lOMoARcPSD|24440723 Manual de Laboratorio de Fisiologia booksmedicos.org (5ta ed) Fisiología animal general (Universidad de Nariño) Studocu no está patrocinado ni avalado por ningún colegio o universidad. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Nancy E. Fernandez G. Quinta edici6n Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 MANUAL DE LABORATORIO DE FISIOLOGÍA ERRNVPHGLFRVRUJ Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 MANUAL DE LABORATORIO DE FISIOLOGÍA Quinta edición Dra. en Med. Nancy Esthela Fernández Garza Jefa del Departamento de Fisiología, Facultad de Medicina, Universidad Autónoma de Nuevo León Monterrey, Nuevo León, México ERRNVPHGLFRVRUJ MÉXICO • BOGOTÁ • BUENOS AIRES • CARACAS • GUATEMALA • MADRID • NUEVA YORK SAN JUAN • SANTIAGO • SAO PAULO • AUCKLAND • LONDRES • MILÁN • MONTREAL NUEVA DELHI • SAN FRANCISCO • SINGAPUR • ST. LOUIS • SIDNEY • TORONTO Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Director editorial: Javier de León Fraga Editor Sponsor: Gabriel Arturo Romero Hernández Corrección de estilo: Guillermina del Carmen Cuevas Mesa Editor de desarrollo: Héctor F. Guerrero Aguilar Supervisor de producción: José Luis González Huerta NOTA La medicina es una ciencia en constante desarrollo. Conforme surjan nuevos conocimientos, se requerirán cambios de la terapéutica. El (los) autor(es) y los editores se han esforzado para que los cuadros de dosificación medicamentosa sean precisos y acordes con lo establecido en la fecha de publicación. Sin embargo, ante los posibles errores humanos y cambios en la medicina, ni los editores ni cualquier otra persona que haya participado en la preparación de la obra garantizan que la información contenida en ella sea precisa o completa, tampoco son responsables de errores u omisiones, ni de los resultados que con dicha información se obtengan. Convendría recurrir a otras fuentes de datos, por ejemplo, y de manera particular, habrá que consultar la hoja informativa que se adjunta con cada medicamento, para tener certeza de que la información de esta obra es precisa y no se han introducido cambios en la dosis recomendada o en las contraindicaciones para su administración. Esto es de particular importancia con respecto a fármacos nuevos o de uso no frecuente. También deberá consultarse a los laboratorios para recabar información sobre los valores normales. MANUAL DE LABORATORIO DE FISIOLOGÍA Prohibida la reproducción total o parcial de esta obra, por cualquier medio, sin la autorización escrita del editor. DERECHOS RESERVADOS © 2011, 2008, 2005, 1998 respecto a la quinta edición, por McGRAW-HILL INTERAMERICANA EDITORES, S.A. de C.V. A subsidiary of The McGraw-Hill Companies, Inc. Prolongación Paseo de la Reforma 1015, Torre A, Piso 17, Col. Desarrollo Santa Fe, Delegación Álvaro Obregón, C.P. 01376, México, D. F. Miembro de la Cámara Nacional de la Industria Editorial Mexicana, Reg. Núm. 736 ISBN: 978-607-15-0524-8 1234567890 Impreso en México 109876543210 Printed in Mexico Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Colaboradores Dr. Daniel Alberto Mata Mendoza Profesor del Departamento de Fisiología, Facultad de Medicina, Universidad Autónoma de Nuevo León, Monterrey, Nuevo León, México Lic. Nohemí Liliana Negrete López Profesora del Departamento de Fisiología, Facultad de Medicina, Universidad Autónoma de Nuevo León, Monterrey, Nuevo León, México Dr. José Humberto Treviño Ortiz Profesor del Departamento de Fisiología, Facultad de Medicina, Universidad Autónoma de Nuevo León, Monterrey, Nuevo León, México Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Contenido Práctica 1 Sistema Internacional de Unidades (SI) 1 Práctica 2 Unidades de concentración de las soluciones 7 Práctica 3 Ósmosis 13 Práctica 4 Variación en el volumen y la osmolaridad del líquido extracelular y su efecto en la osmolaridad y distribución de los líquidos corporales 21 Práctica 5 Difusión 27 Práctica 6 Medición de los compartimientos líquidos corporales utilizando el método de dilución 29 Práctica 7 Potencial de membrana en reposo 33 Práctica 8 Potencial de acción 37 Práctica 9 Sinapsis química 43 Práctica 10 Estimulador, electrodos, transductores y sistemas de registro 51 Práctica 11 Contracción muscular 59 Práctica 12 Electromiografía 69 Práctica 13 Funcionamiento del huso muscular 79 Práctica 14 Reflejos de tracción o de estiramiento (miotáticos) 85 Práctica 15 Tiempo de reacción ante un estímulo 93 Práctica 16 Sensibilidad somática 97 Práctica 17 Sentidos químicos: gusto y olfato 103 Práctica 18 Visión 107 vii Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 viii Contenido Práctica 19 Audición 117 Práctica 20 Aparato vestibular 121 Práctica 21 Electroencefalografía 125 Práctica 22 Respuestas del sistema nervioso autónomo a las emociones 133 Práctica 23 Aprendizaje y memoria 143 Práctica 24 Reflejos condicionados 147 Práctica 25 Hormona del crecimiento y acromegalia 149 Práctica 26 Hormonas tiroideas 153 Práctica 27 Detección de gonadotropina coriónica humana como base de la prueba de embarazo 157 Práctica 28 Curva de tolerancia a la glucosa 161 Práctica 29 Valoración nutricional mediante antropometría 169 Práctica 30 Grupos sanguíneos 177 Práctica 31 Hemostasia 183 Práctica 32 Electrocardiografía 187 Práctica 33 Vectocardiografía 197 Práctica 34 Relación del electrocardiograma con la respiración y el pulso 201 Práctica 35 Electrocardiografía y fonocardiografía 205 Práctica 36 Efectos cardiovasculares del ejercicio 211 Práctica 37 Respuesta cardiovascular a la inmersión en agua (buceo) 215 Práctica 38 Hemodinamia 221 Práctica 39 Presión arterial 231 Práctica 40 Mecánica de la respiración 237 Práctica 41 Volúmenes y capacidades pulmonares 241 Práctica 42 Respiración 249 Práctica 43 Diuresis acuosa y osmótica 255 Manejo adecuado de las muestras de sangre 259 Índice alfabético 261 Apéndice Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Prólogo Cada una de las p rácticas contenidas en la p resente obra está diseñada para que el estudiante relacione, de una manera objetiva, la fisiología con las ciencias clínicas, ya que al analizar el f uncionamiento normal del c uerpo humano es fac tible identificar la pa togenia y fisiopatología que explican los signos y sín tomas presentes en el paciente, llegando al est ablecimiento de un diagnóstico funcional o fisiopatológico. La actividad profesional del médico est á centrada en la atención a pacien tes, lo q ue implica el ejer cicio de una actividad intelectual denominada razonamiento clínico, que consiste en integrar la información de la historia clínica, los resultados de exámenes y la e videncia científica disponible para identificar la patogenia y la fisiopatología que explican el c uadro clínico, y p ermite establecer un diagnóstico que se convierte en la directriz que determina su tra tamiento, prevención, predicción, pronóstico y rehabilitación. Lo anterior permite concluir que el razonamiento clínico es la co mpetencia central del médico y por lo tanto, una educación por competencias debe estar orientada hacia el desarrollo del mismo. Dra. en Med. Nancy Esthela Fernández Garza Jefa del Departamento de Fisiología Facultad de Medicina Universidad Autónoma de Nuevo León ix Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 1 Sistema Internacional de Unidades (SI) Competencias • Aplicar las unidades básicas y derivadas del Sistema Internacional de Unidades (SI) en situaciones propias de la práctica médica, así como las unidades de litro y Angström, que no se incluyen en el SI, pero que se utilizan en medicina. • Escribir correctamente las unidades del Sistema Internacional de Unidades. • Utilizar los prefijos, símbolos y el factor de potencia para escribir una magnitud. Revisión de conceptos titución de la C onferencia General de Pesos y Medidas por parte de 17 países. A este tratado, que firman en la actualidad 51 países, se adhirió México en 1890. Los avances científicos y tecnológicos hacen necesaria la revisión periódica del SI, por lo que los integrantes de la Conferencia General de Pesos y Medidas se reúnen cada cuatro años; México está representado en estas reuniones por el Centro Nacional de Metrología, que es el la boratorio nacional de referencia en materia de mediciones en este país; la Ley Federal sobre Metrología y Normalización establece que el S istema Internacional de Unidades es el sistema de medición oficial en México. Como resultado de las dif erentes resoluciones emitidas por la Conferencia General de Pesos y Medidas, actualmente el Sistema Internacional de Unidades se constituye por siete unidades básicas y 22 unidades derivadas. La fisiología es una ciencia cuantitativa. Los fisiólogos miden constantemente los cambios que ocurren en los organismos vivos bajo determinadas situaciones con la finalidad de comprender la base de su funcionamiento. Por lo tanto, en fisiología, igual que en otras ciencias cuantitativas, se requiere de un sistema de medición estandarizado. Medir es comparar con un patrón; el problema aparece cuando se utilizan diferentes patrones de co mparación. A principios del sig lo xviii, la confusión relacionada con los sistemas de medición existentes era enorme. Como ejemplo se menciona que mientras en algunos pa íses se utilizaba el kilogramo para medir peso, en otros se usaba la libra, pero además existían diferentes definiciones para la lib ra en el Reino Unido, París y Berlín, y se carecía de un patrón. Esto generaba problemas no s ólo en el m undo científico, sino también en el co mercio, por lo q ue en 1790 s e formó una comisión de la Academia de Ciencias de Francia conformada por Lavoisier, Coulomb, Laplace y Tayllerand, lo mejo r de la co munidad científica francesa en es e momento. Esta comisión logró la aprobación de un decreto que la autorizó a crear medidas con sus múltiplos y submúltiplos. Los resultados iniciales se modificaron con el paso de los años, pero su importancia radica en que dio inicio al sistema métrico que culminó en el actual Sistema Internacional de Unidades (Système International d’Unitès), conocido en su forma abreviada como SI. Los trabajos de esta comisión dieron como resultado, en 1875 la firma del Tratado del Metro en París y la cons- Unidades básicas Consisten en siete unidades independientes una de la otra; la última que se agregó fue el mol, en 1971 (cuadro 1.1). Definiciones Según se mencionó antes, la medició n no es sino la co mparación con un patrón; la definición de los patrones de las unidades básicas se describe a continuación. Es importante señalar que algunos de est os patrones han sido reemplazados por patrones más precisos, como el metro, cuyo original creado en 1889 era una ba rra de platino-iridio que se con1 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 2 Manual de laboratorio de fisiología Cuadro 1.1 Unidades básicas Magnitud Nombre Símbolo Longitud metro m kilogramo kg Tiempo segundo s Intensidad de corriente eléctrica amperio A Kelvin K Cantidad de sustancia mol mol Intensidad luminosa candela cd Masa Temperatura termodinámica servaba en S evres, Francia, y a la c ual reemplazó, en 1960, un patrón basado en la longitud de onda de una radiación de criptón 86. Est as modificaciones han sido neces arias y p osibles gracias al a vance tecnológico, lo q ue representa una de las razones por las que la Conferencia General de Pesos y Medidas debe reunirse periódicamente. El número entre paréntesis al final de cada una de las definiciones representa el año de la última modificación. • Metro (m). Longitud que recorre la luz en el vacío en el intervalo correspondiente a 1/299 792 458 de s egundo (1983). • Kilogramo (kg). Es la mas a del prototipo internacional, que es un cilindro hecho de una aleación de platino-iridio (1901). • Segundo (s). Es la duración de 9 192 631 770 períodos de la radiación correspondiente a la transición entre los dos niveles hiperfinos del estado base del átomo de cesio 133 (1967). • Amperio (A). Es la intensidad de una corriente constante que, mantenida en dos co nductores paralelos, rectilíneos, de longitud infinita, de s ección circular despreciable, colocados a un metr o de distancia entre sí en el vacío, produce entre estos conductores una fuerza igual a 2 × 10−7 newton por metro de longitud (1948). • Kelvin (K). Es la fracción 1/273.16 de la temperatura termodinámica del punto triple del agua (1967). • Mol (mol). Es la ca ntidad de sust ancia de un sist ema que contiene tantas partículas elementales como átomos existen en 0.012 kilogramos de carbono 12 (1971). Cuando se utiliza el mol, la naturaleza de las pa rtículas Cuadro 1.2 Magnitud elementales debe especificarse, y ést as pueden ser átomos, moléculas, iones, electrones, otras partículas o grupos específicos de tales partículas. • Candela (cd). Es la intensidad luminosa en una dirección determinada de una f uente que emite radiación monocromática a una frecuencia de 540 × 10 12 Hz y que tiene una intensidad radiante en esa dirección de 1/683 vatios por esterradián (1979). Unidades derivadas Estas unidades resultan de la combinación algebraica de las unidades básicas. Los nombres y símbolos de algunas de estas unidades pueden ser reemplazados por nombres y símbolos especiales, que a su vez pueden utilizarse para formar expresiones y símbolos de otras unidades derivadas. En los cuadros 1.2 y 1.3 s e muestran las unidades derivadas que se utilizan con mayor frecuencia en medicina. • Grados Celsius. La unidad der ivada con el no mbre de grado Celsius y el sím bolo °C merecen un comentario aparte. La Conferencia General de Pesos y Medidas estableció el uso de la temperatura Celsius, expresada con el símbolo t y definida por la expresión: t = T − T0, en donde T0 = 273.15 K corresponde al punto de congelación. Es importante señalar que una unidad Kelvin es de la misma magnitud que un grado Celsius, y hacer notar que la unidad Kelvin se representa como K; es inco rrecto utilizar °K, en tanto que el símbolo para representar el grado Celsius es °C. En la práctica, los instrumentos de uso común en medicina para registrar la temperatura miden en °C. Unidades derivadas Nombre Expresión metro cuadrado m2 Volumen metro cúbico m3 Velocidad metro por segundo m/s metro por segundo cuadrado m/s2 Área Aceleración Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 1 Sistema Internacional de Unidades (SI) Cuadro 1.3 3 Unidades derivadas con nombres y símbolos especiales Magnitud Nombre Símbolo Expresión Frecuencia herzio Hz s−1 Fuerza newton N m kg s−2 Presión pascal Pa m−1 kg s−2 Trabajo julio J m2 kg s−2 Potencia vatio W m2 kg s−3 culombio C As Fuerza electromotriz voltio V m kg s−3 A−1 Capacitancia faradio F m−2 kg−1 s4 A2 Resistencia eléctrica ohmio Ω m−2 kg s−3 A−2 siemens S m−2 kg−1 s−3 A−2 grado Celsius °C T − T0 Cantidad de carga eléctrica Conductancia eléctrica Temperatura Celsius 2 Unidades no incluidas en el SI Múltiplos y submúltiplos Existen otras unidades que, a pesar de no estar incluidas en el SI, se utilizan con frecuencia en medicina y por la ciencia en general (cuadro 1.4). • Litro. Es una unidad de v olumen y su us o es muy frecuente; aunque se acepta escribirlo con minúscula (l), se recomienda utilizar mayúscula (L) para evitar la confusión con el número 1. • Angström. Unidad de medición de longitud equivalente a la diezmillonésima parte de un milímetro; su uso es cada vez menos frecuente, pero aún se puede encontrar en algunos textos. 1 Å = 0.1 nm = 1 × 10 −10 m. La Conferencia General de Pesos y Medidas incluye esta unidad en la categoría de temporal y considera aceptable su uso en algunas situaciones hasta que se pueda prescindir de ella. La Conferencia General de Pesos y Medidas también estableció los prefijos que deben utilizarse para los múltiplos y submúltiplos de las unidades. L a última revisión de est os prefijos se realizó en 1991; el avance de los sistemas de medición, que permite medir cada vez cantidades más pequeñas y más grandes, ha obligado a estas adecuaciones. En medicina son de particular importancia los submúltiplos, ya que las cantidades de ciertas sustancias presentes en el organismo son muy pequeñas. Es importante hacer notar que el kilogramo es la única unidad del SI con un prefijo (kilo) como parte de su nombre. Debido a que no pueden utilizarse múltiples prefijos, los de kilogramo se usan con la unidad gramo, como en miligramo, y con el símbolo g, como en mg (cuadro 1.5). Cuadro 1.4 Otras unidades utilizadas frecuentemente y no incluidas en el Sistema Internacional de Unidades Nombre Símbolo minuto min Magnitud en el SI 1 min = 60 s hora h 1 h = 60 min = 3 600 s día d 1 d = 24 h = 86 400 s grado ° 1° = (π/180) rad minuto ’ 1’ = (1/60)° = (π/10 800) rad segundo ” 1” = (1/60)’ = (π/648 000) rad litro L 1 L = 1 dm3 = 10−3 m3 tonelada t 1 t = 103 kg Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Manual de laboratorio de fisiología 4 Cuadro 1.5 Prefijo Múltiplos y submúltiplos Símbolo Factor yotta Y 1 × 1024 1 000 000 000 000 000 000 000 000 zetta A 1 × 1021 1 000 000 000 000 000 000 000 exa E 1 × 1018 1 000 000 000 000 000 000 peta P 1 × 10 1 000 000 000 000 000 tera T 1 × 1012 1 000 000 000 000 giga G 1 × 109 1 000 000 000 mega M 1 × 106 1 000 000 kilo k 1 × 10 1 000 hecto h 1 × 102 100 deca da 1 × 101 10 deci d 1 × 10−1 0.1 centi c 1 × 10 0.01 mili m 1 × 10−3 0.001 micro μ 1 × 10−6 0. 000 001 nano n 1 × 10−9 0. 000 000 001 pico p 1 × 10 0. 000 000 000 001 femto f 1 × 10−15 0. 000 000 000 000 001 atto a 1 × 10−18 0. 000 000 000 000 000 001 zepto z 1 × 10−21 0. 000 000 000 000 000 000 001 yocto y 1 × 10 0. 000 000 000 000 000 000 000 001 15 3 Múltiplo −2 −12 −24 Reglas para escribir los símbolos del SI Los símbolos del Sistema Internacional de Unidades forman parte del idioma de la ciencia, y como todo idioma tiene reglas para su escritura, las más im portantes se mencionan a continuación: • Los símbolos se escriben con minúscula. Ejemplo para metro: Correcto: m Incorrecto: M Una excepción es c uando el símbolo deriva de un no mbre propio; en es e caso se escribe con mayúscula y sin p unto. Ejemplo: K, V, F, por Kelvin, Volta y Faraday. • Los símbolos no llevan punto al final, ya que son un símbolo y no una a breviatura; sólo preceden a un p unto si van al final de una oración. Ejemplo para segundo: Correcto: s Incorrecto: s. Submúltiplo • Los símbolos se escriben igual en singular y plural. Ejemplo para kilogramos: Correcto: kg Incorrecto: kgs • La multiplicación de unidades se indica por espacio entre ellas o un punto a media altura. Por ejemplo: Culombio = A s; otra forma de expresarlo es A • s • Para expresar una unidad derivada, formada por una división entre unidades, puede utilizarse una línea oblicua, una línea horizontal o exponentes negativos. Por ejemplo, para metro sobre segundo puede ser: m m/s, m • s−1 o bien s • El símbolo % se utiliza para representar 0.01. • Los términos ppm para partes por millón, cps para ciclos por segundo, cc para centímetro cúbico y otros parecidos son incorrectos. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 1 Sistema Internacional de Unidades (SI) 5 ACTIVIDADES • Utilice una báscula con estadímetro para obtener el peso y estatura de por lo menos tres de sus compañeros. • Utilice la unidad básica para escribir los pesos obtenidos, un equivalente empleando un múltiplo o submúltiplo y el equivalente utilizando el factor de potencia. • Seleccione cinco unidades derivadas con nombres específicos y discuta con sus compañeros en qué áreas de la fisiología se utilizan. 1. 2. Por ejemplo, si el peso es de 68 kg (unidad básica), también se puede expresar como 68 000 g (submúltiplo) o 68 × 103 g (factor de potencia). Sujeto Unidad básica Múltiplo o submúltiplo Factor de potencia 3. 4. 5. • Mencione el nombre de cinco unidades de medición cuyo símbolo se escriba con mayúscula y explique por qué. 1 2 1. 3 2. Ahora haga lo mismo con los valores obtenidos para la estatura. Sujeto Unidad básica Múltiplo o submúltiplo Factor de potencia 2 Las siguientes preguntas hacen referencia a unidades utilizadas ampliamente en medicina: 3 • Escriba por lo menos cinco unidades derivadas con base en el metro y cinco unidades que deriven del kilogramo. DERIVADAS DEL METRO Expresión Símbolo 1 2 3 4 5 DERIVADAS DEL KILOGRAMO Sujeto 1 2 3 4 5 4. 5. 1 Sujeto 3. Expresión Símbolo • La concentración de algunas sustancias en sangre, como la glucosa, se expresa con frecuencia en mg/dl. ¿Cuántos mililitros hay en un decilitro? ¿Cuántos decilitros hay en un litro? • La concentración de hormonas en sangre se encuentra en el intervalo de 1 × 10−9 a 1 × 10−12 mol/L de moléculas. ¿Cuál es el nombre correspondiente al submúltiplo de estas cantidades? • La concentración de células sanguíneas se expresa en células/ µl. ¿Cuántos µl hay en un litro? • El volumen corpuscular medio normal de un eritrocito es de 80 a 90 fl. ¿Cómo se expresa esta cantidad en litros utilizando el factor de potencia? • La cantidad de hemoglobina contenida en un eritrocito (hemoglobina corpuscular media) es de 29 pg. ¿Cómo se expresa esta cantidad en gramos utilizando el factor de potencia? • ¿Cuántos picogramos hacen un nanogramo? • ¿Cuántos microgramos hay en un miligramo? • Si la temperatura corporal normal es de 37°C. ¿A cuánto equivale en unidades Kelvin? • Si en una biometría hemática se informa de 4.6 × 106 eritrocitos por µl. ¿Cuántos eritrocitos hay por µl? • ¿Cuál es la diferencia entre 1 kg de glucosa y un mol de glucosa? Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 6 Manual de laboratorio de fisiología CONCLUSIONES Escriba los datos que considere relevantes. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 2 Unidades de concentración de las soluciones Competencias • Calcular la concentración de las soluciones en moles, equivalentes y osmoles, principalmente de aquellas utilizadas en la práctica clínica: solución fisiológica y glucosada al 5%. • Preparar soluciones con una concentración predeterminada en mmol, mEq y mOsm. Revisión de conceptos Concentración es la proporción relativa de soluto y solvente; por lo tanto: Concentración = tículas libres de sodio; sin embargo, aunque cada vez es más frecuente el uso del mol en la f orma antes mencionada, en medicina aún persiste el uso del equivalente cuando se trata de cargas eléctricas y del osmol cuando lo que se mide es la cantidad de partículas libres. El mol se reserva para referirse a la cantidad de moléculas. Es importante saber cómo se relacionan el mol, el equivalente y el osmo l entre sí, ya que para todas las soluciones pueden calcularse los tres, y al co nocer el valor de uno de ellos y las características químicas del soluto se pueden calcular los otros dos. A partir de la definición de mol se establece que 1 mol de carbono equivale al número de partículas contenidas en 12 g de carbono, y al saber que el peso atómico del carbono es 12, entonces 1 mol de carbono es igual a su peso atómico expresado en gramos, y esto es válido pa ra todos los elementos. Así, el peso atómico del sodio es 23, entonces 1 mol de sodio es igual a 23 gramos; para el potasio, con un peso atómico de 39, 1 mol es igual a 39 gramos; al referirse a la concentración de las soluciones, una solución 1 molar de sodio tiene 23 gramos de sodio disueltos en 1 litro de solvente y una solución 1 molar de p otasio tiene 39 gra mos disueltos en 1 li tro de solvente. Ahora bien, si lo q ue se quiere saber es a c uánto corresponde 1 mol de una sustancia conformada por varios elementos, por ejemplo el cloruro de sodio (NaCl), entonces se debe sumar el peso atómico del sodio, que es 23, al p eso atómico del cloro, que es 35.5, p or lo que 1 mol de NaCl es Cantidad de soluto Volumen del solvente La unidad que se utiliza con mayor frecuencia para determinar el volumen del solvente es el li tro, en tanto que la cantidad de soluto puede expresarse en diversas formas; una de ellas con respecto a la masa o peso del soluto, y entonces se utiliza como unidad el kg y se refiere a concentraciones de kg/L, g/L, mg/dl, etc. Sin embargo, al considerar los efectos de diversas sustancias importantes desde el p unto de vist a fisiológico y sus interacciones en el medio interno del organismo, a menudo tiene ma yor importancia conocer el número de moléculas que hay en una s olución, el número de partículas libres disueltas o el número de cargas eléctricas en la solución. De acuerdo con el Sistema Internacional de Unidades, el mol es la unidad básica para determinar la cantidad de una sust ancia. Su definición es: “la ca ntidad de sust ancia de un sistema que contiene tantas partículas elementales como átomos existen en 0.012 kg de ca rbono 12”; y agr ega que, “cuando se utiliza el mol, debe especificarse la naturaleza de las pa rtículas elementales, éstas pueden ser átomos, moléculas, iones, electrones, o bien otras partículas o grupos específicos de tales partículas”. Se puede mencionar 1 mol de moléculas de NaCl, 1 mol de iones de sodio o 1 mol de par7 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 8 Manual de laboratorio de fisiología Cuadro 2.1 Pesos moleculares Nombre Símbolo Ion Peso molecular Sodio Na Na+ 23 Cloro Cl Cl 35.5 K + 39 ++ 40 Potasio Calcio Ca igual a 58.5 g; por lo tanto, una solución 1 molar tiene 58.5 g de NaCl en un litro de solvente. Los pesos atómicos de los iones más importantes en los líquidos corporales se muestran en el c uadro 2.1, y a pa rtir de éste se puede calcular que 1 mol de moléculas de KCl es igual a 74.5 g y 1 mol de moléculas de CaCl2 es igual a 111 g, cantidades que disueltas en un litro de solvente constituyen soluciones 1 molar. En el ejemplo del CaCl2 se debe considerar que esta molécula está formada por dos átomos de cloro y uno de calcio. Otro concepto que debe recordarse es q ue de ac uerdo con la ley de Avogadro, el número de partículas contenidas en 1 mol, independientemente de la partícula de que se trate, es de 6.022 × 10 23, número conocido como número de Avogadro; por lo tanto, en 1 mol de moléculas de NaCl hay 6.022 × 1023 moléculas de NaCl. Por ser una sustancia electrolítica, el NaCl al estar en solución se disocia en los io nes Na+ y Cl −, y en est a forma se encuentra en los líquidos corporales. Debido a que la cantidad de cargas eléctricas influye en el funcionamiento celular, es importante conocer la ca ntidad de ca rgas eléctricas que hay en una s olución; en est e caso la unidad u tilizada para medir cantidad de cargas eléctricas es el equivalente (Eq). Si se ejemplifica gráficamente lo que ocurre con una solución 1 molar de NaCl se verá lo siguiente: K Ca vente. Sin embargo, el número de cargas eléctricas presentes (positivas y negativas) es doble; es decir, se tienen 2 moles de cargas eléctricas en s olución por cada mo l de mo léculas de NaCl, y como ya se mencionó, la unidad utilizada en forma habitual para referirse a la cantidad de cargas eléctricas es el Eq; por lo tanto, en este ejemplo: 1 mol/L de moléculas de NaCl = 2 mol/L de cargas eléctricas = 2 Eq/L Vale la pena recalcar que al utilizar el mol, como se ve en el ejemplo anterior, hay que especificar la partícula de la que se trata. Si ahora se analiza el ejemplo de una solución 1 molar de CaCl2, se verá lo siguiente: 1 litro de solvente 111 g de Cl– Ca++ Cl– 1 litro de solvente Figura 2.2 58.5 g de Na+Cl– Solución 1 molar de CaCl2. En este caso, en 1 mol de moléculas de CaCl2 hay cuatro cargas eléctricas por cada molécula, por lo tanto: 1 mol/L de moléculas de CaCl2 = 4 mol/L de cargas eléctricas = 4 Eq/L Figura 2.1 Solución 1 molar de NaCl. Este esquema corresponde a una s olución 1 mo lar de NaCl, lo que significa que, de acuerdo con la ley de Avogadro, hay 6.022 × 1023 moléculas de NaCl disueltas en 1 litro de sol- Ello significa que a partir de una solución molar se puede calcular el número de cargas eléctricas en la solución (equivalentes), si se sabe en cuántas partículas se disocia el soluto y cuántas cargas tiene cada partícula (valencia). En ocasiones al estudiante le resulta algo difícil saber si una molécula se disocia y en qué se disocia; sin embargo, esto Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 2 Unidades de concentración de las soluciones 9 puede deducirse a partir del nombre de la sustancia. El bicarbonato de sodio se disocia en bicarbonato y sodio, el lactato de calcio en lactato y calcio, el sulfato de sodio en sulfato y sodio, en tanto que la glucosa y la urea no se disocian. Una vez que se sabe en cuáles y cuántas partículas se disocia el soluto, el otro dato necesario es conocer la valencia de cada partícula. Por ejemplo, el sulfato de sodio (Na2SO4) se disocia en 2 iones de sodio (Na+) y 1 de sulfato (SO4=), dando un total de cuatro cargas eléctricas por mol de moléculas de Na2SO4, por lo que: porales es de 290 ± 10 mO sm/L, y este valor se utiliza como referencia para catalogar a las soluciones utilizadas en la práctica médica en: isoosmolares, cuando su osmolaridad es igual a la osmolaridad plasmática normal; hipoosmolares, cuando es menor, e hiperosmolares si es mayor a la del plasma. Continuando con los ejemplos anteriores, si se ve nuevamente la figura 2.1, se observa que el NaCl se disocia en dos partículas, por lo que 1 mol de NaCl/L es igual a 2 Osm/L de NaCl, o si se utiliza el SI: 1 mol/L de moléculas de Na2SO4 = 4 mol/L de cargas eléctricas = 4 Eq/L 1 mol/L de moléculas de NaCl = 1 mol/L de iones sodio + 1 mol/L de iones Cl = 2 Osm/L de partículas libres El cuadro 2.2 contiene una lista de las sustancias electrolíticas más utilizadas en solución en medicina, incluyendo su peso molecular y las partículas en las que se disocia. La tercera unidad que se usa en medicina para medir la cantidad de s oluto es el osmo l (Osm); en est e caso lo q ue importa es la cantidad de partículas libres en solución, independientemente de su masa y de su valencia. La importancia del número de partículas libres en una solución es, entre otras cosas, que determina la magnitud de la presión osmótica que genera la solución y por lo tanto el movimiento osmótico del agua entre los compartimientos líquidos corporales. La osmolaridad normal de los líq uidos cor- En el ejemplo de la s olución de CaCl2, esta molécula se disocia en tres partículas: dos de c loro y una de calcio , por lo que: Cuadro 2.2 1 mol/L de moléculas de CaCl2 = 1 mol/L de iones calcio + 2 mol/L de moléculas de cloro = 3 Osm/L de partículas libres Por lo tanto, la osmolaridad de una s olución se obtiene multiplicando la concentración molar del soluto en solución por el número de partículas en las que se disocia. Sin embargo, aquí debe tomarse en cuenta que los solutos no siempre Sustancias electrolíticas utilizadas en medicina Nombre Fórmula Catión Anión Núm. part. PM NaCl Na+ Cl− 2 58.5 NaHCO3 Na+ HCO3− SALES DE SODIO Cloruro de sodio Bicarbonato de sodio Acetato de sodio Na(C2H3O2) Lactato de sodio Na(C3H5O3) Sulfato de sodio Na2SO4 Fosfato dibásico de sodio Fosfato monobásico de sodio Gluconato de sodio + Na 2 84 − 3 2 2 82 − 5 3 C 3H O 2 112 = 3 142 = 4 3 142 C 2H O + Na + 2 Na + SO4 Na2HPO4 2 Na NaH2PO4 + Na H2PO4 2 120 Na(C6H11O7) Na+ (C6H11O7) 2 218 KCl K+ Cl− HPO SALES DE POTASIO Cloruro de potasio Fosfato dibásico de potasio Fosfato monobásico de potasio + K2HPO4 2K KHPO4 K + CaCl2 Ca++ 2 74.5 = 4 3 174 = 4 2 136 3 111 HPO HPO SALES DE CALCIO Cloruro de calcio Gluconato de calcio ++ 2 Cl− − Ca(C6H11O7)2 Ca 2(C6H11O7) 3 430 MgCl2 Mg++ 2 Cl− 3 95 SALES DE MAGNESIO Cloruro de magnesio Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 10 Manual de laboratorio de fisiología se disocian por completo; por ejemplo, el NaCl en solución forma los iones Na+ y Cl − que se separan, pero debido a las cargas eléctricas de estos dos iones, algunos de ellos permanecen unidos. Además, la cantidad de moléculas que no se disocian no es co nstante, sino q ue varía con la co ncentración del soluto; como era de esperar, a mayor concentración mayor número de moléculas no disociadas. Esta desviación del comportamiento ideal de un soluto, al no disociarse por completo, se corrige utilizando el coeficiente osmótico, que se representa con la letra g. El valor del coeficiente osmótico varía de 0, para una sustancia que no se disocia, a 1, para las sustancias que se disocian por completo. Los líquidos corporales son soluciones muy diluidas, por lo que las moléculas se disocian casi en 100%; p or ejemplo, para el NaCl a la concentración de 140 mmo l/L de moléculas, que es la co ncentración a la q ue se encuentra en el líq uido extracelular, corresponde un coeficiente osmótico de 0.9295. Por ello, la fórmula para calcular con mayor exactitud la osmolaridad de una solución es: Osmolaridad = C × n × g En donde C es igual a la concentración molar de la solución, n es el número de partículas en las que se disocia y g es el coeficiente osmótico. Si se desea saber la osmolaridad de una solución de NaCl con 140 mmol/L de moléculas, de acuerdo con lo mencionado antes: Osmolaridad = 140 × 2 × 0.9295 = 260 mOsm/L Según se mencionó, el valo r del co eficiente osmótico adquiere relevancia en soluciones concentradas; sin embargo, tanto los líquidos corporales como las soluciones de más uso en medicina s on soluciones diluidas, razón por la que con frecuencia no se considera el coeficiente osmótico. Sin embargo, vale la p ena recordarlo, sobre todo en situaciones de trabajo de laboratorio, cuando se requiere mayor precisión. Por otro lado, el coeficiente osmótico explica en parte las diferencias que se observan entre los cálculos teóricos de la osmolaridad y la medición de la misma con el osmómetro. Debe señalarse que en medicina se utilizan los submúltiplos milimol (mmol), miliequivalente (mEq) y miliosmo l (mOsm) en vez de mol, equivalente y osmol. Otra manera de exp resar la co ncentración de una s olución es en f orma porcentual. La solución más u tilizada en la práctica clínica es la de N aCl al 0.9%, lo q ue significa que hay 0.9 g de NaCl en cada 100 ml de solución; otra es la de glucosa al 5%, que corresponde a 5 g de g lucosa en cada 100 ml de solvente. A continuación se ejemplifica cómo a partir de una solución porcentual se puede calcular la concentración molar, osmolar y de equivalentes, tomando como ejemplo la solución de NaCl al 0.9%. Los pasos a seguir para estos cálculos son: • Una solución porcentual indica la ca ntidad de gra mos que hay en 100 ml de solución. Una solución 0.9% de NaCl tiene 0.9 g en 100 ml. • Para calcular la molaridad se necesita saber cuántos gramos hay en un litro. Un litro de NaCl al 0.9% tiene 9 g de NaCl. • El siguiente paso es s aber cuántos gramos hay en una solución 1 molar de esa sustancia. Una solución 1 molar de NaCl tiene 58.5 g/L, que corresponde al p eso molecular de N aCl expresado en gramos. • Con los datos anteriores podemos decir q ue una s olución con 9 g/L de N aCl tiene una mo laridad menor a 1 mol/L, específicamente la molaridad es 9/58.5 = 0.153 mol/L o 153 mmo l/L. En medicina s e prefiere utilizar mmol en vez de mol, ya que en las soluciones corporales los valores se encuentran en este rango, y lo mismo es válido para mEq y mOsm. • A partir del valo r anterior se puede calcular cuántos mEq hay en la solución. Para esto es necesario saber en cuántas partículas se disocia el NaCl y cuál es la valencia de cada una de ellas. El NaCl se disocia en Na+ y Cl −, y cada io n tiene una valencia de 1, por lo que una solución con 153 mmol/L tiene el doble de cargas eléctricas que corresponde a 306 mEq/L. • Para pasar de la molaridad a la osmolaridad es necesario saber en cuántas partículas se disocia el NaCl sin importar su valencia. En el punto anterior se mencionó que se disocia en dos partículas: sodio y cloro. La osmolaridad de una s olución de NaCl al 0.9% es igual a 153 mmol/L × 2 = 306 mOsm/L. • La solución de NaCl al 0.9% t ambién se conoce como solución fisiológica; sin em bargo, de ac uerdo con el valor obtenido, su osmo laridad es su perior a la de los líquidos corporales, que es de 290 ± 10 mO sm/L. Pero si se considera que el co eficiente osmótico de est a solución es de 0.9295, en tonces la osmolaridad es de 284 mOsm/L (306 × 0.9285), q ue cae en el ra ngo del valor normal. La fórmula utilizada en la práctica clínica para determinar la osmolaridad plasmática toma en cuenta las concentraciones plasmáticas de Na+, K+, glucosa y nitrógeno ureico, en ocasiones reportado como BUN (blood urea nitrogen). El Na+ y el K + se expresan en el la boratorio clínico en mEq/L o en mmol/L, y como no se disocian, el valor dado en est as unidades es igual al valor en mOsm/L. En el caso de la glucosa y el nitrógeno ureico, el laboratorio los reporta en mg/dl o en mmol/L; como estas dos sustancias tampoco se disocian, su valor expresado en mmol/L es igual al valor en mOsm/L; por lo tanto, cuando todos los valores se reportan en mmol/L, la fórmula que se utiliza es: Osmolaridad = [Na+ + K+] × 2 + [glucosa] + [nitrógeno ureico] plasmática Sin embargo, cuando glucosa y nitrógeno ureico se registran en mg/dl es necesario hacer la conversión a mmol/L, que por no dis ociarse corresponden también al valo r en mOsm/L; en este caso se utiliza la siguiente fórmula: Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 2 Unidades de concentración de las soluciones Osmolaridad = [Na+ + K+] × 2 + [glucosa/18] + [nitrógeno ureico/2.8] plasmática De acuerdo con esta fórmula, el valor dado de g lucosa en mg/dl se divide entre 18, ya q ue el peso molecular de la glucosa es 180, por lo que una solución 1 molar tiene 180 g/L, 11 que corresponden a 18 g/dl, y lo mismo aplica para el nitrógeno ureico, que se divide entre 2.8. En ambas fórmulas, la suma de s odio y potasio se multiplica por 2, debido a q ue por cada uno de est os cationes existe un anión para mantener la elec troneutralidad de los líquidos corporales. ACTIVIDADES • Determine la cantidad de soluto en gramos y la cantidad de solvente que necesita para preparar las siguientes soluciones: Cantidad de soluto Solución Cantidad de solvente • Usted colabora en un proyecto de investigación sobre el efecto de ciertas sustancias en la función cardíaca, para lo que el investigador principal le pide que prepare 10 ml de cada una de las siguientes soluciones utilizando como solvente la solución de Krebs, y le proporciona el peso molecular y la presentación farmacéutica de las sustancias que va a utilizar. 100 ml de NaCl al 1.8% Peso molecular Concentración en cada ampolleta en mg/ml Acetilcolina 181.7 10 Adrenalina 219.7 1.22 10−3 mol/L Atropina 676.8 0.5 10−4 mol/L Fentolamina 377.5 10 10−3 mol/L Propranolol 295.8 1 10−3 mol/L Verapamilo 491.1 2.5 10−3 mol/L Ouabaína 584.7 2.5 10−3 mol/L Sustancia 500 ml de NaCl al 0.9% 1 L de NaCl al 0.4% Preparar solución con una concentración 10−2 mol/L 1 L de solución glucosada al 5% 500 ml de solución glucosada al 10% • Calcule la osmolaridad de una solución de glucosa al 5% que es, junto con una solución de NaCl al 0.9%, de las más utilizadas en la práctica clínica. • Calcule la osmolaridad de una solución de NaCl al 0.4%. • En esta misma solución de NaCl al 0.4%, ¿cuál es la concentración en mEq/L? • Calcule la osmolaridad de una solución glucosada al 50%. • Calcule la osmolaridad de una solución que contiene 110 mg/dl de glucosa. • Calcule la osmolaridad de una solución que contiene 142 mEq/L de Na y 142 mEq/L de Cl. • Calcule la molaridad, osmolaridad y cantidad de equivalentes de una solución de cloruro de calcio al 5%. • La concentración normal de sodio en plasma es de 140 mmol/L. ¿Cómo se expresa esta concentración en forma porcentual? • La concentración normal de potasio en plasma es de 4 mEq. ¿Cómo expresa esta concentración en forma porcentual? • ¿Qué cantidad de CaCl2 necesita disolver en un litro de solvente para obtener una solución con una osmolaridad de 290 mOsm/L? • Calcule la osmolaridad plasmática de un paciente con los siguientes datos de laboratorio: sodio = 140 mEq/L, glucosa = 90 mg/dl, nitrógeno de la urea (BUN) = 40 mg/dl y potasio = 3.5 mEq/L. • Calcule la osmolaridad plasmática de un paciente con los siguientes resultados de laboratorio: sodio = 125 mEq/L, glucosa = 90 mg/dl y nitrógeno de la urea (BUN) = 40 mg/dl y potasio = 3 mEq/L. • Escriba a continuación la cantidad que debe tomar de la ampolleta correspondiente a cada una de las sustancias, y la cantidad de solvente que requiere para preparar estas soluciones: Solución Cantidad tomada de la ampolleta Acetilcolina 10–2 molar Adrenalina 10−3 molar Atropina 10−4 molar Fentolamina 10−3 molar Propranolol 10−3 molar Verapamilo 10−3 molar Ouabaína 10−3 molar Descargado por JM Occupational ([email protected]) Cantidad de solvente para completar los 10 ml lOMoARcPSD|24440723 12 Manual de laboratorio de fisiología CONCLUSIONES Escriba los datos que considere relevantes. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 3 Ósmosis Competencia • Calcular la presión osmótica de una solución y predecir la dirección del movimiento osmótico del agua en los compartimientos líquidos corporales. Revisión de conceptos El término ósmosis se refiere al movimiento de agua a través de una membrana semipermeable, debido a una dif erencia en la osmolaridad o concentración de solutos a ambos lados de la membrana, lo que genera una diferencia de presión osmótica, fuerza necesaria para el movimiento del agua. En la figura 3.1 se ejemplifica cómo la osmolaridad produce movimiento de agua a través de una membrana. En esta figura, en A se observan dos compartimientos; en el uno hay un soluto en solución y en el dos hay sólo agua; los dos compartimientos están separados por una membrana permeable al agua pero impermeable al soluto. Después de algún tiempo, la situación cambia, como se observa en B: la cantidad de agua en el compartimiento uno aumenta y en el dos disminuye hasta alcanzar un nuevo nivel de equilibrio. El movimiento de agua del co mpartimiento dos al uno o currió debido a que se generó una p resión osmótica en el co mpartimiento uno y el movimiento de agua s e detuvo cuando la cantidad de agua en el co mpartimiento uno aumentó la presión hidrostática de este compartimiento hasta un valor suficiente para contrarrestar la presión osmótica. En otras palabras, el movimiento osmótico del agua s e detiene, debido a que la presión osmótica que atrae agua hacia el co mpartimiento uno es de igual magnitud que la presión hidrostática en este mismo compartimiento que tiende a sacar agua de él. La forma en que se genera la presión osmótica no está completamente explicada. Algunos físicos mencionan que se debe a que la presencia de s oluto disminuye la presión hidrostática del solvente en el q ue se encuentra, en tanto que otros argumentan que las partículas del soluto al chocar contra la membrana impermeable y rebotar, producen un vacío momentáneo que atrae las moléculas de agua hacia él. A 1 2 1 2 B Figura 3.1 Generación de presión osmótica y movimiento osmótico del agua a través de una membrana semipermeable. En este momento es im portante señalar que el mo vimiento osmótico del agua a tra vés de una membrana es diferente a la difusión de agua a través de ella. El movimiento osmótico es más rápido que la difusión y la fuerza impulsora es una diferencia de presión. La razón de que el movimiento osmótico sea más rápido es que éste se basa en la le y de Poiseuille, que establece que el flujo a través de un t ubo es proporcional al radio del t ubo elevado a la c uarta potencia (r4), en este caso el tubo está representado por los canales en la membrana celular a través de los cuales se mueve el agua. 13 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 14 Manual de laboratorio de fisiología Por otro lado, la dif usión se debe a una dif erente concentración de las mo léculas de agua a a mbos lados de la membrana. Esta diferencia de concentración es la fuerza impulsora, por lo que, igual que en todo proceso de difusión, el movimiento del agua a través de la membrana es proporcional a la superficie que se atraviesa, lo que corresponde al área de los canales; y si área = r2, en este caso el flujo de agua es proporcional al radio de los canales a la segunda potencia. El movimiento osmótico del agua depende, por tanto, de la magnitud de la presión osmótica que se genera, y ésta a su vez está dada por dos factores: osmolaridad de la solución, es decir, número de partículas en solución y permeabilidad de la membrana al soluto. En relación con el primer punto, existe vínculo directo entre el n úmero de pa rtículas y la magni tud de la p resión osmótica que se genera. Para ver cómo influye el s egundo factor, que es la permeabilidad de la membrana al soluto, se presentan tres ejemplos: • Membrana impermeable al s oluto: el s oluto es incapaz de atravesar la membrana. • Membrana poco permeable al soluto: el soluto atraviesa difícilmente la membrana. • Membrana permeable al soluto: el soluto atraviesa libremente la membrana. En estos tres ejemplos se ve claramente que cuando el soluto no atraviesa la membrana se genera la mayor presión osmótica, y por tanto, la ósmosis o movimiento de agua es mayor (figura 3.2); en t anto que en el o tro extremo, cuando el soluto atraviesa libremente la membrana, no se genera presión osmótica y por tanto no hay ósmosis (figura 3.4), aunque en sentido estricto se genera algo de presión osmótica transitoria al inicio, que desaparece cuando la concentración del soluto se iguala a los dos lados de la mem brana; es decir, cuando la osmolaridad es igual. Entre estos dos extremos están todos los valores intermedios, como se ve en la figura 3.3, A 1 2 1 2 B Figura 3.3 Membrana poco permeable al soluto. en la que el soluto sí atraviesa la membrana pero no alcanza a igualar la osmolaridad; en este caso se genera una presión osmótica de menor magnitud que en la figura 3.2, y por tanto la ósmosis es menor. Los resultados que se observan en estos ejemplos permiten clasificar los osmoles o partículas libres en la solución en: osmoles efectivos cuando generan presión osmótica y osmoles no efectivos cuando atraviesan la membrana y por ello no generan presión osmótica. Si se considera lo mencionado hasta aquí se puede calcular la presión osmótica de una s olución utilizando la ecuación de Van’t Hoff: π=CngσRT A 1 2 1 2 1 2 1 2 B B Figura 3.2 A Membrana impermeable al soluto. Figura 3.4 Membrana permeable al soluto. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 3 Ósmosis En donde: π representa la presión osmótica C es la concentración de moléculas del soluto en mmol/L n es el n úmero de pa rtículas en las q ue se disocia la molécula del soluto g es el coeficiente osmótico σ es el coeficiente de reflexión, su valor varía entre 0 y 1 R es la constante de los gases T es la temperatura absoluta en unidades Kelvin Debido a que: osmolaridad = C n g La fórmula también se puede expresar como: π = Osm σ R T De las variables utilizadas para calcular la presión osmótica, la única que hasta ahora no se ha mencionado es el coeficiente de reflexión (σ). Éste se refiere a la ca pacidad del s oluto para atravesar una membrana; su valor varía desde 0, para las sustancias que atraviesan libremente la mem brana, o b ien, hasta 1 para aquellas que no la atraviesan en absoluto. En este momento es necesario introducir el término de tonicidad, que se refiere a la presión osmótica generada por una solución. Cuando dos s oluciones separadas por una membrana semipermeable tienen la misma p resión osmótica, se dice q ue son isotónicas y no ha y ósmosis. S in embargo, cuando dos soluciones separadas por una membrana semipermeable tienen diferente presión osmótica, entonces hay ósmosis por la diferencia de presión. A la s olución con la presión osmótica mayor se le llama hipertónica y a la q ue tiene la presión menor, hipotónica. Es frecuente confundir el significado de los t érminos hipo-, hiper- e isoosmótico con los de hipo-, hiper- e isotónico. Para diferenciarlos hay que recordar que la osmolaridad depende del número de partículas libres en una s olución y la tonicidad depende de la ca pacidad para generar presión osmótica. Como ejemplo, véase lo q ue ocurre si hipotéticamente se le in yecta a una p ersona una s olución hiperosmolar de cloruro de sodio con 320 mOsm/L. Recuérdese que para ser llamada hiperosmolar, esta solución debe tener osmolaridad superior a la del plasma, que es de 290 mOsm/L. Una vez inyectada la s olución, ésta se localiza en el líquido intravascular, y co mo el c loruro de s odio atraviesa 15 libremente la membrana de los capilares, la osmolaridad del líquido intravascular se iguala con la del líquido intersticial y no hay movimiento de agua; ocurre lo mismo que en la figura 3.4. En este momento, tanto el líquido intravascular como el intersticial quedan con una osmolaridad igual, aunque mayor a lo normal; por lo t anto, son isoosmolares uno del o tro, y como la presión osmótica que generan es igual, también son isotónicos entre sí. Ahora el líquido extracelular es hiperosmolar en relación con el líquido intracelular, y debido a que la membrana celular es muy poco permeable al sodio, éste casi no la atraviesa, y se genera una diferencia de presión osmótica; el líquido extracelular es hipertónico en relación con el líquido intracelular, lo que produce movimiento de agua desde el interior de la célula hacia el líquido extracelular. Ahora debe compararse lo que ocurre si en vez de una solución de NaCl se inyecta una solución de urea con la misma osmolaridad de 320 mOsm/L. La urea tiene la característica de atravesar libremente la membrana capilar y la membrana celular, por lo que una vez que se encuentra en la sangre atraviesa la membrana capilar y la osmolaridad entre el plasma y el líquido intersticial se iguala; no hay generación de presión osmótica y por lo tanto tampoco hay ósmosis, los dos compartimientos son isoosmolares e isotónicos. Como se mencionó, la urea atraviesa libremente la membrana celular, por lo que se iguala la osmo laridad entre el líquido intracelular y el extracelular, y no s e produce presión osmótica ni movimiento de agua deb ido a que los compartimientos intracelular y extracelular son isotónicos entre sí. Estos ejemplos demuestran cómo dos soluciones con la misma osmolaridad producen efectos diferentes en el o rganismo, dependiendo de su coeficiente de reflexión. La unidad utilizada con mayor frecuencia para medir la presión osmótica es el mmH g, y a la t emperatura corporal una solución con una concentración de 1 Osm/L produce una presión de 19 300 mmH g, lo que corresponde a 19.3 mmHg de presión por cada mOsm/L. Por lo tanto, la presión osmótica calculada para los líquidos corporales con una osmolaridad de 290 mOsm/L es de 5 597 mmHg; el valor real es algo menor debido a que los líquidos corporales no son soluciones ideales, por lo que los iones en solución no se encuentran disociados por completo. Por otro lado, la unidad de p resión de ac uerdo al S istema Internacional de Unidades es el pas cal; cada mmHg de presión equivale a 0.133 kP a, por lo que la presión osmótica de los líquidos corporales de 5 597 mmHg equivale a 744 kPa. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 16 Manual de laboratorio de fisiología ACTIVIDADES U En situaciones normales, la osmolaridad del líquido intracelular y extracelular es la misma, con un valor de 290 ± 10 mOsm/L, por lo que estos líquidos también son isotónicos. Sin embargo, si la osmolaridad del plasma disminuye y los solutos del líquido intracelular no pueden atravesar libremente la membrana, el líquido intracelular se vuelve hiperosmolar e hipertónico con respecto al plasma con generación de presión somática que mete agua a la célula, lo que provoca aumento de volumen que puede llegar a la rotura celular. Por lo contrario, cuando la osmolaridad del plasma aumenta, a expensas de un soluto que no atraviesa libremente la membrana celular, el plasma se vuelve hiperosmolar e hipertónico con respecto al líquido intracelular, lo que provoca la salida de agua de la célula con disminución de su tamaño. El efecto de soluciones con diferente tonicidad puede demostrarse fácilmente en los glóbulos rojos, que en una solución hipotónica se hinchan, pierden la concavidad central y pueden llegar a librarse con salida de hemoglobina; esto se observa fácil a simple vista, pero si se exponen a una solución hipertónica disminuyen su volumen y pierden su apariencia redondeada y forman crenocitos. Para demostrar lo anterior, realícense las siguientes maniobras experimentales: U Se lleva el portaobjetos al chorro de agua y se deja secar. Una vez seco el frotis, se coloca junto con el tubo de micro- Ósmosis a través de la membrana celular Ósmosis a través de la membrana de los eritrocitos En este experimento se requiere el uso de sangre; si la muestra proporcionada es de sangre humana, deben utilizarse guantes desechables y tomarse todas las precauciones para el manejo adecuado de muestras de sangre (Apéndice 1). • Prepare 100 ml de las siguientes cuatro soluciones: Solución A: NaCl al 1.8%. Solución B: NaCl al 0.9%. Solución C: NaCl al 0.4%. Solución D: solución glucosada al 5%. • Agite suavemente el frasco que contiene la sangre anticoagulada a fin de mezclarla por completo. • Marque un tubo capilar para microhematócrito como control normal; se llena y se coloca aparte, y éste será un control normal que se utilizará posteriormente. • Marque cuatro tubos de ensayo con las letras A, B, C y D, y pónganse 5 ml de sangre en cada tubo. • Marque un portaobjetos como control normal. • Obtenga una gota de sangre del tubo A; se coloca en el portaobjetos marcado como control normal y se realiza la tinción de Wright conforme a los siguientes pasos: Se extienden las células (frotis). Se deja secar el frotis. Se coloca el portaobjetos sobre las dos varillas puestas en la tarja del laboratorio. Se cubre el frotis con el colorante de Wright durante 5 min. Sin mover el portaobjetos y evitando tirar el colorante, se agrega agua y se espera 5 min. • • • • • • • • • hematócrito de control normal para ser observado al microscopio posteriormente. Centrifugue los cuatro tubos de ensayo A, B, C y D a 3 000 Hz durante 4 min, para separar las células del plasma. Mida el volumen de plasma en cada tubo de ensayo, anótelo en el cuadro correspondiente del reporte de laboratorio, y sustitúyalo por un volumen igual de las soluciones A, B, C y D; mezcle, espere 5 min, observe las diferencias entre los tubos y descríbalas en el cuadro correspondiente del reporte de laboratorio. Marque cuatro portaobjetos con las letras A, B, C y D. Obtenga de cada tubo de ensayo una gota de sangre, póngala en el portaobjetos correspondiente y realice la tinción de Wright en la forma ya descrita. Identifique cuatro tubos capilares para microhematócrito con las letras A, B, C y D. Llene por capilaridad los tubos capilares para microhematócrito, tomando la muestra del tubo de ensayo correspondiente A, B, C o D. Coloque en la microcentrífuga para microhematócrito los cuatro tubos capilares para microhematócrito A, B, C y D, junto con el tubo capilar control normal y centrifugue por 5 min. Lea los cinco tubos capilares para microhematócrito y escriba los resultados en el cuadro correspondiente del informe de laboratorio. Observe en el microscopio los cinco frotis a 100× utilizando una gota de aceite de inmersión, y dibuje y describa la forma de los eritrocitos en cada uno de ellos en el informe de laboratorio. Informe de laboratorio • Calcule la osmolaridad y la presión osmótica que se genera a 37°C para cada una de las cuatro soluciones empleadas, asumiendo un valor de σ de 1: Solución Osmolaridad Presión osmótica en mmHg Presión osmótica en kPa A. NaCl 1.8% B. NaCl 0.9% C. NaCl 0.4% D. Solución glucosada al 5% • Anote el volumen plasmático sustituido y las observaciones de cada uno de los tubos de ensayo: Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 3 Ósmosis Tubo Volumen sustituido Observaciones 17 Descripción y observaciones: A B C D • Lecturas obtenidas en los tubos capilares para microhematócrito: Tubo de microhematócrito Lectura Control normal A Tubo B B Descripción y observaciones: C D • Dibujos de los frotis vistos al microscopio: Descripción y observaciones: Tubo C Descripción y observaciones: Tubo control normal Descripción y observaciones: Tubo D Tubo A • Explique por qué la lectura de los tubos de microhematócrito es diferente. • Explique la variación en la forma de los eritrocitos en los frotis. • Escriba sus conclusiones de los resultados que se obtuvieron en esta práctica. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 U La membrana de las células vegetales también puede usarse para demostrar el movimiento osmótico del agua. • Prepare las siguientes soluciones: Solución A: agua destilada. Solución B: NaCl al 0.4%. Solución C: NaCl al 0.9%. Solución D: NaCl al 5%. Solución E: NaCl al 10%. • Obtenga de la parte interna de una papa (sin cáscara) cinco piezas de unos 5 cm de longitud y 1 cm de diámetro. • Determine el volumen de cada pieza: sumérjalo en un volumen conocido de agua contenido en una probeta graduada de 10 ml, y mida el aumento en el volumen de agua en la probeta. • Anote los valores obtenidos en el cuadro del Informe de laboratorio en la columna “Antes”. • Espere dos horas, saque la pieza de papa de la solución y mida nuevamente el volumen en la forma antes descrita. Anote los resultados en el cuadro del informe de laboratorio en la columna “Después”. • Calcule el porcentaje de variación en cada una de las piezas de papa y anote el valor en el cuadro del informe de laboratorio en la columna “Variación”, especifique si hubo aumento (+) o disminución (–). Cálculo de la presión osmótica y predicción de la dirección del movimiento osmótico • En los siguientes esquemas, las dos ramas del tubo están separadas por una membrana semipermeable que sólo permite el paso del agua; considere la osmolaridad de las soluciones contenidas en cada una de las ramas del tubo para indicar si ocurre ósmosis y en qué dirección. A B 0.20 mol/L de manitol Ósmosis a través de la membrana de céluas vegetales Membrana semipermeable U Manual de laboratorio de fisiología 0.15 mol/L de glucosa + 0.20 mol/L de manitol 18 Explicación Informe de laboratorio • Calcule la osmolaridad y la presión osmótica que se genera a 37°C para cada una de las soluciones empleadas, asumiendo un valor de 1. Presión osmótica en kPa A. Agua destilada B. NaCl al 0.4% C. NaCl al 0.9% D. NaCl al 5% A B 0.20 mol/L de manitol + 0.10 mol/L de NaCl Presión osmótica en mmHg Membrana semipermeable Osmolaridad 0.15 mol/L de glucosa + 0.20 mol/L de manitol Solución E. NaCl al 10% • Escriba los volúmenes de las piezas de papa. Pieza Antes Después Variación Explicación A B C D E • Explique las variaciones en el volumen de las cinco piezas de papa. • En el siguiente esquema se colocó un pistón para aplicar presión en la rama derecha del tubo; la presión aplicada por este medio es de +0.18 MPa. En este mismo tubo se determina que la presión osmótica ejercida por una solución 0.2 molar de manitol es de 0.36 MPa. Con esta información y los datos Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 3 Ósmosis A Explicación 0.10 mol/L de NaCl 0.15 mol/L de glucosa + 0.20 mol/L de manitol B Membrana semipermeable 0.20 mol/L de manitol A Explicación CONCLUSIONES Escriba los datos que considere relevantes. Descargado por JM Occupational ([email protected]) B 0.35 mol/L de manitol +0.18MPa • En la siguiente ilustración, la membrana que separa las dos ramas del tubo es permeable al agua y a la glucosa. Tome en cuenta las condiciones que se muestran en la gráfica y determine si ocurre movimiento osmótico y en qué dirección. Membrana permeable al agua y a la glucosa adicionales que se muestran en la gráfica, determine si hay o no ósmosis y en qué dirección. 19 lOMoARcPSD|24440723 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 4 Variación en el volumen y la osmolaridad del líquido extracelular y su efecto en la osmolaridad y distribución de los líquidos corporales Competencias • Clasificar las alteraciones en la distribución de los líquidos corporales con base en los cambios de volumen y osmolaridad del compartimiento extracelular. • Analizar el efecto de la pérdida o ganancia de soluto, agua o ambos en la osmolaridad y distribución de los líquidos corporales en diferentes situaciones clínicas. Revisión de conceptos Esta práctica es continuación de la número 3, por lo que los conceptos que ahí se revisaron también son de utilidad para comprender las actividades que aquí se incluyen, las cuales se basan fundamentalmente en el mo vimiento de líq uidos entre los co mpartimientos intracelular y extracel ular secundarios a al teraciones en la osmo laridad y v olumen del líquido extracelular, como ocurre en dia rrea, sudoración e hipoaldosteronismo, entre otros. Toda alteración en la distr ibución del agua co rporal se inicia por una mo dificación en el líq uido extracelular que pierde o gana agua, soluto o ambos, lo que ocasiona movimiento del agua entre los compartimientos intracelular y extracelular que iguala la osmolaridad del líquido intracelular (LIC) con la del líquido extracelular (LEC), por lo que estos dos compartimientos siempre tienen la misma osmolaridad. Las alteraciones en la distr ibución de los líq uidos corporales se clasifican tomando en cuenta dos factores: el volumen del líquido extracelular y la osmolaridad del mismo. De acuerdo con la variación de volumen del LEC, est as alteraciones se clasifican en: a) expansión de volumen, cuando aumenta el volumen del LEC, y b) contracción de volumen, cuando éste disminuye. A su vez, cada una de est as alteraciones puede ser iso-, hipo- o hiperosmótica, lo q ue da un t otal de s eis posibles alteraciones en la distribución de los líquidos corporales, las cuales se muestran en el c uadro 4.1 con sus características y ejemplos. En este cuadro se incluyen, además de las variaciones de volumen y osmolaridad, las alteraciones en la concentración de proteínas plasmáticas y en el hematócrito (Hct). El efecto en la concentración de proteínas plasmáticas se deduce fácilmente: en las alteraciones por expansión de volumen hay mayor dilución y, por tanto, su concentración disminuye, mientras que en las alteraciones por contracción su concentración aumenta al haber menor volumen. El hematócrito representa el p orcentaje de v olumen sanguíneo dado p or las células sanguíneas, principalmente eritrocitos. Las variaciones en el valor del Hct en las alteraciones por expansión o co ntracción de v olumen requieren un análisis un poco más detallado; de primera intención se puede pensar, igual q ue con la co ncentración de p roteínas plasmáticas, que en las al teraciones por expansión el H ct disminuye, en tanto que en las alteraciones por contracción aumenta. Sin embargo, es importante recordar que los er itrocitos son células y que las alteraciones en la osmolaridad del LEC también ocasionan entrada o salida de líquido de los eritrocitos, con el consiguiente aumento o disminución de su volumen, y esto afecta el valor del Hct. 21 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 22 Manual de laboratorio de fisiología Cuadro 4.1 Clasificación de las alteraciones en la distribución de los líquidos corporales Tipo Ejemplo Contracción isoosmótica Diarrea Contracción hiperosmótica Sudación Contracción hipoosmótica Insuficiencia suprarrenal Expansión isoosmótica Administración de solución fisiológica Expansión hiperosmótica Ingreso elevado de sales como NaCl Expansión hipoosmótica Síndrome de secreción inapropiada de ADH Vol. LEC En las al teraciones isoosmóticas no ha y modificación del volumen de los er itrocitos, por lo q ue en la co ntracción isoosmótica el Hct aumenta y en la expa nsión isoosmótica disminuye. En el caso de la contracción hiperosmótica, la disminución de volumen del LEC produce aumento del Hct; sin embargo, la hiperosmolaridad del LEC ocasiona salida de agua del er itrocito con disminución de su v olumen; estos dos ef ectos se contrarrestan y p or ello no ha y modificación del Hct. En la expansión hipoosmótica el efecto inicial es la disminución del Hct por medio de dil ución; sin em bargo, la Vol. LIC Osmolaridad SC SC Hct Proteínas plasmáticas SC SC SC SC hipoosmolaridad del LEC p roduce entrada de agua al er itrocito con aumento de volumen; de nuevo estos dos efectos se contrarrestan y el Hct no cambia. En la contracción hipoosmótica, el Hct aumenta por pérdida de LEC, y p or efecto de la hipoosmolaridad entra agua al er itrocito aumentando su volumen; estos dos efectos se suman y hay elevación del Hct. Algo semejante, pero en dirección opuesta, ocurre en la expansión hiperosmótica: el Hct disminuye por dilución y la hiperosmolaridad saca agua del eritrocito, disminuyendo su volumen: los dos efectos se suman y hay disminución del Hct. ACTIVIDADES Para demostrar cómo la ganancia o la pérdida de soluto, de líquido o de ambos afecta la distribución de líquidos corporales y su osmolaridad, se utiliza un programa computacional llamado osmolaridad, diseñado por los doctores Michael J. Davis y Thomas W. Peterson, del Departamento de Fisiología Médica del Texas A&M University System Health Science Center. Si por alguna razón este programa no puede usarse, los problemas que aquí se presentan pueden resolverse en forma manual haciendo los cálculos correspondientes; incluso si se cuenta con el programa, es un buen ejercicio hacer los cálculos manualmente y comparar los resultados con los que se obtienen en el programa. U Inicio del programa e instrucciones generales Si el programa no se encuentra abierto en la pantalla de su computadora, haga clic en el ícono correspondiente del escritorio, o bien pulse el botón inicio, seleccione programas, y en la lista que se despliega seleccione osmolaridad. Maximice la ventana dando clic en el cuadro que se encuentra en la esquina superior derecha. La imagen desplegada debe ser como la de la figura 4.1. En este cuadro se presenta el diagrama típico de Darrow-Yannet o diagrama de osmolaridad-volumen. Con los volúmenes para el líquido Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 4 Variación en el volumen y la osmolaridad del líquido extracelular y su efecto en la osmolaridad y distribución de los líquidos corporales + 23 Darrow.vi File Edit Operate Windows Help ECF ICF 15 L 30 L OSMOLARITY 300 mosm/I VOLUME (L) –Initial Conditions_ ECF amt Change (mosm) –Final Conditions_ ECF vol Change (Liters) 1500 15.0 ECF vol final 30.0 ICF vol final 300 4500 ECF amt final 300 ICF osm final 9000 ICF amt final ECF osm final 0 –1500 0 0.0 Figura 4.1 Step 1 Step 2 Pantalla de inicio del programa OSMOLARIDAD. extracelular (LEC) (ECF, extracellular fluid) e intracelular (LIC) (ICE, intracellular fluid) que se representan en forma horizontal, y la osmolaridad que se representa en forma vertical, los valores iniciales dados son: para el LIC, 30 L; para el LEC, 15 L, con una osmolaridad de 300 mOsm/L. En la parte inferior izquierda de la gráfica, bajo el título INITIAL CONDITIONS (CONDICIONES INICIALES), se encuentran los controles que permiten modificar el LEC agregando o sustrayendo solutos (ECF amt Change en mOsm) o (ECF vol Change en L), o ambos. La cantidad que se desea agregar o sustraer se determina deslizando el control correspondiente hacia arriba o abajo, tecleando la cantidad en el recuadro que está en la parte inferior de este control, o haciendo clic en las flechas hacia arriba o abajo que se encuentran a la izquierda de ese recuadro. En la parte inferior derecha se encuentran, bajo el título FINAL CONDITIONS (CONDICIONES FINALES), los valores que se modifican cada vez que se agrega o sustrae líquido o soluto, y corresponden al volumen (vol), concentración osmolar (Osm) y osmolaridad total (omt) de los líquidos extracelular e intracelular. Una vez que se ha determinado la cantidad de líquido o de osmoles, o de ambos, que se desea agregar o sustraer en el panel de CONDICIONES INICIALES, dar clic en la flecha que se encuentra en la parte superior izquierda en la barra de herramientas (→), o bien en OPERATE y seleccionar RUN del listado que se despliega. Al correr el programa, lo primero que se observa son los cambios que ocurren en volumen, osmolaridad, o ambos, del LEC, y después aparece una flecha que indica la dirección en la que ocurre la ósmosis y se modifican los valores del diagrama osmolaridad-volumen. Volumen y osmolaridad finales, que se obtienen como resultado de los cambios efectuados, se muestran en la parte inferior derecha de la pantalla bajo el título FINAL CONDITIONS (CONDICIONES FINALES). Para regresar a los valores iniciales y hacer una nueva modificación, dar clic en el menú OPERATE y seleccionar REINITIALIZE ALL TO DEFAULT. Si se quiere agregar una segunda intervención a los cambios previamente efectuados sin volver a los valores originales, es necesario seleccionar STEP 2 en la parte inferior de la pantalla, antes de teclear los nuevos datos y correr el programa; esto puede hacerse las veces que se quiera, siempre y cuando STEP 2 esté seleccionado, pues cuando el switch está en STEP 1 no se toman en cuenta los cambios realizados con anterioridad. Nota importante. Debe recordarse que todas las pérdidas y ganancias de líquido y solutos ocurren inicialmente en el LEC, y que los cambios que se observan en el LIC son secundarios a la pérdida de equilibrio osmótico entre el LEC y el LIC. Con fines didácticos, este programa muestra primero los cambios que ocurren en el LEC, y después cómo se logra el equilibrio entre el LEC y el LIC. Sin embargo, es importante recalcar que, en la realidad, el movimiento osmótico se inicia tan pronto como se altera el equilibrio osmótico entre los compartimientos intracelular y extracelular. Antes de iniciar, anote los valores informados bajo el título CONDICIONES FINALES, con el fin de que los pueda comparar con los valores obtenidos después de cada modificación. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 24 Manual de laboratorio de fisiología CONDICIONES FINALES Volumen del LEC mOsm/L osmoles totales Volumen del LIC mOsm/L osmolaridad total • De acuerdo con la clasificación de las alteraciones en la distribución de los líquidos corporales, esta alteración corresponde a una: • ¿Cómo se encuentra la concentración de proteínas plasmáticas y por qué? • ¿Cuál es la variación en el valor del Hct y por qué? Determinar los cambios que se producen cuando se pierden dos litros de agua sin pérdida de soluto, situación que se presenta cuando no se ingiere agua. Para establecer los parámetros de esta situación, disminuya la cantidad de líquido a dos litros utilizando los controles de las CONDICIONES INICIALES (INITIAL CONDITIONS). Coloque de nuevo el switch en STEP 2 y seleccione diferentes opciones para reemplazar la pérdida que no coincida con ésta; describa y explique los resultados que obtenga. Pérdida de 2 L de volumen con una osmolaridad de 300 mOsm/L, como ocurre, por ejemplo, en la diarrea. Recuerde que la pérdida total de soluto es de 600 mOsm. Antes de hacer los cambios no olvide volver a los valores iniciales y colocar el switch en STEP 1. • Observe las modificaciones en el diagrama de osmolaridadvolumen y en los valores informados en las CONDICIONES FINALES y explique los cambios que se indican a continuación: en la osmolaridad de los líquidos corporales en el volumen del líquido extracelular en el volumen del líquido intracelular • De acuerdo con la clasificación de las alteraciones en la distribución de los líquidos corporales, esta alteración corresponde a una hiperosmolaridad: • ¿Cómo se encuentra la concentración de proteínas plasmáticas y por qué? • ¿Cuál es la variación en el valor del hematócrito y por qué? • Observe las modificaciones en el diagrama de osmolaridadvolumen y en los valores informados en las CONDICIONES FINALES y explique los siguientes cambios: en la osmolaridad de los líquidos corporales en el volumen del líquido extracelular en el volumen del líquido intracelular • De acuerdo con la clasificación de las alteraciones en la distribución de los líquidos corporales, esta alteración corresponde a una: • ¿Cómo se encuentra la concentración de proteínas plasmáticas y por qué? • ¿Cuál es la variación en el valor del Hct y por qué? Seleccione el switch STEP 2 para realizar una segunda intervención que permita ver el efecto de reemplazar la pérdida de los 2 L de agua con una solución que no corresponde a las características del líquido que se perdió, por ejemplo, con 1 L de solución fisiológica. Recuerde que 44 L de esta solución tienen 314 mOsm/L. Pérdida de 0.5 L de volumen con una osmolaridad de 800 mOsm/L, como ocurre en el hipoaldosteronismo. U Pérdida de soluto, agua, o ambos • Observe las modificaciones en el diagrama de osmolaridadvolumen y en los valores informados en las CONDICIONES FINALES y explique los cambios que se indican: en la osmolaridad de los líquidos corporales en el volumen del líquido extracelular en el volumen del líquido intracelular • De acuerdo con la clasificación de las alteraciones en la distribución de los líquidos corporales, esta alteración corresponde a una hiperosmolaridad: • ¿Cómo se encuentra la concentración de proteínas plasmáticas y por qué? • ¿Cuál es la variación en el valor del Hct y por qué? Pérdida de 3 L de agua con una osmolaridad de 100 mOsm/L, como ocurre, por ejemplo, en la sudación. Recuerde que en este caso la cantidad de soluto que se pierde es de 300 mOsm (100 mOsm por litro). Antes de aplicar estos nuevos valores no olvide regresar a los valores originales seleccionando REINITIALIZE ALL TO DEFAULT en el menú OPERATE, y colocar el switch en STEP, y una vez hecho lo anterior seleccione RUN. • Observe las modificaciones en el diagrama de osmolaridadvolumen y en los valores informados en las CONDICIONES FINALES y explique los cambios que se indican: en la osmolaridad de los líquidos corporales en el volumen del líquido extracelular en el volumen del líquido intracelular • Observe las modificaciones en el diagrama de osmolaridadvolumen y en los valores informados en las CONDICIONES FINALES y explique estos cambios: en la osmolaridad de los líquidos corporales en el volumen del líquido extracelular en el volumen del líquido intracelular • De acuerdo con la clasificación de las alteraciones en la distribución de los líquidos corporales, esta alteración corresponde a una: • ¿Cómo se encuentra la concentración de proteínas plasmáticas y por qué? • ¿Cuál es la variación en el valor del Hct y por qué? U Ganancia de soluto, agua, o ambos Observe el efecto al ganar 1 L de agua libre de soluto, lo que ocurre, por ejemplo, al tomar agua solamente. • Observe las modificaciones en el diagrama de osmolaridadvolumen y en los valores informados en las CONDICIONES FINALES y explique estos cambios: en la osmolaridad de los líquidos corporales en el volumen del líquido extracelular en el volumen del líquido intracelular • De acuerdo con la clasificación de las alteraciones en la distribución de los líquidos corporales, esta alteración corresponde a una: • ¿Cómo se encuentra la concentración de proteínas plasmáticas y por qué? • ¿Cuál es la variación en el valor del Hct y por qué? Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 4 Variación en el volumen y la osmolaridad del líquido extracelular y su efecto en la osmolaridad y distribución de los líquidos corporales Observe el efecto al ingerir un exceso de sodio igual a 600 mOsm en 500 ml de líquido. • Observe las modificaciones en el diagrama de osmolaridadvolumen y en los valores informados en las CONDICIONES FINALES y explique estos cambios: en la osmolaridad de los líquidos corporales en el volumen del líquido extracelular en el volumen del líquido intracelular • De acuerdo con la clasificación de las alteraciones en la distribución de los líquidos corporales, esta alteración corresponde a una: • ¿Cómo se encuentra la concentración de proteínas plasmáticas y por qué? • ¿Cuál es la variación en el valor del Hct y por qué? Observe el efecto al ganar 2 L de líquido con una osmolaridad de 300 mOsm/L, como ocurre al administrar 2 L de solución. • Observe las modificaciones en el diagrama de osmolaridadvolumen y en los valores informados en las CONDICIONES FINALES y explique estos cambios. en la osmolaridad de los líquidos corporales en el volumen del líquido extracelular en el volumen del líquido intracelular 25 • De acuerdo con la clasificación de las alteraciones en la distribución de los líquidos corporales, esta alteración corresponde a: • ¿Cómo se encuentra la concentración de proteínas plasmáticas y por qué? • ¿Cuál es la variación en el valor del Hct y por qué? Naufragio en el mar Un marino ha naufragado en el océano y no tiene agua para beber. lnicialmente este náufrago tiene pérdida de 2 L de líquido sin pérdida de soluto. ¿Cuál es la situación de los líquidos corporales del náufrago en este momento? Observe que es la misma situación que en el primer ejemplo. El náufrago no puede soportar más la sed y decide tomar agua de mar; ingiere 500 ml de agua de mar con una osmolaridad de 1 000 mOsm/L. ¿Cómo se encuentran ahora los líquidos corporales del náufrago? ¿Es la deshidratación celular igual, mejor o peor que antes de tomar agua de mar? En esta nueva situación, ¿qué cantidad de agua es necesario que ingiera el náufrago para tener una osmolaridad normal de 300 mOsm/L? CONCLUSIONES Escriba los datos que considere relevantes. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 5 Difusión Competencia • Analizar el efecto que tiene sobre la difusión cada uno de los factores que integran la ley de Fick y aplicarlo en situaciones clínicas. Revisión de conceptos El coeficiente de difusión depende del tamaño de la molécula de la sust ancia que difunde, de su s olubilidad en el medio en el que difunde, de la viscosidad del medio en el que difunde y de la temperatura: esto se expresa como: El desplazamiento de las moléculas de una sustancia de una zona de mayor concentración a otra de menor concentración recibe el nombre de difusión; esto permite que la sustancia se distribuya de manera uniforme en el espacio q ue la contiene. La difusión de moléculas persiste mientras exista un gradiente de concentración entre las diferentes partes del sistema. La difusión termina cuando se alcanza el equilibrio y la concentración de la sustancia es igual en todo el sistema. Los diferentes factores que influyen en este fenómeno se expresan en la ley de Fick de la difusión, que establece que la velocidad de difusión por unidad de superficie en dirección perpendicular a ésta es proporcional al gradiente de la concentración de soluto en esa misma dirección. Esta ley se expresa con la siguiente fórmula: D = En donde k es la constante de Boltzmann, T es la temperatura absoluta, a es el radio de la partícula en solución y η es la viscosidad del medio. Es importante comprender los meca nismos que determinan la velocidad de difusión de una sustancia debido a que este mecanismo de transporte está presente en una gran cantidad de funciones que se realizan en el s er humano. Como ejemplo se puede mencionar lo que ocurre con el oxígeno, el cual se introduce al organismo por la respiración y llega a la sangre por difusión a través de la membrana alveolocapilar, se introduce al eritrocito también por difusión, y de n uevo por difusión llega a los tejidos periféricos para su uso. De igual forma se lleva a cabo la movilización del CO2 desde los t ejidos que la p roducen hacia el ext erior del o rganismo. Por lo tanto, la difusión del oxígeno desde el aire atmosférico hasta la s angre puede verse afectada si s e modifica la distancia que tiene que recorrer el oxígeno para pasar del alveolo a la circulación, por ejemplo, cuando hay un engrosamiento de la mem brana alveolocapilar por fibrosis pulmonar. (C1 − C2) j = DA = d En donde: j D A C1 C2 d difusión coeficiente de difusión área de difusión mayor concentración menor concentración distancia recorrida (C1 − C2) d kT 6πaη gradiente de concentración 27 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 28 Manual de laboratorio de fisiología ACTIVIDADES U Efecto de la temperatura en la velocidad de difusión Para esta actividad se requieren tres probetas graduadas iguales, cada una con 100 ml de agua destilada, pero a diferente temperatura: una a temperatura ambiente, otra a 5°C, y la tercera a 70°C; esta última debe manipularse con cuidado. Coloque un cristal de azul de metileno en una de las probetas y determine con ayuda de un cronómetro la velocidad de difusión. Anote el resultado en el cuadro correspondiente y haga lo mismo con la segunda y tercera probetas. Explique los resultados que obtuvo. Probeta U Efecto del gradiente de concentración en la velocidad de difusión Para esta actividad se utilizan de nuevo tres probetas graduadas iguales con 100 ml de agua destilada en cada una, pero ahora todas a la misma temperatura. Coloque las tres probetas juntas y ponga al mismo tiempo diferente cantidad de azul de metileno en cada una. Determine la velocidad de difusión y anótela en el cuadro correspondiente. Explique los resultados que obtuvo. Probeta Velocidad de difusión Cantidad de azul de metileno Velocidad de difusión 1 Temperatura ambiente 2 5 °C 3 70 °C U Efecto de la viscosidad del medio en la velocidad de difusión Para realizar esta actividad se necesitan dos cajas de Petri: una de ellas con agua destilada y la otra con agar. Coloque en el centro de cada una un cristal de azul de metileno y determine la velocidad de difusión. Anote los resultados en el cuadro correspondiente. Explique los resultados que obtuvo. Solución Velocidad de difusión Agua destilada • ¿De dónde proviene la energía necesaria para el movimiento de las moléculas del soluto que difunde? • Mencione tres ejemplos de procesos fisiológicos que se lleven a cabo mediante difusión. • El enfisema pulmonar se caracteriza por rotura de los tabiques interalveolares, lo que ocasiona que grandes sacos de aire sustituyan a los alveolos, y se produzca disminución de la superficie total de la membrana alveolocapilar. Con la ecuación de la ley de la difusión de Fick, explique cómo se afecta la difusión del oxígeno a través de la membrana alveolocapilar en estos casos. Agar CONCLUSIONES Escriba los datos que considere relevantes. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 6 Medición de los compartimientos líquidos corporales utilizando el método de dilución Competencias • Aplicar el método de dilución para medir el volumen de los compartimientos líquidos corporales mediante identificación de las sustancias utilizadas para medir cada uno de ellos, así como sus características. • Calcular el volumen de los compartimientos líquidos corporales con base en el peso corporal. • Calcular el volumen sanguíneo utilizando el peso corporal y el hematócrito. Revisión de conceptos estos compartimientos son los siguientes: líquido intracelular, 40% del peso corporal; líquido extracelular, 20% del peso corporal, el cual a su vez se divide en plasma, 5% del peso corporal; líquido intersticial, 15% del peso corporal. Para calcular el agua co rporal se considera que 1 kg = 1 L; p or lo t anto, en un su jeto adulto de 70 kg el agua s e encuentra distribuida de la siguien te manera: agua co rporal total, 42 L; líquido intracelular, 28 L; líquido extracelular, 14 L; líquido intravascular o plasma, 3.5 L, y líq uido intersticial, 10.5 L. Existen otros compartimientos líquidos en el organismo que reciben en conjunto el nombre de líquidos transcelulares, entre los cuales se incluyen líquido cefalorraquídeo, líquido sinovial y humor acuoso. Estos líquidos corresponden al líquido extracelular, y tienen en co mún que están muy bien delimitados. El intercambio con el líquido extracelular es muy lento debido a la barrera que los delimita, y dado que su volumen es escaso no se les toma en cuenta al medir los compartimientos líquidos. Si se conoce el valor del volumen plasmático y el hematócrito (Hct), puede calcularse el volumen sanguíneo con la siguiente fórmula: El ser humano está constituido en p romedio por 60% de agua; el r estante 40% s e distribuye como sigue: 18% de proteínas, 15% de gras a y 7% de minerales. E l contenido de agua va ría en los dif erentes tejidos; por ejemplo, el tejido muscular tiene alr ededor de 75%, en t anto que el tejido adiposo tiene sólo 10%. El porcentaje de agua también cambia de acuerdo con la edad, el sexo y la constitución corporal. En el recién nacido llega a 70%, en tanto que en las personas de la tercera edad es sólo de 50%. En r elación con el sexo, el porcentaje de agua en los varones es mayor que en las mujeres debido al mayor contenido de grasa en el cuerpo femenino. En la ob esidad, el co ntenido de agua p uede ser tan bajo como 45%. Debido a estas variaciones, el límite de normalidad se sitúa entre 50 y 70%; en el ad ulto masculino sano de 70 kg es de 60%, que es el ejemplo utilizado para los valores fisiológicos normales. El agua corporal se distribuye en dos co mpartimientos principales: el líquido intracelular (LIC) y el líquido extracelular (LEC), que se localizan, como sus nombres lo indican, en el interior y el exterior de las células, respectivamente. El LEC a su v ez se divide en dos co mpartimientos: el interior del árbol circulatorio, que constituye el líquido intravascular o p lasma sanguíneo, y el ext erior de los vas os sanguíneos, que forma el líquido intersticial que se encuentra entre las células. Los porcentajes de agua en cada uno de volumen sanguíneo = 29 Descargado por JM Occupational ([email protected]) volumen plasmático 1– Hct lOMoARcPSD|24440723 30 Manual de laboratorio de fisiología Otra forma de co nocer el v olumen sanguíneo, cuando no se tienen los valo res de v olumen plasmático y hematócrito, es calc ulando el 8% del p eso corporal; sin em bargo, éste es menos exac to, ya q ue personas con el mismo p eso y constitución corporal pueden tener diferente hematócrito. Los compartimientos de líq uido corporal se pueden medir utilizando el principio de dilución, que se basa en la difusión homogénea de una sust ancia en un s olvente, que alcanza la misma concentración en todo el compartimiento que la contiene. Si se tiene la concentración inicial o la cantidad de sustancia administrada, puede medirse el grado de dilución de la misma, y de t al manera calcular el volumen en el que se difundió, lo cual recibe el nombre de volumen de distribución. Para la medición de la sustancia disuelta se emplean métodos espectrofotométricos, químicos, fotoeléctricos y radiactivos, entre otros, dependiendo de la sustancia de que se trate. Para seleccionar la sust ancia adecuada se deben considerar, en primer lugar, los límites del compartimiento que se desea medir. El LIC está separado del LEC por la membrana celular, y el p lasma o líq uido intravascular está delimitado por la pared de los vasos sanguíneos, en tanto que el intersticial se encuentra en el es pacio entre las cél ulas y los vasos. Por lo tanto, la sustancia que se utilice para medir cada uno de los co mpartimientos debe cumplir con el requisito de distribuirse únicamente en el co mpartimiento que se va a medir. Así, para medir el LEC deb e usarse una sust ancia que no atraviese la membrana celular, pero que sí cr uce la membrana capilar para que se distribuya tanto en el líquido intravascular como en el líquido intersticial; la sustancia que cumple mejor este requisito es la in ulina, un p olisacárido de alto peso molecular; también pueden utilizarse manitol y sacarosa. Si se desea medir el p lasma, la sustancia utilizada debe permanecer en el líq uido intravascular y no a travesar la membrana capilar. Con este fin se usa albúmina marcada con yodo radiactivo (125I o 131I); también puede usarse azul de Evans, colorante que se une a las proteínas. Otra opción es utilizar eritrocitos marcados con cromo radiactivo (51Cr). Para medir el agua corporal total, la sustancia que se utilice se deberá distribuir igual que el agua, p or lo que habrá de atravesar tanto la membrana celular como la membrana capilar; para ello suele us arse agua tr itiada o deuterada. El LIC y el líquido del espacio intersticial no se pueden medir de manera directa, pues no se cuenta con una sustancia que se distribuya únicamente en estos espacios. La dificultad para encontrar la sustancia adecuada consiste en lo siguien te: la vía ha bitual de administració n de las sustancias es in travenosa, por lo q ue para medir el lí- quido intracelular se necesitaría una sustancia que una vez inyectada en la s angre atravesara la mem brana capilar por completo y t ambién saliera del espacio in tersticial sin dejar rastro para penetrar en t odas las cél ulas. Un problema parecido ocurre si s e quiere medir el espacio in tersticial: una vez inyectada la sust ancia, debe abandonar la s angre por completo y q uedarse en el espacio in tersticial. Sin embargo, estos dos espacios p ueden medirse en f orma indirecta: si s e resta al valo r del agua co rporal total el valo r del LEC, s e tiene la ca ntidad de LI C; para obtener el valor del líq uido intersticial, se resta al LEC el v olumen del líquido plasmático. Otros factores que deben considerarse al seleccionar la sustancia para medir co mpartimientos líquidos son los siguientes: • Conocer la cinética de la sustancia que se utiliza; es decir, el tiempo necesario para que dicha sustancia se distribuya de manera uniforme en el compartimiento que se va a medir; asimismo, conocer la cantidad de sustancia que se metaboliza o elimina p or el organismo durante este tiempo. • También se deberá poder medir dic ha sustancia con exactitud. • Deberá ser inocua para el individuo. Si se considera lo mencionado hasta aquí, el procedimiento para medir un compartimiento líquido es el siguiente: • Se inyecta una cantidad conocida de la sust ancia seleccionada de acuerdo con el compartimiento que se va a medir. • Se espera el tiempo necesario para que ocurra una distribución homogénea. • Se toma una muestra de sangre y se mide la concentración de la sustancia en plasma. Vale la pena recordar que el plasma forma parte del volumen de distribución, tanto del agua corporal total como del LEC. • Una vez medida la co ncentración de la sust ancia en el plasma se calcula el espacio de distr ibución de acuerdo con la siguiente fórmula: cantidad de sustancia cantidad metabolizada – administrada o eliminada concentración en plasma Como en c ualquier cálculo, debe tenerse cuidado con las unidades de medició n empleadas y hacer las co nversiones necesarias. Si el resultado final será en litros, lo más adecuado es convertir las unidades a litros desde el inicio; con esto se evitan errores. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 6 Medición de los compartimientos líquidos corporales utilizando el método de dilución 31 ACTIVIDADES • Calcule la distribución de agua en los diferentes compartimientos en un varón adulto de 55 kg. LEC: Líquido intersticial: LIC: Plasma: • Calcule el volumen de los compartimientos líquidos corporales en un sujeto de 60 kg, a quien dentro de un protocolo de investigación se le inyectaron 150 mCi de D2O y 400 mg de manitol. Durante el período de equilibrio de tres horas el sujeto eliminó en la orina 10% del D2O y 5% del manitol. Una vez que se alcanzó el equilibrio de distribución se tomó una muestra de sangre que contenía 3.2 mCi/dl, 2.85 mg/dl de manitol y hematócrito de 45. LEC: • En este mismo sujeto, calcule el volumen sanguíneo tomando en cuenta un Hct de 45. Volumen sanguíneo: Líquido intersticial: LIC: • Con los mismos valores, calcule el volumen sanguíneo si el Hct fuera de 40. Volumen sanguíneo: • Ahora, en este mismo sujeto calcule el volumen sanguíneo tomando en cuenta que representa 8% del peso corporal. Plasma: • Calcule el volumen sanguíneo. • Calcule en este mismo sujeto el valor que debe corresponder a cada compartimiento líquido de acuerdo con su peso. LEC: Volumen sanguíneo: • Explique las variaciones en los resultados obtenidos. • Si en lugar de un varón se tratara de una mujer con el mismo peso de 55 kg, ¿qué variación esperaría encontrar en la cantidad de agua corporal y por qué? • En un varón adulto con peso de 120 kg, en quien se determina que 30% de su peso es tejido adiposo, ¿cuál es la cantidad de agua corporal total? Recuerde que el tejido adiposo sólo tiene 10% de agua. Agua corporal total: Líquido intersticial: LIC: Plasma: Volumen sanguíneo: • Compare estos valores con los que se obtuvieron con la medición anterior y determine si son normales para el peso corporal. CONCLUSIONES Escriba los datos que considere relevantes. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 7 Potencial de membrana en reposo Competencias • Analizar la forma en la que se genera el potencial de equilibrio de un ion y aplicar la ecuación de Nernst para calcularlo. • Analizar la participación de potasio, sodio y cloro en la generación del potencial de membrana en reposo y aplicar las ecuaciones de Goldman y de conductancia de cable para calcularlo. • Predecir la forma en la que se modifica el potencial de membrana en reposo como consecuencia de variaciones en la conductancia o en la concentración intracelular o extracelular de potasio, sodio y cloro, y relacionarlo con situaciones clínicas. Revisión de conceptos Una característica de t oda célula viva es la exist encia de un potencial a ambos lados de la mem brana celular, el c ual recibe el no mbre de p otencial de mem brana en r eposo. Este potencial se genera gracias a la ca racterística semipermeable de la membrana celular que produce diferente distribución de cargas eléctricas a a mbos lados. P or un lado , en el in terior de la célula están las proteínas, que aunque son anfipáticas, al pH intracelular se comportan como aniones, lo que ocasiona exceso de cargas negativas en el interior de la célula que repele a otros aniones y atrae cationes, como sodio y potasio, hacia el interior. Sin embargo, estos iones no atraviesan la membrana celular con la misma facilidad, pues en estado de reposo ésta es poco permeable al sodio y muy permeable al potasio. La concentración de un io n a ambos lados de la membrana celular depende, además de la p ermeabilidad de la membrana al ion, de la magni tud de las f uerzas que actúan sobre él. En el cas o del p otasio, los aniones proteicos en el interior de la cél ula crean un gradiente eléctrico que mueve al potasio hacia adentro de la cél ula; pero a medida q ue el potasio entra, la magni tud de est e gradiente disminuye debido a que la cantidad de cargas eléctricas negativas que atraen al potasio se neutralizan por la entrada de este mismo ion. Al mismo tiem po se va creando un gradiente de concentración que tiende a s acar potasio de la cél ula, ya que la concentración intracelular de potasio es mayor que la extra- celular, hasta que se llega a un estado de equilibrio entre las dos fuerzas que actúan sobre el potasio y ya no hay flujo neto de potasio ni hacia el interior ni hacia el exterior de la célula. Al potencial que se mide en este momento se le da el nombre de potencial de equilibrio del ion, en este caso el potasio, y a la suma de las dos f uerzas que actúan sobre el movimiento de un ion hacia el interior o el exterior de la célula se le llama gradiente electroquímico. El potencial de eq uilibrio de c ualquier ion se puede calcular mediante la ec uación de N ernst que determina el potencial en el c ual, a las co ncentraciones intracelulares y extracelulares dadas, no hay flujo neto del ion. Esta ecuación se expresa como: Eion = RT Fz • ln Cext Cint En donde: R = T = F = z = ln = Cext = Cint = constante de los gases temperatura absoluta constante de Faraday valencia del ion logaritmo natural concentración extracelular del ion concentración intracelular del ion 33 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 34 Manual de laboratorio de fisiología Una vez que se sustituyen estas constantes y s e utiliza el logaritmo de bas e 10, la ec uación queda de la siguien te manera para una temperatura de 37°C, con lo que se obtiene el valor en mV: Eion = ± 61 • log Cint Cext Si se calcula el p otencial de eq uilibrio del p otasio con una concentración intracelular de 140 mmol/L y extracelular de 4 mmol/L, valores normales en los líquidos corporales, el Ek es igual a −94 mV. En este caso se multiplica por −61 por tratarse de un io n positivo, y c uando el io n es negativo se multiplica por +61. Si el potencial de membrana en reposo se generara exclusivamente por la diferente distribución de iones potasio a ambos lados de la mem brana, entonces el valor obtenido con la ecuación de Nernst debería ser igual al p otencial de membrana en reposo medido en f orma directa. Sin embargo, cuando se mide el p otencial de membrana en reposo, el valor obtenido es un poco menos negativo que el Ek. Esto se debe a que la membrana celular, aunque poco permeable al sodio, permite el pas o de algunos de est os iones, sobre los cuales tanto el gradiente eléctrico como el gradiente de concentración tienden a meterlos en la célula. La bomba de NaK-ATPasa conduce de nuevo estos iones al exterior, lo cual también contribuye con algo a mantener la negatividad en el interior de la célula, ya que por cada tres iones sodio que saca, sólo introduce a la célula dos iones potasio. El otro ion que se toma en cuenta al considerar el potencial de membrana en reposo es el cloro. A diferencia de sodio y potasio, el cloro tiene carga negativa, por lo que el gradiente eléctrico lo saca de la célula, en tanto que el gradiente de concentración tiende a introducirlo a la célula debido a que su concentración extracelular es mayor que la intracelular. El ECl es muy cercano al potencial de membrana en reposo o sólo unos cuantos mV más negativo, y la membrana celular de las células nerviosas y musculares es permeable al cloro, lo que le permite atravesar la membrana en una u otra dirección en respuesta a pequeñas variaciones en el p otencial de membrana en reposo para estar otra vez en equilibrio con el nuevo valor del potencial de membrana; por ello se dice que los iones cloro se distribuyen en forma “pasiva” a ambos lados de la membrana. Lo importante que debe recordarse en relación con el cloro es que su permeabilidad no se modifica durante el potencial de acción. Según lo anterior, se deduce que para calcular el potencial de membrana en reposo deben considerarse todos los iones que atraviesan la membrana, así como la permeabilidad de ésta; para ello se utiliza la ecuación de campo constante de Goldman, también conocida como ecuación de G oldmanHodgkin-Katz: Emem = −61 • log PK+ [K+int] + PNa+ [Na+int] + PCl− [Cl−ext] PK+ [K+ext] + PNa+ [Na+ext] + PCl− [Cl−int] Para la mayor parte de las mem branas celulares, PK+ es unas 30 v eces mayor que PNa+. El valor de P Cl− es va riable, dependiendo del tipo celular; para la mayor parte de las células se sitúa entre los valores de P K+ y PNa+, pero en algunas células, como las musculoesqueléticas, su valor es superior a PK+. Otra forma de calcular el potencial de membrana en reposo es con la ecuación de conductancia de cable, en la que se considera la conductancia en vez de la permeabilidad. Conviene recordar que conductancia es la r ecíproca de la resistencia y la unidad de medició n es el S iemens (1 S = 1/ohmio); se representa con la letra g c uando se refiere a la conductancia específica de un io n y con la letra G c uando hace referencia a la conductancia total de la membrana. Esta fórmula se expresa de la siguiente manera: Emem = −61 • log (gK+) G EK+ + (gCl−) (gNa+) (gCa++) ENa+ + ECl− + ECa+ G G G La principal diferencia entre la ecuación de Goldman y la de conductancia de cable es que la primera utiliza la permeabilidad y la segunda la conductancia. Estos dos términos se usan con frecuencia como sinónimos; sin embargo, no representan exactamente lo mismo. La permeabilidad depende de la co mposición y estr uctura de la membrana, de su esp esor y del tipo de sustancia química que difunde a través de ella, y se expresa en Henry por metro (H/m); en cambio, la conductancia se refiere a la cantidad de corriente eléctrica que mueve un ion a través de la membrana con una diferencia de potencial eléctrico determinado y su unidad es el Siemens. ACTIVIDADES Para demostrar cómo influye en el potencial de membrana la variación en la concentración intracelular y extracelular de los iones potasio, sodio y cloro, o bien la modificación en su conductancia, se utiliza un programa computacional titulado POTENCIAL DE MEMBRANA, diseñado por el Dr. Michael J. Davis, del Departamento de Fisiología Médica del Texas A&M University System Health Science Center. Si por alguna razón no puede usarse este programa, los problemas que aquí se presentan podrá resolverlos en forma manual utilizando la ecuación correspondiente; incluso, si se cuenta con el programa, es un buen ejercicio calcular los potenciales de equilibrio y de membrana en forma manual y comparar los resultados con los que se obtienen con el programa. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 7 Potencial de membrana en reposo Figura 7.1 U 35 Pantalla de inicio del programa POTENCIAL DE MEMBRANA. Inicio del programa e instrucciones generales Si el programa no se encuentra abierto en la pantalla de la computadora, pulsar en el ícono correspondiente en la pantalla del escritorio; o bien dar clic en el botón Inicio, seleccionar programas, y de la lista que se despliega elegir POTENCIAL DE MEMBRANA. Maximizar la ventana dando clic en el cuadro que se encuentra en la esquina superior derecha. La imagen desplegada debe ser como la que se muestra en la figura 7.1. En la pantalla se muestran tres recuadros del lado izquierdo, en los que se dan los valores de concentraciones extracelular e intracelular y de conductancia de los cuatro principales iones que modifican el potencial de membrana en reposo: Na+, K+, Ca++ y Cl−. El recuadro superior corresponde a la CONCENTRACIÓN EXTRACELULAR (EXTERNAL ION CONCENTRATIONS), el siguiente a la CONCENTRACIÓN INTRACELULAR (INTERNAL ION CONCENTRATIONS) y el inferior a la CONDUCTANCIA PARA CADA ION (IONIC CONDUCTANCES). En el recuadro de la derecha se representa el valor del potencial de membrana (Em) en el lado izquierdo, y con una línea punteada sobre la gráfica. Los potenciales de equilibrio de Na+, K+, Ca++ y Cl− se representan con líneas de diferentes colores; del lado derecho hay un cuadro que permite identificar el color de cada ion. En este recuadro se grafica también la magnitud de Ia fuerza electroquímica que mueve a cada ion (DRIVING FORCE DIAGRAM), que se representa por las flechas verticales que van desde el potencial de equilibrio del ion hasta el potencial de membrana, a mayor longitud mayor fuerza electroquímica. Estas flechas también indican la dirección en la que el ion tiende a moverse: las flechas hacia abajo indican movimiento del ion hacia el interior de la célula y la flecha hacia arriba, el movimiento hacia el exterior. La concentración interna o externa de cada uno de los cuatro iones se puede cambiar deslizando el control correspondiente hacia arriba o abajo, tecleando cantidad en la casilla que esté en la parte superior de este control, o haciendo clic en las flechas hacia arriba o abajo que se encuentran a la izquierda de cada casilla. Los controles horizontales en el recuadro inferior corresponden a la conductancia para cada uno de los cuatro iones y pueden modificarse de la misma manera que la concentración de los mismos. Los valores iniciales que se señalan corresponden a los valores de una neurona motora espinal. Para iniciar el programa presione la flecha que está a la izquierda en la barra de herramientas (→), el programa corre en forma continua y cada vez que se cambia alguno de los parámetros recalcula automáticamente el potencial de equilibrio de ese ion utilizando la ecuación de Nernst, y el potencial de membrana utilizando la ecuación de conductancia de cable. Si se desea volver a los valores originales, dar clic en la barra de herramientas en OPERATE y seleccionar REINITIALIZE ALL TO DEFAULT. La figura 7.1 también servirá como control para detectar los cambios que ocurren cada vez que se hace alguna modificación en la concentración o conductancia de los iones. Nota: Para evitar confusiones al describir los cambios en los potenciales, desígnense como movimiento del potencial hacia el valor cero o alejándose de éste, o bien como aumento de hiperpolarización y no como aumento o disminución del potencial. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 36 Manual de laboratorio de fisiología • Antes de iniciar las modificaciones en la pantalla, calcule el potencial de equilibrio para potasio, sodio y cloro utilizando la ecuación de Nernst, y el potencial de membrana mediante la ecuación de conductancia de cable. La conductancia total se obtiene con la suma de las conductancias individuales. Anote los resultados y compárelos con los mostrados en la pantalla; las diferencias, si las hay, deben ser de decimales, debido al redondeo durante el cálculo. Potencial de equilibrio del potasio: Potencial de equilibrio del sodio: Potencial de equilibrio del cloro: Potencial de membrana: • Observe y explique el efecto de aumentar cinco veces la concentración extracelular de potasio sobre: a) b) c) d) el potencial de equilibrio del potasio (EK) el potencial de equilibrio del sodio (ENa) el potencial de membrana (Em) la fuerza electroquímica que actúa sobre el potasio (representada por las flechas verticales) e) la fuerza electroquímica que actúa sobre el sodio f) la fuerza electroquímica que actúa sobre el cloro • Regrese a los valores iniciales seleccionando REINITIALIZE ALL TO DEFAULT en el menú OPERATE; observe y explique el efecto de aumentar cinco veces la concentración intracelular de sodio sobre: a) el potencial de equilibrio del sodio (ENa) b) el potencial de equilibrio del potasio (EK) c) el potencial de membrana (Em) • Repita el mismo procedimiento después de aumentar la conductancia del sodio gNa a un valor de 3. Explique las diferencias con los resultados previos. a) el potencial de equilibrio del sodio (ENa) b) el potencial de equilibrio del potasio (EK) c) el potencial de membrana (Em) • Explique las diferencias que se observan entre el aumento en la concentración de sodio y lo que ocurrió al aumentar el potasio. • Regrese de nuevo a los valores iniciales y determine el valor de la concentración de sodio intracelular en la que ENa es igual a 0. Explique el resultado. • Determine también el valor de la concentración extracelular de cloro en el que el ECl es igual a 0. Explique el resultado. • Regrese a los valores iniciales, realice cada uno de los siguientes pasos y vuelva al valor inicial de nuevo en cada paso. a) ¿Qué efecto se observa sobre el Em cuando gK aumenta 10 veces? Explique por qué ocurre este efecto. b) ¿Qué efecto se observa sobre el Em cuando gK disminuye? Explique por qué ocurre este efecto. c) ¿Cuál es el efecto sobre el Em cuando gNa aumenta 100 veces? Explique por qué ocurre este efecto. d) ¿Cuál es el efecto sobre el Em cuando gCl aumenta al máximo? Explique por qué ocurre este efecto. e) Coloque la gK = 1, y vea qué ocurre en el Em cuando gCl aumenta. Explique por qué ocurre este efecto. • Regrese a los valores iniciales y cambie sólo la conductancia iónica; encuentre bajo qué condiciones el sodio se mueve hacia afuera de la célula. • Regrese a los valores iniciales y determine los cambios en la conductancia iónica y qué iones producen despolarización. • Regrese a los valores iniciales. Coloque la gCl en su valor mínimo y cambie la gNa hasta que el valor de Em sea igual o cercano a −40 mV. ¿Cuál es el valor de gNa en estas condiciones? ¿Cuál es el valor de la concentración interna del cloro que hace que ECl sea igual al Em? Explique los resultados. • Regrese a los valores iniciales y ahora ajuste el valor de Em en −20 mV cambiando gNa. ¿Cuál es el valor de gNa en estas condiciones? ¿Cuál es el valor de la concentración interna de cloro que hace que ECl sea igual al nuevo Em? • Este procedimiento semeja lo que ocurre con la distribución del cloro cuando se lesiona un axón. ¿Por qué? CONCLUSIONES Escriba los datos que considere relevantes. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 8 Potencial de acción Competencias • Analizar el mecanismo de generación del potencial de acción identificando las corrientes iónicas que se generan y su relación con los períodos refractarios y el fenómeno de acomodación. • Elaborar e interpretar una curva de intensidad-duración. • Analizar el mecanismo por el que las variaciones en la concentración externa de potasio y calcio producen despolarizaciones espontáneas relacionándolo con situaciones clínicas. • Analizar las diferencias entre estímulos catódicos y anódicos, y relacionarlo con su aplicación en la práctica clínica. Revisión de conceptos exterior; como los canales de sodio se abren más rápido que los de potasio, la entrada de sodio es mayor, lo que permite despolarizar la membrana hasta el umbral, si el estím ulo es de suficiente intensidad, y desencadenar la producción de los potenciales de acción. Es importante recordar esta competencia entre el sodio y el p otasio, al aplicar un estímulo, ya que es la bas e de la acomodación. Ésta ocurre cuando el estímulo se aplica lentamente, lo que permite que se abran suficientes canales de potasio para contrarrestar el ef ecto de desp olarización del sodio. En estas condiciones, el potencial de acción requiere un estímulo de mayor intensidad para su producción. Una característica del potencial de acción es la existencia de los p eríodos refractarios absoluto y relativo. Los períodos refractarios protegen a la cél ula de sobreexcitación, pues durante el p eríodo refractario absoluto no es p osible desencadenar otro potencial de acción al aplicar un estímulo, debido a que los canales de sodio se encuentran cerrados y en est ado inactivo. En el p eríodo refractario relativo se puede desencadenar otro potencial de acción al aplicar un estímulo, pero su intensidad debe ser superior a la intensidad requerida cuando la membrana se encuentra en estado de reposo, debido a que el período refractario relativo co- Los tejidos nervioso, muscular y glandular del ser humano se clasifican como excitables, ya q ue su p rincipal característica es la capacidad para responder ante un estímulo con un cambio en la magnitud de su potencial de membrana en reposo, y si el estímulo posee la intensidad suficiente, genera potenciales de acción que son señales electroquímicas que se propagan a todo lo largo de la célula. Los cambios observados en el p otencial de mem brana al aplicar un estímulo, se deben a modificaciones en la conductancia de la mem brana a los io nes, que se producen al abrirse o cer rarse canales específicos, lo que facilita o dificulta la entrada o salida de uno o va rios iones. Los principales iones involucrados en el potencial de acción del tejido nervioso son sodio y potasio. Al aplicar un estímulo de despolarización se abren canales de sodio, éste entra a la célula movido por la fuerza electroquímica y acerca el potencial de membrana al um bral. La entrada de s odio afecta el mo vimiento de potasio al volver positivo el interior de la cél ula, ya que las cargas positivas del sodio repelen al potasio y lo mueven hacia el ext erior, lo que tiende a lle var el potencial de membrana hacia la negatividad. De manera que al aplicar un estímulo aumenta la conductancia de la membrana para el sodio y lo lleva hacia el interior, y al potasio lo conduce al 37 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 38 Manual de laboratorio de fisiología rresponde a la fase de hiperpolarización del potencial de acción, por lo que la despolarización necesaria para alcanzar el umbral es mayor. Por ello, los períodos refractarios determinan la frecuencia máxima de p roducción de potenciales de acción de la célula. La excitabilidad de una célula, que es su capacidad para responder a un estímulo, se modifica por las variaciones en la concentración extracelular de potasio y calcio. Cuando la concentración extracelular de p otasio aumenta, se modifican el potencial de equilibrio del potasio y el potencial de la membrana en reposo, y disminuye el gradiente de concentración de potasio, lo que ocasiona que la célula se despolarice y por lo tanto sea más excitable. En el caso del calcio, el mecanismo por el que se modifica la excitabilidad es diferente; los canales de sodio tienen cargas negativas que atraen al sodio y permiten su paso a través de ellos, pero también ejercen atracción sobre otros cationes, como el calcio, que debido a su tamaño no puede pasar por los canales de sodio pero permanece en el exterior de la membrana junto a los canales, produciendo bloqueo parcial, de manera que cuando la cantidad de calcio extracelular disminuye, este bloqueo también lo hace y es más fácil q ue el sodio atraviese la membrana, lo que hace a la célula más fácilmente excitable. Ocurre lo contrario cuando el calcio extracelular aumenta. Es necesario hacer un pa r de observaciones en relación con los estímulos, que se definen como todo aquello capaz de modificar el p otencial de mem brana; dependiendo de la dirección de est a modificación, se clasifican en desp olarizantes o ex citadores e hi perpolarizantes o inhib idores. Por otro lado, no t odos los estím ulos despolarizantes son capaces de llevar potencial de membrana hasta el umbral y producir potenciales de acción; aquellos que sí lo logra n se clasifican como estímulos umbral, y los q ue no llega n son estímulos subumbral. En otra clasificación, se menciona estímulo máximo para definir a aquel que produce la máxima respuesta posible y estímulo supramáximo al que tiene una intensidad 50% superior al estímulo máximo; éstos se utilizan para asegurar la máxima respuesta. ACTIVIDADES Para demostrar las propiedades fisiológicas del potencial de acción se utiliza un programa computacional titulado POTENCIAL DE ACCIÓN, diseñado por el Dr. Michael J. Davis, del Departamento de Fisiología Médica del Texas A&M University System Health Science Center. Si por alguna razón no se puede utilizar este programa, los problemas que aquí se presentan pueden resolverse utilizando los conocimientos básicos sobre la producción de potenciales de acción. U Inicio del programa e instrucciones generales Si el programa no se encuentra abierto en la pantalla de su computadora, dar clic al ícono correspondiente en la pantalla del escritorio, o bien dar clic al botón Inicio, seleccionar programas, y de la lista que se despliega elegir POTENCIAL DE ACCIÓN. Maximizar la ventana dando clic en el cuadro que se encuentra en la esquina superior derecha. La imagen desplegada debe ser como la que se muestra en la figura 8.1. En el lado izquierdo de la pantalla se observan tres recuadros; en el superior se dan los valores de las CONCENTRACIONES EXTERNAS de sodio, potasio y calcio (EXTERNAL IONIC CONCENTRATIONS) y en el segundo las CONCENTRACIONES INTERNAS (INTERNAL IONIC CONCENTRATIONS). En ambos casos los valores pueden modificarse deslizando el control, tecleando un nuevo valor en la casilla correspondiente o presionando las flechas hacia arriba y abajo, a la izquierda de esta casilla. Inmediatamente debajo de las concentraciones internas están los valores del potencial de equilibrio de cada ion: ENa+, EK+ y ECl−, los cuales se calculan automáticamente al modificar los valores de los iones. En el recuadro inferior se señalan los PARÁMETROS DE ESTIMULACIÓN (STIMULUS PARAMETERS), que son la AMPLITUD (AMPLITUDE) en miliamperios (mA); la DURACIÓN (DURATION) en milisegundos y el momento en el que se aplica el estímulo (START), es decir, el tiempo que transcurre antes que el estimulador envíe el estímulo. Nótese que hay dos estimuladores, y por tanto se pueden aplicar dos estímulos (PULSE 1 y PULSE 2). El switch para seleccionar uno o dos estímulos se encuentra a la derecha de este cuadro (1 PULSE o 2 PULSES). En este sitio también hay un switch para seleccionar si el estímulo se aplica como un pulso cuadrado (PULSES) o en forma de rampa (RAMP). Arriba de este switch se señala el valor del potencial de membrana en reposo (Erest). Éste se calcula automáticamente al hacer modificaciones en las concentraciones de los iones. Del lado derecho hay cuatro gráficas que representan, de arriba hacia abajo, el potencial de membrana (Em), la conductancia para sodio y potasio (gNa, gK), la corriente que atraviesa la membrana (iMem) y el estímulo que se aplica (iStim). Un botón al lado de la gráfica para la corriente de la membrana permite seleccionar entre la corriente total (iTot), la corriente del sodio (iNa) y la corriente del potasio (iK). Para iniciar el programa presione la flecha que está a la izquierda en la barra de herramientas (→), el programa corre en forma continua, y cada vez que cambia alguno de los parámetros, recalcula automáticamente el potencial de equilibrio de ese ion, el potencial de membrana en reposo y modifica las gráficas. Para volver a los valores originales seleccione REINITIALIZE ALL TO DEFAULT en el menú OPERATE. U Umbral Este ejercicio permite ilustrar la propiedad de todo o nada del potencial de acción. Inicie el programa presionando la flecha de la Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 8 Potencial de acción + AP7x.vi File Edit Operate Windows Properties of the Action Potential -External Ionic Concentrations- Nao (mM) Ko (mM) 150 150 100 Cao (mM) 70 1.5 50 4.7 50.0 20 25.0 10 0.0 0 0 25 Em (mV) Nai (mM) Ki (mM) 15 150 200 1000 100 0 0 0 ENa 0 EK –75 –90 Cai (nM) 150 100 150 30 gNa, gK (mmho/cm2) 500 0 Pulse2 Amplitude 1 Amplitude 2 15 Duration 2 15 15 Start 2 15 Erest 0.0 15 15 ramp pulse 10 iStim (ma/cm2) • • • 0 0 5 10 15 20 25 30 32 Time (ms) Pantalla de inicio del programa POTENCIAL DE ACCIÓN. parte superior izquierda o bien seleccionando RUN en el menú OPERATE. Con el switch del estimulador en 1 PULSE y en PULSES, seleccione los parámetros de estimulación como sigue: duración 1 = 1 ms, Start 1 = 4 ms, la amplitud 1; vaya incrementando desde el valor inicial de cero hasta que aparezca el potencial de acción. • 5 –5 1 pulse 2 pulses Figura 8.1 • iTot 0 –2 Duration 1 Start 1 10 2 iMem (ma/cm2) -Stimulus Parameters- Pulse1/Ramp 20 0 0 ECa 0 –25 –50 -Internal Ionic Concentrations- • • • • • • 39 ¿Cuál es el valor umbral encontrado? ¿En qué unidades se mide el potencial de membrana? ¿En qué unidades se mide la conductancia? ¿En qué unidades se mide la corriente a través de la membrana? ¿En qué unidades se mide la intensidad del estímulo? ¿Qué nombre recibe la corriente que aparece antes que se produzca el potencial de acción? ¿Cómo se modifica la conductancia al sodio y al potasio antes que aparezca el potencial de acción y una vez que el potencial de acción se genera? Para ver cómo es la conductancia antes que se inicie el potencial de acción, regrese al valor de intensidad previo a la aparición del potencial de acción. ¿Cuál es la diferencia entre la corriente total a través de la membrana (iTot) y las corrientes de sodio (iNa) y potasio (iK) cuando se produce el potencial de acción? ¿Por qué tienen diferente dirección las corrientes de sodio y potasio? ¿Qué dirección tiene la corriente total (iTot), hacia adentro o hacia afuera? ¿Por qué? Relacione las diferentes fases del potencial de acción con la conductancia de sodio y potasio y describa cómo se encuentran los canales en cada fase. Reposo: Despolarización: Repolarización: Hiperpolarización: • ¿Qué ocurre si continúa aumentando la intensidad del estímulo? ¿Se modifica la amplitud del potencial de acción? Explique por qué. • Coloque la amplitud del estímulo en 5 y disminuya de manera progresiva la concentración extracelular de sodio. Describa y explique los efectos sobre Emem, ENa, iNa e iK. • ¿Cuál es el valor de ENa a partir del cual se modifica la amplitud del potencial de acción? • ¿Cómo se relacionan el ENa y la amplitud máxima del potencial de acción a partir de este valor? Explique este resultado. • Regrese a los valores iniciales y ponga en amplitud el valor umbral del estímulo. Cambie la duración del estímulo a 0.5 ms, note que el potencial de acción ya no se genera, pero Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 40 Manual de laboratorio de fisiología vuelve a aparecer si se aumenta la intensidad del estímulo; esto indica que a menor intensidad del estímulo su duración debe ser mayor, y viceversa. • Encuentre la amplitud del estímulo necesaria para generar un potencial de acción con las siguientes duraciones (los valores menores de 0.5 ms deben teclearse directo en la casilla): Duración (ms) Amplitud (mA) 0.2 0.5 1.0 1.5 2.0 2.5 3.0 • Grafique los valores que se obtuvieron en una curva de intensidad-duración y obtenga los valores de rebase, tiempo de utilización y cronaxia. • El mecanismo que explica estas diferencias es el de acomodación; explíquelo y relaciónelo con los resultados obtenidos. U • Regrese a los valores iniciales y seleccione los siguientes parámetros de estimulación: duración 1 = 1 ms, duración 2 = 1 ms, start 1 = 4 ms, start 2 = 20 ms; coloque el switch para seleccionar el número de estímulos en 2 pulsos y establezca la amplitud 1 y la amplitud 2 con el valor umbral obtenido en el primer ejercicio. • Compare los dos potenciales de acción que se producen. ¿Son iguales? • Ahora coloque start 2 = 11 ms; ¿qué ocurre con el segundo potencial de acción? Explique este resultado. • Aumente progresivamente el valor de start 2 hasta que aparezca otro potencial de acción. ¿Cuál es el valor de start 2 en este punto? • Calcule la frecuencia máxima de disparo de esta célula tomando en cuenta el tiempo necesario que debe separar a los dos estímulos para que se produzcan dos potenciales de acción: Hz. • Coloque de nuevo el valor de start 2 en 11 ms y aumente la amplitud 2 hasta que se produzca el segundo potencial de acción. ¿Cuál es el valor de la amplitud del estímulo? • ¿Los dos potenciales que se producen son iguales o diferentes? Explique este resultado. • Coloque start 2 en 10 ms. ¿Cuál es el valor de amplitud 2 que se requiere para producir el segundo potencial de acción? • ¿Por qué este valor es diferente al obtenido en el ejercicio anterior? U U Acomodación • Regrese a los valores iniciales, seleccione una duración del estímulo de 15 ms y encuentre la amplitud a la que se genera el potencial de acción. • Mantenga estos parámetros, pero coloque el switch que selecciona el tipo de estímulo en rampa (RAMP), note cómo se modifica la forma del estímulo en la gráfica inferior. ¿Qué ocurre con el potencial de acción y por qué? • Con estos mismos parámetros aumente progresivamente la intensidad del estímulo hasta que se produzca de nuevo el potencial de acción, ¿cuál es la intensidad requerida? • ¿Es igual la forma del potencial de acción a la que se obtuvo con la aplicación del estímulo cuadrado? Mueva el switch de PULSE a RAMP para ver las diferencias. Describa y explique las diferencias que encuentre. Períodos refractarios Despolarización espontánea • Regrese a los valores iniciales. Mantenga la amplitud 1 = 0 y aumente progresivamente la concentración externa de potasio hasta que se produzca un potencial de acción. ¿Cuál es el valor de la concentración externa de potasio en este punto? • ¿Cómo es el potencial de acción comparado con el obtenido en el primer ejercicio que hizo para obtener el valor umbral? • ¿Cuál es el valor del potencial de membrana en reposo en este punto? • ¿Cuál es el valor del potencial de equilibrio del potasio en este punto? • Continúe aumentando la concentración externa de potasio hasta un valor cercano a los 18 mM. ¿Qué ocurre? • ¿Cuál es el valor del potencial de membrana en reposo y del potencial de equilibrio del potasio en este punto? • Explique por qué se produce un potencial de acción si no hay estímulo. U Variaciones en la concentración externa de calcio • Regrese a los valores iniciales. Incremente la amplitud 1 hasta 2 mA; este estímulo produce una despolarización subumbral sin llegar a generar un potencial de acción. Ahora vea lo que Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 8 Potencial de acción ocurre al disminuir progresivamente la concentración externa del calcio desde 1.5 a 0.4 mM. Explique este efecto. • ¿Qué ocurre si disminuye la concentración externa de calcio hasta 0.2 mM? Explique el resultado. U Estimulación anódica • Regrese a los valores iniciales. En los ejercicios anteriores se aplicó siempre un estímulo catódico, que es despolarizante; 41 ahora se verá lo que ocurre al aplicar un estímulo anódico. Disminuya progresivamente el valor de amplitud 1 a valores negativos. Describa y explique los cambios que se observan en el potencial de membrana con este tipo de estímulo. • ¿Este tipo de estímulo es excitador o inhibidor? ¿Por qué? • Continúe aplicando un estímulo anódico hasta llegar a un valor mayor a −16 mA. Con este valor se produce un potencial de acción, efecto que se llama interrupción anódica (anodal break). Explique las posibles causas de este efecto. CONCLUSIONES Escriba los datos que considere relevantes. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 9 Sinapsis química Competencias • Analizar el mecanismo de la sinapsis química neuronal. • Analizar el mecanismo de las sumaciones espacial y temporal relacionándolas con las constantes de tiempo y de longitud, y su efecto sobre la transmisión sináptica. • Analizar el mecanismo de inhibición presináptica y compararlo con el de inhibición postsináptica. Revisión de conceptos que utiliza óxido nítrico como neurotransmisor. En este caso el neurotransmisor no se almacena en vesículas, no se libera por exocitosis y tampoco se une a un receptor en la membrana celular de la célula postsináptica. Es necesario que se generen potenciales de acción para que la información que llega a la célula postsináptica se propague en ella. C omo un p otencial postsináptico excitador único es inca paz de p roducir despolarización de suficiente magnitud para llevar el potencial de membrana hasta el umbral y generar un potencial de acción, se requiere la suma de varios potenciales para llegar al umbral. Esta sumación puede ser temporal; por ejemplo, cuando en una misma sinapsis se producen varios potenciales postsinápticos con un intervalo muy corto entre ellos. La otra forma de sumación es la espacial; en est e caso los p otenciales ocurren al mismo tiem po, pero en botones sinápticos distintos y las corrientes se suman al viajar por el soma neuronal para llegar al cono axónico y producir el p otencial de acción. Los dos tipos de sumación ocurren al mismo tiem po y su ef ecto es modificado por las constantes de tiempo y de lo ngitud, cuyo valor depende de las características de la membrana en la célula postsináptica. La constante de tiempo se define como el tiempo necesario para que una célula a la que se inyecta corriente eléctrica tenga un valor 37% menor que el voltaje máximo que alcanza (figura 9.1). Se representa como τ = 1/e, donde e es el número neperiano con valor de 2.72. E l valor de la co nstante de tiempo depende de las características de la membrana, como La transmisión de información de una célula a otra se lleva a cabo mediante la sinapsis, que puede ser química o eléctrica. El flujo de corriente iónica en la sinapsis eléctrica ocurre por uniones en hendidura entre células adyacentes, por ejemplo, entre células de músculo liso y entre células miocárdicas. En el sistema nervioso, las sinapsis eléctricas son raras; el tipo de sinapsis predominante es la q uímica. En la sina psis química, las células participantes no establecen contacto directo y por ello s e denominan uniones funcionales. La comunicación entre las células presináptica y postsináptica en este tipo de sinapsis ocurre por un mediador químico que recibe el nombre de neurotransmisor. Este neurotransmisor se sintetiza y almacena en las terminaciones nerviosas de la célula presináptica. Los canales de calcio r egulados por voltaje se abren cuando un potencial de acción llega a la t erminal sináptica, lo que permite la entrada de calcio a la cél ula, el cual moviliza las v esículas con el neurotransmisor para que se unan a la membrana y éste se libere por exocitosis a la hendid ura sináptica. Una vez que el neur otransmisor se encuentra en la hendidura, que mide alrededor de 20 nm, s e difunde hasta alcanzar la membrana postsináptica, donde se une al receptor, modifica la conductancia para uno o va rios iones y genera un potencial postsináptico que puede ser excitador (despolarización) o inhibidor (hiperpolarización). Aunque esta es la secuencia de hechos en la mayor parte de las sinapsis químicas, se observan variaciones, como en la 43 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Manual de laboratorio de fisiología Corriente I Potencial E Corriente 44 Pulso de corriente t Célula 37% Potencial electrónico 0 Figura 9.1 50 100% 150 ms 100 Constante de tiempo. resistencia (Rm) y capacitancia (Cm). A mayor resistencia se requiere más tiempo para despolarizar la membrana, y a mayor capacitancia se necesita más tiempo para descargar el condensador de la membrana; por lo tanto: t = RmCm. El valor de esta constante varía entre 5 y 50 ms en las diferentes células. La constante de lo ngitud tiene im portancia particular en porciones alargadas de la cél ula como los ax ones. Esta constante corresponde a la distancia que recorre la corriente desde el sitio de inyección hasta el sitio en que el valor del potencial es igual a 37% del p otencial máximo (figura 9.2). Se representa como λ = 1/e. Su valor, que depende de la resistencia de la mem brana (R0) y de la r esistencia interna de la célula (Ri), es mayor cuando la resistencia de la membrana es alta y la r esistencia interna es baja, de manera que la corriente fluye por el sitio de menor resistencia; esta situación se presenta en los axones gruesos y por tanto λ = √ Rn/Ri. Su valor varía entre 0.1 y 5 mm en las diferentes células. Cada sinapsis constituye información que llega a la neurona postsináptica; la función de esta neurona es integrarla I 0% Potencial E para dar una respuesta, que consiste en la p roducción o no de potenciales de acción, la cual depende de que la suma de la corriente de los p otenciales postsinápticos que alcanzó el cono axónico llegue o no al um bral. En consecuencia, la neurona postsináptica integra la información contenida en los cientos de sinapsis que ocurren en ella. No todos los potenciales postsinápticos son iguales: algunos son excitadores (PEPS), en tanto que otros son inhibidores (PIPS). Además, no todos los potenciales son de la misma magnitud y el flujo de la corriente electrotónica de cada uno de ellos se enfrenta a diferentes constantes de tiem po y lo ngitud. Por ejemplo, la constante de longitud es menor en una sinapsis que ocurre en la porción distal de una dendrita en comparación con la de una sinapsis en el s oma. Por último, la respuesta de la neurona depende de que la corriente que llegue al cono axónico tenga la magnitud suficiente para llevar el potencial al umbral; en este caso se producen potenciales de acción cuyo número está en función del tiempo que el potencial permanezca por arriba del umbral. E5 E2.5 E0 Fibra muscular 2.5 mm 2.5 mm I0 I5 I2.5 Cambio de potencial tras un pulso largo de corriente Emáx E0 E2.5 E5 0 1 2 3 4 5 6 mm I = Distancia del electrodo de corriente Figura 9.2 Constante de longitud. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 9 Sinapsis química 45 ACTIVIDADES Para demostrar las propiedades fisiológicas de una sinapsis química neuronal se utiliza un programa computacional titulado Sinapsis, diseñado por el doctor Michael J. Davis, del Departamento de Fisiología Médica del Texas A&M University System Health Science Center. Si por alguna razón resulta imposible emplear este programa, los problemas que aquí se presentan pueden resolverse con base en los conocimientos básicos del funcionamiento de una sinapsis química. U Inicio del programa e instrucciones generales Si el programa no está abierto en la pantalla de la computadora, dar clic en el ícono correspondiente en la pantalla del escritorio, o bien, dar clic al botón de Inicio y seleccionar “Programas” de la lista que se despliega, hasta elegir “Sinapsis”. Ampliar al máximo la ventana mediante clic en el cuadro que se encuentra en la esquina superior derecha. La imagen desplegada debe ser como la que se muestra en la figura 9.3. + Del lado izquierdo de la pantalla que se despliega aparece un cuadro con el esquema animado de dos neuronas presinápticas (A y B) y una neurona postsináptica (C); en esta última está colocado, cerca del cono axónico, el electrodo para registrar los cambios en el potencial de membrana. En este modelo, las dos neuronas presinápticas se estimulan mediante la aplicación de estímulos eléctricos de intensidad suficiente para que cada uno genere un potencial de acción, que viaja por el axón y llega a la terminal sináptica para liberar el neurotransmisor. Debe notarse que el estimulador no se muestra en el esquema. Los valores iniciales se han establecido para que, al correr el programa, la célula presináptica A se estimule con un pulso a la frecuencia de disparo más baja, que es 1. Para correr el programa, presione la flecha que está en la parte superior izquierda (→) o seleccione RUN en el menú OPERATE. Si presiona el botón con dos flechas que se halla a la derecha de la flecha que inicia el programa, éste corre de manera continua; para detenerlo, presione el botón STOP que está a la derecha del anterior, y para regresar a los valores iniciales, detenga el programa y seleccione REINITIALIZE ALL TO DEFAULT en el menú OPERATE. SYN3PR2.VI File Edit Operate Windows Synapse Physiology Computer Laboratory A –55 C Em of Cell C B Cell A Status Firing rate Pulse Delay Conductance –60 –65 Cell B fire silent 1 1 1.0 1.0 K+Na K+Na Cell C General # Pulses 1 –70 A B –75 0 2 4 06 10 Time (ms) Wiring A-> Time constant 0.4 Remember Previous Trace Length constant 1.0 Display Speed Figura 9.3 8 Pantalla de inicio del programa SINAPSIS. Descargado por JM Occupational ([email protected]) off 3 lOMoARcPSD|24440723 46 Manual de laboratorio de fisiología Corra el programa y utilice estos tres botones para observar su funcionamiento. Debajo del esquema de la sinapsis neuronal se encuentran los controles que permiten modificar en forma independiente los parámetros de estimulación de las dos neuronas presinápticas: 1. Status. Indica si la neurona está enviando estímulos (Fire) o si se encuentra inactiva (Silent). 2. Firing rate. Es la frecuencia con la que se aplican estímulos sucesivos; la mínima posible es 1 y la máxima, 10. 3. Pulse delay. Es el tiempo que separa el estímulo de la neurona A del estímulo generado en la neurona B. 4. Conductance. Selecciona el ion o iones para los cuales el neurotransmisor modifica la conductancia en la célula postsináptica. Los controles de las propiedades de la neurona postsináptica incluyen: 1. Constante de tiempo (Time constant). Es el tiempo que tarda el potencial de membrana en tener 37% menos del voltaje máximo que alcanza. 2. Constante de longitud (Length constant). Es la que recorre el potencial antes de alcanzar 37% del voltaje máximo inicial. También hay dos controles generales: 1. Número de pulsos (# pulses). Es el número de estímulos que se aplican a las neuronas presinápticas. 2. Conexión (Wiring). Establece con cuál neurona hace sinapsis la neurona A; puede ser la B o la C. Del lado derecho de la pantalla se grafican los cambios en el potencial de membrana (Em) de la célula C a partir de un potencial de reposo de –70 mV. Una línea punteada señala el valor umbral en –60 mV. En la parte inferior de la misma gráfica aparecen los estímulos que se aplican. En este caso cada estímulo aplicado a las neuronas presinápticas representa un potencial de acción que llega al botón sináptico y libera neurotransmisor. Debajo de esta gráfica se hallan dos controles adicionales: 1. Mantener el registro anterior (Remember previous trace). Si se activa (ON), los trazos obtenidos no se borran y pueden compararse trazos consecutivos. 2. Velocidad de la pantalla (Display speed). Permite disminuir la velocidad a la que se dibuja la respuesta; esto puede ser útil en computadoras muy rápidas. U Note que el potencial generado se caracteriza por un ascenso rápido y un descenso más lento. ¿Por qué ocurre esto? Aumente el número de pulsos a 4 (# pulses) y observe el resultado. Advierta que aparecen cuatro estímulos y cuatro potenciales independientes. A continuación incremente la frecuencia de disparo (Firing rate) de uno en uno hasta un valor de 9; puede poner Recordar el trazo anterior (Remember previous trace) en ON para observar los cambios entre estímulos. Observe cómo se modifican el potencial y la distancia entre los estímulos. Dibuje la respuesta observada, que corresponde a la sumación temporal. ¿Qué amplitud alcanza el potencial de excitación postsináptimV. co con la frecuencia de disparo de 9? Explique en qué consiste la sumación temporal. En tanto mantiene la frecuencia de disparo en 9, aumente el número de pulsos (# pulses) de uno en uno. Observe qué ocurre con el potencial de membrana y determine el número de pulsos necepulsos. sarios para llegar al valor umbral: ¿Qué debería ocurrir una vez que el potencial de membrana llegue al valor umbral? La siguiente actividad muestra por qué no se observa la respuesta esperada. Sumación temporal En esta actividad se demuestra cómo la estimulación de una sola célula presináptica genera potenciales postsinápticos que se suman en el tiempo. Inicie con los valores originales (REINITIALIZE ALL TO DEFAULT) y seleccione estimulación (Fire) para la neurona A. Comience el programa presionando la flecha de la parte superior izquierda o seleccionando RUN del menú OPERATE. Observe cómo se dibuja el cambio en el potencial de membrana en la gráfica, junto con el estímulo que se aplicó. ¿Qué nombre recibe este potencial? ¿Cuáles son las características de este tipo de potencial postsináptico? U Efecto de la constante de tiempo sobre la sumación temporal Sin modificar los parámetros, frecuencia de descarga de 9 y número de pulsos necesarios para llevar el potencial al umbral, cambie la constante de tiempo de 0.4 a 0.5 y corra el programa. ¿Qué ocurre? Describa y explique el efecto. Para ver los efectos de la constante de tiempo sobre los potenciales postsinápticos aislados, vuelva a los valores originales (REINITIALIZE ALL TO DEFAULT) y cambie la constante de tiempo. Observe los cambios; puede activar REMEMBER PREVIOUS TRACE para mayor comparación. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 9 Sinapsis química ¿Cómo modifican la magnitud del potencial postsináptico los cambios en la constante de tiempo? U 47 Efecto de las variaciones en la constante de longitud sobre la sumación espacial Regrese a los valores originales y compare los potenciales postsinápticos que se obtienen al modificar de manera progresiva la constante de longitud de 1 a 0.1. ¿Cómo se modifica la duración del potencial postsináptico al cambiar la constante de tiempo y qué significa? Explique por qué disminuye la magnitud del potencial postsináptico. Defina constante de tiempo. Coloque el número de pulsos en 3 y la frecuencia de descarga de A en 9, y compare la magnitud del potencial postsináptico cuando la constante de longitud es 1 y cuando es 0.1. U Explique por qué la magnitud es distinta al variar la constante de longitud. Sumación espacial En esta actividad se demuestra cómo se suman las sinapsis que ocurren en diferentes lugares. Regrese a los valores originales y encienda RECORDAR EL TRAZO ANTERIOR para comparar los potenciales postsinápticos que se producen cuando la neurona A se estimula sola y cuando las neuronas A y B se estimulan al mismo tiempo. Estimule primero sólo la neurona A (A = Fire). ¿Cuál es el voltaje mV. del potencial? Ahora estimule A y B (A y B = Fire). ¿Cuál es el voltaje del potenmV. cial? Para observar con más claridad cómo ocurre la sumación espacial, aumente el retraso (Delay) de la célula B a 1.4. ¿Cuál es ahora el mV. voltaje de la respuesta? Explique por qué son diferentes las magnitudes de los potenciales postsinápticos obtenidos en las tres situaciones anteriores. Incremente el retraso (Delay) de la célula B y observe la respuesta. ¿Con qué valor de retraso no hay sumación? U Combinación de sumación espacial y temporal Regrese a los valores originales y seleccione A = Fire, # pulses = 5 y Firing rate de A = 8. Esto significa que la neurona A se estimulará con cinco pulsos a una frecuencia de 8. Corra el programa. ¿Cuál es la amplitud máxima del potencial excitador postsináptico (PEPS)? mV. ¿Qué tipo de sumación ocurre? Estimule ahora también a la célula B a una frecuencia de 5 (B = Fire, Firing rate = 5). ¿Cuál es la amplitud máxima del PEPS? mV. ¿Qué tipo de sumación se presenta? Explique en qué consiste la sumación temporal. Identifique semejanzas y diferencias entre las sumaciones temporal y espacial. Incremente en forma progresiva la frecuencia de estimulación de la célula B y observe la respuesta. ¿A qué frecuencia se llega al umbral y se produce un potencial de acción? Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 48 Manual de laboratorio de fisiología Mantenga estos parámetros y aumente el retraso de estimulación de la célula B (Delay) a 1.2. ¿Qué ocurre? Para observar otro ejemplo de interacción entre sumación espacial y temporal regrese a los valores originales y seleccione: A = Fire, B = Silent, Firing rate de A = 9, # pulses = 5, constante de tiempo = 0.6. Corra el programa. El potencial no llega al umbral, pero si se suma un solo potencial más de la célula B, se alcanza el potencial. Seleccione B Fire y corra el programa para ver este efecto. Este ejemplo muestra que la célula B funciona como una especie de interruptor de encendido o apagado que controla si la información de la célula A pasa a la célula B o no lo hace. Explique la importancia de las sumaciones espacial y temporal, y de las constantes de tiempo y longitud, en la transmisión de información sináptica. ¿Cómo se explica este resultado? Cambie enseguida la conductancia que se modifica a la del cloro mV. y aplique el estímulo. ¿Cuál es la magnitud del PEPS? ¿Por qué ocurre esta respuesta con el cloro? A continuación cambie la conductancia que se modifica a K y Cl, y aplique un estímulo. ¿Cuál es la magnitud del potencial? mV. Cambie la conductancia a la del K solo y estimule. ¿Cuál es la magnitud del potencial? mV. ¿Qué nombre reciben estos potenciales negativos? U Efecto de variar la conductancia a diferentes iones en la célula postsináptica (variación en el neurotransmisor o en el tipo de receptor) La conductancia a diferentes iones en la célula postsináptica se modifica de acuerdo con el neurotransmisor y el receptor al que éste se une. Esta actividad ejemplifica lo que ocurre según la conductancia que se modifica. Para observar mejor los cambios es recomendable correr el programa en forma continua: dé clic en el botón con las dos flechas que se encuentran en la parte superior izquierda de la barra de herramientas. Regrese a los valores originales. Note que la conductancia que varía es la de Na y K. Aplique un estímulo y mida la magnitud del mV. potencial obtenido. Escriba un ejemplo de neurotransmisor cuya acción consista en modificar la conductancia de sodio y potasio. ¿Por qué se produce despolarización a pesar de que hay salida de potasio? Si el potencial de membrana no se modifica al aumentar la conductancia al cloro, ¿por qué la amplitud del potencial inhibidor postsináptico (PIPS) es menor cuando se incrementa la conductancia al K y el Cl que cuando se aumenta sólo para el K? ¿Cómo se llama este tipo de inhibición? U Inhibición presináptica Para ejemplificar este tipo de inhibición se requiere cambiar la forma en la que las tres neuronas estén interconectadas. Regrese a los valores iniciales y cambie conexión (Wiring) a A > B. El dibujo se modifica y ahora la neurona A hace sinapsis con la neurona B. Corra el programa y explique la respuesta que se obtiene con este nuevo arreglo. Estimule la célula B, no la A; para ello seleccione A = Silent y B = Fire. Explique la respuesta que observa y anote la magnitud mV. del potencial de membrana. Aplique ahora un estímulo a las dos células (A y B) (A = Fire y mV. B = Fire). Escriba la magnitud de la respuesta. ¿Cómo es la magnitud de la respuesta en relación con la obtenida cuando sólo se estimula B y por qué ocurre este cambio? Para ver el efecto del potasio sobre el potencial postsináptico cambie la conductancia que se modifica a la del Na solo y compare la magnitud del potencial postsináptico que se produce con el valor mV. obtenido en el caso anterior. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 9 Sinapsis química Con estos mismos parámetros aumente de manera progresiva el retraso de estimulación de B (Delay) hasta un valor de 3. Describa y explique los cambios en el potencial postsináptico. CONCLUSIONES Escriba los datos que considere relevantes. Descargado por JM Occupational ([email protected]) 49 lOMoARcPSD|24440723 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 10 Estimulador, electrodos, transductores y sistemas de registro Competencias • Analizar los diferentes tipos de estímulos eléctricos y sus aplicaciones en medicina. • Utilizar el estimulador para generar estímulos eléctricos de acuerdo con parámetros predeterminados de tipo y número de estímulos, intensidad, duración y frecuencia. • Interpretar los símbolos que aparecen en los estimuladores para identificar los que pueden utilizarse en el ser humano. • Clasificar los electrodos en monopolares y bipolares, y comparar el tipo de registro que se obtiene con cada uno de ellos. Revisión de conceptos Todas las células vivas poseen un potencial electroquímico entre la parte interna y la ext erna de la mem brana celular, que recibe el no mbre de p otencial de mem brana en r eposo o sim plemente potencial de mem brana. Este potencial de membrana puede modificarse mediante la aplicación de estímulo eléctrico, mecánico o químico en las células que se conocen como excitables (nerviosas, musculares y glandulares). Cuando el estímulo aplicado a una célula excitable es de suficiente intensidad para llevar el p otencial de membrana en reposo hasta el potencial umbral, se generan potenciales propagados que se llaman potenciales de acción, y mediante ellos se modifica la función celular o se transmite información a otras células. En el medio experimental, los estímulos que más se utilizan para el estudio de los tejidos excitables son los eléctricos; se generan mediante un estimulador y pueden adquirir diferentes formas (figura 10.1): cuadrados, en rampa, en rampa sinusoidal, en ra mpa de v oltaje variable, compuestos, etc. Los que más se emplean son los pulsos cuadrados. El tipo de estimulador que se usa en fisiología evolucionó con el paso del tiempo. Al principio se recurría a estimuladores de bulbos, después de transistores y en la actualidad se recurre a la tecnología electrónica más avanzada para fa- bricar estimuladores de mayor precisión que puedan controlarse mediante la computadora. Para utilizar un estimulador en humanos debe tenerse la seguridad de que el equipo se diseñó y aprobó para ello, por- Figura 10.1 Diferentes tipos de estímulos generados con el equipo Power Lab y registrados en la computadora con el programa Chart 5. 51 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 52 Manual de laboratorio de fisiología que los requisitos de seguridad son distintos a los de o tros estimuladores. En g eneral, el eq uipo electrónico aprobado para empleo en h umanos lo esp ecifica mediante símbolos visibles en la pa rte frontal. El equipo Power Lab de ADInstruments, en el que se basan las prácticas de este manual, usa los siguientes: Protección corporal. Este símbolo significa que el equipo puede conectarse directo al cuerpo, siempre y cuando no se establezca una conexión directa al corazón. Protección cardíaca. Este símbolo denota que el equipo puede conectarse directo al cuerpo, aun cuando se establezca una co nexión eléctrica directa al corazón. Por lo t anto, cada vez que se vaya a us ar equipo con seres humanos, verifíquese que fue diseñado para ello. La figura 10.2 presenta un estimulador para empleo en humanos con el signo de protección corporal visible al frente. Los estimuladores son de muy diversos tipos, pero todos comparten la posibilidad de establecer los parámetros básicos del estímulo: intensidad, duración y frecuencia. Además de estos parámetros y de acuerdo con el estimulador, pueden establecerse algunos más, co mo número de estím ulos, duración de la estim ulación, estímulos sencillos, dobles o en trenes, entre otros. La intensidad del estímulo se establece en amperios o en voltios, por lo general en mV y mA, s egún el equipo y los fines que se persiguen. La duración representa el tiempo que el estímulo persiste, es decir , cuánto dura la a plicación del voltaje o a mperaje seleccionado; las d uraciones que se usan más a menudo se miden en milisegundos (ms). La frecuencia constituye las veces que se aplica el estímulo por segundo y se mide en H z. Para obtener una misma r espuesta, la duración y la in tensidad del estímulo varían en relación inversa; esto quiere decir que si la intensidad se aumenta, la duración debe disminuirse, y vice versa. Esta relación se observa con claridad mediante una c urva de in tensidad-duración, como la que se realizó en la p ráctica 8. Asimismo, al est ablecer la frecuencia, debe considerarse la duración del estímulo, pues la multiplicación de los dos no deb e ser superior a 1 000 m s. Por ejemplo, si s e aplica un estím ulo con una d uración de Figura 10.2 Estimulador diseñado para empleo en humanos con el símbolo de protección corporal. 200 ms, la máxima frecuencia que puede utilizarse es de 5 Hz, ya que en 1 s (1 000 ms) no puede haber más de cinco estímulos con una duración de 200 ms. Si la duración del estímulo es de 500 ms, la frecuencia máxima es de 2 H z; cuando la duración es de 100 ms, la frecuencia máxima es de 10 Hz; si la duración es de 250 ms, entonces es de 4 Hz, etcétera. Electrodos de estimulación Los electrodos de estimulación sirven para llevar el estímulo eléctrico hasta el órgano, tejido o sujeto de experimentación, por lo que deben ser de un material que conduzca en forma adecuada la corriente eléctrica. Son de diferente tipo: capilares de vidr io llenos co n una s olución electrolítica, como KCl; de plata clorurada, y de p latino; incluso los alfileres o las agujas de laboratorio pueden usarse como electrodos de estimulación según el experimento que se realice. La figura 10.3 muestra un ejemplo de electrodo para estimulación en seres humanos. Electrodos de registro Los tejidos producen potenciales eléctricos, como el potencial de membrana y los p otenciales de acción, que se registran mediante electrodos que unen el órgano, tejido o sujeto a un sist ema que detecta el cambio de voltaje o el flujo de corriente en relación con el tiempo. Como el voltaje es una diferencia de cargas entre dos puntos, para su medición se requieren dos electrodos dispuestos en sitios distintos. Pueden obtenerse registros unipolares o bipolares según el sitio en que se instalen los electrodos. El registro unipolar se utiliza cuando se miden cambios de voltaje en sitios muy localizados; por ejemplo, registros intracelulares o extracel ulares de células aisladas. En est e caso, el electrodo de registro se coloca en el tejido en el que interesa medir el ca mbio de voltaje; este cambio se compara con un segundo punto con estabilidad eléctrica, donde se coloca un segundo electrodo llamado electrodo de referencia, que ha de ub icarse lejos del de r egistro; no deb e estar en un sitio en el q ue ocurran cambios de voltaje durante el procedimiento experimental porque esto interferiría con la medición. El electrodo de referencia también puede conectarse a tierra para disminuir las interferencias. El cambio de voltaje se mide entre dos electrodos colocados sobre el órgano o tejido de interés en el registro bipolar. En tal caso se usa un tercer electrodo para conectar al sujeto o tejido a tierra y reducir las interferencias. En términos generales, un elec trodo de r egistro y uno de estimulación son iguales; lo que difiere es el equipo al que se conectan: el elec trodo de estim ulación se conecta a un estimulador y el de r egistro a un sist ema de r egistro. Otra diferencia en el uso de estos dos tipos de electrodos consiste en que con los electrodos de registro se recomienda utilizar gel o pasta conductora para favorecer el paso de la corriente eléctrica hacia el electrodo; éste no es necesario con los electrodos de estimulación. En la figura 10.3 se muestra un ejemplo de electrodos de registro y de estimulación; nótese que el tipo de conector es distinto en los dos elec trodos porque se conectan a equipos diferentes. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 10 Estimulador, electrodos, transductores y sistemas de registro A 53 B Figura 10.3 Electrodos de estimulación (A) y de registro (B) corporales. Transductores Otro instrumento al que se recurre con frecuencia para medir parámetros fisiológicos es el transductor. Su función radica en transformar un tipo de energía en energía eléctrica. Quizás el ejemplo más conocido sea el fotómetro para medir la intensidad luminosa; se trata del exposímetro de las cámaras fotográficas, en el que un sensor capta la intensidad de luz presente y la tra nsforma en energía eléctrica, que desplaza una aguja sobre un cuadrante y proporciona la magnitud de la luminosidad, ya que la cantidad de energía eléctrica que se genera es proporcional a la intensidad luminosa. Entre las variables que se miden en el s er humano con ayuda de un transductor se encuentran la fuerza y la tensión muscular, así como la presión en el interior de los vasos sanguíneos. Todos estos fenómenos representan energía mecánica que se transforma en energía eléctrica para su medición con ayuda del transductor adecuado. La figura 10.4 muestra un dinamómetro como ejemplo de transductor de fuerza. Figura 10.4 Dinamómetro para medir fuerza mecánica. Otra dificultad del registro de potenciales bioeléctricos es su magnitud pequeña, por lo que es necesario amplificar la señal antes de pasarla a cualquier sistema de registro. Para esto se usan los amplificadores, que además sirven para limpiar la señal mediante filtros de paso altos y bajos. Un sistema de registro típico incluye lo siguiente: Tejido Electrodo Sistemas de registro Los parámetros medidos con electrodos o transductores deben enviarse a un sist ema de registro adecuado para su medición y análisis. Los cambios de voltaje que ocurren en los tejidos ofrecen cierta dificultad para su r egistro a ca usa de la rapidez con la q ue ocurren. Como ejemplo, basta recordar el p otencial de acció n neuronal, que dura 1 m s en p romedio. Por lo t anto, se requiere equipo capaz de p ercibir cambios rápidos de voltaje o corriente para registrar la ac tividad eléctrica de una cél ula, órgano o t ejido. Aunque para ello resulta de gran utilidad el osciloscopio de rayos catódicos, en la actualidad lo reemplaza la tecnología computacional, que registra cambios rápidos de voltaje y además tiene la v entaja de permitir el almacenamiento de la información, de manera que los datos puedan graficarse o analizarse después; inclusive pueden efectuarse análisis estadísticos, que incorporan la mayor parte de los programas actuales de registro. Amplificador Osciloscopio Polígrafo Descargado por JM Occupational ([email protected]) Sistema Cinta lOMoARcPSD|24440723 54 Manual de laboratorio de fisiología ACTIVIDADES En esta práctica se utiliza la unidad Power Lab como estimulador. La salida de la unidad se conecta al canal 1 para registrar los pulsos generados (figura 10.5). experimentos) y seleccione Estímulos eléctricos de la lista. Una vez abierta la pantalla amplíela mediante un clic en el botón del extremo superior derecho. La pantalla que se despliega debe ser como la que se muestra en la figura 10.6. Si no aparece esta ventana vaya a Archivo en la barra de herramientas y seleccione Experiments gallery; en la nueva ventana abra el archivo Experiments gallery y seleccione Estímulos eléctricos. U Figura 10.5 U Unidad Power Lab con la salida conectada al canal 1. Inicio del programa e instrucciones generales Si aún no inicia el programa en su computadora, haga clic en el ícono de acceso directo a Chart 5 en la pantalla del escritorio. En la nueva pantalla que se despliega se abre una pequeña ventana: haga clic en el archivo Experiments gallery (Galería de Figura 10.6 Significado de los botones de control en la pantalla Esta sesión de laboratorio también es útil para familiarizarse con los controles del programa Chart 5 que utiliza el equipo Power Lab, ya que este equipo se empleará para el registro y la estimulación en prácticas posteriores. En este caso, la pantalla aparece dividida en dos, lo que significa que se registra en dos canales diferentes; el nombre del canal aparece a la derecha de la pantalla: el superior se denomina Estímulo y en él se registrarán los estímulos generados con el estimulador, y el inferior recibe el nombre de Marcador y sirve para registrar una marca que señala el momento en que se aplica el estímulo. Los dos canales incluyen un botón a un lado del nombre; presiónelo y se desplegará una lista de opciones separadas en dos grupos por una línea horizontal. Las opciones superiores sirven para encender o apagar el canal, o para seleccionar el amplificador que Pantalla de inicio para la actividad Estímulos eléctricos. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 10 Estimulador, electrodos, transductores y sistemas de registro está conectado a la unidad principal de Power Lab: para la presente práctica no se selecciona ninguno. Las opciones de la parte inferior sirven para realizar cálculos matemáticos de las señales registradas; como en esta práctica no se utilizarán, debe seleccionar Sin cálculo. Regrese a la ventana principal mediante un clic en cualquier lugar fuera del listado. Arriba del nombre del canal se ubica un valor que señala el máximo voltaje que puede registrarse en ese canal; se puede modificar este valor de acuerdo con la magnitud de la señal que se va a registrar. Para ver las posibilidades de selección, haga clic en el botón que se encuentra al lado de 10 V; por el momento no modifique el valor. Arriba del botón de 10 V se localiza un botón que en este caso señala 100/s, que corresponde a la sensibilidad del registro en el tiempo; 100/s significa que un segundo se divide en 100 partes y el voltaje se registra en cada uno de esos 100 puntos. Si se quiere un registro más preciso es necesario aumentar este valor, por ejemplo a 400/s. El segundo se divide en 400 partes y el voltaje se registra en cada uno de los puntos. En la parte inferior derecha de la pantalla se encuentra un botón con el nombre Iniciar; el registro comienza al presionarlo y su nombre cambia a Detener, por lo que el registro se detiene al presionarlo de nuevo. Para que observe estos cambios presione el botón y después detenga el registro. En este momento sólo aparece una línea horizontal, ya que aún no se registra nada. Cuando se presiona el botón que se halla al lado de Inicio con el dibujo de un rollo fotográfico aparece tachado y eso significa que no hay registro, aunque cualquier otra cosa que se controle con el programa se mantiene en funciones; por ejemplo, el estimulador; presiónelo y vea cómo cambia. A la izquierda de estos botones se halla uno señalado como 1:1 que sirve para comprimir la pantalla y ver más datos en el mismo espacio. El valor es 1:1 cuando no hay compresión; haga clic en este botón para ver los valores de compresión disponibles; seleccione 2:1 o 5:1 para observar el efecto y regrese a 1:1. Al lado del botón anterior se halla otro con flechas hacia la derecha y la izquierda; sirve para moverse a lo largo del registro mientras se está registrando. Comience un registro presionando lniciar, después presione el botón anterior y muévase a lo largo del registro con la barra de deslizamiento para ver su función. En la parte superior de la pantalla se localiza un espacio que dice Comentario; aquí pueden escribirse comentarios de lo que se modifica mientras se hace un registro. El número de la izquierda corresponde al número del comentario y se inserta al presionar Enter o el botón Agregar. En el cuadro señalado como Canal se puede seleccionar en qué canal se agrega el comentario, que es para todos los canales si se selecciona asterisco (*). El registro debe estar realizándose para agregar el comentario; de lo contrario, esta opción está inactivada. Presione el botón Iniciar y escriba en Comentario: “Registro de prueba”; presione Enter para que el comentario se agregue. Observe cómo aparece el comentario, y en la parte inferior el número que indica el que le corresponde. Pruebe agregando un comentario para el canal 1 y otro para el canal 2 en forma individual. A continuación puede verse el comentario si el cursor se coloca sobre el número que apareció en la parte inferior en el momento en que se insertó el comentario. Al hacer esto, el cursor se transforma en una mano y mediante un clic aparecen el comentario y el tiempo del registro en el que se realizó. También 55 pueden verse todos los comentarios seleccionando Ventana en la barra de herramientas. De la lista que se despliega se presiona Comentarios, y se abre una ventana con una lista en la que se observa el número del canal en el que se hizo el comentario, el tiempo del registro en el que se realizó y el texto de cada uno de ellos. Cierre esta ventana y regrese a la pantalla de registro. En la parte izquierda de la gráfica aparece la unidad correspondiente al eje de las Y, en este caso voltios, por lo que hay una “V”. En la parte superior también se ubica un botón que permite cambiar algunas características de este eje. Presiónelo y vea el listado en el que se indican las posibilidades de tener sólo valores positivos o negativos (monopolar), la escala dividida en positivos y negativos (bipolar), invertir la polaridad del registro (Invertir escala y datos), cambiar la escala del eje según la necesidad (Definir la escala) o permitir que se establezca el valor de la escala en forma automática (Autoescalar). Por el momento no haga ninguna selección y salga de esta ventana mediante un clic fuera de ella. U Determinación de los parámetros de estimulación En esta práctica se utiliza la unidad de Power Lab para generar estímulos. Cierre el registro que hizo hasta ahora sin guardar los cambios y abra de nuevo el archivo Estímulos eléctricos desde la galería de experimentos. Abra el menú Configuración de la barra de herramientas y seleccione Estimulador. A continuación se despliega una nueva ventana, como en la figura 10.7, donde se establecen los parámetros de estimulación. Al principio todos los parámetros están inactivos. Para activarlos ponga el botón Modo del estimulador en Pulso; la otra opción, que aparece como Paso, se verá más adelante. Elija los parámetros de estimulación de la siguiente manera: 1. Salida: elija Continuos, lo que significa que los estímulos se aplicarán mientras se esté registrando; la otra opción, Configurar número, le permite aplicar el número predeterminado de estímulos que se indica en la opción Número de Pulsos. 2. Iniciar: seleccione Cuándo se inicia el registro, lo que significa que el estímulo se aplica al comenzar a registrar; esto ocasiona que a veces la parte inicial del estímulo no se vea en la pantalla. Para evitarlo seleccione 10 ms en Retardo con el fin de que el estímulo se aplique 10 ms después de iniciar el registro. La otra opción marcada como Manualmente significa que el estímulo se aplica cuando se presiona el botón Estimular. 3. Rango: seleccione herzios (Hz) con una frecuencia de 1 Hz. La opción PPM significa pulsos por minuto. 4. Duración del pulso: establézcala en 1 ms. 5. Rango de salida: aquí se indica la máxima intensidad que el estímulo puede tener y varía de 200 mV a 10 V; elija 10 V. 6. Amplitud: determine la intensidad del estímulo. Para este ejercicio determine una amplitud de 5 V moviendo el puntero deslizante que se halla justo abajo o presionando hacia arriba y abajo las flechas que están a un lado del valor. Con estos dos métodos pueden hacerse variaciones pequeñas; la tercera forma consiste en teclear de manera directa el valor en el recuadro. 7. Línea de base: indica el nivel en que se inicia el registro. Seleccione el valor cero para comenzar en cero voltios. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 56 Manual de laboratorio de fisiología Stimulador - Documento3 Modo del estimulador Salida Pulso Marcador del canal: Continuos Configurar Número de Iniciar Marcador Cuando se inicia el registro Número de pulsos Retardo 1 10.0 ms Estimular Manualmente Rango: PPM Hz Rango de Salic 10V Frecuencia 1.00000 Hz Amplitud 5.0000 V Duración Pulso 1.00 ms Línea de bas 0.0000 V Ayuda Figura 10.7 Cerrar Ventana para establecer los parámetros de estimulación. 8. Marcador de canal: se encuentra en la parte superior derecha. Elija Marcador para que en el canal 2 aparezca una señal cada vez que se aplica un estímulo. Cierre esta ventana, vaya de nuevo a Configuración en la barra de herramientas y seleccione Panel del estimulador; aparece un pequeño recuadro con los parámetros de frecuencia, duración y amplitud elegidos. Mueva esta ventana y colóquela donde no impida la visualización del registro; la parte superior derecha de la pantalla es un buen sitio. Desde aquí puede cambiar los parámetros de estimulación sin necesidad de volver a la ventana del estimulador, así como desactivar y activar la estimulación con los botones ON y OFF. Estímulos de diferente frecuencia Presione Iniciar y observe el registro. Mida la amplitud del estímulo de acuerdo con la escala del canal. Determine también la frecuencia bajo la consideración de que los números en el eje de las X corresponden a segundos. Vea cuántos estímulos aparecen por segundo. ¿Se corresponden estos parámetros con los seleccionados? Mientras registra escriba 3 Hz en la barra Comentario. Detenga el registro y modifique la frecuencia a 3 Hz. Inicie el registro y presione de inmediato Enter para que se agregue el comentario. Haga lo mismo con valores de 5, 8 y 10 Hz registrando por alrededor de 10 s en cada frecuencia; tome en cuenta que la modificación de la frecuencia debe hacerse cuando no se está registrando. Detenga el registro y seleccione la compresión 5:1; esto le permite comparar los registros de diferentes frecuencias en una misma pantalla. Estímulos de diferente voltaje Cambie de nuevo la compresión a 1:1 y la frecuencia a 1 Hz. Ahora modifique el voltaje a 3 V y registre por 10 s. Vea que el registro es de menor tamaño; verifique que el voltaje del estímulo sea de 3 V con base en la escala del registro. Note que el tamaño del registro se modifica sólo en el canal 1, que es donde se registra el estímulo; el del canal 2 no se modifica porque lo que aquí se registra es una marca que indica el momento de aplicación del estímulo y siempre tiene la misma magnitud. Cambie ahora el voltaje a 1 V y registre por 10 s. El estímulo se grafica de un tamaño cada vez menor; es posible que el estímulo no alcance a verse en el registro si el voltaje continúa en descenso. Para evitarlo puede modificar la escala de la gráfica con el botón que se encuentra arriba del nombre del canal; haga clic en este botón, seleccione la escala 2 V y registre de nuevo. Aunque ahora el estímulo es de mayor tamaño, al fin tiene una amplitud de 1 V; verifique la amplitud con la escala de la gráfica. Pruebe aplicando estímulos de diferente amplitud y variando la escala de la gráfica para que el estímulo se vea de un tamaño adecuado. Recuerde que las modificaciones en el Panel del estimulador deben hacerse cuando no se está registrando. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 10 Estimulador, electrodos, transductores y sistemas de registro Cambiar la escala de registro es de gran utilidad para seleccionar la más adecuada de acuerdo con la magnitud del potencial cuando se registran potenciales bioeléctricos. Por ejemplo, las corrientes son del orden de µV si se registra un electroencefalograma, en tanto que las ondas son del orden de mV en el electrocardiograma. Por lo tanto, en cada caso debe elegirse una escala diferente para ver de manera adecuada las señales. Estímulos de diferente duración Con estos mismos parámetros modifique ahora la duración del pulso a 100 ms y registre por 10 s. Observe cómo varía la duración. Mida la duración del pulso; para ello mueva con el puntero la letra M que está en la esquina inferior izquierda, colóquela en el inicio del pulso cuadrado y ponga el cursor al final del pulso. La duración se muestra como Δ 0.10 s en la parte superior derecha de la pantalla; puede mostrarse un valor un poco superior porque los marcadores no se colocan en el lugar preciso. Si quiere ser más exacto seleccione un pulso completo, mantenga oprimido el botón del ratón y seleccione zoom (representado con una lupa) en la barra de herramientas. Esto amplifica la imagen y permite hacer una medición más precisa. Mida otra vez la duración del estímulo en esta ventana. Para acceder de nuevo al marcador M haga clic en el cuadro vacío que se halla en la parte inferior izquierda de la ventana. Cierre la ventana y regrese a la pantalla anterior. Con la misma duración de 100 ms cambie la frecuencia a 5 Hz y registre. Al modificar la duración y la frecuencia debe tener cuidado de que la multiplicación de estos dos valores sea menor de 1 000 ms; de lo contrario, se obtiene un pulso continuo. Por ejemplo, con la misma duración de 100 ms establezca una frecuencia de 10 Hz y observe el registro. Aparece un pulso continuo porque 100 ms × 10 Hz = 1 000 ms, no hay tiempo entre un estímulo y el siguiente. Con esta misma duración disminuya la frecuencia a 9 Hz y registre; en este caso se observa un pequeño intervalo entre cada estímulo. Nota. El marcador que se ha estado registrando en el canal 2 es útil cuando el estímulo no se registra en forma directa. Sirve para señalar el momento en que aparece el estímulo; por lo tanto, su registro se modifica con la frecuencia pero no con la amplitud ni con la duración del estímulo; la marca siempre es del mismo voltaje y la misma duración, y aparece al inicio del estímulo. Revise los registros realizados y compruebe lo anterior. Número predeterminado de estímulos Vaya a la barra de herramientas, seleccione Configuración y Estimulador, cambie la Salida a Configurar número de y mantenga número de pulsos en 1. Cierre la ventana, presione Iniciar y vea el registro; sólo aparece un estímulo porque eso fue lo que se predeterminó. Cambie el número de pulsos a 5 y después a 10, y registre cada cambio. En cada caso aparece sólo el número de pulsos predeterminados. Estímulos aplicados en pasos Vaya de nuevo a la barra de herramientas, seleccione Estimulador y en Modo del estimulador elija Paso. Esto significa que el estímulo se aplica en pasos. Note que tanto los parámetros de esta ventana como los del Panel del estimulador cambian. Aquí, aunado a la duración del pulso se determinan el número de pasos, el ancho del 57 paso, el nivel inicial y el nivel final. Dé un estímulo con tres pasos: ancho del paso 1 segundo, nivel inicial 0 y nivel final 1 V; esto significa que se aplica un estímulo que va a llegar a 1 V en tres pasos, con una duración de 1 s para cada paso. Cierre esta ventana y presione Iniciar para ver el registro. Seleccionar los parámetros adecuados del estímulo Con base en lo aprendido hasta ahora determine el tipo de estímulo que desea aplicar y los parámetros correspondientes, y realice el registro. Recuerde que debe seleccionar la escala apropiada para graficar de acuerdo con el voltaje del estímulo, y que la multiplicación de frecuencia y duración debe ser inferior a 1 000. Haga las anotaciones que considere necesarias en el apartado Conclusiones al final de esta práctica. A continuación cierre el programa Chart 5. Si desea guardar los cambios hágalo en una unidad extraíble (USB) o disco flexible, no en el disco duro. Estímulos de diferente forma El estimulador del programa Chart 5 permite aplicar estímulos cuadrados, que son los que más se utilizan; sin embargo, como se mencionó en la revisión de conceptos, hay estímulos de otras formas. Para ejemplificarlos se usa el programa Scope, que también tiene un estimulador. Como es un poco distinto al que se emplea en Chart 5, este programa le permite familiarizarse con otro tipo de estimulador. Abra el programa Scope mediante un clic en el ícono correspondiente de la pantalla del escritorio de su computadora. Enseguida vaya a Setup en la barra de herramientas y seleccione Simulator. En la ventana que se despliega haga clic en el botón Mode y verá la lista de opciones para elegir el tipo de estímulo. Seleccione Pulse, que corresponde a los pulsos cuadrados que ya se revisaron. Aquí tiene las opciones Delay (retraso), Duration (duración) y Amplitude (amplitud). Seleccione un retraso de 10 ms, una duración de 100 ms y una amplitud de 3 V; el estímulo se dibuja en el recuadro de la misma ventana. Presione OK para cerrar esta ventana. Vea cómo aparecen los parámetros en la esquina superior izquierda de la pantalla y desde aquí pueden modificarse. Presione Start para registrar. El programa Scope no registra en forma continua; sólo hace un registro en cada ocasión, que se guarda en un archivo que aparece en la parte inferior izquierda de la pantalla como una hoja. El registro correspondiente puede verse mediante un clic en cada una de estas hojas. Ahora revise los otros tipos de estímulos: 1. Múltiple. Vaya de nuevo a Setup, Simulator y en Mode seleccione Múltiple. Con esta selección aparecen dos parámetros: pulse para seleccionar el número de estímulos e Interval (intervalo), que corresponde al tiempo que transcurre entre un estímulo y el siguiente. Seleccione dos pulsos con un intervalo de 50 ms, presione OK y Start para ver el registro. Aparecen dos estímulos separados por 50 ms. En los parámetros del estimulador que se encuentran en la esquina superior izquierda también se agrega Interval. 2. Doble (double). Ahora elija Double. Aunque en este caso también se aplican dos estímulos, a diferencia del anterior, a cada estímulo puede dársele un valor de duración y amplitud distinto; vea que en la ventana aparecen las opciones Duration A y Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 58 3. 4. 5. 6. Manual de laboratorio de fisiología Duration B, así como Amplitude A y Amplitude B para cada uno de los estímulos (A y B). Determine usted mismo los parámetros de estimulación, presione OK y haga el registro. Rampa. Cuando se selecciona Rampa la amplitud del estímulo crece en el tiempo, por lo que hay que elegir tanto un voltaje inicial y un voltaje final como la duración. Pruebe con diferentes parámetros y registre. Arriba y abajo (up and down). En este caso el estímulo asciende hasta la amplitud máxima seleccionada y desciende de nuevo a cero, lo que le confiere una forma de pico. Establezca los valores solicitados y registre. Triángulo (Triangle). Aquí la amplitud determinada para el estímulo se aplica tanto en forma positiva como negativa y el número de estímulos puede modificarse. Determine las variables solicitadas y registre. Forma libre (Free form). Para este tipo de estímulo puede dibujarse con libertad la forma, para lo que se cuenta con lápiz y borrador. Dibuje estímulos de diferente forma. Anote sus observaciones y dibuje los diferentes tipos de estímulos generados en esta práctica en el Informe de laboratorio. Informe de laboratorio Observaciones de los parámetros de estimulación. Tipos de estímulos eléctricos que pueden generarse. CONCLUSIONES Escriba los datos que considere relevantes. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 11 Contracción muscular Competencias • Analizar el mecanismo de la contracción muscular. • Comparar el mecanismo de la contracción muscular en la sacudida simple con el reclutamiento. • Comparar el mecanismo de la contracción muscular que ocurre en la sumación con el del tétanos. • Analizar la forma en la que el sistema nervioso regula la fuerza de contracción. • Analizar los mecanismos que participan en la fatiga muscular. Revisión de conceptos El movimiento corporal ocurre gracias al sistema musculoesquelético; el músculo, al contraerse, mueve las articulaciones a través de sus inserciones óseas, ya sean directas o mediante tendones. Las fibras musculoesqueléticas son fibras alargadas multinucleadas y de asp ecto estriado que requieren estimulación nerviosa para contraerse. Tal estimulación la proporcionan las neuronas motoras alfa que se encuentran en el asta anterior de la médula espinal. Estas neuronas motoras reciben información proveniente de cen tros motores superiores, como corteza cerebral, cerebelo y núcleos basales, reticulares y vestibulares, así como información periférica proveniente del h uso muscular y el ó rgano tendinoso de Golgi, tanto del mismo músculo como de músculos antagonistas. La información llega a la neur ona motora a través de sinapsis y se procesa. Si el potencial que accede al co no axónico alcanza el umbral, la neurona motora genera potenciales de acción que se conducen a la fibra muscular y producen su contracción; en caso contrario, la neurona motora no produce potenciales de acción y el músculo no se contrae. La secuencia de hechos que ocurre durante la contracción del músculo esquelético es la siguiente: 2. Ingreso del potencial de acción a la t erminal presináptica y liberación del neurotransmisor acetilcolina en la placa mioneural. 3. Unión de la acetilco lina con sus receptores nicotínicos en la membrana de la célula muscular. 4. Aumento de la conductancia de Na+ y K+ en la membrana muscular. 5. Generación del potencial de placa terminal. 6. Generación del potencial de acción en la célula muscular. 7. Propagación del potencial de acción a través de los t úbulos T. 8. Liberación de Ca++ de las cisternas terminales del retículo sarcoplásmico. 9. Unión del Ca++ con la subunidad C de la troponina. 10. Deslizamiento de tropomiosina y liberación de los sitios de unión de la actina. 11. Formación de enlaces cruzados entre la actina y la miosina. 12. Desplazamiento de los filamentos delgados s obre los gruesos, lo que produce acortamiento de la sarcómera. Vale la pena recordar que la cantidad de acetilcolina es varias veces superior al mínimo neces ario para llevar el potencial de la célula muscular al umbral; esto se conoce como factor 1. Producción de potenciales de acción en la neurona motora alfa. 59 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 60 Manual de laboratorio de fisiología de seguridad. Puesto que en la neur ona motora se procesó una gran cantidad de información, cuyo resultado es la producción de potenciales de acción para contraer el músculo, debe asegurarse su co ntracción. También hay que recalcar que todas las sinapsis en el músculo esquelético son excitadoras, por lo que la relajación no es otra cosa que la falta de excitación. Las etapas del proceso de relajación son las siguientes: 1. Liberación de Ca++ de su unión con la troponina. 2. Bloqueo del sitio de unión de la actina por la tropomiosina. 3. Bombeo de Ca++ al interior del retículo sarcoplásmico. 4. Suspensión de la interacción entre actina y miosina. Los elementos contráctiles se acortan durante la contracción muscular. Sin embargo, como los músculos poseen elementos elásticos y viscosos dispuestos en serie con el mecanismo contráctil, es p osible que la co ntracción ocurra sin q ue la longitud total del músculo disminuya de manera apreciable; esta contracción se denomina isométrica. La contracción con acortamiento apreciable del músculo pero sin variación importante del tono se denomina isotónica. Sherrington introdujo el término unidad motora para referirse a una neurona motora alfa y a todas las fibras musculares inervadas por ella. E l número de fibras musculares inervadas por una sola neurona motora varía en forma considerable de acuerdo con la precisión del movimiento que se realiza. Los movimientos finos requieren la contracción de unas cuantas fibras musculares, por lo que las unidades motoras son pequeñas; por ejemplo, los músculos extraoculares; los movimientos posturales gruesos demandan la co ntrac- ción simultánea de muchas fibras y p or tanto las unidades motoras son de gran tamaño. Cuando un p otencial de acció n aislado llega a la fibra muscular se produce una breve contracción seguida de relajación; esta respuesta se denomina sacudida muscular o sacudida simple. La actividad de un grupo de neuronas motoras controla cada m úsculo corporal y r egula su co ntracción en varias formas. Una de ellas consiste en modificar el número de neuronas motoras activas y por tanto controlar la cantidad de fibras musculares que se contraen; este proceso recibe el nombre de reclutamiento, y como su nombre lo indica, la fuerza de contracción se incrementa conforme más fibras musculares que se contraen se agregan o reclutan. Otra forma de controlar la contracción muscular comprende la va riación de la f recuencia de los p otenciales de acción que las neuronas motoras producen. Cuando la frecuencia de estos potenciales es menor de 5 H z, hay tiempo suficiente para que el músculo se relaje entre un p otencial y el siguiente, de manera que ocurren contracciones individuales o sacudidas simples. Sin embargo, con una frecuencia de estimulación de 5 a 15 H z, el músculo aún no s e relaja por completo antes de q ue llegue el siguien te potencial de acción; ello produce sumación de la respuesta contráctil, con una fuerza de co ntracción superior a la de la co ntracción aislada porque el calcio in tracelular todavía no regresa por completo al r etículo sarcoplásmico. Cuando la f recuencia de estimulación es superior a 15 Hz resulta difícil distinguir una contracción de la siguien te y el m úsculo entra en estado de contracción sostenida que recibe el nombre de tetania, cuya intensidad es varias veces superior a la de la s acudida simple. ACTIVIDADES Puesto que algunos ejercicios de esta sesión incluyen la aplicación de corriente eléctrica al músculo del sujeto en quien se hace el registro, el estimulador debe cumplir los requisitos para su empleo en seres humanos. Las personas con marcapasos cardiacos o con alguna disfunción neurológica o cardiaca no deben ser voluntarios. Si el voluntario experimenta alguna molestia durante el registro, suspenda el procedimiento y avise a su profesor. El equipo necesario para esta práctica es el siguiente: 1. 2. 3. 4. 5. mueva de ese sitio y verifique que esté conectado a la entrada correspondiente del canal 1 en la unidad Power Lab (figura 11.1). La salida del Power Lab, que proporciona la corriente de estimulación, debe conectarse al estimulador. También encontrará sobre la mesa Unidad Power Lab. Bioamplificador. Estimulador. Transductor de fuerza. Electrodos de estimulación. Nota. En algunos casos el amplificador y el estimulador están en una sola unidad y en otros son dos unidades separadas; por lo demás, su funcionamiento es el mismo. Sobre la mesa de trabajo encontrará el transductor de fuerza muy cercano al borde de la mesa y fijado con cinta adhesiva; no lo Figura 11.1 Transductor de fuerza, electrodos y estimulador conectados a la unidad Power Lab. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 11 Contracción muscular Figura 11.2 Pantalla de inicio para la actividad Efecto de la estimulación nerviosa. los electrodos para estimulación; son dos electrodos de disco fijos en una barra y conectados mediante un cable rojo y uno negro a las entradas del mismo color en el estimulador. U Inicio del programa e instrucciones generales Si aún no inicia el programa en su computadora, haga clic en el ícono de acceso directo a Chart 5 en la pantalla del escritorio. En la nueva pantalla que se despliega se abre una pequeña ventana, haga clic en el archivo Experiments gallery (galería de experimentos) y seleccione Efectos de la estimulación nerviosa de la lista; una vez que la pantalla se abre, amplíela mediante clic en el botón del extremo superior derecho. La pantalla que aparece debe ser como la que se muestra en la figura 11.2. Si esta ventana no aparece, vaya a Archivo en la barra de herramientas y seleccione Experiments gallery; en la nueva ventana que se despliega abra el archivo Experiments gallery y seleccione Efectos de la estimulación nerviosa. Ahora la pantalla muestra el canal 1; note que el botón para registro, que se halla junto al botón Iniciar, muestra una cruz roja, puesto que no se va a registrar. U 61 Efecto de la estimulación nerviosa En esta actividad se realizará una estimulación nerviosa pero no se registrará; en su lugar, la respuesta muscular se verá directamente observando la mano del sujeto. 1. Seleccione Configuración en la parte superior de la pantalla y haga clic en Stimulus isolator. Se despliega la ventana de diálogo para establecer los parámetros de estimulación, que deben ser: a) Tipo de estímulo: continuo b) Frecuencia: 1 Hz c) Duración del pulso: 200 µs d) Corriente del pulso: 5 mA e) Marcador del estímulo: OFF No cierre esta ventana. 2. Apague el estimulador poniendo en OFF el interruptor que está junto a los cables del electrodo de estimulación. 3. Presione el botón Iniciar en la parte inferior derecha de la pantalla. El equipo se programa para que no registre, pero en esta posición el estimulador está activo. Para asegurarse de su funcionamiento verifique que el pequeño foco que se encuentra encima del interruptor del estimulador parpadee con una luz amarilla. 4. Ponga una gotita de gel conductor en cada uno de los electrodos de estimulación. 5. Coloque la barra con los electrodos de estimulación en el nervio cubital del voluntario a nivel de la muñeca (figura 11.3) y verifique que la orientación del electrodo sea la misma que la de la figura, con los cables dirigidos hacia la mano. El punto rojo de la parte posterior de la barra indica el ánodo (positivo) y el impulso nervioso se genera en el cátodo (estimulación catódica). Aunque la barra de los electrodos puede fijarse con Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 62 Manual de laboratorio de fisiología y sus conocimientos de anatomía para localizar los puntos de estimulación nerviosa y predecir el movimiento que se observará de acuerdo con el músculo que inervan. 9. Cada vez que mueva el electrodo limpie el gel conductor de la piel para evitar que ocurra un cortocircuito al fluir la corriente sobre el gel conductor en vez de hacerlo por la piel; en este caso la estimulación no será adecuada. Algunos de los efectos que pueden observarse comprenden: Figura 11.3 Colocación de los electrodos para estimular el nervio cubital. cinta adhesiva, es suficiente con que el sujeto la sostenga y ejerza algo de presión sobre ella para asegurar un buen contacto con el nervio cubital. 6. Ahora presione el botón Iniciar en la pantalla y ponga el interruptor del estimulador en ON; el foco debe parpadear y ser de color verde, lo que indica que la corriente se aplica sobre la piel del sujeto. Observe la contracción del pulgar y el resto de los dedos; esta respuesta corresponde a una sacudida simple. Si no se presenta una buena respuesta, mueva el electrodo para mejorar su contacto con el nervio hasta encontrar la mejor posición. 7. Si la contracción no ocurre verifique que los electrodos estén bien conectados y el estimulador esté encendido. Es posible que requiera aumentar la intensidad de la corriente del pulso; hágalo en la ventana de Stimulus isolator. Como medida de seguridad, la máxima corriente que el equipo permite aplicar es de 20 mA. Si el sujeto tiene alguna molestia, la estimulación puede interrumpirse en cualquier momento al retirar el electrodo, mover el interruptor del estimulador a OFF o presionar Detener en la pantalla. 8. Explore los resultados de la estimulación con la barra de electrodos en otros sitios de la extremidad. Utilice la figura 11.4 Deltoides Bíceps Aductor del pulgar Aductor largo del pulgar Flexor superficial de los dedos Lumbricales Nervio cubital Nervio mediano Palmar cutáneo Pronador redondo Cubital anterior Palmar mayor Palmar menor Flexor profundo de los dedos Figura 11.4 Puntos de estimulación nerviosa. 1. Flexión de la muñeca: músculo flexor del carpo radial y flexor del carpo cubital. 2. Flexión de la porción distal de los dedos: flexor largo de los dedos. 3. Movimiento de todos los dedos, inclusive del pulgar hacia el índice: músculos intrínsecos inervados por el cubital. 4. Elevación del pulgar: músculos tenares en la base del pulgar inervados por el mediano. Note que en la mayor parte de los sitios de estimulación también aparece una sensación vaga que se percibe en la parte distal de los dedos, lo que significa que también se estimulan fibras nerviosas sensitivas, además de las fibras motoras. Trate de estimular el nervio mediano a nivel del codo, a su paso por detrás del epicóndilo medial; en este sitio el nervio está expuesto a lesiones mecánicas menores y su estimulación produce una respuesta motora importante. Una vez que termine de estimular los diferentes nervios presione el botón Detener en la parte inferior derecha de la pantalla, coloque el interruptor del estimulador en OFF y cierre la ventana sin guardar ningún registro. U Respuesta de sacudida simple y reclutamiento Para tener acceso al programa con los parámetros necesarios para este ejercicio haga clic en Experiments gallery y seleccione el archivo Parámetros de estimulación. Los canales 1 y 2 aparecen en la pantalla: en el 1 se registra fuerza a través del transductor de fuerza, y en el 2, el estímulo proveniente del estimulador. 1. Presione la flecha que se encuentra en la parte derecha del canal a un lado del título Fuerza. Seleccione Amplificador de entrada de la lista de opciones que se despliega. En el cuadro de diálogo que se abre debe aparecer una línea de base estable: presione levemente con el pulgar las hojas del transductor; esto debe producir una deflexión de la línea de base; si lo anterior no se observa y en la parte superior de la ventana de diálogo se lee Fuera de rango, seleccione la casilla Acople de CA; debe aparecer la línea de base. La unidad de medición de la señal es mV; aunque no está calibrada, guarda una relación lineal con la fuerza, lo que permite comparar las diferentes fuerzas que se aplican sobre el transductor. Regrese a la pantalla de registro mediante un clic en el botón OK. 2. Aplique una vez más una gota de gel conductor a cada uno de los electrodos de la barra estimuladora y colóquela en la muñeca del voluntario para estimular el nervio cubital; fíjela con cinta adhesiva pero recuerde que el mismo sujeto debe presionarla para favorecer el contacto con el nervio. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 11 Contracción muscular Figura 11.5 5. Mueva esta ventana hacia un sitio donde no le impida ver el registro; la parte izquierda de la pantalla es una buena opción, pero no obstruya la barra de comentarios. 6. Para aplicar el estímulo presione el botón Iniciar de la parte inferior derecha de la pantalla. Los parámetros se fijaron de manera que se registra sólo durante 0.5 s y el registro se detiene en forma automática. En el primer registro no se identifica ninguna respuesta porque la intensidad del estímulo es 0 mA. 7. Aumente la corriente del pulso a 1 mA y presione de nuevo Iniciar. Incremente la corriente de pulso en pasos de 1 mA cada vez y presione el botón Iniciar hasta que aparezca una respuesta. En la mayoría de los sujetos el estímulo umbral se encuentra entre 3 y 8 mA en estas condiciones. Presione Iniciar cuando perciba por primera vez la respuesta, anote la intensidad del estímulo en la barra de Comentarios y presione otra vez Iniciar para que quede registrado. Modifique la escala si la respuesta que observa es muy pequeña. 8. Reduzca la intensidad en 1 mA y registre; como está por abajo del umbral, no debe haber respuesta. 9. Ahora incremente la intensidad del estímulo en pasos de 0.5 mA; registre con cada aumento y anote en la barra de Comentarios la intensidad del estímulo en cada caso. Continúe aumentando la intensidad hasta que ya no ocurra un incremento de la respuesta. Para la mayoría de los sujetos el estímulo máximo se encuentra en el intervalo de 6 a 15 mA. Su registro debe ser muy similar al de la figura 11.6. Colocación de electrodos en el nervio cubital y el dedo pulgar sobre el transductor de fuerza. 3. El voluntario ha de colocar la mano como se muestra en la figura 11.5, con los dedos en la parte inferior de la mesa y el pulgar posado con suavidad sobre las hojas de metal del transductor. 4. Ponga el interruptor en ON para encender el estimulador; esto aún no aplicará el estímulo al sujeto. Presione el botón Configuration en la barra de herramientas y seleccione Stimulus isolator. Los parámetros deben ser: estímulo, continuo; frecuencia, 1 Hz; duración, 200 µs, y corriente de pulso, cero. Chart - [Stimuli Data: Vista Chart (Inactivo)] Archivo Edición Configuración Comandos Macro Ventana Ayuda x 1 2 1 Canal: 13 10/07/2001 Agregar Comentario 0.12 s 54.8 mV 100 Fuerza 80 mV 60 40 20 7.5 mA 7 mA 6.5 mA 6 mA 5.5 mA 5 mA 4 mA –20 4.5 mA 0 + – 0.003 V 10 Estímulo V 5 0 + – –5 2 M 0 3 0 4 0 5 0 6 0 7 0 8 0 9 Iniciar 1:1 971M Figura 11.6 63 Registro de la respuesta de sacudida simple con estímulos de diferente intensidad. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 64 Manual de laboratorio de fisiología Análisis Mida la amplitud máxima de cada respuesta muscular; para ello coloque el cursor en el pico de la misma. El valor en Mv aparece del lado derecho, justo encima del título Fuerza del canal 1. Es más sencillo si sitúa el botón de compresión en 1:1. Anote los resultados en el siguiente cuadro. CONTRACCIÓN POR ESTIMULACIÓN NERVIOSA Intensidad del estímulo (mA) ¿Cuál fue la intensidad umbral? ¿Qué proporción de fibras cree usted que se contrajo con este estímulo? ¿Cuál fue la intensidad mínima del estímulo que se requirió para obtener la respuesta máxima? Intensidad de la respuesta (mV) ¿Qué proporción de fibras considera que se contrajo con este estímulo? ¿Cómo varió el número de fibras que se contrajo desde el estímulo umbral hasta el estímulo máximo? Grafique los resultados obtenidos. ¿Por qué la variación en la intensidad del estímulo afecta la fuerza de contracción? ¿Cómo se aplica el reclutamiento en este experimento? mV ¿Qué es un transductor y por qué fue necesario utilizar uno en este experimento? mA Cierre la ventana de diálogo del estimulador y ponga el interruptor en OFF para apagar el estimulador. Cierre el archivo seleccionando Archivo, Cerrar, en la barra de herramientas; si lo desea puede guardar el registro en un disco de su propiedad. Conteste las siguientes preguntas: ¿Cuál fue la respuesta observada con la intensidad del estímulo en 0 mA? ¿Qué proporción de fibras se contrajo con este estímulo? U Sumación y tetania En el archivo Experiments gallery seleccione Sumación; se despliega una pantalla con dos canales: en el canal 1 se registra la fuerza y en el canal 2 el estímulo, como en la actividad anterior. 1. En la barra de herramientas elija Configuración y abra Stimulus isolator. Verifique los siguientes parámetros en la ventana de diálogo: a) Número de pulsos: 2 b) Rango: Hz c) Frecuencia: 1 Hz d) Duración del pulso: 200 µs e) Corriente del pulso: 5 mA más que la intensidad necesaria para la máxima respuesta de la actividad anterior f) Marcador del estímulo: Estímulo Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 11 Contracción muscular Mueva esta ventana a un sitio donde no le impida ver el registro. 2. Asegure que la mano del voluntario y los electrodos están colocados de la misma manera que en la actividad anterior (véase la figura 11.5). 3. Ponga el interruptor en ON para encender el estimulador. 4. Presione el botón Iniciar en la parte inferior derecha de la pantalla y el botón Estimular en la ventana del Estimulador. Los parámetros se fijaron para registrar por 5 s y detenerse automáticamente. Inicie el registro, añada el comentario “1 Hz” en la barra de comentarios y presione Estimular en el estimulador. 5. Incremente la frecuencia del estímulo a 2 Hz modificando la frecuencia en la ventana del Estimulador, presione Iniciar y Estimular, y escriba el comentario “2 Hz”, como en el paso anterior. 6. Recuerde que en este caso debe presionar Estimular en la ventana del Estimulador para que el estímulo se aplique. La aplicación del estímulo puede comprobarse mediante su registro en el canal 2. 7. Repita la estimulación con 5, 10 y 20 Hz; en cada ocasión anote la frecuencia en la barra de comentarios. 8. Ahora cambie el número de pulsos de 2 a 3 en la pantalla del estimulador. Sea cuidadoso con este paso porque una tetania prolongada puede ocasionar algo de dolor. 9. Presione Iniciar. El sujeto se estimulará con tres pulsos a una frecuencia de 20 Hz. Escriba “Estimulación tetánica” en la barra de comentarios. Si este estímulo no es muy desagradable para el sujeto puede intentar también con cuatro pulsos. La figura 11.7 muestra un ejemplo de registro con dos pulsos y diferentes frecuencias. Figura 11.7 65 10. Coloque la corriente de pulso en 0 en la ventana de diálogo del estimulador y ciérrela. 11. Apague el estimulador poniendo el interruptor en OFF, desconecte los electrodos del estimulador y el transductor de la unidad Power Lab, y colóquelos en un sitio seguro. 12. Seleccione Archivo en la barra de herramientas y cierre el archivo de registro. Si desea guardar el registro, hágalo en un disco de su propiedad. Análisis Anote en el recuadro siguiente el intervalo entre los dos estímulos, la amplitud máxima de la primera respuesta y la de la segunda respuesta para cada una de las frecuencias de estimulación. Frecuencia de estimulación (Hz) Intervalo entre los dos estímulos (s) Amplitud de la primera respuesta (mV) Amplitud de la segunda respuesta (mV) Anote en el cuadro de la página siguiente los datos obtenidos para la estimulación: Ejemplo de sumación y tetania con dos pulsos a diferentes frecuencias. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 66 Manual de laboratorio de fisiología Frecuencia de estimulación (Hz) Intervalo entre los dos estímulos (s) Número de estímulos Amplitud de la segunda respuesta (mV) Explique por qué la fuerza registrada durante la respuesta tetánica es mucho mayor que la que se ejerce con la contracción de sacudida simple. Vaya al registro obtenido durante la tetania y selecciónelo con el cursor; ahora visualice esta respuesta con el zoom. ¿Puede identificar las fases correspondientes a cada estímulo? ¿Es esta respuesta una tetania completa o incompleta? ¿Cómo cambia el tiempo que transcurre entre un estímulo y el siguiente al modificar la frecuencia del estímulo? Con base en los resultados de este ejercicio y el anterior explique cuáles son las dos formas en las que el sistema nervioso puede controlar la fuerza que un músculo desarrolla. ¿Cómo se modifica la respuesta al incrementar la frecuencia de estimulación? U Identifique en los registros la frecuencia en la que empieza a aparecer la sumación de las contracciones y calcule el tiempo entre los dos estímulos. Explique por qué en la sumación la fuerza generada durante el segundo estímulo es mayor que la del primero. Figura 11.8 Medición de la fuerza de prensión Asegúrese de que desconecta el transductor de fuerza y los electrodos de la unidad de Power Lab, y los colocó en un lugar seguro; conecte el cable del dinamómetro a la entrada correspondiente del canal 1 (figura 11.8). 1. Seleccione Fuerza de prensión en el archivo Experiments gallery. Se despliega una pantalla con un canal para registro con el título Fuerza. 2. Pida al voluntario que sujete el dinamómetro como se muestra en la figura 11.8. 3. Presione el botón Iniciar y solicite al sujeto que presione el dinamómetro por 1 o 2 s y se relaje. Permita que se recupere y ahora pídale que presione el dinamómetro lo más que pueda y se relaje. Presione el botón Detener. Dinamómetro conectado al canal 1 de la unidad Power Lab. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 11 Contracción muscular 67 Chart - [Documento 1: Vista Chart (Inactivo)] Archivo Edición Configuración Comandos x 2 Canal: Macro Ventana Ayuda ¥ Conversión de Unidades para Canal 1 1 1 Conversión de Unidades: 1 On lades: % Off Cifras Decimales: 20 /s 2 20 mV 150 Punto 1 0.332 mV 0.0 Punto 2 6.733 mV 100 Fuerza Configurar 200 Todos y los Nuevos Datos 100 Bloques Seleccionados % 100 Solamente Datos Nuevos 0 Aplicar –100 + – Ayudar Cancelar –200 Aceptar 50 + – 0 M 1:10 1:20 1:30 1:40 1:50 2:00 2:10 2:20 Iniciar 1:1 971M Figura 11.9 Establecimiento de la conversión de unidades en porcentaje. 4. Seleccione el registro con el cursor asegurándose de incluir la fase de relajación inicial y el pico máximo. Presione la flecha que está a un lado del título del canal (Fuerza) en el lado derecho de la pantalla. Seleccione Conversión de unidades en el menú; debe aparecer una pantalla como la de la figura 11.9. 5. Esta opción le permite hacer una conversión a porcentaje. Ponga el cursor en la parte del registro donde la fuerza es cero (relajación), haga clic y presione la flecha Punto 1. Ahora coloque el cursor en el pico máximo del registro, haga clic y presione el botón Punto 2. El valor mínimo corresponde a 0% y el máximo a 100%; esta calibración se utilizará en la siguiente actividad. Presione Aplicar y Aceptar para regresar a la pantalla de registro. U Fatiga muscular El sujeto de registro en esta actividad debe ser el mismo en quien se calibre el dinamómetro en la actividad anterior. 1. Ajuste la amplitud del canal 1 en aproximadamente –20 a 120 o 150% moviendo la escala con el cursor. 2. Permita que el voluntario vea la pantalla de registro y presione el botón Iniciar. Pida al sujeto que ejerza una fuerza correspondiente a 20% de acuerdo con la escala. 3. Registre por 20 s y pídale que se relaje. Presione el botón Detener. 4. Espere 30 s para permitir la recuperación muscular. 5. Repita los pasos 2 a 4 para contracciones de 40, 60, 80 y 100%. 6. Observe que la contracción se mantiene con facilidad cuando se ejerce poca fuerza, pero la fatiga comienza a aparecer cuando la fuerza aumenta y el sujeto no puede mantener una contracción de 100% por tiempo prolongado. 7. Después de 1 o 2 min de recuperación indique al voluntario que se coloque de manera que no pueda ver la pantalla. 8. Presione el botón Iniciar y pídale que realice una contracción máxima y la mantenga. Luego de 8 o 10 s, o antes si la fuerza disminuye mucho, anime verbalmente al sujeto para que haga su mejor esfuerzo. Tras unos cuantos segundos aumente aún más la estimulación verbal para obligar al sujeto a dar el máximo. Después de unos segundos pídale que se relaje; oprima el botón Detener. Note que casi siempre es posible aumentar por un tiempo la fuerza de contracción cuando se anima al sujeto en forma adecuada. Piense en este efecto en las competencias deportivas. 9. Presione el botón Iniciar y pida al sujeto que haga una contracción máxima y la mantenga; permita que el sujeto se relaje cada 8 a 10 s por un período muy breve (0.5 a 1 s) y que vuelva de inmediato a la máxima contracción. Detenga el registro después de 30 o 40 s. 10. Revise el registro y observe que inclusive los períodos breves de relajación permiten una recuperación importante de la fatiga, pero que ésta es sólo temporal. 11. Ahora permita que el sujeto vea la pantalla e indíquele que realice una contracción de 40%; después de 10 s presione la tecla Enter para marcar el tiempo y pida al sujeto que cierre Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 68 Manual de laboratorio de fisiología los ojos e intente mantener la misma fuerza de contracción durante los siguientes 30 s. 12. Después de ese tiempo indique al sujeto que abra los ojos y ajuste la contracción a 40%. 13. Presione el botón Stop y examine el registro. 14. Casi todos los sujetos muestran disminución de la fuerza (seudofatiga) cuando tienen los ojos cerrados. Sin embargo, ésta no es una fatiga verdadera porque el sujeto puede regresar a 40% con facilidad cuando abre los ojos. calcio para la excitación-contracción, cambios metabólicos en el músculo y reducción del riego sanguíneo muscular por compresión de los vasos durante la contracción. Discuta estas probables explicaciones con sus compañeros y discierna si los resultados obtenidos permiten inclinarse por alguna de ellas. Escriba sus conclusiones. ¿Cuál de las razones mencionadas cree que es más importante para explicar la seudofatiga? Análisis El mecanismo de la fatiga es un proceso no muy bien comprendido. Algunos factores propuestos para explicarla incluyen: pérdida de la “sensación de esfuerzo”, pérdida de la “regulación central”, falla en la propagación neuromuscular, reducción de la liberación del CONCLUSIONES Escriba los datos que considere relevantes. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 12 Electromiografía Competencias • Aplicar la técnica de registro electromiográfico. • Utilizar la integración de la señal electromiográfica para interpretar el registro. • Medir la velocidad de conducción nerviosa. • Analizar el efecto de la estimulación nerviosa en el reclutamiento de las fibras musculares. • Analizar el mecanismo y el efecto de la coactivación de músculos antagonistas. Revisión de conceptos El electromiograma (EMG) es el registro de la actividad eléctrica muscular. En el s er humano, el EMG puede obtenerse de fibras musculares aisladas o de grupos de ellas. Para registrar una fibra aislada se utilizan electrodos de aguja que se insertan en la fibra muscular y el registro consiste en potenciales de acción individuales. Para el registro de un grupo de fibras se emplean electrodos de disco que se colocan sobre la superficie muscular; en este caso el registro consiste en una serie de ondas irregulares que se sobreponen y en la que resulta difícil distinguir potenciales de acción aislados. La integración de la señal permite obtener un valor más mensurable del grado de co ntracción que ocurre en un músculo cuando se registra con electrodos de superficie. Dicha integración requiere el equipo adecuado que invierte las porciones negativas de los potenciales registrados en el EMG y calcula la integral del área bajo cada potencial. El grado de actividad muscular y sus variaciones en relación con el tiempo se aprecian mejor con este método. El sistema nervioso somático o de la vida de r elación regula la co ntracción de las fibras musculares esqueléticas por medio de las mo toneuronas alfa que se encuentran en el asta anterior de la méd ula espinal. Cada motoneurona inerva un número variable de fibras musculares en un mismo músculo, lo q ue recibe el no mbre de unidad mo tora. Un músculo completo está inervado por varios cientos de neuronas motoras que se descargan en f orma sincrónica durante la co ntracción muscular; el n úmero de neur onas activas se incrementa de acuerdo con la fuerza que es necesario ejercer. La fibra muscular que recibe un p otencial de acció n neuronal genera a su vez un potencial de acción que inicia el proceso contráctil mediante la liberación de calcio del retículo sarcoplásmico. Por lo t anto, durante la co ntracción ocurre un e vento eléctrico (potencial de acció n) que desencadena un e vento mecánico o co ntracción propiamente dicha. 69 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 70 Manual de laboratorio de fisiología ACTIVIDADES Algunos ejercicios de esta sesión comprenden la aplicación de corriente eléctrica al músculo del sujeto en el que se efectúa el registro, por lo que el estimulador debe cumplir los requisitos para su empleo en seres humanos. Las personas con marcapasos cardíacos o con alguna disfunción neurológica o cardíaca no deben ofrecerse como voluntarias. Si el sujeto experimenta alguna molestia durante el registro, suspenda el procedimiento y avise a su profesor. El equipo utilizado en esta sesión incluye: 1. 2. 3. 4. 5. 6. 7. 8. 9. Unidad Power Lab. Bioamplificador. Estimulador. Electrodos de estimulación. Electrodos de registro con sus respectivos cables de conexión. Electrodo de tierra. Gel conductor. Torundas de algodón con alcohol. Almohadillas abrasivas. Nota. En algunos cubículos el amplificador y el estimulador están en una sola unidad; aunque en otros se trata de dos unidades separadas, su funcionamiento no difiere. U Regulación voluntaria de la fuerza de contracción Sobre la mesa de trabajo encontrará la unidad Power Lab y el bioamplificador con un cable conectado; a éste se conectan a su vez los electrodos para registro y de tierra (figura 12.1). La persona en quien se realizará el registro debe quitarse reloj, pulseras, anillos y cualquier objeto de dedos y muñecas. Para conectar los electrodos inicie con el cable de tierra, banda que se coloca firmemente en la muñeca del sujeto y se conecta al cable de electrodos en el sitio correspondiente a tierra (earth), como se muestra en la figura 12.2. Dos de los electrodos de registro se instalan sobre la masa muscular del bíceps y dos en el tríceps, como se muestra en la Figura 12.2 figura 12.3. Con torundas empapadas en alcohol, limpie la zona de la piel en la que se colocarán los electrodos y luego marque el sitio con dos pequeñas cruces; los dos electrodos deben estar alineados con el eje longitudinal del brazo y la distancia entre ellos ha de ser de 2 a 5 cm. Antes de poner los electrodos talle con las almohadillas abrasivas los sitios que marcó para disminuir la resistencia de la piel y asegurar una buena transmisión de la corriente eléctrica a través de la misma. Los electrodos que se usan son electrodos desechables que ya tienen el conductor; quite el papel protector y colóquelos en los lugares marcados antes. Para instalar los electrodos en el tríceps proceda de la misma manera que en el párrafo anterior (figura 12.3). Conecte los cables a cada uno de los cuatro electrodos que instaló en el brazo. En este experimento no tiene importancia la polaridad (negativo o positivo), pero los electrodos del bíceps deben estar conectados a los cables correspondientes del canal 1 (Ch 1) y los del tríceps, al canal 2 (Ch 2); el canal de cada cable está marcado en el conector de electrodos que se muestra en la figura 12.2. Asegúrese de que todos los electrodos están conectados en forma adecuada al voluntario y al cable conector de electrodos. U Figura 12.1 Equipo para registrar actividad muscular en bíceps y tríceps. Colocación de los electrodos en la masa muscular de bíceps y tríceps. Inicio del programa e instrucciones generales Si aún no inicia el programa en su computadora, haga clic en el ícono de acceso directo a Chart 5 en la pantalla del escritorio; en la nueva pantalla que se despliega se abre una pequeña ventana. Haga clic en el archivo Experiments gallery (Galería de experimentos) y seleccione Contracción voluntaria de la lista. Una vez abierta la pantalla hágala de mayor tamaño mediante un clic en el botón del extremo superior derecho. Si esta ventana no aparece vaya a Archivo en la barra de herramientas y seleccione Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 12 Electromiografía 71 Electrodos ECG desechables Cinta para sistema a tierra Cable BioAmp que muestra las conexiones de alambres conductores Al tríceps Al bíceps A la cinta para sistema de tierra Figura 12.3 Conexión de los cables de cada electrodo al canal correspondiente. Experiments gallery. En la nueva ventana que se despliega abra el archivo Experiments gallery y seleccione Contracción voluntaria. Debe verse una pantalla como la de la figura 12.4, en la que los registros se señalan de la siguiente manera: 3. Canal 3 (Bíceps). Registra directamente la actividad muscular del bíceps. 4. Canal 4 (Tríceps). Registra directamente la actividad muscular del tríceps. 1. Canal 1 (Int. Bíceps). Calcula la integral de la actividad del bíceps que se registra en el canal 3. 2. Canal 2 (Int. Tríceps). Calcula la integral de la actividad del tríceps que se registra en el canal 4. Como se puede ver, la actividad de bíceps y tríceps se registra en dos formas diferentes: en los canales 3 y 4 se registra de manera directa la actividad eléctrica de las fibras musculares, es decir, potenciales de acción. Sin embargo, como la cantidad de po- Figura 12.4 Pantalla de inicio para la actividad Regulación voluntaria de la fuerza de contracción. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 72 Manual de laboratorio de fisiología tenciales de acción es muy alta, no es posible distinguir muy bien cada uno de ellos para hacer mediciones; por lo que se recurre a calcular la integral de esta actividad mediante la programación de los canales 1 y 2, lo que ya se hizo en su computadora. Para iniciar el registro, el voluntario debe estar sentado en posición relajada, con el brazo flexionado 90° y la mano sobre la mesa con la palma hacia arriba. En el canal 3, presione la flecha que se halla a un lado de Bíceps y en el menú seleccione Bioamplificador. Pida al voluntario que contraiga fuertemente el bíceps; esto se logra al tratar de flexionar el brazo al tiempo que otro compañero opone resistencia al movimiento. Debe obtenerse un registro semejante al de la figura 12.5. Ajuste el rango de manera que el registro ocupe la mitad o dos terceras partes de la escala como máximo, presione OK y vuelva a la pantalla de registro. Ajuste, siguiendo los mismos pasos, la señal de registro del tríceps. Aquí también pida al sujeto que contraiga el tríceps y usted oponga resistencia al movimiento para obtener el máximo registro. Presione el botón Iniciar en la pantalla de registro. Pida al sujeto que realice una contracción máxima del bíceps y después del tríceps. Presione el botón Detener y verifique que la amplitud del registro sea la adecuada; de lo contrario ajuste la escala. Pida de nuevo al sujeto que se coloque en posición relajada con el brazo flexionado 90° y con la palma de la mano hacia arriba, pero ahora sin descansar la mano en la mesa. Presione el botón Iniciar y escriba en la barra de comentarios “Registro basal”. Después de unos cuantos segundos anote “1” en comentarios y coloque un libro de peso regular sobre la mano del sujeto. Registre durante 3 a 4 s y retire el libro. Repita el proceso con un peso cada vez mayor (dos, tres o más libros) sobre la mano del sujeto; anote el número en comentarios y haga el registro correspondiente. Presione el botón Detener. Los registros obtenidos deben ser similares a los de la figura 12.6. Si desea ver una porción del registro con mayor nitidez selecciónela con el cursor y presione el botón de zoom en la barra de herramientas. Análisis Desplácese a lo largo del registro y observe los cambios en la actividad registrada del bíceps (canal 3). Observe también que la actividad del tríceps casi no se modifica al colocar peso sobre la mano. Note que la amplificación de la actividad bicipital presenta gran cantidad de potenciales de acción y relaciónela con el registro de la integral del bíceps en el canal 1. La amplitud de la integral corresponde a la suma de la actividad de cada potencial registrado directo en el canal 3 (Bíceps) y permite observar en forma más clara la intensidad de la actividad eléctrica del músculo. Observe los cambios en el registro de la integral al poner peso sobre la mano del sujeto. La amplitud del registro se correlaciona en forma directa con la fuerza que produce el músculo. Ahora observe los cambios que ocurren en la integral del tríceps (Int. Tríceps) y cómo se relacionan con la actividad eléctrica del tríceps en el canal 4 (Tríceps). Mida la máxima amplitud alcanzada en la integral con cada uno de los pesos y anótela en el cuadro de la siguiente página. Bio Amplifier Range: 2 mV Input 3 0.152 mV 2 50 Hz Notch 1 High Pass: mV 0 Mains Filter 10 Hz Low Pass: –1 200 Hz –2 Invert Units... OK Figura 12.5 Cancel Ajuste de la escala en la ventana de diálogo del bioamplificador. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 12 Electromiografía Figura 12.6 Registro electromiográfico con amplificación de la actividad bicipital. REGULACIÓN VOLUNTARIA DE LA FUERZA DE CONTRACCIÓN Peso (número de libros) Amplitud del bíceps 73 Amplitud del tríceps Explique estos resultados. Pida al sujeto que contraiga en forma alternada el bíceps y el tríceps. El bíceps se activa al flexionar el brazo contra resistencia y el tríceps al intentar extenderlo también contra resistencia. Uno de los compañeros puede ayudar oponiendo resistencia a la flexión o la extensión del brazo. Practiquen este procedimiento un par de veces antes de iniciar el registro. A continuación presione el botón Iniciar y registre la contracción alternada del bíceps y el tríceps por 20 a 30 s. Presione el botón Detener. El registro obtenido debe ser similar al de la figura 12.7. También es posible contraer de modo voluntario inclusive una sola fibra muscular. Pida al sujeto que vea la pantalla y contraiga el bíceps lo menos posible para que ocurra la contracción de una sola fibra muscular. Aunque el registro es muy pequeño, si lo amplifica con el zoom podrá ver que contiene un solo potencial de acción. Tal vez se requiera un poco de práctica para lograr la contracción de una sola fibra. Si está guardando los registros en un disco, hágalo ahora y cierre el archivo. Retire los electrodos del sujeto, desconéctelos del cable y tírelos al bote de basura. Análisis U Actividad alternada y coactivación Para esta actividad el sujeto debe estar sentado en posición relajada, con el brazo flexionado 90° y la palma de la mano hacia arriba, sin descansarla sobre la mesa. Desplácese a lo largo del registro y observe la alternancia en actividad de bíceps y tríceps. Note que cuando el bíceps se activa, ocurre una activación mucho menor del tríceps y viceversa. Este fenómeno recibe el nombre de coactivación. Su función, aunque no se comprende por completo, consiste en estabilizar la articulación. Con base en estos Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 74 Manual de laboratorio de fisiología Chart [Coactivation Data: Vista Chart] Archivo Edición Configuración Comandos Macro Ventana Ayuda x 1 2 1 Canal: 1 Agregar 05/04/2001 Comentario 20 50 mV.5 10.25 s 31.17 mV.s ¥ Int Biceps ¥ Int Triceps 0 –50 + – 43.99 mV.s mV.5 50 0 + – –50 0.109 mV Biceps mV 1 0 + – –1 0.140 mV Triceps mV 1 0 + – –1 –20 M 0 5 10 15 20 25 30 Iniciar 10:1 971M Figura 12.7 Registro de la contracción alternada de bíceps y tríceps. datos, ¿qué ocurriría al flexionar la articulación del codo si la coactivación no tuviera lugar? ¿Cómo explica que el sujeto sea capaz de producir la contracción de una sola fibra muscular? U Actividad muscular producida por estimulación eléctrica del nervio Lea con cuidado las instrucciones, ya que en este ejercicio se utilizará estimulación eléctrica para producir la contracción muscular. El pulso eléctrico también estimula fibras nerviosas sensoriales, lo que produce sensaciones de hormigueo o piquete y en muy pocos casos dolor leve. El voluntario para este ejercicio puede ser el mismo que participó en los ejercicios anteriores, o algún otro. El arreglo del equipo es el mismo que se usó antes, además del estimulador y los electrodos de estimulación. Para este ejercicio se necesitan sólo dos electrodos. Por lo tanto, desconecte los cables correspondientes al canal 2 del conector de electrodos y colóquelos en un lugar aparte. Para establecer los parámetros de registro, si la ventana de diálogo que muestra el archivo Experiments gallery no está abierta, haga clic en Archivo, seleccione Experiments gallery y abra el archivo Contracción por estimulación nerviosa. La ventana de registro que aparece tiene un solo canal con el título EMG. Con dos pequeñas cruces, señale el sitio donde colocará los electrodos en la piel sobre el músculo abductor corto en la eminencia tenar; limpie la piel con alcohol y utilice las almohadillas abrasivas para mejorar la conducción. Como los electrodos que se emplearán son del mismo tipo que los de los experimentos anteriores, el menor espacio disponible para su colocación demanda recortarlos respetando la parte central, que es la conductora. Coloque los dos electrodos separados 2 a 3 cm uno del otro, como se ilustra en la figura 12.8, y conéctelos al cable que va al conector de electrodos, que deben estar conectados en el canal 1. La polaridad de los electrodos debe establecerse con el electrodo negativo proximal a la muñeca. Ahora conecte el electrodo de estimulación al estimulador y verifique que el interruptor esté en OFF. Ponga una gota de gel conductor en cada uno de los discos del electrodo para estimulación y colóquelos sobre el nervio mediano a nivel de la muñeca. La figura 12.8 muestra el sitio aproximado de ubicación. Es necesario que la barra del electrodo estimulador se encuentre paralela al eje del brazo y el electrodo positivo —señalado por un punto rojo en la barra—, en la porción más proximal del brazo (los cables deben dirigirse hacia la mano), como se ilustra en la figura 12.8. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 12 Electromiografía Figura 12.8 Colocación de los electrodos de registro y estimulación. Coloque el interruptor del estimulador en ON. En esta posición aún no se envían estímulos al sujeto, pues para que esto ocurra se requiere iniciar el registro. Para seleccionar los parámetros de estimulación presione Configuración en la barra de herramientas y seleccione Stimulus isolator en las opciones. En la ventana de diálogo que se despliega asegúrese de que estén seleccionados los siguientes parámetros: estímulo, continuo; rango, Hz; frecuencia, 0.1; duración del pulso, 200 µs; corriente del pulso, 0.0 mA, y marcador del estimulador, OFF (apagado). Los parámetros en esta actividad se establecen para que el registro se realice por 0.05 s, y se detenga automáticamente. Mueva la ventana de diálogo del estimulador a la izquierda para que no interfiera con la visualización del registro. Aumente la corriente de Figura 12.9 75 pulso a 6 mA; aún no hay paso de corriente al sujeto. Presione el botón Iniciar para comenzar a aplicar el estímulo y registrar la respuesta. Si no observa una buena respuesta aplique algo de presión al electrodo de estimulación y muévalo hasta obtener la mejor respuesta. Aumente el pulso de corriente hasta obtener una respuesta adecuada si a pesar de los intentos de mejorar el contacto del electrodo de estimulación con el nervio no hay respuesta. Algunos sujetos no responden con este procedimiento porque el abductor es inervado por el nervio cubital en vez del mediano, ejemplo de variación anatómica. Si éste es el caso, cambie de sujeto o inténtelo estimulando el nervio cubital. Después de conseguir un buen registro continúe la estimulación en incrementos de 2 mA de intensidad hasta llegar al máximo y registre la respuesta con cada intensidad. La respuesta debe aumentar conforme a la intensidad del estímulo hasta llegar a la respuesta máxima. Cuando éste se alcanza, ya no aumenta más aunque se haga lo propio con la intensidad del estímulo. Ponga el interruptor del estimulador en OFF; si está guardando los registros, hágalo ahora en su disco. Retire el electrodo de estimulación y señale con bolígrafo las marcas que dejaron los discos en la piel. Este dato se usará en la siguiente actividad. Análisis Los registros obtenidos deben ser semejantes a los que se muestran en la figura 12.9. Desplácese a lo largo de ellos. Seleccione uno con el cursor y amplifíquelo con el zoom. En la ventana del zoom mida la latencia, que es el tiempo desde que el registro inicia Registro de la actividad muscular por estimulación nerviosa. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 76 Manual de laboratorio de fisiología hasta que la respuesta comienza. Para ello coloque el cursor donde empieza la respuesta y lea el valor de la latencia en la parte superior de la ventana (t =). s Escriba el valor de latencia obtenido: ¿A qué corresponde el tiempo de latencia? ¿Cómo puede modificar la duración de la latencia en este experimento? Haga una lista secuencial de los eventos que ocurren desde que se aplica el estímulo hasta que inicia la respuesta. Ponga el interruptor del estimulador en OFF. Quite la barra del electrodo estimulador del sujeto y señale con bolígrafo las marcas que dejaron los discos sobre la piel. Retire todos los electrodos del sujeto. Si está guardando los registros hágalo ahora en su disco. Análisis La velocidad de conducción nerviosa puede estimarse si se toma en cuenta el tiempo adicional que el estímulo nervioso requiere para llegar al músculo cuando la estimulación se aplica en el codo en comparación con la muñeca. Seleccione un registro con el cursor y amplíe la imagen con el zoom. En esta ventana mida la latencia en la misma forma que en la actividad anterior. Ahora mida la distancia entre las marcas del cátodo del electrodo estimulador en la muñeca y en el codo. Esta es la distancia entre los sitios de estimulación. Con base en que velocidad es igual a distancia sobre tiempo, calcule la velocidad de conducción del nervio mediano con la fórmula siguiente: Velocidad = Distancia entre los sitios de estimulación (mm) Diferencia entre las latencias al estimular en la muñeca y el codo Exprese el valor obtenido en m/s. ¿Por qué el registro de la actividad muscular indicado en este experimento es distinto del que se obtiene de bíceps y tríceps por contracción voluntaria? De acuerdo con la velocidad obtenida, ¿a qué grupo de fibras nerviosas corresponden las fibras del nervio mediano? U Medición de la velocidad de conducción nerviosa Puede continuar el registro en esta misma ventana o abrir un registro nuevo. Ponga una gota de gel conductor en cada disco de la barra del electrodo estimulador y colóquela en la porción medial de la cara anterior del codo (figura 12.8). En esta posición se requiere una presión más firme que en la muñeca para asegurar la correcta estimulación nerviosa, porque el nervio mediano se ubica a mayor profundidad. La orientación del electrodo debe ser la misma que para la estimulación en la muñeca, con el cátodo dirigido hacia la mano. Para establecer los parámetros de estimulación presione el botón Configuración en la barra de herramientas y seleccione Stimulus isolator; en la ventana de diálogo elija 8 mA y ponga la ventana a la izquierda de la pantalla para que no estorbe. Ponga el interruptor del estimulador en ON y presione el botón Iniciar para empezar la estimulación y el registro. Haga varios registros con esta intensidad del estímulo moviendo el electrodo para encontrar la mejor posición. Si no obtiene una respuesta adecuada incremente la intensidad del estímulo hasta lograrlo. Tras obtener una respuesta adecuada aumente la intensidad del estímulo a 10 mA. Presione el botón Iniciar para comenzar la estimulación y el registro, y registre tres a cuatro respuestas. ¿Qué tipo de estimulación se aplica en estos experimentos: catódica o anódica? De estos dos tipos de estimulación, catódica y anódica, ¿cuál es mejor y por qué? ¿Qué tipo de registro se realizó: monopolar o bipolar? ¿Cuál es la diferencia entre estos dos tipos de registro? Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 12 Electromiografía CONCLUSIONES Escriba los datos que considere relevantes. Descargado por JM Occupational ([email protected]) 77 lOMoARcPSD|24440723 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 13 Funcionamiento del huso muscular Competencias • Analizar la función del huso muscular durante la contracción y la relajación, relacionándolo con su morfología. • Relacionar las formas en las que puede ser estimulado el huso muscular —estiramiento y estimulación gamma— con la contracción y el tono muscular. Revisión de conceptos La inervación motora del huso muscular la proveen las motoneuronas gamma, que se localizan junto a las motoneuronas alfa en las ast as medulares anteriores. Esta inervación gamma es de dos tipos: dinámica para las fibras en saco nuclear y estática para las fibras en cadena. La sinapsis entre las fibras gamma y las fibras intrafusales ocurre en el extr emo distal de cada fibra, que es la parte capaz de contraerse. La estimulación del huso muscular tiene lugar cuando el huso se estira, lo que deforma las fibras intrafusales y estimula las fibras primarias o Ia, que detectan la velocidad del estiramiento, y las fibras secundarias o II, q ue perciben la magni tud del cambio de longitud. Por lo tanto, el huso muscular puede estimularse en dos formas: Los husos musculares se sitúan entre las fibras estriadas del músculo esquelético y su función consiste en regular la longitud muscular. Cada huso muscular está constituido por una cápsula de tejido conectivo que contiene 8 a 10 fibras musculares modificadas, que reciben el nombre de fibras intrafusales porque están en el in terior del huso, en t anto que las fibras de músculo esquelético que constituyen la gran masa muscular se denominan fibras extrafusales. Con base en la disposición de sus n úcleos, las fibras intrafusales del h uso muscular son de dos ti pos (figura 13.1). L as fibras en s aco nuclear tienen una dila tación en su p orción central, donde se localizan los núcleos; cada huso contiene dos fibras de este tipo. Las otras fibras se denominan en cadena n uclear porque sus núcleos están dispuestos uno al lado del o tro; cada huso alberga cuatro a seis de estas fibras. Tanto las fibras en cadena nuclear como en saco nuclear son fibras musculares modificadas capaces de contraerse sólo en sus extremos; son más pequeñas que las fibras extrafusales: alcanzan una longitud de 4 a 7 mm, a diferencia de la longitud de las fibras de músculo esquelético, que varía de milímetros a decímetros. El huso muscular posee tanto inervación sensorial como motora. La inervación sensorial está representada por fibras Ia, por cuya disposición característica —enrollada en la porción central de las fibras intrafusales— también reciben el nombre de fibras anuloespirales. El otro tipo de fibras sensoriales que inervan el huso muscular corresponde a fibras del grupo II, también llamadas secundarias; estas fibras inervan sobre todo las fibras en cadena nuclear y sólo algunas fibras en saco nuclear. 1. Cuando el m úsculo se estira, lo hace t ambién el h uso muscular por su disp osición en pa ralelo con las fibras musculares. 2. Cuando las fibras intrafusales se contraen por estimulación gamma. En los dos casos se observa deformación de la porción central del huso muscular y producción de potenciales de acción por las fibras Ia y II. La función del huso muscular se comprende mejor cuando se analiza lo que ocurre al estira r el músculo. El estiramiento estimula el h uso muscular y en vía información relacionada con la v elocidad y la magni tud del estira miento al sistema nervioso central a través de las fibras Ia y II, q ue hacen sinapsis tanto directa como a través de interneuronas con las mo toneuronas alfa, lo q ue ocasiona la co ntracción 79 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 80 Manual de laboratorio de fisiología muscular y el m úsculo regresa a su lo ngitud original. Además, la contracción del músculo disminuye la longitud de las fibras intrafusales, cuyo resultado sería el cese en el envío de información respecto de la lo ngitud del músculo al sistema nervioso central. Sin embargo, la iner vación gamma impide que esto ocurra. Como las motoneuronas alfa y ga mma se activan en forma concurrente durante la contracción, al tiempo que el músculo se contrae, y ello dismin uye la longitud del huso muscular, la actividad gamma ocasiona que las fibras intrafusales se contraigan también y estimulen el huso muscular, lo que permite que se mantenga sensible a los cambios de lo ngitud del músculo. Por lo t anto, la ac tividad gamma modifica la sensibilidad del huso muscular al estiramiento. Este hecho puede demostrarse en los r eflejos de estiramiento mediante la maniobra de Jendrassik (véase Práctica 14). Otra función importante de la iner vación gamma es su participación en el mantenimiento del tono muscular. Aunque la contracción de las fibras intrafusales por estimulación gamma no es de magni tud suficiente para originar un movimiento articular o una co ntracción muscular visible, sí lo es para generar potenciales de acció n en las fibras Ia y II, que hacen sinapsis con las motoneuronas alfa y producen un ligero grado de contracción muscular conocido como tono. En consecuencia, la modificación de la actividad de las motoneuronas gamma puede alterar el tono muscular. La información recibida de la corteza motora, los núcleos basales, el cerebelo y los n úcleos reticulares regula la ac tividad de las motoneuronas gamma. Como ya s e mencionó, la información proveniente del huso muscular establece sinapsis tanto directa como a través de interneuronas con las motoneuronas alfa en la médula espinal. Pero este no es el único destino de es a información: las fibras Ia también hacen sinapsis a nivel medular con interneuronas inhibidoras que inhiben a las mo toneuronas alfa que inervan músculos antagonistas. Esta es la base de la inhibición recíproca. Asimismo, la inf ormación del h uso muscular forma parte de la llamada información propioceptiva inconsciente que llega sobre todo al cerebelo. También es importante mencionar el órgano tendinoso de Golgi. Con frecuencia, éste y el h uso muscular se clasifican juntos como receptores de estira miento, porque los dos se estimulan cuando el músculo se estira; sin em bargo, la respuesta es distinta a causa de su disp osición. Los husos musculares están dispuestos en paralelo en relación con las fibras extrafusales, en t anto que los órganos tendinosos de Golgi se hallan en serie. De aquí puede deducirse la diferencia en el patrón de descarga de cada uno de ellos d urante la contracción muscular. Si el músculo se encuentra estirado a su longitud de reposo, la mayor parte de las terminaciones primarias Ia produce potenciales de acción, en tanto que los órganos tendinosos, inervados por fibras Ib, no suelen hacerlo. La frecuencia de descarga del huso muscular y el ó rgano tendinoso de G olgi se incrementa cuando el músculo se estira. Si ocurre una contracción isotónica, la descarga del huso muscular disminuye, en tanto que la del órgano tendinoso de Golgi aumenta porque al inicio de la co ntracción se produce estiramiento corto y potente de dicho órgano, que se localiza en el tendón y no en la masa muscular. Con base en los da tos anteriores se deduce que el huso muscular detecta fundamentalmente la longitud muscular, y el órgano tendinoso de Golgi, la tensión en el músculo. Por ello, en una contracción isométrica la frecuencia de descarga del órgano tendinoso de Golgi aumenta, en tanto que la del huso muscular no se modifica. ACTIVIDADES Para demostrar el funcionamiento del huso muscular se utiliza un programa computacional titulado Huso muscular, diseñado por el doctor Michael J. Davis, del Departamento de Fisiología Médica del Texas A&M University System Health Science Center. Si por alguna razón resulta imposible emplear este programa, los problemas que aquí se presentan pueden resolverse mediante los conocimientos básicos del funcionamiento del huso muscular. U Inicio del programa e instrucciones generales Si el programa no está abierto en la pantalla de su computadora, haga clic en el ícono correspondiente en la pantalla del escritorio o en el botón Inicio, Seleccionar programas; elija Huso muscular de la lista que se despliega. Maximice la ventana mediante clic en el cuadro que se encuentra en la esquina superior derecha. La imagen desplegada debe ser como la de la figura 13.1. En la pantalla se observa un esquema del huso muscular que ilustra tanto la inervación eferente estática como la dinámica a través de las motoneuronas A-gamma, como aferente por las terminaciones nerviosas Ia y II. Esta gráfica también muestra la ubicación de los electrodos: R corresponde al electrodo de registro (Recording electrode) y S a estimulación (Stimulator ). Note que lo que se registra es la actividad de las fibras aferentes Ia y II, y que el estímulo se aplica sobre las fibras A-gamma. En la parte inferior de la gráfica se encuentran dos casillas que señalan las longitudes inicial (Initial length) y final (Final length). Los valores de estas dos casillas pueden variar de 50 a 100 y se modifican al teclear directamente el valor o mediante un pie en las flechas hacia arriba y hacia abajo. La diferencia entre las dos longitudes (inicial y final) indica la magnitud de cambio en la longitud del músculo. Debajo de estas casillas aparecen dos barras que señalan el inicio (Stimulator on) y el final del estímulo (Stimulator off ); en Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 13 Funcionamiento del huso muscular + 81 spindle5.vi File Edit Operate Windows Muscle Spindle Physiology R = recording electrode S = stimulator Ia II R R II R Ag (dynamic) Ag (dynamic) S S Ag (static) Ag (static) initial lengh final lengh 75 stimulator off stimulator on 100 Muscle length (%) control) Ia Activity Ii Activity Muscle Force 75 < adjust > 75 50 on Ag Tone off on low off 40 high 20 0 Time(arbitrary units) Figura 13.1 Pantalla de inicio del programa HUSO MUSCULAR. estas circunstancias el estímulo estira el músculo. En el centro de las barras se observan dos líneas verticales que pueden moverse; la distancia entre estas dos líneas indica el tiempo que el músculo tarda en variar su longitud. La longitud muscular en porcentaje (%) del control (Muscle length), la actividad de los aferentes primarios o Ia (Ia activity) y de los aferentes secundarios o II (II activity), y la fuerza muscular (Muscle force) se grafican en la parte inferior. Un cuadro a la derecha de estas gráficas permite variar la actividad gamma (A tone): para obtener una actividad baja se coloca el cursor sobre la flecha Low y se presiona el botón del ratón, y para una actividad alta se hace lo mismo con el cursor sobre la flecha High. Con objeto de regresar al valor normal se presiona el botón del ratón en la parte media de la barra. El tiempo se grafica sobre el eje de las X y está dado en unidades arbitrarias. Para iniciar el programa se presiona la flecha en la parte superior izquierda de la barra de herramientas o se selecciona Run en el menú Operate. Para regresar a los valores iniciales se elige REINITIALIZE ALL TO DEFAULT en el mismo menú. U Variación de la magnitud del estiramiento Antes de iniciar el programa describa la morfología del huso muscular, sin olvidar mencionar las inervaciones aferente y eferente, e identifique cada uno de los componentes descritos en el diagrama observando dónde están colocados los electrodos de estimulación (marcados con la letra S) y los electrodos de registro (letra R). Ahora ponga el valor de la casilla de longitud inicial en 50 y el de longitud final en 100, y corra el programa. Describa y explique la respuesta en las actividades Ia y II, y la fuerza muscular. Repita este mismo procedimiento variando la Iongitud final a 90, 80, 70 y 60. Describa y explique cómo varían las respuestas en las actividades Ia y II, y la fuerza muscular. U Variación en la velocidad del estiramiento Coloque de nuevo el valor de longitud final en 100 y el de longitud inicial en 50, y ahora modifique el tiempo que el músculo tarda en alargarse. Para ello ponga primero la barra de Stimulus off aproximadamente debajo de la letra F de final y repita el procedimiento con la barra a la altura de la letra L de Length. Describa y explique los resultados en la actividad Ia y la II, y la fuerza muscular. U Variación de la actividad gamma Sin modificar estos parámetros (Stimulus off a la altura de la letra L de Length) varíe la actividad gamma; corra el experimento con actividad baja (Low), normal (puntero en el centro de la barra) y Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 82 Manual de laboratorio de fisiología alta (High). Describa y explique las variaciones en la actividad Ia y la II, y la fuerza muscular en estas tres situaciones. Por último, modifique como quiera los tres parámetros estudiados: a) magnitud de la variación en la longitud del músculo; b) tiempo que tarda el músculo en cambiar su longitud, y c) grado de actividad gamma, y describa la función del huso muscular en la actividad muscular. Con base en los resultados obtenidos conteste las siguientes preguntas. ¿La información que el huso muscular proporciona es consciente o inconsciente? ¿Las fibras nerviosas Ia y II son mielinizadas o no mielinizadas? ¿Cuál es el estímulo adecuado del huso muscular? ¿Responden por igual las aferentes Ia y II? ¿Cuál es la diferencia? ¿Cuál es la velocidad de conducción de las fibras Ia y cuál la de las fibras II? ¿Cuál de las dos aferentes (Ia o II) responde mejor a la respuesta estática: longitud muscular? ¿Cuál es el principal destino de la información que el huso muscular proporciona al sistema nervioso central y por cuál fascículo viaja? ¿Cuál de las aferentes (Ia o II) responde mejor a la respuesta dinámica: velocidad de alargamiento del músculo? ¿Cuál es la función de la inervación gamma del huso muscular? ¿Es el huso muscular un receptor tónico o fásico? ¿Qué diferencias hay entre las motoneuronas alfa y las gamma? Con base en el tipo de estímulo al que responde, ¿qué clase de receptor es el huso muscular? ¿Qué tipo de fibras nerviosas son las A-alfa y cuál es su velocidad de conducción? De acuerdo con el tipo de información que envía al sistema nervioso central, ¿qué clase de receptor es el huso muscular? ¿Qué tipo de fibras nerviosas son las A-gamma y cuál es su velocidad de conducción? Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 13 Funcionamiento del huso muscular CONCLUSIONES Escriba los datos que considere relevantes. Descargado por JM Occupational ([email protected]) 83 lOMoARcPSD|24440723 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 14 Reflejos de tracción o de estiramiento (miotáticos) Competencias • Analizar la función de cada uno de los elementos que integran el circuito nervioso del reflejo de tracción o estiramiento: receptor, vía aferente, centro de integración, vía eferente y efector. • Explorar los reflejos de tracción o estiramiento más utilizados en la práctica clínica: rotuliano, aquileano, bicipital, tricipital y masetérico; evaluarlos de acuerdo con la intensidad de la respuesta e identificar su sitio de integración. • Analizar el efecto de la maniobra de Jendrassik sobre la respuesta del reflejo de tracción o estiramiento. • Medir el tiempo de latencia de un reflejo identificando los elementos que lo determinan. • Relacionar los reflejos de tracción o estiramiento con su utilidad en la evaluación neurológica del paciente. Revisión de conceptos En 1771, Unzer introdujo a la fisiología el término reflejo (re, atrás y flectere, doblar) para describir las respuestas automáticas, repetibles y dirigidas del organismo. Muchos de estos reflejos son de carácter protector o de comportamiento locomotor y su utilidad consiste en relevar al cerebro de la necesidad de guiar de manera consciente y detallada los sistemas musculares que participan en estas acciones. Sin embargo, los reflejos continúan bajo el control consciente de los centros motores superiores, por lo que es posible suprimir a voluntad, dentro de ciertos límites, reflejos como el de la t os o el estornudo. Otros ejemplos de reflejos son: corneal, de deglución, visual, del vómito, del rascado, flexor, tendinoso, etcétera; todos varían poco de una ocasión a otra e inclusive de un individuo a otro. Los reflejos tendinosos son los más s encillos de t odos los mencionados, porque a nivel central sólo tiene lugar una estación de relevo de la inf ormación o sinapsis, por lo que se les llama reflejos monosinápticos. Vale la p ena recordar que el t érmino reflejos tendinosos se deriva de la cr eencia equivocada de que el receptor se localiza en el tendón, aunque después se descubrió que el receptor es el huso muscular, que se encuentra entre las fibras musculares. Puesto que el término reflejos tendinosos está muy arraigado en la terminología clínica es el q ue se emplea aquí, a p esar de q ue el nombre correcto, desde el punto de vista fisiológico, es reflejos de tracción o de estiramiento. La bibliografía anglosajona también emplea reflejos miotáticos para referirse a ellos. Sin considerar si s on monosinápticos o p olisinápticos, todos los reflejos están constituidos por un receptor, una vía aferente, una o varias sinapsis en el sistema nervioso central (SNC), una vía ef erente y un t ejido efector. Como ya se señaló, los reflejos de estiramiento o tendinosos son los más sencillos de todos porque son los únicos que tienen una sola estación de relevo (sinapsis) en el sist ema nervioso central, por lo que también se les denomina reflejos monosinápticos. El reflejo cuyo número de sinapsis es de dos o más r ecibe el nombre de reflejo polisináptico, y en ocasiones se establece la distinción entre los reflejos con dos sinapsis (disinápticos) o con tres sinapsis (trisinápticos). La figura 14.1 muestra el circuito neuronal del reflejo de estiramiento o monosináptico. El receptor es el huso muscu85 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 86 Manual de laboratorio de fisiología lar, que detecta las variaciones en la longitud del músculo y envía la información por las fibras Ia (vía aferente) al sistema nervioso central. Las fibras aferentes primarias la envían a la médula espinal por la raíz posterior y se dirigen al asta anterior ipsolateral, donde hacen sinapsis con las motoneuronas alfa. D e estas motoneuronas parten las fibras eferentes que inervan las fibras musculares del mismo m úsculo en el que se encuentra el huso muscular que originó el reflejo; éste es el t ejido efector y su co ntracción es la r espuesta refleja. Del huso muscular también parten fibras tipo II o s ecundarias; sin embargo, éstas no intervienen en el reflejo de tracción monosináptico. La forma habitual de des encadenar los r eflejos tendinosos en c línica consiste en p roducir un ala rgamiento del músculo con un golpe en el tendón del músculo con el martillo de r eflejos o media nte el es tiramiento por algún o tro medio; esta es la razó n por la que estos reflejos se conocen como reflejos de estiramiento o tracción. La exploración de los reflejos de estiramiento o tendinosos se utiliza ampliamente en clínica, porque permite valorar la integridad del segmento o segmentos medulares en los que se integra la información del reflejo (sitio de la sinapsis central), y como estos reflejos también están bajo la influencia de centros motores superiores, su exploración hace posible valorar los diferentes sistemas motores. Por ejemplo, un aumento de la ac tividad gamma incrementa la s ensibilidad del h uso muscular y produce hiperreflexia. Este efecto de la actividad gamma sobre el huso muscular también se emplea en la valoración de los r eflejos tendinosos mediante la maniobra de Jendrassik, que consiste en pedir al paciente que entrelace los dedos de sus manos y tire de ellas intentando separarlas; esto aumenta la ac tividad gamma y la in tensidad de la r espuesta refleja es mayor que cuando no se realiza esta maniobra. Aunque a veces se dice que con la maniobra de Jendrassik se intenta distraer la atención del paciente y evitar la inhibición voluntaria del reflejo, esta es una idea equivocada. Otro concepto que puede ocasionar confusión es la participación del reflejo de tracción para mantener la p ostura que consignan algunos t extos; aunque esto es cier to, debe aclararse que en este caso se trata de un r eflejo de tracción polisináptico, también llamado reflejo de tracción tónico, y no del reflejo de tracción monosináptico o fásico q ue ya se describió. La forma en la q ue el reflejo de tracción tónico o polisináptico actúa para mantener la p ostura, puede verse con claridad si se recuerda lo que ocurre cuando se está de pie: por más derecho que se esté, ocurre un ligero balanceo del cuerpo. Cuando el c uerpo se balancea hacia la der echa, se estiran los músculos del lado izquierdo de las extremidades, lo que estira y estim ula los h usos musculares, que envían potenciales de acción a la méd ula espinal por las aferentes Ia. Sin embargo, las fibras aferentes Ia no llega n directamente a las motoneuronas alfa, sino que hacen sinapsis con interneuronas, que sirven como amplificadores de la s eñal. Puesto que una de las características de las interneuronas es su respuesta prolongada, la estimulación que proveen a las motoneuronas alfa es más duradera y también más lenta, lo que produce contracción muscular suave y prolongada que balancea el cuerpo hacia la izquierda; entonces se estiran los husos musculares del lado derecho y el ciclo se repite. Médula espinal Contracción Figura 14.1 Carga Circuito nervioso del reflejo de tracción monosináptico. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 14 Reflejos de tracción o de estiramiento (miotáticos) 87 ACTIVIDADES U Exploración de reflejos tendinosos Explore los siguientes reflejos y escriba sus observaciones en el cuadro correspondiente en el Informe de laboratorio. El cuadro 14.1 muestra una forma de valorar la respuesta de los reflejos de estiramiento o tendinosos. Cuadro 14.1 Valoración de la respuesta de los reflejos de estiramiento o tendinosos Grado Respuesta refleja 0 Sin respuesta 1+ Lento o disminuido 2+ Respuesta activa o esperada 3+ Más brusco de lo esperado, ligeramente hiperactivo 4+ Brusco, hiperactivo, con clono intermitente o transitorio Reflejo rotuliano Es el más conocido de los reflejos de tracción. Para desencadenarlo: 1. Pida al sujeto que se siente en una posición cómoda, con la pierna colgando o cruzada sobre la otra extremidad; en ambos casos el cuadríceps debe estar relajado. 2. Localice por palpación el tendón rotuliano y golpee con el martillo de reflejos; el golpe debe ser suave pero firme. 3. Observe la respuesta y repita el procedimiento realizando la maniobra de Jendrassik. 4. Haga lo mismo en la extremidad del otro lado. 5. Describa los resultados en la sección Informe de laboratorio. Reflejo aquileano 1. Pida al sujeto que se coloque de rodillas sobre una silla, con los pies colgando por fuera y sin contraer los músculos de la pantorrilla. También puede valorarse si se sostiene el pie del sujeto con una mano en el talón. 2. Localice el tendón de Aquiles y golpee con el martillo de reflejos. 3. Observe qué músculos se contraen y cuál es la respuesta. 4. Realice el procedimiento en las dos extremidades. 5. Describa los resultados en la sección Informe de laboratorio. Reflejo bicipital (figura 14.2) 1. Sostenga el antebrazo del sujeto con su mano izquierda en la articulación del codo y deje descansar el antebrazo del voluntario sobre el suyo. 2. Con el pulgar izquierdo localice el tendón del bíceps a nivel de la fosa antecubital y coloque el pulgar sobre éste. 3. Golpee sobre su pulgar con el martillo de reflejos. 4. Realice el procedimiento en las dos extremidades. Figura 14.2 Exploración del reflejo bicipital. 5. Observe qué músculo se contrajo y cuál fue la respuesta. 6. Describa los resultados en la sección Informe de laboratorio. Reflejo tricipital 1. Colóquese atrás del sujeto, ponga su mano izquierda a nivel del pliegue del codo y flexione el brazo del voluntario. 2. Localice el tendón del tríceps y golpee con el martillo de reflejos. 3. Observe qué músculo se contrae y cuál es la respuesta. 4. Realice el procedimiento en las dos extremidades. 5. Describa los resultados en la sección Informe de laboratorio. Reflejo masetérico o mandibular 1. Pida al sujeto que entreabra la boca. 2. Coloque su dedo índice o pulgar en el mentón y percuta con el martillo de reflejos. 3. Observe qué grupo muscular se contrae y cuál es la respuesta. 4. Describa los resultados en la sección Informe de laboratorio. Éste es un ejemplo de reflejo en el que el estiramiento no se produce mediante un golpe directo al tendón. U Registro de la respuesta muscular de los reflejos tendinosos Equipo utilizado en esta sesión: 1. Unidad Power Lab. 2. Bioamplificador. 3. Electrodos de registro con sus respectivos cables para conectarlos al bioamplificador. 4. Electrodo de tierra. 5. Martillo de reflejos con interruptor de corriente. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 88 Manual de laboratorio de fisiología Sobre la mesa de trabajo encontrará un martillo de reflejos con interruptor eléctrico, la unidad Power Lab y el bioamplificador al que está conectado un cable para cinco electrodos; en este ejercicio se usan sólo dos electrodos de registro y uno de tierra. Preparación del sujeto para el registro: 1. Para registrar la respuesta muscular refleja se colocan dos electrodos en el músculo en el que se desencadena el reflejo; el que se registra con más facilidad es el bíceps. Descubra el brazo del sujeto y asegúrese de que no tenga reloj, pulsera, anillos, etc. Los electrodos que se emplean son desechables; antes de instalarlos, limpie con torundas empapadas en alcohol la zona de la piel correspondiente y talle este sitio con una almohadilla abrasiva para disminuir la resistencia de la piel y asegurar una buena transmisión de la corriente eléctrica. El electrodo activo o negativo debe ponerse sobre la masa muscular del bíceps y el electrodo de referencia, o positivo, cercano a la zona en la que el músculo se inserta en el tendón. Verifique que los cables de los electrodos estén conectados de manera correcta en el canal 1 de acuerdo con la polaridad. 2. Ahora conecte la banda de tierra con firmeza en la muñeca del voluntario; asegúrese que hace buen contacto con la piel y verifique que esté conectada al sitio correspondiente a tierra (ground) en el cable para los electrodos. Inicio del programa e instrucciones generales Si aún no inicia el programa en su computadora, haga clic en el ícono de acceso directo a Chart 5 en la pantalla del escritorio; se abre una pequeña ventana en la nueva pantalla que se despliega. Haga clic en el archivo Experiments gallery (Galería de experimentos) y seleccione Reflejo tendinoso. Una vez abierta la pantalla, hágala de mayor tamaño mediante clic en el botón del extremo superior derecho. Si esta ventana no aparece, vaya a Archivo en la barra de herramientas y seleccione Experiments gallery; en la nueva ventana que se despliega abra el archivo Experiments gallery y seleccione Reflejo tendinoso. La pantalla es como se muestra en la figura 14.3. En ella, el canal 1 se llama Act. Muscular; aquí se registra la respuesta muscular refleja. El título del canal 2 es Martillo, porque aquí se registra la señal eléctrica que el martillo genera al golpear el tendón. Verifique que el martillo esté conectado al canal 2 de la unidad Power Lab. Este martillo tiene un interruptor botón rojo en el extremo con el que se golpea el tendón (figura 14.4), de manera que al hacerlo se cierra un circuito eléctrico y a través de una batería se genera una corriente que se envía al Power Lab. Esta corriente se usa como disparador para iniciar el registro, cuya duración predeterminada es de 0.5 s. Recuerde que para que el registro ocurra debe haber presionado antes el botón Iniciar en la parte inferior derecha de la pantalla. Chart - [Documento 2: Vista Chart (Inactivo)] Archivo Edición Configuración Comandos Macro Ventana Ayuda x 1 2 1 Canal: 1 Agregar Comentario 4k /3 20 2 mV Músculo + – 10 V Martillo + – –20 M Iniciar 1:1 971M Figura 14.3 Pantalla de inicio para el registro de la actividad muscular refleja. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 14 Reflejos de tracción o de estiramiento (miotáticos) Figura 14.4 Desencadene el reflejo bicipital golpeando suave pero firmemente con el martillo de reflejos, su dedo pulgar colocado sobre el tendón del bíceps del voluntario. Observe la respuesta en la pantalla de la computadora: ésta debe ser similar a lo que se observe en la figura 14.5. Si el registro de la actividad muscular refleja no es de un tamaño adecuado, es factible aumentarlo o disminuirlo hasta el tamaño deseado mediante variación de la sensibilidad del voltaje con el botón que se encuentra arriba del nombre del canal, o presionando la flecha de amplificación en la parte izquierda del canal en el que se registra. Mida la latencia de la respuesta colocando la marca M (que está en la parte inferior izquierda de la pantalla) en el inicio de la señal generada por el martillo de reflejos que se registró en el canal 1, y el cursor en el inicio del registro de la respuesta muscular. La diferencia de tiempo entre estos dos puntos representa el tiempo transcurrido desde que se aplicó el estímulo hasta que se inició la respuesta. Su valor se lee en la parte superior derecha de la pantalla como Δs. Anote el valor obtenido en el Informe de laboratorio. Repita el mismo procedimiento para otros reflejos tendinosos; puede registrar reflejos en tríceps, tendón de Aquiles o cualquier otro músculo. Si necesita más electrodos solicítelos a su instructor o auxiliar de laboratorio. Mida la latencia en cada reflejo que registre. Puede guardar en un disco los registros realizados y revisarlos después en el laboratorio de computación. Martillo de reflejos con interruptor. Presione el botón Iniciar para verificar que todo esté bien conectado; no debe ocurrir ningún registro. Ahora presione el botón rojo del extremo del martillo por un momento; el registro debe iniciarse y detenerse en forma automática; no se reinicia sino hasta que se presiona de nuevo el botón rojo del martillo. Para detener de manera definitiva la secuencia de registros es necesario presionar Detener. En el registro obtenido se observa una deflexión de la línea de registro del canal 2 que corresponde a la corriente generada en el circuito del martillo. Biceps jerk 11 12 4000/s, 5ms/Div 13 Range 2 mv Biceps Biceps(mV) 0.8 0.4 0 –0.4 –0.8 3 2 1 0 T M 80M Figura 14.5 Range 10 V Hammer 0 89 0. 05 1:1 Start Registro de la actividad muscular refleja en el canal 1 y de la señal eléctrica generada por el martillo de reflejos en el canal 2. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 90 Manual de laboratorio de fisiología Informe de laboratorio 1. Exploración de reflejos de tracción o estiramiento. Reflejo Desencadenado por Grado de respuesta Nivel de integración en el SNC Rotuliano Aquileano Bicipital Tricipital Masetérico 2. Registro de los tiempos de latencia: ms. Reflejo bicipital ms. Reflejo ms. Reflejo ms. Reflejo 3. La respuesta muscular refleja que registró, ¿corresponde a un registro monofásico o bifásico? 10. ¿Cuántas veces ocurrió el retraso sináptico en los reflejos que registró? 11. Con base en los datos de las cuatro respuestas anteriores y con la ayuda de una cinta métrica, calcule la latencia para cualesquiera de los reflejos que registró y compárela con los valores obtenidos. 4. Explique en qué basa su respuesta a la pregunta anterior. 12. Haga un dibujo de la vía nerviosa de cualquiera de los reflejos registrados. 5. ¿La latencia fue igual o varía en cada uno de los diferentes tipos de reflejos: bicipital, tricipital, etc.? 6. Explique su respuesta a la pregunta anterior. 7. ¿Qué tipo de fibras nerviosas constituyen la vía aferente y cuál es su velocidad de conducción en los reflejos que registró? 13. ¿Qué diferencias se observan entre el huso muscular y el órgano tendinoso de Golgi? 8. ¿Qué tipo de fibras forman la vía eferente y cuál es su velocidad de conducción? 14. Mencione una causa de arreflexia. 9. ¿Qué es el retraso sináptico y cuál es su duración? 15. Señale una causa de hiporreflexia. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 14 Reflejos de tracción o de estiramiento (miotáticos) 16. Cite una causa de hiperreflexia. 17. Explique en qué consiste el clono. CONCLUSIONES Escriba los datos que considere relevantes. Descargado por JM Occupational ([email protected]) 91 lOMoARcPSD|24440723 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 15 Tiempo de reacción ante un estímulo Competencia • Medir el tiempo de reacción para que ocurra una respuesta motora a un estímulo sencillo y comparar los valores obtenidos con diferentes tipos de estímulo: sin aviso, con aviso, a intervalos regulares y en presencia de distractores. Revisión de conceptos depende del estímulo: cuanto más compleja sea la respuesta, mayor es el tiempo de reacción necesario. En esta práctica se mide el tiempo de reacción ante un estímulo sencillo cuando la atención del individuo se centra en el estímulo y si se expone a distractores, lo que ocurre en la vida diaria. La vida cotidiana nos expone a una gran cantidad y variedad de estímulos a los que se reacciona con una respuesta. La reacción voluntaria ante un estímulo determinado es bastante más compleja que los reflejos, porque requiere la participación de la f unción cerebral. La complejidad de la r espuesta ACTIVIDADES Equipo necesario para esta sesión: 1. Unidad Power Lab. 2. Transductor de pulso. 3. Caja con interruptor como marcador de respuesta. En su mesa de trabajo encontrará una caja con un interruptor; para conectar el cable BNC de esta caja al canal 1 inserte el conector y dé vuelta a la derecha. También debe hallar un transductor de pulso fijo a la mesa con cinta adhesiva y protegido con una cinta de velcro para evitar que se dañe. Procure no moverlo de su lugar. Si lo hace para ponerlo en una posición más adecuada, fíjelo de nuevo con cinta adhesiva, nunca quite la cinta protectora de velcro. Conecte el cable BNC de este transductor al canal 2 del Power Lab, de la misma manera que el anterior (figura 15.1). Figura 15.1 Unidad Power Lab con transductor de pulso y caja con interruptor. 93 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 94 U Manual de laboratorio de fisiología U Inicio del programa e instrucciones generales Si aún no inicia el programa en su computadora, haga clic en el ícono de acceso directo a Chart 5 en la pantalla del escritorio; en la nueva pantalla que se despliega se abre una ventana pequeña. Haga clic en el archivo Experiments gallery (Galería de experimentos) y seleccione Tiempo de reacción. Una vez abierta la pantalla, agrándela mediante clic en el botón del extremo superior derecho. Si esta ventana no se muestra, vaya a Archivo en la barra de herramientas y seleccione Experiments gallery. En la nueva ventana abra el archivo Experiments gallery y seleccione Tiempo de reacción. La pantalla que aparece contiene un solo canal para registro con el título Respuesta. Éste corresponde al canal 1, al que está conectada la caja con el interruptor, que aquí se utiliza como marcador de respuesta; en el canal 2 está conectado el transductor de pulso que se usa como estímulo, pero no es visible. El experimento está diseñado de manera que se inicia un registro con una duración fija 0.5 s cada vez que se golpea ligeramente el transductor de pulso con un dedo —sin quitar la cinta protectora de velcro—. Para verificar lo anterior presione el botón Iniciar: no debe aparecer ningún registro. Ahora golpee el transductor de pulso con su dedo índice y vea cómo se registra durante 0.5 s y se detiene. Tiempo de reacción a un estímulo visual sin aviso Se mide el tiempo de reacción a un estímulo visual sin una señal que advierta respecto del momento en que se aplica el estímulo. 1. Para este experimento se requieren dos sujetos. Uno de ellos pone su mano justo por arriba del transductor de pulso, sin tocarlo, y está listo para golpearlo con suavidad con su dedo índice o medio, lo que le resulte más cómodo. El otro se coloca de manera que pueda ver cuándo su compañero golpea el transductor de pulso y pone su mano sobre el interruptor de la caja de respuesta, que debe presionar cada vez que su compañero golpee el transductor de pulso. Una vez que los dos sujetos están listos presione Iniciar y anote “Sin aviso” en la barra de comentarios. Realice el procedimiento dos o tres veces para que los dos sujetos se familiaricen. Ahora hágalo de nuevo por un total de 10 ocasiones golpeando el transductor de pulso a intervalos irregulares, como cada 2 a 5 s, y sin dar ningún tipo de aviso de cuándo va a golpear. El registro obtenido debe ser semejante al de la figura 15.2. 2. Luego de efectuar los 10 registros presione el botón Detener. 3. Mida el tiempo de reacción, es decir, el tiempo que transcurre desde que se aplica el estímulo —golpear el transductor— hasta que la respuesta se registra al presionar el interruptor Chart Archivo Edición Configuración Comandos x 2 Macro Ventana Ayuda 1 1 Reaction Time Data: Vista Zoom t = 0.2 s Response = 0.024 V Documento4: Vista Chart (Inactivo) 41 Canal: Comentario Agregar 100 /s 20 10 V Response 3 Response (V) 2 V 1 0 + – M 0.1 1 2 3 4 0.2 5 0 + – 7 8 0.3 0.4 9 10 11 12 13 14 15 16 Excercise 4: Reaction time 2 6 1 –20 M 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 Iniciar 1:1 971M Figura 15.2 Registro del tiempo de reacción. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 15 Tiempo de reacción ante un estímulo de la caja. Como el registro inicia cuando el transductor de pulso se golpea, el tiempo de reacción es el que transcurre desde el inicio del registro hasta que aparece la señal proveniente de la caja de respuesta. Mida el tiempo de reacción con el cursor en el inicio de la respuesta; el tiempo aparece en la parte superior como t =. La lectura puede facilitarse si selecciona el registro que va a medir y presiona el botón del zoom de la barra de herramientas en la parte superior, como se muestra en la figura 15.2. En este ejemplo, el tiempo de reacción fue de 0.2 s según se lee en la parte superior del recuadro pequeño. 4. Mida el tiempo de reacción en los 10 registros y anote los valores en la columna “Sin aviso” del cuadro del Informe de laboratorio; elimine los valores menor y mayor, promedie los ocho restantes y anote la cifra. U Tiempo de reacción a un estímulo visual con aviso Se mide el tiempo de reacción a un estímulo visual cuando se da un aviso verbal justo antes. Presione Iniciar y anote “Con aviso” en la barra de comentarios. Realice el mismo procedimiento que en el ejercicio anterior golpeando el transductor de pulso a intervalos irregulares; esta vez el sujeto que golpea el transductor de pulso debe decir fuerte “Ahora”, justo antes de golpearlo. Realice un total de 10 registros, anote los valores en la columna “Con aviso” del cuadro del Informe de laboratorio, obtenga el promedio como lo hizo antes y anótelo. U Tiempo de reacción a un estímulo dado con intervalo regular Se mide el tiempo de reacción a un estímulo que es predecible porque se aplica a intervalos regulares. Anote en la barra de comentarios “Intervalo regular” y repita el mismo procedimiento. Ahora no se da ningún aviso verbal, pero el sujeto que golpea el transductor de pulso debe hacerlo con un ritmo regular. Mida los tiempos de reacción en la misma forma, anote los valores y el promedio en la columna Intervalo regular del cuadro del Informe de laboratorio. U Tiempo de reacción con un distractor Se mide el tiempo de reacción a un estímulo visual al tiempo que se realiza otra actividad mental. Anote en la barra de comentarios “Distractor” y repita el mismo procedimiento que en los casos anteriores, pero ahora el transductor de pulso se golpea sin previo aviso a intervalos irregulares y se pide al sujeto en quien se mide el tiempo de reacción que al mismo tiempo cuente en sentido inverso a partir de 100, restando siete en cada ocasión (100, 93, 86, etc.) mientras se lleva a cabo el procedimiento. Mida los tiempos de reacción de la misma manera y anote los valores y el promedio en la columna Distractor del cuadro del Informe de laboratorio. Nota. Si lo desea, puede repetir este procedimiento con una actividad mental más sencilla, como sumar de dos en dos o de tres en tres: 2, 4, 6… o 3, 6, 9… U Tiempo de reacción a un estímulo auditivo Se mide el tiempo de reacción a un estímulo auditivo. Ahora el sujeto que golpea el transductor de pulso debe hacerlo al tiempo que golpea la mesa con los otros dedos; el sujeto en el que se mide el tiempo de reacción se coloca de modo que no pueda ver el transductor de pulso, pero que sí pueda oír cuando se golpea la mesa. Escriba “Estímulo auditivo” en la barra de comentarios y realice el procedimiento como en las actividades anteriores. Mida los tiempos de reacción y anote los valores y el promedio en la columna Auditivo del cuadro del Informe de laboratorio. Análisis TIEMPOS DE REACCIÓN Sin aviso Con aviso 95 Intervalo regular Distractor 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 Promedio Descargado por JM Occupational ([email protected]) Auditivo lOMoARcPSD|24440723 96 Manual de laboratorio de fisiología Informe de laboratorio Analice los resultados y explique las diferencias entre los valores obtenidos. Note el gran efecto de los distractores en el tiempo de reacción y piense, por ejemplo, en hablar por teléfono celular mientras conduce un automóvil. CONCLUSIONES Escriba los datos que considere relevantes. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 16 Sensibilidad somática Competencia • Analizar las bases fisiológicas de la adaptación de los receptores y de la discriminación espacial y de dos puntos, relacionándolas con la función de los receptores en las diferentes partes del cuerpo y con la exploración neurológica. Revisión de conceptos La información del medio a mbiente es captada por los receptores sensoriales, que se encuentran distribuidos por todo el organismo; éstos envían la información al sistema nervioso central por diferentes nervios; ello co nstituye la s ensibilidad somática. Los receptores que participan en la sensibilidad somática responden a estímulos de contacto, presión, vibración, dolor, temperatura, posición y movimiento. Cada receptor está diseñado para responder a un tipo específico de estímulo o modalidad sensorial y cada ser viviente posee los receptores necesarios para captar la información del medio ambiente que requiere para sobrevivir. De acuerdo con la ley de Müller, también conocida como principio de la línea marcada o ley de las energías nerviosas específicas, las cualidades de la experiencia se determinan mediante los receptores que responden a diferentes tipos de estímulo y que conducen la información siempre por la misma vía; el calo r se percibe porque un r eceptor particular responde al calo r y una vía específica conduce la información de calor; por lo tanto, la percepción será de calor siempre que se estimule ese receptor o esa vía nerviosa en cualquier sitio de su trayectoria. Son varias las clasificaciones para los receptores sensoriales; cada una considera una característica del receptor o del estímulo. Una de las que más se utiliza es la que toma en cuenta el tipo de estímulo que actúa sobre el receptor y los clasifica en: 4. Quimiorreceptores: responden a estímulos químicos; son la base de los sentidos del gusto y el olfato. Otra clasificación se basa en el origen del estímulo y clasifica los receptores en: 1. Exterorreceptores: el estímulo se origina en el medio externo inmediato y hace contacto con la piel. 2. Telerreceptores: el estímulo se origina a distancia, como en la visión y la audición. 3. Propiorreceptores: el estím ulo se origina en m úsculos, tendones o articulaciones. 4. Interorreceptores o viscerorreceptores: el estímulo se origina en las vísceras. Una característica de los receptores es su capacidad de adaptación; ésta consiste en disminuir la respuesta ante una intensidad constante del estímulo. Esto impide que el sistema nervioso central sea bombardeado con información innecesaria. La velocidad de adaptación de cada r eceptor varía en relación con la importancia de la información. Los receptores de co ntacto se adaptan con rapidez; son los r eceptores que detectan, por ejemplo, el contacto de la ropa con la piel. El receptor detecta el contacto, envía la información al sistema nervioso central y después se adapta y deja de enviar información. Algunos receptores, como los husos musculares, se adaptan muy lentamente; esto tiene importancia porque el sistema nervioso central necesita saber en todo momento cuál es la longitud del músculo para programar y ejecutar de modo apropiado los movimientos. Los receptores de dolor no se adaptan. La importancia de esta falta de adaptación es 1. Mecanorreceptores: reconocen los estímulos que deforman al receptor. 2. Termorreceptores: identifican los ca mbios de t emperatura. 3. Nociceptores: perciben el daño tisular (noxius, daño). 97 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 98 Manual de laboratorio de fisiología Circunvolución posrolándica Tálamo (núcleos sensoriales específicos de relevo) Núcleos de Goll (o grácil) y de Burdach (o cuneiforme) Radiación talámica Lemnisco medial Fascículos de Goll y de Burdach (columnas dorsales) Fascículo espinotalámico ventral Células del ganglio de la raíz dorsal Fascículo espinotalámico lateral Tacto Tacto Dolor, frío, calor Nervio sensitivo Línea media Figura 16.1 Vías nerviosas de la sensibilidad somática. obvia, puesto que el dolor constituye una señal de alerta que no debe apagarse. Según la velocidad con la que los receptores se adaptan, se clasifican en tónicos, de adaptación lenta, y fásicos, de adaptación rápida. La aplicación del estímulo permite identificar dos variables: la magnitud del estímulo y la v elocidad con la que se aplica. Por ejemplo, en el caso del huso muscular, el estímulo incluye la magnitud del estiramiento del músculo y la velocidad con la que se estira. Algunos receptores detectan sólo la magnitud del estímulo y reciben el nombre de proporcionales, en tanto que otros perciben la velocidad con la que se aplica el estímulo y se denominan diferenciales. Un tercer grupo identifica las dos va riables y s e conoce como proporcional diferencial. Los receptores de presión son ejemplos de receptor proporcional, en tanto que los de contacto son diferenciales y el huso muscular es proporcional-diferencial. La práctica 13 de este manual muestra la manera en que el huso muscular responde a las dos ca racterísticas del estímulo. Toda la inf ormación sensorial somática es lle vada a la médula espinal por neuronas cuyos cuerpos neuronales se localizan en los ga nglios espinales. De allí, la prolongación central de la neurona entra en la médula espinal por las raíces posteriores y asciende hacia la corteza cerebral somestésica por dos vías: la del cordón posterior, también llamada de la sensibilidad epicrítica, y la del haz espinotalámico, o de la sensibilidad protopática (figura 16.1). La información de t acto fino (contacto, presión y vibración) y propioceptiva consciente, que incluye posición y movimiento, se conduce por la vía del co rdón posterior, en tanto que la vía esp inotalámica lleva información de dolor, temperatura y t acto grueso. La vía del co rdón posterior es más rápida que la espinotalámica porque la información se conduce por fibras A-beta, en tanto que en la espinotalámica se trata de fibras A-gamma. La vía del cordón posterior también es más esp ecífica para localizar el tiempo y el l ugar de aplicación del estímulo, a lo que debe su nombre de vía de la sensibilidad epicrítica. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 16 Sensibilidad somática 99 ACTIVIDADES U Adaptación de los receptores Se pide a un sujeto que cierre los ojos y se desliza la punta de un lápiz sobre los vellos de su antebrazo, con cuidado de no tocar la piel. Solicítele que indique cuándo comienza a percibir el movimiento y cuándo cesa la percepción. Deslice el lápiz a diferentes velocidades y pregunte al voluntario si el movimiento fue más o menos rápido que el anterior. Ahora deslice el lápiz y detenga el movimiento pero mantenga doblados los folículos pilosos. Pregunte al sujeto qué siente. Análisis ¿En cuántas de las 10 pruebas fue correcta la respuesta? ¿Es fácil para el sujeto distinguir cuándo se retira el objeto y cuándo se deja sobre el dedo? ¿Por qué? Análisis ¿Qué tipo de receptor se estimula? ¿Por qué el sujeto detecta con más facilidad que el objeto se retiró si al hacerlo se mueve hacia los lados? ¿Es un receptor de adaptación rápida o lenta? ¿Qué receptor se estimula con esta maniobra? ¿Por qué no hay percepción cuando el lápiz no se mueve aunque los folículos pilosos estén doblados? Clasifíquelo de acuerdo con las cuatro clasificaciones que conoce. ¿Cómo se clasifica el receptor de acuerdo con las otras tres clasificaciones? U ¿En qué consiste la adaptación de los receptores y cuál es su utilidad? El sujeto de experimentación cierra los ojos y coloca las palmas de las manos sobre la mesa. Ponga un objeto de muy poco peso (p. ej., un trozo de papel) sobre la falange distal del dedo medio y pídale que señale el momento en que percibe el objeto y cuándo deja de hacerlo. Ahora, con el sujeto aún con los ojos cerrados, coloque de nuevo el objeto sobre la falange distal y dígale que se lo va a retirar al azar y que él debe indicar si se quita el objeto o si aún está sobre su dedo. Pregunte por lo menos en 10 ocasiones si el objeto se encuentra sobre el dedo o si se retira, y de esas 10 veces retire el objeto al azar sólo en cinco. Tenga cuidado de la forma en la que retira el objeto: tómelo entre el pulgar y el índice, y levántelo con suavidad; no ejerza presión ni lo mueva hacia los lados. Discriminación espacial Solicite al sujeto que cierre los ojos; con un marcador toque un sitio sobre la piel y pídale que con la punta de otro marcador de diferente color localice ese sitio tocado; mida en milímetros el error de localización y anótelo en el cuadro siguiente. Repita el procedimiento por lo menos cinco veces en dedos, manos, brazos y antebrazos. Calcule el error promedio para cada zona y anótelo. ERROR DE LOCALIZACIÓN Dedos 1 2 3 4 5 Promedio Descargado por JM Occupational ([email protected]) Manos Brazo Antebrazo lOMoARcPSD|24440723 100 Manual de laboratorio de fisiología ¿Qué es una unidad sensorial? Análisis Explique estos resultados. Explique por qué el sujeto es incapaz de localizar con exactitud el punto donde se le tocó. Solicite al voluntario que cierre los ojos; con las dos puntas de un compás toque al mismo tiempo la piel y pídale que diga si siente una o dos puntas. Inicie con la menor abertura y tenga cuidado de colocar de manera simultánea las dos puntas del instrumento sobre la piel. Repita el procedimiento abriendo de manera progresiva el compás hasta que el sujeto perciba las dos puntas por separado. Mida la distancia entre las dos puntas del compás y anote el resultado en el siguiente cuadro. Realice el procedimiento por lo menos cinco veces en dedos, manos, brazos y antebrazos. Obtenga el valor promedio para cada zona y anótelo. U Distribución puntiforme de las sensaciones somáticas Delimite con un marcador un cuadro de unos 2 × 2 cm sobre la cara dorsal de la mano del voluntario y toque suavemente la piel en diferentes puntos con un objeto de diámetro no mayor de 1 mm; este objeto puede ser la cerda de un cepillo o incluso la punta afilada de un lápiz. En cada ocasión pida al sujeto que indique la sensación que percibe (tacto, frío, calor o dolor). Si la percepción es de frío, ponga un punto azul; si es de calor, rojo; si es de presión, verde, y si es de dolor, morado. Repita el procedimiento tocando la piel suavemente con la punta de un alfiler. Análisis ¿Por qué se perciben sensaciones diferentes ante un mismo estímulo? Análisis ¿Qué sensación se percibió con mayor frecuencia y cuál con menor? DISCRIMINACIÓN DE DOS PUNTOS Dedos Manos Brazo Antebrazo 1 2 U 3 4 Ley de las energías nerviosas específicas o de Müller Cierre los ojos, desvíe la mirada lo más posible hacia la izquierda y ejerza ligera presión en la parte externa del globo ocular derecho con el dedo índice del mismo lado. 5 Promedio ¿Qué percibe? Explique estos resultados. Explique por qué unas veces el sujeto siente las dos puntas del compás y otras sólo una. Explique este resultado. ¿Qué entiende por estímulo adecuado? ¿Qué es un campo receptor? Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 16 Sensibilidad somática ¿Cuáles son las dimensiones de un estímulo? 101 Identifique los receptores de presión, vibración y contacto, y dónde se localizan. CONCLUSIONES Escriba los datos que considere relevantes. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 17 Sentidos químicos: gusto y olfato Competencias • Explorar el sentido del gusto identificando la sustancia adecuada para cada sabor. • Elaborar el mapa gustativo de la superficie lingual relacionándolo con su utilidad en la exploración neurológica. Revisión de conceptos Los receptores del gusto son células modificadas que se agrupan con células de sostén y células basales para formar el botón gustativo, que se ubica tanto en la pared de las papilas fungiformes y circunvaladas como en la mucosa del paladar, la faringe y la epiglotis. Las papilas filiformes casi no tienen botones gustativos. A diferencia del sentido del olfato, en el del gusto el n úmero de mo dalidades sensoriales está bien definido. Se identifican cinco s abores: dulce, salado, ácido (también referido como agrio), amargo y uma mi. El sabor umami, conocido desde hace casi 100 años, se agregó a la lista cuando se identificó su receptor. Este sabor está dado por el glutamato, ya sea en una forma libre o como forma de su sal monosódica; es un condimento que se utiliza con mucha frecuencia en la cocina asiática y su efecto sobre los alimentos tiende a s er limitante, esto es, en f orma similar a lo q ue ocurre con el cloruro de sodio. Todo el mundo sabe que una cantidad determinada de sal da un b uen sabor al alimento, pero su exceso tiene efecto negativo, algo parecido a lo q ue ocurre con el glutamato. Los sentidos del gusto y del o lfato suelen englobarse juntos bajo la clasificación de sentidos químicos. Otro término para referirse a ellos es el de sentidos viscerales por la relación que guardan con el a parato gastrointestinal. La principal semejanza entre el gusto y el o lfato es el hec ho de que los dos s e estimulan por sustancias químicas que se disuelven en moco en el caso del olfato, y en saliva en el del gusto. Sin embargo, es probable que su estrecha relación funcional sea la principal razón por la que se habla de estos dos sentidos juntos. Es conocido el hecho de que la percepción adecuada del sabor de los alimentos demanda una función olfatoria normal, lo que indica que la información proveniente de estos dos receptores se relaciona en algún sitio a nivel del sistema nervioso central. Los receptores del olfato son neuronas y se clasifican como telerreceptores. Su capacidad de discriminación es enorme: el ser humano puede reconocer más de 10 000 olores diferentes; en contraste, la capacidad para discriminar entre intensidades diferentes de los olores es muy deficiente: se requiere una variación aproximada de 30% para detectar una diferencia. 103 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 104 Manual de laboratorio de fisiología ACTIVIDADES U Efecto del olfato en la sensación de sabor Para esta actividad puede haber uno o varios voluntarios. Sin que ningún voluntario lo vea, prepare varias piezas pequeñas y de tamaño semejante de manzana, papa cruda y cebolla. Estas piezas se mantienen fuera de la vista del voluntario. Bloquee el flujo de aire por la nariz del voluntario con ayuda de una pinza nasal y pídale que cierre los ojos. Coloque en la boca del voluntario al azar una de las piezas preparadas con anterioridad y pídale que sin morderla la identifique por el sabor. Repita el procedimiento con los otros dos alimentos. Ahora retire la pinza nasal y haga lo mismo con los tres alimentos. ¿Su descripción es igual a la de sus compañeros? Note que la descripción del sabor no es sencilla y puede ser distinta de una persona a otra; para elaborarla se hace referencia a los otros cuatro sabores básicos, en tanto que estos últimos se describen por sí mismos: lo salado a diferencia de lo dulce. Escriba sus conclusiones respecto de estos puntos. Análisis Pida al sujeto de experimentación que describa la diferente sensación percibida con cada uno de los tres alimentos cuando el flujo de aire nasal estaba bloqueado y cuando estaba libre. Describa y explique esta experiencia. U Mapa de sabores en la superficie lingual Para realizar esta actividad prepare o solicite las siguientes soluciones: 1. Solución glucosada: 15 g de dextrosa o azúcar de mesa en 50 ml de agua. 2. Solución salina: 5 g de NaCl o sal de mesa en 50 ml de agua. 3. Solución ácida: 2 g de ácido cítrico en 50 ml de agua. 4. Solución de glutamato monosódico o salsa de soya. 5. Agua destilada. U Percepción del sabor umami Aunque este sabor se encuentra en los alimentos de consumo habitual, su identificación puede ser difícil. El sabor umami es, por ejemplo, una de las causas del cambio de sabor en el jitomate cuando madura y es el que confiere su sabor característico a las salsas italianas, como las que se usan en el espagueti. Para identificar este sabor utilice una solución de glutamato monosódico. Con la ayuda de un gotero, ponga algunas gotas sobre la superficie de la lengua y paladéelas. Si no cuenta con glutamato sódico puede usar salsa de soya, que tiene un contenido hasta cierto punto alto de glutamato. Análisis Con la ayuda de un gotero ponga dos o tres gotas de cada una de las soluciones elegidas al azar sobre diferentes partes de la superficie de la lengua (dorso, punta y lados) del voluntario. En cada ocasión pregunte al sujeto si percibe algún sabor y cuál es; el agua destilada sirve como control sin sabor. Al cambiar de sabor pida al sujeto que tome un poco de agua para lavar los restos de la solución previa. Análisis Elabore un mapa de la superficie de la lengua y los sitios donde se percibe cada sabor. ¿La percepción de cada sabor tiene una distribución característica o se perciben todos por igual sobre la superficie lingual completa? ¿Cómo describe este sabor? Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 17 Sentidos químicos: gusto y olfato CONCLUSIONES Escriba los datos que considere relevantes. Descargado por JM Occupational ([email protected]) 105 lOMoARcPSD|24440723 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 18 Visión Competencias • Analizar el mecanismo de la acomodación y relacionarlo con alteraciones en la refracción: miopía e hipermetropía. • Determinar las ventajas de la visión binocular. • Determinar la dominancia ocular y relacionarla con actividades de la vida diaria. • Explorar los movimientos oculares y relacionarlos con su función. • Explorar los reflejos oculares fotomotor, motomotor y consensual, y relacionarlos con lesiones en diferentes niveles de la vía nerviosa. • Realizar una perimetría y relacionarla con su aplicación clínica en la evaluación de la visión. • Analizar el mecanismo de producción de las posimágenes. • Evaluar la agudeza visual utilizando las cartas de Snellen y relacionarla con su aplicación clínica. Revisión de conceptos El sentido de la visión constituye uno de los principales medios por los que el ser humano se comunica con el medio externo. La parte del mundo externo que puede percibirse con la mirada fija en determinada posición recibe el nombre de campo visual. Esta idea coincide con la definición de H. M. Traquair (1927) del campo visual: la p orción del espacio en la que los objetos son visibles simultáneamente al mantener la mirada fija en una dirección. Este mismo científico popularizó la comparación del campo visual con una isla de visió n rodeada por un mar de ceguera. Cuando esta percepción se realiza con los dos o jos se denomina campo visual b inocular, y c uando se efectúa con uno solo, campo de visión monocular. La región donde los dos campos monoculares se superponen corresponde al campo binocular, es decir, la porción del espacio que contiene los objetos que pueden estimular al mismo tiempo ambas retinas. Aunque de acuerdo con la forma del ojo el campo visual deberá ser circular, está disminuido en la parte interna por la nariz, y en la parte superior por el techo de la órbita. La zona nasal del campo visual recibe el nombre de campo nasal de visión, y la q ue se observa en la pa rte externa se denomina campo temporal de visión. Es importante tomar en c uenta que el campo visual temporal cae sobre la retina nasal y el campo visual nasal sobre la retina temporal. Para evitar confusiones es recomendable que al hablar de nasal o temporal se especifique si se trata del campo visual o de la retina. La forma y el t amaño del ca mpo visual s e determinan mediante la perimetría. No obstante, los objetivos de este estudio no sólo consisten en obtener los límites del campo visual, sino que en realidad se trata de analizar la capacidad del sistema visual para percibir un estímulo de un tamaño y una luminancia determinados sobre un fondo luminoso; es decir, valora el umbral diferencial de luminancia en toda la retina. Si bien la técnica de determinación perimétrica del campo visual data de mediados del siglo xix, f ue hasta el decenio de 1940 cuando experimentó una innovación importante con la aparición de los perímetros de cúpula (el de Goldmann en 1945 y el de T übingen en 1958), q ue permiten controlar de manera mucho más precisa los estímulos y su presentación. 107 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Manual de laboratorio de fisiología Fuente de luz P Mirilla Óptica de proyección F K S Figura 18.1 Técnica para realizar la perimetría. Blanco Azul 360° Rojo 45° 315° 90° 270° BP 10 30 50 135° Nasal La figura 18.1 esquematiza la forma en que se efectúa la perimetría. Como el estudio es monocular, se requiere cubrir el ojo no examinado del sujeto. La cabeza se coloca de manera que el ojo del paciente se encuentre en el punto medio de la esfera del perímetro. El paciente fija la mirada en un p unto en el polo del perímetro, el médico controla la fijación por la mirilla (F) y m ueve una marca luminosa (P) con el control a distancia (K) del proyector de luz (O). La marca luminosa puede tener distinto tamaño, luminosidad o color. Se indica al sujeto que avise en cuanto vea la marca. Las posiciones de la marca se señalan en un mapa como el de la página 116. El tamaño del campo visual para diferentes colores puede obtenerse al modificar el color de la marca luminosa. La figura 18.2 m uestra el p erímetro obtenido con luz blanca, azul y roja; el campo visual para el verde (no se observa en la figura) es menor que para el rojo. También se señala el punto ciego (BP), que se encuentra a una distancia de unos 15° del punto de fijación en el campo temporal. En la ac tualidad se vive la s egunda gran revolución en el mundo de la perimetría. Inició en el decenio de 1960 co n la aparición de los p erímetros computarizados que permiten presentar de manera automatizada los estímulos, con secuencias adecuadas al tipo de examen necesario que posibilitan obtener los resultados con mayor rapidez y comodidad, lo que tiene importancia particular en la práctica clínica. Al hablar de visió n también debe hacerse referencia a las características de los ra yos luminosos, como el hec ho de que cuando la luz pasa de un medio a o tro de diferente densidad sufre una desviación, excepto si incide en s entido perpendicular a la in terfaz; esta desviación de los ra yos recibe el nombre de refracción. Las lentes convexas refractan los rayos luminosos en forma convergente, de manera que se unen después de atravesar la lente en un p unto llamado punto focal, y la dist ancia entre la lente y el p unto focal se conoce como distancia focal. Temporal 108 70 90 225° 180° Figura 18.2 Campo visual del ojo izquierdo para los colores blanco, azul y rojo. La marca BP corresponde al punto ciego. La unidad que se utiliza para medir el p oder de refracción de una lente es la dioptría (dp), que es la recíproca de la distancia focal expresada en metros: dp = 1/df. Por ejemplo, una lente con una dist ancia focal de 10 cm tiene p oder de refracción de +10 d p. El signo positivo significa que los rayos luminosos son convergentes, como ocurre con las lentes convexas, en tanto que un signo negativo señala que los rayos divergen, como sucede con las lentes cóncavas. Conocer lo a nterior es im portante porque el o jo está constituido por un sist ema de len tes que tiene co mo finalidad hacer que converjan los rayos luminosos sobre la retina. La imagen se ve clara y se dice que el ojo es emétrope cuando los ra yos convergen de mo do normal en la r etina, pero la imagen se ve borrosa cuando convergen por adelante (miopía) o a trás (hipermetropía). El sistema de len tes está formado por las interfaces entre: a) aire y superficie anterior de la có rnea; b) superficie posterior de la có rnea y h umor acuoso; c) humor acuoso y superficie anterior del cristalino, y d) superficie posterior del cristalino y humor vítreo (figura 18.3). En cada una de estas interfaces los rayos luminosos se refractan; el poder total de refracción del ojo es de 59 dp. El cristalino es la única estructura capaz de modificar su poder de refracción, lo que permite enfocar sobre la retina objetos tanto cercanos como lejanos, y constituye la base del mecanismo de acomodación. En el meca nismo de aco modación participan, además del cristalino, el ligamento suspensorio del cristalino que tira de éste y el músculo ciliar, que aleja y acerca la inserción del ligamento suspensorio a la cápsula del cristalino, lo que modifica su tensión y, por lo tanto, la curvatura del cristalino. Cuando un ob jeto se sitúa a más de 7 m s e considera que sus rayos luminosos llegan paralelos al globo ocular y no se requiere abombar el cristalino; el músculo ciliar está relajado Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 18 Visión Córnea 1.38 Aire 1.0 Globo ocular que muestra el poder de refracción en cada interfaz. y el liga mento suspensorio tenso tirando de la cá psula del cristalino, por lo que el cristalino está plano. Por lo contrario, los rayos luminosos que provienen de objetos situados a menos de 6 m llega n divergentes al globo ocular, por lo que se requiere refractarlos más para que el punto focal caiga sobre la retina. Esto se logra mediante la contracción del músculo ciliar, que acerca la in serción del liga mento suspensorio al cristalino, disminuye su t ensión y el estira miento del cr istalino, que se abomba para incrementar su poder de refracción. Por ello, durante la visión cercana el músculo ciliar se contrae; esto explica el cansancio después de varias horas de leer, ver al micr oscopio o r ealizar cualquier otra actividad que demande fijar objetos cercanos. Para tener una visió n adecuada también es neces ario regular la cantidad de luz que llega al o jo, lo que se consigue modificando el diámetro pupilar. Así, el diámetro de la pupila disminuye ante una intensidad luminosa elevada y se incrementa a intensidades bajas. Esta respuesta pupilar a la luz ocurre en forma refleja y puede explorarse mediante los reflejos pupilares. La respuesta consiste en una dismin ución del diámetro pupilar o miosis cuando se dirige un rayo de luz hacia el ojo; esto se conoce como reflejo fotomotor. A co ntinuación se describe la vía ner viosa que este reflejo polisináptico sigue (figura 18.4). La luz incide sobre los fotorreceptores, que envían la información por las fibras aferentes del nervio óptico formado por los axones de las células ganglionares. Las fibras provenientes de la retina nasal del nervio óptico se cruzan en el quiasma óptico y las fibras de la retina temporal continúan por el mismo lado. Después del quiasma, las fibras temporales ipsolaterales y n asales contralaterales forman la cin tilla óptica que se dirige al cuerpo geniculado lateral, pero antes de llegar a ést e envían fibras colaterales hacia el t ubérculo cuadrigémino superior; aquí las fibras hacen sinapsis con los núcleos tectales que envían fibras hacia el n úcleo parasimpático de Edinger-Westphal de los dos lados. De este núcleo sale la vía ef erente que viaja por el t ercer par craneal (núcleo oculomotor) hacia el ga nglio ciliar, donde hace sinapsis; las fibras posganglionares llegan al músculo constrictor de la pupila y dan lugar a disminución del diámetro pupilar. Como la información llega al núcleo de Edinger-Westphal de los dos lados, cuando se estimula un ojo el reflejo fotomotor Ganglio ciliar Núcleo oculomotor (Edinger-Westphal) Acomodación Músculo ciliar Región pretectal Músculo esfínter de la pupila Luz Músculo dilatador de la pupila Regiones vegetativas del tronco del encéfalo C8T1 Ganglio cervical superior Figura 18.4 Corteza visual Retina Figura 18.3 Cristalino 1.40 Humor acuoso 1.38 Constricción de la pupila Humor vítreo 1.34 Objeto ocurre en ese ojo, pero también el no estimulado experimenta constricción pupilar o miosis; est o recibe el no mbre de reflejo consensual. El tercer reflejo ocular es el r eflejo motomotor y est á constituido por una triple respuesta de acomodación, convergencia y miosis. Este reflejo se desencadena pidiendo a la persona que enfoque un objeto distante y después un objeto situado a unos 20 cm del g lobo ocular. Esta respuesta se produce porque los axones preganglionares parasimpáticos que se encargan de la aco modación también se originan en el núcleo de Edinger-Westphal. El otro músculo pupilar, el dilatador de la pupila, recibe inervación simpática. La neurona preganglionar se localiza en el asta intermediolateral de la médula espinal, en el centro cilioespinal a la altura del octavo segmento cervical, y el primero y segundo segmentos torácicos; su actividad depende del tono vegetativo general. Los axones de estas neuronas ascienden por la cadena sim pática hasta el ganglio cervical superior, donde hacen sinapsis; los axones que salen de este ganglio cursan junto con las arterias carótida externa y oftálmica, y llegan al músculo dilatador de la p upila a través de los nervios ciliares. La exploración de est os reflejos es muy sencilla y p roporciona información de la in tegridad de la vía a ferente, el tallo cerebral y la vía eferente. La inervación vegetativa de los músculos pupilares explica por qué el diá metro pupilar se modifica en respuesta a las emociones. Dilatación de la pupila Imagen 109 Centro cilioespinal Esquema de la inervación simpática y parasimpática de la musculatura del iris y el músculo ciliar. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 110 Manual de laboratorio de fisiología Además, no toda la retina es capaz de responder a estímulos luminosos. Sobre la retina de cada ojo se encuentra un punto llamado punto ciego o escotoma fisiológico (véase la figura 18.2). En este sitio no hay respuesta a la luz, ya que no contiene receptores y corresponde al sitio en el que el nervio óptico abandona el ojo, y los vasos sanguíneos retinianos entran en él. El punto ciego se localiza a 3 mm de la líne a media y un poco por encima de la media horizontal en el polo posterior del globo ocular. No todos los receptores se excitan por igual cuando los rayos luminosos caen sobre la retina; los bastones y cada uno de los tres tipos de conos responden a longitudes de onda diferentes. Por lo tanto, la estimulación de una zona de la retina con una longitud de onda específica produce fatiga local de la retina a esa longitud de onda, y dicha zona se vuelve insensible a ese color y sensible al color complementario. Todos los colores poseen un color complementario, y cuando se mezclan de ma nera adecuada producen la s ensación de blanco. La relación de los tres colores básicos de la visión y el blanco se ejemplifican en la llamada rueda de colores (figura 18.5). En esta rueda se identifica el color complementario para cada color, que corresponde al color que se encuentra justo en la posición opuesta. Para ver con claridad el m undo externo es neces ario tener una agudeza visual no rmal. La agudeza visual co rresponde a la ca pacidad para discriminar detalles y suele explorarse con la lá mina de S nellen. Esta prueba se basa en que un ojo con agudeza visual normal debe ver con claridad las letras de determinado tamaño a una distancia específica. Aunque la prueba original se diseñó para explorar a una distancia de 20 pies (alrededor de 6 m), las lá minas de Snellen El ser humano no sólo puede ver el mundo externo, sino que tiene la capacidad de buscar en él lo q ue le interesa; aunque el movimiento corporal completo y el mo vimiento de la ca beza participan en est e proceso, son los m úsculos extraoculares los que dirigen la mirada al sitio exacto de interés. Cada ojo posee seis de estos músculos y realiza cuatro tipos de movimientos: 1. Movimientos sacádicos: son cortos y rápidos; se efectúan al leer o al obs ervar los detalles de un objeto. En ambos casos los movimientos sacádicos permiten barrer parte por parte el objeto de escrutinio. 2. Movimientos de p rosecución o p ersecución: permiten seguir un objeto en movimiento, por ejemplo, una pelota, un ave o una persona que corre. 3. Movimientos de convergencia: ocurre una convergencia de los ejes visuales cuando se observan objetos muy cercanos. 4. Movimientos vestibulares: se presentan en r espuesta a estímulos que se originan en los conductores semicirculares y permiten mantener enfocados los objetos cuando se mueve la ca beza. Se trata de un mo vimiento reflejo que llega a los n úcleos oculomotores a tra vés del fascículo longitudinal medio y tiene lugar inclusive con los ojos cerrados y en p ersonas ciegas; constituye el reflejo vestibuloocular (práctica 20). La imagen cae en cada ojo en los sitios correspondientes y se percibe una sola imagen gracias a la p erfecta alineación de los ojos y los movimientos oculares conjugados. Sin embargo, cada ojo percibe una imagen un poco distinta y ambas se fusionan a nivel de la co rteza visual. Como un ojo domina sobre el o tro, la imag en que percibe es la q ue predomina. Rojo Violeta Amarillo Blanco Azul Verde Azul verde Figura 18.5 Rueda de colores. El color complementario para cada color es el que se ubica en el lado opuesto de la rueda. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 18 Visión Figura 18.6 111 Lámina de Snellen. Debe leerse a una distancia de 6 pies (1.83 m). pueden utilizarse a diferente distancia si se modifica el tamaño de las letras. L a lámina que se muestra en la figura 18.6 está diseñada para explorar la agudeza visual a una distancia de 6 pies (cerca de 1.83 m). De acuerdo con esta prueba, la agudeza visual (A V) se determina como la relación d/D, donde d es la dist ancia a la que la persona puede leer las letras, y D la dist ancia a la que un ojo normal puede hacerlo. Por lo t anto, una p ersona con una visió n 20/20 tiene una visió n normal, un indi viduo con una visió n 20/40 exp erimenta disminución de la agudeza visual, y una visió n 20/15 significa que la agudeza visual es mejor que la del promedio de las personas normales. ACTIVIDADES U Determinación del punto cercano de visión El punto cercano de visión es la menor distancia a la que un objeto puede verse con claridad. Realice la siguiente actividad en varias personas, de preferencia en una con visión normal y en otras que usan lentes; en estas últimas realice el procedimiento con lentes y sin éstos. 1. Dibuje una letra de 5 mm de altura en un trozo de papel blanco. 2. Cubra el ojo izquierdo del voluntario con el parche que se le proporciona. 3. Coloque una regla en posición horizontal a nivel del puente de la nariz. 4. Ponga el papel con la letra a un lado de la regla y acérquelo hasta que el sujeto lea la letra borrosa. 5. Mida la mínima distancia a la que ve la letra claramente y anote el valor en el cuadro de la sección Análisis. 6. Repita el procedimiento con el otro ojo. 7. Realice el procedimiento en otros compañeros que usen lentes, con ellos y sin ellos. 8. Compare los valores obtenidos con los valores normales que se presentan en el cuadro 18.1. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 112 Manual de laboratorio de fisiología Cuadro 18.1 Valores normales del punto cercano de visión Edad (años) Punto cercano (cm) 10 9 20 10 30 13 40 18 50 53 60 83 70 100 Análisis Acomodación Esta actividad se realiza en parejas. 1. Extienda su brazo derecho hacia el frente con el dedo índice dirigido hacia arriba. 2. Coloque la otra mano en el codo derecho, también con el índice dirigido hacia arriba. 3. Cierre el ojo izquierdo y enfoque el dedo cercano y después el más lejano. 4. Pida a su compañero que describa la reacción pupilar cuando cambia el punto de enfoque. 5. Ahora intercambie los papeles: el sujeto observador se convierte en el observado. 6. Repita el procedimiento. Análisis VALORES OBTENIDOS DEL PUNTO CERCANO DE VISIÓN Sujeto U Sin lentes (cm) Con lentes (cm) Describa cómo se modifica la imagen cuando se enfoca el dedo cercano y cuando se enfoca el dedo lejano. 1 2 3 Describa cómo se encuentran el cristalino, el ligamento suspensorio del cristalino y el músculo ciliar, tanto en la visión cercana como en la visión lejana. 4 5 Interprete estos resultados. ¿Cuál es el punto cercano de visión en las personas con miopía? Describa y explique la reacción pupilar cuando se enfoca el objeto cercano. ¿Cuál es el punto cercano de visión en las personas con hipermetropía? ¿Cuál es el punto cercano de visión en las personas con astigmatismo? ¿Cómo y por qué se modifica tanto el punto cercano de visión después de los 40 años de edad? U Visión binocular y percepción de profundidad 1. Enhebre una aguja con los dos ojos abiertos mientras un compañero mide el tiempo que demora. 2. Ahora haga lo mismo pero con un ojo cerrado. Análisis ¿Qué tipo de lente se utiliza para corregir la miopía? ¿Cuánto tiempo necesitó con los dos ojos abiertos y cuánto con un ojo cerrado? ¿Por qué es más difícil realizar esta actividad con un ojo cerrado? ¿Qué tipo de lente se usa para corregir la hipermetropía? ¿Qué tipo de lente se emplea para corregir el astigmatismo? ¿Qué ojo fue el que dejó abierto para realizar esta actividad? Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 18 Visión U Determinación del ojo dominante 1. Extienda el brazo a la altura de los ojos, en la línea media de la cara, con el pulgar dirigido hacia arriba. 2. Vea el pulgar y determine su posición en relación con un objeto distante. 3. Cierre un ojo y después el otro. 4. Note que con un ojo la imagen parece cambiar de posición y que con el otro no. 5. El ojo con el que se ve el pulgar en la misma posición que con la visión binocular es el ojo dominante. Análisis ¿Es su ojo dominante el mismo que dejó abierto para enhebrar la aguja en la actividad anterior? ¿Su ojo dominante se corresponde con su mano dominante? ¿Por qué en las estructuras pares, como los ojos, hay dominancia de un lado? U 113 Reflejos oculares Para esta actividad se requiere trabajar en parejas, cambiando de observador a observado para que los dos realicen todos los procedimientos. También es necesario que el laboratorio no esté muy iluminado para tener una mejor respuesta. Reflejo fotomotor 1. Mida el diámetro pupilar con una regla y anótelo en el cuadro de la sección Análisis. 2. Pida a su compañero que vea a la distancia. 3. Dirija la luz de una lámpara de reflejos sobre la pupila del ojo que se va a examinar. 4. Observe la respuesta, mida el diámetro pupilar y anótelo. 5. Calcule la variación del área pupilar en respuesta al reflejo y anótela en el cuadro de la sección Análisis. Reflejo consensual 1. Coloque su mano en la línea media de la cara de su compañero para evitar que la luz de la lámpara de reflejos ilumine los dos ojos. 2. Dirija la luz de una lámpara de reflejos sobre un ojo. 3. Observe la respuesta en el ojo que no recibe la luz. Reflejo motomotor U Determinación del punto ciego. Experimento de Mariotte 1. En una cartulina blanca dibuje una cruz en el lado izquierdo y un círculo negro de 5 a 10 mm de diámetro a 6 cm a la derecha de la cruz. 2. Coloque la cartulina en la línea media a una distancia de 30 cm, cierre el ojo izquierdo y mire fijamente la cruz. 3. Acerque poco a poco la cartulina; el círculo negro de la derecha desaparece a determinada distancia porque la imagen cae en el punto ciego de la retina. 4. Para demostrar el punto ciego en el lado contrario voltee la cartulina para que la cruz se halle en el lado derecho. Otra forma de determinar el punto ciego es la siguiente: fije la mirada en un punto exactamente frente a usted. Cierre el ojo izquierdo y extienda el brazo derecho hacia adelante con el pulgar hacia arriba. Sin desviar la mirada, aleje el pulgar con lentitud del centro hasta llegar a un punto donde la falange distal desaparece. Flexione el pulgar y compruebe que no es capaz de verlo. 1. Solicite al voluntario que fije la mirada en un objeto lejano. 2. Enseguida coloque su dedo a unos 20 cm del sujeto y pídale que lo enfoque. 3. Observe la respuesta. Análisis Sujeto Diámetro antes (mm) Diámetro con reflejo (mm) Variación porcentual del área 1 2 ¿Qué importancia tiene la disminución del diámetro pupilar para la visión? Haga un diagrama de flujo del reflejo fotomotor. Explique por qué ocurre el reflejo consensual. Análisis ¿Por qué en condiciones normales se ve el campo visual completo y el punto ciego no se pone de manifiesto? Explique los componentes de la triple respuesta del reflejo fotomotor. ¿A qué corresponde el punto ciego? Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 114 Manual de laboratorio de fisiología Mencione una alteración patológica en la que el reflejo fotomotor está ausente. Mencione un trastorno en el que el reflejo consensual está ausente. U Posimágenes 1. Coloque sobre una cartulina blanca cuadros de unos 5 cm por lado de cartulina de los siguientes colores: rojo, azul, verde, amarillo, violeta y azul verdoso. 2. Fije la mirada sobre uno de estos cuadros durante casi 1 min. 3. Ahora dirija la mirada a la cartulina blanca y anote en la sección Análisis el color que ve. 4. Repita este mismo paso con todos los colores. Análisis Explique la utilidad clínica de los reflejos oculares. Anote en el siguiente cuadro el color complementario para cada uno de los colores probados. COLORES COMPLEMENTARIOS U Movimientos sacádicos Color En esta actividad también se trabaja en parejas cambiando de observador a observado para que todos la realicen. Rojo 1. Escriba un texto sobre una cartulina blanca; no es necesario que sea muy extenso; dos o tres líneas son suficientes. 2. Haga un pequeño orificio en la cartulina, en la línea media justo por arriba del texto. 3. Coloque la cartulina frente a uno de sus ojos de manera que pueda ver a través del orificio. 4. Pida a su compañero que lea el texto y observe el movimiento de los ojos a través del orificio. Verde Análisis Color complementario Azul Violeta Amarillo Azul verdoso Explique por qué se forman las posimágenes y qué son los colores complementarios. Describa los movimientos que su compañero efectúa al leer el texto. ¿A qué tipo de movimiento corresponden? Mencione otras dos situaciones en las que ocurre este tipo de movimiento. ¿En qué difieren los movimientos vestibulares de los otros tres tipos de movimientos oculares? Sujeto OD sin lentes U Agudeza visual Determine la agudeza visual con las láminas de Snellen que se muestran en la figura 18.6. El tamaño de las letras se ajustó para realizar el examen a una distancia de 6 pies (alrededor de 1.83 m). Pida al sujeto en quien se medirá la agudeza visual que se siente cómodamente, cúbrale un ojo y ubíquese con la lámina a 1.83 m de distancia; el lugar debe estar bien iluminado. Solicítele que lea las letras en la carta y determine la agudeza visual; repita el procedimiento con el otro ojo y anote sus resultados. Si alguno de sus compañeros usa lentes, haga la prueba con lentes y sin ellos, y compare los resultados. OI sin lentes OD con lentes 1 2 3 4 5 Descargado por JM Occupational ([email protected]) OI con lentes lOMoARcPSD|24440723 Práctica 18 Visión Explique la base de las cartas de Snellen para determinar la agudeza visual. 115 6. Observe en la figura 18.2 dónde se localiza el punto ciego para el ojo izquierdo, y con base en esta referencia intente localizarlo en el sujeto examinado. 7. En su hoja de informe, una los puntos con el color correspondiente para obtener los campos visuales. Análisis ¿Por qué el campo visual no es igual para todos los colores? U Perimetría Realice la perimetría para los colores blanco, verde, rojo y azul de la siguiente manera: 1. Cubra con un parche un ojo del sujeto que se va a examinar; pídale que coloque la barbilla en el sitio de apoyo del perímetro y que fije la mirada en el centro del aparato sin mover la cabeza (figura 18.7). 2. Acerque desde la periferia hacia el centro el marcador del color seleccionado. 3. Pida al sujeto que diga en qué momento aparece el objeto en su campo visual; lea el valor en el arco del perímetro y señálelo en el eje correspondiente en la sección Análisis. 4. Modifique el eje en 45° y repita el mismo procedimiento hasta cubrir 360°. 5. Haga lo mismo para todos los colores y para los dos ojos. Figura 18.7 Mencione un trastorno que se caracterice por disminución del campo visual. Realización de la perimetría. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 116 Manual de laboratorio de fisiología 50 0 10 90 80 70 60 50 40 80 70 60 40 30 20 30 40 50 60 70 80 90 100 0 10 90 30 20 20 0 10 90 80 70 60 50 40 50 40 30 80 70 60 30 20 10 90 20 20 30 40 50 60 70 80 90 100 20 30 40 50 60 70 80 90 100 20 30 40 50 60 70 80 90 100 20 20 30 30 80 70 90 90 80 0 90 10 0 10 0 10 Descargado por JM Occupational ([email protected]) 70 60 80 Escriba los datos que considere relevantes. 60 50 70 CONCLUSIONES 50 40 60 80 Ojo izquierdo 40 30 50 50 70 0 10 Ojo derecho 20 30 40 50 60 70 80 90 100 20 40 30 40 60 90 20 30 40 50 60 70 80 90 100 20 20 30 40 50 60 70 80 90 100 0 20 30 40 50 60 70 80 90 100 Resultados de la perimetría. lOMoARcPSD|24440723 Práctica 19 Audición Competencias • Analizar la sensibilidad auditiva a diferentes frecuencias y relacionarla con la sordera a frecuencias específicas. • Analizar la conducción aérea y la conducción ósea, y relacionarlas con la sordera nerviosa y la sordera de conducción. • Explorar la agudeza auditiva utilizando las pruebas de Weber y Rinne. Revisión de conceptos Como respuesta a los cambios de presión que las ondas sonoras producen en la su perficie externa de la mem brana del tímpano, ésta se mueve hacia adentro y hacia a fuera; el movimiento se transmite al m anubrio del martillo, el cual gira sobre su eje y transmite su vibración al yunque. Este último se mueve de tal manera que transmite su vibración al estribo, y éste a través de la membrana oval a la perilinfa. Así, los huesecillos del oído funcionan como sistema de palancas que convierte las vibraciones resonantes de la membrana timpánica en movimientos del estribo contra la rampa vestibular, llena de perilinfa, de la cóclea. Los receptores de la audición son células ciliadas que se encuentran en el ó rgano de Corti, que se extiende desde el vértice hasta la bas e de la có clea y, por consiguiente, tiene forma de espiral. Los cilios de est as células receptoras perforan la lámina reticular que es membranosa y resistente, y se sostiene por los pilares de Corti. Las células ciliadas están cubiertas por la membrana tectorial, delgada y viscosa, pero elástica, en la c ual se alojan los cilios de las cél ulas receptoras. El extremo basal de las células ciliadas está en contacto con las terminaciones de las neuronas aferentes, cuyos cuerpos celulares se alojan en el ganglio espiral o de Corti. La transmisión de las o ndas sonoras desde el ext erior hasta la endo linfa a tra vés de la mem brana del tím pano y de los huesecillos del oído constituye la vía de audición normal y recibe el nombre de conducción aérea. Otro tipo de conducción de la onda sonora es la conducción ósea, que es El sonido es la s ensación que se produce cuando las vibraciones longitudinales de las mo léculas en el medio ext erno, es decir, cuando las fases alternadas de condensación y rarefacción chocan contra la membrana del tímpano. Tales movimientos se llaman ondas sonoras y viajan por el aire a una velocidad aproximada de 344 m/s a 20°C a nivel del mar. Las ondas sonoras se representan gráficamente como se muestra en la figura 19.1, y en ellas s e pueden medir a mplitud y frecuencia. La intensidad del s onido se correlaciona con la amplitud de la o nda sonora y el t ono con la frecuencia o número de ondas por unidad de tiempo (Hz). Cuanto mayor sea la amplitud de la onda, más intenso es el sonido, y cuanto mayor la frecuencia, más alto es el tono. Las frecuencias audibles para el humano van de 20 a un máximo de 20 000 Hz; la mayor sensibilidad está en el límite de 1 000 a 4 000 Hz. 1s f = 7 Hz Figura 19.1 Representación gráfica de una onda sonora. 117 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 118 Manual de laboratorio de fisiología la transmisión de las vib raciones a través de los h uesos del cráneo hasta la endolinfa. La pérdida de la audición puede deberse a un defecto en la transmisión de las ondas sonoras a la p erilinfa, lo cual se denomina sordera de conducción; o a una lesión a cualquier nivel de la vía nerviosa, desde las células ciliadas hasta la corteza, lo que se denomina sordera nerviosa. Los dos ti pos de s ordera pueden distinguirse con las pruebas de Weber y Rinne; son pruebas sencillas que puede realizar el médico en el co nsultorio mediante un j uego de diapasones (figura 19.2). En la prueba de Weber se hace vibrar un diapasón mediante un ligero golpe y se coloca de inmediato en el vértice del cráneo. Una persona con oído normal oye con la misma intensidad en los dos lados. S i el paciente tiene sordera nerviosa, por ejemplo del lado derecho, dice que escucha menos del lado afectado, ya que en ese lado hay disminución de la transmisión nerviosa del sonido. Sin embargo, si el paciente padece sordera de conducción, dirá que escucha más fuerte en el lado afectado: esto se debe a que al bloquearse el sistema de conducción normal del sonido hasta el órgano sensorial, también se bloquea la llegada de la in terferencia ambiental o ruido de f ondo, por lo q ue el s onido, que llega a a mbos órganos de Corti mediante conducción ósea, se percibe con mayor claridad en el lado afectado. La prueba de Rinne s e realiza haciendo vib rar el diapasón y co locándolo sobre la a pófisis mastoides del h ueso temporal para estimular la conducción ósea del oído que se va a explorar. Cuando el sujeto deja de percibir la vibración, el diapasón se coloca directo enfrente del conducto auditivo del mismo lado para investigar la conducción aérea. Un suje- Figura 19.2 Juego de diapasones. to normal continuará percibiendo el sonido por la vía aérea (enfrente del co nducto auditivo) después de ha ber dejado de oírlo cuando el diapasón estaba en la a pófisis mastoides (conducción ósea), lo que significa que oye mejor por la vía de conducción aérea que por la ósea. En un sujeto con sordera nerviosa de un lado, se manifestará una prueba de Rinne normal en ambos oídos, ya que en la sordera nerviosa la percepción se afecta por igual por la vía aérea que por la vía ósea. Sin embargo, en un pacien te con sordera de conducción, la prueba de Rinne será anormal en el lado afectado, es decir, en ese lado el paciente oirá mejor por la vía ós ea que por la vía aérea. ACTIVIDADES U Determinación de la diferente agudeza auditiva para diferentes frecuencias Se seleccionan uno o varios sujetos para esta prueba, en quienes se deberá determinar qué frecuencias escuchan mejor. Para esto se proporciona un juego de diapasones de las siguientes frecuencias (Hz): 128, 256, 512, 1 024, 2 048 y 4 096. Seleccione el diapasón de 512 Hz, golpéelo suavemente contra la palma de su mano y colóquelo de inmediato enfrente del conducto auditivo del sujeto a quien se realiza la prueba. Ahora colóquese atrás del sujeto junto con los diapasones de manera que él no pueda ver cuál toma, y en forma aleatoria repita el procedimiento para cada frecuencia. En cada caso pídale al sujeto que diga si el sonido es más o menos fuerte que el del diapasón de 512 Hz. Para que el resultado sea mejor, trate de golpear todos los diapasones con la misma intensidad. Anote las respuestas del sujeto como (+) o (−) en el Informe de laboratorio, según lo que escuche más o menos fuerte que la frecuencia de 512 Hz. U Simulación de una sordera de conducción Realice la prueba de Weber de la siguiente manera: • Haga vibrar el diapasón de 512 Hz y colóquelo sobre el vértice del cráneo de su compañero. • Pregunte al sujeto en qué lado lo oye más fuerte. • Para semejar lo que ocurre en la sordera de conducción unilateral bloquee un conducto auditivo con una torunda de algodón. • Repita la prueba y pregunte de qué lado oye mejor. • Ahora bloquee los dos conductos auditivos como ocurriría en una sordera de conducción bilateral. • Anote sus resultados en la sección de Análisis. Ahora realice la prueba de Rinne: • Haga vibrar el diapasón y colóquelo sobre la apófisis mastoides hasta que el sujeto deje de oír la vibración; retírelo y colóquelo en el aire cerca del oído del mismo lado; pregunte al sujeto si lo oye y pídale que le avise cuándo deja de oírlo. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 19 Audición • Haga lo mismo en el oído del otro lado. • Ahora coloque una torunda de algodón en el conducto auditivo y repita el procedimiento. • Anote sus resultados en el Informe de laboratorio en la sección de Análisis. 119 Describa y explique los resultados con la prueba de Rinne en una sordera de conducción unilateral y bilateral. Análisis Cuadro 19.1 Frecuencia (Hz) 128 Determinación de la agudeza auditiva para diferentes frecuencias Sujeto 1 Sujeto 2 Sujeto 3 referencia referencia referencia Describa y explique los resultados con la prueba de Rinne en una sordera nerviosa unilateral y bilateral. 256 512 Describa la vía de transmisión de la onda sonora desde el medio externo hasta el receptor. 1 024 2 048 4 096 ¿Qué frecuencias se oyen más fuerte? Describa la vía nerviosa desde el receptor hasta la corteza auditiva. Explique por qué no se oyen por igual todas las frecuencias. Explique la función de los huesecillos del oído. Describa y explique los resultados que observe con la prueba de Weber en una sordera de conducción unilateral. Mencione tres causas de sordera de conducción. Describa y explique los resultados que observó con la prueba de Weber en una sordera de conducción bilateral. ¿Es útil la prueba? ¿Qué otra prueba puede utilizar en este caso, además de la audiometría? Describa y explique los resultados que se encuentran con la prueba de Weber en una sordera nerviosa unilateral y bilateral. Mencione tres causas de sordera nerviosa. Mencione semejanzas y diferencias entre la audición y la visión. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 120 Manual de laboratorio de fisiología CONCLUSIONES Escriba los datos que considere relevantes. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 20 Aparato vestibular Competencia • Relacionar el efecto del aparato vestibular al girar la cabeza con el movimiento ocular, el control del equilibrio y la actividad motora voluntaria, así como con las manifestaciones clínicas que se presentan por su disfunción. Revisión de conceptos tanto que los canales anterior y posterior están a 45 y 55° de los planos sagital y frontal, respectivamente. Los canales horizontales de los dos lados están en el mismo plano, en t anto que el ca nal posterior de un lado est á en un plano casi paralelo al canal anterior del otro lado, de manera que cada par se estimula en forma similar, y por lo menos un par se estimula con cualquier aceleración angular. Cada canal se conecta en sus dos extremos con el utrículo, y un extremo de cada canal se dilata formando la ámpula, sitio en donde se localizan las células receptoras cuyos cilios están inmersos en la cúpula, que es una sustancia gelatinosa. Para comprender cómo se estimulan las células receptoras en los conductos semicirculares, se tomará como ejemplo lo que ocurre cuando una persona comienza a girar: en un primer momento la linfa no s e mueve debido a la iner cia; esto provoca movimiento de la c úpula, doblamiento de los cilios y estimulación de las cél ulas receptoras. Si la persona continúa girando a una v elocidad constante, es decir, ya no hay aceleración, la linfa co mienza a mo verse como consecuencia de la tra nsmisión de ener gía a través del roce con la pared del conducto semicircular; en este momento la cúpula regresa a su estado de reposo y cesa la estimulación. Si entonces la persona deja de girar, la linfa continúa su movimiento debido a la inercia y la cúpula se desvía en dirección opuesta a como lo hizo al comenzar a girar; esto dobla a los cilios y estimula a la célula receptora. De acuerdo con lo anterior, al gira r a una v elocidad constante hay estimulación de los conductos semicirculares sólo al comenzar a girar y al detenerse, únicos momentos en los que ocurre aceleración. El aparato vestibular proporciona información sobre la posición de la ca beza en el espacio y des empeña una función importante en la regulación del movimiento del tronco y las extremidades, así como en el ma ntenimiento de la p ostura corporal. Además, la información aferente del aparato vestibular es neces aria para mantener una p osición estable de la imagen en la retina mediante control de los músculos del cuello y los m úsculos extraoculares. Los conductos semicirculares detectan los movimientos de rotación de la cabeza, en tanto que las máculas detectan la aceleración lineal y el efecto de la gravedad. El aparato vestibular consta de dos pa rtes: los conductos semicirculares que detectan la aceleración angular y las máculas del utrículo y el sáculo. Las células receptoras, tanto en los co nductos semicirculares como en las mác ulas, son células ciliadas que se caracterizan por tener un cilio de mayor tamaño llamado cinocilio, y entre 40 y 70 est ereocilios unidos todos entre sí en la p unta por medio de delgados filamentos. La célula se estimula cuando los cilios s e doblan; si se doblan en dirección al cinocilio ocurre despolarización, y si se doblan alejándose de éste, la respuesta es hiperpolarización. Este tipo de respuesta es p osible debido a que las células receptoras tienen actividad basal, de manera que un estímulo puede aumentar o disminuir esta actividad. Los conductos semicirculares son tres de cada lado, dispuestos entre sí en un p lano casi ortogonal, lo que significa que cada uno de ellos f orma un ángulo recto con los otros dos. Con la cabeza en posición erecta, el canal horizontal o lateral se encuentra a 30° por arriba del plano horizontal, en 121 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 122 Manual de laboratorio de fisiología Durante la rotación también se desencadena un movimiento ocular conocido como nistagmo vestibular. La palabra nistagmo se refiere al mo vimiento oscilatorio de los ojos, ya sea normal o patológico, y se compone por dos movimientos: uno rápido en una dirección, seguido de un movimiento lento en dirección opuesta. La dirección del nistagmo se designa de acuerdo con la dirección del movimiento rápido. La fase lenta del nistagmo vestibular se desencadena por impulsos que provienen del aparato vestibular, y el co mponente rápido se desencadena por un centro situado en el tallo encefálico. El nistagmo vestibular no s e inicia p or estímulos visuales; se desencadena aunque el sujeto tenga los ojos cerrados o se encuentre en total oscuridad y ocurre incluso en individuos ciegos. No debe confundirse con el nistagmo optocinético, que ocurre cuando la cabeza no se mueve, sino que lo que se está moviendo es el medio externo; en esta situación el sujeto busca un objeto para fijar la mirada; est o ocurre, por ejemplo, al viajar en carretera y fijar la mirada en los postes de luz que van pasando. El aparato vestibular no participa en el nistagmo optocinético. Los cuerpos otolíticos están ubicados en las máculas del utrículo y el sáculo; en este sitio se ubican las células receptoras que están cubiertas por una sust ancia gelatinosa sobre la c ual se encuentran los o tolitos. La forma en q ue el utrículo y el s áculo se estimulan se ejemplifica fácilmente con lo que ocurre al subirse a un elevador: cuando el elevador comienza a as cender, los o tolitos, que tienen una gravedad específica mayor a la de la endo linfa, se quedan atrás como consecuencia de la inercia; esto hace presión sobre la sustancia gelatinosa que cubre las células receptoras y provoca el dob lamiento de los cilios y la estim ulación celular. Al continuar el ascenso del elevador, de nuevo por efecto de la inercia, los otolitos se mueven a la misma velocidad que la endolinfa y cesa el estímulo de las células receptoras. Cuando el elevador se detiene, los otolitos continúan moviéndose, lo que de nuevo dobla los cilios y estimula a la célula receptora; de esta forma se detecta la aceleración al inicio y al final del ascenso, que es cuando ocurre la aceleración. Con los ejemplos anteriores se puede observar por qué el aparato vestibular es un r eceptor de aceleración y no de movimiento. Las células receptoras, tanto de los co nductos semicirculares como de los órganos otolíticos, envían la información al sistema nervioso central por medio de las fibras nerviosas del ganglio de Scarpa, que hacen sinapsis con los núcleos vestibulares en el tallo cerebral. Los núcleos vestibulares son cuatro y cada uno de ellos tiene conexiones específicas con el aparato vestibular. Núcleo lateral. Recibe información del u trículo, del cer ebelo y de la méd ula espinal, y manda sus axones a través del fascículo vestibuloespinal lateral a las ast as anteriores de la médula espinal, en do nde facilita la ac tividad de las mo toneuronas alfa y gamma que inervan a los músculos antigravitatorios. Las fibras cerebelosas que llegan a este núcleo son inhibidoras, y si se quitan ocasionan rigidez de descerebración. Núcleos medial y superior. Reciben información de los conductos semicirculares y en vían información a tra vés del fascículo vestibular medial a las astas anteriores de la médula cervical, donde regulan la actividad de las motoneuronas alfa y gamma que inervan a los m úsculos cervicales. Estos núcleos también participan en los reflejos vestibulooculares enviando información por el fas cículo longitudinal medial a los núcleos oculomotores y desencadenando el nistagmo. Núcleo vestibular inferior. Recibe información de los canales semicirculares, del utrículo y del s áculo e información inhibitoria del cerebelo. Sus vías de s alida van a los n úcleos reticulares, la médula espinal y el cer ebelo. Aunque su función específica todavía no es clara, es interesante notar que es el único núcleo que recibe información completa del aparato vestibular y además afecta centros cerebrales superiores. Mediante estas conexiones, el aparato vestibular participa en los reflejos relacionados con la estabilización de los ojos y la imagen en la retina (a través de la conexión con los núcleos oculomotores), la estabilización de la cabeza (mediante la conexión con las motoneuronas cervicales) y el mantenimiento del equilibrio (por conexiones con el cerebelo y la médula espinal). ACTIVIDADES En esta sesión se verá el efecto de girar sobre el movimiento ocular, el control del equilibrio y la actividad muscular voluntaria. Se selecciona a uno o varios sujetos para que giren. El giro puede ser de pie o con una silla rotatoria; en ambos casos deben tomarse las precauciones necesarias para evitar que el sujeto caiga y se lastime. Además, se sugiere que para cada parte de la actividad participe un sujeto diferente, pues si un solo sujeto realiza todas las actividades pudiera marearse. Realice las siguientes actividades, y después de cada una pregunte al sujeto sus sensaciones y escríbalas junto con los datos que se solicitan en el Informe de laboratorio. • Se pide al sujeto que gire sobre su propio cuerpo hacia la derecha a una velocidad lo más constante posible, dando alrededor de 20 giros en 30 s. • Mientras el sujeto gira, vea el nistagmo que se desencadena y anote su dirección. • Ahora, se pide a la persona que deje de girar y enseguida observe nuevamente el nistagmo, y registre de nuevo su dirección. • Pida al sujeto que repita el mismo procedimiento, pero que ahora gire sobre el lado izquierdo y repita los pasos dos y tres. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 20 Aparato vestibular • Repita los pasos uno a cuatro, pero ahora colocando la cabeza en diferentes posiciones: flexión anterior, flexión posterior, flexión lateral derecha y flexión lateral izquierda. • Pida de nuevo al sujeto que gire hacia la derecha, pero ahora con los ojos cerrados mientras realiza los giros, y que los abra cuando el movimiento cese para observar la dirección del nistagmo. • Repita el mismo procedimiento del paso anterior, pero ahora girando hacia la izquierda. • Ahora pídale que gire hacia la derecha y al terminar camine sobre una línea recta. • Observe hacia qué lado se desvía. • Pídale ahora que gire hacia la izquierda y que al terminar camine sobre una línea recta. • Observe hacia qué lado se desvía. • Pídale que gire de nuevo hacia la derecha y que al terminar dibuje una línea recta en el pizarrón. • Observe la dirección en que dibuja la línea en el pizarrón y no la borre. • Pídale ahora que gire hacia la izquierda y que al terminar dibuje otra línea en el pizarrón. • Observe la dirección en que dibuja la línea en el pizarrón y compárela con la línea anterior. 123 Mencione tres ejemplos de la vida diaria en los que se estimulen los conductos semicirculares. ¿Cuál es la importancia diagnóstica del nistagmo vestibular? ¿En qué otra forma se puede desencadenar nistagmo vestibular en una persona? Mencione tres pruebas para estudiar la función vestibular. Informe de laboratorio Escriba las sensaciones informadas por el sujeto al girar. Identifique semejanzas y diferencias entre el aparato vestibular y el aparato auditivo. Describa las estructuras del oído interno que constituyen el aparato vestibular. Mencione tres ejemplos de la vida diaria en los que se estimulen las máculas del utrículo y el sáculo. Cuadro 20.1 Dirección del giro Explique qué ocurre con el aparato vestibular de una persona que se encuentra en una balsa en mar abierto. Resultados observados al girar el sujeto Posición de la cabeza Ojos abiertos/ cerrados Dirección del nistagmo en rotación Dirección del nistagmo después de la rotación Descargado por JM Occupational ([email protected]) Desviación al caminar Desviación al dibujar lOMoARcPSD|24440723 124 Manual de laboratorio de fisiología Explique qué ocurre con el aparato vestibular en un medio carente de gravedad, por ejemplo los astronautas en las naves espaciales. ¿Usted cree que los constructores de estos juegos mecánicos tomen en cuenta la fisiología del aparato vestibular en sus diseños? Explique qué ocurre con el aparato vestibular en juegos mecánicos como la montaña rusa u otro parecido. CONCLUSIONES Escriba los datos que considere relevantes. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 21 Electroencefalografía Competencias • Realizar un registro electroencefalográfico aplicando la técnica 10-20 de colocación de electrodos. • Analizar el electroencefalograma mediante interpretación del espectro de frecuencia, la identificación de las ondas alfa y beta, y las señales de interferencia y su origen, y relacionarlo con su aplicación clínica. Revisión de conceptos cia inión-nasión, hacia adelante de Cz y en la línea media, corresponde a la ubicación del electrodo Fz, y 20% hacia atrás de Cz se ubica Pz. En dirección lateral a Cz se encuentran del lado derecho C4 y T4, al 20 y 40% de la distancia trago-trago, respectivamente, y del lado izquierdo están C3 y T3, también al 20 y 40% de la distancia trago-trago. Como se puede ver, la El registro de la actividad eléctrica del encéfalo recibe el nombre de elec troencefalograma (EEG) y co nstituye una f orma sencilla no invasiva de evaluar la actividad cerebral. El registro se realiza mediante la colocación de elec trodos sobre el cuero cabelludo, por lo que el voltaje de las ondas registradas es muy pequeño, ya que tienen que atravesar meninges, líquido cefalorraquídeo, hueso y piel antes de llegar al electrodo. La necesidad de comparar estudios electroencefalográficos realizados en diferentes laboratorios obligó a generalizar la ubicación de los electrodos; el método más utilizado es el sistema 10-20, aceptado por la Federación Internacional de Neurofisiología Clínica (figura 21.1). Este método determina la distancia entre los electrodos en forma porcentual, de ahí el nombre de 10-20, ya q ue los elec trodos están separados entre sí por 10 o 20% de una distancia determinada. La razón de utilizar porcentajes en vez de longitud es el hecho de que el tamaño del cráneo varía de una persona a otra. Para colocar los electrodos de acuerdo con el sistema 1020 se requiere realizar las siguientes mediciones que sirven de referencia para obtener los p orcentajes 10 y 20 (figura 21.2). Se mide la distancia que hay entre el inión y el nasión, que representa 100% en el p lano sagital, y la distancia entre el trago de un lado (dep resión inmediatamente por delante del pabellón auricular) y el trago del lado opuesto, que es el 100% en sentido coronal. El electrodo central Cz se ubica a la mitad de la distancia entre el inión y el nasión (50%), y a la mitad de la distancia trago-trago (50%). Un 20% de la distan- Frente Pg1 Pg2 Fp1 Fp2 F7 F8 F3 A1 T3 Fz C3 F4 Cz A2 C4 T4 Izquierda Derecha Pz P3 P4 T5 T6 O1 O2 Vista superior Figura 21.1 Ubicación de los electrodos de acuerdo con el sistema 10-20. 125 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 126 Manual de laboratorio de fisiología ubicación de los electrodos se determina con una letra y un número; las letras hacen referencia al lóbulo cerebral sobre el que se coloca el electrodo: F, P, T y O pa ra frontal, parietal, temporal y occipital. La letra C se refiere al plano coronal y no corresponde a lóbulo alguno. Los números pares indican ubicación del lado derecho y los impares del lado izquierdo, en tanto que la letra z corresponde al plano sagital. El resto de los elec trodos se ubican de la siguien te manera: se marca un punto por arriba del nasión, que corresponda al 10% de la distancia inión-nasión, y otro por arriba del inión, que corresponda también al 10%. Aho ra se mide la circunferencia de la cabeza, pasando la cinta métrica por estos dos puntos que se acaban de marcar y por T4 y T3. En este plano y al 20 y 40% de la medida de la cir cunferencia y por delante de T4 se localizan F8 y Fp2 (Fp = polo frontal). En la misma forma, del lado izquierdo se localizan F7 y Fp1. Por atrás de T4, también al 20 y 40% de la medida de la cir cunferencia, están T6 y O2, y del lado izquierdo T5 y O1. Para localizar los cuatro electrodos restantes se toma en cuenta el 20% de la distancia inión-nasión, y las ubicaciones C3 y C4. L a longitud correspondiente a est e 20% s e mide hacia atrás de C3 pa ralelo al plano sagital, y este punto corresponde a P3; en la misma forma, P4 se ubica por atrás de C4, y t omando esta misma dist ancia, F3 y F4 p or delante de C3 y C4, respectivamente. Otros dos electrodos adicionales se colocan en los pa bellones auriculares (A1 y A2) pa ra conectar al paciente a tierra. Como se puede ver, la co locación de los elec trodos es muy minuciosa, pero es neces aria. Por fortuna, esto se ha simplificado con el uso de gorras que ya contienen los electrodos fijos, como se muestra en la figura 21.3. En est e caso sólo se requiere medir la circunferencia del cráneo para ubicar los electrodos Fp1 y Fp2. Las gorras son de tamaño pe- 20% Fz Figura 21.3 Gorra con los electrodos fijos de acuerdo con el sistema 10-20. Las gorras se fabrican en tamaños chico, mediano y grande, y se identifican por su color: la roja es mediana y la azul grande. queño, mediano y grande, y se identifican por el color: la azul es grande y la roja mediana. Una vez ubicados los elec trodos, el registro se hace de las fluctuaciones de p otencial que se producen entre dos electrodos, por lo q ue se dice q ue es un r egistro bipolar y se especifica la derivación que se registra; por ejemplo, C3P3 o Fp1-F7. El registro también puede ser monopolar, en el que se señala la diferencia de p otencial entre un elec trodo colocado sobre el cráneo y un electrodo indiferente colocado sobre cualquier otra parte del cuerpo, especificando la ubicación del electrodo activo; por ejemplo, P3 o T5. En la actualidad es posible realizar registros muy detallados si se pone un número mayor de electrodos en los espacios que quedan entre los electrodos previamente descritos. Este sistema es más complicado y ha hecho necesaria la crea- Cz 20% 20% Cz Pz 20% 20% C4 20% Oz N C3 20% 20% T4 10% T3 10% I Figura 21.2 Medición en los planos sagital y coronal, y ubicación de electrodos en estos planos. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 21 Electroencefalografía ción de una nomenclatura modificada denominada Modified Combinatorial Nomenclature (MON). Las diferentes ondas que pueden distinguirse en el electroencefalograma son: • Alfa (α). Es un pa trón regular de o ndas con un v oltaje alrededor de los 50 mV y frecuencia de 8 a 13 Hz. Este ritmo es característico del estado de reposo físico y mental. • Beta (β). Son ondas de menor voltaje con una frecuencia de 13 a 30 Hz e indican actividad mental. • Theta (θ). Son ondas grandes, con una frecuencia de 4 a 7 Hz. Se observan en niños. 127 • Delta (δ). Son ondas de gran voltaje con una frecuencia menor de 4 Hz. Se observan en el sueño profundo. • Gamma (γ). Son ondas rápidas con una frecuencia mayor a 30 Hz. La magnitud del voltaje registrado en el EEG dep ende del número de neur onas que descargan en f orma sincrónica, pues cuando la descarga es asincrónica, las ondas se anulan entre sí; esta es la razó n por la que las ondas beta, presentes cuando la ac tividad neuronal aumenta, son de meno r voltaje. ACTIVIDADES En esta práctica se llevará a cabo el registro de un electroencefalograma; con fines didácticos se registra sólo en una derivación. El equipo necesario para esta práctica incluye (figura 21.4): • • • • • • • • Unidad Power Lab. Bioamplificador. Cable conector de electrodos. Cable para electrodos. Electrodos desechables. Torundas con alcohol. Almohadillas abrasivas. Banda para sujetar los electrodos. El bioamplificador es un elemento indispensable para el registro del EEG debido a que las señales eléctricas que se registran son de muy bajo voltaje, y se hace también necesario establecer fibras para tener una señal lo más limpia posible. Figura 21.4 Unidad Power Lab, bioamplificador, electrodos y banda de sujeción para registro del EEG. El procedimiento es el siguiente: • Seleccione al sujeto para el registro. • Mida la distancia inión-nasión, trago-trago y la circunferencia de la cabeza. Anote los valores para que le sirvan de referencia. • Ubique la posición para colocar el electrodo en la posición Fp2, marque el sitio con una pequeña cruz, limpie con alcohol, y una vez seco, talle con la almohadilla abrasiva; esto sirve para disminuir la resistencia de la piel y asegurar una buena transmisión de la corriente eléctrica. Si se utilizan electrodos desechables, éstos ya tienen gel conductor; de lo contrario, ponga una gota de gel conductor en cada electrodo antes de colocarlo. Una vez hecho lo anterior coloque el electrodo, que será el electrodo negativo. • Ahora ubique la posición para el electrodo Fp1 y colóquelo siguiendo los mismos pasos. En este sitio se coloca el electrodo de tierra. • Conecte los electrodos al cable correspondiente asegurando que el electrodo del lado derecho se conecte al poste negativo y el del lado izquierdo a tierra, y ambos en el canal 1. • Ahora ubique la posición para el electrodo O2. Es el electrodo más difícil de colocar y con más dificultad para asegurar un buen contacto debido a la presencia del cabello. Antes de colocarlo, separe el cabello del sitio en el que se va a poner, limpie con alcohol y talle con la almohadilla abrasiva un poco más fuerte que en la frente. Ahora coloque el electrodo asegurando un buen contacto y sujételo con la mano; sin soltarlo conéctelo al cable correspondiente. Siga manteniéndolo en su sitio con la mano y pida a un compañero que fije firmemente los tres electrodos con la banda elástica. Para evitar el movimiento de los cables cerca de los electrodos, fije también el cable con la banda elástica. En la figura 21.5 se muestra un esquema con la colocación correcta de los electrodos y su conexión al cable. • Una vez colocados los electrodos, el sujeto se acuesta y trata de estar relajado; el resto de las personas en el laboratorio deberán evitar hacer ruido para no estimular al sujeto en estudio. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 128 Manual de laboratorio de fisiología Negativo herramientas y seleccione Experiments gallery; en la nueva ventana que aparece abra el archivo Experiments gallery y seleccione ELECTROENCEFALOGRAMA. La pantalla que aparece debe ser como la que se muestra en la figura 21.6, con un solo canal con el nombre de EEG. Note que el límite del voltaje para registrar es de 200 µV, y que la sensibilidad en el tiempo es de 400/s. Presione la flecha que se encuentra al lado del nombre de EEG en el canal. En la ventana que aparece vea la opción para establecer filtros de paso alto y paso bajo. Positivo Tierra U Reconocimiento de artefactos Durante el registro de un EEG es muy fácil tener artefactos, los cuales son potenciales que no corresponden a actividad cerebral, y pueden estar dados por: Figura 21.5 U Colocación de los electrodos para registro del EEG. Inicio del programa e instrucciones generales • Registro de actividad muscular de los músculos de la frente (EMG). • Registro de movimientos oculares (EOG). • Movimiento de los electrodos. Realice lo siguiente: Si aún no inicia el programa en su computadora, haga clic en el ícono de acceso directo a Chart 5 en la pantalla del escritorio. En la nueva pantalla que se despliega se abre una pequeña ventana; haga clic en el archivo Experiments gallery (Galería de Experimentos) y de la lista seleccione ELECTROENCEFALOGRAMA; una vez abierta la pantalla amplíela con un clic en el botón del extremo superior derecho. Si no aparece esta ventana vaya a ARCHIVO en la barra de • Antes de iniciar asegure que el sujeto esté acostado, lo más cómodo posible y relajado, y que el electrodo colocado en la región occipital no se presione. • Inicie el registro presionando el botón Iniciar; registre por unos 10 segundos. • En Comentarios escriba “parpadeo”; presione Enter, pida al sujeto que parpadee en forma repetida y registre por 5 a 10 s; al terminar presione Detener. Chart - [Documento2: Vista Chart (Inactivo)] Archivo Edición Configuración Comandos x 2 Canal: Macro Ventana Ayuda 1 1 400 /s 1 20 200 uV EEG + – –20 M Iniciar 10:1 971M Figura 21.6 Pantalla de inicio para registro del EEG. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 21 Electroencefalografía • Presione de nuevo el botón Iniciar, escriba en Comentarios “movimientos oculares” y presione Enter. Ahora pida al sujeto que sin mover la cabeza dirija la mirada hacia arriba, abajo, derecha e izquierda en varias ocasiones y registre por 5 a 10 s; una vez terminado presione Detener. • Otra vez inicie el registro presionando el botón Iniciar. Escriba en Comentarios “movimiento de la cabeza” y presione Enter. Pida al voluntario que mueva suavemente la cabeza a uno y otro lados, y registre por 5 a 10 s; al terminar presione Detener. 129 ¿Por qué se requiere utilizar filtros para registro del EEG? De acuerdo con el sistema 10-20, ¿en qué derivación registró? Derivación: ¿Es su registro monopolar o bipolar? Explique su respuesta. Análisis Mida el voltaje de las ondas registradas utilizando la escala que aparece en el eje de la ordenada “Y”. Las ondas normales en un EEG rara vez exceden de 50 a 100 µV, por lo que cualquier onda de un voltaje mayor se sospecha que sea un artefacto. ¿Qué voltaje obtuvo en sus registros? U ¿En cuál de las tres situaciones que registró tuvo los mayores artefactos? ¿Cómo interpreta la necesidad de utilizar para el registro un límite de 200 µV y una sensibilidad en el tiempo de 400/s? Reconocimiento de las ondas alfa (α) y beta (β) en el EEG • Asegúrese que el sujeto se encuentre acostado, relajado y con los ojos cerrados. • En el menú ARCHIVO seleccione NUEVO para abrir un archivo nuevo. En el cuadro de diálogo que aparece asegúrese que esté seleccionado el botón inferior: “Configuraciones del documento 1” y presione OK. Con esto se cierra el registro y aparece un registro nuevo con los mismos parámetros que el anterior. En el siguiente cuadro de diálogo se pregunta si desea guardar el registro anterior; guárdelo si así lo desea. Si comete algún error en este paso se puede abrir de nuevo Experiments gallery y seleccionar ELECTROENCEFALOGRAMA. Document 1: Chart Viow(IdIc) Canal: 3 1 Coment Add 400 /s 20 100 200 uV EEG 50 uV 0 –50 + – –100 2 –20 M .5 10 12.5 15 17.5 Iniciar 1:1 Figura 21.7 Registro del EEG con ojos cerrados y abiertos. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 130 Manual de laboratorio de fisiología • Presione el botón Iniciar para registrar. • En Comentarios escriba “ojos abiertos” y después de unos cinco segundos de registro pida al sujeto que abra los ojos e inmediatamente presione Enter para incluir el comentario. • Ahora escriba “ojos cerrados” para preparar el comentario y después de unos 10 segundos pida al sujeto que cierre los ojos e inmediatamente presione Enter para incluir el comentario. • Repita los pasos 4 y 5 otras dos veces, de manera que al final tenga tres pares de resultados. El registro obtenido debe ser parecido al de la figura 21.7, en donde se observa primero el registro con los ojos cerrados y posteriormente con los ojos abiertos. Análisis • Cambie la compresión del registro de 10:1 a 2:1 presionando el botón de la parte inferior derecha de la pantalla. Al estar menos comprimido el registro es más fácil identificar la actividad alfa (figura 21.8). • Ahora vaya al registro hecho con los ojos cerrados y calcule la frecuencia de estas ondas midiendo el intervalo entre dos de ellas; para esto coloque el marcador M en la cresta de una onda y el cursor en la cresta de la siguiente; la diferencia de tiempo aparece en la parte superior derecha de la pantalla como Δs; con este dato calcule la frecuencia recordando que frecuencia es igual a 1/intervalo. Anote en la sección de Análisis la frecuencia de este registro. • Haga lo mismo con el registro hecho con los ojos abiertos y también anote el resultado. • Mida también el voltaje de las ondas registradas con los ojos abiertos y con los ojos cerrados, y anote el resultado. • El registro de actividad alfa debe ser semejante a la figura 21.8; si no puede obtener este tipo de registro insista en que el sujeto se relaje, y revise los electrodos. • Cambie de nuevo la compresión del registro a 10:1 y con el cursor seleccione un trazo del registro con los ojos cerrados. Ahora seleccione en la barra de herramientas VENTANA y de la lista que se despliega seleccione Spectrum. • Con lo anterior se despliega la pantalla de espectro de frecuencias, que utiliza la transformada de Fourier para analizar el registro y graficar la potencia de las diferentes frecuencias. Si no aparece registro alguno seleccione en la parte superior de la pantalla canal 1. Coloque el cursor en el pico más alto del espectro de frecuencias; el valor de la frecuencia correspondiente aparece en la parte superior. La actividad alfa se ve claramente como un pico en el intervalo de 8 a 13 Hz. La figura 21.9 muestra cómo se ve el espectro de frecuencias. Anote el valor de la frecuencia predominante en la sección de Análisis. • Ahora seleccione con el cursor un trazo del registro hecho con los ojos abiertos; vaya de nuevo al espectro de frecuencias; determine la frecuencia predominante y anote el resultado en la sección de Análisis. • Pida de nuevo al sujeto que se relaje e inicie un nuevo registro. Registre por 5 a 10 s. • Escriba “hiperventilación” en Comentarios; presione Enter y pida al sujeto que respire rápido y profundo por 5 a 10 s; des- Document 1: Chart Viow(IdIc) Canal: 1 4 Coment Add 400 /s 20 100 200 uV EEG 50 uV 0 –50 + – –100 –20 M 32 32.5 33 33.5 Iniciar 1:1 Figura 21.8 Ondas características de actividad alfa en el EEG. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 21 Electroencefalografía Figura 21.9 • • • • Espectro de frecuencias del EEG con ojos cerrados. pués de este tiempo detenga el registro y, como en los casos anteriores, mida frecuencia, voltaje y frecuencia predominante en el espectro de frecuencias. Anote los datos en la sección de Análisis. Pida otra vez al sujeto que se relaje e inicie un nuevo registro. Escriba “actividad mental” en Comentarios, presione Enter y pida al sujeto que realice alguna operación matemática mentalmente; por ejemplo, iniciar en 500 y restar sucesivamente 7, o multiplicar o dividir los números que usted seleccione. Registre por unos 10 s y detenga el registro. Mida de nuevo frecuencia, voltaje y frecuencia predominante en el espectro de frecuencias y anote sus resultados. Cierre el programa, y si lo desea guarde el registro en un disco para su análisis posterior. Análisis Explique las diferencias entre los dos registros. Anote los valores obtenidos al hiperventilar: Hz. Frecuencia medida µV. Voltaje Frecuencia en el espectro de frecuencias Hz. Explique estos resultados. Anote los valores obtenidos al realizar la actividad mental: Hz. Frecuencia medida µV. Voltaje Frecuencia en el espectro de frecuencias Hz. Explique estos resultados. Cuadro 21.1 Parámetro 131 Ojos cerrados Ojos abiertos Ritmo EEG predominante ¿Considera útil el análisis del EEG utilizando el espectro de frecuencias? ¿Por qué? Frecuencia medida Voltaje Frecuencia predominante en el espectro de frecuencias Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 132 Manual de laboratorio de fisiología CONCLUSIONES Escriba los datos que considere relevantes. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 22 Respuestas del sistema nervioso autónomo a las emociones Competencia • Registrar las variaciones en la actividad del sistema nervioso autónomo por efecto de las emociones a través de la respuesta galvánica cutánea, temperatura de la piel, pulso y frecuencia cardiaca, y relacionarlo con la efectividad del detector de mentiras. Revisión de conceptos En la co nductancia cutánea se pueden distinguir dos componentes: la respuesta galvánica cutánea (RGC), cambio de corta duración de la resistencia que alcanza su pico máximo en dos o tr es segundos, y el ni vel de conductancia cutánea, representado por el nivel basal de conductancia, que cambia lentamente en el tiempo. El sistema nervioso autónomo (SNA), encargado de r egular la ac tividad visceral, está íntimamente relacionado con el sistema límbico, por lo q ue las emo ciones modifican su actividad. Este hecho es est udiado desde el p unto de vist a psicofisiológico con ayuda de la medició n de las r espuestas fisiológicas ocasionadas por estímulos emocionales. Las variables fisiológicas medidas por lo común incluyen la respuesta galvánica cutánea, temperatura de la p iel, frecuencia cardíaca y frecuencia respiratoria. Temperatura cutánea. La temperatura cutánea es otro parámetro estudiado con frecuencia en psicofisiología. La circulación está bajo control del sist ema nervioso autónomo y varía para regular la temperatura y el oxígeno que llega a los tejidos. La temperatura cutánea varía entre los indi viduos de acuerdo con su met abolismo, cantidad de gras a cutánea y estado de s alud general, y t ambién en r espuesta a las emociones. Las situaciones de estr és que activan el sist ema nervioso simpático producen vasoconstricción con disminución de la micr ocirculación cutánea, lo q ue origina disminución de la temperatura de la piel. Por otro lado, un estímulo parasimpático intenso provoca vasodilatación con aumento de la temperatura cutánea, como ocurre al ruborizarse. Respuesta galvánica cutánea. Entre dos p untos de la p iel, la resistencia eléctrica disminuye y la conductancia aumenta cuando se incrementa la actividad simpática. Esta respuesta se conoce como efecto de Feré, por el nombre de su des cubridor. Para describirla, también se han utilizado otros nombres, como reflejo psicogalvánico y respuesta de conductancia de la p iel; el término utilizado en la ac tualidad es el de respuesta galvánica cutánea. Su medición fue popularizada por Carl Jung a principios del siglo xx. Esta respuesta se basa en el hec ho de q ue las g lándulas sudoríparas presentes en la superficie de la palma de las ma nos son inervadas por la rama simpática del SNA. Estas glándulas actúan como resistencia variable, y cuando se llenan de secreción, la resistencia de la piel disminuye. La actividad simpática aumenta esta secreción glandular, lo que disminuye la resistencia y aumenta la conductancia. La unidad en que se mide la conductancia es el Siemens (S); en est e caso en el in tervalo de los µS. Es importante recordar que el Siemens es la recíproca de la resistencia S = 1/ohmnio. Detector de mentiras. Las pruebas con el detector de mentiras son un ejemplo del intento por interpretar respuestas fisiológicas secundarias a estados emocionales: para esto se hacen preguntas al sujeto examinado y s e intenta determinar, con base en las r espuestas fisiológicas, si el indi viduo está diciendo la verdad. En este estudio, comúnmente conocido como prueba del polígrafo, se registran frecuencia respiratoria, movimientos oculares, tono muscular, frecuencia cardíaca, conductancia de la piel y temperatura cutánea. 133 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 134 Manual de laboratorio de fisiología ACTIVIDADES El equipo necesario para realizar estas actividades incluye (figura 22.1): • • • • • • • Unidad Power Lab. Amplificador de respuesta galvánica cutánea (RGC). Electrodos para respuesta galvánica cutánea. Interfaz de temperatura. Electrodo para registro de temperatura cutánea. Transductor de pulso. Mazo de barajas. U Variación de la conductancia cutánea en respuesta a un susto • Inicio del programa e instrucciones generales Si aún no inicia el programa en su computadora, haga clic en el ícono de acceso directo a Chart 5 en la pantalla del escritorio. En la nueva pantalla que se despliega se abre una pequeña ventana; haga clic en el archivo Experiments gallery (Galería de Experimentos) y de la lista seleccione RESPUESTA AL SUSTO. Una vez abierta la pantalla amplifíquela dando clic en el botón del extremo superior derecho. Si no aparece esta ventana vaya a Archivo en la barra de herramientas y seleccione Experiments gallery; en la nueva ventana que aparece abra el archivo Experiments gallery y seleccione RESPUESTA AL SUSTO. Debe verse una pantalla con un solo canal para registro con el nombre RGC y un recuadro que indica el tiempo; ponga este pequeño cuadro en la parte superior de la pantalla. Realice el siguiente procedimiento: • • En la pantalla que aparece presione el botón que esté al lado derecho del nombre del canal (RGC) y en la lista que se des• • • • Figura 22.1 Unidad Power Lab, amplificador de la respuesta galvánica cutánea y electrodos. pliega seleccione Amp/I:kudos GSR; aparece un cuadro de diálogo (figura 22.2), presione Cero en circuito abierto y la línea de base debe moverse al valor de cero. En esta pantalla aparece en el lado derecho el intervalo de medición, por lo regular 5 µS es suficiente. Sin cerrar esta pantalla, coloque los electrodos en el sujeto en quien se va a registrar, a quien debe pedirle que se quite anillos, esclavas, reloj, etc. Como la respuesta galvánica cutánea es una medida de la conductancia de la piel entre dos electrodos, ésta se mide en general aplicando corriente alterna de poca intensidad mediante dos electrodos colocados en los dedos; la respuesta se ve como un cambio de conductancia (disminución de la resistencia) de la piel en el tiempo. En esta actividad no es necesario tomar en cuenta la polaridad de los electrodos para el registro, ni tampoco usar gel conductor, ya que esto daría niveles de registro basal elevados por disminución de la resistencia cutánea. También evite hacer el registro en personas con manos sudorosas. Los electrodos se colocan por la parte metálica y hacen contacto en la superficie palmar de los dedos; su correcta colocación se muestra en la figura 22.3. Sin cerrar la ventana de diálogo y una vez colocados los electrodos, pida al sujeto que tenga las manos descansando en posición cómoda. La colocación de los electrodos mueve de nueva cuenta la línea de base para ajustar a cero; ahora presione el botón Cero en el sujeto; la línea de base debe moverse a cero o muy cercana; si no está ahí, presione de nuevo el botón hasta que la línea de base se coloque en cero. El valor absoluto de la conductancia se muestra en la barra de la derecha; su valor por lo general no es superior a 5 µS. Este ajuste debe hacerse cada vez que se inicia un nuevo registro, ya que con el paso del tiempo existe un movimiento de la línea de base como consecuencia de la variación del nivel de conductancia cutáneo. Una vez hechos estos ajustes, cierre la ventana de diálogo y vaya a la pantalla de registro; presione Iniciar, agregue en Comentarios el nombre del sujeto y presione Enter. La persona debe estar sentada, tranquila, con las manos descansando cómodamente y sin ver el monitor de la pantalla. Ahora escriba en la línea de Comentarios “sujeto tranquilo” y pida al individuo que se tranquilice. Vea cómo varía el registro mientras la persona trata de estar tranquila, respirando normalmente y al permanecer emocionalmente pasiva. La señal de registro puede tener pequeñas fluctuaciones o aumentar lentamente, dependiendo del nivel de actividad simpática del sujeto. Si hay fluctuaciones en la línea de base pida al sujeto que se relaje y observe que en ocasiones, cuanto más trata de mantenerse calmado, mayor es la variación en el registro. Una vez que se tiene una línea de base estable escriba “respiración” en la barra de Comentarios y pida al sujeto que haga varias respiraciones profundas; cuando inicie presione Enter para agregar el comentario y registre. Vea cómo se modifica la línea de base. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 22 Respuestas del sistema nervioso autónomo a las emociones 135 Chart - [Documento1: Vista Chart (Inactivo)] Archivo Edición Configuración Comandos Macro Ventana Ayuda x 1 2 1 Canal: 1 20 Comentario Tasa/Tiempo 20 gar 20 /s 20 uS 20 /s RGC GSR Amplifier 10 Rango: Entrada 1 20 uS 0.636 uS Conductividad 20 6uS 100uS 10 uS 0 0 50 –10 –20 Unidades... Cero en Circuito Abierto Cero del Sujeto 0 Aceptar Cancelar –10 + – –20 –20 0 M 10 20 Iniciar 2:1 971M Figura 22.2 Pantalla para registro de la respuesta galvánica cutánea. • Ahora pídale que cierre los ojos y se relaje, escriba “susto” en la barra de Comentarios pero no presione Enter todavía. Dé tiempo para que el sujeto se encuentre bien relajado, y sin previo aviso sométalo a un estímulo inesperado, el cual puede ser visual, auditivo o somatosensorial; por ejemplo, golpear de repente una mesa o gritar en forma inesperada. Al mismo tiempo que aplica el estímulo presione Enter para indicar el momento de aplicación. La respuesta debe ser parecida a la de la figura 22.4. La respuesta que se obtiene es un aumento rápido de la conductancia, que disminuye si el sujeto se tranquiliza de nuevo; si esto último no ocurre, la conductancia llega a un punto de “saturación”; cuando el conducto glandular está lleno, la conductancia cutánea disminuye una vez que la humedad se reabsorbe. • Registre durante aproximadamente un minuto y presione Detener. • Si tiene tiempo puede repetir estas actividades en otro sujeto voluntario, o bien someter al anterior a alguna otra situación estresante. No olvide que debe ajustar Cero con cada nuevo voluntario. En Comentarios, escriba el nombre del sujeto y la situación a la que se somete para identificar el registro. Una vez finalizados los registros puede guardarlos en un disco y posteriormente cierre el archivo. Análisis Figura 22.3 Colocación de los electrodos para registro de la RGC. • Explique por qué la conductancia en ocasiones aumenta cuando se pide al sujeto que se relaje. • Dibuje la respuesta que se observa con la respiración profunda y explíquela. • Vaya al registro en donde el sujeto hizo varias respiraciones profundas y coloque el marcador M en la línea donde se agregó el comentario que indica el inicio del estímulo, y el cursor en el pico máximo de la respuesta; registre la latencia y la amplitud de la respuesta. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 136 Manual de laboratorio de fisiología Chart - [Startle Data: Vista Chart (Inactivo)] Archivo Edición Configuración Comandos Macro Ventana Ayuda x 1 2 1 Canal: Agregar Comentario 7 10 17/03/2004 20 14.25 s 6.36 mS + – 5 10 0 0 –5 –10 –10 –20 startle m5 RGC 0 M 5 5 10 15 20 25 30 35 Iniciar 1:1 971M Figura 22.4 Registro de la RGC en respuesta al susto. • Haga lo mismo para la respuesta que se obtiene al aplicar el estímulo de susto. • Anote estos datos en los cuadros 22.1 y 22.2. Cuadro 22.1 Estímulo Sujeto 1 Cambio en conductancia (μS) Latencia • Compare los resultados con los diferentes estímulos y explíquelos. • Explique qué es un Siemens. • ¿Qué unidad eléctrica mide lo contrario al Siemens? • Describa la síntesis y degradación de este neurotransmisor y mencione las enzimas que participan. • Explique por qué aumenta la conductancia de la piel al elevar la secreción de las glándulas sudoríparas. U Cuadro 22.2 Estímulo Sujeto 2 Cambio en conductancia (μS) Latencia Respuesta galvánica cutánea y temperatura cutánea en respuesta al estrés • Asegure que la interfaz para registro de temperatura esté conectada en el canal 2 (figura 22.5). • Vaya a Experiments gallery y abra el archivo RESPUESTA AL ESTRÉS; aparece una pantalla con dos canales; en el canal 1 se registra la RGC y en el canal 2 la temperatura cutánea. También aparecen tres pequeñas ventanas en donde se ven los valores de tiempo, RGC y temperatura al momento del registro. Coloque estas ventanas en la parte superior. • Coloque en el voluntario los electrodos para registro de la RGC. • En la superficie palmar de un dedo del voluntario, que no sea el mismo en el que están los electrodos para registro de la RGC, fije con cinta adhesiva el aditamento para registro de temperatura. • Pida al voluntario que se relaje y descanse las manos sobre sus piernas. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 22 Respuestas del sistema nervioso autónomo a las emociones 137 • Haga lo mismo por lo menos con tres respuestas al realizar la operación matemática y anote el resultado en la columna correspondiente. • Finalmente mida los valores obtenidos en el período de relajación. Interprete estos resultados. U Figura 22.5 Equipo para registro de RGC y temperatura corporal. • Presione Iniciar, para empezar el registro. • Escriba el nombre del voluntario en Comentarios y presione Enter. • Registre la línea de base y la temperatura cutánea por un minuto. • Pida a un miembro del grupo que escoja un número entre 500 y 800. • Pida a otro miembro del grupo que escoja un número impar entre 7 y 13. • Escriba “estrés” en Comentarios, presione Enter y pida al voluntario que reste al primer número el segundo número seleccionado y dé el resultado en voz alta. • Pídale que siga sustrayendo el mismo número al resultado obtenido. • Cada vez que el voluntario da un resultado presione Enter para marcar el momento. • Permita que el voluntario realice este ejercicio matemático por un minuto y después de este tiempo detenga el registro y permita que el voluntario se relaje. • Agregue en Comentarios: “fin del ejercicio matemático” y presione Enter. • Continúe registrando por un minuto y después detenga el registro. • Si tiene tiempo, realice este ejercicio con otro voluntario. • Recuerde que debe registrar Cero al sujeto en la ventana de diálogo de la RGC con cada nuevo voluntario. • Revise el registro obtenido y anote sus comentarios en la sección de Análisis. Análisis • Registre los valores de la RGC y temperatura cutánea al inicio del registro, antes de realizar las operaciones matemáticas, y anótelos en el siguiente cuadro bajo el título de basal. Basal Estrés 1 Detector de mentiras En esta actividad se utiliza el registro de la respuesta galvánica cutánea, la temperatura cutánea y la frecuencia cardíaca para determinar si un sujeto está siendo honesto en sus respuestas. Las conexiones en el equipo que utilizará deben ser de la siguiente manera: • • • • Canal 1 (RGC) Respuesta galvánica cutánea. Canal 2 (temp. cutánea) Temperatura cutánea. Canal 3 (pulso) Pulso. Canal 4 (FC) Frecuencia cardíaca; se calcula a partir del registro del pulso en el canal 3. Al equipo ya utilizado en las actividades anteriores se agrega el transductor de pulso. Éste se coloca en la porción distal de un dedo, de preferencia de la mano en la que no estén los electrodos; el ajuste debe ser firme, pero sin apretar demasiado. Además del equipo de registro se necesitan las siguientes cartas de un mazo de barajas: • • • • 8 y 3 de diamantes. 4 y 7 de corazones. 2 y 10 de tréboles. 5 y 9 de picas. También deberán elegirse cuatro sujetos con actividades específicas: • Sujeto para registro. • Monitor: sujeto que conduce la actividad y maneja la computadora. • Testigo 1. • Testigo 2. Procedimiento • Coloque los electrodos para registro de la respuesta galvánica cutánea y la temperatura en la misma forma que en la actividad anterior. • El transductor de pulso se coloca en la otra mano. • Vaya a Experiments gallery y abra el archivo DETECTOR DE MENTIRAS. • Antes de iniciar el registro recuerde que debe ajustar a Cero el amplificador de la RGC. • Ahora presione el botón a un lado del nombre del canal de Frecuencia cardíaca. Este canal no registra directamente Estrés 2 Estrés 3 RGC (μS) Temperatura cutánea (°C) Descargado por JM Occupational ([email protected]) Recuperación lOMoARcPSD|24440723 138 Manual de laboratorio de fisiología ninguna señal; puede observar que nada está conectado al canal 4. Lo que en este canal se hace es tomar como fuente de datos el registro del pulso en el canal 3 y contar cuántas veces el voltaje del canal 3 atraviesa una línea predeterminada. Para ver cómo funciona, presione el botón que está a la derecha de Frecuencia cardíaca, y de la lista que se despliega seleccione Entrada calculada. En la ventana de diálogo que aparece se ve el registro del pulso y una línea horizontal discontinua. Esta línea debe ser atravesada una vez por cada registro de pulso; si es necesario ajústela para que se cruce con el extremo superior del pulso. Si no se hace este ajuste, no se mide adecuadamente la frecuencia cardíaca, pues lo que hace este canal es contar cuántas veces se atraviesa la línea horizontal y esto corresponde a la frecuencia cardíaca, que se mide en latidos por minuto (lpm). • Observe que en la pantalla de registro hay unos pequeños recuadros que le permiten ver con facilidad los valores registrados; muévalos hacia la parte superior de la pantalla para que no le obstaculicen la visibilidad del registro (figura 22.6). • Presione Iniciar, observe que el registro sea adecuado y vea los valores que se marcan en los pequeños recuadros. A continuación se enlistan algunos ejemplos: Si el sujeto se llama Mario, preguntar, ¿te llamas Mario? ¿Desayunaste hoy en la mañana? ¿Tienes automóvil propio? ¿Hoy es lunes? ¿Tuviste hoy examen de fisiología? ¿Sabes nadar? ¿Sabes andar en bicicleta? ¿Sabes manejar? ¿Estamos en el mes de diciembre? ¿Mañana es sábado? • Seleccione las preguntas de la lista anterior o haga las suyas propias. • Presione Iniciar. • Escriba en Comentarios el nombre del sujeto y presione Enter. • Escriba en Comentarios “línea de base” y presione Enter. • Ahora el monitor hace las 10 preguntas al sujeto con un intervalo de 10 segundos entre cada pregunta y a cada respuesta agrega en Comentarios un “+” para Sí o un “−” para No. • Después de que se hacen las 10 preguntas continúe registrando y proceda con la siguiente parte de la actividad. • El testigo 1 mezcla las cartas seleccionadas y las coloca hacia abajo sobre la mesa. • El testigo 2 selecciona una carta y la muestra al testigo 1 y al sujeto en quien se hace el registro; los tres deben recordar qué carta fue y nadie más debe verla. Establecimiento de los valores basales Antes de iniciar la prueba de detección de mentiras, se hacen al voluntario 10 preguntas para que conteste sí o no; deben ser preguntas sencillas y en las cuales no haya duda de la respuesta. Chart - [Documento3: Vista Chart (Inactivo)] Archivo Edición Configuración Comandos Macro Ventana Ayuda Tasa/Tiempo Tasa/Tiempo x 1 2 1 Canal: 20 1 RGC 00 ss Comentario Tasa/Tiempo –0.343 uS Tasa/Tiempo 21.51 C 0.0 BPM Agregar 02/06/2004 20 0s –0.343 uS RGC uS 10 0 –10 + – –20 21.51 C 40 Temp cutanea C 30 20 + – 10 –0.002 mV 0 + EGC 140 0.0 BPM Frec Card 120 BMP 100 80 60 40 20 + – 0 –20 0 M 0 Iniciar 20:1 971M Figura 22.6 Pantalla para registro de la prueba del DETECTOR DE MENTIRAS. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 22 Respuestas del sistema nervioso autónomo a las emociones • El testigo 1 regresa la carta seleccionada con las demás y las mezcla. • Escriba en Comentarios “RESPUESTA NEGATIVA”. • El sujeto en quien se registra deberá contestar ahora con un No a todas las preguntas siguientes. • El testigo 2 toma la primera carta de arriba del mazo y la muestra al monitor, quien escribe en Comentarios la carta que es, por ejemplo 4C para 4 de corazones, pero no presiona Enter todavía. • El testigo 2 le muestra la carta a todo el grupo y pregunta al ? sujeto: ¿La carta seleccionada era • Cuando el sujeto contesta, se presiona Enter para agregar el comentario. • Se repite el mismo procedimiento para todas las cartas restantes, con un intervalo de 20 segundos entre cada carta. • El testigo 1 junta de nuevo todas las cartas y las mezcla. • Se agrega en Comentarios “RESPUESTA POSITIVA”. • Se repite de nuevo el procedimiento con todas las cartas, sólo que ahora el sujeto debe responder siempre Sí. • Al finalizar, el testigo 1 junta de nuevo todas las cartas y las mezcla. • Se agrega en Comentarios “SIN RESPUESTA”. • Se repite el procedimiento para todas las cartas, pero en esta ocasión el sujeto no responde cada vez que le preguntan si es la carta seleccionada. • Después de mostrar la última carta continúe registrando por 20 segundos y presione Detener. Cuadro 22.3 139 • Retire los electrodos del sujeto y coloque los cables de manera que no estorben ni estén en el piso. • Ahora el monitor y el resto de observadores deben tratar de identificar la carta seleccionada con base en las variaciones en la respuesta galvánica cutánea, la temperatura cutánea y la frecuencia cardíaca. Análisis Línea de base • Para analizar las variaciones en la línea de base con cada respuesta, mida los valores de la respuesta galvánica cutánea, la temperatura y la frecuencia cardíaca 10 s antes y 10 s después de la respuesta y anote los resultados en el cuadro correspondiente. • Tomando como base las mediciones del punto anterior determine las variaciones para cada respuesta y anote los resultados en el cuadro correspondiente. • Calcule el promedio de variación de los parámetros medidos y anótelos en el cuadro de resultados. Respuesta al mostrar las cartas • Haga lo mismo que en el apartado anterior para las respuestas negativas, positivas y sin respuesta. • Trate de determinar cuál fue la carta seleccionada con base en los resultados. Línea de base Conductancia cutánea (μS) Frecuencia cardíaca (lpm) Temperatura cutánea (°C) Pregunta Respuesta Antes Después Diferencia Antes Después Diferencia (+/–) 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 Descargado por JM Occupational ([email protected]) Antes Después Diferencia lOMoARcPSD|24440723 140 Manual de laboratorio de fisiología Cuadro 22.4 Carta Respuestas negativas Conductancia cutánea (μS) Antes Después Diferencia Frecuencia cardíaca (lpm) Antes Después Diferencia Temperatura cutánea (°C) Antes Después Diferencia 5P 9P 2T 10T 4C 7C 8D 3D 9 10 Cuadro 22.5 Carta Respuestas positivas Conductancia cutánea (μS) Antes Después Diferencia Frecuencia cardíaca (lpm) Antes Después Diferencia Temperatura cutánea (°C) Antes Después Diferencia 5P 9P 2T 10T 4C 7C 8D 3D 9 10 Cuadro 22.6 Carta Sin respuesta Conductancia cutánea (μS) Antes Después Diferencia Frecuencia cardíaca (lpm) Antes Después Diferencia Temperatura cutánea (°C) Antes 5P 9P 2T 10T 4C 7C 8D 3D 9 10 Descargado por JM Occupational ([email protected]) Después Diferencia lOMoARcPSD|24440723 Práctica 22 Respuestas del sistema nervioso autónomo a las emociones Escriba el nombre de la carta seleccionada y explique con base en qué hizo su decisión. 141 Con base en esta experiencia, ¿qué opina de la prueba del detector de mentiras? CONCLUSIONES Escriba los datos que considere relevantes. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 23 Aprendizaje y memoria Competencias • Analizar la influencia del aprendizaje y la memoria en la realización de una tarea sencilla. Revisión de conceptos Aprendizaje se define como la capacidad para modificar la conducta con base en exp eriencias pasadas, en t anto que memoria es la ca pacidad para recordar las experiencias pasadas a nivel consciente o inconsciente. Ambos están estrechamente relacionados, por lo que se les considera juntos y se clasifican como funciones superiores del ser humano. Las teorías que intentan explicar el meca nismo subyacente del aprendizaje y la memoria se orientan hacia procesos químicos, así como cambios estructurales, sobre todo relacionados con las sinapsis. La memoria se clasifica desde diferentes puntos de vista; uno de ellos toma en cuenta su relación con el estado de conciencia. Se denomina memoria explícita o declarativa aquella en la que el sujeto está consciente del proceso, tipo de memoria en la que participa el hipocampo. La otra forma es la memoria implícita, en la que no hay conciencia del proceso; esta memoria participa en activida- des reflejas, como manejar o andar en bicicleta, una vez que esto se ha aprendido. Otra clasificación muy utilizada es la que toma en cuenta el tiempo que se mantiene la memoria. La memoria a corto plazo dura de segundos a horas, y con buenas condiciones la información contenida puede pasar a la memoria a largo plazo mediante el procesamiento que realizan el hipocampo y otras estructuras. La memoria a largo plazo dura meses o años. La memoria funcional o memoria de trabajo dura muy poco tiempo; la información permanece lo necesario para que el sujeto la utilice y realice alguna acción con base en los datos contenidos. La enfermedad de Alzheimer se caracteriza, entre otras cosas, por pérdida de la memo ria a corto plazo, lo cual se relaciona con un proceso degenerativo de las neuronas del hipocampo. En esta práctica se ve cómo influyen el aprendizaje y la memoria en el tiem po de r eacción necesario para realizar una tarea simple. ACTIVIDADES Para esta actividad se requiere trabajar en parejas. • Se mide el tiempo que tarda y se le pide que lo repita otras tres veces midiendo en cada ocasión el tiempo y anotándolo en el cuadro de Análisis. • El mismo sujeto repite la operación, pero ahora separando las cartas rojas de las negras. Se mide el tiempo y se le indica que • A un alumno de cada pareja se le pide que reparta todas las cartas de un mazo de baraja americana con la figura hacia arriba y tan rápido como le sea posible. 143 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 144 Manual de laboratorio de fisiología Cuadro 23.1 Registro de actividades Tiempo Tarea 1er. intento 2o. intento 3er. intento 4o. intento Promedio Repartir las cartas Repartir separando negras y rojas Repartir separando los cuatro palos siempre en el mismo orden Repartir separando los cuatro palos en diferente orden en cada ocasión repita esta actividad por cuatro ocasiones y se mide el tiempo en cada ocasión. • Se pide que las vuelva a repartir, pero que ahora separe los cuatro palos de la baraja, colocando siempre los palos en el mismo orden. La actividad se hace en cuatro ocasiones y se mide el tiempo en cada una de ellas. • Pídale que vuelva a repartir la baraja separando los cuatro palos, pero que ahora cambie el orden en que los coloca en cada ocasión. Esto se hace cuatro veces midiendo el tiempo cada vez. ¿Por qué se requiere más tiempo cuando se separan los cuatro palos que en las dos tareas anteriores? ¿Cómo varió el tiempo de la primera a la última vez cuando se separaron los cuatro palos de la baraja y se colocaron en diferente orden? Análisis ¿Cómo varió el tiempo de la primera a la última vez cuando se repartieron todas las cartas? ¿Por qué se requiere más tiempo cuando se separan los cuatro palos y se cambia el orden, que cuando se ponen siempre en el mismo orden? ¿Cómo varió el tiempo de la primera a la última vez cuando se separaron las barajas negras de las rojas? ¿Qué variables identifica en las tareas anteriores, responsables de las variaciones en el tiempo para realizar la tarea? ¿Por qué se requiere más tiempo cuando se separan rojas y negras que cuando sólo se reparten sin separarlas? De las variables identificadas, ¿cuáles relaciona con la memoria y cuáles con el aprendizaje? ¿Cómo varió el tiempo de la primera a la última vez cuando se separaron los cuatro palos de la baraja y se colocaron en el mismo orden? ¿Qué tipo de memoria participó en el desarrollo de esta actividad? Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 23 Aprendizaje y memoria Defina los conceptos de aprendizaje y memoria. 145 ¿Cómo influyen el aprendizaje y la memoria durante el estudio? Explique cómo se relacionan el aprendizaje y la memoria. CONCLUSIONES Escriba los datos que considere relevantes. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 24 Reflejos condicionados Competencia • Desarrollar un reflejo condicionado y compararlo con el reflejo no condicionado. Revisión de conceptos Un reflejo condicionado es la respuesta refleja a un estímulo que antes no la des encadenaba y que se adquiere por la coincidencia repetida de este estímulo con otro estímulo que normalmente sí produce la respuesta. En los exp erimentos clásicos de P avlov, realizados en p erros, la s alivación normalmente se inducía al colocar carne en el hocico. Justo antes que se colocara la carne sonaba una campana y esto se repetía cierto número de veces hasta que el animal producía saliva cuando se tocaba la ca mpana, aunque no s e colocara carne en su ho cico. En este experimento, la carne era el estímulo no co ndicionado, o s ea, el estím ulo que normalmente produce la respuesta, y el sonido de la campana era el estímulo condicionado. Después que el estímulo condicionado y el estímulo no condicionado se aplicaban juntos un número suficiente de veces, el estím ulo condicionado producía la r espuesta originalmente provocada sólo por el estímulo no condicionado; a esto se le llama condicionamiento clásico. Un inmenso número de respuestas somáticas y viscerales son respuestas reflejas condicionadas; entre los cambios que pueden producirse se incluyen las modificaciones de la frecuencia cardíaca y la presión arterial. Si el estímulo condicionado se presenta repetidas veces sin el estímulo no condicionado, llega un mo mento en que el reflejo condicionado desaparece. Este proceso se llama extinción o inhib ición interna. La respuesta condicionada puede no ocurrir (inhibición externa) si el sujeto es perturbado por un estímulo externo inmediatamente después de aplicar el estímulo condicionado. Sin embargo, la respuesta condicionada persiste de manera indefinida si el reflejo condicionado se refuerza regularmente relacionando de nuevo el estímulo condicionado con el no condicionado. Como ejemplo de la existencia de reflejos condicionados en nuestra vida diaria, recordemos cuántas veces hemos oído que alguien ya está condicionado y por eso responde de cierta forma ante determinadas situaciones. ACTIVIDADES • La respuesta normal del estímulo luminoso es una disminución del diámetro pupilar. • Repita este mismo procedimiento por diez veces a intervalos de 30 s. • Ahora sólo golpee el recipiente y observe la respuesta pupilar. • Si no observa la respuesta esperada realice de nuevo el mismo procedimiento otras diez veces. Para esta actividad se requiere trabajar en parejas. • Un estudiante de cada pareja deberá golpear con fuerza un recipiente o la mesa inmediatamente antes de aplicar un estímulo luminoso a los ojos de su compañero. Si el laboratorio está muy iluminado, disminuya la iluminación para obtener una mejor respuesta. 147 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 148 Manual de laboratorio de fisiología • Anote cuántas veces se obtuvo el reflejo condicionado antes de su extinción. Explique en qué situaciones desaparece el reflejo condicionado y qué se puede hacer para evitarlo. Análisis Explique en qué consiste un reflejo condicionado. Identifique semejanzas y diferencias entre los reflejos condicionados y los no condicionados. Identifique por lo menos tres reflejos condicionados en la vida diaria. CONCLUSIONES Escriba los datos que considere relevantes. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 25 Hormona del crecimiento y acromegalia Competencia • Analizar la fisiopatología de la acromegalia relacionándola con los signos y síntomas que se presentan. Revisión de conceptos • La GH estimula la producción de somatostatina, circuito corto. • Las somatomedinas inhiben la producción de hormona del crecimiento, circuito largo. • La GHRH inhibe su propia producción en hipotálamo, circuito ultracorto. La hormona del cr ecimiento (GH), t ambién llamada hormona somatotrópica, es un polipéptido de cadena lineal con dos puentes disulfuro internos que tiene 191 a minoácidos. Se sintetiza en las células acidófilas somatotropas de la adenohipófisis y pertenece a una familia de péptidos relacionados que incluye a la prolactina y el lactógeno placentario. Su secreción está regulada por varios circuitos de retroalimentación que se ilustran en la figura 25.1: La GHRH se une en los somatotropos a un receptor de membrana acoplado mediante proteína Gs a la adenililciclasa y la fosfolipasa G; p or ello, los s egundos mensajeros utilizados por la GHRH son cAMP e IP 3/Ca++. La somatotropina también actúa directo en los s omatotropos inhibiendo la adenililciclasa, y p or lo t anto disminuyendo la p roducción de cAMP mediante una proteína Gi. La GH tiene dos sitios de unión para el receptor, el cual se localiza en la mem brana celular. Una vez que la GH s e une a una subunidad del receptor, se moviliza una segunda subunidad para su unión; la unión a las dos subunidades es esencial para que ejerza su efecto. Debido a esta unión con el receptor se activan diversas cascadas enzimáticas, principalmente por actividad de cinasa de tirosina, como son las vías JAK, STAT e IRS, pero también tiene efectos por activación de la fosfolipasa C y de la adenililciclasa. La hormona del crecimiento ejerce su ef ecto en f orma directa sobre músculo esquelético, hígado y t ejido adiposo, en t anto que en otros tejidos su efecto es mediado p or la producción de s omatomedinas, que se sintetizan principalmente en el hígado. Sus efectos metabólicos incluyen una reducción de la captación y utilización de glucosa en tejido muscular y adi poso (efecto antiinsulínico), aumento de la lipólisis en el tejido graso y de la ca ptación de aminoácidos • Las somatomedinas (IGF1) estimulan la producción de somatostatina, circuito largo. – + Hipotálamo + GHRH – Somatostatina Hipófisis anterior GH IGF1 Figura 25.1 Tejidos efectores IGF1 Asas de retroalimentación para la secreción de la hormona del crecimiento. 149 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 150 Manual de laboratorio de fisiología y síntesis de proteínas en prácticamente todos los órganos; esto explica su efecto sobre el aumento de la mas a corporal magra y el tamaño del órgano. El efecto en hueso es más notable: el crecimiento lineal, mediado por las somatomedinas. La fisiopatología de esta hormona se debe a exceso o deficiencia de sus ef ectos. Antes de la pubertad, su deficiencia provoca estatura corta, obesidad y retraso de la pubertad, en tanto que su exceso da lugar a gigantismo. La acromegalia se produce cuando hay aumento de la GH después de la puber- tad. En esta etapa, el crecimiento lineal ha terminado y sus efectos se manifiestan con aumento del periostio, del tamaño de manos y pies (partes acrales), prognatismo, crecimiento excesivo de los huesos malar, frontal y faciales, que junto con el prognatismo ocasionan aspecto tosco conocido como facies acromegálica. También se incrementan el tamaño de la lengua y la r esistencia a la in sulina, que puede producir intolerancia a la glucosa o diabetes mellitus tipo 2; en algunos pacientes ocurre galactorrea. ACTIVIDADES En esta sesión de laboratorio se utiliza el programa ADENOMAS HIPOFISARIOS, en el que se muestran las características clínicas de la acromegalia. U Inicio del programa e instrucciones generales Para iniciar el programa haga clic en el ícono correspondiente ubicado en la pantalla de su computadora. En la pantalla que se despliega, del listado de la derecha seleccione ACROMEGALIA y revise cada uno de los apartados. Asegúrese de que las bocinas de la computadora estén encendidas, pues tendrá la oportunidad de oír las alteraciones en la voz de un paciente acromegálico. Comente y discuta con sus compañeros la información que aparece en la pantalla y haga clic en todas las ligas que aparecen en azul. Una vez revisado este tema conteste las siguientes preguntas: Mencione dos posibles causas de acromegalia. Explique cómo afecta el efecto de la GHRH en la mutación de la fosfodiesterasa. Exponga dos teorías que expliquen por qué la GH produce resistencia a la insulina. ¿Qué tipo de hormona es la GH desde el punto de vista químico? Describa los efectos metabólicos de la GH. ¿Qué características particulares tiene la unión de la GH a su receptor? Se dice que la GH produce balance nitrogenado positivo; ¿qué significa esto? ¿Qué hormonas se consideran en la misma familia de la GH? Mencione dos alteraciones cardiovasculares presentes en el paciente acromegálico. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 25 Hormona del crecimiento y acromegalia ¿Por qué es frecuente la apnea del sueño en el paciente acromegálico? 151 ¿Por qué algunos pacientes con acromegalia presentan galactorrea? ¿Por qué hay alteraciones en la articulación de la voz en el paciente acromegálico? ¿Qué opciones de tratamiento médico hay para el paciente con acromegalia? ¿Qué otras hormonas deben estar presentes para que la GH ejerza su efecto? CONCLUSIONES Escriba los datos que considere relevantes. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 26 Hormonas tiroideas Competencia • Analizar la fisiopatología de hipotiroidismo e hipertiroidismo e integrar el diagnóstico mediante la interpretación de los resultados del perfil tiroideo. Revisión de conceptos mediante una desy odasa. Una vez producida la T 3, ésta se une a un receptor nuclear y activa la transcripción de ADN que culmina en la sín tesis de p roteínas. Los efectos de las hormonas tiroideas ocurren en casi t odos los órganos. Son necesarias para el crecimiento, ya que actúan sinérgicamente con la hormona del crecimiento y las I GF en la f ormación de hueso. Su principal efecto es el a umento de la t asa metabólica basal con incremento en la p roducción de calo r y el consumo de oxígeno; este efecto se lleva a cabo mediante mayor síntesis de A TP-asa de N a+-K+. Aumenta la ac tividad respiratoria y cardiovascular para llevar una mayor cantidad de oxígeno y aumentar el flujo sanguíneo a los tejidos. En el corazón aumenta la actividad cardíaca al incrementar la síntesis de receptores β para catecolaminas, la afinidad de las catecolaminas para sus receptores y la síntesis de miosina α en la célula miocárdica. La regulación de la s ecreción de hormonas tiroideas se lleva a cabo por retroalimentación negativa mediada por la T4, que en los tirotropos se transforma en T3 y regula a la baja a los receptores para TRH, con lo que disminuye su efecto estimulante. La secreción de hormonas tiroideas es regulada por la hormona hipofisaria TSH (hormona estimulante del tir oides), que a su v ez se regula por la TRH (ho rmona liberadora de tirotropina) hipotalámica. La TRH actúa sobre los tirotropos hipofisarios y estimula la p roducción de T SH. Ésta es una glucoproteína formada por una subunidad α y una subunidad β. La subunidad α es igual a la de las ho rmonas FSH, LH y gonadotropina coriónica; la subunidad β es la q ue le da especificidad. La TSH se une al receptor de membrana acoplado a proteína G en las cél ulas del folículo tiroideo, aumenta la actividad de adenililciclasa, y por lo tanto la cantidad de cAMP también actúa por medio de f osfolipasa C. E l efecto de la TSH sobre la g lándula tiroides es el a umentar la síntesis y secreción de hormonas tiroideas y tener un efecto trópico. Las hormonas tiroideas que se producen son dos: T4 (tetrayodotironina o tiroxina) y T3 (triyodotironina); la glándula también secreta rT3 (T3 reversa), pero ésta no tiene actividad biológica. Aunque la mayor cantidad de hormona secretada corresponde a T4, el primer paso para que esta hormona ejerza su efecto es la conversión en los tejidos efectores a T3, 153 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 154 Manual de laboratorio de fisiología ACTIVIDADES En esta sesión de laboratorio se utiliza el programa ADENOMAS HIPOFISARIOS, en el que se muestra el mecanismo de retroalimentación de las hormonas tiroideas sobre la secreción de TSH. U ¿Dónde se encuentra el receptor de las hormonas tiroideas? Inicio del programa e instrucciones generales Para iniciar el programa dé clic en el ícono correspondiente que se encuentra en la pantalla de la computadora. En la pantalla que se despliega, del listado de la derecha, seleccione TSH y revise cada uno de los apartados. Comente y discuta con sus compañeros la información que aparece en la pantalla y haga clic en las listas que aparecen en azul. Una vez revisado este tema conteste las siguientes preguntas: ¿Cómo se clasifica a la TSH desde el punto de vista químico? Escriba tres diferencias entre T3, T4 y rT3. Haga un diagrama para explicar el mecanismo de retroalimentación que regula la secreción de hormonas tiroideas. ¿Qué otras hormonas se incluyen en la misma familia que la TSH? ¿Cuál es la semejanza de las hormonas que pertenecen a esta familia? Desde el punto de vista químico, ¿cómo se clasifican las hormonas tiroideas? ¿Cuál es el tratamiento para aquellos con hipotiroidismo? ¿Qué otras hormonas pertenecen a la misma familia que las hormonas tiroideas? Mencione dos medicamentos que bloquean la producción de hormonas tiroideas y explique su mecanismo de acción. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 26 Hormonas tiroideas ¿Por qué es importante el diagnóstico temprano del hipotiroidismo congénito? 155 Hipotiroidismo secundario Hipertiroidismo primario Hipertiroidismo secundario Hipotiroidismo subclínico Mencione una probable causa de hipotiroidismo primario. Hipertiroidismo subclínico Explique cuál de los valores mencionados en el cuadro 26.1 le sirve para hacer diagnóstico de hipotiroidismo o hipertiroidismo. Explique por qué puede haber hipotiroidismo secundario en adenomas hipofisarios no productores de TSH. Seleccione del siguiente listado el diagnóstico correspondiente a cada uno de los perfiles tiroideos que se le proporcionan y escríbalo en la columna de la derecha. Explique cuál es la diferencia entre el hipotiroidismo primario y el secundario. Eutiroidismo Hipotiroidismo primario Cuadro 26.1 T3 total (87-187 ng/dl) T4 libre (0.8-2.1 ng/dl) TSH (0.4-3.1 μUI/ml) 1 63 0.25 Más de 60 2 148 1.58 2 3 243 2.65 Menos de 0.15 4 192 2.20 Menos de 0.15 1.59 Menos de 0.15 Sujeto 5 88 6 281 7 371 4.75 No detectable 8 65 0.50 0.2 9 88 0.85 7.5 10 195 2.35 No detectable 11 84 0.80 Más de 60 12 236 2.40 No detectable 13 65 0.75 3.3 14 41 0.12 Más de 60 15 84 0.61 23.3 16 109 0.89 3.9 17 213 3.40 5.3 18 122 0.85 22.8 19 276 4.31 20 83 0.33 38.1 21 192 2.31 No detectable 22 90 0.80 No detectable 88.0 No detectable 0.15 Descargado por JM Occupational ([email protected]) Diagnóstico lOMoARcPSD|24440723 156 Manual de laboratorio de fisiología Explique cuál valor del cuadro 26.1 le da la pauta para decidir si la patología es primaria o secundaria. Explique en qué se basa para hacer el diagnóstico de hipotiroidismo subclínico. Explique en qué se basa para hacer el diagnóstico de hipertiroidismo subclínico. CONCLUSIONES Escriba los datos que considere relevantes. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 27 Detección de gonadotropina coriónica humana como base de la prueba de embarazo Competencias • Analizar los fundamentos de la prueba inmunológica de embarazo. • Interpretar la prueba inmunológica de embarazo y analizar sus posibles fallas. • Analizar el perfil hormonal de la mujer embarazada, premenopáusica y menopáusica. Revisión de conceptos En el ciclo menstrual, el desprendimiento y la exp ulsión del endometrio (menstruación) ocurren 14 días desp ués de la ovulación como resultado de la involución del cuerpo amarillo productor de estrógenos y progesterona. Sin embargo, cuando el óvulo es fecundado, el blastocisto invade el endometrio mediante la formación de células trofoblásticas sincitiales, que secretan la hormona gonadotropina coriónica humana (GCH). La GCH es una ho rmona que impide la involución del cuerpo amarillo, por lo que éste continúa secretando estrógeno y progesterona que mantienen las características adecuadas del endometrio para que el embarazo continúe. La GCH es det ectable desde ocho días desp ués de la fecundación, justo cuando ocurre la implantación en el endometrio, y duplica su concentración cada 1.3 a 2 días, de manera que cuando se advierte la falta del primer período menstrual, su concentración es de unas 100 mUI/ml , cantidad que sigue aumentando hasta alcanzar su valor máximo de 200 000 mUI/ml desp ués de casi 10 a 12 s emanas. Por influencia de la GCH, el c uerpo amarillo alcanza unas dos veces su t amaño inicial en a proximadamente un mes después del inicio del em barazo. Conforme la p roducción de estrógenos y progesterona por la placenta aumenta durante el segundo trimestre, los niveles de GCH descienden y alcanzan un valor relativamente bajo a las 16 a 20 semanas, que se mantiene por el resto del embarazo. La aparición temprana de la GCH después de la fecundación y sus niveles elevados al inicio de la gestación la hacen un excelente indicador para la detección temprana del embarazo. Sin embargo, es importante recordar que el embarazo no es la única si tuación en que se presentan concentraciones elevadas de GCH; t umores como la mola hidatidiforme y el coriocarcinoma también producen niveles de GCH comparables a los observados en el embarazo, por lo que estas enfermedades deben ser excluidas antes de que un resultado positivo de GCH se considere diagnóstico de embarazo. Desde el punto de vista químico, la GCH es una g licoproteína formada por dos subunidades, una α y una β. La subunidad α no es esp ecífica y es igual a la q ue presentan las hormonas luteinizante (LH), foliculoestimulante (FSH) y estimulante del tiroides (TSH). La subunidad β es específica de la GCH, p or lo que la detección de esta subunidad es el fundamento de la medición de la GCH. 157 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 158 Manual de laboratorio de fisiología ACTIVIDADES U Realización de una prueba inmunitaria de embarazo Las pruebas inmunitarias de embarazo se basan en la detección de la fracción de la GCH mediante anticuerpos monoclonales contra esta subunidad, los cuales al reaccionar con la GCH originan un precipitado que se manifiesta de diversas formas, según el producto comercial utilizado. Con OviPlus, que es el producto comercial que se utiliza en esta práctica, se proporciona una tira reactiva en un sobre herméticamente sellado. La tira contiene una membrana cubierta con un anticuerpo policlonal anti-GCH y una almohadilla que contiene el anticuerpo monoclonal anti-GCH de conjugado Colorado en la matriz de la proteína (figura 27.1). Figura 27.1 Material para realizar la prueba inmunológica de detección de GCH. El material para realizar la determinación de GCH puede consistir en orina o suero; lo más sencillo es utilizar orina. En este caso, la muestra puede tomarse a cualquier hora del día, aunque se recomienda que sea la primera orina de la mañana, ya que tiene mayor concentración de la hormona. La muestra de orina se coloca en un recipiente de plástico o vidrio, limpio y seco, sin restos de ningún conservador. Puede conservarse en refrigeración a temperaturas entre 2 y 8°C y almacenarse hasta por 72 h antes de la prueba. En caso de ser refrigerada, debe dejarse que alcance la temperatura ambiente antes de practicar la prueba. En caso de muestras de suero no se requiere ninguna preparación especial. También puede almacenarse la muestra a temperatura entre 2 y 8°C, por no más de 72 h, o congelarse por no más de tres meses. No se recomienda congelar y descongelar repetidamente las muestras. En las de suero muy hemolizadas no deberá practicarse esta prueba. Para realizar esta práctica debe contarse con una muestra de orina de una mujer que se halle en el primer trimestre del embarazo, además de una muestra de orina de otra persona que se sabe no se encuentra embarazada; esto es para observar la diferencia entre una prueba positiva y una negativa. Realice la prueba de la siguiente manera (figura 27.2): 1. Saque la tira reactiva de la bolsa sellada. 2. Etiquete la muestra con el No. 1 para la orina de mujer embarazada. 3. Sumerja la tira en la muestra de orina con las flechas apuntando hacia la muestra, sin pasar de la línea que está por debajo de las flechas. Figura 27.2 Interpretación de resultados. 4. Mantenga la tira sumergida por 20 segundos. 5. Retire la tira de la muestra y colóquela en una superficie limpia y no absorbente. 6. Espere 5 minutos y lea el resultado. Si pasan más de 5 minutos la lectura no es válida. 7. Saque otra tira reactiva de la bolsa sellada. 8. Etiquete la muestra No. 2 para orina de mujer no embarazada. 9. Realice los pasos 3 a 6. Según la concentración de la GCH, en sólo 40 segundos puede observarse un resultado positivo. Sin embargo, para confirmar un resultado negativo es necesario esperar 5 minutos. Después de 5 minutos no se deben interpretar resultados, y para cada muestra o control deben emplearse un gotero y un cartucho desechables diferentes. Interpretación de los resultados 1. Líneas rosadas tanto en la zona de control como en la prueba indican un resultado positivo. 2. Una línea rosada en la zona de control indica que la prueba es negativa. 3. Ausencia de líneas invalida la prueba y ésta se debe repetir. Limitaciones de la prueba La prueba es inespecífica para el embarazo, pues como se mencionó antes, además del embarazo existen otras alteraciones que dan origen a niveles elevados de GCH, como la mola hidatidiforme y el coriocarcinoma. Si la muestra de orina se encuentra muy diluida, con densidad relativa baja, es probable que no contenga niveles detectables de GCH. Si existe sospecha de embarazo debe usarse la orina de la primera micción del día para asegurarse que se encuentra una concentración alta de GCH. Como ocurre con cualquier prueba diagnóstica, el diagnóstico clínico definitivo no debe basarse en los resultados de una sola prueba, sino en la evaluación global por el médico de todos los hallazgos clínicos y de laboratorio. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 27 Detección de gonadotropina coriónica humana como base de la prueba de embarazo Informe de laboratorio 1. Explique los resultados obtenidos en la prueba positiva y en la negativa. 159 7. Describa el perfil hormonal de la mujer premenopáusica en el momento de la ovulación: Hormona Elevada Disminuida Estrógenos 2. Explique por qué la prueba de embarazo se basa en la detección de la fracción β de la GCH y no de la fracción α. Progesterona LH 3. La prueba efectuada en esta práctica para la detección de GCH es cualitativa. ¿Qué método se utilizará para hacer una determinación cuantitativa? FSH 8. Describa el perfil hormonal de la mujer premenopáusica en fase luteínica: Hormona 4. Describa el perfil hormonal de la mujer embarazada: Estrógenos Hormona Progesterona Elevada Disminuida Elevada Disminuida Estrógenos LH Progesterona FSH LH 9. Describa el perfil hormonal de la mujer posmenopáusica: FSH Hormona GnRH Estrógenos GCH Progesterona Elevada Disminuida LH 5. Identifique el sitio donde se sintetiza la mayor cantidad de estriol durante el embarazo y explique para qué sirve medirla. FSH 10. ¿Cuál es el principal estrógeno presente en la mujer premenopáusica y dónde se sintetiza? 6. Describa el perfil hormonal de la mujer premenopáusica en fase folicular antes de la ovulación: Hormona Elevada Disminuida 11. ¿Cuál es el principal estrógeno presente en la mujer posmenopáusica y dónde se sintetiza? Estrógenos Progesterona LH 12. Cuando se solicita al laboratorio la medición de estrógeno y progesterona en una mujer, ¿qué datos deben considerarse para interpretar los valores que informa el laboratorio? FSH Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 160 Manual de laboratorio de fisiología CONCLUSIONES Escriba los datos que considere relevantes. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 28 Curva de tolerancia a la glucosa Competencias • Realizar una curva de tolerancia a la glucosa e interpretar los resultados según los criterios diagnósticos de la Asociación Estadounidense de Diabetes (American Diabetes Association). • Calcular e interpretar el índice de masa corporal (IMC) y el índice cintura-cadera (ICC). Revisión de conceptos significativa por la insulina, que inhibe a la lipasa sensible a hormona en los adipocitos. El mecanismo mediante el que la insulina aumenta la entrada de glucosa a la célula consiste en aumento de los transportadores de glucosa en la membrana celular. Éstos reciben el nombre de GLUT y a la f echa se han identificado siete tipos diferentes. Los transportadores GLUT 4 son los sensibles a la insulina y se encuentran en tejido muscular, adiposo y otros tejidos. Los otros transportadores no son regulados por la insulina, como el GLUT 2 que se encuentra en las células β del páncreas y el GLUT 1 que se halla en las neuronas. Existe además un tipo de transportadores GLUT 4 en el m úsculo que no es sensible a la insulina y que interviene en el aumento de la entrada de glucosa a la célula durante el ejercicio. Si los músculos no s e ejercitan durante el p eríodo que sigue a una co mida y no obst ante se transporta glucosa en abundancia al interior de las cél ulas musculares, gran parte de esta glucosa se almacena en forma de glucógeno muscular en vez de utilizarse como fuente de energía. Este glucógeno almacenado se emplea después para proporcionar energía al músculo. Una de las funciones más importantes de la insulina consiste en hacer que la glucosa absorbida después de una comida se almacene casi de inmedia to en el hígado en f orma de glucógeno. Entre comidas, cuando no se dispone de insulina y la concentración de glucosa en sangre (glucemia) comienza a disminuir, el glucógeno hepático libera glucosa hacia la san- Luego de una co mida rica en carbohidratos, la glucosa que pasa a la s angre origina secreción rápida de in sulina; esta hormona a su vez estimula la captación inmediata de glucosa por las células para su empleo y almacenamiento en hígado, tejido adiposo y o tros tejidos. Durante la ma yor parte del día, para obtener energía el tejido muscular depende no sólo de la glucosa, sino también de los ácidos gras os. La principal razón de lo a nterior es que las membranas celulares del músculo en reposo son casi impermeables a la g lucosa, excepto cuando la fibra muscular es estimulada por la insulina, y entre las comidas se secreta muy poca cantidad de esta hormona para promover la entrada de cantidades importantes de glucosa en estas células. Sin embargo, en dos condiciones fisiológicas los músculos utilizan gran cantidad de g lucosa para obtener energía. Una de ellas es el ejer cicio intenso; en este caso no se requiere insulina, ya que las fibras musculares aumentan el número de transportadores en la membrana celular, los cuales no son regulados por la insulina. La segunda situación en q ue el m úsculo utiliza grandes cantidades de glucosa es algunas ho ras después de una co mida, cuando la glucemia es al ta y el pá ncreas secreta insulina adicional que favorece el rápido transporte de glucosa al interior de las células musculares por medio de un a umento de los tra nsportadores sensibles a la in sulina. Esto hace q ue durante ese lapso la célula muscular utilice carbohidratos en vez de ácidos grasos como fuente de energía, ya que la lib eración de éstos a partir del tejido adiposo es impedida de manera 161 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 162 Manual de laboratorio de fisiología gre periférica y ello evita que la glucemia disminuya de modo importante. La forma en que la insulina favorece la entrada de glucosa al hígado no co nsiste en el em pleo de los tra nsportadores GLUT, sino en la activación de la glucocinasa, que produce glucosa-6-fosfato, con lo que disminuye la concentración de glucosa libre intracelular y por lo tanto aumenta el gradiente de co ncentración de la g lucosa. El mecanismo por el cual la insulina ocasiona la captación y el dep ósito de glucosa en el hígado incluye varias etapas casi simultáneas: • Inhibición de la f osforilasa hepática, enzima q ue descompone el glucógeno hepático en glucosa. Este hecho impide la destrucción del glucógeno, que ya se encuentra en las células hepáticas. • Aumento de la captación de glucosa de la sangre por las células hepáticas al incrementar la actividad de la glucocinasa, lo que ocasiona la fosforilación inicial de la g lucosa tras dif undirse al interior de las cél ulas hepáticas. Una vez fosforilada, la glucosa es atrapada dentro de los hepatocitos porque la g lucosa fosforilada no puede difundirse de nuevo a través de la membrana celular. • Aumento de la actividad de las enzimas que promueven la síntesis del glucógeno, como la fosfofructocinasa que produce la segunda etapa de la f osforilación de las moléculas de g lucosa, y la sin tasa de g lucógeno que efectúa la polimerización de las unidades de monosacáridos para formar moléculas de glucógeno. La consecuencia final es el incremento de la cantidad de glucógeno en el hígado, que puede aumentar hasta un valor de 5 a 6% de la masa hepática, lo que equivale a casi 100 g de g lucógeno almacenado. Cuando el individuo terminó de comer y la g lucemia comienza a dismin uir, ocurren varios fenómenos para que el hígado vuelva a liberar glucosa a la sangre circulante: • La glucemia decreciente hace que el páncreas disminuya su secreción de insulina. • La ausencia de insulina anula en seguida todos los efectos que se acaban de explicar y detiene la síntesis de glucógeno en el hígado . Ello impide también la captación adicional de glucosa de la sangre por parte de las células hepáticas. • La falta de insulina y el aumento simultáneo de glucagon activan a la enzima fosforilasa, que favorece el desdoblamiento de glucógeno en fosfato de glucosa. • La fosfatasa de glucosa, inhibida por la insulina, es activada por la ausencia de esta hormona y hace q ue el radical fosfato se separe de la glucosa, lo que permite que, una vez libre, ésta se difunda de nuevo a la sangre. En consecuencia, el hígado elimina la g lucosa de la s angre, la almacena cuando hay exceso después de una comida y la regresa a la circulación cuando se necesita entre las comidas. Por lo general, 60% de la glucosa de las comidas se deposita en esta forma en el hígado y vuelve después a la sangre. Cuando la cantidad de glucosa que entra en las cél ulas hepáticas es mayor de la q ue puede almacenarse como glucógeno, el exceso de glucosa se convierte en ácidos gras os. Estos ácidos grasos se unen como triglicéridos a lipoproteí- nas de muy baja densidad, se transportan a los adipocitos y se depositan ahí. La insulina favorece este depósito de lípidos en el t ejido adiposo por activación de la enzima li pasa de lipoproteína en plasma y la inhibición de la lipasa sensible a hormona en el adipocito. La insulina también inhibe la g luconeogénesis. Esto se lleva a cabo fundamentalmente por disminución de la cantidad y la actividad de las enzimas hepáticas que participan en este proceso. Sin embargo, parte de este efecto es consecuencia de disminución de la liberación de aminoácidos a partir de tejidos extrahepáticos inducida por la insulina. El cerebro es diferente a la mayor parte de los otros tejidos del organismo porque no requiere insulina para la captación neuronal de glucosa. Las células cerebrales transportan glucosa a su interior mediante transportadores GLUT 1 que no necesitan insulina. Las células del cerebro utilizan glucosa como su principal fuente de energía, por lo que es esencial que la glucemia se mantenga siempre dentro de valores normales; lograr lo anterior es una de las funciones más importantes del sistema de regulación de la glucemia. Cuando sus valores son muy bajos, entre 20 y 50 mg/dl, se presentan síntomas de choque hipoglucémico caracterizado por los llamados síntomas neuroglucopénicos, que incluyen hambre, confusión, pérdida del estado de conciencia, convulsiones e incluso coma. La diabetes mellitus es la enf ermedad endocrina más frecuente e incluye un grupo de trastornos metabólicos, caracterizados por hiperglucemia secundaria a alteraciones en la producción de insulina, en su efecto, o en ambas. Los procesos fisiopatológicos implicados en la diabetes mellitus van desde destrucción autoinmunitaria de las células β del páncreas, con la consecuente disminución en la p roducción de insulina, hasta anormalidades manifestadas por resistencia al efecto de la insulina. Por lo tanto, las anormalidades en el metabolismo de carbohidratos, lípidos y proteínas son resultado de s ecreción inadecuada de insulina, de respuesta inadecuada a la insulina, o de ambas, en los tejidos periféricos, en uno o va rios puntos de la co mpleja vía metabólica en la que la hormona ejerce su efecto. La alteración en la secreción de insulina y el defecto en su acción periférica con frecuencia coexisten en el mismo paciente y no está claro cuál anormalidad es la causa primaria de la enfermedad. La diabetes mellitus se clasifica en dos tipos: • Diabetes mellitus tipo 1, cuya causa es la falta absoluta de producción de insulina. • Diabetes mellitus tipo 2, la más f recuente, y consiste en una combinación de r esistencia periférica a la acció n de la insulina e inadecuada respuesta secretoria de compensación. La diabetes mellitus tipo 2, un grado de hi perglucemia lo bastante elevado para causar alteraciones patológicas en varios tejidos, pero sin síntomas clínicos, podría estar presente por un lapso prolongado antes de que se haga el diagnóstico. Durante este período asintomático es posible demostrar un metabolismo anormal de los ca rbohidratos midiendo la glucosa plasmática en a yuno o desp ués de una ca rga oral de glucosa. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 28 Curva de tolerancia a la glucosa El grado de manifestación de la diabetes mellitus es muy variable. En un paciente, la alteración que da origen a la diabetes mellitus puede estar presente pero no haber progresado lo suficiente para producir hiperglucemia, o b ien producir intolerancia a la glucosa en ayuno o intolerancia a la glucosa posprandial sin cumplir con los criterios para el diagnóstico de diabetes mellitus. En individuos ya diagnosticados como diabéticos es posible lograr un control adecuado con dieta y ejercicio o hipoglucemiantes orales, o ambos, sin requerirse la administración de insulina. En tanto que en otros sujetos puede haber producción de insulina residual pero requerirse la administración de insulina exógena para control adecuado de la glucemia. Por otra parte, la cantidad de insulina residual podría ser suficiente y el paciente puede prescindir de la insulina exógena. Cuando la destrucción de las cél ulas β pancreáticas es extensa y no hay secreción residual de insulina, se requiere de manera forzosa la administración de insulina exógena para mantener la vida. En no viembre de 2003, un comité de exp ertos, auspiciado por la Asociación Estadounidense de Dia betes Mellitus (ADA), estableció los siguientes criterios diagnósticos: Diagnóstico de diabetes mellitus La diabetes mellitus puede ser diagnosticada en cualesquiera de las siguientes tres formas: • Síntomas de dia betes mellitus más medició n casual de glucosa plasmática ≥ 200 mg/dl (11.1 mmol/L). Se entiende por medición casual la medición de glucosa plasmática que se realiza a cualquier hora del día, sin tomar en cuenta el tiempo transcurrido desde la ingestión del último alimento. Los síntomas clásicos de diabetes mellitus incluyen polidipsia, poliuria e inexplicable pérdida de peso. • Glucosa plasmática en ayuno ≥ 126 mg/dl (7.0 mmol/L). Cabe la aclaración de que se entiende por ayuno la falta de ingesta calórica por un mínimo de ocho horas. • Un valor en la m uestra de dos ho ras de la c urva de tolerancia a la g lucosa oral (CTG) ≥ 200 m g/dl. La CTG debe realizarse según las indicaciones de la O MS, utilizando una carga de glucosa equivalente a 75 g de glucosa anhidra disuelta en agua. El diagnóstico debe confirmarse repitiendo cualesquiera de estas tres pruebas en un día diferente. El comité de exp ertos que elaboró estos criterios también expresa que la prueba preferida es la glucosa plasmática 163 en ayuno y recomienda su uso universal como prueba diagnóstica por su fácil aplicación, eficacia, aceptabilidad por los pacientes y más bajo costo. La CTG no se recomienda como prueba de rutina. Estado definido entre normal y diabetes mellitus. El comité de expertos también establece la existencia de un grupo intermedio de sujetos cuyos niveles de glucosa plasmática no reúnen los cr iterios para diagnóstico de dia betes mellitus, pero son demasiado altos para ser considerados como normales. Este grupo incluye: • Intolerancia a la glucosa en ayuno (impaired fasting glucose), cuando la glucosa plasmática en ayuno es 100 mg/ dl (5.6 mmol/L), pero < 126 mg/dl (7.0 mmol/L). • Intolerancia a la g lucosa posprandial (impaired glucose tolerance), cuando la glucosa en la muestra de dos horas en la CTG es 140 mg/dl (7.8 mmol/L), pero < 200 mg/dl (11.1 mmol/L). Por lo tanto, según los valores de glucosa plasmática en ayuno se establecen las siguientes categorías: • Normal. Glucosa plasmática en a yuno < 100 m g/dl (5.6 mmol/L). • Intolerancia a la glucosa en ayuno. Glucosa plasmática en ayuno, 100 a 125 mg/dl (5.6 a 6.9 mmol/L). • Diagnóstico provisional de diabetes mellitus. Glucosa plasmática en ayuno, 126 mg/dl (7.0 mmol/L). En este caso el diagnóstico deb e confirmarse repitiendo una de las tres pruebas descritas en los criterios diagnósticos. Las categorías correspondientes cuando se usa u na curva de tolerancia a la glucosa con carga oral son las siguientes: • Tolerancia a la g lucosa normal. Cuando el valo r a las 2 horas es < 140 mg/dl (7.8 mmol/L). • Intolerancia a la gl ucosa posprandial. Cuando el valor a las 2 horas es 140-199 mg/dl (7.8-11.1 mmol/L). • Diagnóstico provisional de diabetes mellitus. Cuando el valor a las 2 ho ras es 200 m g/dl (11.1 mmo l/L). En este caso el diagnóstico deb e confirmarse realizando de nuevo una de las tr es pruebas descritas en los cr iterios diagnósticos. Los pacientes con intolerancia a la glucosa en ayuno o intolerancia a la glucosa posprandial se conocen como prediabéticos. Lo que indica que tienen un alto riesgo de enfermarse de diabetes mellitus. ACTIVIDADES En esta práctica se elabora una curva de tolerancia a la glucosa con carga oral de 75 g de glucosa anhidra disuelta en agua. Mediante esta prueba se mide la capacidad del páncreas para responder a una carga elevada de glucosa. La medición de glucosa en plasma puede hacerse por diferentes medios, pero independientemente del que se utilice, se traba- jará con sangre humana, por lo que deben tenerse en cuenta las consideraciones sobre el manejo adecuado de muestras de sangre (ver Apéndice, pág. 259). Una forma sencilla de tomar las muestras con grado de precisión aceptable es utilizando un glucómetro; muchos diabéticos utilizan glucómetros para vigilar a diario sus valores de glucemia. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 164 Manual de laboratorio de fisiología Figura 28.1 Glucómetro y aditamentos necesarios para la toma de la muestra de sangre. En esta práctica se utiliza el glucómetro Accu-Check® (figura 28.1), aunque puede ser utilizado cualquier otro. U Toma de la muestra y medición (figuras 28.1 y 28.2) • Retire la tapa del dispositivo automático para toma de muestras de sangre y colóquela en un lugar seguro. • Coloque la lanceta en el dispositivo y retire el disco protector dándole dos vueltas para asegurarse de que se desprenda de la lanceta. Para mayor seguridad conserve el disco protector para cubrir la lanceta después de usarla. • Vuelva a colocar la tapa del dispositivo para toma de muestras de sangre y gírela hacia la derecha hasta que llegue al tope, pero sin forzar. Figura 28.2 • Ajuste la profundidad de la punción girando la parte inferior del dispositivo. Los puntos pequeños indican punciones superficiales, en tanto que los puntos grandes indican punciones más profundas. La profundidad de la punción depende del grosor de la piel del sujeto. Para personas sin callosidades, es apropiado un valor de intermedio a bajo. • Prepare el dispositivo deslizando el control de expulsión hacia atrás hasta que se escuche un chasquido. Si no lo escucha es posible que el dispositivo ya se haya preparado al insertar la lanceta. • Seleccione el dedo en el que se va a realizar la punción, límpielo con una torunda empapada en alcohol y espere a que seque. • Para aumentar el flujo de sangre a las yemas de los dedos, masajee la mano desde la muñeca hacia los dedos dos o tres veces, sin tocar el sitio de punción. • Seleccione un área lateral en uno de los dedos para realizar la punción (figura 28.2) y puncione para cada toma en un dedo diferente, ya que la punción repetida en el mismo dedo puede ocasionar dolor. • Coloque el dispositivo haciendo contacto firmemente con el dedo en el sitio de la punción. Para facilitar el contacto puede sujetar el dedo a puncionar con una mano y el dispositivo con la otra. • Oprima el botón de disparo y retire el dispositivo colocándolo en un lugar seguro. • Dé masaje suave al dedo para obtener el volumen adecuado de sangre. • Acerque la tira reactiva al dedo para que la gota de sangre se adhiera en el centro del área de análisis rosa. No aplique más de una gota; si se añade sangre en exceso podría alterarse el resultado. • Después de unos cuantos segundos observe el punto de confirmación en el reverso de la tira reactiva; si está totalmente azul se ha aplicado la sangre en forma correcta. Si hay manchas blancas o líneas blancas en el punto de confirmación significa que no se ha aplicado suficiente san- Colocación del dispositivo para la toma de la muestra y selección de los sitios de punción. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 28 Curva de tolerancia a la glucosa gre para una prueba precisa. Aplique otra vez una muestra en una tira reactiva nueva. • Introduzca la tira reactiva en el glucómetro con el área rosa hacia arriba, empujando firmemente hasta el tope. • El resultado aparece en la pantalla en 15 a 30 segundos; léalo y anótelo en el lugar correspondiente. • Coloque la cubierta a la lanceta y deséchela en el lugar adecuado empujando el disparador hacia arriba; no intente retirarla directamente con la mano. El método de medición del glucómetro utilizado en esta práctica se conoce como fotometría de reflectancia, y consiste en lo siguiente: En la muestra de sangre colocada en la tira reactiva, la glucosa es oxidada por la oxidasa de glucosa en presencia de oxígeno atmosférico para formar peróxido de hidrógeno. El peróxido de hidrógeno reacciona con la tintura indicadora de la tira reactiva formando un cromógeno, que es una tintura absorbente de luz. La intensidad del color formado al término de la reacción es proporcional a la cantidad de glucosa presente en la muestra. El diodo emisor de luz del glucómetro emite una luz de una longitud de onda específica sobre la tira reactiva, un detector captura la luz reflejada, la convierte en una señal eléctrica y la transforma en la concentración de glucosa correspondiente. U Realización de la prueba Realice la CTG en por lo menos dos individuos con el fin de comparar resultados. Estos sujetos deberán tener un ayuno míni- mo de 8 horas. Como se explica en los criterios diagnósticos, los valores de glucosa necesarios para hacer el diagnóstico son el valor en ayuno (basal) y el valor a las dos horas. En la práctica clínica, éstas son las únicas mediciones que se hacen en la CTG; sin embargo, para fines didácticos, en esta práctica se hacen mediciones cada 30 min para observar cómo se modifica el valor de la glucemia con el tiempo. • Apunte los datos que se solicitan en el informe de laboratorio del sujeto o los sujetos en quienes se va a realizar la CTG. Con estos datos se podrá hacer un diagnóstico más completo. • Haga la primera determinación de glucemia y anótela en la columna correspondiente a valor basal. • Prepare una solución glucosada disolviendo 75 g de glucosa en unos 300 ml de agua; agregue la dextrosa al agua poco a poco, de lo contrario se corre el riesgo de que la dextrosa se deposite y endurezca en el fondo del recipiente, y se dificulte su disolución. • Agregue limón al gusto para dar mejor sabor a la solución y facilitar su ingesta. • Indique al sujeto que ingiera la solución en un tiempo no mayor de 5 min y empiece a contar el tiempo a partir de que termine de tomarla. • Realice de nuevo determinaciones a los 30, 60, 90 y 120 min; anote los resultados en la sección correspondiente del Informe de laboratorio y grafíquelos. Informe de laboratorio DATOS GENERALES Y ANTECEDENTES FAMILIARES Sujeto 1 Nombre Edad Sexo Antecedentes familiares Sí Diabetes mellitus Hipertensión arterial Obesidad Hipercolesterolemia 2 165 Diabetes mellitus Hipertensión arterial Obesidad Hipercolesterolemia Descargado por JM Occupational ([email protected]) No ¿Quién? lOMoARcPSD|24440723 166 U Manual de laboratorio de fisiología Presión arterial Sujeto 1 Sujeto 2 U para identificar el tipo de distribución de la grasa corporal, el cual puede ser androide o ginecoide, como se muestra en la figura 28.3. El valor obtenido se interpreta de acuerdo con el cuadro 28.2. mmHg. mmHg. U Antropometría EI valor obtenido en cada una de las mediciones es en mg/dl; anótelo y obtenga el valor correspondiente en mmol/L, ya que estas unidades se utilizan cada vez más por ser las más correctas. Se toman datos antropométricos para determinar el grado de obesidad y la distribución de la grasa corporal. Lea primero las definiciones y posteriormente haga la medición y la interpretación. U Índice de masa corporal (IMC) Se calcula dividiendo el peso (kg) entre la altura (m) elevada al cuadrado. Indica grado de adiposidad. Para su interpretación se utilizan dos clasificaciones, la de Garrow y la de Waterlow, que se muestran en el cuadro 28.1. U Valores de glucemia en mg/dl y mmol/L Sujeto Basal 30 min 60 min 90 min 120 min 1 mg/dl mg/dl mg/dl mg/dl mg/dl 2 mmol/L mmol/L mmol/L mmol/L mmol/L Interpretación de la CTG; sujeto 1: Índice cintura-cadera (ICC) Es el cociente entre la circunferencia de la cintura y la circunferencia de la cadera. La técnica para realizar estas mediciones se describe en la práctica número 29. Este índice cintura-cadera sirve Cuadro 28.1 Interpretación de la CTG; sujeto 2: Interpretación del índice de masa corporal (IMC) IMC según Garrow, 1981 IMC según Waterlow, 1991 Grado 0 (normal) 20 a 24.9 Sugerencia de obesidad Más de 30 Obesidad grado 1 25 a 29.9 Sobrepeso 25.1 a 30 Obesidad grado 2 30 a 40 Intervalo aceptable (normal) 18.5 a 25 Obesidad grado 3 > 40 En riesgo de deficiencia energética 17 a 18.4 Sugiere deficiencia energética Menos de 17 Anorexia nerviosa Cerca de 14 En el límite de muerte 12 Cuadro 28.2 Tipo Normal Androide Ginecoide Interpretación del índice cintura-cadera (ICC) Valores Género 0.71 a 0.84 Mujeres 0.78 a 0.93 Varones > 0.9 Varones > 0.8 Mujeres < 0.9 Varones < 0.8 Mujeres Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 28 Curva de tolerancia a la glucosa Androide 167 Ginecoide Figura 28.3 Distribución de grasa corporal. Si se toman en cuenta todos los datos recopilados en su hoja de informe: Explique la razón del incremento y el posterior decremento de los valores de glucemia en la curva de tolerancia a la glucosa y por qué en un paciente muy nervioso puede haber valores muy elevados. Diagnóstico sujeto 1: Diagnóstico sujeto 2: Grafique los resultados obtenidos en la CTG: Mencione el efecto de cada una de las siguientes hormonas sobre el valor de la glucemia y explique cómo se produce dicho efecto. CURVA DE TOLERANCIA A LA GLUCOSA 240 Insulina 200 glucosa (mg/dl) Adrenalina 160 Glucagon 120 80 Hormona del crecimiento 40 Cortisol 30 60 tiempo (min) 90 120 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 168 Manual de laboratorio de fisiología Conteste las siguientes preguntas: ¿Qué mecanismo de transporte utiliza la glucosa para entrar en las células? Describa y explique los efectos que produce la insulina en el hígado. Describa y explique los efectos de la insulina en el metabolismo de los lípidos. Los signos característicos del paciente diabético son polidipsia, polifagia y poliuria. Explique el mecanismo que los produce. Describa y explique los efectos metabólicos observados por la falta de insulina en el paciente diabético. Una de las complicaciones de la diabetes mellitus, principalmente la de tipo 1, es la cetoacidosis diabética. Explique el mecanismo que la produce. Describa y explique el efecto de la insulina en el metabolismo de las proteínas. CONCLUSIONES Escriba los datos que considere relevantes. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 29 Valoración nutricional mediante antropometría Competencia • Realizar la valoración nutricional utilizando parámetros antropométricos. Revisión de conceptos La valoración del est ado nutricional es un asp ecto importante en la a tención de t odo paciente. Es b ien conocida la estrecha relación entre una nutrición inadecuada, por exceso o defecto, y un aumento de la morbimortalidad. En todos los pacientes es posible realizar valoración nutricional preliminar que permita identificar estados tempranos de obesidad o deficiencia nutricional. La valoración nutricional utiliza principalmente datos que se obtienen mediante examen físico, análisis de la co mposición corporal y valoración de la función inmunitaria. Peso y estatura Estas determinaciones proporcionan datos referentes a grasa corporal, esqueleto, masa muscular y estado de hidratación. Aunque carecen de la sensibilidad suficiente para revelar pequeñas variaciones en el estado nutricional, son útiles como primera aproximación, sobre todo si p ueden compararse con valores previos o bien servir como punto de comparación para determinaciones posteriores. Grasa corporal Proporciona datos fundamentales respecto de la a portación de macronutrimentos y micr onutrimentos. Es im portante recordar que el paciente con desnutrición por lo general tiene varias deficiencias. Desafortunadamente, los signos y síntomas de la ma yor parte de las deficiencias nutricionales no aparecen sino hasta que existe un estado avanzado de desnutrición. Los datos físicos que orientan hacia desnutrición incluyen alopecia, palidez de mucosas, glositis y estomatitis, entre otros. Los datos de obesidad se detectan con más facilidad. El tejido adiposo puede almacenar 145 000 calo rías que se utilizan durante los períodos de bajo ingreso calórico, dando como resultado disminución del peso corporal. Si embargo, esta reducción de peso puede ser ocultada por aumento del líquido corporal, y a ca usa de esto la cantidad de grasa debe valorarse técnicamente junto con el peso corporal total. Una forma sencilla de estima r el co ntenido corporal de grasa es mediante la medición de los p liegues cutáneos; los más utilizados son tricipital, bicipital, subescapular y suprailíaco. Análisis de la composición corporal Índice de masa corporal (IMC) Para realizar la valo ración nutricional se considera que el cuerpo humano está constituido por seis compartimientos: grasa, músculo esquelético, proteínas viscerales, proteínas plasmáticas, espacio extracelular y esqueleto. Algunos de estos compartimientos se valoran por métodos antropométricos y otros por métodos bioquímicos. Es útil para estimar el compartimiento graso cuando no puede hacerse la medición de los pliegues cutáneos. El índice de masa corporal no mide de manera directa el compartimiento graso, pero sí correlaciona peso y estatura y de est a manera lo estima. Debe tenerse en cuenta que el estado de hidratación puede alterarlo y q ue su u tilidad es mayor cuando se Examen físico 169 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 170 Manual de laboratorio de fisiología emplea junto con la medición de los p liegues cutáneos. La fórmula para calcularlo es la siguiente: IMC = (peso expresado en kg/altura expresada en m2) Músculo esquelético Igual que la grasa, el tejido muscular puede utilizarse como fuente de energía durante los períodos de ingesta energética insuficiente; asimismo, su masa puede aumentar, como ocurre en la hi pertrofia por ejercicio. En a mbos casos el p eso corporal resulta afectado. Los métodos que se emplean para determinar la mas a muscular comprenden mediciones antropométricas y b ioquímicas. Entre los métodos antropométricos se incluye la medición de la circunferencia del brazo (CB) y de los músculos del brazo (CMB). La medición de la CB mide varios compartimientos (óseo, adiposo y muscular) y se usa junto con la medición del pliegue tricipital para determinar la CMB de acuerdo con la siguiente fórmula: CMB = CB expresado en mm – (3.14 × pliegue tricipital expresado en mm) Los métodos bioquímicos incluyen determinación de la excreción renal de creatinina y de 3-metilhistidina, ambos metabolitos producto del catabolismo de las p roteínas musculares, que aparecen en la o rina en una ca ntidad constante y predecible. La excreción de cr eatinina en 24 h s e considera un indicador confiable de la ca ntidad de masa muscular, siempre y cuando la actividad muscular se mantenga constante y la función renal sea normal. La cantidad de creatinina eliminada en orina por kg de peso corporal se conoce como índice de creatinina y su valo r es de 20 a 26 m g/kg para el varón y de 14 a 22 mg/kg para la mujer. Proteínas viscerales La valoración de las proteínas viscerales depende de la medición de las proteínas circulantes y éstas a su vez dependen de la síntesis hepática y el suministro de nutrimentos. La albúmina y la transferrina son las que se emplean con mayor frecuencia para valorar la disponibilidad de proteínas viscerales, de acuerdo con los siguientes parámetros: Cuando la albúmina sérica en mg/dl es: La disminución de las proteínas viscerales es: > 3.5 Ninguna 2.8 a 3.5 Poca 2.1 a 2.7 Moderada < 2.1 Grave Cuando la transferrina sérica en mg/dl es: La disminución de las proteínas viscerales es: > 200 Ninguna 151 a 200 Poca 100 a 150 Moderada < 100 Grave Función inmunitaria La función inmunitaria en la desn utrición resulta afectada porque disminuye la quimiotaxis de los neutrófilos, la cuenta total de linfocitos y la r eactividad cutánea a diferentes antígenos. En consecuencia, el paciente desnutrido es particularmente vulnerable a las infecciones. La valoración del sistema inmunitario por lo g eneral se realiza mediante determinación de la cuenta total de linfocitos y la valoración del retraso de la sensibilidad cutánea a antígenos. ACTIVIDADES U Valoración nutricional utilizando parámetros antropométricos En esta práctica se realiza la valoración nutricional con base en datos antropométricos. Para tener datos comparativos, selecciónense por lo menos seis sujetos para realizar las mediciones, tres varones y tres mujeres. En cada sexo, de manera preferente un individuo debe tener el peso ideal según su estatura, otro un peso menor al ideal y el tercero un peso superior al ideal de acuerdo con el cuadro 29.1. Medición de peso y altura. Con una báscula dotada de estatímetro determine el peso y la altura de cada uno de los sujetos y anote los resultados en el cuadro correspondiente del Informe de laboratorio. Determinación de la complexión corporal (CC). Se requiere medir la circunferencia de la muñeca. La técnica para efectuar esto es la siguiente: • La medición se hace en el brazo no dominante. • Retire reloj y pulseras de la muñeca en la que se va a medir la circunferencia. • Identifique el área distal de la apófisis estiloides del cúbito (pliegue de la muñeca). • Mida la circunferencia del carpo y anótela en el lugar correspondiente en el Informe de laboratorio. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 29 Valoración nutricional mediante antropometría Cuadro 29.1 Peso ideal según la talla Varones Talla en cm 142 143 144 145 146 147 148 149 150 151 152 153 154 155 156 157 158 159 160 161 162 163 164 165 166 167 168 169 170 171 172 173 174 175 176 177 178 179 180 181 182 183 184 185 186 187 188 189 190 191 171 Complexión pequeña 50.0 50.7 51.4 51.8 52.2 52.7 53.2 53.7 54.1 55.0 55.9 56.5 57.1 57.7 58.6 59.5 60.1 60.7 61.4 62.3 63.2 63.8 64.4 65.0 65.9 66.8 67.4 68.0 68.6 69.8 70.9 71.5 72.1 72.7 73.3 73.9 74.5 Complexión mediana 53.6 54.3 55.0 55.5 56.0 56.4 56.8 57.2 57.7 58.5 59.5 60.1 60.7 61.4 62.3 63.2 63.8 64.4 65.5 65.9 66.8 67.5 68.2 69.0 69.9 70.9 71.7 72.5 73.2 74.1 75.5 75.8 76.6 77.3 78.0 78.7 79.5 Mujeres Complexión grande 58.2 58.8 59.5 60.0 60.5 60.9 61.5 62.1 62.7 63.4 64.1 64.8 65.6 66.4 67.5 68.6 69.2 69.8 70.5 71.4 72.3 72.9 73.5 74.1 75.3 76.4 77.1 77.8 78.6 79.8 80.9 81.7 82.5 83.2 83.8 84.4 85.0 Complexión pequeña Complexión mediana Complexión grande 41.8 42.3 42.8 43.2 43.7 44.1 44.6 45.1 45.5 46.2 46.8 47.3 47.8 48.2 48.9 49.5 50.0 50.5 50.9 51.5 52.1 52.7 53.6 54.5 55.1 55.7 56.4 57.3 58.2 58.8 59.4 60.0 60.9 61.8 62.4 63.0 63.6 64.5 65.5 66.1 66.7 67.3 45.0 45.3 45.6 45.9 46.6 47.3 47.7 48.1 48.1 49.3 50.0 50.0 51.0 51.4 52.3 53.2 53.6 54.0 54.5 55.3 56.1 56.8 57.7 58.6 59.2 59.8 60.5 61.4 62.2 62.8 63.4 64.1 65.0 65.9 66.5 67.1 67.7 68.6 69.5 70.1 70.7 71.4 49.5 49.8 50.1 50.1 51.2 51.8 52.3 52.8 53.2 54.0 54.5 55.0 55.5 55.9 56.8 57.7 58.3 58.9 59.5 60.1 60.7 61.4 62.3 63.2 63.8 64.4 65.0 65.9 66.8 67.4 68.0 68.6 69.8 70.9 71.7 72.5 73.2 74.1 75.0 75.6 76.2 76.8 Nota: Este cuadro corrige los criterios de 1969 de la Metropolitan Life Insurance Co., según la talla sin zapatos y con el sujeto desnudo. Fuente: Grant JP. Handbook of Total Parenteral Nutrition. Philadelphia: WB Saunders, 1980. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 172 Manual de laboratorio de fisiología Una vez que se tiene el valor de la circunferencia de la muñeca, la complexión corporal se calcula basándose en la siguiente fórmula. Haga el cálculo para cada uno de los sujetos e interprete los valores de acuerdo con el cuadro 29.2. Complexión corporal = Talla en cm Circunferencia de la muñeca en cm Cuadro 29.2 Complexión corporal Complexión Varón Mujer Pequeña > 10.4 > 11.0 Mediana 9.6 a 10.4 10.1 a 11.0 Grande < 9.6 < 10.1 Determine el peso ideal de acuerdo con la complexión corporal según lo registrado en el cuadro 29.1; anote el resultado en el cuadro correspondiente del Informe de laboratorio e interprete el resultado. Determinación del índice de masa corporal (IMC) o índice de Quetelet. Calcule este índice con los datos de peso y talla basándose en la siguiente fórmula: IMC = Peso en kg/(Altura en m2) Anote los resultados en el cuadro correspondiente del Informe de laboratorio e interprete los valores obtenidos de acuerdo con las clasificaciones de Garrow y Waterlow que aparecen enseguida en el cuadro 29.3. Índice cintura-cadera (ICC). Sirve para identificar el tipo de distribución de la grasa corporal, la cual puede ser androide o ginecoide (véase fig. 28.3, en la práctica 28). Para calcular este índice se requiere medir la circunferencia de la cintura y la de la cadera; la técnica es la siguiente. Circunferencia de la cintura: • La persona que va a realizar la medición se debe colocar enfrente del sujeto para localizar correctamente la zona más estrecha o reducida. • La medición se debe llevar a cabo al final de una espiración normal. Circunferencia de la cadera: • La medición se hace a nivel del máximo relieve de los músculos glúteos. • El sujeto en quien se realiza la medición se debe parar con los pies juntos y sin contraer los glúteos. • La persona que realiza la medición se debe parar al lado del sujeto para asegurarse de que la cinta métrica se mantenga en el plano horizontal. Realice las mediciones y anote los valores obtenidos en el cuadro correspondiente del Informe de laboratorio. Con los valores obtenidos calcule el ICC empleando la siguiente fórmula: ICC = Anote los resultados obtenidos en el cuadro correspondiente del Informe de laboratorio e interprete los resultados con base en el cuadro 29.4. Cuadro 29.4 Interpretación del índice cintura-cadera (ICC) Tipo Normal Valores Género 0.71 a 0.84 Mujeres 0.78 a 0.93 Varones > 0.9 Varones > 0.8 Mujeres < 0.9 Varones < 0.8 Mujeres Androide • Retire la ropa del área de medición. • La medición debe realizarse a nivel del punto más estrecho entre el último arco costal y la cresta ilíaca. Cuadro 29.3 Circunferencia de la cintura en cm Circunferencia de la cadera en cm Ginecoide Interpretación del índice de masa corporal (IMC) IMC según Garrow, 1981 IMC según Waterlow, 1991 Grado 0 (normal) 20 a 24.9 Sugerencia de obesidad Más de 30 Obesidad grado 1 25 a 29.9 Sobrepeso 25.1 a 30 Obesidad grado 2 30 a 40 Intervalo aceptable (normal) 18.5 a 25 Obesidad grado 3 > 40 En riesgo de deficiencia energética 17 a 18.4 Sugiere deficiencia energética Menos de 17 Anorexia nerviosa Cerca de 14 En el límite de muerte 12 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 29 Valoración nutricional mediante antropometría 173 Circunferencia del brazo (CB). Realice esta medición de la siguiente manera: • Identifique el punto medio del bíceps flexionado y márquelo con un lápiz graso o plumón. • A este nivel y con el bíceps relajado, mida la circunferencia con una cinta métrica. Anote los valores obtenidos en el cuadro correspondiente del Informe de laboratorio y compárelos con los valores de referencia del cuadro 29.5. Cuadro 29.5 Edad (años) Circunferencia del brazo Varones Mujeres 18 a 18.9 297 258 19 a 24.9 308 265 25 a 34.9 319 277 Fuente: Frisancho AR. J Clin Nutr, 1980;35:2540. Medición de los pliegues cutáneos. Esta medición se realiza utilizando un plicómetro (véase la figura 29.1); lea primero las siguientes instrucciones generales y después las instrucciones particulares para la medición de cada pliegue: • Marque con un lápiz graso o plumón el punto a medir. • Pellizque la piel en el sitio marcado con los dedos índice y pulgar. • Aplique los dos brazos del plicómetro al pliegue cutáneo, de manera que la marca que se hizo quede a la mitad entre los dos brazos. • Retire su dedo pulgar de la manivela del plicómetro, de manera que éste pellizque directamente la piel y haga de inmediato la lectura del valor que marca la escala graduada. Figura 29.1 • Repita los pasos 2, 3 y 4 tres veces y calcule el promedio de los tres valores. Las mediciones se realizan en los pliegues bicipital, tricipital, subescapular y suprailíaco (véase la figura 29.2) de la siguiente manera: • Tricipital. El punto de medición es a mitad de la distancia entre el olécranon del cúbito (codo) y el acromion de la escápula (hombro), con el brazo extendido y el plicómetro en posición horizontal. • Bicipital. El brazo se flexiona para identificar el punto medio de la masa muscular, que por lo regular se encuentra a la altura del pezón. Una vez identificado el punto de medición, se extiende el brazo y se mide con el bíceps relajado y en posición perpendicular al cuerpo y con el plicómetro en posición horizontal. A B C D Figura 29.2 Plicómetro. Medición de los cuatro pliegues cutáneos. A, pliegue tricipital. B, pliegue bicipital. C, pliegue subescapular. D, pliegue suprailíaco. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 174 Manual de laboratorio de fisiología • Subescapular. El punto de medición se localiza inmediatamente abajo del ángulo inferior de la escápula; el plicómetro se coloca haciendo un ángulo de 45° con la vertical. • Suprailíaco. La medición se hace inmediatamente arriba de la cresta ilíaca, a nivel de la línea axilar media y siguiendo el pliegue horizontal natural de la piel. Realice la medición de cada uno de estos pliegues en tres ocasiones en el lado no dominante del sujeto. Promedie los tres valores obtenidos en cada pliegue y anote el promedio en el cuadro correspondiente del Informe de laboratorio. Cuadro 29.6 Porcentaje de grasa corporal basado en la medición de cuatro pliegues cutáneos Suma de los cuatro pliegues cutáneos (en mm) Varones (17 a 29 años) Mujeres (17 a 29 años) 15 4.8 10.5 20 8.1 14.1 25 10.5 16.8 30 12.9 19.5 35 14.7 21.5 40 16.4 23.4 45 17.7 25.0 50 19.0 26.5 55 20.1 27.8 60 21.2 29.1 65 22.2 30.2 70 23.1 31.2 75 24.0 32.2 80 24.8 33.1 85 25.5 34.0 90 26.2 34.8 95 26.9 35.6 100 27.6 36.4 Sume los promedios de los cuatro pliegues, anote el valor en el cuadro correspondiente del informe, obtenga el porcentaje de la grasa corporal de acuerdo con el cuadro 29.6 e interprete este valor con base en el cuadro 29.7. Cuadro 29.7 Normas para grasa corporal Clasificación Varones Mujeres < 8% < 15% Saludable 8 a 15% 15 a 22% Sobrepeso 16 a 19% 23 a 27% Moderadamente obeso 20 a 24% 28 a 33% > 24% > 33% Delgado Obesidad franca Fuente: Nieman DC. Sports Medicine Fines Course. Palo Alto, California: Bull Publishing Co, 1986. Circunferencia muscular del brazo (CMB). Calcule este valor utilizando la siguiente fórmula: CMB = Circunferencia del brazo (en mm) − (3.14 × pliegue tricipital, en mm) Anote los valores obtenidos en el cuadro correspondiente del Informe de laboratorio y compárelos con los valores de referencia del cuadro 29.8. Cuadro 29.8 Circunferencia muscular del brazo Edad (años) Varones Mujeres 18 a 18.9 264 202 19 a 24.9 273 207 25 a 34.9 279 212 Fuente: Frisancho AR. Am J Clin Nutr, 1981;35:2540. Informe de laboratorio PESO, TALLA Y COMPLEXIÓN CORPORAL Nombre del sujeto Altura (m) Complexión corporal Peso actual Peso ideal Descargado por JM Occupational ([email protected]) Interpretación lOMoARcPSD|24440723 Práctica 29 Valoración nutricional mediante antropometría 175 ÍNDICE DE MASA CORPORAL (IMC) Nombre del sujeto IMC Interpretación según Garrow Interpretación según Waterlow ÍNDICE CINTURA-CADERA (ICC) Nombre del sujeto Circunferencia de cintura (cm) Circunferencia de cadera (cm) ICC Tipo de distribución de grasa corporal CIRCUNFERENCIA DEL BRAZO (CB) Y CIRCUNFERENCIA MUSCULAR DEL BRAZO (CMB) Nombre del sujeto CB Pliegue tricipital CMB Descargado por JM Occupational ([email protected]) Desviación de lo ideal (%) lOMoARcPSD|24440723 176 Manual de laboratorio de fisiología PORCENTAJE DE GRASA CORPORAL Nombre del sujeto Bicipital Tricipital Subescapular Para la interpretación se utilizan los datos de los cuadros 29.6 y 29.7. Con base en los resultados obtenidos, elabore un diagnóstico integral de la evaluación nutricional por antropometría de cada uno de los seis sujetos. Diagnóstico 1: Suprailíaco Suma Diagnóstico 3: Diagnóstico 4: Diagnóstico 5: Diagnóstico 2: Diagnóstico 6: CONCLUSIONES Escriba los datos que considere relevantes. Descargado por JM Occupational ([email protected]) Interpretación lOMoARcPSD|24440723 Práctica 30 Grupos sanguíneos Competencias • Analizar los fundamentos para determinación del grupo sanguíneo en los sistemas ABO y Rh. • Aplicar la técnica para determinación del grupo sanguíneo e interpretar los resultados. • Aplicar la técnica de pruebas cruzadas para determinar compatibilidad sanguínea e interpretar los resultados. Revisión de conceptos unen a dos eritrocitos a la vez, lo que hace que éstos se agrupen o aglutinen (figura 30.1). Además de la aglutinación, la unión aglutinina-aglutinógeno produce hemólisis por lesión de la membrana celular del eritrocito. La importancia clínica de los gr upos sanguíneos consiste en su participación tanto en las reacciones hemolíticas postransfusionales como en la enfermedad hemolítica del recién nacido. Los antígenos de grupo sanguíneo que se localizan en la membrana celular también proporcionan marcadores de genes que se utilizan en antropología para estudios genéticos de poblaciones humanas y tienen importancia médica y legal en asuntos de paternidad, biológicos y criminalísticos. El descubrimiento de que los eritrocitos humanos pertenecen a diversos sistemas antigénicos lo efectuó Landsteiner en 1900, quien identificó el sistema de antígenos sanguíneos ABO. Este sistema incluye cuatro grupos sanguíneos: A, B, AB y O, basándose en la presencia de los eritrocitos del aglutinógeno A, B, A y B, o ninguno, respectivamente. Según el aglutinógeno que exista, en el suero se encuentra la aglutinina o anticuerpo contra el aglutinógeno que no está presente. Así, una p ersona con grupo sanguíneo A tiene ag lutininas anti-B; si el grupo es B, las aglutininas presentes son anti-A: el grupo O tiene aglutininas anti-A y anti-B, en tanto que el grupo AB no tiene ag lutininas. Por lo tanto, es p osible determinar el grupo sanguíneo mediante la observación de las reacciones de los hema tíes en contacto con sueros anti-A y anti-B. Si la sangre aglutina con anti-A, el grupo sanguíneo es A; si ag lutina con anti-B, el gr upo sanguíneo es B; si lo hace con anti-A y anti-B, el grupo sanguíneo es AB, y si no aglutina con ninguno de los dos antisueros, el grupo sanguíneo es O. La aglutinación ocurre cuando las ag lutininas se Figura 30.1 Unión de los anticuerpos aglutininas con los aglutinógenos de los eritrocitos, que es lo que determina que éstos se aglutinen. 177 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 178 Manual de laboratorio de fisiología La frecuencia de los dif erentes grupos sanguíneos en la población caucásica de Estados Unidos es la siguiente: O: 47%, A: 41%, B: 9%, AB: 3%, Rh(+): 85%, Rh(–): 15% Los valores en la población mexicana son muy semejantes. Se ha co mprobado la exist encia de va rios subgrupos de A; los más im portantes son A1 y A 2. En consecuencia, se admiten grupos A1, A2, A1B y A2B. Cerca de 80% de las p ersonas del gr upo A p ertenece al subgr upo A1 y 20% al A 2; en tanto que 60% de las p ersonas del gr upo AB p ertenece al subgrupo A1B y 40% al A 2B. Los eritrocitos del subgrupo A1 se aglutinan más intensamente con sueros anti-A que los del subtipo A2, incluso algunos p ueden pasar inadvertidos a menos que se emplee suero anti-A que reaccione intensamente con células A2. El antisuero anti-AB no s e usa para detección del grupo AB, sino para detectar subgrupos débiles A y B. Por lo tanto, una sangre que no aglutine con anti-A o con anti-B y lo hace co n anti-AB debe considerarse como subgrupo débil de cualquiera de los dos grupos; en este caso la clasificación precisa debe hacerse en un ba nco de sangre especializado. El factor Rh fue descubierto en 1940 p or Landsteiner y Wiener, quienes observaron que el suero de conejos que habían recibido inyecciones de hema tíes de mo no Rhesus aglutinaba los glóbulos rojos de 85% de las personas, sin que tuvieran que ver los demás grupos sanguíneos. El nuevo sistema recibió el no mbre de sist ema Rh. Las personas que tienen el antígeno D (Rh) se denominan Rh positivas y las que carecen del mismo se designan Rh negativas. Si la s angre aglutina con anti-D es R h positiva; si no aglutina, es Rh negativa. La combinación del co nocimiento creciente sobre los grupos sanguíneos y la a parición de mét odos más eficaces para mantener y conservar la sangre ha hecho posible el notable progreso en el campo de la transfusión sanguínea, hasta llegar a constituir uno de los mayores logros de la medicina moderna, ya que la disponibilidad y la calidad adecuadas de la sangre hacen p osible intervenciones y tra tamientos que sin la transfusión serían impensables. La selección del do nador adecuado para un r eceptor debe realizarse con sumo cuidado para evitar, entre muchas complicaciones, las reacciones hemolíticas por transfusión. La compatibilidad de gr upo sanguíneo entre donador y receptor se investiga mediante pruebas cruzadas, que incluyen una p rueba mayor, una p rueba menor y la p rueba de Coombs. La prueba mayor investiga la presencia de a nticuerpos (aglutininas) en el suer o del receptor contra los aglutinóge- nos de los er itrocitos del donador —tanto del sistema ABO como del R h—, los que, de existir, ocasionan aglutinación, hemólisis, o a mbas, de los er itrocitos transfundidos, con graves consecuencias, como el da ño renal. La prueba cruzada menor examina la presencia de anticuerpos en el suero del donador contra los ag lutinógenos de los er itrocitos del receptor. Su presencia también ocasiona aglutinación, hemólisis, o ambas, en este caso de los eritrocitos del receptor. Sin embargo, las consecuencias son menores debido a que el suero del donador se diluye en la sangre del receptor, lo que disminuye la concentración de aglutininas. Tanto la prueba mayor como la meno r, cuando producen aglutinación se consideran positivas; si la aglutinación no ocurre, la prueba es negativa. Existen otros antígenos además de los del sist ema ABO y Rh. Si se hallan y no s e reconocen, también pueden iniciar una r eacción de tra nsfusión, por lo g eneral de meno r magnitud que cuando hay incompatibilidad ABO o Rh. De igual manera, estos antígenos menores se pueden detectar mediante pruebas cruzadas; para esto se incuba el suero del receptor con los glóbulos rojos del donador y a continuación se añade el suer o de C oombs, que es a ntiglobulina humana. El propósito de este examen es determinar si el paciente tiene anticuerpos en el suero capaces de adherirse a los glóbulos rojos, aparte de los del sistema principal ABO o los de tipo Rh. Cuando la prueba mayor es positiva, la sangre se considera incompatible y no s e debe realizar la transfusión. Por ejemplo, una transfusión entre un donador B y un receptor A está contraindicada a causa de la incompatibilidad manifiesta en los resultados de las pruebas mayor y menor positivas, ya que el suero del receptor A tiene ag lutininas anti-B y el suero del donador B aglutininas anti-A. En raras ocasiones, la poca disponibilidad de un ti po sanguíneo hace neces aria la transfusión de una sangre diagnosticada como compatible con precaución. En estos casos, la prueba mayor es negativa pero la menor es positiva, lo que indica que el suero del donador tiene aglutininas contra los eritrocitos del receptor. La aglutinación y la hemólisis pueden o no presentarse según la concentración de anticuerpos en el suero del donador. El grupo sanguíneo O Rh es considerado como donador universal, ya que sus eritrocitos no poseen aglutinógenos. Sin embargo, en el suero de estos donadores hay aglutininas anti-A y anti-B, por lo que darán una prueba cruzada menor positiva con sangres del grupo A, B y AB. Como ya se mencionó, el riesgo en estos casos es menor y ésa es la razón de que este tipo de sangre sea el que se utiliza en situaciones de urgencia, como las catástrofes naturales. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 30 Grupos sanguíneos 179 ACTIVIDADES En esta práctica se requiere utilizar sangre; si la muestra proporcionada es de sangre humana, se deben usar guantes desechables y observar todas las precauciones para el manejo adecuado de muestras de sangre (Apéndice 1). Suero anti-A Suero anti-B A Suero anti-AB B Suero anti-D AB D U Determinación de grupo sanguíneo Determínese el grupo sanguíneo de todos los estudiantes del grupo. • Previa asepsia con una torunda impregnada de alcohol y una vez que éste se ha secado, puncione con una lanceta estéril en la parte lateral de la porción distal de un dedo, como se explica en la práctica 28 (véase la figura 28.2). • Con un lápiz graso marque dos portaobjetos en las esquinas por la parte de abajo. Registre el primero con las letras A y B en cada esquina y el segundo con las letras AB y D. • En cada uno coloque dos gotas de sangre separadas. Procure que la gota sea grande o bien aplique dos gotas juntas; de otro modo la muestra será insuficiente (véase la figura 30.2). • A cada gota de sangre agregue una gota de antisuero. En el primer portaobjetos se colocan los antisueros anti-A y anti-B y en el segundo se colocan los antisueros anti-AB y anti-D. • Mezcle bien con un palillo. La aglutinación se observa en forma de grumos. El Rh es un aglutinógeno mucho más débil y escaso que los aglutinógenos del sistema ABO, lo que explica en parte el hecho de que la aglutinación del Rh sea más lenta y débil que la del ABO. Se recomienda buscar una buena fuente de luz para verificar la aglutinación. Cuando la observación se prolonga, la sangre empie- Nombre Anti-A Figura 30.2 Preparación de los portaobjetos para determinación de grupo sanguíneo. za a secarse en el portaobjetos y se produce sedimentación de los eritrocitos, lo que no debe confundirse con la aglutinación; en caso de duda, mézclese de nuevo la gota con un palillo. Si se trata sólo de sedimentación, al mezclar la gota aparece otra vez homogénea. Si se trata de aglutinación verdadera, la mezcla acentúa la presencia de grumos. Análisis • Apunte en el siguiente cuadro los resultados obtenidos para cada uno de los sujetos, escribiendo (+) cuando hubo aglutinación y (–) cuando no la hubo. • Con base en los resultados obtenidos calcule el porcentaje de sujetos para cada uno de los grupos sanguíneos. A fin de que la muestra sea mayor incluya a todos los alumnos del laboratorio y no sólo a sus compañeros de equipo. Grupo A % Grupo B % Anti-B Anti-AB Anti-D 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 Descargado por JM Occupational ([email protected]) Grupo sanguíneo lOMoARcPSD|24440723 180 Manual de laboratorio de fisiología Grupo AB % Grupo Rh+ % Grupo Rh− % ¿Coinciden estos resultados con los que aparecen en la literatura para la raza caucásica? Explique el mecanismo de la herencia de los grupos sanguíneos. Explique cómo adquiere el ser humano las aglutininas anti-A, anti-B y anti-Rh. ¿Qué grupo sanguíneo pueden presentar los padres de un sujeto con grupo O+? ¿Qué tipo de sangre pueden tener los padres de un sujeto Rh−? En una situación de urgencia en la que no es posible determinar el grupo sanguíneo de un paciente, ¿qué tipo de sangre se le administra y por qué? Pruebas cruzadas • Seleccione a tres alumnos con grupos sanguíneos A, B y O. • Extráiganse 15 ml de sangre venosa de cada uno de ellos. • Cada muestra de sangre se coloca en tres tubos de ensayo, 5 ml en cada uno. El primero y el segundo tubos de ensayo, marcados como Suero, carecen de anticoagulantes. El tercer tubo, marcado como Eritrocitos, sí contiene anticoagulantes y debe taparse e invertirse suavemente varias veces para mezclar la sangre e impedir su coagulación. Los tres tubos se marcan con el grupo sanguíneo correspondiente y se dejan en reposo durante 30 min, tiempo necesario para que la sangre de los tubos marcados como Suero coagule y el coágulo se retraiga. • Centrifúguense los tubos de ensayo durante 3 min. En los tubos marcados como Suero, el líquido sobrenadante es suero, en tanto que en el tubo marcado Eritrocitos, el líquido sobrenadante es plasma. Elimínese el plasma con una pipeta de plástico, ya que sólo se utilizarán los glóbulos rojos. De esta manera se obtienen suero y eritrocitos de cada uno de los grupos: A, B y O. • En las gradillas que se encuentran en cada mesa de laboratorio hay un tubo con solución salina. Con otra pipeta de plástico tómense eritrocitos del tubo de ensayo marcado Eritrocitos y deposítese la cantidad necesaria para que la solución salina adquiera el color del jugo de tomate. Esta solución se utilizará como fuente de eritrocitos para las pruebas cruzadas; márquese el tubo de ensayo con el grupo sanguíneo. • En la misma gradilla se encuentran tubos de ensayo vacíos marcados como Suero A, B y O. Con una pipeta de plástico tómese de uno de los tubos de ensayo con suero aproximadamente 1 ml y deposítese en el tubo correspondiente. Con los tubos que contienen 1 ml de suero y el tubo que contiene la solución de eritrocitos se realizarán las pruebas cruzadas. El otro tubo con suero sirve de testigo para todo el procedimiento. • Realícense las pruebas cruzadas para las siguientes combinaciones de donador y receptor: Receptor A y donador B Receptor O y donador A Receptor A y donador O Receptor O y donador O • Márquense los tubos para las pruebas mayor y menor de cada caso; por ejemplo, Mayor AB y Menor AB para el primer caso; también márquese un tubo como Autotestigo para cada combinación. • En cada caso, mézclense las muestras de la siguiente manera: Prueba mayor: suero del receptor (4 gotas) + glóbulos rojos del donador (1 gota). Prueba menor: suero del donador (4 gotas) + glóbulos rojos del receptor (1 gota). Autotestigo: suero del receptor (4 gotas) + glóbulos rojos del receptor (1 gota). • Al llevar a cabo las mezclas anteriores se deben usar pipetas de plástico diferentes para cada toma. • Inmediatamente después se centrifugan los tubos de ensayo de la prueba mayor, la menor y el autotestigo durante 3 minutos. Búsquese en cada tubo la presencia de aglutinación o hemólisis, lo que se informa como positivo. En los tubos negativos se sigue adelante con el procedimiento. El tubo autotestigo siempre debe ser negativo; si hay aglutinación es necesario repasar el procedimiento; tal vez se hayan confundido o contaminado las muestras. • Colóquese el tubo o los tubos en un baño de agua a temperatura de 37°C durante 15 minutos y vuélvase a buscar aglutinación o hemólisis agitando suavemente. Si la prueba mayor es negativa en este momento, se informa como negativa y se continúa con la prueba de Coombs. • El tubo con la prueba cruzada mayor se centrifuga y lava tres veces con cinco gotas de solución salina y se descarta el sobrenadante en cada lavado. • Por último, añádanse dos gotas de antiglobulina antihumana (suero de Coombs), mezcle e incube durante 5 minutos. • Centrifugue el tubo de nuevo durante 3 minutos, observe en busca de aglutinación o hemólisis e informe el resultado. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 30 Grupos sanguíneos 181 Análisis Prueba mayor Prueba menor Prueba de Coombs Diagnóstico para transfusión Receptor A + donador B Receptor O + donador A Receptor A + donador O Receptor O + donador O Los diagnósticos pueden ser compatible, compatible con precaución e incompatible. Explique por qué un receptor O negativo no puede recibir sangre O positiva. Explique por qué siempre deben hacerse las pruebas cruzadas, aun cuando se conozca el grupo sanguíneo del donador y el receptor. Explique para qué sirve la prueba de Coombs. Explique el mecanismo de producción de la eritroblastosis fetal o anemia hemolítica del recién nacido. Explique por qué un receptor O positivo puede recibir sangre O negativa sin problemas. CONCLUSIONES Escriba los datos que considere relevantes. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 31 Hemostasia Competencia • Realizar e interpretar las pruebas de tiempo de sangrado, tiempo de coagulación y tiempo de protrombina. Revisión de conceptos produzcan es de 3 a 10 min, ya que no ocurren en secuencia, sino de manera simultánea. El proceso de la hemostasia evita o detiene el flujo de sangre tras la lesión de un vaso sanguíneo. La hemorragia se produce cuando la integridad vascular se pierde y se interrumpe a causa de tres tipos de fenómenos hemostáticos: la reacción vascular o vasoespasmo, la formación de un tapón plaquetario o respuesta plaquetaria y la activación de la cascada de la coagulación con formación de una red o coágulo de fibrina, que origina el sellado del vaso sanguíneo y la prevención de la pérdida posterior de sangre. Las dos primeras respuestas se conocen como hemostasia primaria y en condiciones normales se producen en 1 a 3 min desp ués de q ue ocurre la lesión. Cuando es en un vaso pequeño, como una arteriola o un capilar, por lo general la hemostasia primaria es suficiente para detener el s angrado. La constricción de una a rteriola lesionada puede ser tan intensa que su luz se cierra. Es probable que la vasoconstricción se deba a la serotonina y otros vasoconstrictores liberados por las plaquetas que se adhieren a las paredes de los vas os donados. En los vas os de mayor calibre se requiere consolidación del tapón plaquetario mediante una red de fibrina que aporta la cascada de la coagulación. Sin los filamentos de fibrina que proporcionan apoyo estructural al tapón plaquetario, éste se destruye con rapidez. La cascada de la coagulación (véase la figura 31.1) consta de tres etapas: a) fase tromboplástica, que tarda 3 a 10 min en producirse; b) vía común, de 12 a 15 s, y c) conversión del fibrinógeno en fibrina, sólo de 1 a 2 s. P or lo tanto, para una hemostasia normal se requieren: 1) una respuesta vascular adecuada; 2) p laquetas normales cualitativa y c uantitativamente, y 3) p resencia de los fac tores de la cas cada de la coagulación. El tiempo total para que estos fenómenos se SISTEMA INTRÍNSECO Cininógeno de PME Calicreína XII XIIa Cininógeno de PME XI XIa IX IXa PT CA++ FP VIII X TPT VIIa CA++ VII Xa FP CA++ V II Trombina Fibrinógeno XIII XIIIa Figura 31.1 SISTEMA EXTRÍNSECO Fibrina ión ilizac Estab Cascada de la coagulación. 183 Descargado por JM Occupational ([email protected]) VII lOMoARcPSD|24440723 184 Manual de laboratorio de fisiología Existen varias pruebas sencillas para valorar la integridad del proceso hemostático. La prueba de tiempo de sangrado se utiliza para verificar in vivo la respuesta hemostática a una lesión producida a nivel capilar o anterior (primero y segundo sucesos hemostáticos). El tiempo de coagulación es una prueba muy sencilla, aunque poco sensible, mediante la cual puede valorarse in vitro la capacidad hemostática de la cascada de la coagulación para formar una red de fibrina en una muestra de sangre venosa que no contiene contaminación tisular y se deja coagular en un tubo de ensayo sin ninguna manipulación o adición de reactivos. El tiempo de protrombina es una p rueba sensible que mide la ca pacidad de la cascada de la coagulación para producir una red de fibrina a pa rtir de un extrac to comercial de tr omboplastina tisular. Como la tromboplastina y el calcio neces arios para la activación se añaden in vitro, la primera fase de la cas cada se afecta de manera instantánea y artificial, por lo que el tiempo que se requiere para la formación del coágulo es sólo el correspondiente a la s egunda y la t ercera fases de la coagulación, y los factores necesarios sólo son los de estas fases, así como también el factor de la primera fase activado por la tromboplastina tisular. ACTIVIDADES En esta práctica se requiere utilizar sangre: si la muestra proporcionada es de sangre humana, deben usarse guantes desechables y observar todas las precauciones para el manejo adecuado de muestras de sangre (Apéndice 1). U Tiempo de sangrado (método de Duke) U • Con una torunda humedecida en alcohol limpie cuidadosamente el sitio elegido para efectuar la punción en la yema de un dedo (véase la figura 28.2) o el lado de la oreja, y espere a que el área se seque por completo. • Efectúe una punción rápida con una profundidad de 1 mm, aproximadamente, y empiece a contar el tiempo. • Cada 30 s retire la sangre de la herida con papel filtro. La prueba concluye cuando el papel ya no presenta manchas de sangre. • Registre el tiempo en la sección de análisis. Los valores normales para esta técnica son de 1 a 3 min. U • Retire el tubo cada 30 s e inclínelo con suavidad para verificar la formación del coágulo. El proceso se repite hasta que el tubo pueda invertirse por completo sin que la sangre se deslice por la pared, es decir, cuando se haya formado un coágulo. Registre el tiempo. El valor normal es de 3 a 10 min. Tiempo de coagulación (método de Lee White) • Obtenga una muestra de 5 ml de sangre venosa conforme a las indicaciones que se encuentran en el anexo correspondiente a la toma de muestras de sangre. • Empiece a medir el tiempo con un cronómetro a partir del momento en que la sangre entra a la jeringa. • Tome un tubo de ensayo, retire la aguja de la jeringa, y apoyándola en la pared del tubo, deposite gradualmente 0.5 ml de sangre. No mezcle ni agite la muestra. Los 4.5 ml restantes se vierten en un tubo de ensayo que contiene anticoagulante y se mezclan suavemente inclinando el tubo varias veces. Esta muestra se utilizará para la prueba de tiempo de protrombina. • Coloque el tubo con los 0.5 ml en baño de agua a una temperatura de 37°C. Tiempo de protrombina La técnica puede variar según el producto comercial que se utilice, por lo que es importante seguir las instrucciones del fabricante. El producto en el que se basan las siguientes instrucciones es Soluplastin®. • Utilice la muestra recolectada en la prueba anterior. • Centrifugue la muestra a 2 500 Hz durante 10 min para separar el plasma. • Utilice la pipeta de 2 ml con bulbo para retirar el plasma y depositarlo en otro tubo de ensayo. • Con las pipetas correspondientes, vierta 0.2 ml de tromboplastina tisular en un tubo de ensayo de 10 × 75 mm. • Coloque el tubo de ensayo con el plasma y el tubo con la tromboplastina en baño de agua a una temperatura de 37°C durante 2 a 3 min y nunca por más de 10 min. Esto es con el fin de que la prueba se realice a la temperatura corporal. Una temperatura inadecuada altera los resultados. • Añada con una pipeta 0.1 ml de plasma al tubo que contiene la tromboplastina y active simultáneamente el cronómetro. • Deje el tubo 8 a 10 s en el baño de agua y luego retírelo para iniciar la observación. El tubo debe inclinarse y moverse con suavidad para detectar el momento en que la red de fibrina empiece a formarse sobre la pared del tubo; entonces se detiene el cronómetro y se registra el tiempo. Note que en este caso no se trata de esperar la formación de un coágulo completo, sino el momento en que empieza a formarse. Los valores normales son de 12 a 15 s. Análisis Anote en el siguiente cuadro los valores obtenidos. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 31 Hemostasia Prueba Resultado Tiempo normal 185 Fenómeno hemostático evaluado Tiempo de sangrado Tiempo de coagulación Tiempo de protrombina ¿Cuál es la diferencia entre suero y plasma? ¿Qué prueba se utiliza para evaluar la fragilidad capilar? ¿Cómo actúan los anticoagulantes? ¿Por qué en la trombocitopenia está alterado el proceso hemostático? ¿Qué alteraciones se observan en pacientes con fragilidad capilar? Mencione un proceso patológico que se caracterice por alteraciones en la coagulación y explique la alteración. CONCLUSIONES Escriba los datos que considere relevantes. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 32 Electrocardiografía Competencia • Realizar un registro electrocardiográfico e interpretarlo. Revisión de conceptos Purkinje. Las fibras musculares de trabajo no tienen prepotenciales y descargan de manera espontánea sólo en condiciones anormales. El nodo SA, descrito por Keith y Flack, está situado en la unión de la a urícula derecha con la vena cava superior y es el sitio donde normalmente se inicia el impulso eléctrico, el cual se extiende a ambas aurículas por un sistema interauricular de fibras similares al sist ema de Purkinje, que llega a las porciones distales de las a urículas en 0.08 a 0.10 s. L a frecuencia de des carga del no do SA es de 60 a 100/min. La conducción del estímulo del nodo SA al nodo AV se lleva a cabo de manera predominante por las fibras de conducción internodales, que incluyen un fascículo anterior descrito por Bachman, un fascículo medio descrito por Wenckebach y un fascículo posterior descrito por Thorel. El nodo AV, descrito por Aschoff y Tawara, se localiza en la porción inferior derecha del tabique interauricular, inmediatamente adelante del seno coronario y por encima de la valva septal de la tricúspide. Posee una frecuencia de descarga entre 40 y 60/min, y no rmalmente su función de marcapaso es inhibida por ser más lento que el nodo sinoauricular; sin embargo, es capaz de tomar el control del funcionamiento cardíaco si el no do SA deja de f uncionar. La velocidad de conducción en el no do AV es muy lenta, lo que origina el llamado retraso fisiológico que dura 0.08 a 0.10 s. En el nodo AV comienza el haz de H is, el cual atraviesa el tejido fibroso que divide aurículas de ventrículos y que por no ser capaz de conducir potenciales eléctricos aísla eléctricamente a estas cámaras cardíacas. El haz de His atraviesa el tabique membranoso y al llegar al tabique interventricular muscular se divide en las ra mas derecha e izquierda que descienden La sangre realiza sus funciones en el organismo sólo si circula constantemente por el c uerpo. Se considera al médico inglés William Harvey (1578-1657) co mo el des cubridor de la circulación sanguínea, quien en su famoso tratado De motu cordis et sanguinis in animalibus, publicado en 1628, refuta las teorías prevalecientes en esa época. Entonces predominaba la idea de Galeno (130-200 d.C.) de que la sangre se originaba en el hígado a pa rtir de nutrimentos, llegaba a través de la v ena cava al corazón y fluía por las venas hasta los órganos donde se utilizaba. La función impulsora del co razón se produce por la sucesión rítmica y ordenada de diástole auricular, sístole auricular y contracción ventricular. Las fibras musculares cardíacas son estructuras excitables, y un estím ulo que se origine en algún l ugar del miocardio se propaga por todas las fibras hasta que la excitación llega a la última célula. Existen dos tipos de fibras miocárdicas: a) las fibras de la m usculatura de tra bajo (miocardio) de a urículas y v entrículos que conforman la masa principal del corazón y realizan el trabajo mecánico de bomba, y b) las fibras del sistema de excitación y conducción que, como el nombre lo indica, realizan tareas especiales para que tenga lugar la excitación miocárdica. Las fibras que conforman el sistema de conducción cardíaco son fibras miocárdicas modificadas capaces de producir potenciales eléctricos de manera rítmica debido a que poseen un potencial de reposo inestable, el cual después de cada impulso vuelve a disminuir hasta alcanzar el nivel de descarga; a este potencial se le llama prepotencial o potencial de marcapasos. Las estructuras que constituyen este sistema de co nducción son: nodo sinoauricular (SA), vías a uriculares internodales, nodo auriculoventricular (AV), haz de His (HH) y sistema de 187 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 188 Manual de laboratorio de fisiología por debajo del endocardio. De éstas, la primera en ramificarse para constituir el sistema de Purkinje es la izquierda, que es la porción que excita al principio a las fibras musculares miocárdicas contráctiles. El sistema de Purkinje es la arborización final del sistema de conducción que lleva el estímulo a todas las fibras del miocardio ventricular. Como los líquidos corporales son buenos conductores, las fluctuaciones en el potencial del miocardio pueden registrarse mediante electrodos externos colocados sobre la piel. El registro de estos potenciales se llama electrocardiograma (ECG), procedimiento diagnóstico simple con el c ual todo médico debe estar familiarizado. Como todas las células, las cardíacas en reposo se encuentran polarizadas. Al ser estimuladas se despolarizan creando una onda de despolarización que origina un campo eléctrico que se extiende hasta la superficie corporal. El campo eléctrico generado por la estimulación cardíaca es complejo y resulta de la superposición de la despolarización de todas las fibras miocárdicas en las diferentes cámaras cardíacas, lo que genera un vector eléctrico. El vector generado no es más q ue la suma algebraica de los potenciales de acción de las dif erentes fibras musculares de distintas magnitudes y direcciones. Si ese vector se acerca a un electrodo activo o exp lorador se registra una deflexión positiva, y si s e aleja, se inscribe una deflexión negativa, en tanto que si pasa en dirección transversal entre el electrodo explorador y el electrodo de referencia no se inscribe ningún registro. En consecuencia, el ECG representa el registro de estos potenciales en f unción del tiem po y es la exp resión de la excitación o actividad eléctrica del corazón. La estimulación iniciada en el no do SA s e propaga en forma radial a través de las aurículas y genera un vector registrable que recibe el no mbre de v ector auricular (figura 32.1, aur), el cual tiene una dirección de arriba hacia abajo, de derecha a izquierda y de atrás hacia adelante. Posteriormente, el impulso llega al nodo AV, donde ocurre una pausa de una décima de s egundo, tiempo necesario para que la sangre llegue a los ventrículos. Enseguida el impulso se transmite hacia el haz de H is y sus ra mas, y como la rama izquierda es la primera en despolarizar al miocardio ventricular septal, se genera un v ector de desp olarización V1 V2 V3 V4 V5 V6 aVL + aVR + 3er. v V1 1er. v V2 aur V3 I+ V6 rep. v 2do. v V5 II + III + aVF + Figura 32.1 V4 En esta figura se muestran el vector de despolarización auricular (aur); el primero, segundo y tercer vectores de despolarización ventricular (1er. v, 2o. v y 3er. v), y el vector de repolarización ventricular (rep v), así como la polaridad de las derivaciones del plano frontal, la ubicación de las derivaciones precordiales y la forma del registro del ECG en cada una de ellas. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 32 Electrocardiografía registrable que corresponde al primer vector ventricular (figura 32.1, 1er. v); éste es un vector muy pequeño que puede seguir una dirección de arriba hacia abajo o bien ser horizontal o dirigirse ligeramente hacia arriba, pero siempre va de la izquierda hacia la derecha y de atrás hacia adelante. El estímulo recorre el resto del sistema de Purkinje, despolarizando casi al mismo tiempo a ambos ventrículos. Debido a la mayor cantidad de masa muscular en el ventrículo izquierdo, el segundo vector ventricular registrable (figura 32.1, 2o. v) que se genera tiene dir ección de a rriba abajo, de der echa a izquierda y de a trás hacia adela nte. La última parte del miocardio en despolarizarse es la co rrespondiente a la bas e del corazón, lo que origina el tercer vector ventricular con dirección de abajo hacia arriba, de derecha a izquierda y de adelante hacia a trás (figura 32.1, 3er. v). S i se registra esta actividad eléctrica mediante un par de electrodos, colocando el electrodo positivo o explorador en el brazo izquierdo y el electrodo negativo o de referencia en el brazo derecho (línea señalada como I en la figura 32-1), se obtiene un registro con las siguientes características: al generarse el vector auricular, debido a que éste se aproxima al electrodo explorador, se inscribe como deflexión positiva (onda P) que suele ser redonda y presenta una duración de 0.05 a 0.07 s en niños y hast a 0.12 s en adultos, y un voltaje máximo de 2.5 mV. El estímulo que llega al nodo AV sufre retraso fisiológico y el r egistro vuelve a ser plano. Una vez que el estímulo avanza y despolariza al tabique interventricular, se origina el primer vector ventricular, y como éste se aleja del electrodo explorador, se inscribe como deflexión negativa (onda Q). La generación del segundo vector ventricular, al acercarse al electrodo explorador, inscribe una deflexión positiva (onda R), el tercer vector ventricular también se dirige a la izquierda, por lo q ue su v oltaje en la der ivación I s e suma al del segundo vector en la o nda R, pero como su dirección es de abajo hacia arriba, en algunas derivaciones como la II, se aleja del electrodo explorador y corresponde a la onda S negativa. Como resultado de que la actividad ventricular posee el sistema de co nducción cardíaco más eficiente, los v ectores de despolarización ventricular se inscriben como sucesión rápida de deflexiones limpias (QRS), con duración total de hasta 0.12 s. D espués de la desp olarización ventricular hay un momento en que no se registra diferencia de voltaje entre los electrodos, debido a que todo el miocardio se encuentra despolarizado. A continuación se presenta la onda de repolarización ventricular (onda T), la c ual es más len ta que la despolarización y s e inscribe en f orma asimétrica, lenta al inicio y rápida al final. Su dirección es la misma q ue la del vector ventricular principal, que es el segundo, por lo que en este ejemplo se inscribe positiva. La onda de repolarización auricular no se inscribe porque aparece al mismo tiempo que la despolarización ventricular, de manera que queda oculta. Las ondas, segmentos e intervalos que se distinguen en el registro del ECG se representan en la figura 32.2, y a continuación se indican su significado y sus características normales: • Onda P. Representa la desp olarización auricular, siempre deber ir precediendo al complejo QRS, su amplitud máxima es de 0.25 mV y su duración de 0.06 a 0.11 s. 189 • Segmento PR. Es el segmento isoeléctrico entre el final de la onda P y el inicio de los componentes ventriculares; es determinado por el retraso fisiológico. • Intervalo PR. Es el trazo de inscripción comprendido entre el inicio de la o nda P y el inicio de los co mponentes ventriculares; su duración normal es de 0.12 a 0.20 s. • Complejo QRS. Representa la despolarización ventricular, aunque no todas las ondas se registran en todas las derivaciones. La primera deflexión negativa que se inscribe por la despolarización de los v entrículos se llama onda Q y la p rimera deflexión positiva que se registra derivada de la actividad ventricular se llama onda R, esté o no precedida por una onda Q. La onda negativa inscrita después de la onda R se llama onda S. La duración del complejo QRS es de 0.06 a 0.12 s y su a mplitud sumando DI + DII + DIII no debe ser mayor de 4 mV. En la interpretación del ECG además de medir su duración y amplitud debe revisarse su morfología, ya que puede cambiar en condiciones patológicas . • Punto J. Es el sitio de unión entre el QRS y la líne a isoeléctrica que le sigue, cuya importancia consiste en que representa el mo mento en q ue todo el mio cardio está despolarizado, por lo que el voltaje en este punto es cero. • Segmento ST. Es el trazo de in scripción comprendido desde el punto J hasta el inicio de la o nda de repolarización ventricular (onda T). Al valorar este segmento se toman en cuenta la elevación y la depresión, datos característicos de procesos patológicos del mio cardio, como lesión e isquemia. Onda P: Localización: antes del QRS R Amplitud: no más de 0.25 mV Duración: 0.06 a 0.11 s QRS: Localización: sigue al intervalo PR Amplitud: suma de I, II y III no mayor de 4 mV Duración: 0.06 a 0.12 s Véase configuración Morfología: invertida, acuminada Segmento PR Duración: 0.12 s T Segmento ST P Q Intervalo PR Duración: 0.12 a 0.20 s Figura 32.2 S Elevación o depresión Duración: 0.35 a 0.45 s Intervalo QT Ondas, segmentos e intervalos del ECG y algunos aspectos a considerar en su valoración. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 190 Manual de laboratorio de fisiología • Onda T. Representa la repolarización ventricular; su valoración se centra en su f orma, la c ual en co ndiciones anormales puede ser invertida, aplanada o acuminada. • Intervalo QT. Comprende desde el inicio del QRS hasta el final de la onda T, por lo que en él se incluyen la despolarización y la repolarización ventriculares. Su duración es de 0.35 a 0.45 s, lo que depende de la frecuencia cardíaca. • Onda U. Después de la o nda T, en ocasiones puede observarse una pequeña onda de inscripción llamada onda U, que representa la repolarización lenta de los músculos papilares. Es una norma que en todo estudio electrocardiográfico se registren 12 derivaciones. Las primeras tres que se establecieron las describió Einthoven en 1913 y son bipolares, esto es, tienen un electrodo positivo o explorador y un electrodo negativo o de referencia, además del elec trodo de tierra. Estas tres derivaciones bipolares se denominan DI, DII y DIII, y forman un triángulo equilátero con los vértices en los brazos y en el pubis. Debido a que el cuerpo funciona como conductor de volumen y las extremidades conducen linealmente los potenciales eléctricos, los elec trodos para registro en est as derivaciones se colocan en las extr emidades de la siguien te manera (figura 32.1): • DI: brazo izquierdo (+) y brazo derecho (–). • DII: pierna izquierda (+) y brazo derecho (–). • DIII: pierna izquierda (+) y brazo izquierdo (–). En las tres derivaciones se pone además un elec trodo en la pierna derecha que se conecta a tierra. Con el propósito de hacer un registro más específico de la actividad eléctrica del corazón, el doctor Goldberger conectó los cables de dos extremidades a resistencias de 5 000 ohmios y utilizó el cable de la otra extremidad como electrodo explorador para incrementar el potencial registrado. Estas derivaciones se conocen como derivaciones unipolares aumentadas de las extremidades y se denominan según el sitio en que se coloca el electrodo explorador (véase la figura 32.1): • aVR: brazo derecho. • aVL: brazo izquierdo. • aVF: pierna izquierda. En estas derivaciones también se incluye un electrodo conectado a tierra en la pierna derecha. Estas seis derivaciones (DI, DII, DIII, aVR, aVL y aVF) se conocen como derivaciones del plano frontal, ya que registran la dirección de la ac tividad eléctrica del corazón en este plano. Para registrar la dirección de la actividad eléctrica en el plano transversal, Wilson utilizó seis derivaciones unipolares de la siguiente manera. A cada cable de las extremidades le colocó una resistencia de 5 000 ohmios, con lo que consiguió hacer un elec trodo con un potencial eléctrico cercano a 0, y utilizó otro electrodo como explorador, que colocó en diferentes sitios de la parte anterior del tórax, de la siguiente manera (véase la figura 32.1): • V1: cuarto espacio intercostal, 2 cm a la derecha del borde esternal. • V2: cuarto espacio in tercostal, 2 cm a la izq uierda del borde esternal. • V3: entre V2 y V4. • V4: en el p unto que cruza la líne a medioclavicular y el quinto espacio intercostal izquierdo. • V5: a la misma al tura que V4, en la líne a axilar anterior, sin importar el espacio intercostal. • V6: a la misma altura que V4 y V5 en la línea axilar media. De nuevo, en estas derivaciones se coloca el electrodo de tierra en la pierna derecha. Las anteriores son las doce derivaciones estandarizadas internacionalmente y que se hacen en t odo estudio electrocardiográfico, aunque con fines específicos es posible hacer variaciones de estas derivaciones. El registro gráfico del ECG puede observarse en diversos aparatos (monitores, computadoras, etc.) y r egistrarse en dif erentes formas (papel, fotografía, video, computadora, etc.), en las que el registro en computadora ocupa un lugar cada vez más importante. En la electrocardiografía tradicional, el registro se hace en una tira de papel cuadriculado con velocidad del papel de 25 mm/s y voltaje calibrado a 1 mV/cm; estos valores están estandarizados internacionalmente y reciben el nombre de unidades Ashman. Para la interpretación del ECG, los parámetros que deben valorarse son ritmo, frecuencia, eje eléctrico, duración y voltaje de las diferentes ondas, y duración de los s egmentos e intervalos. Desde el p unto de vist a electrocardiográfico, el r itmo corresponde al sitio donde se origina la activación cardíaca. Normalmente, la excitación se inicia en el no do SA, por lo que el ritmo normal se llama sinusal. La presencia de un ritmo normal se manifiesta porque la secuencia y duración de cada una de las ondas e intervalos es normal. Por ejemplo, en el ritmo nodal la excitación se inicia en el NA, de modo que falta la onda P antes del QRS. La frecuencia cardíaca puede calcularse de diferentes formas. Sin embargo, es importante recordar que frecuencia = 1/intervalo, con lo que se obtiene la frecuencia por segundo, y para obtener la frecuencia por minuto se multiplica por 60. Por lo tanto, independientemente del método de registro que se utilice, la frecuencia cardíaca puede calcularse si se mide el tiempo que transcurre entre dos pa rtes equivalentes del ECG. La más utilizada es el vértice de la onda R, por ser fácil de localizar. De manera que si se mide el intervalo entre dos ondas R sucesi vas se obtiene la f recuencia con arreglo a la fórmula antes mencionada. Cuando se registra utilizando las unidades Ashman, la frecuencia se calcula dividiendo 1 500 entre los milímetros que hay entre dos ondas R. Este método se basa en que a la v elocidad estándar hay 1 500 mm en un minuto, por lo tanto se está dividiendo 1 min entre el intervalo entre dos ondas R ( f = 1/intervalo). Por ejemplo, si hay 15 mm entre dos ondas R, la frecuencia es igual a 1 500/15 = 100 latidos por minuto. Otra forma de medir la frecuencia, cuando se registra con un electrocardiógrafo ordinario, es memorizar en orden los siguientes valores: 300, 150, 100, 75, 60, 50 y 40, en los que cada cifra corresponde a 5 mm de distancia entre dos ondas R. Si una onda R coincide con una Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 32 Electrocardiografía línea gruesa y la R q ue sigue lo hace co n la siguiente línea gruesa (las líneas gruesas están separadas 5 mm), tendrá una frecuencia de 300. S i cae a dos líne as gruesas de dist ancia, la frecuencia será 150; si cae a cinco líneas gruesas de distancia, será 60, etcétera. La dirección del vector mayor durante la propagación de la excitación se denomina eje eléctrico del corazón. Su dirección coincide bastante con el eje longitudinal anatómico del corazón, por lo que conociendo el valor del eje eléc trico se pueden sacar conclusiones acerca de la ub icación del corazón. El valor normal del eje eléctrico es 60° y es casi paralelo a la DII, pero puede variar de –30° a +110° en un sistema de coordenadas, donde cero grados se halla del lado izquierdo; 180° en el lado derecho; 90° abajo; –90° (o 270°) arriba. El eje eléctrico se puede calcular a partir de dos derivaciones cualesquiera del plano frontal, aunque muchas personas prefieren utilizar el método de Einthoven, que se basa en las derivaciones DI y DIII. El método consiste en obtener el voltaje del QRS en las dos der ivaciones utilizadas mediante la suma algebraica de las ondas positivas y negativas del complejo QRS. Estos valores se trasladan al triángulo de Einthoven de la siguiente manera: por ejemplo, si DI presentó una R de 10 mm y una S de 3 mm, en tonces el voltaje del complejo QRS es de 10 – 3 = 7 mm. S obre la línea de DI hacia el electrodo positivo se miden 7 mm, lo mismo s e hace co n el voltaje del Q RS de D III. Hecho lo a nterior se traza una línea perpendicular a cada uno de estos dos puntos, la intersección de ambas líneas se une con el centro del triángulo y 191 corresponde al eje eléctrico (figura 32.3A). El procedimiento se facilita si las líneas correspondientes a DI y DIII se trasladan al centro del triángulo (figura 32.3B); los pas os que siguen son los mismos. Otra manera más sencilla, aunque menos precisa, es tomar en cuenta las derivaciones DI y aVF. Si en DI el QRS es predominantemente positivo, el eje eléctrico se dirige hacia la izq uierda, y si es nega tivo se dirige hacia la derecha. Si en aVF el Q RS es positivo, el eje eléc trico se dirige hacia abajo, y si es negativo se dirige hacia arriba. Con la combinación de es as dos der ivaciones puede localizarse rápido el c uadrante en el q ue se encuentra el eje eléc trico. Por ejemplo, DI positivo (normal) y aVF p ositivo (normal) = cuadrante inferior izquierdo; DI positivo y aVF negativo = cuadrante superior izquierdo, etcétera. A B DI DII DIII DIII Figura 32.3 DI Cálculo del eje eléctrico del corazón. ACTIVIDADES El equipo necesario para esta práctica incluye: • Unidad Power Lab. • Bioamplificador. • Caja para seleccionar la derivación del ECG. • Cable conector de electrodos. • Cable para electrodos. • Electrodos para registro del ECG. • Torundas empapadas en alcohol. • Almohadillas abrasivas. U Inicio del programa e instrucciones generales Si todavía no se ha iniciado el programa en la computadora, haga clic en el ícono de acceso directo a Chart 5. En la pantalla que aparece se abre una pequeña ventana; haga clic en el archivo Experiments Gallery (Galería de Experimentos) y de la lista seleccione ELECTROCARDIOGRAMA; una vez abierta la pantalla hágala de mayor tamaño haciendo clic en el botón del ex- Figura 32.4 Electrodos de pinza, desechables y de succión para registro del ECG. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 192 Manual de laboratorio de fisiología tremo superior derecho. Si no aparece esta ventana vaya a archivo en la barra de herramientas y seleccione Experiments Gallery; en la nueva ventana que aparece abra el archivo Experiments Gallery y seleccione ELECTROCARDIOGRAMA. En la pantalla que aparece hay un solo canal para registro con el nombre ECG. Para realizar el registro se pueden utilizar electrodos de pinza reutilizables o bien electrodos desechables (figura 32.4). Los electrodos de pinza tienen una placa de metal para registrar el flujo de corriente, a la que se aplica gel conductor. Los electrodos desechables ya traen gel conductor. Cualquiera que sea el tipo de electrodo que se utilice, en ambos casos se conectan mediante un botón de presión a los cables que a su vez están unidos a una caja para seleccionar cualesquiera de las 12 derivaciones para registro. Esta caja a su vez está conectada al bioamplificador. El voluntario en quien se realiza el registro no debe traer ropa de nylon u otro material que produzca corriente estática, pues ocasiona interferencia en el registro. De igual manera, deberá quitarse reloj, pulseras, aretes o cualquier otro objeto de metal que traiga consigo y enseguida acostarse sobre la mesa. Antes de iniciar, seleccione en el conector de los electrodos las letras que identifican a qué electrodo debe conectarse cada cable (figura 32.5): • • • • • RA = Brazo derecho (right arm). RL = Pierna derecha (right leg). LA = Brazo izquierdo (left arm). LL = Pierna izquierda (left leg). C = Para el electrodo precordial. Descubra la piel del voluntario en el sitio donde se van a colocar los electrodos, límpiela con una torunda empapada en alcohol y frote con las almohadillas abrasivas. Si va a utilizar electrodos de pinza ponga gel conductor en la placa metálica; la cantidad de gel debe ser sólo la suficiente para permitir una buena conducción de la corriente eléctrica, ya que un exceso puede producir cortocircuito y distorsionar el registro. Los electrodos de pinza se colocan en el brazo derecho, el brazo izquierdo y la pierna izquierda, teniendo cuidado de que el color del electrodo coincida con el color del cable. El electrodo de la pierna derecha corresponde a tierra Figura 32.5 Conector para los cables de los electrodos. Figura 32.6 Caja selectora de la derivación para registro del ECG. y aquí se utiliza un electrodo desechable autoadherible que ya trae gel conductor, por lo que no es necesario poner más. Si todos los electrodos que se van a utilizar son desechables, ya tienen el gel. El electrodo de succión para el registro de las derivaciones precordiales se coloca hasta el final, cuando se registren estas derivaciones. Con el voluntario acostado listo para el registro, conecte los electrodos a los cables correspondientes. Fije los cables a la ropa del sujeto con el broche de presión que se le proporcione y acomódelos de manera que no se enreden entre ellos, ya que esto da origen a interferencias en el registro. En la caja selectora de las derivaciones (figura 32.6) seleccione la derivación I y presione Iniciar. El registro debe ser como el de la figura 32.7. Si el registro es muy pequeño modifique el intervalo de registro para que tenga un tamaño adecuado. Si hay interferencia revise que los electrodos tengan suficiente gel conductor y hagan buen contacto con la piel; que las conexiones del cable y los electrodos, así como la del cable al conector, no estén flojas y desenrede los cables para evitar que formen círculos. Una vez que obtenga un registro limpio identifique los distintos segmentos y ondas del electrocardiograma. Pida ahora al voluntario que cruce los brazos sobre el tórax y observe cómo se modifica el registro. Esta sencilla maniobra pone de manifiesto la necesidad de que el sujeto esté en reposo para realizar el electrocardiograma. Presione Detener. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 32 Electrocardiografía U Registro de las 12 derivaciones En la caja selectora elija la derivación I, inicie el registro y escriba en comentarios DI; presione Enter para que se registre el comentario. Luego registre por aproximadamente 10 s, escriba DII en comentarios y detenga el registro. Seleccione la derivación II, inicie de nuevo el registro y presione Enter para agregar el comentario. Haga lo mismo con las derivaciones DIII, aVR, aVL y aVF. Análisis Revise los registros realizados e identifique las diferencias entre las distintas derivaciones. La figura 32.1 puede ser útil para contestar las siguientes preguntas. 193 Ahora lleve a cabo el registro de las derivaciones precordiales. No es necesario que el voluntario en quien se realiza el registro se descubra el tórax; se puede colocar el electrodo por debajo de la ropa; sólo es importante que se identifique bien el sitio en que se debe colocar. Para el registro de las derivaciones precordiales coloque el botón de la caja selectora en V1-V6 y use el electrodo de succión; coloque gel conductor en la cavidad de la campana y succione para fijar el electrodo en su sitio. Vaya señalando en comentarios V1, V2, V3, V4, V5 y V6, respectivamente, cuando se va haciendo cada registro. ¿Cómo se va modificando el registro de V1 hasta V6? ¿En qué derivaciones hay onda Q? Explique estos cambios. ¿Por qué la onda Q no aparece en todas las derivaciones? ¿En qué derivaciones identifica la onda S? De las 12 derivaciones que registró, ¿cuáles corresponden a las derivaciones del plano frontal, cuáles a las del plano transversal y por qué reciben estos nombres? De estas derivaciones, ¿cuáles le son útiles para determinar el eje eléctrico del corazón? ¿Por qué razón no hay onda S en todas las derivaciones? ¿Cómo se registra el vector mayor de despolarización ventricular en la derivación aVR? Utilizando los registros realizados, calcule el eje eléctrico. °. Eje: Ahora determine la frecuencia cardíaca en el registro realizado, para lo cual basta medir la distancia entre dos ondas R consecutivas. Ponga la marca M que está en el extremo inferior izquierdo de la pantalla en el pico de una R y el cursor en el pico de la siguiente R y lea el tiempo entre las dos como Δt en la parte superior derecha de la pantalla (figura 32.7). Este tiempo corresponde al período; con la fórmula frecuencia = 1/período, calcule. Considere que la frecuencia es por segundo, por lo tanto el resultado obtenido con esta fórmula es en latidos por segundo; transfórmelos en latidos por minuto. Frecuencia = ¿En qué es diferente la derivación aVR comparada con las otras cinco derivaciones? Explique esta diferencia. latidos por minuto Ahora seleccione con el ratón un trazo del electrocardiograma que a partir de la onda P incluya dos complejos QRS. Trate de que el trazo seleccionado sea lo más limpio posible. Con el ratón haga clic en zoom, que aparece como una lupa en la barra de herramientas; de esta manera se abre una pantalla que muestra el registro seleccionado amplificado (figura 32.8). Mida en este registro el voltaje o la duración de los parámetros que se piden en el siguiente cuadro, colocando la M en el sitio donde inicia su medición y el cursor donde termina lo que desea medir. Los valores aparecen en la parte superior como Δt para tiempo y ΔV para voltaje. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Manual de laboratorio de fisiología Chart - [ECG Data: Vista Chart] Archivo Edición Configuración Comandos Macro Ventana Ayuda x 1 2 1 Canal: 3 Agregar Comentario 2 23/11/2000 D0.755 s 20 D0.12338 mV ECG M mV 1 0 –1 + – –2 –20 15 15.5 16 16.5 17 17.5 18 18.5 Iniciar 5:1 971M Figura 32.7 Registro electrocardiográfico en DI. Chart Archivo Edición Configuración Comandos Macro Ventana Ayuda x 1 2 1 Archivo EdiciónVista Configuración ECG Data: Zoom Comandos Macro Ventana x 1 t = D0.0.59 2 1s Canal: Ayuda ECG = D-0.26119 mV Agregar 1 1k /s 20 Sin Muestreo ECG 1.0 0.5 ECG (mV) 194 0.0 M –0.5 M + – 19.8 1 2 3 4 5 20 6 7 8 9 20.2 20.4 10 11 12 13 14 15 16 –1 + – –2 M –20 17.5 18 18.5 19 19.5 20 20.5 21 Iniciar 5:1 971M Figura 32.8 Amplificación del registro para realizar las mediciones. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 32 Electrocardiografía Parámetro Medición 195 importante que esta línea horizontal se ajuste para que sea atravesada sólo una vez en cada ciclo cardíaco, de lo contrario el cálculo es equivocado. En la parte superior de esta ventana se señala que el canal 1 es la fuente original del registro. En el lado derecho de la ventana de diálogo aparece el registro de la frecuencia; nótese que este registro cambia constantemente. Lo anterior se debe a que se registra la frecuencia de un latido al siguiente, lo que se denomina frecuencia momentánea, y ésta varía con el movimiento y la respiración entre otras variables. Cierre la ventana y vaya a la pantalla de registro. Inicie el registro y escriba en Comentarios DI acostado, presione Enter y registre por 10 s; escriba DII acostado, detenga el registro, cambie el selector a DII, inicie de nuevo, presione Enter y registre. Anote en comentarios DII sentado, y pida al voluntario que se siente, y presione Enter, teniendo cuidado de que no se muevan mucho los cables para evitar interferencias. Escriba DI sentado, detenga el registro, cambie el selector a DI, inicie de nuevo y presione Enter; registre por 20 s. Valor normal Duración de P Voltaje de P Intervalo PR Segmento PR Duración de QRS Voltaje de QRS Segmento ST Intervalo QT Duración de T Voltaje de T Análisis Utilizando las derivaciones DI y DII calcule el eje eléctrico del corazón en posición de decúbito y en posición sentada. U Variación del eje y la frecuencia Si desea guardar su registro en un disco, hágalo ahora y después cierre el archivo. Vaya de nuevo a Experiments Gallery y abra el archivo ECG + frecuencia. Se abre una pantalla con dos canales con los nombres de ECG y frecuencia. El registro puede hacerse en el mismo voluntario o en otro. Pida al voluntario que se acueste teniendo cuidado de no enredar los cables. Coloque el selector de derivaciones en DI y presione Iniciar. En el canal 2 presione el botón a un lado del nombre del canal y seleccione Entrada calculada; se abre una ventana de diálogo como la de la figura 32.9. Este canal no tiene entrada directa, lo que hace es calcular la frecuencia a partir del registro del canal 1. Obsérvese que la ventana que se abre aparece dividida en dos. Del lado izquierdo aparece el registro del ECG, el cual es atravesado por una línea horizontal. El programa detecta cada vez que un potencial atraviesa esta línea, mide cuánto tiempo pasa hasta que otro potencial lo atraviesa, y con la fórmula f = 1/período calcule la frecuencia. Por esta razón es Display 2 Raw Data Ch: °. Eje eléctrico en decúbito: Eje eléctrico en posición sentada: ¿Se modificó el eje eléctrico o permaneció igual? Explique el resultado. Observe cuál es la frecuencia cardíaca promedio con el sujeto en decúbito y cómo se modificó cuando se movió para sentarse. Explique este resultado. 1 Ratemeter 10.5mV 66.2BPM 120 H R(BPM) T 100 ECG(mV) 160 120 80 40 0 80 60 –40 40 Baseline Tracking: Slow Units... Range: Fast Input Amplifier... Figura 32.9 Range: 200mV °. Average: 1 200BPM Cancel Cuadro de diálogo para calcular la frecuencia. Descargado por JM Occupational ([email protected]) OK lOMoARcPSD|24440723 196 Manual de laboratorio de fisiología Después de un tiempo sentado, ¿es la frecuencia nuevamente igual a la que tenía en decúbito? Explique este resultado. Si hay tiempo suficiente, se puede calcular el eje eléctrico en sujetos con diferente complexión física. ¿Es el eje eléctrico igual en una persona delgada que en una persona obesa? Explique su respuesta. CONCLUSIONES Escriba los datos que considere relevantes. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 33 Vectocardiografía Competencia • Registrar un vectocardiograma e interpretarlo. Revisión de conceptos nitud se modifican a cada momento. La vectocardiografía es el registro de la actividad eléctrica del corazón a través de los vectores que se originan, los que tienen forma de lazo (loop) cerrado. Este registro se deriva a pa rtir de tr es derivaciones ortogonales que se registran con electrodos situados en sitios específicos, según la t écnica de F rank, lo q ue es un poco complicado de realizar en un la boratorio de enseñanza. No obstante, se puede obtener un v ectocardiograma bastante aceptable utilizando las seis derivaciones del plano frontal. Si se considera que la derivación I registra el movi- Durante la ac tividad eléctrica del corazón, las células miocárdicas se despolarizan y repolarizan, lo que produce flujos de corriente de diferentes magnitudes y direcciones. La suma de todos estos flujos de corriente origina un vector que indica la dirección principal del flujo. De esta manera se identifican un vector de despolarización auricular, tres vectores de despolarización ventricular y un vector de repolarización ventricular. En realidad, estos vectores no ocurren en forma independiente uno del o tro, sino q ue la corriente, una v ez que comienza a fluir, origina un vector cuyo tamaño y mag- Figura 33.1 Registro de un vectocardiograma obtenido graficando el ECG de aVF (y) y Dl (x). 197 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 198 Manual de laboratorio de fisiología miento de la co rriente en sentido horizontal y aVF lo hace en sentido vertical, la gráfica x-y de est as derivaciones origina un vectocardiograma como el de la figura 33.1. En esta gráfica, el lazo más gra nde corresponde a QRS y el lazo interno pequeño a la onda T. El lazo de la onda P es la pequeña zona oscura. ACTIVIDADES Para realizar el vectocardiograma es necesario registrar las seis derivaciones del plano frontal al mismo tiempo; por lo tanto, no es posible utilizar la caja selectora de derivaciones. Si en su equipo la caja selectora está conectada a la unidad Power Lab, desconéctela tirando suavemente del cable. Desconecte también los cables del conector de la caja selectora, ya que los va a necesitar. Coloque la caja en un lugar seguro donde no estorbe para trabajar. Conecte al Power Lab el otro conector para cables que se le proporcione. Conecte los cables de los electrodos de manera que en el canal 1 se registre la derivación I y en el canal 2 la derivación II. Para realizar lo anterior se necesita poner electrodos dobles en el brazo derecho y la pierna izquierda. Puede utilizar electrodos de pinza o electrodos autoadheribles, o ambos. El cable de tierra conéctelo a un electrodo en la pierna derecha. Antes de colocar los electrodos, limpie con alcohol la piel del voluntario y frote con las almohadillas abrasivas. Acomode los cables para que no estorben ni se muevan durante el registro. En el menú de archivo abra Experiments Gallery (Galería de Experimentos) y seleccione VECTOCARDIOGRAMA. Aparece la pantalla con seis canales para registro. Asegúrese de que el sujeto en quien se va a registrar esté en reposo e inicie el registro, que debe ser semejante al de la figura 33.2. Asegúrese de obtener un registro limpio, sin interferencia, por unos 15 s, y detenga el procedimiento. Observe el registro en cada una de las seis derivaciones. ¿Cómo se registraron las seis derivaciones si se colocaron sólo electrodos para las derivaciones I y II? Ahora coloque el puntero del ratón en la barra inferior donde aparece la escala de tiempo, y manteniendo presionado el botón seleccione varios ciclos completos del ECG en las seis derivaciones. Una vez hecho lo antes mencionado seleccione en la barra de herramientas VENTANA, y de la lista que se despliegue haga clic en X-Y PLOT. En la ventana que aparece seleccione en la barra vertical 6, que corresponde a la derivación aVF, y en la barra horizontal seleccione I que es DI, con lo que se grafica el vectocardiograma (figura 33.1). Como se mencionó antes, el círculo más amplio corresponde al QRS, el círculo menor corresponde a T y la parte central más oscura es la actividad eléctrica de P. Repita los pasos anteriores seleccionando diferentes segmentos del registro, y dibuje los resultados obtenidos. ¿Cuál es la diferencia entre el ECG y el vectocardiograma? Figura 33.2 Registro de las seis derivaciones electrocardiográficas. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 33 Vectocardiografía CONCLUSIONES Escriba los datos que considere relevantes. Descargado por JM Occupational ([email protected]) 199 lOMoARcPSD|24440723 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 34 Relación del electrocardiograma con la respiración y el pulso Competencia • Relacionar la frecuencia cardíaca con la inspiración y la espiración y fundamentar su variación. Revisión de conceptos tantemente para satisfacer las necesidades del o rganismo. Incluso en estado de reposo la frecuencia cardíaca varía con la base de la respiración, acelerándose durante la inspiración y disminuyendo en la esp iración, sobre todo si la r espiración es profunda. A esta variación de la frecuencia cardíaca con las fases de la respiración se le da el nombre de arritmia sinusal y es por completo normal. La causa de esta variación es la mo dificación de la ac tividad parasimpática sobre el corazón. En la inspiración se estimulan receptores de estiramiento pulmonares que envían estímulos vagales que inhiben el área de inhib ición cardíaca; esto origina desinhibición con el consecuente aumento de la frecuencia cardíaca. En la espiración ocurre lo contrario. El sistema arterial funciona como depósito de presión. Durante la sístole ventricular, las válvulas semilunares se abren y la sangre fluye hacia el árbol arterial. A medida que la sangre se aleja de la ao rta la presión disminuye, pero mantiene su carácter pulsátil hasta antes de llegar a los capilares. La frecuencia cardíaca es regulada por factores nerviosos y humorales. En promedio es de 70 a 80 la tidos por minuto en estado de reposo y se considera normal un intervalo de 60 a 100 latidos por minuto. Cuando la frecuencia cardíaca disminuye a menos de 60 la tidos por minuto recibe el nombre de bradicardia y cuando aumenta a más de 100 p or minuto se denomina taquicardia. Sin embargo, en una p ersona que esté en ac tividad, la f recuencia cardíaca se modifica cons- ACTIVIDADES El material necesario para realizar esta práctica incluye lo siguiente: U • Unidad Power Lab. • Cable para electrodos. • Electrodos para registro del ECG. • Transductor de pulso. • Banda de respiración. Inicio del programa e instrucciones generales Si el programa aún no se inicia en su computadora, haga clic en el ícono de acceso directo a Chart 5. En la pantalla que aparece se abre una pequeña ventana; haga clic en el archivo Experiments gallery (Galería de experimentos), y de la lista seleccione ECG + RESPIRACIÓN Y PULSO; una vez abierta la pantalla amplifíquela ha- 201 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 202 Manual de laboratorio de fisiología ciendo clic en el botón del extremo superior derecho. Si no aparece esta ventana vaya a Archivo en la barra de herramientas y seleccione Experiments Gallery; en la nueva ventana que aparece abra el archivo Experiments Gallery y seleccione ECG + RESPIRACIÓN Y PULSO. En la pantalla que aparece hay cuatro canales para registro (figura 34.1). • Canal 1, ECG. El cable de los electrodos para registro de ECG debe estar conectado en este canal. • Canal 2. Aquí no hay nada conectado, pues se registra la frecuencia y ésta la calcula el programa automáticamente a partir del canal 1. • Canal 3, respiración. Aquí va conectado el cable de la banda de respiración. • Canal 4, pulso. Aquí se conecta el cable del transductor de pulso. En el sujeto en quien se va a realizar el registro, coloque los electrodos para registrar el ECG en derivación I. Una vez colocados, haga un registro para cerciorarse de que todo está en orden. Ahora coloque la banda para registro de la respiración en la parte superior del abdomen (figura 34.2); puede colocarse sobre la ropa, sólo asegúrese de que la banda no quede floja ni tampoco muy ajustada. Realice de nuevo un registro para verificar que todo esté en orden. El registro obtenido durante la respiración es una onda lenta que asciende en la inspiración y desciende en la espiración; se Figura 34.2 Colocación de la banda para el registro de la respiración. Chart [Documento 1: Vista Chart] Archivo Edición Configuración Comandos Macro Ventana Ayuda x 1 2 1 Canal: 1 Agregar Comentario 20 Sin muestreo ECG + – Sin muestreo Frecuencia + – Sin muestreo Respiración + – Sin muestreo Pulso + – –20 M Iniciar 10:1 971M Figura 34.1 Pantalla para registro de ECG, frecuencia cardíaca, respiración y pulso. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 34 Relación del electrocardiograma con la respiración y el pulso 203 Input Amplifier Range: 100 mV Input 1 –7.13 mV AC Coupled 60 Low Pass: 40 20 Hz 20 Mains Filter mV 0 –20 Positive –40 Negative –60 Invert Units... Display Offset... Figura 34.3 Pod Scan OK Cancel Registro de la respiración. observa más fácil con una compresión de 10 o 5:1 (figura 34.3). Por último, coloque el transductor para registro del pulso periférico (figura 34.4) en el dedo índice o medio de la mano derecha; en este caso tampoco debe sujetarse el transductor de modo muy ajustado. Para asegurarse de que se registra adecuadamente la frecuencia, lleve a cabo los mismos pasos que se explican en la Práctica 32. • En el canal 2 presione el puntero a la derecha del título de frecuencia. • En el menú que se despliega seleccione Entrada calculada; esto abre un cuadro de registro en el que aparece la señal del ECG en el lado izquierdo (véase la figura 32.9). • Mueva la línea horizontal que aparece, de manera que sea atravesada sólo por las ondas R; esto permitirá que el programa determine la frecuencia cada vez que ocurre una onda R; mida el intervalo entre dos ondas R y calcule la frecuencia momentánea. • Cierre esta ventana y regrese a la ventana de registro. • A manera de prueba, efectúe un registro y verifique si se registra adecuadamente la frecuencia. • Si durante el registro la frecuencia es exageradamente elevada o baja, repita el procedimiento y asegúrese de que la línea horizontal sea atravesada sólo por las ondas R. U Variación de la frecuencia cardíaca durante la inspiración y la espiración • Realice un registro por unos 20 s y observe cómo varía la frecuencia en la inspiración y la espiración; si desea hacer más patentes los cambios, pida al sujeto que respire profundamente. ¿Cómo varía la frecuencia cardíaca durante las fases de la respiración? ¿Qué nombre recibe esta variación de la frecuencia cardíaca con la respiración? Figura 34.4 Colocación del transductor de pulso. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 204 Manual de laboratorio de fisiología ¿Es normal? ¿A qué corresponde la muesca dicroica? Explique la causa de esta variación. ¿Cómo variaría el registro si en lugar de registrar en una arteria digital registrara en la arteria radial? U Relación entre el ECG y el pulso periférico • Efectúe de nuevo un registro y vea en qué fase del ECG ocurre el pulso periférico. • Dibuje el registro del ECG y del pulso y relaciónelos en el tiempo. Ahora, concentrándose sólo en el registro del pulso periférico, observe cómo varía éste cuando se eleva el brazo por arriba de la cabeza y qué ocurre cuando se vuelve a bajar el brazo. Describa y explique el registro. Ahora obstruya el flujo de sangre a los dedos presionando en la muñeca la arteria radial y vea cómo se modifica el registro. Luego ocluya la arteria cubital y observe el resultado. Por último, ocluya las dos arterias. Describa y explique los registros obtenidos. ¿Puede identificar la muesca dicroica en el registro de pulso? Señálela en un dibujo. • Estas situaciones ejemplifican lo que ocurre en la vida diaria y los continuos ajustes que deben realizarse para mantener un adecuado riego sanguíneo. Retire el transductor de pulso del dedo y colóquelo en otras arterias; pruebe en diferentes puntos del brazo y en la carótida. Para hacer estos registros presione el transductor sobre la arteria que está registrando, ya que no es posible fijarlo. Describa las variaciones que observa en los diferentes registros. CONCLUSIONES Escriba los datos que considere relevantes. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 35 Electrocardiografía y fonocardiografía Competencias • Identificar los ruidos cardíacos mediante la auscultación. • Registrar un fonocardiograma identificando el primero y el segundo ruidos cardíacos y relacionar el registro con el electrocardiograma y la onda de pulso periférica. Revisión de conceptos primer ruido cardíaco— y la del cierre de las válvulas aórtica y pulmonar causantes del segundo ruido cardíaco. La exploración de los r uidos cardíacos permite valorar el funcionamiento valvular. En algunos individuos normales es posible escuchar un tercer ruido cardíaco durante la fase en que se llenan rápidamente los v entrículos. Otro hallazgo normal en algunos sujetos es el desdoblamiento del segundo ruido, que por ser normal se denomina desdoblamiento fisiológico, y se debe a que las válvulas aórtica y pulmonar no se cierran al mismo tiempo. Además de los r uidos cardíacos normales, también pueden escucharse ruidos anormales como los s oplos y el cuarto ruido cardíaco. La sangre que llega al co razón permanece en las a urículas hasta que la diferencia de presión auriculoventricular es favorable a ést as, lo que determina que se abran las válvulas auriculoventriculares. La sangre pasa entonces a los v entrículos, las vál vulas auriculoventriculares se cierran y las válvulas aórtica y pulmonar se abren para que la sangre pase a la circulación sistémica y a la p ulmonar, respectivamente. Cuando la presión en la aorta y la arteria pulmonar es mayor que en el ventrículo correspondiente, las válvulas se cierran de nuevo. Tanto la actividad cardíaca como el flujo de sangre ocasionan ruido al producirse; de estos ruidos normalmente es posible efectuar la auscultación del cierre de las vál vulas auriculoventriculares mitral y tr icúspide —que origina el ACTIVIDADES U donde se dirige la sangre una vez que ha pasado la válvula. En la figura 35.1 se indican los sitios donde debe colocarse el estetoscopio para auscultar el corazón, y se señala también cuál es la válvula que se escucha mejor en cada uno de ellos. No obstante, téngase en cuenta que en todos los sitios de auscultación se escuchan los dos ruidos cardíacos. Auscultación de los ruidos cardíacos Antes de iniciar el registro correspondiente a esta práctica, el alumno debe aprender a reconocer los ruidos cardíacos; para esto utilice los estetoscopios comunes que se le proporcionen y escuche los ruidos cardíacos en usted mismo y sus compañeros. Como los sonidos se transmiten en dirección del flujo sanguíneo, los ruidos cardíacos se escuchan mejor en las zonas hacia • Zona de la válvula aórtica. Segundo espacio intercostal derecho en el borde esternal. 205 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 206 Manual de laboratorio de fisiología VÁLVULA PULMONAR Segundo espacio intercostal Segundo espacio intercostal Tercer espacio intercostal VÁLVULA AÓRTICA Cuarto espacio intercostal VÁLVULA MITRAL Quinto espacio intercostal (apical mitral) VÁLVULA TRICÚSPIDE Figura 35.1 Focos de auscultación del corazón. • Zona de la válvula pulmonar. Segundo espacio intercostal izquierdo en el borde esternal. • Foco pulmonar secundario. Tercer espacio intercostal izquierdo en el borde esternal. • Zona de la válvula tricúspide. Cuarto espacio intercostal izquierdo en el borde esternal. • Zona de la válvula mitral. Ápex cardíaco en el quinto espacio intercostal izquierdo a nivel de la línea media clavicular. Técnica de auscultación. Los ruidos cardíacos son de frecuencia baja (aproximadamente 50 Hz) y de poca intensidad, por lo que se requiere un ambiente silencioso. Asegúrese de que el sujeto en quien se van a explorar los ruidos cardíacos esté en posición cómoda. Coloque el diafragma del estetoscopio directo en la piel; si se apoya sobre la ropa, el roce con ésta produce ruidos agregados que impiden escuchar bien los ruidos cardíacos. Proceda con calma y escuche un ruido a la vez; identifique el primer ruido cardíaco que a menudo se describe como un “lub” ligeramente prolongado, seguido de una pausa corta. Enseguida, identifique el segundo ruido cardíaco descrito como un “dup” más corto y más agudo, seguido de una pausa más larga. Escuche los ruidos en los cinco focos de auscultación, pero no brinque de un foco a otro; siga una secuencia que podría ser de la base a la punta o de ésta a la base. ¿Qué origina el primer ruido cardíaco? ¿Qué origina el segundo ruido cardíaco? Un soplo por insuficiencia aórtica, ¿se escucha entre el primero y el segundo ruidos o entre el segundo y el primero? En ocasiones se escucha un tercer ruido cardíaco. ¿En qué fase del ciclo cardíaco ocurre —sístole o diástole— y qué lo produce? En condiciones patológicas se puede oír un cuarto ruido cardíaco. ¿Cuál es la relación temporal de este ruido con el primero y el segundo ruidos y qué lo ocasiona? U Registro de electrocardiograma, fonocardiograma y pulso Una vez que se ha familiarizado con los ruidos cardíacos, proceda a realizar el registro simultáneo del ECG, los ruidos cardíacos y el pulso periférico para determinar cómo se relacionan en el tiempo. Seleccione a un voluntario varón para el registro, pídale que se acueste lo más cómodamente posible y que se despoje de reloj, pulseras y cualquier otro objeto de metal. El equipo necesario incluye: • Unidad Power Lab. • Bioamplificador. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 35 Electrocardiografía y fonocardiografía Figura 35.2 • • • • Estetoscopio electrónico. 207 Figura 35.3B Cable para electrodos. Electrodos para registro del ECG. Estetoscopio electrónico. Transductor de pulso. Coloque en el voluntario los electrodos para registro en DI; recuerde limpiar antes la piel y frotar con las almohadillas abrasivas. Puede utilizar los electrodos de pinza; en este caso aplique gel sobre la placa metálica o bien utilizar electrodos desechables. Antes de colocar los electrodos, limpie la piel con alcohol y frote ligeramente con las almohadillas abrasivas. Coloque el transductor de pulso en la falange distal del dedo medio o índice, con el diafragma sobre la cara palmar del dedo, y sujete con la cinta de velcro; la sujeción debe ser firme pero sin impedir el riego sanguíneo. El transductor, que debe estar conectado al canal 2, se halla provisto de un diafragma que detecta los cambios de volumen provocados por las variaciones del riego sanguíneo. Para registrar los ruidos cardíacos utilícese un estetoscopio electrónico (figura 35.2), que detecta los sonidos y los amplifica, por lo que se escuchan más fuerte que con un estetoscopio ordinario. Además, posee un transductor que transforma la energía acústica en corriente eléctrica para registrar el ruido. El estetoscopio debe estar conectado al canal 3. El estetoscopio electrónico posee algunos controles que se deben conocer para hacer el registro y que se muestran en las figuras 35.3 A, B y C. Figura 35.3C Botón de encendido y apagado. Es un pequeño abultamiento localizado en la parte superior del aparato; con presión suave se enciende o apaga. El estetoscopio se apaga de manera automática después de 3 minutos, de manera que si se está escuchando y registrando y de repente ya no se escucha nada ni hay registro, significa que se activó el apagado automático; en este caso, enciéndalo de nuevo presionando el botón. Filtros. El estetoscopio posee un filtro de alta frecuencia (H) y uno de baja (L); para escuchar los ruidos cardíacos debe estar activado el filtro de baja frecuencia. Éste se selecciona con un pequeño selector localizado en la parte inferior; la letra L debe estar visible en este sitio. Volumen. En la parte inferior también se halla el control del volumen. Girándolo en dirección de la flecha disminuye el volumen; siempre inicie con el volumen al mínimo, el cual por lo general es suficiente para escuchar los ruidos cardíacos. NO JUEGUE A AUMENTAR EL VOLUMEN MIENTRAS ALGUIEN TIENE EL ESTETOSCOPIO COLOCADO EN LOS OÍDOS, YA QUE LE PUEDE PRODUCIR LESIONES AUDITIVAS. Figura 35.3A lnicio del programa e instrucciones generales. Si el programa aún no ha iniciado en su computadora, haga clic en el ícono de acceso directo a Chart 5. En la pantalla que aparece se abre una pequeña ventana; haga clic en el archivo Experiments Gallery (Galería de Experimentos) y de la lista seleccione ECG + FONOCARDIOGRAFÍA; una vez abierta la pantalla amplíela haciendo clic en el botón del extremo superior derecho. Si no aparece esta ventana vaya a Archivo en la barra de herramientas y seleccione Experi- Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 208 Manual de laboratorio de fisiología Document 1: Chart View(IdIe) Channel: 1 1 Coment Add 1k /s 20 100 100 uV PCG First sound Second sound mV 50 0 –50 One cardiac cycle + – –100 –20 M 16.5 17 17.5 18 18. Start 1:1 Figura 35.4 Registro de los ruidos cardiacos. ments Gallery; en la nueva ventana que aparece abra el archivo Experiments Gallery y seleccione ECG + FONOCARDIOGRAFÍA. Aparece una pantalla con tres canales para registro que corresponden a ECG, fonocardiograma y pulso. Como el lector ya está habituado a la técnica de registro del ECG y el pulso periférico, la siguiente actividad tiene como propósito familiarizarse con el registro del fonocardiograma. Figura 35.5 Fonocardiograma. El registro se realiza en el canal 2; en el 1 y el 3 por ahora se verá interferencia. El sujeto a quien se le registrarán los ruidos cardíacos puede estar sentado, pero es mejor que se halle acostado. Asegúrese de que en el estetoscopio electrónico el volumen esté al mínimo girando el control en dirección de la flecha; colóquelo en los oídos y verifique si está encendido, y en caso contrario presione el botón de encendido en la parte superior. Amplificación de un registro de ECG, fonocardiograma y pulso periférico. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 35 Electrocardiografía y fonocardiografía El diafragma del estetoscopio debe colocarse directo en la piel del sujeto; si se hace sobre la ropa, los sonidos agregados son amplificados por el estetoscopio e impiden escuchar de manera adecuada y hacer un buen registro. Otro punto por considerar es la presión que se ejerce sobre el estetoscopio, el cual debe colocarse firme sobre la piel pero sin presionar demasiado; si se aplica demasiada presión ocurre interferencia que impide escuchar adecuadamente y hacer un buen registro. Coloque el diafragma del estetoscopio sobre uno de los focos de auscultación descritos con anterioridad y trate de identificar los sonidos. Una vez identificados correlaciónelos con el registro de la pantalla y muestre a sus compañeros la parte del registro que corresponde al primero y al segundo ruidos cardíacos. El registro obtenido debe ser semejante al observado en la figura 35.4. Practique hasta que obtenga un registro adecuado. Una vez obtenido un dato adecuado, registre colocando el estetoscopio en cada uno de los cinco focos de auscultación; anote en Comentarios el foco en el que se esté registrando y después compare los registros obtenidos y describa las diferencias. Enseguida, realice el registro simultáneo de ECG, fonocardiograma y pulso. Coloque los electrodos para registro de ECG en derivación 1. Si utiliza los electrodos de pinza recuerde aplicar gel 209 sobre la placa de metal, aunque también puede usar los electrodos desechables. Una vez colocados los electrodos haga un registro de prueba para asegurarse que todo esté en orden. A continuación coloque el transductor de pulso y registre brevemente para verificar que todo funcione bien. Coloque el diafragma del estetoscopio sobre uno de los focos de auscultación y registre simultáneamente pulso, ECG y fonocardiograma por 20 a 30 segundos. Coloque el cursor en la parte inferior de la pantalla sobre la escala de tiempo y manteniendo presionado el botón del ratón, elija una sección nítida del registro en los tres canales que abarque los ciclos cardíacos completos. Haga clic en el zoom en medio de la parte superior y analice el registro; debe ser semejante al de la figura 35.5. Explique cómo se relacionan en el tiempo los componentes del electrocardiograma con la actividad mecánica del cierre de las válvulas y el máximo de presión del pulso periférico. CONCLUSIONES Escriba los datos que considere relevantes. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 36 Efectos cardiovasculares del ejercicio Competencia • Registrar el electrocardiograma, la presión arterial, la frecuencia cardíaca, el flujo sanguíneo, la frecuencia respiratoria y la temperatura en un sujeto en estado de reposo y mientras realiza ejercicio; comparar los resultados y fundamentar las variaciones. Revisión de conceptos La sangre circula por todo el organismo debido a la función de bomba del corazón; sin embargo, la cantidad de s angre que el co razón debe bombear por minuto —gasto cardíaco— varía de ac uerdo con las necesidades co rporales. Por otro lado, no todos los órganos reciben la misma ca ntidad de sangre en un momento dado; la cantidad que llega a cada órgano o tejido en particular depende de sus necesidades, lo cual se regula por el sistema nervioso autónomo que controla la distribución de s angre a los dif erentes órganos y t ejidos modificando el diámetro de los vasos. Otra vía de regulación ocurre a nivel local mediante los cambios en la cantidad de oxígeno, dióxido de carbono y pH; el a umento del dióxido de carbono o la dismin ución del oxígeno del pH p roducen vasodilatación, y por lo tanto aumento del riego sanguíneo local. Estos cambios en la función del corazón y la distribución corporal de s angre se observan claramente durante el ejercicio, cuando las necesidades de o xígeno y nutrimentos aumentan provocando aumento del gast o cardíaco y de la presión arterial sistémica con redistribución del r iego sanguíneo que favorece al músculo esquelético. ACTIVIDADES El equipo necesario para realizar esta práctica incluye: • • • • • • • • y se talla con las almohadillas abrasivas; una vez hecho lo anterior se colocan los electrodos. Si se van a usar electrodos de pinza hay que poner gel conductor en la placa metálica; si se usan electrodos desechables, ya traen el gel incluido. Se conectan los electrodos al cable correspondiente y al conector de los cables para registro en el canal 3. Fije los cables a la ropa del sujeto para evitar que se muevan y provoquen interferencia. Después de colocar los electrodos se pone el transductor de pulso en la mano dominante a nivel de la falange distal del dedo medio, de manera que la membrana haga contacto con la superficie palmar del dedo, y se asegura con la cinta de velcro, firmemente pero sin apretar, para no obstruir la circulación. El transductor de pulso debe estar conectado al canal 4 de la unidad Power Lab. Unidad Power Lab. Bioamplificador. Cable para electrodos. Electrodos para registro del ECG. Transductor de pulso. Interfaz de temperatura. Electrodo para registro de temperatura cutánea. Esfigmomanómetro. El voluntario en quien se hará el registro deberá quitarse todo objeto de metal, como aretes, anillos, reloj, etc. Antes de colocar los electrodos para registro del ECG en DI se limpia la piel con alcohol 211 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 212 Manual de laboratorio de fisiología El electrodo para registro de la temperatura corporal se fija con cinta adhesiva en la cara palmar de un dedo en la mano no dominante; este electrodo está conectado a la interfaz, que a su vez debe estar conectada en el canal 1 de la unidad Power Lab. Ahora coloque el esfigmomanómetro para registro de la presión arterial en el brazo no dominante del voluntario. Una vez hecho lo anterior, el voluntario debe estar sentado, relajado, con las manos sobre las piernas. U Inicio del programa e instrucciones generales Si el programa aún no se ha iniciado en su computadora, haga clic en el ícono de acceso directo a Chart 5 en la pantalla del escritorio. En la nueva pantalla que se despliega se abre una pequeña ventana; haga clic en el archivo Experiments Gallery (Galería de Experimentos), y de la lista seleccione Efectos del ejercicio; una vez abierta la pantalla amplíela con un clic en el botón del extremo superior derecho. Si no aparece esta ventana vaya a Archivo en la barra de herramientas y seleccione Experiments Gallery (Galería de Experimentos); en la nueva ventana que aparece abra el archivo Experiments Gallery y seleccione Efectos del ejercicio. La pantalla que aparece (figura 36.1) tiene cuatro canales para registro con los nombres: temperatura, frecuencia cardíaca, ECG y flujo sanguíneo. También aparecen cuatro pequeñas ventanas con estos parámetros para su fácil visualización; mueva estas ventanas a la parte superior derecha para que no obstruyan el registro. Presione la flecha a un lado del nombre ECG en el canal 3 y seleccione bioamplificador. En la ventana que se abre observe que el registro del ECG sea adecuado; si es necesario cambiar el nivel, hágalo; la señal debe ocupar la mitad o dos tercios del área de registro. Una vez hechos los ajustes necesarios cierre esta ventana. En el canal 2, frecuencia cardíaca, se calcula la frecuencia a partir del registro del canal 1. Presione el botón a la derecha del nombre, y de la lista que se despliega seleccione Entrada calcula- Figura 36.1 da. Vea que la ventana que se abre aparece dividida en dos (figura 36.2). Del lado izquierdo está el registro del ECG, al cual atraviesa una línea horizontal. El programa detecta cada vez que un potencial atraviesa esta línea, mide cuánto tiempo pasa hasta que otro potencial lo atraviesa y calcula la frecuencia con la fórmula f = l/ período. Por ello es importante que esta línea horizontal se ajuste para que se atraviese sólo una vez con cada ciclo cardíaco; de lo contrario, el cálculo es equivocado. Ajuste esta línea si es necesario, cierre la ventana y vaya a la pantalla de registro. En el canal 1 se registra la temperatura y en el canal 4 el flujo sanguíneo a partir del cambio de volumen del dedo. Presione el botón a la derecha del nombre Flujo sanguíneo, seleccione amplificador de entrada, note la señal de registro y haga los ajustes necesarios para que la señal ocupe la mitad o dos tercios del área de registro con el voluntario sentado, en reposo y con las manos sobre las piernas; cierre la ventana y regrese a la pantalla de registro. U Efectos del ejercicio Antes de iniciar el ejercicio es necesario obtener los valores basales. Con el sujeto en reposo y relajado tome la presión arterial y la frecuencia respiratoria y anote el resultado en el cuadro correspondiente en la sección de Análisis. Si lo requiere, revise la técnica para la toma de presión arterial en la Práctica 39. Presione Iniciar, escriba Reposo en Comentarios y presione Enter para que se agregue; registre por 15 s. Presione Detener. Enseguida se pide al voluntario que realice algún ejercicio. Un compañero deberá sostener los cables de los electrodos para evitar que se desprendan o se muevan. Pida al voluntario que durante dos minutos haga el ejercicio seleccionado, por ejemplo, hacer sentadillas o subir y bajar un escalón. De inmediato después de terminar el ejercicio pida al voluntario que se siente y se relaje; mientras, un compañero toma la presión arterial, otro toma la frecuencia respiratoria y al mismo tiempo se presiona Iniciar para registrar; agregue recuperación en Pantalla de inicio con cuatro canales para registro. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 36 Efectos cardiovasculares del ejercicio Display 2 Raw Data Ch: 1 213 Ratemeter 10.5mV 66.2BPM 120 H R(BPM) T 100 ECG(mV) 160 120 80 40 0 80 60 –40 40 Baseline Tracking: Slow Range: Fast Input Amplifier... Figura 36.2 Average: Units... 1 200BPM Range: 200mV Cancel OK Ventana de diálogo para ajuste del cálculo de la frecuencia cardíaca a partir del registro del ECG. Comentarios y presione Enter; registre por lo menos por dos minutos. Luego de ese tiempo se toma de nuevo la presión arterial y la frecuencia respiratoria; en este momento se puede detener el registro, a menos que el voluntario todavía no haya regresado a la normalidad; en ese caso continúe registrando. Presione Detener y guarde su registro si lo desea. La parte del ECG que incluye cada uno de estos parámetros, así como su valor normal, se pueden consultar en la práctica 32, figura 32.2. Repita las mediciones anteriores seleccionando un trazo del ECG; inmediatamente después de terminar el ejercicio, a los 30, 60, 90 y 120 s luego del ejercicio, y anote los resultados en el cuadro 36.2. Análisis Cuadro 36.2 • Informe los valores obtenidos en el cuadro 36.1. Cuadro 36.1 Cambios en el ECG secundarios al ejercicio Después del ejercicio Efectos del ejercicio Parámetro Después del ejercicio Parámetro Reposo 0 1 min 2 min Presión arterial Reposo 0s 30 s 60 s 90 s 120 s Intervalo PR Duración de QRS Segmento ST Frecuencia cardíaca Intervalo QT Frecuencia respiratoria Segmento TP Temperatura Flujo sanguíneo El flujo sanguíneo se obtiene midiendo la amplitud máxima del registro. • Seleccione un trazo del ECG durante la fase de reposo, amplifique la selección utilizando la opción de zoom de la barra de herramientas; mida los siguientes parámetros mediante la marca M y el cursor, y anote el resultado correspondiente: Duración del intervalo PR. Duración del QRS. Duración del segmento ST. Duración del intervalo QT. Duración del segmento TP. • ¿A qué fase del ciclo cardíaco corresponde el segmento TP? • ¿Cómo se encuentra eléctricamente el miocardio durante el segmento ST? • ¿Qué representa el intervalo PR? • ¿Qué representa el QRS? • ¿Qué representa el intervalo QT? • ¿Cómo se modifica la frecuencia cardíaca con el ejercicio? • ¿Qué parte del ECG modifica en mayor proporción su duración como consecuencia del ejercicio? • ¿Cómo ocurre la regulación nerviosa de la frecuencia cardíaca? • ¿Cómo se modifica el flujo sanguíneo inmediatamente después del ejercicio en relación con el valor de reposo? • Explique el resultado de la respuesta anterior. • ¿Cómo se modifica el flujo sanguíneo durante la fase de recuperación después del ejercicio? Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 214 Manual de laboratorio de fisiología • Explique el resultado de la respuesta anterior. • Explique los cambios en la presión arterial que ocurren como consecuencia del ejercicio. • Explique los cambios en la frecuencia respiratoria que se observan durante el ejercicio. • Explique los cambios en la temperatura corporal que ocurren como consecuencia del ejercicio. U Flujo sanguíneo después de ejercitar la mano Para este ejercicio el voluntario deberá estar sentado y relajado. Tome la presión arterial y la frecuencia respiratoria en reposo y anote los valores en el cuadro de la sección de Análisis. Presione Iniciar, escriba Reposo en Comentarios y luego pulse Enter. Registre por 20 s y detenga el registro. Pida al voluntario que comprima una pelota de goma con la mano en donde se encuentra el transductor de pulso hasta que sienta fatiga muscular; en ese momento detenga el ejercicio, tome la presión arterial y la frecuencia respiratoria e inicie el registro. Escriba Recuperación en Comentarios y registre por dos minutos o hasta que la amplitud del flujo sanguíneo regrese a la normalidad. A los dos minutos tome la presión arterial y la frecuencia respiratoria. Si está guardando sus registros, hágalo ahora. Análisis • Vaya a su registro y obtenga los valores solicitados en el cuadro 36.3. • ¿Cómo varía el flujo sanguíneo inmediatamente después del ejercicio en relación con el valor de reposo? • ¿Cómo se modifica el flujo sanguíneo durante la fase de recuperación? Cuadro 36.3 Efectos del ejercicio Después del ejercicio Parámetro Reposo 0s 30 s 60 s 90 s 120 s Presión arterial Frecuencia cardíaca Frecuencia respiratoria Temperatura Flujo sanguíneo • Los músculos activos durante este ejercicio se encuentran principalmente en el antebrazo y algunos músculos pequeños de la mano. ¿Esperaría que el flujo sanguíneo para estos músculos aumente durante el ejercicio realizado? • La masa muscular del antebrazo es más pequeña que la masa muscular de las extremidades inferiores. ¿Considera que durante el ejercicio realizado fue necesario redireccionar la sangre de vísceras y piel hacia los músculos del antebrazo? • Explique los valores obtenidos en la frecuencia cardíaca cuando se ejercita una mano y compárelos con los cambios observados cuando se ejercita todo el cuerpo. • Haga el ejercicio anterior con la presión arterial, la frecuencia respiratoria y la temperatura corporal. CONCLUSIONES Escriba los datos que considere relevantes. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 37 Respuesta cardiovascular a la inmersión en agua (buceo) Competencia • Registrar y analizar los cambios que ocurren en la frecuencia cardíaca y en la circulación periférica durante la inmersión en agua (buceo) y compararlos con los cambios cardiovasculares que ocurren cuando se sostiene la respiración. Revisión de conceptos En la mayor parte de los t etrápodos ocurre reducción de la frecuencia cardíaca —bradicardia— y de la cir culación periférica al detener la respiración mientras están sumergidos en el agua. L a magnitud de est as respuestas varía mucho entre las diferentes especies; la más e vidente se observa en las ballenas. En esta práctica de laboratorio se investiga esta respuesta en humanos durante un simulacro de buceo o inmersión en el agua. ACTIVIDADES El equipo requerido para estas actividades incluye: • • • • • • U abierta la pantalla amplíela con un clic en el botón del extremo superior derecho. Si no aparece esta ventana, vaya a Archivo en la barra de herramientas y seleccione Experiments Gallery; en la nueva ventana que aparece abra el archivo Experiments Gallery y seleccione RESPUESTA AL BUCEO. La pantalla que aparece tiene dos canales para registro con los nombres: pulso y frecuencia cardíaca. También aparecen dos pequeñas ventanas que muestran el tiempo transcurrido y la frecuencia cardíaca; mueva estas ventanas a la parte superior derecha para que no obstruyan el registro. Se coloca el transductor de pulso en la falange distal del dedo medio del voluntario fijándolo con la cinta de velcro, y se asegura que se encuentre conectado al canal 1 de la unidad Power Lab. Presione Iniciar y observe el registro. Debe ocupar la mitad o dos terceras partes del área de registro; haga los ajustes necesarios si se requieren y detenga el registro. En el canal 2 se registra la frecuencia cardíaca a partir del pulso. Presione el botón a la derecha del nombre del canal y en la ventana que aparece ajuste la línea horizontal en el lado izquierdo Unidad Power Lab. Transductor de pulso. Transductor de respiración. Esfigmomanómetro. Termómetro. Recipiente con agua de tamaño suficiente para sumergir la cabeza. Inicio del programa e instrucciones generales Si el programa aún no se ha iniciado en su computadora, haga clic en el ícono de acceso directo a Chart 5 en la pantalla del escritorio. En la nueva pantalla que se despliega se abre una pequeña ventana; haga clic en el archivo Experiments Gallery (Galería de Experimentos), y de la lista seleccione RESPUESTA AL BUCEO; una vez 215 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 216 Manual de laboratorio de fisiología para que sólo se atraviese una vez en cada registro del pulso. Para una explicación más detallada de este procedimiento vaya a la Práctica 32, figura 32.9. U Efecto de la respiración sostenida sobre la frecuencia cardíaca Pida al voluntario que se mantenga sentado y relajado, presione Iniciar, escriba Reposo en Comentarios, presione Enter y registre por 30 s. Mientras está registrando, pida al voluntario que haga dos respiraciones profundas, exhale parcialmente y sostenga la respiración por 30 s, poniendo la cabeza sobre la mesa del laboratorio. Cuando comienza a sostener la respiración escriba Respiración sostenida en Comentarios y presione Enter. Al finalizar los 30 s de sostener la respiración escriba Recuperación en Comentarios, presione Enter y continúe registrando por otros 30 s. Presione Detener. U Efecto de la inmersión en agua (buceo) sobre la frecuencia cardíaca Para este ejercicio se requiere un recipiente con agua fría (unos 15°C); se puede utilizar hielo para enfriar el agua. Coloque un termómetro en el recipiente para monitorear la temperatura. El voluntario se coloca enfrente del recipiente con agua y permanece en reposo. Presione Iniciar y escriba Reposo en Comentarios, presione Enter y registre por 30 s. Con cuidado de no mover ni mojar el transductor de pulso, pida al voluntario que haga una respiración profunda, exhale parcialmente el aire, sostenga la respiración y sumerja la cara por completo en el agua. Presione Iniciar, escriba Inmersión en Comentarios y presione Enter. Registre hasta que el sujeto no pueda permanecer más en el agua. El resto de los compañeros deberá guardar silencio para evitar que se produzca ansiedad en el voluntario; además, uno de los compañeros da una palmada en la Cuadro 37.1 espalda del voluntario cada 10 s para ayudarlo a tener conciencia del tiempo transcurrido. El voluntario puede detener la inmersión en cualquier momento que lo desee si no se siente bien. Una vez que el sujeto saca la cara del agua se escribe Recuperación en Comentarios, se presiona Enter y se continúa registrando por lo menos durante 30 s. Repita el procedimiento con otros compañeros y anote los resultados en el cuadro de la sección de Análisis. Análisis Anote en el cuadro 37.1 los valores obtenidos. • Compare los valores obtenidos cuando se sostiene la respiración con los valores de cuando se realiza la inmersión en agua. • ¿Qué factores pueden explicar la diferencia entre sostener la respiración y la situación simulada de bucear? • Compare los porcentajes de variación en la frecuencia cardíaca con la respiración sostenida y la inmersión en agua entre los diferentes sujetos que realizaron el procedimiento. ¿Son semejantes los resultados? • ¿Considera que la respuesta de bradicardia durante la inmersión en agua tiene ventajas o desventajas para el buceo? Explique su respuesta. U Efecto de sostener la respiración sobre la frecuencia cardíaca y la circulación periférica Cierre el archivo anterior, si lo desea guarde antes los datos en un disco. Vaya a Experiments Gallery (Galería de Experimentos) y abra el archivo RESPUESTA AL BUCEO 2. La pantalla que aparece tiene tres canales para registro; los dos primeros son iguales al ejercicio anterior y en el tercero se registra la variación en el volumen de la pierna utilizando el transductor de respiración. Los voluntarios para este ejercicio quizá prefieran utilizar bermudas para esta actividad. Registro de la frecuencia cardíaca Respiración sostenida Sujeto Reposo 15 s 30 s Recuperación Inmersión (buceo) Reposo 15 s 30 s 1 2 3 4 5 Descargado por JM Occupational ([email protected]) Recuperación lOMoARcPSD|24440723 Práctica 37 Respuesta cardiovascular a la inmersión en agua (buceo) Coloque el transductor de presión igual que en el ejercicio anterior. Ponga el transductor para respiración en la pierna y coloque el esfigmomanómetro en el muslo, en la misma extremidad donde se colocó el transductor de respiración. El transductor de respiración mide cambios de volumen; en este caso se utiliza para medir el cambio de volumen de la pierna como consecuencia de variaciones en la circulación periférica. Presione Iniciar, escriba Reposo en Comentarios, presione Enter y registre por 15 s. Después de este tiempo pida a algún miembro del equipo que infle el esfigmomanómetro a una presión de 60 mmHg; escriba Presión en Comentarios y presione Enter. Después de 30 s el esfigmomanómetro se desinfla; escriba Desinflar en Comentarios y presione Enter. Pida al voluntario que haga dos respiraciones profundas, exhale parcialmente el aire y sostenga la respiración por 30 s con la cabeza descansando sobre la mesa. Al comenzar a sostener la respiración escriba Respiración sostenida en Comentarios y presione Enter. A los 20 s de sostener la respiración infle de nuevo el esfigmomanómetro hasta 60 mmHg y manténgalo por 30 s; escriba Presión en Comentarios. Es importante que en todas las ocasiones el esfigmomanómetro se infle exactamente hasta 60 mmHg. Después de los 30 s de sostener la respiración escriba Recuperación en Comentarios y presione Enter, y a los 30 s realice de nuevo la maniobra de inflar el esfigmomanómetro; una vez terminado presione Detener. U Efecto de la inmersión en agua (buceo) sobre la frecuencia cardíaca y la circulación periférica De nuevo se utiliza el recipiente con agua fría y el voluntario se coloca delante del recipiente. Con el voluntario relajado presione Iniciar; escriba Reposo en Comentarios, presione Enter y registre por 15 s; en este momento realice de nuevo la maniobra del esfigmomanómetro mientras continúa registrando; después de desinflarlo registre por 20 s adicionales. Cuadro 37.2 Pida al sujeto que efectúe una respiración profunda, exhale parcialmente el aire, sostenga la respiración y sumerja la cara en el recipiente con agua; presione Iniciar, escriba Inmersión en Comentarios y después presione Enter; registre durante el tiempo que el sujeto pueda mantenerse con la cara sumergida en el agua. Después de 20 s realice de nuevo la maniobra con el esfigmomanómetro. Cada 10 s, un miembro del equipo deberá dar una palmada en la espalda al voluntario para que tenga conciencia del tiempo transcurrido. Si el voluntario se siente mal en cualquier momento, se detiene la actividad. Cuando el voluntario saca la cara del agua se escribe Recuperación en Comentarios y después de 20 s se realiza la maniobra del esfigmomanómetro, y al final se registra por 15 s adicionales. Presione Detener. Si es posible, realice el procedimiento por lo menos en otros dos miembros de su equipo. Análisis • Obtenga los valores de la frecuencia cardíaca durante las diferentes etapas de la actividad y anótelo en el cuadro 37.2. • Medición de la circulación periférica con base en el cambio de volumen de la pierna. Cuando se infla el esfigmomanómetro se obstruye el retorno venoso de la pierna, lo que provoca aumento de volumen. Cuando el esfigmomanómetro se desinfla, el volumen disminuye y la diferencia entre estos dos valores es lo que se toma en cuenta para ver los cambios en la circulación periférica. • Para obtener este valor ponga el marcador M en el punto en el que se comienza a desinflar el esfigmomanómetro, y el cursor en el valor más bajo que se alcanza (figura 37.1). • Determine el cambio relativo en el volumen de la pierna en reposo mientras se sostiene la respiración y durante la inmersión de la cabeza en agua y anote los resultados en los cuadros 37.3 y 37.4, respectivamente. Compare los resultados expresándolos como una proporción de los valores experimentales en relación con los valores de reposo. Registro de la frecuencia cardíaca Respiración sostenida Sujeto Reposo 15 s 30 s Recuperación 217 Inmersión (buceo) Reposo 15 s 1 2 3 4 5 Descargado por JM Occupational ([email protected]) 30 s Recuperación lOMoARcPSD|24440723 218 Manual de laboratorio de fisiología Archivo Edición Configuración legvolumedata: Zoom View Comandos t= Macro Ventana x 1 D1.325 2 1s Ayuda leg volume = 1.0 0.5 D-0.8372 leg volume ECG (mV) M 0.0 –0.5 –1.0 + – 1:42 1 2 3 4 Figura 37.1 Cuadro 37.3 Sujeto 5 6 13 1:44 7 8 9 1:46 10 11 12 1:48 13 14 15 16 Determinación de la variación en el volumen de la pierna. Efecto de sostener la respiración Reposo Respiración sostenida Recuperación Respiración sostenida/reposo Recuperación/ reposo Recuperación Buceo/reposo Recuperación/ reposo 1 2 3 4 5 Cuadro 37.4 Sujeto Efecto de la inmersión (buceo) Reposo Buceo 1 2 3 4 5 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 37 Respuesta cardiovascular a la inmersión en agua (buceo) U Registro de la circulación periférica • ¿Los resultados obtenidos al medir el volumen de la pierna sugieren que la circulación periférica se modifica al sostener la respiración? • ¿Cómo se modifica la circulación periférica durante la inmersión (buceo)? 219 • ¿Los resultados fueron iguales en todos los sujetos? • ¿Considera que esta respuesta durante la inmersión es una ventaja o desventaja para el buceo? Explique su respuesta. • ¿Cuánto tiempo dura el efecto de la inmersión sobre la circulación periférica? • ¿Cuánto tiempo dura el efecto de la inmersión sobre la frecuencia cardíaca? CONCLUSIONES Escriba los datos que considere relevantes. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 38 Hemodinamia Competencia • Analizar el efecto de la precarga, la resistencia periférica total, la capacidad contráctil del miocardio y la frecuencia cardíaca sobre la función de bomba del corazón y predecir los cambios en la función cardíaca cuando varía cada uno de estos parámetros, relacionándolo con la clínica. Revisión de conceptos La función de b omba del corazón se regula por medio de factores locales, así como también por factores nerviosos y hormonales que actúan básicamente modificando la p recarga, la r esistencia periférica total, la ca pacidad de co ntracción del miocardio y la f recuencia cardíaca. Cuando se modifica una de est as variables de inmediato se producen cambios en cada una de las o tras variables para llegar a un nuevo estado de equilibrio. En esta práctica se ejemplifican tanto las consecuencias inmediatas de modificar una variable —corazón aislado—, como las modificaciones que ocurren en el co razón intacto para alcanzar un n uevo estado de equilibrio. ACTIVIDADES se despliega seleccione Hemodinamia. Maximice la ventana con un clic en el cuadro que se encuentra en la esquina superior derecha. La imagen desplegada debe ser como la de la figura 38.1. En la pantalla aparecen tres cuadros para registrar: Para demostrar cómo afectan la precarga, la resistencia periférica total, la contractilidad del miocardio y la frecuencia cardíaca a la función de bomba del corazón, se utiliza un programa de computadora llamado HEMODINAMIA, que diseñó el Dr. Michael J. Davis del Departamento de Fisiología Médica del Texas A&M University System Health Science Center. Si este programa no puede utilizarse, los problemas que aquí se presentan pueden resolverse en forma manual haciendo los cálculos correspondientes. U • presión ventricular/aórtica en mmHg (superior izquierda) • volumen ventricular en ml (inferior izquierda) • curva de presión-volumen ventricular (derecha) En la parte inferior aparecen las cuatro variables que pueden ser modificadas: Inicio del programa e instrucciones generales • • • • Si el programa no está abierto en la pantalla de su computadora, haga clic en el ícono correspondiente en la pantalla del escritorio, o bien, con el botón seleccionar programas, y de la lista que precarga (preload) resistencia periférica total (TPR) contractilidad (contractility) frecuencia cardíaca (heart rate) 221 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 222 Manual de laboratorio de fisiología Figura 38.1 Pantalla de inicio del programa HEMODINAMIA. Observe que en estas cuatro variables hay un punto rojo en la escala, que representa el valor normal. En el lado derecho aparecen las funciones que se modifican al cambiar las cuatro variables del punto anterior: EDV = end diastolic volume = volumen diastólico final. ESV = end sistolic volume = volumen sistólico final. Observe que EDV-ESV es igual a SV = stroke volume = volumen por latido. HR = heart rate = frecuencia cardíaca. Observe que SV × HR es igual a CO = cardiac output = gasto cardíaco. TPR = total peripheric resistance = resistencia periférica total. En la parte inferior derecha hay cuatro botones que sirven para encender (ON) o apagar (OFF) las gráficas y sólo funcionan cuando se realiza un registro: Chart enciende y apaga las dos gráficas de la izquierda. PV Loop enciende y apaga la curva de presión-volumen. Diagram enciende y apaga los valores de la derecha (EDV; ESV; etcétera). Sliders enciende y apaga las cuatro variables de la izquierda (preload, TPR, etcétera). Durante la práctica no es necesario utilizar estos botones. Otros dos botones útiles son el de Pausa (pause), que detiene el registro, y Clear graph, que borra los gráficos e inicia de nuevo. El botón Act Tension se explicará más adelante. Observe que TPR × CO es igual a Pa = presión arterial media. Por último, Pdta corresponde a la presión diastólica aórtica que representa la poscarga (afterload). Observe que los parámetros relacionados con el corazón se muestran en negro y los relacionados con los vasos periféricos están en rojo. U Interpretación de las gráficas Inicie el registro con un clic en la flecha que se encuentra en la parte superior izquierda, o bien seleccione Operate y Run. Durante el desarrollo de la práctica seleccione Operate y Reinitialize all to default cada vez que quiera volver a los valores iniciales. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 38 Hemodinamia Inicie el registro y observe las gráficas; ahora detenga el registro dando clic en el botón rojo (Stop) que se localiza en la parte superior izquierda. En el registro superior izquierdo identifique la curva que corresponde a la presión aórtica y la que corresponde a la presión ventricular. Tomando en cuenta este registro: • ¿Cuál es el valor de las presiones aórticas diastólica y sistólica? Diastólica Sistólica mmHg. mmHg. mmHg. • ¿Cuál es la presión de pulso? mmHg. • ¿Cuál es la presión arterial media? • Detenga el registro y dibuje la curva de presión-volumen e identifique: Contracción isovolumétrica. Relajación isovolumétrica. Abertura de la válvula aórtica. Cierre de la válvula aórtica. Abertura de la válvula mitral. Cierre de la válvula mitral. Fase de expulsión. Volumen diastólico final. Volumen sistólico final. Calcule el volumen de latido ml. Calcule la fracción de expulsión %. Inicie de nuevo el registro y ahora presione el botón Act Tension y observe que aparece una línea roja en el registro de presiónvolumen; esta línea representa la máxima contracción isotónica que puede realizarse durante la fase de expulsión y se modifica al cambiar las propiedades contráctiles del miocardio. Es recomendable dejar visible esta línea durante toda la práctica. Presione el botón Clear Graph para limpiar el registro y el almacenamiento de datos en el sistema, y permita que se registren cuatro a cinco ciclos antes de presionar el botón de pausa. Aparece una línea azul en las gráficas de la izquierda y el cursor de la gráfica de presión-volumen también se vuelve azul. Estos dos marcadores sirven para establecer relaciones entre las gráficas de presión aórtica y ventricular, y volumen ventricular con la curva de presión-volumen durante las diferentes fases del ciclo cardíaco. Deslice la línea azul que aparece en la barra señalada como tiempo (Time) e identifique diferentes fases del ciclo cardíaco, por ejemplo, la abertura y cierre de las válvulas aórtica y mitral en las tres gráficas, e identifique cómo se corresponden los sucesos entre ellas. Si no se presionó el botón Clear Graph y no se vació el almacenamiento de datos, la precisión para localizar los diferentes puntos del ciclo cardíaco puede no ser buena. U Nota sobre el diseño de operación del programa Antes de iniciar con las siguientes actividades es importante notar que el programa está diseñado para funcionar en dos modos. CORAZÓN AISLADO (ISOLATED HEART ). En este modo es posible aislar el efecto de una sola variable; por ejemplo, la precarga, 223 para demostrar su efecto sin que varíen otros parámetros. Esta forma de funcionamiento ocurre cuando se selecciona una variable dando clic al círculo que está a la derecha de la variable; cuando se hace esto, las otras tres variables se inactivan. CORAZÓN INTACTO (INTACT HEART ). En este modo se pone de manifiesto cómo se comporta el corazón cuando se modifica una variable y se permite que las otras variables se modifiquen para llegar a un nuevo estado de equilibrio. Sin embargo, es importante recordar que el programa no toma en cuenta otros mecanismos de respuesta, como los barorreceptores y otros reflejos cardiovasculares extrínsecos, ni tampoco las respuestas humorales que se pueden desencadenar. Para trabajar en este modo, con el programa corriendo quite la selección de cualquier variable presionando el círculo a su derecha y vea que ocurren tres cambios: • Los cuatro parámetros de la izquierda están activos. • La etiqueta arriba de estos parámetros cambia a INTACT HEART (All variables active). • En la parte derecha, arriba de la presión arterial media (Pa), aparece una casilla que representa la presión aórtica diastólica y una flecha señalada como Poscarga (Afterload) que señala hacia el volumen sistólico final (ESV). Describa qué representa la poscarga y por qué la flecha señala hacia el volumen sistólico final. U Efectos que se producen al modificar la precarga en el corazón aislado Detenga el registro y vuelva a los valores iniciales seleccionando Operate y Reinitialize all to default. Inicie el registro y presione el botón Act Tension. El objetivo de esta actividad es observar cómo los cambios en la precarga modifican la función de bomba del corazón. Presione el botón a la derecha de precarga para trabajar en el modo de corazón aislado y con el valor de precarga en 5 mmHg (punto rojo); anote en el cuadro de la sección de Análisis los valores control de los diferentes parámetros que se dan a la derecha de la pantalla. Ahora aumente lo más rápido posible el valor de la precarga a 7.5 mmHg, o hasta que el volumen diastólico final llegue a 134 ml. Esto se puede hacer dando dos clic a la flecha de arriba de la barra que marca la presión o deslizando el indicador de la misma barra. El mejor resultado se obtiene si se aumenta la precarga al final de la fase de llenado, antes que inicie la contracción isovolumétrica; hacerlo requiere práctica. Permita que se registren cuatro o cinco ciclos y presione el botón de pausa. Observe cómo se modifica la curva de presiónvolumen. Si es necesario, borre el registro y repita el procedimiento hasta que tenga una imagen clara de los cambios que ocurren. Ahora registre en el cuadro los nuevos parámetros obtenidos después de modificar la precarga. Análisis Identifique los parámetros que cambiaron y explique en qué secuencia debieron ocurrir estos cambios. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 224 Manual de laboratorio de fisiología Cuadro 38.1 U Modificación de la precarga en el corazón aislado Parámetro Precarga inicial de 5 mmHg Aumento de la precarga a 7.5 mmHg EDV ml ml ESV ml ml SV ml ml Frecuencia cardíaca latidos/min latidos/min GC L/min L/min TPR Unidad arbitraria Unidad arbitraria Contractilidad Unidad arbitraria Unidad arbitraria Pa mmHg mmHg Modifique los valores de precarga aumentándola y disminuyéndola, y observe cuáles son las variaciones. Trate de anticipar los acontecimientos decidiendo la modificación que se va a hacer y discutiendo en el grupo cuáles son los cambios que deben ocurrir, y posteriormente verifíquelo con los resultados que se obtienen con la ejecución del programa. Efectos que se producen al modificar la precarga en el corazón intacto Después de ver las variaciones que se realizaron con el procedimiento anterior, es obvio que deben ocurrir otras modificaciones en la función cardíaca en el corazón intacto. Para observarlas presione de nuevo el botón de pausa para continuar con el registro, limpie la gráfica, y cuando la fase del ciclo cardíaco inicie la fase de llenado, quite el círculo negro de selección de la precarga dando clic sobre éste. Con esto se agrega la retroalimentación de la poscarga sobre la función cardíaca. Para ver mejor este efecto, regrese el valor de la precarga a su valor inicial (5 mmHg), registre y anote los valores control en el cuadro de la sección de Análisis. Ahora aumente la precarga a 7.5 mmHg, igual que en el ejercicio anterior, pero recuerde que ahora está en el modo de corazón intacto y todas las variables se ajustan a un nuevo valor de equilibrio. Registre hasta que se obtenga un nuevo equilibrio y detenga el registro. Observe cómo se modifica la gráfica de presión-volumen y anote los nuevos valores en el cuadro 38.2. Compare los valores obtenidos con el corazón aislado y con el corazón intacto y explique las variaciones. Cuadro 38.2 U Efectos que se producen al modificar la resistencia periférica total (TPR) en el corazón aislado Detenga el registro y vuelva a los valores iniciales seleccionando Operate y Reinitialize all to default. Inicie el registro y presione el botón Act Tension. El objetivo de esta actividad es observar cómo los cambios en la TPR modifican la función de bomba del corazón. Seleccione la variable de TPR dando clic en el círculo que está a la derecha; en esta forma se trabaja en el modo de corazón aislado y sólo se observan los efectos que se producen por la variación en la TPR. Recuerde que la TPR es controlada por factores nerviosos y humorales extrínsecos al corazón. Escriba en una fórmula la relación entre TPR, gasto cardíaco y presión arterial media (Pa). Modificación de la precarga en el corazón intacto Parámetro Precarga inicial de 5 mmHg Aumento de la precarga a 7.5 mmHg EDV ml ml ESV ml ml SV ml ml Frecuencia cardíaca latidos/min latidos/min GC L/min L/min TPR Unidad arbitraria Unidad arbitraria Contractilidad Unidad arbitraria Unidad arbitraria Pa mmHg mmHg Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 38 Hemodinamia En esta parte del ejercicio, el gasto cardíaco se mantiene constante. Observe cómo se modifica el valor de la Pa al variar la TPR. Estas variaciones se explican fácilmente con base en la fórmula que relaciona estas tres variables. U Efectos que se producen al modificar la resistencia periférica total (TPR) en el corazón intacto Para cambiar a este modo, quite la selección a TPR dando clic en el círculo a la derecha del nombre; el círculo aparece blanco y todas las variables se activan. Regrese a los valores iniciales colocando todos los indicadores en el punto rojo y anote los valores control en el cuadro de la sección de Análisis. Enseguida se procederá a ver el efecto de variar la TPR cuando la precarga se mantiene constante; esto se consigue presionando el botón debajo de TPR y Contractility para que aparezca Manual preload on. Asegúrese de que la línea de Act Tension sea visible, presione Clear graph. Registre dos o tres ciclos y aumente la TPR a 35, de preferencia al inicio de la fase de llenado. Cuando se alcance un nuevo equilibrio, detenga el registro y observe los resultados. Anote los nuevos valores en el cuadro de Análisis. Para completar la serie de acontecimientos que ocurren en el corazón intacto se permite que la precarga se ajuste de manera automática; para esto presione la barra de Manual Preload on para que cambie a Auto Preload on. Con la TPR de 35 vea qué ocurre, anote los nuevos parámetros en la tercera columna del cuadro 38.3 de Análisis. Análisis Compare los resultados obtenidos con la precarga constante con los obtenidos cuando se ajusta la precarga y explique los resultados. Varíe la TPR y observe los cambios, trate de anticipar los resultados. Cuadro 38.3 U 225 Efectos que se producen al modificar la contractilidad del miocardio en el corazón intacto Detenga el registro y vuelva a los valores iniciales seleccionando Operate y Reinitialize all to default. Inicie el registro y presione el botón Act Tension. El objetivo de esta actividad es observar cómo los cambios en la contracción del miocardio modifican la función de bomba del corazón. Seleccione Contracción dando clic en el círculo a la derecha de este parámetro. Observe que las unidades utilizadas para la contracción son arbitrarias. Inicie el registro y anote los valores control en el cuadro de la sección de Análisis. Aumente el valor de la contracción a 1.1, permita que se realicen dos registros y en el tercero eleve el valor de la contracción a 1.2, repita el procedimiento y aumente a 1.3, presione el botón de pausa. Puede verificar el valor de la contracción en la casilla que aparece a la derecha con el nombre CONT. El mejor registro se obtiene si se aumenta el valor de la contracción al final de la fase de relajación isovolumétrica e inicio de la fase de llenado, para lo que se requiere algo de práctica. Describa y explique los cambios observados en la gráfica de presión-volumen. • ¿Qué estímulos intracardíacos pueden variar la capacidad de contracción del corazón? • ¿Qué estímulos extracardíacos pueden variar la capacidad de contracción del corazón? • Anote los nuevos valores con la contracción de 1.3 en el cuadro de Análisis. Análisis Compare los valores obtenidos al aumentar la contractilidad del miocardio con los valores control y explique los cambios. Por último, antes de pasar al siguiente ejercicio, regrese el valor de la contracción a su valor inicial de 1 y observe qué pasa. Modificación de la TPR en el corazón intacto Parámetro Aumento de TPR a 35 con precarga constante Aumento de TPR a 35 con ajuste automático de la precarga EDV ml ml ESV ml ml SV ml ml Frecuencia cardíaca latidos/min latidos/min GC L/min L/min TPR Unidad arbitraria Unidad arbitraria Contractilidad Unidad arbitraria Unidad arbitraria Pa mmHg mmHg Presión diastólica mmHg mmHg Fracción de expulsión % % Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 226 Manual de laboratorio de fisiología Cuadro 38.4 U Modificación de la contracción miocárdica en el corazón aislado Parámetro Contracción control de 1 Aumento de la contracción a 1.3 EDV ml ml ESV ml ml SV ml ml Frecuencia cardíaca latidos/min latidos/min GC L/min L/min TPR Unidad arbitraria Unidad arbitraria Pa mmHg mmHg Efectos que se producen al modificar la contractilidad del miocardio en el corazón intacto Cambie al modo de corazón intacto con un clic en el círculo al lado de Contracción para que quede en blanco. Con todos los parámetros en sus valores iniciales (punto rojo) anote los valores control en el cuadro de Análisis. Presione Clear graph y después de registrar tres o cuatro ciclos aumente el valor de la contracción rápidamente a 1.3, mediante tres clic en la flecha superior; recuerde que es mejor si esto se hace al final de la fase de relajación isovolumétrica. Observe los cambios en todos los registros y cuando se alcance un nuevo equilibrio presione el botón de pausa y anote los valores en el cuadro de Análisis. Análisis • Describa las variaciones observadas en el registro de presión aórtica y ventricular. • Explique las variaciones observadas al aumentar la contractilidad del miocardio. • Compare los resultados obtenidos con el corazón aislado y con el corazón intacto y explique las diferencias. Cuadro 38.5 Antes de pasar al siguiente ejercicio, varíe la contracción aumentándola y disminuyéndola en el corazón intacto. Al hacer lo anterior también puede manipular la precarga aumentándola y disminuyéndola para simular los cambios compensatorios en el retorno venoso y el llenado cardíaco secundarios a cambios en la fuerza de contracción. Por último, regrese al valor inicial de precarga y presione el botón rectangular debajo de la TPR y la contracción para permitir que la precarga se ajuste automáticamente (Auto preload on); ahora cambie la fuerza de contracción y observe los cambios. U Efectos que se producen al modificar la frecuencia cardíaca en el corazón aislado Detenga el registro y vuelva a los valores iniciales seleccionando Operate y Reinitialize all to default. Inicie el registro y presione el botón Act Tension. El objetivo de esta actividad es observar cómo los cambios en la frecuencia cardíaca modifican la función de bomba del corazón. Seleccione Frecuencia cardíaca dando clic en el círculo a la derecha de este parámetro; con esto el modo del programa es Corazón aislado. Modificación de la contracción miocárdica en el corazón intacto Parámetro Contracción control de 1 Aumento de la contracción a 1.3 EDV ml ml ESV ml ml SV ml ml Frecuencia cardíaca latidos/min latidos/min GC L/min L/min TPR Unidad arbitraria Unidad arbitraria Pa mmHg mmHg Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 38 Hemodinamia Escriba la fórmula que relaciona frecuencia cardíaca, gasto cardíaco y volumen por latido. La relación entre estas tres variables se demuestra fácilmente en este ejercicio aumentando y disminuyendo la frecuencia cardíaca, y como en este ejemplo el volumen-latido permanece constante, observe cómo se modifica el gasto cardíaco de acuerdo con la fórmula que escribió. U Efectos que se producen al modificar la contractilidad del miocardio en el corazón aislado Con el corazón intacto se ejemplifican mejor las variaciones en la función cardíaca cuando cambia la frecuencia cardíaca. Para trabajar en el modo de corazón intacto haga clic en el círculo al lado de frecuencia cardíaca para que quede en blanco; esto activa todas las variables. Ahora aumente la frecuencia cardíaca y observe qué ocurre con la curva de presión-volumen y con el registro de presión aórtica y ventricular. Disminuya la frecuencia cardíaca a 42 latidos por minuto y espere hasta que se llegue a un nuevo estado de equilibrio, presione el botón de pausa y anote los valores de volumen diastólico final (EDV), volumen sistólico final (ESV) y volumen por latido en el cuadro 38.6, y el valor del gasto cardíaco en la columna correspondiente a contracción de I del cuadro 38.7. Ahora aumente la frecuencia cardíaca en pasos de seis latidos por minuto; esto se logra dando clic en la flecha superior; espere en cada ocasión a que se llegue al estado de equilibrio y observe los registros de presión aórtica y ventricular, y la curva de presión volumen. Para cada frecuencia varíe la contracción a 0.8, 1, 1.2 y 1.4, y anote los valores solicitados en los cuadros 38.1 y 38.2. Una vez que haya realizado las mediciones para frecuencias de 42 a 180 latidos por minuto, grafique los resultados en el espacio correspondiente de los cuadros 38.6 y 38.7. Cuadro 38.6 Contracción = 1 Frecuencia cardíaca (latidos/min) EDV (ml) ESV (ml) VS (ml) 120 55 65 42 48 54 60 66 72 227 78 84 90 96 102 108 114 120 126 132 138 144 150 156 162 168 174 180 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Manual de laboratorio de fisiología Contractilidad = 1 150 125 Volumen (ml) 100 75 60 25 18 36 54 72 90 108 126 144 162 180 Frecuencia cardíaca (latidos/min) Figura 38.2 Volumen ventricular comparado con frecuencia cardíaca. 7 6 Gasto cardíaco (L/min) 228 5 4 3 2 1 18 36 54 72 90 108 126 144 162 180 Frecuencia cardíaca (latidos/min) Figura 38.3 Gasto cardíaco comparado con frecuencia cardíaca. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 38 Hemodinamia Cuadro 38.7 Nivel de contracción Frecuencia cardíaca (latidos/min) GC (L/min) GC (L/min) GC (L/min) GC (L/min) 4.3 4.7 5.1 5.5 42 48 54 60 66 72 78 84 90 96 102 108 114 120 126 132 138 144 150 156 162 168 174 180 GC: gasto cardíaco. CONCLUSIONES Escriba los datos que considere relevantes. Descargado por JM Occupational ([email protected]) 229 lOMoARcPSD|24440723 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 39 Presión arterial Competencias • Registrar la presión arterial sistémica por el método de auscultación. • Registrar la presión arterial sistémica en el sujeto en posición sedente, en decúbito y de pie, comparar los resultados y fundamentar las variaciones. • Registrar la presión arterial sistémica durante el ejercicio y fundamentar los resultados. • Calcular la presión de pulso y la presión arterial media y relacionarlas con su aplicación en la práctica clínica. Revisión de conceptos diferencia entre la presión sistólica y la diastólica, y la arterial media es la presión promedio durante el ciclo cardíaco. Como la d uración de la síst ole es meno r que la de la diástole, la presión arterial media es un poco más baja que el promedio de la presión sistólica y la diast ólica; de hecho, la presión arterial media s ólo puede determinarse a partir de la medición de la in tegral del área bajo la curva de registro de la presión. Sin embargo, se obtiene un valor aproximado muy cercano al real si a la presión diastólica se suma un tercio de la presión de pulso o mediante la suma de la p resión sistólica más dos v eces la diast ólica, y di vidiendo el valo r obtenido entre 3. Si se toma como ejemplo una presión de 120/80 mmHg, la presión de pulso es de 40 mmHg y la presión arterial media de 93.33 mmHg. La medición rutinaria de la p resión arterial se realiza en la arteria humeral con el brazo colocado a la al tura del corazón. La que se registra en las a rterias que se localizan a nivel inferior al corazón está aumentada, y la de las a rterias ubicadas en un ni vel superior al co razón es meno r a causa del efecto de la gravedad; se produce una variación de 0.77 mmHg/cm hacia arriba o abajo del corazón. La presión arterial puede medirse en f orma directa o indirecta. En el mét odo directo se inserta una cánula en la arteria; dicha cánula está conectada a un transductor de presión que transforma la energía mecánica en energía eléctrica Los vasos sanguíneos y el corazón forman el sistema cardiovascular, el cual transporta la sangre a través de un sist ema cerrado de tubos elásticos que son los vasos sanguíneos. La presión en el sistema vascular representa la fuerza que la sangre ejerce sobre la pared de los vas os, que varía durante el ciclo cardíaco: la mayor presión se observa justo después de la contracción ventricular y corresponde a la presión sistólica, en tanto que el menor valor recibe el nombre de presión diastólica. La unidad que se usa para medir la presión arterial es el milímetro de mercurio (mmHg), porque al principio la p resión se medía co n esfigmomanómetros provistos de un manómetro de mercurio, aunque en la ac tualidad se utilizan con más frecuencia esfigmomanómetros con manómetros aneroides o inclusive esfigmomanómetros electrónicos. No obstante, es importante recordar que de acuerdo con el Sistema Internacional de Unidades, la unidad de p resión es el pascal, cuya correspondencia es 1 mmHg = 0.133 kPa. Los valores normales de presión arterial que se registran en la arteria humeral y otras grandes arterias corresponden a una presión sistólica de 120 mmHg y presión diastólica de 80 mmHg, que se informan como 120/80 mmHg (16/9.3 kPa en unidades pascal). Mediante la medición de la presión arterial sistólica y la diastólica también se obtienen otros valores: la p resión de pulso y la p resión arterial media. L a presión de pulso es la 231 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 232 Manual de laboratorio de fisiología y que se registra en un monitor, un polígrafo o cualquier otro sistema de r egistro permanente. Esta forma de r egistrar la presión arterial se utiliza en pacientes que requieren vigilancia continua de la presión arterial, como los que se encuentran en unidades de cuidados intensivos. En la p ráctica clínica cotidiana, el mét odo para medir la presión arterial es el indirecto, que no es invasivo, resulta sencillo de realizar y requiere sólo un esfigmomanómetro y un estetoscopio. El esfigmomanómetro está constituido por un manguito con una cámara inflable en su interior, un manómetro de mercurio o aneroide, y una perilla de goma con una válvula de control de presión con la que se infla y desinfla la cámara del manguito. También se cuenta con esfigmomanómetros electrónicos provistos de un censor de vibraciones que se convierten en impulsos eléctricos y transforman en un valor numérico que se muestra en una pantalla digital. La medición indirecta de la p resión arterial mediante el esfigmomanómetro y el est etoscopio recibe el nombre de método auscultatorio y se basa en lo siguiente: la colocación del manguito del esfigmomanómetro sobre la arteria y su inflamiento hasta obtener una presión superior a la de la arteria bloquean el flujo sanguíneo a través de esa arteria. Cuando el manguito se desinfla, llega un momento en que la presión sistólica es superior a la presión del manguito y entonces la sangre fluye por la a rteria; como este flujo ocurre a tra vés de un vaso sanguíneo parcialmente ocluido, es turbulento y produce un s onido que se escucha con el est etoscopio. La presión a la q ue se escucha el primer sonido corresponde a la presión sistólica. Conforme la presión en el manguito continúa en descenso, los sonidos se hacen cada vez más suaves hasta que dejan de escucharse; la presión en ese momento es la diastólica. Entonces la presión arterial es superior a la presión del manguito durante todo el ciclo cardíaco, por lo que no hay obstrucción arterial, el flujo es laminar y no se produce ningún sonido. Los ruidos que se escuchan al realizar este procedimiento reciben el nombre de ruidos de Korotkoff. De acuerdo con la clasificación de la Organización Mundial de la Salud realizada en 1999, la presión arterial normal se clasifica en los siguientes rangos: Presión sistólica (mmHg) Presión diastólica (mmHg) Óptima < 120 < 80 Normal 120 a 129 80 a 84 Normal-Alta 130 a 139 85 a 89 Categoría ACTIVIDADES El equipo necesario para estas actividades consiste en: • • • • U Esfigmomanómetro. Estetoscopio. Unidad Power Lab. Transductor de pulso. Medición de la presión arterial mediante el método indirecto de auscultación Esta actividad se realiza en parejas; se mide y registra la presión arterial de todos los integrantes del equipo de trabajo. El equipo necesario para medir la presión arterial incluye un estetoscopio y un esfigmomanómetro de mercurio o aneroide. La columna debe mantenerse vertical si se usa un esfigmomanómetro de mercurio; la carátula de lectura debe orientarse hacia quien hace la medición cuando se utiliza esfigmomanómetro con manómetro aneroide. Con el manómetro aneroide también debe tomarse en cuenta que pierde precisión con el tiempo, por lo que es necesario recalibrarlo de manera periódica. Otro factor por considerar es el tamaño del manguito del esfigmomanómetro. Aunque todos suelen ser de una medida estándar adecuada para emplearse en una persona adulta de complexión normal, este manguito puede no ser el adecuado y proporcionar lecturas equivocadas cuando se mide la presión arterial a un individuo muy obeso o a uno muy delgado. El ancho del manguito para medir la presión arterial en un adulto debe corresponder a la tercera parte o la mitad de la circunferencia de la extremidad, en tanto que la longitud de la cámara inflable que está en su interior ha de ser dos veces el ancho del manguito, de manera que no rodee por completo la extremidad. En los niños, el manguito debe cubrir alrededor de dos terceras partes del brazo. El tamaño adecuado del manguito es importante porque garantiza una distribución homogénea de la presión sobre la arteria, lo que proporciona una medida correcta de la presión arterial. La presión arterial suele medirse en el brazo de la siguiente manera: 1. El brazo del sujeto debe estar desnudo, flexionado y apoyado con comodidad sobre una mesa o almohada. 2. Centre el manguito desinflado sobre la arteria humeral, con el borde inferior 2 a 3 cm por encima del pliegue antecubital, y fíjelo con firmeza pero sin hacer presión: un manguito muy flojo puede brindar una medición inexacta. 3. Primero compruebe la presión sistólica por palpación, lo que sirve de ayuda y evita errores cuando se utiliza el método de auscultación. Coloque los dedos índice y medio para palpar el pulso humeral o radial e infle el manguito con rapidez hasta 20 a Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 39 Presión arterial 30 mmHg por arriba de la presión en la que desaparece el pulso. Desinfle el manguito lentamente, a una velocidad de 2 a 3 mmHg/s, hasta que palpe de nuevo el pulso; la presión en ese momento corresponde a la presión sistólica palpable. Desinfle por completo el manguito y espere por lo menos 30 s antes de volver a inflarlo. 4. Ahora coloque el estetoscopio sobre la arteria humeral; si recurre a un estetoscopio provisto de campana y diafragma, emplee la campana porque ésta es más eficaz que el diafragma para transmitir el sonido de bajo tono que produce el flujo turbulento en la arteria. 233 5. Infle el manguito hasta una presión 20 a 30 mmHg superior a la presión sistólica palpable. 6. Desinfle el manguito poco a poco, como se describe antes, y preste atención a la aparición de los primeros sonidos; cuando se escuchan, la presión corresponde a la presión sistólica. 7. Continúe desinflando el manguito hasta que los ruidos desaparezcan; la presión ahora es diastólica. 8. Desinfle del todo el manguito. 9. Registre la presión de por lo menos cinco varones y cinco mujeres. Anote los valores en el cuadro de la sección Análisis y calcule la presión de pulso y la presión arterial media. Análisis REGISTRO DE LA PRESIÓN Sujeto Sexo Edad Presión sistólica Presión diastólica Presión de pulso Presión arterial media 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 ¿Se observan variaciones en los valores de presión arterial entre el sexo femenino y el masculino? U ¿Qué otros factores pueden producir variaciones en la presión arterial entre sujetos sanos? Mediante el método de auscultación mida la presión arterial en un mismo sujeto en las posiciones de decúbito dorsal, sedente y de pie. Repita la medición en por lo menos cinco sujetos y anote los resultados en el cuadro de la sección Análisis. Variaciones en la presión arterial en posiciones decúbito, sedente y de pie Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 234 Manual de laboratorio de fisiología Análisis SUJETO 1 Sujeto Presión sistólica Presión diastólica Presión de pulso Presión arterial media Presión sistólica Presión diastólica Presión de pulso Presión arterial media Presión sistólica Presión diastólica Presión de pulso Presión arterial media Presión sistólica Presión diastólica Presión de pulso Presión arterial media Presión sistólica Presión diastólica Presión de pulso Presión arterial media Sedente Decúbito dorsal De pie SUJETO 2 Sujeto Sedente Decúbito dorsal De pie SUJETO 3 Sujeto Sedente Decúbito dorsal De pie SUJETO 4 Sujeto Sedente Decúbito dorsal De pie SUJETO 5 Sujeto Sedente Decúbito dorsal De pie Explique las variaciones observadas. U Modificación de la presión arterial al realizar ejercicio Mediante el método de auscultación mida la presión arterial en un sujeto y anote el resultado en la columna Basal del cuadro de la sección Análisis. Ahora pídale que realice algún ejercicio, como 30 sentadillas lo más rápido posible, y mida de nuevo la presión arterial. Repita la medición cada 5 min hasta que regrese a los valores basales. Efectúe este procedimiento en por lo menos tres sujetos, de preferencia uno que practique ejercicio con regularidad, uno que nunca haga ejercicio y uno que se ejercite de cuando en cuando. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 39 Presión arterial 235 Análisis SUJETO 1 Tiempo Presión sistólica Presión diastólica Presión de pulso Presión arterial media Presión sistólica Presión diastólica Presión de pulso Presión arterial media Presión sistólica Presión diastólica Presión de pulso Presión arterial media Basal 5 min 10 min 15 min SUJETO 2 Tiempo Basal 5 min 10 min 15 min SUJETO 3 Tiempo Basal 5 min 10 min 15 min Explique los cambios en la presión arterial al realizar ejercicio y las variaciones entre aquellos sujetos que practican ejercicio y los que no lo hacen. U Utilización del registro del pulso para medir la presión arterial Para esta actividad se usan la unidad Power Lab y el transductor de pulso. Inicio del programa e instrucciones generales Si aún no inicia el programa en su computadora, haga clic en el ícono de acceso directo a Chart 5 en la pantalla del escritorio. En la nueva pantalla que se despliega se abre una pequeña ventana; haga clic en el archivo Experiments Gallery (Galería de Experimen- tos) y de la lista seleccione Medición de la presión arterial; una vez abierta la pantalla, amplíela mediante un clic en el botón del extremo superior derecho. Si esta ventana no aparece, vaya a Archivo en la Barra de herramientas y seleccione Experiments Gallery; en la nueva ventana que aparece abra el archivo Experiments Gallery y seleccione Medición de la presión arterial. La nueva pantalla llena un solo canal para registro con el nombre P. arterial; en él se registra el flujo sanguíneo del dedo a través del transductor de pulso. En el brazo del voluntario coloque el manguito del esfigmomanómetro para medir la presión arterial, y el transductor de pulso en la falange distal del dedo medio, y fíjelo con cinta velcro. El transductor y el manguito del esfigmomanómetro deben estar en la misma extremidad. Asegúrese de que el cable del transductor se encuentre conectado al canal 1 de la unidad Power Lab y presione Iniciar. Observe que el registro sea adecuado; debe ocupar de la mitad a dos terceras partes del área de registro. Haga los ajustes necesarios y detenga el registro. Mida la presión sistólica palpable como en las actividades anteriores y desinfle el manguito del esfigmomanómetro; espere por lo menos 1 min antes de inflarlo de nuevo. Coloque el estetoscopio para medir la presión por el método de auscultación y presione Iniciar; registre durante cerca de 10 s. Sin detener el registro, infle el manguito del esfigmomanómetro Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 236 Manual de laboratorio de fisiología hasta 20 a 30 mmHg por arriba de la presión sistólica palpable. Note que la señal del pulso desaparece de la pantalla porque el flujo sanguíneo se bloqueó por completo. Desinfle con lentitud el esfigmomanómetro, a una velocidad de 2 a 3 mmHg/s. Presione Enter cuando escuche el primer sonido y vea el valor de la presión; corresponde a la presión sistólica. Continúe desinflando el manguito hasta que deje de escuchar los sonidos; entonces presione Enter y vea el valor de la presión. Desinfle por completo el manguito y detenga el registro. Análisis El momento en el que se oye el primer ruido de Korotkoff ¿se corresponde con el reinicio del flujo sanguíneo en el dedo? ¿El momento de la presión diastólica determinada con el método de auscultación se corresponde con algún signo particular en el registro del flujo sanguíneo? ¿Considera que el registro del flujo sanguíneo digital es un mejor método para medir la presión arterial que el método de auscultación? Explique su respuesta. CONCLUSIONES Escriba los datos que considere relevantes. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 40 Mecánica de la respiración Competencia • Relacionar las modificaciones de la presión intrapleural y de la vía respiratoria con las diferentes fases de la respiración. Revisión de conceptos La inspiración es un proceso activo que se produce por la contracción de los músculos de la inspiración, lo que aumenta el volumen intratorácico. Al iniciarse la inspiración, la presión intrapleural se torna más nega tiva y los p ulmones se expanden más; la p resión en las vías r espiratorias también se vuelve negativa y el aire fluye hacia los pulmones. La contracción del dia fragma produce 75% del ca mbio de volumen intratorácico durante la in spiración tranquila. La distancia en que este músculo se desplaza durante la inspiración varía de 1.5 hast a 7 cm en la in spiración profunda. Los otros importantes músculos de la inspiración son los intercostales externos, que corren en dirección oblicua hacia abajo y hacia afuera de una costilla a otra, y al contraerse aumentan hasta 20% el diámetro anteroposterior del tórax. Los músculos escalenos, serratos anteriores y esternocleidomastoideo del cuello son accesorios de la inspiración que elevan la caja torácica durante la respiración profunda y difícil. La espiración normal es un proceso pasivo que depende de la relajación del diafragma y la retracción de la pared torácica elástica, que disminuye el volumen de la cavidad torácica al comprimir los pulmones e incrementar la presión en las vías respiratorias, lo que expulsa el aire. Durante la respiración forzada, las f uerzas elásticas no s on suficientes para generar la espiración rápida necesaria; en este caso, la fuerza adicional requerida proviene de la contracción de los músculos abdominales, que empujan el contenido abdominal hacia arriba, contra la parte baja del diafragma. Los intercostales internos también son músculos espiratorios accesorios; corren en dirección oblicua hacia abajo y hacia atrás de costilla a costilla, por lo que su contracción disminuye el tamaño de la cavidad torácica. Se considera que el aparato respiratorio está constituido por dos partes: un ó rgano encargado del in tercambio gaseoso (los pulmones) y una b omba que lo ventila. La bomba está formada por la pared torácica, con su resistencia elástica; los músculos respiratorios, que aumentan o disminuyen el t amaño de la cavidad torácica; los centros cerebrales que controlan estos músculos, y las vías y ner vios que conectan los centros cerebrales con los músculos. El pulmón es una estr uctura elástica que colapsaría como un globo al liberar su aire sin las fuerzas para mantenerlo distendido. Además, entre el pulmón y las paredes de la caja torácica no hay uniones, excepto la zona hiliar, que está suspendida del mediastino. Así, el pulmón flota literalmente en la cavidad torácica rodeado por una capa muy fina de líquido pleural que lubrica sus movimientos. El bombeo continuo de este líquido hacia los linfáticos mantiene una pequeña succión entre las superficies visceral y parietal de la pleura, de manera que los dos pulmones se sujetan a la pared torácica como si estuvieran pegados a ella, como dos piezas de vidrio mojadas se resisten a ser alejadas, excepto porque pueden deslizarse con libertad mientras el tórax se expande y se contrae. La presión pleural es la que se crea en el estrecho espacio comprendido entre las dos hojas de la p leura pulmonar. En condiciones normales, la succión produce presión negativa. Al comienzo de la in spiración, la p resión pleural normal se aproxima a –5 cm de agua (cmH 2O), que es el grado de succión preciso para mantener los pulmones abiertos en su posición de reposo. Durante la inspiración normal, la expansión de la caja torácica tira de la su perficie de los p ulmones con una fuerza mayor y crea una presión aún más negativa, del orden de –7.5 cmH2O. 237 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 238 Manual de laboratorio de fisiología ACTIVIDADES Para esta práctica se utiliza un modelo mecánico que permite ver los cambios en la presión intrapleural y de la vía respiratoria durante las diferentes fases de la respiración (figura 40.1). • Haga un diagrama del modelo e identifique: a) El diafragma. b) Los pulmones. c) El espacio intrapleural. d) Las vías respiratorias. • Estire en forma sostenida el guante que representa el diafragma y observe los cambios en el manómetro de mercurio que registra la presión intrapleural. • Estire el guante de manera rítmica simulando una frecuencia respiratoria normal y verifique los cambios en el manómetro de mercurio. • Incremente la frecuencia respiratoria e identifique los cambios en el manómetro. • Incremente la frecuencia y la profundidad de la respiración, y verifique los cambios en la presión. Explique cómo se relacionan la presión y el volumen para modificar la presión intrapleural con esta maniobra. • Cree una obstrucción en la vía respiratoria alta y simule la respiración mediante el estiramiento del diafragma. Explique los cambios en la presión intrapleural y compárelos con los observados en la primera maniobra que realizó. • Disminuya la obstrucción de la vía respiratoria alta y simule de nuevo la respiración. Explique los resultados. Figura 40.1 Análisis Describa los cambios dinámicos de la presión pleural durante las fases de la respiración y explique por qué siempre se mantiene una presión negativa en este espacio. Explique por qué la respiración puede ser tanto voluntaria como involuntaria. Identifique los músculos que participan en las fases de inspiración y espiración, y explique cómo modifican el volumen de la cavidad torácica. Modelo mecánico de la respiración. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 40 Mecánica de la respiración CONCLUSIONES Escriba los datos que considere relevantes. Descargado por JM Occupational ([email protected]) 239 lOMoARcPSD|24440723 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 41 Volúmenes y capacidades pulmonares Competencia • Realizar una espirometría e interpretar los resultados, relacionándolos con su aplicación en la práctica clínica. Revisión de conceptos Tambor flotante El intercambio de gases entre el aire atmosférico y la sangre se lleva a cabo en los alveolos. La eficiencia de este intercambio de gas es depende, entre otras cosas, de una adec uada ventilación alveolar mediante los movimientos respiratorios cíclicos de inspiración y espiración que reemplazan de manera continua el aire alveolar (que tiene poco oxígeno y mucho dióxido de carbono) por aire atmosférico. La medición del flujo de aire a los pulmones y los correspondientes cambios de volumen pulmonar permiten determinar muchos aspectos importantes de la f unción pulmonar. Estas mediciones se efectúan con un espirómetro (figura 41.1), que consiste en un tambor invertido sobre una cámara de agua y en equilibrio con una pesa. El tambor contiene una mezcla de gases, por lo general aire y oxígeno, y la boca del sujeto se conecta con la cámara de gas mediante un tubo. La cámara del tambor sube y baja durante la inspiración y la espiración, y este movimiento se registra para calcular el flujo a pa rtir de la p roporción de cambio de volumen de acuerdo con la siguiente fórmula: F= Cámara de oxígeno Cilindro registrador Agua Contrapeso Boquilla Figura 41.1 Esquema de un espirómetro de tambor. sión en voltaje y este valor es el que se muestra en la pantalla de registro. A partir de este valor se calcula el volumen como una integral del flujo mediante la siguiente fórmula: dv dt V = ∫ F dt Otra forma de medir el flujo de aire a los p ulmones es mediante un neumotacómetro. La figura 41.2 muestra el neumotacómetro que se utiliza en las siguien tes actividades. Consiste en una cabeza que contiene una forma de red, por la que el pas o del aire durante la respiración ocasiona una pequeña diferencia de presión, que es proporcional al flujo. Esta diferencia de presión se transmite por dos delgados tubos plásticos a un transductor, que convierte la señal de pre- La integral representa la suma a lo la rgo del tiempo, de manera que el registro que aparece en la pantalla se obtiene sumando de modo sucesivo los valores de la señal de flujo; por tanto, la integral debe reiniciarse de cero cada vez que se hace un nuevo registro. Con el neumo tacómetro pueden medirse los mismos volúmenes pulmonares que con el espirómetro, y a partir de 241 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 242 Manual de laboratorio de fisiología 4. El volumen residual (VR), que no puede medirse con el espirómetro ni con el neumotacómetro, es el volumen de aire que permanece en los pulmones tras una espiración forzada; su valor se aproxima a 1 200 ml. Cabeza de flujo Boquilla Las capacidades pulmonares se obtienen de la suma de dos o más volúmenes pulmonares y son: Filtro Conexión al transductor Figura 41.2 Equipo utilizado para medir volúmenes pulmonares mediante un neumotacómetro. ellos calcular las capacidades pulmonares, como se muestra en la figura 41.3. Los volúmenes pulmonares son los siguientes: 1. El volumen de ventilación pulmonar, también llamado volumen corriente (VC) o tidal, es la cantidad de aire que entra o sale de los p ulmones con cada respiración normal; su valor en el adulto joven es de 500 ml. 2. El volumen de reserva inspiratoria (VRI) es el aire inspirado en un esfuerzo inspiratorio máximo después de una inspiración normal; su valor promedio es de 3 000 ml. 3. El volumen de reserva espiratoria (VRE) es el a ire que los pulmones expelen con un esfuerzo espiratorio máximo al final de una esp iración normal; en co ndiciones normales su valor es de 1 100 ml. 1. Capacidad inspiratoria (CI). Corresponde al volumen de ventilación pulmonar más el v olumen de reserva inspiratoria. Es la cantidad de aire que una persona puede respirar desde el nivel de espiración normal y que distiende sus pulmones hasta su capacidad máxima (3 500 ml). 2. Capacidad funcional residual (CFR). Incluye el volumen de reserva espiratoria más el volumen residual. Es la cantidad de aire que queda en los pulmones al final de una espiración normal (cerca de 2 300 ml). 3. Capacidad vital (CV). Es la suma del v olumen de reserva inspiratoria, el v olumen de v entilación pulmonar y el volumen de reserva espiratoria; su valor normal es de 4 600 ml. 4. Capacidad vital forzada (CVF). Incluye los mismos volúmenes que la capacidad vital, la única dif erencia es que ésta se mide durante una espiración forzada después de una inspiración máxima; p or ello su valo r es un p oco superior al de la capacidad vital. La fracción de la capacidad vital forzada espirada en un segundo, también llamada capacidad vital cronometrada o espiración forzada en un segundo (VEF1), corresponde al porcentaje de aire espirado en el p rimer segundo; este valor se reduce en enfermedades obstructivas como el asma. 5. Capacidad pulmonar total (CPT). Es el volumen máximo al que pueden dilatarse los pulmones con el mayor esfuerzo inspiratorio posible (cerca de 5 800 ml); equivale a la capacidad vital más el volumen residual. VRI CI VC CV CE CVF CPT VRE CFR VR Figura 41.3 Representación gráfica de los volúmenes y las capacidades pulmonares. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 41 Volúmenes y capacidades pulmonares En las m ujeres, todos los v olúmenes y las ca pacidades pulmonares son casi 25% meno res que los de los va rones, y estos valores son más altos en individuos de gran talla y atléticos que en personas de talla pequeña. Otro volumen que debe tomarse en cuenta es el que corresponde al espacio m uerto anatómico: es el v olumen que ocupa el gas en la zona conductora de las vías respiratorias y que por tanto no participa en el intercambio de gases. Por lo general, el volumen del espacio muerto es casi igual al p eso corporal expresado en libras. Así, en un varón de 68 kg (150 243 libras), el volumen del espacio muerto anatómico es 150 ml, por lo que sólo los primeros 350 ml de los 500 ml inspirados se mezclan con el aire alveolar en cada espiración; los primeros 150 ml que se expulsan corresponden al gas que el espacio muerto ocupaba, y sólo los últimos 350 ml provienen del gas alveolar. Los siguientes nomogramas presentados en las figuras 41.4 y 41.5 son útiles para predecir los valores tanto del volumen espiratorio forzado cronometrado a 0.5 y 1 s, como la capacidad vital. CV (L) VEF1 ALTURA Pulgadas Centímetros 59 150 60 152 61 (L) 5.5 VEF0.5 154 (L) 5.5 4.0 156 62 63 64 65 158 160 162 164 166 66 168 67 170 68 172 174 69 176 70 178 71 180 72 184 186 74 188 190 192 76 194 77 196 78 198 79 EDAD años 20 4.0 3.0 30 40 50 6.5 2.5 60 70 3.0 2.0 80 90 2.5 1.5 182 73 75 4.5 3.5 200 Figura 41.4 2.0 1.0 1.5 6.0 5.9 5.8 5.7 5.6 5.5 5.4 5.3 5.2 5.1 5.0 4.9 4.8 4.7 4.6 4.5 4.4 4.3 4.2 4.1 4.0 3.9 3.8 3.7 3.6 3.5 3.4 3.3 3.2 3.1 3.0 2.9 2.8 2.7 2.6 2.5 Nomograma para predecir en varones el volumen espiratorio forzado en 0.5 y en 1 s, y la capacidad vital. Para obtener el valor se marcan la altura de la persona y su edad en años en la escala correspondiente; estos dos puntos se unen con una línea que se prolonga hasta las escalas de volumen espiratorio forzado y capacidad vital. Los puntos de intersección en estas escalas corresponden a los valores de VEF0.5, VEF1 y CV. CV (L) 4.5 VEF0.5 (L) 4.0 VEF1 ALTURA Pulgadas Centímetros 55 140 56 57 2.5 150 155 62 63 3.0 160 3.0 30 40 50 2.5 2.0 60 70 64 65 EDAD años 20 60 61 3.5 3.5 145 58 59 (L) 4.0 165 2.0 66 67 170 1.5 1.5 68 69 175 2.0 70 71 Figura 41.5 180 Nomograma para predecir en mujeres el volumen espiratorio forzado en 0.5 y en 1 s, y la capacidad vital. Para obtener el valor se marcan la altura de la persona y su edad en años en la escala correspondiente; estos dos puntos se unen con una línea que se prolonga hasta las escalas de volumen espiratorio forzado y capacidad vital. Los puntos de intersección en estas escalas corresponden a los valores de VEF0.5, VEF1 y CV. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 244 Manual de laboratorio de fisiología ACTIVIDADES El equipo necesario para estas actividades incluye: 1. 2. 3. 4. 5. 6. Unidad Power Lab. Cabeza de flujo con neumotacómetro. Transductor del espirómetro. Filtro para el tubo de respiración. Pieza de boca estéril. Pinza nasal. Como el transductor del espirómetro es muy sensible a la temperatura, se recomienda mantenerlo alejado de la unidad Power Lab para evitar su calentamiento. U Inicio del programa e instrucciones generales Si aún no inicia el programa en su computadora, haga clic en el ícono de acceso directo a Chart 5 en la pantalla del escritorio. En la nueva pantalla que se despliega se abre una pequeña ventana; haga clic en el archivo Experiments Gallery (Galería de Experimentos), y de la lista seleccione Volúmenes y capacidades; una vez abierta la pantalla amplifíquela mediante un clic en el botón del extremo superior derecho. Si esta ventana no aparece, vaya a Archivo en la barra de herramientas y seleccione Experiments Gallery; en la nueva ventana que aparece abra el archivo Experiments Gallery y seleccione Volúmenes y capacidades. La nueva pantalla tiene dos canales para registro. En el canal 1 está conectado el transductor del espirómetro con el nombre Flujo; aquí se registra de manera directa el flujo de aire en L/s; en el canal 2, Volumen, se registra el volumen en litros; éste no se mide en forma directa, sino que se calcula a partir del flujo. Por el momento se muestra apagado. Asegúrese de que los dos tubos de plástico de la cabeza de flujo con el neumotacómetro estén conectados al transductor del espirómetro y que éste a su vez lo esté al canal 1 de la unidad Power Lab. Coloque una pieza de boca estéril en el tubo de respiración. El voluntario para esta actividad no debe padecer problemas respiratorios infecciosos. U Familiarización con el equipo y calibración Antes de iniciar el registro es necesario calibrar el equipo. Haga clic en el botón que se localiza a un lado de Flujo en el canal 1; seleccione Spirometer pod de la lista que se despliega; se abre una ventana de diálogo como la de la figura 41.6. Presione el botón Zero y pida al sujeto que se coloque la pinza nasal y respire con suavidad a través de la boquilla. En la ventana de diálogo debe registrarse una deflexión negativa (hacia abajo); si el registro es positivo (hacia arriba), seleccione la opción Invertir en esta misma ventana. A continuación cierre la ventana de diálogo y regrese a la pantalla de registro. Chart - [Documento1: Vista Chart (Inactivo)] Archivo Edición Configuración Comandos Macro Ventana Ayuda x 1 2 1 Canal: 1 Comentario Agregar 100 /s 20 500 mV Canal 1 Spirometer Pod Rango: Entrada 1 500 mV 0.3 mV Peso base 30 Hz 100 Invertir Zero 200 + – mV 0 Canal off Volumen –200 –400 Unidades... + – Escanea Pod Aceptar Cancelar –20 M Iniciar 10:1 971M Figura 41.6 Pantalla de registro y ventana de diálogo para calibrar a cero el espirómetro. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 41 Volúmenes y capacidades pulmonares 245 Chart - [Documento1: Vista Chart (Inactivo)] Archivo Edición Configuración Comandos Macro Ventana Ayuda x 1 22 11 Spirometry Flow on Channel 1 Canal: 1 Raw Flow Channel Ch1 flujo Drft Conection 10 Flow Head MLT 1000L L/s 5 0 –5 Final formula Flow(L/S) - 40.1 *voltage Calibrar OK Cancel –10 + – –15 1 2 Figura 41.7 Ventana de diálogo para calibrar el flujo. Asegúrese de que los dos tubos de plástico de la cabeza de flujo se dirijan hacia arriba y pida al voluntario que se coloque la pinza nasal y respire a través de la boquilla. Una vez que se acostumbra a respirar sólo por la boca a través de la boquilla presione el botón Iniciar. Pida al voluntario que realice una espiración forzada y después respire normalmente por 1 min, al término del cual debe hacer una espiración forzada de nuevo. Por el momento se registra sólo en el canal 1. Al completar el minuto presione Detener y retire la pinza nasal y la boquilla del voluntario para que respire con libertad. Para registrar el volumen en el canal 2 es necesario calcular la integral del registro de flujo del canal 1. El programa hace esto aplicando un factor de corrección para brindar un valor más exacto. El registro que acaba de realizar proporcionará los valores de referencia necesarios para llevar a cabo los cálculos y las correcciones debidas. Seleccione el registro completo que acaba de efectuar, inclusive las espiraciones forzadas del inicio y el final del registro; para ello, haga doble clic en el eje del tiempo que se localiza abajo del registro. Haga clic en el botón que se ubica a un lado de Flujo del canal 1, y de la lista inferior que se despliega seleccione Spirometry flow; esto abre una ventana de diálogo que debe tener los mismos valores que los mostrados en la figura 41.7. Ahora haga clic en el botón del canal 2 a un lado de Volumen y seleccione de la lista inferior Spirometry volume. En la ventana de diálogo que aparece (figura 41.8) debe estar seleccionado Canal 1 Flujo; active la casilla Corrección de volumen y haga clic en el botón Usar para permitir que el programa utilice la corrección de volumen que calculó de los datos registrados; enseguida haga clic en el botón OK. Active el canal 2 mediante un clic en el botón que se halla a un lado del nombre y seleccione Encender el canal. Para ver en forma adecuada los registros de flujo y volumen establezca las siguientes escalas: en el canal 1 haga clic en el botón que está a la izquierda en el eje de la amplitud; seleccione Definir escala y establezca 15 como límite superior y –15 como límite inferior. Haga lo mismo en el canal 2 seleccionando los valores 5 y –5. En las siguientes actividades podrá medir los diferentes volúmenes y capacidades pulmonares con la calibración establecida. 1. Por lo pronto mida el volumen corriente en el registro realizado y anote el resultado. ¿El valor se encuentra dentro de los límites normales? 2. Para relacionar las fases del ciclo respiratorio con las variaciones de volumen, coloque el cursor en la deflexión positiva del registro de flujo; esto corresponde a la inspiración. ¿Cómo se modifica el volumen durante esta fase? Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 246 Manual de laboratorio de fisiología Chart - [Documento1: Vista Chart (Inactivo)] Archivo Edición Configuración Comandos Macro Ventana Ayuda x 1 2 1 Canal: 1 Spirometry Volume on Channel 2 Raw Flow Channel 10 Ch1 flujo Spirometry Flow Volume Conection L/s 5 Dead Space Volume Ratio 0 Calculated Ratio 400 1.1334 1.1334 Use –5 OK Cancel –10 + – –15 1 2 Figura 41.8 Ventana de diálogo para calibrar el canal de volumen. 3. Para ver la modificación del volumen durante la espiración, coloque el cursor en la deflexión negativa del registro. ¿Qué ocurre con el volumen durante esta fase? continúe respirando normalmente. Cuando efectúe la inspiración máxima, presione Enter para agregar el comentario. Escriba VRE en Comentarios y pida al sujeto que al cabo de una inspiración normal efectúe una espiración máxima; presione Enter cuando lo haga. Después de estas dos mediciones detenga el registro, que debe ser semejante al de la figura 41.9. Análisis U Medición de volúmenes y capacidades pulmonares Para la presente actividad es importante que el individuo en el que se efectúen las mediciones no vea la pantalla de la computadora ni controle de manera consciente su respiración. Este sujeto debe ser el mismo de la actividad anterior, porque la calibración se llevó a cabo en él; es necesario realizar de nuevo el procedimiento si el sujeto es distinto. Antes de iniciar de nuevo el registro, vuelva a calibrar en cero el equipo; para ello haga clic en el botón que se encuentra al lado de Flujo en el canal 1; seleccione Spirometer pod, haga clic en el botón Zero y en OK para regresar a la pantalla de registro. Coloque de nuevo la pinza nasal al sujeto y pídale que respire de modo normal a través de la cabeza de flujo. Escriba Respiración normal en Comentarios y presione Enter; registre por unos 20 s. Ahora escriba VRI en Comentarios y pida al sujeto que, luego de una espiración normal, realice una inspiración máxima y que luego 1. En la primera parte del registro, con el voluntario respirando en forma normal, calcule la frecuencia respiratoria en respiraciones por minuto, y en Hz, y anote el valor. Frecuencia respiratoria: respiraciones por minuto. Frecuencia respiratoria: en Hz. 2. Mediante el uso del marcador M y el cursor, obtenga los valores de los diferentes volúmenes y capacidades pulmonares, y anote los resultados. VT: L VRI: L VRE: L CI: L CE: L CV: L Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 41 Volúmenes y capacidades pulmonares 247 Chart - [Pulmonary Data: Vista Chart (Inactivo)] Archivo Edición Configuración Comandos Macro Ventana Ayuda x 1 2 1 Canal: 4 Comentario Agregar 20/12/2000 0.030 L/s 20 500 mV L/s 5 IRV procedure ERV procedure 0 –5 + – Canal off 4 Volumen 2 L 0 –2 –4 + – –20 0 M 10 20 2 30 40 3 50 1:00 1:10 Iniciar 10:1 971M Figura 41.9 Registro de los volúmenes inspiratorios y espiratorios de reserva (VIR y VER). 3. Utilice el nomograma para obtener el valor predecible de capacidad vital del voluntario y compárelo con el valor registrado. ¿Son semejantes? 4. El volumen residual no puede medirse en una espirometría, pero es posible calcularlo si la capacidad vital predecible se multiplica por 0.25. Esta fórmula es válida para sujetos de cualquier sexo con edad entre 16 y 34 años. Calcule el volumen residual y emplee este valor para calcular la capacidad pulmonar total y la capacidad funcional residual; anote los resultados. VR: L CPT: L CFR: L 5. Con los valores hasta ahora obtenidos calcule el volumen respiratorio o volumen minuto y escriba el resultado. Volumen respiratorio: L/min. U Pruebas de función pulmonar Antes de iniciar el registro debe abrir de nuevo la ventana de diálogo de Spirometer pod del canal 1 y recalibrar presionando el botón Zero. Coloque la pinza nasal al voluntario y pídale que respire con suavidad a través de la boquilla. Escriba Respiración forzada en Comentarios. Después que el voluntario respire por la boquilla durante 20 a 30 s, pídale que inhale lo más posible y que exhale la mayor cantidad de aire que pueda; presione Enter para agregar el comentario. Permita que el voluntario respire de modo normal y detenga el registro después de unos 20 s. El registro obtenido debe ser semejante al de la figura 41.10; si no es adecuado, repita el procedimiento. Análisis 1. Mida en el registro de flujo la magnitud del pico de flujo inspiratorio y del pico de flujo espiratorio colocando el cursor en la parte más alta y en la más baja del registro de flujo, respectivamente (no tome en cuenta el signo negativo). Transforme el valor obtenido en L/s a L/min y anote el resultado: PFI: L/min PFE: L/min 2. Utilizando el marcador y el cursor obtenga el valor de la capacidad vital forzada y escriba el resultado. CVF: L ¿Cuál es la diferencia entre capacidad vital y capacidad vital forzada? Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 248 Manual de laboratorio de fisiología Figura 41.10 Registro de la capacidad vital forzada. ¿Es diferente el valor de capacidad vital que obtuvo en la actividad 2 en relación con el valor de capacidad vital forzada que obtuvo ahora? ¿Por qué? 3. Mida el valor del volumen espiratorio forzado en un segundo (VEF1) colocando el marcador M en el pico máximo del volumen y el cursor a 1 s de distancia del pico. Para facilitar lo anterior, coloque la compresión del registro en 2:1. Anote el resultado y calcule el porcentaje que este valor de la CVF representa, y escriba el valor: VEF1: L= % de la CVF ¿Para qué es la medición del VEF1? 4. Coloque el cursor en el eje del tiempo para seleccionar un bloque de datos que incluya unas dos respiraciones normales, la respiración forzada y otras dos a cuatro respiraciones normales. En la barra de herramientas haga clic en Spirometry y seleccione Ventana de datos; esto abre una ventana que muestra la localización de PFI, PFE, CVF y VEF; los valores de estos parámetros se obtienen colocando el cursor en el lugar correspondiente. Cierre esta ventana, haga clic de nuevo en Spirometry y seleccione Reporte; se despliega una lista con los valores de los parámetros medidos; compárelos con los resultados que calculó. CONCLUSIONES Escriba los datos que considere relevantes. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 42 Respiración Competencia • Registrar los movimientos respiratorios en estado de reposo, en alcalosis respiratoria y en acidosis respiratoria, fundamentar las variaciones y relacionar estos estados con patologías y con la vida diaria. Revisión de conceptos El ciclo respiratorio se divide en in spiración y esp iración. Durante la in spiración se introduce a los p ulmones aire fresco, con alto contenido de oxígeno y bajo de dióxido de carbono; en la espiración se expulsa el aire una vez que ocurrió el intercambio gaseoso, por lo que el aire espirado tiene menor cantidad de oxígeno y mayor cantidad de dióxido de carbono. Por lo t anto, resulta obvio que la inspiración y la espiración cumplen funciones diferentes, aunque se complementan. Las actividades de est a práctica ponen de ma nifiesto cómo inspiración y espiración se modifican en forma diferente bajo distintas circunstancias. ACTIVIDADES barra de herramientas y elija Experiments Gallery; en la nueva ventana que aparece abra el archivo Experiments Gallery y seleccione Respiración. La pantalla de registro tiene dos canales: el 1 tiene el nombre Respiración y el 2, Frec. Resp. El cinturón con transductor de respiración está conectado al canal 1 y registra los movimientos respiratorios; el canal 2 registra la frecuencia respiratoria calculada a partir del registro del canal 1. Coloque el cinturón con el transductor de respiración en la parte superior del abdomen del voluntario, como se muestra en la figura 42.1; ajústelo para que no quede flojo, pero tampoco debe estar apretado. Puede colocarse sobre la ropa del voluntario y resulta indistinto si se encuentra de pie o sentado. Aunque lo importante es que la parte del cinturón con el transductor quede en la porción anterior del cuerpo a nivel de la cicatriz umbilical; como el patrón de respiración varía de un sujeto a otro, en ocasio- El equipo necesario para estas actividades consiste en: 1. 2. 3. 4. U Unidad Power Lab. Cinturón con transductor de respiración. Transductor de pulso. Bolsa de papel de tamaño mediano. Inicio del programa e instrucciones generales Si aún no inicia el programa en su computadora, haga clic en el ícono de acceso directo a Chart 5 en la pantalla del escritorio. En la nueva pantalla que se despliega se abre una pequeña ventana; haga clic en el archivo Experiments Gallery (Galería de Experimentos), y de la lista seleccione Respiración; una vez abierta la pantalla amplíela mediante un clic en el botón del extremo superior derecho. Si esta ventana no aparece, vaya a Archivo en la 249 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 250 Manual de laboratorio de fisiología rapidez por unos cuantos segundos y que después lo haga lentamente. Verifique que los movimientos respiratorios, en el canal 1, y la frecuencia respiratoria se registren de modo correcto; si este no es el caso, repita los pasos anteriores y haga los ajustes necesarios. Presione de nuevo Iniciar, escriba Basal en Comentarios y presione Enter. Pida al sujeto que respire tranquilamente por 2 min. Escriba Sostener inspiración en Comentarios; pida al sujeto que haga una inspiración profunda y mantenga el aire lo más que pueda, y presione Enter. Escriba Respirar en Comentarios y presione Enter cuando el sujeto comience a respirar de nuevo; registre hasta que la respiración se normalice y continúe el registro de la respiración normal por 2 min más. Escriba Sostener exhalación en Comentarios y pida al sujeto que expulse la mayor cantidad de aire que pueda y sostenga la respiración lo más posible; presione Enter. Escriba Respirar en Comentarios y presione Enter cuando el sujeto comience a respirar de nuevo. Registre hasta que la respiración sea otra vez normal y continúe el registro por lo menos durante 2 min más. Análisis 1. Describa las características del registro de los movimientos respiratorios comparando la inspiración con la espiración. Figura 42.1 Colocación del cinturón con el transductor de respiración. nes es necesario cambiar la posición del transductor para obtener la mejor señal. Asegúrese de que el cable del cinturón esté conectado al canal 1 de la unidad Power Lab. Haga clic en el botón que se encuentra al lado de Respiración en el canal 1 y seleccione Amplificador de entrada de la lista que se despliega; pida al voluntario que realice varias respiraciones profundas y vea el registro en la ventana de diálogo que se abrió. Ajuste el rango en esta ventana para que el registro ocupe de la mitad a dos terceras partes del mismo; para ello se modifica el valor del rango. A continuación cierre la ventana mediante un clic en OK. Ahora haga clic en el botón que se halla a un lado de Frec. Resp., del canal 2, y seleccione Entrada calculada de la lista de opciones. Pida al sujeto que respire de manera normal y observe el registro en la ventana de la izquierda. El pico del registro debe atravesar la línea horizontal que aparece en esta ventana; si esto no ocurre, mueva la línea para que en cada respiración la atraviese el registro. Enseguida cierre la ventana mediante un clic en OK. Durante la realización de los registros de respiración es importante que el sujeto no vea la pantalla del monitor y que no controle la respiración en forma voluntaria. 2. Mida la duración de la inspiración y la espiración en el registro, y explique los resultados. 3. Mida la duración de la inspiración sostenida colocando el marcador M en el pico máximo de inhalación y el cursor en el sitio donde inicia la primera respiración; el tiempo entre estos dos puntos se muestra en la parte superior derecha de la pantalla. Anote el resultado. Duración de la inhalación sostenida: s. 4. Mida en la misma forma la duración de la exhalación sostenida y escriba el resultado. Duración de la exhalación sostenida: s. 5. ¿Durante qué fase del ciclo respiratorio puede sostenerse la respiración por más tiempo? ¿Por qué? U Respiración normal Presione Iniciar para comenzar el registro. Con objeto de asegurar que se registra de modo adecuado, pida al sujeto que respire con Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 42 Respiración 6. Después de sostener la respiración, ¿la urgencia respiratoria es inspiratoria o espiratoria? 7. Al sostener la respiración y comenzar a respirar de nuevo, ¿cómo se modifica la duración del ciclo respiratorio en relación con el basal? ¿Cómo se modifica la duración de la inspiración y la espiración en relación con el registro basal? Explique estas variaciones. 251 2. Calcule la frecuencia respiratoria en respiraciones por minuto y en Hz durante la respiración normal y durante la hiperventilación. Respiración normal: Frecuencia respiratoria: respiraciones por minuto. Frecuencia respiratoria: Hz. Hiperventilación: Frecuencia respiratoria: respiraciones por minuto. Frecuencia respiratoria: Hz. 3. Mida el tiempo que dura la inhalación sostenida y anótelo. 8. ¿Es diferente la fase de recuperación cuando la respiración se sostiene en inspiración que cuando se hace en espiración? Explique las diferencias. U Hiperventilación Si el voluntario en el que se realiza esta actividad siente mareos detenga el procedimiento pero continúe el registro. Si experimenta molestias mayores, pídale que respire en la bolsa que utilizaría en la siguiente actividad, o con sus dos manos haciendo un hueco sobre la nariz y la boca. Presione Iniciar, escriba Basal 2 en Comentarios y presione Enter. Registre la respiración tranquila del voluntario por 2 min. Escriba Hiperventilación en Comentarios y pida al sujeto que hiperventile respirando lo más profundo y frecuente que pueda durante 30 s, y presione Enter. Escriba Respirar en Comentarios y después de los 30 s de hiperventilación pida al voluntario que respire normalmente, y presione Enter. Continúe el registro hasta que la respiración se normalice por completo y registre por 2 min más. Escriba Hiperventilación 2 en Comentarios, y pida al sujeto que respire otra vez lo más rápido y profundo posible durante 30 s, y presione Enter. Escriba Sostener inhalación en Comentarios; al término de los 30 s de hiperventilación pida al sujeto que haga una respiración profunda y que la mantenga lo más que pueda, y presione Enter. Escriba Respiración en Comentarios y presione Enter cuando el voluntario comience a respirar de nuevo. Continúe el registro hasta que la respiración se normalice y luego deténgalo. Análisis 1. Describa los cambios en el patrón de registro durante la hiperventilación en comparación con el registro de la respiración basal. Inhalación sostenida después de hiperventilación: s. 4. Compare el tiempo que dure la inhalación sostenida en esta actividad con el tiempo que persiste en la actividad anterior y explique los resultados. 5. ¿En qué situaciones puede ser útil la hiperventilación? Piense en la práctica de deportes, por ejemplo, y explique por qué las ventajas. 6. ¿Qué efecto tiene la hiperventilación sobre el equilibrio acidobásico y cómo se produce este efecto? 7. ¿Qué efecto tiene la hiperventilación sobre la concentración sérica del calcio ionizado? ¿Cómo se produce este efecto y qué consecuencias tiene? U Acidosis respiratoria Presione Iniciar para comenzar a registrar; escriba Basal 3 en Comentarios y presione Enter. Registre por 2 min la respiración tranquila del voluntario. Escriba Respiración en Comentarios. Pida al sujeto que cubra su nariz y boca con la bolsa que se le proporciona, que trate de sellar los lados con sus manos para impedir que escape el aire y que respire dentro de ella. Presione Enter. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 252 Manual de laboratorio de fisiología Escriba Respiración en Comentarios; al cabo de 60 s de que el voluntario esté respirando en la bolsa pídale que la retire de su nariz y boca. Presione Enter, registre durante 60 s y detenga el registro. Explique los mecanismos que causan estas variaciones. Análisis 1. Describa los cambios en el patrón de registro durante la respiración en la bolsa, en comparación con el registro de la respiración basal. 2. Mida la amplitud de la respiración en estado de reposo, justo después de hacer ejercicio y a los 2 min, y explique las variaciones. Amplitud de la respiración: 2. Describa los cambios en el patrón de respiración cuando se retira la bolsa y se respira en forma normal. Antes del ejercicio: . Al terminar el ejercicio: . Dos minutos después del ejercicio: . U Respiración y frecuencia cardíaca Para realizar esta actividad se requiere, además del cinturón con el transductor de presión, el transductor de pulso, que debe conectarse al canal 2. 3. Volver a respirar el mismo aire espirado, como ocurre al hacerlo dentro de una bolsa, produce acidosis respiratoria. Explique el mecanismo por el que se produce. 4. Explique qué efecto ejerce esta variación del pH en los quimiorreceptores centrales. U Efecto del ejercicio en la respiración Presione Iniciar escriba Basal 4 en Comentarios, presione Enter y registre por 2 min. Detenga el registro y pida al sujeto que realice algún tipo de ejercicio durante 2 min; puede hacer sentadillas, subir y bajar un escalón, correr en forma estacionaria, etcétera. Al terminar los 2 min de ejercicio reinicie el registro, escriba Ejercicio en Comentarios, presione Enter y registre por 2 min. Si está guardando sus registros hágalo ahora y cierre el archivo. Análisis 1. Determine la frecuencia respiratoria antes del ejercicio, justo después y a los 2 min, y anote los resultados. Frecuencia respiratoria: Antes del ejercicio: Hz. respiraciones por minuto = Al terminar el ejercicio: Hz. respiraciones por minuto = Dos minutos después del ejercicio: respiraciones por minuto = Hz. Inicio del programa e instrucciones generales En la barra de herramientas haga clic en Archivo, seleccione Experiments Gallery, abra este archivo y elija Respiración y frecuencia cardíaca. La pantalla de registro que se abre muestra tres canales: en el canal 1 está conectado el cinturón con el transductor de presión y registra los movimientos respiratorios igual que en las actividades anteriores; en el canal 2 está conectado el transductor de pulso para registrar el pulso periférico, y en el canal 3 se calcula la frecuencia cardíaca a partir del registro del pulso. Coloque el transductor de pulso en la falange distal del dedo medio y asegúrese de que el cable esté conectado al canal 2. Haga clic en el botón que se encuentra al lado de Pulso en el canal 2, seleccione Amplificador de entrada y ajuste el rango del registro para que ocupe de la mitad a las dos terceras partes del área de registro. Tras realizar los ajustes necesarios cierre la ventana mediante un clic en OK. Haga clic en el botón que se halla al lado de Frec. card. del canal 3 y seleccione Entrada calculada. En la ventana de diálogo que se despliega asegúrese de que el registro del pulso atraviesa la línea horizontal en la ventana de la izquierda; si esto no ocurre, mueva la línea horizontal para asegurar que el registro atraviese la línea en cada registro de pulso. Esta línea horizontal no debe estar muy abajo porque se corre el riesgo de que los pequeños picos registrados en el pulso la atraviesen varias veces. La ventana de la derecha muestra el registro de la frecuencia cardíaca. Cierre la ventana mediante un clic en OK. Presione Iniciar para comenzar a registrar; escriba Basal en Comentarios, presione Enter y registre por 3 min con el sujeto respirando tranquilamente. Las variaciones en la frecuencia cardíaca se ven con más facilidad cuando la respiración es lenta y profunda. Escriba Inhalación sostenida en Comentarios, pida al voluntario que inhale a profundidad y sostenga la respiración lo más posible, y presione Enter. Escriba Respiración y presione Enter cuando el voluntario comience a respirar de nuevo; registre por 1 min y detenga el registro. Si está guardando sus registros, hágalo ahora. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 42 Respiración 253 2. ¿Qué nombre recibe la variación de la frecuencia cardíaca durante la respiración? Análisis Las variaciones de la frecuencia cardíaca con el ciclo respiratorio se ven mejor con una compresión del registro de 10:1 o 20:1. 1. ¿Cómo se modifica la frecuencia cardíaca durante la respiración y qué origina estas variaciones? CONCLUSIONES Escriba los datos que considere relevantes. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 43 Diuresis acuosa y osmótica Competencia • Analizar el mecanismo de producción de la diuresis acuosa y osmótica relacionándolas con la clínica. Revisión de conceptos mía del organismo como en la regulación de la osmolaridad de los líquidos corporales. El deseo de beber está regulado sobre todo por la osmolaridad del plasma y el volumen del líquido extracelular (LEC). La necesidad de in gerir agua aumenta a causa de un incr emento de la presión osmótica efectiva del plasma o por disminución del v olumen del LEC. L os osmorreceptores son células que responden a los cambios de osmolaridad del LEC y se encuentran en el hi potálamo anterior por fuera de la barrera hematoencefálica. La disminución del v olumen del LEC t ambién produce sed por una vía q ue parece independiente de la hi perosmolaridad. Una hemorragia ocasiona sed aun cuando la osmolaridad del plasma no cambie. Al parecer, el efecto del decremento del LEC sobre la sed es mediado por el sistema renina-angiotensina. La hipovolemia aumenta la s ecreción de renina y o casiona incremento consecutivo de la a ngiotensina II, que actúa en el hipotálamo para desencadenar el reflejo de la sed. En condiciones normales, los g lomérulos filtran 180 L de líquido todos los días; sin embargo, el promedio del volumen urinario por día se aproxima a 1 L. La misma carga de solutos puede excretarse cada 24 h en un v olumen de orina de 500 ml con una concentración de 1 200 mOsm/L o en un volumen de 20 L co n una co ncentración de 30 mO sm/L. Estas cifras demuestran dos hechos relevantes: primero, por lo menos 80% del agua filtrada se resorbe, aun cuando el volumen de orina sea de 20 L, y segundo, la resorción del resto del agua filtrada puede variar sin afectar la excreción total de solutos. Por tanto, cuando la orina es concentrada, el agua se retiene en exceso con respecto a los solutos, y cuando es diluida, el cuerpo pierde agua en exceso en relación con ellos. Ambos hechos tienen gran importancia, tanto en la eco no- Diuresis acuosa El incremento de la osmolaridad del plasma estimula el mecanismo que controla la secreción de la hormona antidiurética (ADH) y el descenso lo inhibe. El acto de beber produce disminución pequeña de la s ecreción de vas opresina antes que el agua se absorba, pero la mayor parte de la inhibición se debe a r educción de la osmo laridad plasmática tras la absorción del agua. L a diuresis acuosa que resulta de beber grandes cantidades de líq uidos hipotónicos inicia cer ca de 15 min desp ués de in gerir una ca rga de agua y alca nza su máximo en alrededor de 40 min. Mientras se excreta una carga osmótica normal, el flujo máximo de orina que puede producirse durante la diuresis acuosa se aproxima a 16 ml/min. S i se ingiere agua a una velocidad mayor que ésta por cualquier período, las células se dilatan a causa de la ca ptación de agua del LEC hi potónico, lo q ue puede ser grave y p roducir síntomas de in toxicación por agua, co mo convulsiones, coma y la m uerte por dilatación de las células en el encéfalo. La intoxicación por agua también puede ocurrir cuando la ingesta no se reduce luego de la administració n de ADH exógena o la s ecreción de ADH endógena en respuesta a estímulos no osmóticos, como los traumatismos quirúrgicos. Diuresis osmótica La presencia de gra ndes cantidades de s olutos no r esorbidos en los túbulos renales ocasiona incremento del volumen de orina, llamado diuresis osmótica. Los solutos que no s e 255 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 256 Manual de laboratorio de fisiología resorben en los t úbulos proximales ejercen efecto osmótico importante al retener agua en la luz tubular. Otro mecanismo que produce diuresis osmótica es el siguiente: El gradiente de concentración contra el que puede bombearse Na+ del interior al exterior de los túmulos proximales tiene un límite. Aunque por lo general el movimiento de agua fuera del túbulo proximal impide que se establezca cualquier gradiente apreciable, la presencia de una cantidad incrementada de s olutos no resorbidos en el líq uido filtrado ocasiona que la concentración de Na+ en el mismo ca iga por disminución de la resorción de agua, por lo que se establece un gradiente de concentración limitante y la resorción proximal ulterior de Na+ se impide, más Na+ permanece en el túbulo y el agua s e queda con éste. El resultado es que el asa de Henle se enfrenta a un v olumen muy alto de líquido isotónico, con concentración disminuida de Na+ aunque la cantidad total de Na+ que llega al asa en la unidad de tiempo está aumentada. La resorción de agua y N a+ está disminuida en el as a porque la hi pertonicidad medular también lo está. Este descenso se debe sobre todo a la menor resorción de Na+, K+ y Cl − en la p orción ascendente gruesa del asa de Henle, porque se alcanzó el gradiente de concentración límite para la resorción de Na+. Más líquido pasa a través del túbulo distal y menos agua se resorbe en los tubos colectores por decremento del gradiente osmótico a lo largo de las pirámides medulares. El resultado es un marcado incremento de volumen de o rina y de la ex creción de N a+. La excreción de otros electrólitos también es mayor. La diuresis osmótica se produce por la administració n de co mpuestos como manitol y p olisacáridos relacionados, que se filtran pero no se resorben. También la ocasionan sustancias que se observan de manera natural en presencia de cantidades que exceden la capacidad de los t úbulos para resorberlas. En la diabetes, por ejemplo, la glucosa que permanece en los t úbulos cuando la carga filtrada excede el TmG causa poliuria. Asimismo, la diuresis osmótica puede deberse a la inf usión de grandes cantidades de cloruro de sodio o urea. Es importante reconocer la diferencia entre diuresis osmótica y diuresis acuosa. En la diuresis acuosa, la cantidad de agua resorbida en las porciones proximales de la nefrona es normal y el flujo máximo de orina que puede producirse se aproxima a 16 ml/min. En la diuresis osmótica, el incremento en el flujo de orina se debe a la resorción disminuida de agua en los túmulos proximales y en las asas, y pueden producirse grandes flujos urinarios. Como la carga de soluto excretado está aumentada, la concentración de la o rina se acerca a la del p lasma a pesar de la secreción máxima de ADH, porque una fracción cada vez mayor de la orina excretada es líquido isotónico de los túbulos proximales. Si en un animal con diabetes insípida se produce diuresis osmótica, la concentración de la orina se eleva por la misma razón. ACTIVIDADES Los voluntarios que participan en esta actividad no deben tener padecimientos renales. 1. Dos alumnos realizarán la prueba de diuresis acuosa, y otros dos la de diuresis osmótica. 2. Pídales que evacuen la vejiga, cuantifique la cantidad de orina y su densidad, y anótela como valor basal en el cuadro de Análisis. 3. Obtenga el peso corporal de los sujetos y escríbalo en el cuadro de Análisis como basal. 4. Calcule la cantidad de agua que debe ingerir cada voluntario a razón de 20 ml/kg de peso de una solución hipoosmolar o hiperosmolar, según el caso. 5. Para facilitar la ingesta de las soluciones se les puede agregar limón al gusto. 6. La toma de la solución debe realizarse en 10 min como máximo. 7. Después de la ingesta de la solución obtenga de nuevo el peso y escríbalo en el cuadro de Análisis en el tiempo 00. 8. Antes, obtenga los datos de peso corporal, volumen urinario y densidad urinaria cada 15 min durante 2 h. 2. Explique las variaciones en los resultados obtenidos entre la diuresis acuosa y la diuresis osmótica. 3. ¿Cómo se encuentran los niveles de ADH en la diuresis acuosa y en la diuresis osmótica? 4. Explique por qué la ingesta de solución salina isotónica produce diuresis osmótica. 5. Describa la dinámica de la aldosterona en ambos tipos de diuresis. Análisis 1. Informe de resultados. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Práctica 43 Diuresis acuosa y osmótica DIURESIS ACUOSA Nombre Tiempo (min) DIURESIS OSMÓTICA 1. Peso (kg) Volumen urinario (ml) Nombre Densidad urinaria Tiempo (min) Basal Basal 00 00 15 15 30 30 45 45 60 60 75 75 90 90 105 105 120 120 Nombre Tiempo (min) 2. Peso (kg) 257 Volumen urinario (ml) 1. Peso (Kg) Volumen urinario (ml) Nombre Densidad urinaria Tiempo (min) Basal Basal 00 00 15 15 30 30 45 45 60 60 75 75 90 90 105 105 120 120 Densidad urinaria 2. Peso (Kg) Volumen urinario (ml) Descargado por JM Occupational ([email protected]) Densidad urinaria lOMoARcPSD|24440723 258 Manual de laboratorio de fisiología CONCLUSIONES Escriba los datos que considere relevantes. Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Apéndice Manejo adecuado de las muestras de sangre Puesto que todo el personal de salud está consciente de que tanto el síndr ome de inm unodeficiencia adquirida como otras enfermedades infecciosas pueden transmitirse a través de la sangre y otros líquidos corporales de los pacientes, todas las muestras deben tratarse como potencialmente infecciosas. Es neces ario tomar en c uenta las siguientes precauciones siempre que se utilice sangre o cualquier otro líquido corporal en el laboratorio. 3. Las lancetas y las agujas usadas se desechan en un contenedor específico para objetos punzantes. Otros objetos, como torundas de algodón o gasa que estuvieron en contacto con sangre u otros líquidos, se desechan en un contenedor distinto. 4. En situaciones en las q ue es posible que salten gotas de sangre tienen que emplearse mascarillas o lentes protectores, o ambos. 5. Si se recurre a instrumental reutilizable para manipular sangre, por ejemplo pipetas, es neces ario desinfectarlo con una solución de cloro y después lavarlo. 6. Nunca debe pipetearse con la b oca; este procedimiento se realiza siempre con aditamentos mecánicos adecuados. 1. Toda persona que maneje muestras de sangre o instrumentos que estuvieron en contacto con ella —lancetas, tubos capilares, agujas— debe usar guantes desechables y lavarse las manos justo después de quitárselos. 2. Siempre han de emplearse lancetas y agujas estériles desechables; los tubos capilares, los portaobjetos y cualquier otro instrumento de este tipo no deben reutilizarse. 259 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Índice alfabético ERRNVPHGLFRVRUJ Los números seguidos de la letra f indican figura, y los seguidos de la letra c refieren a cuadros. A bi sub su t cipital, 173 escapular, 174 prailíaco, 174 ricipital, 173 medición de peso y altura, 170 Aparato vestibular, 121-124 canales horizontales, 121 conductos semicirculares, 121 ca nales horizontales, 121 cél ulas receptoras, 121 estim ulación de las, 121 fibras nerviosas del ganglio de Scarpa, 122 máculas del utrículo y el sáculo, 121, 123 cél ulas ciliadas, 121 c uerpos otolíticos, 122 nistagmo, optocinético, 122 v estibular, 122 núcleos, medial y superior, 122 o culomotores, 122 v estibular(es), 122 inf erior, 122 la teral, 122 medial y superior, 122 órganos otolíticos, 122 receptor de aceleración, 122 Aprendizaje y memoria, 143-145 a corto plazo, 143 enfermedad de Alzheimer y, 143 pérdida de la memoria a, 143 a largo plazo, 143 actividades, 143 explícita o declarativa, 143 funcional o memoria de trabajo, 143 implícita, 143 registro de actividades, 144c y actividades reflejas, 143 Arritmia sinusal, 201 Aschoff y Tawara, 187 Audición, 117-120 células ciliadas, 117 ganglio espiral o de Corti, 117 Acidosis respiratoria, 249 Acomodación, 40 Actividad gamma, 80 Adaptación de los receptores, 99. Véase Sensibilidad somática Adenomas hipofisarios, 154 Agua corporal, distribución del, 21 Agua (buceo), respuesta cardiovascular a la inmersión en, 215-219 b radicardia, 215 determinación de la variación, 218f f recuencia cardíaca, 216 a partir del pulso, 215 efecto de la respiración sostenida sobre la, 216 y la circulación periférica, 216, 217 inicio del programa e instrucciones generales, 215 registro de la, circulación periférica, 217c, 219 f recuencia cardíaca, 216c, 217c r espiración sostenida, 216 Agudeza visual, 114 Alzheimer, enfermedad de, 143 Almohadillas abrasivas, 70 Alopecia, 169 Alveolos, 241 Amperio (A), 2 Angström, 3 Antígeno D (Rh), 177 Antropometría, valoración nutricional mediante, 169-176 exa men físico, 169 análisis de la composición corporal, 169 f unción inmunitaria, 170 gras a corporal, 169 índice de masa corporal (IMC), 169 m úsculo esquelético, 170 p eso y estatura, 169 informe de laboratorio, 174 pa rámetros antropométricos, 170 circunferencia del brazo (CB), 173 determinación, de la complexión corporal (CC), 170 del índice de masa corporal (IMC) o índice de Quetelet, 172 índice cintura-cadera (ICC), 172 medición de los pliegues cutáneos, 173, 173f 261 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 262 Manual de laboratorio de fisiología Audición (continuación) conducción aérea, 118 de la onda sonora, 117 determinación de la diferente agudeza de, para diferentes frecuencias, 118 ondas sonoras, 117, 117f membrana del tímpano, 117 pérdida de la, 118 por defecto en las ondas sonoras a la perilinfa, 118 pruebas de Weber y Rinne en, 118 juego de diapasones, 118, 118f sordera, de conducción, 118 ner viosa, 118 simulación de una sordera de conducción, 118 Avogadro, ley de, 8 Axones preganglionares parasimpáticos, 109 Azul de metileno, 28 B Bachman, 187 Bicarbonato de sodio, 9c Binocular y percepción de profundidad, 112 Boltzmann, constante de, 27 Bomba del corazón, de Na-K-ATPasa, 34 función de. Véase Hemodinamia contractilidad del miocardio, 221 factores nerviosos y hormonales, 221 f recuencia cardíaca, 221 resistencia periférica total, 221 Bradicardia, 201, 215 Buceo. Véase también Agua (buceo), inmersión en, respuesta ca rdiovascular a la C Calcio, variaciones en la concentración externa de, 40 Campo visual, 107 binocular, 107 del ojo izquierdo para los colores blanco, azul y rojo, 108f monocular, 107 temporal, 107 perimetría, 115 Candela (cd), 2 Capacidades pulmonares, volúmenes y, 241-248 al veolos, 241 equipo utilizado para medir, 242f familiarización con el equipo y calibración, 244 inicio del programa e instrucciones generales, 244 medició n del flujo de aire, 241 espirómetro de tambor, 241, 241f neumo tacómetro, 242f nomograma para predecir en, mujeres el volumen espiratorio f orzado, 243f varones el volumen espiratorio forzado, 243f pantalla de registro y ventana de diálogo para calibrar a cero el espirómetro, 244f pruebas de función pulmonar, 247 registro de, capacidad vital forzada, 248f volúmenes inspiratorios y espiratorios de reserva (VIR y VER), 247f r epresentación gráfica de los, 242f ventana de diálogo para calibrar, canal de volumen, 246f flujo, 245f Célula(s), β del páncreas, 161, 163 ciliadas, 118 ganglionares, 109 postsináptica, 43 trofoblásticas sinciciales, 157 Circuito nervioso del reflejo monosináptico, 86f Circulación periférica, 217c Cloruro de sodio (NaCl), 9 Coombs, prueba de, 177 Conducción nerviosa, 76 Conferencia General de Pesos y Medidas, 2 Contracción, isotónica, 80 Contracción muscular, 59-68, 80 actividad(es), 60 colocación de los electrodos para estimular el nervio cubital, 61, 62f efecto de la estimulación nerviosa, 61 pa ntalla de inicio, 61f electrodos para estimulación, 60 inicio del programa e instrucciones generales, 61 colocación de electrodos en el nervio cubital y el dedo pulgar sobre el tra nsductor de fuerza, 63f dinamómetro conectado al canal 1 de la unidad Power Lab, 66f ejemplo de sumación y tetania con dos pulsos a diferentes frecuencias, 65f establecimiento de la conversión de unidades en porcentaje, 67f etapas del proceso de relajación, 60 factor de seguridad, 60 fatiga muscular, 67 fibra(s), muscular, 59 m usculoesqueléticas, 59 frecuencia de los potenciales de acción, 60 individuales o sacudidas simples, 60 isométrica, 60 isotónica, 60 medición de la fuerza de prensión, 66 músculos extraoculares, 60 neurona motora, 59 alfa, 59 por estimulación nerviosa, 64 puntos de estimulación nerviosa, 62f reclutamiento, 60 registro de la respuesta de sacudida simple con estímulos de diferente in tensidad, 63f respuesta de sacudida simple y reclutamiento, 62 a nálisis, 64 secuencia de hechos durante la, esquelético, 59 sumación, de la respuesta contráctil, 60 y tetania, 64 tetania, 60 transductor de fuerza, electrodos y estimulador conectados a la unidad Power Lab, 60f Coombs, prueba de, 177 Corazón, aislado, 221, 223, 226 mo dificación de la, contracción miocárdica, 225, 226 f recuencia cardíaca, 226 p recarga, 223, 224, 224c resistencia periférica total (TPR), 224 bomba del, función de, 221. Véase Hemodinamia co ntractilidad del miocardio, 221 factores nerviosos y hormonales, 221 f recuencia cardíaca, 221 r esistencia periférica total, 221 función del, 211 intacto, 223, 225f, 226 modificación de la, contracción miocárdica, 225c, 226c p recarga, 224c resistencia periférica total (TPR), 225, 225c Coriocarcinoma, 157 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Índice alfabético Corti, ganglio espiral o de, 117 Coulomb, 1 Crecimiento excesivo de los huesos malar, 150 Cristalino, 108 Cromo radiactivo (51Cr), 30 Cuerpo amarillo, 157 estrógenos, 157 progesterona, 157 Curva de tolerancia a la glucosa. Véase Glucosa, curva de tolerancia a la D Darrow-Yannet, diagrama típico de, 22 Densidad urinaria, 257 Determinación de los parámetros de estimulación, 55 aplicados en pasos, 57 de diferente, duración, 57 f orma, 57 f recuencia, 52 v oltaje, 51 número predeterminado, 57 Derivadas, 2 grados Celsius, 2 Despolarización espontánea, 40 Detección de gonadotropina coriónica humana en prueba de embarazo, 157-160 Detector de mentiras, 133 Diabetes mellitus, 163. Véase también Glucosa, curva de tolerancia a la destrucción de las células β pancreáticas, 163 diagnóstico de, 163 intolerancia a la glucosa, en ayuno, 163 p osprandial, 163 tipo 2, 150 Diapasones, juego de, 118. Véase Audición Diarrea, 21 Difusión, 27 área de, 27 coeficiente de, 27 competencia, 27 del oxígeno, 28 homogénea, 30 ley de Fick, 27 velocidad del efecto de, gradiente de concentración, 28 t emperatura, 28 viscosidad del medio, 28 Dilución, método de, medición de los compartimientos líquidos corporales u tilizando el, 29-31 ac tividades, 31 azul de Evans, 30 co mpetencias, 29 cr omo radiactivo (51Cr), 30 hema tócrito (Hct), 30 h umor acuoso, 29 in travascular, 30 mem brana capilar, 30 líq uido, cefalorraquídeo, 29 extracel ular (LEC), 29 in tersticial, 30 in tracelular (LIC), 29 in travascular o plasma sanguíneo, 29 sino vial, 29 mét odos, espectrofotométricos, 30 f otoeléctricos, 30 q uímicos, 30 radiac tivos, 30 v olumen, plasmático, 30 s anguíneo, 30 y odo radiactivo (125I o 131I), 30 Dinamómetro, conectado al canal 1 de la unidad Power Lab, 66f pa ra medir fuerza mecánica, 53f Dioptría (dp), 108 Dióxido de carbono, 211 Discriminación espacial, 99 Distancia focal, 108 Distractor, tiempo de reacción con un, 95 Distribución puntiforme de las sensaciones somáticas, 100 Diuresis acuosa y osmótica, 255-258 asa de Henle, 256 intoxicación por agua, 255 co ma, 255 co nvulsiones, 255 muerte por dilatación de las células en el encéfalo, 255 manitol, 256 osmolaridad del plasma, 255 polisacáridos, 256 secreción de ADH, 255 endóg ena, 255 volumen del líquido extracelular (LEC), 255 Donador universal, 177, 178 Duke, método de, 184 E Ecuación, campo constante de Goldman, 34 conductancia de cable, 34 Nernst, 33 Edinger-Westphal, núcleo de, 109 Einthoven, triángulo de, 191 Ejercicio, efectos cardiovasculares del, 211-214 ac tividades, 211 ca ble para electrodos, 211 electrodo(s) para registro, de la temperatura corporal, 212 del ECG, 211 esfigmomanómetro para registro de la presión arterial, 212 in terfaz de temperatura, 211 tra nsductor de pulso, 211 aumento del gasto cardíaco, 211 distribución corporal de sangre, 211 efectos del ejercicio, 212 flujo sanguíneo, 212 función del corazón, 211 inicio del programa e instrucciones generales, 212 pantalla de inicio con cuatro canales para registro, 212f presión arterial sistémica, 211 sistema nervioso autónomo, 211 Electrocardiografía, 187-196 actividades, 191 bioamplificador, 191 cable conector de electrodos, 191 cable para electrodos, 191 caja para seleccionar la derivación del ECG, 191 electrodos para registro del ECG, 191 unidad Power Lab, 191 amplificación del registro para realizar las mediciones, 194f caja selectora de la derivación para registro, 192f cálculo del eje eléctrico del corazón, 191f conector para los cables de los electrodos, 192f cuadro de diálogo para calcular la frecuencia, 195f deflexión(es), limpias (QRS), 189 negativa (onda Q), 189 Descargado por JM Occupational ([email protected]) 263 lOMoARcPSD|24440723 264 Manual de laboratorio de fisiología Electrocardiografía (continuación) deflexión (continuación) positiva (onda P), 189 derivaciones, bipolares (DI, DII y DIII), 190 unipolares (aVR, aVL y aVF), 190 eje eléctrico del corazón, 191 método de Einthoven, 191 electrocardiograma (ECG), 188 electrodos de pinza, desechables y de succión para registro, 191f fibras miocárdicas, 187 de la musculatura de trabajo, 187 del sistema de excitación y conducción, 187 frecuencia cardíaca, 193 función impulsora del corazón, 187 inicio del programa e instrucciones generales, 191 nodo AV, 187 ondas, segmentos e intervalos, 189, 189f co mplejo QRS, 189 in tervalo, PR, 189 Q T, 190 o nda, P, 189 T , 189 U , 190 p unto J, 189 s egmento, PR, 189 S T, 189 registro, de las 12 derivaciones, 190, 193 elec trocardiográfico en DI, 194f sistema de conducción cardíaco, 187 haz de His (HH), 187 nodo auriculoventricular (AV), 187 nodo sinoauricular (SA), 187 sistema de Purkinje, 187 vías auriculares internodales, 187 unidades Ashman, 190 variación del eje y la frecuencia, 195 vector de despolarización auricular, 188f Electrocardiografía y fonocardiografía, 205-209 amplificación de un registro de, y pulso periférico, 208f estetoscopio electrónico, 207, 207f botón de encendido y apagado, 207 filtros, de alta frecuencia (H), 207 de baja frecuencia (L), 207 v olumen, 207 inicio del programa e instrucciones generales, 207 registro de, y pulso periférico, 206 ruidos cardíacos, 205, 206 a normales, 205 auscultación de los, 206 f oco pulmonar secundario, 206 t écnica de, 206 co locación del diafragma del estetoscopio directo en la piel, 206 zona de la válvula, aórtica, 205 mi tral, 206 p ulmonar, 206 tr icúspide, 206 est etoscopios comunes, 206 focos de auscultación del corazón, 206f no rmales, 205 r egistro, 209 válvulas, aórtica y pulmonar, 205 s egundo ruido cardíaco, 205 auriculoventriculares mitral y tricúspide, 205 p rimer ruido cardíaco, 205 Electrodo(s), cable para, 211 corporales, 52f de registro(s), 52 del ECG, 207 desechables, 211 estimulación, 52, 60 para registro de la temperatura corporal, 212 Electroencefalografía, 125-132 colocación de los electrodos para registro, 128f equipo para registro, 127, 127f b ioamplificador, 127 elec trodos desechables, 127 U nidad Power Lab, 127, 127f espectro de frecuencias del EEG con ojos cerrados, 129f gorra con los electrodos fijos, 126f inicio del programa e instrucciones generales, 128 ondas, características de actividad alfa, 130f alfa (α), 127 b eta (β), 127 del ta (δ), 127 ga mma (γ), 127 t heta (θ), 127 pantalla de inicio para registro del, 128f reconocimiento, de artefactos, 128 de las ondas alfa (α) y beta (β) en, 129 registro del, con ojos cerrados y abiertos, 130f técnica 10-20 de colocación de electrodos, 125f Electroencefalograma, registro de un, 126 Electromiografía, 69-77 actividad(es), 70 alternada y coactivación, 73 inicio del programa e instrucciones generales, 70 muscular producida por estimulación eléctrica del nervio, 74 regulación voluntaria de la fuerza de contracción, 70, 73 medición de la velocidad de conducción nerviosa, 76 Electromiograma (EMG), 69 Embarazo, 157 cuerpo amarillo, 157 estr ógenos, 157 p rogesterona, 157 detección de gonadotropina coriónica humana en prueba, 157-160 niveles elevados de GCH, 157, 158 co riocarcinoma, 157, 158 mola hidatidiforme, 157, 158 producción de estrógenos y progesterona durante, 157 prueba, detección de gonadotropina coriónica humana, 157-160 inmunológica de detección de GCH, 158f realización de una prueba inmunitaria de, 158 interpretación de los resultados, 158, 158f limitaciones de la prueba, 158 Emociones, respuestas del sistema nervioso autónomo a las, 133 Enfermedad, de Alzheimer y, 143 hemolítica del recién nacido, 177 Enfisema pulmonar, 28 Esfigmomanómetros, con manómetros aneroides, 232 electrónicos, 231 Espiración, 201 Estetoscopio electrónico, 207, 207f botón de encendido y apagado, 207 filtros, de alta frecuencia (H), 207 de baja frecuencia (L), 207 volumen, 206 Estimulación, anódica, 41 catódica, 62 gamma, 79 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Índice alfabético nerviosa, 64 p untos de, 62f Estimulador, electrodos, transductores y sistemas de registro, 51-58 actividades, 54-58 determinación de los parámetros de estimulación, 55 a plicados en pasos, 57 de diferente, duración, 57 f orma, 57 f recuencia, 52 voltaje, 52 n úmero predeterminado, 57 seleccionar los parámetros adecuados del estímulo, 57 inicio del programa e instrucciones generales, 54 pantalla de inicio para la actividad de estímulos eléctricos, 54f significado de los botones de control en la pantalla, 54 ventana para establecer los parámetros de estimulación, 56f dinamómetro para medir fuerza mecánica, 53f equipo Power Lab de ADInstruments, 52, 52f p rotección, cardíaca, 52 co rporal, 52 informe de laboratorio, 58 para empleo en humanos con el símbolo de protección corporal, 52f revisión de conceptos, 51 electrodos de, estimulación, 52 r egistro(s), 52 co rporales, 52f sistemas de registro, 53 tra nsductores, 53 unidad Power Lab con la salida conectada al canal 1, 54f Estímulo auditivo, 95 máximo, 38 subumbral, 38 umbral, 38 Estiramiento, 79 Estomatitis, 169 Estrés, 136 Eutiroidismo, 155 F Factor de seguridad, 59-60 Fase tromboplástica, 183. Véase Hemostasia Fatiga muscular, 67 Federación Internacional de Neurofisiología Clínica, 125 Fibra(s), anuloespirales, 79 en cadena nuclear, 79 extrafusales, 79 intrafusales, 79 muscular, 59 musculoesqueléticas, 59 nerviosas del ganglio de Scarpa, 122 posganglionares, 109 primarias o Ia, 79 secundarias, 79 Fibrinógeno en fibrina, conversión del, 183 Fibrosis pulmonar, 27 Fick, ley de, 27 Flexión de la porción distal de los dedos, 62 Flujo de aire, medición del, 241 espirómetro de tambor, 241, 241f neumo tacómetro, 242 Flujo sanguíneo, 212 Fotorreceptores, 109 Frank, técnica de, 197 265 Frecuencia cardíaca, 201 Función pulmonar, pruebas de, 247 G Galactorrea, 150 Galeno, idea de (130-200 d.C.), 187 Gamma, actividad, 80 motoneurona, 79 Ganglio espiral o de Corti, 117 Gel conductor, 70 Gigantismo, 150 Globo ocular, 110 Glositis, 169 Glucemia, valores de, 166 Glucocinasa, 162 Glucómetro Accu-Check, 164f Glucosa, curva de tolerancia a la, 161-168 ac tividades, 163 a ntropometría, 166 datos generales y antecedentes familiares, 165c índice , cintura-cadera (ICC), 166c de masa corporal (IMC), 166c. 166 p resión arterial, 166 valores de glucemia en mg/dl y mmol/L, 166 células del cerebro, 162 c hoque hipoglucémico, 162 cél ulas musculares, 161 dia betes mellitus, 163 destrucción de las células β pancreáticas, 163 diagnóstico de, 163 intolerancia a la glucosa, en ayuno, 163 p osprandial, 163 g lucocinasa, 162 hígado , 162 in sulina, 162 mem branas celulares, 161 tra nsportadores GLUT 4, 161 t ejido, adiposo, 162 m uscular, 161 métodos de medición, 164 a ntropometría, 166 índice , cintura-cadera (ICC), 166c de masa corporal (IMC), 166, 166c p resión arterial, 166 valores de glucemia en mg/dl y mmol/L, 166 medición de, en plasma, 163 g lucómetro Accu-Check, 164 Glucosa-6-fosfato, 162 Glutamato, 103 Goldman, cúpula de, 107 ecuación de, 33, 34 Goldman-Hodgkin-Katz, ecuación de, 34 Gonadotropina coriónica humana, detección de, como base de la prueba de embarazo, 157-160 prueba inmunitaria de embarazo, 158 Gradiente eléctrico, 33 Grupos sanguíneos, 177-180 A, 177 AB, 177 aglutinación, 177 a nti-A, 177 antígenos, 178 B, 177 determinación de, 179 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 266 Manual de laboratorio de fisiología Grupos sanguíneos (continuación) eritrocitos del aglutinógeno A, B, A y B, 177 factor Rh, por Landsteiner y Wiener, 1940, 178 frecuencia de los diferentes, en la población caucásica de Estados Unidos, 177 O (donador universal), 178 preparación de los portaobjetos para determinación de, 179f prueba de Coombs, 178 sangre aglutina con anti-D, Rh positiva, 177-178 sistema de antígenos sanguíneos ABO, 177 unión aglutinina-aglutinógeno, 177, 177f Gucómetro Accu-Check, 164f Gusto, receptores del, 103 H Haz de His (HH), 187 Hematócrito (Hct), 21 Hemodinamia, 221-229 corazón, aislado, 221, 223, 226 modificación de la, contracción miocárdica, 225, 226 f recuencia cardíaca, 227 p recarga, 223, 224, 224c r esistencia periférica total (TPR), 224 in tacto, 223, 225f, 226 modificación de la, contracción miocárdica, 225c, 226c p recarga, 224c resistencia periférica total (TPR), 225, 225c diseño de operación del programa, 223 función de bomba del corazón, 221 contractilidad del miocardio, 221 factores nerviosos y hormonales, 221 f recuencia cardíaca, 221 resistencia periférica total, 221 gasto cardíaco comparado con frecuencia cardíaca, 228f inicio del programa e instrucciones generales, 221 interpretación de las gráficas, 222 pantalla de inicio del programa, 222f volumen ventricular comparado con frecuencia cardíaca, 228f Hemostasia, 183-185 activación de la cascada de la coagulación con formación de una red o coágulo de fibrina, 183 cascada de la coagulación, 183, 183f co nversión del fibrinógeno en fibrina, 183 fas e tromboplástica, 183 tiem po total, 183 vía común, 183 reacción vascular o vasoespasmo, 183 formación de un tapón plaquetario o respuesta plaquetaria, 183 primaria, 183 reacción vascular o vasoespasmo, 183 tiempo de, coagulación (método de Lee White), 184 p rotrombina, 184 sangrado (método de Duke), 184 vasoconstricción, 183 Henle, asa de, 256 Hipercolesterolemia, 165 Hipermetropía, 108 Hiperreflexia, 86 Hipertiroidismo secundario, 155 Hiperventilación, 251 Hígado, 162 Hipoaldosteronismo, 21 Hipotiroidismo, primario, 155 secundario, 155 subclínico, 156 Hormona del crecimiento y acromegalia, 149-151 asas de retroalimentación para la secreción, 149, 149f aumento de la, y acromegalia después de la p ubertad, 150 crecimiento excesivo de los huesos malar, 150 diabetes mellitus tipo 2, 150 galac torrea, 150 intolerancia a la glucosa, 150, 163 p rognatismo, 150 deficiencia de, estatura corta, 150 ob esidad, 150 retraso de la pubertad, 150 efecto de, hígado, 149 m úsculo esquelético, 149 t ejido adiposo, 149 exceso de, y gigantismo, 150 inicio del programa e instrucciones generales, 150 somatomedinas (IGF), 149 Hormona(s), foliculoestimulante, 157 luteinizante (LH), 157 tiroidea(s), 153-156 ef ecto de, 153 g onadotropina coriónica, 153 inicio del programa e instrucciones generales, 154 s ecreción de, 153 T y T , 153 4 3 Humor, acuoso, 30, 108 vítreo, 108 Huso muscular, frecuencia de descarga del, y órgano tendinoso de Golgi, 80 funcionamiento del, 79-83 ac tividad gamma, 80 ac tividades, 80 inicio del programa e instrucciones generales, 80 variación, de la actividad gamma, 81 de la magnitud del estiramiento, 81 en la velocidad del estiramiento, 81 co ntracción, isotónica, 80 m uscular, 80 en la actividad muscular, 82 estira miento, 80 estim ulación gamma, 79 fibra(s), anuloespirales, 79 en cadena nuclear, 79 extra fusales, 79 in trafusales, 79 p rimarias o Ia, 79 s ecundarias, 79 inervación, aferente y eferente, 81 ga mma, 80 maniobra de Jendrassik, 80 mo toneurona, alfa, 79 ga mma, 79 órgano tendinoso de Golgi, 80 t ono muscular, 80 pantalla de inicio del programa, 81f I Índice, cintura-cadera (ICC), 166c de masa corporal (IMC), 166, 166c Inervación, aferente y eferente, 81 gamma, 80 Inhibición presináptica, 48 Insulina, 30, 162 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Índice alfabético Intolerancia a la glucosa, 150 en ayuno, 163 posprandial, 163 Intoxicación por agua, 255 síntomas de, coma, 255 co nvulsiones, 255 muerte por dilatación de las células en el encéfalo, 255 Ion(es), cloro, 34 potasio, 34 J Jendrassik, maniobra de, 80 K Kelvin (K), 2 Keith y Flack, 187 Kilogramo (kg), 2 Korotkoff, ruidos de, 232 Krebs, solución de, 11 L Lámina de Snellen, 114 Laplace, 1 Lavoisier, 1 Lee White, método de, 184 Lentes convexas, 108 Ley, Avogadro, 8 energías nerviosas específicas o de Müller, 100 Fick, 27 Poiseuille, 13 Lipoproteínas, 162 Líquido(s), cefalorraquídeo, 29 corporales, distribución de los, 22c osmolaridad normal de los, 9 hi poosmolares, 9 is oosmolares, 9 extracelular (LEC), 22-23, 29 aumento de Hct por pérdida de, 22 co ntracción hipoosmótica, 22 intracelular (LIC), 21, 29 intersticial, 30 intravascular o plasma sanguíneo, 29 sinovial, 29 Litro, 3 M Máculas del utrículo y el sáculo, 121, 123 células ciliadas, 121 cuerpos otolíticos, 122 Manejo adecuado de las muestras de sangre, 259 Maniobra de Jendrassik, 80 Marcapasos cardíacos, 60 Mariotte, experimento de, 113 Martillo de reflejos con interruptor, 89f Mecánica de la respiración. Véase Respiración Mecanismo de acomodación, 108 Mecanorreceptores, 97 Medición de la fuerza de prensión, 66 Medición del flujo de aire, 241 espirómetro de tambor, 241, 241f neumotacómetro, 242 267 Médula espinal, 80, 98 Membrana(s), capilar, 30 celulares, 161 impermeable al soluto, 14f ósmosis a través de la, celular, 16 de células vegetales, 18 de los eritrocitos, 16 permeable al soluto, 14f poco permeable al soluto, 14f Metileno, azul de, 28 Método(s), de medición, 164 a ntropometría, 166 índice, cintura-cadera (ICC), 166c de masa corporal (IMC), 166, 166c p resión arterial, 166 toma de la muestra, 164 valores de glucemia en mg/dl y mmol/L, 166 Duke, 184 Einthoven, 190 espectrofotométricos, 30 fotoeléctricos, 30 Lee White, 184 químicos, 30 radiactivos, 30 Metro (m), 2 Microhematócrito, tubo de, 17 Miopía, 108 Miotático(s), reflejo(s). Véase Reflejos de tracción o de estiramiento ac tividades, 87 exp loración de reflejos tendinosos, 87 aq uileano, 87 bi cipital, 87, 87f mas etérico o mandibular, 87 r otuliano, 87 t ricipital, 87 inicio del programa e instrucciones generales, 88 registro de la respuesta muscular de los reflejos tendinosos, 87 circuito nervioso del, monosináptico, 86f exp loración del, bicipital, 87f ma rtillo de reflejos con interruptor, 89f mediante la maniobra de Jendrassik, 80 mo nosinápticos, 85, 86f pantalla de inicio para el registro de la actividad muscular refleja, 88f p olisinápticos, 85 t ónico, 86 valoración de la respuesta de los, 87c Modified Combinatorial Nomenclature (MCN), 127 Mol (mol), 2 Mola hidatidiforme, 157 Motoneurona, alfa, 79 gamma, 79 Movimientos sacádicos, 114 Müller, ley de, 97 Múltiplos y submúltiplos, 3, 4c Músculo(s), de la inspiración, 237 es calenos, 237 est ernocleidomastoideo, 237 in tercostales externos, 237 s erratos anteriores, 237 esquelético, 149 extraoculares, 60, 110 movimientos, de convergencia, 110 de prosecución o persecución, 110 s acádicos, 110, 114 v estibulares, 110 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 268 Manual de laboratorio de fisiología N Naufragio en el mar, 25 Nernst, ecuación de, 33 Nervio óptico, 109 Neurona, motora, 59 postsináptica, 44 preganglionar, 109 Neurotransmisor, 43 Nistagmo, optocinético, 122 vestibular, 122 Nociceptores, 97 Nodo, auriculoventricular (AV), 187 sinoauricular (SA), 187 Nomograma para predecir en, mujeres el volumen espiratorio f orzado, 243f varones el volumen espiratorio forzado, 243f Núcleo(s), basales, 80 de Edinger-Westphal, 109 oculomotores, 122 vestibular(es), 122 inf erior, 122 la teral, 122 medial y superior, 122 Número de Avogadro, 8 O Obesidad, 150 Olfato, efecto del, en la sensación de sabor, 103 Ondas, características de actividad alfa, 130f alfa (α), 127 b eta (β), 127 del ta (δ), 127 ga mma (γ), 127 t heta (θ), 127 sonoras, 117, 117f Órgano(s ), otolíticos, 122 tendinoso de Golgi, 80 Osmol (Osm), 9 Osmolaridad, 10 del plasma, 255 normal de los líquidos corporales, 9 hi poosmolares, 9 is oosmolares, 9 volumen, diagrama de, 22 Ósmosis, 13-19 a través de la membrana, celular, 16 de células vegetales, 18 de los eritrocitos, 16 actividades, 16 cálculo de la presión osmótica y predicción de la dirección del mo vimiento osmótico, 18 competencias, 13 informe de laboratorio, 16, 18 membrana, impermeable al soluto, 14f poco permeable al soluto, 14f permeable al soluto, 14f revisión de conceptos, 13 Óxido nítrico, 43 Oxígeno, difusión del, 27, 28 P Palidez de mucosas, 169 Papilas filiformes, 103 Parámetros antropométricos, 170. Véase Valoración nutricional media nte antropometría circunferencia del brazo, 173 determinación, de la complexión corporal (CC), 170 del índice de masa corporal (IMC) o índice de Quetelet, 172 índice cintura-cadera (ICC), 172 medición de los pliegues cutáneos, 173, 173f bi cipital, 173 sub escapular, 174 su prailíaco, 174 t ricipital, 173 medición de peso y altura, 170 Parámetros de estimulación, 38 determinación de los, 55 aplicados en pasos, 57 de diferente, duración, 57 f orma, 57 f recuencia, 55 voltaje, 55 n úmero predeterminado, 57 ventana para establecer los, 56f Pérdida, audición, 118 por un defecto en la transmisión de las ondas sonoras a la p erilinfa, 118 pruebas de Weber y Rinne en, 118 juego de diapasones, 118, 118f sordera, de conducción, 118 ner viosa, 118 memoria, 143 Perimetría, 115 realización de la, 115f técnica para realizar la, 108f Perímetros, computarizados, 108 de cúpula, de Goldmann, 1945, 107 de Tübingen, 1958, 107 obtenidos con luz blanca, azul y roja, 108, 108f técnica, 108f Períodos refractarios, 40 Peróxido de hidrógeno, 165 Platino-iridio (1901), aleación de, 2 Pliegues cutáneos, medición de los, 173, 173f bi cipital, 173 sub escapular, 174 su prailíaco, 174 t ricipital, 173 Poiseuille, ley de, 13 Polisacáridos, 256 Poliuria, 256 Posimágenes, 107, 114 Potencial de acción, 37-41 estímulo, máximo, 38 sub umbral, 38 um bral, 38 fase de hiperpolarización, 38 frecuencia de los, 60 inicio del programa e instrucciones generales, 38 aco modación, 40 desp olarización espontánea, 40 estim ulación anódica, 41 parámetros de estimulación, 38 p eríodos refractarios, 40 um bral, 38 variaciones en la concentración externa de calcio, 40 período refractario, absoluto, 37 r elativo, 37 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Índice alfabético Potencial de membrana en reposo, 33-36 bomba de Na-K-ATPasa, 34 cloro, 34 competencias, 33 concentración, extracelular de los iones potasio, 36 in tracelular, 35 ecuación de, campo constante de Goldman, 34 conductancia de cable, 34 N ernst, 33 gradiente eléctrico, 33 iones, cloro, 34 p otasio, 34 pantalla de inicio del programa, 35f permeabilidad de la membrana al ion, 33 principales iones Na+, K+, Ca++ y Cl- que modifican el, 35 proteínas, 33 Potencial postsináptico, 43, 46 Poiseuille, ley de, 13 Power Lab de ADInstruments, equipo, 51, 51f p rotección, cardíaca, 52 co rporal, 52 Presión arterial, 166, 231-240 actividades, 232 esfigmomanómetro, 232 est etoscopio, 232 transductor de pulso, 232 unidad Power Lab, 232 de pulso, 231 esfigmomanómetros, con manómetros aneroides, 231 elec trónicos, 231 milímetro de mercurio (mmHg), 231 media, 231 medición de la, 231 a rteria humeral, 231 dir ecta, 231 indir ecta, 231 mediante el método indirecto de auscultación, 232 est etoscopio y un esfigmomanómetro de mercurio o aneroide, 232 sistólica y diastólica, 231 modificación de la, al realizar ejercicio, 234 registro de la, 233 ruidos de Korotkoff, 232 sistémica, 211 utilización del registro del pulso para medir la, 235 variaciones en la, en posiciones de decúbito, sedente y de pie, 233 Presión pleural, 237 Prognatismo, 150 Programa Scope, 57 Propiedades fisiológicas, 45 Proteínas, 33 Prueba del polígrafo, 133 Pulmonares, volúmenes y capacidades, 241-248 al veolos, 241 equipo utilizado para medir, 242f familiarización con el equipo y calibración, 244 inicio del programa e instrucciones generales, 244 medició n del flujo de aire, 241 esp irómetro de tambor, 241f neumo tacómetro, 241 nomograma para predecir en, mujeres el volumen espiratorio f orzado, 243f varones el volumen espiratorio forzado, 243f pantalla de registro y ventana de diálogo para calibrar a cero el esp irómetro, 244f 269 pruebas de función pulmonar, 247 registro de, capacidad vital forzada, 248f volúmenes inspiratorios y espiratorios de reserva (VIR y VER), 247f r epresentación gráfica de los, 242f ventana de diálogo para calibrar, canal de volumen, 245f flujo, 245f Pulmones, 237 contracción del diafragma, 237 espiración normal, 237 contracción de los músculos abdominales, 237 músculos espiratorios accesorios, 237 inspiración normal, 237 presión en las vías respiratorias, 237 p resión intrapleural, 237 presión en las vías respiratorias, 237 retracción de la pared torácica elástica, 237 volumen intratorácico, 237 Pulso periférico, 204 Purkinje, sistema de, 187 Q Quetelet, índice de, 172 R Rayos luminosos, 108 Reacción vascular o vasoespasmo, 183 Receptor de aceleración, 122 Recién nacido, enfermedad hemolítica del, 177 Reclutamiento, 60 respuesta de sacudida simple y, 62 a nálisis, 64 Reflejo(s), de tracción o de estiramiento (miotáticos), 85-91 ac tividades, 87 exp loración de reflejos tendinosos, 87 aq uileano, 87 bi cipital, 87, 87f mas etérico o mandibular, 87 r otuliano, 87 t ricipital, 87 inicio del programa e instrucciones generales, 88 registro de la respuesta muscular de los reflejos tendinosos, 87 circuito nervioso del, monosináptico, 86f exp loración del, bicipital, 87f ma rtillo de reflejos con interruptor, 89f mediante la maniobra de Jendrassik, 86 mo nosinápticos, 85, 86f pantalla de inicio para el registro de la actividad muscular refleja, 88f p olisinápticos, 85 t ónico, 86 valoración de la respuesta de los, 87c fotomotor, 109. Véase Visión oculares, 113 co nsensual, 113 foto motor, 113 mo tomotor, 113 polisináptico, 109 tendinosos, exploración de, 87 aq uileano, 87 bi cipital, 87, 87f masetérico o mandibular, 87 r otuliano, 87 t ricipital, 87 vestibuloocular, 110 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 270 Manual de laboratorio de fisiología Refracción, 108 dioptría (dp), 108 dist ancia focal, 108 Reflejos condicionados, 147-148 condicionamiento clásico, 147 extinción o inhibición interna, 147 respuestas somáticas y viscerales, 147 Registro, de 12 derivaciones, 193 RGC en respuesta al susto, 136f Reglas para escribir los símbolos del SI, 4 Relación del electrocardiograma con la respiración y el pulso, 201 colocación, de la banda para el registro de la respiración, 202f del transductor de pulso, 203f frecuencia cardíaca, 201 a rritmia sinusal, 201 b radicardia, 201 esp iración, 201 in spiración, 201 pantalla para registro de ECG, 202f t aquicardia, 201 variación de la, durante la inspiración y la espiración, 203 registro de la respiración, 203f periférico, 204 sistema arterial, 201 Relajación, etapas del proceso de, 60 Respiración, 249-253 acidosis respiratoria, 251 actividades, 249 bolsa de papel de tamaño mediano, 249 cinturón con transductor de respiración, 249 transductor de pulso, 249 unidad Power Lab, 249 ciclo respiratorio, 249 colocación de, banda para el registro, 202f cinturón con el transductor de, 250, 250f transductor de pulso, 203f efecto del ejercicio, 252 espiración, 249 hiperventilación, 251 inicio del programa e instrucciones generales, 249 inspiración, 249 mecánica de la, 237-239 bomba de ventilación, 237 ca vidad torácica, 237 cen tros cerebrales, 237 m úsculos respiratorios, 237 músculos de la inspiración, 237 es calenos, 237 est ernocleidomastoideo, 237 in tercostales externos, 237 s erratos anteriores, 237 p resión, intrapleural, 237 p leural, 238 p ulmones, 237 co ntracción del diafragma, 237 esp iración normal, 237 contracción de los músculos abdominales, 237 m úsculos espiratorios accesorios, 237 in spiración normal, 237 presión en las vías respiratorias, 237 p resión intrapleural, 237 presión en las vías respiratorias, 237 retracción de la pared torácica elástica, 237 v olumen intratorácico, 237 modelo mecánico de la, 238f normal, 250 registro, 203f sostenida sobre la inmersión en agua, 216 y frecuencia cardíaca, 252 inicio del programa e instrucciones generales, 252 y el pulso, relación del electrocardiograma con la, 201 f recuencia cardíaca, 203 a rritmia sinusal, 201 b radicardia, 201 esp iración, 201 in spiración, 201 pantalla para registro de ECG, 202f t aquicardia, 201 variación de la, durante la inspiración y la espiración, 203 p eriférico, 204 sist ema arterial, 201 Respuesta, al estrés, 136 cardiovascular a la inmersión en agua (buceo), 215-219 b radicardia, 215 determinación de la variación, 218f f recuencia cardíaca, 216 a partir del pulso, 215 efecto de la respiración sostenida sobre la, 216 y la circulación periférica, 216, 217 inicio del programa e instrucciones generales, 215 registro de la, circulación periférica, 217c f recuencia cardíaca, 216c, 217c r espiración sostenida, 216 contráctil, 60 galvánica cutánea, 133 pantalla para registro de la, 135f y temperatura cutánea en respuesta al estrés, 136 Retículo sarcoplásmico, 60, 69 Retina, 109 punto ciego o escotoma fisiológico, 110 rayos luminosos, 110 rueda de colores, 110, 110f Retraso de la pubertad, 150 Rinne, prueba de, 118 Ruidos cardíacos, 205 anormales, 205 auscultación de los, 205 foco pulmonar secundario, 206 t écnica de, 206 co locación del diafragma del estetoscopio directo en la piel, 206 zona de la válvula, aórtica, 205 mi tral, 206 p ulmonar, 206 tr icúspide, 206 estetoscopios comunes, 205 focos de auscultación del corazón, 206f normales, 205 registro, 208f, 209 S Sabor(es), en la superficie lingual, mapa de, 104 umami, percepción del, 104 Sangre, manejo adecuado de las muestras de, 259 Secreción de ADH, 255 endógena, 255 Segundo (s), 3 Sensibilidad epicrítica, 98 Sensibilidad somática, 97-101 actividades, 99 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Índice alfabético adaptación de los receptores, 99 dis criminación espacial, 99 distribución puntiforme de las sensaciones somáticas, 100 ley de las energías nerviosas específicas o de Müller, 100 capacidad de adaptación de los receptores, 97 co ntacto, 97 fásicos, 98 len ta, 98 rá pida, 98 t ónicos, 98 clasificaciones, exterorreceptores, 97 interorreceptores o viscerorreceptores, 97 meca norreceptores, 97 no ciceptores, 97 p ropiorreceptores, 97 q uimiorreceptores, 97 t elerreceptores, 97 t ermorreceptores, 97 diferenciales, 98 información de tacto fino, 98 ley de Müller, 97 médula espinal, 98 proporcionales, 98 sensibilidad epicrítica, 98 vía(s) nerviosa(s), 97, 98f Sentidos químicos: gusto y olfato, 103-105 efecto del olfato en la sensación de sabor, 104 mapa de sabores en la superficie lingual, 104 percepción del sabor umami, 104 receptores, 103 telerreceptores, 103 Sinapsis química, 43-49 célula presináptica, 46 combinación de sumación espacial y temporal, 47 constante de longitud, 44, 44f tiempo, 44, 44f efecto de variar la conductancia a diferentes iones en la célula p ostsináptica, 48 inhibición presináptica, 48 inicio del programa e instrucciones generales, 45 neurona postsináptica, 44 neurotransmisor, 43 célula postsináptica, 43, 46 mem brana postsináptica, 43 ó xido nítrico, 43 potencial postsináptico, 43, 44 ex citadores, 44 inhib idores, 44 sumació n espacial, 43 pantalla de inicio del programa sinapsis, 45f propiedades fisiológicas, 45 programa computacional y, 45 sumación espacial, 47 efecto de las variaciones en la constante de longitud sobre la, 47 sumación temporal, 46 efecto de la constante de tiempo sobre la, 46 Sistema(s), antígenos sanguíneos ABO, 177 arterial, 201 de conducción cardíaco, 187 haz de His (HH), 187 nodo, auriculoventricular (AV), 187 sinoa uricular (SA), 187 sistema de Purkinje, 187 vías auriculares internodales, 187 nervioso autónomo a las emociones, respuestas del, 133-141 271 colocación de los electrodos para registro de la RGC, 135f detector de mentiras, 133 establecimiento de los valores basales, 138 registro de la RGC en respuesta al susto, 136f respuesta galvánica cutánea, 133 pantalla para registro de la, 135f y temperatura cutánea en respuesta al estrés, 136 t emperatura cutánea, 133 unidad Power Lab, 134f variación de la conductancia cutánea en respuesta a un susto, 134 inicio del programa e instrucciones generales, 134 Purkinje, 187 registro, 53 Sistema Internacional de Unidades (SI), 1-6 actividades, 5 competencias, 1 definiciones, 1 múltiplos y submúltiplos, 1, 3, 4c reglas para escribir los símbolos del SI, 4 revisión de conceptos, 1 unidades básicas, 2c a mperio (A), 2 ca ndela (cd), 2c der ivadas, 2 grados Celsius, 2 kelvin (K), 4, 5 kilogra mo (kg), 2 metr o (m), 4 mo l (mol), 2 no incluidas en el SI, 3 An gström, 3 li tro, 3 s egundo (s), 2 Sístole ventricular, 201 Snellen, láminas de. Véase también Visión determinación de, agudeza visual con las, 114 Soluto, membrana, impermeable al, 14f p ermeable al, 14f y agua, ganancia o pérdida de, 21 Somatomedinas (IGF), 149 Sordera, de conducción, 118 simulación de una, 118 nerviosa, 118 Submúltiplos, utilización de los, miliequivalente (mEq), 10 milimo l (mmol), 10 miliosmo l (mOsm), 10 Sudoración, 21 Sulfato de sodio (Na2SO4), 9c Sumación, espacial, 43, 47 temporal, 46 T Taquicardia, 201 Tayllerand, 1 Técnica de Frank, 197 Tejido adiposo, 149 Telerreceptores, 103 Temperatura, absoluta, 27 corporal, 212 cutánea, 133 Termorreceptores, 97 Tetania, 60 Tiempo, coagulación (método de Lee White), 184 de reacción ante un estímulo, 93-96 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 272 Manual de laboratorio de fisiología Tiempo, de reacción ante un estímulo (continuación) a uditivo, 95 con un distractor, 95 dado con intervalo regular, 95 inicio del programa e instrucciones generales, 94 presencia de distractores, 93 registro del tiempo de reacción, 94f visual, con aviso, 95 sin aviso, 94 protrombina, 184 sangrado (método de Duke), 184 Tono muscular, 80 Thorel, 187 Transductor(es), 53 de pulso, 207 Transfusión sanguínea, 177. Véase Grupos sanguíneos Triángulo de Einthoven, 191 Tubérculo cuadrigémino superior, 109 Tübingen, cúpula de, 1958, 107 U Umbral, 38 Umami, sabor, percepción del, 103 Unidad(es), Ashman, 190 Power Lab, 134f con la salida conectada al canal 1, 54f Unidades básicas, 2, 2c. Véase Sistema Internacional de Unidades (SI) amperio (A), 2 candela (cd), 2c derivadas, 2 grados Celsius, 2 kelvin (K), 4, 5 kilogramo (kg), 2 metro (m), 4 mol (mol), 2 no incluidas en el SI, 3 An gström, 3 li tro, 3 segundo (s), 2 Unidades de concentración de las soluciones, 7-12 actividades, 11 competencias, 7 de NaCl al 0.9% (fisiológica), 10 1 molar de NaCl, 8 determinación de la osmolaridad plasmática, 10 fisiológica y glucosada al 5%, 7 número de Avogadro, 8 osmol (Osm), 9 osmolaridad normal de los líquidos corporales, 9 hi poosmolares, 9 is oosmolares, 9 revisión de conceptos, 7 co ncentración, 7 ca ntidad de soluto, 7 de kg/L, g/L, mg/dl, 7 v olumen del solvente, 7 sustancias electrolíticas, 9 utilización de los submúltiplos, miliequivalente (mEq), 10 milimo l (mmol), 10 miliosmo l (mOsm), 10 V Valoración nutricional mediante antropometría, 169-176 examen físico, 169 análisis de la composición corporal, 169 f unción inmunitaria, 170 gras a corporal, 169 índice de masa corporal (IMC), 169 m úsculo esquelético, 170 peso y estatura, 169 parámetros antropométricos, 170 circunferencia del brazo (CB), 173 determinación, de la complexión corporal (CC), 170 del índice de masa corporal (IMC) o índice de Quetelet, 172 índice cintura-cadera (ICC), 172 medición de los pliegues cutáneos, 173, 173f bi cipital, 173 sub escapular, 174 su prailíaco, 174 t ricipital, 173 medición de peso y altura, 170 Van’t Hoff, ecuación de, 14 Variación de la conductancia cutánea en respuesta a un susto, 134 Vasoconstricción, 183 Vasoespasmo, reacción vascular o, 183 Vectocardiografía, 197-199 actividades, 198 competencia, 197 electrodos de pinza o electrodos autoadheribles, 198 registro, de las seis derivaciones electrocardiográficas, 198 de un vectocardiograma graficando el ECG de aVF (y) y Dl (x), 197f revisión de conceptos, 197 Vector, de despolarización, auricular, 189f ventricular, 189 Verapamilo, 11 Vía(s), auriculares internodales, 187 nerviosa(s), 97, 98f de la sensibilidad somática, 98 Visión, 107-116 agudeza visual, 114 axones preganglionares parasimpáticos, 109 binocular y percepción de profundidad, 112 campo visual, 107 b inocular, 107 del ojo izquierdo para los colores blanco, azul y rojo, 108f mo nocular, 107 t emporal, 107 p erimetría, 115 colores complementarios, 114 determinación, del ojo dominante, 113 del punto, cercano de, 111 aco modación, 112 ciego, experimento de Mariotte, 113 cristalino, 108 distancia focal, 108 fibras posganglionares, 109 fotorreceptores, 109 hipermetropía, 108 inervación simpática y parasimpática de la musculatura del iris y el músculo ciliar, 109f lámina de Snellen y agudeza, 110 lentes, cóncavas, 108 co nvexas, 108 mecanismo de acomodación, 108 miopía, 108 movimientos sacádicos, 114 músculos extraoculares, 110 movimientos, de convergencia, 110 de prosecución o persecución, 110 Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Índice alfabético s acádicos, 110, 114 v estibulares, 110 neurona preganglionar, 109 núcleo de Edinger-Westphal, 109 perimetría, 115 forma y el tamaño del campo visual mediante, 108 realización de la, 115f técnica para realizar la, 108f perímetros, computarizados, 108 de cúpula, de Goldmann, 1945, 107 de Tübingen, 1958, 107 obtenidos con luz blanca, azul y roja, 108, 108f t écnica, 108f posimágenes, 107, 114 rayos luminosos, 108 reflejo, fotomotor, 109 o culares, 113 co nsensual, 113 foto motor, 113 mo tomotor, 113 p olisináptico, 109 v estibuloocular, 110 refracción, 108 cr istalino, 108 dio ptría (dp), 108 dist ancia focal, 108 retina, 110 punto ciego o escotoma fisiológico, 110, 110f ra yos luminosos, 110 rueda de colores, 110, 110f tubérculo cuadrigémino superior, 109 valores obtenidos del punto cercano de visión, 112 Visual, campo, 107 b inocular, 107 del ojo izquierdo para los colores blanco, azul y rojo, 108f mo nocular, 107 t emporal, 107 p erimetría, 115 273 Voltaje, 51 Volumen, diastólico final (EDV), 227 espiratorio forzado, 243f sistólico final (ESV), 227 Volúmenes y capacidades pulmonares, 241-248 alveolos, 241 equipo utilizado para medir, 242f familiarización con el equipo y calibración, 244 inicio del programa e instrucciones generales, 244 medición del flujo de aire, 241 espirómetro de tambor, 241, 241f neumo tacómetro, 242f nomograma para predecir en, mujeres el volumen espiratorio f orzado, 243f varones el volumen espiratorio forzado, 243f pantalla de registro y ventana de diálogo para calibrar a cero el esp irómetro, 244f pruebas de función pulmonar, 247 registro de, capacidad vital forzada, 248f volúmenes inspiratorios y espiratorios de reserva (VIR y VER), 247f representación gráfica de los, 242f ventana de diálogo para calibrar, canal de volumen, 246f flujo, 245f W Weber, prueba de, 118 sordera de conducción unilateral, 119 y Rinne, pruebas de, 117 Wenckebach, 187 William Harvey (1578-1657), 187 Wright, tinción de, 16 Y Yodo radiactivo (125I o 131I), 30 ERRNVPHGLFRVRUJ Descargado por JM Occupational ([email protected]) lOMoARcPSD|24440723 Descargado por JM Occupational ([email protected])