Tricografía, Impronta y Raspado Cutáneo en Veterinaria: Diagnóstico Dermatológico Canino

UNIVERSIDAD TÉCNICA DE AMBATO
FACULTAD DE CIENCIAS
AGROPECUARIAS
CARRERA DE MEDICINA VETERINARIA
FARMACOLOGÍA Y TOXICOLOGÍA II
TEMA: TRICOGRAFÍA, IMPRONTA CON CINTA ADHESIVA, RASPADO
SUPERFICIAL Y PROFUNDO
NOMBRE: Carrera Karolay, Valladares Sherly, Yandún Karla y Núñez
Cristian
DOCENTE: Dra. Jaine Labrada Ching MSC
Sexto Semestre “A”
1. INTRODUCCIÓN
En la práctica clínica veterinaria, las enfermedades dermatológicas representan una de las
causas más frecuentes de consulta, especialmente en pequeños animales como perros y gatos.
Estas patologías pueden ser originadas por una gran variedad de agentes etiológicos,
incluyendo parásitos, bacterias, hongos, trastornos inmunológicos e incluso alteraciones
endocrinas. Por ello, un diagnóstico rápido y certero es esencial para instaurar un tratamiento
oportuno que mejore la calidad de vida del paciente y evite complicaciones secundarias (Hill
et al., 2020).
En este contexto, la microscopía desempeña un papel fundamental como herramienta
diagnóstica auxiliar en dermatología veterinaria. Gracias a su accesibilidad, bajo costo y
eficacia, permite observar estructuras microscópicas que no pueden ser identificadas a simple
vista, como esporas fúngicas, ácaros, bacterias o características anormales del tallo piloso
(Miller et al., 2021). Para ello, se emplean diversas técnicas de muestreo cutáneo que, al ser
aplicadas adecuadamente, ofrecen resultados confiables y reproducibles en la mayoría de los
casos clínicos.
Una de estas técnicas es la tricografía, que consiste en la extracción y evaluación microscópica
de pelos, permitiendo el estudio del ciclo folicular, la morfología pilosa y la detección de
ectoparásitos como Cheyletiella spp. o Demodex spp., así como alteraciones estructurales
debidas a traumatismos o enfermedades sistémicas (Toral et al., 2020). Esta técnica resulta
especialmente útil en casos de alopecias no inflamatorias o parasitarias, ya que permite evaluar
la fase de crecimiento del folículo (anágena o telógena), un aspecto importante en el
diagnóstico diferencial.
La impronta con cinta adhesiva, por su parte, es una técnica no invasiva y sencilla que se utiliza
para recoger material superficial de la piel, como bacterias, levaduras (Malassezia
pachydermatis), detritos celulares o incluso parásitos. Esta herramienta diagnóstica es
altamente eficaz en lesiones húmedas, áreas con descamación o zonas interdigitales, donde
otros métodos de muestreo pueden resultar menos prácticos o dolorosos para el paciente
(Hnilica & Patterson, 2017).
Finalmente, el raspado cutáneo, tanto superficial como profundo, es una técnica clásica que
continúa siendo indispensable para la detección de ácaros como Sarcoptes scabiei (superficial)
o Demodex canis (profundo). La correcta ejecución del raspado, junto con la preparación de la
muestra con hidróxido de potasio o colorantes especiales, permite visualizar con claridad estos
ectoparásitos al microscopio, siendo fundamental para confirmar infestaciones que muchas
veces se presentan con signos clínicos inespecíficos como prurito intenso o alopecia localizada
(Nuttall et al., 2022).
En conjunto, estas técnicas diagnósticas, complementadas por la observación microscópica,
forman una triada esencial en la dermatología veterinaria moderna. Su correcta implementación
no solo permite establecer diagnósticos diferenciales precisos, sino que también contribuye a
optimizar los tratamientos y reducir el uso innecesario de fármacos, como antimicrobianos o
antiparasitarios, promoviendo así una medicina más racional y sustentable (Bond et al., 2016).
2. OBJETIVOS
GENERAL
➢ Analizar la eficacia de las técnicas de muestreo cutáneo en pacientes caninos con
patologías dermatológicas, mediante su aplicación en tiempo real, con el fin de
identificar de manera rápida el agente etiológico involucrado y establecer un
tratamiento oportuno y específico.
ESPECÍFICOS
➢ Aplicar las técnicas de tricografía, impronta con cinta adhesiva y raspado cutáneo en
caninos con lesiones dermatológicas, para recolectar muestras representativas que
permitan una observación microscópica eficaz.
➢ Identificar los agentes etiológicos presentes en las muestras cutáneas obtenidas, con el
propósito de establecer un diagnóstico preliminar y orientar la elección del tratamiento
más adecuado.
3. MATERIALES
- Paciente
- Bozal o correa
- Portaobjetos (10 por grupo mínimo)
- Cubreobjetos (10 mínimo)
- Hojas de bisturí (X3)
- Aceite mineral o de cocina en un gotero.
- Cinta adhesiva (transparente)
- Jeringas de insulina (x2) - Filipino, Mandil, cofia, guantes 2 pares, mascarilla
- Fonendo, termometro.
- Pinzas
- Balanza
4. PROCEDIMIENTO:
4.1. RESEÑA
Se presenta a consulta una paciente canina, hembra, de 8 años, pelaje marrón rojizo, que
manifiesta alopecia multifocal distribuida en diversas regiones corporales, acompañada de
prurito de intensidad variable. Según refiere la propietaria, las lesiones dermatológicas están
presentes desde hace aproximadamente un año, sin haberse realizado previamente exámenes
complementarios ni instaurado ningún tratamiento médico hasta la fecha.
4.2. EXAMEN FÍSICO GENERAL
EXAMEN OBJETIVO GENERAL A DISTANCIA
ESTACIÓN: sin dificultar distribuye correctamente el peso en las extremidades anteriores y
posteriores.
MARCHA: se evidencia una marcha normal
DECUBITO: adopta un decúbito esternal siendo este normal
TEMPERAMENTO: Nervioso
ESTADO DEL SENSORIO: normal, el animal se encuentra vivaz y alerta que responde a
todos los estímulos ambientales.
ESTADO NUTRICIONAL: 3 un peso corporal adecuado.
ESTADO DE PIEL Y FANERAS: Elasticidad normal, encontrándonos con evidentes capas
alopécicas y prurito en el animal, las faneras se evidencia una alteración en la calidad,
caracterizada por fibras lanosas opacas, frágiles y quebradizas, compatibles con procesos
dermatopáticos crónicos. Finalmente se encuentra la presencia de ectoparásitos.
EXAMEN ONJETIVO GENERAL PROXIMAL
TEMPERATURA RECTAL: 38,5°C
FRECUENCIA CARDIACA: 96 lpm
FRECUENCIA RESPIRATORIA: 32 rpm
ESTADO DE HIDRATACIÓN: <5%, no se evidencia deshidratación aparente.
EXPLORACION DE MUCOSAS APARENTES
Labio gingival: húmedas rojizas
Conjuntiva: húmedas rojizas
EXPLORACIÓN DE LINFONODOS
Submaxilar
Preescapular
Supramamarios
Poplíteo
Tamaño
Aumentado
Normal
Normal
Normal
Forma
Variable
Variable
Variable
Variable
Superficie
Liso
Liso
Liso
Liso
Consistencia
Elástico
Elástico
Elástico
Elástico
Temperatura
Normal
Normal
Normal
Normal
Sensibilidad
Indoloro
Indoloro
Indoloro
Indoloro
Movilidad
Móvil
Móvil
Móvil
Móvil
INSPECCIÓN GENERAL DE PIEL Y PELAJE: se encuentra pelaje seco y quebradizo,
con evidentes capas alopécicas, las capas alopécicas son debido a displasia folicular sugiriendo
a ser por demódex, con presencia de descamación en zonas multifocales.
PALPACIÓN: a la palpación llego a sentirse zonas normales y zonas con engrosamiento
cutáneo y descamaciones.
4.3. HISTORIA CLINICA:
EVOLUCIÓN DEL PACIENTE
ANAMNESIS, DESCRIPCIÓN DE LESIONES,
ANAMANESIS
Motivo por el cual se presentó a la consulta:
Llega a consulta la paciente debido a que presenta prurito y zonas alopécicas desde hace un
año sin ninguna presencia de mejora
Lista de problemas: Zona alopesica multifocal con prurito
Diagnostico diferencial para cada problema: posible caso de dermatitis alopécica a causa
de demódex
Pruebas diagnósticas recomendadas:
Se recomienda realizar raspados superficiales y profundos para analizar el estado de la piel del
animal
4.4 PRUEBAS COMPLEMENTARIAS:
1. TRICOGRAFÍA
Para la tricografia se seleccionó una zona afectada con alopecia evidente, donde también se
observaba inflamación leve y presencia de escamas. La paciente fue manipulada con cuidado.
Con la ayuda de unas pinzas hemostáticas limpias, se procedió a arrancar de manera cuidadosa
entre 5 y 10 pelos desde la base, en sentido contrario al crecimiento natural del pelo, con el fin
de obtener las raíces intactas. Estos pelos fueron colocados de forma ordenada sobre un
portaobjetos, procurando que las raíces quedaran orientadas hacia un extremo del mismo.
Posteriormente, se aplicó una gota de aceite mineral sobre los pelos y se cubrió con un
cubreobjetos. La observación se realizó al microscopio óptico, comenzando con el objetivo de
10x para ubicar las estructuras principales y luego con 40x para observar detalles.
2. IMPRONTA CON CINTA ADHESIVA
Primero, se seleccionó cuidadosamente una zona de la piel que presentaba eritema,
descamación y secreción serosa leve, características que sugerían la presencia de una dermatitis
activa. No se rasuró el área, ya que el uso de la cinta permite obtener una muestra directa sobre
el pelo y la superficie cutánea.
Se utilizó cinta adhesiva transparente de uso común, cortando un fragmento de
aproximadamente 6 a 8 cm de largo. Con la parte adhesiva hacia abajo, se aplicó directamente
sobre la zona afectada, presionando ligeramente con los dedos para asegurar el contacto firme
con la piel y el pelo. Esta presión controlada favorece la adherencia de elementos superficiales
como células epiteliales, levaduras (como Malassezia), bacterias o incluso parásitos.
Después de unos segundos, se retiró cuidadosamente la cinta, asegurando que la muestra
adherida no se contaminara ni se plegara. Inmediatamente, se colocó la cinta sobre un
portaobjetos de vidrio, fijándola con la cara adhesiva hacia abajo.
3. RASPADO SUPERFICIAL Y PROFUNDO
Con el fin de confirmar la presencia de ácaros en una paciente canina con sospecha
clínica de sarna, se procedió a realizar raspados cutáneos tanto superficiales como
profundos en las zonas más afectadas, siguiendo el siguiente protocolo:
1. Preparación del material: Se dispuso de un bisturí estéril y aceite mineral para facilitar
la recolección del material dérmico y permitir la visualización de los posibles parásitos
al microscopio.
2. Aplicación de aceite mineral: Se colocó una gota de aceite mineral directamente sobre
la hoja del bisturí y otra en la superficie cutánea a examinar.
3. Raspado superficial: Para la búsqueda de ácaros superficiales como Cheyletiella u
Otodectes, se realizó un raspado suave en las zonas con escamas visibles, costras o
prurito evidente. Se evitó causar sangrado, ya que estos parásitos se encuentran más en
la superficie.
4. Raspado profundo: Para la detección de Demodex spp., se ejecutó un raspado más
profundo en áreas alopécicas. Se raspó hasta observar un leve sangrado capilar, lo cual
indica que se ha alcanzado la profundidad necesaria para recuperar los ácaros
foliculares.
5. Recolección del material: El material obtenido fue transferido a un portaobjetos
previamente etiquetado para su posterior observación al microscopio.
4. TINCIONES Y OBSERVACIÓN MICROSCÓPICA
Posterior a los raspados, se realizaron tinciones con el objetivo de evaluar la presencia
de microorganismos y células inflamatorias asociadas al proceso dermatológico de la
paciente.
6. Preparación del frotis: Se prepararon extendidos del material obtenido en los raspados
cutáneos sobre portaobjetos limpios y secos.
7. Tinción (Gram o Diff-Quik): Se utilizó la tinción rápida Diff-Quik para facilitar la
identificación de elementos microbiológicos y celulares:
a. Se sumergieron los portaobjetos sucesivamente en las soluciones del kit
(fijador, colorante eosina y colorante azul), siguiendo los tiempos indicados por
el fabricante.
b. Los portaobjetos se dejaron secar al aire.
8. Observación al microscopio: Bajo el microscopio óptico (objetivo de 40x y 100x con
aceite de inmersión), se evaluaron los siguientes elementos:
a. Células inflamatorias: Se identificaron neutrófilos y algunos eosinófilos, lo
cual apoyó el diagnóstico de un proceso inflamatorio compatible con dermatitis
parasitaria.
4.5 RESULTADOS:
TRICOGRAFÍA
IMAGEN
HALLAZGOS
1. Destrucción de la cutícula
La cutícula, que normalmente aparece
como una capa externa lisa y protectora
del pelo, se encuentra completamente
erosionada o ausente en la mayor parte
de la muestra. Esta pérdida expone
directamente la médula y el córtex,
volviendo al pelo frágil y vulnerable a
agresiones externas.
Se observan bordes irregulares y
fragmentación en la superficie.
2. Daño en el córtex
El córtex, responsable de la resistencia
mecánica del pelo y donde se encuentra
la mayor parte de la queratina, muestra
fragmentación interna. Se perciben zonas
más claras, posiblemente por la
desnaturalización de proteínas o
queratina degradada.
Este daño suele ser indicativo de
procesos inflamatorios crónicos,
traumatismos mecánicos (como rascado
persistente) o presencia de
microorganismos.
3. Alteración de la médula
La médula, ubicada en el centro del tallo,
presenta desorganización o pérdida
parcial de su patrón estructural, lo cual
sugiere degeneración por procesos
infecciosos o parasitarios.
En esta imagen no se observa un patrón
típico de médula homogénea, sino áreas
vacías o colapsadas.
RASPADO PROFUNDO
IMAGEN
HALLAZGOS
1.Presencia de huevos de Demodex
Se observaron forma ovaladas,
alargadas, con bordes definidos y
contenido interno granular,
características de huevos de Demodex
spp..
Estas estructuras se encuentran
generalmente adheridas a residuos
queratósicos o alrededor de fragmentos
de pelos, indicando actividad parasitaria
reciente y posible ciclo de reproducción
activo.
2. Distribución de los huevos
Los huevos no se encuentran en racimos,
sino aislados o en pequeños grupos,
distribuidos de manera aleatoria sobre la
superficie cutánea muestreada con la
cinta.
Su ubicación sugiere que provienen de
la zona folicular profunda y han sido
expulsados hacia la superficie por la
ruptura o inflamación del folículo.
3. Presencia de descamación y restos
celulares
Junto a los huevos, la cinta revela
abundante material descamativo y
células epidérmicas, compatibles con un
proceso inflamatorio activo.
También se observan fragmentos de
queratina y posibles detritos grasos,
propios de piel con seborrea secundaria
o dermatitis parasitaria.
RASPADO SUPERFICIAL E IMPRONTA CON CINTA ADHESIVA
IMAGEN
DESCRIPCIÓN
Durante la observación microscópica del
raspado superficial proveniente del
conducto
auditivo
externo,
se
identificaron estructuras ovaladas, de
bordes definidos y con un contenido
granular homogéneo, compatibles con
huevos de Otodectes cynotis. Estas
estructuras estaban rodeadas por restos
celulares y escamas cutáneas.
Los huevos encontrados presentaban una
forma elíptica característica, con un
tamaño regular y pared delgada,
agrupados en pequeñas cantidades, lo cual
sugiere una fase reproductiva activa del
parásito en la zona auditiva.
La presencia de huevos de Otodectes junto
a detritos celulares e inflamatorios
confirma la infestación por este ácaro,
comúnmente asociado a prurito auricular
intenso y otitis externa parasitaria en
caninos.
TINCIONES Y OBSERVACIÓN MICROSCÓPICA
IMAGEN
DESCRIPCIÓN
Se observa un extendido celular con
abundante material amorfo y presencia de
células
inflamatorias
dispersas,
predominantemente
neutrófilos
con
núcleos multilobulados.
Entre las estructuras celulares se
identifican
algunos
eosinófilos,
reconocibles
por
sus
gránulos
citoplasmáticos levemente refringentes,
indicativos de respuesta parasitaria.
El patrón observado sugiere una
inflamación crónica leve a moderada, con
infiltrado celular compatible con
dermatitis parasitaria en etapa activa.
Se evidencia un infiltrado celular denso y
compacto con predominio de neutrófilos,
lo cual señala un proceso inflamatorio
agudo en la zona examinada.
Se logran distinguir algunos eosinófilos,
cuyas características morfológicas apoyan
la hipótesis de una reacción alérgica o
parasitaria como desencadenante.
La intensidad de la tinción y la densidad
del infiltrado celular refuerzan el
diagnóstico de una dermatitis parasitaria
activa, compatible con sarna canina.
4.6 DISCUSION DE RESULTADOS:
La tricografía es una técnica útil y no invasiva para la evaluación de enfermedades del pelo y
del folículo piloso. En este caso, la observación microscópica reveló un pelo completamente
destruido, con pérdida de la cutícula, fragmentación del córtex y alteración de la médula. Estos
hallazgos coinciden con lo descrito por Scott, Miller y Griffin (2021), quienes señalan que las
alteraciones estructurales del tallo piloso pueden deberse a traumatismos mecánicos
repetitivos, inflamación crónica o procesos parasitarios como la demodicosis.
El daño observado en la cutícula representa una puerta de entrada para agentes externos,
debilitando la barrera natural del pelo (Miller et al., 2021). Asimismo, la degeneración del
córtex compromete la resistencia del pelo, y la alteración de la médula puede estar asociada a
un deterioro del folículo por procesos inflamatorios intensos, generalmente inducidos por una
infestación parasitaria.
Este tipo de daño también puede reflejar una combinación de trauma autoinfligido, como el
rascado continuo, y un proceso subyacente como foliculitis parasitaria o fúngica. Tal como
menciona Moriello y DeBoer (2019), el análisis tricográfico es un complemento esencial para
diferenciar entre alopecias inflamatorias e infecciosas, y aquellas de origen endocrino o
traumático.
La técnica de impronta con cinta adhesiva es un método económico y rápido para detectar
parásitos, levaduras, bacterias y detritos celulares en la superficie cutánea. En la muestra
analizada, se observaron huevos de Demodex spp. con morfología ovalada, claramente visibles
y dispersos entre material descamativo. Esto confirma la actividad reproductiva del ácaro y una
demodicosis activa.
Según Miller et al. (2021), aunque el diagnóstico clásico de demodicosis se basa en el raspado
cutáneo profundo, la presencia de huevos en improntas adhesivas puede ser diagnóstica,
especialmente en zonas con foliculitis activa, donde el folículo puede haber liberado formas
inmaduras del parásito. Esto es respaldado también por Moriello y DeBoer (2019), quienes
señalan que la cinta adhesiva es útil en áreas sensibles o en lesiones húmedas donde otras
técnicas podrían ser incómodas para el animal.
El hallazgo de huevos en la superficie de la piel indica una carga parasitaria importante, ya que
normalmente estos permanecen dentro del folículo piloso. Esta observación sugiere ruptura
folicular y diseminación del contenido, lo cual puede favorecer la aparición de infecciones
bacterianas secundarias y agravar la inflamación (Pin et al., 2023).
El presente caso clínico describe una paciente canina hembra de 8 años con antecedentes de
vida callejera y lesiones dermatológicas severas, incluyendo alopecia multifocal, prurito
persistente, descamación, piel engrosada y presencia de ectoparásitos. La combinación
diagnóstica mediante tricografía, impronta con cinta adhesiva y raspado cutáneo profundo
permitió confirmar una demodicosis generalizada activa, complicada por una probable
piodermatitis secundaria, como lo evidencian los hallazgos microscópicos y la inflamación
celular observada (neutrófilos y eosinófilos).
En la tricografía se observaron daños severos en la estructura del pelo, incluyendo pérdida de
la cutícula, fragmentación del córtex y desorganización de la médula, hallazgos que han sido
descritos por Toral et al. (2020) como indicativos de procesos inflamatorios crónicos,
autotraumatismo persistente o parasitosis activa. Estas lesiones estructurales no solo
comprometen la función protectora del pelo, sino que también predisponen a infecciones
secundarias por agentes oportunistas, lo cual es evidente en este caso al observarse también
un infiltrado inflamatorio agudo en las tinciones con predominio de neutrófilos y eosinófilos,
lo que sugiere una respuesta mixta, compatible con dermatitis parasitaria.
El hallazgo microscópico de huevos de Demodex spp. en el raspado profundo y en la
impronta con cinta adhesiva refuerza la hipótesis diagnóstica de demodicosis, una
enfermedad frecuentemente asociada con inmunosupresión o condiciones de estrés
prolongado, como las que puede presentar un animal de vida callejera. Este hallazgo es
especialmente significativo, ya que según Nuttall et al. (2022), la presencia de huevos en la
superficie cutánea implica una carga parasitaria alta, con ruptura folicular activa y liberación
de formas inmaduras del ácaro hacia el exterior, fenómeno que no se observa comúnmente en
infestaciones leves.
Comparando con estudios recientes, autores como Pin et al. (2023) sostienen que la ruptura
folicular facilita la colonización secundaria por bacterias como Staphylococcus
pseudintermedius, lo que explicaría el infiltrado inflamatorio agudo y la necesidad de
instaurar terapia antibiótica específica.Ante este diagnóstico, se recomendó el uso de
isoxazolinas como tratamiento acaricida sistémico, siendo el afoxolaner (NexGard®) una de
las moléculas de elección. Este compuesto actúa sobre los canales de cloro mediados por
GABA de los ácaros, provocando su parálisis y muerte. Su eficacia en el tratamiento de la
demodicosis ha sido ampliamente documentada por Beugnet et al. (2016) y Six et al. (2016),
quienes destacan su seguridad en perros adultos, incluso en casos de demodicosis avanzada.
En este caso, la paciente de 16 kg recibió la dosis estándar de 2.5 mg/kg, correspondiente a
un comprimido de 68 mg administrado mensualmente hasta lograr dos raspados negativos
consecutivos, reflejando el control de la parasitosis.
Además del control del parásito, fue necesario abordar la infección bacteriana secundaria,
muy común en cuadros de demodicosis avanzada debido a la ruptura del folículo piloso y
pérdida de la barrera cutánea. Para ello, se instauró tratamiento con cefalexina, un antibiótico
de amplio espectro eficaz frente a Staphylococcus pseudintermedius, principal patógeno
involucrado en las piodermas caninas (Hill et al., 2020). La dosis empleada (375 mg cada 12
horas por 3–4 semanas) es adecuada para el peso corporal de la paciente, y puede ser ajustada
según evolución y cultivos bacterianos si se requiriese.
En cuanto al control del prurito, se consideró el uso de Lokivetmab (Cytopoint®), un
anticuerpo monoclonal dirigido contra la interleucina-31, mediadora clave del prurito en
diversas dermatosis. Aunque su indicación principal es la dermatitis atópica, estudios
recientes han demostrado su utilidad en el manejo sintomático del prurito severo asociado a
otras condiciones, incluyendo la demodicosis (Moriello & DeBoer, 2019). Dado que esta
paciente presentaba signos de automutilación por rascado constante, el uso de Lokivetmab
favoreció el control del picor sin los efectos inmunosupresores propios de los
glucocorticoides, lo cual es esencial en casos parasitarios.
Complementariamente, se incluyó la aplicación de champúes dermatológicos medicados,
como el peróxido de benzoilo al 2.5% o combinaciones de clorhexidina con miconazol, con
el fin de controlar la carga microbiana en superficie, remover detritos queratósicos y abrir los
folículos pilosos para facilitar la penetración de tratamientos tópicos. El uso de estos
productos tres veces por semana durante las primeras etapas es recomendado por Miller et al.
(2021), especialmente en casos con seborrea, escamas y sobrecrecimiento bacteriano como el
presente.
Finalmente, el plan terapéutico se complementó con suplementos nutricionales, incluyendo
ácidos grasos omega 3 y 6, que poseen propiedades antiinflamatorias y promueven la
restauración de la barrera cutánea. Se enfatizó también la importancia de una dieta
equilibrada o hipoalergénica, así como controles periódicos cada 3–4 semanas mediante
raspados profundos, para evaluar la respuesta terapéutica y ajustar el tratamiento si fuese
necesario.
Cabe señalar que la efectividad del tratamiento también dependerá del cumplimiento y
monitoreo, incluyendo la repetición de los raspados profundos para evaluar la eliminación
completa de los ácaros. La literatura coincide en que el seguimiento con controles
microscópicos mensuales es esencial para evitar recaídas (Moriello & DeBoer, 2019).
5. RECOMENDACIONES A UN POSIBLE TRATAMIENTO
1. Acaricida sistémico:
Afoxolaner ( NexGard®)
•
Dosis: 2.5 mg/kg, una vez al mes por vía oral
•
Dosis exacta para 16 kg: comprimido de 68 mg
•
Duración: continuar hasta obtener al menos dos raspados negativos con 1 mes de
diferencia
•
Alternativas: fluralaner (Bravecto®), sarolaner (Simparica®)
2. Antibiótico para piodermatitis secundaria:
Cefalexina
•
Dosis: 22–30 mg/kg cada 12 h, vía oral
•
Paciente de 16 kg: 375 mg cada 12 h
•
Duración: 3–4 semanas, según evolución clínica
Alternativa: Clindamicina 10–12 mg/kg cada 12 h si hay sospecha de infección por
Staphylococcus pseudintermedius.
3. Control de prurito (opcional y según evaluación clínica):
Lokivetmab (Cytopoint®)
•
Dosis: 1–2 mg/kg vía subcutánea, una vez al mes
•
Para 16 kg: entre 16–32 mg → se puede usar vial de 30 mg
Mencionamos: Aunque Lokivetmab está aprobado para dermatitis atópica y no trata
directamente la causa parasitaria, puede utilizarse en este caso si el prurito es severo y está
afectando la calidad de vida, especialmente si no se desea usar glucocorticoides.
4. Champú dermatológico medicado:
•
Peróxido de benzoilo al 2.5% o clorhexidina + miconazol
•
Frecuencia: 2–3 veces por semana al inicio, luego semanal
•
Objetivo: reducir carga bacteriana, controlar la grasa y eliminar detritos
5. Cuidados extras :
•
Uso de Ácidos grasos omega 3 y 6
•
Dieta equilibrada o hipoalergénica
•
Monitoreo cada 3–4 semanas con nuevos raspados profundos
6. CONCLUSIONES
La combinación de hallazgos microscópicos obtenidos mediante raspado profundo reveló la
presencia de ácaros compatibles con Demodex spp., junto con una reacción inflamatoria
caracterizada por neutrófilos y eosinófilos, lo cual confirma un cuadro clínico de sarna
demodécica. Estos resultados, sumados a la sintomatología cutánea de la paciente, respaldan
el diagnóstico de dermatitis parasitaria crónica de origen folicular.
Paralelamente, en el raspado superficial del conducto auditivo externo se observaron huevos
compatibles con Otodectes cynotis, evidenciando una infestación activa por este ácaro. La
coexistencia de Demodex y Otodectes indica una parasitosis mixta, lo cual justifica el prurito
intenso, la inflamación localizada y la otitis externa observada en la paciente canina.
7. 8. BIBLIOGRAFÍAS
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ANEXOS