpa y tenca, nos es activo ni en los testículos ni en
el fluido seminal. Solo cuando entra en contacto con el agua es que el
espermatozoide empieza a moverse.
En los primeros segundos de contacto con el agua, el espermatozoide
muevese en varios grados. Pasado algunos segundos, este espermatozoide
disminuye su movimiento y muere.
La tasa de fertilización del espermatozoide en el agua es tan alta como 80%
dentro de los primeros 30 segundos. Decrece al 30% a los 60 segundos, se reduce al
10% a los 90 segundos y la tasa es nula a los 120 segundos en contacto con el agua
(LIN, op cit).
Fertilización del huevo
La forma del huevo maduro es esférica. Cuando es fertilizado, este huevo
posee un color amarilleado y cuando no es fertilizado su color es blanquecino. Su
diámetro es de 1,3-1,5mm. Contiene una gran cantidad de vitelo o que permite a larva
alimentarse nos primeros días de vida. Cuando en contacto con el agua, los huevos
fertilizados hinchase rápidamente. llegando a alcanzar 4,8-5,5 mm.
Estadio del huevo
Estadio de mórula:
Después de 5 divisiones en el huevo, los blastómeros acumulanse en la pared
final del vitelo.
Estadio de blástula:
2 horas y veinte minutos después de la fertilización, la división de las células
blastodermales continua. 3 horas y treinta y dos minutos después, el blastodermo se
vuelve liso.
Estadio de gástrula:
Los blastómeros después de 3 horas y cincuenta y cinco minutos de la
fertilización, se mueven para abajo. Cuando algunos blastómeros van hacia el interior
del embrión, es el inicio de la gastrula. Luego se ve un anillo embrionario y cincuenta
minutos después el escudo embrionario se ha formado.
Estadio de organogenisis y eclosión:
Las vesículas ópticas, aparecen en ambos lados del cerebro anterior, los
segmentos corporales se incrementan de 2 a 5 pares. Las placas olfatorias aparecen.
El primordio de cerebro anterior, medio y posterior aparecen sucesivamente. Los
metámeros se incrementan a 10 pares.
Las vesículas ópticas forman anillos ópticos. Aparecen las vesículas auditivas.
Aparecen las lentes del cristalino. El cuerpo embrionario comienza a moverse
ligeramente.
A seguir aparecen los otolitos en las vesículas auditivas. El movimiento ya es
mas violento. En el final ya hay de 35 a 36 pares de metámeros.
Eclosión:
Após estos estadios se da inicio a la eclosión. Algunos embriones empiezan a
romper la membrana y a salir.
Criterios para selección de reproductores
Para seleccionar reproductores, se debe tener en cuenta algunos criterios:
- el pez debe tener un buen formato de cuerpo
- tener cuidado en no seleccionar peces enfermos
- seleccionar peces que no tengan deformaciones
- estar por lo menos con 1 kg de peso para carpas y 100 gr para tencas.
-Tener en cuenta la distribución de las escamas principalmente en (Cyprinus carpio
specularis)
- tiempo de vida del pez
Métodos para determinación de madurez
En primer lugar, se debe observar el cuerpo de los reproductores. Los machos
son delgados y el orificio genital se halla detrás de la papila genital.
Las hembras poseen el cuerpo rollizo y el orificio genital esta por encima de la papilla
genital.
Para la reproducción, los machos son fácilmente identificados en su madurez
por simples presión del abdomen. Con una leve presión, saldrá un líquido
blanquecino, el esperma.
En las hembras, el abdomen esta hinchado, semiblando, la papila genital esta
protuberante, de color rosa.
Se hace una leve presión y saldrá ovulos.
Cerca del momento del desove, las hembras y machos se quedan nerviosos,
saltando en el agua y haciendo rápidos movimientos.
Determinación de los grados de maduración de los óvulos:
Opaco:
El óvulo no es translúcido y no se aprecia la vesícula germinal(núcleo).
Núcleo central:
En esta etapa, el óvulo es translúcido y el núcleo esta en posición central.
Núcleo migrado:
El óvulo es translúcido, observándose que el núcleo esta desplazado
ligeramente hacia el polo animal.
Núcleo en el polo:
Óvulo translúcido. El núcleo se ha trasladado totalmente hacia el polo animal.
Núcleo con membrana difusa:
Se considera que en esta etapa, concluya la maduración.
Cuando por lo menos en el 50% de los ovulos mostrados, se observa el núcleo
migrado, es el momento preciso para inducir al desove.WOYNAROVICH,E.
Determinación de estados de madurez descrita por SAKUN y BUTSKAYA,(1968).
1- Irregular con un gran núcleo, rodeado por ovoplasma, sin vacúolos; II estado de
madurez del ovario.
2- Con pequeños vacúolos en el citoplasma periférico; transición del estadio II al III,
comenzando la vacuolización.
3- Con numerosos y grandes vacuolos por el ovoplasma, estado III para la madurez,
correspondiente al final de la vacuolización.
4- Comienzo de la formación de la yema (vitelogenisis); transición del estado III al IV y
al V.
5- Vitelogenisis completada, con núcleo desviado hacia la periferia del ovocito; V
estado de maduración.
6- Reabsorción de los ovocitos
7- Folículos vacíos; V al VI y VII estado de madurez.
Técnicas de desove natural y artificial para (Cyprinus carpio) y (Tinca tinca)
Las técnicas de desove para (Cyprinus carpio) están evoluiendo y hoy no se
puede decir cual la mas moderna.
Las técnicas de desove son empleadas para una reproducción semi artificial o
artificial.
La técnica mas utilizada hoy para la carpa es la artificial, donde implica en un
tratamiento hormonal antes de proceder a la obtención de esperma y óvulos por
presión abdominal y la fertilización artificial de los óvulos. Esta técnica también sirve
para las tencas y ayuda la eliminación de la adherencia de los huevos.
En reproducción semi artificial, solo es utilizado el tratamiento hormonal, ya
que el desove ocurre de forma natural.
Hoy los agentes mas utilizados para la inducción al desove son:
- Hipofisis de (Cyprinus carpio)
- Gonadotropina Corionica Humana GCH
- Gonadotropina Corionica Veterinaria
- Hormona Liberadora de Hormona Luteinizante, LH-RH
- Análogo de la Hormona Liberadora, LRH-A
- Hormona Luteinizante.
En la actualidad, el método mas utilizado para la inducción, con mejores
resultados en piscifactorias es la hipofisis de (Cyprinus carpio).
La técnica de la hipofización consiste en la inyección intramuscular o
intraperitoneal de extractos crudos de hipofisis.
Los mayores inconvenientes en la técnica de hipofización con utilización de
glándulas
pituitarias
de
(Cyprinus
carpio)
son
los
de
dosificación
y
de
aprovisionamiento.
El problema en se tener a disposición hipofisis de carpas es que el mercado
consumidor no acepta una carpa sin la cabeza o con la misma dañada. Para se
trabajar la carpa (filet, conservas,etc.) no es rentable y eso haz con que el mercado y
el productor prefieran tener la carpa entera, solo eviscerada.
Hay que preocuparse con la edad, sexo y estado de madurez del donante,
también con la época de extracción de esta hipofisis que puede no estar de acuerdo
con la época de esvaciamento del estanque.
El extracto de glándulas pituitarias, contiene numerosas hormonas no
relacionadas con la reproducción, pero también no ejercen influencia una vez
inyectadas en el cuerpo del pez.
Esta técnica sigue siendo la única alternativa realista para el productor rural de peces,
principalmente por razones técnicas y prácticas.
Todos los experimentadores que trabajan con reproducción de peces ya
probaron la eficacia de la hipófisis de (Cyprinus carpio) en inducción al desove.
El uso de la Gonadotropina Corionica Humana GCH, puede volverse ineficáz cuando
se eleva la temperatura.
Su utilización en carpas no es adecuada, siendo muy débil su resultado.
Ya en (Hypophthalmicthis molitrix) y (Aristhicthys nobilis) sus resultados son buenos,
tornándose una buena alternativa para la inducción al desove.
La Gonadotropina Coriónica Veterinaria, es la extraída del suero de la yegua preña.
Su efecto es mas incierto que el de las gonadotropinas del pez.
La Hormona Liberadora de Hormona Luteinizante, es eficáz para la
estimulación ovárica de (Cyprinus carpio). Ya para el productor rural no es una buena
alternativa, visto la dificultad de su técnica de administración y por su poca
disponibilidad en el mercado.
El Análogo de la Hormona Liberadora es una hormona eficiente en el primer
desove de ciprinidos, pero en un segundo desove ya es ineficiente. Presenta buenos
resultados en desove de carpas chinas.
La Hormona Luteinizante presenta buenos resultados, sobretodo en inducción
de machos.
Como otros agentes inductores podremos citar, los extractos crudos de
(Oncorhynchus tshawyscha), (Hypophthalmicthis molitrix) y (Aristichthys nobilis).
Como agentes coadjuvantes en inducción al desove de ciprinidos, se suele utilizar
Oxitin en dosis de 0,5 ml para hembras y 0,25 ml para machos por kg.
ROTTMAN Y SHIREMAN,(1986), hacen referencia al suceso obtenido con la
utilización de análogo sintético LH-RH en inducción al desove de carpas chinas,
incluso que este es mas económico que la pituitaria de carpas o de GCH. En esto
estudio se hizo una comparación en dólares:
- LH-RH análogo sintético: $2,20
- Pituitaria de carpa común: $5,60
- GCH: $51,86
Estas dosis fueron para 10 kg de peces.
En la actualidad, 1 gr de hipofisis de carpa común para el cultivador rural
utilizar en inducción al desove es impracticable.
EPLER,P.;SOKOLOWSKA,M.;POPEK,W.;BIERNIARZ,K. en uno trabajo publicado en
1986, hacen referencias a la ineficacia de GCH en ovulación de ciprinidos.
Es común trabajos de reproducción en peces, donde se modifica y manipulase a la
temperatura del agua para llegar a un desove inducido.
GARADI,P.;ARAUJO,O.;QUEIROS,L.A.;CAVALCANTI,N.F.;GALVAO,I.A. técnicos de
la CODEVASF de Brasil, han hecho trabajos utilizando extractos crudos de hipofisis
de carpa común en dosis de 0,5 mg en dosis inicial y 5,0 mg/kg en dosis decisiva en
(Leporinus elongatus) y (Schizodon kenerii) con excelentes resultados
En 1985, PETER GARADI y ZELIA MARIA PIMENTEL NUNES, utilizaron
hipofisis de carpa común en inducción al desove de (Onopalatinus emarginatus) en
dosis única de 5 mg/kg de peso. El resultado obtenido fue considerado excelente.
BILLARD,R.;SAAD,A. entre otros trabajos, en 1987 han hecho experimentos para
detectar la producción espermática y el volumen de semen en (Cyprinus carpio),
utilizando en la inducción, extracto de pituitaria de (Cyprinus carpio).
ARMANDO C.FERMIN, en trabajos hechos en 1988, ha inducido al desove,
carpas chinas a través de inyección de GCH y análogo de LH-RHa.
Las hormonas sexuales de los vertebrados son sintetizadas en las propias
glándulas sexuales, por lo que se llaman también hormonas gonadales. Este
descubrimiento tuvo su origen en el estudio de la influencia de las gónadas sobre la
sexualidad y los caracteres sexuales secundarios.S.ALVARADO,(1967).
Función endócrina de la gónada de los vertebrados.
Hace mucho, se sabe que la castración tanto en machos como en hembras,
determina cambios morfológicos, fisiológicos y psíquicos. La intensidad metabólica,
se ve disminuida en un 20%, haciendo con que la grasa se acumule en los tejidos. La
depresión psíquica también es importante.
Las glándulas sexuales realizan sus efectos morfogenéticos, por medio de las
hormonas sexuales segregados por ellas.
Para los vertebrados, las glándulas sexuales tienen una doble significación, que es de
gónada propiamente dicha, destinada a la formación de gametos y de glándula de
secreción interna, destinado a elaboración de hormonas sexuales.
Las hormonas sexuales de los vertebrados.
Las hormonas sexuales de los vertebrados, pertenecen a los esteroides,
substancia de gran actividad bioquímica que tienen en común el esqueleto del
esternado, lipoide que posee tres anillos hexagonales y una pentagonal.
Hormonas masculinos.
Químicamente, la testosterona es androsterona 3-ona,17-ol. Sus efectos
biológicos no coinciden exactamente con los efectos naturales de los testículos in situ,
de donde se infiere que la secreción interna de estos órganos debe consistir en un
complejo de hormonas llamados en conjunto andróginos.
Hay otras hormonas androgénicas y que son elaboradas en órganos diferentes
de los testículos. En la corteza supra renal se ha aislado la corticosterona y de la orina
de hembras y de los machos castrados, se han extraídos productos virilizantes.
Hormonas femeninas.
El ovario de las hembras de los mamíferos, produce dos tipos de hormonas
sexuales: estrogenos elaborados por los folículos ovaricos y gestógenos elaborados
por los cuerpos lúteos y algunos tejidos.
La foliculina es elaborado por las células foliculares de los folículos de GRAAF.
La foliculina es una mezcla de varias hormonas estrogénicas.
La mas potente es la llamada estradiol, por contener dos grupos -OH. Todos los
estrógenos producen el crecimiento de los órganos genitales.
De los gestógenos solo una hormona es importante, la progesterona. Son
elaborados en los cuerpos lúteos.(CORNER Y ALLEN).
La estructura química de los tipos fundamentales de hormonas gonadalesestradiol, testosterona y progesterona, tienen la misma base.
En las aves, así como en los mamíferos, el macho y la hembra producen tanto
hormona masculina como femenina. Se ha comprobado que ciertos caracteres
secundarios de las aves, que se presentan en los dos sexos, dependen de la
hormona masculina.
Las hembras de aves deben producir hormonas masculinas en la época de
reproducción. De modo semejante, los machos de las aves, elaboran en sus
testículos hormonas femeninas.
Se han hecho varios experimentos con foliculina en embriones de pollo de 4 días,
siempre con resultados interesantes, ya que la foliculina en los embriones de cobaya
siempre resulta mortal.
En los anfibios y en algunos peces la inversión del sexo genéticamente puede
tener carácter permanente. Pero en estos casos se trata de que el sexo genético es
mas o menos lábil a causa de la diferencia entre el complejo de realizadores _ y _ es
inferior al mínimo epistático, con la cual mismo los agentes del medio que las
hormonas sexuales, pueden provocar la inversión. Diferentes factores pueden
perturbar
la
sexualidad
genética
de
las
hembras
e
incluso
invertida.CARRILLO,M.;ZANUY,S.(1987).
Las hormonas gonadotropas
La entrada en función de las glándulas sexuales, es desencadenada por unas
hormonas gonadotropas, segregadas por el lóbulo anterior de la hipofisis o cuerpo
pituitario.
La extirpación de este órgano, situado en la parte basal del encéfalo, sobre la
silla turca, del hueso esfenoide, determina la atrofia de las glándulas sexuales y en
verdad, tanto la del elemento noble (las células germinales) como la de la glándula de
secreción interna. En los gallos hipofisectomizado el peso de los testículos se reduce
a la vigésima parte: los espermatozoides dejan de formarse y la testosterona deja de
elaborarse. Como consecuencia se produce la involucción de los caracteres sexuales
secundarios. La cresta, por ejemplo se reduce paulatinamente.
Inyecciones de extractos hipofisiarios, o implantación de pequeñas hojas de hipofisis
en animales jóvenes, determina tanto en machos como en hembras un rápido
crecimiento de los órganos genitales y la aparición anticipada de la pubertad.
En los mamíferos, se han encontrado dos hormonas gonadotropas: la
gonadoestimulina A y la gonadoestimulina B.
La gonadoestimulina A estimula el desarrollo de las células germinales y se
llama hormona foliculoestimulante (FH). Se ha obtenida de la hipofisis y de la orina de
machos y hembras, tanto enteros como castrados, así como de la orina de las
mujeres después de la menopausia.
La gonadoestimulina B, provoca en las hembras, la formación del cuerpo luteo
y la secreción de progesterona. En los machos determina la hiperplasia de las células
intersticiales y la secreción de testosterona.
Se llama hormona luteinizante y hormona estimulante de las células
intersticiales (LH) y también es encontrado en la orina.
En la especie humana y en los monos antropomorfos, la placenta y el córion
elaboran también una hormona gonadotropa llamada prolan y gonadotropina
corionica, que actúa como la hormona luteinizante, pero no es idéntica a ella.
En recientes experimentos, han demostrado que en las aves, existen también
las dos hormonas gonadotropas, FH y LH de los mamíferos.
Las gonadotropinas son glucoproteinas de elevado peso molecular (100.000 la
hormona luteinizante de la hipofisis del cerdo). Es de señalar el hecho de que tienen
especificidad específica.
La hipofisis segrega también un gran número de hormonas diferentes, cada
una de las cuales tiene una acción regulatoria específica, por ejemplo: hormona
tireotrofa, que influye sobre la glándula tireoide, hormona corticotrofa, sobre la corteza
suprarenal, hormona lactotropa que influye sobre las glándulas mamarias.
Esteroides
Son importantísimo grupo de substancias liposolubles, que poseen como parte
fundamental común, el complicado núcleo del esterano.
Este es un hidrocarburo saturado, constituido por tres anillos hexagonales y
uno pentagonal (Ciclopentano-perhidrofenantreno).
Los esteroides típicos, tienen una función alcohólica (-OH) en el carbono 3 del
anillo A y suelen llamarse esteroles o esterinas. Entre ellos esta la colesterina o
colesterol, que abunda en la bilis y en el cerebro, pero que no falta en ninguna célula
como componente de la membrana plasmática.
Esteroides importantes son los acidos biliares, las hormonas sexuales, las hormonas
de la corteza supra renal, y otras substancias que entran en la composición de ciertos
glicosidos, como los de la digital y ciertos venenos como de los sapos.
Principales tipos de hormonas:
Por su origen se distinguen cuatro tipos de hormonas:
1- Hormonas glandulares u Hormonas generales.
Son elaboradas por órganos especiales llamados glándulas endócrinas o de
secreción interna, como por ejemplo en los vertebrados, la hipófisis, las cápsulas
suprarenales, el tireoides, etc. Ejercen su acción en diferentes órganos del cuerpo a
los cuales llegan por vía humoral, es decir, mediante la sangre y demás humores
orgánicos a los cuales se vierten.
2- Hormonas aglandulares u Hormonas locales.
Son elaborados por células que generalmente no tienen carácter glandular.
Ejercen su acción sobre el propio órgano productor, cuyos elementos llegan, en
general, por simples difusión.
Como ejemplo citaremos las neurohormonas, la histamina.
3- Fitohormonas u Hormonas vegetales.
Son elaborados por células características de las plantas y ejercen su
importancia sobre los tejidos jóvenes, a los cuales llegan por difusión o arrastradas.
Estas hormonas son las responsables por el alargamiento de las células vegetales,
desarrollo de las flores, etc.
4- Neurohormonas o traumohormona.
La falta de especificidad específica, es decir, el hecho de que todos los
animales pertenecientes al mismo tipo de organización, por ejemplo los vertebrados,
tienen hormonas iguales o casi iguales.
La actividad fisiológica de las hormonas es extraordinaria. Su concentración en
los líquidos orgánicos es verdaderamente minúscula. Por ejemplo la adrenalina,
hormona de las cápsulas suprarenales de los vertebrados, se encuentra en la sangre,
en la proporción de 1:mil millones. (TRENDELEMBURG).
El Hipotálamo
Pineal: las células fotoreceptoras, reciben los estímulos del ambiente y
producen una sucesión de impulsos que son disparados en la presencia de la
oscuridad. Según McNULTY.(1981), se llegó a la conclusión que el órgano pineal de
los teleósteos posee actividades metabólicas similares a los de la pineal de los
vertebrados superiores y también se ha demostrado que las células fotoreceptoras
son iguales entre aves y mamíferos.
Hoy en día ya se sabe que la pinealectomia, acelera el desarrollo gonadal y
que la melatonina lo inhibe.
Estudios hechos en aves, demuestran que existen en la pineal, ritmos de síntesis de
melatonina a partir de la seratonina, siendo esta baja por la noche y alta en niveles
por el día.
Según HONTELA.(1984), los mamíferos presentan la misma fluctuación de
melatonina, bajas por la noche y altas por el día.
La pineal tanto puede ser un freno a los procesos reproductores, como un
receptor de la información exterior, un modulador y posiblemente un reloj
endógeno.CARRILLO,M.et al.
El hipotálamo es uno de los mas importantes miembros de la cadena
reproductora. A través de las células neurosecretoras, que responden a las señales
que ha enviado el cerebro, libera un mensaje químico, llamado hormona liberadora,
que ira actuar a nivel de liberación de la hormona luteinizante LH y de gonadotropinas
GnRH.
GUILLEMIN.(1978) y SCHALLY.(1978), por sus estudios, permitieron aislar y
caracterizar la hormona liberadora de la LH (LHRH) de los mamíferos.
Las experiencias de KING y MILLAR.(1980), demostraron la igualdad de
estructuras en GnRH de teleosteos, elasmobranquios, reptiles y aves y que diferían
de mamíferos y anfibios.
PETER et al.1985, han visto que la inyección de s Gn-RH, no es mas efectiva
en estimular la liberación de GtH hipofisiario que el LHRH o el GnRH de pollo.
Hormonas Pituitarias
Todas las hormonas pituitarias, son proteínas o polipéptidos. Las hormonas
sexuales son producidos por células especializadas en los ovarios y de los testículos
a niveles determinados por la producción de parte de la glándula pituitaria.
Hay menos especificidad bioquímica en las hormonas androgénicas y estrogénicas de
los peces que en los mamíferos y en las aves.
Las gonadotropinas o las preparaciones de la pituitaria entera de los
mamíferos, aves o reptiles, son efectivas en algunas especies de peces para
apresurar el desove o para influir en las glándulas sexuales y en el comportamiento.
KARL F.LAGLER, et al.
Los países en que se practica mas activamente la reproducción artificial
mediante la inducción con pituitaria son Brasil y Rusia. KARL F.LAEGLER.
Los mejores resultados en inducción al desove artificial se logra con
reproductores maduros o casi maduros y de la misma especie, pero también se
puede emplear las glándulas pituitarias en inducción al desove de otras especies.
KARL F.LARGLER.
Las gonadotropinas
En todos los vertebrados, las funciones gonadales son mantenidas gracias a
las hormonas gonadotropas producidas por la adenohipofisis. Es un hecho
comúnmente aceptado, que cualquier célula basófila de la pars distalis que esté
inactiva antes de la maduración sexual o durante el reposo y que presente cambios
pronunciados de actividad en correlación con el ciclo de desarrollo gonadal, es una
célula productora. BALL y BAKER,(1969).
Las células gonadotropas, generalmente se localizan en la parte ventral de la
"pars distalis proximal (PDP)", pero en épocas de mayor actividad o en algunos casos
especiales, se pueden ver invadiendo perifericamente a la "par intermedia (PI) o a la
PDP". CARRILLO,M.(1977) y BALL y BAKER,(1969).
Las células gonadotropas como otras células secretoras de hormonas
peptídicas, sintetizan sus productos de secreción en el retículo endoplasmático
rugosos y en el sistema de golgy, almacenandolos en las vesículas secretoras, a
través de las cuales pueden evacuarlos al espacio intercelular por exocitosis.
En acuicultura se han utilizado con bastante frecuencia las gonadotropinas de
los mamíferos, con el fin de inducir la puesta en varias especies de peces,
comprobándose en repetidas ocasiones que, a pesar de que son capases de
incrementar los niveles de vitelogenina en la sangre, no pueden inducir la
capacitación de esta por parte de los oocitos, proceso que es inducido sin problemas
alguno
por
parte
de
las
gonadotropinas
de
los
teleósteos.
NATH
y
SUNDARARAJ,(1981).
A pesar del uso tan extendido de la GCH, en acuicultura se ha visto que tanto
la mencionada hormona como la LH de los mamíferos son inactivas a la hora de
inducir la maduración "in vitro" de los oocitos de ciertas especies de carpas de la
India. SUNDRARAJ,(1981).
La GCH no fue capaz de estimular la vitelogenisis en el ciprino dorado,
YAMAZAKI,(1969)., o incrementar la producción de estradiol "in vitro" por parte de los
ovarios de lenguado, YARON y BARTON,(1986)., y ninguno de los dos (GCH y LH)
incrementaron la producción de AMP-c en la gónada de la trucha, IDLER et al,(1975).
Estudios en hipofisis de mamíferos, han puesto en evidencia la presencia de
tres glicoproteinas distintas. Dos de ellas; la luteotrofina LH y la foliculotrofina FSH,
son gonadotropina; la tercera es la tireotropina TSH. Estas glicoproteinas están
compuestas por dos subunidades distintas denominadas α y ß que están unidas por
subunidades no covalentes. La actividad biológica parece estar en función de la
integridad de este complejo α y ß.
Actualmente se sabe que la subunidades α de todas las hormonas
glicoproteicas de una especie dada, son idénticas en lo que respecta a la secuencia
aminoacida. De ella se desprende que la especificidad biológica de cada hormona es
mas bien una función de la subunidad ß.
Las gónadas
El desarrollo de las gónadas de los vertebrados esta últimamente ligado al
desarrollo del sistema renal. embriologicamente el testículo y el ovario, tienen un
origen distinto formándose a partir de dos proliferaciones celulares embrionarios
diferentes, pero estrechamente ligados.
La proliferación mas lateral a cortéx, dará lugar al ovario. La medula o porción
medular dará lugar a los testículos y al tejido adenocorticotrópico. En estado
indiferenciado, las mencionadas formaciones coexisten y, en un momento
determinado, una de ellas empieza a desarrollarse mientras que la otra se inhibe,
determinándose de esta manera el sexo del individuo. La gónada de los teleosteos y
de los ciclostomos, deriva de un solo primordio germinal. En estas la gónada se
desarrolla directamente a partir del epitélio peritoneal.
El Ovario de los teleosteos:
El ovario de los teleosteos puede variar desde un simples saco de oocitos,
almacenaje de esperma y lugar de fertilización y de alimentación para el desarrollo del
embrión.
Por el ritmo de desarrollo de los oocitos intraovarico se han distinguido tres
tipos de ovarios ZANUY,S.(1977) y VLAMING,(1982).
1- Sincronismo total.
Los oocitos se encuentran en el mismo estado de desarrollo. Es propio de
especies que solamente ponen una vez en su vida.
2- Sincronismo por grupo.
El ovario en estos casos contiene al menos dos grupos de oocitos en estado
de desarrollo distinto. Estos peces son caracterizados por tener intervalos de puesta
relativamente cortos.
3- Asincronismo.
Es caracterizado por el ovario contener oocitos en todos los estados de
desarrollo.
El ovario de los teleosteos posee un epitelio germinal, derivado de una
extensión del peritoneo, que da lugar a los folículos ovaricos. El folículo ovarico de los
teleosteos es relativamente simples. En fases tempranas del desarrollo, los oocitos
están rodeados por una capa de células foliculares. A medida que crece el oocito, las
células foliculares incrementan y forman una capa folicular externa. Ambas capas
están separadas por la membrana basal.
En un pez adulto, ovíparo y de puesta anual, se puede resumir el conjunto de
acontecimientos en el ovario en:
- Transformación de las oogonias en oocitos primarios.
- Vitelogenisis
- Maduración
- ovulación.
El Testículo en los teleósteos.
En la mayoría de los teleósteos, los testículos son dos órganos pares, alargado
y unido por la pared dorsal de la cavidad corporal.
El espermioducto que sale de la superficie media dorsal posterior de cada
testículo, desemboca en la papila urogenital situado entre el recto y los ductos
urinarios.
La mayor parte de los teleosteos, poseen una serie de lóbulos separados los
unos de los otros, por tejido fibroso conectivo.CARRILLO,(1972); GRIER et
al.(1980),BILLARD et al, (1982).
El testículo de los teleosteos se encuentran como estructura endócrina:
Células germinales, células de Sertoli, células intersticiales, fibroblastos, vasos
sanguíneos y linfático.
Señales químicos o ferohormonas
Las siguientes interacciones son medidas por las ferohormonas:
1- Atracción del macho por parte de la hembra.
2- Atracción de cortejo sexual en el macho solamente por hembras en ovulación.
3- Incremento de las interacciones entre machos inducidos por la presencia de la
hembra.
4- Atracción de la hembra por parte del macho.
5- Atracción intersexual.
Tanto la maduración como la ovulación, son procesos dependientes de las
gonadotropinas hipofisiarias.
La hipofisis
En la glándula hipofisis o pituitaria, se distinguen 3 partes: anterior o
adenohipofisis, intermedia y posterior o neurohipofisis.
Adenohipofisis:
Hormona del crecimiento o somatotrofina. El estímulo del crecimiento por esta
hormona se manifiesta especialmente en las épocas juveniles. Para que pueda haber
crecimiento, se necesita que el organismo reoriente su metabolismo de manera que
disponga de los elementos necesarios, principalmente proteínas. La hormona
somatotropa estimula la entrada de aminoacidos a la célula y retarda su degradación
o catabolismo. Estos dos factores sumados aumentan la disponibilidad de
aminoacidos para la síntesis de proteínas, síntesis que también es favorecida por esta
hormona.
Sobre los carbohidratos, estos ejercen un efecto ahorrativo inhibiendose, al
contrario de lo que ocurre con las grasas, cuya movilidad de los depósitos y oxidación
es estimulada.
- Prolactina.
Estimula la producción de leche por la glándula mamária. La secreción de
prolactina se incrementa considerablemente después del parto.
- Hormona estimulante del folículo FSH y Hormona Luteinizante LH.
Ambos estimulan el crecimiento de las glándulas sexuales, tanto femenino
como masculino y la producción de esteroides y gametos.
- Tireotropa TSH.
Estimulante de la secreción de tiroxina por el tireoides.
- Corticotropa o Adenocorticotropa ACTH.
Estimulante de la corteza suprarenal.CARRILLO,M.;ZANUY,S. (1987).
Lóbulo Intermedio:
En este se produce la hormona melanotropa o estimulante de los melanócitos
MSH. La hormona estimula la síntesis de la melanina y, favorece la dispersión del
pigmento fuera de la célula.
Lóbulo Posterior:
En este lóbulo, segrega dos hormonas: hormona antidiurético ADH y la
oxitocina, provoca contracciones del útero en el momento del parto. (SILLERO, et al).
Las experiencias de KING y MILLAR (1979,1980), demostraran que
estructuralmente el GnRH de los teleosteos era similar al de los elasmobranquios,
reptiles y aves y que diferian del de los mamíferos y del de los anfibios. La actividad
biológica de todos ellos sin embargo era parecida.
La inyección de SGn-RH no es mas efectiva en estimular la liberación al GtH
hipofisiario que el LHRH o el GnRH de pollo. (PETER et al, 1988).
Estructura Aminoacida de algunas hormonas:
A) PyroGlu-His-Trp-Ser-Tyr-Gly-Leu-Arg-Pro-Gly-NH2
1
2 3 4 5 6 7 8 9 10
Hormona liberadora hipotalámica de la hormona luteinizante-LHRH.
B) PyroGlu-His-Trp-Ser-Tyr-Gly-Leu-Gln-Pro-Gly-NH2
1
2 3 4 5 6 7 8 9 10
Hormona liberadora hipotalámica de la gonadotropina del pollo
C) PyroGlu-His-Trp-Ser-Tyr-Gly-Trp-Leu-Pro-Gly-NH2
1
2 3 4 5 6 7 8 9 10
Hormona liberadora hipotalámica de la gonadotropina del salmón
D) PyroGlu-His-Trp-Ser-Tyr-D-Ala-Leu-Arg-Pro-NHC2H5
1
2 3 4 5
6
7 8 9
Análogo estructural del LH-RH,D-Ala6-des-Gly10-LHRH(1-9) etilamina.
E) PyroGlu-His-Trp-Ser-Tyr-D-Ser(BUt)-Leu-Arg-Pro-NHc2H5
1
2 3 4 5
6
7 8 9
Análogo estructural de la LHRH(S-Ser(Butt)6)-des-Gry10-LH-RH(1-9) etilamida.
La hipofisis es una de las glándulas clave para el estudio del control hormonal
en reproducción. Casi que un total de los procesos fisiológicos esta influenciado
directo o indirectamente por sus secreciones.
La hipofisis sintetiza, almacena y libera varias hormonas péptidas.
A través de sus secreciones, posibilita que el sistema nervioso central, controle
un rango muy amplio de funciones, entre los que cabe mencionar por su importancia
a la reproducción, la osmorregulación, el crecimiento y alguna forma de control del
metabolismo.
Es la glándula mas compleja e importante del sistema endócrino.
En los peces, la hipofisis posee adenohipofisis y una neurohipofisis, siendo que
en algunas especies es muy difícil establecer una división, ya que en estos la pituitaria
es muy compacta.
La hipofisis esta localizada en la base del diencefalo, por detrás del quiasma
óptico y por delante del saco vasculoso, asentada en la silla turca. Esta presente en
todo los vertebrados y asociado íntimamente con el hipotálamo a través de procesos
neurales y de un sistema vascular, ambos de vital importancia para su control.
Su formación principal son las fibras nerviosas axonales amielinicas, que se
originan en los núcleos hipotalámicos. La neurohipófisis se diferencia regionalmente
en dos partes en casi la mayoría de los vertebrados: parte nerviosa y la eminencia
mediana.
La
adenohipofisis
se
encuentran
tipos
de
células
acantonadas
en
determinadas partes de la glándula, de manera que dos o mas tipos celulares
constituyen un lóbulo hipofisiario.
La hipofisis en su función gonadotropa, interviene directamente sobre la línea
germinal y el tejido endócrino de las gónadas, pero solo indirectamente en lo que
concierne al desarrollo de los caracteres secundarios.
La concordancia de las actividades genitales estacionales, con la aparición de
formaciones secretoras de la hipófisis, hace suponer su papel preponderante en el
ciclo sexual.CUÉLLAR,L. (1988).
Hoy esta casi comprobado, que la hipofisis de los peces interviene de dos
formas en la regulación de las funciones genitales:
Una acción de maduración de los gametos y sobre el comportamiento gonadal y una
acción responsable por el desove. Según CUÉLLAR,L.(1988), hay algunas
posibilidades de control del ciclo reproductivo que son:
1- tratamientos hormonales (andróginos, estrógenos, LHRH, PMSG, HMG,
hipofisación, focostaglandinas, etc.).
2- control de factores ambientales (luz, temperatura, vegetación, salinidad,
ferormonas).
3- genéticas (sub-especies, razas o variedades precoces y tardías).
Los espermatozoides de teleosteos distingue en tres categorías según el grado de
evolución:
1- (Tilapia, Carpa, Lucio): son espermatozoides poco evolucionados de cabeza
ovoide, mitocondrias y citoplasma reducidos en la parte posterior de la cabeza sin
constituir un verdadero tracto intermedio y cola insertada sobre uno de sus lados.
2- (Trucha): la cabeza alargada y cilíndrica, posee una simetría de rotación. Las
mitocondrias pueden fusionarse y formar un anillo alrededor del flagelo en la parte
posterior de la cabeza.
3- (Guppy): cabeza muy alargada y de simetría bilateral. Las mitocondrias se
organizan bajo la forma de un largo manguito en la parte posterior de la cabeza, pero
separados del flagelo por el canal citoplasmático, como en los dos grupos
precedentes.CUÉLLAR,L.(1988)
HIPOFISACION
Se entiende por hipofisación la inyección o implantación de extractos
homoplásticos o heteroplásticos de pituitarias de donadores sexualmente maduros en
receptores cuya puesta se trata de conseguir. Estas hipofisis se pueden ser
inyectadas como extractos totales frescos o preservados en acetona o alcohol
absoluto después de debidamente desecadas.
Ventajas de la hipofisación:
- Simples y requiere poco conocimiento para su aplicación
- requiere poca inversión de capital
- se puede calcular fácilmente la dosis
- puede ocurrir sinergismo entre gonadotropinas y otras
hormonas hipofisiarias.
Desventajas de la hipofisación:
- Es difícil estandarizar la dosis
- variación de la potencia gonadotropa al largo del año
- las otras hormonas que contiene la hipofisis pueden actuar
de manera a
inmunizar
- el extracto fresco puede ser transmisor de enfermedades
importantes
- hay que sacrificar el donador
- grande número de donadores para hipofisar un gran plantel de reproductores
- muchos mercados no aceptan peces donadores por estos venieren dañados
- tener siempre donadores con edades encima de la maduración sexual.
Otras gonadotropinas utilizadas en inducción al desove:
- Gonadotropinas purificadas o semipurificadas de las hipófisis de los teleosteos.
Lo que ha sido utilizado en la práctica de la inducción a la puesta, fue la
gonadotropina parcialmente purificada de la hipofisis del salmón, la SG-G100, pero
como ocurre con otras gonadotropinas purificadas, su precio es prohibitivo.
- Gonadotropinas placentarias de mamíferos.
Las mas utilizadas y con mejores resultados presentados son la gonadotropina
corionica humana (GCH) el suero de yegua preñada (PSM). La primera es aislada de
la orina de la mujer embarazada y la segunda, del suero sanguíneo de la yegua
preñada.
En los mamíferos, la acción de la GCH es muy similar a de la LH. La origen de
la GCH es embrionaria, ya la origen de la PSM es uterina. Su acción es similar a una
mezcla de FSH y LH.
Calidad del semen
Los
criterios
señalados,
están
descritos
por
ZUROMSKA,
1981
y
ZUROMSKA;MARKOWSKA,(1984).
1- Número inicial aproximado de espermatozoides con movimiento progresivo. Los
espermatozoides son activados con agua destilada y observados al microscopio. Se
elabora una escala de 0 a 7 que corresponde con el porcentaje aproximado de
espermatozoide que no entran en movimiento.(100%-95%,80%-90%,60%-70%,50%25%,5%-0%.)
2- Relación inicial aproximada de movimiento de espermatozoides. Valorando con
una escala de 0 a 5 en función de que no haya movimiento progresivo, muy lento,
lento, ligeramente rápido, rápido y muy rápido.
3- Duración del movimiento progresivo en la mayoría de espermatozoides.
4-
Concentración
de
espermatozoides
por
eyaculado.
Se
calculan
los
espermatozoides por mm3, tras hacer una dilución y ser observado en una membrana
de Thoma Zeiss.
5- Análisis morfológico y porcentaje de espermatozoides muertos. Se realiza una
tinción de los espermatozoides con una mezcla de un 5% de eosina y 10% de
nigrosina, gracias a la cual se pueden apreciar las siguientes modalidades:
- espermatozoides sin cambios y capases de una buena fertilización
- sin cambios en la cabeza, pero con la cola deformada (probablemente capaces de
fertilizar)
- Estado inicial de reabsorción de la cabeza y frecuentemente
sin cola
(probablemente sin capacidad de fertilizar)
- avanzado estado de reabsorción y por ello sin capacidad de fertilizar
- muertos.
A medida que va llegando al final la estación de freza, se acorta el tiempo de
mortalidad del espermatozoide. Ocurriendo también un descenso, cuando a la
concentración y al número de espermatozoides por eyaculación.
Sexualidad
Según CUÉLLAR,L.(1988). los casos de sexualidad que pueden presentarse,
parece que son los siguientes:
Bisexualidad o gonocorismo.
Se trata de la regla general. El sexo genotípico y por lo tanto la separación de
sexos predominan desde el principio del desarrollo corporal y existe coincidencia
entre la determinación y diferenciación sexuales.
Intersexualidad.
En estos casos las gónadas pasan por el estado de intersexo transitorio antes
de orientarse definitivamente hace el masculino o el femenino a causa de la
interferencia entre los sexos genotípico y fenotípico. Este tipo de intersexualidad ha
sido observado en salmonidos, ciprinidos, ciprinodonticos, anguilidios, etc.
Hermafroditismo funcional.
Se trata de una intersexualidad definitiva, poco corriente en los peces. Los
sexos genotípicos y fenotípicos se desarrollan paralelamente hasta llegar al estado
adulto, cuyas gónadas son ovotestis con territorios masculinos y femeninos de
madurez simultanea y mucho mas frecuentemente sucesiva protándrica o protoginica,
con lo cual se impide la autofecundación. Este tipo de intersexualidad se presenta en
familias tan importantes como los serránidos y espáridos, cuyo el ejemplo típico es la
dorada.
Hermafroditismo potencial.
Deriva del caso anterior, cuando uno de los territorios sexuales permanece
atrofiado y rudimentario, con lo cual uno de los sexos se vuelve funcional y el otro
latente durante toda la vida. Son estados indecisos propios de los teleosteos tan
representativos como el bagre, mero y el dentón.
Intersexualidad esporádica o accidental.
Se trata de una anomalía de desarrollo hermafrodita de algunas especies
gonocóricas como el arenque, la caballa o el bacalao, pudiendo encontrarse testículo
y ovario a la vez en un mismo animal o bien partes de sexo opuesto en una misma
gónada.
Inversión sexual.
Es una tendencia de relativa frecuencia en animales viejos, pertenecientes a
los teleosteos. La inversión sexual se debería a la ausencia de la secreción hormonal
androgénica o ginogénica. En los machos o hembras viejos, respectivamente y como
consecuencia la degeneración de testículos latentes en los dos casos citados.
Según CUÉLLAR,L.(1988), las dosis de hormonas que se han empleado con
cierta eficacia son:
Dorada: 200 UI/kg de GCH
Lubina: 1.000 UI/kg de GCH
Carpa: respuesta anárquica con GCH. Mejora con técnicas de hipofisación.
Mugil: 50.000 UI/kg .
Existen en el mercado, preparados comerciales como el SG G-100(Donaloson)
empleado para el salmón, pero con buenos resultados en muchas especies.
Alguns esteroides como la progesterona, son eficaces solo a nivel de
laboratorio para inducir ovulación.
LH-RH(Gn-RH): también existe en el mercado, es eficaz en un número limitado de
especies como carpas herbívoras.
Análogo LH-RH: se emplea en dosis 100 veces superiores a los empleados
para animales. En la tenca se obtiene un 60% de ovulación de 100 pig. LH-RH/kg.
Períodos del ciclo sexual de los peces.
-Período de premaduración.
Se caracteriza por una gran ingestión de comida para asegurar su desarrollo
gonadal. A continuación el pez entra en una fase de anorexia, cuando el reproductor
deja de alimentarse.
Período de maduración.
En esta fase hay formación de gran cantidad de ovocitos y espermatozoide
acompañada de modificaciones en el metabolismo general. La maduración sexual se
aprecia por un marcado aumento de volumen, sobre todo en las hembras y por la
salida de productos genitales, óvulos y esperma.
Período de desove y fecundación.
Es la fase de emisión de óvulos y espermatozoide y la unión entre los
gametos, que puede ser tanto interna como externa.
Período de reposo o atresia genital.
Es la fase en que las gónadas se atrofian y los peces en uno período de
descanso hasta el ciclo siguiente. En la hembra la regresión de las gónadas es
rápida, siendo que algunos machos continúan produciendo esperma durante todo el
año.
Sitios para inoculación de inductores en (Cyprinus carpio) y (Tinca tinca)
Los sitios mas comunes para la inoculación de inductores en estas especies
son:
- Lóbulo de las aletas pectorales
- debajo de la aleta dorsal
- pedúnculo caudal.
Nunca debes inocular a través de la escama y también tener el cuidado de no
quitar la escama.
Cuanto a la adherencia de los huevos, que es el caso de la carpa y de la tenca,
debes utilizar soluciones para quitar esta adherencia ya que los huevos tienden a
aglutinarse y consecuentemente impedir el desarrollo embrionario, con la técnica de
WOYNAROVICH, que da buenos resultados.
Cuantificación de óvulos
-Método gravimétrico: se pesa el total de óvulos obtenidos y se toma una muestra. Se
pesa y se cuenta el número de óvulos contenido. La cantidad total es por
extrapolación.
- Método volumétrico: Se mide el volumen de los óvulos colectados antes de la
hidratación. Se toma una muestra (1ml), se cuantifica el mismo de óvulos y se
extrapola.
Incubación
Existen muchos sistemas de realizarse la incubación. Lo que debemos tener
en cuenta es que la temperatura del agua tiene que estar entre los 22 a 28°C y el
oxígeno de 5 a 7 mg/litro.
La fuente de agua debe estar libre de depredadores. Las mortalidades ocurren
fácilmente por maltrato de los huevos en las fases de desove artificial y de
fecundación
MATERIAL
Para el presente trabajo, relacionaremos a los materiales que fueron utilizados,
pertenecientes al Centro Nacional de Acuicultura Piscifactoria Las Vegas Del
Guadiana, Junta de Extremadura, ciudad de Badajóz, España.
- 36 hembras de (Tinca tinca,L.)
- 27 machos de (Tinca tinca,L.)
- Gonadotropina Corionica Humana, PHYSEX LEO - Laboratório LEO
5.000 UI.
- Hipofisis de (Gallus domesticus)
- Jeringuillas de 1 ml - 40 UI Microfine IV
- Agujas hipodérmicas
- Bateas para desove
- Botellas do tipo ZOUG
- Estanque para desove de 8.500 litros
- Vegetación artificial tipo RAFIA
- Mortero de cristal
- Suero fisiológico
S.A. 500 y
- NaCl
- CO(NH2)2
- Termómetro de máxima y mínima
-
Anestésico
MS
222
-
SANDOZ.
(
Aethylium-metaminobenzoicum
-
methansulfonicum)
- Báscula de precisión
- Algodón
- Alcohol
- Esponja para protección de los reproductores
- Guantes quirúrgico
- Aieradores
- Microscópico
- Pilas de laboratório de 3,0 X 0,60 X 0,50
- Baldes para anestésia
- Barras de Nitrato de Prata para marcar.
MÉTODOS
Fueran realizados un total de 4 experimentos y para cada uno de ellos fueran
utilizados un lote de 9 hembras y 9 machos de (Tinca tinca,L.) y uno experimento fue
utilizado solo 9 hembras, totalizando 63 peces.
El trabajo empezó en día 22 de mayo de 1992 en las dependencias del Centro
nacional de Acuicultura Piscifactoria
Las Vegas Del Guadiana, en la ciudad de
Badajóz, España.
Primer Experimento:
En esto fue utilizado 9 hembras y 9 machos de (Tinca tinca,L.) procedentes de
los estanques de la piscifactoria, con dos años de edad. Los peces quedaranse 1 día
para adaptación en las pilas del laboratorio.
En
las hembras y en los machos fueron realizados testes de presión
abdominal para comprobar el grado de maduración de las gónadas y hecho un
muestreo de óvulos para comprobar su maduración.
Con temperatura por encima de los 18°C, las hembras y machos fueron
separadas en pilas distintas.
Los peces fueron pesados en báscula de precisión y medidos en su longitud
standart y marcados con números de 1-2-3-4-5-6-7-8-9 para hembras y 11-12-13-1415-16-17-18-19 para los machos.
En este primer experimento, las hembras recibieron 1 UI/gr de peso en dos
dosis de 20% y 80% del total de Gonadotropina Coriónica Humana(GCH). La
segunda dosis fue 24 horas después de ser inyectada la primera dosis. Los machos
recibieron igual procedimiento no tocante a cantidad y tiempo entre una y otra dosis.
A seguir los peces fueron devueltos a las pilas y ahí se quedaran hasta el
desove.
La temperatura del agua fue tomada dos veces al día en las pilas de machos y
hembras.
Al comprobar, por presión abdominal y en el microscopio, la madurez de los
óvulos, para determinar el mejor momento para el desove, se llevo a machos y
hembras a los baldes conteniendo el anestésico MS 222 a una concentración de 1
gramo del producto por 12 litros de agua (1:12.000). En 3 minutos los peces estaban
con señales de anestesia a los cuales se procedió la retirada de los productos
gonadales en seco.
La mezcla de óvulos + espermatozoides tardó 3 minutos y fue hecha con la
ayuda de una pluma de pato.
Fue añadida a seguir una solución fertilizante y a seguir otra solución, esta
para quitar la adherencia de los huevos.
Solución fertilizante:
40 gr de NaCl y 30 gr de CO(NH2)2 para 10 litros de H2O. Fue utilizada esta solución a
una proporción de 2:1 (2 partes de la solución para una parte de la mezcla de óvulos
+ espermatozoides). El tiempo fue de 30 minutos, reemplazado a cada 10 minutos. A
seguir se hizo un lavado rápido de los huevos.
Solución antiadherente:
85 gr de CO(NH2)2 para cada 10 litros de H2O. Se utilizó esta solución por un espacio
de 30 minutos.
Pasado este tiempo, se hizo otro lavado rápido de los huevos y estos fueron
transportados a incubadoras de tipo ZOUG y a bateas con aieradores.
Este experimento, sirvió para comprobar la eficacia de la GCH, como inductor a la
puesta de (Tinca,L.)
Segundo experimento:
El segundo experimento fue realizado con 9 hembras y 9 machos de
(Tinca,L.), con dos años de edad y procedentes de los estanques del Centro Nacional
de Acuicultura Piscifactoria las Vegas del Guadiana. Los peces quedaranse un día en
las pilas para adaptación.
Fueron realizados los testes para comprobación de madurez gonadal.
Con la temperatura por encima de los 18 °C, se inició el experimento, con los machos
y hembras en pilas separadas.
Los peces fueron pesados en báscula de precisión, medidos en su longitud
standart y marcados con números de 1-2-3-4-5-6-7-8-9 para hembras y 11-12-13-1415-16-17-18-19 para los machos. Las hembras recibieron 6 mg/kg de extracto crudo
de hipofisis de (Gallus domesticus), disueltos en 4 ml de suero fisiológico.
Las hipofisis fueron sacadas de gallinas procedentes de un matadero de aves
en Ciudad de los Angeles, Madrid, y tenían realizadas ya varias puestas. Las hipofisis
fueron sacadas de las gallinas recién muertas y desecadas según esta técnica;
Las hipofisis extraídas fueron introducidas en acetona al 99,5% en una
proporción de 10 partes de acetona para una parte de hipofisis (10:1), siendo
reemplazada dos veces la acetona a cada 12 horas. A seguir fueron secadas en
ambiente seco a una temperatura de 24 °C, en papel filtro y a las 24 horas fueron
almacenadas en un bote de vidrio herméticamente cerrado. Este proceso se realizó
en el mes de abril de 1992.
Para la preparación del suero hipofisiario, para inyectar en las tencas, las
hipofisis fueron maceradas en mortero de cristal hasta quedar un polvo muy fino.
Incorporamos 4 ml de suero fisiológico para cada 6 mg de hipofisis y a seguir
centrifugado a 3.000 rpm por 5 minutos.
Fue utilizado para hembras una dosis de 6 mg/kg de peso en dosis única. Los
machos recibieron 2 mg/kg de peso de extractos crudos de hipofisis disueltos en 4 ml
de suero fisiológico, también en dosis única y sin repetición. A seguir los peces se
fueron a las pilas y ahí se quedaran hasta el desove.
La temperatura del agua fue tomada dos veces al día.
Comprobada por presión abdominal y por muestreo de ovulos al microscopio el
estado de madurez gonadal, se llevo a machos y hembras para los baldes
conteniendo el anestésico MS 222 a una concentración de 1 gr del producto para
cada 12 litros de agua (1:12.000). Con los peces ya anestesiados, se procedió a la
extracción de los óvulos y espermatozoides y siendo hecho la mezcla en seco por un
espacio de 3 minutos, con una pena de pato. A seguir utilizamos las soluciones
fertilizantes y antiadherente en la mezcla.
Solución fertilizante:
40 gramos de NaCl y 30 gramos de CO(NH2)2 para 10 litros de H2O. La proporción
utilizada de esta solución fue de 2 partes de la solución por una parte de huevos (2:1).
El tiempo fue de 30 minutos, siendo reemplazada la solución a cada 10 minutos.
Fue hecho un lavado rápido de los huevos en agua corriente y se pasó a la
segunda solución.
Solución antiadherente:
En esta solución utilizamos 85 gr de CO(NH2)2 para cada 10 litros de H2O, por
un espacio de 30 minutos. Pasado este tiempo, fue hecho un segundo lavado rápido
de los huevos y los mismos fueron pasados a incubadoras de tipo ZOUG y bateas
con aieradores.
Este experimento sirvió para comprobar la eficacia del extracto crudo de
hipofisis de (Gallus domesticus) como inductor a la puesta de tencas.
Tercer experimento:
El tercer experimento fue realizado con 9 hembras de (Tinca tinca,L.) con dos
años de edad, procedentes de los estanques del Centro Nacional de Acuicultura
Piscifactoria las Vegas del Guadiana.
Las hembras se quedaron en las pilas del laboratorio del Centro hasta la
comprobación de la madurez gonadal por presión abdominal y por la contastación de
la madurez de los óvulos en el microscopio. Este lote sirvió como lote testigo y su
importancia para el experimento, fue constatar el tiempo real de maduración gonadal
para el consecuente desove, en las mismas condiciones de "stress" de los otros
reproductores. Se tomó la temperatura del agua dos veces al día. Las hembras fueron
pesadas en báscula de precisión y medidas en su longitud standart en el día que
empezó el experimento. Fueron marcadas con números de 1-2-3-4-5-6-7-8-9.
Las hembras volvieron a las pilas y ahí se quedaron hasta el final de
experimento en el día 2/7/92.
Cuarto experimento:
En el cuarto experimento, fue utilizado 9 hembras y 9 machos de (Tinca
tinca,L.) con dos años de edad, procedentes de los estanques del Centro Nacional de
Acuicultura Piscifactoria las Vegas del Guadiana. Los reproductores se quedaron un
día en las pilas del laboratorio del centro para adaptación. En las hembras fue
realizado testes para comprobación del estado de madurez gonadal por presión
abdominal y de los ovulos a través del microscopio. Con temperatura por encima de
los 18 °C, se inició el experimento poniendo las hembras y los machos en pilas
separadas. A seguir las hembras fueron pesadas en báscula de precisión y medidas
en su longitud standart. Fueron marcados las hembras con números de 1-2-3-4-5-6-78-9 y los machos con números de 11-12-13-14-15-16-17-18-19.
En este experimento las hembras recibieron 1 UI/gr de peso en dos dosis de
un 100% del total de Gonadotropina Coriónica Humana GCH. La segunda dosis fue
24 horas después de ser inyectada la primera dosis. Los machos recibieron 1 UI/gr de
peso a la segunda dosis de las hembras. Los reproductores fueron llevados a una
frecera de tipo Dubish, con capacidad de 8.500 litros y equipada con vegetación
artificial de tipo rafia. Fue tomado la temperatura del agua 2 veces al día y ahí se
quedaron hasta el desove que ocurrió de manera natural.
Haremos a seguir el relato de las distintas fases de los experimentos.
El local elegido para las inyecciones de inducción en todos los experimentos,
fue la parte abajo de la aleta dorsal.
En el primer experimento, utilizamos una primera dosis de un 20% de la dosis
total. Esta fue inyectada en el día 26-5-92 a las 12,00 horas. En el día 27-5-92, cuatro
de las hembras ya estaban listas para el desove (3-4-5-9). La comprobación fue
hecha por leve presión abdominal y examen de óvulos en el microscopio. Hembras y
machos fueron pasados a baldes con anestésico (MS 222) y a los 3 minutos ya
estaban en condiciones de trabajo. Se hizo la extracción de los productos gonadales
sin problemas. Los machos presentaron poco contenido de semen, por lo que fue
necesario la utilización de canulación. Los óvulos fueron mezclados en seco con el
semen y a seguir recibieron las soluciones fertilizantes y antiadherente. Los
reproductores volvieron a las pilas separadas y los huevos encubados en bateas y
botella de tipo ZOUG. La temperatura del agua en este primer experimento estuvo
alrededor de los 22 °C.
En el día 28-5-92, la hembra número 8 estaba lista para la freza. El
procedimiento fue el mismo que el utilizado en las anteriores. La solución anestésica
fue la misma del día anterior con el mismo efecto, ya que al cabo de 3 minutos, tanto
hembra como macho estaban anestesiados. Se procedió a la extracción de los óvulos
que fueron mezclados en seco con el esperma del macho. Adicionados las soluciones
fertilizantes y antiadherente. Los huevos fueron encubados en bateas con aieradores.
Las hembras restantes (1-2-6-7) no se quedaron listas para el desove y en el
día 28-6-92, volvieron a los estanques del Centro con sensible perdida de peso, por
regresión gonadal. Los machos a su vez estaban sexualmente maduros.
Para el primer experimento utilizamos las siguientes tablas:
_
PESO
EDAD
TAL.
1°D.
2°D.
RES.
DES.
DÍAS
en UI
en UI
IND.
DÍAS
GRA.
TEM.
1
128
2
18,6
26
102
NO
-
-
22
2
104
2
17,5
21
83
NO
-
-
22
3
156
2
20,0
31
125
SI
1
22
22
4
123
2
20,0
25
98
SI
1
22
22
5
156
2
19,0
31
125
SI
1
22
22
6
109
2
18,0
22
87
NO
-
-
22
7
137
2
19,0
28
109
NO
-
-
22
8
146
2
19,7
30
116
SI
2
44
22
9
145
2
18,0
29
116
SI
1
22
22
* TAL: talla
* 1° D en UI: primera dosis en Unidade Internacional
* 2° D en UI: segunda dosis en Unidade Internacional
* Res.Ind.: respuesta a la inducción
* Des.Días.: días para el desove
* Días gra.: días grados para el desove
* Tem.: temperatura.
Las hembras que no fresaron, fueron retiradas en el día 2-7-92.
_
PESO
EDAD
TAL.
1°D.
2°D.
RES.
DES.
DIAS
en UI
en UI
IND.
DIAS
GRA.
TEM.
11
124
2
19,0
25
99
SI
1
22
22
12
106
2
19,5
21
85
SI
1
22
22
13
93
2
18,4
19
74
SI
1
22
22
14
90
2
17,9
18
72
SI
1
22
22
15
93
2
18,4
19
74
SI
1
22
22
16
108
2
19,2
22
86
SI
1
22
22
17
106
2
19,3
21
85
SI
1
22
22
18
104
2
18,8
21
83
SI
1
22
22
19
96
2
18,7
20
76
SI
1
22
22
* Tal: talla
* 1° D. en UI: primera dosis en Unidade Internacional
* 2° D. en UI: segunda dosis en Unidade Internacional
* Res. Ind.: respuesta a la inducción
* Des.Días: días para el desove
* Días gra.: días grado para el desove
* Tem.: Temperatura média.
Para el segundo experimento, utilizamos 9 hembras y 9 machos de (Tinca
tinca). Las hembras y machos fueron marcados, pesados y sacado su longitud
standart. La dosis utilizada fue única, siendo de 6 mg de extracto crudo de hipofisis de
(Gallus domesticus) disueltos en 4 ml de suero fisiológico. El local de aplicación del
inductor fue abajo de la aleta dorsal. Las dosis fueron dadas en el día 29-5-92. Ya en
el día 30-5-92, las hembras de números 1-2-4-5-8, estaban listas para la freza, por
comprobación abdominal y de microscopio, del grado de madurez. La temperatura
estaba en 22 °C. y utilizamos los machos de número 11-12-13-14-15.
Tanto machos como hembras fueron pasados a baldes con anestésico MS
222 y a los 3 minutos, ya presentaban condiciones de trabajo.
La extracción de los productos gonadales de las hembras fue hecha sin problemas.
Los machos presentaron poco semen y fue utilizado canulación. Los óvulos
fueron mezclados en seco y recibieron a seguir las soluciones fertilizantes y
antiadherente. Los reproductores volvieron a las pilas separadas y los huevos fueron
encubadas en bateas con aieradores y botellas de tipo ZOUG. La temperatura del
agua estuvo alrededor de los 22 °C.
En el día 31-5-92, dos días después de la inducción, con 44 grados día, el
restante del lote, las hembras de números 3-6-7-9 y los machos de números 16-1718-19, también ya estaban listos para el desove. Se utilizó el mismo procedimiento y
incluso la misma solución anestésica, con efectos iguales al del día anterior. Los
huevos fueron encubados en bateas con aieradores y en botella de tipo ZOUG.
Los machos del experimento estaban listos ya en el primer día.
En el segundo experimento se utilizó la siguiente tabla:
_
PESO
EDAD
TAL.
años
D.T.
RES.
DES.
DIAS
en mg
IND.
DIAS
GRAD
TEM.
O
1
112
2
18,0
0,67
SI
1
22
22
2
95
2
17,2
0,57
SI
1
22
22
3
103
2
17,5
0,62
SI
2
44
22
4
112
2
18,3
0,67
SI
1
22
22
5
96
2
17,5
0,57
SI
1
22
22
6
94
2
17,0
0,56
SI
2
44
22
7
88
2
16,5
0,52
SI
2
44
22
8
119
2
18,7
0,71
SI
1
22
22
9
117
2
18,5
0,70
SI
2
44
22
* D.T. em mg.: dosis total en miligramos.
_
PESO
EDAD
TAL.
años
D.T.
RES.
DES.
DIAS
en mg
IND.
DIAS
GRAD
TEM.
O
11
106
2
18,2
0,63
SI
1
22
22
12
88
2
18,1
0,52
SI
1
22
22
13
87
2
18,0
0,52
SI
1
22
22
14
100
2
18,5
0,60
SI
1
22
22
15
117
2
19,5
0,70
SI
1
22
22
16
105
2
19,1
0,63
SI
1
22
22
17
88
2
18,4
0,52
SI
1
22
22
18
128
2
20,1
0,76
SI
1
22
22
19
115
2
19,5
0,69
SI
1
22
22
El tercer experimento, fue realizado con un lote testigo. Fueron utilizadas 9
hembras de (Tinca tinca,L.), procedentes de los estanques del Centro. Las hembras
estaban con dos años de edad y llegaron a las pilas del laboratorio en el día 28-5-92.
No fue utilizado ningún tipo de inducción artificial.
A cada dos días se hacia una leve presión abdominal para comprobar la
madurez gonadal.
La temperatura del agua de las pilas fue verificada todos los días. Las hembras
volvieron a los estanques de la piscifactoria así que se terminó el experimento, con
una sensible disminución del vientre y pérdida de un 20% de peso, presentando
señales evidentes de reabsorción gonadal. Los óvulos al final del experimento
estaban en su mayoría degenerados.
Las hembras recibieron números de 1-2-3-4-5-6-7-8-9. Fueron pesadas en
báscula de precisión y medidas en su longitud standart al iniciar el experimento.
La temperatura media del agua de las pilas, fue de 22 °C.
Las hembras quedaranse 710 días grados y volvieron a los estanques de
engorda, sin que ninguna de ellas presentasen señales de posible freza.
El trabajo con este lote empezó en el día 28-5-92 y terminó en el día 2-7-92.
En el tercer experimento, se utilizó la siguiente tabla:
_
PESO
EDAD
TEM.
años
media
DESOVE
DIAS
GRADO
1
107
2
22
NO
710
2
83
2
22
NO
710
3
87
2
22
NO
710
4
95
2
22
NO
710
5
102
2
22
NO
710
6
101
2
22
NO
710
7
97
2
22
NO
710
8
99
2
22
NO
710
9
89
2
22
NO
710
En el cuarto y último experimento, fueron utilizadas 9 hembras y 9 machos de
(Tinca tinca,L.) procedentes de los estanques del Centro Nacional de Acuicultura
Piscifactoria las Vegas del Guadiana. Las hembras fueron señaladas con números de
1-2-3-4-5-6-7-8-9 y machos con números de 11-12-13-14-15-16-17-18-19.Las
hembras y machos fueron pesados en báscula de precisión y medidos en su longitud
standart.
Pasaron un día en las pilas del laboratorio del Centro para adaptación y a
seguir fueron inyectados con Gonadotropina Coriónica Humana GCH en dosis de 1
UI/gr de peso. La primera dosis fue en el día 22-5-92 y la segunda dosis fue en el día
23-5-92. Los machos recibieron una dosis sola en el tiempo de la segunda dosis de
las hembras, también de 1 UI/gr de peso. Las hembras y machos fueron pasados a la
frecera de 8.500 litros y equipada con vegetación de tipo de rafia. Estos reproductores
estaban en condiciones excepcionales y presentaban señales de evidente
maduración gonadal.
Los reproductores se quedaron en la frecera y en el día
20-6-92 fresaron, iniciando la puesta con movimientos característicos entre los dos
sexos. La puesta fue a los 616 días grado, siendo que la temperatura media del agua
estuvo por entorno a los 22 °C.
Para el cuarto experimento, utilizamos la siguiente tabla:
_
PESO
EDAD
TAL.
años
1°D.
2°D.
RES.
DIAS
DIAS
en UI
en UI
IND.
DES.
GRA.
TEM
1
158
2
21,0
158
158
SI
28
616
22
2
90
2
18,0
90
90
SI
28
616
22
3
108
2
18,0
108
108
SI
28
616
22
4
108
2
18,5
108
108
SI
28
616
22
5
119
2
19,3
119
119
SI
28
616
22
6
95
2
18,3
95
95
SI
28
616
22
7
124
2
19,7
124
124
SI
28
616
22
8
96
2
19,2
96
96
SI
28
616
22
9
84
2
18,0
84
84
SI
28
616
22
_
PESO
EDAD
TAL.
2° D.
RES.
DIAS
años
en cm.
en UI
IND.
GRADO
TEM
11
126
2
20,5
126
SI
616
22
12
110
2
19,7
110
SI
616
22
13
99
2
18,7
99
SI
616
22
14
125
2
20,5
125
SI
616
22
15
116
2
20,0
116
SI
616
22
16
93
2
19,0
93
SI
616
22
17
150
2
21,7
150
SI
616
22
18
95
2
18,0
95
SI
616
22
19
122
2
20,0
122
SI
616
22
RESULTADO
Los resultados a que llegamos al finalizar los experimentos de inducción al
desove, en el día 2/7/92 fueron:
En el primer experimento, la GCH para inducción al desove en tencas, tuvo
una efectividad de un 55,56%, ya que de las 9 hembras inducidas artificialmente, 5
realizaron la puesta y 4 hembras hasta el final del experimento no llegaron a frezar.
Los machos mientras tanto respondieron positivamente a la inducción y todos
estaban listos a la presión abdominal que se ejercia.
Las hembras que respodieron positivamente, tuvieron sus productos
gonadales extraidos en casi su totalidad y las que llegaron al final sin frezar, sufrieron
una pérdida de peso de un 20% en decorrencia de la regresión gonadal ocurrida.
En el segundo experimento, la utilización de extractos crudos de hipofisis de
(Gallus domesticus), resultó en una efectividad de un 100 % al final del experimento,
ya que las 9 hembras de tencas frezaron.
Los machos respondieron positivamente, ya en el primer día de inducción.
Las hembras tuvieron extraidas casi que en su totalidad los productos
gonadales y perdieron cerca de un 30% de su peso al final de la puesta.
El tercer experimento, sin utilización de inductor y sin la presencia de machos,
resultó en que las hembras no llegaron a frezar y que el stress causado por el cambio
de ambiente y la falta del macho, impidió la realización de la puesta.
El cuarto y último experimento, con utilización de GCH como inductor, se llevo
a cabo en la frezera utilizada para el desove de carpas. Las hembras y los machos
recibieron la dosis del inductor y fueron transportadas a estas freceras de 8.500 litros
de agua y con vegetación artificial del tipo rafia.
Quedaranse por 28 días al cabo de los cuales realizaron la puesta.
Haremos a seguir, representación gráfica de las temperaturas presentadas,
correspondientes a las del día 22-5-92 hasta el día 30-7-92, bien como de gráficas de
días para el desove y de la efectividad de inducción.
DISCUSIÓN DEL RESULTADO
Este experimento se realizó en una época poco típica para la región, visto que
las temperaturas del agua hasta el día 18 de junio, aún estaban en la casa de los 18
°C.
Esto perjudicó un poco el resultado ya que se retrasó la maduración final de las
gónadas, principalmente en las hembras.
La efectividad de la GCH, se pudo contestar, ya que en el primer lote, donde
las hembras tenían las mismas condiciones y características, venían de un mismo
estanque de engorda y tenían la misma edad y estaban con los niveles de
maduración semellantes, su eficacia llego a los 55,56%, donde de las 9 hembras de
(Tinca tinca,L.), apenas 5 frezaron, siendo que 1 frezó 1 día despues de las otras 4.
Según las bibliografía citadas y aquí listadas, la GCH utilizada en inducción al
desove, no tiene una efectividad muy alta.
Sabemos que cada ser vivo, tiene sus características propias y esto por si solo
explica por que una porcentaje de estas hembras no frezaron.
La prueba esta en el lote 3 o lote testigo, donde 9 hembras con las mismas
características fisiológicas que las otras hembras de los otros lotes y que se quedaron
sin inducción, en las pilas, al cabo de 35 días no fresaron.
Las hembras de este lote probaron que en realidad, estas no estaban listas
fisiológicamente para realizar una puesta, pesar de que tenían aspecto externo de
madurez gonadal
El segundo lote, compuesto por 9 hembras y 9 machos, recibieron el extracto
crudo de hipofisis de gallina como inductor al desove. El resultado que llegó al final
del experimento, con un 100% de respuesta positiva al desove, siendo 5 con 1 día y 4
con 2 días después de la inducción y todas en dosis única, comprobó la eficacia, la
potencia y la compactibilidad de la hipofisis de gallina en relación a la de los peces.
Químicamente, las hormonas almacenadas en la hipofisis de las aves, son
muy semellantes a las hormonas de los teleosteos, lo que viabiliza su utilidad.
En comparación con el lote testigo, donde no ocurrió freza, el resultado
presentado por esta inducción, comprobó la potencialidad de este inductor.
Como ya citamos, el tercer experimento demostró que las hembras no estaban
listas para el desove y que las hembras de otros lotes, solo consiguieron expulsar los
ovulos por la administración de inductores.
El tercer lote, que servio como lote testigo, comprobó que las hembras de
(Tinca tinca,L.) con dos años de edad, no estaban preparadas para realizar sus
actividades sexuales y que solamente llegarían al intento de la freza con inductores
hormonales.
La regresión gonadal en el tercer lote, fue acentuada en estos 35 días, ya que
amén de la perdida de peso, que estuvo al rededor de los 20%, ocurrió una
disminución visible del volumen abdominal.
Al se constatar al microscopio, es estado de los ovulos al final del experimento,
se observó una total degeneración del vitelo.
El cuarto y último lote de tencas, utilizados en el experimento, frezaron en
estanques con vegetación artificial de tipo rafia a los 28 días de la inducción y
recibiendo 2 UI/gr de peso, divididas en dos dosis de 1 UI/gr de peso de GCH. La
administración de la hormona servió para adelantar la maduración de los óvulos y
estos peces sin el stress que causan las pilas y por la presencia de la vegetación que
les permite sentirse mejor en el ambiente, llegaron a la freza normalmente.
En esto lote los reproductores no fueron manipulados, siendo que el único
estímulo artificial que tuvieron, fue la aplicación de la GCH para acelar la maduración
gonadal.
Haremos a seguir una tabla con la relación cantidad hormonal, y valor en
pesetas de los inductores utilizados en el experimento.
LOTE
1
2
4
PESO/GR
CANTIDAD
* VALOR
CANTIDAD
HORMONAL
PESETAS
ESPECIES
_ 1203
1204 UI
455,39
_ 9
_ 920
920 UI
_ 936
5,59 gr
_ 934
5,57 gr
_ 982
1964 UI
1036 UI
_ 9
55,80
_ 9
_ 9
643,20
_ 9
_ 9
* Valor em pesetas de Julio/92
En esta tabla, no presentamos el lote 3 por haber recibido ningun tipo de inductor.
CONCLUSION
Los ejemplares de (Tinca tinca,L.) utilizados en este experimento, fueron
escogidos al acaso, de los estanques del Centro Nacional de Acuicultura Piscifactoria
las Vegas del Guadiana.
Todos los ejemplares tenían 2 años de edad, esto para tener un lote
homogéneo, generalizado y que difícilmente irían frezar en esto verano, por su
escasa edad, siendo que se esto ocurriera de manera natural, se daría entorno a un
10%.
La administración de hormonas, aceleró el proceso de maduración gonadal y
tanto
la Gonadotropina Corinonica Humana como la administración de extractos
crudos de hipofisis de (Gallus domesticus) demostraron su efectividad, visto que las
hembras de (Tinca tinca,L.) a los dos años de edad, no estaban todavía aptas
fisiológicamente para desovar.
Una realidad sacada del experimento, fue la potencialidad que presentó los
extractos crudos de hipofisis de (Gallus domesticus), ya que todo el lote de hembras,
frezó al cabo de 48 horas y se consiguió sacar una gran parte de los productos
gonadales con mucha facilidad.
La presión abdominal que se tuvo que hacer en estas hembras fue mínima, ya
que de las 9 hembras del lote, salían los óvulos sin ningun esfuerzo.
Con los resultados obtenidos en este trabajo, podremos afirmar que la administración
de extractos crudos de hipofisis de (Gallus domesticus) como inductor al desove de
ciprinidos es totalmente fiable.
Cuanto al coste de las inducciones hechas en este trabajo, también se pudo
sacar una idea de la diferencia entre las inducciones, siendo que en algunos casos
como el de los productores de aves en el sur de Brasil, este coste prácticamente sea
de 0,00 pesetas, pues la cabeza de las gallinas son tiradas fuera o sirven para harina
de carne y huesos.
Con esta disponibilidad que hay en el sur de Brasil de estas hipofisis, es
posible que los productores de aves y peces, puedan realizar un intercambio
favorable a las dos partes, bien como se puede potenciar la explotación de relaciones
interespecífica entre especies.
Actualmente ya teníamos algunas ventajas de esta interelación de cultivo,
donde se podía utilizar las heces de las gallinas como abono de estanques de cultivo
de peces, los restos de alimentación de estas gallinas como suplementación
alimentar de los peces y ahora podremos cerrar mas aún este ciclo con la utilización
también de las glándulas pituitarias de estas especies para aumentar y facilitar la
obtención de alevines.
Bibliografia
CARRILLO,M. y ZANUY,S. Fisiología de la reproducción: Fisiología de la
reproducción de los teleósteos. En Acuicultura marina: Fundamentos biológicos y
tecnología de la producción. Barcelona. pp125-142. 1993.
HUET, M. Tratado de Piscicultura. 2 ed. Madrid: Mundi Prensa, 745p. 1983
LUKOWICZ VON, M.; TAMAS, G. e HORWATH, L. 1985 Aquaculture of tench (Tinca
tinca). Aquaculture of Cyprinids. Billard, R. (Ed.) INRA, París 357-368. 1986
PÉREZ REGADERA Y PÉREZ, J. J. La Ciprinicultura. Madrid. España. Consejeria
de Agricultura y Pesca .55p. 1993.