Guía Laboratorio - Departamento de Química Orgánica
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Departamento de Química Orgánica Facultad de Ciencias Exactas y Naturales Universidad de Buenos Aires QUÍMICA ORGÁNICA (CIENCIAS BIOLÓGICAS) Guía de Laboratorio (Parte B) 2º Cuatrimestre 2013 Profesor: Dra. Pablo H. Di Chenna Jefes de Trabajos Prácticos: Dr. Lautaro Alvarez Dra. Malena Landoni Dra. Andrea Ponce Dra. Maria Laura Salum Dra Carla Spagnuolo Dra. Olga I. Tarzi Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. PROGRAMA 1- Estructura y propiedades de los compuestos orgánicos: Uniones químicas. Orbitales del carbono en los compuestos orgánicos. Hibridación. Forma de las moléculas orgánicas. Longitud, ángulo y energía de enlace. Grupos funcionales. Nomenclatura. Isomería. Isómeros de cadena. 2- Estereoquímica: Isómeros geométricos e isómeros ópticos. Actividad óptica. Quiralidad. Enantiómeros y diasterómeros. Configuración relativa y absoluta. Nomenclatura de Cahn, Ingold y Prelog. Proyecciones de Fischer, de caballete y de Newman. Mezclas racémicas. Resolución química y enzimática. Cicloalcanos. Isómeros conformacionales. 3- Mecanismo de las reacciones orgánicas. Reacciones y propiedades físicas de los diversos grupos funcionales: a) Alcanos: Reactividad. Reacción en cadena: radicales libres. b) Alquenos y alquinos: Reactividad. Mecanismos iónicos: adición electrofílica al doble y triple enlace. Estereoquímica de las reacciones de adición. Oxidación de alquenos. c) Hidrocarburos aromáticos: Resonancia. Reacciones de sustitución electrofílica aromática. Mecanismos. Efecto de los sustituyentes. d) Halogenuros de alquilo: Reactividad. Mecanismos de las reacciones de sustitución nucleofílica (SN1 y SN2) y de eliminación (E1 y E2). Concepto de nucleófilo y de base. e) Derivados orgánicos oxigenados: Alcoholes: reacciones del grupo OH como nucleófilo; deshidratación; oxidación; sustitución. Fenoles: acidez; reacciones. Éteres. f) Aldehídos y cetonas: Reacciones de adición al grupo carbonilo. Oxidación y reducción. Reacciones de reconocimiento y diferenciación. g) Ácidos carboxílicos y derivados: Acidez de los ácidos carboxílicos. Reacciones. Formación de ésteres. Halogenuros de acilo. Otros derivados. Reacciones 4- Espectroscopía: Espectroscopía de infrarrojo (I.R.): utilidad para identificar grupos funcionales. Espectroscopía de ultravioleta (U.V.) y visible. Cromóforos y auxócromos. Sustancias coloreadas y colorantes. Nociones de espectroscopía de resonancia magnética nuclear protónica (R.M.N.-1H) 5- Hidratos de carbono: a) Monosacáridos: Propiedades generales. Estructura hemiacetálica. Glicósidos. Mutarrotación. Anómeros. Estereoisomería. Estructuras de Fischer, de Haworth y conformacionales. Aminoazúcares. Desoxiazúcares. b) Disacáridos: Maltosa, celobiosa, lactosa, sacarosa. Determinación de su estructura. Propiedades. c) Polisacáridos: Clasificación. Almidón y celulosa. Propiedades. 6- Lípidos: Ácidos grasos. Triglicéridos. Grasas y aceites. Índices. Saponificación. Reacciones de caracterización. Jabones y detergentes. Fosfolípidos: lecitinas y cefalinas. Cerebrósidos, glicolípidos. Estructura y propiedades. 7- Aminas, aminoácidos, péptidos y proteínas: a) Aminas: Basicidad. Reacciones. Formación de amidas. b) Aminoácidos: Clasificación. Estructura. Configuración. Propiedades. Punto isoeléctrico. "Zwitterion". Química Orgánica (Cs. Biológicas) 1 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. c) Péptidos: Unión peptídica. Determinación de estructuras. Marcación de grupos terminales. Síntesis: métodos de protección y de activación. 8) Compuestos heterocíclicos: Heterociclos con N, O y S de cinco y seis miembros. Pirrol. Furano. Tiofeno. Reacciones y propiedades. Porfina y porfirinas. Hemoglobina, clorofila, vitamina B12. Piridina. Reacciones y propiedades. Quinolina. Nicotina y piridoxina. Indol. Triptofano y escatol. Pirimidina. Uracilo, citosina y timina. Purinas. Adenina y guanina. 9) Ácidos nucleicos: Nucleósidos y nucleótidos. Estructura. Química Orgánica (Cs. Biológicas) 2 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. RÉGIMEN DE APROBACIÓN El curso de Química Orgánica para los alumnos de la carrera de Ciencias Biológicas, se dictará en dos cuatrimestres. En el primero (parte A) se desarrollarán los conceptos básicos de la Química Orgánica y los correspondientes a la Química de los Productos Naturales; esto se realizará a través de clases teóricas (4 hs. semanales) y de clases de problemas (4 hs. semanales) de asistencia no obligatoria. En el segundo cuatrimestre (parte B) se llevarán a cabo los trabajos prácticos de laboratorio (7 hs. semanales) de asistencia obligatoria. SISTEMA DE EVALUACIÓN Parte A: Se tomarán dos exámenes parciales sobre los temas desarrollados en las clases teóricas y de problemas. La aprobación de cada parcial requerirá un mínimo de 55 puntos. Los parciales no aprobados podrán recuperarse en un mismo día, al final del cuatrimestre, siempre que la suma de las notas obtenidas en ambos parciales sea igual o mayor a 55 puntos. El ausente será considerado 0 (cero). Las recuperaciones se aprueban con 60 puntos. No se tendrán en cuenta certificados médicos. El alumno que apruebe la parte A estará en condiciones de cursar la parte B el siguiente cuatrimestre. Parte B: Deberán aprobarse los parciales y el laboratorio (ver más abajo). - Antes de cada nuevo trabajo práctico se tomará un parcialito inicial obligatorio sobre conocimiento general de la práctica a realizar. De no aprobarse el alumno tendrá media falta en los turnos completos y una falta en los turnos partidos y deberá retirarse a estudiar. - Se tomará un parcialito al final de cada práctica con una instancia de recuperación para cada uno. Deben aprobarse el 75 % de los parcialitos. Se tomarán dos exámenes parciales sobre las prácticas realizadas en el laboratorio. La aprobación de cada parcial requerirá un mínimo de 55 puntos. Los parciales no aprobados podrán recuperarse al final del cuatrimestre, siempre que la suma de las notas obtenidas en ambos parciales sea igual o mayor a 55 puntos. El ausente será considerado 0 (cero). Las recuperaciones se aprueban con 60 puntos. No se tendrán en cuenta certificados médicos. APROBACION DE LA MATERIA Aprobación de laboratorio: Esto implica aprobar todas las prácticas, para lo cual se requiere: i) la realización satisfactoria de la misma, a juicio del jefe de trabajos prácticos; ii) aprobación de los interrogatorios respectivos, los cuales pueden ser escritos u orales iii) aprobación de los informes correspondientes. Promoción: Los alumnos que en ambos exámenes parciales de la parte A obtengan un puntaje igual ó mayor a 75 puntos y en ambos parciales de la parte B un puntaje igual o mayor a 60 puntos, aprueban la materia sin rendir examen final. Firma de Trabajos Prácticos: Los alumnos que aprueben los exámenes parciales y el laboratorio y no estén comprendidos en la promoción, firmarán los trabajos prácticos y deberán rendir examen final. Química Orgánica (Cs. Biológicas) 3 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. INFORMES: En los informes deberá constar: a - nombre/s de el/los alumno/s que realizaron la práctica; b - trabajo realizado: no transcriba lo que figura en la guía, describa todo lo hecho que no sea según las instrucciones o no figure en ellas, por ejemplo modificaciones de reactivos o volúmenes, solventes empleados, tiempos y temperaturas, etc. etc. c - resultados esperados (teóricamente) d - resultados obtenidos experimentalmente e - explicación de las diferencias - si es que existen - entre c y d f - observaciones y comentarios sobre el trabajo realizado g - datos físicos y toxicológicos de las sustancias empleadas h - todas las preguntas que forman parte de cada práctica (no se refiere al cuestionario) Nota: se debe tener en cuenta que entregar el informe no significa que haya sido aprobado. Ejemplos: Parte A: 1º parcial 2º parcial 55 55 Aprueba la parte A 54 55 Recupera 1º parcial 55 54 Recupera 2º parcial Las recuperaciones se aprueban con 60 puntos. Si aprueba la parte A estará en condiciones de cursar la parte B. Parte B: 1º parcial 2º parcial 55 55 Aprueba la parte B 54 55 Recupera 1º parcial 55 54 recupera 2º parcial Las recuperaciones se aprueban con 60 puntos. Promoción: podrán acceder a la promoción aquellos alumnos que, sin haber recuperado ningún parcial, hayan obtenido las siguientes notas como mínimo: Parte A Parte B 1º parcial 75 60 2º parcial 75 60 IMPORTANTE Es requisito indispensable para realizar las prácticas, el saber y entender todos los temas involucrados (a tal fin se tomarán interrogatorios orales y/o escritos). Como ayuda y ejemplo no excluyente se ha agregado a cada Guía de T.P. un cuestionario con preguntas y problemas típicos. Química Orgánica (Cs. Biológicas) 4 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. BIBLIOGRAFIA 1. A. Vogel “Practical Organic Chemistry, Longmans”. 2. S. Glasstone “Elementos de Físico-Química”. 3. M. Angeles Martinez Grau, Aurelio G. Csákÿ “Técnicas Experimentales en Síntesis Orgánica” Editorial Síntesis S.A. 4. S. J. Baum, W. Bowen, S. Poulter “Laboratory Exercises in Organic and Biologic Chemistry”, Second Edition. 5. M. P. Cava, M. J. Mitchel “Selected Experiments in Organic Chemistry”, Benjamin, 1966 6. G. Brieger “A Laboratory Manual of Physical Methods in Organic Chemistry”, Harper & Row, 1969. 7. K. B. Wyberg “Técnica de Laboratorio en Química Orgánica”, Kapelusz, 1962. 8. L. F: Fieser “Experimentos en Química Orgánica”, Reverté S.A., 1967. 9. L. G. Galagovsky “Química Orgánica: Fundamentos Teórico-Prácticos del Laboratorio, Eudeba, 1992. Química Orgánica (Cs. Biológicas) 5 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. Química Orgánica (Cs. Biológicas) 6 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. Química Orgánica (Cs. Biológicas) 7 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. Química Orgánica (Cs. Biológicas) 8 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. Química Orgánica (Cs. Biológicas) 9 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. Química Orgánica (Cs. Biológicas) 10 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. Química Orgánica (Cs. Biológicas) 11 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. Química Orgánica (Cs. Biológicas) 12 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. Química Orgánica (Cs. Biológicas) 13 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. Química Orgánica (Cs. Biológicas) 14 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. Química Orgánica (Cs. Biológicas) 15 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. NORMAS DE SEGURIDAD LABORATORIOS SUPERIORES (LABORATORIO 4, 5, 6 y 7) INSTRUCTIVO PARA ALUMNOS Riesgos de Incendios por causas eléctricas Los incendios provocados por causas eléctricas son muy frecuentes. Ellos ocurren por: • sobrecalentamiento de cables o equipos bajo tensión debido a sobrecarga de los conductores. • sobrecalentamiento debido a fallas en termostatos o fallas en equipos de corte de temperatura. • fugas debidas a fallas de aislación. • autoignición debido a sobrecalentamiento de materiales inflamables ubicados demasiado cerca o dentro de equipos bajo tensión, cuando en operación normal pueden llegar a estar calientes. • ignición de materiales inflamables por chispas o arco. Shock Eléctrico Un shock eléctrico puede causar desde una sensación de cosquilleo hasta una desagradable estímulo doloroso resultado de una perdida total del control muscular y llegar a la muerte. Los mecanismos de muerte por electricidad son: 1. Fibrilación ventricular; es el más riesgoso ya que a menos que se disponga de un desfibrilador o se esté en un centro médico se trata de un acontecimiento espontáneo irreversible provocando la muerte. 2. Tetanización: produciendo la contracción de los músculos estriados de las extremidades haciendo que la victima quede prendida al conductor. 3. Doble acción: de tetanización y fibrilación. 4. Parálisis bulbar, cardiocirculatorio y respiratorio. Los factores que se deben tener en cuenta para evitar accidentes son: La Intensidad de la corriente: El umbral mínimo de percepción es 1.1 mA con Corriente Alternada. El umbral mínimo dc contracción muscular se produce con 9 mA pudiendo ocurrir contracción de los músculos que ocasiona la proyección del accidentado lejos del conductor y cuando no sea asi se puede Ilegar a la asfixia por contracción de los músculos respiratorios. El umbral de corriente peligroso es de 80 mA en Corriente Alternada de 50 ciclos, donde ya se puede llegar a la fibrilación ventricular. El umbral de corriente que puede causar depresión del Sistema Nervioso Central ocurre con corriente de 3 ó 4 A. Asi según la intensidad y su acción sobre el organismo se clasifica: Química Orgánica (Cs. Biológicas) 16 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. CATEGORIA 1 INTENSIDAD menor de 25 mA 2 de 25 a 80 mA 3 4 de 80 mA a 4 A mayor a 4 A EFECTO Tetanización sin influencia sobre corazón Tetanización con posibilidad de parálisis temporal cardíaca y respiratoria Zona peligrosa de fibrilación ventricular Parálisis cardíaca y respiratoria: quemaduras graves Tiempo de contacto. El corazón no puede producir la fibrilación a menos que el tiempo de contacto sea como mínimo del orden de un periodo cardíaco en valor medio 0,75 seg. O sea que a tiempos de contactos menores no se produce la fibrilación. Esto es muy importante desde el punto de vista de la protección de los disyuntores diferenciales, ya que el corte de la corriente se produce en tiempos de aproximadamente 200 mil segundos o sea que no se puede llegar a que atraviesen el organismo corrientes peligrosas. NORMAS PARA TRABAJAR EN EL LABORATORIO Objeto: Seguridad en el laboratorio. Este es un recordatorio para estudiantes y cualquier persona que trabaje en el laboratorio acerca de los criterios de seguridad que se deben contemplar POR FAVOR LEA DETENIDAMENTE SIGUIENTES NORMAS DE SEGURIDAD Y SIGA ESCRUPULOSAMENTE LAS RECUERDE: LA PRECARIEDAD ES LA PRINCIPAL CAUSA DE LOS ACCIDENTES EN EL LABORATORIO 1- NORMAS DE SEGURIDAD PARA TRABAJAR CON MAQUINAS HERRAMIENTAS • • • • • • • • • • Use en todo momento antiparras. No trabaje solo. No opere máquinas para las cuales no está calificado. No deje la llave en la mordaza del torno. Si tiene cabello largo, use una banda para mantenerlo recogido. No use cadenas, anillos, corbata o cualquier prenda suelta mientras está trabajando en una máquina. Verifique si las pinzas están fijadas correctamente en las máquinas antes de ponerlas en funcionamiento. Mantenga el piso alrededor de las máquinas libre de grasa, aceite, virutas, piezas y herramientas de trabajo. Sea precavido en las zonas donde se usa aire comprimido. Nunca apunte el pico a una persona. ya que tal acción puede hacer volar partículas extrañas a los ojos, oídos, etc, o causar daños serios. Nunca abandone una máquina hasta que esté totalmente detenida. 2- NORMAS DE SEGURIDAD PARA TRABAJAR CON ALTA TENSlÓN • Si se encuentra solo NO realice experimentos que requieran utilizar alta tensión Química Orgánica (Cs. Biológicas) 17 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. • • • • • • • • • • • • • • • • Asegúrese que su fuente y su circuito de alta tensión estén adecuadamente puestos a tierra (verifique la tierra usada y que las conexiones sean firmes). NUNCA toque un cable de alta tensión o cualquier parte que haya sido conectada a una fuente de alta tensión sin haber antes cortocicuitado a tierra AL MENOS DOS VECES dicho elemento, con una -barra a tierra-. Para este propósito el laboratorio debe tener una barra con aislación para ser usada con alta tensión. El procedimiento a seguir en este caso es: Fijar mecánicamente el cable de la barra a una buena tierra y luego tocar el elemento que pudiera estar a alta tensión con el extremo aislado de la barra. Ud debe suponer SIEMPRE que todos los condensadores ESTAN CARGADOS. Siempre cortocircuite con la barra de tierra todos los condensadores antes de tocarlos. LA DESCARGA DE UN CONDENSADOR DE ALTA TENSION PUEDE SER LETAL AUN SI NO HA ESTADO CONECTADO A UNA FUENTE DE ALTA TENSION POR VARIOS DIAS. Las fuentes de alta tensión de su experimento pueden tener condensadores que pernanecen cargados aún si la fuente ha sido apagada. Una descarga de tal condensador puede ser LETAL. Utilice la barra de tierra antes de tocar la salida de la fuente. Cubra todas las conexiones de alta tensión para evitar contactos accidentales con las mismas. Coloque carteles "PELIGRO, ALTA TENSlÓN" en todo experimento o conexión que lo requiera. Asegúrese que el piso o la mesa de trabajo no estén mojados cuando trabaja con alta tensión. Use cables de especificaciones adecuadas para alta tensión. Asegúrese de apagar las fuentes de alta tensión cuando no está controlando personalmente su experimento. Las descargas rápidas de alta tensión emiten ruido electromagnético que pueden alterar el funcionamiento de marcapasos. La tensión de Línea también es potencialmente peligrosa, ya que con más de 80 V el cuerpo humano admite una corriente capaz de producir paro cardíaco. Controle la calidad de la tierra de su circuito antes de conectarlo. Por norma de seguridad todos los equipos tienen su correspondiente conexión a tierra. Controle la calidad de este contacto cuando va a usar un equipo no comercial. Tenga especial cuidado al conectar un autotransformador o variac. El borne común de este dispositivo debe estar conectado al neutro de la línea. Sea consiente que en este caso los contactos del enchufe no son equivalentes. En el laboratorio muy frecuentemente se usan adaptadores de enchufes. Tenga siempre en cuenta que cuando se usan estos aditamentos puede desconectarse la tierra del equipo que está usando 3- NORMAS DE SEGUIDAD CON GASES y PRODUCTOS QUIMICOS • • • • • Verifique en la literatura la toxicidad y normas de manipulación de cada sustancia química que utilice. Use antiparras de protección y guantes de seguridad cuando manipule ácidos y sustancias reactivas. Mezcle y manipule productos químicos peligrosos en la campana. Los tubos de gas deben estar fijados a la pared, y ser trasladados con el carrito correspondiente. Recuerde que tienen muy alta presión y en caso de caer, pueden explotar o salir despedidos a gran velocidad si la válvula principal se rompe. No toque solventes con las manos desnudas (eso incluye acetona y metanol). Química Orgánica (Cs. Biológicas) 18 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. • • • • • • • Disponga de las medidas de seguridad adecuadas para los gases tóxicos, (Esto incluye las salidas de los bombas de vacío). No presurice en exceso recipientes que pueden explotar. Recuerde la presión en un recipiente puede aumentar en un experimento por ejemplo con el aumento de la temperatura. No arroje residuos químicos al desagüe. Verifique con quien corresponda el procedimiento adecuado para su desecho. Si utiliza lentes de contacto, el riesgo a los ojos es mayor pues los gases son ocluidos detrás de las lentes. Utilice siempre antiparras protectoras. Cuando manipule líquidos criogénicos utilice siempre termos adecuados para este fin. Los termos comunes con cobertura plástica no son adecuados y pueden explotar produciendo graves accidentes. Nunca abrir la válvula de un tubo de alta presión que no tiene conectada una válvula reguladora y los correspondientes manómetros. En el manejo de líquidos criogénicos, recordar que el aire liquido tiene un alto porcentaje de oxigeno liquido, y que el nitrógeno liquido se enriquece de oxigeno a menos que este aislado del ambiente por medio de una válvula que deja salir vapor de nitrógeno cuando la presión del termo supero un cierto umbral por encima de presión atmosférica. El oxigeno liquido es un excelente comburente de modo que no debe ponerse en contacto con elementos combustibles y posibles chispas. 4- NORMAS DE Seguridad CON RADIACIONES Ionizantes En esta categoría se incluyen fuentes radioactivas y rayos X. De manejar habitualmente estas fuentes es imprescindible leer las medidas de seguridad indicadas en los respectivos manuales así como los manuales de seguridad correspondientes. La exposición a este tipo de radiaciones no es dolorosa. Pero es letal. Es importante que extreme las precauciones tanto para su seguridad como la de sus compañeros, vecinos o transeúntes circunstanciales. Le recordamos algunas medidas elementales. • Si trabaja habitualmente con fuentes de radiación ionizantes, solicite su dosímetro personal y haga controles periódicos. • Asegúrese que el recinto en que se encuentra la fuente está correctamente blindado. • Deben haber carteles indicando el tipo de radiación y advirtiendo si hay peligro. • No permanezca en el recinto mas tiempo que el necesario para controlar el experimento. • No deje el recinto con la fuente encendida, asegúrese que ninguna persona ingrese inadvertidamente al mismo y que las señales indicando "Fuente encendida" son claramente visibles. • Los cuidados deben extremarse en caso de mujeres en su período de embarazo. El feto es más sensible durante los primeros tres meses de embarazo, por lo tanto evite la exposición a radiaciones ionizantes si planea quedar embarazada. • Las descargas de alta tensión emiten rayos X. Tome las precauciones correspondientes. • Como con cualquier radiación no visible, extreme las precauciones. El sentido común es fundamental. 5- NORMAS DE SEGURIDAD CUANDO SE UTILIZAN LASERES. Los láseres están clasificados en 6 categorías de seguridad según su peligrosidad entre la clase I y clase IV. La clase I es considerada no peligrosa. La clase IV produce daños en los ojos y piel aún en exposiciones de luz dispersada. • .Verifique la etiqueta de clasificación que tiene el láser que utiliza. • Use siempre antiparras de seguridad. • Evite usar objetos metálicos (relojes, anillos) que puedan producir una reflexión directa del haz. Química Orgánica (Cs. Biológicas) 19 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. • • • • • Evite exponer la piel al haz láser. No mire directamente al haz AUN CUANDO UTILICE ANTIPARRAS DE PROTECCIÓN. Extreme las precauciones con radiación no visible. Los laceres en la zona del infrarrojo cercano son particularmente peligrosos pues no son visibles y producen daño permanente en la retina se introducen accidentalmente en el ojo. Como con cualquier fuente de luz muy brillante y potencialmente peligrosa, el sentido común es fundamental. Química Orgánica (Cs. Biológicas) 20 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. Instrucciones de primeros Auxilios Atención de heridas Las heridas deberán lavarse con agua y jabón (Espadol). Si hay cuerpos extraños, grasa u otras suciedades, éstos deberán quitarse previamente con gasa estéril, no con algodón. Si la herida es superficial se podrá aplicar un antiséptico (Pervinox) y se cubrirá con un apósito y un vendaje si fuera necesario. Atención de salpicaduras o proyecciones en ojos. Lavar con abundante agua destilada o solución fisiológica, levantando el párpado superior e inferior y permitiendo que fluya la solución de lavado en la superficie del ojo. No usar pomadas ni antisépticos comunes. Cubrir el ojo con gasa estéril. Trasladar de inmediato al lesionado a un centro asistencial especializado. Atención de quemaduras. En quemaduras leves deberá colocar la zona afectada en un baño de agua con cubos de hielo, con lo que disminuirá el dolor y bajará la temperatura. Luego secar y aplicar una gasa de Pancután sobre la zona a tratar cubriendo con vendaje liviano no compresivo (de sostén). Cambiar el vendaje exterior una o dos veces por día, retirando la gasa de Pancután una vez que ésta se desprenda espontáneamente. En caso de quemaduras más severas consultar inmediatamente al médico. Cuando la quemadura se produjera por salpicadura o derrame de un producto químico, lavar con abundante cantidad de agua y luego tratar como quemadura común. Atención de hemorragias. En caso de hemorragia en un miembro elévelo más alto que el resto del cuerpo. Puede actuar: Por compresión directa sobre la herida (con apósito o pañuelo) Por presión indirecta sobre los puntos de presión con un lazo hemostático simple. Servicio de Higiene y Seguridad en el Trabajo Química Orgánica (Cs. Biológicas) 21 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. PRECAUCIONES EN EL LABORATORIO 1. Mantenga limpio el sitio de trabajo. 2. NO FUME, COMA NI BEBA EN EL LABORATORIO. 3. Conozca la ubicación del extinguidor de incendios y manta no inflamable más cercanos a su sitio de trabajo. AVERIGÜE COMO SE UTILIZAN. 4. NO TRASVASE LÍQUIDOS INFLAMABLES SI HAY MECHEROS ENCENDIDOS CERCA. Los solventes no deben colocarse en vasos de precipitados. 5. Al calentar solventes inflamables en pequeña cantidad, utilice un baño maría con el mechero apagado. 6. Al mezclar o calentar sustancias evite que la boca del recipiente esté dirigida hacia el rostro 7. Extreme las precauciones cuando use ETER ETÍLICO. 8. No caliente sistemas cerrados. 9. Las recristalizaciones se harán en un tubo, erlenmeyer o balón, nunca en un vaso de precipitados. 10. Cuide que las uniones esmeriladas estén limpias. Es conveniente cargar los balones con un embudo (líquidos) o proteger el esmerilado con papel satinado (sólidos). 11. Cuando deba desmenuzar o despegar sustancias del fondo de un recipiente de vidrio, use una espátula flexible (no una varilla de vidrio), apoyando el recipiente sobre la mesada. 12. Cuando deba introducir un tubo de vidrio en un tapón, tome el tubo con un repasador cerca del tapón. No presione los tubos acodados cerca del sitio doblado. 13. Use soportes que se apoyen bien en la mesa y controle especialmente los aparatos con centro de gravedad alto. 14. Retire los capilares usados de los baños de punto de fusión. Nunca enfríe con agua los baños de punto de fusión. 15. Evite que caigan papeles, vidrios y todo tipo de material en las piletas. 16. LOS SOLVENTES ORGANICOS PERFORAN LAS PILETAS, DESÉCHELOS EN LOS BIDONES DESTINADOS A TAL FIN. 17. NUNCA TIRE SOLUCIONES BÁSICAS EN LOS BIDONES DE SOLVENTES. Química Orgánica (Cs. Biológicas) 22 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. CORTADURAS Lavar la herida con abundante agua. Si han quedado trozos de vidrio (cortaduras más frecuentes) retirarlos con cuidado y dejar salir un poco de sangre. Lavar y desinfectar con agua oxigenada de 10 volúmenes (o alcohol) y cubrir la herida con un apósito protector (o vendas, colocando previamente sulfatiazol en la zona afectada). No volver a trabajar sin haber protegido la herida. Si mana abundante sangre puede deberse a un corte en vena o arteria, en tal caso aplicar un torniquete por encima de la herida y llamar a un médico. QUEMADURAS Lavar con mucha agua y hielo. En caso de quemadura severa concurrir inmediatamente al Instituto del Quemado. FUEGO En el laboratorio: No arrojar agua. Lo más indicado es el uso de extinguidores de anhídrido carbónico (deben dirigirse primero al borde de la zona en llamas y luego al centro) y arena. Cerrar las llaves de gas más próximas y retirar las botellas con solventes inflamables. En las ropas: NO CORRA. Arrójese al suelo y gire sobre sí mismo, con esto se consigue sofocar las llamas y proteger la cabeza. Ayude al accidentado cubriéndolo con una manta no inflamable o con sacos (no usar telas de material sintético). AGENTES CORROSIVOS SOBRE LA PIEL En caso de quemaduras con agentes químicos lo primero que debe hacerse es lavar con abundante agua, a menos que específicamente se indique otra cosa. El paso siguiente será: ACIDOS: lavar con solución saturada o pasta de bicarbonato de sodio y luego con abundante agua. BASES: lavar con ácido acético 4% o con ácido bórico. QUEMADURAS CON BROMO Eliminar el bromo lavando con agua, luego tratar la quemadura con solución saturada de tiosulfato de sodio, lavar con agua y poner un aceite suavizante. QUEMADURAS CON FENOL Lavar con agua, quitar lo que quede de fenol con glicerina o etanol. No aplicar ungüentos grasos. Química Orgánica (Cs. Biológicas) 23 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. AGENTES CORROSIVOS EN LOS OJOS Lavar la parte externa del ojo con abundante agua, luego abrir el ojo y lavar primero con agua y luego con solución de bicarbonato de sodio 1% si se trata de un ácido o con solución 1% de ácido bórico si se trata de una base. Ayudarse con un vasito ocular en los lavados. INGESTION DE SUSTANCIAS TOXICAS ACIDOS: enjuagar la boca con abundante cantidad de agua. BASES: enjuagar con mucha agua, luego tomar agua con jugo de limón o solución diluida de ácido cítrico y finalmente tomar leche. SALES DE METALES PESADOS: tomar leche o clara de huevo. COMPUESTOS DE MERCURIO: tomar inmediatamente un emético. EMETICOS: Una cucharada de mostaza en agua tibia (consistencia de pasta). Solución de sulfato de zinc tibia. Soluciones de cloruro de sodio o bicarbonato de sodio (dos cucharadas en un vaso de agua tibia). EN CASO DE ACCIDENTES Hospital Militar Cosme Argerich Luis María Campos 725 4576-5716 / 5717 /7879 Hospital Santa Lucía San Juan 2021 4941-7077 Instituto Municipal de Quemados Pedro Goyena 369 4923-3022 al 25 Bomberos 100 Bomberos (Belgrano) Obligado 2254 4783- 2222 Intoxicaciones 4962-6666, 4962-2247, 4307-7491, 4300-2115 Hospital Pirovano Monroe 3551 (Guardia) 4542-5552/9279 SAME 107, 4923-1051/57 Química Orgánica (Cs. Biológicas) 24 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. CUESTIONARIO: - ¿Qué debe hacer si le salpica una solución concentrada de H2SO4 en el ojo? ¿Cómo debería haber evitado ese accidente? - ¿Qué debe hacer si se prende fuego un recipiente con solvente? - ¿Cómo se extinguen los fuegos causados por líquidos inflamables como grasas, pinturas, ceras, solventes (como éter etílico)? - ¿Cómo procedería en el caso de trabajar con una mezcla de acetona-metanol como solvente que eventualmente debe calentarse? Entrega de cajones: la semana previa al inicio de clases se realizará la entrega de cajones, cada cajón contiene el material necesario para la realización de las prácticas de laboratorio. La fecha y hora será indicada en la página de la materia y en la cartelera correspondiente. Cada cajón será compartido hasta por tres turnos, por lo que es necesario que el día de la entrega cada alumno traiga un candado con 3 (tres) llaves a fin de que todos los alumnos que lo comparten puedan utilizarlo al inicio de clases y tengan acceso al material. Al final del cuatrimestre se fijará una fecha para la devolución de los cajones, que deberán estar en iguales condiciones que en las que fueron recibidos. Química Orgánica (Cs. Biológicas) 25 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. QUÍMICA ORGÁNICA (CIENCIAS BIOLÓGICAS) Cajón Nº : _____ 1. 2. 3. 4. 5. 6. 7. 8. 9. 10. 11. 12. 13. 14. 15. 16. 17. 18. 19. 20. 21. 22. 23. 24. 25. 26. 27. 28. 29. 30. 31. 32. 33. 34. 35. 36. 37. 38. Llave Nº : ______ Trípode de hierro........................................................................................................................ Agarradera de hierro s/nuez 1 mín 23 cm de ancho mord. 25-30............................................. Nueces de hierro o bronce plancha de espesor mín. 4 mm.................................................... Anillo de hierro s/nuez................................................................................................................ Mecheros de Bunsen.................................................................................................................. Telas metálicas de 15 x 15 cm.................................................................................................... Gradilla de madera para 12 tubos de ensayo de 16 x 150 mm.................................................. Escobilla para tubos de ensayo D.E. 25 mm.............................................................................. Pinza de madera largo 20 cm..................................................................................................... Tubos de goma D.I. 9 mm. D.E. 12 mm. largo mín. 80 cm. ..................................................... Tubos de ensayo Pyrex C.R. de 25 x 150 mm. con borde y zona para marcar......................... Tubos de ensayo Pyrex C.R. de 16 x 150 mm. con borde y zona para marcar....................... Tubos de ensayo Pyrex C.R. de 13 x 100 mm. con borde ....................................................... Balón Pyrex de 250-300 ml. c/esmeril 24/40 seg. Cat. Rigolleau nº 4320................................ Balón Pyrex de 100-125 ml. c/esmeril 24/40 seg. Cat. Rigolleau nº 4320................................. Vaso de precipitados Pyrex de 500 ml....................................................................................... Vaso de precipitados Pyrex de 250 ml........................................................................................ Vaso de precipitados Pyrex de 100 ml........................................................................................ Erlenmeyer Pyrex de 250 ml....................................................................................................... Ampolla de decant. Pyrex 250 ml., robinete teflon tapa plástica 19/21 o 16/18 vást.9 cm......... Embudo común D.E. 6-8 cm. vástago mín. 6 cm........................................................................ Probeta graduada de 100 ml....................................................................................................... Probeta graduada de 100 ml....................................................................................................... Pipeta graduada de 10 ml........................................................................................................... Pipeta graduada de 5 ml............................................................................................................. Pipeta graduada de 1 ml............................................................................................................. Tubo kitasato Pyrex según modelo............................................................................................. Alargadera de destilación Pyrex esm. 24/40 según modelo....................................................... Refrigerante Liebig Pyrex camisa 30/40 cm. esm 24/40 (R.2400).............................................. Cabezal de destilación Pyrex esm 24/40 según modelo............................................................. Embudo Büchner de porcelana GUNTHER 140/56.................................................................... Embudo Hirsch de porcelana GUNTHER 144/12....................................................................... Kitasato Pyrex 250 ml................................................................................................................. Varillas de vidrio.......................................................................................................................... Termómetro (indicar graduación)................................................................................................ Portaobjetos................................................................................................................................ Vidrio de reloj.............................................................................................................................. Espátula metálica………………………………………………………………………………… 1 3 4 1 2 2 1 1 2 3 2 10 10 1 1 1 2 2 2 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 2 1 6 1 1 D.E.: diámetro externo; D.I.: diámetro interno. Nota importante: se aceptará únicamente el material con las especificaciones detalladas anteriormente. Cualquier diferencia en cuanto a: medidas, marca o calidad se deberá indicar al dorso de esta planilla en el momento de recibir el material. Química Orgánica (Cs. Biológicas) 26 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. Material Recomendado Para El Laboratorio. - Cuaderno de anotaciones. - Candado con 3 llaves. - Tela adhesiva o lápiz marcador (de tinta no soluble en agua) - Recipientes de vidrio con tapa, chicos (mínimo 3) (son muy útiles por su tamaño los de extracto de tomate), para efectuar las cromatografías en microplacas. - Guantes descartables (No Estériles). Química Orgánica (Cs. Biológicas) 27 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. TRABAJO PRÁCTICO Nº 1 DESTILACIÓN DE LÍQUIDOS TOTALMENTE MISCIBLES. 1. Objetivos El objetivo de esta práctica es determinar la composición aproximada de una mezcla de líquidos totalmente miscibles, a partir de los datos de punto de ebullición, composición azeotrópica y los resultados obtenidos de la destilación fraccionada de la muestra. Se compararán los datos obtenidos por destilación fraccionada con los obtenidos por destilación simple de una muestra de la misma composición. 2. Parte Experimental 2.1. Destilación simple. a) Arme el aparato adecuado (figura 1). En el balón de destilación de 250 ml coloque 100 ml de la mezcla de n-propanol:agua suministrada, agregue dos o tres trozos pequeños de material poroso y destile calentando sobre tela metálica. b) Antes de empezar a destilar, pida a un docente que revise el correcto armado del aparato. c) Al comenzar la ebullición regule la llama de modo de establecer una velocidad de destilación de una gota por segundo. Recoja el destilado en una probeta graduada, midiendo la temperatura de destilación al recoger las primeras gotas y luego cada 5 ml de destilado. Con estos datos construya la curva de destilación (temperatura versus ml de destilado), y complete la tabla. Es muy importante que mantenga constante la velocidad de destilación durante toda la experiencia para lo cual será necesario ir aumentando progresivamente el tamaño de la llama. No deje llegar a sequedad el balón y determine el volumen de residuo que queda en el mismo. 2.2. Destilación Fraccionada. d) Arme el aparato adecuado (figura 2). Destile 100 ml de mezcla agregando nuevamente material poroso. e) Antes de empezar, pida a un docente que revise el correcto armado del aparato. f) Comience la destilación regulando siempre la llama. Recoja el destilado en una probeta graduada cuidando de mantener la misma velocidad de destilación durante toda la experiencia. Mida la temperatura de destilación al recoger las primeras gotas y luego cada 5 ml de destilado. Construya la curva correspondiente a esta destilación en el mismo gráfico donde hizo la curva de destilación simple. Termine de completar la siguiente tabla. VOLUMEN 1ra GOTA 5 ml 10 ml 15 ml ...... Temp. Dest. Simple Temp. Dest. Fraccionada ......... ........ NOTA: tenga en cuenta que las corrientes de aire o una mala aislación térmica de la columna de fraccionamiento provocarán fluctuaciones de temperatura. Para evitarlo aléjese Química Orgánica (Cs. Biológicas) 28 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. de ventanas abiertas. Eventualmente puede aumentar la aislación térmica de la columna y el sistema cubriendo con una o más capas de papel de aluminio las zonas más expuestas. g) Presente los gráficos de temperatura versus mililitros junto con la tabla, y conteste los siguientes puntos en el informe. 1- Explique las diferencias observables en el gráfico y en la Tabla entre ambas destilaciones. 2- ¿Resulta la destilación fraccionada más efectiva para separación de los componentes? 3- En la destilación fraccionada, ¿Cuál es la composición de la primera gota y del líquido remanente en el balón? 4- ¿Por qué el bulbo del termómetro debe estar enteramente por debajo de la salida al refrigerante? 5- ¿Por qué el agua en el refrigerante debe circular desde el final (alargadera) hacia el cabezal? 6- Suponga que destiló con columna lo más rápidamente que pudo, ¿Cómo se hubiera afectado la eficiencia de la destilación? 7- ¿En cuál de las curvas del gráfico se observa el verdadero P.Eb del componente menos volátil? 8- ¿Cómo hubieran variado los P.Eb si trabajara a menor presión que la atmosférica? 9- Si el volumen total final fue menor que 100 ml ¿A qué se debió dicha reducción? Figura 1: Aparato de destilación simple Química Orgánica (Cs. Biológicas) 29 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. Figura 2: Modificación para aparato de destilación fraccionada con columna Vigreaux y esquema de columna rellena para destilación fraccionada. Química Orgánica (Cs. Biológicas) 30 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. 3.-CUESTIONARIO 1) a) Enuncie la ley de Raoult. Defina sistema ideal y no ideal de líquidos miscibles. ¿Cuál es el caso general de desviación de la ley de Raoult observado en mezclas líquidas orgánicas? b) Dibuje diagramas de presión de vapor versus composición para sistemas binarios: i- ideales; iicon desviación positiva de la ley de Raoult; iii- con desviación negativa de la ley de Raoult. 2) ¿Qué es una mezcla azeotrópica y qué aplicaciones puede tener la formación de la misma? ¿Cómo distinguiría una mezcla azeotrópica de una sustancia pura? 3) a) Indique en un diagrama de temperatura vs. Composición cómo se obtiene la composición del vapor en equilibrio con una mezcla líquida binaria (ideal) de composición conocida. Indique, en el mismo diagrama, cómo se determina en un momento dado la composición del líquido que queda en el balón. b) n-Pentano (P.E. 36 ºC) y n-heptano (P.E. 98 ºC) forman una solución casi ideal. Dibuje cualitativamente en un diagrama las curvas de punto de ebullición versus composición para dichas sustancias. Con la ayuda de este gráfico indique qué sucede cuando se calienta hasta ebullición una mezcla equimolecular de los componentes, los vapores se condensan y el condensado se redestila. 4) ¿Puede separar dos líquidos de igual punto de ebullición por destilación fraccionada? ¿Por qué? 5) Se tiene una columna de fraccionamiento ideal, aislada adiabáticamente del medio con la cual se está fraccionando una mezcla de solventes que no forman azeótropo. Indique cuál será la temperatura en ambos extremos de la columna. 6) Una mezcla de 50 g de acetona (P.E. 56,2ºC) y 50 g de ciclohexano (P.E. 81,4ºC) se destila con una buena columna de fraccionamiento. Se observa que primero destila una fracción de temperatura de ebullición 53ºC. Después de haber destilado 75 g, la temperatura aumenta rápidamente a 81ºC, donde se mantiene hasta el final. Esquematice las curvas y explique los resultados obtenidos. 7) Describa el micrométodo de Siwoloboff para determinar el punto de ebullición. 8) Dibuje el esquema de un aparato de destilación a presión reducida. ¿Qué ventajas presenta este tipo de destilación? 9) ¿Qué precauciones son necesarias cuando se destilan líquidos inflamables? Enumere algunos solventes inflamables. 10) ¿Cuál es la importancia de secar líquidos orgánicos o soluciones previo a su destilación? ¿Qué desecantes emplearía? ¿Por qué? 11) Dos líquidos miscibles A y B, dan soluciones que se apartan del comportamiento ideal según la ley de Raoult. A puro hierve a 110ºC y B puro a 90ºC, a presión atmosférica. Se determinó el punto de ebullición y la composición de varias mezclas. Grafique los resultados: TEMP. EBULLICION ( ºC ) 110 100 88 82 78 82 90 COMP. LIQUIDO (%A ) 100 90 70 50 20 10 0 Química Orgánica (Cs. Biológicas) COMP. VAPOR ( %A ) 100 78 52 38 30 24 0 31 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. ¿Qué conclusiones puede sacar de los datos presentados? Discuta la posibilidad de separar las siguientes mezclas por destilación fraccionada: a) 70% A; 30 % B b) 20% A; 80 % B. 12) Dibuje los gráficos de destilación (temperatura vs. ml) para los siguientes sistemas: a- mezcla ideal de dos líquidos de distinto punto de ebullición con columna de fraccionamiento ideal. b- Ídem al anterior en destilación simple. c- mezcla de líquidos que dan azeótropos de P.E. máximo con columna. d- una sustancia pura con y sin columna de fraccionamiento. 13) Conteste, justificando en cada caso, si las siguientes afirmaciones son verdaderas o falsas: a) 2,2-dimetilbutano y n-hexano tienen el mismo punto de ebullición. b) iodobutano y bromobutano tienen el mismo punto de ebullición. c) Cuando se seca un solvente con sulfato de sodio anhidro, no es necesario retirar el desecante del balón antes de destilar. d) Cuando se seca tolueno con sodio metálico: i) se puede realizar la operación en un balón cerrado herméticamente; ii) se puede retirar el sodio y filtrar antes de destilar. e) La destilación a presión reducida se utiliza para destilar solventes que tienen punto de ebullición muy alto a presión atmosférica. f) La destilación a presión reducida de una mezcla azeotrópica a presión atmosférica permite en algunos casos separar los dos componentes puros. g) En una destilación a presión atmosférica, el termómetro se debe colocar en el interior del líquido. h) Una mezcla etanol-agua se puede separar en sus componentes puros por destilación con una columna de fraccionamiento ideal. i) El material poroso se puede agregar sobre el solvente caliente. j) El NaOH sólido es un buen agente desecante para compuestos como anilina y piridina. Puede utilizarse también para secar ácido acético. 14) ¿Para qué sirve la piedra porosa en la destilación? ¿Puede reemplazarla por otro elemento / técnica / aparato? 15) Al destilar con columna de fraccionamiento ideal una mezcla de 100 ml de etanol (P. Eb 78,5° C) y 100 ml de n-hexano (P.Eb. 69,0°C) se obtienen 125 ml de destilado a 59,0°C y el resto a 78,5°C. En base a estos datos: i) Construya un diagrama de equilibrio liq. / vapor (T vs. comp.) ii) Dibuje la curva de destilación correspondiente a una destilación simple de la mezcla mencionada. iii) Si se somete a destilación simple otra mezcla de ambos, la 1° gota aparece a los 65°C. ¿Cuál es la composición de dicha mezcla? iv) Para una mezcla con 70% etanol, dibuje las curvas de destilación fraccionada con columna real y con columna ideal. Química Orgánica (Cs. Biológicas) 32 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. INTRODUCCIÓN A LAS PRÁCTICAS DE LABORATORIO DE EXTRACCIÓN Y CROMATOGRAFÍA Extracción y cromatografía son dos técnicas sencillas y ampliamente utilizadas como métodos para separar un compuesto deseado de sus impurezas, o para aislar cada componente presente en una mezcla, y están basadas en el principio de distribución de las diferentes sustancias entre dos fases inmiscibles. Es importante, para lograr la integración entre el laboratorio y la teoría, aplicar las técnicas separativas mencionadas al aislamiento de algunos productos naturales. De esta forma, tendremos las siguientes asociaciones temáticas: • Cromatografía de adsorción de "Pigmentos Vegetales" • Cromatografía de partición de "Hidratos de Carbono" y "Pigmentos" • Arrastre con vapor y extracción diferencial de " Alcaloides, terpenos o flavonoides" • Extracción de "Lípidos" Las prácticas que se inician a partir de ahora, se fundamentan en principios teóricos sencillos, y apuntan básicamente a presentar herramientas para la resolución de problemas separativos concretos. La dificultad está entonces, en utilizar correctamente esas herramientas, entendiendo la complejidad de los problemas separativos que se planteen. De aquí que no basta estudiar lógica y memoriosamente para entender el tema. Las prácticas se diseñaron para preparar integralmente al estudiante, de tal forma que se propicia la experimentación con distintos materiales (sustratos, adsorbentes, solventes de desarrollo, reveladores, etc.) con el objetivo fundamental de que se planteen problemas experimentales no previstos en la guía. Para un aprovechamiento cabal de las posibilidades que brinda cada práctica, resulta indispensable que cada alumno: a) Comprenda el significado y la tarea que realizará en el laboratorio. b) Tenga los conocimientos teóricos sobre el comportamiento de los productos naturales que se utilizarán. c) Utilice el margen de creatividad disponible. d) Rescate la totalidad de la práctica, y no sólo la parte que le tocó realizar. Referencias bibliográficas * S. Bawn, W. Bowen: "Laboratory Exercises in Organic and Biological Chemistry" 2º Edición. Mac Millan Publishers, New York 1981. * G. Walther, S. Morán Palma: "La química en experimentos " Guatemala, 1977. * W. Smith, J. Mc Carty: "A Laboratory Manual for a Modern Introduction to Organic Chemistry". 1963. Merril Books, Inc. New York * Journal of Chemical Education: 1982 = "Química de los limpiadores" Pág. 305. 1978= "Qué es un detergente" Pág. 596. 1977= "El pH de los shampoos" Pág. 553. 1972= "El rol de los fosfatos en los detergentes- Determinaciones cuantitativas" Pág. 15. 1971 = "Aislamiento de trimiristina de nuez moscada" Pág. 255. * M. Cava , M. Mitchell "Selected Experiments in Organic Chemistry", 1966. * F. Sixma , H. Wynberg. "A manual of Physical Methods in Organic Chemistry". J. Wiley and Sons, Inc. London, 1964. Química Orgánica (Cs. Biológicas) 33 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. * R. Robertson T. Jacobs. "Laboratory Practice of Organic Chemistry". Mac Millan Co. London, 1962. * E. Heftmann. "Chromatography". Reinhold Publishing Corporation New York, 1961 * L Savidan. "Cromatografía". EUDEBA, Buenos Aires, 1979. * E. y M. Lederer. "Cromatografía". El Ateneo, Buenos Aires, 1960. * D. Abbot y R. Andrews. "Introducción a la Cromatografía". 2ª ed. Alhambra,Buenos Aires, 1970. * I. Smith y J. Feinberg."Cromatografía sobre papel y capa fina. Electroforesis" Exedra, Buenos Aires,1979. Química Orgánica (Cs. Biológicas) 34 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. TRABAJO PRÁCTICO Nº 2 EXTRACCIÓN Y CROMATOGRAFÍA EN CAPA DELGADA (ESPECTROSCOPIA Y PUNTO DE FUSIÓN) Parte A_ Extracción y CCD. 1.- Objetivos: Introducir la técnica de extracción y su manipulación experimental. Introducir la técnica de cromatografía en capa delgada. 2.- Introducción: El proceso de extracción con solventes es empleado generalmente en el aislamiento de productos naturales y purificación de mezclas. En particular la extracción ácido/base aprovecha las características ácidas o básicas En algunos casos se la utiliza para remover impurezas solubles en mezclas de compuestos de interés, denominándosela en este último caso, lavado. La cromatografía es una técnica separativa basada en la distribución diferencial de los componentes de una mezcla entre una fase estacionaria y una fase móvil. En la cromatografía en capa delgada (C.C.D. o T.L.C., Thin layer chromatography), se usa una placa de vidrio, aluminio o plástico como soporte de la fase estacionaria. 3.- Parte experimental El alumno será provisto de una muestra orgánica binaria la cual deberá separar mediante extracción haciendo uso de sus características ácido-base. Los componentes separados serán identificados mediante CCD, punto de fusión y espectroscopía (los espectros I.R y RMN serán provistos por el docente). 3.1.-Separación de mezclas insolubles en agua. En primer lugar se realizará un análisis por CCD de la mezcla incógnita. Para ello se disolverá una punta de espátula de la muestra (5 mg) en 0.5 ml de diclorometano y se analizará por CCD analítica (silicagel F254) usando solventes de desarrollo de distinta polaridad con el fin de encontrar las condiciones óptimas de separación. Luego, mediante ensayos de mini-extracción en medio ácido y básico se determinaran las características acido-base de los componentes de la muestra. Para llevar a cabo la separación sistemática de una mezcla insoluble en agua, se trabaja con 1-2 g de una mezcla sólida de dos componentes, que se trata con 50 ml de CH2Cl2 (1) y se procede según el esquema 1. Tener en cuenta que el esquema es solo orientativo, y que ya sabiendo las características acido-base de los componentes de la mezcla (a partir de los ensayos de mini-extracción) se debe realizar un esquema de extracción simplificado que permita la separación óptima reduciendo el tiempo y el uso de solventes innecesarios. La solución orgánica (1) se extrae con NaHCO3 (s.s.), agregándolo lentamente, con cuidado y agitación (por qué?) (2×20 ml), queda una solución alcalina de pH cercano a 8 (2) y una solución en cloruro de metileno (2’). A continuación se procede a acidificar la solución alcalina (2) con HCl diluido hasta pH = 2, luego de lo cual se extrae con CH2Cl2 (2×20 ml). El extracto orgánico obtenido (3’) se lava con agua (2×20 ml), se seca con MgSO4 (anh), se filtra a un balón con boca esmerilada y se evapora el solvente a presión reducida en un evaporador rotatorio, obteniéndose el residuo B (ácidos). Química Orgánica (Cs. Biológicas) 35 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. Esquema 1 Mezcla + CH2Cl2 (1) NaHCO3 (s.s.) fase acuosa (2) fase orgánica (2') 1) HCl 10 % (pH = 2) 2) CH2Cl2 NaOH 10% fase acuosa (4) fase orgánica (3') 1) HCl 20 % (pH = 5) 2) CH2Cl2 1) Lavar con agua 2) MgSO4 (anh.) 3) Evaporar svte fase acuosa (3) Residuo B (ácidos) fase orgánica (4') continúa abajo fase orgánica (5') fase acuosa (5) 1) Lavar con agua 2) MgSO4 (anh.) 3) Evaporar svte Residuo C (fenoles) fase orgánica (4') HCl 10% fase acuosa (6) 1) NaOH 20 % (pH = 12) 2) CH2Cl2 fase orgánica (6') Residuo E (neutros) fase orgánica (7') fase acuosa (7) 1) Lavar con agua 2) MgSO4 (anh.) 3) Evaporar svte Residuo D (Básicos) La solución orgánica (2’) que fue extraída anteriormente, se extrae ahora con NaOH 10 %. La solución básica resultante (4) se lleva hasta pH ácido con HCl 10 % y se extrae con CH2Cl2 (2×20 ml), se obtiene así la solución orgánica (5’). Dicha solución (5’) se lava con agua, se seca con MgSO4 (anh), que se elimina por filtración y se evapora el solvente en rotavapor. Se obtienen de esta forma los fenoles (residuo C). Tenga en cuenta que la fracción obtenida anteriormente es soluble en NaOH 5% e insoluble en NaHCO3. Química Orgánica (Cs. Biológicas) 36 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. La solución orgánica (4’), de la cual se han extraído ya todos los componentes ácidos, se extrae con HCl 10% (2×15 ml); queda una fase acuosa ácida (6) y una fase orgánica (6’). La fase acuosa ácida (6) se alcaliniza con NaOH 20% y se extrae con CH2Cl2 (2×15 ml), obteniéndose la fase orgánica (7’). Ésta se lava con agua, se seca con MgSO4 (anh), se elimina el desecante por filtración y luego el solvente a presión reducida, obteniéndose el residuo D (aminas insolubles en agua). La fase orgánica (6’) se lava con agua (2×15 ml), se seca y se filtra. Se elimina el solvente y se obtiene el extracto E (componentes neutros). 3.2.- Análisis de los componentes de la mezcla por cromatografía en capa delgada Una vez aisladas y purificadas las sustancias que componen la mezcla, se sembrarán las mismas en microplacas de sílica gel. En cada placa se sembrarán separadamente las dos sustancias a los costados y la mezcla original en el centro. Las manchas deben ser de 3 mm de diámetro cada uno y deben estar a 0,5 cm del borde inferior de la placa y del borde lateral de la placa. Para desarrollar las placas, se colocarán éstas en microcubas, que contengan 1 o 2 mm de solvente en el fondo, de manera tal que al colocar la placa, el solvente no cubra la zona sembrada de la placa. En primer lugar, se desarrollarán o (correrán) las placas en cubas con solventes y mezclas de ellos de polaridad creciente (como mínimo utilizar 4 solventes). Se debe dejar la microplaca en la cuba hasta que el solvente suba, por capilaridad, hasta 0,5 cm del borde superior de la placa, marcando este límite superior. Luego del desarrollo cromatográfico, se deja evaporar el solvente de cada placa al aire y se revela sucesivamente con luz visible, UV (254 y 366 nm) y en cámara de I2. Se dibujarán las microplacas obtenidas en el cuaderno, se calcularán los valores de Rf de cada uno de las sustancias y se relacionará con la polaridad del solvente. Se deberá encontrar un solvente o sistema de solventes en el cual los valores de Rf de las dos sustancias que componen la mezcla oscilen entre 0,3 y 0,7 y además las manchas de cada uno de los componentes aislados tengan un ΔRf > 0,2. A continuación se procederá a identificar cada unos de los componentes aislados por comparación con patrones disponibles. TENER EN CUENTA COMO CRITERIO QUE LA IDENTIFICACIÓN SIEMPRE SE REALIZA POR LA NEGATIVA. Si surgen dudas en la identificación debe variarse la composición del solvente de manera tal de poder comprobar la identidad de los compuestos por c.c.d. 3.3.-Determinación del punto de fusión (ver parte C) La identidad de los compuestos incógnita se deducirá sobre la base de los resultados de ccd, en combinación con los datos espectroscópicos (parte B) y el punto de fusión (parte C). Química Orgánica (Cs. Biológicas) 37 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. 4. CUESTIONARIO Extracción 1) Una mezcla constituida por los siguientes productos se sometió a los tratamientos que se indican a continuación: CO2CH3 CO2H NH2 OH N CH3 Cl O a) ¿Cuál de los cuatro compuestos es A y en qué se basa su separación de los otros compuestos. b) Indique un esquema de separación que permita aislar los compuestos B, C y D. Mezcla 1) éter 2) Solución de NaHCO fase acuosa 1 3 fase etérea 1 1)HCl 5% frío -éter 2)éter fase etérea 2 fase acuosa 2 compuestos B, C, D. - éter compuesto A 2) Separe por métodos convenientes la siguiente mezcla de compuestos, de forma tal que obtenga cada uno por separado. OH O NHCH3 O CH3 CO2H H3C CH3 O 1 2 3 4 3) Utilizando métodos extractivos, proponga un esquema de separación de los componentes de la siguiente mezcla (debe llegar a obtenerlos puros): Química Orgánica (Cs. Biológicas) 38 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. H3CO HO2C O OCH3 OCH3 O O B A NH2 C OH CO2H CHNH2 CH3 HO O D E OCH3 4) Defina constante de partición. ¿De qué factores depende? ¿Por qué es conveniente hacer n extracciones de volumen V y no una sola extracción de volumen n. V? 5) ¿Qué precauciones debe tener cuando trabaja con éter? 6) Un frasco contiene una mezcla de tres de los siguientes compuestos: acetato de sodio; urea; ßnaftol; ácido cinámico; benzofenona; p-metoxianilina. En base a los siguientes resultados experimentales, conteste: ¿Cuál es la composición de la mezcla? Justifique a) La mezcla resultó totalmente insoluble en agua. b) La mezcla resultó totalmente soluble en éter. c) La mezcla fue parcialmente soluble en NaOH 5 %. d) La mezcla fue parcialmente soluble en HCl 5 %. e) La mezcla fue totalmente insoluble en NaHCO3. 7) ¿Qué es la extracción en fase sólida (SPE)?¿Qué ventajas tiene frente a la extracción líquidolíquido?¿Cuándo conviene utilizarla?¿Qué es la microextracción en fase sólida (SPME)? 8) El equipo Soxlhet es un sistema utilizado para la extracción continua de compuestos contenidos en un sólido, a través de un solvente afín. Describa su funcionamiento. ¿a qué temperatura se realiza la extracción? Cromatografía en capa delgada 9) ¿Qué se entiende por cromatografía? ¿Cuántos tipos de técnicas cromatográficas se pueden distinguir en base a la naturaleza de la fase móvil y de la fase estacionaria? 10) ¿Cuáles son las principales aplicaciones de la c.c.d? 11) ¿En qué se basa la cromatografía de adsorción? Nombre los adsorbentes más comunes y ordénelos según su poder de adsorción creciente. 12) Nombre los solventes más comunes y ordénelos de acuerdo con su polaridad creciente (serie elutrópica). Química Orgánica (Cs. Biológicas) 39 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. 13) Ordene los siguientes solventes de acuerdo con su poder de elución creciente en sílica: a) Diclorometano, tolueno, hexano, isopropanol b) Acetona, ciclohexano, ácido acético, acetato de etilo, benceno, metanol. 14) ¿Cómo influyen la polaridad de los compuestos a separar y la naturaleza del adsorbente y del disolvente en la retención? 15) Conteste las siguientes preguntas, justificando detalladamente: a) ¿Qué diferencias hay entre cromatografía analítica y preparativa? b) Si las sustancias que va a analizar son incoloras, ¿Cómo las visualiza sobre la placa? c) ¿Qué es un revelador? Indique por lo menos cuatro. d) ¿Qué es un revelador universal? ¿Y uno específico? Dé ejemplos. 16) Sobre una placa de sílica se sembraron los compuestos siguientes: COOH n-pentano A B C COOH O OH O E NH2 O D F OH La c.c.d se desarrolló en cloroformo y se reveló por carbonización, dando el resultado que se detalla más abajo. Considerando estos datos indique qué se sembró en cada punto I...V. Justifique todas sus respuestas. I II III IV V VI 17) Dadas las siguientes afirmaciones, conteste a c/u si es Verdadera o Falsa y justifique: a) Por cromatografía en capa delgada se pueden obtener puros los componentes de una mezcla de colesterol, ácido benzoico y cloruro de metileno. Química Orgánica (Cs. Biológicas) 40 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. b) Una sustancia A, que en c.c.d. sobre sílica con benceno da Rf = 0,7, al usar benceno-metanol 1:1 dio Rf = 1,2. c) En ccd empleando silicagel como adsorbente pueden usarse mezclas de solventes con un pequeño porcentaje de agua y también MeOH puro. 18) Los compuestos A, B, C, D y E se sometieron a una cromatografía de adsorción en capa delgada de sílica gel: A OH B C CHO CO2H D CHO E OH HO OH OH OH Utilizando tolueno:etanol (3:1) como solvente de desarrollo se obtuvo el cromatograma que se indica a continuación: . 1 . 2 . 3 . 4 . 5 Conteste cuál Rf corresponde a cada sustancia. Justifique brevemente. 19) El naproxeno, medicamento antiinflamatorio ampliamente utilizado, es susceptible a la fotodegradación tanto en agua destilada como en agua de río. Los fotoproductos principales (1-3) que derivan de la fotoionización y descarboxilación del compuesto original (Esquema 1), han sido identificados junto con un producto de acoplamiento (4). Todos estos productos presentan toxicidades mayores que el mismo naproxeno y por ello es importante su reconocimiento como agentes contaminantes en agua. Esquema 1 Proponga un método de separación del naproxeno y todos sus productos de degradación Química Orgánica (Cs. Biológicas) 41 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. Parte B_ Espectroscopía. 1.- Objetivos: Introducción de los principios básicos para adquirir espectros de IR y UV, utilizando los equipos disponibles. Aplicación del entrenamiento en análisis de espectros adquirido en la Parte A de Química Orgánica Ciencias Biológicas. Utilización de los espectros de IR y UV obtenidos en los turnos de trabajos prácticos y los espectros de RMN suministrados por los docentes para la determinación de la identidad de una sustancia incógnita. 2.- Introducción: En la actualidad, los métodos espectroscópicos ocupan un lugar predominante en el análisis de sustancias orgánicas, ya sea que provengan de fuentes naturales o sintéticas. Si bien en algunos casos la utilización de espectros como única herramienta no permite determinar la identidad de un compuesto, su versatilidad, y rapidez hacen de los mismos aliados valiosos, y en algunos casos, indispensables, para el científico moderno. Los conocimientos teóricos necesarios para llevar a cabo esta práctica ya han sido incorporados en la Parte A. 3.- Parte experimental Se analizarán espectroscópicamente las muestras incógnita cuyo punto de fusión se determinó en el TP anterior. 3.1.-Realización del espectro de IR. Se analizará la solubilidad de la muestra en diferentes solventes a fin de determinar la posibilidad de realizar el IR en film sobre pastilla de KBr. También se deberá explorar la solubilidad de la muestra en ácidos y bases con el objeto de determinar si será necesario o no medir los espectros UV en condiciones ácidas o alcalinas. Los alumnos discutirán con el docente la mejor opción para la elección del solvente apropiado para la formación del film para la adquisición del espectro IR. Dicho solvente no debe contener restos de agua, ni debe disolver el KBr a efectos de no dañar la pastilla. La sustancia una vez disuelta se deposita sobre la pastilla de KBr con ayuda de una pipeta Pasteur, evaporando el solvente entre agregado y agregado hasta lograr una capa de sustancia en forma de film sobre la superficie de la pastilla, terminando de eliminar el solvente con aire caliente (se puede utilizar un secador de pelo). La muestra así preparada se introduce en el espectrómetro de FT-IR y se adquiere el espectro correspondiente, que será analizado por los alumnos. 3.2.- Realización de espectros ultravioleta. 3.2.1.-Espectro UV de una muestra incógnita. Utilizando los datos de solubilidad obtenidos en la parte 3.1., se realizará una solución diluida de la muestra en un solvente conveniente. Dicho solvente no debe interferir con la adquisición del espectro UV. Las disoluciones que suelen resultar apropiadas para la adquisición de los espectros están en el orden de 10-4 molar. Dado que no se conoce la identidad del compuesto estudiado y por lo tanto no se conoce su peso molecular, se preparará una solución lo más diluida posible (no más de un pequeño cristal en 10 ml de solvente), y se determinará su espectro utravioleta. Si la muestra demostró poseer características ácidas o básicas, medir el espectro correspondiente después del agregado de base o de ácido, según corresponda. 3.3.-Determinación de la identidad de la muestra incógnita. Solicite al docente el espectro de RMN-1H de la muestra analizada y determine la mayor cantidad posible de datos acerca de su estructura. Química Orgánica (Cs. Biológicas) 42 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. 4.-CUESTIONARIO 1.- Se dispone de los datos espectroscópicos de tres isómeros. En función de dichos datos indique cuales de ellos corresponden a los distintos isómeros que se presentan a continuación e indique qué relación de isomería guardan entre sí: NO2 COOH NO2 CH3 CH3 A Química Orgánica (Cs. Biológicas) NH2 B C 43 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. Química Orgánica (Cs. Biológicas) 44 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. 2.- Se cuenta con tres botellas conteniendo un líquido incoloro cuyo rótulo ha sido extraviado. Se sabe que se trata de acetona, 3-pentanona y metilisopropil cetona. Indique que espectroscopia sería la más indicada para determinar la identidad del líquido contenido en cada recipiente, fundamentando claramente su elección y el descarte de otras espectroscopias posibles. 3.- Indique en base al análisis espectroscópico qué espectro corresponde a cada estructura, justificando las asignaciones mediante tablas. H O O OH NH2 A B Química Orgánica (Cs. Biológicas) C D 45 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. Química Orgánica (Cs. Biológicas) 46 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. Química Orgánica (Cs. Biológicas) 47 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. 4.- A continuación se muestran los espectros de los siguientes productos naturales: alcanfor, tripalmitina, testosterona y aspartamo (un terpeno, un triglicérido, un esteroide y un péptido. Realice una búsqueda bibliográfica que le proporcione las estructuras correspondientes en caso de no conocerlas y determine a cuál de ellos corresponden los siguientes espectros. Química Orgánica (Cs. Biológicas) 48 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. Química Orgánica (Cs. Biológicas) 49 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. Química Orgánica (Cs. Biológicas) 50 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. 5.- El mirtenol y la fenchona son dos terpenos naturales, cuya fórmula y espectros de IR se muestran a continuación: CH2OH O Mirtenol Química Orgánica (Cs. Biológicas) Fenchona 51 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. Asigne el IR que corresponde a cada estructura indicando que datos de los mismos utilizó para realizar dicha asignación. 6.- La mentona y la pulegona son dos terpenos monocíclicos cuya estructura es la siguiente: O Mentona O Pulegona ¿Pueden ser distinguidos utilizando espectroscopia ultravioleta? En caso de respuesta afirmativa, justifique identificando las transiciones observadas en cada caso. Si la respuesta es negativa proponga el tipo de espectroscopia que crea más adecuada, fundamentando claramente su elección. Química Orgánica (Cs. Biológicas) 52 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. Parte C_ Punto de Fusión. 1.-Objetivos: Ejercitación de la técnica de determinación del punto de fusión de una sustancia pura por utilización del método del capilar y con aparatos (Fisher-Jones). Para ello se utilizarán las sustancias incógnitas proporcionadas por los docentes en la parte A. 2.-Introducción Es una de las propiedades físicas más importantes para identificar sólidos cristalinos. Desde el punto de vista práctico se puede considerar que el punto de fusión es la temperatura a la cual un sólido - en contacto con el aire - se transforma bajo condiciones de equilibrio en un líquido. Cuando una sustancia es pura, el rango de temperaturas entre las cuales se produce su fusión es muy pequeño (usualmente 0,5 a 1°C). Si es impura ese rango es muy amplio y está por debajo del verdadero punto de fusión (para ampliar este tema, lea propiedades coligativas en libros de química inorgánica). Por ello las sucesivas purificaciones de una sustancia orgánica pueden controlarse por su punto de fusión ya que cuanto más nítido y estrecho sea el rango de fusión, más pura puede considerarse la sustancia. Esta propiedad que tienen las impurezas de disminuir el punto de fusión real de un producto, se puede emplear como criterio de identificación (no de pureza) mediante el llamado punto de fusión mezcla: Si después de varias cristalizaciones (purificaciones) el punto de fusión de una sustancia se mantiene nítido y no varía, puede razonablemente suponerse que dicha sustancia es pura. Si por ejemplo su punto de fusión fuera 148°C, se recurrirá a continuación a las tablas de Compuestos Orgánicos (por ejemplo C. Hodgman "Handbook of Chemistry and Physics"; N.A. Lange, etc.), en los que se suelen encontrar varios compuestos con puntos de fusión análogos. Si se mezcla la sustancia obtenida con muestras puras de los distintos compuestos que poseen puntos de fusión similares sólo mantendrá la constancia del punto de fusión en el caso de que se trate de la misma sustancia, pues las que son diferentes actuarán como impurezas y al determinar los respectivos puntos de fusión estos serán más bajos. Puede haber excepciones al comportamiento descripto, por lo que el punto de fusión mezcla es una buena demostración y no una prueba concluyente de la identidad de sus dos componentes. Estos ensayos se realizan empleando unos pocos mg de sustancia. El punto de fusión de una mezcla puede presentar características que merezcan ser mencionadas. Generalmente se suele describir dentro de una zona de temperaturas que, como se ha dicho para sustancias puras suele ser muy estrecho, p. ej. p.f.: 130-131°C. Pero algunas sustancias puras suelen presentar ablandamientos previos a temperaturas más bajas que la de fusión propiamente dicha y en esos casos se indica de la siguiente manera: p.f: 115° (abl.), ocurre a 142°. Algunas sustancias al fundir se descomponen y ello se indica así: p.f. 234° (d). Una causa de error en la determinación del punto de fusión reside en la dilatación desigual de la columna de mercurio a medida que se aleja de la zona caliente del baño. La temperatura de fusión leída se suele corregir debido a la columna de mercurio emergente. Esta corrección es aplicable a los puntos de fusión altos. Se aplica la siguiente fórmula: C = 0,000158 ( T-t ) n donde: T: temperatura leída t: temperatura media de la columna emergente (que se determina con otro termómetro colocado en la parte media de la columna emergente). n: número de grados de la columna emergente. 0,000158: coeficiente de dilatación aparente del mercurio para temperaturas inferiores a 150°C Esta corrección a la temperatura leída se suma y el punto de fusión se indica así: p.f. 221° (corr.) El método más usado para determinar el punto de fusión es el de tubo capilar cuya preparación se detalla más adelante y para la cual se emplean tubos de vidrio neutro (los vidrios alcalinos alteran el punto de fusión de las sustancias orgánicas) que previamente se ha lavado con Química Orgánica (Cs. Biológicas) 53 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. agua destilada y secado. Si es necesario determinar temperaturas más elevadas que las que permite el baño de glicerina (180ºC), se puede emplear ácido sulfúrico (250°C) o una mezcla de ácido sulfúrico y sulfato de potasio (7:3) con lo que se llega a 325°C. El cloruro de zinc fundido puede usarse entre 360°-600°C. 3.-Desarrollo de la Práctica 3.1.-Preparación de tubos capilares Los tubos capilares se preparan de la siguiente manera: se calienta un tubo de vidrio blando, limpio y de paredes finas de 6-8 mm de diámetro, o bien un tubo de ensayos, rotando el mismo en la llama de un mechero (un Mecker o un Bunsen provisto de mariposa) hasta que el vidrio se ablande. Entonces se lo retira del fuego y se lo estira de modo que resulte un capilar de 1-2 mm de diámetro externo. Una vez frío el tubo, se corta en trozos de 8-10 cm de largo y se cierra por un extremo, colocándolo horizontalmente en la misma llama, cuidando de no formar un bulbo de vidrio demasiado grueso. Los capilares preparados se guardan en un tubo de ensayos limpio y cerrado. 3.2.-Llenado de capilares. Para el llenado de los tubos capilares se coloca una pequeña porción de la sustancia seca en un vidrio de reloj o plato poroso y se pulveriza con la ayuda de una espátula, formando finalmente un montículo. Se introduce en el mismo el extremo abierto del capilar, se invierte y el sólido se hace bajar golpeando suavemente el extremo cerrado del tubo en la mesa, permitiendo al mismo tiempo que se deslice el tubo entre los dedos y sobre la mesa para impedir su rotura. Este proceso se repite hasta que se forme en el fondo del tubo capilar una masa compacta de 2-3 mm de altura. La sustancia que queda adherida en la parte externa del capilar debe limpiarse para impedir que arruine el baño en el cual se determinará el punto de fusión. 3.3.-Determinación del punto de fusión y punto de fusión mezcla de una muestra incógnita. El alumno utilizará los compuestos obtenidos en la parte A para determinar el punto de fusión de dichos compuestos y el punto de fusión mezcla con patrones. Una vez cargado el tubo capilar con la muestra incógnita se adosa por capilaridad al extremo inferior del termómetro de tal manera que la sustancia dentro del capilar quede a la altura de la parte media del bulbo del mercurio, (el cual previamente ha sido humedecido con el líquido del baño). No deben usarse bandas de goma, etc. El termómetro y el capilar adherido se introducen en el baño cuidando que el bulbo quede en el centro de éste y completamente sumergido. Se calienta rápidamente en una primera determinación con el objeto de establecer aproximadamente el punto de fusión y luego en una segunda determinación, con un nuevo capilar, se efectúa un calentamiento rápido hasta unos 20° por debajo del punto de fusión encontrado en la primera determinación, siguiendo con una velocidad de calentamiento de aproximadamente 2°/minuto, hasta que la sustancia funda. El aparato consiste en un balón de 100 ml de capacidad, de cuello largo, lleno hasta las 3/4 partes de glicerina u otro líquido. En una modificación (figura 1) los capilares se introducen por los tubos laterales y se ponen en contacto con el bulbo del termómetro. El termómetro se fija por medio de un tapón de corcho al cual se le ha practicado una ranura para permitir ver la escala íntegra, así como la libre expansión del aire en el aparato. Es conveniente observar la fusión con ayuda de una lupa y una lámpara ubicada lateralmente. Anote la temperatura en que la sustancia comienza a fundir y aquella en la que la fase sólida ha desaparecido totalmente. Repetir la medición del punto de fusión, pero usando un aparato de Fisher-Jones. Se compara el punto de fusión obtenido para la muestra incógnita con los puntos de fusión de las sustancias puras de la Tabla proporcionada por el docente. Se solicitan muestras (unos pocos mg) Química Orgánica (Cs. Biológicas) 54 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. de todos aquellos patrones de punto de fusión similar al de la muestra incógnita. Cada uno de los patrones se mezcla con la muestra incógnita en la proporción (1:1) y se determina el punto de fusión de la mezcla en cada caso. Aquella sustancia que no manifieste depresión en el punto de fusión mezcla se considera idéntica a la muestra incógnita. . Figura 1 Química Orgánica (Cs. Biológicas) 55 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. 4.-CUESTIONARIO 1) Además del punto de fusión: ¿Qué otras constantes físicas se pueden utilizar como criterio de pureza de una sustancia sólida? 2) ¿Cómo determinaría el P.F. de una sustancia que funde con descomposición? ¿Y el de una que sublima? 3) ¿Qué métodos se utilizan para secar sustancias sólidas? 4) ¿Qué efecto tendrán trazas de humedad y solvente sobre la mayoría de los puntos de fusión de los compuestos orgánicos? Explique. 5) ¿Qué efecto tendrá la presencia de trazas de SiO2 molido en el punto de fusión de una sustancia orgánica? Química Orgánica (Cs. Biológicas) 56 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. TRABAJO PRÁCTICO Nº 3 DESTILACIÓN POR ARRASTRE CON VAPOR Y EXTRACCIÓN Aislamiento de compuestos orgánicos volátiles de muestras complejas 1.-Objetivos: Ejemplificar el aislamiento de componentes orgánicos volátiles e insolubles en agua a partir de material de origen biológico (o de una mezcla compleja), utilizando vapor de agua. 2.-Introducción: LIMONENO Los monoterpenos constituyen una de las familias de compuestos más simples de origen vegetal. Muchos son componentes claves de sabores y olores familiares: algunos fácilmente accesibles experimentalmente, ya que son volátiles y por esto pueden ser arrastrados por una corriente de vapor desde los frutos o semillas. Entre ellos encontramos al limoneno, que se aísla casi puro de las cáscaras frescas del limón, naranja, etc. EUGENOL La esencia de clavos de olor de especia (Eugenia Cariophyllata) que se obtiene por arrastre con vapor, está formada casi exclusivamente por el eugenol y compuestos similares (p-propenilfenoles), que son muy abundantes en la naturaleza; por ejemplo, la esencia de pimienta de Jamaica tiene hasta 80 % de eugenol. Aparte de su uso en odontología por sus propiedades antisépticas, se lo utiliza como punto de partida en la obtención de vainillina. El rendimiento del eugenol a partir del producto seco varía entre 10 y 17 % según el estado de conservación de los clavos, pues el fenol se pierde lentamente por oxidación y/o volatilización. OCH3 HO Las especies frecuentemente utilizadas en cocina contienen una gran cantidad de compuestos arrastrables los cuales son responsables tanto del aroma como del sabor. Podemos mencionar, entre muchos de ellos: 1) ANIS (Pinpinella anisum) que contiene un 2 – 4% de anetol. 2) CARDAMOMO (Elettaria cardamomun) que contiene 4% cineol además de terpineoles 3) MOLLE (Schinus molle) con un 5 – 7% β-felandreno 4) MENTA AMERICANA (Mentha spicata) conteniendo 1% carvona 5) TOMILLO (Thymus sp.) que contiene un 0,5 - 1,5 % timol 6) JENJIBRE (Zingiber officinale) con un 0,2 - 1,2% de zingibereno y citral Química Orgánica (Cs. Biológicas) 57 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. 7) ENEBRO (Juniperus communis) que contiene 0,5 - 2,5% de α-pineno 8) NUEZ MOSCADA (Myristica fragans) con un 6,5 – 13% de safrol y miristicina. 3.-Procedimiento: 3.1.-Aislamiento de limoneno a partir de cáscaras de cítricos Se pesan 50 g de cáscaras frescas y se las corta en pequeños trozos. Colocarlas en un balón de 250 ml con 100 ml de agua. (No olvidar el material poroso) Calentar a ebullición y destilar 70-80 ml. Extraer el destilado con CH2Cl2 (3 × 20 ml, se puede mejorar la extracción realizando un salting out). Juntar las fracciones de la fase orgánica y secar con MgSO4 anhidro. Filtrar y concentrar el extracto a presión reducida. Obtener el espectro IR del producto y comparar con bibliografía. 3.2.-Aislamiento de eugenol a partir de clavos de olor. Se parte de 2 g de clavo de olor sin moler y se los coloca en un balón de 300 ml, junto con unos trozos de material poroso y 150 ml de agua. Al balón se le adapta un cabezal, un refrigerante y una alargadera que desemboca en una probeta. Se lleva a ebullición sobre tela metálica y se destilan unos 80 ml (aprox. 1 h). El destilado se alcaliniza (solo los compuestos fenólicos se extraen) con 10 ml de una solución de NaOH 20 % y se extrae con 20 ml de CH2Cl2. La fase orgánica se desecha y la fase acuosa se acidifica con HCl 20% (papel pH) y luego se extrae con 20 ml de CH2Cl2, desechándose la fase acuosa. La fase orgánica se seca sobre sulfato de sodio anhidro y se evapora a presión reducida. El residuo (aprox. 230 mg), está constituido casi exclusivamente por el eugenol (4-alil-2metoxifenol). Se utilizan microplacas de sílica gel y se siembra en ella 1 o 2 gotas de eugenol disueltas en un solvente apropiado. Se prueban varios solventes de desarrollo y se anotan los resultados obtenidos en cada solvente. Las placas de sílicagel se observan con luz UV, luego se revelan con I2. Las placas con indicador fluorescente se observan con luz UV. Otro revelador que puede usarse es solución de FeCl3 ¿Por qué? 3.2.-Aislamiento de compuestos arrastrables a partir de diferentes especies. Se parte de 2 g de la muestra y se los coloca en un balón de 300 ml, junto con unos trozos de material poroso y 150 ml de agua. Al balón se le adapta un cabezal, un refrigerante y una alargadera que desemboca en una probeta. Se lleva a ebullición sobre tela metálica y se destilan unos 80 ml. El destilado se extrae 3 veces con 20 ml de CH2Cl2 cada vez, desechándose la fase acuosa. La fase orgánica se seca sobre sulfato de sodio anhidro y se concentra (consultar con el docente). Se utilizan microplacas de sílica gel y se siembra en ella 1 o 2 gotas de la fase orgánica. Se prueban varios solventes de desarrollo y se anotan los resultados obtenidos en cada solvente. Las placas de sílicagel se observan con luz UV, luego se revelan con I2. Nota: También pueden utilizarse otros vegetales para hacer el arrastre, consulte con el docente que procedimiento debe seguir en cada caso. IMPORTANTE: GUARDAR LOS COMPUESTOS OBTENIDOS PARA LA REALIZACION DE LA PRÁCTICA 7 !!!!! Química Orgánica (Cs. Biológicas) 58 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. Figura 1 Química Orgánica (Cs. Biológicas) 59 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. 4.-CUESTIONARIO 1) Explique brevemente el fenómeno de arrastre con vapor. 2) ¿Cuál es el objeto de alcalinizar el destilado? ¿Cuál es el objeto de la primera extracción con sv. orgánico? ¿Qué pasaría si se alcalinizara con NaHCO3? ¿Qué ocurriría si se empleara Na2CO3? 3) De los siguientes desecantes, ¿Cuáles usaría para secar el extracto orgánico de eugenol? Justifique. a) NaOH en forma de lentejas. b) Sulfato de magnesio. c) Sulfato de sodio. d) Ácido sulfúrico concentrado. e) Pentóxido de fósforo. 4) ¿Qué masa de agua es necesario agregar al balón para arrastrar todo el eugenol presente en 10 g de clavos de olor (aprox. 15 % de eugenol), y qué masa de agua se necesita para arrastrar el 85 % del eugenol presente? Datos: Temp . (ºC) P vapor agua (mm Hg) P vapor eugenol (mm Hg) 60 150 2 80 250 7 100 760 18 110 --48 ¿Qué aproximaciones hizo; por qué? 5) Esquematice un procedimiento para separar una mezcla de eugenol y nicotina. 6) ¿Por qué la evaporación de los solventes de los extractos se realiza a presión reducida? 7) Un extracto contiene los siguientes alcaloides: + H N NH3 CO2CH3 Cl O O Ph - HO OH ¿Cómo procedería a separarlos? Química Orgánica (Cs. Biológicas) 60 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. 8) De las siguientes mezclas diga cuáles podrán separarse por arrastre por vapor de H2O justificando claramente su respuesta. Entre paréntesis se indica la solubilidad promedio (g/100 ml) de la sustancia en H2O entre 80 y 100 ºC, suponiendo que todos tienen presión de vapor apreciable. a) glucosa (90) b) naftaleno (0,2) c) acetanilida (180) d) Bromohexano (0,2) e) Ac. succínico (121) o-nitroanilina (1) fenantreno (0,03) urea (150) cloruro de bario (59) 2,4-pentanodiona (51,8) 9) ¿Cómo separaría por arrastre con vapor? OH H3CO OCH3 NH2 H3CO OCH3 CHO MEZCALINA VAINILLINA 10) Se quieren separar por arrastre los componentes de una mezcla de 2 g c/u de X, Y, y Z, en base a los datos de la tabla. Justifique todas sus respuestas. i- ¿Cuál/es se arrastrarán con vapor de agua y cuales no? ii- ¿Cuánta agua necesitaría para destilar el/los arrastrable/s; por qué? (¿Hizo alguna suposición para este cálculo? ¿Cuál?). iii- ¿Puede separar los 3 compuestos entre si? Si no puede, sugiera un método alternativo basado en los datos disponibles. p. Mol. H2O X Y Z solubilidad en H2O a ebull. 100ºC ------insoluble 25 g / 100 ml 0.25 g / 100 ml 760 0.04 58 75 18 328 122 140 P vapor (mm Hg) 99ºC 98ºC 733 0.03 25 27 707 0.02 17 18 97ºC 682 0.01 10 10 11) Se someten 10 g de la sustancia 1 al tratamiento indicado: 1) 2) O3 H2O2 / HO- CO2Na O + 2 1 3 Luego de 1/2 hora, a la mezcla de reacción A se le agrega agua, se destila y se sigue el siguiente esquema separativo: Química Orgánica (Cs. Biológicas) 61 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. Sc acuosa C destilado + éter destilación Sc etérea D A + agua 1) acidifico Residuo B Sc acuosa E 2) + éter Sc etérea F Se toman muestras de A....F, se concentran y se analizan por c.c.d. En base a todo esto, Conteste y justifique: i- ¿Qué hay en cada fracción? ii- Asigne cada mancha en la c.c.d. a una sustancia. iii- ¿Fue suficiente 1/2 hora para la reacción? * A * B * C * D * E * F Química Orgánica (Cs. Biológicas) 62 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. TRABAJO PRÁCTICO Nº 4 EXTRACCIÓN DE LÍPIDOS - REACCIONES DE LÍPIDOS - JABONES 1. Objetivos: Ejemplificación de técnicas extractivas sólido-líquido en la obtención de lípidos naturales. Purificación por recristalización de un producto sólido y comportamiento de un triglicérido frente a la reacción de hidrólisis básica (saponificación). Análisis del comportamiento cromatográfico del triglicérido y del producto hidrolizado (jabón). Comparación de las propiedades del jabón obtenido con las de los detergentes comerciales. 2. Introducción Lípidos: Se definen así a los compuestos orgánicos de origen natural, insolubles en agua y solubles en solventes orgánicos poco polares, p. ej: éter etílico o hidrocarburos. Esta definición abarca muchos tipos de compuestos, los cuales tienen en común la solubilidad; al mismo tiempo pueden diferir ampliamente en cuanto a sus estructuras y funciones biológicas. Algunos de los lípidos más comunes son: las grasas y aceites, los lípidos complejos, los esteroides, los terpenos, etc. Grasas y aceites Son los lípidos más abundantes en la naturaleza y se los llama triglicéridos o triacilgliceroles, porque son ésteres compuestos por tres moléculas de ácidos grasos (iguales o diferentes) y una de glicerol (1,2,3propanotriol). Los ácidos grasos son ácidos orgánicos de cadena hidrocarbonada larga, por ej el ácido esteárico CH3-(CH2)16-COOH (se considera larga cuando tiene más de 8 carbonos). Estas cadenas hidrocarbonadas pueden tener uniones simples (ácidos grasos saturados) o uno o más dobles enlaces (ácidos grasos insaturados). OH 1 R COOH 2 R COOH 3 R COOH 3 ácidos grasos + O2CR O2CR2 OH OH glicerol 1 O2CR + H2O 3 triglicérido Lípidos complejos Son ésteres que contienen glicerina, 1 o 2 ácidos grasos y otro grupo; éste puede ser fosfato, en los fosfolípidos como la lecitina; o un azúcar como galactosa en los glicolípidos. OCOR N O O P O O Esteroides Estos compuestos son muy comunes en la naturaleza e incluyen - entre otros - hormonas animales, vitamina D y colesterol. Todos los miembros de este grupo tienen el mismo esqueleto de cuatro anillos hidrocarbonados (ciclopentanoperhidrofenantreno), con diferentes sustituyentes: HO alquílicos, oxigenados, ésteres, etc. Química Orgánica (Cs. Biológicas) OCOR' lecitina Colesterol 63 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. Terpenos Los componentes olorosos de las plantas, que pueden separarse de otros materiales de las plantas por arrastre con vapor (TP Nº3), se llaman aceites esenciales. Muchos de ellos se usan en perfumería. La mayor parte de los aceites esenciales son mezclas de terpenos, una clase de productos naturales que se encuentra tanto en plantas como en animales. Los terpenos poseen un esqueleto carbonado que proviene de unir “cabeza - cola” dos o más unidades de isopreno. La cabeza es el extremo más próximo a la ramificación del metilo. Sus moléculas pueden ser abiertas o cíclicas y si contienen otros elementos aparte de H y C se los llama terpenoides CHO isopreno terpeno terpenoide terpeno cíclico Jabones y detergentes sintéticos El jabón ha sido utilizado como agente limpiador mucho antes de que fuera entendido el mecanismo de su acción limpiadora. La primera receta involucraba primero una extracción de lejía de cenizas de madera (solución acuosa de NaOH) y luego su ebullición con grasa animal. Las hidrólisis de los triglicéridos se pueden llevar a cabo en soluciones ácidas o básicas, o por acción de enzimas llamadas “lipasas”. La hidrólisis alcalina se denomina saponificación y uno de sus productos es jabón, es decir la sal de sodio o potasio del ácido graso, y se separa de la solución acuosa por agregado de NaCl. La acción limpiadora del jabón se debe a su poder emulsificante, esto es, su habilidad para suspender en agua sustancias que normalmente no se disuelven en agua pura. La cadena hidrocarbonada (parte hidrofóbica) de la sal, tiene afinidad por sustancias no polares, tales como grasas de comidas. El grupo carboxilato (parte hidrofílica) de la molécula tiene afinidad por el agua. O O Na parte hidrofóbica parte hidrofílica Laureato de sodio En la solución de jabón los iones carboxilato rodean a las partículas aceitosas: sus partes no polares se ubican (disuelven) dentro de dichas partículas, mientras que los grupos carboxilato se ordenan sobre la superficie externa. Así pueden asociarse con moléculas de agua y mantenerse en solución. Estas pequeñas gotas que contienen las partículas no polares rodeadas de aniones carboxilato, se denominan MICELAS. La presencia de estos aniones hace que las superficies de las micelas estén cargadas negativamente y se repelen entre sí, impidiendo la coalescencia y manteniendo la emulsión, como se observa en el gráfico. Química Orgánica (Cs. Biológicas) 64 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. Resulta entonces que la micela íntegra es soluble en agua y puede ser arrastrada (lavada) por una corriente de agua. Los jabones no pueden usarse fácilmente en “aguas duras”, por la formación de sarro y la poca espuma que se logra. Ocurre que los iones metálicos (Mg2+, Ca2+) precipitan los ácidos grasos pues forman sales insolubles y por lo tanto se requiere mucho más jabón para lograr un mismo efecto limpiador. Además el sarro es un problema en lavanderías industriales. Una forma de evitar estos inconvenientes es utilizar detergentes que no precipiten con estos iones, o usar agentes quelantes de los iones metálicos. Otra característica de los jabones es su incompatibilidad con ácidos. El jabón en medio ácido se neutraliza, liberando el ácido graso que es insoluble en agua. Los detergentes sintéticos contienen, a veces, compuestos que mantienen un nivel apropiado de alcalinidad en el agua de lavado. Otros detergentes contienen grupos tipo sulfonato o amonio cuaternario unidos a una cadena carbonada; éstos grupos no se ven tan afectados por las variaciones de pH. En la actualidad la variedad de productos limpiadores se ha incrementado notablemente. Tanto los detergentes como los productos para lavar la ropa contienen enzimas que facilitan la limpieza. Se agregan “proteasas” (hidrolizan las proteínas), “lipasas” (hidrolizan los lípidos) y “mananasas” (remueven polisacáridos de la familia de los mananos. También son usadas como agentes anti-redeposición. Entre los aditivos usados en los productos para lavar la ropa se encuentran los blanqueadores, el tradicionalmente usado es la lavandina, pero actualmente la utilización de perborato de sodio y percarbonato de sodio está aumentando. Estos productos mantienen el color y son agentes antimicrobianos. El percarbonato es activo aún usando bajas temperaturas de lavado y es “más limpio” para el cuidado del medio ambiente. También se agregan agentes para proteger las prendas (y la gente) de la acción de la luz solar. Se utiliza “Tinosorb”, que con un solo tratamiento incrementa la protección 30 veces y se mantiene luego de varios lavados. Las, tabletas se fabrican agregando al agente limpiador (generalmente un surfactante tipo alquilpoliglucósido, que es sólido a temperatura ambiente) un polímero de acrilato entrecruzado o carboximetilcelulosa y un desintegrante, que le confieren solidez a la tableta sin estar fuertemente comprimida y que permiten su solubilización fácilmente en el agua. La efervescencia se consigue con la presencia de bicarbonato de sodio y ácido cítrico. Las formulaciones de los productos para remover los olores están basadas en las ciclodextrinas, moléculas en forma de anillo formadas por 6, 7 u 8 monómeros de glucosa que pueden atrapar los olores. Química Orgánica (Cs. Biológicas) 65 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. 3.-Desarrollo de la práctica (Referencia: J. Chem. Ed, 48, 255 (1971)) 3.1.- Extracción de trimiristina a partir de nuez moscada Dos nueces moscadas enteras se muelen en un mortero. Se agita el polvo obtenido con 50 ml de cloruro de metileno durante 10’ y luego se filtra por gravedad. El filtrado se recoge en un balón del cual se eliminará el solvente por destilación en Rotavapor. El aceite obtenido se recristaliza (preguntar al docente) de acetona o acetato de etilo, para obtener trimiristina cristalina. Seque parte del precipitado y determine el punto de fusión. Los cristales de trimiristina funden a 55-56ºC. Guarde un poco de trimiristina para la realización de ccd. 3.2.- Saponificación del triglicérido y posterior obtención del ácido mirístico: En un balón de 100 ml se colocan 0,30 g de trimiristina y se agrega 25 ml de KOH 7% en etanol, y se refluja suavemente. Retire una alícuota a los 5’ (0,5 ml de solución) para sembrar una ccd; otra a los 30’ y luego continúe calentando hasta que haya transcurrido 45 minutos. Divida la solución en dos partes iguales (porción A y B). Vuelque la porción A sobre 50 ml de agua y agregue 2,5 ml de HCl (c), (verifique que el pH sea menor que 4). Observará la formación de un precipitado blanco. Filtre rápidamente y lave con 5 ml de agua. Seque. Determine el punto de fusión (p.f del ácido mirístico: 53-54ºC). En microplacas de sílica gel, siembre ácido mirístico, trimiristina y las alícuotas separadas durante la saponificación. [Ste. de desarrollo: Tolueno : MeOH (95:5)] Diluya la porción B con 10 ml de agua y agregue NaCl, en pequeñas porciones, mientras se agita. Enfriar hasta que aparezca el precipitado de jabón. Sacar el jabón con espátula y secar sobre papel de filtro. Hacer los ensayos de 3.3. a) Interprete los resultados obtenidos en el desarrollo de las placas en distintos solventes, para cada uno de los compuestos. b) Compare los resultados obtenidos a los 5 y a los 30 minutos de reacción. c) El informe debe incluir los siguientes puntos: 1. 2. 3. 4. 5. 6. 7. 8. 9. Formule las reacciones ocurridas. Haga un esquema de extracción de ácidos grasos ¿En qué paso podría haber utilizado un Soxhlet? ¿Por qué obtiene la trimiristina como un aceite? ¿Por qué agrega etanol en la saponificación? ¿Qué pasaría si la cantidad de alcohol no fuera suficiente? ¿Podría reconocer por el punto de fusión si se trata de ácido mirístico ó trimiristina? ¿Cómo justifica que un ácido tenga el punto de fusión semejante al de su éster? ¿Podría diferenciar por I.R. el ácido del éster? Técnica opcional: En un balón de 125 ml se colocan 5 g de grasa vacuna, 50 ml de KOH 7% en etanol y se calienta la mezcla a reflujo suavemente. Después de 30 min., se investiga si se completó la reacción del siguiente modo: Se deja enfriar un poco la solución, se toman unas gotas y se agregan a un tubo con agua. Si se forma una fase aceitosa, la reacción no se completó y hay que seguir reflujando. Si no se forma, la reacción se ha completado. Química Orgánica (Cs. Biológicas) 66 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. La mezcla de reacción se diluye con 25 ml de agua destilada y, mientras se agita, se agrega sal (NaCl) en pequeñas porciones hasta que la solución se sature y el precipitado de jabón se separe. Se saca el jabón con una espátula y se presiona sobre papel de filtro. La fase acuosa contiene glicerina. El jabón obtenido se guarda para hacer los ensayos sobre jabones. Conteste en el informe las siguientes preguntas: 1. ¿Por qué se debe trabajar con agua destilada? 2. Formule las reacciones ocurridas. 3. Busque el nombre y la estructura de los principales ácidos grasos presentes en el sebo de vaca. 4. ¿Cómo se determina que el proceso de saponificación concluyó? Justifique. 5. ¿Para qué se agrega sal? Justifique. Química Orgánica (Cs. Biológicas) 67 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. 3.3. Ensayos químicos sobre el jabón obtenido y un detergente comercial: Complete la siguiente tabla Ensayo TABLA VIII Jabón Detergente pH CaCl2 MgCl2 Aceite vegetal HCl dil. HCl + CH2Cl2 Indicaciones para completar la tabla VIII 1.- Prepare una solución de 1 g de detergente en 50 ml de agua destilada y otra de 1 g del jabón obtenido en 50 ml de agua destilada. 2.- Tome el pH de ambas soluciones y registre el valor en la tabla VIII. Coloque 10 ml de la solución de su jabón en un tubo de ensayos y 10 ml de la solución de detergente en otro. Agregue 2 ml de una solución 0,5% de CaCl2 en cada uno y agite vigorosamente. Repita luego con MgCl2. Registre sus observaciones. 3.- Coloque en sendos tubos 10 ml de su jabón y 10 ml de la solución de detergente. Agregue 4 gotas de aceite vegetal común y agite vigorosamente. Anote lo observado. 4.- Coloque 4 ml de las soluciones de su jabón y del detergente en tubos de ensayos. Agregue gota a gota HCl 5% hasta pH = 1. Anote lo que observa (utilice papel pH). 5.- Agregue 1 ml de CH2Cl2 a cada uno de los tubos del ítem anterior. Agite y observe. Registre en la tabla el resultado. Conteste las siguientes preguntas: 1 ¿Puede actuar el jabón como emulsificante si la solución está ácida? Explique. 2 ¿Cuáles son las ventajas del detergente sobre el jabón? 3 ¿Con sus observaciones sobre jabón y detergente, puede usted determinar cuál es el mejor agente emulsificante? 4 Mire bajo la acción de una luz fuerte la solución jabonosa ¿Qué coloración observa (efecto Tyndall)? ¿Qué concluye de esta observación? 3.4. Verificación de la acción lavadora del jabón: Disminución de la tensión superficial: En un tubo de ensayos coloque 3 ml de agua pura. Introduzca bajo la superficie una parte de un capilar abierto en ambos extremos. Observe ahora la altura a la que asciende el agua por capilaridad. Agregue ahora (sin modificar la profundidad relativa del capilar con respecto a la superficie) unas gotas de solución jabonosa. Registre en el informe qué es lo que sucede con la altura de la columna del líquido dentro del capilar. Justifique. Haga una analogía entre el capilar y una fibra de tejido. Química Orgánica (Cs. Biológicas) 68 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. 4. CUESTIONARIO 1) En un extracto biológico están presentes los siguientes compuestos: Br Br O O (CH2)14CH3 O OCH3 Dicho extracto se reflujó con una solución de KOH 7% en EtOH durante 1 hora. La reacción se siguió por c.c.d y se tomaron 3 alícuotas a t=0, 20 y 60 minutos. Cada alícuota se subdividió en 3 partes (A, B y C) y a cada una de ellas se les realizaron los siguientes tratamientos. A: se sembró tal cual, B: se extrajo con éter etílico y agua, y se sembró la fase etérea. C: se acidificó con HCl 10% hasta pH ácido, se extrajo con éter y se sembró la fase etérea.Se obtuvieron las siguientes cromatografías: 20 min. 0 min. 60 min. 0,80 0,70 0,50 0,05 0,01 A B A C B C A B C a) Asigne el Rf de cada compuesto al comenzar la reacción. b) Explique por qué no obtiene la mancha de Rf=0 en la siembra de B. c) ¿Qué le sugiere el aspecto del cromatograma a los 20 min. de la reacción? d) La mezcla de reacción (t=60 min.) se acidifica con HCl 10% y se extrae con éter. i.- Indique todos los productos que espera obtener en las fases etérea y acuosa. ii.- Asigne a cada producto su correspondiente Rf si se siembran por separado las dos fases. 2) ¿Qué métodos conoce para estudiar la composición en ácidos grasos de los lípidos? 3) ¿En qué se basa la extracción con Soxhlet? 4) Se tiene una mezcla de los siguientes compuestos: O O O O NH OCH3 CH3(CH2)14 O C OCH3 O OCH Se realizó la saponificación total de estos compuestos con NaOH/Etanol durante 1 hora a reflujo. a) Escriba las reacciones de saponificación observadas indicando los productos obtenidos. b) Esquematice la separación de los productos de la saponificación utilizando métodos extractivos. Química Orgánica (Cs. Biológicas) 69 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. TRABAJO PRÁCTICO Nº 5 CROMATOGRAFÍA DE ADSORCIÓN OBTENCIÓN DE PIGMENTOS NATURALES 1.-Introducción: Los pigmentos presentes en las plantas Cada primavera la Naturaleza nos asombra con su derroche de brillantes matices de verdes, amarillos, rojos, rosas y magentas que se ven en el follaje de algunas plantas. A medida que los días pasan, el despliegue cromático continúa. Las flores aparecen y exhiben prácticamente todos los colores y formas que se puedan imaginar. Cuando llega el otoño, la mayoría del follaje verde cambia su color a amarillo, naranja, rojo y finalmente marrón, al aproximarse el invierno. La mayoría de estos colores y cambios de color resultan de la producción, interacción y desaparición de tres tipos fundamentales de estructuras: PORFIRINAS, CAROTENOIDES Y FLAVONOIDES. CLASE Porfirinas Carotenoides Flavonoides TIPO DE COMPUESTO COLOR (*) clorofilas verde carotenos (α,β y γ) amarillo, naranja licopeno rojo Xantofilas amarillo flavonas amarillo flavonoles amarillo antocianinas rojo, azul, magenta, púrpura (*) Los colores que presentan los pigmentos dependen también del pH y de otras interacciones químicas. PORFIRINAS: Las porfirinas son derivados de la estructura porfirínica, que consiste en 4 anillos pirrólicos heterocíclicos (que contienen nitrógeno), unidos por cuatro grupos metileno, formando un sistema total con dobles ligaduras conjugadas. Muchas porfirinas tienen intensos colores: una de ellas es la clorofila, que es el pigmento verde de las plantas; otro es el grupo hemo, responsable del color rojo de la hemoglobina sanguínea. En las plantas existen la clorofila a y la b, siendo la primera la predominante. En la Figura V-a se muestra la estructura del anillo porfirínico y de la clorofila a. Como se observa, en la clorofila un átomo de magnesio reemplaza a dos de los hidrógenos en el centro de la molécula, además de tener un anillo más y varios grupos unidos al anillo porfirínico principal. La clorofila juega un papel primordial en la actividad fotosintética de las plantas, durante la cual el agua, el CO2 y la luz solar se transforman en hidratos de carbono. Química Orgánica (Cs. Biológicas) 70 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. O COOH O N N NH O N HN Mg (C 2 0 H 3 9 ) N N N porfirina clorofila a Fig V a La biosíntesis de clorofila responde al estímulo de la luz sobre la planta. La degradación hasta compuestos más simples también ocurre en las hojas y de tal forma que la velocidad de este proceso es menor que el de biosíntesis, de modo de garantizar el proceso sintético durante las horas de luz (cuando el estímulo luminoso decrece, también lo hace la producción de clorofila). CAROTENOS Bajo este nombre se clasifican numerosos terpenos o derivados terpénicos coloreados, formados por combinación de unidades de isopreno con dobles ligaduras conjugadas. Los carotenos contribuyen en gran medida al conjunto de colores de vegetales, y los más importantes son: carotenos α, ß y γ, licopeno, y xantofilas (que presentan oxígeno en su estructura). Las moléculas mencionadas se muestran en la figura siguiente: Los colores amarillos presentes en tejidos fotosintéticos se deben, principalmente, a carotenos y xantófilas. El licopeno es el responsable del color rojo de pimientos, tomates y otras frutas. Las zanahorias contienen pequeñas cantidades de α-caroteno y abundante cantidad del ß. En general, las plantas no requieren luz para producir carotenos, y una vez producidos no se degradan rápidamente. Es así como algunas moléculas de carotenos permanecen en la hoja durante todo el lapso vital de la misma, ejerciendo una acción protectora (antioxidante). H C H2C C CH2 CH3 Isopreno: fórmula completa Isopreno: fórmula de esqueleto Figura V-c Química Orgánica (Cs. Biológicas) 71 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. FLAVONOIDES: Todos los flavonoides tienen la unidad estructural siguiente Figura V-c Figura V c En los tres casos de flavonoides que detallaremos, la cadena de tres carbonos que conecta los anillos se encuentra ciclada con un átomo de oxígeno como nexo, formando un anillo heterocíclico de 6 miembros. En las flavonas (Fig. V-d), este anillo heterocíclico está sustituido con un oxígeno carbonílico. Los flavonoles, tienen un hidroxilo unido a la estructura de flavona. En las antocianinas, no se ha encontrado el oxigeno carbonílico sobre el anillo heterocíclico, y la posición del hidroxilo de los flavonoles está ocupada por una unión glicosídica (formada por deshidratación entre el hidroxilo mencionado y un azúcar, por ej. la glucosa). Además, las antocianinas se encuentran en las plantas como sales (indicadas con la carga positiva sobre el oxígeno heterocíclico). Los distintos tipos de flavonas, flavonoles y antocianinas también presentan grupos hidroxilo (sustituidos o no con metilos, acetilos, etc.) en distintas posiciones de los otros anillos. Figura V-d O + O O OH O flavona OGlu O flavonol antocianina Los flavonoles y las flavonas son responsables de algunos colores amarillos de hojas, pero la gran contribución la hacen a los colores de los pétalos de las flores. Las antocianinas son responsables de la mayoría de los colores rojo, azul y púrpura de las plantas superiores. Como glicósido (sustancia que tienen azúcares unidos a la estructura central de la molécula), no es casual que la producción de antocianinas en plantas esté relacionada con la disponibilidad de azúcares en la misma. En algunos casos la biosíntesis está influida por la luz. Por ejemplo, la superficie de la fresa que da al sol, consigue su color rojo mucho antes que el lado más oculto. Por el contrario, la luz no parece tener acción sobre la formación de antocianinas en rabanitos, que están enterrados. El color de las antocianinas depende del pH del medio en el que se disuelven, como se observa en la siguiente figura, así como de su interacción con átomos o iones metálicos. Química Orgánica (Cs. Biológicas) 72 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. OH O + O HO HO OGlu OH O- OH OH O HO -H+ +H+ pH < 3 rojo O OGlu OH pH 7 - 8 violeta -H+ +H+ O OGlu OH pH > 11 azul Figura V-e El color en las hojas Los colores que presentan las hojas se producen por combinación de los tres tipos de pigmentos que hemos descripto. En la mayoría de las plantas la clorofila se produce abundantemente durante la primavera, y el color verde enmascara al amarillo y otros colores tenues debidos a los demás pigmentos. El color distinto de verde que se desarrolla en algunas hojas jóvenes se debe a la presencia de antocianinas. Se ha sugerido que los brotes tienen más cantidad de azúcares que la que necesitan y esto activa la formación de antocianinas. A medida que las hojas van creciendo, la cantidad de clorofila es tal que enmascara el color original, pero se ignora si los pigmentos juveniles se pierden por degradación, o simplemente se diluyen. Las plantas que ostentan colores distintos del verde durante esta época de desarrollo, tienen gran valor ornamental. Algunas tienen colores rojos o púrpuras en su follaje, como algunos tipos de abedules, arces, cerezos japoneses, ciruelos y manzanos silvestres. Estas plantas tienen la capacidad genética de producir tal cantidad de antocianinas que modifican el color verde normalmente observable de la clorofila. ¿Cómo es el proceso de color para una hoja otoñal? Según Creighton y Winkelman lo que ocurre es que la cantidad de clorofila formada va en disminución a medida que los días se acortan y la luz solar no es tan brillante. Luego, debido a que los procesos de degradación continúan, la clorofila va desapareciendo lentamente de las hojas, y se hace más evidente el amarillo de los carotenos, xantofilas y antocianinas. Con el advenimiento del frío todos los movimientos de fluidos se aletargan; ocurriría entonces que durante el día la fotosíntesis provee a las hojas de azúcares los cuales, debido al frío nocturno, no son retirados eficientemente por la savia para su distribución. Este aumento en la concentración de azúcares provocaría la biosíntesis de niveles superiores de antocianinas, apareciendo colores más amarronados en las hojas. Cuando las hojas están próximas al caer, aparece un tejido esponjoso entre la rama y la hoja, que dificulta la circulación de la savia y, finalmente sellará la herida y evitará la pérdida de humedad en el resto de la planta. Nuevamente, esta dificultad en transportar los azúcares biosintetizados en los últimos días de la hoja, tornan activa la biosíntesis de antocianinas, y las hojas toman un tinte amarillo anaranjado. Además el pH de la savia determina - por ejemplo - que en los arces (savia acídica) las antocianinas le dan un color más rojo a las hojas que en los fresnos (savia alcalina) cuyas hojas presentan un tono más púrpura. Química Orgánica (Cs. Biológicas) 73 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. 2.-Objetivos: El objetivo del presente trabajo práctico experimental es el logro del manejo de la técnica de cromatografía de adsorción en columna. Para lograrlo, se aplicará dicha técnica a la separación de pigmentos vegetales. Primero se analizarán por cromatografía analítica en capa delgada los pigmentos presentes en un extracto vegetal, y luego se aplicará la información obtenida a la separación de los mismos por cromatografía en columna. 3.-Desarrollo de la práctica 3.1.-Extracción de los pigmentos Los alumnos deberán traer el material vegetal y la arena limpia. Técnica A: Se toman 20 g de hojas de espinaca fresca, trébol u otro vegetal de color verde intenso, se cortan en trozos pequeños y se trituran bien en un mortero con agregado de un poco de arena. Se procede entonces a extraer los pigmentos, para lo cual se agregan 30 ml de acetona y se muele unos 5', imprimiendo un movimiento de rotación al pilón. Se forma una solución verdosa que se filtra a través de un algodón. Esta solución se guarda, y el procedimiento se repite otras dos veces sobre el residuo vegetal. Se evapora esta solución de acetona hasta que quede un residuo acuoso, que se extrae 2 veces con AcOEt. La fase orgánica se seca sobre MgSO4 o Na2SO4 (anh). El secado se completa en unos 5 minutos (se reconoce cuando la solución se torna límpida) consulte con los docentes. Se filtra la solución a un balón, usando un embudo con algodón (ver fig.1, Pag. 89). El residuo vegetal de la molienda se extrae ahora con CH2Cl2 (2×20 ml, ver fig. 2, Pág. 89). Las soluciones orgánicas obtenidas se juntan en el balón con la anterior (extracto de AcOEt) y se evaporan los solventes a presión reducida hasta casi sequedad. Se analiza el número de componentes del extracto por cromatografía en capa delgada. Técnica B: Colocar 20 g de hojas de espinaca fresca, trébol u otro vegetal de color verde intenso, previamente cortadas en trozos pequeños, en el recipiente de la licuadora. Agregar aprox. 150 ml de etanol y licuar. Filtrar a través de un algodón. El filtrado se concentra en el rotavapor hasta obtener un aceite que posteriormente se extrae con acetato de etilo. La fase orgánica de lleva a sequedad en el rotavap. Explicar los resultados obtenidos. En base a los mismos, discuta con el docente la secuencia de solventes a utilizar para realizar la cromatografía en columna, y en qué momentos debe cambiar la polaridad del solvente, durante el desarrollo de la misma. Antes de proseguir con la siguiente etapa, debe tener claro los siguientes puntos: i) ¿En qué solvente va a preparar la columna? ⇒ Sv. de armado ii) ¿Cómo coloca la/s sustancia/s a separar en la columna? ⇒ Siembra iii) ¿Con qué solvente o mezclas y en qué orden realiza la separación? ⇒ Sv. de elución Debe consultar con el docente sobre el tamaño de la columna a usar 3.2.-Separación cromatográfica: a) Preparación de la columna de cromatografía Se toma una columna de cromatografía y se coloca en posición vertical. Se introduce hasta el fondo de la misma un pequeño trozo de algodón, se aprieta suavemente y se alisa la superficie con una varilla de vidrio a la que se le ha ensanchado la punta (lo que se consigue calentando al rojo la punta de la varilla y apretándola suavemente sobre una superficie de hierro). Se moja el algodón con el solvente de armado, se apisona con la varilla de vidrio, se cierra el robinete de la columna, y se agrega solvente hasta una altura de 100 mm; luego se agregan una suspensión del adsorbente en el solvente de armado, por medio de un embudo colocado en la parte superior de la columna. Esta operación requiere mucho cuidado: debe agregarse despacio. Se agita entonces el adsorbente agregado con la varilla para eliminar burbujas de aire que puedan haber quedado retenidas. Se añade otra porción similar y se repite la operación (conviene remover la parte superior del agregado anterior Química Orgánica (Cs. Biológicas) 74 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. para que no queden zonas separadas). El proceso se vuelve a repetir hasta añadir todo el adsorbente. Cuando sea necesario se podrá abrir el robinete para drenar el exceso de solvente pero es de suma importancia que el nivel de éste sea siempre superior al del adsorbente. b) Desarrollo de la cromatografía: Se disuelve el extracto vegetal en el mínimo volumen de solvente de armado (¿qué hace si no es soluble en él?) Se abre el robinete de la columna, cuando el nivel del líquido está sobre la arena, se agrega el extracto con una pipeta Pasteur (un tubo de vidrio estirado), tratando de que el extremo de ésta esté muy cerca de la arena. Se enjuaga el balón con otro ml de solvente y se agrega a la columna, una vez adsorbida la porción anterior. Si es necesario se enjuaga otra vez el balón y se vierte otra fracción de solvente por las paredes de la columna para arrastrar las sustancias que hubiese adheridas. Se inicia el desarrollo cromatográfico utilizando los solventes adecuados, en base a las conclusiones obtenidas previamente por el análisis del extracto por ccd. Una ampolla de decantación adaptada al extremo superior de la columna puede facilitar el agregado del eluyente. Se verá extender la zona verde de la clorofila y luego comenzará a adelantarse una zona de color rojoanaranjado de algunos milímetros de espesor que contiene los carotenos. Si la columna fue bien armada, estas zonas tendrán bordes netos. Cuando se note la presencia de líquido coloreado a nivel del algodón, se cambiará el recipiente colector y se recogerá el eluído de la columna en tubos de ensayo. Se analiza el contenido de los tubos por ccd con el solvente apropiado, para comparar el contenido de los mismos y el de la mezcla inicial; se observan las placas con luz U.V. (¿Qué observaría si revela con iodo?) Luego se trasvasa el contenido de cada tubo de caroteno a un balón de 125 ml, y se evapora el solvente a presión reducida. Se deja enfriar el residuo aceitoso a temperatura ambiente: se separarán los cristales de caroteno en forma de placas; con este residuo se realizan reacciones de carotenos y se observa al iluminar con luz U.V. en un lugar oscuro. Tenga en cuenta que los carotenos se oxidan rápidamente en presencia de luz y oxígeno. Si se deben guardar algún tiempo, se toma el residuo con 1 ml de cloruro de metileno y se pasa a un tubo de ensayos, se evapora a sequedad el solvente en un baño de agua a 70-80ºC, se envuelve el tubo en papel y se lo guarda en desecador de vacío oscuro o en freezer. Reacciones para clorofila: Las soluciones de clorofila son de color verde azulado; sin embargo, presentan a la luz ultravioleta una fluorescencia rojo intensa. Espectroscopía: Se realizará el espectro ultravioleta de las muestras coloreadas en solución metanólica. Se compararán con los siguientes espectros. Química Orgánica (Cs. Biológicas) 75 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. Clorofilas y Caroteno Clorofila a (Dietil Eter) 3,0 Clorofila a (Metanol) Clorofila b 2,5 Beta Caroteno Abs. 2,0 1,5 1,0 0,5 0,0 320 370 420 470 520 570 620 670 Longitud de Onda (nm ) Química Orgánica (Cs. Biológicas) 76 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. Química Orgánica (Cs. Biológicas) 77 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. 4.-CUESTIONARIO 1- ¿cuál es la diferencia entre una técnica analítica y preparativa? ¿Qué técnicas cromatográficas preparativas conoce? Describa 3 de ellas. ¿Con qué masa puede trabajar con cada una de ellas? 2- ¿Cuál es la relación usual entre la cantidad de adsorbente y la cantidad de producto a separar en una columna cromatográfica? ¿Qué pasa si la relación es demasiado baja? ¿Qué pasa si la relación es demasiado alta? 3- ¿Cómo se arma una columna de cromatografía? ¿Qué función cumple la lana de vidrio o el algodón en la parte inferior de la columna? ¿Cuál es la función de la arena o el papel de filtro en la parte superior a sembrar? 4- ¿Qué es el sembrado de la columna cromatográfica? ¿Cómo se realiza? ¿Qué requisito debe cumplir el solvente en el cual se disuelve el producto a sembrar? 5- ¿Cómo se procede cuando el producto a sembrar en la columna, sólo es soluble en un solvente más polar que el solvente de elución? 6- ¿Cómo se procede para elegir el solvente (o mezcla de solventes), que serán empleados en la elución de una columna cromatográfica? 7- ¿A qué se debe el ensanchamiento de las bandas observado a lo largo de la columna? 8- ¿Qué ocurre si deja secar una columna? ¿Y si suspende la corrida y la continúa al día siguiente? 9- Explique el orden de elución de observado para los compuestos de la práctica. 10- Indique Verdadero o Falso y justifique: i) Si al extracto de colorantes de espinaca - sembrado en columna de sílica se lo eluye primero con metanol y luego con hexano, se obtienen primero las clorofilas y luego los carotenos que son menos polares. ii) Si una columna aumenta su longitud al doble, la resolución aumenta al doble. 13- Las hojas de una planta X se extraen con Cl3CH:MeOH (9:1). El extracto se cromatografía en ccd de sílica y se obtienen los siguientes resultados : Solvente de desarrollo n-hexano n-hexano / Cl3CH Cl3CH Cl3CH / MeOH 2% Cl3CH / MeOH 2% + AcOH 1% 0,01 0,01 0,01 0,01 0,2 Valor Rf 0,1 0,2 0,4 0,8 1 0,2 0,6 0,7 1 a) ¿Cómo procedería para separar 5 g del extracto original seco en c/u de los componentes?. Describa claramente el proceso desde el armado hasta la elución total. b) Una porción del extracto original se esterificó con MeOH. Al completarse la reacción se obtuvo por ccd usando Cl3CH como solvente de desarrollo, 3 manchas de Rf = 0,4; 0,6 y 0,7. Analice e interprete los resultados obtenidos por ccd después de la reacción. 14- A partir de un extracto de alcaloides de un hongo, se obtuvieron las siguientes c.c.d. (reveladas con iodo). Química Orgánica (Cs. Biológicas) 78 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. Hexano Hexano: AcOEt 9:1 T CH2Cl2 ACOEt Acetona MeOH En base a ellas conteste y justifique brevemente a) ¿Cuántos compuestos contiene el extracto? b) ¿Para separarlos por columna, con qué solvente o mezcla la armaría, y con cual/es la eluiría? c) Si el extracto solo se disuelve en metanol, ¿Cómo lo sembraría? d) ¿Espera obtener una separación total? e) ¿Cómo controla finalmente la pureza de cada fracción obtenida? f) Si fueran solo 100 mg ¿Puede usar c.c.d preparativa? Describa el procedimiento. 15- Se tiene una mezcla de tres compuestos A, B y C cuyos Rf en tres solventes distintos son los de la tabla siguiente: Solvente Rf A Rf B Rf C I 0,2 0,8 1,0 II 0,2 0,3 0,9 III 0,9 0,9 1,0 Indique como procedería en la elución para obtener los tres compuestos separados por cromatografía en columna. Química Orgánica (Cs. Biológicas) 79 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. TRABAJO PRÁCTICO Nº 6 CROMATOGRAFÍA DE PARTICIÓN 1.-Objetivos El objetivo del presente trabajo práctico experimental es el logro del manejo de la técnica de cromatografía de partición en placas de celulosa de 10 x 20 cm. Para lograrlo, se aplicará dicha técnica al caso separativo de Hidratos de Carbono. Dado que este grupo de compuestos fue estudiado tanto en Clases Teóricas, como en clases de problemas de la Parte A, las evaluaciones estarán orientadas tanto hacia las técnicas experimentales empleadas, como hacia las reacciones características de dichos productos naturales. 2.-Introducción Cromatografía de Partición de Hidratos de Carbono. Los azúcares -o hidratos de carbono- son compuestos sumamente polares (polihidroxicetonas, o polihidroxialdehidos) de fórmula general Cn(H2O)n. Son solubles en agua en estado de monosacárido, y también en asociaciones de oligo y polisacáridos; esta solubilidad los hace susceptibles de ser separados por cromatografía de partición sobre papel o celulosa. La polaridad de los hidratos de carbono es alta, y para lograr diferencias apreciables en sus movilidades cromatográficas se requiere una gran distancia recorrida por el frente del solvente. Por este motivo cuando se emplea la técnica en papel descendente para análisis cualitativos, el parámetro que mide movilidades es Rg en vez de Rf. Una regla práctica establece que, cuanto mayor sea la relación nº de grupos OH nº de carbonos más retenida quedará la sustancia; es decir, tendrá menor Rg. Además cuanto mayor es el peso molecular, menor es el Rg obtenido. En general un azúcar en forma furanósica tiene un valor de movilidad mayor que el mismo en forma piranósica. Las metilaciones también aumentan la movilidad. Los azúcares presentan una amplia gama de reveladores específicos, que además brindan datos no sólo acerca de la ubicación de las manchas en el cromatograma, sino también, sobre propiedades diferenciales de los azúcares. Por ejemplo, se pueden diferenciar azúcares reductores de los no reductores, hexosas de pentosas, etc. SUGERENCIA: Formule las reacciones que ocurrirían con los azúcares y reveladores utilizados en el Trabajo Práctico. 3.- Desarrollo de la práctica 3.1.- Cromatografía de partición de una muestra incógnita y de azúcares testigo y seguimiento de la reacción de hidrólisis de un disacárido (lactosa o sacarosa). Se utilizarán placas de celulosa de 10 x 10 cm. Los alumnos se reunirán en grupos de cuatro para la realización de los siguientes ítems: a) Siembra de 3 placas de celulosa de 10 x 10 cm con la muestra incógnita y distintos azucares testigo (Consulte con sus docentes cuáles usa) b) Siembra de una placa con lactosa, lactosa a 4 tiempos de hidrólisis, glucosa y galactosa o de una placa con sacarosa, sacarosa a 4 tiempos de hidrólisis, glucosa y fructosa. c) Desarrollo de las 4 placas (Doble desarrollo). d) Revelado de las placas sembradas en a) con: nitrato de plata-hidróxido de sodio, biftalato de anilina y periodato-permanganato. Química Orgánica (Cs. Biológicas) 80 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. e) Revelado de la placa sembrada en b) con nitrato de plata-hidróxido de sodio. f) Cálculos de Rg y análisis de conclusiones g) Cromatografía de partición de pigmentos de marcadores. SUGERENCIA: Debido a que las soluciones a sembrar son acuosas, se recomienda traer secadores de pelo para secar cada siembra y así terminar más rápido. Para realizar los anteriores puntos de la práctica se da la siguiente información: 1.- Cantidad a sembrar: Se sugiere sembrar tres gotas de una solución de 10 mg/ml del hidrato de carbono en agua. 2.- Solvente de desarrollo para los testigos de azúcares: acetato de etilo-piridina-agua (6:3:1) 3.- Hidrólisis del disacárido: Se prepara una solución de 1 g del disacárido (lactosa o sacarosa) en 5 ml de agua. Esta solución se siembra en la placa (una sola gota). Luego se le añade 1 ml de HCl 1N. Se calienta el tubo a baño maría durante media hora, efectuando siembras en la placa a tiempos 0, 5, 10 y 20 minutos. 4.- Solvente de desarrollo para el disacárido y sus productos de hidrólisis: acetato de etilopiridina-agua (6:3:1) 5- Reveladores a) Para azúcares reductores y potencialmente reductores: Se mezcla una solución acuosa saturada de AgNO3 (0,1 ml) con acetona destilada (10 ml), el precipitado formado se disuelve agregando agua destilada gota a gota y agitando. La placa se pulveriza con esta solución, y se deja secar en campana. Luego se pulveriza con una solución de NaOH 2 % en EtOH 50 %. Posteriormente se pueden fijar las manchas por inmersión en una solución de Na2S2O3 5 % en agua. b) Para azúcares reductores: A una solución de ácido ortoftálico (160 mg), en butanol saturado con agua (10 ml), se agrega anilina destilada (0,1 ml). Se pulveriza el cromatograma con esta mezcla, se deja secar en campana y se calienta en estufa durante 10' a 110-115ºC. Las hexosas y oligosacáridos dan manchas pardas, las pentosas dan manchas rosadas. c) Para polialcoholes: A 8 ml de una solución de metaperiodato de sodio al 2% se agregan 2 ml de solución de permanganato de potasio al 1% en solución de bicarbonato de sodio al 2%. Se debe preparar en el momento. Se pulverizan los cromatogramas y se observan a los 5-10 minutos. Nota: Este revelado se desvanece rápidamente. 4.-CUESTIONARIO 1- ¿En qué se basa la cromatografía de partición? 2- Si la cromatografía en papel es de partición, ¿Cuáles son las dos fases líquidas? 3- ¿Qué es el Rg? ¿Por qué en la cromatografía en papel no se usa el Rf? 4- ¿Qué tipos de sustancias se cromatografían comúnmente en papel? ¿Por qué no se cromatografían dichas sustancias en placas de sílica gel o alúmina? 5- Ordene los siguientes azúcares en función de su Rg creciente y justifique dicho orden: arabinosa, glucosa y lactosa. 6- ¿Qué reveladores cromatográficos conoce para hidratos de carbono? Mencione por lo menos dos. ¿Qué limitaciones tiene cada uno de ellos? 7- Formule la reacción de un hidrato de carbono con los reactivos de Fehling y Tollens. 8- ¿A qué atribuye el poder reductor de un hidrato de carbono? ¿Qué azúcares se consideran reductores? ¿Por qué la sacarosa no es reductora y la lactosa sí lo es? 9- ¿Cómo procede para revelar un cromatograma con el reactivo ftalato ácido de anilina? ¿Cómo prepara el reactivo? Química Orgánica (Cs. Biológicas) 81 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. 10- ¿Cómo procede para revelar un cromatograma con el reactivo nitrato de plata-hidróxido de sodio? ¿Qué función cumple cada uno de dichos reactivos? ¿Qué función cumple el tiosulfato de sodio? 11- ¿Cuáles de los siguientes azúcares se revelarán con ftalato ácido de anilina? Indique el color de la mancha en cada caso: sorbitol, glucosa, arabinosa, lactosa y sacarosa. ¿Qué sucederá al revelar con nitrato de plata / hidróxido de sodio? 12- Dadas las siguientes mezclas, indique qué método separativo usaría: a) proteínas más 2 % de grasas (5 g). b) Arabinosa, glucosa, lactosa, (1:2:2) (30 mg). c) NH2 CONH2 en relación 2:3 (5 g). d) metanol, benceno (5:3) (3 l ). e) m-dihidroxibenceno, m-nitrofenol, m-dinitrobenceno (1:1:1) (400 mg). 13- Se calienta una muestra incógnita de un disacárido con H2SO4 1 N. Se toman muestras a distintos tiempos y se cromatografían sobre papel. Los resultados obtenidos son los siguientes: Tiempo Revelado con AgNO3/NaOH Revelado con ftálico/anilina Valor de Rg (color) Valor de Rg 1 hora 0,4 0,9 1,3 0,9 (pardo) 1,3 (rosa) 2 horas 0,9 1,3 0,9 1,3 Analice los resultados obtenidos y diga qué conclusiones puede sacar acerca de la estructura y característica del disacárido original. 14- Por hidrólisis ácida de un compuesto A, (C21H38O16) que no reduce el reactivo de Tollens, se obtuvo glucosa, galactosa y un compuesto B (C3H8O). El espectro RMN - 1H de B mostró un doblete a δ= 1,20, un multiplete a δ = 3,94 y un singulete ancho a δ= 4,50. Por tratamiento de A con periodato de sodio y posterior hidrólisis, se obtuvieron dos moles de ácido fórmico y galactosa, entre otros productos. El tratamiento de A con α-glucosidasa produjo glucosa y un disacárido C que no reduce el reactivo de Tollens. El tratamiento de A con β-glucosidasa produce B y un trisacárido reductor D. Por tratamiento con sulfato de metilo en medio alcalino y posterior hidrólisis ácida se obtuvo: 2,3,4,6tetra-O-metil-glucosa; 2,4,6-tri-O-metil-galactosa y 2,3,4-tri-O-metil-glucosa. a) Escriba una estructura - en fórmulas de Haworth - para el compuesto A compatible con los datos, justificando brevemente. ¿Existen otras estructuras posibles? b) Asigne las señales correspondientes al espectro de RMN-1H de B. 15- Se desea conocer la estructura de un trisacárido X para lo cual se ensayaron distintas reacciones cuyos productos se analizaron por cromatografía de partición en celulosa, comprando con patrones. Los resultados son: IO4-MnO4 (Rg) Ftalato de anilina (Rg) Glucosa 1 1 Fructosa 1,2 Galactosa 0,9 0,9 Hidrólisis 30 minutos 0,1; 0,4; 0,5; 0,9; 1 0,5; 0,9; 1 Hidrólisis 3 horas 0,9; 1 0,9; 1 0,4; 1 1 Tratamiento con α-glucosidasaa 0,5; 1 0,5; 1 Tratamiento con β-glucosidasa Química Orgánica (Cs. Biológicas) 82 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. La oxidación de x con IO4_ dio 2 moles de ácido fórmico (se consumieron 4 moles de periodato). Además, se sabe que X no reacciona con fenilhidrazina. Proponga una estructura para el trisacárido que sea consistente con los datos observados. 16- La rafinosa es un azúcar que se encuentra en jarabes de remolacha, tiene la fórmula C18H32O16 y no reacciona con los reactivos de Tollens ni Fehling. La rafinosa fue sometida a estudios estructurales, cuyos resultados se muestran a continuación. a) La hidrólisis ácida total seguida por derivatización y estudio por cromatografía gaseosa mostró tres señales a tr 11, 13 y 15 min. Se comparó con la siguiente mezcla de testigos (convenientemente derivatizados): glucosa (13 min), manosa (14 min), galactosa (15 min), xilosa (10 min), fructosa (11 min). b) La hidrólisis con α-galactosidasa da D-galactosa y sacarosa (la α-galactosidasa rompe uniones αgalactosídicas). c) La hidrólisis con invertasa da D-fructosa y el disacárido melibiosa (la invertasa rompe uniones de β-fructosa). d) La hidrólisis con maltasa da fructosa y un disacárido (la maltasa rompe uniones α-glucosídicas). e) El estudio por cromatografía gaseosa de los productos de metilación y posterior hidrólisis de la rafinosa mostró 1,3,4,6-tetra-O-metil-D-fructosa, 2,3,4,6-tetra-O-metil-D-galactosa y 2,3,4-tri-Ometil-D-glucosa. Proponga una estructura para la rafinosa. Explique sus conclusiones. 17- Responda verdadero o falso, justificando su respuesta: a) La fructosa da negativo el test de Tollens por ser una cetosa. b) Un polisacárido de glucosas unidas α(1-3), por tratamiento con periodato de sodio y posterior hidrólisis, rinde como producto mayoritario glucosa. c) Es posible diferenciar el ribitol de la ribosa, revelando el cromatograma con AgNO3/NaOH/Na2S2O3. 18- Conteste, justificando brevemente: i- ¿Cuándo se dice que un azúcar es reductor? ii- ¿Se puede aplicar cromatografía de partición a compuestos poco polares? iii- ¿Qué tipo de sustancias se cromatografían sobre celulosa? Química Orgánica (Cs. Biológicas) 83 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. TRABAJO PRÁCTICO NO 7 CROMATOGRAFÍA GAS-LÍQUIDO (CGL) Y CROMATOGRAFÍA LÍQUIDA DE ALTA RESOLUCIÓN (CLAR) 1.-Objetivos: El objetivo de esta práctica es conocer teórica y prácticamente dos de las técnicas cromatográficas de uso más extendido en la actualidad. 2.-Desarrollo de la práctica 2.1.-Preparación de los acetatos de alditoles El docente entregará las muestras incógnitas de azúcares. Verificar que el pH de la solución acuosa de carbohidratos (0,5 ml) sea mayor a 7 (si no agregar gotas de NaOH dil.) y luego adicionarle NaBH4 (una punta de espátula, 20 mg). Dejar reaccionar durante 90 minutos. Adicionar luego AcOH (g), gota a gota, hasta pH 5. Se evapora a sequedad en rotavapor con bomba de aceite, y se agrega metanol (3 x 1 ml) y se lleva a seco para eliminar el borato residual como borato de metilo. Dejar en desecador hasta la clase siguiente. Se acetilan los alditoles por agregado de piridina (0.5 ml) y anhídrido acético (0.5 ml) calentando durante 30 min a 80°C. La solución se enfría y se extrae con cloruro de metileno:agua 1.1 La fase acuosa se separa con pipeta Pasteur y se reextrae con cloruro de metileno. El extracto orgánico combinado se evapora a sequedad y el residuo obtenido se disuelve en cloruro de metileno inmediatamente antes de inyectar en el cromatógrafo gaseoso. 2.2.-CGL: Se analizará la composición de la mezcla incógnita de azúcares convenientemente derivatizada, inyectando la fase orgánica diluida. Se realizarán corridas en distintas condiciones y se identificarán los componentes de la muestra comparando con los tiempos de retención de los patrones adecuados. Se analizará la composición de la fase orgánica de los compuestos arrastrables (los compuestos volátiles) del TP N°3. Se realizarán corridas en distintas condiciones y se identificarán los componentes de la muestra comparando con los tiempos de retención de los patrones adecuados. 2.3.- CLAR: (más conocida por su sigla en idioma inglés como HPLC: high performance liquid chromatography): Se analizará la composición de la fase orgánica de los compuestos arrastrables del TP N°3. Se realizarán corridas en distintas condiciones y se identificarán los componentes de la muestra comparando con los tiempos de retención de los patrones adecuados. En el caso de compuestos con propiedades ácido-base, se analizará la pureza del compuesto proveniente del arrastre antes y después de la extracción ácido-base. Por ejemplo, se analizará la pureza del eugenol proveniente del arrastre antes y después de la extracción con NaOH 10%. Se empleará para ello una columna analítica RP-18 y un sistema de solventes MeOH-H2O adecuado de acuerdo a cada componente. Se determinarán los tiempos de retención de los componentes. Química Orgánica (Cs. Biológicas) 84 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. 3.-CUESTIONARIO 1. 2. 3. 4. 5. Explique cuál es la base teórica de estas dos técnicas. Explique de qué partes constan ambos equipos. ¿Qué diferencia existe entre CGS y CGL? ¿Para qué tipo de compuestos se usan? ¿Cuáles son los detectores más usados en CG? ¿Cuáles son los detectores más usados en HPLC? ¿Cuáles son las ventajas y desventajas de usar detector de Indice de refracción (RI), ultravioleta (UV) o un espectrómetro de masa (EM)? 6. ¿Cuál es la diferencia entre fase reversa y fase normal? ¿Cuáles son las fases móviles más usadas para cada una? 7. ¿Qué requisitos debe cumplir un solvente o mezcla de solventes usado como fase móvil en HPLC? 8. ¿Cómo se filtran y desgasifican los solventes para HPLC? 9. Se desean encontrar las condiciones óptimas para separar por CGL a un producto natural X de una impureza. Cómo procedería si en una determinada corrida no se observan picos además del pico de solvente en el que estaba disuelta la muestra. 10. Idem al problema anterior por HPLC. 11. Al analizar por HPLC la materia prima ibuprofeno, usando una columna de 150mm x 4,6mm rellena con RP-18, un flujo de 1ml/min. y como fase móvil CH3CN-H2O (70:30), se observan dos señales por detección a 260 nm. La primera es una señal importante a tR = 2 min y la segunda, de menor intensidad, a tR =4,5 min. Indique cualitativamente cómo variará cada tR si sólo se cambia: a)La columna por otra de 250mm x 4,6 mm. b)El flujo a 0,2 ml/min. c)La fase móvil a CH3CN-H2O, 50:50. d)El detector por uno de índice de refracción. e)La longitud de onda a 265 nm. f)El relleno por RP-8. Justifique su respuesta. 11) Por extracción y posterior metilación de los ácidos grasos de un aceite vegetal se obtuvieron cuatro señales por CGL usando una columna capilar SP2250 de 30 m de longitud y FID como detector. Los tiempos de retención observados fueron: 2; 2,5; 4; 6 minutos respectivamente. Sabiendo que los ácidos grasos precedentes son C16:1, C22:1, C16:0, C20:0 y que se usó la siguiente programación de temperaturas T1= 150ºC, t1= 3 min.; T2=200ºC con una rampa de 10ºC/min. a) Asigne los tR a los ácidos grasos presentes en la muestra. b) Indique cualitativamente cómo variará cada tiempo de retención si solo se cambia: i-La rampa de temperatura por una corrida isotérmica a 150ºC. ii-El flujo, aumentándolo y disminuyéndolo. iii-La longitud de la columna, por una de 60 m de longitud con el mismo relleno. iv-El detector por uno de captura electrónica. v-¿Podría haber analizado por CGL los ácidos grasos sin derivatizar? Justifique. vi-¿Qué otra técnica podría haber usado para analizar cuantitativamente los ácidos grasos libres? Describa brevemente las condiciones. 2) Una semilla con alto contenido de CH3-(CH2)10-COO-CH2-CH3 y de CH3-COO-(CH2)10CH3, se somete a los tratamientos indicados en la pág. siguiente. Indique qué compuesto/s se obtienen en cada una de las etapas indicadas. Adjudique las estructuras a las distintas manchas obtenidas por c.c.d. y a los distintos picos observados por CGL (corrida Química Orgánica (Cs. Biológicas) 85 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. isotérmica 150 grados). Justifique. ¿Cómo variarán los tiempos de retención si aumento la temperatura del horno a 200 grados? ¿Y si disminuyo el flujo de gas carrier a la mitad? Semilla Extracto en cloroformo CCD, silica-gel, Hexano 1) Evaporación 2) Saponificación Producto de reacción Rf = 0.8 cgl tr = 0.9 CCD tr = 5.0 tr = 5.8 Rf = 0.5 Rf = 0 Neutralización, CCD Química Orgánica (Cs. Biológicas) Rf = 0.5 Rf = 0.3 86 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. TRABAJO PRÁCTICO No 8 CROMATOGRAFÍA DE INTERCAMBIO IÓNICO - AMINOÁCIDOS 1.-Introducción Las proteínas están entre los compuestos más importantes de los organismos vivos. Son poliamidas que por hidrólisis dan aminoácidos. Por lo común sólo se encuentran veinte aminoácidos en las proteínas de plantas y animales, sin embargo, estos veinte aminoácidos se pueden combinar en una gran variedad de formas, para originar músculos, tendones, piel, uñas, plumas, seda, hemoglobina, enzimas, anticuerpos y muchas hormonas. 2.-Objetivo Separar por cromatografía de intercambio iónico una mezcla de aminoácidos, verificando las propiedades ácido/base de los mismos. 3.-Parte experimental • Cromatografía de intercambio iónico Armar una columna con resina Amberlite CG-45 (aniónica débil, forma OH-) de aproximadamente 2 cm de altura. Lavar con agua destilada. Controlar que el pH sea neutro. Sembrar 0,5 ml de una solución acuosa de la mezcla proporcionada por el docente y eluir (muy lentamente) con 2 ml de agua destilada, y repetir la operación 4 veces (10 ml en total) recogiendo las fracciones en tubos separados. Luego eluir con 10 ml de NH3 1M, en fracciones de dos mililitros. • Cromatografía de partición en celulosa Sembrar en una placa de celulosa de 10 x 10 cm la solución original (5 ó 6 gotas), los eluídos con agua y con NH3 (9-10 gotas) y los testigos suministrados por el personal docente. Dejar secar los puntos de siembra. Desarrollar la cromatografía en n-butanol-ácido acético-H2O 9:1:2,5. Revelado: pulverizar con solución de ninhidrina 2% en acetona, dejar secar y poner en estufa a 100ºC. Nota: Una placa de 10 x 10 cm tarda aproximadamente 2 horas y media en correr. Si la muestra de aminoácidos incluyera hidratos de carbono, se realizará, además, una cromatografía en placa delgada de sílica sembrando la muestra y los eluidos acuosos. Se desarrollará la cromatografía en n-PrOH: NH3: H2O en relación (7:1:2) como solvente, y se revelará por inmersión en una solución etanólica de H2SO4 10 % y posterior calentamiento. IMPORTANTE: En todos los pasos de este trabajo práctico debe utilizarse agua destilada. Química Orgánica (Cs. Biológicas) 87 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. 4.-CUESTIONARIO 1) Explique los fundamentos de la cromatografía de intercambio iónico. 2) En el TP realizado explique: a) ¿Para qué se usa una columna de intercambio? b) ¿Qué habría ocurrido si se hubiera utilizado una resina ácida? c) ¿Qué es y para qué se usa la ninhidrina? 3) Responda verdadero o falso, justificando claramente su respuesta: a) Es posible separar glucosa de lisina por medio de una resina de intercambio catiónico fuerte. b) Es posible separar glicina de ácido aspártico por medio de una resina de intercambio catiónico fuerte, si se usa como solvente un buffer de PI igual al PI del ácido aspártico. 4) Se tienen los siguientes aminoácidos: NH2CH2COOH (Glicina) (PI: 6,1) SHCH2CH(NH2)COOH (Cisteína) (PI: 5,0) NH2(CH2)4CH(NH2)COOH (Lisina) (PI: 9,7) HOOCCH(NH2)COOH (Ac. Aspártico) (PI: 2,7). ¿Cuáles serían retenidos por una resina catiónica a pH 6,1? Explique. Química Orgánica (Cs. Biológicas) 88 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. Química Orgánica Cs. Biológicas Parte B Primer Parcial 11/5/2006 Problema 1: Una empresa fabricante de tolueno, durante el control de calidad del producto, detecta un lote anómalo que presenta un diagrama de destilación como el que sigue: T( ºC) 110 Diagrama 1 75 48 100 gramos de destilado Se reconoció mediante diversos ensayos la presencia de un contaminante que pudo ser identificado como una amina X (P. Eb. 96 °C). Ingresan entonces a un manual y encuentran que el tolueno presenta con la amina X un azeótropo de mínima (P.Eb. 75°C), cuya composición expresada en % m/m es (25:75) respectivamente. a) Determine la proporción de amina X en el tolueno contaminado. b) Proponga un método de purificación del tolueno. c) Dibuje el gráfico de destilación fraccionada (temperatura versus gramos de destilado) para una mezcla tolueno: amina X (1:1). Problema 2: Un alumno recibe una muestra sólida M que contiene dos de los siguientes analgésicos y se propone separarlos mediante una extracción ácido-base: O O HN COOH O O N Cl H O OH Aspirina Paracetamol Propoxifeno Clorhidrato COOH Ibuprofeno Al recibir la muestra el alumno realiza un análisis preliminar por C.C.D., para ello siembra la muestra M disuelta en metanol y los patrones de los analgésicos que le proporcionó el docente (cada uno de ellos disuelto en metanol). Obtiene el siguiente resultado: C.C.D Silicagel F254, Solvente de desarrollo éter petróleo/acetato de etilo 1:1 Química Orgánica (Cs. Biológicas) 1 2 3 4 5 89 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. Revelador: Luz U.V. long. Onda. 254 nm Siembra: 1- Paracetamol 2- Aspirina 3- Muestra M 4- Ibuprofeno 5- Propoxifeno clorhidrato Teniendo en cuenta los resultados de la CCD el estudiante realiza una extracción siguiendo el esquema que se muestra abajo. Sobre el sólido 1 realiza el ensayo de ácidos hidroxámicos (etanol) y da resultado negativo. F. Org. 1 Muestra M 1- Na2SO4 anhidro 2- filtrado, evaporación sólido 1 CH2Cl2 agua F. ac. 1 1-NaOH 10 % (pH: 9) 2- CH2Cl2 F. ac. 2 1- Na2SO4 anhidro 2- filtrado, evaporación F. Org. 2 Responda: a) ¿Qué analgésicos están presentes en la muestra M? Explique brevemente. b) ¿Por qué el propoxifeno clorhidrato tiene un Rf = 0? c) Indique la identidad de los sólidos 1 y 2 (formule sus estructuras), y justifique. d) ¿Podría separarse una mezcla de los cuatro analgésicos mencionados mediante extracción ácidobase? Justifique dibujando un esquema de extracción. Indique claramente que soluciones utiliza en cada etapa (ácido, base, agua y/o solvente orgánico), indique los lavados, secados y filtrados que realiza donde corresponda. Formule las especies presentes en cada fracción orgánica y acuosa. e) Sabiendo que el Rf del paracetamol es 0.4 usando como solvente de desarrollo éter de petróleo/acetato de etilo 1:1, como espera que varíe si usa como solvente: - éter de petróleo/acetato de etilo 8:2 - éter de petróleo/acetato de etilo 2:8 - Acetato de etilo/metanol 9:1 Justifique su respuesta Problema 4: Indique si las siguientes suposiciones son verdaderas o falsas. Justifique brevemente (no más de 5 renglones) a) El P.F de una mezcla de dos sólidos A y B puede ser mayor que cualquiera de los P.f. de A y de B puros. b) Si se mezcla α-naftol con vidrio molido, el P.f. desciende proporcionalmente al grado de molienda del vidrio. c) Si la adición de pequeñas cantidades de una sustancia A disminuye el punto de fusión de una sustancia X, entonces X y A son sustancias distintas. Química Orgánica (Cs. Biológicas) 90 sólido 2 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. Química Orgánica (Cs. Biológicas) Parte B- 1er Cuatrimestre 2006 Segundo Parcial – 6/7/2006 Problema 1: Se desea conocer la estructura de un disacárido A para lo cual se ensayaron sobre éste distintas reacciones. Algunas de estas reacciones se cromatografiaron posteriormente en placa de celulosa, comparando con patrones y se revelaron con distintos reactivos. Los datos obtenidos fueron los siguientes: Siembra Rg (IO4-/MnO4-) Rg (ác ftálico/anilina) Hexosa 1 1,0 1,0 Hexosa 2 0,9 0,9 Hexosa 3 1,1 1,1 Hexosa 4 1,2 Hidrólisis ác de A 15 min 0,4; 1,2; 0,9 0,9 Tratamiento de A con βglicosidasa Además, la hidrólisis ácida total de A seguida de derivatización con borohidruro de sodio y posterior tratamiento con anhídrido acético y piridina, mostró por cromatografía gaseosa tres señale a tR= 16,5; 18,5 y 21,0 con relación de áreas 10:20:10 respectivamente. El CGL de una mezcla de testigos de arabinosa, xilosa, manosa, galactosa y glucosa con la misma derivatización y en las mismas condiciones dio señales a tR= 8,4; 10,3; 16,5; 18,5 y 21,0 respectivamente. La oxidación de un mol del metilglicósido de A con periodato de sodio consumió dos moles de reactivo y liberó un mol de ácido fórmico. El disacárido A dio positivo el ensayo de Tollens. a) Siendo A un disacárido, por qué se observan tres señales por CGL luego de la hidrólisis total y posterior derivatización ? b) Indiqué qué hexosas forman el disacárido. c) Qué compuestos de la hidrólisis a 15 min no revela con ftalato de anilina? d) Escriba la estructura de A en fórmula de Haworth, compatible con los resultados obtenidos, indicando claramente su razonamiento. Problema2: Dada la siguiente mezcla (lisina, ácido benzoico y glucitol) CH2OH O H2N CH C O OH H OH HO (CH2)3 CH2 NH2 pI = 9.7 i) pKa = 4.2 OH H H OH H OH CH2OH Sepárelos mediante cromatografía de intercambio iónico en columna, elija la fase estacionaria adecuada y especifique los solventes y el orden de elución (pH). Formule las especies que salen de la columna. Química Orgánica (Cs. Biológicas) 91 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. ii) ¿Podría usar CGL para analizar directamente las fracciones que eluyen de la columna? Explique. Problema 3: Con el objeto de separar los componentes de una mezcla de reacción, se analizaron las CCD desarrolladas con distintos sistemas de solventes, con el fin de buscar condiciones para una separación por columna: Hexano-Acetato de etilo (7:3), Hexano-Acetato de etilo (1:1), Acetato de etilo-Metanol (7:3) y Acetato de etilo-Metanol (1:1). De acuerdo a las placas obtenidas indique: a) con qué solvente fue corrida cada CCD. b) Indique brevemente con qué solvente armaría la columna y con cuales eluiria. Aclare en que orden los utilizaría y qué componente eluye en cada caso. c) Cómo sembraría la columna en caso de que la mezcla fuera totalmente soluble solo en metanol. Rf = 0,94 Rf = 0,83 Rf = 0,71 Rf = 0,63 Rf = 0,39 Rf = 0,31 Rf = 0,00 A Rf = 0,78 Rf = 0,43 Rf = 0,09 B C D Problema 4: En la figura 1 se muestra la separación por HPLC de una mezcla de las siguientes sustancias: O O O OH C 2 3 CH3 NO2 C OCH3 CH3 NH N H 1 O 4 5 6 Las condiciones de trabajo son: Columna: Rp-18 (25 cm) Fase móvil: metanol-agua (65:35) Flujo: 0.5 ml/min Detector: UV (254 nm) Responda brevemente (justificando su respuesta): a) ¿Por qué el tolueno es eluido en último término? b) Indique cualitativamente cómo se modificarían los tiempos de retención en los siguientes casos: i) empleando una fase móvil metanol –agua (35:65). ii) empleando un flujo de 1 ml/min. iii) empleando una columna de similar fase estacionaria y diámetro pero de 15 cm de largo Química Orgánica (Cs. Biológicas) 92 Dpto. Química Orgánica, FCEyN, UBA. c) ¿Podría utilizar un detector de índice de refracción en el análisis anterior? Problema 5: Con el objetivo de aislar los componentes principales (A-E) de una hierba aromática se sometió la planta al siguiente tratamiento: una destilación de arrastre por vapor a pH=7. El destilado se extrae con CH2Cl2 y la fase orgánica se analiza por cromatografía gaseosa. O CH2 O C (CH2)12CH3 HO OH OH O O C CHOH O HO OH NH3 NH3 O CH2 A B C D E Fase Orgánica (FO1) Destilado Hierba Aromática 1. H2O, pH=7 2.Arrastre por vapor CH2Cl2 Fase acuosa (FA1) Residuo (R1) Datos: B, C y D tiene presión de vapor ~ 10 mm Hg a T=100 ºC Teb(B)=178 ºC; Teb(C)=236 ºC; Teb(D)=195 ºC; pIE= 9,7. a) Indique en qué fracción (R1, FO1, FA1) se encuentra cada componente. Justificando la respuesta. b) El análisis por cromatografía gaseosa de FO1 arrojó los siguientes resultados: (Los cromatogramas se realizaron a igual flujo de gas portador) 1. t=220 ºC 2. t=100 ºC i) Explique las diferencias observadas. ii) Identifique cada compuesto en el cromatograma. iii) Dibuje el cromatograma que se obtendría si se mantienen las condiciones del cromatograma 2 pero se aumenta la velocidad del gas portador al doble. ¿Cómo sería el cromatograma si se la disminuye a la mitad? iv) Plantee condiciones de corrida en cromatografía gaseosa que permitan una buena separación de los compuestos en el menor tiempo posible Química Orgánica (Cs. Biológicas) 93
