Anestesico a base de compuestos naturales para manejo de peces de acuicuñtura.
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Anestésicos a base de compuestos naturales para manejo de peces de acuicultura: una revisión critica Fernanda Valdebenito1 & María Cristina Krautz2 1 Departamento de Ecología, Facultad de Ciencias, Universidad Católica de la Santísima Concepción, Concepción, Chile. 2 Departamento de Ecología, Facultad de Ciencias, Universidad Católica de la Santísima Concepción, Concepción, Chile. Palabras claves: Clavo de olor, sedación, estrés, eugenol, efectos, dosis. Resumen: Dentro de los requerimientos claves del cultivo de peces se encuentra la formulación de protocolos de manipulación de individuos de cultivo que sea los cuales debiesen ser eficiente, minimice lo máximo posible estrés y con ello la ocurrencia de enfermedades y mortalidad, Para ello, en los centros de cultivo se utilizan distintos tipos de anestesia o técnicas anestésicas, como son MS-222, benzocaína, metomidato y etimidato, 2-fenoxietanol, quinaldina, electroanestesia y crioanestesia. Sin embargo,el uso de estas sustancia presentan varias desventajas: puede presentar efectos adversos no deseados, algunos de ellos no se encuentran certificados por la FDA como uretano, éter dietílico, hidratos de cloral, o inclusive se está implementando la prohibición de su uso. Es por ello que la implementación de una alternativa anestésica natural que tenga la misma o mayor efectividad y presente menos efectos negativos está siendo de considerada cada vez con más interés por los cultivadores. En este estudio se presentan resultados el estado del arte de la implementación de anestésicos en la acuicultura, tipos de anestésicos químicos y no químicos, efectos fisiológicos, método de acción de los anestésicos, ventajas y desventajas de ambos protocolos anestésicos, y se toma como caso de estudio, el anestésico de clavo de olor Syzygium aromaticum donde se presentan resultados de las propiedades anestésicas, método de extracción, dosis de aplicación, aplicación en ejemplares, efectos secundarios y precauciones, entre otros. El anestésico de clavo de olor es un anestésico natural químico, que tiene de componente anestésico el eugenol, el cual genera los mismos estadios de inducción con dosis menores, tiempos de inducción y de recuperación variables, pero con la diferencia que presenta menos efectos negativos y que se encuentra certificado por la FDA por lo que se postula como una buena alternativa para el reemplazo de los métodos anestésicos químicos y no químicos. Introducción En las de práctica de la acuicultura, se hace necesario contar con protocolos de manipulación de grandes números de individuos de los diversos cultivos. Dentro de las cuales se encuentran el transporte, toma de datos biométricos (peso y longitud de las especies), clasificación y/o vacunación (Iwama et al., 1994). Por lo cual es necesario que los individuos o ejemplares se encuentren en un estadio que permita realizar los procedimientos de manera óptima y rápida, reduciendo el estrés y con ello la ocurrencia de enfermedades y mortalidad (Sorroza et al., 2020). Se requiere encontrar un método anestésico para implementar un mejor manejo de los individuos de cultivo, la cual debe cumplir con requerimientos ideales, como que no requiera dosis altas, presente tiempos acotados de inducción y recuperación, no sea tóxico para el cultivo, el personal encargado y el consumidor (Vázquez et al., 2013). Actualmente se están indagando método alternativos naturales que presenten propiedades anestésicas para la manipulación de organismos, entre ellas, el anestésico de clavo de olor, el cual se ha demostrado eficacia, no presenta efectos negativos, y es compatible con el ambiente (Sorroza et al., 2020) A continuación, se presentan resultados en base a una recopilación bibliográfica disponible, que describe el uso de anestésicos en acuicultura, mecanismos fisiológicos y de acción de anestésicos, efectos anestésicos, clasificación, ventajas y desventajas de anestésicos químicos y no químicos, tomando como caso de estudio el anestésico de clavo de olor. Metodología Las fuentes bibliográficas para esta revisión fueron consideradas en bases de datos como Web of Science (WOS), además de búsquedas exhaustivas a través de plataformas Google académico, en relación a artículos de revista académica o documentos veterinarios en el uso de anestésicos, objetivos de uso, efecto de la anestesia, dosis, entre otros. Los artículos fueron filtrados por palabras claves, además de ejecutar una metodología de filtrado de artículos, como leer las palabras claves, resumen e introducción para posteriormente como segunda etapa de filtrado leer o evaluar la sección necesaria, y como tercera etapa de filtrado, se recurrió a leerlos de manera completa para destacar lo necesario e importante del artículo. Uso de anestésicos en acuicultura El desarrollo de cultivos de organismos marinos en acuicultura, requiere mantener grandes poblaciones o números de organismos en un espacio reducido, lo que por consecuencia puede provocar a que los organismos presenten respuestas relacionadas al estrés.(de Ocampo & Camberos, 1999) El estrés se define como "el efecto de cualquier alteración ambiental o estímulo que amplía los mecanismos homeostáticos más allá de los límites normales, a cualquier nivel de la organización biológica, especie, población o ecosistema"(García-Rejón & Morales, 1989). Estas alteraciones ambientales en peces pueden generar que las tasas de crecimiento, fertilidad, entre otras disminuyan y aumente la tasa de enfermedades o incluso la muerte. En general los peces de cultivo están sometidos a largos periodos de estrés debido a los procedimientos cotidianos como la toma de datos, cambios en las propiedades del agua y el hacinamiento (de Ocampo & Camberos, 1999). El estrés se clasifica según el tiempo e intensidad, pudiendo ser letal o crónico. El estrés letal ocurre de manera rápida e intensas, como puede ser la exposición a químicos o cambios radicales en algún factor ambiental, como puede ser el aumento o disminución de la temperatura, cambios en el oxígeno disuelto, pH, entre otros. El estrés crónico es un estrés cotidiano, debido que los efectos actúan a nivel de suborganismo como resultado de las múltiples exposiciones al estresor de bajo nivel, pudiendo durar semanas o años. El estrés crónico puede subclasificarse en componentes directos, los cuales actúan a nivel metabólico afectando principalmente a nivel celular, y componentes indirecto, los cuales modifican el comportamiento, como puede ser la reproducción, alimentación y cómo el organismo se desenvuelve con los demás individuos de la población. Es debido a este último aspecto que es necesario un continúo monitoreo, debido a que los organismos pueden presentar comportamientos anormales debido al estrés, pudiendo ser el aumento de agresividad, provocando que entre los organismos del cultivo se mutilen o recurran al canibalismo (de Ocampo & Camberos, 1999). El uso de anestésicos en la acuicultura constituye en una herramienta de suma utilidad para el manejo de estrés, suprimir el dolor y provoca un efecto calmante, minimizando la mortalidad, facilitar la manipulación de los organismos, cirugías, desoves artificiales, transporte, toma de muestras, pesaje, y disminuir la susceptibilidad a contraer patógenos y/o infecciones, entre otros (Javahery et al., 2012). La elección del anestésico a emplear depende de múltiples factores, por ejemplo, la eficiencia, tiempos de inducción y recuperación, costo, facilidad de manejo para el personal, y que no sea tóxico para los peces, el personal y el ambiente al momento de ser desechado (Javahery et al., 2012). La elección del anestésico puede variar según la necesidad, por ejemplo, si es necesaria la ventilación por branquias durante los experimentos (Iwama et al., 1994). Mecanismos fisiológicos y de acción involucrados en la anestesia de peces. Mecanismo fisiológicos minimizados con anestesia Los mecanismos fisiológicos que se encuentran involucrados principalmente en la anestesia de peces, no se encuentran detallados en peces, debido a que no se encuentra información o estudios precisos sobre el tema, aunque algunos autores, indican que pueden cambiar datos o valores hematológicos por dosis mal aplicadas o que se puede ver una disminución en el crecimiento (Iwama et al., 1994; Javahery et al., 2012; Ross & Ross, 2008).Pero se sabe que la anestesia es un supresor progresivo del sistema nervioso, específicamente del sistema nervioso central y periférico de peces, reduciendo el movimiento corporal junto con la percepción espacial y sensorial (Soldado, 2014) Puede que algunos anestésicos provoquen efectos fisiológicos negativos en los peces, llamado estrés por anestesia, sin embargo, resulta dificultosos detener los efectos del estrés por anestesia debido que son necesarios realizar los protocolos, como es el método de manipulación para la obtención de datos o procesos quirúrgicos. Algunos anestésicos, pueden ser causantes de problemas de taquicardia o producir disminución de las frecuencias cardiacas, alterar o mantener los parámetros sanguíneos de los peces o afectar la presión arterial, produciendo además taquiventilaciones, reduciendo la frecuencia respiratoria en los peces (Ross & Ross, 2008). Mecanismo de acción de la anestesia Los peces presentan una epidermis no queratinizada, lo que favorece el ingreso o la administración tanto de fármacos como de anestésicos por medio acuoso, por el contrario, la existencia de un gradiente de concentración negativo entre el medio interno y externo del organismo, puede facilitar la reducción de la concentración del fármaco administrado (Gonzales, 2010). Otra forma de administración o ingreso de fármacos o anestésicos, es por medio de las branquias, debido a que son zonas vascularizadas (Gonzales, 2010). La anestesia funciona de forma selectiva en distintas partes del cerebro, actuando como depresor general del sistema nervioso central, producida por acción en los axones nerviosos, liberación de transmisores, excitabilidad o como interactúan los componentes de la membrana y en varias dianas moleculares, es decir, en moléculas específicas de una célula, que abarca una vía crucial en un efecto biológico deseado, o alguna combinación entre estos (Ross & Ross, 2008). Además de ello los sitios de unión entre los receptores de los canales iónicos tienen una relación directa con los sitios en donde la anestesia realiza su función. Dentro de los canales iónicos, se tiene que las subunidades de los receptores de ácido y-aminobutírico tipo A (GABBA), toman el papel más importante dentro de los sitios que tienen relación con las funciones de inducción de los anestésicos (Son, 2010). Efecto anestésico en peces. Los efectos anestésicos que se pueden observar en ejemplares dependen de diversos factores, como, el tipo de anestésico empleado, las dosis de anestesia, especie, tamaño corporal, densidad de ejemplares en baño de inmersión, calidad de agua, entre otros. Las fases anestésicas se consideran tres etapas inducción, mantenimiento y recuperación. Cada fase depende de la duración del fármaco empleado para la inducción, la especie y las condiciones al momento de la inducción. La fase de inducción se considera el momento donde el ejemplar se encuentra expuesto al anestésico y se produce un grado de anestesia. De preferencia esta fase debe ser rápida, y sin hiperactividad. La fase de mantenimiento es en la cual se requiere prolongar el estado deseado o de inducción, no debería tener incidentes, y se requiere de monitoreado tanto del ejemplar, como del ambiente. La fase de recuperación implica retirar al ejemplar del anestésico y que vuelva a un estado de normalidad, puede demorar minutos a días (Garza, 2021; Ross & Ross, 2008). El progreso para lograr una inducción y profundidad de anestesia, se dividen en distintos estadios, cada uno con signos, respuesta o comportamientos distintos, que se pueden clasificar en estímulos externos, movimientos operculares, tono muscular, equilibrio y nado (Zahl et al., 2012). En el estadio 0 o normal, el ejemplar se encuentra en todas sus capacidades, tanto de equilibrio, tono muscular, reacción a estímulos y con movimientos operculares normales (Bowser, 2001; Gonzales, 2010; Moyano, 1997; Sorroza et al., 2020; Vázquez et al., 2013; Zahl et al., 2012). En el estadio 1 o sedación ligera, el ejemplar comienza a presentar signos de sedación, como la disminución de reacción a estímulos y leve disminución de movimientos, pero con equilibrio y nado de forma normal o voluntaria (Bowser, 2001; Gonzales, 2010; Moyano, 1997; Ross & Ross, 2008). En el estadio 2 o sedación profunda se muestran leves signos de pérdida de respuesta a estímulos suaves, pero se mantienen las respuesta a estímulos fuertes, no hay nado voluntario, los movimientos operculares comienzan a disminuir, pero se mantiene el tono muscular normal (Bowser, 2001; Gonzales, 2010; Moyano, 1997; Ross & Ross, 2008; Sorroza et al., 2020; Vázquez et al., 2013). En el estadio 3 o leve narcosis comienza a visualizarse problemas para mantener el equilibrio, menos respuesta a estímulos externos fuertes, tono muscular reducido y movimientos operculares en aumento (Bowser, 2001; Gonzales, 2010; Moyano, 1997; Vázquez et al., 2013). En el estadio 4 o profunda narcosis hay perdida completa de equilibrio, disminuye la tasa respiratoria y los movimientos operculares (Bowser, 2001; Gonzales, 2010; Moyano, 1997; Vázquez et al., 2013; Zahl et al., 2012). En el estadio 5 o leve anestesia, se presenta una fácil manipulación del organismo, presenta baja tasa respiratoria, baja frecuencia cardiaca y perdida completa de estímulos o reflejos (Bowser, 2001; Gonzales, 2010; Moyano, 1997; Ross & Ross, 2008). En el estadio 6 o anestesia quirúrgica se observa una respuesta mínima a reflejos o estímulos, una tasa respiratoria y circulatoria baja, lo que podría facilitar procedimientos, si es que se presentan sangrados (Gonzales, 2010; Moyano, 1997; Ross & Ross, 2008). En el estadio 7 o colapso medular, el organismo no presenta movimientos operculares, es decir, un cese completo de respiración junto con un paro cardiaco, lo que conlleva a su muerte (Bowser, 2001; Gonzales, 2010; Moyano, 1997; Ross & Ross, 2008; Sorroza et al., 2020; Vázquez et al., 2013; Zahl et al., 2012). Tabla 1: Efectos o estadio anestésica en peces. (Fuente: Elaboración propia) Estadio Estado de anestesia 0 Normal 1 Sedación ligera 2 Sedación profunda 3 Leve narcosis Signos, respuesta y comportamiento -Reacciona a estímulos externos. -Movimientos operculares normales. -Tono muscular normal. Equilibrio normal. -Leve disminución de reacción a estímulos externos. -Leve disminución de movimientos operculares. -Equilibrio normal. -Nado voluntario. -Sin nado voluntario. -Perdida de respuesta a estímulos suaves. -Mantiene respuesta a estímulos fuertes. -Leve disminución de movimientos operculares. -Tono muscular normal. -Pérdida de equilibrio. esfuerzo para equilibrarse -Aumento de movimientos operculares. -Disminución a respuesta a estímulos táctiles y vibraciones fuertes. -Tono muscular disminuido. Referencias (Bowser, 2001; Gonzales, 2010; Moyano, 1997; Sorroza et al., 2020; Vázquez et al., 2013; Zahl et al., 2012) (Bowser, 2001; Gonzales, 2010; Moyano, 1997; Ross & Ross, 2008) (Bowser, 2001; Gonzales, 2010; Moyano, 1997; Ross & Ross, 2008; Sorroza et al., 2020; Vázquez et al., 2013) (Bowser, Gonzales, Moyano, Vázquez 2013) 2001; 2010; 1997; et al., 4 Profunda narcosis 5 Leve anestesia 6 Anestesia quirúrgica 7 Colapso medular -Nado errático. -Disminuye la tasa respiratoria. -Pérdida total de equilibrio. -Apto para tomar muestras. -Movimientos operculares lentos pero regulares. -Perdida de reflejos espinales. -Perdida completa de tono muscular. -Organismo fácil de manipular. -Tasa respiratoria baja. -Baja frecuencia cardiaca. -Perdida completa de reflejos. -Ausencia de respuesta a estímulos. -Baja tasa respiratoria. Baja tasa circulatoria. -Suspensión de movimientos operculares. -Paro cardiaco. (Bowser, 2001; Gonzales, 2010; Moyano, 1997; Vázquez et al., 2013; Zahl et al., 2012) (Bowser, 2001; Gonzales, 2010; Moyano, 1997; Ross & Ross, 2008) (Gonzales, 2010; Moyano, 1997; Ross & Ross, 2008) (Bowser, 2001; Gonzales, 2010; Moyano, 1997; Ross & Ross, 2008; Sorroza et al., 2020; Vázquez et al., 2013; Zahl et al., 2012) Tipos de anestésicos Un anestésico es una sustancia que causa la perdida de la sensibilidad de forma local o completa (Instituto nacional del cáncer, 2011). Se pueden clasificar en anestésicos químicos, los cuales requieren un sustancia para inducir la perdida de la sensibilidad o conciencia, y anestésicos no químicos, los cuales no requieren el uso de alguna sustancia química, si no métodos alternativos que generen el mismo efecto (Ayala, 2014). Químicos MS-222/ TMS Metanosulfonato de éster etílico del ácido 3-aminobenzoico, es el anestésico más utilizado en el campo de la acuicultura, siendo el más eficaz dentro de los anestésico, por su rápida inducción y profunda. Es un polvo cristalino blanco, que presenta una rápida dilución en el agua. Siendo un químico fácil y seguro de manipular, de igual manera debe ser utilizado con precauciones, se debe evitar el contacto con los ojos o membranas mucosas, debido a que puede causar irritación al contacto o inhalación. La solución madre se puede volver tóxica al entrar en contacto con luz solar y puede ser tóxica para los organismos a anestesiar. Al momento de desechar se debe agregar bicarbonato de sodio para amortiguar las aguas blandas(Iwama et al., 1994; Ross & Ross, 2008; Roth, 2021). La dosis empleada depende de diversos factores, como la especie, el tamaño, densidad del pez, temperatura del agua, entre otros, pero presenta una dosis general anestesia de 25 a 100 mg/L (Iwama et al., 1994) y su tiempo de inducción es rápido, siendo de aproximadamente menos de tres minutos y tiempo de recuperación menor a diez minutos. De momento no se han encontrado estudios que indiquen que M222 es tóxico para humanos, se demora aproximadamente 24 horas en ser excretada mediante la orina(Ross & Ross, 2008) Benzocaína Éster etílico del ácido p-aminobenzoico (PABA), es un anestésico similar a MS-222 en efectos secundarios y dosis. Presenta dos formas, una sal cristalina o una forma de base libre que debe disolverse en acetona, alcohol etílico o etanol a 0,2 g/mL antes de administrarlo, además de que es un anestésico neutro, es por lo que probablemente genere menos hiperactividad y estrés en los ejemplares(Iwama et al., 1994; Ross & Ross, 2008). La eficacia de la benzocaína tiene relación al tamaño del pez, donde los ejemplares de menor tamaño requieren menos dosis y los ejemplares de mayor tamaño dosis, igual que en el caso de la temperatura. El tiempo de inducción es de menor a cuatro minutos y el tiempo de recuperación es de aproximadamente de menor a diez minutos. Los peces a pesar de encontrarse en un estado anestésico pueden presentar algunas funciones motoras, por lo que no se recomienda para algunos procedimientos que requieran absoluta inmovilidad (Iwama et al., 1994). Metomidato Clorhidrato de metomidato o metomidato, es un derivado de propoxato (Iwama et al., 1994)y un polvo con gran capacidad de solubilidad en agua, es eficaz debido a que logra la inducción aproximadamente en menos de tres minutos, además de una recuperación lenta, entre 8 a 20 minutos . La capacidad anestésica se potencia en ejemplares más grandes y de agua de mar. Puede generar oscurecimiento en algunas especies, y se cree que es debido a la interferencia de síntesis hormonal (Iwama et al., 1994; Ross & Ross, 2008). Presenta efectos secundarios respiratorios, depresión cardiovascular y contracciones musculares (Ross & Ross, 2008). Se emplea en humanos (Ross & Ross, 2008). Etomidato Éster etílico del acido1-(1-feniletil)-1H-imidazol-5-carboxilico o Etomidato, es un análogo o derivado del propoxato, al igual que el metidato, es de carácter incoloro, y de costo muy elevado y de difícil obtención. Induce la anestésica en aproximadamente 3 min y requiere una larga recuperación, de aproximadamente 40 min. Presenta mayor eficacia en aguas alcalinas y a mayor temperatura. No produce anestesia quirúrgica (Gomulka & Antychowycz, 1999; Iwama et al., 1994; Ross & Ross, 2008). Se emplea en humanos (Ross & Ross, 2008). 2-fenoxietanol Liquido aceitoso, incoloro o de color amarillo suave, toxina suave y puede generar cierta irritación a nivel cutáneo, es relativamente económico, puede presentar efectos adversos como la reducción de la ventilación, disminución de frecuencia cardiaca y presión arterial y reducción, además de que puede presentar efectos inmunodepresivos. En dosis bajas puede generar cambios en niveles de cortisol, glucosa y lactato, no bloquea reflejos involuntarios, el tiempo de inducción es de aproximadamente entre 2 a 4minutos, con un tiempo de recuperación de tres a seis minutos. (Gonzales, 2010; Iwama et al., 1994; Zahl et al., 2012). Quinaldina Sulfato de quinaldina es un polvo de color amarillo claro, ácido, por lo que se necesita integrar un buffer para disminuir el efecto irritante. La dosis empleada o stock puede ser de 10 g/L o puede mezclarse con tricaína, en una concentración de 10:1 (tricaína: quinaldina). No se ha investigado el mecanismo de acción preciso del anestésico, pero si se sabe diversidad de efectos secundarios como aumento de frecuencia cardiaca, bradicardia y disminución de función respiratoria, además de concentraciones elevadas de cortisol, glucosa y IgM (Gonzales, 2010; Ross & Ross, 2008). Presenta gran margen de seguridad, por sobre los anestésicos MS-222 y benzocaína, pero se debe limitar el uso de quinaldina debido a que los ejemplares pueden responder con movimientos violentos. No genera una anestesia quirúrgica o para procedimientos que requieran cierta inmovilidad (Gomulka & Antychowycz, 1999; Gonzales, 2010). No químicos Electroanestesia Se emplea el uso de electricidad para inmovilizar peces adultos, pudiendo ser para realizar marcaje o reproducción. El objetivo de implementar esta técnica es inducir mediante electricidad la anestesia y evitar lo más posible la tetania muscular grave. La electro anestesia puede constar de 3 tipos de corrientes eléctricas, a) la corriente alterna (CA), la cual produce electronarcosis y tetania (Universidad de Navarra, 2023), la cual son espasmos involuntarios o contracciones involuntarias de musculatura (Iwama et al., 1994; Ross & Ross, 2008). b) La corriente continua (CC), en tanto puede causar ánodotaxis o movimientos hacia el polo del ánodo, pero esto se puede corregir aumentando la intensidad del campo, volviendo inmóviles a los peces (electronarcosis), y en el caso de aumentar más la intensidad, estos de la misma forma sufrirán contracciones involuntarias o tetania (electrotetania), pero solo el efecto es efectivo, si los peces se encuentran dentro del campo eléctrico (Iwama et al., 1994; Ross & Ross, 2008). Crioanestesia Este método emplea disminuir la temperatura del agua de inmersión para los peces agregando hielo o agua fría, lo que genera que estos se tranquilicen o se inmovilicen. Esto es debido a que las bajas temperaturas aumentan la capacidad del agua en transportar oxígeno, reduciendo de esa manera la actividad y con ello el consumo de oxígeno en los peces. De la misma manera reduce el metabolismo, lo que genera una disminución en la producción de amoniaco junto con desechos, en forma de heces sólidas (Iwama et al., 1994; Ross & Ross, 2008; Vargas-Vargas, 2017). La crioanestesia o hipotermia, no logra una verdadera anestesia a pesar de que se logre cierta reducción de la estimulación, debido a que los peces pueden presentar tolerancia a variaciones de temperaturas. Cabe destacar que este método se le recomienda implementar un enfriamiento gradual, es decir lenta, ya que, al realizarse de esa manera, se evita un shock letal (Iwama et al., 1994; Vargas-Vargas, 2017). Ventajas y desventajas Dentro de los anestésicos, se pueden identificar características que los distinguen, entre ellas los tiempos de inducción, tiempo de recuperación, si generan anestesia quirúrgica o algún grado de anestesia, inducción de cambios a nivel hematológicos, etc. En base a lo anterior se pueden clasificar características del anestésico, como también si el anestésico es el apropiado o resulta beneficioso o perjudicial para el organismo. Además, las ventajas y desventajas dependen del procedimiento a realizar y si el anestésico es acorde a lo necesitado o requerido (Ayala, 2014; Ross & Ross, 2008) Químicos Tabla 2: Ventajas y desventaja de anestésicos químicos. (Fuente: Elaboración propia) Químico MS222 Benzocaína Ventaja -Inducción rápida. -Funciona en peces de agua dulce, salada y tropicales. -Administración directa mediante branquias evita la exposición de óvulos -Tiempos de recuperación rápidos. -Buen margen de seguridad para pescar. -Concentración efectiva (40mg/L-1) -anestésico con las efectividad en agua cálidas. - Se excreta por la orina en 24 horas. Desventaja -Disminuye el pH (0.5-1.0). -Irritante. -Administración por inmersión expone a los óvulos al anestésico. -Puede generar problemas fisiológicos, como hematocrito elevados, eritrocitos hinchados, hipoxia, hiperglucemia, entre otros. -No es recomendable utilizar en agua destilada o desionizada (sin capacidad amortiguadora). Referencias (Iwama et al., 1994; Ross & Ross, 2008; Roth, 2021) Funciona en peces de agua dulce, salada y tropicales. -pH neutro. -Causa menos hiperactividad -Causa menos estrés inicial. -Dosis efectivas similares a MS-222. -Buen margen de seguridad. -Casi insoluble en agua. ((Iwama et al., 1994; -Clorhidrato de benzocaína Ross & Ross, 2008) es más soluble pero costoso. -Tasa de disparo espontaneo. -La dosis depende de la especie a anestesiar. - No presenta estudios de toxicología en humanos. -Eficacia no depende de pH o dureza del agua. -No es toxica. -No se encuentran residuos de anestesia posterior a 24 horas. AQUÍ-SR Quinaldina sulfato quinaldina -Anestesia más efectiva y controlada. -No requiere periodo de espera de excreción de anestesia. -No genera reacciones adversas. -Económica. -Segura para peces y humanos. -Igual de efectivo que MS-222. y -Eficaz de -Bajo costo -Fácil solubilidad en agua. -inducción rápida. -Recuperación rápida. -La adición de diazepam reduce la dosis de quinaldina. -Mas eficaz en pH alcalino. -Indetectable en 24 horas. 2-fenoxietamol -Fácil dilución con agua. -Económico. -Inducción lenta es un (Ross & Ross, 2008) limitante en procedimientos. -Tiempo de recuperación lento. -Puede generar problemas a la córnea en peces. -Solubilidad limitada. -Solución ácida, debe ser taponada con bicarbonato. -Aumenta los valores de glucosa plasmática. -Ineficaz en pH acido. (Gomulka & Antychowycz, 1999; Gonzales, 2010; Ross & Ross, 2008) -No bloquea la producción (Iwama et al., 1994; de cortisol. Zahl et al., 2012) -Puede generar cambios hematológicos, en niveles plasmáticos como cortisol, glucosa y lactato. -No bloquea contracciones involuntarias. -Aumento de presión en periodos largos de exposición. Metomidato -Eficaz. -inducción rápida. -Recuperación rápida. -Redujo la síntesis de cortisol. Etomidato -Mas eficaz en agua alcalina y en altas temperaturas. -No produce o pocos efectos en gases sanguíneos. -Poco efecto en ventilación. -Poco efecto en el sistema cardiovascular. -Puede generar contracciones musculares o tetania. -Puede provocar oscurecimiento en algunas especies. -inducción y recuperación más lentas. -Compuesto toxico a temperaturas más bajas. -No produce analgesia. (Iwama et al., 1994; Ross & Ross, 2008) (Gomulka & Antychowycz, 1999; Iwama et al., 1994; Ross & Ross, 2008) No químicos. Tabla 3: Ventajas y desventajas de anestésicos no químicos. (Fuente: Elaboración propia) No químico Ventaja Desventaja Referencias Electroanestesia. -Bajo estrés tanto para el organismo y el operador. -Minimiza la hemoconcentración. -Barato. -Seguro. -Sirve para realizar estudios bioquímicos o nutricionales. -Pocos efectos a largo plazo. -Los peces de agua de mar son menos afectados. -Depende de la morfología de la especie. -Produce cambios hematológicos como los anestésicos químicos. -Fuertes voltajes para lograr anestesia. -Puede provocar tetania grave. -Puede provocar dislocación de la columna. -Puede provocar hemorragia muscular. -Debe considerarse un método invasivo y estresante. -Difícil uso, se requiere personal calificado. -CA, es la onda más dañina. (Iwama et al., 1994; Ross & Ross, 2008) Crioanestesia. -Reduce la tasa metabólica. -Aumenta la capacidad de transporte de oxígeno del agua. -Minimiza la producción de desechos. -Eficaz en procedimientos de corto plazo. -Método alternativo, cuando no se encuentran disponibles los anestésicos químicos. -No se logra una anestesia. -Ciertas especies pueden tener un rango más amplio de tolerancia a la temperatura. -Puede producir un shock letal. - Solo a animales templados. -Técnica anestésica de corto plazo. -Puede producir hemorragias y muertes en temperaturas (Iwama et al., 1994; Ross & Ross, 2008) Caso de estudio Anestésico de extracto de clavo de olor. Propiedades del clavo de olor Syzygium aromaticum o clavo de olor es un condimento que presenta propiedades tanto culinarias como terapéuticas o medicinales. El clavo de olor presenta propiedades medicinales como antibacterial, antinflamatorio, expectorantes, espasmódico, antioxidantes, vasodilatador y afrodisiaco, además de ser un condimento rico en nutrientes, como la vitamina A, vitamina E, y betacarotenos (Reis, 2024; Vásquez et al., 2023). Las propiedades antibacterianas y antifúngicas que presenta el clavo de olor se pueden atribuirse a la presencia del eugenol como componente principal, pero de igual manera a los salicilato de metilo, kaempferol, ácido gálico, ramnetin y el ácido oleanólico, que se encuentran dentro de su composición (Reis, 2024; Rojas, 2013). Los componentes anteriormente mencionados, en específico, el compuesto fenólico eugenol, desnaturaliza las proteínas relacionadas con las membranas celulares de las bacterias o microorganismos relacionado con los fosfolípidos, lo que altera la permeabilidad e impide la reproducción o multiplicación de estas (Vásquez et al., 2023). Método de extracción del aceite de clavo de olor La metodología de extracción o de elaboración del aceite de clavo de olor es de manera sencilla, requiere 200 ml de aceite de oliva por 100 g de clavos, los cuales se introducen en un contenedor de vidrio o botella de vidrio, para posteriormente calentar a baño maría a 60°C por aproximadamente 20 minutos, para dejar en reposo en un lugar oscuro o libre de luz por 8-9 semanas (60 días aproximadamente)(Ajila, 2019; Sorroza et al., 2020). Cuando se requiere su uso, este debe ser filtrado y mezclado en proporciones 1:10 con etanol (Sorroza et al., 2020). Componente anestésico del clavo de olor El eugenol es un líquido de color marrón, el cual se constituye alrededor de un 70%-95% de aceite de eugenol, presenta diversas propiedades medicinales, y es extraído de la destilación de flores, tallos y hojas del árbol Syzygium aromaticum. Este es un compuesto que normalmente se usa en la industria odontológica como anestésico, debido a que es un bloqueador de la conducción nerviosas y de reducción de sinapsis en zonas neuromusculares (González Escobar, 2002). La vida media de eugenol es de aproximadamente 24 horas dentro del organismo de los peces, debido a que se absorbe y metaboliza rápidamente posterior a la inducción al anestésico, y es desechado mediante la orina, sin presentar algún efecto adverso (Iwama et al., 1994; Javahery et al., 2012; Ross & Ross, 2008). Alternativa anestésica La implementación de este nuevo anestésico es una alternativa natural química, poco invasiva, y de bajo costo y autorizada por la FDA, dentro de los grados de inducción a la anestesia y que se aseguran de que no se presenta ningún afecto negativo, tanto en peces como en el consumo posterior para el consumidor. Además de ser un anestésico compatible con el ambiente en bajas dosis, debe ser manipulado y desechado por personal calificado. Además, se destaca por su fácil manipulación, bajo costo y fácil método de extracción o de generación del anestésico de manera casera (Ajila, 2019; Iwama et al., 1994; Javahery et al., 2012; Ross & Ross, 2008). Métodos y mecanismo de acción de la anestesia. El método de administración del anestésico de clavo de olor es mediante inmersión o de manera local. El anestésico debe ser preparado previamente en una concentración 1:10 (eugenol; etanol) en el caso de administración mediante inmersión, para que este pueda ser soluble en el agua. El aceite de clavo de olor es altamente lipofílico, lo que su efecto es eficaz al momento de ser absorbido por los tejidos corporales (grasa y cerebro) (Ajila, 2019; Javahery et al., 2012; Sánchez, 2023). Al momento de ser administrado, este ingresa mediante las branquias, hacia el torrente sanguíneo y se distribuye por el organismo. El eugenol se metaboliza rápidamente posterior a la inmersión, y se excreta de manera casi completa mediante la orina, dentro de las 24 horas posteriores al procedimiento (Javahery et al., 2012; Sánchez, 2023). Dosis de aplicación Las dosis de anestésico para procedimientos, depende de diversos factores, como la especie, el tamaño corporal, la cantidad o densidad de ejemplares que se encuentran dentro de un mismo baño de inmersión, como la calidad de agua (Iwama et al., 1994). Para procedimientos mínimos (manipulación de ejemplares para poder obtención de datos biométricos y transporte), se requiere una dosis más baja, ya que solo se requiere una sedación ligera o profunda. Para procedimientos más invasivos como cirugías, se requiere dosis más altas para llegar a una anestesia quirúrgica, lo que induciría de manera más rápida la anestesia quirúrgica y que se mantenga en un tiempo prolongado (Javahery et al., 2012). La dosis optima de inducción efectiva, varían entre 50-100 mg/L-1 (Javahery et al., 2012; Ross & Ross, 2008).El aumento de temperatura puede aumentar la eficacia del anestésico, como también disminuir el tiempo de recuperación, debido a la alta tasa metabólica que se produce en altas temperaturas (Javahery et al., 2012) Aplicación en ejemplares La aplicación de dosis para inducir anestesia depende de diversos factores, como la especie, tamaño, peso, tipo de procedimiento, condiciones ambientales, etc. Es por ello por lo que no existe una dosis fija para peces. Sin embargo, todas las dosis empleadas son eficaces, para lograr cierto grado de anestesia.(Ayala, 2014) La eficacia del eugenol abarca desde peces de agua dulce como de agua salada, aumentando su eficacia en temperaturas altas.(Ayala, 2014; Javahery et al., 2012) Tabla 4: Dosis de aplicación del anestésico de clavo de olor en ejemplares. ( Fuente: Elaboración propia) Ejemplares Dosis Referencia Anguilla reinhardii 2-120 mg L -1 (Ross & Ross, 2008) Andinocara rivulatus 10 ml/L-1 (Ajila, 2019; Ross & Ross, 2008) Amphiprion sebae 17.5 mg L-1 (Balamurugan et al., 2016) Carassius carassius 15.5-100 ppm Centropristis striata 15-40mg L -1 Colossoma macropomum 65-100 mgL-1 Cyprinuis carpio 30 mg/ L-1 (Ross & Ross, 2008) (Javahery et al., 2012) (Javahery et al., 2012; Ross & Ross, 2008) (Javahery et al., 2012; Ross & Ross, 2008) (Velisek et al., 2005) Chirostoma jordani 5 - 13 μL/L (Vázquez et al., 2013) Dentex dentex 40 ppm (Garcia et al., 2002) Dicentrarchus labrax 40 ppm (Garcia et al., 2002) Diplodus puntazo 40 ppm (Garcia et al., 2002) Esox lucius 0.02-0.06 ml L -1 (Zaikov et al., s. f.) Ictalurus punctatus 100 ppm / 100 mg L -1 Liza parsia 80ppm Metynnis schreitmuelleri 80mg L-1 Micropterus dolomieui 60 mg L-1 Mugil liza 70 mg L-1 (Javahery et al., 2012; Ross & Ross, 2008) (Javahery et al., 2012; Ross & Ross, 2008) (Javahery et al., 2012; Ross & Ross, 2008) (Javahery et al., 2012; Ross & Ross, 2008) (Braz et al., 2017) Oncorhynchus tschawytscha 20ppm Oncorhynchus mykiss 40-60 mg L-1 / 9 ppm Oncorhynchus nerka 50 mg L -1 (Javahery et al., 2012; Ross & Ross, 2008) (Javahery et al., 2012; Keene et al., s. f.; Ross & Ross, 2008) (Woody et al., 2002) Oreochromis niloticus 150-175 mg L -1 (Ribeiro et al., 2015) Oreochromis mossambicus 50-100 mg/L -1 (Nambiar et al., 2024) Phoxinus erythrogaster 40-60mg L -1 (Ross & Ross, 2008) Pomacentrus amboiensis 0.013-0.027 M (Ross & Ross, 2008) Piaractus brachypomus 50 mg/L -1 (Sorroza et al., 2020) Pseudoplatystoma metaense 50-70 mg/L-1 (Sorroza et al., 2020) Pterophyllum scalare 40 mg/L-1 (Millán-Ocampo et al., s. f.) Salmo gairdneri 80 mg l -1 Seriola dumerii 40 mg L -1 / 40 ppm Siganus argenteus 25 ppm Siganus lineatus 100 mg l -1 Sparus aurata 40 ppm (Javahery et al., 2012; Ross & Ross, 2008) (Javahery et al., 2012; Ross & Ross, 2008) (Javahery et al., 2012; Ross & Ross, 2008) (Javahery et al., 2012; Ross & Ross, 2008) (Garcia et al., 2002) Xiphophorus maculatus 100-200 mg L -1 (Hoshiba et al., 2015) Ventajas y desventajas El anestésico de clavo de olor presenta diversas ventajas, siendo ellas, que es usado desde la antigüedad como anestésico suave, ser uno de los anestésicos más potentes y su efecto puedo aumentar si se aumenta su temperatura, y abarcar una larga historia como anestésico empleado en humanos, es de muy bajo costo y de fácil acceso, además de que se absorbe y elimina de una manera rápida, no requiere un tiempo excesivo de inducción y recuperación, está considerado por la FDA, clasificando como sustancia generalmente conocida como segura (GRAS), es decir, anestésico seguro para el consumo y no requiere aprobación previa por parte de la FDA (Nutrition, 2023), en comparación a otros anestésicos que se encuentran prohibidos o deben permanecer en un tiempo de eliminación de la musculatura de los ejemplares, su implementación es de fácil uso, lo que no necesita personal calificado para su manipulación, y no es dañino para el personal, presenta rangos amplios de seguridad y baja mortalidad, destacando que es un anestésico amigable o biodegradable (Iwama et al., 1994; Javahery et al., 2012; Ross & Ross, 2008; Sorroza et al., 2020; Vargas-Vargas, 2017).La desventaja del anestésico de clavo de olor, en base a estudios recientes, se han encontrado efectos tóxicos en relación a la hiperexcitabilidad neuronal de los ejemplares (Sánchez, 2023) Efectos secundarios Como efecto secundario de la implementación del anestésico de clavo de olor, la disminución del crecimiento fue significativo en peces que tuvieron reiteradas inducciones con el anestésico de clavo de olor , sin embargo, se sugiere que esto se debe a los cambios fisiológicos en relación a la hematología de los individuos expuestos a anestésicos, a pesar de que hay diversos factores, como, la calidad de agua, sexo, época del año, entre otros, que de igual manera pueden afectar y amplificar las respuestas o los cambios fisiológicos (Javahery et al., 2012). Precauciones Como todo anestésico, este debe presentar medidas precautorias en relación a su manipulación, utilizando implementos de seguridad, para evitar el contacto con los ojos y membranas mucosas, ya que se clasifica como un irritante, generando corrosión o irritaciones cutáneas, respiratorias y oculares, es nocivo en caso de ingesta o inhalado (Iwama et al., 1994; Ross & Ross, 2008; Roth, 2021). Discusión y conclusión. El uso de anestésicos dentro de la acuicultura es de suma importancia, principalmente para mejorar protocolos, facilitando al personal y el bienestar de los ejemplares de cultivo, evitando estrés y posibles enfermedades. Entre las alternativas de anestésicas químicas, destaca el anestésico en base a clavo de olor o eugenol, debido a que este presenta propiedades anestésicas, además de ser eficaz, de bajo costo, presenta compatibilidad con el ambiente en bajas dosis y presentar pocos efectos adversos en comparación a los demás anestésicos químicos. El anestésico de clavo de olor es una alternativa prometedora dentro del campo de la acuicultura, cumple con requisitos y se encuentra certificado por la FDA, pero aun así se quiere implementar más estudios en relación al anestésico, ya que, al ser relativamente nuevo, se encuentra poca información en comparación a los que se pueden encontrar con los demás anestésicos. En general, la implementación de nuevas alternativas anestésicas que no generen un daño tanto para el personal calificado, los ejemplares de cultivo y el ambiente, ayuda a generar practicas acuícolas más responsables y sostenibles con el pasar de los años. Referencias Ajila, C. (2019). Aplicación de anestésico artesanal de aceite de clavo. http://repositorio.utmachala.edu.ec/handle/48000/13828 Ayala, N. (2014). Estudio comparativo de los efectos de los anestésicos metanosulfonato de tricaína (MS-222) y eugenol, para su uso en el pez cebra Danio rerio como modelo experimental. Balamurugan, J., Ajith Kumar, T. 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