Bacteriología Rev.2

PROCEDIMIENTO PARA EL AREA
DE BACTERIOLOGIA
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PROCEDIMIENTO PARA EL ÁREA DE BACTERIOLOGÍA
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I. OBJETIVO
Describir las actividades que se realizan en el área de bacteriología con el fin de
obtener resultados confiables que ayuden al diagnóstico correcto y oportuno del
paciente.
II. ALCANCE
El presente procedimiento aplica a todo el personal que realice el procesamiento
de las muestras del área de bacteriología.
III. RESPONSABILIDADES


Jefe de Laboratorio Clínico: Verificar que las actividades se realicen
según lo descrito en el presente procedimiento.
Coordinador de Laboratorio Clínico: Realizar las actividades
descritas en el presente procedimiento.
IV. FUNDAMENTOS
Tinción Gram: Por la composición de la pared bacteriana, las bacterias gram
positivas retienen el colorante cristal violeta, en el caso de las bacterias gram
negativas se teñirán con el colorante de contraste, por lo que al microscopio se
verán azules y rosadas respectivamente.
Prueba de Catalasa: La catalasa es una enzima que poseen la mayoría de las
bacterias aerobias con lo cual se descompone el peróxido de hidrógeno en agua y
oxígeno. El desprendimiento de burbujas procedentes del oxígeno indica que la
prueba es positiva.
Prueba de Oxidasa: Los discos están impregnados con el reactivo NNNNtetrametil-p-fenilendiamina, por lo que en presencia de la enzima citocromo C
oxidasa y la presencia de oxigeno se oxida el reactivo dando una coloración azul.
Prueba O/F: Las bacterias pueden utilizar los carbohidratos por la vía fermentativa
o por la vía oxidativa. Las bacterias anaerobias los fermentan; las facultativas
pueden fermentarlos o degradarlos oxidativamente; las aerobias estrictas sólo
pueden oxidarlos. Para detectar si las bacterias utilizan los carbohidratos por la vía
oxidativa o fermentativa se utiliza el agar OF, que contiene agar, peptona y azul de
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bromotimol como indicador de pH. Inicialmente el medio es de color verde (pH 7,1)
y vira a amarillo cuando el medio se acidifica (pH de 6 a 7,6) producto de la
fermentación u oxidación del carbohidrato.
Ureasa. Determina la capacidad de un organismo de desdoblar la urea formando
dos moléculas de amoniaco por acción de la enzima ureasa. Esta actividad
enzimática es característica de todas las especies de Proteus y se usa sobre todo
para diferenciar este género de otras enterobacterias que dan negativo o positivo
retardado.
Agar de hierro y lisina (LIA) Algunos microorganismos son capaces de provocar
la descarboxilación de los aminoácidos por inducción de enzimas específicas, el
resultado de esta descarboxilación es la producción de una amina (o diamina) y
dióxido de carbono. Tal es el caso de la producción de la enzima lisina
descarboxilasa la cual al actuar sobre la lisina produce una diamina llamada
cadaverina. En el medio LIA se puede detectar la producción de la lisina
descarboxilasa ya que se produce una reacción coloreada por un cambio en el pH
del medio, que contiene como indicador púrpura de bromocresol. Un cambio del
color original del medio (morado) hacia amarillo en el fondo indica una reacción
ácida por la fermentación de una pequeña cantidad de glucosa en el medio. Si el
microorganismo produce lisina descarboxilasa, la acción de esta enzima sobre la
lisina dará lugar a la cadaverina, la cual provocará un cambio de pH hacia la
alcalinidad dando un color morado que sobrepasa la acidez debida a la glucosa.
Así pues, un fondo amarillo indica que no se produce lisina descarboxilasa y un
color morado que si es producida.
Agar de hierro y triple azúcar (TSI) El agar TSI es uno de los más usados para
ver la fermentación de carbohidratos en la familia Enterobacteriácea. Se pueden
tener varias posibilidades de fermentación de acuerdo con las características
metabólicas del microorganismo como son: Utilización de glucosa sola. Los
microorganismos que fermentan solo la glucosa provocan en este medio una
reacción alcalina en la superficie (roja) sobre un fondo ácido (amarillo, k/a) debido
a que realizan una degradación aeróbica de la glucosa en la superficie,
convirtiendo el piruvato en agua y dióxido de carbono. Después de 18 a 24 horas
de incubación como la concentración de glucosa es baja (0.1%), los
microorganismos empiezan a utilizar las peptonas que se encuentran en el medio,
causando la liberación de amoniaco y produciendo un pH alcalino (rojo) gracias al
rojo de fenol que tiene el medio como indicador de pH. En el fondo, como no hay
oxígeno, se realiza una degradación anaeróbica y el piruvato se convierte en
lactato con lo cual el pH disminuye quedando el pH ácido (amarillo).
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Medio MIO (Movilidad, Indol y Ornitina) Este medio como su nombre lo indica
sirve para observar la movilidad, la producción de indol y descarboxilación de la
ornitina. La movilidad se detectará por la presencia de turbidez alrededor del punto
de inoculación. El indol se formará si la bacteria tiene la capacidad de producir la
enzima triptofanasa que desdoblará el aminoácido triptófano en indol, ácido
pirúvico y amonio. El indol es incoloro, pero al reaccionar con el reactivo de
Kovacs (p-dimetil-aminobenzaldehido) que se adiciona después de que creció la
bacteria, dará un color rojo violeta. Por lo que respecta a la descarboxilación de la
ornitina como el medio tiene púrpura de bromocresol y una pequeña cantidad de
glucosa cuando esta se fermenta se produce un color amarillo en el fondo (ornitina
descarboxilasa negativa), sin embargo, al descarboxilarse la ornitina se produce
putresina la cual es alcalina y sobrepasa la acidez dada por la fermentación de las
glucosas resultando en un color morado en el fondo.
Coagulasa. Permite determinar la capacidad de coagular el plasma por la acción
de la enzima coagulasa. Se utiliza para diferenciar S. aureus (coagulasa positiva)
de otras especies de Staphylococcus. La prueba de la coagulasa en tubo se
puede leer tras incubación de 4h, pero si es negativa debe incubarse hasta 24h.
Rojo de metilo. El rojo de metilo es un indicador de pH. Actúa entre pH 4,2 y 6,3
variando desde rojo (pH 4,2) a amarillo (pH 6,3). Mediante esta prueba se
comprueba la capacidad de un microorganismo de producir y mantener estables
los productos terminales ácidos de la fermentación de la glucosa por la vía de la
fermentación ácido-mixta. Se utiliza como parte de la identificación a nivel de
especie de los bacilos entéricos gramnegativos.
Voges-Proskauer. Permite observar si el microorganismo fermenta la glucosa por
la vía butanodiólica. Si es así, se forma un producto intermedio (acetoína) que
forma un complejo de color rojizo con el α-naftol. Se usa en la identificación a nivel
de especie de bacilos entéricos gramnegativos.
Utilización de citrato. Esta prueba sirve para determinar si un microorganismo es
capaz de utilizar citrato como única fuente de carbono y compuestos amoniacales
como única fuente de nitrógeno en su metabolismo, provocando una alcalinización
del medio.
Bacitracina. La bacitracina es un antibiótico que inhibe la síntesis de pared celular
bacteriana, y a la concentración que se encuentra en los discos (0,04 U) inhibe el
crecimiento de los estreptococos betahemolíticos del grupo A de Lancefield, pero
no inhibe el desarrollo de otros estreptococos betahemolíticos. Los micrococcus y
los estomatococcus también son inhibidos por la bacitracina, mientras que los
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estafilococos coagulasa negativa son resistentes. Un resultado sensible a la
bacitracina 0,04 U es presuntivo de la presencia de estreptococo grupo A, y se
puede incrementar además el valor diagnóstico y facilitar la identificación de la
cepa bacteriana en cuestión mediante la utilización de los discos de PYR-A
Enterococos
Prueba de CAMP. Sirve principalmente para determinar la capacidad de un
microorganismo para producir una proteína conocida como factor CAMP. Los
estreptococos grupo B secretan el factor CAMP La proteína produce un efecto
sinérgico con la β-hemolisina de S. aureus sobre eritrocitos ovinos y bovinos que
se observa como un fenómeno lítico en la intersección de los dos
microorganismos cuando se siembran en proximidad. Como alternativa se puede
utilizar el CAMP inverso. En esta prueba la hemólisis producida por algunos
microorganismos se inhibe por la β-hemolisina de S. aureus (por ejemplo, la
producción de fosfolipasa D de Arcanobacterium haemolyticum o la fosfolipasa E
de Rhodococcus spp.).
Optoquina. El clorhidrato de etilhidroxicupreÌna (optoquina) inhibe a muy baja
concentración (5 µg/ml o menos) el crecimiento de S. pneumoniae, mientras que
no afecta al crecimiento de otros Streptococcus alfa-hemolíticos.
V. Descripción del proceso
A) Procedimiento para sembrado en placa.
El sembrado de acuerdo con las técnicas utilizada en AM se describe a
continuación:
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TECNICAS DE SEMBRADO EN PLACA
DILUCION AMERICANA: Se realiza en placa
con el asa previamente esterilizada, se toma una
porción pequeña de una colonia y se inocula en
un extremo de la placa a sembrar, se extiende el
inoculo realizando movimientos en forma de “S”;
se realiza otro estriado en un ángulo de 45°, este
paso se repite 2 o 3 veces concluyendo con un
estriado en “s” hacia el centro del agar como se
muestra con la flecha roja.
CUANTITATIVA: Con el asa de 0.001 ml se toma
la muestra liquida, se realiza un inoculo de
extremo a extremo dividiendo por la mitad la caja
Petri, se esteriliza el asa y posteriormente se
realiza un estriado separado a través de impronta
central.
TECNICA DE EXTENDIDO O SEMBRADO
MASIVO: Para esta técnica se puede utilizar
suspensión bacteriana empleando un hisopo
estéril o a partir de una cepa pura con un asa
bacteriológica, la técnica que se emplea es la
misma para ambos casos, se realiza una
impronta que divide la caja por la mitad de
extremo a extremo, posteriormente sin necesidad
de esterilizar se realiza el estriado cerrado,
generando un “césped” bacteriano,
posteriormente el estriado cerrado se vuelve a
realizar girando la caja 90°
Tabla 1. “Técnicas de sembrado en placa”
B) Procedimiento para el sembrado de medios de cultivo de acuerdo con
el origen de la muestra.
En la tabla que se muestra a continuación se puede observar los medios de cultivo
adecuados para realizar la siembra según las diferentes muestras que se
procesan en A.M. Lab.
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Tabla 2. “Medio a utilizar por muestra”
C) Procedimiento para anaerobiosis
1. Colocar dentro del frasco de vidrio donde se incubarán los medios en
anaerobiosis un frasco pequeño cuyo volumen no exceda los 50 mL
agua y un trozo de vela de aproximadamente 3 cm.
2. Introducir en el frasco los medios a incubar previamente inoculados
3. Agregar una tableta efervescente en el frasco con agua y encender la
vela para crear un ambiente de anaerobiosis.
4. Colocar la tapa del frasco.
5. Dejar incubar de 35-38°C de 18 a 24 horas (los medios que no
requieren anaerobiosis se incubaran de 35-38 °C de 18 a 24 hrs)
6. Observar si existe desarrollo y hacer el conteo de colonia
A continuación, se indica cuáles son los medios que se deben incubar en las
condiciones anteriormente descritas:
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MUESTRA
MEDIO DE
CULTIVO
Agar Cassman
X
X
Uretral
Vaginal
Diversos
Sangre
Tabla 3. “Anaerobiosis”
D) Tipos de cultivos
MEDIO DE
CULTIVO
Tayer Martin
X
X
MEDIO DE
CULTIVO
Agar sangre
X
X
D.1 Cultivo de lesión (diversos), cultivo ótico, cultivo nasal, cultivo faríngeo,
cultivo de secreción bronquial, cultivo uretral y espermocultivo.
1. Colocar un inoculo de la muestra en los medios indicados en la
tabla 2 “Medios a utilizar por muestra” y sembrar por estriado americano
(Ver. Tabla 1 “Técnicas de sembrado en placa”).
2. Introducir en anaerobiosis los medios que así lo requieran (Ver. Tabla 3
“Anaerobiosis”)
3. Si se presenta desarrollo microbiano, evaluar si son o no patógenas o
representativamente clínicas para ser identificadas.
4. Realizar las pruebas bioquímicas primarias y secundarias que se
consideren necesarias para la identificación y reportarlas en la bitácora
PRO-LC-08-A “Bitácora de bacteriología” el cual se muestra a
continuación:
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BITACORA DE BACTERIOLOGÍA
Folio:
Edad:
Nombre:
Estudio:
Microorganismo aislado:
ANTIBIOGRAMA
Pruebas bioquimicas
(opcional):
GRAM + GRAM -
UFC/ mL:
Nombre de quien realiza la prueba:
Nombre de quien valida la prueba:
Observaciones:
AM
CFX
CPF
CLM
E
PE
TE
CF
DC
GE
SXT
VA
AM
CB
CF
CFX
CPF
CL
NF
AK
GE
NET
NOF
SXT
PRO-LC-08-A
Se llena de la siguiente forma:
Folio: Registrar el folio del paciente
Nombre: Registrar el nombre del paciente
Edad: Registrar la edad del paciente
Estudio: Registrar los estudios solicitados
Pruebas bioquímicas (opcional): Registrar las pruebas bioquímicas que se
requieran (En caso de que la identificación del microorganismo no sea posible
mediante su morfología)
Antibiograma: Indicar los antibiogramas realizados para el análisis de la muestra
Microorganismo aislado: Registrar el nombre del microorganismo que se aisló.
UFC/mL: Registrar el número de unidades formadoras de colonias por cada
mililitro de muestra
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Nombre de quien realiza la prueba: Registrar el nombre de personal que
procesa la muestra.
Nombre de quien valida la prueba: Registrar el nombre del personal que valida
el resultado (coordinador de laboratorio / jefe de laboratorio).
Observaciones: Registrar si se presenta alguna desviación en el proceso.
5. Una vez identificada la bacteria deberá proceder a realizarse la prueba
de susceptibilidad a antibióticos (Ver apartado D.8)
D.2 Cultivo ocular
1. Para poder realizar este estudio se debe tener 3 partes, un hisopo
sumergido en solución salina con muestra, una laminilla con muestra
extendida, y el medio de transporte,
2. la primera (fresco) deberá colocarse en entre porta y cubreobjetos y
observarse al microscopio a 40x, en la búsqueda de trofozoítos de
parásitos, La segunda deberá teñirse con la técnica de Gram.
3. Con el tercero, el medio Stuart Colocar un inoculo de la muestra en los
medios indicados en la tabla 2 de este procedimiento el cual es diferente de
acuerdo con el origen de la muestra y sembrar por estriado americano de
acuerdo con la tabla 1 de este procedimiento.
4. Introducir los medios necesarios en un ambiente de anaerobiosis (Ver Tabla
3. “Anaerobiosis”).
5. Si se presenta desarrollo microbiano, evaluar si son o no patógenas o
representativamente clínicas para ser identificadas.
6. Realizar las pruebas bioquímicas primarias y secundarias que se
consideren necesarias para la identificación y reportarlas en la bitácora
PRO-LC-08-A “Bitácora de bacteriología”
7. Una vez identificada la bacteria deberá proceder a realizarse la prueba de
susceptibilidad a antibióticos (Ver apartado D.8)
D.3 Coprocultivo
1.
2.
3.
La muestra deberá ser homogenizada con ayuda de un abatelenguas.
Colocar un inoculo de la muestra en los medios indicados en la tabla 2 de
este procedimiento el cual es diferente de acuerdo con el origen de la
muestra y sembrar por estriado americano de acuerdo con la tabla 1 de
este procedimiento.
Introducir los medios necesarios a anaerobiosis de acuerdo con el inciso C)
del presente documento.
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4.
5.
6.
Si se presenta desarrollo microbiano, evaluar si son o no patógenas o
representativamente clínicas para ser identificadas.
Realizar las pruebas bioquímicas primarias y secundarias que se
consideren necesarias para la identificación y reportarlas en la bitácora
PRO-LC-08-A “Bitácora de bacteriología”
Una vez identificada la bacteria deberá proceder a realizarse la prueba de
susceptibilidad a antibióticos (Ver apartado D.8)
D.4 Cultivo cervicovaginal
1.
2.
3.
4.
5.
6.
7.
8.
En este caso la muestra constará de 3 partes, un hisopo en medio de
Stuart, otro en solución salina (fresco) y una laminilla con un extendido de
la secreción,
El primer paso que seguir será la revisión al microscopio de una gota en
portaobjetos a 40x, con la finalidad de buscar parásitos como Tricomonas
vaginalis.
El extendido se tiñe con tinción de Gram, para luego ser observado al
microscopio con objetivo 100X.
Con el hisopo del medio un inoculo de la muestra en los medios indicados
en la tabla 2 de este procedimiento el cual es diferente de acuerdo con el
origen de la muestra y sembrar por estriado americano de acuerdo con la
tabla 1 de este procedimiento.
Introducir los medios necesarios a anaerobiosis de acuerdo con el inciso C)
de este procedimiento
Si se presenta desarrollo microbiano, evaluar si son o no patógenas o
representativamente clínicas para ser identificadas.
Realizar las pruebas bioquímicas primarias y secundarias que se
consideren necesarias para la identificación y reportarlas en la bitácora
PRO-LC-08-A “Bitácora de bacteriología”
Una vez identificada la bacteria deberá proceder a realizarse la prueba de
susceptibilidad a antibióticos (Ver apartado D.8)
D.5 Urocultivo
1.
2.
Inocular el Agar CLED, con asa calibrada de 0.001 (1/1000), aplicando la
técnica de cuantitativa indicada en la tabla 1 de este procedimiento. Si se
presentara desarrollo realizar el conteo de colonias en este medio.
Colocar un inoculo de la muestra en los medios indicados en la tabla 2 de
este procedimiento el cual es diferente de acuerdo con el origen de la
muestra y sembrar por estriado americano de acuerdo con la tabla 1 de
este procedimiento.
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3.
4.
5.
6.
Introducir los medios necesarios a anaerobiosis de acuerdo con el inciso C)
del presente documento
Si se presenta desarrollo microbiano, evaluar si son o no patógenas o
representativamente clínicas para ser identificadas.
Realizar las pruebas bioquímicas primarias y secundarias que se
consideren necesarias para la identificación y reportarlas en la bitácora
PRO-LC-08-A “Bitácora de bacteriología”
Una vez identificada la bacteria deberá proceder a realizarse la prueba de
susceptibilidad a antibióticos (Ver apartado D.8)
D.6 Pruebas bioquímicas primarias
PROCEDIMIENTO PARA LA TINCION GRAM
1. Colocar una gota de agua estéril sobre un portaobjetos limpio.
2. Tomar una colonia de la bacteria a identificar y realizar un extendido en el
portaobjetos homogenizando con la gota de agua.
3. Fijar al calor o dejar secar al aire.
4. Colocar cristal violeta y dejar actuar durante un minuto, enjuagar y decantar
5. Colocar Lugol y dejar actuar durante un minuto, enjuagar y decantar.
6. Decolorar con alcohol: cetona durante 5 segundos aproximadamente,
según se observe la decoloración. Enjuagar y decantar
7. Colocar colorante safranina y dejar reposar durante un minuto, enjuagar y
decantar.
8. Dejar secar y observar al microscopio a 100X.
PROCEDIMIENTO PARA LA PRUEBA DE CATALASA
1. Colocar una gota de peróxido de hidrógeno al 30% sobre un portaobjetos.
2. Con ayuda de un aplicador de madera estéril, colocar una colonia de la
bacteria a identificar.
3. Observar la formación o no de burbujeo.
PROCEDIMIENTO PARA LA PRUEBA DE OXIDASA
1. Colocar un disco de oxidasa sobre un portaobjetos.
2. Con ayuda de un aplicador de madera estéril colocar una colonia de la
bacteria a identificar sobre el disco de oxidasa y mantener durante 10
segundos.
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3. Observar la aparición o no de color violeta en el disco.
PROCEDIMIENTO PARA LA PRUEBA O/F
1. Inocular 2 tubos de medio O/F por picadura, y colocar aceite mineral estéril
a uno de los dos, mismo que se ha de enroscar firmemente.
2. El otro tubo permanecerá con la tapa enroscada a 1 o 2 vueltas
3. Incubar ambos por 24 horas de 35-38°C.
D.7 Pruebas bioquímicas secundarias
PRUEBA PRODUCCIÓN DE INDOL
1. Inocular por picadura a fondo el medio MIO
2. Incubar de 35-38°C durante 18 – 24 horas.
3. Interpretar agregando 5 gotas del reactivo p-dimetilaminobelzaldehido.
PRUEBA ROJO DE METILO EN MR-VP
1.
2.
3.
4.
5.
Inocular el caldo MR-VP por inoculo pesado.
Incubar de 35-38°C durante 18 -24 horas
Tomar una alícuota en un tubo estéril y añadir 2 gotas de rojo de metilo
Observar la coloración.
Incubar por 6 horas más el resto del caldo inoculado y añadir una gota de
alfa naftol al 5% en alcohol etílico y una gota de hidróxido de potasio al
40%, observar la coloración en la interfase.
PRUEBA DE CITRATO
1. Sembrar en la superficie del medio Citrato de Simmons un inoculo ligero de
la colonia a identificar.
2. Incubar a 35-38°C durante 24.
PRUEBA TSI
1. Sembrar por picadura y en la superficie del medio TSI un inoculo ligero de
la colonia a identificar.
2. Incubar a 35-38°C durante 24.
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PRUEBA LIA
1. Sembrar por picadura y en la superficie del medio TSI un inoculo ligero
de la colonia a identificar.
2. Incubar a 35-38°C durante 24.
PRUEBA UREA
1. Sembrar en la superficie del medio Urea un inoculo ligero de la colonia
a identificar.
2. Incubar a 35-38°C durante 24.
PRUEBA DE COAGULASA
1. Colocar 200 microlitros de plasma citratado en un tubo bien lavado.
2. Colocar una colonia de Staphylococcus que se presume es Staphylococcus
aureus.
3. Incubar 35-38°C durante 4 horas, si la prueba es negativa transcurrido este
tiempo, se puede proceder a dejarla incubar durante 24 horas si se
considera pertinente.
PRUEBA DE BACITRACINA
1. Tomar una colonia y sembrarla en agar sangre en modo masivo.
2. Colocar un disco de bacitracina en el centro.
3. Observar inhibición o resistencia alrededor del disco.
PRUEBA DE CAMP
1. Inocular con una sola estría una cepa de S. aureus β- hemolítico en agar
sangre y en paralelo y diametralmente opuesto una cepa del que se cree es
un Streptococcus del grupo B un aplaca de agar sangre de cordero.
2. Incubar 35-38°C por 24 horas.
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D.8 Prueba de susceptibilidad a antimicrobianos
1. Una vez teniendo una cepa sospechosa, en cultivo, que se presume
juega un rol patógeno, se deberán seleccionar colonias con la misma
morfología, su correcta identificación y la búsqueda de su perfil de
sensibilidad a antimicrobianos.
2. Con las colonias seleccionadas se deberá inocular un tubo agua
desionizada.
3. Con la solución formada se introduce un hisopo, quitando el exceso de
líquido y posteriormente se inocula una de Mueller Hinton por medio de
sembrado masivo.
4. En el laboratorio de A.M. Lab S. A. de C.V. se trabaja con poli discos
5. Se coloca el Poli disco en la placa de Mueller Hinton. Por un lapso de 12
a 24 horas se deja el Poli disco en el medio de cultivo, en la estufa de
35-38 grados centígrados.
6. Se hace la lectura de la reacción de la bacteria a los antibióticos por
medio del uso de la raya negra. Si el halo rebasa la raya negra, la
bacteria es sensible, si está en el límite de la raya, es de sensibilidad
intermedia, y si está dentro de la raya negra es resistente.
7. La interpretación de este resultado se registra en la bitácora PRO-LC08-A “Bitácora de Bacteriología”
D.9 Interpretación de resultados en base al control interno de los medios de
cultivo
Para la interpretación de resultados se basa en el certificado de control de calidad
y la determinación de cada medio de cultivo de MCD LAB, como se muestra en la
siguiente tabla:
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AGAR
Sal y Manitol
Sal y Manitol
Gelosa Chocolate
Gelosa Chocolate
Gelosa Chocolate
Gelosa Chocolate
Gelosa Chocolate
Cassman
Cassman
Cassman
Cassman
CLED
CLED
CLED
CLED
Tayer Martin
Tayer Martin
Biggy
Biggy
Mac conkey
Mac conkey
Mac conkey
Mac conkey
Mac conkey
Sangre
Sangre
Sangre
Sangre
Sangre
Sangre
Salmonella- Shigella
Salmonella- Shigella
Salmonella- Shigella
Salmonella- Shigella
Salmonella- Shigella
Cassman
Meller Hinton
CRECIMIENTO BACTERIANO
Colonias amarillas con zonas amarillas
Colonias rojas- rosas con zonas rojas
Colonias pequeñas brillantes, muestran decoloración verde
del medio.
Colonias pequeñas lisas opacas, incoloras a blanco grisáceo
Colonias medianas opacas, gris azulado
Colonias pequeñas húmedas color perla con olor a ratón
Colonias pequeñas blancas a grises
Crecimiento satisfactorio
Crecimiento con beta hemolisis
Colonias de incoloras a grises, húmedas con olor a ratón
Crecimiento con alfa hemolisis
Colonias amarillas opacas con centro amarillo intenso
Colonias translúcidas azules, swarming inhibido
Colonias amarillo intenso homogéneo
Colonias pequeñas amarillas
Colonias pequeñas blanco grisáceo mucoides
Colonias pequeñas opacas incoloras o blanco grisáceo lisas y
brillantes
Colonias café obscuro, elevadas con borde micelial delgado.
Colonias lisas de color café obscuro con centro negro borde
delgado
Colonias rosas con halo de precipitado
Colonias medianas incoloras, transparentes
Colonias pequeñas incoloras transparentes
Colonias grandes rosadas mucoides
Colonias incoloras opacas sin swarming
Colonias medianas color crema
Crecimiento con alfa hemolisis
Crecimiento con beta hemolisis
Colonias circulares color crema con beta hemolisis
Colonias cremas con swarming
Colonias incoloras a grises húmedas con olor a ratón
Colonias color rosa a rojo
Colonias color rosa transparente
Colonias incoloras con centros blancos
Incoloras con centros negros
Incoloras
Colonias con beta hemolisis con olor a tortilla
Colonias verde claro con olor a tortilla
Tabla 4. “Identificación de colonias”
MICROORGANISMO AISLADO
Staphylopcoccus aureus
Staphylopcoccus epidermidis
Streptococcus pneumoniae
Neisseria gonorrhoeae
Neisseria menigitidis
Haemophilus influenzae
Streptococccus pyogenes
Neisseria gonorrhoeae
Streptococcus pyogenes
Haemophilus influenzae
Streptococcus pneumoniae
Escherichia coli
Proteus vulgaris
Staphylococcus aureus
Enterococcus faecalis
Neisseria gonorrhoeae
Neisseria meningitidis
Candida albicans
Candida tropicalis
Escherichia coli
Salmonella typhi
Shigella flexneri
Enterobacter aerogenes
Proteus mirabilis
Escherichia coli
Streptococcus pneumoniae
Streptococcus pyogenes
Staphylococcus aureus
Proteus mirabilis
Haemophilus influenzae
Escherichia coli
Enterobacter/ Klebsiella
Proteus
Salmonella typhi
Shigella
Pseudomonas aeruginosa
Pseudomonas aeruginosa
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D.10 Control de calidad interno
Inóculo
La turbidez de la suspensión bacteriana a inocular en el medio de cultivo debe
tener una densidad correspondiente 0.5 Mc Farland (1.5x108 UFC).
La medición de la turbidez puede ser realizada a través de un turbidímetro o
comparando directamente (visualmente) la suspensión preparada con el control
0.5 de Mc Farland.
El estándar de Mc Farland o también llamado etalón, está hecho de sulfato de
bario (0.5mL BaCl2 1.175% + 99.5mL H2SO4 1%). Se debe agitar antes de usar y
terminar su uso se debe guardar protegido de la luz.
A mayor densidad hay menor inhibición de los microrganismos y mayor
probabilidad de ocurrencia de falsa resistencia a los antimicrobianos estudiados.
A menor densidad hay mayor inhibición de los microrganismos y mayor
probabilidad de ocurrencia de falsa sensibilidad a los microbianos estudiados.
Discos de antimicrobianos
Con respecto, a la utilización de los sensidiscos se debe tener las siguientes
consideraciones:
El numero de discos a utilizar puede variar dependiendo del tipo de bacteria, entre
un máximo de 12 discos en placas de 150 mm o 6 discos en placas de 100mm.
Incubación de las placas y lectura:
Incubar en atmosfera normal a 35± 2°C
Tiempo de incubación de 18 a 24 hrs. dependiendo del agente bacteriano
probado.
La medida de punto final esta dada por la lectura de los halos de inhibición
Cuantificar y registrar los halos de inhibición en milímetros
Los resultados de las pruebas de Control de calidad interno se registran en el
siguiente formato PRO-LC-08-B:
PROCEDIMIENTO PARA EL AREA
DE BACTERIOLOGIA
Fecha de emisión:
Rev. 02
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CONTROL DE CALIDAS INTERNO DEL ANTIBIOGRAMA
CEPAS ATCC
Fecha
Antimicrobiano
No. De
lote
Fecha de
expiracion
Halo de
inhibicion
Aceptado/ No
aceptado
Realiza
Valida
PRO-LC-08-B
El formato se llena de la siguiente manera:
Cepas ATCC:
Fecha :
Antimicrobiano :
No. De lote:
Fecha de expiración:
Halo de inhibición:
Aceptado/ No aceptado:
Realiza:
Valida:
laboratorio clínico)
Registrar a cepa ATCC a realizar el CCI
Dia mes y año en que se realiza el CCI
Registral el nombre del antimicrobiano a utilizar
Numero de lote indicado en el cepa ATCC
Fecha de caducidad de la cepa ATCC
Resultado obtenido
Resultado de aceptado o no aceptado de la prueba
Nombre de quien realiza el CCI
Nombre de quien valida el CCI ( coordinador/ jefe de
Los resultados de aceptación se verifican con las siguientes tablas:
PROCEDIMIENTO PARA EL AREA
DE BACTERIOLOGIA
Fecha de emisión:
Rev. 02
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PROCEDIMIENTO PARA EL AREA
DE BACTERIOLOGIA
Fecha de emisión:
Rev. 02
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E)
Verificación, validación y liberación de resultados
Los resultados del microorganismo aislado, así como las diversas pruebas
bioquímicas y el antibiograma se registran en la bitácora PRO-LC-08-A “Bitácora
de Bacteriología” y se reporta en el sistema sysweb solo la bacteria aislada, las
UFC/Ml si es que aplica y el antibiograma si de igual forma aplica.
Nota: en caso de contar con personal de nuevo ingreso el coordinador o jefe del
laboratorio deberán verificar el resultado durante el mes de capacitación.
Para verificar que todos los estudios de las diferentes sucursales estén en el
sistema se corrobora con el PRO-LC-11-C
VI. Registros
PROCEDIMIENTO PARA EL AREA
DE BACTERIOLOGIA
Fecha de emisión:
Rev. 02
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Código del
formato
Nombre
Tiempo de
Retención
Responsable
PRO-LC-08-A
Bitácora de bacteriología
1 año
Coordinador de
Laboratorio
PRO-LC-08-B
Formato de CCI de
antibiograma
1 año
Coordinador de
Laboratorio
VII.
Referencias
Norma ISO-9001:2015 Sistemas de Gestión de Calidad-Requisitos
VIII.
Control de cambios
MODIFICACIONES
Descripción del Cambio
Emisión inicial
Se realiza la modificación del formato PRO-LCC-08-A
“Bitácora de bacteriología”, se indica que las pruebas
bioquímicas son opcionales y se incluye la tabla
4. “Identificación de colonias”
Se incluye la forma de realizar el CCI y su registro, así como
se modifica la bitácora de bacteriología anexando el nombre
de quien realiza y de quien valida el resultado
Nivel de
Revisión
0
Fecha de
Emisión
15/05/2018
1
12/06/2018
2
04/07/2018
REVISIÓN
La firma indica que el procedimiento se mantiene SIN modificaciones
Fecha de la próxima
Revisión
Julio 2020
Fecha de
Revisión
Nombre
Puesto
Observaciones
o Firma