parte 2 - Universidad Veracruzana

USOS Y CUIDADOS DE LOS
ANIMALES DE LABORATORIO
PARTE 2
VÍAS DE ADMINISTRACIÓN Y
PROFILAXIS
CENTRO DE INVESTIGACIONES CEREBRALES
UNIVERSIDAD VERACRUZANA
RESPONSABLE:
GENARO A. CORIA AVILA
MVZ, MC, PHD
[email protected]
Como cuidar a nuestros animales
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Se deberá conocer y dominar las vías de
administración utilizadas para medicamentos:
  Subcutánea
  Intraperitoneal
  Intravenosa
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Se deberá conocer los principios básicos de Cirugía
  Antes
de operar
  Durante la operación
  Despúes de la operación
Administración de Fármacos
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Cada vez que introduces una aguja a un frasco o
cuando inyectas a un animal, hay posibilidad de
estar introduciendo bacterias.
Las agujas NO se deben dejar introducidas en el
frasco. ¿Cual es la lógica de tener un frasco con
un tapón de goma si vas a dejar una aguja que
permite el paso de basterias hacia adentro? Los
tapones de plástico que están partidos o en
malas condiciones deben cambiarse y fármacos
de dudosa calidad que no te atreverias a
introducir en ti mismo NO deben utilizarse en los
animales.
La manera correcta de sacar un fármaco del
frasco contenedor incluye la limpieza previa del
tapón de goma con alcohol antes de insertar la
aguja. Esto previene la introducción de bacterias
que podrían encontrarse en el tapón de goma.
Se debe utilizar jeringas limpias y esteriles cada
vez que inyectes a un animal.
Se deben utilizar agujas esteriles y limpias por
cada animal. NUNCA insertes una aguja en el
frasco después de haberla utilizado para
inyectar a un animal.
Procura hacer las soluciones en cantidades
pequeñas, así estarán siempre frescas y limpias.
…administración de fármacos
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Los fármacos intravenosos o intracardiacos deben ser limpios y estériles. Si utilizas
una cánula intra-yugular debes limpiarla con solución salina estéril después de
cada uso. Las cánulas que NO están conectadas al animal pueden además ser
limpiadas con alcohol antes de volver a utilizarse en un animal.
Cualquier solución que inyectes debe ser limpia y estéril.
Las jeringas NUNCA deben dejarse a la intemperie. Si son reutilizables asegurate
de limpiarlas, esterilizarlas y almacenarlas en un lugar protegido.
Las soluciones que se dejan abiertas pueden contener bacterias. Aunque tú no las
veas.
Nunca hagas tus mezclas de fármacos en un lugar donde haya heces, orina o
consideres que no está adecuadamente limpio
Cuando tengas jeringas con aguja listas para inyectar a un animal, mantén la aguja
protegida con su tapa. Esto evitará que le caigan microorganismos. Especialmente si
inyectas en el biotério.
Las arenas de comportamiento deben limpiarse y desinfectarse periodicamente
(preferentemente cada semana) (una solucion de agua con un poco de cloro
funciona bien).
Registra el peso de tus animales de manera constante. La pérdida de peso puede
ser un síntoma de que tus animales no están bien.
Inyección Subcutánea
¿Se debe poner alcohol antes de inyectar? No es necesario
¿Como se inserta la aguja? paralelo a la columna vertebral (no perpendicular)
¿Cuanto es lo máximo que puedo inectar en un sitio? Hasta 2 ml/100g p.v.
¿Que tipos sustancias no puedo inyectar SC? Irritables, contaminadas
Dónde se realiza la inyección IP?
¿Se debe poner alcohol antes de inyectar? no
¿Como se inserta la aguja? En el lado A de la
imagen izquierda
¿Cuanto es lo máximo que puedo inectar en un sitio?
Hasta 2ml/100 g p.v.
¿Que tipos sustancias no puedo inyectar SC?
Irritantes, contaminadas
Cuadrante inferior derecho
para inyección IP
Lab Anim (NY). 2007 Jul-Aug;36(7):25-30.
Cecum location in rats and the implications
for intraperitoneal injections.
Coria-Avila GA, Gavrila AM, Ménard S, Ismail N, Pfaus JG.
Inyeccion intravenosa
Se debe poner alcohol antes de inyectar? si
¿Como se inserta la aguja? Dirigida hacia la cabeza
¿Cuanto es lo máximo que puedo inectar en un sitio?
0.3 ml
¿Que tipos sustancias no puedo inyectar SC? irritantes,
Oleosas, contaminadas
En una Cirugía:
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Asegurate de que los animales han tenido por lo menos 3 dias de aclimatación al
bioterio antes de someterlos a una cirugía. Los animales deben ser enjaulados en
grupos donde pueden tener contacto social y en cajas de tamano adecuado para
el número de ellos. Animales pueden estar en cajas individuales UNICAMENTE
cuando lo require el experimento.
Cualquier equipo que sea para implantarse en un animal debe estar limpio y
estéril.
Los instrumentos quirúrgicos deben limpiarse (libres de sangre y restos biológicos) y
ponerse a limpiar en una solución germicida. Los estereotáxicos (barras) deben
limpiarse con alcohol antes y después de utilizarlo en alguna rata.
El area de incision quirúrgica debe estar RASURADA, Y LI MPIA antes de hacer la
incisión.
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Gasa húmeda con SSF
Gasa con alchol al 70% y después con Yodo 2 %, o gluconato de clorexidina (3 veces)
El cráneo debe estar limpio de sangre y seco antes de poner una cánula o el
cemento dental.
Los ojos de las ratas deben ser lubricados con una solución para ojos o en su
defecto aceite mineral. Esto evitara la irritación y deshidratación de la cornea.
Anestesia
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Antes de inyectar la anestesia has una evaluación del estado de salud general de tus
animales. Observa su comportamiento, peso corporal y cualquier evidencia de
anormalidades. Recuerda que la anestesia puede ser fatal para un animal debil y/o
enfermo.
Es el ayuno importante en ratas antes de ser anestesiadas?
El ayuno no es necesario en ratas antes de anestesiarlas, ya que estas no pueden vomitar.
Inyecta intraperitonealmente en el cuadrante inferior derecho de la rata. Ahí hay menos
probabilidad de perforar o lastimar el ciego, y por lo tanto, de causar una peritonititis.
Casi todos los anestésicos deprimen los centros de control de temperatura corporal. Los
animales pierden calor durante la cirugía al exponer sus cavidades al medio más frio,
inhalación de gases frios y contacto con superficies frias. La hipotermia deprime las
funciones vitales, incluyendo respiración y función cardiaca. También disminuye el
metabolismo, lo cual resulta en tiempos más largos de recuperación. Por lo tanto, se
requiere poner al animal cerca de superficies proveedoras de calor.
La pre-anestesia es un procedimiento común que disminuye los riesgos asociados con la
anestesia.
La Atropina se utiliza para reducir salivación y prenenir la bradicardia asociado
con la anestesia.
Dósis en Ratas y Ratones:
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Atropina 0.04 mg/kg Subcutáneo, aproximadamente 10 minutos antes de la anestesia
…Anestesia con
Ketamina-xilazina
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La combinación de ketamina (ketalar) y xilazina (rompum)
sirve de anestesia segura para roedores.
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Dósis:
Ratas
Ketamina 40-75 mg/kg Intraperitoneal (IP)
Xilazina 5-10 mg/kg IP
La combinación común es Ketamina (frasco de 50 mg/ml) y
Xilazina (frasco de 4 mg/ml) mezclados en una proporción
de 4:3 respectivamente. Inyectados intraperitonealmente. La
mezcla queda lista para inyectar 1 ml por cada kg de peso
(por ejemplo, una rata de 300 g se le inyecta 0.3 ml, IP)
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El effecto dura : 20-40 minutos
¿COMO SABER SI LA
RATA ESTÁ
ANESTESIADA
ADECUADAMENTE?
¿Que tipos de reflejos debo ver?
1) 
Ausencia de reflejo de flexión de pata
2) 
Presencia de reflejo palpebral
Post quirúrgico
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A menos que tu experimento lo justifique, todos los animales deben ser
inyectados con antibióticos y analgésicos después de una cirugía.
Analgésia
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Antibióticos
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Meglumina de flunixin 2.5 mg/kg
Ketoprofeno 5 mg/kg
CUANTO TIEMPO?
3-5 días, SC
Enrofloxacina 2.5-10 mg/kg
Ampicilina 20-100 mg/kg
Penicilina G 40,000-60,000 UI dos veces al dia
Tetraciclina 100 mg/kg
5 días
Rehidratación
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1 ml de SSF 0.9 % por cada 100 g de peso
Reglas generales:
Esterilidad-limpieza
 Termoregulación
 Profiaxis
 Antibióticos
 Anagésicos
 
Rehidratación
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