Manual de Laboratorio de Parasitología USFQ 2025-2026 | Sonia Zapata

I Semestre 2025-2026
Manual de Laboratorio de Parasitología
Autores:
Sonia Zapata, Ph. D.
Juan D. Mosquera, Ph. D.
Tabla de contenido
Sílabo ............................................................................................................................................................. 8
Datos del Profesor ......................................................................................................................................... 8
Horario de Atención en Oficina...................................................................................................................... 8
Descripción del Curso .................................................................................................................................... 8
Resultados de Aprendizaje del Curso ............................................................................................................. 8
Contenidos del Curso ..................................................................................................................................... 8
Metodología para la Integración entre los Contenidos Teóricos y Prácticos ................................................. 9
Detalle de Horas de Aplicación Práctica......................................................................................................... 9
Evaluación del Curso .................................................................................................................................... 10
Prácticas .................................................................................................................................................. 10
Pruebas cortas y exámenes ..................................................................................................................... 11
Resultados ............................................................................................................................................... 11
Informes .................................................................................................................................................. 11
Formato para la presentación de informes .............................................................................................. 12
Bibliografía Principal .................................................................................................................................... 12
Bibliografía Complementaria ....................................................................................................................... 12
Políticas ....................................................................................................................................................... 13
Políticas Específicas del Curso ...................................................................................................................... 13
Normas en el laboratorio ......................................................................................................................... 13
Cronograma de Actividades ......................................................................................................................... 13
Práctica 1: introducción al laboratorio de parasitología y bioseguridad .................................................... 15
1.
Objetivos ......................................................................................................................................... 15
2.
Introducción .................................................................................................................................... 15
3.
Laboratorio de Parasitología USFQ ................................................................................................. 15
Figura 1: Niveles de bioseguridad. .......................................................................................................... 15
Figura 2: Símbolo internacional de riesgo o peligro biológico. ............................................................... 16
4.
Normas generales de bioseguridad en BSL-2 ................................................................................. 16
5.
Clasificación y manejo de desechos ................................................................................................ 16
Figura 3: Clasificación de los desechos y sus contenedores.................................................................... 16
6.
Microorganismos que se manejan en BSL-2 ................................................................................... 17
Tabla 1. Exposición natural a parásitos de importancia médica*. .......................................................... 17
7.
Agentes y grupo de riesgo ............................................................................................................... 17
Tabla 2. Clasificación de los Microorganismos infecciosos por grupo de riesgo..................................... 18
2
8.
Normas específicas del Laboratorio de Parasitología ..................................................................... 18
9.
Acuerdo del estudiante ................................................................................................................... 18
10.
Referencias.................................................................................................................................. 18
Práctica 2: microscopía y observación diagnóstica de parásitos ................................................................ 20
1.
Objetivos ......................................................................................................................................... 20
2.
Introducción .................................................................................................................................... 20
3.
Materiales ....................................................................................................................................... 20
4.
Procedimiento ................................................................................................................................. 20
4.1.
Calibración del microscopio .................................................................................................... 20
Figura 4: Micrómetros de platina (A) y ocular (B) graduados. ................................................................ 20
Figura 5: Calibración del micrómetro ocular (Adaptado de WHO, 2019) ............................................... 21
4.2.
Observación al microscopio .................................................................................................... 21
Figura 6: Montaje de muestras fecales en fresco y con Lugol. ............................................................... 22
Figura 7: Observación sistemática de la preparación. ............................................................................ 22
Figura 8: Artefactos comunmente observados y Cristal de Charcot-Leyden. ........................................ 22
Práctica 3: protozoos intestinales ............................................................................................................... 24
1.
Objetivos ......................................................................................................................................... 24
2.
Introducción .................................................................................................................................... 24
3.
Materiales ....................................................................................................................................... 24
4.
Procedimiento ................................................................................................................................. 24
4.1.
Observación de placas preparadas ......................................................................................... 24
4.2.
Observación de muestra de heces .......................................................................................... 24
Figura 9: Amebas intestinales ................................................................................................................. 25
Figura 10: Ciliados y flagelados ............................................................................................................... 26
Figura 11: Coccidios/Blastocystis ............................................................................................................ 26
5.
Resultados ....................................................................................................................................... 27
6.
Referencias...................................................................................................................................... 27
Práctica 4: helmintos intestinales ............................................................................................................... 28
1.
Objetivos ......................................................................................................................................... 28
2.
Introducción .................................................................................................................................... 28
3.
Materiales ....................................................................................................................................... 28
4.
Procedimiento ................................................................................................................................. 28
4.1.
Observación de placas preparadas ......................................................................................... 28
4.2.
Observación de muestra de heces .......................................................................................... 28
3
Figura 12: Huevos de nematodos ........................................................................................................... 29
Figura 13: Huevos de cestodos ............................................................................................................... 29
Figura 14: Huevos de trematodos........................................................................................................... 30
5.
Resultados ....................................................................................................................................... 31
6.
Referencias...................................................................................................................................... 31
Práctica 5: técnicas de concentración por flotación y sedimentación ....................................................... 32
1.
Objetivos ......................................................................................................................................... 32
2.
Introducción .................................................................................................................................... 32
3.
Materiales ....................................................................................................................................... 32
4.
Procedimiento ................................................................................................................................. 32
4.1.
Sedimentación ........................................................................................................................ 32
Figura 15: Protocolo de sedimentación con filtración por gasa quirúrgica ............................................ 33
4.2.
Flotación.................................................................................................................................. 33
Figura 16: Protocolo de flotación usando solución saturada de azúcar ................................................. 33
5.
Resultados ....................................................................................................................................... 33
6.
Referencias...................................................................................................................................... 34
Práctica 6: método cuantitativo de Kato-Katz ............................................................................................ 35
1.
Objetivos ......................................................................................................................................... 35
2.
Introducción .................................................................................................................................... 35
3.
Materiales ....................................................................................................................................... 35
4.
Procedimiento ................................................................................................................................. 35
Figura 17: Técnica de Kato Katz .............................................................................................................. 36
5.
Resultados ....................................................................................................................................... 36
Tabla 1: Intensidad de las infecciones parasitarias según la OMS/WHO (2012). ................................... 36
Tabla 2: Puntaje de semi-cauntificación de huevos de helmintos según Garcia et al., 2018. ................ 36
................................................................................................................................................................ 37
6.
Referencias...................................................................................................................................... 37
Práctica 7: morfología y reconocimiento de parásitos adultos .................................................................. 38
1.
Objetivos ......................................................................................................................................... 38
2.
Introducción .................................................................................................................................... 38
3.
Materiales ....................................................................................................................................... 38
4.
Procedimiento ................................................................................................................................. 38
4.1.
Observación de placas preparadas ......................................................................................... 38
4.2.
Observación de helmintos adultos ......................................................................................... 38
4
Figura 18: Características generales de trematodos digenéticos: a) Fasciola hepática y b) Fasciolopsis
buski (Bogitsh & Carter, 2013). ............................................................................................................... 39
Figura 19: Características generales de cestodos. Taenia solium: a) escólex, b) proglótides inmaduras,
c) proglótides maduras, d) proglótides grávidas, e) sistema reproductor femenino y f) sistema
reproductor masculino (Bogitsh & Carter, 2013). .................................................................................. 39
Figura 20: Características generales de nematodos. a) macho, b) hembra, c) porción dorsal de la
pared, d) corte transversal del midgut, e) corte transversa de la región esofágica. Variaciones del
foregut: f) Rhabditis hominus. g) Strongyloides stercoralis. h) Ancylostoma duodenale. i) Enterobius
vermicularis. j) Ascaris lumbricoides (Bogitsh & Carter, 2013). .............................................................. 40
5.
Resultados ....................................................................................................................................... 41
6.
Referencias...................................................................................................................................... 41
Práctica 8: tinción de parásitos ................................................................................................................... 42
1.
Objetivos ......................................................................................................................................... 42
2.
Introducción .................................................................................................................................... 42
3.
Materiales ....................................................................................................................................... 42
4.
3.1.
Tinción tricrómica ................................................................................................................... 42
3.2.
Tinción de helmintos (Carmin/Hematoxicilina) ...................................................................... 42
Procedimiento ................................................................................................................................. 43
4.1.
Tinción tricrómica (protozoos) ................................................................................................ 43
4.2.
Tinción de helmintos ............................................................................................................... 43
4.2.1.
Trematodos ......................................................................................................................... 43
4.2.2.
Cestodos .............................................................................................................................. 43
4.2.3.
Nematodos .......................................................................................................................... 44
Figura 21: Protozoos teñidos con tinción tricrómica: a) quiste de Entamoeba hystolitica/dispar (Flecha
roja: cuerpo cromatoideo), b) trofozoíto de Entamoeba hystolitica/dispar, c) quiste de Giardia
duodenalis y d) trofozoíto de Giardia duodenalis (Fuente: CDC https://www.cdc.gov/dpdx)............... 44
Figura 22: a) trematodos y b) cestodos teñidos. C) nematodo en lactofenol (Fuente: Sepulveda &
Kinsella, 2013). ........................................................................................................................................ 44
5.
Resultados ....................................................................................................................................... 44
6.
Referencias...................................................................................................................................... 45
Práctica 9: parásitos sanguíneos y tisulares................................................................................................ 46
1.
Objetivos ......................................................................................................................................... 46
2.
Introducción .................................................................................................................................... 46
3.
Materiales ....................................................................................................................................... 46
4.
Procedimiento ................................................................................................................................. 46
4.1.
Gota gruesa ............................................................................................................................. 46
5
4.2.
Frotis sanguíneo ...................................................................................................................... 46
Figura 23: a) pasos para la preparación de un frotis sanguíneo y b) examinación de un frotis sanguíneo
................................................................................................................................................................ 47
5.
Resultados ....................................................................................................................................... 47
6.
Referencias...................................................................................................................................... 47
Práctica 10: métodos inmunológicos .......................................................................................................... 48
1.
Objetivos ......................................................................................................................................... 48
2.
Introducción .................................................................................................................................... 48
3.
Materiales ....................................................................................................................................... 48
4.
3.1.
MAT para T. gondii .................................................................................................................. 48
3.2.
Inmunocromatografía para Giardia/Cryptosporidium............................................................ 48
Procedimiento ................................................................................................................................. 48
4.1.
MAT para T. gondii .................................................................................................................. 48
Figura 24: Resultados del MAT para anticuerpos IgG contra T. gondii................................................... 49
4.2.
Inmunocromatografía para Giardia/Cryptosporidium............................................................ 49
Figura 25: Resultados del kit Crypto/Giardia Duo-Strip .......................................................................... 49
5.
6.
Resultados ....................................................................................................................................... 50
5.1.
MAT T. gondii .......................................................................................................................... 50
5.2.
Giardia/Cryptosporidium ........................................................................................................ 50
Referencias...................................................................................................................................... 50
Práctica 11: métodos moleculares .............................................................................................................. 51
1.
Objetivos ......................................................................................................................................... 51
2.
Introducción .................................................................................................................................... 51
3.
Materiales ....................................................................................................................................... 51
4.
3.1.
Detección de T. gondii por qPCR ............................................................................................. 51
3.2.
Detección de Giardia duodenalis por PCR anidado (beta-giardina) ....................................... 51
Procedimiento ................................................................................................................................. 51
4.1.
Giardia duodenalis .................................................................................................................. 51
Tabla 3: Cálculo para el PCR anidado ...................................................................................................... 51
Tabla 4: Condiciones de ciclado para el PCR anidado ............................................................................. 52
4.2.
Toxoplasma gondii .................................................................................................................. 52
Tabla 5: Cálculo para qPCR ..................................................................................................................... 52
Tabla 6: Condiciones de ciclado para qPCR ............................................................................................ 52
5.
Resultados ....................................................................................................................................... 52
6
6.
Referencias...................................................................................................................................... 53
Anexos ......................................................................................................................................................... 54
Anexo 1: Artefactos en muestras de heces según el CDC....................................................................... 54
Anexo 2: Tablas comparativas de la morfología de protozoos intestinales según el CDC. .................... 56
Amebas-trofozoítos ............................................................................................................................ 56
Amebas – quistes ................................................................................................................................ 58
Flagelados-trofozoítos ........................................................................................................................ 59
Flagelados - quistes ............................................................................................................................. 60
Ciliados, coccidios y Blastocystis ......................................................................................................... 60
Anexo 3: Tablas comparativas de la morfología de huevos, larvas y proglótides de helmintos
intestinales según el CDC. ....................................................................................................................... 62
Nematodos.......................................................................................................................................... 62
Cestodos.............................................................................................................................................. 63
Trematodos ......................................................................................................................................... 64
Larvas .................................................................................................................................................. 66
Proglótides grávidas ............................................................................................................................ 66
Anexo 4: Helmintos intestinales – Larvas y cestodos adultos según el CDC. ......................................... 67
7
Sílabo
Colegio de Ciencias Biológicas y Ambientales
Curso: MCR 3002 Parasitología +Lab
Semestre: Primer Semestre 2025/2026 - NRC: 1304
Horario: 0830-0950 M EE-128
Presencial Cumbayá
Datos del Profesor
Juan Daniel Mosquera
Email: [email protected]
Horario de Atención en Oficina
Horario de atención: Previa cita
Oficina: EE-112
Descripción del Curso
Este curso estudia las interacciones parasitarias en sistemas biológicos. Se hace especial
énfasis en animales, incluyendo humanos. Se estudia los ciclos ecológicos en los que
intervienen parásitos.
Resultados de Aprendizaje del Curso
- Explicar la Parasitología con énfasis en las especies parásitas de mayor interés en la salud
pública del Ecuador.
- Distinguir las enfermedades parasitarias humanas.
- Analizar los aspectos etiológicos, epidemiológicos, clínicos, diagnóstico, tratamiento, profilaxis y
control de enfermedades parasitarias humanas.
- Identificar los ciclos biológicos de los parásitos y las interacciones parásito- hospedador.
Contenidos del Curso
8
1. Teoría
2. Asociaciones entre organismos e interacción hospedador–parásito.
3. Protozoos.
4. Platelmintos y acantocéfalos.
5. Nematodos.
6. Transmisión de parásitos.
7. Respuesta inmunitaria y patogénesis.
8. Tratamiento y control.
9. Laboratorio.
10. Observación de artefactos.
11. Protozoos intestinales.
12. Helmintos intestinales.
13. Métodos de concentración: flotación y sedimentación.
14. Métodos cuantitativos: Kato-Katz.
15. Reconocimiento de parásitos adultos.
16. Tinción de parásitos.
17. Métodos inmunológicos.
18. Hemoparásitos.
19. Detección molecular de Giardia y Toxoplasma gondii.
Metodología para la Integración entre los Contenidos Teóricos y Prácticos
Las metodologías de enseñanza utilizadas para impartir los cursos de la USFQ, siguiendo
la filosofía de las Artes Liberales, fomentan el diálogo y facilitan la construcción del
conocimiento mediante el constante intercambio de ideas y experiencias entre profesores y
estudiantes. Se espera que en todos los cursos los contenidos teóricos sean vinculados con
la práctica profesional y contexto laboral donde se desempeñarán los estudiantes a futuro,
procurando integrar actividades y simulaciones de diversa índole que lleven a la
comprensión de los contenidos contextualizados con la práctica y la realidad.
Detalle de Horas de Aplicación Práctica
El laboratorio representa el 20% de la nota de la clase de teoría.
9
Dado que el laboratorio es un componente de la clase de teoría, no se pueden aprobar las
clases de teoría y laboratorio por separado.
Evaluación del Curso
% de la Nota Final
Tipo de Evaluación
Detalle
Informes de laboratorio
5 informes
25%
Pruebas cortas
10 pruebas
25%
Examen teórico y práctico
20%
Examen teórico y práctico
30%
Examen de medio
semestre
Examen final
Descripción de las Categorías de Evaluación
Prácticas
Las prácticas de laboratorio buscan reforzar sus conocimientos de la teoría por lo cual se
constituyen en una herramienta de estudio complementaria.
Todas las prácticas están descritas en el Manual de Laboratorio; por lo tanto, es
responsabilidad de cada estudiante leer con anticipación la práctica que se va a realizar en
cada sesión. Adicionalmente, cada estudiante debe realizar una revisión bibliográfica sobre
la temática de la práctica para comprender claramente el contenido que se va a tratar; si
existieran dudas, serán objeto de discusión durante la introducción a la práctica.
Ciertas prácticas requieren material específico para ser analizado en el laboratorio, que debe
ser obtenido por los estudiantes con anterioridad. Para esto deben solicitar un frasco
recolector PARATEST© y seguir las instrucciones Descritas en el siguiente video
(https://youtu.be/Ofz0x3jovl4) rotular la fecha y origen de la muestra.
Si algún grupo no dispone del material, o la cantidad suficiente establecida en el manual,
para el día de la práctica, no podrán subir el informe al D2L por lo que su
10
nota será inmediatamente cero.
Las prácticas perdidas por inasistencia injustificada no podrán ser recuperadas y la nota
correspondiente al informe será cero. Con tres faltas injustificadas la nota de laboratorio
será inmediatamente de F.
El tiempo máximo para ingresar al laboratorio es de 10 minutos, después del cual su informe
será calificado sobre el 50% por atraso.
Pruebas cortas y exámenes
Las pruebas cortas se tomarán al inicio de la clase, al inicio de la sesión de laboratorio. Esto
se realizará a discreción del instructor de laboratorio. Los exámenes de medio semestre y
final tendrán un componente teórico y práctico.
Resultados
Es responsabilidad del estudiante registrar los resultados de la práctica en el manual del
laboratorio, ya que serán revisados y firmados. No se firmarán resultados registrados en
otros cuadernos. El no tener el manual o los implementos necesarios para revisión de
resultados (ej. marcador permanente, guantes) resultará en la nota de cero en el informe.
Informes
Los informes se realizan en grupo y los temas que abarcan se distribuyen de la siguiente
manera:
Informe 1: prácticas 2 y 3.
Informe 2: prácticas 4, 5 y 6.
Informe 3: prácticas 7 y 8.
Informe 4: práctica 9.
Informe 5: práctica 10 y 11.
Un estudiante de cada grupo deberá subir el informe al d2l. Los informes deben ser subidos
al d2l en las fechas indicadas hasta las 23:59. No se recibirá bajo ninguna justificación
informes fuera de tiempo o fuera del sistema. Cada carpeta aceptará un solo informe, por lo
que no se permite envío de más de un documento por práctica.
11
Formato para la presentación de informes
Los informes a presentarse de cada práctica deben contar con el siguiente formato:
Tipo de letra: Arial o Times New Roman tamaño 12.
Introducción: Debe tratar el tema que se ha estudiado en la práctica de laboratorio.
Aproximadamente media página de extensión (max. 500 palabras).
Metodología: Detallar la metodología empleada.
Resultados: Describe los resultados obtenidos en la práctica incluyendo gráficos y tablas en
caso de existir alguno.
Tablas: Todas las tablas que se incluyan en el texto deben estar en la sección de resultados,
a continuación del texto que las describe y con la correcta numeración. El título de las tablas
debe ir en la parte superior de cada una.
Gráficos: Los gráficos deben constar en la sección de resultados, a continuación del texto
que los describe. Deben ser realizados a mano y con la correcta descripción, numeración y
etiquetas. El título de cada gráfico debe ir en la parte inferior.
Discusión y conclusiones: Con relación a los resultados se discute lo que se ha observado
y obtenido en cada práctica. Es importante que el estudiante corrobore la discusión con
investigaciones realizadas y publicadas en revistas científicas o libros.
Las conclusiones de la práctica deben escribirse claramente y con relación a los objetivos.
Referencias bibliográficas: Se debe colocar la bibliografía consultada para la realización
de los informes.
Anexos: De existir algún anexo, éste será colocado en la parte final del informe. Después
de la bibliografía. Los anexos deben estar correctamente numerados, y citados dentro del
texto del informe. El título de cada anexo irá en la parte superior
Bibliografía Principal
- Alan Gunn and Sarah J. Pitt, Parasitology: An integrated approach, Segunda Edición (2022).
(New York Academy of Sciences), ebook.
Bibliografía Complementaria
12
Garcia LS. Diagnostic Medical Parasitology, 5th ed. Washington, DC: ASM Press: 2007
Políticas
Todos los cursos de la USFQ se rigen por las normas de ética de aprendizaje, ética de la
investigación y ética del comportamiento que constan en el Código de Honor y Convivencia
USFQ; y por las políticas y procedimientos detallados en el Manual del Estudiante USFQ. En
caso de que los estudiantes incurran en posibles faltas su gravedad y sanción se sujetará al
proceso establecido en el Código de Honor y Convivencia de la USFQ.
Políticas Específicas del Curso
Normas en el laboratorio
El uso de mandil para trabajar en el laboratorio es obligatorio y personal y debe permanecer
en el laboratorio durante todo el semestre. No se permite el uso de mandiles prestados por
otros laboratorios o por otros estudiantes. Se debe utilizar zapatos cerrados dentro del
laboratorio. Se prohíbe el uso de prendas de vestir que dejen expuestas partes del cuerpo y
por tanto sean un riesgo para la seguridad de los y las estudiantes (ej. short, faldas). En el
caso de que el estudiante se presente con alguna de estas prendas no podrá ingresar al
laboratorio y su nota del informe será de cero. Las personas con cabello largo deben
recogérselo durante las prácticas. Se prohíbe el uso de teléfonos celulares durante la
práctica, los teléfonos deberán estar en las maletas. Si se encuentra algún o alguna
estudiante con su celular durante la práctica, su nota del informe será sobre el 50%.
Para cada práctica, el o la estudiante debe disponer de un mandil etiquetado con el nombre
y apellido, marcador permanente y al menos dos pares de guantes de látex o nitrilo.
Cronograma de Actividades
Fecha
Tema
Agosto 25
Práctica 1: introducción al laboratorio de
parasitología y bioseguridad
Septiembre 1
Práctica 2: microscopía y observación
diagnóstica de parásitos
13
Septiembre 8
Práctica 3: protozoos intestinales
Septiembre 15
Práctica 4: helmintos intestinales
Septiembre 22
Práctica 5: técnicas de concentración por
flotación y sedimentación
Septiembre 29
Examen de medio semestre
Octubre 04 - 12
RECESO MEDIO SEMESTRE
Octubre 13
Práctica 6: método cuantitativo de Kato-Katz
Octubre 20
Práctica 7: morfología y reconocimiento de
parásitos adultos
Octubre 27
Práctica 8: tinción de parásitos
Noviembre 10
Práctica 9: parásitos sanguíneos y tisulares
Noviembre 17
Práctica 10: métodos inmunológicos
Noviembre 24
Práctica 11: métodos moleculares
Diciembre 1
Examen final
Este Programa de Estudio (Syllabus) fue revisado y aprobado por la coordinación del área académica o
departamento responsable. En caso de que sea necesario realizar cambios/ajustes al programa de estudio,
debe solicitarlo a la coordinación del área académica o departamento responsable para que los
cambios/ajustes aprobados se reflejen en el sistema de Diseño Curricular.
14
Práctica 1: introducción al laboratorio de parasitología y bioseguridad
1. Objetivos
 Reconocer las normas del curso, evaluación y demás componentes del sílabo.
 Conocer y aplicar las normas de bioseguridad en un laboratorio de nivel de bioseguridad 2 (BSL-2).
 Comprender las vías de contagio de los microorganismos que se manejan en un BSL-2.
 Reconocer la importancia de la clasificación de desechos que se generan a partir de las prácticas
del Laboratorio de Parasitología.
2. Introducción
El trabajo en laboratorios de microbiología y parasitología implica riesgos relacionados al manejo de agentes
infecciosos, como protozoos y helmintos, que pueden causar enfermedades tanto en humanos como en
animales. Por tanto, la aplicación rigurosa de las normas de bioseguridad es fundamental para minimizar la
exposición del personal, proteger el entorno y garantizar la seguridad de toda la comunidad universitaria
(WHO, 2004; CDC, 2009).
Las normas y prácticas de bioseguridad en laboratorios de nivel 2 (BSL-2) combinan procedimientos
administrativos, el uso de equipos de protección personal, barreras físicas y buenas prácticas de
manipulación de muestras y desechos. Estas medidas ayudan a prevenir la contaminación cruzada, los
accidentes y la transmisión de agentes patógenos por contacto directo, exposición a aerosoles o superficies
contaminadas (OPS, 2015; WHO, 2004).
La formación continua del personal y de los estudiantes, junto con la correcta identificación de riesgos y el
cumplimiento de los protocolos para la gestión de residuos, también son elementos clave para una cultura
de seguridad en el laboratorio (CDC, 2009; OPS, 2015). Organismos internacionales como la Organización
Mundial de la Salud (OMS/WHO), los Centros para el Control y la Prevención de Enfermedades (CDC) y la
Organización Panamericana de la Salud (OPS) proveen lineamientos y recursos actualizados para la
implementación de prácticas seguras y responsables en laboratorios.
Por tanto, la comprensión y aplicación de las normas de bioseguridad resultan indispensables para la
prevención de accidentes, el manejo adecuado de materiales potencialmente peligrosos y el desarrollo
seguro de las actividades prácticas en el laboratorio de parasitología.
3. Laboratorio de Parasitología USFQ
El Laboratorio de Parasitología tiene un nivel de bioseguridad 2 (BSL-2) que se asocia con un riego bajo
(Figura 1). El riesgo biológico (biohazard en inglés) es la probabilidad de que una persona esté expuesta a
agentes biológicos potencialmente peligrosos, como microorganismos patógenos, productos tóxicos de
origen biológico, que pueden causar infecciones, alergias o enfermedades graves en humanos o animales
(WHO, 2004; CDC, 2009). Estos riesgos pueden presentarse a través de la manipulación de muestras
clínicas, cultivos, organismos vivos o incluso materiales contaminados, lo que convierte al entorno de trabajo
en un espacio con posibilidad real de exposición a estos agentes.
Figura 1: Niveles de bioseguridad.
El análisis y gestión del riesgo biológico es fundamental porque permite identificar los posibles peligros
presentes, evaluar la probabilidad y gravedad de las consecuencias de una exposición, y establecer las
medidas preventivas y de control apropiadas. Esta evaluación es la base para definir el nivel de bioseguridad
requerido, la capacitación necesaria para el personal, la selección del equipo de protección y la
implementación de protocolos específicos de emergencia (WHO, 2004).
15
El símbolo internacional de riesgo biológico se utiliza en laboratorios BSL-2 como advertencia visual
obligatoria para indicar la presencia de materiales o zonas donde existe peligro biológico (Figura 2). Este
símbolo, reconocido mundialmente, comunica de manera inmediata la necesidad de precauciones
especiales y la obligación de cumplir estrictamente las normas de bioseguridad (OPS, 2015).
Figura 2: Símbolo internacional de riesgo o peligro biológico.
4. Normas generales de bioseguridad en BSL-2
En un laboratorio BSL-2, deben cumplirse las siguientes normas principales:
•
•
•
•
Uso obligatorio de mandil, guantes.
Uso de pantalón/falda larga y calzado cerrado que cubra completamente los pies.
Desinfección de mesones y áreas de trabajo antes y después de cada práctica, utilizando soluciones
como alcohol al 70% y cloro al 0.5%.
Notificar inmediatamente cualquier accidente o derrame al responsable del laboratorio, quien aplicará
el protocolo de descontaminación específico.
5. Clasificación y manejo de desechos
Figura 3: Clasificación de los desechos y sus contenedores.
Los desechos generados se clasifican en (Figura 3):
•
•
•
Infecciosos: Guantes y materiales contaminados con muestras biológicas (en funda roja).
Comunes: Material no contaminado como papeles y envolturas limpias (en funda negra).
Cortopunzantes: Se clasifican en dos grupos según el tipo de objeto y el grado de contaminación.
16
•
Deben descartarse en recipientes rígidos (guardián o recipiente de plástico blanco o transparente).
Especiales: Incluye materiales de vidrio roto, envases de reactivos y medicamentos vencidos, que
se eliminan en recipientes específicos y cajas rotuladas (OPS, 2015).
6. Microorganismos que se manejan en BSL-2
En el Laboratorio de Parasitología se manipulan muestras que pueden contener microrganismos patógenos
como protozoos y helmintos pertenecientes al grupo de riesgo 2. Estos agentes son aquellos que, aunque
pueden causar infecciones en humanos, raramente producen enfermedades graves y generalmente tienen
tratamiento disponible (CDC, 2009).
Las vías de transmisión incluyen la ingestión, contacto directo con mucosas o piel lesionada, inhalación de
aerosoles y exposición a objetos cortopunzantes contaminados.
Durante las prácticas de laboratorio vamos a trabajar con organismos patógenos en muestras biológicas
frescas o conservadas con formalina, etanol, u otros, con el fin de analizar la presencia de parásitos y
reconocer sus características. Para establecer las medidas de bioseguridad de este laboratorio debemos
tener un conocimiento previo de los potenciales riesgos de la exposición a las muestras biológicas que vamos
a analizar, y sobre todo del modo de infección de los agentes infecciosos que podrían estar presentes en ellas
(Tabla 1).
Tabla 1. Exposición natural a parásitos de importancia médica*.
Tipo de
parásitos
Modo natural de
infección
Tratamiento
Babesia
Leishmania
Babesiosis Leishmaniasis
Plasmodium
cutánea, mucocutánea y
Toxoplasma
visceral Malaria
Trypanosoma
Toxoplasmosis
Amebas de vida libre
Enfermedad de Chagas
(Acanthamoeba, Balamuthia
Meningitis
mandrillaris, Naegleria
fowleri)
Vector
Inhalación
Existen tratamientos
moderados
y
altamente efectivos
Protozoarios
intestinales
Cryptosporidium spp.
Cytoisospora
Entamoeba
Giardia
Criptosporidiasis
Isosporiasis Amebiasis y
abscesos
extraintestinales
Giardiasis
Ingestión de
quistes y
ooquistes
Existen tratamientos
altamente efectivos
para la mayoría
Trematodos
Schistosoma spp
Fasciola
Paragonimus
Schistosomiasis
Fasciolasis
Paragonimiasis
Cestodos
Echinococcus spp.
Hymenolepis nana
Taenia spp
Nematodos
Ascaris
Strongyloides
Enterobius
Ancylostoma
Filarias
Protozoarios
sanguíneos y
tisulares
Agentes
Enfermedades
Ingreso de cercarias
por la piel
Existen tratamientos
Ingestión de
altamente efectivos
metacercarias
Quiste hidatídico Teniasis Ingestión de huevos Existen tratamientos
y cisticercosis
y larvas
altamente efectivos
Helmintiasis
Ingestión de huevos
Existen tratamientos
Ingreso de larvas
altamente efectivos
por la piel
para la mayoría
Vector
*Existen pocos reportes de infecciones por estos parásitos adquiridas en el laboratorio por mala
manipulación Fuente: CDC 2.
7. Agentes y grupo de riesgo
Tomando como referencia la Tabla 1 podemos clasificar a los agentes infecciosos con los que vamos
a trabajar en el grupo de riesgo 2 (Tabla 2).
17
Tabla 2. Clasificación de los Microorganismos infecciosos por grupo de riesgo.
Grupo de Riesgo
Riesgo Infeccioso
1
Agentes que no están asociados con enfermedades en humanos adultos sanos.
2
Agentes que están asociados con enfermedades humanas que rara vez son graves y para las
cuales a menudo se dispone de intervenciones preventivas o terapéuticas
3
Agentes que están asociados con enfermedades humanas graves o letales para las cuales
pueden estar disponibles intervenciones preventivas o terapéuticas (riesgo individual alto, pero
riesgo comunitario bajo).
4
Agentes que probablemente causen enfermedades humanas graves o letales para las cuales
las intervenciones preventivas o terapéuticas no suelen estar disponibles (alto riesgo individual
y alto riesgo comunitario).
Fuente: https://biosafety.utk.edu/biosafety-program/resources/agent-classification/
8. Normas específicas del Laboratorio de Parasitología
• Cada estudiante debe contar obligatoriamente con: mandil rotulado con su nombre y claramente
identificable, mandil en buen estado (botones completos o cierre funcional), marcador de vidrio,
esfero, guantes de látex o nitrilo, y el manual de prácticas impreso. Todo este material es
indispensable para participar en las actividades del laboratorio.
• El uso del mandil en el laboratorio es personal y obligatorio. Cada estudiante utilizará el mismo mandil
durante todo el semestre, el cual deberá permanecer almacenado dentro del laboratorio en el lugar
asignado por el profesor. No está permitido sacar el mandil del laboratorio hasta el final del curso.
Está estrictamente prohibido utilizar el mandil de otros estudiantes, ya sean del mismo curso o de
otros paralelos.
• El uso de guantes de látex o nitrilo también es personal y obligatorio. Se recomienda disponer de al
menos dos pares de guantes por práctica, para reemplazarlos en caso de daño o rotura durante la
sesión.
• Está restringido el uso de teléfonos celulares o dispositivos electrónicos durante las prácticas por
razones de bioseguridad. Estos dispositivos pueden contaminarse fácilmente y convertirse en fómites
(objetos capaces de transmitir microorganismos potencialmente peligrosos). El uso de celulares solo
se permitirá cuando el instructor lo indique expresamente con fines académicos.
• El manejo adecuado del microscopio es indispensable para aprobar el curso, ya que se trata de un
instrumento fundamental en el análisis de muestras clínicas. El uso inadecuado de cualquier
instrumento de laboratorio será sancionado de acuerdo con el código de honor de la USFQ.
• Es responsabilidad de los estudiantes mantener el orden y limpiar su espacio de trabajo al finalizar
cada práctica.
• Las actividades se realizarán en grupos de trabajo. Todos los miembros deben participar
equitativamente; si algún integrante no colabora de forma justa, se deberán comunicar las
inquietudes al instructor.
• Todas las prácticas que se llevarán a cabo en el laboratorio están descritas en este manual. Es
obligatorio que cada estudiante revise previamente la práctica correspondiente y el material adicional
proporcionado por el instructor (por ejemplo, en D2L).
• Los estudiantes deben seguir en todo momento las instrucciones del personal a cargo del laboratorio.
El curso se rige bajo el código de honor de la USFQ.
9. Acuerdo del estudiante
Se debe subir al D2L el acuerdo del estudiante firmado (ver la siguiente página). Si esto no se realiza antes
de la siguiente práctica, no podrás ingresar al laboratorio.
10. Referencias
• World Health Organization. Laboratory biosafety manual. 3rd ed. 2004.
https://www.who.int/csr/resources/publications/biosafety/WHO_CDS_CSR_LYO_2004_11/en/
• Centers for Disease Control and Prevention. Biosafety in Microbiological and Biomedical
Laboratories. 5th ed. 2009.
• https://www.cdc.gov/labs/pdf/CDC-BiosafetyMicrobiologicalBiomedicalLaboratories-2009-P.PDF
18
ACUERDO DEL ESTUDIANTE SOBRE LA BIOSEGURIDAD EN EL
LABORATORIO
(Subir al D2L el documento escaneado y firmado)
Yo, _____________________________________ con código de estudiante______________, he leído
completamente las normas de BIOSEGURIDAD DE LABORATORIO del Instituto de Microbiología de la
Universidad San Francisco y entiendo su contenido. Yo acepto cumplir todas las normas de laboratorio
establecidas. Además, entiendo que mi seguridad es totalmente mi responsabilidad y que si no cumplo las
normas de laboratorio estaría poniendo en peligro mi seguridad y la de otros.
Recuerde: “La seguridad proviene de una actitud consciente y responsable de la persona y depende del
esfuerzo de cada persona para eliminar toda condición y acto inseguro que puede conllevar a un accidente”
Curso: Laboratorio de Parasitología
Firma del estudiante:
Fecha:
19
Práctica 2: microscopía y observación diagnóstica de parásitos
1. Objetivos
 Familiarizarse con el manejo básico del microscopio óptico.
 Aprender la preparación y observación de una muestra fecal en fresco con solución salina y lugol.
 Diferenciar estructuras parasitarias de artefactos comunes presentes en muestras fecales.
 Practicar la exploración sistemática de una lámina con técnica de barrido.
2. Introducción
La observación microscópica de muestras biológicas sigue siendo una de las herramientas esenciales en el
diagnóstico parasitológico, especialmente en contextos donde el acceso a pruebas moleculares o serológicas
es limitado. La detección directa de formas parasitarias como quistes, huevos, larvas y trofozoítos en muestras
fecales permite no solo confirmar la presencia del parásito, sino también estimar la carga parasitaria e incluso
correlacionarla con manifestaciones clínicas (WHO, 2019). Ciertos protozoarios intestinales, y helmintos
pueden identificarse mediante montajes simples en fresco o acompañados con tinción con lugol (yodo).
Sin embargo, el análisis microscópico presenta desafíos y limitaciones importantes, como la presencia
frecuente de estructuras no parasitarias que pueden simular formas parasitarias (artefactos) y conducir a
errores en el diagnóstico. Los artefactos incluyen fibras vegetales, células epiteliales, levaduras, burbujas de
aire/grasa, cristales de calcio y almidón, entre otros, que pueden presentar formas y tamaños similares a
quistes, huevos o larvas (Colmer-Hamood, 2001). Por tanto, es fundamental aprender a diferenciar con
precisión las verdaderas formas parasitarias de los artefactos.
Otro hallazgo relevante en la observación microscópica de muestras fecales es la presencia de cristales de
Charcot–Leyden. Estos cristales bipiramidales o prismáticos están formados principalmente por galectina‑10,
una proteína eosinofílica. Estos derivan de la descomposición de eosinófilos y se asocian a procesos
inflamatorios posiblemente asociados a infecciones parasitarias intestinales por helmintos y a procesos
alérgicos o inflamatorios (Ueki et al., 2018). Si bien su hallazgo puede reforzar la sospecha diagnóstica de
parasitosis, debe considerarse también en el análisis microscópico de formas parasitarias.
Un aspecto fundamental para el análisis microscópico de parásitos son los rangos de tamaño de las estructuras
observadas. El tamaño típico de cada forma y estadio parasitario es clave para su identificación correcta (WHO,
2019). Para realizar una medición precisa, es fundamental calibrar el microscopio mediante micrómetro ocular
y de platina, proceso que debe realizarse en cada lente objetivo (10X, 40X, etc.).
3. Materiales
• Microscopio óptico
• Micrómetro para calibración
• Micrómetro ocular XY
• Láminas portaobjetos y cubreobjetos
• Palillos de madera
• Goteros con solución salina (0.9%)
• Goteros con Lugol
• Guantes de látex o nitrilo
• Muestra de heces
4. Procedimiento
4.1.
Calibración del microscopio
• Coloque el micrómetro (Figura 4 A) en la platina del microscopio.
• Ajuste el micrómetro ocular que tiene la retícula (micrómetro ocular, Figura 4 B).
A
B
Figura 4: Micrómetros de platina (A) y ocular (B) graduados.
20
•
•
Enfoque con el objetivo 4X asegurándote de que ambas escalas (retícula y micrómetro) estén
enfocadas simultáneamente.
Alinee las escalas y cuenta cuántas divisiones de la retina ocular coinciden exactamente con un
número conocido del micrómetro de platina (por ejemplo: 10 divisiones del ocular = 100 µm del
micrómetro, Figura 5).
Figura 5: Calibración del micrómetro ocular (Adaptado de WHO, 2019)
• Calcule la equivalencia:
𝑇𝑇𝑇𝑇𝑇𝑇𝑇𝑇ñ𝑜𝑜 𝑑𝑑𝑑𝑑 𝑢𝑢𝑢𝑢𝑢𝑢 𝑑𝑑𝑑𝑑𝑑𝑑𝑑𝑑𝑑𝑑𝑑𝑑ó𝑛𝑛 𝑜𝑜𝑜𝑜𝑜𝑜𝑜𝑜𝑜𝑜𝑜𝑜 (µ𝑚𝑚) =
•
•
•
•
•
•
•
µ𝑚𝑚 𝑑𝑑𝑑𝑑 𝑙𝑙𝑙𝑙𝑙𝑙 𝑑𝑑𝑑𝑑𝑑𝑑𝑑𝑑𝑑𝑑𝑑𝑑𝑑𝑑𝑑𝑑𝑑𝑑𝑑𝑑 𝑑𝑑𝑑𝑑𝑑𝑑 𝑚𝑚𝑚𝑚𝑚𝑚𝑚𝑚ó𝑚𝑚𝑚𝑚𝑚𝑚𝑚𝑚𝑚𝑚 𝑑𝑑𝑑𝑑 𝑝𝑝𝑝𝑝𝑝𝑝𝑝𝑝𝑝𝑝𝑝𝑝𝑝𝑝
# 𝑑𝑑𝑑𝑑 𝑑𝑑𝑑𝑑𝑑𝑑𝑑𝑑𝑑𝑑𝑑𝑑𝑑𝑑𝑑𝑑𝑑𝑑𝑑𝑑 𝑑𝑑𝑑𝑑𝑑𝑑 𝑚𝑚𝑚𝑚𝑚𝑚𝑚𝑚ó𝑚𝑚𝑚𝑚𝑚𝑚𝑚𝑚𝑚𝑚 𝑜𝑜𝑜𝑜𝑜𝑜𝑜𝑜𝑜𝑜𝑜𝑜
Repita el procedimiento con los objetivos 10X, 40X y completa la tabla de la sección de Resultados.
4.2.
Observación al microscopio
En un extremo de una lámina portaobjetos limpia coloque una gota de solución salina y, en el otro
extremo, una gota de lugol.
Tome una pequeña cantidad de la muestra de heces con un palillo, picando varias veces para que
la muestra a observarse sea representativa.
Homogenice la muestra tomada en el palillo en la solución salina de la lámina portaobjetos y, con el
mismo palillo, homogenice el resto en la solución de lugol. No invierta el orden de las elusiones, ya
que las formas vegetativas de los parásitos (trofozoítos) se destruyen en lugol.
Si la muestra está conservada en Paratest® (formalina al 5%), coloque una pequeña cantidad
directamente sobre la lámina portaobjetos y cúbrala con una gota de lugol (en este caso no se podrán
observar formas vegetativas).
El lugol tiñe las estructuras internas de los huevos o quistes para su identificación. La dureza de la
placa debe ser como la que se observa en la Figura 6 (ni muy densa ni muy líquida).
Coloque un cubreobjetos sobre cada preparación (lugol y solución salina).
21
Solución
salina
Lugol
Trofozoítos, quistes
de protozoarios,
huevos/larvas de
helmintos
Quistes de
protozoarios
Figura 6: Montaje de muestras fecales en fresco y con Lugol.
• Observe la superficie completa de la preparación de manera sistemática en la dirección indicada en
la Figura 4 en el lente de 10X.
Figura 7: Observación sistemática de la preparación.
•
•
•
Si observa una forma sospechosa amplifique la imagen cambiando el lente objetivo.
Identifique si existen cristales de Charcot-Leyden (Figura 8), posibles artefactos (Figura 8 y Anexo 1) y
formas parasitarias (Figuras 9 - 11).
Dibuje lo observado indicando las medidas y el aumento utilizado en Resultados.
Cristal de CharcotLeyden
Figura 8: Artefactos comunmente observados y Cristal de Charcot-Leyden.
5. Resultados
5.1.
Calibración del microscopio
Lente
objetivo
Divisiones de
la retícula
Longitud del
micrómetro
µm por división
de la retina
4X
10X
40X
22
5.2.
Artefactos
Observación al microscopio
Formas parasitarias
6. Referencias
•
•
•
•
Colmer-Hamood, J. A. (2001). Fecal microscopy: artifacts mimicking ova and parasites. Laboratory Medicine,
32(2), 80-84.
Garcia, L.S. (2007). Diagnostic Medical Parasitology. 5th Edition, American Society for Microbiology, Washington
DC, 1202.
Ueki, S., Miyabe, Y., Yamamoto, Y., Fukuchi, M., Hirokawa, M., Spencer, L. A., & Weller, P. F. (2019). CharcotLeyden crystals in eosinophilic inflammation: active cytolysis leads to crystal formation. Current allergy and
asthma reports, 19(8), 35
World Health Organization. (2019). Bench aids for the diagnosis of intestinal parasites, 2nd ed. World Health
Organization. https://iris.who.int/handle/10665/324883.
23
Práctica 3: protozoos intestinales
1. Objetivos
 Identificar los principales protozoos intestinales patógenos y comensales.
 Aplicar las técnicas de preparación de muestra aprendidas en la Práctica 1.
 Emplear la técnica MIF para la visualización de protozoos intestinales.
 Comparar morfológicamente protozoos intestinales comensales y patógenos.
 Estimar el tamaño real de las estructuras mediante el microscopio calibrado.
2. Introducción
Los protozoos intestinales comprenden un grupo diverso de microorganismos unicelulares que pueden
habitar el tracto gastrointestinal humano y animal, cumpliendo roles tanto comensales como patógenos.
Entre los más frecuentes se encuentran Giardia duoednalis, Entamoeba histolytica, Entamoeba coli,
Endolimax nana, y Iodamoeba bütschlii. La mayoría se transmite por vía fecal-oral, a través de agua o
alimentos contaminados, siendo su diagnóstico fundamental para la prevención y control de enfermedades
entéricas, especialmente en contextos de saneamiento limitado (Garcia, 2007).
El examen microscópico de heces permite identificar formas vegetativas (trofozoítos) en muestras frescas,
y formas resistentes (quistes) en muestras fijadas. El reconocimiento de estas estructuras requiere
conocimiento detallado de su tamaño y morfología que incluye: número de núcleos, presencia de cuerpos
cromatoidales, vacuolas, entre otros. El uso de soluciones fijadoras como MIF (mertiolate–yodo–formol)
mejora la conservación y contraste de los parásitos en las muestras, permitiendo un análisis microscópico
más preciso (Cheesbrough, 2005).
Un desafío habitual en el diagnóstico es la diferenciación entre especies patógenas y comensales, como E.
histolytica vs E. dispar o E. coli. Esta distinción es crucial, ya que tiene implicaciones clínicas directas en el
tratamiento. Además, muchos artefactos pueden simular quistes o trofozoítos, por lo que el diagnóstico debe
apoyarse en la observación detallada y, cuando es posible, en técnicas complementarias.
En esta práctica, se aplicarán técnicas aprendidas en la sesión anterior, utilizando muestras fijadas con MIF
para observar protozoarios representativos. Se enfatizará el uso del microscopio calibrado para estimar el
tamaño real de los protozoarios, lo cual ayuda a diferenciar especies morfológicamente similares.
3. Materiales
• Mismos materiales y reactivos que los de la Práctica 1
• Muestras de heces con protozoos comensales e intestinales
• Placas preparadas con protozoos intestinales
• Solución MIF (mertiolate, yodo y formol)
• Tubos de ensayo con tapa rosca
4. Procedimiento
4.1.
•
•
•
Observación de placas preparadas
Observa las placas preparadas en el microscopio con el objetivo 10X y luego 40X si es necesario.
Realiza las mediciones necesarias como en la Práctica 1.
Compara el protozoo correspondiente y sus estructuras principales con la guía morfológica del
Anexo 2 y la Figura 9.
4.2.
•
Observación de muestra de heces
Coloca aproximadamente 1 ml de la muestra en un tubo de ensayo que contenga 4 ml de la
solución de MIF.
Fragmenta la muestra dentro del tubo con ayuda de un palillo y homogenizar en el vórtex.
Coloca 100 µl de la muestra fijada y homogenizada en un portaobjetos y cubrir con un cubreobjetos.
Observa la preparación en el microscopio con el objetivo 10X y luego 40X si es necesario.
Realiza la observación sistemática del campo y las mediciones necesarias como en la Práctica 1.
Compara las formas encontradas con la guía morfológica del Anexo 2 (núcleos, tamaño, forma,
vacuolas, etc.) y las Figuras 9 - 11, y dibuja en la sección de Resultados.
•
•
•
•
•
24
Estadio
Entamoeba
hartmanni
Entamoeba coli
Entamoeba
polecki
Endolimax
nana
Iodamoeba
beutschlii
Quiste
Trofozoíto
Entamoeba
histolytica/dispar
Ciliado
40µm
Balantidium coli
Flagelados
Chilomastix mesnili
10µm
Giardia duodenalis
Dientamoeba
fragilis
Trofozoíto
Estadio
Figura 9: Amebas intestinales
(https://www.cdc.gov/dpdx/diagnosticprocedures/stool/morphcomp.html)
25
Quiste
No tiene quiste
Figura 10: Ciliados y flagelados
(https://www.cdc.gov/dpdx/diagnosticprocedures/stool/morphcomp.html)
Blastocystis
hominis
Cyclospora
cayetanensis
Blastocystis
Cryptosporidiu
m spp.
Sarcocystis
spp.
Cystoisospora
belli
Coccidia
Figura 11: Coccidios/Blastocystis
(https://www.cdc.gov/dpdx/diagnosticprocedures/stool/morphcomp.html)
26
5. Resultados
Dibuje y describa lo que ha observado. Incluya: especie, forma observada, tamaño estimado (µm),
aumento utilizado, estructuras relevantes y observaciones.
6. Referencias
•
•
•
Garcia, L.S. (2007). Diagnostic Medical Parasitology. 5th Edition, American Society for Microbiology, Washington
DC, 1202.
Cheesbrough M. Frontmatter. (2005). District Laboratory Practice in Tropical Countries. Cambridge University
Press.
World Health Organization. (2019). Bench aids for the diagnosis of intestinal parasites, 2nd ed. World Health
Organization. https://iris.who.int/handle/10665/324883.
27
Práctica 4: helmintos intestinales
1. Objetivos
 Identificar morfológicamente (huevos, larvas y adultos) de los principales helmintos intestinales
humanos y animales.
 Diferenciar las características distintivas de los nematodos, cestodos y trematodos intestinales.
 Relacionar las formas observadas con los ciclos de vida y la importancia clínica de cada grupo.
2. Introducción
Los helmintos intestinales constituyen un grupo diverso de parásitos que afectan tanto a humanos como a
animales, causando una variedad de enfermedades gastrointestinales y sistémicas. Este grupo se divide en
tres grandes clases: nematodos (gusanos redondos), cestodos (tenias o gusanos planos segmentados) y
trematodos (duelas o gusanos planos no segmentados).
Su identificación en el laboratorio es fundamental para el diagnóstico y manejo adecuado de las infecciones
parasitarias, y se basa principalmente en el examen microscópico de huevos, larvas o, en ocasiones, formas
adultas presentes en muestras fecales (Cheesbrough, 2005; WHO, 2019).
Los nematodos intestinales más relevantes incluyen especies como Ascaris lumbricoides, Ancylostoma
duodenale/Necator americanus (hookworms/uncinarias), Enterobius vermicularis, Trichuris trichiura y
Strongyloides stercoralis (larvas rabditiformes en heces). Sus huevos suelen ser ovalados o elípticos, con una
cubierta gruesa y patrones de segmentación característicos; las larvas tienen morfología propia según el
género (Garcia, 2007).
Los cestodos intestinales, como Taenia spp. (tenia humana), Hymenolepis y Diphyllobothrium/Adenocephalus,
presentan huevos de formas variadas, con o sin opérculo, y estructuras internas como ganchos o embriones
hexacantos. Sus proglótides o segmentos también pueden observarse en ocasiones en las heces.
Los trematodos intestinales, menos frecuentes en la región, pero relevantes globalmente, incluyen Fasciola
spp., Fasciolopsis buski y Echinostoma spp. Sus huevos suelen ser ovalados, grandes y con opérculo visible.
La correcta diferenciación morfológica de cada grupo y especie es crucial, ya que determina el enfoque
terapéutico y las medidas de control.
La observación directa al microscopio permite reconocer detalles estructurales como la forma, tamaño,
presencia de opérculos, espinas y otros elementos diagnósticos fundamentales (García, 2007; Cheesbrough,
2005).
3. Materiales
• Muestras de heces preservadas/frescas con helmintos.
• Placas con huevos de helmintos.
• Mismos materiales que en la Práctica 1.
4. Procedimiento
•
•
•
•
•
•
4.1.
Observación de placas preparadas
Observa las placas preparadas en el microscopio con el objetivo 10X y luego 40X si es necesario.
Realiza las mediciones necesarias como en la Práctica 1.
Compara el helminto correspondiente y sus estructuras principales con las guías morfológicas del
Anexo 3 y las Figuras 12 - 14.
4.2.
Observación de muestra de heces
Prepara la muestra y calibra el microscopio según las Prácticas 1 y 2.
Observa sistemáticamente con el objetivo 10X y 40X, y registrar las observaciones de huevos, larvas
y otras formas presentes.
Utiliza las guías morfológicas del Anexo 3 y las Figuras 12 – 14 para comparar hallazgos.
28
Trichostrongylus
spp.
Uncinaria
(Hookworm)
Ascaris
lumbricoides
infértil
Ascaris
lumbricoides
fértil
Trichuris
trichiura
Enterobius
vermicularis
Capillaria
philippinensis
Nematodos
Figura 12: Huevos de nematodos (https://www.cdc.gov/dpdx/diagnosticprocedures/stool/morphcomp.html)
Taenia spp.
Hymenolepis
nana
Cestodos
Hymenolepis diminuta
Diphyllobothrium
latum
Dipylidium caninum
Figura 13: Huevos de cestodos (https://www.cdc.gov/dpdx/diagnosticprocedures/stool/morphcomp.html)
29
Trematodos
Paragonimus westermani
Clonorchis sinensis
Opisthorchis viverrini
Nanophyetus salmincola
Schistosoma japonicum
Schistosoma mekongi
Schistosoma mansoni
Schistosoma intercalatum
Schistosoma
haematobium
Fasciola hepatica
Fasciolopsis buski
Echinostoma spp.
100 µm
Figura 14: Huevos de trematodos (https://www.cdc.gov/dpdx/diagnosticprocedures/stool/morphcomp.html).
30
5. Resultados
• Dibuje y describa detalladamente lo observado en la práctica, identificando:
o Tipo de helminto (nematodo, cestodo o trematodo).
o Especie probable (si es posible).
o Características morfológicas (forma, tamaño, detalles internos/externos).
Incluya observaciones de cualquier hallazgo inusual (larvas, proglótides, huevos no identificados, artefactos).
6. Referencias
•
•
•
Garcia, L.S. (2007). Diagnostic Medical Parasitology. 5th Edition, American Society for Microbiology, Washington
DC, 1202.
Cheesbrough M. Frontmatter. (2005). District Laboratory Practice in Tropical Countries. Cambridge University
Press.
World Health Organization. (2019). Bench aids for the diagnosis of intestinal parasites, 2nd ed. World Health
Organization. https://iris.who.int/handle/10665/324883.
31
Práctica 5: técnicas de concentración por flotación y sedimentación
1. Objetivos
 Emplear métodos de concentración para el diagnóstico parasitológico en muestras de heces.
 Diferenciar la utilidad de las técnicas de flotación y sedimentación según el tipo de muestra y el
parásito a identificar.
2. Introducción
El diagnóstico microscópico de parásitos intestinales a menudo se dificulta por la baja cantidad de formas
parasitarias presentes en las muestras fecales, lo que puede llevar a falsos negativos. Para mejorar la
sensibilidad diagnóstica, es fundamental emplear técnicas de concentración, que permiten separar y
recuperar quistes, huevos y larvas, facilitando su identificación en el laboratorio (Garcia, 2007; WHO, 2019)
Las técnicas de concentración se clasifican en físicas (sedimentación y flotación) y fisicoquímicas (formolacetato de etilo, sulfato de zinc, entre otras).
En la sedimentación, los parásitos son recuperados en el fondo del tubo gracias a su mayor peso específico
respecto a los detritos fecales, siendo especialmente útil para huevos y quistes pesados o con cubierta
gruesa, como los de Ascaris o Taenia.
En la flotación, se utilizan soluciones con alta densidad (como azúcar saturada o sulfato de zinc) que
permiten que huevos y quistes ligeros floten y puedan recogerse en la superficie, método ideal para huevos
de Ancylostoma, uncinarias/hookworms y Trichuris.
Ambos métodos son sencillos, económicos y ampliamente usados tanto en laboratorios clínicos como
veterinarios. La elección de la técnica depende del parásito buscado, la cantidad de muestra y los recursos
disponibles. La combinación de técnicas directas y de concentración incrementa la probabilidad de un
diagnóstico acertado, y es considerada el estándar internacional (WHO, 2019).
3. Materiales
1.1.
Sedimentación
• Muestra fecal fresca (humana o animal)
• Tubos plásticos cónicos (13 x 100, 16 x 150 o 50 ml)
• Tapas o parafilm
• Láminas portaobjetos y cubreobjetos
• Solución salina 0.1%
• Pipetas
• Agua destilada
• Gasa (9 x 9 cm)
• Paletas, ligas
•
•
•
•
•
•
•
•
1.2.
Flotación
Láminas portaobjetos y cubreobjetos
Solución saturada de azúcar (o sulfato de zinc)
Solución salina 0.1%
Suero fisiológico
Embudo de vidrio y gasa
Tubo Falcon 15 ml
Centrífuga
Asa metálica
4. Procedimiento
4.1.
Sedimentación (Figura 15)
• Toma 1–2 g de heces y homogeneizar en solución salina 0.1% en un tubo limpio.
• Cubre la abertura del tubo con gasa y sujetar con una liga.
• Filtra el homogeneizado a través de la gasa hacia otro tubo, llenando el tubo hasta 1/4 de su
capacidad.
• Agrega la solución salina hasta 1 cm por debajo del borde del tubo.
32
•
•
•
•
•
•
Sella con tapa/parafilm y agita vigorosamente 15 segundos.
Deja reposar 30 minutos. Si el sobrenadante es muy turbio, elimínalo y repite el proceso.
Aspira la parte media y coloca 1–2 gotas en una lámina portaobjetos.
Aspira el fondo del sedimento y deposita 1–2 gotas en otra lámina portaobjetos.
Añade 1–2 gotas de lugol a una de las preparaciones.
Coloca el cubreobjetos y observa primero con salina (formas móviles y de menor peso específico),
luego con lugol (estructuras internas y huevos pesados).
Contenedor 2
Contenedor 1
Gasa
Filtración
invirtiendo los
contenedores
Figura 15: Protocolo de sedimentación con filtración por gasa quirúrgica (Adaptado de Maqsood et al.,
2018)
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
4.2.
Flotación (Figura 16)
Toma 1–2 g de heces y homogeneiza con solución salina 0.1%.
Filtra por gasa en un embudo y colecta el filtrado en tubo Falcon.
Centrifuga a 1500 rpm por 2–5 minutos.
Descarta el sobrenadante, agrega solución saturada de azúcar hasta 1 cm antes del borde.
Agita para disolver el sedimento y centrifuga de nuevo 2–5 minutos.
Descarta el sobrenadante y añade más solución saturada de azúcar hasta el borde.
Espera 2–5 minutos hasta que se forme un menisco.
Toma una muestra de la superficie con el asa metálica.
Coloca en un portaobjetos, agrega 1–2 gotas de lugol y cubrir con cubreobjetos.
Observa al microscopio en 10X y 40X.
1500 rpm
Solución de
muestra
fecal
1500 rpm
Adición de
solución
saturada de
azúcar
Figura 16: Protocolo de flotación usando solución saturada de azúcar (Adaptado de Takano et al., 2024).
5. Resultados
• Dibuja y describe detalladamente lo que observes en ambas preparaciones.
• Indica el tipo de parásito, estadio observado (huevo, quiste, larva), y características morfológicas.
• Compara los resultados entre los dos métodos (¿qué formas recuperaste con cada técnica?).
33
6. Referencias
•
•
•
•
•
Garcia, L.S. (2007). Diagnostic Medical Parasitology. 5th Edition, American Society for Microbiology,
Washington DC, 1202.
Cheesbrough M. Frontmatter. (2005). District Laboratory Practice in Tropical Countries. Cambridge University
Press.
World Health Organization. (2019). Bench aids for the diagnosis of intestinal parasites, 2nd ed. World Health
Organization. https://iris.who.int/handle/10665/324883.
Takano, A., Morinaga, D., Teramoto, I., Hatabu, T., Kido, Y., Kaneko, A., ... & Matsubayashi, M. (2024).
Evaluation of the detection method by a flotation method using a wire loop for gastrointestinal parasites.
Veterinary Medicine and Science, 10(5), e70007.
Maqsood, N., Shakeel, A., Ghanchi, N. K., Raheem, A., Zaheruddin, F., Jabeen, G., ... & Ghanchi, N. (2018).
Diagnostic Value of Gauze Filtration Technique: A Comparison with Conventional Methods in a Diagnostic
Laboratory in Pakistan. Cureus, 10(11)
34
Práctica 6: método cuantitativo de Kato-Katz
1. Objetivos
 Utilizar la técnica de Kato-Katz para el diagnóstico y cuantificación de huevos de helmintos
intestinales en muestras fecales.
 Calcular el número de huevos por gramo de heces (hpg) e interpretar la intensidad de la infección.
2. Introducción
El diagnóstico cuantitativo de las infecciones por helmintos intestinales es fundamental para determinar la
carga parasitaria, clasificar la intensidad de la infección y orientar intervenciones de salud pública,
especialmente en áreas endémicas. La técnica de Kato-Katz, desarrollada en los años 50 y estandarizada
por la OMS/WHO, se ha convertido en el método de referencia para la cuantificación de huevos de helmintos
en heces humanas (WHO, 2019). Esta técnica es económica, sencilla y permite la estandarización de
resultados al expresar la carga de huevos por gramo de heces (hpg), facilitando comparaciones a nivel
individual y poblacional (Garcia, 2016).
El método consiste en tamizar una cantidad definida de heces, colocarla en un portaobjetos, aclarar la
muestra con glicerina y teñirla con verde de malaquita, lo que hace transparente el material fecal y permite
visualizar fácilmente los huevos al microscopio (WHO, 2019). Su uso es ampliamente recomendado por la
OMS/WHO y por manuales internacionales de parasitología clínica, no solo para vigilancia epidemiológica,
sino también para evaluar el impacto de intervenciones de desparasitación masiva (Garcia 2016; WHO,
2019).
Sin embargo, la técnica tiene limitaciones: no es adecuada para la detección de protozoos, puede subestimar
infecciones leves y no diferencia entre especies de algunos helmintos (como uncinarias). A pesar de ello, su
estandarización y reproducibilidad la hacen indispensable en laboratorios de diagnóstico y programas de
control.
3. Materiales
• Láminas portaobjetos (2,5 x 7,5 cm)
• Papel absorbente (toalla o periódico)
• Aplicador (bajalengua o espátula)
• Papel de celofán impregnado con glicerina y verde de malaquita (glicerina 100 ml, agua destilada
100 ml, verde de malaquita al 0,3% 1 ml)
• Molde de plástico con perforación central de 6 mm de diámetro (41,7 mg de heces)
• Malla metálica, nylon u organza de color blanco de 0,09 mm
• Tapón de jarabe o rodillo pequeño
4. Procedimiento (Figura 17)
• Coloca un pequeño montículo de heces frescas sobre un trozo de papel periódico o absorbente.
• Presiona la malla sobre la muestra y frota con la espátula para que parte de las heces atraviesen la
malla y se acumulen encima del tamiz.
• Usa la espátula para recoger la materia fecal tamizada de la superficie del tamiz.
• Coloca el molde sobre el centro de la lámina portaobjetos y rellena el orificio del molde con las
heces tamizadas usando la espátula. Retira el exceso pasando la espátula por encima.
• Retira cuidadosamente el molde dejando el cilindro de heces en el portaobjetos.
• Cubre la muestra con una tira de celofán previamente remojada en la solución de glicerinacolorante. Si las heces son secas, la tira debe estar muy húmeda; si son blandas, menos.
• Invierte la lámina y presiona firmemente la muestra entre la tira de celofán y otra lámina
portaobjetos o una superficie dura, de modo que la muestra quede extendida en una capa fina y
homogénea.
• Deja la preparación en reposo a temperatura ambiente durante 30-45 minutos para aclarar
(diafanizar) la muestra. Si se requiere acelerar, puede colocarse a 40°C o bajo luz solar por unos
minutos (G).
• Examina la preparación al microscopio (10X y 40X). Para huevos de uncinarias (hookworms), debe
leerse dentro de los 30 minutos; para Schistosoma, hasta 24h; para Ascaris y Trichuris, pueden
durar meses.
35
•
Cuenta sistemáticamente los huevos de cada especie en toda la lámina. Multiplica por el factor
correspondiente según el molde (por ejemplo, 24 si es de 41.7 mg) para obtener huevos por gramo
de heces.
Figura 17: Técnica de Kato Katz (Adaptado de WHO, 2019).
5. Resultados
La intensidad de la infección se correlaciona con las siguientes tablas:
Tabla 1: Intensidad de las infecciones parasitarias según la OMS/WHO (2012).
Agentes
Leve
Moderada
Severa
A. lumbricoides
1 – 4,999
5,000 – 49,999
> 50,000
T. trichiura
Uncinarias/hookworms
(A. duodenale/N. americanus)
1 – 999
1,000 – 9,999
> 10,000
1 – 1,999
2,000 – 3,999
> 4,000
Tabla 2: Puntaje de semi-cauntificación de huevos de helmintos según Garcia et al., 2018.
•
•
Densidad
Huevos o larvas de helmintos en un preparado fresco a 10X
Numerosos/pesados/muchos
≥10 huevos o larvas/campo
Moderado
3–9 huevos o larvas/campo
Escasos/pocos
≤2 huevos o larvas/5–10 campos
Raro/ocasional
2–5 organismos/área total de cubreobjetos de 22 × 22 mm
Registrar la especie y el número de huevos (Dibuja lo observado).
Clasificar la intensidad de la infección según la tabla de la OMS (agregar la tabla correspondiente).
Especie
Número de huevos por
campo
Número de huevos total
Intensidad de la
infección
36
6. Referencias
•
•
•
•
World Health Organization. (2012). Eliminating soil-transmitted helminthiases as a public health problem in
children: Progress report 2001–2010 and strategic plan 2011–2020. World Health Organization.
https://www.who.int/publications/i/item/9789241503129
World Health Organization. (2019). Bench aids for the diagnosis of intestinal parasites, 2nd ed. World Health
Organization. https://iris.who.int/handle/10665/324883.
Garcia, L.S. (2016). Diagnostic Medical Parasitology. 6th Edition, American Society for
Microbiology, Washington DC, 1202.
Garcia, L. S., Arrowood, M., Kokoskin, E., Paltridge, G. P., Pillai, D. R., Procop, G. W., ... & Visvesvara, G.
(2018). Practical guidance for clinical microbiology laboratories: laboratory diagnosis of parasites from the
gastrointestinal tract. Clinical microbiology reviews, 31(1), 10-1128.
37
Práctica 7: morfología y reconocimiento de parásitos adultos
1. Objetivos
• Identificar y diferenciar las principales formas adultas de los helmintos mediante el reconocimiento
de sus características morfológicas externas e internas.
• Relacionar la morfología observada con el ciclo de vida y la localización anatómica de los parásitos.
• Desarrollar habilidades prácticas para la manipulación de helmintos adultos para su observación y
diagnóstico.
• Distinguir características morfológicas relevantes para el diagnóstico diferencial de nematodos,
cestodos y trematodos.
2. Introducción
La observación y estudio de las formas adultas de los helmintos constituye una herramienta fundamental en el
diagnóstico parasitológico y en la comprensión de los ciclos de vida de estos organismos. Los helmintos
presentan una gran diversidad morfológica, adaptaciones anatómicas y variaciones estructurales relacionadas
con su modo de vida y su hospedador (Bogitsh & Carter, 2013).
La identificación precisa de los helmintos adultos requiere conocer su morfología externa, empezando por si
son gusanos redondos (nematodos), gusanos planos segmentados (cestodos) o gusanos planos no
segmentados (trematodos). La observación de estructuras específicas bajo el estereomicroscopio y, en
algunos casos, tras la tinción y montaje en medios aclarantes como el lactofenol, permite diferenciar géneros
y especies dentro de cada grupo taxonómico (Garcia et al., 2018).
Por ejemplo, los nematodos presentan simetría bilateral y una cutícula resistente que puede mostrar crestas,
alas cervicales o estructuras bucales especializadas para la alimentación o la fijación al hospedador. Los
cestodos se caracterizan por su cuerpo segmentado (proglótides) y la presencia de un escólex, dotado de
ventosas y, en ocasiones, un rostelo armado con ganchos, mientras que los trematodos muestran un cuerpo
no segmentado y ventosas que facilitan la adhesión al hospedador (Bogitsh & Carter, 2013).
La correcta manipulación, tinción y montaje de los parásitos adultos es esencial para resaltar los detalles
morfológicos, como los órganos internos, el sistema reproductor y las estructuras de fijación, los cuales son
clave para la identificación taxonómica. Métodos clásicos de tinción, como el carmín acético de Semichon y la
hematoxilina de Harris, junto con la deshidratación en etanol y el aclaramiento en xileno o lactofenol, permiten
visualizar tanto estructuras internas como externas (Sepulveda & Kinsella, 2013).
El dominio de estas técnicas no solo es indispensable para el diagnóstico de infecciones parasitarias en
humanos y animales, sino también para estudios epidemiológicos, control de enfermedades y programas de
salud pública. Por ello, el desarrollo de habilidades prácticas para el reconocimiento de helmintos adultos forma
parte esencial de la formación en parasitología médica y veterinaria.
3. Materiales
• Solución salina 0.1%
• Etanol al 70%
• Estereomicroscopio
• Pinzas
• Cajas Petri
• Placas preparadas de helmintos
• Helmintos adultos preservados en etanol 70%/formalina al 10%
4. Procedimiento
•
•
4.1.
Observación de placas preparadas
Observa las placas preparadas en el microscopio con el objetivo 10X y luego 40X si es necesario.
Realizar las estructuras principales del helminto con la ayuda de la guía morfológica del Anexo 4 y
las Figuras 18-20.
•
•
4.2.
Observación de helmintos adultos
Con ayuda de las pinzas, transfiera cuidadosamente el helminto adulto a una caja Petri.
Añada suficiente etanol al 70% para evitar que el espécimen se deshidrate y facilitar su
manipulación.
38
•
•
•
•
•
•
•
Distribuya el helminto de forma extendida y sin pliegues en el fondo de la caja Petri para observar
su morfología general.
Coloque la caja Petri sobre la platina del estereomicroscopio.
Ajuste la iluminación y el aumento (recomendada: de 10x a 40x) según el tamaño del espécimen y
la estructura a observar.
Examine la forma general del parásito, color, tamaño, segmentación (en caso de cestodos),
presencia de ventosas, ganchos, espinas, alas cervicales, escólex, órganos reproductores
externos, entre otros.
Observe ambos extremos del helminto para identificar estructuras bucales (anterior) y genitales o
caudales (posterior).
Dibuje lo observado en la sección de Resultados, indicando si se trata de un nematodos, cestodo
o trematodo y rotulando las estructuras principales en base a las Figuras 15-17 y Anexos#.
Una vez terminada la observación, conserve los especímenes en la solución adecuada.
b
a
Figura 18: Características generales de trematodos digenéticos: a) Fasciola hepática y b) Fasciolopsis
buski (Bogitsh & Carter, 2013).
a
b
e
c
d
f
Figura 19: Características generales de cestodos. Taenia solium: a) escólex, b) proglótides inmaduras, c)
proglótides maduras, d) proglótides grávidas, e) sistema reproductor femenino y f) sistema reproductor
masculino (Bogitsh & Carter, 2013).
39
c
d
a
e
b
f
g
h
i
j
Figura 20: Características generales de nematodos. a) macho, b) hembra, c) porción dorsal de la pared, d)
corte transversal del midgut, e) corte transversa de la región esofágica. Variaciones del foregut: f)
Rhabditis hominus. g) Strongyloides stercoralis. h) Ancylostoma duodenale. i) Enterobius vermicularis. j)
Ascaris lumbricoides (Bogitsh & Carter, 2013).
40
5. Resultados
Dibuja y describe lo que has observado en esta práctica.
6. Referencias
•
•
•
Bogitsh, B. J., Carter, C. E. (2013). Human parasitology. 4th edition. Academic Press.
Sepulveda, M. S., & Kinsella, J. M. (2013). Helminth collection and identification from wildlife. Journal of
visualized experiments: JoVE, (82), 51000.
Garcia, L. S., Arrowood, M., Kokoskin, E., Paltridge, G. P., Pillai, D. R., Procop, G. W., ... & Visvesvara, G.
(2018). Practical guidance for clinical microbiology laboratories: laboratory diagnosis of parasites from the
gastrointestinal tract. Clinical microbiology reviews, 31(1), 10-1128.
41
Práctica 8: tinción de parásitos
1. Objetivos
• Comprender y aplicar los principales métodos de tinción en parasitología diagnóstica.
• Realizar la tinción tricrómica para la identificación de protozoos intestinales.
• Familiarizarse con la observación de helmintos adultos teñidos mediante técnicas estándar de
laboratorio.
• Reconocer la utilidad diagnóstica y limitaciones de cada método.
2. Introducción
La tinción de preparados parasitológicos es fundamental para el diagnóstico preciso y confiable de infecciones
por protozoos y helmintos en muestras clínicas. Si bien el examen directo en fresco permite una aproximación
rápida, su sensibilidad es limitada, especialmente cuando la carga parasitaria es baja o los protozoos presentan
morfologías difíciles de distinguir.
La tinción tricrómica es el método de referencia internacional para la identificación de protozoos intestinales en
muestras de heces. Esta técnica, desarrollada por Wheatley y posteriormente adaptada por el CDC y la OMS,
utiliza una combinación de colorantes que diferencian citoplasma, núcleos y otros orgánulos internos de los
quistes y trofozoítos, proporcionando un contraste óptimo frente al fondo y facilitando la detección e
identificación de especies. El fundamento de la tinción tricrómica radica en su afinidad diferencial por las
estructuras parasitarias: el citoplasma de los protozoos suele teñirse de verde-azul o verde pálido, los núcleos
y cinetoplastos de rojo-púrpura, y los organismos bacterianos o artefactos se visualizan con distinta intensidad
según su composición. Gracias a estos contrastes, incluso protozoos pequeños y morfológicamente sutiles
pueden identificarse con alta sensibilidad. Además, los preparados teñidos de manera permanente permiten
su almacenamiento como registros diagnósticos (Garcia et al., 2018).
En cuanto a los helmintos adultos, la tinción y aclaramiento con colorantes como carmín acético de Semichon
o hematoxilina de Harris son técnicas clásicas que permiten resaltar tanto las estructuras externas (cutícula,
ventosas, espinas) como internas (órganos reproductores, sistema digestivo) de los parásitos. El carmín es un
colorante ácido que tiñe componentes basofílicos, especialmente tejidos conectivos y músculos,
proporcionando un excelente contraste entre los órganos internos y la matriz del parásito. La hematoxilina es
afín a los núcleos y estructuras ricas en ADN, tiñéndolas de color violeta a negro, lo que es especialmente útil
para el estudio del aparato reproductor de trematodos y cestodos. El proceso de tinción suele acompañarse
de pasos de decoloración y aclaramiento (etanol, xileno, lactofenol) para mejorar la transparencia y visibilidad
bajo el microscopio, y puede realizarse tanto para la observación general de la morfología como para el
montaje permanente de especímenes (Sepulveda & Kinsella, 2013).
3. Materiales
•
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3.1.
Tinción tricrómica
Frotis fecal en portaobjetos (preferentemente fijado en PVA o SAF; puede ser muestra fresca
fijada)
Etanol al 70% con yodo (opcional, para remover exceso de fijador si se usó PVA)
Etanol al 70% (sin yodo)
Tinción tricrómica de Wheatley (puede ser comercial o preparada en laboratorio)
Etanol ácido al 90% (etanol al 90% + unas gotas de ácido acético glacial)
Etanol al 100%
Xileno (o sustituto compatible con el medio de montaje)
Medio de montaje (por ejemplo, Permount, resina sintética)
Cubreobjetos
Pinzas para manipulación de portaobjetos
Bandeja para tinción o copas de tinción de vidrio/plástico
Papel absorbente para secado
•
•
•
•
3.2.
Tinción de helmintos (Carmin/Hematoxicilina)
Ácido acético-formalina-alcohol (AFA)
Etanol
Formalina
Glicerina-alcohol
•
42
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•
•
•
Etanol para deshidratación durante la tinción
Lactofenol
Hematoxilina de Harris
Carmín acético de Semichon
Xileno
Etanol básico
Etanol ácido
Medio de montaje
4. Procedimiento
•
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•
•
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4.1.
Tinción tricrómica (protozoos)
Si el frotis se preparó con PVA, coloque el portaobjetos en etanol al 70% con yodo durante 10
minutos para fijar y eliminar el exceso de PVA.
Transfiera el portaobjetos a etanol al 70% durante 5 minutos.
Repita en un segundo recipiente de etanol al 70% por 3 minutos.
Sumerja el portaobjetos en la tinción tricrómica durante 10 minutos.
Decolore rápidamente (1–3 segundos) en etanol al 90% con 1–2 gotas de ácido acético glacial.
Pase inmediatamente por etanol al 100% para eliminar el exceso de colorante.
Realice dos cambios de etanol al 100% durante 3 minutos cada uno.
Transfiera a dos cambios de xileno durante 10 minutos cada uno.
Monte con cubreobjetos utilizando el medio de montaje.
Examine al microscopio óptico, preferentemente con el objetivo de inmersión (100X), para la
identificación de protozoos intestinales.
4.2.
•
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•
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•
•
Tinción de helmintos (Sepulveda & Kinsella, 2013)
4.2.1. Trematodos
Si están vivos, relaje los trematodos en una gota de solución salina sobre un portaobjetos, cubra
con cubreobjetos y pase brevemente sobre la llama de un mechero sin hervir la muestra.
Inmediatamente coloque el preparado en una caja Petri con AFA (alcohol-formalina-ácido acético)
y deje que el cubreobjetos se separe solo.
Fije en AFA durante 1 a varios días. Después, enjuague con agua corriente y transfiera a etanol al
70% para almacenamiento.
Sumerja los especímenes en hematoxilina de Harris diluida 1:10 o carmín acético de Semichon y
deje toda la noche para sobreteñir (para especímenes pequeños el tiempo es menor).
Decolore en etanol ácido al 70% hasta que los órganos internos sean visibles (vigilar bajo
estereomicroscopio).
Detenga la decoloración transfiriendo los ejemplares a etanol básico al 70% por al menos 30
minutos.
Deshidrate progresivamente en etanoles al 80%, 95% y 100%.
Aclare en xileno o salicilato de metilo.
Monte en portaobjetos con medio de montaje y cubra con cubreobjetos. Deje secar durante la
noche antes de observar al microscopio
4.2.2. Cestodos
Relaje los cestodos vivos vertiendo agua casi hirviendo sobre ellos en una caja Petri.
Transfiera a frascos con etanol al 70% para almacenamiento.
Cestodos muertos pueden fijarse directamente en AFA o formalina tamponada al 10% durante 48
horas y luego transferirse a etanol al 70%.
Siga los mismos pasos de tinción que para los trematodos: hematoxilina de Harris diluida o carmín
acético de Semichon, decoloración, deshidratación y aclarado en xileno.
Para examinar el escólex y los ganchos del rostelo, corte la cabeza, colóquela en lactofenol y
aplaste suavemente con cubreobjetos para observar detalles bajo el microscopio.
43
•
•
•
•
•
•
•
•
•
Monte el espécimen teñido en medio de montaje y cubreobjetos.
4.2.3. Nematodos
Para nematodos pequeños y frágiles (<5 mm): matar en etanol caliente al 70% y conservar en
etanol al 70% con 5% de glicerina.
Para nematodos medianos a grandes (>5 mm): relajar en ácido acético glacial frío durante 15
minutos y transferir a etanol al 70% con 5% de glicerina.
Nematodos muertos: colocar directamente en etanol al 70% con 5% de glicerina.
Aclaramiento para observación microscópica (no tinción permanente):
Pequeños y medianos: aclarar en lactofenol durante 15–30 minutos en un montaje temporal.
Nematodos grandes: aclarar en fenol al 80% hasta 60 minutos para examinar detalles finos
(espículas, papilas ventrales).
Cortar el extremo anterior y montar en lactofenol para observar la boca; cortar la cola y montar para
estudiar estructuras caudales.
Para observación temporal, montar en lactofenol con o sin cubreobjetos. Para montajes
permanentes, utilizar medio de montaje en portaobjetos.
a
c
b
d
Figura 21: Protozoos teñidos con tinción tricrómica: a) quiste de Entamoeba hystolitica/dispar (Flecha roja:
cuerpo cromatoideo), b) trofozoíto de Entamoeba hystolitica/dispar, c) quiste de Giardia duodenalis y d)
trofozoíto de Giardia duodenalis (Fuente: CDC https://www.cdc.gov/dpdx).
a
b
c
d
Figura 22: a) trematodos y b) cestodos teñidos. c) nematodo en lactofenol (Fuente: Sepulveda & Kinsella,
2013).
5. Resultados
• Dibuje lo observado.
44
6. Referencias
•
•
Sepulveda, M. S., & Kinsella, J. M. (2013). Helminth collection and identification from wildlife. Journal of
visualized experiments: JoVE, (82), 51000.
Garcia, L. S., Arrowood, M., Kokoskin, E., Paltridge, G. P., Pillai, D. R., Procop, G. W., ... & Visvesvara, G.
(2018). Practical guidance for clinical microbiology laboratories: laboratory diagnosis of parasites from the
gastrointestinal tract. Clinical microbiology reviews, 31(1), 10-1128.
45
Práctica 9: parásitos sanguíneos y tisulares
1. Objetivos
 Aprender a realizar frotis y gota gruesa de sangre para la búsqueda de parásitos sanguíneos.
 Reconocer las formas principales de protozoos y helmintos en sangre y tejidos.
 Comprender la importancia de la coloración May-Grünwald-Giemsa en el diagnóstico de parásitos
sanguíneos y tisulares.
2. Introducción
Los parásitos sanguíneos y tisulares comprenden un grupo diverso de protozoos y helmintos de gran
importancia en medicina humana y veterinaria, responsables de algunas de las enfermedades más
prevalentes y graves a nivel mundial. Estos parásitos pueden infectar la sangre, los ganglios linfáticos y
diferentes tejidos (cutáneos, musculares, viscerales). Su transmisión puede incluir a insectos hematófagos
como mosquitos, flebótomos, triatominos o garrapatas (Garcia et al., 2018).
Entre los protozoos sanguíneos más relevantes destacan los géneros Plasmodium (malaria), Trypanosoma
(enfermedad de Chagas y tripanosomiasis africana), y Leishmania (leishmaniasis cutánea, mucosa y
visceral). Plasmodium invade los eritrocitos y hepatocitos, mientras que Trypanosoma cruzi y Leishmania se
desarrollan en tejidos y sangre periférica, presentando diferentes formas evolutivas que pueden ser
reconocidas en frotis y gota gruesa (Roberts et al., 2009).
Dentro de los helmintos sanguíneos y tisulares, las filarias (Wuchereria bancrofti, Brugia malayi, Loa loa,
Onchocerca volvulus) se transmiten por vectores y liberan formas larvarias (microfilarias) que circulan en
sangre o migran por tejidos. Otros helmintos de importancia clínica incluyen esquistosomas (huevos en
sangre o tejidos), triquinas (Trichinella spiralis, presente en músculo) y larvas migratorias (Toxocara,
Gnathostoma) (Roberts et al., 2009).
La identificación de parásitos en sangre o tejidos depende del uso de técnicas citológicas y coloraciones
como la de May-Grünwald-Giemsa, que resalta detalles morfológicos de los parásitos, permitiendo
diferenciar entre especies y estadios. Además, el reconocimiento de vectores asociados (mosquitos,
chinches) es esencial para el enfoque integral del diagnóstico, manejo y prevención de estas enfermedades
(Garcia et al., 2018).
3. Materiales
• Portaobjetos
• Cubreobjetos
• Microscopio
• Placas preparadas
• Aceite de inmersión
• Solución de May-Grünwald
• Solución de Giemsa
4. Procedimiento
4.1.
•
•
•
Gota gruesa
Deposite una gota de sangre sobre un portaobjetos limpio.
Cubra la gota con un cubreobjetos.
Observe la preparación al microscopio con el objetivo de 40X, condensador bajo y diafragma
cerrado. Algunos parásitos (por ejemplo, microfilarias, tripomastigotes móviles) pueden
reconocerse por su desplazamiento entre eritrocitos.
4.2.
•
•
Frotis sanguíneo
Coloque una gota de sangre sobre un extremo de un portaobjetos.
Con otro portaobjetos, realice el extendido como indica la Figura 23 (la gota debe distribuirse
uniformemente antes de extender).
Seque al aire y fije con metanol absoluto durante 3–5 minutos.
•
46
•
•
•
•
Añada 1 ml de solución de May-Grünwald durante 1 minuto.
Añada 1 ml de agua destilada y agite suavemente el portaobjetos, espere 1 minuto.
Escurra el exceso y añada la solución de Giemsa diluida 1:10 (por ejemplo, 1 ml de Giemsa en 10
ml de agua corriente), deje actuar 10 minutos.
Lave con agua destilada, escurra y deje secar.
Figura 23: a) pasos para la preparación de un frotis sanguíneo y b) examinación de un frotis sanguíneo
(Al-Emarah et al., 2015).
5. Resultados
• Dibuje lo observado en gota gruesa, frotis y placas preparadas.
6. Referencias
•
•
•
Garcia, L. S., Arrowood, M., Kokoskin, E., Paltridge, G. P., Pillai, D. R., Procop, G. W., ... & Visvesvara, G.
(2018). Practical guidance for clinical microbiology laboratories: laboratory diagnosis of parasites from the
gastrointestinal tract. Clinical microbiology reviews, 31(1), 10-1128.
Roberts, L. S., Janovy, J. J., & Schmidt, G. D. (2009). Cestoidea: Form, function, and classification of
tapeworms. Foundations of Parasitology, 8th ed.) New York: McGraw-Hill, 313-340.
Al-Emarah, G., Al-Azizz, S., Essa, I. (2015). ASSISTANT IN PRACTICAL VETIERNARY PARASITOLOGY
FOR THE THIRD STAGE STUDENTS 2015- 2016.
47
Práctica 10: métodos inmunológicos
1. Objetivos
 Comprender y aplicar los métodos inmunológicos básicos en el diagnóstico de parásitos
intestinales y tisulares.
 Realizar la detección serológica de anticuerpos anti-Toxoplasma gondii mediante la técnica de
aglutinación directa modificada (MAT).
Detectar antígenos de Giardia y Cryptosporidium en heces mediante inmunocromatografía
2. Introducción
El diagnóstico inmunológico constituye una herramienta fundamental en la parasitología clínica moderna, ya
que permite detectar la presencia de parásitos, antígenos o anticuerpos específicos en muestras biológicas
mediante la interacción antígeno-anticuerpo. Esto es especialmente relevante cuando las técnicas de
observación directa o el aislamiento del parásito resultan insuficientes debido a cargas bajas, infecciones
crónicas o estadios tisulares.
Para Toxoplasma gondii, la técnica de aglutinación directa modificada (MAT) es un método serológico
altamente sensible y específico para la detección de anticuerpos IgG contra este parásito en suero. Esta
técnica utiliza antígenos completos de T. gondii que se aglutinan en presencia de anticuerpos específicos
en la muestra, permitiendo un diagnóstico incluso en etapas latentes de la infección (Dubey, 1997).
En el caso de giardiasis y criptosporidiosis, la inmunocromatografía en tiras es una técnica rápida y fiable
para la detección de antígenos en muestras fecales. Este método emplea anticuerpos monoclonales fijados
en una membrana, que capturan antígenos específicos de los parásitos en la muestra. La formación de una
banda de color indica un resultado positivo, permitiendo el diagnóstico en pocos minutos y con alta
especificidad (Aziz et al., 2024).
3. Materiales
3.1.
•
•
•
•
•
•
3.2.
•
•
•
•
•
MAT para T. gondii
PBS pH 7.2
Buffer BABS
Antígeno de toxoplasma (taquizoítos en formalina)
DTT 1M solución stock (7.725g DTT + 0.04g de acetato de sodio, aforar a 50 ml con agua ultra
pura, luego filtrar con 0.45 µm y alicuotar para congelar)
Placa de 96 pocillos
Muestras de suero
Inmunocromatografía para Giardia/Cryptosporidium
Kit crypto/giardia strip duo
Buffer HC de dilución
Tubos de 3 o 5 ml
Asas de muestreo para heces
Muestras de heces
4. Procedimiento
4.1.
MAT para T. gondii
• Preparar una dilución del antígeno 1/17 en BABS
• Diluir el suero 1/3 en PBS (25 µl de suero + 50 µl de PBS)
• Preparar una dilución de DTT 1/50 en PBS a partir de la solución stock
• Llenar cada pocillo de la primera columna de la placa con 25 µl del suero de la muestra
correspondiente
• Distribuir 25 µl de DTT (1/50) en todos los pocillos de las filas en las que se encuentren las
muestras
• Realizar una dilución seriada ½ en los pocillos de las filas de cada una de las muestras
• Distribuir 25 µl del antígeno diluido 1/17
• Homogenizar la placa
48
•
•
•
Cubrir con parafilm
Incubar por 24h a temperatura ambiente
Realizar la lectura (Figura 24)
Figura 24: Resultados del MAT para anticuerpos IgG contra T. gondii
(Obtenido de: https://web.utk.edu/~csu1/TgMAT-Modified_Agglutination_Test.html).
4.2.
Inmunocromatografía para Giardia/Cryptosporidium
• Añadir 14 gotas del buffer de dilución en un tubo de reacción.
• Con el asa, tomar una pequeña cantidad de muestra fecal y sumergirla en el buffer. Homogeneizar
en vórtex.
• Introducir la tira reactiva en el tubo, asegurándose de que la flecha roja esté hacia abajo (hacia la
muestra).
• Dejar actuar durante 15 minutos.
• Retirar y leer los resultados: la aparición de líneas de color en la zona de prueba indica un
resultado positivo para Giardia y/o Cryptosporidium, según el diseño del kit.
• Observar los resultados (Figura 25)
Figura 25: Resultados del kit Crypto/Giardia Duo-Strip (Obtenido de:
https://www.corisbio.com/products/crypto-giardia-duo)
49
5. Resultados
5.1.
MAT T. gondii
Título
Muestra
1:10
1:20
1:40
1:80
1:160
1:320
Control Control +
5.2.
Giardia/Cryptosporidium
Muestra
Resultado
Control Control +
6. Referencias
•
•
Aziz, A. F. E., Roshidi, N., Hanif, M. D. H. M., Tye, G. J., & Arifin, N. (2024). Giardia lamblia Immunoassay:
Systematic review and meta-analysis. Clinica Chimica Acta, 561, 119839.
Dubey, J. P. (1997). Validation of the specificity of the modified agglutination test for toxoplasmosis in pigs.
Veterinary parasitology, 71(4), 307-310.
50
Práctica 11: métodos moleculares
1. Objetivos
 Detectar la presencia de ADN de Giardia duodenalis y Toxoplasma gondii mediante PCR
convencional anidada y PCR en tiempo real (qPCR), respectivamente.
 Comprender e interpretar los resultados de ambos métodos moleculares en el diagnóstico de
parásitos.
2. Introducción
La biología molecular ha revolucionado el diagnóstico de parásitos, permitiendo la detección rápida, específica
y sensible del ADN de organismos patógenos, incluso cuando están presentes en bajas concentraciones.
Estas técnicas han desplazado a los métodos convencionales en muchos laboratorios de referencia y permiten
estudios epidemiológicos y clínicos de alta precisión.
Para Toxoplasma gondii, un protozoo de importancia médica y veterinaria, la PCR en tiempo real (qPCR)
basada en sondas TaqMan es actualmente el estándar de oro para su detección y cuantificación,
especialmente en muestras de tejidos, líquidos biológicos o cultivos celulares. Esta técnica ofrece alta
especificidad, sensibilidad y permite la cuantificación relativa o absoluta de la carga parasitaria (Mosquera et
al., 2024).
Por otro lado, Giardia duodenalis, causante de giardiasis, puede detectarse mediante PCR convencional,
especialmente protocolos anidados dirigidos a genes como beta-giardina, que proporcionan una alta
sensibilidad y permiten además la genotipificación del parásito.
3. Materiales
3.1.
•
•
•
•
•
•
Detección de T. gondii por qPCR
Kit para qPCR taqman
BSA
H2O grado molecular
Primers para amplificar la región AF487550.1
Sonda: 6FAM-ACG CTT TCC TCG TGG TGA TGG CG-TAMRA
Muestra de ADN extraída de taquizoítos de T. gondii
3.2.
•
•
•
•
•
•
•
•
Detección de Giardia duodenalis por PCR anidado (beta-giardina)
H2O grado molecular
Buffer
MgCl2
dNTPs
Primers F interno y externo
Primers R interno y externo
Taq polimerasa
Muestra de ADN extraída a partir de una muestra de heces (Giardia)
4. Procedimiento
4.1.
Giardia duodenalis
Tabla 3: Cálculo para el PCR anidado
H2O
Concentración
final
-
Concentración
inicial
-
Buffer
1X
10X
MgCl2
1.5 mM
50 mM
dNTPs
0.2 mM
2 mM
Primer F
0.5 µM
10 µM
Primer R
Taq
polimerasa
0.5 µM
10 µM
1u
5 u/µl
Reactivo
Volumen 1X (µl)
Volumen #X (µl)
51
ADN
-
Volumen total
10
Tabla 4: Condiciones de ciclado para el PCR anidado
Temperatura
(°C)
94
Tiempo
Número de ciclos
5 min
1
94
30 seg
65(1) / 55(2)
30 seg
72
40 seg
72
7 min
1
4
-
1
4.2.
Toxoplasma gondii
Tabla 5: Cálculo para qPCR
35
Reactivo
Concentración
final
Concentración
inicial
Volumen 1X
(µl)
H2O
-
-
4
Buffer qPCR
-
-
12.5
BSA
10 mg/ml
-
1
Primer F
10 µM
400 nM
1
Primer R
10 µM
400 nM
1
Sonda
10 µM
200 nM
0,5
ADN
-
-
5
Volumen final
25
Volumen #X
(µl)
Tabla 6: Condiciones de ciclado para qPCR
Temperatura
(°C)
95
Tiempo
Número de ciclos
3 min
1
95
15 seg
60
1 min
40
5. Resultados
• Pegue las fotos de la electroforesis en gel para G. duodenalis y los resultados de las curvas de T.
gondii qPCR.
52
6. Referencias
•
•
Mosquera, J. D., Escotte-Binet, S., Poulle, M. L., Betoulle, S., St-Pierre, Y., Caza, F., ... & Bigot-Clivot, A.
(2024). Detection of Toxoplasma gondii in wild bivalves from the Kerguelen and Galapagos archipelagos:
influence of proximity to cat populations, exposure to marine currents and kelp density. International Journal
for Parasitology, 54(12), 607-615.
Flecha, M. J., Benavides, C. M., Tissiano, G., Tesfamariam, A., Cuadros, J., de Lucio, A., ... & Carmena, D.
(2015). Detection and molecular characterisation of Giardia duodenalis, Cryptosporidium spp. and Entamoeba
spp. among patients with gastrointestinal symptoms in Gambo Hospital, Oromia Region, southern Ethiopia.
Tropical Medicine & International Health, 20(9), 1213-1222.
53
Anexo 1: Artefactos en muestras de heces según el CDC
(Adaptado de: https://www.cdc.gov/dpdx/artifacts/index.html#print)
Levadura en un montaje
húmedo de heces teñido con
yodo. Las levaduras en
montajes húmedos pueden
confundirse con Giardia.
Espora de un hongo colmenilla
(morel). Estas esporas pueden
confundirse con huevos de
helmintos, especialmente de
Ancylostoma
(hookworm/uncinarias).
Grano de polen en un montaje
húmedo concentrado de heces.
Este grano se parece mucho al
huevo fértil de Ascaris
lumbricoides, aunque las
estructuras en forma de espinas
en la capa externa permiten
diferenciarlos.
Posible grano de polen o espora
algal o fúngica en un montaje
húmedo concentrado de heces.
Granos como este se asemejan
a los huevos operculados de
Clonorchis, Metagonimus y otros
trematodos relacionados. Sin
embargo, estos granos suelen
ser más pequeños que los
huevos de trematodos.
Anexos
Espora fúngica en un montaje
húmedo concentrado de heces.
Estas esporas pueden
confundirse con protozoos como
Giardia o Chilomastix.
Espora fúngica en un montaje
húmedo concentrado de heces.
Estas esporas pueden
confundirse con protozoos como
Giardia o Chilomastix.
Espora fúngica en un
montaje húmedo de heces.
Tales esporas pueden
confundirse con los quistes
de Entamoeba spp.
Grano de polen en un montaje
húmedo concentrado de heces.
Célula vegetal en un montaje
húmedo concentrado de heces.
Este tipo de material puede ser
común en heces y puede
confundirse con huevos de
helmintos, aunque usualmente
son mucho más grandes que los
huevos de la mayoría de
especies de helmintos.
Material vegetal en un
montaje húmedo
concentrado de heces teñido
con yodo. Este material
puede confundirse con un
huevo de Ancylostoma.
54
Fibra vegetal en un montaje
húmedo concentrado de heces.
Pueden ser comunes en las heces
y pueden confundirse con larvas
de Ancylostoma o Strongyloides
stercoralis. Sin embargo, con
frecuencia están rotos en un
extremo, presentan un centro
refringente y carecen de las
estructuras observables en las
larvas de helmintos (como
esófago, primordio genital, etc.).
Fibra vegetal en un montaje
húmedo concentrado de heces.
pueden confundirse con larvas
de Ancylostoma o Strongyloides
stercoralis. Sin embargo, con
frecuencia están rotos en un
extremo, presentan un centro
refringente y carecen de las
estructuras observables en las
larvas de helmintos (como
esófago, primordio genital, etc.).
Objeto desconocido en una
muestra de heces concentrada.
Este objeto se asemeja al
huevo de Hymenolepis, pero
carece de los ganchos
refringentes y de los filamentos
polares característicos de H.
nana.
Diatomeas en heces. Aunque
las diatomeas no se parecen
específicamente a ningún
parásito humano, su tamaño,
forma y estructura aparente
pueden llamar la atención del
microscopista
Huevo de ácaro en una
muestra de heces
concentrada con formalina.
Los huevos de ácaro son
similares a los huevos de
anquilostoma, pero
usualmente son más grandes
(aunque no siempre). En
este espécimen, se pueden
ver brotes de patas en la
parte inferior derecha del
huevo.
55
Anexo 2: Tablas comparativas de la morfología de protozoos intestinales según el CDC.
(Adaptado de: https://www.cdc.gov/dpdx/diagnosticprocedures/stool/morphcomp.html)
Amebas-trofozoítos
Especie
Tamaño (longitud)
Motilidad
Entamoeba
histolytica
10-60 µm. Rango
usual, 15-20 µm
forma comensal.
Más de 20 µm forma
invasiva.
Progresiva con
seudópodos
hialinos en forma de
dedo.
1
No visible en
preparaciones sin
tinción
5-12 µm. Rango
usual, 8-10 µm.
Usualmente no
progresiva pero
ocasionalmente
puede ser
progresiva.
1
No visible en
preparaciones sin
tinción
15-50 µm. Rango
usual, 20-25 µm.
Lenta, no
progresiva, con
seudópodos romos.
1
Generalmente
visible en
preparaciones sin
tinción
Usualmente lenta,
similar a E. coli.
Ocasionalmente, en
especímenes
diarreicos, la
motilidad puede ser
progresiva.
1
Puede ser
ligeramente visible
en preparaciones
sin teñir.
Ocasionalmente
puede estar
distorsionado de
manera irregular
por la presión de las
vacuolas en el
citoplasma
Entamoeba
hartmanni
Entamoeba
coli
Entamoeba
polecki
10-25 µm. Rango
usual, 15-20 µm.
Número
Núcleo
Cromatina
periférica
Gránulos finos.
Usualmente
distribuidos
uniformemente y de
tamaño uniforme.
No visible en
preparaciones sin
teñir.
Similar a E.
histolytica.
No visible en
preparaciones sin
teñir.
Gránulos gruesos,
irregulares en
tamaño y
distribución.
Frecuentemente
visible en
preparaciones sin
teñir.
Usualmente
gránulos finos
distribuidos
uniformemente.
Ocasionalmente los
gránulos pueden
estar dispuestos
irregularmente. La
cromatina a veces
en placas o
semilunas.
Puede ser
ligeramente visible
en preparaciones
Cromatina
cariosómica
Citoplasma
Apariencia
Inclusiones
Pequeña, discreta.
Usualmente central,
pero
ocasionalmente
excéntrica.
Granular fino.
Ocasionalmente
glóbulos rojos.
Organismos no
invasivos pueden
contener
bacterias.
Pequeña, discreta,
frecuentemente
excéntrica.
Granular fino.
Bacterias.
Grande, discreta,
usualmente
excéntrica.
Gruesa,
frecuentemente
vacuolada.
Bacterias,
levaduras, otros
materiales.
Pequeña, discreta,
excéntrica.
Ocasionalmente
grande, difusa o
irregular.
Gruesa, granular,
puede parecerse
a E. coli.
Contiene
numerosas
vacuolas.
Bacterias,
levaduras.
56
Endolimax
nana
Iodamoeba
bütschlii
Dientamoeba
fragilis
6-12 µm. Rango
usual, 8-10 µm.
Lenta, usualmente
no progresiva con
seudópodos romos.
1
Visible
ocasionalmente en
preparaciones sin
teñir
sin teñir.
Ocasionalmente
puede estar
irregularmente
distorsionada por
presión de vacuolas
en el citoplasma.
Ninguna.
Visible
ocasionalmente en
preparaciones sin
teñir.
8-20 µm. Rango
usual, 12-15 µm.
Lenta, usualmente
no progresiva.
1
Usualmente no
visible en
preparaciones sin
teñir
5-15 µm. Rango
usual, 9-12 µm.
Los seudópodos
son angulares,
aserrados o de
lóbulos anchos, e
hialinos, casi
transparentes.
(En
aproximadamente
el 20% de los
organismos sólo
está presente 1
núcleo.) Los
núcleos son
invisibles en
preparaciones sin
teñir.
2
(En
aproximadamente
el 20% de los
organismos solo
está presente 1
núcleo). Los
núcleos son
invisibles en
preparaciones sin
teñir.
Grande, de forma
irregular, tipo
mancha.
Granular,
vacuolada.
Bacterias.
Ninguna.
Usualmente no
visible en
preparaciones sin
teñir.
Grande,
usualmente central.
Rodeada de
gránulos
refringentes y
acromáticos. Estos
gránulos a menudo
no son visibles ni
siquiera en
preparados teñidos.
Gruesa, granular,
vacuolada.
Bacterias,
levaduras u otro
material.
Ninguna.
Gran grupo de 4-8
gránulos.
Granular fino.
Bacterias;
ocasionalmente
glóbulos rojos.
57
Amebas – quistes
Especie
Tamaño
(diámetro o
longitud)
Entamoeba
histolytica
10-20 µm.
Rango
usual, 12-15
µm.
Usualmente
esférica.
Entamoeba
hartmanni
5-10 µm.
Rango
usual, 6-8
µm.
Usualmente
esférica.
Entamoeba
coli
10-35 µm.
Rango
usual, 15-25
µm.
Entamoeba
polecki
9-18 µm.
Rango
usual, 11-15
µm.
Endolimax
nana
5-10 µm.
Rango
usual, 6-8
µm.
Forma
Usualmente
esférica.
Ocasionalmente
ovalada, triangular u
otras formas.
Núcleo
Cromatina
cariosómica
Inclusiones
Apariencia
Cromatina periférica
presente. Gránulos
finos y uniformes,
distribuidos de manera
homogénea.
Pequeña, discreta,
usualmente central.
Presente. Barras
elongadas con
extremos romos.
Usualmente difusa.
Masa concentrada
presente a menudo
en quistes jóvenes.
Tiñe marrón rojizo
con yodo.
Similar a E. histolytica.
Similar a E.
histolytica.
Presente. Barras
elongadas con
extremos romos.
Similar a E.
histolytica.
Grande, discreta,
usualmente
excéntrica pero
ocasionalmente
central.
Presente, pero
menos frecuente
que en E.
histolytica.
Usualmente en
forma de astilla con
extremos
puntiagudos.
Usualmente
pequeña y
excéntrica.
Presente. Muchos
cuerpos pequeños
con extremos
angulares o
puntiagudos, o
pocos grandes.
Puede ser ovalado,
en forma de bastón
o irregular.
Grande (tipo
mancha),
usualmente central.
Ocasionalmente
gránulos o
pequeñas masas
ovales, pero los
cuerpos como los
observados en
Número
Cromatina periférica
4 en quiste maduro.
Quistes inmaduros
con 1 o 2 vistos
ocasionalmente.
4 en quiste maduro.
Quistes inmaduros
con 1 o 2 vistos
frecuentemente.
8 en quiste maduro.
Ocasionalmente se
observan quistes
supernucleados con
16 o más. Quistes
inmaduros con 2 o
más vistos
ocasionalmente.
Esférica u ovalada.
1. Raramente 2.
Ocasionalmente
visible en
preparaciones sin
teñir.
Esférica a ovalada.
Cuatro en quistes
maduros; no se
observan en
preparaciones sin
teñir.
Citoplasma
Cromatina periférica
presente. Gránulos
gruesos, irregulares en
tamaño y distribución,
pero a menudo más
uniformes que en
trofozoítos.
Generalmente
gránulos finos
distribuidos
homogéneamente.
Ninguna.
Usualmente difusa,
pero
ocasionalmente
masa bien definida
en quistes
inmaduros. Tiñe
marrón rojizo con
yodo.
Usualmente masas
pequeñas, difusas
tiñen marrón rojizo
con yodo. Un área
oscura llamada
'masa de inclusión'
(posiblemente
citoplasma
concentrado) a
menudo está
presente. La masa
tiñe débilmente con
yodo.
Usualmente difusa.
Masa concentrada
vista
ocasionalmente en
quistes jóvenes.
Tiñe marrón rojizo
con yodo.
58
Iodamoeba
bütschlii
5-20 µm.
Rango
usual, 10-12
µm.
Flagelados-trofozoítos
Ovoide, elipsoidal,
triangular u otras
formas.
1 en quiste maduro.
Ninguna.
Especie
Tamaño
(Longitud)
Forma
Motilidad
Pentatrichomonas hominis
6-20 µm. Rango
usual: 11-12 µm.
Forma de pera.
Nerviosa, brusca.
Chilomastix mesnili
6-24 µm. Rango
usual: 10-15 µm.
Giardia duodenalis
10-20 µm. Rango
usual: 12-15 µm.
Enteromonas hominis
4-10 µm. Rango
usual: 8-9 µm.
Ovalada.
Brusca.
Retortamonas intestinalis
4-9 µm. Rango
usual: 6-7 µm.
Forma de pera u
ovalada.
Brusca.
Forma de pera.
Forma de pera.
Rígida, rotatoria.
‘Caída de hoja’.
Grande,
usualmente
excéntrica.
Gránulos refractiles
y acromáticos en
un lado del
cariosoma.
Indistintos en
preparaciones con
yodo.
Número de
núcleos
1
No visible en
preparados sin
teñir.
1
No visible en
preparados sin
teñir.
2
No visible en
preparados sin
teñir.
1
No visible en
preparados sin
teñir.
1
No visible en
preparados sin
teñir.
* No es una característica práctica para la identificación de especies en exámenes fecales rutinarios.
Entamoeba spp. no
están presentes.
Ocasionalmente
gránulos presentes,
pero cuerpos
cromatoidales como
los observados en
Entamoeba spp. no
están presentes.
Compacta, masa
bien definida. Tiñe
marrón oscuro con
yodo.
Número de
flagelos*
Otras características
3-5 anteriores.
1 posterior.
Membrana ondulante que se
extiende a lo largo del cuerpo.
3 anteriores.
1 en citostoma.
4 laterales.
2 ventrales.
2 caudales.
3 anteriores.
1 posterior.
1 anterior.
1 posterior.
Citostoma prominente que se
extiende 1/3-1/2 de la longitud
del cuerpo. Surco espiral en
la superficie ventral.
Disco succionador que ocupa
1/2-3/4 de la superficie
ventral. Cuerpos medianos
dispuestos horizontal u
oblicuamente en la parte
inferior del cuerpo.
Un lado del cuerpo aplanado.
El flagelo posterior se
extiende libremente hacia
atrás o lateralmente.
Citostoma prominente que se
extiende aproximadamente la
mitad de la longitud del
cuerpo.
59
Flagelados - quistes
Especie
Pentatrichomonas hominis
Tamaño (longitud)
Sin quiste.
Forma
Número de núcleos
Chilomastix mesnili
6-10 µm. Rango usual: 8-9
µm.
Forma de limón con botón
hialino anterior.
1. No visible en preparados sin teñir.
Giardia duodenalis
8-19 µm. Rango usual: 1112 µm.
Ovalada o elipsoidal.
Usualmente 4. No distinguibles en
preparados sin teñir. Usualmente
localizados en un extremo.
Enteromonas hominis
4-10 µm. Rango usual: 6-8
µm.
Alargada u ovalada.
1-4, usualmente 2 en extremos opuestos
del quiste. No visibles en preparados sin
teñir.
Retortamonas intestinalis
4-9 µm. Rango usual: 4-7
µm.
Forma de pera o ligeramente
de limón.
1. No visible en preparados sin teñir.
Ciliados, coccidios y Blastocystis
Especie
Estadio
Tamaño
Forma
Trofozoíto
50-70 µm o más.
Rango usual, 4050 µm.
Ovoide con
extremo anterior
afilado.
Balantidium coli
Quiste
45-65 µm. Rango
usual, 50-55 µm.
Esférica u
ovalada.
Motilidad
Rotatoria,
perforante.
Otras características
Citostoma con fibrillas de
soporte. Usualmente visible en
preparados teñidos.
Fibrillas o flagelos longitudinales
en quistes sin teñir. Fibras o
fibrillas de tinción intensa pueden
verse dispuestas lateral u
oblicuamente sobre las fibrillas
en la parte inferior del quiste. El
citoplasma frecuentemente se
retrae de una porción de la pared
celular.
Se asemeja al quiste de E. nana.
Las fibrillas o flagelos
usualmente no se ven.
Se asemeja al quiste de
Chilomastix. El contorno en
sombra del citostoma con fibrillas
de soporte se extiende por
encima del núcleo.
Número de núcleos
1 macronúcleo grande
en forma de riñón. 1
micronúcleo pequeño
adyacente al
macronúcleo. El
macronúcleo puede ser
visible en preparados sin
teñir como masa hialina.
1 macronúcleo grande
visible en preparados sin
teñir como masa hialina.
Otras características
Superficie corporal
cubierta por hileras
espirales y longitudinales
de cilios. Presenta
vacuolas contráctiles.
Macronúcleo y vacuola
contráctil son visibles en
quistes jóvenes. En
quistes viejos, la
estructura interna aparece
granular.
60
Cystoisospora belli
Ooquiste
25-30 µm. Rango
usual, 28-30 µm.
Elipsoidal
No móvil
Sarcocystis hominis
Esporoquiste¹
13-17 µm. Rango
usual, 14-16 µm.
Ovalada
No móvil
Sarcocystis suihominis
Esporoquiste¹
1-15 µm. Rango
usual, 12-13 µm.
Ovalada
No móvil
Cryptosporidium
Ooquiste
3-6 µm. Rango
usual, 4-5 µm.
Esférica u
ovalada.
No móvil
Blastocystis hominis
Forma vacuolada
5-30 µm. Rango
usual, 8-10 µm.
Esférica, ovalada
o elipsoidal.
No móvil
1, usualmente, pero
pueden estar presentes
2-4. Localizados en el
'borde' del citoplasma.
En organismos
binucleados, los 2
núcleos pueden estar en
polos opuestos. En
formas con cuatro
núcleos, los 4 están
uniformemente
distribuidos en la
periferia de la célula.
El estadio diagnóstico
usual es el ooquiste
inmaduro con una sola
masa granular (cigoto) en
su interior. El ooquiste
maduro contiene 2
esporoquistes con 4
esporozoítos cada uno.
Los ooquistes maduros
con pared delgada
colapsada alrededor de 2
esporoquistes o
esporoquistes maduros
libres con 4 esporozoítos
en su interior suelen
observarse en heces.
Los ooquistes maduros
con pared delgada
colapsada alrededor de 2
esporoquistes o
esporoquistes maduros
libres con 4 esporozoítos
en su interior suelen
observarse en heces.
El ooquiste maduro
contiene 4 esporozoítos
'desnudos'. No hay
esporoquistes presentes.
La célula contiene un
cuerpo central grande, o
'vacuola', con una banda
fina o 'borde' de
citoplasma en la periferia.
Ocasionalmente, puede
verse un anillo de
gránulos en el citoplasma
y la célula parece tener un
'borde perlado'.
61
Anexo 3: Tablas comparativas de la morfología de huevos, larvas y proglótides de helmintos intestinales según el CDC.
(Adaptado de: https://www.cdc.gov/dpdx/diagnosticprocedures/stool/morphcomp.html)
Nematodos
Especie
Tamaño
Forma
Color
Estado de desarrollo
al ser eliminados
Enterobius vermicularis
55 µm x 26 µm. Rango,
50-60 µm x 20-32 µm
Alargado, asimétrico con
un lado aplanado, otro
convexo.
Incoloro
Embrionado. Contiene
embrión en forma de C
o de renacuajo
Ascaris lumbricoides (fértil)
60 µm x 45 µm. Rango,
45-70 µm x 35-45 µm
Redondo u ovalado, con
cáscara gruesa
Marrón o marrón
amarillento
1 célula, separada de la
cáscara en ambos
extremos.
Ascaris lumbricoides (infértil)
90 µm x 40 µm. Rango,
85-95 µm x 35-45 µm
Alargado, a veces
triangular, en forma de
riñón u otras formas.
Cáscara muy delgada
Marrón
Material interno es una
masa de glóbulos y
gránulos irregulares que
llena la cáscara.
Trichuris trichiura
54 µm x 22 µm. Rango,
49-65 µm x 20-29 µm
Alargado, forma de barril
con “tapón” polar en cada
extremo.
Amarillo a marrón.
Tapones incoloros.
1 célula o no
segmentado.
Ancylostoma duodenale
60 µm x 40 µm. Rango,
57-76 µm x 35-47 µm
Ovalado o elipsoidal con
cáscara delgada
Incoloro con células
grisáceas.
Etapa de 4 a 8 células.
Características y
variaciones específicas
Cáscara lisa y delgada con
un lado aplanado.
Ocasionalmente puede
contener una larva
completamente desarrollada
(más común en hisopados
anales).
Capa albuminosa
mamelonada en la cáscara
externa. A veces se pierde y
los huevos decorticados
tienen una cáscara incolora
con material gris o negro.
Los huevos pueden tener 2,
4 o más células, o contener
una larva completamente
desarrollada.
Capa mamelonada
atenuada o ausente en
muchos casos.
Tapones polares distintivos.
A veces los huevos están en
posición vertical/oblicua y
pueden no reconocerse
fácilmente. Un leve golpe
reorienta el huevo.
Raramente hay huevos
atípicos sin tapones.
A veces, huevos en división
avanzada (16+ células) o
embrionados pueden verse.
Larvas rabditiformes pueden
estar presentes si la muestra
es vieja. La identificación no
puede hacerse solo con
62
huevos; reportar como
huevos de anquilostoma.
Igual que Ancylostoma
duodenale; pueden
observarse huevos en
división avanzada o
embrionados, y larvas
rabditiformes si la muestra
es vieja. Reportar solo como
huevos de anquilostoma.
El huevo se parece al de
anquilostoma, pero es más
grande y más puntiagudo en
los extremos.
Necator americanus
65 µm x 40 µm. Rango,
57-76 µm x 35-47 µm
Ovalado o elipsoidal con
cáscara delgada
Incoloro con células
grisáceas.
Etapa de 4 a 8 células.
Trichostrongylus spp.
90 µm x 40 µm. Rango,
75-95 µm x 40-50 µm
Alargado, con uno o
ambos extremos más
puntiagudos que el de
anquilostoma.
Incoloro con células
grisáceas.
Puede estar en división
avanzada o estadio de
mórula.
Especie
Tamaño
Forma
Color
Estado de desarrollo
al ser eliminado
Taenia saginata / Taenia
solium
35 µm. Rango, 31-43
µm.
Esférico, con cáscara
gruesa y estriada.
Marrón nuez.
Embrionado. Oncosfera
de 6 ganchos presente
dentro de cáscara
gruesa.
Incoloro, casi
transparente.
Embrionado. Oncosfera
de 6 ganchos dentro de
la cáscara.
Filamentos polares.
Amarillo.
Embrionado. Oncosfera
de 6 ganchos dentro de
la cáscara.
Se parece a H. nana, pero
carece de filamentos
polares. Los polos son
rudimentarios y difíciles de
ver.
Cestodos
Hymenolepis nana
Hymenolepis diminuta
47 µm x 37 µm. Rango,
40-60 µm x 30-50 µm.
72 µm. Rango, 70-86
µm x 60-80 µm.
Ovalado. La cáscara
consiste en 2
membranas distintas.
En la interna hay dos
“botones” o polos de los
que surgen 4-8
filamentos que se
extienden entre las
membranas.
Redondo o ligeramente
ovalado. Membrana
externa estriada y
membrana interna
delgada con polos
leves. El espacio entre
Características y
variaciones específicas
Cáscara gruesa y estriada.
Los huevos de T. solium y T.
saginata son indistinguibles;
la identificación de especie
debe hacerse con
proglótidos o escólices. Se
debe reportar como “Taenia”
spp. si solo se encuentran
huevos.
63
membranas puede
verse liso o ligeramente
granular.
Dipylidium caninum
Diphyllobothrium latum
35-40 µm. Rango, 31-50
µm x 27-48 µm.
Esférico u ovalado. 5-15
huevos (o más) están
encerrados en un saco
o cápsula.
66 µm x 44 µm. Rango,
58-76 µm x 40-51 µm.
Ovalado o elipsoidal,
con opérculo poco
visible en un extremo y
un pequeño “botón” en
el otro extremo.
Incoloro.
Embrionado. Oncosfera
de 6 ganchos dentro de
la cáscara.
Amarillo a marrón.
No embrionado. Célula
germinal rodeada por
masa de células
vitelinas que llenan el
área interna de la
cáscara. Usualmente no
visible.
Trematodos
Tamaño
Forma
Color
Estado de desarrollo
al ser eliminado
140 µm x 66 µm. Rango,
114-180 µm x 45-73 µm.
Alargado con prominente
espina lateral cerca del
extremo posterior. Extremo
anterior afinado y
ligeramente curvado.
Amarillo o amarillomarrón.
Embrionado. Contiene
miracidio maduro.
90 µm x 70 µm. Rango,
68-100 µm x 45-80 µm.
Ovalado. Pequeña espina
lateral visible o puede
parecer un gancho o 'botón'
en una depresión de la
cáscara.
Amarillo o amarillomarrón.
Embrionado. Contiene
miracidio maduro.
Schistosoma
haematobium
143 µm x 60 µm. Rango,
112-170 µm x 40-70 µm.
Alargado, extremo anterior
redondeado y espina
terminal en el extremo
posterior.
Amarillo o amarillomarrón.
Embrionado. Contiene
miracidio maduro.
Schistosoma
intercalatum
175 µm x 60 µm. Rango,
140-240 µm x 50-85 µm.
Alargado con extremo
anterior afinado y espina
terminal. A veces 'en forma
de huso'.
Amarillo o amarillomarrón.
Embrionado. Contiene
miracidio maduro.
Especie
Schistosoma mansoni
Schistosoma japonicum
Los huevos están
contenidos en un saco o
cápsula que mide entre 58
µm a 60 µm x 170 µm.
Ocasionalmente las
cápsulas se rompen y los
huevos quedan libres.
El huevo se parece al de
anquilostoma pero tiene
cáscara más gruesa y
opérculo.
Características y
variaciones específicas
Espina lateral. Se encuentra
en heces; rara vez en orina.
Los huevos se eliminan a
intervalos irregulares y
pueden no encontrarse en
todas las muestras. Son
raros en infecciones crónicas.
Se encuentra en heces.
Frecuentemente cubierto de
detritos y puede pasarse por
alto.
Espina terminal. Se
encuentra en orina,
ocasionalmente en heces. El
huevo suele estar cubierto de
detritos.
Espina terminal larga,
delgada y con punta doblada.
Se parece al huevo de S.
haematobium, pero es más
64
Schistosoma mekongi
69 µm x 56 µm. Rango,
51-73 µm x 39-66 µm.
Clonorchis sinensis
30 µm x 16 µm. Rango,
27-35 µm x 11-20 µm.
Opisthorchis spp.
30 µm x 12 µm. Rango,
26-30 µm x 11-15 µm.
Heterophyes
heterophyes
Metagonimus yokogawai
Paragonimus westermani
Esférico. Pequeña espina
lateral, no siempre visible o
puede parecer un 'botón' en
depresión de la cáscara.
Pequeño, ovalado o
alargado, extremo posterior
ancho y redondeado,
opérculo convexo en
'hombros'. Puede
observarse un pequeño
'botón' en el extremo
posterior.
Alargado con opérculo en
extremo anterior y 'botón'
terminal en el extremo
posterior.
largo, delgado y con espina
más larga. Se encuentra en
heces. Puede tener detritos
en la cáscara.
Se encuentra en heces. Se
parece mucho al huevo de S.
japonicum, pero es más
pequeño. Puede estar
cubierto de detritos.
Amarillo o amarillomarrón.
Embrionado. Contiene
miracidio maduro.
Marrón amarillento.
Embrionado. Contiene
miracidio maduro.
Tamaño pequeño, opérculo y
'botón' en extremo posterior.
Cáscara suele estar cubierta
de detritos.
Marrón amarillento.
Embrionado. Contiene
miracidio maduro.
Carece de hombros
prominentes de Clonorchis y
tiene extremo más afinado.
28 µm x 15 µm. Rango,
28-30 µm x 15-17 µm.
Pequeño, alargado u
ovalado. Opérculo. Pequeño
'botón' en el extremo
posterior.
Marrón amarillento.
Embrionado. Contiene
miracidio maduro.
28 µm x 17 µm. Rango,
26-30 µm x 15-20 µm.
Pequeño, alargado u
ovalado. Opérculo. Sin
hombros en extremo
anterior. Pequeño 'botón' a
menudo en el extremo
posterior.
Amarillo o amarillomarrón.
Embrionado. Contiene
miracidio maduro.
85 µm x 53 µm. Rango,
68-118 µm x 39-67 µm.
Ovalado o alargado con
cáscara gruesa. Opérculo
ligeramente aplanado,
encajado en el área del
'hombro' de la cáscara.
Extremo posterior
engrosado. Huevo
frecuentemente asimétrico,
Marrón amarillento a
marrón oscuro.
No embrionado. Lleno
de material vitelino
donde está incluida la
célula germinal. Las
células son irregulares
en tamaño.
Se parece al huevo de
Clonorchis, pero con
hombros menos definidos. El
opérculo es más ancho que
en Clonorchis.
Se parece a los huevos de
Clonorchis y Heterophyes. La
cáscara es ligeramente más
delgada que la de
Heterophyes. El opérculo es
más ancho que en
Clonorchis.
Se encuentra en esputo,
ocasionalmente en heces. Se
parece al huevo de D. latum
pero es más grande,
ligeramente asimétrico y el
opérculo es más pequeño y
aplanado. El área más ancha
suele estar anterior al centro;
65
con un lado levemente
aplanado.
Fasciola hepatica
145 µm x 80 µm. Rango,
120-150 µm x 63-90 µm.
Elipsoidal, cáscara delgada.
Opérculo pequeño, poco
definido.
Fasciolopsis buski
140 µm x 80 µm. Rango,
130-159 µm x 78-98 µm.
Elipsoidal, cáscara delgada.
Opérculo pequeño, poco
definido.
Larvas
Tamaño (larva
rabditiforme)
Especie
Primordio genital
Strongyloides
stercoralis
225 µm × 16 µm.
Rango, 200-300 µm
× 16-20 µm.
Anquilostómido
(Hookworm/uncinaria)
250 µm × 17 µm.
Rango, 200-300 µm
× 14-17 µm.
Proglótides grávidas
Prominente.
Estructura alargada,
afilada o puntiaguda
ubicada a lo largo de
la pared ventral a lo
largo de todo el
cuerpo.
Inconspicuo. Rara
vez es visible.
Cuando se ve, es
pequeño y está más
cerca de la cola que
en Strongyloides.
Amarillo a marrón claro.
Marrón amarillento.
No embrionado. Lleno
de células vitelinas con
célula germinal poco
definida.
No embrionado. Lleno
de células vitelinas con
célula germinal poco
definida.
en D. latum es alrededor del
centro.
Tamaño grande. Huevos
ovalados y anchos.
Tamaño grande. Se parece al
huevo de F. hepatica y no
puede diferenciarse
fácilmente de Fasciola.
Cavidad bucal
Tamaño (larva
filariforme)
Longitud del esófago
Extremo de la
cola
Corta, aproximadamente
1/3-1/2 de la longitud del
ancho del extremo anterior
del cuerpo.
550 µm × 20 µm.
Rango, 500-550
µm × 20-24 µm.
Aproximadamente la mitad
de la longitud del cuerpo.
Escotada.
Larga. Aproximadamente
tan larga como el ancho del
cuerpo.
500 µm. Rango,
500-700 µm ×
20-24 µm.
Aproximadamente 1/4 de la
longitud del cuerpo.
Puntiaguda.
Especie
Tamaño
Apariencia del útero
Taenia solium
12 mm de largo x 5-7 mm de ancho.
Tallo o tronco central con 7-13 ramas
laterales principales a cada lado.
Taenia saginata
16-20 mm de largo x 5-7 mm de ancho.
Tallo o tronco central con 15-20 ramas
laterales principales a cada lado.
Diphyllobothrium latum
2-4 mm de largo x 10-12 mm de ancho.
Más ancho que largo.
Enroscado en forma de roseta.
Dipylidium caninum
12 mm de largo x 3 mm de ancho.
Forma de semilla de calabaza; se afila
en ambos extremos.
Útero no visible. Proglótide llena de
cápsulas que contienen huevos.
Otros
Usualmente sobre la superficie del
material fecal. Puede estar en cadenas
cortas de 2-3 proglótides.
Usualmente sobre la superficie del
material fecal. Puede estar como
proglótides individuales.
Ocasionalmente, puede eliminarse una
porción del gusano. El huevo es el
estadio diagnóstico habitual.
Las proglótides pueden eliminarse solas
o en cadenas. A menudo se asemejan a
granos de arroz en las heces.
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Hymenolepis nana
0.2-0.3 mm de largo x 0.8-0.9 mm de
ancho. Más ancho que largo.
Útero no visible. Proglótide llena de
huevos.
Hymenolepis diminuta
0.7-0.8 mm de largo x 3-4 mm de ancho.
Más ancho que largo.
Útero no visible. Proglótide llena de
huevos.
Las proglótides usualmente se
desintegran en el tracto intestinal y rara
vez se ven en las heces. El huevo es el
estadio diagnóstico habitual.
Las proglótides usualmente se
desintegran en el tracto intestinal y rara
vez se ven en las heces. El huevo es el
estadio diagnóstico habitual.
Anexo 4: Helmintos intestinales – Larvas y cestodos adultos según el CDC.
(Adaptado de: https://www.cdc.gov/dpdx/diagnosticprocedures/stool/morphcomp.html)
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