Apuntes - Plagas

MUESTREO DE VECTORES Y OTROS
ORGANISMOS NOCIVOS
La identificación y análisis de la situación, mediante el reconocimiento de las instalaciones y un examen del
entorno. Se utilizan cuestionarios de chequeo de instalación y se evalúa el grado de infestación mediante trampas.
Si no se observan artrópodos se identificará su presencia mediante rastros:
-Excrementos de cucarachas, moscas, chinches, entre otros.
-Huellas, como sangre por picadura o por aplastamiento de estos en sábanas.
-Ruidos, producidos al excavar, llamar a congéneres, etc.
EQUIPO DE INSPECCIÓN
Linterna halógena con filtro rojo o
con luz UV que permiten evidenciar
las manchas de orina de roedores.
Espátula para introducir en las
rendijas o grietas
RESTOS DE HECES
Máquina de fotos o de vídeo
Aerosol
con
insecticida
(piretrinas) repelente, hacer salir a
los insectos y poder ver el grado de
infestación.
Conservantes. según
tipo
de
muestra., etanol 70%, formol 4%
Frascos, tubos y bolsas de
muestras. Para guardar ejemplares
Pinzas,
Bloc
de
notas
cuestionarios de inspección.
y
Prevenir y protegidos frente
a posibles riesgos laborales,
No introducir material o equipo que no
fuera absolutamente necesario, podría
resultar infestado y causa posteriormente
de contaminación.
1. Mono desechable (color blanco,
para contrastar con los organismos).
Evitará depositar equipos
sobre mobiliario de riesgo
2. Calzas sellar con cinta adhesiva.
Precaución de abrir las ventanas, el aire
acondicionado propaga insectos.
3. Protección respiratoria: filtro frente
a partículas mínimo FFP2, o FFP3.
4. Guantes desechables, de nitrilo.
5. Calzado especial, casco en zonas
de riesgo, etc.
VERTEBRADOS
Etiqueta, Para identificar muestras
MEDIDAS DE BIOSEGURIDAD PERSONAL
Equipo protección individual (EPI):
Solo evidenciables si hay una acumulación, en los espacios donde hay humedad, en el caso
de los parásitos. Se pueden identificar a través de sus heces:
• Termitas: tamaño de una semilla de amapola, de color similar a la madera.
• Cucarachas: cucaracha alemana: granos de pimienta negra (<I mm) blandos y manchan.
Cucaracha americana: oscuro o negro (5 mm), forma de cápsula. Cucaracha oriental, algo
más pequeñas que las de la cucaracha americana son más blandas y producen manchas.
• Chinches: con aspecto de pequeñas manchas oscuras de tinta en las sábanas,
colchones, etc. Cimex lectularius manchas negras de heces y los huevos blancos.
• Moscas: son pequeños puntos negros pegados en las superficies.
Destornilladores, alicates, etc.
Lupa (IO aumentos) o microscopio
de campo.
Formación
y
cualificación
profesional. Seguir PNT específico.
ARTRÓPODOS
Espejo articulado. Para observar
zonas de difícil acceso.
Trampas
de
captura
y
monitorización localiza focos de
infestación y evaluar el tamaño de
la población de la plaga. Insectos
(trampas de feromonas). Roedores
(las capturas no se harán en la
inspección).
Elemento principal en la investigación, son característicos de las especies.
y
sentarse
El EPI debe ser retirado siempre antes de
salir de la habitación, sobre suelo no
enmoquetado, introducidos en una bolsa
plástica y dispuestos para su destrucción.
Al finalizar, revisarse a sí mismo y al
equipo, ropa y material no desechable se
someterán
al
tratamiento
de
descontaminación.
• Roedores: Las heces de los vertebrados, roedores y murciélagos, son de
mayor tamaño. Los excrementos frescos presentan brillo a la luz, son blandos y
de color oscuro, casi negro (indicativos de plaga reciente); si están secos
serán más claros y se desharán fácilmente. Los roedores producen heces en
notable cantidad.
• Murciélago: Rugosas y aparecen en grandes
cantidades en el suelo bajo los lugares en los que se
refugian y dormitan, para diferenciarlas hay que
observarlas con la lupa, se puede distinguir restos de la
cutícula de los insectos
• Salamanquesa : Reptil insectívoro, se comprobará que
está constituida de cutículas de insectos y restos de cal
en un extremo puntiagudo, defeca por la cloaca.
MANCHAS DE ORINA
Se suele detectar un olor especial. Las
manchas de orina en los dobles techos
son apreciables con luz ultravioleta
Otras manchas son las producidas por los
roces de los cuerpos sucios en paredes.
CADÁVERES
Signo de gran infestación o tratamiento adecuado.
DAÑOS (MORDEDURAS)
Daños que producen las roeduras y sonidos. Las galerías
excavadas orientar hacia un tipo de roedor.
Los orificios en los muebles indican carcomas.
Personas que han sufrido picaduras, localización, cantidad,
dolorosas, si es blanco, permite suposicioner la plaga
PELOS Y OTROS RESTOS ORG
Eliminados por los organismos vivos al
renovar sus tejidos:
Las plumas sueltas o acumuladas
identifica diferentes aves.
Los
pelos
en
productos
almacenados y los restos de pelaje
identificar a los roedores y felinos.
Los restos de las ootecas, huevos
de chinche o las liendres.
Las exuvias (exoesqueleto) tras la
muda identifica la especie o sexo.
HUELLAS Y PISADAS
Ratas y ratones muestran cuatro dedos
en las patas delanteras y cinco en las
traseras. La cola también deja huella.
Medición Directa mide una porción de la población en
su hábitat. La unidad de muestreo puede ser una
determinada área del suelo. Es importante recorrer el
espacio de manera uniforme, resultado final será
representativo de lo que sucede en la población.
Artrópodos: se registra el número de individuos en la
unidad de muestreo, los resultados se expresan: número
de artrópodos por metro cuadrado, lineal, por trampa etc
Roedores: mediante métodos cuantitativos con sistemas
de captura y posterior recuento.
Medición Indirecta mide una parte imprecisa de la
plaga; es una estimación relativa o semicuantitativa.
Insectos: usando trampas con atrayentes (colores,
feromonas, luz, cebos de alimento, etc.), redes
entomológicas, trampas de caída. El resultado se expresa
número de insectos por trampa por día o por semana.
Roedores: recuento de huellas y medida del consumo
alimento, la diferencia de peso entre lo consumido y la
cantidad inicial, varios días. Los puntos se distribuyen de
forma uniforme, misma cantidad y tipo de alimento.
Trampas, método de estudios de población y de comportamiento, ayuda planificar el control, conocer el insecto
diana, el grado de intensidad y el momento óptimo de los tratamientos químicos, mantener seguimiento y efectividad.
ARTRÓPODOS
• Voladores: cazados al
vuelo
o
durante
períodos de descanso
sobre la vegetación, se
utiliza la clásica manga
entomológica
o
cazamariposas.
•
Terrestre: se colectan con pala y se separan con
cernidor, los materiales y ejemplares grandes son
retenidos, las partículas y organismos pequeños pasan
por la criba y se pueden colectar mejor. Para artrópodos
que permanecen ocultos en la vegetación, el barrido o
batido de las plantas, los organismos caen en redes,
sábanas o paraguas invertidos.
Después
de
la
captura
se
introducen
en
tubos, mediante la
ayuda de pinzas o
un aspirador bucal
o "pooter ".
Destaca las bandejas de color o
trampas de Moericke, se
colocan a I m del suelo y se
llenan de agua con detergente
que
reduce
la
tensión
superficial, cuando los insectos
son atraídos caen al agua.
ROEDORES
Para capturar e identificar la especie se usan jaulas ratoneras con cebo alimentario sin
plaguicida, en lugares de paso y puntos de alimentación. No recomendable trampa adhesiva
TRANSPORTE, PREPARACIÓN Y CONSERVACIÓN DE LAS MUESTRAS
TRAMPA
Diferentes tipo de atrayente y mecanismo de retención
• Acuáticos: por ejemplo
larvas de mosquito, se
usa una manga de malla
cerrada, con bastidor
fuerte para compensar
la resistencia del medio.
El
zooplancton
se
recogen con redes de
arrastre o de plancton.
• Color: trampas de color como señuelo, pueden
ser de agua o cromáticas adhesivas. El amarillo
con pulgones, pequeños dípteros, coleópteros,
etc. El azul para los trips.
CAPTURA
TRAMPAS DE MUESTREO: TIPOS Y USOS
CAPTURA
• Adhesivas: trampas de pegamento muy simples, de
cartón u otro material. Los insectos son atraídos
mediante feromona o alimento cebo. Técnica de
evaluación de las infestaciones en
control de
cucarachas y roedores en la industria alimentaria. Las
feromonas son sustancias segregadas por los insectos
que provocan respuesta en individuos de
la misma especie, se suelen utilizar con
lepidópteros, moscas, cucarachas, etc.
La utilidad en las trampas la marcará el
tipo de feromona (de atracción sexual lepidópteros o agregación- cucarachas).
• Luz: El hábitat edáfico es húmedo y oscuro, para
capturarlos se utiliza el embudo de Berlese, que hace
huir a los organismos de la luz y el calor.
Dispositivo
de
extracción
de
microartrópodos edáficos, se basa en el
fototropismo negativo y el higrotropismo
positivo. Consta de un embudo en cuyo
extremo
se
coloca
el
recipiente
recolector y en su boca un cedazo sobre
el cual se colocan pequeñas porciones
de una muestra de suelo; encima se
dispone una fuente intensa de luz y calor
que provoca reacciones de huida hacia
el fondo del embudo
Las trampas de luz para capturar insectos voladores
nocturnos o crepusculares aprovechan el fototropismo.
- Lámpara de luz ultravioleta o blanca sobre un
recipiente de agua, los insectos atraídos por la luz caen.
- Trampas con tubos de luz ultravioleta en un soporte y
detrás o debajo se dispone una trampa adhesiva.
- Trampa CDC (Communicable Diseases Center) un
cilindro transparente que contiene un ventilador que
aspira los insectos por la parte superior, sobre el que se
coloca una bombilla incandescente
o UV. En la parte inferior se va una
bolsa entomológica con armazón,
también se puede acoplar un
recipiente para muestras líquidas.
En la bolsa caen los insectos
atraídos por la luz y succionados por
la corriente de aire. Se utiliza emisor
de dióxido de carbono (C02) para
mayor atracción.
Una vez capturados se introducen en frascos de vidrio para su transporte. Para que no se
estropeen, se guardan de forma aislada en tubos de boca ancha. Se pueden transportar
vivos, en el lab se matarán por asfixia, introduciendo al bote una tira de papel
impregnada de acetato de etilo o tetracloruro de carbono, se conservarán en seco. Los
insectos con alas delicadas (moscas, avispas, mariposas, etc.) es conveniente
sacrificarlos de inmediato (cámara letal: tarro con serrín recubierto por escayola
perforada o virutas con gotas de acetato de etilo o de éter. Tras la muerte se pasarán a
tubos o bolsas de transporte. Las mariposas, se guardan en triángulos de papel.
Para la conservación en medio líquido de crustáceos, miriápodos e insectos de tegumento blando, se guardarán
en frascos con alcohol de 70º y gotas de glicerina, para reducir la deshidratación. Para artrópodos no es
recomendable el formol al 4% como conservante (para gusanos y cadáveres de vertebrados, sí). Las larvas y los
huevos se sacrificarán con agua hirviendo, para fijar sus tejidos, y se preservarán en alcohol de 70º. Los insectos con
exoesqueleto duro y garrapatas se preservan en alcohol de 70º que evita el endurecimiento de las membranas.
ANESTÉSICOS
Acetato de etilo: sal etílica del ácido acético, de evaporacion rápida. Se vierten unas gotas en
un recipiente cerrado que contenga una sustancia porosa como viruta.
Tetracloruro de carbono: líquido incoloro, inflamable e insoluble en
agua, a partir del cual se obtiene el cloroformo. Su fórmula es CCk
Los tubos, frascos y bolsas se sellarán y etiquetarán; se numerará la muestra con un código y se
pondrá el nombre del técnico que la ha recogido. El transporte será rápido, seguro y viable para
los ejemplares, idóneo en una nevera portátil y se mantendrán en frigorífico a entre 4 y 7ºC. Los
artrópodos adultos se montan en seco, utilizando alfileres y cajas entomológicas y preservando
el material del ataque de insectos necrófagos. Se montan con alfileres entomológicos, de
grosor variable (nº O, 1 y 2). Los ejemplares se pinchan por la cara dorsal y sobre el tórax.
Alfiler entomológico: alfileres específicamente usos entomológicos, bañados en laca negra y de
longitud constante (38 mm). Grosor estandarizado (000, +finos - 7, +gruesos).
Para que las mariposas queden con las alas extendidas, se utilizan extendedores. Con insectos
pequeños, alfileres muy finos, cortos y sin cabeza (minucias) o pegarlos sobre un pequeño
cartón. Una vez montados, se etiquetan: localidad, fecha y el nombre del recolector, la familia,
género y especie del ejemplar, y nombre de la persona efectuó que determinación. Los
ejemplares en seco se pinchan en cajas entomológicas con algún conservante para evitar la
entrada de insectos que puedan destruirla (pastilla antipolilla o una ampolla Sauvinet).
CONTROL DE AIRE
4. Muestreo de
microorganismos
La detección de microorganismos (bacterias y hongos) se realiza mediante diferentes técnica. El muestreo
microbiológico se realiza previo y en los tratamientos de desinfección para comprobar su eficacia; ya sea una
desinfección de superficies, ambiental o de control de legionela. Es importante elegir los puntos de muestreo
adecuados, teniendo en cuenta la zona o utensilio de riesgo, la desinfección, la naturaleza y estado de materiales.
CONTROL DE SUPERFICIES
Importante en la industria alimentaria, para comprobar el estado de las materias primas o incluso de los
trabajadores. Puede tener su origen en los instrumentos de trabajo, las ropas, el mobiliario o por una higiene
deficiente. Se puede comprobar la eficacia de los métodos de desinfección, los microorganismos que se investigan
son: la flora microbiana total, coliformes totales, hongos y microorganismos de riesgo para el producto (esporas).
Procedimiento:
1) Torna de muestra: Realizarla unas horas después de la desinfección, diferentes métodos:
Presión de agar con placas Rodac: Se colocan los medios de cultivo sobre la superficie por muestrear
Método de lavado y recuperación: sembrando posteriormente.
Método de cepillado o frotis: recogida del material con torundas estériles de algodón, para luego sembrarlos.
Cuando exista la posibilidad de generación de bioaerosoles, donde se encontrarán tanto
microorganismos cultivables (vivos) como sus partículas. Los métodos más utilizados:
Gravitación o impactación natural: la tendencia a caer por acción de la fuerza
gravitatoria de las partículas en suspensión cuando el fluido en el que se encuentran
está en calma. Los microorganismos son recogidos sobre una placa (Petri o Rodac)
que se situarán alejadas de corrientes fuertes de aire (de otro modo las partículas no
caerían).
Impactación: fuerzan el paso del aire con una bomba de aspiración a través de
pequeños orificios haciendo impactar a los agentes biológicos sobre el medio de
cultivo. Los microorganismos van impactando según su momento de inercia y la
recogida puede hacerse sobre una única superficie de agar en una placa de Petri o
Rodac, o dividiendolos por tamaño en superficies sucesivas (en cascada).
Filtración: el aire es filtrado por un medio en el que las partículas se depositan, con
ayuda de una bomba de aspiración que trabajará con un flujo función del tipo de filtro
(el flujo puede variar entre 1-500 l/min). El filtro más utilizado es la membrana de
policarbonato, permite fácil obtención de partículas mediante líquidos adecuados.
2) Interpretación de resultados: Se
toma la siguiente referencia.
Ausencia de coliformes.
Para microorganismos aerobios se
establecen varios niveles de
riesgo, especificados en la tabla.
Se establecen niveles de riesgo según los
requerimientos de asepsia del local, cuando
se necesita un ambiente casi estéril, no debe
superarse 10 ufc/ 100 cm2. Si tras el análisis
aparecen resultados anómalos, se determina
la causa para asegurarse de que la toma de
muestra ha sido correcta y verificar que se
han seguido los protocolos de muestreo.
CONTROL DE AGUAS
El muestreo de fluidos (humidificadores, torres de refrigeración). Ejemplo: Legionella, que crece en sistemas de
refrigeración y tuberías. El método más sencillo consiste en recoger directamente una muestra de fluido en un
recipiente estéril para su posterior siembra, debe ser representativa y hay que preservarla de contaminación
accidental. Unas requieren recipiente de vidrio o de plástico, dado que pueden alterar características, transparente
o color topacio. Los volúmenes de los recipientes oscilan de 100 a 2.000 mL (más usados de 500 y 1.000 mL). La
abertura de 35 mm de diámetro. Para captaciones a profundidad se utilizará un toma-muestras especial: equipo
manual con un dispositivo de apertura y cierre. Cuando se necesitan muchas muestras se empleará un equipo
automático, con uno o varios depósitos de almacenamiento. En caso de grifos, dejar fluir el agua durante un tiempo.
Procedimiento:
Grifos: Retirar accesorios, limpiar el grifo con alcohol etílico. Dejar corre el agua 2 minutos. Flamear la boca del
grifo con algodón con alcohol. Dejar correr el agua 2 mnts. Llenar el frasco sin tocar grifo.
Pozo o depósito: se utilizará bomba de
aspiración del pozo o depósito. Si no
existe sistema de bombeo, se introduce
el envase sostenido por una cuerda
mediante lastre, tras agitar la superficie.
Piscina, lago o río: se sumerge el frasco
30 cm mirando hacia arriba y contra la
corriente, evitando orilla y fangos.
Manantial o boca de riego: se toma
directamente de la fuente y en la boca
de riego se hace igual que con un grifo.
Identificación y transporte de la muestra
Una vez tomada la muestra, esta deberá etiquetarse cerrarse herméticamente.
Para identificar las muestras son necesarias etiquetas y hojas de muestreo. Se debe
hacer constar en la etiqueta: Número de identificación de la muestra, lugar, fecha y
hora del muestreo, identidad de la persona que realiza la toma de muestras, Nº de
recipientes. Una muestra hay que conservarla y transportarla en las mejores
condiciones para evitar alteraciones. Para ello se mantienen en la oscuridad
evitando la acción de la luz y en muchos casos se añaden conservantes. Casi
siempre deberá mantenerse a 4ºC y enviarla al laboratorio con la mayor celeridad.
5. Técnicas de cuantificación y
estimación de la densidad de la plaga
Tras la inspección y muestreo, los datos obtenidos nos permitirán identificar la
plaga, evaluar el tamaño de su población, el estado fenológico en que se
encuentra la especie, valorar la incidencia de los daños, hacer una prospectiva de
la evolución de la infestación, etc. La evaluación del grado de infestación se puede
hacer mediante métodos cualitativos, se ponderan los signos encontrados
durante la inspección, o mediante métodos cuantitativos, que permitirán evaluar
el tamaño de la población de organismos nocivos. El conocimiento del tamaño de
la plaga nos permite planificar si es o no necesaria la intervención y seleccionar el
método de control. Los métodos de evaluación pueden ser:
Cualitativos: basados en consideraciones subjetivas que ponderan la densidad de la plaga.
Cuantitativos: se obtiene un valor numérico de la población mediante un cálculo sencillo.
Aproximativos: se evalúa la densidad de la población a partir de datos indirectos.
OBSERVACIÓN DE INDIVIDUOS VIVOS Y SUS RASTROS IN SITU
La valoración de la densidad mediante observación directa es un método cualitativo. Se buscarán a los organismos en
los focos y puntos críticos, donde pudieran nidificar o reproducirse. También se pueden poner trampas de captura
cada noche. Para observar los insectos en el interior, un buen método es pulverizar un piretroide que provoque su
fuga y salida de los escondrijos. Se consideran los siguientes grados de densidad:
• Infestación baja: en roedores si aparecen esporádicamente excrementos, manchas o ruidos. Cucarachas O a 5 por
trampa.
• Infestación media: en roedores, signos de presencia nocturna habituales, observación frecuente de excrementos,
manchas, etc. Cucarachas de I a 20 ejemplares por trampa.
• Infestación alta: en roedores, la observación de individuos vivos de noche e incluso de día, presencia de excrementos
frescos, chillidos diurnos, etc. Cucarachas de 15 a 25-50 individuos.
La observación de roedores es difícil, solo se observarán individuos vivos si la población es muy grande. Se puede
hacer un censo de organismos grandes (colonias de gatos).
CAPTURA-MARCAJE-RECAPTURA
Es la técnica más utilizada para estimar las poblaciones de animales, se emplea en la evaluación de grado de
infestación por roedores. Este método implica una serie de supuestos:
La probabilidad de captura es la misma para todos los individuos de la población.
Los individuos marcados se redistribuyen en la población de forma homogénea con los individuos no capturados ni
marcados.
Se mantiene la proporción entre individuos marcados y no marcados entre el primer y segundo muestreo.
Las marcas no se eliminan ni pierden.
La población es cerrada, no aumenta la población por emigración o la integración de individuos de otras colonias.
Se usan jaulas trampa con cebo, se marcan los capturados (A), se liberan y al cabo de dos o tres días se hace una
nueva captura (B) de los individuos de esta segunda captura una parte están marcados (C). La población total se
obtiene: A/N = C/B de donde N = A · B/C
Respecto a las heces de vertebrados como indicio de infestación, ¿cuál de los siguientes criterios permite diferenciar
heces de murciélago frente a las de roedor?
1.Las heces de murciélago presentan extremos puntiagudos debido a la cloaca.
2.Las heces de roedor presentan fragmentos visibles de quitina de insectos.
3.Las heces de murciélago se deshacen fácilmente al presionarlas, mostrando restos de cutícula
4.Las heces de ratón muestran habitualmente acúmulos de cal en los extremos.
En el muestreo entomológico, ¿qué característica justifica el uso del embudo de Berlese para la extracción de micro
artrópodos edáficos?
1.El fototropismo positivo y el higrotropismo negativo de los organismos edáficos.
2.El fototropismo negativo y el higrotropismo positivo que los impulsa a desplazarse hacia el fondo
3.La necesidad de separar manualmente el sustrato mediante cribas y calor.
4.La incapacidad de los micro artrópodoss para sobrevivir en presencia de humedad.
En el equipo de inspección de plagas que debería estar compuesto:
1.Linterna halógena con filtro rojo, espátula, trampas de captura, destornilladores, detergentes y disolventes.
2.Linterna halógena con filtro rojo, espátula, trampas de captura y monitoreo
3.Linterna halógena con filtro rojo, cuaderno de notas, aerosol con insecticida, espátula, destornilladores y
máquinas de fotos.
4.Linterna halógena con filtro rojo, trampas de captura y monitoreo, destornilladores y bolígrafo.
De las siguientes imágenes, señale cual es cada trampa: (está muy bien)
1.Potter.
2.Trampa adhesiva.
3.Trampa de ratones.
4.Trampa de luz tipo CDC.
¿Cuál es el propósito principal de utilizar una linterna halógena con filtro rojo durante la inspección de plagas?
1.Evidenciar las manchas de orina de roedores por fluorescencia.
2.Ahuyentar a los insectos para que salgan de sus refugios.
3.No ahuyentar a los insectos al observar grietas y oquedades
4. Actuar como repelente para eliminar ejemplares vivos.
¿Qué método se utiliza principalmente para capturar artrópodos que pasan la mayor parte del tiempo volando o son
cazados al vuelo?
1.Embudo de Berlese.
2. Trampa de luz tipo CDC.
3.Manga entomológica o cazamariposas
4.Trampa de Moericke (bandeja de color).
CONSUMO DE CEBOS
Se utilizan cebos de cereal u otro alimento, preferentemente en bloques para
identificar la mordedura de la especie, y se evalúa la diferencia de peso entre lo
consumido y la cantidad inicial, durante varios días. Este método es el mejor
baremo para evaluar la densidad de la población. Los puntos de control se
distribuirán de forma uniforme en el área. En dichos puntos se colocará la misma
cantidad de cebo, con el mismo tipo de alimento atrayente. Los cebos deben
permitir desechar los datos de consumo de otras especies diferentes a la de la
infestación. La cantidad consumida dividido por el factor de alimentación de la
especie es estimativo del tamaño de la población.
MÉTODO DE RASTROS DE ROEDORES
Se utilizan polvos de paso o tablillas con polvo en los que se marcarán
las huellas, la abundancia de las mismas indica el tamaño de la
población de acuerdo al número de huellas.
¿Qué ventaja tiene añadir glicerina al alcohol en la conservación de ejemplares blandos?
1.Evita la proliferación microbiana.
2.Reduce la deshidratación del tejido
3.Aumenta el poder disolvente del alcohol.
4.Endurece las membranas para su montaje.
¿Cómo son las heces de las termitas?
1.Como granos de pimienta negra.
2.Puntos negros adheridos a superficies.
3.Como una semilla de amapola
4.Puntos oscuros en sábanas.
Un EPI completo, incluye:
1.Mono desechable (de color blanco), calzas selladas con cinta adhesiva, guantes preferiblemente de látex,
protección respiratoria, calzado especial, y casco en zonas de riesgo.
2.Mono desechable (de color blanco), calzas selladas con cinta adhesiva, guantes preferiblemente de nitrilo,
protección respiratoria, calzado especial, y casco en zonas de riesgo
3.Mono desechable (de color oscuro), calzas selladas con cinta adhesiva, guantes preferiblemente de nitrilo,
protección respiratoria, calzado especial, y casco en zonas de riesgo.
4.Todas son falsas.