lixiviación fúngica de oro a partir de tarjetas de circuito impreso

UNIVERSIDAD VERACRUZANA
FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS
“LIXIVIACIÓN FÚNGICA DE ORO A PARTIR DE
TARJETAS DE CIRCUITO IMPRESO
PROVENIENTES DE TELÉFONOS CELULARES”
TESIS
Que para acreditar la Experiencia educativa:
Experiencia Recepcional
Programa Educativo: Ingeniería Química
P r e s e n t a:
“BRENDA JOAN SOTO”
Director:
Dra. Rosalba Argumedo Delira
Xalapa, Ver., Julio 2014
Esta tesis fue financiada por el proyecto:
PROMEP/103.5/13/7135
AGRADECIMIENTOS
A Dios pues él ha sido mi gran refugio en cada situación de felicidad o tristeza.
A mi madre por haberme dado la vida, por siempre confiar en mí, por no ponerme
límites para realizar mis sueños al contrario siempre recibí su mejor consejo, su
más grande apoyo, a mi familia que aunque están lejos siempre tuvieron fe en mí
y me alentaron a continuar
También agradezco infinitamente al maestro José Juan Muñoz León mi profesor
de la preparatoria quien me dio las herramientas necesarias para ingresar a la
universidad y quien a la vez me permitió conocer al Doctor Ragueb Chain que
desde ese día se convirtió en mi ángel tomando el papel de un padre para mí al
brindarme todo tipo de apoyo que yo requerí en cualquier momento.
Sin duda los verdaderos amigos no deben quedar fuera, Irving, Karen, Adriana,
Erika, Janeth, Esther, Mónica, Ari, Anni, Jessi, los cuales me brindaron su ayuda,
sus consejos, su amistad y me motivaron a continuar siempre, muchas gracias!.
Finalmente y no por menos importe quiero agradecer a la doctora Rosalba
Argumedo quien nunca me dejo sola en este sueño y que por su paciencia,
enseñanzas y gran corazón hoy puedo ver realizado.
Lixiviación fúngica de oro a partir de tarjetas de circuito impreso provenientes de
teléfonos celulares
Brenda Joan Soto
Universidad Veracruzana, 2014
RESUMEN
Los teléfonos celulares obsoletos se encuentran dentro de los Desechos de Equipos
Eléctricos y Electrónicos (DEEE o WEEE por sus siglas en inglés). Como resultado de
los rápidos cambios en las características de los equipos y capacidades, la vida útil de
los teléfonos celulares es aproximadamente de un año, lo que crea un flujo importante
de estos dispositivos móviles obsoletos, millones de estos son desechados cada año,
contribuyendo con la generación de la denominada basura electrónica. Los teléfonos
celulares están constituidos por materiales valiosos como plástico, Fe, Cu, Al, Au, Ag,
Pd principalmente, no obstante también contienen sustancias tóxicas como Pb, Cd,
As, Hg y éteres difenil polibromados por mencionar algunos. En vista del deterioro
ambiental que pueden provocar las sustancias tóxicas y el reuso de los materiales
valiosos de los teléfonos celulares, varios estudios se han enfocado en recuperar los
metales preciosos a partir de las tarjetas de circuito impreso (TCI) como un motor
económico que impulse el reciclado de estos desperdicios. Los métodos que se han
implementado para la recuperación de estos metales a partir de las TCI son
hidrometalúrgicos y pirometalúrgicos los cuales presentan desventajas ambientales y
energéticas, por lo que la generación de nuevas técnicas de recuperación de metales
a partir de las TCI de bajo impacto ambiental y energético es cada vez más necesaria.
Considerando lo anterior, la presente investigación tuvo como objetivo general
encontrar las condiciones de cultivo adecuadas para incrementar la recuperación de
oro por hongos a partir de las TCI de los teléfonos celulares. Para cumplir con este
objetivo, se plantearon diferentes fases experimentales: 1) desmantelamiento de
teléfonos celulares y reducción del tamaño de las TCI, 2) ensayos preliminares para
determinar las condiciones de cultivo adecuadas para cada tipo de hongo, 3)
lixiviación de Au por hongos unicelulares y pluricelulares y 4) bioacumulación fúngica
de Au. En los resultados de los ensayos preliminares, se encontró que la mayor
lixiviación de Au para el hongo A. niger MXPE6 (6.20%) se presentó en cultivos sin
agitación, mientras que para la levadura B-20 (8.43%) se obtuvo en cultivos con
agitación. Por otra parte, los ensayos de biolixiviación mostraron que la recuperación
máxima de Au bajo cultivos sin agitación para el consorcio fúngico formado por A.
niger MXPE6 + A. niger MX7 y A. niger MXPE6 son de 56 y 17% respectivamente,
mientras que la levadura B-20 no lixivió Au bajo condiciones de cultivo con agitación.
No obstante, la levadura B-20 (47%) presentó la mayor bioacumulación de Au en su
biomasa seca en comparación con el consorcio fúngico (10%) y A. niger MXPE6 (7%).
Es evidente que la composición de las TCI, las condiciones de cultivo utilizadas
afectan la eficiencia de biolixiviación fúngica de Au. Por lo tanto la modificación de
algunas de estas condiciones podría incrementar dicha eficiencia.
Palabras clave: Biolixiviación, oro, teléfonos celulares, TCI, basura electrónica.
i
ÍNDICE GENERAL
Pág.
ÍNDICE DE FIGURAS
v
ÍNDICE DE CUADROS
vii
1. INTRODUCCIÓN
1
2. ANTECEDENTES
3
2.1. ALTERNATIVAS PARA LA RECUPERACIÓN DE METALES
A PARTIR DE LAS TCI PROVENIENTES DE LOS
RESIDUOS DE TELÉFONOS CELULARES
3
2.1.1. Hidrometalúrgicas y pirometalúrgicas
3
2.1.2. Biológicas
4
2.1.3. Ventajas y desventajas del empleo de técnicas biológicas
para la recuperación de metales a partir de las TCI provenientes de
los residuos de teléfonos celulares
5
3. PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA
7
4. JUSTIFICACIÓN
8
5. OBJETIVOS
9
5.1. OBJETIVO GENERAL
9
5.2. OBJETIVOS PARTICULARES
9
6. HIPÓTESIS
10
7. MARCO TEÓRICO
11
7.1. DEFINICIÓN DE RESIDUO ELECTRÓNICO, TELÉFONO
CELULAR Y TARJETA DE CIRCUITO IMPRESO
11
7.1.1. Residuo electrónico
11
7.1.2. Teléfono celular
11
7.1.3. Tarjeta de circuito impreso (TCI)
12
7.2. COMPOSICIÓN DE LAS TARJETAS
IMPRESO DE LOS TELEFONOS CELULARES
DE
CIRCUITO
7.2.1. Tipos de tarjeta de circuito impreso
7.3 CONSUMO DE
MUNDIAL Y NACIONAL
TELÉFONOS
CELULARES
12
14
A
NIVEL
15
7.4. TOXICIDAD E IMPACTO AMBIENTAL DE LOS RESIDUOS
DE TELÉFONOS CELULARES
17
7.5. HISTORIA DEL ORO (Au)
19
7.6. PROPIEDADES FISICOQUÍMICAS DEL Au Y ALGUNAS
20
ii
APLICACIONES
7.7. IMPORTANCIA DE OBTENER ORO A PARTIR DE UNA
FUENTE SECUNDARIA COMO LAS TCI DE TELÉFONOS
CELULARES
21
7.8. MECANISMOS Y TRANSPORTE DE MASA
DE LOS
PROCESOS EVALUADOS EN ESTE TRABAJO : LIXIVIACIÓN,
BIOSORCIÓN Y BIOACUMULACIÓN
22
7.9. BIOPROCESO
24
7.10. BIOLIXIVIACIÓN DE MATERIALES SÓLIDOS
24
7.11. METALES
7.12. REACCIONES DE ÓXIDO-REDUCCIÓN
25
25
7.13. PROTEÍNAS
25
7.14. ENZIMAS
26
7.15. pH
26
7.16. CURVA DE CALIBRACIÓN
26
7.17. ESPECTROSCOPIA ATÓMICA
26
7.17.1. Espectrometría de Emisión Óptica por Plasma acoplado
Inductivamente (ICP-OES)
27
7.18. LEVADURA
28
7.19. HONGO
29
7.20. FASES DE CRECIMIENTO DE LOS MICROORGANISMOS
29
7.21. BIORREACTORES
29
8. MATERIALES Y MÉTODOS
31
8.1. Diagrama general de la metodología
31
8.2. BIORREACTORES DE LIXIVIACIÓN UTILIZADOS
32
8.3. DESMANTELAMIENTO DE TELÉFONOS CELULARES Y
REDUCCIÓN DEL TAMAÑO DE LAS TCI
34
8.4. ENSAYOS PRELIMINARES PARA LA SELECCIÓN DE LAS
CONDICIONES DE CULTIVO ADECUADO PARA CADA
TIPO DE HONGO
34
8.4.1. Ensayos preliminares para seleccionar las condiciones de
cultivo adecuadas para hongos unicelulares
34
8.4.2. Ensayos preliminares para seleccionar las condiciones de
cultivo adecuadas para hongos pluricelulares
35
8.5. LIXIVIACIÓN DE Au POR HONGOS UNICELULARES Y
PLURICELULARES
35
8.5.1. Lixiviación de la levadura bajo condiciones de cultivo con
35
iii
agitación
8.5.2. Lixiviación de Aspergillus niger MXPE6 bajo condiciones de
cultivo sin agitación
36
8.5.3. Lixiviación de un consorcio de Aspergillus niger bajo
condiciones de cultivo sin agitación
36
8.6.
BIOACUMULACIÓN FÚNGICA DE Au
37
8.7.
ANÁLISIS ESTADÍSTICO
37
9. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
39
9.1. ENSAYOS PRELIMINARES PARA LA SELECCIÓN DE LAS
CONDICIONES DE CULTIVO DECUADO PARA CADA TIPO
DE HONGO
39
9.2. LIXIVIACIÓN DE Au POR HONGOS UNICELULARES Y
PLURICELULARES
40
9.3. BIOACUMULACIÓN FÚNGICA DE Au
53
10. CONCLUSIONES
54
11. RECOMENDACIONES
55
LITERATURA CITADA
56
ANEXO I
62
ANEXO II
64
ANEXO III
67
iv
ÍNDICE DE FIGURAS
Pág.
Figura 1.1. Teléfonos celulares obsoletos, los cuales forman parte de los
residuos de equipos eléctricos y electrónicos (basura electrónica).
1
Figura 7.1. Principales elementos que constituyen un teléfono celular. a)
Carátula, b) Tarjeta de circuito impreso, c) Pantalla, d) Teclado y e)
Batería.
12
Figura 7.2. Tarjetas de circuito impreso. a) TCI de computadora y b) TCI
de teléfono celular.
15
Figura 7.3. Crecimiento lineal del número de usuarios a nivel mundial de
telefonía móvil (ITU, 2014).
16
Figura 7.4. Crecimiento lineal del número de usuarios a nivel nacional de
telefonía móvil (ITU, 2014).
17
Figura 7.5. Comparación de la cantidad recuperada de Au. Minería vs TCI.
22
Figura 7.6. Esquema de la lixiviación: Antes de la lixiviación (izquierda) y
después de la lixiviación (derecha), a) Medio mineral, b) Fase portadora,
sólido con soluto (Au), c) Soluto, d) Fase portadora solida lixiviada, e)
Medio mineral con el soluto (partículas de Au).
23
Figura 7.7. Mecanismo de biosorción y bioacumulación de Au por
microorganismos
24
Figura 7.8. Descripción general de la técnica de Espectrometría de
Emisión Óptica por Plasma Acoplado Inductivamente (ICP).
28
Figura 8.1. Biorreactor sin agitación con capacidad de 5 L. a) dispositivo
de inoculación y b) dispositivo de muestreo.
32
Figura 8.2. Biorreactor con oxigenación y capacidad de 2 L. a) dispositivo
para inocular y b) dispositivo de oxigenación.
33
Figura 8.3. Biorreactor con agitación y capacidad de 5 L. a) dispositivo
para inocular, b) controlador de agitación y c) dispositivo para muestrear.
33
Figura 9.1 Bioensayos de lixiviación bajo condiciones con agitación para la
levadura B-20.
41
v
Figura 9.2. Bioensayos de lixiviación bajo condiciones estacionarias del
consorcio fúngico A. niger MXPE6 + A. niger MX7.
41
Figura 9.3. Consumo de glucosa en los medios de cultivo para los
tratamientos con y sin residuo de TCI. a) A. niger MXPE6, b) A. niger
MXPE6 + A. niger MX7 y c) Levadura B-20 (n=3, Media ± error estándar).
43
Figura 9.4. Concentración de proteínas en la biomasa fúngica para los
tratamientos con y sin residuo de TCI. a) A. niger MXPE6, b) A. niger
MXPE6 + A. niger MX7 y c) Levadura B-20 (n=3, Media ± error estándar).
45
Figura 9.5. Concentración de proteínas extracelulares presentes en el
medio de cultivo de la levadura B-20 para los tratamientos con y sin
residuo de TCI (n=3, Media ± error estándar).
46
Figura 9.6. Comportamiento del pH para los tratamientos con y sin residuo
de TCI. a) A. niger MXPE6, b) A. niger MXPE6 + A. niger MX7 y c)
Levadura B-20 (n=3, Media ± error estándar).
48
Figura 9.7. Biomasa fúngica seca de los tratamientos con y sin residuo de
TCI (n=3, Media ± error estándar).
49
Figura 9.8. Biolixiviación fúngica de Au para los tratamientos con residuo
de TCI (n=3, Media ± error estándar).
51
Figura 9.9. Cambios del material cortado de las TCI al ser expuestas a los
dos hongos y al consorcio fúngico.
52
Figura 9.10. Bioacumulación fúngica de Au para los tratamientos con
residuo de TCI (n=3, Media ± error estándar).
53
vi
ÍNDICE DE CUADROS
Cuadro 7.1. Composición representativa de los constituyentes que
conforman las tarjetas de circuito impreso en peso (%).
Pág.
Cuadro 7.2. Toxicidad al ser humano de algunas sustancias presentes en
los residuos de teléfonos celulares (Yuan y McPherson, 2003).
18
Cuadro 9.1. Biolixiviación de Au, biomasa fúngica seca y pH de los
ensayos preliminares para el hongo A. niger MXPE6 y la levadura B-20
bajo diferentes condiciones de cultivo.
40
13
vii
1. INTRODUCCIÓN
En la actualidad la tecnología va avanzando rápidamente por lo que el uso de
dispositivos
electrónicos
como
los
teléfonos
celulares
ha
aumentado
considerablemente en los últimos años. Como resultado de la innovación
tecnológica en las características de los equipos, la vida útil de los teléfonos
celulares es aproximadamente de un año, lo que crea un flujo importante de estos
dispositivos móviles obsoletos (Fig. 1.1). Los residuos de teléfonos celulares en
países que no cuentan con una legislación al respecto, son desechados junto con
residuos sólidos municipales, lo cual es un peligro latente para el medio ambiente
y por ende para el ser humano debido a sus constituyentes.
Figura 1.1. Teléfonos celulares obsoletos, los cuales forman parte de los residuos de
equipos eléctricos y electrónicos (basura electrónica).
Los teléfonos celulares contienen sustancias tóxicas como Pb, Cd, As, Hg y Br
(Yuan y McPherson, 2003). Además de materiales valiosos como plástico, vidriocerámicos y otros metales tales como Cu, Fe, Al, Au, Ag y Pd (Wang et al., 2012).
Los metales preciosos presentes en los teléfonos celulares obsoletos (fuente
secundaria de metales) han propiciado el incremento de investigaciones
enfocadas en la recuperación de dichos metales, empleando procesamientos
1
hidrometalúrgicos y pirometalúrgicos, sin embargo presentan desventajas
ambientales y energéticas.
Por lo cual las alternativas microbiológicas han adquirido gran importancia, debido
a que reducen el costo energético y el impacto negativo sobre el medio ambiente
que tienen los procesamientos antes mencionados, para la recuperación de
metales a partir de esta fuente secundaria.
Considerando además que el oro es ampliamente utilizado en diversas industrias
(vidrio,
eléctrica,
electrónica,
química,
aeroespacial,
automotriz
y
de
telecomunicaciones) y que para su obtención de fuentes primarias se necesita
remover toneladas de suelo que dañan ecosistemas completos, el presente
estudio evaluó diferentes condiciones de cultivo en las cuales se pudiera
incrementar la biolixiviación de oro (Au) proveniente de las tarjetas de circuito
impreso (TCI o PCB por sus siglas en inglés) de los teléfonos celulares,
empleando dos cepas de Aspergillus niger y una levadura, microorganismos
previamente estudiados por Madrigal-Arias (2012). Generando información básica
que pueda servir para posteriores investigaciones que logren analizar a mayor
detalle los mecanismos bioquímicos y genéticos involucrados en la lixiviación
fúngica de Au a partir de TCI. Adicionalmente ayudar a la generación de
biotecnologías más eficientes para la recuperación de Au a partir de este residuo
electrónico.
2
2. ANTECEDENTES
2.1. ALTERNATIVAS PARA LA RECUPERACIÓN DE METALES A PARTIR DE
LAS TCI PROVENIENTES DE LOS RESIDUOS DE TELÉFONOS CELULARES
2.1.1. Hidrometalúrgias y pirometalúrgicas
Actualmente la recuperación de metales valiosos se lleva a cabo con
procesamientos hidrometalúrgicos y pirometalúrgicos.
El procesamiento hidrometalúrgico consiste principalmente en la lixiviación ácida o
alcalina del material sólido finamente dividido, posteriormente los lixiviados de los
metales de interés se aíslan y concentran a través de procesos como: extracción
con
disolventes,
lixiviación-precipitación,
cementación,
electro-oxidación,
intercambio iónico, filtración y destilación (Gramatyka et al., 2007). Dentro de estos
procesos se encuentran trabajos como los de Xiu y Zhang, 2009 que reportan una
recuperación menor del 30% de As y Zn, 70% de Cd, 38% de Cr, 77% de Mn
utlizando HCl y HNO3 a partir de las tarjetas de circuito impreso. Más adelante Ha
et al., (2010) recuperó oro (90 y 98%) a partir de las TCI de teléfonos celulares
utilizando tiosulfato, cianuro y amonio, indicando que la eficiencia de lixiviación se
encuentra en función de la concentración de estas tres sustancias. Otros trabajos
muestran que con 24 g L-1 de tiosulfato y con 6% de Fe3+ se logró recuperar oro
(90%) y plata (50%) a partir de TCI de teléfonos celulares (Jing-ying et al., 2012).
Por otro lado en el proceso pirometalúrgico se emplea la incineración, fundición,
sinterización y reacciones en fase gaseosa a elevadas temperaturas, lo cual
genera altos gastos energéticos (Sum et al., 1991; Cui y Zhang 2008). Un ejemplo
importante es la recuperación de metales (99.5%) y residuos de fibra de vidrio
(74.7%) a partir de TCI cortadas en fragmentos de 5 cm x 5 cm empleando
pirólisis a vacío en un reactor (Long et al., 2010). En otros estudios sobre el
tratamiento de las TCI por pirólisis, se informa de la recuperación del 75.5% en
3
peso de diversos metales y fibra de vidrio, 20% en peso de aceite y 4.3% de gas
(Zhou y Qiu, 2010).
Cabe mencionar que en los procesos hidrometalúrgicos se generan grandes
cantidades de efluentes ácidos y lodos que deben ser eliminados correctamente,
mientras que en los procesamientos pirometalúrgicos se generan gases altamente
tóxicos (Zhou et al., 2011).
Las tecnologías que existen actualmente para la obtención de metales a partir de
las TCI son eficientes pero no satisfacen las necesidades futuras de la industria
metalúrgica, debido a la alta contaminación ambiental y alto costo (Tuncuk et al.,
2012). Por lo que el desarrollo de nuevas tecnologías sustentables es de gran
importancia.
2.1.2. Biológicas
En los últimos años se han buscado métodos alternativos para la recuperación de
metales provenientes de las TCI de los teléfonos celulares, debido a esto algunas
investigaciones han empleado microorganismos para dicho fin, encontrando que el
mecanismo microbiano predominante es la biolixiviación de materiales sólidos, en
el cual el metal es liberado a la solución (Krebs et al., 1997).
Dentro de los trabajos donde se emplean microorganismos para recuperar metales
a partir de las TCI se encuentra el estudio de Wang et al. (2009), donde se reporta
la biolixiviación de Cu (99.9%), Pb (100%) y Zn (98%) a partir de TCI con ayuda de
las bacterias Acidithiobacillus ferroxidans y Acidithiobacillus Thiooxidans aisladas
del drenaje de una mina. Además mencionan que la lixiviación de estos metales
aumenta al disminuir el tamaño de partícula de la TCI.
Otra bacteria empleada en la biolixiviación de metales a partir de TCI es
Chromobacterium violaceum, la cual es capaz de generar cianuro que forma
complejos con el oro, un ejemplo de ello es la investigación de Chi et al. (2011),
quienes informan que la biolixiviación de Cu (24.6%) y Au (11.31%) incrementa al
4
aumentar el pH, pero a la vez el contenido de cobre inhibe la biolixiviación de oro,
finalmente se concluyó que los metales provenientes de los residuos de TCI
pueden ser recuperados de una manera amigable para el medio ambiente, sin
embargo los rendimientos son menores que en los procesamientos conocidos
(hidrometalurgia y pirometalurgia) esto se debe a que las técnicas biológicas aún
se encuentran en investigación por lo que aún hacen falta muchos estudios para
poder incrementar los rendimientos de recuperación de metales a partir de estos
residuos haciendo el proceso más eficiente.
2.1.3. Ventajas y desventajas del empleo de técnicas biológicas para la
recuperación de metales a partir de las TCI provenientes de los residuos de
teléfonos celulares
Es de esperarse que en éste como en todo proceso existen ventajas y
desventajas, sin embargo la balanza se inclina más hacia los aspectos positivos,
ya que con las técnicas biológicas se pretende recuperar metales valiosos de
objetos que ya son considerados basura y no arrasando con ecosistemas como es
el caso de la minería. Además son más económicos los procesos biológicos,
comparados con los gastos energéticos necesarios para que funcionen los hornos
de la pirometalurgia y las grandes cantidades de reactivos corrosivos usados en la
hidrometalurgia. A continuación se mencionan algunas ventajas y desventajas del
uso de las alternativas microbiológicas.
Ventajas:

Las tecnologías microbiológicas son de menores costos al compararlas con
otros procesos convencionales como la hidrometalurgia o pirometalurgia.

Son amigables con el medio ambiente.
5

Flexibilidad en las instalaciones, que permite hacerlas rentables en
espacios reducidos.

La adquisición de microorganismos no requiere de una inversión económica
ya que pueden ser aislados de diversos ambientes (Rodríguez et al., 2001;
Llyas et al., 2007).
Desventajas:

El desarrollo de los microorganismos es impredecible.

Se requieren más medidas de control para que el proceso sea óptimo.

Se necesitan grandes cuidados para evitar contaminaciones.

Actualmente la recuperación de metales no es del 100%.

Los procesos son más lentos por lo que se necesitan periodos de tiempo
más largos (Pant et al., 2012).
6
3. PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA
El gran impacto de la tecnología y la moda está generando que las personas
cambien de teléfono celular mucho antes de que este se encuentre inservible,
debido al poco conocimiento acerca de sus componentes y de la aplicación
adecuada de las normatividades para el tratamiento de estos residuos, éstos son
desechados como cualquier otro residuo común sin imaginar las consecuencias
ambientales que se pueden generar.
Las sustancias tóxicas presentes en un teléfono celular son persistentes en el
ambiente y pueden ser lixiviadas por las lluvias hacia el suelo y cuerpos de agua
generando contaminación, lo cual es muy probable que afecte la salud de los
seres humanos expuestos a estos sitios (Lim y Schoenung, 2010).
Por otro lado, la obtención de oro es un proceso sumamente complicado que
acaba con ecosistemas ya que para obtener un par de gramos de oro es
necesario remover toneladas de suelo y subsuelo debido a que este metal se
encuentra en concentraciones muy bajas. Además las rocas son tratadas con
cianuros los cuales ocasionan contaminación del subsuelo y de las aguas
subterráneas con consecuencias para la salud humana y para el medio ambiente.
Por lo que una alternativa para la obtención de oro menos destructiva y menos
contaminante, es recuperarlo a partir de las TCI provenientes de los teléfonos
celulares empleando métodos microbiológicos.
Otra problemática que se presenta específicamente en nuestro país, es que al no
contar con la aplicación adecuada de la legislación para este tipo de residuos y
tecnologías limpias para la recuperación de los materiales tóxicos y valiosos de los
teléfonos celulares, estos residuos son recolectados en algunos estados de
nuestro país y son llevados a otros países (China y Suiza) para la recuperación de
los materiales valiosos, lo cual representa una gran pérdida económica para
México.
7
4. JUSTIFICACIÓN
Generalmente los teléfonos celulares dejan de usarse aunque se encuentran en
buenas condiciones, como consecuencia la vida útil del teléfono móvil es de uno a
dos años y posteriormente tienden a ser desechados.
Los teléfonos celulares tienen en su interior una TCI constituida de una gran
variedad de metales valiosos comercialmente como oro, plata, paladio y cobre, los
cuales se podrían recuperar de estos residuos de manera sustentable (alternativa
a las fuentes tradicionales), con bajos costos y con menor impacto ambiental. Son
cada vez más necesarias investigaciones que puedan contribuir en ello, se sabe
que existen microorganismos con la capacidad de recuperar ciertos metales entre
ellos el oro el cual tiene un gran valor comercial en estos tiempos, por lo cual el
presente estudio se justifica al tratar de generar información útil para la
recuperación de oro proveniente de las TCI de los dispositivos móviles de una
manera sustentable, contribuyendo al reciclaje de dichas tarjetas que actualmente
forman parte de los residuos sólidos encontrados en rellenos sanitarios y que
generan gran contaminación, para ello se emplearon hongos aislados del relleno
sanitario del Tronconal, municipio de Emiliano Zapata, Veracruz, comenzando a
escalar dichos procesos, cabe mencionar que la información que se genere será
innovadora debido a las pocas investigaciones actuales sobre dicho tema, con la
cual se pretende contribuir un poco con el desarrollo de nuestro país.
8
5. OBJETIVOS
5.1. OBJETIVO GENERAL

Evaluar las condiciones de cultivo adecuadas para incrementar la
lixiviación de oro por hongos a partir de las TCI de los teléfonos
celulares.
5.2. OBJETIVOS PARTICULARES

Efectuar ensayos en los cuales se evalúen condiciones de cultivo sin
agitación que incrementen la lixiviación de oro a partir de TCI por una
levadura y dos Aspergillus niger.

Realizar ensayos en los cuales se evalúen condiciones de cultivo con
agitación que incrementen la lixiviación de oro a partir de TCI por una
levadura y dos Aspergillus niger.
9
6. HIPÓTESIS

La lixiviación de oro por Aspergillus niger será incrementada en condiciones
de cultivo sin agitación.

La lixiviación de oro por la levadura se incrementará en condiciones de
cultivo con agitación.
10
7. MARCO TEÓRICO
Los teléfonos celulares obsoletos se encuentran dentro de los residuos de equipos
eléctricos y electrónicos (REEE o WEEE por sus siglas en inglés), a continuación
se dan algunas definiciones importantes para la comprensión del presente trabajo.
7.1. DEFINICIÓN DE RESIDUO ELECTRÓNICO, TELÉFONO CELULAR Y
TARJETA DE CIRCUITO IMPRESO
7.1.1. Residuo electrónico

Cualquier dispositivo que utilice un suministro de energía eléctrica, que
haya alcanzado el fin de su vida útil (Mohan y Bhamawat, 2008).

Cualquier aparato eléctrico o electrónico que ha llegado al final de su vida
útil y que se encuentra obsoleto o ya ha sido desechado (OECD, 2001).
Estos residuos comúnmente se componen de productos duraderos que
son
utilizados
en
telecomunicaciones,
procesamiento
de
datos,
entretenimiento o el hogar. Algunos ejemplos son: acondicionadores de
aire, teléfonos celulares, refrigeradores y computadoras, los cuales ya no
tienen un uso por los consumidores (Nhorom et al., 2008).
7.1.2. Teléfono celular

Son los dispositivos electrónicos complejos para realizar llamadas que, en
general constan de las siguientes partes (Fig. 7.1): batería, caja, micrófono,
antena, y la tarjeta de circuito impreso que actúa como el cerebro del
teléfono (Yuan y McPherson, 2003).
11
Figura 7.1. Principales elementos que constituyen un teléfono celular. a) Carátula, b)
Tarjeta de circuito impreso, c) Pantalla, d) Teclado y e) Batería.
7.1.3. Tarjeta de circuito impreso (TCI)
Es una base sobre la cual se montan componentes microelectrónicos tales como
capacitores y chips semiconductores, ésta proporciona las interconexiones
eléctricas entre los componentes y se puede encontrar comúnmente en todos los
productos electrónicos (LaDou et al., 2006).
7.2. COMPOSICIÓN DE LAS TARJETAS DE CIRCUITO IMPRESO DE LOS
TELÉFONOS CELULARES
La fabricación de las placas de circuito impreso es compleja ya que su proceso
consta de más de 50 pasos y son utilizadas grandes cantidades de productos
químicos altamente peligrosos, tales como bifenilos policlorados, formaldehido,
dimetilformamida y plomo (Vélez, 2010). Asia produce tres cuartas partes de las
tarjetas de circuito impreso del mundo (Li et al., 2007).
12
Las tarjetas de circuito impreso de los teléfonos móviles se encuentran elaboradas
de diversos materiales, constituidas en un 63% por metales, 24% de cerámicos y
13% de polímeros (Yamane et al., 2011). Entre los metales que contienen se
encuentra el Fe, Pb, Cu, Sn, Ni, Ti y Al, además de algunos metales preciosos
como Pd, Au y Ag (Cuadro 7.1). Varios de estos metales pueden ser recuperados
cuando el teléfono celular se vuelve un residuo electrónico (Cui y Forssberg, 2003;
Cui y Forssberg, 2007).
Cuadro 7.1. Composición representativa de los constituyentes que conforman las tarjetas
de circuito impreso en peso (%).
Materiales
Metales (40%, Máx)a
Cu
Al
Pb
Zn
Ni
Fe
Sn
Sb
Au/ppm
Pt/ppm
Pd/ppm
Cerámicas (30%, Máx)a
SiO2
AL2O3
Óxidos alcalinos
Titanatos, mica, etc.
Plásticos (30%, Máx)
a
%a
%b
%c
%d
%e
%f
%g
20
26.8
10
15.6
22
17.85
23.47
2
2
1
2
8
4
0.4
1000
2000
50
4.7
1.5
0.47
5.3
1.0
0.06
80
3300
-
7
1.2
1.6
0.85
280
110
-
1.35
0.16
0.28
1.4
3.24
420
1240
10
1.55
0.32
3.6
2.6
350
-
4.78
4.19
2.17
1.63
2.0
5.28
350
4.6
1300
250
1.33
0.99
1.51
2.35
1.22
1.54
570
30
3301
294
15
6
6
15
-
30
-
-
3
-
-
41.86
6.97
CaO9.95
MgO0.48
-
-
-
-
-
-
16
-
-
Polietileno
9.9
Polipropileno
4.8
Poliésteres
4.8
Epóxidos
4.8
Cloruro de polivinilo
2.4
Politetrafluoretileno
2.4
Hule
0.9
a
b
Shuey et al. (2006); Sum (1991). Zhao et al. (2004).
c
Zhang y Forssberg (1997). d Kim et al. (2004).
e
Iji y Yokoyama (1997). f Kogan (2006).
g
Ogunniyi et al. (2009).
13
Como podemos ver en esta tabla se muestran los componentes de las TCI, sin
embargo no todos los investigadores reportan oro en las tarjetas debido a que
utilizaron diferentes técnicas de extracción para el análisis de metales. En
particular Kogan, (2006) y Ogunniyi et al. (2009) utilizaron agua regia para la
determinación de oro y otros metales ya que se sabe que el oro puede ser disuelto
en esa mezcla de ácidos, los demás determinaron otros metales.
.
7.2.1. Tipos de tarjeta de circuito impreso
Las tarjetas de circuito impreso son diversas y complejas en término del tipo,
cantidad, tamaño y forma de los materiales y componentes, que significa un reto
para su clasificación y reciclaje (Wang y Gaustad, 2012).
En la actualidad existen tres tipos de tarjetas de circuito impreso:

Tarjeta con una sola capa: circuitos de cobre y agujeros sin metalización.

Tarjeta de doble capa: los circuitos están unidos por dos capas de cobre
con agujeros metalizados.

Tarjeta con múltiples capas: se caracterizan por tener circuitos en todas las
capas (Yamane et al., 2011).
Otra clasificación para las TCI es la siguiente (Murugan et al, 2008):
TCI-FR-4: Compuestas por una capa múltiple de resina epóxica, fibra de vidrio y
recubiertas por una capa de cobre, son usadas en teléfonos móviles.
TCI-FR-2: Son hechas con una sola capa de fibra de vidrio, papel de celulosa o
cubierta fenólica y con una capa de cobre, comúnmente utilizadas en televisores,
aparatos domésticos y computadoras.
Por otro lado, una de las características principales para diferenciar una TCI de
una computadora de una TCI de un teléfono celular es que la TCI de la
14
computadora (Fig. 7.2) posee una sola capa mientras que la del teléfono celular
es multicapa (Yamane et al., 2011). Ambas tarjetas se encuentran dentro de las
TCI de alto grado de metales preciosos, en comparación con las TCI de bajo
grado como las TCI de televisores (Wang y Gaustad, 2012)
Figura 7.2. Tarjetas de circuito impreso. a) TCI de computadora y b) TCI de teléfono celular.
7.3. CONSUMO DE TELÉFONOS CELULARES A NIVEL MUNDIAL Y
NACIONAL
Sin duda alguna el teléfono celular ha sido una evolución del teléfono patentado
en 1876 por Alejandro Graham Bell y mejorado por Alva Edison en 1878, dicho
proceso se llevó a cabo en la mayor parte del siglo XX (Goggin, 2009). En la
década de 1980 el teléfono móvil se estabilizó, permitiendo que el primer sistema
de telefonía móvil se comercializara en 1983 en Estados Unidos, poco después en
1996 ya había más de seis millones de usuarios en Gran Bretaña (AlmanzaBeltrán y Rodríguez-Ramírez, 2011).
La telefonía móvil se ha convertido en un servicio indispensable, esencial en la
vida cotidiana, experimentando un enorme y constante aumento (Cruz-Sotelo y
Ojeda-Benítez, 2013). El uso del teléfono celular en el mundo ha crecido de
manera lineal, pasando de 2.2 billones de usuarios en 2005 (la mayoría de los
cuales se encuentran en países en desarrollo) a 5.9 billones de suscriptores en
15
2011 (Fig. 7.3) y 6.8 billones en 2013 (ITU, 2014). Lo cual también se ve reflejado
con la producción mundial de teléfonos celulares, se estima que en el 2006 se
vendieron mil millones de teléfonos móviles en todo el mundo los cuales
corresponden a un volumen de 5, 848,000 toneladas (Silva, 2009).
Figura 7.3. Crecimiento lineal del número de usuarios a nivel mundial de telefonía móvil
(ITU, 2014).
En México, la penetración comercial de la telefonía móvil inició operaciones en
1987 con la empresa IUSACELL y ha experimentado un constante crecimiento en
la última década (Cruz-Sotelo y Ojeda-Benítez, 2013). El número de usuarios de
telefonía móvil a pasado de 22 millones de usuarios en 2001 (Fig. 7.4) a 100
millones de suscriptores en 2012 (ITU, 2014). En cuanto a los datos por entidad
federativa, es significativo cómo el Distrito Federal presenta siempre las cifras más
altas de número de usuarios de telefonía móvil (Almanza-Beltrán y RodríguezRamírez, 2011). Con respecto a la venta de celulares en México, en el año 2009
se vendieron 12 millones de celulares (Mejía, 2010).
Por otra parte, un estudio sobre el uso de teléfonos celulares en México arrojó las
siguientes conclusiones (Ruelas, 2009):
16

57% de los hogares en México usan teléfonos celulares.

94% de quienes usan teléfonos celulares es para comunicarse a otros
celulares (enviar y recibir mensajes de texto).

61% lo utiliza como parte de su trabajo, 43% para escuchar música, 28%
para jugar y 11% para navegar por internet.

91% de las personas consultadas considera a la telefonía celular como un
servicio de primera necesidad.
Figura 7.4. Crecimiento lineal del número de usuarios a nivel nacional de telefonía móvil
(ITU, 2014).
7.4.
TOXICIDAD
E
IMPACTO
AMBIENTAL
DE
LOS
RESIDUOS
DE
TELÉFONOS CELULARES
Las sustancias tóxicas presentes en los teléfonos celulares, provocan que estos
dispositivos tengan un impacto negativo a la salud y al medio ambiente (Lim y
Schoenung, 2010). El mal manejo de los desperdicios de teléfonos celulares
(vertidos a cielo abierto, utilizados en rellenos sanitarios e incinerados) en países
que no cuentan con una legislación al respecto, contribuyen en gran medida a la
17
contaminación de suelos y cuerpos de agua debido a la lixiviación de los metales
presentes en los dispositivos móviles, mientras que la incineración sin control de
estos desechos genera la contaminación del aire al liberarse dioxinas, furanos,
hidrocarburos policíclicos aromáticos y compuestos orgánicos polibromados
principalmente (Lincoln et al., 2007; Osibanjo y Nnorom, 2007). De igual forma se
afecta seriamente a la salud humana, ya que la mayoría de las sustancias tóxicas
presentes en los teléfonos celulares son persistentes, bioacumulables y pueden
provocar
cáncer,
problemas
reproductivos,
cardiovasculares,
renales,
inmunológicos y neurológicos (Wu et al., 2008; Nnorom y Osibanjo, 2009). En el
cuadro 7.2 se mencionan los daños que causan a la salud humana algunos de los
constituyentes presentes en los residuos de teléfonos celulares.
Cuadro 7.2. Toxicidad al ser humano de algunas sustancias presentes en los residuos de
teléfonos celulares (Yuan y Mcpherson, 2003).
Sustancia
Afectación en el humano
Antimonio (Sb)
Se ha clasificado como un carcinógeno, puede causar dolores
de estómago, vómitos, diarrea, ulceras en el estómago si es
inhalado por un tiempo considerable.
Berilio (Be)
Es carcinógeno, puede causar cáncer en el pulmón,
enfermedades en la piel y beriliosis.
Mercurio (Hg)
Causa diversos daños en el sistema nervioso central, los
riñones, el cerebro y en los fetos.
Níquel (Ni)
Puede provocar reacciones alérgicas, bronquitis y mal
funcionamiento de los pulmones.
Cadmio (Cd)
Causa impactos irreversibles en la salud humana en especial
en los riñones.
Plomo (Pb)
Puede dañar el cerebro, el sistema nervioso, los riñones, el
sistema reproductivo y enfermedades de la sangre.
Retardantes a la flama
Estos materiales producen vapores tóxicos que causan
trastornos hormonales.
Bifenilos policlorados
Producen enfermedades hepáticas en los humanos.
18
7.5. HISTORIA DEL ORO (Au)
El oro es uno de los primeros elementos conocidos por el hombre y desde el
primer momento ha despertado un inusitado interés, tanto por su utilización en
monedas, como por sus usos decorativos o por su uso en otros campos, debido a
sus propiedades físicas, tales como color, brillo, peso y densidad del orden de
ocho veces mayor que la de cualquier otro material no metálico situado a su
alrededor (Alguacil, 1995). El oro fue mencionado por primera vez en la literatura
hindú en el Vedanta advaita (1000 a. C.), en los escritos de Herodoto (484-425
a.C.) y en el Antiguo Testamento (1000 a.C.) (Renner et al., 2000).
Aunque Egipto era el país del oro hasta aproximadamente 1 a.C., el oro también
fue encontrado y utilizado en otras regiones como la India, Irlanda, Bohemia, los
Cárpatos, la Galia, en la península Ibérica y en el Cáucaso (Green, 1997). En la
antigüedad el conocimiento sobre el oro pasó de un gobernante a otro a través de
las conquistas y la recaudación de tributos. Los romanos tenían poco del metal en
sus propias regiones, pero explotaban las riquezas minerales de los países que
habían conquistado, especialmente España (Morrell, 1968). El advenimiento del
cristianismo en la Edad Media reduce el esfuerzo general para la obtención de oro,
en Europa, sólo los depósitos en las montañas de los Cárpatos y los Alpes fueron
de alguna importancia. Fuera de Europa, el oro se produjo en la India, Japón y
Siberia. Tras el descubrimiento de América y la rápida conquista del Nuevo Mundo
a finales del siglo XV, los españoles transfirieron cantidades considerables de oro
del Nuevo Mundo a Europa (Renner et al., 2000). Aunque los conquistadores
encontraron una industria minera desarrollada en Centroamérica, sus esfuerzos
por aumentar la producción de oro no tuvieron éxito. No fue sino hasta el
descubrimiento de yacimientos en Brasil, que se produjo un aumento notable en la
producción mundial de oro. Estos depósitos fueron explotados desde 1725 a 1800
(Morrell, 1968). En 1840, el oro aluvial fue descubierto en Siberia y los yacimientos
rusos fueron explotados por los zares, Rusia produjo alrededor de un quinto de la
producción mundial de oro, una proporción que se mantiene hasta el día de hoy
(Green, 1997). El descubrimiento de oro en California en 1848 aumentó la
19
producción de oro en gran medida. Sin embargo, estos depósitos pronto perdieron
gran parte de su importancia. El impulso más fuerte se le dio a la producción de
oro a través del descubrimiento de los yacimientos de Witwatersrand en Sudáfrica
en 1885, el oro de Sudáfrica pronto ocupó una posición dominante en el mercado
mundial (Barahona, 1991).
7.6. PROPIEDADES FISICOQUÍMICAS DEL ORO Y ALGUNAS APLICACIONES
El oro es un metal de transición, brillante, en su estado puro tiene color amarillo
pero si se encuentra aleado a otro compuesto su color puede ser negro o morado,
es muy denso, blando, maleable y dúctil; debido a esto forma compuestos con
otros elementos para fortalecerse. Es el mejor conductor de electricidad y calor.
Presenta una alta resistencia a ser alterado químicamente por calor, humedad, y
a la mayoría de las sustancias corrosivas (De la Venta, 2009). Consta de una
estructura cúbica centrada en las caras (FCC) con un parámetro de red de 407.82
pm, el radio medio de cada átomo tiene un valor de 135 pm, la distancia Au-Au es
0.288 nm, la configuración electrónica de cada átomo de oro es (Xe) 4f 14 5d10 6s1
(Askeland, 2011).
El oro se encuentra principalmente en estado nativo, mezclado con arena o
diseminado en venas de cuarzo; el primero se llama placer o arenal aurífero, y el
último oro en filones. Pequeñas cantidades de oro hay también en los sulfuros
naturales de plomo y cobre. Se han hallado pepitas de oro nativo que varían en
tamaño desde el de un grano de arena hasta el de masas de más de 50
kilogramos (Rayner-Canham y Overton, 2010). Existe combinado en la silvanita,
telurio de oro y plata, (AuAg)Te2, valioso mineral que se encuentra en Colorado.
Ninguno de los ácidos corrientes ataca al oro. Se disuelve en una mezcla de ácido
nítrico y clorhídrico (agua regia), y en ácido selénico. El oxígeno y el sulfuro de
hidrógeno no ejercen acción sobre el oro, pero el cloro y el bromo lo atacan
fácilmente formando haluros solubles. El empleo más importante del oro es en la
acuñación de moneda (Babor y Ibarz.Aznárez, 1977). Mientras que el oro que se
20
emplea en la joyería suele ser de 10 a 22 quilates, generalmente de 18 quilates. El
oro blanco contiene 50% de oro y 50% de plata. Los panes de oro sirven para
dorar y rotular en encuadernación. Los vidrios de color rubí más apreciados se
obtienen por la adición de una pequeña cantidad de oro metálico; el color es
debido al oro en suspensión coloidal (Zabaleta-Alonso, 1999)
Al disolver oro en agua regia se forma ácido cloroáurico, HAuCl 4, en el que el oro
forma parte del ión complejo negativo AuCl4-. Calentando este complejo se
desprende cloruro de hidrógeno, y queda cloruro áurico, AuCl3, rojo y cristalino. Si
el cloruro áurico se calienta a 180 °C, se forma cloruro auroso, AuCl y cloro. El
óxido auroso, AuO2, es un polvo violeta; el hidróxido correspondiente AuOH, es
una base débil (Cotton y Wilkinson, 1993). El óxido áurico Au2O3, es pardo, y su
hidróxido, Au(OH)3, es un ácido débil capaz de reaccionar con las bases fuertes
formando sales llamadas auratos. El cianuro potásico reacciona con las sales
aurosas y áuricas formando el aurocianuro, KAu(CN)2, y el auricianuro, KAu(CN)4,
sales complejas incoloras cuyas disoluciones se utilizan para el dorado
electrolítico (Babor y Ibarz.Aznárez, 1977).
7.7. IMPORTANCIA DE OBTENER ORO A PARTIR DE UNA FUENTE
SECUNDARIA COMO LAS TCI DE TELÉFONOS CELULARES
Tomando en consideración todas las aplicaciones mencionadas con anterioridad
para el Au y sus futuras aplicaciones en forma de nanopartículas, varios autores
señalan que la demanda de este metal aumentará constantemente, pues cada día
se están encontrando nuevas aplicaciones para este metal en diversas industrias,
lo cual provocará que aumente su demanda y su costo, por tal razón se debe
buscar su sustentabilidad (Corti y Holliday, 2004; Deplanche et al., 2011). El
problema que radica alrededor del Au es que se encuentra bastante diluido en la
corteza terrestre, y los métodos extractivos y de refinación actual a partir de los
minerales son complicados, caros, no amigables con el medio ambiente (Fleming,
1992; Dobson y Burgess, 2007; Dill, 2010). Por lo que el desarrollo de nuevas
21
biotecnologías extractivas y de recuperación a partir de los materiales de desecho
es cada vez más necesario. Es importante hacer referencia sobre este último
punto en especial, pues en materiales de desecho (TCI de teléfonos celulares) se
pueden encontrar mayores cantidades de Au (20%) que en su extracción a partir
de minerales (0.5-1%) (Fig. 7.5) que podría ser una ventaja para su recuperación
desde el punto de vista económico y ambiental (Tuncuk et al., 2012).
Figura 7.5. Comparación de la cantidad recuperada de Au, Minería vs Residuos de TCI.
7.8. MECANISMOS Y TRANSPORTE DE MASA EN LOS PROCESOS
EVALUADOS
PARA
ESTE
TRABAJO:
BIOLIXIVIACIÓN,
BIOSORCIÓN,
BIOACUMULACIÓN.
La biolixiviación es un proceso basado en la capacidad de los microorganismos
para transformar compuestos sólidos en elementos solubles y extraíbles para su
recuperación (Bosecker, 1997). En este proceso se obliga a los microorganismos
a desarrollarse en un medio de cultivo pobre en metales, por lo que éstos
buscarán la manera de liberar dichos elementos que se encuentran en las TCI
pasándolos a la solución para utilizarlos en su propio desarrollo ya que los metales
son de gran importancia en su metabolismo. Ten y ting (2003) reportan que la
lixiviación de metales es atribuida a la secreción de ácidos orgánicos de los
microorganismos, otras investigaciones confirman que Aspergillus niger produce
22
ácidos orgánicos como cítrico, oxálico, glutámico, etc (Grewal y Kalra, 1995;
Legisa y Gradisnik, 1995). También podría estar produciendo algún metabolito
secundario o enzima que le permite oxidar a los metales (que inicialmente se
encuentran con una valencia 0 y al ser oxidados cambian de valencia) y
solubilizarlos (Fig. 7.6).
Figura 7.6. Esquema de la lixiviación: I) Antes de la lixiviación y II) Después de la
lixiviación. a) medio mineral, b) TCI con soluto (Au), c) soluto, d) TCI lixiviada, e) medio
mineral con el soluto (partículas de Au).
Otro punto a evaluar ha sido la bioacumulación (Fig. 7.7), mecanismo celular que
involucra el transporte del metal al citoplasma consumiendo un gasto de energía,
el metal es atrapado por metaloproteinas generadas por el hongo (Vullo, 2003).
También existe otro mecanismo involucrado llamado biosorción (Fig. 7.7) el cual
se caracteriza por retener a los metales (cargas positivas) en la superficie de las
paredes celulares (las paredes celulares generalmente poseen cargas negativas y
positivas, generadas por los grupos funcionales presentes en ellas) mediante
interacciones fisicoquímicas (Vullo, 2003).
23
Figura 7.7. Mecanismo de biosorción y bioacumulación de Au por microorganismos.
7.9. BIOPROCESO
Todo proceso en el cual se hace uso de células microbianas, vegetales, o
animales y de algunos componentes de dichas células como pueden ser enzimas
o ácidos orgánicos (Doran, 1995).
7.10. BIOLIXIVIACIÓN DE MATERIALES SÓLIDOS
Es un proceso basado en la capacidad de los microorganismos para transformar
compuestos sólidos en elementos solubles y extraíbles para su recuperación, el
cual comprende tres principales etapas 1) reacción redox, 2) formación de ácidos
orgánicos e inorgánicos y 3) la excreción de agentes complejantes (Bosecker,
1997).
24
7.11. METALES
Los metales son elementos que contienen átomos electropositivos con la
capacidad de donar sus electrones de valencia y formar un “mar” de electrones
que rodean los átomos. Los electrones de valencia se mueven con libertad dentro
de una infinidad de electrones y se asocian con varias partes centrales de átomos.
Los metales tienen buena ductilidad debido a que los enlaces metálicos no son
direccionales (Askeland, 2011).
7.12. REACCIONES DE ÓXIDO REDUCCIÓN
En estas reacciones se transfieren electrones de una sustancia a otra.
Reacción de oxidación
Este término hace referencia a una semirreacción en la cual existe pérdida de
electrones, el estado de oxidación es el número de cargas que tendrá un átomo en
una molécula o en un compuesto iónico si todos sus electrones son transferidos.
Reacción de reducción
De igual manera es una semirreación solo que en esta existe una ganancia de
electrones, actuando un agente reductor el cual dona electrones y genera que el
elemento se reduzca (Chang, 2010).
7.13. PROTEÍNAS
Son macromoléculas formadas por cadenas lineales de monómeros de
aminoácidos, mediante un enlace peptídico, se encuentran en toda la célula y
tienen funciones tanto estructurales como catalíticas, las proteínas estructurales
suelen ser ladrillos que le dan forma la célula como membranas, paredes celulares
y componentes citoplasmáticos (Madigan et al., 2010: Armstrong y Bennett, 1982).
25
7.14. ENZIMAS
Las enzimas funcionan como catalizadores biológicos, no afectan el equilibrio de
reacción pero si aumentan la velocidad de esta. Todas las enzimas son proteínas
con excepción a las del grupo de moléculas RNA catalítico. Una enzima contiene
uno o varios sitios activos y la molécula fijada en el sitio activo se denomina
sustrato (Nelson y Cox, 2009).
7.15. pH
Una disolución puede ser ácida o básica esto dependerá de la concentración de
iones H+ hidronio que contenga, por lo tanto pH se define como el logaritmo
negativo de la concentración de H+ (Harris, 2007). El pH aumenta en una unidad
cuando la concentración de H+ disminuye por lo tanto cuanto mayor es el pH
menos ácida es la disolución (Masterton y Hurley, 2003).
7.16. CURVA DE CALIBRACIÓN
En muchos análisis químicos se mide la respuesta del procedimiento analítico a
cantidades conocidas de analito (llamadas patrones o estándares) para interpretar
luego la respuesta a cantidades desconocidas. Con este fin se prepara una curva
de calibración, que es un gráfico, que representa la respuesta de un método
analítico en función de cantidades conocidas del analito (Harris, 2007).
7.17. ESPECTROSCOPIA ATÓMICA
Este método puede detectar cuantitativa y cualitativamente alrededor de 70
elementos, puede estar basada en la medición de absorción, emisión o
fluorescencia. Es necesario llevar una muestra al estado de vapor atómico, en el
cual la muestra se atomiza en una llama, empleando un horno calentado
26
eléctricamente o en un plasma de radiofrecuencia. La sensibilidad analítica y el
grado de interferencia depende de cómo se hace la atomización (Skoog et al.,
2001).
7.17.1.
Espectrometría
de
Emisión
Óptica
por
Plasma
Acoplado
Inductivamente (ICP-OES)
ICP-OES es uno de los más poderosos y populares herramientas analíticas para
la determinación de elementos traza en una gran variedad de tipos de muestras, la
técnica se basa en la emisión espontánea de fotones desde átomos e iones que
han sido excitados en una descarga de radiofrecuencia. Muestras líquidas y
gaseosas pueden ser inyectadas directamente en el instrumento, mientras que las
muestras sólidas requieren extracción o digestión ácida de manera que los
analitos estarán presentes en una solución. La solución de las muestras a analizar
se convierten en un aerosol y son dirigidas al canal central del plasma, en el
núcleo el plasma de acoplamiento inductivo (ICP) la temperatura es de
aproximadamente 10 000 °K, por lo que el aerosol se vaporiza rápidamente (Hou y
Jones, 2000). Los elementos presentes en los analitos han liberado átomos libres
en el estado gaseoso. Además las colisiones de excitación dentro del plasma
imparten energía adicional a los átomos, provocando su promoción a estados
excitados y la energía disponible es suficiente para convertir los átomos en iones,
posteriormente se promueven los iones a estados excitados; ambas especies en
estado excitado atómicos e iónicos pueden luego relajarse al estado fundamental
a través de la emisión de un fotón. Estos fotones tienen energías características
que se determinan por la estructura de los niveles cuantizados de energía de los
átomos o iones. Por lo tanto la longitud de onda de los fotones se puede utilizar
para identificar los elementos de los que son originarios. El número total de
fotones es directamente proporcional a la concentración del elemento originario de
la muestra (Manning y Grow, 1997).
27
La instrumentación asociada con un ICP-OES es relativamente simple (Fig. 7.8).
Una porción de los fotones emitida por el ICP se recoge con una lente o un espejo
cóncavo. Este lente se centra en la abertura de entrada de un dispositivo que
selecciona la longitud de onda tal como un monocromador. La longitud de onda
particular que sale del monocromador se convierte en una señal eléctrica
mediante un fotodetector. Luego la señal se amplifica y es procesada por un
detector electrónico, finalmente se muestra y se almacena en un ordenador
(Rouessac y Rouessac, 2007).
Figura 7.8. Descripción general de la técnica de Espectrometría de Emisión Óptica por
Plasma Acoplado Inductivamente (ICP).
7.18. LEVADURA
Estos microorganismos son hongos unicelulares que se encuentran constituidos
por una sola célula redonda u ovalada independiente y microscópica la cual se
reproduce por gemación o fisión (Burdon et al., 1968; Alexander, 1994).
28
7.19. HONGO
Son organismos desprovistos de clorofila y en consecuencia, desde el punto de
vista de la nutrición son heterótrofos pues obtienen su alimento de la materia
orgánica. Se han identificado más de 100,000 especies de hongos (Pelczar,
1966).
7.20. FASES DE CRECIMIENTO DE LOS MICROORGANISMOS
Fase de latencia: cuando se inocula una población microbiana en un medio fresco
por lo general el crecimiento no comienza inmediatamente si no tras un periodo de
tiempo que constituye la fase de latencia, la cual puede ser breve o larga
dependiendo de la procedencia del cultivo y de las condiciones de crecimiento.
Fase exponencial: cada célula se divide para formar dos, cada una de las cuales
va a formar otras dos y así sucesivamente
Fase estacionaria: lo que sucede es que el nutriente esencial del medio de cultivo
va a llegar a ser un factor limitante del crecimiento o se generan algunos
productos de desecho que inhiben el crecimiento exponencial.
Fase de muerte: las células mueren (Madigan et al., 2010).
7.21. BIORREACTORES
Un reactor es el corazón de cualquier proceso de fermentación o conversión
enzimática, diseñar biorreactores no ha sido una tarea fácil ya que aparte de
basarse en principios científicos también incluye los principios de ingeniería y toma
de decisiones (Doran, 1995). En esta investigación se hizo uso de biorreactores
sencillos.
29
Un biorreactor es un dispositivo útil para hacer crecer células tratando de
mantener ciertas condiciones propicias para que el organismo que se está
cultivando se desarrolle.
Puede ser
1) Discontinuo o batch: el crecimiento de los microorganismos en cultivos de tipo
batch hace referencia a que las células se cultivan en un recipiente con una
concentración inicial, la cual no será alterada por nutrientes adicionales, por lo que
el volumen permanece constante y solo las condiciones del medio como pH,
temperatura, la agitación (si cuenta con ella), serán controladas.
2) Semicontinuo: en dicho cultivo los nutrientes son alimentados al biorreactor en
forma continua o semicontinua.
3) Continuo: esta condición de cultivo consiste en alimentar los nutrientes y retirar
productos de manera continua en el biorreactor. Bajo ciertas condiciones el cultivo
puede llegar a alcanzar el estado estacionario donde no existirá variación con el
tiempo y volumen del biorreactor.
30
8. MATERIALES Y MÉTODOS
8.1. Diagrama general de la metodología
Lixiviación fúngica de Au a partir
de las tarjetas de circuito impreso
de los teléfonos celulares
Sin agitación
Con oxigenación
Con agitación
Desmantelamiento de teléfonos
celulares y reducción del tamaño de
las TCI
Selección de condiciones de
cultivo adecuadas para cada
hongo
Lixiviación de Au por
hongos
Lixiviación por levadura B20. Cultivo con agitación
Lixiviación por Aspergillus
niger. Cultivo sin agitación
Lixiviación por Aspergillus
niger MXPE6 + A. niger
MX7. Cultivo sin agitación
Se analizó






Glucosa
Proteínas
pH
Biomasa seca
Lixiviación de Au
Bioacumulación
de Au
31
8.2. BIORREACTORES DE LIXIVIACIÓN UTILIZADOS
Para evaluar las condiciones de cultivo sin agitación que incrementen la lixiviación
de Au por los hongos, se utilizó un biorreactor sin agitación de plástico
(biorreactor1), el cual tiene un dispositivo para inocular en la tapa y una llave con
la finalidad de tomar muestras representativas del cultivo y evaluar la evolución del
crecimiento de los hongos y la biolixiviación de Au (Fig. 8.1).
Figura 8.1. Biorreactor sin agitación con capacidad de 5 L. a) dispositivo de inoculación y
b) dispositivo de muestreo.
Asimismo se evaluaron las condiciones de cultivo sin agitación, en un biorreactor
sin agitación con un dispositivo de oxigenación (biorreactor 2), el cual se conectó a
una bomba de oxígeno (Fig. 8.2).
32
Figura 8.2. Biorreactor con oxigenación y capacidad de 2 L. a) Dispositivo para inocular y
b) Dispositivo de oxigenación.
Finalmente para evaluar las condiciones de cultivo con agitación, se utilizó un
biorreactor con agitación (biorreactor 3), el cual a diferencia de los antes descritos
contiene un dispositivo agitación y de igual manera dispositivos para inocular y
muestrear (Fig. 8.3).
Figura 8.3. Biorreactor con agitación y capacidad de 5 L. a) dispositivo para inocular, b)
controlador de agitación y c) dispositivo para muestrear.
33
8.3. DESMANTELAMIENTO DE TELÉFONOS CELULARES Y REDUCCIÓN DEL
TAMAÑO DE LAS TCI
Se desmantelaron los teléfonos celulares hasta obtener las TCI y se cortaron
hasta conseguir un polvo. Este material se esterilizó con etanol por 4 h y se puso a
secar durante 24 h a 70 °C. Posteriormente 4 muestras representativas de 1g del
material se sometieron a una digestión con agua regia (HCl/HNO3, 3:1) durante 48
h a 220 °C, la solución obtenida se filtró y se aforó a 50 mL. Las muestras
disueltas se analizaron en un espectrofotómetro de emisión óptica ICP-OES
(Varian ® Mod. 725-ES) para saber el contenido de Au presente en el material.
8.4. ENSAYOS PRELIMINARES PARA LA SELECCIÓN DE LAS CONDICIONES
DE CULTIVO ADECUADAS PARA CADA TIPO DE HONGO
8.4.1. Ensayos preliminares para seleccionar la mejor condición de cultivo
para hongos unicelulares
La levadura L-20 se creció en cajas de Petri con agar nutritivo (Bioxon®) a 28 °C
por 7 días. Transcurrido este tiempo, se preparó una suspensión de la levadura a
una concentración de 108 UFC mL-1. Luego se preparó el medio mineral (g L-1): 1.5
(NH4)2SO4; 0.5 NaH2PO4; 0.1 CaCl2; 0.1 MgCl2 y 20 glucosa; pH=4.45, del cual se
les adicionaron 0.750 L al biorreactor 1 y al biorreactor 2 con capacidad de 2.5 L,
mientras que al biorreactor 3 con capacidad de 5 L, se le adicionaron 1.6 L.
Posteriormente al biorreactor 1 y al biorreactor 2 se les agregaron 7.3 g de polvo
de las TCI previamente esterilizado, y 9.1 g al biorreactor 3. Después se
agregaron 10 mL de la suspensión de la levadura al biorreactor 1 y al biorreactor
2, y 20 mL al biorreactor 3. Finalmente los biorreactores se dejaron a temperatura
ambiente por 8 días. Al término de la incubación se determinó la biomasa seca, el
pH y la cantidad de Au lixiviado utilizando espectrometría de emisión óptica ICPOES (Varian ® Mod. 725-ES).
34
8.4.2. Ensayos preliminares para seleccionar la mejor condición de cultivo
para hongos pluricelulares
Aspergillus niger MXPE6 se creció en cajas de Petri con agar papa dextrosa (PDA,
Bioxon®) a 28 °C por 10 días. Transcurrido este tiempo, se cortaron discos
individuales de PDA con micelio del hongo (7 mm de diámetro). Posteriormente al
biorreactor 1 y al biorreactor 2 con capacidad de 2.5 L, se les adicionó 0.750 L del
medio mineral (g L-1): 1.5 (NH4)2SO4; 0.5 NaH2PO4; 0.1 CaCl2; 0.1 MgCl2 y 20
glucosa; pH 4.45, mientras que al biorreactor 3 con capacidad de 5 L, se le
adicionó 1.6 L del medio mineral. Luego al biorreactor 1 y al biorreactor 2 se les
agregó 4 g de polvo de las TCI previamente esterilizado, y 9.1 g al biorreactor 3.
Después se agregaron 20 discos individuales de PDA con micelio del hongo al
biorreactor 1 y al biorreactor 2, y 38 discos al reactor 3. Finalmente los
bioreactores 1 y 2 se dejaron a temperatura ambiente por 12 días, y 7 días para el
biorreactor 3. Al término de la incubación se determinó, la biomasa seca, el pH y la
cantidad de Au lixiviado utilizando espectrometría de emisión óptica ICP-OES
(Varian ® Mod. 725-ES).
8.5.
LIXIVIACIÓN
DE
Au
POR
HONGOS
UNICELULARES
Y
PLURICELULARES
8.5.1. Lixiviación de la levadura bajo condiciones de cultivo con agitación
La levadura L-20 se creció en cajas de Petri con agar nutritivo (Bioxon®) a 28 °C
por 7 días. Transcurrido este tiempo, se preparó una suspensión de la levadura a
una concentración de 108 UFC mL-1. Posteriormente al biorreactor 3 con
capacidad de 5 L, se les adicionaron 1.6 L del medio mineral (g L-1): 1.5
(NH4)2SO4; 0.5 NaH2PO4; 0.1 CaCl2; 0.1 MgCl2 y 20 glucosa; pH 7.2. Luego se le
agregaron 11 g de polvo de las TCI previamente esterilizado. Después se
añadieron 20 mL de la suspensión de la levadura al biorreactor. Finalmente se
dejó incubar a temperatura ambiente por 16 días. Para los controles se emplearon
biorreactores inoculados sin el polvo de TCI y se emplearon tres réplicas para
35
cada tratamiento. Durante el periodo de incubación se realizaron muestreos cada
48 h y se determinó el pH, azúcares totales (Anexo I), proteínas (Anexo II),
biomasa seca total y la cantidad de Au lixiviado utilizando espectrometría de
emisión óptica ICP-OES (Varian ® Mod. 725-ES).
8.5.2. Lixiviación de Aspergillus niger MXPE6 bajo condiciones de cultivo sin
agitación
Aspergillus niger MXPE6 se creció en cajas de Petri con agar papa dextrosa (PDA,
Bioxon®) a 28 °C por 10 días. Transcurrido este tiempo, se cortaron discos
individuales de PDA con micelio del hongo (7 mm de diámetro). Posteriormente al
biorreactor 1 con capacidad de 5 L, se les adicionó 1.6 L del medio mineral (g L -1):
1.5 (NH4)2SO4; 0.5 NaH2PO4; 0.1 CaCl2; 0.1 MgCl2 y 20 glucosa; pH 4.45. Luego
se agregaron 11 g de polvo de las TCI previamente esterilizado. Después se
agregaron 38 discos individuales de PDA con micelio del hongo. Finalmente se
dejó incubar a temperatura ambiente por 32 días. Para los controles se emplearon
biorreactores inoculados sin el polvo de TCI y se emplearon tres réplicas para
cada tratamiento. Durante el periodo de incubación se realizaron muestreos cada
96 h y se determinó el pH, azúcares totales (Anexo I), proteínas (Anexo II),
biomasa seca total y la cantidad de Au lixiviado utilizando espectrometría de
emisión óptica ICP-OES (Varian ® Mod. 725-ES).
8.5.3. Lixiviación de un consorcio de Aspergillus niger bajo condiciones de
cultivo sin agitación
Los hongos filamentosos Aspergillus niger MXPE6 y A. niger MX7 se crecerán en
cajas de Petri con agar papa dextrosa (PDA, Bioxon®) a 28 ºC por 10 días.
Transcurrido este tiempo, se cortarán discos individuales de PDA con micelio de
cada A. niger (7 mm de diámetro). Posteriormente al biorreactor 1 con capacidad
de 5 L, se les adicionó 1.6 L del medio mineral (g L -1): 1.5 (NH4)2SO4; 0.5
36
NaH2PO4; 0.1 CaCl2; 0.1 MgCl2 y 20 glucosa; pH 4.45. Luego se agregaron 11 g
de polvo de las TCI previamente esterilizado. Después se agregaron 19 discos
individuales de PDA con micelio de cada respectivo hongo. Finalmente se dejó
incubar a temperatura ambiente por 32 días. Para los controles se emplearon
biorreactores inoculados sin el polvo de TCI y se emplearon tres replicas para
cada tratamiento. Durante el periodo de incubación se realizaron muestreos cada
96 h y se determinó el pH, azúcares totales (Anexo I), proteínas (Anexo II),
biomasa seca total y la cantidad de Au lixiviado utilizando espectrometría de
emisión óptica ICP-OES (Varian ® Mod. 725-ES).
La biomasa y los parámetros cinéticos del crecimiento de los hongos se calculó
como se muestra en el Anexo III, ya que es importante observar cómo afecta la
presencia del residuo de TCI al desarrollo del hongo.
8.6. BIOACUMULACIÓN FÚNGICA DE Au
De la biomasa seca total de cada tratamiento, se tomaron 0.5 g de biomasa seca
de la levadura, Aspergillus niger MXPE6 y de la combinación de Aspergillus niger,
cada una se colocó en un tubo de digestión al cual se le adicionaron 10 mL de
agua regia, posteriormente se calentaron a 220 °C durante 48 h, la solución
obtenida se filtró y se aforó a 50 mL. Las muestras disueltas se analizaron por
espectrometría de emisión óptica ICP-OES (Varian ® Mod. 725-ES) para saber el
contenido de Au presente en la biomasa seca fúngica.
8.7. ANÁLISIS ESTADÍSTICO
Para la evaluación de proteínas, azucares totales, biomasa seca, lixiviación de Au,
bioacumulacion Au y pH, se empleó un diseño experimental completamente al
azar utilizando un factorial 3x2 (tres hongos, con y sin residuo de TCI). Cada
tratamiento tuvo tres repeticiones. Los datos obtenidos fueron analizados
37
mediante análisis de varianza y la prueba de comparación de medias (Tukey,
α=0.05) con el programa estadístico SAS (SAS Institute, 2010).
38
9. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
9.1.
ENSAYOS
PRELIMINARES
PARA
LA
SELECCIÓN
DE
LAS
CONDICIONES DE CULTIVO ADECUADAS PARA CADA TIPO DE HONGO
Los ensayos preliminares realizados indican, que en el caso del hongo pluricelular
Aspergillus niger MXPE6 la biomasa fúngica producida presenta diferencias
significativas entre el cultivo sin agitación y el cultivo con agitación. Sin embargo,
el biorreactor con oxigenación para el caso de este hongo en particular produjo
una cantidad menor de biomasa. En cambio para la levadura B-20 se observó que
bajo condiciones sin agitación se obtuvo menor cantidad de biomasa, y en
condiciones
con oxigenación y con agitación se encontraron diferencias
estadísticas en la biomasa producida. Por otra parte, el pH de los medios de
cultivo en condiciones con agitación y sin agitación para el hongo A. niger MXPE6
no presentan grandes diferencias al pH inicial del medio de cultivo (4.45). No
obstante, el pH es más alto bajo condiciones de oxigenación en comparación con
el pH inicial del medio de cultivo. Mientras que para la levadura B-20 el pH del
medio de cultivo bajo condiciones de oxigenación es 1.7 veces mayor y con
agitación es 1.45 veces menor que el pH inicial del medio de cultivo (4.45), aunque
bajo condiciones sin oxigenación el pH es similar al pH inicial del medio de cultivo.
En cuanto a la lixiviación de Au se puede observar que para el hongo A. niger
MXPE6 la mejor condición de recuperación se dio en el sistema sin agitación con
6.20% de recuperación de Au mientras que en condiciones con oxigenación se
recuperó 0.68 % y con agitación 1.60%. Entre tanto la Levadura B-20 solo
recuperó Au (8.43%) bajo condiciones con agitación (Cuadro 9.1).
39
Cuadro 9.1. Biolixiviación de Au, biomasa fúngica seca y pH de los ensayos preliminares
para el hongo A. niger MXPE6 y la levadura B-20 bajo diferentes condiciones de cultivo.
Microorganismo
Condición
pH
Aspergillus niger MXPE6
Sin agitación
Oxigenacion
Agitacion
Sin agitación
Oxigenacion
Agitacion
2.83
3.63
2.86
4.40
2.75
2.66
Levadura B-20
Biomasa
seca (g)
1.24
0.09
0.61
0.58
1.02
1.70
Material
(g)
4.00
4.00
4.00
7.30
7.30
7.30
Recuperación de Au
(%)
6.20
0.68
1.60
0.00
0.00
8.43
El hongo Aspergillus niger se desarrolló mejor en condiciones de cultivo sin
agitación puesto que esta condición le permitio expandir su micelio sobre el
material de TCI teniendo un mejor contacto e interactuando de una mejor manera
con el material.
En el caso de la levadura sabemos que es un hongo uricelular lo cual lo hace ser
mas pequeño y no producir un micelio, incluso su inoculación al medio de cultivo
es mediante una solución de UFC, por lo que la agitación le proporciona mayor
cantidad de oxígeno necesario para su desarrollo, además se está incrementando
la temperatura del medio lo cual tambien es favorable en su crecimiento.
9.2.
LIXIVIACIÓN
DE
Au
POR
HONGOS
UNICELULARES
Y
PLURICELULARES
En base a los resultados preliminares, se tomó la decisión de emplear condiciones
de cultivo con agitación para el caso de la levadura B-20 (Fig. 9.1) y condiciones
de cultivo sin agitación para el hongo A. niger MXPE6 y el consorcio fúngico
formado por A. niger MXPE6 + A. niger MX7 en los experimentos de biolixiviación
de Au a partir de residuos de TCI (Fig. 9.2).
40
Figura 9.1. Bioensayos de lixiviación bajo condiciones con agitación para la levadura B20.
Figura 9.2. Bioensayos de lixiviación bajo condiciones sin agitación del consorcio fúngico
A. niger MXPE6 + A. niger MX7.
El consumo de glucosa para el hongo A. niger MXPE6 es ligeramente mayor en
los biorreactores con residuo de TCI a partir del día 16 que en su respectivo
control (Fig. 9.3a). Sin embargo, para el consorcio fúngico no se observaron
diferencias estadísticas (P≤0.001) entre los tratamientos con residuos de TCI y sus
respectivos controles (Fig. 9.3b). No obstante, para el caso de la levadura B-20 el
consumo de glucosa también aumento en los tratamientos con residuos de TCI
(Fig. 9.3c). Además se observa que el consumo de glucosa en presencia de
residuos de TCI es mayor para el caso de la levadura B-20 (98%) en comparación
con el consumo de los hongos pluricelulares en el día 16. Con lo que respecta a
41
los hongos filamentosos utilizados no se encuentran diferencias significativas
(P≤0.001) para el consumo de glucosa entre el consorcio fúngico y el A. niger
MXPE6 a las 4, 8,12, 30 y 32 h.
Dichos resultados son similares a los encontrados por Madrigal-Arias (2012) para
A. niger MXPE6, en el caso de los tratamientos con residuos de TCI, aunque es
importante señalar que sus ensayos se realizaron bajo condiciones de agitación
en un periodo más corto de tiempo (16 días). Ambos resultados son indicativos del
metabolismo fúngico, lo cual resalta la importancia de incluir una fuente de
carbono para proveer la energía necesaria que satisfagan las funciones
metabólicas y la biosíntesis de los constituyentes celulares que ayuden al hongo a
desarrollarse en condiciones de estrés y no estrés (Cooke, 1968; Wainwright,
1988).
42
Figura 9.3. Consumo de glucosa en los medios de cultivo para los tratamientos con y sin
residuo de TCI. a) A. niger MXPE6, b) A. niger MXPE6 + A. niger MX7 y c) Levadura B-20
(n=3, Media ± error estándar).
43
Por otra parte se evaluó la concentración de proteínas intracelulares en la biomasa
fúngica para observar como fue el crecimiento metabólico de los hongos,
Aspergillus niger MXPE6 muestra un aumento del día 12 al día 20 en los
tratamientos con residuos de TCI y disminuye de los días 24 al 28 en comparación
con sus controles (Fig. 9.4a). Para el caso del consorcio fúngico de Aspergillus se
encuentra un comportamiento ligeramente diferente entre los tratamientos con
residuos de TCI y sus respectivos controles (Fig. 9.4b).
En cambio la levadura B-20 presenta un aumento en la concentración de proteínas
intracelulares del día 2 al día 6, luego se observó que esta concentración comenzó
a disminuir a partir del día 10 en los tratamientos con residuos de TCI en
comparación de sus controles (Fig. 9.4c). Además se logró observar que la mayor
concentración de proteínas intracelulares se encuentra en la biomasa del hongo A.
niger MXPE6 (3 mg g-1) en los tratamientos con residuos de TCI en el día 32.
Finalmente no se encontraron diferencias (P≤0.001) estadísticas entre los
tratamientos con residuos de TCI y los controles de cada microorganismo con lo
que respecta a las proteínas intracelulares de la biomasa fúngica.
Para las proteínas intracelulares no ha sido posible comparar los resultados
obtenidos, debido a. la escasa información referente sobre hongos expuestos ante
residuos de TCI.
44
Figura 9.4. Concentración de proteínas en la biomasa fúngica para los tratamientos con y
sin residuo de TCI. a) A. niger MXPE6, b) A. niger MXPE6 + A. niger MX7 y c) Levadura
B-20 (n=3, Media ± error estándar).
45
Cabe mencionar que adicionalmente se determinó la concentración de proteínas
extracelulares presentes en el medio de cultivo. Sin embargo, únicamente los
tratamientos inoculados con la levadura B-20 mostraron la presencia de este tipo
de proteínas y se observa una mayor concentración de éstas del día 2 al día 12 en
los tratamientos con residuos de TCI en comparación con los controles, ya que
después de este tiempo comienza a disminuir su concentración (Fig. 9.5).
Figura 9.5. Concentración de proteínas extracelulares presentes en el medio de cultivo de
la levadura B-20 para los tratamientos con y sin residuo de TCI (n=3, Media ± error
estándar).
En el caso de las proteínas intracelulares también ha sido imposible comparar los
resultados obtenidos, debido a. la escasa información referente sobre hongos
expuestos ante residuos de TCI.
Con respecto al pH se observa que A. niger MXPE6 tuvo valores mayores de pH
en los tratamientos con residuos de TCI en comparación con sus controles (Fig.
9.6a). En cambio para el consorcio fúngico el pH es muy similar entre los
tratamientos con residuos de TCI y sus controles (Fig. 9.6b). De igual forma en los
46
experimentos con la levadura B-20 se presentaron valores mayores de pH en los
tratamientos con residuos de TCI (4.2) en comparación de sus respectivos
controles (3.4) (Fig. 9.6c). Cabe mencionar que Aspergillus niger es un hongo
ampliamente estudiado por producir altas concentraciones de ácidos orgánicos
como ácido cítrico, oxálico, glutámico, etc., además de acidificar su ambiente
hasta valores de 1.5 (Grewal y Kalra, 1995; Legisa y Gradisnik, 1995).
Los valores de pH encontrados en los controles de Aspergillus niger MXPE6 (2.71)
y del consorcio fúngico de Aspergillus niger (2.73) son bajos, reflejando lo
anteriormente mencionado. Sin embargo, cuando son expuestos a los residuos de
TCI, el valor de pH para los tratamientos inoculados con Aspergillus niger MXPE6
se incrementan, no obstante, esto no sucede para el consorcio fúngico, ya que el
pH es muy similar al de los controles.
En el gráfico de la levadura B-20 también se encuentra un incremento en los
valores de pH de los tratamientos con residuos de TCI en comparación con sus
respectivos controles. Situación que ya ha sido mencionada por Brandl et al.
(2001) para Thiobacillus thioxidans, T. ferrooxidans y A. niger, pero en este caso
empleando polvo de REEE. Posteriormente Pham et al. (2009) también reportan lo
mismo pero para las bacterias Chromobacterium violaceum y Pseudomonas
fluorescens. Ambos autores señalan que la lixiviación de otros metales además
del metal de interés puede ser la causa por la cual se incrementa el pH en el
medio de cultivo en presencia de REEE.
47
Figura 9.6. Comportamiento del pH para los tratamientos con y sin residuo de TCI. a) A.
niger MXPE6, b) A. niger MXPE6 + A. niger MX7 y c) Levadura B-20 (n=3, Media ± error
estándar).
48
La biomasa fúngica seca de los tratamientos con residuos de TCI presentó
diferencias significativas (P≤0.001) en comparación de sus respectivos controles.
El consorcio fúngico A. niger MXPE6 + A. niger MX7 es el que mayor biomasa
seca produjo ante residuos de TCI (Fig. 9.7).
Figura 9.7. Biomasa fúngica seca de los tratamientos con y sin residuo de TCI (n=3,
Media ± error estándar).
Tampoco ha sido posible comparar los resultados obtenidos de biomasa seca
fúngica, debido a la escasa información referente sobre hongos expuestos ante
residuos de TCI. Sin embargo podemos decir que el medio mineral inoculado
inicialmente era pobre en metales debido a esto los microorganismos comenzarán
a nutrirse de los metales que contenga la TCI y que le favorescan en su desarrollo.
La lixiviación de Au por los hongos filamentosos muestra diferencias significativas
(P≤0.001), encontrando que los tratamientos inoculados con el consorcio fúngico
tienen mayor lixiviación en todos los tiempos evaluados y una lixiviación máxima
del 56% de Au, en cambio el hongo A. niger MXPE6 tuvo una recuperación del
17% de Au en el primer tiempo de evaluación (Fig. 9.8). Lo que contrasta, con la
49
no lixiviación de la levadura B-20 en ninguno de los días evaluados, resultados no
esperados al considerar los resultados obtenidos en los ensayos preliminares.
Ya ha sido informada la capacidad que tiene A. niger para lixiviar metales, tal es el
caso de Ren et al. (2009) donde se reporta que este hongo es capaz de remover
el 56%, 100%, 30% y 19% de Cu, Cd, Pb y Zn respectivamente, al ser inoculado
en medios de cultivo con suelo contaminado con metales, mientras que al tratarse
el suelo directamente con el sobrenadante obtenido del medio de cultivo se
encuentra una lixiviación del 97.5% Cu, 88.2% Cd, 26% Pb y 14.5% Zn. Además
estos autores evidencian que las remociones encontradas son debidas a la
producción de ácidos orgánicos por A. niger (Rezza et al., 2001). Esto también es
mencionado en la investigación de Sayer et al. (2001) quienes indican que los
ácidos orgánicos producidos en los cultivos de A. niger son capaces de enlazar a
Co y Zn más eficientemente en algunos casos que lo ácidos orgánicos
comerciales. La habilidad que tiene A. niger para lixiviar igualmente ha sido puesta
a prueba en minerales de baja ley, informando que es capaz de solubilizar 68% de
cobre, 46% de zinc y 34% de níquel (Mulligan et al., 2004). Sin embargó, para la
lixiviación de metales a partir de REEE Brandl et al. (2001) mencionan que A.
niger es capaz de lixiviar un 65% de Cu y Sn, pero más del 95% de Al, Ni, Zn y Pb
a partir de polvo de REEE. Para el caso de metales preciosos como el Au
proveniente de REEE Madrigal-Arias (2012) indica una lixiviación de Au del 42%
para Aspergillus niger MXPE6 bajo condiciones de agitación utilizando TCI de
teléfonos celulares. Sin embargo, los resultados encontrados en el presente
trabajo indican que el consorcio fúngico de Aspergillus (56%) presenta una
lixiviación más alta bajo condiciones estacionarias que en la investigación de
Madrigal-Arias (2012), dicho resultado es bastante satisfactorio por las ventajas
energéticas que tiene en comparación de los procesos fisicoquímicos existentes.
50
Figura 9.8. Biolixiviación fúngica de Au para los tratamientos con residuo de TCI (n=3,
Media ± error estándar).
Adicionalmente los resultados obtenidos de lixiviación se ven reflejados en la
apariencia del material al final de los experimentos, debido a que el material
expuesto al consorcio fúngico formado por A. niger MXPE6 + A. niger MX7 (Fig.
9.9) presenta mayores alteraciones en sus características iniciales, tales como
cambio de color de la parte plástica del material, pérdida del aspecto dorado y
aglomeración del material (debido a la posible secreción de polisacáridos).
Después del material expuesto al consorcio fúngico, se tiene al material expuesto
al hongo A. niger MXPE6 que también presenta alteraciones en sus características
iniciales aunque no tan grandes como las del consorcio. Mientras que el material
expuesto a la levadura B-20 es el que menos presenta alteraciones en sus
características iniciales. Es importante mencionar que en todos los experimentos
de biolixiviación se utilizó el mismo material, el cual se muestra en la figura 9.9.
51
Figura 9.9. Cambios del material cortado de las TCI al ser expuestas a los dos hongos y al
consorcio fúngico.
.
52
9.3. BIOACUMULACIÓN FÚNGICA DE Au
La bioacumulación de Au por los hongos muestra diferencias significativas
(P≤0.001), encontrando que la levadura B-20 tuvo la mayor acumulación de Au en
su biomasa (47%), mientras que la bioacumulación en los hongos pluricelulares es
inferior con 10% para el consorcio fúngico A. niger MXPE6 + A. niger MX7 y 7%
para el caso de A. niger MXPE6 (Fig. 9.10.).
Lo que
esta reportado en la literatura es que A. niger tiene la capacidad de
acumular Au y Ag proveniente de soluciones de cianuro (de la industria minera) en
la superficie del hongo primordialmente (Gomes et al., 1997). Los resultados
encontrados en este estudio corroboran lo anteriormente mencionado, no obstante
la acumulación encontrada en el presente trabajo es de forma intracelular.
Figura 9.10. Bioacumulación fúngica de Au para los tratamientos con residuo de TCI (n=3,
Media ± error estándar).
53
10. CONCLUSIONES
Los objetivos que se plantearon para este estudio se cumplieron parcialmente
puesto a que Aspergillus niger y el consorcio de A. niger MXPE6 + A. niger MX7
lograron lixiviar Au en condiciones sin agitación, sin embargo, en los experimentos
con la levadura B-20 no se cumplieron, pues ésta no lixivió Au bajo condiciones
con agitación. Adicionalmente se concluye: 1) la utilización de consorcios fúngicos
incrementa la lixiviación de Au a partir de TCI, 2) el uso de consorcios fúngicos no
incrementa el pH del medio de cultivo por presencia del residuo de TCI, 3) la
bioacumulación fúngica de Au se ve incrementada en hongos unicelulares, 4) el
empleo de cultivos sin agitación presenta ventajas energéticas para la
recuperación de Au a partir de TCI y 5) son necesarias investigaciones sobre los
mecanismos microbianos para llevar a cabo la lixiviación, bioacumulación y
biosorción de metales a partir de REEE que ayuden a incrementar su eficiencia de
recuperación.
En los trabajos realizados a escala laboratorio no se han obtenido grandes
rendimientos comparados con los procesos conocidos de hidrometalurgia y
pirometalurgia, sin embargo tampoco se han empleado gastos energéticos o
grandes gastos monetarios, pues simplemente se han utilizado recipientes
sencillos como biorreactores y no un biorreactor comercial el cual generalmente
tiene un costo arriba de los 500,000 pesos, los biorreactores utilizados para este
trabajo fueron completamente sencillos y podemos concluir que hubo resultados
favorables encontrando oro en los lixiviados. También se contribuye al reciclaje de
residuos considerados basura, los cuales tienen un impacto ambiental negativo.
Se espera que más adelante se realicen investigaciones enfocadas en encontrar
microorganismos reductores de oro (en algunas investigaciones ya hacen
referencia a estos microorganismos) para que el proceso sea completamente
sustentable, de no ser así el oro deberá ser reducido por métodos químicos. De
esta manera se concluye está investigación.
54
11. RECOMENDACIONES
Con lo que respecta a biorreactores es necesario buscar el material adecuado que
pueda resistir a la esterilización, además que su composición no altere el
crecimiento de los microorganismos, verificar que no haya fugas en el biorreactor y
buscar materiales de bajo costo para evitar grandes gastos económicos.
Otro factor importante a tomar en cuenta es el tamaño de las partículas de la TCI,
ya que a menor tamaño más fácil será para el hongo estar en contacto con el
residuo, si la partícula es más grande y se encuentra en condiciones de agitación
se sedimentará al fondo del biorreactor evitando el contacto. Las partículas más
grandes podrían ser utilizadas en cultivos sin agitación.
Realizar ensayos con consorcios fúngicos donde se inoculen tres o cuatro hongos
para ver si estos pueden incrementar la eficiencia de recuperación de metales.
55
LITERATURA CITADA
Alexander, M., 1994. Introducción a la microbiología del suelo. A.G.T., México, pp.
491.
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61
ANEXO I
Método colorimétrico de fenol-ácido sulfúrico para la determinación de
carbohidratos totales (Dubois et al., 1956).
Reactivos:
Fenol al 5% (5 g de fenol en 100 mL de agua desionizada)
Ácido sulfúrico concentrado
Glucosa para preparar la curva de calibración
Procedimiento:
a) Preparación de la muestra

Colocar en un tubo estéril de 15 mL, 0.5 µL del medio mineral donde creció
el hongo y adicionar 12999.5 μL de agua desionizada, finalmente mezclar.
b) Preparación de la curva de calibración

Diluir 0.01g de glucosa en 100 mL de agua desionizada (concentración
1000 mgL-1).

Preparar otra solución con 20 mL de la solución 1000 mg L-1 de glucosa y
30 mL de agua desionizada (concentración final de 400 mg L-1).

Preparar los puntos en la curva de calibración:
62
Estándar
μL de stock de glucosa
(400 mg L-1)
μL de H2O
[ ] de glucosa mg L-1
1
0
2
150
3
300
4
450
5
600
6
750
3000
0
2850
10
2700
20
2550
30
2400
40
2250
50
c) Determinación de azúcares totales en el medio mineral donde creció el hongo y
los estándares

Colocar en un tubo de ensayo de vidrio, 2 mL de la muestra o de los
estándares

Adicionar 1 mL de fenol al 5% y 5 mL de ácido sulfúrico concentrado

Llevar al vortex para mezclar

Poner el tubo de ensayo en un baño de agua a 30°C por 15 minutos

Transferir cada muestra y estándares a la celda

Leer la absorbancia a 490 nm
d) Curva de calibración para el método de Dubois
63
ANEXO II
Método colorimétrico para determinar proteínas (Bradford, 1976)
Reactivos:
Tris-HCl 1 M, pH=8.6 (6.05 g y 1.05 mL de HCl concentrado en 48.95 mL de agua
desionizada)
Tris-HCl 0.1 M, pH=8.6 (5 mL de la solución Tris-HCl 1M, en 45 mL de agua
desionizada; ajustar el pH a 8.6 con NaOH)
Reactivo Bradford
Albumina de bovino para preparar la curva de calibración
Procedimiento:
a) Preparación y extracción de la muestra

Pesar aproximadamente 0.025 g del tejido fúngico

Colocar el material fúngico en un mortero estéril

Adicionar 1 mL de Tris-HCl 0.1M, pH=8.6

Macerar el tejido fúngico con el buffer Tris-HCl 0.1M, pH=8.6

Pasar el macerado a un tubo estéril de 1.5 mL

Centrifugar a 14, 000 rpm (~29,000 g) por 10 min

Colocar el sobrenadante en un tubo estéril de 1.5 mL nuevo
b) Preparación de la curva de calibración
64

Diluir 0.05 g de albumina de bovino en 50 mL de agua desionizada
(concentración 1000 mg L-1)

Preparar otra solución con 2.5 mL de la solución 1000 mg L -1 de albumina
de bovino y 47.5 mL de agua desionizada (concentración final de 50 mg L -1
)

Preparar los puntos de la curva de calibración.

Colocar 9 mL de cada uno de los estándares en la celda

Leer la absorbancia a 595 nm
Estándar
Volumen de stock de
albumina de bovino (50
mg L-1) (μL)
Volumen de H2O (μL)
[ ] de albumina de bovino
mg L-1
1
0
2
360
3
720
4
1080
5
1440
6
1800
7200
0
6840
2
6480
4
6120
6
5760
8
5400
10
c) Determinación de proteínas en la muestra fúngica

Colocar en un tubo estéril de 15 mL, 500 µL del extracto de la muestra
fúngica

Adicionar 1800 µL del reactivo Bradford y 6700 μL de agua desionizada

Llevar al vortex para mezclar

Colocar 9 mL de cada muestra fúngica en la celda

Leer la absorbancia a 595 nm

Expresar los resultados en mg g-1 de tejido fúngico
d) Curva de calibración para el método de Bradford
65
66
ANEXO III
Biomasa y parámetros cinéticos del crecimiento de los hongos
Para el cálculo de la velocidad de crecimiento (µ) en el caso de la levadura se
empleó la siguiente ecuación:
Ec.1
Donde dX es el incremento en el número de células o en biomasa y dt es el
intervalo de tiempo para que se diese dicho incremento celular. Por lo que µ se
obtuvo graficando InX contra t, mientras que para los hongos filamentosos se
empleó la ecuación de Koch, ya que su crecimiento no es exponencial:
Ec. 2
Donde W corresponde a la concentración micelial o de la biomasa fúngica, t es la
variable tiempo y µ es la constante de velocidad de crecimiento, y µ se obtuvo
graficando W 1/3 contra t.
Por otro lado, la ecuación matemática que representa el rendimiento en biomasa
es:
⁄
Ec. 3
En donde x y s representan la concentración de biomasa y sustrato
respectivamente.
Si además se forma algún producto en particular el rendimiento se expresa como:
⁄
Ec. 4
67
Donde p y s representan la concentración del producto y sustrato respectivamente.
El rendimiento en biomasa y producto se realizó utilizando las ecuaciones 3 y 4
respectivamente, mientras que con la ecuación 1 se calculó la velocidad de
crecimiento para la levadura y con la ecuación 2 la velocidad de crecimiento para
los hongos filamentosos empleados en la presente investigación. Los resultados
indican que en el caso de los tratamientos expuestos a residuo de TCI, para el
caso de la levadura B-20 y del hongo Aspergillus niger MXPE6, el balance de
sustrato es inferior con respecto a sus respectivos controles, sin embargo, no hay
diferencias considerables entre el control del consorcio fúngico y el tratamiento
expuesto a residuo de TCI. Entre tanto, el balance de producto es mayor para el
consorcio fúngico que para el Aspergillus niger MXPE6. Finalmente la velocidad
de crecimiento es mayor para los tratamientos con y sin residuo de TCI inoculados
con Aspergillus niger MXPE6 (Cuadro 1).
Cuadro 1. Parámetros cinéticos para las cepas fúngicas con y sin residuo de TCI.
Cepa fúngica
A. niger MXPE6
A. niger MXPE6
A. niger MXPE6 + A. niger MX7
A. niger MXPE6 + A. niger MX7
Levadura B-20
Levadura B-20
Tratamiento
Sin TCI
Con TCI
Sin TCI
Con TCI
Sin TCI
Con TCI
Yx/s
1.111
0.505
2.516
2.225
4.996
0.247
Yp/s
0.003
0.009
µ
0.205
0.322
0.194
0.199
0.079
0.151
68