Untitled - BVS-INS - Instituto Nacional de Salud

MANUAL
DE
P ROCEDIMIENTOS
DE
I NDENTIFICACIÓN
DE
TRIATOMINOS (H EMIPTERA : R EDUIIDAE )
DEL
P ERÚ
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS DE IDENTIFICACIÓN DE
TRIATOMINOS (HEMIPTERA: REDUVIIDAE) DEL PERÚ
ELABORACIÓN:
Blgo. ABRAHAM G. CÁCERES LÁZARO
División de Entomología.
Centro Nacional de Salud Pública
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Catalogación hecha por el Centro de Documentación e Información
del Instituto Nacional de Salud (INS)
Cáceres Lázaro, Abraham
Manual de procedimientos de identificación de triatominos (hemiptera: reduviidae) del
Perú/Elaborado por Abraham Cáceres Lázaro. -- Lima: Ministerio de Salud, Instituto
Nacional de Salud, 2005.
60 p.: 15 cm. -- (Serie de Normas Técnicas; 41)
1.TRIATOMA /crecimiento y desarrollo 2. INSECTOS VECTORES 3. CONTROL
VECTORIAL 4. TÉCNICAS Y PROCEDIMIENTOS DE LABORATORIO 5. PERÚ
I.
Cáceres Lázaro, Abraham
III. Instituto Nacional de Salud (Perú)
IV. Perú. Ministerio de Salud
ISBN 9972– 857 – 26 – 3 (O.C.)
ISBN 9972– 857 – 47 – 6 (N° 41)
ISSN 1607– 4904
Hecho el Depósito Legal Nº 1501012005-1348
© Ministerio de Salud, 2005
Av. Salaverry, cuadra 8 s/n, Jesús María, Lima, Perú
Teléfono: (511) 431-0410
© Instituto Nacional de Salud, 2005
Cápac Yupanqui 1400, Jesús María, Lima, Perú
Teléfono: (511) 471-9920 Fax: (511) 471-0179
Correo electrónico: [email protected]
Página web: www.ins.gob.pe
Publicación aprobada con R.J. Nº 111-2005-J-OPD/INS
Portada: Espécimen macho de Triatoma infestans
Se autoriza su reproducción total o parcial, siempre y cuando se cite la fuente.
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CONTENIDO
INTRODUCCIÓN
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SECCIÓN 1
1.1. Objetivo ....................................................................................................... 7
1.2. Campo de aplicación ................................................................................... 7
1.3. Responsabilidades ....................................................................................... 7
1.4. Documentos de referencia ........................................................................... 8
1.5. Definiciones ................................................................................................ 8
SECCIÓN 2
2.1. Disposiciones .............................................................................................. 11
2.2. Principales medidas de bioseguridad .......................................................... 11
SECCIÓN 3
3.1. Generalidades de los triatominos ................................................................ 13
3.2. Los triatominos ........................................................................................... 13
3.3. Ecología de los triatominos ......................................................................... 14
3.4. Ciclo biológico ............................................................................................. 15
3.5. Características morfológicas de los triatominos ......................................... 19
SECCIÓN 4
4.1. Encuesta y vigilancia de triatominos ........................................................... 24
4.2. Método para detectar infestaciones ........................................................... 24
4.3. Examinar los ambientes internos (intradomicilios) y externos
(peridomicilios) de una vivienda ............................................................... 25
4.4. Buscar triatominos en ambientes extradomiciliarios (selváticos) ............... 27
4.5. Equipos para capturar triatominos ............................................................. 29
4.6. Envío de triatominos ................................................................................... 29
4.7. Indicadores entomológicos .......................................................................... 31
SECCIÓN 5
5.1. Identificación de triatominos ...................................................................... 35
5.2. Clave taxonómica para triatominos del Perú .............................................. 35
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SECCIÓN 6
6.1. Montaje de ejemplares de triatominos en alfileres ..................................... 39
SECCIÓN 7
7.1. Estudio de la infección natural .................................................................... 41
7.2. Examen de triatominos para investigar Trypanosoma cruzi o
Trypanosoma rangeli ................................................................................... 42
SECCIÓN 8
8.1. Adaptar colonias de triatominos al laboratorio .......................................... 45
SECCIÓN 9
9.1. Xenodiagnóstico .......................................................................................... 46
SECCIÓN 10
10.1. Lista de especies en el Perú ...................................................................... 49
10.2. Triatoma infestans (Klug, 1834) ............................................................... 50
10.3. Panstrongylus herreri (Wygodzinsky, 1948) .......................................... 51
10.4. Rhodnius ecuadoriensis (Lent y León, 1958) .......................................... 52
SECCIÓN 11
11.1. Bibliografía ................................................................................................ 53
ANEXO A .......................................................................................................... 57
ANEXO B .......................................................................................................... 59
ANEXO C .......................................................................................................... 61
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INTRODUCCIÓN
La enfermedad de Chagas o trypanosomiasis americana es una infección
ocasionada por el parásitoTrypanosoma cruzi y constituye un problema de
salud pública para América Latina. La enfermedad se distribuye entre el límite
de México con los Estados Unidos y el sur de Chile y Argentina lo que corresponde a los paralelos 42º LN y 45º LS.
La trypanosomiasis americana es una de las enfermedades prioritarias para el
Programa del Banco Mundial de la OMS/UNDP. Después de la malaria, es la más
seria y de amplia distribución en los seres humanos de las Américas. Su presencia en el continente americano data de hace más de 2000 años; pues, se ha
demostrado el megacolon chagásico y posiblemente cardiopatía en momias
exhumadas pertenecientes a los indios Wankarani establecidos en el interior de
la Provincia de Tarapacá a 1100 msnm (norte de Chile) procedentes de Bolivia.
Los vectores del agente etiológico de la trypanosomiasis americana son los
insectos triatominos que se encuentran distribuidos en las regiones
neotropicales y neárticas desde los 41º LN y 46º LS.
Aproximadamente, 90 millones de personas en Latinoamérica están en riesgo de infectarse con el Trypanosoma cruzi, y se estima que entre 16 y 18
millones de ellas se encuentran infectadas.
En el Perú, esta enfermedad es un problema de salud pública que afecta a la
población de 15 departamentos, siendo dos las zonas más afectadas: a)
Nororiente, y b) Sudoccidental. Con respecto a los triatominos, se han notificado en localidades de algunas provincias de 20 departamentos.
En la historia natural de esta enfermedad, uno de los eslabones que permite
establecer la medida de control y vigilancia epidemiológica es, sin duda, el
estudio de los triatominos transmisores y los factores determinantes para
considerarlos vectores efectivos.
El control de la enfermedad de Chagas se basa en la eliminación o control de
las poblaciones de los triatominos mediante diversas estrategias como el control químico, el ordenamiento del medio y la educación sanitaria. Para ello, es
importante también la decisión de organizar y llevar adelante un programa
antitriatomínico que debe tener una base en la decisión política a largo plazo
para que sustente su permanencia, su vigilancia, así como la formulación y
desarrollo de investigaciones. Lo contrario, implica correr riesgos serios en la
interrupción del programa, lo que significaría perder los esfuerzos y recursos
invertidos, y lo más grave y peligroso, no alcanzar los objetivos.
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El presente Manual de procedimientos de identificación de triatominos
(hemiptera: reduviidae) del Perú proporciona de manera sencilla y resumida la información de los aspectos entomológicos básicos y fundamentales
para apoyar la investigación y los programas de vigilancia y control de esta
enfermedad.
Se agradece a todas las personas que de alguna manera han apoyado y
brindado facilidades para la redacción del presente manuscrito, en especial al
Dr. César Náquira Velarde y al Dr. Alfonso Zavaleta Martínez-Vargas por las
sugerencias y la revisión del Manual; a la Dra. Juana Lung de Herrer, por
facilitar las referencias bibliográficas, y a los Dres. Alejandro Llamoga Sánchez
y Roque Fernández Vera por haber realizado algunas tomas fotográficas de
los triatominos, que sirvieron para ilustrar el presente manual.
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SECCIÓN 1
GENERALIDADES
1.1. OBJETIVO
Brindar información referente a los procedimientos y técnicas de: 1) captura,
2) conservación, 3) embalaje, 4) transporte de ejemplares, 5) montaje, y 6)
identificación de los triatominos, con énfasis en los que han sido incriminados
como vectores del agente etiológico de la enfermedad de Chagas; asimismo,
el estudio de su capacidad vectorial. Se concluye con la presentación de claves para diferenciar géneros y especies de triatominos notificados en el Perú.
1.2. CAMPO DE APLICACIÓN
Para el personal de los laboratorios regionales, intermedios y locales que
integran la Red Nacional de Laboratorios de Salud Pública.
1.3. RESPONSABILIDADES
1.3.1. El Centro Nacional de Salud Pública (CNSP), a través de la Dirección
Ejecutiva de Enfermedades Transmisibles (DET), es responsable de
autorizar la elaboración, revisión y actualización del presente manual,
de acuerdo con los procedimientos aprobados por el Instituto Nacional
de Salud.
1.3.2. Los directores regionales de salud y los directores o jefes de los establecimientos de salud son responsables de autorizar, proporcionar los
recursos necesarios y designar al personal responsable y calificado
para la aplicación y la supervisión de las disposiciones contenidas en
el presente manual.
1.3.3. El personal de los establecimientos de salud es responsable de planificar las acciones, organizar, controlar y capacitar al personal; así como
de proporcionar equipos, materiales, reactivos e instalaciones.
1.3.4. Los jefes o responsables de los laboratorios deben asegurar el control
interno de la calidad.
1.3.5. Los profesionales designados para realizar el diagnóstico son responsables de controlar el cumplimiento de las disposiciones contenidas
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en el presente manual y, además, de mantener la confiabilidad de sus
actividades e informar a las instancias superiores en caso de ocurrencia de variaciones en las especificaciones de los procedimientos establecidos.
1.3.6. El personal asignado para realizar esta actividad, descrita en el presente
manual, debe estar calificado para manejar técnicas y métodos de ensayo, aplicar medidas de bioseguridad y de buenas prácticas de laboratorio, y mantener la confiabilidad de las actividades que realiza.
1.4. DOCUMENTOS DE REFERENCIA
1.4.1. Instituto Nacional de Salud. Manual de procedimientos de laboratorio
para la obtención y envío de muestras (1). Serie de Normas Técnicas
Nº 15, 2da ed., 1997.
1.4.2. Instituto Nacional de Salud. Manual de normas de bioseguridad. Serie
de Normas Técnicas Nº 18, 2da ed., 1997.
1.5. DEFINICIONES
1.5.1. Capacidad vectorial. Factibilidad del triatomino para transmitir los
trypanosomatideos.
1.5.2. Clípeo. Borde anterior de la cabeza, compuesto de dos escleritos: uno
grande posterior, denominado postclípeo y otro pequeño anterior, articulado flexiblemente al postclípeo.
1.5.3. Conexivo. Margen lateral saliente en el abdomen de los hemípteros.
1.5.4. Cópula. Unión física de los insectos machos y hembras.
1.5.5. Doméstico. Triatomino que desarrolla todo el ciclo evolutivo en el interior de una vivienda.
1.5.6. Depredador. Un insecto que naturalmente caza y devora a otros insectos.
1.5.7. Escutelo. Porción posterior de la superficie dorsal del mesotórax, visible en la base de las alas. Es un esclerito triangular en todos los géneros, excepto en el Parabelminus en el que se presenta trapezoidal. La
superficie dorsal del escutelo es rugosa, con un área central más o
menos deprimida y bordeada por dos o más surcos convergentes; la
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proyección posterior del escutelo en muchos casos es cilíndrica,
elongada y subhorizontal con ápice puntiagudo, redondeado o a veces
truncado.
1.5.8. Estercolarios. Agrupamiento de Trypanosoma que lleva a cabo su
desarrollo en el intestino del insecto vector.
1.5.9. Exotepterigoto. Adjetivo que se deriva de exopteriota, subdivisión de
los insectos que incluye a los hemípteros y otras órdenes cuya metamorfosis o desarrollo a través de su ciclo de vida pasa de huevo a ninfa
y a adulto. A esta forma de desarrollo se le denomina también
hemimetábolo o metamorfosis incompleta.
1.5.10. Exuvia. Cubierta exterior de la que se despojan los insectos cuando
mudan a su próxima etapa de desarrollo.
1.5.11. Gena. Es un segmento de la cabeza ubicado lateralmente al clípeo. El
ápice de éste puede ser redondeado o en punta.
1.5.12. Hemiélitro. Alas delanteras de los hemípteros con una porción basal
más gruesa y otra porción distal membranosa.
1.5.13. Hábitat. Lugar donde vive en forma natural el insecto.
1.5.14. Huésped. Organismo en el cual se aloja un parásito u otros
microorganismos.
1.5.15. Hemíptera. Uno de los 29 órdenes de insectos. Estos poseen alas
delanteras denominadas hemiélitros y tienen piezas bucales
chupadoras y perforadoras.
1.5.16. Índice de Infestación Domiciliaria (IID). Número de viviendas infestadas sobre el número total de viviendas encuestadas multiplicado por
100; se expresa en porcentaje. Es útil para estratificar áreas por intervenir mediante control vectorial.
1.5.17. Índice Trypano-Triatominico (ITT). Es el número de triatominos infectados naturalmente con Trypanosoma cruzi sobre el total de triatominos
examinados multiplicado por 100; se expresa en porcentaje. Es útil
para estratificar áreas por intervenir mediante muestreo parasitológico
para enfermedad de Chagas y para efectuar el control vectorial.
1.5.18. Metacíclico. Forma infectante del Trypanosoma presente en las heces
del vector.
1.5.19. Ocelo. Son ojos simples situados a ambos lados de la cabeza, casi
detrás de los ojos compuestos.
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1.5.20. Operculado. Término que se usa para describir a los huevos que poseen una tapa notoria.
1.5.21. Ovipostura. Postura de los huevos.
1.5.22. Peridoméstico. Insecto que vive en depósitos, corrales de aves u otros
abrigos de animales cercanos a las viviendas.
1.5.23. Polimorfismo. Que presenta forma distinta, que no está relacionada
con las etapas del ciclo de vida.
1.5.24. Proboscis. Piezas bucales de los hemípteros que forman un tubo enroscado bajo la cabeza. El tubo tiene un estilete que penetra los tejidos
del huésped.
1.5.25. Pronoto. Es un esclerito a manera de escudo que cubre el mesotórax
de forma trapezoidal, posee dos lóbulos anteriores y dos posteriores;
el lóbulo posterior puede presentar una superficie lisa o granulosa y
tubérculos distales y laterales.
1.5.26. Rostrum o rostro. Es el órgano picador chupador. Se inserta debajo
del lado posterior de la cabeza, a la cual se denomina gula. El rostrum
en los triatominos hematófagos consta de tres segmentos; en la gran
mayoría de los redúvidos entomófagos el rostrum es curvado. El segundo segmento generalmente es el más largo y el tercero es el más
corto.
1.5.27. Surco estridulatorio. Es una depresión o surco localizado en la porción
central del prosternum (porción ventral del protórax) donde descansa el
ápice del rostrum cuando se encuentra replegado o doblado hacia abajo.
1.5.28. Xenodiagnóstico. Método para el diagnóstico parasitológico de la enfermedad de Chagas, donde se permite que un triatomino no infectado
se alimente con sangre del paciente, examinándose el contenido rectal
del insecto a partir de los 15 días posteriores, en busca de parásitos
que probablemente hayan podido multiplicarse en sus intestinos.
1.5.29. Yugo. Es una placa de la cabeza situada en la base de la gena, es de
forma subtriangular y pequeña.
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SECCIÓN 2
2.1. DISPOSICIONES
2.1.1. Las disposiciones contenidas en el Manual de normas de bioseguridad.
Serie de Normas Técnicas Nº 18, 2da ed., son aplicables para el cumplimiento de las disposiciones del presente manual.
2.1.2. Se debe aplicar las medidas de bioseguridad pertinentes, especialmente las aplicables a:
2.1.2.1. El ambiente.
2.1.2.2. El equipo.
2.1.2.3. El personal.
2.1.2.4. Animales de experimentación.
2.1.2.5. Los triatominos.
2.1.2.6. Las muestras y su procesamiento.
2.1.2.7. La esterilización.
2.1.3. La bioseguridad es un conjunto de medidas preventivas para proteger
la salud y la seguridad del personal que trabaja en el laboratorio, frente
a diferentes riesgos producidos por agentes.
2.1.4. Es responsabilidad de la dirección del laboratorio, establecer y aplicar
las normas y procedimientos de bioseguridad detalladas por escrito.
2.1.5. La dirección del establecimiento de salud debe dar las facilidades para
que las normas de bioseguridad se cumplan.
2.1.6. Los principales peligros son las exposiciones por puntura accidental
con agujas de jeringas, estiletes, pinzas, etc.; por corte con bisturí,
láminas y cubreobjetos contaminados y por exposición en membranas
mucosas o en la piel que presenta lesión activa, laceraciones, heridas
o rasguños.
2.2. PRINCIPALES MEDIDAS DE BIOSEGURIDAD
2.2.1. Todos los triatominos deben ser trasladados de su ambiente natural al
laboratorio en vasos colectores apropiados, para evitar que escapen.
2.2.2. A todos los triatominos se les debe tratar como potencialmente infectados con Trypanosoma cruzi.
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2.2.3. En el momento de manipular, identificar y disectar los triatominos, se
debe utilizar mascarillas, guantes nuevos y guardapolvo.
2.2.4. Lavarse las manos luego de concluir el trabajo con los triatominos.
2.2.5. Si la persona que va a manipular los triatominos presenta cortaduras o
rasguños en las manos y antebrazos, éstos deben ser cubiertos y estar
bien protegidos.
2.2.6. Debe utilizarse zapatos que cubran los pies, no debe usarse sandalias
o zapatos abiertos.
2.2.7. El procesamiento de los triatominos debe realizarse sobre una superficie de trabajo protegido por papel absorbente plastificado o papel de
filtro.
2.2.8. La superficie de trabajo debe ser descontaminada por el operador antes y después de cada actividad.
2.2.9. Informar inmediatamente cualquier accidente al jefe del laboratorio.
2.2.10. Se debe disponer de un ambiente apropiado para el lavado de los ojos
en caso de exposición accidental por salpicaduras.
2.2.11. Todos los instrumentos utilizados durante el trabajo con triatominos
deben descontaminarse antes de ser eliminados, en solución desinfectante y luego ser autoclavados (121°C durante 20 minutos) o incinerarlos.
2.2.12. Si se trabaja con cultivo para Trypanosoma cruzi, se debe usar una
cabina de flujo laminar y mechero Bunsen o mechero de alcohol.
2.2.13. El animal infectado experimentalmente con Trypanosoma cruzi debe
ser colocado en una jaula apropiada y segura, a la que se le adherirá
una etiqueta que indique ANIMAL INFECTADO CON TRYPANOSOMA
CRUZI, para luego depositarla en un ambiente seguro y apropiado.
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SECCIÓN 3
3.1. GENERALIDADES DE LOS TRIATOMINOS
El orden Hemiptera se divide en cuatro subórdenes:
COLEORRHYNCHA
HETERÓPTERA AUCHENORRHYNCHA
STEINORRYNCHA
1 Familia
75 Familias
28 Familias
41 Familias
Fitófagos
Fitófagos y
Fitófagos
Fitófagos
predatores
En el suborden Heteróptera se ubica la familia Reduviidae con 25 subfamilias,
todas de ellas predatoras, excepto la subfamilia Triatominae que es hematófaga
y está integrada por más de 100 especies.
3.2. LOS TRIATOMINOS
Son insectos del orden Hemiptera. Se caracterizan por poseer aparato bucal
succionador; la mayoría son fitófagos, algunos predadores y unos pocos son
hematófagos.
3.2.1. Su distribución abarca América y Asia, pero la mayor densidad de las
especies se localiza en América.
3.2.2. A los triatominos se les denomina con diversos nombres regionales,
como: “chinches hocicones” y “cacarachuelos” en México; “chinches
mamones” y “chinches de monte” en Panamá; “pitos” en Colombia; en
Venezuela “pitos” y “chipos”; en Bolivia “hitas”; en Ecuador “chinchorros”,
“chupasangre” y “chinches de caballo”; en Argentina, Chile, Uruguay y
otras partes de Sudamérica se les denomina “vinchucas”; en Perú se
les conoce como: “chinches”, “chinchones” y “chirimachas”; en Brasil
se les conoce como “barbeiros”.
3.2.3. Estos hemípteros son de tamaño pequeño o mediano, el cual varía
considerablemente en los diferentes grupos de géneros, aunque la
hembra casi siempre supera al macho en tamaño. La coloración es
generalmente sencilla, no obstante, también existen especies con
colores vistosos.
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3.3. ECOLOGÍA DE LOS TRIATOMINOS
3.3.1. La principal característica biológica de los triatominos, tanto de las
ninfas como de los adultos de ambos sexos, es la de succionar sangre, principalmente de aves y mamíferos.
3.3.2. Sus hábitats naturales son ecotopos silvestres que sirven de nidos, refugios o lugares de descanso para mamíferos, aves y reptiles; los cuales
constituyen sus fuentes naturales de alimentación. Algunos triatominos
tienen preferencia por cierta especie en particular, pero la mayoría de
ellos se alimenta de una amplia variedad de huéspedes.
3.3.3. Generalmente los triatominos se alimentan durante la noche, pero en
lugares oscuros pueden alimentarse durante el día.
3.3.4. La presencia de animales incrementa y preserva la población, pues
èstos se constituyen en fuentes de alimentación; algunos animales
pueden ser predadores de triatominos, y a la vez desempeñar un papel
en la dispersión pasiva de los vectores, constituyéndose como huéspedes y como reservorios de diversos patógenos. Por otro lado, los
factores climáticos, principalmente la temperatura, al parecer controlan
el índice de incremento de las poblaciones de los triatominos.
3.3.5. Otro factor para la colonización, proliferación y mantención de los
triatominos son las condiciones de edificación de las viviendas que
crean microhábitats apropiados. En las construcciones de las viviendas se observan hendiduras, rajaduras y grietas en las paredes y techos de barro o cemento; asimismo, en las uniones entre los adobes y
ladrillos, los espacios entre tablas de madera, también los techos de
hojas de palmeras. Otros factores que favorecen la infestación son el
uso de telas como cortinas, el almacenamiento de los productos de las
cosechas, el depósito de adobes y el apilamiento de maderas y palos
dentro de la casa, y, por último, la presencia de animales domésticos
en el interior de las casas, como: cuyes, conejos, gallinas, pavos, perros, gatos, etc.
3.3.6. La picadura es poco dolorosa y se puede soportar, provocando sólo
a veces un ligero prurito y en algunas ocasiones una ampolla en el
lugar de la picada, siendo la cara, los miembros superiores y los
pies los más afectados.
3.3.7. Al momento o después de alimentarse, el triatomino hace una deyección líquida que tiene dos aspectos: uno de color amarillento que se
seca rápidamente al contacto del aire, y otro que se seca lentamente y
es de color negro. Este comportamiento de picar y defecar se debería a
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la necesidad del triatomino de succionar más sangre y almacenarla
desocupando su intestino.
3.4. CICLO BIOLÓGICO
3.4.1. Los triatominos son insectos hemimetábolos. De huevo pasan por cinco estadios ninfales (Fig.1), en los que son muy parecidos a los adultos pero de menor tamaño y carecen de alas. La obtención de sangre
para los triatominos es muy necesaria para la muda y continuación de
su desarrollo.
3.4.2. El ciclo de vida de los triatominos oscila entre 4 y 16 meses o más.
Muchas especies de triatominos han sido adaptados a condiciones de
laboratorio con temperaturas que fluctúan entre 24 ºC y 27 ºC, y a una
humedad relativa entre 70% y 75%, con la finalidad de conocer el ciclo
biológico de cada triatomino. Respecto de estos estudios se da a conocer
lo siguiente:
Figura 1. Ciclo biológico de un triatomino.
3.4.3. Huevo
Los huevos son colocados entre 10 y 15 días después de la cópula. Algunas
hembras no apareadas pueden poner algunos huevos, pero éstos serán
infértiles. Las hembras fértiles generalmente ponen huevos una sola vez, pero
en muchos casos continúan poniendo huevos durante toda su vida. El número de huevos puestos por hembra y la frecuencia de la ovipostura depende
principalmente de la cantidad de sangre ingerida. En la mayoría de los casos,
cada hembra pondrá entre 100 y 600 huevos durante su vida.
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Los triatominos son de hábitos terrestres, generalmente colocan sus huevos
individualmente o en grupo, en cualquier lugar que encuentre la hembra. Pero
las especies que habitan en los árboles –como es el caso de la mayoría de
especies de Rhodnius– colocan sus huevos en grupos pequeños adheridos
al sustrato.
Los huevos son de forma oval, más o menos elípticos (Fig. 2 y 3), presentan un
opérculo en uno de sus extremos, por el cual emerge la ninfa I. Al inicio, los
huevos son de color blanco-perla o gris, posteriormente cambian a rosado o
rojizo a medida que el embrión desarrolla, observándose por transparencia
los ojos de la futura ninfa. El tiempo que transcurre desde la puesta de los
huevos hasta que eclosiona la primera ninfa varía para cada especie; también
varía para una misma especie cuando habitan en regiones diferentes. En
algunas especies el tiempo es de entre 10 y 30 días. El corión presenta
ornamentaciones que varían según las especies.
Figura 2. Huevos eclosionados de Panstrongylus herreri.
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Figura 3. Huevos eclosionados de Triatoma infestans.
3.4.3. Ninfa (Fig. 4)
Presenta cinco estadios ninfales. Transcurridos de dos a tres días después
de emerger, las ninfas ya están listas para alimentarse; de no conseguir alimento pueden pasar varias semanas en ayunas.
Todas las etapas de ninfas normalmente se alimentan de la misma variedad
de huéspedes que los adultos presentes en el mismo hábitat. Bajo buenas
condiciones, las ninfas pueden ingerir sangre hasta nueve veces su peso,
mientras que los adultos, aproximadamente, de 2 a 4 veces. Generalmente,
las ninfas que están en el quinto estadio son las que absorben la mayor
cantidad de sangre, esto va algunas veces de 400 a 1000 por especie asociada al ser humano. Todos los estadios de ninfa, así como ambos sexos, pueden sobrevivir durante períodos largos sin ingerir alimento, llegando en algunos casos hasta 11 meses.
Figura 4. Vista dorsal de una ninfa de triatomino.
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3.4.4. Adulto (Fig. 5 y 6)
Los triatominos adultos se diferencian de la ninfa por sus alas anteriores y
posteriores bien desarrolladas y por ser sexualmente maduros, con los
genitales completamente desarrollados.
La hembra copula sólo una vez y después de ser fecundada comienza la
postura, antes de los 30 días. En algunas especies pueden observarse hasta
40 posturas que sobrepasan los 200 huevos.
Los adultos tienen un par de ocelos sensibles a la luz en la parte posterior de
la cabeza, justo detrás de los ojos. Las ninfas no tienen estos ocelos.
Figura 5. Triatomino hembra.
Figura 6. Triatomino macho.
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3.5. CARACTERÍSTICAS MORFOLÓGICAS DE LOS TRIATOMINOS
3.5.1. Cabeza
Es de forma variada. Algunos tienen la cabeza más o menos alargada y otros
algo cónica. Se inicia en un ápice simple no dividido, que les permite dar
movimientos notablemente libres; además, puede ser relativamente lisa o
estar provista de numerosos tubérculos.
La cabeza está divida en dos regiones: una situada delante de los ojos denominada región anteocular, y otra posterior llamada postocular; la región
anteocular suele ser más larga que la postocular (Figs. 7, 7a). La región
anteocular presenta lateralmente dos surcos longitudinales: las genas que
limitan una región central estrecha y alargada a la cual se le denomina clípeo,
y el epistoma; por detrás de los surcos y un poco por encima de las bases
antenales se presentan dos pequeñas prominencias denominadas tubérculos, procesos frontales.
La región postocular es relativamente corta, se estrecha hacia atrás para formar el cuello, y en ella se encuentran dos pequeños órganos casi redondeados, hialinos y transparentes que están situados lateralmente por detrás de
los bordes superiores de los ojos, son los llamados ocelos, que en algunas
hembras ápteras pueden ser rudimentarios o estar ausentes.
El rostro, también denominado proboscis, es recto, alargado y delgado, formado por tres segmentos desiguales. Puede ser lanzado hacia delante, pero
en reposo se encuentra debajo de la cabeza, llegando generalmente hasta el
tórax. Su inserción se hace hacia delante de la región anteocular (Fig. 7a).
Las antenas están compuestas por cuatro segmentos, de los cuales el primero es más corto que la cabeza. Se inician a ambos lados de la región anteocular
en los llamados tubérculos anteníferos, por delante y a la mitad de los ojos,
casi en la extremidad cefálica. Los ojos compuestos son prominentes y anteceden al par de ojos simples u ocelos que, por lo general, están colocados en
protuberancias, excepto en las ninfas, las cuales carecen de ellos.
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A n te C líp e o
P o st C líp e o
G en a
Yug o
R e g ió n A n te o c u la r
Tu b é rcu lo A n te n ífe ro
O jo
A ce lo
R e g ió n P o s o c u la r
C u e llo
Figura 7. Vista dorsal de la cabeza.
O celos
Tu bé rcu lo A nte nífe ro
Yu go
C lípe o
G en a
L ab ro
R o stro
O jo
Figura 7a. Vista lateral de la cabeza.
3.5.2. Tórax
En esta sección la parte más visible es el protórax, el cual tiene una forma
trapezoidal y su cara dorsal o pronoto se halla dividida en dos porciones: una
anterior o lóbulo anterior y otra posterior o lóbulo posterior (Fig. 8). La línea
divisoria entre los lóbulos generalmente se halla situada más próxima al ápice
que a la base y, lateralmente, existen unas expansiones más o menos prominentes llamadas ángulos anteriores o posteriores, según su posición. En los
ángulos anteriores o porciones laterales del lóbulo anterior, se encuentran
unos pequeños salientes en forma de tubérculos o espinas denominadas
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tubérculos pronotales anteriores, los cuales se dividen en: a) tubérculo distal
y b) tubérculo lateral. Los ángulos posteriores o porciones laterales del lóbulo
posterior carecen de salientes, pero su forma puede ser redondeada o aguda.
En la parte que se encuentra por detrás del pronoto existe una estructura de
forma triangular llamada escutelo, que es corto, cuyo ápice es simple o muchas veces provisto de un proceso elevado agudo o romo (Fig. 8). Lateralmente, el tórax presenta las pleuras que están divididas en tres pares: pro, meso
y meta pleura (Fig. 8a). Ventralmente encontramos de delante hacia atrás el
pro, meso y metasterno (Fig. 8b).
Á ngu lo A n terolateral
C ollar
Tubé rcu lo
D istal
L ó bulo Anterior
Tubé rcu lo
Latera l
L ób ulo P oste rior
Á ngulo H um eral
C arena
E scutelo
Figura 8. Vista dorsal del
protórax y escutelo.
P ro ste rn o
C oxa
A ceta bulo
C oxa An terior
P ro ple ura
E s cu telo
M eso ste rn o
C oxa M edia
R o stro
A c etab u lo
A n terio r
C o xa
A nte rior
M e tap leu ra
M eta ste rn o
M e s op leu ra
Figura 8b. Vista ventral de la cabeza
y el tórax.
Figura 8a. Vista lateral de la cabeza,
protórax y del escutelo.
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C oxa Po ste rior
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Las ninfas carecen de alas, mientras los adultos de ambos sexos generalmente son alados. Los hemiélitros o alas anteriores (Fig. 9) presentan un
aspecto peculiar y cubren parcial o totalmente el abdomen, a la vez que presentan diseños típicos. El corio (mitad basal) es mucho más grueso y oscuro
que la membrana (mitad apical), la cual, por lo general, presenta manchas y
está provista de tres venas longitudinales que incluyen cuatro celdas.
Las alas posteriores tienen cinco venas longitudinales, son membranosas y
más cortas y finas que las anteriores (Fig. 9a).
Las patas caminadoras son largas y delgadas, con las márgenes internas de
los fémures inermes o provistas de espinas. Las tibias anteriores y medias de
los machos casi siempre tienen fosas esponjosas y sencillas. Los tarsos
están formados por tres segmentos y terminan en dos uñas (Fig. 9b).
Figura 9. Ala posterior.
Figura 9b. Pata anterior.
Figura 9a. Ala anterior.
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3.5.3 Abdomen
Es alargado, más o menos ancho, con o sin marcas en su margen lateral al
cual se le denomina conexivo. Consta de nueve segmentos en la hembra y
diez en el macho; el primer segmento es muy reducido, carece de cerdas y
casi siempre está desprovisto de otros apéndices abdominales. Los machos,
en la parte extrema del abdomen, tienen una apariencia suavemente redondeada, cuando se les mira desde arriba (Figs. 10 y 10a); mientras que en las
hembras, la punta del abdomen tiene una apariencia lobulada o puntiaguda
(Figs. 11 y 11a). Hacia los lados y ventralmente se encuentran los estigmas o
espiráculos respiratorios.
Morfología externa del macho
Morfología externa de la hembra
Conexivos
Ala anterior
Extremidad
Extremidad
redondeada del macho
recortada de la hembra
Figura 10. Vista dorsal del extremo
posterior del macho
Figura 11. Vista dorsal del extremo
posterior de la hembra
Esterrito
VI
Vista ventral
Espiráculo
Respiratorio
Esterrito VII
Esterrito
VII
Esterrito VIII
Esterrito
VIII
Conapórisis
posterior
Hipopigio
Clásper
Tertigio IX
Figura 10a. Vista ventral del extremo
posterior del macho
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Figura 11a. Vista ventral del extremo
posterior de la hembra
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SECCIÓN 4
4.1. ENCUESTA Y VIGILANCIA DE TRIATOMINOS
Procedimiento mediante el cual se determina la presencia de especímenes
vivos o muertos de triatominos, rastros de ellos como heces, restos de corión
de los huevos y exuvias. Se determina también la tasa de infección natural por
Trypanosoma cruzi.
Todos los triatominos son de origen silvestre y muchas especies aún se
encuentran en sus hábitats naturales; otras especies ya están adaptadas a
las viviendas, donde las personas y algunos animales domésticos existentes
en el interior o exterior de las viviendas les sirven de alimento; además, la
vivienda les brinda protección de las condiciones climáticas desfavorables.
Otras especies se encuentran en proceso de domiciliación. Las adaptaciones
de los triatominos mencionadas arriba, son producto del deterioro de su hábitat
natural, pues al no encontrar alimento suficiente, migran hacia los alrededores
de las viviendas o al interior de éstas, adaptándose a ellas, ya que encuentran
las condiciones favorables para obtener alimento y reproducirse.
4.2. MÉTODO PARA DETECTAR INFESTACIONES
Las infestaciones de las viviendas por los triatominos pueden ser demostradas por el hallazgo de los triatominos o por los residuos del corión (cáscara),
exuvias o huellas de heces. La secuencia normal de una inspección, ya sea
en un área endémica o no endémica, es la siguiente:
1) Preguntar a las personas que habitan las viviendas si han visto o encontrado triatominos o si han sido picadas mientras descansaban en
el interior de sus viviendas. A las personas se les debe mostrar
triatominos disecados.
2) Examinar los ambientes internos (intradomicilios) y externos
(peridomicilios) de la vivienda.
3) Buscar triatominos en ambientes extradomiciliarios (silvestres).
4.2.1. Informe de las personas
La persona encargada de realizar la vigilancia entomológica de los triatominos,
debe preparar una buena muestra donde figuren todos los estadios del
triatomino. Ésta debe ser mostrada a los habitantes de las viviendas y referirse
preferentemente con el nombre que se le conoce localmente. En algunas
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ocasiones, las personas de las viviendas no pueden reconocer al ejemplar,
pero la mayoría de los pobladores de las zonas endémicas las reconocen
diferenciándolos con los chinches de cama. Hay que tener presente, que las
personas pueden confundir los reduvideos predadores y los fitófagos con los
hematófagos.
Se debe tener en cuenta que si la vivienda se encuentra altamente infestada,
las personas tendrán oportunidad de conocer de la existencia de los
triatominos, pero si el nivel de infestación es bajo, probablemente no se hayan
percatado de su presencia.
En otras ocasiones, los dueños de las viviendas mencionan que éstas están
infestadas, cuando en realidad no lo están, con la finalidad de que el tratamiento con insecticidas pueda eliminar a otros insectos como cucarachas,
pulgas, etc.
4.2.1.1. Evidencias indirectas de infestación
Las pruebas indirectas de infestación están dadas por las huellas de las
heces dejadas por los triatominos sobre paredes y artefactos tales como
cuadros, almanaques colgados sobre las paredes, etc.; esto demostrará que
los triatominos están o han estado presentes en la vivienda. Las heces de los
triatominos tienen como característica la forma de goteo de cera de las velas
y algunas veces presentan una mezcla de líneas de color negro o marrón muy
oscuro. El hallazgo de estos rastros demuestra evidentemente la presencia
de los triatominos, pero esto no significa que aún se encuentren en la vivienda. Sin embargo, debemos tener presente que si los rastros son encontrados
en cosas expuestas más recientemente como almanaques, por ejemplo, ellos
serán la prueba de que aún existen en la vivienda.
Un método de encuesta bastante útil es el de colocar o clavar papeles de color
sobre las paredes de la vivienda, de esta manera se obtendrán los rastros de
heces de los triatominos y así podremos, según las fechas, determinar su
presencia reciente.
4.3. EXAMINAR LOS AMBIENTES INTERNOS (INTRADOMICILIOS) Y EXTERNOS (PERIDOMICILIOS) DE UNA VIVIENDA
Los triatominos que se han adaptado al interior de las viviendas deberán ser
colectados en los diferentes ambientes de la vivienda de la siguiente forma:
a) manual, b) con sustancias irritantes, y c) sin uso de sustancias irritantes.
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4.3.1. Captura manual
Preferentemente, en cada vivienda, la colecta debe ser realizada por una sola
persona. En cada vivienda, el colector debe buscar a los triatominos durante
15 a 30 minutos.
El colector debe buscar detenidamente los triatominos o detectar sus rastros
en sus refugios, ya sea grietas y hendiduras de las paredes, techos y corrales
de animales, mediante el uso de pinzas y linternas. Adicionalmente, se buscará en las ropas, cajas, muebles, almanaques y otros lugares sombreados.
Este tipo de captura presenta la desventaja de que no refleja la estructura
etaria de la población de triatominos, ya que algunos permanecen escondidos en grietas donde no puede llegar el hombre. Al finalizar la encuesta en
todas las viviendas se realizará el conteo por estadios ninfales, adultos, por
sexos y presencia de huevos, asimismo, se contabilizará el número de
especímenes por vivienda. Los ejemplares capturados se colocarán en vasos
colectores o también se pueden utilizar bolsas de polietileno de acuerdo con
el ambiente de captura (cuyeros, dormitorios, cocina-comedor, etc.). En ocasiones son útiles las cajitas de fósforo vacías los vasos deben contener papel
plegado que facilitará a los triatominos ocultarse de la luz. Esta misma metodología es empleada para colectar en ambientes peridomiciliarios.
El hecho de encontrar triatominos muertos, exuvias o restos de corión de los
huevos, es una clara indicación de que la vivienda ha estado infestada, lo que
no indica infestación actual. Por otro lado, si sólo se colecta uno o dos ejemplares vivos y no encontramos otras evidencias de infestación, esto podría
indicar sólo la presencia casual de los triatominos inmigrantes o de una verdadera infestación. Sin embargo, si se encuentran ninfas vivas en el interior o
en los peridomicilios de las viviendas, esto será la prueba más clara de que
existe infestación.
Los triatominos capturados vivos se deben contar y mantener con vida dentro
de los vasos colectores; éstos deberán estar rotulados indicando los datos
correspondientes a la fecha, lugar y ambiente de captura, hasta el momento
que se realice la identificación y examine las heces para determinar la presencia de trypanosomatideos.
Para encuestar un área antes de la campaña de control, es muy importante la
participación de los moradores, a quienes, luego de un entrenamiento previo
a ésta, se les emplea para que realicen la actividad bajo supervisión. Antes de
realizar la encuesta y la campaña de control, es necesario anotar en el croquis
de la localidad, la posición de las viviendas, las casas donde se encontraron
triatominos vivos y aquéllas donde se encontró evidencias indirectas. Durante
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la fase de ataque de la campaña de control con insecticidas, todas las casas
deberán ser rociadas, sin importar que estén infestadas o no. Por lo que
posteriormente al tratamiento es necesario realizar un seguimiento para detectar la eficacia de los rociamientos y ver cuáles son las viviendas que continúan infestadas, con la finalidad de planificar y diseñar la toma de decisiones
correspondientes. Si se encuentran rastros de heces sobre las paredes después del control, éstos no son indicadores de que persistan los triatominos,
ya que no podría determinarse si fueron dejados antes o después del tratamiento. Además, si la infestación persiste, será probablemente en un nivel
bastante bajo, y los triatominos vivos no podrán ser detectados en los 15 y 30
minutos que dura la inspección de la vivienda.
4.3.2. Utilizando sustancias irritantes
Se emplea el procedimiento mencionado anteriormente y se aprovecha la
acción de algunos piretroides o piretrinas. Mediante esta metodología se
incrementa la captura de los triatominos, pero limita que los ejemplares capturados muertos sean usados en otros tipos de estudios.
Esta metodología es usada con frecuencia en localidades donde la densidad
triatomínica es baja; también se usa cuando se va a programar una encuesta
entomológica previa al rociamiento de una zona y transcurrido uno o dos días
del rociamiento se programa una encuesta posrociado, donde se recogerá
los triatominos muertos después del rociado.
4.4. BUSCAR TRIATOMINOS EN AMBIENTES EXTRADOMICILIARIOS
(SELVÁTICOS)
Realizar investigaciones de triatominos en el ambiente silvestre es importante para:
•
Conocer los ecotopos de los triatominos.
•
Conocer la interrelación trófica en el hábitat.
•
Evaluar el desplazamiento de los triatominos y las tendencias de dispersión.
•
Evaluar la capacidad de domiciliación que tienen algunos triatominos al
invadir viviendas humanas o peridomicilios existentes en el área.
•
Estudiar el comportamiento de las especies en sus ecotopos.
•
Conocer sus enemigos naturales en el micro o macrohábitat.
Para ello se emplean los siguientes procedimientos:
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4.4.1. Expulsión de los ejemplares del interior de su microhábitat mediante
procedimientos químicos
Para ello se emplean sustancias químicas movilizantes y repelentes, por ejemplo las piretrinas o los piretroides; el inconveniente es que muchos ejemplares mueren al ser capturados y esto limita el estudio posterior.
4.4.2. Disección de hábitats
Ha sido utilizado por muchos investigadores. Puede comprender desde deshacer un pequeño nido de aves hasta la disección de una palmera o arbustos.
La disección de nidos se emplea para el estudio del área poblacional, del
ciclo biológico en el hábitat natural, y además para conocer el hábitat de los
triatominos silvestres; asimismo, nos permite determinar los refugios de algunos vertebrados que favorecen la presencia de triatominos.
4.4.3. Trampas sin cebo animal
Se basa en el uso de cajas de cartón o madera con agujeros de entrada y con
trozos de papel para impedir su salida, o también se puede emplear cañas de
bambú que serán colocadas en ambientes como bosques o cuevas. Las
trampas son utilizadas con éxito cuando se propone realizar encuestas domiciliarias posrociado.
4.4.4. Trampas con cebo animal
Es uno de los métodos más utilizados por sus excelentes resultados. Una de
ellas consiste en una caja de madera con dos compartimentos, en uno de los
extremos se coloca un animal de sangre caliente (conejo, gato, perro, gallina
o rata) y en el otro extremo se colocan embudos pequeños hacia adentro que
facilitarán la entrada de los triatominos, pero impedirán la salida. Los
vertebrados deberán estar separados de los triatominos capturados mediante el uso de una tela metálica con orificios pequeños.
4.4.4.1. Otro tipo de trampa consiste en una simple jaula rodeada de papel o
tela adhesiva, donde quedan adheridos los triatominos que se aproximan a
los vertebrados para alimentarse.
4.4.5. Atracción mediante fuente luminosa
Se han empleado lámparas que emiten luz ultravioleta. Éstas son de utilidad
restringida, pues generalmente atraen triatominos adultos machos.
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4.4.6. Marcación, suelta y recaptura
Esta técnica nos brinda información cuantitativa. Para el marcado de los insectos se pueden emplear polvos fosforescentes de diversos colores e
isótopos radioactivos, éstos sólo son aplicados a triatominos adultos y tienen
una duración aproximada de 40 días.
4.5. EQUIPOS PARA CAPTURAR TRIATOMINOS
Cada laboratorio que pretende realizar o está desarrollando vigilancia
entomológica en triatominos o intenta realizar trabajos de investigación con
triatominos debe tener o adquirir los siguientes instrumentos:
•
Pinzas rectas, largas y metálicas de 20 cm.
•
Alambre grueso de 80 cm de largo.
•
Linterna.
•
Cajas de “tecnoport” (poliestireno).
•
Vasos colectores.
•
Bolsas plásticas medianas.
•
Papel periódico plegado.
•
Cinta “maskingtape” (cinta adhesiva).
•
Ficha de encuesta.
4.6. ENVÍO DE TRIATOMINOS
Los triatominos capturados en las localidades de muestreo deben llegar vivos
al establecimiento de salud o al lugar donde se realizará la identificación y
determinación si están o no infectados con trypanosomatideos, para ello se
usarán los vasos colectores.
4.6.1. Vasos colectores
Estos vasos deben ser de preferencia de plástico y de boca ancha de 13 cm de
largo x 12 cm de diámetro. La tapa del vaso debe ser a presión. Ésta se debe
hacer una abertura de 8 cm de diámetro, la cual debe estar cubierta por una
organza. Es recomendable que se coloque papel filtro, periódico o cartulina
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con dobleces en el interior de los vasos, los cuales le brindarán mayor área de
reposo, permanecerán más frescos y tendrán oscuridad (Fig. 12).
Figura 12. Vaso colector.
Si sólo se capturan adultos, en el vaso se colocará de 10 a 12 ejemplares,
pero si los ejemplares capturados corresponden a estadios inmaduros (ninfas) en cada vaso el número será de entre 15 y 20 ejemplares.
La tapa se debe colocar a presión, y además debe asegurarse con cinta
adhesiva la parte superior del vaso con parte de la tapa; esto se hace con la
finalidad de que los vasos no logren destaparse con el movimiento y evitar que
los triatominos puedan salir.
Cada vaso deberá rotularse con los siguientes datos de captura: localidad,
distrito, provincia, departamento, ambiente de captura (peri, intra o
extradomicilio, especificando el lugar, por ejemplo corral de aves, dormitorio,
cuyero, etc.), área rural o urbana, altitud, hora y fecha de captura y nombre (s)
de la (s) persona (s) que realizó la captura. Estos datos deben ser escritos con
lápiz en papel o sobre una cinta adhesiva, para luego ser adherida en la parte
externa del vaso.
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Los vasos deben ser colocados de costado, unos sobre otros, colocando
papel higiénico, servilletas u otro material entre ellos para que les sirva de
“colchón”. Éstos serán colocados de costado con la finalidad que los triatominos
tengan mayor espacio para desplazarse; también, se pueden colocar en cajas
de cartón.
La caja de “tecnopor” o de cartón debe ser colocada en el interior de otra caja
grande que la protegerá de los golpes, en la tapa externa de ésta se debe
rotular la dirección del establecimiento de salud o la del laboratorio referencial
regional o del Instituto Nacional de Salud; además, se escribirá en los costados
y lugares visibles: FRÁGIL, MATERIAL BIOLÓGICO SIN VALOR COMERCIAL.
4.7. INDICADORES ENTOMOLÓGICOS
Las condiciones de riesgo de transmisión vectorial domiciliaria de la enfermedad de Chagas son:
a) Que el vector esté presente.
b) Que el vector esté infectado.
c) Que el vector colonice la habitación humana.
Estas condiciones pueden ser traducidas en indicadores que miden el riesgo,
los cuales pueden ser categorizados en:
4.7.1. Indicadores Operacionales
Sirven para la toma de decisión y tipo de conducta a seguir ante la presencia
del vector. Se debe tener presente que, si el objetivo es eliminar al vector, la
presencia de éste es condición suficiente para intervenir una zona. Tenemos
los siguientes índices:
4.7.1.1. Índice de Dispersión
Nos permite conocer el grado de concentración y la distribución del vector
dentro de una determinada área o lugar:
ID % =
Nº de localidades infestadas con triatominos
Nº de localidades examinadas
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4.7.2. Indicadores de seguimiento y evaluación. Tenemos los siguientes:
4.7.2.1. Infestación domiciliaria
En función de la limitada sensibilidad de los métodos de detección por búsqueda activa del vector (hora/hombre) en áreas en que se usa esta metodología, debe considerarse a la localidad como unidad mínima de intervención. En
caso de usar métodos permanentes de detección, puede que la unidad de
intervención sea la vivienda o casa.
ID % =
Nº de viviendas infestadas con triatominos
Nº de viviendas inspeccionadas
x 100
4.7.2.2. Índice de Infestación Intradomiciliaria
III % =
Nº de intradomicilios infestados con triatominos
Nº de intradomicilios inspeccionados
x 100
4.7.2.3. Índice de Infestación Peridomiciliaria
IIP % =
Nº de peridomicilios infestados con triatominos
Nº de peridomicilios inspeccionados
x 100
4.7.2.4. Índice de Infección Natural (por T. cruzi)
ITT % =
Nº de triatominos Infectados con Trypanosoma cruzi
Nº de triatominos examinados
x 100
4.7.2.5. Índice de Colonización
IC % =
Nº de casas con ninfas de triatominos
Nº de casas positivas con triatominos
x 100
4.7.2.6. Índice de Densidad
ID % =
Nº de triatominos capturados
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Nº de viviendas inspeccionadas
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Estos indicadores nos informan sobre el avance y permanencia de los logros
a obtener, permitiendo monitorizar indirectamente las actividades, razón por la
cual deben ser usados regularmente.
4.7.3. Indicadores del sistema de vigilancia (seguimiento)
Estos indicadores serán usados en la validación del sistema de vigilancia,
(evaluación del programa). Son los siguientes:
4.7.3.1. Índice de Cobertura
IC =
Nº de localidades con infestación anterior por triatominos con vigilancia instalada
Nº de localidades con infestación anterior por triatominos
x 100
4.7.3.2. Índice de Producción
a) Nº de unidades de notificación productivas
Nº de unidades de notificación instaladas
b) Nº de unidades con notificación negativa
Nº de unidades de notificación instalada
x 100
x 100
4.7.3.3. Calidad de la Producción
a) Nº de localidades positivas por vestigios de triatominos
N° de localidades con notificación positiva
x 100
b) Nº de localidades positivas por captura o captura de triatominos
Nº de localidades con notificación positiva
c)
N.º de local. posit. con captura de triatom. de una especie particular
N.º de localidades con notificación positiva
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d)
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Nº de localidades tratadas
Nº de localidades notificadas positivas
e)
Nº de viviendas tratadas
Nº de viviendas notificadas positivas
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SECCIÓN 5
5.1. IDENTIFICACIÓN DE TRIATOMINOS
La persona que se encargará de la identificación de los triatominos debe estar
capacitada. Él o ella debe obtener referencias bibliográficas de las descripciones originales u obtener buenas copias; asimismo, debe tener especímenes
notificados para su jurisdicción, los cuales deben estar montados en alfileres
y conservados en cajas entomológicas que servirán para compararlas con los
recién obtenidos.
A continuación se adjunta una clave para los triatominos del Perú.
5.2. CLAVE TAXONÓMICA PARA TRIATOMINOS DEL PERÚ
La clave taxonómica que se presenta fue elaborada por Elliot A., Guillén Z.,
Nakashima I., investigadores del Instituto de Medicina Tropical “Daniel A.
Carrión” de la Universidad Nacional Mayor de San Marcos, y publicada en la
Rev Per Ent 1988, 31:18-20, con el título de: “Identificación de los Chinches
Triatominos (Hemíptera, Reduviidae) conocidos del Perú”. Dicha clave es práctica y didáctica para personas que se inician en los estudios de los triatominos
del Perú.
1. Ocelos en elevaciones bien destacadas en la región postocular de la cabeza ........ 4
Ocelos no elevados …………………............................................................... 2
2. Cabeza alargada, no muy convexa, vista de perfil, genas que se extienden
más allá del clípeo, tubérculos anteníferos lejos de los ojos ....................... 3
Cabeza ovalada, pilosa, muy convexa; genas que no sobrepasan el clípeo;
tubérculos anteníferos próximos a los ojos …............................ Cavernícola
pilosa Barber, 1937.
3. Primer segmento del rostro tan largo como el segundo, escutelo con procesos triangulares en su base, segmentos dorsales del conexivo con pliegue longitudinal ....................................................................................... Belminus
peruvianus Herrer, Lent, Wygodzinsky, 1954.
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Primer segmento del rostro más corto que el segundo, escutelo triangular;
sin procesos laterales en su base, conexivo dorsal sin pliegue longitudinal.
Fémur sin espina, tarsos muy cortos: 1/5 de la tibia ..............................
Microtriatoma tridinadensis Lent, 1951.
4. Cabeza cilíndrica mayor que el doble del ancho, antenas implantadas próximas al ápice de la cabeza ........................................................................... 5
Cabeza con antenas implantadas lejos del ápice de la cabeza ............... 7
5. Cabeza y patas con manchitas irregulares dándoles aspecto jaspead o .................................................................................................................. 6
Cabeza y patas sin manchitas y con escasos dibujos regulares, banda
longitudinal clara que se extiende desde el clípeo al cuello ………….…..
Rhodnius robustus Larrousse, 1927.
6. Conexivo con manchas grandes oscuras que distalmente terminan en puntas longitud 15 - 22 mm …….................…………… Rhodnius pictipes Stal,
1872.
Conexivo con manchas oscuras basales sin puntas, longitud de 12-15
mm ..................................................... Rhodnius ecuadoriensis Lent y León,
1958.
7. Cabeza relativamente corta y ancha, tubérculos anteníferos insertados cerca del borde anterior de los ojos, cabeza y cuerpo lampiños ................... 8
Cabeza cilíndrica, tubérculos anteníferos no cercanos a los ojos, el rostro
alcanza el prosterno que presenta surco estridulatorio ............................ 12
8. Apéndice posterior del escutelo alargado, subcilíndrico, estrechado
axialmente .................................................................................................... 9
Apéndice posterior del escutelo corto, redondeado, cónico o truncado
apicalmente ................................................................................................ 10
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9. Especímenes casi totalmente negros, conexivo con pequeña mancha roja
en los ángulos póstero laterales........................................... Panstrongylus
chinai Del Ponte, 1929.
Especímenes de color claro, conexivo con manchas en el tercio anterior,
vientre con mancha central y 2 laterales ...................... Panstrongylus
geniculatus Latreille,1811.
10. Yugo romo, conexivo con mancha en forma de una “F”....................
Panstrongylus rufotuberculatus Champion, 1899.
Yugo en punta ............................................................................................. 11
11. Tibias negras con manchita amarilla subbasal ..................... Panstrongylus
lignarius Walker,1873.
Tibias totalmente negras ….......……......... Panstrongylus herreri
Wygodzinsky, 1948.
12. Apéndice posterior del escutelo en forma de espina fuerte, larga de punta
afilada; primer segmento del rostro tan largo como el segundo ............ 13
Apéndice posterior del escutelo diferente, primer segmento del rostro más
corto que el segundo ................................................................................. 14
13. Lóbulo anterior del pronoto con dos espinas, ángulo humeral espinoso....................................................……........ Eratyrus mucronatus Stal, 1859.
Lóbulo anterior del pronoto con dos tubérculos, ángulo humeral terminado
en tubérculo ……..………………................................. Eratyrus cuspidatus
Stal, 1859.
14. Pronoto negro uniforme ............................................................................. 15
Pronoto oscuro con manchas ................................................................... 16
15. Patas oscuras, conexivo con manchas oscuras en el tercio anterior, corión
amarillo y mancha central negra ............................................... Triatoma
dimidiata Latreille, 1811.
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Patas oscuras, trocánter, base del fémur y base de la tibia, amarillos,
manchas del conexivo, incluyen la sutura ...............…………............. Triatoma
infestans Klug, 1834.
16. Patas oscuras uniformes .......................................................................... 17
Patas negras con el ápice del fémur y base de la tibia con estrecho anillo
amarillo, conexivo con mancha central oscura...................... Triatoma
nigromaculata Stal, 1859.
17. Cabeza oscura, pronoto anterior con margen lateral rojo. Conexivo con una
banda central oscura ….............……………....... Triatoma carrioni Larrousse,
1926.
Cabeza marrón rojiza con dos bandas longitudinales centrales de color
negro, que parten de los tubérculos anteníferos hasta el surco postocular,
pronoto anterior con una banda rojiza central y dos sublaterales cortas.
Mancha del conexivo no cubre todo el segmento ………………...................……..
Hermanlentia matsunoi Fernández, 1988.
Véase Anexo C, para diferenciar las estructuras de algunas especies (Figuras. 13-21).
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SECCIÓN 6
6.1. MONTAJE DE EJEMPLARES DE TRIATOMINOS EN ALFILERES
Una vez identificados los triatominos (adultos y estadios inmaduros), es necesario que dichos ejemplares sean conservados ya que servirán de referencia.
Para el montaje de los triatominos se debe seguir los siguientes pasos:
1° Colocar los triatominos vivos en un envase de vidrio de boca ancha con tapa
de rosca hermético (15 cm de alto x 10 cm de ancho), agregar una pequeña
porción de algodón embebido con acetato de etilo, el cual permanecerá
entre 15 y 30 minutos.
2° Transcurrido el tiempo, retirar el algodón; asimismo, cada ejemplar debe
ser colocado en el tablero ajustable para insectos, con la finalidad de extender adecuadamente las patas, la probóscide y las antenas; permaneciendo en ella aproximadamente 12 horas.
3° Se debe seleccionar el número apropiado de los alfileres entomológicos
(preferentemente para los adultos de los géneros: Triatoma y Panstrongylus)
que pueden ser el número 2 ó 4; mientras que para los del género Rhodnius,
como para los otros géneros existentes y para los estadios inmaduros
(ninfas) serían los números 0, 1 ó 2.
4° El triatomino será colocado sobre un bloque de “tecnopor” pequeño y al
nivel del extremo inferior derecho del pronoto se debe introducir el alfiler
seleccionado hasta la tercera parte. Realizado esto, se retira el alfiler del
«tecnopor» y se introduce nuevamente en el centro del bloque de cartulina
de 10 mm x 5 mm, donde deben estar escritos con tinta china el nombre
científico de la especie y el sexo; seguidamente se introduce el alfiler en
otro bloque de cartulina de 6 mm x 15 mm, donde se escribe el código de
registro del ejemplar para el laboratorio o la institución respectiva; y
finalmente, introducir a otro bloque de cartulina de 10 mm x 20 mm, donde
se consignarán los datos de captura del triatomino. La distancia entre el
ejemplar y el primer bloque de cartulina debe ser de aproximadamente
4 mm, y así sucesivamente del primer bloque de cartulina con el segundo y
el segundo con el tercero (Fig. 22).
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Figura 22. Montaje de triatominos en alfileres.
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SECCIÓN 7
7.1. ESTUDIO DE INFECCIÓN NATURAL
Para determinar si un triatomino está infectado por trypanosomatideos, se
deben seguir los siguientes pasos:
7.1.1. La persona que va a manipular el triatomino debe usar guantes,
mascarillas y guardapolvo. La manipulación se tiene que realizar en una cabina de flujo laminar y si no se tiene, es necesario adaptar un mechero Bunsen
o de alcohol. Además, se debe tener un envase con lejía al 5%.
7.1.2. Separar todos los triatominos muertos encontrados en los vasos colectores, después identificar la especie a la que pertenece, dividir por sexo y
estadios, y luego continuar con los ejemplares vivos.
7.1.3. Al ejemplar seleccionado se le coge del tórax con una pinza, luego frotar
la parte dorsal y ventral del abdomen con un hisopo humedecido en solución
salina con antibiótico y colocarlo en posición dorsoventral sobre una lámina
portaobjeto limpia, a unos 0,5 cm de la parte final del abdomen, después dejar
caer dos gotas de solución salina. Luego, con otra pinza limpia presionar en el
octavo y noveno segmento abdominal con la finalidad de que expulse las
heces. Con otra pinza limpia, realizando movimientos suaves en un solo sentido, homogeneizar las heces expulsadas con la solución salina.
7.1.4. Sobre la muestra se coloca un cubre objeto limpio, para ser observado
al microscopio con aumento de 10X, depués se pasa a 40X. La observación
debe iniciarse en uno de los extremos de la muestra, luego seguir en una sola
dirección ya sea en forma longitudinal u horizontal; una vez llegada a la parte
final de la muestra se avanza al campo siguiente y se retrocede, siguiendo de
la misma forma hasta observar toda la muestra.
7.1.5. Terminada la observación se retira el cubreobjeto. Si la muestra es
positiva se deja secar al medio ambiente, luego es enumerada y rotulada con
los datos del triatomino capturado incluyendo la fecha de la observación.
7.1.6. Una vez que la muestra ha secado, es necesario cubrirla con unas gotas
de alcohol metílico y secar al medio ambiente. Si la observación se realiza en el
campo, es necesario fijar la muestra y luego depositarla en los lamineros. Para
posteriormente colorearlas en el puesto o centro de salud más próximo.
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7.1.7. Es recomendable que la fijación y la coloración de la muestra se realice
en el mismo día. Si no es posible colorearla el mismo día, la lámina será
colocada en una caja pequeña de “tecnopor” para ser coloreada al día
siguiente.
7.1.8. La coloración de la muestra se realizará de dos maneras, según el nivel
del laboratorio: a) Cubrir toda la muestra con el colorante Giemsa durante 20
minutos; b) La lámina debe ser introducida en un Koplin conteniendo el colorante Giemsa que cubrirá toda la muestra durante 20 minutos.
7.1.9. Transcurrido el tiempo se debe lavar la lámina coloreada, con la finalidad de eliminar el exceso de colorante. Dejar secar al medio ambiente.
7.1.10. La muestra debe observarse primeramente a 10X, con la finalidad de
observar el campo, después a 40X y finalmente a 100X, previamente se debe
añadir aceite de inmersión.
7.1.11. Anotar todos los datos en la ficha respectiva adjunta.
7.1.12. Las pinzas y los cubreobjetos utilizados deben ser colocados en el
envase que contenga lejía al 5%, en caso contrario pasados por el fuego del
mechero.
7.1.13. Todos los triatominos donde se han observado trypanosomatideos
deben ser depositados en un envase para posteriormente ser incinerados;
mientras que los negativos, si permanecen en buenas condiciones, dejarlos en el insectario para posteriormente ser revisados por segunda vez. Y
si continúan siendo negativos, se les da muerte colocando todos los ejemplares en un envase de vidrio de boca ancha y dejando caer algodón embebido con cloroformo.
7.2 EXAMEN DE TRIATOMINOS PARA INVESTIGAR TRYPANOSOMA CRUZI O
TRYPANOSOMA RANGELI
7.2.1. El examen individual y completo de los triatominos comprende el examen sucesivo de:
1. Hemolinfa.
2. Glándulas salivales.
3. Intestino posterior.
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Para realizar el examen, es necesario que los triatominos vivos se depositen
en envases de vidrio de boca ancha, luego se adiciona una porción pequeña
de algodón embebido en acetato de etilo durante 15 minutos.
Al momento de la disección, se obtiene fragmentos del cuerpo del insecto, los
que deben ser depositados en un envase con lejía al 5% o fenol al 5 %.
A continuación se mencionan algunas pautas para realizar los exámenes en
triatominos y observar trypanosomatideos en hemolinfa, gándulas salivales e
intestino:
7.2.1.1. Examen de hemolinfa. Seguir los siguientes pasos:
a)
Sobre un portaobjeto limpio, sostener el triatomino a la altura del tórax con
una pinza.
b)
Con el bisturí cortar una pata a nivel del extremo distal del fémur.
c)
Después presionar suavemente el dorso ventralmente a nivel del tórax.
d)
Dejar caer gotitas de hemolinfa sobre un portaobjeto, luego colocar el
cubreobjeto al microscopio y observar con aumento de 10X y 40X.
7.2.1.2. Examen de glándulas salivales
a) Anestesiar al triatomino.
b) Colocar el triatomino ventralmente sobre un portaobjeto limpio.
c)
Con el bisturí cortar el conexivo por sus dos extremos.
d) Se levanta suavemente el exoesqueleto dorsal completo con pinzas o
estiletes de disección.
e) Con estiletes de disección extraer suavemente las glándulas salivales
(que son de color rojo y trilobular).
f)
Preparar un portaobjeto limpio, en el centro colocar una gota de solución
salina y sobre ella depositar las glándulas salivales.
g) Luego colocar el cubreobjeto y observar al microscopio con aumentos de
10X y 40X.
7.2.1.3. Examen de intestino posterior
a) Realizar los pasos del examen de glándulas salivales desde “a” hasta “d”.
b) Con una pinza de punta fina se coge el recto y se desliza el intestino
(postmesenterio, la región del píloro y la ampolla rectal) suavemente de
izquierda a derecha.
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Cortar el intestino y depositar en un portaobjeto conteniendo unas gotas
de solución salina.
d) Colocar sobre el intestino un cubreobjeto.
e) Observar al microscopio con aumentos de 10X y 40X.
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SECCIÓN 8
8.1. ADAPTAR COLONIAS DE TRIATOMINOS AL LABORATORIO
8.1.1. La crianza de triatominos en los laboratorios es de gran utilidad, pues
se usan para realizar diversos estudios, tales como: conocer el ciclo biológico, realizar xenodiagnóstico, conocer la preferencia alimenticia, realizar estudios genéticos, así como para evaluar la persistencia de los insecticidas, etc.
8.1.2. El insectario puede ser una habitación pequeña con cámara climatizada
cerrada herméticamente, con paredes lisas y aptas para el lavado. Dicho
insectario debe tener estantes de fácil limpieza donde se colocarán recipientes conteniendo diferentes estadios del triatomino por separado. Es necesario prevenir la invasión de hormigas, cucarachas u otros depredadores que
puedan afectar a la colonia de triatominos. No se debe usar insecticida en el
ambiente del insectario; la temperatura del insectario debe estar entre 24 ºC y
27 ºC y la humedad relativa entre 70% y 75%. Es necesario que la persona
encargada del insectario registre todos los días la temperatura y humedad
relativa en un cuaderno de notas.
8.1.3. Los recipientes deben ser preferentemente de vidrio o policarbonato de
boca ancha, transparente de 30 cm de largo por 18 cm de ancho, y autoclavables.
En la base y pared del recipiente se debe colocar papel filtro o secante para
absorber las deyecciones de los triatominos. En el interior de cada recipiente
se debe colocar papel o cartulina preferentemente de color negro y plegado en
forma vertical de menor tamaño que la altura del recipiente. La tapa del recipiente debe ser hermética, pero con un agujero que debe ser forrado internamente con organza.
8.1.4. Para la alimentación de los triatominos, se emplea una variedad de
aves, como: pollos, gallinas, palomas; también se pueden utilizar ratones
criados en laboratorio, etc. Al momento de la alimentación es necesario tener
presente que el animal no debe moverse, si el animal es de tamaño regular es
necesario sedarlo, administrando clorhidrato de ketamina en dosis que varía
entre 10 y 60 mg/kg. La alimentación de los triatominos será por un periodo de
30 minutos.
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SECCIÓN 9
9.1. XENODIAGNÓSTICO
9.1.1. El xenodiagnóstico es una técnica introducida por Brumpt en 1914, que
viene a ser un procedimiento en el que se utiliza triatominos para detectar la
infección por Trypanosoma cruzi en el hombre y otros mamíferos.
9.1.2. Para el xenodiagnóstico se emplean estadios inmaduros de triatominos,
especialmente ninfas criadas en el laboratorio del III y IV estadio; si no se
tuvieran estos estadios, se pueden usar ninfas del II o V estadio; las cuales
deben estar libres de infección y no deben de haber ingerido sangre unos 25
a 40 días. En el laboratorio, se examina el contenido rectal del insecto a partir
de los 15 días después de la alimentación –su alimentación ha sido sobre
aves (gallinas)– con la finalidad de buscar Trypanosoma sp. que se hayan
multiplicado en el intestino del insecto.
9.2. A continuación, se mencionan los pasos a seguir:
9.2.1. La persona encargada de aplicar este método debe usar guantes quirúrgicos, tener cajas de madera cilíndrica de 3 cm de altura x 3,5 cm de diámetro, cuyo interior debe ser forrado con papel de filtro que sirve como absorbente de las materias fecales y para evitar el exceso de humedad, asimismo para
mantener colonias de triatominos adaptados al laboratorio.
9.2.2. En la caja de madera cilíndrica (Fig. 23), se debe colocar entre 6 y 10
ninfas del III o IV estadio, la abertura de la caja debe estar cubierta con una
organza sujetada con un par de bandas elásticas; esto se hace con la finalidad de facilitar la respiración y la alimentación de las ninfas.
9.2.3. La abertura de la caja cilíndrica cubierta con la organza se aplica sobre el
miembro superior del paciente con sospecha de tener Trypanosoma en sangre
circulante, preferentemente en la parte anterior del antebrazo, ésta deberá estar sujeta al antebrazo con una banda elástica o cinta engomada, permaneciendo en esa posición entre 20 y 30 minutos (Fig. 24).
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Figura 23. Caja de madera cilíndrica.
Figura 24. Xenodiagnóstico.
9.2.4. Durante el tiempo expuesto, como las ninfas están ávidas de alimentarse, van a obtener sangre del antebrazo de la persona.
9.2.5. Una vez transcurrido el tiempo, los triatominos alimentados (que han
aumentado de volumen) serán transferidos a nuevos vasos colectores, en
cuyo interior debe colocarse previamente papel plegable, los cuales se
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transportarán al insectario que debe tener las condiciones de temperatura y
humedad relativa ambiental adecuadas, donde se las mantendrán sin
realimentarlas.
9.2.6. Transcurridos 15 días después de la alimentación se deben obtener las
muestras a examinar, en busca de formas móviles de Trypanosoma cruzi;
éstas se obtendrán mediante diversas metodologías: a) Por presión abdominal suave para lograr una gota de deyecciones (deposiciones u orina del
insecto), lo que debe repetirse a los 30, 60 y 90 días cuando son negativas,
b) Por presión abdominal entre los 30 y 45 días, y en caso que resulte negativa, repetir a los 30 y 60 días y extraer el intestino de la ninfa, el cual se triturará
y homogeneizará.
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SECCIÓN 10
10.1. LISTA DE ESPECIES EN EL PERÚ
Hasta el momento se han notificado 18 especies de triatominos en el Perú. De
algunas de ellas se amplía la distribución geográfica, otras abarcan alrededor
de 5 departamentos y otras de distribución restringida. Los triatominos han
sido capturados en ambientes intra, peri y extradomicilios de zonas urbanas y
rurales de los valles occidentales e interandinos, así como también en zonas
de la selva alta y selva baja. A continuación, se mencionan las especies notificadas hasta el momento para el Perú:
•
Triatoma infestans (Klug, 1834)
•
Triatoma dimidiata (Latreille, 1811)
•
Triatoma carrioni (Larrousse, 1926)
•
Hermanlentia matsunoi (Fernández-Loayza, 1989)
•
Triatoma nigromaculata (Stal, 1872)
•
Panstrongylus herreri (Wygodzinsky, 1948)
•
Panstrongylus chinai (Del Ponte, 1929)
•
Panstrongylus rufotuberculatus (Champion, 1899)
•
Panstrongylus geniculatus (Latreille, 1811)
•
Panstrongylus lignarius (Walker, 1873)
•
Rhodnius ecuadoriensis (Lent y León, 1958)
•
Rhodnius pictipes (Stal, 1872)
•
Rhodnius robustus (Larrousse, 1927)
•
Belminus peruvianus (Herrer, Lent & Wygodzinsky, 1954)
•
Microtriatoma trinidadensis (Lent, 1951)
•
Eratyrus mucronatus (Stal, 1859)
•
Eratyrus cuspidatus (Stal, 1859)
•
Cavernicola pilosa (Barber, 1937).
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Ahora bien, se mencionarán algunas especies de triatominos que están
incriminados como vectores de Trypanosoma cruzi y Trypanosoma rangeli:
10.2. Triatoma infestans (Klug, 1834)
Especie considerada como vector principal de Trypanosoma cruzi en el sur
del Perú, es una especie doméstica (Fig. 25). Al realizar encuestas
entomológicas se obtuvieron índices elevados de densidad, infestación domiciliaria y niveles de infección por T. cruzi.
Tiene una distribución geográfica en los vallles occidentales de la costa sur
del Perú, desde los departamentos de Ica, Arequipa, Moquegua y Tacna; y
valles interandinos de Ayacucho (Provincia de Paucar de Sarasara) y Apurímac
(a lo largo del valle Pachachaca). Se ubica geográficamente en el área entre
los paralelos 13º y 18º 20" latitud sur.
En la zona de distribución geográfica, la altitud se circunscribe desde el nivel
del mar hasta los 3500 msnm.
Figura 25. Un espécimen macho de T. infestans.
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Herrer menciona que esta especie ingresó al Perú en las dos últimas décadas del siglo XIX procedente de Chile mediante una dispersión pasiva, como
por ejemplo: traslado de enseres domésticos y animales. En 1958 fue registrado en Lima.
Los índices más elevados de infección domiciliaria se asocian a las áreas
donde se dedican a la crianza del cuy (Cavia porcellus), estos animales son
considerados como excelentes reservorios del T. cruzi. Las viviendas de estas áreas están construidas con adobe, quincha o estera; y en los ambientes
peridomésticos las personas encierran o crian porcinos, bovinos, caprinos,
ovinos y aves, los cuales crean condiciones favorables para que el triatomino
permanezca en la vivienda.
10.3. Panstrongylus herreri (Wygodzinsky, 1948)
Especie considerada importante en la transmisión de T. cruzi en la zona
Nororiental del Perú (Fig. 26). Está circunscrita a los valles interandinos de los
ríos: Pucará, Chinchipe, Marañón y Huallaga, se incluyen a las provincias de
San Ignacio, Jaén, Cutervo y Santa Cruz (Cajamarca); Bagua, Utcubamba,
Luya, Rodríguez de Mendoza (Amazonas); Lamas, Moyobamba, Rioja (San
Martín) y La Mar (Ayacucho), hasta el momento no se han notificado en los
valles occidentales del norte.
Figura 26. Un espécimen macho de P. chinai.
Estudios realizados por diversos investigadores, desde su descripción hasta la
fecha, mencionan que es una especie de hábitos domiciliarios en mayor porcentaje, pero también se les encuentra en ambientes peri y extradomiciliarios
de la región de la selva húmeda entre los 400 y 1650 msnm.
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El grado de domiciliación está asociado a la convivencia del hombre con el cuy
y otros animales domésticos; asimismo, a la presencia de animales silvestres que ocasionalmente se acercan a las viviendas construidas con adobe,
quincha o madera, tales como: Didelphys sp., Rattus norvegicus, Rattus rattus,
Akodon sp, etc. En esta zona, a este especie de triatominos la conocen con el
nombre de “chinche grande”.
En algunas zonas de Utcubamba (Amazonas) el índice de infestación
domicliaria supera el 55% y el índice de trypano-triatomino sobrepasa el 45%
(Cáceres et al., 2002).
10.4. Rhodnius ecuadoriensis (Lent y León, 1958)
Especie que se distribuye en la zona noreste del Perú (Tumbes, Piura,
Lambayeque, Cajamarca, La Libertad y Ancash).
En 1970, Herrer menciona la infección con T. rangeli en ejemplares capturados de la región nororiental. En 1972, en Piura se encontró ejemplares de esta
especie infectados con T. cruzi y T. rangeli; y en Cajamarca, con T. rangeli. En
la zona de Chicama se han encontrado ejemplares infectados por T. rangeli.
Náquira et al., (1972) consideran a esta especie como domiciliaria y silvestre
(Fig. 27).
Sus hábitats preferidos son los gallineros y palomares, pero también se le ha
encontrado en palmeras (Elaeis guineensis). En Ecuador, se le ha encontrado
en nidos de marsupiales.
En ambientes intradomiciliarios se han capturado sólo ejemplares adultos;
pero también es frecuente encontrarlos próximos a los lugares donde encierran cuyes, asimismo, en los huecos de los árboles.
Figura 27. Espécimen de R. ecuadoriensis.
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SECCIÓN 11
11.1 BIBLIOGRAFÍA
• Arrarte J. Nota preliminar acerca de la infección natural del Panstrongylus
chinai (Del Ponte 1929) por el T. cruzi. Rev Med Peru; 1955, 26: 447-8.
• Cáceres A, Troyes L, Gonzales A, Llontop E, Bonilla C, Murias E, Heredia N,
Velásquez C, Yáñez C. Enfermedad de Chagas en la región nororiental del
Perú. I. Triatominos (Hemiptera, Reduviidae) presentes en Cajamarca y Amazonas-Perú. Rev Per Med Exp Salud Publica. 2002; 19: 17-23.
• Cerisola JA, Rohwedder RW, Del Prado CE. Rendimiento del xenodiagnóstico
en la infección chagásica crónica humana utilizando ninfas de diversas especies de triatominos. Bol Chil Parasitol 1971; 26: 57-8.
• Cornejo J. Trypanosomiasis en el Perú: I. Infección por Trypanosoma rangeli
Tejera 1920 y Trypanosoma cruzi Chagas 1909, Primer caso humano. IIInfección Natural de Panstrongylus chinai del Ponte, 1929 por Trypanosoma
cruzi en Piura. 1979; [Tesis]. Lima: Universidad Nacional Mayor de San
Marcos.
• Cuba-Cuba CA. Estudo de uma cepa peruana de Trypanosoma rangeli IV.
Observações sobre a evolução e morfogênese do T. rangeli na hemocele e
nas glândulas salivares de Rhodnius ecuadoriensis. Rev Inst Med Trop. São
Paulo; 1975, 17: 284-97.
• Cuba-Cuba CA, Abad-Franch F, Roldán-Rodríguez J, Vargas-Vásquez F,
Pollack-Velásquez L, Miles MA. The triatomines of Northern Peru, with
emphasis on the ecology and infection by trypanosomes of Rhodnius
ecuadoriensis (Triatominae). Mem Inst Oswaldo Cruz 2002; 97: 175-83.
• Elliot A, Cáceres I, Guillén Z, Nakashima I. Identificación de los chinches
triatominos (Hemiptera, Reduvidae) conocidos del Perú. Rev Peru Ent. 1988;
31: 18-20.
• Guillén Z, Cáceres I, Elliot A, Ramírez J. Triatominos del norte peruano y su
importancia como vectores de Trypanosoma spp. Rev Per Ent. 1989; 31: 25-30.
• Guillén Z, Cáceres I, Elliot A, Arana N. Evolución de Panstrongylus chinai
(Del Ponte), 1929 (Hemiptera, Reduviidae) en el laboratorio. Rev Peru Med
Trop. UNMSM; 1991; 5: 85-93.
• Guillén Z, Cáceres I, Elliot A, Ramírez J. Triatominae (Hemíptera, Reduvidae)
de la zona centro del Perú. Rev Peru Med Trop. UNMSM; 1992a, 6: 89-91.
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en el oriente del Perú. Rev Per Med Trop. UNMSM; 1992b, 6: 93-97.
• Grados A. Encuesta epidemiológica de la enfermedad de Chagas en la
localidad de Picota, Departamento de San Martín. [Tesis Bachiller]. Lima:
Universidad Nacional Cayetano Heredia; 1972.
• Herrer A. Notas preliminares sobre la enfermedad de Chagas en la Cuenca
del Marañón. Rev Med Per. 1954; 25: 356-8.
• Herrer A. Reproducción de un Trypanosoma tipo rangeli a nivel de la glándula salivar del Rhodnius ecuadoriensis. Arch Peru Patol Clín. 1964; 251-4.
• Herrer A. Trypanosomiasis americana en el Perú. V. Triatominos del valle
interandino del Marañón. Rev Med Exp. 1995; 9: 69-81.
• Herrer A. Distribución geográfica de la enfermedad de Chagas y sus vectores
en el Perú. Bol of Sanit Panam. 1960; 49: 572-81.
• Herrer A, Wygodzinsky P. Presencia de Trypanosoma rangeli en el Perú. I
Cong. Nac. Microbiol. Parasit.; 1964, p. 60.
• Herrer A. Observaciones sobre la enfermedad de Chagas en la Provincia de
Moyobamba (Departamento de San Martín). Rev Med Exp. 1956; 10: 59-74.
• Jurberg J, Galvao C. Hermanlentia n.gen. da Tribo Triatomini, con um rol de
especies de Triatominae (Hemiptera, Reduviidae). Mem Inst Oswaldo
Cruz;1997; 92: 181-85.
• Jurberg J, Reis G, Lent H. Observações sobre o ciclo evolutivo em laboratorio do Rhodnius robustus. Larrouse, 1927 (Hemiptera, Reduviidae,
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Panstrongylus geniculatus Latreille, 1811 (Hemiptera, Reduviidae,
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• Lent H, Wygodzinsky P. Revision of the Triatominae (Hemiptera, Reduviidae)
and their significance as vectors of Chagas’ disease. Bull. Am. Mus. Nat. Hist
1979; 163: 123-520.
• Lizaraso Y. Estudio morfológico de huevos de algunos triatominos hallados
en el Perú (hemíptera reduviidae). Rev Med Exp. 1957; 11: 51-69.
• Lumbreras H. El problema de la enfermedad de Chagas en los diferentes
departamentos del Perú. Rev Vier Med 1972; 23: 43-77.
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DEL
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• Lumbreras H, Arrarte J, Guevara B. La presencia de Panstrongylus herreri
Wygodzinsky, 1948 y su infección por el Schizotrypanun cruzi en San Martín.
Rev Med Per. 1955; 26: 11-3.
• Lumbreras H, Arrarte J, Guevara B. Primeros casos de la enfermedad de
Chagas en el Departamento de San Martín. Rev Med Per; 1955, 26: 42-7.
• Lumbreras H, Arrarte J, Guevara B, Sipán F. Observaciones preliminares
sobre la enfermedad de Chagas en la provincia de Moyobamba y Rioja del
Departamento de San Martín. Rev Med Per 1955; 26: 233-55.
• Rodríguez J. Enfermedad de Chagas en el Departamento de San Martín.
Rev. San. Gob. Pol 1965; 25: 256-261.
• Organización Mundial dela Salud. Control de la enfermedad de Chagas.
Ginebra: OMS, 1991. Serie de Informes Técnicos: 811.
• World Health Organization. Control of Chagas disease. Geneva: WHO, 2002.
WHO Technical Report Series: 905.
• Schenone, H. Xenodiagnosis. Mem Inst Oswaldo Cruz, 1999; 94: Suppl. 1:
289-94.
• Schenone H, Alfaro E, y Rojas A. Bases y rendimiento del xenodiagnóstico
en la infección chagásica humana. Bol Chil Parasitol. 1974; 29: 24-6.
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O tros
F IR M A :
M a de ra
M ad e ra
NINFAS
RASTRO S
TRIATOMINOS (HEMIPTERA : REDUVIIDAE)
C a ña co n b arro
Q uin ch a
ADULTO S
M a terial n ob le
OTR OS
E ste ra
CUEVA
T IP O D E
CAP TURA
DE
N O M B R E D E L A P E R S O N A Q U E IN S P E C C IO N A :
A d ob e
PERIDOMIC.
NIDO DE
AVES
TRIATOMINOS CAPTURADOS
I DENTIFICACIÓN
TIPO DE PARED DE LA VIVIENDA:
IN TRADOMIC.
SILVESTRE
RAMA S DE
BLOQU ES DE BLOQU ES DE
M A D R IG U E R A
PALMERA
TRONC OS
ROCA S
AMBIENTES
DE
JEFE DE
FAMILIA
VIV IENDA
P ROCEDIMIENTOS
FECHA
DATO S METEO ROLÓGICOS Y ALTITUD
TEMPER ATURA:
HUM EDAD RE LATIVA:
ALTITUD
DE
UBICACIÓN G EOGRÁFICA
DEPARTAME NTO:
PROVINCIA:
DISTRITO:
LOCALIDAD:
FICH A N º: ...................
FICHA DE CAPTURA DE TRIATOMINOS
ANEXO A
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ANEXO B
ENVÍO DE ESPECÍMENES DE TRIATOMINOS
DISA / Subregión de Salud:
UTES / Ubass:
Establecimiento de Salud:
Establecimiento de Salud:
1. Datos de captura (Nivel local):
Nº de
muestra
Fecha de
captura
Procedencia
Altitud
msnm
Provincia
Distrito
N° de
ejemplares
Localidad
Lugar de
captura
Responsable de la captura
Fecha de remisión
_______________________________________________________________________
2. Laboratorio regional / subregional (Nivel regional):
Estadios
Nº de
muestra
Adultos
Macho
Total positivos
a T. cruzi
Ninfas
Hembra
I
II
III
IV
ITT %
Especie
identificada
V
Fecha de observación:
Responsable del laboratorio
__________________________________________________________
3. INS- Diagnóstico confirmatorio:
Nº de
muestra
Provincia
Distrito
Nº de
ejemplares
examinados
Fecha de examen
Ejemplares
positivos a
T. cruzi
Especie
identificada
ITT %
Responsable
__________________________________________________________
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ANEXO C
Se ilustra algunas estructuras diferenciales de los triatominos peruanos,
incriminados como vectores de la Trypanosoma cruzi y T. rangeli.
A
B
D
C
E
Figura 13. Panstrogylus geniculatus.
A) Vista dorsal de la cabeza.
B) Vista lateral de la cabeza.
C) Vista lateral de la parte anteocular de la cabeza.
D) Diseño de la parte ventral del abdomen.
E) Esquema del fémur anterior.
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B
D
C
Figura 14. Panstrongylus herreri.
A) Vista dorsal de la cabeza.
B) Pronoto.
C) Escutelo.
D) Vista lateral de la cabeza y parte anterior del tórax.
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A
C
B
D
Figura 15. Panstrongylus chinai.
A) Vista lateral de la cabeza.
B) Vista dorsal de la cabeza y el pronoto.
C) Escutelo.
D) Esquema del conexivo dorsal.
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B
C
Figura 16. Triatoma infestans.
A) Vista dorsal de la cabeza.
B) Esquema de la pata media.
C) Vista lateral de la cabeza.
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A
B
D
C
Figura 17. Triatoma carrioni.
A) Hembra: Cabeza y parte anterior del pronoto.
B) Hembra: Vista lateral de la cabeza.
C) Macho: Vista dorsal de la cabeza.
D) Escutelo.
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A
B
D
Figura 18. Rhodnius ecuadoriensis
A) Cabeza, pronoto y escutelo.
B) Cabeza, vista lateral.
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A
B
C
D
Figura 19. Rhodnius robustus.
A)
B)
C)
D)
Vista lateral de la cabeza.
Cuello.
Vista dorsal de la cabeza.
Esquema del escutelo.
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B
A
C
Figura 20. Rhodnius pictipes.
A) Vista dorsal de la cabeza.
B) Vista lateral de la cabeza.
C) Antena.
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B
A
C
D
E
Figura 21. Belminus peruvianus.
A)
B)
C)
D)
E)
Vista vertral.
Vista lateral de la cabeza.
Hemielitro.
Vista dorsal de la cabeza.
Escutelo.
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TIRAJE: 1000 EJEMPLARES
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