TERCERA EDICIÓN Esta página se deja intencionalmente en blanco TERCERA EDICIÓN THERESA WELCH FOSSUM, DVM, MS, PhD Diplomate ACVS Tom and Joan Read Chair in Veterinary Surgery; Director of Cardiothoracic Surgery and Biomedical Devices, Michael E. DeBakey Institute; Professor of Surgery Texas A&M University College of Veterinary Medicine College Station, Texas LAURA PARDI DUPREY DONALD O’CONNOR Medical Illustrators Con más de 2100 ilustraciones ELSEVIER Es una publicación Versión en español de la tercera edición de la obra en inglés Small Animal Surgery Copyright © MMVII Mosby Inc., an Elsevier Imprint Revisión científica: Alicia Caro Vadillo Profesora de Patología Facultad de Veterinaria. Universidad Complutense de Madrid © 2009 Elsevier España, S.L. Travessera de Gràcia, 17-21 08021 Barcelona, España Fotocopiar es un delito (Art. 270 C.P.) Para que existan libros es necesario el trabajo de un importante colectivo (autores, traductores, dibujantes, correctores, impresores, editores...). El principal beneficiario de ese esfuerzo es el lector que aprovecha su contenido. Quien fotocopia un libro, en las circunstancias previstas por la ley, delinque y contribuye a la «no» existencia de nuevas ediciones. Además, a corto plazo, encarece el precio de las ya existentes. Este libro está legalmente protegido por los derechos de propiedad intelectual. Cualquier uso fuera de los límites establecidos por la legislación vigente, sin el consentimiento del editor, es ilegal. Esto se aplica en particular a la reproducción, fotocopia, traducción, grabación o cualquier otro sistema de recuperación de almacenaje de información. ISBN edición original: 978-0-323-04439-4 ISBN edición española: 978-84-8086-366-7 Traducción y producción editorial: GEA CONSULTORÍA EDITORIAL, S.L.L. Advertencia La veterinaria es un área en constante evolución. Aunque deben seguirse unas precauciones de seguridad estándar, a medida que aumenten nuestros conocimientos gracias a la investigación básica y clínica habrá que introducir cambios en los tratamientos y en los fármacos. En consecuencia, se recomienda a los lectores que analicen los últimos datos aportados por los fabricantes sobre cada fármaco para comprobar la dosis recomendada, la vía y duración de la administración y las contraindicaciones. Es responsabilidad ineludible del médico determinar las dosis y el tratamiento más indicado para cada paciente, en función de su experiencia y del conocimiento de cada caso concreto. Ni los editores ni los directores asumen responsabilidad alguna por los daños que pudieran generarse a personas o propiedades como consecuencia del contenido de esta obra. El editor Este libro está dedicado a mi esposo, Matt Miller y a mis hijos, Chase y Kobe, que hicieron un sacrificio personal mientras lo escribía; a los veterinarios de todo el mundo, y a todos los estudiantes de Veterinaria. Esta página se deja intencionalmente en blanco S O B R E Theresa W. Fossum, DVM, MS, PhD, Diplomate ACVS. Theresa W. Fossum es profesora de Cirugía y titular de la cátedra Tom and Joan Read Chair in Veterinary Surgery en la Texas A&M University. También es directora de Cirugía Cardiotorácica y Dispositivos Biomédicos en el Michael E. DeBakey Institute de la Texas A&M University. La Dra. Fossum obtuvo su título en el Washington State University College of Veterinary Medicine en 1982. Después de realizar un internado en el Santa Cruz Veterinary Hospital el año siguiente, pasó a hacer la residencia en Cirugía en la Ohio State University. Recibió la acreditación en Cirugía (ACVS) en 1987 y aquel mismo año pasó a formar parte del cuerpo docente de la Texas A&M University. En 1992 obtuvo su doctorado en Microbiología Veterinaria. Las principales áreas de interés de la Dra. Fossum son las enfermedades de los aparatos respiratorio y cardiovascular, incluyendo las técnicas de circulación extracorpórea. La Dra. Fossum es autora de numerosos artículos sobre quilotórax y otras enfermedades respiratorias que requieren tratamiento quirúrgico. Es la investigadora principal de numerosos proyectos de investigación, así como de la evaluación del dispositivo de asistencia ventricular de DeBakey en un modelo de ternera, la evaluación de los factores angiógenos en el tratamiento de la isquemia miocárdica y las adaptaciones vasculares en la hipertensión. La Dra. Fossum es miembro del Board of Directors of the National Space Biomedical Research Institute y pertenece al Board of Governors for the Foundation for Biomedical Research. La Dra. Fossum ha recibido los premios Wiley Distinguished Professor of Veterinary Medicine Award y Carl J. Norden Distinguished Teacher Award de la Texas A&M University. En 2004 recibió el premio Texas Society for Biomedical Research Award en reconocimiento y agradecimiento a sus muchos años de dedicación a la ciencia, la investigación y las comunidades médicas del estado de Texas. La Dra. Fossum, junto con el Dr. Michael E. DeBakey, fundó la CARE Foundation en 2004 para constituir una infraestructura para que la medicina veterinaria realizara investigaciones utilizando animales con enfermedades espontáneas. Es presidenta de la organización. L O S A U T O R E S Cheryl S. Hedlund, DVM, MS, Diplomate ACVS, Professor of Surgery, Louisiana State University, School of Veterinary Medicine. La Dra. Hedlund cursó la carrera en la Iowa State University, participó en un internado en Santa Cruz, California, y realizó la residencia y un programa de maestría en la Texas A&M University. Ha sido profesora de la Louisiana State University durante 25 años, y durante muchos años ha sido Chief of Companion Animal Surgery y ha ocupado otros muchos puestos directivos. Es muy respetada en el campo de la cirugía veterinaria, especialmente por su experiencia en la cirugía del aparato respiratorio superior. La Dra. Hedlund es una conferenciante habitual en reuniones nacionales e internacionales. Con frecuencia presenta artículos en publicaciones sometidas a revisión externa y es autora de muchos capítulos de libros. Es coeditora del Clinical Atlas of Ear, Nose and Throat Diseases in Small Animals, publicado por Schlütersche en 2002. Ha sido miembro de los comités de revisión editorial de las revistas Veterinary Surgery y Journal of the American Animal Hospital Association y actúa como revisora ad hoc de otras revistas. La Dra. Hedlund es miembro fundador de la Ear, Nose and Throat Association y de la Society of Soft Tissue Surgery, ha pertenecido al Comité de Acreditación de la ACVS, y es miembro de la AVMA y de la AAHA, entre otras organizaciones profesionales. Ann L. Johnson, DVM, MS, Diplomate ACVS, Professor, Department of Veterinary Medicine, College of Veterinary Medicine, University of Illinois. La Dra. Johnson es una cirujana y profesora de Cirugía Ortopédica Veterinaria reconocida internacionalmente. Ha recibido los premios University of Illinois Award for Excellence in Graduate and Professional Teaching y Purdue Outstanding Alumna Award in recognition of Distinguished Performance in Teaching, Research, and Organized Veterinary Medicine. Ha sido invitada a dar conferencias y a impartir cursos en toda América, Europa y Australia. Participa activamente en la organización de programas de educación continuada y es miembro del Comité y ha sido elegida presidenta de la Western Veterinary Conference. Su labor investigadora es importante, y ha publicado numerosos artículos en revistas y capítulos de libros. La Dra. Johnson ha sido miembro activo de numerosos comités de la ACVS desde 1985 y fue elegida presidenta de la ACVS en 1996. También es miembro de la AVMA, de AO-Vet y de la Veterinary Orthopedic Society. viii SOBRE LOS AUTORES Kurt S. Schulz, DVM, MS, Diplomate ACVS, Associate Professor of Small Animal Surgery, University of California, Davis; Staff Surgeon, Animal Medical Center of New England, Nashua, New Hampshire. El Dr. Schulz tiene un extenso programa de investigación y da conferencias en todo el mundo sobre artroscopia, displasia de codo canina, sustitución articular y tratamiento de la artrosis. Ha sido Chief of Small Animal Surgery en la University of California Davis desde 1999 hasta 2003 y actualmente pertenece al Comité de Examinadores del American College of Veterinary Surgeons. Sus otras publicaciones incluyen: Small Animal Arthroscopy y Pet Lovers Guide to Canine Joint Disease and Osteoarthritis. Es miembro activo de la Veterinary Orthopedic Society, de AO-Vet y de la ACVS. Howard B. Seim, III, DVM, Diplomate ACVS, Associate Professor and Chief of Small Animal Surgery, Department of Clinical Sciences, Colorado State University. El Dr. Seim ha recibido muchos galardones por su capacidad docente. Fue correceptor del premio 1993 Merck AGVET Award for Creative Teaching y recibió el premio Colorado State University’s N. Preston Davis Award for Instructional Innovation en 1995. El Dr. Seim ha ejercido la docencia durante 25 años y ha sido asesor activo de estudiantes, internos y residentes. El Dr. Seim ha sido reconocido por su conocimiento y su experiencia en el campo de la neurocirugía. Ha presentado innumerables trabajos científicos en este campo y ha sido autor o coautor de muchos capítulos de libros. El Dr. Seim ha obtenido financiación para diversos proyectos de investigación, particularmente para el desarrollo de implantes para la artrodesis vertebral y la sustitución discal. Ha sido miembro del Comité de revisión editorial de las revistas Journal of the AVMA, Veterinary Surgery y Journal of Feline Medicine and Surgery. El Dr. Seim ha pertenecido al Comité de Exámenes de la ACVS desde 1991 hasta 1995 y ha sido miembro del Comité Directivo desde 1998 hasta 2000. Michael D. Willard, DVM, MS, Diplomate ACVIM, Professor, Department of Small Animal Medicine and Surgery, College of Veterinary Medicine, Texas A&M University. El Dr. Willard es internista especializado en gastroenterología, endoscopia, pancreatología y hepatología. El Dr. Willard ha recibido varios premios por su excelencia docente desde 1987, entre ellos el 1994 National Norden Award. Además, ha realizado numerosas presentaciones clínicas y ha realizado varias investigaciones en problemas digestivos. El Dr. Willard ha sido secretario de la especialidad de Medicina Interna y presidente de la Comparative Gastroenterology Society. Es revisor de varias revistas veterinarias. Ha publicado numerosos artículos en revistas y varias monografías y capítulos de libros. CONSULTORA EN RADIOLOGÍA Anne Bahr, DVM, MS, Diplomate ACVR. Assistant Profesor and Chief of Radiology, Department of Large Animal and Clinical Sciences, Texas A&M University. La Dr. Bahr es directora ayudante del Comité de Exámenes en Radiología de 2006. Ha revisado todo el contenido de técnicas de imagen y ha aportado su experiencia sobre las técnicas radiológicas que se han utilizado en el libro Cirugía en pequeños animales. CONSULTORA EN ANESTESIA Gwendolyn L. Carroll, MS, DVM, Diplomate ACVA. Professor, Anesthesiology, Department of Small Animal Medicine and Surgery, College of Veterinary Medicine, Texas A&M University. El principal área de interés de la Dra. Carroll es la analgesia perioperatoria. También tiene titulación en acupuntura por la International Veterinary Acupuncture Society. La Dra. Carroll pertenece a la ACVA y a la International Veterinary Academy of Pain Management. Es autora de varias publicaciones en revistas sometidas a revisión externa y de capítulos en libros, así como de un libro de texto sobre el tratamiento del dolor en pequeños animales. Ha sido la responsable de revisar y verificar la mayoría de los regímenes anestésicos y de las dosis incluidos en Cirugía en pequeños animales. Kim Knap, BS, CVT, CCRP, Technician, Orthopedic Services, University of Illinois. Kim ha colaborado en el capítulo 12, «Fundamentos básicos de la rehabilitación física», y en las estrategias de rehabilitación física en las partes de cirugía ortopédica y neurocirugía de este libro de texto. Deseamos expresar nuestro agradecimiento especial a Ralph Hamor por haber revisado el capítulo de cirugía oftalmológica y a Curtis Dewey por haber revisado la parte de neurocirugía. También queremos expresar nuestro agradecimiento especial al Dr. Chris Orton, que contribuyó al capítulo original de patología cardiovascular en la primera edición. P R Ó L O G O En esta tercera edición de Cirugía en pequeños animales se han realizado cambios importantes para reflejar la información más actual en un formato más útil y cómodo que el anterior. Al incluir ahora una edición electrónica, la obra ofrece una forma de aprendizaje nueva y dinámica, además del libro tradicional. Estamos sumamente orgullosos de esta tercera edición y esperamos haber cumplido nuestros objetivos. Siguiendo las ediciones anteriores, hemos mantenido nuestros objetivos iniciales de utilizar: 1) un número limitado de colaboradores; 2) un material gráfico excelente y consistente, y 3) un formato adecuado y uniforme que varía muy poco entre los distintos capítulos. A lo largo de todo el libro, hemos actualizado los procedimientos quirúrgicos con información nueva que se ha publicado desde que se imprimieron las ediciones anteriores, y en muchos casos hemos añadido descripciones de procedimientos completamente nuevos que no se utilizaban, o se utilizaban muy poco, cuando se publicaron las ediciones anteriores. Nuestro objetivo era asegurarnos de que el libro estuviera lo más actualizado posible. Aunque siempre ha sido nuestro deseo proporcionar información clínicamente útil en lugar de un monólogo sobre los resultados de la investigación de un tema concreto, hemos tenido en cuenta la necesidad de revisar las últimas investigaciones para proporcionar una bibliografía actualizada y una lista de lecturas recomendadas al final de cada capítulo. La lista de lecturas recomendadas contiene una breve descripción del artículo y las razones por las que el autor lo considera importante. En la edición electrónica, la bibliografía y la lista de lecturas seleccionadas están enlazadas directamente con el artículo original, para que lector pueda acceder a él fácilmente. En esta edición revisada hemos tenido la suerte de contar con la ayuda de muchos cirujanos que participaron en las ediciones anteriores. Como en estas, la mayor parte de este libro ha sido escrito por cinco cirujanos y un internista. El Dr. Howard y yo somos responsables de la primera parte, «Principios quirúrgicos generales», mientras que el Dr. Mike Willard ha contribuido a lo largo de todo el libro con material sobre la endoscopia y la cirugía mínimamente invasiva. La Dra. Cheryl HedLund y yo somos responsables de la segunda parte, «Cirugía de tejidos blandos», y la Dra. Ann Johnson y el Dr. Kurt Achulz se han encargado de la tercera parte, «Cirugía ortopédica». El Dr. Howard Seim ha contribuido con la parte IV, «Neurocirugía». La Dra. Gwen Carroll ha escrito el capítulo sobre el tratamiento del dolor (capítulo 13). Como novedad en esta edición, la Dra. Anne Bahr ha revisado todas las secciones sobre técnicas de imagen y ha aportado sus conocimientos con muchas figuras nuevas. Por último, el Dr. Mike Willard ha revisado y aportado su punto de vista sobre muchos de los capítulos para que pudiéramos ofrecer la información más actualizada sobre el tratamiento médico de las enfermedades quirúrgicas. FORMATO Además de añadir información nueva importante, también hemos revisado el formato del libro. Hemos agrupado las intervenciones de cirugía mínimamente invasiva en un capítulo básico y hemos incluido la descripción de estas intervenciones en el capítulo específico donde pueden aplicarse (p. ej., la pericardiectomía toracoscópica después de la pericardiectomía quirúrgica). Creemos que este nuevo formato será práctico y fácil de utilizar para los lectores. Para que el libro siga teniendo un tamaño razonable, algunas de las intervenciones que se realizan con menos frecuencia y que se explicaban con detalle en la segunda edición se incluyen en la edición electrónica de una forma totalmente accesible para que puedan consultarse con facilidad. Como en las ediciones anteriores, creemos que para tener éxito, los cirujanos deben conocer en profundidad los problemas importantes relacionados con el diagnóstico, deben conocer los diagnósticos posibles y deben tener una visión completa de los temas preoperatorios relativos a la enfermedad o el estado del animal. Estas cuestiones se describen en el libro. Además, se ofrece información detallada sobre la anestesia, la anatomía quirúrgica, la cicatrización de las heridas, las cuestiones postoperatorias y las posibles complicaciones. Las técnicas quirúrgicas se describen con detalle, lo que proporciona al lector una descripción exhaustiva y completa de cada intervención. Las técnicas quirúrgicas se presentan en cursiva y en color azul para que sea más fácil distinguirlas del resto del texto. Las ediciones anteriores recibieron muchos elogios por su formato coherente y fácil de utilizar. Hemos mantenido el mismo formato, ampliándolo cuando lo hemos considerado necesario. Como sabemos que los veterinarios están muy ocupados, hemos incluido tablas en el texto para proporcionar una referencia fácil y reducir el tiempo empleado en buscar la posología de los fármacos y otra información importante. Para evitar la duplicación excesiva del material a lo largo del libro, en algunos casos hemos referido a los lectores a otras páginas; sin embargo, al hacerlo hemos intentado proporcionar el número de página específico de la referencia para ayudarle a encontrar la información tan rápida y fácilmente como sea posible. FORMATO GENERAL Este libro tiene cuarenta y un capítulos y está organizado en cuatro partes. Los primeros catorce capítulos de la parte I, «Principios quirúrgicos generales», se han escrito pensando en los estudiantes de Veterinaria y en los veterinarios. La información que contienen estos capítulos es la que enseñamos a nuestros estudiantes en los cursos de introducción a la cirugía. Estos capítulos contienen información detallada sobre los principios básicos de las técnicas de esterilización, el instrumental quirúrgico, las suturas, los cuidados preoperatorios y el uso racional de antibióticos. Hemos actualizado la sección sobre las técnicas de esterili- x PRÓLOGO zación para incluir los nuevos avances en cuanto a la limpieza y/o las soluciones preparadas sin agua que pueden ser útiles para los cirujanos veterinarios. El capítulo 11 contiene información sobre los cuidados postoperatorios, incluyendo la alimentación de los pacientes quirúrgicos. Puesto que la nutrición afecta a muchos sistemas orgánicos y es un complemento importante del tratamiento, en este capítulo hemos incluido información detallada sobre las técnicas de hiperalimentación. El capítulo 12 es nuevo, en él se analizan los principios básicos de la rehabilitación física en los pacientes veterinarios. Creemos que la rehabilitación se utiliza poco en la medicina veterinaria. Además de en este capítulo, en los capítulos sobre ortopedia y neurología pueden encontrarse recomendaciones específicas sobre la rehabilitación física. También hemos ampliado el capítulo 13 «Tratamiento analgésico multimodal perioperatorio», añadiendo información importante para los veterinarios clínicos. El capítulo 14 es nuevo, y en él se describen los principios básicos de la cirugía mínimamente invasiva, incluyendo una selección del instrumental y los cuidados y las técnicas básicas. Como hemos indicado antes, hemos incluido las intervenciones mínimamente invasivas específicas en los capítulos correspondientes de este libro, porque entendemos que así el material será más útil y práctico para los veterinarios que disponen de poco tiempo. También hemos ampliado las descripciones de las técnicas mínimamente invasivas a lo largo del texto. Puesto que Kurt Schulz se ha sumado a nosotros como autor, hemos ampliado mucho el tema de la artroscopia en la parte III y hemos añadido información sobre muchas intervenciones ortopédicas. Las partes II, III y IV contienen información sobre cirugía de los tejidos blandos, cirugía ortopédica y neurocirugía, respectivamente. Los capítulos se han dividido en una sección en la que se describen los principios generales y en otra sobre enfermedades específicas. La sección «Principios y técnicas generales» comienza con las definiciones de los procedimientos y los términos que tienen importancia para el sistema orgánico que se describe. En los siguientes apartados se ofrece información sobre temas preoperatorios y consideraciones anestésicas. Después se analiza el uso de antibióticos (incluyendo las recomendaciones para la profilaxis con antibióticos) y se incluye una breve descripción de la anatomía quirúrgica que debe tenerse en cuenta. Es frecuente que en los libros de cirugía no se dé importancia a la anatomía quirúrgica, o que la estructura no se corresponda con las técnicas de un capítulo determinado. Como en las ediciones anteriores, hemos superado este problema incluyendo esta información como un epígrafe independiente y coherente bajo «Principios y técnicas generales». Las técnicas quirúrgicas que pueden utilizarse en varias enfermedades también se describen en esta sección. Sin embargo, si una intervención quirúrgica es específica para una enfermedad en concreto, se describe junto con la descripción específica de la enfermedad. Después de la descripción de las técnicas quirúrgicas se incluye una breve descripción de la cicatrización del órgano o tejido específico, así como del material de sutura y el instrumental especial que se utiliza. Los últimos epígrafes de la sección «Principios y técnicas generales» son «Cuidados y evaluación postoperatorios», «Complicaciones» y «Consideraciones especiales según la edad». La sección «Enfermedades específicas» de cada capítulo empieza con las definiciones y, cuando es pertinente, los sinónimos de las enfermedades y las técnicas. A continuación se analizan las consideraciones generales y la fisiopatología clínicamen- te relevante. Esta información está destinada a proporcionar un material práctico para abordar los casos, más que para servir como un texto complementario sobre fisiopatología. Las discusiones sobre los diagnósticos son detalladas e incluyen información sobre los factores predisponentes, la anamnesis, los hallazgos de la exploración física, las técnicas de imagen utilizadas para hacer el diagnóstico y las anomalías de laboratorio pertinentes. Se incluyen apartados sobre el diagnóstico diferencial y el tratamiento médico de los animales afectados. A continuación se incluyen descripciones detalladas de las técnicas quirúrgicas importantes. Hemos intentado describir las técnicas que más se utilizan, pero hemos mencionado nuestra preferencia por un método en particular. En los libros de texto sobre cirugía no suele prestarse atención a la colocación del paciente para una intervención determinada; para evitar esto, nosotros hemos incluido esta información en un epígrafe independiente y coherente. El resto de la sección «Enfermedades específicas» trata de los cuidados postoperatorios de los pacientes quirúrgicos, las complicaciones que pueden producirse y el pronóstico. FORMATO GENERAL DE LOS CAPÍTULOS I. II. Principios y técnicas generales A. Definiciones B. Tratamiento preoperatorio C. Anestesia D. Antibióticos E. Anatomía quirúrgica F. Técnica quirúrgica G. Cicatrización de la herida H. Materiales de sutura e instrumental especial I. Cuidados y evaluación postoperatorios J. Complicaciones K. Consideraciones especiales según la edad Enfermedades específicas A. Definiciones B. Consideraciones generales y fisiopatología clínicamente relevante C. Diagnóstico 1. Presentación clínica a. Factores predisponentes b. Anamnesis 2. Hallazgos en la exploración física 3. Diagnóstico por imagen 4. Hallazgos de laboratorio D. Diagnóstico diferencial E. Tratamiento médico F. Tratamiento quirúrgico 1. Tratamiento preoperatorio 2. Anestesia 3. Anatomía quirúrgica 4. Colocación G. Técnica quirúrgica H. Materiales de sutura e instrumental especial I. Evaluación y cuidados postoperatorios J. Complicaciones K. Pronóstico PROTOCOLOS DE ANESTESIA En la mayoría de los libros de texto de cirugía no se menciona la anestesia o se incluye en capítulos independientes al final del Prólogo libro. Suele resultar difícil para los veterinarios ocupados acceder a esta información y relacionarla con el caso en el que están trabajando. Por ello, en la sección «Enfermedades específicas» de cada capítulo hemos incluido las recomendaciones sobre anestesia para los animales con una enfermedad o un trastorno determinado. Como en la primera edición, la Dra. Gwen Carroll nos ha asesorado sobre este tema. Gwen ha sido la responsable de revisar la información sobre anestesia general para cada sistema orgánico que se incluye en las secciones «Principios y técnicas generales». En este libro también se han incluido numerosos protocolos anestésicos recomendados, incluyendo la posología de los fármacos. Aunque sabemos que muchos veterinarios prefieren los protocolos que utilizan habitualmente y que ya conocen, los protocolos que se ofrecen en este libro han demostrado ser un recurso útil para los estudiantes y los doctores. BIBLIOGRAFÍA Como con las ediciones anteriores, en lugar de proporcionar una lista extensa de la bibliografía disponible, hemos preferido incluir un número limitado de referencias. Pensamos que, puesto que existe mucha información bibliográfica informatizada disponible, ya no es necesario incluir una lista bibliográfica muy larga. Para poder incluir nuevas referencias en esta edición, hemos suprimido las referencias de hace más de seis años, a no ser que se consideren un clásico. Además, hemos incluido una lista de referencias seleccionadas bajo el epígrafe «Lecturas recomendadas». Después se ofrece una breve descripción de por qué los autores creen que cada artículo es útil o importante. xi Algunas posibilidades fundamentales de la edición electrónica son que pueden tomarse notas, guardar las búsquedas y ver una gran colección de imágenes, que el usuario puede guardar para utilizarlas en presentaciones creadas con PowerPoint. También se incluyen vídeos e imágenes en movimiento de las intervenciones quirúrgicas. CARACTERÍSTICAS ESPECIALES Siempre hemos intentado que utilizar este libro fuera lo más fácil posible. Por ello, hemos ampliado los cuadros «NOTAS», en los que se destacan los temas importantes, los conceptos clave y las precauciones que deben tenerse en cuenta. También hemos añadido más tablas y cuadros con los protocolos del uso de antibióticos, anestésicos y analgésicos. Las tablas y los cuadros siguen un código de colores y se han identificado con distintos iconos para facilitar su acceso. Como en la primera edición, hemos incluido cientos de tablas y de cuadros con el resumen de la información más importante. Para facilitar el acceso a estos recursos y que se entiendan mejor, hemos creado iconos y esquemas de colores únicos para las tablas y los cuadros que contienen información del mismo tipo: Analgésicos/tratamiento del dolor Anestésicos/sedación Antibióticos NOVEDADES DE ESTA EDICIÓN Hemos añadido muchos procedimientos nuevos, especialmente en la cirugía de las articulaciones, incluyendo descripciones detalladas de ONMT y de la sustitución completa de cadera, así como técnicas más avanzadas. Aunque nos hemos planteado si era práctico incluir las técnicas avanzadas en este libro, hemos decidido que podría ser muy beneficioso para los veterinarios conocer mejor estas técnicas, incluso aunque prefieran derivar estos casos a un especialista. Con esta perspectiva, hemos marcado algunos procedimientos como avanzados para prevenir a los lectores sobre la dificultad de la intervención. Aunque la dificultad de cualquier intervención depende principalmente de la experiencia del cirujano, los procedimientos señalados como avanzados y marcados con el icono son los que los autores consideran especialmente difíciles, y recomiendan que sólo los realicen expertos con un entrenamiento avanzado o especializado en ese campo. Cálculos Clasificación de las enfermedades Signos clínicos Complicaciones Diagnóstico y diagnóstico diferencial Etiología Generalidades EDICIÓN ELECTRÓNICA Una característica nueva y estimulante de la tercera edición de Cirugía en pequeños animales es la página web de la edición electrónica, que ofrece acceso en línea a todo el libro, además de un contenido que se actualiza semanalmente. La edición electrónica ofrece información actualizada y proporciona más herramientas de aprendizaje para el usuario. Esta edición contiene todo el texto con un motor de búsqueda completo y se actualizará durante toda la vida de la tercera edición. También proporciona estudios de casos, instrucciones para la atención postalta y resúmenes de artículos importantes. Además del motor de búsqueda, la edición electrónica ofrece varias herramientas fáciles de usar que mejorarán el aprendizaje. Tratamiento general Aspectos fundamentales DISEÑO En esta tercera edición, hemos tenido el gran privilegio de trabajar con nuestra ilustradora original, Laura Pardy DuPrey. Además de ser una artista increíble, conoce extremadamente bien la anatomía. También hemos dado la bienvenida a un nuevo artista, Don O’Connor, que ha creado muchas ilustraciones xii PRÓLOGO nuevas que han mejorado los capítulos sobre cirugía ortopédica. Creemos que las ilustraciones de este libro son extremadamente claras y precisas. Hemos añadido muchas ilustraciones nuevas y hemos revisado muchas otras, intentando que este libro se encuentre entre los libros de medicina veterinaria mejor ilustrados. Hemos añadido ilustraciones nuevas sobre las intervenciones que ya aparecían en ediciones anteriores, así como más ilustraciones en color. De hecho, el setenta y cinco por ciento de las ilustraciones de esta edición son en color. En especial, se han modificado la mayoría de las ilustraciones de la sección de cirugía ortopédica. ÍNDICE Creemos que es fundamental incluir un índice extenso. El índice de Cirugía en pequeños animales es completo y exhaustivo. Además, hemos evitado las lecturas con referencias cruzadas para separar las entradas del índice. En vez de ello, hemos optado por duplicar la referencia a la página cada vez que aparece un tema en la lista porque creemos que resulta más útil para los veterinarios. AGRADECIMIENTOS Para que un libro de esta naturaleza se convierta en una obra de calidad son necesarios la participación y el esfuerzo de un gran número de personas. Queremos dar las gracias especialmente a Shelly Stringer, editora de Desarrollo; Stacy Beane, ayudante de Publicación; Penny Rudolph, editora Veterinaria, y al resto del personal de Elsevier que participó en este proyecto. Les agradecemos su entusiasmo, sus palabras de apoyo, sus sugerencias y, sobre todo, su fe en este libro. Sin ellos, esta edición no habría sido posible. También queremos dar las gracias a nuestros mentores y colegas, que nos han inculcado el amor por la cirugía y la dedicación a nuestra profesión. Sin vosotros, este libro no se habría convertido en una realidad. Me gustaría dar las gracias en especial al Dr. Phil Hobson, sus aportaciones, su apoyo y sus palabras de ánimo siguen siendo muy valiosos para mí. A todos los que compraron las ediciones anteriores, apreciamos sus comentarios y consejos. En especial, agradecemos sus opiniones sobre cómo mejorar las ediciones futuras. Esperamos que consideren que hemos hecho un esfuerzo digno en esta edición. Quiero dar las gracias una vez más a mis colaboradores en este libro. Ha sido una bendición para mí haber podido trabajar con algunos de los mejores y más entregados cirujanos veterinarios. Esta edición no ha sido una tarea más fácil que las ediciones anteriores, y su dedicación y su esfuerzo la han convertido en una aportación oportuna y valiosa a la literatura veterinaria. ¡Muchas gracias! Finalmente, me gustaría reconocer el apoyo y el ánimo que me ha dado mi maravillosa familia: mi marido, Matt Miller; mis hijos, Chase y Kobe Miller; mi madre, Marian Smith, y mi suegra, Diane Miller. T. W. Fossum GUÍA DE LOS RECURSOS DE LA EDICIÓN ELECTRÓNICA EN LÍNEA El campo de la cirugía de los pequeños animales está avanzando c onstantemente. La tercera edición de Cirugía en pequeños animales se ha diseñado para que crezca con cada uno de estos nuevos avances a través de la página web de la edición electrónica de Cirugía en pequeños animales, un complemento de este libro de texto revisado que evoluciona constantemente. Los recursos de la página web de la edición electrónica incluyen el texto completo revisado de Cirugía en pequeños animales así como otros recursos que no es posible incluir en los libros impresos. Todos estos recursos acompañan la edición original, por lo que se encuentran en lengua inglesa. A continuación se ofrece una introducción sobre cada uno de los recursos complementarios que se pueden encontrar en la página web de la edición electrónica de Cirugía en pequeños animales, y que constituyen su núcleo. A medida que la cirugía en los pequeños animales siga evolucionando, también lo hará este recurso interactivo. TEXTO COMPLETO EN LÍNEA CON UN MOTOR DE BÚSQUEDA El motor de búsqueda que lo acompaña permite a los usuarios localizar al instante todo el contenido relacionado con un tema determinado. CONTENIDO ACTUALIZADO CONTINUAMENTE La actualización continuada proporcionará al usuario la información más actual sobre las nuevas técnicas de cirugía en pequeños animales durante toda la vida de la tercera edición. Podrá accederse a estas actualizaciones directamente desde las secciones correspondientes del texto. BIBLIOGRAFÍA INTERACTIVA Todo el material bibliográfico de Cirugía en pequeños animales se presenta en un formato que permite hacer búsquedas y que está enlazado directamente, a través de PubMed, con los artículos originales completos y los resúmenes que se mencionaron cuando se creó la tercera edición. PRESENTACIONES DE CASOS Los usuarios pueden acceder a estudios de casos documentados que proporcionan información actualizada extraída del material contenido en el texto y de otros recursos en línea. Los casos incluyen la anamnesis, los síntomas en el momento de la presentación, los resultados de las pruebas, el diagnóstico y las opciones de tratamiento, así como fotografías y radiografías de utilidad clínica. VÍDEOS Las técnicas, las intervenciones y los conceptos más importantes de Cirugía en pequeños animales se han complementado con películas de vídeo de alta calidad a las que se puede acceder directamente a través de las secciones correspondientes. COLECCIÓN DE IMÁGENES ELECTRÓNICAS Todas las imágenes de la tercera edición de Cirugía en pequeños animales se han incluido en la colección de imágenes electrónica. Los usuarios pueden revisar los puntos clave del texto y realizar presentaciones en PowerPoint utilizando el material que pueden obtener directamente de la tercera edición. HOJAS INFORMATIVAS PARA LOS CLIENTES Se proporcionan instrucciones para los cuidados tras el alta de muchas de las intervenciones que se encuentran en el libro Cirugía en pequeños animales en formato PDF. Esta característica hace que los veterinarios accedan fácilmente a las hojas que se han diseñado para que puedan dar a sus clientes información importante sobre sus mascotas. TÉCNICAS QUE SE REALIZAN CON POCA FRECUENCIA Muchas de las intervenciones que se realizan en raras ocasiones y que aparecen en la segunda edición de Cirugía en pequeños animales se presentan ahora en un formato completamente localizable en la edición electrónica. Mediante los enlaces que contiene el texto en línea, el usuario accede directamente a las pautas de actuación detalladas para la realización de intervenciones quirúrgicas poco comunes; también se incluyen ilustraciones y otro material complementario. PLANIFICADOR DE FRACTURAS Los usuarios interesados en mejorar su dominio de la cirugía ortopédica pueden usar este programa interactivo dinámico para realizar una evaluación diagnóstica precisa y un plan quirúrgico viable. Los cirujanos pueden mostrar su plan quirúrgico a los clientes para que sepan mejor lo que pueden esperar, o después de la cirugía para explicarles lo que han hecho. Los estudiantes pueden usar esta herramienta de estudio interactiva para determinar qué abordaje quirúrgico deben utilizar para realizar con éxito una reparación ortopédica. Í N D I C E PARTE I D E Principios quirúrgicos generales 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 PARTE II 15 16 17 18 19 20 21 22 23 Principios de asepsia quirúrgica, 1 Esterilización y desinfección, 9 Medios, equipamiento y personal de cirugía, 15 Atención y mantenimiento del entorno quirúrgico, 19 Atención preoperatoria e intraoperatoria del paciente quirúrgico, 22 Preparación del campo operatorio, 32 Preparación del personal quirúrgico, 38 Instrumental quirúrgico, 47 Biomateriales, sutura y hemostasia, 57 Infecciones quirúrgicas y selección de antibióticos, 79 Atención postoperatoria del paciente quirúrgico, 90 Fundamentos básicos de la rehabilitación física, 111 Tratamiento analgésico multimodal perioperatorio, 130 Principios de la cirugía mínimamente invasiva, 146 Cirugía de tejidos blandos Cirugía del sistema tegumentario, 159 Cirugía del ojo, 260 Cirugía del oído, 289 Cirugía de la cavidad abdominal, 317 Cirugía del aparato digestivo, 339 Cirugía del hígado, 531 Cirugía del sistema biliar extrahepático, 560 Cirugía del sistema endocrino, 573 Cirugía del sistema hemolinfático, 617 C A P Í T U L O S 24 25 26 27 28 29 30 PARTE III 31 32 33 34 35 PARTE IV 36 37 38 39 40 41 Cirugía del riñón y del uréter, 635 Cirugía de la vejiga y de la uretra, 663 Cirugía del aparato genital y reproductor, 702 Cirugía del sistema cardiovascular, 775 Cirugía del aparato respiratorio superior, 817 Cirugía del aparato respiratorio inferior: pulmones y pared torácica, 867 Cirugía del aparato respiratorio inferior: cavidad pleural y diafragma, 896 Cirugía ortopédica Fundamentos de la cirugía ortopédica y manejo de las fracturas, 930 Manejo de fracturas específicas, 1015 Enfermedades articulares, 1143 Manejo de las lesiones y las enfermedades musculares y tendinosas, 1316 Otras enfermedades de los huesos y las articulaciones, 1333 Neurocirugía Fundamentos de neurocirugía, 1357 Cirugía del cerebro, 1379 Cirugía de la columna cervical, 1402 Cirugía de la columna toracolumbar, 1460 Cirugía de la columna lumbosacra, 1493 Enfermedades no quirúrgicas de la columna vertebral, 1514 Í N D I C E D E PARTE I Principios quirúrgicos generales 1 Principios de asepsia quirúrgica, 1 Theresa Welch Fossum Preparación del material quirúrgico, 1 Manipulación y almacenamiento del instrumental y el equipo esterilizados, 4 Vertido de las soluciones en las bateas, 7 2 Esterilización y desinfección, 9 Theresa Welch Fossum Desinfección, 9 Esterilización, 9 Indicadores de la esterilización, 13 3 Medios, equipamiento y personal de cirugía, 15 Theresa Welch Fossum Estructura y diseño del área quirúrgica, 15 Descripción y función de las salas del área quirúrgica, 15 Personal, 18 4 Atención y mantenimiento del entorno quirúrgico, 19 Theresa Welch Fossum Hábitos de limpieza diarios, 19 Hábitos de limpieza semanales y mensuales, 20 5 Atención preoperatoria e intraoperatoria del paciente quirúrgico, 22 C A P Í T U L O S D E T A L L A D O Posición, 34 Preparación de la piel esterilizada, 34 Paños quirúrgicos, 35 7 Preparación del personal quirúrgico, 38 Theresa Welch Fossum Indumentaria quirúrgica, 38 Limpieza quirúrgica, 39 Ponerse la bata de cirujano, 42 Ponerse los guantes, 43 Ponerse los guantes cerrados, 44 Ponerse los guantes abiertos, 44 Ponerse los guantes con ayuda, 44 Quitarse los guantes de forma aséptica, 44 Mantenimiento de la esterilización durante la cirugía, 44 8 Instrumental quirúrgico, 47 Theresa Welch Fossum Clasificación del instrumental, 47 Cuidados y mantenimiento del instrumental, 52 Colocación y organización de la mesa de instrumental, 56 9 Biomateriales, sutura y hemostasia, 57 Theresa Welch Fossum Suturas y selección de las suturas, 57 Otros biomateriales, 63 Técnicas de sutura habituales, 66 Técnicas y materiales hemostáticos, 71 10 Infecciones quirúrgicas y selección Theresa Welch Fossum de antibióticos, 79 Anamnesis, 22 Exploración física, 22 Datos del laboratorio, 22 Determinación del riesgo quirúrgico, 24 Comunicación con el cliente, 25 Estabilización del paciente, 25 Oxigenoterapia, 26 Fluidoterapia, 27 Theresa Welch Fossum y Michael D. Willard 6 Preparación del campo operatorio, 32 Theresa Welch Fossum Restricciones dietéticas, 32 Excreciones, 32 Tratamiento del pelo, 32 Mecanismos de acción de los antibióticos, 79 Causas del fracaso de los antibióticos y mecanismos de la resistencia a los antibióticos, 83 Infecciones quirúrgicas, 83 Uso profiláctico y terapéutico de los antibióticos, 86 11 Atención postoperatoria del paciente quirúrgico, 90 Michael D. Willard y Howard B. Seim, III Abordaje nutricional del paciente quirúrgico, 91 Métodos para proporcionar hiperalimentación, 94 Cálculo de la velocidad y volumen de la alimentación, 109 xvi ÍNDICE DE CAPÍTULOS DETALLADO 12 Fundamentos básicos de la rehabilitación física, 111 Kim Knap, Ann L. Johnson y Kurt Schulz Modalidades de tratamiento, 111 13 Tratamiento analgésico multimodal perioperatorio, 130 Gwendolyn L. Carroll Tratamiento del dolor, 131 Evaluación postoperatoria del paciente, 144 14 Principios de la cirugía mínimamente invasiva, 146 Michael D. Willard y Kurt Schulz Endoscopia: principios generales, equipo y técnicas, 147 Equipo, 149 Mantenimiento del equipo, 152 Técnicas, 153 Artroscopia: principios generales, equipo y técnicas, 154 Equipo, 155 Mantenimiento del equipo, 156 Técnicas generales, 157 Técnicas específicas, 157 Cuidados después de realizar una artroscopia, 157 PARTE II Cirugía de tejidos blandos 15 Cirugía del sistema tegumentario, 159 Cirugía de la cola, 246 Caudectomía, 246 Cirugía de los dedos y almohadillas, 250 Biopsia, 250 Oniquectomía, 251 16 Cirugía del ojo, 260 Cheryl S. HedLund Principios y técnicas generales, 260 Enfermedades específicas, 272 Entropión, 272 Ectropión, 276 Prolapso de la glándula del tercer párpado, 280 Proptosis traumática, 282 Masas palpebrales, 285 17 Cirugía del oído, 289 Theresa Welch Fossum Principios y técnicas generales, 289 Enfermedades específicas, 300 Otitis externa, 300 Otitis media e interna, 304 Otohematomas y lesiones traumáticas de la oreja, 307 Neoplasias de la oreja y del conducto auditivo externo, 312 Pólipos inflamatorios, 314 18 Cirugía de la cavidad abdominal, 317 Cheryl S. HedLund Theresa Welch Fossum Principios y técnicas generales, 159 Cicatrización, 159 Vendajes, 176 Principios de cirugía plástica y reconstructiva, 192 Tensión y elasticidad cutáneas, 192 Colgajos pediculados, 205 Colgajos compuestos, 216 Colgajos epiploicos, 222 Transferencia de colgajos microvasculares, 223 Injertos cutáneos, 224 Tratamiento quirúrgico de patologías cutáneas específicas, 228 Quemaduras y otras lesiones térmicas, 228 Lesiones eléctricas, 232 Congelación, 232 Lesiones químicas, 233 Lesiones por radiaciones, 233 Heridas por mordiscos de animales y abscesos, 235 Mordeduras de serpiente, 235 Úlceras por presión, 237 Higroma de codo, 239 Granuloma por lamido, 240 Quiste dermoide (seno pilonidal), 241 Pioderma interdigital, 242 Pliegues cutáneos redundantes, 242 Principios y técnicas generales, 317 Enfermedades específicas, 322 Hernias umbilicales y abdominales, 322 Hernias inguinales, escrotales y femorales, 325 Peritonitis, 329 Hemoperitoneo, 337 19 Cirugía del aparato digestivo, 339 Cheryl S. HedLund y Theresa Welch Fossum CIRUGÍA DE LA CAVIDAD ORAL Y DE LA OROFARINGE, 339 Principios y técnicas generales, 339 Enfermedades específicas, 350 Fístula oronasal congénita (fisura palatina o paladar hendido), 350 Fístulas oronasales adquiridas, 356 Tumores orales, 361 Mucoceles salivares, 367 CIRUGÍA DEL ESÓFAGO, 372 Principios y técnicas generales, 372 Enfermedades específicas, 384 Cuerpos extraños esofágicos, 384 Estenosis esofágicas, 389 Divertículos esofágicos, 392 Neoplasias esofágicas, 394 Índice de capítulos detallado Hernia de hiato, 396 Invaginación gastroesofágica, 400 Acalasia cricofaríngea, 402 Alteraciones del anillo vascular, 405 CIRUGÍA DEL ESTÓMAGO, 409 Principios y técnicas generales, 409 Enfermedades específicas, 424 Cuerpos extraños gástricos, 424 Dilatación-vólvulo gástrico, 427 Obstrucciones benignas del flujo de salida gástrico, 433 Úlceras y erosiones gástricas, 436 Neoplasia gástrica y enfermedades infiltrativas, 440 CIRUGÍA DEL INTESTINO DELGADO, 443 Principios y técnicas generales, 443 Enfermedades específicas, 462 Cuerpos extraños intestinales, 462 Neoplasia intestinal, 467 Invaginación, 470 Pitiosis, 474 Vólvulo y torsión intestinales, 476 CIRUGÍA DEL INTESTINO GRUESO, 480 Principios y técnicas generales, 480 Enfermedades específicas, 489 Neoplasia, 489 Colitis, 492 Megacolon, 494 CIRUGÍA DEL PERINEO, RECTO Y ANO, 498 Principios y técnicas generales, 498 Enfermedades específicas, 507 Neoplasia anal, 507 Infección e impactación del saco anal, 511 Hernia perineal, 515 Fístulas perianales, 520 Prolapso rectal, 524 Incontinencia fecal, 527 20 Cirugía del hígado, 531 Theresa Welch Fossum Principios y técnicas generales, 531 Enfermedades específicas, 539 Anomalías vasculares portosistémicas, 539 Lesiones cavitarias hepáticas, 554 Neoplasia hepatobiliar, 556 Torsión de lóbulo hepático, 558 21 Cirugía del sistema biliar extrahepático, 560 Theresa Welch Fossum Principios y técnicas generales, 560 Colelitiasis, 567 Mucoceles de la vesícula biliar, 569 Peritonitis biliar, 570 xvii 22 Cirugía del sistema endocrino, 573 Theresa Welch Fossum CIRUGÍA DE LAS GLÁNDULAS ADRENALES Y PITUITARIA, 573 Principios y técnicas generales, 573 Enfermedades específicas, 578 Neoplasia adrenal, 578 Neoplasia hipofisaria, 584 CIRUGÍA DEL PÁNCREAS, 586 Principios y técnicas generales, 586 Enfermedades específicas, 592 Abscesos y seudoquistes pancreáticos, 592 Insulinomas, 595 Gastrinomas, 599 Neoplasia pancreática exocrina, 600 CIRUGÍA DE LAS GLÁNDULAS TIROIDES Y PARATIROIDES, 602 Principios y técnicas generales, 602 Enfermedades específicas, 605 Hipertiroidismo felino, 605 Hiperparatiroidismo, 611 Carcinomas de tiroides en perros, 614 23 Cirugía del sistema hemolinfático, 617 Theresa Welch Fossum CIRUGÍA DEL SISTEMA LINFÁTICO, 617 Principios y técnicas generales, 617 Enfermedades específicas, 620 Linfedema, 620 CIRUGÍA DEL BAZO, 624 Principios y técnicas generales, 624 Enfermedades específicas, 629 Torsión esplénica, 629 Neoplasia esplénica, 631 24 Cirugía del riñón y del uréter, 635 Theresa Welch Fossum Principios y técnicas generales, 635 Enfermedades específicas, 646 Uréter ectópico, 646 Cálculos renales y ureterales, 654 Neoplasia renal y ureteral, 658 Abscesos renales y perirrenales, 660 25 Cirugía de la vejiga y de la uretra, 663 Theresa Welch Fossum Principios y técnicas generales, 663 Anastomosis uretral intrapélvica, 668 Enfermedades específicas, 678 Uroabdomen, 678 Cálculos vesicales y uretrales, 682 Prolapso uretral, 687 Neoplasia uretral y vesical, 689 xviii ÍNDICE DE CAPÍTULOS DETALLADO Incontinencia urinaria, 694 Síndrome urológico felino (cistitis estéril), 698 26 Cirugía del aparato genital y reproductor, 702 Cheryl S. HedLund Tumores laríngeos y traqueales, 852 Tumores nasales, 857 Aspergilosis nasal, 864 29 Cirugía del aparato respiratorio inferior: Principios y técnicas generales, 702 pulmones y pared torácica, 867 CIRUGÍA DEL APARATO REPRODUCTOR DE LA HEMBRA, 729 Theresa Welch Fossum Enfermedades específicas, 729 Neoplasia mamaria, 729 Neoplasia uterina, 735 Piómetra, 736 Prolapso, hiperplasia y tumores vaginales, 743 Prolapso uterino, 745 CIRUGÍA DEL APARATO REPRODUCTOR DEL MACHO, 747 Enfermedades específicas, 747 Hiperplasia prostática, 747 Abscesos prostáticos, 750 Quistes prostáticos, 754 Neoplasia prostática, 757 Neoplasia testicular y escrotal, 759 Hipospadias, 762 Fimosis, 766 Parafimosis, 768 Traumatismo y neoplasia del prepucio y pene, 772 27 Cirugía del sistema cardiovascular, 775 Theresa Welch Fossum Principios y técnicas generales, 775 Enfermedades específicas, 782 Regurgitación mitral, 782 Conducto arterial persistente 784 Estenosis pulmonar, 789 Estenosis aórtica, 792 Comunicación interventricular, 794 Comunicación interauricular, 797 Tetralogía de Fallot, 799 Derrame pericárdico y constricción pericárdica, 801 Neoplasias cardíacas, 808 Bradicardia, 810 28 Cirugía del aparato respiratorio superior, 817 Cheryl S. HedLund Principios y técnicas generales, 817 Enfermedades específicas, 832 Narinas estenóticas, 832 Paladar blando elongado, 835 Eversión de los sáculos laríngeos, 838 Colapso laríngeo, 840 Parálisis laríngea, 842 Colapso traqueal, 847 Principios y técnicas generales, 867 Enfermedades específicas, 879 Traumatismo de la pared torácica, 879 Neoplasia pulmonar, 882 Abscesos pulmonares, 886 Torsión lobular pulmonar, 887 Pectus excavatum, 889 Neoplasia de la pared torácica, 894 30 Cirugía del aparato respiratorio inferior: cavidad pleural y diafragma, 896 Theresa Welch Fossum Principios y técnicas generales, 896 Enfermedades específicas, 903 Hernia diafragmática traumática, 903 Hernia diafragmática peritoneopericárdica, 906 Neumotórax, 908 Derrame pleural, 913 Quilotórax, 915 Piotórax, 922 Timomas, quistes branquiales tímicos y quistes mediastínicos, 926 PARTE III Cirugía ortopédica 31 Fundamentos de la cirugía ortopédica y manejo de las fracturas, 930 Ann L. Johnson Principios y técnicas generales, 930 Planificación quirúrgica, 950 Toma de decisiones para el tratamiento de las fracturas, 952 Reducción de las fracturas, 957 Injertos óseos, 962 Sistemas de fijación de las fracturas, 967 Coaptación externa, 967 Fijación interna, 982 32 Manejo de fracturas específicas, 1015 Ann L. Johnson Fracturas del maxilar y la mandíbula, 1015 Fracturas escapulares, 1029 Fracturas del húmero, 1037 Fracturas diafisarias y supracondilares del húmero, 1037 Fracturas articulares, fisarias y metafisarias del húmero, 1050 Índice de capítulos detallado Fracturas diafisarias del radio y el cúbito, 1058 Fracturas metafisarias y articulares del radio y el cúbito, 1068 Fracturas fisarias del radio y el cúbito, 1073 Fracturas del carpo y el tarso, 1077 Fracturas y luxaciones del metacarpo, el metatarso, las falanges y los huesos sesamoideos, 1081 Fracturas pelvianas, 1087 Luxaciones y fracturas sacroilíacas, 1087 Fracturas del ilion, el isquion y el pubis, 1092 Fracturas acetabulares, 1097 Fracturas del fémur, 1103 Fracturas diafisarias y supracondilares del fémur, 1103 Fracturas metafisarias y articulares del fémur, 1113 Fracturas fisarias del fémur, 1118 Fracturas de la rótula, 1124 Fracturas de la tibia y el peroné, 1126 Fracturas diafisarias de la tibia y el peroné, 1126 Fracturas metafisarias y articulares de la tibia y el peroné, 1135 Fracturas fisarias de la tibia y el peroné, 1139 33 Enfermedades articulares, 1143 Kurt Schulz Principios y técnicas generales, 1143 Enfermedades articulares no quirúrgicas seleccionadas, 1155 Enfermedad articular degenerativa, 1155 Artritis séptica (bacteriana), 1158 Poliartritis rickettsial, 1161 Enfermedad de Lyme, 1162 Poliartritis inmunomediada idiopática no erosiva, 1164 Poliartritis inducida por un proceso inflamatorio crónico, 1165 Sinovitis linfoplasmocitaria, 1165 Poliartritis inducida por lupus eritematoso sistémico, 1166 Artritis reumatoide, 1167 Poliartritis progresiva crónica felina, 1169 Articulación temporomandibular, 1170 Luxación de la articulación temporomandibular, 1170 Displasia de la articulación temporomandibular, 1172 Luxación escapular, 1175 Articulación escapulohumeral, 1176 Osteocondritis disecante del húmero proximal, 1176 Luxación de la articulación escapulohumeral, 1183 Inestabilidad del hombro, 1192 Patología del tendón bíceps, 1194 xix Articulación del codo, 1197 Displasia de codo canina, 1197 Fragmentación de la apófisis coronoides, 1197 Osteocondritis disecante del húmero distal, 1206 Apófisis ancónea no unida, 1209 Luxación traumática del codo, 1213 Luxación o subluxación del codo causada por el cierre prematuro de las fisis distales del radio o el cúbito, 1218 Luxación congénita del codo, 1223 Luxación y subluxación del carpo, 1225 Subluxación del carpo provocada por la lesión del ligamento colateral, 1231 Articulación coxofemoral, 1233 Displasia de cadera, 1233 Luxación coxofemoral, 1246 Enfermedad de Legg-Perthes, 1252 Rodilla, 1254 Rotura del ligamento cruzado craneal, 1254 Rotura del ligamento cruzado caudal, 1276 Lesión del ligamento colateral, 1280 Lesiones de ligamentos múltiples, 1283 Lesión del menisco, 1285 Luxación rotuliana medial, 1289 Luxación rotuliana lateral, 1297 Osteocondritis disecante de la rodilla, 1299 Tarso, 1301 Lesión del ligamento tarsiano, 1301 Osteocondritis disecante del tarso, 1309 34 Manejo de las lesiones y las enfermedades musculares y tendinosas, 1316 Kurt Schulz Principios y técnicas generales, 1316 Contusiones y distensiones musculares, 1316 Laceración de la unidad musculotendinosa, 1318 Rotura de la unidad musculotendinosa, 1322 Mineralización del tendón supraespinoso, 1325 Contracción fibrosa del músculo infraespinoso, 1327 Contractura del cuádriceps, 1328 Miopatía fibrosa, 1330 35 Otras enfermedades de los huesos y las articulaciones, 1333 Kurt Schulz Osteopatía hipertrófica, 1333 Panosteítis, 1334 Osteopatía craneomandibular, 1335 Osteodistrofia hipertrófica, 1336 Neoplasia ósea, 1338 Neoplasia articular, 1352 Osteomielitis, 1353 xx ÍNDICE DE CAPÍTULOS DETALLADO PARTE IV Neurocirugía 39 Cirugía de la columna toracolumbar, 1460 Howard B. Seim, III 36 Fundamentos de neurocirugía, 1357 Howard B. Seim, III Principios y técnicas generales, 1357 Identificación del problema, 1357 Exploración física, 1357 Exploración neurológica, 1358 Localización de la lesión, 1367 Diagnóstico diferencial de los trastornos medulares y métodos diagnósticos, 1368 Diagnóstico por imagen de la columna, 1370 Diagnóstico por imagen del cráneo y el cerebro, 1377 37 Cirugía del cerebro, 1379 Howard B. Seim, III Principios y técnicas generales, 1379 Enfermedades específicas, 1393 Traumatismo craneal, 1393 Neoplasia, 1397 38 Cirugía de la columna cervical, 1402 Howard B. Seim, III Principios y técnicas generales, 1402 Enfermedades discal cervical, 1418 Espondilomielopatía cervical, 1427 Inestabilidad atlantoaxial, 1441 Fracturas y luxaciones de la columna cervical, 1447 Neoplasia de las vértebras cervicales, la médula espinal y las raíces nerviosas, 1455 Principios y técnicas generales, 1460 Enfermedad discal toracolumbar, 1469 Fracturas y luxaciones de la columna toracolumbar, 1480 Neoplasia en las vértebras, la médula espinal y las raíces nerviosas de la región toracolumbar, 1490 40 Cirugía de la columna lumbosacra, 1493 Howard B. Seim, III Principios y técnicas generales, 1493 Enfermedades específicas, 1496 Síndrome de la cauda equina, 1496 Fracturas y luxaciones de la columna lumbosacra, 1503 Neoplasia vertebral y de las raíces nerviosas de la región lumbosacra, 1509 41 Enfermedades no quirúrgicas de la columna vertebral, 1514 Howard B. Seim, III Enfermedades específicas, 1514 Discoespondilitis, 1514 Meningoencefalomielitis granulomatosa, 1518 Mielopatía degenerativa, 1520 Mielopatía isquémica, 1521 CAPÍTULO 1 PA R T E I Principios de asepsia quirúrgica 1 Principios quirúrgicos generales C A P Í T U L O 1 Principios de asepsia quirúrgica Siempre que se altera la integridad de la piel, como ocurre en la cirugía, los microorganismos pueden acceder a los tejidos internos. Las bacterias que contaminan las heridas quirúrgicas suelen proceder de la flora endógena del paciente, del personal de quirófano y del entorno. Para prevenir la contaminación de las heridas, deben seguirse las reglas de la técnica aséptica, que no son simples pautas de actuación, sino las normas del quirófano. Si no se tienen en cuenta, el paciente puede sufrir una infección o una enfermedad. La técnica aséptica se define como los métodos y prácticas que previenen la contaminación cruzada durante la cirugía. Implica la preparación adecuada de las instalaciones y el entorno (v. capítulos 3 y 4), el campo operatorio (v. capítulo 6), el personal quirúrgico (v. capítulo 7) y el material quirúrgico (v. capítulos 2 y 8). Para que se produzca una infección, los microorganismos deben introducirse antes en la herida quirúrgica. Los microorganismos pueden tener un origen exógeno (es decir, proceden del aire, del instrumental quirúrgico, del personal quirúrgico o del paciente) o endógeno (es decir, microorganismos que se originan en el cuerpo del paciente). Es imposible eliminar todos los microorganismos de la herida quirúrgica y del campo estéril; sin embargo, la técnica aséptica limita la exposición del paciente a un número de microorganismos que no resulta nocivo. En la tabla 1.1 se enumeran las reglas de la técnica aséptica y las razones por las que son importantes. «Hasta ahora, ningún microorganismo patógeno ha desarrollado resistencia a la técnica aséptica.» © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. PREPARACIÓN DEL MATERIAL QUIRÚRGICO Independientemente de la técnica de esterilización que se utilice, el instrumental y las prendas de tela (p. ej., toallas, batas y paños quirúrgicos) deben lavarse para eliminar la contaminación macroscópica. El instrumental debe lavarse con desinfectantes adecuados a mano o con un equipo de limpieza por ultrasonidos tan pronto como sea posible después de la cirugía (v. capítulo 8), y debe lavarse la ropa. Los objetos deben envolverse de forma que se facilite la esterilización y la conservación de la esterilidad, sin tener en cuenta la conveniencia o las preferencias del personal. Los materiales que se utilizan para empaquetar el instrumental (p. ej., envoltorios o envases) permiten que penetre el producto esterilizador y mantienen la esterilidad después de la esterilización. Los materiales que mantienen el instrumental estéril durante su transporte y almacenamiento incluyen cartuchos para instrumental perforados envueltos, bolsas de plástico o de papel, sistemas de envasado estériles y paños esterilizados (textiles o sin entretejer). Los materiales de empaquetado deben diseñarse teniendo en cuenta el proceso de esterilización que se va a utilizar (v. tabla 1-2). Los elementos que se van a esterilizar mediante vapor a presión u otros métodos (p. ej., óxido de etileno, plasma) deben envolverse de una forma determinada (v. p. 9). Los materiales del envase también deben ser adecuados para los elementos que se van a esterilizar (v. tabla 1-3). Por ejemplo, no deben utilizarse materiales de papel para envolver instrumentos cortantes, ya que podrían romperlos fácilmente. No deben utilizarse cierres de metal (p. ej., grapas, clips), ya que podrían perforar el envase. Los recipientes estériles suelen ser cajas rígidas hechas de plástico de alto rendimiento, que puede esterilizarse con vapor y es resistente al calor, o están fabricadas con otros materiales en los que puede colocarse y esterilizarse el instrumental. Los recipientes rígidos se utilizaron por primera vez en Alemania a mediados de los años noventa. Su función principal era transportar el instrumental y la ropa estériles. En aquella época no era raro que el material esterilizado se guardara en recipientes para utilizarlo a lo largo de todo el día. El concepto de «recipiente rígido para la esterilización» se introdujo en EE. UU. durante el Congreso de la Association of Operating Room Nurses de 1980. Con el tiempo, los recipientes de esterilización se han ganado la confianza de los profesionales que trabajan en los hospitales. Son resistentes y baratos, ayudan a organizar los paquetes y protegen el instrumental mejor que los paños. Los recipientes cerrados necesitan incorporar filtros (sólo en la tapa, o en la tapa y en el fondo del recipiente) y cierres, precintos y/o sellos que resistan la manipulación. Los recipientes rígidos pueden ser una buena opción si la sala de esterilización es lo bastante grande para guardarlos y si el espacio de almacenamiento actual es suficiente para acomodar el nuevo sistema. Existen recipientes de muchas formas y tamaños para que pueda guardarse la mayoría del instrumental que suele usarse, incluyendo endoscopios, taladros y cámaras. Los paños de esterilización originales eran de muselina de 140 hebras. Estos paños tenían las ventajas de que eran suaves, reutilizables, baratos y absorbentes, y se podían tapar las bande1 2 PARTE I Principios quirúrgicos generales TABLA 1-1 Reglas de la técnica aséptica REGLA MOTIVO Los miembros del equipo quirúrgicos deben permanecer dentro del área estéril. Salir del área estéril puede facilitar la contaminación cruzada. Los miembros del equipo quirúrgico deben hablar lo menos posible. Las gotas de saliva que se liberan al hablar están cargadas de bacterias. El personal debe moverse lo menos posible en el quirófano; sólo debe entrar en el quirófano el personal necesario. Los movimientos dentro del quirófano pueden producir corrientes de aire turbulentas que pueden causar contaminación cruzada. El personal que no se ha lavado no debe entrar en los campos estériles. Puede caer polvo, hilos u otros vehículos de contaminación bacteriana en el campo estéril. Los miembros del equipo que ya se han lavado deben mirarse de frente unos a otros y situarse de frente al campo estéril en todo momento. La espalda de los miembros del equipo no se considera estéril, aunque esté cubierta con una bata. El equipo utilizado durante la cirugía debe esterilizarse. Los instrumentos no estériles pueden ser una fuente de contaminación cruzada. El personal que se ha lavado sólo puede tocar los elementos estériles; el personal que no se ha lavado sólo puede tocar los elementos no estériles. El personal que no se ha lavado y los elementos no esterilizados, pueden ser una fuente de contaminación cruzada. Si existen dudas sobre la esterilidad de un elemento, se considera que está contaminado. El equipo no estéril, contaminado, puede ser una fuente de contaminación cruzada. Las mesas estériles sólo están esterilizadas hasta la altura de la mesa. Los elementos que sobresalen del borde de la mesa no se consideran estériles porque están fuera del campo de visión del cirujano. La ropa es estéril desde la mitad del pecho hasta la cintura y desde el puño hasta 5 cm por encima del codo. La parte de atrás de la bata no se considera estéril, aunque sea envolvente. Los paños que cubren la mesa del instrumental o al paciente deben ser resistentes a la humedad. La humedad transporta a las bacterias desde una superficie no estéril a una superficie estéril (contaminación por contacto). Si un objeto estéril toca el borde del precinto de la bolsa que lo contiene mientras se abre, se considera contaminado. Una vez abiertos, los bordes sellados de las bolsas no son estériles. Los objetos estériles que están dentro de una envoltura dañada o húmeda no se consideran contaminados. Puede producirse contaminación desde las envolturas perforadas o por contacto debido a la humedad. Las manos no pueden colocarse debajo de las axilas, deben mantenerse juntas delante del cuerpo, por encima de la cintura. La región axilar de la bata no se considera estéril. Si el equipo quirúrgico empieza la cirugía sentado, debe permanecer sentado hasta que termine la cirugía. El campo quirúrgico sólo es estéril desde la altura de la mesa hasta el pecho; el hecho de sentarse y levantarse durante la cirugía puede aumentar la contaminación cruzada. jas fácilmente. Sin embargo, al ser textiles, las bacterias podían penetrar fácilmente en el paquete. En la mayoría de los hospitales se utilizaba un envoltorio doble para reducir la contaminación del instrumental quirúrgico. En los años sesenta se introdujeron los materiales no entretejidos, que proporcionan una barrera más eficaz frente a los microorganismos y que, además, son resistentes al agua. Sin embargo, el material que se usaba para estos envoltorios era un derivado de la celulosa que no era especialmente resistente, por lo que seguía siendo necesario el envoltorio secuencial (doble). La introducción del polipropileno permitió el desarrollo de envoltorios resistentes, con propiedades de barrera y repelentes. Actualmente, los tejidos sin entretejer que más se utilizan en el mundo de la medicina son el spunlaced, que está hecho a base de fibras de poliéster entrelazadas con una capa de pulpa de madera, y el SMS, que está formado por tres capas (spunlaced, meltblown y spunbonded) que se mantienen unidas por una resina de polipropileno. Estos productos proporcionan una protección excelente frente a la contaminación microbiana. Sin embargo, a pesar del hecho de que ha aumentado la eficacia de barrera, aunque sólo se utilice una hoja del envoltorio, sigue siendo habitual hacer paquetes de varias capas debido a la rigurosidad con que deben manejarse los paquetes y a las graves consecuencias de la contaminación bacteriana. Antes de envolverlo, el instrumental debe separarse y colocarse en función del uso que se le vaya a dar. Si se va a utilizar la esterilización mediante vapor o gas, el envoltorio seleccionado debe permitir la penetración del vapor o el gas, debe ser impermeable a los microorganismos, resistente y flexible. En la tabla 1-4 se enumeran CAPÍTULO 1 Principios de asepsia quirúrgica 3 TABLA 1-2 Tipos y usos de los materiales de los envases para la esterilización dependiendo del método utilizado MÉTODO DE ESTERILIZACIÓN REQUISITOS QUE DEBE CUMPLIR EL MATERIAL DEL ENVASE MATERIALES QUE PUEDEN UTILIZARSE Autoclave de vapor Debe permitir que penetre el vapor Papel Plástico Tela Embalajes con envoltura de papel Cartuchos perforados con tapa Calor seco No debe permitir que los elementos queden aislados del calor No debe destruirse a la temperatura utilizada Bolsas de papel Papel de aluminio Rollos de plástico para envolver Cartuchos perforados con tapa Vapor químico no saturado Debe permitir que el vapor precipite sobre el contenido El vapor no debe reaccionar con el material del envase Los plásticos no deben entrar en contacto con los lados del esterilizador Cartuchos perforados con tapa Papel Bolsas con envoltura de papel Modificado de Miller CH, Palenik CJ: Infection control and management of hazardous materials for the dental team, ed 2, St Louis, 1998, Mosby. TABLA 1-3 © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Materiales para envasar que pueden utilizarse dependiendo del tipo de instrumental INSTRUMENTAL MÉTODO DE ESTERILIZACIÓN MATERIAL RECOMENDADO PARA EL ENVASE Instrumentos de acero inoxidable Instrumental Vapor Muselina de 140 hebras SMS Tela de algodón entretejido mezclado con poliéster Bolsas Instrumental endoscópico Instrumental Plasma Óxido de etileno (EtO) Plasma: SMS, tejidos con mezcla de poliéster, bolsas de SMS de baja temperatura EtO: muselina de 140 hebras, SMS, tejidos con mezcla de poliéster, algunos papeles de tipo crepé, polímeros termoplásticos (Tyvek) Jeringas de cristal y otros utensilios médicos de cristal Vapor EtO Plasma Vapor: bolsas de SMS EtO/plasma Bolsas de SMS de baja temperatura Polímeros termoplásticos los materiales que suelen utilizarse, sus ventajas e inconvenientes, y las técnicas de esterilización compatibles con cada uno de ellos. Para asegurar la máxima penetración, deben seguirse unas pautas específicas para preparar los paquetes para la esterilización con vapor o con gas. Los envoltorios de preesterilización para la esterilización con vapor están formados por dos capas de muselina de distinto grosor o de materiales de barrera sin entretejer (es decir, papel). El envoltorio postesterilización (es decir, el envoltorio que se utiliza después de la esterilización y durante el período de enfriamiento) es una funda de plástico que puede precintarse con calor y es resistente al agua; no es necesario utilizar esta funda si el instrumental se va a utilizar antes de que transcurran 24 horas después de la esterilización. Los elementos pequeños pueden envolverse, esterilizarse y almacenarse en una bolsa de plástico o de papel que pueda precintarse con calor. Los elementos que van a esterili- zarse con gas se envuelven en bolsas de plástico que puedan precintarse con calor o en tubos o en paños de muselina. Si se utiliza la esterilización con plasma, los utensilios deben envolverse en bolsas de Tyvek-Mylar que puedan precintarse con calor o en envases de polipropileno. En el capítulo 2 se ofrecen recomendaciones sobre el tiempo, la temperatura y la humedad adecuados para la esterilización con vapor, con óxido de etileno y con plasma. Para la esterilización con vapor o con gas, los utensilios deben colocarse en una toalla sin pelusas (lisa) colocada en el fondo de una bandeja de metal perforada para instrumental. Los instrumentos que se abren y se cierran deben introducirse abiertos en el autoclave. Se recomienda que haya un espacio de entre 3 y 5 mm entre los utensilios para que el vapor o el gas circule adecuadamente. Los utensilios desmontables deben desmontarse siempre que sea posible, y los equipos mecánicos deben lubricarse antes de 4 PARTE I Principios quirúrgicos generales TABLA 1-4 Ventajas e inconvenientes de los materiales del envase para preparar los paquetes MÉTODO DE ESTERILIZACIÓN MATERIAL VENTAJAS INCONVENIENTES Muselina de algodón; de 140 o 270 hebras Duradero, flexible, reutilizable, fácil de manejar Requiere dos capas y dos envoltorios, produce pelusas, no es resistente a la humedad Vapor, óxido de etileno (EtO) Material de barrera no entretejido (es decir, papel) Barato Un único uso, memoria, no es tan duradero, no resiste la humedad, requiere doble envoltorio Vapor, EtO Tejido de polipropileno sin entretejer* Flexible, duradero, barrera excelente para las bacterias, resistente a la perforación, sin pelusas Un solo uso, requiere doble envoltorio Vapor, EtO Bolsas de papel/ plástico† (precintadas con calor) Práctico, tiempo de conservación largo, resistente al agua El instrumental puede perforar la bolsa Vapor, EtO Bolsas de plástico‡ (precintadas con calor) Práctico, tiempo de conservación largo, impermeable, más resistente a la perforación El instrumental puede perforar la bolsa Plasma, EtO *Spunguard. † Fabricado de papel y Mylar. ‡ Fabricado de Tyvek y Mylar. la esterilización (v. capítulo 8). Si el instrumento es hueco, hay que introducir un poco de agua a través de la luz inmediatamente antes de la esterilización, ya que el agua, al evaporarse, hace que salga el aire; por el contrario, cuando se utiliza un esterilizador por gas, la humedad que queda en los instrumentos huecos reduce la acción del gas por debajo del punto letal. Los recipientes (p. ej., una cubeta salina) deben colocarse con el extremo abierto hacia arriba u horizontal; los recipientes con tapa deben tener la tapa ligeramente entreabierta. Las bateas deben apilarse poniendo una toalla entre ellas. En cada recipiente debe colocarse un número estándar de gasas quirúrgicas radiopacas. Hay que colocar un indicador de esterilización (v. p. 13) en el centro de cada envase antes de envolverlo. Las soluciones deben esterilizarse aparte (no con el instrumental) y con vapor utilizando la fase de fuga lenta (v. tabla 2-2, p. 11). NOTA: Si el instrumental se deja sumergido durante mucho tiempo en una solución, puede estropearse. Nunca debe dejarse en ninguna solución más de 20 minutos. Los utensilios que contienen carburo de tungsteno (mangos dorados) no deben sumergirse en soluciones que contengan cloruro de bencilamonio (BAC), ya que esta sustancia química descompone el carburo de tungsteno. La ropa puede esterilizarse con vapor. Para que los paquetes de ropa se esterilicen de forma eficaz con vapor, su tamaño y su peso no deben ser superiores a 28 ¥ 28 ¥ 48 cm y 6 kg, respectivamente. Los paños para mesa muy entretejidos deben envolverse por separado. La orientación de las capas de ropa debe alternarse para que pueda penetrar el vapor. Igual que con el instrumental, debe colocarse un indicador de esterilización en el centro de cada paquete (v. p. 13). Envolver los paquetes de instrumental Los paquetes de instrumental deben envolverse de forma que puedan desenvolverse fácilmente sin alterar la técnica estéril (v. figura 1-1). Doblar y envolver las batas Las batas deben doblarse para que el cirujano pueda ponérselas sin alterar la esterilización (v. figura 1-2). Doblar y envolver los paños Los paños deben doblarse de forma que sus aberturas puedan colocarse sobre el campo quirúrgico sin contaminar el paño (v. figura 1-3). MANIPULACIÓN Y ALMACENAMIENTO DEL INSTRUMENTAL Y EL EQUIPO ESTERILIZADOS Después de sacarlos del autoclave, los paquetes se dejan enfriar y secar individualmente en estantes. Si los paquetes se colocan unos encima de otros mientras se enfrían, la humedad puede condensarse y podría producirse contaminación por contacto, ya que la humedad transporta las bacterias desde una superficie no estéril a otra estéril. Cuando los paquetes esterilizados están completamente secos, hay que ponerles una tapa impermeable y guardarlos en armarios cerrados (y no sin tapar en estantes abiertos) para protegerlos de la humedad y del contacto con distintas partículas (como polvo que contenga bacterias). Debe evitarse la manipulación excesiva del material esterilizado, especialmente si se trata de utensilios puntiagudos o con bordes cortantes. Los elementos esterilizados deben manejarse con cuidado y hay que evitar doblarlos, aplastarlos o comprimirlos, ya que podría romperse el precinto o podría perforarse el envase. Los paquetes estériles deben guardarse lejos de los conductos de ventilación, de los sistemas rociadores y de las luces que producen CAPÍTULO 1 Principios de asepsia quirúrgica A B C D E F 5 Figura 1-1 © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Cómo envolver un paquete de instrumental. A. Envuelva el paquete de instrumental en una toalla lisa limpia. Coloque un paño grande, sin doblar, enfrente de usted, y coloque la bandeja del instrumental en el centro del paño, de forma que la línea imaginaria trazada entre una esquina del paño y la esquina opuesta sea perpendicular al eje longitudinal de la bandeja del instrumental. B. Doble la esquina del paño que está más cerca de usted sobre la bandeja del instrumental hasta su borde más alejado. Doble la punta del paño hacia arriba de forma que quede visible para que pueda desenvolverse fácilmente. C. Doble la esquina derecha sobre el paquete. D. Doble la esquina izquierda de la misma forma. E. Dé la vuelta al paquete y doble la última esquina del paño sobre la bandeja, metiéndola por debajo de los dos pliegues anteriores. F. Envuelva el paquete en una segunda capa de tela o de papel de la misma forma. Asegure la última esquina del envoltorio exterior con una cinta adhesiva protectora y un trozo de cinta indicadora de la sensibilidad al calor. calor. Las condiciones medioambientales ideales son poca humedad, sin corrientes de aire, y a una temperatura ambiente constante, que pueda controlarse. tema de caducidad que depende de los hechos, deben adoptarse unos protocolos adecuados para la esterilización y la manipulación de los elementos. Caducidad de la esterilización Manipulación de los elementos esterilizados El uso de las fechas de caducidad de los utensilios esterilizados que aparecen en varios tipos de envoltorios (v. tabla 1-5) es controvertido. Lo que contamina los productos no es el tiempo, sino lo que ocurre. Hace poco tiempo se ha demostrado que si los utensilios se envuelven, se esterilizan y se manipulan de forma adecuada, permanecen estériles a no ser que el paquete se abra, se moje, se rasgue, se rompa el precinto o se dañe de alguna otra forma (es decir, caducidad que depende de lo que ocurre). La duración de la esterilidad de un elemento depende de varios factores: 1) el tipo y el diseño de los materiales del envase; 2) el número de veces que se manipula un paquete antes de utilizarlo; 3) el número de personas que manipulan el paquete; 4) si el paquete se ha almacenado en estantes abiertos o cerrados; 5) las condiciones de la zona de almacenamiento (p. ej., limpieza, temperatura y humedad), y 6) el método de precintado y si se ha utilizado una funda para protegerlo del polvo (Association of Operating Room Nurses, 2000). Para utilizar con eficacia un sis- En el futuro, los paquetes esterilizados no tendrán fecha de caducidad; tendrán la fecha de esterilización y un número de control del lote para poder rastrear un elemento no estéril. Los elementos que no se utilizan con frecuencia deben cubrirse con fundas impermeables precintadas con calor. En todos los paquetes aparecerá escrito: «Se garantiza la esterilidad si el paquete no está dañado o abierto». Estos elementos se almacenarán de forma que no se altere el envoltorio ni la esterilidad, y deberán cambiarse de sitio para que se utilicen primero los elementos que se procesaron antes. Si un paquete estéril está dañado, no debe utilizarse. Se considera que un paquete está dañado si el envoltorio está húmedo; si se ha colocado en un entorno donde hay polvo o se ha almacenado cerca de una fuente de circulación de aire; si se ha caído o está doblado, aplastado, comprimido, desgarrado o perforado; o si se ha roto el precinto. La formación del personal de 6 PARTE I Principios quirúrgicos generales A B C D E F Figura 1-2 Cómo doblar y envolver las batas quirúrgicas. A. Coloque la bata en una superficie plana limpia, con la parte delantera hacia arriba. Doble las mangas con cuidado hacia el centro de la prenda con los puños mirando hacia el dobladillo inferior. B. Doble los lados hacia el centro para que las costuras laterales queden alineadas con las costuras de las mangas. C. Doble la bata longitudinalmente por la mitad (las mangas quedarán por dentro de la prenda). D. Empezando por el dobladillo inferior, pliegue la bata hacia el cuello. E. Doble una toalla de manos por la mitad horizontal y dóblela haciendo aproximadamente cuatro pliegues. Colóquela encima de la bata, dejando una esquina doblada hacia atrás para que pueda sujetarse fácilmente. F. Envuelva la bata y la toalla en dos capas de papel o en paños de tela como se describe en la figura 1-1. cirugía debe incluir el entrenamiento para proteger los elementos esterilizados para que no pierdan la esterilidad. Debe comprobarse cuidadosamente la integridad de los elementos esterilizados para identificar los artículos dañados, y quitar las fundas de plástico o limpiarlas con un trapo antes de llevarlos a la zona quirúrgica. Desenvolver y abrir los elementos estériles Los elementos estériles se envasan de forma que el personal de quirófano pueda desenvolverlos sin contaminarlos. Existen tres métodos habituales para distribuir los elementos estériles. Desenvolver los paquetes estériles grandes de tela/ papel/polipropileno que no pueden sostenerse mientras se distribuyen. Si el paquete es demasiado grande, voluminoso o pesado para sostenerlo durante la distribución, puede abrirse sobre un soporte Mayo o encima de una mesa. Coloque el paquete en el centro del soporte Mayo o en la mesa y desdóblelo tirando hacia usted (esto impide que extienda la mano y el brazo sobre el área estéril). Toque sólo el borde y la superficie inferior del paño. Siga el mismo procedimiento para cada pliegue. Un miembro del equipo estéril deberá colocar el paquete en la mesa estéril cuando esté abierto. Existen desacuerdos sobre la forma correcta de abrir los paquetes estériles con dos envoltorios (sólo la capa exterior o las dos capas), y hay pruebas que apoyan ambas técnicas. El motivo para abrir sólo la capa externa es que así se elimina el riesgo de diseminación bacteriana desde las manos y los brazos del personal de enfermería de distribución hacia el contenido del paquete estéril. La razón que apoya que se abran ambos envoltorios es que cuando se abre la superficie exterior del envoltorio interior, puede contaminarse con partículas de polvo y restos del envoltorio exterior; si el personal de enfermería de distribución abre el envoltorio interior, la posibilidad de contaminación disminuye. La decisión sobre qué técnica utilizar debe basarse en la experiencia técnica del personal y en la calidad de la barrera. Desenvolver los paquetes estériles de tela/papel que pueden sostenerse mientras se distribuyen. Estos paquetes pueden abrirse y colocarse en una mesa estéril, como se describe en la figura 1-4, o, una vez abiertos, puede sostenerlos un miembro del equipo estéril. Desenvolver los elementos estériles que están en bolsas que pueden despegarse de papel-plástico o de plástico únicamente. Identifique los bordes del envase que pueden despegarse y sepárelos con cuidado. Retire los bordes de la parte posterior del envoltorio despacio y de forma simétrica para asegurarse de que el elemento estéril no entra en contacto con el borde despegado del envoltorio (que no es estéril). Si el elemento es CAPÍTULO 1 Principios de asepsia quirúrgica A B C D E F 7 Figura 1.3 Cómo doblar y envolver los paños quirúrgicos. A. Coloque el paño extendido con los extremos de las aberturas perpendiculares a usted y la superficie de las aberturas paralelas a usted. B. Sujete los bordes del paño próximos a usted y doble el paño por el centro. El borde del paño debe ser visible (dorsal) para que pueda sujetarse fácilmente cuando se desdoble. C. Dé la vuelta al paño y doble la otra mitad de la misma forma. D. Doble un extremo del paño sobre el centro (colocando los dedos a través de la abertura); haga lo mismo con el otro extremo. E. Si el paño se ha doblado de forma adecuada, la abertura debe quedar sobre la cara más externa ventral. F. Doble el paño por la mitad, y envuélvalo en dos capas de papel o tela como se describe en la figura 1-1. TABLA 1-5 Tiempo de almacenamiento recomendado para los paquetes esterilizados © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. ENVASE CADUCIDAD Envoltura doble, muselina de dos capas 4 semanas Envoltura doble, muselina de dos capas, en una funda sellada con calor después de la esterilización 6 meses Envoltura doble, muselina de dos capas, en una funda sellada, después de la esterilización 2 meses Envoltura doble con materiales de barrera sin entretejer (es decir, papel) 6 meses Bolsas de papel y plástico que pueden despegarse, precintadas con calor 1 año Bolsas de plástico que pueden despegarse, precintadas con calor 1 año pequeño, colóquelo en la zona estéril como se ha descrito antes, teniendo cuidado para que no sobresalga de la mesa estéril. Si el elemento es largo o voluminoso, un miembro del equipo estéril debe sujetarlo y tirar suavemente del envoltorio que puede despegarse, teniendo cuidado de no rozar el elemento con el borde despegado del envoltorio. Las hojas de los bisturís y el material de sutura se abren de forma parecida. VERTIDO DE LAS SOLUCIONES EN LAS BATEAS Los elementos esterilizados en los hospitales que han adoptado el método de garantizar la esterilidad relacionado con los hechos tienen una caducidad indefinida (v. p. 5, Caducidad de la esterilización). Las soluciones (es decir, el suero salino estéril y los antisépticos) se vierten en bateas. Un miembro del equipo quirúrgico estéril debe mantener las bateas fuera de la mesa quirúrgica para impedir que los ayudantes no esterilizados extiendan las manos y los brazos sobre el área estéril. La solución debe verterse sin salpicar, teniendo cuidado para que no gotee desde el recipiente hacia las manos de la persona estéril. El envase de la solución no debe tocar la batea esterilizada. Bibliografía Association of Operating Room Nurses: Standards, recommended practices and guidelines: recommended practices for selection and use of packaging systems, Denver, 2000, The Association. 8 PARTE I Principios quirúrgicos generales A B C Figura 1-4 A. Para desenvolver un paquete con ropa estéril que puede sostenerse durante la distribución, sujete el paquete con la mano izquierda si es diestro (o con la mano derecha, si es zurdo). B. Utilizando la mano derecha, desdoble las esquinas del envoltorio de una en una, teniendo cuidado para sujetar cada esquina en la palma de la mano izquierda para impedir que retroceda y contamine el contenido. C. Sujete la última esquina con la mano derecha; su mano debe estar completamente cubierta por el envoltorio. Cuando todo el paquete esté a la vista y todas las esquinas del envoltorio estén sujetas, ponga el paquete en el campo estéril despacio, teniendo cuidado para que su mano y su brazo no pasen a través o por encima del campo estéril. Lecturas recomendadas Broder BD: Wrap it up, I’ll take it (to Surgery)! Infection control today at www.infectioncontroltoday.com; 2006, Virgo Publishing. Harter B: Getting wrapped up in packaging choices, Infection control today at www.infectioncontroltoday.com; 2006, Virgo Publishing. CAPÍTULO 2 C A P Í T U L O Esterilización y desinfección 9 2 Esterilización y desinfección La esterilización es la destrucción de todos los microorganismos (bacterias, virus y esporas) de un elemento. Generalmente, se refiere a objetos (p. ej., instrumental, paños, catéteres y agujas) que entran en contacto con los tejidos o que penetran en el sistema vascular. La desinfección es la destrucción de la mayoría de los microorganismos patógenos de los objetos inanimados, mientras que la antisepsia es la destrucción de la mayoría de los microorganismos patógenos en objetos animados (vivos). Con ninguno de estos procedimientos se consigue matar o inactivar a todos los microorganismos, incluso utilizándolos correctamente. Se utilizan antisépticos para matar a los microorganismos cuando se prepara la piel del paciente y se hace el lavado quirúrgico (v. capítulos 6 y 7); sin embargo, la piel no se esteriliza. Generalmente, el significado de limpieza se limita a la eliminación física de los contaminantes superficiales, normalmente con agua y jabón o detergente, ultrasonidos, u otros métodos. Aunque la limpieza elimina manchas y bacterias, no mata o inactiva los virus y las bacterias. DESINFECCIÓN Generalmente, la desinfección implica el uso de productos líquidos, como fenol o sus derivados, alcoholes, haluros, aldehídos, compuestos de amonio cuaternario, cloroformo, óxido de etileno (EtO), iones de metales pesados o colorantes. La selección del desinfectante adecuado depende del resultado deseado; algunos desinfectantes destruyen un número limitado de microorganismos de forma eficaz; otros matan a todos los microorganismos, incluyendo las esporas. En la tabla 2-1 se enumeran los desinfectantes más comunes, sus usos y las precauciones que deben tomarse. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. ESTERILIZACIÓN Todo el equipo o el material que entra en contacto con los tejidos del organismo o con la sangre debe ser estéril. Los métodos de esterilización del instrumental quirúrgico o de otro material incluyen el vapor, productos químicos, el plasma y la radiación ionizante. La fiabilidad de los métodos de esterilización depende del número, el tipo y la resistencia intrínseca de los microorganismos que hay en los objetos que se van a esterilizar, y de si en los objetos hay otros materiales (p. ej., suciedad, aceite) que puedan actuar como una barrera contra la sustancia esterilizante o inactivarla. Los métodos de esterilización que suelen utilizarse tienen diversas ventajas e inconvenientes. Por ejemplo, el autoclave con vapor, una técnica de esterilización que tiene 200 años de antigüedad, es un método de esterilización eficaz, pero no puede utilizarse para muchos de los utensilios actuales debido a la alta temperatura y la humedad que se generan. Del mismo modo, para la esterilización con calor seco se utilizan temperaturas que la mayoría de los dispositivos no pueden tolerar. Existen métodos en los que se utilizan temperaturas bajas y que generan poca humedad, como la esterilización con gas EtO o el peróxido de hidrógeno con gas plasma, que pueden utilizarse para muchos dispositivos médicos (v. pp. 11 y 12). Al personal de quirófano (PQ) se le pide que esterilice el equipo cada vez más deprisa y de forma más eficaz, y con un coste menor. Con los sistemas de esterilización avanzados que permiten disponer más rápidamente de ropa, equipos e instrumental estériles, se consigue que el PQ trabaje más deprisa y que disminuya el «tiempo muerto» entre las intervenciones. La esterilización rápida y eficaz de los equipos quirúrgicos y médicos caros sensibles al calor y a la humedad (p. ej., cámaras, cables de fibra óptica y endoscopios rígidos) es especialmente ventajosa, ya que el precio de estos equipos puede limitar su duplicación en la mayoría de las clínicas veterinarias. Con el sistema de esterilización con peróxido de hidrógeno con plasma gas a baja temperatura puede esterilizarse el instrumental sofisticado en 55 minutos, por lo que resulta muy útil. Esterilización por vapor El vapor saturado bajo presión es una sustancia práctica y segura para la esterilización del material médico resistente al calor y su empaquetado. El vapor destruye rápidamente todos los microorganismos conocidos mediante la coagulación y la desnaturalización de las proteínas celulares. Para asegurar que se destruyen todos los microorganismos vivos, es muy importante que la relación entre la temperatura, la presión y el tiempo sea la correcta. Si el vapor se encuentra en un compartimento cerrado y la presión aumenta, también aumenta la temperatura, siempre que el volumen del compartimento se mantenga constante. Si los objetos están en contacto con el vapor a una temperatura y presión especificadas, durante el tiempo suficiente, se esterilizan. La unidad que se utiliza para crear este vapor presurizado, a alta temperatura, se llama autoclave. Algunos tipos de microorganismos son más resistentes al calor que otros. Las esporas de los microorganismos termofílicos aerobios y anaerobios son las formas de vida más resistentes al calor húmedo que se conocen. Las partículas víricas toleran mucho peor la esterilización con vapor que las esporas. La esterilización puede fracasar si los paquetes se colocan demasiado juntos o de forma incorrecta en el autoclave o en el recipien9 10 PARTE I Principios quirúrgicos generales TABLA 2-1 Desinfectantes comunes que se utilizan en la práctica veterinaria PROPIEDADES DESINFECTANTES PROPIEDADES ANTISÉPTICAS MECANISMO DE ACCIÓN Limpieza de manchas; preparación del sitio de inyección Buenas Muy buenas Desnaturalización de las proteínas, interrupción del metabolismo y lisis celular Corrosivo para el acero inoxidable; volátil Compuestos de cloro: hipoclorito Limpieza de suelos y mostradores Buenas Aceptables Liberación de cloro y oxígeno libres Los restos orgánicos lo inactivan; corrosivo para el metal Compuesto de yodo: solución limpiadora yodada (7,5%) Limpieza de suelos y mostradores de color oscuro Buenas Buenas Yodación y oxidación de moléculas esenciales Tiñe la tela y los tejidos Glutaraldehído: solución alcalina al 2% Desinfección de lentes e instrumental delicado Buenas; esteriliza Ninguna Alquilación de proteínas y ácido nucleíco Olor por reacción tisular (el instrumental debe enjuagarse antes de utilizarlo) SUSTANCIA USO PRÁCTICO Alcohol: isopropilo (50%-70%); alcohol etílico (70%) te para la esterilización con gas. Los paquetes de instrumental deben colocarse verticalmente (es decir, sobre el borde) y longitudinalmente en el autoclave. Los paquetes duros deben colocarse en la periferia, donde el vapor entra en la cámara. Debe haber un poco de aire entre los paquetes para facilitar el flujo del vapor (2,5-5 cm entre los paquetes, y entre las paredes y los paquetes). Los paquetes de ropa se colocan de forma que las capas de tejido estén orientadas verticalmente (es decir, sobre el borde). Estos paquetes no deben apilarse, ya que, al aumentar el grosor, disminuye la penetración del vapor. Para que la esterilización con vapor o con gas sea eficaz, debe vigilarse cuidadosamente y seguir exactamente las instrucciones para preparar, empaquetar y colocar el material. Deben utilizarse indicadores de la esterilización (v. p. 13). Tipos de esterilizadores por vapor Esterilizador de desplazamiento por gravedad. El esterilizador por vapor que más se utiliza en la práctica veterinaria es el esterilizador de desplazamiento por gravedad (o «descendente») (v. figura 2-1). El funcionamiento de este esterilizador se basa en el principio de que el aire es más pesado que el vapor. El material que se va a esterilizar se coloca en la cámara interior. Una cámara externa de tipo funda, estrecha, rodea la cámara interior. El vapor a presión entra desde la cámara externa y estrecha, en la cámara interna y rodea los objetos. La gravedad tira del aire de la cámara interna hacia abajo, hasta el suelo, y sale por una válvula sensible a la temperatura. Cuando el vapor se acumula y la temperatura aumenta, la válvula que libera el vapor se cierra. Puesto que la función de este esterilizador se basa en la capacidad del aire para moverse hasta la parte inferior del autoclave, es muy importante envolver (v. p. 4) y colocar los objetos con cuidado (v. el comentario anterior). El tiempo y la temperatura mínimos estándar para el esterilizador de desplazamiento por gravedad son de 10 a 25 minutos a 132 °C-135 °C, o 15-30 minutos a 121 °C. En la tabla 2-2 se muestra el tiempo de esterilización recomendado para los objetos que suelen esterilizarse. PRECAUCIONES Válvula de seguridad Válvula de aire Indicadores de presión Válvulas operativas Vapor Reductor de circulación Retorno del vapor Sifón termostático Salida de aire Embudo para el sobrante Aire Drenaje Termómetro Suministro de vapor Regulador de la presión Figura 2-1 Autoclave de desplazamiento por gravedad. Esterilizador de prevacío. El esterilizador de prevacío depende de que el aire salga activamente de la cámara interna, creando un vacío. Se inyecta vapor en la cámara para sustituir el aire. Con este método de esterilización se consigue una gran penetración del vapor en menos tiempo que con los esterilizadores de desplazamiento por gravedad. El tiempo y la temperatura mínimos estándar para los esterilizadores de prevacío son de 3-4 minutos a 132 °C-135 °C. Esterilizador de ciclo rápido. La esterilización urgente o «de ciclo rápido» se realiza cuando debe esterilizarse rápidamente un objeto no estéril, sin envolver. Se utiliza un esterilizador de desplazamiento por gravedad. El objeto se coloca sin envolver en una bandeja de metal perforada y se esteriliza siguiendo las reco- CAPÍTULO 2 Esterilización y desinfección 11 TABLA 2-2 Tiempo de exposición para la esterilización en esterilizadores de desplazamiento por gravedad TIEMPO MÍNIMO NECESARIO (MIN) A 121 °C-123 °C OBJETO Cepillos de limpieza (en dispensadores, en latas, envueltos individualmente) 30 Prendas de ropa (envuelta en muselina o papel) 30 Objetos de cristal (vacíos, invertidos) 15 Instrumental (envueltos en muselina de doble grosor) 30 Instrumental combinado con suturas, tubos, materiales porosos (envueltos en muselina o papel) 30 Sólo instrumentos de metal (sin envolver) 15 Ropa: tamaño máximo 28 ⫻ 28 ⫻ 48 cm (6 kg envuelta) 30 Agujas (empaquetadas individualmente en viales de cristal o papel, con la luz húmeda) 30 Agujas (sin envolver, luz húmeda) 15 Catéteres de goma, drenajes, tubos (envueltos en muselina o papel; luz húmeda) 30 Catéteres de goma, drenajes, tubos (sin envolver; con la luz húmeda) 20 Utensilios (envueltos en muselina o papel; sobre el borde) 20 Utensilios (sin envolver; sobre el borde) 15 Jeringas (desmontadas, envueltas individualmente en muselina o papel) 30 Jeringas (desmontadas, sin envolver) 15 Suturas: de seda, algodón o nailon (envueltas en papel o muselina) 30 Soluciones: 75-250 mL 20 (escape lento) 500-1000 mL 30 (escape lento) 1500-2000 mL 40 (escape lento) © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. mendaciones del fabricante en cuanto al tiempo y la temperatura. Los objetos esterilizados se llevan al quirófano en la bandeja de metal utilizando asas desmontables. Es difícil repartir el instrumental esterilizado por ciclo rápido de forma aséptica; la bandeja está caliente, húmeda y sin envolver, lo que significa que recoge el polvo, los restos y los microorganismos más fácilmente que las bandejas secas y frías con protección de barrera biológica. Este tipo de esterilización sólo debe utilizarse en caso de urgencia, cuando no hay otra alternativa. El tiempo y la temperatura mínimos estándar para un esterilizador de ciclo corto por gravedad es de 3 minutos a 132 °C-135 °C para los elementos de metal y los no porosos (es decir, objetos sin huecos), y de 10 minutos a la misma temperatura para los objetos de metal huecos, los elementos porosos (p. ej., goma o plástico), y las herramientas colocadas en el autoclave para esterilizarse juntas. Esterilización química (gas) Óxido de etileno. El EtO es un gas inflamable, explosivo, que mata a los microorganismos alterando su ácido desoxirribonucleico (ADN) mediante alquilación. El material que no puede resistir la temperatura y la presión extremas de la esterilización con vapor (es decir, endoscopios, cámaras, plásticos y cables de tensión) puede esterilizarse con EtO. Generalmente, los endoscopios flexibles requieren una preparación especial con fundas de EtO que impiden la rotura de la capa de plástico externa. El proceso mejora con el calor y la humedad; la temperatura y la humedad óptimas varían entre 49 °C y 60 °C, y del 20% al 40%, respectivamente. El tiempo necesario para la esterilización depende de la concentración de EtO, el nivel de humedad, la temperatura, y la densidad y el tipo de materiales que se van a esterilizar. La mayoría de los objetos se esterilizan a 54,4 °C durante aproximadamente 2,5 horas; los elementos sensibles al calor se esterilizan a 37,8 °C durante unas 5 horas. Deben respetarse las recomendaciones del fabricante sobre el tiempo de exposición al EtO. Existen unidades compactas, de sobremesa, en las que se combinan los sistemas de ventilación y de purga (p. ej., Anprolene, Anderson Products, Haw River, N.C.). Es muy importante para la seguridad del paciente y del personal del hospital que todos los materiales esterilizados con EtO se airén bien. El tiempo de aireación específico necesario para los elementos quirúrgicos depende de muchas variables, como la composición y el tamaño de los elementos, su preparación y empaquetado, el tipo de esterilizador de EtO utilizado, el tipo de aireador utilizado y el patrón de penetración de la temperatura de la cámara del aireador. Deben seguirse las recomendaciones del fabricante, pero generalmente es suficiente la aireación en un área bien ventilada durante un mínimo de 7 días, o de 12 a 18 horas en un aireador. Los objetos deben lavarse y secarse antes de la esterilización con EtO; la humedad y el material orgánico se unen al EtO y dejan un residuo tóxico. Si un objeto no puede desmontarse y no pueden lavarse todas sus superficies, no puede esterilizarse. Los objetos se envuelven y se colocan separados en el esterilizador 12 PARTE I Principios quirúrgicos generales TABLA 2-3 Alternativas al uso de óxido de etileno* PRODUCTO APLICACIÓN COMENTARIOS Sterrad Procesador de esterilización cerrado con un ciclo de tiempo de 45 minutos Genera peróxido de hidrógeno plasma gas a partir de una solución de peróxido de hidrógeno al 58% Steris 20 Esterilización en 12 minutos a 50 °C-55 °C; el instrumental está preparado para utilizarse en los pacientes en menos de 30 minutos Ácido peracético al 0,2% (diluido desde el 35%) *Modificado de EPA Region 9: Replacing ethylene oxide and glutaraldehyde, Environmental Best Practices for HealthCare Facilities, Nov. 2002, ICAHD Environment of Care Standards. CUADRO 2-1 Vías de exposición al óxido de etileno • Inhalación de óxido de etileno en forma de gas en el aire • Contacto de la piel, ojos o mucosas con el líquido o con óxido de etileno absorbido en materiales sólidos • Oral: óxido de etileno residual en el material ingerido • Intravenosa: si quedan restos de óxido de etileno en dispositivos médicos que se van a insertar por vía intravenosa que no se han aireado de forma adecuada para permitir que circule el gas. Los objetos desmontables (p. ej., equipos eléctricos) deben desmontarse antes del proceso (v. p. 52). Los objetos acrílicos, algunos artículos farmacéuticos y las soluciones no pueden esterilizarse con EtO. Los riesgos medioambientales y para la seguridad asociados al EtO son numerosos y graves. Deben seguirse con cuidado las recomendaciones del fabricante sobre el uso del equipo para no hacer daño al paciente o al personal del hospital (v. cuadro 2-1 y tabla 2-3). Los efectos agudos (a corto plazo) del EtO en los seres humanos consisten principalmente en depresión del sistema nervioso central (SNC) e irritación de los ojos y las mucosas. La exposición crónica (a largo plazo) al EtO en los seres humanos puede causar irritación de los ojos, la piel y las mucosas, y trastornos del funcionamiento cerebral y nervioso. Algunos datos sobre el cáncer en los seres humanos demuestran que la incidencia de leucemia, cáncer de estómago, cáncer de páncreas y de la enfermedad de Hodgkin es más alta entre los trabajadores expuestos al EtO. Sin embargo, se considera que estos datos son limitados y no concluyentes, debido a la ambigüedad de los estudios. La Environmental Protection Agency (EPA) ha clasificado al EtO dentro del grupo B1, como carcinógeno probable para los seres humanos. posibilidad de esterilizar a una temperatura relativamente baja (50 °C), conservando la integridad del instrumental fabricado a base de polímeros, que no puede esterilizarse en autoclaves ni en hornos. Además, la esterilización por plasma es segura, tanto para el que la realiza como para el paciente, al contrario que el EtO. La esterilización con peróxido de hidrógeno en fase de vapor es una forma de esterilización por plasma en la que se utiliza peróxido de hidrógeno para esterilizar el instrumental rápida y eficazmente. El instrumental puede esterilizarse a temperaturas bajas (es decir, inferiores a 50 °C) y durante intervalos de tiempo cortos (es decir, 45 minutos), y está disponible inmediatamente porque no es necesaria la aireación. Los objetos que se van a esterilizar deben envolverse en tela de polipropileno sin entretejer o en bolsas de plástico (Tyvek-Mylar) (v. tabla 1-2 en la p. 3). Con este método pueden esterilizarse objetos de acero inoxidable, aluminio, bronce, silicona, teflón, látex, etil-vinil-acetato, cratón, policarbonato, polietileno (de baja y de alta densidad), poliolefina, poliuretano, polipropileno, cloruro de polivinilo (PVC) y polimetilmetacrilato. Un inconveniente importante de la esterilización por plasma es que depende del «grosor» real de los microorganismos que se van a inactivar, porque es necesario que los fotones UV lleguen hasta el ADN. Cualquier material que cubra los microorganismos (p. ej., el envoltorio) hace más lento el proceso. Los elementos que no pueden esterilizarse con seguridad son la ropa, las gasas, los productos de la madera (incluyendo el papel), los endoscopios, algunos plásticos, los líquidos, los objetos que no pueden desmontarse, los objetos que no pueden secarse del todo, los objetos con soldaduras de cobre o de plata o con epoxi bisfenol, los tubos y catéteres de más de 28 cm de longitud, y los tubos y catéteres de menos de 1-3 mm de diámetro. Es necesario utilizar adaptadores especiales (refuerzos de H2O2) para los dispositivos huecos para asegurarse de que el esterilizador llega a todas las zonas. Radiación ionizante Esterilización con plasma La esterilización con plasma es una técnica de esterilización a baja temperatura que se ha convertido en el método de elección para esterilizar los objetos sensibles al calor (v. tabla 2-3). Las técnicas de esterilización convencionales (p. ej., autoclaves, hornos, sustancias químicas como el EtO) se basan en la inactivación metabólica irreversible o en la alteración de los componentes estructurales vitales de los microorganismos. La esterilización por plasma actúa de forma distinta porque utiliza fotones ultravioleta (UV) y radicales. Una ventaja del método de esterilización por plasma es la La mayoría de los artículos que envasan los fabricantes se esteriliza mediante radiación ionizante (es decir, cobalto 60). Este método se limita a su uso comercial debido a su precio. Los artículos esterilizados mediante radiación ionizante que suele utilizar el PQ son el material de sutura, las gasas, el material desechable (es decir, batas, paños y cobertores para las mesas), polvos y productos derivados del petróleo. Los objetos esterilizados preempaquetados que se hayan abierto, pero no se hayan utilizado no pueden volver a esterilizarse utilizando otros métodos, ya que podría dañarse el objeto y causar un problema sanitario. CAPÍTULO 2 Esterilización y desinfección 13 TABLA 2-4 Alternativas al uso de glutaraldehído* PRODUCTO APLICACIÓN COMENTARIOS Cipex OPA Desinfección de alto nivel en 12 minutos a 20 °C Solución OPA al 0,55%: todavía no se han determinado los límites de exposición Sporox II Desinfección de alto nivel en 30 minutos a 20 °C Peróxido de hidrógeno al 7,5% Sterilox El ciclo de tiempo es de 10 minutos para la desinfección de alto nivel Sistema que genera ácido hipocloroso Actualmente se utiliza en Europa como esterilizante químico *Modificado de EPA Region 9: Replacing ethylene oxide and glutaraldehyde, Environmental Best Practices for HealthCare Facilities, Nov. 2002, ICAHD Environment of Care Standards. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Esterilización química en frío Las sustancias químicas que se utilizan para la esterilización no deben ser corrosivas para los objetos que se van a esterilizar. El glutaraldehído es un dialdehído saturado que cada vez se utiliza más como desinfectante de alto nivel y esterilizador químico. No es corrosivo para los metales, el caucho y los plásticos, y permite esterilizar instrumentos delicados con lentes (es decir, endoscopios, citoscopios y broncoscopios). La actividad biocida del glutaraldehído es una consecuencia de la alquilación de sus grupos sulfhidrilo, hidroxilo, carboxilo y amino, que altera el ARN, el ADN y la síntesis de proteínas dentro de los microorganismos. La mayoría del equipo que puede sumergirse en agua puede sumergirse en glutaraldehído al 2%. Los productos que contienen glutaraldehído se venden con distintos nombres comerciales y están disponibles en distintas concentraciones, con surfactantes o sin ellos (v. tabla 2-4). Para la desinfección de alto nivel de los endoscopios se recomienda utilizar una solución de glutaraldehído al 2% sin surfactante. Los objetos que se van a esterilizar deben estar limpios y secos; la materia orgánica (p. ej., sangre, saliva) puede impedir la penetración en las grietas y las juntas. El agua residual produce dilución química. Los instrumentos desmontables deben desmontarse antes de sumergirlos. Deben respetarse escrupulosamente los tiempos de inmersión indicados por el fabricante (p. ej., glutaraldehído al 2%: 10 horas a 20 °C-25 °C para la esterilización; 10 minutos a la misma temperatura para la desinfección). Una vez transcurrido el tiempo de inmersión adecuado, los instrumentos deben enjuagarse con agua estéril y secarse con toallas estériles para que no dañen los tejidos del paciente. El principal problema que se asocia al glutaraldehído es que es un irritante y sensibilizador respiratorio y cutáneo reconocido, y puede afectar negativamente a la salud los trabajadores que están en contacto con él. Si el equipo desinfectado no se enjuaga completamente y quedan residuos de glutaraldehído en los endoscopios, pueden producirse alteraciones graves en los pacientes humanos, como colitis química, pancreatitis y lesión de las mucosas. El ortoftalaldehído (OPA) es una sustancia alquilante nueva que contiene benceno dicarboxaldehído 1,2 al 0,55%. Se ha demostrado que tiene una actividad micobactericida superior a la del glutaraldehído y se necesita menos tiempo de contacto. Existen pocos datos sobre «el uso» de este producto. Figura 2-2 Cinta y tiras indicadoras para la esterilización con vapor. Las bandas diagonales de la cinta (parte superior) cambian de color, pasando del marrón claro al negro. La flecha «K» y el punto sobre las tiras indicadoras (parte inferior) cambian de color, pasando del blanco al negro, para convertirse en «O». INDICADORES DE LA ESTERILIZACIÓN Meter un objeto en un esterilizador e iniciar el proceso no asegura la esterilización. El fracaso de la esterilización puede deberse a una limpieza inadecuada (si un objeto no puede desmontarse y no pueden limpiarse todas las superficies, no puede esterilizarse), a un fallo del sistema de esterilización utilizado, al uso inadecuado del equipo, a un envasado inadecuado, a una técnica de carga deficiente o a no comprender los conceptos de los procesos de esterilización. Los indicadores de la esterilización permiten comprobar la eficacia de la esterilización. Los indicadores sufren un cambio químico o biológico en respuesta a una combinación del tiempo y la temperatura. Los indicadores químicos, que están disponibles para la esterilización con vapor, con gas y con plasma, suelen ser tiras de papel o cintas impregnadas con un material que cambia de color cuando alcanza cierta temperatura (v. figuras 2-2 a 2-4). La sustancia química responde a ciertas condiciones, como calor, presión o humedad extremas, pero no refleja la duración de la exposición, que es fundamental para el proceso de esterilización. Por tanto, es importante recordar que los indicadores químicos no indican esterilidad, sólo que se han cumplido ciertas condiciones para la esterilidad. Los indicadores se colocan en el centro de cada paquete y en la parte exterior del elemento que se va a esterilizar. 14 PARTE I Principios quirúrgicos generales Figura 2-3 Cinta y tiras indicadoras para la esterilización con EtO (antesAdespués). Cinta: amarilloArojo. Tiras: amarilloAazul. El uso de indicadores biológicos es la forma más segura de determinar la esterilización. Se coloca un vial de cristal o una tira de papel con una cepa de bacterias formadoras de esporas, no patógena y muy resistente (Bacillus stearothermophilus para vapor, Bacillus subtilis para gas) en la carga que se va a esterilizar. Cuando termina el ciclo de esterilización, se recoge el vial o la tira y se cultiva; si crecen microorganismos, es que la esterilización no es correcta. Deben utilizarse indicadores biológicos al menos una vez a la semana para comprobar la eficacia del método de esterilización. No se debe confiar demasiado en los indicadores de la esterilización, debido a los problemas que se han mencionado antes. No son un sustituto de la supervisión del personal, el conocimiento general del proceso de esterilización y el cumplimiento de las normas para preparar, empaquetar y colocar las cargas. Lecturas recomendadas Figura 2-4 Cinta y tiras indicadoras para la esterilización por plasma (antesAdespués). Cinta: rojoAamarillo. Tiras: rojoAamarillo. Algunos autoclaves tienen un gráfico de temperatura y tiempo en el panel de mandos. Este método indicador es fiable para medir la temperatura alcanzada y el tiempo que la carga ha estado expuesta a esa temperatura. Puede guardarse un registro escrito de cada carga procesada. McDonnell G, Russell AD: Antiseptics and disinfectants: activity, action, and resistance, Clin Microbiol Rev 12:147, 1999. Se analizan exhaustivamente los antisépticos y desinfectantes que se utilizan en el entorno hospitalario, y se revisan los mecanismos de resistencia microbiana conocidos, destacando sus repercusiones clínicas. Moisan M, Barbeau J, Crevier MC et al: Plasma sterilization: methods and mechanisms, Pure Appl Chem 74:349, 2002. En este artículo se revisan los mecanismos de la esterilización por plasma como una alternativa a las técnicas de esterilización convencionales. Ulualp K, Hamzaoglu I, Ulgen SK et al: Is it possible to resterilize disposable laparoscopy trocars in a hospital setting, Surg Lap Endo Percutaneous Tech 10:2, 2000. En este artículo se ha investigado la seguridad de la desinfección hospitalaria con glutaraldehído al 2% y EtO del instrumental laparoscópico desechable de estructura compleja. Los autores determinaron que la desinfección no era eficaz y que podrían producirse enfermedades nosocomiales transmitidas por bacterias, hongos y virus. CAPÍTULO 3 C A P Í T U L O Medios, equipamiento y personal de cirugía 15 3 © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Medios, equipamiento y personal de cirugía Los quirófanos y las áreas quirúrgicas modernos pueden diseñarse de muchas formas distintas, pero los objetivos de todos los diseños son la seguridad del paciente y la eficacia del trabajo. El área quirúrgica debe estar cerca del área de anestesia y de preparación quirúrgica, así como de la sala de cuidados intensivos, la sala de radiología y el almacén central, pero debe estar alejada del tráfico general (es decir, consultas, oficinas, recepción y salas de hospitalización). En las instalaciones grandes, como los centros de referencia universitarios y quirúrgicos, el área de anestesia y preparación quirúrgica debe ser una unidad de trabajo independiente aislada del tráfico general del hospital. se en las áreas contaminadas, y los pacientes deben afeitarse y lavarse en el área contaminada antes de llevarles a un área limpia (p. ej., el quirófano). ESTRUCTURA Y DISEÑO DEL ÁREA QUIRÚRGICA Vestuario El área quirúrgica debe estar claramente dividida en tres áreas: «limpia», «mixta» y «contaminada», debido al peligro constante de contaminación de los pacientes quirúrgicos. Las áreas limpias incluyen el quirófano, el cuarto de limpieza quirúrgica y las salas donde se almacena el material esterilizado. Las áreas mixtas incluyen los pasillos que hay entre el quirófano y los puestos de enfermería, las áreas donde se procesa el instrumental y el material, las áreas de almacenamiento y el cuarto de servicios. Las áreas contaminadas son las salas de anestesia y preparación quirúrgica, los vestuarios, las salas de descanso y las oficinas. Un diseño que suele utilizarse consiste en distribuir las salas quirúrgicas alrededor de una estación de trabajo central para el personal de enfermería de quirófano. El acceso fácil a todos los quirófanos desde las estaciones de trabajo asegura un flujo de tráfico eficaz, que reduce la contaminación cruzada entre las distintas zonas. Las áreas limpias deben restringirse al tráfico limpio, y las áreas contaminadas al tráfico contaminado. Las personas que entran a un área limpia desde un área contaminada deben llevar el atuendo quirúrgico adecuado (v. capítulo 7); la mejor forma de ir de una zona contaminada a una zona limpia (o viceversa) es a través de un vestuario. El personal quirúrgico que va de un área limpia a un área contaminada debe cubrirse la ropa antes de salir y quitarse estas prendas cuando vuelva al área limpia. Las puertas que separan las áreas limpias de las áreas contaminadas siempre deben estar cerradas. Sólo se permite llevar alimentos y bebidas a las zonas contaminadas. El tránsito de los utensilios y el equipo limpios y estériles debe separarse tanto como sea posible del tránsito de los utensilios y el equipo contaminados en cuanto al espacio, el tiempo y los patrones de transporte. La ropa sucia y la basura deben quedar- NOTA: Para evitar que el mobiliario quirúrgico se contamine, el paciente debe afeitarse y prepararse en un área independiente. DESCRIPCIÓN Y FUNCIÓN DE LAS SALAS DEL ÁREA QUIRÚRGICA El personal quirúrgico utiliza el vestuario para cambiarse de ropa y ponerse el atuendo quirúrgico adecuado. Debe tener armarios cerrados para guardar la ropa limpia, los cubrezapatos o calzas, las mascarillas y los gorros, y un área separada para colgar la ropa de calle. Debe haber un cesto para la ropa sucia para reducir al mínimo el transporte de la ropa contaminada por todo el hospital. Sala de anestesia y de preparación quirúrgica La sala de inducción anestésica y de preparación quirúrgica debe estar adyacente al área quirúrgica y estar lejos de las zonas de tráfico principal del hospital. En esta sala se guarda el equipo y los fármacos que pueden necesitarse si se produce una urgencia (es decir, desfibrilador, tubos endotraqueales, sistema de succión, oxígeno y carro de parada). También puede haber un equipo de anestesia (máquinas y fármacos), laringoscopios, máquinas de afeitar (montadas en la pared o colgadas del techo), sistemas de vacío (cámaras grandes o centrales), material para preparar la piel (jabón antiséptico, alcohol, gasas esterilizadas), envases para el instrumental cortante, agujas y jeringas, y un equipo de monitorización; todo esto es necesario para asegurar que la anestesia y la preparación preoperatoria del paciente son adecuadas. NOTA: Los fármacos y el equipo necesarios para las urgencias pueden guardarse en un carro de parada móvil; esto facilita su transporte desde la sala de preparación y anestesia al quirófano, y a la sala de recuperación. 15 16 PARTE I Principios quirúrgicos generales Las superficies y mostradores de preparación deben ser impermeables y fáciles de limpiar y desinfectar. Lo mejor es disponer de mesas de preparación de acero inoxidable con fregaderos incorporados. En todas las mesas de preparación debe haber un sistema de eliminación de gases. Para iluminar la sala deben utilizarse tubos fluorescentes colocados en el techo, complementados con focos dirigidos a cada mesa de preparación. Debe haber un fregadero destinado a la limpieza de la manguera de anestesia, los tubos endotraqueales y las bolsas de ventilación, y un escurridor de plástico para escurrir y secar las mangueras y las bolsas. En un sitio visible para el personal de anestesia y cirugía debe haber una pizarra (que pueda borrarse) para planificar la cirugía y la anestesia, con la lista de las intervenciones del día. Para reducir el crecimiento microbiano, la temperatura de la sala de preparación debe mantenerse entre 17 °C y 20 °C, y la humedad no debe superar el 50%. La superficie de las camillas debe estar forrada, y deben usarse mantas de aire caliente y/o agua circulante para prevenir la hipotermia. Debe haber camillas con una estructura adecuada para transportar a los pacientes. Deben ser de acero inoxidable o de otro material que pueda limpiarse fácilmente, con ruedas relativamente grandes con frenos que puede lubrificarse fácilmente, y deben tener parachoques de caucho en las esquinas para que no dañen las puertas y las paredes. Debe colocarse una gamuza de microfilm adhesiva entre la puerta de la sala de anestesia y preparación y el área quirúrgica que recoja el polvo, el pelo y las demás partículas de las ruedas de las camillas, los zapatos y el equipo de anestesia. Almacén para el material de anestesia El almacén para el material que se utiliza en anestesia debe estar al lado de la sala de preparación y anestesia. Es donde se almacena el equipo necesario para que las máquinas de anestesia funcionen de forma adecuada, los tubos endotraqueales de reserva, el equipo de monitorización de la anestesia, los tanques de oxígeno «E», las mangueras, los catéteres y los conectores de las vías respiratorias. En esta sala también puede haber un armario para almacenar los fármacos anestésicos no gaseosos, y puede ser un lugar apropiado para guardar los tanques grandes que suministran oxígeno a cada una de las mesas de preparación y al quirófano. Estación de trabajo del personal de enfermería La estación de trabajo del personal de enfermería debe estar en el centro del área quirúrgica (es decir, en el área limpia). Debe tener un autoclave (para la esterilización por ciclo corto), una incubadora y/o un calentador de mantas (para los líquidos de irrigación y para las toallas para tapar a los pacientes después de la cirugía), una nevera (para los fármacos y las soluciones) y recipientes para formalina. También debe haber un registro de las operaciones del día, los protocolos de quirófano y un teléfono. El instrumental sucio puede enviarse a un área de suministros central, o puede descontaminarse, lavarse, lubricarse y envolverse o empaquetarse para volver a esterilizarlo. Si esta área se utiliza para descontaminar y envolver el instrumental, debe estar separada en dos zonas independientes para evitar la contaminación cruzada del material limpio. Sala para el instrumental estéril La sala para el instrumental estéril es un área limpia donde se guarda todo el instrumental y el equipo esterilizado y empaquetado. Suele estar cerca del puesto de enfermería. El personal de cirugía recoge de esta habitación todo el instrumental que necesita para cada caso. El material debe estar ordenado en las estanterías de forma lógica (p. ej., en orden alfabético) y deben comprobarse con regularidad las «fechas de caducidad» (es decir, la caducidad relacionada con el tiempo; v. p. 5) y la integridad de los envases (es decir, la caducidad relacionada con los hechos; v. p. 5). Sala para los equipos Los aparatos grandes, como las máquinas de anestesia, los equipos de láser, los equipos de monitorización, los microscopios quirúrgicos y las lámparas de cirugía portátiles pueden guardarse en una sala para equipos. El equipo debe conservarse sin polvo y debe limpiarse con regularidad siguiendo los protocolos descritos para la desinfección del quirófano (v. p. 19). Esta sala es un área muy útil, porque evita que los aparatos grandes y caros se acumulen en los pasillos, donde podrían sufrir daños o causar problemas. Cuarto de la limpieza Los productos que se utilizan para descontaminar y limpiar las salas quirúrgicas pueden almacenarse en un cuarto o en un armario destinado para este fin. Los utensilios y los productos de limpieza que se almacenan aquí sólo deben utilizarse en el quirófano para prevenir la contaminación cruzada desde otras zonas del hospital. Cuarto de lavado Las áreas donde están los lavabos deben localizarse en el centro de las zonas de quirófanos. En cada puesto de lavado debe haber jabón antiséptico, que debe estar en dispensadores adecuados (es decir, que se activen con pedales), cepillos (p. ej., cepillos reutilizables esterilizados o una combinación de esponja y cepillo de poliuretano desechable, a menos que se utilicen soluciones de limpieza que no necesiten cepillado [v. capítulo 7]) y productos para limpiar las uñas, y todo ello debe estar al alcance de la mano. Los fregaderos profundos de acero inoxidable equipados con grifos que pueden manejarse con la rodilla, el codo o el pie son los más adecuados. Si se utilizan cepillos reutilizables, los dispensadores y los cepillos deben desmontarse y esterilizarse en un autoclave con regularidad. El área de los lavabos debe estar lejos de los paquetes de instrumental esterilizados debido a que pueden contaminarse con las gotas de agua y las salpicaduras desde los lavabos. Los lavabos nunca deben utilizarse para lavar el equipo o el instrumental o para eliminar líquidos corporales. Área para ponerse la bata y los guantes El personal puede ponerse la bata y los guantes fuera o dentro del quirófano. No existe un acuerdo sobre en qué lugar se produce menos contaminación cruzada, ya que no existen pruebas que apoyen un lugar u otro. NOTA: Si el quirófano es pequeño, o si varias personas se lavan y se ponen la bata y los guantes a la vez, disponer de un área independiente puede ayudar a prevenir la contaminación del personal, el material estéril o la zona quirúrgica ya preparada. Quirófano Los quirófanos son habitaciones individuales donde se realiza la cirugía. La sala debe ser lo bastante grande para que el personal © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. CAPÍTULO 3 pueda moverse alrededor del equipo estéril sin contaminarlo y para que quepan las piezas grandes del equipo necesario para algunas intervenciones. Algunos proveedores de lámparas y mesas disponen de pantallas táctiles y que se activan con voz, monitores de vídeo, cámaras, equipos eléctricos, etc., para equipar quirófanos integrados que resultan más eficaces y multifuncionales. Las salas de quirófano integradas pueden diseñarse por encargo, tanto si son sencillas como completas, y pueden construirse así desde el principio o modificarse posteriormente. El quirófano debe estar bien organizado y ser simple para que no se acumule polvo en ningún sitio y pueda limpiarse fácilmente. El suelo, el techo, las paredes y las demás superficies deben ser lisos, no porosos y de materiales incombustibles. Las superficies lisas pueden limpiarse y desinfectarse en su totalidad, e impiden que se acumule el material biológico que podría provocar una contaminación cruzada. Los materiales de las superficies deben resistir el lavado frecuente y la limpieza con desinfectantes fuertes. Las zonas quirúrgicas deben tener sistemas de ventilación diseñados para que haya una presión de aire positiva en el quirófano y una presión de aire inferior en los pasillos adyacentes. Los sistemas de ventilación mejores son los que intercambian el aire de 15 a 20 veces por hora como mínimo. La presión positiva dentro del quirófano reduce la probabilidad de que el aire contaminado de los pasillos adyacentes se mezcle con el aire del quirófano. En todos los quirófanos debe instalarse un sistema de limpieza que extraiga los gases anestésicos del aire del quirófano. Deben mantenerse una temperatura y humedad constantes en el entorno del quirófano. La humedad se controla para reducir al mínimo la electricidad estática y el crecimiento microbiano; lo ideal es que no supere el 50%. La temperatura del aire se mantiene entre 17 °C y 20 °C. El quirófano se ilumina con luces fluorescentes colocadas en el techo, que se complementan con una, o preferiblemente dos, lámparas halógenas. La iluminación para la cirugía está diseñada para emitir una luz blanca suave, de alta intensidad, que no produzca mucho calor, que permita apreciar los colores reales y que no produzca sombras ni deslumbre. Puede diseñarse con una, dos o tres lámparas colocadas en la pared, el techo o en un soporte. Las lámparas quirúrgicas suelen estar montadas en el techo. No deben utilizarse lámparas con carriles, porque puede acumularse polvo y bacterias en ellos. Es importante que puedan girar; la mayoría de las lámparas giran 360° siguiendo el eje de la bombilla, y hay algunas incluso más flexibles. Muchas lámparas pueden incorporar cámaras. Muchos cirujanos utilizan lámparas frontales de fibra óptica, y ahora existen modelos cómodos y ligeros que eliminan prácticamente todas las sombras del campo quirúrgico (v. figura 3-1). Las mesas de operaciones de acero inoxidable deben ser de altura (mecanismo hidráulico) e inclinación regulables. La superficie de la mesa debe ser plana, de una pieza, o tener una bandeja en V. Las distintas mesas no sólo varían en cuanto a los tipos de intervenciones quirúrgicas que pueden realizarse en ellas, sino también en cuanto a la posibilidad de realizar técnicas de imagen, la movilidad y los accesorios disponibles. Las mesas que pueden inclinarse completamente y que permiten adoptar la posición de Trendelenburg, la posición de Trendelenburg inversa y otras posiciones son muy prácticas. Las mesas con patas desmontables son apropiadas para las intervenciones ortopédicas. Existen mesas especiales para Medios, equipamiento y personal de cirugía 17 Figura 3-1 Lámpara frontal de fibra óptica. realizar técnicas de imagen intraoperatorias cuya superficie es 100% radiotransparente. Debe haber bandejas portátiles y almohadillas aislantes. La temperatura corporal del paciente debe mantenerse estable durante la cirugía, sobre todo si el animal pesa menos de 10 kg o si la intervención va a durar más de 2 horas. Generalmente, la temperatura corporal se mantiene usando un dispositivo de aire caliente circulante (p. ej., Bair Hugger, Arizant Healthcare, Inc., Prairie, Minn.). Deben utilizarse accesorios especiales para que el anestesista pueda ver la cabeza del paciente y pueda monitorizarle sin contaminar el campo quirúrgico. Debe haber una mesa de instrumental (es decir, un soporte Mayo) o una mesa auxiliar, que debe ser lo bastante grande para contener todo el instrumental necesario para la intervención quirúrgica. Las mesas de instrumental deben ser de acero inoxidable y de altura regulable. Los miembros del equipo quirúrgico utilizan un cubo con pedal para tirar las gasas manchadas durante la cirugía. El marco del cubo debe tener ruedas para que pueda moverse fácilmente (es decir, con el pie) dentro del quirófano. Las bolsas de basura de plástico facilitan su limpieza. En todos los quirófanos debe haber un aspirador (portátil o por tuberías). Las unidades de aspiración con recipientes desechables son fiables, se limpian fácilmente y resultan económicamente rentables. Las mangueras de succión no deben reutilizarse a no ser que estén esterilizadas, ya que son una fuente frecuente de contaminación de las heridas quirúrgicas. También debe haber otros accesorios, como monitores fisiológicos, carros de anestesia, portasueros y taburetes. En todos los quirófanos debe haber un negatoscopio, preferiblemente plano para facilitar su limpieza. Los dispositivos portátiles para realizar técnicas de imagen son lo más adecuado para evaluar la colocación de los implantes ortopédicos. Debe haber un reloj de pared para controlar el tiempo transcurrido, especialmente si es necesario realizar una oclusión vascular. En todos los quirófanos debe haber armarios con puertas bien ajustadas (para reducir al mínimo la acumulación de polvo), para guardar el material de sutura, los vendajes, las gasas, las hojas de bisturí y el instrumental que más se utiliza. Las puertas del quirófano deben mantenerse cerradas para impedir que el aire se mezcle con el aire de los pasillos. 18 PARTE I Principios quirúrgicos generales Área de recuperación postoperatoria El área de recuperación postoperatoria debe estar al lado del área quirúrgica, separada de los demás pacientes del hospital. Los pacientes deben permanecer en jaulas individuales, caldeadas, y deben controlarse cuidadosamente hasta que se recuperen del todo. Los pacientes que necesitan cuidados especiales deben llevarse directamente a la zona de cuidados intensivos. La temperatura de la sala de recuperación debe ser más alta que la del quirófano (es decir, de 21 °C a 25 °C). Debe haber armarios calientes con líquidos y mantas. Debe disponer de analgésicos y todo el equipo o los fármacos necesarios por si se produce una urgencia (es decir, desfibrilador, laringoscopios, tubos endotraqueales, aspirador, oxígeno y carro de parada). Sala de cirugía menor Debe destinarse una sala independiente, adyacente al área de preparación y anestesia, para realizar las intervenciones quirúrgicas menores contaminadas (p. ej., laceraciones, biopsias, tratamiento de las heridas, intervenciones dentales y endoscopia). La sala debe estar equipada con una mesa de operaciones, lámpara, líneas de succión y de gas para el equipo de anestesia, material de sutura, materiales de preparación antiséptica y paquetes de instrumental para cirugía menor. Debido al tipo de intervenciones que se realizan en esta sala, debe limpiarse y desinfectarse adecuadamente después de cada intervención quirúrgica y al final del día si se ha utilizado (v. capítulo 4). PERSONAL Las funciones y responsabilidades de cada uno de los miembros del personal quirúrgico deben definirse claramente por escrito. Esto se hace para aclarar la descripción del trabajo y establecer la responsabilidad de cada empleado. Estas políticas deben seguirse cuidadosamente y cumplirse estrictamente para garantizar la seguridad y el funcionamiento eficaz del área quirúrgica. Todos los miembros del personal deben evaluarse periódicamente. Deben tomarse medidas para que puedan realizarse programas de formación, autoformación y difusión de información, y debe haber libros, revistas y material audiovisual actualizado sobre las nuevas técnicas e intervenciones. La función del cirujano es dirigir el trascurso de la intervención y encargarse de todo lo que pueda ocurrir en el quirófano durante la misma. Los asistentes de quirófano suelen ser técnicos veterinarios; su función es ayudar al cirujano a realizar la operación de forma segura, lo que incluye conocer la intervención que se está realizando, ocuparse de la retracción y la hemostasia, y colocar el instrumental y los tejidos en una posición adecuada para realizar la tarea quirúrgica. Un ayudante de cirugía experto tiene un valor incalculable. El anestesiólogo es el responsable de monitorizar al paciente y ajustar su estado fisiológico durante la cirugía. Los anestesiólogos están preparados para proporcionar cuidados inmediatos en caso de que se produzca una crisis fisiológica. En ocasiones, el cirujano y el anestesiólogo deben trabajar juntos para cronometrar las maniobras quirúrgicas cuidadosamente, como en las intervenciones cardiotorácicas. Si el anestesiólogo tiene la experiencia adecuada, el cirujano podrá concentrarse en la intervención quirúrgica. Supervisor de quirófano y técnico quirúrgico En los centros grandes, el supervisor de quirófano supervisa a los técnicos que trabajan en el área quirúrgica. Los técnicos tienen la responsabilidad de organizar el trabajo, entrenar al personal nuevo, establecer las normas para el área quirúrgica, aplicar y reforzar las normas, y desarrollar programas de formación y seminarios. El supervisor de quirófano también participa en los aspectos técnicos diarios del funcionamiento del área quirúrgica (es decir, distribuye, abre los paquetes quirúrgicos y recupera el instrumental especial). En un centro pequeño (es decir, que sólo tiene un quirófano), el supervisor asume todas las tareas del técnico quirúrgico que se han indicado más arriba. El supervisor también puede tener otras tareas técnicas, como administrar la anestesia, sujetar al paciente y actuar como recepcionista. La cualificación de un técnico bien formado incluye haberse graduado en un programa de técnico veterinario homologado y 1 o 2 años de prácticas en una clínica veterinaria o en un hospital veterinario docente. Lectura recomendada Loonam JE, Millis DL: Choosing surgical lighting, Compend Cont Educ Pract Vet 25:537, 2003. CAPÍTULO 4 C A P Í T U L O Atención y mantenimiento del entorno quirúrgico 19 4 Atención y mantenimiento del entorno quirúrgico La cirugía supone un riesgo para los pacientes de sufrir infecciones nosocomiales (adquiridas en el hospital), a menos que se establezcan y se cumplan unas normas estrictas en cuanto al cuidado y mantenimiento del entorno y del equipo. Puesto que la mayoría de las infecciones quirúrgicas se desarrollan debido a bacterias que se introducen en el lugar de la incisión durante la cirugía, la preparación del entorno quirúrgico es fundamental para reducir la probabilidad de que se produzca una infección. El quirófano se considera un área limpia (v. capítulo 3), y todo el personal que entra o sale del quirófano debe llevar el atuendo adecuado (v. capítulo 7). Para mantener el entorno quirúrgico tan libre de microorganismos como sea posible, debe limpiarse y desinfectarse de forma rutinaria. El término limpieza se refiere a la eliminación de las manchas (es decir, sangre, suero, orina o pus); el término desinfección se refiere al tratamiento de las superficies, los materiales y el equipo con productos químicos para reducir el número de bacterias. Generalmente, la limpieza y la desinfección se realizan simultáneamente, excepto cuando hay una gran cantidad de material orgánico o de otros líquidos corporales. HÁBITOS DE LIMPIEZA DIARIOS © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Quirófano Todos los días, antes de realizar la primera intervención quirúrgica, debe quitarse el polvo de todas las superficies horizontales, las lámparas, el equipo de quirófano y el mobiliario con un paño húmedo que no suelte pelusas y un desinfectante hospitalario (v. cuadro 4-1). Después de cada intervención quirúrgica deben lavarse y desinfectarse las áreas contaminadas con restos orgánicos (p. ej., suelos, puertas, mostradores, equipos y mesa de operaciones). Si durante la cirugía se encuentran «peligros biológicos» (es decir, enfermedades infecciosas, fármacos quimioterapéuticos), deben tomarse precauciones especiales durante la limpieza y la desinfección (es decir, desinfectantes específicos, duración de la limpieza y tiempo de contacto con el desinfectante). Al final de cada día, las mesas de operaciones, los mostradores, las lámparas, el equipo, el suelo, las ventanas, los armarios y las puertas deben lavarse y desinfectarse para dejarlos preparados para el día siguiente. Las bolsas de ropa deben recogerse y llevarse a la lavandería. Las bolsas de basura deben tirarse en el lugar adecuado. Los cubos de pedales deben desinfectarse y hay que poner una bolsa de plástico nueva. Las lámparas quirúrgicas y el equipo de monitorización y anestesia se limpian y se desinfectan siguiendo las especificaciones del fabricante. Las ruedas y CUADRO 4-1 Atención y mantenimiento diarios del quirófano Al principio de cada día • Fregar las superficies planas de los muebles y las lámparas con un paño empapado en una solución desinfectante. Después de cada intervención quirúrgica • Recoger el instrumental utilizado y colocarlo en una solución fría de agua y jabón o enzimática. • Recoger la basura y la ropa sucia y dejarlos en los contenedores adecuados. • Lavar el instrumental y las mesas quirúrgicas, los soportes, los cubos de pedales y las almohadillas térmicas con un desinfectante. • Si es necesario, fregar el suelo (retirar la mesa quirúrgica y fregar debajo si han caído líquidos corporales). Después de la última intervención quirúrgica del día • Limpiar y desinfectar los cubos de pedales. • Comprobar el techo, las paredes, las puertas de los armarios, las superficies de los mostradores y todo el mobiliario, y limpiarlo si es necesario. • Limpiar y prestar los cuidados necesarios a los elementos individuales (es decir, monitores, equipo de anestesia, lámparas quirúrgicas) siguiendo las instrucciones del fabricante. • Fregar las superficies de los mostradores y las puertas de los armarios con una solución desinfectante. • Lavar el instrumental y las mesas quirúrgicas, los soportes, las almohadillas térmicas y las instalaciones de luz con una solución desinfectante. Desmontar la mesa quirúrgica para limpiarla, si es necesario. • Comprobar las existencias y reponerlas si es necesario. • Hacer rodar el equipo que tenga ruedas (p. ej., la mesa quirúrgica, los dispositivos de monitorización) sobre una pequeña cantidad de solución desinfectante que previamente se haya echado en el suelo. • Pasar la aspiradora humectante o fregar el suelo. los frenos de todos los equipos móviles y de las camillas se limpian y se desinfectan. Debe reponerse el instrumental que se utiliza habitualmente, el material de sutura, las gasas, las agujas y las jeringas, y hay que pasar una aspiradora humectante o fregar el suelo. Se prefiere la aspiradora, porque las fregonas son una fuente principal de infecciones. Si se utilizan fregonas, deben 19 20 PARTE I Principios quirúrgicos generales CUADRO 4-2 Atención y mantenimiento diarios del cuarto de lavado y de los lavabos CUADRO 4-3 Atención y mantenimiento diarios de la sala de preparación del paciente Entre las sesiones de lavado Entre la preparación de un paciente y otro • Retirar los envoltorios de los paquetes. • Quitar los restos que haya en los lavabos. • Eliminar el material de desecho (p. ej., heces). • Retirar la orina de forma adecuada y fregar el lavabo. • Limpiar el pelo de las cuchillas de la máquina de afeitar y lubricarlas siguiendo las instrucciones del fabricante. • Comprobar las paredes, los mostradores y las puertas de los armarios, y limpiarlos con un desinfectante si es necesario. • Aspirar y lavar el suelo, si es necesario, para eliminar el pelo. Después de la última intervención quirúrgica del día • Eliminar los residuos y limpiar los recipientes para residuos con un desinfectante. Poner una bolsa de plástico en los recipientes. • Comprobar las existencias y reponerlas. • Lavar y llenar los dispensadores de jabón. • Limpiar las superficies de los mostradores, las puertas de los armarios, las paredes adyacentes a los lavabos y los interruptores. • Fregar y desinfectar los lavabos. • Pasar la aspiradora humectante o fregar el suelo. lavarse y secarse todos los días. Deben escurrirse entre un uso y otro, y empaparse en desinfectante. Lavabos Durante el día debe prestarse una atención especial al área de los lavabos, porque el agua (un vehículo de contaminación bacteriana) suele salpicar el suelo y las paredes, y la sangre y otros restos orgánicos pueden transportarse desde el área de los lavabos hasta la zona quirúrgica (v. cuadro 4-2). Este área debe limpiarse cada vez que sea necesario a lo largo del día (es decir, fregar el suelo, eliminar los cepillos y los limpiadores de uñas utilizados, lavar los dispensadores de jabón, y fregar los lavabos y las paredes), y debe desinfectarse al final del día. Sala de preparación quirúrgica y de anestesia Los lavabos, los recipientes del aspirador, los cubos de basura, las camillas y las mesas de preparación de la anestesia deben mantenerse limpias de restos orgánicos y desinfectarse cuando sea necesario a lo largo del día (v. cuadro 4-3). El pelo que se elimina durante la preparación del paciente debe aspirarse de las mesas quirúrgicas y del suelo. La sangre, la orina, las heces, los tejidos, el suero y el material purulento deben recogerse y eliminarse. Las agujas y los instrumentos cortantes deben dejarse en contenedores adecuados. Los materiales biopeligrosos desechados deben meterse en bolsas con un código de colores, o marcarse claramente como biopeligrosos. La instalación de fontanería, los suelos, los armarios, el equipo de anestesia, los almacenes, el mobiliario y el resto del equipo deben lavarse y desinfectarse todos los días. Al final del día debe desinfectarse el lavabo de la sala de preparación, y hay que verter una solución desinfectante por el desagüe. Hay que desinfectar la superficie interna de los cubos de basura. Las bolsas y los filtros de las aspiradoras portátiles deben eliminarse y sustituirse cuando sea necesario; la superficie exterior de la aspiradora (incluyendo los tubos y la tobera) debe lavarse y desinfectarse. Las máquinas de afeitar deben limpiarse siguiendo las instrucciones del fabricante. Debe pasarse la aspiradora humectante o fregar el suelo, y reponer las existencias. Si se utiliza una fregona, el cubo debe vaciarse y fregarse, y todo el equipo y los productos de limpieza deben guardarse en el armario destinado para este fin. Al final del día • Eliminar los desechos y limpiar los recipientes de desechos con un desinfectante. Poner bolsas de plástico nuevas en los recipientes. • Fregar las lámparas y los cables de alimentación con un desinfectante. • Limpiar las máquinas de afeitar siguiendo las instrucciones del fabricante. • Pasar la aspiradora por el suelo para eliminar todos los pelos. Cambiar el filtro de la aspiradora. Limpiar la parte externa de la aspiradora, los tubos y la tobera con un desinfectante. • Comprobar las paredes y el techo, y limpiarlos si es necesario. • Comprobar las existencias y reponerlas. • Fregar las superficies de los mostradores, las puertas de los armarios, las paredes adyacentes a los lavabos y los interruptores con un desinfectante. • Fregar y desinfectar los lavabos. • Pasar la aspiradora humectante o fregar el suelo. Sala de recuperación Las jaulas, los lavabos, los cubos de pedales y las camillas deben lavarse para quitar los restos orgánicos y desinfectarse siempre que sea necesario a lo largo del día. La instalación de fontanería, el suelo, los armarios, el equipo de anestesia, los almacenes, el mobiliario y el resto del equipo deben lavarse y desinfectarse todos los días como se ha descrito en la sección anterior. Cuando un paciente quirúrgico abandona la jaula de recuperación, debe desinfectarse cuidadosamente antes de que la use el siguiente paciente. Antes de desinfectar la jaula hay que eliminar el acolchado, el papel y la materia orgánica. Debe rociarse desinfectante sobre todas las superficies de la jaula, incluyendo la puerta. La materia orgánica seca debe restregarse con un cepillo hasta que se elimine del todo. Por último, debe lavarse y desinfectarse el área que está enfrente de las jaulas. La ropa (es decir, almohadillas, mantas y mantas calefactoras) deben lavarse antes de volver a utilizarse. Las mantas calefactoras de plástico con agua circulante deben lavarse y desinfectarse. Este protocolo ayuda a mantener una concentración baja de microorganismos en el área de recuperación quirúrgica, lo que disminuye la incidencia de infecciones nosocomiales. Sin embargo, algunas enfermedades infecciosas (p. ej., parvovirosis) requieren precauciones especiales. HÁBITOS DE LIMPIEZA SEMANALES Y MENSUALES Las salas quirúrgicas deben vaciarse de todo el equipo móvil y lavarse completamente una vez a la semana. Deben lavarse y CAPÍTULO 4 © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. desinfectarse las estanterías de los armarios de suministros, las paredes, las ventanas, las repisas de las ventanas, el techo, la instalación eléctrica, las mesas quirúrgicas, los carros de instrumental y de suministros (y las ruedecitas), los almacenes, las áreas donde se almacenan los equipos, y el equipo que se utiliza con poca frecuencia. Debe pasarse la aspiradora humectante por el suelo del quirófano una vez a la semana, y por las rejillas de los conductos de ventilación. Las paredes, el suelo y el techo deben Atención y mantenimiento del entorno quirúrgico 21 fregarse una vez al mes, y las ruedas y las demás partes móviles del equipo y las camillas deben lubricarse. Lecturas recomendadas Neil JA, Nye PF, Toven LA: Environmental surveillance in the operating room, AORN J 82:43, 2005. Recommended practices for high-level disinfection, AORN J 81:402, 2005. 22 PARTE I Principios quirúrgicos generales C A P Í T U L O 5 Atención preoperatoria e intraoperatoria del paciente quirúrgico Para seleccionar y preparar a los pacientes quirúrgicos, deben tenerse en cuenta varios detalles. Siempre debe hacerse una exploración física completa, seguida de las pruebas de laboratorio adecuadas. La anamnesis ayuda a determinar qué pruebas físicas y de laboratorio deben hacerse. La información preoperatoria también permite comparar el estado del animal antes y después de la cirugía (p. ej., la capacidad para orinar antes y después de la cirugía espinal). En este capítulo se analizan la evaluación general y la estabilización del paciente quirúrgico; a lo largo del texto se proporcionan las consideraciones preoperatorias para las enfermedades específicas. estado mental). A los animales traumatizados hay que hacerles una exploración neurológica (v. capítulo 36) y una exploración ortopédica (v. capítulo 31), además de la evaluación de los sistemas respiratorio, gastrointestinal, cardiovascular y urinario. En los casos urgentes, es posible que sólo pueda realizarse una exploración superficial hasta que el animal se haya estabilizado. El estado físico preanestésico (v. tabla 5-1) es uno de los mejores indicadores de la probabilidad de que se produzca una urgencia cardiopulmonar durante o después de la intervención quirúrgica; cuanto más deteriorado esté el estado físico, más riesgo habrá de que se produzcan complicaciones anestésicas y quirúrgicas. ANAMNESIS DATOS DEL LABORATORIO La anamnesis completa obtenida del dueño o del cuidador ayuda a evaluar el proceso patológico subyacente y a identificar otras anomalías que pueden afectar al resultado de la cirugía. Aunque en los casos urgentes generalmente sólo puede realizarse una anamnesis breve, más adelante deberá realizarse la anamnesis completa. La anamnesis incluirá la reseña, la dieta, el ejercicio, el entorno, los antecedentes sanitarios, los tratamientos recientes (especialmente antiinflamatorios, antibióticos, y los tratamientos potencialmente nefrotóxicos o hepatotóxicos), y pruebas de infecciones. Antes de embarcarse en una cronología detallada interminable, debe describirse el problema actual, preguntando: 1) ¿cuándo empezó?; 2) ¿cómo era cuando empezó?, y (3) ¿el problema ha mejorado, empeorado o no ha cambiado? (incluyendo una breve explicación sobre cómo ha cambiado). Una vez obtenida esta información, se establece un punto de partida a partir del cual los detalles pueden tener sentido. Las preguntas deben plantearse de forma que se eviten las respuestas ambiguas y se obtenga información concreta. Por ejemplo, es mejor preguntar «¿cuándo le han puesto la última vacuna a su perro?» que «¿las vacunas de su perro están al día?». Se anotará si ha tenido vómitos, diarrea, alteraciones del apetito, exposición a toxinas o cuerpos extraños, tos, intolerancia al ejercicio y otras anomalías. Deben identificarse los animales con antecedentes de convulsiones para evitar administrarles fármacos que producen convulsiones (p. ej., acepromacina). El estado físico del animal y la intervención que se va a realizar determinan la magnitud de las pruebas de laboratorio. En los animales jóvenes, sanos, en los que se van a realizar intervenciones programadas (p. ej., ovariohisterectomía y desungulación) y en los animales sanos con enfermedades localizadas (p. ej., luxación rotuliana) puede ser suficiente determinar el hematocrito, las proteínas totales (PT), el nitrógeno ureico en sangre (BUN) o, preferiblemente, la creatinina sérica y la densidad de la orina. En los animales de más de 5 o 7 años, incluso con un estado físico I o II (v. tabla 5-1), en los animales con signos sistémicos (p. ej., disnea, soplos cardíacos, anemia, rotura de la vejiga urinaria, dilatación-vólvulo gástrico, shock y hemorragia), o si se prevé que la cirugía va a durar más de 1-2 horas, debe realizarse el hemograma completo (HC), el perfil bioquímico sérico y un análisis de orina. Los signos que presenta el animal y la enfermedad subyacente determinan si es necesario realizar más pruebas de laboratorio (v. tabla 5-2). La identificación de enfermedades asociadas o subyacentes influye en el abordaje preoperatorio, la intervención quirúrgica que se realizará, el pronóstico y los cuidados postoperatorios. Los animales con neoplasias deben evaluarse por si existen metástasis (p. ej., mediante radiografías torácicas, ecografía abdominal, y/o aspiración de ganglios linfáticos). Si el animal tiene una cardiopatía, deben realizarse radiografías torácicas, una ecografía cardíaca y/o un electrocardiograma (v. capítulo 27). En las áreas endémicas, debe comprobarse si el animal tiene dirofilariosis antes de la cirugía. Si el animal ha sufrido un traumatismo, es necesario realizar radiografías torácicas para evaluar el diafragma, el espacio pleural y los pulmones por si hubiera alguna alteración, como contusiones pulmonares, neumotórax o hernia diafragmática. Aunque las cuestiones económicas son importantes, la EXPLORACIÓN FÍSICA El animal se evaluará sistemáticamente durante la exploración física, que debe incluir todos los sistemas orgánicos. Debe observarse el estado general del animal (condición física, actitud y 22 CAPÍTULO 5 Atención preoperatoria e intraoperatoria del paciente quirúrgico 23 TABLA 5-1 Clasificación del estado físico de los pacientes quirúrgicos ESTADO FÍSICO CONDICIÓN DEL ANIMAL EJEMPLOS I Sano sin ninguna enfermedad perceptible El paciente ingresa para una intervención programada (p. ej., ovariohisterectomía, desungulación, castración) II Sano con una enfermedad localizada o una enfermedad sistémica leve Luxación rotuliana, tumor cutáneo, paladar hendido sin neumonía por aspiración III Enfermedad sistémica grave Neumonía, fiebre, deshidratación, soplo cardíaco, anemia IV Enfermedad sistémica grave potencialmente mortal Insuficiencia cardíaca, insuficiencia renal, insuficiencia hepática, hipovolemia intensa, hemorragia intensa V Moribundo; no se espera que el paciente sobreviva más de 24 horas con o sin cirugía Shock endotóxico, insuficiencia multiorgánica, traumatismo grave TABLA 5-2 Resumen de algunos hallazgos clínicos patológicos seleccionados ANOMALÍAS DE LABORATORIO Aumento del nitrógeno ureico en sangre (BUN) OBSERVACIONES DIAGNÓSTICOS DIFERENCIALES PRINCIPALES Determinar la densidad urinaria antes de iniciar la fluidoterapia; medir la concentración sérica de creatinina Azoemia prerrenal, nefropatía primaria, azoemia posrenal © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Disminución del BUN Insuficiencia hepática (p, ej., comunicación portosistémica, cirrosis), poliuria-polidipsia grave, dietas bajas en proteínas Aumento de la alanino aminotransferasa (ALT) La ALT puede ser normal en algunos animales con hepatopatía grave Hepatopatía: la magnitud del aumento de la ALT no es diagnóstica de ninguna enfermedad en particular ni sirve para el pronóstico; las enfermedades musculares graves pueden producir aumentos leves de la ALT Disminución de la concentración de albúmina Las incongruencias sustanciales entre los laboratorios y la metodología utilizada para medir la albúmina en las personas puede subestimar considerablemente la concentración de albúmina canina Hepatopatía, pérdidas renales o gastrointestinales, lesiones cutáneas exudativas graves (p. ej., quemaduras); la desnutrición no es la única causa de concentración sérica de albúmina <2 g/dL. Aumento de la concentración sérica de fosfatasa alcalina (FA) Suele estar elevada en los animales jóvenes que están creciendo, o debido a esteroides o anticonvulsivantes; aumenta falsamente si existe lipemia grave o bilirrubinemia grave (>8 g/dL). Hepatopatía, tratamiento con esteroides, obstrucción biliar extrahepática, algunas neoplasias; muchos perros en los que la única anomalía bioquímica es el aumento de la FA no tienen ninguna enfermedad con importancia clínica Aumento de la bilirrubina La luz fluorescente puede degradar la bilirrubina Enfermedad hepatocelular, obstrucción biliar extrahepática, colestasis intrahepática, anemia hemolítica, sepsis grave Aumento del calcio Conviene medir el calcio sérico ionizado, ya que las concentraciones séricas de albúmina pueden afectar considerablemente a las concentraciones séricas de calcio total, enmascarando la hipercalcemia Síndrome paraneoplásico (adenocarcinoma de los sacos anales, linfosarcoma), hiperparatiroidismo primario, rodenticidas que contienen calciferol, hipoadrenocorticismo, enfermedades granulomatosas, hipervitaminosis D, insuficiencia renal crónica Disminución del calcio Es artificialmente bajo en los animales con una concentración baja de albúmina Nefropatía (especialmente aguda), gestación (eclampsia), hipovitaminosis D, hipoparatiroidismo Aumento del fósforo Normal en los perros jóvenes, que están creciendo Insuficiencia renal (aguda y crónica más grave) Disminución del fósforo Síndrome de realimentación, exceso de insulina, especialmente en los gatos cetoacidóticos (puede causar hemólisis) (Continúa) 24 PARTE I Principios quirúrgicos generales TABLA 5-2 Resumen de algunos hallazgos clínicos patológicos seleccionados (cont.) ANOMALÍAS BIOQUÍMICAS OBSERVACIONES DIAGNÓSTICOS DIFERENCIALES PRINCIPALES Aumento de la creatinina En los animales caquécticos, la concentración sérica de creatinina disminuye falsamente Nefropatía, uroabdomen, traumatismo muscular (aumento muy leve) Aumento de la glucosa El estrés puede aumentar la concentración de glucosa a 200-400 mg/dL en los gatos Diabetes mellitus Disminución de la glucosa Si se retrasa la separación de los eritrocitos, se produce una disminución falsa de la glucosa Hepatopatía, insulinoma, hiperadrenocorticismo, neoplasias extrahepáticas, septicemia o toxemia, inanición en los neonatos Aumento del sodio Causado principalmente por pérdida de agua libre Vómitos, diarrea, insuficiencia renal, diabetes insípida, fluidoterapia inadecuada, adipsia por cualquier motivo Aumento del potasio La trombocitosis puede hacer que el potasio aumente falsamente; la hemólisis aumenta la concentración de potasio en determinadas razas Hipoadrenocorticismo, insuficiencia renal grave, uroabdomen, determinados fármacos Disminución del potasio Vómitos, diarrea, tratamiento con diuréticos, insuficiencia renal crónica (especialmente en los gatos), fluidoterapia inadecuada, síndrome de realimentación Aumento del CO2 total Generalmente, significa que existe alcalosis metabólica debido a vómitos del contenido gástrico, administración excesiva de diuréticos, administración de bicarbonato sódico, fluidoterapia inadecuada. También puede significar que existe acidosis respiratoria compensada (extremadamente raro) Disminución del CO2 total Generalmente, significa que existe acidosis metabólica debido a una de las numerosas causas posibles, en raras ocasiones indica alcalosis respiratoria compensada Eosinofilia Parasitismo (dirofilarias, gastrointestinales), enfermedad eosinofílica, mastocitoma, hipersensibilidad Basofilia Parasitismo (dirofilarias), mastocitoma Linfocitosis ⫾ linfosarcoma, ⫾ virus de la leucemia felina, leucemia linfocítica crónica, en algunos perros con ehrlichiosis Puede observarse en animales jóvenes Linfopenia Aumento del hematocrito Estrés intenso, linfangiectasia, quilotórax, enfermedad vírica aguda Algunas razas (p. ej., los galgos) tienen el hematocrito más alto (p. ej., del 55%) que otras exploración preoperatoria es rentable, ya que con frecuencia previene o predice complicaciones más costosas. NOTA: Hay que recordar que, en los perros, los valores bioquímicos hematológicos y séricos varían según la edad. El crecimiento y la maduración de los cachorros influyen en algunos de estos valores, que pueden ser muy diferentes respecto de los valores de los adultos (p. ej., el recuento de linfocitos, el recuento de eritrocitos, el hematocrito, la actividad de la fosfatasa alcalina y las concentraciones de hemoglobina, calcio, fósforo, proteínas y globulina). DETERMINACIÓN DEL RIESGO QUIRÚRGICO Una vez realizadas la anamnesis, la exploración física y las pruebas de laboratorio, puede estimarse el riesgo quirúrgico y dar un Deshidratación, policitemia, hipoxia (comunicación derecha-izquierda) pronóstico (v. tabla 5-3). Si las posibilidades de que se produzcan complicaciones son mínimas y hay muchas probabilidades de que el paciente recupere la normalidad después de la cirugía, se considera que el pronóstico es excelente. Si existen muchas probabilidades de que el resultado sea bueno, pero existe alguna posibilidad de complicaciones, el pronóstico es bueno. Si es posible que se produzcan complicaciones graves, aunque poco frecuentes, la recuperación puede ser prolongada, o si es posible que el animal no recupere la misma funcionalidad que tenía antes de la cirugía, el pronóstico es aceptable. Si la enfermedad subyacente o la intervención quirúrgica se asocian a complicaciones numerosas o graves (o ambas), se espera que la recuperación sea prolongada y la probabilidad de que el animal muera durante o después de la cirugía es alta, o si es poco pr obable que el animal recupere la funcionalidad que tenía antes de la cirugía, el pronóstico es malo. El pronóstico es reservado en los casos en los que el resultado es muy variable o desconocido. CAPÍTULO 5 Atención preoperatoria e intraoperatoria del paciente quirúrgico TABLA 5-3 Pautas para determinar el pronóstico quirúrgico PRONÓSTICO CRITERIOS 25 CUADRO 5-1 Cálculo de los volúmenes necesarios en las transfusiones de sangre y el tratamiento con bicarbonato Transfusión de sangre Excelente • La posibilidad de que haya complicaciones es mínima • Alta probabilidad de que el paciente recupere la normalidad tras la cirugía Bueno • Algunas posibilidades de complicaciones • Alta probabilidad de un buen resultado Aceptable • Es posible que haya complicaciones graves, pero es poco frecuente • La recuperación puede ser prolongada • Puede que el animal no recupere la funcionalidad que tenía antes de la cirugía Malo Reservado • La enfermedad subyacente o la intervención quirúrgica se asocia a complicaciones numerosas o graves • Se espera que la recuperación sea prolongada • La probabilidad de que el animal muera antes o después de la cirugía es alta • Es muy poco probable que el animal recupere la funcionalidad que tenía antes de la cirugía • El resultado es dudoso o desconocido En ocasiones, el riesgo de la intervención quirúrgica supera sus posibles beneficios. Por ejemplo, puede estar desaconsejado eliminar un tumor cutáneo supuestamente benigno en un paciente con disfunción renal o hepática. Por otro lado, es posible que el hecho de eliminar el tumor primario (p. ej., amputación de un miembro debido a un osteosarcoma) en los pacientes con metástasis torácica no suponga ningún beneficio. En los pacientes veterinarios debe tenerse en cuenta la calidad de vida; es posible que la cirugía no beneficie en nada a los pacientes con enfermedades incurables, debilitantes y graves. Sin embargo, en algunos pacientes la cirugía puede mejorar la calidad de vida, incluso aunque la duración de la vida sea limitada. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. COMUNICACIÓN CON EL CLIENTE La comunicación con el cliente es extremadamente importante para asegurar la satisfacción del propietario después de la cirugía. Antes de la cirugía, hay que informar al cliente del diagnóstico, las opciones quirúrgicas y no quirúrgicas, las posibles complicaciones, los cuidados postoperatorios y el coste. Aunque el coste no puede predecirse siempre debido a que puede haber complicaciones inesperadas, debe informarse al propietario sobre el estado del animal y las intervenciones que podrían modificar el presupuesto inicial. Si la enfermedad es hereditaria, debe recomendarse la esterilización. Es obligatorio obtener el consentimiento informado del propietario, autorizando la cirugía y aceptando los riesgos quirúrgicos y anestésicos, y debe guardarse en el historial clínico del paciente. ESTABILIZACIÓN DEL PACIENTE Los pacientes deben estabilizarse todo lo posible antes de la cirugía. En ocasiones, es imposible estabilizarlos y debe realizarse la cirugía rápidamente; sin embargo, generalmente está justificado Sangre necesaria (mL) = peso del receptor (kg) ⫻ Hto deseado – hto del receptor ⫻ 70 (gatos) o 90 (perros)* Hto del donante Nota: Una estimación aproximada es 2,2 mL de sangre por kg de peso corporal para aumentar el hematocrito del receptor un 1%. Tratamiento con bicarbonato Bicarbonato necesario (mEq) = 0,3 ⫻ deficiencia de álcali† (mEq) ⫻ peso corporal (kg) Administrar la mitad por vía intravenosa (IV) en 10-15 minutos y volver a evaluar; administrar el resto en 4-6 horas si es necesario o administrar 1-2 mEq/kg IV; repetir sólo si está indicado basándose en la evaluación del equilibrio acidobásico y la concentración de potasio. Nota: Puesto que cuando se administra bicarbonato se produce dióxido de carbono, debe asegurarse una ventilación adecuada. *Se estima que el volumen sanguíneo normal es de 90 mL/kg en los perros y de 70 mL/kg en los gatos. † Algunos autores calculan la deficiencia de álcalis como la diferencia entre el bicarbonato deseado y el bicarbonato real (en vez de entre el bicarbonato normal y el bicarbonato real). Es necesario monitorizar continuamente a los animales que necesitan tratamiento con bicarbonato debido a la acidosis. Hto, hematocrito. reponer las deficiencias de líquidos y corregir las anomalías acidobásicas y de los electrólitos antes de inducir la anestesia. Los líquidos intravenosos están indicados para todos los animales que vayan a someterse a una intervención quirúrgica con anestesia general, incluyendo los animales sanos en los que vaya a realizarse una intervención programada. La necesidad de administrar antibióticos preoperatorios depende de la enfermedad del animal y la intervención que se va a realizar. A lo largo de este libro se ofrecen recomendaciones para la profilaxis y el tratamiento con antibióticos, analizando las enfermedades específicas. El uso preoperatorio de antibióticos se discute en el capítulo 10. La anamnesis del paciente, los signos clínicos, los hallazgos de la exploración física y el dióxido de carbono (CO2) total son útiles para identificar las anomalías acidobásicas importantes. Se puede medir el pH sanguíneo, la presión parcial de oxígeno arterial (PaO2), la presión parcial de dióxido de carbono arterial (PaCO2) y la concentración de bicarbonato para determinar la magnitud de estas anomalías. Si el animal tiene una acidemia importante (pH < 7,2), se intentará mejorar la ventilación y la perfusión capilar. Debido a la producción y retención de CO2 en los tejidos, corregir la deficiencia de álcalis con bicarbonato sódico sin ventilación y apoyo hemodinámico concurrentes puede ser perjudicial; la mayoría de los pacientes con acidosis no necesitan la administración de bicarbonato. La cantidad de bicarbonato que debe administrarse para una deficiencia de álcalis determinada puede calcularse utilizando la fórmula que aparece en el cuadro 5-1. El estado nutricional del paciente suele ser crítico en los animales con enfermedades crónicas. A veces se recomienda la 26 PARTE I Principios quirúrgicos generales TABLA 5-4 Métodos para administrar oxígeno MODO DE ADMINISTRAR OXÍGENO INDICACIONES VELOCIDAD DEL FLUJO DE OXÍGENO Mascarilla facial Estabilización a corto plazo en los casos urgentes 6-10 L/min (asegurarse de que la mascarilla está bien colocada) 35%–55% Mediante flujo Estabilización a corto plazo en los casos urgentes; si no se tolera la mascarilla facial 6-8 L/min 25%–45% Tienda o collar isabelino cubierto Si no se tolera el catéter nasal; si no se dispone de jaula de oxígeno 0,75-1 L/min 30%–40% Catéter nasal Administración postoperatoria de oxígeno; administración prolongada 1-6 L/min; 50-100 mL/kg/min 30%–50% Catéter intratraqueal Obstrucción de las vías respiratorias superiores; si no se tolera el catéter nasal 50 mL/kg/min 40%–60% Jaula de oxígeno Administración prolongada de oxígeno; acceso limitado al paciente sobrealimentación parenteral o entérica preoperatoria (v. capítulo 11) para mejorar el estado nutricional antes de la cirugía. Por ejemplo, en los pacientes con paladar hendido, limpiar las partículas de materia procedentes de la cavidad nasal, administrar los antibióticos apropiados y proporcionar sobrealimentación entérica durante varias semanas antes de la cirugía puede reducir las infecciones y facilitar la curación de la herida. Los pacientes con traumatismos deben evaluarse rápidamente para detectar las anomalías potencialmente mortales. Los sistemas cardiovascular y respiratorio deben evaluarse examinando la calidad y frecuencia del pulso, la frecuencia y el esfuerzo respiratorio, el color de las mucosas y el tiempo de rellenado capilar. Debe auscultarse el corazón buscando soplos o arritmias, y deben examinarse los pulmones por si hubiera crepitaciones o sibilancias. La atenuación de los sonidos cardíacos o pulmonares indica la presencia de líquido o aire en la pleura, o puede apreciarse ante una hernia diafragmática. Debe administrarse oxigenoterapia a los animales si parece que tienen dificultad respiratoria u otros signos de privación de oxígeno (v. Oxigenoterapia). La evaluación inicial del sistema urogenital debe incluir la palpación de la vejiga para descartar la obstrucción y para determinar la capacidad del animal para orinar. Durante la exploración inicial, deben observarse el nivel de consciencia del animal y su capacidad para andar (v. capítulo 36). En los animales con disnea intensa debe hacerse una toracocentesis con aguja si se sospecha de enfermedad de la cavidad pleural (es decir, neumotórax o derrame pleural). Puede ser necesario utilizar un tubo de toracostomía (v. p. 899) y/o un suplemento de oxígeno mediante jaula de oxígeno, insuflación nasal (v. Oxigenoterapia) o una mascarilla. Una vez que el estado de los pacientes con disnea grave es estable, deben realizarse radiografías torácicas. Las alteraciones abdominales (es decir, hemorragia, uroabdomen, peritonitis biliar y avulsión mesentérica) son frecuentes en los animales con traumatismos. Deben observarse la capacidad del animal para orinar y las características de la orina. El uroabdomen debe identificarse (es decir, dolor abdominal, derrame peritoneal o azoemia posrenal, o los tres) y tratarse de forma adecuada (v. p. 678). Es importante detectar precozmente la peritonitis para reducir la morbilidad del paciente y aumentar sus posibilidades de FRACCIÓN DE OXÍGENO INSPIRADO 40%–50% supervivencia. El lavado peritoneal diagnóstico puede ser útil si se sospecha de peritonitis (v. p. 335). OXIGENOTERAPIA Los signos clínicos de hipoxia son disnea, cianosis, taquicardia, taquipnea, cambios posturales, ansiedad y/o depresión del sistema nervioso central. Si los signos clínicos, la gasometría arterial, la oximetría del pulso o la enfermedad del paciente indican hipoxia, pueden administrarse suplementos de oxígeno con una mascarilla, una tienda de oxigenación, mediante flujo o con un catéter nasal, o puede colocarse al animal en una jaula o una tienda de oxígeno. NOTA: Debe recordarse que el paciente puede tener hipoxia y no mostrar signos de cianosis, ya que la concentración de hemoglobina desoxigenada en el torrente circulatorio debe ser superior a 5 g/dL para que pueda detectarse la cianosis. El paciente debe tener un hematocrito de aproximadamente el 15% para tener 5 g de hemoglobina/dL. El oxígeno mediante flujo puede ser la forma más fácil de proporcionar oxígeno en una situación de urgencia (v. tabla 5-4). La línea de oxígeno se coloca a 1-3 cm de la nariz y la boca del paciente, lo que crea un área pequeña donde aumenta la fracción de oxígeno inspirado (FIO2). Sin embargo, puesto que requiere la presencia de un cuidador que sujete la línea de oxígeno y se asegure de que el paciente no se mueve, y puesto que se necesita que el flujo de oxígeno sea muy rápido, no siempre es práctico ni la mejor opción. Además, no es tan eficaz como otros métodos que se describen más abajo. Las mascarillas faciales de oxígeno son un método útil a corto plazo para proporcionar un suplemento de oxígeno. Con un flujo de oxígeno a una velocidad de 6-10 L/min y una mascarilla bien colocada, puede conseguirse una FIO2 de 0,35-0,55 (v. tabla 5-4). Hay que tener en cuenta que es posible que la mascarilla facial no se tolere (especialmente en los animales con disnea intensa) y que suele ser difícil colocar bien las mascarillas a los gatos y a los perros braquicéfalos. Una alternativa es utilizar un CAPÍTULO 5 Atención preoperatoria e intraoperatoria del paciente quirúrgico Figura 5-1 Figura 5-2 Para facilitar la colocación del catéter de oxigenoterapia en las fosas nasales, tire ligeramente de la parte dorsal de la nariz hacia arriba. Suture o pegue el catéter de oxigenoterapia en la parte externa de los ollares. CUADRO 5-2 Insuflación nasal de oxígeno 1. Seleccione un tubo de alimentación pequeño, de caucho rojo (3,5-5 Fr para los gatos; 5-8 Fr para los perros) para utilizarlo como catéter y lubrifique la punta con un gel de lidocaína. 2. Ponga una o dos gotas de un anestésico local (p. ej., lidocaína al 2% o proparacaína) en las fosas nasales. 3. Compare la medida del catéter con el borde medial del ojo o la rama caudal de la mandíbula. 4. Levante la cara dorsal de la nariz e introduzca el catéter lubricado en la fosa nasal la distancia predeterminada. 5. Suture o pegue el catéter a la parte externa de la nariz y el hocico, y sobre el seno frontal o a lo largo de la mandíbula. En los gatos, no deje que el tubo roce los bigotes. 6. Ponga un collar isabelino al animal. 7. Conecte el tubo a una fuente de oxígeno y a ción de oxígeno por encima del 90%; generalmente, se empieza a 50 mL/kg/min y se ajusta cuando sea necesario.* *Puede producirse distensión gástrica si la velocidad del flujo es demasiado alta. 27 nasal unilateral es de aproximadamente 50-100 mL/kg/min. Con esta velocidad de flujo puede conseguirse una FIO2 de, aproximadamente, el 50%. Aunque con un único catéter nasal puede administrarse el gas a una velocidad de flujo alta, puede resultar muy incómodo para el paciente. En estos casos, está justificado administrar el oxígeno utilizando dos catéteres nasales bilaterales. En un estudio reciente se ha demostrado que, aunque la FIO2 y la PaO2 pueden aumentar si aumenta la velocidad del flujo de oxígeno, el aumento es el mismo si el flujo se administra con un catéter o con dos. Al parecer, el beneficio principal del uso de catéteres nasales bilaterales es que el paciente está más cómodo (Dunphy y cols., 2002). Si se administra oxígeno a través de un catéter nasal durante períodos prolongados (es decir, más de 6-12 horas), debe humedecerse. En los animales que no toleran los catéteres nasales pueden utilizarse catéteres intratraqueales (v. tabla 5-4). Las jaulas de oxígeno proporcionan un entorno cerrado en el que pueden controlarse la FIO2, la temperatura y la humedad del ambiente. Lo ideal es mantener una temperatura de 21 °C y una humedad del 40%-50%. El inconveniente principal de las jaulas de oxígeno es que aíslan al paciente del veterinario, porque cada vez que se abre la puerta de la jaula se produce una pérdida del entorno rico en oxígeno. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. FLUIDOTERAPIA collar isabelino cubierto con una tapa de plástico para crear un ambiente rico en oxígeno. El extremo del tubo de oxígeno debe introducirse a través del collar y fijarse. Para que pueda eliminarse el CO2, se hace un agujero pequeño en la tapa de plástico. Los catéteres nasales pueden utilizarse cuando se desea administrar oxígeno durante más tiempo de lo que puede hacerse con una mascarilla facial o mediante flujo (v. figuras 5-1 y 5-2; cuadro 5-2). Otras ventajas de la administración de oxígeno con catéter nasal es que puede accederse al paciente sin perder el entorno rico en oxígeno (como ocurre cuando se utiliza una jaula de oxígeno), y la mayoría de los pacientes lo toleran bien. Si es necesario, pueden colocarse catéteres bilaterales. La velocidad adecuada del flujo de oxígeno se basa en la evaluación del grado de apnea, la frecuencia y el patrón respiratorios del paciente, y en su tamaño. La dosis terapéutica inicial recomendada para la administración de oxígeno Si se sospecha que existe hemorragia o shock, debe administrarse fluidoterapia. El volumen sanguíneo normal en los perros es de aproximadamente 70 mL/kg. La finalidad del tratamiento de la hipovolemia aguda es establecer un volumen de sangre circulante que permita una perfusión tisular adecuada. Generalmente, a los pacientes hipovolémicos se les pueden administrar líquidos isotónicos poliiónicos por vía intravenosa en la primera hora (60-90 mL/kg en los perros, 45-60 mL/kg en los gatos) sin que se produzcan efectos secundarios; sin embargo, los pacientes con enfermedades pulmonares, cardiovasculares o renales graves toleran peor la administración rápida de líquidos. Normalmente, se administra la mitad de la dosis calculada para el shock en 15-30 minutos, y se vuelven a comprobar los signos vitales con cuidado. Si la hemodilución no supone un problema, puede administrarse una solución electrolítica equilibrada (es decir, solución de Ringer lactato, Normosol-R). La 28 PARTE I Principios quirúrgicos generales TABLA 5-5 Administración de sangre y líquidos: indicaciones y posología PRODUCTO INDICACIONES VELOCIDAD DE LA INFUSIÓN Soluciones isotónicas de cristaloides* Shock Deshidratación Mantenimiento Perros: hasta 90 mL/kg (hasta conseguir el efecto) Gatos: hasta 60 mL/kg (hasta conseguir el efecto) La velocidad de mantenimiento es de aproximadamente 66 mL/kg/día para un perro de 10 kg; los perros más grandes necesitan menos (p. ej., 44 mL/kg/día para un perro de 40 kg), mientras que los perros más pequeños necesitan más (p. ej., 81 mL/kg/día para un perro de 5 kg) Hetastarch Shock Hipoalbuminemia Perros: 10-20 mL/kg/hora (shock) Gatos: 10-15 mL/kg/hora durante 10-15 minutos (shock) 5-10 mL/kg (puede repetirse) o infusión a velocidad constante (1-2 mL/kg/h) hasta 20 mL/kg/día (hipoalbuminemia) Dextrano 70 Shock Hipoalbuminemia Perros: 10-20 mL/kg/hora (shock) Gatos: 10-15 mL/kg/hora durante 10-15 minutos (shock) 5-10 mL/kg (puede repetirse) o infusión a velocidad constante (1-2 mL/kg/h) hasta 20 mL/kg/día (hipoalbuminemia) Albúmina sérica humana al 25% Shock Hipoalbuminemia 5-25 mL/kg; volumen máximo 2-4 mL/kg (bolo o infusión lenta) 0,1-1,7 mL/kg/h como infusión a velocidad constante‡ Suero salino hipertónico al 7%† Shock Hipoalbuminemia 4 mL/kg durante 5 minutos, y después cristaloides isotónicos (10-20 mL/kg/h) hasta conseguir el efecto Sangre completa fresca Anemia Hemorragia Coagulopatía Shock 10-22 mL/kg (v. también cuadro 5-1); en general, 2 mL/kg aumentan el hematocrito un 1% Para el shock: 22 mL/kg/h como máximo Sangre completa almacenada Anemia Hemorragia 10-22 mL/kg (v. también cuadro 5-1); en general, 2 mL/kg aumentan el hematocrito un 1% Concentrado de eritrocitos Anemia Hemorragia 6-10 mL/kg y comprobar el hematocrito del paciente para determinar si es necesario administrar más; en general, 1 mL/kg aumenta el hematocrito en un 1% Plasma rico en plaquetas Trombocitopenia Coagulopatía 1 unidad/3-10 kg Plasma fresco congelado Coagulopatía Hipoproteinemia CID 10-20 mL/kg; después se comprueba la concentración sérica de albúmina o la concentración de AT III para determinar si es necesario administrar más Crioprecipitado Enfermedad de von Willebrand Hemofilia 1 unidad/5-15 kg Oxiglobina Anemia Shock Perros: 15-30 mL/kg a una velocidad máxima de 10 mL/kg/h Gatos: 5-10 mL/kg a una velocidad máxima de 5 mL/kg/h AT III, antitrombina III; CID, coagulación intravascular diseminada; PVC, presión venosa central. *Monitorizar la PVC para prevenir la sobrecarga de líquido. † Para prolongar el efecto sérico salino hipertónico, puede administrarse hetastarch u otro coloide simultáneamente. No debe superarse la velocidad máxima de cada líquido. ‡ Tomado de Mathews KA, Barry M: The use of 25% human serum albumin: outcome and efficacy in raising serum albumin and systemic blood pressure in critically ill dogs and cats, J Vet Emerg Crit Care 15:110, 2005. duración de la acción de los cristaloides infundidos es corta, sólo alrededor del 10% de la solución permanece en el espacio intravascular al cabo de una hora. Las soluciones salinas hipertónicas son beneficiosas para reducir las necesidades de líquidos totales, limitar el edema y aumentar el gasto cardíaco (v. tabla 5-5). Si se añade un coloide (p. ej., hetastarch; v. tabla 5-5) al suero salino hipertónico, se prolonga el efecto de la expansión del volumen. Sin embargo, los animales con nefropatía o enteropatía con pérdida de proteínas pierden rápidamente la albúmina que reciben del plasma, lo que hace que este tratamiento resulte poco eficaz y caro en estos pacientes, y sea mejor utilizar hetastarch. En los animales con hipoproteinemia (es decir, sólidos totales por debajo de 4,5 g/dL) debe considerarse el uso de coloides. El plasma fresco congelado (v. tabla 5-5) es beneficioso para los pacientes que necesitan factores de coagulación debido a su consumo o dilución (p. ej., cuando se han administrado grandes dosis de coloides sintéticos). En los pacientes con anemia puede ser necesario realizar CAPÍTULO 5 Atención preoperatoria e intraoperatoria del paciente quirúrgico 29 ción intensa y estado hiperosmolar. Se administra como un bolo intravenoso rápido (1 mL/kg/min) a una dosis de 4-6 mL/kg. TABLA 5-6 Escala móvil para los suplementos de potasio POTASIO SÉRICO (mEq/l) mEq de KCl QUE SE AÑADEN A 250 mL DE LÍQUIDO VELOCIDAD MÁXIMA DE INFUSIÓN DEL LÍQUIDO* (mL/kg/h) <2 20 6 2,1-2,5 15 8 2,6-3 10 12 3,1-3,5 7 16 *No superar 0,5 mEq/kg/h. una transfusión (es decir, sangre completa o un concentrado de eritrocitos). Las transfusiones de sangre suelen beneficiar a los animales con un hematocrito preoperatorio del 20% o menos. El problema preoperatorio principal en los pacientes con anemia es mantener la capacidad para transportar oxígeno, lo que requiere una transfusión de sangre. La cantidad de sangre necesaria del donante puede estimarse utilizando la fórmula que aparece en el cuadro 5-1. En determinados casos, cuando no se dispone de eritrocitos o están contraindicados, puede considerarse la administración de una solución de hemoglobina sintética (p. ej., oxiglobina). Soluciones de coloides Los coloides son sustancias con un peso molecular alto (p. ej., plasma, dextranos y hetastarch) que se quedan en el compartimento plasmático debido a su tamaño. Estas soluciones suelen utilizarse en animales con shock o con hipoalbuminemia intensa (es decir, concentración sérica de albúmina <1,5 g/dL). Los factores que influyen en la duración y el volumen de la expansión intravascular asociada a los coloides artificiales son la especie animal, la dosis, la formulación específica del coloide, el estado del volumen intravascular antes de la infusión y la permeabilidad microvascular (Di Bartola, 2000). Después de su administración, el plasma desaparece rápidamente del espacio intravascular. Sin embargo, los coloides artificiales contienen moléculas con distintos pesos moleculares; las moléculas más pequeñas se excretan rápidamente, mientras que las moléculas más grandes permanecen en la circulación y se hidrolizan gradualmente o las elimina el sistema reticuloendotelial. Entras las ventajas del tratamiento con coloides se incluye la rápida expansión del volumen, administrando un volumen bajo, si se compara con los cristaloides. NOTA: Los coloides deben utilizarse con precaución, ya que los estudios indican que su uso puede ser perjudicial para los pacientes con sepsis, síndrome de filtración capilar y síndrome disneico agudo del adulto tras un traumatismo (DiBartola, 2000). © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Soluciones cristaloides Los cristaloides son soluciones que contienen solutos electrólitos y solutos no iónicos capaces de penetrar en todos los compartimentos de líquidos del organismo. Entre los ejemplos se incluyen: Normosol-R, solución de Ringer lactato, dextrosa al 5%, Plasmalyte A y suero salino normal (0,9%). Puede ser necesario añadir KCl a estos líquidos si el paciente tiene hipopotasemia o es probable que la tenga más adelante (p. ej., causada por vómitos). En la tabla 5-6 se ofrece una escala móvil para añadir potasio a los líquidos administrados por vía parenteral. La elección del líquido que se va a administrar depende de la naturaleza del proceso patológico y de la composición de los líquidos orgánicos perdidos. En los pacientes que vomitan el contenido gástrico puede producirse hipopotasemia o hipocloremia, y puede desarrollarse acidosis metabólica (v. p. 409); una elección razonable puede ser administrar NaCl al 0,9% añadiendo 20-30 mEq de KCl por litro. Si el contenido de los vómitos no es principalmente el contenido del estómago puede empezar a utilizarse Ringer lactato mientras se esperan los resultados del laboratorio. El suero salino hipertónico (7%) se utiliza para restaurar el volumen intravascular en los pacientes con shock hipovolémico grave o traumatismo craneal. Para usarlo es necesario que la hidratación preexistente sea normal, por lo que el suero salino hipertónico se utiliza principalmente en los perros y gatos en que se ha desarrollado hipovolemia repentinamente, y no en los casos de hipovolemia producida por una deshidratación no tratada. Si se administra demasiado deprisa puede producir hipotensión, que puede ser mortal (v. tabla 5-5). En los pacientes con cardiopatía deben utilizarse dosis más bajas, y debe monitorizarse la presión venosa central durante la administración. No debe utilizarse suero salino hipertónico en los pacientes con deshidrata- La albúmina tiene un peso molecular de aproximadamente 69.000, y normalmente se administra a los pequeños animales como plasma fresco congelado (PFC) o almacenado, sangre completa almacenada o sangre completa fresca. Puesto que se equilibra con el espacio intersticial rápidamente, deben administrarse volúmenes relativamente grandes para conseguir un aumento sostenido de la presión osmótica coloidal (POC) del plasma. Puede administrarse plasma a una velocidad de 4-6 mL/ minuto. La albúmina sérica humana (ASH) puede utilizarse para expandir el volumen. En un estudio reciente en el que se administró ASH a 37 perros, se observó que la administración de este coloide aumentaba de forma eficaz la albúmina sérica, los sólidos totales y la POC en los perros muy enfermos, y que se asociaba con relativamente pocas complicaciones (Chan y cols., 2004). En otro estudio, se administró ASH al 25% (Plasbumin) a 66 animales muy enfermos (64 perros y 2 gatos), y se observó un aumento significativo de la albúmina sérica, los sólidos totales y la presión arterial, sin reacciones secundarias graves (Mathews y Barry, 2005). A pesar de los estudios mencionados antes, el uso de ASH en los perros y gatos es controvertido, porque no se han determinado su seguridad y eficacia de forma definitiva en ensayos multicéntricos grandes. Los coloides artificiales que más se utilizan en EE. UU. son hetastarch y dextrano 70. La posología recomendada para ambos coloides es de 20 mL/kg/día (v. tabla 5-5). Todos los coloides artificiales que se utilizan pueden causar coagulación anormal si se administran en dosis altas, si se administran repetidamente, o si la degradación intravascular está disminuida. Estas coagulopatías pueden asociarse a una disminución del factor VIII y del factor de von Willebrand. Los dextranos de bajo 30 PARTE I Principios quirúrgicos generales peso molecular (p. ej., el dextrano 40) pueden asociarse a insuficiencia renal aguda y no deben utilizarse. Productos sanguíneos La sangre completa es el producto sanguíneo que más se utiliza para las transfusiones en los perros y los gatos. Contiene sangre de un donante más anticoagulante. Aunque no se han establecido las normas estándar para el volumen de sangre que constituye 1 unidad, un sistema de recolección humano suele contener aproximadamente 450 mL de sangre y 63 mL de anticoagulante, y se designa como 1 unidad. La sangre completa contiene eritrocitos, factores de la coagulación, proteínas y plaquetas. La dosis inicial es de 10 a 22 mL/kg (v. la tabla 5-5). Los concentrados de eritrocitos contienen eritrocitos más una pequeña cantidad de plasma que queda después de eliminar el plasma. Aproximadamente, se obtienen 200 mL de concentrado de eritrocitos a partir de 450 mL de sangre completa. Puesto que los concentrados de eritrocitos no contienen factores de coagulación ni plaquetas, suelen utilizarse para tratar la anemia. La dosis inicial es de 6-10 mL/kg (v. tabla 5-5). El plasma fresco congelado (PFC) es el plasma que se obtiene a partir de una unidad de sangre completa más el anticoagulante. Si se congela a –30 °C, los factores de coagulación que contiene el PFC siguen siendo viables durante aproximadamente 1 año, mientras que la albúmina se conserva durante 5 años. La dosis de plasma necesaria para aumentar la concentración de albúmina de la sangre en 1 g/dL es de aproximadamente 45 mL/kg, lo que hace que su precio sea prohibitivo para muchos animales con hipoproteinemia. Generalmente, se utiliza para tratar las coagulopatías que se originan debido a una deficiencia congénita de los factores de coagulación (p. ej., la enfermedad de von Willebrand o la hemofilia). La dosis es de 10-20 mL/kg. El plasma rico en plaquetas y los concentrados de plaquetas se preparan a partir de sangre completa fresca mediante centrifugación lenta. Después, las plaquetas se suspenden en el plasma para la transfusión. En los pacientes con trombocitopenia inmunomediada, las plaquetas pueden destruirse rápidamente después de la transfusión. Un crioprecipitado es una fuente concentrada del factor de von Willebrand, los factores XIII, VIII y fibrinógeno. Se utiliza principalmente para el tratamiento de los trastornos de la coagulación correspondientes (es decir, la enfermedad de von Willebrand y la hemofilia). Las transfusiones de sangre completa pueden realizarse fácilmente en muchas clínicas. Debe hacerse el serotipo de la sangre completa para evitar reacciones alérgicas en los perros y en los gatos. Existen sueros tipificados para seis tipos de sangre en los perros (antígeno eritrocitario canino [DEA] 1.1, 1.2, 3, 4, 5, 7) y tres en los gatos (A, B, AB). Parece ser que el tipo sanguíneo canino más antigénico es el DEA 1.1. Un perro DEA 1.1 negativo que se haya sensibilizado previamente con sangre DEA 1.1 positiva, desarrollará una reacción hemolítica aguda a la transfusión después de trasfusiones repetidas de sangre DEA 1.1 positiva, por lo que se recomienda hacer el serotipo de la sangre del donante y de la sangre del paciente antes de la primera transfusión, o al menos antes de la segunda transfusión si sólo se han utilizado donantes con sangre DEA 1.1 negativa (Giger y cols., 2005). En EE. UU., más del 99% de los gatos domésticos son del tipo A; sin embargo, los gatos desarrollan de forma natural anticuerpos frente a los tipos de sangre extraños que producen la destrucción prematura de los eritrocitos trasfundidos, reaccio- nes transfusionales clínicamente graves e isoeritrocitólisis neonatal. Si se administra sangre de tipo A a los gatos de tipo B, suelen desarrollar una reacción transfusional rápida, potencialmente mortal, incluso después de una única transfusión de un volumen pequeño de sangre (Knottenbelt, 2002). Los gatos de tipo A a los que se les administra sangre de tipo B pueden desarrollar una reacción transfusional leve que no suele ser evidente clínicamente; sin embargo, a los pocos días de la transfusión, el hematocrito desciende hasta el nivel que tenía antes (Stieger y cols., 2005). Los gatitos de tipo A y de tipo B cuya madre es de tipo B que reciben aloanticuerpos a través del calostro tienen riesgo de desarrollar isoeritrocitólisis durante los primeros días de vida. El tipo AB es extremadamente raro en los gatos domésticos, y la sangre de los donantes de tipo A es adecuada para ellos. Deben realizarse pruebas de compatibilidad para detectar anticuerpos en el plasma del receptor o del donante. Si hay una hemorragia masiva, puede administrarse sangre lo más rápidamente posible. En los pacientes estables, se empieza con una dosis baja (p. ej., 0,25 mL/kg) para comprobar si puede producirse una reacción transfusional (v. tabla 5-5). Si no se observa ninguna reacción adversa, puede aumentarse la velocidad. Se ha recomendado una dosis de 4 mL/kg/h como límite máximo en los pacientes con cardiopatía. El volumen de sangre completa o de un concentrado de eritrocitos necesario para que el hematocrito del paciente aumente hasta el valor deseado (generalmente, 25%-30% en los perros y 20% en los gatos) puede calcularse utilizando la fórmula que aparece en el cuadro 5-1. Las reacciones transfusionales pueden ser agudas o crónicas. Las reacciones agudas pueden ser inmunitarias (reacción hemolítica aguda, reacción no hemolítica febril, urticaria) o no inmunitarias (hipocalcemia, hiperpotasemia, embolia aérea, shock endotóxico). Las reacciones transfusionales menores (febril, no hemolítica, urticaria) pueden tratarse con glucocorticoesteroides de acción corta (succinato de metilprednisolona, 30 mg/kg IV, una vez; o dexametasona, 4-6 mg/kg IV, una vez) y antihistamínicos (difenhidramina, 2 mg/kg IV, cuando sea necesario). Generalmente, puede continuarse con la transfusión a una velocidad más lenta observando al paciente cuidadosamente. Suelen administrarse antihistamínicos antes de administrar productos sanguíneos o plasmáticos para ayudar a prevenir las reacciones leves. Si se produce una reacción hemolítica, debe detenerse inmediatamente la transfusión y realizar el tratamiento que se ha indicado antes (glucocorticoesteroides, antihistamínicos). En un estudio retrospectivo realizado recientemente en el que se administraron 112 unidades de productos sanguíneos a 81 gatos, se produjeron reacciones transfusionales en 3 gatos (Castellanos y cols., 2004). Dos de estas reacciones fueron procesos febriles leves, pero un gato de tipo B que recibió sangre de tipo A tuvo una reacción mortal. En otro estudio, se observaron 11 reacciones transfusionales agudas en 126 gatos que recibieron transfusiones de sangre (Klaser y cols., 2005). En los perros se ha aprobado el uso de sustitutos de la sangre o líquidos transportadores de oxígeno basados en hemoglobina. La oxiglobina es una hemoglobina polimerizada de origen bovino, ultrapurificada, que puede almacenarse a temperatura ambiente durante más de 2 años. No son necesarias ni la tipificación ni las pruebas de compatibilidad cuando se utiliza oxiglobina. Después del tratamiento, puede observarse decoloración transitoria de las mucosas, la esclerótica, la orina y a veces de la piel, y vómitos en algunos pacientes. Los efectos de transporte de oxígeno de la oxi- CAPÍTULO 5 Atención preoperatoria e intraoperatoria del paciente quirúrgico globina duran hasta 3 días en la circulación. La dosis recomendada en los perros es de 15-30 mL/kg IV a una velocidad máxima de 10 mL/kg/h (v. tabla 5-5). Generalmente, se recomienda administrar una dosis inicial de 10 mL/kg. Aunque todavía no se ha determinado en los gatos, se ha recomendado una dosis inicial de 5-10 mL/kg a una velocidad de 5 mL/kg/h (Haldane y cols., 2004). Los pacientes deben vigilarse estrechamente por si se producen signos de sobrecarga del volumen durante la administración, y estas soluciones deben utilizarse con cuidado en los pacientes con la función ventricular deteriorada. Fluidoterapia intraoperatoria En la fluidoterapia intraoperatoria deben tenerse en cuenta los efectos de la anestesia y la cirugía sobre la hemodinámica de los líquidos. Generalmente, se recomienda una posología de 10-15 mL/kg/h de líquidos cristaloides durante la cirugía para compensar la hipotensión y mantener la perfusión durante la anestesia. En los pacientes sanos que se someten a una intervención programada puede ser adecuada una velocidad inferior (5 mL/kg/h). Se recomienda precalentar los líquidos, especialmente para los pacientes jóvenes o pequeños. Si la pérdida de sangre supera el 10% del volumen sanguíneo en un animal con el hematocrito y las proteínas totales normales, está indicada la sustitución de la sangre durante la cirugía. Aunque un animal despierto puede tolerar una pérdida de sangre aguda de hasta el 25% de su volumen sanguíneo total, los animales anestesiados toleran peor la pérdida rápida de sangre. La pérdida de sangre durante la cirugía debe calcularse contando las gasas saturadas de sangre y los aplicadores cubiertos de algodón, y controlando la sangre succionada del campo. Como regla general, una gasa empapada en sangre (9,5 ¥ 9,5) contiene de 5 a 10 mL de sangre, mientras que una gasa de laparotomía empapada en sangre previamente humedecida (con suero salino estéril) puede contener hasta 50 mL de sangre (Kudnig y Mama, 2003). Para estimar la cantidad de sangre que se pierde en los líquidos aspirados, puede multiplicarse el hematocrito del líquido aspirado por el volumen de líquido aspirado, y dividir el resultado por el hematocrito del paciente. Bibliografía © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Castellanos I, Couto C, Gray TL: Clinical use of blood products in cats: a retrospective study (1997-2000), J Vet Intern Med 18:529, 2004. 31 Chan DL, Rozanski EA, Freeman LM et al: Retrospective evaluation of human albumin in critically ill dogs, Inter Vet Emerg Crit Care Symposium (abstract), 2004. DiBartola SP: Fluid therapy in small animal practice, ed 3, Philadelphia, 2006, WB Saunders. Dunphy ED, Mann FA, Dodam JR et al: Comparison of unilateral versus bilateral nasal catheters for oxygen administration in dogs, J Vet Emerg Crit Care 12:245, 2002. Giger U, Stieger K, Palos H: Comparison of various canine bloodtyping methods, Am J Vet Res 66:1386, 2005. Haldane S, Roberts J, Marks SL et al: Transfusion medicine, Compendium July 502, 2004. Klaser DA, Reine NJ, Hohenhaus AE: Red blood cell transfusion in cats: 126 cases (1999), J Am Vet Med Assoc 226:920, 2005. Knottenbelt CM: The feline AB blood group system and its importance in transfusion medicine, J Feline Med Surg 4:69, 2002. Kudnig ST, Mama K: Guidelines for perioperative fluid therapy, Compendium 25:102, 2003. Mathews KA, Barry M: The use of 25% human serum albumin: outcome and efficacy in raising serum albumin and systemic blood pressure in critically ill dogs and cats, J Vet Emerg Crit Care 15:110, 2005. Stieger K, Palos H, Giger U: Comparison of the various blood-typing methods of the feline AB blood group system, Am J Vet Res 66:1393, 2005. Lecturas recomendadas Engelhardt MH, Crowe DT: Comparison of six non-invasive supplemental oxygen techniques in dogs and cats, Inter Vet Emerg Crit Care Symposium (abstract), 2004. Los autores calcularon el tiempo necesario para alcanzar la mayor concentración de oxígeno en la cara del paciente utilizando varias técnicas. Sus hallazgos pueden proporcionar algunas pautas sobre la administración de oxígeno en las situaciones de urgencia. Harper EJ, Hacket RM, Wilkinson J et al: Age-related variations in hematologic and plasma biochemical test results in beagles and Labrador retrievers, J Am Vet Med Assoc 223:1436, 2003. Recoge información sobre las variaciones de los valores hematológicos y bioquímicos del suero relacionadas con la edad, en dos razas de perros, a lo largo de su vida. Logan CK, Callan MB, Drew K et al: Clinical indications for the use of fresh frozen plasma in dogs: 74 dogs (October through December 1999), J Am Vet Med Assoc 218:1449, 2001. Pautas para la administración de plasma fresco congelado cuyo desarrollo se basa, sobre todo, en el uso de PFC en perros muy enfermos. 32 PARTE I Principios quirúrgicos generales 286 C C H A A P ÍP TT UE LR O Fundamentals Preparación of del Orthopedic campo operatorio Surgery and Fracture Management La flora microbiana endógena (especialmente Staphylococcus aureus y Streptococcus spp.) es la causa más frecuente de contaminación de la herida quirúrgica. Los microorganismos normales o residentes viven en las capas cornificadas superficiales de la piel y en el exterior de los folículos pilosos. La microflora residente canina incluye Staphylococcus epidermidis, Corynebacterium spp., y Pityrosporum spp.; S. aureus, Staphylococcus intermedius, Escherichia coli, Streptococcus spp., Enterobacter spp., y Clostridium spp. son patógenos transitorios. Durante la cirugía, es muy importante eliminar el contacto con esta microflora. Aunque es imposible esterilizar la piel sin alterar su función protectora natural e interferir en la curación de la herida, la preparación prequirúrgica disminuye el número de bacterias y el riesgo de infección. La antisepsia es la prevención de la sepsis, evitando o impidiendo el crecimiento de los microorganismos residentes y transitorios. Un antiséptico es un producto con actividad antimicrobiana, antes se denominaba «producto antimicrobiano». Un producto antiséptico es una sustancia capaz de producir antisepsia. Aunque la opinión generalizada es que las infecciones perioperatorias están causadas por microorganismos individuales móviles o por pequeños grupos aislados de microorganismos, ahora sabemos que si una bacteria se establece en el organismo durante el tiempo suficiente, lo más probable es que se forme una comunidad bacteriana muy compleja, que se regula a sí misma, que se conoce como matriz de la biopelícula (Paulson, 2005). Los complejos de biopelículas bacterianas producen infecciones que suelen ser difíciles y caras de tratar. Para que se forme una biopelícula con importancia clínica, las bacterias deben unirse a los tejidos o a una superficie inanimada, como un implante de metal, un catéter o una sutura, del organismo del paciente y atraer a otras células bacterianas y unirse a ellas. Puesto que los residentes normales de la piel no suelen provocar una respuesta inmunitaria en el paciente, al principio estas infecciones no se reconocen y no se tratan. Las bacterias de las matrices de las biopelículas son de 500 a 1500 veces más resistentes a los antibióticos que las bacterias que se mueven libremente (planctónicas), porque son más eficaces metabólicamente, lo que limita su absorción de antibióticos (Paulson, 2005). Por tanto, es imprescindible que los veterinarios y su equipo intenten impedir que se produzcan infecciones durante la cirugía utilizando las técnicas y las soluciones adecuadas para preparar la piel. 32 RESTRICCIONES DIETÉTICAS En los animales adultos, lo normal es que se interrumpa la ingestión de alimentos de 6 a 12 horas antes de la inducción de la anestesia para prevenir la emesis durante o después de la intervención y la neumonía por aspiración. Generalmente, no se restringe el acceso al agua. La cirugía del intestino grueso (v. capítulo 19) suele requerir una preparación especial (p. ej., ayuno durante 48 horas) o antibióticos entéricos (p. ej., kanamicina oral, neomicina o penicilina G), o ambos. Los animales jóvenes no deben estar más de 4 a 6 horas sin comer, porque puede producirse hipoglucemia. EXCRECIONES Debe dejarse que el animal defeque y orine poco antes de inducir la anestesia. La cirugía del colon puede requerir el uso de enemas. Si la vejiga de la orina está vacía, las intervenciones abdominales suelen ser más fáciles. Si la orina no se expulsa de forma natural, la vejiga puede exprimirse manualmente con el animal bajo anestesia general, o puede introducirse un catéter uretral estéril en la vejiga. TRATAMIENTO DEL PELO Antes de preparar a un paciente para la cirugía, deben comprobarse la identidad del paciente, la intervención quirúrgica que se va a realizar y la zona quirúrgica. En algunos casos, puede estar justificado bañar al animal el día antes de la cirugía para eliminar el pelo desprendido, la suciedad y los parásitos externos. Siempre que sea posible, deben identificarse y tratarse las infecciones alejadas de la zona quirúrgica antes de realizar una intervención programada, que deberá posponerse hasta que se resuelva la infección. La eliminación del pelo debe realizarse en el momento más próximo posible a la cirugía, y siempre debe realizarse fuera de la sala donde se va a realizar la intervención quirúrgica (p. ej., en la sala de preparación). La eliminación del pelo la noche antes de la cirugía se asocia a una tasa de infecciones cutáneas superficiales significativamente más alta que la eliminación del pelo inmediatamente antes de la cirugía (Mangram, 1999). Debe señalarse el sitio quirúrgico y debe afeitarse el pelo generosamente alrededor del sitio propuesto para hacer la incisión, para que esta pueda extenderse dentro de un campo estéril (v. figura 6-1). El área preparada debe ser lo bastante grande para adaptarse al tamaño de la incisión y para que puedan realizarse otras CAPÍTULO 6 Preparación del campo operatorio 33 Figura 6-1 © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Afeitar el pelo generosamente alrededor del sitio donde se va a realizar la incisión para que dicha incisión pueda extenderse dentro de un campo estéril. En los perros macho, hay que asegurarse de que se afeita el prepucio. incisiones (si es necesario), y debe abarcar todos los sitios de drenaje posibles. También debe ser lo bastante grande para evitar la contaminación inadvertida de la herida si los paños quirúrgicos se mueven durante la intervención. Una regla general es afeitar al menos 20 cm a cada lado de la incisión. El pelo puede eliminarse mejor con una máquina de afeitar eléctrica con una cuchilla del n.° 40. Los pacientes con una capa de pelo muy densa pueden afeitarse primero con una cuchilla más gruesa (del n.° 10); cuanto más alto es el número de la cuchilla, más corto será el pelo que queda. La máquina de afeitar debe sujetarse «como si fuera un lápiz», y al principio debe seguirse la dirección de crecimiento del pelo. Después debe repetirse el afeitado en sentido contrario al crecimiento del pelo. Las cremas depilatorias son menos traumáticas que otros métodos para eliminar el pelo, pero provocan una reacción cutánea linfocítica leve. Son más útiles en las zonas irregulares, donde es difícil eliminar el pelo (p. ej., alrededor de los ojos). A veces se han utilizado navajas de afeitar, pero pueden causar microlaceraciones en la piel que pueden aumentar la irritación y fomentar las infecciones. Una vez que se ha eliminado todo el pelo, se retira con una aspiradora. En las intervenciones de las patas en las que no es necesario exponer las garras, estas pueden excluirse del campo quirúrgico colocando un guante de látex en la parte distal de la extremidad y fijándolo a ella con esparadrapo (v. figura 6-2). El guante debe cubrirse con esparadrapo o con Vetrap. Después se deja el pie «colgando hacia fuera» del campo estéril (v. p. 36). Para que sea más fácil manejar las extremidades durante la cirugía, pueden colgarse. La extremidad se afeita de forma circular y se cuelga de un sistema intravenoso (IV) durante la preparación para que pueda limpiarse por todas partes. Antes de llevar al animal a la zona quirúrgica, el sitio de la incisión se lava con un limpiador general, y se ponen ungüentos antibióticos oftálmicos o lubricantes en la córnea y la conjuntiva. Los últimos estudios indican que utilizar materiales limpios en vez de estériles para esta limpieza inicial no influye en las tasas de infección si la piel está intacta (Cheng y cols., 2001). Por tanto, no debe haber áreas desnudas ni traumatizadas, ni con lesiones, erupciones, abrasiones, irritaciones, exantemas, dermatitis, quemaduras u otras alteraciones médicas parecidas, que podrían ser una puerta de entrada para los microorganismos patógenos. En los perros Figura 6-2 En las intervenciones de las extremidades que no requieren la exposición de las zarpas, estas zonas pueden excluirse del área quirúrgica metiendo la parte distal de la extremidad dentro de un guante de látex, que se fija a la extremidad con esparadrapo. El guante se tapa con esparadrapo o con Vetrap. Figura 6-3 El prepucio de los perros macho debe lavarse a fondo con una solución antiséptica antes de realizar la preparación estéril. macho en los que se va a realizar una intervención abdominal debe limpiarse a fondo el prepucio con una solución antiséptica (v. figura 6-3). La piel se lava con un jabón germicida para eliminar los detritos y reducir las poblaciones bacterianas. El área se enjabona bien hasta que se haya eliminado toda la suciedad y la grasa. Este lavado suele comprender el pelo que rodea el sitio quirúrgico para eliminar los pelos desprendidos y la caspa, que podrían resultar molestos mientras se colocan los paños quirúrgicos. Las soluciones para el lavado suelen contener yodóforos, clorhexidina (CHG), alcoholes, hexaclorofeno y sales de amonio cuaternario. El alcohol no es eficaz contra las esporas, pero mata 34 PARTE I Principios quirúrgicos generales TABLA 6-1 Propiedades de los antisépticos que se utilizan para la preparación preoperatoria de la piel ANTISÉPTICO MECANISMO DE ACCIÓN ACTIVIDAD EJEMPLOS Yodo/yodóforos (povidona yodada) Penetración en la pared celular, y oxidación y sustitución de las moléculas intracelulares por yodo libre; los yodóforos son soluciones de yodo con un surfactante o un agente estabilizador que libera yodo libre Rango amplio de bacterias, bacilo tuberculoso y algunas esporas (p. ej., clostridios); su actividad disminuye mucho en presencia de material orgánico (puses y exudados) Povidona yodada al 10% Alcohol (alcohol isopropílico [IPA] Desnaturalización rápida de las proteínas de la pared celular bacteriana y las biomoléculas (ADN, ARN, lípidos) Rango amplio de bacterias, bacilo tuberculoso, y muchos hongos y virus Alcohol isopropílico al 70% Clorhexidina (CHG) Alteración de la membrana de la célula y precipitación del contenido celular Rango amplio de bacterias, más eficaz contra bacterias grampositivas que contra bacterias gramnegativas; actividad mínima contra bacilo tuberculoso, Mycobacterium spp. y hongos Clorhexidina al 4% Soluciones con una base de alcohol Combinación de los mecanismos de acción que se han enumerado más arriba Actividad de amplio espectro debido a la combinación de varios antisépticos con mecanismos de acción diferentes Clorhexidina al 2% + alcohol isopropílico al 70%; etanol al 83% + cinc piritione; povidona yodada (0,7% de yodo disponible) + IPA al 74% rápidamente las bacterias y actúa como desengrasante. No se recomienda utilizar alcohol únicamente, pero suele utilizarse con CHG o con povidona yodada (v. más adelante). El hexaclorofeno y las sales de amonio cuaternario son menos eficaces que otras sustancias disponibles y ya no se recomienda su uso para la preparación preoperatoria de la piel. Es importante no frotar demasiado con las gasas para evitar erosionar la piel. POSICIÓN Antes de aplicar un germicida epidérmico de forma estéril, el animal debe llevarse al quirófano, colocarlo de forma que la zona que se va a operar sea accesible para el cirujano y sujetarlo con cuerdas, sacos de arena, bandejas, esparadrapo o dispositivos de sujeción activados por vacío. Cuando se utilizan estos sistemas de sujeción, debe evitarse que interfieran con la función respiratoria y la circulación periférica, y con la musculatura y su inervación. Después de colocar al paciente, se conectan los dispositivos de monitorización o se comprueban las conexiones. Generalmente, se coloca al animal en una almohadilla calefactora de agua circulante y/o se coloca una manta o tubos de aire caliente circulante encima del paciente o cerca de él. Las mantas de aire caliente circulante (p. ej., Bair Huggers) pueden ser más eficaces manteniendo la temperatura corporal durante la cirugía que las almohadillas calefactoras de agua circulante. Si se va a utilizar un electrocauterio, la toma de tierra debe colocarse debajo del paciente. Si se va a realizar una preparación con una extremidad colgada, el miembro debe suspenderse con cuidado de un extremo del sistema IV utilizando esparadrapo. PREPARACIÓN DE LA PIEL ESTERILIZADA Los objetivos de la preparación de la piel antes de la intervención son: 1) eliminar la suciedad y los microorganismos transitorios de la piel; 2) reducir el recuento de microorganismos residentes a niveles subpatógenos en poco tiempo, irritando el tejido lo menos posible, y 3) inhibir el crecimiento rápido de rebote de los microorganismos. La preparación «estéril» comienza una vez que el paciente está en la posición adecuada. Las gasas esterilizadas están en un paquete, al lado de los recipientes en los que se va a verter el germicida. Las gasas se manipulan con pinzas estériles para gasas o con la mano enguantada usando una técnica aséptica. Debe utilizarse la mano dominante para realizar la preparación estéril, y la otra mano para sacar las gasas del recipiente de preparación. Transferir las gasas estériles a la mano dominante antes de limpiar al animal ayuda a asegurarse de que la mano que recoge las gasas no se contamina durante el procedimiento. Se empieza a limpiar el sitio de la incisión, generalmente el centro del área afeitada. Debe realizarse un movimiento de limpieza circular, desde el centro hacia la periferia. No hay que volver a pasar las gasas desde la periferia hacia el centro, porque podrían transferirse bacterias a la zona de incisión; las gasas deben tirarse cuando han llegado a la periferia. Cuando se utilizan povidona yodada (v. tabla 6-1) y alcohol, el sitio suele limpiarse alternativamente con cada solución tres veces, dejando un tiempo de contacto de 5 minutos. Sin embargo, si se utiliza alcohol (alcohol isopropílico, IPA) entre los lavados con povidona yodada, el tiempo de contacto de la povidona yodada con la piel CAPÍTULO 6 Preparación del campo operatorio 35 CUADRO 6-1 Características que debe tener un antiséptico preoperatorio Figura 6-4 La sustancia ideal debe: • Matar todas las bacterias, hongos, virus, protozoos, el bacilo tuberculoso y esporas • Ser hipoalergénica • No ser tóxica • Tener actividad residual • No absorberse • No ser tóxica y poder utilizarse repetidamente y con seguridad • Ser segura para utilizarse en todas las partes del cuerpo y en todos los sistemas orgánicos Si se está utilizando povidona yodada, debe rociarse o pintarse la zona quirúrgica con una solución al 10% después de terminar la preparación del paciente. se reduce y puede disminuir su eficacia. La solución que cae en la mesa o que se queda en los «huecos» del cuerpo debe secarse con una toalla o con gasas estériles. Cuando se termina el último lavado con povidona yodada, debe rociarse o pintarse la zona quirúrgica con una solución de povidona yodada al 10% (v. figura 6-4). En un estudio realizado con pacientes humanas de obstetricia se comprobó que si se aplicaba povidona yodada con un rociador y se dejaba secar durante 3 minutos, se obtenían los mismos resultados que con la técnica de frotar y pintar para reducir las bacterias de la pared abdominal antes de la cirugía abdominal (Moen, 2002). Si se utiliza una solución de CHG (v. tabla 6-1) para la preparación, puede dejarse en contacto con la piel hasta el final del proceso de preparación o puede aclararse con suero salino. Puesto que la CHG se une a la queratina, el tiempo de contacto no es tan importante como con la povidona yodada. Se considera que dos aplicaciones de 30 segundos producen una actividad antimicrobiana adecuada. En el caso de las nuevas soluciones de un solo paso con alcohol, la solución se aplica con un aplicador estéril, desde el centro hacia afuera, y una vez que se ha realizado una aplicación uniforme, se deja secar la zona unos 2-3 minutos antes de poner los paños quirúrgicos o utilizar la unidad electroquirúrgica. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. NOTA: Debe evitarse que se acumulen el alcohol o las soluciones basadas en alcohol, especialmente si se va a utilizar el electrocauterio, ya que estas soluciones son inflamables. No debe taparse la zona hasta que la solución se haya secado completamente. En el cuadro 6-1 se resumen las características ideales que debe tener un antiséptico preoperatorio. Actualmente se comercializan soluciones a base de alcohol que requieren un tiempo de preparación más corto que las soluciones que se utilizaban antes (es decir, povidona yodada o CGH). El alcohol es un antimicrobiano eficaz, pero su escasa persistencia cuando se utiliza solo disminuye su eficacia como solución para preparar la piel. En las soluciones con una base de alcohol se añade una sustancia como povidona yodada, CHG o cinc piritione para que tenga un efecto persistente reduciendo el número basal de bacterias. Estas soluciones tienen una actividad antimicrobiana mejor que la povidona yodada, la CGH o el alcohol solo. En los estudios clínicos realizados con seres humanos, se demostró que la CHG al 2% combinada con alcohol isopropílico (v. tabla 6-1) tenía una actividad antimicrobiana residual significativamente mejor que el IPA al 70% solo o la CGH al 2% sola (Hibbard, 2005). En otros estudios, CholaPrep (etanol al 83% + cinc piritione) tuvo una actividad antimicrobiana inmediata significativamente mejor que la CHG al 4% o la povidona yodada (p. ej., povidona yodada). Se observó que con la solución (povidona yodada más IPA disminuía más el número de cultivos de piel positivos inmediatamente después de la desinfección, y el crecimiento y colonización bacterianos en los catéteres epidurales si se comparaba con povidona yodada sola (Bimbach y cols., 2003). Al parecer, un antiséptico que contenga una combinación de dos antisépticos con mecanismos de acción diferentes tiene una actividad antimicrobiana consistente y significativamente mejor que un antiséptico único solo. La eficacia de combinar dos antisépticos con dos mecanismos de acción es acumulativa. También se ha demostrado, mediante estudios clínicos, que las soluciones con una base de alcohol que tienen un aditivo (p. ej., cinc piritione) para prolongar su actividad residual son más eficaces que la povidona yodada o la CHG. Se compararon tres preparaciones cutáneas (povidona yodada o CGH al 4% y un lavado con suero salino o con IPA al 70%) y no se observó ninguna diferencia importante en cuanto al porcentaje de disminución de las bacterias en intervenciones quirúrgicas de hasta 8 horas de duración (Osuna, DeYoung, Walker, 1990); sin embargo, con povidona yodada se produjeron más reacciones cutáneas que con CGH. Aproximadamente el 50% de los perros de este estudio que se prepararon con yodóforos sufrieron eritema, edema, pápulas, ronchas y/o exudado seroso de la piel. Se compararon soluciones de glutaraldehído estabilizado (GE) al 0,3% más alcohol o GE más agua con CGH al 4% como desinfectantes de la piel en perras que se sometieron a una ovariohisterectomía (Lambrechts y cols., 2003), y se comprobó que las tres soluciones eran seguras y eficaces. PAÑOS QUIRÚRGICOS Una vez que el paciente está bien colocado y la piel está preparada, el animal está listo para cubrirlo. Si se va a utilizar un electrocauterio, debe dejarse que transcurra bastante tiempo entre la preparación de la piel y la colocación de los paños para que las sustancias inflamables (p. ej., alcohol, desengrasantes) se evaporen completamente de la piel. Si la incisión abdominal va a 36 PARTE I Principios quirúrgicos generales Figura 6-5 Figura 6-7 Si la incisión abdominal se extiende hasta el pubis en los perros macho, el prepucio debe sujetarse hacia un lado con una pinza de campo estéril. Si el paño no tiene una abertura, debe cortarse una del tamaño adecuado. Los bordes del paño pueden fijarse a los paños de campo con pinzas para tejidos Allis (no con pinzas de campo). No deben hacerse agujeros en el paño exterior. Figura 6-6 Figura 6-8 Los paños de campo se sujetan por las esquinas con pinzas de campo Backhaus. Se considera que las puntas de las pinzas de campo no son estériles una vez que se han colocado a través de la piel, y deben manejarse de forma adecuada. Cuando se realiza una preparación con la extremidad colgada, deben colocarse paños de campo alrededor de la extremidad y asegurarlos con pinzas de campo. extenderse hasta el pubis en los perros macho, el prepucio debe sujetarse hacia un lado con una pinza de campo estéril (v. figura 6-5). La finalidad de los paños es crear y mantener un campo estéril alrededor de la zona quirúrgica. La persona que coloca los paños debe ser un miembro del equipo quirúrgico que lleve la ropa adecuada y guantes. Primero se colocan los paños de campo (cuatro paños iguales) para aislar la zona no preparada del animal. Estos paños se colocan uno a uno alrededor de la zona preparada. Los paños de campo pueden ser toallas lisas o toallas desechables no absorbentes. Los paños no deben darse la vuelta, ni agitarse ni sacudirse, porque el movimiento rápido de los paños crea corrientes de aire que mueven el polvo, las pelusas y las partículas del aire. Los paños, el instrumental y el equipo que sobresalen por encima o por debajo del nivel de la mesa no se consideran estériles, porque están fuera del campo visual del cirujano, y no puede verificarse su esterilidad. Una vez que se han colocado los paños, no deben reajustarse hacia el sitio de la incisión, porque se transportarían bacterias hacia la piel preparada. Los paños se sujetan colocando pinzas de campo Backhaus en las esquinas (v. figura 6-6). Una vez que se colocan a través de la piel, las puntas de las pinzas de campo no se consideran estériles y deben manejarse de forma adecuada. Generalmente, los paños de campo no cubren los bordes de la mesa, y hay que tener cuidado para que la ropa estéril no roce con el campo no estéril. Una vez que el animal y la zona de incisión están protegidos por los paños de campo, se coloca un paño grande sobre el animal y toda la mesa quirúrgica para mantener el campo estéril (v. figura 6-7). Los paños de tela deben tener una abertura del tamaño adecuado y deben colocarse sobre el sitio de la incisión de forma que el paño cubra las demás superficies. Para cubrir una extremidad, los paños de campo deben colocarse y sujetarse como se ha descrito antes para aislar la zona quirúrgica o la cara proximal de la extremidad si se va a mantener colgada (v. figura 6-8). Un miembro del equipo quirúrgico no estéril debe sujetar la zona no preparada de la extremidad; la cinta que sujeta la extremidad levantada se corta. La extremidad se coloca de forma que el miembro quirúrgico estéril pueda cogerla con una mano con un tejido elástico o con un paño estéril. No debe soltarse la extremidad hasta que el miembro del equipo sin esterilizar la tenga sujeta con seguridad. Si se utiliza CAPÍTULO 6 Preparación del campo operatorio 37 un paño de tela, debe cubrirse (y la pinza de campo) con Vetrap estéril. La extremidad ya está preparada para colocarse a través de una abertura del paño doblado y sujetar el paño (v. figura 6-9). El extremo del tejido elástico se envuelve con Vetrap estéril. Para reducir la exposición de la piel y su contaminación durante la cirugía, pueden colocarse más paños o «toallas» después de hacer la incisión. Pueden ponerse paños de plástico adhesivo en la piel y en los paños circundantes con la misma finalidad. Una vez que el animal y las superficies no esterilizadas próximas se han tapado con paños esterilizados, puede colocarse la bandeja del instrumental y puede empezar la cirugía. Bibliografía Figura 6-9 La extremidad se coloca a través de una abertura del paño doblado o plegado en abanico, y se sujeta el paño. Se ha colocado un paño de plástico adhesivo en la piel y rodeando los paños. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. un tejido elástico, debe desenrollarse cuidadosamente hacia abajo de la extremidad y sujetarlo con pinzas de campo. Si se utiliza un paño estéril, debe cubrirse la extremidad cuidadosamente con el paño antes de sujetarlo a la piel con una pinza de campo. Después deben cubrirse los paños impermeables (desechables) (más la pinza de campo) con una gasa Kling estéril. Si se utiliza Bimbach DJ, Meadows W, Stein DJ et al: Comparison of povidone iodine and DuraPrep, an iodophor-in isopropyl alcohol solution, for skin disinfection prior to epidural catheter insertion in parturients, Anesthesiology 98:164, 2003. Cheng SM, Espin S, Garcia M et al: Literature review and prevalence survey on the use of surgical clean preparation kits, SSM (AORN) 7:40, 2001. Hibbard JS: Analysis comparing the antimicrobial activity and safety of current antiseptic agents: a review, J Infusion Nursing 28:194, 2005. Lambrechts NE, Huter K, Picard JA et al: A prospective comparison between stabilized glutaraldehyde and chlorhexidine for preoperative skin antiseptics in dogs, Vet Surg 33:636, 2003. Mangram AJ, Horan TC, Pearson ML et al: Guidelines for prevention of surgical site infection, 1999, Infect Control Hosp Epide 20:250, 1999. Moen M, Noone MB, Kirson I: Povidone-iodine spray technique versus traditional scrub-paint technique for preoperative abdominal wall preparation, Am J Obstet Gynecol 187:1434, 2002. Osuna DJ, DeYoung DJ, Walker RL: Comparison of three skin preparation techniques in the dog. I. Experimental trial, Vet Surg 19:14, 1990. Osuna DJ, DeYoung DJ, Walker RL: Comparison of three skin preparation techniques. II. Clinical trial in 100 dogs, Vet Surg 19:20, 1990. Paulson DS: Efficacy of preoperative antimicrobial skin preparation solutions on biofilm bacteria, AORN Journal 81:491, 2005. 38 PARTE I Principios quirúrgicos generales 287 C C H A A P ÍP TT UE LR O Preparación Fundamentals of del Orthopedic personal quirúrgico Surgery and Fracture Management El personal quirúrgico es una causa principal de contaminación microbiana durante la cirugía. La preparación cuidadosa del equipo quirúrgico y del personal no estéril reduce las bacterias en las salas quirúrgicas, pero no las elimina. Se ha observado que existe una relación entre el número de personas, sus movimientos y el número de bacterias presentes en el aire de las salas quirúrgicas. Para reducir al mínimo la contaminación durante la cirugía, deben seguirse unas normas estrictas con respecto a la indumentaria quirúrgica de todo el personal de quirófano, incluyendo los observadores. Si es posible, el personal de quirófano debe limitarse únicamente a las personas imprescindibles para la anestesia o la asistencia quirúrgica. INDUMENTARIA QUIRÚRGICA Todas las personas que entran en la zona de quirófanos deben estar vestidas de forma adecuada, tanto si se está realizando una intervención quirúrgica como si no. Para reducir al mínimo la contaminación microbiana producida por el personal de quirófano, todas las personas deben llevar ropa limpia y no ropa de calle. Si se utilizan pijamas de dos piezas, la parte de la prenda superior que queda suelta debe introducirse dentro del pantalón. La parte superior que queda pegada al cuerpo puede dejarse fuera de los pantalones. Las mangas deben ser lo bastante cortas para que puedan lavarse las manos y los brazos. Los pantalones deben tener una cinturilla elástica o cerrarse con cordones. El personal que no se ha lavado debe llevar una chaqueta de manga larga sobre la ropa limpia. Las chaquetas deben llevarse abrochadas con botones o con automáticos para reducir al mínimo el riesgo de que los bordes contaminen inadvertidamente las superficies estériles. La ropa usada debe lavarse entre un uso y otro, y debe cambiarse si tiene manchas visibles o está mojada, para impedir que se transfieran microorganismos al entorno quirúrgico. Llevar puesta la ropa usada fuera del entorno quirúrgico aumenta la contaminación microbiana. Si la ropa usada se llevase puesta fuera del quirófano, debe cubrirse con una bata de laboratorio o con una bata desechable. Si la ropa tiene manchas, está contaminada y/o se ha ensuciado con sangre u otro material potencialmente infeccioso, debe cambiarse. Otras prendas quirúrgicas son los gorros, las mascarillas, las calzas, las batas y los guantes. El pelo es un portador importante de bacterias; si no se cubre, actúa como un filtro y recoge las bacterias. Puesto que se ha demostrado que el pelo que se desprende afecta a la tasa de infección de las heridas quirúrgicas, es necesario taparlo del todo. Incluso aunque no se esté realizando ninguna intervención quirúrgica, los gorros y las mascarillas deben llevarse puestos en las salas quirúrgicas. El gorro debe cubrir completamente todo 38 Figura 7-1 La barba y las patillas deben cubrirse con una capucha. el pelo, y la mascarilla debe cubrir la boca y la nariz. Las patillas y la barba deben cubrirse completamente con una capucha (v. figura 7-1). No deben utilizarse capuchas que no cubran el pelo que hay a los lados, encima de las orejas, y en la nuca. En el área quirúrgica puede utilizarse cualquier calzado cómodo. Hay que ponerse las calzas la primera vez que se entra en el área quirúrgica y al salir de ella para mantener los zapatos limpios. Cuando se vuelve al área quirúrgica, deben ponerse unas calzas nuevas. Generalmente, están hechas con materiales reutilizables o desechables, impermeables y resistentes a los desgarros. No se ha demostrado que su uso disminuya el riesgo de infecciones quirúrgicas o disminuyan las bacterias en el suelo del quirófano en los hospitales humanos (Mangram, 1999). Sin embargo, por la gran cantidad de pelo que hay en los hospitales veterinarios, cambiarse de calzas antes de entrar en el quirófano puede reducir la cantidad de pelo que el personal de quirófano introduce en el mismo. Siempre que se entra en un área estéril debe llevarse puesta una mascarilla hecha con material sin pelusas y que contenga un filtro hidrófilo de tela intercalado entre dos capas externas. Su función principal es filtrar y retener las gotitas de microorganismos que se expelen desde la boca y la nasofaringe al hablar, estornudar y toser. La mascarilla debe ajustarse sobre la boca y la nariz, y debe sujetarse de forma que no queden huecos por donde pueda salir CAPÍTULO 7 Preparación del personal quirúrgico 39 el aire. La cara dorsal de la mascarilla se sujeta dando forma al borde superior reforzado ajustándolo sobre la nariz. Todas las personas que entren en las áreas restringidas del quirófano deben llevar una mascarilla si hay elementos estériles abiertos y equipo. Los gorros quirúrgicos pueden ser reutilizables y fabricados con materiales entretejidos (p. ej., algodón) o pueden ser desechables. Los gorros desechables (de un solo uso) no están entretejidos y se hacen directamente con fibras en vez de con hilo. Para hacer gorros reutilizables, suele utilizarse un tejido suelto, de tela de algodón, de tipo muselina 140. Este tejido se vuelve permeable a las bacterias en cuanto se moja. Una alternativa más cara es la tela pima 270 tratada para crear un producto duradero, que repele el agua y proporciona una barrera mejor contra las bacterias. También existen prendas de tela tejida tupida que resiste la penetración de las bacterias que están hechas con una mezcla de poliéster y algodón al 50%. Cuando se lavan los gorros de tela se dilatan los poros del tejido, lo que disminuye su eficacia como barreras antimicrobianas. Los materiales de los gorros no entretejidos incluyen el olefino y el poliéster. El número de microorganismos que se aíslan del entorno quirúrgico disminuye si se utilizan materiales desechables, no entretejidos. ción residual de la población bacteriana residente en la piel (es decir, las bacterias que se aíslan insistentemente de la piel) durante la intervención. No se recomienda confiar sólo en los guantes (sin hacer una limpieza quirúrgica) para prevenir la contaminación bacteriana, porque muchos guantes quirúrgicos tienen agujeros cuando se termina la cirugía, y el porcentaje puede aumentar si la operación es muy larga o complicada. En un estudio reciente realizado en dos hospitales veterinarios, se observó que la incidencia global de los defectos de los guantes era del 23,3% (Character y cols., 2003). Se produjeron muchos más defectos en las intervenciones de los tejidos no blandos y en los guantes de la mano no dominante. El 84% de todos los defectos se produjeron en intervenciones que duraron más de 60 minutos. Hay que destacar que las personas que realizaron la cirugía no pudieron determinar de forma precisa si sus guantes tenían algún defecto. LIMPIEZA QUIRÚRGICA Los jabones o detergentes antimicrobianos que se utilizan deben actuar rápidamente, ser de amplio espectro y no irritantes, y deben inhibir el crecimiento microbiano rápido de rebote. Algunos limpiadores de manos se unen al estrato corneo, lo que produce una actividad residual. Como las bacterias proliferan debajo de los guantes, especialmente si estos se dañan durante la cirugía, es deseable que exista una actividad química persistente. Las soluciones para el lavado quirúrgico que más se utilizan son el gluconato de clorhexidina, la povidona yodada y el hexaclorofeno (v. tabla 7-1). Sin La limpieza quirúrgica es el procedimiento mediante el que se lavan las manos y los antebrazos para reducir el número de bacterias que entran en contacto con la herida a través del personal durante la cirugía. Todos los miembros del equipo quirúrgico estéril deben lavarse las manos y los brazos antes de entrar en la zona quirúrgica. Los objetivos de la limpieza quirúrgica son la eliminación mecánica de la suciedad y la grasa, la disminución de la población bacteriana transitoria (es decir, bacterias depositadas desde el entorno) y la disminu- NOTA: Como la tasa de defectos es más alta en las intervenciones quirúrgicas más largas (especialmente en las intervenciones ortopédicas), debe considerarse cambiar de guantes cada 60 minutos o ponerse dos pares. TABLA 7-1 Jabones antimicrobianos que suelen utilizarse para el lavado quirúrgico © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. JABÓN ANTIMICROBIANO MECANISMO DE ACCIÓN PROPIEDADES Gluconato de clorhexidina Alteración de la pared celular y precipitación de las proteínas celulares • Amplio espectro (más eficaz frente a bacterias grampositivas que gramnegativas y hongos) • Buen viricida • Actividad residual, porque se une a la queratina • El material orgánico no lo inactiva • Puede ser menos irritante para la piel que los yodóforos Hexaclorofeno Alteración de la pared celular y precipitación de las proteínas celulares • • • • • Bacteriostático para los cocos grampositivos Actividad mínima frente a bacterias gramnegativas, hongos o virus El material orgánico no lo inactiva Acumulativo (el alcohol lo anula) Puede ser neurotóxico Yodóforos (p. ej., povidona yodada) Penetración en la pared celular, oxidación, sustitución del contenido microbiano por yodo libre • • • • Amplio espectro (bacterias gramnegativas y grampositivas, hongos y virus) Alguna actividad frente a las esporas El material orgánico lo inactiva Requiere un contacto con la piel de 2 minutos como mínimo Paraclorometaxilenol (PCMX) Alteración de la pared celular e inactivación enzimática • Amplio espectro (más eficaz frente a bacterias grampositivas que gramnegativas, hongos o virus) • La acción aparece lentamente Triclosán Alteración de la pared celular • Amplio espectro (no es eficaz frente a Pseudomonas spp.) • El material orgánico le afecta muy poco Soluciones a base de alcohol Combinación de los mecanismos enumerados más arriba • Amplio espectro (bacterias gramnegativas y grampositivas, hongos y virus) 40 PARTE I Principios quirúrgicos generales embargo, actualmente existen en el mercado soluciones a base de alcohol, que no necesitan agua y/o cepillado, y muchos cirujanos las prefieren. La mayoría de los expertos está de acuerdo en que, aunque utilizar las cerdas de un cepillo para frotarse debajo de las uñas sigue siendo una buena idea, la costumbre tradicional de cepillarse vigorosamente las capas más superficiales de la piel no sólo es innecesaria, sino imprudente. Estas soluciones que no necesitan cepillado suelen producir una muerte rápida y requieren un tiempo de contacto corto si se comparan con las soluciones tradicionales de povidona yodada o de clorhexidina. En el mercado existen varias de estas soluciones que han demostrado una eficacia superior a la de la clorhexidina o la povidona yodada en los ensayos clínicos (Parienti y cols., 2002; Seal y Paul-CheadLe, 2004). En un estudio se observó que las preparaciones para manos en seco se asociaban a menos riesgo de lesiones cutáneas y a recuentos microbianos más bajos, eran más baratas, y la mayoría del personal quirúrgico las prefería antes que el lavado quirúrgico tradicional (Larson y cols., 2001). Una de estas soluciones incorpora el APT, un sistema patentado de adyuvantes y potenciadores que trabaja sinérgicamente con el alcohol etílico para aumentar la protección antimicrobiana residual persistente durante más de 6 horas. Otra solución es un antiséptico para el lavado de las manos que no precisa utilizar agua ni cepillado; contiene un 1% de clorhexidina y un 61% de alcohol etílico w/w. También se encuentra en el mercado una fórmula con una base de alcohol, sin cepillado, que elimina rápidamente la suciedad superficial e inactiva los microorganismos. Contiene emolientes que ayudan a reducir la sequedad y a mantener la integridad de la piel. Los conservantes ayudan a prolongar la persistencia. Aunque la limpieza de manos tradicional suele durar de 5 a 10 minutos (v. comentario más adelante), con las soluciones con una base de alcohol suelen realizarse dos lavados de 90 segundos (v. cuadro 7-1; figura 7-2). El cepillado quirúrgico separa físicamente los microbios de la piel y los inactiva debido al contacto con la solución antimicrobiana. Los métodos de cepillado quirúrgico tradicionalmente aceptados son el cepillado anatómico cronometrado (es decir, cepillado de 5 minutos) y el número fijo de pasadas de cepillo (cepillados por área de superficie cutánea). Estos métodos se describen en el cuadro 7-2 (v. figura 7-3). Existen distintas recomendaciones con respecto al número de veces que hay que enjabonarse y aclararse durante el lavado, el número de pasadas de cepillo por área y el tiempo que se dedica a cada área; sin embargo, con ambos métodos se asegura la exposición suficiente de toda la superficie de la piel a la fricción y las soluciones antimicrobianas. Si las manos y los brazos están muy sucios, debe aumentarse la duración del cepillado o las pasadas del cepillo, pero debe evitarse la irritación o abrasión de la piel, porque esto hace que las bacterias que residen en los tejidos más profundos (p. ej., alrededor de la base de los folículos pilosos) se vuelvan más superficiales, aumentando el número de microorganismos potencialmente infeccioso en la superficie de la piel. El tiempo de contacto del jabón o el detergente antimicrobiano con la piel debe basarse en la eficacia del producto documentada en la literatura científica. Generalmente, es adecuado realizar un cepillado de 5-7 minutos antes del primer caso del día y un cepillado de 2-3 minutos entre las operaciones siguientes. Existen productos o las soluciones sin cepillado mencionadas arriba que pueden utilizarse como un comple- CUADRO 7-1 Método de lavado quirúrgico tradicional • Localizar los cepillos, el jabón antibacteriano y los limpiadores de uñas. • Quitarse el reloj y los anillos. • Mojarse las manos y los antebrazos. • Aplicar 2-3 dosis de jabón antimicrobiano en las manos y lavarse las manos y los antebrazos. • Limpiar las uñas y las áreas subungueales con un limpiador de uñas bajo el chorro de agua. • Aclararse los brazos y los antebrazos. • Aplicar 2-3 dosis de jabón antimicrobiano en las manos y los antebrazos. • Aplicar 2-3 dosis de jabón antimicrobiano en el cepillo estéril. Método del cepillado anatómico cronometrado Se empieza a cronometrar el tiempo; se cepillan los dedos por todos los lados, entre los dedos, y la palma y el dorso de la mano durante 2 minutos. Se cepillan los brazos, manteniendo las manos más altas que los brazos. Se cepillan los brazos por todos lados hasta 7 cm por encima de los codos durante 1 minuto. El tiempo total de cepillado es de 2-3 minutos por cada mano y brazo. Método del número fijo de pasadas del cepillo Realizar 30 pasadas (una pasada consiste en un movimiento de arriba a abajo o de atrás hacia adelante) en las puntas de los dedos. Dividir cada dedo en cuatro partes y realizar 20 pasadas a cada parte, incluyendo la zona interdigital (v. figura 7-3, A). Cepillar el pulgar, el índice y el meñique desde la punta de los dedos hasta la muñeca. Dividir los antebrazos en cuatro planos y realizar 20 pasadas en cada superficie (v. figura 7-3, B). • Aclarar el cepillo bajo el chorro de agua y pasarlo a la mano limpia. No aclarar la mano y el brazo que ya se han cepillado. • Repetir el proceso en la otra mano y el otro brazo. • Cuando se han cepillado las dos manos y los dos brazos, se deja el cepillo en el lavabo. • Comenzando con las puntas de los dedos de una mano, aclarar debajo del agua moviendo las puntas de los dedos hacia arriba y hacia fuera del chorro de agua, dejando que el resto del brazo se vaya aclarando fuera del chorro. • El agua siempre debe correr desde las puntas de los dedos hacia los codos (v. figura 7-3, C). • Las puntas de los dedos nunca deben estar por debajo del nivel de los codos. • Nunca deben sacudirse las manos para quitarse el exceso de agua; el agua debe gotear desde los codos. • Se aclara la otra mano de forma parecida. • El cirujano debe dirigirse hacia el área donde se pondrá la ropa y los guantes manteniendo las manos hacia arriba y delante de él para que pueda verlas. mento del primer lavado o como lavado de reentrada. Un lavado de reentrada es cualquier lavado que se realiza después del primero del día. Para la reentrada inmediata con las manos limpias, las manos se secan con una toalla estéril. Se dispensa CAPÍTULO 7 41 Preparación del personal quirúrgico A B C D © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Figura 7-2 Cuando utilice una solución para el lavado quirúrgico: A. Límpiese las uñas con un rascador de uñas. B. Mójese las manos y los brazos. C. Dispense la cantidad adecuada de solución en la palma de la mano apretando el pedal. D. Introduzca y gire las puntas de los dedos de la otra mano en la solución durante varios segundos. Pase la solución a la otra mano y repita este paso con los dedos de la otra mano. (Continúa) la solución (unos 5 g) en una mano, se extiende sobre las dos manos y los antebrazos y se frota la piel hasta que está seca (aproximadamente, de 1 minuto a un minuto y medio). Después se echa una cantidad más pequeña de la solución en una mano, se reparte entre las dos manos hasta la muñeca y se frota en la piel hasta que está seca (unos 30 segundos). Antes de empezar el lavado deben quitarse todas las joyas (incluyendo los relojes) de las manos y los antebrazos, porque 42 PARTE I Principios quirúrgicos generales E F Figura 7-2 (cont.) Cuando utilice una solución de lavado quirúrgico sin cepillado: E. Frótese las manos juntas, manteniéndolas por encima de los antebrazos hasta pasar ligeramente el nivel de los codos. F. Moje toda la superficie con agua para producir más espuma. G. Aclare y repita los pasos B-F, deteniéndose por debajo de los codos en la segunda aplicación. Tiempo de lavado total: 3 minutos. G son un reservorio de bacterias. Las uñas deben mantenerse cortas, limpias, naturales y sanas. Según los últimos estudios, el esmalte de uñas en buen estado no aumenta el crecimiento bacteriano; sin embargo, el esmalte de uñas que está claramente descascarillado o que lleva puesto más de 4 días se asocia a la presencia de un número más alto de bacterias y se ha asociado a infecciones (Arrowsmith y cols., 2001; Edel y cols., 1998). Nunca deben llevarse uñas artificiales (pegadas, postizas, vendadas, con esparadrapo). Se ha cultivado un número más alto de microorganismos gramnegativos de las puntas de los dedos del personal que lleva uñas artificiales que del personal que lleva uñas naturales, tanto antes como después de lavarse las manos. También se ha observado el crecimiento de hongos entre las uñas naturales y las uñas artificiales, que pueden contaminar la herida quirúrgica. Las manos y los antebrazos no deben tener lesiones abiertas y la integridad de la piel no debe estar alterada, ya que las infecciones cutáneas pueden contaminar las heridas quirúrgicas. Una vez que ha comenzado el lavado quirúrgico no pueden tocarse elementos no estériles. Si un objeto no esterilizado (incluyendo el personal quirúrgico) roza inadvertidamente las manos o los brazos, debe repetirse la limpieza. Durante y después del proceso de limpieza, las manos deben mantenerse más altas que los codos. Esto permite que el agua y el jabón fluyan desde la zona más limpia (manos) hasta la menos limpia (codos). En la mayoría de los casos puede utilizarse un único cepillo para todo el proceso. No se ha documentado que existan diferencias en cuanto a la eficacia entre los cepillos reutilizables esterilizables y las combinaciones de esponjas y cepillos de poliuretano desechables. Cuando se ha terminado el lavado, las manos y los brazos deben secarse con una toalla estéril, que debe cogerse de la mesa teniendo cuidado para que el agua no gotee sobre la ropa que haya debajo y manteniéndose de frente a la mesa esterilizada. Se sujeta la toalla a lo largo y, realizando un movimiento secante, se seca la mano y el brazo trabajando desde la mano hacia el codo con un extremo de la toalla (v. figura 7-4). Cuando se están secando los brazos, hay que inclinarse un poco doblando la cintura para que el extremo de la toalla no roce la parte limpia. Una vez que la mano y el brazo están secos, debe cogerse el extremo opuesto de la toalla con la mano seca. La otra mano y el brazo se secan de forma parecida. La toalla se deja en el contenedor adecuado o en el suelo si no hay un contenedor. Las manos no deben bajarse por debajo del nivel de la cintura. PONERSE LA BATA DE CIRUJANO La bata es una barrera entre la piel del miembro del equipo quirúrgico y el paciente. Debe ser de un material que impida el paso de los microorganismos entre las áreas estériles y no estériles (v. p. 39). Tiene que ser resistente a los líquidos, las pelusas, los estiramientos, la presión y la fricción (especialmente en las zonas de los antebrazos, los codos y el abdomen), y debe ser cómoda, CAPÍTULO 7 Preparación del personal quirúrgico 43 CUADRO 7-2 Antisepsia/frotado quirúrgicos de las manos con un limpiador de manos quirúrgico basado en alcohol* Un protocolo estandarizado para lavarse las manos con un producto quirúrgico a base de alcohol debe seguir las instrucciones del fabricante e incluir, al menos, lo siguiente: 1. Lavarse las manos y los antebrazos con agua y jabón si tienen suciedad visible o se han contaminado con sangre o saliva. Secar. 2. Utilizar agua corriente, lavarse debajo de las uñas de las dos manos usando un limpiador o un rascador de uñas. 3. Echarse la cantidad recomendada por el fabricante del producto para el lavado quirúrgico de las manos. Aplicar el producto en las manos y los antebrazos, siguiendo las instrucciones del fabricante. Algunos fabricantes pueden solicitar que se utilice agua como parte del proceso. 4. Frotar hasta que esté seco. 5. Repetir el proceso de aplicación del producto si así lo indican las instrucciones del fabricante. A B *Modificado de: Recommended practices for surgical hand antisepsis/hand scrubs. In Standards, recommended practices, and guidelines, Denver, 2004, AORN Inc. económica e ignífuga. Existen batas desechables (de un solo uso) o reutilizables. La técnica para ponerse la bata se describe más adelante y se ilustra en la figura 7-5. La bata y los guantes deben ponerse en una zona separada del resto del material estéril (la mesa quirúrgica) o del paciente para impedir que el agua gotee dentro del campo estéril y lo contamine. Las batas están dobladas de forma que la cara interna se quede hacia fuera. La bata se sujeta firmemente y se tira suavemente de ella hacia fuera de la mesa. Hay que caminar hacia atrás desde la mesa estéril para ir al vestuario. La bata se sujeta por los hombros y se desdobla con cuidado. No debe sacudirse, porque aumenta el riesgo de contaminación. Una vez abierta la bata, se identifican las bocamangas y se introducen los brazos a través de las mangas. Las manos deben mantenerse dentro de los puños de la bata. Un ayudante colocará la bata sobre los hombros del cirujano y la sujetará cerrando el cuello y atando el cordón interior de la cintura (v. figura 7-5, A). Si se utiliza una bata con la parte de atrás esterilizada, no debe atarse el cordón delantero hasta que el cirujano no se haya puesto los guantes estériles (v. figura 7-5, B). © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. PONERSE LOS GUANTES Los guantes de látex son una barrera entre el miembro del equipo quirúrgico y el paciente; sin embargo, no sustituyen a los métodos de limpieza adecuados. Si el guante de una mano que se ha lavado de forma adecuada se perfora durante una intervención quirúrgica, no suelen cultivarse bacterias a partir del guante perforado. Los lubricantes para guantes de látex, como el silicato de magnesio (talco) o la fécula de maíz en polvo permiten que los guantes se deslicen con más facilidad sobre la mano. Sin embargo, estos compuestos producen una irritación considerable en varios tejidos, incluso aunque los guantes se aclaren bien en suero salino estéril antes de la ciru- C Figura 7-3 Si utiliza una técnica de cepillado tradicional: A. Divida cada dedo en cuatro partes y cepille las cuatro superficies, incluyendo los espacios interdigitales. B. Divida los antebrazos en cuatro planos y cepille todas las superficies. C. Durante el aclarado, el agua debe correr desde las puntas de los dedos hacia los codos. gía. Por tanto, el cirujano debe utilizar guantes con la superficie interior lubricada con una capa adhesiva de hidrogel. En un estudio, se cultivaron bacterias grampositivas potencialmente patógenas a partir de las gotitas de agua recogidas de los cirujanos después de lavarse (Heal y cols., 2003). Se cree que estos microorganismos procedían del agua del grifo de la sala de lavado. También se ha demostrado que las bacterias grampositivas atraviesan el envoltorio del guante a los 2 minutos de quitar el papel. Los guantes no deben dejarse colgando sobre el paquete de la bata abierto antes de lavarse, y no deben colocarse sobre el campo estéril hasta que el cirujano se haya secado los brazos. Los guantes pueden ponerse de tres formas diferentes: 1) poniéndoselos uno mismo utilizando un método cerrado; 2) poniéndoselos uno mismo utilizando un método abierto, y 3) con ayuda. 44 PARTE I Principios quirúrgicos generales A Figura 7-4 Para secarse las manos y los brazos, utilice un extremo de la toalla para secar una mano y un brazo (trabajando desde la mano hacia el codo). Después, sujete el extremo opuesto de la toalla con la mano seca y seque la otra mano y el brazo de forma parecida. B Figura 7-6 A B Ponerse los guantes utilizando el método cerrado. A. Trabajando hacia la abertura del guante, saque un guante de su envoltorio. Coloque la palma del guante hacia abajo sobre el puño de la bata con los dedos del guante mirando hacia el codo. B. Sujete el puño del guante con el dedo índice y el pulgar. Con el dedo índice y el pulgar de la otra mano (que están dentro del puño de la bata), sujete el lado opuesto del borde del guante. Tire del puño del guante hacia arriba y alrededor del puño de la bata y la mano. Gire el borde y diríjalo hacia el lado de la palma del guante, fíjelo a la bata y al guante, tirando de ellos hacia el codo mientras empuja la mano a través del puño para introducirla en el guante. Colóquese el otro guante utilizando la misma técnica. PONERSE LOS GUANTES CON AYUDA Figura 7-5 A. Un ayudante coloca la bata sobre los hombros del cirujano y la sujeta cerrando el cuello y atando el cordón interior. B. Si se utiliza una bata con la espalda estéril, no debe abrocharse el cinturón frontal hasta que el cirujano se haya puesto los guantes estériles. PONERSE LOS GUANTES CERRADOS Con el método cerrado para ponerse los guantes existe la seguridad de que la mano nunca entra en contacto con la parte exterior de la bata o el guante (v. figura 7-6). PONERSE LOS GUANTES ABIERTOS El método abierto para ponerse los guantes se utiliza cuando sólo es necesario cubrirse las manos (como para un cateterismo urinario, una biopsia de la médula ósea o la preparación de un paciente estéril) o durante la cirugía cuando se ha contaminado un guante y debe cambiarse. Este método no debe utilizarse de forma rutinaria para ponerse la bata y los guantes (v. figura 7-7). En la figura 7-8 se muestra el procedimiento que se utiliza cuando los dos guantes están puestos. En la figura 7-9 se muestran los pasos necesarios para ponerse los guantes con ayuda. QUITARSE LOS GUANTES DE FORMA ASÉPTICA En la figura 7-10 se describe la forma de quitarse los guantes de forma aséptica. MANTENIMIENTO DE LA ESTERILIZACIÓN DURANTE LA CIRUGÍA Las técnicas que se describen en este capítulo para ponerse la bata y los guantes reducen al mínimo el riesgo de que el personal quirúrgico contamine el campo quirúrgico. Sin embargo, la vigilancia es necesaria para prevenir la contaminación de las batas y los guantes. Una vez que se han puesto la bata, los miembros del personal quirúrgico siempre deben estar de frente al campo estéril, y no deben tocar o apoyarse en el área no estéril. Los brazos y las manos deben permanecer por encima del nivel de la cintura y por debajo del nivel de los hombros. No deben cruzarse los brazos, deben sujetarse en la parte frontal del cuerpo, por encima de la cintura. El personal que ya se ha lavado debe evitar cambiar el nivel de la posición; sólo deben sentarse si toda la intervención quirúrgica se va a realizar a ese nivel. CAPÍTULO 7 A Preparación del personal quirúrgico C B D Figura 7-7 Para ponerse los guantes con el método abierto cuando una mano es estéril: A. Abra el envoltorio del guante y coja el guante correcto por el borde doblado con la mano estéril. Empuje la mano suavemente dentro del guante hasta que los dedos lleguen a los dedos del guante. Coloque el pulgar dentro o cerca del pulgar del guante y enganche el puño del guante sobre el pulgar. Suelte el guante. B. Coloque los dedos de la mano estéril debajo del puño en la palma del guante. C. Doble la muñeca de la mano en la que se está poniendo el guante 90°. D. Pase los dedos suavemente alrededor del puño hasta que estén en la parte frontal del puño y, al mismo tiempo, tire del puño hacia arriba y alrededor de la bata. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. A B Figura 7-8 Para ponerse los guantes con el método abierto cuando ninguna mano es estéril: A. Sujete un guante por la parte interior del puño con la mano contraria. Deslice el guante sobre la mano opuesta, dejando el puño hacia abajo. B. Usando la mano en la que se está poniendo el guante, deslice los dedos dentro de la cara externa del puño del otro guante. Deslice la mano hacia el guante y desdoble el puño; no toque el brazo desnudo, ya que el guante está desdoblado. Con la mano enguantada, deslice los dedos debajo del borde exterior del puño opuesto y desdóblelo. 45 46 PARTE I Principios quirúrgicos generales A Figura 7-10 B Para quitarse los guantes de forma aséptica, el ayudante sin esterilizar sujeta el guante cerca del puño (con cuidado para no tocar la bata) y tira de él suavemente hacia las puntas de los dedos. Deben ponerse otros guantes utilizando la técnica con ayuda que se describe en la figura 7-9. eficaz contra los microorganismos), no se considera estéril y debe cubrirse con los guantes estériles todo el tiempo. La línea del cuello, los hombros y el área de debajo de los brazos tampoco se considera estéril, porque puede contaminarse por la transpiración o por el roce de las superficies del cuello y de los hombros al mover el cuello o la cabeza. C Figura 7-9 Para ponerse los guantes con ayuda: A. El ayudante sujeta un guante y coloca sus dedos debajo del puño del guante. B. Con el pulgar del guante mirando hacia el cirujano, este desliza la mano dentro el guante; entonces el ayudante tira del puño del guante hacia arriba y alrededor del puño de la bata del cirujano y lo suelta suavemente. C. El ayudante coge el otro guante. El cirujano debe colaborar sosteniendo el puño del guante abierto con los dedos de la mano estéril mientras pone la mano sin guante dentro del guante abierto. El ayudante mantiene el pulgar debajo del puño mientras el cirujano introduce sus dedos en él. La parte de delante de la bata debe considerarse estéril desde el pecho hasta el nivel del campo estéril; la parte de atrás no se considera estéril (incluso aunque se esté usando una bata con la espalda estéril o cruzada), ya que no pueden verla las personas que se han lavado. Las mangas deben considerarse estériles desde 5 cm por encima del codo hasta el puño elástico. Puesto que el puño elástico acumula la humedad (por lo que no es una barrera Bibliografía Arrowsmith VA, Mauder JA, Sargent RJ et al: Removal of nail polish and finger rings to prevent surgical infection, Cochrane Database of Systematic Reviews 1:1, 2001. Character BJ, McLaughlin RM, Hedlund CS et al: Postoperative integrity of veterinary surgical gloves, J Am Anim Hosp Assoc 39:311, 2003. Edel E, Houston S, Kennedy V et al: Impact of a 5-minute scrub on the microbial flora found on artificial, polished, or natural fingernails of operating room personnel, Nursing Research 47:54, 1998. Heal JS, Blom AW, Titcomb D et al: Bacterial contamination of surgical gloves by water droplets spilt after scrubbing, J Hosp Inf 3:136, 2003. Larson EL, Aieloo AE, Heilman JM et al: Comparison of different regimens for surgical hand preparation, AORN J 73:412, 2001. Mangram AJ, Horan TC, Pearson mL et al: Guidelines for prevention of surgical site infection, 1999, Infect Control Hosp Epide 20:250, 1999. Parienti JJ, Thibon P, Heller R et al: Hand rubbing with an aqueous alcoholic solution vs. traditional surgical hand-scrubbing and 30-day surgical site infection rates, JAMA 288:722, 2002. Seal LA, Paul-Cheadle D: A systems approach to preopoerative surgical patient skin preparation, Am J Inf Cont 32:57, 2004. Lectura recomendada Association of Operating Room Nurses: Standards, recommended practices, and guidelines: recommended practices for surgical hand scrubs, Denver, 2000, The Association. CAPÍTULO 8 C A P Í T U L O Instrumental quirúrgico 47 8 Instrumental quirúrgico CLASIFICACIÓN DEL INSTRUMENTAL Cada tipo de instrumento quirúrgico está diseñado para un uso en particular, y sólo debe utilizarse para esa finalidad. Utilizar un instrumento para procedimientos para los que no ha sido diseñado (p. ej., utilizar unas tijeras de Metzenbaum para cortar suturas o una pinzas de tejidos para sujetar hueso) puede desafilarlo o romperlo. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Bisturís Los bisturís son los instrumentos de corte principales que se utilizan para hacer incisiones en los tejidos (v. figura 8-1). En la práctica veterinaria suelen utilizarse mangos de bisturí reutilizables (números 3 y 4) con hojas desechables, aunque también existen bisturís con el mango y la hoja desechables. Existen bisturís con una tapa retráctil diseñada para reducir al mínimo el riesgo de lesiones debido a las cuchillas quirúrgicas mientras se pasan de unas manos a otras entre los distintos pasos de una intervención quirúrgica o cuando se eliminan (BD Bard-Parker, Franklin Lakes, N.J.). Existen hojas de varias formas y tamaños, dependiendo de para qué se vayan a utilizar. En la cirugía de pequeños animales, la hoja del n.° 10 es la que más se utiliza. Generalmente, los bisturís se utilizan para hacer «cortes por deslizamiento», que significa que la dirección de la presión aplicada a la hoja forma un ángulo recto con la dirección de la presión del bisturí. Cuando se hace una incisión en la piel, la hoja del bisturí debe mantenerse perpendicular a la superficie de la piel. Los bisturís pueden sujetarse como si fueran un lapicero, con las yemas de los dedos o con la palma de la mano. La sujeción de tipo lápiz permite hacer incisiones más cortas, más finas y más precisas que las otras formas de sujetar el bisturí, ya que el bisturí forma un ángulo superior a 30°-40° con el tejido (v. figura 8-2). Sin embargo, este ángulo reduce el contacto con el borde de corte, por lo que resulta menos útil para las incisiones largas. La sujeción con las yemas de los dedos ofrece más exactitud y estabilidad para realizar incisiones largas. Figura 8-1 Mangos de bisturí (izquierda, n.° 3; derecha, n.° 4) y cuchillas (de arriba a abajo): n.° 10, 11, 12, 15 y 20. Figura 8-2 Tijeras Existen tijeras de distintas formas, tamaños y pesos, y suelen clasificarse según el tipo de punta que tienen (p. ej., roma-roma, aguda-aguda o aguda-roma), la forma de la pala (p. ej., recta o curva) o el borde cortante (plano o de sierra) (v. figura 8-3). Las tijeras curvas ofrecen mayor maniobrabilidad y visibilidad, mientras que las tijeras rectas tienen más ventajas mecánicas cuando se cortan tejidos duros o gruesos. En cirugía, las tijeras que más se utilizan son las de Metzenbaum (también llamadas tijeras de Generalmente, los bisturís se sujetan como si fueran un lapicero, porque así pueden hacerse incisiones cortas, finas y precisas. Metz, de Nelson, delicadas o tisulares) y las tijeras Mayo; las primeras son más delicadas y deben reservarse para cortar los tejidos delicados y para las disecciones romas. Las tijeras Mayo se utilizan para cortar tejidos duros, como las fascias. Para cortar las suturas deben utilizarse tijeras específicas, y no tijeras tisulares. Las tijeras 47 48 PARTE I Principios quirúrgicos generales Figura 8-3 Figura 8-4 Tijeras. De izquierda a derecha: para puntos (quitar suturas), aguda-roma, de Metzenbaum, Mayo, cortaalambres, de tenotomía. Portaagujas. De izquierda a derecha: Mayo-Hegar, Olsen-Hegar, Mathieu, Castroviejo. de suturas que se utilizan en el quirófano son diferentes de las tijeras para quitar las suturas. Estas últimas tienen una concavidad en una de las hojas para impedir que se tire excesivamente del hilo cuando se quita la sutura. Las tijeras delicadas (p. ej., las tijeras de tenotomía y para el iris) suelen utilizarse en las intervenciones oftálmológicas y en otras operaciones que requieren cortes finos y precisos. Las tijeras de vendaje tienen una punta roma, lo que disminuye el riesgo de cortar la piel cuando se introducen debajo del vendaje. Las tijeras deben mantenerse afiladas. Puede utilizarse Theraband (Spectrum, Stow, Ohio), un material parecido al caucho, para comprobar si las tijeras están afiladas. Las tijeras pueden utilizarse para cortar o para hacer disecciones romas. Se sujetan introduciendo el pulgar y el dedo anular a través de los anillos para los dedos y apoyando el dedo índice en el mango cerca del fulcro. Ni el dedo anular ni el pulgar deben «llegar hasta» el mango. Los anillos deben mantenerse cerca de la articulación distal de los dedos. La mayoría de las tijeras están diseñadas para manejarlas con la mano derecha, de forma que la presión natural del pulgar y la tracción de los dedos cuando se hace un movimiento de prensión transmiten la máxima fuerza de corte y de torsión a las hojas. Cuando se utilizan con la mano izquierda, la hoja del pulgar se coloca de forma que el movimiento de prensión que se impulsa con el pulgar hace que se pierdan las fuerzas de corte y de torsión. Los cirujanos zurdos tienen que practicar mucho para utilizar las tijeras para diestros. Sin embargo, la mayoría de las empresas fabrican instrumental para zurdos. La dirección, el control y la precisión del corte dependen de la estabilidad del tejido que se encuentra entre las hojas de las tijeras, y de la estabilidad de las tijeras en las manos del cirujano. Cuanto más obtuso sea el ángulo entre las hojas cuando están cortando, menos estabilizarán las tijeras el tejido y menos preciso será el corte. Si se utiliza el extremo de las hojas, el tejido se estabiliza de forma más segura, por lo que el corte es más preciso. Las tijeras no deben cerrarse del todo si no se ha terminado de hacer la incisión, porque se produciría una incisión irregular; las tijeras deben cerrarse casi del todo, introducirse y volver a cerrarlas casi del todo otra vez. La disección roma (es decir, la separación de los tejidos insertando las puntas y abriendo las hojas) puede utilizarse para separar los músculos y la grasa. No debe utilizarse en los tejidos duros o donde es posible realizar un corte preciso. Portaagujas Los portaagujas sirven para sujetar y manipular agujas curvas (v. figura 8-4). La forma y el tamaño del portaagujas dependen de las características de la aguja que se va a sujetar y de la localización del tejido que se va a suturar. Las agujas más gruesas y grandes necesitan portaagujas con hojas prensoras más anchas y gruesas. Si se utiliza un portaagujas para sujetar el hilo, las hojas prensoras deben tener un borde dentado fino o ser lisas para que no dañen la sutura deshilachándola o cortándola. Los portaagujas largos facilitan el trabajo en las heridas profundas. Los portaagujas de alta calidad se fabrican con una aleación muy resistente, no corrosiva, y con una terminación mate. Las puntas se endurecen cubriéndolas con una capa de diamante o fundiendo carburo de tungsteno en su superficie. El carburo de tungsteno insertado puede cambiarse cuando se deteriora o si no sujeta la sutura de forma adecuada. La mayoría de los portaagujas tienen un cierre de trinquete distal al pulgar (p. ej., los tipos Mayo-Hegar, Olsen-Hegar), pero algunos (p. ej., el tipo Castroviejo) se cierran con un mecanismo de resorte y bloqueo. Los portaagujas Mayo-Olsen suelen utilizarse en la práctica veterinaria para manipular agujas de medianas a gruesas. Los portaagujas Olsen-Hegar se utilizan de forma parecida, pero tienen cuchillas cortantes que permiten poner y quitar las suturas con el mismo instrumento, aunque tienen el inconveniente de que se requiere mucha experiencia para no cortar la sutura cuando se están atando los nudos. Los portaagujas de Mathieu tienen un cierre de trinquete en el extremo proximal del mango, lo que permite abrirlo y cerrarlo simplemente juntando los mangos poco a poco. Generalmente, las agujas deben colocarse perpendicularmente al portaagujas para aumentar la maniobrabilidad. Cuando las agujas se colocan en ángulo, el mango debe moverse describiendo un arco amplio durante la sutura. La aguja debe sujetarse cerca del centro para que pueda introducirse en los tejidos con más fuerza y con menos riesgo de que se rompa. Cuando la aguja se sujeta cerca del ojo o del hilo, puede utilizarse toda la longitud de la aguja para suturar, y disminuye el riesgo de que la aguja resbale, pero aumenta el riesgo de que se doble o se rompa, a menos que se estén suturando tejidos delicados. A la inversa, si la aguja se sujeta cerca de la punta, puede ejercerse más fuerza cuando se suturan tejidos duros, pero resulta difícil extraer la aguja. CAPÍTULO 8 Figura 8-5 Figura 8-7 La sujeción con la palma de la mano proporciona más fuerza impulsora, pero menos precisión. La sujeción con el dedo anular y el pulgar permite más precisión, y es la forma de sujeción mejor para suturar tejidos delicados. Figura 8-6 Figura 8-8 La sujeción con la eminencia tenar proporciona buena movilidad, pero liberar el portaagujas haciendo presión con la eminencia del pulgar en el anillo superior hace que los mangos «salten», por lo que la aguja se mueve dentro del tejido que se está suturando. Para utilizar el portaagujas de Castroviejo se utiliza la sujeción a modo de lapicero. Los portaagujas pueden utilizarse sujetándolos con la palma de la mano (sin colocar los dedos en los anillos y apoyando el anillo superior en la base del pulgar [figura 8-5]), eminencia tenar (el anillo superior se apoya en la eminencia del pulgar y el dedo anular se introduce en el anillo inferior [figura 8-6]), sujetándolo con el dedo anular y el pulgar (el pulgar se introduce por el anillo superior y el dedo anular por el anillo inferior [figura 8-7]) o como un lapicero (el dedo índice y el pulgar se apoyan en el mango del portaagujas [figura 8-8]), como se hace con los portaagujas de Castroviejo. La sujeción con la palma es más útil para suturar tejidos duros que requieren mucha fuerza para dirigir la aguja; sin embargo, la aguja no puede soltarse y volver a sujetarse después de cada puntada sin cambiar la sujeción, por lo que la sutura es menos precisa. Pinzas tisulares NOTA: Los cirujanos zurdos no pueden sujetar los instrumentos para diestros con la palma, porque, debido a la presión, el cierre autoestático se cierra en vez de abrirse. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Instrumental quirúrgico La sujeción con la eminencia tenar permite soltar y volver a sujetar la aguja para extraerla sin cambiar la sujeción. Aunque permite la movilidad, la liberación del soporte de la aguja ejerciendo presión sobre el anillo superior con la eminencia del pulgar hace que el mango del portaagujas «salte» más lejos, y la aguja se mueva un poco durante el proceso. La mayor ventaja de sujetar el portaagujas con los dedos pulgar e índice es que la aguja se libera con mucha precisión. Aunque es un sistema más lento que la sujeción con la palma o con la eminecia tenar, es el que más se utiliza cuando el tejido es delicado o es necesario realizar una sutura más precisa. 49 Las pinzas tisulares (de mano) son unos instrumentos abiertos que se utilizan para sujetar los tejidos (v. figura 8-9). Los extremos proximales están unidos para que los extremos prensores puedan abrirse cuando se sueltan o cerrarse cuando se presionan. Existen pinzas de varias formas y tamaños; las puntas (extremos prensores) pueden ser agudas, planas, redondas, lisas o con el borde dentado, pueden tener dientes pequeños o grandes. Las pinzas tisulares con dientes grandes no deben utilizarse para sujetar tejidos que se traumatizan con facilidad. Se recomienda utilizar puntas lisas para los tejidos delicados, como los vasos sanguíneos. Las pinzas tisulares que más se utilizan (p. ej., las pinzas Adson Brown) tienen pequeños dientes alineados en las puntas, lo que reduce al mínimo los traumatismos y facilita que el tejido pueda sujetarse con seguridad. Las pinzas tisulares suelen utilizarse con la mano no dominante. Deben sujetarse de forma que una hoja funcione como una extensión del pulgar y la otra como una extensión de los demás dedos (es decir, la posición del lapicero [figura 8-10]). Sujetar el mango con la palma de la mano limita mucho la maniobrabilidad. Cuando no se están usando, pueden apoyarse en la palma de la mano y sujetarse con los dedos anular y meñique, dejando los dedos índice y corazón libres. Las pinzas tisulares se utilizan para sujetar el tejido y/o exponer las capas de tejido mientras se suturan. Durante la sutura, las pinzas tisulares se utilizan sobre el lado más alejado de la herida para sujetar la capa por encima de la que se está suturando. Esta capa se retrae hacia arriba y hacia fuera con las pinzas, dejando expuesta la capa que se va a suturar. Entonces puede colocarse la punta de la aguja al nivel deseado. Antes de introducir completa- 50 PARTE I Principios quirúrgicos generales A Figura 8-9 Pinzas tisulares. De izquierda a derecha: Bishop-Harmon (punta lisa), Bishop-Harmon (con dientes), Adson-Brown, tisular 132, serrada, DeBakey. B Figura 8-10 Si las pinzas tisulares se sujetan como un lapicero, se consigue más maniobrabilidad que con otras sujeciones. mente la aguja a través del tejido, deben moverse las pinzas desde la capa superficial para sujetar la capa que se está suturando. Entonces puede tirarse de la capa para exponer la salida de la aguja cuando atraviesa el tejido. La capa de tejido que está sobre la cara proximal que se está suturando se sujeta y se estira para exponer el sitio por donde se desea introducir la aguja. Una vez que la punta de la aguja se ha situado en el sitio deseado, las pinzas tisulares se mueven y se utilizan para separar la capa más superficial, exponiendo así el sitio de salida. Cuando se sujetan las agujas durante la sutura, deben sujetarse perpendicularmente al eje. Pinzas hemostáticas Las pinzas hemostáticas son instrumentos de presión que se utilizan para prensar los vasos sanguíneos (v. figura 8-11). Existen pinzas con la punta recta o curvada, y de varios tamaños, desde las pinzas mosquito más pequeñas (7 cm) con un borde dentado transversal en las hojas prensoras hasta las pinzas para vasos más largas (21,5 cm). El borde dentado de las hojas prensoras de las pinzas hemostáticas más grandes puede ser transversal, longitudinal, diagonal, o una combinación de estos. Generalmente, los bordes dentados longitudinales son más suaves para el tejido que los bordes dentados cruzados. Los bordes dentados suelen extenderse desde la punta de la hoja prensora hasta el cierre, pero en las pin- Figura 8-11 A. Pinzas hemostáticas (de izquierda a derecha): Mosquito, Kelly, Crile, Rochester-Carmalt. B. Detalle de las hojas prensoras de las pinzas hemostáticas (de izquierda a derecha): Mosquito, Kelly, Rochester-Carmalt. zas de Kelly, los bordes dentados transversales se extienden sólo sobre la parte distal de las hojas prensoras. Las pinzas de Crile de tamaño parecido tienen bordes dentados que se extienden por toda la longitud de las hojas prensoras. Las pinzas de Kelly y de Crile se utilizan para los vasos más grandes. Las pinzas de Rochester-Carmalt son pinzas hemostáticas más grandes, y suelen utilizarse para controlar haces de tejido grandes, como durante una ovariohisterectomía. Tienen surcos longitudinales y surcos cruzados en las puntas para evitar que resbale el tejido. Las pinzas cardiovasculares especializadas (p. ej., las pinzas de Satinsky) permiten ocluir sólo una parte del vaso. Los bordes dentados de las pinzas cardiovasculares comprimen el tejido sin cortar la delicada pared de los vasos. Los dientes grandes (dientes de ratón) que tienen algunas pinzas en las puntas (como las pinzas de Oschner) impiden que el tejido resbale dentro de las puntas. Las pinzas hemostáticas curvas deben colocarse sobre el tejido con la curva mirando hacia arriba. Debe sujetarse la menor cantidad de tejido posible para reducir al mínimo el traumatismo, y deben utilizarse las pinzas hemostáticas más pequeñas que permitan realizar el trabajo. Para evitar que los dedos se queden atrapados en los anillos de las pinzas, las yemas de los dedos deben colocarse sobre los anillos para los dedos o insertarse en ellos sólo hasta la primera articulación. CAPÍTULO 8 Instrumental quirúrgico 51 Figura 8-12 Figura 8-14 Separadores manuales. De arriba a abajo: Senn, Army-Navy, maleable, Hohmann. Separadores automáticos. Izquierda, Finochietto; derecha, Balfour. Figura 8-13 Figura 8-15 Separadores automáticos. Izquierda, de Gelpi; derecha, de Weitlaner. Picos de succión. De arriba a abajo: Poole, Yankauer, Frazier. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Separadores Los separadores manuales (v. figura 8-12) y los separadores automáticos (v. figura 8-13) se usan para separar los tejidos y aumentar su exposición. Los extremos de los separadores manuales pueden tener forma de gancho, curva, de espátula o con dientes. Algunos separadores manuales pueden doblarse (es decir, son maleables) para adaptarse a la estructura o al área del organismo que se va a retraer. Un extremo tiene tres dientes curvados con forma de dedo, el otro extremo es una hoja curvada, plana. Los separadores automáticos mantienen la tensión sobre los tejidos y se mantienen abiertos con un cierre autoestático (p. ej., separadores de Gelpi, Weitlaner) u otro dispositivo (p. ej., un tornillo fijo, como en los separadores de Balfour y de Finochietto) [figura 8-14]). Generalmente, los separadores de Balfour se utilizan para retraer la pared abdominal, y los separadores de Finochietto se utilizan en las toracotomías. Figura 8-16 Otros instrumentos Clamps y pinzas. De izquierda a derecha: clamp para paños de Backhaus, pinzas tisulares Allis, pinzas de Babcock. Existen instrumentos para aspirar líquidos (v. figura 8-15), sujetar paños o tejidos (v. figura 8-16), cortar y eliminar trozos de hueso (tenazas [figuras 8-17 y 8-18]), sujetar los huesos durante la reparación de las fracturas (v. figura 8-19), raspar las superficies de los tejidos densos (legras), eliminar el periostio (elevadores periósticos [figura 8-20]), cortar o dar forma a huesos y car- tílagos (osteótomos y cinceles [figura 8-21]) y hacer agujeros en los huesos (trépanos). Las lupas de aumento son útiles cuando es necesario realizar cortes o suturas precisas en los tejidos (p. ej., en la cirugía cardiovascular o neurológica) y cuando se trabaja 52 PARTE I Principios quirúrgicos generales Figura 8-17 Figura 8-19 Pinzas gubias. De izquierda a derecha: Lempert, Ruskin, Kerrison. Pinzas sujetahuesos. De izquierda a derecha: pinzas de reducción AO, pinzas de reducción de cierre rápido grandes, pinzas sujetahuesos de Lane, pinzas de reducción pequeñas con forma de concha. Figura 8-18 Pinzas gubias de pico de pato de doble acción. con tejidos relativamente pequeños (p. ej., anastomosis ureteral). Se han diseñado muchos otros instrumentos especializados para facilitar las intervenciones quirúrgicas específicas. En las figuras 8-22, 8-23 y 8-24 se muestran algunos de los instrumentos que se utilizan en las intervenciones ortopédicas y neurológicas. En el capítulo 31 se describen otros instrumentos que se utilizan en cirugía ortopédica. Figura 8-20 CUIDADOS Y MANTENIMIENTO DEL INSTRUMENTAL El instrumental quirúrgico de calidad es una inversión valiosa. Debe utilizarse adecuadamente y debe cuidarse y mantenerse de forma habitual para prevenir la corrosión, la erosión y la decoloración (v. tabla 8-1). El instrumental debe aclararse con agua caliente inmediatamente tras la intervención quirúrgica para evitar que la sangre, los restos de tejido, el suero salino u otras sustancias extrañas se sequen sobre él. Si el instrumental no puede lavarse inmediatamente, debe mantenerse húmedo debajo de una toalla mojada. Muchos fabricantes recomiendan que el instrumental se aclare, se lave y se esterilice en agua destilada o desionizada, porque el agua del grifo contiene minerales que pueden decolorar y dejar manchas en los instrumentos. Si se utiliza el agua del grifo para aclarar el instrumental, debe secarse completamente para evitar que queden manchas. El agua que queda en los instrumentos puede dejar manchas debido a su alto contenido en minerales; por tanto, es impor- Elevadores periósticos. Izquierda, de borde redondo-AO; derecha, borde recto, hoja curva-AO. tante secar bien el instrumental después de lavarlo. Los instrumentos con varias piezas deben desmontarse antes de lavarlos. Los instrumentos delicados deben lavarse y esterilizarse por separado. Limpieza Los métodos de limpieza con ultrasonidos o enzimáticos (p. ej., una solución de enzimas hemolíticas como HaemoSol) limpian el instrumental de forma eficaz y eficiente. Típicamente, las soluciones enzimáticas se utilizan para eliminar material proteínico del instrumental que se utiliza en cirugía general y el equipo de endoscopia. Los elementos sucios deben lavarse utilizando una solución limpiadora para eliminar todos los detritos visibles antes de introducirlos en un limpiador por ultrasonidos. Se utiliza un jabón de pH neutro (pH entre 7 y 8); los detergentes con pH bajo corroen la superficie CAPÍTULO 8 Instrumental quirúrgico Figura 8-21 Figura 8-23 Equipo ortopédico. De arriba a abajo: cincel, martillo, alambre ortopédico y torcedor de alambre. Taladro con cámara de aire y conjunto de brocas. 53 Figura 8-22 Equipo ortopédico. De izquierda a derecha: prensa y llave de Jacobs, clavos de Steinmann y alambre de Kirschner (estuche de clavos), cortahuesos. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. protectora del acero inoxidable si no se aclaran completamente, mientras que los detergentes con pH alto corroen o «ennegrecen» el instrumental y pueden deteriorar su funcionalidad. NOTA: No deben usarse soluciones de povidona yodada, jabón de fregar, o soluciones para lavar las manos para limpiar el instrumental, porque producen manchas y corrosión. Los metales distintos (p. ej., cromo y acero inoxidable) no deben mezclarse en el mismo ciclo de ultrasonidos. Todos los instrumentos deben colocarse en el limpiador de ultrasonidos con el trinquete y el cierre autoestático abiertos. Los instrumentos no deben apilarse unos encima de otros, porque podrían dañarse los instrumentos delicados. Al final de cada ciclo deben sacarse del limpiador y aclararse y secarse. Si no se dispone de un limpiador por ultrasonidos, el instrumental debe lim- Figura 8-24 Equipo de neurocirugía. De izquierda a derecha: asa para cristalino; separador de raíces para nervios pequeños; raspador de sarro; disector de Freer; separador de raíces nerviosas con ángulo recto grande. piarse tan exhaustivamente como sea posible. Se utiliza un cepillo limpiador para instrumental para eliminar los detritos de los bordes dentados, los dientes y las áreas de bisagra. Existen distintos cepillos especiales para instrumental (p. ej., cepillos para tubos de aspiración de Frazier, cepillos laparoscópicos, cepillo escariador de hueso y cepillos de endoscopia) junto con los cepillos limpiadores para el instrumental en general. También puede utilizarse un cepillo de nailon suave o un cepillo de dientes; los raspadores y las áreas con bordes dentados pueden necesitar un cepillo de alambre. El instrumental se seca con una toalla de papel limpia. Las puntas finas de las pinzas hemostáticas deben colocarse boca arriba en las toallas para impedir que se dañen. 54 PARTE I Principios quirúrgicos generales TABLA 8-1 Causas de corrosión, erosión o decoloración del instrumental quirúrgico TIPO Y CAUSA DE LA ALTERACIÓN SOLUCIÓN Corrosión • Exceso de humedad en la superficie del instrumento o del paquete del instrumental • Precalentar el autoclave; dejar que el instrumental se enfríe lentamente; comprobar las válvulas del autoclave por si tienen fugas • Aclarado con agua del grifo; depósitos de tierras alcalinas en las paredes del autoclave que se depositan en el instrumental • Utilizar agua destilada o desionizada durante la esterilización; limpiar el autoclave periódicamente con ácido acético • Contacto prolongado con soluciones limpiadoras enzimáticas • No exponer los instrumentos de acero y carbono a los limpiadores enzimáticos más de 5 minutos Erosión • Contacto del instrumental con suero salino o materiales extraños • Aclarar el instrumental con agua destilada inmediatamente después de la intervención quirúrgica • Residuos de detergente en el instrumental durante la esterilización en el autoclave • Evitar utilizar detergentes con una base de cloro, ya que forman ácido clorhídrico cuando están en contacto con el acero • Utilización de detergentes alcalinos que eliminan la capa de óxido de cromo • Utilizar un detergente que tenga un pH próximo a 7 • Lavado simultáneo de metales de distinta composición en un limpiador por ultrasonidos • Separar el instrumental fabricado con metales diferentes durante la limpieza Depósitos de óxido • Depósitos de hierro sobre el instrumental procedentes del agua del grifo • Utilizar agua destilada o desionizada para la limpieza, el aclarado y la esterilización • Deposición y oxidación de las partículas de carbono del instrumental de acero inoxidable si se esterilizan con instrumentos cromados con el metal expuesto • Separar los dos tipos de acero durante la esterilización; sustituir los instrumentos cromados que estén descascarillados o tengan imperfecciones Manchas • La condensación y la evaporación lenta del agua hacen que caigan gotas que contienen sodio, calcio y/o magnesio sobre el instrumental • Utilizar el autoclave siguiendo las instrucciones; abrir la puerta una vez que el vapor se haya agotado; comprobar las válvulas y las juntas; utilizar agua destilada o desionizada Lubricación y autoclave El autoclave no sustituye la limpieza adecuada del instrumental. Los instrumentos con cierre autoestático, las bisagras y el equipo eléctrico deben lubricarse antes de introducirlos en el autoclave. Sólo deben utilizarse lubricantes quirúrgicos, porque el vapor puede penetrar en ellos; los aceites industriales interfieren con la esterilización por vapor y no deben utilizarse. Ya no se aconseja utilizar un baño de lubricante, porque la solución puede contener bacterias procedentes del instrumental que se ha introducido antes en la solución. Se recomienda utilizar un rociador de lubricante. Generalmente, el instrumental se agrupa en paquetes según su uso (v. tablas 8-2 y 8-3). Antes de introducirlo en el autoclave, el instrumental debe envolverse en tela o colocarse sobre un paño en el interior de un recipiente perforado para que absorba la mezcla. El instrumental debe esterilizarse con los cierres autoestáticos y las bisagras abiertos. NOTA: NUNCA cierre un instrumento en el autoclave; si se cierran, el vapor no alcanza las superficies de metal superpuestas, por lo que no se esterilizan. Si no se abren, las áreas de bisagra de las pinzas y las pinzas hemostáticas pueden dilatarse y resquebrajarse al exponerse al calor durante la esterilización en el autoclave. No debe sobrecargarse la cámara y se debe evitar el hacinamiento de los instrumentos para impedir que se dañen los instrumentos delicados. Los paquetes de instrumentos deben envolverse dos veces (v. p. 5) y sellarse con cinta adhesiva (p. ej., cinta para autoclave). También se añade un sistema de control antes de introducir el instrumental en el autoclave (p. ej., indicadores de esterilización OK, tiras indicadoras químicas Sterrad) (v. p. 13). Debe evitarse el enfriamiento rápido del instrumental para que no se produzca condensación. En el capítulo 2 se ofrece más información sobre los autoclaves y otros métodos de esterilización. Las manchas deben diferenciarse de la oxidación (v. tabla 8-4). Las manchas pueden quitarse, mientras que la oxidación es permanente. NOTA: Para determinar si una decoloración marrón o anaranjada es una mancha o se debe a la oxidación, se utiliza una prueba de borrado. Se pasa un borrador sobre la decoloración, si se elimina la decoloración y el metal de debajo está liso y limpio, es una mancha. Si aparece una muesca debajo de la decoloración, es una corrosión o una oxidación (Spectrum surgical instruments). CAPÍTULO 8 TABLA 8-2 Instrumental quirúrgico 55 TABLA 8-3 Contenido recomendado de los paquetes quirúrgicos básicos para tejidos blandos* INSTRUMENTAL CANTIDAD Pinzas hemostáticas Halsted-mosquito: curvas, 12 cm rectas, 12 cm Pinzas hemostáticas de Kelly, curvas, 13 cm Pinzas de Crile, rectas, 13 cm Pinzas hemostáticas de Rochester-Carmalt, curvas, 17,5 cm Portaagujas Mayo-Hegar o de Olsen-Hegar, 17 cm Pinzas tisulares de Adson-Brown Pinzas tisulares de Allis, 5 ⫻ 6 dientes, 14,5 cm Pinzas para paños de Backhaus, 12,5 cm Tijeras de Metzenbaum, curvas, 19 cm Tijeras Mayo, curvas, 19 cm Tijeras de sutura, aguda-roma, rectas, 12 cm Bandeja para instrumental Separadores de Senn Mango de bisturí, n.° 3 Gancho «emasculador» para ovariohisterectomía Batea con suero salino Gasas radiopacas (9,5 ⫻ 9,5 cm) 2 2 2 2 4 1 1 4 4 1 1 1 1 2 1 1 Contenido recomendado de los paquetes para cirugía ortopédica básica* INSTRUMENTAL CANTIDAD Prensa y llave de Jacobs 1 Separador de Hohmann 2 Separador de Army-Navy 2 Elevador perióstico 1 Torcedor de alambres 1 Cortaclavos mediano 1 Pinzas sujetahuesos de Kern o de Lane 2 Pinzas de reducción 1 Alambre ortopédico (medidas 18, 20 y 22) 1 de cada tamaño Alambres de Kirschner 2 de cada tamaño Clavos intramedulares 2 de cada tamaño *Además de un paquete para cirugía general (v. tabla 8-2). 1 20 *Para esterilización, laparotomía o reparación de heridas. TABLA 8-4 Guía de colores de las manchas que afectan al instrumental quirúrgico* © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. COLOR DE LA MANCHA CAUSA Marrón/anaranjado Detergentes con pH alto, clorhexidina o humedad inadecuada del instrumental. También puede estar causado por utilizar agua del grifo. Marrón oscuro Soluciones para el instrumental con pH bajo. La película de color pardusco también puede estar causada por un malfuncionamiento del esterilizador. Otras manchas situadas de forma parecida también pueden deberse a que hay sangre adherida. Negro azulado Recubrimiento inverso, cuando se procesan juntos mediante ultrasonidos instrumentos de metales diferentes (p. ej., cromo y acero inoxidable). También puede estar causada por contacto con suero salino, sangre o cloruro de potasio. Multicolor Calor excesivo por un punto caliente localizado del esterilizador. Las manchas de color arco iris pueden eliminarse. Manchas de colores claros y oscuros Gotas de agua que se han secado sobre el instrumento. La evaporación lenta produce depósitos de sodio, calcio y magnesio. Gris azulado Cuando se usan soluciones de esterilización líquidas (frías) sin seguir las recomendaciones del fabricante. Negro Contacto con amoníaco o con una solución que contiene amoníaco. Gris Se está usando un líquido para quitar el óxido durante más tiempo del que recomienda el fabricante. De óxido† Sangre seca que se ha endurecido sobre las áreas dentadas o las bisagras de un instrumento quirúrgico. Este material orgánico, una vez endurecido, puede tener un color oscuro. También puede estar causado por utilizar agua del grifo. *Modificado de Spectrum, surgical instruments, repairs, instrument accessories; www.spectrumsurgical.com. † Véase el cuadro sobre cómo diferenciar la corrosión de las manchas. 56 PARTE I Principios quirúrgicos generales Esterilización en frío La esterilización en frío se utiliza para algunos instrumentos, pero no puede garantizarse la esterilización. El instrumental que no puede esterilizarse en un autoclave se esteriliza mejor utilizando medios alternativos (p. ej., esterilización con óxido de etileno o con plasma; v. p. 11). Las soluciones que contienen cloruro de bencil amonio (BAC) no deben utilizarse para los instrumentos que tienen carburo de tungsteno insertado, porque el BAC disuelve el tungsteno. COLOCACIÓN Y ORGANIZACIÓN DE LA MESA DE INSTRUMENTAL Las mesas para el instrumental deben ser de altura regulable para que puedan situarse al alcance del personal quirúrgico. No deben abrirse hasta que el animal esté colocado en la mesa quirúrgica y se hayan puesto los paños. La mesa debe estar cubierta por completo con paños de mesa impermeables, grandes. Para abrir estos paños, el paño y el envoltorio exterior se colocan sobre la mesa de instrumental. Se sujeta suavemente la superficie inferior expuesta del paño, y se desdoblan los extremos y después los lados. Una vez que se ha abierto el paño, el personal no estéril no debe acercarse. Los soportes Mayo suelen utilizarse en intervenciones que requieren más instrumental, como el revestimiento óseo; existen tapas para soportes diseñadas especialmente para estas mesas. Después de abrir el paquete del instrumental (v. p. 6), este debe colocarse de forma que pueda cogerse con facilidad. Generalmente, la disposición depende de las preferencias del cirujano, pero agrupar los instrumentos parecidos (es decir, tijeras y separadores) facilita su uso. Siempre que se abre una cavidad del organismo, deben contarse las gasas que se utilizan desde el principio de la intervención (antes de hacer la incisión) y antes de cerrarla para comprobar que no se ha dejado ninguna gasa dentro de la cavidad. El instrumental contaminado o las gasas sucias no deben dejarse en la mesa del instrumental. CAPÍTULO 9 C A P Í T U L O Biomateriales, sutura y hemostasia 57 9 Biomateriales, sutura y hemostasia SUTURAS Y SELECCIÓN DE LAS SUTURAS Las suturas tienen una función muy importante en la reparación de las heridas, proporcionando hemostasia y un sostén para la cicatrización tisular. Los distintos tejidos necesitan suturas diferentes y cicatrizan a velocidades distintas; algunos tejidos sólo necesitan sostén durante unos días (p. ej., el músculo, el tejido subcutáneo o la piel), mientras que otros tardan semanas (fascias) o incluso meses (tendones) en cicatrizar. Las características individuales de los pacientes también influyen en la elección de la sutura: las heridas tardan más en cicatrizar si existe infección, obesidad, desnutrición, neoplasia, trastornos del colágeno o si se han administrado ciertos fármacos (esteroides). En los tejidos que cicatrizan rápidamente lo mejor es utilizar una sutura que pierda su fuerza tensora aproximadamente a la misma velocidad a la que aumenta la fuerza del tejido, y que este la absorba para que no quede material extraño en la herida. Cuando se utilizan técnicas quirúrgicas mínimamente invasivas (v. capítulo 14), las suturas tienen que satisfacer ciertas demandas adicionales; además de una buena seguridad del nudo, el lubricante superficial debe asegurar su fácil manipulación, el arrastre del tejido debe ser mínimo y la biocompatibilidad alta, con una respuesta inflamatoria mínima. También deben tenerse en cuenta las preferencias individuales, como la familiaridad con el material y su disponibilidad. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Características de las suturas La sutura ideal debe manejarse con facilidad, producir una mínima reacción tisular, inhibir el crecimiento bacteriano, mantenerse en su sitio una vez que se han hecho los nudos, resistir el retroceso del tejido, no tener propiedades capilares, no ser alérgica, no ser carcinógena ni ferromagnética, y absorberse produciendo la mínima reacción una vez que el tejido ha cicatrizado. Desgraciadamente, la sutura ideal no existe. Por tanto, los cirujanos deben elegir la sutura que más se aproxime a la ideal en cada intervención determinada y para el tejido que se va a suturar. Existen muchas combinaciones de agujas e hilos diferentes. Tamaño de la sutura. Debe utilizarse la sutura de diámetro más pequeño que permita sujetar de forma adecuada el tejido dañado que se está cosiendo, con el fin de reducir al mínimo el traumatismo que se produce cuando la sutura atraviesa el tejido y disminuir la cantidad de material extraño que queda en la herida. La sutura no debe ser más fuerte que el tejido suturado. El sistema estándar que más se utiliza para medir el tamaño de las suturas es el USP (United States Pharmacopeia), que designa las dimensiones desde la más fina a la más gruesa (midiendo el diámetro en pulgadas), según una escala numérica, en la que 12-0 es el valor más pequeño y 7 el más grande. Al principio, las suturas se clasificaban del 0 al 3, pero a medida que fueron avanzando los materiales y aparecieron hilos más finos, se fueron añadiendo más ceros. El USP utiliza estándares diferentes para el catgut y otros materiales (v. tabla 9-1). Cuanto más fino es el hilo, menos fuerza de tensión tiene. El alambre de acero inoxidable suele clasificarse por su tamaño según la escala métrica o la escala USP, o por el calibre del alambre según el sistema Brown y Sharpe (B y S) (v. tabla 9-1). Flexibilidad. La flexibilidad de una sutura está determinada por su resistencia a la torsión y su diámetro, que influyen en su manejo y su utilidad. Las suturas flexibles se utilizan para ligar vasos o realizar suturas continuas. Las suturas menos flexibles (p. ej., de alambre) no pueden utilizarse para ligar vasos pequeños. El nailon y el catgut son relativamente rígidos si se comparan con las suturas de seda; las suturas de poliéster trenzado tienen una rigidez intermedia. Características de la superficie y recubrimiento. Las características de la superficie de las suturas influyen en la facilidad con que se introducen a través del tejido (es decir, la cantidad de fricción o «deslizamiento») y en la magnitud del traumatismo que producen. Las suturas rugosas producen más traumatismo que las suturas lisas. En los tejidos delicados, como el ojo, es especialmente importante utilizar suturas lisas. Sin embargo, las suturas con la superficie lisa también tienen inconvenientes: requieren más tensión para asegurar la correcta aposición de los tejidos y los nudos son menos seguros (v. p. 60). Los materiales trenzados se deslizan más que las suturas monofilamento; suelen estar recubiertos para que disminuya la capilaridad (v. el comentario más adelante) y que su superficie sea más lisa. Para recubrir el hilo se utilizan teflón, silicona, cera, parafina o estearato cálcico. Capilaridad. La capilaridad es el proceso por el que los líquidos y las bacterias se transportan hacia los intersticios de las fibras multifilamento. Puesto que los neutrófilos y los basófilos son demasiado grandes para entrar en los intersticios de las fibras, la infección puede persistir, especialmente en las suturas no reabsorbibles. Todos los materiales trenzados (p. ej., la seda) son capilares; las suturas monofilamentosas son menos capilares. El recubrimiento reduce la capilaridad de algunas suturas. Los materiales de sutura capilares no deben utilizarse en las zonas contaminadas o infectadas. Fuerza tensora del nudo. La fuerza de tensión del nudo se mide por la fuerza que el hilo de la sutura puede resistir antes 57 58 PARTE I Principios quirúrgicos generales TABLA 9-1 Tamaño de las suturas MATERIALES DE SUTURA SINTÉTICOS (USP) CATGUT (USP) CALIBRE DEL ALAMBRE BROWN Y SHARPE CALIBRE MÉTRICO TAMAÑO REAL (mm) 10-0 0,2 0,02 9-0 0,3 0,03 8-0 0,4 0,04 7-0 8-0 41 0,5 0,05 6-0 7-0 38-40 0,7 0,07 5-0 6-0 35 1 0,1 4-0 5-0 32-34 1,5 0,15 3-0 4-0 30 2 0,2 2-0 3-0 28 3 0,3 0 2-0 26 3,5 0,35 1 0 25 4 0,4 2 1 24 5 0,5 3,4 2 22 6 0,6 5 3 20 7 0,7 6 4 19 8 0,8 18 9 0,9 7 USP, United States Pharmacopeia. CUADRO 9-1 Terminología que se utiliza para describir las características de las suturas* • Reabsorbible: pérdida progresiva de la masa y/o el volumen del material de sutura; no se relaciona con la fuerza de tensión inicial • Fuerza de rotura: límite de la fuerza de tensión en el que la sutura fracasa • Capilaridad: extensión en la que el líquido absorbido se transfiere a lo largo de la sutura. • Elasticidad: medida de la capacidad del material para recuperar su forma y longitud originales después de haberse deformado • Absorción de líquidos: capacidad para captar un líquido después de la inmersión en él • Fuerza de tensión al tirar del hilo: fuerza que rompe el material de sutura anudado (10%-40% más débil después de la deformación por la colocación del nudo) • Fuerza del nudo: cantidad de fuerza necesaria para conseguir que un nudo se deshaga (se relaciona con el coeficiente de fricción estática y la plasticidad de un material determinado) • Memoria: capacidad inherente de la sutura para recuperar o mantener su forma general original (se relaciona con la elasticidad, la plasticidad y el diámetro) • Deformación: mide la capacidad del hilo para deformarse sin romperse y para mantener una forma nueva una vez que la fuerza deformante desaparece • Flexibilidad: facilidad para manejar el material de sutura; capacidad para ajustar la tensión del nudo y asegurar los nudos (se relaciona con el material de la sutura, el tipo de filamento y el diámetro) • Tenacidad: fuerza longitudinal máxima que soporta el hilo antes de romperse • Valor de salida de la sutura: aplicación de fuerza en una lazada de la sutura localizada donde se ha producido un fallo del tejido, que mide la fuerza de un tejido en particular; varía dependiendo del sitio anatómico y la composición histológica (grasa, 0,2 kg; músculo, 1,27 kg; piel, 1,82 kg; fascia, 3,77 kg) • Fuerza de tensión: medida de la capacidad de un material o de un tejido para resistir la deformación y la rotura • Fuerza de rotura de la herida: fuerza de tensión mínima que aplicada a una herida que está cicatrizando, hace que sus bordes se separen *Tomado de Lai SY, Becker DG: Sutures and needles, e-medicine, Topic 38, 2004. de romperse una vez que se ha atado (v. cuadro 9-1). Las suturas deben ser tan fuertes como el tejido normal a través del que se van a colocar, pero su fuerza de tensión no debe ser mucho mayor que la fuerza de tensión del tejido. Seguridad relativa del nudo. La seguridad relativa del nudo es la capacidad de sujeción de una sutura expresada como un porcentaje de su fuerza de tensión. La capacidad de sujeción del nudo de un material de sutura es la fuerza necesaria para CAPÍTULO 9 Biomateriales, sutura y hemostasia 59 Sutura Reabsorbible A corto plazo No reabsorbible A medio plazo Natural Sintética Trenzada Monofilamentosa Catgut Vicryl Rapide Vicryl trenzado Dexon Monocryl Dexon A largo plazo Trenzada Monofilamentosa Maxon PDS II Glucómero 631 Natural Seda Sintética Trenzada Monofilamentosa Nurolon Ethibond Supramid Braunamid Mersilene Dacron TiCron Ethilon Flexon Prolene Dermalon Surgilene Fluorofil Figura 9-1 Características de las suturas que se utilizan en la práctica veterinaria. desatar o romper un nudo tirando de la parte del hilo que forma la lazada, mientras que la fuerza de tensión del material es la fuerza necesaria para romper una fibra sin atar aplicando una fuerza en la dirección de su longitud (v. cuadro 9-1). © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Materiales de sutura específicos Los materiales de sutura pueden clasificarse en función de cómo se comportan en los tejidos (reabsorbibles o no reabsorbibles), de su estructura (monofilamento o multifilamento), o de su origen (sintético, orgánico o metálico) (v. figura 9-1 y tabla 9-2). Existen dos mecanismos principales de reabsorción que producen la degradación de las suturas reabsorbibles. Las suturas de origen biológico, como el catgut, se digieren gradualmente por las enzimas tisulares y se fagocitan, mientras que las suturas fabricadas a partir de polímeros sintéticos se descomponen, principalmente por hidrólisis. Las suturas no reabsorbibles terminan encapsulándose o recubriéndose de fibroblastos. Las suturas monofilamento están formadas por una única hebra de hilo. Tienen menos arrastre tisular que las suturas multifilamento y no tiene intersticios que puedan albergar bacterias. Las suturas monofilamento deben manipularse con cuidado porque pueden cortarse o dañarse con las pinzas y los portaagujas las debilitan y las predisponen a la rotura. Las suturas multifilamento constan de varias hebras retorcidas o trenzadas juntas. Generalmente, estas suturas son más adaptables y flexibles que las suturas monofilamento. Pueden estar recubiertas para reducir el arrastre tisular y que sea más fácil manejarlas (v. el comentario anterior). Materiales de sutura reabsorbibles Los materiales de sutura reabsorbibles (p. ej., catgut, ácido poliglicólico [Dexon], poliglactina 910 [Vicryl], polidioxanona [PDS II], poligliconato [Maxon] y poliglecaprona 25 [Mono- cryl] pierden la mayor parte de su fuerza tensora en 60 días, y después desaparecen del lugar de implantación en el tejido cuando se fagocitan o se hidrolizan (v. figura 9-1 y tabla 9-2). El tiempo que tardan en perder la fuerza y reabsorberse completamente varía entre los distintos materiales de sutura. Catgut. La palabra catgut deriva del término kitgut o kitstring (cuerda de violín). La interpretación errónea de la palabra kit refiriéndose a un gatito dio lugar al uso del término catgut. Hoy en día, el catgut se obtiene de la submucosa del intestino de oveja o de la serosa del intestino bovino, y tiene aproximadamente un 90% de colágeno. Se descompone por fagocitosis y, si se compara con otros materiales de sutura, produce una gran reacción inflamatoria. El catgut pierde la fuerza rápidamente una vez implantado en el tejido. El «curtido» (reticulado con fibras de colágeno), que se produce por exposición al cromo o al aldehído, retrasa la reabsorción. Existe catgut sencillo, cromado medio, o cromado; generalmente, al aumentar el curtido aumenta su fuerza y disminuye la reacción tisular. El catgut desaparece rápidamente de las zonas o sitios infectados, donde entra en contacto con enzimas digestivas y se degrada rápidamente en los pacientes catabólicos. Los nudos pueden deshacerse si se mojan. Materiales reabsorbibles sintéticos. Los materiales reabsorbibles sintéticos (p. ej., ácido poliglicólico, poliglactina 910, polidioxanona, poligliconato, poliglecaprona 25 y glucómero 631 [BIOSYN] suelen descomponerse por hidrólisis. El ácido poliglicólico está formado por filamentos trenzados extraídos del ácido glicólico. Pierde el 35% de la fuerza de tensión a los 14 días y el 65% a los 21 días. El ácido poliglicólico está disponible tanto recubierto como sin recubrir. La poliglactina 910 es una sutura multifilamento formada por un copolímero de lactida y glicólida con poliglactina 370. Se recubre con estearato cálcico. La velocidad con la que pierde la fuerza de tensión es pare- – Vicryl Vicryl Rapide Catgut cromado Poliglactina 910 Maxon Monocryl Biosyn Perma-Hand Mersilene (no recubierto) Ethibond (recubierto) Dacron (no recubierto) Ti•cron (recubierto) Ethilon (monofilamento) Nurolon (multifilamento) Dermalon (monofilamento) Surgilon (multifilamento) Prolene Surgilene Fluorofil Novafil Supramid Braunamid Poligluconato Poliglecaprona 25 Glucómero 631 Seda Poliéster Poliamida (nailon) Polipropileno Polibutéster Caprolactam polimerizado Flexon (multifilamento) No reabsorbible Monofilamento o multifilamento No reabsorbible Multifilamento No reabsorbible Monofilamento No reabsorbible Monofilamento No reabsorbible Monofilamento o multifilamento No reabsorbible Multifilamento No reabsorbible Multifilamento Reabsorbible Monofilamento Reabsorbible Monofilamento Reabsorbible Monofilamento Reabsorbible Monofilamento Reabsorbible Multifilamento 30% a los 2 años (monofilamento) 75% a los 180 días (multifilamento) 30% a los 14 días 50% en 1 año 25% a las 2 semanas 60% a las 3 semanas 40%-50% a los 7 días 70%-80% a los 14 días 30% a los 14 días 45% a los 21 días 14% a los 14 días 31% a los 42 días 35% a los 14 días 65% a los 21 días 35% a los 21 días; 60% a los 14 días 50% a los 5-6 días; 100% a las 2 semanas 25% a las 2 semanas; 50% a las 3 semanas 33% a los 7 días *Los valores son aproximados. La pérdida real de la fuerza tensora puede variar dependiendo de la sutura y el tejido. † (–), Malo (<60%); (+), aceptable (60%-70%); (+ +), bueno (70%-85%); (+ + +), excelente (>85%). ‡ (–), De mínima a ninguna; (+), leve; (+ +), moderada; (+ + +), intensa. Alambre de acero inoxidable PDS II Polidioxanona Vetcassette II Dexon «S» (no recubierto) Dexon II (recubierto) Ácido poliglicólico Reabsorbible Multifilamento Reabsorbible Multifilamento DISMINUCIÓN DE LA FUERZA DE TENSIÓN* ⫹⫹⫹ — ⫹⫹ (si se rompe la capa externa) ⫹⫹ — ⫹⫹ ⫹⫹⫹ — ⬎2 años — ⫹ ⫹⫹ 90-110 ⫹⫹ ⫹ ⫹⫹ 90-120 — ⫹ ⫹⫹ 180 ⫹⫹⫹ ⫹ ⫹⫹ 180 — ⫹ ⫹⫹ 60-90 ⫹ ⫹ ⫹ ⫹ 56-70 42 56-70 60 ⫹⫹ ⫹⫹ ⫹⫹ REACCIÓN TISULAR‡ ⫹⫹⫹ SEGURIDAD RELATIVA DEL NUDO† — Mojado REABSORCIÓN COMPLETA (DÍAS) PARTE I Vicryl Plus NOMBRE COMERCIAL NOMBRE GENÉRICO CARACTERÍSTICAS DE LA SUTURA Características de los materiales de sutura que se utilizan en la práctica veterinaria TABLA 9-2 60 Principios quirúrgicos generales CAPÍTULO 9 cida a la del ácido poliglicólico. Polidioxanona y poligliconato son suturas monofilamento que conservan la fuerza tensora más que el ácido poliglicólico o poliglactina 910. Las suturas de polidioxanona pierden el 14% de la fuerza tensora en 14 días, el 31% en 42 días, y se reabsorben completamente en 6 meses. La calcinosis circunscrita se ha asociado a las suturas de polidioxanona en los perros. El glucómero 631 es una sutura sintética reabsorbible fabricada a partir de un poliéster formado por glicolide (60%), dioxanona (14%) y carbonato de trimetileno (26%). Es una sutura monofilamento que conserva aproximadamente el 75% de su fuerza de tensión USP a las 2 semanas y el 40% a las 3 semanas tras implantarse. Se reabsorbe por completo entre los 90 y los 110 días. Poliglactina 910 y el ácido poliglicólico se hidrolizan más deprisa en un medio alcalino, pero son relativamente estables en las heridas contaminadas. El ácido poliglicólico, la poliglactina 910 y la poliglecaprona 25 pueden degradarse rápidamente en la orina infectada; la polidioxanona, el poligliconato y el glucómero 631 pueden utilizarse en la vejiga urinaria estéril y si está infectada por E. coli. Sin embargo, utilizar una sutura que se degrada mediante hidrólisis puede ser arriesgado si la vejiga está infectada por Proteus spp. (v. también p. 677). En un estudio reciente se comprobó que todas las suturas monofilamento reabsorbibles se degradaron en 7 días en orina inoculada con P. mirabilis (Greenberg y cols., 2004). Los materiales de sutura reabsorbibles producen una reacción tisular mínima, y el tiempo que tardan en perder la fuerza de tensión y en reabsorberse es bastante constante en los distintos tejidos. La infección o la exposición a las enzimas digestivas no influyen significativamente en la velocidad de reabsorción de la mayoría de las suturas reabsorbibles sintéticas. Poliglecaprona 25 es una sutura reabsorbible sintética, monofilamento, flexible, que se fabrica con un copolímero de glicolide y épsilon caprolactona. Puesto que carece de rigidez, tiene poca «memoria» y unas buenas características de manejo. El Vicryl Rapide (poliglactina 910) es una nueva sutura sintética trenzada que se reabsorbe rápidamente, cuya fuerza inicial es comparable a la del nailon y el catgut. Sin embargo, la fuerza de tensión disminuye al 50% en 5-6 días, y se reabsorbe completamente en 42 días. Esta sutura está indicada para el cierre superficial de las mucosas, el cierre gingival y el cierre de la piel periocular. Vicryl Plus es una nueva sutura que se diseñó para reducir la colonización bacteriana en las suturas. Está recubierta por una sustancia antibacteriana, triclosán. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Materiales de sutura no reabsorbibles Materiales no reabsorbibles orgánicos. La seda es el material de sutura no reabsorbible orgánico que más se utiliza. Es una sutura multifilamento trenzada realizada por un tipo especial de gusanos de seda, y se comercializa recubierta o sin recubrir. Tiene unas características de manejo excelentes y suele utilizarse en las intervenciones cardiovasculares; sin embargo, no conserva una fuerza de tensión significativa a los 6 meses y, por tanto, está contraindicada para su uso en los injertos vasculares. No debe utilizarse en las zonas contaminadas; una sutura de seda puede reducir el número de bacterias necesario para provocar una infección en una herida de 106 a 103. Materiales no reabsorbibles sintéticos. Los materiales de sutura no reabsorbibles sintéticos (v. tabla 9-2) se comercializan como suturas multifilamento trenzadas (p. ej., poliéster Biomateriales, sutura y hemostasia 61 o caprolactam recubierto) o monofilamento (p. ej., polipropileno, poliamida, poliolefinas o polibutéster). Típicamente, son fuertes y producen una reacción tisular mínima. Los materiales de sutura no reabsorbibles que constan de un núcleo interno y una cubierta externa (p. ej., Supramid) no deben enterrarse en los tejidos porque pueden predisponer a infección y fistulación. La cubierta externa suele romperse, permitiendo que las bacterias residan debajo de ella. NOTA: NUNCA deben implantarse en el organismo bandas de bridas (p. ej., para ligar los pedículos ováricos), porque liberan sustancias tóxicas cuando se degradan y pueden producir abscesos o tumores. Suturas metálicas. El acero inoxidable es la sutura metálica que más se utiliza. Está disponible como alambre retorcido monofilamento o multifilamento. Generalmente, produce muy poca reacción tisular, pero el extremo del nudo puede producir una reacción inflamatoria. El acero inoxidable tiene tendencia a cortar el tejido, y puede fragmentarse y migrar. Es estable en las heridas contaminadas y es el estándar para determinar la seguridad de los nudos y la reacción tisular a los materiales de sutura. Agujas quirúrgicas Existen agujas de distintas formas y tamaños; la elección de una aguja depende del tipo de tejido que se va a suturar (p. ej., penetrabilidad, densidad, elasticidad y grosor), la topografía de la herida (p. ej., profunda o estrecha) y las características de la aguja (es decir, el ojo, la longitud y el diámetro). La fuerza, la ductilidad y la agudeza de la aguja son factores importantes que determinan sus características de manejo y su utilidad. La magnitud de la deformación angular que una aguja puede tolerar antes de deformarse de forma permanente se denomina rendimiento quirúrgico. La ductilidad es la resistencia de la aguja a romperse cuando se dobla. La agudeza de la aguja está relacionada con el ángulo de la punta (v. p. 62) y el filo de la aguja. Las agujas más agudas tienen una punta afilada, fina y larga, con bordes cortantes lisos. La mayoría de las agujas quirúrgicas se fabrican con acero inoxidable, ya que es un material resistente, no se corroe y no se acumulan bacterias sobre él. Los tres componentes básicos de una aguja son el extremo donde se fija el hilo (es decir, extremo tallado u ojo), el cuerpo y la punta (v. figura 9-2, A). Las agujas con ojo deben enhebrarse, por lo que el tejido se atraviesa con dos hebras de hilo y se crea un orificio más grande que cuando se utilizan agujas atraumáticas (el hilo ya está montado en el extremo de la aguja). La agujas con ojo pueden ser cerradas (redondas, rectangulares o cuadradas) o French (es decir, con una hendidura desde la parte interna del ojo hasta el extremo de la aguja para que resulte más fácil enhebrarla) (v. figura 9-2, B). Las agujas con ojo se enhebran desde la curvatura interna. En las suturas atraumáticas, la aguja y el hilo forman una unidad continua, lo que reduce al mínimo el traumatismo tisular y facilita su uso. El cuerpo de la aguja puede tener varias formas (v. figura 9-2, C); el tipo del tejido, y la profundidad y el tamaño de la herida determinan la forma que debe tener la aguja. Las agujas rectas (Keith) suelen utilizarse en lugares accesibles donde la aguja puede manipularse directamente con los dedos (p. ej., para 62 PARTE I Principios quirúrgicos generales A B C Cerrado Punta de la aguja French Ojo Recta 1/4 5/8 1/2 Cuerpo de la aguja D 3/8 1. De punta afilada 2. Tapercut 3. Cortante regular Cuerpo Cuerpo Cuerpo Punta Punta Punta 4. Cortante inversa 5. De punta espatulada 6. De punta roma Cuerpo Cuerpo Cuerpo Punta Punta Punta Figura 9-2 A. Componentes básicos de una aguja. B. Tipos de agujas con ojo. C y D. Formas y tamaños del cuerpo de la aguja. hacer una sutura en bolsa de tabaco en el ano). Las agujas curvas deben manejarse con portaagujas. La profundidad y el diámetro de la herida son importantes para seleccionar la aguja curva más adecuada. Las agujas con una circunferencia de un cuarto (1/4) se utilizan principalmente en intervenciones oftalmológicas. Las agujas con una circunferencia de tres octavos (3/8) o de un medio (1/2) son las que más se utilizan en la práctica veterinaria (p. ej., cierre abdominal). Las agujas con una circunferencia de tres octavos son más fáciles de manejar que las agujas con una circunferencia de un medio, porque requieren menos pronación y supinación de la muñeca. Sin embargo, puesto que se necesita un arco de manipulación más grande, es difícil utilizarlas en sitios profundos o inaccesibles. Las agujas con una circunferencia de un medio o de cinco octavos (5/8) son más fáciles de utilizar en sitios cerrados, a pesar de que requieren más pronación y supinación de la muñeca. La punta de la aguja (es decir, cortante convencional, afilada, cortante inversa o cortante lateral) (v. figura 9-2, D) está relacionada con su agudeza y con el tipo de tejido en el que puede utilizarse. Generalmente, las agujas cortantes tienen dos o tres bordes cortantes opuestos. Están diseñadas para utilizarse en tejidos difíciles de atravesar, como la piel. Las agujas cortantes convencionales tienen un tercer borde cortante en la curvatura interna (es decir, cóncava), por lo que es más fácil «recortar el tejido», ya que cortan hacia los bordes de la herida o la incisión. Las agujas cortantes inversas tienen un tercer filo en la curvatura exterior (es decir, convexa) de la aguja; esto hace que sean más fuertes que las agujas convencionales del mismo tamaño y que disminuya el riesgo de cortar el tejido. Las agujas cortantes laterales (es decir, agujas espatuladas) son planas en el extremo superior y el inferior. Suelen utilizarse en intervenciones oftalmológicas. Las agu- CAPÍTULO 9 jas afiladas (es decir, redondas) tienen una punta aguda que atraviesa y se introduce en el tejido sin cortarlo. Suelen utilizarse en tejidos que pueden atravesarse con facilidad, como el intestino, el tejido subcutáneo o las fascias. Las agujas tapercut, que son una combinación de punta con filo inverso y cuerpo redondo, suelen utilizarse para suturar tejido fibroso duro, denso, como los tendones, y en algunas intervenciones cardiovasculares, como los injertos vasculares. Las agujas de punta roma tienen la punta redondeada, lo que permite la disección a través del tejido friable sin cortarlo. En ocasiones se utilizan para suturar órganos parenquimatosos blandos, como el hígado o el riñón. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Selección de la sutura para los distintos tipos de tejidos Cuando se elige la sutura debe tenerse en cuenta cuánto tiempo debe durar la sutura para que se consolide la herida o el tejido, el riesgo de infección, el efecto del material de la sutura sobre la cicatrización de la herida, y la dimensión y la fuerza que requiere la sutura. Cierre abdominal. En la piel deben utilizarse suturas monofilamento para impedir la reabsorción activa o el transporte capilar de bacterias hacia los tejidos más profundos. Las suturas no reabsorbibles monofilamento sintéticas (p. ej., Prolene, Novafil y Fluorofil) tiene una seguridad del nudo relativa buena y no son muy capilares. El caprolactam polimerizado (Supramid, Vetafil) tiene unas buenas características de manejo, pero como es trenzado no debe enterrarse en los tejidos más profundos. En la piel pueden utilizarse suturas reabsorbibles (p. ej., PDS o Maxon), pero es necesario quitarlas porque su reabsorción requiere el contacto con líquidos orgánicos. Se han utilizado suturas subcutáneas para obliterar los espacios muertos y reducir la tensión de los bordes de la piel; se prefieren los materiales de sutura reabsorbibles (p. ej., PDS II, Maxon, Monocryl). La fascia rectal puede cerrarse con una sutura continua o discontinua, pero la mayoría de los cirujanos cierra la fascia rectal con una sutura continua simple. Hay muchos materiales adecuados para las suturas discontinuas, pero deben evitarse la suturas que se eliminan rápidamente (p. ej., catgut) en los pacientes catabólicos (es decir, hipoalbuminémicos y desnutridos). En las suturas continuas debe utilizarse hilo monofilamento fuerte con una buena seguridad del nudo (p. ej., PDS II, Maxon, Prolene o Novafil). Para las suturas continuas es preferible utilizar hilo de un tamaño más grande del que normalmente se utilizaría. Los nudos deben atarse con cuidado, y deben hacerse tres o cuatro nudos cuadrados (seis u ocho lazadas). Puede ser preferible utilizar suturas reabsorbibles (p. ej., PDS II o Maxon) para impedir que se queden en la incisión grandes cantidades de material extraño permanentemente. Músculos y tendones. Los músculos tienen poca capacidad de sujeción y es difícil suturarlos. Puede usarse material reabsorbible o no reabsorbible. Las suturas paralelas a las fibras musculares pueden soltarse. El material de sutura para reparar los tendones debe ser fuerte, no reabsorbible y mínimamente reactivo. Generalmente, es menos traumático suturar con una aguja afilada o tapercut. Debe utilizarse el hilo más grueso que pueda atravesar el tendón sin traumatizarlo. Órganos parenquimatosos. En los órganos parenquimatosos, como el hígado, el bazo y los riñones, suelen utilizarse suturas monofilamento reabsorbibles. Deben evitarse las Biomateriales, sutura y hemostasia 63 suturas multifilamento en zonas de contaminación, y las suturas que más resbalan (p. ej., Dexon o Vicryl) pueden cortar el tejido. Vísceras huecas. Generalmente, se recomienda utilizar suturas reabsorbibles en las vísceras huecas, como la tráquea, el tubo gastrointestinal o la vejiga de la orina, para impedir que quede material extraño en el tejido una vez que la herida haya cicatrizado. Además, las suturas no reabsorbibles pueden dar lugar a la formación de cálculos en la vejiga o en la vesícula biliar. El Dexon se disuelve rápidamente si se incuba en orina estéril (6 días) o en orina infectada (3 días). Véase también la sección Materiales reabsorbibles sintéticos. Heridas infectadas o contaminadas. Si es posible, debe evitarse suturar las heridas muy contaminadas o infectadas, porque incluso las suturas no reabsorbibles menos reactivas provocan algún grado de infección en los tejidos contaminados con Escherichia coli o con Staphylococcus aureus. Las suturas no reabsorbibles multifilamento (p. ej., seda o poliéster) no deben utilizarse en los tejidos infectados, porque potencian la infección y pueden producir fístulas. Es preferible utilizar material reabsorbible; sin embargo, no debe utilizarse catgut, porque su reabsorción en tejidos infectados es impredecible. Las suturas sintéticas de nailon monofilamento o de polipropileno provocan menos infección en los tejidos contaminados que las suturas metálicas. Vasos sanguíneos y anastomosis vascular. Los vasos deben ligarse con suturas reabsorbibles. Las anastomosis vasculares suelen realizarse con materiales de sutura no reabsorbibles monofilamento, como Prolene. En los injertos vasculares también deben utilizarse suturas no reabsorbibles. Las anastomosis arteriales pueden realizarse de forma terminoterminal (v. figura 9-3, A) o lateroterminal (v. figura 9-3, B). Las arteriotomías pueden cerrarse utilizando un método vertical (v. figura 9-4, A) o transverso (v. figura 9-4, B). La sutura elegida puede influir en la hemorragia que se produce durante una anastomosis vascular (p. ej., cuando se utiliza un injerto de politetrafluoroetileno [PTFE]), incluso aunque se haya realizado una anastomosis técnicamente perfecta. Esto se debe a que puede producirse una hemorragia desde los orificios que se han hecho con la aguja. Las suturas con una proporción entre la aguja y el hilo de 2:1 o 3:1 se asocian a más hemorragias que si la proporción entre el diámetro de la aguja y el del hilo es de 1:1. Teóricamente, esto permite que el hilo llene completamente el orificio que ha hecho la aguja en el injerto y que se controle la hemorragia. OTROS BIOMATERIALES Adhesivos de tejidos Los cianoacrilatos (p. ej., N-butil e isobutil-2-cianoacrilato) suelen utilizarse para la adherencia tisular durante algunas intervenciones, como la desungulación, la amputación de la cola y el corte de orejas. Los productos recomendados para su uso en la práctica veterinaria son Tissueglue, Vetbond y Nexabond. Estos adhesivos se polimerizan rápidamente si hay humedad y producen una adherencia fuerte y flexible. Generalmente, los tejidos en contacto se adhieren en menos de un minuto, pero pueden tardar más si hay mucha hemorragia. Si el pegamento se queda en la dermis puede formarse un granuloma o producirse la dehiscencia, y si se utiliza en un sitio infectado puede asociarse a fistulización. El calor que se pro- 64 PARTE I Principios quirúrgicos generales A B Figura 9-3 Para realizar una anastomosis terminoterminal: A. Aproxime los extremos del vaso y coloque dos suturas de sostén en puntos equidistantes (generalmente en las esquinas) entre los extremos. Utilice estas suturas para sujetar el vaso y girarlo si es necesario cuando se realiza la anastomosis. Vaya dando puntos a intervalos de 2 mm, a 2 mm del borde del vaso empezando en la pared posterior (la más alejada del cirujano) y continuando hacia la pared anterior. Para evitar una estenosis, realice una anastomosis espatulada. B. Para realizar una anastomosis lateroterminal, empiece a poner los puntos en la cara craneal (cabeza) y caudal (pie) de los dos extremos. Realice la anastomosis de forma circular, empezando en la pared posterior y avanzando hacia la pared anterior. duce durante el procedimiento puede causar quemaduras en los tejidos. Los adhesivos de cianoacrilato producen una reacción inflamatoria intensa en el tejido subcutáneo, y nunca deben utilizarse en las heridas profundas. El Dermabond (2-octilcianoacrilato) es un adhesivo al que se le han añadido propiedades plásticas especiales para que sea más flexible. Alcanza la fuerza de adherencia máxima en 2,5 minutos y su fuerza es equivalente a la del tejido cicatrizado a los 7 días de la reparación. Se comercializa para los seres humanos como un sustituto de las suturas de diámetro de 4-0, 5-0 o inferior para la reparación de incisiones o laceraciones. Los adhesivos no deben utilizarse en las heridas por mordedura, las heridas muy contaminadas, las úlceras, las heridas punzantes, las mucosas, cerca del ojo o en zonas muy húmedas. Son más útiles cuando se utilizan en heridas que cierran espontáneamente, con los bordes limpios o bien definidos, localizadas en zonas limpias no móviles. Es poco probable que las heridas cuyos bordes están separados más de 5 mm por la tensión de la piel subyacente se cierren utilizando únicamente adhesivos de tejidos, por lo que deben complementarse con suturas subcutáneas. Tampoco es muy probable que las laceraciones con una longitud superior a 5 cm se cierren de forma fiable si se utilizan sólo adhesivos de tejidos. Para aplicar los adhesivos de tejidos hay que limpiar la herida y controlar la hemorragia. No es necesario que la herida esté completamente seca. Los bordes de la herida deben sujetarse y aproximarse, manteniéndolos ligeramente evertidos, utilizando unas pinzas tisulares. Se aplica el adhesivo pasando la punta del aplicador suavemente sobre la zona (hasta al menos 5 mm más allá de los bordes de la piel), siguiendo el eje longitudinal de la CAPÍTULO 9 Biomateriales, sutura y hemostasia 65 A B Figura 9-4 Las arteriotomías pueden cerrarse (A) verticalmente o (B) transversalmente. herida. Aplicar tres o cuatro capas finas sucesivamente; evitar las gotas y evitar que quede una única capa gruesa. Mantener los bordes de la herida juntos durante unos 60 segundos después de aplicar el adhesivo por última vez para darle tiempo para fijarse. Eliminar el adhesivo que se ha aplicado en zonas no deseadas utilizando una gelatina de petróleo o acetona. No cubrir con ungüentos, vendas ni gasas. A las 24 horas, lavar la zona suavemente sólo con agua, sin frotar, sin empaparla y sin dejarla en remojo. El adhesivo se desprenderá espontáneamente a los 5-10 días. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Membranas quirúrgicas adhesivas Existen membranas quirúrgicas adhesivas o cintas diseñadas para cerrar las heridas, pero existe poca información sobre su uso en los pacientes veterinarios. En un estudio sobre el uso de una membrana adhesiva de poliuretano para cerrar la piel en los gatos, se observó que era más rápida y fácil de aplicar que las suturas (Court y Bellenger, 1989). Se adhería a la piel con mucha fuerza y proporcionaba un soporte adecuado. Histológicamente, las heridas que se cerraron con la membrana de poliuretano se caracterizaron porque las reacciones inflamatorias fueron más leves y se produjo más infiltración vascular que en las heridas suturadas. no se recomienda utilizar clips para ligar vasos de más de 11 mm de diámetro. Los vasos deben separarse del tejido circundante antes de poner los clips, y deben dejarse 2-3 mm de vaso al otro lado del clip para que no resbale. El vaso debe tener de un tercio a dos tercios del tamaño del clip. Las grapas (p. ej., grapas de Michel, grapas cutáneas Proximate Plus) se utilizan para aproximar los bordes de la herida o sujetar los paños quirúrgicos a la piel. Cuando se utilizan grapas para cerrar la piel, deben doblarse de forma adecuada para que no puedan desprenderse fácilmente del animal. Un quitagrapas especial facilita la eliminación de las grapas tras la cicatrización. El cierre de la piel con grapas metálicas es rápido y económico. Otra ventaja de las grapas es su bajo nivel de reactividad tisular; las heridas cerradas con grapas tienen una resistencia a las infecciones parecida a la de las suturas mínimamente reactivas. Cuando se colocan grapas, los bordes de la herida deben mantenerse juntos con unas pinzas tisulares. La grapadora se apoya suavemente (sin apretar ni hacer presión) en la superficie de la piel y se presiona el gatillo lentamente. Las grapas de acero inoxidable se utilizan con frecuencia en las anastomosis torácicas (p. ej., resección pulmonar o resección de un tumor de la aurícula derecha) y en las anastomosis gastrointestinales (v. p. 453). Pegamento de fibrina autóloga Grapas y clips Los clips (p. ej., hemoclips o ligaclips) pueden ser útiles para ligar los vasos. Son especialmente útiles cuando es difícil alcanzar el vaso o cuando deben ligarse varios vasos. Sin embargo, El pegamento de fibrina autóloga es un adhesivo biológico hecho con fibrina, el factor XIII, fibronectina, trombina, apoproteína y cloruro cálcico. Se realiza antes de la cirugía utilizando la sangre del paciente. En los seres humanos, el pega- 66 PARTE I Principios quirúrgicos generales mento se utiliza para fijar los injertos de piel (es decir, sin suturas) y estabilizar las anastomosis gastrointestinales y nerviosas. También se ha utilizado como material de coagulación en los injertos vasculares y para sellar las anastomosis vasculares suturadas. Existe poca experiencia con el uso del pegamento de fibrina en los pequeños animales. Mallas quirúrgicas Las mallas quirúrgicas pueden utilizarse para reparar hernias (p. ej., hernias perineales) o para reforzar los tejidos traumatizados o desvitalizados (hernias abdominales). En ocasiones, se utilizan para sustituir tejido extirpado, traumatizado o neoplásico (v. p. 895). Existen mallas quirúrgicas no reabsorbibles (p. ej., malla de fibra Mersilene [poliéster] y malla Prolene [polipropileno]), mallas reabsorbibles (p. ej., Vicryl [poliglactina 910] y Dexon [ácido poliglicólico]), mallas entretejidas y mallas de punto. Aunque las mallas quirúrgicas suelen ser elásticas, no se estiran mucho cuando el paciente crece, por lo que deben utilizarse con cuidado en los pacientes inmaduros. El tejido fibroso crece a través de los intersticios de la malla. Se han desarrollado nuevas mallas quirúrgicas con una capa de tejido biorreabsorbible fino que separa de forma eficaz la malla de sostén fuerte del tejido subyacente (Proceed Mesh, Ethicon). Se recomienda su uso en la cavidad abdominal. Las mallas no reabsorbibles que se colocan en heridas contaminadas pueden expulsarse o formar fístulas, y deben retirarse cuando el tejido ha cicatrizado y ya no son necesarias. En un estudio reciente se determinó que la implantación de mallas de polipropileno facilita la reconstrucción de los defectos grandes de los tejidos y no se asocia a complicaciones graves (Bowman y cols., 1998). TÉCNICAS DE SUTURA HABITUALES Patrones de sutura Los patrones de sutura pueden clasificarse en continuos o discontinuos, por la forma en que yuxtaponen el tejido (p. ej., coaptación, eversión o inversión) o por los tejidos en que más se utilizan (p. ej., subcutáneos, subepidérmicos). Las suturas de coaptación (p. ej., suturas discontinuas simples) mantienen el tejido muy próximo; las suturas de eversión (p. ej., sutura de colchonero continua) doblan los bordes del tejido hacia fuera, alejándolos del paciente y hacia el cirujano. Las suturas de inversión (p. ej., las suturas de Lembert, de Connel o de Cushing) doblan el tejido alejándolo del cirujano, o hacia la luz de las vísceras huecas. Patrones subcutáneo y subepidérmico. Las suturas subcutáneas se utilizan para eliminar los espacios muertos y proporcionar cierta coaptación de la piel para que haya menos tensión en las suturas cutáneas (v. figura 9-5, A). Generalmente, se colocan de forma continua, aunque en algunos casos, como cuando es necesario el drenaje, es preferible utilizar suturas discontinuas simples. El cierre subepidérmico puede utilizarse en lugar de las suturas cutáneas para evitar que queden cicatrices o para que no haya que quitar los puntos en casos como las castraciones o cuando el paciente es poco dócil. Se empieza la sutura escondiendo el nudo en la dermis (v. p. 70). La sutura se hace avanzar por el tejido subepidérmico, pero las puntadas son paralelas al eje longitudinal de la incisión (v. figura 9-5, B), y no como en las suturas lineales subcutáneas continuas. La línea de sutura se termina haciendo A B Figura 9-5 Patrones de sutura. A. Subcutáneo. B. Subepidérmico. un nudo oculto. En las suturas intradérmicas es preferible sutilizar un material de sutura reabsorbible. Patrones de sutura discontinuos Patrón discontinuo simple. Estas suturas se realizan inser- tando la aguja a través del tejido en un lado de la incisión o la herida, introduciéndola hasta el lado opuesto, y haciendo un nudo (v. figura 9-6, A). El nudo se desplaza para que no se quede dentro de la incisión, y se cortan los extremos del hilo (en las suturas cutáneas, el hilo debe dejarse lo suficientemente largo para que pueda sujetarse cuando se vayan a quitar los puntos). Los puntos deben colocarse aproximadamente a 2-3 mm fuera del borde de la piel. Los cirujanos diestros colocan los puntos de derecha a izquierda de forma horizontal; los cirujanos zurdos lo hacen al revés. Las suturas discontinuas simples son fáciles y rápidas de colocar. Son de coaptación a menos que se aplique una tensión excesiva, en cuyo caso pueden producir eversión. La inversión de la piel da lugar a una curación deficiente, por lo que hay que tener cuidado para asegurarse de que las suturas cutáneas están flojas y los bordes están yuxtapuestos. La principal ventaja de las suturas discontinuas sueltas es que si se suelta un punto no afecta a toda la línea de sutura. Sin embargo, estas suturas requieren más tiempo que las suturas continuas y se acumula más material extraño (nudos) en la herida. Sutura de colchonero horizontal. Las suturas de colchonero horizontales se colocan insertando la aguja en el lado alejado de la incisión, introduciéndola a través de la inci- CAPÍTULO 9 A D B E Biomateriales, sutura y hemostasia 67 C F Figura 9-6 © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Suturas discontinuas. A. Discontinua simple. B. De colchonero horizontal. C. Cruciforme. D. De colchonero vertical. E. De Halsted. F. De Gambee. sión y sacándola por el lado más próximo, como se ha descrito para la sutura discontinua simple (v. figura 9-6, B). Entonces se hace avanzar la aguja 6-8 mm a lo largo de la incisión y vuelve a introducirse a través de la piel en el lado más próximo. Después se cruza la incisión, saliendo desde la piel en el lado más alejado, y se ata el nudo. Generalmente, las suturas de colchonero horizontales se separan de 4 a 5 mm. Se utilizan principalmente en zonas de tensión y pueden colocarse rápidamente, pero con frecuencia producen eversión del tejido. Debe tenerse cuidado para que los bordes del tejido se coapten y no queden evertidos, y la sutura debe formar un ángulo a través del tejido para pasar justo por debajo de la dermis. Las suturas de colchonero pueden modificarse para formar una cruz por encima o por debajo de la incisión (suturas cruzadas) (v. figura 9-6, C). Sutura de colchonero vertical. Para hacer una sutura de colchonero vertical, la aguja se introduce aproximadamente a 8-10 mm del borde de la incisión en un lado, se pasa a través de la línea de incisión y se saca a una distancia igual en el lado opuesto (v. figura 9-6, D). Se da la vuelta a la aguja y se inserta a través de la piel del mismo lado, aproximadamente a 4 mm del borde de la piel, y se ata el nudo. Estas suturas son más fuertes que las suturas de colchonero horizontales cuando se utilizan en zonas de tensión. Se tarda más tiempo en poner estas suturas, pero se reduce el problema de la eversión de los márgenes cutáneos con respecto a las suturas horizontales. Si se colocan dos suturas de colchonero verticales de forma para- lela antes de atarse, el patrón se conoce como sutura de Halsted (v. figura 9-6, E). Patrón de Gambee. Las suturas de Gambee se utilizan en la cirugía intestinal para reducir la eversión de la mucosa. El hilo se introduce igual que en las suturas discontinuas simples desde la serosa, atravesando la capa muscular y la mucosa hasta llegar a la luz (v. figura 9-6, F). Después se hace volver desde la luz a través de la mucosa y la capa muscular antes de cruzar la incisión. Una vez que ha cruzado la incisión, se introduce en la capa muscular y se continúa a través de la mucosa hasta llegar a la luz. La aguja se vuelve a introducir a través de la mucosa y la capa muscular hasta que sale desde la superficie de la serosa, y se ata el nudo. Esta sutura disminuye la inversión de la mucosa y se consigue que salga menos material desde la luz intestinal hacia el exterior. Patrones de suturas continuas Patrón continuo simple. La suturas continuas simples consisten en una serie de suturas discontinuas simples con un nudo en cada uno de los extremos; la sutura es continua entre los nudos (v. figura 9.7, A). Para empezar a hacer una línea de sutura continua simple se coloca una sutura discontinua simple y se ata, pero sólo se corta el extremo que no está unido a la aguja. La aguja se dirige a través de la piel perpendicularmente a la incisión. La línea de sutura resultante tiene una sutura perpendicular a la línea de incisión por debajo del tejido y avanza hacia su parte superior. Si las partes superficial y profunda de la línea de 68 PARTE I Principios quirúrgicos generales A B 1 2 3 C D E F Figura 9-7 Suturas continuas. A. Continua simple. B. Corrida. C. Interlazada de Ford (C2 y C3 ilustran cómo se sujeta el extremo de la sutura). D. Lembert. E. Connell. F. Cushing. la sutura avanzan, la sutura se denomina sutura corrida (v. figura 9-7, B). Para terminar una sutura continua, el extremo del hilo unido a la aguja se ata a la última lazada de la sutura exterior al tejido. Si se utiliza una aguja con ojo, la aguja se introduce a través del tejido y se sujeta el extremo corto de la sutura. Se introduce un lazo de la sutura con la aguja, y se ata este lazo al extremo único en el lado contralateral. Las líneas de sutura continuas simples proporcionan la máxima coaptación tisular y son relativamente herméticas al aire y los líquidos si se comparan con las suturas discontinuas simples. Las líneas de sutura continuas simples suelen utilizarse para cerrar la línea alba y el tejido subcutáneo. Hay que tener cuidado cuando se utilizan en zonas donde la hermeticidad de la sutura puede producir un efecto de tipo bolsa de tabaco, como en las anastomosis intestinales. Sutura interlazada de Ford. La sutura interlazada de Ford es una modificación de la sutura continua simple en la que cada puntada que se da a través del tejido se cierra parcialmente, como se muestra en la figura 9-7, C. Para terminar esta sutura, la aguja se introduce en dirección opuesta a la que se ha utilizado antes (de cerca a lejos), y se sujeta el extremo en cada lado. El lazo de la sutura que se forma en el lado opuesto se ata al extremo único. Las suturas enlazadas pueden ponerse rápidamente y coaptan mejor los tejidos que las suturas discontinuas simples. Sin embargo, se utiliza una gran cantidad de hilo y es difícil quitarlas. Sutura de Lembert. Esta sutura es una variación de la sutura de colchonero vertical que se aplica de forma continua. Es una sutura de inversión que suele utilizarse para cerrar las vísceras huecas. La aguja se introduce en la serosa y la capa muscular CAPÍTULO 9 Biomateriales, sutura y hemostasia 69 5 3 4 2 1 6 3 4 2 Polea de tres lazos 1 Sutura de Bunnell Lejos-cerca cerca-lejos Figura 9-8 © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Suturas de tendones. aproximadamente a 8-10 mm del borde de la incisión y se saca cerca del borde de la herida en el mismo lado. Después de pasar sobre la incisión, la aguja se introduce aproximadamente a 3-4 mm desde el borde de la herida y se saca a 8-10 mm hacia fuera de la incisión. Se repite a lo largo de toda la incisión (v. figura 9-7, D). Suturas de Connell y de Cushing. Estas suturas se utilizan con poca frecuencia para cerrar vísceras huecas porque producen una inversión excesiva del tejido. Antiguamente se utilizaban porque cierran la herida herméticamente, impidiendo el paso del agua. Las dos suturas son muy parecidas, pero la de Connell llega hasta la luz, mientras que la de Cushing sólo se extiende hasta el área de la submucosa (v. figura 9-7, E y F). Antes se pensaba que era importante que las suturas no penetrasen en la luz de la vejiga urinaria, porque podrían ser calculolíticas; sin embargo, esto ya no supone un problema gracias a las suturas monofilamento que se reabsorben rápidamente existentes hoy en día. La sutura se empieza con unos puntos discontinuos simples o con unos puntos de colchonero verticales. La aguja se dirige paralela a la incisión y se introduce en la serosa, pasando a través de la superficie muscular y de la mucosa. Desde la superficie profunda (la luz en la sutura de Connell), se hace avanzar la aguja paralela a lo largo de la incisión y vuelve a introducirse a través del tejido de la superficie de la serosa. Una vez fuera de la víscera, la aguja y el hilo se pasan a través de la incisión y se introducen en el punto que se corresponde con el punto de salida en el lado contralateral. Se repite la sutura. El hilo debe atravesar la incisión perpendicularmente. Cuando la sutura se cierra, se invierte la incisión. La sutura de Parker-Kerr es una modificación de las suturas de Cushing y de Lembert que se recomienda para cerrar el muñón de las vísceras huecas. No suele utilizarse, porque también produce una inversión excesiva del tejido. Suturas de los tendones Las suturas pueden utilizarse para aproximar los extremos escindidos de un tendón o para sujetar un extremo de un tendón a un hueso o un músculo. Polea de tres lazos. Esta sutura se realiza con tres lazos orientados formando un ángulo de aproximadamente 120 grados unos con otros. El primer lazo se coloca perpendicular al eje longitudinal del extremo del tendón de forma cerca-lejos (v. figura 9-8). El segundo lazo se coloca formando un plano con un ángulo de 120 grados con el primero, en un punto intermedio entre las posiciones cerca y lejos. El último lazo se coloca de forma lejos-cerca formando un ángulo de 120 grados con los otros dos lazos. En un estudio reciente se observó que las suturas en polea de tres lazos son más resistentes a la formación de huecos producidos por la tensión y se ponen más deprisa que las suturas de dos lazos cerrados (Moores y cols., 2004). Sutura de Bunnell. La sutura de Bunnell modificada puede utilizarse para la coaptación de los tendones seccionados. La aguja se dirige desde un lado del extremo proximal del tendón seccionado y se introduce diagonalmente a través del tendón hasta el lado opuesto, por donde se saca (v. figura 9-8). El hilo vuelve a introducirse aproximadamente a una distancia de 1 mm del punto de salida y se dirige diagonalmente hasta el otro lado del tendón, por donde sale desde el extremo seccionado. Se introduce en la parte distal del tendón seccionado desde el extremo del corte y se colocan dos suturas cruzadas. El hilo se saca por el extremo 70 PARTE I Principios quirúrgicos generales seccionado de la porción distal del tendón y vuelve a introducirse en el tendón proximal. Este patrón se repite en esta parte del tendón, y la sutura se saca cerca del lugar de entrada original. Los extremos del tendón se coaptan y la sutura se tensa. Esta sutura se utiliza menos que antes, porque es difícil colocarla y puede dañar la microcirculación del tendón. La isquemia debida a la sutura puede hacer que se desprenda o puede causar necrosis de los extremos del tendón, en cuyo caso el hueco resultante debe llenarse con tejido fibroso. Sutura lejos-cerca-cerca-lejos. La aguja se introduce a través del tendón perpendicular a él y a 5 mm del extremo seccionado del tendón (v. figura 9-8). Se introduce la aguja en la sección distal del tendón seccionado en el mismo plano vertical a 2 mm del borde del tendón. Se hace una lazada detrás de la sección proximal del tendón, donde se introduce a 2 mm del borde del tendón. Se vuelve a hacer una lazada detrás de la sección distal del tendón hasta que entra 5 mm desde el borde del tendón seccionado. Los extremos del tendón se tensan y se atan con un nudo de cirujano. Esta sutura interrumpe mínimamente el riego sanguíneo y es muy resistente a la tensión, porque todos los puntos están en el mismo plano vertical. Cuadrado De costurera Medio nudo o caído De cirujano Figura 9-9 Tipos de nudos. Nudos El nudo es el punto más débil de una sutura. Consta de al menos dos hilos colocados uno encima de otro y tensados. Los hilos pueden unirse en paralelo, como en los nudos cuadrados (v. figura 9-9), o transversalmente, como en el nudo de costurera (v. figura 9-9). Es importante utilizar una técnica correcta para hacer los nudos, ya que si no están bien atados (p. ej., nudos caídos, medio nudo [v. figura 9-9] o nudos de costurera) pueden soltarse. Los factores que influyen en la seguridad del nudo son el coeficiente del material, la longitud de los extremos cortados y la configuración estructural del nudo. La estructura más fiable para un nudo es la superposición de nudos cuadrados. El nudo de cirujano (v. figura 9-9) no puede tensarse y sólo puede resistir una fuerza ligera en el lazo de la sutura. Aunque suele utilizarse en zonas de tensión, generalmente no se recomienda usarlo con materiales recubiertos o monofilamento, y no debe utilizarse a menos que la tensión del tejido sea tal que con un nudo cuadrado estándar no se consiga la suficiente aposición del tejido. Nunca debe utilizarse para ligar vasos. Un estudio reciente sobre cómo afecta la forma de atar el nudo a las propiedades estructurales de los materiales de sutura no reabsorbibles utilizados para la estabilización extraarticular de las articulaciones recomienda no utilizar el nudo de cirujano si se usa polipropileno del n.° 2, hilo de pescar de 27 kg o material guía de 27 kg, ya que el nudo disminuye la rigidez de la sutura (Huber y cols., 1999). A la inversa, apretar la primera lazada de un nudo cuadrado no tiene efectos negativos sobre las propiedades a corto plazo de las suturas comprobadas y aumenta la rigidez del material utilizado. Generalmente, las suturas multifilamento tienen mejores propiedades para sujetar los nudos que los materiales monofilamento; sin embargo, recubrir el hilo de sutura para reducir el arrastre disminuye la seguridad del nudo. Para que el tejido no se estrangule, los nudos no deben atarse con una tensión excesiva (excepto si la ligadura se ha colocado para la hemostasia). Las suturas cutáneas excesivamente tirantes producen incomodidad en el paciente y aumentan la probabilidad de que el animal se quite los puntos prematuramente. Anudado con instrumental. En medicina veterinaria se utiliza más el método de anudado con instrumental (v. figura 9-10) que el método de atado con la mano, porque se gasta menos hilo. La primera lazada se hace como se muestra en la figura 9-10, y después no debe mantenerse el hilo tirante ni aplicar una presión distinta en cada extremo, porque se desharía. Si se tira de un extremo con más fuerza que del otro, se formará un medio nudo (v. figura 9-9). Debe tirarse de los extremos opuestos del hilo perpendicularmente al eje longitudinal de la incisión. Si se estira una mano, la sutura se cae y se forma un medio nudo doble corredizo. Si las manos no se cruzan correctamente, se forma un nudo de costurera. Anudado con la mano. Este método resulta especialmente útil en las zonas cerradas o de difícil acceso, o cuando las suturas se han colocado previamente, como cuando se cierra una toracotomía. Generalmente, requiere que los extremos del hilo sean más largos que cuando se utiliza el método de anudado con instrumental. Puede utilizarse la técnica con una mano o la técnica con dos manos. Generalmente, con la técnica con dos manos el control y la precisión son mejores; sin embargo, la técnica con una mano es más útil en las zonas cerradas. Estas técnicas se ilustran en las figuras 9-11 y 9-12. Enterrar el nudo. Los nudos de las suturas subcutáneas e intradérmicas suelen enterrarse para reducir la irritación que causa el nudo cuando roza con el tejido más superficial. En la figura 9-13 se ofrece una descripción detallada de este procedimiento. Eliminación de las suturas Generalmente, las suturas cutáneas deben retirarse una vez que la herida ha curado lo suficiente para impedir la dehiscencia, normalmente de 10 a 14 días después de la cirugía. Sin embargo, si la cicatrización se prolonga, como en los animales extremadamente debilitados, puede ser necesario dejar las suturas más tiempo. Además, si se desea que se produzca fibrosis (p. ej., en el caso de los hematomas auriculares), puede considerarse dejar la sutura más tiempo. CAPÍTULO 9 Biomateriales, sutura y hemostasia 71 A B C D Figura 9-10 Anudado utilizando instrumental. A. Coloque la punta del portaagujas entre las dos hebras de la sutura. Envuelva la hebra más próxima a usted (blanca, o extremo largo) alrededor del portaagujas formando un asa y sujete el extremo más alejado de la sutura (negro, o extremo corto) con el portaagujas. B. Lleve el extremo corto hacia usted (a través del asa) dando la vuelta a las manos y tire del hilo suavemente. C. Para hacer la segunda lazada, pase la hebra más alejada de usted (blanca, o extremo largo) sobre el portaagujas para formar un asa, sujete el extremo de la sutura más próximo a usted (negro, o extremo corto) y (D) tire de él a través del asa, ajustándolo hacia abajo suavemente para impedir tensar demasiado la sutura. Cuando tense la sutura, mantenga las manos bajas y paralelas para que el nudo no se caiga. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. TÉCNICAS Y MATERIALES HEMOSTÁTICOS La hemostasia es un proceso complejo en el que intervienen la activación plaquetaria y los factores de coagulación circulantes. Existen numerosas enfermedades o trastornos que pueden interferir con la coagulación en los pacientes quirúrgicos. Consulte un libro sobre medicina veterinaria para obtener información detallada sobre el proceso de coagulación normal y las alteraciones de la coagulación que causan los trastornos patológicos. La hemostasia permite visualizar los tejidos mientras se realiza la intervención y previene las hemorragias potencialmente mortales. Las hemorragias de baja presión procedentes de vasos pequeños pueden controlarse aplicando presión en los puntos de hemorragia con una gasa. Una vez que se forma el coágulo, deben retirarse las gasas con suavidad para no romperlo. Empapar la gasa con suero salino antes de retirarla también ayuda a impedir que se rompa el coágulo. Los vasos grandes deben ligarse. Se recomienda utilizar ligaduras dobles en los vasos más grandes, especialmente en las arte- rias. Las ligaduras por transfixión (v. figura 9-14) se utilizan en los vasos más grandes con el fin de impedir que la ligadura se salga por el extremo del vaso. La seguridad del nudo aumenta si se utiliza el hilo más fino posible para ligar los vasos. No debe utilizarse el nudo de cirujano (v. p. 70). Electrocirugía La electrocoagulación, o coagulación vascular, se utiliza mucho para la hemostasia. Generalmente, se utiliza en vasos de menos de 1,5 a 2 mm de diámetro; los vasos más grandes deben ligarse (v. el comentario anterior). El término electrocauterio se refiere a la corriente continua (electrones que fluyen en una dirección), mientras que electrocirugía se utiliza para la corriente alterna. Durante la electrocauterización no entra corriente en el cuerpo del paciente, sólo los electrodos entran en contacto con los tejidos. En la electrocirugía, el paciente forma parte del circuito y la corriente pasa por su cuerpo. 72 PARTE I Principios quirúrgicos generales A B C D E F Figura 9-11 Nudo cuadrado realizado con una mano (cirujano diestro). A. Mantenga el hilo de la derecha (blanco) entre los tres dedos de la mano derecha (guante blanco) y sujételo entre el dedo índice y el pulgar. B. Sujete el hilo izquierdo (negro) con la mano izquierda (guante negro) y páselo entre el dedo índice y el segundo dedo de la mano derecha. C. Flexione la falange distal del segundo dedo de la mano derecha y arrastre la hebra izquierda hacia la derecha de la hebra derecha. Extienda la punta del segundo dedo hasta que la hebra blanca se desplace con ella a través del asa. D. Tire de la hebra derecha a través del asa con las puntas del segundo y el tercer dedo de la mano derecha. E. Cruce las manos y tire de las dos hebras de forma regular. F. Coloque el dedo índice de la mano derecha entre las hebras derecha (negra) e izquierda (blanca) para que la hebra del lado izquierdo forme un asa con la derecha. Flexione la falange distal del dedo índice derecho. (Modificado de Knecht CD et al: Fundamental techniques in veterinary surgery, ed 2, Philadelphia, 1981, WB Saunders.) CAPÍTULO 9 Biomateriales, sutura y hemostasia 73 G H Figura 9-11 (cont.) Nudo cuadrado realizado con una mano (cirujano diestro), continuación. G. Extienda la falange distal del dedo índice de la mano derecha para arrastrar la hebra de la mano derecha a través del asa. H. Tire de la hebra derecha a través del asa y (I) aplique una tensión uniforme para terminar el nudo cuadrado. (Modificado de Knecht CD et al: Fundamental techniques in veterinary surgery, ed 2, Philadelphia, 1981, WB Saunders.) © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. I La corriente eléctrica estándar se alterna a una frecuencia de 60 ciclos por segundo (Hz). Puesto que la estimulación nerviosa y muscular cesa a 100.000 ciclos/segundo (100 kHz), un generador electroquirúrgico recibe una corriente de 60 ciclos y aumenta la frecuencia a más de 200.000 ciclos por segundo. Esto produce una estimulación neuromuscular mínima sin riesgo de electrocución. En un marco de «corte» se produce una forma de onda constante que evapora o corta el tejido. Si se utiliza una forma de onda intermitente, se crea un coágulo (coagulación) en vez de evaporarse el tejido. Cuando se alcanza una temperatura alta rápidamente, se produce evaporación; si la temperatura es baja y se produce más despacio, se crea un coágulo. Las unidades de electrocirugía de alta calidad modernas son mixtas. Tienen un ciclo de corte que produce una forma de onda intermitente con un ciclo de servicio mucho más alto que el ciclo de servicio de la coagulación, y produce más calor que el corte puro. Como consecuencia, se produce algo de coagulación con el ciclo de corte (y viceversa). El contacto directo del electrodo con el tejido produce una temperatura más baja suficiente para la coagulación. El uso de un arco entre el electrodo y el tejido produce más calor y, por tanto, una acción de corte o evaporación. Si no se coloca una almohadilla de toma de tierra de baja impedancia adecuada, el circuito puede utilizar tomas de tierra alternativas, por lo que se producirán quemaduras. La mayoría de las unidades de electrocirugía modernas tienen un sistema de circuitos eléctricos para eliminar este riesgo, pero es importante seguir unas normas de seguridad. El resultado de multiplicar la cantidad de corriente por el tiempo que actúa y dividir lo obtenido por el área de la vía de retorno es proporcional a la probabilidad de causar una quemadura. De aquí se deduce que si la almohadilla de toma de tierra es pequeña o existe una toma de tierra alternativa (es decir, a través de la almohadilla del electrodo de un ECG), es fácil que se produzcan quemaduras graves. Es importante recordar que en los circuitos de corriente continua la única diferencia entre la almohadilla de toma de tierra y el electrodo activo es su impedancia, el tamaño y la conductividad. Para reducir el riesgo de quemaduras, utilice una almohadilla grande colocada sobre un tejido muy vascularizado que esté cerca del campo quirúrgico. Los electrodos deben conservarse limpios y sin restos para que se mantenga la resistencia más baja dentro del circuito y aumente el rendimiento. NOTA: Los estudios realizados han confirmado que el humo que se desprende durante la electrocauterización puede contener gases y vapores tóxicos, como benceno, cianuro de hidrógeno, formaldehído, bioaerosoles, material celular vivo y muerto (incluyendo fragmentos de sangre) y virus. Por tanto, la Occupational Safety and Health Administration recomienda que se utilicen sistemas para evacuar el humo para reducir los posibles riesgos sanitarios agudos y crónicos para los pacientes y el personal. La electrocirugía puede realizarse con dispositivos monopolares o bipolares. 74 PARTE I Principios quirúrgicos generales A B C D E F Figura 9-12 Nudo cuadrado realizado con las dos manos (cirujano diestro). A. Extienda el dedo índice de la mano derecha (guante blanco) como un puente y coloque la hebra derecha (blanca) sobre él. Sujete la hebra izquierda (negra) en la palma de la mano izquierda (guante negro). B. Pase el pulgar izquierdo por debajo y alrededor de la hebra derecha y después hacia la izquierda de la hebra izquierda. C. Introduzca el dedo índice izquierdo entre las hebras cruzadas (con el pulgar izquierdo). D. Lleve la hebra derecha hacia el dedo índice y el pulgar izquierdos y (E) utilizando el dedo índice izquierdo y el pulgar, arrástrela a través del asa. F. Devuelva la sutura a la mano derecha. (Modificado de Knecht CD et al: Fundamental techniques in veterinary surgery, ed 2, Philadelphia, 1981, WB Saunders.) CAPÍTULO 9 Biomateriales, sutura y hemostasia 75 G H I J K L © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Figura 9-12 (cont.) Nudo cuadrado realizado con las dos manos (cirujano diestro), continuación. G. Cruce las manos y tire de los dos extremos de la sutura de forma uniforme. H. Coloque el pulgar izquierdo entre las dos hebras y haga un asa con la mano derecha. I. Introduzca el dedo índice izquierdo a través del asa y utilícelo junto con el pulgar izquierdo para sujetar la hebra izquierda (blanca) y (J) tire de ella o empújela para que pase a través del asa. K. Pase la hebra izquierda de la mano izquierda al dedo índice y al pulgar derecho después de pasarla por el asa y (L) y tire de las hebras de la sutura de forma uniforme para apretar el nudo. (Modificado de Knecht CD et al: Fundamental techniques in veterinary surgery, ed 2, Philadelphia, 1981, WB Saunders.) 76 PARTE I Principios quirúrgicos generales A B Figura 9-13 A. Para enterrar una sutura discontinua simple, introduzca la aguja profundamente en el tejido subcutáneo alejado y pásela a través de la dermis. Después pásela a través de la línea de incisión y vuelva a introducirla en el tejido subcutáneo próximo a nivel de la dermis, sacándola en la línea de incisión. B. Para enterrar el nudo del extremo de una línea de sutura continua, deje un asa de hilo desde la línea de la incisión, introduzca la aguja desde la zona más profunda a la más superficial en un lado, pásela a través de la incisión e insértela desde la parte superficial a la profunda en el tejido próximo al asa. Como alternativa, después de terminar la sutura continua, dirija la aguja 2-3 mm hacia el lado opuesto. Coloque un punto vertical desde la parte inferior del centro de la dermis hacia el tejido subcutáneo. Inserte la aguja en el lado opuesto, verticalmente, dirigiéndola hacia arriba desde el tejido subcutáneo y sacándola en la parte media de la dermis a 2-3 mm de la comisura. Cree un asa de hilo de 2 cm entre los dos puntos verticales. Dé un tercer punto vertical paralelo al primero, iniciándolo en la parte media de la dermis, pero sacándolo más profundamente en la capa subcutánea. Lleve la aguja hacia arriba entre el asa expuesta y la sutura final cruzando la incisión. Tire del asa expuesta para tensar las suturas horizontales y aproximar los márgenes de la herida, y después ate el extremo libre del hilo al asa expuesta con cuatro o cinco lazadas para terminar el nudo y cerrar la herida. Corte el asa 2-3 mm por encima del nudo. Inserte la aguja cerca del hilo, dirigiéndola para que salga en la dermis al menos 1 cm lateralmente a la incisión. Cuando se aplica tensión a la sutura, el nudo entra más profundamente en el tejido, debajo de la dermis. Finalmente, bajo tensión, corte el extremo libre de la sutura a ras de la piel. CAPÍTULO 9 Biomateriales, sutura y hemostasia 77 Electrocirugía bipolar. La electrocirugía bipolar implica el uso de un dispositivo manual de tipo pinza. La corriente pasa desde una punta de las pinzas a la otra, a través del tejido que se sujeta con las pinzas. Las puntas deben mantenerse separadas aproximadamente 1 mm para que se genere la corriente. La coagulación bipolar se utiliza cuando se necesita una coagulación precisa para no lesionar las estructuras adyacentes, como en la tiroidectomía o en las intervenciones oftalmológicas. Sustancias hemostáticas Figura 9-14 © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Para colocar una ligadura de transfixión en un vaso, introduzca la aguja a través del tejido previamente ligado. Coloque un solo punto en la sutura sobre el lado más cercano y ate el hilo (con dos nudos cuadrados) sobre el lado opuesto del vaso. Electrocirugía monopolar. La electrocirugía monopolar es el método de electrocirugía que más se utiliza. Supone el flujo de la corriente desde un electrodo activo (dispositivo manual) hasta una placa de toma de tierra, a través del paciente. La pequeña superficie del electrodo concentra la densidad de la corriente, aumentando la temperatura del tejido con el que entra en contacto y produciendo la coagulación. La superficie más grande de la placa de tierra reduce la densidad de la corriente para que el tejido se caliente lo menos posible. Es muy importante que haya un buen contacto entre la placa de tierra y el paciente (v. p. 73) para evitar quemaduras termoeléctricas; normalmente se pone un gel conductor sobre la placa de tierra para aumentar el contacto. Generalmente, la punta del electrodo hace contacto con frecuencia con las pinzas hemostáticas colocadas en los vasos que sangran; sin embargo, con los equipos de electrocirugía modernos esto no es necesario. Los electrodos estándar de punta plana están diseñados para producir una escara o un coágulo directamente en el tejido. Cuando la punta del electrodo entra en contacto directo con el tejido, el ciclo de corte utiliza mucho menos voltaje para conseguir la misma coagulación que produce el ciclo de coagulación. Si se utiliza la coagulación monopolar, el campo debe estar relativamente seco, y el electrodo debe mantenerse limpio y libre de restos. NOTA: No active el generador mientras el electrodo esté en contacto o muy cerca de otro objeto metálico. El instrumento (particularmente en las cavidades corporales), cuando está activado, puede encontrar su propio camino al electrodo de regreso, lo cual tiene por resultado la lesión del paciente. Los guantes pueden algunas veces actuar en una función de capacitancia y producir quemaduras al cirujano. Existen sustancias para controlar la hemorragia durante la cirugía, como la cera ósea y los materiales hemostáticos fabricados con gelatina o celulosa. La cera ósea es una mezcla estéril de cera de abeja semisintética y una sustancia reblandecedora (como palmitato de isopropilo). Puede introducirse dentro de las cavidades de los huesos (p. ej., el foramen mandibular) haciendo presión o aplicarse en la superficie del hueso para detener la hemorragia. Se reabsorbe poco y debe utilizarse con moderación porque actúa como una barrera física contra la cicatrización y fomenta las infecciones. Surgicel (Johnson and Johnson) se fabrica con celulosa regenerada oxidada. Cuando se satura con sangre se convierte en una masa gelatinosa que proporciona un sustrato para la formación del coágulo. Puede cortarse del tamaño deseado y colocarse en una zona de hemorragia. El organismo absorbe el Surgicel, pero se recomienda quitarlo porque puede inhibir la formación del callo y fomentar las infecciones. No se activa por otros líquidos corporales distintos a la sangre, por lo que sólo debe utilizarse donde hay una hemorragia. El Gelfoam (Pharmacia and Upjohn) es una esponja de gelatina reabsorbible que puede utilizarse de forma parecida al Surgicel. Cuando se coloca en una zona de hemorragia, se hincha y ejerce presión en la herida; se reabsorbe en 4-6 semanas. Puede producir granulomas y no debe dejarse en zonas infectadas, el cerebro o áreas con un alto riesgo de infección. SurgiFlow Hemostatic Matrix y Vetspon (Novartis Animal Health) también son productos hemostáticos fabricados a partir de una esponja de gelatina reabsorbible. Están indicados para su uso en intervenciones quirúrgicas (excepto urológicas y oftalmológicas) cuando la presión, la ligadura u otros procedimientos convencionales para controlar una hemorragia capilar, venosa o arterial no son eficaces o no pueden realizarse. Estos productos no deben utilizarse para cerrar incisiones cutáneas, ya que pueden interferir con la cicatrización. Se ha demostrado que QuickClot, una sustancia hemostática de ceolite, reduce significativamente la hemorragia en un modelo letal de lesión compleja de la ingle en los cerdos. Acelera la coagulación de la sangre, incluso en heridas grandes, adsorbiendo físicamente la parte líquida de la sangre y concentrando así los factores de coagulación, lo que facilita la formación rápida del coágulo (Alam y cols., 2004). También puede mezclarse trombina con Gelfoam en una herida con una hemorragia intensa causada por una coagulopatía. Bibliografía Alam HB, Chen Z, Jaskille A et al: Application of zeolite hemostatic agent achieves 100% survival in a lethal model of complex groin injury in swine, J Trauma-Injury Inf Crit Care 56:974, 2004. 78 PARTE I Principios quirúrgicos generales Greenberg CB, Davidson EB, Bellmer DD et al: Evaluation of the tensile strengths of four monofilament absorbable sutures after immersion in canine urine with or without bacteria, Am J Vet Res 65:847, 2004. Moores AP, Owen MR, Tarlton JF: The three-loop pulley suture versus two locking-loop sutures for the repair of canine Achilles tendon, Vet Surg 33:131, 2004. Lectura recomendada Tan RHH, Bell RJW, Dowling BA et al: Suture materials, composition and applications in veterinary wound repair. Aust Vet J 81:140, 2003 Ofrece un análisis exhaustivo de los materiales de sutura y de sus propiedades para animales grandes y pequeños. C A P Í T U L O 10 © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Infecciones quirúrgicas y selección de antibióticos La edad de oro del tratamiento moderno con antibióticos empezó cuando se descubrió la penicilina en 1941 y comenzó a producirse en grandes cantidades. Desde entonces, los antibióticos han evitado muchas infecciones potencialmente mortales, pero muchas veces se utilizan incorrectamente. La administración generalizada de antibióticos profilácticos a los pacientes quirúrgicos ha hecho que se dé menos importancia a la asepsia quirúrgica y que se desarrollen bacterias resistentes a los antibióticos. La acumulación de bacterias resistentes en los hospitales y el aumento asociado de las infecciones bacterianas se han acentuado debido a las intervenciones quirúrgicas extensas y prolongadas, a que las medidas de apoyo cada vez son más invasivas, al aumento del tiempo de hospitalización, al uso inadecuado de los antibióticos, al aumento de la supervivencia de los pacientes geriátricos y debilitados, y al uso de fármacos inmunosupresores. La selección de los antibióticos suele basarse en ideas preconcebidas y en la tradición, más que en la microflora bacteriana real o que se prevé que se desarrolle. El tratamiento antibiótico puede ser preventivo o terapéutico. El tratamiento preventivo sólo debe utilizarse si la probabilidad de infección es muy alta o en los casos en que una infección podría tener resultados catastróficos; la selección de los antibióticos preventivos debe basarse en la microflora bacteriana que se prevé que aparezca en el tejido diana. Lo ideal es que la selección de los antibióticos terapéuticos se base en los resultados del cultivo y el antibiograma; aunque muchas veces esto no es posible, y la selección inicial se basará en la microflora bacteriana esperada, cambiándose posteriormente los antibióticos si así lo aconsejan los resultados del cultivo y el antibiograma. El uso inadecuado de los antibióticos puede hacer que no resulten eficaces o que se produzca una morbilidad y mortalidad graves debido a toxicidad o al desarrollo de microorganismos resistentes. La supervivencia de las bacterias en un huésped depende de la virulencia y el número de bacterias presentes, de la inmunocompetencia del huésped y de los factores de la herida que desactivan las defensas del huésped (p. ej., la presencia de coágulos de sangre, tejido isquémico, bolsas de líquido o material extraño). Para que el tratamiento antibiótico tenga éxito, debe reducir el número de bacterias hasta el límite en que las defensas del huésped sean eficaces. Si las defensas del huésped son competentes, lo adecuado es utilizar fármacos bacteriostáticos que retardan la síntesis de proteínas o impiden la replicación bacteriana (v. comentario más adelante). Sin embargo, si las defensas del huésped están comprometidas, tanto directamente como debido a factores perjudiciales de la herida, generalmente se requieren concentraciones bactericidas de antibióticos. Para obtener el resultado deseado, además de utilizar los antibióticos adecuados, puede ser necesario corregir los factores de la herida mediante su desbridamiento, drenaje o eliminación del material extraño. NOTA: Algunos antibióticos son bacteriostáticos en concentraciones bajas y bactericidas en concentraciones más altas. Si se ha hecho un antibiograma, debe utilizarse el antibiótico que actúa sobre las bacterias, independientemente de si es bacteriostático o bactericida. MECANISMOS DE ACCIÓN DE LOS ANTIBIÓTICOS Si los antibióticos inhiben el crecimiento bacteriano, se dice que son bacteriostáticos, y si matan a las bacterias se dice que son bactericidas. La clasificación de los antibióticos en bacteriostáticos y bactericidas es relativa y depende de la proporción entre la CBM (concentración bactericida mínima) y la CIM (concentración inhibidora máxima). La CIM, que generalmente se expresa en microgramos por mililitro (g/mL), es la concentración más baja de un fármaco que inhibe el crecimiento bacteriano visible; es la concentración necesaria para inhibir el crecimiento bacteriano en el plasma o en los tejidos del paciente. La CBM es la concentración más baja que mata el 99,9% de las bacterias en el plasma o los tejidos. Los antibióticos con una proporción baja entre la CBM y la CIM (es decir, inferior a 4) se clasifican como bactericidas, porque generalmente consiguen alcanzar una concentración en el plasma y los tejidos que puede matar el 99,9% de las bacterias. A la inversa, si el fármaco tiene una proporción CBM/CIM alta, es difícil que alcance la concentración plasmática o tisular necesaria para matar las bacterias; estos fármacos se consideran bacteriostáticos. Los antibióticos deben eliminar las bacterias sin dañar al huésped. Cuando la dosis necesaria para eliminar las bacterias supera la dosis tolerada por el huésped o la alcanzada en el plasma y los tejidos, se considera que las bacterias son «resistentes» a ese fármaco. Puesto que la distribución tisular de los antibióticos varía, los resultados de los cultivos y los antibiogramas pueden ser confusos. Por ejemplo, una infección urinaria «sensible 79 80 PARTE I Principios quirúrgicos generales ligeramente» para un antibiótico en particular basándose en el antibiograma puede tratarse con éxito si el antibiótico se concentra en la orina. Por el contrario, si la infección afecta al sistema nervioso central (SNC) y el antibiótico en cuestión no atraviesa la barrera hematoencefálica, es poco probable que el tratamiento tenga éxito. Los antibióticos eficaces son los que llegan al tejido diana e inhiben o matan los microorganismos. Normalmente, los antibióticos se clasifican según su mecanismo de acción. Pueden destruir o alterar la pared celular bacteriana, o inhibir su síntesis, o inhibir la síntesis de proteínas o de ácido desoxirribonucleico (ADN). Destrucción de la pared celular bacteriana Los antibióticos que inhiben la síntesis o destruyen la pared celular bacteriana incluyen los antibióticos que tienen un anillo -lactámico en su estructura (como penicilinas, cefalosporinas, carbapenems y monobactamos), vancomicina, bacitracina, polimixina, y los antifúngicos nistatina, anfotericina B e imidazoles. Los -lactámicos actúan ligándose a las proteínas trasportadoras de penicilina (PTP) en la pared celular, alterando la síntesis de la pared celular, lo que reduce la resistencia y rigidez, causando al final un aumento de la permeabilidad y la lisis celular. Los antibióticos -lactámicos tienden a ser bactericidas. Generalmente, las penicilinas son eficaces frente a microorganismos aerobios grampositivos y anaerobios grampositivos y gramnegativos. La resistencia a las penicilinas está mediada por las penicilasas bacterianas (un tipo de -lactamasa), que disminuyen la permeabilidad de la pared celular a las penicilinas alterando el tamaño de los poros y la estructura de las PTP, de forma que la penicilina no se une a las PTP modificadas (p. ej., estafilococos resistentes a meticilina). Para amentar la actividad, puede combinarse un inhibidor de la penicilasa (p. ej., ácido clavulánico) con una penicilina (p. ej., amoxicilina o ticarcilina). Las cefalosporinas (v. tabla 10-1) son más eficaces que las penicilinas frente a los bacilos gramnegativos (p. ej., Enterobacteriaceae), pero pueden inactivarse por las cefalosporinasas (un tipo de -lactamasa). La mayoría son poco eficaces contra los microorganismos anaerobios (cefoxitina es una excepción). Las cefalosporinas de primera generación son eficaces contra la mayoría de los microorganismos grampositivos y algunos microorganismos gramnegativos. Las cefalosporinas de segunda generación tienen más actividad contra las bacterias gramnega- TABLA 10-1 Cefalosporinas utilizadas habitualmente en la práctica veterinaria NOMBRE DEL FÁRMACO INDICACIONES POSOLOGÍA Cefalosporinas de la primera generación Cefalexina Cefalotina Actividad de amplio espectro frente a microorganismos grampositivos; variable contra microorganismos gramnegativos, poca actividad contra infecciones anaerobias Como se ha indicado arriba Cefazolina Cefadroxilo Como se ha indicado arriba Como se ha indicado arriba 22-44 mg/kg; VO; 2-3 veces al día 22-44 mg/kg; IV, IM, SC; 2-3 veces al día 22 mg/kg; IV, IM, SC; 2-3 veces al día 22-35 mg/kg; VO; 2-3 veces al día Cefalosporinas de la segunda y tercera generación Cefotetán Bacilos anaerobios y gramnegativos (p. ej., peritonitis séptica, Escherichia coli) 30 mg/kg; IV; 3 veces al día 30 mg/kg; SC; 2 veces al día Cefoxitina Bacilos anaerobios y gramnegativos (p. ej., peritonitis séptica) Cefotaxima Actividad de amplio espectro frente a microorganismos grampositivos y gramnegativos; este grupo es activo principalmente contra estafilococos; alcanza buenas concentraciones en el líquido cefalorraquídeo Eficaz contra Pseudomonas aeruginosa Actividad limitada contra la mayoría de los microorganismos grampositivos; puede administrarse VO; se usan dosis más bajas para las infecciones urinarias y más altas para el resto Eficaz contra Enterobacteraceae Suele utilizarse en las infecciones del SNC y en la borreliosis Actividad contra microorganismos grampositivos; puede administrarse una vez al día en caso de infección urinaria y dos veces al día si hay infecciones sistémicas; no es eficaz contra enterococos Perros: 30-40 mg/kg; IV; 3 veces al día Gatos: 22-33 mg/kg; IV, IM; 3-4 veces al día Perros: 20-80 mg/kg; IV, IM, o SC; 3 veces al día Gatos: 20-80 mg/kg; IV, IM, o SC; 3 veces al día 30-40 mg/kg; IV, SC; 3-4 veces al día 5-12 mg/kg; VO; 1-2 veces al día Ceftazidima Cefixima Cefoperazona Ceftriaxona Ceftiofur IM, intramuscular; IV, intravenoso; SC, subcutáneo; VO, oral. 22-50 mg/kg; IV o IM; 2-3 veces al día 50 mg/kg IV, SC, IM, 2 veces al día 2,2-4,4 mg/kg; SC; 1-2 veces al día (4,4 mg/kg para las infecciones de los tejidos blandos) CAPÍTULO 10 tivas y los microorganismos anaerobios, pero no tienen una eficacia adicional contra los microorganismos grampositivos. Las cefalosporinas de tercera generación son muy eficaces contra más del 90% de las bacterias gramnegativas, pero suelen ser menos activas contra los microorganismos grampositivos que las cefalosporinas de primera generación. Algunas cefalosporinas de tercera generación tienen un rango gramnegativo específico, y es importante tener en cuenta que el hecho de que una cefalosporina de tercera generación sea eficaz para un paciente en concreto, no significa que otra cefalosporina de tercera generación también lo sea, o viceversa. Ceftiofur es una cefalosporina de la tercera generación con una actividad bacteriana prolongada debido a que su metabolito principal es activo; sin embargo, no tiene una actividad de amplio espectro frente a las infecciones gramnegativas graves. Cefepima es una cefalosporina de cuarta generación única entre las cefalosporinas debido a su amplio espectro de actividad, que incluye los cocos grampositivos, los bacilos gramnegativos entéricos y Pseudomonas aeruginosa. La resistencia a las cefalosporinas está mediada por los mismos mecanismos que causan resistencia a las penicilinas. Imipenem (v. tabla 10-2) y aztreonam son los antibióticos -lactámicos más nuevos y son muy resistentes a las -lactamasas. Son tan eficaces contra los microorganismos gramnegativos como los aminoglucósidos, pero no son nefrotóxicos. Imipenem (un carbapenem) tiene el espectro antibacteriano más amplio de Infecciones quirúrgicas y selección de antibióticos 81 todos los antimicrobianos sistémicos y es eficaz contra la mayoría de las especies bacterianas de importancia clínica, incluyendo aerobios y anaerobios grampositivos y gramnegativos. No es activo frente a los estafilococos resistentes a meticilina ni contra las cepas resistentes de Enterococcus faecium. Sólo debe utilizarse en los pacientes muy enfermos que no responden a otros antibióticos. Es posible que su amplio espectro de actividad fomente su uso excesivo, lo que provocará la aparición de bacterias resistentes. La -lactamasa bacteriana no afecta a aztreonam, un monobactam sintético. Es muy eficaz contra muchos aerobios gramnegativos, pero tiene poca actividad contra las bacterias grampositivas y debe utilizarse combinado con otros fármacos para conseguir una actividad de amplio espectro. Inhibición de la síntesis de proteínas Cloranfenicol, tetraciclina, eritromicina y clindamicina se unen a los ribosomas bacterianos inhibiendo de forma reversible la síntesis de proteínas. Cloranfenicol tiene una actividad de amplio espectro contra estreptococos, estafilococos, Brucella spp., Pasteurella spp. y microorganismos anaerobios, pero tiene poca actividad contra Pseudomonas spp. Es muy lipofílico y se introduce fácilmente en las células, el SNC y el ojo. Este fármaco puede producir una anemia mortal idiosincrásica en los seres humanos, pero en los perros y los gatos sólo causa una anemia leve y transitoria, o ningún signo de anemia. TABLA 10-2 © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Posología de los antibióticos nuevos y de los que suelen utilizarse en la práctica veterinaria NOMBRE GENÉRICO POSOLOGÍA Azitromicina Perros: 5-10 mg/kg; VO; 1 o 2 veces al día durante 5-20 días Gatos: 5-15 mg/kg; VO; 1, 2 o 4 veces al día durante 3-5 días Clindamicina Perros: 11 mg/kg; VO, SC o IV; 2 o 3 veces al día Gatos: 5-22 mg/kg; VO o SC; 1 o 2 veces al día Gentamicina Perros: 4,4-6,6 mg/kg; IV, SC o IM; 1 vez al día (preferiblemente por la mañana) Gatos: 2,2-4,4 mg/kg IV, SC o IM; 1 vez al día Amikacina 20-25 mg/kg; IV, SC o IM; 1 vez al día (preferiblemente por la mañana) Ticarcilina mas ácido clavulánico 50 mg/kg; IV; 1 o 4 veces al día Imipenem-cilastatina 3-7,5 mg/kg; IV* o IM†; 3 o 4 veces al día (o hasta cada 4 horas para las bacterias resistentes a varios fármacos) Enrofloxacino‡ Infección urinaria: 2,5 mg/kg; IV, IM, SC, VO; 2 veces al día Infección de los tejidos profundos: 7-20 mg/kg; IV, IM, SC, VO; 1 vez al día Septicemia: 30 mg/kg; IV; 1 vez al día Difloxacino 5-10 mg/kg; VO; 1 vez al día (utilizar una dosis más alta para los microorganismos con una CIM superior) Orbifloxacino 2,5-7,5 mg/kg; VO; 1 vez al día (utilizar una dosis más alta para los microorganismos con una CIM superior) Vancomicina Perros: 10-20 mg/kg; IV; 4 veces al día (infusión durante 30-60 minutos) Gatos: 15 mg/kg; IV; 2 o 3 veces al día (infusión durante 30-60 minutos) Metronidazol 7,5-10 mg/kg; VO o IV; 2 o 3 veces al día (se diluye y se administra lentamente durante 20 minutos) CIM, concentración inhibidora mínima; IM, intramuscular; IV, intravenoso; SC, subcutáneo; VO, oral. *Para infusión (inyección de imipenem-cilastatina), administrar durante 20-30 minutos. † Para inyección intramuscular (suspensión), reconstituir con lidocaína al 1%. ‡ Generalmente, cuando se administra por vía intravenosa, enrofloxacino se diluye y se administra durante 10-20 minutos. Los últimos informes indican que enrofloxacino puede asociarse a ceguera en los gatos cuando se utilizan dosis superiores a 5 mg/kg. Puede administrarse como inyección IV única una vez al día. 82 PARTE I Principios quirúrgicos generales El cloranfenicol oral se retiró del mercado durante un tiempo, pero actualmente se comercializa cloranfenicol en forma inyectable y en forma oral. Las tetraciclinas son eficaces contra muchas bacterias grampositivas y gramnegativas, incluyendo Chlamydia spp., rickettsias, espiroquetas, Mycoplasma spp., bacterias forma L y algunos protozoos. Generalmente, no son eficaces contra estafilococos, enterococos, Pseudomonas spp. y Enterobacteriaceae. Las tetraciclinas se distribuyen bien en la mayoría de los tejidos, excepto en el SNC, y alcanzan una buena concentración intracelular. Las tetraciclinas interfieren con la absorción de los productos que contienen quelatos de calcio. La unión del fármaco al calcio puede ser un problema en los animales jóvenes o en las hembras preñadas, y puede producirse decoloración de los dientes e inhibición del crecimiento óseo. NOTA: Las tetraciclinas son cáusticas, por lo que es muy importante que el paciente beba agua inmediatamente después de tragar el comprimido o la cápsula (en el caso de doxiciclina, el paciente puede tomar alimentos que no sean lácteos). Además, el comprimido puede quedarse en el esófago y producir esofagitis o incluso una estenosis benigna (especialmente en los gatos). fica que se distribuyen de forma limitada en los líquidos extracelular y cefalorraquídeo. Sin embargo, se distribuyen bien en el líquido pleural, el hueso, las articulaciones y la cavidad peritoneal. Ningún aminoglucósido se absorbe bien por vía oral. Dependen de la concentración más que del tiempo, lo que significa que se pueden administrar en dosis más altas a intervalos más largos (p. ej., una vez al día), una posología que conserva la eficacia, pero reduce la toxicidad renal. La deshidratación, la pérdida de electrólitos, las nefropatías prexistentes y el uso concurrente de otros fármacos nefrotóxicos (p. ej., fármacos antiinflamatorios no esteroideos [AINE]) aumentan la nefrotoxicidad de los aminoglucósidos. Otros posibles efectos secundarios son la ototoxicidad y el bloqueo neuromuscular. Las combinaciones de un -lactámico y un aminoglucósido suelen ser sinérgicas, y además evitan que las bacterias se vuelvan resistentes a estos fármacos. NOTA: Los fármacos `-lactámicos y los aminoglucósidos nunca deben mezclarse en la misma jeringa, vial o vía intravenosa (IV), porque puede producirse una reacción química que inactiva a uno o a los dos fármacos. Inhibición de la síntesis de ADN Eritromicina se absorbe fácilmente desde el sistema gastrointestinal superior y se difunde bien en la mayoría de los tejidos; sin embargo, tiene un espectro de actividad reducido y puede asociarse a náuseas y vómitos por su actividad procinética. Los nuevos derivados son claritromicina, azitromicina y diritromicina. Acitromicina (v. tabla 10-2) es activa contra bacterias aerobias, como estafilococos y estreptococos, y anaerobias. También tiene una buena actividad contra Mycoplasma spp. y microorganismos intracelulares, como Bartonella spp., Toxoplasma spp. y micobacterias atípicas. Se absorbe bien por vía oral y se tolera bien. El fármaco alcanza concentraciones tisulares extremadamente altas, por lo que sólo es necesario administrarlo una vez al día. Clindamicina, un derivado semisintético de lincomicina, tiene un espectro de acción limitado si se compara con eritromicina. Es activa contra patógenos grampositivos, incluyendo estafilococos, estreptococos, clostridios, varias especies de Actinomyces y algunas especies del género Nocardia. Es extremadamente eficaz contra muchas bacterias anaerobias. Suele utilizarse para tratar infecciones resistentes a penicilina y eritromicina, o en pacientes que no toleran estos fármacos. Es eficaz contra la osteomielitis estafilocócica, pero no es eficaz contra las bacterias gramnegativas. Los aminoglucósidos (p. ej., amikacina, gentamicina, canamicina, neomicina, netilmicina y tobramicina) también alteran la síntesis de proteínas, pero se unen de forma irreversible a los ribosomas bacterianos y son bactericidas. Son eficaces contra bacterias gramnegativas y grampositivas, incluyendo Enterobacteriaceae y pseudomonas, y tienen un efecto sinérgico con los antibióticos -lactámicos. Su actividad disminuye en los tejidos necrosados debido al material libre del ácido nucleico. Los microorganismos anaerobios son resistentes a los aminoglucósidos porque carecen del receptor necesario para el transporte dentro de la célula bacteriana. Los aminoglucósidos son polares, y, por tanto, insolubles en los lípidos, lo que signi- Las fluoroquinolonas (p. ej., enrofloxacino, difloxacino, ciprofloxacino, ofloxacino, marbofloxacino) (v. tabla 10-2) y las sulfas potenciadas (p. ej., trimetoprim-sulfa) inhiben la síntesis del ADN. Las fluoroquinolonas inactivan la ADN-girasa, impidiendo que la molécula del ADN se desespiralice durante la replicación del ADN y la transcripción en ácido ribonucleico mensajero (ARNm). Tienen una actividad bactericida rápida y son eficaces en las infecciones de los tejidos blandos, la neumonía, la osteomielitis y las infecciones urinarias causadas por microorganismos gramnegativos y estafilococos. También son eficaces contra Rickettsia rickettsii y posiblemente contra las bacterias L forma, pero su eficacia contra los cocos grampositivos, especialmente los enterococos (excepto estafilococos) y las bacterias anaerobias es variable. Otra ventaja que se ha observado es la actividad contra Pseudomonas aeruginosa, aunque los últimos estudios indican que se necesitan dosis superiores a las normales para conseguir este efecto. La dosis de enrofloxacino varía dependiendo del tejido diana (v. tabla 10-2). Aunque al principio se consideraba improbable que se desarrollaran resistencias a las fluoroquinolonas, algunas pseudomonas, Escherichia coli, Enterococcus y Staphylococcus spp. se han vuelto resistentes. En un hospital de medicina humana, el 80% de Staphylococcus aureus resistente a meticilina (SARM) desarrolló resistencia a ciprofloxacino durante el primer año que se administró a los pacientes. Se están produciendo brotes de SARM en todo el mundo. En EE. UU. y en Europa, la prevalencia de SARM era inferior al 3% al principio de los años ochenta, pero ha aumentado hasta el 40% en los años noventa. Las infecciones causadas por SARM se han convertido en un problema sanitario importante a nivel mundial, y tienen graves consecuencias para todas las áreas hospitalarias humanas, especialmente las salas quirúrgicas y las unidades de cuidados intensivos. Es probable que el uso indiscriminado de los antibióticos haga que sigan desarrollándose cepas resistentes tanto en los hospitales humanos como veterinarios. Los efectos secundarios de los antibióticos incluyen CAPÍTULO 10 vómitos, efectos sobre el SNC en animales de todas las edades y lesiones de los cartílagos en los animales en desarrollo. NOTA: Cuando se administra enrofloxacino por vía IV, debe administrarse lentamente en una solución diluida para evitar que produzca morbilidad en el paciente o incluso la muerte. Ciprofloxacino oral es mucho más barato que enrofloxacino, pero la biodisponibilidad es mucho menor en los perros (aproximadamente, 30%-40%) que en las personas (aproximadamente, 70%-80%), por lo que con frecuencia se administra una dosis inferior a la necesaria en los perros. Marbofloxacino tiene una acción de amplio espectro contra los patógenos principales que se encuentran en las infecciones quirúrgicas. Es seguro en los perros, y una única inyección IV de 2-4 mg/kg mantiene la concentración plasmática por encima de la CIM para Enterobacteriaceae y estafilococos durante 12-24 horas. Las combinaciones de trimetoprim y sulfonamida son eficaces para el tratamiento de la osteomielitis, la prostatitis, la neumonía, la traqueobronquitis, la pioderma y las infecciones urinarias. Estos fármacos combinados son bactericidas y actúan inhibiendo los pasos secuenciales de la síntesis de folato. Además, es menos probable que el tratamiento combinado dé lugar al desarrollo de cepas resistentes. Las combinaciones de trimetoprim y sulfonamida tienen un amplio espectro de actividad, que incluye a la mayoría de los estreptococos, muchos estafilococos y Nocardia spp. Generalmente, no son eficaces contra pseudomonas. Los posibles efectos secundarios incluyen queratoconjuntivitis seca, trombocitopenia, anemia, supresión de la médula ósea, vómitos, hipersensibilidad (es decir, vasculitis o artritis) y hepatopatía. Algunas razas, como los dóberman pinscher y los rottweilers, y algunas familias de perros tienen más probabilidades de sufrir efectos secundarios. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. CAUSAS DEL FRACASO DE LOS ANTIBIÓTICOS Y MECANISMOS DE LA RESISTENCIA A LOS ANTIBIÓTICOS El éxito del tratamiento con antibióticos se basa en administrar la dosis adecuada en el sitio de la infección de manera que mueran o se supriman suficientes bacterias para que el sistema inmunitario del paciente pueda controlar la infección. Los factores que contribuyen al fracaso de los antibióticos incluyen una dosis inadecuada (ya sea superior o inferior), la frecuencia y la vía de administración; una duración inadecuada del tratamiento; la selección incorrecta de los antibióticos (es decir, que no se basa en los cultivos y los antibiogramas); la incapacidad del antibiótico para aliviar la causa de la infección (p. ej., cuerpos extraños o implantes); la incapacidad del antibiótico para alcanzar el tejido diana a una dosis suficiente (p. ej., atravesar la barrera hematoencefálica); la resistencia bacteriana a los antibióticos (v. comentario más adelante); la depresión de la inmunidad del huésped (es decir, enfermedades concurrentes graves o debilitantes); la farmacocinética del fármaco; las reacciones del fármaco; los antagonistas de los antibióticos; y el diagnóstico incorrecto (es decir, enfermedades víricas o cuerpos extraños). La resistencia a los antibióticos puede ser el resultado de la destrucción enzimática del antibiótico (p. ej., algunas bacterias producen -lactamasas que inhiben los fármacos -lactámicos), la alteración de la permeabilidad bacteriana al antibiótico (p. ej., los Infecciones quirúrgicas y selección de antibióticos 83 estreptococos tienen una barrera impermeable natural frente a los aminoglucósidos, que puede superarse si se utiliza simultáneamente un fármaco con actividad contra la pared celular, como un -lactámico), la alteración estructural del objetivo del antibiótico (p. ej., puede desarrollarse resistencia a los aminoglucósidos si se altera la composición de las proteínas de los ribosomas bacterianos que sirven como receptores en los microorganismos susceptibles), o del desarrollo de rutas metabólicas alternativas que evitan la reacción antagonizada por el antibiótico en concreto. INFECCIONES QUIRÚRGICAS Clasificación de las heridas quirúrgicas Las heridas quirúrgicas se clasifican según el grado de contaminación, que ayuda a predecir la probabilidad de que se desarrolle una infección. Se dice que existe una infección bacteriana cuando hay más de 105 bacterias por gramo de tejido. El National Research Council desarrolló un sistema de clasificación (v. tabla 10-3) para que sirviera de base para comparar los distintos tipos de heridas, entre las distintas instituciones. Aunque esta clasificación es útil, hay ciertas superposiciones e inconsistencias entre los grupos y dentro de ellos. La tasa de infección de todos los tipos de heridas quirúrgicas es de alrededor del 5%. Una clasificación más extensa de las heridas quirúrgicas según el grado de contaminación produce cambios significativos en las tasas de infección. En los seres humanos existe una clara correlación entre las cuatro categorías de contaminación de las heridas (limpia, limpia contaminada, contaminada y sucia) y la tasa de infección del sitio quirúrgico. Se ha desarrollado un sistema de puntuación del índice de riesgo para predecir mejor el riesgo que tiene una persona de adquirir una infección en el sitio quirúrgico. Los factores relacionados con la intervención que se han asociado definitivamente con un riesgo alto de infección en los seres humanos incluyen el cambio del aire el día antes de la cirugía, la duración de la cirugía y la profilaxis con antibióticos. En un estudio reciente sobre perros y gatos que se habían sometido a una intervención quirúrgica (1000 intervenciones), la tasa de «infección/inflamación» fue del 5,8%, mientras que la tasa de «infección» fue del 3% (Eugster y cols., 2004). La infección se definió como la presencia de un drenaje purulento, un absceso o una fístula, mientras que infección/inflamación se utilizó cuando la herida estaba «infectada» o cuando se presentaron más de tres de los siguientes signos simultáneamente: rubor, tumefacción, dolor, calor, exudado seroso y dehiscencia de la herida. En este estudio, «infección» se asoció a tres factores de riesgo principales (duración de la cirugía, aumento del número de personas en el quirófano y sitio quirúrgico sucio) y a un factor protector (profilaxis antimicrobiana). El término «infección/inflamación» se asoció a seis factores significativos (duración anestésica, duración de la estancia en la unidad de cuidados intensivos tras la operación, drenaje de la herida, aumento de peso del paciente, sitio quirúrgico sucio y profilaxis antimicrobiana). Se ha publicado que la tasa de infección de las heridas limpias (v. tabla 10-3) varía entre 0 y el 4,4%. Dentro de esta categoría, es más probable que se infecten después de una intervención quirúrgica las heridas que se asocian a traumatismos graves con fracturas múltiples, intervenciones traumáticas (p. ej., artrodesis carpiana) o fracturas de la parte distal del radio o la tibia que requieren la colocación de placas. Con frecuencia, se piensa que la profilaxis antibiótica no reduce la tasa de infección excepto cuando la cirugía la realizan estudiantes o si la intervención dura más de 90 minutos. Sin embargo, en un estudio se determinó que la administración 84 PARTE I Principios quirúrgicos generales TABLA 10-3 Sistema de clasificación de las heridas* CLASIFICACIÓN DESCRIPCIÓN TIPO DE INTERVENCIÓN QUIRÚRGICA (EJEMPLOS) Limpia Heridas quirúrgicas no traumáticas, no inflamadas, cuando no se ha accedido a los sistemas respiratorio, gastrointestinal, genitourinario ni orofaríngeo Laparotomía exploratoria Esterilización programada Sustitución completa de cadera CAP Limpia contaminada Heridas quirúrgicas cuando se ha accedido a los sistemas respiratorio, gastrointestinal o genitourinario en condiciones controladas sin una contaminación inusual; o también, heridas limpias en que se ha colocado un drenaje Broncoscopia Colecistectomía Resección del intestino delgado Enterotomía Contaminada Heridas accidentales, abiertas, recientes; intervenciones en las que se ha derramado contenido gastrointestinal u orina infectada o se ha producido una alteración importante de la técnica aséptica Derrame biliar durante una colecistectomía o intervenciones de derivación biliar Masaje cardíaco abierto Cistotomía con derrame de orina infectada Laceraciones Sucia Heridas traumáticas antiguas con derrame purulento, tejido desvitalizado o cuerpos extraños; intervenciones quirúrgicas en las que se perfora una víscera o se produce contaminación fecal Escisiones o drenaje de un absceso Peritonitis Perforación del intestino Rotura de la vejiga urinaria causada por colecistitis necrosante Osteotomía de la ampolla debido a otitis media CAP, conducto arterioso persistente. *National Research Council, Division of Medical Sciences. perioperatoria de antimicrobianos reducía de forma eficaz la tasa de infecciones postoperatorias en los perros que se sometían a una intervención quirúrgica ortopédica programada (Whittem y cols., 1999). En este estudio, los antibióticos (penicilina G o cefazolina) se administraron dentro de los 30 minutos anteriores a la primera incisión quirúrgica y cada 90 minutos hasta que se terminó la cirugía. Después no se administraron más antibióticos. En otro estudio se demostró que no había diferencias significativas en la tasa de infección entre los animales con heridas limpias a los que se les administraban antibióticos preventivos adecuados en el período perioperatorio y los que no recibían antibióticos preventivos (Brown y cols., 1997). En este estudio, el fármaco empezaba a administrarse menos de 2 horas antes de la cirugía y se suspendía antes de que transcurrieran 24 horas desde la intervención. Sin embargo, en el mismo estudio se observó que la tasa de infección entre los animales a los que se les administraban antibióticos, sin seguir el protocolo mencionado antes, y los animales a los que se les administraban antibióticos sólo después de la intervención era más alta que la tasa de infección del grupo que no recibió ningún antibiótico. Esto subraya la importancia de utilizar los antibióticos preventivos de forma correcta. En un estudio reciente, los animales a los que se les administró antibióticos profilácticos tuvieron una probabilidad de sufrir una infección en el sitio quirúrgico de 6 a 7 veces inferior que los pacientes sin profilaxis (Eugster y cols., 2004). Por tanto, parece que los antibióticos profilácticos están indicados en algunas intervenciones limpias; sin embargo, es imprescindible que se administren durante el período de inducción y se suspendan dentro de las 24 horas posteriores a la intervención (preferiblemente, al acabar la cirugía). Las heridas limpias contaminadas (v. tabla 10-3) se identifican cuando se ha accedido a órganos luminales no estériles, pero no se ha producido un derrame significativo de su contenido. En esta categoría se incluyen las intervenciones en las que se produce una alteración menor de la técnica aséptica, como la perforación de un guante quirúrgico. La tasa de infección para este tipo de herida quirúrgica es del 4,5% al 9,3%; las fracturas limpias contaminadas de la pelvis y de los huesos largos se infectan con más frecuencia. En las heridas limpias contaminadas está indicada la profilaxis antimicrobiana, y la elección del antibiótico se basa en la microflora que se espera que se desarrolle. En un estudio realizado con 239 perros y gatos en los que se realizaron intervenciones quirúrgicas limpias contaminadas, se observó que los machos enteros y los animales con endocrinopatías concurrentes tenían un riesgo más alto de desarrollar infecciones postoperatorias en la herida (Nicholson y cols., 2002). La duración total de la intervención y la duración total anestésica fueron más largas en los animales en que se produjeron infecciones postoperatorias de la herida. No hubo otros factores estadísticamente significativos. En las heridas contaminadas (v. tabla 10-3) se ha observado una tasa de infección del 5,8% al 28,6%; las fracturas contaminadas de los huesos largos y de la pelvis, y las intervenciones urogenitales contaminadas son las que se infectan con más frecuencia. En las heridas contaminadas está indicada la profilaxis antimicrobiana, y la elección inicial del antibiótico se basa en la microflora que se espera que se desarrolle, y se modifica si es necesario una vez obtenidos los resultados del cultivo y el antibiograma. Estas heridas no se infectan al principio, pero pueden infectarse más adelante. El tratamiento precoz puede modificar mucho la evolución de las heridas contaminadas. El desbridamiento delicado, el lavado abundante y el tratamiento antibiótico pueden convertir estas heridas en heridas limpias, pero si el tratamiento no es adecuado pueden convertirse en heridas sucias, infectadas. CAPÍTULO 10 Las heridas sucias (v. tabla 10-3) son aquellas que presentan una gran infección en el momento de la intervención quirúrgica (p. ej., heridas traumáticas con tejido desvitalizado retenido, cuerpos extraños o contaminación fecal). El tratamiento de este tipo de heridas requiere el uso de antibióticos (la elección inicial del antibiótico se basa en la microflora que se espera que se desarrolle, y se modifica si es necesario una vez obtenidos los resultados del cultivo y el antibiograma), lavado abundante, desbridamiento, drenaje y, posiblemente, el uso de apósitos húmedos-secos para el desbridamiento completo de la herida al principio del período postoperatorio. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Clasificación de las infecciones quirúrgicas Las infecciones pueden afectar a los pacientes quirúrgicos en cuatro escenarios principales: 1) con la enfermedad quirúrgica primaria (p. ej., osteomielitis que se produce debido a una fractura abierta; piómetra; peritonitis secundaria a perforación gastrointestinal; o absceso prostático); 2) como una complicación de una intervención quirúrgica que normalmente no se asocia a infección; 3) como una complicación de las técnicas de apoyo, y 4) con los implantes protésicos. Las bacterias que causan infecciones asociadas a las enfermedades quirúrgicas primarias son características de un origen no estéril (p. ej., la piel, las vías urinarias o el tubo digestivo). Estas infecciones sólo dependen del tratamiento quirúrgico y no de la prevención quirúrgica. La selección inicial del antibiótico se basa en la microflora que se espera que se desarrolle, y se modifica una vez obtenidos los resultados del cultivo y el antibiograma. Los sitios de intervención quirúrgica que normalmente no se asocian a infección se infectan cuando se introducen bacterias desde superficies no estériles, como la piel, el sistema gastrointestinal o las vías urinarias, en el tejido estéril. En todas las intervenciones quirúrgicas se produce alguna contaminación bacteriana. El que se desarrolle una infección depende del número y de la virulencia de las bacterias, la competencia de las defensas del huésped y la cantidad de tejido dañado y de espacio muerto que causa la intervención. Las infecciones pueden reducirse al mínimo utilizando una técnica quirúrgica meticulosa, lavando la herida abundantemente, cerrando los espacios muertos y mediante la profilaxis antibiótica adecuada. La infección puede ser una complicación de las técnicas de apoyo, especialmente si se realizan en animales debilitados, traumatizados o inmunocomprometidos. Los catéteres venosos pueden asociarse a sepsis, que persistirá hasta que se retire el catéter. Los pacientes con cateterismo intravenoso prolongado deben vigilarse cuidadosamente por si se presenta una infección. Los catéteres cefálicos deben cambiarse cada 48-72 horas (aunque con los cuidados adecuados pueden usarse durante más tiempo si es necesario); los catéteres yugulares suelen durar de 7 a 10 días si se manejan de forma adecuada. Los catéteres urinarios son una fuente frecuente de infección en los pacientes perioperatorios si el cateterismo dura más de 2-3 días; el cuidado y mantenimiento adecuados pueden reducir este riesgo. En un estudio reciente, el cultivo bacteriano del extremo de los catéteres urinarios para diagnosticar las infecciones urinarias asociadas al catéter no resultó fiable, por lo que se recomendó que sólo se utilizase como una herramienta para hacer un cribado inicial (Smarick y cols., 2004). Los antibióticos sistémicos no protegen de las infecciones a los pacientes con catéteres urinarios permanentes. Estos catéteres deben conectarse a un sistema de drenaje cerrado para ayudar a prevenir la infección ascendente. La intu- Infecciones quirúrgicas y selección de antibióticos 85 bación endotraqueal prolongada fomenta el desarrollo de infecciones por la presencia de un cuerpo extraño, la interrupción del sistema mucociliar y la interrupción de la tos refleja eficaz. Los implantes protésicos son sustancias extrañas que se utilizan para sujetar, reconstruir o imitar la función de una estructura anatómica (es decir, sustitución total de cadera, mallas de polipropileno, suturas no reabsorbibles, prótesis vasculares, implantes de metal o cemento óseo de polimetilmetacrilato). La presencia de un material extraño en las heridas contaminadas o infectadas aumenta significativamente la probabilidad de que se produzca una infección crónica y rechazo del implante. El tratamiento antibiótico rara vez tiene éxito hasta que se retira el implante, porque los implantes inhiben a los fármacos y los mecanismos de defensa que afectan a las bacterias, en parte debido a la formación de biopelículas. Las biopelículas se forman cuando las bacterias se adhieren a una superficie en un entorno acuoso y empiezan a excretar una sustancia viscosa, pegajosa, que las sujeta sobre la superficie de los implantes médicos y los tejidos. Pueden estar formadas por una única especie bacteriana, pero generalmente constan de muchas especies de bacterias, junto con hongos, algas, protozoos, detritos y productos de la corrosión. Una vez que se unen a la superficie, los microorganismos de la biopelículas son extremadamente resistentes a los antibióticos. Si los implantes son biocompatibles y estériles, y se colocan utilizando una técnica quirúrgica aséptica adecuada, es raro que se produzca infección y rechazo posterior del implante. La bacteriemia transitoria (p. ej., la que se produce tras la limpieza dental con ultrasonidos) puede sembrar los implantes porosos (p. ej., de metilmetracrilato) con bacterias y producir una infección. Por tanto, los pacientes con implantes quirúrgicos que requieren estas intervenciones deben tratarse antes con antibióticos preventivos. Prevención de las infecciones quirúrgicas El objetivo principal de la cirugía aséptica es prevenir la infección de las heridas quirúrgicas. Los factores que pueden determinar si se ha producido la contaminación microbiana de una herida quirúrgica incluyen factores del huésped (es decir, la edad, el estado físico, el estado nutricional, las técnicas diagnósticas, los trastornos metabólicos concurrentes y el tipo de herida), las prácticas de quirófano y las características de los contaminantes bacterianos. Los pacientes de más de 10 años de edad pueden tener predisposición a las infecciones debido a la incapacidad para desarrollar una respuesta inmunitaria adecuada o por la presencia concurrente de trastornos debilitantes, como hiperadrenocorticismo, diabetes mellitus o enteropatía con pérdida de proteínas. Los pacientes de menos de 1 año de edad pueden estar predispuestos a las infecciones, debido a que el sistema inmunitario no está desarrollado por completo. El riesgo aumenta en los pacientes con desnutrición proteínica y calórica (v. capítulo 11), especialmente si tienen hipoproteinemia. Los métodos de diagnóstico (es decir, cateterismo uretral, toracocentesis y abdominocentesis, y el cateterismo intravenoso), el tratamiento inmunosupresor (es decir, con corticoides o quimioterapia contra el cáncer), los períodos largos de hospitalización, el tratamiento antibiótico anterior, las infecciones remotas y el drenaje de la herida o de una cavidad orgánica también pueden predisponer al animal a la infección. La duración de la cirugía es un factor de riesgo para la infección; en un estudio reciente se determinó que el riesgo de infección se duplicaba cada 70 minutos durante una intervención quirúrgica (Eugster y cols., 2004). 86 PARTE I Principios quirúrgicos generales NOTA: La duración de la cirugía (y la anestesia) debe reducirse al mínimo en la cirugía de pequeños animales, y debe prestarse una atención especial en los hospitales docentes, donde la cirugía y la anestesia suelen prolongarse más de lo necesario para realizar la propia intervención quirúrgica. Las condiciones locales de la zona quirúrgica (es decir, la presencia de tejido necrosado, hematomas, bolsas de suero, infección local, cuerpos extraños o espacios muertos) pueden influir en la sensibilidad del paciente a las infecciones, porque permiten la proliferación bacteriana e inhiben la respuesta normal del huésped. En un estudio reciente se identificó la duración anestésica como un factor de riesgo para la infección postoperatoria de las heridas independiente de la duración de la cirugía (Beal y cols., 2000). Por tanto, debe reducirse al mínimo el tiempo de preparación del paciente para que disminuyan las infecciones postoperatorias. Además, las técnicas de diagnóstico por imagen, como la mielografía, la ecografía o la radiografía, deben minimizarse en el período perioperatorio inmediato. La hipotermia perioperatoria debe reducirse al mínimo, porque puede disminuir la resistencia innata del paciente a las infecciones bacterianas. Sin embargo, en un estudio realizado por Beal y cols. no se encontraron diferencias estadísticamente significativas entre los pacientes que desarrollaron una infección y los que no. En un estudio, los pacientes a los que se les administró propofol tenían una probabilidad 3,8 veces superior de desarrollar infecciones postoperatorias de las heridas que los animales a los que no se les administró el fármaco (Heldman y cols., 1999). Se cree que esto se debió a la contaminación del propofol por el personal del hospital. El propofol debe prepararse y manejarse utilizando una técnica aséptica estricta, y el fármaco que no se utilice debe desecharse inmediatamente. Las prácticas de quirófano (es decir, los principios de la técnica aséptica, la esterilización y desinfección, la preparación del entorno quirúrgico, ponerse la bata y los guantes, y la preparación del paciente, del campo quirúrgico y del personal quirúrgico) son importantes para prevenir la infección de las heridas quirúrgicas y se analizan en los capítulos 1 a 7. Existen muchas pruebas que apoyan que las bacterias endógenas (es decir, bacterias procedentes del paciente) son responsables de la mayoría de las infecciones de las heridas. En un estudio reciente se observó que el riesgo de infección en la zona quirúrgica aumentaba 1,3 veces cada vez que una persona nueva entraba en el quirófano (Eugster y cols., 2004). El manejo atraumático adecuado del tejido y el uso del instrumental también son importantes para prevenir la infección. El tejido traumatizado es un soporte para el crecimiento bacteriano y mantiene las defensas del huésped deterioradas. Además, el tejido traumatizado o necrosado tiene poco oxígeno, lo que permite el crecimiento de bacterias anaerobias. Cuando la integridad del tejido se altera durante la cirugía, la fagocitosis y la inmunidad humoral disminuyen considerablemente. Los cirujanos sin experiencia causan más traumatismo tisular que los cirujanos experimentados, por lo que aumenta la sensibilidad a las infecciones. Las características de los contaminantes bacterianos pueden influir en las infecciones adquiridas quirúrgicamente. Los microorganismos que es más probable que causen una infección de la herida quirúrgica son las bacterias resistentes del entorno. Generalmente, estas infecciones se adquieren durante la hospitalización y se denominan infecciones nosocomiales. Las heridas quirúrgicas son un sitio común para que se produzcan infecciones nosocomiales. El abuso de los antibióticos, los catéteres permanentes (intravenosos o urinarios), los métodos de diagnóstico (lavado transtraqueal, toracocentesis, abdominocentesis), la edad avanzada (mayores de 10 años) y las enfermedades crónicas debilitantes son factores de riesgo para las infecciones nosocomiales. Para prevenir estas infecciones es necesario controlar la microflora endógena (es decir, la preparación del paciente [v. capítulo 6]), reducir la transmisión bacteriana (es decir, lavarse las manos, ponerse guantes, desinfección y esterilización [v. capítulos 2, 7 y 8]), controlar el entorno hospitalario (manteniendo una limpieza y desinfección adecuadas, y siguiendo los protocolos de esterilización hospitalaria [v. capítulo 4]) y utilizar los antibióticos de forma racional, basándose en las necesidades del paciente y en los resultados de los cultivos y los antibiogramas. USO PROFILÁCTICO Y TERAPÉUTICO DE LOS ANTIBIÓTICOS Uso profiláctico En el sitio quirúrgico debe haber antibióticos profilácticos durante el período de contaminación potencial para prevenir el crecimiento de microorganismos patógenos contaminantes. En el cuadro 10-1 CUADRO 10-1 Ejemplos de intervenciones quirúrgicas en las que se aconseja el uso de antibióticos profilácticos Indicaciones generales • Intervenciones quirúrgicas de más de 90 minutos de duración • Implantes de prótesis (p. ej., mallas, marcapasos, prótesis vasculares, cemento óseo) • Pacientes que tienen una prótesis (p. ej., cadera completa, marcapasos, cemento óseo) que van a someterse a una intervención quirúrgica (p. ej., limpieza dental, heridas por traumatismo, cirugía colorrectal) • Heridas gravemente infectadas o traumatizadas Intervenciones ortopédicas • • • • Sustitución completa de la cadera Reparación de fracturas abiertas Reparación de fracturas extensas Otras intervenciones programadas Intervenciones respiratorias • Resección de uno o varios lóbulos infectados • Cierre de una fístula broncoesofágica Intervenciones gastrointestinales • • • • • • • • Anastomosis del colon o colectomía Estrangulación u obstrucción Absceso pancreático Resección gástrica debido a dilatación-vólvulos Cirugía anal y rectal Cirugía esofágica Herniorrafia perineal Cirugía hepatobiliar con infección Intervenciones urogenitales • Cirugía renal, ureteral, de la vejiga o la uretra si hay orina infectada CAPÍTULO 10 se enumeran las interve nciones quirúrgicas en las que se aconseja utilizar antibióticos profilácticos. Los antibióticos no sustituyen a la técnica aséptica adecuada, el manejo meticuloso y atraumático de los tejidos, la hemostasia cuidadosa, el uso adecuado de las suturas, la conservación de la irrigación sanguínea, la eliminación del espacio muerto y la aposición anatómica de los tejidos. La selección racional de los antibióticos para la profilaxis antimicrobiana requiere identificar a los microorganismos que es más probable que causen la contaminación y los fármacos a los que son más sensibles. Para la profilaxis antimicrobiana es necesaria la selección empírica de los fármacos. La selección de los antibióticos debe basarse en la experiencia clínica y en los resultados de los estudios publicados sobre la microbiología de las infecciones de los pequeños animales. La selección empírica de un antibiótico para prevenir o tratar una infección requiere un fármaco que sea eficaz contra al menos el 80% de los patógenos probables. Los patógenos que generalmente son los responsables de las infecciones postoperatorias de las heridas en los pequeños animales son Staphylococcus spp. (especialmente, S. aureus), E. coli y Pasteurella spp. (especialmente en los gatos). En la tabla 10-4 se enumeran los microorganismos que es más probable que se asocien a intervenciones quirúrgicas, agrupados según el sistema orgánico. Las consideraciones especiales a la hora de seleccionar y administrar los antibióticos profilácticos se presentan en el cuadro 10-2. Cefazolina no tiene efectos secundarios sobre la agregación plaquetaria, el tiempo de hemorragia, el recuento de plaquetas, el tamaño de las plaquetas, el tiempo de protrombina o el tiempo de tromboplastina parcial activada, por lo que es una buena opción para su uso como antibiótico perioperatorio en perros con trastornos que les predisponen a complicaciones hemostáticas. Los antibióticos profilácticos intravenosos deben administrarse entre 1 hora y 30 minutos antes de realizar la primera incisión quirúrgica, y deben suspenderse al acabar la intervención o en las 24 horas siguientes (v. cuadro 10-2). Infecciones quirúrgicas y selección de antibióticos 87 el uso de un antibiótico, el objetivo es elegir un fármaco que sea activo de forma selectiva para los microorganismos que es más probable que estén produciendo la infección, que sea lo menos tóxico posible, que elimine las bacterias en el sitio de la infección y que no influya negativamente en el sistema inmunitario del huésped. Los antibióticos terapéuticos están indicados en los pacientes quirúrgicos con infección sistémica muy evidente (es decir, septicemia o bacteriemia); cuando hay infección en la zona quirúrgica o en una cavidad orgánica (p. ej., infección de la herida, piotórax o absceso abdominal); o si se va a realizar cualquiera de las intervenciones quirúrgicas contaminadas o sucias que se enumeran en el cuadro 10-1. Generalmente, la antibioterapia CUADRO 10-2 Consideraciones para la selección y administración de antibióticos profilácticos Selección de los antibióticos • Determinar qué sistema está implicado y cuál es el microorganismo más probable (v. tabla 10-4) • Cefazolina alcanza concentraciones adecuadas para prevenir el crecimiento bacteriano de la mayoría de los contaminantes comunes Momento en que se administran los antibióticos Entre 30 minutos y 1 hora antes de realizar la primera incisión quirúrgica Dosis de cefazolina 22 mg/kg Vías de administración del antibiótico Intravenosa; puede repetirse cada 1,5-2 horas, dependiendo de la duración de la cirugía Uso terapéutico Duración de la administración de los antibióticos El uso terapéutico de los antibióticos se basa en el juicio clínico, el conocimiento de los mecanismos de acción (v. comentario más arriba) y los factores microbiológicos. Cuando está indicado Se suspende inmediatamente después de cerrar la herida quirúrgica o en las 24 horas siguientes TABLA 10-4 © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Microorganismos que se aíslan con más frecuencia en varios sistemas orgánicos INTERVENCIÓN, SISTEMA O TRASTORNO PATÓGENOS PROBABLES Cirugía torácica (intervenciones pulmonares y cardiovasculares) Staphylococcus spp., bacilos gramnegativos Cirugía ortopédica (p. ej., sustitución completa de la cadera, fijación interna prolongada) Staphylococcus spp. Cirugía gástrica e intestinal superior (pacientes de alto riesgo) Cocos grampositivos, bacilos entéricos gramnegativos, anaerobios Cirugía de las vías biliares (pacientes de alto riesgo) Bacilos entéricos gramnegativos, anaerobios (especialmente Streptococcus spp., Clostridium spp.) Cirugía colorrectal Bacilos entéricos gramnegativos, anaerobios (especialmente Bacteroides spp., Streptococcus spp.) Sistema urogenital (p. ej., piómetra, endometritis) Escherichia coli, Streptococcus spp., anaerobios Heridas profundas, penetrantes (p. ej., heridas con menos de 6 horas de antigüedad, heridas por mordedura) Anaerobios, bacterias facultativas Intervenciones odontológicas (pacientes con cardiopatía valvular) Staphylococcus spp., Streptococcus spp., bacterias facultativas, anaerobios 88 PARTE I Principios quirúrgicos generales se empieza antes de la cirugía y se continúa hasta al menos 2-3 días después de la resolución aparente de la infección; la duración máxima del tratamiento depende de la toxicidad del fármaco y de la enfermedad que se trata. Las consideraciones especiales con respecto a la selección y administración de antibióticos terapéuticos se enumeran en el cuadro 10-3. Inicialmente, el éxito del tratamiento se determina observando la respuesta del paciente durante un mínimo de 2-3 días. Si el estado del animal no ha mejorado en ese tiempo, hay que cuestionarse si la antibioterapia es correcta. Será necesario volver a investigar si el diagnóstico inicial es correcto; si los resultados del cultivo y del antibiograma son fiables; si el microorganismo patógeno es sensible al antibiótico; si la dosis, la vía y la frecuencia de administración son las correctas; si existe un cuerpo extraño o un foco no drenado de infección; si una infección nueva se ha superpuesto a la infección original; y/o si los mecanismos de defensa del huésped están gravemente comprometidos. En la mayoría de las infecciones quirúrgicas, para que la antibioterapia sea eficaz también debe utilizarse un tratamiento complementario, que puede ser el drenaje de las acumulaciones de suero, pus o sangre desde la herida quirúrgica o las cavidades orgánicas, el desbridamiento concurrente del tejido necrosado, el lavado continuado de las heridas infectadas, la eliminación de cuerpos extraños o los implantes infectados, la eliminación de CUADRO 10-3 los cálculos urinarios, la eliminación de pus de un absceso abdominal, el desbridamiento de la osteomielitis crónica o el drenaje de la artritis supurativa. Bibliografía Beal MW, Brown DC, Shofer FS: The effects of perioperative hypothermia and the duration of anesthesia on postoperative wound infection rate in clean wounds: a retrospective study, Vet Surg 29:123, 2000. Brown DC, Conzemius MG, Shofer F et al: Epidemiologic evaluation of postoperative wound infections in dogs and cats, J Am Vet Med Assoc 210:1302, 1997. Eugster S, Schawalder P, Gaschen F et al: A prospective study of postoperative surgical site infections in dogs and cats, Vet Surg 33:542, 2004. Heldman E, Brown DC, Shofer F: The association of propofol usage with postoperative wound infection rate in clean wounds: a retrospective study, Vet Surg 28:256, 1999. Nicholson M, Beal M, Shofer F et al: Epidemiologic evaluation of postoperative wound infection in clean-contaminated wounds: A retrospective study of 239 dogs and cats, Vet Surg 31:577, 2002. Papich MG: Antibacterial drug therapy: focus on new drugs, Vet Clin North Am Small Anim Pract 28:215, 1998. Smarick SD, Haskins SC, Alrdich J et al: Incidence of catheter-associated urinary tract infection among dogs in a small animal intensive care unit, J Am Vet Med Assoc 224:1936, 2004. Whittem TL et al: Effect of perioperative prophylactic antimicrobial treatment in dogs undergoing elective orthopedic surgery, J Am Vet Med Assoc 215:212, 1999. Lecturas recomendadas Consideraciones sobre la selección y administración de antibióticos terapéuticos Selección del antibiótico • Determinar qué sistema está implicado y cuál es el microorganismo patógeno más probable, para establecer el tratamiento primario (v. tabla 10-4). • Obtener muestras representativas para realizar la tinción de Gram, estudios citológicos, y un cultivo y un antibiograma (p. ej., líquido, tejido, implantes, restos necrosados). Es mejor obtener las muestras para el cultivo antes de administrar antibióticos, si este tiempo de espera no supone un riesgo inaceptable para el paciente. • Asegurarse de que el antibiótico alcanza el tejido diana. • Si existen varios antibióticos eficaces, seleccionar el que sea más barato, menos tóxico y más práctico de administrar. Si el paciente debe seguir recibiendo el tratamiento una vez haya salido del hospital, es mejor elegir un fármaco que se administre por vía oral. Momento en que se administran los antibióticos Tan pronto como se hayan obtenido las muestras, empezando con la antibioterapia empírica. Dosis Deben seguirse cuidadosamente las dosis recomendadas. Vías de administración del antibiótico Tratar al animal durante 2-3 días y después valorar su estado; si ha mejorado, continuar con el tratamiento; si no ha mejorado, volver a evaluar y considerar cambiar de antibióticos. Duración de la administración de antibióticos La duración depende del efecto del antibiótico, la toxicidad y el trastorno que se esté tratando; debe administrarse hasta al menos 2-3 días tras la resolución aparente de la infección. Albarellos G, Montoya L, Ambros L et al: Multiple once-daily dose pharmacokinetics and renal safety of gentamicin in dogs, J Vet Pharmacol Therap 27:21, 2004. Los autores comprobaron en seis perros adultos sanos que gentamicina alcanza concentraciones terapéuticas seguras si se administra a una dosis de 6 mg/kg de peso una vez al día. Barker CW, Zhang W, Sanchez S et al: Pharmacokinetics of imipenem in dogs, Am J Vet Res 64:694, 2003. En un estudio con seis perros sanos, imipenem se absorbió rápidamente y por completo después de administrarlo por vía subcutánea y por vía intramuscular. Bidgood TL, Papich MG: Comparison of plasma and interstitial fluid concentration of doxycycline and meropenem following constant rate intravenous infusion in dogs, Am J Vet Res 64:1040, 2003. En un ensayo con seis beagles, se observó que las concentraciones de doxiciclina en el líquido intersticial eran inferiores a las de la sangre, debido a la unión con proteínas. Boothe DM, Boeckh A, Boothe HW et al: Tissue concentrations of enrofloxacin and ciprofloxacin in anesthetized dogs following a single intravenous administration, Vet Therap 2:120, 2001. En un estudio realizado con cuatro perros anestesiados, enrofloxacino estaba presente en todos los tejidos examinados tras su administración IV, pero su concentración era inferior en la tráquea, el cartílago articular, la grasa, los tendones y el humor acuoso. Frazier DL, Thompson L, Trettien A et al: Comparison of fluoroquinolone pharmacokinetic parameters after treatment with marbofloxacin, enrofloxacin, and difloxacin in dogs, J Vet Pharmacol Therap 23:293, 2000. Marbofloxacino tiene la vida media más larga en el plasma, y difloxacino tiene las concentraciones urinarias más bajas. Gelatt KN, van der Woerdt A, Ketring KL et al: Enrofloxacin-associated retinal degeneration in cats, Vet Ophthal 4:99, 2001. Se estudiaron diecisiete animales con degeneración retiniana evidente producida por enrofloxacino; algunos animales recuperaron la vista. Mealey KL: Penicillins and beta-lactamase inhibitor combinations, J Am Vet Med Assoc 218:1893, 2001. CAPÍTULO 10 © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Es una revisión muy buena de las -lactamasas y los inhibidores que se han utilizado combinados con las penicilinas: ácido clavulánico, sulbactam y tazobactam. Melendez LD, Twedt DC, Wright M: Suspected doxycycline-induced esophagitis with esophageal stricture formation in three cats, Fel Pract 28:10, 2000. Al parecer, la doxiciclina fue la responsable de la esofagitis y la estenosis esofágica consecuente en tres gatos, probablemente porque el fármaco se quedó retenido en el esófago en vez de pasar rápidamente al estómago. Moore KW, Trepanier LA, Lautzenhiser SA et al: Pharmacokinetics of ceftazidime in dogs following subcutaneous administration and continuous infusion and the association with in vitro susceptibility of Pseudomonas aeruginosa, Am J Vet Res 61:1204, 2000. En un estudio realizado con 10 perros sanos, ceftazidima administrada a una dosis de 30 mg/kg por vía SC o como una IVC de 4,1 mg/kg/h alcanzó una concentración sérica suficiente para tratar Pseudomonas aeruginosa. Morgan MR, Gaynor JS, Monnet E: The effects of sodium ampicillin, sodium cefazolin, and sodium cefoxitin on blood pressures and heart rates in healthy, anesthetized dogs, J Am Anim Hosp Assoc 36:111, 2000. En un estudio realizado con 40 perros sanos anestesiados, se observó que estos antibióticos eran seguros. Rebuelto M, Albarellos G, Ambros I et al: Pharmacokinetics of ceftriaxone administered by the intravenous, intramuscular or subcutaneous routes to dogs, J Vet Pharmacol Therap 25:73, 2002. Infecciones quirúrgicas y selección de antibióticos 89 En un estudio en el que se administraron 50 mg de ceftriaxona/kg peso corporal por vía SC o IM, a seis perros, se observó que el fármaco era eficaz para tratar la mayoría de las infecciones susceptibles si se administraba 1-2 veces. Rodriques J, Poeta P, Martins A et al: The importance of pets as reservoirs of resistant Enterococcus strains, with special reference to vancomycin, J Vet Med 49:278, 2002. En un estudio realizado en Portugal, no se aislaron enterococos resistentes a vancomicina en los perros. Shamir MH, Leisner S, Klement E et al: Dog bite wounds in dogs and cats: a retrospective study of 196 cases, J Vet Med 49:107, 2002. En un estudio realizado con 185 perros y 11 gatos que habían sido mordidos por otros perros, sólo se produjo mortalidad en los casos en que había lesiones torácicas y abdominales. Trepanier LA, Danhof JT, Watrous D: Clinical findings in 40 dogs with hypersensitivity associated with administration of potentiated sulfonamides, J Vet Int Med 17:647, 2003. Los samoyedos y los schnauzers miniatura se presentaban en un número excesivo, y los signos clínicos se hicieron evidentes de 5 a 36 días después de empezar a administrar el fármaco. Los signos más frecuentes fueron fiebre y trombocitopenia, pero hubo muchos otros problemas asociados a la administración de fármacos sulfa. van den Hoven R, Wagenaar J, Walker R: In vitro activity of difloxacin against canine bacterial isolates, J Vet Diagn Invest 12:218, 2000. Difloxacino mostró una actividad similar a enrofloxacino, pero fue más bactericida contra Staphylococcus intermedius que enrofloxacino. 90 PARTE I Principios quirúrgicos generales C A P Í T U L O 11 Atención postoperatoria del paciente quirúrgico Los cuidados del paciente quirúrgico no terminan cuando acaba la intervención. La atención postoperatoria de estos pacientes suele determinar el resultado final; en el caso de los pacientes críticos puede determinar su supervivencia. La atención postoperatoria implica normalizar la hemostasia, controlar el dolor (v. capítulo 13) y reconocer las complicaciones precozmente. El reconocimiento precoz de las alteraciones potencialmente catastróficas facilita el tratamiento y la recuperación. A lo largo de este libro se han incluido recomendaciones sobre el cuidado postoperatorio, así como información sobre el tratamiento de enfermedades específicas; en este capítulo se ofrecen las recomendaciones generales para los animales que se someten a una intervención quirúrgica. Después de la cirugía, los animales deben llevarse a una sala de recuperación donde estén tranquilos y se les pueda observar. Los pacientes geriátricos, los pacientes enfermos o debilitados (p. ej., los que tienen disfunción renal, hepatopatía, vómitos o diarrea) y los pacientes que se han sometido a una intervención quirúrgica larga deben mantenerse con líquidos intravenosos (IV) hasta que puedan comer y beber. Debe prestarse mucha atención a la velocidad de administración de los líquidos y a las pérdidas urinarias para evitar la depleción del volumen, los desequilibrios electrolíticos graves y/o los trastornos acidobásicos. Deben controlarse la temperatura, el pulso y la respiración al menos una vez cada hora (o con más frecuencia en los pacientes críticos) hasta que la temperatura sea normal y el animal esté alerta. Los animales con hipotermia pueden necesitar que se les caliente de forma activa en jaulas calientes, con botellas o guantes de agua caliente, mantas calientes o mantas con aire caliente circulante. Los animales que permanecen recostados deben cambiarse de postura alternando entre el decúbito lateral derecho e izquierdo o colocándolos en decúbito esternal hasta que puedan sentarse o mantenerse de pie sin ayuda. Puede ser necesario evaluar el hematocrito, los gases sanguíneos, la presión arterial y/o la saturación de oxígeno. Si el paciente tiene hipoxia (es decir, la presión parcial de oxígeno arterial [PaO2] es inferior a 80 mm mientras respira el aire ambiental), debe considerarse la administración de oxígeno mediante una jaula de oxígeno, por insuflación nasal (v. p. 27) o utilizando una mascarilla. Los pacientes que no pueden orinar sin ayuda (p. ej., pacientes con enfermedad de los discos intervertebrales) requieren cuidados especiales; en los capítulos 36-41 se ofrece información sobre el tratamiento de los animales con neuropatías. 90 La anestesia, los trastornos tóxicos o metabólicos, las enfermedades primarias del tronco del encéfalo o el aumento de la presión intracraneal pueden causar depresión del sistema nervioso central (SNC). Los pacientes que tardan en recuperarse de la anestesia deben evaluarse por si se ha producido aumento de la presión intracraneal, especialmente si tenían previamente una enfermedad o un traumatismo del SNC. Después de la cirugía pueden producirse convulsiones (contracciones paroxísticas causadas por un funcionamiento anómalo del cerebro) debido a los fármacos anestésicos (p. ej., ketamina), a intervenciones diagnósticas (p. ej., mielografía), a enfermedad intracraneal primaria que se produce secundariamente a una cirugía intracraneal, o debido a otras enfermedades que afectan a la función cerebral (p. ej., comunicación portosistémica, hipocalcemia tras las intervenciones quirúrgicas de la glándula tiroidea o de las glándulas paratiroideas, o hipoglucemia asociada a insulinoma). La mayoría de las convulsiones duran poco y se resuelven antes de empezar un tratamiento; sin embargo, los pacientes con crisis epilépticas o con accesos convulsivos deben tratarse inmediatamente, aunque no se conozca la causa primaria. Algunos animales, como los que tienen hipoxemia intensa [PaO2 inferior a 50-60 mm Hg), hipercapnia intensa (presión parcial de dióxido de carbono arterial [PaCO2] superior a 50-60 mm Hg) o aumento de la presión intracraneal, pueden necesitar ventilación mecánica tras la cirugía. Pueden utilizarse ventiladores ciclados por presión o ciclados por volumen. La tasa respiratoria y el volumen tidal deben ajustarse de forma que la PaCO2 se mantenga entre 30 y 40 mm Hg y la PaO2 sea superior a 60 mm Hg. Hay que evitar que la presión en las vías respiratorias sea demasiado alta. Generalmente, la PaO2 es cinco veces superior a la concentración fraccional del oxígeno inspirado (FIO2) (p. ej., si un paciente respira un 40% de oxígeno, se esperaría que la PaO2 fuera de 200 mm Hg); los valores inferiores pueden indicar una alteración del intercambio gaseoso. Dependiendo del grado de deterioro, puede ser necesario aplicar un tratamiento, como presión espiratoria final positiva (PEFP), que aumenta la capacidad residual funcional y el volumen para el intercambio gaseoso, y reduce el colapso alveolar. La PEFP puede proporcionarse con un equipo sofisticado o colocando el extremo espiratorio del circuito de respiración debajo del agua. La presión contra la que respira el paciente (normalmente de 2 a 5 cm H2O) depende de a qué profundidad se sumerja el extremo espiratorio en el agua. CAPÍTULO 11 Las hemorragias pueden estar causadas por la cirugía o por una enfermedad subyacente. Las hemorragias graves reducen el volumen de sangre circulante y la capacidad para transportar oxígeno, produciendo más adelante colapso cardiovascular. Las hemorragias intensas pueden producir signos clínicos evidentes, pero puede ser difícil descubrir las hemorragias ocultas en una cavidad corporal. La palidez de las mucosas, el aumento en el tiempo de rellenado capilar, el pulso débil y la frecuencia cardíaca alta son signos inespecíficos de hemorragia, pero estos parámetros deben vigilarse cuidadosamente después de la cirugía. Si se sospecha que puede producirse una hemorragia debe evaluarse el hematocrito con frecuencia, aunque no suele variar en las hemorragias agudas. Aunque los animales normales pueden perder aproximadamente el 10% de su volumen sanguíneo sin que se produzcan consecuencias graves, muchos pacientes postoperatorios no pueden tolerar esta pérdida. Las hemorragias deben eliminarse o reducirse al mínimo y se debe reponer el volumen sanguíneo. La elección del producto de sustitución depende del comienzo del déficit, de los signos clínicos y de la posibilidad de que se produzcan complicaciones. Si la hemodilución no es un problema, puede administrarse una solución de electrólitos equilibrada (p. ej., Normosol-R). Puede administrarse rápidamente de dos a tres veces el volumen de sangre que se ha perdido (sin superar los 60-90 mL/kg). La presión venosa central se mide para evaluar la reposición del volumen, especialmente en los pacientes con cardiopatía importante. Después de la reanimación deben evaluarse el hematocrito y los sólidos totales a intervalos frecuentes. Los pacientes críticos deben tener un hematocrito del 25% al 35%. Un hematocrito ligeramente inferior al normal disminuye la viscosidad de la sangre, reduciendo la poscarga de forma eficaz y mejorando el gasto cardíaco. Si el hematocrito no supera el 20% o si es probable que la hemodilución o la hemorragia hagan que caiga por debajo del 20%, deben administrarse productos sanguíneos (v. cuadro 5-1, p. 25). La sangre completa, fresca, reemplaza los eritrocitos, las proteínas plasmáticas, las plaquetas y los factores de la coagulación. Si el animal no tiene hipoproteinemia, puede administrársele un concentrado de eritrocitos. Todos los productos sanguíneos deben administrarse utilizando un sistema de filtrado. Si el paciente tiene hipoproteinemia pero no tiene anemia, se le puede administrar plasma u otras soluciones coloidales, como hetastarch, para aumentar la presión oncótica del plasma (v. p. 28). © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. NOTA: Los líquidos que contienen calcio no deben utilizarse como diluyentes o para limpiar las vías que contienen productos sanguíneos, porque puede producirse coagulación en el tubo. ABORDAJE NUTRICIONAL DEL PACIENTE QUIRÚRGICO Un componente importante de los cuidados postoperatorios es el apoyo nutricional de los pacientes debilitados o anoréxicos. La desnutrición se define como la pérdida progresiva de la masa muscular y el tejido adiposo debido a una ingestión inadecuada de proteínas y calorías o a un aumento de sus demandas. Las consecuencias que pueden derivarse de la desnutrición proteínicocalórica (DPC) son atrofia muscular y orgánica, deterioro de la inmunocompetencia, cicatrización ineficaz, anemia, hipoproteine- Atención postoperatoria del paciente quirúrgico 91 CUADRO 11-1 Diagnóstico de la desnutrición proteínico-calórica* • Pérdida de peso superior al 10% del peso corporal normal • Anorexia o hiporexia (es decir, ingestión insuficiente de nutrientes) durante más de 5 días, o si espera que disminuya la ingestión de nutrientes más de 5 días • Aumento de la pérdida de nutrientes (es decir, si hay vómitos, diarrea, heridas graves o quemaduras) • Aumento de las necesidades de nutrientes (es decir, debido a traumatismo, cirugía, infección, quemaduras o fiebre) • Antecedentes de enfermedad crónica • Concentración sérica de albúmina inferior o igual a 2,5 g/dL *Estos hallazgos indican DPC. Cuantos más de estos hallazgos estén presentes, más probable será que exista DPC. Sin embargo, no se encontrarán todos estos hallazgos en un paciente con DPC, y no todos los pacientes con uno de estos hallazgos tendrán DPC. mia, disminución de la resistencia a las infecciones y la muerte. Por estos motivos, los pacientes con DPC requieren suplementos de nutrientes durante el tratamiento del trastorno subyacente. Existen varias alteraciones que pueden causar DPC, que incluyen el ayuno prolongado, la anorexia, los síndromes de malabsorción, los traumatismos graves, el estrés quirúrgico, la sepsis, las quemaduras extensas y varios tipos de tumores malignos. La cirugía, las complicaciones postoperatorias y la anorexia inducida quirúrgicamente también aumentan las demandas metabólicas de proteínas y calorías. En la DPC no se observa predisposición según la raza, el sexo o la edad; es frecuente en todos los animales gravemente enfermos, y su incidencia varía del 25% al 65%. Se diagnostica DPC si se cumplen tres o más criterios de los que se enumeran en el cuadro 11-1. En la exploración física puede apreciarse que la capa está en mal estado, presencia de úlceras por presión o heridas que no cicatrizan, atrofia tisular, atrofia de los músculos esqueléticos, emaciación, o todos estos signos a la vez. Los demás hallazgos físicos varían dependiendo de la causa de la desnutrición. Generalmente, los hallazgos de las radiografías torácicas y abdominales de los pacientes desnutridos son inespecíficos. En ocasiones, las técnicas de imagen revelan la causa subyacente de la hiporexia, la anorexia o la emaciación del paciente, como una obstrucción abdominal o una masa abdominal o torácica. Los cambios bioquímicos que se producen en la DPC pueden incluir hipoproteinemia, anemia, hipoglucemia, hiperglucemia, hiperlipidemia o una combinación de estas. Puede haber otros cambios relacionados con la enfermedad subyacente específica. Prevención y tratamiento de la desnutrición Los objetivos del tratamiento de los pacientes con desnutrición son administrar suplementos nutricionales, e identificar y tratar la enfermedad subyacente. La administración de los nutrientes adecuados a los pacientes desnutridos o a los que tienen riesgo de desnutrición se conoce como sobrealimentación. Con la sobrealimentación entérica se proporcionan nutrientes por medio de una sonda nasoesofágica, de faringostomía, de esofagostomía, de gastrostomía o de enterostomía si el tubo gastrointestinal es funcional; en la sobrealimentación parenteral los nutrientes se administran por vía intravenosa. 92 PARTE I Principios quirúrgicos generales Predecir la desnutrición (p. ej., basándose en la anorexia postoperatoria prolongada o en las primeras fases de un posible trastorno crónico) y administrar suplementos de nutrientes antes de que se agoten ayuda a prevenir la desnutrición en los pacientes hospitalizados. El tratamiento específico depende del cálculo de las necesidades calóricas del paciente, de la fórmula dietética elegida y de la vía de administración (es decir, entérica, parenteral o parenteral parcial). Las necesidades energéticas basales (NEB) dependen del peso corporal; las necesidades energéticas de mantenimiento (NEM) se determinan teniendo en cuenta las NEB y el número y gravedad de los problemas clínicos (es decir, reposo en una jaula, estrés posquirúrgico, traumatismo, cáncer, sepsis o quemaduras graves). Estos cálculos se basan en los datos de cada paciente, que se aplican a las fórmulas que se muestran en la figura 11-1. Dietas de uso entérico. Las características que debe tener una fórmula dietética ideal son: que se tolere bien, y se digiera y absorba fácilmente; que contenga los nutrientes esenciales; que pueda disponerse de ella rápidamente y sea barata; que se conserve mucho tiempo; y que sea fácil de utilizar. Generalmente, las dietas deben ser isotónicas (es decir, de aproximadamente 300 mOsm/L), deben tener una densidad calórica de aproximadamente 1 kcal/mL, deben contener 1-1,5 g de fibra/100 kcal y deben proporcionar aproximadamente el 16% de las calorías totales en forma de proteínas (es decir, deben contener al menos 4 g de proteínas/100 kcal) y aproximadamente el 30% en forma de grasas. Las dietas entéricas suelen clasificarse como monoméricas (también llamadas «elementales») o poliméricas. En las dietas monoméricas suelen utilizarse aminoácidos cristalinos como fuente de proteínas, glucosa y oligosacáridos como fuente de hidratos de carbono, y aceite de cártamo como fuente de ácidos grasos esenciales. Generalmente, su osmolalidad es el doble de lo normal, pueden utilizarse en pacientes con trastornos gastrointestinales inflamatorios o con malabsorción (p. ej., síndrome del intestino corto, enfermedad intestinal inflamatoria grave) y son caras. Una dieta comercial monomérica elemental que se utiliza mucho es Vivonex HN; su composición se muestra en la tabla 11-1. Las dietas entéricas poliméricas contienen proteínas de alto peso molecular, hidratos de carbono y grasas; la osmolalidad es casi isotónica; requieren que los procesos digestivos gastrointestinales sean normales; aportan aproximadamente 1 kcal/mL; y son más económicas que las dietas monoméricas. Estas dietas incluyen las dietas trituradas, las dietas comerciales parcialmente hidrolizadas y las dietas comerciales líquidas (v. tablas 11-1 y 11-2). Existen dietas poliméricas comerciales con distintas osmolalidades, densidades calóricas y composición. En la tabla 11-1 se ofrecen ejemplos de las dietas poliméricas comerciales que más se utilizan y su composición. Estas fórmulas dietéticas están indicadas para los pacientes desnutridos que tienen intacta la función digestiva y de absorción o para los pacientes que se sospecha que tienen alergia alimentaria; también deben utilizarse en los pacientes que tienen que alimentarse a través de un tubo de diámetro pequeño, como las sondas nasoesofágicas, de esofagostomía, de gastroduodenostomía o de enterotomía. En un estudio multicéntrico se evaluó el uso de las dietas entéricas líquidas poliméricas como complemento nutricional para perros y gatos con lesiones o enfermedades graves, y se observó que eran eficaces para mantener un buen estado nutricional (Crowe y cols., 1997). Los pacientes que se alimentaban durante 7 días o más mantenían su peso corporal, las concentraciones plasmáticas de proteínas y las concentraciones séricas de albúmina, y su actitud y fortaleza mejoraban. Las dietas equilibradas y más rentables para su administración entérica son las que se hacen en casa o las dietas comerciales para animales trituradas. La densidad calórica y el contenido en proteínas varían según la dieta elegida. En la tabla 11-2 se ofrecen ejemplos de dietas trituradas y su composición. Las dietas trituradas pueden administrarse a través de tubos de 8 French (Fr) de diámetro o superior; si se utiliza un tubo de diámetro más pequeño (5 Fr), se recomienda utilizar una dieta comercial líquida. Dietas para nutrición parenteral total. Las dietas disponibles para la nutrición parenteral total (NPT) deben adaptarse para satisfacer las necesidades de proteínas, hidratos de carbono y grasas de un animal; las necesidades calóricas se calculan como se describe en la figura 11-1. Una composición habitual es un 8,5% de aminoácidos con electrólitos (fuente de proteínas), el 10%-20% de lípidos (fuente de grasa) y el 50% de glucosa (fuente de hidratos de carbono). Se añaden 1-2 mL de vitaminas del grupo B/l. En un estudio reciente se indicó que la nutrición parenteral no contribuye directamente a aumentar la presión oncótica; sin embargo, no se conocen los efectos indirectos (asociados a la atenuación de la renovación de proteínas y al aporte de aminoácidos y energía) (Chan y cols., 2001). La NPT puede afectar al equilibrio de nitrógeno, acelera la cicatrización de las heridas y mejora la recuperación del paciente de una DPC grave. Los problemas que pueden plantearse incluyen el manejo del catéter (es decir, colocación estéril, mantenimiento de la esterilidad en el punto de entrada del catéter, y cambiar con frecuencia el equipo de infusión), que el equipo necesario es caro (p. ej., la bomba de infusión), las dietas formuladas son caras, problemas técnicos (p. ej., monitorización regular del paciente durante la administración, preparación y almacenamiento adecuados de la dieta) y la sepsis. Además, si el aparato gastrointestinal no se estimula adecuadamente con nutrientes luminales y mecanismos hormonales o neurovasculares, el intestino y el páncreas pueden atrofiarse. El compromiso de la mucosa intestinal predispone a la traslocación bacteriana hacia la circulación portal y a una posible sepsis. Estos problemas hacen que se prefiera la sobrealimentación entérica a la sobrealimentación parenteral. Dietas para nutrición parenteral parcial. Estas dietas se hacen con los mismos ingredientes que las dietas para NPT, excepto que sólo contienen un 5% de glucosa, en vez del 50%, porque sólo es necesario proporcionar al paciente el 50% de las calorías que necesita. El tamaño del paciente determina si se utiliza un líquido D5W en vez de D50W. En los pacientes más pequeños, el 25% de las calorías proceden del D5W, y el 50% de las calorías proceden de una emulsión de lípidos al 20%, lo que permite que se les administre un volumen inferior de líquidos al día; en los pacientes más grandes puede ser al revés. La nutrición parenteral parcial (NPP) suele ser mucho más barata y supone menos trabajo que la NPT. La alimentación oral es preferible a la nutrición parenteral si pueden consumirse los nutrientes adecuados para satisfacer las necesidades de proteínas y calorías. Se han utilizado varias técnicas con éxito para convencer al animal para que coma. Si los propietarios pueden tratar al animal en casa, comerá mejor allí. Las caricias y las palabras tranquilizadoras también son útiles, aunque se tarda más tiempo. Los alimentos muy palatables o los alimentos recubiertos, como los alimentos en salsa, pueden estimular el apetito. Si se calientan los alimentos (p. ej., en un horno microondas), aumentan el aroma y la palatabilidad. Los suplementos de potasio (0,5-1 mEq/kg VO), de vitaminas del grupo B (en los líquidos de mantenimiento) y/o de cinc pueden estimu- CAPÍTULO 11 Atención postoperatoria del paciente quirúrgico Cálculo de las necesidades energéticas basales (NEB) 70 ⫻ Animales con un peso corporal inferior a 2 kg: ( 0,75 ) peso corporal (kg) 30 ⫻ Animales con un peso corporal de más de 2 kg: ⫽ NEB (kcal/día) ⫹ 70 ⫽ peso corporal (kg) NEB (kcal/día) Cálculo de las necesidades energéticas de mantenimiento (NEM) Asociadas a problemas clínicos Factor Reposo en una jaula Estrés posquirúrgico 1-1,25 1,25-1,35 Traumatismo o cáncer 1,35-1,5 Sepsis Quemaduras graves ⫻ NEB (kcal/día) factor elegido 1,5-1,7 1,7-2 ⫽ NEM (kcal/día) Cálculo del volumen necesario de la fórmula (v. tablas 11-2 y 11-3 para obtener información sobre la composición de la fórmula.) ⫼ ⫽ NEM (kcal/día) nombre de la fórmula elegida kcal/mL mL de fórmula al día Cálculo de las necesidades de proteínas Especie Mantenimiento Insuficiencia hepática o rena Perros: Gatos: 5-7,5 g/100 kcal 6-9 g/100 kcal ⬍ 3 g/100 kcal ⬍ 4 g/100 kcal ⫻ necesidades de proteínas elegidas en g/100 kcal ⫽ NEM (100 kcal/día) necesidades de proteínas (g/día) Cálculo de los suplementos de proteínas necesarios, si procede ⫻ © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. nombre de la fórmula elegida contenido de proteínas (g/mL) ⫺ necesidades de proteínas (g/día) ⫽ mL de fórmula/día ⫽ proteínas proporcionadas (g/día) proteínas proporcionadas (g/día) ⫼ 0,76 g de proteína por g ProMod suplemento de proteínas necesario (g/día) Figura 11-1 Fórmulas que se utilizan para calcular las necesidades energéticas basales y de mantenimiento de los perros y los gatos. ⫽ gramos de ProMod al día 93 94 PARTE I Principios quirúrgicos generales TABLA 11-1 Dietas comerciales y su composición* PRODUCTO CONTENIDO CALÓRICO (kcal/mL) CONTENIDO DE PROTEÍNAS (g/100 kcal) (g/mL) CONTENIDO DE GRASA (g/100 kcal) OSMOLALIDAD (mOsm/kg) Dietas poliméricas Jevity 1,06 4,2 0,045 3,48 300 Osmolite HN 1,06 4,2 0,037 3,68 300 Impact 1 5,6 0,056 2,8 375 Vital HN 1 4,7 0,042 1,08 500 Clinicare canina/felina 1 8,6 0,086 4,6 310 ProMod 1,48 0,76 N/A N/A N/A 1 4,6 N/A 0,9 810 Dietas monoméricas Vivonex HN N/A, no aplicable. *Estas cifras deben utilizarse para calcular las necesidades energéticas en la figura 11-1. lar el apetito. En el cuadro 11-2 se enumeran los fármacos que pu eden estimular el apetito y la posología recomendada. Estos fármacos no suelen estimular lo suficiente a los animales con anorexia grave, pero pueden estimular a los pacientes con anorexia parcial para que continúen comiendo. MÉTODOS PARA PROPORCIONAR HIPERALIMENTACIÓN Nutrición parenteral total La NPT está indicada cuando el intestino no puede absorber los nutrientes, como ocurre en los casos de resección masiva del intestino delgado, cuando la motilidad del intestino delgado está muy deteriorada, o si existe malabsorción intensa. La pancreatitis prolongada, grave, y la desnutrición grave también son indicaciones posibles. Antes de colocar el catéter para la NPT, hay que tranquilizar o anestesiar al animal. NOTA: El catéter se debe designar como catéter de uso dedicado o de uso único, y no debe utilizarse para obtener muestras de sangre o para administrar otros fármacos a menos que existan circunstancias graves que obliguen a ello. La formulación de nutrientes predeterminada (basándose en los cálculos que se han descrito más arriba y en la figura 11-1 y la tabla 11-1) debe administrarse utilizando una bomba de infusión. Generalmente, el primer día debe administrarse el 50% de las necesidades de nutrientes calculadas y el 100% el segundo día. Al principio, deben comprobarse diariamente las concentraciones séricas de electrólitos, de fósforo, de glucosa, de albúmina, de lípidos en el suero, el hematocrito y el nitrógeno ureico en sangre (BUN), y deben evaluarse el peso corporal y la temperatura dos veces al día. En los pacientes que reciben NPT durante varias semanas, los valores bioquímicos suelen comprobarse cada 2-3 días, dependiendo del estado del paciente. Cada dos días debe quitarse el vendaje del cuello, limpiarse el sitio de entrada del catéter con una solución de povidona yodada o de clorhexidina, cambiar el sistema de extensión y de administración, y colocar un vendaje nuevo. Las complicaciones que se asocian a la NPT incluyen el desplazamiento y retorcimiento del catéter, flebitis, trombosis, sepsis, hiperglucemia, hipofosfatemia, hiperlipidemia, azoemia y desequilibrio electrolítico. Si se sospecha que existe sepsis, puede ser necesario cambiar el catéter IV, aunque en ocasiones es suficiente el tratamiento con antibióticos. Si se coloca un catéter nuevo, debe hacerse un cultivo y antibiograma de la punta del catéter antiguo. Nutrición parenteral parcial Inserte un catéter elastómero de silicona con luz única o doble luz, de 18 cm y diámetro 16 en la vena yugular externa derecha o izquierda. Coloque la punta del catéter en la vena cava craneal y cree un túnel subcutáneo de forma que la conexión del catéter salga sobre el dorso del cuello. Sujete el catéter a la vena, al tejido subcutáneo a lo largo del túnel, y a la piel en el punto de salida con una sutura monofilamento no reabsorbible de 4-0 a 5-0. Fije un sistema de extensión a la conexión del catéter y vende el catéter en su sitio con gasa estéril, almohadilla para escayola y un vendaje autoadhesivo. Después de cada uso, limpie el catéter con suero salino heparinizado (suero salino estéril al 0,9% con 1 UI/mL de heparina). La NPP puede administrarse utilizando un catéter periférico, ya que las soluciones parenterales parciales no son tan hipertónicas como las soluciones parenterales totales. Aunque lo mejor es un catéter dedicado, no es tan importante como en el caso de la NPT. Generalmente, la NPP se administra durante menos de una semana, al contrario que la NPT, que puede durar semanas en algunos pacientes. Al principio, los pacientes que reciben NPP se controlan una vez al día de la misma forma que los pacientes que reciben NPT. Las complicaciones (p. ej., sepsis, flebitis, hiperglucemia u otros trastornos metabólicos) son mucho menos frecuentes que con la NPT (Zsombor-Murray y Freeman, 1999) (v. cuadro 11-3). CAPÍTULO 11 Atención postoperatoria del paciente quirúrgico 95 TABLA 11-2 Dietas trituradas para perros y gatos Dietas hechas en casa Dieta líquida para perros INGREDIENTES NUTRIENTES DISPONIBLES 1 tarro de comida para bebés (75 g) 1 kcal/mL 1 huevo cocido 15 mL de aceite de maíz 15 mL de jarabe de maíz 100 mL de agua Dietas líquidas para gatos INGREDIENTES NUTRIENTES DISPONIBLES Yema de huevo, comida para bebés colada y agua a partes iguales 1,1 kcal/mL 90 g de yema de huevo 1,5 kcal/mL 90 g de comida para bebés colada 90 g de agua 1 cucharadita de aceite de cocina 1 cucharada de jarabe de maíz Dietas comerciales NOMBRE DEL PRODUCTO CANTIDAD DE LA DIETA CANTIDAD DE AGUA QUE DEBE AÑADIRSE Feline a/d 1 lata* 1 lata* Nada 1 lata‡ Feline p/d 1 Feline k/d 1 Feline c/d 1 Canine a/d 1 lata 1 lata Canine k/d 1 Canine u/d 1 Canine i/d 1 PROTEÍNAS GRASA (kcal/mL) (g/100 kcal) (g/mL) (g/100 kcal) 1,2 0,6 8,75 4,38 0,105 0,053 5,5 2,75 ⁄2 lata† 3 ⁄4 de taza§ 0,8 9,29 0,074 6,22 ⁄2 lata† 11⁄4 de tazall 0,9 4,36 0,039 7,54 ⁄2 lata 1 ⁄4 de taza 0,62 8,87 0,055 5,96 Nada 1 lata 1,2 0,6 8,75 4,38 0,105 0,053 5,5 2,75 † 1 ll ⁄2 lata 11⁄4 de tazall 0,62 3,06 0,019 5,29 ⁄2 lata ll 1 ⁄4 de taza 0,66 1,94 0,013 5,13 ⁄2 lata 11⁄4 de tazall 0,57 5,86 0,033 3,41 1 Preparación de las dietas comerciales y de las dietas caseras Ingredientes Mezclar la cantidad adecuada de cada ingrediente (v. más arriba). Preparación © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Triturar a velocidad alta durante 60 segundos. Colar dos veces utilizando un colador de cocina (malla de 1 mm). Ventajas Proporciona todos los nutrientes necesarios, es barata, tiene un contenido de proteínas y aminoácidos de cadenas ramificadas adecuado, consistencia de las heces normal, tiene una viscosidad apropiada para utilizar catéteres de 8 Fr o más. Inconvenientes No puede utilizarse si el diámetro de la luz de la sonda es inferior a 8 Fr. *1 lata equivale a 156 g. ‡ 1 lata equivale a 156 mL. † 1/2 lata equivale a 225 g. § 3/4 de taza equivale a 170 mL. ll 1/ 1 4 taza equivale a 284 mL. 96 PARTE I Principios quirúrgicos generales CUADRO 11-2 Fármacos que se utilizan para estimular el apetito Ciproheptadina CUADRO 11-4 Diámetro que debe tener la sonda dependiendo de la vía de administración de las dietas entéricas Gatos: 2 mg/gato por vía oral (VO) Diámetro de la sonda de 5 Fr Diacepam • Nasoesofágica • Enterostomía (yeyunostomía) Gatos*: 2-5 mg/gato VO o 0,2 mg/kg por vía intravenosa (IV) Perros: 0,2 mg/kg IV Oxazepam Diámetro de la sonda de 8 Fr o más • Esofagostomía • Gastrostomía (normalmente, de 16 Fr o más) Gatos: 2,5 mg/gato VO Vitamina B12 Perros: 100-200 mg, SC, IM o IV Gatos: para la inapetencia: 50-100 g/día VO, SC, IV o IM para la deficiencia de cobalamina: 250 g/gato IV, IM o SC, una vez a la semana, para gatos de menos de 5 kg; 500 g/gato IV, IM o SC, una vez a la semana, para gatos de más de 5 kg *En raras ocasiones produce necrosis hepática en los gatos. CUADRO 11-3 Nutrición parenteral parcial para perros de 10-25 kg Cálculo de calorías que deben administrarse mediante NPP Necesidades energéticas en reposo: (Peso corporal [kg] ⫻ 30) + 70 = ___ kcal/día* Calorías que deben administrarse: necesidades energéticas en reposo ⫼ 2 = ___ kcal que deben administrarse al día mediante NPP Formulación de la solución para NPP†: [Calorías que deben administrarse ⫼ 3] ⫼ 0,17 kcal/mL = ___ mL necesarios de glucosa diluida en agua al 5% [Calorías que deben administrarse ⫼ 3] ⫼ 0,34 kcal/mL = ___ mL necesarios de aminoácidos al 8,5% [Calorías que deben administrarse ⫼ 3] ⫼ 2 kcal/mL = ___ mL necesarios de una emulsión de lípidos al 20% Vitaminas del grupo B por vía parenteral = 2 mL/l de solución ___ mL de la solución para NPP que debe administrarse al día Modificado de Compendium of Continuing Education, 21(6):520, 1999. *En los animales muy enfermos o con hipermetabolismo extremo, este número puede aumentarse con múltiplos de 1,2-1,5. † En los perros y gatos de menos de 10 kg, el 25% de calorías que se les administran proceden de una solución de glucosa al 5%, otro 25% procede de los aminoácidos, y el 50% de las calorías proceden de los lípidos. Sobrealimentación entérica La sobrealimentación entérica es práctica, segura, fácil, económica, fisiológica y se tolera bien, y produce una morbilidad mínima en los pacientes cuyo tubo gastrointestinal es funcional. Está indicada en todos los animales con DPC evidente o inminente. Entre estos pacientes se incluyen los hipermetabólicos (p. ej., pacientes con quemaduras graves, sepsis, estrés posquirúrgico, traumatismo o cáncer) y los que tienen anorexia o desnutrición crónicas, que se manifiestan por una pérdida del peso corporal normal superior al 10%. La sobrealimentación entérica también puede utilizarse si se prevé que se va a producir anorexia durante 5-7 días, como ocurre después de una intervención quirúrgica oral, faríngea, gastroesofágica, duodenal, pancreática o de las vías biliares; durante el tratamiento postoperatorio de los pacientes con cáncer, especialmente si se administra quimioterapia; y si el estado mental del paciente impide que se alimente por sí mismo, como ocurre en los traumatismos craneoencefálicos o después de la cirugía cerebral. Aunque la sobrealimentación entérica es deseable en la mayoría de los pacientes que tienen DPC o se espera que la tengan, la infusión de nutrientes en el intestino puede estar contraindicada en los pacientes con íleo adinámico grave, obstrucción del intestino delgado o linfosarcoma, en los que la administración entérica de nutrientes podría empeorar mucho los vómitos o la diarrea, por lo que resultaría difícil mantener el equilibrio de líquidos y electrólitos, y aumentaría mucho la incomodidad de los pacientes. En estos casos, los nutrientes deben administrarse por vía parenteral. Generalmente, la administración oral de alimentos es más eficaz, más fácil y más segura, y permite más flexibilidad a la hora de formular los componentes. Sin embargo, cuanto más lejos de la boca se deposita el material, menos eficaz es la asimilación y la digestión de los nutrientes y más cuidado debe tenerse a la hora de elegir la composición de la fórmula. La vía de administración determina el diámetro del tubo de alimentación (v. cuadro 11-4), que, a su vez, determina las fórmulas dietéticas que pueden utilizarse. Las distintas fórmulas tienen viscosidades y tamaños de las partículas diferentes (v. el comentario anterior). Las vías más comunes para la administración de la sobrealimentación entérica son las vías oral, nasoesofágica, de faringostomía, de esofagostomía, de gastrostomía, de gastroduodenostomía y de enterostomía. Cada vía tiene sus indicaciones, contraindicaciones, ventajas, inconvenientes y complicaciones. Intubación nasoesofágica La intubación nasoesofágica es fácil, eficaz y eficiente. Se ha hecho muy popular debido a la disponibilidad de sondas de alimentación de Silastic y de caucho blando (cloruro de polivinilo) de pequeño diámetro (es decir, de 5 Fr), y de dietas líquidas nutricionalmente completas, de baja viscosidad (v. tabla 11-1), y porque los pacientes toleran muy bien la sonda. Las ventajas de las sondas nasoesofágicas son que se colocan fácilmente, los pacientes las aceptan bien, es fácil utilizarlas y mantenerlas, los pacientes pueden comer y beber con la sonda puesta, y su flexibilidad, que permite retirarlas en cualquier momento. Los principales inconvenientes de las sondas nasoesofágicas son su pequeño CAPÍTULO 11 Atención postoperatoria del paciente quirúrgico 97 CUADRO 11-5 Tamaños recomendados para las sondas nasoesofágicas Gatos, perros de menos de 15 kg: 5 Fr ⫻ 91 cm Perros de más de 15 kg: 8 Fr ⫻ 91 cm © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. tamaño, que pueden colocarse en la tráquea inadvertidamente, y que el paciente puede quitárselas antes de tiempo. Aunque es muy raro, el paciente puede vomitar fuera del tubo nasoesofágico y arrancarlo con los dientes. Las sondas nasoesofágicas están indicadas en los pacientes con DPC que no van a someterse a cirugía faríngea, esofágica o gástrica. Estas sondas pueden dejarse puestas varias semanas, se toleran bien y es fácil quitarlas. El paciente puede beber y tragar con la sonda puesta, lo que elimina la necesidad de repetir la intubación orogástrica. Puede ser necesaria la anestesia general ligera para colocar la sonda, pero habitualmente es suficiente un anestésico tópico o una sedación suave. Instile hidrocloruro de proparacaína (0,5-1 mL; al 0,5%) dentro de la cavidad nasal y levántele la cabeza para que el anestésico local bañe la mucosa. Repita la aplicación del anestésico para asegurar una anestesia adecuada de la mucosa nasal. Si el paciente no tolera la intubación nasal, adminístrele un sedante fuerte y lidocaína tópica (p. ej., 1-2 mL de lidocaína al 2%) o utilice anestesia general ligera. Seleccione una sonda de alimentación del tamaño adecuado (v. cuadro 11-5). Calcule la longitud de la sonda que se va a introducir en el esófago midiendo el tubo desde el plano nasal, a lo largo de la cara del paciente y hasta el séptimo u octavo espacio intercostal. Una vez que haya tomado la medida adecuada, haga una marca en la sonda. El tubo no debe atravesar el esfínter esofágico inferior, porque podría producirse incompetencia del esfínter, reflujo esofágico de ácido clorhídrico y esofagitis. Antes de introducir la punta de la sonda, lubrifíquela con lidocaína viscosa al 5% y sujete la cabeza del paciente en una posición funcional normal (es decir, evitando la hiperflexión y la hiperextensión). Identifique la protuberancia del pliegue alar y dirija la sonda desde una localización ventrolateral en los orificios nasales en dirección caudoventral y medial para introducirla en la cavidad nasal (v. figura 11-2). Cuando haya introducido la sonda 2-3 cm en las fosas nasales, notará que roza el tabique medio en el suelo de la cavidad nasal. Tirar de los orificios nasales dorsalmente facilita la abertura del meato ventral. Levante el extremo proximal de la sonda e introdúzcalo en la orofaringe y el esófago. Generalmente, la sonda «caerá» en la orofaringe y estimulará la deglución refleja. Pueden utilizarse varios métodos para confirmar que la sonda está colocada en el esófago: 1) comprobar si hay presión negativa, 2) inyectar 3-5 mL de suero salino estéril a través de la sonda y observar si se produce tos, 3) inyectar 6-12 mL de aire y auscultar para comprobar si hay borborigmos en el apéndice xifoideo o 4) visualizar la sonda haciendo una radiografía torácica. Si el paciente necesita anestesia general, confirme visualmente la posición de la sonda. Una vez que haya comprobado que la sonda está colocado correctamente, sutúrela a la nariz y a la cabeza para evitar que el paciente se la quite. En los gatos, es importante que la sonda no roce los bigotes; colóquela directamente sobre la cara dorsal de la nariz y la fren- Figura 11-2 Dirija la sonda nasoesofágica desde la parte ventrolateral de los orificios nasales hasta la parte caudoventral y medial cuando la sonda entre en la cavidad nasal. Figura 11-3 En los gatos, asegure las sondas de alimentación nasoesofágica a la línea media dorsal de la nariz y a la frente. te (v. figura 11-3) y asegúrela con una sutura de sandalia romana (v. figura 30-8 en la p. 901). En los perros, asegure la sonda a la cara lateral de la nariz y a la línea media nasal dorsal con una sutura de sandalia romana o con pegamento de cianoacrilato. Coloque una columna de agua en la sonda antes de taparla para impedir la ingestión de aire, el reflujo del contenido esofágico o la oclusión de la sonda. NOTA: Inmediatamente después de la cirugía debe ponerse un collar isabelino al animal y dejárselo puesto hasta que se determine si el paciente tolera el tubo nasoesofágico. Sonda de esofagostomía La alimentación con una sonda de esofagostomía está indicada en los pacientes anoréxicos con trastornos de la cavidad oral o la faringe, y en los pacientes anoréxicos cuyo tubo gastrointestinal distal al esófago es funcional. Está contraindicada en los pacientes con disfunción esofágica primaria o secundaria, como en la estenosis esofágica, después de la cirugía esofágica para eliminar un cuerpo extraño del esófago, o con esofagitis o megaesófago. Las ventajas de las sondas de esofagostomía incluyen que son fáciles de poner, los pacientes las aceptan bien, los tubos tienen un diámetro grande que permite utilizar dietas trituradas, es fácil utilizarlas y mantenerlas, los pacientes pueden comer y beber con la sonda puesta, y su flexibilidad permite quitarlas en cualquier momento. La colocación de una 98 PARTE I Principios quirúrgicos generales A Figura 11-4 Agrande las aberturas laterales de las sondas de esofagostomía 3-4 mm para que las dietas trituradas puedan pasar con facilidad. B sonda esofágica elimina la tos, los espasmos laríngeos, la obstrucción parcial de las vías respiratorias y la aspiración, que en ocasiones se asocia a las sondas de faringostomía. Los inconvenientes principales de estos tubos son que para colocarlos hay que utilizar anestesia general y el hecho de que algunos animales consiguen quitárselos. Anestesie al animal y colóquelo en decúbito lateral derecho (con la parte izquierda del cuerpo hacia arriba). La sonda puede colocarse en el lado derecho o en el lado izquierdo de la región cervical medial; sin embargo, el esófago discurre a la izquierda de la línea media, por lo que es mejor colocar la sonda en ese lado. Prepare el área cervical media desde el ángulo de la mandíbula hacia la entrada torácica para realizar la cirugía aséptica. Coloque un espéculo para mantener la boca del animal abierta, y mida una sonda de alimentación de cloruro de polivinilo de 20-24 Fr desde el punto de inserción hasta el séptimo u octavo espacio intercostal (asegurando la colocación medioesofágica a esofágica caudal) y hágale una marca. Agrande las dos aberturas laterales de la sonda de alimentación para que las dietas trituradas puedan pasar a través de ella sin dificultad (v. figura 11-4). Generalmente, se utiliza un dispositivo de Eld para colocar sondas de alimentación (v. figura 11-5); en los gatos y en los perros pequeños pueden utilizarse unas pinzas hemostáticas de Rochester-Carmalt curvas. Coloque la punta oblicua del mango del instrumento de Eld en la cavidad oral a nivel de la región cervical medial (es decir, equidistante desde el ángulo de la mandíbula y la punta del hombro). Palpe la punta cuando sobresalga a través de la piel del cuello. Haga una pequeña incisión en la piel sobre la punta del dispositivo y active la hoja del instrumento de cierre automático hasta que sea visible a través de la incisión de la piel (v. figura 11-6, A y B). Con la punta de la hoja del bisturí, agrande cuidadosamente la incisión en el tejido subcutáneo, la musculatura cervical y la pared esofágica para que pueda penetrar el mango del instrumento (v. figura 11-6, B). Coloque una sutura no reabsorbible de 2-0 a través de los agujeros laterales del tubo de alimentación y del orificio de la hoja del instrumento. Tense la sutura hasta que la punta de la hoja del instrumento y la punta del tubo de alimentación estén yuxtapuestas (v. figura 11-6, C). Retraiga la hoja hacia el mango del instrumento para que la punta de la sonda entre en el mango del instrumento (es decir, desactivando Figura 11-5 A. Dispositivo de Eld para colocar sondas de alimentación y estilete. B. Hoja de cierre automático activada (arriba) y estilete (abajo). (Tomado de Devitt CM, Seim HB III: Clinical evaluation of tube esophagostomy in small animals, J Am Anim Hosp Assoc 33:55, 1997.) A B C Figura 11-6 Colocación de una sonda esofágica. A. Coloque el mango del instrumento en la cavidad oral y palpe la punta cuando sobresalga de la piel del cuello; haga una incisión sobre la punta. B. Active la hoja del instrumento hasta que sea visible a través de la incisión de la piel; agrande la incisión para que pueda penetrar el mango del instrumento. C. Utilice una sutura no reabsorbible de 2-0 (p. ej., nailon) para asegurar la punta de la sonda de alimentación a la punta de la hoja; retraiga la hoja hasta que la punta de la sonda de alimentación esté en contacto con el mango del instrumento. CAPÍTULO 11 A B C Figura 11-7 © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Colocación de una sonda esofágica (continuación de la figura 11-6). A. Retraiga el instrumento y tire de la sonda de alimentación hacia la cavidad oral. B. En los perros, coloque un estilete en uno de los orificios laterales de la sonda de alimentación en sentido contrario a su punta; introduzca la sonda en el esófago. C. La sonda esofágica debe quedar en la región esofágica medial. la hoja del instrumento), y lubrique la sonda y el mango del instrumento. Retire el instrumento y tire de la sonda hacia la cavidad oral hasta su longitud predeterminada (v. figura 11-7, A). Retire la sutura para liberar la sonda de la hoja del instrumento y, en los perros, coloque un estilete a través de uno de los agujeros laterales de la sonda en sentido contrario a su punta (v. figura 11-7, B). Lubrique la sonda e introdúzcala en el esófago hasta que desaparezca toda su parte oral (v. figura 11-7, C) y la sonda se introduzca en el esófago sin retorcerse ni doblarse. Retire cuidadosamente el estilete de la cavidad oral asegurándose que se separa de la sonda. En los gatos no utilice estilete, lubrique la sonda e introdúzcala en el esófago con el dedo índice y el pulgar hasta que esté fuera de su alcance. Utilice unas pinzas hemostáticas mosquito para introducir la sonda en el esófago tan lejos como sea posible. Manipule la parte de la sonda que sale de la región cervical para asegurarse de que pasa por el esófago correctamente. Asegure la sonda a la piel cervical con una sutura de sandalia romana con hilo no reabsorbible del n.° 1 (v. figura 30-8 en la p. 901). Deje el punto de salida expuesto o coloque un vendaje suelto. Ponga una columna de agua en el tubo y tape el extremo expuesto con una jeringa de 3 mL. NOTA: En los perros y los gatos puede utilizarse un endoscopio rígido de diámetro pequeño si es necesario, para dirigir la sonda dentro del esófago y asegurarse de que no está retorcida ni hay otros problemas. Atención postoperatoria del paciente quirúrgico 99 La mayoría de los pacientes toleran las sondas de esofagostomía y rara vez necesitan collares isabelinos. Las sondas pueden quitarse con seguridad inmediatamente después de colocarlas o pueden dejarse en su lugar varias semanas o meses. Puede ser necesario poner un vendaje suelto en el sitio por donde sale el tubo y limpiarlo periódicamente con una solución antiséptica. La sonda se retira cortando la sutura de sandalia romana y tirando suavemente de ella. La herida de salida no necesita más cuidados; el agujero se cierra en 1-2 días y cicatriza en 4-5 días. En raras ocasiones, puede salir contenido del esófago por el orificio. Las complicaciones que se asocian a la colocación de sondas de esofagostomía incluyen que el paciente se la quite antes de tiempo o vomite la sonda y muerda el extremo. En los gatos se han producido casos de perforación esofágica, pero es poco probable si no se utilizan estiletes. En los perros no se ha informado de ningún caso de perforación esofágica. Las complicaciones importantes (p. ej., esofagitis, estenosis esofágica, divertículos esofágicos, celulitis cervical subcutánea) son muy poco frecuentes. Puede producirse reflujo esofágico si la sonda no está bien colocada (es decir, se ha introducido a través del esfínter esofágico inferior) o si irrita el tejido esofágico. La colocación medioesofágica de un tubo de caucho suave o de Silastic reduce notablemente la incidencia de lesiones esofágicas y la esofagitis por reflujo. Sondas de faringostomía Puede considerarse el uso de sondas de faringostomía siempre que deban administrarse suplementos nutricionales a los pacientes anoréxicos (es decir, los que tienen DPC) o a los pacientes que no pueden o no quieren ingerir alimentos por vía oral (es decir, pacientes con paladar hendido, fracturas mandibulares o maxilares, o neoplasia oral). Estas sondas no deben utilizarse para el abordaje nutricional de los pacientes con trastornos esofágicos, como esofagitis, estenosis esofágica, cirugía esofágica reciente, eliminación de un cuerpo extraño en el esófago o neoplasia esofágica. La ventaja principal de estas sondas sobre las sondas nasoesofágicas es el diámetro del tubo; las sondas de faringostomía tienen un diámetro de 20-24 Fr, por lo que pueden utilizarse con una amplia variedad de dietas. El principal inconveniente de estas sondas es que es muy fácil que una persona sin experiencia las coloque incorrectamente (especialmente en los pacientes más pequeños, como los gatos), de forma que la sonda roce la laringe y provoque náuseas y arcadas. Por este motivo, es más fácil colocar y mantener las sondas de esofagostomía (v. el comentario anterior) que las de faringostomía. NOTA: Las sondas de faringostomía se introducen en la parte medial del esófago; no se introducen a través del esfínter esofágico inferior. Para colocar la sonda, anestesie al paciente y colóquelo en decúbito lateral con el sitio de la incisión hacia arriba. Prepare de forma aséptica un área de 4 cm cuadrados caudal al ángulo de la mandíbula. Mantenga la boca del animal abierta con un espéculo. Calcule la medida correcta de una sonda de cloruro de polivinilo de 24 Fr desde el punto de inserción hasta el nivel del séptimo u octavo espacio intercostal y haga una marca, asegurándose de que se colocará en la parte medial del esófago. 100 PARTE I Principios quirúrgicos generales A B Punto de incisión Figura 11-8 Localización adecuada de la salida de la sonda de faringostomía con respecto al aparato hioideo. Coloque el dedo índice en la faringe, cerca de la base de la lengua (v. figura 11-8), y palpe la epiglotis, el cartílago aritenoides y el aparato hioideo. Flexione el dedo índice localizado oralmente hacia la parte lateral del cuello para identificar la unión entre el ostium intrafaríngeo y la faringolaringe (esta es la localización adecuada de la salida de la sonda de faringostomía). En general, la sonda debe introducirse tan hacia atrás y hacia arriba como sea posible. Aplique la presión suficiente en la pared lateral de la faringe para crear una protuberancia que pueda verse desde el exterior. Sustituya el dedo índice por unas pinzas largas curvas (p. ej., pinzas de Rochester-Carmalt curvas) para mantener la protuberancia. Haga una incisión de 1-2 cm en la piel, encima de la protuberancia, y utilice unas pinzas curvas para hacer una disección roma del tejido subcutáneo, el músculo faríngeo y la mucosa de la faringe hasta que se vean el dedo índice o las pinzas. Si está utilizando el dedo en vez de las pinzas para producir la protuberancia, sustitúyalo por unas pinzas curvas, sujete el extremo de la sonda de faringostomía y tire de él a través de la incisión hacia la cavidad oral y el exterior de la boca (v. figura 11-9, A). Vuelva a introducir la punta de la sonda en la boca y llévela hacia la parte media del esófago (es decir, la localización que se había marcado antes en la sonda) (v. figura 11-9, B) como se ha descrito en la colocación de la sonda de esofagostomía. Asegure la sonda en su punto de salida con una sutura de sandalia romana (v. figura 30-8 en la p. 901) y al cuello del paciente para que la sonda permanezca en posición dorsal. Coloque una columna de agua en el tubo y tápelo con una jeringa de 3 mL. Cuando quiera retirar la sonda, corte la sutura de sandalia romana, tire de la sonda y deje que la herida de la faringe cicatrice por contracción y epitelización. Si la sonda de faringostomía se coloca ventral y medialmente al ostium intrafaríngeo y a la faringolaringe, puede producirse obstrucción parcial de las vías respiratorias, tos y náuseas. Si el extremo de la sonda se introduce a través del esfínter esofágico inferior, puede producirse esofagitis por reflujo. También se han observado casos en los que se ha vomitado la sonda. C Figura 11-9 Colocación de una sonda de faringostomía. A. Introduzca unas pinzas largas en la boca hasta el punto de entrada de la sonda; haga una incisión sobre la punta del instrumento, sujete la punta de la sonda y tire de la sonda hacia fuera a través de la boca. B y C. Vuelva a meter la punta de la sonda en la boca e introdúzcala hasta la parte medial del esófago utilizando la marca que se había hecho previamente (el tubo blanco es una sonda endotraqueal). Sondas de gastrostomía El uso de las sondas de gastrostomía está indicado en los pacientes que tienen anorexia o que van a someterse a intervenciones quirúrgicas de la cavidad oral, la faringe, la laringe o el esófago, si su estómago y tubo gastrointestinal son funcionales. Estas sondas están contraindicadas en los pacientes con enfermedad gástrica primaria, como gastritis, úlceras gástricas o neoplasia gástrica. Las ventajas de estas sondas incluyen que son fáciles de colocar, los pacientes las toleran bien, pueden utilizarse sondas de alimentación de gran diámetro, es fácil utilizarlas y mantenerlas, y puede comenzarse a administrar alimentación por vía oral mientras está colocada la sonda. Los inconvenientes incluyen que se necesita un equipo especializado (p. ej., un endoscopio) y anestesia general, se invade la cavidad peritoneal, y el hecho de que, dependiendo de la CAPÍTULO 11 técnica de colocación, la sonda no puede retirarse durante al menos 10-12 días (para facilitar la formación de adherencias entre el estómago y la pared abdominal). Los perros muy grandes pueden ser problemáticos, porque a veces es difícil que se produzca una buena adherencia entre el estómago y la pared abdominal cuando se coloca una sonda de gastrostomía con un dispositivo o un endoscopio (es decir, en estos pacientes es difícil que el estómago se mantenga junto a la pared corporal sin moverse). En estos casos, puede ser mejor colocar la sonda de gastrostomía quirúrgica o endoscópicamente colocando suturas percutáneas a través de la pared abdominal que incluyan la pared gástrica, evitando así que se mueva. Además, las sondas que se colocan a ciegas utilizando un dispositivo de cierre automático pueden colocarse mal, ya que pueden quedarse en el esfínter esofágico inferior (lo que produce vómitos y reflujo gastroesofágico) o introducirse demasiado caudalmente en el estómago, con lo que el estómago puede expulsarla cuando está lleno de alimentos. Aunque es muy poco frecuente, estas sondas se han asociado a hemorragia gástrica. Recientemente, se ha recomendado utilizar accesos de gastrostomía de bajo perfil en los animales en que se prevé que necesitarán abordaje nutricional o administración de fármacos a largo plazo (Elliott y cols., 2000; McCrackin y cols., 2000). Las sondas de gastrostomía pueden colocarse por vía percutánea sin la ayuda de un endoscopio, por vía percutánea utilizando un endoscopio u otros dispositivos, o mediante laparotomía. La colocación por vía percutánea puede hacerse con o sin gastropexia. Colocación de una sonda de gastrostomía por vía percutánea con gastropexia. Las ventajas de esta técnica © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. son que es fácil colocar la sonda; es fácil encontrar el estómago en los pacientes anoréxicos; se coloca rápidamente; no se necesita un equipo especial, como endoscopios o dispositivos para colocar la sonda de alimentación; se produce el cierre inmediato entre la pared del estómago y la pared corporal (con gastropexia quirúrgica); y durante la intervención se confirma si la sonda está colocada correctamente. La sonda puede retirarse con seguridad en cualquier momento después de haberla colocado. Anestesie al animal y prepare la piel de la fosa paralumbar izquierda de forma estándar. Prepare el área del flanco izquierdo para la cirugía aséptica y cubra la zona. Un ayudante no estéril debe introducir un tubo de plástico rígido de gran calibre en el estómago. El cirujano, que estará esterilizado, palpa el flanco izquierdo hasta que pueda tocar y sujetar el extremo del tubo gástrico (v. figura 11-10, A). Manipule el tubo hasta situarlo 2-3 cm caudalmente a la decimotercera costilla y 2-3 cm distal a las apófisis transversas de las vértebras lumbares. Mantenga el tubo estable y haga una incisión en la piel sobre el extremo del tubo gástrico. Haga una disección roma del tejido subcutáneo y de los músculos abdominales para exponer la pared del estómago sobre el tubo; tenga cuidado para no entrar en la luz del estómago (v. figura 11-10 B). Haga una sutura en bolsa de tabaco en la pared del estómago alrededor del tubo (v. figura 11-10, C). Utilice una hoja de bisturí del número 11 para perforar la pared del estómago introduciendo la hoja en la luz del tubo; haga la incisión lo bastante grande para que quepa el tubo seleccionado con facilidad. Coloque un catéter de Foley de 20-24 Fr en la luz del estómago e infle el balón (v. figura 11-11, A). Tense la sutura en bolsa de tabaco y retire lentamente el tubo rígido del estómago desde la cavidad oral. Empuje suavemente el catéter de Foley para que el balón inflado Atención postoperatoria del paciente quirúrgico 101 se quede junto a la pared del estómago (v. figura 11-11, B). Ate suavemente la sutura en bolsa de tabaco alrededor del catéter de Foley. Coloque tres o cuatro puntos de sutura sueltos simples con hilo absorbible de 2-0 (es decir, PDS o Maxon) desde la pared del estómago hasta la pared corporal para fijar el estómago en su sitio. Cierre el tejido subcutáneo y la piel alrededor del catéter de Foley, empuje el catéter 1-2 cm hacia la luz del estómago, y fíjelo a la piel con una sutura de sandalia romana con hilo del número 1 no reabsorbible (v. figura 11-11, C). Colocación de una sonda de gastrostomía por vía percutánea sin gastropexia. Las ventajas de esta técnica son que no se necesita instrumental especial para colocar la sonda y que es fácil de realizar. Las desventajas son que el estómago no se fija a la pared corporal (si el paciente se quita la sonda antes de tiempo podría producirse peritonitis), es fácil que los cirujanos sin experiencia coloquen la sonda incorrectamente, demasiado oral o demasiado caudal dentro del estómago, es posible penetrar y atrapar el epiplón mayor o el mesenterio, y para confirmar que la sonda se ha colocado correctamente es necesario utilizar la endoscopia o la radiología. El paciente se prepara y se coloca como se ha descrito más arriba. Prepare un catéter urinario (punta con forma de seta) Pezzer de 20 Fr de la siguiente forma: corte y deseche el extremo proximal dilatado de la sonda, corte 1,5 cm de la sonda que queda y deje esta pieza a un lado preparada para utilizarla como brida externa, corte el extremo proximal de la sonda que queda formando un ángulo agudo. Corte un hilo de Braunamid del número 1 de forma que tenga la misma longitud que la sonda de alimentación que se ha preparado. Introduzca un tubo gástrico rígido de gran calibre o un dispositivo para colocar sondas de alimentación (v. figura 11-12, A) en el estómago hasta que pueda palparse sobresaliendo contra la pared corporal izquierda, 1-2 cm caudal a la última costilla y 2-3 cm distal a la apófisis transversa de la segunda o la tercera vértebra lumbar. Si utiliza un tubo gástrico, introduzca una aguja hipodérmica de calibre 18 a través de la piel hasta la luz del tubo gástrico. Coloque un hilo de sutura del número 1 a través de la aguja, dentro del tubo gástrico y sáquelo por la boca. Quite el tubo gástrico. Si está utilizando un dispositivo para colocar sondas de alimentación (Eld) (v. colocación de una sonda de esofagostomía más arriba), active el dispositivo y enhebre la sutura del número 1 a través del orificio de la hoja del instrumento (v. figura 11-12, B). Retraiga la hoja hacia el mango del instrumento y retire el instrumento a través de la boca (v. figura 11-12, C). En ambos casos, la sutura del número 1 se introduce en el estómago a través del flanco izquierdo y se saca por la cavidad oral. Enhebre el extremo del hilo que sale de la cavidad oral en el extremo estrecho de un catéter fiador de calibre 18 y átelo al extremo proximal del catéter urinario de Pezzer preparado (es decir, la sonda de alimentación) (v. figura 11-12, D). Empuje el catéter de Pezzer fuertemente dentro de la brida del catéter y lubrifíquelo. Tire de la sutura del número 1 que sale del flanco izquierdo hasta que la punta del catéter salga por la piel (v. figura 11-12, E). Agrande la incisión hasta 3-4 mm para que el catéter pueda salir fácilmente. Tire del catéter hasta que la punta con forma de seta se pegue a la pared corporal, asegurando un cierre entre la pared del estómago y la pared corporal. Asegure el catéter a la piel con una sutura de sandalia romana utilizando hilo no reabsorbible del número 1 (p. ej., Novafil). 102 PARTE I Principios quirúrgicos generales Pared del estómago exteriorizada a través de una incisión en rejilla A B Sutura en bolsa de tabaco Sonda situada en el estómago C Incisión por punción Figura 11-10 Colocación de una sonda de gastrostomía por vía percutánea con gastropexia. A. Introduzca una sonda gástrica de plástico rígido y de gran calibre en el estómago. Palpe el extremo de la sonda en el flanco. B. Sujete la sonda y llévela a un punto situado 2-3 cm caudalmente a la decimotercera costilla y 2-3 cm distal a las apófisis transversas de las vértebras lumbares. Sujete la sonda con los dedos índice y pulgar, haga una incisión a través de la piel y el tejido subcutáneo, y haga una disección roma de los músculos abdominales para exponer la pared gástrica que hay encima de la sonda. C. Coloque una sutura en bolsa de tabaco en la pared gástrica alrededor de la sonda y perfore la pared con una hoja de bisturí. Colocación endoscópica por vía percutánea de una sonda de gastrostomía. La ventaja de la colocación en- doscópica es que la sonda puede verse directamente mientras se coloca y el estómago se insufla por debajo del límite máximo, lo que hace que el epiplón y el intestino se desplacen para que cuando la sonda de gastrostomía esté colocada no perfore el epiplón o el mesenterio. Si no se hace una fijación, se forma un cierre tardío y permanente entre la pared del estómago y la pared corporal, y es necesario esperar 10-12 días para poder quitar la sonda. El procedimiento para colocar endoscópicamente una sonda por vía percutánea sin gastropexia es el mismo que se ha descrito para colocar una sonda por vía percutánea sin gastropexia, excepto en que se coloca la sutura del número 1 desde el flanco izquierdo hasta la cavidad oral con la ayuda de un endoscopio. Introduzca el endoscopio en el estómago, e insufle aire en el estómago. Haga una incisión en la piel de 1 mm en el flanco izquierdo, 1-2 cm caudal a la última costilla y 2-3 cm distal a la apófisis espinosa de la segunda o la tercera vértebra lumbar. Introduzca una aguja de calibre 18 a través de la incisión de la piel hasta la luz del estómago. Introduzca el hilo del número 1 a través de la aguja y dentro del estómago, vuelva a cogerlo utilizando el endoscopio, y sáquelo por la boca. Una vez que el hilo de sutura ha entrado por el flanco izquierdo y ha salido por la boca, coloque la sonda de alimentación de la misma forma que se ha descrito para la colocación quirúrgica percutánea sin gastropexia. Colocación de una sonda de gastrostomía mediante laparotomía. Generalmente, este método se utiliza cuando la CAPÍTULO 11 Atención postoperatoria del paciente quirúrgico A Sutura en bolsa de tabaco apretada B Sutura de fijación Sutura en sandalia romana C Figura 11-11 Colocación de una sonda de gastrostomía por vía percutánea con gastropexia (continúa de la figura 11-10). A. Coloque el catéter de Foley o de Pezzer dentro de la luz del estómago y dentro de la sonda. B. Tense la sutura en bolsa de tabaco, retire la sonda gástrica, infle el balón del catéter de Foley y suture la pared gástrica a la pared abdominal. C. Obsérvese la colocación adecuada del tubo del catéter de Foley inflado, la gastropexia y la sutura de sandalia romana para asegurar la sonda en su sitio. Cánula externa Mango © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. A Trócar interno con la punta perforada Muelle Figura 11-12 A. Esquema de un dispositivo diseñado para colocar sondas de gastrostomía sin endoscopia. El trócar (abajo) se introduce a través de la cánula (arriba). La punta de corte (recuadro) no se extiende hasta que el dispositivo está colocado correctamente. (Continúa) 103 104 PARTE I Principios quirúrgicos generales B Sutura C Figura 11-12 (cont.) B. Esquema que muestra cómo se coloca el dispositivo en un animal en el que se está poniendo una sonda de gastrostomía. Obsérvese que al final la punta del dispositivo llega hasta un punto situado 2-3 cm caudalmente a la última costilla y 2-3 cm distal a la apófisis transversa de la segunda o la tercera vértebra lumbar. Dirija la punta del trócar a través de la cánula hasta que la punta de la hoja se extienda a través de la piel (se inserta) y ate una sutura a la punta. C. Extraiga todo el dispositivo (cánula y trócar) a través de la boca, llevando la sutura con él. CAPÍTULO 11 Atención postoperatoria del paciente quirúrgico D Punta de pipeta Catéter de Bard con «punta con forma de seta» © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. E Figura 11-12 (cont.) D. Ate el extremo de la sutura que sobresale de la boca a un catéter con punta en forma de seta. Obsérvese cómo se coloca una punta de pipeta donde se fija la sutura a la punta del catéter. E. Tire de la sutura a través de la piel, tirando del catéter con punta en forma de seta hacia el interior del estómago. La punta de pipeta facilita el paso del catéter a través de la pared abdominal. Tire del catéter hasta que la punta con forma de seta queda pegada a la mucosa gástrica; tire del estómago suavemente hacia la pared abdominal. 105 106 PARTE I Principios quirúrgicos generales Figura 11-13 Detalle de la punta de una sonda de gastrostomía endoscópica percutánea de bajo perfil de Gauderer Genie en el que se observa una pequeña depresión en la punta de tipo sombrilla y la varilla que se ajusta en la depresión. Figura 11-14 Detalle de la varilla y la sonda de gastrostomía endoscópica percutánea de bajo perfil que se muestran en la figura 11-13, montados. Figura 11-15 Al retraer la sonda de gastrostomía endoscópica percutánea de bajo perfil, la punta de tipo sombrilla se deforma; esto hace que resulte más fácil introducirla a través del orificio que se ha realizado antes. Figura 11-16 La punta de la sonda de gastrostomía endoscópica percutánea de bajo perfil se introduce completamente dentro del estómago a través del orificio. Se retira la varilla mientras se sujeta la sonda para que no se mueva; la punta de tipo sombrilla recupera su estructura original. colocación de la sonda es secundaria a otra intervención abdominal, como una biopsia o la eliminación de una masa abdominal. Dispositivos para sondas de gastrostomía de bajo perfil. Existen dispositivos para las sondas de gastrostomía de Introduzca el extremo distal de un catéter de Foley de 20 Fr o de un catéter de Pezzer (es decir, con punta en forma de seta) en la cavidad abdominal a través de una incisión punzante realizada en la pared corporal izquierda. Exponga el estómago y coloque una sutura en bolsa de tabaco en la pared ventrolateral del cuerpo del estómago. Haga una incisión punzante en el centro de la sutura en bolsa de tabaco con una hoja de bisturí del número 11 y coloque el extremo distal de la sonda de alimentación en la luz del estómago. Tense la sutura en bolsa de tabaco alrededor del catéter y llene el balón del catéter de suero salino. Tire suavemente del catéter para que el cuerpo del estómago quede pegado a la pared corporal izquierda. Fije la pared del estómago a la pared abdominal con cuatro puntos utilizando hilo reabsorbible sintético de 2-0 o 3-0. Asegure la sonda de alimentación a la piel con una sutura en sandalia romana utilizando hilo no reabsorbible del número 1 (p. ej., Novafil). Cierre el abdomen de la forma habitual. bajo perfil con distintas configuraciones, y suelen tener dos funciones principales. Primero, algunos propietarios prefieren utilizarlos cuando es necesario utilizar una sonda de gastrostomía endoscópica percutánea durante algún tiempo, porque los dispositivos de bajo perfil no tienen un tubo largo que sobresale del cuerpo, por lo que son estéticamente más atractivos. Las sondas que no «cuelgan» del cuerpo son más fáciles de cuidar (es decir, es menos probable que se salgan o que el paciente las muerda). Segundo, y quizá lo que da más valor a los dispositivos de bajo perfil, permiten cambiar rápida y fácilmente las sondas de gastrostomía que se hayan quitado inadvertidamente o que estén tan deterioradas que haya que cambiarlas. Estos dispositivos se insertan en el orificio que se ha hecho para la primera sonda de gastrostomía (v. figuras 11-13 a 11-16). Sin embargo, estos orificios se cierran rápidamente (es decir, en menos de 24 horas) una vez que se retira la sonda de gastrostomía, por lo que la velocidad es esencial. Si no se va a observar al paciente durante varias horas después CAPÍTULO 11 Atención postoperatoria del paciente quirúrgico de retirar la primera sonda de gastrostomía, debe colocarse un catéter urinario para machos de látex rojo estéril de diámetro relativamente grande, o algo parecido, en el orificio para evitar que se cierre antes de poner el dispositivo de bajo perfil. Algunos sistemas, como el sistema de gastrostomía endoscópica percutánea de Gauderer Genie con una sonda de gastrostomía de recambio de Ponsky sin balón, permiten al veterinario decidir si convertirlo en un dispositivo de bajo perfil o dejar la sonda larga, como si fuera la sonda de gastrostomía endoscópica percutánea original. Catéter NOTA: Si necesita sustituir una sonda de gastrostomía, pero no dispone de un dispositivo de bajo perfil, simplemente inserte el hilo a través de la sonda de gastrostomía que está colocada antes de retirarla y utilícelo para colocar otra sonda de gastrostomía normal. La peor y más grave complicación que se asocia con las sondas de gastrostomía es el derrame del contenido del estómago en el abdomen, con la consecuente peritonitis generalizada. Esto puede ocurrir si la sonda se quita prematuramente, si se hiperalimenta a perros de razas grandes (ya que si el estómago es muy grande puede expulsarse la sonda) o debido a una colocación inadecuada de una sonda de bajo perfil cuando se intenta sustituir una sonda de gastrostomía antigua. Generalmente, esta complicación puede prevenirse utilizando una técnica en la que se suture el estómago a la pared corporal (es decir, colocación quirúrgica percutánea con gastropexia o mediante laparotomía). Otras complicaciones de las sondas de gastrostomía incluyen vómitos, infección periestomal (relativamente frecuente, aunque suele tener poca importancia y se trata fácilmente) y migración de la punta del catéter hacia el píloro. Los catéteres de Pezzer duran más tiempo (semanas o meses) en el estómago que los catéteres de Foley, porque los balones de estos catéteres se desintegran. Como se ha indicando antes, los dueños toleran mejor los dispositivos de gastrostomía de bajo perfil (p. ej., sondas de gastrostomía Flexiflo, Ross Laboratories, Columbus, Ohio) cuando tienen que permanecer colocados mucho tiempo, como en el caso de los perros con insuficiencia renal. Las sondas de bajo perfil, aunque al principio resultan más caras, duran más que los catéteres de Pezzer o de Foley, y hay que cambiarlas con menos frecuencia, lo que compensa el gasto inicial más alto (Elliott y cols., 2000). © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Sonda de enterostomía Las sondas de alimentación de enterostomía están indicadas en pacientes con enfermedad gástrica, intestinal o pancreática y en los pacientes en los que se ha realizado una intervención quirúrgica de las vías biliares, si la parte del intestino distal a la enfermedad o a la zona quirúrgica es funcional. Con la sonda de alimentación de enterostomía puede alimentarse inmediatamente a los pacientes que se han sometido o se someterán a una cirugía colónica, utilizando una dieta de poco volumen, muy digestible. Los pacientes con DPC que deben someterse a una cirugía mayor abdominal son candidatos a la sobrealimentación entérica temprana por medio de una sonda de enterostomía. Estas sondas se colocan mediante celiotomía o laparoscopia. En los gatos y los perros de tamaño pequeño y mediano, se recomienda utilizar una sonda de alimentación para niños de 5 Fr y 90 cm. En los perros de razas grandes y gigantes puede utilizarse una sonda de alimentación de 8 Fr. 107 Pared corporal Aguja de calibre 10 Figura 11-17 Una aguja hipodérmica de calibre 10 facilita la colocación transabdominal de una sonda de alimentación de enterostomía de 5 Fr. Introduzca la punta distal de la sonda de alimentación en la cavidad abdominal a través de una incisión por punción de 2-3 mm realizada en la pared corporal derecha o izquierda con una hoja de bisturí del número 11 o con una aguja hipodérmica de calibre 18 (v. figura 11-17). Seleccione un segmento del yeyuno proximal e identifique la dirección normal del flujo de la ingesta (es decir, extremo aboral y oral). Asegúrese de que el intestino seleccionado se mueve con facilidad hacia la entrada de la sonda de alimentación en la pared corporal. Haga una incisión rectilínea en las capas seromusculares del borde antimesentético del segmento del yeyuno seleccionado (v. figura 11-18, A). Utilice una hoja de bisturí del número 11 para entrar en la luz del yeyuno en el extremo más aboral de la incisión. Inserte el extremo distal de la sonda de alimentación a través de la incisión e introduzca 25-30 cm de la sonda en dirección aboral hacia la luz del yeyuno. Coloque la parte exterior de la sonda en la incisión seromuscular de 1-1,5 cm y sutúrela en este «túnel», invirtiendo la capa seromuscular sobre la sonda con tres o cuatro puntos de Cushing utilizando hilo reabsorbible sintético de 4-0 o 5-0 (Maxon, PDS) (v. figura 11-18, B y C). Fije el sitio de salida de la sonda yeyunal al sitio de salida en la pared corporal con cuatro o cinco puntos discontinuos simples con hilo reabsorbible de 4-0; sujete la sonda de alimentación a la piel con una sutura de sandalia romana con hilo no reabsorbible de 2-0 (p. ej., Novafil). Los pacientes que tienen sondas de enterostomía pueden alimentarse inmediatamente después de la cirugía. El punto de salida de la sonda de alimentación debe incluirse en un vendaje corporal para evitar que el paciente, el personal técnico o el cliente se la quiten. Entre un uso y otro debe añadirse una columna de agua en la sonda. Las posibles complicaciones incluyen que se retire antes de tiempo, la perforación yeyunal produ- 108 PARTE I Principios quirúrgicos generales Incisión en la capa seromuscular Punción en la mucosa/submucosa A Oral Aboral Sutura de Cushing discontinua Oral B Aboral Túnel C Oral Aboral Sección transversal Figura 11-18 Colocación de una sonda de enterostomía. A. Haga una incisión rectilínea de 1-1,5 cm en la capa seromuscular del borde antimesentérico del segmento seleccionado del yeyuno; utilice la punta de una hoja de bisturí para hacer un agujero en el lado aboral de la incisión seromuscular. B y C. Introduzca el extremo distal de la sonda de alimentación a través de la incisión; coloque la parte exterior de la sonda en la incisión seromuscular de 1-1,5 cm y construya un túnel invirtiendo la capa seromuscular sobre la sonda con tres o cuatro suturas de Cushing con hilo absorbible de 4-0. CAPÍTULO 11 cida por la sonda, el derrame peritoneal y el derrame subcutáneo. Este último puede prevenirse fijando la sonda a la piel, y el derrame peritoneal se evita teniendo cuidado para incluir una pexia de 360 grados en la pared yeyunal-abdominal. CÁLCULO DE LA VELOCIDAD Y VOLUMEN DE LA ALIMENTACIÓN Una vez que se ha calculado el número de calorías que necesita el paciente para cubrir sus requerimientos calóricos totales, la velocidad y el volumen de la alimentación se determinan basándose en la vía de administración (oral, nasoesofágica, esofagostomía, faringostomía, gastrostomía o enterostomía). Cuando el alimento se va a depositar en el estómago (alimentación oral, sondas nasoesofágicas, de esofagostomía, de faringostomía o de gastrostomía), la capacidad del estómago del paciente determina la cantidad de alimentos que se administra. La capacidad gástrica normal de los gatos y los perros es de aproximadamente 80 mL de líquido por kilogramo de peso corporal. Sin embargo, los pacientes anoréxicos generalmente sólo aceptan 30-40 mL/kg de peso corporal cuando se empieza a alimentarles. El aumento gradual durante 2-3 días permite que el estómago se vaya adaptando progresivamente a volúmenes más grandes. El paciente debe alimentarse tres veces al día como mínimo; sin embargo, si se producen vómitos y distensión abdominal, debe reducirse el volumen y aumentarse el número de veces que se le alimenta al día. En los animales que vomitan habitualmente después de administrarles la dieta a través de una sonda nasoesofágica, de esofagostomía o de gastrostomía, suele ser útil administrar una dieta comercial líquida a través de la sonda en forma de infusión a velocidad constante (IVC). También puede ser beneficiosa la administración simultánea de antieméticos y/o fármacos procinéticos gástricos. Cuando el alimento se deposita en el intestino delgado (sondas de enterostomía), la velocidad y el volumen deben regularse cuidadosamente para prevenir la hiperdistensión. Cada paciente es único en cuanto a la cantidad de líquido que puede admitir su intestino delgado; en el cuadro 11-6 se ofrecen unas pautas para la alimentación a través de una sonda de enterostomía. Estas son sólo unas pautas generales; algunos pacientes necesitan más tiempo para adaptarse (5-7 días), mientras que otros admiten todo el volumen que necesitan a los 2-3 días. Los signos que indican sobrealimentación son vómitos, diarrea, distensión abdominal, espasmos, o todos ellos a la vez. Estas complicaciones suelen resolverse si se diluye la concentración de la dieta y se reducen la velocidad y el volumen de administración. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. COMPLICACIONES Cuando se utiliza la sobrealimentación entérica pueden producirse tres tipos de complicaciones: mecánicas, gastrointestinales y metabólicas. En la mayoría de los casos, las complicaciones pueden prevenirse utilizando una técnica adecuada para colocar la sonda; utilizando una sonda de alimentación de caucho suave y del diámetro apropiado, y una dieta adecuada; planificando cuidadosamente la alimentación; y manejando la sonda de forma adecuada cuando se utiliza, y entre un uso y otro. En un estudio reciente en el que se evaluaron las complicaciones y los factores que influían en el pronóstico asociados a la NPT en los gatos, se observó que las complicaciones mecánicas y sépticas eran poco frecuentes y no se asociaban a un aumento de la mortalidad; sin embargo, en este estudio la mortalidad fue superior Atención postoperatoria del paciente quirúrgico 109 CUADRO 11-6 Pautas alimenticias a través de una sonda de enterostomía • Calcular las necesidades energéticas totales. • Administrar 1/4 del volumen calculado durante las primeras 24 horas; se recomienda hacerlo 4 o 5 veces al día, como mínimo*. • Administrar 1/2 del volumen calculado durante las segundas 24 horas; 4 o 5 veces*. • Administrar 3/4 del volumen calculado durante las terceras 24 horas 4 o 5 veces*. • Administrar todo el volumen calculado el cuarto día 4 o 5 veces*. *Es preferible la alimentación continua por medio de una bomba de infusión. al 50%, en la mayoría de los casos se hizo la eutanasia o morían debido a la enfermedad primaria o a las complicaciones asociadas a la enfermedad (Pyle y cols., 2004). Complicaciones mecánicas Las complicaciones mecánicas incluyen la colocación accidental de una sonda en la tráquea (sondas nasoesofágicas, de esofagostomía o de faringostomía) o en la cavidad peritoneal (sondas de gastrostomía o de enterostomía), perforación del intestino por la sonda de alimentación (sondas de gastrostomía o de enterostomía), regurgitación o vómito de la sonda (sondas nasoesofágicas, de esofagostomía o de faringostomía), irritación esofágica (sondas nasoesofágicas, de esofagostomía o de faringostomía), obstrucción del flujo de salida gástrico (sondas de gastrostomía), infección del sitio de salida de la sonda, oclusión de la sonda o que el paciente se quite la sonda. La colocación accidental de las sondas de alimentación en la tráquea o la cavidad peritoneal puede prevenirse si se colocan con mucho cuidado. Si existe alguna duda sobre la localización de la sonda, debe inyectarse una pequeña cantidad de material de contraste acuoso estéril a través de la sonda y realizar una radiografía. La perforación intestinal se ha eliminado casi por completo gracias al uso de sondas de alimentación de enterostomía de caucho suave o de Silastic, de pequeño calibre. En los gatos, ya no se producen perforaciones esofágicas (sondas de esofagostomía) desde que dejaron de utilizarse estiletes para colocar la sonda. Generalmente, puede evitarse que el paciente se quite la sonda prematuramente utilizando restricciones mecánicas adecuadas (p. ej., un vendaje y un collar isabelino) y fijando de forma segura la sonda al punto de salida (con suturas de sandalia romana). El uso de sondas de caucho suave y de pequeño calibre ha aumentado la tolerancia de los pacientes. Se ha observado esofagitis debido a la colocación de sondas nasoesofágicas, de esofagostomía o de faringostomía; sin embargo, el uso de sondas de alimentación de Silastic o de caucho suave ha reducido la irritación esofágica. Además, la colocación en la parte media del esófago elimina la esofagitis por reflujo. La infección en el sitio de la sonda puede reducirse al mínimo manejando la sonda de forma adecuada. El área debe mantenerse limpia y cubrirse con un vendaje suelto. Hay que tener cuidado cuando se alimenta al paciente para impedir que los alimentos contaminen el sitio de salida. Se han observado algunos casos de rinitis secundaria a la colocación de una sonda nasoesofágica, 110 PARTE I Principios quirúrgicos generales pero el uso de sondas de caucho suave y de pequeño calibre han reducido al mínimo esta posibilidad. La fórmula dietética puede obstruir las sondas de alimentación de pequeño calibre (3-5 Fr). Esto puede evitarse utilizando una dieta comercial líquida en vez de una dieta triturada. Hay que tener cuidado para que no caiga material fuera de la sonda cuando se está terminando la alimentación y tapar la sonda para mantener una columna de agua, lo que ayuda a prevenir la oclusión por reflujo gastrointestinal. Con las sondas de alimentación de gran calibre pueden utilizarse dietas trituradas, pero deben tomarse precauciones parecidas para impedir la oclusión. Si una sonda se obstruye, pueden introducirse en su interior unas pinzas endoscópicas flexibles para eliminar el material atascado. Si no se consigue, puede infundirse dentro de la sonda un líquido carbonatado, como cola; la efervescencia del líquido y su pH ácido pueden facilitar la eliminación del material atascado. Si esto no tiene éxito, puede ser necesario sustituir la sonda. Complicaciones gastrointestinales Las complicaciones gastrointestinales más frecuentes del tratamiento nutricional entérico incluyen vómitos, espasmos, distensión abdominal, diarrea, o todos ellos a la vez. Las causas más comunes son la alimentación demasiado rápida, un volumen excesivo de alimentos y las dietas con una osmolalidad alta. El tratamiento consiste en reducir la velocidad y el volumen de la alimentación o diluir el contenido de la fórmula. Complicaciones metabólicas La complicación metabólica más común de la nutrición entérica es la hiperglucemia que se produce debido a la absorción rápida de glucosa. Puede utilizarse insulina para controlar la hiperglucemia, pero no suele ser necesario. En los casos poco frecuentes en que es necesario administrar insulina, el veterinario debe empezar poniendo una dosis muy pequeña y vigilar al animal estrechamente, esperando que la necesidad de insulina desaparezca cuando el paciente se adapte. No se ha establecido una dosis de insulina adecuada para estos casos basándose en la experiencia. En los perros, puede empezarse con una dosis de 0,25 a 0,5 unidades de insulina regular/4,5 kg de peso corporal. Los gatos tienden a ser más sensibles a los efectos de la insulina que los perros, pero puede empezarse con una dosis parecida. Los pacientes, especialmente los animales demacrados, deben vigilarse con cuidado por si se presenta hipofosfatemia, hipopotasemia o hiperpotasemia. Se ha informado con muy poca frecuencia de la existencia de complicaciones producidas por la NPP. En un estudio se observó que la complicación metabólica más frecuente era la hiperglucemia, seguida por lipidemia e hiperbilirrubinemia (Chan y cols., 2002). La mayoría de las complicaciones fueron leves y no fue necesario suspender la NPP. NOTA: En los gatos debe utilizarse la insulina con cuidado, ya que son muy sensibles a ella. Bibliografía Chan DL, Freeman LM, Lobato MA et al: Retrospective evaluatioan of partial parenteral nutrition in dogs and cats, J Vet Intern Med 16:440, 2002. Chan DL, Freeman LM, Rozanski EA et al: Colloid osmotic pressure of parenteral nutrition components and intravenous fluids, J Vet Emerg Crit Care 11:269, 2001. Crowe DT et al: The use of polymeric liquid enteral diets for nutritional support in seriously ill or injured small animals: clinical results in 200 patients, J Am Anim Hosp Assoc 33:500, 1997. Elliott DA, Riel DL, Rogers QR: Complications and outcomes associated with use of gastrostomy tubes for nutritional management of dogs with renal failure: 56 cases (1994-1999), J Am Vet Med Assoc 217:1337, 2000. McCrackin MA, Stiffler KS, Schmiedt CW: One-step placement of a percutaneous, nonendoscopic, low-profile gastrostomy port in cats, J Am Vet Med Assoc 217:1636, 2000. Pyle SC, Marks SL, Kass PH: Evaluation of complications and prognostic factors associated with administration of total parenteral nutrition in cats: 75 cases (1994-2001), J Am Vet Med Assoc 225:242, 2004. Zsombor-Murray E, Freeman LM: Peripheral parenteral nutrition, Comp Cont Educ 21:512, 1999. Lecturas recomendadas Chandler ML, Guilford WG, Payne-James J: Use of peripheral nutritional support in dogs and cats, J Am Vet Med Assoc 216:669, 2000. Comparación de la nutrición parenteral total y parcial. Se analiza la trombosis venosa periférica y cómo prevenir esta complicación. Hewitt SA, Brisson BA, Sinclair MD et al: Evaluation of laparoscopicassisted placement of jejunostomy feeding tubes in dogs, J Am Vet Med Assoc 225:65, 2004. En este artículo se describe cómo se coloca una sonda de yeyunostomía mediante laparoscopia. Los autores recomiendan utilizar esta técnica en los perros que no requieren una laparotomía por otras razones. Ireland LM, Hohenhaus AE, Broussand JD et al: A comparison of owner management and complications in 67 cats with esophagostomy and percutaneous endoscopic gastrostomy feeding tubes, J Am Anim Hosp Assoc 39:241, 2003. En este estudio se comprobó que los propietarios se sentían cómodos cuando se utilizaban sondas de esofagostomía y de gastrostomía. Concluyeron que las sondas de esofagostomía eran una alternativa excelente a las sondas de gastrostomía. Pyle S, Marks S, Kass P: Evaluation of complications and prognostic factors associated with administration of total parenteral nutrition in cats, 75 cases (1994-2001), J Am Vet Med Assoc 225:242, 2004. En este estudio realizado en 75 gatos a los que se les administró NPT se demostró que los antecedentes de pérdida de peso, hipoalbuminemia, insuficiencia renal crónica e hiperglucemia prolongada se asociaban a un mal pronóstico, así como las enfermedades concurrentes múltiples. Salinardi BJ, Harkin KR, Bulmer BJ et al: Comparison of complications of percutaneous endoscopic versus surgically placed gastrostomy tubes in 42 dogs and 52 cats, J Am Anim Hosp 42:51, 2006. Si se analizaban de forma independiente para cada especie (sólo perros o sólo gatos), no se encontraban diferencias entre las tasas de complicaciones de las dos técnicas; sin embargo, si los perros y los gatos se mezclaban en el mismo grupo, las sondas colocadas endoscópicamente producían una tasa más alta de complicaciones, y estas eran más graves. von Werthern CJ, Wess G: A new technique for insertion of esophagostomy tubes in cats, J Am Anim Hosp Assoc 37:140, 2001. En este artículo se describe el uso de un aplicador diseñado especialmente para colocar sondas de esofagostomía rápidamente. CAPÍTULO 12 Fundamentos básicos de la rehabilitación física C A P Í T U L O 111 12 Fundamentos básicos de la rehabilitación física DEFINICIONES La rehabilitación física veterinaria es un derivado de la fisioterapia orientada a los seres humanos. El término rehabilitación procede de la palabra latina rehabilitare, que significa «recuperar la capacidad». La rehabilitación física se utiliza principalmente para el tratamiento de las enfermedades ortopédicas y neurológicas, e incuye el uso de elementos físicos o mecánicos, como la luz, la termoterapia (caliente y fría), el agua, la electricidad, los masajes y el ejercicio. Otros términos que se utilizan para describir la rehabilitación física son rehabilitación canina, terapia física y fisioterapia. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. GENERALIDADES La fisioterápia es una parte habitual de la medicina humana y se ha demostrado que aumenta al máximo la recuperación física global de los pacientes. Con la rehabilitación, si se utiliza junto con los tratamientos médicos y quirúrgicos estándar, y un tratamiento adecuado del dolor (v. capítulo 13), puede conseguirse una recuperación de la cirugía y los traumatismos más completa y en menos tiempo. El desarrollo de la medicina veterinaria ha hecho que aumente la esperanza de vida de la mayoría de los animales domésticos, por lo que ha aumentado el número de animales con molestias crónicas, enfermedades y trastornos geriátricos; las distintas técnicas de rehabilitación física proporcionan opciones para el tratamiento y el alivio sintomático de estos pacientes, lo que mejora su calidad de vida. En medicina veterinaria, la rehabilitación física se utiliza para el tratamiento de los pacientes con osteoartritis crónica; para facilitar la recuperación postoperatoria o como tratamiento conservador de los pacientes ortopédicos o neurológicos; para el tratamiento de los pacientes muy debilitados; para permitir la interacción con pacientes oncológicos que deben permanecer largos períodos hospitalizados (p. ej., debido a la radioterapia), lo que mejora su estado mental y les hace más felices; para mejorar el estado físico, la fuerza y el rendimiento de los perros de trabajo y los que participan en competiciones deportivas; para ayudar a que los pacientes obesos pierdan peso; y para fomentar los vínculos con los animales de compañía y/o su obediencia. Los objetivos de la rehabilitación física son mejorar al máximo la recuperación de los procesos patológicos y las intervenciones quirúrgicas, a la vez que aumentan la funcionalidad y el bienestar general del paciente. Estos objetivos pueden alcanzarse aumentando el rango de movimiento articular (RMA), reduciendo el dolor, haciendo que la recuperación de los tejidos neurológicos y musculoesqueléticos lesionados e inflamados sea más completa, evitando la atrofia por falta de uso de los músculos afectados, mejorando la funcionalidad de las extremidades débiles y paralizadas, previniendo la contractura y la fibrosis de los tejidos blandos, y consiguiendo unos resultados fisiológicos positivos tanto para los pacientes como para sus dueños. Los protocolos de la rehabilitación física incluyen el uso de múltiples modalidades de tratamiento, que deben individualizarse tanto para el paciente como para el cliente. MODALIDADES DE TRATAMIENTO Crioterapia e hipotermia Crioterapia e hipotermia son términos que designan la aplicación terapéutica del frío. El frío es el elemento térmico de elección para tratar la fase aguda de las lesiones tisulares, porque reduce los procesos inflamatorios y proporciona analgesia. La disminución de la temperatura de la piel y el tejido subyacente produce vasoconstricción, disminuye el flujo sanguíneo y disminuye la velocidad de conducción de los nervios sensitivos y motores. La crioterapia se utiliza con frecuencia para tratar la inflamación postoperatoria, los traumatismos musculoesqueléticos y los espasmos musculares, y para reducir al mínimo la inflamación secundaria que se produce tras el ejercicio terapéutico. Produce un cambio de temperatura en el tejido afectado de entre 1 °C y 4 °C dentro del músculo y de entre 12 °C y 13 °C en la superficie cutánea cuando se elimina el calor del cuerpo. Generalmente, a los 15-30 minutos se recupera la temperatura basal, lo que permite un período significativo de analgesia y de disminución de la inflamación y/o el edema. Para aplicar la hipotermia pueden utilizarse bolsas de hielo, masajes con cubitos de hielo caseros, compresores fríos, o puede ponerse el tejido afectado bajo un chorro de agua fría o sumergirlo en agua. Primero, cubra la zona con una toalla para proteger la piel. Aplique una bolsa de hielo (una bolsa de congelación llena de hielo picado), una compresa fría o una toalla helada en el sitio afectado. Si es posible, sujete la bolsa de hielo con un vendaje compresivo para mantenerla en su sitio, comprimir el tejido y proteger el resto del cuerpo de la bolsa de hielo. En los perros medianos o grandes, la bolsa debe aplicarse durante 15-20 minutos, repitiendo el proceso cada 4 horas. Continúe con la aplicación durante al menos las primeras 72 horas después de la intervención quirúrgica o de producirse la lesión para que se resuelva la fase inflamatoria aguda. 111 112 PARTE I Principios quirúrgicos generales La hipotermia es relativamente segura, pero no debe utilizarse en animales sensibles al frío. Debe observarse con atención la reacción del paciente y suspender el tratamiento si parece incómodo. Debe observarse la piel por si aparecen signos de congelación; la piel pálida o blanquecina después de la aplicación indica una posible lesión tisular. NOTA: Hay que tener mucho cuidado cuando se utiliza la crioterapia en animales con poca o ninguna sensibilidad, y en los que tienen implantes metálicos. Tratamiento con calor e hipertermia La hipertermia o aplicación de calor es el elemento térmico de elección para tratar las lesiones crónicas, pero no debe utilizarse en los tejidos con inflamación activa. Fisiológicamente, el calor superficial produce vasodilatación cutánea, aumento de la velocidad de conducción de los nervios, relajación muscular, aumento del umbral del dolor, aumento de la actividad enzimática y metabólica, y aumento de la extensibilidad del tejido conjuntivo. El calor superficial suele utilizarse para reducir la rigidez articular de las extremidades y aumentar la elasticidad del tejido conjuntivo antes de realizar estiramientos o ejercicios; sin embargo, para calentar los tejidos profundos de forma adecuada es más apropiado utilizar ultrasonidos o diatermia. Primero, aplique una capa de aislante en la zona afectada. Sujete las bolsas calientes (ya sean bolsas que se venden preparadas o toallas calientes) a la extremidad con unas correas. Como alternativa, puede utilizar baños calientes, bañeras de hidromasaje, cintas sin fin subacuáticas o piscinas. Para tratar los tejidos profundos utilice ultrasonidos terapéuticos (v. el comentario más adelante). En los perros medianos o grandes, aplique calor durante 15-20 minutos cada 4 horas antes de realizar el ejercicio o los estiramientos para facilitar los cambios plásticos del tejido y aumentar la movilidad articular. Observe el estado de la piel durante y después de la aplicación por si se produjeran efectos secundarios. La hipertermia no debe utilizarse en zonas con inflamación aguda, ya que puede exacerbar la hemorragia y el edema. Otras contraindicaciones para el uso de la hipertermia son la disminución o ausencia de la sensibilidad, los trastornos de la termorregulación y los trastornos hemorrágicos. No debe aplicarse calor sobre el útero de las hembras preñadas, en los tumores malignos ni en las zonas de infección activa. Pueden producirse quemaduras tisulares si el animal no es capaz de disipar el calor o si se utiliza una temperatura demasiado alta durante períodos prolongados. Ultrasonidos terapéuticos Las unidades de ultrasonidos terapéuticos están diseñadas para emitir ondas sonoras en el interior de los tejidos, lo que proporciona un efecto térmico de calentamiento local del tejido profundo. Los ultrasonidos terapéuticos térmicos son eficaces para el tratamiento de la tendinitis crónica, el RMA limitado debido a contractura tisular, la miositis, la tendinitis bicipital y los espasmos musculares. Los ultrasonidos aumentan el flujo sanguíneo (lo que mejora la cicatrización), la temperatura tisular (lo que reduce el dolor) y la elasticidad tisular. Las unidades de ultrasonidos pueden ajustarse a baja intensidad, en modo continuo o en modo pulsado para facilitar la cica- trización de las heridas agudas (se utiliza en las 2 semanas siguientes después de producirse la lesión) o crónicas. La fonoforesis es el uso de los ultrasonidos terapéuticos para facilitar la absorción y distribución de los fármacos aplicados por vía tópica. Generalmente, cuando se compra una unidad de ultrasonidos terapéuticos, el fabricante proporciona los protocolos de tratamiento y de asistencia técnica. Las variables que deben tenerse en cuenta son la frecuencia, la intensidad y el ciclo de servicio. Se utilizan haces de ultrasonidos colimados y frecuencias que están dentro del rango de los megahertzios (MHz). La intensidad es la velocidad de la energía liberada por unidad de área, y se mide en vatios por centímetro cuadrado (W/cm2). Cuanto mayor es la intensidad, mayor y más rápido es el aumento de la temperatura. El ciclo de servicio es el porcentaje de tiempo durante el que se emite el sonido en un período del pulso. Otros factores que deben tenerse en cuenta son el área de tratamiento, la duración del tratamiento y la planificación del tratamiento. El área adecuada de tratamiento debe tener el doble del tamaño de la cabeza del transductor. Generalmente, el tratamiento dura 5 minutos para un área de un tamaño de aproximadamente el doble de la cabeza del transductor seleccionado; sin embargo, en algunas unidades puede programarse el tiempo necesario basándose en la intensidad de otros parámetros. El plan de tratamiento puede empezar con una sesión diaria (durante 10 días como máximo), y después se va reduciendo la frecuencia de las sesiones a medida que mejora el estado del animal. Afeite el pelo para que los ultrasonidos penetren en el tejido subyacente. Aplique un gel conductor soluble en agua en la zona que se va a tratar. Para las lesiones profundas, configure la frecuencia a 1 MHz, con lo que el calor alcanzará una profundidad de entre 2 y 5 cm. Las lesiones superficiales se tratan a una frecuencia de 3 MHz. Configure la intensidad desde 0,5 hasta 2 W/cm2 dependiendo de la cantidad de tejido blando que exista; cuanto más tejido blando hay, más alto debe ser el valor configurado. Cuando configure la intensidad, también debe tener en cuenta la tolerancia del paciente. Normalmente, el ciclo de servicio se configura entre el 5% y el 50%, dependiendo del efecto que se desee conseguir en el tejido. La duración del tratamiento varía dependiendo del área y el tamaño de la cabeza del transductor seleccionado, como se ha indicado más arriba. Mueva la cabeza del transductor sobre la piel a una velocidad que no supere los 4 cm/s (v. figura 12-1). Esta debe moverse de forma continua sobre todo el área y siguiendo distintos patrones para evitar las manchas calientes y no lesionar los tejidos. Hay que tener cuidado para no quemar los tejidos con los ultrasonidos terapéuticos. Los pacientes con disminución de la circulación, de la sensibilidad o de la consciencia tienen más riesgo de sufrir quemaduras tisulares. Las contraindicaciones de los ultrasonidos terapéuticos incluyen los tumores, los tejidos con inflamación aguda, los tejidos infectados y las zonas dolorosas. NOTA: Hay que tener cuidado para evitar la exposición directa de las prominencias óseas y los implantes metálicos, las fisis, el corazón, el útero grávido o los testículos, a los ultrasonidos. CAPÍTULO 12 Fundamentos básicos de la rehabilitación física Figura 12-1 Figura 12-2 Fotografía que muestra una lechuza a la que se le están aplicando ultrasonidos terapéuticos en el ligamento pterigión. Técnica adecuada para flexionar la articulación de la babilla. Obsérvese la disminución del ángulo de flexión debido al traumatismo muscular producido por la cirugía realizada para estabilizar una fractura femoral distal. 113 Masaje El masaje es la manipulación suave de los músculos y los tejidos blandos. Es eficaz tanto para mover el líquido hacia el sistema linfático como para mover el líquido desde las extremidades hasta las zonas centrales del cuerpo en los pacientes con edema de la parte distal de las extremidades. También se ha desarrollado la hipótesis de que los masajes tienen un efecto circulatorio que facilita el movimiento de líquido desde el tejido lesionado y su sustitución por nuevos nutrientes transportados por la sangre. Puesto que el masaje produce un movimiento dentro y entre varias capas de tejido, puede ayudar a movilizar y ablandar las adherencias, limitar y aliviar las contracturas musculares y tendinosas, y disminuir la fibrosis. El masaje es muy eficaz para relajar los músculos y los tejidos blandos antes del ejercicio. Los espasmos musculares y el dolor asociado a ellos pueden aliviarse con masaje. Se utiliza para ayudar a los pacientes postoperatorios a conservar la movilidad; para reducir el dolor de los animales con trastornos crónicos, como osteoartritis, para que puedan realizar ejercicio; y como tratamiento para mejorar el rendimiento de los perros que participan en competiciones deportivas. Generalmente, el masaje se aplica después de la hipertermia y antes de los estiramientos o el ejercicio, y puede limitarse a una zona o aplicarse en todo el cuerpo. Puede enseñarse a los dueños a realizar los masajes. Rango de movimiento pasivo y estiramiento Esto relaja al perro y permite a los terapeutas evaluar los tejidos, el tono muscular, la presencia de inflamación o de masas y las diferencias de temperatura. El rango de movimiento (RDM) se refiere al movimiento completo que puede realizar una articulación. El rango de movimiento pasivo (RDMP) es la manipulación artificial de una articulación a través de un RDM indoloro. El estiramiento suele realizarse junto con el RDMP para aumentar la flexibilidad articular y la extensión de los tejidos blandos. La inmovilización es perjudicial para los cartílagos articulares, los ligamentos, los huesos y los músculos. El RDMP es vital para que las articulaciones conserven su integridad y para ayudar a minimizar la contracción de los tejidos blandos y los músculos, las lesiones de los cartílagos articulares y la atrofia tisular. También mejora el movimiento sinovial para la nutrición del cartílago y aumenta el flujo sanguíneo y la sensibilidad de las articulaciones y las extremidades. Normalmente, el RDMP está indicado para los animales que no pueden o no se les permite mover activamente una extremidad. Puede utilizarse en pacientes muy debilitados o postrados para reducir al mínimo las complicaciones asociadas a la disminución de la circulación. Esta técnica suele utilizarse para tratar las dolencias musculares producidas por la hiperactividad del fin de semana y como calentamiento para otros ejercicios. El RDMP no es un sustituto del RDM activo, ya que no previene la atrofia muscular, no aumenta la fuerza ni ayuda a la circulación. Comenzando por la parte distal del área afectada y dirigiéndose proximalmente, manipule suavemente y presione los tejidos blandos y los músculos. A continuación, presione suavemente, y después amase y apriete el tejido. Aumente la intensidad y la duración del masaje a medida que aumenten la tolerancia y la comodidad del animal. Coloque las manos encima y debajo de la articulación y flexione y extienda la articulación suavemente mientras sujeta la extremidad. Manipule la articulación a través de un RDM no doloroso (v. figuras 12-2 y 12-3). Extienda y flexione lentamente la articulación más allá del RDM indoloro para estirar el tejido. No fuerce el movimiento si resulta molesto para el paciente. Mantenga Los masajes se empiezan acariciando o tocando suavemente el miembro afectado con una presión moderada. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Al principio, las sesiones de masaje suelen durar 5 minutos, y se van alargando hasta durar de 15 a 30 minutos, dependiendo de la gravedad del estado del animal. 114 PARTE I Principios quirúrgicos generales Figura 12-3 Técnica correcta para la extensión de la babilla. Figura 12-5 Estimulación eléctrica de los músculos semimembranoso y semitendinoso de un perro pastor alemán con mielopatía degenerativa. Figura 12-4 Método simple para flexionar todas las articulaciones de la extremidad pelviana con un solo movimiento. el estiramiento durante 15-30 segundos. Vuelva a colocar la articulación en su posición normal. Repita el estiramiento hasta 20 veces por sesión. Trabaje con todas las articulaciones de la extremidad afectada para obtener el máximo beneficio (v. figura 12-4). Observe al paciente antes, durante y después del tratamiento por si el dolor varía o se producen cambios del RDM activo o de la calidad del movimiento. NOTA: No utilice el RDMP si el movimiento puede producir lesión o inestabilidad o si el estiramiento es molesto para el paciente. Tenga cuidado para no alterar la cicatrización de los tejidos blandos. Estimulación eléctrica neuromuscular La estimulación eléctrica neuromuscular (EENM) es la aplicación de una corriente eléctrica a los tejidos para fomentar su cica- trización. Los dispositivos de EENM suelen ser estimuladores de corriente pulsada, que pueden utilizar ondas de corriente alterna o continua. En estos dispositivos pueden configurarse la forma de la onda, la amplitud (magnitud de una onda eléctrica), la duración del pulso (tiempo durante el cual la carga fluye en ambas direcciones), la duración de la fase (tiempo durante el cual la corriente fluye desde la línea basal en una dirección y retrocede), la velocidad del pulso (número de pulsos que se producen por segundo), el ciclo de servicio (proporción entre una unidad de tiempo y el tiempo de ciclo total), la rampa (permite aumentar o disminuir la amplitud de forma gradual) y la polaridad. La EENM suele utilizarse para la rehabilitación de los pacientes con trastornos ortopédicos y neurológicos. Sus efectos incluyen el aumento del RDM, el aumento de la fuerza muscular y mejora del tono muscular; la disminución del edema y la mejora de la circulación; y la disminución de los espasmos musculares y del dolor. La fuerza muscular mejora porque aumentan las proteínas contráctiles musculares, y la resistencia muscular aumenta al aumentar la vascularidad, la capacidad aeróbica y el tamaño mitocondrial. La estimulación eléctrica muscular puede utilizarse para reeducar a los músculos denervados. La iontoforesis es la utilización de la estimulación eléctrica para mejorar la absorción y la distribución de los fármacos administrados por vía transcutánea. Afeite y prepare la piel que recubre el punto motor con alcohol. Aplique el gel a la piel y coloque el electrodo (v. figura 12-5). CAPÍTULO 12 Fundamentos básicos de la rehabilitación física 115 TABLA 12-1 Protocolos para la estimulación neuromuscular LONGITUD DE ONDA AMPLITUD/ ESTIMULACIÓN MUSCULAR DURACIÓN DEL PULSO FRECUENCIA Fortalecimiento muscular Bifásica Motor 150-250 s Reeducación muscular Bifásica Motor Dolor agudo CBF CICLO DE SERVICIO DURACIÓN DEL TRATAMIENTO 30-50 pps Interrumpido, 1:3 o 1:5 10-20 minutos 1o 2 veces al día, 3-5 días a la semana 100-400 s 30-50 pps Interrumpido, 1:1 o 1:2 10-20 minutos 1 o 2 veces al día, 3-5 días a la semana Motor 2-50 s 50-100 pps Continuo 20-30 minutos, sin efecto residual Dolor cónico CBF Sensorial >150 s 2-4 pps Continuo 30-45 minutos Edema Motor 100-400 s 30-50 pps Continuo PROBLEMA CBF, corriente de baja frecuencia. Localice aproximadamente el punto motor (área en la que el nervio motor entra en el músculo) del músculo diana. Con el aparato en funcionamiento, mueva el electrodo para identificar el punto motor con precisión. Haga una marca en el punto para referencias futuras. Seleccione los parámetros de la estimulación eléctrica, seleccionando primero la longitud de onda. La longitud de onda ayuda a determinar si el paciente está cómodo. Generalmente, se eligen longitudes de onda bifásicas simétricas y trifásicas simétricas, ya que las longitudes de onda suaves y regulares son más confortables. Seleccione estimulación motora o estimulación sensorial. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. La estimulación determina la intensidad de la contracción. Con la estimulación motora, la EENM provoca una contracción visible. La estimulación sensorial utiliza una corriente de baja intensidad que el paciente puede sentir, pero que no hace que se mueva el músculo. Seleccione la duración del pulso, que es directamente proporcional a la duración de la contracción. Seleccione la frecuencia (que se define como el número de pulsos eléctricos por segundo) para determinar la velocidad a la que se estimularán las fibras musculares. Seleccione el ciclo de servicio a 1:1 para aumentar la resistencia o, por el contrario, seleccione 1:3 o 1:5 para el fortalecimiento muscular. Seleccione la rampa para que el paciente esté más cómodo. La rampa es el aumento y la disminución gradual de la corriente que provoca una contracción. Una rampa gradual significa que la corriente aumenta gradualmente hasta llegar al valor máximo, en vez de generarse una corriente de forma brusca en el tejido. Esto permite que el paciente se vaya acostumbrando poco a poco a cada contracción. Puede seleccionarse el tratamiento de un músculo para fomentar el movimiento articular, o pueden tratarse grupos musculares opuestos si no se desea que se produzca movimiento. Generalmente, la EENM se aplica durante 15-20 minutos, de una a cinco veces semanales (pero puede realizarse hasta dos veces al día durante 5 días a la semana; v. tabla 12-1). La aplicación intensiva de la EENM puede producir dolor muscular. Es más eficaz si se utiliza para mejorar la contracción y la fuerza durante o inmediatamente antes del ejercicio activo. NOTA: Hay que tener cuidado cuando se utiliza la EENM sobre áreas con deterioro de la sensibilidad o con irritación de la piel, o sobre el útero grávido. Está contraindicado utilizar la EENM sobre el corazón o el seno carotídeo, en los animales con marcapasos o convulsiones, y sobre tumores o zonas infectadas. Ejercicio terapéutico El ejercicio terapéutico (ET) es el arte de animar a un animal a que ejercite de forma adecuada los grupos musculares y a que realice un movimiento activo voluntario de la articulación o la extremidad afectada. Se consigue mediante ejercicios creativos, utilizando el entorno y otras herramientas. Estos ejercicios pueden realizarlos el fisioterapeuta o el propietario del animal. Los objetivos del ET son numerosos, e incluyen aumentar el RDM indoloro del animal; el uso de la extremidad, la masa muscular, y la fuerza; y aumentar su capacidad funcional global. También puede reducir la probabilidad de que se produzcan más lesiones, mejorar las aptitudes físicas para participar en eventos o en competiciones deportivas, aumentar las posibilidades de recuperar la capacidad de trabajo, mejorar el estado cardiovascular, y proporcionar una sensación de bienestar y fomentar la relación entre el 116 PARTE I Principios quirúrgicos generales animal y su dueño. Los conceptos básicos subyacentes al éxito de la aplicación del ET incluyen cambiar las costumbres del animal, individualizar el ejercicio para adaptarlo al paciente, dejar que la evolución del paciente determine el aumento de la actividad y, lo más importante, utilizar la propia imaginación para que el ejercicio resulte divertido tanto para el animal como para su dueño. La elección del ET varía dependiendo de la fase de reparación tisular y de la resistencia del animal. Es importante fijar un objetivo realista para cada paciente. La planificación del ejercicio debe corresponderse con la evolución del animal. La intensidad del ejercicio puede aumentarse aumentando el número de sesiones, el número de repeticiones por sesión, la intensidad global y/o la velocidad de la actividad. Aunque muchos ejercicios terapéuticos requieren un equipo mínimo, también pueden utilizarse muchos otros dispositivos de ayuda, como pelotas terapéuticas, tablas de equilibrio, pesas, bandas terapéuticas (bandas elásticas que se utilizan para aumentar la resistencia que se aplica a grupos musculares específicos), túneles, barras de Cavaletti, cintas sin fin (subacuáticas o no) y piscinas. La clave del éxito del ET es controlar la situación. Debe sujetarse al animal con una correa muy corta, para que vaya pegado al adiestrador y esté atento. En los animales con huesos que se están consolidando o con fijaciones inestables debe utilizarse un cabestrillo. Cuando se decide el nivel del ET deben tenerse en cuenta el riesgo que existe de dañar una reparación quirúrgica y otros problemas médicos. Hay que tener cuidado para evitar las situaciones potencialmente problemáticas, como la presencia de animales silvestres, pavimento resbaladizo, y la presencia de niños o de otros perros. Si el dueño no controla al animal y no puede realizar los ejercicios de forma controlada y segura, las únicas soluciones viables pueden ser el reposo en una jaula o la rehabilitación en el hospital. Ejercicios estáticos. Los ejercicios terapéuticos estáticos se recomiendan para los animales debilitados o postrados. Sujete al animal físicamente por debajo del abdomen o la pelvis o utilice un cabestrillo, una carretilla o una silla de ruedas. Ayude al animal a mantenerse de pie durante breves intervalos de tiempo (de segundos a minutos, según su tolerancia) (v. figura 12-6). Ayude al animal a moverse mientras está sentado o tumbado para que se ponga de pie, varias veces. Anime al animal para que soporte tanto peso como sea posible antes de ayudarle. Asegúrese de que deja intervalos de reposo suficientes entre los ejercicios. A medida que aumenten la fuerza y la resistencia del animal, disminuya la cantidad de ayuda que le proporciona y aumente la duración de la actividad. Mantener al animal de pie. Estos ejercicios se utilizan para potenciar el uso temprano de las extremidades, desarrollar los músculos y mejorar la propiocepción y la consciencia corporal. Estos ejercicios hacen que el animal adquiera confianza y comprenda que ya no es doloroso utilizar la extremidad. Estas sesiones pueden empezarse 24 horas después de la operación. Al principio, las sesiones duran 1 o 2 minutos y se realizan dos veces al día, y se van incrementando hasta un máximo de 5-8 minutos dos veces al día. Empiece el ejercicio colocando al animal en posición de estación en una superficie estable, que no resbale, y vaya cambiando el peso de su cuerpo de un lado a otro con mucha suavidad (v. figura 12-7). Para aumentar la dificultad, coloque al animal en Figura 12-6 Cuando se realizan ejercicios estáticos con un perro después de una intervención quirúrgica, debe tenerse cuidado para que la superficie no sea deslizante y que el paciente esté bien apoyado. Figura 12-7 Los ejercicios de equilibrio pueden empezarse en una superficie plana y estable. una superficie inestable, como un colchón, una cama de agua, unos rodillos de ejercicio o una pelota (v. figura 12-8). Más adelante, el trabajo puede aumentarse utilizando una tabla de balanceo o una balsa sobre el agua a medida que aumenten la resistencia y la fuerza. Sentarse y tumbarse. Sentarse y levantarse es útil para fortalecer los músculos semimembranoso, semitendinoso y cuádriceps. Tumbarse y levantarse de forma repetitiva es útil para fortalecer los músculos bíceps y tríceps. Ambos ejercicios son útiles para mejorar el RDM activo y la funcionalidad de las estructuras periarticulares. Los pacientes muy debilitados también pueden beneficiarse de estos ejercicios asistidos utilizando un cabestrillo y otros dispositivos que les ayudan a moverse mientras están erguidos. Generalmente, estos ejercicios pueden empezarse inmediatamente después de la mayoría de las intervenciones quirúrgicas. Con el animal sujeto con una correa corta, oblíguele a levantarse y después a sentarse o a tumbarse de la forma más correcta posible CAPÍTULO 12 Fundamentos básicos de la rehabilitación física 117 Ayude al animal a mantenerse de pie utilizando un cabestrillo, un arnés o una carretilla. Mueva lentamente las extremidades del animal como si estuviera caminando, asegurándose de que apoya el pie en el suelo de forma adecuada en cada paso. Este ejercicio puede realizarse utilizando una cinta sin fin. Como alternativa, coloque al animal en una cinta sin fin subacuática (v. p. 120), para que el agua sostenga el peso del paciente y muévale las extremidades siguiendo un patrón de marcha normal. Realice este ejercicio tanto tiempo como lo tolere el animal, dos o tres veces al día (v. figura 12-9). Figura 12-8 Para aumentar la dificultad de los ejercicios de equilibrio, pueden colocarse las extremidades no afectadas sobre una pelota de ejercicio. Figura 12-9 (simétricamente, sin inclinarse hacia un lado). Después, deje que el animal se levante apoyando ambas extremidades por igual. Coloque despacio al animal en la cinta sin fin. Dependiendo del paciente, comience con 5-10 minutos de ejercicio, 12 horas después de la cirugía. Antes de empezar el tratamiento en la cinta sin fin, tenga en cuenta la lesión, la reparación quirúrgica y los niveles de actividad que tenía antes el animal. Al principio, puede ser necesario enseñarle y animarle con premios. Si el animal se coloca en una esquina o contra la pared, puede resultarle más fácil sentarse. Generalmente, la frecuencia de las sesiones en la cinta sin fin es de una a dos veces al día, de 3 a 5 días a la semana, dependiendo del paciente y de su propietario. Comenzar con 1-5 repeticiones dos veces al día. No añadir más repeticiones hasta que el animal se siente o se tumbe de forma correcta y simétrica. Después añadir cinco repeticiones en cada sesión hasta llegar a 20-30 ejercicios por sesión. Aumente la duración de las sesiones dependiendo de la tolerancia del animal. Aprendizaje para andar. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Cinta sin fin sobre tierra/suelo. Se fabrican cintas sin fin especiales para perros, pero los gatos pueden acostumbrarse con un adiestramiento adecuado. Incluyen medidas de seguridad, como barandillas y, en algunos casos, ganchos situados encima de la cabeza para sujetar el arnés. El terapeuta debe consultar las instrucciones del fabricante antes de utilizar el aparato. El control de la velocidad y la inclinación del aparato son útiles para la rehabilitación de los pacientes ortopédicos. La disminución de la suspensión y las fuerzas de propulsión que proporciona el aparato disminuyen mucho las fuerzas que soportan las articulaciones. En algunos casos, la distracción que les ofrece un entorno desconocido les anima a apoyar el peso en la extremidad afectada. Puesto que el animal puede caminar en una zona restringida, el patrón de la marcha puede realizarse con menos esfuerzo por parte del terapeuta. Mientras el animal está en la cinta sin fin pueden utilizarse dispositivos de ayuda, como las bandas terapéuticas, las pesas y los sistemas de descarga. La cojera y las alteraciones de la longitud de las zancadas pueden evaluarse con más facilidad cuando el animal está en la cinta sin fin. Los pacientes deportistas pueden hacer ejercicio en la cinta sin fin para que las cojeras ocultas se hagan evidentes. Aprender a caminar o pataleo. Con el adiestramiento para aprender a caminar o los ejercicios de pataleo se anima al animal a mover las patas como si estuviera andando. Estos ejercicios, que también se denominan «paseo asistido», pueden ayudar a reeducar las vías nerviosas aferentes o a modificar las anomalías de la marcha. Generalmente, se aplican a los animales que no pueden andar y que necesitan ayuda para mantenerse de pie. Pueden realizarse inmediatamente después de la mayoría de las intervenciones quirúrgicas. A las 4-6 semanas de la cirugía, la mayoría de los animales pueden aguantar sesiones de 20-30 minutos. Observe al paciente cuidadosamente por si se produjera cojera progresiva después de cada sesión, y disminuya la duración de las sesiones si observa que cojea (v. figura 12-10). Paseos controlados. No puede dejar de destacarse la importancia de los paseos lentos, controlados, utilizando una correa y un cabestrillo. Permiten al animal mover sus extremidades a través de un buen RDM activo controlado, mientras se fortalecen las 118 PARTE I Principios quirúrgicos generales los movimientos en círculos ayudan a los pacientes con trastornos neurológicos a reeducar las vías nerviosas aferentes, para adaptarse al intercambio del peso y a los cambios de dirección. El zigzag y los círculos son ejercicios muy simples y eficaces que producen resultados notables. Los pacientes ortopédicos postoperatorios pueden empezar a realizar estos ejercicios una vez que la fijación se considera estable; los pacientes neurológicos pueden empezar a realizar estos ejercicios en cuanto pueden andar. Rampas. Subir y bajar rampas es otro ejercicio eficaz que puede realizarse en casa. Al subir por un terreno inclinado, se fortalecen los músculos cuádriceps, semimembranoso, semitendinoso y los glúteos. Para bajar por una rampa, el perro tiene que flexionar el corvejón, la cadera y la babilla. Figura 12-10 Paciente que utiliza la cinta sin fin después de someterse a una intervención quirúrgica debido a la rotura del ligamento cruzado craneal. estructuras periarticulares y aumenta la fortaleza muscular. Controlar la velocidad es una forma excelente de obligar a los pacientes que son reacios a utilizar una extremidad a apoyarla en el suelo. Cuanto más despacio camina un animal, más difícil le resulta «hacer trampas». Cuando caminan despacio, los cuadrúpedos no tienen el impulso suficiente para sostener la extremidad levantada y mantener el equilibrio durante mucho tiempo. Pueden caminar en cualquier sitio, pero puede aumentarse la dificultad utilizando una cinta sin fin o una cinta sin fin subacuática, o cambiando el tipo de terreno o su superficie. Tras la cirugía, la mayoría de los pacientes deben empezar a caminar despacio, sujetos con una correa, en sesiones de 10 minutos. El plan general es de tres sesiones al día, 5-7 días a la semana. Los paseos con correa pueden aumentarse hasta 60 minutos dependiendo del nivel atlético del animal y de la paciencia del propietario. Barras de Cavaletti y trabajo con obstáculos. Las barras de Cavaletti son barras que se colocan en fila para que el animal tenga que pasar por encima caminando o trotando. Pueden ponerse más altas y fijarse a una estructura para aumentar el esfuerzo necesario para atravesarlas. Pueden utilizarse otros obstáculos, como palos de escoba, troncos o características del terreno (p. ej., subir y bajar un bordillo, caminar sobre arena profunda o sobre hierba alta). El único límite del trabajo con obstáculos es la imaginación del terapeuta, y obliga al animal a flexionar y estirar las articulaciones activamente, mejorando así el RDM activo, y la elasticidad y la fuerza de las estructuras periarticulares. Para los propietarios es fácil realizar estos ejercicios en su casa, y suelen ser divertidos para el paciente. Generalmente, el trabajo con obstáculos se incorpora gradualmente al programa de ejercicios, y su frecuencia va aumentando dependiendo de la tolerancia del paciente. Zigzag y círculos. Cuando un animal se mueve siguiendo patrones en zigzag y girando, mejora el RDM activo general y el movimiento activo del paciente. Cuando un animal con una enfermedad ortopédica se mueve en círculos, tiene que apoyar el peso sobre el miembro afectado y utilizar la musculatura periarticular que no utiliza cuando se desplaza en línea recta. De forma parecida, Empiece con una inclinación suave y controle la actividad del animal en todo momento. Cuando el animal vaya mejorando, aumente la inclinación y la longitud de la rampa. Subir escaleras. Subir escaleras es útil para mejorar la fuerza y la potencia de los músculos extensores de las extremidades, el RDM activo, el equilibrio y la coordinación. Bajar escaleras también es eficaz para mejorar la fuerza de los músculos de las extremidades anteriores y el RDM. El animal puede empezar a subir escaleras cuando se sienta cómodo caminando con correa, y subiendo y bajando rampas. En los pacientes que tienen fracturas, estas deben estar estables o consolidadas, y debe haber mejorado la cojera antes de incluir las escaleras en el programa de ejercicios. La actividad del animal debe controlarse en todo momento con una correa corta y, en algunos casos, con un cabestrillo. Cuando empieza el ejercicio, el animal debe subir y bajar de 5 a 7 escalones; gradualmente, se van aumentando 2-4 escalones diarios. Se mantiene un ritmo lento para que el animal coloque las extremidades de forma correcta. Debe observarse al paciente cuidadosamente por si aparecen signos de fatiga, ya que subir escaleras puede ser un ejercicio excesivo. Hacer la carretilla y bailar. La carretilla aumenta la fuerza, la propiocepción, la coordinación y el equilibrio de las extremidades anteriores; el baile tiene un efecto parecido sobre las extremidades posteriores. Estos ejercicios son optativos para el terapeuta y el propietario, pero generalmente se reservan para los pacientes que están en una fase más avanzada del proceso de recuperación o para los que ya están curados pero no tienen una funcionalidad completa. Ponga un bozal al perro antes del ejercicio hasta que esté cómodo con el procedimiento. Para realizar la técnica de la carretilla, coloque las manos debajo de las extremidades posteriores, cerca del abdomen, y levante las patas del suelo, forzando al animal a apoyar el peso en las extremidades anteriores. Empuje al perro hacia delante forzándole a dar pasos con las extremidades anteriores. Para realizar la técnica del baile, levante las extremidades anteriores del suelo y anime al animal a caminar sobre las patas traseras. Trote. Generalmente, no se empieza el trote hasta que la fijación se considera lo bastante estable o la fractura se ha consolidado. Este ejercicio suele reservarse para los pacientes deportistas. CAPÍTULO 12 Fundamentos básicos de la rehabilitación física 119 Comience acelerando el paso de forma intermitente durante los paseos con correa controlados o las sesiones de ET; después, aumente la duración del trote según el grado de tolerancia del animal. Observe al animal cuidadosamente por si la cojera empeora con el trote. Soportar o tirar de un peso. Soportar o tirar de un peso también se reserva para las fases avanzadas del proceso de recuperación. Los ejercicios con peso son muy eficaces para los pacientes neurológicos que se están recuperando y para los perros de trabajo. El peso aumenta la resistencia y hace que se desarrollen los músculos de todas las zonas corporales. Los perros pueden engancharse a un trineo o a una carretilla para que tiren del peso. Hay que tener cuidado y asegurarse de que el arnés está bien acolchado para evitar lesiones. En las extremidades seleccionadas pueden colocarse pesos de entre 250 g a 1 kg sujetos con correas de neopreno suaves y flexibles. Para evitar lesiones, los pesos de las patas deben introducirse con cuidado e irse aumentando a medida que aumenta la tolerancia del animal. Pueden utilizarse mochilas especiales para perros, de modo que el animal lleve el peso sobre la espalda durante el ejercicio; el peso puede colocarse de forma simétrica o asimétrica, dependiendo del ejercicio. También pueden utilizarse pesas durante la realización de otros ejercicios para aumentar la tolerancia al ejercicio, la fuerza y la resistencia. Jugar a la pelota y al frisbee de forma controlada. «Buscar» es un ejercicio basado en objetivos que puede utili- zarse para que los perros de trabajo recuperen su funcionalidad completa. Este ejercicio no se utiliza hasta que la fractura está consolidada o la articulación afectada está estabilizada. La combinación única de una explosión de energía en un entorno controlado aumenta la agilidad del animal, la potencia, la velocidad y la fuerza muscular. Comience con algunas repeticiones en una zona cercada controlada o con el perro sujeto de la correa, y gradualmente vaya aumentando las distancias y el número de repeticiones dependiendo de la tolerancia del animal. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Ejercicios de lanzar y sujetar juguetes, y de tirar y aflojar. En ocasiones, puede ser difícil que los animales con deficiencias neurológicas de las extremidades anteriores se recuperen. Algunas técnicas que resultan eficaces para animarles a utilizar las extremidades anteriores son lanzar juguetes, sujetar juguetes, el juego de la cuerda y el juego controlado. Lanzar y sujetar juguetes anima al animal a utilizar las patas de forma diferente a cuando anda. El animal debe centrarse en el movimiento de la extremidad para intentar coger o sujetar el juguete. Utilizar un hueso o un «muñeco» con un premio dentro aumenta el deseo del paciente de sujetar el juguete. Estos ejercicios son especialmente eficaces para los gatos. Proyectar un rayo láser o utilizar una caña de pescar para mover un ratón de peluche con un premio para gatos dentro les anima a golpearlo. El juego de tirar y aflojar de una cuerda de forma controlada también puede utilizarse para mejorar el equilibrio de las extremidades anteriores. Para realizar todas estas actividades, empiece con sesiones cortas y aumente el trabajo gradualmente a medida que mejoren la tolerancia y la resistencia. Técnicas de aversión. En ocasiones, el terapeuta considerará necesario utilizar las técnicas de aversión para forzar al animal Figura 12-11 Un perro paraparéxico grande, nervioso, que no puede andar, está haciendo ejercicio de forma independiente en una cinta sin fin subacuática. El empuje del agua sujeta su peso mientras el animal fortalece los músculos de las extremidades delanteras. a apoyar el peso. Estas técnicas no deben utilizarse hasta que se determine que no hay motivos médicos para que el paciente no utilice la extremidad. Se han utilizado capuchas de jeringas para tapar los miembros no afectados y obligar al animal a apoyar el peso en la extremidad afectada. Otra táctica consiste en utilizar bandas terapéuticas para restringir el uso de la extremidad contralateral. Cuando el paciente mueve la extremidad normal hacia delante, puede aplicarse presión a la banda. Esta resistencia hace que el animal aumente la longitud de la zancada de la extremidad normal y se desequilibre lo suficiente para apoyar la extremidad afectada en el suelo. Generalmente, sólo es necesario repetir estas técnicas una o dos veces, porque cuando el animal es consciente de que puede utilizar la extremidad, apoya el peso en ella. Hidroterapia La hidroterapia implica hacer ejercicios en el agua para mejorar la fuerza y la resistencia muscular, el RDM y la agilidad, a la vez que ofrece un entorno seguro para realizar ejercicios no traumáticos poco después de una intervención quirúrgica o una lesión. Las indicaciones generales de la hidroterapia incluyen la rehabilitación de los pacientes con osteoartritis, los casos ortopédicos postoperatorios y los animales con trastornos neurológicos. También es beneficiosa para la preparación física y el entrenamiento de los perros de trabajo y deportistas. La hidroterapia también es útil para los pacientes cardiovasculares y obesos, porque ofrece un entorno controlado para hacer ejercicio. Las propiedades inherentes del agua (es decir, flotación, presión hidrostática, viscosidad y tensión superficial) la convierten en una excelente herramienta terapéutica. La flotación o fuerza de empuje hacia arriba que realiza el agua sobre el animal hace que se produzca un aparente descenso del peso y que se cree un entorno de gravedad reducida. Este entorno disminuye las fuerzas traumáticas en las articulaciones, lo que permite una intervención más precoz y una recuperación más rápida, permite a los pacientes atáxicos o débiles ponerse de pie y andar con confianza, permite a los pacientes debilitados y con dolor hacer ejercicio con más comodidad (v. figura 12-11), y protege las fracturas, estabilizadas con implantes, de traumas. La presión hidrostática o del líquido es directamente proporcional a la profundidad de la inmersión y 120 PARTE I Principios quirúrgicos generales Figura 12-12 Los chalecos salvavidas son esenciales para la seguridad de los pacientes cuando se realiza cualquier tipo de hidroterapia. Actualmente, existen varias empresas que fabrican chalecos especiales para perros. proporciona una presión constante, que alivia el dolor y el edema. La viscosidad, una medida de la resistencia causada por la cohesión de las moléculas de agua, proporciona una resistencia que fortalece la musculatura y mejora el RDM activo. La viscosidad también ayuda a estabilizar la posición del paciente, reduciendo su ansiedad. La resistencia al movimiento es ligeramente mayor en la superficie del agua debido a la tensión superficial, lo que hace que el movimiento sea más difícil para el animal cuando saca la extremidad del agua. Aumentar la altura del agua en la que se sumerge la parte que se va a mover reduce la resistencia, mientras que si la altura del agua disminuye, aumenta la resistencia al movimiento. El agua es un conductor del calor 25 veces más eficaz que el aire, por lo que la selección adecuada de la temperatura del agua aumenta la eficacia de la termoterapia. La hidroterapia puede ser tan simple como utilizar un curso de agua que esté cerca o una piscina natural, o tan elaborada como una unidad de hidroterapia o una piscina. Existen complementos, como los chalecos salvavidas (v. figura 12-12), que ayudan a que la hidroterapia sea más segura y eficaz. Las unidades de hidroterapia pueden estar equipadas con chorros de agua, que proporcionan más resistencia para los masajes deportivos o acuáticos para los pacientes debilitados que parecen incómodos. Si se desea aumentar la resistencia, pueden utilizarse pesas, bandas terapéuticas, cabestrillos y aletas para niños. Los inconvenientes de la hidroterapia incluyen el coste inicial y el mantenimiento de la piscina o la unidad de hidroterapia. Las tareas de mantenimiento diarias incluyen comprobar y ajustar la composición química, limpiar el filtro, comprobar la bomba, y limpiar y desinfectar la piscina. Una vez a la semana debe cambiarse el agua, estabilizar la composición química y limpiar el sistema de filtración. Deben realizarse cultivos cada 2-4 semanas. Aunque las medidas de mantenimiento habituales pueden ser laboriosas, los sistemas de ejercicios acuáticos útiles y seguros tienen muchas ventajas. Hay que tener cuidado para prevenir la infección de las heridas cuando se utiliza una unidad de hidroterapia; para reducir el riesgo debe realizarse un mantenimiento adecuado y conocer el proceso de cicatrización. A los pacientes postoperatorios se les puede poner Figura 12-13 Aprendizaje de la marcha en un paciente con hemilaminectomía postoperatoria. Esta técnica es mucho más fácil si el empuje del agua soporta el peso del paciente. un sello de fibrina sobre la incisión antes de empezar los ejercicios acuáticos. La hidroterapia no debe iniciarse en los pacientes en los que las consecuencias de una infección serían muy perjudiciales, como en los que tienen implantes, hasta que la incisión haya cicatrizado. Algunos pacientes tienen miedo al agua, y los pacientes muy asustados que patalean de forma descontrolada mientras nadan (aunque sólo sea durante un segundo) pueden destrozar una fijación quirúrgica. Sin embargo, si la actividad se va introduciendo poco a poco, y el terapeuta conoce la conducta del animal y le va entrenando, la mayoría de los pacientes se adaptan. Nunca debe dejarse a los animales solos en el agua, ya que siempre existe la posibilidad de que aspiren agua o de que se ahoguen. Cintas sin fin subacuáticas. Las unidades de hidroterapia tradicionales están diseñadas con una cámara de ejercicio para caminar, un sistema de filtrado y calentamiento, y un tanque con agua. El agua está caliente, clorada y circula. La mayoría de las unidades pueden llenarse para que el animal pueda nadar en una zona pequeña. Algunas unidades tienen cintas sin fin inclinadas, chorros que producen resistencia y turbulencias, o son portátiles. Las unidades de hidroterapia tienen muchas ventajas en cualquier centro de rehabilitación, porque pueden formar parte de todas las fases del tratamiento para un amplio rango de pacientes. La fuerza de empuje del agua sujeta el peso de los pacientes muy debilitados, lo que hace mucho más fácil realizar los movimientos de la marcha funcional (v. figura 12-13) o colocar el cuerpo durante el ejercicio. En muchos casos, los CAPÍTULO 12 Fundamentos básicos de la rehabilitación física pacientes que se sienten seguros y confiados en el agua mostrarán una funcionalidad mucho mejor que en el suelo. Por ejemplo, en los pacientes neurológicos, la función motora suele observarse antes en las unidades de hidroterapia que fuera del agua. Los animales medianamente debilitados y los pacientes postoperatorios pueden caminar con seguridad en una unidad de hidroterapia, lo que aumenta su funcionalidad al máximo, hace que consigan un RDM activo más amplio y fortalece los músculos. Pueden corregirse las anomalías de la marcha. Los chorros terapéuticos pueden utilizarse en todos los pacientes para relajar y calentar los músculos antes del ejercicio. Una vez que recuperan el uso normal de la extremidad, la mayoría de los perros no necesitan más rehabilitación. Sin embargo, puede ayudarse a los perros deportistas o de trabajo para que alcancen un nivel funcional más alto utilizando las propiedades únicas de las unidades de hidroterapia. Puede aumentarse la resistencia utilizando pesas, aletas, chorros y cambiando el nivel del agua para proporcionar un entorno que permita aumentar la fuerza y la resistencia muscular. En este entorno, pueden caminar, trotar y correr de forma controlada, y pueden conocerse los kilómetros que recorren por hora y los kilómetros totales. Ponga un flotador al paciente. Empiece la sesión introduciendo al paciente en la unidad y en la cámara de ejercicios vacía. Llene la cámara de agua hasta el nivel deseado (dependiendo de los efectos deseados del empuje del agua, el RDM y la resistencia para cada paciente individual). Si la unidad de hidroterapia se llena hasta el nivel del esternón del animal o más, se consigue que el empuje del agua, la presión hidrostática y la resistencia sean máximos, lo que se utiliza en pacientes con enfermedades muy debilitantes, edema y fijaciones inestables, y para los pacientes deportistas. El agua poco profunda provoca un RDM activo exagerado de las extremidades y debe usarse cuando las fijaciones son estables. 121 CUADRO 12-1 Esfuerzo observado mientras camina o corre 0–No está cansado: no hay signos de esfuerzo, jadeos, agitación ni marcha anormal 1–Ligeramente cansado: empiezan a aparecer signos de esfuerzo, no hay signos de jadeos o agitación, no hay cambios de la marcha 2–Un poco cansado: pueden observarse signos tempranos de esfuerzo, primeros jadeos, no llega a agitación mínima, no hay cambios de la marcha 3–Ligeramente cansado: igual que el punto 2 anterior 4–Más cansado: signos moderados de esfuerzo, jadeos de forma consistente, pero sin respiración trabajosa, agitación leve, sin cambios de la marcha 5–Cansancio en aumento: igual que el punto 4 anterior 6–Cansado: signos evidentes de esfuerzo, jadeos intensos, respiración trabajosa leve, agitación moderada, se mueve despacio o es reacio a moverse 7–Realmente cansado: signos evidentes de esfuerzo, jadeos intensos, respiración trabajosa moderada, agitación moderada, tropezones ocasionales <35% 8–Realmente cansado: signos evidentes de esfuerzo, jadeos intensos, respiración trabajosa moderada, agitación moderada, tropezones más frecuentes 35%-75% 9–Muy, muy cansado: signos evidentes de esfuerzo, jadeos trabajosos intensos, respiración muy trabajosa, agitación intensa, la marcha apenas es normal, errores de la marcha >75%-100% 10–Exhausto: signos evidentes de esfuerzo, respiración con la boca abierta, el animal no puede controlar su respiración, agitación extrema, colapso Basado en la escala OMNI modificada del esfuerzo observado al caminar/correr. Comience con sesiones muy cortas, de 1-2 minutos al día, y vaya aumentando las sesiones 5 minutos cada día dependiendo de la tolerancia del animal. La capacidad atlética de los pacientes requiere la cantidad máxima de tiempo, y no es infrecuente que las sesiones duren 60 minutos si el animal lo acepta bien. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Utilice el sistema de clasificación del esfuerzo observado (v. cuadro 12-1) como guía de la tolerancia del paciente. Natación. La natación es un buen ejercicio para los pacientes mínimamente debilitados y los pacientes sanos. El beneficio principal de la natación es que se eliminan las fuerzas traumáticas del cuerpo y las articulaciones (v. figura 12-14). La natación produce un RDM activo exagerado, especialmente en las extremidades anteriores; sin embargo, sólo algunos animales pueden patalear realmente o mover las extremidades posteriores cuando nadan. Es un ejercicio cardiovascular excelente, especialmente para los animales deportistas que acuden a terapia para ponerse en forma. La natación suele utilizarse cuando el paciente está completamente curado, y el tratamiento se centra en restaurar la funcionalidad normal, la resistencia y la masa muscular. Figura 12-14 Paciente con hemilaminectomía tras la operación, nadando en una unidad con una cinta sin fin subacuática. En el agua, el perro puede hacer ejercicio de forma independiente sin miedo a caerse. 122 PARTE I Principios quirúrgicos generales Figura 12-16 Medida goniométrica del tarso flexionado. Figura 12-15 Usar el chaleco salvavidas, ser cariñoso con el animal y conocer su conducta suelen hacer que el miedo inicial a nadar desaparezca antes. Ponga un flotador al paciente. Poco a poco, entre en el agua con el paciente para que no tenga miedo y anímele para que se acostumbre a la piscina y al entorno (v. figura 12-15). Si es posible, introduzca al paciente poco a poco en el agua hasta que empiece a moverse para nadar. Empiece las sesiones con intervalos breves (p. ej., 20-30 segundos, dos o tres veces al día) y vaya aumentando poco a poco a intervalos de 30 segundos cada 2-3 días, según la tolerancia del animal. La duración máxima de las sesiones está determinada por la capacidad física del paciente y el esfuerzo observado. Valoración de los resultados de la rehabilitación Antes, los cuidados postoperatorios de los pacientes ortopédicos consistían en 6-12 semanas de reposo en una jaula. Aunque la mayoría de los cirujanos piensan que los resultados de la cicatrización de las fracturas o de otras intervenciones eran aceptables, gracias al interés que se presta actualmente a la rehabilitación se ha demostrado que se puede hacer más para mejorar los resultados funcionales. Con frecuencia, los pacientes son perros deportistas, de trabajo o miembros de la familia irreemplazables. Puesto que la fisioterapia es un tratamiento estándar de la medicina humana, los propietarios de animales suelen demandar un nivel similar de atención sanitaria para sus mascotas, que permita una recuperación más rápida y completa de la funcionalidad que la que puede conseguirse sólo con el reposo en una jaula. Utilizar todos los medios disponibles para que las mascotas recuperen su nivel anterior de actividad se ha convertido en una obligación del equipo veterinario. Coincidiendo con el aumento de las expectativas de los propietarios, los veterinarios y los terapeutas deben familiarizarse más con la valoración objetiva de los resultados de la función física, incluyendo el análisis del plano de fuerzas, la puntuación de la cojera, la evaluación del dolor, la puntuación del esfuerzo observado, los índices de discapacidad, las medidas goniométricas, las medidas de la circunferencia muscular, la electromiografía (EMG) y la absorciometría mediante rayos X de doble energía (DEXA). Estas medidas permiten al terapeuta conocer el progreso y adaptar los planes del tratamiento de rehabilitación. Conseguir unos resultados cuantificables supone una gran motivación para los propietarios. Y, lo que es más importante, prestar atención a los datos sobre el resultado da credibilidad al campo de la rehabilitación y proporciona una base para mejorar en el futuro. La evaluación ideal de la rehabilitación incluye la anamnesis completa y la exploración general, seguidas por una exploración neurológica u ortopédica sistemática (v. pp. 931 y 1358), e incorpora la goniometría articular, las medidas de la circunferencia muscular, el análisis de la marcha, la puntuación de la condición física, y la radiología o la DEXA. Realizar una anamnesis completa puede ser más fácil si se utiliza un cuestionario en el que se solicite información sobre la actividad y el estilo de vida normales del animal, cómo está afectada la extremidad, cuándo apareció el problema y su relación con los traumatismos, y las actividades que lo exacerban. Antes de empezar a desarrollar un protocolo de rehabilitación es importante analizar los tratamientos específicos, la duración del tratamiento y los resultados esperados. Para que la rehabilitación tenga éxito es muy importante saber qué puede motivar y/o asustar al animal. La evaluación de la rehabilitación debe incluir una serie completa de las medidas goniométricas. Utilice un goniómetro comercial para medir los ángulos de flexión y extensión más cómodos. Comience por la extremidad sana y anote las medidas para todas las articulaciones (v. figura 12-16). Coloque una rama del goniómetro a lo largo del eje longitudinal del hueso largo proximal a la articulación y la otra rama del goniómetro a lo largo del eje longitudinal del hueso largo distal a la articulación. Asegúrese de que el centro del goniómetro se localiza sobre el punto isométrico de la articulación. Relaje al paciente antes de medir los ángulos articulares. Si es necesario, pida a un ayudante que sujete al animal. Es mejor que siempre realice las mediciones la misma persona para evitar las variaciones de las medidas. Utilice las medidas de la extremidad contralateral no afectada para comparar. CAPÍTULO 12 Fundamentos básicos de la rehabilitación física Figura 12-17 Figura 12-18 Medida de la circunferencia de la parte proximal de la extremidad anterior. Tomar las medidas reales es una forma fácil y barata de verificar la evolución. Medida de la circunferencia de la parte proximal de la extremidad posterior. Observe la «sensación final» mientras mueve la articulación mediante el RDM. Los sistemas de puntuación de la condición física son eficaces para controlar la pérdida o la ganancia de peso del paciente (v. tabla 12-2). Muchos pacientes están obesos y la rehabilitación puede beneficiarles haciendo que adelgacen. El uso habitual del sistema de puntuación de la condición física por personal entrenado proporciona otro método para documentar la evolución durante la rehabilitación. El análisis subjetivo de la marcha debe realizarse en una superficie que no resbale, como césped, suelo de caucho o cemento. La «sensación final» describe la resistencia que se palpa mediante flexión o extensión extrema. La medida de la circunferencia implica medir y anotar la circunferencia de una parte del cuerpo, un área muscular o una articulación, pero suele utilizarse para estimar la masa muscular. La masa muscular también puede calcularse utilizando ultrasonidos, la tomografía computarizada, la resonancia magnética y la DEXA. Medir la circunferencia es barato, fácil de realizar y proporciona un valor objetivo para la evaluación secuencial de la extremidad afectada y para comparar la extremidad afectada con la extremidad normal. Es una herramienta fiable para determinar la masa corporal magra y la puntuación del estado físico. Tiene un margen de error, que puede reducirse al mínimo si se mantiene la coherencia en cuanto al lugar donde se toma la medida y a la persona que hace las mediciones. Otras variables incluyen la capa, la posición de la extremidad, el estado físico, la sedación, el punto dónde se toma la medida y la postura del paciente en el momento de tomar las medidas. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. 123 Para medir la circunferencia de la extremidad anterior proximal, coloque el miembro en un ángulo en posición de estación. Localice el tercio distal del húmero utilizando la tuberosidad mayor o el olécranon como puntos de referencia (v. figura 12-17). Rodee el área con una cinta métrica, tenga cuidado para mantener una tensión constante en la cinta. Para medir la circunferencia del antebrazo, localice el cuarto proximal del radio utilizando el epicóndilo lateral del húmero y la apófisis estiloides del cúbito como marcas de referencia. Para medir la circunferencia de la parte proximal de la extremidad posterior, localice el cuarto proximal del fémur utilizando la rótula y el trocánter mayor como puntos de referencia (v. figura 12-18). Para medir la circunferencia de la parte distal de la extremidad posterior, mida a nivel del cuarto proximal de la tibia utilizando la meseta tibial y el maléolo como puntos de referencia. Observe al paciente caminar, trotar y correr acercándose y alejándose de usted; obsérvele también desde los lados, estando sentado y de pie. Haga caminar al paciente en círculos de varios tamaños. Los pacientes deportistas o con cojera intermitente deben hacer ejercicio en la cinta sin fin para poder apreciar las cojeras sutiles. Utilice un sistema de puntuación de la cojera coherente con una puntuación numérica de la función global (v. cuadro 12-2). Después del análisis subjetivo de la marcha, es útil realizar un análisis objetivo. Los sistemas como las placas de fuerzas o los sistemas de análisis de la marcha son caros, pero permiten al observador confirmar la cojera del paciente con un valor numérico objetivo. Algunos sistemas avanzados pueden medir la longitud de la zancada y el centro de gravedad, e incluso pueden determinar cuánto peso se apoya en cada dedo. Puesto que el dolor puede limitar considerablemente el éxito de la rehabilitación, es importante observar y verificar el dolor con un sistema de puntuación (v. cuadro 12-3; v. también capítulo 13). El dolor debe registrarse todos los días y deben hacerse los ajustes necesarios de las modalidades y los fármacos para asegurar que el paciente esté tan cómodo como sea posible. También pueden utilizarse los índices de discapacidad (ID) para documentar la funcionalidad (v. cuadro 12-4). El personal debe estar entrenado para comprender el significado de cada nivel y debe comprobar el índice todos los días. Las escalas de esfuerzo observado (EEO) pueden utilizarse para medir el esfuerzo (v. cuadro 12-1). Estos sistemas de puntuación son eficaces para determinar la intensidad adecuada de los ejercicios para cada animal en concreto. La puntuación de la EEO debe verificarse cada cierto tiempo antes, 124 PARTE I Principios quirúrgicos generales TABLA 12-2 Tabla de la condición física Utilice la puntuación de esta tabla para registrar el estado físico en los cuestionarios. 1 Perro delgado • • • • Pueden verse fácilmente las costillas, las vértebras lumbares y los huesos pelvianos No hay grasa palpable Cintura y pliegue abdominal evidentes Huesos pelvianos prominentes 2 Perro por debajo del peso normal • • • • Las costillas pueden palparse fácilmente Grasa de cobertura mínima La cintura puede apreciarse fácilmente si se observa desde arriba Pliegue abdominal evidente 3 Perro con peso ideal • Costillas palpables, pero no visibles • Se aprecia la cintura detrás de las costillas cuando se observa desde arriba • Pliegue abdominal en la parte superior si se observa desde un lado 4 Perro con sobrepeso • Costillas palpables con un ligero exceso de la grasa de cobertura • Cintura discernible cuando se observa desde arriba, pero no prominente • Pliegue abdominal aparente 5 Perro obeso • • • • Las costillas no pueden palparse fácilmente y están bajo una capa gruesa de grasa Hay depósitos de grasa sobre el área lumbar y la base de la cola Cintura poco visible o ausente No hay pliegue abdominal, puede observarse distensión abdominal evidente Tomado de Millis DL, Levine D, Taylor RA: Canine rehabilitation and physical therapy, St. Louis, 2004, Saunders. CUADRO 12-2 Puntuación de la cojera Evaluación durante el paso 0 1 2 3 4 5 Camina con normalidad Cojera ligera Cojera evidente con apoyo del peso Cojera intensa con apoyo del peso Cojera intermitente sin apoyo del peso Cojera continua sin apoyo del peso Evaluación durante el trote 0 1 2 3 4 5 Trota con normalidad Cojera ligera Cojera evidente con apoyo del peso Cojera intensa con apoyo del peso Cojera intermitente sin apoyo del peso Cojera continua sin apoyo del peso durante y después de la sesión de ejercicio. El exceso de ejercicio puede ser perjudicial para la recuperación. Planificación del tratamiento Aunque los planes de rehabilitación generalmente pueden agruparse basándose en la eficacia para problemas específicos, es importante adaptarlos a las necesidades concretas de cada animal. Existen variables que pueden influir mucho en el éxito de la rehabilitación, como la estabilidad de la fijación, la gravedad de la enfer- CUADRO 12-3 Sistema de puntuación del dolor 0 Sin signos de dolor durante la palpación de la articulación afectada 1 Signos leves de dolor durante la palpación de la articulación 2 Signos de dolor moderado durante la palpación 3 Signos de dolor intenso durante la palpación 4 El perro no deja que le palpen la articulación medad, el estoicismo, las características de la raza, el nivel de entrenamiento, el estilo de vida y la conducta. Para desarrollar un plan de rehabilitación, primero debe realizarse una evaluación completa del paciente y hacer una lista de los problemas. Basándose en esta lista, primero se seleccionan y se prueban las modalidades de tratamiento que pueden ser más eficaces para determinar si el paciente las acepta. Una vez seleccionados los ejercicios adecuados, se escribe un plan detallado de los ejercicios que debe realizar en el hospital y en casa (v. tabla 12-3 y cuadro 12-5). Debe determinarse cuántos ejercicios deberá realizar en casa y cuántos ejercicios de rehabilitación intensos se realizarán en el hospital basándose en la funcionalidad del paciente; generalmente, cuanto más debilitado está el paciente, más rehabilitación en el hospital necesita. Los días que el paciente recibe tratamiento en el hospital no necesita hacer los ejercicios en casa. CAPÍTULO 12 Fundamentos básicos de la rehabilitación física 125 CUADRO 12-4 Índices de discapacidad Índice de discapacidad 8–Actividad de la extremidad apoyando el peso >50% del tiempo Paraparesia/paraplejia; tetraparesia/tetraplejia; hemiparesia/hemiplejia; monoparesia/monoplejia Fase 4: Movimiento apoyando el peso con disminución de la fuerza motora Fase 1: Parálisis sin movimientos voluntarios de la extremidad 9–Actividad apoyando el peso el 100% del tiempo, pero con disminución de la fuerza y errores >90% del tiempo, incluyendo cruce de las extremidades, golpear el suelo con las zarpas, mantenerse de pie apoyando la parte dorsal de las zarpas y caídas 10–Actividad apoyando el peso el 100% del tiempo, pero con disminución de la fuerza y los mismos errores que se han mencionado antes el 50%–90% del tiempo 11–Actividad apoyando el peso el 100% del tiempo, pero con disminución de la fuerza y errores <50% del tiempo 0–La extremidad no se mueve, ausencia del dolor profundo 1–La extremidad no se mueve, presencia del dolor profundo 2–La extremidad no se mueve, pero la cola se mueve voluntariamente Fase 2: Movimientos voluntarios de la extremidad sin apoyar el peso 3–Actividad mínima de una extremidad (una articulación) sin apoyar el peso 4–Actividad sin apoyar el peso de más de una articulación <50% del tiempo 5–Actividad sin apoyar el peso de más de una articulación >50% del tiempo Fase 5: Fuerza motora normal con ataxia 12–Marcha atáxica con fuerza normal, pero errores >50% del tiempo, incluyendo falta de coordinación, cruce de las extremidades posteriores, pasos a saltos, brincos, y golpes en el suelo con las zarpas 13–Marcha atáxica con fuerza normal, pero errores <50% del tiempo 14–Marcha normal Fase 3: Movimiento voluntario de la extremidad apoyando el peso ocasionalmente 6–Actividad de la extremidad apoyando el peso <10% del tiempo 7–Actividad de la extremidad apoyando el peso el 10%– 50% del tiempo Tomado de Olby NJ, DeRisio L, Munana KR et al: Development of a functional scoring system in dogs with acute spinal cord injuries, AJVR 62:1624, 2001. TABLA 12-3 Ejemplo de un protocolo de ejercicios que se realiza en el hospital tras la ONMT © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. TODOS LOS TRATAMIENTOS DOS VECES AL DÍA Terapia con calor Masaje RDM pasivo/ estiramientos (repeticiones) Estimulación eléctrica† Ejercicio terapéutico: tiempo total Caminar/cinta sin fin en el suelo Equilibrio Obstáculos Zigzag Círculos Rampas Escaleras Trotar/correr Cinta sin fin subacuática Natación Hidroterapia DEL DÍA 1 AL DÍA 14 DEL DÍA 15 AL DÍA 24 DEL DÍA 25 HASTA LA CURACIÓN 5 min 20* repeticiones 10 min 5 min 20* repeticiones 10 min 5 min 10–15* repeticiones 10 min 10 min 10 min 10 min 10 min 15 min 15 min 25- 45 min 10 min 5 min 5 min 10 min 10 min 10 min 15 min 15 min 15 min 5–10 min PRN 15 min DESDE LA CURACIÓN HASTA QUE SE RECUPERE LA FUNCIONALIDAD Parar cuando el RDM sea normal ONMT, osteotomía niveladora de la meseta tibial. *RDM pasivo en todas las articulaciones de la extremidad afectada. † Estimulación eléctrica: se realiza sobre los grupos musculares semimembranoso/semitendinoso para las fracturas de fémur en los pacientes con atrofia muscular. Véanse las especificaciones en la página 114. 126 PARTE I Principios quirúrgicos generales CUADRO 12-5 Protocolo de ejercicios que los animales deben realizar en casa tras la realización de una ONMT Del día 0 al día 14; se realiza 2 veces al día 1. Masaje suave en la extremidad afectada durante 5 minutos 2. RDMP en todas las articulaciones de la extremidad afectada, 20 repeticiones 3. Ejercicios de equilibrio durante 3 minutos si se toleran 4. Paseos controlados con correa con la ayuda de un cabestrillo durante 8 minutos. Caminar en línea recta en una superficie que no resbale y no sea traumática, como césped 5. Después de la sesión de ejercicios, aplicar 15 minutos de crioterapia. 6. Repetir el tratamiento tres días a la semana, dos veces al día, en los pacientes hospitalizados, como se ha indicado arriba. Del día 15 al 24 1. Aplicar una compresa caliente a la extremidad afectada durante 10 minutos 2. Masaje suave de la extremidad afectada durante 5 minutos 3. RDMP en todas las articulaciones de la extremidad afectada, 20 repeticiones 4. Ejercicios de equilibrio durante 3 minutos si se toleran 5. Paseos controlados con correa con la ayuda de un cabestrillo durante 15 minutos. Durante estos paseos, animarle a caminar sobre obstáculos y añadir una cantidad limitada de zigzag gradualmente, variar las superficies por donde camina, intentando mantenerlo en las superficies menos traumáticas, como el césped 6. Hacer que el perro realice cinco ejercicios de sentarse y levantarse repetitivos; debe sentarse tan correctamente como sea posible o intentar que se siente apoyado en una esquina 7. Aplicar una compresa fría durante 15 minutos después de la sesión de ejercicios 8. Repetir el tratamiento tres días a la semana, dos veces al día, en los pacientes hospitalizados, como se ha indicado arriba. Desde el día 25 hasta que se cure 1. Aplicar una compresa caliente a la extremidad afectada durante 10 minutos 2. Si el animal todavía no utiliza la extremidad, debe continuarse con el masaje y los ejercicios de RDMP como se ha descrito antes; si utiliza la extremidad, pueden suspenderse estas modalidades 3. Se colocan las extremidades posteriores en una superficie medianamente inestable, como un colchón, y deben realizarse ejercicios de equilibrio durante 3 minutos 4. Paseos controlados con correa con la ayuda de un cabestrillo durante 15 minutos. Durante estos paseos, animarle a cami- nar sobre muchos obstáculos y añadir varios zigzag y giros, variar las superficies por donde camina, intentando mantenerlo en las superficies menos traumáticas, como el césped 5. Hacer que el perro realice 10 ejercicios de sentarse y levantarse repetitivos; debe sentarse tan correctamente como sea posible o intentar que se siente apoyado en una esquina 6. Si el paciente muestra signos de cojera, aplicar una compresa fría durante 15 minutos después de la sesión de ejercicios 7. Repetir el tratamiento 2-3 días a la semana, dos veces al día, en los pacientes hospitalizados, como se ha indicado arriba. Desde la curación hasta que recupera la funcionalidad (en el caso de animales promedio, sanos, que no sean de trabajo) 1. En la mayoría de los casos, suspender el tratamiento con calor, los masajes y los ejercicios de RDMP 2. Se colocan las extremidades posteriores en una pelota de ejercicio, y deben realizarse ejercicios de equilibrio durante 3-5 minutos, añadiendo 1 minuto cada semana 3. Se continúan los paseos con correa durante 20-25 minutos, añadiendo 5 minutos a la semana hasta que se alcanza el valor máximo de la actividad anterior a. Se continúa el trabajo con obstáculos, aumentando la altura y el número de obstáculos Se continúan los zigzag y los giros abiertos Se modifican las superficies para caminar, intentando maximizar el RDM activo Se añaden rampas y escaleras al paseo. Comenzar poco a poco hasta que aumente la resistencia b. Se añaden 30 segundos de trote o de carrera al paseo. Se va aumentando el tiempo de trote 30 segundos cada semana 4. Hacer que el perro realice 15 ejercicios de sentarse y levantarse repetitivos; debe sentarse tan correctamente como sea posible o intentar que se siente apoyado en una esquina; añadir 5 repeticiones a la semana hasta que la masa muscular sea la adecuada y el paciente pueda sentarse de forma totalmente correcta otra vez 5. Si el paciente muestra signos de cojera, aplicar una compresa fría durante 15 minutos después de la sesión de ejercicios 6. Repetir el tratamiento 2-3 días a la semana, dos veces al día, en los pacientes hospitalizados, como se ha indicado arriba. ONMT, osteotomía niveladora de la meseta tibial. Enséñele todos los ejercicios al propietario y observe cómo los realiza con su mascota. Explíquele por qué es importante cada ejercicio y su relación con el resultado funcional. Diseñe un plan de evaluación; dependiendo del problema, la evaluación debe realizarse una vez al día, a la semana o al mes. Como regla general, cuantos más cambios se esperan que se produzcan, con más frecuencia deben realizarse las evaluaciones. Modifique el plan de tratamiento cuando sea necesario, a medida que el paciente progrese. Consideraciones especiales de la rehabilitación tras las fracturas Los problemas específicos relacionados con los pacientes con fracturas incluyen el tipo de fijación de la fractura que se haya utilizado (fijación interna o externa), la estabilidad de la fijación, CAPÍTULO 12 Fundamentos básicos de la rehabilitación física la localización de la fractura y la posibilidad de que se infecte. El terapeuta tiene la responsabilidad de ejercitar al paciente de forma segura, sin comprometer el resultado de la cirugía. En la rehabilitación temprana de los pacientes con fracturas, la hiperactividad puede hacer que fracase el implante. A la inversa, si no se utiliza la extremidad puede producirse retraso de la consolidación, contracción de los tejidos blandos, exceso de tejido cicatricial, RDM limitado y atrofia muscular. La mayoría de las fracturas que se tratan con placas óseas, clavos cruzados o fijadores externos son lo bastante estables para que los pacientes puedan apoyar el peso inmediatamente después de la cirugía. Generalmente, los paseos controlados, el uso de cintas sin fin y la mayoría de los ET son seguros y eficaces, y animan a apoyar el peso y previenen la pérdida del RDM y la atrofia muscular. Debido a que pueden producirse infecciones, es mejor dejar los ejercicios en las cintas sin fin subacuáticas y otras hidroterapias hasta que la incisión haya cicatrizado. Sin embargo, en ocasiones los beneficios de utilizar la hidroterapia 48 horas después de la intervención quirúrgica, para que el animal apoye el peso, pueden superar el riesgo de infección. Todos los ejercicios deben controlarse, ya que el compromiso de la fijación de la fractura es un problema. Debe utilizarse un cabestrillo en todo momento durante la terapia, y debe advertirse al propietario de los posibles efectos gravísimos que pueden tener las caídas. Si el propietario o el cuidador no pueden realizar los ejercicios de forma controlada o son incapaces de controlar al perro, las mejores opciones son el reposo en una jaula o realizar la terapia en el hospital. El plan de ejercicios para un perro de tamaño medio debe consistir en 10-15 minutos de ejercicio dos veces al día durante las primeras 4 semanas, y después el ejercicio puede ir aumentándose gradualmente hasta dos sesiones de 30 minutos al día hasta que la fractura se haya consolidado (en el capítulo 32 se ofrecen los planes de tratamiento recomendados para cada hueso). En ese momento, los ejercicios deben aumentarse según la tolerancia del paciente hasta que el resultado funcional sea aceptable para el cirujano, el terapeuta y el propietario. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Consideraciones especiales de la rehabilitación en pacientes neurológicos Lo más adecuado es empezar la rehabilitación de los pacientes neurológicos inmediatamente después de la lesión o de la cirugía, y comenzar despacio, de forma progresiva, hasta que el paciente mejore (en los capítulos 38 a 40 se ofrecen las tablas con las terapias recomendadas). Los pacientes paralizados sin dolor profundo pueden tratarse aplicando compresas calientes en las extremidades, seguido por RDMP y masaje de las extremidades afectadas. Después del tratamiento con calor debe realizarse la estimulación eléctrica, que precede al ejercicio activo. Los ejercicios para mantenerse de pie con ayuda y en la tabla de balanceo deben comenzarse en una superficie que no resbale, estable, como el suelo de caucho o en una alfombra, seguido por ejercicios en una cinta sin fin subacuática con aprendizaje de la marcha. Si no se dispone de una cinta sin fin subacuática, puede sustituirse por una piscina natural o una bañera llena de agua caliente; como alternativa, puede utilizarse una cinta sin fin sobre el suelo con un cabestrillo de soporte. Es necesario utilizar una silla de ruedas (v. figura 12-19) o que una persona sujete el peso del animal con un cabestrillo, y que un ayudante mueva las extremidades afectadas como si el animal caminara. Pueden utilizarse dispositivos de ayuda, como las bandas terapéuticas, para 127 Figura 12-19 Paciente paralítico adaptándose a una silla de ruedas o carretilla. La carretilla puede utilizarse como una herramienta para la terapia si no se utiliza la hidroterapia o como una ayuda para que el animal pueda moverse en casa si no se espera que mejore. hacer avanzar la extremidad si el paciente no coopera o si es agresivo. Todas las sesiones deben ser relativamente cortas (es decir, menos de 30 minutos en total) y deben realizarse de forma constante 2-3 veces al día. Hay que tener mucho cuidado para proteger la estabilida d de la columna vertebral y de la zona quirúrgica. En el caso de los pacientes paralizados con sensación del dolor profundo, es vital estimular la sensibilidad y potenciar el movimiento funcional. Deben utilizarse compresas calientes, RDMP y masajes como calentamiento. La estimulación eléctrica es útil para la reeducación muscular y para combatir la atrofia muscular. Deben realizarse ejercicios para mantenerse de pie con ayuda y ejercicios de equilibrio sobre una superficie ligeramente inestable para proporcionar más retroalimentación aferente. Las superficies adecuadas incluyen almohadas, colchones, colchones de aire o camas de agua. La capacidad para empujar cuando se caen fuera del centro se recupera antes que la función motora, y puede detectarse con estos ejercicios. Cuando el paciente mejora, puede aumentarse la inestabilidad de las superficies, utilizando pelotas terapéuticas o tablas de equilibrio. El aprendizaje de la marcha es una parte importante de la terapia. Deben realizarse 2-3 sesiones al día, aumentando gradualmente la duración de cada sesión hasta un máximo de 40-45 minutos, según vaya tolerándolo el animal. El tratamiento de los pacientes que casi no pueden caminar debe centrarse en la fuerza de sostén, la resistencia y el equilibrio. El calentamiento y los ET se han descrito más arriba. La cinta sin fin subacuática es especialmente útil para aumentar la fuerza, y permite al terapeuta estimular al animal para que coloque los pies de forma adecuada. Pueden utilizarse cabestrillos durante una parte de la sesión para que el animal coloque bien las patas. Aunque la natación es una opción, generalmente los pacientes sólo mueven las extremidades anteriores, lo que no resulta terapéutico para recuperar la funcionalidad de las extremidades posteriores. Generalmente, se realizan dos sesiones al día, y su duración se va incrementando teniendo en cuenta la tolerancia del animal. Cuando el paciente mejora, pueden añadirse zigzags, círculos y 128 PARTE I Principios quirúrgicos generales rampas pequeñas para mejorar su capacidad para mantener el equilibrio y caminar a la vez. Puede enseñarse a los propietarios a realizar algunos ejercicios en casa, y puede realizarse una terapia intensiva con una base ambulatoria. Consideraciones especiales de la rehabilitación en pacientes con osteoartritis Los pacientes con osteoartritis suelen tratarse médicamente con combinaciones individualizadas de pérdida de peso, antiinflamatorios no esteroideos (AINE), fármacos condroprotectores y ejercicio no traumático mínimamente controlado (v. capítulo 33). La rehabilitación es un tratamiento excelente para los pacientes con osteoartritis, y el ejercicio, junto con la restricción calórica, produce pérdida de peso. Muchas formas de terapia ofrecen la posibilidad de realizar ejercicios controlados, mínimamente traumáticos, que fortalecen el tejido periarticular, aumentan la masa muscular y la flexibilidad, y fomentan la funcionalidad. Después de realizar una evaluación completa del paciente, deben ofrecerse unas recomendaciones dietéticas y debe desarrollarse un plan de ejercicios personalizado que incluya la terapia que se realizará en el hospital y los ejercicios que deben realizarse en casa (v. tabla 12-3 y cuadro 12-5). Cuando se desarrolla el programa, deben tenerse en cuenta la tolerancia al ejercicio y la capacidad de cada paciente. El objetivo es que el paciente se sienta cómodo realizando los ejercicios, dependiendo de su nivel individual de tolerancia. Normalmente, los pacientes se tratan con termoterapia, masaje, RDMP y ejercicios terapéuticos. Los ejercicios en la cinta sin fin son eficaces para estos pacientes porque limitan las fuerzas de frenado y de propulsión que se ejercen al caminar. Las cintas andadoras subacuáticas pueden proporcionar un tratamiento completo si se combinan con agua caliente, masaje con chorros terapéuticos y caminar en un entorno donde el animal pueda flotar. La natación es terapéutica para los pacientes que están en forma. Las sesiones de ejercicio que se realizan en el hospital deben incluir la evaluación semanal del peso. Con una o dos sesiones a la semana suelen mantenerse el bienestar y la funcionalidad. Los tratamientos que se realizan en casa incluyen la terapia con calor, los masajes y el RDMP, seguidos por los paseos controlados con correa en el jardín o en otra superficie de bajo impacto. Los ET, como sentarse y levantarse, los zigzag y el equilibrio se incorporan para mejorar la función de las articulaciones y los músculos afectados. Consideraciones especiales de la rehabilitación de los pacientes tras la cirugía articular Los pacientes con enfermedades articulares que requieren cirugía representan una parte importante de los casos en la mayoría de los centros quirúrgicos. Los programas de rehabilitación son beneficiosos antes y después de las intervenciones quirúrgicas, especialmente en los pacientes que tienen osteoartritis. Es posible que si la condición física mejora antes de la cirugía, la recuperación postoperatoria sea más completa. La rehabilitación intensiva después de la cirugía fomenta las actividades para apoyar el peso y fortalecer los músculos y el tejido periarticular, lo que ayuda al paciente a compensar la extremidad o la articulación afectada. Los terapeutas que desarrollan programas de rehabilitación para los pacientes postoperatorios deben colaborar estrechamente con el cirujano y deben tener en cuenta la enfermedad, la intervención quirúrgica y la estabilidad de la articulación y el tejido circundante durante el período postoperatorio. Generalmente, los animales con estabilizaciones extracapsulares debido a alteración del ligamento cruzado en la babilla y a osteotomía de la cabeza y el cuello femorales (v. pp. 1244 y 1275) pueden empezar con una rehabilitación intensiva inmediatamente. El objetivo principal inmediatamente después de la cirugía es que el paciente apoye el peso en la extremidad afectada. Son útiles los masajes, el RDMP, los estiramientos, los ejercicios de equilibrio y los ET suaves, seguidos por crioterapia para controlar la inflamación y evitar el malestar. Una vez que se consigue que apoye el peso, el tratamiento debe dirigirse a mejorar el RDM activo y a aumentar la masa muscular de los músculos semimembranoso, semitendinoso y de los glúteos. Generalmente, el tratamiento intensivo para aumentar la masa muscular es seguro poco después de la cirugía. Otras modalidades útiles son los ejercicios de sentarse y levantarse, los ejercicios que se realizan en la cinta sin fin con inclinación, obstáculos, pesas aplicadas en la parte proximal del tarso, bandas terapéuticas para aumentar la resistencia y los ejercicios de baile. Cuando la incisión ya está curada, pueden añadirse al programa los ejercicios en la cinta sin fin subacuática. Al principio, el nivel de agua debe ser alto para soportar la mayor parte del peso del paciente, reducir la conmoción y las posibilidades de caídas. Los animales con osteotomía de la cabeza femoral no tienen riesgo de infección del implante, y puede empezarse a desarrollar un RDM de la cadera adecuado en la cinta sin fin subacuática o haciendo natación una vez que se forma la vaina de fibrina sobre la incisión. Cuando desaparece la cojera, puede reducirse el nivel del agua hasta el corvejón para aumentar el RDM activo. Al principio las sesiones son cortas, pero se aumentará su duración 15-20 minutos por sesión durante las primeras semanas. A medida que mejora la funcionalidad, se va aumentando la duración de los ejercicios. Los animales con reparación extracapsular de los trastornos del ligamento cruzado de la babilla pueden empezar a nadar si han tolerado la cinta sin fin subacuática durante 5 días sin signos progresivos de cojera. De forma parecida, los animales con trastornos articulares tratados mediante la eliminación de fragmentos de hueso o de cartílago, como en el caso de la osteocondrosis, apófisis coronoides fragmentada y apófisis ancónea desunida (v. pp. 1176, 1197 y 1209), pueden hacer rehabilitación intensiva, porque las articulaciones están relativamente estabilizadas. Estos pacientes se tratan al principio con masaje y RDMP intensivo y/o estiramientos. Después se incorporan al plan de tratamiento los paseos y los ET para que apoyen el peso y el RDM activo. La carretilla, el trabajo con obstáculos, los ejercicios de equilibrio, sentarse y tumbarse, y el zigzag también son ET útiles. Las sesiones en la cinta sin fin subacuática pueden empezar cuando la incisión se ha cerrado o curado, dependiendo de la inmediatez de la necesidad de tratamiento. Al principio, el nivel del agua debe ser alto para soportar el peso, pero se va reduciendo gradualmente para aumentar el RDM activo. Una vez que se resuelve la cojera, el nivel del agua puede aumentarse para aumentar la resistencia al máximo y que se fortalezcan los músculos. La natación puede ser muy beneficiosa, porque produce un RDM activo exagerado en las extremidades anteriores. Los animales con trastornos articulares que se tratan mediante osteotomía (v. pp. 1011, 1029 y 1220) deben tratarse como se ha CAPÍTULO 12 Fundamentos básicos de la rehabilitación física © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. descrito en el caso de los pacientes con fracturas (v. el comentario anterior), mientras que los animales tratados con intervenciones articulares reconstructivas debido a luxación rotuliana o articulaciones luxadas (v. pp. 1289, 1297 y 1301) deben seguir un programa de rehabilitación más conservador que dé tiempo para la curación del tejido. El tratamiento debe comenzar inmediatamente después de la cirugía, pero al principio se limitarán la duración y la intensidad de los ejercicios. Debe utilizarse un cabestrillo, no para sujetar el peso del animal, sino como medida de seguridad para amortiguar o prevenir las caídas. La terapia inicial incluye masaje, RDMP y ET suaves, seguidos por crioterapia para controlar la inflamación y aliviar las molestias. Cuando la cicatrización y la cojera mejoran, puede aumentarse gradualmente la duración de los ejercicios. Una vez que la herida ha cicatrizado, pueden empezarse los ejercicios en la cinta sin fin subacuática. El nivel del agua debe soportar la mayor parte del peso del paciente para reducir al mínimo la contusión y la incidencia de caídas. Al principio las sesiones deben ser breves, y se aumentan gradualmente hasta 15 minutos. No se considera que la natación sea un ejercicio suficientemente controlado para estos pacientes. Hasta que la osteotomía y los tejidos blandos estén curados, el objetivo principal del terapeuta es conservar la flexibilidad y la masa muscular, y mejorar el bienestar del paciente. Una vez que se considera que se ha curado lo suficiente para que no fracase el implante, puede realizarse una rehabilitación más intensiva. Los pacientes con fracturas intraarticulares estabilizadas suelen ser un desafío para los terapeutas. Dependiendo de la complejidad de la fractura pueden comprometerse la reducción y la estabilidad de la misma. Aunque la rehabilitación es esencial para restaurar el RDM y la funcionalidad, en algunos casos no es factible hasta que la consolidación de la fractura evoluciona con seguridad. Otra vez, la comunicación con el cirujano es necesaria para prevenir las complicaciones. Si se permite la rehabilita- 129 ción conservadora, están indicados los masajes, el RDMP y los estiramientos para restaurar el RDM y limitar la atrofia muscular. Los ejercicios de equilibrio son buenos, porque no son traumáticos y producen una contracción leve, controlada, de los músculos periarticulares. Si se produce contracción de la articulación, se recomiendan los ultrasonidos terapéuticos. Deben elegirse ejercicios terapéuticos que se concentren en los grupos musculares afectados. La cinta sin fin subacuática es una forma segura de caminar y mejorar el RDM activo. Los animales con sustitución total de una articulación (v. pp. 1157 y 1257) requieren rehabilitación conservadora para prevenir las complicaciones costosas y/o gravísimas. El terapeuta debe trabajar con el cirujano para diseñar los programas de rehabilitación apropiados. Debe utilizarse un cabestrillo en todo momento para prevenir las caídas o la posición incorrecta de las extremidades. Generalmente, la rehabilitación comienza 48 después de la intervención quirúrgica y se limita a masajes, RDMP, estimulación eléctrica, ejercicios de equilibrio y paseos controlados de 5 minutos. Una vez que la incisión se ha curado, pueden empezarse los ejercicios controlados en una cinta sin fin subacuática. El nivel del agua debe soportar la mayor parte del peso del paciente para reducir al mínimo los traumatismos y la incidencia de caídas. Las sesiones deben ser breves durante todo el período de recuperación. No se considera que la natación sea un ejercicio bastante controlado para estos pacientes. Lectura recomendada Millis DL, Levine D, Taylor RA: Canine rehabilitation and physical therapy, St. Louis, 2004, WB Saunders. Es un libro de texto completo que proporciona información básica sobre la rehabilitación canina tanto para los veterinarios como para los terapeutas. Se analizan en profundidad las modalidades terapéuticas y su aplicación para la rehabilitación de los pacientes. 130 PARTE I Principios quirúrgicos generales C A P Í T U L O 13 Tratamiento analgésico multimodal perioperatorio Actualmente, se considera que el dolor es el cuarto signo vital (o el quinto si se mide la presión arterial). La American Animal Hospital Association (AAHA) ha determinado que todos los hospitales que deseen la acreditación AAHA deben tener un programa analgésico completo (v. p. 145, Lecturas y vídeos recomendados). Cuando se realiza una exploración física completa debe evaluarse el dolor del paciente. Existen varios sistemas de puntuación para clasificar el dolor, y cada uno tiene sus propias ventajas e inconvenientes. Para determinar si un paciente siente dolor se utiliza una combinación de: 1) las respuestas fisiológicas; 2) el dolor que se espera que cause la intervención, el traumatismo o la enfermedad; 3) la conducta del animal, y 4) su respuesta al tratamiento. En los gatos, las variables fisiológicas más fiables para evaluar el dolor son la presión arterial y las concentraciones de cortisol. Sin embargo, los signos fisiológicos del dolor no son muy específicos; pueden aumentar por el estrés, la enfermedad y numerosos fármacos. Si se utilizan ideas preconcebidas sobre lo dolorosa que debe ser una intervención (o cómo debe responder un animal frente a una enfermedad, un traumatismo o una intervención) para guiar el tratamiento, los prejuicios personales pueden hacer que el paciente no reciba el tratamiento analgésico adecuado. Las variaciones individuales influyen mucho en la respuesta del paciente y siempre deben tenerse en cuenta. La respuesta conductual, que es una determinación subjetiva, se tiene en cuenta más que ninguna otra variable independiente para determinar la existencia de dolor. Las conductas frente al dolor no son muy adaptativas, por lo que estos signos pueden aparecer más adelante según progresa la enfermedad una vez que se han agotado los mecanismos de afrontamiento. Independientemente del sistema de puntuación elegido, el personal debe entrenarse para reducir al mínimo las diferencias entre los observadores. Si en una exploración se determina que el paciente siente dolor, debe iniciarse un tratamiento y volver a evaluarse. NOTA: No gaste mucho tiempo convenciéndose de que un paciente siente dolor. Adminístrele un tratamiento para el dolor y, si no mejora o hay efectos secundarios inesperados (muy raro), suspéndalo o cambie de tratamiento. En la mayoría de los casos es mejor empezar el tratamiento analgésico antes de que aparezca el dolor, en vez de intentar controlar una situación dolorosa una vez que se ha producido. Esto se conoce como tratamiento preventivo. La eficacia de la analge130 sia preventiva se relaciona con detener o atenuar «el impulso» (la descarga de los impulsos aferentes en la médula espinal que proceden de la estimulación de un nociceptor). El tratamiento preventivo debe continuarse con un tratamiento de mantenimiento programado. Es importante saber que un régimen de tratamiento no funciona igual en todas las situaciones ni en todos los pacientes. Existen diferentes tipos de dolor, y el dolor se regula de varias formas. El tratamiento multimodal adaptado es la mejor técnica para proporcionar una analgesia adecuada. Los tratamientos analgésicos más actuales se han diseñado para proporcionar una analgesia adecuada y la recuperación más rápida de la funcionalidad normal. El tratamiento analgésico puede inhibir los impulsos nociceptivos aferentes en el cerebro y la médula espinal (p. ej., opiáceos y ketamina), interrumpir la conducción de los impulsos neurales (p. ej., los anestésicos locales) o prevenir la sensibilización nociceptora que acompaña a la inflamación (p. ej., los antiinflamatorios no esteroideos [AINE]). Otros tratamientos que se han probado en pacientes con dolor crónico pueden incluir los fármacos antivíricos (p. ej., amantadina), fármacos antiepilépticos (p. ej., gabapentina) y antidepresivos (p. ej., amitriptilina). También se han usado técnicas de medicina física para aumentar la comodidad y asegurar que se recupera la funcionalidad. Estas técnicas se describen brevemente más adelante. Siempre deben consultarse las pautas actualizadas sobre el uso de las terapias alternativas o complementarias que ofrece la American Veterinary Medical Association (AVMA) (v. p. 145, Lecturas y vídeos recomendados). Las necesidades analgésicas deben anticiparse e incorporarse en el tratamiento anestésico de cada paciente. En la literatura veterinaria existen revisiones exhaustivas de la evaluación del dolor en los perros y los gatos. Para los veterinarios que están empezando a incorporar el tratamiento analgésico en el régimen de anestesia puede ser útil consultar información sobre el reconocimiento del dolor más detallada que la que se ofrece aquí. Hay varios recursos disponibles, incluyendo una página web de la International Academy of Pain Mangement (http://www.cvmbs.colostate.edu/ivapm). Generalmente, la magnitud del dolor postoperatorio se determina integrando las expectativas del cirujano sobre lo dolorosa que es la intervención con la conducta y las respuestas fisiológicas del paciente a la cirugía, y observando la respuesta individual del paciente a los tratamientos analgésicos. La tabla 13-1 proporciona una estimación del dolor asociado a distintos tipos de intervenciones quirúrgicas. Sin embargo, es posible que la respuesta individual del paciente frente a una intervención determinada no sea CAPÍTULO 13 Tratamiento analgésico multimodal perioperatorio 131 TABLA 13-1 Dolor estimado asociado a varios tipos de intervenciones quirúrgicas* LAS MÁS DOLOROSAS DE MODERADAS A MUY DOLOROSAS DE LEVE A MODERADAMENTE DOLOROSAS Toracotomías (especialmente esternotomías mediales), amputaciones, resección auricular, reparación de las fracturas pelvianas, nefrectomía, cirugía de los discos intervertebrales cervicales Mastectomía, mandibulectomía, cirugía de los discos intervertebrales torácicos o lumbares, estabilización de las fracturas de fémur o de húmero, intervenciones abdominales craneales Traqueotomía, hematoma auricular, estabilización de las fracturas del radio, el cúbito, la tibia o el peroné, castración, intervenciones abdominales caudales, limpieza dental, extracciones dentales Modificado de Carroll GL: Small animal pain management, Lakewood, Colo, 1998, American Animal Hospital Association Press. *Las expectativas del veterinario sobre el nivel del dolor nunca deben ser un motivo para no aliviar el dolor de un paciente. TABLA 13-2 Conducta y respuestas fisiológicas ante el dolor RESPUESTA SIGNOS DE DOLOR Respuestas conductuales Vocalización: gemidos, quejidos, gruñidos, ronroneo Expresión facial: mirada fija, ojos vidriosos o estrábicos, pupilas dilatadas, ceño fruncido Postura corporal: posición encorvada, rígida, de oración, u otras posturas anormales Actividad: reposo o restricción de movimientos, temblores Actitud: agresividad, temor, timidez, buscan un sitio cómodo Apetito: disminuido Hábitos urinarios e intestinales: la micción aumenta, fracaso del entrenamiento doméstico o del uso del cajón de arena Aseo: el pelo pierde el brillo, aspecto descuidado Defensa y automutilación: se protege las heridas o la extremidad; no apoya el peso; puede lamerse, morderse o restregarse el área quirúrgica © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Respuestas fisiológicas Sistema cardiovascular: aumento de la frecuencia cardíaca y de la presión arterial, vasoconstricción Sistema pulmonar: aumento de la frecuencia respiratoria, respiración superficial, envaramiento Sistema digestivo: inapetencia, salivación, posiblemente vómitos, diarrea o estreñimiento, evacuación de las glándulas anales Sistema musculoesquelético: músculos tensos, temblores musculares Sistema inmunitario: disminución de la resistencia, leucograma de estrés; aumento de las metástasis Sistema neuroendocrino: aumento del catabolismo, disminución del anabolismo Modificado de Carroll GL: Small animal pain management, Lakewood, Colo, 1998, American Animal Hospital Association Press. coherente con la idea preconcebida de lo dolorosa que puede ser la intervención; por tanto, debe administrarse un tratamiento analgésico a todos los pacientes que aparentemente tengan dolor. En la tabla 13-2 se ofrece un resumen de las conductas y las respuestas fisiológicas de los animales frente al dolor. Si no existe ninguna duda sobre si el animal tiene dolor, debe tratarse. La analgesia perioperatoria tiene un efecto muy beneficioso sobre el resultado quirúrgico (p. ej., reduce las automutilaciones o hace que se recupere antes el apetito). Es necesario observar cómo responde el animal al tratamiento y cambiar o suspender el tratamiento si el fármaco o la técnica elegidos producen efectos secundarios inaceptables o no se observa mejoría clínica. TRATAMIENTO DEL DOLOR Los cuidados perioperatorios adecuados son imprescindibles. Para aumentar el bienestar de los pacientes deben mantenerse calientes y secos, no deben afeitarse las quemaduras, hay que eliminar la sangre seca, comprobar que los vendajes no están muy apretados, colocar a los pacientes de forma que no haya presión en los emplazamientos quirúrgicos, y dar la vuelta a los pacientes que no pueden moverse por sí mismos. La inducción anestésica y la recuperación de la cirugía deben realizarse en un entorno seco, cálido y tranquilo. Durante la inducción anestésica hay que asegurarse de utilizar almohadillas intraoperatorias y postoperatorias adecuadas y colocar al paciente para que sienta el menor dolor posible después de la cirugía en zonas que no han sido operadas, pero que pueden haberse lesionado durante el período de anestesia (p. ej., isquemia de la piel y el tejido subyacente, deficiencia neural). Hay que lubricar los ojos y evitar las lesiones corneales, orales, linguales, traqueales o dentales durante la inducción y la recuperación. Antes de la recuperación, debe vaciarse la vejiga para prevenir las molestias postoperatorias. Prevenir el insomnio y la ansiedad en el período perioperatorio mejora el tratamiento del dolor postoperatorio, porque la ansiedad y el dolor están muy relacionados. El dolor aumenta en los pacientes ansiosos, y los tranquilizantes o los sedantes pueden reducir la ansiedad perioperatoria y hacer que la experiencia sea menos angustiosa. La tranquilización también puede ser necesaria para reducir la actividad en los pacientes más nerviosos; la tranquilización debe utilizarse para restringir los movimientos, no para el dolor. Sin embargo, para impedir el enmascaramiento de los signos de dolor, no deben administrarse sólo tranquilizantes como acetilpromacina o diacepam a los pacientes con dolor, debe administrarse un analgésico antes o al mismo tiempo que el tranquilizante. 132 PARTE I Principios quirúrgicos generales torios, como isoflurano y sevoflurano, con los que se consiguen una inducción y recuperación rápidas, pero no analgesia. Hay que complementar estas técnicas anestésicas con la analgesia adecuada. TABLA 13-3 Tranquilizantes y sedantes FÁRMACO POSOLOGÍA (mg/kg) VÍA DE ADMINISTRACIÓN Acetilpromacina 0,25-0,5 (no superar 1 mg por perro en la dosis total) IV, SC, IM Diacepam 0,2 IV Midazolam 0,2 IM, IV Xilacina* 0,1-0,5 IV, IM, SC Medetomidina* 0,001-0,005 IV, IM, SC IM, intramuscular; IV, intravenosa; SC, subcutánea. *Úsese con precaución; las dosis y la duración postoperatorias no están bien establecidas y podría ocurrir una profunda depresión cardíaca. Tranquilizantes y sedantes Sólo algunos tranquilizantes usados en medicina veterinaria son ansiolíticos. Acetilpromacina (v. tabla 13-3) es excelente para los perros y los gatos muy angustiados o disfóricos. Debe utilizarse con cuidado en los perros y los gatos con hipovolemia o hipotensión, si tienen trastornos de la coagulación o antecedentes de convulsiones. Las benzodiacepinas (es decir, diacepam, midazolam; v. tabla 13-3) no proporcionan una auténtica tranquilización en los perros y gatos jóvenes sanos. Estos fármacos desinhiben la conducta aprendida y pueden producir excitación. Sin embargo, las benzodiacepinas producen sedación en los animales muy jóvenes, muy ancianos o muy enfermos, y suelen utilizarse en estos pacientes porque su administración se asocia a escasos efectos cardiopulmonares importantes. Diacepam y midazolam proporcionan una sedación más predecible cuando se administran con un opiáceo o un sedante. Flumacenil es un antagonista específico de las benzodiacepinas; generalmente, se ajusta la dosis hasta obtener el efecto (p. ej., si se ha administrado una benzodiacepina a un gato con lipidosis hepática y tarda en recuperarse, puede utilizarse flumacenil para acelerar la recuperación). Los ␣2-agonistas (p. ej., xilacina, medetomidina; v. tabla 13-3) proporcionan sedación y analgesia profunda; la sedación dura más que la analgesia. La depresión cardiopulmonar depende de la dosis. Xilacina es un ␣2-agonista clásico y medetomidina es un ␣2-agonista nuevo. Puesto que estos fármacos pueden tener efectos cardiopulmonares profundos (es decir, bradicardia, hipoventilación e hipertensión seguida de hipotensión), su uso perioperatorio se reserva para los perros y los gatos adultos jóvenes sanos, y se utilizan dosis bajas de xilacina o medetomidina como sedantes si existe ansiedad postoperatoria. Los ␣2-antagonistas (p. ej., yohimbina, atipamezol y tolazolina) antagonizan los efectos de los fármacos ␣2-agonistas, pero este antagonismo no carece de riesgos en los pacientes con dolor. Por tanto, lo prudente es ajustar la dosis del antagonista hasta conseguir el efecto deseado, cuando sea necesario. Anestésicos Actualmente, las prácticas anestésicas se basan en los fármacos inductores, como propofol y etomidato, y en los anestésicos inhala- Analgésicos Un buen tratamiento del dolor postoperatorio debe empezar antes de la cirugía. La administración preventiva de un opiáceo atenúa la respuesta a los estímulos (estado de hiperexcitabilidad causado por la sensibilización previa por un estímulo desagradable) (v. p. 135), mientras que la administración de un anestésico local impide la respuesta a los estímulos. Si el paciente siente dolor, administrar un analgésico antes de la inducción anestésica facilita el manejo y la manipulación del paciente, y aumenta su comodidad. La administración preoperatoria de un analgésico también disminuye las necesidades del anestésico inhalatorio durante la cirugía. Si el analgésico se administra antes de la operación, puede ser necesario repetir la administración después, dependiendo de la duración de la acción del fármaco. La duración ideal de la administración de los analgésicos postoperatorios no se ha determinado para la mayoría de las intervenciones quirúrgicas en perros y gatos, pero lo razonable es proporcionar al menos 2-3 días de tratamiento después de la mayoría de las intervenciones mayores. Existen varias posibilidades para administrar analgésicos durante el período postoperatorio. Los fármacos sistémicos pueden administrarse siguiendo un plan de tratamiento (v. tabla 13-14; p. ej., cada 4 horas), mediante infusión continua (p. ej., fentanilo y lidocaína) o por absorción continua (p. ej., fentanilo transdérmico; tabla 13-5). También pueden utilizarse técnicas locales y regionales con anestésicos locales y opiáceos. Los analgésicos deben administrarse según la duración de su actividad y no «cuando se necesitan». La información sobre la farmacocinética y la farmacodinámica proporciona una defensa racional frente a la medicación «cuando se necesite». Si un paciente tiene signos de dolor antes de que se le haya administrado un analgésico, es mucho más difícil controlar el dolor. En estos casos, suele ser necesario administrar dosis más altas de las que hubieran sido necesarias si se hubiese administrado el fármaco siguiendo la planificación (anticipándose a los valores máximos y mínimos). Opiáceos Si se va a utilizar un opiáceo, debe elegirse antes de la cirugía. Lo mejor es utilizar un único opiáceo a lo largo del período perioperatorio. A menos que esté contraindicado, después de la cirugía debe utilizarse el mismo fármaco analgésico que se haya utilizado durante la intervención. Cuando se elige un analgésico opiáceo, deben tenerse en cuenta su eficacia y su duración. Algunos opiáceos están indicados para el dolor leve o moderado (p. ej., buprenorfina), y otros son más adecuados para el dolor de moderado a intenso (p. ej., morfina, hidromorfona y metadona). En el caso de los opiáceos de corta duración (p. ej., butorfanol y fentanilo), debe considerarse la facilidad y el coste de repetir su administración, y la forma de hacerlo. En la mayoría de los casos, si ya se dispone de una vía intravenosa, es preferible inyectarlos por esta vía para evitar las inyecciones musculares dolorosas. Los agonistas opiáceos y los antagonistas-agonistas que suelen utilizarse en el período perioperatorio son morfina, hidromorfona, metadona, oximorfona, fentanilo, butorfanol y buprenorfina. La mayoría de los opiáceos que se utilizan actualmente en medicina veterinaria están «clasificados». La clasificación se relaciona con el CAPÍTULO 13 Tratamiento analgésico multimodal perioperatorio 133 TABLA 13-4 Analgésicos opiáceos sistémicos de uso frecuente* POSOLOGÍA (mg/kg)† VÍA DE ADMINISTRACIÓN DURACIÓN Cirugía programada del aparato reproductor, intervenciones abdominales caudales, cirugía de la vesícula biliar, peritonitis biliosa, fracturas distales de las extremidades 0,2-0,4 IV, SC, IM 2-3 h Buprenorfina Cirugía programada del aparato reproductor, intervenciones abdominales caudales, fracturas distales de las extremidades 0,005-0,015 IV, IM 4-8 h Fentanilo Como premedicación; acción analgésica demasiado corta; véase el texto para obtener información sobre la infusión constante (IC) y la aplicación transcutánea 0,002-0,01 IV, SC, IM Menos de 1 h Morfina Toracotomías, amputaciones, fracturas pelvianas, ablaciones auriculares 0,2-1 IV‡, SC, IM 3-4 h Hidromorfona Toracotomías, amputaciones, fracturas pelvianas, ablaciones auriculares 0,1-0,2 IV, SC, IM 3-4 h Metadona Toracotomías, amputaciones, fracturas pelvianas, ablaciones auriculares 0,1-0,5 IV (perros), IM, SC 3-4 h Oximorfona Toracotomías, amputaciones, fracturas pelvianas, ablaciones auriculares 0,05-0,1 IV, SC§, IM 3-4 h FÁRMACO USOS Butorfanol Modificado de Carroll GL: How to measure perioperative pain, Vet Med 91:353, 1996. IM, intramuscular; IV, intravenoso; SC, subcutáneo. *La posología y la duración se basan en la experiencia clínica, y puede ser necesario individualizarlas para una situación y un paciente determinados. Pueden ser necesarias dosis más altas en caso de dolor resistente. † Se utilizan dosis más bajas si se administra por vía intravenosa o a gatos. ‡ Puede producirse hipotensión si se administra morfina por vía intravenosa; el fármaco también puede producir excitación en los gatos. § La administración por vía subcutánea puede ser menos eficaz. TABLA 13-5 Posología de los parches de fentanilo* © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. PESO CORPORAL (kg) TAMAÑO DEL PARCHE (g/h)† Inferior a 3,2 12: no se recomienda utilizar parches‡ 3,2-6,8 25 6,8-18,2 50 18,2-27,3 75 Más de 27,3 100 *Generalmente, las pautas no están bien establecidas; los parches transcutáneos de fentanilo liberan 1-4 g/kg/h. † Actualmente existen parches de fentanilo genérico. ‡ La farmacocinética y la seguridad del parche de 12 g/h (pediátrico) no se ha determinado en los pacientes veterinarios, y actualmente no se recomienda su uso en pacientes jóvenes; cortar o cubrir una parte del parche de 25 g/h influye en la distribución del fármaco. potencial de abuso y la capacid ad de producir dependencia de un fármaco. Los fármacos clasificados dentro del grupo I tienen un potencial alto de abuso y no se permite su uso con fines terapéuticos, mientras que los fármacos del grupo V tienen el potencial más bajo de abuso y a veces pueden administrarse sin receta. Morfina. La morfina (grupo II; v. tabla 13-4) es el prototipo de los agonistas opiáceos y está indicado para el dolor de moderado a intenso. Su acción tarda en aparecer de 15 a 30 minutos, y dura de 3-4 horas. Los efectos cardiovasculares incluyen bradicardia de inducción vagal, depresión directa del nódulo auriculoventricular y enlentecimiento de la conducción auriculoventricular (AV). La morfina no sensibiliza el miocardio a las catecolaminas. Deprime la ventilación de forma directa (este efecto depende de la dosis), inhibiendo los centros respiratorios centrales. También altera el ritmo respiratorio. La hipoventilación puede producir un aumento de la presión intracraneal debido al aumento de la presión parcial de dióxido de carbono arterial (PaCO2). Se producen náuseas y vómitos debido a la estimulación de la zona diana de los quimiorreceptores. La morfina puede causar hipotermia y miosis en los perros, y midriasis e hipertermia en los gatos. Cuando el fármaco se administra por vía intravenosa (IV) puede liberarse histamina; la administración IV lenta reduce este riesgo. Para tratar el dolor en los seres humanos, la morfina se administra en forma de infusión intravenosa continua, y se está utilizando en medicina veterinaria. También suele administrarse por vía epidural (v. p. 139 y tabla 13-6). Hace poco tiempo se ha empezado a administrar morfina por vía intraarticular como analgésico en las intervenciones realizadas en la babilla. La morfina inyectada por vía intraarticular (0,1 mg/kg, diluida en la cantidad necesaria de suero salino para llenar todo el espacio articular) proporciona una buena analgesia, comparable a la que se obtiene cuando se 134 PARTE I Principios quirúrgicos generales TABLA 13-6 Posología y duración de los fármacos epidurales* FÁRMACO USOS POSOLOGÍA† Perros APARICIÓN DE LA ACCIÓN DURACIÓN Gatos Lidocaína (2%)‡ Bloqueo motor y sensitivo: intervenciones abdominales y de las extremidades posteriores 1 mL/3,4 kg (T5) 1 mL/4,5 kg (T13– L1)§ 1 mL/4,5 kg (T5) 10 minutos 1-11⁄2 h Bupivacaína (0,25% o 0,5%)‡ Bloqueo motor y sensitivo: intervenciones abdominales y de las extremidades posteriores 1 mL/4,5 kg§ 1 mL/7 kg 20-30 min 4-6 h Fentanilo Bloqueo sensitivo: intervenciones abdominales y de las extremidades posteriores 0,001 mg/kg diluido en suero salino – 4-10 min 6h Morfina Bloqueo sensitivo: toracotomías, amputaciones de las extremidades anteriores y posteriores, intervenciones abdominales craneales y caudales, fracturas pelvianas y de las extremidades posteriores 0,1 mg/kg (sin conservantes) 0,1 mg/kg (sin conservantes) 25 minutos Alrededor de 20 h Buprenorfina Bloqueo sensitivo: intervenciones abdominales y de las extremidades posteriores 0,003-0,005 mg/kg diluido en suero salino – 30 min 12-18 h Oximorfona Bloqueo motor y sensitivo: intervenciones abdominales, pelvianas y de las extremidades posteriores 0,1 mg/kg diluido en suero salino 0,05-0,1 mg/kg diluido en suero salino 15 min Alrededor de 10 h § Modificado de Carroll GL: How to manage perioperative pain, Vet Med 91:353, 1996. *La posología, el momento en que aparece la acción y su duración se basan en la experiencia clínica; todos los pacientes deben evaluarse de forma individual. La dosis de los anestésicos locales debe reducirse a la mitad si se van a administrar por vía espinal; la dosis epidural debe reducirse en los pacientes geriátricos, obesos y en las hembras preñadas, así como en los pacientes con lesiones de la médula espinal que ocupan espacio o con trastornos en los que se espera que se produzca ingurgitación venosa. † El volumen para la dilución debe ser inferior a 0,3 mL/kg; no debe ser superior a 6 mL/perro o 1,5 mL en los gatos. ‡ Debe evitarse que la cabeza quede en una posición inferior cuando se utiliza un anestésico local por vía epidural. § El bloqueo a nivel de T1 produce parálisis de los nervios intercostales; el bloqueo a nivel de C5-C7 produce parálisis del nervio frénico. utiliza por vía epidural, pero no tan buena como la que se consigue con bupivacaína intraarticular. La morfina sin conservantes también se ha utilizado con éxito para tratar el dolor en los pacientes con laceración o ulceración corneal. La morfina por vía oral tiene una biodisponibilidad baja, pero existen preparaciones orales, incluyendo productos de liberación sostenida. Cuando se administra por vía oral, debe empezarse por una dosis baja e ir ajustándola según las necesidades del individuo. Hidromorfona. Los efectos y la duración de la hidromorfona (clase II; v. tabla 13-4) no se diferencian de los de la morfina, pero no se ha observado liberación de histamina. Se utiliza para tratar el dolor de moderado a intenso, y ha sustituido a la oximorfona en muchas clínicas de EE. UU. debido a la disponibilidad limitada de esta última. Oximorfona. La oximorfona (clase II; v. tabla 13-4) se parece a la morfina, pero no produce liberación de histamina. Es adecuada para tratar el dolor de moderado a intenso y es especialmente útil para tratar a los pacientes muy enfermos que requieren analgésicos complementarios durante la intervención quirúrgica para reducir la necesidad de anestésicos inhalatorios. Aunque produce sedación, respiración entrecortada y a veces hipotermia, causa menos vómitos que la morfina y la hidromorfona en los perros y los gatos. Durante los últimos años, la disponibilidad de oximorfona en EE. UU. ha ido variando. Metadona. La metadona (clase II; v. tabla 13-4) tiene una acción y una duración parecidas a las de la morfina (pero no produce liberación de histamina). En los seres humanos, su acción dura más que la de la morfina, pero en los perros y los gatos dura aproximadamente 4 horas. Produce menos vómitos y sedación que la morfina. Se ha determinado la posología para los perros (0,1-0,5 mg/ kg, IM, IV) y para los gatos (0,1-0,3 mg/kg, IM). Fentanilo. El fentanilo, un opiáceo sintético (clase II; v. tabla 13-4) es un analgésico eficaz. Su acción aparece más deprisa que la de la morfina, pero dura poco. En medicina veterinaria se utiliza para el tratamiento intraoperatorio con técnicas anestésicas equilibradas (p. ej., se utilizan fentanilo y midazolam en infusión continua [IC] en la pericardiectomía, v. p. 777) de los pacientes muy enfermos. Fentanilo puede administrarse por vía intravenosa, intramuscular, epidural (v. tabla 13-6), a través de mucosas y transcutánea (disponible como genérico; v. ta- CAPÍTULO 13 bla 13-5). Cuando se utiliza para tratar el dolor, debe administrarse como IVC por vía epidural o transcutánea debido a su acción de corta duración. Cuando se administra a través de una IC, debe administrarse una dosis de carga (perros, 2 g/kg, IV; gatos, 1-2 g/kg, IV) seguida de una infusión (perros, 1-6 g/kg/h, IV; gatos, 1-4 g/kg/h, IV; la analgesia dura 30 minutos más que la infusión. Cuando se utiliza por su efecto de reducir la concentración alveolar mínima (CAM) en los perros inestables, debe utilizarse una dosis mucho más alta (es decir 0,8 g/kg/min, IV de fentanilo más 8 g/kg/min, IV de midazolam). En los perros y los gatos se administra con frecuencia por vía transcutánea (v. tabla 13-5). © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Para administrar fentanilo por vía, afeite la parte lateral del tórax o la región cervical dorsal (en los gatos, la región axilar también es una zona adecuada) sin dañar la piel. Coloque el parche con cuidado para que el parche y la piel de debajo no se expongan a un aumento de temperatura durante la intervención quirúrgica (evitando el contacto directo con la manta de agua caliente circulante). No limpie la zona con alcohol ni con un cepillo quirúrgico. Sujete el parche por el borde o con los guantes puestos para evitar tocar la membrana. Deje el parche colocado 2 minutos; en los perros, vende la zona (en los gatos no es necesario cubrir el parche). No utilice esparadrapo para aumentar la adherencia del parche a la piel, porque el pegamento interfiere con la membrana y altera la absorción. Después de colocar el parche, deje que pase el tiempo suficiente para que las concentraciones plasmáticas alcancen los niveles terapéuticos (aproximadamente 24 horas en los perros y 12 horas en los gatos). El fármaco que se libera desde el parche puede variar, y hay que observar a los pacientes con regularidad por si aparecen signos de dolor o efectos secundarios, como depresión respiratoria. En pacientes en los que se ha tapado el parche, se ha documentado alteración de la liberación del fármaco. El fentanilo administrado por vía transcutánea puede proporcionar hasta 72 horas (perros) o 96 horas (gatos) de analgesia, y la fiebre puede aumentar la absorción de fentanilo desde el parche. Para quitar el parche, deben ponerse los guantes, doblarlo sobre sí mismo y tirarlo al inodoro en presencia de un testigo. Fentanilo puede causar bradicardia, depresión respiratoria y rigidez del músculo esquelético. Codeína. La codeína (que se clasifica dentro de diferentes grupos dependiendo de su presentación) puede utilizarse por vía oral en los perros para el dolor de leve a moderado. En los perros sanos se ha recomendado el uso de Tylenol 4 (60 mg de codeína y 300 mg de paracetamol), una dosis de 1-2 mg de codeína/kg de peso corporal, por vía oral, tres veces al día, para tratar el dolor, pero no debe utilizarse en perros con enfermedad hepática o en los que son propensos a la anemia de cuerpos de Heinz, aunque se les puede administrar codeína sin paracetamol (1-4 mg/kg, VO, cada 1-6 horas). En los gatos están totalmente contraindicadas las combinaciones de codeína y paracetamol. Buprenorfina. La buprenorfina (clase III; v. tabla 13-4) es un agonista parcial de los -opiáceos. Su acción aparece a los 30 minutos y dura de 4 a 8 horas. Su afinidad por los receptores da lugar a una acción prolongada e impide su asociación con los antagonistas. Se utiliza para el dolor de leve a moderado en los pacientes veterinarios, porque tiene poca actividad intrínseca. Buprenorfina produce sedación leve o disforia en los perros y gatos. Su acción prolongada hace que resulte útil cuando es problemático repetir las dosis. Debido al pH de la saliva, tiene una biodisponibi- Tratamiento analgésico multimodal perioperatorio 135 lidad del 100% en los gatos si se administra por a través de mucosas, pero no por vía oral; no se conoce la biodisponibilidad en los perros tras su administración a través de mucosas, pero puede ser más consistente que la que se observa en las personas. Butorfanol. Butorfanol (clase IV; v. tabla 13-4) es un agonista-antagonista mixto. Tiene poca afinidad por los receptores (es decir, no es un antagonista completo), una afinidad moderada por los receptores y mínima afinidad por los receptores (incidencia de disforia baja). Puesto que es un agonista-antagonista mixto, puede atenuar la eficacia de los agonistas que se administren después. Una ventaja de butorfanol es que produce analgesia con depresión respiratoria mínima; las dosis adicionales no producen más depresión. El efecto máximo sobre la respiración se acompaña de una capacidad modesta para reducir las necesidades del anestésico. Generalmente, se administra para tratar el dolor de leve a moderado en los perros y los gatos. Sin embargo, puesto que sus efectos sobre el aparato gastrointestinal y las vías biliares son mínimos, es especialmente eficaz para el dolor visceral, como el que se produce en la peritonitis biliar y en la pancreatitis. Otra de sus ventajas es que está disponible en preparaciones orales. El butorfanol oral (0,4 mg/kg hasta 1 mg/ kg tres veces al día durante 2-3 días) es especialmente útil para los gatos tras la oniquectomía; también se utiliza en los perros pequeños, pero el coste puede ser prohibitivo en los perros más grandes. Antagonistas de los opiáceos. La depresión respiratoria y la sedación que producen los opiáceos pueden invertirse con antagonistas. Los opiáceos deben antagonizarse con cuidado en los pacientes que tienen dolor, porque los antagonistas también revierten la analgesia. Los pacientes con dolor pueden tener una respiración superficial; generalmente ventilan mejor si están cómodos. Los pacientes a los que se les ha realizado una toracotomía o una intervención abdominal alta pueden tener volúmenes tidales pequeños, porque se protegen del dolor que sienten al respirar. Aunque los opiáceos pueden deprimir la respiración, es más probable que sus efectos analgésicos reduzcan la rigidez, permitiendo volúmenes tidales más grandes y mejorando la respiración. En los seres humanos, el antagonismo de los opiáceos con naloxona (un antagonista de los opiáceos) se ha asociado a liberación de catecolaminas, hipertensión, arritmias e incluso con la muerte. La dilución de naloxona con suelo salino y el ajuste de la dosis IV lento disminuyen la probabilidad de que se produzcan efectos secundarios adversos. Es preferible utilizar agonistas-antagonistas, como nalbufina y butorfanol, en vez de naloxona, porque se asocian a menos efectos secundarios, que naloxona, debidos a la reversión. También puede mantenerse algo de analgesia. El ajuste de dosis de una solución diluida 1:10 de nalbufina (20 mg/mL diluidos a 2 mg/mL) parece que antagoniza la sedación y la depresión respiratoria, mantiene algo de analgesia y previene los efectos secundarios peligrosos que se asocian a la reversión con altas dosis de naloxona. Butorfanol también puede utilizarse como antagonista de los -opiáceos, como oximorfona. Anestésicos disociativos Aunque la ketamina no proporciona analgesia visceral, puede producir analgesia somática profunda. Puede utilizarse ketamina (grupo III) en dosis bajas (1-2 mg/kg IV) para cambiar los vendajes de las quemaduras o heridas. Puesto que la ketamina es un antagonista del receptor del ácido N-metil-D-aspártico 136 PARTE I Principios quirúrgicos generales (NMDA), puede utilizarse con éxito para el tratamiento del dolor crónico. Los antagonistas del receptor del NMDA también impiden o revierten la sensibilización central y disminuyen la hiperalgesia de las heridas. En los perros y los gatos puede administrarse ketamina en una dosis de 1-2 mg/kg, IV o IM o 0,5 mg/ kg IV, seguida de 2-10 g/kg/min IV como IVC. Los efectos secundarios de la ketamina, que dependen de la dosis, incluyen delirio urgente, aumento de la salivación y el lagrimeo, estimulación cardiovascular, aumento de la fracción de regurgitación en los pacientes con insuficiencia mitral, aumento de la presión intracraneal, aumento de la presión intraocular, convulsiones y broncodilatación. CUADRO 13-1 Posología de las IC de FLK y de MLK IC de fentanilo, lidocaína, ketamina (FLK) Fentanilo Lidocaína Ketamina 1-5 g/kg/h, IV 25-50 g/kg/min, IV 2-5 g/kg/min, IV IC de morfina, lidocaína, ketamina (MLK) Morfina Lidocaína Ketamina 3,3 g/kg/min, IV 50 g/kg/min, IV 10 g/kg/min, IV Infusiones constantes Algunos de los fármacos que se han mencionado antes pueden administrarse como IC de una única sustancia (p. ej., fentanilo, morfina, ketamina y lidocaína [sólo en los perros; v. comentario más adelante]). En los pacientes con dolor persistente, pueden combinarse fármacos de diferentes tipos para conseguir una analgesia mejor con menos efectos secundarios. En general, el tratamiento analgésico se fundamenta sobre todo en los opiáceos, a los que pueden añadirse otros fármacos si es necesario. En los animales con dolor muy intenso puede utilizarse una combinación de fentanilo, lidocaína y ketamina (FLK). En la edición informatizada de este libro se incluye una hoja de cálculo que puede almacenarse en una PDA o en un ordenador, con la que se puede calcular la cantidad de cada fármaco que debe añadirse a un volumen determinado y la velocidad a la que debe administrarse la mezcla mediante IC. En el cuadro 13-1 se ofrece la posología de FLK. Se ha utilizado una IC de morfina, lidocaína y ketamina (MLK) (v. cuadro 13-1) para reducir considerablemente la CAM de los perros anestesiados con isoflurano (Muir y cols., 2003). Agonistas-␣2 Los agonistas-␣2 (p. ej., xilazina y medetomidina) producen sedación, depresión cardiopulmonar y analgesia dependientes de la dosis; su uso como ansiolíticos se ha analizado más arriba, en el epígrafe Tranquilizantes y sedantes. La sedación dura más que la analgesia, que se produce a través de un sistema no opiáceo. Los agonistas-␣2 no son fármacos programables. Son adecuados para la sedación y la restricción de los perros y los gatos sanos, pero hay que tener cuidado cuando se administran como analgésicos perioperatorios. Pueden aumentar la analgesia y la sedación cuando se administran en dosis muy bajas junto con un opiáceo, por lo que se han utilizado microdosis de agonistas-␣2 durante el período de recuperación anestésica, si se dispone de oxígeno. Se recomienda tener cuidado cuando se utilizan agonistas-␣2 en el período postoperatorio, porque aún no se han establecido la dosis correctas y su duración, y puede producirse una depresión cardíaca profunda. Se ha observado que xilacina y medetomidina proporcionan analgesia para el dolor agudo de los perros y los gatos. Sin embargo, puesto que pueden causar depresión cardiopulmonar profunda (especialmente si el fármaco se combina con un opiáceo), debe disponerse de oxígeno. Los antagonistas-␣2 (p. ej., yohimbina, tolazolina y atipamezol) antagonizan los efectos de los agonistas-␣2, pero su uso puede asociarse a efectos secundarios (p. ej., arritmias y estimulación del sistema nervioso central), especialmente en los animales con dolor. Anestesia local y analgesia Generalmente, los opiáceos se administran junto con anestésicos locales. En los seres humanos, suele administrarse lidocaína como infusión IV continua como suplemento de los opiáceos para tratar el dolor persistente. En los perros, la analgesia con opiáceos pueden combinarse con dosis menores que las usadas como antiarrítmicas de lidocaína (5-30 g/kg/min IV) para aumentar el efecto analgésico. En los gatos no se recomienda la IC de lidocaína. Generalmente, los anestésicos locales se utilizan en técnicas regionales y son más eficaces cuando se administran antes de la estimulación quirúrgica. Los anestésicos locales impiden que se transmita el estímulo, lo que probablemente es responsable de la disminución del dolor postoperatorio que podría esperarse basándose en la farmacocinética. Existen varias técnicas de anestesia local eficaces para atenuar el dolor, como los bloqueos anulares, los bloqueos de campo, la infiltración local, el bloqueo del plexo braquial, los anestésicos regionales, los bloqueos intercostales, los bloqueos interpleurales y la anestesia epidural. Estas técnicas también reducen la necesidad de fármacos inhalatorios, lo que facilita el manejo del paciente durante la intervención. Los dos anestésicos locales que más se utilizan en la práctica con pequeños animales son lidocaína y bupivacaína. Bupivacaína dura más que lidocaína, pero su acción tarda más en aparecer. En los perros, la dosis total de bupivacaína no debe ser superior a 2 mg/kg. En los gatos pueden usarse dosis inferiores (sin superar 1 mg/kg). Si se mezclan lidocaína y bupivacaína para conseguir una analgesia inmediata y sostenida, deben ajustarse las dosis de cada uno de ellos. Generalmente, lidocaína (1 mg/kg en los perros; 0,5 mg/kg en los gatos) y bupivacaína (1 mg/kg en los perros; 0,5 mg/kg en los gatos) proporcionan una cobertura perineural suficiente para el período inmediato y postoperatorio. Técnicas regionales. Los anestésicos locales regionales suelen ayudar a la recuperación y permiten que el paciente se adapte cuando vayan apareciendo las molestias. Debe esperarse el tiempo suficiente para que los tejidos absorban los anestésicos locales. La perfusión e infiltración de la herida son las técnicas más sencillas para proporcionar analgesia en la herida, pero son poco eficaces en heridas infectadas. La infiltración local eficaz se utiliza para el dolor de las incisiones, el dolor de los nervios (amputaciones), la oniquectomía y la ablación de las orejas. Las bombas de infusión intralesionales e intraarticulares (p. ej., PainBuster; I-Flow Corp., Lake Forest, CA; v. figura 13-1) son sistemas que proporcionan una infusión continua de un anestésico local directamente en la herida quirúrgica. La ventaja principal de estos sistemas es que pueden utilizarse en la cirugía CAPÍTULO 13 Tratamiento analgésico multimodal perioperatorio 137 Entrada Bomba ON-O Tubo Figura 13-2 Pinza Filtro Regulador del flujo Bloqueo nervioso para la oniquectomía. Las ramas medial y palmar del nervio cubital se bloquean medialmente a la almohadilla carpiana accesoria; la rama dorsal del nervio cubital se bloquea lateral y proximalmente a la almohadilla carpiana accesoria. Las ramas del nervio radial superficial se bloquean en la cara dorsomedial del carpo proximal. Catéter Figura 13-1 PainBuster para instilación intralesional de anestésicos locales en cirugía ortopédica o de los tejidos blandos. C6 T1 ambulatoria. Se está investigando su eficacia en los pacientes veterinarios. Cuando se realiza un bloqueo anestésico local, no debe superarse la dosis máxima para cada especie. Bloqueos para el dolor de las incisiones. El área de la piel donde va a hacerse la incisión se instila con el anestésico local antes de hacer la incisión quirúrgica (p. ej., bloqueo de la línea cuando se hace una cesárea). Bloqueo en anillo. En los bloqueos en anillo se instila una línea del anestésico local alrededor de la parte distal de la extremidad, el dedo o la cola (p. ej., antes de una oniquectomía). © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Para bloquear las ramas radial distal, medial, y dorsal, y palmar del nervio cubital, utilice una técnica ligeramente más difícil. Bloquee las ramas medial y palmar del nervio cubital hasta la almohadilla carpiana accesoria. Bloquee la rama dorsal del nervio cubital lateral y proximal a la almohadilla carpiana accesoria. Bloquee las ramas del nervio radial superficial hasta la cara dorsomedial de la parte proximal del carpo (v. figura 13-2). Bloqueo de campo. Se empapa el área quirúrgica con el anestésico local y se deja en contacto con el tejido durante 15-20 minutos (p. ej., después de una ablación de la oreja). Anestesia del plexo braquial. La anestesia del plexo braquial bloquea desde la parte distal del pie hasta la región del codo (nervios radial, mediano, cubital, musculocutáneo y axilar) (p. ej., antes de la artrodesis carpiana) (v. figura 13-3). Puede bloquearse el plexo del nervio braquial antes de la cirugía. Después de afeitar la piel y prepararla de forma estéril, inserte una aguja (en los perros, se utilizan agujas de calibre 22, de 7 cm) en el área axilar medialmente a la articulación del hombro (en la Figura 13-3 Bloqueo nervioso del plexo braquial. punta del hombro) y lateralmente a las costillas. Dirija la aguja hacia la unión costocondral y paralela a la columna vertebral. Aspire e inyecte el anestésico local mientras retira la aguja. Utilice 10-15 mL de lidocaína al 2% (no debe superarse la dosis máxima). La anestesia empieza a los 10 minutos y dura hasta 2 horas. 138 PARTE I Principios quirúrgicos generales Nervio musculocutáneo Nervio medial Nervio cubital NOTA: Bupivacaína proporciona una analgesia más larga cuando se utiliza para analgesia perioperatoria. En los gatos se utiliza una técnica similar (con una aguja de 3,5 cm). Puede calcularse la dosis máxima de bupivacaína y usarse una cantidad suficiente para cubrir la zona. Bloqueo de los nervios mediano, cubital, musculocutáneo y radial (MCMR). El MCMR es una modifica- ción del bloqueo del plexo braquial. Puede utilizarse para desensibilizar el área que se encuentra por debajo del codo (p. ej., antes de estabilizar una fractura radial distal) (v. figura 13-4). Palpe estos nervios, si es posible. Bloquee los nervios mediano, cubital, radial y musculocutáneo inyectando el anestésico local proximal al epicóndilo medial del húmero entre el bíceps y tríceps; palpe la arteria braquial y los nervios próximos a ella. Aspire antes de inyectar para evitar la arteria braquial. Bloquee el nervio radial, que es proximal al epicóndilo lateral entre el braquial y el tríceps, e inyecte debajo del tríceps aproximadamente al mismo nivel que la arteria braquial del otro lado. Bloqueos para el dolor nervioso. La visualización directa permite instilar el anestésico local en el nervio (p. ej., durante la amputación de una extremidad o de un dedo). Aunque técnicamente es más difícil de realizar, la anestesia del plexo braquial puede utilizarse como analgesia preventiva. Nervio radial Si va a realizar una amputación, infiltre el nervio femoral o el plexo braquial antes de hacer una incisión en el nervio. Bloqueo con bupivacaína intraarticular. Proporciona analgesia después de la cirugía de la babilla (v. p. 1262) y se ha utilizado en varias articulaciones diferentes en las que puede hacerse una punción aspiración fácilmente (p. ej., codo, hombro; v. p. 1145). La distensión de las articulaciones es perjudicial y puede producir un aumento de las frecuencias respiratoria y cardíaca (p. ej., tras la artroscopia de la babilla [0,5%, diluido si es necesario para llenar la articulación]). Bloqueos intercostal e interpleural. Estos bloqueos se utilizan de forma independiente o juntos para tratar el dolor que produce la toracotomía. Se ha demostrado que la administración intercostal e interpleural de hidrocloruro de bupivacaína es eficaz tras la toracotomía, especialmente si se combina con la administración de opiáceos sistémicos. Si se utilizan el bloqueo intercostal (antes de la intervención) e interpleural (durante la intervención y en el período postoperatorio), debe ajustarse la dosis de bupivacaína para que no supere la dosis total de 2 mg/kg cada 6-8 horas. El bloqueo de los nervios intercostales también puede utilizarse para colocar una sonda torácica en un animal consciente. Se ha utilizado durante muchos años y se considera seguro, aunque entre las posibles complicaciones se incluyen neumotórax, bloqueo motor e insuficiencia respiratoria posterior, así como toxicidad farmacológica. Para la analgesia intercostal, se bloquean selectivamente los nervios intercostales que inervan el sitio de la incisión de la tora- Figura 13-4 Bloqueo de los nervios medial, cubital, musculocutáneo y radial (MCMR). cotomía bloqueando dos nervios craneales al sitio de la incisión, y dos nervios caudales a la incisión. El anestésico debe inyectarse caudalmente a cada una de las cinco costillas cerca del foramen intervertebral (v. figura 13-5). La analgesia interpleural es una alternativa al bloqueo nervioso intercostal y ofrece una analgesia prolongada sin tener que insertar la aguja varias veces. Si hay una sonda torácica, puede administrarse más bupivacaína en el período postoperatorio (p. ej., cada 6 horas). Después de administrar bupivacaína, se coloca el lado afectado hacia abajo durante 15 minutos. La bupivacaína produce escozor, por lo que debe ponerse despacio en los pacientes despiertos. Las complicaciones que pueden producirse cuando se utiliza la analgesia interpleural son parecidas a las de la analgesia intercostal. La analgesia no debe utilizarse si el CAPÍTULO 13 Tratamiento analgésico multimodal perioperatorio 139 Palpe el foramen mandibular medial con una mano e introduzca la aguja a través de la piel con la otra. Cuando palpe la aguja cerca del foramen, aspire e inyecte 0,25-0,5 mL del anestésico local, teniendo cuidado de no superar la dosis máxima. Si va a utilizar el abordaje transoral, palpe el foramen mandibular en la cara medial de la mandíbula con una mano e introduzca la aguja desde la superficie medial de la mandíbula con la otra mano. NOTA: En el caso del bloqueo mandibular, el paciente puede producirse autotraumatismos al morderse la lengua, los labios o la superficie interna de las mejillas debido a la falta de sensibilidad. Figura 13-5 Bloqueo del nervio intercostal. pericardio está abierto, y es poco probable que resulte eficaz si existe piotórax. Bloqueo infraorbitario. Con el bloqueo infraorbitario se anestesian los caninos y los incisivos ipsolaterales (p. ej., antes de una maxilectomía). Puede realizarse estirando el labio del lado afectado y palpando el foramen infraorbitario a través de la mucosa bucal por encima del tercer premolar superior. En los perros, se desensibilizan la rama caudal del nervio alveolar maxilar (dientes maxilares caudales), el nervio alveolar maxilar medial (dientes maxilares mediales) y el nervio alveolar maxilar rostral (dientes caninos e incisivos superiores). © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Teniendo cuidado para evitar la arteria y la vena infraorbitarias, inserte la aguja dentro del foramen infraorbitario (v. figura 13-6, A); aspire e inyecte (0,25-0,5 mL del anestésico local-calcule siempre la dosis máxima). Para bloquear los nervios alveolar maxilar caudal y medial, calcule la longitud del conducto infraorbitario palpando la distancia que existe entre el foramen infraorbitario y el borde ventrocaudal de la órbita ósea. Inserte una aguja de calibre 22 o 25 en el conducto infraorbitario en dirección caudodorsal, manteniendo la jeringa paralela al eje longitudinal de la mandíbula hasta la profundidad predeterminada; no debe encontrar resistencia. Aspire e inyecte de 0,25 a 0,5 mL de anestésico local (calcule siempre la dosis máxima). NOTA: En los gatos, el foramen infraorbitario se encuentra ventral al ojo a nivel de la unión del arco cigomático y el maxilar; es difícil palparlo (v. figura 13-6, B). Bloqueo del nervio mandibular. La rama alveolar del nervio mandibular (v. figura 13-7) puede desensibilizarse utilizando dos métodos: transcutáneo y transoral (p. ej., antes de una mandibulectomía). Si va a utilizar un abordaje transcutáneo, afeite el pelo y prepare la piel de la zona ventromedial al ángulo de la mandíbula. Vía epidural. La administración epidural de analgésicos y de anestésicos es útil para el tratamiento intraoperatorio de los pacientes de alto riesgo, para la analgesia perioperatoria, la cesárea, la anestesia y analgesia caudal y, en algunos casos, para las toracotomías y las amputaciones de los miembros anteriores. La anestesia epidural es fácil de realizar y proporciona horas de comodidad relativa (p. ej., antes de la cesárea, la toracotomía o la amputación) (v. tabla 13-6). Las contraindicaciones específicas para la anestesia epidural incluyen la diátesis hemorrágica y la sepsis. Si existe hipovolemia, está contraindicada la administración epidural de anestésicos locales, pero no de opiáceos; el tratamiento previo con líquidos puede mejorar la respuesta hemodinámica, disminuyendo el riesgo de los anestésicos locales en los pacientes hipovolémicos. La dosis del anestésico local debe reducirse en los pacientes geriátricos, gestantes y obesos, y en los que tienen lesiones que ocupan espacio o trastornos que pueden producir ingurgitación venosa. Si se encuentra líquido cefalorraquídeo (LCR) cuando se administra la anestesia, debe reducirse la dosis del anestésico al 50%. En los perros, la anestesia epidural puede administrarse de forma segura si se desensibiliza la piel localmente (es decir, con lidocaína) y se utiliza neuroleptoanalgesia (p. ej., un opiáceo más un tranquilizante), pero en los gatos suele ser necesaria la anestesia general. Para administrar la anestesia se necesitan una aguja espinal, guantes estériles, la dosis y el volumen adecuados del fármaco seleccionado, una jeringa para administrarlo, una jeringa de prueba para el aire o el aire y el suero salino, y un paño con un orificio (paño con ventana). En los pacientes conscientes también se necesita una aguja y una jeringa con lidocaína para desensibilizar la piel y el tejido subcutáneo inmediatamente dorsales al espacio lumbosacro. Cuando se administra anestesia epidural a los perros hay que tener en cuenta que la médula espinal puede terminar a nivel de L6 o de L7, y el saco dural termina a nivel de L7-S1. En los gatos, la médula y el saco dural suelen extenderse una vértebra más caudalmente (la médula espinal puede terminar en S3), por tanto, es más probable que se realice una punción dural en los gatos que en los perros. Para administrar anestesia epidural, afeite la piel por encima de L7-S1 y prepárela de forma estéril. Observe que la apófisis dorsal de L6, y no de L7, es más prominente. Coloque al animal en decúbito esternal con las extremidades anteriores flexionadas y colocadas cranealmente; los pacientes también pueden colo- 140 PARTE I Principios quirúrgicos generales Perro A Foramen infraorbitario Gato B Foramen infraorbitario Figura 13-6 A y B. Bloqueo infraorbitario. carse en decúbito lateral. Palpe los puntos de referencia (las espinas ilíacas dorsales craneales derecha e izquierda, la apófisis espinosa de L7 y la cresta sacra medial; v. figuras 13-8 y 13-9); inserte la aguja espinal a través de la piel con el bisel craneal. Debe penetrar en la piel sobre la línea media dorsal perpendicularmente a la piel en el centro del espacio que hay entre L7 y S1. Como alternativa, puede penetrar en la piel sobre la línea media dorsal inmediatamente detrás y paralela a la apófisis espinosa de L7. Si con un método no tiene éxito, intente el otro método. Introduzca la aguja a través del tejido subcutáneo, el ligamento supraespinoso, el ligamento interespinoso y el ligamento amarillo hacia el espacio epidural. En los perros (pero no en los gatos), suele percibirse un sonido o el cambio de resistencia cuando la aguja penetra en el ligamento amarillo. Si la aguja espinal golpea el hueso mientras avanza, puede estar rozando la cara caudal de la apófisis espinosa de L7 o la cara craneal de S1. En este caso, hay que retirar un poco la aguja, cambiar su ángulo de penetración craneal o caudalmente (dependiendo de la posición de la aguja con respecto a L7 o S1), e introducirla suavemente alejándola del borde del hueso. Si no lo consigue, retire la aguja, palpe las marcas de referencia e inténtelo otra vez. Para confirmar la posición de la aguja, retire el estilete y compruebe si hay LCR o sangre; no debe encontrarse LCR. Puede realizarse una aspiración suave. Si se encuentra LCR, la dosis del analgésico debe reducirse a la mitad; si se encuentra sangre, debe sustituirse el estilete y volver a colocar la aguja. En los perros, no debe encontrarse resistencia cuando se inyectan 0,5 mL de aire (también pueden inyectarse 0,5 mL de aire y 0,5 mL de suero salino mientras se observa la línea de líquido por si hubiera resistencia); en los gatos se utiliza menos cantidad (0,1-0,2 mL de aire). Después de inyectar la cantidad adecuada del fármaco, sustituya el estilete, retire la aguja, y coloque al paciente con el lado afectado (emplazamiento quirúrgico) hacia abajo. Cuando se coloca un catéter epidural se sigue un procedimiento similar; el bisel de la aguja de Tuohy dirige el catéter cranealmente y facilita su colocación. Antes de inyectar el fármaco dentro del catéter, debe confirmarse que está colocado correctamente aspirando, para evitar la migración del catéter y las inyecciones intravenosas o intratecales inadvertidas. El catéter y la entrada de la inyección deben etiquetarse correctamente para que no se inyecten fármacos sistémicos. NOTA: Cuando se coloca un catéter epidural se sigue un procedimiento similar; el bisel de la aguja de Tuohy dirige el catéter cranealmente y facilita su colocación. La técnica de la «gota colgante» es un método alternativo para administrar la anestesia epidural en los pequeños animales. El animal también debe colocarse en decúbito esternal y la piel debe prepararse de la misma forma. Una vez que la aguja espinal y el estilete penetran en la piel, se retira el estilete y se llena el cono CAPÍTULO 13 Tratamiento analgésico multimodal perioperatorio 141 A Perro Foramen infraorbitario B Gato Figura 13-7 A. Bloqueo mandibular en un perro. B. Bloqueo del mentón en un gato. Foramen infraorbitario de la aguja con suero salino. Se hace avanzar la aguja lentamente. Cuando penetra en el espacio epidural, se aspira el suero salino en la aguja y el espacio epidural. Si se perfora el saco dural, el LCR empuja la gota fuera de la aguja. Si se encuentra sangre, se visualizará en el cono. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Una vez que la aguja y el estilete han perforado la piel, retire el estilete y aplique suero salino en el cono. Introduzca la aguja lentamente. Las complicaciones que se asocian a la anestesia epidural o al cateterismo epidural son poco frecuentes y no suelen ser graves, pero pueden incluir infección, hemorragia y fracaso para producir analgesia o anestesia. Si se administran anestésicos locales se produce bloqueo sensorial y motor, mientras que los opiáceos sólo afectan a la función sensorial. Los anestésicos locales producen sedación leve o ninguna, náuseas y vómitos mínimos, y en ocasiones retención urinaria. Los opiáceos pueden producir sedación intensa, náuseas, vómitos, retención urinaria y/o prurito. Si se produce retención urinaria, debe hacerse un cateterismo de la vejiga, no debe exprimirse. Con respecto a la función cardiopulmonar, la administración epi- dural de un anestésico local puede hacer que disminuyan la frecuencia cardíaca, el gasto cardíaco y la presión arterial. Puede esperarse que se produzca hipotensión postural. La administración local de la dosis adecuada no suele alterar el sistema respiratorio, pero una dosis excesiva puede producir insuficiencia respiratoria, convulsiones, o ambas. Debe mantenerse la cabeza del paciente elevada después de la administración de un anestésico local. La administración de opiáceos en las dosis adecuadas produce cambios mínimos en la frecuencia cardíaca, el gasto cardíaco o la presión arterial, pero puede causar depresión respiratoria inicial y tardía, que puede antagonizarse. La morfina sin conservantes dura más tiempo y puede utilizarse para las intervenciones abdominales y de las extremidades posteriores. Puesto que la morfina no es liposoluble, migra cranealmente y puede utilizarse como analgésico en las intervenciones abdominales craneales o torácicas y en las amputaciones de las extremidades anteriores. En el caso de la morfina epidural, debe observarse al paciente por si se produce depresión respiratoria tras la administración epidural debido a captación sistémica; del mismo modo, debe observarse al paciente cuando hayan transcurrido varias horas por si se produce depresión respiratoria debido a la diseminación del opiáceo en 142 PARTE I Principios quirúrgicos generales Ligamento interespinoso Craneal Sitio de la inyección Piel Ligamento amarillo Ligamento supraespinoso Espacio epidural L7 L7 Sacro Ilion Médula espinal L7 Líquido cefalorraquídeo Cauda equina Sacro Figura 13-9 Caudal Anatomía del perro que debe tenerse en cuenta cuando se va a utilizar una aguja para la anestesia epidural. Obsérvese la colocación de la aguja. Figura 13-8 Vista dorsal de un perro en la que se observan las marcas de referencia palpables para la inyección epidural de un anestésico o analgésico. el cerebro. En casos seleccionados, los opiáceos pueden combinarse con anestésicos locales para su administración epidural. En estos casos, debe tenerse en cuenta el volumen total para prevenir la migración craneal del anestésico local, ya que podría producir parálisis de los nervios intercostales y del nervio frénico. Fármacos antiinflamatorios no esteroideos El uso de AINE debe limitarse a los autorizados para su uso en las especies de destino en EE. UU. (v. tabla 13-7) o en otros países (v. tabla 13-8). Aunque se ha hecho un gran esfuerzo para proporcionar información actualizada sobre los mecanismos de acción, la seguridad y la eficacia de los AINE, los conocimientos sobre estos fármacos aumentan tan deprisa que algunos de ellos se han omitido en este capítulo. Por ejemplo, la antigua creencia de que los AINE actúan periféricamente a través de su ciclooxigenasa estructural (COX)-1 o COX-2 inflamatoria es una idea demasiado simplificada. Históricamente, se consideraba que COX-1 era estructural y, principalmente, responsable de las funciones organizativas (p. ej., nefroprotección, gastroprotección, coagulación sanguínea), mientras que su inhibición se consideraba responsable de la mayoría de los efectos secundarios (p. ej., úlceras gástricas, insuficiencia renal y discrasias sanguíneas). Se consideraba que COX-2 induce la inflamación, y que su inhibición era responsable de la mayoría de los efectos terapéuticos (p. ej., analgésicos y antiinflamatorios). Por tanto, se fueron desarrollando fármacos con mayor especificidad COX-2, creyendo que eran más seguros. Aunque COX-1 es principalmente estructural y COX-2 es principalmente inflamatoria, todavía queda mucho que aprender sobre sus mecanismos de acción. Los inhibidores de COX-2 son más gastroprotectores, pero también pueden tener efectos secundarios, puesto que COX-2 forma parte del riñón, el cerebro y el aparato reproductor. La función de COX-1 también puede ser importante en la inflamación crónica. Recientemente, se ha descubierto en los seres humanos y en los perros COX-3, una isoforma de COX derivada de los mismos genes que COX-1, que podría explicar la acción del paracetamol y de dipirona. Además de la inhibición de COX, en los perros existe un inhibidor de la 5-lipooxigenasa (LOX). Si se tiene en cuenta la cascada del ácido araquidónico, algunos creen que si se inhibe la ruta COX (p. ej., responsable de la formación de tromboxano y prostaglandinas), el ácido araquidónico se desvía a la ruta de la lipooxigenasa, responsable de producir leucotrienos y otros mediadores inflamatorios. Hasta que no se utiliza un AINE no se pueden conocer sus reacciones idiosincrásicas y tóxicas, a pesar de las pruebas realizadas antes por las industrias farmacéuticas. Las mejoras de los informes sobre las reacciones farmacológicas adversas de la Food and Drug Administration (FDA) Centre for Veterinary Medicine (CVM) y la farmacovigilancia continuada que realiza la industria farmacéutica ayudarán a los clínicos a tomar las decisiones adecuadas sobre la administración de AINE. Sin embargo, la responsabilidad de determinar la relación entre el riesgo y el beneficio para cada paciente en particular seguirá recayendo en el clínico. CAPÍTULO 13 Tratamiento analgésico multimodal perioperatorio 143 TABLA 13-7 AINE de uso frecuente autorizados en EE. UU. AINE INDICACIONES* POSOLOGÍA PRESENTACIÓN ESPECIES Carprofeno Preoperatorio† 1-2 mg/kg, VO, 2 veces al día, o 4 mg/kg, SC Comprimidos masticables, cápsulas, solución inyectable Perro Carprofeno Osteoartritis 1-2 mg/kg, VO, 2 veces al día, o 4 mg/kg, SC Comprimidos masticables, cápsulas, solución inyectable Perro Deracoxib‡ Preoperatorio† 3-4 mg/kg/d, VO, durante 7 días Comprimidos masticables Perro Deracoxib‡ Osteoartritis 1-2 mg/kg/d, VO Comprimidos masticables Perro Etodolaco Osteoartritis 10-15 mg/kg 1 vez al día, VO Comprimidos Perro Firocoxib Osteoartritis 5 mg/kg, VO, 1 vez al día Comprimidos masticables Perro Meloxicam Osteoartritis 0,2 mg/kg, VO, IV, SC seguido por 0,1 mg/kg/día VO Suspensión, solución inyectable Perro Meloxicam Preoperatorio† 0,3 mg/kg, SC 1 vez (demasiado alto); a 0,2 mg/kg, SC Solución inyectable Gato Tepoxalina Osteoartritis 10-20 mg/kg, VO seguido por 10 mg/kg/día Comprimidos de desintegración rápida Perro Se dispensan con una hoja informativa para el cliente. SC, subcutáneo; VO, vía oral. *Los AINE sólo deben utilizarse en pacientes adultos jóvenes, sanos, normovolémicos, normotensos, sin antecedentes de enfermedad renal o hepática, o de diátesis hemorrágica; véase el texto para obtener información sobre otras condiciones que limitan su uso (p. ej., la gestación). Véase información sobre su prescripción en EE. UU. para conocer los efectos secundarios. † Se recomienda la administración intraoperatoria y postoperatoria de líquidos, en vez de la administración preoperatoria. ‡ Su uso sólo está autorizado en perros de más de 2 kg. TABLA 13-8 © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. AINE de uso frecuente autorizados en otros países AINE INDICACIONES* POSOLOGÍA ESPECIES PRECAUCIONES Carprofeno Preoperatorio† 1-2 mg/kg, SC, UNA VEZ Gato Sólo se administra una vez; administrar líquidos; no autorizado para este uso Quetoprofeno Postoperatorio 1-2 mg/kg, SC, IM, IV; seguido por 0,5-1 mg/kg, VO, SC, hasta 4 días Perro Hemorragia; administrar líquidos; no autorizado para este uso Quetoprofeno Postoperatorio 1-2 mg/kg SC, IM; seguido por 0,5-1 mg/ kg, VO, SC, hasta 4 días Gato Hemorragia; administrar líquidos; no autorizado para este uso Meloxicam Perioperatorio† 0,1-0,2 mg/kg SC, VO; seguido por 0,05-0,1 mg/kg, VO, durante 1-3 días Gato Administrar líquidos; no autorizado para este uso Meloxicam Osteoartritis 0,1-0,2 mg/kg SC, VO, después 0,05-0,1 mg/kg, VO, durante 1-3 días, después 0,025 mg/kg, VO, o 0,1 mg/gato, 2-3 veces a la semana Gato No autorizado para este uso Meloxicam Perioperatorio† 0,2 mg/kg VO; seguido por 0,1 mg/kg/d, VO, durante 2-3 días Perro No autorizado para este uso Se dispensan con una hoja informativa para el cliente. IM, intramuscular; SC, subcutáneo; VO, vía oral. *Los AINE sólo deben utilizarse en pacientes adultos jóvenes, sanos, normovolémicos, normotensos, sin antecedentes de enfermedad renal o hepática, o de diátesis hemorrágica; véase el texto para obtener información sobre otras condiciones que limitan su uso (p. ej., la gestación). Véase información sobre su prescripción en EE. UU. para conocer los efectos secundarios. † Se recomienda la administración intraoperatoria, en vez de la administración preoperatoria. 144 PARTE I Principios quirúrgicos generales Los AINE producen analgesia y disminuyen la inflamación y la fiebre. Históricamente, se han utilizado para tratar el dolor crónico, y ahora se están investigando para el dolor agudo. No se han utilizado mucho en los gatos debido a su toxicidad. La mayoría de los AINE se comercializa como preparaciones orales y no se han aprobado para tratar el dolor perioperatorio. Pueden asociarse a problemas de coagulación (inhibición de las plaquetas), úlceras gastrointestinales y perforación, y posiblemente a lesiones renales o hepáticas, lo que ha limitado su uso perioperatorio. Puesto que durante la anestesia no pueden predecirse con exactitud la hipotensión y la hemorragia, los AINE deben reservarse para su uso postoperatorio. Cuando se utilizan AINE, es importante mantener la perfusión visceral, incluso aunque eso signifique administrar líquidos IV. En EE. UU. hay dos AINE aprobados para su uso perioperatorio en los perros (carprofeno y deracoxib) y uno para los gatos (meloxicam). Los AINE sólo deben utilizarse en pacientes sanos, adultos jóvenes, normovolémicos, normotensos, sin signos de úlcera gástrica, diátesis hemorrágica o alteración de la función renal o hepática, y con eficacia y seguridad demostradas en las especies de destino. En las hembras de cría y en las hembras preñadas debe evitarse el uso de AINE durante el estro. Es probable que COX-2 sea necesario para la reproducción normal. COX-2 puede ser necesario para la ovulación, la implantación y el desarrollo placentario. Las prostaglandinas inducen la luteólisis y producen contracción del miometrio. En los animales muy jóvenes y en los muy ancianos, la capacidad para metabolizar y excretar los AINE puede estar comprometida, por lo que debe tenerse más cuidado cuando se prescriben AINE en estas poblaciones. No debe iniciarse el tratamiento con un AINE si se están administrando esteroideos u otros AINE. No se han establecido los períodos adecuados de «lavado», por lo que deben administrarse otras clases de analgésicos (p. ej., opiáceos) durante un intervalo apropiado. Se conoce la vida media de eliminación de la mayoría de los AINE, y puede utilizarse como referencia para el período de lavado. Los AINE pueden interactuar con otros fármacos de varias formas. Tienen una alta afinidad por las proteínas. Los fármacos con un índice terapéutico estrecho (p. ej., digoxina, cisplatino, metotrexato y los anticoagulantes orales) son los que más aumentan el riesgo de toxicidad de los AINE o de otros fármacos. Los AINE pueden hacer que disminuya la eficacia de otros fármacos, como los diuréticos, los inhibidores de la ECA o los -bloqueantes. Cuando se administran junto con algunos fármacos (p. ej., corticoesteroides, heparina y aminoglucósidos), aumenta el riesgo de que los AINE produzcan efectos secundarios. Los trastornos gastrointestinales son el efecto secundario de los AINE que se observa con más frecuencia. Los AINE con más especificidad COX-2 pueden proteger de la inflamación y producir menos lesiones gastrointestinales. Los veterinarios deben ser prudentes cuando añaden fármacos a un protocolo de tratamiento con AINE para el control y la prevención de las úlceras; cuando se utilizan en los gatos hay que tener cuidado para evitar el estreñimiento. Lo más importante para aumentar la seguridad cuando se utilizan AINE es la educación del cliente. Debe realizarse una anamnesis cuidadosa para asegurarse de que no se están administrando a la vez otros AINE o corticoesteroides. Debe utilizar- se la dosis eficaz más baja. La administración intermitente es adecuada para algunos pacientes, de forma parecida a como se utilizan en los seres humanos (después de un día con una dosis más alta). Los propietarios deben tener cuidado para administrar sólo los AINE prescritos por el veterinario y a una frecuencia no superior a la prescrita. Y es muy importante pedir a los propietarios que suspendan el tratamiento con AINE y se pongan en contacto con el veterinario en caso de inapetencia, vómitos, diarrea o letargia. Otros fármacos Se están utilizando fármacos complementarios (v. tabla 13-9) a los analgésicos típicos, especialmente para tratar el dolor crónico o de origen nervioso. Los -agonistas no opiáceos (p. ej., tramadol), los antiepilépticos (p. ej., gabapentina), los antidepresivos (p. ej., amitriptilina y fluoxetina) y los antivíricos (p. ej., amantadina) son otras opciones posibles para los pacientes con dolor persistente. Tramadol es un -agonista no opiáceo que sirve como analgésico. Funciona como inhibidor de la captación selectiva de serotonina y norepinefrina, lo que explica por qué no se antagoniza completamente con naloxona. Debe evitarse utilizar tramadol junto con otros fármacos que afectan a la concentración de serotonina. Puede causar el síndrome de serotonina si se administra con inhibidores de la monoaminooxidasa (selegilina, l-deprenil, isoniazida), inhibidores selectivos de la recaptación de serotonina (fluoxetina) o antidepresivos (amitriptilina). Los efectos de la S-adenosil-metionina pueden ser aditivos. En EE. UU. no está programado, pero existe la posibilidad de abuso en los seres humanos. Los efectos secundarios son parecidos a los de otros opiáceos. Tramadol puede disminuir el umbral para las convulsiones. Otras opciones de tratamiento En algunos estudios se han examinado los resultados de los tratamientos complementarios y alternativos para el dolor. La rehabilitación física (p. ej., masaje, ejercicio e hidroterapia) puede hacer que se recupere antes la funcionalidad y se conserve el rango de movilidad, así como que disminuyan la fibrosis y la atrofia muscular (v. capítulo 12). Los veterinarios y los propietarios pueden considerar los tratamientos alternativos (como la acupuntura, la terapia magnética, la terapia quiropráctica, los tratamientos naturales holísticos y los nutracéuticos) para los pacientes que no responden al tratamiento convencional. La American Veterinary Medical Association ha publicado unas pautas de actuación para los tratamientos veterinarios alternativos y complementarios. EVALUACIÓN POSTOPERATORIA DEL PACIENTE Generalmente, los pacientes deben tratarse debido al dolor durante 1-3 días después de la cirugía. Para evaluar la eficacia del tratamiento se utilizan las mismas variables que para determinar si el paciente necesita analgesia. En los pacientes postoperatorios deben controlarse la frecuencia cardíaca, la respiración, la presión arterial, la temperatura corporal, el color de las mucosas y la puntuación del dolor. Si el tratamiento analgésico tiene éxito, estas variables suelen normalizarse. Deberán tomarse otras medidas fisiológicas adicionales si el estado del paciente así lo aconseja. La analgesia puede sedar al paciente, pero debe ser capaz de reaccionar ante los estímulos; dormir es conveniente para el animal. Puede ser difícil evaluar la cantidad de dolor CAPÍTULO 13 Tratamiento analgésico multimodal perioperatorio 145 TABLA 13-9 Fármacos complementarios y productos naturales utilizados como analgésicos FÁRMACO/PRODUCTO NATURAL (CLASE) POSOLOGÍA* INDICACIONES EFECTOS SECUNDARIOS Amantadina (antivírico) Perros y gatos: 3 mg/kg, VO, al día Junto con un opiáceo o un AINE para el dolor crónico Gabapentina (antiepiléptico) Perros y gatos: 1,25-10 mg/kg, Junto con un opiáceo o un VO, 2 veces al día AINE para el dolor crónico o (empezando con una dosis el dolor neuropático baja) Letargia Amitriptilina (antidepresivo tricíclico) Perros y gatos: 0,5-1 mg/kg, VO, al día Perros: 2-5 mg/kg, VO, 2 o 3 veces al día Junto con un opiáceo o un AINE para el dolor crónico o el dolor neuropático; relajante muscular Ganancia de peso; somnolencia; no administrar con inhibidores de la monoaminooxidasa o inhibidores de la captación de serotonina Tramadol (-agonista no opiáceo) Gatos: 1-2 mg/kg, VO, 2 veces al día Dolor crónico (de leve a moderado); puede usarse junto con un opiáceo o un AINE Parecidos a los de los opiáceos, pero menos intensos; convulsiones; puede causar síndrome de serotonina si se utilizan con un inhibidor de la captación de serotonina o con in IMAO Drynaria 12 (producto natural) 1 comprimido/12 kg, VO, 2 veces al día Osteoartritis, dolor (de leve a moderado) Se utiliza como adyuvante; no debe usarse en hembras preñadas Corydalis 5 (producto natural) 1 comprimido/12 kg, VO, 2 veces al día Dolor (de leve a moderado), espasmos Debe controlarse el hígado; se utiliza como adyuvante; no debe usarse en hembras preñadas VO, vía oral. *Las dosis no están bien establecidas. que siente un animal muy sedado. Es más sencillo evaluar el estado del paciente cuando van desapareciendo los efectos de los sedantes y los anestésicos, o si se ha utilizado un analgésico que no produce sedación. Debe observarse la conducta normal del paciente, si come, si bebe, si orina y si defeca (en los gatos, si utilizan el cajón de arena), si se asea, y si presta atención al entorno, todo lo cual indica que no siente un dolor intenso. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Bibliografía Carroll GL, Simonson SM: Recent developments in nonsteroidal antiinflammatory drugs in cats, J Am Anim Hosp Assoc 41:347-354, 2005. Curry SL, Cogar SM, Cook JL: Nonsteroidal antiinflammatory drugs: a review, J Am Anim Hosp Assoc 41:298-308, 2005. Muir WW, Wiese AJ, Philip A et al: Effects of morphine, lidocaine, ketamine, and morphine-lidocaine-ketamine drug combination on minimum alveolar concentration in dogs anesthetized with isoflurane, Am J Vet Res 64:1155-1160, 2003. Lecturas y vídeos recomendados (v. los enlaces en la edición electrónica) En la página web de la AAHA, http://www.aahanet.org/Stand/Index. html, se ofrece información sobre las normas de acreditación. JAVMA, Vol 209, n.° 6, 15 de septiembre de 1996 o http://www. vet-task-force.com/Guidelines.htm Mathews KA: Relieving pain, Guelph, Ontario, Canada, 1998, Jonkar Computer Services, The Center for the Study of Animal Welfare, University of Guelph. Es un programa informático interactivo que muestra cómo evaluar y tratar el dolor postoperatorio en los perros y los gatos. Mathews KA: Pain H.U.R.T.S. Guelph, Ontario, Canada, 2003, Jonkar Computer Services. Este programa informático analiza el tratamiento del dolor, incluyendo la fisiología, la fisiopatología y el origen del dolor. Se revisan el reconocimiento, la evaluación y el tratamiento del dolor en varias especies, incluyendo los perros y los gatos. Pain management. MES Companion CD-ROM. Teton New Media, 2000. Esta guía ilustrada muestra cómo se realizan las técnicas para tratar el dolor y revisa las terapias para tratar el dolor. 146 PARTE I Principios quirúrgicos generales C A P Í T U L O 14 Principios de la cirugía mínimamente invasiva La cirugía mínimamente invasiva se está convirtiendo en una herramienta de diagnóstico y tratamiento cada vez más aceptada en la práctica veterinaria. Aunque algunas de las intervenciones mínimamente invasivas las realizan los internistas veterinarios, actualmente muchos cirujanos realizan este tipo de intervenciones. En este capítulo se proporciona una visión general de las técnicas endoscópicas que incluye los principios básicos subyacentes y una descripción del equipo que se utiliza. Las técnicas específicas (p. ej., la pericardiectomía toracoscópica o la eliminación de las lesiones de la osteocondritis disecante [OCD]) se han incluido en los capítulos en los que se analizan los distintos sistemas, enfermedades o trastornos. DEFINICIONES Y TERMINOLOGÍA La endoscopia es el uso de un instrumento (un endoscopio) para visualizar el interior de un órgano u otra zona que de otra forma no podría examinarse sin cirugía. En la endoscopia flexible se utiliza un endoscopio flexible (generalmente de plástico) diseñado para que pueda doblarse y permita ver todos los ángulos y moverse alrededor de ellos. El grado de flexibilidad depende sobre todo del instrumento, pero los endoscopios más flexibles pueden doblarse formando un ángulo de 180° más o menos (es decir, volver a trazar su curso mientras se introduce). La mayoría de los endoscopios tienen un mango (es decir, por donde lo sujeta el operador), un tubo de inserción (es decir, la parte que se introduce en el paciente) y un cable umbilical (es decir, la parte que une el endoscopio con la fuente de luz y el procesador de vídeo). El canal de biopsia es el paso que sirve para que pueda colocarse el instrumental a través del endoscopio (es decir, pinzas de biopsia, pinzas para retirar cuerpos extraños, sondas de aspiración, cepillos de citología, etc.). Los endoscopios sumergibles son los que tienen mangos que pueden sumergirse en agua sin riesgo de lesiones. En la endoscopia rígida se utiliza un endoscopio de plástico o de metal que no puede doblarse. Una lente situada en la punta del endoscopio permite mirar al operador detrás de sí mismo, pero cuando el endoscopio se introduce, la punta no puede cambiar de dirección con respecto al resto del endoscopio. El obturador es el dispositivo que se coloca a través de un endoscopio hueco para facilitar la inserción del endoscopio dentro del órgano deseado (p. ej., el colon). Instrumentación se refiere a la inserción de un endoscopio, artroscopio u otra herramienta dentro de la articulación. Triangulación se refiere a la visualización con éxito del instrumental 146 manual a través del endoscopio, de forma que sirve como guía para realizar biopsias o intervenciones terapéuticas dentro de una cavidad orgánica o de una articulación. Todo el equipo que se introduce en el organismo o en una articulación lo hace a través de puertas de entrada u orificios que se realizan a través de la piel o de los tejidos blandos. Las puertas de entrada se definen por su uso. El endoscopio se inserta a través de una puerta para endoscopio o puerta para cámara, y el instrumental mecánico y manual se introduce a través de una puerta para instrumental. Las cánulas son tubos de metal que mantienen las puertas de entrada y protegen el instrumental. La gastroduodenoscopia es la endoscopia del esófago, el estómago y el duodeno (y en ocasiones, la parte superior del yeyuno). La colonoscopia es la endoscopia del colon. La ileoscopia es la endoscopia del íleon y se realiza junto con la colonoscopia. La proctoscopia se refiere a la exploración del ano y el recto. La broncoscopia es la endoscopia de la tráquea y los bronquios, y la laringoscopia es la exploración de la faringe y la laringe. Generalmente, la rinoscopia se refiere a la colocación de un endoscopio a través de los orificios nasales y a la exploración de las vías nasales. Puede incluir o no el uso de un endoscopio para examinar las coanas. La cistoscopia es la endoscopia de la vejiga urinaria y puede incluir la cistoscopia retrógrada (es decir, el endoscopio avanza desde la uretra hasta la vejiga) o la introducción transabdominal (es decir, el endoscopio se coloca a través de una cánula insertada a través de la pared abdominal y de la pared de la vejiga). La vaginoscopia es la endoscopia de la vagina. La laparoscopia es la endoscopia de la cavidad peritoneal y puede ser diagnóstica (es decir, el interés se centra en la biopsia de los órganos) o intervencional (es decir, se utiliza para realizar cirugía mínimamente invasiva, como una gastropexia, o para colocar una sonda de yeyunostomía). La toracoscopia es la endoscopia de la cavidad pleural y también puede ser diagnóstica o intervencional. La artroscopia es la técnica de endoscopia de una articulación. Siempre se utilizan cánulas diseñadas específicamente para este uso. También pueden utilizarse otros instrumentos y dispositivos para evacuar líquidos con o sin cánulas. El líquido que fluye hacia la articulación se denomina flujo de entrada o ingreso; el líquido que fluye hacia fuera de la articulación se denomina flujo de salida o salida. Repetir la exploración artroscópica en una articulación en la que ya se había realizado una artroscopia antes se denomina artroscopia de segunda visión. En todos los endoscopios, se dice que existe un «punto rojo» o CAPÍTULO 14 un «punto blanco» cuando la punta de visualización del endoscopio está tan cerca de la superficie que se está explorando que no se puede enfocar en la superficie (que aparece borrosa), o cuando hay detritos en el extremo de visualización del endoscopio. ENDOSCOPIA: PRINCIPIOS GENERALES, EQUIPO Y TÉCNICAS La endoscopia se utiliza para hacer biopsias de órganos, eliminar cuerpos extraños, explorar la superficie interna de las vísceras huecas y realizar intervenciones que antes se realizaban mediante técnicas más invasivas. Esta técnica sólo es válida si elimina la necesidad de la cirugía más invasiva. Si por cualquier causa las muestras de tejido obtenidas mediante endoscopia no sirven para hacer un diagnóstico, se producen traumatismos inaceptables durante la eliminación endoscópica de cuerpos extraños, o si no pueden explorarse de forma adecuada las superficies mucosas, la endoscopia deja de tener utilidad. Desgraciadamente, para algunos clínicos la endoscopia ha sido más una «afición» que una técnica importante que debe aprenderse y practicarse con diligencia, y los pacientes han sufrido las consecuencias. En particular, la endoscopia flexible del aparato gastrointestinal superior puede ser más difícil de realizar de lo que normalmente se cree, especialmente cuando se utiliza para tomar muestras de biopsia de la mucosa. También es el caso de la hemilaminectomía; si el veterinario no conoce bien la técnica o no tiene mucha práctica, es mejor que remita al paciente a otro veterinario para realizar esta intervención. INDICACIONES © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Endoscopia flexible Aunque en ocasiones se realiza la endoscopia flexible del aparato digestivo y de las vías respiratorias para dilatar una estenosis, controlar la hemorragia, eliminar parte de un órgano o todo el órgano, insertar una sonda o eliminar un cuerpo extraño, en medicina veterinaria se utiliza principalmente para visualizar y obtener tejidos o muestras citológicas de las mucosas (v. cuadro 14-1). Siempre debe realizarse la biopsia independientemente del aspecto macroscópico de la mucosa, excepto si existen contraindicaciones específicas, como una coagulopatía o un aumento del riesgo de perforación. Normalmente, las muestras de tejido obtenidas mediante endoscopia flexible se limitan a la mucosa y la submucosa adyacente, al contrario que las muestras de todo el grosor que se obtienen quirúrgicamente. Sin embargo, parece que las muestras obtenidas mediante endoscopia son adecuadas para realizar un diagnóstico en el 80%-90% de los pacientes con enfermedad infiltrativa gástrica o intestinal (p. ej., enfermedad intestinal inflamatoria, histoplasmosis y neoplasia). Mediante la endoscopia no pueden diagnosticarse trastornos que se encuentren fuera de su alcance (p. ej., carcinoma focal del yeyuno medio), no puede realizarse un diagnóstico fiable de los infiltrados que se encuentran a demasiada profundidad en la mucosa para que las pinzas endoscópicas puedan alcanzarlos (un problema que es más probable cuando se utilizan endoscopios con canales de biopsia más pequeños, como los de 2 mm o menores), o de las lesiones con fibrosis muy densa (p. ej., pitiosis o carcinoma escirro). Principios de la cirugía mínimamente invasiva 147 Mediante el análisis citológico de las muestras obtenidas por raspado o lavado endoscópico pueden diagnosticarse trastornos como cáncer, histoplasmosis, prototecosis y enteritis eosinofílica. De hecho, en ocasiones mediante citología se ha diagnosticado histoplasmosis que no se apreciaba histológicamente. Sin embargo, la mayoría de las enfermedades intestinales inflamatorias, especialmente los trastornos linfocíticos-plasmocíticos, no pueden diagnosticarse de forma definitiva con técnicas citológicas. El lavado es especialmente útil en el aparato respiratorio para diagnosticar los trastornos inflamatorios o infiltrativos, así como para observar la infestación gástrica por Ollulanus tricuspis o la giardiasis duodenal. Los pólipos rectales y gástricos pueden eliminarse endoscópicamente, aunque se necesita un endoscopio con un lazo adaptado para electrocauterización. Sin embargo, puesto que la mayoría de los pólipos rectales se encuentran cerca del recto, la eliminación quirúrgica suele ser más fácil y más segura para eliminar todo el pólipo. Sólo debe intentarse la polipectomía endoscópica si la persona que la va a realizar tiene experiencia en electrocauterización endoscópica; el uso inadecuado del electrocauterio puede dañar o estropear el endoscopio y/o el procesador de vídeo. La colocación percutánea de sondas de alimentación de gastrostomía puede realizarse con o sin endoscopia (v. p. 100). La colocación endoscópica de estas sondas está indicada cuando el aparato no endoscópico para colocarlas no se puede introducir a través del esófago de forma segura, como en los casos de estenosis o dilatación esofágica, o si ya se ha introducido un endoscopio en el estómago por otra razón. La colocación endoscópica supone la insuflación del estómago, que ayuda a prevenir que otros órganos abdominales se queden atrapados entre el estómago y la pared abdominal. Se prefiere la dilatación endoscópica de las estenosis esofágicas benignas, como las que causan las cicatrices que se producen tras una esofagitis, a la resección quirúrgica. Las estenosis pueden recurrir tras utilizar cualquiera de estos dos métodos, pero la cirugía se asocia a más morbilidad y mortalidad después de la intervención, y a una tasa de recurrencia superior. Las hemorragias intensas del tracto gastrointestinal superior y la hemorragia vaginal persistente son indicaciones para la endoscopia. La endoscopia preoperatoria puede ayudar a determinar si es necesaria la cirugía y asegurar que todos los sitios de hemorragia están localizados. La endoscopia intraoperatoria está indicada para buscar todas las lesiones hemorrágicas de la mucosa gástrica que son difíciles de detectar en la superficie serosa; las úlceras grandes pueden pasarse por alto cuando se explora el estómago a través de una incisión de gastrostomía. Las lesiones hemorrágicas graves pueden requerir electrocauterización endoscópica o inyecciones de alcohol. Mediante endoscopia también pueden detectarse los tumores pequeños de la mucosa que son imperceptibles en la superficie serosa. Endoscopia rígida La endoscopia rígida puede utilizarse en los aparatos gastrointestinal y respiratorio, la vejiga urinaria, la cavidad peritoneal, la cavidad pleural y las articulaciones. Las indicaciones de la endoscopia rígida incluyen muchas de las indicaciones de la endoscopia flexible (v. cuadro 14-1), pero la endoscopia rígida (especialmente la laparoscopia, toracoscopia y artroscopia) suele utilizarse más para realizar intervenciones que la endoscopia flexible. 148 PARTE I Principios quirúrgicos generales CUADRO 14-1 Indicaciones principales de las intervenciones endoscópicas en los perros y los gatos Gastroduodenoscopia Broncoscopia • Biopsia/citología gástrica o intestinal para el diagnóstico de trastornos infiltrativos • Identificación de masas, úlceras, erosiones o infestación por Physaloptera • Identificación y eliminación de cuerpos extraños • Colocación de sondas de gastrostomía • Localización de lesiones (p. ej., úlceras, sitios de hemorragia) antes o durante la cirugía • Identificación de lesiones (p. ej., colapso de tráquea, infestación por Oslerus osleri) • Lavado broncoalveolar o raspado de la tráquea o los bronquios para citología y cultivo • Identificación y eliminación de cuerpos extraños • Identificación de la torsión de un lóbulo pulmonar • Biopsia de la mucosa (p. ej., en los casos de bronquitis crónica) Esofagoscopia Rinoscopia • • • • • Identificación y eliminación de cuerpos extraños • Biopsia/citología de las lesiones tumorales y de la mucosa por si existen trastornos infiltrativos • Identificación y biopsia de los aspergilomas • Identificación del origen de la epistaxis o de la secreción nasal crónica Identificación y eliminación de cuerpos extraños Diagnóstico y dilatación de estenosis Diagnóstico de esofagitis Biopsia de tumores Proctoscopia y colonoileoscopia • Biopsia del colon, el íleon o el ciego por si existen trastornos infiltrativos, especialmente lesiones rectales infiltrativas • Identificación de la infestación por Trichuris trichiura • Eliminación de pólipos • Diagnóstico de la intususcepción cecocólica Laringoscopia • • • • Identificación de la parálisis laríngea Identificación del paladar blando alargado Localización y eliminación de cuerpos extraños Biopsia de tumores Exploración de la parte posterior de los orificios nasales • • • • Identificación y eliminación de cuerpos extraños Citología/cultivo de la parte caudal de los orificios nasales Identificación y biopsia de los trastornos proliferativos Identificación de los ácaros nasales Laparoscopia • Diagnóstico de uréteres ectópicos • Biopsia de lesiones proliferativas en la uretra y la vejiga, especialmente de carcinomas • Exploración y biopsia de las vísceras abdominales • Determinar si se recomienda realizar una celiotomía (p. ej., si hay pruebas de metástasis que indican que la cirugía no es curativa) • Para realizar intervenciones quirúrgicas mínimamente invasivas, como gastropexia, colocación de sondas de yeyunostomía, ovariohisterectomía y eliminación de testículos retenidos Toracoscopia Artroscopia • Identificación/biopsia de masas y otras lesiones infiltrativas, incluyendo biopsia pulmonar • Identificación de bullas y determinación de su localización • Colocación de sondas torácicas en animales con piotórax grave • Para determinar si la toracotomía es adecuada y, si lo es, cuál es el mejor abordaje • Realizar cirugía mínimamente invasiva, como pericardiectomía, ligadura/resección del AADP • Identificación/biopsia de lesiones • Eliminación de fragmentos sueltos (fragmentos de cartílago, fragmentos óseos, meniscos desgarrados) • Tratamiento tópico de la osteoartritis (artroscopia de abrasión, microfractura) • Lavado articular si existe sepsis • Reparación de fracturas asistida por artroscopia • Estabilización articular asistida por artroscopia Citoscopia AADP, arco aórtico derecho persistente. Si se utiliza para hacer un diagnóstico, las muestras de tejidos que se obtienen mediante la colonoscopia rígida pueden ser casi tan profundas y grandes como las muestras de todo el espesor que se obtienen quirúrgicamente. Generalmente, con el instrumental que se utiliza para las biopsias rígidas pueden obtenerse muestras del colon o del recto grandes y profundas, que incluyen cantidades relativamente extensas de submucosa. Por tanto, la endoscopia rígida suele ser adecuada incluso cuando se sospecha de la existencia de lesiones fibróticas, densas, en la submucosa. Cuerpos extraños Tanto la endoscopia flexible como la endoscopia rígida se utilizan para eliminar cuerpos extraños y, generalmente, se pre- fiere la endoscopia rígida para eliminar la mayoría de los cuerpos extraños esofágicos. La mayoría de los cuerpos extraños esofágicos, nasales, traqueales y laríngeos (y muchos cuerpos extraños gástricos y duodenales) pueden eliminarse endoscópicamente sin que suponga ningún riesgo para el paciente. Los objetos que están fuera del alcance del endoscopio, que no pueden cogerse o atraparse con los dispositivos endoscópicos o que pueden causar lesiones graves si se intenta su extracción endoscópica (p. ej., cuerpos lineales que han estado durante varios días y objetos con bordes cortantes o punzantes que no pueden cubrirse durante su extracción) deben eliminarse quirúrgicamente. CAPÍTULO 14 Principios de la cirugía mínimamente invasiva 149 CUADRO 14-2 Comparación de los endoscopios flexibles y rígidos Flexibles • • • • Mayor acceso a más sitios en las vísceras Más caros que los endoscopios rígidos Más fácil causar lesiones Su uso adecuado requiere mucha experiencia Rígidos • • • • Más baratos que los endoscopios flexibles Generalmente, duran más Es más fácil aprender a utilizarlos Pueden realizarse biopsias más grandes que con los endoscopios flexibles • Excelentes para eliminar cuerpos extraños y proteger las mucosas • Respecto a las vísceras, sólo puede accederse al esófago, el colon descendente, la laringe, la nariz y la tráquea • Puede utilizarse en los espacios peritoneal, pleural y articular EQUIPO © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Endoscopios flexibles Endoscopios. El equipo necesario depende del tipo de endoscopio y del sistema corporal que se va a investigar. Básicamente, existen endoscopios flexibles y rígidos con una gran variedad de tamaños y longitudes; ambos tipos tienen ventajas e inconvenientes (v. cuadro 14-2). Los endoscopios flexibles que más se utilizan en medicina veterinaria son los gastroduodenoscopios, broncoscopios y colonoscopios. Los endoscopios flexibles tienen un mango, un tubo de inserción y un cable umbilical (v. figura 14-1). Los broncoscopios suelen tener un diámetro exterior de 2-6 mm, los gastroduodenoscopios de 7,9 a 10 mm y los colonoscopios de 10 a 16 mm. Todos los endoscopios deben tener un canal de succión para biopsia (generalmente, de 2 mm de diámetro en los broncoscopios, y de 2 a 3,2 mm en los gastroduodenoscopios y en los colonoscopios). Los gastroduodenoscopios y los colonoscopios disponen de una punta de deflexión en cuatro sentidos y un canal aire-agua que se utiliza para insuflar aire y lavar las lentes de visión; generalmente, los broncoscopios sólo disponen de una punta de deflexión en dos sentidos y no tienen canal aire-agua. El tubo de inserción tiene una longitud útil de 40-60 cm en los broncoscopios, de 100-135 cm en los gastroduodenoscopios y de 130-220 cm en los colonoscopios. Un conjunto ideal de endoscopios flexibles debe incluir un broncoscopio (de 4-5 mm de diámetro), un gastroduodenoscopio pediátrico (<7,9 mm de diámetro con un canal de 2 mm) y un gastroduodenoscopio regular (8,5-9,8 mm de diámetro con un canal de 2,8 mm). Este instrumental es suficiente para la mayoría de los casos. Si se desea comprar un cuarto endoscopio, puede considerarse un colonoscopio pediátrico de 1-6 mm, un broncoscopio ultrafino o un ureteroscopio. Si sólo pueden comprarse dos endoscopios, que se utilizarán tanto para el aparato digestivo como para el aparato respiratorio, puede considerarse un broncoscopio (de 4-5 mm de diámetro) y un gastroduodenoscopio (8,5-9 mm de diámetro externo y un canal de 2,8 mm). Si sólo se desea comprar un endoscopio y en la clínica se va a realizar endoscopia del Figura 14-1 Gastroduodenoscopio flexible en el que se aprecia el cable umbilical (A), que une el endoscopio a la fuente de luz; el mango (B); y el tubo de inserción (C), que se introduce en el animal. aparato digestivo y del aparato respiratorio, lo mejor es comprar un gastroduodenoscopio pediátrico con un diámetro exterior de 7,9 mm. Si sólo se desea adquirir un endoscopio que se utilizará sólo para el aparato digestivo, es preferible un endoscopio con un diámetro exterior de 8,5-9 mm con un canal de 2,8 mm. Equipo de biopsia/citología. Las pinzas de biopsia y para extraer cuerpos extraños que se utilizan con los endoscopios flexibles pueden tener diversas formas. El tamaño de las pinzas depende del tamaño del canal de aspiración para la biopsia; cuanto más largo es el canal, más grande y más fuerte será el dispositivo de biopsia o de recuperación que podrá utilizarse. Si es posible, debe utilizarse un endoscopio con un canal de 2,8 mm para la mayoría de las endoscopias del aparato digestivo en los perros y en los gatos que pesan más de 3,2 kg. Con un canal de 2,8 mm pueden obtenerse muestras de tejido de más del doble del tamaño de las que pueden obtenerse a través de un canal de 2 mm. Estas porciones más grandes de tejido digestivo suelen contener el espesor completo de la mucosa y parte de submucosa. El autor prefiere utilizar pinzas de biopsia fenestradas, de tipo cocodrilo con forma de elipse, sin aguja (v. figura 14-2). En medicina humana se utilizan mucho las pinzas de biopsia desechables, pero en medicina veterinaria tienen menos ventajas porque el filo de las pinzas no suele tener importancia para obtener buenas muestras de mucosa. Los dispositivos que se utilizan para obtener muestras para citología o cultivo por cepillado suelen constar de un cepillo introducido en un tubo de plástico. Este cepillo puede extenderse manualmente fuera del extremo del tubo de plástico una vez que la punta del dispositivo se ha introducido a través del canal de biopsia del endoscopio y está cerca del tejido del que se va a obtener la muestra. Sin embargo, es posible que este dispositivo se contamine cuando pasa a través del canal del endoscopio. Existen sistemas de cepillado para los casos en que es absolutamente imprescindible que la muestra obtenida no se contamine (para hacer cultivos). Estos dispositivos constan de un cepillo extensible que se encuentra dentro de un tubo extensible, que a su vez se encuentra dentro de otro tubo. La punta del tubo más externo se cierra para que no exista ninguna posibilidad de contaminación 150 PARTE I Principios quirúrgicos generales A Figura 14-2 Detalle de unas pinzas de biopsia flexible de tipo cocodrilo elipsoidales. Las pinzas de la parte superior se utilizan para los canales de 2,8 mm, y las pinzas de la parte inferior se utilizan para canales de 2,2 mm. (Tomado de Willard MD: Colonoscopy, proctoscopy, and ileoscopy, Vet Clin North Am 31:657, 2001.) B cuando el escopio pasa a través del canal de biopsia del endoscopio. Una vez que la punta del sistema de cepillado está cerca del sitio donde se va a obtener la muestra para el cultivo, el tubo más interno se extiende fuera del tubo más externo, y el cepillo se extiende fuera del tubo más interno. Los cepillos que se utilizan con fines diagnósticos nunca deben lavarse ni reutilizarse, mientras que las pinzas de biopsia pueden utilizarse repetidamente. Instrumental para los endoscopios flexibles. Para eliminar los cuerpos extraños que se encuentran con más frecuencia, es necesario utilizar diversos instrumentos de recuperación especiales. Los dispositivos más útiles son las pinzas para recuperar monedas (de tipo W), pinzas de dientes de tiburón (especialmente útiles para sujetar con firmeza trozos de tela) y los cestillos de cuatro alambres (v. figura 14-3). Las pinzas de cocodrilo son parecidas a las de dientes de tiburón y también son útiles. Los cestillos deben ser de alambre muy flexible para que puedan pasar sobre y alrededor de los objetos; sin embargo, esta cualidad hace que el alambre se doble con más facilidad y se estropee el cestillo. Otros dispositivos para extraer cuerpos extraños incluyen cestos de alambre, asidores de tres alambres, sondas con la punta magnética y pinzas con caucho antideslizante; estos instrumentos rara vez son necesarios. Existen balones y catéteres especialmente diseñados para dilatar las estenosis esofágicas. A pesar de que antes se pensaba que con los balones se obtenían mejores resultados que con los catéteres, el éxito depende más de la habilidad del operador, que debe utilizar el equipo con el que esté más familiarizado. Existen dos tipos principales de balones de dilatación esofágica: «por encima del alambre» y «a través del canal del endoscopio». Es importante utilizarlos en oposición a un balón más redondeado, como en las sondas endotraqueales. Existen diversos instrumentos que se utilizan durante la endoscopia flexible para obtener muestras de biopsia, como cepos, cuchillos y sondas, que tienen capacidad de electrocauterización. Las trampas de electrocauterización son las que más se utilizan, porque permiten eliminar los pólipos esofágicos, gástricos y del colon. También pueden utilizarse para hacer tres o cuatro «cortes» cuadrantes dentro de las estenosis esofágicas para facilitar la insuflación en las lesiones difíciles. Figura 14-3 A. Puntas de las tres pinzas para cuerpos extraños que más se utilizan. De arriba a abajo: pinzas de dientes de tiburón, pinzas de dientes de ratón y pinzas para recuperar monedas. Las pinzas para recuperar monedas y las pinzas de dientes de ratón pueden pasar a través de un canal de 2 mm; las pinzas de dientes de tiburón requieren un canal de 2,8 mm. B. En la parte superior se observa un cestillo de cuatro alambres, que resulta muy útil debido a la extrema flexibilidad de los alambres. El cestillo de cuatro alambres de la parte inferior no se abre tanto, y la firmeza del alambre hace difícil atrapar el cuerpo extraño. NOTA: El uso de este instrumental por parte de personal sin experiencia puede dañar o estropear el procesador de vídeo y causar gran morbilidad en el paciente. Por tanto, sólo debe utilizarse si el operador está capacitado para ello. Endoscopios rígidos Colonoscopios. Los colonoscopios rígidos (generalmente, sigmoidoscopios humanos) y los proctoscopios son tubos de plástico o de metal de tamaño y longitud variables que tienen un obturador y una fuente de luz. Puede insuflarse aire en la luz del colon con un colonoscopio, pero no con la mayoría de los proctoscopios. Con los endoscopios más largos y de mayor diámetro puede explorarse mejor la luz del colon. La longitud útil mínima que se recomienda que tengan los colonoscopios es de 25 cm, y es preferible que tengan 35 cm. La mayoría de los perros, excepto las razas miniatura, toleran endoscopios de 15 mm de diáme- CAPÍTULO 14 Figura 14-4 Puntas de dos tipos de pinzas para biopsia rígidas. Las pinzas de la parte superior son unas pinzas de biopsia uterina para seres humanos, también conocidas como pinzas de «concha» o pinzas «de doble cuchara». Las pinzas de la parte inferior tienen un punzón superior más pequeño que se encaja en el hueco inferior más grande con una acción de cizalla, de forma parecida a las hojas de unas tijeras. (Tomado de Tams TR: Small animal endoscopy, ed 2, St Louis, 1999, Mosby.) tro interno, pero deben utilizarse endoscopios de 19-25 mm de diámetro interior siempre que sea posible. Con los endoscopios rígidos puede visualizarse la mucosa e insuflar aire a la vez. A diferencia de los endoscopios flexibles, los endoscopios rígidos no permiten la insuflación y la biopsia simultáneas. Es importante disponer de un tubo de succión que se inserta a través de la luz para eliminar las heces residuales y los detritos. Debe disponerse de varios anoscopios y protoscopios de diferentes longitudes (generalmente, de 90 a 120 mm) y diferentes diámetros (generalmente, de 14 a 22 mm). Las pinzas de biopsia que se utilizan con los colonoscopios y los proctoscopios rígidos deben tener una punta cortante o «de tipo tijeras» para cortar la mucosa (es decir, un punzón que encaje en un hueco de diámetro más grande), en vez de las puntas «de concha» o de «doble cuchara» que sujetan y desgarran los tejidos (v. figura 14-4). Las pinzas de sujeción (como las que se utilizan para retirar los cuerpos extraños del esófago) deben ser fuertes y preferiblemente tener estrías grandes para poder sujetar los cuerpos extraños con fuerza. Laringoscopios. Los laringoscopios deben incluir un juego de cuchillas de laringoscopia rígida de varios tamaños, rectas y curvas. Pueden utilizarse endoscopios flexibles, pero rara vez son necesarios. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Endoscopios rígidos que necesitan un equipo especial. La cistoscopia, laparoscopia, toracoscopia y artroscopia rígidas requieren una cánula exterior (generalmente con un trócar), que se inserta en la cavidad que se va a explorar, y un telescopio de visión (también responsable de dirigir la luz), que se inserta dentro de la cavidad a través de la cánula. Puede utilizarse el mismo equipo para realizar rinoscopias, si el paciente es lo bastante grande, pero no todas las rinoscopias se realizan con este equipo. Laparoscopios/toracoscopios. La mayoría de los telescopios que se utilizan para las laparoscopias y las toracoscopias tienen 5 mm de diámetro. Existe una amplia variedad de puntas con distintos ángulos de visión, que varían progresivamente desde 0° (es decir, visión recta hacia delante) a 30° (un telescopio que Principios de la cirugía mínimamente invasiva 151 se utiliza con frecuencia y que permite ver las lesiones que hay detrás), a los endoscopios que permiten visualizar lo que hay detrás de los mismos (es decir, ángulos de visión de 270° o más). Los endoscopios de 5 mm o más pequeños se utilizan para técnicas de punción doble (es decir, el telescopio se coloca a través de una cánula y los demás instrumentos [pinzas para biopsia, pinzas de Babcock, etc.] se colocan a través de otras cánulas), en las que se hacen al menos dos punciones dentro de la cavidad. Existen instrumentos de diámetro más pequeño, pero no suelen utilizarse para la laparoscopia o toracoscopia en los perros o en los gatos. También existen telescopios de más diámetro (10 mm), y algunos tienen un canal que permite insertar un instrumento (p. ej., pinzas de biopsia, pinzas de sujeción, tijeras, etc.) mientras se observa a través del endoscopio. Estos endoscopios se denominan endoscopios quirúrgicos, y pueden usarse para la laparoscopia y la toracoscopia de punción única o de punción doble. La laparoscopia requiere un sistema para insuflar el abdomen (es decir, aguja de Veress), y tanto la laparoscopia como la toracoscopia requieren un sistema de trócar/cánula para insertar el telescopio en la cavidad apropiada. Existen varios tipos de cánulas, pero generalmente es deseable que tengan al menos una cánula con una puerta de aire para que pueda retirarse la aguja de Veress del animal y la vía de insuflación quede enganchada a la cánula (es decir, se deja una pieza menos del equipo en el abdomen). También es deseable que tenga al menos una cánula con rosca que esté «enroscada» en la pared torácica o abdominal para eliminar el riesgo de quitar la cánula inadvertidamente. El tipo de pinzas que se utilizan para la biopsia depende de la naturaleza de la biopsia que se vaya a realizar. Las biopsias hepáticas se realizan mejor con pinzas de «concha» o «de doble cuchara» (v. figura 14-4); las biopsias pancreáticas se realizan mejor con pinzas punzantes. En general, las agujas TruCut sólo se utilizan para los riñones y algunas masas; no se recomiendan para biopsias hepáticas a no ser que haya masas focales (generalmente, estas lesiones deben aspirarse utilizando la ecografía antes de realizar la endoscopia). También debe disponerse de otras pinzas (p. ej., de Babcock), pinzas hemostáticas, sondas de aspiración, portaagujas, tijeras, etc., y los electrocauterios son especialmente importantes cuando se realiza una toracoscopia. Puesto que la toracoscopia casi siempre se realiza entre dos personas y se requiere coordinación entre los endoscopistas, la función de vídeo suele ser absolutamente necesaria (al contrario que en la mayorías de las demás endoscopias, en las que es útil pero no imprescindible), así como en la artroscopia. Cistoscopios. La mayoría de las cistoscopias son retrógradas en vez de transabdominales, excepto en los gatos, en los que sólo es posible realizar cistoscopias transabdominales. Pueden utilizarse endoscopios flexible de diámetro pequeño (p. ej., broncoscopios), pero generalmente se prefieren los telescopios rígidos. Los telescopios rígidos que se utilizan para la cistoscopia retrógrada en los perros suelen tener un diámetro de 10-22 Fr. Las cánulas son muy importantes en las cistoscopias, porque permiten la infusión simultánea de un líquido (p. ej., suero salino fisiológico) alrededor del telescopio durante la exploración, lo que dilata la uretra y la vejiga, y hace que la sangre, la mucosidad y otros restos salgan por lavado. Rinoscopios. En la rinoscopia rígida se utilizan los mismos telescopios que en la cistoscopia y la artroscopia porque se necesita un equipo de pequeño diámetro. Las cánulas que se utilizan para la cistoscopia son especialmente útiles porque los 152 PARTE I Principios quirúrgicos generales pacientes en los que se realizan rinoscopias suelen tener descargas nasales mucosas o sanguinolentas que oscurecen la visualización. La infusión de suero salino frío durante el proceso suele hacer que se expulse el moco, mejorando la visualización. Sin embargo, el pequeño tamaño de la cavidad nasal de los gatos y algunos perros pequeños limitan el uso de las cánulas porque aumentan el diámetro del instrumento que se va a insertar en la nariz. Se han utilizado diversos instrumentos para la rinoscopia, incluyendo endoscopios rígidos y flexibles. Artroscopios. Véase el comentario más adelante, en la página 155. MANTENIMIENTO DEL EQUIPO Los endoscopios (especialmente los flexibles) se estropean con facilidad, por lo que sólo deben tener acceso al equipo de endoscopia algunos miembros del personal imprescindibles, incluyendo las personas que preparan y limpian el equipo (v. cuadro 14-3). Cuando no se están utilizando, los endoscopios flexibles deben guardarse verticalmente en un bastidor. Si es absolutamente necesario guardar un endoscopio en su caja de transporte, debe tenerse mucho cuidado para asegurarse de que el tubo de inserción no se queda atrapado entre los bordes de la caja (una forma frecuente de que se rompan los haces de fibras). Los endoscopios flexibles más modernos son sumergibles, incluyendo el mango; sin embargo, los endoscopios de fibra óptica más antiguos pueden dañarse gravemente si entra agua en el mango a través de una junta durante la realización de la endoscopia o al lavarlos. La fuente de luz y los demás componentes electrónicos no deben sumergirse en agua, y deben utilizarse protectores de sobretensión. En el instrumental flexible sólo deben utilizarse gelatinas solubles en agua como lubricante; las sustancias a base de petróleo pueden acortar la vida de los revestimientos de caucho o de plástico. El tubo de inserción no debe dejarse en un ángulo agudo, especialmente en el punto en el que se une al mango, ya que los haces de fibras pueden romperse. Hay que tener cuidado para evitar coger una biopsia del tubo de inserción cuando se está recogiendo una muestra de biopsia con la punta del endoscopio en retroflexión máxima. El instrumento nunca debe forzarse a través del canal de biopsia, especialmente cuando la punta del endoscopio está muy desviada. Si se aspira material irregular, fino (p. ej., arena) dentro del canal de biopsia, puede rasgarse el canal y causar una filtración cuando se inserta el instrumento para la biopsia. El tubo de inserción, especialmente la punta, no debe golpearse contra superficies duras. NOTA: Siempre debe utilizarse un bozal; el tubo de inserción nunca debe introducirse en la boca de un animal que no esté anestesiado. El endoscopio debe limpiarse después de cada uso, y deben seguirse explícitamente las recomendaciones del fabricante. Generalmente, debe realizarse una prueba de filtración, porque es mucho más barato reparar un endoscopio antes de que el agua haya penetrado en el tubo de inserción y haya dañado los componentes de fibra óptica o los componentes electrónicos. Después, debe extraerse todo el agua desde el canal aire-agua, y deben limpiarse los canales de succión y de biopsia con un detergente o un limpiador adecuado. Para desinfectar un endoscopio flexible, sólo pueden utilizarse las sustancias químicas recomendadas por CUADRO 14-3 Limpieza básica de los endoscopios flexibles* • Realizar primero una prueba de filtración. • Aspirar un detergente autorizado a través de los canales de biopsia. • Cepillar los canales de biopsia y volver a aspirar. • Si es adecuado, aspirar una solución desinfectante a través de los canales de biopsia. • Aspirar agua destilada y después alcohol a través de los canales de biopsia. • Aspirar aire hasta que los canales de biopsia estén secos. • Limpiar las válvulas de aire-agua y de succión. • Lubricar las válvulas de aire-agua y de succión. • Hacer que salga todo el agua del canal aire-agua. • Lavar la parte exterior del endoscopio con un detergente autorizado y agua. • Lavar y secar las pinzas de biopsia y para cuerpos extraños. *Siempre deben consultarse las recomendaciones del fabricante. el fabricante. El material adherido del canal de biopsia se elimina utilizando un cepillo. Una vez que estos canales se han limpiado, se aspira alcohol y después aire a través de los canales hasta que estén secos. La limpieza y desinfección de los endoscopios flexibles suele ser suficiente; la esterilización no suele ser necesaria. Si la esterilización es necesaria, sólo deben utilizarse soluciones para la esterilización en frío autorizadas u óxido de etileno. NOTA: Hay que consultar las recomendaciones del fabricante y asegurarse de utilizar fundas para óxido de etileno, si es necesario. Los endoscopios flexibles nunca deben tratarse con calor, y sobre todo nunca debe utilizarse un autoclave. Generalmente, los endoscopios rígidos son más resistentes que los equipos flexibles y requieren unos cuidados relativamente más simples, como lavado en una solución detergente homologada. Hay que tener cuidado para que no se golpeen ni se arañen las lentes que algunos endoscopios rígidos, como los cistoscopios, tienen en la punta. Los endoscopios rígidos de diámetro pequeño (p. ej., los cistoscopios y los rinoscopios) se doblan con facilidad, por lo que hay que tener cuidado cuando se manipulan y se almacenan. La esterilización del los equipos rígidos puede realizarse en un autoclave (si el fabricante ha diseñado el endoscopio para resistir la esterilización en autoclave), pero es preferible la esterilización con plasma de peróxido de hidrógeno plasma. En página 156 se indica cómo deben cuidarse los artroscopios. ANTIBIÓTICOS No es necesario administrar antibióticos antes de realizar una endoscopia de rutina, incluyendo las cistoscopias y las laparoscopias, a menos que el paciente tenga algún trastorno de las válvulas cardíacas o implantes protésicos, o si está gravemente inmunosuprimido. La dilatación esofágica con balón se asocia a bacteriemia, por lo que en estos casos es razonable el uso preventivo de antibióticos, aunque no se ha demostrado su utilidad. El uso de antibióti- CAPÍTULO 14 cos después de extraer cuerpos extraños puede ser razonable si se ha producido ulceración o perforación significativas. Para obtener información sobre el uso de antibióticos durante la artroscopia, véase página 157. TÉCNICAS La mayoría de las técnicas endoscópicas se rigen por cuatro principios básicos: 1. El endoscopio sólo debe introducirse si se ve por dónde se dirige. 2. Si no puede verse lo que está ocurriendo (condición que se conoce como «punto rojo»), debe extraerse un poco el endoscopio en vez de hacerlo avanzar o insuflar una pequeña cantidad de aire en la luz (o ambas cosas). 3. A menos que sea necesario observar una lesión específica, el endoscopio debe dirigirse hacia el centro de la luz. 4. No debe insertarse un endoscopio en un paciente con más fuerza de la que desearía que emplease un médico que le estuviera haciendo una endoscopia. Existen muy pocas excepciones para estas reglas. Hay que tener cuidado para no insuflar en exceso el tubo digestivo o el abdomen, ya que podría alterar la respiración y/o el retorno venoso. Si se utiliza un endoscopio demasiado grande, pueden obstruirse las vías respiratorias. En general, el endoscopio más grande que puede utilizarse con seguridad permite una mejor visualización, recoger muestras de biopsia más grandes y utilizar dispositivos para cuerpos extraños mejores. En las secciones siguientes se describen las técnicas seleccionadas que podrían utilizarse en varias localizaciones. Principios de la cirugía mínimamente invasiva 153 doble demasiado) y cierre las pinzas. Asegúrese de alinear la punta del endoscopio antes de retirar las pinzas. Actualmente, se considera que lo mejor es obtener al menos ocho muestras de biopsia de cada parte del tubo digestivo para asegurarse de que: 1) se han recogido muestras de las lesiones esporádicas y diseminadas, y 2) algunas muestras estarán orientadas de forma adecuada para mejorar la interpretación histológica. La mucosa intestinal, nasal y del fondo y el cuerpo del estómago es relativamente «blanda» y es fácil tomar muestras. La mucosa pilórica y antral es más resistente y puede ser necesario sujetarla con más fuerza para poder extraer una porción adecuada. La mucosa esofágica de los perros es tan dura que es casi imposible obtener una muestra de tejido adecuada con las pinzas flexibles normales. La mucosa normal de la tráquea es tan fina que es difícil obtener una muestra adecuada para realizar estudios histopatológicos. Utilizando una aguja, recoja la muestra de las pinzas de biopsia con cuidado y colóquela con la parte de la mucosa hacia arriba y sin deformarla sobre una esponja de plástico, una rodaja de pepino o un trozo de papel empapado en formalina. La mucosa gástrica, del colon y nasal es relativamente fuerte, pero la mucosa del intestino delgado es delicada y debe manejarse con cuidado para evitar que se altere. Coloque la esponja, la rodaja de pepino o el trozo de papel con la muestra en un vial de formalina tamponada neutra, y no deje que se seque demasiado antes de fijarla. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Biopsias Cuando se usan instrumentos flexibles, debe utilizarse el instrumento para biopsia más grande posible. Generalmente, las mejores porciones de la mucosa digestiva se obtienen cuando el órgano no está excesivamente distendido con aire. Deben tomarse muestras tanto de la mucosa que parece normal macroscópicamente como de la que tiene un aspecto patológico. Siempre debe anotarse la dificultad que supone realizar una biopsia de una lesión en particular; una característica de algunas lesiones infiltrativas (p. ej., carcinomas escirros y pitiosis) es que producen mucho tejido conjuntivo denso que las pinzas de biopsia flexibles no pueden «morder» para obtener una muestra adecuada. Este hallazgo puede ser una indicación para realizar una biopsia de todo el grosor. Pueden existir lesiones proliferativas debajo de la mucosa, de forma que sólo se observa mucosa con aspecto normal que cubre un efecto de masa; en estos casos, las biopsias repetidas en el mismo punto (es decir, «perforaciones») permiten a veces llegar a la lesión subyacente. Las biopsias suelen realizarse mejor si el instrumento de biopsia abierto puede empujarse contra la mucosa en un ángulo de alrededor de 90°. En el intestino, suele utilizarse la técnica de girar y succionar para conseguir un ángulo adecuado. Biopsia de la mucosa gastrointestinal Introduzca las pinzas de biopsia a través del canal, abra las pinzas y retírelas hasta que las mandíbulas de las pinzas queden al ras de la punta del endoscopio. Incline la punta del endoscopio hasta que gire hacia la mucosa en un ángulo tan próximo a 90° como sea posible; succione aire del intestino para aspirar mucosa hacia las mandíbulas de las pinzas. Introduzca las pinzas en la mucosa hasta que note una resistencia moderada (no introduzca mucho las pinzas para que el cable del instrumento no se Preparaciones citológicas Haga las preparaciones citológicas (es decir, frotis) colocando un trozo pequeño de mucosa entre dos portaobjetos de cristal. Apriete los portaobjetos juntos y después sepárelos vertical u horizontalmente. También puede utilizarse un cepillo endoscópico; frote la lesión suavemente con el cepillo extendido (sin producir hemorragia) y después frótelo contra un portaobjetos de cristal. Para realizar estudios citológicos de muestras de lesiones muy fibróticas que sólo pueden obtenerse con pinzas rígidas, raspe la superficie cortada de la muestra con una hoja de bisturí y haga un frotis con el material obtenido. Lavados Inserte una sonda de polietileno estéril o similar a través del canal de biopsia, coloque la punta de la sonda como desee, instile la solución (generalmente, suero fisiológico salino o una solución salina tamponada de Hank), y aspire. No coloque la punta del tubo demasiado cerca de la mucosa y haga poca presión negativa, o podría ocluir el extremo del tubo con tejido. Como alternativa, también puede aspirarse la muestra directamente a través del canal de biopsia del endoscopio. Eliminación de cuerpos extraños Cada cuerpo extraño debe considerarse individualmente, porque una eliminación endoscópica mal planificada puede hacer más daño al paciente (p. ej., perforación) que el cuerpo extraño (v. cuadro 14-4). También es posible «coger» un cuerpo extraño y después darse cuenta de que no puede eliminarse ni desprenderse, y que es necesaria la cirugía para recuperar el endoscopio. 154 PARTE I Principios quirúrgicos generales CUADRO 14-4 Ventajas e inconvenientes de la eliminación endoscópica de cuerpos extraños Ventajas • Suele ser mucho más rápida que la cirugía • Suele ser menos estresante para el paciente • Disminuye el traumatismo tisular, la morbilidad y el tiempo de recuperación Inconvenientes • No se pueden eliminar todos los objetos • Puede hacerse daño al animal si no se tiene cuidado con la técnica • Requiere un juego de pinzas para cuerpos extraños caro Existen muchas técnicas para eliminar los cuerpos extraños, pero algunos principios básicos que siempre se aplican son: 1. Siempre debe hacerse un estudio radiológico del animal antes de inducir la anestesia. Algunos cuerpos extraños que han estado alojados durante semanas se mueven y quedan fuera del alcance del endoscopio justo antes de realizar la intervención. De la misma forma, algunos cuerpos extraños perforan el órgano unas horas después de que el animal haya ingresado en la clínica. Si se observa aire o agua en el tórax o en el abdomen significa que puede haberse producido una perforación, y que hay que analizar el líquido (es decir, buscar si existen pruebas de sepsis) o realizar un estudio radiológico de contraste (p. ej., esofagrama de contraste) utilizando un medio de contraste yodado. 2. No sólo hay que coger el objeto y tirar de él. Puede ser necesario cambiarlo de posición o girarlo para que las pinzas puedan sujetarlo de la mejor forma posible. También puede ser necesario orientar el objeto para que sea más fácil tirar de él a través de los esfínteres. 3. Seleccionar las pinzas para cuerpos extraños que permitan sujetar el objeto con mayor firmeza. Generalmente, las pinzas rígidas permiten sujetar un objeto con más fuerza. 4. Cuando se ha cogido un objeto, no debe extraerse si se encuentra mucha resistencia. Se espera encontrar resistencia en el esfínter esofágico inferior (el cardias del estómago), la base del corazón, la entrada del tórax y la zona cricofaríngea. Si se nota una resistencia inadecuada, es mejor soltar el objeto y realizar la cirugía. 5. Si el objeto tiene bordes cortantes o es necesario dilatar el esfínter esofágico inferior, debe considerarse el uso de un tubo de recubrimiento. Cuidados tras la endoscopia. Después de una endoscopia de rutina del aparato digestivo o de las vías respiratorias no se necesitan cuidados especiales. Es normal que se produzca una ligera hemorragia después de realizar la mayoría de las intervenciones, especialmente si se hace una biopsia de la mucosa. En la mayoría de los casos, la hemorragia es menor y se resuelve espontáneamente poco después de la intervención si la función de coagulación es normal. Generalmente, sólo se hacen pruebas de coagulación antes de la endoscopia si: 1) existe algún motivo para dudar de la integridad del sistema de coagulación (p. ej., petequias, hemorragia espontánea o enfermedad hepática), o 2) si se va a realizar una biopsia durante la laparoscopia o la toracoscopia. Sin embargo, las biopsias nasales pueden asociarse a hemorragia intensa y a veces es necesario ligar la arteria carótida ipsolateral. Cuando se utiliza la laparoscopia para realizar una biopsia de un órgano parenquimatoso, como el hígado o los riñones, debe observarse al paciente durante 2-4 horas por si se produce una hemorragia excesiva. También debe observarse si aparece algún signo de infección. Si la hemorragia excesiva persiste, lo que es muy raro, puede ser necesario repetir la endoscopia para encontrar la lesión hemorrágica y cauterizarla. Si la hemorragia excesiva continúa durante un tiempo inapropiadamente largo después de realizar una biopsia de rutina, debe considerarse la posibilidad de que exista una coagulopatía. Una vez que se ha e liminado un cuerpo extraño, hay que volver a examinar la mucosa por si existe erosión o ulceración, o hay otros cuerpos extraños o lesiones. Si existe alguna posibilidad de que se haya producido una perforación, deben hacerse radiografías de la cavidad orgánica adecuada para determinar si existe neumotórax o neumoperitoneo. En estos casos, suelen ser útiles los regímenes antibióticos contra bacterias aerobias y anaerobias. Uno de estos tratamientos podría consistir en administrar 15 mg/kg de enrofloxacino por vía intravenosa una vez al día, mas amoxicilina (22 mg/kg SC) o clindamicina (11 mg/kg IV) dos o tres veces al día, respectivamente. Si existe ulceración grave, puede ser útil hacer una derivación de la parte afectada con una sonda de alimentación y utilizar antiácidos (p. ej., 2,2 mg/kg de ranitidina IV o 0,5 mg/kg de famotidina IV, dos veces al día) o protectores (p. ej., 0,5-1 g de sucralfato VO, de dos a cuatro veces al día) o ambos. Es importante observar si existe disnea y/o hipoxia después de la endoscopia si se ha realizado un lavado broncoalveolar en pacientes con enfermedad pulmonar importante. En los pacientes que ya sufren una oxigenación insuficiente, a veces es mejor realizar un cepillado para la citología y el cultivo en vez de un lavado. ARTROSCOPIA: PRINCIPIOS GENERALES, EQUIPO Y TÉCNICAS Las intervenciones que pueden realizarse mediante artroscopia se han desarrollado rápidamente debido a que los cirujanos han adaptado y mejorado las técnicas que se utilizan en otras especies, especialmente en los seres humanos y en los caballos. La intervención que más se realiza utilizando la artroscopia es la eliminación de fragmentos en enfermedades como la OCD (v. p. 1178) o en los casos de apófisis coronoides fragmentada (ACF, v. p. 1201). Otras intervenciones frecuentes incluyen el tratamiento de las lesiones de menisco (v. p. 1286), las biopsias sinoviales, la tenotomía (v. p. 1196) y la reparación de fracturas asistida por artroscopia. Se están desarrollando técnicas para la estabilización articular. INDICACIONES La artroscopia puede estar indicada para el diagnóstico y el tratamiento de las enfermedades articulares (v. figura 14-5 y cuadros 14-5 y 14-6). Es muy superior a la radiología para el diagnóstico de las artropatías porque permite visualizar directamente el cartílago y las estructuras de tejido blando, amplía la visualización y permite hacer biopsias prácticamente de todas las estructuras que se encuentran en el interior de la articulación (v. figura 14-6). La ventaja diagnóstica más importante de la artroscopia es que el CAPÍTULO 14 Principios de la cirugía mínimamente invasiva 155 A C B Figura 14-5 Visión artroscópica de la articulación del hombro normal. a, Cavidad glenoidea. b, Ligamento colateral medial. c, Ligamento subescapular. d, Cabeza del húmero. (Tomado de Beale et al: Small animal arthroscopy, Philadelphia, 2003, Saunders.) CUADRO 14-5 Diagnósticos comunes que pueden hacerse mediante artroscopia Artroscopia de la articulación del codo. A. Puerta para el artroscopio y el endoscopio. B. Instrumento manual y puerta para el instrumento. C. Aguja para el flujo de salida. (Tomado de Beale et al: Small animal arthroscopy, Philadelphia, 2003, Saunders.) CUADRO 14-6 Hombro Cadera OCD Osteoartritis Enfermedad del bíceps Desgarro colateral medial Desgarro colateral lateral Osteoartritis Desgarro y avulsión del anillo acetabular Desgarro del ligamento de la cabeza femoral Codo Rodilla ACF OCD No unión de la apófisis ancónea Osteoartritis del compartimento medial OCD Enfermedad del ligamento cruzado Osteoartritis Enfermedad del menisco Tarso Carpo Carpo OCD Fracturas astilladas Eliminación de fragmentos: fracturas astilladas Tratamiento de la osteoartritis: microfractura, abrasión Osteoartritis Fracturas astilladas ACF, apófisis coronoides fragmentada; OCD, osteocondritis disecante. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Figura 14-6 operador puede evaluar el estado de la superficie del cartílago. Los últimos estudios han demostrado que la radiología refleja muy poco el estado del cartílago en los perros con osteoartritis, mientras que la artroscopia permite hacer una clasificación específica y determinar la extensión de la lesión del cartílago. Intervenciones artroscópicas comunes Hombro Eliminación de fragmentos: OCD Tratamiento de la osteoartritis: microfractura, abrasión Tenotomía del bíceps Contracción de los tejidos blandos debido a inestabilidad Codo Eliminación de fragmentos: OCD, ACF Tratamiento de la osteoartritis: microfractura, abrasión Cadera Evaluación de la osteoartritis Rodilla Eliminación de fragmentos: OCD Tratamiento de la osteoartritis: microfractura, abrasión Tratamiento del menisco Ligamento cruzado Tarso Eliminación de fragmentos: OCD Tratamiento de la osteoartritis: microfractura, abrasión EQUIPO Los artroscopios se diferencian por su diámetro (1,9, 2,3, 2,7 mm o más), su longitud (cortos o largos) y su ángulo. Los artroscopios que más se utilizan en los pequeños animales son los que tienen los diámetros y longitudes indicados más arriba, y la gran mayoría tienen un ángulo de 30° (v. figura 14-7). El diámetro sólo se aplica a la parte del telescopio y no incluye el diámetro de la cánula del artroscopio, que siempre debe utilizarse. La selección del diámetro se basa en el tamaño de la articulación y en las preferencias del cirujano. Los endoscopios más grandes son más rígidos y proporcionan un campo de visión más amplio, y los endoscopios más pequeños producen menos lesiones yatrogénicas y tienen más movilidad. Existen cámaras con uno o con tres circuitos integrados, y deben utilizarse 156 PARTE I Principios quirúrgicos generales A A B B C C Figura 14-7 Figura 14-8 Artroscopios para realizar intervenciones en pequeños animales. A. Artroscopio corto de 1,9 mm. B. Artroscopio corto de 2,3 mm. C. Artroscopio largo de 2,7 mm. (Tomado de Beale et al: Small animal arthroscopy, Philadelphia, 2003, Saunders.) Instrumentos manuales para la artroscopia de pequeños animales. A. Pinzas de sujeción. B. Sonda en ángulo recto. C. Microlegra. con un encuadre específico que procese la imagen para la pantalla de televisión. Para un uso general, las cámaras con un circuito integrado proporcionan una resolución excelente y permiten grabar; las cámaras con tres circuitos integrados generalmente sólo son necesarias para vídeos muy superiores y cuando se va a trabajar con fotogramas. Se recomienda utilizar monitores médicos para que la imagen tenga mucha luz, y sea muy clara y precisa. La mayoría de las fuentes de luz nuevas utilizan lámparas de xenón, que proporcionan una mayor intensidad de la luz y una temperatura del color más alta que las lámparas halógenas, por lo que aumenta la claridad visual y la interpretación de los colores. Las fuentes de luz de xenón son más caras que las lámparas halógenas, pero se recomiendan por que la calidad de la imagen es superior. Pueden obtenerse imágenes de vídeo utilizando equipos analógicos o digitales. Al aumentar la disponibilidad de programas editores de vídeo que pueden utilizarse en los ordenadores personales, se ha hecho más práctico utilizar dispositivos de grabación digitales. El flujo de líquido ayuda a mantener la distensión de la articulación, a limpiar la sangre y otros restos, y disminuye el riesgo de contaminación. El líquido puede introducirse en la articulación por gravedad o utilizando una bomba artroscópica. El líquido se extrae utilizando una aguja desechable o una cánula especial para el flujo de salida. La mayoría de los tratamientos artroscópicos se realizan con instrumentos manuales (v. figura 14-8). Estas herramientas y las herramientas mecánicas se insertan en la articulación a través de una puerta para instrumentos que puede utilizarse con o sin cánula. Los instrumentos manuales son las sondas, cuchillas, legras y pinzas. Las sondas que más se utilizan son las de ángulo recto y pueden tener marcas de calibración para medir las lesiones. Existen muchos tipos de cuchillas y de legras para manejar los tejidos blandos. Las pinzas que más se utilizan en la artroscopia de pequeños animales son las pinzas de sujeción para tejidos blandos o duros y las pinzas de mordida para desbridar los tejidos blandos. No es necesario utilizar instrumentos mecánicos para la artroscopia básica en los pequeños animales, pero aumentan la eficacia y mejoran la capacidad del operador. El instrumento mecánico que más se utiliza es el motor fresador. Estas herramientas manuales eléctricas tienen puntas con numerosos diseños, incluyendo taladros, fresas afiladas y fresas traumáticas. Otros instrumentos mecánicos incluyen los electrocauterios y las unidades de radiofrecuencia. Algunos generadores de electrocauterización disponen de puntas específicas para la artroscopia. También puede realizarse la cauterización utilizando una unidad de radiofrecuencia. Se ha recomendado el uso de estas unidades (que existen con diseños bipolar y monopolar) para la ablación de tejidos blandos y para la reducción del colágeno. MANTENIMIENTO DEL EQUIPO El telescopio es la parte más frágil y más cara del equipo de artroscopia. Puede dañarse durante la cirugía o en cualquier otro momento si se araña o se hace una grieta en la lente, o si se dobla. Deben establecerse unos protocolos específicos para manejar el artroscopio para evitar que se estropee. Se recomienda tener una caja pequeña para cada equipo, que pueda contener el artroscopio, las cánulas y los trócares para su esterilización y almacenamiento. Las cajas deben ser fuertes y disponer de un sistema para asegurar los instrumentos dentro de la caja. El artroscopio debe meterse en la caja inmediatamente después de utilizarlo para que no se dañe mientras se recoge el resto de la mesa quirúrgica. Debe comprobarse con regularidad si todos los puntos de unión del artroscopio, incluyendo las uniones entre el cable eléctrico y el endoscopio o entre la pieza de visualización y el telescopio, están bien apretados. Si estas uniones están sueltas, pueden pasar líquidos a través de ellas, lo que impediría la transmisión de la luz o de las imágenes. Puede apreciarse si un artroscopio se ha doblado porque aparece una medialuna negra en la periferia del campo de visión. Si está muy doblado, la visión se obliterará por completo. Si un artroscopio se dobla, debe enviarse a un centro de reparaciones cualificado en vez de intentar estirarlo, ya que podrían producirse daños permanentes. Los artroscopios deben lavarse a mano con un limpiador enzimático y agua destilada tan pronto como sea posible después de su uso, para eliminar la sangre u otros líquidos o tejidos orgánicos. Las CAPÍTULO 14 lentes y las piezas oculares pueden limpiarse suavemente con algodón y agua destilada. Las cánulas y los trócares se limpian de forma parecida. Pueden esterilizarse utilizando varios métodos. La esterilización en frío se realiza colocando el artroscopio, las cánulas y los trócares en una solución de glutaraldehído de 14 días (p. ej., Cidex, de Johnson & Johnson) durante no más de 30 minutos. El artroscopio también puede esterilizarse con óxido de etileno gaseoso, Steris o Sterad, dependiendo de las recomendaciones del fabricante. La mayoría de los artroscopios no pueden esterilizarse en autoclave; además, la esterilización en autoclave acorta la vida de los artroscopios en los que puede utilizarse este método de esterilización, porque hace que vayan perdiendo el adhesivo poco a poco. La cabeza de la cámara, con la lente y el prisma asociados, y el cable pueden dañarse si se caen o se manipulan de forma incorrecta. El cable de la cámara contiene hilos relativamente delicados y la conexión puede tener clavijas finas. El cable de la cámara nunca debe doblarse ni enrollarse de forma muy tirante, y siempre debe ponerse la tapa al conector cuando no se esté utilizando. Las cabezas de las cámaras pueden esterilizarse en autoclave, con óxido de etileno gaseoso o mediante esterilización en frío, siguiendo las recomendaciones del fabricante. El cable de la fuente de luz puede esterilizarse con óxido de etileno gaseoso, sumergiéndolo o en un autoclave, dependiendo de las recomendaciones del fabricante. Este cable está formado por numerosas fibras de vidrio que pueden romperse si el cable se dobla o se enrolla demasiado tirante. El cable de fibra óptica se calienta mucho y nunca debe rozar directamente al paciente, porque puede causar quemaduras. Los instrumentos manuales deben cuidarse utilizando las técnicas de limpieza y esterilización habituales. Estos instrumentos deben inspeccionarse durante cada uso para comprobar si están dañados o si los bordes están romos. El cuidado de los instrumentos mecánicos varía dependiendo de la herramienta de que se trate y del fabricante, aunque generalmente se recomienda esterilizar con gas los instrumentos mecánicos eléctricos. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. ANTIBIÓTICOS Principios de la cirugía mínimamente invasiva Figura 14-9 Eliminación de un fragmento del codo de un perro mediante artroscopia. (Tomado de Beale et al: Small animal arthroscopy, Philadelphia, 2003, Saunders.) NOTA: Cuando se empieza la artroscopia debe tenerse en cuenta que es posible que no puedan eliminarse todos los fragmentos, por lo que hay que estar preparado para realizar una artrotomía si fuera necesario. La eliminación de los fragmentos varía dependiendo de la articulación que se va a tratar y de la enfermedad específica (v. figura 14-9). Lo que más influye en el éxito cuando se eliminan fragmentos es establecer puertas de entrada adecuadas en la articulación, utilizar los instrumentos manuales adecuados, y un desarrollo excelente de las habilidades mano-ojo artroscópicas. El establecimiento de puertas adecuadas permite una buena visualización de los fragmentos, su fácil eliminación y la inserción del instrumental, y mejora la capacidad para manipular los fragmentos. La naturaleza mínimamente invasiva y el flujo de líquido de gran volumen que se utiliza durante la artroscopia hacen que el riesgo de infección sea muy bajo. Generalmente, los antibióticos sólo se administran mientras se realiza la intervención. Debe administrarse una cefalosporina de la primera generación (22 mg/kg de cefalexina IV) en el momento de la inducción y suspenderse al terminar la intervención. TÉCNICAS ESPECÍFICAS TÉCNICAS GENERALES CUIDADOS DESPUÉS DE REALIZAR UNA ARTROSCOPIA Las intervenciones artroscópicas que se realizan con más frecuencia son la visualización diagnóstica y la eliminación de fragmentos (v. cuadro 14-6).Cuando se realiza una artroscopia diagnóstica es muy importante utilizar un método completo y reproducible para documentar la intervención utilizando fotogramas o imágenes de vídeo, o preferiblemente ambas. Para obtener mejores resultados, se hace un vídeo corto de toda la articulación (que dure aproximadamente 15-20 segundos, dependiendo de la articulación) y después se toman imágenes fotográficas de todos los hallazgos anormales. Con esto se consigue un registro de todas las articulaciones exploradas, a la vez que se produce un mínimo de datos electrónicos. Las imágenes son útiles para mostrar las lesiones a los propietarios de los animales y para utilizarse como referencia cuando se hace el seguimiento del caso. 157 En los capítulos en que se detallan las intervenciones para los trastornos que afectan a cada articulación puede encontrarse información sobre la artroscopia de cada articulación. Para obtener información sobre la artroscopia del hombro, v. p. 1178; para el codo, v. p. 1201; para la cadera, v. p. 1235; para la babilla, v. p. 1258. Debido a la naturaleza mínimamente invasiva de la artroscopia, los pacientes que se someten a esta intervención requieren pocos cuidados postoperatorios específicos. Las instrucciones concretas dependen de la enfermedad que se esté tratando y del estado de la articulación. Generalmente, las puertas de entrada de la artroscopia se cierran sólo mediante suturas cutáneas, aunque no es necesario cerrar algunas puertas pequeñas. Independientemente del método utilizado para cerrar estas incisiones, puede observarse un drenaje postoperatorio moderado, debido a los grandes volúmenes de líquido que se utilizan durante la intervención. Aunque a muchos animales se les administran antiinflamatorios no esteroideos para el tratamiento de la enfermedad primaria, la mayoría de los pacientes no requieren analgésicos 158 PARTE I Principios quirúrgicos generales postoperatorios para el dolor asociado a la artroscopia. Está indicado limitar el ejercicio durante unos días o una semana para que las puertas cicatricen, y puede recomendarse durante períodos más largos dependiendo de la enfermedad subyacente. Lecturas recomendadas Austin B, Lanz OI, Hamilton SM et al: Laparoscopic ovariohysterectomy in nine dogs, J Am Anim Hosp Assoc 39:391, 2003. La ovariohisterectomía laparoscópica dura una media de 60 minutos y tiene menos complicaciones. Beale BS, Hulse DA, Schulz KS et al: Small animal arthroscopy, Philadelphia, 2003, WB Saunders. Este libro exhaustivo sobre artroscopia contiene información detallada sobre el instrumental y las técnicas de artroscopia en pequeños animales. También contiene un análisis en profundidad de las indicaciones y los procesos patológicos que se tratan. Cannizzo KL, McLoughlin MA, MaHon JS et al: Evaluation of transurethral cystoscopy and excretory urography for diagnosis of ectopic ureters in female dogs: 25 cases (1992-2000), J Am Vet Med Assoc 223:475, 2003. En este artículo se demuestra que la cistoscopia fue más precisa que la urografía excretora para el diagnóstico de los uréteres ectópicos en los perros. Devitt CM, Cox RE, Hailey JJ: Duration, complications, stress, and pain of open ovariohysterectomy versus a simple method of laparoscopic-assisted ovariohysterectomy in dogs, J Am Vet Med Assoc 227:921, 2005. La técnica laparoscópica se asoció a menos dolor. Dupre GP, Corlouer JP, Bouvy B: Thoracoscopic pericardiectomy performed without pulmonary exclusion in 9 dogs, Vet Surg 30:21, 2001. La pericardiectomía es una de las intervenciones toracoscópicas que se realizan con más frecuencia y tiene ventajas sobre la pericardiectomía abierta. Con esta técnica no se necesita exclusión pulmonar. Gualtieri M: Esophagoscopy, Vet Clin North Am 31:605, 2001. Ofrece una visión general excelente del diagnóstico y el tratamiento endoscópicos de las enfermedades esofágicas, y también incluye información avanzada sobre la estenosis esofágica. Hewitt S, Brisson BA, Sinclair MD et al: Evaluation of laparoscopicassisted placement of jejunostomy feeding tubes in dogs, J Am Vet Med Assoc 225:65, 2004. La colocación de sondas de alimentación de yeyunostomía es una de las intervenciones laparoscópicas más útiles. Los autores recomiendan utilizar esta técnica en los perros que no requieren una laparotomía por otros motivos. Jergens AE, Andreasen CB, Hagemoser WA et al: Cytological examination of exfoliative specimens obtained during endoscopy for diagnosis of gastrointestinal tract disease in dogs and cats, J Am Vet Med Assoc 213:1755, 1998. En este artículo se explica cómo utilizar la citología para el diagnóstico rápido de algunos trastornos infiltrativos del aparato gastrointestinal. Kovak JR, Ludwig LL, Bergman PJ et al: Use of thoracoscopy to determine the etiology of pleural effusion in dogs and cats: 18 cases (1998-2001), J Am Vet Med Assoc 221:990, 2002. En este artículo se demuestra que la toracoscopia fue beneficiosa para el diagnóstico de las causas malignas e inflamatorias del derrame pleural en 18 pacientes. Leib MS, Baechtel MS, Monroe WE: Complications associated with 355 flexible colonoscopic procedures in dogs, J Vet Intl Med 18:642, 2004. En este artículo se verifica la seguridad de la colonoscopia y se analizan los problemas menores, más comunes, que pueden encontrarse. Leib MS, Dinnel H, Ward DL et al: Endoscopic balloon dilation of benign esophageal strictures in dogs and cats, J Vet Med 15:547, 2001. Este estudio retrospectivo de 18 perros y 10 gatos demostró que fue necesaria una media de dos intervenciones para la resolución, y sólo un animal sufrió una perforación. Mansell J, Willard MD: Biopsy of the gastrointestinal tract, Vet Clin North Am 33:1099, 2003. En este artículo se analiza la biopsia endoscópica en profundidad, incluyendo el equipo, la técnica y los errores más comunes. Miura T, Maruyama H, Sakai M et al: Endoscopic findings on alimentary lymphoma in 7 dogs, J Vet Med Science 66:577, 2004. Suele observarse un aspecto de adoquín, por lo que es fácil confundir la lesión con los trastornos causados por la enfermedad intestinal inflamatoria. Monnet E, Twedt DC: Laparoscopy, Vet Clin North Am 33:1147, 2003. Una visión general excelente de las técnicas y los posibles usos de la laparoscopia con fines diagnósticos y terapéuticos. Rawlings CA, Mahaffey MB, Bement S et al: Prospective evaluation of laparoscopic-assisted gastropexy in dogs susceptible to gastric dilatation, J Am Vet Med Assoc 221:1576, 2002. La gastropexia laparoscópica es una intervención muy frecuente y muy fácil de realizar. Schulz KS et al: Self-retaining braces for canine arthroscopy, Vet Surg 31:77, 2004. En este artículo se describen los sistemas de sujeción que resultan útiles para colocar al paciente cuando va a realizarse una artroscopia. Smith A, Posner LP, Goldstein RE et al: Evaluation of the effects of premedication on gastroduodenoscopy in cats, J Am Vet Med Assoc 225:540, 2004. En este estudio se demostró que hidromorfona, butorfanol y medetomidina eran una premedicación aceptable en los gatos en los que después se hizo la inducción con ketamina y el mantenimiento con isoflurano. Tams TRL: Gastrointestinal endoscopy: instrumentation, handling technique, and maintenance. In Tams TR, editor: Small animal endoscopy, ed 2, Philadelphia, 1999, Mosby. Un buen análisis del equipo básico para endoscopia y de su mantenimiento. Willard MD: Colonoscopy, proctoscopy, and ileoscopy, Vet Clin North Am 31:657, 2001. Este artículo ofrece una visión general de la técnica, el equipo y las aplicaciones de la endoscopia en el tracto gastrointestinal inferior. Willard MD, Lovering SL, Cohen ND et al: Quality of tissue specimens obtained endoscopically from the duodenum of dogs and cats, J Am Vet Med Assoc 219:474, 2001. En este artículo se comprueba la importancia de la experiencia para obtener muestras de biopsia del duodeno de alta calidad. CAPÍTULO 15 PA R T E I I Cirugía del sistema tegumentario 159 Cirugía de tejidos blandos C A P Í T U L O 15 Cirugía del sistema tegumentario PRINCIPIOS Y TÉCNICAS GENERALES TRATAMIENTO DE HERIDAS © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. ANATOMÍA QUIRÚRGICA La piel se compone de epidermis, dermis y anejos asociados. La capa más externa (la epidermis) es fina pero protectora; es especialmente fina en áreas con abundante pelaje y ligeramente más gruesa en áreas sin demasiado pelo. La epidermis más gruesa se encuentra en la nariz y en las almohadillas, donde está queratinizada. La epidermis es avascular, por lo que se nutre gracias al fluido que penetra desde capas más profundas y a los capilares cutáneos. La dermis, más gruesa y vascularizada, se encuentra más profunda que la epidermis, a la que nutre y sostiene. La dermis se compone de fibras colágenas, reticulares y elásticas envueltas en una matriz de mucopolisacáridos. En esta capa se encuentran fibroblastos, macrófagos, células plasmáticas y mastocitos. La dermis contiene vasos sanguíneos y linfáticos, nervios, folículos pilosos, glándulas, conductos y fibras musculares lisas. La hipodermis o subcutis se encuentra bajo la dermis. Los vasos musculocutáneos son los vasos que nutren de manera primaria la piel en las personas, simios y cerdos; sin embargo, los perros y otros animales de piel holgada carecen de vasos musculocutáneos. Los vasos musculocutáneos discurren perpendiculares a la superficie cutánea, mientras que los vasos que nutren la piel en perros y gatos discurren paralelos a la piel y son vasos cutáneos. Por esta razón algunas técnicas de injertos pediculados empleadas en humanos tienen una aplicación limitada en perros y gatos. Las arterias y venas terminales se ramifican directamente a partir de vasos cutáneos y forman el plexo subcutáneo (profundo), plexo cutáneo (medio) y plexo subpapilar (superficial). El plexo subcutáneo nutre a los folículos pilosos, a las glándulas tubulares, a la porción profunda de los conductos glandulares y a los músculos erectores pilosos. El plexo cutáneo nutre a las glándulas sebáceas y refuerza la red capilar alrededor de los folículos pilosos, conductos de las glándulas tubulares y músculos erectores pilosos. El plexo subpapilar se encuentra en la capa más externa de la dermis y sus arcos capilares nutren la epidermis. El sistema de arcos capilares está poco desarrollado en perros y gatos en comparación con los humanos y los cerdos, y por eso la piel de los perros no suele formar ampollas en caso de quemaduras superficiales. El plexo subcutáneo es de mayor importancia para la viabilidad de la piel. En las áreas donde se presenta un músculo panicular (cutáneo del tronco, músculo cutáneo del cuello, esfínter superficial del cuello, esfínter profundo del cuello, esfínter prepucial, músculos supramamarios), el plexo subcutáneo se encuentra tanto superficial como profundo a él. Por consiguiente, los cirujanos deben llegar hasta el plano fascial bajo la musculatura cutánea para preservar la integridad del plexo subcutáneo. En zonas con ausencia de panículo, como en las extremidades, el plexo subcutáneo transcurre por la superficie profunda de la dermis, por lo que se debe profundizar bien bajo la superficie dérmica. CICATRIZACIÓN La cicatrización es un proceso biológico que restaura la continuidad tisular después de una lesión. Es una combinación de procesos físicos, químicos y celulares que restaura el tejido herido o lo reemplaza por colágeno. La cicatrización comienza inmediatamente tras la lesión o incisión. Las cuatro fases de la cicatrización son inflamación, desbridamiento, reparación y maduración. La cicatrización es dinámica; varias fases ocurren simultáneamente. Los primeros 3-5 días son la fase de retraso de la cicatrización, ya que predominan la inflamación y el desbridamiento y la herida no logra una resistencia apreciable. La cicatrización está influenciada por factores del paciente, características de la herida y otros factores externos. Fases de la cicatrización Fase inflamatoria. La inflamación es una respuesta protectora de los tejidos que se inicia tras un daño. Esta fase se caracteriza por un aumento de la permeabilidad vascular, quimiotaxis de células circulatorias, liberación de citocinas y factores de crecimiento, y activación celular (macrófagos, neutrófilos, linfocitos y fibroblastos). La hemorragia limpia y rellena las heridas inmediatamente después de la lesión. Los vasos sanguíneos se contraen durante 5-10 minutos para limitar la hemorragia, pero después se dilatan y dejan pasar a la herida fibrinógeno y elementos coagulantes. La vasoconstricción está mediada por cate159 160 PARTE II Cirugía de tejidos blandos CUADRO 15-1 Factores de crecimiento importantes en la cicatrización BFGF EGF KGF PDGF TGF- y TGF- VEGF Factor Factor Factor Factor de de de de crecimiento crecimiento crecimiento crecimiento de fibroblastos básico epidérmico de queratinocitos plaquetario Factor de crecimiento transformador y Factor de crecimiento vascular endotelial colaminas, serotonina, bradicinina e histamina. El mecanismo de coagulación extrínseca se activa por la tromboplastina liberada por las células dañadas. La agregación plaquetaria y la coagulación sanguínea forman un coágulo que asegura la hemostasis y facilita la migración celular. Las plaquetas también liberan potentes quimiotáxicos y factores de crecimiento (epidérmico, plaquetario, factores de crecimiento transformantes y ) que son necesarios en posteriores fases de la cicatrización (v. cuadro 15-1). La fibrina y el trasudado plasmático rellenan la herida, localizando la inflamación y «pegando» los bordes de la herida. Los dímeros de fibronectina del coágulo se vuelven covalentes con la fibrina y con ellos mismos en presencia del factor XIII activado, formando una matriz extracelular provisional. Esta formación del coágulo sanguíneo estabiliza los bordes de la herida y limita la tensión de la herida. Además confiere una barrera inmediata frente a infecciones y pérdida de fluidos, y es un sustrato para la organización primaria de la herida. Las costras se forman cuando se seca el coágulo sanguíneo; ellas protegen la herida, previenen futuras hemorragias y permiten el proceso de cicatrización bajo su superficie. Las células de la fase inflamatoria como las plaquetas, los mastocitos y los macrófagos secretan factores de crecimiento y citocinas que inician y mantienen la fase proliferativa de la cicatrización. Los mediadores inflamatorios (es decir, histamina, serotonina, enzimas proteolíticas, cininas, prostaglandinas, complemento, enzimas lisosómicas, tromboxano y factores de crecimiento) producen la inflamación, que comienza justo después de la lesión y dura aproximadamente 5 días. Los leucocitos, que se filtran desde los vasos sanguíneos hasta la herida, inician la fase de desbridamiento. Fase de desbridamiento. Durante la fase de desbridamiento se forma en la herida un exudado compuesto de leucocitos, tejido muerto y fluidos de la herida. Los quimiotáxicos atraen a los neutrófilos y monocitos hacia las heridas (aproximadamente 6 y 12 horas tras la lesión, respectivamente), y se inicia el desbridamiento. Los neutrófilos se incrementan durante 2-3 días; previenen la infección y desbridan organismos y detritos mediante fagocitosis. Los neutrófilos en degeneración liberan enzimas y productos tóxicos por oxígeno, que destruyen bacterias, desbridados extracelulares y material necrótico, además de estimular a los monocitos. Los monocitos son esenciales para la cicatrización; los neutrófilos no. Los monocitos son células secretoras que sintetizan factores de crecimiento que participan en la formación tisular y en el remodelado. Los monocitos se convierten en macrófagos en la herida a las 24-48 horas. Los macrófagos secretan colagenasas que eliminan el tejido necrótico, bacterias y material extraño. Pueden unirse y formar células gigantes multinucleadas con funciones fagocíticas. Los macrófa- gos también secretan factores quimiotáxicos y de crecimiento. Los factores de crecimiento (es decir, factor de crecimiento plaquetario, factores de crecimiento transformantes y , factor de crecimiento fibroblástico e interleucina-1) pueden iniciar, mantener y coordinar la formación de tejido de granulación. Los factores quimiotáxicos (es decir, complemento, fragmentos de colágeno, endotoxinas bacterianas y productos de células inflamatorias) dirigen a los macrófagos hacia el tejido lesionado. Los macrófagos además reclutan células mesenquimatosas, estimulan la angiogénesis y modulan la producción matricial en las heridas. Las plaquetas liberan factores de crecimiento importantes para la actividad fibroblástica. Los linfocitos aparecen en la fase de desbridamiento más tarde que los neutrófilos y macrófagos. Los linfocitos secretan factores solubles que pueden estimular o inhibir la migración y la síntesis proteínica en otras células. Sin embargo, suelen mejorar el índice y calidad del tejido de reparación. A pesar de que la cicatrización se afecta seriamente cuando se suprime la función de los macrófagos, la neutropenia y la linfopenia no inhiben la cicatrización o el desarrollo de resistencia de la herida en heridas estériles. Fase de reparación. La fase de reparación suele comenzar 3-5údías tras la lesión. Los macrófagos estimulan la proliferación de ácido desoxirribonucleico (ADN) y fibroblastos. Las citocinas, junto con las moléculas de la matriz extracelular, estimulan la proliferación de fibroblastos en el tejido adyacente, expresan los receptores apropiados de integrina y migran hacia las heridas. Los fibroblastos están estimulados por el factor de crecimiento transformante para que produzcan fibronectina, lo que facilita la unión celular y el movimiento de los fibroblastos. El factor de crecimiento plaquetario y el factor de crecimiento fibroblástico también actúan. La presión de oxígeno tisular de aproximadamente 20úmmúHgunto j con la ligera acidez también estimulan la proliferación de fibroblastos y la síntesis de colágeno. Los fibroblastos se originan a partir de células mesenquimatosas indiferenciadas del tejido conjuntivo adyacente y migran hacia las heridas a lo largo de las fibras de fibrina. Los fibroblastos migran a la herida justo antes de la formación de nuevos capilares al final de la fase inflamatoria (2-3údías).Invaden la herida para sintetizar y depositar colágeno, elastina y proteoglicanos, que maduran para convertirse en tejido fibroso. La orientación inicial es improvisada, pero tras 5údías la et nsión en la herida hace que los fibroblastos, las fibras y los capilares se orienten paralelos a la incisión o al borde de la herida. La fibrina de la herida desaparece al depositarse el colágeno. La síntesis de colágeno se asocia a un incremento en la resistencia de la herida a la tensión. Cuando la herida madura se aprecia un incremento notable en el porcentaje de colágeno tipo I (maduro) con respecto al tipo III (inmaduro). El colágeno alcanza un máximo en las 2-3úsemanassiguientes a la lesión. Cuando aumenta el contenido en colágeno de la herida, disminuye el número de fibroblastos y por tanto la síntesis de colágeno, marcando el final de la fase de reparación. El intervalo fibroblástico de la cicatrización duraúde2 a 4úsemanas, dependiendo de la naturaleza de la herida. La migración y proliferación fibroblástica, la producción de colágeno y la formación de capilares está retrasada si hay ausencia de macrófagos. Los capilares invaden las heridas tras la migración de los fibroblastos durante el proceso de angiogénesis. La angiogénesis es compleja y depende de la interacción de la matriz extracelular con las citocinas que estimulan la migración y proliferación de células © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. CAPÍTULO 15 endoteliales. El estímulo para la angiogénesis probablemente incluye la producción por parte de los macrófagos de factores quimiotáxicos y mitogénicos para las células endoteliales, así como una menor tensión de oxígeno y un incremento del ácido láctico, que afectan a la producción de citocinas. El factor de crecimiento básico para fibroblastos y el factor de crecimiento endotelial son factores específicos para la angiogénesis. El nacimiento de capilares se origina a partir de vasos existentes, por medio de columnas de células endoteliales que migran hacia el lugar lesionado y que se unen con otros capilares incipientes o con vasos lesionados. Los nuevos capilares aumentan la tensión de oxígeno en las heridas, incrementando la fibroplasia. La actividad mitótica en las células mesenquimatosas adyacentes se incrementa cuando comienza el flujo sanguíneo a través de los nuevos capilares. Los canales linfáticos se desarrollan de forma similar a los capilares, pero más lentamente. El drenaje linfático de las heridas es escaso durante el inicio de la cicatrización. La combinación de nuevos capilares, fibroblastos y tejido fibroso forma un tejido de granulación carnoso, de color rojo vivo, de 3 a 5 días tras la lesión. El tejido de granulación se forma en cada borde de la herida a una velocidad de 0,4-1 mm/día. El tejido de granulación enfermo es blanquecino y tiene un alto contenido en tejido fibroso con escasos capilares. El tejido de granulación rellena los defectos de la herida y la protege. Aporta una barrera para la infección, una superficie para la migración epitelial y es una fuente de fibroblastos especiales (es decir, miofibroblastos), que son importantes en la contracción de la herida. Los miofibroblastos se cree que contienen proteínas (actina y miosina) que contribuyen a la contracción de la herida. Los miofibroblastos no se encuentran en el tejido normal, heridas incisas o aproximadas, o tejido adyacente a una herida en contracción. El epitelio es una importante barrera para la infección externa y para la pérdida de fluidos internos. La reparación epitelial incluye la movilización, migración, proliferación y diferenciación de células epiteliales. La epitelización comienza casi inmediatamente (24-48 horas) en heridas suturadas con una buena aposición de los bordes, ya que no existe ningún defecto que deba ser cubierto por tejido de granulación. La epitelización comienza en las heridas abiertas cuando se ha formado un tejido de granulación adecuado (normalmente a los 4-5 días). En heridas cutáneas parciales la migración epidérmica por la superficie de la herida comienza inmediatamente en los dos bordes de la herida y en los anexos epidérmicos, como los folículos pilosos y las glándulas sudoríparas. Las células epidérmicas de los bordes de las heridas sufren alteraciones fenotípicas que incluyen la retracción de los monofilamentos intracelulares y la disolución temporal de los desmosomas y hemidesmosomas, que permiten la migración de los queratinocitos bajo la escara hacia la unión entre el tejido necrótico que pueda quedar y la matriz extracelular del tejido conectivo viable. La dirección de migración de las células epidérmicas está determinada por las integrinas expresadas en la membrana de las células epidérmicas en migración. La chalona, glucoproteínas hidrosolubles de la epidermis, inhibe la mitosis epitelial en el tejido normal, pero está disminuida en las heridas, permitiendo la división celular a lo largo de los bordes de la herida y su migración a través del tejido de granulación. Otros factores de crecimiento secretados por las plaquetas, macrófagos y fibroblastos pueden actuar también. El incremento en la actividad mitótica de las células basales se produce ya en las primeras 24-48 horas tras la lesión. Cirugía del sistema tegumentario 161 La migración epitelial es aleatoria, pero está guiada por las fibras de colágeno. Las células epiteliales migrantes se agrandan, se aplanan y se hacen más móviles, perdiendo sus uniones con la membrana basal y con otras células epiteliales. Las células basales de los bordes de la herida desarrollan microvellosidades y extienden finos seudópodos sobre la superficie expuesta de los haces de colágeno. Desarrollan microfilamentos citoplasmáticos y fijan de forma selectiva anticuerpos antiactina y antimiosina. Las células epiteliales de las capas posteriores a estas células alteradas migran sobre ellas hasta que entran en contacto con la superficie de la herida. Las células continúan deslizándose hasta que toda la superficie de la herida está cubierta. Las células migrantes se mueven bajo la costra y producen colagenasa, que disuelve la base de la costra para liberarse de ella. El contacto con otras células epiteliales por todos los lados inhibe la migración de otras células (inhibición por contacto). Inicialmente el nuevo epitelio se compone sólo de una capa de células, pero se va engrosando progresivamente al formarse capas adicionales de células. Tras el establecimiento de una nueva membrana basal las células epiteliales se redondean, desarrollan mitosis y proliferan, recuperando la arquitectura normal del epitelio escamoso estratificado. Algunos folículos pilosos y glándulas sudoríparas pueden regenerarse, dependiendo de la profundidad de la lesión cutánea. La migración epitelial también ocurre a través de los hilos de sutura, lo cual puede originar reacciones de cuerpo extraño, abscesos estériles o escarificación en ellos. La epitelización sobre los hilos de sutura puede minimizarse retirando pronto las suturas. El nuevo epitelio suele verse 4-5 días tras la lesión. La epitelización es más rápida en un medio húmedo que en uno seco. No se produce sobre tejido inviable. La migración epitelial depende de la energía y de la tensión de oxígeno. La anoxia impide la migración epitelial y la mitosis, mientras que una terapia de oxígeno hiperbárico incrementa la migración. Los vendajes húmedo-seco (v. p. 186) desbridan el epitelio recién formado, retrasando la reepitelización. La contracción de la herida reduce el tamaño de la herida gracias a los fibroblastos, reorganización del colágeno en tejido de granulación y a la contracción de los miofibroblastos en los bordes de la herida. La contracción es simultánea a la granulación y epitelización, pero es independiente de la epitelización. La contracción de la herida precisa de una interacción compleja entre células, matriz extracelular y citocinas. Para el comienzo de la contracción es necesaria una significante invasión fibroblástica de la herida. La contracción mueve de forma centrípeta los bordes de la herida, y la herida reduce notablemente su tamaño en los 5-9 días tras la lesión. Durante la contracción de la herida la piel adyacente se estira (crecimiento intususceptivo) y la herida adquiere una apariencia estrellada. La contracción progresa a una velocidad aproximada de 0,6-0,8 mm/día. La contracción de la herida cesa cuando se encuentran los bordes de la herida, cuando la tensión es excesiva o cuando los miofibroblastos no son adecuados. La contracción de la herida está limitada si la piel adyacente a la herida está fija, es inelástica o está bajo tensión, y está inhibida si el desarrollo o función de los miofibroblastos se encuentran afectados. La contracción también puede verse inhibida por el empleo de antiinflamatorios esteroideos, fármacos antimicrotubulares y la aplicación tópica de relajantes de musculatura lisa. Si la contracción de la herida cesa antes de que el tejido de granulación esté cubierto, la epitelización puede continuar y cubrir la herida. Fase de maduración. La resistencia de la herida aumenta hasta su nivel máximo debido a los cambios en la cicatriz 162 PARTE II Cirugía de tejidos blandos durante la fase de maduración de la cicatrización. La maduración de la herida comienza una vez que el colágeno se ha depositado correctamente en la herida (17-20 días tras la lesión) y puede continuar durante años. La celularidad del tejido de granulación se reduce al morir las células. Por tanto, hay una reducción en el contenido de colágeno de la matriz extracelular. Las fibras de colágeno se remodelan, alterando su orientación y aumentando el entrecruzamiento, lo cual aumenta la resistencia de la herida. Las fibras se orientan a lo largo de las líneas de estrés. Las fibras con orientación funcional se engrosan. El colágeno tipo III disminuye progresivamente, y el tipo I se incrementa. Las fibras de colágeno sin orientación funcional son degradadas por enzimas proteolíticas (metaloproteinasas de la matriz) secretadas por macrófagos, células epiteliales, células endoteliales y fibroblastos de la matriz extracelular. El mayor incremento en la resistencia de la herida se produce entre los 7-14 días tras la lesión, cuando el colágeno se acumula rápidamente en la herida. La herida sólo adquiere un 20% de su resistencia final durante las primeras 3 semanas tras la lesión. Después se produce un incremento más lento en la resistencia, pero nunca se recupera la resistencia del tejido normal; sólo se recupera el 80% de la resistencia original. Cuando disminuye el número de capilares del tejido fibroso, la cicatriz se vuelve más pálida. Las cicatrices se vuelven, durante la maduración, menos celulares, más planas y blandas. La síntesis y lisis de colágeno se producen a la misma velocidad en las cicatrices en maduración. Cicatrización húmeda Un medio húmedo permite la cicatrización óptima. Los fluidos de la herida permanecen en la herida, manteniéndola húmeda. En un medio húmedo el desbridamiento es más rápido y selectivo, se promueve la formación de tejido de granulación y la epitelización es más rápida. La permanencia de los fluidos de la herida fomenta el desbridamiento autolítico por enzimas endógenas, que destruye el tejido necrótico pero no el sano. El desbridamiento autolítico se produce en las primeras 72-96 horas bajo un vendaje oclusivo. La fagocitosis de los leucocitos disminuye la carga bacteriana y elimina el tejido necrótico. Los leucocitos migran mejor en un medio húmedo. Además los fluidos de la herida contienen citocinas y factores de crecimiento que estimulan el tejido de granulación, la angiogénesis y la reepitelización. Los factores quimiotáxicos del fluido atraen a los neutrófilos y macrófagos, que secretan adicionalmente enzimas, citocinas y factores de crecimiento. Las heridas húmedas limitan la infección por la mayor presencia de leucocitos en la herida, hay una mayor fagocitosis y un menor pH. No se forman costras en la cicatrización húmeda; por tanto, los leucocitos no quedan atrapados en la costra y los medicamentos tópicos penetran mejor en la herida. Si el animal recibe antibioterapia sistémica los fluidos de la herida contienen antibióticos, que ayudarán a prevenir o controlar la infección. La menor tensión de oxígeno bajo un vendaje oclusivo estimula la actividad de los macrófagos, la proliferación de fibroblastos y el crecimiento de capilares. La velocidad de epitelización de las heridas mantenidas húmedas con vendajes oclusivos es el doble que en las heridas expuestas al aire. Las células epiteliales migrar más rápidamente en ambientes húmedos; en las heridas expuestas al aire las células epidérmicas tienen que migrar bajo una costra y dermis desvitalizada para alcanzar su destino. Los vendajes hidrófilos, oclusivos o semioclusivos, ayudan a mantener la herida húmeda y caliente. El aumento de temperatura mejora la actividad enzimática. Una herida húmeda es menos dolorosa y pruriginosa, los tejidos no se secan y la formación de la costra es menor. Las desventajas potenciales de la cicatrización húmeda incluyen colonización bacteriana (no infección) de la superficie de la herida, foliculitis y maceración de los bordes de la herida. Factores del hospedador que afectan a la cicatrización Los animales mayores tienden a cicatrizar más lentamente, probablemente debido a patologías concurrentes o debilitación. Los animales malnutridos o con concentración de proteínas séricas inferior a 1,5-2 g/dL pueden tener una cicatrización retrasada y una menor resistencia de la herida. Las hepatopatías pueden ocasionar deficiencias en factores de coagulación. El hiperadrenocorticismo retrasa la cicatrización debido al incremento de glucocorticoesteroides circulantes. En animales con diabetes mellitus la cicatrización está retardada y hay predisposición a infección de la herida. La uremia en los primeros 5 días tras la lesión inhibe la cicatrización porque altera el sistema enzimático, las vías bioquímicas y el metabolismo celular. La obesidad se asocia a una mayor incidencia de infecciones de heridas quirúrgicas en los seres humanos. El riesgo de infecciones posquirúrgicas en perros y gatos se incrementa con el aumento de la duración de la anestesia (Beal y cols., 2000). Los gatos cicatrizan de forma diferente a los perros. Las heridas suturadas en gatos sólo tienen la mitad de fuerza a los 7 días de cicatrización que en los perros (Bohling y cols., 2004). Las heridas de los gatos que cicatrizan por segunda intención curan más lentamente; producen menos tejido de granulación y este se situa más periférico; y curan más por contracción de los bordes de la herida que en los perros (Bohling y cols., 2004). Características de la herida que afectan a la cicatrización Las superficies intactas, como el periostio, fascia, tendón y vaina nerviosa, no sostienen al tejido de granulación, por lo que la exposición de estas superficies ralentiza la cicatrización. La fenestración o el taladrado de orificios en la cortical de los huesos expuestos, mejoran la granulación gracias a la liberación de diversos factores, entre ellos osteogénicos. La presencia de cuerpos extraños en las heridas (p. ej., suciedad, detritos, suturas e implantes quirúrgicos) puede causar una reacción inflamatoria intensa que interfiere con la cicatrización normal. La liberación de enzimas para degradar los cuerpos extraños destruye la matriz de la herida, prolonga la inflamación y retrasa la fase fibroblástica de la reparación tisular. La tierra puede contener infección, potenciando factores que inhiben a los antibióticos, leucocitos y anticuerpos. La exposición de la herida a los antisépticos retrasa la cicatrización y puede predisponer a infecciones. El calor (30 °C) permite una cicatrización más rápida y con mayor resistencia a la tensión que la temperatura ambiente. Una herida húmeda promueve el reclutamiento de defensas vitales y células, mejorando la cicatrización. Los vendajes ayudan a mantener la herida caliente y húmeda. Las heridas (incisiones) producidas por instrumentos quirúrgicos afilados curan más rápidamente y con menos necrosis en los bordes de la herida que aquellas producidas por tijeras, bisturí eléctrico o láser. La infección de la herida interfiere con la fase de reparación. Los tejidos contaminados se infectan si las bacterias invasivas se multiplican © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. CAPÍTULO 15 hasta 105 organismos por gramo de tejido. El desarrollo de la infección en la herida depende del grado de trauma tisular, presencia de material extraño, retraso entre lesión y tratamiento y efectividad de las defensas del hospedador. Las toxinas bacterianas y los infiltrados inflamatorios asociados producen necrosis celular y trombosis vascular. Los exudados de la herida pueden separar capas tisulares y por tanto retrasar la cicatrización. La inflamación producida por la infección compromete la vascularización, causando necrosis adicional. La cicatrización depende del aporte sanguíneo, que aporta a las células oxígeno y sustratos metabólicos. La inhibición del aporte sanguíneo debida a traumatismo, vendajes compresivos o movimiento de la herida ralentiza la cicatrización. Los macrófagos resisten la hipoxia, pero la epitelización y la síntesis de proteínas por los fibroblastos dependen del oxígeno. La síntesis de colágeno requiere una presión parcial de oxígeno (Po2) de 20 mm Hg. La terapia con oxígeno hiperbárico aumenta el oxígeno tisular y la herida gana en resistencia con mayor rapidez. La acumulación de líquido en espacios muertos retrasa la cicatrización porque el medio hipóxico del líquido del seroma inhibe la migración de células de reparación hacia la herida. El líquido inhibe de forma mecánica la adhesión de injertos o colgajos al lecho de la herida. El reclutamiento, proliferación y función celular de la cicatrización están controlados por factores del crecimiento, proteínas sintetizadas y liberadas por células implicadas en la cicatrización. Se han identificado numerosos factores de cicatrización, incluyendo el factor de crecimiento plaquetario, el factor de crecimiento epidérmico, el factor de crecimiento fibroblástico y factores de crecimiento transformantes. Los factores de crecimiento plaquetarios se encuentran en gránulos, por lo que los macrófagos tienen que ser estimulados para sintetizar y liberar factores de crecimiento. Las fibronectinas son glucoproteínas críticas para la cicatrización. Estimulan la unión y migración celular y se encuentran en forma soluble en la matriz del tejido conectivo. Los macrófagos, el endotelio, los fibroblastos y el epitelio sintetizan y liberan fibronectina. La fibronectina del coágulo puede ayudar a la migración inicial de elementos celulares (macrófagos y epitelio) en la herida. La fibronectina une componentes de la pared bacteriana, colágeno, actina, trombospondina, heparán sulfato, ácido hialurónico, fibrina, receptores de superficies celulares y otras moléculas de fibronectina. La fibronectina también puede ser importante para crear una primera matriz para la cicatrización y para unir componentes celulares y matriciales durante la cicatrización. La fibronectina disminuye en la herida cuando la cicatrización se está completando. Los proteoglicanos también son importantes en todas las fases de la cicatrización. La matriz durante la migración celular contiene concentraciones elevadas de glucosaminoglicanos no sulfatados (es decir, hialuronatos). Cuando progresa la maduración de la herida aparecen más glucosaminoglicanos sulfatados (es decir, condroitín sulfato y heparán sulfato). Factores externos que afectan a la cicatrización La radioterapia y algunos fármacos retrasan la cicatrización. Los corticoesteroides deprimen todas las fases de la cicatrización e incrementan la posibilidad de infección. Los antiinflamatorios suprimen la inflamación, pero tienen poco efecto en la resisten- Cirugía del sistema tegumentario 163 CUADRO 15-2 Fundamentos en el tratamiento de heridas Cubra la herida temporalmente para prevenir un mayor traumatismo y contaminación. Asista al animal traumatizado y estabilice su estado. Rasure y prepare de forma aséptica la región circundante a la herida. Cultive muestras de la herida. Desbride el tejido muerto y elimine de la herida detritos extraños. Lave la herida a conciencia. Proporcione un drenaje a la herida. Promueva la cicatrización estabilizando y protegiendo la herida limpia. Realice un cierre apropiado de la herida. cia de la herida. La aspirina puede retrasar la coagulación sanguínea. Algunos quimioterápicos (p. ej., ciclofosfamida, metotrexato y doxorrubicina) inhiben la cicatrización. La radioterapia puede inhibir fuertemente la cicatrización, dependiendo de la dosis y del tiempo de exposición en relación con el tiempo de la lesión; reduce la cantidad de vasos sanguíneos, afecta a la maduración del colágeno e incrementa la fibrosis dérmica. Por eso los quimioterápicos y la radioterapia deberían evitarse durante 2 semanas tras intervenciones quirúrgicas. La vitamina A, la vitamina E y el aloe vera pueden mejorar la cicatrización de heridas irradiadas. La exposición a campos magnéticos pico-tesla mejora la resistencia de heridas suturadas y acelera la contracción de heridas abiertas en ratas (Trostel y cols., 2003). La terapia con oxígeno hiperbárico disuelve oxígeno en el plasma, lo cual estimula el crecimiento de nuevos capilares; por eso puede ser útil en el tratamiento de heridas isquémicas. La ecografía y la fototerapia (láser de baja potencia) acortan la fase inflamatoria de la cicatrización y aumentan la liberación de factores que estimulan el período proliferativo de la reparación. El empleo de vendajes con presión subatmosférica controlada elimina el fluido intersticial, lo cual permite la descompresión tisular, colabora a la eliminación de detritos tisulares y promueve la cicatrización (v. p. 173). TRATAMIENTO DE HERIDAS ABIERTAS O SUPERFICIALES Las heridas deben cubrirse con un vendaje limpio y seco inmediatamente tras la lesión o cuando el animal sea traído para ser tratado, con el fin de evitar contaminaciones y hemorragias (v. cuadro 15-2). Las lesiones que pongan en peligro la vida deben ser tratadas y el animal estabilizado antes de realizar un tratamiento de las heridas. Si resulta apropiado durante la estabilización, se debe retirar el vendaje para evaluar la herida y clasificarla como contaminada o infectada, abrasión, laceración, avulsión, punción, contusa o por quemadura. El «período de oro» son las primeras 6-8 horas entre la contaminación de la herida por la lesión y una multiplicación bacteriana superior a 105 organismos por gramo de tejido. Una herida se clasifica como infectada en vez de contaminada cuando el número de bacterias supera 105 organismos por gramo de tejido. Las heridas infectadas suelen estar sucias y cubiertas por un exudado espeso y viscoso. 164 PARTE II Cirugía de tejidos blandos Las abrasiones son superficiales y conllevan la destrucción de la piel a diversa profundidad debido a la fricción con objetos no afilados o por fuerzas en cizalla. Las abrasiones son sensibles a la presión o contacto y el sangrado es mínimo. Una laceración se debe a un desgarro que daña la piel y el tejido subyacente. Las laceraciones pueden ser superficiales o profundas y tienen bordes irregulares. Las heridas por avulsión se caracterizan por el desgarramiento de tejidos por su lugar de unión y la formación de colgajos cutáneos. Las lesiones por avulsión en las extremidades con abundante pérdida de piel se denominan lesiones por desguante (degloving en inglés, es una lesión por avulsión de la piel). Una herida penetrante o por punción se debe a un proyectil u objeto afilado, como un cuchillo, perdigón o diente. La profundidad y extensión de la herida depende de la velocidad y tamaño del objeto que crea la herida. La extensión de tejido dañado es directamente proporcional a la velocidad del proyectil. Pueden incrustarse en la herida fragmentos de pelo, piel y detritos. Las lesiones por aplastamiento pueden deberse a combinaciones de otros tipos de heridas con mayor daño y contusión de la piel de los tejidos más profundos. Las quemaduras pueden afectar a todo el grosor de la piel o a una parte, y pueden deberse a calor o a sustancias químicas (v. p. 228). Las heridas con menos de 6-8 horas de antigüedad, con traumatismo y contaminación mínimos, se tratan con lavado, desbridamiento y cierre primario. En general, cuanto antes comience el tratamiento, mejor será el pronóstico. Las heridas penetrantes no deben ser cerradas sin una previa exploración quirúrgica. Las heridas con traumatismo y contaminación severos, las heridas con más de 6-8 horas o las heridas infectadas deben tratarse como heridas abiertas, para permitir el desbridamiento y la reducción de la carga bacteriana. La mayoría de las heridas se aproximan cuando la infección ha sido controlada; sin embargo, algunas heridas cicatrizan por contracción y epitelización (cicatrización por segunda intención). Con frecuencia se requiere anestesia para la primera inspección y cuidados de la herida. El objetivo del tratamiento de la herida abierta es convertir la herida abierta y contaminada en una herida quirúrgicamente limpia, que puede ser cerrada. Son esenciales una técnica aséptica, una manipulación cuidadosa de los tejidos y hemostasia. Las heridas con contaminación severa o infectadas deben cultivarse tras una inspección inicial. El área adyacente a la herida debe ser rasurada ampliamente y preparada. La herida puede protegerse del pelo rasurado y detergentes aplicando un lubricante hidrosoluble estéril (gel K-Y) o colocando esponjas empapadas con solución salina en la herida y cubriéndolas con una almohadilla o toalla estéril. Como alternativa se puede cerrar temporalmente la herida con suturas, pinzas para paños quirúrgicos, grapas o pinzas de Michel. El pelo de los márgenes de la herida debe rasurarse con tijeras impregnadas en un aceite mineral para prevenir que el pelo caiga en la herida. Los jabones dérmicos de povidona yodada o gluconato de clorhexidina se emplean para preparar la piel rasurada. Los detergentes de los jabones cutáneos son irritantes, tóxicos y dolorosos en el tejido expuesto y pueden potenciar la infección de la herida. El alcohol mata y fija el tejido expuesto por contacto y sólo debe emplearse en piel intacta. El tratamiento inicial de la herida comienza con la eliminación de los grandes contaminantes y con un lavado copioso a base de una solución electrolítica equilibrada, solución salina estéril o agua del grifo caliente (500-1000 mL) (v. tabla 15-1). El suero fisiológico estéril o una solución electrolítica equilibrada (lactato de Ringer) son los líquidos preferidos para el lavado. El agua del grifo es efectiva y produce menos perjuicios que el agua destilada o estéril, si bien puede ocasionar cierto daño tisular por hipotonía (tumefacción celular y mitocondrial). El lavado de la herida reduce la carga bacteriana de forma mecánica, soltando y arrastrando las bacterias y los detritos necróticos asociados. El lavado puede verse facilitado con el empleo de limpiadores para heridas no citotóxicos (p. ej., Constant Clens; Kendall). En general estos limpiadores se aplican para soltar detritos y ablandar el tejido necrótico durante los cambios de vendaje; actúan como surfactantes, rompiendo las uniones iónicas de las partículas y organismos con la herida, y permitiendo que sean arrastrados con suero fisiológico o solución electrolítica equilibrada. Sin embargo, no es preciso el lavado tras la aplicación. Los antibióticos o antisépticos (p. ej., clorhexidina o povidona yodada; v. p. 169) en la solución de lavado reducen la carga bacteriana; sin embargo, estos agentes pueden ocasionar daño tisular. Los antisépticos tienen poco efecto sobre las bacterias en infecciones establecidas. Es preferible lavar a frotar la herida con esponjas. Las esponjas dañan el tejido, disminuyendo la capacidad de la herida para resistir a la infección, y permiten a las bacterias residuales que provoquen una respuesta inflamatoria. Las bacterias se eliminan de manera efectiva de la superficie de la herida mediante un lavado a presión empleando una jeringuilla de 35-60 mL y una aguja de 18 gauges, lo cual genera aproximadamente una presión de 7-8 psi (0,048-0,055 MPa). La jeringuilla puede conectarse a una bolsa con líquido mediante una llave de tres pasos y un sistema intravenoso para facilitar el rellenado. Las presiones altas (70 psi o 0,48 MPa) generadas por instrumentos de lavado pulsátiles (es decir, Water Pik [Teledyne], Surgilav o Pulsavac) son más efectivas para reducir la carga bacteriana y eliminar detritos extraños y material necrótico, pero puede introducir bacterias y detritos en planos tisulares, dañar el tejido subyacente y reducir la resistencia a la infección. Las peras de goma no generan presión suficiente para eliminar las bacterias y detritos de forma adecuada. Desbridamiento La cicatrización se retrasa si hay tejido necrótico en la herida. El tejido desvitalizado se elimina de la herida mediante el desbridamiento. El desbridamiento incluye la retirada de tejido muerto o dañado, cuerpos extraños y microorganismos que comprometan los mecanismos locales de defensa y retrasen la cicatrización. La finalidad del desbridamiento es obtener unos bordes y un lecho de herida limpios y frescos que permitan un cierre primario. El tejido desvitalizado se elimina mediante escisión quirúrgica, mecanismos autolíticos, enzimas, vendajes húmedo-seco (v. p. 186) o métodos bioquirúrgicos. La extensión del tejido desvitalizado suele ser obvia en las primeras 48 horas tras la lesión. Desbridamiento quirúrgico. El tejido desvitalizado debe ser escindido quirúrgicamente por capas, comenzando por la superficie y continuando hacia capas más profundas. Puede realizarse mediante disección aguda, electrocirugía o láser. Deben preservarse los huesos, tendones, nervios y vasos, pero deben eliminarse los secuestros óseos porque pueden inhibir la granulación completa de la herida (especialmente en CAPÍTULO 15 Cirugía del sistema tegumentario 165 TABLA 15-1 © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Sugerencia de limpiadores de heridas LIMPIADOR VENTAJA DESVENTAJA Limpiadores comerciales: Constant Clens (el mejor) El surfactante rompe las uniones entre cuerpos extraños y la herida Conveniente La mayoría de los surfactantes iónicos y muchos no iónicos han demostrado ser tóxicos para las células, retrasando la cicatrización e inhibiendo los mecanismos de defensa de la herida Caro Agua corriente Disponibilidad Barata Facilidad de aplicación Hipotónica Trazas de elementos citotóxicos No antimicrobiana Solución electrolítica equilibrada: solución de lactato de Ringer (LRS) Normosol Isotónicas Poco citotóxicas No antimicrobianas Suero fisiológico (0,9%) Isotónico Ligeramente más ácido que LRS No antimicrobiano Clorhexidina 0,05% (1 parte de la solución comercial cada 40 partes de agua estéril o LRS) o (5 25 mL de la solución comercial por litro) Amplio espectro antimicrobiano Buena actividad residual No se inactiva por materia orgánica Precipita en soluciones electrolíticas Concentraciones mayores son citotóxicas y pueden ralentizar la formación de tejido de granulación Proteus, Pseudomonas y Candida son resistentes Toxicidad corneal Clorhexidina 0,05% con Tris EDTA Facilita la destrucción de bacterias por lisozimas, antisépticos y antibióticos. Lisis rápida de P. aeruginosa, E. coli y Proteus vulgaris Incrementa la efectividad de los antimicrobianos aproximadamente 1000 veces Precipita en soluciones electrolíticas Concentraciones mayores son citotóxicas y pueden ralentizar la formación de tejido de granulación Toxicidad corneal Povidona yodada 0,1% (1 parte de solución comercial cada 100 partes de LRS) o (510 mL de solución comercial cada 100 mL de LRS) Amplio espectro antimicrobiano Se inactiva por la materia orgánica Actividad residual limitada Citotóxica a concentraciones mayores al 1% Hipersensibilidad por contacto Alteraciones tiroideas si se absorbe lesiones por avulsión metacarpianas y metatarsianas) y predisponer a infecciones. El músculo debe desbridarse hasta que sangre y se contraiga con estímulos apropiados. La grasa contaminada debe escindirse porque se desvasculariza fácilmente y acumula bacterias, pero los vasos cutáneos deben mantenerse para que la piel sea viable. Como alternativa se puede escindir en bloque la herida completa, si existe suficiente tejido adyacente sano y se pueden preservar las estructuras vitales. El riesgo del desbridamiento quirúrgico consiste en eliminar una cantidad excesiva de tejido que pueda ser viable. En las heridas penetrantes o punzantes puede ser necesario ampliar la herida para evaluar la existencia de lesiones y permitir el desbridamiento. La electrocirugía o un láser de dióxido de carbono de alta potencia pueden ser igual de efectivos que el desbridamiento agudo del tejido desvitalizado. Tienen la ventaja de que producen simultáneamente hemostasia, que ayuda a prevenir el desbridamiento de tejido desvitalizado. La terapia con láser de baja potencia parece que estimula la cicatrización en heridas crónicas, ya que acorta la fase inflamatoria y aumenta la liberación de factores que estimulan la fase proliferativa de la reparación. Los efectos más significativos son un incremento del depósito de colágeno y células endoteliales, así como proliferación de fibroblastos y miofibroblastos. El desbridamiento quirúrgico de tejido obviamente desvitalizado se suele combinar con el desbridamiento autolítico para eliminar superficies contaminadas y tejido de viabilidad cuestionable. Tras el desbridamiento quirúrgico las heridas suelen tratarse como heridas abiertas con apósitos hidrófilos y vendajes. Es importante para la cicatrización proveer a la herida de un buen drenaje y de un lecho vascular viable. La herida debe cerrarse cuando tenga una apariencia saludable o cuando se haya formado un lecho de tejido de granulación, a menos que se anticipe el cierre de la herida por contracción y epitelización. Desbridamiento autolítico. El desbridamiento autolítico suele preferirse al desbridamiento quirúrgico en heridas con una viabilidad tisular cuestionable. El desbridamiento autolítico se consigue manteniendo un medio húmedo con 166 PARTE II Cirugía de tejidos blandos vendajes hidrófilos oclusivos o semioclusivos (v. pp. 176-188), que permite la permanencia de exudados o fluidos de la herida, que contienen enzimas y factores de crecimiento. El mantenimiento de las enzimas en la herida permite el desbridamiento. Desbridamiento enzimático. Los agentes de desbridamiento enzimáticos se emplean junto con el lavado de la herida y el desbridamiento quirúrgico. Son beneficiosos en pacientes con riesgo anestésico o cuando el desbridamiento quirúrgico puede dañar tejido sano necesario para la reconstrucción. Los agentes enzimáticos eliminan el tejido necrótico y licuan los coágulos y las películas bacterianas, permitiendo un mejor contacto entre los antibióticos y las heridas, y mejorando la exposición para el desarrollo de la inmunidad celular y humoral; no dañan el tejido vivo si se usan de forma apropiada. Las heridas por quemadura, el hueso necrótico y el tejido conectivo no son digeridos por las enzimas disponibles. Las enzimas tienen que permanecer en contacto con la herida un tiempo determinado para producir el efecto deseado. Puede producirse una irritación tisular local con el empleo de enzimas. Uno de los agentes de desbridamiento enzimático contiene tripsina pancreática, bálsamo de Perú y aceite de castor. La tripsina desbrida y licua la proteína, pero puede ocasionar inflamación local y reacciones pirógenas; el bálsamo de Perú estimula el lecho capilar para aumentar la circulación en la herida; el aceite de castor mejora la epitelización reduciendo la desecación y cornificación epitelial. Otro de estos agentes en pomada, contiene una proteasa de Bacillus subtilis como enzima desbridante. También se encuentra en el mercado un medicamento para hemorroides que se ha compuesto tradicionalmente de un extracto vivo hidrosoluble de levadura (levadura de cerveza, Saccharomyces cerevisiae) y que se ha empleado en ocasiones en heridas en granulación. Estimula el consumo de oxígeno, la angiogénesis, la epitelización y la síntesis de colágeno en heridas y se ha denominado el factor de respiración de las heridas. Este derivado vivo de levadura se recomienda en heridas con un tejido de granulación sano y en la fase proliferativa de la reparación. Algunas fórmulas de este último preparado ya no tienen extracto vivo de levadura. La colagenasa, la urea-papaína, la papaína, urea y clorofilina son otras enzimas efectivas que suelen emplearse para desbridar heridas por quemaduras. Desbridamiento con vendaje. Los vendajes que se secan en la superficie de la herida, como los vendajes húmedo-seco o seco-seco, se adhieren a la superficie de la herida y tiran de los detritos y de las capas superficiales de la herida cuando se retiran. El desbridamiento no es selectivo y se elimina tejido sano junto con el tejido necrótico y los detritos. Esta técnica es peor que el desbridamiento enzimático con colagenasa y fibrinolisina. Los avances en las técnicas veterinarias han hecho que esta técnica esté pasada de moda y esté contraindicada, especialmente durante la etapa proliferativa de la cicatrización. Desbridamiento bioquirúrgico. La terapia con larvas usando larvas de mosca corónida verde (Lucilia sericata) desbrida la herida porque las larvas secretan enzimas digestivas proteolíticas sobre la herida. Se crían larvas medicinales estériles específicamente para biocirugía. Una sola larva puede consumir hasta 75 mg de tejido necrótico al día. Requieren una temperatura óptima, una fuente de oxígeno y una herida húmeda. La terapia con larvas se adapta mejor a heridas necróticas, infecta- das o crónicas que no cicatrizan. Las larvas eliminan tejido necrótico, desinfectan la herida y promueven la formación de tejido de granulación. Las larvas medicinales se aplican sobre la herida con una densidad de cinco a ocho larvas por centímetro cuadrado. Se realiza un agujero en un apósito hidrocoloidal autoadhesivo con el tamaño de la herida. Este apósito se aplica sobre la herida para evitar que las larvas se arrastren hacia la piel intacta y para absorber las secreciones de la herida. Se tapa el apósito para que las larvas permanezcan en la herida, cambiando las capas absorbentes cuando sea necesario. Las larvas suelen aplicarse en dos ciclos de 48 horas a la semana. ANTIBIÓTICOS El empleo selectivo de antibióticos puede ayudar a prevenir o controlar infecciones del tegumento tras lesiones o cirugías. Las heridas no contaminadas o con contaminación mínima, con menos de 6-8 horas de antigüedad, pueden limpiarse y cerrarse o tratarse sin antibióticos. Las heridas con contaminación severa, aplastadas y/o infectadas, o heridas con más de 6-8 horas de antigüedad, se benefician de la antibioterapia. Las heridas contaminadas y las que tienen una infección establecida deben cultivarse antes de administrar antibióticos, de forma que la selección de los antibióticos se base en el cultivo y en las pruebas de susceptibilidad. Es ideal realizar un recuento de carga bacteriana antes de colocar injertos o colgajos sobre tejidos de granulación. La reconstrucción debe retrasarse si los recuentos bacterianos son mayores a 105 organismos por gramo de tejido. La antibioterapia sistémica debe aplicarse si hay un alto riesgo de bacteriemia o diseminación de la infección. Debe administrarse un antibiótico de amplio espectro mientras que se esperan los resultados del cultivo. Debe haber un adecuado nivel de antibiótico en sangre en el momento de la cirugía cuando se emplean de forma profiláctica para limpiar procedimientos contaminados. La antibioterapia profiláctica debe aplicarse preferiblemente vía intravenosa cuando se induce la anestesia (v. capítulo 10). La contaminación ocurrida durante la cirugía se limita a la flora cutánea del paciente; por ello deben seleccionarse fármacos efectivos frente a la flora cutánea grampositiva, especialmente estafilococos (v. p. 87) (p. ej., cefazolina 22 mg/kg intravenosa). MEDICACIONES TÓPICAS PARA HERIDAS Antimicrobianos y antibióticos tópicos Los agentes antimicrobianos y los antibióticos eliminan o reducen el número de microorganismos que destruyen el tejido en la herida. En las heridas abiertas se prefieren los antibióticos tópicos a los sistémicos. Las heridas con contaminación moderada o ligera no se benefician de la combinación de antibioterapia tópica y sistémica; sin embargo, la combinación es ventajosa en heridas muy contaminadas. Los antibióticos aplicados en las primeras 1-3 horas tras la contaminación suelen prevenir la infección. Los beneficios de la antibioterapia tópica deben superar a los efectos citotóxicos. Los antibióticos que se emplean de forma efectiva en pomadas o adicionados al líquido de lavado son penicilina, ampicilina, carbenicilina, tetraciclina, kanamicina, neomicina, bacitracina, polimixina y cefalosporinas. Una vez establecida la infección los antibióticos tópicos y sistémicos no tienen ningún efecto para prevenir la supuración de heridas que se han cerrado. Los coágulos de la herida evitan © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. CAPÍTULO 15 que los antibióticos lleguen a niveles efectivos en tejidos profundos y también evitan que los antibióticos sistémicos alcancen las bacterias superficiales. Estas heridas deben ser desbridadas para permitir el acceso de los antimicrobianos a las bacterias. Las ventajas de los antibióticos tópicos frente a los antisépticos incluyen toxicidad bacteriana selectiva, eficacia en presencia de materia orgánica y efecto combinado con antibióticos sistémicos. Las desventajas incluyen precio, espectro antimicrobiano más limitado, posibilidad de resistencia bacteriana, creación de «superinfecciones», toxicidad local o sistémica, hipersensibilidad e incremento de infecciones nosocomiales. Las soluciones de antibióticos se prefieren a las pomadas y polvos. Las pomadas liberan los antibióticos lentamente y pueden ser oclusivas, incrementando el crecimiento de bacterias anaerobias. Los polvos actúan como cuerpo extraño y no deben emplearse. Pomada triple antibiótica. La pomada triple antibiótica (bacitracina, neomicina, polimixina) es efectiva frente a un amplio espectro de bacterias patógenas que suelen infectar las heridas superficiales de la piel. Sin embargo, su eficacia frente a pseudomonas es pobre. La cinc bacitracina es responsable de un incremento de la reepitelización de las heridas, pero puede retrasar la contracción de la herida. Como estos fármacos tienen una escasa absorción la toxicosis sistémica (nefrotoxicidad, ototoxicidad, neurotoxicidad) es rara. La pomada es más efectiva para prevenir una infección que para tratarla. Sulfadiacina argéntica. La sulfadiacina argéntica en crema hidrosoluble al 1% es efectiva frente a bacterias grampositivas y gramnegativas y frente a muchos hongos. Además sirve como barrera antimicrobiana, penetra en el tejido necrótico y potencia la epitelización de la herida. Es el fármaco de elección para el tratamiento de heridas por quemadura. Se ha demostrado in vitro una toxicidad para los queratinocitos y fibroblastos humanos e inhibición de las células polimorfonucleadas y linfocitos. Estos efectos retardantes de la cicatrización se revierten cuando se combina con aloe vera. Está disponible un hidrogel de liberación lenta en pomada o apósito. Las pomadas son efectivas durante 3 días, mientras que los apósitos se mantienen durante 7 días. Sólo se libera una pequeña cantidad de plata, lentamente, durante un período prolongado, reduciendo los efectos citotóxicos de la plata iónica y evitando que manche, irrite o sensibilice a la vez que mantiene los efectos antimicrobianos. Estos productos son además hidrófilos, por lo que colaboran a mantener un ambiente húmedo y a absorber exudados. Nitrofurazona. La nitrofurazona tiene propiedades hidrófilas y un amplio espectro antibacteriano. Tiene poco efecto frente a Pseudomonas spp. Su base de polietileno le confiere propiedades hidrófilas, permitiendo la obtención de líquido corporal para la herida, lo cual colabora en la disolución de exudados para que puedan ser absorbidos por el vendaje. La nitrofurazona retrasa la epitelización de la herida. Pierde parte de su efecto antimicrobiano en presencia de materia orgánica. Sulfato de gentamicina. El sulfato de gentamicina se presenta en pomada al 1% y en polvo (Garamycin), pero son preferibles las soluciones. Los productos con una base de crema aceite en agua retrasan la contracción y epitelización de la heri- Cirugía del sistema tegumentario 167 da. Es especialmente efectiva en el control del crecimiento de bacterias gramnegativas (Pseudomonas spp., Escherichia coli, género Proteus). Se usa con frecuencia antes y después de los injertos y en heridas que no han respondido a la pomada triple antibiótica. La gentamicina en crema aceite en agua puede inhibir al comienzo la contracción y epitelización de la herida. Sin embargo, la gentamicina en solución isotónica no inhibe la contracción y mejora la epitelización. Cefazolina. La cefazolina es un antimicrobiano efectivo frente a organismos gramnegativos y algunos grampositivos. La cefazolina tópica (la dosis combinada tópica y sistémica no debe exceder los 22 mg/kg) aporta altos niveles de antibiótico en el fluido de la herida. La concentración mínima inhibitoria del fármaco se mantiene más tiempo en las heridas cuando se aplica vía tópica que cuando se aplica vía sistémica. La cefazolina vía tópica tiene una biodisponibilidad del 95% y se absorbe rápidamente; por ello los niveles sistémicos igualan a los niveles del líquido de la herida en 1 hora. Mafenida. La mafenida (hidrocloruro o acetato) es un compuesto sulfamídico tópico disponible en forma de espray acuoso. Actúa frente a bacterias gramnegativas, incluidas Pseudomonas y Clostridium, y es particularmente útil en heridas con contaminación severa. Otros agentes tópicos Los agentes antiinflamatorios se emplean para evitar un daño inflamatorio progresivo. Los esteroides tópicos pueden inhibir la epitelización, la contracción de la herida y la angiogénesis. La producción de un tejido de granulación exuberante puede reducirse con una o dos aplicaciones de corticoesteroides. Los anestésicos tópicos pueden ser útiles para reducir el dolor. La lidocaína o la bupivacaína aplicadas vía tópica reducen el dolor traumático y posquirúrgico y pueden disminuir la necesidad de analgésicos sistémicos. Los agentes hidrófilos producen difusión de fluidos a través del tejido de la herida hacia la superficie y el vendaje. Diluyen los coágulos y detritos tenaces de la superficie de la herida y permiten una mejor absorción. Copos de copolimero, dextranomero y maltodextrina NF son agentes hidrófilos que absorben fluidos de la herida con una mínima reacción tisular. Una combinación de ácidos orgánicos a base de ácido málico, benzoico y salicílico mejora la absorción de fluido por el tejido desvitalizado, mejorando su separación de las heridas. El tejido sano subyacente no se daña, y el pH de 2,8 frena el crecimiento microbiano. Los copolímeros de amilopectina hidroxietilada es un producto similar que se usa en sustitución de un vendaje en heridas superficiales. Este producto hidrosoluble se dispone en una fina capa sobre la herida (1 gota extendida en aproximadamente 6,5 cm2) y se deja secar. Reduce el secado y prurito de la herida y acelera la cicatrización. Ninguno de estos productos debe usarse junto a otros productos tópicos, ya que pueden inhibir la adherencia de la película a la piel. Aloe vera. El gel de aloe vera se extrae de la hoja de aloe vera y contiene 75 constituyentes potencialmente activos. El aloe vera se ha empleado en quemaduras por su actividad antibacteriana frente a Pseudomonas aeruginosa. También inhibe el crecimiento fúngico. Las propiedades antiprostaglandina y antitromboxano de los medicamentos con aloe vera son beneficiosas para mantener la permeabilidad vascular y por consiguiente se evita la isquemia cutánea. Además, los medicamen- 168 PARTE II Cirugía de tejidos blandos tos con al oe vera pueden estimular la replicación fibroblástica. El aloe vera tiene la capacidad de penetrar en los tejidos y anestesiarlos. El acemanano, un componente del gel de extracto de aloe vera, promueve la cicatrización (v. comentario posterior). Se encuentra también en otros preparados. La alantoína, otro componente del gel de extracto de aloe vera, estimula la reparación tisular en heridas supurantes y úlceras resistentes ya que promueve el crecimiento epitelial. Su empleo en heridas que comprometen todo el espesor de la piel no está indicado debido a sus efectos antiinflamatorios. El aloe vera contrarresta los efectos inhibitorios de la sulfadiacina argéntica cuando se combinan. Acemanano. El acemanano está disponible como hidrogel tópico para heridas o en forma de gel liofilizado. Está indicado para el tratamiento de quemaduras superficiales y profundas que afecten parcialmente al espesor de la piel, laceraciones, úlceras cutáneas, abrasiones y heridas que no cicatrizan. El acemanano es un -(1,4)-acetil-manano derivado de la planta de aloe vera que mejora los estadios iniciales de la cicatrización. El acemanano estimula a los macrófagos a secretar interleucina-1 y factor de necrosis tumoral alfa, que mejoran la proliferación de fibroblastos, la neovascularización, el crecimiento y movilidad epidérmicos y el depósito de colágeno para formar tejido de granulación. El acemanano puede unirse además a factores de crecimiento, prolongando su efecto estimulante sobre la formación de tejido de granulación. La forma liofilizada mejora la cicatrización sobre hueso expuesto y tiene propiedades hidrófilas, que ayudan a la limpieza de la herida y disminuyen el edema. El período más efectivo para comenzar con la aplicación tópica es en la fase inflamatoria inicial de la cicatrización, mediante aplicación diaria bajo vendaje, continuando hasta la fase de reparación. Los mayores efectos se ven en los primeros 7 días tras la aplicación. Puede darse exceso de tejido de granulación, especialmente con la forma liofilizada, lo cual inhibe la contracción de la herida. Complejo tripéptido-cobre. (Complejos glicil-l-histidil-lisina [l-fenilalanina] tripéptido y tetrapéptido con cobre). Este complejo tripéptido-cobre estimula la cicatrización y tiene efecto quimiotáxico para mastocitos, monocitos y macrófagos, que estimulan el desbridamiento, la angiogénesis, la síntesis de colágeno y la epitelización. El cobre es necesario para las enzimas implicadas en el entrecruzamiento del colágeno. El mejor período para comenzar con la aplicación de este producto es el final de la fase inflamatoria y la fase de reparación, continuando el tratamiento hasta el final de la fase de reparación. Es efectivo para acelerar la cicatrización en heridas abiertas e isquémicas (Canapp y cols., 2003). Su mayor efecto es en los primeros 7 días de empleo. El tejido de granulación exuberante puede ser un problema en la aplicación de este agente. Polisacáridos de D-glucosa (maltodextrina NF). La maltodextrina está disponible en forma de polvos hidrófilos o gel con un 1% de ácido ascórbico, para emplearlo en heridas contaminadas o infectadas como estimulante de la cicatrización. Se ha visto que estimula la cicatrización gracias al aporte de glucosa al metabolismo celular mediante la hidrólisis de sus polisacáridos. Su propiedad hidrófila atrae fluidos hacia el tejido, manteniéndolo húmedo. La maltodextrina es quimiotáxica y atrae a neutrófilos, linfocitos y macrófagos a la herida. La malto- dextrina posee además propiedades antibacterianas y bacteriostáticas. Reduce el olor, los exudados, la inflamación e infección, y puede fomentar la formación inicial de tejido de granulación y la epitelización. Tras el desbridamiento y lavado se aplica una capa de 5-10 mm de maltodextrina en la herida y se cubre con un vendaje desde el comienzo de la fase inflamatoria hasta la fase de reparación. Se recomienda el cambio diario del vendaje, con lavado y reaplicación. Miel y azúcar. La miel es un agente de aplicación muy antigua, que ha despertado un nuevo interés. Sus beneficios propuestos son la mejora del desbridamiento de la herida, reducción del edema e inflamación, incremento de la formación de tejido de granulación y epitelización y mejora de la nutrición de la herida. Tiene efecto antibacteriano gracias a la producción enzimática de peróxido de hidrógeno a partir de glucosa, su hipertonicidad, bajo pH, contenido en inhibinas y otros componentes no identificados. La miel incrementa el contenido en colágeno, acelera la maduración del colágeno y mantiene un pH óptimo para la actividad de los fibroblastos. La miel contiene un amplio número de aminoácidos, vitaminas y elementos traza además de azúcares asimilables que estimulan el crecimiento tisular. Además tiene un efecto desodorizante. No todas las mieles son iguales y sólo se recomienda el empleo de la miel medicinal. El azúcar tiene un efecto hipertónico similar, pero carece de los efectos antiinflamatorios y estimulantes. El azúcar se aplica en una capa de 1 cm de espesor y la herida se venda tras el desbridamiento y lavado. La miel se aplica impregnando una gasa estéril, que se coloca posteriormente sobre la herida y se cubre con un vendaje grueso y absorbente. La frecuencia de cambio de los vendajes depende de la velocidad de dilución de la miel y el azúcar por los exudados, variando de una a tres veces al día. Están indicados en la fase inflamatoria y al comienzo de la fase de reparación. Estos apósitos se interrumpen cuando se ha completado el desbridamiento, hay presencia de un lecho de granulación sano y ha comenzado la epitelización. La miel se emplea sobre todo en quemaduras. En un estudio con cerdos los hallazgos histopatológicos mostraron que las quemaduras tratadas con miel entraban en la fase de reparación 10 días antes que aquellas tratadas con sulfadiacina argéntica; las heridas estaban más húmedas y elásticas y tenían menos edema y enrojecimiento que aquellas tratadas con sulfadiacina argéntica o salina (Kabala-Dzik y cols., 2004). Se ha cuestionado el mérito científico de estos estudios. Fenitoína. La fenitoína es un anticonvulsivante que se prescribe para personas epilépticas. Su empleo tópico parece que mejora la cicatrización sin efectos adversos (mínima absorción sistémica) gracias a una mejor expresión genética del factor de crecimiento plaquetario en macrófagos y monocitos, la estimulación de la proliferación fibroblástica y angiogénesis. Además puede facilitar el depósito y la maduración del colágeno, disminuye la actividad de la colagenasa y antagoniza la actividad de los glucocorticoesteroides. Acidifica el medio e incrementa el aporte sanguíneo, reduciendo la carga bacteriana y promoviendo el tejido de granulación. El polvo se aplica en heridas limpias y desbridadas, y se venda la región. Factores de crecimiento. Se ha investigado la aplicación de factores de crecimiento para estimular una cicatrización más rápida. La aplicación de factores de crecimiento asume que la CAPÍTULO 15 herida presenta un déficit en factores de crecimiento específicos. Conocer qué factor es deficiente y en qué proporción y fase durante el complejo de la cicatrización es imposible. La experiencia indica que la aplicación de factores de crecimiento aislados no es tan efectiva como la combinación de factores de crecimiento que produce el cuerpo. Es preferible permitir que estos factores permanezcan en el fluido de la herida bajo un vendaje oclusivo o semioclusivo, antes que añadir factores de crecimiento exógenos. Se dispone comercialmente de algunos factores de crecimiento incluyendo factor de crecimiento plaquetario recombinante humano y hormona de crecimiento recombinante equina. Colágeno bovino hidrolizado. El polvo de colágeno bovino hidrolizado tiene propiedades hidrófilas. El medio húmedo creado por el producto es beneficioso para estimular la epitelización temprana. Hay pequeños indicios histológicos de reacción inflamatoria en perros. La matriz de colágeno aportada sirve como enrejado para el crecimiento de fibroblastos por su interior, lo cual facilita la fase de reparación de la cicatrización. Probablemente es más efectivo si se emplea al final de la fase inflamatoria y al principio de la fase de reparación de la cicatrización. Solcoseril. El solcoseril es un derivado de sangre de ternero libre de proteínas, dializado y ultrafiltrado que mejora la cicatrización. Estimula la proliferación y migración de fibroblastos y promueve la diferenciación de monocitos a macrófagos. La reacción inflamatoria aumenta con la consecuente migración y proliferación de fibroblastos. Su empleo debe realizarse en las fases iniciales de la cicatrización para estimular la respuesta inflamatoria. Tras la contracción de la herida y cuando predomina la epitelización debe detenerse la aplicación de este producto, ya que puede inhibir la epitelización. Ketanserina. La ketanserina es un inhibidor selectivo de serotonina que antagoniza de forma competitiva la vasoconstricción y la agregación plaquetaria inducidas por serotonina. Además antagoniza la supresión de los macrófagos de la herida inducida por serotonina, por lo que permite una respuesta inflamatoria en la herida mayor y más efectiva. Su eficacia es mayor en heridas con déficit circulatorio o en regiones periféricas. Cristal bioactivo. El cristal bioactivo es un tratamiento novedoso que estimula una reacción inflamatoria detectable a nivel microscópico, sin signos macroscópicos de inflamación. La aplicación intraincisional o su colocación antes del cierre de la herida aumenta la resistencia precoz de la herida a la rotura. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. SOLUCIONES LIMPIADORAS DE HERIDAS Las soluciones limpiadoras de heridas deben tener propiedades antisépticas ideales con citotoxicidad mínima. Se emplean principalmente en las fases iniciales del tratamiento de la herida para disminuir la carga bacteriana y librar la herida de tejido necrótico y detritos. Una vez que la herida está limpia son ideales las soluciones electrolíticas equilibradas o el suero fisiológico (v. tabla 15-1). El agua de grifo no es un limpiador ideal para heridas, pero es aceptable para eliminar inicialmente suciedad y detritos cuando la contaminación es grave. La hipotonicidad del agua de grifo produce tumefacción celular, que puede derivar en una destrucción celular significativa y retra- Cirugía del sistema tegumentario 169 sar la cicatrización en caso de uso prolongado. Las soluciones antisépticas se usan al comienzo del tratamiento de las heridas para reducir la carga bacteriana y la posibilidad de infección. Están contraindicadas en heridas limpias porque todos los antisépticos tienen cierto efecto citotóxico y harán más daño que bien. Limpiadores de heridas comerciales Lea la etiqueta cuidadosamente para seleccionar un limpiador de heridas comercial; algunos están combinados con agentes que están contraindicados en heridas por su efecto citotóxico. Algunos ingredientes que deben evitarse son el peróxido de hidrógeno, hipoclorito sódico y ácido hidrocloroso. La actividad limpiadora de algunos de los limpiadores disponibles depende de un surfactante que rompe las uniones entre los cuerpos extraños y la superficie de la herida. La mayoría de los surfactantes iónicos y algunos no iónicos son tóxicos para las células, por lo que retrasan la cicatrización e inhiben los mecanismos de defensa de la herida. Un estudio in vitro realizado para comparar la acción de algunos de los limpiadores de heridas comerciales disponibles sobre fibroblastos, eritrocitos y leucocitos humanos ha demostrado que Constant Clens era el más biocompatible (Rodeheaver, 2001). Diacetato de clorhexidina La solución de lavado y humectante preferida para heridas es el diacetato de clorhexidina al 0,05% debido a su amplio espectro de actividad antimicrobiana y su actividad residual mantenida. Tiene actividad antibacteriana en presencia de sangre y otros detritos orgánicos, tiene una absorción y toxicidad sistémica mínima y promueve una rápida cicatrización. La solución al 0,05% se consigue diluyendo una parte de la forma comercial con 40 partes de agua estéril. Los compuestos de clorhexidina precipitan en soluciones electrolíticas, pero este hecho ni retrasa la cicatrización ni interfiere con la actividad antibacteriana. Soluciones más concentradas pueden ralentizar la formación de tejido de granulación en caso de contacto prolongado con la herida. La actividad residual dura hasta 2 días y su efectividad se incrementa con la aplicación reiterada. Los inconvenientes potenciales de la clorhexidina incluyen resistencia de Proteus, Pseudomonas y Candida y toxicidad corneal. Povidona yodada La solución al 1% o al 0,1% de povidona yodada (solución comercial al 10% diluida 1:10 o 1:100, respectivamente) se emplea con frecuencia para el lavado de heridas debido a su amplio espectro de actividad antimicrobiana. Sus componentes son activos frente a formas vegetativas y esporuladas de bacterias, hongos, virus, protozoos y levaduras. Se recomienda la solución al 0,1%. Esta concentración mata a las bacterias en 15 segundos y no se conoce ninguna resistencia bacteriana. La povidona yodada es un yodóforo hidrosoluble y muy ácido (pH 3,2) producido con la combinación molecular de yodo y polivinilpirrolidona. Se requiere una aplicación frecuente (cada 4-6 horas) cuando se aplica en forma de solución húmeda, ya que su actividad residual dura sólo 4-8 horas y la materia orgánica (es decir, sangre y exudados séricos) inactiva el yodo libre en la povidona yodada. La absorción de yodo a través de la piel y membranas mucosas puede elevar las concentraciones sistémi- 170 PARTE II Cirugía de tejidos blandos cas de yodo y producir disfunciones tiroideas transitorias. El bajo pH de la povidona yodada puede producir o intensificar la acidosis metabólica cuando se absorbe la solución. Al frotar las heridas con povidona yodada sus detergentes dañan el tejido y potencian las infecciones. Puede ocurrir hipersensibilidad por contacto hasta en el 50% de los perros lavados con componentes de povidona yodada. La povidona yodada al 0,5% es citotóxica para los fibroblastos. Tris EDTA El tris EDTA (sal de ácido etilendiaminotetraacético cálcica disódica tamponada con hidroximetil aminometano de tris) añadido a las soluciones de lavado incrementa la permeabilidad de las bacterias gramnegativas para solutos extracelulares y pierden solutos intracelulares. La solución tris-EDTA se prepara añadiendo 1,2íg de EDTA y 6,05íg de tris a 1 L de agua estéril. El hidróxido de sodio se emplea para ajustar el pH de la solución a 8, y la solución se mezcla y se esteriliza mediante autoclave durante 15íminutos. Las bacterias tratadas son más susceptibles a ser destruidas por lisozimas, antisépticos y antibióticos. El tris EDTA en agua estéril lisa rápidamente P. aeruginosa, E. coli y Proteus vulgaris. La adición de tris EDTA a una solución del 0,01% de gluconato de clorhexidina incrementa la efectividad antimicrobiana aproximadamente 1000 veces. Hay sinergismo antimicrobiano contra E. coli entre tris EDTA y penicilina, oxitetraciclina y cloranfenicol. De manera similar, tris EDTA tiene actividad sinérgica frente a P. vulgaris con gentamicina, oxitetraciclina, polimixina B, ácido nalidíxico o triple sulfonamida. Otras soluciones El ácido acético al 0,25% o 0,5% se emplea en ocasiones como solución de lavado. Su efecto antibacteriano se logra bajando el pH de la herida. La acidificación de la herida es beneficiosa en heridas que contienen organismos que lisan la urea, como Pseudomonas spp.; sin embargo, se puede desarrollar resistencia al ácido acético. El ácido acético es más citotóxico para los fibroblastos que para las bacterias. El peróxido de hidrógeno y la solución de Dakin no deberían emplearse como soluciones para el lavado de heridas. El peróxido de hidrógeno, incluso en pequeñas concentraciones, produce daño tisular y es poco antiséptico. Es un esporocida efectivo; por consiguiente, puede ser beneficioso si se sospecha de esporas clostridiales. El peróxido de hidrógeno desplaza a las bacterias y detritos de la herida con su acción efervescente. La solución de Dakin es una solución de hipoclorito sódico al 0,5% (dilución 1:10 de lejía). Libera cloro y oxígeno en el tejido, matando a las bacterias y licuando el tejido necrótico. Sin embargo, incluso al reducir su concentración a la mitad o a la cuarta parte, la solución de Dakin es perjudicial para neutrófilos, fibroblastos y células endoteliales, por lo que no debe emplearse como solución de lavado. OTROS MÉTODOS DE TRATAMIENTO PARA HERIDAS De manera experimental el tratamiento de heridas abiertas con campos electromagnéticos pulsátiles mejora la epitelización y puede promover una contracción temprana de la herida sin efectos adversos sobre la perfusión ni sobre parámetros tensiométricos, histológicos, clinicopatológicos o electroencefalográficos. Un campo electromagnético pulsátil genera pulsos complejos multiformes de campos electromagnéticos oscilantes en un rango de frecuencia ultra-baja (0,5-18íHz). Un tratamiento durante 60íminutos (unidad de campo magnético activada 20íminutos, desactivada 20íminutos, activada 20íminutos) se aplicó diariamente durante 21ídías. Se empleó una frecuencia de 0,5íHz durante los primeros 4ídías, 3íHz durante 5ídías y 8íHz durante los últimos 13ídías. Tanto la ultrasonografía como la fototerapia, aplicada con láser de baja intensidad, acortan la fase inflamatoria de la cicatrización y aumentan la liberación de factores estimulantes de la fase proliferativa de la cicatrización. La exposición a campos magnéticos pico-tesla mejora la resistencia de las heridas suturadas y acelera la contracción de heridas abiertas en ratas (Trostel y cols., 2003). EVALUACIÓN DE LA VIABILIDAD CUTÁNEA La circulación cutánea puede deteriorarse en los 5ídías posteriores a la cirugía debido al edema y otros factores. La viabilidad cutánea se evalúa clínicamente por el color, temperatura, sensación dolorosa y sangrado. La viabilidad también puede evaluarse mediante colorantes, oxígeno o dióxido de carbono transcutáneo, velocimetría por láser Doppler, detección de flujo por ecografía Doppler y gammagrafía. La piel inviable es negra, negra azulada o blanca, inflexible, fría y ausente de sensaciones. La piel normal es cálida, flexible y rosa, con un rellenado capilar normal (difícil de evaluar) y sensación dolorosa. Las áreas de viabilidad cuestionable suelen ser azules o moradas, y el relleno capilar y la sensibilidad son pobres. La inyección intravenosa de tintura vital de fluoresceína (10ímg/kg) o naranja de xilenol (90ímg/kg) se ha empleado para evaluar la integridad vascular de la piel, pero no es mejor que la observación visual. La monitorización del oxígeno (Po2) y dióxido de carbono (Pco2) transcutáneos permite la evaluación inmediata de la isquemia, pero requiere un decúbito prolongado y tranquilo, y los sensores transcutáneos de oxígeno o dióxido de carbono colocados durante más de 3íhoras pueden producir quemaduras superficiales. La piel generalmente sobrevive si se mantiene una Po2 transcutánea de aproximadamente 60ímmíHg. Valores de Po2 transcutáneos de 30-60ímmíHg pueden estar asociados a supervivencia parcial o completa. Los valores de Pco2 transcutánea son más bajos en la base de los colgajos cutáneos (aproximadamente 53ímmíHg) que en el ápice (aproximadamente 106ímmíHg), donde es más probable que se produzca isquemia. La velocimetría por láser Doppler es un indicador del flujo sanguíneo capilar que puede dar una evaluación segura de la circulación local. Debe realizarse lejos de los grandes vasos sanguíneos para monitorizar el flujo sanguíneo parcial, el volumen y la velocidad, factores que varían según especies, área e instrumental. La detección del flujo por ecografía Doppler es una forma no invasiva y barata de detectar el flujo sanguíneo y predecir la viabilidad del área. Generalmente se escuchan dos sonidos en cada pulso arterial, pero sólo se escucha un sonido en caso de oclusión o estenosis proximal. Las áreas de tejido inviable pueden ser también identificadas por estudio gammagráfico del área, tras la inyección de metilendifosfato de tecnecio 99m. CIRUGÍA DEL TEGUMENTO Los principios quirúrgicos fundamentales de la cirugía reconstructiva se enumeran en el cuadroí15-3. Las incisiones realizadas con cuchilla de bisturí producen menos traumatismo que aquellas realizadas con tijeras, bisturí eléctrico o láser. El láser de CO2 es el láser más apropiado para incisiones cutáneas; crea heridas CAPÍTULO 15 CUADRO 15-3 Principios quirúrgicos fundamentales para la cirugía reconstructiva • Empleo estricto de esterilidad en la preparación de la sala, equipo e instrumentos quirúrgicos y durante la cirugía. • Manipule los tejidos cuidadosamente. • Conserve la vascularización. • Elimine el tejido necrótico. • Mantenga la hemostasia. • Aproxime los tejidos de manera anatómica, sin tensión. • Cierre los espacios muertos. • Use materiales de sutura e implantes apropiados. CUADRO 15-4 Factores predictivos de mayor riesgo para infección local posquirúrgica Nivel de evaluación prequirúrgica de la American Society of Anesthesiologists ≥3 Incremento de la duración de la anestesia (⬇30% incremento cada hora) Incremento de la duración de la cirugía (el doble cada 70-90 minutos) Incremento del número de personas en el quirófano (1,3 veces/ persona) Área de la herida clasificada como sucia No profilaxis antimicrobiana prequirúrgica o intraoperatoria (6-7 veces mayor) Incremento de la permanencia en cuidados intensivos posquirúrgica (1,16 veces por cada día adicional) Drenajes (los materiales extraños reducen el número de microorganismos necesarios para la infección a 104) Incremento del peso del paciente © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Modificado de Eugster S, Schawalder P, Gaschen F et al: A prospective study of postoperative surgical site infections in dogs and cats, Vet Surg 33:542-550, 2004. con mínima hemorragia porque los vasos se sellan. Los bordes cutáneos deben manipularse de forma atraumática empleando ganchos para piel o pinzas de dientes finos. El plexo profundo o subcutáneo debe conservarse durante la disección y escisión para asegurar la supervivencia de la piel. Es importante diseccionar bajo la grasa subcutánea para evitar la transección del plexo subcutáneo. Para evitar la transección de las arterias cutáneas directas que nutren al plexo subcutáneo debe realizarse la disección bajo el músculo cutáneo (es decir, músculos del panículo, prepucial, supramamario, músculo cutáneo del cuello y esfínteres del cuello) o en la profundidad de la capa dérmica en las extremidades distales. El riesgo de infección posquirúrgica se disminuye mediante la antibioterapia profiláctica, pero se incrementa por diversos factores (v. cuadro 15-4) (Eugster y cols., 2004). Suturas Una sutura actúa como cuerpo extraño en las heridas. Las suturas enterradas reducen considerablemente el número crítico de bacterias precisas para producir infección porque la Cirugía del sistema tegumentario 171 sutura irrita, acumula bacterias y genera islotes de tejido isquémico. Debe emplearse la menor cantidad de sutura posible, y la más fina posible, para cerrar una herida. Las suturas de aproximación deben emplearse para lograr una aposición anatómica de los bordes del tejido. Para cerrar el tejido subcutáneo y subepidérmico debe emplearse una sutura reabsorbible de 3-0 o 4-0 (p. ej., poligluconato, polidioxanona, poliglecaprona 25, glucómero 631 o poliglactina 910) con una aguja cilíndrica atraumática. La sutura monofilamento no reabsorbible de 3-0 o 4-0 (p. ej., nailon, polipropileno o polibutéster) con una aguja triangular inversa es la preferible para la mayoría de las suturas de piel. Las suturas de piel deben situarse al menos a 0,5 cm del borde de la herida. Son preferibles las suturas discontinuas a las continuas porque las suturas continuas conllevan una reducción de la microcirculación. La tensión de la sutura debe aproximar simplemente los bordes, ya que las heridas aproximadas son más fuertes durante los primeros 21 días. Grapadoras Las grapadoras cutáneas empleadas para aproximar los bordes de la piel precisan menos tiempo de aplicación que las suturas; sin embargo, es más complicado alinear correctamente los bordes de la piel, y las grapas son menos seguras que las suturas. Aplique las grapas cutáneas perpendiculares a la incisión después de aproximar y alinear los bordes con unas pinzas romas; aplique una presión moderada mientras que aprieta el gatillo. Coloque las grapas con una separación de 6 mm. Recientemente se han introducido grapas reabsorbibles compuestas de copolímeros de ácido poliglicólico-poliláctico, para el cierre subepidérmico, y se pretende que sustituyan el cierre subepidérmico mediante otros métodos (Fick y cols., 2005). Estas grapas se degradan por hidrólisis, perdiendo un 60% de su resistencia en 14 días y teniendo una vida media tisular de 10 semanas. Las grapas intradérmicas se aplican después de alinear los bordes de la piel con pinzas y disparando después la grapadora en el tejido subepidérmico. Las grapas se colocan a distancia de 1 cm aproximadamente. Las grapas intradérmicas producen menos inflamación que las suturas con poliglactina 910 o que las grapas cutáneas; por consiguiente tienen menor efecto perjudicial sobre la cicatrización (Fick y cols., 2005). Adhesivos tisulares Los adhesivos tisulares de cianoacrilato pueden emplearse en determinados procedimientos para facilitar el cierre de la piel o asegurar drenajes. Se emplean con frecuencia para mantener la piel en aposición tras oniquectomías, caudectomías y ovariohisterectomía en programas de control de poblaciones. Los adhesivos permiten un cierre estético rápido con menor riesgo de infección o cicatriz si se emplean correctamente. La resistencia inicial de la herida es menor que si se emplean suturas (nailon 5-0), pero su fuerza a los 5-7 días es equivalente o superior con los adhesivos. En ocasiones se emplean conjuntamente las suturas y los adhesivos para reducir el número de suturas. De los adhesivos tisulares no reabsorbibles se prefieren el N-butil o isobutil 2-cianoacrilatos al propil o metilcianoacrilato, porque son menos tóxicos. Estos adhesivos no deben aplicarse dentro de la herida o incisión, sino sobre la superficie apuesta, para evitar reacciones de cuerpo extraño. En la actualidad se dispone de un adhesivo tisular reabsorbi- 172 PARTE II Cirugía de tejidos blandos ble estéril de metoxipropilcianoacrilato. Puede usarse externa e internamente, y se han realizado ensayos en pulmón, hígado, bazo, riñón y córnea. Tiene propiedades hemostáticas, mejora la cicatrización, no es reactivo y se absorbe por hidrólisis en 60-90 días. Los pegamentos tisulares de fibrina reducen la hemorragia cuando se anastomosan vasos, aportan una barrera frente a los microfiltrados, reducen la tensión de la línea de sutura a lo largo de las anastomosis intestinales y tienen un efecto adhesivo, mejorando la resistencia a la tensión después de la aposición de los bordes de la piel con suturas. Los pegamentos de fibrina con dos componentes se componen principalmente de trombina y fibrinógeno concentrado bovinos o humanos, duplicando la fase final de la cascada de coagulación. Drenajes El espacio muerto permite la filtración y acumulación de sangre y suero en un medio húmedo y caliente que es ideal para la proliferación bacteriana. El espacio muerto debe eliminarse por medio del cierre por capas de la herida cuando se disponga de tejido adecuado, obliteración con sutura, vendajes compresivos o drenaje. Dejar una herida abierta aporta el drenaje óptimo para la lesión de un animal. El implante de drenajes permite la evacuación de fluidos potencialmente peligrosos (p. ej., sangre, pus y suero) de la herida y colabora a eliminar el espacio muerto. Los drenajes suelen ser necesarios para el tratamiento de heridas por mordeduras, laceraciones, separaciones o avulsiones cutáneas, mastectomías, seromas, abscesos e higromas. Los drenajes pueden ayudar a mantener el contacto entre un colgajo o injerto y su lecho. Los drenajes pueden ser pasivos o activos. Los drenajes pasivos (p. ej., drenajes de Penrose) dependen de la gravedad para la evacuación del fluido, mientras que los drenajes activos precisan un vacío. Los drenajes de Penrose suelen emplearse para drenar el espacio subcutáneo. Los drenajes activos incrementan la eficacia y reducen la infección debida al drenaje. Son especialmente útiles para drenar heridas profundas y tras injertos. La presión negativa puede aplicarse a los drenajes activos de forma intermitente o continua; la succión continua reduce la probabilidad de oclusión del drenaje con fibrina o coágulos sanguíneos y mejora la aposición tisular. Los drenajes activos pueden ser abiertos, con un respiradero para la herida, o cerrados. En los drenajes ventilados (p. ej., drenaje con filtro colector) hay un riesgo de contaminación retrógrada con partículas o bacterias que acceden a la herida por el respiradero. Los respiraderos con filtro reducen el riesgo de contaminación. Los drenajes activos cerrados son preferibles al drenaje de Penrose (v. figura 15-1). Los drenajes de Penrose o los tubos de drenaje pasivo deben emplearse en heridas limpias sólo si el extremo expuesto y la herida pueden cubrirse con un vendaje compresivo estéril. Los drenajes pasivos superficiales deben asegurarse a la región dorsal de la piel mediante visualización directa o por sutura ciega. Deben salir por una incisión realizada al menos a 1 cm de distancia de la incisión primaria, y deben colocarse de tal forma que permitan un máximo flujo por gravedad. Se dispone de varios sistemas de succión cerrados y portátiles. Un drenaje activo cerrado efectivo puede realizarse fácilmente usando una palomilla y un tubo al vacío o jeringuilla. El adaptador para jeringuillas se quita del sistema de plástico, y se fenestra el tubo antes de colocarlo en la herida. Tras el cierre de la herida Figura 15-1 Empleo de un drenaje activo cerrado para evacuar un absceso situado entre la pared torácica y la escápula. se inserta la aguja en el tubo al vacío (5-10 mL) para aplicar succión. Como alternativa puede quitarse la aguja, fenestrarse el tubo y se coloca una jeringuilla en el adaptador para aplicar succión. Los sistemas colectores activos deben vaciarse con frecuencia para mantener la presión negativa constante. El recipiente colector debe cambiarse o vaciarse cuando pierda la presión negativa o cuando esté lleno de fluido. La mayoría de los sistemas colectores pierden presión cuando están a medio llenar. La recolección inicial simplemente eliminará el aire de la herida al aplicar el vacío, y no se drenará el fluido hasta no realizar varios cambios del recipiente colector. Debe medirse y apuntarse el volumen del fluido recogido. En caso de drenajes prolongados debe cambiarse el sistema (si fuera posible) y el recipiente colector cada 48-72 horas. Para evitar complicaciones debe usarse el diámetro más pequeño y el menor número de drenajes posible, con el menor número de orificios de salida. Los drenajes no deben salir o estar directamente bajo la incisión primaria. Ninguna parte del drenaje debe estar en contacto con piel con pelo. Asegure los drenajes a la piel de forma que se puedan quitar o reintroducir en la herida. Los drenajes deben protegerse con un vendaje que se cambiará antes de que se produzca la «filtración». La filtración es la saturación del vendaje con fluido que moja tanto la superficie interna como la externa. Un collar isabelino o una «campana» pueden evitar el daño del drenaje o del vendaje autoinducido. El animal debe mantenerse en un ambiente limpio y seco, con ejercicio restringido. Los fragmentos tisulares, la fibrina o los exudados viscosos pueden ocasionar un mal funcionamiento del drenaje. Los drenajes son cuerpos extraños y ocasionan un drenado hasta que se retiran. Deben retirarse cuando la descarga sea serohemorrágica y el volumen haya disminuido al menos a una cuarta parte del volumen inicial de drenado. La mayoría de los drenajes de heridas pueden retirarse a los 2-5 días. Los drenajes activos cerrados colocados bajo injertos suelen retirarse a las 48-72 horas, cuando el drenado ha disminuido. Sea cuidadoso al retirar los drenajes para evitar la rotura de la continuidad entre la herida y la piel. El cultivo del extremo enterrado del CAPÍTULO 15 Cirugía del sistema tegumentario 173 drenaje al ser retirado permite una monitorización de las infecciones residuales o del desarrollo de infección o contaminación nosocomial. Coloque un vendaje después de retirar el drenaje para absorber cualquier drenado residual y para estabilizar la herida. NOTA: Todos los drenajes deben protegerse con un vendaje. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. La mayor desventaja de los drenajes es que sirven como conducto retrógrado para que los contaminantes de la piel penetren en la herida. Por tanto, los drenajes reducen la resistencia de los tejidos a la infección y pueden disminuir la adherencia de los injertos. Los drenajes de látex producen una mayor reacción inflamatoria que aquellos de Silastic o silicona. Los drenajes reducen el número de microorganismos necesarios para causar una infección hasta 10.000 veces. Para prevenir la dehiscencia y herniación de la incisión los drenajes no deben salir por la incisión primaria. Se ha descrito un nuevo método de drenaje empleando una espuma de poro abierto y presión subatmosférica. Los vendajes de espuma de poro abierto apta para medicina, de éter de poliuretano, con poros de 400-600 m y dotados de un tubo de evacuación se cortan dependiendo de la configuración de cada herida y se sitúan en el defecto de la herida. Las vísceras expuestas se cubren con una malla y/o epiplón y los grandes vasos se cubren con tejido blando, antes de colocar la espuma. Se venda el área de la herida y se conecta el tubo a un recipiente colector. El recipiente se conecta a una bomba de vacío y se aplica una presión subatmosférica (125 mm Hg) de forma continua o discontinua en ciclos de 5 minutos sí y 2 minutos no. La succión continua puede ser menos dolorosa y suele aplicarse durante las primeras 48 horas de uso. La espuma se cambia cada 48 horas (excepto tras injertos) para evitar el crecimiento de tejido hacia el interior, y el vendaje se cambia cuando sea necesario. Se extrae el fluido de la herida creando un ambiente húmedo y reduciendo la inflamación tisular local. Los estudios en animales mostraron un incremento del flujo sanguíneo, un incremento en la tasa de formación de tejido de granulación, una reducción más rápida del número de microorganismos y una mayor supervivencia de colgajos tras la aplicación de este sistema de vacío (Morykwas y cols., 1997). Además, este sistema facilita la readhesión de tejido lesionado por avulsión, colgajos e injertos. La aplicación de esta técnica ha facilitado la cicatrización de heridas crónicas, agudas, colgajos e injertos (Argenta y Morykwas, 1997). Las complicaciones pueden incluir dolor, crecimiento excesivo de tejido de granulación en la espuma y erosión visceral. Torniquetes Los torniquetes ayudan a controlar la hemorragia en las extremidades distales, por lo que mejoran la visualización y disminuyen el tiempo quirúrgico. Sin embargo, los torniquetes no deben emplearse en extremidades traumatizadas o en aquellas con lesión vascular o compromiso circulatorio. Deben emplearse torniquetes neumáticos, con presiones inferiores a 300 mm Hg y durante menos de 3 horas. La extremidad debe mantenerse elevada unos 5 minutos o exangüe mediante un vendaje elástico antes de colocarse el torniquete. La exanguinación está contra- Figura 15-2 Puede emplearse venda elástica estéril como torniquete a corto plazo. La incisión realizada en la venda elástica permite el acceso a la lesión para escindirla. indicada en caso de supuración local, trombosis venosa profunda o neoplasia. La presión se reparte mejor si se colocan dos o tres capas de almohadillas ortopédicas bajo el torniquete. El torniquete debe situarse en un punto de diámetro máximo, donde los nervios y los grandes vasos están protegidos frente a una presión directa. A pesar de generar dudas, se ha recomendado liberar el torniquete durante 10 minutos por cada hora de empleo. En caso de torniquetes de corta duración (como alternativa o en combinación con un torniquete neumático) coloque una venda elástica estéril. Colóquela desde los dedos en dirección proximal sin una tensión excesiva, y después córtela desde los dedos para exponer el área quirúrgica (v. figura 15-2). Las complicaciones del empleo de torniquetes son isquemia, hipoxia o acidosis tisular local, neurapraxia y daño muscular. CIERRE DE HERIDAS Las heridas deben cerrase inmediatamente (cierre primario), en los primeros 1-3 días tras la lesión, cuando la herida está libre de infección pero antes de que aparezca el tejido de granulación (cierre primario diferido) o tras la aparición de tejido de granulación (cierre secundario); o se puede dejar que se contraigan y epitelicen (cicatrización por segunda intención). Las heridas cerradas en presencia de contaminación, tejido necrótico, tensión excesiva o espacio muerto pueden sufrir una dehiscencia, con frecuencia seguida de una mayor pérdida de tejido debido a las toxinas bacterianas y a necrosis por presión. Si hay alguna duda de si una herida debe ser cerrada o no, es mejor dejarla abierta. Los factores que afectan a la decisión de cerrar heridas incluyen: 1. Tiempo que ha pasado desde la lesión. Las heridas de más de 6-8 horas se tratan al principio con vendajes. 2. Grado de contaminación. Las heridas con contaminación obvia deben lavarse a conciencia y tratarse al principio con vendajes. 3. Cantidad de daño tisular. Las heridas con un daño tisular considerable tienen menores defensas y tienen más riesgo de infectarse; por ello deben tratarse al principio con vendajes. 174 PARTE II Cirugía de tejidos blandos 4. Desbridamiento completo. Las heridas deben dejarse abiertas si el desbridamiento inicial ha sido conservador y se precisa de otro desbridamiento. 5. Estado del aporte sanguíneo. Una herida con aporte sanguíneo cuestionable debe ser observada hasta determinar la extensión del tejido inviable. 6. Salud del animal. Los animales que no puedan tolerar una anestesia prolongada deben ser tratados con vendajes hasta que mejore su salud. 7. Grado de tensión y espacio muerto. En caso de tensión o espacio muerto excesivos se deben vendar las heridas para evitar dehiscencias, acumulación de fluidos, infección y retraso de la cicatrización. 8. Localización de la herida. Las heridas grandes en determinadas áreas (p. ej., extremidades) no se pueden cerrar. La cicatrización primaria se produce en heridas limpias e incisas, que se mantienen juntas. La cicatrización se inicia con un movimiento de células epiteliales desde los dos bordes de la herida hacia el centro, al que llegan aproximadamente a los 4-7 días tras la incisión. El cierre primario de la herida no suele estar indicado después de un traumatismo. Sólo debe realizarse si han pasado menos de 6-8 horas (dentro del período de oro) desde la lesión; si hay contaminación, pérdida de tejido o traumatismo tisular mínimos; si se realizó un lavado y desbridamiento apropiados; si la hemostasia es buena, y si no hay tensión o espacio muerto. Las heridas traumáticas contaminadas por heces, saliva, exudados purulentos o tierra no deben ser cerradas de forma primaria. El cierre primario diferido está indicado en heridas con contaminación media, heridas con poco traumatismo que requieren un lavado y desbridamiento o cuando la herida tiene más de 6-8 horas. Las heridas se lavan y desbridan para controlar la contaminación e infección local. Estas heridas deben ser tratadas con vendajes después de la lesión y antes del cierre. El cierre primario diferido permite el desbridamiento y un drenaje de la herida máximo. La herida debe ser cerrada quirúrgicamente tras el vendado y desbridado durante 3-5 días, cuando tenga una apariencia limpia. Deben identificarse los extremos de los tendones. Coloque un vendaje hidrófilo (v. p. 176) que inmovilice el área y promueva la formación de un lecho de granulación sano. Las heridas comenzarán a cicatrizar por contracción y epitelización y pueden cicatrizar completamente (cicatrización por segunda intención). La cicatrización por segunda intención suele ser menos cara y el resultado es una piel de apariencia normal si la contracción ha sido completa. Las heridas corporales son más aptas para un cierre completo por segunda intención que las heridas de las extremidades. Las desventajas de la cicatrización por segunda intención incluyen una contracción con desfiguración, cicatrización incompleta y cicatrices epiteliales frágiles con grandes heridas. De forma alternativa las heridas sanas se pueden reparar mediante el cierre secundario o empleando colgajos o injertos. El cierre secundario se realiza a los 3-5 días de la lesión, después de que se haya formado un lecho de granulación sano. El tejido de granulación ayuda a controlar la infección en la herida y rellena los defectos tisulares. El cierre secundario es apropiado cuando la herida está gravemente contaminada o traumatizada, cuando la contracción y epitelización no cierran completamente la herida o cuando no se desea la cicatrización por segunda intención. El cierre secundario conlleva la resección del tejido de granulación y de los bordes de la piel, el lavado de la herida y la aposición de los bordes cutáneos. El cierre secundario también puede lograrse reseccionando los bordes cutáneos, desbridando la superficie del lecho de granulación sano y aproximando los bordes cutáneos sobre el tejido de granulación. El cierre de la herida es más difícil en presencia de tejido de granulación, porque el tejido está engrosado y es menos flexible. La escisión completa del tejido de granulación produce un cierre más estético. Si el cierre secundario no resulta posible puede colocarse un colgajo o injerto sobre el defecto. Tras el cierre de la herida debe colocarse un vendaje absorbente no adherente, para darle sostén a la herida y absorber los exudados. Los vendajes deben cambiarse una o dos veces al día si se usa un drenaje pasivo; si se espera un drenado escaso y no se emplean drenajes puede ser adecuado el cambio de vendaje cada 3-4 días. Lave la herida con una solución electrolítica equilibrada o suero fisiológico para eliminar los detritos y reducir la carga bacteriana (v. p. 169). A continuación explore la herida meticulosamente. Anastomose los tendones seccionados en las heridas limpias (v. p. 69). Aproxime de forma primaria los nervios motores grandes que estén seccionados de forma aguda y limpia; si no fuera así, retrase la reparación nerviosa durante 2-3 semanas hasta que la herida haya cicatrizado. Si hay un excesivo espacio muerto en la herida, utilice un drenaje de Penrose o un drenaje activo. Aproxime el tejido subcutáneo con suturas de 3-0 o 4-0 enterrada, continua o discontinua (p. ej., polidioxanona, poligluconato, glucómero 631 o poliglecaprona 25). Coloque los bordes de la piel en aposición con suturas de progresión enterradas (v. p. 197) o intradérmicas (p. ej., polidioxanona, poligluconato o poliglecaprona 25 de 3-0 o 4-0). Use suturas de aproximación en piel (p. ej., polipropileno, polibutéster o nailon de 3-0 o 4-0). CUIDADOS Y EVALUACIÓN POSTOPERATORIOS Las heridas con una pérdida tisular, contaminación o infección considerables, o aquellas que tengan más de 6-8 horas, deben ser lavadas, exploradas y desbridadas. Los tendones, ligamentos y vasos pueden estar dañados más allá de la lesión. Los cuidados posquirúrgicos de la herida deben optimizar la cicatrización y deben adaptarse a cada tipo de herida. Las heridas deben examinarse con frecuencia para valorar infecciones, tensiones, acumulación de fluido, dehiscencias y necrosis. Deben ser evaluadas de forma visual y mediante ecografía, que ayuda a detectar y localizar acúmulos de fluidos. La ecografía permite monitorizar la profundidad y anchura de la herida e identifica coágulos sanguíneos, regiones edematosas, tejido de granulación, tejido cicatricial, epidermis y costra. Las heridas deben protegerse con vendajes secos y limpios. El vendaje actúa como barrera frente a bacterias exógenas y sujeta la herida durante los primeros días tras la cirugía. Las heridas suturadas adquieren una rápida resistencia a la penetración bacteriana. El paciente y su ambiente deben mantenerse limpios, y debe aportarse una nutrición adecuada. Los analgésicos (v. capítulo 13) y antibióticos (v. capítulo 10) deben emplearse cuando sean necesarios. Puede sospecharse de infección si el paciente tiene fiebre, leucocitosis, anorexia y/o depresión. A pesar de que estos signos pueden ser una respuesta normal al estrés y a la cirugía, sin indicar infección, suelen estar más exagerados en caso de CAPÍTULO 15 infección que en caso de inflamación aséptica. Si se sospecha de infección deben tomarse muestras para cultivo. Si una herida quirúrgica se infecta deben retirarse las suturas y debe tratarse la incisión como una herida abierta, con vendajes apropiados (v. p. 177). Los antibióticos tópicos o sistémicos (v. el comentario anterior) se emplean para controlar la infección en base a los resultados de las pruebas de susceptibilidad. La herida debe ser cerrada cuando se haya solucionado la infección. Las suturas deben retirarse a los 7-14 días, incluso aunque la herida haya adquirido sólo el 20%-30% de su fuerza original. La cicatriz y la infección asociadas a las suturas son mayores cuanto más tiempo se dejen las suturas. La mayoría de las complicaciones se previenen empleando buenas técnicas quirúrgicas y terapéuticas. Las complicaciones potenciales incluyen inflamación, edema, seroma, hematoma, drenado, infección, dehiscencia, necrosis, granulomas, contractura y falta de cicatrización. Los seromas se deben a un exceso de espacio muerto o movimiento. Se previenen eliminando los espacios muertos, empleando drenajes y colocando vendajes para inmovilizar y dar soporte a la herida. Los seromas se tratan mediante inmovilización del área y vendajes compresivos. Los seromas grandes deben ser drenados, a pesar de que ello conlleva riesgo de infección. La dehiscencia puede ocurrir si se produce necrosis tisular, si las suturas están demasiado próximas a los bordes, si la tensión es superior a la fuerza de la sutura, si la sutura se reabsorbe demasiado rápido o si las suturas estrangulan o cortan el tejido. La dehiscencia también puede deberse de forma secundaria a autotraumatismo, infección, tos grave, hipoproteinemia, hipovolemia o administración de fármacos que interfieran con la cicatrización. Las heridas con dehiscencia pueden cicatrizar por segunda intención o pueden ser desbridadas y resuturadas. Un granuloma es un proceso inflamatorio crónico que puede estar causado por un cuerpo extraño. La contractura o el exceso de cicatriz suele producirse en lugares móviles (p. ej., codo o rodilla) o en los orificios corporales. Las contracturas limitan el movimiento y pueden ocasionar desfiguración. Puede ser precisa la escisión de la cicatriz cuando la contractura interfiere con la actividad. Las heridas pueden no cicatrizar cuando el área está infectada o ha sido irradiada, o cuando el animal ha recibido quimioterapia o está gravemente debilitado o desnutrido. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Bibliografía Argenta LC, Morykwas MJ: Vacuum-assisted closure: A new method for wound control and treatment: Clinical experience, Ann Plast Surg 38:563, 1997. Beal MW, Brown DC, Shofer FS: The effects of perioperative hypothermia and the duration of anesthesia on postoperative wound infection rate in clean wounds: a retrospective study, Vet Surg 29:123, 2000. Bohling MW, Henderson RA, Swaim SF et al: Cutaneous wound healing in the cat: a macroscopic description and comparison with cutaneous wound healing in the dog, Vet Surg 33:579, 2004. Canapp SO, Farese JP, Schultz GS et al: The effect of topical tripeptidecopper complex on healing of ischemic open wounds, Vet Surg 32:515, 2003. Eugster S, Schawalder P, Gaschen F et al: A prospective study of postoperative surgical site infections in dogs and cats, Vet Surg 33:542550, 2004. Fick JL, Novo RE, Kirchhof N: Comparison of gross and histological tissue responses of skin incisions closed by use of absorbable Cirugía del sistema tegumentario 175 subcuticular staples, cutaneous metal staples, and polyglactin 910 suture in pigs, Am J Vet Res 66:1975, 2005. Kabala-Dzik A, Stojko R, Szaflarska-Stojko E et al: Influence of honeybalm on the rate of scar formation during experimental burn wound healing in pigs, Bull Vet Inst Pulawy 48:311, 2004. Morykwas MJ, Argenta LC, Shelton-Brown EI et al: Vacuum-assisted closure: a new method for wound control and treatment. Animal studies and basic foundation, Ann Plast Surg 38:553, 1997. Rodeheaver GT: Wound cleansing, wound irrigation, wound disinfection. In Krasner DL, Rodeheaver GT, Sibbald GR, editors: Chronic wound care: a clinical source book for healthcare professionals. Wayne, Pa, 2001, HMP Communications. Trostel CT, McLaughlin RM, Lamberth JG et al: Effects of pico-tesla electromagnetic field treatment on wound healing in rats, Am J Vet Res 64:845, 2003. Lecturas recomendadas Dart AJ, Dowling BA, Smith CL: Topical treatments in equine wound management, Vet Clin Equine 21:77, 2005. Los productos descritos son útiles en heridas tanto en equinos como en pequeños animales. Diana A, Preziosi R, Guglielmini C et al: High-frequency ultrasonography of the skin of clinically normal dogs, J Am Vet Med Assoc 65:1625, 2004. La evaluación de 26 perros normales comparando ecografía y anatomopatología demostró que la epidermis, la dermis y la capa subcutánea pueden distinguirse mediante ecografía. Faria MCF, de Almeida FM, Serrao ML et al: Use of cyanoacrylate in skin closure for ovariohysterectomy in a population control programme, J Feline Med Surg 7:71, 2005. El empleo de adhesivo tisular de N-butil-cianoacrilato en 27 gatos permitió el cierre más rápido y una cicatrización similar en comparación con 25 gatos cerrados mediante suturas de nylon simples discontinuas. Ferguson MWJ, O’Kane S: Scar-free healing: from embryonic mechanisms to adult therapeutic intervention, Phil Trans R Soc Lond B 359:839, 2004. De forma experimental las alteraciones leves en la proporción de factores de crecimiento presentes durante la cicatrización en adultos pueden producir la cicatrización sin formación de cicatriz más rápida y sin efectos adversos. Gillette RL, Swaim SF, Sartin EA et al: Effects of a bioactive glass on healing of closed wounds in dogs, Am J Vet Res 62:1149, 2001. Este estudio se realizó con nueve beagles con incisiones cutáneas bilaterales similares y mostró que el cristal bioactivo produjo más signos histológicos de inflamación y potencialmente aumenta la resistencia tisular. Maiti SK, Hoque M, Kumar N et al: Sutureless closure of skin wounds, Indian J Anim Sci 74:470, 2004. Este estudió empleó cabras para comparar el cierre de la piel empleando seda, nylon y n-butil-2-cianoacrilato. Mathews KA, Binnington AG: Wound management using honey, Compend Cont Educ Vet Pract 24:53, 2002. Este artículo revisa los efectos de la miel sobre las heridas y expone dos casos en los que fue empleada. Mison MB, Steficek B, Lavagnino M et al: Comparison of the effects of CO2 surgical laser and conventional surgical techniques on healing and wound tensile strength of skin flaps in the dog, Vet Surg 32:153, 2003. Se realizaron tres pares de colgajos cutáneos idénticos y se evaluó la hemostasia, la cicatrización de la herida y la resistencia. Los resultados incluyeron una mejor hemostasia, necrosis parcial de los bordes de la herida y una respuesta inflamatoria más extensa en el caso de incisiones realizadas con láser, por lo que son más susceptibles de sufrir complicaciones, como dehiscencias. 176 PARTE II Cirugía de tejidos blandos Park W, Kim WH, Lee CH et al: Comparison of two fibrin glues in anastomoses and skin closure, J Vet Med Assoc 49:385, 2002. Estos pegamentos son útiles para la hemostasia tras anastomosis vascular o esplenectomía parcial y poseen efecto adherente en la fase inicial de la cicatrización de incisiones cutáneas. Rozaini MZ, Zuki ABZ, Noordin M et al: The effects of different types of honey on tensile strength evaluation of burn wound tissue handling, Intern J Appl Res Vet Med 2:290, 2004. Este estudio experimental con ratas mostró que la piel tratada con miel de Manuka tiene la mayor resistencia a la tensión al compararla con heridas control similares y aquellas tratadas con pomada de sulfadiazina argéntica u otras mieles. Sangwan V, Singh AP, Nagpal SK et al: Comparative evaluation of skin closure with tissue adhesive and subcuticular sutures in female dogs: a microscopic study, Indian J Vet Surg 25:86, 2004. Este estudio empleó catgut para las suturas intradérmicas y pegamento tisular de cianoacrilato; los resultados mostraron una cicatrización similar en la evaluación histológica e histoquímica. Seguin B, McDonald DE, Kent MS et al: Tolerance of cutaneous or mucosal flaps placed into a radiation therapy field in dogs, Vet Surg 34:214, 2005. Se evaluaron 26 perros de clientes para mostrar que los colgajos realizados debido a un tratamiento programado tuvieron un mejor resultado clínico que aquellos realizados para corregir una complicación o un fallo tras radioterapia. Swaim SF, Hinkle SH, Bradley DM: Wound contraction: basic and clinical factors, Compend Cont Educ Pract Vet 23:20, 2001. Se revisan los principios de la contracción cicatricial y se discuten los factores que impiden o mejoran la contracción; artículo bien ilustrado. Tan THH, Bell RJW, Dowling BA et al: Suture materials: composition and applications in veterinary wound repair, Aust Vet J 81:140, 2003. Esta revisión incluye gráficos útiles que enumeran las propiedades e indicaciones de los materiales de sutura empleados con asiduidad. Theoret CL: Growth factors in cutaneous wound repair, Compend Cont Educ Pract Vet 23:383, 2001. Es una revisión actualizada de las fases de la cicatrización y la interacción de las citoquinas y factores de crecimientos. Zachos TA, Bertone AL: Growth factors and their potential therapeutic applications for healing of musculoskeletal and other connective tissues, Am J Vet Res 66:727, 2005. Esta revisión se centra fundamentalmente en la cicatrización del tejido óseo, cartilaginoso y conjuntivo, así como en los productos disponibles que influyen en la cicatrización. VENDAJES No hay ningún tipo de vendaje que aporte el medio óptimo para todas las heridas o para la curación total de una herida en particular. Los vendajes le aportan a la herida limpieza, controlan el medio, reducen el edema y la hemorragia, eliminan los espacios muertos, inmovilizan el tejido lesionado y minimizan la cicatriz. Además aportan comodidad, absorben las secreciones y permiten su caracterización y dan una apariencia estética. Los vendajes mantienen la herida caliente, lo cual mejora la cicatrización y facilita la disociación de oxígeno (v. cuadro 15-5). Al cubrir las heridas con un vendaje se promueve un medio ácido en la superficie de la herida al evitar la filtración de dióxido de carbono y absorber el amoníaco producido por las bacterias. El medio ácido mejora la disociación de oxígeno de la hemoglobina, y en consecuencia se aumenta la disponibilidad de oxígeno en las heridas. Los vendajes deben ser cómodos y limpios. Los vendajes incómodos molestan al paciente, que intentará mutilarse el vendaje, la herida o ambos. La presión debe aplicarse sobre la herida y distal a ella, en vez de proximal, para minimizar el compromi- CUADRO 15-5 Características deseables de los apósitos Eliminan exudados y componentes tóxicos Mantienen una alta humedad en la zona de contacto de la herida con el apósito Permiten el intercambio gaseoso Aportan aislamiento térmico Reducen el dolor Protegen de infección secundaria Protegen de partículas o contaminantes tóxicos Permiten la retirada del apósito sin traumatizar la herida CUADRO 15-6 Capas de contacto hidrófilas Solución salina hipertónica Alginato cálcico Espuma de poliuretano Hidrogel Hidrocoloide Algunos medicamentos tópicos so venoso o linfático. Cuando las capas exteriores del vendaje están mojadas, las bacterias penetran rápidamente desde el exterior y colonizan la herida. Las heridas vendadas con capas de contacto adherentes o no hidrófilas no se suelen examinar ni tratar a diario; sin embargo, las heridas con un excesivo daño tisular, exudado o infección establecida pueden requerir cambios de vendajes dos o tres veces al día. Los vendajes adherentes deben cambiarse con mayor frecuencia si la gasa está saturada de exudado y se desliza sobre la herida durante el cambio de vendaje. Los vendajes aplicados sobre heridas con tejido de granulación sano y los vendajes de contención usados para inmovilizar fracturas pueden ser cambiados sólo una vez cada 2-4 días. Los vendajes hidrófilos (v. cuadro 15-6) están diseñados para dejarlos en la herida durante 3-7 días, dependiendo de las características de la capa de contacto y de la cantidad de exudado producido. Puede ser necesaria anestesia o analgesia para los primeros cambios de vendaje. MATERIALES PARA EL VENDAJE DE HERIDAS Los vendajes tienen tres capas básicas: apósito de contacto (es decir, capa primaria), la capa intermedia (es decir, capa secundaria) y la capa externa (es decir, terciaria). Capa de contacto (primaria) La capa de contacto está sobre la superficie de la herida, y debe permanecer en contacto con ella durante el movimiento. Se emplea para desbridar tejido, aportar medicación, absorber los exudados de la herida o formar un sello oclusivo sobre la herida. La capa de contacto debe minimizar el dolor y evitar la pérdida excesiva de fluidos corporales (v. cuadros 15-5 hasta 15-8, tablas 15-2 y 15-3). Puede ser adherente o no adherente, y oclusiva o no oclusiva (v. tabla 15-4). Las capas de contacto adherentes que se pegan a la superficie de la herida ya no se recomiendan, porque el desbridamiento de la herida no es CAPÍTULO 15 CUADRO 15-7 Factores para la selección de la capa de contacto © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Fase de la cicatrización Cantidad de exudados Localización y profundidad de la herida Presencia o ausencia de costra Cantidad de necrosis Presencia de infección selectivo, produciéndose daño del tejido de cicatrización normal al retirar el vendaje. Además se produce sangrado y dolor al retirarlos. Las capas de contacto no adherentes se solían elegir cuando había tejido de granulación, pero en la actualidad los estándares de cuidado de heridas recomiendan el empleo de capas hidrófilas no adherentes para todas las heridas. Estos productos son muy absorbentes; crean un ambiente húmedo para facilitar la cicatrización y reducen la frecuencia de cambio de vendaje (normalmente una vez cada 3-7 días). Los vendajes semioclusivos permiten que el aire penetre en la superficie de la herida, y que los exudados se extraigan. Son los vendajes más usados en medicina veterinaria. Los vendajes oclusivos son impermeables a aire y líquidos. Se emplean en tejidos poco exudativos para mantener el tejido húmedo. Los vendajes semioclusivos tienen menos riesgo de maceración del tejido normal adyacente. Adherente seca. Este tipo de capa de contacto ya no se recomienda. Las desventajas de una capa de contacto adherente seca son que es dolorosa al retirarla, la eliminación de células viables y la desecación de la herida. En el pasado se seleccionaba una capa de contacto adherente seca cuando la superficie de la herida tenía tejido necrótico y material extraño suelto, o una gran cantidad de exudado de baja viscosidad. Se usaba una gasa absorbente de malla ancha sin relleno de algodón. Las gasas secas absorben el exudado y se adhieren al tejido necrótico y a los detritos. El vendaje se retiraba cuando la capa primaria había absorbido el exudado y los detritos y se había secado. Adherente húmeda. Este tipo de capa de contacto no se sigue recomendando, ya que el desbridamiento no es selectivo, se dañan las células normales y la herida se seca. En el pasado se usaban las capas de contacto adherentes húmedas cuando la superficie de la herida tenía tejido necrótico, materia extraña o exudados viscosos. Se aplicaban gasas estériles de malla ancha, empapadas en suero fisiológico. En ocasiones se empleaba una solución de diacetato de clorhexidina al 0,05% para humedecer la gasa. El fluido diluye el exudado, de forma que pueda ser absorbido por la capa intermedia del vendaje. El tejido necrótico y el material extraño se adherían a la gasa cuando esta se secaba, y se retiraban con el vendaje. Los vendajes húmedos absorben más rápidamente que los secos, y son más cómodos. Las desventajas potenciales de una capa de contacto adherente húmeda son dolor y daño tisular durante los cambios de vendaje, proliferación bacteriana, maceración tisular y penetración (absorción del exudado hasta la capa externa del vendaje). Películas adherentes o sellantes cutáneos. Los líquidos transparentes, que se extienden como una fina capa sobre la Cirugía del sistema tegumentario 177 CUADRO 15-8 Factores que pueden afectar a la contracción de la herida Estimulan o mejoran Inhibidores Acemanano Complejo tripéptido-cobre Apósitos de hidrogel oclusivos Amnios equino Radiación con campos electromagnéticos pulsátiles Suturas de colchonero ajustables horizontalmente Tensores cutáneos Corticoesteroides Sulfadiacina argéntica Acetato de mafenida Apósitos hidrocoloides Submucosa de intestino delgado porcino Colgajos o injertos cutáneos gruesos Modificado de Swaim SF, Hinkle SH, Bradley DM: Wound contraction: basic and clinical factors, Compend Cont Educ Pract Vet 23:20-34, 2001. herida, se secan, creando una película o vendaje que actúa como barrera entre la piel o el tejido de granulación y el medio externo (v. p. 167;). Están hechos de ingredientes naturales, fundamentalmente hetastarch y agua. Estas películas suelen ser permeables al vapor de agua y oclusivas para bacterias y agua. No son irritantes y no manchan. Previenen la irritación cutánea debida a contaminación con exudados, orina o heces. Pueden usarse solos sobre las heridas o con un vendaje. Es necesario reaplicarlos cada 3-4 días. No adherentes. Las capas de contacto no adherentes no se pegan a la superficie de la herida, y la mayoría son semioclusivas. Se emplean para promover la cicatrización húmeda. Las capas de contacto no adherentes retienen humedad para promover la epitelización y evitar la deshidratación de la herida. Permiten el drenaje del exceso de fluido, evitando la maceración tisular. De forma tradicional se emplean como capas de contacto no adherentes gasas de malla ancha impregnadas en vaselina, polietilenglicol o pomadas antibióticas con base de vaselina, cuando la herida tiene un tejido de granulación nuevo y pocos exudados, pero aún no están epitelizadas. Las gasas con vaselina retrasan la epitelización. El polietilenglicol es una sustancia hidrosoluble e hidrófila, que sirve como base para algunas pomadas; evita la adherencia e incrementa la capilaridad. Existen en el mercado es un apósito semioclusivo compuesto por una gasa de malla fina impregnada con tribromofenato de bismuto al 3% y vaselina. Permite la salida de fluidos y bacterias desde la herida. La fibrina del lecho de la herida produce una unión temporal del apósito con la herida cuando este se seca. No son caros y están asociados a una menor tasa de infección, pero son dolorosos al retirarlos. La epitelización es rápida. Los apósitos no adherentes sin vaselina (un apósito de algodón con película no adherente o un apósito de rayón y polietileno) deben emplearse cuando comience la epitelización. Estos apósitos no se adhieren a la herida y producen un dolor mínimo. Otro tipo de capa de contacto no adherente es el apósito oclusivo. Los apósitos oclusivos son impermeables al aire. Se emplean sobre heridas sanas con exudación mínima durante la fase de reparación de la cicatrización. Los apósitos oclusivos aceleran la epitelización y la síntesis de colágeno gracias a que 178 PARTE II Cirugía de tejidos blandos TABLA 15-2 Guía de apósitos según el propósito PROPÓSITO DEL PRODUCTO SUGERENCIA DE PRODUCTOS Limpiar la herida Limpiadores comerciales no citotóxicos; suero fisiológico o solución electrolítica equilibrada Absorber exudados Perlas, pastas, polvos o almohadillas absorbentes: Alginatos Espumas Hidrocoloides Hidrogeles Apósitos compuestos Desbridamiento autolítico: cubrir la herida para permitir que las enzimas endógenas del fluido de la herida autodigieran la costra y la fibrina Los anteriores, además de películas transparentes Desbridamiento químico de tejido desvitalizado Agentes desbridantes enzimáticos Humedecer la herida Hidrogel Apósitos salinos hipertónicos Miel medicinal Mantener la humedad de la herida Pomadas hidrófilas Espuma Hidrocoloides Hidrogeles Películas transparentes Llenar el espacio muerto Perlas, pastas, polvos o almohadillas absorbentes: Alginatos Hidrocoloides Hidrogeles Espumas Reducir la inflamación para mejorar la perfusión Salinos hipertónicos Prevenir la contaminación Gasa antimicrobiana impregnada con biguanida Oclusivos Semioclusivos Reducir la carga bacteriana Gasa antimicrobiana impregnada con biguanida Antibióticos Cubrir y proteger la herida Apósitos hidrófilos no adherentes con capas intermedia y externa apropiadas Proteger la piel adyacente de la humedad y de traumatismos Pomadas barrera para humedad Sellantes cutáneos Apósitos de película transparente Vendaje Reducir el olor Películas permeables al vapor de agua o espuma de poliuretano con carbón activado mantienen un ambiente húmedo. Requieren una frecuencia menor de cambio que otros tipos de vendajes. Algunos tipos de apósitos oclusivos tienen una capa adhesiva de hidrocoloide. Otras capas de contacto oclusivas no adherentes contienen películas de poliuretano, hidrogeles y perlas, copos, polvos o pastas hidrófilas. Las películas de poliuretano y los hidrogeles son transparentes, caros y están contraindicados en heridas infectadas. Las películas de poliuretano se emplean en superficies planas de granulación. Los polímeros hidrófilos absorben rápidamente grandes cantidades de fluido y están indicados en heridas profundas, con granulación y/o infectadas. En la actualidad se dispone de nuevas capas de contacto no adherentes, que facilitan la cicatrización húmeda en todas las fases de la cicatrización. Esos apósitos controlan el ambiente de la herida y en ocasiones se les denomina apósitos interactivos. Están diseñados individualmente para crear el ambiente necesario para cada fase de la cicatrización. Ningún apósito producirá el microambiente óptimo para todas las heridas o para todas las fases de cicatrización de una herida. La capa de contacto apropiada se selecciona dependiendo de la fase de la cicatrización, cantidad de exudado, localización y profundidad de la herida, presencia o ausencia de costra y cantidad de CAPÍTULO 15 Cirugía del sistema tegumentario 179 TABLA 15-3 Guía de apósitos según la herida HERIDA © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Aguda, daño tisular y contaminación leve OBJETIVO Hemostasia, desbridamiento, reducir contaminación, aportan un ambiente húmedo CARACTERÍSTICAS DE LA HERIDA APÓSITOS A CONSIDERAR Hemorrágica Menos de 6-8 horas de antigüedad Alginato cálcico Hidrogel, hidrocoloide Aguda, daño tisular y contaminación de moderada a grave Reducir contaminación, desbridamiento Aportar un ambiente húmedo Gran suciedad y detritos en la herida; contusiones, avulsiones, isquemia y menor a 6-8 horas Hidrogel, hidrocoloide Exposición de músculo, fascia o tejido subcutáneo Aportar un ambiente húmedo Estimular la granulación Herida limpia Alginato cálcico, hidrogel Necrótica Promover el desbridamiento Aportar un ambiente húmedo Absorber exudados Costra o fluidos secos Exceso de exudados y superficie desvitalizada Salino hipertónico o hidrogel Hidrogel o alginato cálcico Granular Aportar un ambiente húmedo Estimular la granulación Granulación irregular o incompleta, exudado mínimo o moderado Alginato cálcico, hidrogel Precisa epitelización Aportar un ambiente húmedo para promover y proteger la epitelización Tejido de granulación sano: rosa, liso seco húmedo Capa de hidrogel, hidrocoloide Espuma necrosis o infección. La cicatrización húmeda se consigue incorporando materiales hidrófilos que se sitúan en el lecho o en la cavidad de la herida. Los apósitos hidrófilos incluyen solución salina hipertónica, alginato cálcico, espuma de poliuretano, hidrogel, hidrocoloide y determinados fármacos tópicos. Los materiales hidrófilos no deben extenderse sobre la piel sana para evitar la maceración del tejido adyacente a la herida. Las pomadas barreras o las películas sellantes adherentes pueden aplicarse en la región adyacente a la herida para prevenir la maceración. Algunos productos con bordes adhesivos diseñados para personas no se adhieren bien en los animales debido a la mayor concentración de lípidos en la piel y al rápido crecimiento del pelo. La mayoría de las capas de contacto hidrófilas no adherentes son muy absorbentes, y requieren un cambio de vendaje sólo cada 3-7 días; esto puede ser complicado para los veterinarios, que están acostumbrados a cambiar vendajes una o dos veces al día. Los costes de estos productos son mayores, pero como la frecuencia de cambio de vendaje es menor el coste general es comparable a los vendajes húmedos-secos que se cambian con mayor frecuencia. NOTA: Ningún apósito produce el microambiente óptimo para todas las heridas o para todas las fases de cicatrización de una herida. Películas transparentes permeables al vapor. Los apósitos de película transparente son apósitos de poliuretano finos, transparentes y que retienen la humedad. Son cómodos, resisten al agua y permiten la inspección de la herida sin tener que quitarlos. Se adhieren a la piel seca pero no a las heridas. Son semipermeables, permitiendo el paso de oxígeno, vapor de agua y dióxido de carbono, pero no permiten el paso de agua ni bacterias (p. ej., Pseudomonas, Staphilococcus y E. coli). El drenado se acumula bajo la membrana. El ambiente húmedo acelera la cicatrización. Sus usos incluyen las heridas superficiales o de espesor parcial, con poco o escaso exudado y costras necróticas secas, para aportar un desbridamiento autolítico húmedo. No se emplean en heridas infectadas o exudativas ni en piel fina y frágil. Pueden usarse durante todo el período de cicatrización. Se aplican de forma que se extiendan hasta 2 cm por detrás de los bordes de la herida. La aplicación de un sellante cutáneo sobre la piel adyacente intacta ayuda a prevenir la maceración y la descamación de la piel. No se adhieren bien en áreas de pliegues cutáneos o no rasuradas; se adaptan mejor a las personas que a los animales. La adherencia al perímetro puede mejorarse con un espray de película permeable al vapor. Salino hipertónico. Existe un apósito hipertónico salino con cloruro sódico al 20%. Los apósitos salinos hipertónicos están indicados en heridas y costras infectadas, necróticas y muy exudativas. Las costras deben ser incididas en forma de cuadrícula antes de la aplicación. Para realizar estos apósitos se impregna una gasa de trama suelta o cinta umbilical con solución salina hipertónica. Deben emplearse en las fases inflamatorias de la cicatrización durante los primeros días de tratamiento. La acción osmótica deseca las bacterias y el tejido necrótico, y reduce el edema, mejorando la perfusión. El desbridamiento no es selectivo, por lo que su empleo se reduce a una o dos aplicaciones. El vendaje debe cambiarse al menos cada 3 días para evitar la dilución salina, y depende de la cantidad y tipo de exudado. Estos 180 PARTE II Cirugía de tejidos blandos TABLA 15-4 Apósitos de contacto para heridas TIPO INDICACIÓN ACCIÓN Apósitos adherentes Húmedo-seco Fase inflamatoria, exudado muy viscoso Absorbe, desbrida, hidrata, interrumpe el tejido de granulación Cambiar cada 6 u 8 horas Seco-seco Fase inflamatoria, exudado de baja viscosidad Absorbe, hidrata, interrumpe el tejido de granulación Cambiar cada 6 u 8 horas Esponja o rodillo de gasa antimicrobiano Todas las fases Mata las bacterias superficiales, evita la penetración de bacterias en el vendaje Salino hipertónico Fases de inflamación y desbridamiento La acción osmótica deseca las bacterias y el tejido necrótico Exudados necróticos, infectados, espesos Desbridamiento no selectivo Disminuye el edema, incrementando la perfusión Cambiar cada 1-3 días, una o dos aplicaciones Películas semipermeables Heridas poco o muy exudativas con tejido de granulación. Heridas suturadas Se adhiere a la piel adyacente a la herida; puede tener una fina capa de contacto no adherente. Crea un ambiente. Acelera la epitelización; permeable al vapor de agua pero oclusivo para bacterias y agua. Cambiar cada 1-3 días Películas protectoras de la piel Heridas crónicas con irritación cutánea, quemaduras, dermatitis húmeda aguda Forma una película sobre la superficie. Protege la piel de la orina, heces y esparadrapo. Permite una rápida cicatrización Reaplicar cada 3-4 días Apósitos adhesivos Apósitos no adherentes semioclusivos y oclusivos Alginato cálcico/cálcico-sódico (almohadilla, cinta, fibra) Transición entre fase inflamatoria y de reparación, exudado denso; quemaduras; laceraciones; incisiones; biopsia La almohadilla forma un gel al absorber los exudados, que limpia la herida; además es hemostático y mejora la epitelización y la granulación. No emplear sobre tendón, hueso o tejido necrótico Cubrir con una almohadilla semioclusiva Cambiar cada 5-7 días Impregnados con vaselina Fase inicial de la reparación, exudado de viscoso a sanguíneo Aumenta la contracción de la herida, absorbe bacterias y exudado, retrasa la epitelización Cambiar cada 1-3 días Con acetato de clorhexidina al 0,5% Con tribromofenato de bismuto al 3% Con rojo escarlata al 5% Protege contra la contaminación; estimula la epitelización CAPÍTULO 15 Cirugía del sistema tegumentario 181 TABLA 15-4 Apósitos de contacto para heridas (cont.) © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. TIPO INDICACIÓN ACCIÓN Rayón/polietilenglicol (láminas, gel) o algodón (almohadilla) Película de poliéster perforada con algodón Fase inicial y media de reparación, cuando comienza la epitelización, exudado de sanguíneo a seco; heridas suturadas; laceraciones menores Incrementa la contracción de la herida, absorbe bacterias y exudado; puede promover un tejido de granulación exuberante Cambiar cada 1-3 días Película de poliuretano Todas las fases de cicatrización. Lesiones de espesor parcial; heridas con tejido de granulación y exudado mínimo; puede emplearse para cubrir pastas o polvos hidrófilos o hidrogeles Incrementa la epitelización; puede causar maceración tisular y proliferación bacteriana Cambiar cada 1-3 días Hidrocoloide (lámina, pasta, polvo; algunos son semioclusivos) Inicio de fase de reparación; tejido de granulación sano con contracción avanzada y exudado ligero a moderado; úlceras por presión; quemaduras; heridas cavitadas; heridas por avulsión Mejora la epitelización y el confort; la adherencia puede reducir la contracción; emplear hasta que el tejido de granulación llene la herida; promueve la granulación y puede ocasionar hipergranulación; permeable a gas, pero tiene una capa o es totalmente impermeable al agua. Interrumpir si se desarrolla infección bajo el apósito Cambiar cada 2-3 días Hidrogel (malla, pasta, gel, sobre) Fases inflamatoria, de desbridamiento y reparación; heridas secas, viscosas o necróticas; abrasiones; ampollas; heridas superficiales Empleo con mínimo exudado Absorbe fluido; mantiene la herida húmeda; permite el desbridamiento autolítico; incrementa la actividad de la colagenasa en quemaduras Interrumpir cuando el tejido de granulación llene la herida; puede promover una granulación exuberante Promueve la contracción Puede emplearse para aportar fármacos tópicos: acemanano, ácido hialurónico, sulfato de condroitín, plata y metronidazol Cambiar el vendaje cada 4-7 días Dextranómeros particulados; material hidrofílico (perlas, copos, polvos, pasta) Heridas profundas en granulación o con gran exudado o trasudado; áreas donantes; úlceras crónicas Absorben fluidos; mantienen la herida húmeda; pueden ser quimiotácticos; aceleran la epitelización; inhiben las bacterias anaerobias y eliminan los microorganismos por acción capilar; pueden añadirse antimicrobianos Interrumpir cuando se desarrolle tejido de granulación sano o cuando la herida esté seca Algunos biodegradables; limpiar los otros de la herida Cambiar cada 1-3 días (Continúa) 182 PARTE II Cirugía de tejidos blandos TABLA 15-4 Apósitos de contacto para heridas (cont.) TIPO INDICACIÓN ACCIÓN Poliuretano (líquido, sobre, almohadilla) Fase de inflamación o reparación; heridas profundas con poco exudado; heridas inguinales o axilares Absorbente; actúa como relleno o stent; cómodo; puede producir maceración Reduce la granulación Promueve la epitelización y contracción Cambiar cada 3-7ádías Silicona Espuma También apósito de gel Las mismas que para la espuma de poliuretano Las mismas que la espuma de poliuretano Puede prevenir o reducir la formación de un tejido de granulación exuberante Fases desde inflamatoria hasta reparación Reduce el dolor, calor, pérdida de agua y contaminación; estimula epitelización, síntesis de colágeno y granulación; mejora la contracción (amnios); reduce la carga bacteriana; control de exudados Aporta una matriz Resultados experimentales variados Fase inicial y media de reparación, al comienzo de la epitelización; exudado de sanguíneo a seco; heridas suturadas; laceraciones menores Aumenta la contracción de la herida, absorbe bacterias y exudados; transparente y ajustable, pero puede adherirse Carbón activado Fases desde desbridamiento hasta reparación con infección grave Absorbe bacterias y reduce el olor Aporta humedad Previene la formación de tejido de granulación exuberante Yodo de liberación lenta Inicio de la fase inflamatoria de la reparación; heridas contaminadas Reduce la carga bacteriana; yodo disponible al 1%; citotoxicidad potencial Impregnados con plata Fases desde inflamatoria hasta reparación con alta carga bacteriana; quemaduras Reduce la carga bacteriana; las tiras facilitan el drenaje Cambiar cada 3-4ádías Maltodextrina: polvo o gel Desbridamiento; heridas con cicatrización lenta Limpia y promueva la cicatrización en heridas contaminadas o infectadas; hidrófilo; quimiotáctico para leucocitos; produce glucosa para promover la cicatrización; antibacteriano y bacteriostático Espuma Apósitos biológicos Amnios, peritoneo, injertos, cultivos de colágeno epitelial Submucosa intestinal porcina (SIS) Matriz extracelular de vejiga porcina Membrana de silicona y colágeno porcino Diversos apósitos © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. CAPÍTULO 15 apósitos convierten rápidamente una herida desagradable, viscosa y necrótica en una herida con granulación y exudado moderado. Se emplean antes de colocar apósitos de alginato cálcico, hidrogel o espuma. Hidrogel. Los hidrogeles, o geles de polímeros y agua, son formulaciones de polisacáridos modificados y entrecruzados (gelatina o polisacáridos) disponibles en forma de gel, láminas secas o hidratadas o gasas impregnadas. Son hidrófilos y se hinchan al contacto con soluciones acuosas; contienen un 90%-95% de agua cuando están hidratados. Los geles retienen la humedad, no son adherentes ni oclusivos y son muy cómodos gracias a su efecto de frescor y suavidad y a una disminución del dolor. Son muy absorbentes, por lo que crean un ambiente húmedo que promueve el desbridamiento, la granulación y la epitelización. Se emplean para tratar heridas secas, viscosas o necróticas, así como abrasiones, laceraciones, quemaduras e irritaciones cutáneas leves. Son unos hidratantes muy efectivos e incrementan la actividad de la colagenasa para facilitar el desbridamiento autolítico y promover la cicatrización. Puede producirse una granulación excesiva. Estos productos no inhiben la contracción de la herida. Pueden usarse como vehículo para antibióticos u otros antimicrobianos, incluyendo metronidazol, sulfadiacina argéntica, acemanano y ácido hialurónico y condroitín sulfato. Los apósitos deben cortarse según el tamaño de la herida para evitar la maceración del tejido adyacente y deben ser vendados. Los vendajes se cambian cada 4-7 días. Hidrocoloides. Los hidrocoloides son polímeros hidrófilos biocompatibles, como la carboximetilcelulosa o hidroxietilcelulosa sódica con pectinas y gelatina o embebidas en una malla elástica. Pueden ser almohadillas adhesivas oclusivas o semioclusivas (no para el lecho de la herida), pastas o polvos. Las almohadillas consisten en una capa interna gruesa (con frecuencia adhesiva) de un hidrocoloide absorbente y una película externa de poliuretano, fina, resistente al agua e impermeable a las bacterias. Son flexibles y muy absorbentes, y se adhieren tanto al tejido seco como al húmedo. Absorben los exudados de la herida y los hidrocoloides se hinchan, formando un gel en la superficie de la herida. El gel se expande, rellenando la cavidad de la herida y manteniéndola húmeda. Los hidrocoloides mantienen un ambiente húmedo, promoviendo el desbridamiento autolítico y aislando el lecho de la herida. Mejoran la epitelización y el confort, pero la adherencia al tejido adyacente puede reducir la contracción y producir hipergranulación. Los apósitos son útiles en heridas de espesor parcial o total, con base limpia o necrótica, incluyendo úlceras por presión, quemaduras leves o heridas en granulación con tejido necrótico. También se emplean para mantener otros apósitos en su lugar. No se aconsejan en heridas muy exudativas o infectadas. Las almohadillas de hidrocoloides deben extenderse 2 cm más allá de la herida, sobre la piel sana, que estará protegida con un sellante cutáneo para evitar la maceración si fuera necesario. Las heridas cavitadas deberían llenarse con un agente de relleno para ocupar el espacio muerto antes de aplicar la almohadilla de hidrocoloides. El hidrocoloide se disuelve al absorber fluidos, formando un fluido amarillento. Los cambios de vendaje suelen ser necesarios cada 3-5 días; los vendajes se cambian cuando el exudado comienza a filtrarse o cuando se suelta el apósito. La inspección de la herida es compleja a través de las almohadillas opa- Cirugía del sistema tegumentario 183 cas. Debe interrumpirse el empleo de estos apósitos si se desarrolla infección bajo ellos. Algunos apósitos de hidrocoloides tienen una capa adhesiva y son oclusivos. El hidrocoloide se adhiere a la piel que rodea la herida, y el apósito que queda sobre la herida interactúa con los fluidos de la herida para crear un gel de hidrocoloide oclusivo y no adherente. Estos apósitos se usan en heridas con un lecho de tejido de granulación ya establecido, contracción avanzada, producción de fluidos mínima y comenzando a epitelizar. La herida debe ser lavada y secada. Después se calienta el apósito de hidrocoloide entre las palmas de las manos, para hacerlo blando y flexible. Se corta el apósito con un tamaño y forma apropiados para cubrir la herida y se retira la película protectora. Se coloca el apósito con una ligera presión hasta que se adhiera a la piel. La adherencia es un problema en perros y gatos, pero puede mejorarse rasurando el pelo adyacente a la herida. Puede ser necesario colocar un vendaje intermedio y externo ligero para mantener en su lugar el apósito si está en zonas móviles. El apósito se retira a los 2-3 días, cuando la superficie externa del apósito parece una ampolla llena de líquido o si se produce filtración. Se lava o limpia el gel y se aplica un nuevo apósito. Las heridas cubiertas con capas de contacto de hidrocoloides son menos dolorosas y epitelizan más rápido que las heridas cubiertas con apósitos semioclusivos no adherentes; sin embargo, se reduce la contracción de la herida. Los apósitos no son transparentes, lo cual dificulta la monitorización. Para el tratamiento de úlceras dérmicas, quemaduras, abrasiones y áreas donantes de injertos se utiliza un apósito impermeable al oxígeno. Su capa externa es espuma de poliuretano, que es impermeable al oxígeno y al agua; su capa interna es un complejo de polímeros hidrocoloides que es oclusiva e hidrófila. La impermeabilidad al oxígeno mejora la velocidad de epitelización y la síntesis de colágeno, y baja el pH del exudado de la herida, por lo que reduce potencialmente la carga bacteriana. El apósito no se adhiere al lecho de la herida y es cómodo. Los fluidos se acumulan bajo el apósito. Su empleo debe interrumpirse cuando se haya completado la epitelización. Alginato cálcico. Los alginatos cálcicos son apósitos no oclusivos, no adherentes, hidrófilos y que retienen la humedad. Se clasifican como dextranómeros fibrosos. Los productos de alginato cálcico son derivados de sales de ácido algínico, obtenido de las algas Phaeophyceae procedentes del mar, en forma de almohadillas, cordones, cintas o paquetes de fibras o alginato de sodio-calcio o alginato cálcico puro. El alginato cálcico se emplea como agente hemostático en laceraciones, heridas posquirúrgicas, áreas donantes, senos nasales o alvéolos dentarios; en combinación con cinc mejoran su aptitud. Se emplean como rellenos de heridas o apósitos, que estimulan la granulación en heridas desbridadas y absorben exudados. El alginato cálcico también puede mejorar la epitelización. Son apropiados durante las fases inflamatoria y de reparación en heridas con cantidad moderada o elevada de exudados; su aplicación en heridas secas o poco exudativas permite su adherencia, y está contraindicada. El intercambio iónico con los exudados produce un hidrogel viscoso y biodegradable en la superficie de la herida; es capaz de absorber fluidos de la herida de 20 a 30 veces su propio peso. Los iones de calcio liberados y la superficie de fosfolípidos promueven la activación de la pro- 184 PARTE II Cirugía de tejidos blandos trombina en la cascada de coagulación. No se recomienda aplicar los apósitos de alginato cálcico sobre músculo, tendón, hueso o tejido necrótico. Aplique a la herida y cambie el apósito con una frecuencia desde diaria hasta cada 5-7 días. La almohadilla puede prehumedecerse si la herida está algo seca; lave para soltarlo y sustitúyalo por un apósito de hidrogel si se adhiere a la herida. El gel que se forma en la superficie se elimina fácilmente con el lavado. Espumas. Los apósitos de espuma de poliuretano son unos apósitos muy absorbentes, hidrófilos y con una capa de contacto no adherente. Algunos tienen bordes adhesivos para pegarse a la piel normal adyacente. Son muy adaptables, permeables al vapor y son una barrera efectiva frente a la penetración bacteriana. Están diseñados para proteger y amortiguar una variedad de heridas, especialmente aquellas que se encuentran en áreas difíciles. Los productos varían en adaptabilidad, permeabilidad y absorbencia. Mantienen un ambiente húmedo para la herida y mejoran el desbridamiento autolítico. Su empleo es versátil, siendo apropiados para heridas de espesor parcial o total con cantidad de exudado de ligera a moderada, heridas necróticas húmedas o heridas limpias en granulación. Promueven la epitelización, son fáciles de aplicar y la almohadilla de espuma se puede cortar para adaptarla a diferentes dimensiones. La espuma debe humedecerse con suero salino o medicaciones si la herida es poco exudativa, o puede emplearse con otra capa de contacto para evitar la adherencia. Se recomiendan los cambios de apósito cada 1-5 días, dependiendo de la exudación de la herida. También se dispone de espumas de silicona, que se forman in situ y se emplean en heridas con grandes cavidades. Los componentes se mezclan inmediatamente antes de ser aplicados. Esto provoca una reacción ligeramente exotérmica y durante un período de 2-3 minutos el material se expande hasta un volumen aproximado de cuatro veces el original. Se convierte en una espuma suave y esponjosa, que se adapta a los contornos de la herida. Se retira, se lava y se reposiciona en la herida dos veces al día, y se sustituye semanalmente. Apósito de gasa antimicrobiana: apósito impregnado de polihexametilbiguanida. Las esponjas de gasa estériles impregnadas con polihexametilbiguanida pueden emplearse en solitario o cubriendo otra capa de contacto. También se dispone de rollos de gasa impregnados. La polihexametilbiguanida es una biguanida polimérica con acción antimicrobiana frente bacterias grampositivas y gramnegativas. La susceptibilidad a la biguanida varía entre las especies bacterianas, siendo mayor la eficacia frente a grampositivas. La polihexametilbiguanida es un bactericida rápido en altas concentraciones, ocasionando rotura de las membranas citoplasmáticas bacterianas y consecuente filtrado y precipitación de componentes celulares. Es compatible con el tejido y aparentemente no tiene efectos negativos sobre la cicatrización. Es similar a la clorhexidina y se emplea en soluciones para lentillas, desinfectantes, antisépticos y otros productos para controlar el crecimiento bacteriano. Los apósitos impregnados con polihexametilbiguanida resisten a la colonización bacteriana de las heridas y tienen una actividad local prolongada. Las bacterias ambientales no pueden atravesar el vendaje para llegar a la herida, y las bacterias de la herida no pueden contaminar el ambiente. Se dispone tanto de esponjas como de rollos de gasa. Prehumedecer la gasa si se emplea como material de envasado. Otros apósitos antimicrobianos. También se dispone de apósitos impregnados con yodo, plata, carbón activado y antibióticos para ayudar al control y prevención de infecciones. El yodo se encuentra en apósitos de polímeros ramificados de dextrano. Cuando el apósito se hidrata en el ambiente húmedo de la herida, se libera yodo elemental para ejercer un efecto antibacteriano y para interactuar con los macrófagos para producir TNF- e IL-6. La liberación lenta se ha diseñado para mantener niveles adecuados de yodo activo durante aproximadamente 48 horas. Los apósitos de nailon cubiertos con cloruro de plata liberan plata para matar bacterias. La susceptibilidad bacteriana incluye E. coli, Klebsiella pneumoniae, P. aeruginosa, Streptococcus spp. y Staphylococcus spp. La velocidad de liberación de la plata varía según el producto empleado. También se dispone de tiras para envolver heridas, que facilitan el drenaje a la vez que mejoran la cicatrización. Emplee estas desde la fase inflamatoria hasta la fase de reparación de la cicatrización. Humedezca el apósito antes de su aplicación y cámbielo cada 3-4 días. Los apósitos de carbón activo le aportan a la herida un ambiente húmedo, absorben bacterias, evitan la formación de un tejido de granulación exuberante y pueden reducir el olor de la herida. Están pensados para emplearse en heridas muy infectadas desde la fase de desbridamiento hasta la fase de reparación. Las esponjas impregnadas con antibióticos se han empleado durante un tiempo en cirugía humana. Uno de estos productos está hecho a base de colágeno bovino tipo I desnaturalizado impregnado con gentamicina. Además de su efecto antibacteriano tiene un efecto hemostático porque produce la adhesión y agregación plaquetaria y de proteínas puente. Se liberan altas concentraciones de antibiótico en la zona donde se coloca el implante, mientras que los niveles séricos permanecen por debajo de los niveles tóxicos. Apósitos bioactivos. Los apósitos bioactivos están compuestos a base de materiales originados en el tejido vivo. Los apósitos bioactivos incluyen aquellos derivados de fibroblastos de cultivos tisulares, piel artificial derivada de queratinocitos y apósitos de matriz extracelular derivada de la capa submucosa del intestino delgado o de la vejiga de la orina de cerdo. Los apósitos biológicos incluyen injertos de piel, membrana amniótica y peritoneo. Los apósitos de colágeno son derivados de material bovino o porcino y se convierten en no antigénicos como resultado de una purificación enzimática. Están disponibles en láminas, partículas, pastas o geles. Se cree que aceleran la reparación de la herida porque proveen a la herida de una matriz para la migración celular. Se usan con mayor frecuencia en grandes heridas por avulsión, como andamio para el crecimiento tisular. Los andamios de matriz extracelular tienen un efecto angiogénico y reclutan células germinales para que migren dentro del andamio acelular para reconstruir y remodelar tejidos muy dañados o inexistentes. La quitina, N-acetil-d-glucosamina polimerizada, es un componente del esqueleto de crustáceos e insectos y se encuentra en CAPÍTULO 15 paredes celulares de hongos y bacterias. Se ha preparado como un tipo de piel artificial. Otros preparados incluyen esponjas, algodón, copos y telas no tejidas. Se encuentra en el mercado un apósito temporal y caro, compuesto de una membrana ultrafina de silicona semipermeable unida a un tejido de nailon poroso. Las dos capas se unen de forma covalente a péptidos de colágeno porcino para incrementar la adherencia a la herida. Este apósito es flexible y se estira para adaptarse al área. Se incorpora a la herida y por ello es cómodo. La herida puede verse a través del apósito. El apósito se retira cuando la epitelización es completa o si se detecta infección. Los apósitos biológicos pueden emplearse como capas de contacto en heridas con mínimo exudado. Capa intermedia (secundaria) La capa intermedia de un vendaje es una capa absorbente que elimina y acumula agentes nocivos (p. ej., sangre, suero, exudado, detritos, bacterias y enzimas) lejos de la superficie de la herida. El crecimiento bacteriano se retrasa si el vendaje permite la evaporación de fluidos y el exudado se vuelve más concentrado. La capa intermedia debe tener capilaridad para absorber y debe tener un grosor suficiente para acumular fluido. La capa intermedia también protege a la herida frente a traumatismos, actúa como entablillado para evitar el movimiento de la herida y mantiene la capa de contacto sobre la superficie de la herida. Puede usarse algodón absorbente, rollos combinados o almohadillas para enyesado. Debe aplicarse presión suficiente durante la colocación de esta capa, para eliminar el espacio entre la herida y la capa de contacto y entre la capa de contacto y la intermedia. Si quedaran espacios se permite la acumulación de fluidos, que promueve la maceración tisular; sin embargo, una compresión excesiva impide la absorción e interfiere con el riego sanguíneo y la contracción de la herida. Las capas externas de la capa intermedia pueden convertirse en no absorbentes impregnándolas de vaselina, lo cual impide que los fluidos ambientales alcancen la herida. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Capa externa (terciaria) La capa terciaria mantiene las otras capas del vendaje en su lugar y las protege frente a contaminación externa. Se emplea rollo de gasa, venda tubular, esparadrapo quirúrgico o cobertores reutilizables para apósitos de polipropileno o spandex. El esparadrapo quirúrgico es el más empleado. El esparadrapo poroso permite la evaporación de fluidos y promueve el secado, pero permite que las bacterias superficiales contaminen la herida si se moja. Además las bacterias de la herida pueden migrar a través del vendaje y contaminar el ambiente. El empleo de un rollo de gasa antimicrobiana para comprimir la capa intermedia ayuda a controlar las bacterias de la superficie de la herida y colabora a evitar que los microorganismos ambientales migren hacia la herida a través del vendaje. El esparadrapo impermeable al agua protege a la herida frente a fluidos ambientales, pero crea un vendaje oclusivo que puede conducir a maceración tisular. Sólo debe emplearse en áreas predispuestas a mojarse (p. ej., patas), y suele usarse en combinación con esparadrapo poroso. Los esparadrapos elásticos aplican presión, se adaptan al área y la inmovilizan. Pueden incorporarse férulas o varillas de soporte en la capa externa del vendaje si se requiere una inmovilización adicional. Tam- Cirugía del sistema tegumentario 185 bién se puede utilizar soportes para apósitos preformados para estabilizar y proteger las capas intermedia y de contacto. Están hechos a base de una tela no tejida de polipropileno, transpirable, y se fijan en su posición con cierres de Velcro. No son adhesivos, no requieren esparadrapo y son reutilizables, lavables y no constrictivos. Tienen diseño anatómico y están disponibles en diferentes tallas para la cadera, codo u hombro, cabeza, abdomen, tórax y extremidades. Las prendas de spandex también pueden emplearse para proteger vendajes o como capa externa de un vendaje. Las prendas hechas a medida o modificadas, como las camisetas para niños, pueden usarse para proteger o sustituir la capa terciaria en el cuerpo o en la cabeza. Los collares isabelinos, barras laterales y trabas de cinta se emplean con frecuencia para proteger el vendaje del paciente. TIPOS DE VENDAJES Al aplicar vendajes deben emplearse materiales apropiados de anchura adecuada para evitar un efecto torniquete. Los materiales porosos permiten la circulación de aire y el escape de humedad. Todos los vendajes deberían aplicarse lo más suavemente posible para prevenir picos y protuberancias, que pueden causar irritación y necrosis cutáneas. Cada vuelta del vendaje debe solapar la vuelta anterior un 50%. En ocasiones es provechoso desenrollar las cintas elásticas y permitir que se relajen antes de vendar una parte del cuerpo, para evitar la aplicación de excesiva presión. Se les debe explicar a los propietarios los cuidados apropiados del vendaje. Los vendajes deben evaluarse con frecuencia por si hubiera signos de deslizamiento o filtración de fluidos. Debe mantenerse limpia y seca la superficie de todos los vendajes. Debe observarse que los pacientes no muestren incomodidad, inflamación, hipotermia, decoloración cutánea, sequedad u olor, signos que pueden indicar que el área se ha vendado incorrectamente. Los vendajes demasiado apretados dificultan la circulación y dañan el tejido blando. Los dedos deben permanecer al aire en los vendajes de extremidades, para poder monitorizar la circulación y la sensibilidad. Los vendajes sueltos producen úlceras por presión o se deslizan. Debe evitarse que los pacientes muerdan el vendaje, y el ejercicio debe limitarse a cortos paseos de la correa. Cuando el paciente esté en el exterior se debe cubrir el vendaje con una bolsa de plástico o material impermeable al agua, para protegerlo de la suciedad y humedad. El material impermeable debe retirarse en 30 minutos, para evitar un exceso de acumulación de humedad bajo el vendaje. Los signos de dolor, lamido o mordisqueo excesivo del vendaje e inflamación pueden indicar que el vendaje no funciona correctamente o que no está bien colocado, por lo que debe ser sustituido para evitar serias complicaciones. Los vendajes con presión alta o presión mal distribuida sobre los salientes óseos pueden producir isquemia y necrosis por presión. Si resultan afectados los tejidos profundos puede ser necesaria la amputación de la extremidad. Pueden ser necesarios injertos o colgajos cutáneos para reconstruir lesiones más superficiales. Vendajes absorbentes Los vendajes absorbentes están indicados en heridas abiertas contaminadas e infectadas. Los detritos absorbidos se retiran de la superficie de la herida para permitir una mejor cicatriza- 186 PARTE II Cirugía de tejidos blandos ción. La capa de contacto es un material hidrófilo absorbente (v. cuadros desde 15-6 hasta 15-8 y tablas 15-2 y 15-3), seguido de una capa intermedia absorbente para mantener la almohadilla en su sitio. El espesor de la capa intermedia varía dependiendo de la cantidad de drenaje esperada. Se coloca una envoltura elástica sobre la capa absorbente para adaptar el vendaje y para aplicar una presión ligera. La capa final es una cinta adhesiva o elástica. Dependiendo de la absorbencia de la capa de contacto el cambio de vendaje varía desde a diario –o más frecuentemente si se filtra líquido– a cada 3-7 días. coso y poco detrito o tejido necrótico. Las desventajas de los vendajes húmedo-húmedo incluyen un incremento del tiempo preciso para el tratamiento, maceración tisular que promueve la infección y contaminación de la herida por bacterias si el fluido llega a la superficie del vendaje. Tras 3-5 días debería haberse formado un lecho de granulación sano, y el vendaje húmedo-húmedo se sustituye por un vendaje no adherente. Seco-seco. Los vendajes seco-seco se emplean en heridas con detritos o tejido necrótico suelto o una gran cantidad de exudado de baja viscosidad. Vendajes adherentes Aplique una gasa de malla ancha, seca, sobre la herida, después una capa intermedia absorbente y esparadrapo. Deje el vendaje en su lugar hasta que el fluido y detrito absorbido se haya secado en la capa intermedia. Los tipos de vendaje adherente son húmedo-seco, húmedo-húmedo y seco-seco. Estos vendajes se han sustituido a favor de los nuevos productos hidrófilos que promueven la cicatrización húmeda y el desbridamiento selectivo, y aportan una gran absorbencia. Húmedo-seco. Los vendajes húmedo-seco son los vendajes adherentes más usados en medicina veterinaria. Los vendajes húmedos mejoran el desbridamiento porque licuan el coágulo y absorben el detrito necrótico, dejando el tejido viable intacto. El principio del vendaje húmedo salino es que al secarse la esponja la acción mecha empuja al detrito y al exudado al interior de la esponja y los separa de la herida. Las características de los vendajes húmedo-seco son que: 1) se pueden emplear antimicrobianos como solución humectante; 2) se mantiene un ambiente fisiológico; 3) se mantiene la comodidad, y 4) se elimina el exudado. Sin embargo, las bacterias pueden crecer en un medio húmedo y puede producirse maceración tisular. Lo más importante, el desbridamiento no es selectivo, se daña el tejido cicatricial normal y la retirada del apósito suele ser dolorosa. Los antibióticos tópicos empleados en un vendaje húmedo deben ser hidrosolubles y deben aplicarse junto con la solución para humedecer las esponjas. Coloque varias capas de esponja de gasa estéril sobre la herida y empápelas con una solución salina o con clorhexidina al 0,05% o 0,1%. Cubra las esponjas húmedas con un vendaje absorbente. Cambie el vendaje a diario o con más frecuencia si se produce filtrado. Para retirar las capas primarias del vendaje (esponjas de gasa secas) humedezca las esponjas con suero fisiológico y levántelas de la herida. La retirada de la capa primaria puede ocasionar sangrado o rezumado. Un vendaje no adherente está normalmente indicado tras 3-5 días de vendajes húmedo-seco. Húmedo-húmedo. Un vendaje húmedo-húmedo es similar a un vendaje húmedo-seco con la excepción de que la capa de contacto debe mantenerse húmeda y no se permite que se seque antes de retirar el vendaje. El vendaje puede mantenerse húmedo entre los cambios de vendaje insertando un drenaje fenestrado entre las capas de gasa e inyectando líquido en el vendaje cada 4-6 horas. Un vendaje húmedo-húmedo se emplea para transportar el calor y mejorar el movimiento capilar de los exudados. Crea un ambiente húmedo para ayudar a limpiar la herida, pero tiene poca capacidad de desbridamiento. Este tipo de vendaje se usa en heridas con gran cantidad de exudado vis- Los vendajes seco-seco son dolorosos al retirarlos, pueden eliminarse células viables junto con el detrito necrótico y pueden desecar el tejido. Vendajes no adherentes Los vendajes húmedo-seco, húmedo-húmedo y seco-seco deben ser sustituidos por vendajes no adherentes. Sin embargo, en el caso de que se empleen al comienzo del tratamiento, se sustituyen por vendajes no adherentes cuando el drenaje es serosanguinolento y se está formando tejido de granulación en la herida. La capa de contacto es consiste en una almohadilla no adherente seguida de una capa intermedia absorbente con el fin de mantener la almohadilla en su lugar. El espesor de la capa intermedia absorbente varía dependiendo de la cantidad de drenaje esperado. Coloque una capa elástica sobre la capa absorbente para adaptar el vendaje y aplicar una ligera presión. Aplique esparadrapo como capa final. Cambie el vendaje cada 1-3 días o cuando sea necesario. Vendajes oclusivos Los vendajes oclusivos permiten la acumulación de fluidos de la herida y humedad corporal y evitan la contaminación de la herida con fluidos externos. Los vendajes se vuelven oclusivos cuando la capa externa es de esparadrapo impermeable, goma o plástico. Otro tipo de vendaje oclusivo es un material hidrocoloide empleado como capa de contacto no adherente (v. comentario sobre el material de los apósitos, p. 176). Los apósitos oclusivos son beneficiosos para acelerar y mejorar la calidad de la cicatrización en comparación con apósitos que permiten la desecación de la herida. Sin embargo, la contracción de la herida disminuye cuando se emplean hidrocoloides que se adhieren a la herida. Los vendajes oclusivos se emplean para retener la humedad en heridas que afectan parcialmente al espesor de la piel, sin necrosis ni infección. La maceración de la piel normal circundante puede ser un problema. Vendajes tie-over Las capas de contacto y absorbente pueden mantenerse en su lugar con un vendaje tie-over cuando la herida se encuentra en un área inaccesible para las técnicas de vendaje estandarizadas (p. ej., cadera, hombro, axila, perineo). CAPÍTULO 15 Cirugía del sistema tegumentario 187 Figura 15-3 Figura 15-4 Sitúe varias suturas o grapas cutáneas holgadas alrededor de la periferia de las heridas para crear un vendaje tie-over en áreas inaccesibles para las técnicas de vendaje estandarizadas. Coloque las capas primaria y secundaria del vendaje, y después mantenga la capa terciaria en posición enlazando cinta umbilical o una sutura gruesa a través de las suturas o grapas cutáneas holgadas. Vendaje para liberar presión sobre el trocánter mayor de un perro. El vendaje está realizado con una toalla firmemente enrollada, que se corta, se envuelve con cinta y se coloca sobre la prominencia ósea. usar un almohadillado adecuado sobre el extremo del drenaje, para evitar una filtración. Evalúe el tipo y cantidad del drenado en cada cambio de vendaje. Coloque varias suturas (p. ej., nailon 2-0, nailon 0 o polipropileno) en la piel circundante a la herida, anudándolas holgadamente. Coloque la capa de contacto y la capa absorbente sobre la herida. Mantenga estas capas en su sitio introduciendo gasas estériles o cinta umbilical a través de los lazos de las suturas. Como alternativa sitúe hebras largas de sutura a 2-3 cm de los bordes en la periferia de la herida, y después anude estas suturas por encima del vendaje para mantenerlo en su sitio. Cubra el área con una capa externa si fuera posible (v. figura 15-3). Vendajes de estabilización © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Los vendajes de estabilización ayudan a inmovilizar fracturas, para evitar un mayor daño tisular durante el transporte antes de la fijación definitiva de la fractura. Estos vendajes son muy almohadillados y a menudo se denominan vendajes de Robert Jones (v. p. 946 para la técnica de aplicación). Tras la fijación de la fractura con férulas, fijadores externos o fijación interna, estos vendajes pueden emplearse para sujetar el tejido dañado, reducir la inflamación y tratar heridas abiertas. El tipo de herida y el estado del tejido determinan el tipo de vendaje que debe aplicarse sobre la herida. Vendajes posquirúrgicos o para heridas cerradas Los vendajes pueden colocarse en áreas sin una herida abierta para absorber fluidos de un drenaje o línea de incisión, para sujetar la incisión, para comprimir espacios muertos, para aplicar presión o para evitar traumatismos o contaminación. Estos vendajes mejoran la comodidad del paciente al sostener la herida. Coloque un apósito absorbente no adherente sobre la línea de incisión y varias capas de gasa absorbente de malla ancha sobre los drenajes. Determine el grosor de la capa intermedia basándose en la cantidad esperada de drenado. Asegúrese de Las incisiones que se espera que tengan un drenado mínimo pueden protegerse de contaminantes ambientales con una almohadilla absorbente no adherente, que se incorpora dentro de un apósito de película de poliuretano. Vendajes compresivos Los vendajes compresivos facilitan el control de hemorragias menores, edema y exceso de tejido de granulación. La aplicación directa en la herida de una pomada con corticoesteroides puede ayudar a controlar el exceso de tejido de granulación. Cuanto más convexa sea la superficie, mayor será la presión ejercida por el apósito sobre la herida. Coloque una capa de contacto absorbente no adherente sobre el área de hemorragia o granulación excesiva. Use una gruesa capa intermedia absorbente y esparadrapo elástico para la capa externa. Coloque la cinta elástica con cuidado, para evitar una presión excesiva, que puede dificultar la circulación arterial, venosa y linfática y producir necrosis tisular o lesión nerviosa. Chequee las posibles molestias, inflamación, hipotermia, sequedad u olor, que pueden indicar que el área se ha vendado con demasiada presión. Retire el vendaje a las 24-48 horas si se aplicó para controlar la hemorragia. Vendajes de alivio de presión Los vendajes diseñados para evitar la presión sobre un área (generalmente una prominencia ósea) se emplean para tratar o prevenir las úlceras por presión (v. p. 238). La prevención de presiones mejora la cicatrización sobre las prominencias óseas. La mayoría de los vendajes de alivio de presión emplean un vendaje, espuma o aislante de tuberías con forma de rosquilla (v. figura 15-4) para distribuir la presión alrededor en vez de sobre la herida. El vendaje debe ser lo suficientemente grande y 188 PARTE II Cirugía de tejidos blandos presión sobre una herida, coloque primero las capas de contacto e intermedia, y después incorpore la rosquilla a la capa externa. TÉCNICAS DE VENDAJE Vendaje del tórax y abdomen El tórax y el abdomen suelen vendarse para cubrir heridas, incisiones quirúrgicas o sistemas de drenaje. Estos vendajes deben colocarse firmemente, pero sin constreñir el tórax o el abdomen. Los vendajes compresivos abdominales se emplean en ocasiones cuando se sospecha de hemorragia abdominal. Su efectividad dura sólo 1-2 horas y deben retirarse en un plazo de 4 horas. Al colocar un vendaje de compresión abdominal las capas del vendaje deben colocarse firmemente. Puede colocarse una toalla enrollada a lo largo de la línea media para reforzar el vendaje antes de aplicar el esparadrapo. Figura 15-5 Se ha cortado un agujero en esta esponja de espuma para distribuir la presión alrededor de una úlcera por presión o herida. espeso para evitar la presión sobre la prominencia ósea. Puede abrirse un círculo en el vendaje para tratar la herida sin retirar el vendaje completo. Puede crearse un vendaje con forma de rosquilla con almohadillas de enyesado, esponjas de espuma de densidad media o una toalla (v. figuras 15-4 y 15-5). Forme un vendaje en forma de rosquilla enrollando una toalla o introduciéndola en un cilindro estrecho, envuélvala con cinta para mantener el rollo y déle la forma de círculo con el tamaño necesario. Forme un vendaje en forma de rosquilla con almohadillas para enyesado colocando varias capas superpuestas y cortando un círculo en el centro para acomodar la prominencia ósea o para rodear la herida. Corte una abertura circular en una espuma espesa para acomodar la prominencia ósea o para rodear la herida. Centre el vendaje con forma de rosquilla sobre la lesión o sobre la prominencia ósea y asegúrelo a la piel con esparadrapo que no se deslice. Estos vendajes pueden ser difíciles de mantener en su posición, y pegarlos con esparadrapo directamente a la piel puede ocasionar irritación cutánea. Los vendajes con aislante de tuberías suelen usarse para proteger el olécranon. Forme un vendaje con la espuma de los tubos aislantes de tuberías partiendo el tubo y cortando un agujero donde estará la prominencia ósea. Si fuera necesario emplee dos o más capas de tubería. Apile las piezas y péguelas juntas con esparadrapo. Cuando se usa el vendaje sobre el olécranon, almohadille primero la superficie craneal de la articulación radiohumeral con almohadilla para enyesado para evitar la flexión de la articulación y para evitar que el perro se tumbe en decúbito esternal. Después pegue en su sitio la almohadilla para enyesado y el aislante de tubería en su sitio. Use un vendaje de tipo espica (v. comentario sobre vendajes para extremidades, p. 189) si fuera necesario para mantener el vendaje en su posición. Si usa la rosquilla para redistribuir la Coloque una capa de contacto no adherente sobre la herida o incisión. Coloque varias capas de esponjas de gasa estéril sobre el extremo del drenaje de Penrose. Mantenga la capa de contacto en su posición con rollos combinados, almohadilla para enyesado o algodón. Use rollos de almohadilla, gasa o esparadrapo de 7,5 a 15 cm de anchura. Vende el torso en circunferencia con el almohadillado con una ligera presión. Superponga cada vuelta aproximadamente de un medio a un tercio de la anchura del rollo. Incremente el espesor de la capa intermedia dependiendo de la cantidad esperada de drenado. Reduzca el deslizamiento rostral o caudal vendando las capas intermedia y externa del vendaje entre las patas y sobre los hombros o caderas con un patrón entrecruzado. Rodee el torso con una vuelta de material de vendaje, después dirija el vendaje desde el área inguinal derecha (área axilar) hacia el área perineal izquierda (hombro). Rodee el torso de nuevo y continúe cruzando sobre el área perineal derecha (hombro) hacia el área inguinal izquierda (área axilar) hasta el flanco izquierdo (tórax). Repita el patrón entrecruzado varias veces. Reduzca también el deslizamiento adhiriendo una tira de esparadrapo de aproximadamente 1,25-2,5 cm al pelo. No apriete el vendaje tanto que impida la expansión torácica. Mantenga la capa intermedia en su sitio con gasa elástica o venda tubular. Corte un trozo de venda tubular de longitud mayor a la longitud entre la cabeza y la grupa (7,5 cm) para gatos y perros pequeños; 10 a 15 cm para perros medianos y grandes). Corte pequeños agujeros en la venda tubular para acomodar las patas. Coloque la venda tubular por la cabeza e introduzca las patas delanteras en los orificios antes de desenrollar caudalmente la venda tubular. Introduzca las patas traseras en los orificios. Asegure el vendaje con esparadrapo. De forma alternativa se puede asegurar el vendaje con un protector de vendajes preformado y reutilizable. Para los perros machos corte un agujero para acomodar el prepucio o desvíe la orina mediante una sonda urinaria para mantener el vendaje seco. Durante el vendado manipule los extremos de los tubos de drenaje de forma que se pueda acceder fácilmente a ellos para poder aspirar e infundir. Vendaje de la cabeza La mayoría de los vendajes de la cabeza se colocan para proteger una oreja traumatizada o con incisiones quirúrgicas. Se CAPÍTULO 15 pueden emplear vendajes similares para cubrir el ojo. Los vendajes de la cabeza pueden interferir con la respiración si se colocan demasiado ajustados o con el cuello flexionado. Un vendaje correctamente colocado debe permitir la inserción de los dedos entre el vendaje y la barbilla para dejar espacio para la flexión del cuello sin obstrucción de las vías aéreas. Si el vendaje está muy ajustado se puede realizar un corte parcial en el vendaje bajo la barbilla. Dejar una oreja fuera del vendaje ayuda a evitar el deslizamiento. Deben tomarse precauciones extremas al retirar el vendaje para evitar laceraciones o amputación del pabellón auricular. Coloque un esparadrapo poroso de aproximadamente 2,5 cm directamente en el borde del pabellón auricular para formar un estribo (v. figura 17-22 en p. 311). Coloque la oreja sobre una almohadilla o gasa absorbente sobre el dorso de la cabeza, y envuelva con cinta alrededor de la cabeza para asegurar la oreja en su posición. Siguiendo la misma técnica coloque el otro pabellón auditivo sobre el primero, si estuviera indicado. Coloque una capa de contacto no adherente sobre la incisión o coloque esponjas de gasa sobre el extremo del drenaje pasivo. Mantenga los pabellones y las capas de contacto en su posición con un rollo de algodón o de almohadillado para enyesado de aproximadamente 5-7,5 cm. Rodee la cabeza, pasando el vendaje craneal y caudal a la oreja contraria, a menos que deban inmovilizarse ambas orejas. Comenzando bajo la barbilla, vende de forma holgada y superponga cada vuelta aproximadamente un tercio de su anchura. Cubra esta capa intermedia con unas vueltas de gasa elástica o con venda tubular. Para evitar el deslizamiento, asegure el vendaje en su posición con esparadrapo sobre la piel y el pelo tanto craneal como caudal al vendaje. De forma alternativa el vendaje puede asegurarse con un protector de vendajes preformado y reutilizable. Durante el vendado manipule los extremos de los tubos de drenaje de forma que se pueda acceder fácilmente a ellos para poder aspirar e infundir. Si fuera necesario medicar el oído, corte agujeros en el vendaje sobre el meato acústico externo. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Vendaje de las extremidades El vendaje almohadillado de extremidades se emplea para cubrir abrasiones, laceraciones o incisiones, o puede modificarse para fijar férulas e inmovilizar articulaciones o huesos. Son precisas modificaciones del vendaje almohadillado básico para permitir la inmovilización, prevenir el deslizamiento o proteger los dedos. La inmovilización se logra colocando una férula en cuchara, una férula termoplástica moldeada, una férula de fibra de vidrio o una férula de aluminio entre las capas intermedia y externa del vendaje. Estos materiales pueden llegar a sustituir a la capa externa del vendaje. Es importante asegurar un almohadillado en los extremos de la férula para evitar irritación cutánea. Colocar un almohadillado adicional sobre posibles puntos de presión bajo una férula incrementa la presión sobre estos puntos; por consiguiente, es mejor utilizar una almohadilla en rosquilla para redistribuir la presión sobre un área mayor circundante al punto de presión (v. figuras 15-4 y 15-5). Comience colocando unas cintas de esparadrapo poroso de 2,5 cm en las superficie dorsal y ventral o lateral y medial de Cirugía del sistema tegumentario 189 la extremidad (v. figura 15-6, A). Extienda las tiras hasta 7,5-20 cm más allá de los dedos, para evitar el deslizamiento distal del vendaje. Si fuera necesario utilice una capa holgada de gasa elástica para ayudar a asegurar las tiras de esparadrapo. Inserte pequeños trozos de algodón u otro material absorbente entre los dedos y las almohadillas metatarsianas/ metacarpianas y digitales. Coloque una capa de contacto apropiada sobre la herida (v. p. 176). Vende de forma ajustada con almohadillado para enyesar la pata, comenzando al nivel de la segunda y quinta almohadilla digital. Vende en sentido oblicuo, de forma que la tercera y cuarta almohadilla digital protruyan ligeramente del vendaje (v. figura 15-6, B). Superponga la venda almohadillada (5-7,5 cm de ancho) de un medio a dos tercios sobre la vuelta anterior. Continúe el vendaje sobre el radio y cúbito proximal (tibia y peroné) o sobre el codo (rodilla), dependiendo de la zona lesionada. Emplee el almohadillado suficiente para conseguir el volumen necesario para la protección. Vende con gasa elástica (5-7,5 cm de ancho) sobre el vendaje almohadillado, para adaptarlo a la extremidad, superponiendo cada vuelta un medio de la anchura de la venda. Separe las tiras de esparadrapo y péguelas sobre el lado correspondiente del vendaje (v. figura 15-6, C). Coloque una capa externa con cinta elástica (5-7,5 cm de ancho), superponiendo cada vuelta un medio de la anchura de la venda (v. figura 15-6, D). De forma alternativa el vendaje se puede asegurar con un protector de vendajes preformado y reutilizable. Evite el estiramiento excesivo de la cinta elástica, para evitar el compromiso de la circulación de la extremidad. Compruebe frecuentemente los dedos tercero y cuarto expuestos, por si hubiera hinchazón, frío y molestias; retire el vendaje y evalúe la extremidad si aparecieran estos signos. Elimine la presión de las lesiones de las almohadillas digitales empleando una pieza triangular de espuma de densidad media cortada según el tamaño de la almohadilla carpiana o tarsiana, o una rosquilla de espuma de densidad media para proteger las lesiones en las almohadillas carpiana o tarsiana. (v. figura 15-5). Colocar una almohadilla de espuma sólida sobre la capa intermedia del vendaje, antes de colocar la capa externa, ayuda a eliminar presión sobre los dedos. De forma similar, coloque la rosquilla antes de colocar la capa externa del vendaje. La presión se puede minimizar además incorporando una férula de metal a la capa externa o creando una férula con forma de muleta o «concha de almeja». Dos férulas para extremidades de metal se colocan una en la parte baja y otra en la parte alta de la zarpa, de forma que se extiendan más allá de los dedos aproximadamente 2,5 cm. A continuación se aseguran las férulas con cinta, para crear la férula en «concha de almeja». El deslizamiento se puede prevenir extendiendo el vendaje alrededor del hombro y tórax (cadera y abdomen caudal), creando un vendaje de tipo espica (v. figura 15-7). Este vendaje inmoviliza el hombro o cadera además de la extremidad distal, y suele incorporar una férula. Las capas intermedia y externa se entrecruzan craneal y caudal a la extremidad afectada y caudal y 190 PARTE II Cirugía de tejidos blandos A B C D Figura 15-6 A. Para el vendaje de una extremidad, coloque dos tiras de esparadrapo poroso de 2,5 cm en las superficies dorsal y ventral o lateral y medial de la zarpa. Inserte material absorbente entre los dedos y entre las almohadillas metacarpiana o metatarsiana y digitales. B. Coloque algodón o almohadillado para enyesado sobre la capa de contacto apropiada, superponiendo las vueltas de un medio a dos tercios de la anchura del rollo. Mantenga expuestos los dedos tercero y cuarto. Adapte el almohadillado a la extremidad con gasa elástica. Coloque una férula para una mayor inmovilización entre el almohadillado y la gasa elástica (opcional). C. Pegue las tiras de esparadrapo sobre la gasa. D. Coloque una capa externa de cinta elástica de 5-7,5 cm de ancho, superponiendo cada vuelta un medio de la anchura de la cinta. craneal a la extremidad contralateral, tal y como se describe en la página 188 para los vendajes torácico y abdominal. El vendaje se refuerza con una férula de varilla, venda de fibra de vidrio o férula termoplástica en caso de que se desee inmovilizar temporalmente una fractura o una inmovilización adicional de la herida. La inmovilización temporal de las lesiones distales al codo o rodilla puede conseguirse colocando un vendaje de Robert Jones o de Robert Jones modificado. Un vendaje de Robert Jones es un vendaje grande y voluminoso, que aporta estabilidad aplicando presión sobre una gruesa capa de algodón (v. p. 946). Un vendaje de Robert Jones modificado o ligero tiene mucho menos CAPÍTULO 15 Cirugía del sistema tegumentario 191 A B Figura 15-7 Para las lesiones proximales de las extremidades, continúe el vendaje hacia arriba, alrededor del tórax o abdomen, y entre las patas, para crear un vendaje de tipo espica. Figura 15-8 © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. almohadillado de algodón, por lo que es menos voluminoso. El vendaje de Robert Jones modificado se usa para reducir el edema tras cirugías. La oniquectomía, la amputación de dedos o la reconstrucción de almohadillas pueden beneficiarse de un vendaje que proteja los dedos y reduzca la hemorragia. En este caso las tiras de esparadrapo deben colocarse lateralmente y los dedos se cubren con esponjas de gasa o una capa de contacto no adherente. Coloque capas de almohadillado para enyesado de 5 cm de dorsal a ventral y de ventral a dorsal sobre el extremo de la pata (v. figura 15-8, A). Extienda el almohadillado en un patrón espiral hasta el radio o cúbito medio (tibia y peroné). Deje los extremos proximales de las tiras de esparadrapo expuestas, para facilitar la retirada del vendaje. Cubra el almohadillado con gasa elástica. Pegue las tiras de esparadrapo en su lado correspondiente. Cubra el vendaje con esparadrapo desde distal hasta la zona de pelo proximal (v. figura 15-8, B). Como alternativa puede emplearse una venda tubular elástica y fina para cubrir la capa de contacto y el almohadillado. Se coloca con o sin la ayuda de un cilindro de malla metálico. Inserte el pie en el cilindro, dirija la venda tubular en dirección proximal, tire del cilindro hacia el extremo del pie con un movimiento ligeramente rotacional y gírelo 180°-360°. Saque el cilindro y bájelo por la pata para añadir capas adicionales de venda tubular. Cubra la venda tubular con esparadrapo. Aumente la tensión mediante el incremento El vendaje de la zarpa es similar al vendaje de la pata, excepto que los dedos se cubren. A. Después de colocar las tiras de esparadrapo y la capa de contacto, coloque almohadillado de dorsal a ventral y después de ventral a dorsal. Después vende alrededor de la extremidad distal. B. Adapte el vendaje a la pata con gasa elástica y asegure el vendaje con cinta elástica con un patrón similar. de la rotación del cilindro a lo largo del eje longitudinal de la extremidad. Evite colocar la venda tubular demasiado ajustada. Para retirar el vendaje incídalo en la zona proximal para exponer el extremo proximal de las tiras de esparadrapo. Tire de las lengüetas de esparadrapo hacia abajo de la pata para aflojar y retirar el vendaje. Lecturas recomendadas Anderson DM, White RAS: Ischemic bandage injuries: a case series and review of the literature, Vet Surg 29:488, 2000. Revisión retrospectiva de once casos con complicaciones ocurridas con diferentes vendajes que con frecuencia requirieron injertos o amputación. Dart AJ, Cries L, Jeffcott LB et al: Effects of 25% propylene glycol hydrogel (Solugel) on second intention wound healing in horses, Vet Surg 31:309, 2002. 192 PARTE II Cirugía de tejidos blandos El estudio experimental con ocho caballos no mostró efectos beneficiosos. Ducharme-Desjarlais M, Celeste CJ, Lepault E et al: Effect of a silicone-containing dressing on exuberant granulation tissue formation and wound repair in horses, Am J Vet Res 66:1133, 2005. Se empleó el apósito de silicona en cinco caballos y se comparó con un apósito control permeable no adherente. Se demostró que eran más eficaces para evitar el tejido de granulación exuberante. Lee WR, Tobias KM, Bemis DA et al: In vitro efficacy of a polyhexamethylene biguanide-impregnated gauze dressing against bacteria found in veterinary patients, Vet Surg 33:404, 2004. Los apósitos de gasa impregnada reducen el crecimiento bacteriano, especialmente de especies gram-positivas. Se emplean para reducir la contaminación bacteriana de la herida. Reimer SB, Schulz KS, Mason DR et al: Effects of a whole-body spandex garment on rectal temperature and oxygen consumption in healthy dogs, J Am Vet Med Assoc 224:71, 2004. Esta prenda ajustada de spandex no produjo sobrecalentamiento y puede emplearse para cubrir heridas o incisiones. Senel S, McClure SJ: Potential applications of chitosan in veterinary medicine, Adv Drug Deliv Rev 56:1467, 2004. Se revisan las aplicaciones veterinarias de quitosán, incluyendo cicatrización de heridas, regeneración ósea, analgesia y efectos antimicrobianos. Simpson AM, Beale BS, Radlinsky MA: Bandaging in dogs and cats: basic principles, Compend Cont Educ Pract Vet 23:12, 2001. Este artículo revisa las técnicas de vendaje tradicionales, pero no incluye una discusión sobre apósitos interactivos. Stashak TS, Farstvedt E, Othic A: Update on wound dressings: indications and best use, Clin Tech Equine Pract 3:148, 2004. Se presentan los apósitos corrientes y las opciones de tratamiento de heridas, incluyendo un gráfico útil. Swaim SF, Hinkle SH, Bradley DM: Wound contraction: basic and clinical factors, Compend Cont Educ Pract Vet 23:20, 2001. Este trabajo bien ilustrado revisa los numerosos factores que afectan a la contracción cicatricial y los métodos para tratarlos. Swaim SF, Gillette RL, Sartin EA et al: Effects of hydrolyzed collagen dressing on the healing of open wounds in dogs, Am J Vet Res 61:1574, 2000. El colágeno en polvo es hidrófilo y produjo una mayor epitelización que las heridas tratadas únicamente con almohadillas semioclusivas no adherentes en este estudio experimental con nueve perros. Swaim SF, Marghitu DB, Rumph PF et al: Effects of bandage configuration on paw pad pressure in dogs: a preliminary study, J Am Anim Hosp Assoc 39:209, 2003. Se evaluaron siete tipos de vendaje con datos sobre presión. Se eliminó la mayor presión de las almohadillas con un vendaje en concha de almeja y además, colocando una esponja de espuma comprimible sobre la almohadilla carpiana, se eliminó la presión sobre las almohadillas digitales. Winkler JT, Swaim SF, Sartin EA et al: The effect of a porcine-derived small intestinal submucosa product on wounds with exposed bone in dogs, Vet Surg 31:541, 2002. Este estudio experimental prospectivo no encontró contraindicaciones de uso ni signos de que este producto afecte a la epitelización, contracción o tiempo de cicatrización total en heridas con exposición ósea, en comparación con controles. YoungSam K, JungWoo R, KwangHo J: A comparison of hydrocolloid (Duoderm®) and hydrogel (Nu-Gel®) occlusive dressing materials in the treatment of full-thickness skin wounds in dogs, J Vet Clinics 20:294, 2003. Al comparar los apósitos hidrocoloidales, de hidrogel y salinos sobre las heridas caninas, aquellas cubiertas con hidrogel curaron con mayor rapidez, epitelización y contracción. PRINCIPIOS DE CIRUGÍA PLÁSTICA Y RECONSTRUCTIVA TENSIÓN Y ELASTICIDAD CUTÁNEAS La cirugía reconstructiva suele realizarse para cerrar defectos producidos por un traumatismo, para corregir o mejorar anomalías congénitas o tras la extirpación de neoplasias. Se dispone de gran cantidad de procedimientos de reconstrucción; es importante seleccionar la técnica o técnicas apropiadas para evitar complicaciones y costes innecesarios. Aunque las grandes heridas, sobre todo las que afectan al tronco, suelen cicatrizar por contracción y epitelización (v.ñp.ñ161),puede ser preferible cerrar la herida. Los defectos grandes o irregulares pueden cerrarse en ocasiones usando incisiones de relajación o técnicas de «plastia» (p.ñej., plastia en V-Y, plastia enñZ). Los defectos grandes, o aquellos en las extremidades, pueden requerir la movilización de tejido de otras zonas. Los colgajos pediculados son tejidos que se separan parcialmente de la zona donante y se movilizan para cubrir un defecto (v.ñp.ñ205);los injertos conllevan la transferencia de un segmento de piel a una zona distante (receptora) (v.ñp.ñ224).Se precisa un planteamiento meticuloso y técnicas quirúrgicas atraumáticas para evitar una tensión excesiva, retorcimiento o compromiso circulatorio. La cantidad de piel disponible para ser transferida varía en un mismo animal dependiendo de las zonas y entre razas. En las extremidades se puede movilizar poca piel, mientras que en el tronco el avance de tejido adyacente puede cubrir grandes defectos. El tipo de lecho receptor influye en la elección de la técnica reconstructiva. Los colgajos bien realizados y correctamente transferidos pueden sobrevivir en lechos avasculares, mientras que los injertos y los colgajos transferidos a distancia precisan de lechos vasculares (es decir, tejido de granulación sano, músculo, periostio y paratendón). La hirudiniasis, o la colocación de sanguijuelas en la piel, puede ser de ayuda en la cirugía reconstructiva y microvascular. La sanguijuela medicinal es Hirudo medicinalis. Después de alimentarse con sangre una sanguijuela puede sobrevivir durante meses sin alimentarse. Las sanguijuelas producen un pequeño sangrado que mimetiza el flujo venoso. La sanguijuela come de media 5ñmL de sangre, pero la sangre rezuma de la herida durante 24-48ñhoras después de eliminarse la sanguijuela, debido a su acción anticoagulante y vasodilatadora. Hay un riesgo importante de infección con Aeromonas hydrophila con el empleo de sanguijuelas. LÍNEAS DE TENSIÓN Y ALIVIO DE TENSIÓN La localización de la herida, la elasticidad del tejido circundante, el riego sanguíneo regional y el tipo de lecho de la herida deben ser considerados cuando se planea una cirugía reconstructiva. Coger y elevar la piel formando el colgajo o área de injerto deseado, permitiendo que se retraiga después de forma espontánea, sirve para evaluar la tensión y elasticidad de la piel. La evaluación de la cantidad de tensión que puede ser tolerada por el tejido es subjetiva. La aposición de los bordes de la incisión con demasiada tensión produce alteraciones en la incisión y necrosis por presión, resultando en un desgarro de las suturas (v.ñp.ñ197)y dehiscencia parcial o total. Los métodos para reducir la tensión incluyen la disec- CAPÍTULO 15 ción bajo los bordes de l a herida, selección de patrones de sutura apropiados y el empleo de incisiones de descarga, estiramiento cutáneo y expansión tisular. Además el animal debe situarse para la cirugía de forma que la piel móvil no esté inmovilizada por la mesa; se consigue mediante el empleo de almohadillas y la flexión de las articulaciones apropiadas. Si Lateral Cirugía del sistema tegumentario 193 estos métodos no permiten la aposición primaria, las heridas deben cerrar por segunda intención o deben ser reconstruidas mediante colgajos o injertos. Líneas de tensión Las líneas de tensión están formadas por la fuerza predominante del tejido fibroso de la piel. Se han mapeado las líneas de tensión principales en animales, pero puede haber variabilidad según la raza, conformación, sexo y edad (v. figura 15-9). La tensión produce que los bordes de la incisión se separen y se ensanche la cicatriz lineal (v. figura 15-10). Las incisiones deben realizarse paralelas a las líneas de tensión. Las incisiones y heridas a lo largo de una línea de tensión cicatrizan mejor, más rápidamente y con mejores resultados estéticos, mientras que aquellas perpendiculares tienden a abrirse. Las incisiones realizadas en ángulo con las líneas de tensión toman una forma curvilínea. Las incisiones realizadas a través de las líneas de tensión requieren más suturas y son más susceptibles a la dehiscencia que aquellas realizadas en paralelo a las líneas de tensión. Las heridas traumáticas deben cerrarse en la dirección que evite o minimice la tensión (v. figura 15-11). Si la tensión es mínima, la herida debe cerrarse en la dirección de su eje mayor. La dirección del cierre debe evitar o minimizar la creación de «orejas de perro» o fruncidos al final de las líneas de sutura. Alivio de tensión Ventral Dorsal Figura 15-9 Líneas de tensión aproximadas en perros. (Modificado de Irwin DHG: Tension lines in the skin of the dog, J Small Anim Pract 7:595, 1966.) © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. A La piel se diseca usando tijeras para separar la piel y/o el músculo panicular del tejido subyacente. La disección de la piel adyacente a la herida es el mecanismo más simple para aliviar tensión. Se libera la piel de sus nexos subyacentes, de forma que se puede emplear todo su potencial elástico para estirarla sobre la herida. La piel debe disecarse bajo la capa de músculo panicular para conservar el plexo subcutáneo y los vasos cutáneos directos, que transcurren paralelos a la superficie cutánea (v. figura 15-12). Donde no haya capa de músculo panicular (porción media y distal de las extremidades), la piel debe disecarse por la holgada fascia areolar, profunda a la dermis, para conservar el plexo subcutáneo. La piel elevada debe incluir una porción de la fascia superficial con la dermis, para conservar las arterias cutáneas directas. En áreas donde la piel se encuentra adherida a un músculo subyacente, es mejor elevar una porción de la fascia externa del músculo antes que disecar estas estructuras. Evite la lesión del plexo subcutáneo empleando B C Línea de tensión cutánea Figura 15-10 Incisiones realizadas a través de líneas de tensión. Las incisiones perpendiculares (A) u oblicuas (B) se abren y requieren más suturas para su cierre que las incisiones paralelas a las líneas de tensión (C). 194 PARTE II Cirugía de tejidos blandos Correcto A Eje longitudinal de la herida Tensión pequeña: «orejas de perro» pequeñas Incorrecto Eje longitudinal de la herida B Mayor tensión: «orejas de perro» grandes Figura 15-11 Los bordes de la herida deben manipularse para determinar la dirección de la menor tensión y minimizar la formación de «orejas de perro». A. Bordes de la herida con poca tensión y «orejas de perro» pequeñas. B. Bordes de la herida con mayor tensión y «orejas de perro» mayores. Músculo cutáneo del tronco Figura 15-12 Antes del cierre de la herida use unas tijeras para disecar la piel y el tejido subcutáneo o la piel y el músculo panicular para separarlos del tejido subyacente. Músculo cutáneo del tronco Piel Músculo CAPÍTULO 15 una técnica quirúrgica atraumática, incluyendo la sección de la piel con una cuchilla de bisturí en vez de con tijeras, y evitando el instrumental que produzca aplastamiento (p. ej., pinzas Allis). Para manipular la piel deben emplearse las pinzas de mano Brown-Adson, los ganchos para piel o las suturas de sostén. Las capas tisulares se separan mediante la inserción repetida de tijeras de Metzenbaum cerradas, abriéndolas después y retirándolas abiertas. El tejido se recorta con las tijeras si fuera necesario. Como alternativa se puede deslizar la parte cortante de las tijeras a lo largo del plano de división sin cerrar las tijeras. Durante la disección determine si el alivio de la tensión es adecuado mediante el intento periódico de aproximación de los bordes. El sangrado durante la disección suele ser insignificante. El sangrado excesivo puede controlarse con electrocoagulación o ligado; sin embargo, la tensión de la piel y el vendaje suelen controlar la hemorragia y evitar los seromas. La disección de áreas cercanas a márgenes de heridas asociadas a un cierre diferido requiere que el borde de piel epitelizada sea separado del tejido de granulación. La piel debe escindirse con una cuchilla de bisturí en la zona de unión de la piel normal y el nuevo epitelio. La incisión debe continuarse por el tejido de granulación hasta la línea normal de división de la fascia subcutánea, profunda al plexo subcutáneo. El cierre de la herida bajo tensión excesiva, técnicas quirúrgicas bastas y con división de las arterias cutáneas directas interfiere con la circulación cutánea y puede ocasionar necrosis cutánea, dehiscencia de la herida o infección. La manipulación quirúrgica de piel recientemente traumatizada debería minimizarse hasta la mejora de la circulación. La resolución de contusiones, edema e infección indica mejora de la circulación cutánea. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Extensión y expansión cutánea La extensión y expansión cutánea es una técnica empleada en cirugía reconstructiva que utiliza la capacidad de la piel para estirarse gracias a su elasticidad inherente o natural, que permite procesos de lento deslizamiento mecánico y relajación por estrés, cuando se aplica tensión continua. Durante este proceso se estiran las fibras de colágeno cutáneo y el fluido tisular se desplaza lentamente lejos de las fibras de colágeno, las cuales se enderezan y se compactan longitudinalmente en la dirección de la fuerza extensora. La piel puede ser estirada horas o días antes de la cirugía, para permitir un cierre con menor tensión en el momento de la intervención. El presuturado, las suturas ajustables, los extensores de piel y los expansores de piel se emplean para esta técnica (v. figura 15-13). El presuturado se realiza 24 horas antes de la cirugía, para estirar la piel. Se administra lidocaína, sedación o anestesia general para eliminar las molestias. Las suturas de tensión (sutura de Lembert discontinua o de colchonero vertical con material no reabsorbible de 2-0 o 0 monofilamento) se colocan para imbricar la piel en los lados que se van a aproximar (v. figura 15-13). Las suturas se colocan a 3-5 cm del lugar de incisión previsto. Las suturas ejercen su efecto sobre todo en la piel sana inmediata al área quirúrgica prevista y no son ajustables. El presuturado sólo es efectivo en áreas donde la elasticidad de la piel es limitada (es decir, extremidades). Una sutura horizontal ajustable puede emplearse para estirar la piel sobre una herida de forma gradual. Se trata de una sutura intradérmica continua (nailon, polipropileno o polibutéster de 2-0) anclada en Cirugía del sistema tegumentario 195 uno o los dos extremos con un botón asegurado a la superficie de la piel con una pesa de pesca de perdigón hendido. En días sucesivos la tracción sobre la sutura produce el avance de los bordes de la herida sobre la misma, y se colocan nuevas pesas para mantener la tensión. Estas suturas se usan principalmente en heridas en las extremidades en las que los bordes de la herida no se pueden aproximar inicialmente. El extensor de piel (bandas en X) es un dispositivo no invasivo capaz de estirar la piel, tanto adyacente como distal al área quirúrgica. Se puede reclutar o estirar más piel usando esta técnica que con el presuturado o con los expansores de tejido. Los extensores de piel son más efectivos en el cuello y tronco. Las almohadillas cutáneas autoadherentes se aplican sobre la piel adyacente y distal (dependiendo de la necesidad), rasurada, limpia y seca, con una fina capa adicional de adhesivo de cianoacrilato. Las almohadillas se colocan a 1-2 cm de los bordes de la herida con su eje longitudinal perpendicular a la dirección de la línea de tensión de la piel. Los cables elásticos de conexión se fijan a las almohadillas de un lado de la herida y se estiran antes de ser unidos a las almohadillas del otro lado de la herida. Si se requiere más piel se puede colocar otra fila o nivel de almohadillas y cables a más distancia de la herida. Los cables se ajustan cada 6-8 horas para generar la tensión óptima para acelerar el estiramiento o deformación de la piel. Se puede reclutar piel suficiente a las 24-48 horas, aunque pueden requerirse 96 horas. Las almohadillas se despegan o retiran de la piel con un disolvente para pegamento antes de la cirugía. Normalmente no se requiere disección de la piel después del estiramiento cutáneo. Los extensores de piel también se emplean antes de extirpar masas o después de una cirugía en la que la incisión se cierra con demasiada tensión. La aplicación de un extensor de piel ayuda a aliviar tensión y prevenir dehiscencias (v. figura 15-13). Las almohadillas suelen retirarse a los 3-5 días de la cirugía. Los expansores de tejido se inflan en el tejido subcutáneo para estirar la piel superpuesta a ellos, permitiendo la creación de colgajos mayores para cerrar defectos. Son beneficiosos para vencer la falta de tejido y para obtener piel de buena calidad. Los expansores de tejido reducen el espesor dérmico e incrementan temporalmente la mitosis epidérmica. La grasa subcutánea y el músculo adyacentes a los expansores de tejido se atrofian, y puede producirse neurapraxia. Los expansores de tejido tienen una bolsa hinchable y un reservorio de elastómero silicona. A pesar de que son caros, se dispone de varios tamaños y formas. Se requiere un planteamiento cuidadoso para lograr una expansión y reconstrucción óptima. La base del expansor debe aproximarse al tamaño del área donante. La incisión para la inserción del expansor debe realizarse paralela a las líneas de tensión en el borde principal del futuro colgajo, o la piel adyacente no se estirará de forma apropiada. El sistema se coloca subcutáneo y se infla con suero salino. La expansión rápida requiere un inflado intermitente de corta duración. Esto conlleva inflar el expansor durante 2-3 minutos, desinflar y dejar descansar el tejido 3-4 minutos, y después repetir el ciclo dos o tres veces antes de crear un colgajo. La expansión gradual conlleva la inyección de una presión o volumen determinado a intervalos que abarcan desde días a semanas (normalmente cada 2-7 días). El inflado se realiza hasta que la piel se nota tensa, aparece pálida o se perciben molestias. Cuando el tejido está suficientemente estirado para permitir la reconstrucción, se 196 PARTE II Cirugía de tejidos blandos A B C D Figura 15-13 Los métodos para incorporar piel para cerrar heridas con tensión incluyen el presuturado (A), los extensores de piel (B), los expansores de tejido hinchables (C) y las suturas ajustables (D). retira el sistema y se crea el colgajo cutáneo para reparar el defecto. Las complicaciones de los expansores de tejido incluyen dolor, formación de seroma, agrandamiento de cicatrices, infección, dehiscencia, necrosis cutánea y fallo del implante; no deben emplearse en tejido previamente irradiado. Los colgajos de patrón axial (v. p. 211) son preferibles a los expansores de tejido. PATRONES DE SUTURA Suturas subepidérmicas La fascia subepidérmica es fuerte y tolera la tensión mejor que el tejido subcutáneo o la piel. Las suturas situadas en el tejido subepidérmico o intradérmico reducen la tensión de las suturas cutáneas y colocan los bordes en aposición. Estas suturas también reducen la formación de cicatrices. Para las suturas subepidérmicas e intradérmicas se emplea polidioxanona, poliglecaprona 25 o poligluconato de 3-0 o 4-0, con nudo enterrado. Suturas de progresión o avance Las suturas de progresión mueven la piel a través de un defecto, obliterando el espacio muerto y distribuyendo la tensión sobre la superficie de la herida. La piel se avanza en el sentido del centro de la herida, situando puntos sueltos subepidérmicos CAPÍTULO 15 Primer punto de sutura a A b Segundo punto de sutura Cirugía del sistema tegumentario 197 ra de descarga de tensión estándar es la sutura de colchonero vertical. Debe colocarse una hilera de sutura de colchonero vertical a 1-2 cm de la primera fila de suturas que aproximan los bordes de la piel. Las suturas de colchonero verticales (polipropileno, polibutéster o nailon de 2-0 o 0) se realizan mientras que la piel se aproxima con pinzas para paños de campo o ganchos para piel, antes de aproximar los bordes de piel con una sutura de aproximación (polipropileno, polibutéster o nailon de 3-0 o 2-0). Las suturas de colchonero verticales normalmente pueden quitarse al tercer día de la cirugía, cuando la fibrina ha estabilizado los bordes de la herida. Las suturas de colchonero horizontales con o sin stents de tubo de goma pueden emplearse; sin embargo, su potencial para dificultar el riego sanguíneo local es mayor. PREVENCIÓN DE LAS «OREJAS DE PERRO» B a b Figura 15-14 Emplee suturas de progresión para avanzar la piel hacia el centro de la herida. A. Sitúe la sutura a través de la fascia de la pared corporal más cercana al centro de la herida que la puntada a través de la fascia subepidérmica o dermis profunda. B. Obsérvese que la distancia entre a y b aumenta debido al estiramiento de la piel al anudar la sutura. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. comenzando en la profundidad de la herida. La sutura (p. ej., polidioxanona, poliglecaprona 25 o poligluconato de 2-0 o 3-0) debe situarse a través de la fascia de la pared corporal a una distancia más cercana al centro de la herida que la puntada dada en la fascia subepidérmica o en la dermis profunda (v. figura 15-14). Las suturas de progresión no penetran en la superficie de la piel. Al anudar la sutura se produce un avance de la piel hacia el centro de la herida. Estas suturas no deben situarse a menos de 2-3 cm de distancia unas de otras. Las hileras sucesivas de sutura permitirán un mayor avance de la piel hacia el centro de la herida. Las suturas se sitúan a ambos lados del defecto, para avanzar la piel disecada hacia el centro. Debe minimizarse el número de suturas de progresión para evitar la formación de zonas débiles subcutáneas o el compromiso circulatorio. Para completar el cierre de la herida se utilizan suturas cutáneas o subepidérmicas. Las «orejas de perro» o fruncidos (su denominación más popular es «culo de pollo»)* pueden evitarse o corregirse al final de una línea de sutura con un espaciado desigual de las suturas o reseccionando una pequeña porción de piel de forma triangular o elíptica. Se pueden evitar las «orejas de perro» colocando las suturas más próximas en el lado convexo de la herida que en el cóncavo (v. figura 15-15, A). Las «orejas de perro» pueden corregirse trazando una incisión elíptica, eliminando la piel sobrante y aproximando los bordes cutáneos en una línea recta o curva (v. figura 15-15, B). Como alternativa puede incidirse la «oreja de perro» en el centro, formando dos triángulos; un triángulo se escinde y el otro se emplea para cubrir el defecto resultante (v. figura 1-15, C y D), o se pueden escindir los dos triángulos para aproximar los bordes creando una línea de sutura recta (v. figura 15-15, E). La piel fina y elástica está menos predispuesta a formar «orejas de perro» que la piel gruesa. Algunas «orejas de perro» se aplanan sin escisión. INCISIONES DE DESCARGA Las incisiones de descarga, o incisiones realizadas cerca de un defecto para permitir la aposición de los bordes cutáneos, son beneficiosas para permitir el cierre de la piel de heridas fibróticas, o sobre estructuras importantes, o antes de la radioterapia, o tras la escisión extensa de un tumor. Su indicación no es normal, excepto en las extremidades, alrededor de ojos y ano o para cubrir ligamentos, tendones, nervios, vasos o implantes. Incisiones de descarga simples Suturas externas de descarga de tensión Las incisiones de descarga cicatrizan por contracción y epitelización en 25-30 días. Algunas incisiones de descarga rodeadas por tejido elástico holgado pueden ser cerradas de forma primaria después de haber aproximado la herida. Las suturas externas para descarga de tensión evitan el desgarramiento por las suturas, que se produce cuando la presión de la piel sobre la sutura excede la presión que permite el flujo sanguíneo. La presión se reduce repartiéndola sobre un área mayor de piel. La colocación de suturas distantes al borde de la herida o el empleo de suturas en cruz o de colchonero ayudan a dispersar la presión. Otros patrones de sutura que ayudan a descargar tensión incluyen la sutura simple discontinua alternando puntos anchos y estrechos y las suturas «lejos-cerca-cerca-lejos» y «lejos-lejos-cerca-cerca». La sutu- Comience disecando la piel en el borde del defecto donde se da el punto de máxima tensión en la piel, y continúe hasta que se puedan aproximar los bordes con tensión. Cierre la herida y haga una incisión de descarga en el punto donde terminó la disección o donde se observen las líneas de tensión (v. figura 15-16, A). Comience la incisión en el punto de máxima tensión cutánea y extiéndala lo necesario para descargar el exceso de tensión. Si fuera necesario haga la incisión de descarga antes de cerrar la herida. Coloque una almohadilla no adhe- 198 PARTE II Cirugía de tejidos blandos B A 1 2 3 C 1 2 3 4 5 D 1 2 3 4 E 1 2 3 4 5 6 Figura 15-15 Prevención o corrección de las «orejas de perro» o fruncidos al final de las líneas de sutura usando un espaciado desigual de las suturas (A), reseccionando un segmento elíptico de la piel (B), un triángulo grande (C y D) o dos triángulos de piel pequeños (E). © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. CAPÍTULO 15 Cirugía del sistema tegumentario A B C D E F G H Figura 15-16 Haga incisiones de descarga cerca del defecto para permitir la aposición de la piel. A.úDespués de disecar la piel se realizan incisiones simples de descarga unilaterales o bilaterales. B. Después de realizar un patrón de sutura intradérmica continua se realizan múltiples incisiones puntuales paralelas a la herida. C-F. La plastia en V-Y aporta un colgajo de avance para cubrir la herida. G y H. La plastia en Z puede hacerse adyacente a la herida o incluyéndola, para permitir el cierre de la herida. 199 200 PARTE II Cirugía de tejidos blandos rente sobre las incisiones de descarga y la línea de sutura, seguida de un vendaje almohadillado. Al principio cambie el vendaje cada 1-2 días. Múltiples incisiones de descarga puntuales Las incisiones de descarga puntuales múltiples son incisiones pequeñas, paralelas y escalonadas realizadas en la piel adyacente a la herida, para permitir el cierre con una tensión reducida (v. figura 15-16, B). Diseccione la piel alrededor de la herida y sitúe una sutura subepidérmica continua. Tense la sutura, comenzando por un extremo de la incisión y continuando hacia el extremo contrario. Si los bordes de la herida no se aproximan en una zona, haga una incisión de aproximadamente 1 cm de longitud en la piel adyacente a un lado de la herida, aproximadamente a 1 cm del borde de la herida. Si persiste una tensión excesiva, haga una segunda hilera de incisiones 0,5-2 cm lateral a la primera hilera. Tense la sutura para aproximar los bordes de la herida; continúe el procedimiento a lo largo de la longitud de la herida. Realice una sutura cutánea para lograr la aposición de la herida original y después coloque un vendaje no adherente. Cambie el vendaje diariamente durante las primeras fases de la cicatrización y disminuya la frecuencia según progrese la cicatrización. Las incisiones de descarga de tensión curan por segunda intención. Son más estéticas las incisiones múltiples puntuales que una única incisión de descarga, pero descargan menos tensión y tienen un mayor riesgo de ocasionar un importante compromiso circulatorio. Plastia en V-Y La plastia en V-Y es un tipo de incisión de descarga que aporta un colgajo de avance para cubrir la herida. Se emplea para cerrar heridas crónicas e inelásticas, o heridas que deformarán estructuras adyacentes si se cierran con tensión. Se usa con frecuencia en la cirugía de párpados. Se realiza una incisión en forma de V aproximadamente a 3 cm de la herida (v. figura 15-16, C). Se cierra la herida original tras disecar la piel (v. figura 15-16, D). La incisión de descarga en V se cierra en forma de Y. Se comienza el cierre en los extremos de la V, hasta que se produce tensión (v. figura 15-16, E). El resto de la incisión de descarga se cierra formando el tallo de la Y (v. figura 15-16, F). Plastia en Z La plastia en Z es una técnica que alarga o relaja una incisión. La Z puede incorporarse a la herida o puede realizarse en el tejido adyacente, para facilitar el cierre con menor tensión. La rama central de la Z es la herida o la incisión primaria. Los dos brazos de la Z son igual de largos que la rama central (v. figura 15-16, G). Los ángulos de la Z pueden oscilar entre 30° y 90°, pero lo aconsejable son 60°. Los ángulos mayores aumentan la longitud (45° incrementa la longitud aproximadamente el 50%; 60° aproximadamente el 75%). La longitud se incrementa a lo largo de la rama central de la Z original cuando se transponen los colgajos de la Z (v. figura 15-16, H). La incisión en Z se realiza con la rama central de la Z paralela a la dirección en la que se necesita el alargamiento. Los colgajos se disecan antes de ser transpuestos y suturados (v. figura 15-16, I). BIOPSIA CUTÁNEA Las biopsias cutáneas se requieren para el diagnóstico de algunos problemas dermatológicos, infecciones cutáneas y tumores. En la dermatitis crónica la biopsia puede ser útil para descartar otras patologías, como neoplasias. Las infecciones secundarias de piel deben eliminarse antes de biopsiar, si es posible. Las biopsias en patologías crónicas de la piel deben incluir múltiples muestras de lesiones representativas. Normalmente la biopsia de la piel anómala es suficiente, pero las muestras de piel normal son de ayuda para comparar en caso de alteraciones descamativas (seborrea primaria), despigmentaciones o hiperpigmentaciones y alopecia. Administre un anestésico de efecto corto o inyecte lidocaína alrededor de la lesión (0,5-1 mL/zona, pero menos de 1 mL de lidocaína 2% (aproximadamente 4,5 kg de peso). Corte el pelo dejando aproximadamente 0,6 cm y evite traumatizar la piel. Cuando el problema primario sea dermatológico, y no infeccioso o neoplásico, no friegue o desinfecte el área a biopsiar, ya que esto podría afectar a la interpretación anatomopatológica. Lavar frotando puede interferir con la identificación del tipo de queratina y la presencia superficial de costras, escamas, microorganismos o parásitos. Marque la lesión pintando un círculo o una línea de 2-3 cm en la dirección del crecimiento piloso con un marcador indeleble. Realice la biopsia con un punch o sacabocados de biopsia cutánea de 6-8 mm, tijeras pequeñas aguda-aguda o una cuchilla de bisturí. Tense la piel de la zona a biopsiar con los dedos pulgar e índice. Sitúe el punch perpendicular a la superficie cutánea con la lesión en el centro. Rote el punch en una dirección mientras aplica una presión moderada, hasta que se sienta un pop o el giro del punch. Aplique una presión suave para hemostasia. Coja la muestra cuidadosamente con unas pinzas para tejido pequeñas; después transeccione el tejido subcutáneo anexo. Seque la sangre de la muestra y colóquela sobre un depresor lingual o cartón marcados con la dirección del crecimiento del pelo para evitar que se rice. Aproxime los bordes de la piel (3-0 o 4-0 sutura monofilamento no reabsorbible) con un punto simple. Como alternativa para las bullas, nódulos o lesiones profundas, realice una incisión elíptica o en cuña alrededor de la lesión, o en la unión del tejido normal y anómalo, con una cuchilla de bisturí. Las biopsias con láser no están recomendadas, ya que el láser induce artefactos que pueden causar que las muestras no sean diagnósticas. Las muestras de tumores pueden tomarse mediante biopsias incisionales, escisionales o con aguja. A diferencia de la preparación para la toma de muestras en patologías dermatológicas, corte el pelo y prepare la zona para cirugía aséptica. Realice biopsias incisionales, de forma similar a las biopsias cutáneas, usando un punch o una incisión elíptica a través del tejido normal y anómalo. Realice biopsias empleando un instrumento de biopsia Tru-Cut o aspiración con aguja gruesa, cogiendo muestras de las áreas central y periférica de la masa. Las biopsias escisionales se describen a continuación, y deben incluir todas las incisiones, punciones y aspiraciones con aguja previas. CAPÍTULO 15 Inmediatamente tras la recogida coloque las muestras en un medio de fijación (formalina 10% con tamponamiento neutro) para conservar su integridad. Asegúrese de que el anatomopatólogo puede orientar la muestra correctamente, y si fuera necesario márquela con tinta o suturas. Aporte una descripción detallada de la lesión, ya que los signos de eritema se pierden con la fijación. Resulta sensato enviar también tejido para cultivo bacteriano y/o fúngico. EXTIRPACIÓN DE TUMORES CUTÁNEOS © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Antes de extirpar un tumor debe evaluarse la tensión y la elasticidad de la piel, pero debe evitarse la manipulación excesiva del tumor. Deben planearse antes de la cirugía la dirección de las líneas de tensión, la forma de la incisión y el método de cierre. Debe rasurarse y prepararse asépticamente un área amplia, especialmente si hay posibilidad de necesitar colgajos cutáneos para el cierre. La escisión de tumores cutáneos debe incluir el tumor, las zonas de biopsia previas y amplios márgenes de tejido normal en las tres dimensiones (es decir, largo, ancho y profundidad). En el caso de tumores benignos extirpe la piel y un margen de 1 cm; en caso de tumores malignos puede ser necesario un margen de más de 2-3 cm para la escisión local completa. Estos márgenes se respetan en las tres dimensiones, incluyendo el margen profundo si es factible. La esclerosis de la periferia de la lesión, como resultado de una respuesta fibroblástica del paciente, puede ayudar a identificar los límites macroscópicos del tumor. Los márgenes deben ser mayores en tumores agresivos e infiltrantes (p. ej., mastocitomas, melanomas, carcinomas de células escamosas, sarcomas de tejido blando, adenocarcinomas mamarios felinos, hemangiopericitomas y lipomas infiltrantes). La invasión tumoral está afectada por el tipo de tejido que lo rodea. El tejido de fácil infiltración por células tumorales (es decir, grasa, tejido subcutáneo, músculo y parénquima) debe ser reseccionado con el tumor. El cartílago, tendón, ligamentos, fascia y otros tejidos con colágeno denso y pobre vascularización son resistentes a la invasión neoplásica, y por eso suelen conservarse durante la resección. La escisión de tumores infiltrantes o agresivos debe extenderse hasta al menos una capa de fascia más allá de los márgenes detectables del tumor. La escisión radical del tumor (es decir, la extirpación de un compartimento o estructura completa, amputación o lobectomía) está indicada en tumores poco localizados o en aquellos con un alto grado de malignidad. NOTA: La escisión de tumores infiltrantes o agresivos debe incluir más de 2-3 cm de tejido «normal» periférico a la lesión. Extienda la disección al menos una capa de fascia más allá de los márgenes detectables del tumor. Realice la resección lo más atraumáticamente posible para proteger el tejido adyacente y para evitar la propagación del tumor. En caso de incisiones elípticas emplee una proporción longitud:anchura de 4:1, para minimizar la formación de «orejas de perro». Cuando se comienza la elipse a través de todas las capas (piel, tejido subcutáneo y fascia o músculo), coloque una sutura en ellos para mantener el alineamiento y evitar la retracción de una capa con respecto a otras. Cuando extirpe múltiples masas del mismo animal, extirpe primero las lesiones que considere benignas, y Cirugía del sistema tegumentario 201 cambie el instrumental y los guantes (paños si fuera necesario) después de extirpar cada masa, para evitar la diseminación de células tumorales de una región a otra. Ligue los vasos sanguíneos tan pronto como sea posible, para evitar la diseminación sistémica de células tumorales o sustancias (es decir, histamina y heparina). Irrigue el lecho de la herida tras la escisión del tumor. Biopsie los ganglios linfáticos regionales para establecer la fase de la enfermedad. Sustituya los instrumentos, guantes o paños contaminados (o con posibilidad de estar contaminados) por el tumor antes de cerrar la herida. Si se prevé radioterapia, marque los márgenes de la resección en la herida usando grapas metálicas, para facilitar la radioterapia. Marque los márgenes de los tumores con suturas o colorantes y envíe todas las muestras reseccionadas para evaluación histológica. Coloque la muestra en aproximadamente 10 partes de formalina por cada parte de tejido. La fijación adecuada con formalina 10% tamponada neutra requiere que las muestras sean menores a 5-10 mm de ancho. La identificación del tipo de tumor es imprescindible para la terapia posquirúrgica apropiada y para el pronóstico. NOTA: Los tumores locales suelen recidivar debido a que los márgenes quirúrgicos del tumor inicial no eran adecuados; asegúrese de delimitar los límites del tumor. EXTIRPACIÓN DE DEFECTOS CUTÁNEOS IRREGULARES A pesar de ser recomendable la extirpación de lesiones cutáneas mediante una incisión elíptica para facilitar el cierre de la herida, algunas lesiones producen defectos de forma irregular debido a su tamaño o localización. La elasticidad de la piel y las líneas de tensión deben ser evaluadas antes de realizar la escisión y el cierre. Defectos circulares La escisión circular de lesiones salva la mayor cantidad de piel sana en comparación con los otros patrones de escisión. Las líneas de tensión pueden convertir defectos con otra forma en defectos circulares. Los defectos circulares son difíciles de cerrar debido a las «orejas de perro» que suelen formarse. Pueden cerrarse empleando varias técnicas. Se prefieren las técnicas lineal, en V combinada y en arcos unidos. La conversión de un defecto circular en un defecto fusiforme o elíptico mediante escisión, con una proporción 4:1 de longitud y anchura, resecciona más piel de la necesaria (156%). La técnica lineal puede usarse en defectos pequeños, cuando los bordes de piel pueden aproximarse sin formarse «orejas de perro» grandes. Las suturas se sitúan paralelas a la dirección de las líneas de tensión cutáneas, comenzando por el centro del defecto. Se escinden las «orejas de perro» de cada extremo de la línea de sutura y se aproximan los defectos que queden (v. figura 15-17, A). La técnica en V combinada se emplea cuando la aposición de la piel produce «orejas de perro» y la piel disponible para la reparación es limitada. Esta técnica no extirpa piel normal adicional. Se realizan dos triángulos equiláteros en los lados opuestos del defecto circular, con el eje central a 45° del eje longitudinal (línea de tensión) del defecto. Los lados de cada triángulo se inciden de tal forma que el vértice de las V apunte hacia el eje longitudinal del defecto. Se rotan los colgajos cutáneos y se suturan para 202 PARTE II Cirugía de tejidos blandos Cierre lineal A Tensión cutánea Técnica en V combinada B 4 cm Eje central Técnica en arcos unidos C 45° Eje longitudinal 2 cm Tensión cutánea 30° 4 cm 2 cm Tensión cutánea Figura 15-17 Cierre de pequeños defectos circulares. A. Use un cierre lineal si pueden aproximarse los bordes de piel sin crear grandes «orejas de perro». B. Use una técnica en V combinada cuando la disponibilidad de piel para la reconstrucción sea limitada. C. Use una técnica en arcos unidos cuando disponga de abundante piel. cubrir el defecto circular como si fuera un defecto fusiforme irregular más pequeño. Los bordes del nuevo defecto formado se ponen en aposición mediante suturas de aproximación (v. figura 15-17, B). La técnica en arcos unidos se emplea cuando la aposición de la piel produce grandes «orejas de perro» y alrededor del defecto hay abundante piel. Esta técnica escinde un 36% de piel adicional. Se extirpan dos triángulos equiláteros de lados opuestos del defecto circular, con el eje central de cada triángulo formando 30° con el eje longitudinal de las líneas de tensión de la piel. Se transponen los colgajos y se suturan en sus nuevas posiciones, para acortar los lados del círculo original y transformar la forma del defecto (v. figura 15-17, C). Defectos triangulares Las lesiones triangulares pueden cerrarse desplazando tejido local o con colgajos rotatorios. Se comienza una técnica de cierre simple en cada vértice del triángulo, y se sutura hacia el centro para crear una línea de sutura con forma de Y (v. figura 15-18, A). Un colgajo rotatorio es un colgajo semicircular o de tres cuartos de círculo, que se rota sobre un punto pivote para cubrir el defecto (v. figura 15-18, B). Los colgajos rotatorios se emplean cuando se dispone de piel en un lado del defecto o cuando el desplazamiento de piel de un lado del defecto produce una deformación de las estructuras adyacentes (es decir, cerca del ojo o ano). Los colgajos rotatorios bilaterales se emplean cuando se dispone de poca piel móvil, pero es móvil a ambos lados del defecto. Los colgajos deben ser suficientemente largos (proporción 4:1 de longitud y anchura) para evitar tensión en el tejido periférico. En caso de que se note tensión puede ser necesaria una incisión de descarga en la base del colgajo para poder mover el colgajo mediante una combinación de rotación y transposición (v. figura 15-18, C). La tensión también se puede aliviar extir- CAPÍTULO 15 Cirugía del sistema tegumentario 203 A Incisión posterior B C Figura 15-18 Reparación de defectos triangulares. A. Cierre el defecto en forma de Y comenzando en todos los vértices y suturando hacia el centro. B. Cree uno o dos colgajos rotativos en el borde del defecto. C. Puede ser necesaria una incisión posterior o una escisión de un triángulo de Bürow para descargar tensión en la base del colgajo. pando un pequeño triángulo de piel (triángulo de Bürow) en el extremo del semicírculo opuesto al defecto. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Defectos cuadrados y rectangulares Los defectos cuadrados o rectangulares pueden cerrarse empleando un cierre centrípeto, colgajos de avance (unilaterales o bilaterales) o colgajos rotatorios. El cierre centrípeto comienza con la sutura en cada esquina del defecto, avanzando hacia el centro para formar una línea de sutura en X (v. figura 15-19, A). Esta técnica debe emplearse cuando se disponga de piel por toda la periferia del defecto. El colgajo de avance unilateral debe emplearse para cerrar defectos con piel móvil sólo en un lado y en el mismo plano que el defecto. Se realizará incisiones paralelas desde dos esquinas del defecto, al menos de la misma longitud que la anchura del defecto, se diseca la piel y se avanza sobre el defecto (v. figura 15-19, B). Si fuera necesario se realizarán incisiones de descarga en la base del colgajo. La plastia en H o el colgajo de avance con doble pedículo se emplea para cerrar grandes defectos que disponen de piel móvil a ambos lados (v. figura 15-19, C). El colgajo por rotación o transposición se emplea para cubrir defectos que tienen piel móvil en sólo un lado del defecto y piel disponible en un plano distinto al del defecto (v. figura 15-19, D). Estos colgajos se acortan significativamente al incrementar la rotación. Deben ser más largos que el defecto para lograr cubrirlo adecuadamente sin tensión. La anchura de la base del colgajo debe ser al menos igual a la anchura del defecto. La diagonal desde el punto pivote del colgajo hasta la esquina más alejada del defecto debe ser igual a la diagonal desde el punto pivote del colgajo que atraviesa el colgajo. Se forma una «oreja de perro» en la base del colgajo opuesta al punto pivote. Defectos fusiformes Los defectos fusiformes o elípticos se cierran colocando primero una sutura en la parte más ancha del defecto. Continúe dividiendo cada segmento a la mitad, hasta conseguir un cierre lineal sin «orejas de perro» (v. figura 15-20). Defectos en luna creciente En los defectos en luna creciente un lado es más largo que el otro. Estos defectos se cierran comenzando por el punto medio. Cada segmento se divide a la mitad, colocando las suturas del lado cóncavo del defecto más alejadas entre sí que las suturas del lado convexo del defecto. Se extirpan las «orejas de perro» si fuera necesario (v. figura 15-21). Lecturas recomendadas Aitken ML, Patnaik AK: Comparison of needle-core (Trucut) biopsy and surgical biopsy for the diagnosis of cutaneous and subcutaneous masses: a prospective study of 51 cases (November 1997August 1998), J Am Anim Hosp Assoc 36:153, 2000. Las muestras de biopsias tru-cut predijeron con mayor precisión los resultados de las biopsias quirúrgicas. 204 PARTE II Cirugía de tejidos blandos A 1 2 3 YZ Y Z B 1 2 Triángulo de Bürow X X C Y Z YZ Y X 1/2 de Z 1 2 1 2 1 2 D 1 2 Figura 15-19 Reparación de defectos cuadrados o rectangulares. A. Cierre desde las esquinas y avance hacia el centro para formar una línea de sutura en X. Use un colgajo de avance unilateral (B) o bilateral (C) para cerrar defectos con piel móvil de uno o dos lados del defecto. D. Use un colgajo rotativo o de transposición para cubrir defectos con piel móvil de un plano diferente al del defecto. CAPÍTULO 15 Cirugía del sistema tegumentario 205 Tensión cutánea 1 2 3 Figura 15-20 Cierre los defectos fusiformes (1) colocando la primera sutura en la parte más ancha de la herida. Continúe dividiendo cada segmento del defecto a la mitad con las suturas correspondientes (2 y 3). 1 X 2 Y X<Y © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. 3 Figura 15-21 Cierre los defectos en forma de luna (1) comenzando por el punto medio y dividiendo cada segmento del defecto a la mitad con las suturas correspondientes (2 y 3). Coloque las suturas más cerca unas de otras en el lado convexo que en el lado cóncavo del defecto. McEntee MC, Samii VF, Walsh P et al: Postoperative assessment of surgical clip position in 16 dogs with cancer: a pilot study, J Am Vet Med Assoc 40:300, 2004. Los resultados sugieren que las grapas quirúrgicas tienen una utilidad potencial para identificar los lechos tumorales y para determinar los campos de radioterapia. Pavletic MM: Use of an external skin-stretching device for wound closure in dogs and cats, J Am Vet Med Assoc 217:350, 2000. Se presenta el mecanismo de la extensión cutánea y los resultados del empleo de un sistema de extensión cutánea externo en 24 animales. Pavletic MM: Atlas of small animal reconstructive surgery, ed 2, Philadelphia, 1999, WB Saunders. Se presentan descripciones e ilustraciones útiles de técnicas básicas. Rizzo LB, Ritchey JW, Higbee RG et al: Histological comparison of skin biopsy specimens collected by use of carbon dioxide or 810nm diode lasers from dogs, J Am Vet Med Assoc 225:1562, 2004. Se tomaron múltiples muestras cutáneas de cuatro perros; su análisis determinó que el láser de dióxido de carbono produce menor lesión térmica que el láser de diodo de 810 nm. Simpson AM, Ludwig LL, Newman SJ et al: Evaluation of surgical margins required for complete excision of cutaneous mast cell tumors in dogs, J Am Vet Med Assoc 224:236, 2004. Los resultados de un ensayo prospectivo con 21 perros sugieren que los márgenes laterales de 2 cm y de 1 plano fascial en profundidad parecen ser apropiados para la escisión completa de los mastocitomas de grado I y II. Swaim SF, Henderson RA: Small animal wound management, ed 2, Philadelphia, 1997, Williams & Wilkins. Un libro de texto con descripciones detalladas de técnicas de reconstrucción básicas y avanzadas. COLGADOS PEDICULADOS Los colgajos pediculados son «lenguas» de epidermis y dermis que se separan parcialmente del área donante y se emplean para cubrir defectos. La base o pedículo del colgajo contiene el aporte sanguíneo necesario para la supervivencia del colgajo. Los colgajos pediculados permiten frecuentemente cubrir de forma inmediata el lecho de una herida y evitan una cicatrización prolongada, una cicatriz excesiva y la contractura asociada a una cicatrización por segunda intención. Se pueden clasificar de varias formas, basándose en la localización, riego sanguíneo y formación tisular. Un colgajo específico puede clasificarse de 206 PARTE II Cirugía de tejidos blandos más de una forma. La mayoría de los colgajos se denominan colgajos de plexo subcutáneo; sin embargo, aquellos con vasos cutáneos directos se denominan colgajos de patrón axial. Los colgajos que permanecen unidos al lecho donante sólo por los vasos cutáneos directos y el tejido subcutáneo son colgajos en isla. Los colgajos creados adyacentes al defecto en piel holgada son colgajos locales. Los colgajos de interpolación son colgajos rectangulares que se rotan hacia un defecto cercano no adyacente. Aquellos creados a una distancia del defecto son colgajos a distancia, que normalmente requieren una reconstrucción en varias etapas. Los colgajos que incluyen otros tejidos aparte de la piel y el tejido subcutáneo se denominan colgajos compuestos y pueden incluir músculo (cutáneo), cartílago o hueso. El aumento de anchura de un colgajo pediculado no aumenta la longitud superviviente del colgajo. Sin embargo, el estrechamiento de la base del pedículo con técnicas de descarga de tensión aumenta la posibilidad de necrosis. La base de los colgajos debe ser ligeramente más ancha que la anchura del cuerpo del colgajo. Se prefieren colgajos pequeños múltiples antes que un solo colgajo grande, si la circulación está cuestionada. El retraso de la transferencia del colgajo a 18-21 días después de su creación puede mejorar la circulación y la supervivencia en colgajos isquémicos (fenómeno de retraso). Los colgajos deben fijarse a los bordes del lecho receptor sin tensión, para permitir la revascularización y cicatrización. Las áreas donantes deben tener piel suficiente para permitir el cierre primario y la transferencia de piel al área receptora. Deben evitarse las áreas donantes con demasiado movimiento y estrés. La reconstrucción debe planearse de forma que el color y la dirección de crecimiento del pelo tras el injerto sean similares. El tratamiento con oxígeno hiperbárico puede mejorar la supervivencia del colgajo o injerto. La oxigenoterapia hiperbárica consiste en la inhalación de oxígeno 100% en una cámara donde la presión se mantiene a más de 1 atm o mayor que la presión a nivel del mar. La oxigenoterapia hiperbárica hiperoxigena el tejido hipóxico, estimula a los fibroblastos y acelera la revascularización tisular. Debemos sospechar de congestión venosa en un colgajo si el colgajo se oscurece o adopta un color azulado, si el tiempo de rellenado capilar es más rápido de lo normal o si se produce un sangrado rápido y/u oscuro al pincharlo con una aguja. La congestión venosa puede producir un fallo en el colgajo o injerto. COLGAJOS DE AVANCE Los colgajos de avance son colgajos locales de plexo subcutáneo. Se incluyen colgajos unipediculados, bipediculados, plastia en H y plastia V-Y (v. figuras 15-16, 15-18 y 15-19). Los colgajos se forman en la piel holgada adyacente, que puede deslizarse sobre el defecto. Un colgajo de avance se desarrolla paralelo a las líneas de menos tensión, para facilitar su estiramiento hacia la herida. No aporta piel holgada adicional a la herida. Al estiramiento del colgajo de avance se oponen las fuerzas de retracción, que pueden ocasionar la dehiscencia del colgajo. COLGAJOS DE ROTACIÓN Los colgajos de rotación o rotatorios son colgajos locales que pivotan sobre un defecto con el cual comparten un borde común. Son semicirculares y pueden ser únicos o emparejados. Pueden emplearse para cerrar defectos triangulares sin crear un defecto secundario. Se realiza una incisión circular y se diseca la piel de forma escalonada, hasta que se cubre el defecto sin tensión (v. figura 15-18). COLGAJOS DE TRANSPOSICIÓN Los colgajos de transposición son colgajos locales rectangulares, que aportan piel adicional cuando se rotan hacia el defecto. La plastia en Z es un colgajo de transposición modificado (v.°figura°15-16, G y H). Los colgajos de transposición de 90° se alinean paralelos a las líneas de máxima tensión, para obtener la cantidad de colgajo necesario para cubrir el defecto. El área donante se cierra fácilmente porque las líneas de mínima tensión son perpendiculares a la línea de sutura. La anchura del colgajo iguala a la anchura del defecto (v.°figura°15-19, D). La longitud del colgajo se determina midiendo desde el punto pivotante del colgajo hasta el punto más distante del defecto; la longitud disminuye según aumenta el ángulo de giro por encima de 90°, debido a un enrollamiento y plegado. Se producen «orejas de perro», pero se aplanan con el tiempo. Otros colgajos de transposición útiles son los colgajos de pliegue cutáneo en la extremidad anterior y flanco (v.°figuras°15-22 a 15-25). El tamaño y longitud de los colgajos de pliegue cutáneo varían con la conformación corporal y qué tres uniones, de las cuatro disponibles, se cortan. Las cuatro uniones son las uniones medial y lateral de la extremidad anterior y dorsal y ventral en el flanco. Con frecuencia un margen del defecto que se va a cerrar sirve como una de las incisiones. Los colgajos de pliegue cutáneo pueden reclutarse de forma bilateral para cerrar grandes heridas axilares, esternales o inguinales. La creación de estos colgajos comienza cogiendo la piel holgada que se extiende entre el codo y el cuerpo o flanco, para determinar la cantidad de piel que se puede coger para el colgajo. Primero se trazan y después se realizan las incisiones lateral y medial. Estas incisiones se conectan con una incisión en forma de luna realizada proximal al codo (rodilla). Se eleva el colgajo del tríceps y cuádriceps, se transpone y se sutura al lecho de la herida ya preparado. El área donante se aproxima tras la transposición del colgajo. Se pueden crear otras configuraciones de colgajos de pliegue del codo o flanco, para cubrir defectos del tórax, abdomen, cadera, rodilla, hombro o codo, cortando las uniones con la pared corporal dorsal o ventral. (v.°figuras°15-23 y 15-25). El colgajo de pliegue del flanco está nutrido por las ramas inferiores de la rama ventral de la arteria ilíaca circunfleja profunda y puede considerarse un colgajo de patrón axial. De forma similar, si el colgajo de pliegue del codo incluye la arteria torácica lateral debe ser considerado como un colgajo de patrón axial. Un colgajo de transposición novedoso se obtiene de la piel escrotal tras la castración preescrotal, y se posiciona en defectos del perineo y muslo. COLGAJOS DE INTERPOLACIÓN Una variante del colgajo de transposición, el colgajo de interpolación, difiere en que carece de un borde común con la herida; este hecho deja un área de piel interpuesta entre el área donante y la herida receptora. El colgajo se crea de la misma forma que el colgajo de transposición, pero la longitud del colgajo de interpolación debe incluir la longitud del segmento de piel intermedio (v.°figura°15-19). El tejido subcutáneo del segmento del colgajo superpuesto a la piel intermedia se deja expuesto. Tras aproximadamente 14°días se resecciona el segmento sobrante del colgajo y se suturan los bordes incididos. A B C D Figura 15-22 Se emplea el pliegue cutáneo del miembro anterior para cerrar heridas axilares o esternales. A. Coja la piel holgada del codo y llévela hacia la pared corporal para determinar la cantidad de piel que puede reclutarse. La línea discontinua indica la incisión medial y lateral para definir la anchura del colgajo; después conecte estas dos incisiones con una incisión en forma de luna proximal al codo. B y C. Eleve, transponga y suture el colgajo en la herida; después cierre el área donante. D. Cree colgajos bilaterales para cerrar heridas mayores. B A b © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. a Figura 15-23 Este colgajo del pliegue del codo se está creando para cerrar un defecto en la cara medial de la región proximal de la extremidad anterior. A. La línea discontinua indica la incisión en la unión del pliegue con la pared corporal ventral. B. Se eleva el colgajo y se prepara para la transposición. C. El colgajo se sutura en su posición y se cierra el área donante. a C b 208 PARTE II Cirugía de tejidos blandos A B C Figura 15-24 El pliegue cutáneo del flanco se emplea para cerrar heridas inguinales. A. La piel holgada del flanco es incidida para crear un colgajo (línea discontinua). B. Cree incisiones mediales y laterales para definir la anchura del colgajo; después conecte estas incisiones con una incisión en forma de luna proximal a la rodilla; transponga y suture el defecto. C. Cree colgajos bilaterales para cerrar heridas mayores. b a A B b Figura 15-25 C a Este colgajo del pliegue del flanco se está creando para cerrar un defecto lateral del muslo. A. La línea discontinua indica la incisión de la unión dorsal del pliegue de piel. B. Después de crear el colgajo se transpone la zona dorsal del colgajo hasta la zona distal del defecto. C. Se cierran el defecto y el colgajo. CAPÍTULO 15 Cirugía del sistema tegumentario 209 Incisiones dorsoventrales A B C Figura 15-26 © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Colgajo en bolsa. A. Haga dos incisiones dorsoventrales y diseque la piel para crear una bolsa. B. Coloque la extremidad dentro de la bolsa y suture los bordes del defecto con el colgajo. C. Tras 2-3 semanas libere la extremidad y cierre el defecto restante. Haga dos incisiones horizontales para liberar el colgajo, después sutúrelo a los bordes del defecto restante. Cierre el área donante. Como alternativa puede realizarse una incisión puente que conecte las áreas donante y receptora, para facilitar la transferencia del colgajo y eliminar la necesidad de un segundo procedimiento quirúrgico. COLGAJOS EN BOLSA Y BISAGRA Los colgajos en bolsa (bipediculados) y en bisagra (unipediculados) son colgajos directos, a distancia, usados para reconstruir defectos cutáneos distales en extremidades, aunque se emplean con mayor frecuencia los colgajos de patrón axial o los injertos de malla. La reconstrucción con colgajos en bolsa o bisagra precisa de tres etapas: 1) desbridamiento y granulación; 2) creación y cicatrización del colgajo, y 3) liberación del colgajo. Después de haberse formado un tejido de granulación sano se prepara de forma aséptica la piel de la extremidad y la piel toracoabdominal ipsolateral. Se coloca la extremidad a lo largo del cuerpo del animal y se realizan dos incisiones dorsoventrales paralelas en el lugar que permite cubrir completamente el defecto (v. figura 15-26, A). Cree un colgajo 1-2 cm más ancho que el defecto, para acomodar la contracción y estiramiento elásticos del colgajo. Si falta el tejido de las almohadillas, sólo es necesaria una incisión craneal. Diseque el colgajo por debajo del músculo cutáneo del tronco y coloque el pie dentro de la bolsa. Aproxime la piel de los bordes 210 PARTE II Cirugía de tejidos blandos de la herida con los bordes del colgajo, empleando suturas de aproximación discontinuas (polipropileno, polibutéster o nailon de 3-0 o 4-0). Realice de tres a cuatro suturas discontinuas a través de la piel del colgajo hasta el tejido de granulación, para inmovilizar el colgajo sobre el defecto. Haga dos o tres suturas de soporte o de descarga de tensión uniendo la piel de la extremidad adyacente al colgajo con la piel adyacente de la pared corporal, para evitar que la extremidad se deslice ventralmente y cause tensión en el colgajo. Vende la extremidad contra el cuerpo durante 14 días, y cambie el vendaje cada 3-4 días. Como alternativa, corte una ventana sobre el colgajo, que permita evaluar y tratar la herida sin necesidad de cambiar el vendaje entero. Coloque un vendaje parche sobre la ventana durante el período entre tratamientos. Libere la extremidad de la bolsa realizando dos incisiones horizontales (dorsal y ventral) a suficiente distancia como para poder cubrir la cara palmar del defecto (v. figura 15-26, B). A La liberación diferida del colgajo, separando los pedículos en etapas, mejora la supervivencia del colgajo. Incida la mitad del pedículo inferior, seguida de la liberación de la mitad restante a los 2-3 días. Dos días después comience la división diferida del pedículo superior, de forma similar al pedículo inferior. Lave la cara medial de la pata para eliminar exudados y detritos si fuera necesario. Recorte los bordes liberados del colgajo y sutúrelos hacia el borde opuesto de la herida tras cada división. Lave el área donante y ciérrela con suturas de aproximación discontinuas (p. ej., polipropileno o nailon de 3-0 o 4-0) (v. figura 15-26, C). B Aunque esta técnica es exitosa para cubrir los defectos distales de las extremidades, algunos animales pueden no tolerar la posición de la extremidad contra el cuerpo y puede producirse rigidez articular y atrofia muscular temporal. COLGAJOS ENROLLADOS Un colgajo enrollado o tubular pediculado precisa de un procedimiento en varias etapas para que el colgajo indirecto «camine» hasta el área receptora. El tubo se realiza más ancho y largo (de 2 a 3 cm) que el lecho receptor, porque estos tubos se contraen como resultado de una menor elasticidad y de fibrosis, antes de ser transferidos. Para crear el tubo haga dos incisiones paralelas a través de la piel, en un área donde la piel restante pueda aproximarse sin demasiada tensión (v. figura 15-27, A). Diseque la piel entre las dos incisiones. Suture juntos los bordes incididos del colgajo, con suturas de aproximación (p. ej., polipropileno o nailon de 3-0 o 4-0), creando un tubo unido al animal por ambos extremos. Aproxime los bordes del área donante con suturas de aproximación (p. ej., polipropileno o nailon de 3-0 o 4-0). Después de 18-21 días seccione uno de los extremos del tubo y transpóngalo al lecho receptor. La transección del tubo puede hacerse en etapas; medio tubo se incide y resutura en su lugar; 2 días después el resto del tubo se transecciona y se transpone. Como alternativa, transponga el extremo del tubo a un área más cercana al área receptora y transeccione el otro extremo del tubo para cubrir el defecto (v. figura 15-27, B), después de una C Figura 15-27 Colgajo enrollado. A. Haga dos incisiones paralelas en piel móvil. Cree un tubo suturando juntos los bordes y aproxime la región donante. Nota: El tubo debe ser creado más proximal que en la ilustración para disponer de piel móvil suficiente para cerrar el área donante. B. Aproximadamente tras 3 semanas avance el tubo hacia el defecto, cortando un extremo del tubo y suturándolo más cerca del defecto. C. Tras otras 3 semanas corte el otro extremo del tubo y úselo para cubrir el defecto, o aváncelo más cerca del defecto. CAPÍTULO 15 espera adicional de 18-21 días. Incida el tubo y desenróllelo según la necesidad para cubrir el defecto, y suture los bordes del tubo con los bordes del defecto (v. figura 15-27, C). Aproxime los bordes cutáneos en el punto de origen del tubo. Transeccione el otro extremo del tubo tras 18-21 días si fuera necesario para cubrir completamente el defecto. La desventaja de esta técnica es el número de etapas y el tiempo requerido para completar el cierre de la herida. COLGAJOS DE PATRÓN AXIAL Los colgajos de patrón axial son colgajos pediculados que incluyen una arteria y vena cutánea directa en la base del colgajo. Las ramas terminales de estos vasos nutren al plexo subcutáneo. Tienen mejor perfusión que los colgajos Cirugía del sistema tegumentario pediculados que sólo reciben circulación del plexo subcutáneo. Los colgajos de patrón axial se elevan y transfieren a defectos cutáneos dentro de su radio. Estos colgajos suelen ser rectangulares o en forma de L. Los colgajos de patrón axial que se han descrito en el perro emplean como vasos cutáneos directos las ramas de la arteria auricular caudal, la arteria temporal superficial, la arteria omocervical (cervical superficial), la arteria toracodorsal, la arteria torácica lateral, la arteria braquial superficial, las arterias epigástrica superficial craneal y caudal, la arteria ilíaca circunfleja profunda, la arteria genicular y las arterias caudales laterales (v. figura 15-28). Aunque pueden crearse colgajos similares en gatos, sólo se han evaluado los colgajos de patrón axial que emplean las arterias toracodorsal, epigástrica superficial caudal, auricular caudal, cervical superficial y temporal superficial, así Incisión por línea media ventral 7 Incisión por línea media dorsal 9 2 1 6 7 3 5 4 8 © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. 211 Figura 15-28 Vasos cutáneos directos empleados en colgajos de patrón axial. 1, auricular caudal; 2,íomocervical; 3, toracodorsal; 4, epigástrico superficial caudal; 5, genicular medial; 6,ilíaco circunflejo profundo; 7, caudal lateral superficial (recuadro); 8, braquial superficial (recuadro); 9, temporal superficial. Las líneas discontinuas perfilan los colgajos que se corresponden con cada vaso cutáneo directo (no se muestra ni el colgajo epigástrico superficial craneal ni el colgajo del conducto safeno inverso). 212 PARTE II Cirugía de tejidos blandos como los colgajos del conducto safeno inverso. Los colgajos de patrón axial requieren un planteamiento, medición y mapeado de la piel cuidadosos, para minimizar errores. La posición del paciente es muy importante, para asegurarse de que la piel y los puntos de referencia subyacentes se encuentran en posición anatómica normal. Las extremidades se colocan en extensión relajada y se pellizca la piel toracoabdominal, se eleva y se permite que se retraiga espontáneamente a su posición normal, antes de marcar el límite de los colgajos. Los colgajos de patrón axial pueden ser modificados para crear colgajos arteriales en isla, cortando el pedículo cutáneo pero manteniendo la arteria y vena cutánea directa. Los colgajos en isla pueden usarse potencialmente como un colgajo libre para transferirlo y realizar anastomosis microvascular. Los colgajos de patrón axial se emplean con mayor frecuencia para facilitar el cierre de una herida tras la resección de un tumor o traumatismo. El porcentaje de supervivencia de los colgajos de patrón axial es aproximadamente el doble que el de los colgajos de plexo subcutáneo de tamaño equiparable. Los colgajos de patrón axial, además, aportan piel completa y duradera, que puede ser transpuesta de forma primaria, sin necesidad de un lecho vascular o inmovilización posquirúrgica. Las complicaciones incluyen drenado de la herida, dehiscencia parcial, necrosis distal del colgajo, infecciones y formación de seroma. Los resultados estéticos son buenos. Colgajo de patrón axial auricular caudal Las ramas esternocleidomastoideas de la arteria y vena auricular caudal pueden emplearse para la reconstrucción de defectos ipsolaterales o contralaterales de la cabeza y cuello. Las ramas esternocleidomastoideas se localizan entre la cara lateral del ala del atlas y el conducto auditivo vertical, y se dirigen en dirección caudodorsal. La arteria auricular caudal se localiza aproximadamente 1 cm caudal a la base del cartílago escutiforme del pabellón auricular (una depresión palpable en el punto medio entre la base de la oreja y el ala del atlas). Coloque la extremidad anterior en extensión relajada, de forma que la escápula esté perpendicular al tronco. Delimite el colgajo con la base centrada sobre la cara lateral del ala del atlas (v. figura 15-28). Dibuje una línea de incisión caudal paralela a la base en un punto rostral a la espina de la escápula, que dará un colgajo suficientemente largo para cubrir el defecto. Después dibuje líneas dorsales y ventrales que conecten la base y la línea de incisión caudal, con una anchura que permita el cierre del área donante. En los gatos el límite dorsal está más cercano a la línea media dorsal. El ancho del colgajo se aproxima al tercio central de la cara lateral del área cervical. Incida las líneas dorsal, ventral y caudal, y eleve el colgajo junto con el músculo cutáneo del cuello (esfínter superficial del cuello) hasta identificar las ramas esternocleidomastoideas de la arteria auricular caudal. Rote el colgajo hacia el defecto, coloque drenajes y aproxime los bordes de piel. Si se interpone piel entre las áreas donante y receptora, haga una incisión puente para conectar las áreas o realice un tubo parcial con el colgajo que abarque la piel interpuesta. Colgajo de patrón axial de la arteria temporal superficial Una rama cutánea de la arteria temporal superficial permite la formación de un colgajo de patrón axial que puede emplearse para cubrir defectos de la cara y cabeza, especialmente en el área maxilofacial. Este colgajo también se emplea en reconstrucción oral tras la maxilectomía parcial. La arteria temporal superficial se encuentra en una posición subcutánea, en la base del arco cigomático, y se extiende rostralmente a lo largo del arco cigomático. Posicione al animal en decúbito prono. Marque la base del colgajo caudal a la cara caudal del arco cigomático y rostral al borde orbitario. Delimite el colgajo realizando dos líneas paralelas; extienda una línea desde cada uno de estos puntos, dorsal y lateral al centro del borde orbitario dorsal del ojo contralateral. Limite la anchura del colgajo con las órbitas y orejas. Conecte las líneas paralelas (v. figura 15-28). Incida el colgajo y elévelo junto con el músculo frontal, que es un fino músculo que se superpone al músculo temporal. Transponga el colgajo. Elimine el espacio muerto con drenajes de Penrose o activos cerrados y cierre los defectos. Colgajo de patrón axial omocervical (colgajo de patrón axial cervical superficial) Los colgajos de patrón axial omocervicales se emplean para defectos de la cara, cabeza, oreja, hombro, cuello y axila. Al realizar una incisión puente entre el ángulo de la mandíbula y el borde craneoventral del área donante y realizar un túnel parafaríngeo, se puede pasar un colgajo a la boca, para reconstruir defectos oronasales caudales al tercer premolar. Estos colgajos incorporan la rama cervical superficial de la arteria omocervical y su vena asociada. Los vasos se originan adyacentes al ganglio linfático preescapular, en un lugar que se corresponde con la depresión craneal del hombro, y cursan dorsalmente, justo craneales a la escápula. Coloque al paciente en decúbito lateral, con la extremidad anterior en extensión relajada y perpendicular al tronco. Dibuje una línea sobre la espina de la escápula para identificar la incisión caudal. Dibuje la línea de incisión craneal paralela a la espina escapular, en un lugar igual a la distancia entre la espina de la escápula y la depresión craneal del hombro en el borde craneal de la escápula. Extienda las líneas hasta la línea media dorsal y continúe a lo largo de ella. Extienda el colgajo hasta la articulación escapulohumeral contralateral si fuera necesario. Como alternativa, cree un diseño en ángulo recto incorporando la piel sobre el borde dorsal de la escápula contraria. Los colgajos omocervicales grandes pueden requerir la ligadura de la arteria y vena omocervical cutánea directa contralateral. Incida el colgajo dibujado y diseque bajo el músculo superficial del cuello. Transponga el colgajo. Elimine el espacio muerto con drenajes Penrose o activos cerrados y cierre los defectos. Colgajo de patrón axial toracodorsal Los colgajos de patrón axial toracodorsales son preferibles a los colgajos omocervicales porque son más robustos. Se emplean para cubrir defectos del hombro, extremidad anterior, codo, axila y tórax (v. figura 15-29). En los gatos el colgajo toracodorsal se CAPÍTULO 15 Cirugía del sistema tegumentario 213 Colgajo de patrón axial torácico lateral El colgajo de patrón axial torácico lateral es similar al colgajo toracodorsal, pero es más pequeño. Se emplea para cubrir el codo. La arteria torácica lateral se extiende desde la zona craneal a la articulación del hombro y discurre horizontal y ligeramente ventral por la pared torácica lateral, ventral a la arteria toracodorsal. Surge de la arteria axilar, cerca del borde caudal de la primera costilla. Las ramas profundas nutren al ganglio linfático axilar, la porción ventral del músculo dorsal ancho y parte de los músculos pectorales profundos. Las ramas craneales más superficiales nutren el pliegue cutáneo del codo y a este colgajo. La distribución de estos vasos varía ligeramente entre razas. Figura 15-29 Se ha formado un tubo con un colgajo de patrón axial toracodorsal y se ha aplicado sobre una herida en el codo. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. extiende hasta el carpo. En los perros la cobertura de la extremidad distal depende de la conformación corporal y de la longitud de la extremidad. El colgajo se basa en una rama cutánea de la arteria toracodorsal y su vena asociada, localizadas en la depresión caudal del hombro, a un nivel paralelo al borde dorsal del acromion. Coloque al paciente en decúbito lateral con la extremidad anterior en extensión relajada y perpendicular al tronco. Delimite el colgajo pintando una línea sobre la espina de la escápula para marcar la incisión craneal (v. figura 15-28). Dibuje la línea de incisión caudal paralela a la espina de la escápula en un lugar aproximadamente al doble de distancia entre el acromion y la depresión caudal del hombro. Extienda las líneas hasta la línea media dorsal y continúe por ella. Cree un colgajo en L para una cobertura extensa extendiendo la incisión por la línea media dorsal sobre un 50% y creando una línea de incisión paralela comenzando en el punto medio de la línea de incisión caudal. Incida el colgajo dibujado y diseque bajo el músculo cutáneo del tronco. Transponga el colgajo. Cree un tubo o realice una incisión puente si fuera necesario para una transposición a distancia. Elimine el espacio muerto con drenajes Penrose o activos cerrados y cierre los defectos. NOTA: Los colgajos que se extienden ventral a la articulación escapulohumeral contralateral suelen sobrevivir. La formación de un colgajo de patrón axial toracodorsal largo puede requerir la división de las ramas cutáneas de la arteria y vena toracodorsal opuestas. Coloque al paciente en decúbito lateral con la extremidad anterior en extensión relajada y perpendicular al tronco. Palpe el borde caudal de la articulación del hombro e identifique el origen de la arteria toracodorsal (v. comentario previo) para estimar la localización de la arteria torácica lateral en una situación más ventral. Dibuje el colgajo con el borde ventral a lo largo del borde dorsal del músculo pectoral profundo y el borde dorsal paralelo a esta línea, con la arteria en el centro. Incida a lo largo de estas líneas extendiéndose hacia la segunda mama, pero sin incluirla. Conecte las líneas paralelas caudalmente, diseque la piel bajo el músculo cutáneo del tronco y transpóngalo hasta 90° para cubrir el defecto. Coloque un drenaje activo cerrado, asegure el colgajo al defecto y aproxime el área donante. Colgajo de patrón axial braquial superficial Los colgajos de patrón axial braquiales superficiales se emplean para cubrir defectos del antebrazo y codo. Estos colgajos dependen de una pequeña rama de la arteria braquial, localizada 3 cm proximal al codo (arteria braquial superficial). Coloque al paciente en decúbito supino con la extremidad suspendida en una posición elevada. Delimite el colgajo dibujando dos líneas paralelas a la diáfisis del húmero, que se extienden dorsalmente y convergen paulatinamente en o bajo el tubérculo mayor. Centre la base del colgajo sobre el tercio anterior de la superficie flexora del codo. Eleve el colgajo hacia la base, siendo especialmente cuidadoso en conservar el plexo subcutáneo, vasos braquiales superficiales y vena cefálica. Rote el colgajo y colóquelo en el defecto, coloque drenajes y aproxime los bordes de piel. La longitud y la supervivencia del colgajo excluyen a este colgajo para emplearlo en los defectos del área carpiana. Colgajo de patrón axial epigástrico superficial caudal El colgajo de patrón axial epigástrico superficial caudal es un colgajo versátil que se emplea para cubrir defectos del abdomen caudal, flanco, prepucio, perineo, muslo y extremidad posterior. En los gatos el colgajo se extiende sobre el área metatarsiana. En los perros de cuerpo largo y extremidades cortas puede extenderse hasta el nivel de la articulación tibiotarsiana. El colgajo incluye las tres o cuatro glándulas mamarias caudales y está nutrido por la arteria y vena epigástrica superficial caudal, que pasan por el anillo inguinal. 214 PARTE II Cirugía de tejidos blandos Coloque al paciente en decúbito supino. Delimite el colgajo con la línea media ventral como localización de la incisión medial. En perros machos incorpore la base del prepucio. Marque una incisión lateral a una distancia igual a la distancia entre los pezones y la línea media. Determine el número de glándulas mamarias que va a incluir en el colgajo, basándose en el tamaño del defecto. Cree el colgajo conectando las dos líneas paralelas entre la primera y segunda o segunda y tercera glándula mamaria, con una incisión en forma de luna. Diseque el colgajo a nivel de la aponeurosis oblicua abdominal externa, profunda al músculo supramamario. Ensanche el colgajo lo necesario para cubrir el defecto si dispone de suficiente piel holgada para cerrar. Transponga el colgajo, coloque drenajes y aproxime los bordes de piel. NOTA: Se recomienda la ovariohisterectomía al mismo tiempo, ya que las glándulas transpuestas son funcionales. Posteriormente pueden extirparse las mamas si su apariencia no es estética. Colgajo de patrón axial epigástrico superficial craneal El colgajo de patrón axial epigástrico superficial craneal es más pequeño y menos versátil que el colgajo de patrón axial epigástrico superficial caudal; sin embargo, puede ser bastante útil para cubrir los defectos grandes sobre el esternón. El colgajo es pequeño porque sus vasos son cortos y se cuenta con una cierta necrosis del colgajo. El colgajo puede incluir las glándulas mamarias tercera, cuarta y quinta. En machos el colgajo termina craneal al prepucio. A pesar de que hay cierta variabilidad, la arteria superficial craneal penetra por la cara medial del músculo recto del abdomen en la unión entre la segunda y tercera glándula mamaria. La anastomosis craneal y caudal de la arteria epigástrica superficial se produce entre la tercera y cuarta glándula mamaria. La posición y creación del colgajo son similares a las del colgajo epigástrico superficial caudal. La base del colgajo se localiza en la región hipogástrica, donde los vasos epigástricos craneales entran en la piel lateral a la línea media abdominal y unos centímetros caudal al borde cartilaginoso del tórax ventral (proceso xifoides). Delimite el colgajo con la línea media ventral como localización de la incisión medial. Marque una línea de incisión lateral a una distancia igual a la distancia de los pezones a la línea media. Determine el número de glándulas mamarias que va a incluir en el colgajo basándose en el tamaño del defecto. Cree el colgajo conectando las dos líneas paralelas entre la cuarta y quinta mama, o caudal a la quinta mama, con una incisión en forma de luna. Diseque el colgajo al nivel de la aponeurosis oblicua abdominal externa, profunda al músculo supramamario. Ligue las ramas de la arteria epigástrica superficial caudal si fuera necesario. Transponga el colgajo, coloque drenajes y aproxime los bordes de piel. Cree un colgajo en isla haciendo una incisión en forma de luna entre la segunda y tercera glándula mamaria. Tenga cuidado durante la disección y manipulación para evitar traumatismo, estiramiento o retorcimiento de los vasos epigástricos superficiales craneales. Colgajo de patrón axial ilíaco circunflejo profundo La rama ventral de la arteria ilíaca circunfleja profunda se emplea en colgajos para cubrir defectos del tórax caudal, pared abdominal lateral, flanco ipsolateral, área lumbar lateral, cara lateral o medial del muslo, trocánter mayor y área pélvica. Las ramas dorsal y ventral de la arteria ilíaca circunfleja profunda se originan en un punto craneoventral al ala del ilion. Coloque al paciente en decúbito lateral con la extremidad posterior en extensión relajada y perpendicular al cuerpo. Delimite el colgajo dibujando primero una línea a medio camino entre el borde craneal del ala del ilion y el trocánter mayor. Para la incisión craneal dibuje una segunda línea, paralela a la primera, a una distancia igual con el borde del ilion y la línea caudal. Extienda las líneas hacia la línea media dorsal y cree una extensión en L, si fuera necesario para cubrir el defecto (v. figura 15-28). Incida el colgajo. Eleve el colgajo por debajo del nivel del músculo cutáneo del tronco. Transponga el colgajo, coloque drenajes y aproxime los bordes cutáneos. La rama ventral de la arteria ilíaca circunfleja profunda se emplea en colgajos para cubrir defectos de la pared abdominal lateral y como colgajo en isla para defectos en pelvis y sacro. Marque las líneas de referencia como en el colgajo anterior. Dibuje la línea de incisión caudal de forma que se extienda en dirección distal hacia la región craneal de la diáfisis femoral. Extienda la línea de incisión craneal por la región del flanco y del muslo, paralela al borde caudal del colgajo. Conecte las dos líneas sobre la rótula. Incida el colgajo. Eleve el colgajo bajo el nivel del músculo cutáneo del tronco. Transponga el colgajo, coloque drenajes y aproxime los bordes cutáneos. El colgajo del pliegue del ijar es una variación del colgajo de patrón axial ilíaco circunflejo profundo ventral (v. p. 206) desarrollado para la transposición en defectos inguinales. Colgajo de patrón axial genicular Los colgajos de patrón axial geniculares se emplean para cubrir defectos de la tibia medial y lateral, y en potencia de la articulación tibiotarsiana. Estos colgajos se desarrollan en la rama genicular corta de la arteria safena y de la vena safena medial. Coloque al paciente en decúbito lateral. Marque un punto 1écm proximal a la rótula y 1,5écm distal a la tuberosidad tibial (v.éfigura 15-28). Extienda estos dos puntos en sentido dorsal, paralelos a la diáfisis del fémur, terminando en la base del trocánter mayor. Conecte las líneas en la zona dorsal. Incida el colgajo dibujado. Eleve el colgajo y rótelo para cubrir el defecto. Coloque drenajes y aproxime los bordes de piel. Aunque la circulación suele ser suficiente, no se trata de un colgajo robusto. Colgajo del conducto safeno inverso Los colgajos del conducto safeno inverso se emplean para defectos en el tarso o por debajo de él. Los colgajos se crean CAPÍTULO 15 ligando y dividiendo la conexión vascular entre la arteria y vena femoral y la arteria safena y vena safena medial. Se produce un flujo inverso de sangre debido a las anastomosis entre la rama craneal de la arteria safena y la arteria metatarsiana perforante (a través de las arterias plantares medial y lateral), la rama craneal de la vena safena medial y otras conexiones venosas con las ramas caudal y craneal de la vena safena medial distales a la articulación tibiotarsiana. La angiografía realizada antes de la cirugía asegura la presencia y función de la arteria safena, vena safena medial y arteria y vena femoral. Coloque al paciente en decúbito lateral con la extremidad afectada debajo. Marque, grosso modo, el colgajo, dibujando una línea a través del tercio central de la cara interna del muslo, a nivel de la rótula o ligeramente por encima. Haga líneas paralelas de 0,5 a 1 cm craneal y caudal a las ramas de la arteria safena y vena safena medial. Marque la incisión transversal tal y como se marcó para exponer los vasos y nervios safenos. Ligue y transeccione la arteria safena y la vena safena medial en su unión con la arteria y vena femoral. Extienda las incisiones en sentido distal, con una forma ligeramente convergente. Diseque en profundidad los vasos safenos, elevando una porción de la fascia del músculo gastrocnemio con el colgajo. Ligue y divida la arteria y vena peronea (fibular). No eleve el colgajo más allá de la anastomosis ente la rama craneal de la vena safena lateral. Rote o haga un tubo parcial con el pedículo, transfiéralo al defecto. Como alternativa, haga una incisión puente entre el área donante y la herida. Coloque drenajes y aproxime los defectos. Colgajo de patrón axial caudal lateral © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Las arterias caudales laterales de la cola pueden emplearse para reconstruir defectos de áreas del perineo y del tronco caudodorsal. La mayor fuente de piel es el tercio proximal de la cola. La piel de la cola también se puede usar como colgajo enrollado para cubrir defectos de la extremidad posterior. Los vasos caudales laterales son bilaterales y se encuentran en el tejido subcutáneo de la cola. Las arterias caudales laterales surgen de las arterias glúteas caudales y tienen varias ramas anastomóticas con la arteria caudal central. Para poder emplear de este colgajo es necesario llevar a cabo la amputación de la cola. Haga una incisión por la línea media dorsal a lo largo de la cola para cubrir defectos dorsocaudales (v. figura 15-28). Haga una incisión por la línea media ventral para cubrir defectos en la extremidad posterior. Diseque el tejido subcutáneo desde la fascia caudal profunda, conservando las arterias y venas laterales derecha e izquierda. Ampute la cola por el tercer o cuarto espacio intervertebral (v. p. 248). Transponga el colgajo de piel sobre el defecto, coloque drenajes y aproxime los bordes de piel. Lecturas recomendadas Anderson DM, Charlesworth TC, White RAS: A novel axial pattern skin flap based on the lateral thoracic artery in the dog, Vet Comp Orthop Traumatol 17:73, 2004. Se describe la creación de este colgajo para su empleo en la región caudal del codo. Cirugía del sistema tegumentario 215 Aper R, Smeak D: Complications and outcome after thoracodorsal axial pattern flap reconstruction of forelimb skin defects in 10 dogs, 1989-2001, Vet Surg 32:378, 2003. En este estudio retrospectivo con 10 perros se informa de la necrosis distal del colgajo en el 70%. Otras complicaciones que pueden aparece incluyen infección, seroma, edema, magulladura y dehiscencia parcial. Dundas JM, Fowler JD, Shmon CL et al: Modification of the superficial cervical axial pattern skin flap for oral reconstruction, Vet Surg 34:206, 2005. Este estudio experimental investigó la anatomía del colgajo y la creación de un colgajo extendido para la reparación de defectos oronasales. Hunt GB, Tisdall PLC, Liptak JM et al: Skin-fold advancement flaps for closing large proximal limb and trunk defects in dogs and cats, Vet Surg 30:440, 2001. En este estudio se describen diversas incisiones realizadas para permitir una utilización más versátil de los colgajos del pliegue flanco y del codo. Lascelles BDX, White RAS: Combined omental pedicle grafts and thoracodorsal axial pattern flaps for the reconstruction of chronic, nonhealing axillary wounds in cats, Vet Surg 30:380, 2001. En diez gatos con heridas axilares crónicas que no cicatrizaban se realizó un desbridamiento y después se reconstruyeron satisfactoriamente, produciéndose una cicatrización completa con mínimas complicaciones. Leonatti S, Tobias KM: Skin reconstruction techniques: axial pattern flaps, Vet Med 99:862, 2004. Revisión y buena ilustración de los colgajos de patrón axial que se emplean frecuentemente. Lidbetter DA, Williams FA, Krahwinkel DJ et al: Radical lateral bodywall resection for fibrosarcoma with reconstruction using polypropylene mesh and a caudal superficial epigastric axial pattern flap: a prospective clinical study of the technique and results in 6 cats, Vet Surg 31:57, 2002. Esta técnica resultó satisfactoria para conseguir el control local del tumor con una morbilidad aceptable. Matera JM, Tatarunas AC, Fantoni DT et al: Use of the scrotum as a transposition flap for closure of surgical wounds in three dogs, Vet Surg 33:99, 2004. El escroto resultó útil para cerrar defectos de la región perineal y del muslo tras la escisión de tumores. Pavletic MM: Atlas of small animal reconstructive surgery, ed 2, Philadelphia, 1999, WB Saunders. Se presentan ilustraciones y breves descripciones técnicas. Seguin B, McDonald DE, Kent MS et al: Tolerance of cutaneous or mucosal flaps placed in to a radiation therapy field in dogs, Vet Surg 34:214, 2005. Resultados de un estudio clínico con 26 perros. Los colgajos realizados en base a un tratamiento programado tuvieron un mejor resultado que aquellos realizados para corregir una complicación o un fallo tras radioterapia. Teunissen BD, Walshaw R, Hauptman JG et al: Evaluation of primary critical ischemia time for deep circumflex iliac cutaneous flap in cats, Vet Surg 33:440, 2004. Se estudian colgajos en 13 gatos con un tiempo de isquemia variable que fueron reemplazados; todos los colgajos sobrevivieron. Vasconcellos CHDC, Matera JM, Dali MLZ: Clinical evaluation of random skin flaps based on the subdermal plexus secured with sutures or sutures and cyanoacrylate adhesive for reconstructive surgery in dogs, Vet Surg 34:59, 2005. Se comparan técnicas de cierre tras resección tumoral en 15 perros; el empleo de una combinación de suturas y adhesivos permitió una mejor aposición de los bordes con un buen resultado estético y se precisaron menos suturas. 216 PARTE II Cirugía de tejidos blandos COLGAJOS COMPUESTOS Los colgajos compuestos de piel y músculo, hueso o cartílago se denominan colgajos compuestos. El pabellón auricular se ha empleado como colgajo compuesto para cubrir defectos maxilofaciales. En cirugía reconstructiva se han venido empleando numerosos colgajos miocutáneos, con o sin segmentos de hueso. COLGAJOS MIOCUTÁNEOS Y MUSCULARES Los colgajos musculares con piel superpuesta (colgajos miocutáneos) o sin piel (colgajos musculares) pueden crearse para facilitar herniorrafias, para cubrir defectos de tejido blando, para contribuir a la circulación en fracturas y para combatir infecciones. Sólo deben usarse cuando la reconstrucción con colgajos locales (v. p. 205), colgajos de patrón axial (v. p. 211) o colgajos libres (v. p. 224) no sea posible. Estos colgajos deben ser suficientemente grandes para cubrir el defecto y deben tener un aporte vascular fácilmente accesible y dominante. Las áreas donantes deben poder cerrarse con facilidad. Los músculos de perros y gatos que pueden sacrificarse sin pérdida de función incluyen el cutáneo del tronco, gracilis, trapecio, esternohioideo, esternotiroideo, pectoral profundo, ancóneo, cubital lateral, cabeza humeral del flexor carpocubital, sartorio, semitendinoso, recto femoral, tibial craneal, extensor digital largo y porciones del dorsal ancho. COLGAJOS MIOCUTÁNEOS Los colgajos miocutáneos descritos en la literatura veterinaria incluyen los músculos dorsal ancho, cutáneo del tronco, gracilis, semitendinoso y trapecio. Estos músculos son superficiales, permitiendo un fácil acceso y elevación, y tienen arterias cutáneas directas que salen de la superficie del músculo para nutrir a la piel superpuesta. Se requiere un pedículo vascular suficiente para mantener la circulación, para facilitar la rotación del colgajo hacia el defecto. Una gran rotación puede dificultar la circulación y requiere un acortamiento de la longitud del colgajo. La transferencia a distancia de colgajos del gracilis, dorsal ancho, abdominal transverso y determinados colgajos del trapecio es posible con anastomosis microvasculares. NOTA: Los colgajos miocutáneos requieren la presencia de arterias cutáneas directas que salen de la superficie del músculo para nutrir a la piel superpuesta a él. Colgajo miocutáneo del músculo cutáneo del cuello (platisma) El músculo cutáneo del cuello o plastisma es un músculo bien desarrollado, que se origina en el rafe tendinoso mediodorsal del cuello y en la piel. Cursa longitudinalmente hacia la boca, sobre la parótida y el masetero hacia los labios y ventralmente hacia la línea media ventral. El colgajo miocutáneo del plastisma, empleado para cubrir defectos de la cabeza y cuello, es idéntico al colgajo de patrón axial auricular caudal (v. p. 212). fascia toracolumbar de los procesos espinosos lumbares y torácicos y a partir de uniones musculares con las últimas dos o tres costillas. La aponeurosis del dorsal ancho se inserta en la tuberosidad del músculo redondo mayor del húmero. El músculo flexiona el hombro, dirigiendo la extremidad en sentido caudal. La porción ventral del músculo está irrigada por las ramas de la arteria toracodorsal (arterias torácicas dorsal y lateral), que penetran en el músculo y nutren al músculo cutáneo del tronco y a la piel. Las arterias intercostales aportan ramas segmentarias a la porción dorsal del músculo dorsal ancho y el músculo cutáneo del tronco superpuesto. Los colgajos miocutáneos del dorsal ancho son voluminosos porque contienen el músculo cutáneo del tronco y la piel, grasa subcutánea y el músculo dorsal ancho. Se acomodan mejor en defectos torácicos, aunque pueden emplearse para defectos de la extremidad anterior. Los límites anatómicos son el borde ventral del acromion, el borde caudal adyacente del músculo tríceps, la cabeza de la última costilla y el tercio distal del húmero que se corresponde con el pliegue axilar (v. figura 15-30). Con el paciente en decúbito lateral y la extremidad anterior en extensión relajada y perpendicular al tronco, se planea y delimita el colgajo con un rotulador. Dibuje una línea desde el borde caudal del músculo tríceps hasta la unión vertebral de la última costilla. Dibuje una línea paralela caudodorsal desde el pliegue axilar, y conéctelas para delimitar el colgajo. (v. figura 15-30). Incida la piel y extienda la incisión a través del músculo dorsal ancho. El colgajo muscular iguala el tamaño del colgajo cutáneo. Eleve el músculo dorsal ancho y la piel como una unidad. Aísle, ligue y divida los vasos intercostales laterales profundos al músculo dorsal ancho. Identifique y conserve la arteria y vena toracodorsal. Transponga el colgajo al lugar deseado sin ocluir los vasos toracodorsales. Si fuera necesario, realice una incisión puente o enrolle parcialmente el colgajo para la transposición. Coloque drenajes de Penrose o activos cerrados en el área donante y bajo el colgajo en el área receptora. Asegure el colgajo en posición y cierre el área donante. El músculo dorsal ancho puede emplearse sólo como colgajo muscular; se recluta de forma similar, pero sin la piel. Colgajo miocutáneo del músculo cutáneo del tronco El músculo cutáneo del tronco surge del pectoral profundo y forma una fina hoja que cubre la mayor parte de las paredes abdominales dorsal, lateral y ventral (v.ñfigurañ15-30).Está más íntimamente asociado con la piel que con las estructuras subyacentes. El riego sanguíneo proviene de pequeñas ramas musculares y por arterias cutáneas directas que nutren la piel superpuesta a él. El músculo cutáneo del tronco superpuesto al músculo dorsal ancho recibe de dos a cuatro ramas cutáneas directas cortas de la arteria toracodorsal, caudal al borde del músculo tríceps. La elevación del músculo cutáneo del tronco con la piel ayuda a conservar el plexo subcutáneo. Los colgajos del músculo cutáneo del tronco son más maleables y elásticos que los colgajos del músculo dorsal ancho y se prefieren para las extremidades anteriores. Colgajo miocutáneo del dorsal ancho El músculo dorsal ancho es un músculo plano, triangular, que se superpone a la mitad dorsal de la pared torácica. Se origina en la Planee y delimite el colgajo de la misma forma que para el colgajo miocutáneo del músculo dorsal ancho. Incida la piel, CAPÍTULO 15 Cirugía del sistema tegumentario 217 3 Figura 15-30 Puntos de referencia para los colgajos miocutáneos del dorsal ancho y del cutáneo del tronco. 1, borde ventral del acromion; 2, borde caudal adyacente del músculo tríceps; 3, unión vertebral de la última costilla; 4, tercio distal del húmero, y 5, pliegue axilar. Para construir los colgajos dibuje una línea de 2 a 3 y una segunda línea paralela desde 5. Incida y conecte las dos líneas paralelas por la zona dorsal. 2 1 4 5 Arteria toracodorsal pero no profundice la incisión por debajo del tejido subcutáneo entre los músculos cutáneos del tronco y dorsal ancho. Eleve el músculo cutáneo del tronco disecando el tejido subcutáneo holgado. Ligue y divida las ramas de los vasos cutáneos directos procedentes de las ramas intercostales laterales proximales. Transponga el colgajo al lugar deseado sin ocluir los vasos toracodorsales. En caso de que fuera necesario haga una incisión puente o enrolle parcialmente el colgajo para su transposición. Coloque drenajes de Penrose o activos cerrados bajo el colgajo en las áreas donante y receptora. Finalmente asegure el colgajo en su posición y a continuación cierre el área donante. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Colgajo osteomiocutáneo del trapecio Los colgajos osteomiocutáneos del trapecio normalmente se usan para defectos del cuello, tórax craneal o extremidad torácica proximal. El trapecio es un músculo fino, triangular, dividido en una porción cervical y otra torácica. La porción cervical del trapecio está solapada por el músculo cleidocervical y la porción torácica por el dorsal ancho. El músculo se origina en el rafe medio del cuello y ligamento supraespinoso, a nivel de la tercera vértebra cervical hasta la novena vértebra torácica; se inserta en la espina de la escápula. Actúa elevando y abduciendo la extremidad anterior. Pueden producirse cojera y fracturas escapulares cuando se emplea este colgajo. Sólo se mantiene viable la espina de la escápula, y no el cuerpo. El hueso en este colgajo es débil y debe usarse como fuente osteogénica más que como soporte. Los bordes dorsal, caudal y craneoventral del colgajo son 2 cm ventral a la línea media dorsal, 2 cm caudal a la espina de la escápula y una línea entre el acromion y el proceso transverso de la tercera vértebra cervical, respectivamente. Haga una incisión cutánea triangular sobre la porción cervical del músculo trapecio (v. figura 15-31). Incida el origen de la porción cervical del trapecio en la línea media dorsal. Diseque el trapecio incidido desde el músculo cleidocervical y omotransverso, conservando la unión a la espina de la escápula y la rama preescapular del pedículo vascular cervical superficial. Diseque la mitad caudal del músculo supraespinoso desde su unión con la espina y el cuerpo de la escápula. Incida las uniones del músculo deltoides y de la porción torácica del trapecio con la espina de la escápula. Diseque la mitad craneal del músculo infraespinoso de la espina y cuerpo de la escápula. Cree un colgajo óseo empleando una fresa o sierra neumáticas. Diseque las uniones ventrales de los músculos subescapular y serrato ventral con el colgajo óseo. Eleve el colgajo osteomiocutáneo y transfiéralo al área receptora, conservando la rama preescapular del pedículo vascular cervical superficial. Coloque un drenaje de Penrose en el área donante y cierre el defecto con suturas de aproximación (para músculo use polidioxanona o poligluconato de 2-0 o 3-0; para tejido subcutáneo use polidioxanona o poligluconato de 3-0 o 4-0; para piel use nailon o polipropileno de 3-0 o 4-0). Coloque un vendaje sobre las áreas donante y receptora para sujeción y absorción de fluido. COLGAJOS MUSCULARES Los colgajos musculares pueden transponerse debajo de la piel para llenar defectos, reparar hernias y tratar parálisis. Se han usado varios músculos para facilitar la reparación visceral adyacente y para llenar defectos. El empleo de músculo para la reconstrucción está limitado a la cantidad de tejido disponible y a la imaginación del cirujano. Los músculos son capaces de contribuir a la circulación en áreas de isquemia causada por trauma- 218 PARTE II Cirugía de tejidos blandos Músculo cleidocervical Incisión cutánea (línea continua) Músculo trapecio Osteotomía para el colgajo óseo (línea punteada) Escápula Escápula Músculo omotransverso Rama preescapular de la arteria cervical superficial Hueso de la espina escapular Colgajo elevado Figura 15-31 Colgajo osteomiocutáneo demarcado para la reconstrucción local. El recuadro muestra el colgajo listo para su resituación. tismos o radioterapia. Además aportan soporte, facilitan el regreso de la función, mejoran la estética y reducen la contaminación de la herida y la sepsis. El dorsal ancho puede usarse con o sin colgajo cutáneo para cubrir defectos de la pared torácica (v. el comentario anterior). El colgajo muscular puede emplearse con malla u otros implantes para dar soporte, y se sutura a músculos adyacentes o a planos de fascia. La reparación de hernias diafragmáticas es más fácil empleando el músculo transverso del abdomen. Los músculos obturados interno, glúteo superficial y semitendinoso se han empleado en reparaciones de hernias perineales (v. p. 517). Las hernias o defectos abdominales caudales pueden reforzarse con colgajos de los músculos pectíneo o sartorio. La reparación esofágica puede facilitarse empleando músculos intercostales, diafragma, esternocefálico o esternotiroideo (v. p. 381). Los músculos esternotiroideo y esternohioideo pueden usarse para cubrir defectos laringotraqueales. Los colgajos de músculo bíceps braquial o glúteo profundo se usan en ocasiones para amortiguar el área de osteotomía del cuello y cabeza del fémur (v. p. 1242). La reconstrucción de lesiones del antebrazo distal, carpo y metacarpo puede realizarse con la transposición de la cabeza humeral del músculo flexor carpocubital. El semitendinoso se ha empleado para reconstruir defectos tibiales. Colgajo del músculo oblicuo abdominal externo El músculo oblicuo abdominal externo es elástico y móvil y puede emplearse para facilitar la reparación de defectos en la pared abdominal o en la pared torácica