química orgánica (ciencias biológicas)

Departamento de Química Orgánica
Facultad de Ciencias Exactas y Naturales
Universidad de Buenos Aires
QUÍMICA ORGÁNICA
(CIENCIAS BIOLÓGICAS)
Guía de Laboratorio
(Parte B)
1er Cuatrimestre 2012
Profesora: Dra. Alicia Baldessari
Jefes de Trabajos Prácticos: Dr. Pablo di Chenna
Dra. Valeria Edelsztein
Dra. Lucía Gandolfi Donadío
Dra. Adriana Kolender
Dra. Alejandra Ponce
Dra. Andrea Ponce
Dra. María Laura Salum
Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA.
PROGRAMA 2004
1- Estructura y propiedades de los compuestos orgánicos:
Uniones químicas. Orbitales del carbono en los compuestos orgánicos. Hibridación. Forma de las
moléculas orgánicas. Longitud, ángulo y energía de enlace. Grupos funcionales. Nomenclatura.
Isomería. Isómeros de cadena.
2- Estereoquímica:
Isómeros geométricos e isómeros ópticos. Actividad óptica. Quiralidad. Enantiómeros y
diasterómeros. Configuración relativa y absoluta. Nomenclatura de Cahn, Ingold y Prelog.
Proyecciones de Fischer, de caballete y de Newman. Mezclas racémicas. Resolución química y
enzimática. Cicloalcanos. Isómeros conformacionales.
3- Mecanismo de las reacciones orgánicas. Reacciones y propiedades físicas de los diversos
grupos funcionales:
a) Alcanos: Reactividad. Reacción en cadena: radicales libres.
b) Alquenos y alquinos: Reactividad. Mecanismos iónicos: adición electrofílica al doble y triple
enlace. Estereoquímica de las reacciones de adición. Oxidación de alquenos.
c) Hidrocarburos aromáticos: Resonancia. Reacciones de sustitución electrofílica aromática.
Mecanismos. Efecto de los sustituyentes.
d) Halogenuros de alquilo: Reactividad. Mecanismos de las reacciones de sustitución nucleofílica
(SN1 y SN2) y de eliminación (E1 y E2). Concepto de nucleófilo y de base.
e) Derivados orgánicos oxigenados: Alcoholes: reacciones del grupo OH como nucleófilo;
deshidratación; oxidación; sustitución. Fenoles: acidez; reacciones. Éteres.
f) Aldehídos y cetonas: Reacciones de adición al grupo carbonilo. Oxidación y reducción.
Reacciones de reconocimiento y diferenciación.
g) Ácidos carboxílicos y derivados: Acidez de los ácidos carboxílicos. Reacciones. Formación de
ésteres. Halogenuros de acilo. Otros derivados. Reacciones
4- Espectroscopía:
Espectroscopía de infrarrojo (I.R.): utilidad para identificar grupos funcionales. Espectroscopía de
ultravioleta (U.V.) y visible. Cromóforos y auxócromos. Sustancias coloreadas y colorantes.
Nociones de espectroscopía de resonancia magnética nuclear protónica (R.M.N.-1H)
5- Hidratos de carbono:
a) Monosacáridos: Propiedades generales. Estructura hemiacetálica. Glicósidos. Mutarrotación.
Anómeros. Estereoisomería. Estructuras de Fischer, de Haworth y conformacionales.
Aminoazúcares. Desoxiazúcares.
b) Disacáridos: Maltosa, celobiosa, lactosa, sacarosa. Determinación de su estructura. Propiedades.
c) Polisacáridos: Clasificación. Almidón y celulosa. Propiedades.
6- Lípidos:
Ácidos grasos. Triglicéridos. Grasas y aceites. Índices. Saponificación. Reacciones de
caracterización. Jabones y detergentes. Fosfolípidos: lecitinas y cefalinas. Cerebrósidos,
glicolípidos. Estructura y propiedades.
7- Aminas, aminoácidos, péptidos y proteínas:
a) Aminas: Basicidad. Reacciones. Formación de amidas.
b) Aminoácidos: Clasificación. Estructura. Configuración. Propiedades. Punto isoeléctrico.
"Zwitterion".
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c) Péptidos: Unión peptídica. Determinación de estructuras. Marcación de grupos terminales.
Síntesis: métodos de protección y de activación.
8) Compuestos heterocíclicos:
Heterociclos con N, O y S de cinco y seis miembros. Pirrol. Furano. Tiofeno. Reacciones y
propiedades. Porfina y porfirinas. Hemoglobina, clorofila, vitamina B12. Piridina. Reacciones y
propiedades. Quinolina. Nicotina y piridoxina. Indol. Triptofano y escatol. Pirimidina. Uracilo,
citosina y timina. Purinas. Adenina y guanina.
9) Ácidos nucleicos:
Nucleósidos y nucleótidos. Estructura.
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RÉGIMEN DE APROBACIÓN
El curso de Química Orgánica para los alumnos de la carrera de Ciencias Biológicas, se dictará en
dos cuatrimestres. En el primero (parte A) se desarrollarán los conceptos básicos de la Química
Orgánica y los correspondientes a la Química de los Productos Naturales; esto se realizará a través de
clases teóricas (4 hs. semanales) y de clases de problemas (4 hs. semanales) de asistencia no
obligatoria. En el segundo cuatrimestre (parte B) se llevarán a cabo los trabajos prácticos de
laboratorio (7 hs. semanales) de asistencia obligatoria.
SISTEMA DE EVALUACIÓN
Parte A: Se tomarán dos exámenes parciales sobre los temas desarrollados en las clases teóricas y de
problemas. La aprobación de cada parcial requerirá un mínimo de 55 puntos. Los parciales no
aprobados podrán recuperarse en un mismo día, al final del cuatrimestre, siempre que la suma de las
notas obtenidas en ambos parciales sea igual o mayor a 55 puntos. El ausente será considerado 0
(cero). Las recuperaciones se aprueban con 60 puntos. No se tendrán en cuenta certificados médicos.
El alumno que apruebe la parte A estará en condiciones de cursar la parte B el siguiente cuatrimestre.
Parte B: Deberán aprobarse los parciales y el laboratorio (ver más abajo). Se tomarán dos
exámenes parciales sobre las prácticas realizadas en el laboratorio. La aprobación de cada parcial
requerirá un mínimo de 55 puntos. Los parciales no aprobados podrán recuperarse al final del
cuatrimestre, siempre que la suma de las notas obtenidas en ambos parciales sea igual o mayor a 55
puntos. El ausente será considerado 0 (cero). Las recuperaciones se aprueban con 60 puntos.
APROBACION DE LA MATERIA
Promoción: Los alumnos que en ambos exámenes parciales de la parte A obtengan un puntaje igual ó
mayor a 75 puntos y en ambos parciales de la parte B un puntaje igual o mayor a 60 puntos, aprueban
la materia sin rendir examen final.
Firma de Trabajos Prácticos: Los alumnos que aprueben los exámenes parciales y el laboratorio y
no estén comprendidos en la promoción, firmarán los trabajos prácticos y deberán rendir examen
final.
Aprobación de laboratorio: Esto implica aprobar todas las prácticas, para lo cual se requiere:
i) la realización satisfactoria de la misma, a juicio del jefe de trabajos prácticos
ii) aprobación de los interrogatorios respectivos, los cuales pueden ser escritos u orales
iii) aprobación del informe correspondiente
INFORMES:
En los informes deberá constar:
a - nombre/s de el/los alumno/s que realizaron la práctica;
b - trabajo realizado: no transcriba lo que figura en la guía, describa todo lo hecho que no
sea según las instrucciones o no figure en ellas, por ejemplo modificaciones de reactivos
o volúmenes, solventes empleados, tiempos y temperaturas, etc. etc.
c - resultados esperados (teóricamente)
d - resultados obtenidos experimentalmente
e - explicación de las diferencias - si es que existen - entre c y d
f - observaciones y comentarios sobre el trabajo realizado
g - datos físicos y toxicológicos de las sustancias empleadas
h - todas las preguntas que forman parte de cada práctica (no se refiere al cuestionario)
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Nota: se debe tener en cuenta que entregar el informe no significa que haya sido aprobado.
Ejemplos:
Parte A:
1º parcial
2º parcial
55
55
Aprueba la parte A
54
55
Recupera 1º parcial
55
54
Recupera 2º parcial
Las recuperaciones se aprueban con 60 puntos. Si aprueba la parte A estará en condiciones de cursar
la parte B.
Parte B:
1º parcial
2º parcial
55
55
Aprueba la parte B
54
55
Recupera 1º parcial
55
54
recupera 2º parcial
Las recuperaciones se aprueban con 60 puntos.
Promoción: podrán acceder a la promoción aquellos alumnos que, sin haber recuperado
ningún parcial, hayan obtenido las siguientes notas como mínimo:
Parte A
Parte B
1º parcial
75
60
2º parcial
75
60
IMPORTANTE
Es requisito indispensable para realizar las prácticas, el saber y entender todos los temas
involucrados (a tal fin se tomarán interrogatorios orales y/o escritos). Como ayuda y ejemplo no
excluyente se ha agregado a cada Guía de T.P. un cuestionario con preguntas y problemas típicos.
BIBLIOGRAFIA
1. A. Vogel “Practical Organic Chemistry, Longmans”.
2. S. Glasstone “Elementos de Físico-Química”.
3. S. J. Baum, W. Bowen, S. Poulter “Laboratory Exercises in Organic and Biologic Chemistry”,
Second Edition.
4. M. P. Cava, M. J. Mitchel “Selected Experiments in Organic Chemistry”, Benjamin, 1966
5. G. Brieger “A Laboratory Manual of Physical Methods in Organic Chemistry”, Harper & Row,
1969.
6. K. B. Wyberg “Técnica de Laboratorio en Química Orgánica”, Kapelusz, 1962.
7. L. F: Fieser “Experimentos en Química Orgánica”, Reverté S.A., 1967.
8. L. G. Galagovsky “Química Orgánica: Fundamentos Teórico-Prácticos del Laboratorio,
Eudeba, 1992.
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NORMAS DE SEGURIDAD
LABORATORIOS SUPERIORES (LABORATORIO 4, 5, 6 y 7)
INSTRUCTIVO PARA ALUMNOS
Riesgos de Incendios por causas eléctricas
Los incendios provocados por causas eléctricas son muy frecuentes. Ellos ocurren por:
• sobrecalentamiento de cables o equipos bajo tensión debido a sobrecarga de los conductores.
• sobrecalentamiento debido a fallas en termostatos o fallas en equipos de corte de temperatura.
• fugas debidas a fallas de aislación.
• autoignición debido a sobrecalentamiento de materiales inflamables ubicados demasiado
cerca o dentro de equipos bajo tensión, cuando en operación normal pueden llegar a estar
calientes.
• ignición de materiales inflamables por chispas o arco.
Shock Eléctrico
Un shock eléctrico puede causar desde una sensación de cosquilleo hasta una desagradable estímulo
doloroso resultado de una perdida total del control muscular y llegar a la muerte.
Los mecanismos de muerte por electricidad son:
1. Fibrilación ventricular; es el más riesgoso ya que a menos que se disponga de un
desfibrilador o se esté en un centro médico se trata de un acontecimiento espontáneo
irreversible provocando la muerte.
2. Tetanización: produciendo la contracción de los músculos estriados de las extremidades
haciendo que la victima quede prendida al conductor.
3. Doble acción: de tetanización y fibrilación.
4. Parálisis bulbar, cardiocirculatorio y respiratorio.
Los factores que se deben tener en cuenta para evitar accidentes son:
La Intensidad de la corriente:
El umbral mínimo de percepción es 1.1 mA con Corriente Alternada.
El umbral mínimo dc contracción muscular se produce con 9 mA pudiendo ocurrir
contracción de los músculos que ocasiona la proyección del accidentado lejos del conductor y
cuando no sea asi se puede Ilegar a la asfixia por contracción de los músculos respiratorios.
El umbral de corriente peligroso es de 80 mA en Corriente Alternada de 50 ciclos, donde ya
se puede llegar a la fibrilación ventricular .
El umbral de corriente que pueden causar depresión del Sistema Nervioso Central ocurre con
corriente de 3 ó 4 A.
Asi según la intensidad y su acción sobre el organismo se clasifica:
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CATEGORIA
1
INTENSIDAD
menor de 25 mA
2
de 25 a 80 mA
3
4
de 80 mA a 4 A
mayor a 4 A
EFECTO
Tetanización sin influencia sobre corazón
Tetanización con posibilidad de parálisis temporal
cardíaca y respiratoria
Zona peligrosa de fibrilación ventricular
Parálisis cardíaca y respiratoria: quemaduras graves
Tiempo de contacto.
El corazón no puede producir la fibrilación a menos que el tiempo de contacto sea como mínimo del
orden de un periodo cardíaco en valor medio 0,75 seg. O sea que a tiempos de contactos menores no
se produce la fibrilación.
Esto es muy importante desde el punto de vista de la protección de los disyuntores diferenciales, ya
que el corte de la corriente se produce en tiempos de aproximadamente 200 mil segundos o sea que no
se puede llegar a que atraviesen el organismo corrientes peligrosas.
NORMAS PARA TRABAJAR EN EL LABORATORIO
Objeto: Seguridad en el laboratorio.
Este es un recordatorio para estudiantes y cualquier persona que trabaje en el laboratorio acerca de los
criterios de seguridad que se deben contemplar
POR FAVOR LEA DETENIDAMENTE
SIGUIENTES NORMAS DE SEGURIDAD
Y
SIGA
ESCRUPULOSAMENTE
LAS
RECUERDE: LA PRECARIEDAD ES LA PRINCIPAL CAUSA DE LOS ACCIDENTES EN
EL LABORATORIO
1- NORMAS DE SEGURIDAD PARA TRABAJAR CON MAQUINAS HERRAMIENTAS
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Use en todo momento antiparras.
No trabaje solo.
No opere máquinas para las cuales no está calificado.
No deje la llave en la mordaza del torno.
Si tiene cabello largo, use una banda para mantenerlo recogido.
No use cadenas, anillos, corbata o cualquier prenda suelta mientras está trabajando en una
máquina.
Verifique si las pinzas están fijadas correctamente en las máquinas antes de ponerlas en
funcionamiento.
Mantenga el piso alrededor de las máquinas libre de grasa, aceite, virutas, piezas y
herramientas de trabajo.
Sea precavido en las zonas donde se usa aire comprimido. Nunca apunte el pico a una
persona. ya que tal acción puede hacer volar partículas extrañas a los ojos, oídos, etc, o causar
daños serios.
Nunca abandone una máquina hasta que esté totalmente detenida.
2- NORMAS DE SEGURIDAD PARA TRABAJAR CON ALTA TENSlÓN
•
Si se encuentra solo NO realice experimentos que requieran utilizar alta tensión
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Asegúrese que su fuente y su circuito de alta tensión estén adecuadamente puestos a tierra
(verifique la tierra usada y que las conexiones sean firmes).
NUNCA toque un cable de alta tensión o cualquier parte que haya sido conectada a una
fuente de alta tensión sin haber antes cortocicuitado a tierra AL MENOS DOS VECES dicho
elemento, con una -barra a tierra-. Para este propósito el laboratorio debe tener una barra con
aislación para ser usada con alta tensión. El procedimiento a seguir en este caso es: Fijar
mecánicamente el cable de la barra a una buena tierra y luego tocar el elemento que pudiera
estar a alta tensión con el extremo aislado de la barra.
Ud debe suponer SIEMPRE que todos los condensadores ESTAN CARGADOS. Siempre
cortocircuite con la barra de tierra todos los condensadores antes de tocarlos.
LA DESCARGA DE UN CONDENSADOR DE ALTA TENSION PUEDE SER LETAL
AUN SI NO HA ESTADO CONECTADO A UNA FUENTE DE ALTA TENSION POR
VARIOS DIAS.
Las fuentes de alta tensión de su experimento pueden tener condensadores que pernanecen
cargados aún si la fuente ha sido apagada. Una descarga de tal condensador puede ser
LETAL. Utilice la barra de tierra antes de tocar la salida de la fuente.
Cubra todas las conexiones de alta tensión para evitar contactos accidentales con las mismas.
Coloque carteles "PELIGRO, ALTA TENSlÓN" en todo experimento o conexión que lo
requiera.
Asegúrese que el piso o la mesa de trabajo no estén mojados cuando trabaja con alta tensión.
Use cables de especificaciones adecuadas para alta tensión.
Asegúrese de apagar las fuentes de alta tensión cuando no está controlando personalmente su
experimento.
Las descargas rápidas de alta tensión emiten ruido electromagnético que pueden alterar el
funcionamiento de marcapasos.
La tensión de Línea también es potencialmente peligrosa, ya que con más de 80 V el cuerpo
humano admite una corriente capaz de producir paro cardíaco.
Controle la calidad de la tierra de su circuito antes de conectarlo.
Por norma de seguridad todos los equipos tienen su correspondiente conexión a tierra.
Controle la calidad de este contacto cuando va a usar un equipo no comercial.
Tenga especial cuidado al conectar un autotransformador o variac. El borne común de este
dispositivo debe estar conectado al neutro de la línea. Sea consiente que en este caso los
contactos del enchufe no son equivalentes.
En el laboratorio muy frecuentemente se usan adaptadores de enchufes. Tenga siempre en
cuenta que cuando se usan estos aditamentos puede desconectarse la tierra del equipo que está
usando
3- NORMAS DE SEGUIDAD CON GASES y PRODUCTOS QUIMICOS
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Verifique el la literatura la toxicidad y normas de manipulación de cada sustancia química
que utilice.
Use antiparras de protección y guantes de seguridad cuando manipule ácidos y sustancias
reactivas.
Mezcle y manipule productos químicos peligrosos en la campana.
Los tubos de gas deben estar fijados a la pared, y ser trasladados con el carrito
correspondiente. Recuerde que tienen muy alta presión y en caso de caer, pueden explotar o
salir despedidos a gran velocidad si la válvula principal se rompe.
No toque solventes con las manos desnudas (eso incluye acetona y metanol).
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Disponga de las medidas de seguridad adecuadas para los gases tóxicos, (Esto incluye las
salidas de los bombas de vacío).
No presurice en exceso recipientes que pueden explotar. Recuerde la presión en un recipiente
puede aumentar en un experimento por ejemplo con el aumento de la temperatura.
No arroje residuos químicos al desagüe. Verifique con quien corresponda el procedimiento
adecuado para su desecho.
Si utiliza lentes de contacto, el riesgo a los ojos es mayor pues los gases son ocluidos detrás
de las lentes. Utilice siempre antiparras protectoras.
Cuando manipule líquidos criogénicos utilice siempre termos adecuados para este fin. Los
termos comunes con cobertura plástica no son adecuados y pueden explotar produciendo
graves accidentes.
Nunca abrir la válvula de un tubo de alta presión que no tiene conectada una válvula
reguladora y los correspondientes manómetros.
En el manejo de líquidos criogénicos, recordar que el aire liquido tiene un alto porcentaje de
oxigeno liquido, y que el nitrógeno liquido se enriquece de oxigeno a menos que este aislado
del ambiente por medio de una válvula que deja salir vapor de nitrógeno cuando la presión del
termo supero un cierto umbral por encima de presión atmosférica. El oxigeno liquido es un
excelente comburente de modo que no debe ponerse en contacto con elementos combustibles
y posibles chispas.
4- NORMAS DE Seguridad CON RADIACIONES Ionizantes
En esta categoría se incluyen fuentes radioactivas y rayos X. De manejar habitualmente estas fuentes
es imprescindible leer las medidas de seguridad indicadas en los respectivos manuales así como los
manuales de seguridad correspondientes. La exposición a este tipo de radiaciones no es dolorosa. Pero
es letal. Es importante que extreme las precauciones tanto para su seguridad como la de sus
compañeros, vecinos o transeúntes circunstanciales. Le recordamos algunas medidas elementales.
• Si trabaja habitualmente con fuentes de radiación ionizantes, solicite su dosímetro personal y
haga controles periódicos.
• Asegúrese que el recinto en que se encuentra la fuente está correctamente blindado.
• Deben haber carteles indicando el tipo de radiación y advirtiendo si hay peligro.
• No permanezca en el recinto mas tiempo que el necesario para controlar el experimento.
• No deje el recinto con la fuente encendida, asegúrese que ninguna persona ingrese
inadvertidamente al mismo y que las señales indicando "Fuente encendida" son claramente
visibles.
• Los cuidados deben extremarse en caso de mujeres en su período de embarazo. El feto es más
sensible durante los primeros tres meses de embarazo, por lo tanto evite la exposición a
radiaciones ionizantes si planea quedar embarazada.
• Las descargas de alta tensión emiten rayos X. Tome las precauciones correspondientes.
• Como con cualquier radiación no visible, extreme las precauciones. El sentido común es
fundamental.
5- NORMAS DE SEGURIDAD CUANDO SE UTILIZAN LASERES.
Los láseres están clasificados en 6 categorías de seguridad según su peligrosidad entre la clase I y
clase IV. La clase I es considerada no peligrosa. La clase IV produce daños en los ojos y piel aún en
exposiciones de luz dispersada.
• .Verifique la etiqueta de clasificación que tiene el láser que utiliza.
• Use siempre antiparras de seguridad.
• Evite usar objetos metálicos (relojes, anillos) que puedan producir una reflexión directa del
haz.
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Evite exponer la piel al haz láser.
No mire directamente al haz AUN CUANDO UTILICE ANTIPARRAS DE PROTECCIÓN.
Extreme las precauciones con radiación no visible.
Los laceres en la zona del infrarrojo cercano son particularmente peligrosos pues no son
visibles y producen daño permanente en la retina se introducen accidentalmente en el ojo.
Como con cualquier fuente de luz muy brillante y potencialmente peligrosa, el sentido común
es fundamental.
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Instrucciones de primeros Auxilios
Atención de heridas
Las heridas deberán lavarse con agua y jabón (Espadol). Si hay cuerpos extraños, grasa u otras
suciedades, éstos deberán quitarse previamente con gasa estéril, no con algodón.
Si la herida es superficial se podrá aplicar un antiséptico (Pervinox) y se cubrirá con un apósito y un
vendaje si fuera necesario.
Atención de salpicaduras o proyecciones en ojos.
Lavar con abundante agua destilada o solución fisiológica, levantando el párpado superior e inferior y
permitiendo que fluya la solución de lavado en la superficie del ojo. No usar pomadas ni antisépticos
comunes. Cubrir el ojo con gasa estéril. Trasladar de inmediato al lesionado a un centro asistencial
especializado.
Atención de quemaduras.
En quemaduras leves deberá colocar la zona afectada en un baño de agua con cubos de hielo, con lo
que disminuirá el dolor y bajará la temperatura. Luego secar y aplicar una gasa de Pancután sobre la
zona a tratar cubriendo con vendaje liviano no compresivo (de sostén).
Cambiar el vendaje exterior una o dos veces por día, retirando la gasa de Pancután una vez que ésta se
desprenda espontáneamente. En caso de quemaduras más severas consultar inmediatamente al
médico.
Cuando la quemadura se produjera por salpicadura o derrame de un producto químico, lavar con
abundante cantidad de agua y luego tratar como quemadura común.
Atención de hemorragias.
En caso de hemorragia en un miembro elévelo más alto que el resto del cuerpo.
Puede actuar:
Por compresión directa sobre la herida (con apósito o pañuelo)
Por presión indirecta sobre los puntos de presión con un lazo hemostático simple.
Servicio de Higiene y Seguridad en el Trabajo
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PRECAUCIONES EN EL LABORATORIO
1. Mantenga limpio el sitio de trabajo.
2. NO FUME, COMA NI BEBA EN EL LABORATORIO.
3. Conozca la ubicación del extinguidor de incendios y manta no inflamable más cercanos a su
sitio de trabajo. AVERIGÜE COMO SE UTILIZAN.
4. NO TRASVASE LÍQUIDOS INFLAMABLES SI HAY MECHEROS ENCENDIDOS
CERCA. Los solventes no deben colocarse en vasos de precipitados.
5. Al calentar solventes inflamables en pequeña cantidad, utilice un baño maría con el
mechero apagado.
6. Al mezclar o calentar sustancias evite que la boca del recipiente esté dirigida hacia el rostro
7. Extreme las precauciones cuando use ETER ETÍLICO.
8. No caliente sistemas cerrados.
9. Las recristalizaciones se harán en un tubo, erlenmeyer o balón, nunca en un vaso de
precipitados.
10. Cuide que las uniones esmeriladas estén limpias. Es conveniente cargar los balones con un
embudo (líquidos) o proteger el esmerilado con papel satinado (sólidos).
11. Cuando deba desmenuzar o despegar sustancias del fondo de un recipiente de vidrio, use
una espátula flexible (no una varilla de vidrio), apoyando el recipiente sobre la mesada.
12. Cuando deba introducir un tubo de vidrio en un tapón, tome el tubo con un repasador cerca
del tapón. No presione los tubos acodados cerca del sitio doblado.
13. Use soportes que se apoyen bien en la mesa y controle especialmente los aparatos con
centro de gravedad alto.
14. Retire los capilares usados de los baños de punto de fusión. Nunca enfríe con agua los
baños de punto de fusión.
15. Evite que caigan papeles, vidrios y todo tipo de material en las piletas.
16. LOS SOLVENTES ORGANICOS PERFORAN LAS PILETAS, DESÉCHELOS EN
LOS BIDONES DESTINADOS A TAL FIN.
17. NUNCA TIRE SOLUCIONES BÁSICAS EN LOS BIDONES DE SOLVENTES.
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CORTADURAS
Lavar la herida con abundante agua. Si han quedado trozos de vidrio (cortaduras más
frecuentes) retirarlos con cuidado y dejar salir un poco de sangre. Lavar y desinfectar con agua
oxigenada de 10 volúmenes (o alcohol) y cubrir la herida con un apósito protector (o vendas,
colocando previamente sulfatiazol en la zona afectada).
No volver a trabajar sin haber protegido la herida. Si mana abundante sangre puede deberse a
un corte en vena o arteria, en tal caso aplicar un torniquete por encima de la herida y llamar a un
médico.
QUEMADURAS
Lavar con mucha agua y hielo. En caso de quemadura severa concurrir inmediatamente al
Instituto del Quemado.
FUEGO
En el laboratorio:
No arrojar agua. Lo más indicado es el uso de extinguidores de anhídrido carbónico (deben
dirigirse primero al borde de la zona en llamas y luego al centro) y arena. Cerrar las llaves de gas más
próximas y retirar las botellas con solventes inflamables.
En las ropas:
NO CORRA. Arrójese al suelo y gire sobre sí mismo, con esto se consigue sofocar las llamas
y proteger la cabeza. Ayude al accidentado cubriéndolo con una manta no inflamable o con sacos (no
usar telas de material sintético).
AGENTES CORROSIVOS SOBRE LA PIEL
En caso de quemaduras con agentes químicos lo primero que debe hacerse es lavar con
abundante agua, a menos que específicamente se indique otra cosa. El paso siguiente será:
ACIDOS: lavar con solución saturada o pasta de bicarbonato de sodio y luego con abundante
agua.
BASES: lavar con ácido acético 4% o con ácido bórico.
QUEMADURAS CON BROMO
Eliminar el bromo lavando con agua, luego tratar la quemadura con solución saturada de
tiosulfato de sodio, lavar con agua y poner un aceite suavizante.
QUEMADURAS CON FENOL
Lavar con agua, quitar lo que quede de fenol con glicerina o etanol. No aplicar ungüentos
grasos.
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AGENTES CORROSIVOS EN LOS OJOS
Lavar la parte externa del ojo con abundante agua, luego abrir el ojo y lavar primero con agua y
luego con solución de bicarbonato de sodio 1% si se trata de un ácido o con solución 1% de ácido
bórico si se trata de una base. Ayudarse con un vasito ocular en los lavados.
INGESTION DE SUSTANCIAS TOXICAS
ACIDOS: enjuagar la boca con abundante cantidad de agua.
BASES: enjuagar con mucha agua, luego tomar agua con jugo de limón o solución
diluida de ácido cítrico y finalmente tomar leche.
SALES DE METALES PESADOS: tomar leche o clara de huevo.
COMPUESTOS DE MERCURIO: tomar inmediatamente un emético.
EMETICOS:
Una cucharada de mostaza en agua tibia (consistencia de pasta).
Solución de sulfato de zinc tibia.
Soluciones de cloruro de sodio o bicarbonato de sodio (dos cucharadas en un vaso de agua
tibia).
EN CASO DE ACCIDENTES
Hospital Militar Cosme Argerich
Luis María Campos 725
4576-5716 / 5717 /7879
Hospital Santa Lucía
San Juan 2021
4941-7077
Instituto Municipal de Quemados
Pedro Goyena 369
4923-3022 al 25
Bomberos
100
Bomberos ( Belgrano )
Obligado 2254
4783- 2222
Intoxicaciones
4962-6666, 4962-2247, 4307-7491, 4300-2115
Hospital Pirovano
Monroe 3551 (Guardia)
4542-5552/9279
SAME
107, 4923-1051/57
Química Orgánica (Cs. Biológicas)
23
Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA.
CUESTIONARIO:
- ¿Qué debe hacer si le salpica una solución concentrada de H2SO4 en el ojo? ¿Cómo debería haber
evitado ese accidente?
- ¿Qué debe hacer si se prende fuego un recipiente con solvente?
- ¿Cómo se extinguen los fuegos causados por líquidos inflamables como grasas, pinturas, ceras,
solventes (como éter etílico)?
- ¿Cómo procedería en el caso de trabajar con una mezcla de acetona-metanol como solvente que
eventualmente debe calentarse?
Química Orgánica (Cs. Biológicas)
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Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA.
QUÍMICA ORGÁNICA (CIENCIAS BIOLÓGICAS)
Cajón Nº : _____
1.
2.
3.
4.
5.
6.
7.
8.
9.
10.
11.
12.
13.
14.
15.
16.
17.
18.
19.
20.
21.
22.
23.
24.
25.
26.
27.
28.
29.
30.
31.
32.
33.
34.
35.
36.
37.
Llave Nº : ______
Trípode de hierro........................................................................................................................
Agarradera de hierro s/nuez 1 mín 23 cm de ancho mord. 25-30.............................................
Nueces de hierro o bronce plancha de espesor mín. 4 mm....................................................
Anillo de hierro s/nuez................................................................................................................
Mecheros de Bunsen..................................................................................................................
Telas metálicas de 15 x 15 cm....................................................................................................
Gradilla de madera para 12 tubos de ensayo de 16 x 150 mm..................................................
Escobilla para tubos de ensayo D.E. 25 mm..............................................................................
Pinza de madera largo 20 cm.....................................................................................................
Tubos de goma D.I. 9 mm. D.E. 12 mm. largo mín. 80 cm. .....................................................
Tubos de ensayo Pyrex C.R. de 25 x 150 mm. con borde y zona para marcar.........................
Tubos de ensayo Pyrex C.R. de 16 x 150 mm. con borde y zona para marcar.......................
Tubos de ensayo Pyrex C.R. de 13 x 100 mm. con borde .......................................................
Balón Pyrex de 250-300 ml. c/esmeril 24/40 seg. Cat. Rigolleau nº 4320................................
Balón Pyrex de 100-125 ml. c/esmeril 24/40 seg. Cat. Rigolleau nº 4320.................................
Vaso de precipitados Pyrex de 500 ml.......................................................................................
Vaso de precipitados Pyrex de 250 ml........................................................................................
Vaso de precipitados Pyrex de 100 ml........................................................................................
Erlenmeyer Pyrex de 250 ml.......................................................................................................
Ampolla de decant. Pyrex 250 ml., robinete teflon tapa plástica 19/21 o 16/18 vást.9 cm.........
Embudo común D.E. 6-8 cm. vástago mín. 6 cm........................................................................
Probeta graduada de 100 ml.......................................................................................................
Probeta graduada de 100 ml.......................................................................................................
Pipeta graduada de 10 ml...........................................................................................................
Pipeta graduada de 5 ml.............................................................................................................
Pipeta graduada de 1 ml.............................................................................................................
Tubo kitasato Pyrex según modelo.............................................................................................
Alargadera de destilación Pyrex esm. 24/40 según modelo.......................................................
Refrigerante Liebig Pyrex camisa 30/40 cm. esm 24/40 (R.2400)..............................................
Cabezal de destilación Pyrex esm 24/40 según modelo.............................................................
Embudo Büchner de porcelana GUNTHER 140/56....................................................................
Embudo Hirsch de porcelana GUNTHER 144/12.......................................................................
Kitasato Pyrex 250 ml.................................................................................................................
Varillas de vidrio..........................................................................................................................
Termómetro (indicar graduación)................................................................................................
Portaobjetos................................................................................................................................
Vidrio de reloj..............................................................................................................................
1
3
4
1
2
2
1
1
2
3
2
10
10
1
1
1
2
2
2
1
1
1
1
1
1
1
1
1
1
1
1
1
1
2
1
6
1
D.E.: diámetro externo; D.I.: diámetro interno.
Nota importante: se aceptará únicamente el material con las especificaciones detalladas anteriormente.
Cualquier diferencia en cuanto a: medidas, marca o calidad se deberá indicar al dorso de esta planilla en el
momento de recibir el material.
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Material Necesario Para El Laboratorio.
(provisto por el alumno)
-
Cuaderno de anotaciones.
Termómetro de 0-250 C calibrado al grado.
Espátula.
Plato poroso
Tijera
Fósforos
Tetina de goma o latex.
Repasador.
Trozos de neumático ( cámara de auto)
Detergente o amoníaco tipo Odex.
Candado con 4 llaves.
Tapones de goma de varias medidas.
Tapones de corcho de varias medidas.
Tela adhesiva o lápiz marcador (de tinta no soluble en agua)
Algodón
Frascos de distintos tamaños, con tapa.
Etanol 500 ml
Papel de filtro, 1 hoja.
Varillas de vidrio 2.
Papel de aluminio, tornasol, pH.
Anteojos de seguridad.
Recipientes de vidrio con tapa, chicos (mínimo 3) (son útiles por su tamaño, los de
extracto de tomate) para efectuar cromatografías en microplacas.
Pipetas Pasteur 5
Guantes descartables tipo cirujano.
Bolsas de residuos.
Rollo de papel de cocina.
Capilares sin heparina (30).
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TRABAJO PRÁCTICO Nº 1
DESTILACIÓN DE LÍQUIDOS TOTALMENTE MISCIBLES.
1.-Objetivos
El objetivo de esta práctica es determinar la composición aproximada de una mezcla de líquidos
totalmente miscibles, a partir de los datos de punto de ebullición, composición azeotrópica y los
resultados obtenidos de la destilación fraccionada de la muestra. Se compararán los datos obtenidos
por destilación fraccionada con los obtenidos por destilación simple de una muestra de la misma
composición.
2.- Parte Experimental
2.1.-Destilación simple.
a) Arme el aparato adecuado (figura 1). En el balón de destilación de 250 ml coloque 100 ml de
la mezcla de n-propanol:agua suministrada, agregue dos o tres trozos pequeños de material poroso
y destile calentando sobre tela metálica.
b) Antes de empezar a destilar, pida a un docente que revise el correcto armado del
aparato.
c) Al comenzar la ebullición regule la llama de modo de establecer una velocidad de destilación de
una gota por segundo. Recoja el destilado en una probeta graduada, midiendo la temperatura de
destilación al recoger las primeras gotas y luego cada 5 ml de destilado. Con estos datos construya
la curva de destilación (temperatura versus ml de destilado), y complete la tabla. Es muy
importante que mantenga constante la velocidad de destilación durante toda la experiencia para lo
cual será necesario ir aumentando progresivamente el tamaño de la llama.
No deje llegar a sequedad el balón y determine el volumen de residuo que queda en el mismo.
2.2.-Destilación Fraccionada.
d) Arme el aparato adecuado (figura 2). Destile 100 ml de mezcla agregando nuevamente material
poroso.
e) Antes de empezar, pida a un docente que revise el correcto armado del aparato.
f) Comience la destilación regulando siempre la llama. Recoja el destilado en una probeta
graduada cuidando de mantener la misma velocidad de destilación durante toda la experiencia.
Mida la temperatura de destilación al recoger las primeras gotas y luego cada 5 ml de destilado.
Construya la curva correspondiente a esta destilación en el mismo gráfico donde hizo la curva de
destilación simple. Termine de completar la siguiente tabla.
VOLUMEN
1ª GOTA
5 ml
10 ml
15 ml
......
Temp. Dest. Simple
Temp. Dest. Fraccionada
.........
........
g) Presente los gráficos de temperatura versus mililitros junto con la tabla, y conteste los siguientes
puntos en el informe.
1- Explique las diferencias observables en el gráfico y en la Tabla entre ambas destilaciones.
Química Orgánica (Cs. Biológicas)
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Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA.
2- ¿Resulta la destilación fraccionada más efectiva para separación de los componentes?
3- En la destilación fraccionada, ¿Cuál es la composición de la primera gota y del líquido
remanente en el balón?
4- ¿Por qué el bulbo del termómetro debe estar enteramente por debajo de la salida al refrigerante?
5- ¿Por qué el agua en el refrigerante debe circular desde el final (alargadera) hacia el cabezal?
6- Suponga que destiló con columna lo más rápidamente que pudo, ¿Cómo se hubiera afectado la
eficiencia de la destilación?
7- ¿En cuál de las curvas del gráfico se observa el verdadero P.Eb? del componente menos
volátil?
8- ¿Cómo hubieran variado los P.Eb si trabajara a menor presión que la atmosférica?
9- Si el volumen total final fue menor que 100 ml ¿A qué se debió dicha reducción?
Figura 1: Aparato de destilación simple
Química Orgánica (Cs. Biológicas)
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Figura 2: Modificación para aparato de destilación fraccionada con columna Vigreaux y esquema de
columna rellena para destilación fraccionada.
Química Orgánica (Cs. Biológicas)
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Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA.
3.-CUESTIONARIO (para responder después de haber realizado el T. P. n°° 1).
1) a) Enuncie la ley de Raoult. Defina sistema ideal y no ideal de líquidos miscibles. ¿Cuál es el caso
general de desviación de la ley de Raoult observado en mezclas líquidas orgánicas?
b) Dibuje diagramas de presión de vapor versus composición para sistemas binarios: i- ideales; iicon desviación positiva de la ley de Raoult; iii- con desviación negativa de la ley de Raoult.
2) a) Indique en un diagrama de temperatura vs. Composición cómo se obtiene la composición del
vapor en equilibrio con una mezcla líquida binaria (ideal) de composición conocida. Indique, en el
mismo diagrama, cómo se determina en un momento dado la composición del líquido que queda
en el balón.
b) n-Pentano (P.E. 36 ºC) y n-heptano (P.E. 98 ºC) forman una solución casi ideal. Dibuje
cualitativamente en un diagrama las curvas de punto de ebullición versus composición para dichas
sustancias. Con la ayuda de este gráfico indique qué sucede cuando se calienta hasta ebullición
una mezcla equimolecular de los componentes, los vapores se condensan y el condensado se
redestila.
3) ¿Puede separar dos líquidos de igual punto de ebullición por destilación fraccionada?¿Por qué?
4) Se tiene una columna de fraccionamiento ideal, aislada adiabáticamente del medio con la cual se
está fraccionando una mezcla de solventes que no forman azeótropo. Indique cuál será la
temperatura en ambos extremos de la columna.
5) ¿Qué es una mezcla azeotrópica y qué aplicaciones puede tener la formación de la misma? ¿Cómo
distinguiría una mezcla azeotrópica de una sustancia pura?
6) Una mezcla de 50 g de acetona (P.E. 56,2ºC) y 50 g de ciclohexano (P.E. 81,4ºC) se destila con una
buena columna de fraccionamiento. Se observa que primero destila una fracción de temperatura
de ebullición 53ºC. Después de haber destilado 75 g, la temperatura aumenta rápidamente a 81ºC,
donde se mantiene hasta el final. Esquematice las curvas y explique los resultados obtenidos.
7) Describa un micrométodo para determinar el punto de ebullición.
8) Dibuje el esquema de un aparato de destilación a presión reducida. ¿Qué ventajas presenta este
tipo de destilación?
9) ¿Qué precauciones son necesarias cuando se destilan líquidos inflamables? Enumere algunos
solventes inflamables.
10) ¿Cuál es la importancia de secar líquidos orgánicos o soluciones previo a su destilación? ¿Qué
desecantes emplearía? ¿Por qué?
11) Dos líquidos miscibles A y B, dan soluciones que se apartan del comportamiento ideal según la
ley de Raoult. A puro hierve a 110ºC y B puro a 90ºC, a presión atmosférica. Se determinó el
punto de ebullición y la composición de varias mezclas. Grafique los resultados:
TEMP. EBULLICION
( ºC )
110
100
88
82
78
82
90
COMP. LIQUIDO
(%A )
100
90
70
50
20
10
0
Química Orgánica (Cs. Biológicas)
COMP. VAPOR
( %A )
100
78
52
38
30
24
0
30
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¿Qué conclusiones puede sacar de los datos presentados? Discuta la posibilidad de separar las
siguientes mezclas por destilación fraccionada:
a) 70% A; 30 % B
b) 20% A; 80 % B.
12) Dibuje los gráficos de destilación (temperatura versus ml) para los siguientes sistemas:
a- mezcla ideal de dos líquidos de distinto punto de ebullición con columna de fraccionamiento
ideal.
b- Ídem al anterior en destilación simple.
c- mezcla de líquidos que dan azeótropos de P.E. máximo con columna.
d- una sustancia pura con y sin columna de fraccionamiento.
13) Conteste, justificando en cada caso su respuesta, si las siguientes afirmaciones son verdaderas o
falsas:
a) 2,2-dimetilbutano y n-hexano tienen el mismo punto de ebullición.
b) iodobutano y bromobutano tienen el mismo punto de ebullición.
c) Cuando se seca un solvente con sulfato de sodio anhidro, no es necesario retirar el desecante del
balón antes de destilar.
d) Cuando se seca tolueno con sodio metálico: i) se puede realizar la operación en un balón cerrado
herméticamente; ii) se puede retirar el sodio y filtrar antes de destilar.
e) La destilación a presión reducida se utiliza para destilar solventes que tienen punto de ebullición
muy alto a presión atmosférica.
f) La destilación a presión reducida de una mezcla azeotrópica a presión atmosférica permite separar
los dos componentes puros.
g) En una destilación a presión atmosférica, el termómetro se debe colocar en el interior del líquido.
h) Una mezcla etanol-agua se puede separar en sus componentes puros por destilación con una
columna de fraccionamiento ideal.
i) El material poroso se puede agregar sobre el solvente caliente.
j) El NaOH sólido es un buen agente desecante para compuestos como anilina y piridina. Puede
utilizarse también para secar ácido acético.
14) Conteste y justifique brevemente
i) ¿Para qué sirve la piedra porosa en la destilación? ¿puede reemplazarla por otro elemento /
técnica / aparato?
ii) ¿Para qué sirve la destilación a P. reducida?
15) Al destilar con columna de fraccionamiento ideal una mezcla de 100 ml c/u de etanol (P. Eb
78,5° C) y n-hexano (P.Eb. 69,0°C) se obtienen 125 ml de destilado a 59,0°C y el resto a 78,5°C.
En base a estos datos:
i) Construya un diagrama de equilibrio liq. / vapor (T vs. comp.)
ii) Dibuje la curva de destilación correspondiente a una destilación simple de la mezcla
mencionada.
iii) Si se somete a destilación simple otra mezcla de ambos, la 1° gota aparece a los 65°C. ¿Cuál es
la composición de dicha mezcla?
iv) Para una mezcla con 70% etanol, dibuje las curvas de destilación fraccionada con columna real
y con columna ideal.
Química Orgánica (Cs. Biológicas)
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Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA.
INTRODUCCIÓN A LAS PRÁCTICAS DE LABORATORIO
DE
EXTRACCIÓN Y CROMATOGRAFÍA
Extracción y cromatografía son dos formas sencillas y ampliamente utilizadas como métodos
para separar un compuesto deseado de sus impurezas, o para aislar cada componente presente en una
mezcla, y están basadas en el principio de distribución de las diferentes sustancias entre dos fases
inmiscibles.
Es importante, para lograr la integración entre el laboratorio y la teoría, aplicar las técnicas
separativas mencionadas al aislamiento de algunos productos naturales.
De esta forma, tendremos las siguientes asociaciones temáticas:
• Cromatografía de adsorción de "Pigmentos Vegetales"
• Cromatografía de partición de "Hidratos de Carbono" y "Pigmentos"
• Arrastre con vapor y extracción diferencial de " Alcaloides, terpenos o flavonoides"
• Extracción de "Lípidos"
Las prácticas que se inician a partir de ahora, se fundamentan en principios teóricos sencillos, y
apuntan básicamente a presentar herramientas para la resolución de problemas separativos concretos.
La dificultad está entonces, en utilizar correctamente esas herramientas, entendiendo la complejidad
de los problemas separativos que se planteen.
De aquí que no basta estudiar lógica y memoriosamente para entender el tema.
Las prácticas se diseñaron para preparar integralmente al estudiante, de tal forma que se propicia
la experimentación con distintos materiales (sustratos, adsorbentes, solventes de desarrollo,
reveladores, etc.) con el objetivo fundamental de que se planteen problemas experimentales no
previstos en la guía.
Para un aprovechamiento cabal de las posibilidades que brinda cada práctica, resulta
indispensable que cada alumno:
a) Comprenda el significado y la tarea que realizará en el laboratorio.
b) Tenga los conocimientos teóricos sobre el comportamiento de los productos naturales que se
utilizarán.
c) Utilice el margen de creatividad disponible.
d) Rescate la totalidad de la práctica, y no sólo la parte que le tocó realizar.
Referencias bibliográficas
* S. Bawn, W. Bowen: "Laboratory Exercises in Organic and Biological Chemistry" 2º Edición.
Mac Millan Publishers, New York 1981.
* G. Walther, S. Morán Palma: "La química en experimentos " Guatemala, 1977.
* W. Smith, J. Mc Carty: "A Laboratory Manual for a Modern Introduction to Organic
Chemistry". 1963. Merril Books, Inc. New York
* Journal of Chemical Education:
1982 = "Química de los limpiadores" Pág. 305.
1978= "Qué es un detergente" Pág. 596.
1977= "El pH de los shampoos" Pág. 553.
1972= "El rol de los fosfatos en los detergentes- Determinaciones cuantitativas" Pág. 15.
1971 = "Aislamiento de trimiristina de nuez moscada" Pág. 255.
* M. Cava , M. Mitchell "Selected Experiments in Organic Chemistry", 1966.
* F. Sixma , H. Wynberg. "A manual of Physical Methods in Organic Chemistry". J. Wiley and
Sons, Inc. London, 1964.
Química Orgánica (Cs. Biológicas)
32
Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA.
* R. Robertson T. Jacobs. "Laboratory Practice of Organic Chemistry". Mac Millan Co. London,
1962.
* E. Heftmann. "Chromatography". Reinhold Publishing Corporation New York, 1961
* L Savidan. "Cromatografía". EUDEBA, Buenos Aires, 1979.
* E. y M. Lederer. "Cromatografía". El Ateneo, Buenos Aires, 1960.
* D. Abbot y R. Andrews. "Introducción a la Cromatografía". 2ª ed. Alhambra,Buenos Aires,
1970.
* I. Smith y J. Feinberg."Cromatografía sobre papel y capa fina. Electroforesis" Exedra, Buenos
Aires,1979.
* L.G. Galagovsky "Química Orgánica: Fundamentos Teorico-prácticos del Laboratorio."
Eudeba, Buenos Aires, 1992.
* A. Pomilio, A. Vitale "Métodos Experimentales de Laboratorio en Química Orgánica." O.E.A.
1988.
Química Orgánica (Cs. Biológicas)
33
Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA.
TRABAJO PRÁCTICO Nº2
EXTRACCIÓN Y CROMATOGRAFÍA EN CAPA DELGADA
ESPECTROSCOPIA
Parte A_ Extracción y CCD.
1.- Objetivos:
Introducir la técnica de extracción y su manipulación experimental.
Introducir la técnica de cromatografía en capa delgada.
2.- Introducción:
El proceso de extracción con solventes es empleado generalmente en el
aislamiento de productos naturales y purificación de mezclas. En algunos casos se la utiliza para
remover impurezas solubles en mezclas de compuestos de interés, denominándosela en este último
caso, lavado.
La cromatografía es una técnica separativa basada en la distribución
diferencial de los componentes de una mezcla entre una fase estacionaria y una fase móvil. En la
cromatografía en capa delgada (c.c.d. o t.l.c., Thin layer chromatography), se usa una placa de vidrio,
aluminio o plástico como soporte de la fase estacionaria.
3.- Parte experimental
3.1.-Separación de mezclas insolubles en agua.
Para llevar a cabo la separación sistemática de una mezcla insoluble en agua, se trabaja con 12 g de mezcla sólida, que se trata con 50 ml de CH2Cl2 (1) y se procede según el esquema 1. Tener en
cuenta que el esquema es solo orientativo.
La solución orgánica (1) se extrae con NaHCO3 (s.s.), agregándolo
lentamente, con cuidado y agitación (por qué?) (2×20 ml), queda una solución alcalina de pH cercano
a 8 (2) y una solución en cloruro de metileno (2’).
A continuación se procede a acidificar la solución alcalina (2) con HCl diluido hasta pH = 2,
luego de lo cual se extrae con CH2Cl2 (2×20 ml). El extracto orgánico obtenido (3’) se lava con agua
(2×20 ml), se seca con MgSO4 (anh), se filtra a un balón con boca esmerilada y se evapora el solvente
a presión reducida en un evaporador rotatorio, obteniéndose el residuo B (ácidos).
La solución orgánica (2’) que fue extraída anteriormente, se extrae ahora
con NaOH 10 %. La solución básica resultante (4) se lleva hasta pH ácido con HCl 10 % y se extrae
con CH2Cl2 (2×20 ml), se obtiene así la solución orgánica (5’). Dicha solución (5’) se lava con agua,
se seca con MgSO4 (anh), que se elimina por filtración y se evapora el solvente en rotavapor. Se
obtienen de esta forma los fenoles (residuo C).
Tenga en cuenta que la fracción obtenida anteriormente es soluble en
NaOH 5% e insoluble en NaHCO3.
La solución orgánica (4’), de la cual se han extraído ya todos los componentes ácidos, se
extrae con HCl 10% (2×15 ml); queda una fase acuosa ácida (6) y una fase orgánica (6’). La fase
acuosa ácida (6) se alcaliniza con NaOH 20% y se extrae con CH2Cl2 (2×15 ml), obteniéndose la fase
orgánica (7’). Ésta se lava con agua, se seca con MgSO4 (anh), se elimina el desecante por
filtración y luego el solvente a presión reducida, obteniéndose el residuo D (aminas
insolubles en agua). La fase orgánica (6’) se lava con agua (2×15 ml), se seca y se filtra. Se
elimina el solvente y se obtiene el extracto E (componentes neutros).
Química Orgánica (Cs. Biológicas)
34
Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA.
Esquema 1
Mezcla + CH2Cl2 (1)
NaHCO3 (s.s.)
fase acuosa (2)
fase orgánica (2')
1) HCl 10 % (pH = 2)
2) CH2Cl2
NaOH 10%
fase acuosa (4)
fase orgánica (3')
1) HCl 20 % (pH = 5)
2) CH2Cl2
1) Lavar con agua
2) MgSO4 (anh.)
3) Evaporar svte
fase acuosa (3)
Residuo B (ácidos)
fase orgánica (4')
continúa abajo
fase orgánica (5')
fase acuosa (5)
1) Lavar con agua
2) MgSO4 (anh.)
3) Evaporar svte
Residuo C (fenoles)
fase orgánica (4')
HCl 10%
fase acuosa (6)
1) NaOH 20 % (pH = 12)
2) CH2Cl2
fase orgánica (6')
Residuo E (neutros)
fase orgánica (7')
fase acuosa (7)
1) Lavar con agua
2) MgSO4 (anh.)
3) Evaporar svte
Residuo D (Básicos)
Química Orgánica (Cs. Biológicas)
35
Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA.
3.2.- Análisis de los componentes de la mezcla por cromatografía en capa delgada
Una vez aisladas y purificadas las sustancias que componen la mezcla, se
sembrarán las mismas en microplacas de sílica gel. En cada placa se sembrarán separadamente las dos
sustancias a los costados y la mezcla original en el centro. Las manchas deben ser de 3 mm de
diámetro cada uno y deben estar a 0,5 cm del borde inferior de la placa y del borde lateral de la placa.
Para desarrollar las placas, se colocarán éstas en microcubas, que contengan
1 o 2 mm de solvente en el fondo, de manera tal que al colocar la placa, el solvente no cubra la zona
sembrada de la placa.
En primer lugar, se desarrollarán o (correrán) las placas en cubas con
solventes y mezclas de ellos de polaridad creciente (como mínimo utilizar 4 solventes). Se debe dejar
la microplaca en la cuba hasta que el solvente suba, por capilaridad, hasta 0,5 cm del borde superior
de la placa, marcando este límite superior.
Luego del desarrollo cromatográfico, se deja evaporar el solvente de cada
placa al aire y se revela sucesivamente con luz visible, UV (254 y 366 nm) y en cámara de I2. Se
dibujarán las microplacas obtenidas en el cuaderno, se calcularán los valores de Rf de cada uno de las
sustancias y se relacionará con la polaridad del solvente.
Se deberá encontrar un solvente o sistema de solventes en el cual los valores de Rf de las dos
sustancias que componen la mezcla oscilen entre 0,3 y 0,7 y además las manchas de cada uno de los
componentes aislados tengan un ∆Rf > 0,2.
A continuación se procederá a identificar cada unos de los componentes aislados por
comparación con patrones disponibles.
Si surgen dudas en la identificación debe variarse la composición del solvente de manera tal
de poder comprobar la identidad de los compuestos por c.c.d.
Química Orgánica (Cs. Biológicas)
36
Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA.
4. CUESTIONARIO
Extracción
1) Una mezcla constituida por los siguientes productos se sometió a los tratamientos que se
indican a continuación:
CO2CH3
CO2H
NH2
OH
N
CH3
Cl
O
a) ¿Cuál de los cuatro compuestos es A y en qué se basa su separación de los otros compuestos.
b) Indique un esquema de separación que permita aislar los compuestos B, C y D.
mezcla
1) éter
2) Solución de NaHCO
fase acuosa 1
3
fase etérea 1
1)HCl 5% frío
-éter
2)éter
fase etérea 2
fase acuosa 2
compuestos B, C, D.
- éter
compuesto A
2) Separe por métodos convenientes la siguiente mezcla de compuestos, de forma tal que
obtenga cada uno por separado.
OH
O
NHCH3
O
CH3
CO2H
H3C
CH3
O
1
2
3
4
3) Utilizando métodos extractivos, proponga un esquema de separación de los componentes de la
siguiente mezcla (debe llegar a obtenerlos puros):
Química Orgánica (Cs. Biológicas)
37
Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA.
H3CO
HO2C
O
OCH3
OCH3
O
O
B
A
NH2
C
OH
CO2H
CHNH2
CH3
HO
O
D
E
OCH3
4) Defina constante de partición. ¿De qué factores depende? ¿Por qué es conveniente hacer n
extracciones de volumen V y no una sola extracción de volumen n. V?
5) ¿Qué precauciones debe tener cuando trabaja con éter?
Cromatografía en capa delgada
6) ¿Qué se entiende por cromatografía? ¿Cuántos tipos de técnicas cromatográficas se pueden
distinguir en base a la naturaleza de la fase móvil y de la fase estacionaria?
7) ¿Cuáles son las principales aplicaciones de la c.c.d?
8) ¿En qué se basa la cromatografía de adsorción? Nombre los adsorbentes más comunes y
ordénelos según su poder de adsorción creciente.
9) Nombre los solventes más comunes y ordénelos de acuerdo con su polaridad creciente (serie
elutrópica).
10) Ordene los siguientes solventes de acuerdo con su poder de elución creciente en sílica:
a) Diclorometano, tolueno, hexano, isopropanol
b) Acetona, ciclohexano, ácido acético, acetato de etilo, benceno, metanol.
11) ¿Cómo influyen la polaridad de los compuestos a separar y la naturaleza del adsorbente y del
disolvente en la retención?
12) Conteste las siguientes preguntas, justificando detalladamente:
a) ¿Qué diferencias hay entre cromatografía analítica y preparativa?
b) Si las sustancias que va a analizar son incoloras, ¿Cómo las visualiza sobre la placa?
c) ¿Qué es un revelador? Indique por lo menos cuatro.
d) ¿Qué es un revelador universal? ¿y uno específico? Dé ejemplos.
13) Sobre una placa de sílica se sembraron los compuestos siguientes:
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COOH
n-pentano
A
B
C
COOH
O
OH
O
E
NH2
F
D
O
OH
La c.c.d se desarrolló en cloroformo y se reveló por carbonización, dando el resultado que se
detalla más abajo. Considerando estos datos indique qué se sembró en cada punto I...V. Justifique
todas sus respuestas.
I
II
III IV V
VI
14) Dadas las siguientes afirmaciones, conteste a c/u si es Verdadera o Falsa y justifique:
a) Por cromatografía en capa delgada se pueden obtener puros los componentes de una mezcla
de colesterol, ácido benzoico y cloruro de metileno.
b) Una sustancia A, que en c.c.d. sobre sílica con benceno da Rf = 0,7, al usar benceno-metanol
1 : 1 dio Rf = 1,2.
15) Los compuestos A, B, C, D y E se sometieron a una cromatografía de adsorción en capa
delgada de sílica gel:
A
OH
B
C
CHO
CO2H
D
CHO
E
OH
HO
OH
Química Orgánica (Cs. Biológicas)
OH
OH
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Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA.
Utilizando tolueno:etanol (3:1) como solvente de desarrollo se obtuvo el cromatograma que se
indica a continuación:
.
1
.
2
.
3
.
4
.
5
Conteste cuál Rf corresponde a cada sustancia. Justifique brevemente.
Química Orgánica (Cs. Biológicas)
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Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA.
Parte B_ Espectroscopía.
1.- Objetivos:
Introducción de los principios básicos para adquirir espectros de IR y UV, utilizando los
equipos disponibles.
Aplicación del entrenamiento en análisis de espectros adquirido en la Parte A de Química
Orgánica Ciencias Biológicas. Utilización de los espectros de IR y UV obtenidos en los turnos de
trabajos prácticos y los espectros de RMN suministrados por los docentes para la determinación de la
identidad de una sustancia incógnita.
2.- Introducción:
En la actualidad, los métodos espectroscópicos ocupan un lugar
predominante en el análisis de sustancias orgánicas, ya sea que provengan de fuentes naturales o
sintéticas. Si bien en algunos casos la utilización de espectros como única herramienta no permite
determinar la identidad de un compuesto, su versatilidad, y rapidez hacen de los mismos aliados
valiosos, y en algunos casos, indispensables, para el científico moderno. Los conocimientos teóricos
necesarios para llevar a cabo esta práctica ya han sido incorporados en la Parte A.
3.- Parte experimental
Esta práctica se realizará en grupos de tres personas. Deberán analizar
espectroscópicamente la muestra incógnita cuyo punto de fusión se determinó en el TP 3 (Consultar
con el docente cuál de las tres muestras que poseen va a ser utilizada en este T.P.)
3.1.-Realización del espectro de IR.
Se analizará la solubilidad de la muestra en diferentes solventes a fin de
determinar la posibilidad de realizar el IR en film sobre pastilla de KBr. También se deberá explorar
la solubilidad de la muestra en ácidos y bases con el objeto de determinar si será necesario o no medir
los espectros UV en condiciones ácidas o alcalinas.
Los alumnos discutirán con el docente la mejor opción para la elección del solvente apropiado
para la formación del film para la adquisición del espectro IR. Dicho solvente no debe contener restos
de agua, ni debe disolver el KBr a efectos de no dañar la pastilla.
La sustancia una vez disuelta se deposita sobre la pastilla de KBr con ayuda
de una pipeta Pasteur, evaporando el solvente entre agregado y agregado hasta lograr una capa de
sustancia en forma de film sobre la superficie de la pastilla, terminando de eliminar el solvente con
aire caliente (se puede utilizar un secador de pelo).
La muestra así preparada se introduce en el espectrómetro de FT-IR y se
adquiere el espectro correspondiente, que será analizado por los alumnos.
3.2.- Realización de espectros ultravioleta.
3.2.1.-Espectro UV de una muestra incógnita.
Utilizando los datos de solubilidad obtenidos en la parte 3.1.-, se realizará
una solución diluida de la muestra en un solvente conveniente. Dicho solvente no debe interferir con
la adquisición del espectro UV. Las disoluciones que suelen resultar apropiadas para la adquisición
de los espectros están en el orden de 10-4 molar. Dado que no se conoce la identidad del compuesto
estudiado y por lo tanto no se conoce su peso molecular, se preparará una solución lo más diluida
posible (no más de un pequeño cristal en 10 ml de solvente), y se determinará su espectro utravioleta.
Si la muestra demostró poseer características ácidas o básicas, medir el
espectro correspondiente después del agregado de base o de ácido, según corresponda.
3.3.-Determinación de la identidad de la muestra incógnita.
Solicite al docente el espectro de RMN-1H de la muestra analizada y
determine la mayor cantidad posible de datos acerca de su estructura.
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Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA.
4.-CUESTIONARIO
1.- Se dispone de los datos espectroscópicos de tres isómeros. En función de dichos datos indique
cuales de ellos corresponden a los distintos isómeros que se presentan a continuación e indique
qué relación de isomería guardan entre sí:
NO2
COOH
NO2
CH3
CH3
A
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NH2
B
C
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2.- Se cuenta con tres botellas conteniendo un líquido incoloro cuyo rótulo ha sido extraviado. Se
sabe que se trata de acetona, 3-pentanona y metilisopropil cetona. Indique que espectroscopia sería la
más indicada para determinar la identidad del líquido contenido en cada recipiente, fundamentando
claramente su elección y el descarte de otras espectroscopias posibles.
3.- Indique en base al análisis espectroscópico qué espectro corresponde a cada estructura,
justificando las asignaciones mediante tablas.
H
O
O
OH
NH2
A
B
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C
D
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4.- A continuación se muestran los espectros de los siguientes productos naturales: alcanfor,
tripalmitina, testosterona y aspartamo (un terpeno, un triglicérido, un esteroide y un péptido. Realice
una búsqueda bibliográfica que le proporcione las estructuras correspondientes en caso de no
conocerlas y determine a cuál de ellos corresponden los siguientes espectros.
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5.- El mirtenol y la fenchona son dos terpenos naturales, cuya fórmula y espectros de IR se muestran a
continuación:
CH2OH
O
Mirtenol
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Fenchona
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Asigne el IR que corresponde a cada estructura indicando que datos de los mismos utilizó para
realizar dicha asignación.
6.- La mentona y la pulegona son dos terpenos monocíclicos cuya estructura es la siguiente:
O
Mentona
O
Pulegona
¿Pueden ser distinguidos utilizando espectroscopia ultravioleta? En caso de respuesta afirmativa,
justifique identificando las transiciones observadas en cada caso. Si la respuesta es negativa proponga
el tipo de espectroscopia que crea más adecuada, fundamentando claramente su elección.
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TRABAJO PRÁCTICO Nº3
REACCIONES. ANÁLISIS FUNCIONAL ORGÁNICO CUALITATIVO
PUNTO DE FUSIÓN
Parte A_ Reacciones de Reconocimiento.
En este trabajo práctico se llevarán a cabo muchas de las reacciones estudiadas en la Parte A. Se
compararán las diferentes reactividades de varios grupos funcionales, a fin de reforzar la comprensión
de las reacciones involucradas. Se desea identificar un compuesto desconocido mediante un proceso
deductivo, a través de sus propiedades físicas (punto de fusión, ebullición, solubilidad en agua o éter
etílico, datos espectroscópicos) y químicas (propiedades ácido-base, ensayos de reconocimiento de
grupos funcionales y ensayos de diferenciación o clasificación).
Como se tratará en posteriormente, algunos de los ensayos aplicados en este TP también constituyen
el fundamento de reveladores selectivos para placas cromatográficas, como: 2,4-dinitrofenilhidrazina;
cloruro férrico, etc.
Cada alumno (o par de alumnos) recibirá dos compuestos incógnita, cuya identidad será deducida por
medio del Experimento I (diagrama I) o el Experimento II (diagramas II y III), según indique el
docente (de acuerdo con los grupos funcionales presentes en la molécula).
Cada ensayo debe realizarse:
i)
ii)
sobre un compuesto conocido que se sabe que da una señal positiva clara (testigo).
en ausencia de cualquier compuesto (sólo con solvente, si fuera necesario), siguiendo el
procedimiento completo para observar qué ocurre al mezclar y reaccionar solamente los reactivos
involucrados en el ensayo (blanco),
iii) sobre la muestra incógnita y comparar con testigo y blanco. Deducir si el resultado del ensayo es
positivo o negativo.
El orden de los ensayos en cada diagrama tiene una secuencia lógica tal que evita falsos positivos y
resultados ambiguos, previniendo también procedimientos innecesarios que no son aplicables cuando
las reacciones precedentes dieron resultados negativos.
Bibliografía:
Griswold, J. R., Rauner, R. A. J. Chem. Ed. 1991, 68 418-420.
Cooley, J. H., Williams, J. H. J. Chem. Ed. 1999, 76 1117-1120.
Química Orgánica (Cs. Biológicas)
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Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA.
Experimento I
En este experimento los compuestos desconocidos se limitan a: alcanos, alquenos, halogenuros de
alquilo, alcoholes (primarios y secundarios, terciarios) y éteres. Se sigue el procedimiento indicado en
el Diagrama I. Como no se conocen buenos ensayos de reconocimiento para alcanos o éteres, la
presencia de estos grupos funcionales se deduce a través de la solubilidad en ácido sulfúrico,
resultados negativos en otros ensayos, y eventualmente por espectros IR y RMN.
La identidad del compuesto incógnita se deduce de los resultados de los ensayos, en combinación con
el punto de fusión y datos espectroscópicos, contando con una lista de compuestos posibles.
DIAGRAMA I – ALCANOS, ALQUENOS, HALOGENUROS DE ALQUILO, ALCOHOLES Y
ÉTERES
compuesto A
Soluble en
agua
NO
Alcano, alqueno,
halogenuro de alquilo,
alcohol (>C-5), éter (>C-5)
NO
Positivo
Beilstein,
AgNO3, o NaI
en acetona
alcohol (<C-5), éter (<C-5)
Soluble/Reacciona
en H2SO4 (c)
SI
Alcano, halogenuro
de alquilo
Soluble en
éter
NO
Alqueno,
alcohol, éter
Positivo ensayo
de Baeyer o Br2
Alqueno
SI
SI
Muy polar,
más de un grupo
OH
Sólo un
grupo OH
Positivo ensayo
de nitrato cérico
Alcohol
Positivo ensayo
de nitrato cérico
Alcohol
Halogenuro de
alquilo
Clasificación por:
CrO3 (1º, 2º)
Lucas (1º, 2º, 3º)
Clasificación por:
CrO3 (1º, 2º)
Lucas (1º, 2º, 3º)
Experimento II
En este experimento se introducen aldehídos, aminas, amidas, ácidos carboxílicos, ésteres, cetonas y
fenoles. El procedimiento a seguir se indica en los Diagramas II y III.
Química Orgánica (Cs. Biológicas)
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Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA.
El compuesto incógnita se identifica por los ensayos de solubilidad, de grupos funcionales y su punto
de fusión o ebullición, así como datos espectroscópicos.
DIAGRAMA
FENOLES
II – ÁCIDOS, ALDEHÍDOS, AMIDAS, AMINAS, CETONAS, ÉSTERES Y
compuesto B
Soluble en
agua
NO
SI
Controlar
pH
Ir a Diagrama III
Aldehído, amida,
éster, cetona
Ácido, fenol
Reacciona en
NaHCO3 5%
NO
Fenol
SI
Ácido
Básic
o
Neutr
o
Ácido
Amina
Ensayo
2,4-DNFH
NO
SI
Éster,
amida
Ensayo
con FeCl3
Aldehído,
cetona
Clasificar por:
- Hinsberg
Ensayo de
Tollens
Diferenciar por ensayo de
ácidos hidroxámicos en
EtOH y en propilenglicol
NO
Cetona
Clasificar
por
iodoformo
Química Orgánica (Cs. Biológicas)
SI
Aldehído
Clasificar
por
Fehling
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DIAGRAMA III – ÁCIDOS, ALDEHÍDOS, AMIDAS, AMINAS, CETONAS, ÉSTERES Y
FENOLES INSOLUBLES EN AGUA
compuesto B
Soluble / reacciona
en HCl 5%
NO
SI
Amina
Ácido, aldehído, amida, éster.
cetona, fenol
Soluble / reacciona
en NaOH 5%
SI
NO
Aldehído, amida,
cetona, éster
Clasificar por:
- Hinsberg
Ácido,
fenol
Reacciona en
NaHCO3 5%
Ensayo
2,4-DNFH
NO
Fenol
NO
SI
Ácido
SI
Amida,
éster
Aldehído,
cetona
Ensayo
con FeCl3
Ensayo de
Tollens
Diferenciar por
ensayo de ác.
hidroxámicos en
EtOH y en
propilenglicol
NO
Cetona
Clasificar
por
iodoformo
SI
Aldehído
Clasificar
por
Fehling
Química Orgánica (Cs. Biológicas)
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Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA.
Ensayos Cualitativos
1) Solubilidad en agua: Colocar 3 ml de agua en un tubo de hemólisis, agregar 5 gotas (o
una punta de espátula) de la muestra y agitar durante 1 minuto. Si algo del compuesto
permanece como una fase separada, se considera insoluble a temperatura ambiente.
Generalmente, los compuestos monofuncionles de hasta 4 átomos de carbono (hasta 5 si son
alcoholes) son solubles en agua.
2) Solubilidad en HCl 5%: Se repite el ensayo de solubilidad en agua descripto
anteriormente usando HCl 5% en lugar de agua.
3) Solubilidad en NaHCO3 5%: Se repite el ensayo de solubilidad usando una solución de
NaHCO3 en vez de agua y se observa si hay desprendimiento de de anhídrido carbónico.
4) Solubilidad en H2SO4 (c): Se colocan 0,5 ml de la muestra en un tubo de ensayo y se
agregan 2 ml de H2SO4 (c), se agita y se deja reposar. Se observa.
5) Ensayo de Beilstein: Consiste en introducir un alambre de cobre (asegurarse que la
superficie esté limpia quemándolo a la llama previamente dejándolo enfriar) en la muestra
líquida (o en una solución de la muestra sólida) y luego acercarlo a la llama. Al quemarse la
película de muestra sobre el alambre se formaran halogenuros cuprosos que le dan color verde
brillante a la llama. Los derivados de fluor no dan color y existen numerosas interferencias.
Para los posteriores ensayos de reconocimiento, se debe tener en cuenta que si la sustancia
incógnita no es soluble en el medio de reacción, la misma se solubilizará en un solvente que no
interfiera con el ensayo a realizar
6) Nitrato de plata en etanol: A 2 ml del reactivo se agregan 2 gotas de sustancia (ó 50 mg).
Si no aparece precipitado luego de 5 minutos a temperatura ambiente se calienta en baño de
agua a ebullición durante 10 minutos y se observa si hay aparición de precipitado. Si hay
precipitado, observe el color.
7) Ioduro de sodio en acetona: A 1 ml de reactivo se agregan 2 gotas de una solución de la
muestra en acetona. Se agita y se deja estar durante 3 minutos. Si no hay aparición de
precipitado, y la solución se mantiene sin ningún cambio, se calienta en baño de agua a 50°C
durante 5 minutos. Se enfría a temperatura ambiente y se observa si hubo reacción.
Los bromuros primarios producen precipitado dentro de los primeros 3 minutos a temperatura
ambiente. Si aparece precipitado solo después de calentar, puede tratarse de un cloruro
primario o secundario, o de un bromuro secundario o terciario. Los cloruros terciarios no
reaccionan en estas condiciones.
(Reactivo: 15 g de ioduro de sodio disueltos en 100 ml de acetona.)
8) Test de Baeyer (Oxidación con permanganato): Se disuelven 0,1 ml o 50 mg de la
sustancia en 2 ml de agua y se agrega gota a gota una solución acuosa al 2% de KMnO4. El
ensayo se considera positivo cuando se decoloran mas de 3 gotas del reactivo. Los grupos con
propiedades reductoras interfieren en este ensayo.
9) Bromo en tetracloruro de carbono: Se disuelven 0,1 ml (o 100 mg) de la sustancia en 2
ml de CCl4 y se añade gota a gota una solución de bromo 2% en el mismo solvente hasta que
el color persista durante 1 minuto. Se observa la cantidad gastada. Se investiga además la
presencia de vapores de ácido bromhídrico acercando a la boca del tubo otro tubo de ensayos
Química Orgánica (Cs. Biológicas)
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Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA.
con NH3 (c), observando si hay formación de humos blancos. El ensayo se considerará
positivo si se consumen más de 2 gotas del reactivo y si no hay desprendimiento de HBr.
Nota: El desprendimiento de HBr indica que ha ocurrido una reacción de sustitución y no de
adición debida, posiblemente, a la presencia de sustancias aromáticas reactivas (fenoles,
aminas, etc.) o de compuestos que poseen grupos metilénicos activados (aldehídos, cetonas,
etc.).
10) Nitrato cérico: En un tubo de ensayos se diluyen 0.5 ml del reactivo con 3 ml de agua. Se
agregan 4 a 5 gotas de la muestra, se agita y se observa el cambio de color. Si la muestra no es
soluble en agua se usa dioxano en vez de ésta. Una prueba positiva para un alcohol queda
indicada por un por un cambio en el color del reactivo de amarillo a rojo. Los fenoles dan en
solución acuosa un precipitado que va de color café a café verdoso; en dioxano se forma una
coloración que va de rojo intenso a café.
(Reactivo: Se disuelven 200 g de nitrato cérico amónico [(NH4)2Ce(NO3)6] en 500 ml de
ácido nítrico 2 N.). Este ensayo no se llevará a cabo.
11) Oxidación suave de alcoholes (CrO3/H2SO4): Colocar 5 gotas de la muestra en un tubo
de ensayo y agregar 1 ml de acetona, luego, agitando, se agrega una gota del reactivo. La
aparición de un color verde indica la presencia de un alcohol primario o secundario. Los
alcoholes terciarios no reaccionan.
Los residuos de este ensayo SON TOXICOS, pregunte al docente DONDE
ELIMINARLOS.
12) Ensayo de Lucas (diferenciación de alcoholes 1°, 2° y 3°): A 1 ml de la sustancia
colocada en un tubo de ensayo se agrega 1 ml de reactivo, se tapa, se agita vigorosamente
durante 1 minuto y luego se deja en reposo.
Con los alcoholes terciarios se observa casi inmediatamente la separación de 2 fases, lo cual
se manifiesta como opalescencia. Los alcoholes secundarios reaccionan dentro de los 5
minutos. Los primarios dan negativo este ensayo. Los alcoholes primarios superiores no se
disuelven en el reactivo.
(Reactivo: Se disuelven 136 g de ZnCl2 (anh) en 105 g de HCl (c).)
13) Ensayo de cloruro férrico: Se disuelven 30 mg se sustancia en 1 ml de agua o en una
mezcla de agua-etanol y se agregan hasta 3 gotas del reactivo.
Una coloración rojo, púrpura, azul o verde indica un resultado positivo. Algunos fenoles
como la hidroquinona, el guayacol, los ácidos m- y p-hidroxibenzoicos, sus ésteres, el 2,6diterbutil-p-cresol, el α y β-naftol y algunos nitrofenoles dan negativo este ensayo.
(Reactivo: Solución acuosa 2,5% de cloruro férrico.)
14) 2,4-dinitrofenilhidracina: A 3 ml del reactivo se agrega una punta de espátula o 2 gotas
de la muestra y se agita vigorosamente. La aparición de un precipitado indica un resultado
positivo. Si no se forma inmediatamente se deja en reposo 15 minutos. A veces el precipitado
es en principio aceitoso pero cristaliza con el tiempo. Si el grupo carbonilo esta impedido
estericamente este ensayo puede dar negativo.
(Reactivo: Se disuelve 1 g de 2,4-dinitrofenilhidracina en 7,5 ml de ácido sulfúrico
concentrado y se diluye a 250 ml con agua.)
15) A) Ácidos hidroxámicos para ésteres: Para realizar este ensayo, la muestra debe dar
negativo el ensayo del cloruro férrico.
Se disuelve (o suspende) 1 gota (o 50 mg) de sustancia en 1 ml de reactivo y se agregan 0,2
ml de NaOH 6N. Se calienta a ebullición, se deja enfriar durante 30 segundos y se agregan 2
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Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA.
ml de HCl 6N. Si la solución es turbia deben agregarse 2 ml de etanol. Se añade entonces una
gota de solución de cloruro férrico 5% y se observa el color. Un color rojizo o violáceo indica
un resultado positivo; si el color no persiste se continúa agregando solución de cloruro férrico
hasta que el color sea estable.
(Reactivo: Solución de clorhidrato de hidroxilamina 0,5N en etanol.)
B) Ácidos hidroxámicos para amidas: Para realizar este ensayo, la muestra debe dar
negativo el ensayo del cloruro férrico.
Se colocan 30 mg (o 1 gota) de sustancia en un tubo de ensayos y se agregan 2 ml de reactivo
y 1 ml de hidróxido de potasio 1 M en propilenglicol. Se calienta la mezcla a ebullición
durante 2 minutos, se enfría y se agregan 5 gotas de solución de cloruro férrico 5 %. El
desarrollo de un color rojo o violeta indica un resultado positivo.
Los ésteres y anhídridos dan positivo este ensayo.
(Reactivo: Solución de clorhidrato de hidroxilamina 1M en propilenglicol)
16) Ensayo de Tollens (aldehídos): Se agregan 30 mg (o 1 gota) de sustancia a 2 ml del
reactivo recién preparado colocado en un tubo de ensayos bien limpio. Se agita y se deja estar
durante 10 minutos, si no hay aparición de precipitado se coloca el tubo en un baño de agua a
35° durante 5 minutos. Un precipitado o la formación de un espejo de plata indican un
resultado positivo. Los aldehídos dan positivo este ensayo, las cetonas no reducen el reactivo.
Otros grupos reductores interfieren en este ensayo.
( Reactivo: A 2 ml de nitrato de plata 5% se añaden 2 gotas de NaOH 5%, se agita el tubo y
se agrega solución de hidróxido de amonio 2N gota a gota hasta resolubilización del
precipitado.)
17) Ensayo de yodoformo (metilcetonas): A una gota de líquido (o a un cristalito) se
agregan 3 ml de reactivo y 1 ml de NaOH 30%. La aparición instantánea de un precipitado
amarillo indica resultado positivo y por ende la presencia de una metilcetona. Si el precipitado
tarda en aparecer significa que la sustancia debe oxidarse antes de formar el yodoformo (por
ejemplo metilalcoholes).
(Reactivo: A 12,7 g de yodo suspendidos en 1000 ml de agua se agrega ioduro de potasio (o
de sodio) hasta total disolución del yodo.)
18) Ensayo de Fehling: A 1 ml de una solución de la muestra se le agregan 5 ml del reactivo.
El reactivo se prepara en el momento mezclando volúmenes iguales de la solución A y la
solución B.
Un cambio de color de la solución y la aparición de un precipitado rojo indica señal positiva.
(Reactivos: Solución A: 34,6 g de sulfato de cobre hidratado en 500 ml de agua
Solución B: 173 g de tartrato de sodio y potasio mas 70 g de NaOH en 500 ml
agua.)
19) Test de Hinsberg (diferenciación de aminas 1°, 2° y 3°): En un tubo de ensayos se
colocan 50 mg (o 2 gotas) de sustancia, se agregan 5 gotas de cloruro de bencenosulfonilo y 4
ml de NaOH 10%. Se agita la suspensión durante 3-5 minutos, se añade HCl 6N gota a gota
hasta acidez. Si hay precipitado, lo cual indica la presencia de una amina primaria o
secundaria, se filtra y se lava con agua caliente. Los clorhidratos de algunas aminas pueden
precipitar en estas condiciones, pero el precipitado desaparece al lavar con agua caliente. Si
no hay formación de precipitado, la amina es terciaria.
El precipitado se suspende en 2 ml de agua, se agregan 2 lentejas de KOH y se calienta
suavemente. En caso de una amina primaria el precipitado se disuelve, si la amina fuese
secundaria no se observa disolución.
Química Orgánica (Cs. Biológicas)
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Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA.
CUESTIONARIO
1) ¿Qué entiende por ensayo sencillo?
2) Distinguir mediante ensayos sencillos:
Br
Br
CH3
Br
3) Un compuesto A, que produce un precipitado amarillo con AgNO3, reacciona con hidróxido de
sodio en etanol, para dar un compuesto B. B da positivo el ensayo de Lucas sólo por calentamiento.
Por tratamiento de B con CrO3/H2SO4, se obtiene C (C7H6O2), que resulta soluble en hidróxido de
sodio diluído.
Por tratamiento de A con Br2/Fe, se obtiene D como producto mayoritario, que presenta en su
espectro RMN-1H, las siguientes señales:
singulete (2H) δ : 4,4 ppm
doblete (2H) δ : 7,0 ppm
doblete (2H) δ : 7,5 ppm
Deduzca las estructuras de A, B, C y D. Formule las reacciones involucradas.
4) Un compuesto A (C6H10), que decolora una solución de permanganato de potasio diluido y frío,
produce un compuesto B al ser tratado con Br2/H2O. B da positivo el ensayo de Beilstein, y también
reacciona con sodio metálico, liberando un gas. Por ozonólisis reductiva de A, se obtiene como único
producto un dialdehído C.
a) Proponga estructuras para A, B, y C, justificando los datos.
b) ¿Cómo reaccionará B con AgNO3/Etanol?
c) ¿Qué señal de importancia presentará el espectro I.R. de B?
d) Discuta si el compuesto B así obtenido presenta actividad óptica; escriba un diasterómero.
5) Dados los siguientes compuestos:
Cl
CH3
HO
OH
C
CH3
CH3
Cl
CH3
Br
CH3
HO
Indique cuáles forman parte de una mezcla ternaria que tiene las siguientes propiedades:
a) Es totalmente insoluble en agua.
b) Decolora Br2/CCl4 en la oscuridad.
c) Da positivo CrO3/H2SO4.
d) Es parcialmente soluble en NaOH diluido.
e) Con AgNO3/EtOH en frío da (-) y en caliente da (+).
6) Analice si las siguientes afirmaciones son V o F - explique porqué -.
a) La reacción con H2SO4 fumante permite distinguir benceno de ciclohexeno.
Química Orgánica (Cs. Biológicas)
C
59
CH3
Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA.
b) La reacción en NaOH diluido permite distinguir entre:
CH3
OH
HO
C
CH3
CH2OH
(CH2)7
CH3
CH3
c) El ensayo con el reactivo de Lucas permite diferenciar entre el 1-pentanol y el 4-amino-2metil-2-butanol.
7) Los compuestos A, B y C tienen la misma fórmula molecular (C9H9OBr). Sólo B y C son solubles
en NaOH 5 % y precipitan inmediatamente en AgNO3/EtOH, mientras que A reacciona con
CrO3/H2SO4 dando un precipitado verde. Los tres reaccionan con KMnO4 diluido en frío. Por otra
parte B y C con KMnO4 en caliente dan el mismo compuesto D que da negativo el test de Beilstein.
B presenta isomería cis/trans mientras que C no. D puede obtenerse a partir de un compuesto E por
reacción con CrO3/H2SO4. E es soluble en agua, tiene fórmula (C7H8O2) y da el ensayo de Lucas
positivo.
En los espectros I.R. en la zona entre 600 y 1000 cm-1, se observa para A dos bandas a 700 y
780 cm-1, mientras que para B y C solo se observa una a 820 cm-1.
Proponga estructuras posibles para A, B, C, D, y E, y justifique los resultados de los ensayos.
8) A (C9H12O) responde a la siguiente serie de reacciones.
a) Na : lenta evolución de burbujas.
b) Tratamiento con Ac2O, H+ : olor agradable.
c) CrO3, SO4H2 : color azul verdoso inmediatamente. El compuesto orgánico obtenido presenta
un singulete que integra para 3 H en δ = 2.2.
d) H2O : insoluble; NaOH : ins.; NaHCO3 : ins.; HCl (d) : insoluble .
e) MnO4-, H+, calor : produce B, ppdo. blanco, insoluble en agua, soluble en NaOH 10 % y en
NaHCO3 10 %. B presenta señales en el RMN 1H a δ = 7,25 y 12,1.
f) Br2/ Cl4C, oscuridad : no decolora.
g) Produce rotación de la luz polarizada.
h) C, isómero de A también es ópticamente activo. Tiene el mismo comportamiento que A salvo
que la reacción con Na es más rápida y el compuesto aislado en c) no da el singulete en δ =2,2. Por
oxidación suave con KMnO4 dio D (C9H10O2), soluble en NaOH, que libera CO2 con CO3H-. D
presenta señales en δ = 12, δ = 7,2 y δ ≤ 3. En I.R. se detectaron dos bandas fuertes en 700 y 750 cm1. Además produce la rotación de un haz de luz polarizada.
i) Deduzca cuál es la estructura de los compuestos A, B, C y D. Escriba las reacciones utilizadas
en cada test.
ii) Describa el espectro de RMN - 1H de D en la zona alifática.
iii) ¿Por qué no se utilizó el ensayo de Lucas?
a) Determine que etiqueta le debe colocar a cada uno de los frascos, explicando los test
utilizados.
b) ¿Para cuál de los compuestos le sería útil el espectro I.R., en cuanto a la determinación
estructural y por qué?
9) Un compuesto de fórmula C9H9O2Br presenta las siguientes características:
Química Orgánica (Cs. Biológicas)
60
Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA.
es soluble en NaOH 5 %.
Da un precipitado amarillo al ser tratado con 2,4-dinitro-fenilhidrazina.
Da negativo el ensayo de Fehling.
Da positivo el ensayo de NaI/Acetona.
Su espectro IR. Presenta una banda entre 3500-3300 cm.-1.
Su espectro RMN-1H presenta las siguientes señales:
δ : 2,85 (2H, t)
δ : 3,35 (2H, t)
δ : 7,57 (2H, d)
δ : 7,80 (2H, d)
δ : 5-6 (1H, banda ancha)
a) proponga una estructura compatible con estos datos.
b) Escriba todas las reacciones involucradas.
c) Justifique todos los datos espectroscópicos.
10) Diferenciar los siguientes compuestos entre si, mediante ensayos sencillos Presente los resultados
en forma de tabla:
H3 C
a)
OH
O
O
O
H3 C
OH
O
HO
O
b)
O
O
progesterona
HO
aldosterona
OH
HO
estradiol
colesterol
OH
O
testosterona
11) Un compuesto A (C8H9Cl) da positivo el test de NaI/Acetona rápidamente, y presenta en su
espectro I.R., entre otras, dos bandas fuertes a 700 cm-1 y 750 cm-1. A reacciona con NH3 para dar
un compuesto B. Por reacción de B con C (C8H7ClO), se obtiene un compuesto D. C reacciona
rápidamente con agua para dar E, el cual resulta soluble en NaOH 5 %. El espectro de RMN-1H de E
presenta, entre otras señales, 2 dobletes deformados entre δ : 7,2 y 7,8.
Sabiendo que D da positivo el test de ácidos hidroxámicos, plantee las estructuras de A, B, C, D
y E, consistentes con los datos, y formule las reacciones involucradas. ¿Qué esperaría observar al
aplicar el ensayo de Hinsberg sobre B? ¿Podría diferenciar A de C por el ensayo de AgNO3/Etanol?
Química Orgánica (Cs. Biológicas)
61
Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA.
12) Un frasco contiene una mezcla de tres de los siguientes compuestos : acetato de sodio; urea; ßnaftol; ácido cinámico; benzofenona; p-metoxianilina. En base a los siguientes resultados
experimentales, conteste: ¿Cuál es la composición de la mezcla? Justifique
a) La mezcla resultó totalmente insoluble en agua.
b) La mezcla resultó totalmente soluble en éter.
c) La mezcla fue parcialmente soluble en NaOH 5 %.
d) La mezcla fue parcialmente soluble en HCl 5 %.
e) La mezcla fue totalmente insoluble en NaHCO3.
13) Un compuesto A (C17H14O5), que resultó insoluble en agua, pero soluble en NaOH diluido, dio
positivo el ensayo de ácidos hidroxámicos. Por calentamiento de A con NaOH acuoso y posterior
acidificación, se obtuvieron dos compuestos B y C.
El compuesto B dio positivo los ensayos con I2/NaOH y 2,4-dinitro-fenilhidrazina; y mostró en
su espectro I.R., entre otras, una banda ancha a 3500-3300 cm-1 y una señal fuerte a 820 cm-1. B dio
negativo el ensayo de Tollens, y no resultó soluble en solución diluida de NaOH.
El compuesto C (C8H6O4) resultó soluble tanto en NaOH diluido como en NaHCO3 diluido.
Por calentamiento de C, se obtuvo D (C8H4O3), que dio positivo el test de ácidos hidroxámicos.
Proponga estructuras para A, B, C y D, que sean compatibles con los datos experimentales.
Escriba las reacciones enunciadas, justificando los resultados obtenidos.
14) Un compuesto A (C9H8O2), reacciona con CrO3 en medio ácido para dar B. A presenta en su
espectro I.R., entre otras, una banda a 820 cm-1. Por tratamiento de B con SOCl2 se obtiene C, el
cual reacciona vigorosamente con agua para regenerar B. El tratamiento de C con D (C3H8O) en
medio ácido a reflujo, produce E. Teniendo en cuenta los datos de la tabla, formule A, B, C, D, y E.
Plantee su razonamiento deductivo. Complete la tabla indicando si los ensayos resultan positivos o
negativos.
2,4-dinitrofenilhidrazina
A
B
C
D
E
+(ppdo
naranja)
I2 /
NaOH
+
ácidos
hidroxámicos
solub. en
NaHCO3
Fehling
-
+
+
+
+
+
+
15) Diferenciar los siguientes compuestos mediante ensayos sencillos. Hacer una tabla,
indicando si los resultados son positivos o negativos. Para cada ensayo, ejemplifique con un
compuesto y plantee la señal que se observa cuando el ensayo resulta positivo.
Química Orgánica (Cs. Biológicas)
62
Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA.
O
b)
a) CH3 CHO
d) Cl
c)
OH O
O
O
O
e)
CH3
O
CHO
f)
g)
Cl
16) Discuta si es posible diferenciar mediante el ensayo de Hinsberg CH3-CH2-NH2 de CH3-NH-
CH2-COOH
17) Se tienen 5 muestras ( A...E) de las cuales se dispone de los siguientes resultados experimentales:
Tollens
A
B
C
D
E
Ac. Hidrox.
+
-
+
+
-
Ag+/EtOH
+
-
CrO3/ácido
I2/base
+
+
Sol. HCl dil
+
-
+
fenil-hidrazina
+
+
+
-
Sabiendo que A...E están entre las siguientes sustancias, asigne una estructura a cada muestra y
justifique brevemente.
3
5
1
4
2
HO
O
H
N
NH
O
N
Ph
Cl
O
O2C
O
Cl
O
OH
O2C
O
H
6
Química Orgánica (Cs. Biológicas)
7
8
O
9
63
Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA.
Parte B_ Punto de Fusión.
1.-Objetivos:
Ejercitación de la técnica de determinación del punto de fusión de una sustancia pura por
utilización del método del capilar y con aparatos (Fisher-Jones). Para ello se utilizarán sustancias
incógnitas proporcionadas por los docentes.
2.-Introducción
Es una de las propiedades físicas más importantes para identificar sólidos
cristalinos. Desde el punto de vista práctico se puede considerar que el punto de fusión es la
temperatura a la cual un sólido - en contacto con el aire - se transforma bajo condiciones de equilibrio
en un líquido.
Cuando una sustancia es pura, el rango de temperaturas entre las cuales se produce su fusión
es muy pequeño (usualmente 0,5 a 1°C). Si es impura ese rango es muy amplio y está por debajo del
verdadero punto de fusión ( para ampliar este tema, lea propiedades coligativas en libros de química
inorgánica). Por ello las sucesivas purificaciones de una sustancia orgánica pueden controlarse por su
punto de fusión ya que cuanto más nítido y estrecho sea el rango de fusión, más pura puede
considerarse la sustancia. Esta propiedad que tienen las impurezas de disminuir el punto de fusión real
de un producto, se puede emplear como criterio de identificación (no de pureza) mediante el llamado
punto de fusión mezcla:
Si después de varias cristalizaciones el punto de fusión de una sustancia se mantiene nítido y
no varía, puede razonablemente suponerse que dicha sustancia es pura. Si por ejemplo su punto de
fusión fuera 148°C, se recurrirá a continuación a las tablas de Compuestos Orgánicos (por ejemplo C.
Hodgman "Handbook of Chemistry and Physics"; N.A. Lange, etc.), en los que se suelen encontrar
varios compuestos con puntos de fusión análogos. Si se mezcla la sustancia obtenida con muestras
puras de los distintos compuestos que poseen puntos de fusión similares sólo mantendrá la constancia
del punto de fusión en el caso de que se trate de la misma sustancia, pues las que son diferentes
actuarán como impurezas y al determinar los respectivos puntos de fusión estos serán más bajos.
Puede haber excepciones al comportamiento descripto, por lo que el punto de fusión mezcla
es una buena demostración y no una prueba concluyente de la identidad de sus dos componentes.
Estos ensayos se realizan empleando unos pocos mg de sustancia.
El punto de fusión de una mezcla puede presentar características que merezcan ser
mencionadas. Generalmente se suele describir dentro de una zona de temperaturas que, como se ha
dicho para sustancias puras suele ser muy estrecho, p. ej. p.f.: 130-131°C. Pero algunas sustancias
puras suelen presentar ablandamientos previos a temperaturas más bajas que la de fusión propiamente
dicha y en esos casos se indica de la siguiente manera: p.f: 115° (abl.), ocurre a 142°. Algunas
sustancias al fundir se descomponen y ello se indica así: p.f. 234° (d). Una causa de error en la
determinación del punto de fusión reside en la dilatación desigual de la columna de mercurio a
medida que se aleja de la zona caliente del baño. La temperatura de fusión leída se suele corregir
debido a la columna de mercurio emergente. Esta corrección es aplicable a los puntos de fusión altos.
Se aplica la siguiente fórmula:
C = 0,000158 ( T-t ) n
donde:
T: temperatura leída
t: temperatura media de la columna emergente (que se determina con otro termómetro
colocado en la parte media de la columna emergente).
n: número de grados de la columna emergente.
0,000158: coeficiente de dilatación aparente del mercurio para temperaturas
inferiores a 150°C
Esta corrección a la temperatura leída se suma y el punto de fusión se indica así: p.f. 221° (corr.)
El método más usado para determinar el punto de fusión es el de tubo capilar cuya
preparación se detalla más adelante y para la cual se emplean tubos de vidrio neutro (los vidrios
Química Orgánica (Cs. Biológicas)
64
Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA.
alcalinos alteran el punto de fusión de las sustancias orgánicas) que previamente se ha lavado con
agua destilada y secado.
Si es necesario determinar temperaturas más elevadas que las que permite el baño de glicerina
(180ºC), se puede emplear ácido sulfúrico (250°C) o una mezcla de ácido sulfúrico y sulfato de
potasio (7:3) con lo que se llega a 325°C. El cloruro de zinc fundido puede usarse entre 360°-600°C.
3.-Desarrollo de la Práctica
3.1.-Preparación de tubos capilares
Los tubos capilares se preparan de la siguiente manera : se calienta un tubo de vidrio blando,
limpio y de paredes finas de 6-8 mm de diámetro, o bien un tubo de ensayos, rotando el mismo en la
llama de un mechero (un Mecker o un Bunsen provisto de mariposa) hasta que el vidrio se ablande.
Entonces se lo retira del fuego y se lo estira de modo que resulte un capilar de 1-2 mm de diámetro
externo. Una vez frío el tubo, se corta en trozos de 8-10 cm de largo y se cierra por un extremo,
colocándolo horizontal
mente en la misma llama, cuidando de no formar un bulbo de vidrio demasiado grueso. Los capilares
preparados se guardan en un tubo de ensayos limpio y cerrado.
3.2.-Llenado de capilares.
Para el llenado de los tubos capilares se coloca una pequeña porción de la sustancia seca en
un vidrio de reloj o plato poroso y se pulveriza con la ayuda de una espátula, formando finalmente un
montículo. Se introduce en el mismo el extremo abierto del capilar, se invierte y el sólido se hace
bajar golpeando suavemente el extremo cerrado del tubo en la mesa, permitiendo al mismo tiempo
que se deslice el tubo entre los dedos y sobre la mesa para impedir su rotura. Este proceso se repite
hasta que se forme en el fondo del tubo capilar una masa compacta de 2-3 mm de altura.
La sustancia que queda adherida en la parte externa del capilar debe limpiarse para impedir
que arruine el baño en el cual se determinará el punto de fusión.
3.3.-Determinación del punto de fusión y punto de fusión mezcla de una muestra incógnita.
El alumno entregará al docente un tubo de hemólisis limpio, seco y rotulado, en el que se le
suministrará una muestra incógnita para determinar el punto de fusión, el punto de fusión mezcla y
luego realizar el TP 4. Una vez cargado el tubo capilar con la muestra incógnita se adosa por
capilaridad al extremo inferior del termómetro de tal manera que la sustancia dentro del capilar quede
a la altura de la parte media del bulbo del mercurio, (el cual previamente ha sido humedecido con el
líquido del baño). No deben usarse bandas de goma, etc. El termómetro y el capilar adherido se
introducen en el baño cuidando que el bulbo quede en el centro de éste y completamente sumergido.
Se calienta rápidamente en una primera determinación con el objeto de establecer
aproximadamente el punto de fusión y luego en una segunda determinación, con un nuevo capilar, se
efectúa un calentamiento rápido hasta unos 20° por debajo del punto de fusión encontrado en la
primera determinación, siguiendo con una velocidad de calentamiento de aproximadamente
2°/minuto, hasta que la sustancia funda.
El aparato consiste en un balón de 100 ml de capacidad, de cuello largo, lleno hasta las 3/4
partes de glicerina u otro líquido. En una modificación (figura 1) los capilares se introducen por los
tubos laterales y se ponen en contacto con el bulbo del termómetro. El termómetro se fija por medio
de un tapón de corcho al cual se le ha practicado una ranura para permitir ver la escala íntegra, así
como la libre expansión del aire en el aparato.
Es conveniente observar la fusión con ayuda de una lupa y una lámpara ubicada lateralmente.
Anote la temperatura en que la sustancia comienza a fundir y aquella en la que la fase sólida ha
desaparecido totalmente.
Repetir la medición del punto de fusión, pero usando un aparato de Fisher-Jones.
Química Orgánica (Cs. Biológicas)
65
Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA.
Se compara el punto de fusión obtenido para la muestra incógnita con los puntos de fusión de
las sustancias puras de la Tabla proporcionada por el docente. Se solicitan muestras (unos pocos mg)
de todos aquellos patrones de punto de fusión similar al de la muestra incógnita. Cada uno de los
patrones se mezcla con la muestra incógnita en la proporción (1:1) y se determina el punto de fusión
de la mezcla en cada caso. Aquella sustancia que no manifieste depresión en el punto de fusión
mezcla se considera idéntica a la muestra incógnita.
Reservar el sobrante de muestra incógnita para realizar el TP 4 y confirmar su identidad.
.
Figura 1
Química Orgánica (Cs. Biológicas)
66
Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA.
4.-CUESTIONARIO
1) Además del punto de fusión: ¿Qué otras constantes físicas se pueden utilizar como criterio de
pureza de una sustancia sólida?
2) ¿Cómo determinaría el P.F. de una sustancia que funde con descomposición?
¿Y el de una que sublima?
3) ¿Qué métodos se utilizan para secar sustancias sólidas?
4) Un compuesto A funde a 104°C, un compuesto B funde a 156°C. Una mezcla de dos moles de
A con un mol de B funde neto a 81°C. Dibuje un diagrama de P.F. vs. composición para este sistema
y conteste las siguientes preguntas con referencia a dicho diagrama
a) ¿Qué se observa cuando se determina el punto de fusión de una mezcla de un mol de A con
dos moles de B?
b) ¿Cuál es la temperatura eutéctica para la combinación A + B?
c) Si una mezcla de A y B termina de fundir a 100º C, ¿Qué se puede decir acerca de su
composición?
5) La figura muestra un diagrama de P.F. para mezclas de dos sustancias A y B. Considere una
mezcla sólida de A y B que contiene 80% A; cuando la mezcla se calienta lentamente:
a)¿A qué temperatura aparecerá líquido y a qué temperatura la mezcla habrá fundido
totalmente?
b) Si la mezcla se enriquece en el
componente A, ¿Cómo variará teóricamente el punto
de fusión? Explique este hecho.
90º C
c) ¿Cuanto más puro es el sistema en el
componente A, más amplio es el rango de fusión?
60º C
6) ¿Qué efecto tendrán trazas de humedad y
solvente sobre la mayoría de los puntos de fusión de
los compuestos orgánicos?
40º C
100% A
100% B
7) Se tiene una mezcla de los sólidos A y B: P.F. A=150°C; P.F. B=170°C. El eutéctico (A= 60%
y B= 40%) funde a 110°C. ¿A qué composición corresponderá una mezcla de P.F. 110-125°C?
8) Realice un gráfico de calentamiento (temperatura versus tiempo) para composiciones de 80%
de A y 80% de B, en el sistema A-B del problema 15.
9) Un alumno de Qca. Orgánica tenía una muestra A impura. La recristalizó del solvente
adecuado y llegó a un punto de fusión constante de 89-90 ºC. Como era físicamente muy parecida a
un testigo que tenía (B), quiso saber si su muestra era B por medio del punto de fusión mezcla.
Química Orgánica (Cs. Biológicas)
67
Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA.
Hizo una primera mezcla de su muestra (A + B) y tomó el punto de fusión: 91-95 ºC. Supuso
que se trataba de un dato erróneo e hizo una segunda mezcla. El punto de fusión fue ahora de 74.5-75
ºC, que también consideró erróneo. Dado que no entendía nada decidió buscar en bibliografía el punto
de fusión de B, que resultó ser de 120 ºC. Encontró también que la mezcla eutéctica de A y B era 70
% de B y 30 % de A.
Hizo el gráfico de punto de fusión vs. composición y entonces comprendió todo...
a) Haga el gráfico de punto de fusión vs. composición.
b) ¿Por qué el alumno consideró erróneos los puntos de fusión observados?
c) ¿Cuál es la composición de las dos mezclas a las que se tomó punto de fusión?
d) ¿Qué error se cometió al tomar los puntos de fusión mezcla? ¿Le hubiera sucedido lo mismo si
hubiese elegido para la mezcla una sustancia de igual punto de fusión que A?
e) Para una mezcla de 60 % A y 40 % B diga el número de fases y composición de cada una de
las mismas a 60, 75 ,85 y 120 ºC.
Química Orgánica (Cs. Biológicas)
68
Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA.
TRABAJO PRÁCTICO Nº 4
DESTILACIÓN POR ARRASTRE CON VAPOR Y EXTRACCIÓN
Aislamiento de limoneno y eugenol
1.-Objetivos:
Ejemplificar el aislamiento de componentes orgánicos volátiles e insolubles en agua a partir de
material de origen biológico (o de una mezcla compleja), utilizando vapor de agua.
2.-Introducción:
LIMONENO
Los monoterpenos constituyen una de las familias de compuestos más
simples de origen vegetal. Muchos son componentes claves de sabores y
olores familiares: algunos fácilmente accesibles experimentalmente, ya que
son volátiles y por esto pueden ser arrastrados por una corriente de vapor
desde los frutos o semillas. Entre ellos encontramos al limoneno, que se
aísla casi puro de las cáscaras frescas del limón, naranja, etc.
EUGENOL
especia
(Eugenia
por arrastre con vapor,
por el eugenol y
propenilfenoles), que
naturaleza;
por
de Jamaica tiene hasta
Aparte de su uso en
antisépticas, se
lo
la
obtención
de
eugenol a partir del
% según el estado de
el fenol se pierde
volatilización.
OCH3
HO
La esencia de clavos de olor de
Cariophyllata) que se obtiene
está formada casi exclusivamente
compuestos
similares
(pson muy abundantes en la
ejemplo, la esencia de pimienta
80 % de eugenol.
odontología por sus propiedades
utiliza como punto de partida en
vainillina. El rendimiento del
producto seco varía entre 10 y 17
conservación de los clavos, pues
lentamente por oxidación y/o
3.-Procedimiento:
3.1.-Aislamiento de limoneno a partir de cáscaras de cítricos
Se pesan 50 g de cáscaras frescas y se las corta en pequeños trozos. Colocarlas en un balón de 250 ml
con 100 ml de agua. (No olvidar el material poroso) Calentar a ebullición y destilar 70-80 ml. Extraer
el destilado con CH2Cl2 (3 × 20 ml, se puede mejorar la extracción realizando un salting out). Juntar
las fracciones de la fase orgánica y secar con MgSO4 anhidro. Filtrar y concentrar el extracto a
presión reducida. Obtener el espectro IR del producto y comparar con bibliografía.
Química Orgánica (Cs. Biológicas)
69
Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA.
3.2.-Aislamiento de eugenol a partir de clavos de olor.
Se parte de 2 g de clavo de olor sin moler y se los coloca en un balón de 300 ml, junto con unos trozos
de material poroso y 150 ml de agua. Al balón se le adapta un cabezal, un refrigerante y una
alargadera que desemboca en una probeta. Se lleva a ebullición sobre tela metálica y se destilan unos
80 ml (aprox. 1 h).
El destilado se alcaliniza con 10 ml de una solución de NaOH 20 % y se extrae con 20 ml de CH2Cl2.
La fase orgánica se desecha y la fase acuosa se acidifica con HCl 20% (papel pH) y luego se extrae
con 20 ml de CH2Cl2, desechándose la fase acuosa.
La fase orgánica se seca sobre sulfato de sodio anhidro y se evapora a presión reducida. El
residuo (aprox. 230 mg), está constituido casi exclusivamente por el eugenol (4-alil-2metoxifenol).
Se preparan microplacas de sílica gel, con y sin indicador fluorescente, en portaobjetos, y se siembra
en ella 1 o 2 gotas de eugenol disueltas en un solvente apropiado. Se prueban varios solventes de
desarrollo y se anotan los resultados obtenidos en cada solvente. Las placas de sílicagel sin indicador
se observan con luz UV, luego se revelan con I2. Las placas con indicador fluorescente se observan
con luz UV. Otro revelador que puede usarse es solución de FeCl3 ¿Por qué?
Nota: También pueden utilizarse otros vegetales para hacer el arrastre, consulte con el docente que
procedimiento debe seguir en cada caso.
Figura 1
Química Orgánica (Cs. Biológicas)
70
Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA.
4.-CUESTIONARIO
1) Explique brevemente el fenómeno de arrastre con vapor.
2) ¿Cuál es el objeto de alcalinizar el destilado? ¿Cuál es el objeto de la primera extracción con sv.
orgánico? ¿Qué pasaría si se alcalinizara con NaHCO3? ¿Qué ocurriría si se empleara Na2CO3?
3) De los siguientes desecantes, ¿Cuáles usaría para secar el extracto orgánico de eugenol? Justifique.
a) NaOH en forma de lentejas.
b) Sulfato de magnesio.
c) Sulfato de sodio.
d) Ácido sulfúrico concentrado.
e) Pentóxido de fósforo.
4) ¿Qué masa de agua es necesario agregar al balón para arrastrar todo el eugenol presente en 10 g de
clavos de olor (aprox. 15 % de eugenol), y qué masa de agua se necesita para arrastrar el 85 % del
eugenol presente?
Datos:
Temp . (ºC)
P vapor agua (mm Hg)
P vapor eugenol (mm Hg)
60
150
2
80
250
7
100
760
18
110
--48
¿Qué aproximaciones hizo; por qué?
5) Esquematice un procedimiento para separar una mezcla de eugenol y nicotina.
6) ¿Por qué la evaporación de los solventes de los extractos se realiza a presión reducida?
7) Un extracto contiene los siguientes alcaloides:
+
H
N
NH3
CO2CH3
Cl
O
O
Ph
-
HO
OH
¿Cómo procedería a separarlos?
Química Orgánica (Cs. Biológicas)
71
Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA.
8) De las siguientes mezclas diga cuáles podrán separarse por arrastre por vapor de H2O justificando
claramente su respuesta. Entre paréntesis se indica la solubilidad promedio (g/100 ml) de la sustancia
en H2O entre 80 y 100 ºC, suponiendo que todos tienen presión de vapor apreciable.
a) glucosa (90)
b) naftaleno (0,2)
c) acetanilida (180)
d) Bromohexano (0,2)
e) Ac. succínico (121)
o-nitroanilina (1)
fenantreno (0,03)
urea (150)
cloruro de bario (59)
2,4-pentanodiona (51,8)
9) ¿Cómo separaría por arrastre con vapor?
OH
H3CO
OCH3
NH2
H3CO
OCH3
CHO
MEZCALINA
VAINILLINA
10) Se quieren separar por arrastre los componentes de una mezcla de 2 g c/u de X, Y, y Z, en base a
los datos de la tabla. Justifique todas sus respuestas.
i- ¿Cuál/es se arrastrarán con vapor de agua y cuales no?
ii- ¿Cuánta agua necesitaría para destilar el/los arrastrable/s; por qué? (¿Hizo alguna suposición para
este cálculo; cuál ?).
iii- ¿Puede separar los 3 compuestos entre si? Si no puede, sugiera un método alternativo basado en
los datos disponibles.
p. Mol.
H2O
X
Y
Z
solubilidad en
H2O a ebull.
100ºC
------insoluble
25 g / 100 ml
0.25 g / 100 ml
760
0.04
58
75
18
328
122
140
P vapor (mm Hg)
99ºC
98ºC
733
0.03
25
27
707
0.02
17
18
97ºC
682
0.01
10
10
11) Se someten 10 g de la sustancia 1 al tratamiento indicado:
1)
2)
O3
+
H2O2 / HO-
1
CO2Na
O
2
3
Luego de 1/2 hora, a la mezcla de reacción A se le agrega agua, se destila y se sigue el siguiente
esquema separativo:
Química Orgánica (Cs. Biológicas)
72
Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA.
Sc acuosa C
destilado
+ éter
Sc etérea D
destilación
A + agua
1) acidifico
Residuo B
Sc acuosa E
2) + éter
Sc etérea F
Se toman muestras de A....F, se concentran y se analizan por
c.c.d. En base a todo esto, Conteste y justifique:
i- ¿Qué hay en cada fracción?
ii- Asigne cada mancha en la c.c.d. a una sustancia.
iii- ¿Fue suficiente 1/2 hora para la reacción?
*
A
*
B
*
C
*
D
*
E
*
F
Química Orgánica (Cs. Biológicas)
73
Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA.
TRABAJO PRÁCTICO Nº 5
EXTRACCIÓN DE LÍPIDOS - REACCIONES DE LÍPIDOS - JABONES
1. Objetivos:
Ejemplificación de técnicas extractivas sólido-líquido en la obtención de lípidos naturales.
Purificación por recristalización de un producto sólido y comportamiento de un triglicérido frente a la
reacción de hidrólisis básica (saponificación). Análisis del comportamiento cromatográfico del
triglicérido y del producto hidrolizado (jabón). Comparación de las propiedades del jabón obtenido
con las de los detergentes comerciales.
2. Introducción
Lípidos:
Se definen así a los compuestos orgánicos de origen natural, insolubles en agua y solubles en
solventes orgánicos poco polares, p. ej: éter etílico o hidrocarburos.
Esta definición abarca muchos tipos de compuestos, los cuales tienen en común la solubilidad; al
mismo tiempo pueden diferir ampliamente en cuanto a sus estructuras y funciones biológicas.
Algunos de los lípidos más comunes son: las grasas y aceites, los lípidos complejos, los
esteroides, los terpenos, etc.
Grasas y aceites
Son los lípidos más abundantes en la naturaleza y se los llama triglicéridos o triacilgliceroles, porque
son ésteres compuestos por tres moléculas de ácidos grasos (iguales o diferentes) y una de glicerol (1,2,3propanotriol).
Los ácidos grasos son ácidos orgánicos de cadena hidrocarbonada larga, por ej el ácido esteárico
CH3-(CH2)16-COOH (se considera larga cuando tiene más de 8 carbonos).
Estas cadenas hidrocarbonadas pueden tener uniones simples (ácidos grasos saturados) o uno o
más dobles enlaces (ácidos grasos insaturados).
OH
1
R COOH
2
R COOH
3
R COOH
3 ácidos grasos
+
O2CR
OH
OH
glicerol
1
O2CR
O2CR
2
+
H2O
3
triglicérido
Lípidos complejos
Son ésteres que contienen glicerina, 1 o 2 ácidos grasos y otro
grupo; éste puede ser fosfato, en los fosfolípidos como la lecitina;
o un azúcar como galactosa en los glicolípidos.
OCOR
O
O
P O
O
Esteroides
Estos compuestos son muy comunes en la naturaleza e
incluyen - entre otros - hormonas animales, vitamina D y
colesterol.
Todos los miembros de este grupo tienen el mismo
esqueleto de cuatro anillos hidrocarbonados (ciclopentanoperhidrofenantreno),
con
diferentes
sustituyentes:
HO
alquílicos, oxigenados, ésteres, etc.
Química Orgánica (Cs. Biológicas)
OCOR'
N
lecitina
Colesterol
74
Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA.
Terpenos
Los componentes olorosos de las plantas, que pueden separarse de otros materiales de las plantas
por arrastre con vapor (TP Nº5), se llaman aceites esenciales. Muchos de ellos se usan en perfumería.
La mayor parte de los aceites esenciales son mezclas de terpenos, una clase de productos naturales
que se encuentra tanto en plantas como en animales.
Los terpenos poseen un esqueleto carbonado que proviene de unir “cabeza - cola” dos o más
unidades de isopreno. La cabeza es el extremo más próximo a la ramificación del metilo. Sus
moléculas pueden ser abiertas o cíclicas y si contienen otros elementos aparte de H y C se los llama
terpenoides
CHO
isopreno
terpeno
terpenoide
terpeno cíclico
Jabones y detergentes sintéticos
El jabón ha sido utilizado como agente limpiador mucho antes de que fuera entendido el
mecanismo de su acción limpiadora. La primera receta involucraba primero una extracción de lejía de
cenizas de madera (solución acuosa de NaOH) y luego su ebullición con grasa animal.
Las hidrólisis de los triglicéridos se pueden llevar a cabo en soluciones ácidas o básicas, o por
acción de enzimas llamadas “lipasas”. La hidrólisis alcalina se denomina saponificación y uno de sus
productos es jabón, es decir la sal de sodio o potasio del ácido graso, y se separa de la solución acuosa
por agregado de NaCl.
La acción limpiadora del jabón se debe a su poder emulsificante, esto es, su habilidad para
suspender en agua sustancias que normalmente no se disuelven en agua pura. La cadena
hidrocarbonada (parte hidrofóbica) de la sal, tiene afinidad por sustancias no polares, tales como
grasas de comidas. El grupo carboxilato (parte hidrofílica) de la molécula tiene afinidad por el agua.
O
O Na
parte hidrofóbica
parte hidrofílica
Laureato de sodio
En la solución de jabón los iones carboxilato rodean a las partículas aceitosas: sus partes no polares se
ubican (disuelven) dentro de dichas partículas, mientras que los
grupos carboxilato se ordenan sobre la superficie externa. Así
pueden asociarse con moléculas de agua y mantenerse en solución.
Estas pequeñas gotas que contienen las partículas no polares
rodeadas de aniones carboxilato, se denominan MICELAS.
La presencia de estos aniones hace que las superficies de
las micelas estén cargadas negativamente y se repelen entre sí,
impidiendo la coalescencia y manteniendo la emulsión, como se
observa en el gráfico.
Química Orgánica (Cs. Biológicas)
75
Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA.
Resulta entonces que la micela íntegra es soluble en agua y puede ser arrastrada (lavada) por
una corriente de agua.
Los jabones no pueden usarse fácilmente en “aguas duras”, por la formación de sarro y la
poca espuma que se logra. Ocurre que los iones metálicos (Mg2+, Ca2+) precipitan los ácidos grasos
pues forman sales insolubles y por lo tanto se requiere mucho más jabón para lograr un mismo efecto
limpiador. Además el sarro es un problema en lavanderías industriales. Una forma de evitar estos
inconvenientes es utilizar detergentes que no precipiten con estos iones, o usar agentes quelantes de
los iones metálicos.
Otra característica de los jabones es su incompatibilidad con ácidos. El jabón en medio ácido
se neutraliza, liberando el ácido graso que es insoluble en agua.
Los detergentes sintéticos contienen, a veces, compuestos que mantienen un nivel apropiado
de alcalinidad en el agua de lavado. Otros detergentes contienen grupos tipo sulfonato o amonio
cuaternario unidos a una cadena carbonada; éstos grupos no se ven tan afectados por las variaciones
de pH.
En la actualidad la variedad de productos limpiadores se ha incrementado notablemente.
Tanto los detergentes como los productos para lavar la ropa contienen enzimas que facilitan la
limpieza. Se agregan “proteasas” (hidrolizan las proteínas), “lipasas” (hidrolizan los lípidos) y
“mananasas” (remueven polisacáridos de la familia de los mananos. También son usadas como
agentes anti-redeposición.
Entre los aditivos usados en los productos para lavar la ropa se encuentran los blanqueadores,
el tradicionalmente usado es la lavandina, pero actualmente la utilización de perborato de sodio y
percarbonato de sodio está aumentando. Estos productos mantienen el color y son agentes
antimicrobianos. El percarbonato es activo aún usando bajas temperaturas de lavado y es “más
limpio” para el cuidado del medio ambiente.
También se agregan agentes para proteger las prendas (y la gente) de la acción de la luz solar.
Se utiliza “Tinosorb”, que con un solo tratamiento incrementa la protección 30 veces y se mantiene
luego de varios lavados.
Las, tabletas se fabrican agregando al agente limpiador (generalmente un surfactante tipo
alquilpoliglucósido, que es sólido a temperatura ambiente) un polímero de acrilato entrecruzado o
carboximetilcelulosa y un desintegrante, que le confieren solidez a la tableta sin estar fuertemente
comprimida y que permiten su solubilización fácilmente en el agua. La efervescencia se consigue con
la presencia de bicarbonato de sodio y ácido cítrico.
Las formulaciones de los productos para remover los olores están basadas en las
ciclodextrinas, moléculas en forma de anillo formadas por 6, 7 u 8 monómeros de glucosa que pueden
atrapar los olores.
Química Orgánica (Cs. Biológicas)
76
Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA.
3.-Desarrollo de la práctica ( Referencia: J. Chem. Ed, 48, 255 (1971))
3.1.- Extracción de trimiristina a partir de nuez moscada
Dos nueces moscadas enteras se muelen en un mortero. Se agita el polvo obtenido con 50 ml de
cloruro de metileno durante 10’ y luego se filtra por gravedad. El filtrado se recoge en un balón
del cual se eliminará el solvente por destilación en Rotavapor.
El aceite obtenido se recristaliza (preguntar al docente) de acetona o acetato de etilo, para obtener
trimiristina cristalina. Seque parte del precipitado y determine el punto de fusión. Los cristales
de trimiristina funden a 55-56ºC. Guarde un poco de trimiristina para la realización de ccd.
3.2.- Saponificación del triglicérido y posterior obtención del ácido mirístico:
En un balón de 100 ml se colocan 0,30 g de trimiristina y se agrega 25 ml de KOH 7% en etanol,
y se refluja suavemente. Retire una alícuota a los 5’ (0,5 ml de solución) para sembrar una ccd;
otra a los 30’ y luego continúe calentando hasta que haya transcurrido 45 minutos. Divida la
solución en dos partes iguales (porción A y B).
Vuelque la porción A sobre 50 ml de agua y agregue 2,5 ml de HCl (c), (verifique que el pH sea
menor que 4). Observará la formación de un precipitado blanco. Filtre rápidamente y lave con 5
ml de agua. Seque. Determine el punto de fusión (p.f del ácido mirístico: 53-54ºC). En
microplacas de sílica gel, siembre ácido mirístico, trimiristina y las alícuotas separadas durante la
saponificación. [Ste. de desarrollo: Tolueno : MeOH (95:5)]
Diluya la porción B con 10 ml de agua y agregue NaCl, en pequeñas porciones, mientras se agita.
Enfriar hasta que aparezca el precipitado de jabón. Sacar el jabón con espátula y secar sobre
papel de filtro. Hacer los ensayos de 3.3.
a) Interprete los resultados obtenidos en el desarrollo de las placas en distintos solventes, para
cada uno de los compuestos.
b) Compare los resultados obtenidos a los 5 y a los 30 minutos de reacción.
c) El informe debe incluir los siguientes puntos:
1.
2.
3.
4.
5.
6.
7.
8.
9.
Formule las reacciones ocurridas.
Haga un esquema de extracción de ácidos grasos
¿En qué paso podría haber utilizado un Soxhlet?
¿Por qué obtiene la trimiristina como un aceite?
¿Por qué agrega etanol en la saponificación?
¿Qué pasaría si la cantidad de alcohol no fuera suficiente?
¿Podría reconocer por el punto de fusión si se trata de ácido mirístico ó trimiristina?
¿Cómo justifica que un ácido tenga el punto de fusión semejante al de su éster?
¿Podría diferenciar por I.R. el ácido del éster?
Técnica opcional:
En un balón de 125 ml se colocan 5 g de grasa vacuna, 50 ml de KOH 7% en etanol y se calienta la
mezcla a reflujo suavemente. Después de 30 min., se investiga si se completó la reacción del siguiente
modo: Se deja enfriar un poco la solución, se toman unas gotas y se agregan a un tubo con agua. Si se
forma una fase aceitosa, la reacción no se completó y hay que seguir reflujando. Si no se forma, la
reacción se ha completado.
Química Orgánica (Cs. Biológicas)
77
Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA.
La mezcla de reacción se diluye con 25 ml de agua destilada y, mientras se agita, se agrega sal (NaCl)
en pequeñas porciones hasta que la solución se sature y el precipitado de jabón se separe. Se saca el
jabón con una espátula y se presiona sobre papel de filtro. La fase acuosa contiene glicerina.
El jabón obtenido se guarda para hacer los ensayos sobre jabones.
Conteste en el informe las siguientes preguntas:
1. ¿Por qué se debe trabajar con agua destilada?
2. Formule las reacciones ocurridas.
3. Busque el nombre y la estructura de los principales ácidos grasos presentes en el sebo de
vaca.
4. ¿Cómo se determina que el proceso de saponificación concluyó? Justifique.
5. ¿Para qué se agrega sal? Justifique.
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3.3.-Ensayos químicos sobre el jabón obtenido y un detergente comercial:
Complete la siguiente tabla
Ensayo
TABLA VIII
Jabón
Detergente
pH
CaCl2
MgCl2
Aceite vegetal
HCl dil.
HCl + CH2Cl2
Indicaciones para completar la tabla VIII
1.- Prepare una solución de 1 g de detergente en 50 ml de agua destilada y otra de 1 g del jabón
obtenido en 50 ml de agua destilada.
2.- Tome el pH de ambas soluciones y registre el valor en la tabla VIII. Coloque 10 ml de la solución
de su jabón en un tubo de ensayos y 10 ml de la solución de detergente en otro. Agregue 2 ml de una
solución 0,5% de CaCl2 en cada uno y agite vigorosamente. Repita luego con MgCl2. Registre sus
observaciones.
3.- Coloque en sendos tubos 10 ml de su jabón y 10 ml de la solución de detergente. Agregue 4 gotas
de aceite vegetal común y agite vigorosamente. Anote lo observado.
4.- Coloque 4 ml de las soluciones de su jabón y del detergente en tubos de ensayos. Agregue gota a
gota HCl 5% hasta pH = 1. Anote lo que observa (utilice papel pH).
5.- Agregue 1 ml de CH2Cl2 a cada uno de los tubos del ítem anterior. Agite y observe. Registre en la
tabla el resultado.
Conteste las siguientes preguntas:
1 ¿Con sus observaciones sobre jabón y detergente, puede usted determinar cuál es el mejor agente
emulsificante?
2 ¿Puede actuar el jabón como emulsificante si la solución está ácida? Explique.
3 ¿Cuáles son las ventajas del detergente sobre el jabón?
4 Mire bajo la acción de una luz fuerte la solución jabonosa ¿Qué coloración observa (efecto
Tyndall)? ¿Qué concluye de esta observación?
3.4.
Verificación de la acción lavadora del jabón:
Disminución de la tensión superficial:
En un tubo de ensayos coloque 3 ml de agua pura. Introduzca bajo la superficie una parte de
un capilar abierto en ambos extremos. Observe ahora la altura a la que asciende el agua por
capilaridad. Agregue ahora (sin modificar la profundidad relativa del capilar con respecto a la
superficie) unas gotas de solución jabonosa. Registre en el informe qué es lo que sucede con
la altura de la columna del líquido dentro del capilar. Justifique. Haga una analogía entre el
capilar y una fibra de tejido.
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1)
4.-CUESTIONARIO
Una semilla con alto contenido de CH3-(CH2)10-COO-CH2-CH3 y de CH3-COO-(CH2)10CH3, se
somete a los tratamientos indicados en la pág. siguiente.
Indique qué compuesto/s se obtienen en cada una de las etapas indicadas. Adjudique las
estructuras a las distintas manchas obtenidas por c.c.d. y a los distintos picos observados por CGL.
Justifique.
Semilla
Extracto en cloroformo
cgl
1) Evaporación
2) Saponificación
Producto de reacción
Rf = 0.8
CCD, silica-gel, Hexano
tr = 5.0 tr = 5.8
tr = 0.9
CCD
Rf = 0.5
Rf = 0
Rf = 0.5
Rf = 0.3
Neutralización, CCD
2) En un extracto biológico están presentes los siguientes compuestos:
Br
Br
O
O
O
OCH3
(CH2)14CH3
Dicho extracto se reflujó con una solución de KOH 7% en EtOH durante 1 hora. La reacción
se siguió por c.c.d y se tomaron 3 alícuotas a t=0, 20 y 60 minutos. Cada alícuota se subdividió en
3 partes (A, B y C) y a cada una de ellas se les realizaron los siguientes tratamientos. A: se
sembró tal cual, B: se extrajo con éter etílico y agua, y se sembró la fase etérea. C: se acidificó
con HCl 10% hasta pH ácido, se extrajo con éter y se sembró la fase etérea.Se obtuvieron las
siguientes cromatografías:
20 min.
0 min.
60 min.
0,80
0,70
0,50
0,05
0,01
A
B
C
A
B
C
a) Asigne el Rf de cada compuesto al comenzar la reacción.
b) Explique por qué no obtiene la mancha de Rf=0 en la siembra de B.
Química Orgánica (Cs. Biológicas)
A
B
C
80
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c) ¿Qué le sugiere el aspecto del cromatograma a los 20 min. de la reacción?
d) La mezcla de reacción (t=60 min.) se acidifica con HCl 10% y se extrae con éter.
i.- Indique todos los productos que espera obtener en las fases etérea y acuosa.
ii.- Asigne a cada producto su correspondiente Rf si se siembran por separado las dos
fases.
3) ¿Qué métodos conoce para estudiar la composición en ácidos grasos de los lípidos?
4) ¿En qué se basa la extracción con Soxhlet?
5) Se tiene una mezcla de los siguientes compuestos:
O
O
O
O
NH
OCH3
CH3(CH2)14
O
C OCH3
O
OCH
Se realizó la saponificación total de estos compuestos con NaOH/Etanol durante 1 hora a reflujo.
a) Escriba las reacciones de saponificación observadas indicando los productos obtenidos.
b) Esquematice la separación de los productos de la saponificación utilizando métodos extractivos.
Química Orgánica (Cs. Biológicas)
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Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA.
TRABAJO PRÁCTICO Nº 6
CROMATOGRAFÍA DE ADSORCIÓN
OBTENCIÓN DE PIGMENTOS NATURALES
1.-Introducción:
Los pigmentos presentes en las plantas
Cada primavera la Naturaleza nos asombra con su derroche de brillantes matices de verdes, amarillos,
rojos, rosas y magentas que se ven en el follaje de algunas plantas. A medida que los días pasan, el
despliegue cromático continúa. Las flores aparecen y exhiben prácticamente todos los colores y
formas que se puedan imaginar.
Cuando llega el otoño, la mayoría del follaje verde cambia su color a amarillo, naranja, rojo y
finalmente marrón, al aproximarse el invierno.
La mayoría de estos colores y cambios de color resultan de la producción, interacción y desaparición
de tres tipos fundamentales de estructuras: PORFIRINAS, CAROTENOIDES Y FLAVONOIDES.
CLASE
Porfirinas
Carotenoides
Flavonoides
TIPO DE COMPUESTO
COLOR (*)
clorofilas
verde
carotenos (α,β y γ)
amarillo, naranja
licopeno
rojo
Xantofilas
amarillo
flavonas
amarillo
flavonoles
amarillo
antocianinas
rojo, azul, magenta, púrpura
(*) Los colores que presentan los pigmentos dependen también del pH y de otras interacciones
químicas.
PORFIRINAS :
Las porfirinas son derivados de la estructura porfirínica, que consiste en 4 anillos pirrólicos
heterocíclicos (que contienen nitrógeno), unidos por cuatro grupos metileno, formando un sistema
total con dobles ligaduras conjugadas. Muchas porfirinas tienen intensos colores: una de ellas es la
clorofila, que es el pigmento verde de las plantas; otro es el grupo hemo, responsable del color rojo de
la hemoglobina sanguínea.
En las plantas existen la clorofila a y la b, siendo la primera la predominante.
En la Figura V-a se muestra la estructura del anillo porfirínico y de la clorofila a. Como se observa,
en la clorofila un átomo de magnesio reemplaza a dos de los hidrógenos en el centro de la molécula,
además de tener un anillo más y varios grupos unidos al anillo porfirínico principal.
La clorofila juega un papel primordial en la actividad fotosintética de las plantas, durante la cual el
agua, el CO2 y la luz solar se transforman en hidratos de carbono.
La biosíntesis de clorofila responde al estímulo de la luz sobre la planta. La degradación hasta
Química Orgánica (Cs. Biológicas)
82
O Orgánica, FCEyN, UBA.
Dpto. Química
COOH
O
N
N
NH
O
N
HN
Mg
(C 2 0 H 3 9 )
N
N
N
porfirina
clorofila a
Fig V a
compuestos más simples también ocurre en las hojas y de tal forma que la velocidad de este proceso
es menor que el de biosíntesis, de modo de garantizar el proceso sintético durante las horas de luz
(cuando el estímulo luminoso decrece, también lo hace la producción de clorofila).
CAROTENOS
Bajo este nombre se clasifican numerosos terpenos o derivados terpénicos coloreados, formados por
combinación de unidades de isopreno con dobles ligaduras conjugadas. Los carotenos contribuyen en
gran medida al conjunto de colores de vegetales, y los más importantes son: carotenos α, ß y γ,
licopeno, y xantofilas (que presentan oxígeno en su estructura). Las moléculas mencionadas se
muestran en la figura siguiente:
Los colores amarillos presentes en tejidos fotosintéticos se deben, principalmente, a carotenos y
xantófilas. El licopeno es el responsable del color rojo de pimientos, tomates y otras frutas.
Las zanahorias contienen pequeñas cantidades de α-caroteno y abundante cantidad del ß. En general,
las plantas no requieren luz para producir carotenos, y una vez producidos no se degradan
rápidamente. Es así como algunas moléculas de carotenos permanecen en la hoja durante todo el lapso
vital de la misma, ejerciendo una acción protectora (antioxidante).
H
C
H2C
C
CH2
CH3
Isopreno: fórmula completa
Isopreno: fórmula de esqueleto
Figura V-c
Química Orgánica (Cs. Biológicas)
83
Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA.
FLAVONOIDES :
Todos los flavonoides tienen la unidad estructural siguiente
Figura
V-c
Figura V
c
En los tres casos de flavonoides que detallaremos, la cadena de tres carbonos que conecta los anillos
se encuentra ciclada con un átomo de oxígeno como nexo, formando un anillo heterocíclico de 6
miembros.
En las flavonas (Fig. V-d), este anillo heterocíclico está sustituido con un oxígeno carbonílico.
Los flavonoles, tienen un hidroxilo unido a la estructura de flavona.
En las antocianinas, no se ha encontrado el oxigeno carbonílico sobre el anillo heterocíclico, y la
posición del hidroxilo de los flavonoles está ocupada por una unión glicosídica (formada por
deshidratación entre el hidroxilo mencionado y un azúcar, por ej. la glucosa).
Además, las antocianinas se encuentran en las plantas como sales (indicadas con la carga positiva
sobre el oxígeno heterocíclico).
Los distintos tipos de flavonas, flavonoles y antocianinas también presentan grupos hidroxilo
(sustituidos o no con metilos, acetilos, etc.) en distintas posiciones de los otros anillos.
Figura V-d
O
+
O
O
OH
O
flavona
OGlu
O
flavonol
antocianina
Los flavonoles y las flavonas son responsables de algunos colores amarillos de hojas, pero la gran
contribución la hacen a los colores de los pétalos de las flores.
Las antocianinas son responsables de la mayoría de los colores rojo, azul y púrpura de las plantas
superiores. Como glicósido (sustancia que tienen azúcares unidos a la estructura central de la
molécula), no es casual que la producción de antocianinas en plantas esté relacionada con la
disponibilidad de azúcares en la misma. En algunos casos la biosíntesis está influida por la luz. Por
ejemplo, la superficie de la fresa que da al sol, consigue su color rojo mucho antes que el lado más
oculto. Por el contrario, la luz no parece tener acción sobre la formación de antocianinas en rabanitos,
que están enterrados.
El color de las antocianinas depende del pH del medio en el que se disuelven, como se observa en la
siguiente figura, así como de su interacción con átomos o iones metálicos.
Química Orgánica (Cs. Biológicas)
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Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA.
OH
O
+
O
HO
HO
OH
+H+
pH < 3 rojo
O
O
HO
-H+
OGlu
O-
OH
OH
OGlu
OH
pH 7 - 8 violeta
-H+
+H+
O
OGlu
OH
pH > 11 azul
Figura V-e
El color en las hojas
Los colores que presentan las hojas se producen por combinación de los tres tipos de pigmentos que
hemos descripto.
En la mayoría de las plantas la clorofila se produce abundantemente durante la primavera, y el color
verde enmascara al amarillo y otros colores tenues debidos a los demás pigmentos.
El color distinto de verde que se desarrolla en algunas hojas jóvenes se debe a la presencia de
antocianinas. Se ha sugerido que los brotes tienen más cantidad de azúcares que la que necesitan y
esto activa la formación de antocianinas. A medida que las hojas van creciendo, la cantidad de
clorofila es tal que enmascara el color original, pero se ignora si los pigmentos juveniles se pierden
por degradación, o simplemente se diluyen.
Las plantas que ostentan colores distintos del verde durante esta época de desarrollo, tienen gran valor
ornamental. Algunas tienen colores rojos o púrpuras en su follaje, como algunos tipos de abedules,
arces, cerezos japoneses, ciruelos y manzanos silvestres. Estas plantas tienen la capacidad genética de
producir tal cantidad de antocianinas que modifican el color verde normalmente observable de la
clorofila.
¿Cómo es el proceso de color para una hoja otoñal?.
Según Creighton y Winkelman lo que ocurre es que la cantidad de clorofila formada va en
disminución a medida que los días se acortan y la luz solar no es tan brillante. Luego, debido a que los
procesos de degradación continúan, la clorofila va desapareciendo lentamente de las hojas, y se hace
más evidente el amarillo de los carotenos, xantofilas y antocianinas.
Con el advenimiento del frío todos los movimientos de fluidos se aletargan; ocurriría entonces que
durante el día la fotosíntesis provee a las hojas de azúcares los cuales, debido al frío nocturno, no son
retirados eficientemente por la savia para su distribución. Este aumento en la concentración de
azúcares provocaría la biosíntesis de niveles superiores de antocianinas, apareciendo colores más
amarronados en las hojas. Cuando las hojas están próximas al caer, aparece un tejido esponjoso entre
la rama y la hoja, que dificulta la circulación de la savia y, finalmente sellará la herida y evitará la
pérdida de humedad en el resto de la planta. Nuevamente, esta dificultad en transportar los azúcares
biosintetizados en los últimos días de la hoja, tornan activa la biosíntesis de antocianinas, y las hojas
toman un tinte amarillo anaranjado.
Además el pH de la savia determina - por ejemplo - que en los arces (savia acídica) las antocianinas le
dan un color más rojo a las hojas que en los fresnos (savia alcalina) cuyas hojas presentan un tono
más púrpura.
Química Orgánica (Cs. Biológicas)
85
Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA.
2.-Objetivos:
El objetivo del presente trabajo práctico experimental es el logro del manejo de la técnica de
cromatografía de adsorción.
Para lograrlo, se aplicará dicha técnica a la separación de pigmentos vegetales. Primero se analizarán
por cromatografía analítica en capa delgada los pigmentos presentes en un extracto vegetal, y
luego se aplicará la información obtenida a la separación de los mismos por cromatografía en
columna.
3.-Desarrollo de la práctica
3.1.-Extracción de los pigmentos
Los alumnos deberán traer el material vegetal y la arena limpia.
Técnica A: Se toman 20 g de hojas de espinaca fresca, trébol u otro vegetal de color verde intenso, se
cortan en trozos pequeños y se trituran bien en un mortero con agregado de un poco de arena. Se
procede entonces a extraer los pigmentos, para lo cual se agregan 30 ml de acetona y se muele unos
5', imprimiendo un movimiento de rotación al pilón. Se forma una solución verdosa que se filtra a
través de un algodón. Esta solución se guarda, y el procedimiento se repite otras dos veces sobre el
residuo vegetal. Se evapora esta solución de acetona hasta que quede un residuo acuoso, que se extrae
2 veces con AcOEt. La fase orgánica se seca sobre MgSO4 o Na2SO4 (anh). El secado se completa en
unos 5 minutos (se reconoce cuando la solución se torna límpida) consulte con los docentes. Se filtra
la solución a un balón, usando un embudo con algodón (ver fig.1, Pag. 89). El residuo vegetal de la
molienda se extrae ahora con CH2Cl2 (2×20 ml, ver fig. 2, Pág. 89). Las soluciones orgánicas
obtenidas se juntan en el balón con la anterior (extracto de AcOEt) y se evaporan los solventes a
presión reducida hasta casi sequedad. Se analiza el número de componentes del extracto por
cromatografía en capa delgada.
Técnica B: Colocar 20 g de hojas de espinaca fresca, trébol u otro vegetal de color verde intenso,
previamente cortadas en trozos pequeños, en el recipiente de la licuadora. Agregar aprox. 150 ml de
etanol y licuar. Filtrar a través de un algodón. El filtrado se concentra en el rotavapor hasta obtener un
aceite que posteriormente se extrae con acetato de etilo. La fase orgánica de lleva a sequedad en el
rotavap.
Explicar los resultados obtenidos. En base a los mismos, discuta con el docente la secuencia de
solventes a utilizar para realizar la cromatografía en columna, y en qué momentos debe cambiar la
polaridad del solvente, durante el desarrollo de la misma.
Antes de proseguir con la siguiente etapa, debe tener claro los siguientes puntos:
i) ¿En qué solvente va a preparar la columna? ⇒ Sv. de armado
ii) ¿Cómo coloca la/s sustancia/s a separar en la columna? ⇒ Siembra
iii) ¿Con qué solvente o mezclas y en qué orden realiza la separación? ⇒ Sv. de elución
Debe consultar con el docente sobre el tamaño de la columna a usar
3.2.-Separación cromatográfica:
a) Preparación de la columna de cromatografía
Se toma una columna de cromatografía y se coloca en posición vertical. Se introduce hasta el
fondo de la misma un pequeño trozo de algodón, se aprieta suavemente y se alisa la superficie con
una varilla de vidrio a la que se le ha ensanchado la punta (lo que se consigue calentando al rojo la
punta de la varilla y apretándola suavemente sobre una superficie de hierro). Se moja el algodón con
el sv. de armado, se apisona con la varilla de vidrio, se cierra el robinete de la columna, y se agrega
solvente hasta una altura de 100 mm; luego se agregan una suspensión del adsorbente en el solvente
de armado, por medio de un embudo colocado en la parte superior de la columna. Esta operación
requiere mucho cuidado: debe agregarse despacio. Se agita entonces el adsorbente agregado con la
varilla para eliminar burbujas de aire que puedan haber quedado retenidas. Se añade otra porción
similar y se repite la operación (conviene remover la parte superior del agregado anterior para que no
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Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA.
queden zonas separadas). El proceso se vuelve a repetir hasta añadir todo el adsorbente. Cuando sea
necesario se podrá abrir el robinete para drenar el exceso de solvente pero es de suma importancia
que el nivel de éste sea siempre superior al del adsorbente.
b) Desarrollo de la cromatografía:
Se disuelve el extracto vegetal en el mínimo volumen de sv. de armado (¿qué hace si no es soluble en
él?) Se abre el robinete de la columna, cuando el nivel del líquido está sobre la arena, se agrega el
extracto con una pipeta Pasteur (un tubo de vidrio estirado), tratando de que el extremo de ésta esté
muy cerca de la arena. Se enjuaga el balón con otro ml de solvente y se agrega a la columna, una vez
adsorbida la porción anterior.
Si es necesario se enjuaga otra vez el balón y se vierte otra fracción de solvente por las paredes de la
columna para arrastrar las sustancias que hubiese adheridas. Se inicia el desarrollo cromatográfico
utilizando los solventes adecuados, en base a las conclusiones obtenidas previamente por el análisis
del extracto por ccd. Una ampolla de decantación adaptada al extremo superior de la columna puede
facilitar el agregado del eluyente.
Se verá extender la zona verde de la clorofila y luego comenzará a adelantarse una zona de color rojoanaranjado de algunos mm. de espesor que contiene los carotenos. Si la columna fue bien armada,
estas zonas tendrán bordes netos. Cuando se note la presencia de líquido coloreado a nivel del
algodón, se cambiará el recipiente colector y se recogerá el eluído de la columna en tubos de ensayo.
Se analiza el contenido de los tubos por ccd con el solvente apropiado, para comparar el contenido de
los mismos y el de la mezcla inicial; se observan las placas con luz U.V. (¿Qué observaría si revela
con iodo?)
Luego se trasvasa el contenido de cada tubo de caroteno a un balón de 125 ml, y se evapora el
solvente a presión reducida. Se deja enfriar el residuo aceitoso a temperatura ambiente: se separarán
los cristales de caroteno en forma de placas; con este residuo se realizan reacciones de carotenos y se
observa al iluminar con luz U.V. en un lugar oscuro.
Tenga en cuenta que los carotenos se oxidan rápidamente en presencia de luz y oxígeno. Si se deben
guardar algún tiempo, se toma el residuo con 1 ml de cloruro de metileno y se pasa a un tubo de
ensayos, se evapora a sequedad el solvente en un baño de agua a 70-80ºC, se envuelve el tubo en
papel y se lo guarda en desecador de vacío oscuro o en freezer.
Reacciones para clorofila: Las soluciones de clorofila son de color verde azulado; sin embargo,
presentan a la luz ultravioleta una fluorescencia rojo intensa.
Espectroscopía: Se realizará el espectro ultravioleta de las muestras coloreadas en solución
metanólica. Se compararán con los siguientes espectros.
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Clorofilas y Caroteno
Clorofila a (Dietil Eter)
3,0
Clorofila a (Metanol)
Clorofila b
2,5
Beta Caroteno
Abs.
2,0
1,5
1,0
0,5
0,0
320
370
420
470
520
570
620
670
Longitud de Onda (nm )
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4.-CUESTIONARIO
1- ¿Qué técnicas cromatográficas preparativas conoce? Describa 3 de ellas. ¿Con qué masa puede
trabajar con cada una de ellas?
2- ¿Cuál es la relación usual entre la cantidad de adsorbente y la cantidad de producto a separar en
una columna cromatográfica?
¿Qué pasa si la relación es demasiado baja?
¿Qué pasa si la relación es demasiado alta?
3- ¿Cómo se arma una columna de cromatografía? ¿Qué función cumple la lana de vidrio o el algodón
en la parte inferior de la columna? ¿Cuál es la función de la arena o el papel de filtro en la parte
superior a sembrar?
4- ¿Qué es el sembrado de la columna cromatográfica? ¿Cómo se realiza? ¿Qué requisito debe
cumplir el solvente en el cual se disuelve el producto a sembrar?
5- ¿Cómo se procede cuando el producto a sembrar en la columna, sólo es soluble en un solvente más
polar que el solvente de elución?
6- ¿Cómo se procede para elegir el solvente (o mezcla de solventes), que serán empleados en la
elución de una columna cromatográfica?
7- ¿A qué se debe el ensanchamiento de las bandas observado a lo largo de la columna?
8- ¿Qué ocurre si deja secar una columna? ¿Y si suspende la corrida y la continúa al día siguiente?
9- Explique el orden de elución de observado para los compuestos de la práctica.
10- Indique Verdadero o Falso y justifique:
i) Si al extracto de colorantes de espinaca - sembrado en columna de sílica se lo eluye primero con
metanol y luego con hexano, se obtienen primero las clorofilas y luego los carotenos que son menos
polares.
ii) Si una columna aumenta su longitud al doble, la resolución aumenta al doble.
13- Las hojas de una planta X se extraen con Cl3CH:MeOH (9:1). El extracto se cromatografía en ccd
de sílica y se obtienen los siguientes resultados :
Solvente de desarrollo
n-hexano
n-hexano / Cl3CH
Cl3CH
Cl3CH / MeOH 2%
Cl3CH / MeOH 2% + AcOH 1%
0,01
0,01
0,01
0,01
0,2
Valor Rf
0,1
0,2
0,4
0,8
1
0,2
0,6
0,7
1
a) ¿Cómo procedería para separar 5 g del extracto original seco en c/u de los componentes?. Describa
claramente el proceso desde el armado hasta la elución total.
b) Una porción del extracto original se esterificó con MeOH. Al completarse la reacción se obtuvo
por ccd usando Cl3CH como solvente de desarrollo, 3 manchas de Rf = 0,4 ; 0,6 ; 0,7. Analice e
interprete los resultados obtenidos por ccd después de la reacción.
14- A partir de un extracto de alcaloides de un hongo, se obtuvieron las siguientes c.c.d. (reveladas
con iodo).
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Hexano
Hexano: AcOEt
9:1
T
CH2Cl2
ACOEt
Acetona
MeOH
En base a ellas conteste y justifique brevemente
a) ¿Cuántos compuestos contiene el extracto?
b) ¿Para separarlos por columna, con qué solvente o mezcla la armaría, y con cual/es la eluiría?
c) Si el extracto solo se disuelve en metanol, ¿Cómo lo sembraría?
d) ¿Espera obtener una separación total?
e) ¿Cómo controla finalmente la pureza de cada fracción obtenida?
f) Si fueran solo 100 mg ¿Puede usar c.c.d preparativa? Describa el procedimiento.
15- Se tiene una mezcla de tres compuestos A, B y C cuyos Rf en tres solventes distintos son los de la
tabla siguiente:
Solvente
Rf A
Rf B
Rf C
I
0,2
0,8
1,0
II
0,2
0,3
0,9
III
0,9
0,9
1,0
Indique como procedería en la elución para obtener los tres compuestos separados por cromatografía
en columna.
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TRABAJO PRÁCTICO Nº 7
CROMATOGRAFÍA DE PARTICIÓN
1.-Objetivos
El objetivo del presente trabajo práctico experimental es el logro del manejo de la técnica de
cromatografía de partición en placas de celulosa de 10 x 20 cm.
Para lograrlo, se aplicará dicha técnica al caso separativo de Hidratos de Carbono. Dado que este
grupo de compuestos fue estudiado tanto en Clases Teóricas, como en clases de problemas de la
Parte A, las evaluaciones estarán orientadas tanto hacia las técnicas experimentales empleadas, como
hacia las reacciones características de dichos productos naturales.
2.-Introducción
Cromatografía de Partición de Hidratos de Carbono.
Los azúcares - o hidratos de carbono - son compuestos sumamente polares (polihidroxicetonas, o
polihidroxialdehidos) de fórmula general Cn(H2O)n
Son solubles en agua en estado de monosacárido, y también en asociaciones de oligo- y polisacáridos;
esta solubilidad los hace susceptibles de ser separados por cromatografía de partición sobre papel o
celulosa.
Las polaridades de los hidratos de carbono son altas, y para lograr diferencias apreciables en sus
movilidades cromatográficas se requiere una gran distancia recorrida por el frente del solvente. Por
este motivo cuando se emplea la técnica en papel descendente para análisis cualitativos, el parámetro
que mide movilidades es Rg en vez de Rf.
Una regla práctica establece que, cuanto mayor sea la relación nº de grupos OH
nº de carbonos
más retenida quedará la sustancia; es decir, tendrá menor Rg. Además cuanto mayor es el
peso molecular, menor es el Rg obtenido.
En general un azúcar en forma furanósica tiene un valor de movilidad mayor que el mismo en forma
piranósica. Las metilaciones también aumentan la movilidad.
Los azúcares presentan una amplia gama de reveladores específicos, que además brindan datos no
sólo acerca de la ubicación de las manchas en el cromatograma, sino también, sobre propiedades
diferenciales de los azúcares.
Por ejemplo, se pueden diferenciar azúcares reductores de los no reductores, hexosas de pentosas, etc.
SUGERENCIA: Formule las reacciones que ocurrirían con los azúcares y reveladores utilizados en el
Trabajo Práctico.
3.- Desarrollo de la práctica
3.1.- Cromatografía de partición de una muestra incógnita y de azúcares testigo y seguimiento de la
reacción de hidrólisis de un disacárido (lactosa o sacarosa).
Se utilizarán placas de celulosa de 10 x 10 cm.
Los alumnos se reunirán en grupos de cuatro para la realización de los siguientes ítems:
a) Siembra de 3 placas de celulosa de 10 x 10 cm con la muestra incógnita y distintos azucares
testigo (Consulte con sus docentes cuáles usa)
b) Siembra de una placa con lactosa, lactosa a 4 tiempos de hidrólisis, glucosa y galactosa o de
una placa con sacarosa, sacarosa a 4 tiempos de hidrólisis, glucosa y fructosa.
c) Desarrollo de las 4 placas (Doble desarrollo).
d) Revelado de las placas sembradas en a) con: nitrato de plata-hidróxido de sodio, biftalato de
anilina y periodato-permanganato.
e) Revelado de la placa sembrada en b) con nitrato de plata-hidróxido de sodio.
f) Cálculos de Rg y análisis de conclusiones
Química Orgánica (Cs. Biológicas)
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g) Cromatografía de partición de pigmentos de marcadores.
SUGERENCIA: Debido a que las soluciones a sembrar son acuosas, se recomienda traer secadores
de pelo para secar cada siembra y así terminar más rápido.
Para realizar los anteriores puntos de la práctica se da la siguiente información:
1.- Cantidad a sembrar: Se sugiere sembrar tres gotas de una solución de 10 mg/ml del hidrato de
carbono en agua.
2.- Solvente de desarrollo para los testigos de azúcares: acetato de etilo-piridina-agua (6:3:1)
3.- Hidrólisis del disacárido: Se prepara una solución de 1 g del disacárido (lactosa o sacarosa) en 5
ml de agua. Esta solución se siembra en la placa (una sola gota). Luego se le añade 1 ml de HCl 1N.
Se calienta el tubo a baño maría durante media hora, efectuando siembras en la placa a tiempos 0, 5,
10 y 20 minutos.
4.- Solvente de desarrollo para el disacárido y sus productos de hidrólisis: acetato de etilopiridina-agua (6:3:1)
5- Reveladores
a) Para azúcares reductores y potencialmente reductores:
Se mezcla una solución acuosa saturada de AgNO3 (0,1 ml) con acetona destilada (10 ml), el ppdo.
formado se disuelve agregando agua destilada gota a gota y agitando. La placa se pulveriza con esta
solución, y se deja secar en campana. Luego se pulveriza con una solución de NaOH 2 % en EtOH 50
%. Posteriormente se pueden fijar las manchas por inmersión en una solución de Na2S2O3 5 % en
agua.
b) Para azúcares reductores:
A una solución de ácido ortoftálico (160 mg), en butanol saturado con agua (10 ml), se agrega anilina
destilada (0,1 ml). Se pulveriza el cromatograma con esta mezcla, se deja secar en campana y se
calienta en estufa durante 10' a 110-115ºC. Las hexosas y oligosacáridos dan manchas pardas, las
pentosas dan manchas rosadas.
c) Para polialcoholes:
A 8 ml de una solución de metaperiodato de sodio al 2% se agregan 2 ml de solución de
permanganato de potasio al 1% en solución de bicarbonato de sodio al 2%. Se debe preparar en el
momento. Se pulverizan los cromatogramas y se observan a los 5-10 minutos. Nota: Este revelado se
desvanece rápidamente.
Química Orgánica (Cs. Biológicas)
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4.-CUESTIONARIO
1- ¿En qué se basa la cromatografía de partición?
2- Si la cromatografía en papel es de partición, ¿Cuáles son las dos fases líquidas?
3- ¿Qué es el Rg? ¿Por qué en la cromatografía en papel no se usa el Rf?
4- ¿Qué tipos de sustancias se cromatografían comúnmente en papel? ¿Por qué no se cromatografían
dichas sustancias en placas de sílica gel o alúmina?
5- Ordene los siguientes azúcares en función de su Rg creciente y justifique dicho orden: arabinosa,
glucosa y lactosa.
6- ¿Qué reveladores cromatográficos conoce para hidratos de carbono? Mencione por lo menos dos.
¿Qué limitaciones tiene cada uno de ellos?
7- Formule la reacción de un hidrato de carbono con los reactivos de Fehling y Tollens.
8- ¿A qué atribuye el poder reductor de un hidrato de carbono? ¿Qué azúcares se consideran
reductores? ¿Por qué la sacarosa no es reductora y la lactosa sí lo es?
9- ¿Cómo procede para revelar un cromatograma con el reactivo ftalato ácido de anilina? ¿Cómo
prepara el reactivo?
10- ¿Cómo procede para revelar un cromatograma con el reactivo nitrato de plata-hidróxido de sodio?
¿Qué función cumple cada uno de dichos reactivos? ¿Qué función cumple el tiosulfato de sodio?
11- ¿Cuáles de los siguientes azúcares se revelarán con ftalato ácido de anilina? Indique el color de la
mancha en cada caso: sorbitol, glucosa, arabinosa, lactosa y sacarosa. ¿Qué sucederá al revelar con
nitrato de plata / hidróxido de sodio?
12- Dadas las siguientes mezclas, indique qué método separativo usaría:
a) proteínas más 2 % de grasas (5 g).
b) arabinosa, glucosa, lactosa, (1:2:2) (30 mg).
c)
NH2
CONH2
en relación 2:3 (5 g).
d) metanol, benceno (5:3) (3 l ).
e) m-dihidroxibenceno, m-nitrofenol, m-dinitrobenceno (1:1:1) (400 mg).
13- Se calienta una muestra incógnita de un disacárido con H2SO4 1 N. Se toman muestras a
distintos tiempos y se cromatografían sobre papel. Los resultados obtenidos son los siguientes:
Tiempo
Revelado con AgNO3/NaOH
Revelado con ftálico/anilina
Valor de Rg (color)
Valor de Rg
1 hora
0,4
0,9
1,3
0,9 (pardo)
1,3 (rosa)
2 horas
0,9
1,3
0,9
1,3
Analice los resultados obtenidos y diga qué conclusiones puede sacar acerca de la estructura y
característica del disacárido original.
14- Por hidrólisis ácida de un compuesto A, (C21H38O16) que no reduce el reactivo de Tollens, se
obtuvo glucosa, galactosa y un compuesto B (C3H8O). El espectro RMN - 1H de B mostró un doblete
a δ= 1,20, un multiplete a δ = 3,94 y un singulete ancho a δ= 4,50. Por tratamiento de A con periodato
de sodio y posterior hidrólisis, se obtuvieron dos moles de ácido fórmico y galactosa, entre otros
productos. El tratamiento de A con α-glucosidasa produjo glucosa y un disacárido C que no reduce el
reactivo de Tollens. El tratamiento de A con β-glucosidasa produce B y un trisacárido reductor D. Por
tratamiento con sulfato de metilo en medio alcalino y posterior hidrólisis ácida se obtuvo: 2,3,4,6tetra-O-metil-glucosa; 2,4,6-tri-O-metil-galactosa y 2,3,4-tri-O-metil-glucosa.
Química Orgánica (Cs. Biológicas)
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a) Escriba una estructura - en fórmulas de Haworth - para el compuesto A compatible con los
datos, justificando brevemente. ¿Existen otras estructuras posibles?
b) Asigne las señales correspondientes al espectro de RMN-1H de B.
15- Se desea conocer la estructura de un trisacárido X para lo cual se ensayaron distintas reacciones cuyos
productos se analizaron por cromatografía de partición en celulosa, comprando con patrones. Los resultados
son:
IO4-MnO4 (Rg)
Ftalato de anilina (Rg)
Glucosa
1
1
Fructosa
1,2
Galactosa
0,9
0,9
Hidrólisis 30 minutos
0,1; 0,4; 0,5; 0,9; 1
0,5; 0,9; 1
Hidrólisis 3 horas
0,9; 1
0,9; 1
0,4;
1
1
Tratamiento con α-glucosidasaa
0,5; 1
0,5; 1
Tratamiento con β-glucosidasa
La oxidación de x con IO4_ dio 2 moles de ácido fórmico (se consumieron 4 moles de periodato).
Además, se sabe que X no reacciona con fenilhidrazina. Proponga una estructura para el trisacárido que sea
consistente con los datos observados.
16- La rafinosa es un azúcar que se encuentra en jarabes de remolacha, tiene la fórmula C18H32O16 y
no reacciona con los reactivos de Tollens ni Fehling. La rafinosa fue sometida a estudios
estructurales, cuyos resultados se muestran a continuación.
a) La hidrólisis ácida total seguida por derivatización y estudio por cromatografía gaseosa mostró tres
señales a tr 11, 13 y 15 min. Se comparó con la siguiente mezcla de testigos (convenientemente
derivatizados): glucosa (13 min), manosa (14 min), galactosa (15 min), xilosa (10 min), fructosa (11
min).
b) La hidrólisis con α-galactosidasa da D-galactosa y sacarosa (la α-galactosidasa rompe uniones αgalactosídicas).
c) La hidrólisis con invertasa da D-fructosa y el disacárido melibiosa (la invertasa rompe uniones de
β-fructosa).
d) La hidrólisis con maltasa da fructosa y un disacárido (la maltasa rompe uniones α-glucosídicas).
e) El estudio por cromatografía gaseosa de los productos de metilación y posterior hidrólisis de la
rafinosa mostró 1,3,4,6-tetra-O-metil-D-fructosa, 2,3,4,6-tetra-O-metil-D-galactosa y 2,3,4-tri-Ometil-D-glucosa.
Proponga una estructura para la rafinosa. Explique sus conclusiones.
17- Responda verdadero o falso, justificando su respuesta:
a) La fructosa da negativo el test de Tollens por ser una cetosa.
b) Un polisacárido de glucosas unidas α(1-3), por tratamiento con periodato de sodio y posterior
hidrólisis, rinde como producto mayoritario glucosa.
c) Es posible diferenciar el ribitol de la ribosa, revelando el cromatograma con
AgNO3/NaOH/Na2S2O3.
18- Conteste, justificando brevemente:
i- ¿Cuándo se dice que un azúcar es reductor?
ii- ¿Se puede aplicar cromatografía de partición a compuestos poco polares?
iii- ¿Qué tipo de sustancias se cromatografían sobre celulosa?
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TRABAJO PRÁCTICO NO 8
CROMATOGRAFÍA GAS-LÍQUIDO (CGL) Y
CROMATOGRAFÍA LÍQUIDA DE ALTA RESOLUCIÓN (CLAR)
1.-Objetivos:
El objetivo de esta práctica demostrativa es conocer teórica y prácticamente dos de las
técnicas cromatográficas de uso más extendido en la actualidad.
2.-Desarrollo de la práctica
2.1.-Preparación de los acetatos de alditoles
El docente entregará las muestras incógnitas de azúcares.
Verificar que el pH de la solución acuosa de carbohidratos (0,5 ml) sea mayor a 7 (si no
agregar gotas de NaOH dil.) y luego adicionarle NaBH4 (una punta de espátula, 20 mg). Dejar
reaccionar durante 90 minutos. Adicionar luego AcOH (g), gota a gota, hasta pH 5. Se evapora a
sequedad en rotavapor con bomba de aceite, y se agrega metanol (3 x 1 ml) y se lleva a seco para
eliminar el borato residual como borato de metilo. Dejar en desecador hasta la clase siguiente.
Se acetilan los alditoles por agregado de piridina (0.5 ml) y anhídrido acético (0.5 ml)
calentando durante 30 min a 80°C. La solución se enfría y se extrae con cloruro de metileno:agua 1.1
La fase acuosa se separa con pipeta Pasteur y se reextrae con cloruro de metileno. El extracto
orgánico combinado se evapora a sequedad y el residuo obtenido se disuelve en cloruro de metileno
inmediatamente antes de inyectar en el cromatógrafo gaseoso.
2.2.-CGL:
Se analizará la composición de la mezcla incógnita de azúcares convenientemente
derivatizada, inyectando 1 l de la fase orgánica. Se realizarán corridas en distintas condiciones y se
identificarán los componentes de la muestra comparando con los tiempos de retención de los patrones
adecuados.
2.3.-CLAR: (más conocida por su sigla en idioma inglés como HPLC : high performance liquid
chromatography):
Se separará una mezcla de bases nitrogenadas, entre las que se encuentran:
O
Cl
Br
N
NH
H2N
NH2
N
O
N
N
N
N
H
NH2
2-amino-5-bromopirimidina
N
H
O
Uracilo
Cl
N
H
5-amino-4,6dicloropirimidina
N
H
N
Adenina
NH
N
H
N
Guanina
Se empleará para ello una columna analítica RP-18 y un sistema de solventes MeOH-H2O
(4:6). Se determinarán los tiempos de retención de los cinco componentes.
Química Orgánica (Cs. Biológicas)
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NH2
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3.-CUESTIONARIO
1.
2.
3.
4.
5.
Explique cuál es la base teórica de estas dos técnicas.
Explique de qué partes constan ambos equipos.
¿Qué diferencia existe entre CGS y CGL? ¿Para qué tipo de compuestos se usan?
¿Cuáles son los detectores más usuales en CG?
¿Cuál es la diferencia entre fase reversa y fase normal? ¿Cuáles son las fases móviles más usadas
para cada una?
6. ¿Qué requisitos debe cumplir un solvente o mezcla de solventes usado como fase móvil en HPLC?
7. ¿Cómo se filtran y desgasifican los solventes para HPLC?
8. Se desean encontrar las condiciones óptimas para separar por CGL a un producto natural X de una
impureza. Cómo procedería si en una determinada corrida no se observan picos además del pico de
solvente en el que estaba disuelta la muestra.
9. Idem al problema anterior por CLAR.
10. Al analizar por HPLC la materia prima ibuprofeno, usando una columna de 150mm x 4,6mm
rellena con RP-18, un flujo de 1ml/min. y como fase móvil CH3CN-H2O (70:30), se observan dos
señales por detección a 260 nm. La primera es una señal importante a tr = 2 min. y la segunda, de
menor intensidad, a tr =4,5 min.
Indique cualitativamente cómo variará cada tr. si sólo se cambia:
a)La columna por otra de 250mm x 4,6 mm.
b)El flujo a 0,2 ml/min.
c)La fase móvil a CH3CN-H2O, 50:50.
d)El detector por uno de índice de refracción.
e)La longitud de onda a 265 nm.
f)El relleno por RP-8.
Justifique su respuesta.
11) Por extracción y posterior metilación de los ácidos grasos de un aceite vegetal se obtuvieron
cuatro señales por C.G.L. usando una columna capilar SP2250 de 30 m de longitud y FID como
detector. Los tiempos de retención observados fueron: 2; 2,5; 4; 6 minutos respectivamente. Sabiendo
que los ácidos grasos precedentes son C16:1, C22:1, C16:0, C20:0 y que se usó la siguiente programación de
temperaturas T1= 150ºC, t1= 3 min.; T2=200ºC con una rampa de 10ºC/min.
a) Asigne los tr a los ácidos grasos presentes en la muestra.
b) Indique cualitativamente cómo variará cada tiempo de retención si solo se cambia:
i-La rampa de temperatura por una corrida isotérmica a 150ºC.
ii-El flujo, aumentándolo y disminuyéndolo.
iii-La longitud de la columna, por una de 60 m de longitud con el mismo relleno.
iv-El detector por uno de captura electrónica.
v-¿Podría haber analizado por CGL los ácidos grasos sin derivatizar? Justifique.
vi-¿Qué otra técnica podría haber usado para analizar cuantitativamente los ácidos grasos libres?
Describa brevemente las condiciones.
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Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA.
TRABAJO PRÁCTICO No 9
CROMATOGRAFÍA DE INTERCAMBIO IÓNICO - AMINOÁCIDOS
1.-Introducción
Las proteínas están entre los compuestos más importantes del organismo animal. Son poliamidas que por
hidrólisis dan aminoácidos.
Por lo común sólo se encuentran veinte aminoácidos en las proteínas de plantas y animales, sin embargo,
estos veinte aminoácidos se pueden combinar en una gran variedad de formas, para originar músculos,
tendones, piel, uñas, plumas, seda, hemoglobina, enzimas, anticuerpos y muchas hormonas.
2.-Objetivo
Separar por cromatografía de intercambio iónico una mezcla de aminoácidos, verificando las propiedades
ácido/base de los mismos.
3.-Parte experimental
• Cromatografía de intercambio iónico
Armar una columna con resina Amberlite CG-45 (aniónica débil, forma OH-) de aproximadamente 2
cm de altura . Lavar con agua destilada. Controlar que el pH sea neutro. Sembrar 0,5 ml de una
solución acuosa de la mezcla proporcionada por el docente y eluir (muy lentamente) con 2 ml de agua
destilada, y repetir la operación 4 veces (10 ml en total) recogiendo las fracciones en tubos separados.
Luego eluir con 10 ml de NH3 1M, en fracciones de dos mililitros.
• Cromatografía de partición en celulosa
Sembrar en una placa de celulosa de 10 x 10 cm la solución original (5 ó 6 gotas), los eluídos con agua y
con NH3 (9-10 gotas) y los testigos suministrados por el personal docente. Dejar secar los puntos de
siembra. Desarrollar la cromatografía en n-butanol-ácido acético-H2O 9:1:2,5.
Revelado: pulverizar con solución de ninhidrina 2% en acetona, dejar secar y poner en estufa a 100ºC.
Nota: Una placa de 10 x 10 cm tarda aproximadamente 2 horas y media en correr.
Si la muestra de aminoácidos incluyera hidratos de carbono, se realizará, además, una cromatografía
en placa delgada de sílica sembrando la muestra y los eluidos acuosos. Se desarrollará la
cromatografía en n-PrOH: NH3: H2O en relación (7:1:2) como solvente, y se revelará por inmersión
en una solución etanólica de H2SO4 10 % y posterior calentamiento.
IMPORTANTE: En todos los pasos de este trabajo práctico debe utilizarse agua destilada.
Química Orgánica (Cs. Biológicas)
98
Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA.
4.-CUESTIONARIO
1) Explique los fundamentos de la cromatografía de intercambio iónico.
2) En el TP realizado explique:
a) ¿Para qué se usa una columna de intercambio?
b) ¿Qué habría ocurrido si se hubiera utilizado una resina ácida?
c) ¿Qué es y para qué se usa la ninhidrina?
3) Responda verdadero o falso, justificando claramente su respuesta:
a) Es posible separar glucosa de lisina por medio de una resina de intercambio catiónico fuerte.
b) Es posible separar glicina de ácido aspártico por medio de una resina de intercambio catiónico fuerte,
si se usa como solvente un buffer de PI igual al PI del ácido aspártico.
4) Se tienen los siguientes aminoácidos:
NH2CH2COOH (Glicina) (PI: 6,1)
SHCH2CH(NH2)COOH (Cisteína) (PI: 5,0)
NH2(CH2)4CH(NH2)COOH (Lisina) (PI: 9,7)
HOOCCH(NH2)COOH (Ac. Aspártico) (PI: 2,7).
¿Cuáles serían retenidos por una resina catiónica a pH 6,1? Explique.
Química Orgánica (Cs. Biológicas)
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Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA.
Química Orgánica Cs. Biológicas Parte B
Primer Parcial 11/5/2006
Problema 1:
Una empresa fabricante de tolueno, durante el control de calidad del producto, detecta un lote
anómalo que presenta un diagrama de destilación como el que sigue:
T( ºC)
110
Diagrama 1
75
48
100
gramos de destilado
Se reconoció mediante diversos ensayos la presencia de un contaminante que pudo ser identificado
como una amina X (P. Eb. 96 °C). Ingresan entonces a un manual y encuentran que el tolueno
presenta con la amina X un azeótropo de mínima (P.Eb. 75°C), cuya composición expresada en %
m/m es (25:75) respectivamente.
a) Determine la proporción de amina X en el tolueno contaminado.
b) Proponga un método de purificación del tolueno.
c) Dibuje el gráfico de destilación fraccionada (temperatura versus gramos de destilado) para
una mezcla tolueno: amina X (1:1).
Problema 2:
Un alumno recibe una muestra sólida M que contiene dos de los siguientes analgésicos y se propone
separarlos mediante una extracción ácido-base:
O
O
HN
COOH
O
O
N Cl
H
O
OH
Aspirina
Paracetamol
Propoxifeno Clorhidrato
COOH
Ibuprofeno
Al recibir la muestra el alumno realiza un análisis preliminar por C.C.D., para ello siembra la
muestra M disuelta en metanol y los patrones de los analgésicos que le proporcionó el docente
(cada uno de ellos disuelto en metanol). Obtiene el siguiente resultado:
C.C.D
Química Orgánica (Cs. Biológicas)
1
2
3
4
5
100
Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA.
Silicagel F254, Solvente de desarrollo éter petróleo/acetato de etilo 1:1
Revelador: Luz U.V. long. Onda. 254 nm
Siembra:
1- Paracetamol
2- Aspirina
3- Muestra M
4- Ibuprofeno
5- Propoxifeno clorhidrato
Teniendo en cuenta los resultados de la CCD el estudiante realiza una extracción
siguiendo el esquema que se muestra abajo. Sobre el sólido 1 realiza el ensayo de ácidos
hidroxámicos (etanol) y da resultado negativo.
F. Org. 1
Muestra M
1- Na2SO4 anhidro
2- filtrado, evaporación
sólido 1
CH2Cl2
agua
F. ac. 1
1-NaOH 10 % (pH: 9)
2- CH2Cl2
F. ac. 2
1- Na2SO4 anhidro
2- filtrado, evaporación
F. Org. 2
Responda:
a) ¿Qué analgésicos están presentes en la muestra M? Explique brevemente.
b) ¿Por qué el propoxifeno clorhidrato tiene un Rf = 0?
c) Indique la identidad de los sólidos 1 y 2 (formule sus estructuras), y justifique.
d) ¿Podría separarse una mezcla de los cuatro analgésicos mencionados mediante extracción ácidobase? Justifique dibujando un esquema de extracción. Indique claramente que soluciones utiliza en
cada etapa (ácido, base, agua y/o solvente orgánico), indique los lavados, secados y filtrados que
realiza donde corresponda. Formule las especies presentes en cada fracción orgánica y acuosa.
e) Sabiendo que el Rf del paracetamol es 0.4 usando como solvente de desarrollo éter de
petróleo/acetato de etilo 1:1, como espera que varíe si usa como solvente:
- éter de petróleo/acetato de etilo 8:2
- éter de petróleo/acetato de etilo 2:8
- Acetato de etilo/metanol 9:1
Justifique su respuesta
Problema 3:
Dada la siguiente tabla, complete con el ensayo correspondiente, seleccionando entre los siguientes:
Lucas, NaI en acetona, Fehling, Br2/CCl4, ácido hidroxámicos, Tollens, CrO3, AgNO3/etanol.
Química Orgánica (Cs. Biológicas)
101
sólido 2
Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA.
OEt
O
Ensayo
OH
Br
O
H
A
B
C
D
E
+
+
+
-
+
-
+
+
-
Formule un ejemplo de cada ensayo e indique la señal positiva.
Problema 4:
Indique si las siguientes suposiciones son verdaderas o falsas. Justifique brevemente (no más de 5
renglones)
a) El P.F de una mezcla de dos sólidos A y B puede ser mayor que cualquiera de los P.f. de A y de B
puros.
b) Si se mezcla α-naftol con vidrio molido, el P.f. desciende proporcionalmente al grado de molienda
del vidrio.
c) Si la adición de pequeñas cantidades de una sustancia A disminuye el punto de fusión de una
sustancia X, entonces X y A son sustancias distintas.
Química Orgánica (Cs. Biológicas)
102
Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA.
Química Orgánica (Cs. Biológicas) Parte B- 1er Cuatrimestre 2006
Segundo Parcial – 6/7/2006
Problema 1:
Se desea conocer la estructura de un disacárido A para lo cual se ensayaron sobre éste distintas
reacciones. Algunas de estas reacciones se cromatografiaron posteriormente en placa de celulosa,
comparando con patrones y se revelaron con distintos reactivos. Los datos obtenidos fueron los
siguientes:
Siembra
Rg (IO4-/MnO4-)
Rg (ác ftálico/anilina)
Hexosa 1
1,0
1,0
Hexosa 2
0,9
0,9
Hexosa 3
1,1
1,1
Hexosa 4
1,2
Hidrólisis ác de A 15 min
0,4; 1,2; 0,9
0,9
Tratamiento de A con βglicosidasa
Además, la hidrólisis ácida total de A seguida de derivatización con borohidruro de sodio y posterior
tratamiento con anhídrido acético y piridina, mostró por cromatografía gaseosa tres señale a tR= 16,5;
18,5 y 21,0 con relación de áreas 10:20:10 respectivamente. El CGL de una mezcla de testigos de
arabinosa, xilosa, manosa, galactosa y glucosa con la misma derivatización y en las mismas
condiciones dio señales a tR= 8,4; 10,3; 16,5; 18,5 y 21,0 respectivamente.
La oxidación de un mol del metilglicósido de A con periodato de sodio consumió dos moles de
reactivo y liberó un mol de ácido fórmico.
El disacárido A dio positivo el ensayo de Tollens.
a) Siendo A un disacárido, por qué se observan tres señales por CGL luego de la hidrólisis total
y posterior derivatización ?
b) Indiqué qué hexosas forman el disacárido.
c) Qué compuestos de la hidrólisis a 15 min no revela con ftalato de anilina?
d) Escriba la estructura de A en fórmula de Haworth, compatible con los resultados obtenidos,
indicando claramente su razonamiento.
Problema2:
Dada la siguiente mezcla (lisina, ácido benzoico y glucitol)
CH2OH
O
H2N
CH
C
O
OH
H
OH
HO
(CH2)3
CH2
NH2
pI = 9.7
pKa = 4.2
OH
H
H
OH
H
OH
CH2OH
i)
Sepárelos mediante cromatografía de intercambio iónico en columna, elija la fase estacionaria
adecuada y especifique los solventes y el orden de elución (pH). Formule las especies que
salen de la columna.
ii) ¿Podría usar CGL para analizar directamente las fracciones que eluyen de la columna?
Explique.
Química Orgánica (Cs. Biológicas)
103
Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA.
Problema 3:
Con el objeto de separar los componentes de una mezcla de reacción, se analizaron las CCD
desarrolladas con distintos sistemas de solventes, con el fin de buscar condiciones para una separación
por columna:
Hexano-Acetato de etilo (7:3), Hexano-Acetato de etilo (1:1), Acetato de etilo-Metanol (7:3) y
Acetato de etilo-Metanol (1:1).
De acuerdo a las placas obtenidas indique:
a) con qué solvente fue corrida cada CCD.
b) Indique brevemente con qué solvente armaría la columna y con cuales eluiria. Aclare en que
orden los utilizaría y qué componente eluye en cada caso.
c) Cómo sembraría la columna en caso de que la mezcla fuera totalmente soluble solo en
metanol.
Rf = 0,94
Rf = 0,83
Rf = 0,71
Rf = 0,63
Rf = 0,39
Rf = 0,31
Rf = 0,00
A
Rf = 0,78
Rf = 0,43
Rf = 0,09
B
C
D
Problema 4:
En la figura 1 se muestra la separación por HPLC de una mezcla de las siguientes sustancias:
O
O
OH
C
2
3
O
CH3
NO2
C
OCH3
CH3
NH
N
H
1
O
4
5
6
Las condiciones de trabajo son:
Columna: Rp-18 (25 cm)
Fase móvil: metanol-agua (65:35)
Flujo: 0.5 ml/min
Detector: UV (254 nm)
Responda brevemente (justificando su respuesta):
a) ¿Porqué el tolueno es eluido en último término?
b) Indique cualitativamente cómo se modificarían los tiempos de retención en los siguientes casos:
i) empleando una fase móvil metanol –agua (35:65).
ii) empleando un flujo de 1 ml/min.
iii) empleando una columna de similar fase estacionaria y diámetro pero de 15 cm de largo
c) Podría utilizar un detector de índice de refracción en el análisis anterior?
Química Orgánica (Cs. Biológicas)
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Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA.
Problema 5:
Con el objetivo de aislar los componentes principales (A-E) de una hierba aromática se sometió la
planta al siguiente tratamiento: una destilación de arrastre por vapor a pH=7. El destilado se extrae
con CH2Cl2 y la fase orgánica se analiza por cromatografía gaseosa.
O
CH2 O C (CH2)12CH3
HO OH
OH
O
O
C
CHOH
O
HO
OH
NH3
NH3
O CH2
A
B
C
Destilado
CH2Cl2
D
E
Fase Orgánica (FO1)
Hierba
Aromática
1. H2O, pH=7
2.Arrastre por
vapor
Fase acuosa (FA1)
Residuo (R1)
Datos: B, C y D tiene presión de vapor ~ 10 mm Hg a T=100 ºC
Teb(B)=178 ºC; Teb(C)=236 ºC; Teb(D)=195 ºC; pIE= 9,7.
a) Indique en qué fracción (R1, FO1, FA1) se encuentra cada componente. Justificando la respuesta.
b) El análisis por cromatografía gaseosa de FO1 arrojó los siguientes resultados:
(los cromatogramas se realizaron a igual flujo de gas portador)
1. t=220 ºC
2. t=100 ºC
i) Explique las diferencias observadas.
ii) Identifique cada compuesto en el cromatograma.
iii) Dibuje el cromatograma que se obtendría si se mantienen las condiciones del cromatograma 2
pero se aumenta la velocidad del gas portador al doble. ¿Cómo sería el cromatograma si se la
disminuye a la mitad?
iv) Plantee condiciones de corrida en cromatografía gaseosa que permitan una buena separación de los
compuestos en el menor tiempo posible
Química Orgánica (Cs. Biológicas)
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