Subido por Ivan Gonzalez

articulo prope (neuropatia diabetica)

Anuncio
1130-0108/2015/107/6/366-373
Revista Española de Enfermedades Digestivas
Copyright © 2015 Arán Ediciones, S. L.
Rev Esp Enferm Dig (Madrid
Vol. 107, N.º 6, pp. 366-373, 2015
REVISIÓN
Neuropatía entérica asociada a diabetes mellitus
José Antonio Uranga Ocio1,2, Sonia Bastús Díez1, Drissa Delkáder Palacios1, Noemí García Cristóbal1, Miguel Ángel Leal García1
y Raquel Abalo Delgado1,2,3
Departamento de Ciencias Básicas de la Salud. Universidad Rey Juan Carlos. Alcorcón, Madrid. 2Unidad Asociada I+D+i. Instituto de Investigación en
Ciencias de la Alimentación (CIAL). Consejo Superior de Investigaciones Científicas (CSIC). Madrid. 3Unidad Asociada I+D+i. Instituto de Química Médica.
Consejo Superior de Investigaciones Científicas (CSIC). Madrid
1
ABSTRACT
La diabetes mellitus (DM) es un conjunto de enfermedades
de gran prevalencia en la actualidad. Sus diferentes variantes
se caracterizan por producir síntomas muy semejantes con
complicaciones agudas y crónicas. Entre estas se encuentra la
dismotilidad gastrointestinal (GI) asociada al desarrollo de neuropatía
en el sistema nervioso entérico (SNE). El objetivo de este artículo es
revisar los conocimientos sobre la dismotilidad GI y la neuropatía
entérica asociada a diabetes mellitus.
Para ello se describen las diversas alteraciones funcionales y
estructurales encontradas en el sistema digestivo tanto en el hombre
como en diversos modelos animales de diabetes. Para finalizar,
se hace un breve resumen de las estrategias de tratamiento
y prevención de la neuropatía diabética entérica que se han
considerado hasta la fecha.
En conclusión, entre las alteraciones descritas en la DM destaca
especialmente la pérdida de inervación intrínseca inhibidora. Como
posibles estrategias terapéuticas y/o preventivas se propone desde
el uso de insulina, el factor de crecimiento nervioso y antioxidantes
hasta el trasplante de neuronas mientéricas.
Palabras clave: Diabetes mellitus. Dismotilidad gastrointestinal.
Gastroparesia. Neuropatía entérica. Plexo mientérico. Sistema
nervioso entérico.
ABREVIATURAS
DM 1 y 2: diabetes mellitus 1 y 2. GI: gastrointestinal.
SNE: sistema nervioso entérico. STZ: estreptozotocina;
Agradecimientos: Gema Vera y Pablo Antonio Cabezos han contribuido a la
obtención de las preparaciones e imágenes de las figuras 1 y 2. Los autores
agradecen la financiación del Ministerio de Educación y Ciencia (SAF200912422-C02-01; SAF2012-40075-C02-01), Comunidad de Madrid (S2010/
BMD-2308) y Fundación Mapfre (Ayudas a la Investigación-Promoción de
la Salud 2009: Alimentación y Ejercicio Físico).
ZDF: Zucker diabetic fatty; ICC: células intersticiales de
Cajal; ICC-MP: células intersticiales de Cajal del plexo
mientético; NOS: óxido nítrico sintasa; NA: noradrenalina; ASPA: aspartato ciclasa; FNM: fibras nerviosas de la
mucosa; GDNF: factor de crecimiento derivado de células
gliales.
INTRODUCCIÓN
La diabetes mellitus (DM) es una de las enfermedades crónicas más prevalentes en occidente, extendiéndose
rápidamente también a los países en desarrollo. En 2013,
382 millones de personas eran diabéticas en todo el mundo
y se ha estimado que esta cifra alcanzará los 592 millones
en 2035, por lo que la DM constituye un problema de salud
pública de primer orden (1). Los tipos más habituales de la
enfermedad son el 1 (DM 1) que conlleva la destrucción
de las células β y una deficiencia absoluta de insulina, y
el 2 (DM 2), caracterizado por déficits variables de insulina y resistencia a la misma (2). Los diferentes tipos de
diabetes cursan con un estado hiperglucémico que a niveles elevados ocasiona poliuria, polifagia y polidipsia. Las
complicaciones agudas (hipoglucemia, cetoacidosis, coma
hiperosmolar no cetósico…) son consecuencia de un control inadecuado de la glucemia mientras que las crónicas
(cardiovasculares, nefropatías, retinopatías, neuropatías…)
se deben al mantenimiento a largo plazo del estado hiperglucémico (a niveles de glucemia de 200-250 mg/dl, que
superan la reabsorción renal) y a los fenómenos oxidativos e inflamatorios por él generados (3). En definitiva, la
DM induce alteraciones estructurales y funcionales de las
células, tejidos y órganos de todo el cuerpo, incluyendo el
tracto gastrointestinal (GI) y su inervación.
Recibido: 24/10/2014
Aceptado: 07/01/2015
Correspondencia: Raquel Abalo Delgado. Departamento de Ciencias Básicas
de la Salud (Área Farmacología y Nutrición). Facultad de Ciencias de la
Salud. Universidad Rey Juan Carlos. Avda. de Atenas, s/n. 28922 Alcorcón,
Madrid
e-mail: [email protected]
Uranga Ocio JA, Bastús Díez S, Delkáder Palacios D, García Cristóbal N,
Leal García MA, Abalo Delgado R. Neuropatía entérica asociada a diabetes
mellitus. Rev Esp Enferm Dig 2015; 107:366-373.
Vol. 107, N.º 6, 2015
NEUROPATÍA ENTÉRICA ASOCIADA A DIABETES MELLITUS
367
OBJETIVO
Revisar el conocimiento actual sobre las alteraciones
que produce la diabetes en el tubo digestivo y, muy particularmente, en las neuronas entéricas responsables del
control de sus funciones. Para ello, describiremos las alteraciones funcionales y estructurales/histológicas que se
presentan en esta patología en el tubo digestivo, los modelos animales desarrollados para su estudio, y las posibles
estrategias de tratamiento y prevención.
CONTROL MOTOR DEL TUBO DIGESTIVO
El control de las funciones del tubo digestivo depende,
fundamentalmente, de su inervación intrínseca y extrínseca. El sistema nervioso entérico (SNE) es una red nerviosa que se extiende desde el esófago hasta el esfínter anal
interno y que incluye el plexo mientérico o de Auerbach
(principal encargado de controlar la motilidad y situado
entre las capas musculares) y el submucoso o de Meissner
(que regula la microcirculación y la función epitelial). Las
neuronas del SNE se acompañan de células gliales y pueden funcionar independientemente del control extrínseco,
participando en la modulación de la peristalsis, secreción,
percepción del dolor e inflamación (4).
La unidad de la función motora del tracto GI es el reflejo peristáltico que se produce en el plexo mientérico en
respuesta a los contenidos luminales (4). Presenta, entre
otras, neuronas sensitivas, interneuronas y neuronas motoras excitadoras e inhibidoras de ambas capas musculares.
Los estudios electrofisiológicos, morfológicos, inmunohistoquímicos y de marcaje retrógrado han establecido las
diferencias entre las poblaciones neuronales (4,5) (Fig. 1).
Además, las células intersticiales de Cajal (ICC), consideradas células marcapasos y situadas entre las neuronas
mientéricas y las fibras musculares, coordinan las respuestas contráctiles (6).
El sistema nervioso extrínseco modula la función del
SNE y está formado por las vías parasimpáticas del nervio
vago y de los nervios sacros, que producen excitación de la
musculatura e inhibición de los esfínteres, y por el sistema
nervioso simpático toracolumbar, con efectos contrarios.
El plexo mientérico del estómago y del duodeno proximal
está densamente inervado por el nervio vago. Distalmente
al duodeno, los ganglios mientéricos inervados por el vago
disminuyen rápidamente, aunque la inervación parasimpática vuelve a ser importante en el ciego y el colon proximal (4). Así, tras la ingesta, la relajación del fundus por
activación del vago permite la acomodación de la comida
en el estómago. Las contracciones peristálticas del antro
empujan el contenido gástrico hacia el píloro, que permite el paso de pequeñas cantidades al duodeno cuando
está abierto. La llegada de nutrientes a la zona distal del
intestino delgado retrasa el vaciado gástrico (reflejo enterogástrico), mientras que la distensión gástrica postprandial
Rev esp enfeRm Dig 2015; 107 (6): 366-373
Fig. 1. Plexo mientérico y peristalsis. A. Visión general a pocos aumentos
de un corte longitudinal de íleon de rata marcado frente a enolasa
específica de neuronas para distinguir los somas neuronales en los
ganglios submucosos (asterisco) y mientéricos (flecha). B. Esquema
representativo de los principales tipos de neuronas mientéricas (adaptado
de ref. 5). Para cada tipo se muestran sus características electrofisiológicas
(S o AH), morfológicas (I o II de Dogiel) e inmunohistoquímicas en
el cobayo (CALB, calbindina; CR, calretinina; NFT, neurofilamentos;
5-HT, serotonina; SOM, somatostatina; NOS, óxido nítrico sintasa; VIP,
péptido intestinal vasoactivo). En respuesta a un estímulo las células
enterocromafines de la mucosa liberan 5-HT, que excita a las aferentes
primarias intrínsecas del plexo mientérico (1). Estas neuronas sensoriales
envían el impulso en sentido oral y anal para producir, respectivamente,
la contracción y la relajación de las fibras musculares. La rama excitadora
del reflejo peristáltico consta de interneuronas (2) y de motoneuronas
excitadoras de la musculatura circular (MC: 3) y longitudinal (ML: 4); la
rama inhibidora consta de interneuronas (5) y motoneuronas inhibidoras
de ambos tipos de fibras musculares (6, 7). C. Ganglio mientérico
marcado con anti-HuC/D vara ver los cuerpos neuronales presentes en
el plexo mientérico. D. Ganglio mientérico inyectado con neurobiotina
(NB) en una célula glial; al estar acopladas eléctricamente, todas las
células gliales resultaron marcadas, quedando entre ellas los espacios
correspondientes a los cuerpos neuronales. E. Ganglio mientérico de
una preparación marcada con anti-NOS; como se observa en el panel
B, sólo las motoneuronas inhibidoras presentan NOS y liberan NO, con
la consiguiente relajación y distensión muscular que permite al bolo
alimenticio discurrir analmente. Barras de escala: 100 μm. Nota: C, D y
E son imágenes de preparaciones “whole-mount” de íleon de cobayo,
sábanas de musculatura longitudinal con el plexo mientérico adherido,
tras retirar las capas suprayacentes de la pared intestinal (mucosa,
submucosa y musculatura circular).
promueve el flujo de contenidos luminales al íleon y ciego
(reflejo gastrocólico). Finalmente, las hormonas gastrointestinales también contribuyen a regular la motilidad del
tubo digestivo ya sea favoreciendo la distensión gástrica
(ghrelina), inhibiendo el vaciado (GLP-1, colecistoquinina
y secretina) o favoreciendo la motilidad (gastrina, motili-
368
J. A. URANGA OCIO ET AL.
na). Por último es de reseñar que algunos de estos péptidos
(GLP-1, colecistoquinina, gastrina y ghrelina) son conocidos mediadores del metabolismo de la glucosa al inducir
efectos como la síntesis de insulina, la proliferación de
células β o la liberación de glucagón (7).
GASTROENTEROPATÍA DIABÉTICA:
ALTERACIONES FUNCIONALES
La DM se asocia, hasta en un 75% de los pacientes,
a síntomas gastrointestinales como náuseas, distensión y
dolor abdominal, diarrea, estreñimiento y enlentecimiento
del vaciamiento gástrico. Además, las alteraciones de la
motilidad provocan sobrecrecimiento de la flora bacteriana, lo que agrava el problema, pues puede ocasionar hinchazón, diarrea o dolor abdominal, así como malabsorción,
e incluso alterar la estructura morfológica intestinal, tanto
micro como macroscópica (8). De todas las alteraciones
la mejor conocida es la gastroparesia (9). Se observa tanto
en la DM 1 como en la DM 2, en pacientes con y sin complicaciones asociadas de la diabetes, y puede ocurrir hasta
en el 50% de los enfermos (10).
La mejor prueba para la evaluación de pacientes con
gastroparesia es la gammagrafía nuclear con alimento marcado con Tecnecio 99m. Sin embargo, tiene limitaciones
como su alto coste, la exposición a la radiación y la necesidad de un equipo especializado, por lo que se han desarrollado nuevas tecnologías para mejorar el diagnóstico,
como la cápsula endoscópica, ecografía 3D, MRI, SPECT
o el test del aliento con Spiroulina platensis marcada con
13
C (9). La evaluación física se limita a la valoración nutricional y de signos de neuropatía diabética (8).
La DM es la causa más común de neuropatía autonómica y contribuye a los síntomas GI, incluyendo la motilidad
intestinal anormal (11,12). El diagnóstico de la neuropatía autonómica GI no es fácil pues puede afectar tanto a
la inervación intrínseca (neuropatía entérica asociada a
la DM), que es difícil de valorar (requiere muestras que
incluyan los plexos entéricos), como extrínseca y, en este
caso, las alteraciones cardiovasculares tienen poco valor
en la predicción de trastornos motores del tracto GI (11).
De hecho, gran parte de la información disponible sobre
esta neuropatía se ha obtenido en modelos animales de diabetes, por lo que conviene repasar los estudios realizados
en dichos modelos.
MODELOS ANIMALES Y ESTUDIOS IN VITRO
E IN VIVO
Se han desarrollado muchos modelos de neuropatía diabética, aunque no en todos se ha evaluado la afectación del
SNE (13,14). Para la DM 1, aunque existen modelos genéticos como las ratas consanguíneas BB, el más frecuente es
el inducido por administración de estreptozotocina (STZ),
Rev Esp Enferm Dig (Madrid)
una toxina que destruye las células β-pancreáticas (15-17).
La STZ a las dosis habituales puede ocasionar neurotoxicidad (18), lo que contribuiría a la neuropatía observada
en estos modelos. En cambio, dosis más bajas pero repetidas no producen toxicidad en el plexo mientérico o en las
ICC de ratones control, mientras que en ratones diabéticos
transgénicos RIP-I/hIFNβ permitieron valorar los cambios
en la motilidad digestiva debidos a la propia patología y los
adaptativos a la polifagia, polidipsia, etc. (19).
La creciente prevalencia de la DM 2 en los últimos tiempos ha provocado un gran aumento de estudios en modelos
de obesidad y diabetes inducidos por dietas hipercalóricas
y/o hipergrasas, tanto en ratón (20,21), como en rata (22).
También existen modelos genéticos de obesidad y DM 2 en
los que se han valorado las alteraciones de la motilidad GI
y/o la neuropatía entérica, como los ratones ob/ob, db/db, KK
y KKAy (20-24), y las ratas Otsuka Long-Evans Tokushima
Fatty (OLETF) y Zucker Diabetic (ZDF) (25,26).
Los estudios in vitro realizados con estos modelos incluyen desde ensayos de contractilidad y respuestas farmacológicas en segmentos gastrointestinales aislados (19),
hasta cultivos de líneas de neuronas entéricas o de ganglios
mientéricos disecados mediante láser (22). En cuanto a los
estudios in vivo, se han utilizado procedimientos invasivos:
administración intragástrica de marcadores y análisis de su
progresión por el tubo digestivo (19,21), electromiografía
de la muscular externa tras inserción de electrodos en la
serosa (27), y no invasivos. Estos últimos permiten valorar
los cambios funcionales que se producen temporalmente
durante el desarrollo de la patología. Así, se han empleado tests de aliento con ácido octanoico marcado con 13C
para valorar la gastroparesia (28), y tests de expulsión de
bolos fecales artificiales insertados en el colon para valorar
la dismotilidad colónica (21). Destaca también el uso de
marcadores radiopacos que permiten determinar las alteraciones en el tránsito y en la morfología de cada región
GI (26) (Fig. 2).
GASTROENTEROPATÍA DIABÉTICA:
ALTERACIONES ESTRUCTURALES
Tanto en ratas a las que se ha administrado STZ (29), o
ratones diabéticos RIP-I/hIFNβ (19), se observa una mayor
longitud del tracto GI. Alteraciones macroscópicas aparte,
el daño que la DM produce en la pared del tracto GI y en
las poblaciones específicas de neuronas entéricas, se ha
analizado mediante histología convencional, inmunohistoquímica y microscopía electrónica, como analizamos a
continuación.
Mucosa
En la diabetes, la mucosa del intestino delgado sufre
cambios que alteran el paso del bolo alimenticio, la secre-
Rev Esp Enferm Dig 2015; 107 (6): 366-373
Vol. 107, N.º 6, 2015
NEUROPATÍA ENTÉRICA ASOCIADA A DIABETES MELLITUS
369
Células intersticiales de Cajal
Fig. 2. Imágenes radiográficas representativas de gastroparesia en un
modelo experimental de DM 2 (rata ZDF). Radiografías tomadas a las 2 h
de administrar, mediante sonda orogástrica, sulfato de bario (Barigraf®,
2 ml, 2 g/ml en agua) a una rata ZDF (derecha) y a una rata LEAN
(izquierda), su control genético, de 30 semanas de vida. En las ratas
ZDF existe un déficit del receptor para leptina que induce hiperfagia,
hiperglucemia, neuropatía periférica sensorial y también, como se
observa en la imagen, retraso del vaciamiento gástrico y distensión del
estómago. Barra de escala: 4 cm (26).
ción de jugos entéricos y la absorción de los productos de
la digestión (30). La hiperglucemia aguda en el yeyuno de
las ratas no provocó alteraciones en el índice mitótico o
en la morfometría de la mucosa intestinal. En cambio, la
crónica cursa en la rata con hiperplasia e hipertrofia de la
mucosa (30). El aumento en el índice mitótico puede estar
relacionado con una adaptación de la capa mucosa a la
patogenia crónica.
Por otra parte, se ha observado un aumento de células
caliciformes en las vellosidades intestinales del intestino
delgado de ratas con hiperglucemia aguda (31) y en las
criptas del intestino delgado de ratones diabéticos (32). El
mantenimiento de esta población celular permite la conservación de la túnica mucosa como adaptación morfofuncional a la diabetes crónica (33).
Músculo liso
Las alteraciones en el grosor de las capas musculares
depende de la región considerada y del momento en que se
realiza el análisis a lo largo del desarrollo de la patología
(33). La causa de estas diferencias regionales no está clara
y, de hecho, su función intrínseca podría no estar afectada.
Así, en los estudios en baño de órganos de preparaciones
de musculatura longitudinal de íleon y circular de colon de
ratones diabéticos RIP-I/hIFNβ, las respuestas contráctiles
fueron semejantes a las de animales control, lo que sugiere
que la función de las capas musculares podría adaptarse al
daño asociado a la diabetes (19).
Rev esp enfeRm Dig 2015; 107 (6): 366-373
La DM puede influir también en las células marcapasos
del tracto GI. Se han observado cambios degenerativos y/o
pérdida de ICC por todo el tracto digestivo de pacientes y
modelos animales (34,35). Como en los ratones diabéticos,
los sujetos con DM 2 con gastroparesia, tienen menos ICC
en estómago (34). Además, las ICC pierden su asociación
habitual con las neuronas entéricas, lo que se relaciona
con una disminución de la actividad eléctrica muscular
del antro (10).
La alteración de las ICC en el intestino es menos clara. Así, en ratones diabéticos RIP-I/hIFNβ, descendió la
frecuencia de contracciones espontáneas en el delgado,
pero la red de ICC del plexo mientérico (ICC-PM) estaba
intacta. Por el contrario, en el colon la frecuencia de estas
contracciones fue similar a los controles (19). No obstante,
se encontraron áreas con escasez de ICC-MP en íleon y
colon de ratones db/db (36) y en la capa muscular del colon
de pacientes diabéticos (37).
Inervación extrínseca
Se ha considerado que una neuropatía visceral autónoma o cambios en la inervación vagal son los responsables
de las alteraciones del control motor gástrico en la diabetes
(38). En ratas diabéticas (BB) con alteraciones en la motilidad del yeyuno, no se demostró la presencia de neuropatía
autonómica cardiaca (27). Sin embargo, la expresión de
óxido nítrico sintetasa (NOS) neuronal en el yeyuno de
ratas es independiente del nervio vago (39), por lo que la
neuropatía vagal podría no ser la causa de las alteraciones
de la motilidad más allá del duodeno. Tampoco parece que
la hiperglucemia sea determinante en estos casos, ya que
animales con distinto control de la glucemia mostraron
cambios similares (27).
En lo que se refiere a la inervación simpática, los niveles
de noradrenalina (NA) disminuyen en el íleon al mismo
tiempo que aumentan en el colon proximal y permanecen
inalterados en el distal. Además, el descenso de NA en el
íleon de las ratas diabéticas coincide con la presencia de
varicosidades inflamadas en las fibras nerviosas (40).
Inervación intrínseca: neuropatía entérica asociada
a diabetes mellitus
Se han descrito cambios en el número de neuronas y en
la expresión de neurotransmisores del plexo mientérico, así
como pérdida de neuronas mientéricas en algunas áreas del
tracto digestivo en roedores con DM (41), y alteraciones
morfológicas en determinados subtipos de neuronas del
estómago de pacientes con DM 2 (34,35).
Las distintas subpoblaciones de neuronas entéricas
responden de diferente manera a la DM, y la magni-
370
J. A. URANGA OCIO ET AL.
tud de los cambios parece específica para el segmento
de intestino, modelo y duración de la DM (17). Se ha
demostrado la pérdida selectiva de poblaciones neuronales y neurodegeneración del plexo mientérico tanto en
rata como ratón (18,41).
La estimulación eléctrica se emplea para generar respuestas musculares dependientes de la actividad neuronal.
En estos estudios, la respuesta predominante normal del
músculo longitudinal es excitadora, mediada por contracciones colinérgicas, y la incubación con atropina revela
la presencia de cotramisión funcional inhibidora seguida
de una contracción no colinérgica sensible a tetrodotoxina
(TTX). Por el contrario, en el músculo circular la respuesta mayoritaria en condiciones de bloqueo adrenérgico y
colinérgico es inhibidora, tanto en rata como en humano
(42,43). En ratones diabéticos se observa un leve aumento de las contracciones colinérgicas, un fallo en la neurotrasmisión inhibidora en el íleon y un descenso de las
contracciones no colinérgicas en el íleon y, más aún, en el
colon. Estos resultados demuestran que ambos componentes, nitrérgico y purinérgico, de la relajación evocada por
la estimulación eléctrica están inhibidos. Además, el daño
de la inhibición nitrérgica en el colon se evidencia también
por la disminución de la actividad contráctil en presencia
de inhibidores de la NOS o de tetrodotoxina (19).
En cuanto a las causas de la neurodegeneración, se considera el efecto de la reacción inflamatoria provocada por
la DM (27). Así, hay inflamación del estómago, intestino
delgado y colon en ratas BB, y se acompaña de daño en los
plexos mientérico y submucoso y limitación en la función
motora (44). La causa del infiltrado inflamatorio no está
clara; puede reflejar una alteración de la barrera intestinal
(a lo que contribuye el sobrecrecimiento bacteriano), un
descenso de la regulación de NOS neuronal (nNOS) por
inducción de NOS inducible (iNOS), produciendo elevadas cantidades de NO (45) o muerte por apoptosis. Los
cambios en la inmunorreactividad para nNOS persistieron
tras la resolución de la inflamación (27). Otra posibilidad
sería que la inflamación intestinal tenga un origen autoinmune (46). Estudios en humanos (47) parecen confirmar
un comportamiento semejante al de la rata.
Estudios histopatológicos y experimentales in vivo han
demostrado que la glía entérica desempeña un papel clave
en las patologías asociadas a la disfunción de la barrera y
alteraciones motoras del intestino, tales como estreñimiento, la aparición de divertículos y megacolon idiopático, la
reducción de la motilidad intestinal y el enlentecimiento
del vaciado (48). En este sentido, la actividad normal de
la aspartato-ciclasa (ASPA) glial es notable para mantener
las neuronas sanas al ser un importante agente inductor
de neurodegeneración, estando elevada en el duodeno de
ratones diabéticos. La hiperglucemia afecta por tanto a la
actividad de la ASPA, pudiendo contribuir a la neuropatía
observada en la DM 2 (49).
Por otra parte, se ha sugerido que también los cambios
en la vascularización contribuyen a la neuropatía entéri-
Rev Esp Enferm Dig (Madrid)
ca asociada a la DM. La permeabilidad de los grandes
vasos sanguíneos mesentéricos está alterada en la diabetes
(50), pero el efecto en los capilares del interior de la pared
intestinal no se conoce bien. El exceso de permeabilidad
capilar puede resultar patológico para las neuronas entéricas y conducir a neuropatía en determinadas regiones
intestinales (51). Así, las alteraciones de la pared capilar
fueron pronunciadas en íleon y colon, pero no en duodeno. La recuperación de los niveles de insulina impidió
las alteraciones estructurales en la pared capilar de íleon,
pero no de colon. En el duodeno se observó una regulación
al alza de caveolina-1 y NOS en las células endoteliales
(eNOS). Esto concuerda con la hipótesis de que los microvasos adyacentes al plexo mientérico son dianas del daño
de la DM (52).
La susceptibilidad de los microvasos a la hiperglucemia
se relaciona con la prevalencia de bacterias en diferentes
partes del tracto GI ya que inducen un estado anaerobio en
el intestino distal (53). El daño estructural en el colon es
irreversible, en el íleon puede revertirse con aporte de insulina, y en el duodeno el mecanismo que regula la permeabilidad vascular está activo. La hipoxia media la regulación
al alza de lipooxigenasa, responsable del compromiso en
el funcionamiento de la barrera de la membrana basal en
la retinopatía diabética (54). En el colon determinaría un
engrosamiento irreversible de la membrana basal tras el
primer shock hiperglucémico. Estos estudios demuestran
la necesidad de evaluar la participación de los sistemas
antioxidantes, la composición de la microflora intestinal,
y la regulación de la expresión de lipooxigenasa en los
diferentes segmentos intestinales en la diabetes (52).
Inervación de la mucosa
Conviene mencionar los estudios sobre inervación de la
mucosa debido a que los trabajos iniciales sobre el nervio
vago en la DM son contradictorios (55,56), y porque, aunque los sujetos con DM 2 con gastroparesia tienen menos
ICC en muestras de estómago y menos neuronas inhibitorias en el plexo mientérico (34), estas alteraciones no son
observables mediante biopsia endoscópica convencional
(57). Así, se ha confirmado histológicamente que la neuropatía autónoma afecta a los nervios de la mucosa gástrica
de los pacientes con DM 1: ocurre una disminución de
la densidad de las fibras nerviosas de la mucosa (FNM)
además de una alteración en el patrón de inervación y en
su morfología. La densidad de FNM se correlacionó en
el antro de forma inversa con la duración de la diabetes y
entre los síntomas de gastroparesia, la hinchazón abdominal tendió a asociarse con la densidad de FNM. Sin embargo, ninguna de las medidas de síntomas gástricos, ni los
resultados de las pruebas neurológicas, o la densidad de
fibras nerviosas cutáneas predijo la deficiencia en las FNM.
La gravedad de las alteraciones encontradas en las pruebas
de reflejo autónomo cardiorrespiratorio no se correlacionó
Rev Esp Enferm Dig 2015; 107 (6): 366-373
Vol. 107, N.º 6, 2015
NEUROPATÍA ENTÉRICA ASOCIADA A DIABETES MELLITUS
tampoco con la gravedad de la pérdida de FNM (57). Por
tanto, se ha propuesto la densidad de la inervación de la
mucosa gástrica como biomarcador de neuropatía autonómica diabética (57).
ESTRATEGIAS DE TRATAMIENTO
Y PREVENCIÓN
El manejo óptimo del paciente diabético requiere una
aproximación multidisciplinar y debería, primeramente,
tratar de aliviar los síntomas gastrointestinales, así como
mejorar el estado nutricional y el control de la glucemia, que puede mejorar la función motora gástrica per se
(58,59). El vómito y las náuseas pueden generar pérdidas
de peso, deshidrataciones y desregulaciones electrolíticas
que no deben obviarse a pesar del posible sobrepeso inicial
de algunos pacientes diabéticos. No existe una guía clara
sobre la manera de actuar desde el punto de vista nutricional, si bien se considera que las comidas frecuentes y poco
copiosas, disminuir la ingesta de grasas y fibra (que reducen el vaciamiento gástrico), así como ajustar la ingesta
de carbohidratos en función de la medicación, mejoran los
síntomas y el control glucémico (60). La presencia de dolor
complica el problema en los casos en que ocurre ya que
muchos analgésicos empeoran aún más la función motora
GI. En algunos pacientes la gastroparesia puede incluso
hacer necesario el tratamiento quirúrgico, ya sea mediante
una yeyunostomía (para asegurar la adecuada nutrición del
paciente), endoscopia para administrar toxina botulínica en
el píloro (que relaja el esfínter y favorece el vaciamiento
gástrico) o incluso la cirugía bariátrica (9,61-63).
La estrategia más común para mejorar los síntomas gastrointestinales de la DM es el empleo de fármacos procinéticos. Estos fármacos incrementan la motilidad digestiva
favoreciendo el avance de los alimentos y las secreciones
intestinales a través de los diferentes segmentos del tracto
digestivo. En función de su mecanismo principal de acción,
los procinéticos pueden dividirse en fármacos de acción
predominantemente dopaminérgica, serotoninérgica, colinérgica o agonistas de la motilina (64). Los principales son
la metoclopramida y la domperidona, ambos antagonistas
dopaminérgicos del receptor D2, que además de mejorar el
vaciamiento gástrico, reducen náuseas y vómitos, aunque
la domperidona presenta menos efectos centrales y más
efectos cardiovasculares (65). La cisaprida, agonista de
receptores de serotonina tipo 5HT4, se empleó profusamente en el pasado, pero sus efectos proarritmogénicos
han ocasionado su retirada del mercado hace ya algunos
años (66). La eritromicina, un antibiótico macrólido, estimula al receptor de la motilina y con ello a las neuronas
colinérgicas (65,67,68). La ghrelina y los agonistas de su
receptor (TZP-101), también facilitan el vaciado gástrico
(68), del mismo modo que la suplementación con tetrahidrobiopterina o su precursor sepiapterina (70). Los agentes
duales como la levosulpirida (antagonista dopaminérgi-
Rev Esp Enferm Dig 2015; 107 (6): 366-373
371
co D2 y agonista 5HT4) y la cinitaprida (agonista 5HT4 y
antagonista 5HT2) también son útiles y seguros (64,69). El
empleo de antieméticos es igualmente importante para evitar uno de los síntomas más debilitantes de estos pacientes.
Además de los antagonistas dopaminérgicos mencionados
anteriormente, los usados con mayor frecuencia son las
fenotiazinas como la proclorperazina, que actúa sobre los
receptores colinérgicos y dopaminérgicos, si bien puede
presentar efectos secundarios como discinesia, y no necesariamente mejora el vaciamiento gástrico (63,65,67). Con
el mismo fin se emplea la estimulación eléctrica (marcapasos gástrico), que ha demostrado mejorar la calidad de
vida, aliviar los síntomas, las alteraciones nutricionales, e
incluso el mal control de la diabetes, aunque se reserva a
pacientes con síntomas refractarios, especialmente náusea
y vómitos (65,67).
En relación con la pérdida de las ICC, y dado el alto
estrés oxidativo generado en la diabetes, se ha podido comprobar que la hemina incrementa la expresión de NOS y
mejora la gastroparesia diabética en ratones (35). Es de
reseñar que la hemina también incrementa la actividad
oxigenasa en humanos (67). Por último, la terapia regenerativa con células madre podría también ser útil para
restaurar la población de ICC (71).
Entre los variados mecanismos de neuropatía entérica
diabética se incluirían (13,14,52) los siguientes: disfunción
endotelial y microcirculatoria; efectos celulares directos de
la hiperglucemia (disfunción mitocondrial y estrés osmótico u oxidativo); metabolismo alterado de los ácidos grasos;
cambios en los factores de crecimiento nervioso e interacciones cerebro-tracto GI alteradas; aumento en la apoptosis
neuronal. En consecuencia, algunas de las estrategias ensayadas y dirigidas específicamente a preservar o restaurar
la inervación del tracto digestivo y, con ello, impedir la
neuropatía entérica, han sido:
– Insulina: en modelos animales de DM 1, como los
generados tras tratamiento con STZ, es capaz de revertir la pérdida inicial (pero no la secundaria) de neuronas nitrérgicas (16) así como las células gliales (72).
– Factores de crecimiento nervioso: el GDNF (factor
de crecimiento nervioso derivado de la glía) revirtió
el daño neuronal funcional y morfológico inducido
por la hiperglucemia (41).
– Antioxidantes, protegieron las neuronas entéricas y/o
las células gliales:
• Ácido lipoico, aceite de onagra o la combinación
de ambos (29); ácido oleico (22).
• Ácido ascórbico (73), que también es inhibidor de
la aldosa reductasa (74).
• Vitamina E (33), extracto de Ginkgo biloba (75),
quercetina (76).
• L-glutamina (77); glutatión reducido (78).
– Modular las señales nitrérgicas (modulación de la
biodisponibilidad de S-nitrosotiol) (79).
Finalmente, otra posibilidad que se ha considerado es
el trasplante de neuronas entéricas (13).
372
J. A. URANGA OCIO ET AL.
CONCLUSIONES
Existen numerosos estudios, tanto en pacientes como en
modelos animales, que demuestran el desarrollo de neuropatía en el sistema nervioso entérico con la progresión
de la enfermedad diabética. Esta neuropatía, que afecta
sobre todo a las neuronas inhibidoras nitrérgicas, subyace
y contribuye a las complicaciones gastrointestinales de la
diabetes que interfieren de manera importante con la calidad de vida de los pacientes. Aunque el diagnóstico de la
dismotilidad GI es relativamente sencillo mediante pruebas
funcionales, el de la neuropatía entérica asociada no lo es
tanto y sólo recientemente se ha apuntado a la posibilidad
de evaluar la densidad de fibras nerviosas de la mucosa
en muestras biópsicas. Las estrategias de tratamiento y
prevención de la dismotilidad GI y la neuropatía entérica
subyacente pasan por un adecuado control de la glucemia,
pero se proponen, además, medidas adicionales como el
uso de antioxidantes o factores de crecimiento nervioso.
Otras estrategias más sofisticadas, como el trasplante de
neuronas mientéricas, podrían también ser adoptadas en
el futuro.
BIBLIOGRAFÍA
1.
2.
3.
4.
5.
6.
7.
8.
9.
10.
11.
12.
13.
14.
15.
16.
Guariguata L, Whiting DR, Hambleton I, et al. Global estimates of
diabetes prevalence for 2013 and projections for 2035. Diabetes Res
Clin Pract 2014;103:137-49.
American Diabetes Association. Diagnosis and classification of diabetes mellitus. Diabetes Care 2014;37(Supl. 1):81-90.
Powers AC. Diabetes Mellitus. En: Longo, Fauci, Kasper Hauser,
Jameson, Loscalzo, editores. Harrison Principios de Medicina Interna.
McGraw-Hill Interamericana; 2012.
Furness JB. The enteric nervous system. Massachusetts: Blackwell;
2006.
Costa M, Brookes SJ, Steele PA, et al. Neurochemical classification
of myenteric neurons in the guinea-pig ileum. Neuroscience 1996;75:
949-67.
Al-Shboul OA. The importance of interstitial cells of Cajal in the gastrointestinal tract. Saudi J Gastroenterol 2013;19:3-15.
Drucker DJ. The role of gut hormones in glucose homeostasis. J Clin
Invest 2007;117:24-32.
Kopacova M. Small intestinal bacterial overgrowth syndrome. World
J Gastroenterol 2010;16:2978-90.
Gatopoulou A, Papanas N, Maltezos E. Diabetic gastrointestinal autonomic neuropathy: Current status and new achievements for everyday
clinical practice. Eur J Intern Med 2012;23:499-505.
Smith D, Williams C, Ferris C. Diagnosis and treatment of chronic
gastroparesis and chronic intestinal pseudo-obstruction. Gastroenterol
Clin N Am 2003;32:619-58.
Samsom M, Smout AJ. Abnormal gastric and small intestinal motor
function in diabetes mellitus. Dig Dis 1997;15:263-74.
Bruna J, Navarro X. Neuropatía autonómica en la diabetes mellitus.
Rev Neurol 2005;40:102-10.
Chandrasekharan B, Srinivasan S. Diabetes and the enteric nervous
system. Neurogastroenterol Motil 2007;19:951-60.
Bagyánszki M, Bódi N. Diabetes-related alterations in the enteric nervous system and its microenvironment. World J Diabetes 2012;3:80-93.
Lincoln J, Bokor JT, Crowe R, et al. Myenteric plexus in streptozotocin-treated rats. Neurochemical and histochemical evidence for
diabetic neuropathy in the gut. Gastroenterology 1984;86:654- 61.
Watkins CC, Sawa A, Jaffrey S, et al. Insulin restores neuronal nitric
oxide synthase expression and function that is lost in diabetic gastropathy. J Clin Invest 2000;106:373-84.
17.
18.
19.
20.
21.
22.
23.
24.
25.
26.
27.
28.
29.
30.
31.
32.
33.
34.
35.
36.
37.
38.
39.
Rev Esp Enferm Dig (Madrid)
LePard KJ. Choline acetyltransferase and inducible nitric oxide synthase are increased in myenteric plexus of diabetic guinea pig. Auton
Neurosci 2005;118:12-24.
Guo C, Quobatari A, Shangguan Y, et al. Diabetic autonomic neuropathy: Evidence for apoptosis in situ in the rat. Neurogastroenterol
Motil 2004;16:335-45.
Domènech A, Pasquinelli G, De Giorgio R, et al. Morphofunctional
changes underlying intestinal dysmotility in diabetic RIP-I/hIFNβ
transgenic mice. Int J Exp Pathol 2011;92:400-12.
LePard KJ, Cellini J. Age-dependent slowing of enteric axonal transport in insulin-resistant mice. World J Gastroenterol 2013;19:482-91.
Nezami BG, Mwangi SM, Lee JE, et al. MicroRNA 375 Mediates
Palmitate-Induced Enteric Neuronal Damage and High-Fat DietInduced Delayed Intestinal Transit in Mice. Gastroenterology 2014;
146:473-83.
Voss U, Sand E, Olde B, et al. Enteric neuropathy can be induced by
high fat diet in vivo and palmitic acid exposure in vitro. PLoS One
2013;8:e81413.
Mizuno MS, Crisma AR, Borelli P, et al. Expression of the P2X₂ receptor in different classes of ileum myenteric neurons in the female obese
ob/ob mouse. World J Gastroenterol 2012;18:4693-703.
James AN, Ryan JP, Crowell MD, et al. Regional gastric contractility
alterations in a diabetic gastroparesis mouse model: Effects of cholinergic and serotoninergic stimulation. Am J Physiol Gastrointest Liver
Physiol 2004;287:612-9.
Yoneda S, Kadowaki M, Kuramoto H, et al. Enhanced colonic peristalsis by impairment of nitrergic enteric neurons in spontaneously
diabetic rats. Auton Neurosci 2001;92:65-71.
Abalo R, Cabezos P, Vera G, et al. Radiographic analysis of gastrointestinal motor function in a model of type 2 diabetes, the Zucker
Diabetic Fatty (ZDF) rat. J Diabetes 2009;1(Supl. 1):237-8.
Demedts I, Masaoka T, Kindt S, et al. Gastrointestinal motility changes
and myenteric plexus alterations in spontaneously diabetic biobreeding
rats. J Neurogastroenterol Motil 2013;19:161-70.
Creedon CT, Verhulst PJ, Choi KM, et al. Assessment of gastric emptying in non-obese diabetic mice using a [13C]-octanoic acid breath test.
J Vis Exp 2013;73:e50301.
Shotton HR, Broadbent S, Lincoln J. Prevention and partial reversal
of diabetes-induced changes in enteric nerves of the rat ileum by combined treatment with alpha-lipoic acid and evening primrose oil. Auton
Neurosci 2004;111:57-65.
Zoubi SA, Williams MD, Mayhew TM, et al. Number and ultrastructure of epithelial cells in crypts and villi along the streptozotocindiabetic small intestine: A quantitative study on the effects of insulin
and aldose reductase inhibition. Virchows Arch 1995;427:187-93.
Mantle M, Thakore E, Atkins E, et al. Effects of streptozotocindiabetes on rat intestinal mucin and goblet cells. Gastroenterology
1988;97:66-75.
Ettarh RR, Carr KE. A morphological study of the enteric mucosal epithelium in the streprozotocin-diabetic mouse. Life Sci 1997;61:1851-8.
Roldi LP, Pereira RV, Tronchini EA, et al. Vitamin E (alpha-tocopherol) supplementation in diabetic rats: Effects on the proximal colon.
BMC Gastroenterol 2009;9:88.
Iwasaki H, Kajimura M, Osawa S, et al. A deficiency of gastric interstitial cells of Cajal accompanied by decreased expression of neuronal
nitric oxide synthase and substance P in patients with type 2 diabetes
mellitus. J Gastroenterol 2006;41:1076-87.
Choi KM, Gibbons SJ, Nguyen TV, et al. Heme oxygenase-1 protects
interstitial cells of Cajal from oxidative stress and reverses diabetic
gastroparesis. Gastroenterology 2008;135:2055-64.
Yamamoto T, Watabe K, Nakahara M, et al. Disturbed gastrointestinal
motility and decreased interstitial cells of Cajal in diabetic db/db mice.
J Gastroenterol Hepatol 2008;23:660-7.
Nakahara M, Isozaki K, Hirota S, et al. Deficiency of KIT positive
cells in the colon of patients with diabetes mellitus. J. Gastroenterol
Hepatol 2002;17:666-70.
Itoh H, Yoneda M, Tamori K, et al. Rapid gastric emptying and pathological changes of vagus nerve in the spontaneously diabetic Chinese
hamster. Diabetes Res Clin Pract 1995;28:89-95.
Smits GJ, Lefebvre RA. Influence of age on cholinergic and inhibitory
nonadrenergic noncholinergic responses in rat ileum. Eur J Pharmacol
1996;303:79-86.
Rev Esp Enferm Dig 2015; 107 (6): 366-373
Vol. 107, N.º 6, 2015
40.
41.
42.
43.
44.
45.
46.
47.
48.
49.
50.
51.
52.
53.
54.
55.
56.
57.
58.
NEUROPATÍA ENTÉRICA ASOCIADA A DIABETES MELLITUS
Belai A, Lincoln J, Milner P, et al. Progressive changes in adrenergic,
serotonergic, and peptidergic nerves in proximal colon of streptozotocin-diabetic rats. Gastroenterology 1988;95:1234-41.
Anitha M, Gondha C, Sutliff R, et al. GDNF rescues hyperglycemiainduced diabetic enteric neuropathy through activation of the PI3K/
Akt pathway. J Clin Invest 2006;116:344-56.
Grasa L, Gil V, Gallego D, et al. P2Y(1) receptors mediate inhibitory neuromuscular transmission in the rat colon. Br J Pharmacol
2009;158:1641-52.
Gallego D, Gil V, Aleu J, et al. Pharmacological characterization of
purinergic inhibitory neuromuscular transmission in the human colon.
Neurogastroenterol Motil 2011;23:792-e338.
Meehan CJ, Fleming S, Smith W, et al. Idiopathic megacolon in the
BB rat. Int J Exp Pathol 1994;75:37-42.
Zandecki M, Raeymaekers P, Janssens J, et al. The effect of nitric
oxide donors on nitric oxide synthase-expressing myenteric neurones
in culture. Neurogastroenterol Motil 2006;18:307-15.
Malaisse WJ, Courtois P, Scott FW. Insulin-dependent diabetes and
gut dysfunction: The BB rat model. Horm Metab Res 2004;36:585-94.
He CL, Soffer EE, Ferris CD, et al. Loss of interstitial cells of Cajal
and inhibitory innervations in insulin-dependent diabetes. Gastroenterology 2001;121:427-34.
Savidge T, Sofroniew M, Neunlist M. Starring roles for astroglia in
barrier pathologies of gut and brain. Lab Invest 2007;87:731-36.
Surendran S, Matalon R, Trying SK. Upregulation of aspartoacylase
activity in the duodenum of obesity induced diabetes mouse: Implications on diabetic neuropathy. Biochem Biophys Res Commun
2006;345:973-5.
Fortes ZB, Garcia Leme J, Scivoletto R. Vascular reactivity in diabetes
mellitus: Role of the endothelial cell. Br J Pharmacol 1983;79:771-81.
Izbeki F, Wittman T, Rosztoczy A, et al. Immediate insulin treatment
prevents gut motility alterations and loss of nitrergic neurons in the
ileum and colon of rats with streptozotocin-induced diabetes. Diabetes
Res Clin Pract 2008;80:192-8.
Bódi N, Talapka P, Hermesz E, et al. Gut region-specific diabetic damage to the capillary endothelium adjacent to the myenteric plexus.
Microcirculation 2012;19:316-26.
Larsen N, Vogensen FK, van den Berg FW, et al. Gut microbiota in
human adults with type 2 diabetes differs from non-diabetic adults.
PLoS One 2010;5:e9085.
Chronopoulos A, Tang A, Beglova E, et al. High glucose increases
lysyl oxidase expression and activity in retinal endothelial cells: mechanism for compromised extracellular matrix barrier function. Diabetes
2010;59:3159-66.
Guy RJ, Dawson JL, Garrett JR, et al. Diabetic gastroparesis from
autonomic neuropathy: Surgical considerations and changes in vagus
nerve morphology. J Neurol Neurosurg Psychiatry 1984;47:686-91.
Yoshida MM, Schuffler MD, Sumi SM. There are no morphologic
abnormalities of the gastric wall or abdominal vagus in patients with
diabetic gastroparesis. Gastroenterology 1988;94:907-14.
Selim MM, Wendelschafer-Crabb G, Redmon JB, et al. Gastric
mucosal nerve density: a biomarker for diabetic autonomic neuropathy? Neurology 2010;75:973-81.
Bytzer P, Talley NJ, Hammer J, et al. GI symptoms in diabetes mellitus
are associated with both poor glycemic control and diabetic complications. Am J Gastroenterol 2002;97:604-11.
Rev Esp Enferm Dig 2015; 107 (6): 366-373
59.
60.
61.
62.
63.
64.
65.
66.
67.
68.
69.
70.
71.
72.
73.
74.
75.
76.
77.
78.
79.
373
Bytzer P, Talley NJ, Leemon M, et al. Prevalence of gastrointestinal
symptoms associated with diabetes mellitus: a population-based survey
of 15,000 adults. Arch Intern Med 2001;161:1989-96.
Sadiya A. Nutritional therapy for the management of diabetic gastroparesis: Clinical review. Diabetes Metab Syndr Obes 2012;5:329-35.
Hejazi RA, McCallum RW. Treatment of refractory gastroparesis: Gastric and jejunal tubes, botox, gastric electrical stimulation, and surgery.
Gastrointest Endosc Clin N Am 2009;19:73-82.
Thomas MP, Wilson CH, Nayar M, et al. Endoscopic botulinum toxin
injection for the treatment of diabetic gastropathy in pancreas and isletcell transplant patients. Exp Clin Transplant 2012;10:168-71.
Szarka LA, Camilleri M. Stomach dysfunction in diabetes mellitus:
Emerging technology and pharmacology. J Diabetes Sci Technol
2010;4:180-9.
Serra J. Levosulpiride in the management of functional dyspepsia and
delayed gastric emptying. Gastroenterol Hepatol 2010;33:586-90.
Camilleri M, Parkman HP, Shafi MA, et al. Clinical guideline: Management of gastroparesis. Am J Gastroenterol 2013;108:18-37.
Quigley EM. Cisapride: What can we learn from the rise and fall of a
prokinetic? J Dig Dis 2011;12:147-56.
Kashyap P, Farrugia G. Diabetic Gastroparesis: What we have learned
and had to unlearn in the past 5 years. Gut 2010;59:1716-26.
Sanger GJ. Ghrelin and motilin receptor agonists: time to introduce
bias into drug design. Neurogastroenterol Motil 2014;26:149-55.
Portincasa P, Mearin F, Robert M, et al. Eficacia y tolerabilidad de
cinitaprida en el tratamiento de los pacientes con dispepsia funcional y
vaciamiento gástrico enlentecido. Gastroenterol Hepatol 2009;32:669-76.
Gangula PR, Mukhopadhyay S, Pasricha PJ, et al. Sepiapterin reverses
the changes in gastric nNOS dimerization and function in diabetic
gastroparesis. Neurogastroenterol Motil 2010;22:1325-31.
Enweluzo C, Aziz F. Gastroparesis: a review of current and emerging
treatment options. Clin Exp Gastroenterol 2013;6:161-5.
Coleman ES, Dennis JC, Braden TD, et al. Insulin treatment prevents diabetes-induced alterations in astrocyte glutamate uptake and
GFAP content in rats at 4 and 8 weeks of diabetes duration. Brain Res
2010;1306:131-41.
De Freitas P, Natali MR, Pereira RV, et al. Myenteric neurons and
intestinal mucosa of diabetic rats after ascorbic acid supplementation.
World J Gastroenterol 2008;14:6518-24.
Nakamura T, Okano R, Uchiyama H, et al. Effectiveness of aldose
reductase inhibitors for diabetic gastroenteropathy with constipation.
Intern Med 1997;36:479-83.
da Silva GG, Zanoni JN, Buttow NC. Neuroprotective action of
Ginkgo biloba on the enteric nervous system of diabetic rats. World J
Gastroenterol 2011;17:898-905.
Ferreira PE, Lopes CR, Alves AM, et al. Diabetic neuropathy: An
evaluation of the use of quercetin in the cecum of rats. World J Gastroenterol 2013;19:6416-26.
Pereira RV, Tronchini EA, Tashima CM, et al. L-glutamine supplementation prevents myenteric neuron loss and has gliatrophic effects in the
ileum of diabetic rats. Dig Dis Sci 2011;56:3507-16.
Hermes-Uliana C, Panizzon CP, Trevizan AR, et al. Is L-glutathione
more effective than l-glutamine in preventing enteric diabetic neuropathy? Dig Dis Sci 2014;59:937-48.
Savidge TC. S-nitrosothiol signals in the enteric nervous system: Lessons learnt from big brother. Front Neurosci 2011;5:31.
Descargar