tesis pablo rocano final

UNIVERSIDAD DE CUENCA
FACULTAD DE CIENCIAS AGROPECUARIAS
ESCUELA DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
“PREVALENCIA DE PESTE PORCINA CLASICA EN EL CANTON PAUTE
PROVINCIA DEL AZUAY, MEDIANTE LAS PRUEBAS DE ELISA Ac
Y ELISA Ag”
Tesis previa a la obtención del título de Médico
Veterinario Zootecnista
AUTOR:
Pablo Xavier Rocano Landi
DIRECTOR: Dr. Carlos Miguel Vaca Vaca. Mg.Sc.
CUENCA – ECUADOR
2015
UNIVERSIDAD DE CUENCA
RESUMEN
La investigación titulada “Prevalencia de Peste Porcina Clásica, en el Cantón Paute, Provincia del
Azuay, mediante las pruebas de Inmuno Ensayo Enzimático “ELISA” Anticuerpo (Ac) y ELISA
Antígeno (Ag), se desarrolló en las parroquias del Cantón Paute, como respuesta a la presencia de
brotes de Peste Porcina Clásica en los meses de agosto y septiembre del 2012, surgiendo la
necesidad de determinar la circulación viral post infección y/o post vacunación del virus. Para la
realización de este trabajo de investigación se colectaron y analizaron 151 muestras serológicas
de la población porcina de tras patio de las parroquias del Cantón Paute, los animales fueron
seleccionados al azar. Las muestras se analizaron en los laboratorios veterinarios de la Agencia
Ecuatoriana de Aseguramiento de la Calidad del Agro (AGROCALIDAD), en la ciudad de Quito
– Tumbaco, utilizándose los kits para las pruebas de ELISA Ac como prueba tamiz y ELISA Ag
como prueba confirmatoria.
De un total de 151 cerdos examinados mediante la prueba de ELISA Ac para verificar la
presencia de anticuerpos de Peste Porcina Clásica (PPC), en 66 de ellos que equivale al 43,7% se
detectó la presencia de anticuerpos para el virus de la PPC; y 85 que representan el 56,3% no
presentaron anticuerpos. Asimismo se pudo indicar que no hay ninguna relación entre la edad y
la presencia de anticuerpos, del mismo modo se pudo concluir que existe relación entre la
ubicación de los cerdos y la presencia de anticuerpos de PPC, denotando una influencia del lugar
en el comportamiento de la presencia de anticuerpos para el virus de la PPC. Luego de la
aplicación de la prueba confirmatoria ELISA Ag, a los 66 casos que inicialmente fueron positivos
a ELISA Ac, resultaron negativos; determinándose que los anticuerpos detectados no son el
resultado de la circulación viral de la PPC post infección, sino a los anticuerpos post-vacunales;
asimismo se puede manifestar que los casos clínicos de la enfermedad de la PPC que se
observaron en el año 2012 en la parroquia El Cabo fueron controlados y no ha vuelto a presentar
nuevos brotes; seguramente debido a que los pequeños porcicultores realizan inmunizaciones
sistemáticas.
PALABRAS CLAVES: PORCINOS, PESTE PORCINA CLÁSICA, EPIDEMIOLOGIA
PORCINA, PAUTE, VIRUS PORCINO, PRUEBAS DE ELISA AC, ELISA AG,
Pablo Xavier Rocano Landi i UNIVERSIDAD DE CUENCA
ABSTRACT
The research entitled "Prevalence of Classical Swine Fever in Canton Paute, Azuay Province,
by testing enzyme immunoassay" ELISA "Antibody (Ac) and ELISA antigen (Ag), was
developed in the parishes of the Canton Advertise such as response to the presence of
outbreaks of classical swine fever in the months of August and September 2012, with the
need to determine viral circulation post infection and / or post virus vaccination. To carry out
this research were collected and analyzed 151 serum samples from swine population after
yard parishes Advertise Canton, the animals were randomly selected. The samples were
analyzed at the Veterinary Laboratories Agency of the Ecuadorian Quality Assurance Agro
(AGROCALIDAD) in Quito - Tumbaco, using kits ELISA tests Ac and Ag ELISA screening
test and as a confirmatory test.
Of a total of 151 pigs examined by ELISA Ac for the presence of antibodies to classical
swine fever (CSF) in 66 of them equivalent to 43.7% for the presence of antibodies to the
CSF virus was detected; and 85 representing 56.3% had no antibodies. It could also be noted
that there is no relationship between age and the presence of antibodies in the same way it
was concluded that there is a relationship between the location of pigs and the presence of
antibodies PPC, denoting an influence on where behavior the presence of antibodies to the
CSF virus.
After application of the confirmatory ELISA Ag, the 66 cases that were initially positive
ELISA Ac, were negative; determined that the antibodies detected are not the result of viral
circulation PPC post infection, but the post-vaccine antibodies; also can manifest the clinical
cases of disease of the CFP were observed in 2012 in the parish Cape were controlled and has
not resubmitted new shoots; probably due to the small pig farmers perform routine
immunizations.
KEYWORDS: SWINE, CLASSICAL SWINE FEVER, SWINE EPIDEMIOLOGY, PAUTE, VIRUS SWINE,
TESTING AC ELISA, ELISA AG,
.
Pablo Xavier Rocano Landi ii UNIVERSIDAD DE CUENCA
ÍNDICE GENERAL
I. INTRODUCCION ..................................................................................................................... 3
1.2. OBJETIVO GENERAL………………………………..………...…………………….……..………...5
1.2.1. OBJETIVOS ESPECIFICOS……………………………………..……………………….…………..5
II. REVISIÓN DE LITERATURA ............................................................................................... 6
2.1. PESTE PORCINA CLÁSICA. ................................................................................................. 6
2.2. SINONÍMIA.............................................................................................................................. 7
2.3. ETIOLOGIA ............................................................................................................................. 7
2.4. MORFOLOGIA Y CARACTERISTICAS DEL VIRION ...................................................... 7
2.5. RESISTENCIA ......................................................................................................................... 8
2.6. FACTORES DE RIESGO ......................................................................................................... 9
2.7. TRANSMISION........................................................................................................................ 9
2.8. RESERVORIOS NATURALES ............................................................................................. 10
2.9. EPIDEMILOGIA .................................................................................................................... 10
2.10. DISTRIBUCION GEOGRAFICA ........................................................................................ 10
2.11. PERIODO DE INCUBACION ............................................................................................. 12
2.12. PATOGENIA ........................................................................................................................ 12
2.13. SIGNOS CLINICOS ............................................................................................................. 13
2.14. HALLAZGOS DE NECROPCIA ......................................................................................... 17
2.15. DIAGNÓSTICO.................................................................................................................... 21
2.16. DIAGNÓSTICO DE LABORATORIO................................................................................ 21
2.16.1. DETECCION DEL VIRUS ............................................................................................... 21
2.16.2. AISLAMIENTO VIRAL ................................................................................................... 22
2.16.3. INMUNOFLUORESCENCIA DIRECTA ......................................................................... 22
2.16.4. ELISA DE CAPTURA DE ANTICUERPO (Ac), ANTIGENO (Ag)............................... 22
2.16.4.1. LECTURA DE ELISA Ac, Ag ....................................................................................... 23
2.17.DIAGNOSTICO DIFERENCIAL ......................................................................................... 23
2.18. TRATAMIENTO .................................................................................................................. 24
2.19. PREVENCION...................................................................................................................... 24
2.19.1. VACUNACION ................................................................................................................. 24
Pablo Xavier Rocano Landi iii UNIVERSIDAD DE CUENCA
!
2.19.1.1. CEPA THIVERVAL ....................................................................................................... 24
2.19.1.2. CEPA CHINA ................................................................................................................. 25
2.19.2. CONTROL DE LA MOVILIZACION .............................................................................. 25
2.19.2.1. PUESTOS DE CONTROL OFICIAL............................................................................. 25
2.20. PROGRAMA DE CONTROL .............................................................................................. 26
2.21. ESTRATEGIA NACIONAL. ............................................................................................... 26
III. MATERIALES Y METODOS ............................................................................................. 28
3.1. MATERIALES ...................................................................................................................... 28
3.1.1. MATERIALES DE CAMPO: ............................................................................................. 28
3.1.1.1. BIOLOGICOS ................................................................................................................... 28
3.1.1.2. FISICOS
FISICOS…… .................................................................................................................... 28
3.1.1.3. QUIMICOS ....................................................................................................................... 28
3.1.2. MATERIALES DE LABORATORIO................................................................................ 29
3.1.2.1. BIOLOGICOS ...................................................................................................................
29
............................................................................................................... 2929
3.1.2.2. FISICOS.. ..........................................................................................................................
29
...................................................................................................................... 2929
3.1.2.3. EQUIPOS Y MATERIALES DE ELISA Ac PARA EL DIAGNÓSTICO DE
PPC
..........................................................................................................................
29
PPC……………... ......................................................................................................................
2929
.......................................................................................................................
29
3.1.2.3.1. EQUIPOS ...................................................................................................................
2929
...............................................................................................................
29
3.1.2.3.2. MATERIALES...........................................................................................................
2929
.................................................................................................................
30
3.1.2.3.3. REACTIVOS .............................................................................................................
3030
3.1.2.4. EQUIPOS Y MATERIALES DE ELISA Ag PARA EL DIAGNÓSTICO DE PPC
30
PPC…...300
3.1.2.4.1. EQUIPOS ....................................................................................................................... 30
3.1.2.4.1. EQUIPOS ..................................................................................................................... 300
3.1.2.4.2. MATERIALES............................................................................................................... 30
3.1.2.4.2. MATERIALES............................................................................................................. 300
3.1.2.4.3. REACTIVOS ................................................................................................................. 31
3.1.2.4.3. REACTIVOS ................................................................................................................. 31
3.1.3. MATERIALES DE OFICINA ............................................................................................. 32
3.1.3. MATERIALES DE OFICINA ............................................................................................. 32
3.2.
............................................................................................................................. 32
3.2. MÉTODOS.............................................................................................................................. 32
3.2.1. PRUEBA ESTADISTICA ................................................................................................... 32
3.2.1. PRUEBA ESTADISTICA ................................................................................................... 32
3.2.2. AREA DE ESTUDIO........................................................................................................... 32
3.2.2. AREA DE ESTUDIO........................................................................................................... 32
............................................................................................ 33
3.2.3.
3.2.3. TAMAÑO DE LA MUESTRA............................................................................................ 33
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UNIVERSIDAD DE CUENCA
3.2.4. FACTOR DE ESTUDIO ...................................................................................................... 34
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3.2.5.
DE CAMPO ......................................................................................................................... 34
3.2.5. DE LABORATORIO
CAMPO .........................................................................................................................
34
3.2.6.
........................................................................................................... 35
3.2.6. DE
LABORATORIO
...........................................................................................................
35
3.2.6.1.
PREPARACION
PARA
REALIZAR EL DIAGNOSTICO DE PPC MEDIANTE
..........................................................................................................................
35
3.2.6.1. PREPARACION
PARA REALIZAR EL DIAGNOSTICO DE PPC MEDIANTE
ELISA
Ac……….
3.2.6.1.2.
REALIZ ..........................................................................................................................
............................................................................................................. 35
36
3.2.6.1.2.
3.2.6.1.3. REALIZACIÓN
CONDICIONES .............................................................................................................
AMBIENTALES................................................................................ 36
3.2.6.1.3.
................................................................................
3.2.6.1.4. CONDICIONES
TRATAMIENTOAMBIENTALES
DE RESULTADOS
.......................................................................... 36
3.2.6.1.4.
DE RESULTADOS
.......................................................................... 36
3.2.6.1.5. TRATAMIENTO
INFORME DE RESULTADOS
.....................................................................................
37
3.2.6.1.5.
3.2.6.1.6. INFORME DE RESULTADOS.....................................................................................
.... 37
3.2.6.1.6.
3.2.6.2. ALMACENAMIENTO DE MUESTRAS ANTES Y DESPUÉS DE ANALIZAR. .... 37
..........................................................................................................................
37
3.2.6.2. PREPARACIÓN
PARA REALIZAR EL DIAGNÓSTICO DE PPC MEDIANTE
ELISA
Ag.……… ..........................................................................................................................
37
........................................................................................................... 38
3.2.6.2.1.
3.2.6.2.1. PREPARACIÓN.............................................................................................................
........................................................................................................... 38
3.2.6.2.2.
3.2.6.2.2.
3.2.6.2.3. REALIZACIÓN
CONDICIONES .............................................................................................................
AMBIENTALES................................................................................ 38
39
3.2.6.2.3.
...............................................................................
3.2.6.2.4. CONDICIONES
TRATAMIENTOAMBIENTALES.
DE RESULTADOS.
......................................................................... 39
3.2.6.2.4.
DE RESULTADOS.
..................................................................... 3939
3.2.6.2.5. TRATAMIENTO
INFORME DE RESULTADOS
.....................................................................................
40
3.2.6.2.5.
40
3.2.6.2.6. INFORME DE RESULTADOS.......................................................................................400
3.2.6.2.6.
ALMACENAMIENTO DE.............................................................................................
MUESTRAS ANTES Y DESPUÉS DE ANALIZAR. .. 400
40
3.2.7.
3.2.7.
....................................................................................... 40
42
IV. MÉTODOS ESTADÍSTICOS..............................................................................................
IV.
RESULTADOS
DISCUSIÓN ....................................................................................... 42
4.1. VARIABLE
EDAD.Y................................................................................................................
44
4.1.
................................................................................................................ 44
4.2. VARIABLE EDAD.
SEXO .................................................................................................................
47
4.2.
.................................................................................................................
47
4.3. VARIABLE SEXO
LUGAR
..............................................................................................................50
4.3.
4.4. VARIABLE LUGAR ............................................................................................................
.........................................................................500
53
4.4.
LA PRUEBA ELISA Ag ......................................................................... 53
4.5. APLICACIÓN
RESULTADOSDE
.......................................................................................................................
4.5.
....................................................................................................................... 54
53
............................................................................................................................
4.6. RESULTADOS
4.6. DISCUSIÓN............................................................................................................................
54
ES ............................................................................................................. 58
V.
V.
VI.
CONCLUSIÓNES .............................................................................................................
58
RECOMENDACIONES
................................................................................................... 59
VI. BIBLIOGRAFIA
RECOMENDACIONES
................................................................................................... 60
59
VII.
...............................................................................................................
VII. ANEXOS
BIBLIOGRAFIA
............................................................................................................... 63
60
VIII.
............................................................................................................................
VIII. ANEXOS ............................................................................................................................ 63
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UNIVERSIDAD DE CUENCA
ÍNDICE DE GRÁFICOS
Gráfico 1. Esquema resumido del virus causante de la peste porcina clásica con sus
8
proteínas estructurales: pc, E1 (gp33), Erns (gp44/48), E2 (gp55); relacionadas con
protección: Erns, E2 y proteínas no estructurales: p23, p75, P125.
Gráfico 2. Estado de países de América dentro del Programa de Erradicación de Peste
11
Porcina Clásica de las américas.
Gráfico 3. Distribución de virus de la PPC.
13
Gráfico 4. Cianosis (color azul de la piel) principalmente de las orejas, abdomen y
14
piernas, producidas por PPC.
Gráfico 5. Nódulos linfáticos retro faríngeos. El nódulo linfático esta marcadamente
16
agrandado y hemorrágico.
Gráfico 6. Infección transplacentaria.
16
Gráfico 7. Abortos y muerte fetal.
17
Gráfico 8. Cianosis distal de las orejas.
18
Gráfico 9. Conjuntivitis catarral.
18
Gráfico 10. Posición de ‘’sentado’’.
19
Gráfico 11. Congestión y hemorragias en vejiga urinaria.
19
Gráfico 12. Infartos marginales.
20
Gráfico 13. Hemorragias petequiales en vesícula biliar.
20
Gráfico 14. Prevalencia de anticuerpos de Peste Porcina Clásica en el cantón Paute,
Provincia del Azuay, detectados mediante la prueba tamiz ELISA Ac, 2014.
Gráfico 15. Prevalencia de anticuerpos de Peste Porcina Clásica por rangos de edad,
en las parroquias del Cantón Paute, detectados mediante la prueba tamiz ELISA Ac
,2014.
Gráfico 16. Prevalencia de anticuerpos de Peste Porcina Clásica en cerdos, de las
parroquias del Cantón Paute, mediante la prueba ELISA AC, 2014, por sexo.
43
45
48
Pablo Xavier Rocano Landi vi UNIVERSIDAD DE CUENCA
ÍNDICE DE CUADROS
Cuadro 1. Características de la distribución muestral. 42
Cuadro 2. Prevalencia de anticuerpos de PPC, en cerdos de las parroquias del Cantón
43
Paute, Provincia del Azuay, detectados mediante la prueba de ELISA Ac, 2014.
Cuadro 3. Prevalencia de anticuerpos de PPC, en cerdos del cantón Paute por rangos de
44
edad, detectados mediante la prueba de ELISA Ac, 2014. Cuadro 4. Prueba de Chi² y Frecuencias observadas y esperadas de la actividad viral de
46
PPC, en las parroquias den Cantón Paute mediante la prueba ELISA Ac, para la prueba de
Chi cuadrado. Cuadro 5. Prevalencia de Peste Porcina Clásica, en cerdos de las parroquias del Cantón
47
Paute, provincia del Azuay, detectados mediante la prueba ELISA Ac,2014 por sexo Cuadro 6. Prueba de Chi² y Frecuencias observadas y esperadas de PPC, en las parroquias
49
del Cantón Paute, mediante la prueba ELISA Ac, por sexo, de la prueba Chi² para verificar
la hipótesis.
Cuadro 7. Prevalencia de anticuerpos para Peste Porcina Clásica, en cerdos, de las
50
parroquias del cantón Paute, Provincia del Azuay, detectados a través de la prueba de
ELISA Ac (2014), por rango de edad.
Cuadro 8. Pruebas de Chi² y Frecuencias observadas y esperadas de PPC, en las
52
parroquias del Cantón Paute, provincia del Azuay, mediante la prueba ELISA Ac, 2014,
por parroquia y la prueba de Chi² para verificar la hipótesis.
Pablo Xavier Rocano Landi vii UNIVERSIDAD DE CUENCA
ÍNDICE DE ANEXOS
Anexo 1. Fotografías de campo.
63
Anexo 2. Fotografías de laboratorio.
68
Anexo 3. Hoja de campo.
74
Anexo 4. Área y sector a investigar.
75
Anexo 5. Distribución del número de porcinos por parroquia.
76
Anexo 6. Croquis de las Parroquias del Cantón Paute.
77
Anexo 7. Predios muestreados al azar en la realización de esta tesis.
78
Anexo 8. Resultados de laboratorio para ELISA Ac.
83
Anexo 9. Resultados de laboratorio para ELISA Ag.
95
Anexo 10. Matriz de conceptualización y operacionalización de las variables
“Prevalencia de Peste Porcina Clásica en el Cantón Paute Provincia del Azuay,
mediante las pruebas de ELISA Ac y ELISA Ag”.
98
Pablo Xavier Rocano Landi viii UNIVERSIDAD DE CUENCA
DEDICATORIA
A DIOS quien supo guiarme por el buen camino, darme fuerzas para seguir adelante, y no
desmayar en los problemas que se presentaban, enseñándome a encarar las adversidades sin
perder nunca la dignidad ni desfallecer en el intento.
A mis padres, Segundo y Gloria, por su amor, trabajo y sacrificio en todos estos años, gracias
a ustedes he logrado llegar hasta aquí y convertirme en lo que soy, de todo corazón muchas
gracias.
A mi esposa, Sara, por su paciencia, por su comprensión, por su dedicación, y que con su
apoyo constante y amor incondicional ha sido amiga y compañera, fuente de calma y consejo
en todo momento, este proyecto no fue fácil pero estuviste motivándome y ayudándome hasta
donde tus alcances lo permitían.
A mi preciosa hija Danna Michelle para quien ningún sacrificio es suficiente, que con su luz
ha iluminado mi vida y hace mi camino más claro.
A mis hermanos y demás familiares en general por el apoyo que siempre me brindaron día a
día en el transcurso de cada año de mi carrera universitaria.
A mis compañeros y amigos presentes y pasados, quienes sin esperar nada a cambio
compartieron su conocimiento, alegrías y tristezas, a aquellas personas que estuvieron a mi
lado apoyándome y lograron que este sueño se haga realidad.
Pablo Xavier Rocano Landi
1
UNIVERSIDAD DE CUENCA
AGRADECIMIENTOS
Al creador de todas las cosas, el que me ha dado fortaleza para continuar en los momentos
más difíciles de mi vida, por todas sus bendiciones y permitirme terminar este proyecto.
Mi más sincero y profundo agradecimiento que con su ayuda ha colaborado en la realización
del presente trabajo, en especial al Dr. Carlos Vaca V. que, como director de esta tesis, me ha
orientado, apoyado y corregido en mis labores como tesista, gracias por brindarme su
experiencia y amistad.
A la Agencia Ecuatoriana de Aseguramiento de la Calidad y el Agro (AGROCALIDAD), en
especial a los técnicos de laboratorio, de Cuenca y Quito, por su ayuda para la realización de
esta tesis.
A los catedráticos de la Facultad de Medicina Veterinaria de la Universidad de Cuenca, por
impartirme parte de sus conocimientos durante mi formación profesional.
A los propietarios de cerdos de las parroquias de Paute, quienes colaboraron en la realización
de este trabajo investigativo.
Al Dr. Patricio Sandoval director de los laboratorios veterinarios de AGROCALIDAD, Dr.
Jaime Lazo, Dr. Galo Guzmán, Sr. Luciano Matailo, por apoyarme en la culminación de esta
tesis, que DIOS les pague.
A mis hermanos por no solo ayudarme en gran manera a concluir el desarrollo de esta tesis,
si no por todos los bonitos momentos que pasamos en el proceso.
A todos ustedes muchas gracias
Pablo Xavier Rocano Landi
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I.
INTRODUCCION
El Cantón Paute se encuentra ubicado hacia el noreste de la Provincia del Azuay, en latitud
sur 2º 46‟55” y longitud oeste 78º 45‟6”, con una población humana de 25.494 habitantes, la
cual se dedica mayoritariamente a la agricultura y la ganadería, abarcando un 62% (INEC,
2010). La población porcina según el censo nacional agropecuario del 2000, en Paute existe
alrededor de 9327 porcinos (INEC, 2000).
La comercialización de ganado bovino y porcino es el rubro más importante de la economía
de la producción agropecuaria del Cantón; la que se realiza en las ferias agropecuarias de
Cuenca, Gualaceo, Paute y Azogues, existiendo entre ellas una continua movilización
semanal de animales, lo que conlleva un riesgo sanitario inminente. La ganadería porcina del
Cantón es manejada en pequeños criaderos de traspatio que son la alcancía familiar, ya que se
venden o se consumen los porcinos, cuando se presentan necesidades económicas o cuando se
realizan reuniones familiares.
En las parroquias del Cantón Paute, semanalmente se faenan alrededor de 80 cerdos (Vergara,
2014), para preparar platos típicos para el consumo de turistas y visitantes; obteniéndose
mayoritariamente los cerdos en las ferias de comercialización antes mencionadas.
Durante el 2006 se presentaron 4 focos de (PPC) en la provincia del Napo, y hasta el 2008 la
enfermedad estuvo presente de forma subclínica, sin que existan otros datos del número de
focos presentes en el país. El servicio veterinario pudo constatar que el origen de la
enfermedad se debió al movimiento ilegal de animales y la incorporación de nuevos animales
a las unidades productivas (OIE, 2010).
Al ser el Ecuador un país endémico a la enfermedad; desde el año 2009, AGROCALIDAD
trabaja en un programa sanitario porcino con el fin prevenir, controlar y erradicar la
enfermedad en los animales. En las diferentes Parroquias de Paute uno de los principales
Pablo Xavier Rocano Landi
3
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ingresos económicos de su población es la crianza de cerdos, cuyo sistema de explotación es
familiar, de traspatio, con los riesgos que esto conlleva.
En el año 2012 se presentó en la Provincia del Azuay, Cantón Paute, Parroquia El Cabo, 28
casos positivos de PPC, provocando pérdidas económicas a los porcicultores, situación que
obligo a la Agencia Ecuatoriana de la Calidad y el Agro –AGROCALIDAD-, a tomar
medidas sanitarias urgentes como; vacunación perifocal , sacrificio sanitario, desinfecciones
del lugar donde se encontraban los cerdos, dichas medidas frenaron la diseminación del virus
de la PPC; ya que no se han vuelto a presentar casos de PPC hasta la fecha
(AGROCALIDAD, Coordinación Azuay 2012).
La comisión de vinculación con la sociedad de la FF.CC.AA. de la Universidad de Cuenca,
como respuesta a las necesidades de los porcicultores del Cantón Paute, y de la Agencia
Ecuatoriana de Aseguramiento de la Calidad y el Agro-AGROCALIDAD, planteó la
necesidad de desarrollar la presente investigación, la que se respaldó con los resultados
laboratoriales de dicha institución.
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4
UNIVERSIDAD DE CUENCA
Los objetivos para la realización de este trabajo de investigación fueron:
1.2. Objetivo General:

Determinación de la Prevalencia de Peste Porcina Clásica (PPC), en el Cantón Paute,
Provincia del Azuay, mediante las pruebas Elisa anticuerpo (ELISA-Ac) y Elisa
antígeno (ELISA-Ag), con la finalidad de tomar medidas sanitarias que beneficiaran a
los porcicultores.
1.2.1. Objetivos Específicos:

Identificar la clasificación etaria de los porcinos en las parroquias de: Guaraynág,
Tomebamba, Dúg Dúg, Bulan, El Cabo, Chicán, San Cristóbal, Paute; del Cantón
Paute, como información base para evaluar la PPC.

Determinar el número de casos positivos mediante la prueba de ELISA Ac como
prueba tamiz para conocer cuáles son los anticuerpos presentes en la enfermedad.

Comprobar si los anticuerpos detectados son de origen post vacunal o post
infección mediante la prueba de ELISA Ag.

Relacionar la prevalencia de PPC de acuerdo al grupo etario; edad, sexo, lugar,
para explicar los métodos estadísticos correspondientes.
La hipótesis de investigación fue Ha: Existe diferencia significativa de la prevalencia de
PPC en las diferentes parroquias, grupos etarios y sexo en el Cantón Paute. Para lo cual
se empleó la prueba estadística de X².
Pablo Xavier Rocano Landi
5
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II.
REVISIÓN DE LITERATURA
2.1. PESTE PORCINA CLÁSICA ( PPC)
La PPC,
es una enfermedad viral altamente contagiosa
que afecta tanto a los cerdos
domésticos y salvajes, es considerada una de las enfermedades más importantes por las
pérdidas económicas que provoca en la producción porcina industrial y de traspatio (Peña,
Fierro & Mateos, 2000). La clave para poder luchar contra estos virus de los cerdos es saber
cómo actúan y finalmente su control y prevención.
Desde su aparición en los Estados Unidos en 1830, esta enfermedad ha sido la que más
pérdidas económicas ha provocado a la porcicultura mundial, debido a su rápida difusión,
elevada mortalidad, y a que los animales que sobreviven sufren más infecciones y se retrasan
en alcanzar el peso al mercado (Morilla, 1997). La PPC es la enfermedad viral más
importante de la producción porcina mundial, debido a su gran poder de diseminación, por lo
que está presente en un gran número de países productores de cerdos (Gonzales, 2005).
La PPC es una enfermedad endémica en numerosos países y provoca importantes epizootias
por su carácter transfronterizo. Su elevada contagiosidad y la gravedad de las consecuencias
sanitarias, económicas y sociales de su impacto, colocan a la PPC dentro de la lista de
enfermedades de notificación obligatoria de la Organización Mundial de Sanidad Animal
(OIE 2010). Presenta altos índices de mortalidad, produciendo bajo rendimiento reproductivo
o la limitación en el crecimiento, de algunos cerdos (University Iowa State, 2009).
2.2. SINONÍMIA
A la PPC se la conoce también como:

Cólera del cerdo.

Fiebre porcina clásica.

Mancha roja (Castellanos G, 2011).
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2.3. ETIOLOGIA
La PPC es producida por una partícula vírica con envoltura, pertenece al género Pestivirus, de
la familia Flaviviridae, es altamente contagiosa para los cerdos y caracterizada por un cuadro
hemorrágico de rápida diseminación, fiebre, alta morbilidad y mortalidad en granjas
susceptibles, tiene el nombre genérico de la enfermedad que produce CSFV (por sus siglas en
inglés classical swine fever virus) (University Iowa State, 2009).
El virus de la PPC se encuentra relacionado con otros virus del mismo género como el virus
de la Diarrea viral bovina (DVB) y el de la enfermedad de la frontera (Border Disease “BD”).
Estos virus atacan únicamente a los rumiantes pero la DVB, puede también afectar a los
porcinos causando infecciones con cuadros clínicos y lesiones similares a la PPC (Lowings.et
al, 1996), es importante mencionar que el virus de la DVB induce una respuesta inmune que
cruza con el virus de la PPC.
2.4. MORFOLOGIA Y CARACTERISTICAS DEL VIRION
Su genoma viral está compuesto por una molécula de ácido ribonucleico (ARN), rodeado por
proteínas que constituyen el cápside, es un virus envuelto, presenta un diámetro de entre 40 a
50nm, y una nucleocápside de forma icosaédrica (FAO, 2006-2008).
Se han caracterizado cuatro proteínas estructurales del virus, las cuales son :la proteína C
(p14), componente de la nucleocápside, y tres glicoproteínas, la proteína E1 (gp33), la
proteína E2 (gp55) y la Erns (gp44/48), también se han descrito al menos 7 proteínas no
estructurales. Existe una marcada variabilidad antigénica entre los distintos aislados del virus
de la PPC (Moormann R.et al, 1990).
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Gráfico 1. Esquema resumido del virus causante de la peste porcina clásica con sus proteínas
estructurales: pc, E1 (gp33), Erns (gp44/48), E2 (gp55); relacionadas con protección: Erns, E2
y proteínas no estructurales: p23, p75, p125. (Arias, 2006).
2.5. RESISTENCIA
La resistencia del virus en el medio ambiente depende de factores como, el estado en el que se
encuentre, protegido, exudados, sangre o cualquier otro medio proteico. La durabilidad del
virus es afectada por muchas variables físicas y químicas, incluidas la temperatura, presencia
de materia orgánica y exposición a varios químicos.
Los periodos de supervivencia varían de acuerdo a su lugar de ubicación como:

Secreción ocular y las descamaciones cutáneas
15 días

Pienso
20 días

Carne refrigerada
hasta 3 meses

En locales deshabitados
1 a15 días

En purines
45 días

Estiércol
15 días

Heno contaminado
7 y 14 días

Agua
desde 6-24 días a 20ºC

Temperatura
resistentes a 56ºC
(AGROCALIDAD, 2010).
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2.6. FACTORES DE RIESGO
Muchos son los factores que pueden influir en la actividad del virus en el animal, entre ellos
tenemos:

Nutrición, alimentación con carne procedente de cerdos infectados.

Resistencia viral, el virus puede sobrevivir hasta 4 años en carne de cerdo

Reproductivo, se puede producir en infecciones intrauterinas, en la compra de cerdas
preñadas se puede introducir la enfermedad dentro de la granja; una de las fuentes de
infección es el semen.

Ambiente, puede sobrevivir en el ambiente por tres semanas, en menor grado pueden
contribuir a la contaminación del campo los purines, normalmente el virus sólo sobrevive
dos días en heces. Pero en invierno este periodo se puede prolongar hasta cuatro semanas
(Cíntora, 2005).
2.7. TRANSMISION
La forma de transmisión más importante es el contacto directo entre cerdos sanos y enfermos
o portadores asintomáticos, mientras que las vías de entrada del virus al organismo suelen ser
por inhalación, la digestiva por ingestión de alimentos contaminados, a través de la piel (piel
erosionada e instrumental veterinario) y del semen y por vía transplacentaría de la madre a sus
lechones, esto es muy importante porque algunos lechones pueden nacer infectados pero sin
capacidad para generar respuesta inmune contra el virus. Puede haber transmisión mecánica
del virus a través de vectores (roedores, insectos y aves), instrumentos de trabajo y personas
(ropa y calzado contaminados) (AGROCALIDAD, 2014).
El virus puede ser eliminado a partir del segundo día post infección por saliva, secreciones
oculares, nasales y aire. Posteriormente se lo encontrara presente en un par de días en orina,
heces y semen. Es importante destacar la transmisión de madres portadoras asintomáticas a
sus lechones o a otros animales adultos susceptibles (Peña, 2007).
Los recientes brotes de peste porcina clásica en Europa han puesto, de manifiesto que el
transporte juega un papel muy importante en la transmisión de la PPC, así se ha podido
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comprobar que del 25 al 50% de los brotes estaban originados por el transporte de cerdos
contaminados.
En el Ecuador, los brotes identificados en el Oriente Ecuatoriano en el año 2011 fueron
identificados en animales contaminados transportados desde el litoral (AGROCALIDAD,
2010).
En el Cantón Paute, Provincia del Azuay se presentaron brotes de PPC en el año 2012, este
virus se disemino en la parroquia el Cabo, aparentemente por transportar cerdos contaminados
con PPC de las ferias ganaderas de Cuenca, Azogues, Gualaceo, ya que esta parroquia es la
puerta de entrada hacia el Cantón Paute y sus parroquias(AGROCALIDAD,2014).
2.8. RESERVORIOS NATURALES
Los cerdos y los jabalíes son el único reservorio natural del virus de la PPC. La estrecha
relación antigénica entre los virus de la Diarrea Viral Bovina (DVB) y de la PPC, así como la
susceptibilidad de los cerdos a ambos, puede complicar el diagnóstico de laboratorio; los
cerdos domésticos y silvestres son los únicos susceptibles a la infección natural. El virus no
afecta a los humanos (AGROCALIDAD, 2014).
2.9.EPIDEMIOLOGIA
Aun con una respuesta inmune adecuada (formación de anticuerpos protectores), los animales
que se recuperan de la enfermedad siguen eliminando el virus de 10 a 20 días para cepas de
alta virulencia, hasta la eliminación intermitente durante toda la vida del animal en la forma
crónica de la enfermedad (Van Oirchot y Tepstra, 1977). Las cepas menos virulentas causan
fracaso reproductivo y aumento de mortinatos; en la mayoría de países es considerada como
enfermedad endémica (Gélvez, 2011).
2.10. DISTRIBUCION GEOGRAFICA
La Peste Porcina Clásica se presenta en varios países de Europa, América Central, América
del Sur y el Caribe, así como de Asia.
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Enfermedad erradicada
Enfermedad en fase de control
Enfermedad endémica
Gráfico 2. Estado de países de América dentro del Programa de erradicación de peste
porcina clásica de las américas. (Gabriela, et. al, 2011).
La vacunación de los cerdos contra la PPC, estuvo incluida en la programación del SESA –
Servicio Ecuatoriano de Sanidad Agropecuaria; sin embargo, la falta de dotación del
biológico, ha menguado las campañas de vacunación, a tal grado que en la actualidad el
personal de AGROCALIDAD no realiza la vacunación, ni existe un seguimiento o control a
esta actividad en los sitios de producción (AGROCALIDAD, Programa nacional sanitario
porcino, 2010).
La situación de la PPC en el país es crítica debido a la desatención, la carencia de planes
oficiales de combate de la enfermedad, así como de una ineficiente práctica sanitaria de
vacunaciones y de aplicación de medidas preventivas que logren disminuir los efectos de la
enfermedad en las piaras.
La deficiente cobertura de vacunación, no mayor al 3%, lo que significa que se está dejando
prácticamente a la población porcina sin ningún tipo de protección (Gabriela, 2011). Al ser la
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carne de cerdo la segunda fuente de proteínas de origen animal para los habitantes del país, es
necesario aunar esfuerzos, a fin de prevenir y controlar las diferentes patologías de esta
especie (AGROCALIDAD, Programa nacional sanitario porcino, 2010).
En el Ecuador se desarrollaron investigaciones con el fin de determinar un calendario de
vacunación, la cual se estableció de la siguiente manera: vacunar con Cepa China, la cual
tiene una moderada patogenicidad, la cual confiere un alto grado de protección y genera una
adecuada respuesta inmune protectora post vacunal, sin producir excreción viral activa o
viremia post vacunal en el desafío de campo, a razón de 2 ml (10³ D.I.50 de virus vivo Cepa
China lapinizada del cólera porcino) a las cerdas gestantes a partir de los 80 días de gestación
y a los lechones a los 50 días de edad ( Enriquez,2013).
2.11. PERIDODO DE INCUBACION
La etapa de incubación de la PPC varía desde 2 hasta 15 días, dependiendo de la virulencia
de la cepa, la vía de inoculación y la dosis. En condiciones de campo, es posible que la
enfermedad no sea evidente en una piara, por 2 a 4 semanas, o más (Morilla, 2003).
2.12. PATOGENIA
Una vez en el animal, el virus se reproduce en las amígdalas (infección oral o nasal) o en los
nódulos linfáticos regionales (vagina, piel). Posteriormente el virus pasa a la sangre
produciendo viremia (12 a 20 horas post infección hasta varias semanas). Finalmente, se
disemina por los órganos diana (bazo, ganglios, riñón, pulmón, médula ósea), donde se
produce una nueva replicación viral y lesiones de carácter hemorrágico (SENASA, 2005).
Las principales vías de eliminación del virus son las secreciones oro nasales y lagrimales,
orina, heces, una vez eliminado el virus, el animal puede convertirse en portador (SENASA,
2005).
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Al presentarse el virus provoca leucocitopenia severa e inmunosupresión, dando lugar a
infecciones secundarias entéricas o respiratorias, los mismos que ocultan los signos más
característicos de la PPC impidiendo reconocer fácilmente la enfermedad (SENASA, 2005).
Cuando el virus entra por vía respiratoria o alimentaria, afecta a las células epiteliales de la
tonsila y/o células linfáticas de nódulos locales, posteriormente se producirá replicación de los
virus y se diseminaran por vía hemática y linfática en el tejido nodular y retículo endotelial
donde replica nuevamente. Estos virus se diseminaran por vía hemática llegando a los
diferentes órganos, donde inducirá el desarrollo de lesiones características (FAO, 2007).
Gráfico 3. Distribución de virus de la PPC. (FAO, 2007).
2.13. SIGNOS CLINICOS
En Ecuador, como en otros países donde la enfermedad es endémica, ocurre formas de
presentación: la aguda, la atípica y la congénita.
FORMA AGUDA
Se presenta en porcinos no vacunados, por cepas de virus muy patógenos y causa alta
mortalidad en pocos días. Es producida por cepas virulentas y se manifiesta como una
enfermedad que se difunde rápidamente entre los cerdos, los cuales presentan fiebre de 40 a
41°C, inapetencia, tendencia a amontonarse, periodos de diarrea, conjuntivitis y cianosis
(color azul de la piel), principalmente de las orejas, abdomen y piernas. Puede observarse
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caminar vacilante, temblores musculares, trastornos nerviosos, parálisis, convulsiones y
muerte de un alto número de animales (AGROCALIDAD, 2014).
Grafico 4. Cianosis (color azul de la piel), principalmente de las orejas, abdomen y piernas,
producidas por PPC. (AGROCALIDAD, 2014).
Signos clínicos de la forma aguda:

Fiebre alta

Falta de apetito

Debilidad, quietud, se agrupan, dan la impresión de tener frio

Constipación, seguido de diarrea y vómito ocasional

Áreas enrojecidas azulosas en la piel de orejas, abdomen o piernas

Las cerdas preñadas pueden abortar, dar origen a lechones débiles o con anormalidades

En la fase final los animales se echan y sufren de parálisis de los miembros posteriores
(AGROCALIDAD, Manual de atención de focos de PPC, 2014).
FORMA ATIPICA:
Es producida por cepas menos virulentas. Se presenta en animales vacunados, es difícil de
diagnosticar y en la medida que se avanza en las acciones de Proyecto de erradicación de la
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enfermedad, se constituirá en la forma más común de ocurrencia de la enfermedad. Los
cerdos tienen signos clínicos y lesiones diferentes a los observados en la forma aguda, lo cual
confunde y dificulta el diagnostico a nivel de campo (AGROCALIDAD, 2014).
Los animales pueden sobrevivir más allá de los 30 días, presentan fiebre intermitente, tos,
diarrea, retraso en el crecimiento y desarrollo, que les impide alcanzar el peso óptimo para
salir al mercado. Algunos parecen normales pero son portadores del virus y pueden
transmitirlo a otros cerdos sanos (AGROCALIDAD, 2014).
FORMA CONGENITA:
La exposición natural de las cerdas gestantes a cepas virales de moderada o baja virulencia
(responsables de las infecciones atípicas), induce en ellas el llamado “Síndrome de la cerda
gestante portadora”. El virus puede atravesar la placenta y provocar fallas reproductivas
como: mortalidad embrionaria, abortos, momificación fetal, nacimiento de lechones débiles
y/o con temblores (mioclonía), muertes perinatales o nacimiento de lechones infectados,
aparentemente sanos. Una de las secuelas de la infección transparentaría con el virus de la
PPC en los lechones, es la infección congénita persistente (AGROCALIDAD, 2014).
Al nacimiento los animales pueden parecer sanos, pero pueden ser portadores del virus y esta
viremia puede persistir de por vida. Como secuela de esta infección, los cerdos afectados
presentan un síndrome caracterizado por retraso en el desarrollo y crecimiento. Además, son
incapaces de producir anticuerpos específicos frente al virus de la PPC, aun después de ser
vacunados, debido a que no reconocen como extraño al virus (tolerancia inmunológica). Estos
cerdos con infecciones crónicas, persistentes y de sintomatología atípica suponen un
reservorio de virus en el campo, y en muchas ocasiones son los causantes de nuevos brotes sin
explicación aparente, en zonas donde se ha trabajado en la erradicación de la enfermedad
(AGROCALIDAD, 2014).
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Gráfico 5. Ganglio linfático retro faríngeo. El nódulo linfático está marcadamente agrandado
y hemorrágico. (ICA, 2011).
Gráfico 6. Infección transplacentaria. (SENASA 2005)
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Gráfico 7. Abortos y muerte fetal. (AGROCALIDAD, 2014).
2.14. HALLAZGOS DE NECROPCIA
En la necropsia se observan hemorragias petequiales (puntiformes) en casi todos los órganos,
aunque son más frecuentes en riñón, vejiga urinaria, nódulos linfáticos, laringe, vesícula
biliar, estomago e intestinos. Se observa zonas de necrosis en tonsilas. Los infartos marginales
del bazo aparecen bien delimitados y de color oscuro, y aunque son indicativos de PPC, no
siempre están presentes (AGROCALIDAD, 2014)
Los ganglios linfáticos del cuello, ingles, mesentéricos, renales y gastrohepaticos pueden
aparecer congestionados, hemorrágicos o aumentados de tamaño. En intestino tanto delgado
como grueso, además de congestión se observa enteritis catarral con hiperemia difusa de la
mucosa y aumento de tamaño de las Placas de Peyer.
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Grafico 8. Cianosis distal de las orejas. (SENASA 2005)
Grafico 9. Conjuntivitis Catarral. (AGROCALIDAD, 2014)
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Grafico 10. Posición de “sentado” (AGROCALIDAD, 2014)
Grafico 11. Congestión y hemorragias en vejiga urinaria. (AGROCALIDAD, 2014)
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Grafico 12. Infartos marginales en bazo. (AGROCALIDAD, 2014)
Grafico 13. Hemorragias petequiales en vesícula biliar. (AGROCALIDAD, 2014)
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2.15. DIAGNÓSTICO.
En un principio, éste se basa en los antecedentes y hallazgos de terreno, los que son
confirmados por pruebas de diagnóstico in vivo in vitro. Las técnicas como la
Inmunofluorescencia Directa (IFD), Indirecta (IFI) y el aislamiento del virus en cultivos de
células PK-15), para esta técnica se utilizan tejidos de los animales sospechosos, por lo que
solamente sirven como método de diagnóstico confirmativo en un posible brote de la
enfermedad. Actualmente se está desarrollando pruebas in vivo, porque pueden aplicarse a
un gran número de animales para controlar los focos de la enfermedad, permitiendo su rápido
diagnóstico y eliminación (Islas, Quinteros, et. al, 1997).
2.16. DIAGNÓSTICO DE LABORATORIO.
Por la variedad de síntomas y lesiones que provoca el virus es esencial llevar a cabo un
diagnóstico de laboratorio. Las técnicas se pueden establecer mediante la detección del virus y
mediante la detección de los anticuerpos.
2.16.1. DETECION DEL VIRUS
Son varias las técnicas disponibles para la detección de virus o sus antígenos virales en la
PPC.

Aislamiento Viral

Inmunofluorescencia directa

Elisa de captura de antígeno, anticuerpo. (Morales, 1993).
La elección de una u otra técnica se determina según los siguientes criterios:
 Infección primaria. Es la primera vez que se sospecha de la enfermedad en un área
determinada.
 Rapidez. La necesidad de tener los datos urgentes.
 Números de muestras al azar.
 Disponibilidades de técnicas y economía. (Sánchez & Vizcaino, 2004)
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2.16.2. AISLAMIENTO VIRAL
Es una técnica de referencia obligada en zonas libres de la enfermedad o como técnica
confirmatoria en caso de dudas. Este método basado en la capacidad del virus de la PPC en
multiplicarse en determinados cultivos celulares, como la línea celular de riñón de cerdo
conocida como línea PK15.Se incuban suspensiones de órganos o leucocitos durante 24 – 72
horas, lo que permitirá que si la muestra es positiva a PPC, éste replique en las células (Shors,
2009).
2.16.3. INMUNOFLUORESCENCIA DIRECTA
La ventaja de esta técnica es su gran rapidez (2 a 3 horas), el inconveniente es que no se
pueden realizar a un gran número de muestras. Se basa en la detección de antígenos virales en
cortes histológicos de órganos sospechosos mediante la tinción con un conjugado policlonal o
monoclonal marcado con isotiocianato de fluoresceína (IFD) o peroxidasa (IPD), es útil en los
programas de control, ya que en caso de aparecer un resultado positivo es posible diferenciar
virus vacunal del virus campo mediante el empleo de Ac (Siachoque, 2006).
2.16.4. ELISA DE CAPTURA DE ANTICUERPO (Ac), ANTIGENO (Ag)
La técnica de ELISA (Enzyme Linked Inmno Sorbent Assay) es un procedimiento de ensayo
inmunoenzimatico. Se basa en la detección antígena (Ag) o Anticuerpo (Ac), inmovilizado o
impregnado sobre una fase sólida y mediante anticuerpos que directa o indirectamente
producen una reacción, la prueba recurre al empleo de inmunógenos, haptenos o anticuerpos
marcados
con;
una
enzima
cuyo
producto
colorido,
puede
ser
medido
espectrofotométricamente. Este principio tiene las propiedades de un inmunoensayo ideal: es
versátil, robusto, simple en su realización, se emplea reactivos económicos y consigue,
mediante el uso de la base sólida, de una separación fácil entre la fracción retenida y la
fracción libre (Pérez, 2009).
La técnica está basada en un sistema ELISA sándwich en el que se utilizan anticuerpos
monoclonales (diferenciales de Pestivirus) para capturar y revelar la captación de los
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antígenos virales. El tiempo total de realización de este método es de 36 horas. (Tortora,
Funke, & Case, 2007).
2.16.4.1.
LECTURA DE ELISA Ac, Ag
Los resultados de estos test se expresan como porcentajes de inhibición (PI):
a) 0 – 30%: suero negativo o que no tiene anticuerpos contra el virus de la PPC.
b) 31 – 50%: suero dudoso (en estos casos debe emplearse otra prueba).
c) 51 – 100%: suero positivo o que si tiene anticuerpos ( ICA, 2003)
2.17. DIAGNOSTICO DIFERENCIAL
Dada la gran variedad de síntomas y lesiones de la PPC, así como la gran variedad de
lesiones comunes que puede presentar con otras enfermedades hemorrágicas del cerdo,
tenemos las siguientes:
Peste porcina africana (PPA). En esta enfermedad la tasa de mortalidad y morbilidad son más
altas que en la peste porcina clásica, en este caso los signos clínicos y las lesiones
anatomopatologicas son distinguibles (Lepoureau & Abreu, 2003).
La Erisipela afectas a los cerdos de todas las edades. La mortalidad es menor que en la PPC,
los animales responden al tratamiento con antibióticos. Las lesiones anatomopatologicas y
microscópicas se pueden diferenciar de la PPC. El aislamiento bacteriano en el laboratorio
puede confirmar el diagnóstico (Figueroa, 1984).
Aujeszky o Pseudorrabia. Porcinos afectados tienen síntomas nerviosos y meningoencefalitis
no purulenta, rigidez de las extremidades, que aparecen extendidas, presencia de cuerpos de
inclusión intranucleares en neuronas y células de la glía y la posible existencia de necrosis
multifocal en el hígado y bazo son signos indicativos de la enfermedad de Aujeszky (IICA,
2000)
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La salmonelosis cursa con lesiones intestinales similares a los "botones pestosos", infiltrado
de polimorfo nucleares neutrófilos rodeando a la lesión y la existencia de focos de necrosis en
el hígado (Lepoureau & Abreu, 2003).
Léptospirosis se presenta pocos casos agudo y existe antecedentes de signos compatibles con
esta identidad. El aislamiento bacteriano y la serología confirma el diagnostico (Figueroa,
1984).
Intoxicaciones con cumarinos y sal, por la aplicación de rodenticidas en el área. Sucede de
forma sobreaguda y predominan las hemorragias (Moennig V, et al, 1990)
2.18.TRATAMIENTO
No existe tratamiento frente al virus de la peste porcina clásica.
2.19. PREVENCION
2.19.1. VACUNACION
La prevención de la enfermedad en Ecuador está fundamentada en la protección conferida a
través de la aplicación del biológico y está encaminada a reforzar el nivel inmunitario de la
población porcina con el fin de conformar una barrera que evite la multiplicación y
diseminación del virus. (AGROCALIDAD, Manual de atención de focos de PPC, 2014).
Los periodos de vacunación establecidos son; a cerdas gestantes a los 80 días de gestación y a
los lechones a los 50 días de edad (Enríquez, 2013).
2.19.1.1.
CEPA THIVERVAL
Es una cepa de origen francés que proviene de una clonación viral sobre la línea celular
PK15. Dicha de otra manera, está adaptada y producida en cultivos celulares, no presenta
virulencia residual ni reversión a virulencia. Esta cepa Thiverval proporciona una alta
seguridad en cerdas gestantes y lechones recién nacidos. En la cual los anticuerpos son
detectados a los sietes días pos vacunación. El nivel máximo de anticuerpos en suero se
observan al mes de la vacunación (UNR, Argentina), 2007).
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2.19.1.2.
CEPA CHINA
Las vacunas a virus vivo modificado se obtienen por pasajes seriados en conejos (cepa
lapinizada) , denominada también como Cepa "Suvac", "C" y "K", no presenta virulencia
residual siendo totalmente no patógena, tanto en madres gestantes y lechones, tiene una
acción rápida, por lo que además de inducir inmunidad, presenta interferencia viral con el
virus patógeno (UNR,Argentina, 2007). En Ecuador únicamente está autorizado el uso de
vacuna contra PPC, con registro vigente de AGROCALIDAD y preparada con Cepa China
(AGROCALIDAD, 2014).
La vacuna con Cepa China al ser de moderada patogenicidad confiere un alto grado de
protección, generando una adecuada respuesta inmune protectora post vacunal, sin producir
excreción viral activa o viremia post vacunal ( Enríquez, 2013).
2.19.2. CONTROL DE LA MOVILIZACION
La movilización de los cerdos en pie, en todo el territorio nacional, está controlada a través de
la expedición del Certificado sanitario de movilización interna de animales, la cual debe
portarse durante todo el tiempo de transporte (AGROCALIDAD, manual de atención de focos
de PPC, 2014).
2.19.2.1.
PUESTOS DE CONTROL OFICIAL
Los puestos de control y desinfección estarán conformados por funcionarios de sanidad
animal de, en este caso AGROCALIDAD, y se ubicaran en lugares estratégicos a las salidas
de la zona afectada.
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2.20. PROGRAMA DE CONTROL
La OIE, ha declarado a la PPC como una enfermedad de declaración obligatoria a nivel
mundial. Al manifestarse un brote se debe seguir las pautas nacionales y/o locales para la
notificación y las pruebas de diagnóstico correspondientes (AGROCALIDAD, 2010).
El control de la enfermedad implica las siguientes acciones:

Censo de los cerdos domésticos (industriales, semi-industrial, transporte), asilvestrados y
estimación de los jabalíes y pécaris si existen en el país.

Intensificación de la vigilancia epidemiológica (pasiva/activa).

Disponer de un diagnóstico confiable y oportuno.

Implementación o fortalecimiento de un sistema para el control de las movilizaciones de
animales.

Actividades de control de focos en las diferentes áreas sanitarias.

Realizar un control de la vacuna anti-PPC que asegure su inocuidad y eficacia, incluyendo
la mínima permanencia de anticuerpos en tonsilas.

Implementación de las campañas de vacunación.

Manejos en los procedimientos de desinfección en el ámbito de la granja.

Manejo de los desperdicios y los métodos epidemiológicos que serán utilizados para
medir la prevalencia de la enfermedad.

Promover el reporte de las enfermedades rojas del cerdo y las sospechas a PPC
(AGROCALIDAD, Programa nacional sanitario porcino, 2010).
2.21. ESTRATEGIA NACIONAL.
“En el Ecuador AGROCALIDAD trabajan desde el 2009 con un programa sanitario porcino
con el fin de controlar y erradicar el virus de la PPC. Existen anhelos para lograr la
erradicación de esta enfermedad en el continente americano para el año 2020. Para esto se
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creó el Plan Continental de Erradicación de la PPC en las Américas (AGROCALIDAD,
2014)”.
“Para el 2017 Ecuador debe erradicar la PPC. El proyecto es a largo plazo y será esencial el
apoyo de los pequeños, medianos y grandes productores” (La Hora, 2012).
Desde el 2013, luego de las investigaciones realizadas conjuntamente con AGROCALIDAD,
para poder realizar un calendario de vacunación, en la tesis de Jacqueline Velastegui en el
año 2012, cuyo título fue: “Evaluación de perfiles serológicos de anticuerpos vacunales para
peste porcina clásica en lechones a partir de madres vacunadas a distintas edades de
gestación, en la granja porcina de El Quinche, Cantón Pichincha y de Sandra Enríquez,
Evaluación de Perfiles Serológicos de anticuerpos vacunales para VPPC (Peste Porcina
Clásica), en la granja San Luís del Cantón La Troncal, disponemos de un calendario de
vacunación.
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III.
MATERIALES Y METODOS
3.1. MATERIALES :
3.1.1. MATERIALES DE CAMPO:
3.1.1.1.Biológicos

151 Porcinos de las Parroquias del Cantón Paute.
3.1.1.2.Físicos
 Overoles

mascarillas

Botas

Guantes de nitrilo

Bomba de fumigar

Agujas de 18Gx1 ½ ´´ y 21Gx½ ´´

Campanas vacutainer

Tubos vacutainer sin anticoagulante 5ml.

Termo refrigerante

Algodón

Equipo para sujeción de animales (cabos )

Cámara fotográfica

Gel refrigerante

GPS
3.1.1.3.Químicos

Alcohol
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3.1.2. MATERIALES DE LABORATORIO
3.1.2.1. Biológicos:

151 muestras de suero sanguíneo
3.1.2.2. Físico

Ropa protectora para la manipulación del material biológico.
3.1.2.3. Equipos y materiales de ELISA Ac para el diagnóstico de PPC
3.1.2.3.1.
Equipos:

Espectrofotómetro para ELISA.

Incubador-agitador de placas ELISA.

Lavador de placas ELISA.

Computador, impressora y Software.
3.1.2.3.2. Materiales:

Hojas de registro e identificación de las muestras.

Mandil.

Gafas.

Guantes.

Cinta adhesiva.

Marcador permanente.

Lápiz graso.

Tubos vacutainers tapa roja (sin conservantes), para la muestra inicial.

Microtubos de 2 ml.

Gradilla y raquets.

Vasos de precipitación de 100, 250 y 500 ml.

Erlenmeyer de 250 y 500 ml.

Puntas para micropipetas de 100 y 300 ul.

Canaletas plásticas para reactivos.
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
Micropipetas automáticas mono y multicanal para 200 y 1000 ul.

Pocillos para conjugado.

Papel toalla.
3.1.2.3.3. Reactivos:
a. Kit de ELISA Ac para análisis de Peste Porcina Clásica ( Priocheck CSFV Ab 2.0),lote
N130801L, caducidad 31/Jul/2015:
1.
Placa de 96 pocillos tapizada con antígeno CSFV.
2.
Control negativo.
3.
Control positivo.
4.
Conjugado de anti-CSFV.
5.
Solución de lavado.
6.
Solución sustrato TMB (tetrametil-bencidina).
7.
Solución de frenado.
b. Agua destilada desionizada (Sandoval P &Cabrera N, 2013)
3.1.2.4. Equipos y materiales de ELISA Ag para el diagnóstico de PPC
3.1.2.4.1. Equipos:

Espectrofotómetro para ELISA.

Incubador-agitador de placas ELISA.

Lavador de placas ELISA.

Computador, impresora y Software.
3.1.2.4.2. Materiales:

Hojas de registro e identificación de las muestras.

Mandil.

Gafas.

Guantes.
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
Cinta adhesiva.

Marcador permanente.

Lápiz graso.

Tubos vacutainers tapa roja (sin conservantes), para la muestra inicial.

Microtubos de 2 ml.

Gradilla y raquets.

Vasos de precipitación de 100, 250 y 500 ml.

Erlenmeyer de 250 y 500 ml.

Puntas para micropipetas de 100 y 300 ul.

Canaletas plásticas para reactivos.

Micropipetas automáticas mono y multicanal para 200 y 1000 ul.

Pocillos para conjugado.

Papel toalla.
3.1.2.4.3.
Reactivos:
a. Kit de ELISA Ag para análisis de Peste Porcina Clásica (Priochek CSFV Ag), lote
G130401L, caducidad 31/Marzo/2015:
1.
Placa de 96 pocillos tapizada con anticuerpos monoclonales anti-E (CSFV).
2.
Control negativo.
3.
Control positivo.
4.
Conjugado.
5.
Anticuerpos de detección.
6.
Solución de lavado.
7.
Solución sustrato TMB (tetrametil-bencidina).
8.
Solución de frenado.
b. Agua destilada desionizada.( Sandoval P & Cabrera N, 2013)
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31
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3.1.3. Materiales de oficina

Computadora

Impresora

Cámara de fotos

Tableros

Formulario para la toma y envío de muestras

Archivadores

Memory flash

Esferográficos

Papel INEN A4 de 75gr.

Fichas de campo

Refrigeradora

Calculadora

Cuadernos
3.2. MÉTODOS.
3.2.1. PRUEBA ESTADISTICA

Chi²
3.2.2. AREA DE ESTUDIO
La investigación se desarrolló en las parroquias del Cantón Paute: Guaraynág, Tomebamba,
Dúg Dug, Paute, Bulan, El Cabo, Chicán, San Cristóbal, de la Provincia del Azuay.
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Ubicación Geográfica:

País :
Ecuador

Provincia:
Azuay

Cantón :
Paute

Parroquias: Guaraynág, Tomebamba, Dúg Dúg, Paute, Bulan, El Cabo, Chicán, San
Cristóbal.

Longitud:
78°45´19´´ occidente

Latitud:
2°46´45´´ sur

Altitud:
2665 msnm

Temperatura anual promedio : 18⁰C

Precipitación promedio: 800mm

Humedad atmosférica: 70 % (municipio Paute, 2014)
3.2.3. TAMAÑO DE LA MUESTRA
En las Parroquias de Paute existen 9327 porcinos aproximadamente, según la base de datos
obtenidos del INEC, del censo agropecuario del año 2000, y para la obtención de las muestras
se aplicó la siguiente fórmula para estimar una proporción:
N *Z²∞*p*q
1.
n=
___________________
d² * (N-1)+ Z²∞*p*q
N = total de la población
Z²∞ =un valor asociado al nivel de confianza (90% = 1,645)
P = Es la desviación estándar (prevalencia de 0,22%)
q= 1-p (en este caso 1- 0,22 = 0,78)
d²= precisión (en este caso 5,5%) (Torres. C, 2014)
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33
UNIVERSIDAD DE CUENCA
El comportamiento de la circulación viral, se midió mediante el estudio de una muestra
calculada sobre la base del 90% de seguridad y el 5,5% de error. Los 151 elementos
muestreados se seleccionaron al azar, debido a que las parroquias del cantón Paute comparten
características semejantes para la cría y producción de cerdos.
3.2.4. FACTOR DE ESTUDIO
Prevalencia de La Peste Porcina Clásica, mediante las pruebas de ELISA Anticuerpo (Ac)
como prueba tamiz y ELISA Antígeno (Ag) como prueba confirmatoria, para lo cual se
tomaron 151 muestras serológicas al azar, de porcinos de traspatio.
Para evaluar el perfil serológico de los anticuerpos de (PPC) se empleó la prueba de ELISA
Ac y ELISA Ag. Los casos positivos a la primera prueba, fueron sometidos a la prueba
confirmatoria de ELISA Ag, para determinar si existe circulación viral en la población en
estudio.
Con los resultados encontrados se elaboró la base de datos para el análisis estadístico con
Microsoft Excel y SPSS, a fin de elaborar las tablas de frecuencia de la actividad viral de la
PPC, considerando las variables: edad, sexo y lugar.
3.2.5. DE CAMPO
Las muestras de sangre se obtuvieron de la vena marginal de la oreja, de la población porcina
de las Parroquias del Cantón Paute, en cantidad de
5 ml en tubos vacutainer sin
anticoagulante, fueron rotulados y empacados inmediatamente en el termo refrigerante, para
el envío a los laboratorios veterinarios
de AGROCALIDAD-Cuenca para su posterior
centrifugación para obtener el suero sanguíneo; 2 ml.
Los sueros fueron enviados mediante transporte aéreo, a los Laboratorios de Sanidad Animal
de AGROCALIDAD, ubicado Av. Interoceánica Km. 14 ½ y Eloy Alfaro y Gonzales Suarez,
Sector Tumbaco, Granja del MAGAP, Cantón Quito, Provincia Pichincha, Ecuador.
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3.2.6. DE LABORATORIO
3.2.6.1. Preparacion para realizar el diagnostico de PPC mediante ELISA Ac :
a) Preparamos todos los equipos e insumos para la prueba.
b) Los componentes del kit idexx deben alcanzar la temperatura ambiente antes de utilizarlos
(de 18º-25º C). No se debe permitir que el conjugado permanezca a temperatura ambiente
por más de 2 horas.
c) Cuando se almacena entre 2º-8º C en la solución de frenado puede formarse un
precipitado. Cuando esta solución alcance la temperatura ambiente (18º - 25º C) hay que
agitarla cuidadosamente para disolver el precipitado. Una vez abierto el kit, la solución de
frenado puede almacenarse a temperatura ambiente (18º - 25º C).
d) No se debe exponer la solución del sustrato TMB a la luz intensa, ni a agentes oxidantes.
Al manipular la solución de sustrato TMB (tetrametil-bencidina) se utilizó envases limpios de
plástico o vidrio.
e) Antes de realizar la prueba desinfectar las superficies de trabajo con alcohol a 70 %.
3.2.6.1.2. Realización
a) Retiramos de la placa el número de pocillos que se va a trabajar. Marcamos cada una de
las tiras y se aseguró bien en el soporte. Utilizamos un pocillo por muestra de suero, más
dos pocillos para las muestras de control (positivo y negativo).
b) Añadimos 50 ul de diluyente de la muestra en todos los pocillos para las muestras y los
controles.
c) Añadimos 50 ul de control negativo en los pocillos correspondientes.
d) Añadir 50 ul del control positivo en los pocillos correspondientes.
e) Añadimos 50 ul de cada muestra en los pocillos correspondientes. Utilizamos una punta y
un pocillo diferente para cada muestra de suero.
f) Incubamos 2 horas a temperatura ambiente (18-25º C).
g) Lavamos 3 veces con 300 ul de solución de lavado.
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35
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h) Añadimos 100 ul de conjugado en todos los pocillos (incluidos los controles).
i) Incubamos durante 30 minutos a temperatura ambiente.
j) Lavamos 3 veces con 300 ul de solución de lavado.
k) Añadimos100 ul de solución sustrato TMB en cada pocillo.
l) Incubamos la placa durante 10 minutos a temperatura ambiente sin agitar.
m) Añadimos 100 ul de solución de frenado en cada pocillo para frenar la reacción.
n) Observamos el cambio de color. Utilizando el lector de placas, medir y anotamos los
valores de absorbancia (densidades ópticas) de todos los pocillos a una longitud de onda
de 450 nm.
3.2.6.1.3. Condiciones ambientales
Las condiciones ambientales pueden afectar la realización del análisis, por lo tanto la
temperatura promedio durante la realización de la prueba debe estar entre 18 y 25 ºC. Los
periodos de incubación deben realizarse a la temperatura indicada en el desarrollo de la
prueba.
3.2.6.1.4. Tratamiento de resultados
a) Interpretación de resultados:
La media de DO (450) del control negativo debe tener una densidad óptica superior a 0,50. El
control positivo debe presentar un porcentaje de bloqueo mayor de 50 %.
a.
Cálculos:
-
Cálculo de la media del control negativo (N C x )
N Cx =NC1 A (450)+NC2 (450)
2
-
Cálculo de la media del control positivo (P C x )
P C x =PC1 A (450)+PC2 A (450)
2
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-
Cálculo de resultado de las muestras analizadas
Bloqueo%= N Cx -ODmuestra A (450) x100
CNx
3.2.6.1.5. Informe de resultados
Los resultados serán reportados al jefe inmediato superior en un plazo no mayor a 72 horas,
en días hábiles, luego de la lectura de resultados, además según el caso se reportará a
Dirección Ejecutiva, La Dirección de Sanidad Animal, Vigilancia Epidemiológica,
Cuarentena o Coordinaciones Provinciales de AGROCALIDAD.
3.2.6.1.6. Almacenamiento de muestras antes y después de analizar.
a. El suero o plasma sanguíneo será almacenado de 2 - 8º C luego de su extracción. En caso
de que el análisis se realice después de 5 días de la extracción o para conservación como
material de referencia por largo tiempo se debe congelar el suero a – 20º C.
b. El suero debe ser separado del coágulo tan pronto como sea posible y puede ser
conservado por congelación. La sangre entera puede ser conservada de 2–8º C por 28 días
hasta la realización de la prueba.
c. Los sueros que presenten hemólisis, turbidez, contaminación bacteriana, o cualquier
deterioro no son aptos para el análisis (Sandoval P & Cabrera N, 2013).
3.2.6.2. Preparación para realizar el diagnóstico de PPC mediante ELISA Ag
3.2.6.2.1. Preparación
a. Preparamos todos los equipos e insumos para la prueba.
b. Los componentes del kit deben alcanzar la temperatura ambiente antes de utilizarlos (de
18º-25º C). No se debe permitir que el conjugado permanezca a temperatura ambiente por
más de 2 horas.
c. Cuando se almacena entre 2º-8º C en la solución de frenado puede formarse un
precipitado. Cuando esta solución alcance la temperatura ambiente (18º - 25º C) hay que
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37
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agitarla cuidadosamente para disolver el precipitado. Una vez abierto el kit, la solución de
frenado puede almacenarse a temperatura ambiente (18º - 25º C).
d. No se debe exponer la solución del sustrato TMB a la luz intensa, ni a agentes oxidantes.
Al manipular la solución de sustrato TMB utilice envases limpios de plástico o vidrio.
e. Antes de realizar la prueba desinfectar las superficies de trabajo con alcohol a 70 %.
3.2.6.2.2. Realización
a. Retiramos de la placa el número de pocillos que se va a trabajar. Marcamos cada una de
las tiras y se aseguró bien en el soporte. Utilizamos un pocillo por muestra de suero, más
dos pocillos para las muestras de control (positivo y negativo).
b. Añadimos 50 ul de anticuerpos de detección en todos los pocillos para las muestras y los
controles.
c. Añadimos 50 ul de control negativo en los pocillos correspondientes.
d. Añadimos 50 ul del control positivo en los pocillos correspondientes.
e. Añadimos 50 ul de cada muestra en los pocillos correspondientes. Utilizar una punta y
un pocillo diferente para cada muestra de suero.
f. Incubamos 2 horas a 37º C.
g. Lavamos 5 veces con 300 ul de solución de lavado.
h. Añadimos100 ul de conjugado en todos los pocillos (incluidos los controles).
i. Incubamos durante 30 minutos a temperatura ambiente.
j. Lavamos 5 veces con 300 ul de solución de lavado.
k. Añadimos 100 ul de solución sustrato TMB en cada pocillo.
l. Incubamos la placa durante 10 minutos a temperatura ambiente sin agitar.
m. Añadimos 100 ul de solución de frenado en cada pocillo para frenar la reacción.
n. Observamos el cambio de color. Utilizando el lector de placas, medir y anotar los
valores de absorbancia (densidades ópticas) de todos los pocillos a una longitud de onda
de 450 nm.
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3.2.6.2.3.
Condiciones Ambientales.
Las condiciones ambientales pueden afectar la realización del análisis, por lo tanto la
temperatura promedio durante la realización de la prueba debe estar entre 18 y 25 ºC. Los
periodos de incubación deben realizarse a la temperatura indicada en el desarrollo de la
prueba.
3.2.6.2.4. Tratamiento de resultados.
a. Interpretación de resultados:
Para que el ensayo sea válido, la diferencia (P-N) entre la media del control positivo (PCx )
debe ser mayor o igual a 0,150 de densidad óptica (DO). Además la media del control
negativo (NCx ) debe ser inferior o igual a 0,250 DO.
En los ensayos no validos debe sospecharse de la técnica, y el ensayo debe repetirse siguiendo
una revisión meticulosa del material suministrado.
La presencia o ausencia del antígeno de CSFV en la muestra se determina mediante el valor
de la densidad óptica corregida (M-N) de cada muestra.
b. Cálculos:
Cálculo de la media del control negativo (N Cx )
N Cx =NC1 A (450)+NC2 (450)
2
-
Cálculo de la media del control positivo (P/C x )
P C x =PC1 A (450)+PC2 A (450)
2
-
Cálculo del resultado de las muestras analizadas
-N
uestra A (450)- NCx
A (450)
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39
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3.2.6.2.5. Informe de resultados
Los resultados serán reportados al jefe inmediato superior en un plazo no mayor a 72 horas,
en días hábiles, luego de la lectura de resultados, además según el caso se reportará a
Dirección Ejecutiva, La Dirección de Sanidad Animal, Vigilancia Epidemiológica,
Cuarentena o Coordinaciones Provinciales de AGROCALIDAD.
3.2.6.2.6. Almacenamiento de muestras antes y después de analizar.
a. El suero o plasma sanguíneo será almacenado de 2 - 8º C luego de su extracción. En caso
de que el análisis se realice después de 5 días de la extracción o para conservación como
material de referencia por largo tiempo se debe congelar el suero a – 20º C.
b. El suero debe ser separado del coágulo tan pronto como sea posible y puede ser
conservado por congelación. La sangre entera puede ser conservada de 2–8º C por 28 días
hasta la realización de la prueba.
c. Los sueros que presenten hemólisis, turbidez, contaminación bacteriana, o cualquier
deterioro no son aptos para el análisis ( Sandoval P & Cabrera N, 2013)
3.2.7.
Métodos estadísticos.
El tipo de muestreo fue por áreas o conglomerados y al azar, para obtener la muestra se
utilizó una formula estadística para determinar una proporción:
Calculo para estimar una proporción.
N *Z²∞*p*q
n=
___________________
d² * (N-1)+ Z²∞*p*q
1.
n=
9327x (1,645)²x (0,22) (0,78)
(0,055)²x(9327-1)+(1,645)²x (0,22) (0,78)
n =
4331,028732
= 151,035 = 151
28,67550389
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N = total de la población
Z²∞ =un valor asociado al nivel de confianza (90% = 1,645)
P = Es la desviación estándar (prevalencia de 0,22%)
q= 1-p (en este caso 1- 0,22 = 0,78)
d²= precisión (en este caso 5,5%)

Realizado el análisis estadístico con las fórmulas para tamaño de muestras para
estimar una proporción, con un 90% de confiabilidad y un error del 5,5 %.

Obtuvimos 151 muestras de cerdos, las muestras están distribuida proporcionalmente
en cada parroquia
de la siguiente manera. El Cabo (5 muestras), Chicán (16
muestras), San Cristóbal (11 muestras), Paute (30 muestras), Bulan (32 muestras),
Dúg Dúg (24 muestras), Tomebamba (24 muestras), Guaraynág (9 muestras).
El Cabo: 151 x 241/9327 = 5
Chicán: 151 x1010/9327 = 16
San Cristóbal: 151x683/9327 = 11
Paute: 151x1875/9327= 30
Bulan: 151x1988/9327= 32
Dúg Dúg: 151x1473/9327= 24
Tomebamba: 151x1477/9327= 24
Guaraynág: 151x580/9327= 32 (Torres. C 2013)
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41
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IV.
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
La circulación viral correspondiente a la PPC en cerdos del Cantón Paute, objeto de este
estudio, se basan en la distribución muestral del siguiente cuadro.
Cuadro 1.
Características de la distribución muestral
Sexo
No.
Machos
33
Hembras
118
Total
151
Edad (meses)
2a6
66
7 a 12
60
> 13
25
Total
151
Lugar (parroquias, cantón Paute)
El Cabo
5
Guaraynag
9
Tomebamba
24
Chicán
16
San Cristóbal
11
Bulán
32
Paute
30
Dug Dug
24
Muestra
151
%
21,85
78,15
100%
43,71
39,74
16,56
100%
3,31
5,96
15,89
10,60
7,28
21,19
19,87
15,89
100,00
En el cuadro 1. Se observa la distribución muestral, en número y porcentaje, según las
variables de estudio: sexo, edad y lugar.
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42
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Cuadro 2.
Prevalencia de anticuerpos de PPC, en cerdos de las parroquias del cantón
Paute, provincia del Azuay, detectados mediante la prueba de ELISA Ac ,2014.
IC 95 %
Frecuencia
Porcentaje
Positivos
66
43,7
35,80 – 51,62
Negativos
85
56,3
48,38 – 64,20
151
100,0
Total
Li
Ls
*Li, Límite inferior; Ls, Límite superior.
La prevalencia total de anticuerpos del virus de la PPC en cerdos de las parroquias del
Cantón Paute, Provincia del Azuay, detectados mediante la prueba tamiz ELISA Ac, es del
43,7%.
Graf 14. Prevalencia de anticuerpos de Peste Porcina
Clasica en el Canton Paute, provincia del Azuay,
detectados mediante la prueba tamiz ELISA Ac, 2014
60,00%
56,30%
50,00%
40,00%
43,70%
30,00%
20,00%
10,00%
0,00%
Positivos
Negativos
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43
UNIVERSIDAD DE CUENCA
De un total de 151 cerdos examinados mediante la prueba de ELISA Ac para verificar la
presencia de anticuerpos de Peste Porcina Clásica, en 66 de ellos que equivale al 43,7%, con
un IC95% comprendido entre un límite inferior de 35,80% y superior del 51,62%, se detectó la
presencia de anticuerpos para el virus de PPC; y 85 que representan el 56,3% (IC95% =
48,38% - 64,20%) no presentaron anticuerpos.
4.1. VARIABLE EDAD
Sobre la muestra observada, se consideraron 3 rangos de edad, habiéndose detectado en el de
mayores a 13 meses 25 cerdos, de los cuales 16 que es el 64,0% (IC95% = 45,18% - 82,82%)
presentaron anticuerpos y 9 que son el 36,0% (IC95% = 17,18% - 54,82%) no tuvieron
anticuerpos de esta enfermedad, probablemente porque los cerdos adultos fueron vacunados.
Cuadro 3.
Prevalencia de anticuerpos de PPC, en cerdos del cantón Paute por rangos de
edad, detectados a través de la prueba tamiz ELISA Ac, 2014.
Rangos de edad en meses
2-6
7 - 12
>13
Total
Recuento
%
Recuento
%
Recuento
%
Recuento
%
(IC 95%)
Li
Ls
26,18- 49,58
29,19- 54,14
45,18- 82,82
Diagnóstico Ac
P
N
25
41
37,9%
62,1%
25
35
41,7%
58,3%
16
9
64,0%
36,0%
66
85
43,7%
56,3%
Total
66
100,0%
60
100,0%
25
100,0%
151
100,0%
La prevalencia de anticuerpos de PPC, en cerdos de las parroquias Cantón Paute por rangos
de edad nos indica que ,en el rango de 2-6 meses la prevalencia es de 37,9%; en el rango de 712 meses la prevalencia fue de 41,7%; y en el grupo de >13 meses es de 64,0%.
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44
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Graf 15. Prevalencia de aticuerpos de Peste Porcina Clásica por
rangos de edad, en las parroquias del cantón Paute, detectados
mediante la prueba tamiz ELISA Ac.
70,00%
62,10%
60,00%
50,00%
40,00%
37,90%
64,00%
58,30%
41,70%
36,00%
Diagnóstico Ac p
30,00%
Diagnóstico Ac n
20,00%
10,00%
0,00%
%
%
%
2a6
7 a 12
>13
En el gráfico 15, se observa que en el rango de 2-6 meses, el 37,9% resultaron positivos a la
presencia de anticuerpos del virus de la Peste Porcina Clásica y 41 que equivalen al 62,1%
fueron negativos. En el de 7-12 meses, el 41,7% tuvieron resultados positivos y 35 animales
que representan el 58,3% fueron negativos. En el tercer rango que es más de 13 meses, el
64,0% presentaron anticuerpos para PPC y 9 que son el 36,0% no tuvieron anticuerpos para
PPC.
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45
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Cuadro 4.
Prueba de Chi² y Frecuencias observadas y esperadas de la actividad viral de
PPC, en las parroquias del Cantón Paute, mediante ELISA Ac, para la prueba
de Chi cuadrado.
Diagnóstico Ac
P
N
Chi-cuadrado de Pearson
Razón de verosimilitud
O
E
O
E
Total
Rangos de edad en meses
2–6
7 - 12
>13
25
25
16
28,8% 26,2 % 10,9 %
41
35
9
37,2% 33,8 % 14,1 %
66
60
25
Total
66
66,0 %
85
85,0 %
151
Sig. asintótica (2
caras)
Valor
Gl
5,197a
2
,074
5,182
2
,075
a. 0 casillas (0,0%) han esperado un recuento menor que 5. El
recuento mínimo esperado es 10,9 en los cerdos >13 meses.
Los porcentajes de las frecuencias esperadas, según los rangos de edad, fueron: en el de 2 - 6
meses, el 28,8%; en el de 7 – 12 meses, el 26,2%; y para el de > 13 meses de 10,9%
La prueba de Chi cuadrado de Pearson, establece un valor p = 0.074 > 0.05 el cual es no
significativo; por lo que la presencia de anticuerpos de PPC, no presenta diferencias
significativas entre la circulación viral de los cerdos de las edades estudiadas.
Pablo Xavier Rocano Landi
46
UNIVERSIDAD DE CUENCA
4.2. VARIABLE SEXO
De la muestra observada, 33 fueron machos y 118 hembras, de los cuales las hembras
presentan mayor prevalencia con 48,3 %.
Cuadro 5. Prevalencia de Peste Porcina Clásica en cerdos de las parroquias del Cantón
Paute, provincia del Azuay, detectados mediante la prueba ELISA Ac, 2014,
por rangos sexo.
Diagnóstico Ac
Sexo
IC 95%
Li LS
12,08- 42,47
p
9
27,3%
n
24
72,7%
Total
33
100,0%
Recuento
%
39,29- 57,32
57
48,3%
61
51,7%
118
100,0%
Recuento
%
66
43,7%
85
56,3%
151
100,0%
Recuento
M %
H
Total
La prevalencia de PPC en cerdos de las parroquias del canto Paute por rangos sexo; es del
27,3% en machos y del 48,3% en hembras.
Pablo Xavier Rocano Landi
47
UNIVERSIDAD DE CUENCA
Graf 16. Prevalencia de anticuerpo de PPC en cerdos de las
parroquias del Cantón Paute , mediante la pruena ELISA Ac,
2014. por sexo.
Sexo m %
Sexo h %
80,00%
72,70%
70,00%
60,00%
51,70%
48,30%
50,00%
40,00%
30,00%
27,30%
20,00%
10,00%
0,00%
p
n
Diagnóstico Ac
La prevalencia de anticuerpos de PPC por rangos de edad, en las parroquias del Cantón Paute,
provincia del Azuay, mediante la prueba de ELISA Ac, con apoyo en la prueba de
significación del Cuadro 6, tiene mayor porcentaje en hembras (48,3%) y en machos (27,3%).
Pablo Xavier Rocano Landi
48
UNIVERSIDAD DE CUENCA
Cuadro 6. Prueba de Chi² y frecuencias observadas y esperadas de PPC, en las parroquias del
Canto Paute, mediante la prueba ELISA Ac, por sexo, de la prueba de Chi
Cuadrado para verificar la hipótesis.
Sexo
M
H
Total
o
e
o
e
o
e
Chi-cuadrado
Corrección de
continuidadb
Prueba exacta de Fisher
Diagnóstico Ac
p
N
9
24
14,4%
18,6%
57
61
51,6%
66,4%
66
85
66,0%
85,0%
Valor
4,636a
3,821
Total
33
33,0%
118
118,0%
151
151,0%
Sig.
Significaci
asintótica ón exacta Significación
gl (2 caras)
(2 caras) exacta (1 cara)
1
,031
1
,051
,046
,024
Los porcentajes de las frecuencias esperadas, según el sexo fueron; en machos
14,4% y hembras 51, 6 %.
La prueba exacta de Fisher permite rechazar la hipótesis nula, la que señala que la presencia
de anticuerpos de PPC, no tiene diferencias significativas entre los cerdos de loa dos sexos y
acepta la hipótesis alternativa de que si hay diferencias de PPC entre los sexos
Pablo Xavier Rocano Landi
49
UNIVERSIDAD DE CUENCA
4.3. VARIABLE LUGAR
Estos resultados en detalle se pueden apreciar en el siguiente cuadro.
Cuadro 7.
Prevalencia de anticuerpos de Peste Porcina Clásica en cerdos de las parroquias
del cantón Paute, detectados a través de la prueba de ELISA Ac (2014), por
rango de lugar.
Parroquia
Diagnóstico Ac
IC 95%
Li
El Cabo
Guaraynag
Tomebamba
Chicán
San Cristóbal
Bulán
Paute
Dug Dug
Total
Ls
No.
% 15,06 - 55,06
No.
%
4,94 – 49,38
No.
%
52,65 – 89,02
No.
%
13,78 – 61,22
No.
%
46,41 – 99,05
No.
%
35,83 – 70,42
No.
%
16,46 – 50,20
No.
%
4,59 – 37,08
No.
%
p
1
20,0%
2
22,2%
17
70,8%
6
37,5%
8
72,7%
17
53,1%
10
33,3%
5
20,8%
66
43,7%
n
4
80,0%
7
77,8%
7
29,2%
10
62,5%
3
27,3%
15
46,9%
20
66,7%
19
79,2%
85
56,3%
Total
5
100,0%
9
100,0%
24
100,0%
16
100,0%
11
100,0%
32
100,0%
30
100,0%
24
100,0%
151
100,0%
La muestra observada incluyó 8 parroquias del cantón Paute, como se detalla a continuación:
Pablo Xavier Rocano Landi
50
UNIVERSIDAD DE CUENCA
En la parroquia El Cabo, se examinaron 5 cerdos, de los cuales 1, que es el 20,0% (IC 95% = 15,06% - 55,06%) fue positivo a la presencia de anticuerpos del virus de la Peste Porcina
Clásica y 4 que son el 80% (IC95% = 44,94% - 115,06%) fueron negativos, lo cual indica que
no tuvieron anticuerpos de esta enfermedad.
De los 9 cerdos analizados en la parroquia Guaraynag, 2 que equivalen al el 22,2% (IC 95% = 4,94% - 49,38%) presentaron anticuerpos y 7 que son el 77,8% (IC95% = 50,62% - 104,94%)
no tuvieron anticuerpos para esta enfermedad.
En la parroquia Tomebamba, se estudiaron 24 casos; de los cuales 17, que representa el
70,80% (IC95% = 52,65% - 89,02%) presentaron anticuerpos y 7 que son iguales al 29,2%
(IC95% = 10,98% - 47,35%) no tuvieron anticuerpos.
Para la parroquia Chicán se analizaron 16 animales; de ellos 6, representan el 37,5% (IC 95% =
13,78% - 61,22%) tuvieron anticuerpos y 10 que son el 62,5% (IC95% = 38,78% - 86,22%) no
tuvieron anticuerpos. De la parroquia San Cristóbal se analizaron 11 muestras; de ellas 8
equivalentes al 72,7% (IC95% = 46,41% - 99,05%) tuvieron anticuerpos y 3 que son el 27,3%
(IC95% = 0,95% - 53,59%) no lo tuvieron. En la parroquia Bulán se observaron 32 cerdos; de
los cuales 17 que equivalen al 53,1% (IC95% = 35,83% - 70,42%) resultaron positivos y 15
que son el 46,9% (IC95% = 29,58% - 64,17%) negativos. En la parroquia Paute se analizaron
30 animales; 10 de ellos que son el 33,3% (IC95% = 16,46% - 50,20%) fueron positivos y 20
que son iguales al 66,7% (IC95% = 49,80% - 83,54%) negativos. En la parroquia Dug Dug se
estudiaron 24 casos; de los cuales 5 representan el 20,8% (IC95% = 4,59% - 37,08%)
resultaron positivos y 19 que fueron el 79,2% (IC95% = 62,92% - 95,41%) negativos.
Pablo Xavier Rocano Landi
51
UNIVERSIDAD DE CUENCA
Cuadro 8. Pruebas de Chi² y Frecuencias observadas y esperadas de PPC, en las parroquias
del cantón Paute, provincia del Azuay, mediante la prueba ELISA Ac, 2014 por
parroquia, y la prueba de Chi Cuadrado para verificar la hipótesis.
Parroquia
El Cabo
Guaraynag
Tomebamba
Chicán
San Cristóbal
Bulán
Paute
Dug Dug
Total
o
e
o
e
o
e
o
e
o
e
o
e
o
e
o
e
o
e
Diagnóstico Ac
p
n
1
4
2,2
2,8
2
7
3,9
5,1
17
7
10,5
13,5
6
10
7,0
9,0
8
3
4,8
6,2
17
15
14,0
18,0
10
20
13,1
16,9
5
19
10,5
13,5
66
85
66,0
85,0
Total
5
5,0
9
9,0
24
24,0
16
16,0
11
11,0
32
32,0
30
30,0
24
24,0
151
151,0
Sig. asintótica (2
Valor
Chi-cuadrado
Razón de verosimilitud
Gl
caras)
21,593a
7
,003
22,368
7
,002
Pablo Xavier Rocano Landi
52
UNIVERSIDAD DE CUENCA
La prueba de Chi2, establece un valor p = 0.03 < 0.05 que es significativo; por lo cual se
rechaza la hipótesis nula de que la presencia de anticuerpos de PPC, no presenta diferencias
significativas en la actividad viral de los cerdos de las diferentes parroquias y se admite la
hipótesis alternativa de que si existen diferencias en la circulación viral de los cerdos de las
diferentes parroquias del Cantón Paute. Asimismo se puede concluir que existe relación entre
la presencia de anticuerpos de esta enfermedad y el lugar.
4.4. APLICACIÓN DE LA PRUEBA ELISA Ag
A los 66 casos positivos diagnosticados con ELISA Ac que representan el 43,7%, se les
aplicó la prueba ELISA Ag, a fin de verificar si realmente los anticuerpos se deben a la
presencia de la enfermedad o a la actividad post vacunal.
Luego de la aplicación de la prueba
ELISA Ag, los 66 casos que inicialmente fueron
positivos a ELISA Ac, resultaron negativos; como consecuencia los anticuerpos detectados no
son el resultado de la actividad viral post infección de la PPC; sino a los anticuerpos postvacunales; asimismo se puede manifestar que los casos de enfermedad que se observaron en
el año 2012 en la parroquia El Cabo realmente desaparecieron y al momento la PPC está
controlada a través de las inmunizaciones sistemáticas.
4.5. RESULTADOS
La prevalencia total de la circulación viral de la PPC en cerdos de las Parroquias del Cantón
Paute, mediante la prueba de ELISA Ac, fue del 43,7 % (IC95% 35,80% - 51,62%). Con apoyo
en la prueba estadística de Chi2, se puede indicar que existe asociación entre la PPC con el
sexo y el lugar.
Se estudiaron 151 cerdos en tres rangos de edad, comprendidas entre 2 a 6; 7 a 12 y > 13
meses de los cuales 33 fueron machos y 118 hembras. Del primer rango se examinaron 66
animales, de los cuales 25 (37,9%) IC95% = 26,18% - 49,58% resultaron positivos y 41
(62,1%) IC95% = 50,42% - 73,82% fueron negativos. Del segundo rango, se examinaron 60
cerdos, de ellos 25 (41,7%) IC95% = 29,19% - 54,14%, tuvieron resultados positivos y 35
Pablo Xavier Rocano Landi
53
UNIVERSIDAD DE CUENCA
animales (58,3%) IC95% = 45,86% - 70,81% fueron negativos. Del tercer grupo, se
observaron 25 cerdos, de los cuales 16 (64,0%) IC95% = 45,18% - 82,82% presentaron
anticuerpos y 9 (36,0%) IC95% = 17,18% - 54,82% no tuvieron anticuerpos de esta
enfermedad. De los 33 machos, 9 (27,3%) IC95% = 12,08% - 42,47% resultaron positivos y 24
(72,7%) IC95% = 57,53% - 87,92% fueron negativos. En cuanto a las 118 hembras, 57
(48,30%) IC95% = 39,29% - 57,32% resultaron positivos y 61 (51,70%) IC95% = 42,68% 60,71% fueron negativos.
La prevalencia de anticuerpos de PPC, en las parroquias del Cantón Paute, Provincia del
Azuay, mediante la prueba de ELISA Ac, por rango de edad, podemos establecer el mayor
porcentaje en la parroquia San Cristóbal con 72,7 %, seguido de Tomebamba con 70,8 %,
Bulan 53,1 %, Chican 37,5 %, Paute 33,3 %, Guaraynag 22,2 %, Dug Dug 20,8 % y con
una menor prevalencia el Cabo con 20, 0 %. La cual está asociada a la comercialización
porcina de las ferias hacia las parroquias.
A los casos positivos diagnosticados con ELISA Ac que representan el 43,7%, se les corrió la
prueba confirmatoria ELISA Ag, con la finalidad de verificar si realmente los anticuerpos se
deben a la presencia de la enfermedad o a la actividad post vacunal; concluyéndose que los
anticuerpos detectados son el resultado de la actividad viral de la PPC post-vacunal.
4.6. DISCUSIÓN
De acuerdo a los resultados obtenidos, de un total de 151 cerdos examinados mediante la
prueba de ELISA Ac para verificar la presencia de anticuerpos de Peste Porcina Clásica, en
66 de ellos que equivale al 43,7% (IC95%= 35,80% – 51,62%) se detectó la presencia de
anticuerpos para el virus de esta enfermedad; y 85 que representan el 56,3% (IC95% = 48,38%
- 64,20%) no presentaron anticuerpos.
A los 66 casos positivos diagnosticados con ELISA Ac que representa el 43,7 % se les corrió
la prueba confirmatoria ELISA Ag, resultando negativos; determinándose que no existe
actividad viral, sino a los anticuerpos post-vacunales; asimismo se puede manifestar que los
Pablo Xavier Rocano Landi
54
UNIVERSIDAD DE CUENCA
casos clínicos de la enfermedad de la PPC que se observaron en el año 2012 en la parroquia
El Cabo fueron controlados y no se han vuelto a presentar nuevos brotes; seguramente debido
a que los pequeños porcicultores realizan inmunizaciones sistemáticas.
En 1986, los Doctores, Sarango Q. Francisco, Pucha A. Gonzalo, Herrera R. Hugo, Gonzales
. José y Salinas Segundo
iguel, en su tesis de grado “Estudio de la Prevalencia del Cólera
porcino en la provincia de Loja, mediante el método de inmunofluorescencia y su relación
con la Peste Porcina Africana”, la cual se realizó en todos los cantones de la provincia de
Loja, con la finalidad de diagnosticar la prevalencia del cólera porcino, se determinó
finalmente una prevalencia provincial de 65,56%; de acuerdo al cuadro de grupos etarios, la
mayor incidencia de PPC, está en los cerdos jóvenes comprendidos de 2 a 12 meses de edad,
con el 46,85; seguido por los cerdos menores de dos meses de edad con el 39,16% ,
encontrándose una menor incidencia en cerdos mayores de 1 año, con el 23,99%. Situación
que pudiera deberse a la baja cobertura de vacunación, de la población porcina.
En nuestra investigación se obtuvo una seroprevalencia general de 43,7 % en todo el Cantón
ya que difiere con nuestra investigación; seguramente porque el pequeño porcicultor realiza
vacunaciones sistemáticas.
El PhD. Julio Pinto Cortez en un trabajo investigativo denominado “Estimación del Impacto
de la Peste Porcina Clásica en Sistemas Productivos Porcinos en América Latina: en tres
países latinoamericanos, realizado en Santiago de Chile en febrero del 2003, afirma que la
Peste Porcina Clásica continúa siendo una enfermedad que produce un alto impacto
económico en los países de la región de las Américas analizados, y que la vacunación es el
beneficio tangible para su erradicación (Pinto, 2003).
Concordamos con esta investigación, pues los resultados obtenidos en nuestro trabajo así lo
denotan; ya que para los porcicultores de traspatio del Cantón la cría de cerdos es la alcancía
familiar, y cuando se produjo el brote de PPC en el año 2012 en la parroquia El Cabo,
provoco un impacto económico muy significativo; además se demuestra que la vacunación
Pablo Xavier Rocano Landi
55
UNIVERSIDAD DE CUENCA
que realizan ha evitado el aparecimiento de nuevos episodios de la enfermedad, esto se
confirma con la presencia de anticuerpos post vacunales en los cerdos investigados.
En el Ecuador según datos del III CNA del año 2000, e información proporcionada por ASPE
de los productores industriales la población porcina se agrupa en un 69.8 % en traspatio y
familiares, un 18% en sistema comercial y un 11.4% en sistemas industriales, por lo cual en la
crianza de traspatio no se tiene un buen manejo sanitario de estos, y son una fuente tanto de
contaminación como de diseminación de enfermedades a los cerdos que se encuentran en esta
población (AGROCALIDAD, Programa nacional
sanitario porcino,2010); situación que
concordamos con nuestra investigación , en la cual predomina la crianza de cerdos de
traspatio.
En las parroquias del Cantón Paute el sistema de producción porcino es el de traspatio
proveyéndose en las ferias comerciales cerdos según la necesidad; madres, verracos y
lechones, para luego comercializarlos nuevamente en estos lugares o faenarlos para la
preparación de platos típicos para el consumo de los turistas.
En la investigación realizada en el Cantón Pichincha en el año 2012 cuyo título fue
“Evaluación de perfiles serológicos de anticuerpos vacunales para peste porcina clásica en
lechones a partir de madres vacunadas a distintas edades de gestación, en la granja porcina El
Quinche” establece un calendario de vacunación para lechones los cuales a los 30 días de
edad, obtuvieron los mayores títulos de anticuerpos maternales, disminuyendo notablemente a
los 60 días. Situación que posiblemente se dio por la interferencia de anticuerpos maternales
con los vacunales (Velastegui, 2012).
En la tesis desarrollada en la provincia del Cañar, titulada “Evaluación de perfiles serológicos
de anticuerpos vacunales para VPPC (Peste Porcina Clásica), en la granja San Luís del
Cantón La Troncal en el año 2013, se obtuvieron resultados, que son muy útiles para
establecer un calendario de vacunación, tanto para lechones y madres, en la que se determinó
la vacunación con Cepa China a dosis de 2 ml a las cerdas gestantes a partir de los 80 días y a
lechones a los 50 días de edad, generando una adecuada respuesta inmune protectora post
Pablo Xavier Rocano Landi
56
UNIVERSIDAD DE CUENCA
vacunal, sin producir excreción viral activa o viremia post-vacunal; la prevalencia
de
anticuerpos post vacunales en este Cantón fue de 79,7 % en madres a los 80 días de
gestación, y de 33,7% en lechones vacunados a los 60 días. (Enríquez, 2013).
Las investigaciones realizadas por Velastegui, 2012 y Enríquez, 2013, fueron auspiciadas por
la Agencia de Aseguramiento de la Calidad y el Agro – AGROCALIDAD- con el objeto de
determinar un calendario de vacunación nacional contra PPC, recomendar la mejor vacuna a
utilizar y la edad superior de respuesta inmunitaria en cerdos (A.GROCALIDAD, 2014)
En el trabajo de Velastegui, 2012; se obtienen mejores niveles de anticuerpos post vacunales
en lechones a los 30dias de edad, por lo que se recomienda aplicar la vacuna a esta edad.
Enríquez, 2013;recomienda vacunar con Cepa China a dosis de 2 ml, a los 80 días de
gestación y a lechones a los 50 días de edad, ya que obtuvo una adecuada respuesta inmuno
protectora post vacunal.
En nuestro trabajo se obtienen los mejores niveles de anticuerpos post vacunales en hembras
(48,30%), y de acuerdo a la variable edad tienen mejor respuesta los cerdos mayores a 13
meses (64,00%); seguido de los cerdos de 7 a 12 meses (41,70%), y los de 2 a 6 meses
(37,90%).
AGROCALIDAD se encuentra en proceso para determinar la prevalencia de la enfermedad
en las distintas localidades, para proceder a establecer un plan de prevención y control,
además de determinar la posibilidad de declarar zonas con alta prevalencia, zonas de mediana
prevalencia y zonas de baja prevalencia de la enfermedad, así como también determinar
planes puntuales de control para cada zona (AGROCALIDAD, Programa nacional sanitario
porcino, 2010).
Pablo Xavier Rocano Landi
57
UNIVERSIDAD DE CUENCA
V.
CONCLUSIONES
En la presente investigación de acuerdo a los objetivos planteados y de los resultados
obtenidos se concluye lo siguiente:
1.
La seroprevalencia total de la circulación viral de la PPC en cerdos, mediante la
prueba ELISA Ac fue del 43,7 %, asociándose significativamente con el sexo y el
lugar.
2.
En
las Parroquias del cantón Paute, de un total de 151 cerdos examinados
mediante la prueba de ELISA Ac como prueba tamiz para verificar la presencia de
anticuerpos ante el virus de la PPC, en 66 de ellos que es un 43,7% (positivos a
ELISA Ac), se detectó la presencia de anticuerpos de esta enfermedad; y 85
(negativos a ELISA Ac) que representan el 56,3% no presentaron anticuerpos, por
lo que concluimos que los animales en alguna etapa de su vida fueron inmunizados
o padecieron la enfermedad.
3.
Según el intervalo de edades, La presencia de anticuerpos de PPC, no presenta
diferencias significativas entre la actividad viral de los cerdos de las edades
estudiadas, con lo cual concluimos que no hay ninguna relación entre la edad y la
circulación viral.
4.
La variable lugar influye significativamente en el comportamiento de la presencia
de anticuerpos para el virus de la PPC. La mayor prevalencia observamos en la
parroquia San Cristóbal con 72,7 %, seguido de Tomebamba con 70,8 %, Bulan
53,1 %, Chican 37,5 %, Paute 33,3 %, Guaraynag 22,2 %, Dug Dug 20,8 % y con
una menor prevalencia El Cabo con 20, 0 %; la cual está asociada a la
comercialización porcina, de las ferias hacia las parroquias, para pie de cría y
preparación de comidas típicas para los turistas y visitantes.
5.
Luego de haber corrido la prueba confirmatoria ELISA Ag, a los 66 casos que
resultaron positivos a la prueba ELISA Ac, resultaron negativos y se concluyó que
los anticuerpos detectados son el resultado de la actividad viral de la PPC post
vacunales.
Pablo Xavier Rocano Landi
58
UNIVERSIDAD DE CUENCA
VI.
1.
RECOMENDACIONES
Recomendar a AGROCALIDAD, refuerce el Sistema de Vigilancia Epidemiológica
en el Cantón Paute y Provincia; de manera especial en las ferias de comercialización
de ganado de Paute, Gualaceo, Azogues y Cuenca, a objeto de prevenir la difusión de
la enfermedad
2.
Emprender en un plan agresivo de capacitación a los porcicultores, de manera especial
a los criadores de traspatio y comerciantes sobre el Plan Nacional de Prevención y
Control de la Peste Porcina Clásica.
3.
Cumplir con el calendario de vacunación establecido por AGROCALIDAD en el país;
ya que de esta manera se irá disminuyendo la circulación viral hasta llegar a su
erradicación.
4.
Concientizar a los criadores de traspatio, sobre la importancia de notificar casos
sospechosos de PPC a las autoridades sanitarias, con el objeto que tomen medidas
sanitarias urgentes.
5.
Exhortar a la Agencia Ecuatoriana de Aseguramiento de la Calidad del Agro –
AGROCALIDAD -, para que en investigaciones futuras se corra la pruebe ELISA Ag, a
los casos negativos, con la finalidad de identificar a los animales que pueden nacer
infectados pero sin la capacidad de generar anticuerpo, y que por tanto no pueden ser
detectados con ELISA Ac.
6.
Tener en consideración que los cerdos se pueden infectar con el virus de la DVB, el cual
es un Pestivirus que puede inducir la producción de anticuerpos que reconocen de manera
cruzada al virus de la PPC, por lo tanto confundir el diagnóstico serológico con ELISA
Ac.
7.
Utilizar pruebas que permitan diferenciar si es virus de la PPC o de la DVB.
Pablo Xavier Rocano Landi
59
UNIVERSIDAD DE CUENCA
VII.
BIBLIOGRAFIA
1. AGROCALIDAD, Programa nacional sanitario porcino, 2010
2. AGROCALIDAD, Reconociendo la peste porcina clásica,2014
3. AGROCALIDAD, Manual de atención de focos de ppc,2014
4. AGROCALIDAD. (2010). Coordinación del Azuay. Ecuador.
5. ARIAS, M. R.-V.-V. (2006). PESTE PORCINA CLÁSICA (PPC)
6. CASTELLANOS, G. (2011). Peste Porcina clásica.
7.
CÍNTORA, I. (2005). Guía para la Prevención de Peste Porcina Clásica. Argentina.
8.
ENRÍQUEZ, SANDRA. 2013. Evaluación de Perfiles Serológicos de anticuerpos vacunales
para VPPC (Peste Porcina Clásica), en la granja San Luís del Cantón La Troncal, Provincia del
Cañar).
9.
FAO. (2006-2008). Peste porcina clásica. Oficina regional de la FAO para América Latina y
el Caribe.
10. FAO. (2007). Enfermedades infecciosas en Medicina Veterinaria.
11. FIGUEROA, M. (1984). En Enfermedades infecciosas de los animales domésticos en
Centroamérica (págs. 20-23-45).
12. GABRIELA, R., EDWIN, S., ANDRES, S., JOSE, S. M., WILSON, S., & LORENA, S.
(2011). Sistema de vigilancia epidemiológica de la peste porcina clásica. Quito.
13. GONZALEZ, A. M. (1998). La fiebre porcina clásica de las Américas. México.
14. GONZALEZ, A. M. (2005). Manual para el control de las enfermedades infecciosas de los
cerdos. En A. M. González.
15. ICA. (30 de Marzo de 2011). Peste porcina clásica. Obtenido de Peste porcina Clásica:
http://pesteporcinaclasica.blogspot.com/
16. IICA. (2000). Enfermedades exóticas de los animales. México.
17. LA HORA. (6 de Marzo de 2012). Ecuador busca ser libre de peste porcina clásica.
18. LEPOUREAU, M. T., & ABREU, M. I. (2003). Reconociendo la peste porcina clásica.
Roma.
19. LESTER, P. R., & LANDA, D. D. (2008). Peste Porcina Clásica. REDVET. Revista
electrónica de Veterinaria 1695-7504, 9, 10, 11.
Pablo Xavier Rocano Landi
60
UNIVERSIDAD DE CUENCA
20. LILIAN DAMARYS GÉLVEZ. (2011). Cólera porcino o peste porcina clásica.
21. Lowings P (1996).Clasical swinw fever virus and evolution.J.Gen virology.
22. MORALES, J. C. (1993). Técnicas de diagnóstico en virología. (D. d. Santos, Ed.)
23. MORILLA, A. (2003). Enfermedades virales emergentes de los cerdos.
24. Moormann R, Warmerdarn P, van der Meer B, Hulst M. (1990). Nucleotide sequence of hog
cholera virus RNA: properties of the polyprotein encoded by the open reading frame spanning
the viral genomic RNA. Vet Microbiol.
25. MOENNIG
V,
SCHAGEMAN
G,
DAHLE
J,
GREISER-WILKE
I,
LEDER
L.(1990).Detección de anticuerpos contra el virus de la peste porcina clásica
26. PEÑA, G., FIERRO, B., & MATEOS, A. (2000). Animales exóticos de los animales. México.
27. PEÑA, G., FIERRO, B., & MATEOS, A. (2000). Enfermedades exóticas de los animales.
México.
28. OIE,(2010).peste porcina clásica:
29. PEÑA, M. (2007). Peste porcina clásica. Colombia.
30. PÉREZ, PÉREZ. (2009). Técnica de ELISA (Enzyme linked inmuno sorbent assay) :
31. SANDOVAL P, CABRERA N. (2012). Equipos y procedimientos y materiales para ELISA
Ac y ELISA Ag. Quito.
32. SARANGO Q. FRANCISCO, PUCHA A. GONZALO, HERRERA R. HUGO, GONZALES
M. JOSÉ Y SALINAS SEGUNDO MIGUEL. (1986). Estudio de la prevalencia del cólera
porcino en la provincia de Loja, mediante el método de inmunofluorescencia y su relación con
la peste porcina africana. Universidad de Loja.
33. SENASA. (2005). Peste porcina clásica para veterinarios. Buenos Aires.
34. SHORS. (2009). Virus: estudio molecular con orientación clínica. España: Medica
Panamericana.
35. SIACHOQUE, H. O. (2006). Inmunología. Diagnóstico e interpretación de pruebas de laboratorio.
TORTORA, G. J., FUNKE, B. R., & CASE, C. L. (2007). Introducción a la microbiología. Argentina:
Médica Panamericana. UNIVERSITY IOWA STATE. (2009). Peste porcina clásica.
36. UNR (Argentina). (2007). Peste porcina clásica. Obtenido de Inmunización frente al VPPC:
Pablo Xavier Rocano Landi
61
UNIVERSIDAD DE CUENCA
37. VELASTEGUI N JACQUELINE. (2012).Evaluación de perfiles serológicos de anticuerpos
vacunales para peste porcina clásica en lechones a partir de madres vacunadas a distintas
edades de gestación, en la granja porcina El Quinche.
38. VILLENA, A. A., REGUEIRO, J. R., & LARREA, C. L. (1995). Inmunología. España:
Complutense.
39. VIZCAINO, J. S. (2004). Inmunología porcina
Pablo Xavier Rocano Landi
62
UNIVERSIDAD DE CUENCA
VIII. ANEXOS
Anexo 1. Fotografías de campo
Foto 1. Socialización con los porcicultores de la Parroquia Guaraynag
Foto 2. Granja porcina en la parroquia Tomebamba
Pablo Xavier Rocano Landi
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Foto 3. Porcinos de traspatio
Pablo Xavier Rocano Landi
64
UNIVERSIDAD DE CUENCA
Foto 4. Limpieza y extracción de sangre de los cerdos, de la vena marginal de la oreja.
Pablo Xavier Rocano Landi
65
UNIVERSIDAD DE CUENCA
Foto 5. Extracción de sangre a un cerdo de 3 meses
Foto 6. Extracción de una muestra sanguínea a un cerdo, en el colegio Agronómico Salesiano
Pablo Xavier Rocano Landi
66
UNIVERSIDAD DE CUENCA
Foto 7. Termo para la conservación y transporte de muestras sanguíneas a los laboratorios
veterinarios de AGROCALIDAD-Cuenca.
Pablo Xavier Rocano Landi
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Anexo 2. Fotografías de laboratorio.
Foto 8. Recepción de las muestras sanguíneas, para su posterior centrifugación a 5000
revoluciones por 10 minutos, en los laboratorios veterinarios de AGROCALIDAD-Cuenca
Pablo Xavier Rocano Landi
68
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Foto 9. Suero extraído y depositados en tubos eppendorf, rotulados y congelados para ser
transportados a los laboratorios veterinarios de AGROCALIDAD –Tumbaco-Quito.
Foto 10. Laboratorios de AGROCALIDAD, Tumbaco, Quito
Pablo Xavier Rocano Landi
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UNIVERSIDAD DE CUENCA
Foto 11. Laboratorios de AGROCALIDAD, Tumbaco. Quito
Foto 12. Descongelamiento de las muestras para su análisis
Pablo Xavier Rocano Landi
70
UNIVERSIDAD DE CUENCA
Foto 13. Hoja de trabajo de laboratorio
Foto 14. Prueba de ELISA Ac para captura de anticuerpos
Pablo Xavier Rocano Landi
71
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Foto 15. Lector de Anticuerpos para ELISA Ac
Foto 16. Prueba de ELISA Ag, para captura de antígeno
Pablo Xavier Rocano Landi
72
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Foto 17. Incubación de la placa de micro titulación para la prueba ELISA Ag
Pablo Xavier Rocano Landi
73
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ANEXO 3. Hoja de campo
UNIVERSIDAD DE CUENCA
FACULTAD DE CIENCIAS AGROPECUARIAS
ESCUELA DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
PREVALENCIA DE PPC EN EL CANTÓN PAUTEPROVINCIA DEL AZUAY, MEDIANTE
LAS PRUEBAS DE ELISA Ac Y ELISA Ag
Parroquia Sector
Toma de Muestras Serológicas.
PORCINOS
#CM
#C H
# CM # C H # C M
Código
Criador
2- 6
2- 6
7- 12
7- 12
>13
cerdo
meses
meses
meses meses meses
#CH
>13 Coordenadas
meses
X
Y
Pablo Xavier Rocano Landi
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ANEXO 4. Área y sector a investigar.
PROVINCIA
AZUAY
CANTON
PAUTE
PARROQUIA
N° DE ANIMALES
EL CABO
241
CHICAN
1010
SAN CRISTOBAL
683
PAUTE
1875
BULAN
1988
DUG-DUG
1473
TOMEBAMBA
1477
GUARAYNAG
580
TOTAL
9327
Fuente: INEC , censo agropecuario del 2000
Pablo Xavier Rocano Landi
75
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Anexo 5. Distribución del número de porcinos a ser muestreados por parroquia.
PARROQUIAS
NUMERO DE PORCINOS
NUMERO DE
MUESTRAS PORINAS
241
5
1010
16
683
11
1875
30
1988
32
1473
24
1477
24
580
9
9327
151
EL CABO
CHICAN
SAN CRISTOBAL
PAUTE
BULAN
DUG-DUG
TOMEBAMBA
GUARAYNAG
TOTAL
Pablo Xavier Rocano Landi
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ANEXO 6. Croquis de las Parroquias del Cantón Paute.
Fuente:www.municipiodepaute.gob.ec
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Pablo Xavier Rocano Landi
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ANEXO 7. Predios muestreados al azar en la realización de esta Tesis
Cantón
Parroquia
Sector
Nombre
N
de
muestras
Numero de
cedula
Coordenadas
Paute
Guarainag
Llamacon
Rosa Estela Calle
Morocho
3
0100863463
X:762297
Y:9701688
Altura: 2576m
Paute
Guarainag
Llamacon
Aso. Artesanos San
Pedro
3
0000000000
Paute
Guarainag
Celel
Nelly Rivera
1
X:762312
Y:9701610
Altura: 2559m
X:762498
Y:9703160
Altura: 2583m
X:763316
Y:9705124
Altura: 2575m
0101225345
Paute
Guarainag
Centro
Ana Margarita Alvarado
Altamirano
2
0101153935
Cantón
Parroquia
Sector
Nombre
N de
muest
ras
Numero de
cedula
Coordenadas
Paute
El Cabo
Belén bajo
Gloria Esperanza landi
Condo
2
0101315430
X:747247
Y:9685179
Altura: 2345m
Paute
El Cabo
Bellavista
Sara Yanza
1
0105130934
Paute
El Cabo
Lumapamba
Carmen llivigañay.
1
0103181897
Paute
El Cabo
La Estancia
Ruth Yanza
1
0106375215
X:747038
Y:9685559
Altura: 2544m
X:745542
Y:9683958
Altura: 2257m
X:745941
Y:9683903
Altura: 2268m
78
Pablo Xavier Rocano Landi
UNIVERSIDAD DE CUENCA
Cantón
Parroquia
Sector
Nombre
Numero de
cedula
Coordenadas
Luis Joel Castro
N de
muest
ras
6
Paute
Tomebamba
Santul
0101455400
Santul
Carolina Gómez
5
0102997921
Tomebamba
Naste
Gabriel Yumbla
4
0104428196
Paute
Tomebamba
Naste alto
Diego Valdez
5
0301717070
Paute
Tomebamba
Naste alto
María Sánchez
2
0104264791
Paute
Tomebamba
Guagal
Cesar Gutiérrez
2
0100262856
X:759603
Y:9698988
Altura: 2521m
X:759548
Y:9697687
Altura: 2320m
X:758528
Y:9697802
Altura: 2475m
X:758611
Y:9698104
Altura: 2534m
X:758617
Y:9698187
Altura: 2565m
X:756971
Y:9695580
Altura: 2291m
Paute
Tomebamba
Paute
Cantón
Parroquia
Sector
Nombre
Numero de
cedula
Coordenadas
Paute
Dug Dug
Centro
Amable Segarra
N de
muest
ras
3
0105528327
X:753341
Y:9696950
Altura: 2450m
Paute
Dug Dug
Centro
Rosa Cobos
2
0104432528
Paute
Dug Dug
Pallín
María Amada
Guillermo
4
0101601649
Paute
Dug Dug
Pallín
Carlos Chiriboga
4
0100252612
Paute
Dug Dug
Rodeo
Rosa Amelia Barrera
4
0103024659
Paute
Dug Dug
Centro
Ángel Segarra
7
0102571650
X:753356
Y:9696851
Altura: 2420m
X:753764
Y:9696647
Altura: 2558m
X:753876
Y:9696567
Altura: 2534m
X:754550
Y:9696613
Altura: 2695m
X:753296
Y:9696254
Altura: 2348m
79
Pablo Xavier Rocano Landi
UNIVERSIDAD DE CUENCA
Cantón
Parroquia
Sector
Nombre
Numero de
cedula
Coordenadas
Florentina Calderón
N de
muest
ras
1
Paute
Bulan
Guayan
0100345720
X:747615
Y:9695962
Altura: 2340m
Paute
Bulan
Cruz huayco
Blanca Barrera
3
0102253216
Bulan
Cruz huayco
Mariela Rojas
2
0105532248
Paute
Bulan
Padre Hurco
Ana Orellana
2
0106918014
Paute
Bulan
Padre Hurco
Dora Morocho
2
0102830261
Paute
Bulan
Padre Hurco
Víctor León
2
0101512106
X:747526
Y:9697965
Altura: 2500m
X:747518
Y:9697988
Altura: 2493m
X:747709
Y:9699562
Altura: 2567m
X:747732
Y:9696613
Altura: 2571m
X:747718
Y:9699666
Altura: 2560m
Paute
Cantón
Parroquia
Sector
Nombre
Numero de
cedula
Coordenadas
Paute
Bulan
Padre Hurco
Tito Calle
N de
muest
ras
9
0102600392
X:747711
Y:9698838
Altura: 2502m
Paute
Bulan
Centro
Viviana Segarra
4
0100253269
Paute
Bulan
Centro
Margarita León
3
0109532147
Paute
Bulan
Centro
Luis Zhicay
4
0104352347
X:746904
Y:9697433
Altura: 2475m
X:747167
Y:9697433
Altura: 2495m
X:747694
Y:9699185
Altura: 2528m
80
Pablo Xavier Rocano Landi
UNIVERSIDAD DE CUENCA
Cantón
Parroquia
Sector
Nombre
Numero de
cedula
Coordenadas
María Fernández
N de
muest
ras
6
Paute
Paute
Huacas
0107044356
Huacas
Mariana Acebedo
2
0103197208
Paute
Huacas
Laura Fajardo
2
0103335675
Paute
Paute
Zhumir Alto
María Pauta
2
0105532148
Paute
Paute
Zhumir Alto
María Llivisupa
2
0100830199
Paute
Paute
Plaza pamba
José Orellana
4
0105890206
X:746667
Y:9689325
Altura: 2277m
X:746791
Y:9689287
Altura: 2259m
X:746663
Y:9689672
Altura: 2402m
X:746752
Y:9689678
Altura: 2416m
X:746696
Y:9689680
Altura: 2412m
X:748953
Y:9693056
Altura: 2287m
Paute
Paute
Paute
Cantón
Parroquia
Sector
Nombre
Paute
Paute
Plaza pamba
Paute
Paute
Paute
Numero de
cedula
Coordenadas
Inés Cachisaca
N de
muest
ras
2
0102444775
X:748942
Y:9693050
Altura: 2288m
Plaza pamba
Carlos Orellana
2
0102234566
Paute
Cachi yacu
Enrique Barahona
5
0102974995
Paute
Paute
Tutucan
Rosa Yanza
2
0101051258
Paute
Paute
Tutucan
Silvia Yanza
1
0105121172
X:748955
Y:9693256
Altura: 2321m
X:747785
Y:9694733
Altura: 2296m
X:749667
Y:9692466
Altura: 2221m
X:749667
Y:9692466
Altura: 2221m
81
Pablo Xavier Rocano Landi
UNIVERSIDAD DE CUENCA
Cantón
Parroquia
Sector
Nombre
Numero de
cedula
Coordenadas
Néstor torres
N de
muest
ras
3
Paute
Chican
Centro
0140012258
X:748637
Y:9687895
Altura: 2397m
Paute
Chican
Cristo del Consuelo
Lourdes Cajamarca
2
0100509068
Chican
Centro
Miriam Sarmiento
2
0301910469
Paute
Chican
La Florida
Leónidas Cajas
4
0102517125
Paute
Chican
Uzhupud
ITSAS
5
0000000000
X:748737
Y:9688057
Altura: 2395m
X:748853
Y:9688042
Altura: 2420m
X:749050
Y:9687810
Altura: 2444m
X:748356
Y:9686460
Altura: 2219m
Paute
Cantón
Parroquia
Sector
Nombre
N de
muest
ras
Numero de
cedula
Coordenadas
Paute
San Cristóbal
Huisho
María Yanza
1
0103058533
X:738941
Y:9686420
Altura: 2590m
Paute
San Cristóbal
Guachun
Blanca Campoverde
1
0102892635
Paute
San Cristóbal
Guachun
Gloria Sarmiento
2
0106674138
Paute
San Cristóbal
Guachun
Víctor Patiño
3
0103759668
Paute
San Cristóbal
Centro
Piedad Illizaca
2
0100283612
Paute
San Cristóbal
Centro
María Muy
2
0101030260
X:737204
Y:9687458
Altura: 2491m
X:737135
Y:9687247
Altura: 2480m
X:737154
Y:9687328
Altura: 2487m
X:739126
Y:9687337
Altura: 2752m
X:739198
Y:9687320
Altura: 2753m
82
Pablo Xavier Rocano Landi
UNIVERSIDAD DE CUENCA
ANEXO 8. Resultados de laboratorio para la prueba ELSA Ac.
83
Pablo Xavier Rocano Landi
UNIVERSIDAD DE CUENCA
84
Pablo Xavier Rocano Landi
UNIVERSIDAD DE CUENCA
85
Pablo Xavier Rocano Landi
UNIVERSIDAD DE CUENCA
86
Pablo Xavier Rocano Landi
UNIVERSIDAD DE CUENCA
87
Pablo Xavier Rocano Landi
UNIVERSIDAD DE CUENCA
88
Pablo Xavier Rocano Landi
UNIVERSIDAD DE CUENCA
89
Pablo Xavier Rocano Landi
UNIVERSIDAD DE CUENCA
90
Pablo Xavier Rocano Landi
UNIVERSIDAD DE CUENCA
91
Pablo Xavier Rocano Landi
UNIVERSIDAD DE CUENCA
92
Pablo Xavier Rocano Landi
UNIVERSIDAD DE CUENCA
93
Pablo Xavier Rocano Landi
UNIVERSIDAD DE CUENCA
94
Pablo Xavier Rocano Landi
UNIVERSIDAD DE CUENCA
Anexo. 9. Resultados de laboratorio para la prueba ELISA Ag.
95
Pablo Xavier Rocano Landi
UNIVERSIDAD DE CUENCA
96
Pablo Xavier Rocano Landi
UNIVERSIDAD DE CUENCA
97
Pablo Xavier Rocano Landi
UNIVERSIDAD DE CUENCA
Anexo 10.
Matriz de conceptualización y operacionalización de las variables “Prevalencia de Peste Porcina Clásica en el Cantón Paute Provincia del Azuay, mediante las pruebas de ELISA Ac y
ELISA Ag”
Variables
Tipo de
variables
Escala de
medición de
la variable
Definición
operacional de
las variables
Dimensiones
Indicadores
Valor final
Y1
Prevalencia
Cuantitativa
Intervalo
Población que
presenta
anticuerpos
Animales
infectados
# de casos positivos
Calculo
prevalencia
X1
Lugar
Cualitativa
Nominal
Parroquias
Paute
Animales del hato
porcino
8 parroquias
Paute
X2
Diagnóstico
Cualitativa
Ordinal
dicotómica
Análisis
para
determinar
tendencias
Animales
valorados
de
X3
Edad
Cuantitativa
Razón
Tiempo a partir
del nacimiento
Enfermedad que
puede afectar en
cualquier periodo
de vida del animal
X4
Sexo
Cualitativa
Nominal
Especie
reproductiva
Animales del hato
Técnicas e
instrumentos
Técnica:
Estadística
Instrumentos:
Documentos
Tesista y grupo
de apoyo
Características
del hato
Técnica:
Entrevista
Instrumentos:
Registros
Propietario
Clínico
y
de
laboratorio: Análisis
ELISA Ac como
prueba tamiz
y
ELISA Ag como
prueba confirmatoria
Positivos,
negativos
Ag
Técnica:
Experimentos
Instrumentos:
Registros/
Epidemiologia
Veterinario
suero
sanguíneo
# de cerdos por
edad:
(2 a 6 meses)
(7 a 12 meses)
(> 13 meses)
Machos y hembras
Afectados
Técnica:
Observación
Instrumentos:
Registros/
Epidemiologia
Técnica:
Encuestas
Instrumentos:
Registros
Propietario
de
Buen
rendimiento
de
Fuente
Ac,
y
Propietario
98
Pablo Xavier Rocano Landi