Acción antagónica sobre stemphyllum

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UNIVERSIDAD NACIONAL DE TRUJILLO
FACULTAD DE CIENCIAS BIOLÓGICAS
ESCUELA ACADÉMICO PROFESIONAL DE
ÁT
IC
A
Y
CO
M
UN
IC
AC
IÓ
N
CIENCIAS BIOLÓGICAS
TESIS
EM
AS
DE
IN
FO
RM
“Acción antagónica in vitro de Clonostachys rosea F. sobre el
crecimiento de Stemphylium vesicarium Wallr, Fusarium oxysporum
F y Botrytis cinerea Pers procedentes de Asparagus officinalis L.”
BIÓLOGO
“
IO
N
DE
SI
ST
PARA OPTAR POR EL TÍTULO DE:
DI
RE
CC
AUTOR: Br. MARTHA MILAGRITOS VÁSQUEZ SANGAY
ASESOR: Dr. JULIO CHICO RUIZ
TRUJILLO-PERÚ
2013
i
Esta obra ha sido publicada bajo la licencia Creative Commons Reconocimiento-No comercial-Compartir bajo la misma licencia
2.5 Perú. Para ver una copia de dicha licencia, visite http://creativecommons.org/licenses/by-ns-sa/2.5/pe/ . No olvide citar esta tesis.
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DEDICATORIA
A Dios;
CO
M
además de tu infinita bondad y amor.
UN
IC
gozar de salud para llegar a mis objetivos,
AC
IÓ
cada maravilloso día y haberme permitido llegar a este punto,
N
Por ser mi guía, gracias por regalarme
A
Y
A mis padres Manuel y María, porque creyeron en mí
RM
ÁT
IC
y porque me sacaron adelante, dándome ejemplos dignos de superación, perseverancia
y entrega,
IN
FO
Porque en gran parte a ustedes, hoy puedo verme alcanzando mi meta,
ya que siempre estuvieron impulsándome
DE
en los momentos más difíciles de mi carrera,
AS
y porque el orgullo que sienten por mí,
SI
ST
EM
fue lo que me hizo salir adelante.
DE
A mis profesores, los cuales siempre me inculcaron conocimientos
de estudios e investigación.
DI
RE
CC
IO
N
Y me ayudaron a lograr los mejores resultados en mi vida
ii
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A mi grupo de amigas “Las Chicas del Can”,
Melisa, Evelyn, Emma y Linda
con quienes siempre compartí los
N
momentos más importantes
AC
IÓ
mientras estudiamos en la Universidad,
UN
IC
siempre me apoyaron y me ayudaron
A mi grupo de amigos de Biología,
CO
M
a crecer personal y profesionalmente.
A
Y
son incontables los momentos que compartimos juntos
IN
FO
RM
ÁT
IC
fuimos un grupo unido y siempre lo seremos.
Mazzei, Erick, Karen, Jorge, Ester; ustedes siempre me enseñaron
AS
DE
valores y me dieron fuerzas para seguir adelante.
EM
En memoria de las amigas que ya no están,
SI
ST
pero dejaron una huella en nuestras vidas
siempre estarán en nuestros corazones.
DI
RE
CC
IO
N
DE
Diana Ruiz Reyes Y Gaby Moreno Regalado.
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N
AGRADECIMIENTOS
AC
IÓ
Al asesor de mi tesis, Dr Julio Chico Ruiz;
UN
IC
Por su valioso apoyo y orientación brindado
CO
gracias por su paciencia, por compartir sus
IC
A
Y
conocimientos, experiencias
y toda la ayuda brindada
M
en la realización del presente estudio.
IN
FO
RM
ÁT
de una manera desinteresada.
Al Profesor, Manuel Rodriguez Lacherre;
DE
Por la ayuda brindada en la determinación
AS
de los hongos necesarios, gracias por la ayuda
A mis padres que siempre me apoyaron y
Se sacrificaron para darme la mejor educación.
DI
RE
CC
IO
N
DE
SI
ST
EM
brindada hacia mi persona.
Y A DIOS todopoderoso por nuca abandonarme
En los momentos difíciles de mi carrera.
GRACIAS TOTALES.
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AC
IÓ
N
AUTORIDADES DE LA UNIVERSIDAD NACIONAL DE TRUJILLO
ÁT
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A
Y
CO
M
Dr. ORLANDO VELÁSQUEZ BENITES
UN
IC
RECTOR
RM
VICERRECTOR ACADÉMICO
EM
AS
DE
IN
FO
Dra. VILMA JULIA MÉNDEZ GIL
SI
ST
VICERRECTOR ADMINISTRATIVO
DI
RE
CC
IO
N
DE
Dra. FLOR DE MARÍA LUNA VICTORIA MORI
SECRETARIO GENERAL
DR. SANTIAGO UCEDA DUCLÓS
v
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UN
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AUTORIDADES DE LA FACULTAD DE CIENCIAS BIOLÓGICAS
M
DECANO DE LA FACULTAD
DE
IN
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RM
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A
Y
CO
Dr. HERMES MARIO ESCALANTE AÑORGA
AS
SECRETARIO DE LA FACULTAD
DI
RE
CC
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N
DE
SI
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EM
Dr. CÉSAR AUGUSTO JARA CAMPOS
DIRECTOR DE LA ESCUELA
Dr SEGUNDO ELOY LÓPEZ MEDINA
´
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CERTIFICACIÓN DEL ASESOR
El que suscribe, en calidad de profesor asesor de la tesis Acción antagónica in
vitro de Clonostachys rosea F. sobre el crecimiento de Stemphylium vesicarium
AC
IÓ
N
Wallr, Fusarium oxysporum F y Botrytis cinerea Pers procedentes de
Asparagus officinalis L, certifica que la presente tesis ha sido ejecutada
UN
IC
conforme a los objetivos propuestos y con las orientaciones pertinentes al
tesista.
alcanzadas,
MILAGRITOS
por
VÁSQUEZ
lo
que
SANGAY
autorizo
para
continuar
bachiller
con
los
MARTHA
trámites
DE
SI
ST
EM
AS
DE
IN
FO
RM
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A
correspondientes.
al
Y
sugerencias
CO
M
En cuanto al informe, éste ha sido revisado y acogido a las observaciones y
N
Dr. JULIO CHICO RUIZ
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CC
IO
ASESOR
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PRESENTACIÓN
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IÓ
N
Señores miembros del jurado:
UN
IC
En cumplimiento con las disposiciones de reglamentos de grados y títulos de la
CO
M
Escuela Académico Profesional de Ciencias biológicas de la Universidad
Nacional
Y
de Trujillo, someto a vuestra consideración y elevado criterio, el presente
trabajo
RM
ÁT
IC
A
de investigación titulado.
IN
FO
Acción antagónica in vitro de Clonostachys rosea F. sobre el crecimiento
de
DE
Stemphylium vesicarium Wallr, Fusarium oxysporum F y Botrytis cinerea
EM
AS
Pers procedentes de Asparagus officinalis L.
SI
ST
Con el cual cumplo uno de los requisitos indispensables para obtener el título
de
IO
N
DE
Biólogo.
DI
RE
CC
Trujillo, 20 de Noviembre del 2013
Br. MARTHA MILAGRITOS VÁSQUEZ SANGAY
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M
Dra. MARLENE RODRIGUEZ ESPEJO
UN
IC
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JURADO DICTAMINADOR
DE
IN
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ÁT
IC
A
Y
CO
PRESIDENTE
AS
Dr. ROGER VENEROS TERRONES
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IO
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DE
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EM
SECRETARIO
Dr. JULIO CHICO RUIZ
VOCAL
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APROBACIÓN
Los profesores que suscriben, miembros del Jurado dictaminador, declaramos
que
AC
IÓ
N
el presente informe de la tesis ha cumplido con los requisitos fundamentales
A
Y
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IC
exigidos; siendo aprobado por unanimidad.
EM
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DE
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PRESIDENTE
IC
Dra. MARLENE RODRIGUEZ ESPEJO
SECRETARIO
DI
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CC
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ST
Dr. ROGER VENEROS TERRONES
Dr. JULIO CHICO RUIZ
VOCAL
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ii
AGRADECIMIENTO
iv
AUTORIDADES DE LA UNIVERSIDAD NACIONAL DE TRUJILLO
UN
IC
AUTORIDADES DE LA FACULTAD DE CIENCIAS BIOLÓGICAS
M
CERTIFICACIÓN DEL ASESOR
CO
PRESENTACIÓN
A
Y
JURADO DICTAMINADOR
ÁT
IC
APROBACIÓN
RM
ÍNDICE
IN
FO
RESUMEN
ABSTRACT
vii
viii
ix
x
xi
xii
xiii
1
20
SI
ST
DISCUSIÓN
vi
11
EM
RESULTADOS
v
5
AS
MATERIAL Y MÉTODOS
DE
INTRODUCCIÓN
AC
IÓ
DEDICATORIA
N
ÍNDICE
23
REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS
24
ANEXOS
27
DI
RE
CC
IO
N
DE
CONCLUSIONES
xi
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RESUMEN
El espárrago es uno de los productos de mayor exportación en el Perú y está
N
sujeta a estándares de calidad que supone la ausencia de plagas y
AC
IÓ
enfermedades, por lo cual es necesario incentivar el control biológico más que
el control químico. En este trabajo se plantea evaluar la acción antagónica in
de Clonostachys rosea F. sobre el crecimiento de Stemphylium
UN
IC
vitro
vesicarium, Botrytis cinerea Pers. y Fusarium oxysporum F procedentes de
CO
M
cultivos de Asparagus officinalis L. Los hongos: S. vesicarium (Fam:
Dematiaceae), B. cinerea Pers,(Fam: Moniliaceae) y F. oxysporum F. son
A
Y
capaces de infectar las raíces o las hojas destruyendo los haces vasculares lo
IC
que conlleva a la muerte de la planta. Una posible alternativa para el control de
ÁT
esta enfermedad es C. rosea, un hongo de acción antagónica contra una
RM
amplia variedad de hongos fitopatógenos, las cuales actúan degradando hifas.
IN
FO
En el marco de esta investigación se realizaron siete tratamientos y tres
repeticiones de monocultivos ( T1: C. rosea, T2: S.vesicarium, T3: F. oxysporum
DE
y T4: B.cinerea); y cultivos duales( T5: S.vesicarium Vs C.rosea T6:
F.oxysporum Vs C.rosea, T7: B.cinerea Vs C.rosea), sembrándose los hongos
AS
en placas Petri con agar Sabouraud al 4% y se evaluó a los 3, 7, 10, 13 y 15
EM
días de sembrado. Los datos fueron evaluados mediante la escala de Bell et al
SI
ST
(1892) y la fórmula de Ezziyani. La acción antagónica in vitro de C.rosea sobre
el crecimiento de S.vesicarium, B.cinerea y F.oxysporum fue positiva,
DE
determinándose como grado de antagonismo la clase 2 para F. oxysporum y
N
B.cinerea, mientras que para S.vesicarium corresponde la clase 3. Además el
IO
porcentaje de inhibición para F oxysporum, B.cinerea y S.vesicarium, fue de
DI
RE
CC
81,36%, 67,44% y 62,87% respectivamente.
PALABRAS CLAVE: Inhibición, antagonismo, pobredumbre gris, fusariosis del
espárrago.
xii
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ABSTRACT
Asparagus is one of the major export products in Peru and are subject to quality
standards that assumes the absence of pests and diseases, by which is
AC
IÓ
N
necessary to encourage biological control over chemical control. This paper
proposes to evaluate the in vitro antagonistic action of Clonostachys rosea F on
UN
IC
the growth of Stemphylium vesicarium , Botrytis cinerea and Fusarium
oxysporum F from cultures Asparagus officinalis L. in the company
M
Agroindustrial Barraza . Fungi S. vesicarium (Fam : Dematiaceae), B. cinerea
CO
Pers, (Fam : Moniliaceae) and F. oxysporum F are able to infect the roots
Y
through or destroy the vascular sheets which leads to the death of the plant.
A
One possible alternative for the control of this disease is C. rosea, a fungus
ÁT
IC
antagonistic action against a broad range of phytopathogenic fungi , which act
RM
to degrade hyphae. As part of this research is conducted with seven treatments
and three replicates (T1 : C. rosea , T2 : S.vesicarium , T3 : F. oxysporum , T4 :
IN
FO
B. cinerea , T5 : S.vesicarium Vs C. rosea T6 : F.oxysporum Vs C.rosea , T7 :
C.rosea Vs B. cinerea ) . Fungi being sown in Petri dishes with agar Sabouraud
DE
4% and was evaluated at 3, 7, 10 , 13 and 15 days of sowing. Data were
AS
evaluated using the scale of Bell et al (1892) and the formula Ezziyani. The in
EM
vitro antagonistic action on the growth C.rosea S.vesicarium, B. cinerea and F.
SI
ST
oxysporum was positive, determined as the degree of antagonism to
F.oxysporum was Class 2, whereas Class 3 corresponds S.vesicarium and B.
DE
cinerea. In addition, the percentage inhibition for F oxysporum, B. cinerea and
DI
RE
CC
IO
N
S.vesicarium was 81.36%, 67.44% and 62.87% respectively.
KEYWORDS: inhibition , antagonism, pobredumbre gray, fusariosis of
asparagus .
xiii
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INTRODUCCIÓN
El “espárrago” (Asparagus officinalis) pertenece a la familia Asparagaceae, es
una planta herbácea, perenne, cuyo cultivo puede permanecer en el suelo de 8
a 10 años desde el punto de vista de vida económica rentable. La planta de
AC
IÓ
N
espárrago está formada por tallos aéreos ramificados y una parte subterránea
constituida por raíces y yemas, que es lo que se denomina comúnmente
UN
IC
“garra”. De los brotes jóvenes se obtienen las verduras conocidas como
“espárragos”. 1
CO
M
La producción de espárragos a nivel mundial se ha constituido durante los
últimos años en una actividad con un creciente auge especialmente en las
Y
exportaciones, por ser un producto con un nivel preferencial en el mercado
IC
A
internacional que le permite obtener elevados beneficios2. En la actualidad el
ÁT
Perú es el primer país exportador de espárragos del mundo, con U$ 232
RM
millones, habiendo logrado desplazar a importantes países productores como
IN
FO
China y Estados Unidos, debido a que las condiciones climáticas le permiten
producir durante todo el año.3
DE
Dentro de los principales problemas que afectan el cultivo de espárrago son las
AS
plagas y enfermedades que limitan su producción generando gastos por el uso
EM
de plaguicidas. Las plagas más comunes que afectan al cultivo del espárrago
SI
ST
son: Prodiplosis longifila, Heliothis virescens, Copitarsia decolora, Spodoptera
eridania, Elasmopalpus lignosellus, etc. Dentro de las enfermedades tenemos a
DE
Puccinia asparagi, Stemphyllium vesicarium, Fusarium oxysporum y Botrytis
N
cinerea.4
CC
IO
Una de las principales enfermedades es el moho gris causado por
Stemphylium vesicarium wallr (Fam: Dematiaceae), ocasiona síntomas que
RE
comienzan con pequeñas punteaduras negras en las escamas secas que se
DI
encuentran en la base de los tallos principales de la
planta, estos puntos
evolucionan a manchas circulares u ovaladas, con diámetros entre 2-6 mm y
cuyo centro adopta una coloración marrón grisácea, que a su vez queda
circunvalada por un halo de color violáceo. Por tanto, la planta se ve afectada a
través de diferentes fases, tornándose clorótica al principio, degenerando a
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continuación en coloraciones tostadas, finalizando el proceso con la pérdida de
cladodios en los plumeros, dejando la parte aérea de la planta totalmente
expuesta.5
Otra enfermedad muy común es causada por el hongo Fusarium oxysporum F
AC
IÓ
N
(Fam: Tuberculariaceae), el cual se introduce en la planta a través de las
heridas, cuyo origen puede ser desde el laboreo del suelo, tratamientos
UN
IC
mecanizados, causados por accidentes naturales, ataques de plagas, etc. Los
síntomas suelen manifestarse en verano, con la aparición de plumeros
M
cloróticos, a continuación toman una apariencia plateada, pero sin sufrir caída
CO
de cladodios; si seccionamos transversalmente se observa la presencia de
Y
oxidaciones en los haces vasculares, además de necrosis en la zona cortical. A
A
nivel del sistema radicular, las raíces principales muestran un vaciado total de
ÁT
IC
las sustancias de reserva, dejando la epidermis hueca.6
RM
Botrytis cinerea Pers (Fam: Moniliaceae), es otro patógeno que ataca
IN
FO
especialmente al turión, dando lugar a una podredumbre blanda que luego se
cubre con un micelio grisáceo para finalmente tornarse blanco y bajo cuya
DE
superficie se encontrarán unos corpúsculos negros y de consistencia dura, que
AS
corresponden a los esclerocios.7
EM
Como métodos de control para estas enfermedades tenemos el control
SI
ST
mecánico y cultural como prevención además del control biológico y químico
que es muy utilizado4. El control químico de estas enfermedades en los
DE
terrenos de cultivo es mediante aspersiones químicas con Azoxystrobin,
Benomil, Azufre, Cimoxanil, que aún no han tenido el éxito deseado,
CC
IO
N
especialmente en los climas húmedos y fríos.8
RE
El control biológico consiste en la utilización de enemigos naturales
DI
(predatores, parasitoides, entomopatógenos y antagonistas) para controlar a la
población de una plaga o enfermedad, que produce daño a las plantas,
describiéndose a diversas bacterias, nemátodos y hongos como organismos
controladores biológicos de un amplio número de plagas y de organismos
patógenos de vegetales.4
2
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Dentro del control biológico se han descrito el uso de diversos hongos
antagonistas, tales como: Trichoderma sp, Ulocladium oudemansii, Mucor sp,
Penicilium sp y Clonostachys rosea; además de nemátodos y bacterias.9
Para el presente trabajo se ha elegido a Clonostachys rosea, un hongo con
AC
IÓ
N
bastante potencial antagónico y utilizado en varios experimentos como
controlador biológico a nivel mundial pero que no es muy utilizado en el
UN
IC
Perú.10,11, 12 y 13
En Costa rica C. rosea también ha reportado como un importante micoparásito
CO
M
contra B.cinerea en “fresa” la cual es una importante enfermedad en este
cultivo, logrando reducir pérdidas de la fruta cuando se utiliza como
IC
A
Y
biocontrolador.10
ÁT
En Chile, un estudio realizado en el uso de diversos biocontroladores contra
RM
B.cinerea en viveros forestales en plantas de Eucaliptus y Pinus, determinó que
la aplicación de cepas de C.rosea tiene un efecto positivo en el control de B.
IN
FO
cinerea.11
DE
En 2007 se obtuvieron 45 aislamientos de F. oxysporum f. sp. dianthi y 45 de
hongos antagonistas (T01- T45): Trichoderma spp. (35) y Gliocladium spp. (10),
AS
de plantaciones comerciales de clavel. Las cepas nativas son una alternativa
EM
para controlar la “dormilona” del clavel por F. oxysporum f. sp. dianthi, fomentar
SI
ST
el biocontrol de patógenos.12
DE
En 2008 se realizó un estudio de Trichoderma harzianum sobre Fusarium
N
solani en cultivos de maracuyá obteniendo valores de antagonismo de 70,56,
CC
IO
68,52 y 65,32% respectivamente.13
RE
Estos agentes de control no se aplican de forma comercial o intensiva en este
DI
cultivo, sin embargo cabe resaltar los estudios realizados en C. rosea un hongo
Hyphomycete ampliamente distribuido que a menudo actúa como un parásito
de otros hongos del suelo y el cual también ha sido reportado como un parásito
potencial contra nemátodos e insectos. C. rosea es un saprófito común en todo
el mundo, con efectos destructivos en diversos hongos fitopatógenos, es decir,
presenta acción antagónica contra una amplia variedad de agentes fúngicos,
3
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dicha actividad está relacionada con a la secresión de celulasas, β-1,3glucanasas, proteasas e incluidas las quitinasas, las cuales actúan degradando
las hifas de otros hongos.14
Por lo expuesto, el objetivo del presente trabajo fue determinar la acción
AC
IÓ
N
antagónica in vitro de Clonostachys rosea F sobre Stemphylium vesicarium,
Botrytis cinerea Pers y Fusarium oxysporum F. procedentes de Asparagus
DI
RE
CC
IO
N
DE
SI
ST
EM
AS
DE
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FO
RM
ÁT
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A
Y
CO
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officinalis L.
4
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MATERIAL Y MÉTODOS
I.
MATERIAL DE ESTUDIO:
 La cepa de Clonostachys rosea se obtuvo de la subdirección del
Servicio Nacional de Sanidad Agraria (SCB_SENASA), consistente
IN
FO
RM
ÁT
IC
A
Y
CO
M
UN
IC
AC
IÓ
N
en papeles de 2 cm2 colonizados por el hongo. (Figura 1)
Figura 1: Cepa de Clonostachys rosea obtenida del Servicio Nacional de
DE
Sanidad Agraria (SENASA).
30 plantas de Asparagus officinalis “espárrago” con signos
AS

EM
característicos de Stemphylium vesicarium, Botrytis cinerea y
SI
ST
Fusarium oxysporum, recolectados de la Empresa Agroindustrial
PROCEDIMIENTO:
a) Recolección de la muestra:
Se recolectaron plantas de Asparagus officinalis “espárrago” que
DI
RE
CC
IO
N
II.
DE
Barraza Provincia de Trujillo.
presentaban signos y síntomas de Stemphylium vesicarium como:
anillos marrones a nivel de los tallos, signos de Botrytis cinerea
tales como: micelio gris en las raíces
y signos de Fusarium
oxysporum como puntos plateados en los turiones. (Figura 2)
5
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a
c
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Y
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b
IN
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RM
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Figura 2: Plantas de Asparagus officinalis “espárrago” con síntomas y
signos de los hongos patógenos: S.vesicarium(a), F.oxysporum (b) y
B.cinerea (c).
N
DE
SI
ST
EM
AS
DE
b) Aislamiento y obtención de S.vesicarium, B.cinerea y
F.oxysporum:
De cada muestra recolectada se tomó una porción de micelio y se
sembró por puntura en una placa Petri, la cual contenía Agar
Sabouraud Dextrosa (DSA). Las colonias cuya determinación
correspondían a los hongos de interés fueron sembrados en
frascos de penicilina (Técnica de agar inclinado) e incubadas
durante cinco días a temperatura ambiente para obtener el cultivo
puro.
DI
RE
CC
IO
c) Determinación de S.vesicarium, B.cinerea y F.oxysporum:
Se realizaron microcultivos de S.vesicarium, B.cinerea y
F.oxysporum para aislar las colonias de hongos y se determinó
mediante claves taxonómicas especializadas.15 (Figura 3)
6
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FO
RM
ÁT
IC
A
Y
CO
M
UN
IC
a
c
EM
AS
DE
Figura 3: Microcultivos de los hongos patógenos: S.vesicarium(a),
F.oxysporum (b) y B.cinerea (c).
d) Obtención del cultivo puro de C.rosea:
SI
ST
Se realizó siguiendo el procedimiento establecido por el Servicio
Nacional de Sanidad Agraria (SENASA).
DE
La cepa del hongo estaba formada por papeles de 2 cm 2 en un
DI
RE
CC
IO
N
frasco aislado. Se procedió a extraer un papelito con la ayuda de
una pinza de punta fina para luego sembrarlo en una placa Petri
con Agar Sabouraud Dextrosa. A continuación se le agregó dos
gotas de agua destilada, se esperó dos minutos para finalmente
arrastrar por toda la superficie de la placa Petri.
La placa Petri fue incubada a temperatura ambiente por un
periodo de cinco días, a fin de obtener el cultivo puro de C.rosea.
7
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e) Obtención de los discos de micelio:
En placas Petri con Agar Sabouraud Dextrosa se colocaron
discos de micelio completamente esterilizados.
Las cepas puras de S.vesicarium, B.cinerea y F.oxysporum
AC
IÓ
incubados a temperatura ambiente por cinco días.
N
fueron sembrados en discos de micelio para posteriormente ser
UN
IC
f) Control biológico in vitro(Prueba de antagonismo o cultivo
dual):
M
La prueba de antagonismo se realizó empleando la técnica de
CO
cultivo dual en placas Petri, para lo cual se tuvo en cuenta lo
Y
siguiente:
IC
A
Se utilizaron 21 placas Petri de 9 cm de diámetro cada una
ÁT
conteniendo 10 ml de Agar Sabouraud
Dextrosa
(DSA)
Primero
se
sembró
los
monocultivos
de
IN
FO
repeticiones.
RM
previamente esterilizados, distribuidos en 7 tratamientos y 3
S.vesicarium, B.cinerea, F.oxysporum y C.rosea en tres placas
cada uno, En 9 placas Petri se depositaron discos de micelio de
DE
cada hongo patógeno en un extremo y el disco de micelio de
AS
hongo antagonista en el otro extremo. Finalmente
los
EM
tratamientos fueron incubados a una temperatura de 38°C por 15
SI
ST
días. Se realizó mediciones a los 3, 7,10,13 y 15 días del
DI
RE
CC
IO
N
DE
diámetro de la colonia del hongo. (Figura 4)
Figura 4: Siembra de discos de micelio en los extremos de la placa
Petri.
8
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El antagonismo de C.rosea se comprobó estudiando las variables:
radio del crecimiento antagonista(RCA), radio de crecimiento
patógeno(RCP) y porcentaje de inhibición de crecimiento
AC
IÓ
N
radial(PICR), empleando la fórmula de Ezziyyani.16
(R1 – R2)
M
R1= Radio del patógeno testigo.
CO
Donde :
UN
IC
PICR= (R1 X100)
indicar
el
micoparasitismo(MICMO)
ÁT
Para
IC
A
Y
R2= Radio del patógeno en el enfrentamiento.
como
posible
RM
mecanismo de acción de C.rosea, se realizaron observaciones
IN
FO
macroscópicas del cultivo dual, tomándose como índice de
micoparasitismo, la invasión del antagonista sobre la superficie
del micelio del hongo fitopatógeno, teniéndose en cuenta la
EM
AS
DE
escala de Bell17. con la siguiente calificación.
C. rosea crece completamente sobre la
SI
ST
CLASE 1
colonia del patógeno.
DI
RE
CC
IO
N
DE
CLASE 2
CLASE 3
C. rosea crece al menos sobre las dos
terceras partes del medio de cultivo
C. rosea cubre aprox. La mitad de la
superficie del medio de cultivo
CLASE 4
El patógeno crece al menos sobre las
dos terceras partes del medio de cultivo
CLASE 5
El patógeno crece sobre la colonia de C.
rosea.
9
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Luego de que C.rosea invadió el micelio de los hongos patógenos, se tomó una
porción del micelio en la línea de contacto entre los dos hongos y con la ayuda
del microscopio compuesto a 400X, se analizaron las interacciones de las hifas
colocándolas en un portaobjetos y se observó el mecanismo de acción
AC
IÓ
N
antagónica del biocontrolador.
g) Diseño experimental:
C. rosea (testigo)
Monocultivos
T1
T2
T3
B. cinerea (testigo)
T4
Cultivos
C. rosea vs S.vesicarium
T1 X T2 =T5
duales
C. rosea vs F.oxysporum
T1 X T3 =T6
IN
FO
RM
ÁT
A
F. oxysporum(testigo)
IC
Y
S.vesicarium(testigo)
CO
M
UN
IC
Se realizó un diseño al azar conformado por 7 tratamientos y 3
repeticiones por tratamiento.
T1 XT4 = T7
DI
RE
CC
IO
N
DE
SI
ST
EM
AS
DE
C. rosea vs B. cinerea
10
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N
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M
UN
IC
AC
IÓ
RESULTADOS
Tabla 1: Características morfológicas del crecimiento micelial en los monocultivos y cultivos duales de
T2
S. vesicarium (testigo)
Regular
T3
F. oxysporum(testigo)
Regular
T4
B. cinerea (testigo)
Regular
T5
C. rosea vs *S.vesicarium
Irregular
T6
C. rosea vs *F.oxysporum
T7
C. rosea vs *B. cinerea
IC
Regular
DE
IN
FO
C. rosea (testigo)
A
A
T1
SI
ST
EM
Irregular
DE
Cultivos
duales
COLOR DE LA COLONIA
FINAL
INICIAL
Blanca
Blanca
Y
CRECIMIENTO
AS
Mono
cultivos
HONGOS
B
Irregular
ASPECTO
Algodonoso
C
Gris
Marrón-oscuro
Algodonoso
Crema
Rosado
Algodonoso
Blanca
Gris
Algodonoso
Gris
Marrón-oscuro
Algodonoso
Crema
Rosado claro
Licuado
Blanca
Gris claro
Licuado
RM
ÁT
TRATAM
CO
oxysporum, S. vesicarium y B. cinerea a los 15 días de evaluación.
C. rosea, F.
A
D
B
N
*F.oxysporum, *S.vesicarium, *B. cinerea: Hongos evaluados, regular : Crecimiento circular que determina el crecimiento normal de un hongo, ,irregular :
C
D
CC
I
O
Crecimiento anormal del hongo con un crecimiento semicircular, algodonoso : Crecimiento normal de la colonia que presenta micelio con textura de algodón.
DI
RE
licuada : La colonia del hongo se presenta laxo e inconsistente.
11
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De las características morfológicas evaluadas, el crecimiento de los monocultivos es
regular. Cuando están enfrentados con el antagonista, presentan deformaciones a lo
largo de su superficie (Irregular), C. rosea presenta un color blanco, mientras que F.
oxysporum presenta un color crema que luego se va tornando rosado, S. vesicarium
presenta un color marrón oscuro y B. cinerea presenta un color inicial blanco para
N
finalmente tornarse un color gris. En los cultivos duales, F. oxysporum y B.cinerea, van
AC
IÓ
perdiendo la intensidad de su color, a excepción de S.vesicarium el cual no presenta
variación en el tono e intensidad de su color. Por otro lado, los monocultivos presentan
UN
IC
un aspecto algodonoso y en los cultivos duales, F. oxysporum y B.cinerea, presentan
una aspecto licuado, a diferencia de S.vesicarium el cual no presenta variación en el
CO
M
aspecto de su colonia.
B. cinerea a los 15 días de evaluación,
A
F. oxysporum, S. vesicarium y
Y
Tabla 2: Grado de antagonismo en cultivos duales de C. rosea frente a
IN
FO
RM
ÁT
IC
utilizando la escala de Bell.
HONGOS PATÓGENOS
GRADO DE
ANTAGONISMO
Stemphylium vesicarium
Clase 3
T2
Fusarium oxysporum
Clase 2
Botrytis cinerea
Clase 3
AS
T1
DE
TRATAMIENTOS
SI
ST
EM
T3
Se determinó que
el grado de antagonismo para
F. oxysporum es de clase 2,
DE
caracterizado por la invasión del antagonista en por lo menos las 3/4 partes del medio
de cultivo frente al patógeno. Para S.vesicarium y B.cinerea se determinó que
N
pertenece a la clase 3, caracterizado por la invasión de las 2/4 partes del antagonista
DI
RE
CC
IO
en el medio de cultivo.(Figura 9).
12
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8.93
9
M
UN
IC
AC
IÓ
8.5
8.43
8
8.27
8.13
7.53
7.5
7
7.33
CO
6.6
5.83
6
4.16
3.97
4.2
3.5
IN
FO
4
S.vesicarium T3
RM
ÁT
5
4.5
F.oxysporum T2
IC
5.5
C.Rosea T1
B.cinerea T4
A
5.73
Y
6.5
3.37
DE
3
AS
2.5
2.13
2
7
10
13
15
ST
3
EM
CRECIMIENTO PROMEDIO DEL DIÁMETRO DE LOS
MONOCULTIVOS (Cm)
9
8.7
8.5
N
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DE
SI
DIAS DE EVALUACIÓN
N
Figura 5: Crecimiento promedio de los monocultivos, C. rosea, S. vesicarium y B. cinerea a los 3, 7, 10, 13 y 15 días de
CC
I
O
evaluación.El crecimiento de los monocultivos, F. oxysporum, S vesicarium y B. cinerea a los 15 días con su máximo diámetro micelial, de 8,97; 8,7
RE
y 9 Cm respectivamente; a diferencia de C.rosea con un crecimiento lineal lento y prolongado que alcanzo a los 15 días de evaluación 7,53 cm de
DI
diámetro micelial a una temperatura de 28 °C.
13
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N
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M
UN
IC
AC
IÓ
5
4.3
4.33
3.73
IC
3.76
RM
ÁT
3.5
3.83
3.63
3.4
Y
4
CO
4.17
IN
FO
3
2.5
*S.vesicarium T6
*B.cinerea T7
3.23
2.93
2.5
DE
2
*F.oxysporum T5
A
4.5
AS
1.67
1.5
7
10
13
15
ST
3
EM
CRECIMIENTO PROMEDIO DEL DIÁMETRO DE LOS CULTIVOS
DUALES (Cm)
5.5
SI
DIAS DE EVALUACIÓN
DE
*F.oxysporum, *S.vesicarium, *B. cinerea: Hongos enfrentados con C.rosea
O
N
Figura 6: Crecimiento promedio de los cultivos duales de C.rosea, frente a F.oxysporum, S. vesicarium y B. cinerea a los 3,
CC
I
7, 10, 13 y 15 días de evaluación.Al inicio de la evaluación los hongos patógenos presentaron un crecimiento lineal ascendente, que a medida
RE
que transcurrió el tiempo de evaluación los hongos patógenos decrecieron presentando hasta un diámetro máximo de 1,67 cm como es el caso de F.
DI
oxysporum y; un valor de 2,93 y 3,23 cm de diámetro micelial para B. cinerea, y S. vesicarium respectivamente.
14
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M
UN
IC
AC
IÓ
N
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90
69.25
70
CO
67.44
60
57.89
55.75
F.oxysporum
S.vesicarium
44.93
34.85
IN
FO
30
B.cinerea
RM
ÁT
40
IC
A
50
62.87
Y
53.68
20
10
10.59
0
4.08
DE
14.35
7
EM
3
AS
10.29
SI
ST
PORCENTAJE DE INHIBICIÓN DEL CRECIMIENTO RADIAL (%)
81.36
80
10
13
DIAS DE EVALUACIÓN
DE
Figura 7: Porcentaje de inhibición de F. oxysporum, S. vesicarium
y B. cinerea
enfrentados a C.rosea a los 3, 7, 10, 13 y 15
CC
I
O
N
días de evaluación.
15
DI
RE
Al tercer día de evaluación S. vesicarium, F. oxysporum y B. cinerea enfrentados con C. rosea, presentaron un porcentaje de inhibición de
4,08 %; 10,59% y 14,35% respectivamente y a los 15 días de evaluación presentaron un porcentaje de inhibición de 62,87 %; 81,36% y
67,44%
respectivamente.
15
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Tabla 3: Análisis de varianza (ANOVA) del crecimiento promedio de F.
oxysporum, S. vesicarium y B. cinerea enfrentados a C. rosea a los 15 días
de evaluación.
ANÁLISIS DE VARIANZA
Entre grupos
192.04
6
Promedio
de
cuadrados
32.01
Dentro de los
grupos
Total
0.42
14
0.03
192.46
20
F
1066.88
Valor
crítico para
F
2.85
N
GL
AC
IÓ
Suma de
cuadrados
CO
M
UN
IC
Origen de las
variaciones
A los 15 días de evaluación el crecimiento promedio de F. oxysporum, S. vesicarium y B.
A
IC
por lo cual las medias entre los tratamientos son diferentes .
Y
cinerea enfrentados con C. rosea presentaron diferencias estadísticas significativas p<0,05
sobre F. oxysporum, S.vesicarium
RM
de C. rosea
ÁT
Tabla 4: Comparación de las mediciones (Promedio) de los halos de inhibición
utilizando
IN
FO
TUKEY a los 15 días de evaluación.
y B. cinerea
HSD DE TUKEY
Especie de hongo
T1
T2
T3
T4
T5
T7
Clonostachys rosea
Stemphylium vesicarium
Fusarium oxysporum
Botrytis cinerea
SI
ST
EM
AS
DE
TRA
*Stemphylium vesicarium
DE
*Botrytis cinerea
*Fusarium oxysporum
T6
N
7
7
7
7
7
7
7
Subconjunto para alfa = 0.05
1
2
3
4
1,33
0,03
0,14
6,07
6,04
1,56
IO
N
*F.oxysporum, *S.vesicarium, *B. cinerea: Hongos enfrentados con C.rosea
0,17
CC
Al comparar el crecimiento de los cultivos duales de F. oxysporum, S.vesicarium y Botrytis
RE
cinerea enfrentados con C. rosea se obtuvieron 4 subgrupos de homogeneidad para un α
=0,05. Para los monocultivos no se presentaron diferencias entre F.oxysporum, B.cinerea y
DI
S.vesicarium, mientras que sí se presenta diferencias estadísticas significativas entre
*F.oxysporum y *B. cinerea; y *F.oxysporum y *S.vesicarium a excepción de *B. cinerea y *S.
vesicarium que no presentan diferencias significativas.
16
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c
d
SI
ST
EM
AS
DE
IN
FO
RM
ÁT
IC
A
Y
CO
M
UN
IC
AC
IÓ
N
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DE
Figura 8: Crecimiento de los monocultivos de C. rosea (a), F. oxysporum (b), S
vesicarium (c) y B cinerea (d) a los 15 días de evaluación.
N
El crecimiento de los cultivos de F. oxysporum, S vesicarium y B cinerea llegan a
IO
ocupar la totalidad de la placa Petri, mientras que el crecimiento de C.rosea no llega a
CC
ocupar la totalidad de la placa Petri, es decir, el crecimiento de los patógenos es
DI
RE
mayor que el crecimiento del controlador.
17
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Y
CO
M
UN
IC
AC
IÓ
N
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A
a
DE
SI
ST
EM
AS
DE
IN
FO
RM
ÁT
IC
b
CC
IO
N
c
= Línea media de la placa Petri
= Línea de avance del controlador
= 1 cm
DI
RE
Figura 9: Crecimiento de los cultivos duales de F. oxysporum (a), S. vesicarium
(b) y B. cinerea (c) enfrentados C. rosea los 15 días de evaluación.
El crecimiento del cultivo de C.rosea es superior al crecimiento de los cultivos de
F.oxysporum, S.vesicarium y B.cinerea. a los 15 días de evaluación.
18
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Y
CO
M
UN
IC
AC
IÓ
N
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b
SI
ST
EM
AS
DE
IN
FO
RM
ÁT
IC
A
a
DE
c
CC
IO
N
Figura 10: Estado morfológico de las esporas e hifas de F. oxysporum (a), S.
vesicarium(b) y B. cinerea(c) enfrentados a C. rosea los 15 días de evaluación.
RE
Las esporas de F.oxysporum presentan ruptura en los tabiques, las esporas están
DI
incompletas y pequeñas. S.vesicarium presentan deformaciones a nivel de las
esporas, además están pequeñas y deformes. En la figura c se presenta una hifa de
C.rosea estrangulando a la hifa de B.cinerea.
19
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DISCUSIÓN
Los resultados obtenidos en esta investigación detallan que C. rosea
inhibe el crecimiento miceliar de los hongos fitopatógenos
F.
N
oxysporum, B. cinerea y S. vesicarium. Esto confirma lo encontrado por
AC
IÓ
otros autores en sus investigaciones, quienes determinaron que el
combate de B. cinerea con G. roseum (=C.rosea) en fresa (tanto en
UN
IC
hojas como en frutos) siempre fue igual o superior al logrado con
fungicidas.18, 7
CO
M
Dentro de las características morfológicas, el crecimiento
de los
monocultivos es regular, sin embargo cuando están enfrentados los
A
Y
hongos presentan deformaciones a lo largo de su superficie. Algunos
IC
autores explican que es debido a que las hifas de B.cinerea son más
ÁT
gruesas que las hifas de F.oxysporum, por lo cual la resistencia de
RM
B.cinerea es mayor19. En condiciones apropiadas las colonias de los
IN
FO
hongos se presentan de forma normal y colores característicos. Sin
embargo al ser enfrentados los hongos se tornan más claros y de un
DE
aspecto licuado. A diferencia de S. vesicarium que se mantiene de la
misma forma, color y aspecto al ser enfrentado a C.rosea, en una
AS
investigación S.vesicarium fue muy resistente al antagonismo de tres
EM
cepas nativas de Trichoderma spp, por
lo cual sus características
SI
ST
morfológicas no cambiaron, mientras que F.oxysporum cambio su color
DE
rosado a rosado claro20.
F.oxysporum presenta clase 2 mediante la escala de Bell, debido a que
N
antagonista invade las
IO
el
¾ partes del medio de cultivo frente al
CC
patógeno, mientras que S.vesicarium y B.cinerea presentan clase 3 por
RE
la invasión de las 2/4 partes del antagonista en el medio de cultivo.
DI
Asimismo el porcentaje de inhibición para F. oxysporum se obtuvo un
81%, B. cinerea presentó un 67% y S.vesicarium presentó un 62%,
según investigaciones en 2007,
tanto B. cinerea y S.vesicarium
presentan enzimas antioxidantes (CAT y SOD), que además de producir
cutinasa y poligalacturonasa que son más resistente al ataque a C.
rosea21. Entre las enzimas líticas que produce C.rosea se reportan las
20
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quitinasas,
glucanasas,
proteasa
y
celulasas,
algunas
están
relacionadas con el fenómeno de la antibiosis y micoparasitismo al
degradar la pared celular y micoparasitar al hospedero.22,23
La cantidad de metabolitos producida por el controlador depende de los
N
nutrimentos y no siempre está relacionada con la habilidad para
AC
IÓ
controlar la enfermedad24.Sin embargo, otro autor indicó una correlación
positiva entre la cantidad de enzimas y el porcentaje de micoparasitismo
UN
IC
y reducción de la enfermedad.25
M
Las condiciones que pueden afectar el desempeño de G. roseum como
CO
biocontrolador están: la concentración del inóculo del antagonista y del
patógeno; y las condiciones ambientales
mencionan que C.rosea
A
Y
incrementa su actividad supresiva según se incrementa la temperatura
IC
de 10 a 25 o C y que a partir de los 15 o C la germinación de los
ÁT
conidios del biocontrolador es mayor al 80%, incrementándose también
RM
con el aumento de temperatura.26, 9 Debido a ello, la cepa de C. rosea
IN
FO
creció menos que las cepas de los hongos patógenos, pero esto no
influyó en la inhibición debido a que C. rosea sólo actúa efectivamente
DE
cuando es aplicado al mismo tiempo o antes de que ocurra la infección
AS
por parte de B. cinerea o cualquier otro patógeno. 27
EM
El estado morfológico de las esporas e
hifas de F. oxysporum
SI
ST
presentaron ruptura en los tabiques, mientras que S.vesicarium presentó
deformaciones en sus esporas asimismo B.cinerea presentó hifas
DE
delgadas y débiles además del enrollamiento de C.rosea en sus hifas,
N
según algunos autores,, C.rosea presenta varios mecanismos de acción
IO
como la competencia por los nutrientes presentes en el suelo, el
CC
enrollamiento alrededor de las hifas del hospedante y la producción de
DI
RE
enzimas
hidrolíticas
como
ß-1,3-glucanasas,
ß-1,6-glucanasas,
quitinasas, y proteasas, para penetrar al hospedante y usar su contenido
celular como fuente de nutrientes.28,29
21
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El estudio del controlador C. rosea es muy limitado y poco conocido
sobre todo en el Perú. Hasta el momento los resultados indican la
capacidad inhibitoria de C. rosea sobre F. oxysporum, S.vesicarium y B.
cinerea por lo cual este trabajo es un modelo a seguir para
seguir
N
investigando en busca de un biocontroladores para muchos y diferentes
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IO
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DE
SI
ST
EM
AS
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IN
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RM
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Y
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M
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IÓ
hongos que causan daño económico en cultivos de espárrago en el Perú
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CONCLUSIONES
UN
IC
AC
IÓ
N
 La acción antagónica in vitro de C.rosea sobre el crecimiento de
S.vesicarium,
B.cinerea
y
F.oxysporum
fue
positiva,
determinándose como grado de antagonismo la clase 2 para F.
oxysporum y B.cinerea, mientras que para
S.vesicarium
corresponde la clase 3. Además el porcentaje de inhibición para F
oxysporum, B.cinerea y S.vesicarium, fue de 81,36%, 67,44% y
62,87% respectivamente.
DI
RE
CC
IO
N
DE
SI
ST
EM
AS
DE
IN
FO
RM
ÁT
IC
A
Y
CO
M
 Los monocultivos crecieron de manera homogénea y normal en
condiciones apropiadas, sin embargo cuando fueron enfrentados
en los cultivos duales, los patógenos presentaron deformaciones
en la colonia, perdida de la intensidad del color además de
licuación de las colonias con la excepción de S.vesicarium.
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aislados
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ANEXOS
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Figura 11: Recolección de las plantas de Asparagus officinalis L “espárrago”
procedentes de la empresa agroindustrial Barraza.
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UN
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CO
M
2
1. Planta con signos
característicos de S.vesicarium
SI
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EM
AS
DE
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IC
A
Y
2. Siembra por puntura de
S.vesicarium
DE
3
IO
N
4
CC
4. Determinación de
S.vesicarium mediante
microcultivos.
DI
RE
3. Aislamiento de S.vesicarium
Figura 12: Aislamiento de S.vesicarium de plantas de Asparagus officinalis.
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CO
M
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N
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2. Siembra por puntura de
F.oxysporum
SI
ST
EM
AS
DE
IN
FO
RM
ÁT
IC
A
Y
1. Planta con signos
característicos de F.oxysporum
DE
4
IO
N
3
CC
4. Determinación de
F.oxysporum mediante
microcultivos.
DI
RE
3. Aislamiento de F.oxysporum
Figura 13: Aislamiento de F.oxysporum de plantas de Asparagus officinalis.
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2
CO
M
1
2. Siembra por puntura de
B.cinerea
SI
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EM
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IN
FO
RM
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IC
A
Y
1. Planta con signos
característicos de B.cinerea
4
CC
IO
N
DE
3
4. Determinación de B.cinerea
mediante microcultivos.
DI
RE
3. Aislamiento de B.cinerea
Figura 14: Aislamiento de B.cinerea de plantas de Asparagus officinalis.
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M
1
2. Siembra de C.rosea
SI
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EM
AS
DE
IN
FO
RM
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IC
A
Y
1. Frasco conteniendo la cepa de
C.rosea.
4
CC
IO
N
DE
3
4. Determinación de C.rosea
mediante microcultivos.
DI
RE
3. Obtención del cultivo puro de
C.rosea
Figura 15: Obtención de C.rosea procedente del SENASA.
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CO
M
2
2. Siembra del cultivo en la
placa Petri.
RM
ÁT
IC
A
Y
1. Preparación de agar
sabouraud.
S.vesicarium
S.vesicarium
SI
ST
EM
AS
DE
IN
FO
C.rosea
4
N
DE
3
3. Observación del monocultivo
de S.vesicarium
RE
CC
IO
3. Observación del cultivo dual,
C.rosea y S.vesicarium.
DI
Figura 16: Técnica del monocultivo y cultivo dual, a nivel macroscópico de
C.rosea sobre S.vesicarium.
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RM
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A
Y
2
4
DE
SI
ST
3
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CC
IO
N
Figura 17: Crecimiento de los monocultivos de C. rosea(a), S vesicarium(b),
F.oxysporum (c) y B cinerea(d) a los 3 días de evaluación.
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CC
IO
N
DE
SI
ST
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IN
FO
RM
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2
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1
A
Y
CO
M
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IC
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IÓ
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RE
Figura 18: Crecimiento de los cultivos duales de F. oxysporum (a), S.
vesicarium (b) y B. cinerea (c) enfrentados C. rosea los 3 días de evaluación.
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Tabla 5: Crecimiento del diámetro de la colonia de los monocultivos y cultivos
duales de S.vesicarium, F.oxysporum, B.cinerea y C.rosea
a los 3 días de
CULTIVO DUAL
AC
IÓ
MONOCULTIVO
T2
T3
T4
T5
T6
C.rosea
S.vesicar
F.oxys
B. cine
S.ves vs C.ros
F.oxy Vs C.ros
1
2,2
4.5
4,0
3,9
4,5
2,7
2
2,1
4,0
4,1
4,0
4,5
2,8
3
2,1
4,0
4,1
4,0
4,0
2,7
2,7
3,0
1,9
2,6
3,8
2,0
2,6
3,4
1,9
CO
M
3,7
A
Y
3,6
3,6
B.cin vs C.ros
IN
FO
RM
ÁT
IC
REP
T7
UN
IC
T1
TRAT
N
evaluación.
Tabla 6: Crecimiento del diámetro la colonia de los monocultivos y cultivos
duales de S.vesicarium, F.oxysporum, B.cinerea y C.rosea
EM
AS
DE
evaluación.
a los 7 días de
T2
T3
T4
T5
T6
T7
C.rosea
S.vesicar
F.oxys
B. cine
S.ves vs C.ros
F.oxy Vs C.ros
B.cin vs C.ros
5,5
6,6
8,3
5,5
3,6
4,3
4,3
3,9
3,5
6,0
6,6
8,3
5,2
3,7
4,3
4,4
3,8
3,3
3,4
6,0
6,6
8,2
5,0
3,7
4,3
4,3
3,8
3,4
2
3,3
DI
3
N
3,4
RE
1
DE
T1
IO
REP
CULTIVO DUAL
CC
TRAT
SI
ST
MONOCULTIVO
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Tabla 7: Crecimiento del diámetro la colonia de los monocultivos y cultivos
duales de S.vesicarium, F.oxysporum, B.cinerea y C.rosea
a los 10 días de
CULTIVO DUAL
AC
IÓ
MONOCULTIVO
T2
T3
T4
T5
T6
C.rosea
S.vesicar
F.oxys
B. cine
S.ves vs C.ros
F.oxy Vs C.ros
1
4,3
8,5
7,4
8,5
4.1
4,0
2
4,1
8,5
7,4
8,5
4,0
4,0
3
4,2
8,3
7,2
8,5
4,2
4,1
4,4
3,7
3,1
4,8
3,7
3,0
4,5
3,6
3,2
CO
M
4,5
Y
4,0
4,0
B.cin vs C.ros
RM
ÁT
IC
A
REP
T7
UN
IC
T1
TRAT
N
evaluación.
IN
FO
Tabla 8: Crecimiento del diámetro de la colonia de los monocultivos y cultivos
duales de S.vesicarium, F.oxysporum, B.cinerea y C.rosea
AS
DE
evaluación.
C.rosea
S.vesicar
1
5,7
2
5,8
3
5,7
T4
T5
T6
T7
F.oxys
B. cine
S.ves vs C.ros
F.oxy Vs C.ros
B.cin vs C.ros
9,0
8,3
9,1
3,5
4,5
2,5
5,0
3,7
4,8
8,5
8,0
8,7
4,0
4,5
2,5
5,0
4,0
4,7
8,6
8,1
9,0
3,7
4,6
2,5
5,0
3,6
4,8
N
IO
DI
RE
CC
REP
T3
SI
ST
T2
CULTIVO DUAL
DE
T1
EM
MONOCULTIVO
TRAT
a los 13 días de
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Tabla 9: Crecimiento del diámetro de la colonia de los monocultivos y cultivos
duales de S.vesicarium, F.oxysporum, B.cinerea y C.rosea
a los 15 días de
CULTIVO DUAL
AC
IÓ
MONOCULTIVO
T2
T3
T4
T5
T6
C.rosea
S.vesicar
F.oxys
B. cine
S.ves vs C.ros
F.oxy Vs C.ros
1
7,8
9,0
9,0
9,0
3,0
5,5
2
7,3
8,8
9,0
9,0
3,2
5,2
3
7,5
8,7
8,9
9,0
3,5
5,2
5,8
2,7
6,0
6,2
3,1
5,5
6,0
3,0
5,5
CO
M
1,8
A
Y
1,6
1,6
B.cin vs C.ros
DI
RE
CC
IO
N
DE
SI
ST
EM
AS
DE
IN
FO
RM
ÁT
IC
REP
T7
UN
IC
T1
TRAT
N
evaluación.
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