UNIVERSIDAD VERACRUZANA

UNIVERSIDAD VERACRUZANA
FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
“PRODUCCIÓN DE BIOGÁS A PARTIR DE DESECHOS DE BOVINOS COMO
UNA ALTERNATIVA DE ENERGÍA RENOVABLE”
TESIS
COMO REQUISITO PARA OBTENER EL TITULO DE:
MEDICO VETERINARIO ZOOTECNISTA
PRESENTA
HERRERA CARRILLO GUILLERMO EDUARDO
ASESOR:
PH. D. EDUARDO G. CANUDAS LARA.
PH.D. FRANCISCO I. JUÁREZ LAGUNES
Veracruz Ver.
2010
DEDICATORIA
A Dios.
Por darme el conocimiento y fortaleza para poder alcanzar una meta más en mi
vida.
A mis padres.
Edwin R. Herrera Gamboa y Ma. Guadalupe Carrillo Moreno por su amor
incondicional, su comprensión e inagotable esfuerzo para que esta meta se
cumpliera. Este éxito es de ustedes.
A mis tres hermanos.
Que siempre estuvieron a mi lado apoyándome, en especial a Edwin por siempre
estar pendiente de mí.
A mi abuela.
Sara Moreno Cárdenas, por ser la base de la familia y siempre brindarme su amor.
A mis tíos y primos.
Por el apoyo que me han brindado en todo momento, ustedes hacen que mi vida
tenga más alegrías, gracias por todo.
A mi novia, amiga y compañera.
Nazhira Torres Neme, gracias por tu apoyo, haces que las cosas complicadas se
vuelvan simples. I mucho.
ii
AGRADECIMIENTO
Ph.D Eduardo G. Canudas Lara.
Gracias por todo su apoyo para la realización de este trabajo, por su amistad, por
sus conocimientos, por el tiempo dedicado y por tener siempre una actitud amable
y positiva.
Ph.D Francisco I. Juárez Lagunes.
Por su asesoría en el desarrollo de este trabajo, así como por
conocimientos compartidos.
todos los
Ing. Físico Eduardo David Canudas Hawks.
Por dedicar parte de su tiempo en la realizacion de esta tesis.
Dr. José Manuel Martínez Hernández.
Gracias por su amistad y colaboración para terminar esta tesis.
MC. Maribel Montero Lagunes.
Por su valiosa cooperación en la realización de las pruebas de laboratorio y
manifestar siempre gran disponibilidad.
M.V.Z María Esther Muñoz Pérez.
Por el gran apoyo durante toda la carrera y por su valiosa amistad.
Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia.
Por darme las herramientas necesarias para tener una vida profesional exitosa.
iii
INDICE
DEDICATORIA .................................................................................................... II
AGRADECIMIENTO ........................................................................................... III
INDICE DE CUADROS ....................................................................................... VI
INDICE DE FIGURAS ........................................................................................ VII
RESUMEN
..................................................................................................... VIII
1. INTRODUCCIÓN ............................................................................................. 1
2. ANTECEDENTES ............................................................................................ 4
2.1 HISTORIA .................................................................................................. 4
2.2 FUNDAMENTOS DE LA DIGESTIÓN ANAEROBIA ................................. 5
2.3 ETAPAS DE LA DIGESTIÓN ANAEROBIA ............................................... 7
2.4 EL BIOGÁS .............................................................................................. 10
2.5 EL METANO ............................................................................................ 11
2.6 ÁCIDO SULFHÍDRICO (H2S)................................................................... 13
2.7 RELACIÓN CARBONO-NITRÓGENO..................................................... 14
2.8 TEMPERATURA ....................................................................................... 15
2.9 PH DEL MEDIO ........................................................................................ 16
2.10 MICROORGANISMOS QUE NO PRODUCEN METANO ...................... 17
2.11 SUSTRATOS ......................................................................................... 18
2.12 ORGANILODO (BIO-FERTILIZANTE) ................................................... 19
2.13 BIODIGESTORES (REACTORES)........................................................ 19
2.14 CLASIFICACIÓN DE BIODIGESTORES ............................................... 20
iv
3. JUSTIFICACIÓN ............................................................................................ 23
4. HIPÓTESIS .................................................................................................... 24
5. OBJETIVOS ................................................................................................... 25
5.1 OBJETIVO GENERAL ............................................................................. 25
5.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS .................................................................... 25
6. MATERIALES Y MÉTODOS .......................................................................... 26
6.1 LOCALIZACIÓN....................................................................................... 26
6.2 INSTALACIÓN Y DISEÑO DE LOS BIODIGESTORES .......................... 26
6.3 CONSTRUCCIÓN DE LOS REACTORES .............................................. 28
6.4 MATERIAL DE LABORATORIO .............................................................. 29
6.5 VARIABLES EXPERIMENTALES............................................................ 29
6.6 VARIABLES DE RESPUESTA ................................................................ 30
6.7 ANÁLISIS DE LABORATORIO ................................................................ 31
6.8 ANÁLISIS ESTADÍSTICO ........................................................................ 39
7. RESULTADOS Y DISCUSIÓN ....................................................................... 40
8. CONCLUSIONES .......................................................................................... 52
9. LITERATURA CITADA ................................................................................... 54
ANEXO .............................................................................................................. 58
v
INDICE DE CUADROS
CUADRO 1. ETAPAS DE LA DIGESTIÓN ANAERÓBICA...................................... 7
CUADRO 2. CLASIFICACIÓN DE LAS METANOBACTERIAS. ............................. 9
CUADRO 3: PROPIEDADES DEL BIOGÁS ........................................................... 11
CUADRO 4. GASES QUE CONFORMAN EL BIOGÁS. ....................................... 12
CUADRO 5. CONTENIDO DE METANO EN EL BIOGÁS CON DIFERENTES
TIPOS DE MATERIAL ORGÁNICO. .................................................. 12
CUADRO 6. CLASIFICACIÓN DE LOS BIODIGESTORES. ................................ 21
CUADRO 7: TEMPERATURA INTERNA DE LOS REACTORES POR
TRATAMIENTO. ................................................................................... 44
vi
INDICE DE FIGURAS
FIGURA 1. DIGESTIÓN ANAEROBIA ................................................................. 8
FIGURA 2. PUNTOS DONDE SE TOMARON LAS MUESTRAS PARA SER
ANALIZADAS. ................................................................................ 30
FIGURA 3. PRODUCCIÓN TOTAL DE BIOGÁS GENERADOS POR CADA
TRATAMIENTO. ............................................................................ 40
FIGURA 4. PRODUCCIÓN DE HORAS/BIOGÁS PARA ALIMENTAR UNA
ESTUFA DE UN SOLO QUEMADOR CON UN GASTO DE
BIOGÁS DE 8.3L/MIN. ................................................................... 41
FIGURA 5. PRODUCCIÓN DE BIOGÁS POR KILOGRAMO DE MATERIA
ORGÁNICA SECA ......................................................................... 42
FIGURA 6. RELACIÓN DE LA PRODUCCIÓN DE BIOGÁS CON LA
TEMPERATURA. ........................................................................... 45
FIGURA 7. RELACIÓN DE LA PRODUCCIÓN DE BIOGÁS CON EL PH. ....... 46
FIGURA 8. DEGRADACIÓN DE LA FIBRA NEUTRO DETERGENTE
(CELULOSA, HEMICELULOSA Y LIGNINA). ................................ 47
FIGURA 9. CANTIDAD DE FND EN EL EXCREMENTO (FNDE), EN EL
ORGANILODO (FNDO) Y DEGRADADO. ..................................... 48
FIGURA 10. CANTIDAD DE CENIZAS O MINERALES EN EL
EXCREMENTO,ORGANILODO Y PASTO. ................................... 49
FIGURA 11. CANTIDAD DE LIGNINA EN EL EXCREMENTO, ORGANILODO
Y PASTO........................................................................................ 50
FIGURA 12. CANTIDAD DE PROTEÍNA EN EL EXCREMENTO,
ORGANILODO Y PASTO. ............................................................. 51
vii
RESUMEN
Herrera Carrillo Guillermo Eduardo. 2010. Producción de biogás a partir de
desechos de bovinos como una alternativa de energía renovable. Tesis de
licenciatura.
Facultad
de
Medicina
Veterinaria
y
Zootecnia.
Universidad
Veracruzana. Veracruz, Ver. México.
EL presente trabajo se realizó en la Posta Zootécnica “Torreón del Molino” (PZTM)
localizada en la Carretera Federal Veracruz-Xalapa km 14.5, Colonia ProgresoTejería, dependiente de la Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia de la
Universidad Veracruzana. Tiene como objetivo, valorar la producción de biogás
utilizando dos sustratos diferentes (heces y pasto). Se utilizaron dos tratamientos
con una repetición para cada tratamiento. Tratamiento A consistió de 50 kg de
heces frescas (6.5 kg de heces en BS) más 37.5 L de agua; Tratamiento B
consistió de 30 kg de heces frescas (3.9 kg de heces en BS) más 3.2 kg de pasto
desecho de los comederos (2.5 kg de pasto en BS) y 54.3 L de agua.
Los
resultado obtenidos demuestran que el uso de heces con pasto aumenta la
producción de biogás, esta mezcla de heces + pasto produjo en promedio 1,614
L de biogás diariamente a diferencia del tratamiento que solo fue alimentado con
heces, produjo en promedio 750.8 L de biogás diariamente. La degradación de la
materia orgánica alcanzo un máximo del 82% y el mínimo el 46%, esta variación
depende principalmente de la temperatura y el pH de los biodigestores.
viii
1. INTRODUCCIÓN
La población del mundo pasara de 6,000 millones de personas a 8,500 millones
para el año 2025. Esto indica que esta población requerirá que se incremente el
suministro de alimentos, pero sin dañar el medio ambiente (Viglizzo, 1997).
Los modelos tradicionales de desarrollo rural han causado graves problemas de
contaminación del suelo, aire y agua. Como resultado, la agricultura, la
agroindustria y la actividad humana que las acompaña, contribuyen en parte a la
crisis ambiental que estamos viviendo actualmente en todo el mundo. Durante las
últimas tres décadas, los países latinoamericanos adoptaron el paradigma del
crecimiento económico, conocido como la “revolución verde” que inicio en México
en el año de 1943 por Norman E. Borlaug (Alba Lamo, 2005). Como tal, se hizo
énfasis en lograr resultados económicos a corto plazo, sin importar la integridad de
los agro-ecosistemas, ni el uso racional y eficiente de los recursos naturales. Las
necesidades del mercado prevalecieron y los recursos naturales fueron
considerados como inagotables, por ende, su explotación fue ilimitada. Aún más
grave, la distribución de los beneficios generados por el uso de los recursos
naturales no siempre fue justa, y algunos sectores de la sociedad no mejoraron su
calidad de vida (Botero et al., 2003).
El ganado, a través de su digestión en el rumen de forraje y granos, contribuye al
calentamiento global con la emisión de metano, el segundo gas con efecto
invernadero en importancia. Los animales rumiantes liberan a la atmosfera
posiblemente 80 millones de toneladas de este gas por año directamente y otros
35 millones de toneladas indirectamente a través de los residuos orgánicos de
estos animales que regularmente son amontonados.
Estos desperdicios son
desechados en medios privados de oxígeno, regularmente en lagunas formadas
por aguas residuales y pilas de estiércol, los que producen metano durante su
descomposición. La ganadería contribuye con el 15 a 20% de las emisiones
globales de metano a nivel mundial, lo que corresponde a un 3% del
calentamiento global (Villar Cleves, 2006).
1
Los rumiantes, principalmente los bovinos, ovinos y caprinos, son útiles en
convertir una gran cantidad de recursos renovables provenientes del pastizal
natural, pasturas y residuos de cosecha, u otros subproductos en alimento;
recursos alimenticios que no pueden ser usados en forma directa por el hombre
(Oltjen, 1986).
Uno de los problemas más críticos que enfrenta el mundo es el manejo
inadecuado de los residuos producidos, tanto en el sector rural, como en el urbano
e industrial. Estos materiales habitualmente se eliminan sin un tratamiento previo,
por lo que pueden constituirse en agentes contaminantes de considerable alcance;
afectando a los ecosistemas, alterando el equilibrio ecológico y la calidad de vida.
La producción ganadera genera desechos (excretas, fertilizantes, sobrantes de
riego, agua de limpieza) que son altamente contaminantes debido a que contienen
materia orgánica, microorganismos y nutrimentos (Decara et al., 2004), que al ser
desalojados en estanques o ríos conlleva entre muchos otros problemas a la
disminución del oxígeno disponible durante su descomposición y el aumento de
contenidos de amonio en el agua. Esto provoca la muerte de la vida acuática y
además, amenaza la vida terrestre al ser consumida el agua por personas,
animales y plantas (Gigena y Tribaldos, 1998).
La digestión anaeróbica, biodigestión o metanación se refiere al uso de procesos
biológicos en un medio anaeróbico para romper cadenas de moléculas complejas
en sustancias más simples (Lettinga y Van Haandel, 1993). La digestión
anaeróbica puede considerarse como la forma más sencilla y segura de dar
tratamiento a excrementos humanos y animales en zonas rurales (Brown, 1987).
En este proceso la materia orgánica se degrada para producir metano, mediante
un conjunto de integraciones complejas entre distintos grupos de bacterias.
(Youngfu et al., 1989).
2
El biogás es una fuente renovable de energía y el efluente (material digerido) tiene
una alta concentración de nutrimentos, bajo contenido de patógenos y se
encuentra prácticamente libre de semillas viables de malezas (Brown, 1987;
Marchaim, 1992).
La situación actual del medio ambiente y la gran cantidad de desechos orgánicos
que produce la industria ganadera nos impulsa a desarrollar y poner en práctica
energías alternativas que nos permitan mantener un equilibrio entre el medio
ambiente y el ser humano. El uso de biodigestores en las instalaciones ganaderas
permite transformar un desecho que en este caso es el excremento de bovino en
un recurso; este recurso nos sirve como sustrato para producir energía renovable
en forma de biogás.
3
2. ANTECEDENTES
2.1 HISTORIA
El proceso de la biodigestión anaeróbica ha sido conocido y aplicado desde la
antigüedad, se utiliza para el curtido de los cueros, para la obtención del etanol y
ácidos orgánicos, como el acido láctico, entre otros, pero era comprendido en
razón de sus productos finales y no en función de sus procesos (Taylhardat,
1986).
Las primeras noticias de la existencia de la fermentación anaeróbica fueron
reportadas por Volta en el año de 1776. Este autor descubrió la formación de un
gas combustible sobre pantanos, lagos y aguas estancadas y relacionó la
formación de biogás con la cantidad de materia orgánica depositada en su fondo.
(Moncayo-Romero, 2008). Luis Pasteur al presentar los trabajos de su discípulo
Gayón concluyó que la fermentación de estiércol podría ser una fuente de energía
para la calefacción e iluminación. (Medina, 1984).
La aplicación de la biodigestión se inició antes del siglo XX cuando el biogás era
quemado para dar iluminación en Inglaterra (Brown, 1987). En el año 1868 el
biólogo inglés Antonio Bechamp definió las reacciones como constituyentes de un
proceso microbiológico. La formula química del gas metano (CH4) fue descubierta
por Amedeo Avogadro en el año de 1821. También se reporta que los ingleses,
Dalton, Henry y Davy fueron los que desarrollaron en los años de 1804 a 1810 la
composición química del gas metano. (Moncayo-Romero, 2008).
Para el año de 1900 es puesto en funcionamiento el primer biodigestor en
Bombay, India. Charles James utilizó el gas producido en el proceso para el
funcionamiento de un motor (Guevara, 1996). En los años 1930s, se mantuvo un
interés creciente en la aplicación de digestión anaeróbica, especialmente en zonas
rurales, donde los productos de la digestión (biogás y efluente) pueden convertirse
en productos aprovechables para los agricultores (Brown, 1987).
4
En Inglaterra, Donald Camerón perfeccionó el tanque séptico y utilizó el gas que
se origina en el proceso como fuente de energía. En los EEUU de Norteamérica
se empezó a investigar esta tecnología en Massachusetts, por intermedio del Dr.
Louis P. Kunnincutt (Guevara, 1996).
Generalmente, en la mayoría de los países latinoamericanos, el biogás ha tenido
un uso limitado a la cocción de alimentos y calefacción de animales de granja. A
pesar de esto, el uso del biogás en la sustitución de combustibles fósiles, para la
generación de electricidad en motores de combustión interna ha cobrado
importancia en los últimos años (Moncayo Romero, 2008).
Actualmente, con los precios del petróleo, que llegaron a superar los 110 US
dólares por barril ha impulsado a muchos países a encarar estudios sobre práctica
de fuentes de energía que reemplacen los habituales combustibles derivados de
sistemas convencionales no renovables y se ha iniciado la construcción de
varias plantas de biogás en Chile, Honduras, República Dominicana, Ecuador,
Brasil, Bolivia y Costa Rica entre otros (Moncayo Romero, 2008).
2.2 FUNDAMENTOS DE LA DIGESTIÓN ANAEROBIA
El desarrollo de la bioquímica para satisfacer las altas demandas de solventes
químicos que requería la Primera Guerra Mundial y el impacto de problemas
sanitarios productos de ella, derivaron en el desarrollo acelerado de la
microbiología de los procesos anaerobios que podría ayudar eficientemente a
aportar soluciones que los procesos aeróbicos (asociados al oxigeno) no habían
podido solucionar. Además, la creciente población mundial requería cada vez más
fuentes de energía alternas que complementarán las ya existentes (Guevara-Vera,
1996).
La biodigestión anaeróbica que inicialmente se había empleado para satisfacer la
demanda de energía (requerimiento de combustible), en los últimos años ha
venido demostrando su potencialidad para el tratamiento de los residuos y
5
excretas de origen domésticos y agropecuarios, importante contaminante del
medio ambiente. La fermentación anaeróbica se ha convertido en una técnica
aliada en la lucha contra la contaminación ambiental, especialmente en el área
rural en donde los efluentes urbanos y agropecuarios son transformados en
residuos inofensivos para el ecosistema, mejorando la calidad de vida de sus
habitantes (FAO, 1986; citado por Guevara-Vera, 1996).
La digestión anaeróbica es un proceso natural microbiano que ocurre en forma
espontánea en la biomasa en ausencia de oxígeno. Genera una mezcla de
gases principalmente metano y dióxido de carbono, conocido como biogás, y una
suspensión
acuosa
(organilodo)
que
contiene
los
componentes
no
degradados o parcialmente degradados y restos inorgánicos inicialmente
presentes en la biomasa. La digestión anaeróbica es un proceso complejo
desde el punto de vista microbiológico, al estar enmarcado en el ciclo
anaerobio del carbono, es posible, transformar la biomasa en ausencia de
oxigeno en compuestos volátiles como el CO 2 , NH 3 , N2S, N2, CH4 y otros
gases. Este proceso ocurre también con el denominado "gas de pantanos"
que brota en aguas estancadas, el gas natural metano, en los yacimientos
petrolíferos, así como en el gas producido en el tracto digestivo de los rumiantes
(Moncayo-Romero, 2008).
La digestión anaeróbica es un proceso natural, que corresponde al ciclo
anaeróbico del carbono, por el cual es posible que mediante una acción
coordinada y combinada de diferentes grupos bacterianos en ausencia total de
oxigeno, éstos puedan utilizar la materia orgánica para alimentarse y
reproducirse, como cualquier especie viva que existe en los diferentes
ecosistemas. (Moncayo-Romero, 2008).
Cuando se acumula materia orgánica, la cual está compuesta por polímeros,
como carbohidratos, proteínas, lípidos, entre otros, en un ambiente acuoso, donde
los microorganismos aerobios, actúan primero, tratando de alimentarse de este
sustrato. Este proceso consume el oxígeno disuelto que pueda existir. Luego de
esta etapa inicial, cuando el oxígeno se agota, aparecen las condiciones
6
necesarias para que la flora anaeróbica se pueda desarrollar consumiendo
también la materia orgánica disponible. Como consecuencia del proceso
respiratorio de las bacterias, se genera una importante cantidad de metano
(CH4), dióxido de carbono (CO2) y trazas de nitrógeno (N2), hidrógeno (H2) y ácido
sulfhídrico (H2S) (Moncayo-Romero, 2008).
2.3 ETAPAS DE LA DIGESTIÓN ANAEROBIA
La degradación anaerobia de la materia orgánica requiere de la intervención de
diversos grupos de bacterias facultativas y anaerobias estrictas, las cuales utilizan
en forma secuencial los productos metabólicos generados por cada grupo (Cuadro
1). La digestión anaerobia de la materia orgánica involucra tres grandes tróficos y
cuatro pasos de la transformación (Rodríguez, 2005).
Cuadro 1. Etapas de la digestión anaeróbica
1. HIDRÓLISIS
GRUPO I
BACTERIAS HIDROLÍTICAS
2. ACIDOGÉNESIS
GRUPO I
BACTERIAS FERMENTATIVAS
3. ACETOGÉNESIS
GRUPO II
BACTERIAS ACETOGÉNICAS
4. METANOGÉNESIS
GRUPO III
BACTERIAS METANOGÉNICAS
El proceso se inicia con la hidrólisis de polisacáridos, proteínas y lípidos por la
acción de enzimas extracelulares producidas por las baterías del Grupo l (Fig. 1).
Los productos de esta reacción son moléculas de bajo peso molecular como los
azucares, los aminoácidos, los ácidos grasos y los alcoholes, los cuales son
transportados a través de la membrana celular; posteriormente son fermentados a
ácidos grasos con menor número de átomos de carbonos como los ácidos acético,
fórmico, propiónico y butírico, así compuestos reducidos como el etanol, además
7
de H2 y CO2. Los productos de la fermentación son reducidos a acetato, hidrógeno
y dióxido de carbono por la acción de la bacterias del Grupo II, las cuales son
conocidas como “bacterias acetogénicas productoras de hidrógeno” (Rodríguez,
2005).
Figura 1. Digestión Anaerobia (Madigan, 1997; van Haandel, 1994)
Finalmente las bacterias del Grupo III o metanogénicas (Cuadro 2) convierten el
acetato a metano y CO2, o reducen el CO2 a metano. Estas transformaciones
involucran dos grupos metanogénicos que son los encargados de llevar a cabo las
transformaciones mencionadas anteriormente: acetotróficas e hidrogenotróficas.
En menor proporción, compuestos como el metanol, las metilaminas y el ácido
fórmico pueden también ser usados como sustratos metanogénico (Díaz-Báez,
2002).
8
Cuadro 2. Clasificación de las metanobacterias.
CLASIFICACIÓN DE LAS METANOBACTERIAS
ORDEN
FAMILIA
GENERO
ESPECIES
Methanobacteriates
Methanobacteriaceae
Methanobacterium
methanoformicicumt
hanobryantil
thermoautotropiphic
methanoruminantium
metnanoarboriphilus
methanosmithil
Methanobrevibacter
Methanococcates
Methanococcaceae
Methanocoecus
methanovannielii
methanovoltae
Methanomicrobiates
Methanomicrobiaceae
Methanogenium
Methamisarcinaceae
Methanospiellum
Methanomicrobium
Methanosarcina
methanocaraci
methanomarispigri
methanohongatei
methanomobile
methanobarkerie
(Balch, 1979; tomado de Guevara-Vera, 1996).
Las tasas de crecimiento de las bacterias metanogénicas son cinco veces
menores que las de la fase de acetogénesis, por ello, son las que limitarán el
proceso de degradación anaerobia. Son también las que condicionarán el
tiempo de retención de la biomasa en el digestor, así como la temperatura del
proceso (Moncayo Romero, 2008).
La conversión de acetato a metano aparece como un proceso ecológico muy
importante en digestores de residuos y en medios anóxicos de agua dulce,
donde no hay una competencia excesiva por el acetato con otras bacterias. A
pesar de que la producción de metano está muy extendida, son pocos los
compuestos de carbono que sirven como precursores directos de la
metanogénesis. Por lo tanto, es un proceso que depende de la producción de
esos compuestos por otros organismos, a partir de la materia orgánica
compleja (Moncayo-Romero, 2008).
En muchos ambientes anóxicos los precursores inmediatos del metano son el H 2
y el CO 2 que se generan por las actividades de los organismos
fermentadores. En el proceso general de producción de metano a partir de la
9
fermentación de un polisacárido, como la celulosa, pueden intervenir hasta
cinco grupos fisiológicos de procariotas. Las bacterias celulolíticas rompen la
molécula de celulosa, de peso molecular elevado, en celobiosa y glucosa libre.
Por acción de los fermentadores primarios, la glucosa origina ácidos orgánicos,
alcoholes, H 2 y CO 2 . Todo el hidrógeno producido es consumido
inmediatamente por las bacterias metanogénicas, las acetogénicas o las
reductoras de sulfato si éste se halla en alta concentración. Además el acetato
puede ser convertido en metano por otros metanógenos (Moncayo-Romero,
2008).
Las metanobacterias sólo pueden multiplicarse cuando está avanzada la
fermentación de los sustratos primarios por acción de las bacterias anaerobias
facultativas, como son la Escherichia, Enterobacter, Klebsiella o Bacillus spp. y
se haya consumido todo el oxígeno disuelto, de manera que el potencial redox
haya alcanzado en un valor menor que -200 mV. Además, el pH no debe bajar
demasiado, debido a que los ácidos producidos por los Clostridium, no puedan
inhibir el crecimiento de los metanógenos (Moncayo Romero, 2008).
2.4 EL BIOGÁS
El biogás es la mezcla de gases resultantes de la descomposición de la materia
orgánica (Cuadro 3), realizada por acción de microorganismos (bacterias) en un
medio anaeróbico (Zapata, 1998). Está compuesto principalmente por metano y
dióxido de carbono, tiene un poder calorífico de 4500 a 6500 Kcal/m3. Un metro
cúbico de biogás es el equivalente de 0.6 litros de gasolina o 0.58 litros de
queroseno (IIT, 1987).
10
Cuadro 3: Propiedades del biogás
CARACTERÍSTICAS DEL BIOGÁS
PARÁMETROS
CARACTERÍSTICAS
Temperatura adecuada de operación
20 a 45º C
Tiempo de retención
40 -100 días
Contenido energético del biogás
Unos
23000
kJ/m3
(6kWh).
Aproximadamente la mitad que el gas
natural.
Generación de biogás
Producción para un bovino
0.3 a 0.5 m3 de biogás por m3 de
digestor/día.
Entre 0.2 y 0.4 m3 de biogás por kg de
biomasa seca.
9 a 15 kg estiércol/día= 0.4 m3 gas día.
FUENTE: Dias da silva y Kreling, 2006.
2.5 EL METANO
El metano presente en el biogás es considerado como un gas que aporta
enormemente al calentamiento global. El gas metano es un gas con efecto
invernadero (GEI) mucho más potente que el dióxido de carbón, con un potencial
de calentamiento 21 veces mayor que el del CO2 (Moncayo-Romero, 2008).
El metano es el principal componente del biogás (Cuadro 4), y le confiere la
capacidad calorífica que este tiene. El valor energético del biogás, por lo tanto,
estará determinado por la concentración de metano (Cuadro 5) el cual es
alrededor de 20 a 25 MJ/m3, comparado con el gas natural que tiene de 33 a 38
MJ/m3 (Zapata, 1998)
11
Cuadro 4. Gases que conforman el biogás.
COMPONENTES DEL BIOGÁS
Componente
Fórmula química
Porcentaje (%)
Metano
CH4
60-70
Gas Carbónico
CO2
30-40
Hidrógeno
H2
1.0
Nitrógeno
N2
0.5
Monóxido de carbono
CO
0.1
Oxigeno
02
0.1
Acido sulfhídrico
H2S
0.1
FUENTE: Botero y Preston 1987.
Cuadro 5. Contenido de metano en el biogás con diferentes tipos de material
Orgánico
POTENCIAL DE PRODUCCIÓN DE METANO
Material
Excretas de bovino
Estiércol de gallina
Estiércol de cerdo
Estiércol de equino
Paja
Pasto
Hojas
Desperdicio de cocina
Algas
Jacinto de agua
Producción de metano (%)
65
60
67
55
59
70
58
50
63
52
FUENTE: Sasse, 1984.
El metano, químicamente, está compuesto por un carbono ligado a cuatro
hidrógenos (CH4). Es una molécula no polar, ya que sus elementos se neutralizan
entre sí. Por ser una molécula muy pequeña la fuerza de atracción es pequeña y
está limitada a las fuerzas de Van der Waals, que son débiles en este tipo de
12
molécula. Esto hace que estas fuerzas de atracción sean vencidas con facilidad
por la energía térmica, de modo que la fusión y la ebullición se producen a
temperaturas muy bajas (p.f. -183ºC, p.e.-161.5ºC). En consecuencia, el metano
es un gas a temperatura ambiente (UNAM, 2000).
La combustión de este hidrocarburo sólo se efectúa a temperaturas elevadas,
como las que proporcionan una llama o una chispa. Sin embargo, una vez
iniciada, la reacción desprende calor, que es suficiente para mantener la
temperatura alta y permitir que la combustión continúe. La cantidad de calor que
se genera al quemar un mol de un hidrocarburo a dióxido de carbono y agua se
llama calor de combustión: para el caso del metano, el calor de combustión es de
213 Kcal (UNAM, 2000).
2.6 ÁCIDO SULFHÍDRICO (H2S)
El ácido sulfhídrico (H2S) está contenido naturalmente en el petróleo crudo, gas
natural, gases volcánicos y manantiales de aguas termales. También se puede
producir como resultado de la degradación orgánica bacteriana. Es además
producto de la fermentación de los desperdicios de animales y humanos. El ácido
sulfhídrico también puede ser producido por actividades industriales, tales como el
procesamiento de alimentos, fábricas de papel, curtidurías y refinerías de petróleo.
(ATSDR, 2004).
El H2S es un gas inflamable, incoloro, con un olor característico a huevos
podridos. Se le conoce comúnmente como ácido hidrosulfúrico o gas de
alcantarilla. La gente puede detectar su olor a niveles muy bajos (ATSDR, 2004).
El ácido sulfhídrico, según Botero y Preston, 1987 es un compuesto que se
encuentra en concentraciones próximas al 1% en el biogás, pero esta baja
concentración es suficiente para que pueda ocasionar daños corrosivos severos a
estructuras de metal o equipos. Por tal razón, para la utilización de biogás en
motores, se debe tratar de disminuir la concentración de H2S en el biogás, por
13
medio de filtros o sustancias que puedan atraparlo. Si el uso del biogás es para
cocina también debe ser eliminado el ácido sulfhídrico debido a su alto poder
corrosivo sobre las tuberías de metal. (Dias y Kreling, 2006). El sentido del olfato
lo detecta en concentraciones del orden de 0.1 ppm. Irrita los ojos y afecta los
pulmones al hallarse en concentraciones superiores a las detectadas por el olfato
(Anaya Durand, 2001). El H2S es extremadamente corrosivo para los metales
usados en los contactos eléctricos y en los motores generadores de energía
eléctrica.
Asimismo, el H2S es corrosivo para el acero de las cañerías y
recipientes que lo contienen, esta corrosión puede ser severa si el biogás
transporta agua libre, y más aún si hay CO2 presente. El H2S reacciona con los
óxidos de hierro del acero formando sulfuro de hierro. Cuando esta superficie
atacada es puesta en contacto con el aire, el sulfuro de hierro se oxida formando
nuevamente óxidos de hierro y azufre elemental, con gran liberación de calor. Este
calor generado puede encender los materiales combustibles cercanos, como
hidrocarburos (adaptado de Moncayo Romero, 2008).
2.7 RELACIÓN CARBONO-NITRÓGENO
La composición del desecho utilizado en el proceso anaeróbico incide en la
cantidad y calidad del biogás. Las bacterias formadoras de metano usan el
carbono y el nitrógeno como sus principales fuentes de nutrición (Alkalay, 1997).
Existen muchos criterios en lo referente a esta relación, en general es aceptable
una proporción de C:N de 20-30:1. Las excretas de humanos y de animales son
ricos en nitrógeno, con una relación C:N inferior a 25:1, durante la fermentación
tienen una mejor velocidad de biodegradación y de generación de gas; en cambio
los residuos agrícolas son ricos en carbono, con una relación C:N superior a 30:1,
pero con un generación más lenta de gas en el proceso de digestión (Guevara
Vera, 1996).
En general la materia prima rica en carbono produce más gas que las ricas en
nitrógeno. Así mismo, es más rápida la producción de gas a partir de materias
14
primas nitrogenadas (excretas), que las ricas en carbono (pajas y tallos). Mientras
en los primeros 10 días de fermentación las materias nitrogenadas generan de 34
a 46% del total de gas producido, las ricas en carbono solo aportan el 9% (FAO,
1986).
2.8 TEMPERATURA
La velocidad de las reacciones químicas y bioquímicas se incrementa
normalmente cuando se eleva la temperatura. Para los digestores de biogás, esto
es cierto dentro del rango de temperatura tolerado por los diferentes
microorganismos, tales como las bacterias acetogénicas (Schimid y Lipper, 1969).
Una temperatura muy alta puede causar una declinación en el ritmo metabólico del
proceso, debido a la degradación de las enzimas que son esenciales para la vida
celular. Los microorganismos tienen un crecimiento y ritmo metabólico óptimos
dentro de un rango de temperatura muy bien definido, que es específico para cada
especie bacteriana. Particularmente, el límite superior depende de la termoestabilidad de las moléculas de proteína sintetizadas por cada tipo particular de
organismo (Dominguez y Ly, 2000).
La variación de temperatura puede ser más importante que un valor fijo de
temperatura como factor que influye en la estabilidad del proceso (Dague, 1968).
Las bacterias metanogénicas son más sensibles a los cambios de temperatura
que los otros microorganismos del digestor. Esto es debido a que la velocidad de
crecimiento de los otros grupos bacterianos es mayor que la de las
metanobacterias. Todos los microorganismos presentes en el biodigestor pueden
resistir cambios variables de temperatura hasta un lapso de dos horas
aproximadamente, y pueden retornar rápidamente a los ritmos normales de
producción de gas cuando la temperatura se restablece. Sin embargo, cuando la
temperatura cae numerosas veces o por un tiempo prolongado, esto puede
conducir a un desbalance en la proporción del microorganismo y en última
instancia a problemas con el pH (Gunnerson y Stuckey, 1986).
15
Se han detectado dos regiones de temperatura para la digestión de excretas
(Gunnerson y Stuckry, 1986). El rango más frío es apropiado para la vida de las
bacterias mesofílicas (de 20 a 45ºC) y el segundo rango es característico de
bacterias termofílicas (de 35 a 55ºC). Una ventaja de una digestión termofílica es
que el ritmo de producción de metano es aproximadamente el doble de una
digestión mesofílica. Por consiguiente, los biodigestores termofílicos pueden tener
la mitad del volumen de un mesofílico, y aun mantener así la misma eficiencia en
el proceso de producción de biogás.
2.9 pH DEL MEDIO
El valor optimo de pH esta en el rango de 6.6 a 7.6 (Youngfu et al., 1989). Los
ácidos grasos de cadena corta (AGCC) que se producen durante el proceso de
digestión reducen el pH en la fase líquida del digestor. Si las bacterias
metanogénicas no pueden convertir a los AGCC tan rápidamente como son
formados por las bacterias acetogénicas, los AGCC se acumularán y causarán un
descenso en el pH del medio. Sin embargo, el equilibrio CO2:HCO3 en el digestor
ejerce una resistencia sustancial a los cambios de pH (Domínguez y Ly, 2000).
Hay dos modos operacionales para corregir una condición desbalanceada de
bajos pH en el biodigestor. La primera forma es detener la carga del biodigestor y
permitir durante cierto tiempo que la población metanogénica reduzca la
concentración acídica y que entonces el pH se eleve a un valor razonable.
Detener la carga del digestor también hace más lenta la actividad bacteriana y por
lo tanto, también se reduce la formación de AGCC. Una vez que el pH retorna a
valores normales, la carga o alimentación del digestor puede continuarse a niveles
bajos e irla incrementando lentamente para evitar más caídas abruptas de pH
(Domínguez y Ly, 2000).
Un segundo método involucra la adición de sustancias tampones o buffer para
elevar el pH sin cambiar el ritmo de carga del digestor. Una ventaja de la adición
16
de buffer es que el pH puede rectificarse más rápidamente. Se suele usar para ello
la cal o carbonato de calcio. El carbonato de sodio, aunque es más caro, puede
prevenir la precipitación de carbonato de calcio. Debido a que los requerimientos
de sustancias varían con la naturaleza de los desperdicios a procesar, el sistema
de operaciones y el tipo de proceso, se han desarrollado guías para calcular los
requerimientos de sustancias buffer (Pohland y Suidon, 1978).
2.10 MICROORGANISMOS QUE NO PRODUCEN METANO
Son una serie de microorganismos que convierten complejos productos orgánicos
en compuestos de moléculas más sencillas y pequeñas. Participan numerosos y
variados microbios anaerobios y facultativos, dependiendo su número y su
variedad de los materiales de fermentación (Guevara Vera, 1996). Los microbios
que no producen metano pueden clasificarse en tres grupos, bacterias, mohos y
protozoos, entre los cuales tienen mayor importancia los primeros (Guevara Vera,
1996).
Las bacterias no metanogénicas se clasifica en siete grupos, las que descomponen
la celulosa, la semi-celulosa, las proteínas, las grasas, las que producen hidrógeno,
otros microbios específicos como los Thivibros y las que emplean el acido láctico
(Guevara Vera, 1996).
En el grupo de los mohos se han aislado numerosos mohos y levaduras en la
digestión anaerobia mediante el cultivo artificial, se llega a la conclusión de que
estos organismos podrían participar en el proceso de la digestión, del cual
obtendrían los nutrientes para producirse (Guevara Vera, 1996).
Los protozoos también intervienen en este proceso, como son Plasmodium,
flagelados y amebas, aunque consideran que podrían desempeñar un papel de
menos importancias en el proceso (Guevara Vera, 1996).
17
En la digestión anaerobia la mayoría de las bacterias son no-metanogénicas, y
tienen una gran importancias en el desarrollo del proceso anaeróbico, ya que las
bacterias productoras de biogás no pueden aprovechar directamente los
compuestos orgánicos a menos que estos hayan sido degradados y convertidos
en compuestos más sencillos, de menor peso molecular, lo que se logra gracias a
la acción de las bacterias no-metanogénicas (Guevara Vera, 1996).
2.11 SUSTRATOS
Casi todas las materias orgánicas pueden emplearse para la fermentación. El
hombre en la producción de biogás utiliza principalmente diversas aguas
residenciales, aguas residuales de la industria liviana y alimenticia, los desechos
municipales
y
diversos
subproductos
agrícolas
(residuos
de
cultivos
y
excrementos humanos y de animales), además se aprovechan algunos cultivos
energéticos.
La
composición
química
principal
de
estos
recursos
son
polisacáridos, proteínas, grasas y pequeñas cantidades de metabolitos, la mayoría
de ellos insolubles en agua.
Los sustratos más utilizados para alimentar biodigestores son:
Estiércol (bovinos, cerdos, ovinos, aves, conejos, entre otros)
Residuos vegetales.
Basura orgánica
Contenido ruminal (obtenido de rastros y mataderos municipales).
Desechos de comida.
Desechos de la industria productora de alcohol y vinos.
18
2.12 ORGANILODO (BIO-FERTILIZANTE)
El costo de los fertilizantes químicos y la contaminación que algunos producen al
medio ambiente por su uso desmedido, han provocado la búsqueda de nuevos
fertilizantes que sean de menor costo y tengan menor impacto ambiental.
La fermentación anaerobia además de la producción de biogás, nos proporciona
organilodo. El organilodo, en comparación con el excremento fresco no tiene mal
olor, no atrae insectos y puede usarse directamente en los cultivos.
Su
composición en promedio tiene 8.5% de materia orgánica, 2.6% de nitrógeno,
1.5% de fósforo, 1.0% de potasio y un pH de 7.5 (Botero y Preston, 1987).
El organilodo puede considerarse un buen fertilizante que puede sustituir o
complementarse con los fertilizantes químicos (adaptado de Soria et al., 2001).
Ventajas del organilodo (adaptado de Decara et al., 2004):
•
Debido a su pH, funciona como un corrector de la acidez, eliminando el aluminio
toxico y liberando el fósforo de sus sales insolubles y hierro.
•
Evita la solubilidad y lixiviación excesiva de sales.
•
Estabiliza la aglomeración de partículas del suelo, logrando que resistan la acción
disgregadora del agua.
•
Favorece el desarrollo microbiano. La intensa actividad bacteriana fija nitrógeno
atmosférico.
2.13 BIODIGESTORES (REACTORES)
Son recipientes o tanques cerrados herméticamente para proporcionar un
ambiente totalmente anaerobio.
Dentro de estos recipientes se degrada el
sustrato mediante la fermentación y como producto tenemos el biogás.
Estos
19
tanques cuentan con una cámara o espacio de aire para almacenar el biogás que
se produce.
Los puntos más importantes para el diseño y armado de los biodigestores son:
(Gropelli y Grampaoli).
Volumen de carga: representa el volumen total de material orgánico diluido con el
agua necesaria, ya listo para ser introducido al biodigestor.
Volumen del biodigestor: se define como el espacio ocupado por la biomasa en
digestión, representa el volumen útil para realizar la biodigestión. Se expresa en
metros cúbicos (m3).
Tiempo de retención: indica el tiempo conveniente que debe dejarse el material
dentro del biodigestor, para que éste pueda degradarse. Se calcula dividiendo el
volumen (útil) del biodigestor por el volumen de la carga diaria, en consecuencia
se expresa el valor en días.
Volumen de gasómetro: indica el valor máximo de almacenamiento de biogás
que puede contener este reservorio. Su capacidad dependerá de las necesidades
particulares de cada proyecto en función de la distribución de los consumos
diarios.
Velocidad de carga: representa la cantidad de materia orgánica que se introduce
por unidad de volumen de digestor por día.
Se expresa como kilogramos de
sólidos de biodigestor por día. Este parámetro es importante porque determina la
capacidad del tratamiento de residuos del reactor y el rendimiento en biogás en
función de la temperatura.
2.14 CLASIFICACIÓN DE BIODIGESTORES
Los biodigestores tienen una clasificación general de acuerdo a su forma de
operación (Cuadro 6). La fermentación en húmedo es la más utilizada en Europa
20
y Latino América.
La fermentación en seco solo se aplica generalmente en
procesos industriales, este término se refiere al porcentaje de MS del sustrato que
se pone en el biodigestor. Este debe ser mayor o igual al 20%. La fermentación
húmeda se refiere a digestores que procesan biomasa con un porcentaje de
sólidos menor a 15% (Moncayo Romero, 2008). Actualmente, se utilizan dos
sistemas principales de funcionamiento de biodigestores, los de flujo discontinuos
o de carga en Batch y los de flujo continuo.
Cuadro 6. Clasificación de los biodigestores.
PROCESO DE PERCOLACION
DISCONTINUO
PROCESO EN TANQUES
SECUENCIALES
FERMENTACION EN SECO
CONTINUO
PRODUCCION
DE
BIOGAS
DIGESTOR DE PVC,
PROCESO EN TUNEL
PROCESO CONTINUO
CONTINUO
ALMACENAMIENTO Y
DESCARGA
ALMACENAMIENTO Y
DESCARGA CONTINUA
FERMENTACION EN HUMEDO
PROCESO EN LOTES
DISCONTINUO
PROCESO EN TANQUES
SECUENCIALES
PROCESO DE
ALMACENAIENTO
Digestores discontinuos o de carga en Batch:
Se cargan una vez en forma
total o por intervalos durante varios días. La descarga se efectúa cuando se ha
degradado la totalidad de la materia orgánica y ya no se produce biogás. Es
aplicable cuando se presentan problemas operativos (falta de personal) o cuando
la materia orgánica no existe en forma continua. No requiere ninguna atención
diaria (Moncayo Romero, 2008).
21
Digestores de flujo continuo: Este tipo de digestor es el más utilizado en Europa
y en América Latina. Se cargan diariamente en forma periódica, la biomasa debe
ser fluida y homogénea. Este tipo de digestores permite controlar la digestión, con
el grado de precisión que se requiera.
Permite corregir anomalías que se
presenten en el proceso, permite manejar las variables relacionadas, carga
específica, tiempo de retención y temperatura.
Las operaciones de carga y
descarga de biomasa y fertilizante no requieren ninguna operación especial
(Moncayo Romero, 2008).
Dentro de los digestores de régimen continuo se encuentra el tipo Taiwán, este
digestor ha surgido como alternativa para la producción de biogás a un bajo costo,
se usa como estructura bolsas tubulares de polietileno (Pound et al., 1981).
También se encuentra el tipo Chino, es un digestor de cúpula fija en forma
cilíndrica, enterrados con cámaras de hidropresión. La estructura puede ser de
hormigón, de ladrillos o adobes, se le puede adicionar el gasómetro. Este digestor
por estar enterrado favorece el proceso fermentativo con poca influencia por los
cambios de temperatura, la desventaja que presenta es que la presión del gas es
variable dependiente del volumen acumulado (Guevara Vera, 1996).
22
3. JUSTIFICACIÓN
Las actividades realizadas por el hombre han causado un impacto negativo en el
medio ambiente por no utilizar prácticas que no dañen los recursos naturales.
Este proyecto tiene la finalidad de utilizar la biodigestión como una alternativa
para hacer uso de la gran cantidad de desechos orgánicos que son producidos por
la ganadería y con esto reducir la contaminación ambiental por emisiones de
metano, malos olores e insectos transmisores de enfermedades debido al mal uso
de los desechos orgánicos.
23
4. HIPÓTESIS
1. La biodigestión anaeróbica de excretas de bovinos produce biogás para cocinar en
una estufa casera.
2. La combinación de heces de bovinos con desperdicios de pasto aumenta la
producción de biogás.
3. Los residuos de la biodigestión son una posible fuente de fertilizante orgánico.
24
5. OBJETIVOS
5.1 OBJETIVO GENERAL:
Evaluar el potencial de la producción de biogás en un bio-reactor alimentado con
desperdicio animal (excremento de bovino) y vegetal (desperdicio de pasto) como
fuente de energía renovable, que además disminuya la
materia orgánica en
descomposición en las empresas ganaderas.
5.2
OBJETIVOS ESPECÍFICOS:
1.
Medir la producción de biogás de los biodigestores.
2.
Determinar la descomposición de la materia orgánica, midiendo la
composición del afluente y del efluente (organilodo) del biodigestor.
3.
Desarrollar un sistema alternativo para reducir la contaminación ambiental
por metano y materia orgánica en descomposición con bio-reactores económicos
en las empresas ganaderas.
4.
Analizar el uso del organilodo (efluente) como posible fuente de fertilizante
orgánico.
25
6. MATERIALES Y MÉTODOS
6.1 Localización:
El presente estudio se realizó en la Posta Zootécnica “Torreón del Molino” (PZTM)
localizada en la Carretera Federal Veracruz-Xalapa km 14.5, Colonia ProgresoTejería, dependiente de la Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia de la
Universidad Veracruzana. El clima de la región registra una temperatura media
anual de 25.3ºC, siendo la temperatura máxima de 40º C, y la mínima de 17º C,
precipitación anual acumulada de 1750 mm. Los vientos dominantes del norte y
noroeste son de 30 a 40 km/h, los cuales pueden alcanzar rachas arriba de los
100 km/h.
6.2 Instalación y diseño de los biodigestores:
Los biodigestores se instalaron en mayo del 2009 en un terreno adyacente a la
sala de ordeña de la PZTM, este terreno era utilizado para depositar las excretas y
basura orgánica de las vacas de ordeña sobre la superficie de una manera
desordenada. Los cinco biodigestores de 5 m3 fueron enterrados en una fosa de 2
m de ancho x 11 m de largo, quedando la parte superior del biodigestor a el nivel
del suelo, ubicados en paralelo uno al lado del otro. Los biodigestores usados
para el experimento son de flujo continuo y fueron construidos a partir de tinacos
de plástico reforzados para agua, con capacidad de 5,000 L.
Los biodigestores fueron diseñados de tal manera que el 75% del volumen del
tinaco sea para la fase líquida y el volumen de almacenamiento para el biogás
fuera del 25%.
Las características del biodigestor que ser quería era que tuviera
una carga de materia orgánica en base seca (MOS) entre 1.0 y 2.0 kg/m3, un
tiempo de retención (TR) de esta MOS entre 30 y 50 días, y finalmente un
contenido de materia seca (MS) del influente entre 5 y 10%.
Primeramente se
determino cuantas heces se producían en la ordeña de la PZTM mientras las
vacas se estaban ordeñando, ya que el resto del tiempo las vacas están en los
potreros y se hace imposible o cuando menos impráctico recoger estas heces. Se
determinó que se producían entre las 30 vacas de ordeña una cantidad promedio
de 250 kg de heces por día; esta cantidad se dividió entre 5, ya que es el número
26
de biodigestores que se desea instalar con fines de hacer investigación, dio como
resultado que se diseñara cada biodigestor para 50 kg de heces frescas. Se
obtuvo la materia seca y la materia orgánica en BS promedio que fueron de 13% y
80% respectivamente, para estimar la cantidad de MOS.
Con la información anterior se obtiene una cantidad de 6.5 kg MOS, que viene
siendo la carga de materia orgánica seca. Para lograr la carga de MOS deseada
el volumen necesario para la fase liquida del biodigestor debe estar entre 3.25 y
6.5 m3, esto representaría el 75% del biodigestor, este tendría un volumen total
entre 4.3 y 8.7 m3, por supuesto entre más chico sea el biodigestor mas
económico será. El siguiente factor que hay que estudiar es la cantidad de agua
que se tendrá que añadir y por último verificar si se obtiene el tiempo de retención
deseado, y si no, se tendrán que hacer los ajustes necesarios para estar en los
rangos adecuados. Como la materia seca (MS) de las heces es de 15%, hay que
añadirle agua para bajar esta MS entre el rango deseado (5 a 10% de MS). Se
determino que se añadiría 37.5 kg de agua fresca, que es la necesaria para lavar
el registro de entrada del biodigestor, esto da un porcentaje de MS de 7.43% de
MS, que está en el rango adecuado; esto se obtiene de dividir la MS que es 6.5 kg
entre el peso total 87.5 kg. Finalmente se va a verificar el tiempo de retención de
la biomasa en el biodigestor, sí la fase liquida del biodigestor es de 3,750 L (75%
de un biodigestor de 5,000 L), el tiempo de retención es de 43 días, esto indica
que esta en el rango adecuado; esto se obtiene de dividir el volumen de la fase
liquida (3,750 L) entre el volumen que se añade diariamente (87.5 L). Finalmente
se determina que se van a usar cinco biodigestores con un volumen total de 5,000
L cada uno, con un volumen para la fase liquida de 3,750 L (75%) y 1,250 L (25%)
para almacenamiento del biogás.
27
6.3 Construcción de los reactores:
Para la construcción de los bio-reactores se utilizaron cinco tanques de plástico o
tinacos para agua, cada uno con una capacidad de 5,000 litros. Los tanques se
adquirieron sin el orificio de la tapa, esto con el fin de poder instalar una tapa de
acrílico. A cada tanque se le perforó a 0.5 y un metro de la base del tanque, dos
orificio de 15 cm de diámetro en lados opuestos por donde se introdujeron un tubo
de PVC de 6” de 1.5 m del largo. Estos tubos se soldaron al tanque con un cautín
y plástico derretido. Después de endurecido el plástico se le puso fibra de vidrio,
para darle rigidez y firmeza. En la parte superior del tinaco se hizo un orificio de
50 cm de diámetro y se dejó un borde de 5 cm en donde se fija la tapa de acrílico
con silicón y 36 tornillos de acero inoxidables. En la tapa de acrílico se instaló la
salida del gas con un conector y manguera industrial de 19 mm de diámetro.
Adicionalmente se le adapto una llave de paso (plástico) y un filtro para eliminar el
H2S (ácido sulfhídrico) del biogás.
El material para el filtro de H2S es el siguiente: 1) 50 cm de manguera de 50 mm
de diámetro, 2) dos reductores de PVC de 50 mm a 19 mm, 3) dos coples de PVC
de 19 mm, 4) un adaptador para manguera con rosca de 19 mm, 5) 14 cm de tubo
de PVC de 19 mm, 6) viruta de fierro de talleres donde trabajan con tornos, y 7)
pegamento de PVC.
El material para la elaboración de las tapas de acrílico de los biodigestores es: 1)
hoja de acrílico transparente de 3 mm de espesor, 2) pegamento silicón (sika
bon®), 3) un cople de PVC de 19 mm, 4) un adaptador para manguera con rosca
de 19 mm diámetro.
Adicionalmente cada reactor consta de una obra civil que consiste en dos registros
de mampostería de 80 cm x 80 cm en cada lado y 60 cm de profundidad por
donde se añaden las heces y por donde sale el organilodo.
28
6.4 Material de laboratorio:
El equipo y material de laboratorio que se utilizó es el siguiente: 1) Termómetro
para laboratorio con bulbo del mercurio Brannan ® -10º C a 220ºC., 2) medidor de
pH Orion ® Modelo 230 Aplus, 3) bascula tipo reloj de 20 kg, 4) medidor de gas
WIZIT® Modelo: K6-35, 5) balanza analítica OHAUS ®, 6) vasos de precipitado de
100 ml, 7) charolas de aluminio, 8) cubeta de plástico de 20 L, 9) estufas de
secado, 10) molino Thomas-Wiley. Laboratory Mill, model 4. Arthur H. Thomas
Company, Philadelphia, PA., USA, 11) bolsas de polietileno, 12) marcador para
identificar las muestras, 13) papel de China, 14) cucharas desechable, 15) ácido
sulfúrico al 96%, 16) probeta de 50 ml, 17) mezcla digestora (Na2SO4,
CuSO4.5H2O), 18) digestor Kjeldahl büchi K-435, 19) guantes de carnaza, 20)
agua destilada, 21) destilador Kjeldahl Büchi K-314, 22) ácido Bórico al 4%, 23)
matraz Erlen Meyer de 250 ml, 24) hidróxido de sodio (NaOH) al 32%, 25)
solución indicadora (alcohol etílico, rojo de metilo y azul de metileno), 26) ácido
clorhídrico, 27) bureta de 25 ml, 28) soporte para bureta, 29) calculadora, 30)
balanza granataria, 31) desecador, 32) pinzas.
6.5 Variables experimentales:
El experimento se diseño en bloques completos al azar con dos tratamientos y dos
repeticiones. El tratamiento A consistió de 50 kg de heces frescas (6.5 kg de
heces en MS) más 37.5 L de agua; y el tratamiento B consistió de 30 kg de heces
frescas (3.9 kg de heces en MS) más 3.2 kg de pasto desecho de los comederos
(2.5 kg de pasto en MS) y 54.3 L de agua. Las excretas utilizadas eran frescas,
recolectadas todos los días de la sala de ordeña. Se utilizó agua de la red de
distribución interna de la PZTM. La condición micro-climática era similar entre los
dos tratamientos. Los biodigestores tuvieron un periodo de adaptación de tres
semanas.
29
6.6 Variables de respuesta:
La fase de trabajo de campo tuvo una duración de 9 semanas, iniciando el
01/11/09.
Las heces de las vacas de ordeña y el pasto
de desecho de los
comederos de estas mismas vacas, se muestrearon cada semana inmediatamente
antes de introducirlo a los biodigestores para obtener valores de proteína cruda,
celulosa, hemicelulosa, lignina, cenizas, materia seca y orgánica que tenían.
Las variables de respuesta que se tomaron en el siguiente experimento fueron: 1)
cantidad de biogás producido, 2) la temperatura dentro del biodigestor, 3) el pH del
organilodo o efluente, y 4) la proteína cruda, celulosa, hemicelulosa, lignina,
cenizas, materia seca y orgánica del organilodo. Con esta información se obtuvo
la cantidad de materia orgánica que se introdujo a los biodigestores, así como la
cantidad que salía en forma de organilodo y determinar la cantidad de material
digerido en los biodigestores.
Las muestras del afluente y efluente (organilodo) fueron tomadas de la entrada y
salida de los biodigestores (Fig. 2).
Figura 2. Puntos donde se tomaron las muestras para ser analizadas.
30
6.7 Análisis de laboratorio:
Determinación de la materia seca (MS).
Este método determina el porcentaje de agua y materia seca que contiene la
muestra. El procedimiento es el siguiente: en una charola de aluminio se pone a
secar la muestra (excremento, organilodo) durante 10 minutos en la estufa a
105°C, posteriormente se pone en el desecador durante 3 minutos para enfriarla y
finalmente se pesa en la báscula analítica. Se deposita 2 g de muestra y se vuelve
a meter en la estufa durante 24hr a una temperatura de 95 a 105 °C.
Se
considera la humedad como la pérdida de peso. El material seco puede utilizarse
para la determinación de cenizas.
Calculo:
Porcentaje de MS= ((PChMS-PChV)/(PChMF-PChV))*100,
Donde:
PChMS = Peso de la charola con la Muestra Seca
PChV = Peso de la charola vacía.
PChMF = Peso de la charola con la Muestra Fresca
Determinación de materia mineral o cenizas
Este método cuantifica el material mineral total de alimentos, el procedimiento es
el siguiente: Se introduce un crisol de porcelana a la estufa a una temperatura de
100 °C durante 20 minutos, se retira el crisol de la estufa y se transfiere al
desecador por 3 minutos y se pesa.
Posteriormente se pesa 2 g
aproximadamente de la muestra en el crisol, se lleva a la mufla para calcinar
durante 8 hrs precalentada entre 550 a 600 °C. Enfriar el crisol en el desecador
por 3 minutos, pesar y calcular el porcentaje de cenizas.
Calculo:
Porcentaje de ceniza = ((PCMS-PCV)/(PCMF-PCV))*100,
Donde:
PCMS = Peso del crisol con la Muestra Seca
31
PCV = Peso del crisol vacío.
PCMF = Peso del crisol con la Muestra Fresca
Determinación de Proteína Cruda (Método de Kjeldahl).
Este método determina el nitrógeno total, en forma de amonio, de los alimentos sin
diferenciar si provienen de proteína verdadera o de otra fuente proteica. En las
condiciones en que se realiza la prueba no determina el contenido de nitrógeno en
forma de nitratos o nitritos.
Método:
A)
Preparación de la muestra.
1. Pesar la muestra que se va analizar (0.5g). Colocar en la balanza analítica
un trozo de papel (calca o china) de 8 x 8 cm aprox. y tarar la balanza a cero
(0.0000), pesar la cantidad indicada de la muestra. Una vez realizada esta
operación, cuidadosamente envolver con el papel todo el contenido, teniendo
suma precaución de no tirarlo, asignar un nombre o en su caso un numero a cada
muestra para su identificación. Anotar los pesos de cada muestra que se vaya a
analizar. Es importante que al llevar a cabo esta técnica se realice un análisis
“blanco” con el papel que estamos pesando la muestra.
2.
Una vez que la muestra está pesada y envuelta en el papel, se coloca
dentro de uno de los tubos del digestor (Kjelhahl), teniendo en cuenta el número
del tubo y el de la muestra.
3. Aplicar acido sulfúrico concentrado (H2SO4 93 al 96 %QP) a la muestra.
Medir 20 ml de H2SO4 concentrado y verter dentro del tubo del digestor con mucho
cuidado y resbalando el ácido por las paredes del mismo, una vez realizado este
paso, colocar los tubos dentro de su gradilla. Realizar este pasó con mucha
precaución, ya que se están empleando sustancias peligrosas.
32
4. Mezcla digestora. Ya que se le aplicó el ácido a la muestra, se le agrega
una cucharadita de mezcla digestora (6 g aprox.) dentro del tubo.
B)
Digestión.
Es de suma importancia mencionar que esta técnica, realizada con este equipo
(Kjeldahl), se debe realizar en una campana de extracción, así como el uso
obligatorio de bata, guantes y gafas de seguridad.
5. Encendido del equipo (Kjeldahl). Una vez conectado al regulador de voltaje
a 220 voltios, se enciende el equipo. Posteriormente se enciende una o ambas
parrillas en el nivel 10 de temperatura, así se mantendrá el equipo durante 5
minutos aprox. Una vez que el equipo se calentó se disminuye la temperatura a
nivel 1 o 2, dependiendo de la materia para digestión.
6. Colocación de los tubos en el digestor (Kjeldahl). Con las muestras dentro
de los tubos, éstos se colocan en la gradilla de seguridad, se colocan dentro del
digestor. Una vez realizado esto, colocar el módulo de absorción, posteriormente
se colocan los seguros, así como las mangueras por donde circula el vapor.
7. Temperatura y tiempo de digestión. Ya colocados y asegurados los tubos
dentro del digestor, este se va a encender en la temperatura máxima (9), en este
momento se va a cerrar la ventana de la campana de extracción, esperar unos
minutos a que empiece a salir humo blanco de los tubos, si el humo es muy
abundante y se fuga de la campana, será necesario reducir un poco la
temperatura (7),
observar si el humo disminuye aumentar la temperatura
nuevamente. Este proceso dura alrededor de 60 minutos o cuando las muestras
dentro de los tubos presenten una coloración azul claro o verdosa, este será el
momento de apagar el equipo. Después que la muestra se haya vuelto clara se
prolongara la ebullición unos 15 minutos más. Si se realizaron varias muestras a la
vez, será necesario que todas presenten la misma coloración.
8. Enfriar la muestra. Ya que se apago el equipo, esperar 5 minutos aprox.
Para que la muestra se enfrié dentro del equipo, transcurrido este tiempo, quitar
33
los seguros, así como la parte superior del equipo, esperar 5 minutos más.
Después se retiran los tubos del digestor, se colocan sobre las gradillas de
seguridad, esperar a que enfríen. Un indicador de que la muestra ya está en una
temperatura que se puede maniobrar es cuando esta se empieza a cristalizar.
Todo este proceso debe realizarse dentro de la campana de extracción.
9. Diluir el H2S04 de la muestra. Medir 50 ml de agua destilada y verter dentro
del tubo de la muestra cuidadosamente, agregando poco a poco el agua por las
paredes del tubo. Evitar agregar el agua bruscamente por que puede ser
peligroso. Este paso se realiza con la finalidad de amortiguar un poco la reacción
acido-álcali que se lleva a cabo en la destilación.
C)
Destilación.
Antes del uso de este equipo, supervisar que este abierta la llave de paso de agua
de enfriamiento y revisar que los tanques de hidróxido de sodio (NaOH) y agua
destilada no estén vacios. Cabe mencionar, que es importante enjuagar el equipo
entre cada muestra para limpiar de posibles residuos, esto se llevara a cabo con
150 ml aprox. de agua destilada.
10. Aplicación de NaOH a la muestra. El tubo que contiene la muestra se va a
colocar dentro del destilador, se le agrega NaOH muy lentamente, hasta llegar a
150 ml aprox., esto basándonos en la graduación del equipo.
11. Captación de Nitrógeno (N). En el tubo de salida del destilado se coloca un
matraz con 50 ml de solución de acido bórico. Es de mucha importancia que todo
el tubo de salida quede dentro de la solución, ya que este captura el N2, si la
pipeta no se encuentra dentro de la solución podemos tener pérdidas de N2.
12. Encendido del equipo. El destilador se encenderá por el tiempo que sea
necesario para tener un volumen de 150 ml aprox. En este momento, se apaga el
destilador y se enjuaga con agua destilada.
34
D)
Titulación.
Esta se realizara con una solución de acido clorhídrico a 0.1 normal.
13. Solución indicadora y titulación.
Luego de que la destilación se ha
realizado, en el matraz se le colocan 3 gotas de la solución indicadora (rojo de
metilo-verde de bromocresol) y se agita para obtener una mezcla uniforme de
color rosa (6.67 ml solución indicadora por 1 litro de acido bórico). Posterior a este
paso se calibra la bureta de titulación con 25 ml de solución de acido clorhídrico al
0.1 normal, luego se van agregando poco a poco las gotas del acido y se agita el
matraz constantemente hasta que la solución de acido bórico cambie de color
(canela-durazno). Luego de que ha cambiado de color, se anotan los mililitros de
acido clorhídrico que se usaron para realizar el cálculo de Nitrógeno de la muestra.
14. Ecuación.
%N = (ml HCl de la muestra-ml HCl del blanco) x N del HCl x 1.4/peso de la
muestra (g)
%PC = %N x 6.25
Determinación de Fibra Detergente Neutro (FDN) con la tecnología
ANKOM.
Procedimiento:
Pesar bolsas filtrantes (P1), ANKO F57, no presecar las bolsas, estas deben ser
corregidas por un blanco, marcar las bolsas con marcador resistente a solventes.
Pesar de 0.45 a 0.55 g de muestra (P2) directamente en la bolsa filtrante, sellar
con calor cada bolsa.
Pesar una bolsa blanco e incluirla en la corrida para
determinar blanco de corrección (C1).
Colocar un máximo de 24 bolsas en el
suspensor, adicionar 1900-2000 ml de solución detergente neutro (Lauril sulfato de
sodio, Acido etilendiaminotetraacetico, Hidróxido de sodio, Borato de sodio,
35
Fosfato disódico anhidro, Etilenglicol monoetil eter) a la temperatura ambiente en
el recipiente del analizador de fibra.
Encender el agitador, la temperatura, el
tiempo (75 min) y cerrar el equipo. Al final de la extracción apagar la agitación y la
temperatura. Abrir lentamente la válvula de drenaje hasta retirar la solución, abrir
el equipo. Cerrar la válvula, adicionar 1900 ml de agua destilada (70 a 90ºC),
agitar y lavar por 5 min. repetir estos lavados tres veces más. Retirar las bolsas,
retirar el exceso de agua. Colocar las bolsas en un vaso de precipitado, adicionar
acetona hasta cubrirlas por 3 a 5 min. Retirar las bolsas de la acetona, colocarlas
en un escurridor. Completar el secado en la estufa a 102 + 2ºC, de 2 a 4 horas.
Colocar las bolsas en desecantes y pesar (P3).
Cálculos:
%FDN =
(P3 – (P1 X C1))
P2
X 100
Donde:
P1 = Peso de la bolsa filtrante.
P2 = Peso de la muestra inicial.
P3 = Peso de la muestra al final del proceso de FND.
C1 = Bolsa blanco.
Determinación de Fibra Detergente Acido (FDA) con la tecnología
ANKOM.
Procedimiento:
Pesar bolsas filtrantes (P1), ANKO F57, no presecar las bolsas, estas deben ser
corregidas por un blanco, marcar las bolsas con marcador resistente a solventes.
Pesar 0.45 - 0.55g de muestra (P2) directamente en la bolsa filtrante, sellar con
calor cada bolsa.-Pesar una bolsa blanco e incluirla en la corrida para determinar
blanco de corrección (C1). Colocar un máximo de 24 bolsas en el suspensor,
adicionar 1900-2000ml de solución detergente acido (Acido sulfúrico, Bromuro
cetyl trimetil amonio ) a la temperatura ambiente en el recipiente del analizador de
36
fibra. Encender el agitador, la temperatura, el tiempo (60 min) y cerrar el equipo.
Al final de la extracción apagar la agitación y la temperatura. Abrir lentamente la
válvula de drenaje hasta retirar la solución, abrir el equipo. Cerrar la válvula y
adicionar 1900ml de agua destilada (70-90ºC), agitar y lavar por 5 min, repetir
estos lavados tres veces más.
Retirar las bolsas, retirar el exceso de agua.
Colocar las bolsas en un vaso de precipitado y adicionar acetona hasta cubrirlas
por 3-5 min.
Retirar las bolsas de la acetona y colocarlas en un escurridor.
Completar el secado en la estufa a 102 + 2ºC, de 2 a 4 horas. Colocar las bolsas
en desecantes y pesar (P3).
Cálculos:
%FDA =
(P3 – (P1 X C1))
P2
X 100
Donde:
P1 = Peso de la bolsa filtrante.
P2 = Peso de la muestra inicial.
P3 = Peso de la muestra al final del proceso de FAD.
C1 = Bolsa blanco.
Determinación de Lignina por el método del Acido Sulfúrico con
la tecnología ANKOM.
Reactivos:
Acido Sulfúrico (72% por peso). Mezclar manualmente para estandarizar el H2SO4
grado reactivo a una gravedad específica de 1634 g/L a 20ºC o 24.00N: Adicionar
1200 g H2SO4 a 440 ml de agua destilada en un matraz volumétrico de 1 L
previamente tarado a 20ºC en baño de hielo. Estandarizar esta solución a una
gravedad especifica de 1634 g/L a 20º C, removiendo o adicionando agua o
H2SO4 según sea requerido.
37
Procedimiento:
Seguir mismo procedimiento para FDA, después de la determinación de FDA,
colocar las bolsas en un vaso de precipitados de 3 L y adicionar suficiente
cantidad de H2SO4 al 72% (aproximadamente 250 ml) para cubrir las bolsas.
IMPORTANTE. Las bolsas deben estar completamente secas a temperatura
ambiente antes de adicionar el ácido concentrado. Si hay humedad presente en
las bolsas, se generara calor por la reacción del H2SO4 en el agua, afectando los
resultados.
Colocar dentro del vaso precipitado de 3 L con las muestras, un vaso precipitado
de 2 L para ayudar a sumergir y agitar las bolsas. La agitación se realizara al
inicio y cada 30 minutos unas 30 veces. Después de 3 horas retirar el H2SO4,
lavar con agua, repetir los lavados hasta obtener un pH neutro. Lavar con 250 ml
de acetona por 3 minutos para remover el agua. Nota: No colocar las bolsas en la
estufa hasta que toda la acetona se haya evaporado completamente. Secar en
estufa a 105º C por 2 a 4 horas. Retirar las bolsas de la estufa y colocarlas
directamente en bolsas de cierre fácil con desecante y remover el aire. Enfriar a
temperatura ambiente y pesar (P3). Colocar la bolsa en crisol de porcelana 30 ó
50 ml) previamente tarado, calcinar a 525º C por 3 horas o más, enfriar, calcular
pérdida de peso (P4). Calcular blanco de corrección para cenizas (C2) usando
pérdida de peso por ignición y los pasos secuencialmente durante la corrida desde
FDA y lignina.
Cálculos:
% Lignina Acido Detergente = (P3 – (P1X C1)) X 100
P2
% Lignina Acido Detergente = ((P3 – (P1X C1)) X 100
(En base a Materia Seca)
P2 X MS
% Lignina Acido Detergente = ((P4 – (P1X C2)) X 100
38
(En base a Materia Orgánica)
P2 X MS
Donde:
P1 = Peso de la bolsa filtrante.
P2 = Peso de la muestra inicial.
P3 = Peso de la muestra al final del proceso de Lignina.
P4 = Peso de ceniza.
C1 = Bolsa blanco.
C2 = Bolsa blanco para ceniza.
MS = Peso en Materia seca.
6.8 Análisis estadístico:
Para el análisis de las variables de respuesta se utilizó un diseño experimental en
bloques completos al azar con dos tratamientos y dos repeticiones, con el
siguiente modelo:
Yijk = µ + Ti + Bj + eijk
Donde:
Yijk= Es la variable de respuesta
µ=
Es la media general
Ti =
Es el iesimo efecto del tratamiento, y
Bj =
Es el jesimo efecto del bloque, y
eijk = Es el error experimental
El análisis estadístico se realizó utilizando el paquete SAS 2001 y las medias de
las variables de respuesta se compararon usando la prueba de Duncan.
39
7. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
Producción de biogás
La producción de biogás se evaluó mediante la medición del volumen del biogás
(litros) producido por día con un medidor de gas. La lectura del volumen se realizó
diariamente durante todo el experimento. La Fig. 3 muestra la producción de
biogas de los dos tratamientos, con este resultado se puede inferir que la
combinacion de pasto más heces produce más biogás (98,474 L), el utilizar heces
produjo (45,800 L).
Figura 3. Producción total de biogás generados por cada tratamiento.
Produccion Total de Biogás
100,000
a
90,000
80,000
70,000
Litros
60,000
b
50,000
40,000
30,000
20,000
10,000
0
Tratamiento
Literales distintas muestra diferencia estadística (P<0.01)
El biogás producido se utilizó para suministrar combustible a una estufa que se
encuentra a un costado de la sala de ordeña, en la cual los empleados del lugar
pueden hervir agua y cocinar sus alimentos. Se realizaron mediciones del biogás
que era consumido por la estufa, obtuvimos resultados de 8.3 litro de biogás por
minuto de llama de la estufa. Por lo que la producción de gas (Fig.4) alcanza para
40
utilizar una estufa en promedio 3.2 horas/día con el tratamiento de heces más
pasto y 1.5 horas/día con el tratamiento de solamente heces.
Es importante mencionar que en el experimento no se contaba con ningún tanque
o bolsa de almacenamiento para el biogás producido, solo se almacenó 1,250 L
dentro de cada reactor. La disminución de las horas de biogás a través de las
semanas se debe a la disminución de la temperatura, ya que la semana 1
corresponde a una temperatura promedio dentro del reactor de 27.5º C, la última
semana a 24.0º C, esto demuestra lo sensibles que son a la temperatura las
bacterias metanogénicas dentro de los reactores (Cuadro 7).
Figura 4. Producción de horas/biogás para alimentar una estufa de un solo
quemador con un gasto de biogás de 8.3L/min.
Horas estufa por dia
Heces + Pasto
Heces
1.6
Estufa (hora)
1.4
1.2
1.0
0.8
0.6
0.4
0.2
0.0
1
2
3
4
5
6
7
8
9
Semana
La materia orgánica (MO) contiene todos los compuestos orgánicos que pueden
convertirse en metano, las excretas de animales suelen tener una concentración
por encima del 10%. Puesto que los requerimientos de operación de un reactor
anaerobio establecen que el contenido de MS en la carga no puede exceder este
valor de 10%, en muchos casos, los desperdicios de la granja deben diluirse antes
de cargar el biodigestor (Loehr, 1994).
41
Las heces que se utilizaron durante el experimento tenían el 15% de materia seca
(MS), este valor está por encima del rango deseado (5-10% de MS). Se determino
agregarle 37.5 de agua, con esto tenemos un porcentaje de MS de 7.43%, lo que
está dentro del rango, esto se obtiene de dividir la materia seca (MS) que es 6.5
kg entre el peso total 87.5 kg.
Fernández reporta una producción de 300 L de biogás por kilogramo de
excremento (MS); Moncayo Romero registra una producción de 370 L de
biogás por kilogramo de estiércol con restos de pasto y una producción de
280 para el estiércol sin restos de pasto.
Los resultados de este trabajo
están por debajo de los resultados de otros autores, debemos de tomar en
cuenta que la temperatura y el pH son dos factores que determinan la
producción de gas, el trabajo se realizo en los meses de noviembre y
diciembre en donde la temperatura ambiente desciende, este factor en
conjunto con un colapso en la producción de biogás a partir de la semana 3
provocado por una sustancia (no identificada) que ingreso a los reactores
junto con las heces nos lleva a obtener estos resultados.
Figura 5. Producción de biogás por kilogramo de Materia Orgánica Seca (MOS).
Produción biogás/kg MOS
Biogás/kg MOS (L)
Heces+Pasto
Heces
400
350
300
250
200
150
100
50
0
1
2
3
4
5
6
7
8
9
Semana
42
Temperatura
La temperatura afecta considerablemente la producción de biogás ya que las
bacterias metanogénicas son muy sensibles a la temperatura.
Es importante
monitorear este factor para un buen funcionamiento del biodigestor. En Alemania
como otros países fríos, todos los reactores cuentan con tuberías internas que
circulan agua caliente para mantener la temperatura constante dentro del reactor y
no baje las actividades de las bacterias metanogénicas. Esta agua caliente es
generada con el mismo biogás que producen los reactores, siendo más eficiente, ,
por lo que se considera como una co-generación de energía, esta no se
desperdicia.
La temperatura interna promedio de los reactores fue de 26.5ºC para el
tratamiento A (heces solamente) y de 26.4ºC para el tratamiento B (heces +
pasto), por lo que no hubo diferencia entre reactores (P>0.05); sin embargo si
hubo una marcada disminución en la temperatura a través del tiempo bajando la
temperatura 3.5º C, de la primera semana a la última, factor que afecto
grandemente la producción de biogás (Cuadro 7). Botero menciona que las
temperaturas óptimas de funcionamiento de los biodigestores son entre 30º C y
los 60º, siendo 30º C a 40º C para las bacterias mesofílica y 55º C a 60º C para las
termofílicas.
En la situación de la región central del Estado de Veracruz, la
temperatura nunca llega a bajar considerablemente, tampoco se obtuvo la
temperatura óptima de 30º a 40º C. La producción de biogás se podría aumentar
si pudiéramos controlar la temperatura (calefacción interna) para que se
mantuviera en el rango óptimo, pero aumentaría los costos de los biodigestores;
se tendría que analizar si el beneficio de controlar la temperatura es una
tecnología rentable para la parte central del Estado de Veracruz, como se
mencionó anteriormente no es una región donde baja mucho la temperatura.
43
Cuadro 7: Temperatura interna de los reactores por tratamiento.
Tratamiento A
(Heces)
Tratamiento B
(Heces + Pasto)
Promedio
Semana
1
Reactor 2
28º C
Reactor 5
27º C
Reactor 1
28º C
Reactor 3
27º C
27.5º C
2
27º C
27º C
28º C
28º C
27.5º C
3
27º C
27º C
28º C
27º C
27.3º C
4
28º C
27º C
27º C
27º C
27.3º C
5
28º C
27º C
27º C
27º C
27.3º C
6
27º C
28º C
27º C
27º C
27.3º C
7
25º C
28º C
25º C
25º C
25.8º C
8
24º C
25º C
25º C
25º C
24.8º C
9
24º C
24º C
24º C
24º C
24.0º C
Promedio
26.4º C
26.7º C
26.6º C
26.3º C
La producción de biogás disminuyó semanalmente debido al descenso de la
temperatura dentro de los biodigestores (Fig. 6), sobre todo en las últimas
semanas del experimento, se observa una mayor disminución en la producción de
biogás, debido a que en la zona del trópico esta disminución de la temperatura es
significativa para las bacterias metanogénicas. Es importante notar, que entre la
semana 3 y 4 (Fig. 6), hubo un colapso en la producción de biogás por causas que
no se pudieron identificar, pero todo indica que alguna sustancia extraña, toxica
para las bacterias se introdujo en los biodigestores que disminuyó notoriamente la
actividad de estas.
Sin embargo en las semanas siguientes, los reactores se
recuperaron y aumentó la producción de biogás.
Es muy posible que dichas
sustancia toxica haya sido introducida accidentalmente en las heces, como podría
ser un desparasitante; puesto que el tratamiento A (solo heces) fue mucho más
afectado que el tratamiento B (heces + pasto). Es importante recalcar que un
biodigestor viene siendo o se puede comparar con el rumen de los animales
44
bovinos, éstos contienen bacterias que se encuentran en el rumen de los bovinos
les afecta negativamente cuando se comenten errores en la alimentación de estos,
de igual manera reacciona un biodigestor. El gas que se produce en el tracto
digestivo de los rumiantes es el mismo que se produce en el biodigestor.
Figura 6. Relación de la producción de biogás con la temperatura.
Efecto de la temperatura en la producción de biogas
30
Litros
2,000
28
1,500
1,000
26
500
0
Temperatuta ºC
2,500
24
1
2
3
4
5
6
7
8
9
Semana
Excremento + Pasto
Excremento
Temperatura ºC
pH
Monitorear el pH es importante para advertir el estado de salud de las bacterias
dentro de los biodigestores.
(Santana y Canessa, 1985) consideran que un
biodigestor sano, con buena condición de bacterias, el pH debe estar cercano a
7.0. (Campos ,1985) indica que un pH inferior a 6.2 provoca una rápida caída en la
producción de biogás. En la Fig. 7 se puede observar que la producción de biogás
se ve afectada por el pH, aunque este efecto también coincide con la disminución
de temperatura, por lo que habría que hacer estudios posteriores para determinar
cuál fue realmente el efecto del pH en la disminución del biogás.
45
Figura 7. Relación de la producción de biogás con el pH.
8.0
2,000
7.5
1,500
7.0
1,000
500
6.5
0
6.0
1
2
3
4
5
6
7
8
pH
Litros
Efecto del pH en la producción de biogas
2,500
9
Semana
Excremento + Pasto
Excremento
pH
El calentamiento global es uno de los problemas actuales que más preocupan a la
humanidad. Como se mencionó anteriormente el gas metano (CH4) es el segundo
gas efecto invernadero (GEI), y aunque está en concentraciones mucho menores
que el CO2 en la atmosfera, es un gas que aporta enormemente al calentamiento
global, debido a que calienta la atmosfera 21 veces más que el CO2, debido a que
este gas absorbe mucho mas la radiación infrarroja de la luz solar. Es decir, el
hecho simplemente de capturar el metano y quemarlo a CO2, reducimos
significativamente la emisión de gas efecto invernadero; si al quemarlo utilizamos
esa energía producida para calentar algo o producir electricidad, entonces
evitamos el uso de hidrocarburos (gas o gasolina) y se reduce el calentamiento.
Uno de los beneficios más importantes de esta investigación es el uso de
biodigestores q ayudan a contrarrestar el calentamiento global y trasformar estos
residuos orgánicos contaminantes en un recurso muy valioso como es la energía
en forma de gas o electricidad, además que el material que sale del biodigestor
(organilodo) es un excelente fertilizante orgánico. Además se busca reducir el
desecho gigantesco y desordenado de las excreciones de los animales, que se
producen en las actividades agropecuarias, como son las lecherías o engordas de
ganado. Esta materia orgánica, que son cadenas gigantescas de carbohidratos,
46
principalmente glucosa, se convierta a biogás (CH4 y CO2) y el efluente u
organilodo sea el mínimo, por lo que es muy importante medir la fermentación o
degradación de la materia orgánica (Fig. 8). La degradación de la biomasa fue en
promedio 70%, siendo el máximo alrededor del 82% y mínimo el 46%; nótese que
también la degradación es grandemente afectada por la temperatura y el pH, e
inversamente relacionada con la producción de biogás.
Figura 8. Degradación de la Fibra Neutro Detergente (celulosa, hemicelulosa y
lignina).
90
Degradación FND (%)
80
70
60
50
40
30
20
10
5/11
12/11 19/11 26/11
3/12
10/12 17/12 24/12 31/12
Año 2009
La degradación de la fibra viene siendo la diferencia entre la cantidad de Fibra
Neutro Detergente que se introdujo en los biodigestores diariamente o sea en el
excremento (FNDE), así como la cantidad que salió de estos en el organilodo
(FNDO). En la Fig. 9, y se puede observar que está totalmente relacionada con la
temperatura y el pH del biodigestor, por lo que una vez más habría que considerar
la opción de poner tuberías dentro del biodigestor que mantuvieran la temperatura
constante, por arriba de los 30º C durante el invierno para lograr degradaciones
superiores a 80% durante todo el año. Otra práctica común que se hace para
lograr mayores degradaciones, se ponen los biodigestores en serie, esto es, al
47
biodigestor 1 se le pone todas las heces de los cinco biodigestores, el efluente o
salida, es la entrada del biodigestor 2, y así sucesivamente, por lo que se logran
mayores degradaciones.
Para este proyecto para fines experimentales, se
pusieron en paralelo, y para poner diferentes tratamientos a cada uno, además
tener repeticiones.
Figura 9. Cantidad de FND en el Excremento (FNDE), en el Organilodo (FNDO) y
degradado.
Kg FNDE
kg FNDO
kg Degradados
Kg/día
8.00
7.00
6.00
5.00
4.00
3.00
2.00
1.00
5/11
12/11 19/11 26/11
3/12
10/12 17/12 24/12 31/12
Año 2009
Lo contrario, el material orgánico es el material mineral o cenizas, o sea, entre
mayor sea la degradación de la materia orgánica, mayor será la concentración del
material mineral. Podemos encontrar que hay mayor porcentaje de ceniza (Fig.
10) en el organilodo, producto de la degradación de la materia orgánica, ya que en
el proceso de degradación bacteriana de la materia orgánica, los minerales no se
degradan es por eso que aumenta en proporción. El porcentaje promedio del
material mineral en el pasto consumido por el ganado durante el experimento fue
de 5.89%, o sea 94.11% de materia orgánica; el contenido de minerales promedio
en el excremento después de la digestión del pasto por los animales fue de
21.55%, esto es mayor por la degradación de la materia orgánica en el rumen;
finalmente, la cantidad de material mineral en el organilodo (efluente) fue en
48
promedio durante las nueve semanas de 29.95%, aún más concentrada por la
fermentación de los biodigestores. Lavado y Tabeada (2002) compararon el uso
del efluente (organilodo) del biodigestor, las excretas sin digestión y un paquete de
fertilización convencional, en la fertilización de un cultivo de maíz. Los resultados
indicaron que el uso del efluente como fertilizante se asemeja a la fertilización
tradicional. La producción de maíz con la fertilización convencional fue 1% mayor
a la producción del maíz fertilizado con el efluente, sin embargo el nitrógeno
residual proveniente del efluente fue de 50% del total y su liberación completa se
dio en tres años; o sea el efluente liberó los nutrientes de manera lenta, esto hace
que la producción del cultivo aumente en los años posteriores.
También se
observó que en épocas secas, el efluente logró sostener la producción del cultivo
mientras que con la fertilización tradicional bajó el rendimiento.
Figura 10. Cantidad de Cenizas o Minerales en el Excremento, Organilodo y
Pasto.
% Ceniza
Excremento
Organilodo
Pasto
40%
30%
20%
10%
0%
1
2
3
4
5
6
7
8
9
Semana
Al igual que los minerales, la lignina no se degrada por las bacterias del
biodigestor, por lo que estas se concentran (Fig. 11). El pasto en promedio durante
el estudio tuvo 9.84% de lignina, después de la digestión animal se concentro en
promedio a 23.83% en el excremento que se utilizó en el presente estudio,
49
finalmente después de la digestión en el biodigestor, subió a 33.70% en el
organilodo.
Figura 11. Cantidad de Lignina en el Excremento, Organilodo y Pasto.
% Lignina
Excremento
Organilodo
Pasto
50%
40%
30%
20%
10%
0%
1
2
3
4
5
6
7
8
9
Semana
En lo que se refiere a la proteína cruda (PC), esta tiene una fracción digestible y
una indigestible.
La parte indigestible no puede ser digerida por los
microorganismos del rumen y del reactor, por lo que aumenta en concentración en
las heces y el organilodo (Fig. 12). Nótese el nivel tan bajo de PC que tiene el
pasto que se le dio a los animales en forma de heno durante la ordeña (3.45%),
esta PC, que mas bien viene siendo N indigestible, en el excremento y organilodo
se concentro a niveles de 9.12% y 11.24%.
50
Figura 12. Cantidad de Proteína en el Excremento, Organilodo y Pasto.
% Proteina Cruda
Excremento
Organilodo
Pasto
15%
12%
9%
6%
3%
0%
1
2
3
4
5
Semana
6
7
8
9
51
8. CONCLUSIONES
La utilización de los biodigestores es una herramienta factible de usar en las
empresas agropecuarias para desechar de manera ecológica los desechos
orgánicos, como en este caso las heces del ganado y los desperdicios de pasto.
Esto reduce la contaminación ambiental y por ende la producción de gases efecto
invernadero como es el metano (CH4), así como los malos olores, insectos
transmisores de enfermedades, los parásitos intestinales y moscas que se
reproducen en las heces, entre las principales.
La producción de biogás para cocinar en una estufa de gas es posible utilizando
heces de ganado vacuno y desperdicio de pasto. La producción de biogás
aumenta si se utiliza heces y pasto. La ventaja de usar este combustible para
cocinar, es energía renovable, se reduce la necesidad de cortar leña, o comprar
gas propano comercial, lo que en el primer caso reduce la deforestación y en el
segundo caso reduce la cantidad de gases efecto invernadero y además
representa un ahorro de dinero para los productores.
En los trópicos, por las condiciones climáticas que prevalecen, es posible usar los
biodigestores sin la necesidad de utilizar algún tipo de calefacción dentro de ellos.
Es importante aclarar que la producción de biogás se vio estrechamente
relacionada con la temperatura del biodigestor, disminuyendo la producción a
medida que disminuye la temperatura en el invierno.
Es necesario hacer
investigaciones futuras, para analizar la conveniencia, rentabilidad de instalarles a
los biodigestores un sistema de calefacción con el propio biogás que ellos
producen, o con un sistema de co-generación al producir electricidad.
La reducción de la materia orgánica de los desechos de los animales o plantas
(desecho de pasto de los comederos) que se tiran al medio ambiente se redujo
significativamente.
52
El organilodo es una fuente rica de minerales que es factible de usarse como
fuente de fertilizante orgánico. Se requiere hacer futuras investigaciones para
puntualizar el beneficio de este, entre ellas la utilización de la energía solar para la
deshidratación del organilodo y pueda utilizarse de una manera más práctica.
Finalmente se concluye, que el uso de biodigestores es una herramienta
alternativa para reducir la contaminación ambiental por metano y materia orgánica
en descomposición en empresas agropecuarias, y además son una fuente de
producción de energía renovable que representa un ahorro de leña o gas propano
para cocinar.
53
9. LITERATURA CITADA
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57
ANEXO
58
ANEXO 1
Imagen 1. Área a un costado de la sala
de ordeña donde se depositaba la
basura
Imagen 2. Limpieza y excavación de la
fosa para los biodigestores.
Imagen 3. Fosa terminada.
Imagen 4. Canal para tubo de entrada.
59
Imagen
7.
Los 5
enterrados en la fosa.
biodigestores
Imagen 8. Registros de entrada y
salida construidos con ladrillos y
cemento.
60
Imagen 9. Elaboración de tapas de
acrílico de 3 mm de espesor.
Imagen 11. Biodigestores funcionando.
Imagen 10. Tapas con válvula de
salida y manguera para la salida de
biogás.
Imagen 12. Medidor de biogás, filtros
para capturar el ácido sulfhídrico y sello
de agua.
61
Imagen 9. Elaboración de tapas de
acrílico de 3 mm de espesor.
Imagen 10. Tapas con válvula de
salida y manguera para la salida de
biogás.
Imagen 11. Biodigestores funcionando.
Imagen 12. Medidor de biogás, filtros
para capturar el ácido sulfhídrico y sello
de agua.
61
Imagen 12. Estufa de un solo
quemador usada para el experimento.
Imagen 13. Estufa utilizando biogás
para calentar agua.
62
ANEXO 2
The SAS System
16:17 Monday, May 31, 2010
1
Obs
NP
BQ
RE
SE
TR
BG
PH
TE
PCO
CEO
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
16
17
18
19
20
21
22
23
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
16
17
18
19
20
21
22
23
1
1
1
1
1
1
1
1
1
1
1
1
1
1
1
1
1
1
1
1
2
2
2
1
1
1
1
1
1
1
1
1
1
2
2
2
2
2
2
2
2
2
2
3
3
3
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
1
2
3
HP
HP
HP
HP
HP
HP
HP
HP
HP
HP
HH
HH
HH
HH
HH
HH
HH
HH
HH
HH
HP
HP
HP
1914
2134
1415
1745
1974
1997
1708
1493
1193
981
1796
1935
797
129
412
374
229
336
280
195
2494
2580
1945
7.07
7.70
7.02
7.79
7.62
7.31
7.16
7.34
6.38
6.99
7.03
7.54
6.93
7.81
7.61
7.93
7.06
7.48
6.39
6.93
7.20
7.59
7.09
28
28
28
27
27
27
25
25
24
25
28
27
27
28
28
27
25
24
24
22
27
28
27
11.93
11.04
13.58
8.73
9.18
11.37
9.50
11.31
11.41
9.45
12.76
10.07
12.23
12.88
.
7.46
12.58
12.22
11.31
13.15
11.99
11.02
.
30.30
30.72
25.28
27.20
28.00
26.07
26.56
26.56
26.48
27.51
32.04
30.12
35.07
38.53
40.69
.
30.14
28.22
28.67
28.94
27.89
29.61
43.00
Obs
CO
LO
PCE
CEE
FNDE
FADE
HE
FNDO
FADO
68.65
70.97
81.75
71.63
64.32
73.50
76.26
73.04
68.96
70.31
74.31
56.90
.
.
.
28.30
51.23
71.80
78.39
75.87
67.84
72.13
.
51.43
53.90
60.45
50.46
48.17
53.45
50.24
48.39
50.12
49.75
54.39
40.03
.
.
.
14.51
34.38
51.96
55.41
54.36
47.84
49.94
.
CE
HO
17.23
17.07
21.30
21.17
16.14
20.05
26.03
24.65
18.84
20.56
19.93
16.86
.
.
.
13.79
16.85
19.84
22.98
21.52
20.01
22.18
.
LE
1
16.11
35.31
9.32
29.07
78.69
57.21
21.48
27.08
30.12
2
17.16
36.74
12.37
21.88
72.82
44.97
27.85
17.42
27.55
3
17.34
43.11
10.36
18.04
78.43
47.08
31.35
24.48
22.60
4
18.35
32.11
10.19
24.76
74.50
47.09
27.41
24.75
22.34
5
17.11
31.07
9.21
24.13
71.74
44.96
26.78
21.57
23.39
6
20.64
32.82
8.38
20.50
77.20
48.56
28.64
24.98
23.58
7
18.40
31.83
8.34
22.26
73.22
44.96
28.26
23.26
21.71
8
16.50
31.89
9.12
16.65
76.51
45.80
30.71
24.28
21.52
9
18.04
32.08
8.35
21.57
76.13
48.35
27.78
24.90
23.45
10
17.95
31.80
5.51
16.66
77.88
46.49
31.39
24.43
22.06
11
14.72
39.67
9.32
29.07
78.69
57.21
21.48
27.08
30.12
12
10.96
29.07
12.37
21.88
72.82
44.97
27.85
17.42
27.55
13
.
.
10.36
18.04
78.43
47.08
31.35
24.48
22.60
14
.
.
10.19
24.76
74.50
47.09
27.41
24.75
22.34
15
.
.
9.21
24.13
71.74
44.96
26.78
21.57
23.39
16
3.54
10.97
8.38
20.50
77.20
48.56
28.64
24.98
23.58
17
11.24
23.14
8.34
22.26
73.22
44.96
28.26
23.26
21.71
18
17.89
34.07
9.12
16.65
76.51
45.80
30.71
24.28
21.52
19
17.31
38.10
8.35
21.57
76.13
48.35
27.78
24.90
23.45
20
16.34
38.02
5.51
16.66
77.88
46.49
31.39
24.43
22.06
21
13.72
34.12
9.32
29.07
78.69
57.21
21.48
27.08
30.12
22
13.74
36.20
12.37
21.88
72.82
44.97
27.85
17.42
27.55
23
.
.
10.36
18.04
78.43
47.08
31.35
24.48
22.60
___________________________________________________________________________________________
63
NP = Número progresivo de muestra.
BQ = Bloque.
RE = Reactor.
SE = Semana.
TR = Tratamiento.
BG = Biogás.
pH = Potencial Hidrogeno.
TE = Temperatura.
PCO = Proteína cruda del organilodo.
CEO = ceniza del organilodo.
FNDO = Fibra neutro detergente del organilodo.
FADO = Fibra acido detergente del organilodo.
HO = Hemicelulosa organilodo.
CO = Celulosa organilodo.
LO = Lignina organilodo.
PCE = Proteína cruda del excremento.
CEE = Ceniza del excremento.
FNDE = Fibra neutro detergente del excremento.
FADE = Fibra acido detergente del excremento.
HE = Hemicelulosa excremento.
CE = Celulosa excremento.
LE = Lignina excremento.
The SAS System
16:17 Monday, May 31, 2010
2
Obs
NP
BQ
RE
SE
TR
BG
PH
TE
PCO
CEO
24
25
26
27
28
29
30
31
32
33
34
35
36
37
38
39
40
24
25
26
27
28
29
30
31
32
33
34
35
36
37
38
39
40
2
2
2
2
2
2
2
2
2
2
2
2
2
2
2
2
2
3
3
3
3
3
3
3
5
5
5
5
5
5
5
5
5
5
4
5
6
7
8
9
10
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
HP
HP
HP
HP
HP
HP
HP
HH
HH
HH
HH
HH
HH
HH
HH
HH
HH
2169
1550
1249
1354
1377
1092
237
1270
1377
479
107
333
870
1689
1489
1201
934
7.96
7.65
7.27
7.14
7.40
6.21
6.83
7.13
7.60
7.05
7.82
7.71
7.24
7.32
7.51
6.21
6.92
27
27
27
25
25
24
25
27
27
27
27
27
28
28
25
24
25
11.17
.
11.26
13.21
9.33
7.58
13.26
14.73
12.85
10.80
10.32
12.50
11.20
10.64
11.44
11.35
9.53
38.22
44.03
.
28.26
27.97
27.46
28.32
28.47
31.76
28.53
27.95
26.89
28.08
27.03
27.59
27.55
28.31
Obs
24
25
26
27
28
29
30
31
32
CO
.
.
.
16.85
16.70
17.85
17.27
13.96
13.64
LO
.
.
.
35.37
34.19
35.98
34.36
34.32
34.90
PCE
CEE
10.19
9.21
8.38
8.34
9.12
8.35
5.51
9.32
12.37
24.76
24.13
20.50
22.26
16.65
21.57
16.66
29.07
21.88
FNDE
FADE
74.50
71.74
77.20
73.22
76.51
76.13
77.88
78.69
72.82
47.09
44.96
48.56
44.96
45.80
48.35
46.49
57.21
44.97
HE
27.41
26.78
28.64
28.26
30.71
27.78
31.39
21.48
27.85
FNDO
FADO
.
.
.
73.75
73.52
75.77
71.57
69.24
66.97
78.51
75.74
72.69
73.83
74.54
73.82
73.02
73.60
.
.
.
52.22
50.89
53.83
51.63
48.28
48.54
53.80
56.63
49.91
51.32
53.64
54.25
52.69
52.32
CE
24.75
21.57
24.98
23.26
24.28
24.90
24.43
27.08
17.42
HO
.
.
.
21.54
22.63
21.94
19.94
20.96
18.43
24.70
19.11
22.78
22.50
20.91
19.57
20.33
21.28
LE
22.34
23.39
23.58
21.71
21.52
23.45
22.06
30.12
27.55
64
33
34
35
36
37
38
39
40
15.81
18.95
18.41
21.29
20.22
18.14
17.45
15.54
37.99
37.68
31.50
30.03
33.42
36.11
35.24
36.78
10.36
10.19
9.21
8.38
8.34
9.12
8.35
5.51
18.04
24.76
24.13
20.50
22.26
16.65
21.57
16.66
The SAS System
78.43
74.50
71.74
77.20
73.22
76.51
76.13
77.88
47.08
47.09
44.96
48.56
44.96
45.80
48.35
46.49
31.35
27.41
26.78
28.64
28.26
30.71
27.78
31.39
24.48
24.75
21.57
24.98
23.26
24.28
24.90
24.43
16:17 Monday, May 31, 2010
22.60
22.34
23.39
23.58
21.71
21.52
23.45
22.06
3
The MEANS Procedure
Variable
NP
BQ
RE
SE
BG
PH
TE
PCO
CEO
FNDO
FADO
HO
CO
LO
PCE
CEE
FNDE
FADE
HE
CE
LE
N
Mean
Std Dev
Minimum
Maximum
40
40
40
40
40
40
40
37
38
33
33
33
33
33
40
40
40
40
40
40
40
20.5000000
1.5000000
2.7500000
5.5000000
1220.83
7.2485000
26.2750000
11.2524324
30.1057895
70.3857576
49.9736364
20.4127273
16.3375758
33.6360606
9.1150000
21.5520000
75.7120000
47.5470000
28.1650000
23.7150000
23.8320000
11.6904519
0.5063697
1.4978617
2.9088724
708.6397909
0.4446061
1.5522936
1.6433137
4.7021747
9.4998326
7.8178969
2.6138038
3.2859645
5.4028031
1.6968704
3.7274995
2.3923245
3.5033582
2.7676047
2.5063949
2.6889968
1.0000000
1.0000000
1.0000000
1.0000000
107.0000000
6.2100000
22.0000000
7.4600000
25.2800000
28.3000000
14.5100000
13.7900000
3.5400000
10.9700000
5.5100000
16.6500000
71.7400000
44.9600000
21.4800000
17.4200000
21.5200000
40.0000000
2.0000000
5.0000000
10.0000000
2580.00
7.9600000
28.0000000
14.7300000
44.0300000
81.7500000
60.4500000
26.0300000
21.2900000
43.1100000
12.3700000
29.0700000
78.6900000
57.2100000
31.3900000
27.0800000
30.1200000
The SAS System
16:17 Monday, May 31, 2010
4
The GLM Procedure
Class Level Information
Class
TR
Levels
2
Number of observations
Values
HH HP
40
Dependent Variables With Equivalent Missing Value Patterns
Pattern
Obs
1
40
Dependent Variables
BG PH TE PCE CEE FNDE FADE HE CE LE
65
2
3
4
37
38
33
PCO
CEO
FNDO FADO HO CO LO
NOTE: Variables in each group are consistent with respect to the presence or absence of
missing values.
The SAS System
16:17 Monday, May 31, 2010
5
The GLM Procedure
Dependent Variable: BG
DF
Sum of
Squares
Mean Square
F Value
Pr > F
Model
1
6698604.02
6698604.02
19.75
<.0001
Error
38
12886039.75
339106.31
Corrected Total
39
19584643.78
Source
R-Square
Coeff Var
Root MSE
BG Mean
0.342033
47.69958
582.3284
1220.825
Source
TR
Source
TR
DF
Type I SS
Mean Square
F Value
Pr > F
1
6698604.025
6698604.025
19.75
<.0001
DF
Type III SS
Mean Square
F Value
Pr > F
1
6698604.025
6698604.025
19.75
<.0001
The SAS System
16:17 Monday, May 31, 2010
6
The GLM Procedure
Dependent Variable: PH
DF
Sum of
Squares
Mean Square
F Value
Pr > F
Model
1
0.00625000
0.00625000
0.03
0.8615
Error
38
7.70306000
0.20271211
Corrected Total
39
7.70931000
Source
R-Square
Coeff Var
Root MSE
PH Mean
66
0.000811
Source
TR
Source
TR
6.211431
0.450236
7.248500
DF
Type I SS
Mean Square
F Value
Pr > F
1
0.00625000
0.00625000
0.03
0.8615
DF
Type III SS
Mean Square
F Value
Pr > F
1
0.00625000
0.00625000
0.03
0.8615
The SAS System
16:17 Monday, May 31, 2010
7
The GLM Procedure
Dependent Variable: TE
DF
Sum of
Squares
Mean Square
F Value
Pr > F
Model
1
0.02500000
0.02500000
0.01
0.9204
Error
38
93.95000000
2.47236842
Corrected Total
39
93.97500000
Source
R-Square
Coeff Var
Root MSE
TE Mean
0.000266
5.984307
1.572377
26.27500
Source
TR
Source
TR
DF
Type I SS
Mean Square
F Value
Pr > F
1
0.02500000
0.02500000
0.01
0.9204
DF
Type III SS
Mean Square
F Value
Pr > F
1
0.02500000
0.02500000
0.01
0.9204
The SAS System
16:17 Monday, May 31, 2010
8
The GLM Procedure
Dependent Variable: PCE
DF
Sum of
Squares
Mean Square
F Value
Pr > F
Model
1
0.0000000
0.0000000
0.00
1.0000
Error
38
112.2954000
2.9551421
Source
67
Corrected Total
39
112.2954000
R-Square
Coeff Var
Root MSE
PCE Mean
0.000000
18.85960
1.719053
9.115000
Source
TR
Source
TR
DF
Type I SS
Mean Square
F Value
Pr > F
1
0
0
0.00
1.0000
DF
Type III SS
Mean Square
F Value
Pr > F
1
1.232595E-33
1.232595E-33
0.00
1.0000
The SAS System
16:17 Monday, May 31, 2010
9
The GLM Procedure
Dependent Variable: CEE
DF
Sum of
Squares
Mean Square
F Value
Pr > F
Model
1
0.0000000
0.0000000
0.00
1.0000
Error
38
541.8758400
14.2598905
Corrected Total
39
541.8758400
Source
R-Square
Coeff Var
Root MSE
CEE Mean
0.000000
17.52147
3.776227
21.55200
Source
TR
Source
TR
DF
Type I SS
Mean Square
F Value
Pr > F
1
0
0
0.00
1.0000
DF
Type III SS
Mean Square
F Value
Pr > F
1
8.077936E-29
8.077936E-29
0.00
1.0000
The SAS System
16:17 Monday, May 31, 2010
10
The GLM Procedure
Dependent Variable: FNDE
Source
Model
DF
Sum of
Squares
Mean Square
F Value
Pr > F
1
0.0000000
0.0000000
0.00
1.0000
68
Error
38
Corrected Total
R-Square
TR
Source
TR
5.8738274
39
223.2054400
Coeff Var
Root MSE
0.000000
Source
223.2054400
3.201075
2.423598
FNDE Mean
75.71200
DF
Type I SS
Mean Square
F Value
Pr > F
1
0
0
0.00
1.0000
DF
Type III SS
Mean Square
F Value
Pr > F
1
1.262177E-30
1.262177E-30
0.00
1.0000
The SAS System
16:17 Monday, May 31, 2010
11
The GLM Procedure
Dependent Variable: FADE
DF
Sum of
Squares
Mean Square
F Value
Pr > F
Model
1
0.0000000
0.0000000
0.00
1.0000
Error
38
478.6672400
12.5965063
Corrected Total
39
478.6672400
Source
Source
TR
Source
TR
R-Square
Coeff Var
Root MSE
FADE Mean
0.000000
7.464521
3.549156
47.54700
DF
Type I SS
Mean Square
F Value
Pr > F
1
0
0
0.00
1.0000
DF
Type III SS
Mean Square
F Value
Pr > F
1
3.231174E-28
3.231174E-28
0.00
1.0000
The SAS System
16:17 Monday, May 31, 2010
12
The GLM Procedure
Dependent Variable: HE
Source
DF
Sum of
Squares
Mean Square
F Value
Pr > F
69
Model
1
0.0000000
0.0000000
Error
38
298.7258000
7.8612053
Corrected Total
39
298.7258000
R-Square
Coeff Var
Root MSE
HE Mean
0.000000
9.954852
2.803784
28.16500
Source
TR
Source
TR
0.00
1.0000
DF
Type I SS
Mean Square
F Value
Pr > F
1
0
0
0.00
1.0000
DF
Type III SS
Mean Square
F Value
Pr > F
1
8.077936E-29
8.077936E-29
0.00
1.0000
The SAS System
16:17 Monday, May 31, 2010
13
The GLM Procedure
Dependent Variable: CE
DF
Sum of
Squares
Mean Square
F Value
Pr > F
Model
1
0.0000000
0.0000000
0.00
1.0000
Error
38
244.9986000
6.4473316
Corrected Total
39
244.9986000
Source
Source
TR
Source
TR
R-Square
Coeff Var
Root MSE
CE Mean
0.000000
10.70698
2.539160
23.71500
DF
Type I SS
Mean Square
F Value
Pr > F
1
0
0
0.00
1.0000
DF
Type III SS
Mean Square
F Value
Pr > F
1
2.019484E-29
2.019484E-29
0.00
1.0000
70
The SAS System
16:17 Monday, May 31, 2010
14
The GLM Procedure
Dependent Variable: LE
DF
Sum of
Squares
Mean Square
F Value
Pr > F
Model
1
0.0000000
0.0000000
0.00
1.0000
Error
38
281.9974400
7.4209853
Corrected Total
39
281.9974400
Source
R-Square
Coeff Var
Root MSE
LE Mean
0.000000
11.43063
2.724149
23.83200
Source
TR
Source
TR
DF
Type I SS
Mean Square
F Value
Pr > F
1
0
0
0.00
1.0000
DF
Type III SS
Mean Square
F Value
Pr > F
1
1.13596E-29
1.13596E-29
0.00
1.0000
The SAS System
16:17 Monday, May 31, 2010
15
The GLM Procedure
Duncan's Multiple Range Test for BG
NOTE: This test controls the Type I comparisonwise error rate, not the experimentwise
error
rate.
Alpha
0.05
Error Degrees of Freedom
38
Error Mean Square
339106.3
Number of Means
Critical Range
2
372.8
Means with the same letter are not significantly different.
Duncan Grouping
Mean
N
TR
A
1630.1
20
HP
71
B
811.6
The SAS System
20
HH
16:17 Monday, May 31, 2010
16
The GLM Procedure
Duncan's Multiple Range Test for PH
NOTE: This test controls the Type I comparisonwise error rate, not the experimentwise
error
rate.
Alpha
0.05
Error Degrees of Freedom
38
Error Mean Square
0.202712
Number of Means
Critical Range
2
.2882
Means with the same letter are not significantly different.
Duncan Grouping
Mean
N
TR
A
A
A
7.2610
20
HH
7.2360
20
HP
The SAS System
16:17 Monday, May 31, 2010
17
The GLM Procedure
Duncan's Multiple Range Test for TE
NOTE: This test controls the Type I comparisonwise error rate, not the experimentwise
error
rate.
Alpha
0.05
Error Degrees of Freedom
38
Error Mean Square
2.472368
Number of Means
Critical Range
2
1.007
Means with the same letter are not significantly different.
Duncan Grouping
Mean
N
TR
72
A
A
A
26.3000
20
HP
26.2500
20
HH
Ç
The SAS System
16:17 Monday, May 31, 2010
18
The GLM Procedure
Duncan's Multiple Range Test for PCE
NOTE: This test controls the Type I comparisonwise error rate, not the experimentwise
error
rate.
Alpha
0.05
Error Degrees of Freedom
38
Error Mean Square
2.955142
Number of Means
Critical Range
2
1.100
Means with the same letter are not significantly different.
Duncan Grouping
Mean
N
TR
A
A
A
9.1150
20
HH
9.1150
20
HP
The SAS System
16:17 Monday, May 31, 2010
19
The GLM Procedure
Duncan's Multiple Range Test for CEE
NOTE: This test controls the Type I comparisonwise error rate, not the experimentwise
error
rate.
Alpha
0.05
Error Degrees of Freedom
38
Error Mean Square
14.25989
Number of Means
Critical Range
2
2.417
Means with the same letter are not significantly different.
73
Duncan Grouping
Mean
N
TR
A
A
A
21.552
20
HH
21.552
20
HP
The SAS System
16:17 Monday, May 31, 2010
20
The GLM Procedure
Duncan's Multiple Range Test for FNDE
NOTE: This test controls the Type I comparisonwise error rate, not the experimentwise
error
rate.
Alpha
0.05
Error Degrees of Freedom
38
Error Mean Square
5.873827
Number of Means
Critical Range
2
1.552
Means with the same letter are not significantly different.
Duncan Grouping
Mean
N
TR
A
A
A
75.7120
20
HH
20
HP
16:17 Monday, May 31, 2010
75.7120
The SAS System
21
The GLM Procedure
Duncan's Multiple Range Test for FADE
NOTE: This test controls the Type I comparisonwise error rate, not the experimentwise
error
rate.
Alpha
0.05
Error Degrees of Freedom
38
Error Mean Square
12.59651
Number of Means
Critical Range
2
2.272
Means with the same letter are not significantly different.
74
Duncan Grouping
Mean
N
TR
A
A
A
47.547
20
HH
47.547
20
HP
The SAS System
16:17 Monday, May 31, 2010
22
The GLM Procedure
Duncan's Multiple Range Test for HE
NOTE: This test controls the Type I comparisonwise error rate, not the experimentwise
error
rate.
Alpha
0.05
Error Degrees of Freedom
38
Error Mean Square
7.861205
Number of Means
Critical Range
2
1.795
Means with the same letter are not significantly different.
Duncan Grouping
Mean
N
TR
A
A
A
28.1650
20
HH
28.1650
20
HP
The SAS System
16:17 Monday, May 31, 2010
23
The GLM Procedure
Duncan's Multiple Range Test for CE
NOTE: This test controls the Type I comparisonwise error rate, not the experimentwise
error
rate.
Alpha
0.05
Error Degrees of Freedom
38
Error Mean Square
6.447332
Number of Means
Critical Range
2
1.626
75
Means with the same letter are not significantly different.
Duncan Grouping
Mean
N
TR
A
A
A
23.7150
20
HH
23.7150
20
HP
The SAS System
16:17 Monday, May 31, 2010
24
The GLM Procedure
Duncan's Multiple Range Test for LE
NOTE: This test controls the Type I comparisonwise error rate, not the experimentwise
error
rate.
Alpha
0.05
Error Degrees of Freedom
38
Error Mean Square
7.420985
Number of Means
Critical Range
2
1.744
Means with the same letter are not significantly different.
Duncan Grouping
Mean
N
TR
A
A
A
23.8320
20
HH
23.8320
20
HP
The SAS System
16:17 Monday, May 31, 2010
25
The GLM Procedure
Dependent Variable: PCO
DF
Sum of
Squares
Mean Square
F Value
Pr > F
Model
1
4.19068108
4.19068108
1.58
0.2176
Error
35
93.02660000
2.65790286
Corrected Total
36
97.21728108
Source
R-Square
Coeff Var
Root MSE
PCO Mean
76
0.043106
14.48849
Source
11.25243
DF
Type I SS
Mean Square
F Value
Pr > F
1
4.19068108
4.19068108
1.58
0.2176
DF
Type III SS
Mean Square
F Value
Pr > F
1
4.19068108
4.19068108
1.58
0.2176
TR
Source
1.630308
TR
The SAS System
16:17 Monday, May 31, 2010
26
The GLM Procedure
Duncan's Multiple Range Test for PCO
NOTE: This test controls the Type I comparisonwise error rate, not the experimentwise
error
rate.
Alpha
0.05
Error Degrees of Freedom
35
Error Mean Square
2.657903
Harmonic Mean of Cell Sizes 18.48649
NOTE: Cell sizes are not equal.
Number of Means
Critical Range
2
1.089
Means with the same letter are not significantly different.
Duncan Grouping
Mean
N
TR
A
A
A
11.5800
19
HH
10.9067
18
HP
The SAS System
16:17 Monday, May 31, 2010
27
The GLM Procedure
Dependent Variable: CEO
DF
Sum of
Squares
Mean Square
F Value
Pr > F
Model
1
0.6952526
0.6952526
0.03
0.8621
Error
36
817.3912737
22.7053132
Source
77
Corrected Total
37
818.0865263
R-Square
Coeff Var
Root MSE
CEO Mean
0.000850
15.82755
4.765009
30.10579
Source
TR
Source
TR
DF
Type I SS
Mean Square
F Value
Pr > F
1
0.69525263
0.69525263
0.03
0.8621
DF
Type III SS
Mean Square
F Value
Pr > F
1
0.69525263
0.69525263
0.03
0.8621
The SAS System
16:17 Monday, May 31, 2010
28
The GLM Procedure
Duncan's Multiple Range Test for CEO
NOTE: This test controls the Type I comparisonwise error rate, not the experimentwise
error
rate.
Alpha
0.05
Error Degrees of Freedom
36
Error Mean Square
22.70531
Number of Means
Critical Range
2
3.135
Means with the same letter are not significantly different.
Duncan Grouping
Mean
N
TR
A
A
A
30.241
19
HH
29.971
19
HP
The SAS System
16:17 Monday, May 31, 2010
29
The GLM Procedure
Dependent Variable: FNDO
Source
Model
DF
Sum of
Squares
Mean Square
F Value
Pr > F
1
93.749368
93.749368
1.04
0.3157
78
Error
31
2794.148838
Corrected Total
32
2887.898206
90.133833
R-Square
Coeff Var
Root MSE
FNDO Mean
0.032463
13.48836
9.493884
70.38576
Source
DF
Type I SS
Mean Square
F Value
Pr > F
1
93.74936819
93.74936819
1.04
0.3157
DF
Type III SS
Mean Square
F Value
Pr > F
1
93.74936819
93.74936819
1.04
0.3157
TR
Source
TR
The SAS System
16:17 Monday, May 31, 2010
30
The GLM Procedure
Dependent Variable: FADO
DF
Sum of
Squares
Mean Square
F Value
Pr > F
Model
1
64.917917
64.917917
1.06
0.3102
Error
31
1890.906447
60.996982
Corrected Total
32
1955.824364
Source
Source
TR
Source
TR
R-Square
Coeff Var
Root MSE
FADO Mean
0.033192
15.62835
7.810056
49.97364
DF
Type I SS
Mean Square
F Value
Pr > F
1
64.91791695
64.91791695
1.06
0.3102
DF
Type III SS
Mean Square
F Value
Pr > F
1
64.91791695
64.91791695
1.06
0.3102
The SAS System
16:17 Monday, May 31, 2010
31
The GLM Procedure
Dependent Variable: HO
79
DF
Sum of
Squares
Mean Square
F Value
Pr > F
Model
1
2.6531487
2.6531487
0.38
0.5417
Error
31
215.9699059
6.9667712
Corrected Total
32
218.6230545
Source
R-Square
Coeff Var
Root MSE
HO Mean
0.012136
12.93048
2.639464
20.41273
Source
TR
Source
TR
DF
Type I SS
Mean Square
F Value
Pr > F
1
2.65314866
2.65314866
0.38
0.5417
DF
Type III SS
Mean Square
F Value
Pr > F
1
2.65314866
2.65314866
0.38
0.5417
The SAS System
16:17 Monday, May 31, 2010
32
The GLM Procedure
Dependent Variable: CO
DF
Sum of
Squares
Mean Square
F Value
Pr > F
Model
1
18.4410564
18.4410564
1.75
0.1958
Error
31
327.0809496
10.5509984
Corrected Total
32
345.5220061
Source
R-Square
Coeff Var
Root MSE
CO Mean
0.053372
19.88196
3.248230
16.33758
Source
TR
Source
TR
The SAS System
DF
Type I SS
Mean Square
F Value
Pr > F
1
18.44105643
18.44105643
1.75
0.1958
DF
Type III SS
Mean Square
F Value
Pr > F
1
18.44105643
18.44105643
1.75
0.1958
16:17 Monday, May 31, 2010
33
80
The GLM Procedure
Dependent Variable: LO
DF
Sum of
Squares
Mean Square
F Value
Pr > F
Model
1
14.1591188
14.1591188
0.48
0.4949
Error
31
919.9298691
29.6751571
Corrected Total
32
934.0889879
Source
R-Square
Coeff Var
Root MSE
LO Mean
0.015158
16.19539
5.447491
33.63606
Source
TR
Source
TR
DF
Type I SS
Mean Square
F Value
Pr > F
1
14.15911876
14.15911876
0.48
0.4949
DF
Type III SS
Mean Square
F Value
Pr > F
1
14.15911876
14.15911876
0.48
0.4949
The SAS System
16:17 Monday, May 31, 2010
34
The GLM Procedure
Duncan's Multiple Range Test for FNDO
NOTE: This test controls the Type I comparisonwise error rate, not the experimentwise
error
rate.
Alpha
0.05
Error Degrees of Freedom
31
Error Mean Square
90.13383
Harmonic Mean of Cell Sizes 16.48485
NOTE: Cell sizes are not equal.
Number of Means
Critical Range
2
6.744
Means with the same letter are not significantly different.
Duncan Grouping
Mean
N
TR
A
72.123
16
HP
81
A
A
68.751
The SAS System
17
HH
16:17 Monday, May 31, 2010
35
The GLM Procedure
Duncan's Multiple Range Test for FADO
NOTE: This test controls the Type I comparisonwise error rate, not the experimentwise
error
rate.
Alpha
0.05
Error Degrees of Freedom
31
Error Mean Square
60.99698
Harmonic Mean of Cell Sizes 16.48485
NOTE: Cell sizes are not equal.
Number of Means
Critical Range
2
5.548
Means with the same letter are not significantly different.
Duncan Grouping
Mean
N
TR
A
A
A
51.419
16
HP
48.613
17
HH
The SAS System
16:17 Monday, May 31, 2010
36
The GLM Procedure
Duncan's Multiple Range Test for HO
NOTE: This test controls the Type I comparisonwise error rate, not the experimentwise
error
rate.
Alpha
0.05
Error Degrees of Freedom
31
Error Mean Square
6.966771
Harmonic Mean of Cell Sizes 16.48485
NOTE: Cell sizes are not equal.
Number of Means
Critical Range
2
1.875
82
Means with the same letter are not significantly different.
Duncan Grouping
Mean
N
TR
A
A
A
20.7050
16
HP
20.1376
17
HH
The SAS System
16:17 Monday, May 31, 2010
37
The GLM Procedure
Duncan's Multiple Range Test for CO
NOTE: This test controls the Type I comparisonwise error rate, not the experimentwise
error
rate.
Alpha
0.05
Error Degrees of Freedom
31
Error Mean Square
10.551
Harmonic Mean of Cell Sizes 16.48485
NOTE: Cell sizes are not equal.
Number of Means
Critical Range
2
2.308
Means with the same letter are not significantly different.
Duncan Grouping
Mean
N
TR
A
A
A
17.108
16
HP
15.612
17
HH
The SAS System
16:17 Monday, May 31, 2010
38
The GLM Procedure
Duncan's Multiple Range Test for LO
NOTE: This test controls the Type I comparisonwise error rate, not the experimentwise
error
rate.
Alpha
Error Degrees of Freedom
Error Mean Square
0.05
31
29.67516
83
Harmonic Mean of Cell Sizes 16.48485
NOTE: Cell sizes are not equal.
Number of Means
Critical Range
2
3.870
Means with the same letter are not significantly different.
Duncan Grouping
Mean
N
TR
A
A
A
34.311
16
HP
33.001
17
HH
84