Programa de Anestesiología Anestesiología ANESTESIOLOGÍA VETERINARIA A - Anestesia General 1. Introducción a la anestesia: concepto y nomenclatura. 2. Evaluación preanestésica B – Farmacología aplicada 3. Preanestésicos: anticolinérgicos y tranquilizantes 4. Anestésicos intravenosos y disociativos 5. Anestésicos inhalatorios 6. Anestésicos locales. Analgesia locoRegional 7. Relajantes musculares Tema 17 Anestesia en Roedores y conejo C – Equipamiento y Monitorización 8. Monitorización del paciente anestesiado 9. Equipamiento anestésico D – Técnicas de soporte. Complicaciones 10. Dolor perioperatorio, reconocimiento y tratamiento. Analgésicos 11. Manejo de la vía venosa: Fluidoterapia 12. Manejo de la vía aérea: Ventilación 13. Complicaciones anestésicas y su tratamiento E - Anestesia por especies 14. Anestesia en perro y gato 15. Anestesia en équidos 16. Anestesia en rumiantes y cerdo 17. Anestesia en animales de laboratorio 18. Anestesia en animales exóticos F – Manejo anestésico en situaciones específicas 19. Anestesia en pacientes especiales sanos 20. Anestesia en el paciente enfermo 1 2 Valoración preanestésica Objetivo del Tema Estado sanitario Conocer las características de la anestesia en roedores y conejos, los fármacos empleados y las técnicas aplicadas. Enf. Respiratorias crónicas Insuf. Renal crónica. Cetoacidosis (cobaya) Valoración Examen físico Análisis de sangre (volumen limitado, 0,6%0,8% del peso) 3 Ayuno Hipoglucemia Normalmente innecesario Roedores y conejos no vomitan Si está indicado, 6 h es suficiente Evitar la hipoglucemia Conejo Cobaya Pequeños roedores 4 Puede aparecer en anestesias de > 30 min Proporcionar glucosa y cristaloides Preferiblemente IV. alternativamente IP, SC, IO Ayuno (h) 0-4 0-1* 0 * Los cobayas retiene comida en la orofaringe y pueden regurgitar 5 6 1 Calentador de fluidos Manejo Estabilización? Fácilmente estresables El tono simpático aloto puede limitar la eficacia de los tranquilizantes Emplear métodos menos estresantes, p.e., maniobra de Camilla Evitar el despellejado de la cola(rata, gerbo) Antes de la inducción anestésica Normalizar la temperatura corporal Restaurar hidratación, volemia, equilibrio hídrico Reducir el manejo y mantener en ambiente tranquilo 10-20 ml/kg IV, IP, SC de i.e., 0,18% salino+4% glucosa 7 8 Objetivo: prevenir la pérdida de calor Protección ocular Hasta 10-15ºC en 20 min Métodos: Los párpados pueden quedar abiertos, p.e. con ketamina Es frecuente el secado de la córnea y abrasión Administrar lágrimas artificiales (hidroximetil celulosa) Envoltorio plástico de burbujas Aluminio Botellas de agua caliente Ventiladores de aire caliente Lámparas Mantas de agua caliente Hipotermia 9 Sistemas de calentamiento Envoltorio de burbujas de plástico Manta de agua caliente Preparación quirúrgica: Rasura el área mínima imprescindible compatible con una técnica aséptica Emplear desinfectantes templados, evitando soluciones con base alcohólica 10 Emplear paños Complicaciones Prevención: Evitar sobredosificar: pesar con precisión !!! Mantener la temperatura corporal Mantener la oxigenación : dar oxígeno Evitar la presión sobre el tórax Minimizar las pérdidas de sangre: técnica quirúrgica cuidadosa Depresión respiratoria Compresión suave del tórax Doxapram (5-10 mg/kg) 11 12 2 Vías de administración Puntos de acceso o inyección parenteral en pequeños mamíferos Roedores: Las más comunes son la IP y SC. La vía IV resulta difícil por su tamaño. Los volúmenes máximos por vía IM están limitados (0,1 ml en ratón/ratas). Considerar la vía IO IP Conejo Cobaya ratas/ratón Gerbo Hámster Chinchilla SC, IP, IM idem idem idem idem idem Conejos: IV, IM, SC IV: auricular, cefálica, lateral safena, yugular IV: auricular, lat. safena, dorsal pene, yugular IV: yugular, lat. cola IV: lateral cola, safena, metatarsiana IV: lat. Tarso, cefálica, lingual, dorsal pene IV: femoral, cefálica, lat. safena, auricular, dorsal pene, lat. abdomen, cola IV 13 Acceso IV en Conejos 14 A Fuente de calor Cateterización de la vena lateral de la cola en la rata Goma Venas B Arteria 15 Premedicación Premedicación en el conejo Para reducir el estrés y facilitar la manipulación antes de la anestesia Muy recomendado en animales muy estresados Propiedades analgésicas No analgesia Diacepam*, midazolam*, acepromacina Analgesia moderada Medetomidina*, xilacina*, ketamina Analgesia potente Fentanilo* (+ fluanisona, + droperidol) 16 Tranquilizantes z Benzodiacepinas: diacepam (0,5-5), midazolam (0,2-3) * z Fenotiacinas: acepromacina (0,2-0,75) z Agonistas Alfa-2 : xilacina (1-5), medetomidina (0,1-0,5) * z Disociativos: ketamina (10-15), Tiletamina puede producir nefrotoxicidad a dosis > 30 mg/kg z Opioides: butorfanol (0,1-0,5), buprenorfina (0,01-0,05), morfina 1-2.5), petidina (5-10), Fentanilo + droperidol o fluanisona (infusión 0,03-0,1 /min) Atropina Hasta el 50% de Conejos presentan atropinesterasa El glicopirrolato dura más (0,01-0,1 mg/kg) * Algunos fármacos son reversibles * Medetomidina y xilacina producen glucosuria y poliuria 17 (dosis en mg/kg) 18 3 Cobaya Premedicación en el cobaya Métodos de anestesia Secreciones profusas y densas atropina (0,05) Inyectable Inhalatoria Loco-regional Tranquilizantes Benzodiacepinas : diacepam, midazolam (2-5) * Fenotiacinas : acepromazine (5) Agonistas Alfa-2 : xilacina(5-10), medetomidina (0,5) (dosis en mg/kg) 19 20 Anestesia de pequeños roedores Anestesia Inyectable Pequeños roedores La anestesia es similar en gerbo, hámster, chinchillas, rata y ratón Con ketamina z + medetomidina o xilacina La anestesia inhalatoria es la de elección Con Fentanilo + medetomidina + droperidol (Innovar vet, thalamonal) + fluanisona (Hypnorm) + midazolam Inyectable: IP habitualmente, IM puede ser inadecuada Propofol (IV) 21 ketamina 22 anestesia general inyectable en el conejo Fármaco Medetomidina Xilacina Atipamezol Anestesia quirúrgica (mg/kg) (min) IM (25 + 0,5) 30-40 min ketamina + xilacina IM (35 + 5) 30 min ketamina + diacepam IV (10 + 1) ketamina + medetomidina ketamina Dosis Fentanilo + medetomidina IV (0,08 + 0,3) Propofol IV (hasta 10 durante 3-5 min) Tiopental No recomendado ketamina no es buen analgésico en roedores Combinado con benzodiacepinas, opioides, agonistas alfa-2 23 24 4 anestesia general inyectable en el cobaya Resumen de Anestésicos empleados en roedores y Conejos Fármaco Anestesia (min) IP (40 + 0,5) 30-40 superficial IP (40-80 + 5-10) 30 quirúrgica IM (100 + 5) 30 inmovilización ketamina + medetomidina ketamina + xilacina Route Dosis (mg/kg) ketamina + diacepam ratón rata Hamster Gerbo Cobaya Conejo 0,3/0,3 - Fentanilo / Medetomidina IP - Ketamina / Diacepam Ketamina / Xilacina Ketamina / Medetomidina IP IP IP 100/5 80/10 70/2 50/5 100/5 100/10 80/10 200/10 70/3 40/5 75/1 75/0,5 100/0,25 75/0,5 40/0,5 25/5 35/5 IM 25/0,5 IM Tiletamina + Zolazepam IP 80* 50 + 20-40 - 80 60 * Solo inmovilización - 50 (dosis en mg/kg) + Puede producir toxicidad renal - Innovar Vet (fentanilo+droperidol) puede producir automutilaciones 25 Analgésicos empleados en roedores y Conejos Duración (h) Via ratón rata Hamster /Gerbo Cobaya Conejo Buprenorfina Butorfanol Petidina Fentanilo Morfina 6-12 2-4 2-3 20-30 min 4-6 SC SC SC. IM IP SC 0,05-0,1 1-5 10-20 0,01-0,5 2-10 0,01-0,05 2 10-20 0,01-0,3 2-10 0,01-0,05 - 0,01-0,05 0,5-0,8 10-20 2-5 0,01-0,05 0,1-0,5 IV 10 2-5 Aspirina Flunixina Ibuprofeno Carprofeno 6-8 12 6 12-24 PO SC. IM PO SC 100 2.5 30 - 100 2.5 15 5 - 90 10 IM 4 100 1 10 IV 2-4 26 Duración en minutos de diferentes combinaciones anestésicas en ratón Técnica anestésica Fentanilo ketamina ketamina ketamina anestesia Sueño 45 20 25 25 315 130 175 140 + Medetomidina + Diacepam + Medetomidina + Xilacina 27 Anestesia Reversible Agonista Antagonista Dosis Atipamezol 0,1-1 Opioides (all): Naloxona 0,01-0,1 Opioides (µ): Buprenorfina 0,01-0,1 Benzodiacepinas: Flumacenilo 1 Agonistas α2 Combinación anestésica Antagonista Ketamina / Medetomidina Atipamezol Fentanilo / Medetomidina Buprenorfina / Atipamezol 28 Anestésicos Inhalatorios mg/kg) Técnica de elección en roedores y Conejos isoflurano, halotano Requiere vaporizador Control rápido del plano anestésico Puede suplementar la anestesia inyectable 29 30 5 Cámara de inducción para roedores Salida Gases frescos Anestesia Inhalatoria halotano isoflurano Flujo de oxígeno Inducción Mantenimiento 3%-4% 1%-2% 3%-4% 1.5-3% 1-3 L/min < 1 L/min dep. tamaño cámara 250 ml/100 g (sistema ‘T’) 31 Anestesia Inhalatoria + sistema antipolución 32 Administración de anestésicos inhalatorios en roedores Mantenimiento Eliminación Gas fresco (anestésico + O2) Inducción 33 Anestesia Inhalatoria en el conejo Especie CAM halotano CAM isoflurano Ratón Rata Conejo Perro 0,95 1.1 1.4 0,9 1.4 1.35 2.0 1.4 34 Inducción inhalatoria en el conejo Produce apnea voluntaria de hasta 2 minutos Algunos animales mueren por hipoxia e hipercarbia La administración de un sedante no reduce este efecto La CAM es un 20% mayor Se emplea después de anestésicos inyectables IM o IV El óxido nitroso puede provocar distensión abdominal Debe retirarse la mascarilla durante la apnea, colocándose de nuevo cuando respire 35 36 6 Intubación en roedores Intubación en Conejos Dificultades anatómicas z Abertura oral pequeña z Lengua prominente Relativamente difícil comparado con especies mayores Suele emplearse la mascarilla Ciega o con otoscopio La ventilación se realiza con ventiladores Emplear gel o pulverizador de lidocaína 37 38 Cobaya Intubación en el Conejo Intubación en Cobayas Dificultades anatómicas Abertura oral pequeña Palatal ostium Secreciones profusas Tendencia a la regurgitación Con otoscopio y transiluminación Emplear un introductor Tamaño del tubo: 2,5 mm o menor 39 isoflurano Guía flexible* Especies ratón rata Cobaya Conejo Catéter 14 G Intubación en roedores: Equipamiento Ø Interno mm Gauge 1 1.2-2.5 1.5-2.5 2-6 19 12-18 12-16 41 Posición de la rata Otoscopio Intubación en el rata * J/straight combination mini-guidewire (45 cm x 0,038 inch diameter, cat # 501-229) CORDIS: 91 722 8300 42 Luz fría 43 7 A Secuencia de intubación en la rata Recuperación anestésica B C D Determinar el efecto y duración del fármaco Considera la antagonización de los fármacos Asegurar que se proporciona analgesia antes de que el animal se recupere (Analgesia Preventiva ) 44 Cuidados postoperatorios 45 Cuidados postoperatorios Fluidos? Área de recuperación: tranquila, cálida, visible Una vez recuperado Preferiblemente con una toalla (o Vetbed, Drybed) Alejado de perros o gatos Reducir la manipulación: puede incrementar el estrés. Emplear fármacos de larga acción. Evitar las recuperaciones prolongadas Inicialmente: 30ºC (up to 36ºC) Recuperado: 20-25ºC Secar el pelaje húmedo Proporcionar agua y comida Proporcionar cama Función gastrointestinal: Temperatura: SC al final de la cirugía en Cobayas Comprobar el consumo de agua y comida en el postoperatorio Considerar fármacos que promuevan la motilidad GI (Metoclopramida, cisaprida), especialmente en GP y Conejos. 46 Analgesia postoperatoria Monitorización Favorece la recuperación de la cirugía Siempre antes de que el animal se recupere Cirugía mayor: 47 Plano de anestesia Función cardiopulmonar Temperatura corporal Buprenorfina sola o combinada con AINEs (carprofeno, meloxicam, ketoprofeno) Infiltrar el área quirúrgica con anestésico locales Otra cirugía AINEs, puede darse una segunda dosis en 18-24 h PO 48 49 8 Monitorización del plano de anestesia Ratón Los reflejos se pierden gradualmente: z z z z z z Estación Palpebral / Corneal Deglutorio Pinzamiento Podal Pinzamiento de la cola Pinzamiento de la oreja (Conejos, Cobaya) Valores fisiológicos comparados de roedores y Conejos Rata Peso (g) 30-40 250-450 Temperatura Frec. Cardiaca Frec. Cardiaca 37.4 180 570 38 80 350 Perro Gato Hamster Gerbo 85-150 Cobaya Conejo 55-100 500-1000 3-6 kg 37.4 80 350 39 90 260-300 38 120 155 38 55 220 Pinzamiento de la cola Peso (kg) Temperatura Frec. Cardiaca Frec. Cardiaca Los reflejos podal, de la cola o de la oreja quedan abolidos en planos de anestesia quirúrgicos 15-20 3-5 38.3 25 100 38.6 16 150 Pinzamiento Podal 50 51 Monitores: ECG Monitorización cardiopulmonar Objetivo: Prevenir la hipotensión, bradicardia, hipoxia, hipercapnia Deben detectar señales débiles y frecuencias elevadas (Conejos 350 ppm, ratón 600 ppm) Monitorización de signos clínicos Especies de mayor tamaño: patrón ventilatorio, auscultar/palpar el tórax, mucosas, tiempo de relleno capilar, calidad de pulso, temperatura de las extremidades Especies de menor tamaño: difícil valorar la calidad del pulso o auscultar el tórax Límite máximo de frecuencia cardiaca en monitores: De humana (mayoría): 250 ppm Veterinarios: 350 ppm Específicos (recientes): hasta 999 ppm Monitores: ECG, presión arterial, pulsioximetría, capnometría, ventilación Confirmar su correcto funcionamiento 52 Pueden determinarse frecuencias altas a partir de tiras de ECG en papel 53 Pulsioximetría Hipoxemia: < 90%-92% Sonda: lengua, labio, oreja dedos, extremidad distal, flanco, base de la cola, recto No presionar la sonda 20-350 bpm 18-450 bpm Pulsioximetría Sensibilidad mejorada para señales procedentes de tejidos con baja perfusión Límite máximo de frecuencia > 250 bpm 54 55 9 Flujo de aspirado: 150 ml/min, +/-20. Frec respiratoria: Range 0-150 bpm Capnografía Flujo lateral El flujo debe adecuarse al volumen minuto (normalmente 100-200 ml/min; en el ratón debe ser 5 ml/min) En pacientes intubados o no Flujo principal La sonda se sitúa en el tubo endotraqueal sin que tenga un especio muerto excesivo. Solo en Conejos y Cobayas. Sondas de pulsioximetría 56 57 Resumen Animales Laboratorio Roedores y Conejos ASA: Estado sanitario CI240 monitor Columbus Instruments Premedicación: conejos Flujo: 5-20 ml/min, +/-20 Microcapnografía Anestesia Inyectable: Ketamina + … Fentanilo + … Propofol Inhalatoria Isoflurano, Halotano Inducción solo en roedores En animales con un peso de hasta 50 g Flujos de aspirado muy bajos (5 ó 20 ml/min.) Caro Roedores y Conejos Analgesia Preventiva, Polimodal Opioides, AINEs, alfa=2, ketamina, a. locales Monitorización Plano Anestésico ¡¡¡ Temperatura !!! Cardiovascular clínica Pulsioximetría, ECG, Capnografía Intubación endotraqueal 58 60 10
