42 Tinciones capsulares Fernando L. Soler INTRODUCCIÓN E HISTORIA Las tinciones capsulares constituyen uno de los mayores avances en la cirugía de la catarata al facilitar enormemente el manejo de las cataratas con pobre o nulo fulgor pupilar, especialmente en el caso de las cataratas blancas con y sin intumescencia. Al igual que ocurriera con la técnica de faco-chop de Nagahara, su popularidad, difusión e interés no viene de una publicación sino por la presentación de la técnica en el VideoFestival de la ASCRS de 1998 en San Diego por parte de Oscar Asís y Ángeles Ruiz, siendo uno de los videos ganadores de aquella edición. Como veremos en el capítulo sobre el manejo de la catarata blanca de este libro, hasta entonces existían otras alternativas, con resultados muy limitados, para el manejo de los casos con mal reflejo rojo. Igualmente desde 1993 se empezaba a hablar de colorantes como la fluoresceína sódica para teñir la cápsula anterior, si bien para realizarlo de manera endosacular y no supracapsularmente como se adoptó posteriormente1. Se probó incluso la utilización de la propia sangre del paciente para realizar una hemocoloración de la cápsula anterior, técnica que no tuvo mayor difusión2. En 1996 Nahra y Castilla presentan en el Congreso de la Sociedad Española de Oftalmología y, posteriormente, en la Academia Americana de Oftalmología, su técnica para tinción capsular con fluoresceína, usándola de manera supracapsular lo cual daba una mejor tinción. Asimismo se intentó mejorar la eficacia de la fluoresceína como colorante capsular utilizándola con una luz azul adicional3. Tanto la fluoresceína como la hemocoloración fueron abandonadas por su falta de eficacia4. También en 1996 presentaba Marcos Robles dentro del Congreso de la Sociedad Catalana sus primeros trabajos con violeta de genciana como colorante capsular aplicado bajo aire, lo cual fue más difundido a lo largo de todo el año siguiente. El uso de este colorante y también del azul de metileno es lo que muestra Asís en su popular video en 1998. Estos colorantes fueron descartados en el tiempo dada su potencial toxicidad endotelial4, si bien posteriormente se demostró que el uso de violeta de genciana al 0,001% evitaba dicha toxicidad5,6 (Fig. 1). Horiguchi introducía en 1998 también el uso del verde de indocianina (ICG) al 0,5%7 y Melles, un año después y en Holanda, lo hacía con el azul tripán al 0,1%8, colorantes que son 510 Fig. 1. Un documento histórico, primeras tinciones del autor con violeta de genciana (arriba) y con azul de metileno en 1997. los que finalmente fueron universalmente aceptados para la tinción capsular del cristalino9-16 (Fig. 2). El azul tripán se introdujo asimismo para la tinción de la membrana limitante interna en cirugía vítreo-retiniana17. Con este mismo fin se introdujo posteriormente otro colorante, el azul brillante G, el cual ha recorrido el camino inverso al pasar del polo posterior al segmento anterior del ojo18,19. Los datos experimentales apuntan a una ausencia absoluta de toxicidad corneal, lo que podría ser de gran utilidad en córneas críticas sin fulgor pupilar19,20. No obstante creemos que su Fig. 2. Catarata blanca intumescente teñida con azul tripán. Se aprecia un conato de escape de la capsulorrexis, lo que habría sido imposible de controlar en la época pre-tinciones. 42. TINCIONES CAPSULARES Fig. 3. En cataratas brunescentes la tinción facilita el contraste para poder realizar una capsulorrexis de tamaño adecuado al procedimiento. Fig. 4. En cataratas hipermaduras mantener el reborde de la rexis teñido nos da una referencia de seguridad durante la facoemulsificación. utilidad para teñir la cápsula anterior del cristalino, dadas las características del azul tripán, se va a ver limitada por factores económicos fundamentalmente. INDICACIONES Y SEGURIDAD EN EL USO DE LAS TINCIONES Las tinciones capsulares deben utilizarse en aquellas condiciones en las que no se visualiza de forma adecuada y contrastada la cápsula anterior del cristalino, no estando así seguros de poder realizar una capsulorrexis de manera fiable. En estas circunstancias un pobre reflejo pupilar se puede producir no sólo por opacidad del cristalino sino incluso por una mala coaxialidad del microscopio. Asimismo en cataratas brunescentes o en aquéllas con una midriasis irregular en las que el fulgor pupilar existe pero puede no ser adecuado, la tinción ayuda a poder contrastar adecuadamente el reborde de la capsulorrexis contra el contenido del cristalino, facilitando enormemente la maniobra. Ese contraste en las cataratas brunescentes nos permite realizar una capsulorrexis de mayor diámetro lo que nos permitirá una emulsificación del núcleo más segura (Fig. 3). La tinción también nos va a permitir además tener una referencia Fig. 5. El material de pseudoexfoliación se tiñe con los colorantes vitales que empleamos en cirugía. Se aprecia en la figura el rodete de dicho material teñido justo antes de empezar la capsulorrexis. del reborde de la rexis, lo que aumenta la seguridad del procedimiento (Fig. 4). Por otra parte, en casos de pseudoexfoliación, la tinción no sólo es de ayuda para la capsulorrexis con una pupila pequeña, sino que además el material pseudoexfoliativo se tiñe claramente (Fig. 5). Es el azul tripán un recurso en aquellos casos en que durante la realización de una capsulorrexis ordinaria, el reborde de la misma se escapa. En estos casos el colorante ayuda a la identificación del mismo pudiendo salvar la situación21. Por otra parte y frente a ese uso más selectivo de las tinciones, existe otra tendencia hacia un uso casi general de los colorantes en prácticamente casi todas las cataratas. Varios son los argumentos que justifican este proceder. Se ha demostrado que el uso de las tinciones aumenta el margen de seguridad en la práctica de la capsulorrexis anterior y posterior, tanto para cirujanos en formación como para los procedimientos habituales de cirujanos formados19,22-24. Asimismo situaciones complejas como la cirugía combinada de catarata y hemorragia vítrea o los triples procedimientos de queratoplastia penetrante y catarata, o la facoemulsificación en megaloftalmos anterior se ven facilitados por el uso del azul tripán25- 27. Este aumento de seguridad viene relacionado con el hecho de que la cápsula anterior del cristalino una vez teñida con azul tripán tiene algo más de consistencia que la cápsula no teñida. La impresión clínica viene refrendada por estudios experimentales en cerdos donde se ha demostrado un aumento de la rigidez y menor elasticidad en cápsulas teñidas con azul tripán por un fenómeno tipo cross-linking al formarse enlaces cruzados de colágeno28. Existen además evidencias que demuestran que tanto el azul tripán como el verde de indocianina y el azul brillante G no producen daño endotelial específico. Cuando se comparan con grupos controles, la pérdida de células endoteliales es similar en los grupos en los que se usaron los colorantes frente a aquéllos en que no fueron utilizados5,14, 19, 29 (Fig. 6). Asimismo se ha demostrado un efecto claro del azul tripán sobre la densidad y viabilidad de las células epiteliales del cris511 IV. CIRUGÍA DE LA CATARATA: MATERIALES DE APOYO Fig. 7. Los colorantes vitales que utilizamos en cirugía de la catarata se acumulan a nivel de la membrana basal del epitelio cristaliniano, lo que explica que se tiña de manera más intensa la cara posterior endosacular de la cápsula del cristalino. Fig. 6. Imagen especular del endotelio antes y después de una catarata teñida con azul brillante G en el que no se observa daño endotelial superior al de una facoemulsificación sin tinción. (Cortesía Prof. Díaz Llopis). talino, disminuyendo ambas claramente tras la tinción y todo ello debido a cambios subcelulares. Puesto que la opacidad de la cápsula posterior del cristalino está mediada por sus células epiteliales, se ha postulado que el uso del azul tripán podría disminuir la aparición de la opacidad de la cápsula posterior30- 32. Tanto este colorante como el verde de indocianina y el azul brillante G se acumulan a nivel de la membrana basal de la cápsula anterior del cristalino, lo que explica el fenómeno de que se aprecie siempre una mayor tinción en la cara endolenticular de la cápsula anterior. Por otra parte, es el verde de indocianina el que se acumula con menor intensidad, lo que explica asimismo su peor capacidad de tinción frente a otros colorantes33 (Fig. 7). PRESENTACIÓN Y USO DE LOS COLORANTES En la actualidad y en nuestro medio se utiliza casi exclusivamente el azul tripán, el cual viene comercializado y listo para su uso directo. El verde de indocianina está en desuso tanto por su mayor precio, como por su menor capacidad de tinción, precisando además de una preparación en farmacia para su utilización intraocular. Por otra parte, no existe indicación legal para este uso, lo que ha provocado sentencias condenatorias en reclamación de responsabilidades. No obstante, sigue siendo el colorante de elección en Japón y lo era en USA hasta la aprobación del azul tripán por la FDA15. El verde de indocianina se encuentra disponible en viales estériles de 25 y 50 mg, siendo altamente soluble en agua pero muy poco en solución salina (Fig. 8). La forma de preparación por parte de Horiguchi es: 512 • • • • • • Vial de 25 mg de verde de indocianina. Se añaden 0,5 ml del disolvente. Se mezcla agitándolo. Se añaden 4 cc de solución salina balanceada. Se vuelve a agitar. Esto dará una concentración de 0,5% del colorante con una osmolaridad de 270 milimoles. • Se inyectan 0,5 cc en cámara anterior. El colorante más recientemente introducido, el azul brillante G («Brilliant Blue-G 250» o azul brillante G) (Figs. 9 y 10). Es distribuido por Sigma Aldrich en frascos de 25 g en polvo y se almacena en individuales alícuotas de 25 mg, requiriendo tanto el azul brillante G como el verde indocianina una preparación especial19: • Previo a la cirugía se diluye la alícuota en 30 ml de suero fisiológico obteniendo así una concentración de 0,83 mg/ml. • Se inyecta por la paracentesis 0,5-1 ml de azul brillante G a través de un filtro milipore de 0,22 µ, y tras esperar 10 segundos se lava la cámara anterior. • La mínima concentración para una tinción óptima de la cápsula anterior del cristalino es la mencionada de 0,83 mg/ml, siendo ineficaces las concentraciones utilizadas en cirugía de vítreo retina de 0,50 mg/ml de azul brillante G. No obstante, y como hemos mencionado anteriormente, el colorante más utilizado es el azul tripán dada su facilidad Fig. 8. Forma de presentación del verde de indocianina con su vial de colorante y su vial de disolución. 42. TINCIONES CAPSULARES Nosotros hemos tenido oportunidad de probar diferentes tipos de azul tripán, pero siempre hemos encontrado con el Vision Blue© mejor capacidad de tinción. Inicialmente presentado en viales estériles, en la actualidad lo hace en jeringas precargadas para su uso directo (Fig. 11). Como anécdota cabe mencionar que el azul tripán para tinción capsular fue igualmente introducido en nuestro medio por el Prof. Díaz Llopis quien lo presentó por primera vez en España en FacoElche 2000, siendo utilizado en cirugía directo por nosotros dentro de ese mismo evento. Fig. 9. Presentación del vial de azul brillante G para uso en tinción de la limitante interna. Tanto en esta forma o como para teñir el cristalino, precisa de una preparación de disoluciones. Fig. 10. Tinción de la cápsula anterior con azul brillante G. Al igual que con los otros colorantes, tiñe más la cara interna de la cápsula anterior. Asimismo la paracentesis queda teñida, lo que facilita su localización a la hora de introducir instrumentos por la misma (Cortesía Prof. Díaz Llopis). de uso, precio y disponibilidad. Aunque existen diferentes formas de presentación como el Blurhex© en India (Agarwal Laboratory), o el BCC-Blue Color Caps© en Francia (Corneal), la más extendida en todo el mundo corresponde al Vision Blue©, el cual, comercializado por la holandesa DORC, se corresponde con la formulación y presentación original de Melles. Fig. 11. Presentación del azul tripán en jeringa para uso directo. TÉCNICAS DE TINCIÓN CAPSULAR Existen diferentes formas de realizar la tinción capsular, bajo aire o viscoelástico o bien por inyección directa. Estas técnicas se analizan en detalle en el capítulo de manejo de cataratas blancas. Nosotros casi de manera constante utilizamos una técnica propia de inyección directa, desarrollada conjuntamente con Vergés, y que dimos en llamar «técnica del chorretón». En nuestro procedimiento se inyecta directamente el colorante en la cámara anterior y tras unos treinta segundos de espera se procede a su lavado. Conseguimos así una tinción difusa de la cápsula anterior de una manera rápida y eficaz34,35. Los pasos quirúrgicos son: 1. Realización de las paracentesis de servicio, una o dos en función de la técnica. 2. Inyección previa del anestésico intracamerular en el caso de realizarse bajo anestesia tópica. Igualmente en el caso de que no haya una buena midriasis se inyecta epinefrina diluida para intentar conseguir un diámetro pupilar mayor. 3. Inyección directa del azul tripán en la cámara anterior en cantidad suficiente para cubrir toda el área pupilar. Se debe purgar adecuadamente la jeringa puesto que pueden entrar burbujas, las cuales interferirán con la tinción en la zona donde se encuentren (Fig. 12.1). 4. Se deja un tiempo medio de tinción de unos treinta segundos, pudiéndolo alargar en los casos en que se precise una tinción más intensa como cataratas blancas membranosas. Fig. 12.1. En nuestra técnica de inyección directa del colorante o técnica del chorretón, éste se introduce en la cámara anterior por la paracentesis de servicio. 513 IV. CIRUGÍA DE LA CATARATA: MATERIALES DE APOYO 5. Transcurrido el tiempo de tinción procedemos a la evacuación del colorante. Para ello presionamos en el lado escleral de la paracentesis para provocar la salida parcial del mismo y conseguir así disminuir el volumen en el interior de la cámara anterior facilitando su posterior lavado. Asimismo, en el caso de haber dos paracentesis hacemos esta maniobra en ambas al objeto de que queden teñidas las dos. Con esto conseguimos facilitar posteriormente la entrada de instrumentos, especialmente en procedimientos de I/A bimanual, ya que permite una localización rápida de las puertas de entrada (Fig. 12.2). 6. A continuación procedemos al lavado parcial de la cámara anterior bien con BSS o bien con anestésico intracamerular. Esta maniobra es algo delicada pues la entrada de la cánula se hace sin visualización por lo que se debe controlar su introducción, realizando la maniobra y la irrigación de manera suave. Por esto mismo es conveniente la inyección previa del anestésico intracamerular ya que éste produce una sensación extraña e incluso algo dolorosa en el paciente, siendo conveniente evitarla en este paso (Fig. 12.3). Procedemos a continuación a completar el lavado del colorante con un intercambio con viscoelástico (Fig. 12.4). Con el lavado previo hemos mejorado ya la visualización por lo que el viscoelástico se puede introducir opuesto a la puerta de entrada de forma que vaya produciendo la salida del colorante. No obstante este empuje hacia fuera puede situar parte del colorante atrapado en el espacio subiridiano, aflorando sin mayores consecuencias en maniobras posteriores. La técnica de inyección directa es sencilla de realizar, rápida y eficaz, con el único inconveniente de la falta de visualización a la hora de introducir la cánula para el lavado. Por ello dicho paso se debe realizar de manera suave y controlada, consiguiendo así teñir toda la cápsula anterior visible, lo que hace que esta técnica haya sido preconizada por otros autores36. Ésta es una gran ventaja, no solo para realizar la capsulorrexis sino para poder disponer de una referencia muy buena del reborde de la misma durante toda la facoemulsificación, especialmente en cataratas muy evolucionadas. Como hemos mencionado anteriormente, conseguimos así teñir la o las paracentesis facilitando su rápida localización. Aunque algunos autores consideran esto un inconveniente5, otros utilizan esta propiedad para control de la calidad de las incisiones y su estanqueidad37,38 (Fig. 10). Desde los primeros tiempos de tinciones con azul de metileno o violeta de genciana que era imprescindible realizar la tinción bajo aire, no hemos vuelto a utilizar esta técnica de aplicación del colorante. Incluso se ha descrito un cierto efecto tóxico del aire sobre el endotelio39 (Fig. 1). La aplicación del azul tripán bajo viscoelástico la reservamos a aquellos casos en que por las características del ojo se precise introducir como paso previo el material viscoelástico. Así sucede en las pupilas estrechas que precisan maniobras de manipulación intracamerulares, como una técnica de 514 Fig. 12.2. Tras esperar unos treinta segundos se procede a la evacuación y limpieza del colorante, eliminando una primera cantidad por presión en el labio escleral de la o las paracentesis. De esta forma reducimos su volumen en cámara anterior y teñimos la o las paracentesis. Fig. 12.3. Se introduce BSS en cámara anterior para limpiar el colorante. Fig. 12.4. Se completa la limpieza con un intercambio con viscoelástico. stretching o la introducción de un anillo de Malyugin. Asimismo cuando se debe evitar corrientes de fluidos en cámara anterior, como en el caso del IFIS, también realizamos la tinción bajo viscoelástico (Fig. 13). Finalmente comentar que, como veremos más adelante, está contraindicada la inyección directa en presencia de una debilidad zonular o de una subluxación del cristalino por el riesgo de tinción vítrea. 42. TINCIONES CAPSULARES Fig. 13. Tinción bajo viscoelástico en un caso de IFIS con anillo de Malyugin insertado. COMPLICACIONES DE LAS TINCIONES CAPSULARES El uso cuidadoso de los colorantes hace que haya muy pocas complicaciones asociadas a los mismos dada su inocuidad. No era el caso del azul de metileno o violeta de genciana que tenían una toxicidad intrínseca y que al ser aplicados bajo aire podían extravasarse dañando severamente al endotelio y otras estructuras intraoculares4 (Fig. 1). Las complicaciones que se han descrito son escasas e incluso anecdóticas como la tinción de una lente acrílica hidrofílica, debida a restos de colorante que permanecieron secuestrados en la cirugía40. Asimismo Freitas presentó un video en la ASCRS 2005 en el que la introducción del colorante produjo un despegamiento completo de la descemet produciendo una tinción difusa de todo el segmento anterior del ojo. Igualmente se han descrito coloraciones estromales ocasionales con azul tripán41 o de la cápsula posterior del cristalino42. En la técnica de inyección directa se debe purgar adecuadamente la jeringa para evitar la entrada de burbujas de aire. Su presencia va a producir una tinción irregular de la cápsula anterior (Fig. 14). En los primeros tiempos de la técnica de inyección directa, no hacíamos el paso de evacuación precoz del colorante presionando la paracentesis, sino que hacíamos un lavado directo en la cámara anterior. Esto podía producir una hiperpresión en su interior, lo que nos produjo en una ocasión una herniación de iris que bloqueaba la paracentesis dificultando enormemente la evacuación. Con masaje suave se pudo solventar la situación, la cual al adoptar la maniobra de evacuación previa no se nos volvió a repetir más34,35 (Fig. 15). Aunque inusual, la complicación más frecuente que se puede producir con el colorante es su paso a vítreo, produciendo una tinción difusa del mismo. Esto fue descrito inicialmente por nosotros34,35, y presentado en FacoElche 2002; posteriormente otros autores han descrito también esta complicación43-45. No es infrecuente ver en casos normales un cierto paso de algo de azul tripán hacia cámara vítrea a través de la zónula. Pero si existe una debilidad o una laxitud de la misma, este paso se facilita más, habiéndose descrito no sólo con inyección directa sino incluso realizando la tinción bajo aire44. Cuando se produce un paso importante hacia el humor vítreo éste se torna de color azul intenso desapareciendo el reflejo rojo, lo que dificulta enormemente todas las maniobras siguientes. En estas condiciones se puede posponer la cirugía o bien seguir con la misma, toda vez que poco a poco la tinción vítrea se va diluyendo pudiendo acabar el procedimiento exitosamente (Fig. 16). Es por ello que, como comentábamos anteriormente, en sospecha de debilidad zonular hay que ser muy cuidadoso en la aplicación del colorante para evitar esta complicación. CONSIDERACIONES FINALES Fig. 14. Un mal purgado de la cánula del colorante puede introducir burbujas de aire que producirán una tinción irregular. Fig. 15. Si no se retira parcialmente el colorante previo al lavado, éste puede originar una hernia de iris de difícil manejo. La introducción de los colorantes para tinción capsular es uno de los grandes avances en la cirugía de la catarata, al facilitar extraordinariamente la misma y haciendo que sea his- Fig. 16. Aunque infrecuente la peor complicación del colorante es su paso a cámara vítrea tiñendo todo de azul. Afortunadamente va aclarando a lo largo de la intervención pudiendo concluir ésta exitosamente. 515 IV. CIRUGÍA DE LA CATARATA: MATERIALES DE APOYO toria el manejo de una catarata que era extraordinariamente difícil como la blanca e intumescente. Por otro lado la idea de usar colorantes intensos fue una idea española que abrió el camino hacia la entrada del azul tripán, el cual por su atoxicidad y accesibilidad se convirtió en el estándar de uso. La ventaja añadida de la disminución del grado de dificultad de la intervención de cataratas realizadas con tinción capsular, unido ello a su bajo número de complicaciones, deja al criterio de los cirujanos un uso más amplio de los colorantes o limitado a aquellos casos con un mal fulgor pupilar. BIBLIOGRAFÍA 1. Hoffer KJ, McFarland JE. Intracameral subcapsular fluorescein staining for improved visualization during capsulorhexis in mature cataracts, J Cataract Refract Surg 1993; 19: 566. 2. Fritz WL. Fluorescein blue light assisted capsulorhexis for mature or hypermature cataract, J Cataract Refract Surg 1998; 24: 19-20. 3. Cimetta DJ, Gatti M. Lobianco G. Haemocoloration of the anterior capsule in white cataract CCC, Eur J Implant Refract Surg 1995; 7: 184-5. 4. Brouzas D, Droutsas D, Charakidas A, Malias I, Georgiadou E, Apostolopoulos M, Moschos M. Severe toxic effect of methylene blue 1% on iris epithelium and corneal endothelium. Cornea. 2006; 25: 4701. 5. Dada VK, Sharma N, Sudan R, Sethi H, Dada T, Pangtey MS. Anterior capsule staining for capsulorhexis in cases of white cataract: comparative clinical study. J Cataract Refract Surg. 2004; 30: 326-33. 6. Ünlü K, Askünger A, Soker S, et al. Gentian violet solution for staining the anterior capsule. J Cataract Refract Surg 2000; 26: 1228–32. 7. Horiguchi M, Miyake K, Ohta I. Staining of the lens capsule for circular continuous capsulorhexis in eyes with white cataract. Arch Opthalmol 1998; 116: 535-7. 8. Melles GRJ, de Waard PWT, Pameyer JH. Trypan blue capsule staining to visualize the capsulorhexis in cataract surgery, J Catract Refract Surg 1999; 25: 7-9. 9. Pandey SK, Werner L, Escobar-Gomez M, Roig-Melo EA, Apple DJ. Dye-enhanced cataract surgery. Part 1: anterior capsule staining for capsulorhexis in advanced/white cataract. J Cataract Refract Surg 2000; 26: 1052-9. 10. Kothari K, Jain SS, Shah NJ. Anterior capsular staining with trypan blue for capsulorhexis in mature and hypermature cataracts. A preliminary study. Indian J Ophthalmol 2001; 49: 177-80. 11. Stürmer J. Cataract surgery and the "Blue Miracle". Klin Monatsbl Augenheilkd 2002; 219: 191-5. 12. Jacob S, Agarwal A, Agarwal A, Agarwal S, Chowdhary S, Chowdhary R, Bagmar AA. Trypan blue as an adjunct for safe phacoemulsification in eyes with white cataract. J Cataract Refract Surg 2002; 28: 1819-25. 13. Xiao Y, Wang YH, Fu ZY, Hong H. Staining the anterior capsule with indocyanine green or trypan blue for capsulorhexis in eyes with white cataract. Int Ophthalmol 2004; 25: 273-6. 14. Chung CF, Liang CC, Lai JS, Lo ES, Lam DS. Safety of trypan blue 1% and indocyanine green 0.5% in assisting visualization of anterior capsule during phacoemulsification in mature cataract. J Cataract Refract Surg 2005; 31: 938-42. 15. Jacobs DS, Cox TA, Wagoner MD, Ariyasu RG, Karp CL. American Academy of Ophthalmology; Ophthalmic Technology Assessment Committee Anterior Segment Panel.Capsule staining as an adjunct to cataract surgery: a report from the American Academy of Ophthalmology. Ophthalmology 2006; 113: 707-13. 16. Chéour M, Ben Brahim F, Zarrad A, Khémiri N, Mghaieth K, Kraiem A. Trypan blue capsule staining for phacoemulsification in white cataract. J Fr Ophtalmol 2007; 30: 914-7. 516 17. Teba FA, Mohr A, Eckardt C, Wong D, Kusaka S, Joondeph BC, Feron EJ, Stalmans P, Van Overdam K, Melles GR. Trypan blue staining in vitreoretinal surgery. Ophthalmology 2003; 110: 2409-12. 18. Goldman JM, Karp CL. Adjunct devices for managing challenging cases in cataract surgery: capsular staining and ophthalmic viscosurgical devices. Curr Opin Ophthalmol 2007; 18: 52-7. 19. Udaondo P, Díaz-Llopis M, Salom D, García-Delpech S, Cervera E. Capsulorrexis asistida mediante azul brillante (BBG) para cirujanos en formación. Arch Soc Esp Oftalmol 2007; 82: 471-2. 20. Hisatomi T, Enaida H, Matsumoto H, Kagimoto T, Ueno A, Hata Y, Kubota T, Goto Y, Ishibashi T. Staining ability and biocompatibility of brilliant blue G: preclinical study of brilliant blue G as an adjunct for capsular staining. Arch Ophthalmol 2006; 124: 514-9. 21. de Waard PW, Budo CJ, Melles GR Trypan blue capsular staining to "find" the leading edge of a "lost" capsulorhexis. Am J Ophthalmol 2002; 134: 271-2. 22. Dada T, Ray M, Bhartiya P, Vajpayee RB. Trypan-blue-assisted capsulorhexis for trainee phacoemulsification surgeons. J Cataract Refract Surg 2002; 28: 575-6. 23. Werner L, Pandey SK, Escobar-Gomez M, Hoddinott DS, Apple DJ. Dye-enhanced cataract surgery. Part 2: learning critical steps of phacoemulsification. J Cataract Refract Surg 2000; 26: 1060-5. 24. Pandey SK, Werner L, Escobar-Gomez M, Werner LP, Apple DJ. Dye-enhanced cataract surgery. Part 3: posterior capsule staining to learn posterior continuous curvilinear capsulorhexis. J Cataract Refract Surg 2000; 26: 1066-71. 25. Yamamoto N, Ozaki N, Murakami K. Trypan-blue and endoillumination-assisted phacoemulsification in eyes with vitreous hemorrhage during combined cataract and vitreous surgery. Ophthalmologica 2005; 219: 338-44. 26. Ozkirifl A, Arslan O, Cicik E, Köylüoglu N, Evereklioglu C.Open-sky capsulorrhexis in triple procedure: with or without trypan blue?. Eur J Ophthalmol 2003; 13: 764-9. 27. Lee GA, Hann JV, Braga-Mele R. Phacoemulsification in anterior megalophthalmos. J Cataract Refract Surg 2006; 32: 1081-4. 28. Wollensak G., Spörl EL, Pham DT. Biomechanical changes in the anterior lens capsule after trypan blue staining. J Cataract Refract Surg 2004; 30: 1526-30. 29. van Dooren BT, de Waard PW, Poort-van Nouhuys H, Beekhuis WH, Melles GR. Corneal endothelial cell density after trypan blue capsule staining in cataract surgery. J Cataract Refract Surg 2002; 28: 574-5. 30. Nanavaty MA, Johar K, Sivasankaran MA, Vasavada AR, Praveen MR, Zetterström C. Effect of trypan blue staining on the density and viability of lens epithelial cells in white cataract. J Cataract Refract Surg 2006; 32: 1483-8. 31. Portes AL, Monteiro ML, Allodi S, Miguel NC. Effect of trypan blue on lens epithelial cells in human eyes having capsulorhexis. J Cataract Refract Surg 2007; 33: 1135-6. 32. Lozano-Alcázar J, Villegas-Castrejón H, Solis-Arrieta L, Macís-Martínez J, Arroyo-Muñoz L. Ultraestructura de la cápsula anterior del cristalino en diferentes patologías. Cir Cir 2007; 75: 249-55. 33. Singh AJ, Sarodia UA, Brown L, Jagjivan R, Sampath R. A histological analysis of lens capsules stained with trypan blue for capsulorhexis in phacoemulsification cataract surgery. Eye 2003; 17: 567-70. 34. Soler-Ferrández, FL.: Faulty Instrumentation/Devices/IOL´s. Video J Cataract Refract Surg 2002; Vol. XVIII-2. 35. Soler-Ferrández, FL. Complicaciones de la cirugía refractiva del cristalino. En Complicaciones de la cirugía refractiva intraocular. Cisneros Lanuza A, Martínez Costa R. Comunicación Solicitada, 79 Congreso de la SEO. Ed. Mac-Line 2003: 87-101. 36. Laureano JS, Coroneo MT. Crystalline lens capsule staining with trypan blue. J Cataract Refract Surg 2004;3 0: 2046-9. 37. Vasavada AR, Praveen MR, Pandita D, Gajjar DU, Vasavada VA, Vasavada VA, Raj SM, Johar K. Effect of stromal hydration of clear corneal incisions: quantifying ingress of trypan blue into the anterior chamber after phacoemulsification. J Cataract Refract Surg 2007; 33: 623-7. 38. Praveen MR, Vasavada AR, Gajjar D, Pandita D, Vasavada VA, Vasavada VA, Raj SM. Comparative quantification of ingress of trypan blue into the anterior chamber after microcoaxial, standard coaxial, 42. TINCIONES CAPSULARES and bimanual phacoemulsification. Randomized clinical trial. J Cataract Refract Surg 2008; 34: 1007-12. 39. Kim EK, Cristol SM, Geroski DH. Corneal endothelial damage by air bubbles during phacoemulsification. Arch Ophthalmol 1997; 115: 81-8. 40. Werner L, Apple DJ, Crema AS, Izak AM, Pandey SK, Trivedi RH, Ma L. Permanent blue discoloration of a hydrogel intraocular lens by intraoperative trypan blue. J Cataract Refract Surg 2002; 28: 1279-86. 41. Jhanji V, Agarwal T, Titiyal JS.Inadvertent corneal stromal staining by trypan blue during cataract surgery. J Cataract Refract Surg 2008; 34: 161-2. 42. Birchall W. Raynor MK, Turner GS. Inadvertent staining of the posterior lens capsule with trypan blue dye during phacoemulsification. Arch Ophthalmol 2001; 119: 1082-3. 43. Gaur A, Kayarkar W. Inadvertent vitreous staining. J Cataract Refract Surg 2005; 31: 649. 44. Chowdhury PK, Raj SM, Vasavada AR. Inadvertent staining of the vitreous with trypan blue. J Cataract Refract Surg 2004; 30: 274-6. 45. Marques FF, Soccol FM, Marques DM, Rehder JR. Unintentional staining of lens posterior capsule with trypan blue during extracapsular cataract extraction: case report. Arq Bras Oftalmol 2006; 69: 111-3. 517