evaluación del - Universidad Central del Ecuador

UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR
FACULTAD DE ODONTOLOGÍA
UNIDAD DE INVESTIGACIÓN, TITULACIÓN Y GRADUACIÓN
“EVALUACIÓN DEL GRADO DE CONTAMINACIÓN MICROBIANA CON
STREPTOCOCCUS MUTANS Y STREPTOCOCCUS SANGUIS EN FRESAS DE
DIAMANTE, POSTERIOR A LA PREPARACIÓN CAVITARIA CLASE I SEGÚN
BLACK, PREVIAMENTE AUTOCLAVADAS”
Trabajo de Investigación como Requisito previo a la Obtención del Grado
Académico de Odontóloga
AUTOR:
LILIANA ALEXANDRA RUBIO CARRILLO
TUTOR:
DR. JUAN ALBERTO VITERI MOYA
QUITO, JULIO- 2015
I
DEDICATORIA
Con amor y cariño les dedico a mis padres todo mi esfuerzo, sacrificio y trabajo puesto
para la realización de esta tesis, por apoyarme incondicionalmente en todo momento, por los
valores que me han inculcado día a día y por haberme dado la oportunidad de tener una
excelente educación en el transcurso de mi vida. Sobre todo por ser un pilar fundamental de
unión familiar y ejemplo a seguir en el desarrollo profesional.
I
AGRADECIMIENTO
A Dios por ser mi camino, mí fortaleza y mí luz en los momentos de debilidad, por
brindarme una vida llena de aprendizajes y por haberme guiado en todo este largo caminar.
Agradezco la confianza, el apoyo y la dedicación de tiempo de mi tutor Dr. Juan Viteri por
haber compartido sus conocimientos y sobre todo su amistad.
De igual manera agradecer infinitamente a todas las personas que participaron e hicieron
posible este proyecto; principalmente a los señores Dr. César Benalcázar y Dr. Roberto
Cando, quienes me brindaron su apoyo, tiempo, paciencia, consejos y enseñanzas; por su
rectitud en su labor profesional. Sin ustedes no hubiese sido posible el presente trabajo.
Finalmente un eterno agradecimiento al CENTRO MÉDICO MARTHA BUCARAM DE
ROLDOS, institución que abrió sus puertas para la realización de este estudio, por las
facilidades que fueron otorgadas en él y por darme la oportunidad de crecer profesionalmente.
II
III
IV
V
TABLA DE CONTENIDO
DEDICATORIA..................................................................................................................I
AGRADECIMIENTO....................................................................................................... II
RESUMEN ....................................................................................................................XIV
INTRODUCCIÓN.............................................................................................................. 1
CAPITULO 1........................................................................................................................ 3
1. EL PROBLEMA............................................................................................................. 3
1.1 Planteamiento del Problema ..................................................................................... 3
1.2 Justificación .............................................................................................................. 5
1.3 Hipótesis ................................................................................................................... 6
1.4 OBJETIVOS ................................................................................................................. 7
1.4.1 Objetivo General.................................................................................................... 7
1.4.2 Objetivos Específicos ............................................................................................ 7
CAPITULO 2........................................................................................................................ 8
2. MARCO TEÓRICO........................................................................................................ 8
2.1 Contaminación en el Área Odontológica.................................................................. 8
2.2. Precauciones Universales ........................................................................................ 8
2.3 Métodos de transmisión de microorganismos .......................................................... 9
2.4 Método adecuado para la eliminación de microorganismos................................... 10
2.5 Higiene del Instrumental......................................................................................... 12
2.5.1. Limpieza manual ......................................................................................... 13
2.5.2 Desinfección ................................................................................................. 14
VI
2.5.2.1 Desinfectantes ........................................................................................... 14
2.5.2.2 Tipos de Desinfectantes ............................................................................ 16
2.5.3. Secado y Empaquetado ............................................................................... 18
2.5.4. Esterilización............................................................................................... 18
2.5.4.1. Esterilización por calor seco................................................................ 19
2.5.4.2. Esterilización por Calor Húmedo ......................................................... 21
2.5.5. Conservación............................................................................................... 23
2.6 Fresas Dentales....................................................................................................... 25
2.6.1 Materiales de las Fresas ................................................................................... 26
2.6.1.1 Fresa de Diamante.................................................................................... 26
2.6.2. Velocidad de rotación ..................................................................................... 27
2.6.3 Preparación cavitaria de la lesión cariosa ....................................................... 28
2.6.4.1 Preparación biomecánica convencional de remoción de caries dental ..... 30
2.6.4.2 Preparación biomecánica mínimamente invasiva. .................................. 31
2.7 Origen y desarrollo de la microbiología en la cavidad oral.................................... 33
2.7.1 Estreptococus viridans ...................................................................................... 33
2.7.2 Streptococcus mutans ......................................................................................... 34
2.7.2.1 Factores de virulencia del Streptococcus mutans...................................... 36
2.7.3 Streptococcus sanguis ........................................................................................ 38
2.8 API 20 STREP ........................................................................................................ 41
CAPITULO III................................................................................................................... 43
3. MÉTODOLOGÍA .............................................................................................................. 43
3.1 Determinación del método ..................................................................................... 43
VII
3.3 Muestra ................................................................................................................... 44
3.3.1 Grupos de estudio ................................................................................................ 45
3.4 Criterios de Inclusión.............................................................................................. 46
3.5 Criterios de Exclusión............................................................................................. 46
3.6 Operacionalización de las Variables..................................................................... 47
3.7. Materiales y Métodos............................................................................................. 48
3.7.2 Procedimiento...................................................................................................
CAPITULO IV ................................................................................................................... 61
4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN................................................................................... 61
4.1 RESULTADOS DE LA ENCUESTA A ESTUDIANTES........................................................... 61
4.2 RESULTADOS DEL ANÁLISIS MICROBIOLÓGICO........................................... 66
4.3 DISCUSIÓN................................................................................................................ 80
CAPITULO V..................................................................................................................... 84
5. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES............................................................ 84
5.1 Conclusiones........................................................................................................... 84
5.2 Recomendaciones. .................................................................................................. 86
BIBLIOGRAFÍA................................................................................................................ 87
ANEXOS ............................................................................................................................. 95
VIII
ÍNDICE DE GRÁFICOS
Gráfica 1: Uso de instrumental manual para la remoción de caries. ........................................ 61
Gráfica 2: Uso de instrumental rotatorio para la remoción de caries ...................................... 62
Gráfica 3: Empleo de fresas de diamante como instrumentos importantes para la remoción de
caries dental....................................................................................................................... 63
Gráfica 4: Empleo de fresas de diamantes en forma redonda .................................................. 64
Gráfica 5: Empleo de fresas de diamantes en forma de pera.................................................... 65
Gráfica 6: Presencia de Streptococcus mutans en fresas de diamante. .................................... 67
Gráfica 7: Presencia de S. mutans en fresas de diamante en relación al sexo del paciente del
cual proviene la fresa. ....................................................................................................... 69
Gráfica 8: Presencia de Streptococcus mutans en fresas de diamante en relación de la edad del
paciente del cual proviene la fresa. ................................................................................... 71
Gráfica 9: Presencia de Streptococcus mutans en fresas de diamante en relación al hábito de
higiene oral del paciente del cual proviene la fresa. ......................................................... 73
Gráfica 10: Presencia de Streptococcus mutans en fresas de diamante en relación a la razón
por la que asiste al odontólogo del paciente del cual proviene la fresa. ........................... 75
Gráfica 11: Presencia de Streptococcus mutans en fresas de diamante en relación a hábito de
consumo de alcohol del paciente del cual proviene la fresa. ............................................ 77
Gráfica 12: Presencia de Streptococcus mutans en fresas de diamante en relación a hábito
fumar del paciente del cual proviene la fresa.................................................................... 79
IX
ÍNDICE DE TABLAS
Tabla 1. Aislamiento e identificación de estreptococos............................................................ 42
Tabla 2. Codificación de acuerdo al grupo de estudio.............................................................. 45
Tabla 3.Operacionalizaciónde las Variables............................................................................ 47
Tabla 4: Uso de instrumental manual para la remoción de caries ............................................ 61
Tabla 5: Uso de instrumental rotatorio para la remoción de caries ......................................... 62
Tabla 6: Empleo de fresas de diamante como instrumentos importantes para la remoción de
caries dental. ...................................................................................................................... 63
Tabla 7: Empleo de fresas de diamantes en forma redonda...................................................... 64
Tabla 8: Empleo de fresas de diamantes en forma de pera....................................................... 65
Tabla 9: Presencia de Streptococcus mutans. .......................................................................... 66
Tabla 10: Presencia de Streptococcus mutans en fresas de diamante en relación al sexo del
paciente del cual proviene la fresa.................................................................................... 68
Tabla 11: Resultados de la prueba de Chi cuadrado para la relación de presencia de
Streptococcus mutans por género del paciente intervenido............................................... 68
Tabla 12: Presencia de Streptococcus mutans en fresas de diamante en relación de la edad del
paciente del cual proviene la fresa..................................................................................... 70
Tabla 13: Resultados de la prueba de Chi cuadrado para la relación de presencia de
Streptococcus mutans por edad del paciente intervenido.................................................. 70
Tabla 14: Presencia de Streptococcus mutans en fresas de diamante en relación al hábito de
higiene oral del paciente del cual proviene la fresa........................................................... 72
X
Tabla 15: Resultados de la prueba de Chi cuadrado para la relación de presencia de
Streptococcus mutans por hábito de higiene oral del paciente intervenido. ..................... 72
Tabla 16: Presencia de Streptococcus mutans en fresas de diamante en relación a la razón por
la que asiste al odontólogo del paciente del cual proviene la fresa................................... 74
Tabla 17: Resultados de la prueba de Chi cuadrado para la relación de presencia de
Streptococcus mutans en relación a la razón por la que el paciente intervenido asiste al
odontólogo......................................................................................................................... 74
Tabla 18. Presencia de Streptococcus mutans en fresas de diamante en relación al hábito de
consumo de alcohol del paciente del cual proviene la fresa. ............................................ 76
Tabla 19. Resultados de la prueba de Chi cuadrado para la relación de presencia de
Streptococcus mutans por hábito de ingesta de bebidas alcohólicas del paciente
intervenido......................................................................................................................... 76
Tabla 20. Presencia de Streptococcus mutans en fresas de diamante en relación a hábito
fumar del paciente del cual proviene la fresa.................................................................... 78
Tabla 21. Resultados de la prueba de Chi cuadrado para la relación de presencia de
Streptococcus mutans por tipo de fresa y hábito fumar del paciente intervenido............. 78
XI
ÍNDICE DE FIGURAS
Figura 1. Partes de la fresa dental. ........................................................................................... 25
Figura 2.A: Agar Mitis salivarium; B: Telurito de potasio 1%; C: API 20 Strep A V7.0. ...... 48
Figura 3.A: Tubos con tioglicolato; B: Autoclave; C: Fresas autoclavadas; D: Materiales
usados en la investigación. ................................................................................................ 49
Figura 4.Api 20 Strep (BIOMERIEUX) .................................................................................. 50
Figura 5. A: Agar Mitis Salivarium deshidratado; B: Porción de agar pesado 90 g; C:
Disolución de los componentes del medio de cultivo en agua destilada; D: Esterilización
del medio de cultivo. ......................................................................................................... 52
Figura 6. A: Incorporación al medio de cultivo Agar Mitis Salivarium de 1 ml de Telurito de
Potasio al 1 %; B: Dispensación en cajas monopetri; C: Cabina de seguridad biológica; D:
Medios de cultivo. ............................................................................................................. 53
Figura 7. A: Materiales para la toma de muestras; B: Caries de fosas y fisuras; C y D: Toma
de muestras; E: Caldo de tioglicolato; F: Colocación de la muestra en tioglicolato. ........ 54
Figura 8. A: Cabina de seguridad biológica; B: Codificación en medios de cultivos; C:
Siembra; D: Incubación. .................................................................................................... 55
Figura 9. A: Interpretación de los cultivos; B: Muestra recogida para tinción Gram; C:
Tinción Gram; D: Prueba de catalasa. ............................................................................... 56
Figura 10. A: Preparación del inóculo y galería; B: Cámara de incubación; C: Distribución
de agua destilada en alvéolos de la cámara de incubación. ............................................... 57
XII
Figura 11. A: Inoculación de la suspensión; B: Inoculación ampolla Api Suspension Medium;
C: Aceite de parafina......................................................................................................... 58
Figura 12.A: Incubación de la galería API por 4 horas y colocación de reactivos; B: Primera
lectura de la galería; C: Incubación de la galería por 24 horas; D: Lectura e interpretación.
........................................................................................................................................... 59
Figura 13. Figura 13. A: Hoja de resultados; B: Perfil numérico; C: Software de identificación
apiweb TM. ......................................................................................................................... 60
Figura 14. Bioseguridad en la eliminación de residuos especiales......................................... 60
XIII
UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR
FACULTAD DE ODONTOLOGÍA
Evaluación del grado de contaminación microbiana con Streptococcus mutans y
Streptococcus sanguis en fresas de diamante, posterior a la preparación cavitaria clase I según
Black, previamente autoclavadas.
Presentado por: Liliana Alexandra Rubio Carrillo
Tutor: Dr. Juan Alberto Viteri Moya
2015
RESUMEN
Este estudio
comparativo, experimental y observacional se realizó con el objetivo de
determinar el grado de contaminación con Streptococcus mutans y Streptococcus sanguis
mediante el software de identificación API 20 STREP V7.0 en fresas diamantadas, posterior
a la preparación cavitaria clase I según Black, empleadas en el área clínica de odontología
del centro médico Martha Bucaram de Roldós; la muestra a ser analizada fue de 96 unidades
muestrales, en las cuales se realizó el análisis microbiológico. En base a los resultados
obtenidos en este estudio se puede concluir que la contaminación microbiana en fresas de
diamante identificada mediante el uso de API 20 STREP V7.0 determinó la presencia de
S.mutans al producir mayor cantidad de reacciones bioquímicas que cuenta la galería
empleada; en cuanto al S. sanguis no se identificó su presencia en el estudio microbiológico
de toda la muestra estudiada del área clínica de odontología
del centro médico ya
mencionado.
PALABRAS CLAVE: FRESAS DENTALES, ESTERILIZACIÓN, STREPTOCOCCUS
MUTANS, STREPTOCOCCUS SANGUIS.
XIV
UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR
SCHOOL OF DENTISTRY
Assessment of the extent of microbial contamination with Streptococcus mutans y
Streptococcus sanguis of diamond bits, after preparing cavities class I pursuant to Black,
previously submitted to autoclave.
Author: Liliana Alexandra Rubio Carrillo
Tutor: Dr. Juan Alberto Viteri Moya
2015
ABSTRACT
The current comparative experimental and observational study was conducted in order to
determine extent of contamination with Streptococcus mutans y Streptococcus sanguis by
using identification software API 20 STREP V7.0 in diamond bits, after preparing cavities
class I pursuant to Black, used in the dentistry clinical area in the medical center Martha
Bucaram de Roldòs. The sample to be analyzed was composed by 96 units, on which
microbiologic analysis was made. Based on results obtained in the current study, it was
concluded that microbial contamination in diamond bits, identified through API 20 STREP
V7.0 detected the exixtence of S. mutans, when a high amount of biochemical reactions
occurred among those available by the used gallery; regarding S. sanguis no unit was found in
the microbiologic study of the entire samplestudied in the destistry clinical area of referred the
medical center.
KEYWORDS: DENTAL BITS,
STREPTOCOCCUS SANGUIS
STERILIZATION,
XV
STREPTOCOCCUS
MUTANS
Y
INTRODUCCIÓN
En odontología se busca brindar un ambiente de trabajo seguro, para el paciente, el
odontólogo y el personal auxiliar; para lograr tal objetivo se implementaron distintas normas
de bioseguridad, que comprenden métodos biológicos, físicos, químicos y mecánicos ante
los diferentes riesgos generados por agentes microbiológicos.
La bioseguridad ha sido definida como el conjunto de prácticas, actitudes y procedimientos
que reducirán la probabilidad de introducción de agentes patógenos y la subsiguiente
propagación de un sitio a otro, orientada a impedir la contaminación por microorganismos
hacia el personal de salud y el paciente (Lotz,1997).
Según Barrancos & Barrancos (2006) la odontología es considerada una profesión de alto
riesgo por las actividades que realizamos durante la consulta odontológica. Constituye una
obligación ética y moral el cuidar a todo aquel que acude para recibir tratamiento a sus
dolencias en su salud bucodental, respetando la integridad de los ambientes de trabajo en
relación con su salud general.
En la actualidad todas las especialidades sanitarias en las que se produce contacto con
mucosas, o fluidos corporales contaminados con sangre, están sometidas a regulación con
métodos estandarizados de protección de barrera del personal, del equipo, esterilización de
los instrumentos y métodos para evitar el contacto con diversas superficies (Robenson, 2007).
1
Sin embargo; las distintas interacciones ecológicas que se originan en la cavidad bucal, son
las que establecen las características de la totalidad de su microbiota, existen diversos nichos
ecológicos, está
flora bucal
es de tipo mixto, con asociación de gérmenes aerobios y
anaerobios, los primeros microorganismos en instalarse en cavidad bucal y los más numerosos
son los Streptococcus. Las bacterias se adhieren a la superficie dental en forma permanente
y a través de diferentes polímeros de origen bacteriano como dextranos y levanos que
posibilitan su fijación y adhesión al esmalte dental.
Predominan diferentes especies de
Streptococcus como S. mutans y S. sanguis que se hallan en la placa dentaria formando la
biopelícula (Negroni, 2009).
Las bacterias presentes en la placa dental participan en la formación de lesiones cariosas
facilitando contaminar los instrumentos, se cree conveniente aportar con una investigación
en donde se pretende evaluar el grado de contaminación microbiana con Streptococcus mutans
y Streptococcus sanguis.
2
CAPITULO 1
1. EL PROBLEMA
1.1 Planteamiento del Problema
La cavidad bucal presenta una de las más variadas y concentradas poblaciones microbianas
del organismo. Las características de la cavidad bucal como la temperatura, humedad,
nutrientes y el contacto con diversos agentes o sustancias externas, hacen de ella un sitio ideal
para la supervivencia bacteriana. Cada microambiente dentro de la boca y en superficies
dentarias bien definidas hospeda su propia flora única; principalmente los Streptococcus están
implicados en la colonización de superficies duras y blandas.
Por este motivo, se han
desarrollado y perfeccionado diversas técnicas de identificación, en su intento de conocer
mejor su hábitat (Liébana , 1995).
De la gran cantidad de bacterias que se hallan en la cavidad bucal, los microorganismos
pertenecientes al género Streptococcus, básicamente las especies mutans, sanguis, sobrinus y
cricetus, han sido asociados a la caries dental. La presencia de bacterias en la cavidad bucal
expone a un alto grado de contaminación, por esta razón cualquier elemento que esté en
contacto con la cavidad bucal del paciente debe ser considerado como instrumental
contaminado (Nastri & Molgatini, 2003)
Durante los últimos años habido grandes cambios en el manejo de protocolos de
bioseguridad en el instrumental dental, debido a las preocupaciones crecientes sobre la
transferencia de agentes infecciosos de unos pacientes a otros. Para entender el problema de
la contaminación microbiana a la que se enfrenta la odontología, es preciso observar el
3
entorno del tratamiento dental.
Así, la instrumentación rotatoria puede exponer a
microorganismos siendo capaces de causar enfermedad, pudiendo transmitirse a través de
diversas rutas. Por esta razón, esta investigación pretende evaluar la presencia o no de
Streptococcus mutans y Streptococcus sanguis en las fresas de diamante ya que implica el
contacto con una gran variedad de microorganismos responsables de la contaminación.
4
1.2 Justificación
En la última década el estudio de la microbiología en cavidad bucal, ha tomado importancia
extraordinaria. Los microoorganismos que contaminan los instrumentos de uso diario, son la
principal causa de los problemas infecciosos en la práctica de la Odontología. Es por ello que,
esta investigación se enfoca en revisar la poca bibliografía y estudios sobre el manejo
adecuado del instrumental rotatorio como las fresas de diamante, ante la exposición de
distintos agentes microbianos implicados en la contaminación de instrumental de uso diario,
en vista de no contar con suficiente información sobre el nivel de contaminación existente en
ésta, ni tampoco la posibilidad de tenerla, es por eso, la importancia de contar con datos que
demuestren la existencia o no de la contaminación presumida.
La ejecución de actividades clínicas en la práctica odontológica debe estar regulada por
métodos, técnicas y procedimientos de bioseguridad, que tiendan a optimizar el tratamiento de
los pacientes en los consultorios odontológicos. Esto implica mejorar la calidad en la atención
clínica en beneficio del paciente y del profesional. Permitiendo brindar una atención segura,
saludable y eficiente.
5
1.3 Hipótesis
La contaminación bacteriana afecta notablemente a las fresas de diamante después de
su uso en el acto operatorio, exponiendo
a una flora rica y compleja de
microorganismos, principalmente las bacterias asociadas a caries dental.
6
1.4 OBJETIVOS
1.4.1 Objetivo General
Determinar el grado de contaminación con Streptococcus mutans y Streptococcus sanguis
mediante el software de identificación API 20 STREP V7.0 en fresas diamantadas, posterior
a la preparación cavitaria clase I según Black, empleadas en el área clínica de odontología
del centro médico Martha Bucaram de Roldós.
1.4.2 Objetivos Específicos
1. Identificar al Streptococcus mutans y Streptococcus sanguis como agentes bacterianos
contaminantes a través de un análisis microbiológico.
2. Conocer nuevos métodos, técnicas para
identificar Streptococcus mutans y
Streptococcus sanguis.
3. Fundamentar la presencia o ausencia de microorganismos en las muestras tomadas del
departamento clínico de odontología del centro médico.
4. Analizar si existen otros factores (edad, género, higiene oral y hábitos) que puedan
haber influenciado la presencia de agentes contaminantes.
5. Establecer la importancia de cumplir los parámetros para realizar una correcta
desinfección y esterilización del instrumental odontológico.
7
CAPITULO 2
2. MARCO TEÓRICO
2.1 Contaminación en el Área Odontológica
Se ha determinado que en los consultorios odontológicos se puede adquirir o diseminar con
relativa facilidad los microrganismos, debemos tener siempre presente que las normas de
bioseguridad redundan en beneficio de los profesionales de la salud, el personal como de los
pacientes (Barrancos & Barrancos, 2006).
Cuando hablamos de contaminación nos referimos a la transferencia de agentes
potencialmente patógenos de una persona a otra que puede darse a través de un objeto,
material, equipo o instrumento que se encuentra contaminado. Para entender el problema de
contaminación microbiana a la que se enfrenta la odontología, es necesario examinar el
entorno del tratamiento dental (Robenson, 2007).
2.2. Precauciones Universales
Las precauciones universales son una pauta de asistencia previsible en la práctica de la
odontología, es un conjunto de técnicas y procedimientos destinados a proteger la salud y la
seguridad del personal, de los pacientes y de la comunidad; debe aplicarse a todos los
pacientes independientemente de su diagnóstico, a fin de minimizar el riesgo de transmisión
de cualquier tipo de microorganismo, del paciente al trabajador de la salud y viceversa, es por
ello que todos los pacientes son considerados potencialmente infecciosos (González, 2008).
8
Según Higashida (2009), las precauciones universales se basan en los siguientes puntos:
1. Lavado de las manos
2. Barreras protectoras
3. Manejo de instrumental cortopunzante
4. Limpieza, desinfección y esterilización de instrumental recuperable
5. Aseo de superficies contaminadas
6. Recolección de residuos contaminados
7. Recolección y esterilización de ropa contaminada
8. Vacunación contra la hepatitis B
2.3 Métodos de transmisión de microorganismos
Dado que los microoorganismos se encuentran en todas partes, su contacto con los seres
humanos es inevitable; sin embargo, las formas de contacto presentan amplias variaciones. El
tipo de población microbiana a la que se expone una persona y el mecanismo de exposición
son consecuencia directa de las actividades clínicas realizadas durante la cita odontológica.
Ciertas actividades implican diferentes riesgos de contacto para el paciente, el operador y
personal auxiliar. Los mecanismos de transmisión de estos agentes microbianos en la práctica
profesional son por contacto directo, indirecto y por medio de salpicaduras (Bailey & Scott,
2009).
Por contacto directo
La transmisión de microorganismos por contacto directo se puede producir al tocar los
tejidos de la boca del paciente con las manos sin guantes, posibilitando a los microorganismos
9
a permanecer o penetrar a través de pequeñas soluciones de continuidad o cortes de la piel. La
contaminación directa se produce cuando hay contacto directo con sangre y otros fluidos
corporales (Robenson, 2007).
Por contacto indirecto
Es la transferencia de un agente infeccioso a un individuo susceptible a través de vehículos
de transmisión; es decir, cualquier objeto inerte que participe en el proceso de transmisión de
una infección tales como objetos cortopunzantes, fresas dentales, preparación inadecuada del
instrumental, turbina, micromotor o superficies contaminadas y el posterior contacto con ellos
(Nastri & Molgatini, 2003).
A través de salpicaduras o aerosoles
La turbina de alta velocidad crea contaminantes transmitidos por el aire, a partir de
bacterias residentes en el sistema de aerosol de agua de la unidad dental y los contaminantes
bacterianos de la saliva, los tejidos, la sangre, la placa y los finos residuos al fresar dientes
cariados. Las primeras salpicaduras se sedimentan rápidamente y pueden contaminar las
superficies próximas al área de trabajo o alcanzar la piel, los ojos, la nariz y la boca del
personal. Los aerosoles suelen ser invisibles y pueden inhalarse o permanecer suspendidos en
el aire durante algún tiempo (Robenson, 2007).
2.4 Método adecuado para la eliminación de microorganismos
En la atención odontológica continua, se utiliza numerosos equipos e instrumental que
toman contacto con el paciente. El método adecuado de eliminación de bacterias se tomará
10
directamente en relación con el riesgo potencial de producir infección en el paciente. Sin
embargo; es importante elegir el método adecuado para la eliminación de microorganismos,
considerando el tipo de material del que está fabricado el instrumental, siendo necesario
conocer en profundad las características de los distintos materiales, su cuidado,
mantenimiento, con el fin de utilizar adecuadamente, para evitar su deterioro y prolongar su
vida útil (González, 2008).
Antes de establecer que objetos deben esterilizarse y
cuales deben desinfectarse es
indispensable tener en cuenta la siguiente clasificación; objetos críticos, objetos semicríticos,
objetos no críticos (Higashida, 2009).
Material Crítico
El material crítico es considerado aquel que está en contacto con áreas estériles del
organismo, si estos materiales están
contaminados con un inoculo mínimo de
microorganismos representan un riesgo alto de infección, debido a que ciertas áreas donde
son utilizados no cuentan con sistemas de defensas para enfrentar la agresión de estos
microrganismos, o son medios de cultivo para su reproducción. Es decir, instrumental de
cirugía, endodoncia, periodoncia (González, 2008).
Según Higashida (2009) considerá como material crítico a todo el instrumental que penetra
tejidos blandos o duros de la boca, como el explorador, bisturí, fresas, fórceps en general
instrumental quirúrgicos y requieren obligatoriamente ser esterilizados.
11
Material Semicrítico
El material semicrítico incluye artículos expuestos a la saliva, sangre u otros fluidos; sin
embargo, no penetran las mucosas, pero alcanzan contacto con ellas. Estos materiales por lo
general son resistentes a infecciones por esporas bacterianas comunes pero susceptibles a las
formas vegetativas de las bacterias y virus.
Estos materiales deben estar libres de los
microorganismos antes mencionados y deben ser estériles. En caso de que la esterilización no
sea posible deben ser sometidos mínimamente a desinfección de alto nivel (González, 2008).
Material no Crítico
El material no crítico corresponde a instrumentos o dispositivos que pueden tener contacto
frecuente con los aerosoles o pulverizaciones generados en instrumentos o equipos durante el
tratamiento dental, tocados por el paciente o de las manos contaminadas del clínico o
auxiliar dental durante el tratamiento. Estos materiales toman solo contacto con la piel sana
por lo que el riesgo de producir infecciones es mínimo o inexistente. El material no crítico
requiere desinfección de nivel intermedio (Higashida, 2009).
2.5 Higiene del Instrumental
La higiene del instrumental
los instrumentos
es un conjunto de procedimientos cuyo objetivo es preparar
y materiales contaminados para su reutilización. El
procesado debe
realizarse cuidadosamente de modo de evitar que los agentes infecciosos puedan propagarse
al ambiente o al personal encargado de la recuperación por lo cual deberán llevarse a cabo lo
más próximo posible al área de trabajo. Consta de varios pasos que no ofrecen una dificultad
12
especial, pero que deben realizarse adecuadamente en forma constante y ordenada, para
asegurar el resultado deseado de proteger al paciente, al operador, al medio ambiente y de
minimizar el deterioro del instrumental (Nastri & Molgatini, 2003).
Las etapas respectivas a la higiene del instrumental se fundamentan en los principios de la
Bioseguridad; por tanto constituyen procesos relacionados a la limpieza, seguido de la
desinfección y por último la esterilización (González, 2008).
2.5.1. Limpieza manual
La limpieza es el primer paso para la descontaminación plena, siendo necesario limpiar
antes de desinfectar o esterilizar, este proceso consiste en disminuir la carga microbiana,
remover la materia orgánica e inorgánica y reducir el riesgo de contagio. El instrumental
contaminado debe ser sumergido durante 10 minutos, en un jabón desinfectante con
propiedades desincrustantes, utilizando un cepillo de cerdas gruesas consistentes; el operador
debe protegerse con gafas, guantes y ropa adecuada para evitar el contacto directo (Liébana ,
1995).
La vibración ultrasónica es un mecanismo eficiente para destruir microorganismos
inalcanzables para el cepillo, es una forma eficaz de eliminar detritus dentales de las fresas,
antes de colocarlas en la autoclave; la limpieza con ultrasonido es un proceso generado por
ondas de sonidos de alta frecuencia, durante este proceso se forman millones de diminutas
burbujas que implosionan liberando una enorme cantidad de energía y de ondas de choque.
Esta potente limpieza llega hasta los orificios más pequeños, inalcanzables en un proceso de
13
limpieza manual. La combinación de la energía con soluciones especialmente desarrolladas
hace que la limpieza por ultrasonidos sea el método más efectivo para la eliminación de
restos, tanto de gran tamaño como microscópicos. El ultrasonido es útil para desinfectar
instrumentos pequeños, fresas o limas de endodoncia (Moreno, 2012).
2.5.2 Desinfección
La desinfección es un proceso químico que mata o inactiva agentes patógenos en estado
vegetativo o no esporulante impidiendo su crecimiento; el objetivo de la desinfección es
desprender residuos de materia orgánica e inorgánica adherido al instrumento.
La
desinfección en odontología está indicada para instrumental semicrítico y no crítico, mediante
el uso de sustancias químicas llamadas desinfectantes, estas soluciones a veces pueden actuar
y servir como esterilizantes, según el tiempo de aplicación (Gay & Berini, 2004).
Aunque la desinfección da lugar a la reducción del número de microorganismos vivos,
generalmente no mata las esporas bacterianas. Un desinfectante eficaz reduce el número de
microorganismos a un nivel que no perjudica la salud. Ningún procedimiento de desinfección
puede dar resultados plenamente satisfactorios, a menos que a su aplicación le preceda una
limpieza completa (Ryan & Ray, 2011).
2.5.2.1 Desinfectantes
Los desinfectantes son considerados como agentes antimicrobianos, que se emplean sobre
objetos inanimados, porque
son
tóxicos celulares protoplasmáticos con capacidad para
destruir la materia viviente, ningún desinfectante tiene acción inmediata e instantánea, todos
necesitan un tiempo mínimo, para mayor efectividad de contacto (Nastri & Molgatini, 2003).
14
Los desinfectantes son bactericidas, bacteriostáticos, viricidas, esporicidas y fungicidas,
deben ser renovados en forma periódica, pues van perdiendo su poder germicida cuando se
les incorpora restos de materiales, sangre o saliva. La desinfección de fresas dentales se
realiza al colocarlas en una caja Petri o metálica con 4 o 5 pastillas de formalina durante 12 a
24 horas o sumergidas por 30 minutos en alcohol de 700 dentro de un recipiente cerrado,
logrando así la desinfección, luego se lavan o esterilizan a seco o en la autoclave envueltas
con papel metálico; no se las debe mantener en los llamados freseros, ya que no cumplen con
la cadena de asepsia, sino dentro de una solución desinfectante de efectividad comprobada de
alto nivel (Barrancos & Barrancos, 2006).
Los desinfectantes deben seleccionarse considerando la concentración y naturaleza de los
microorganismos que se desea eliminar, concentración del desinfectante, el material de las
superficies del instrumental que entran en contacto con el producto, tiempo de exposición y el
método de limpieza empleado. El uso continuo de ciertos desinfectantes químicos puede dar
lugar a la selección de microorganismos resistentes. Deberán usarse desinfectantes químicos
cuando no sea viable la aplicación de calor (Higashida, 2009).
Las propiedades que ha de reunir un desinfectante ideal son: amplio espectro
antimicrobiano, rápida acción microbicida, facilidad de uso, escasa capacidad para alterar el
instrumental, solubilidad en agua, estabilidad de la forma concentrada y diluida del producto,
toxicidad reducida para el hombre y costo bajo o moderado (Moreno, 2012).
15
2.5.2.2 Tipos de Desinfectantes
Los desinfectantes pueden clasificarse en 3 categorías según su potencia (Barrancos &
Barrancos, 2006).

De bajo nivel biocida
Es el procedimiento químico que trata de destruir la mayor parte de las formas vegetativas
bacterianas, pero no tienen efecto sobre virus, tal es el caso del virus de la hepatitis B o
gérmenes resistentes como las Mycobacterium, esporas bacterianas ni la mayor parte de
hongos. Estos desinfectantes de bajo nivel biocida se utilizan en superficies de contacto
clínico, en este grupo están los amonios cuaternarios que no es aceptado para uso en
instrumental por su bajo poder; el tiempo de contacto mínimo para una desinfección de bajo
nivel con estos desinfectantes es de 10 minutos (Barrancos & Barrancos, 2006).

De mediano nivel biocida
Los desinfectantes de nivel intermedio no eliminan necesariamente las esporas bacterianas,
pero inactivan bacterias vegetativas, incluido Mycobacterium tuberculosis. También son
eficaces contra los hongos y virus; sin embargo, pueden tener dificultades para inactivar
completamente algunos virus más resistentes, como virus no lipídicos o virus de pequeño
tamaño (Poliovirus, Coxsakievirus, Rinovirus). Algunos desinfectantes de nivel intermedio a
una concentración menor o con un menor tiempo de contacto pueden comportarse como
desinfectantes de bajo nivel, por lo tanto el tiempo de contacto mínimo para una desinfección
de nivel intermedio con estos desinfectantes es de 10 minutos (Barrancos & Barrancos, 2006).
16
Dentro de los desinfectantes de mediano nivel biocida constan los compuestos clorados; el
hipoclorito de sodio en solución al 0.5% actúa de manera eficaz para destruir el virus de la
hepatitis B, se usa en concentraciones al 1% para la desinfección de la escupidera durante
unos minutos; los alcoholes poseen una rápida acción bactericida, la concentración optima
será alcohol etílico al 70% y el alcohol isopropílico del 70 al 90%; los fenoles son
compuestos que destruyen la pared celular y precipitan las proteínas de las bacterias, son
muy eficientes en solución al 5 % (González, 2008).

De alto nivel biocida
Los desinfectantes de alto nivel biocida inactivan todas las formas vegetativas de los
microorganismos, pero no destruyen toda forma de vida microbiana, puesto que no eliminan
las endosporas bacterianas. Las sustancias consideradas de alto nivel biocida requieren un
tiempo de 20 minutos para ejercer una acción desinfectante. Pueden también destruir las
esporas bacterianas si el tiempo de contacto es suficientemente prolongado entre 6 y 10 horas,
según la sustancia desinfectante, comportándose entonces como esterilizantes químicos. Así
pues, el tiempo de contacto es la única variable que difiere entre esterilización y desinfección
de alto nivel cuando se utiliza alguno de estos desinfectantes como el glutaralhehído, el
orthophthaldehido, el peróxido de hidrógeno, el formaldehído y los productos basados en
ácido paracético (González, 2008).
El glutaraldehído alcalino al 2% es bactericida, fungicida y virucida en cortos períodos de
tiempo, pero necesita 6 horas de contacto para destruir las esporas bacterianas. Tiene una
acción moderada frente a micobacterias; el tiempo aconsejado para la desinfección de alto
17
nivel oscila entre 20 y 45 minutos, siendo el tiempo de inmersión más utilizado 30 min
(Moreno, 2012).
2.5.3. Secado y Empaquetado
El secado es el mejor método existente para evitar que la humedad favorezca a la acción
corrosiva del instrumental y disminuya su capacidad de corte. El secado se debe realizar con
toallas de papel en un solo uso; una vez seco, es empaquetado en bolsas selladas (Nastri &
Molgatini, 2003).
Los instrumentos deben ser envueltos en un área limpia y de baja contaminación, el
empaquetado da al instrumental protección, identificación y los mantiene en condiciones
estériles;
debe ser colocado en los cajetines convenientes junto con el testigo químico
correspondiente al método de esterilización usado, si el indicador no puede visualizarse desde
el exterior del paquete, añadir un indicador externo o cinta testigo sobre el paquete. Los
paquetes deben indicar la fecha de su procesado mediante métodos que no comprometan la
integridad del material de envoltura; es apropiado
elegir el material a la medida
del
instrumental a esterilizarse, para el calor seco cajetines con tapa, para el calor húmedo el
empaquetado debe permitir la penetración del gas (González, 2008).
2.5.4. Esterilización
La esterilización constituye el escalón más alto, es una de las técnicas de saneamiento
sanitario que persigue la destrucción completa de toda forma microbiana incluidas las esporas,
que son las más resistentes, este proceso también debe asegurar la muerte de agentes
infecciosos no convencionales como priones; con la esterilización perseguimos romper la
18
cadena de transmisión de la infección entre los pacientes que han sido tratados en la consulta
de salud (Nastri & Molgatini, 2003).
La esterilización se puede llevar a cabo con diferentes métodos, la selección del método a
aplicar en cada caso está determinada por el tipo de producto a esterilizar y el grado de
erradicación microbiana que se pretende conseguir; dentro de los métodos físicos constan
calor seco, calor húmedo, productos químicos gaseosos, ultravioleta y filtración. En cuanto a
los químicos tenemos
alcoholes, yodo, aldehídos, amonio cuaternario. Los métodos de
esterilización más recomendables son el vapor a presión y el calor seco, pero es muy
importante lavar con cuidado el instrumental para eliminar restos de sangre, saliva, tejido y
otros (Ryan & Ray, 2011)
2.5.4.1. Esterilización por calor seco
El calor seco es un método térmico de esterilización y su efecto en los microorganismos
es provocar la desecación de la célula en forma completa, por desnaturalización de las
nucleoproteínas o por ruptura de la membrana, lo cual origina efectos tóxicos por niveles
elevados de electrolitos y procesos oxidativos, al transferir el calor por contacto de los
materiales con los microorganismos, el calor cambia las proteínas microbianas por reacciones
de oxidación y crea un medio interno árido, así quema a los microorganismos lentamente (Gay
& Berini, 2004).
El aire caliente es uno de los métodos de esterilización por calor seco más utilizado, este
proceso se lleva a cabo en hornos especiales que permiten la distribución uniforme del calor
en su interior, los esterilizadores presentan un diseño metálico de paredes dobles llamada
19
estufa, el gabinete consta con sistema de charolas, en las que se pueden disponer los
instrumentos. Al quitar las charolas se pueden esterilizar tejidos, prendas de algodón y de
papel; posee un sistema de resistencia eléctrica que eleva la temperatura interior, pudiendo
graduarla de acuerdo al material a esterilizarse, cuenta con un termómetro incorporado que
permite mantener la temperatura deseada por determinado tiempo, en el interior de la estufa el
material se expone a temperaturas de aproximadamente 170ºC durante 2 horas (Arteaga,
2004).
La temperatura y tiempos mínimos para esterilizar con este tipo de hornos es de 160 0C por
dos horas, 170 0C por una hora, o 180 0C por 20 minutos. Para alcanzar estas temperaturas se
necesita agregar una o dos horas de precalentamiento y 30 minutos de enfriamiento. El
tiempo de esterilización se debe determinar para cada tipo de material, por ejemplo en el caso
de materiales muy resistentes al calor, se pueden usar temperaturas más altas por tiempos más
cortos (Amy, 2006).
Para controlar este proceso de esterilización se utilizan indicadores físicos tales como los
termómetros, los cuales permiten medir la uniformidad de la temperatura de la cámara interna
del horno, indicadores químicos como las cintas adhesivas e indicadores biológicos como las
esporas de Bacillus subtilis, para la estufa se sugiere el uso de cajas metálicas, frascos de
vidrio refractario y papel aluminio; el calor seco no ataca el vidrio ni causa oxidación, este
método se emplea para la esterilización de instrumentos quirúrgicos, materiales no miscibles
con el agua y material de vidrio (González, 2008).
20
Entre las ventajas de este método de esterilización están que no deja residuos, ser eficaz y
seguro para esterilizar instrumentos de metal, espejos, no deteriora superficies cortantes, no es
corrosivo, sólo debe emplearse para esterilizar materiales termoestables. Además permite la
esterilización de materiales no miscibles con el agua como es el caso de polvos, aceites y
grasas. Su principal desventaja es tener menor penetración, el ciclo de esterilización es largo
y puede alterar el color del instrumental (Higashida, 2009).
2.5.4.2. Esterilización por Calor Húmedo
La esterilización por calor húmedo logra la eliminación de nuevos agentes infecciosos no
convencionales como priones, destruye a los microorganismos bacterias, hongos y esporas en
forma gradual; es por esto que no hay un único mecanismo de acción, sino más bien la suma
de distintos eventos complejos que van sucediendo a medida que aumenta la temperatura. La
esterilización mediante calor húmedo produce un efecto bactericida ya que penetra generando
la desnaturalización, coagulación de enzimas y proteínas de los microorganismos, a medida
que aumenta la temperatura, incrementa la pérdida de la integridad funcional de la membrana
citoplásmica, lo que producen interferencias en el intercambio con el medio externo, los
procesos respiratorios y la síntesis proteica de la bacteria. Por último, las temperaturas más
elevadas activan ribonucleasas que degradan el ARNr y producen la pérdida de viabilidad de
las células expuestas (Gay & Berini, 2004).
La esterilización por calor húmedo es el mecanismo de destrucción microbiana más
efectivo. El equipo que se utiliza es el autoclave, consta de dos recipientes cilíndricos, uno
externo con tapa de cierre hermético y uno interno donde se pone el material a esterilizar. El
recipiente externo contiene, una válvula de seguridad, un manómetro o termómetro y una llave
21
de salida o escape, dentro del recipiente interno se coloca agua destilada, la cual al llegar al
punto de ebullición producirá el vapor que al entrar en contacto con los microorganismos,
actuará como agente esterilizante; los materiales se cargan dentro del recipiente interno que al
no tener tapa permite una fluida entrada de vapor, pero sin tener contacto directo el
instrumental con el agua (Arteaga, 2004).
Este proceso de esterilización es el que mejor resultados da en microbiología; el tiempo,
temperatura y presión usada en la esterilización depende el éxito alcanzado. Generalmente los
datos de presión y temperatura son fijados por el fabricante, y el único factor que varía es el
tiempo. Los materiales necesitan diferentes tiempos de esterilización dependiendo de su
textura, porosidad, y otras características propias de cada material.
La esterilización es
realizada por vapor saturado a 2 atmósferas de presión, a una temperatura de 130 0C, y por un
tiempo no menor a 20 minutos. La esterilización por calor húmedo presenta las fases de
ascenso de la temperatura y presión, compensación térmica y de presión, esterilización
propiamente dicha, en donde se tomará el tiempo de 20 minutos para lograr tal objetivo, y por
último una fase de descenso térmico y de presión (Amy, 2006).
Cuando se esteriliza se deben hacer paquetes bien cerrados y ordenados, para que haya
buena penetración de vapor en el material, el método utilizado para envolver los paquetes
deberá garantizar el mantenimiento de las condiciones de esterilidad de los materiales durante
su almacenamiento. Es necesario el uso del testigo químico en los paquetes, no se deberá
incluir dentro del mismo paquete materiales con diferentes tiempos de esterilización
(González, 2008).
22
Entre las ventajas de este método de esterilización tenemos que no deja residuos, los
autoclaves modernos son sencillos de manejar, es un método rápido de esterilización. Éste es
el método de elección para esterilizar materiales termoestables y no sensibles a la humedad;
como medios de cultivo, cultivos de microorganismos para descartarlos.
Entre sus
desventajas están que no permite la esterilización de materiales sensibles al calor y materiales
no miscibles con el agua como es el caso de polvos, aceites y grasas (Moreno, 2012).
2.5.5. Conservación
Una vez que un material está estéril puede mantener esta condición si está protegido en la
forma apropiada en zonas cerradas, limpias y preservadas de constantes movimientos; la
duración de la esterilidad de un material no está relacionada directamente con el tiempo, sino
con factores que comprometen su exposición al medio ambiente (Nastri & Molgatini, 2003)
Según Barrancos & Barrancos (2006), al almacenar los materiales estériles se deben tomar
una serie de precauciones:

Controlar el acceso a las áreas de almacenamiento de materiales estériles.

Mantener el área de almacenamiento limpia, libre de polvo, sucio e insectos.

Controlar la temperatura y la humedad de las áreas de almacenamiento.

La temperatura ideal debe estar por debajo de los 26ºC y la humedad relativa entre 30
y 60%.

Los períodos prolongados de almacenamiento en lugares tibios y húmedos, pueden
producir condensación de humedad sobre el material de empaque.

Utilizar preferiblemente estantes cerrados para colocar el material.
23

Dejar que los materiales que salen del horno o el autoclave alcancen la temperatura
ambiente antes de ser almacenados; de esta forma se evita la condensación dentro del
empaque
Los materiales estériles pierden su esterilidad cuando se produce cualquier ruptura del
empaque, accidental o no, durante su transporte, almacenamiento o al humedecerse el material
de empaque. Es importante no manipular los materiales estériles con las manos húmedas, ni
colocarlos sobre superficies mojadas (Higashida, 2009).
24
2.6 Fresas Dentales
Las fresas dentales son instrumentos útiles para remover estructura dentaria mediante corte
o desgaste, ambos procesos son empleados de acuerdo con la etapa operatoria; giran sobre un
mismo eje concéntrico, lo que permite realizar adecuadamente su trabajo; puede ser de corte,
abrasión, bruñido, acabado y/o pulido, a pesar de la variación entre los instrumentos de corte
rotatorios, comparten ciertas características de diseño. Las fresas dentales son usadas para
diversas aplicaciones en Operatoria Dental, facilitan obtener las caracteristicas deseadas por el
operador, estos instrumentos están compuestos por tres partes tallo, cuello y cabeza como
muestra la figura 1 (Nastri & Molgatini, 2003).
Figura 1. Partes de la fresa dental.
Fuente: Autora
Elaborado: Autora
El tallo o vástago es de forma cilíndrica, se ubica en la pieza de mano, en el contraángulo o
en la turbina, realiza el movimiento rotatorio, cuya función es controlar la alineación y la
concentricidad del instrumento; el cuello presenta la forma de un cono, sirve para unir la parte
activa con el tallo, permite cumplir con la función de transmitir a la cabeza las fuerzas de
rotación y de traslación, a su vez el cuello mejora la visibilidad del operador a la parte activa
25
del
instrumento; la cabeza del instrumento gira en dirección de las agujas del reloj,
promoviendo el desgaste de los tejidos duros del diente. Las características de la cabeza sirven
de base para la clasificación habitual de los instrumentos rotatorios, la forma y el material
utilizado para su fabricación dependerá del uso previsto, existiendo variación de diseños
(Robenson, 2007).
2.6.1 Materiales de las Fresas
La parte activa
de las fresas para odontología son fabricadas con distintos tipos de
materiales entre ellos: partículas de diamante, carburo tugsteno, acero, capas de aleaciones
extraduras como carburo de titanio, nitruro de titanio, vanadio y sales de metales raros
(Barrancos & Barrancos, 2006).
2.6.1.1 Fresa de Diamante
Las fresas de diamante se las obtiene de la selección de polvo de diamante, natural o
sintético.
Las partículas naturales provienen de canteras o de plantas procesadoras que
separan los diamantes de joyería de los de uso industrial. Estos últimos son molidos, lavados
y separados según el tamaño de la partícula. Las partículas sintéticas se obtienen del carbón
de grafito mediante un proceso de presión 45 kbar y temperatura de más de 1.200 oC. Para la
adhesión de los cristales también se aplica un procedimiento metalúrgico adecuado (Barrancos
& Barrancos, 2006).
Las fresas de diamante son cada vez más útiles en la práctica odontológica, cuyas
características permiten desgastar la estructura dental, existen numerosas formas y tipos de
granulado desde la más gruesa para remover restauraciones viejas hasta la más fina para el
26
pulido final de restauraciones y márgenes. La durabilidad de la fresa depende de la forma en
que el diamante ha sido fijado a la fresa, poseen partículas repartidas de forma uniforme por
la superficie activa del instrumento. Es necesario usar con refrigeración acuosa para eliminar
detritus que se depositan entre los granos abrasivos (Mezzomo & col, 2010).
El rendimiento clínico de la fresa depende del tamaño de la partícula de diamante utilizada,
el espaciado, la uniformidad, la exposición y la unión de las partículas de diamante. El
aumento de la presión hace que las partículas se introduzcan más profundamente en la
superficie, dejando rasguños más profundos y eliminando más estructura dental. El tamaño
de las partículas de diamante habitualmente se clasifica en grueso (125-150um), medio (88125um), fino (60-74um) y muy fino (38-44um). Estos intervalos corresponden a los tamaños
de tamiz estándar para separar los tamaños de las partículas (Robenson, 2007).
Debe observarse el tamaño de las partículas abrasivas; partículas mayores causan desgaste
más eficiente, pero resultan en superficies altamente irregulares; partículas menores tienen
baja eficiencia en la remoción de estructura, pero resultan en superficies más lisas y pulidas,
por esta razón los fabricantes la diferencian en por lo menos tres grados de abrasión (Baratieri
, 2011).
2.6.2. Velocidad de rotación
La velocidad de rotación del instrumento es medido en revoluciones por minuto (rpm)
tanto para baja como alta rotación. Sin embargo; la velocidad de rotación alta debe presentar
un sistema de refrigeración que consista en 3 o 4 salidas de spray aire/ agua direccionadas a la
27
punta activa de la fresa diamantada para disipar el calor generado por el desgaste, una turbina
dental de alta velocidad puede llegar a increíbles 450.000(rpm) (Robenson, 2007).
2.6.3 Preparación cavitaria de la lesión cariosa
Cuando la restauración está vinculada a la presencia de una lesión cariosa, habitualmente
es necesario preparar una cavidad, con el objetivo de remover el tejido cariado para evitar un
nuevo desarrollo de caries, comprendiendo que la caries dental es una enfermedad
multifactorial, es un proceso patológico externo y localizado, que se presenta tras la erupción,
se caracteriza por la destrucción de los tejidos del diente como consecuencia de la
desmineralización provocada por los ácidos que genera la placa bacteriana y que supone un
reblandecimiento de los tejidos duros,
con la consiguiente formación de
una cavidad
(Robenson, 2007).
Los principales factores que intervienen para la formación y desarrollo de la caries son
huésped, sustrato, microorganismos y tiempo, si uno de estos factores se ve alterado se
rompe el equilibrio, siendo responsable de la afectación en la estructura de las piezas
dentales,
provocando
la desmineralización, disolución y la degradación de los tejidos
dentarios mineralizados. La
acción de los distintos
microorganismos bucales como el
Streptococcus mutans, Streptococcus sanguis sobre los carbohidratos fermentables de la dieta
que se encuentran expuestos en boca serán la fuente de nutrientes requeridos para el
metabolismo de los microorganismos, los productos de dicha descomposición son ácidos,
como el láctico y el pirúvico, que al difundirse a través del diente provocan desmineralización
de la superficie dental (Marcantoni, 2009).
28
Las fosas y las fisuras constituyen un nicho ecológico en sí mismos con características
propias de retención. La caries en fosas y fisuras determinan cambios a medida que se
expande y penetra en el esmalte, la lesión avanza tomando la forma de un cono, de base
interna de acuerdo con la posición de los elementos estructurales del diente, el lugar de
entrada puede aparecer mucho más pequeño que la lesión real, dificultando el diagnóstico.
Por esta razón, las fosas y fisuras de los dientes son consideradas como las áreas más
susceptibles de caries y el hábitat más favorable para los Streptococcus mutans, bacterias que
colonizan rápidamente (Fraga, 2011).
Según Hederbjork & Dan (2013), los principales microorganismos relaccionados con la
caries dental son aquellos que participaron en:

El desarrollo inicial de la enfermedad
Numerosos estudios han demostrado que el S. mutans está relacionado con la biopelícula de
placa cariogenica y asociado con el inicio de la lesión cariosa; al mismo tiempo, en la saliva
hay un aumento significativo de estos microorganismos antes de la formación de la caries
dental. El S. sanguis es la segunda especie de importancia (Hederbjork & Dan, 2013).

La propagación de las lesiones establecidas
Los Lactobacilos spp., Actinomyces spp. y otros microorganismos, capaces de sobrevivir y
proliferar en medios ácidos, tal el caso de un hongo, Candida albicans. Generalmente, estos
microorganismos se ven favorecidos por las condiciones del medio promovidas por los
29
Streptococcus mutans y Streptococcus sanguis al tener estos la capacidad para descender el
Ph del medio bucal (Hederbjork & Dan, 2013).
2.6.4.1 Preparación biomecánica convencional de remoción de caries dental
La aplicación científica de los principios sugeridos para regir la creación de una
preparación de cavidad deberá permitir el recibir y restituir armónicamente la estructura
dental perdida. La preparación cavitaria es la forma interna que se le da a un diente para
poder reconstruirlo con materiales, técnicas adecuadas que devuelvan la función masticatoria
y así alcanzar en conjunto un equilibrio permanente; tiene como objetivo la apertura de los
tejidos duros para tener acceso a la lesión, obtener una buena extensión de la cavidad con
paredes sanas y fuertes sin debilitar la pieza dental, eliminando los tejidos deficientes cariados
por medio de la ejecución de maniobras preventivas para evitar un nuevo desarrollo de caries
(Boldrini, 2003).
La restauración de la caries por medio de una buena conformación cavitaria tiene efectos
clínicos beneficiosos significativos para el paciente; además de restaurar la estructura dental
dañada, mantiene la vitalidad pulpar y elimina eficazmente un nido de infección, reduciendo
en gran medida las cifras de S. mutans y S. sanguis en la boca. Actualmente contamos con
toda la ciencia y tecnología para practicar odontología preventiva y restauradora (Robenson,
2007).
Es preciso hacer notar, que aun cuando la finalidad de todo procedimiento es la
simplificación de maniobras operatorias; el procedimiento restaurador requiere de mayor
30
tiempo, el éxito en operatoria dental depende del retiro de las estructuras infectadas con
instrumental adecuado para remover cada tejido afectado; en este caso la ayuda de un
sistema rotatorio con fresas de diamante que permite el desgaste de los tejidos duros para
llegar a la lesión (Brenna, 2010).
Fresa redonda o esférica
La fresa redonda de diamante es la forma más tradicional que se utiliza para la entrada
inicial en el diente, eliminación de la caries, la extensión y retención de la preparación. Los
tamaños utilizados habitualmente son n.0 1\4 a n.0 10. La fresa redonda debe ser limpiada,
empaquetada individualmente o dentro de una bandeja de instrumental y después esterilizada
(Bartolomucci, 2009).
Fresa en forma de pera
La fresa en forma de pera se asemeja a la porción de un cono ligeramente ahusado, con el
extremo menor del cono dirigido hacia el tallo de la fresa, es habitualmente utilizada para
eliminar caries; la fresa en forma de pera obtiene ángulos internos redondeados, por lo que
permite una mejor distribución del estrés en la restauración (Bartolomucci, 2009).
2.6.4.2 Preparación biomecánica mínimamente invasiva.
La odontología mínimamente invasiva es el conjunto de técnicas que se plantean como
objetivo la máxima conservación y el respeto de los tejidos sanos; así pues, no se limita solo a
las técnicas de restauración, sino que se contempla sobre la valoración del riesgo y la
31
reducción de la concentración de bacterias cariogénicas, evitando la progresión de la lesión
cariosa (Brenna, 2010).
Esta técnica se centra en el control, la estabilización de las lesiones cariosas activas
presentes, mediante eliminación del tejido cariado con instrumentos manuales como la
cucharilla o excavador; esta conducta es fundamentada en la observación de cada lesión, cada
diente presenta características únicas y deben por lo tanto ser tratadas de forma
individualizada; es decir, tener una máxima conservación del tejido sano; esto se puede aliar
como la mejor opción restauradora disponible, para esto es indispensable contar, con buen
sentido común del profesional adquirido con el estudio y entrenamiento de la técnica
(Baratieri , 2011).
32
2.7 Origen y desarrollo de la microbiología en la cavidad oral
La flora oral normal se adquiere con rapidez durante y poco después del nacimiento, y
cambia de forma continua durante el crecimiento. La cavidad bucal constituye un medio
ecológico perfecto para el crecimiento y desarrollo de bacterias que forman una flora
microbiana en equilibrio llamada flora saprófitica residente que se encuentra en boca
habitualmente y que no genera patología. Si este equilibrio se rompe se producen situaciones
patológicas por sobre crecimientos microbianos o bien la aparición de una flora patógena no
habitual en boca (Harris & García, 2001).
Los primeros microorganismos en instalarse y los más numerosos son Streptococcus
salivarius en la lengua, mucosas y se encuentran libres en la saliva; la flora saprofítica
experimenta sus mayores cambios alrededor de los seis meses de vida, momento de la
erupción de piezas primarias, variando en cantidad y calidad durante toda la vida. Es decir,
con la erupción dental, la microbiota se vuelve progresivamente más compleja, ofreciendo un
ambiente para el establecimiento de bacterias cariogénicas (Marcantoni, 2009).
2.7.1 Estreptococus viridans
Estreptococcus viridans es un término taxonómico para referirse a un gran grupo de
microorganismos. Los Streptococcus son bacterias esféricas grampositivas, que por lo general
forman cadenas largas o pares durante su crecimiento. La mayoría de las especies son
anaerobios facultativos, algunos crecen únicamente en una atmósfera enriquecida con dióxido
de carbono, son capaces de fermentar carbohidratos produciendo ácido láctico, son
considerados como catalasa negativo.
Sus exigencias nutricionales son complejas, y su
33
aislamiento requiere el uso de medios enriquecidos con sangre o suero (Brooks , Butel , &
Morse, 2005)
Los Streptococcus viridans son considerados el grupo más numeroso en la cavidad bucal y
miembros de la flora bucal normal de los humanos, los cuales rara vez demuestran cualidades
invasivas, están implicados en la formación de placa dental, en la colonización de superficies
duras y blandas, en la génesis de la caries, gingivitis, periodontitis y asociados a otros
procesos patológicos. Fuera del ámbito oral, algunos Streptococcus participan cada vez más
en procesos sistémicos y locales, si bien su mayor importancia radica en su relación con las
endocarditis subagudas (Ryan & Ray, 2011).
2.7.2 Streptococcus mutans
El Streptococcus mutans es una bacteria grampositiva, anaerobia facultativa que se
encuentra normalmente en la cavidad bucal humana; no se ha encontrado evidencia del S.
mutans en la cavidad bucal antes de la erupción dentaria, debido a que el microorganismo
requiere la presencia de un tejido duro no descamativo para su colonización. El Streptococcus
mutans se asocia a la formación de la placa dental o biofilm, al inicio y desarrollo de
la caries dental (Seif, 1997).
Este microorganismo es acidófilo porque vive en un medio con ph bajo, acidogénico por
metabolizar los azúcares a ácidos y acidúrico por sintetizar ácidos provocando un pH crítico
de
4.5
necesario
para
iniciar
la
desmineralización,
metaboliza
la sacarosa para
producir polisacáridos extracelulares; sustancias laxas que facilitan su adhesión a las caras
34
libres de las piezas dentarias y polisacáridos intracelulares que aumentan el poder aglutinante
y de adhesión de la placa al diente (Lanata, 2003).
Desde el punto de vista estructural no difieren del modelo general de todos los
Streptococcus, usan para su metabolismo oxígeno del medio ambiente, pero también puede
sobrevivir en ausencia de él. Su crecimiento óptimo es bajo condiciones de anaerobiosis,
algunas especies son consideradas como capnofíticas, es decir, que requirieren CO2 para
crecer. Presentan un diámetro de 0,5 a 0,75 milimicras (Brooks , Butel , & Morse, 2005).
Los medios de cultivo usados para identificar al S. mutans son cuatro medios de cultivo, el
agar sangre de carnero en el que son identificados α o β hemolíticos; c omo medio selectivo
mitis salivarium agar MSA, siendo más selectivo mitis salivarium bacitracina MSB
añadiéndole 0,2U/ mL de bacitracina y 15 gramos más de sacarosa por 100U. El uso de agar
con tripticasa, estracto de levadura, cisteína, sacarosa y bacitracina TYCSB ayuda a observar
el aspecto de las colonias. La temperatura óptima de los medios de cultivo para el crecimiento
bacteriano es de 36 +- 10C (Koneman, 2008).
El medio de cultivo más común empleado para el aislamiento en el laboratorio es el agar
mitis salivarium suplementado con sacarosa, el agente selectivo para el crecimiento óptimo
del Streptococcus mutans es el telurito de potasio en anaerobiosis; el cual permite la
diferenciación de las especies de Streptococcus por la morfología de las colonias. Además
puede diferenciarse por su habilidad para fermentar ciertos azúcares especialmente manitol y
sorbitol mediante un test bioquímico (Marcantoni, 2009).
35
En un estudio realizado para determinar las especies de Streptococcus cariogénicos
predominantes en muestras de placa bacteriana, demostraron que el 80% de los Streptococcus
corresponden a S. mutans. El 20% restante correspondió a otras especies de Streptococcus
como S.sanguis (Sanchéz & Acosta , 2007).
2.7.2.1 Factores de virulencia del Streptococcus mutans
El Streptococcus mutans ha sido fuertemente implicado como el agente etiológico principal
de la caries dental. Una de las propiedades de virulencia importantes de estos organismos es
su capacidad para formar biopelículas conocidos como placa dental sobre las superficies del
diente. Las bacterias están más concentradas en las grietas, cavidades y fisuras que son una
parte normal de los dientes y las estructuras circundantes. Los adultos pueden tener una alta
concentración de S. mutans en la boca (Burnett, Scherp , & Schster, 1988).
Según Lanata (2003), en el caso del Streptococcus mutans los factores de virulencia que
favorecen su capacidad de colonizar, sobrevivir, e inducir la formación de la caries dental son:
Acidogénesis
El S. mutans tiene la capacidad de iniciar su desarrollo a un pH de 5, la acidogénesis de los
Streptococcus se logra al metabolizar rápidamente los azúcares de la dieta por la vía
glicolítica,para originar principalmente ácido láctico como producto final del metabolismo, así
alcanza el pH crítico de desmineralización de 4,5 a 5,5 esto hace que baje el pH y se
desmineralice el esmalte dental (Marcantoni, 2009).
36
Acidúrico
El Streptococcus mutans tiene la capacidad de producir ácido en un medio con pH bajo. La
acidificación del biofilm se debe a carbohidratos fermentados, favoreciendo el crecimiento de
S. mutans he inhibiendo el de microorganismos comensales, como S. sanguis. Solo el S.
mutans por fermentación de los azúcares puede producir ácidos a un pH de 4,4 al mismo
tiempo desarrollar un pH de 4,8 (Murray, Rosenthal, & Pfaller, 2009).
Acidofilia
El S.mutans puede resistir la acidez del medio bombeando protones (H +) fuera de la célula
y sobrevivir bajo condiciones de estrés, al percibir rápidamente los cambios ambientales, lo
que le permite modificar su fisiología (Negroni, 2009).
Síntesis de polisacáridos extracelulares
La sacarosa tiene importancia especial en el metabolismo del biofilm dental debido a que
los Streptococcus tienen enzimas extracelulares sintetizadoras de homopolisacáridos, las
glucosiltransferasas y las fructosiltransferasas. Estas enzimas aprovechan específicamente la
sacarosa como sustrato para formar polímeros de elevado peso molecular. Tales enzimas
extracelulares no sólo son importantes por sus facultades sintetizadoras, sino también porque
representan los mecanismos de enlace que producen la agregación de las células. Las
glucosiltransferasas son un grupo de enzimas extracelulares encontradas en bacterias como S.
sanguis y S. mutans. Son responsables de la síntesis de glucanos para lo cual hidroliza la
molécula de sacarosa y transfiere el residuo de glucosa a un polímero de glucano preexistente
(Murray, Rosenthal, & Pfaller, 2009).
37
Los polisacáridos extracelulares sintetizados por las bacterias incluyen a los glucanos que
constituyen uno de los componentes principales del biofilm de la placa dental, se pueden
distinguir 2 tipos fundamentales de glucanos extracelulares bacterianos como glucanos
solubles dextranos y glucanos insolubles mutanos; ambos glucanos difieren en el tipo de unión
glucosídica como también en sus funciones y solubilidad en agua. Los dextranos presentan
un aspecto gelatinoso y son solubles en agua; se considera que puede servir de base para la
síntesis de mutano. Los mutanos favorecen a fenómenos de agregación y adhesión bacteriana
al diente, son usados como reserva de nutrientes de la bacteria, difíciles de degradar y más
adhesivos, ayudan la unión a las proteínas fijadoras de las células.
De esta manera la
capacidad de producir mutano, está involucrada en el poder cariogénico del Streptococcus
mutans (Marcantoni, 2009).
Por su parte, el residuo de fructosa es captado por la célula bacteriana donde tiene dos
destinos: es metabolizado dando como producto final ácidos orgánicos o bien es acumulado
como polisacárido intracelular de reserva. Los ácidos mencionados se difundirán hacia la
matriz de la biopelícula acidificando el entorno y produciendo el consiguiente descenso de
pH. La enzima tiene un amplio pH óptimo entre 5 y 7 (Ryan & Ray, 2011).
2.7.3 Streptococcus sanguis
El S. sanguis forma parte de la microflora bucal normal, es descrito como el primer
microorganismo que coloniza el diente, ayuda a la adhesión de nuevas bacterias y a la
maduración de la placa dental. Este microorganismo constituye aproximadamente el 15% de
38
la microflora oral, lo que se traduce en altos recuentos de S. sanguis en saliva (Escribano,
2005).
El S. sanguis tiene la
capacidad de controlar o prohibir la introducción de
microorganismos más patógenos, genera autólisis y tiene actividad proteásica sobre IgA
permitiendo acción inhibitoria de algunos microorganismos, no sintetiza polisacáridos
intracelulares ni extracelulares salvo glucanos solubles, es productor de peróxido de hidrógeno
(Brooks , Butel , & Morse, 2005).
Las investigaciones revelan que S. sanguis podría competir con el S. mutans por la
colonización de superficies dentarias desde el momento en que se produce la erupción de los
dientes. En niños, se ha descrito una asociación directa entre la colonización por S. sanguis y
la cantidad de dientes libres de caries e inversa en aquellos dientes que presentan las lesiones.
Los mecanismos de antagonismo bacteriano entre estas dos especies incluyen la formación de
mutacinas por parte de S. mutans y la de peróxido de hidrógeno por parte de S. sanguis, su
presencia puede disminuir el crecimiento de S. mutans. En un entorno rico en nutrientes, la
producción de peróxido de hidrógeno se apaga y la energía necesaria para la producción de
peróxido de hidrógeno se usa en cambio para el crecimiento bacteriano. Por otro lado, si no
hay suficientes nutrientes o el pH del medio ambiente es baja, la producción de peróxido de
hidrógeno se enciende permitiendo la competencia contra S. mutans. Por lo tanto, el medio
ambiente regula la competencia y convivencia de S. sanguis y S. mutans (Murray, Rosenthal,
& Pfaller, 2009).
39
Además de su importancia en la cavidad oral, es aislado en faringe , piel, en el instestino,
válvulas cardíacas, en bacteriemias, endocarditis infecciosa, infecciones de heridas, diversos
abscesos y procesos purulentos (Fraga, 2011).
40
2.8 API 20 STREP
Los sistemas miniaturizados API son pruebas bioquímicas que ponen de manifiesto
características metabólicas de los microorganismos, es bastante preciso y rápido, ideales para
la identificación de especies de Streptococcus viridans por el interés cada vez mayor en su
importancia clínica. Se utiliza para identificar 119 S. viridans cepas a nivel de especie. Se
identificaron un total de 92% de las cepas probadas correctamente con el sistema rápido de
Streptococcus, y el 81% de las identificaciones correctas se hicieron a porcentajes de
identificación de 90 o mayor (Ruoffi, Kathryn, Kunz, & Lawrence, 1983).
Galería API es el primer sistema de identificación desarrollado que asocia una galería de
pruebas bioquímicas y una base de datos software de identificación. Galería API es un
sistema estandarizado y miniaturizado de técnicas existentes, incluidas las complejas de
realizar y de leer. Combina 20 pruebas bioquímicas que tienen gran poder discriminante.
Permite hacer un diagnóstico de grupo o por especies para la mayoría de Streptococcus,
Enterococcus y los gérmenes relacionados más comunes a partir de un cultivo puro, sus
ventajas son ser fiables a nivel de especie importante para fines epidemiológicos y
terapéuticos. Las reacciones se produjeron durante el período de incubación resultando en
cambios en el color espontáneos o revelados por la adición de reactivos (Koneman, 2008)
(Tabla 1).
API 20 Strep A V7.0 se compone de 20 microtubos que contienen sustratos deshidratados
para la detección de la actividad enzimática y fermentación de azúcares.
Los ensayos
enzimáticos se inoculan a partir de un medio de cultivo puro. Las reacciones que se producen
41
durante el período de incubación se traducen en variaciones de color espontáneas o reveladas
mediante la adición de reactivos. Los ensayos de fermentación se inoculan a partir de un
medio de cultivo enriquecido que contiene un indicador de pH, que rehidrata los azúcares. La
fermentación de los hidratos de carbono trae consigo una acidificación que se traduce en la
modificación espontánea del indicador de color. La lectura de las reacciones se lleva a cabo
utilizando la tabla de lectura, y la identificación se obtiene con la ayuda del Catálogo
Analítico o del software de identificación (Corporación bioMérieux, 2014).
Tabla 1. Aislamiento e identificación de estreptococos
Fuente: Koneman, 2008
Elaborado: Autora
42
CAPITULO III
3. MÉTODOLOGÍA
3.1 Determinación del método
El presente estudio es experimental porque se sometió a un análisis microbiológico a
fresas de diamante, evaluando el grado de contaminación con Streptococcus mutans y
Streptococcus sanguis, realizando valoraciones cuantitativas de la variable dependiente,
adicionalmente se han tratado de controlar o manipular variables incidentales; se empleó el
método comparativo, porque en base a las observaciones realizadas se estableció la
comparación del grado de contaminación microbiana entre dos microorganismos S. mutans y
S. sanguis, situación que exigió además el uso del método estadístico inferencial; y
observacional ya que corresponde a diseños de investigación clínica, es decir se realizó en el
laboratorio de microbiología, cuyo objetivo fue la observación y el registro, además se intenta
verificar una hipótesis, esta metodología es fundamental en el desarrollo del método
científico.
43
3.3 Muestra
La muestra se seleccionó de un universo determinado por las fresas empleadas en el
tratamiento de Operatoria Dental de los pacientes que acudieron al Centro Médico Martha
Bucaram de Roldós en el área odontológica.
No obstante que la población puede considerarse infinita, fue posible determinar la muestra
mediante la siguiente fórmula:
= (1 − )
p= probabilidad de ocurrencia, en este caso 50%, es decir 0,5 (una fresa cualquiera tiene la
misma probabilidad de salir contaminada que de no hacerlo)
Zα/2 = Constante que indica el nivel de confianza, que al 95% sugiere trabajar con el valor
de 1,96.
e= error permitido, en este caso un error del 10%.
Dando el tamaño de muestra estándar requerido de:
= 0,5 ∗ (1 − 0,5)
=96
1,96
0,1
Por tanto la muestra a ser analizada con un nivel de confiabilidad del 95% y un error de
10% fue de 96 unidades muestrales, en las cuales se realizó el análisis microbiológico.
Adicionalmente se consideraron a 48 estudiantes de octavo semestre de la Facultad de
Odontología para aplicarles un cuestionario estructurado sobre el uso de instrumental para
remoción de caries.
44
3.3.1 Grupos de estudio
Se consideran dos contextos de investigación en relación a la aplicación de la encuesta y al
análisis microbiológico (Tabla 2).
Tabla 2. Codificación de acuerdo al grupo de estudio.
Código
1:
Grupo
microbiológico
para
Unidades muestrales
análisis
2: Grupo de estudiantes para
aplicar encuesta
96
Por investigar:
Presencia o Ausencia
S. mutans
Presencia o Ausencia
S. sanguis
Uso de instrumental
para remoción de
caries
48
Fuente: Autora
Elaborado: Autora
45
3.4 Criterios de Inclusión

Piezas dentarias con caries activa en fosas y fisuras.

Fresas de diamante en forma redonda N.- 14: para apertura cavitaria.

Fresas previamente empaquetadas y enviadas a esterilizar, usadas durante el
procedimiento odontológico en Operatoria Dental.

Paciente masculino joven adulto de 19 a 38 años.

Paciente femenino joven adulto de 19 a 38 años.

Pacientes que firmen el consentimiento informado.
3.5 Criterios de Exclusión

Fresas que no tengas el indicador químico externo que fueron esterilizadas.

Fresas en contacto del medio ambiente.

Fresas en otras formas.

Pacientes masculino o femenino que no correspondan a la edad establecida.

Pacientes que no firmen el consentimiento informado.
46
3.6 Operacionalización de las Variables.
Tabla 3.Operacionalizaciónde las Variables
Variables
INDEPENDIENTE
Fresas Contaminadas
(Instrumental Rotatorio)
Uso de instrumental para
remoción de caries-
DEPENDIENTE
Contaminación
Bacteriana
Definición
Dimensiones
Permiten la remoción de estructura dental,
ocurre gracias a la acción mecánica de la
punta activa, girando a velocidad controlada.
Sin embargo, esto hace que se ubiquen como
instrumentos críticos al estar en contacto con
el medio bucal rico en microorganismos.
Tipo de
empleada
Instrumentos específicos empleados para la
remoción de caries.
Tipo
instrumental
Las
bacterias
son
microorganismos
unicelulares, con movilidad propia y que
ostentan un muy pequeño tamaño y
diversidad en su forma: esferas, barras.
fresa
de
Indicadores
Escalas
Forma de fresa
Nominal
Manual
Rotatorio
De razón
Frecuencia de uso
Nunca (NO)
A veces
Siempre (SI)
Tipo de fresas
Diamante
Forma de fresas
Redondas
Tipo pera
Tipo
de
microorganismo
Presencia(ausenci
a de la bacteria
vista
por
el
microscopio con
uso de pruebas
bioquímicas (Api
20 strep)
Nominal
Streptococcos
mutans
Streptococcos sanguis
Presencia
1: SI
2: NO
Paciente
(Interviniente)
Persona que asististe a consulta con fines de
tratamiento.
EDAD
Años cumplidos
AÑOS
Género reportado
SALUD ORAL
(Cepillado)
Veces que se
cepilla los dientes
HÁBITOS
Fuente: Autora
Elaborado: Autora
47
Tratamiento
dientes
en
Frecuencia
asistencia
odontólogo
de
al
Motivo
consulta
de
Consumo
cigarrillos
Consumo
alcohol
de
Ordinal
19 a 23
24 a 28
29 a 33
34 a 38
Nominal
-Masculino
-Femenino
Ordinal
Una vez al día
Dos veces al día
Tres veces al día
de
Más de tres veces
Uno
Dos
Tres o más
Ninguna
Chequeo
Tratamiento
Dolor
Otros
Nominal
SI
NO
A veces
3.7. Materiales y Métodos
Los materiales para el análisis microbiológico utilizados en esta investigación fueron
selectivos y específicos para el crecimiento de Streptococcus, cada uno de ellos fueron
importados de diferentes casas comerciales, de los Estados Unidos de América; así el Agar
Mitis Salivarium (DifcoTM); Telurito de potasio 1% (BBL TM); 4 kit de galerías API Strep
para la realización de pruebas bioquímicas de uso manual (BIOMERIEUX).
Los materiales tuvieron un estimado de entrega de tres meses (Figura 2).
A
C
B
Figura 2.A: Agar Mitis salivarium; B: Telurito de potasio 1%; C: API 20 Strep A V7.0.
Fuente: Autora
Elaborado: Autora
Para la toma de la muestra fue necesario Tioglicolato (DifcoTM) que es un medio de transporte
con 2 ml en cada tubo de ensayo, que sirvió como vehículo y permitió la supervivencia de
los microorganismos presentes en la muestra, también se requirió de fresas de diamante
redonda N.- 0.14 nuevas y previamente autoclavadas.
Fue necesaria
una mesa específica de trabajo, en donde encontramos un equipo de
diagnóstico estéril, campos desechables estériles, papel aluminio,
llamada cooler) para el transporte de las muestras (Figura 3)
48
caja de tecnoport
(o
A
B
D
C
Figura 3.A: Tubos con tioglicolato; B: Autoclave; C: Fresas autoclavadas; D: Materiales
usados en la investigación.
Fuente: Autora
Elaborado: Autora
Los materiales usados para la realización de las pruebas bioquímicas fueron: Galerías API 20
Strep, cámaras de incubación,
reactivos empleados fueron
ampollas de API GP Medium, hojas de resultados. Los
NIN, VP1+ VP2, ZYM A, ZYM B, aceite de parafina,
McFarland Standard, catálogo analítico API 20 STREP- Software de identificación (Figura 4).
49
Figura 4.Api 20 Strep (BIOMERIEUX)
Fuente: Autora
Elaborado: Autora
3.7.2 Procedimiento
El procedimiento se llevó a cabo en pasos secuenciales.
1. Encuesta a los estudiantes
Para este estudio microbiológico se aplicó previamente un cuestionario estructurado sobre el
uso de instrumental para remoción de caries que emplean los estudiantes de octavo semestre
de la Facultad de Odontología de UCE. El instrumento consistió en 5 ítems que fueron
respondidos en forma categórica: nunca, a veces y siempre (Anexo 1), con el fin de
fundamentar la importancia de la investigación.
Una vez obtenidos los resultados, el trabajo experimental se desarrolló en el CENTRO
MÉDICO MARTHA BUCARAM DE ROLDÓS, en el área de odontología, contando para
50
ello con las autorizaciones necesarias, tanto de la Universidad como del ya referido centro
médico, personal de este último que dicho sea de paso prestaron todas las facilidades
requeridas.
Previa la puesta en marcha del trabajo experimental y como protocolo propio de esta clase de
investigación, se envió al Comité de Ética conformado para este efecto en la Facultad de
Odontología de la Universidad Central
(3 documentos anexos) el formulario de
consentimiento informado (Anexo 2); el cuestionario con opción múltiple de tipo encuesta
para recabar la información de los pacientes (Anexo 3) y el protocolo de bioseguridad
posterior a la investigación, garantizando la eliminación de los medios de cultivo sin riesgo
para el medio ambiente (Anexo 4). Mismos que fue aceptado por el dicho Comité de Ética
(Anexo 5).
Finalmente se obtuvo la autorización del laboratorio de microbiología de la Facultad de
Odontología de la Universidad Central y del área de esterilización de este mismo centro de
estudios para llevar a efecto el análisis microbiológico de las muestras sometidos a estudio en
esta investigación.
2. Preparación del medio de cultivo
En el laboratorio de microbiología de la Facultad de Odontología de la Universidad Central
del Ecuador, se preparó el medio de cultivo Agar Mitis Salivarium y Telurito de Potasio al
1%, al ser un medio altamente selectivo y específico principalmente para Streptococcus,
siendo clave en esta investigación el uso de un medio de cultivo puro.
Para su preparación se pesó en una balanza digital marca CAMRY 90 g de polvo de Agar y
se mezcló en 1000ml de agua destilada estéril, se homogenizó dicha suspensión para disolver
completamente, hasta lograr su punto de ebullición, inmediatamente fue llevado al autoclave
51
marca MRC para esterilizar el medio de cultivo a 121 ºC, a 1 atmósfera o 15Lb de presión
por 20 minutos, luego de lo cual se dejó enfriar hasta 0 at (Figura 5).
A
B
C
D
N
N
A
A
Figura 5. A: Agar Mitis Salivarium deshidratado; B: Porción de agar pesado 90 g; C:
E
E
ne
ne
Disolución de los componentes del medio de cultivo en agua destilada; D: Esterilización del
X
X
xo
xo
medio de cultivo.
O
O
1
1
Fuente: Autora
S
S
A
Elaborado:A Autora
A
A
Dado el proceso descrito anteriormente, es decir una vez frio se añadió asépticamente 1ml de
ne
ne
telurio de potasio al 1 %, para evitar que no se desarrollen otros microorganismos. Luego de
xo
xo
lo cual la solución líquida fue colocada dentro de la cabina de seguridad biológica de tipo:
1
1
CLASE
A II según normativa EN12469 que filtra aire estéril. La solución líquida se distribuyó
A
en 20 ml de agar fundido por cada caja monopetri descartable, hasta alcanzar el número
deseado para las muestras, para dejar que solidifique y se refrigeren hasta que sean usadas
(Figura 6).
52
A
B
C
D
Figura 6. A: Incorporación al medio de cultivo Agar Mitis Salivarium de 1 ml de Telurito
de Potasio al 1 %; B: Dispensación en cajas monopetri; C: Cabina de seguridad biológica; D:
Medios de cultivo.
Fuente: Autora
Elaborado: Autora
3. Recolección de la muestra.
Una vez colocado todos los materiales a utilizar y medidas de bioseguridad, se procedió a
verificar que el espécimen cumpla con los criterios de inclusión, se entregó el consentimiento
informado y una encuesta que brindó información sobre los hábitos del paciente. Luego el
odontólogo inició la preparación cavitaria con fresa de diamante redonda N: 0.14 en esmalte
codificada R: 01, al terminar se retiró la fresa con una pinza estéril, llevándola al tubo de
ensayo rotulado R: 01 que contiene tioglicolato ( medio de transporte), ya que favoreció al
desarrollo y multiplicación de microorganismos anaeróbicos y microaeróbicos obligados
facultativos;
este medio de transporte garantizó que las muestras se mantengan en un
atmósfera disminuida de oxígeno y encuentren con facilidad las sustancias que necesitan para
53
nutrirse, luego de lo cual el tubo fue sellado con una tapa para evitar contaminación y se
procedió a envolverlo con papel aluminio e inmediatamente colocada en la caja tecnoport
(cooler)para evitar exponer a fuentes de luz y cambios de temperatura.
El odontólogo continúo con sus labores clínicas (Figura7).
A
D
C
B
F
E
Figura 7. A: Materiales para la toma de muestras; B: Caries de fosas y fisuras; C y D:
Toma de muestras; E: Caldo de tioglicolato; F: Colocación de la muestra en tioglicolato.
Fuente: Autora
Elaborado: Autora
4. Transporte de la muestra y procesamiento en el laboratorio
Las muestras fueron colocadas en una caja de tecnoport, de capacidad media para mantener
una cadena de frío apropiada hasta proceder a enviar al laboratorio.
Luego en el laboratorio se realizó las observaciones iníciales de las muestras en la cabina de
seguridad biológica; en dicha cabina se ejecutó la codificación en cada medio de cultivo y se
54
realizó la siembra con un asa estéril mediante la técnica de semicuantificación de colonias, al
terminar se llevó a incubación por un lapso de 24 horas a 35 ± 1 ºC (Figura 8).
A
B
C
D
Figura 8. A: Cabina de seguridad biológica; B: Codificación en medios de cultivos; C:
Siembra; D: Incubación.
Fuente: Autora
Elaborado: Autora
A las primeras 24 horas se realizó la interpretación de los cultivos mediante características
fenotípicas y la identificación de las bacterias aisladas mediante tinción Gram y prueba de
catalasa. Luego de lo cual se usó la galería API 20 Strep que contiene cada kit 20microtubos
con sustratos para valorar la actividad enzimática y la fermentación de azúcares, evaluando
55
la presencia o ausencia de microorganismos S. mutans y S sanguis, cabe mencionar que uno
de los requisitos para el uso de este kit fue el uso de un medio de cultivo puro (Figura 9).
A
B
C
D
Figura 9. A: Interpretación de los cultivos; B: Muestra recogida para tinción Gram; C:
Tinción Gram; D: Prueba de catalasa.
Fuente: Autora
Elaborado: Autora
5. Preparación de la galería
Después de aislar y verificar la pertenencia de la cepa a identificar género Streptococcus
(reacción de Gram), se tomó una colonia aislada, se disolvió en suspensión en 3 ml de agua
estéril y se procedió a homogenizar correctamente.
56
Posteriormente en la cabina de seguridad biológica, se reunió fondo y tapa de una cámara de
incubación y se repartió aproximadamente 5ml de agua destilada en los alvéolos para crear
una atmósfera húmeda, fue inscrito el código de la muestra en la lengüeta lateral de la cámara,
se sacó también una galería de su envase individual y se colocó en la cámara de incubación
(Figura 10).
A
B
C
A
A
A
Figura 10. A: Preparación del inóculo y galería; B: Cámara de incubación; C: Distribución
de agua destilada en alvéolos de la cámara de incubación.
Fuente: Autora
Elaborado: Autora
Una vez colocada la galería, en la primera mitad de la galería (desde el ensayo VP al ADH),
se repartió la suspensión densa realizada anteriormente, evitando la formación de burbujas
para ello se inclinó hacia adelante la cámara de incubación y se colocó la punta de la pipeta
sobre el borde lateral de la cúpula. Para los ensayos ADH se llenó únicamente el tubo.
57
En la segunda mitad de la galería (desde el ensayo RIB al GLYG), se abrió una ampolla de
API Suspension Medium (2ml) adicionalmente de colocó el resto de la suspensión, es decir,
aproximadamente 0,5ml como mínimo, se homogenizó y fue repartido esta nueva suspensión
sólo en los tubos. Se llenó las cúpulas de las pruebas subrayadas desde la ADH al GLYG con
aceite de parafina, provocando un menisco convexo. Finalmente se cerró la cámara de
incubación y se colocó en la incubadora marca INCUCELL a 36 ± 2 oC en aerobiosis durante 4
o 4.5 horas para una primera lectura y 24 horas para una segunda valoración (Figura 11).
A
Figura
C
B
11. A: Inoculación de la suspensión; B: Inoculación ampolla Api Suspension
Medium; C: Aceite de parafina.
Fuente: Autora
Elaborado: Autora
6. Lectura e interpretación.
Después de cuatro horas de incubación: se añadió los reactivos: a) ensayo VP: 1 gota de VP1
y VP2; b) ensayo HIP: 2 gotas de NIN; y, c) ensayo PYRA, α GAL, βGUR, β GAL, PAL,
58
LAP; una gota de ZYM A ZYM B, se esperó 10 minutos para leer todas las reacciones y a las
24 horas se realizó una nueva lectura de las reacciones (Figura 12).
A
B
C
D
Figura 12.A: Incubación de la galería API por 4 horas y colocación de reactivos; B: Primera
lectura de la galería; C: Incubación de la galería por 24 horas; D: Lectura e interpretación.
Fuente: Autora
Elaborado: Autora
La identificación se obtuvo a partir del perfil numérico. En la hoja de resultados, los ensayos
se separan en grupos de 3 y se asignaron para cada uno un valor 1,2 o 4, sumando en el
interior de cada grupo los números que corresponden a reacciones positivas (Figura 13), se
obtuvieron 7 cifras que constituyeron el perfil numérico, así la lectura de estas reacciones se
realizó utilizando el Catálogo analítico con el software de identificación apiwebTM (Anexo 6).
59
A
Figura
B
C
13. Figura 13. A: Hoja de resultados; B: Perfil numérico; C: Software de
identificación apiweb TM.
Fuente: Autora
Elaborado: Autora
Al finalizar la investigación se procedió a cumplir con un estricto protocolo en la eliminación
de todos los productos utilizados en la investigación, como se menciona en la literatura
presentada (Anexo 4) y según el procedimiento rutinario que realizan los profesionales
clínicos para no alterar el medio ambiente (Figura 14).
Figura 14. Bioseguridad en la eliminación de residuos especiales.
Fuente: Autora
Elaborado: Autora
60
CAPITULO IV
4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
4.1 RESULTADOS DE LA ENCUESTA A ESTUDIANTES
Los resultados se muestran en las siguientes tablas y gráficas.
Tabla 4: Uso de instrumental manual para la remoción de caries
Opción
Nunca
Si
A veces
Total
Frecuencia Porcentaje
3
6,3
22
45,8
23
47,9
48
100,0
Fuente: Cuestionario a estudiantes
Elaborado: Ing. Juan Carlos Túquerres
Gráfica 1: Uso de instrumental manual para la remoción de caries.
6,3
47,9
45,8
Nunca
Si
A veces
Fuente: Cuestionario a estudiantes
Elaborado: Ing. Juan Carlos Túquerres
En la gráfica 1 se observa que el 47,9% de encuestados señaló que a veces usa instrumental
manual para la remoción de caries, un porcentaje parecido, 45,8% indicó que si emplea este
tipo de instrumental, en tanto que el 6,3% no utiliza este instrumental.
61
Tabla 5: Uso de instrumental rotatorio para la remoción de caries
Opción
Nunca
Si
A veces
Total
Frecuencia Porcentaje
0
0,0
42
87,5
6
12,5
48
100,0
Fuente: Cuestionario a estudiantes
Elaborado: Ing. Juan Carlos Túquerres
Gráfica 2: Uso de instrumental rotatorio para la remoción de caries
12,5 0,0
Nunca
87,5
Si
A veces
Fuente: Cuestionario a estudiantes
Elaborado: Ing. Juan Carlos Túquerres
En la gráfica 2 el 87,5% de los encuestados coincidió en señalar que a si usa instrumental
rotatorio para la remoción de caries, el 12,5% indicó que a veces emplea este tipo de
instrumental.
Estos resultados permiten inferir que el instrumental rotatorio es más utilizado que el manual
para la remoción de caries.
62
Tabla 6: Empleo de fresas de diamante como instrumentos importantes para la
remoción de caries dental.
Opción
Nunca
Si
A veces
Total
Frecuencia Porcentaje
1
2,1
37
77,1
10
20,8
48
100,0
Fuente: Cuestionario a estudiantes
Elaborado: Ing. Juan Carlos Túquerres
Gráfica 3: Empleo de fresas de diamante como instrumentos importantes para la
remoción de caries dental.
20,8
2,1
Nunca
77,1
Si
A veces
Fuente: Cuestionario a estudiantes
Elaborado: Ing. Juan Carlos Túquerres
En la gráfica 3 el 77,1% de los estudiantes de octavo semestre que realizan sus prácticas en las
clínicas de la facultad, indicó que si emplea fresas de diamante como instrumento esencial en
el protocolo de remoción de caries.
63
Tabla 7: Empleo de fresas de diamantes en forma redonda
Opción
Nunca
Si
A veces
Total
Frecuencia Porcentaje
0
0,0
41
85,4
7
14,6
48
100,0
Fuente: Cuestionario a estudiantes
Elaborado: Ing. Juan Carlos Túquerres
Gráfica 4: Empleo de fresas de diamantes en forma redonda
14,6
0,0
Nunca
85,4
Si
A veces
Fuente: Cuestionario a estudiantes
Elaborado: Ing. Juan Carlos Túquerres
En la gráfica 4 el 85,4 % de los estudiantes consultados, indicó que siempre emplea fresas de
diamante en forma redonda como instrumento esencial en el protocolo de remoción de caries,
el restante 14,6% lo emplea solo a veces.
64
Tabla 8: Empleo de fresas de diamantes en forma de pera
Opción
Nunca
Si
A veces
Total
Frecuencia Porcentaje
6
12,5
30
62,5
12
25,0
48
100,0
Fuente: Cuestionario a estudiantes
Elaborado: Ing. Juan Carlos Túquerres
Gráfica 5: Empleo de fresas de diamantes en forma de pera
25,0
12,5
Nunca
Si
62,5
A veces
Fuente: Cuestionario a estudiantes
Elaborado: Ing. Juan Carlos Túquerres
En la gráfica 5 el 62,5 % de los estudiantes, indicó que si emplea fresas de diamante en forma
de pera como instrumento esencial en el protocolo de remoción de caries, el 25% lo emplea
solo a veces y el 12,5% nunca utiliza este tipo específico de fresas.
En conclusión, se observa que el uso de fresas tipo diamante para remoción de caries es
bastante usual en las clínicas de la Facultad, empleándose principalmente fresas redondas, sin
que se pueda desestimar el uso de fresas tipo pera.
65
4.2 RESULTADOS DEL ANÁLISIS MICROBIOLÓGICO
Los resultados experimentales de esta investigación fueron analizados de acuerdo a tablas de
frecuencia simple: ausencia y presencia de microorganismos en cada grupo de análisis, y
luego en tablas cruzadas, en donde se registró y analizó la relación entre dos o más variables
de naturaleza cualitativa (nominales u ordinales). Adicionalmente se utilizó la prueba Chicuadrado de Pearson, para probar la independencia de las variables entre sí, mediante la
presentación de los datos en tablas de contingencia. Todos los datos fueron procesados
mediante el software para estadística SPSS en su versión 23.
Tabla 9: Presencia de Streptococcus mutans.
TOTAL
Frecuencia
71
SI
STREPTOCOCCUS
MUTANS
%
Frecuencia
NO
%
Frecuencia
TOTAL
%
74,48%
25
25,52%
96
100,00%
Fuente: Autora
Elaborado: Ing. Juan Carlos Túquerres
La tabla 9 indica la frecuencia absoluta y porcentual de la presencia de S. mutans,
evidenciándose que la mayoría de fresas de la muestra presentaron este microrganismo
(74,48%).
66
Gráfica 6: Presencia de Streptococcus mutans en fresas de diamante.
120,00%
100,00%
100%
80,00%
74,48%
60,00%
40,00%
20,00%
25,52%
0,00%
Fresas contaminadas
Fresas no
contaminadas
TOTAL
Fuente: Autora
Elaborado: Ing. Juan Carlos Túquerres
El gráfico 6 indica que el 74,48% de las fresas de diamante utilizadas presentaban
contaminación de S. mutans, en tanto que el 25,52% de las fresas de diamante no se identificó
contaminación, y como se refirió en la tabla 5 esta diferencia puede considerarse como
significativa. En cuanto al S. sanguis no se identificó su presencia en el estudio
microbiológico realizado.
67
Tabla 10: Presencia de Streptococcus mutans en fresas de diamante en relación al sexo
del paciente del cual proviene la fresa.
SEXO
FRESAS
MASCULINO FEMENINO TOTAL
STREPTOCOCCOS
Frecuencia
30
41
71
%
60,0%
90,2%
74,5%
Frecuencia
20
5
25
%
40,0%
9,8%
25,5%
Frecuencia
50
46
96
%
100,00%
100,00%
100,00%
SI
TOTAL
MUTANS
NO
TOTAL
Fuente: Autora
Elaborado: Ing. Juan Carlos Túquerres
La tabla 10 indica la presencia/ausencia de contaminación por S. mutans en relación al género
del paciente en el que se empleó la fresa, observándose que para ambos tipos de fresa la
contaminación fue mayor para el género femenino.
Tabla 11: Resultados de la prueba de Chi cuadrado para la relación de presencia de
Streptococcus mutans por género del paciente intervenido.
FRESAS
Total
Pruebas de chi-cuadrado
Valor
Chi-cuadrado
Pearson
de
6,478
gl
1
Fuente: Autora
Elaborado: Ing. Juan Carlos Túquerres
68
Sig. asintótica
(bilateral)
0,01
Se observa que la Prueba chi cuadrada de Pearson, estimó una significancia p = 0,01 para el
análisis de la contaminación por sexo, con lo que se concluye que si existió relación con el
género, a nivel global se observa que existe mayor probabilidad de que la fresa se encuentre
contaminada si se la utilizó en el tratamiento de una paciente mujer, tal como se infiere de la
tabla 11.
Gráfica 7: Presencia de S. mutans en fresas de diamante en relación al sexo del paciente
del cual proviene la fresa.
100%
90%
80%
70%
60%
50%
40%
30%
20%
10%
0%
90,20%
60%
40%
9,80%
MASCULINO
FEMENINO
PRESENCIA
AUSENCIA
Fuente: Autora
Elaborado: Ing. Juan Carlos Túquerres
Se observa una tendencia clara en la gráfica 7, la contaminación fue mayor para las fresas
extraídas en pacientes del sexo femenino en comparación a la presencia de contaminación en
las fresas extraídas de los varones.
69
Tabla 12: Presencia de Streptococcus mutans en fresas de diamante en relación de la
edad del paciente del cual proviene la fresa.
EDAD
FRESAS
STREPTOCOCCOS
SI
Frecuencia
%
MUTANS
TOTAL
NO
Frecuencia
%
Frecuencia
%
19 a 23
24 a 28
29 a 33
34 a 38
10
10
23
17
60
33%
77%
70%
85%
63%
20
3
10
3
36
67%
23%
30%
15%
37,50%
30
13
33
20
96
100,00% 100,00% 100,00% 100,00%
TOTAL
100,00%
Fuente: Autora
Elaborado: Ing. Juan Carlos Túquerres
La tabla 12 indica la frecuencia y porcentaje de presencia/ausencia de contaminación por S.
mutans en fresas de diamante y su relación con el grupo etario del paciente del cual se extrajo
la fresa, observándose que no hay una tendencia marcada en relación a la edad.
Tabla 13: Resultados de la prueba de Chi cuadrado para la relación de presencia de
Streptococcus mutans por edad del paciente intervenido.
FRESAS
Total
Pruebas de chi-cuadrado
Valor
Chi-cuadrado de Pearson
4,440
Gl
3
Sig. asintótica
(bilateral)
0,218
Fuente: Autora
Elaborado: Ing. Juan Carlos Túquerres
Se observa que la Prueba chi cuadrado de Pearson, estimó una significancia p >0,05 para el
análisis de la contaminación en fresas de diamante redonda y tipo pera, con lo que se concluyó
que NO existe influencia del grupo etario sobre la proporción de contaminación de S. mutans
(Tabla 13).
70
Gráfica 8: Presencia de Streptococcus mutans en fresas de diamante en relación de la
edad del paciente del cual proviene la fresa.
90%
85%
77%
80%
70%
67%
70%
60%
50%
40%
33%
30%
30%
23%
20%
15%
10%
0%
19 a 23
24 a 28
29 a 33
Presencia
34 a 38
Ausencia
Fuente: Autora
Elaborado: Ing. Juan Carlos Túquerres
No se observa una tendencia clara en relación a la presencia de contaminación por grupo
etario, casi aumentó la probabilidad de contaminación con la ascendencia de la edad, de hecho
33% de las fresas obtenidas en pacientes de 19 a 23 años presentó contaminación, el valor
aumentó a 77% en los casos de 24 a 28 años fue de 70% en el grupo de 29 a 33 años y se
incrementó hacia un valor de 85% en el grupo de mayor edad (Gráfico 8).
71
Tabla 14: Presencia de Streptococcus mutans en fresas de diamante en relación al hábito
de higiene oral del paciente del cual proviene la fresa.
VECES CEPILLA
FRESAS
DOS
VECES
TRES
VECES
4
30
23
3
60
100,0%
77%
46%
20%
62%
0
9
27
0
36
0,0%
23%
54%
80%
38%
4
39
50
3
96
100,00%
100,00%
100,00%
100,00%
100,00%
Frecuencia
SI
%
STREPTOCOCCUS
MUTANS
NO
Frecuencia
%
Frecuencia
TOTAL
%
MAS DE
TRES
TOTAL
VECES
UNA
VEZ
Fuente: Autora
Elaborado: Ing. Juan Carlos Túquerres
La tabla 14 indica la presencia/ausencia de S. mutans en relación a las fresas de diamante con
la frecuencia de cepillado como indicador de higiene oral, notándose que para ambos tipos de
fresas si hay menor frecuencia de cepillado hay más probabilidad de contaminación.
Tabla 15: Resultados de la prueba de Chi cuadrado para la relación de presencia de
Streptococcus mutans por hábito de higiene oral del paciente intervenido.
Pruebas de chi-cuadrado
FRESAS
TOTAL
Chicuadrado
de Pearson
Valor
Gl
Sig.
asintótica
(bilateral)
2,6
3
0,5
Fuente: Autora
Elaborado: Ing. Juan Carlos Túquerres
72
Se observa que la Prueba chi cuadrada de Pearson, estimó una significancia p >0,05 para el
análisis de la contaminación en fresas de diamante en relación a la frecuencia diaria de
cepillado, con lo que se concluyó que NO existe influencia de la frecuencia diaria de cepillado
con la presencia de contaminación de S. mutans (Tabla 15).
Gráfica 9: Presencia de Streptococcus mutans en fresas de diamante en relación al
hábito de higiene oral del paciente del cual proviene la fresa.
120%
100%
100%
80%
77%
80%
60%
46%
40%
54%
23%
20%
20%
0%
0%
UNA VEZ
DOS VECES
TRES VECES
PRESENCIA
MAS DE TRES VECES
AUSENCIA
Fuente: Autora
Elaborado: Ing. Juan Carlos Túquerres
Se observa una ligera disminución de la presencia de contaminación al aumentar la frecuencia
de cepillado; así, quienes se cepillan una sola vez tienen una probabilidad del 100% de que se
encuentre contaminación, en tanto que quienes se cepillan reducen esta probabilidad al 46%,
y más de tres veces el 20% (Gráfico 9).
73
Tabla 16: Presencia de Streptococcus mutans en fresas de diamante en relación a la
razón por la que asiste al odontólogo del paciente del cual proviene la fresa.
ASISTE_ODONTOLOGO
FRESAS
CHEQUEO DOLOR TRATAMIENTO TOTAL
STREPTOCOCCOS
MUTANS
TOTAL
SI
NO
Frecuencia
20
30
10
60
%
Frecuencia
%
Frecuencia
%
55%
16
45%
36
100,00%
69%
13
31%
43
100,00%
58%
7
41%
17
100,00%
62,50%
36
37,50%
96
100,00%
Fuente: Autora
Elaborado: Ing. Juan Carlos Túquerres
La tabla 16 indica la presencia/ausencia de S. mutans en relación al tipo de fresa y el motivo
de asistencia al odontólogo, notándose que para ambos tipos de fresa no existe una relación
directa con el motivo de la consulta.
Tabla 17: Resultados de la prueba de Chi cuadrado para la relación de presencia de
Streptococcus mutans en relación a la razón por la que el paciente intervenido asiste al
odontólogo.
FRESAS
Total
Pruebas de chi-cuadrado
Valor
Chi-cuadrado de Pearson
0,22
Gl
2
Fuente: Autora
Elaborado: Ing. Juan Carlos Túquerres
74
Sig. asintótica
(bilateral)
0,90
La prueba chi cuadrada de Pearson, determinó significancias mayores a 0,05, con lo que se
concluyó que NO existe influencia de las razones por las que asiste al dentista sobre la
proporción de si existe o no S. mutans con el tipo de fresa utilizada (redonda o pera) (Tabla
17).
Gráfica 10: Presencia de Streptococcus mutans en fresas de diamante en relación a la
razón por la que asiste al odontólogo del paciente del cual proviene la fresa.
80%
69%
70%
60%
50%
58%
55%
45%
41%
40%
31%
30%
20%
10%
0%
CHEQUEO
DOLOR
PRESENCIA
TRATATMIENTO
AUSENCIA
Fuente: Autora
Elaborado: Ing. Juan Carlos Túquerres
El 55% de las fresas obtenidas de pacientes que mencionaron ir a consulta por chequeo
presentaron contaminación, 69% de quienes fueron ante presencia de dolor y 58% que fueron
por tratamiento presentaron también contaminación, por lo que se infiera que ara este tipo de
fresa no existió mayor diferencia. (Gráfico 10).
75
Tabla 18. Presencia de Streptococcus mutans en fresas de diamante en relación al hábito
de consumo de alcohol del paciente del cual proviene la fresa.
BEBIDAS_ALCOHOLICAS
A
NO
TOTAL
VECES
FRESAS
STREPTOCOCCOS
MUTANS
SI
NO
TOTAL
Frecuencia
58
25
83
%
Frecuencia
%
Frecuencia
96,2%
1
3,8%
59
82,9%
12
17,1%
37
86,46%
13
13,54%
96
%
100,00% 100,00% 100,00%
Fuente: Autora
Elaborado: Ing. Juan Carlos Túquerres
La tabla 18 indica la presencia/ausencia de Streptococcus mutans en relación a las fresas y el
consumo de alcohol por parte del paciente, notándose que los pacientes que ingieren bebidas
alcohólicas de manera no frecuente; así, como aquellos que no ingieren alcohol presentaron
mayor probabilidad de contaminación.
Tabla 19. Resultados de la prueba de Chi cuadrado para la relación de presencia de
Streptococcus mutans por hábito de ingesta de bebidas alcohólicas del paciente
intervenido.
Pruebas de chi-cuadrado
FRESAS
Total
Chi-cuadrado
Pearson
de
Valor
gl
1,565
1
Fuente: Autora
Elaborado: Ing. Juan Carlos Túquerres
76
Sig. asintótica
(bilateral)
0,21
Se observa que de acuerdo a la prueba chi cuadrado de Pearson, todas las significancias
estimadas son mayores que 0,05 luego NO existe influencia de la ingesta de bebidas
alcohólicas sobre la proporción de si existe o no S. mutans (redonda o pera) (Tabla 19).
Gráfica 11: Presencia de Streptococcus mutans en fresas de diamante en relación a
hábito de consumo de alcohol del paciente del cual proviene la fresa.
120,00%
100,00%
96,20%
82,90%
80,00%
60,00%
40,00%
17,10%
20,00%
3,80%
0,00%
A VECES
NO
PRESENCIA
AUSENCIA
Fuente: Autora
Elaborado: Ing. Juan Carlos Túquerres
El 96,2% de las fresas que provenían de pacientes que refieren consumo de alcohol de forma
no frecuente estaban contaminadas y el 82,90% de las fresas en aquellos pacientes que no
consumían alcohol también presentaron Streptococcus mutans; es decir, el consumo de
alcohol no es un factor determinante en la contaminación (Gráfico 11).
77
Tabla 20. Presencia de Streptococcus mutans en fresas de diamante en relación a hábito
fumar del paciente del cual proviene la fresa.
FUMA_FRECUENTEMENTE
A
SI
NO
TOTAL
VECES
FRESAS
STREPTOCOCCOS
MUTANS
TOTAL
SI
NO
Frecuencia
3
%
100,0%
Frecuencia
0
%
0,0%
Frecuencia
3
%
100,00%
50
7
60
60%
33
40%
83
100,00%
70,0%
3
30,0%
10
100,00%
62%
36
38%
96
100,00%
Fuente: Autora
Elaborado: Ing. Juan Carlos Túquerres
La tabla 20 muestra la posible relación entre la presencia de Streptococcus mutans, el tipo de
fresa y el hábito de fumar del paciente del cual se extrajo la fresa, determinándose que quienes
fuman tienen más probabilidad de presentar contaminación.
Tabla 21. Resultados de la prueba de Chi cuadrado para la relación de presencia de
Streptococcus mutans por tipo de fresa y hábito fumar del paciente intervenido.
FRESAS
Total
Pruebas de chi-cuadrado
Valor
Chi-cuadrado de Pearson
Chi-cuadrado de Pearson
Chi-cuadrado de Pearson
Gl
0,684
1,191
0,873
Fuente: Autora
Elaborado: Ing. Juan Carlos Túquerres
78
Sig. asintótica
(bilateral)
2
0,711
2
0,551
2
0,646
De acuerdo a la Prueba chi cuadrada de Pearson, en todos los casos la significancia (p) fue
mayor que 0,05, con lo que se infiere que NO existe influencia del hábito de fumar sobre la
proporción de si existe o no S. mutans con el tipo de fresa utilizada (Tabla 21).
Gráfica 12: Presencia de Streptococcus mutans en fresas de diamante en relación a
hábito fumar del paciente del cual proviene la fresa.
120%
100%
100%
80%
70%
62%
60%
60%
40%
40%
30%
38%
20%
0%
0%
SI
NO
A VECES
PRESENCIA
TOTAL
AUSENCIA
Fuente: Autora
Elaborado: Ing. Juan Carlos Túquerres
El 100% de quienes presentaban el hábito de fumar mostraron contaminación post tratamiento
de Streptococcos mutans, para los dos tipos de fresas empleadas, quienes no fumaban
redujeron su probabilidad de contaminación (Gráfico 12).
79
4.2 DISCUSIÓN
El conocimiento es el elemento más importante que posee un individuo para poder
desarrollar la percepción de riesgo necesaria para proteger su salud, de esta condición no
están exentos los trabajadores de la salud, que precisan conocer e incorporar a sus prácticas
profesionales las medidas de prevención establecidas en los diferentes lugares de trabajo, con
el objetivo de preservar su salud y contribuir a proteger la del paciente.
Todos los
profesionales del área de salud bucal, incluidos los odontólogos, estudiantes de odontología se
encuentran expuestos ante la presencia de diversos microorganismos como S. mutans y S.
sanguis. De la misma manera, este riesgo es igual para el individuo que asiste a la consulta
dental, razón por la cual es necesario poner el material contaminado en un lugar específico del
consultorio odontológico. El profesional odontólogo debe someter a métodos de desinfección
y/o esterilización todo tipo de instrumental que este en contacto con la cavidad bucal, que
habitualmente se contaminan con bacterias, saliva o sangre, permitiendo proporcionar una
atención segura; por ello, el conocimiento profundo y la experiencia en la aplicación de las
normas de bioseguridad deben ser habituales en odontología. Estas normas se han convertido
en progresos importantes y son de aplicación universal. Concordamos con González (2008)
sobre la importancia de la bioseguridad, orientado a evitar la contaminación por
microorganismos, hacia el personal de salud y el paciente.
De acuerdo a los resultados obtenidos en esta investigación podemos señalar que, existe
una gran cantidad de microorganismos presentes en las fresas de diamante utilizadas durante
los procedimientos odontológicos de preparaciones cavitarias; este tipo de instrumental
80
constituye un riesgo alto de contaminación, lo que está en directa concordancia con estudios
realizados por Bailey & Scott, (2009).
La contaminación bacteriana por S.mutans encontrada
en fresas de diamante es del
74,48%, en tanto que el 25,52% de las fresas de diamante no se identificó contaminación por
S.mutans, y como se refirió en la tabla 5 esta diferencia puede considerarse como significativa.
En cuanto al S. sanguis no se identificó su presencia en el estudio microbiológico ya que el S.
sanguis podría competir con el S. mutans por la colonización de superficies dentarias debido
al antagonismo bacteriano entre estas dos especies. Además del riesgo de contaminación con
los microorganismos investigados, otros estudios llaman la atención para el riesgo de
contaminación de fresas de diamante. Según el estudio de Orellana et al. (2010) en el cuál
analizó 51 fresas de diamante se identificaron una gran variedad de bacterias: Candida,
Streptococcus bovis, Streptococcus Beta hemolítico grupo B, Staphylococcus coagulasa
negativo, Staphylococcus aureos, Corynebacterium, Enterococos, Streptococos viridans,
Lactobacillus, Saphylococcus y epidermidis y otras sin desarrollo. Esto demuestra que no
solo bacterias relacionadas con caries dental estarán inmersas en la contaminación.
Lo relevante de estos resultados se traduce en que los microorganismos identificados el
Streptococcus mutans sería el que causa mayor porcentaje de contaminación en fresas de
diamante, indicando una relación estrecha con la presencia de caries en la superficie dental de
molares permanentes debido a su morfología y anatomía del diente, es comparable al
encontrado en el estudio de Escribano (2005) en donde manifestó que las fosas y las fisuras
de los dientes, son las áreas más susceptibles de caries y el hábitat más favorable para la
81
presencia de microorganismos, principalmente los Streptoccoccus cariogénicos, demostrando
que el 80% de los Streptoccoccus correspondieron al grupo S.mutans y el 20 % restante
perteneció a otros Streptococcus; dichas áreas no sólo sirvieron de refugio para las bacterias
que residen en ellos, a su vez posibilitan a la contaminación del instrumental usado para su
remoción, esto nos revela la importancia de la esterilización.
Desde el punto de vista de identificación de microorganismos S. mutans según la edad del
paciente, motivo de consulta frecuente y el consumo de alcohol no se observa una tendencia
clara en relación a la presencia de contaminación; así coincidimos con Giacaman et al. (2013)
en cuyo estudio mencionaron que la edad no afecta los niveles de especies tradicionalmente
consideradas como cariogénicas.
Existe una diferencia marcada entre el porcentaje de S. mutans encontrados en relación al
género del paciente; la contaminación fue mayor para las fresas extraídas en pacientes del
sexo femenino con el 90,20% en comparación a la presencia de contaminación en las fresas
extraídas de los varones con el 60%. Al contrario en relación al estudio realizado por Rojas
(2012) presentó niveles de contaminación de 7,7 % en mujeres y de 8,6 % en los hombres.
La higiene bucal deficiente fue otro factor que predominó en este estudio con un alto
porcentaje, se observa una ligera disminución de la presencia de contaminación al aumentar la
frecuencia de cepillado; así, quienes se cepillan una sola vez tienen una probabilidad del 100%
de que se encuentre contaminación en las fresas de diamante, en tanto que quienes se cepillan
más de dos veces al día reducen esta probabilidad al 46%; resultados similares obtuvo
82
Linossier (2011) con el 75,8 %, la cual confirma que la mala higiene bucal es un riesgo
significativo de contaminación durante el uso de instrumental.
Diversas investigaciones
efectuadas por Clarke (1924) reconocen que una buena higiene bucal tiene un gran impacto en
la futura salud dental, por lo que se deben cambiar los hábitos de higiene bucal inadecuados.
Del mismo modo el 100% de quienes presentaban el hábito de fumar mostraron
contaminación post tratamiento de Streptococcus mutans, para los dos tipos de fresas
empleadas, quienes no fumaban redujeron su probabilidad de contaminación.
83
CAPITULO V
5. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES
5.1 Conclusiones
En base a los resultados obtenidos en este estudio se puede concluir lo siguiente:

La contaminación microbiana en fresas de diamante identificada mediante el uso de
API 20 STREP V7.0 determinó la presencia de S.mutans al producir mayor cantidad
de reacciones bioquímicas que cuenta la galería empleada; en cuanto al S. sanguis no
se identificó su presencia en el estudio microbiológico de toda la muestra estudiada del
área clínica de odontología del centro médico Martha Bucaram de Roldós.

El software apiweb
TW
20 STREP V7.0 utilizado para la realización del presente
estudio microbiológico identificó al S. mutans en un 74,48% en fresas de diamante
utilizadas en el área clínica de odontología del centro médico M.B.R., en tanto que el
25,52% de las fresas de diamante no se identificó contaminación por S.mutans.

Por ser una técnica moderna, rápida, fácil de usar con resultados fiables y por tener la
capacidad de diferenciación de las especies bacterianas estudiadas (S. mutas y S.
sanguis) se utilizó un sistema estandarizado de galerías API 20 STREP V7.0 de
bioMerieux que permitió realizar 20 pruebas bioqúimicas a la vez, a partir de una
única colonia bacteriana, facilitando la identificación de dichas bacterias.
84

En base a las muestras tomadas y de acuerdo al estudio microbiológico realizado las
fresas de diamante se encuentran contaminadas después de su uso sin distinción de su
forma. Concluyendo así, que la cavidad bucal es un gran ecosistema bacteriano y el
profesional odontólogo deberá tener conocimiento para el buen manejo del mismo.

En relación a los factores intervinientes con la contaminación se estableció que existe
una diferencia marcada entre el porcentaje de S. mutans encontrados en relación al
género del paciente, presentandose mayor contaminación en el género femenino; la
higiene bucal deficiente fue otro factor que predominó en este estudio con un alto
porcentaje, del mismo modo el 100% de quienes presentaban el hábito de fumar
mostraron contaminación post tratamiento de Streptococcus mutans; mientras que, la
identificación del microorganismo estudiado según la edad del paciente, motivo de
consulta frecuente y el consumo de alcohol no se observa una tendencia clara en
relación a la presencia de contaminación.

Por último, es de gran importancia el cumplir un estricto protocolo de limpieza del
instrumental empleado en la clínica odontológica, considerando que todo instrumental
usado en cavidad bucal del paciente se encuentra contaminado; requiere limpieza
manual, desinfección, secado, empaquetado, esterilización y conservación del mismo;
este protocolo debe ser de acatamiento rutinario, sin importar el número de pacientes
que se atiendan ni la insolvencia del instrumental; para proporcionar así, una atención
segura, saludable y eficiente.
85
5.2 Recomendaciones.

Es de suma importancia que los alumnos de odontología adquieran conocimientos
claros sobre el uso correcto del instrumental para operatoria dental. El manejo y
conocimiento del instrumental es imprescindible en la práctica clínica diaria, deben
tener una adecuada preparación en aspectos referentes a normas de bioseguridad para
todo tipo de instrumental odontológico; cuyas normas permitirán salvaguardar la salud
oral y general del paciente. Además debe representar una lucha a la profesión, ya que
obliga al profesional a mantener un conocimiento constante de nuevas tecnologías y
productos que ofrece el mercado para manipular instrumental contaminado.

La microbiología en los últimos años ha implementado y perfeccionado técnicas
innovadoras para conocer mejor la ecología microbiana permitiendo detectar
microorganismos que no habían sido identificados en estudios anteriores, el
conocimiento de la microbiota bucal es una herramienta importante para el
Odontólogo en su práctica diaria.

Se requieren más estudios acerca de este tema que involucren nuevas variables acerca
del control de la contaminación en fresas de diamante
86
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94
Anexos
Anexo 1
95
Anexo 2
UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR
FACULTAD DE ODONTOLOGÍA
CARRERA DE ODONTOLOGÍA
FORMULARIO DE CONSENTIMIENTO EXPLICATIVO
EVALUACIÓN DEL GRADO DE CONTAMINACIÓN MICROBIANA CON STREPTOCOCUS MUTANS
Y STREPTOCOCUS SANGUIS EN
FRESAS DE DIAMANTE, POSTERIOR A LA PREPARACIÓN
CAVITARIA CLASE I SEGÚN BLACK, PREVIAMENTE AUTOCLAVADAS.
Investigadores responsables: Srta. Rubio Carrillo Liliana Alexandra
Tutor: Sr. Dr. Juan Viteri Moya
INTRODUCCIÓN:La odontología fue catalogada como una profesión de alto riesgo,
según la literatura varios autores han enfatizado la práctica estricta de distintas normas de
limpieza, debido a las preocupaciones crecientes sobre la transferencia de bacterias de unos
pacientes a otros. Han mencionado normas, no solo para el cuidado del personal de salud, sino
también del instrumental que ha sido utilizado en la consulta diaria, cuyas normas han
permitido salvaguardar la salud oral y general del paciente.Tomando en cuenta que la mayor
causa para el uso de estos instrumentos es la presencia de caries dental, cuyas bacterias
posibilitarían a su contaminación, se cree conveniente aportar con una investigación en donde
se pretende,evaluar la contaminación con bacterias en fresas de diamante, posterior a la
preparación cavitaria en molares y premolares, mediante un análisis microbiológico.
PROPÓSITO DEL ESTUDIO: Aportar con un análisis al notar que existen escasos
estudios sobre el manejo adecuado del instrumental rotatorio,
fresas
de diamante en
operatoria dental, posterior a la preparación cavitaria. Adicionalmente por ratificar la
importancia en la actitud del profesional, en cumplir con una estricta limpieza durante la
96
práctica odontológica.Los profesionales de la odontología
deben batallar en cada
procedimiento odontológico realizado en la boca con gran cantidad de bacterias, saliva y
sangre, considerándose a las fresas como material que requiere ser sometido a limpieza
inmediatamente después de su uso.
PROCEDIMIENTO A SEGUIR: si usted permite el siguiente estudio le realizaremos lo
siguiente:
1. Se procederá a entregar al paciente el consentimiento informado y una encuesta que
permita recoger información sobre sus hábitos.
2. El examinador y el odontólogo utilizarán uniforme blanco, guantes estériles, gorro,
gafas, mascarilla.Una vez colocado todas las medidas de bioseguridad, al odontólogo
se le entregara las fresas completamente limpias, las cuáles serán usadas para la
preparación cavitaria en la cara oclusal de piezas dentarias posteriores (molares y
premolares) despúes de su uso serán llevadas al tubo de ensayo rotulado R1 y P1
(abreviatura de la forma de la fresa) que posee sustancias necesarias para su nutrición.
Será sellado el tubo. El examinador procederá a enviar las muestras al laboratorio.
3. Procesamiento en el Laboratorio: se ejecutará la siembra con un hisopo estéril sobre
la superficie del medio de cultivo selectivo para Streptococcus, se llevará a incubación
por un lapso de 24 horas a 35 ± 1 ºC.La Interpretación de los cultivos mediante
características como forma de la colonia. Adicionalmente se procederá a realizar
pruebas bioquímicas empleando galerías API 20 Strep para diferenciar entre S. mutans
y el S. sanguis, según el criterio presencia o ausencia. Por último se procederá a la
obtención de resultados.
97
RIESGOS: NO existirá riesgo alguno, ya que las fresas de diamante son
nuevas,
completamente limpias y solo se realizará una preparación cavitaria por paciente y se
procederá a enviar a laboratorio.
BENEFICIOS: Este estudio permitirá valorar la capacidad de contaminación de las fresas
de diamante al examinar la incidencia entre Streptococcus mutans y Streptococcus sanguis.
Siendo necesario conocer el entorno al que nos enfrentamos los profesionales odontólogos,
para brindar una atención segura.
ALTERNATIVAS: La participación de este estudio es voluntaria.
COSTOS:Todo el procedimiento será absolutamente gratuito. .
CONFIDENCIALIDAD: Se guardará absoluta confidencialidad sobre la identidad de
cada uno de los participantes, porque a cada uno de se designara con un código que será
manejado por los investigadores. Por esta razón no debe preocuparse si otras personas
conozcan datos de usted.
98
NÚMERO DE TELÉFONO DE LOS INVESTIGADORES RESPONSABLES:
Yo comprendo que si tengo alguna pregunta o problema con esta investigación, puedo
llamar a la
Srta: Rubio Carrillo Liliana 0987031546 o 2227216 o al Sr. Dr. Juan Viteri 0998589238
DECLARACIÓN DEL PARTICIPANTE
Yo…………………………………………………….…….que acudo por un servicio de
salud
al CENTRO MÉDICO MARTHA BUCARAM DE ROLDÓS en el área
odontológica,
se me hizo partícipe de esta investigación, se me hizo partícipe de esta
investigación, en la cual he proporcionado información en la encuesta, he leído todo el
procedimiento en el que consiste el estudio y este formulario de consentimiento,
adicionalmente he discutido con la Srta. Rubio Carrillo Liliana lo descrito anteriormente.
También comprendo que se enviaran a laboratorio para un análisis microbiológico de las
fresas que fueron usadas. Se me ha dado la oportunidad de hacer preguntas, las mismas que
han sido contestadas a mi entera satisfacción. Yo comprendo que cualquier pregunta que tenga
después será contestada verbalmente, o, si yo deseo, con un documento escrito.
Yo comprendo que se me informará de cualquier nuevo hallazgo que se desarrolle durante
el transcurso de este estudio de investigación. Yo comprendo que la participación es
voluntaria.
Yo comprendo que no hay fondos disponibles para proveer de compensación monetaria
para lesiones o enfermedades relacionadas con la investigación.
Si tengo preguntas concernientes a mis derechos como sujeto de investigación en este
estudio, puedo contactar a la Srta. Rubio Carrillo Liliana.
99
Se me ha informado ampliamente del estudio
antes mencionado, con sus riesgos y
beneficios, y por medio de este consiento que se realicen los procedimientos antes descritos.
Yo entiendo que, la identidad, historia clínica y los datos relacionados con el estudio de
investigación se mantendrán confidenciales, excepto según lo requerido por la ley y excepto
por inspecciones realizadas por el patrocinador del estudio.
Por
lo
tanto
consiento…………………………………………………………………………. participar en
el estudio.
Firma del paciente
Fecha. Quito,………………………….. de ………………del 2014.
Yo he explicado completamente a……………………………………………………. La
naturaleza y propósito del estudio antes mencionado y los riesgos que están involucrados en el
desarrollo del mismo.
Investigador responsable
100
Anexo 3
UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR
FACULTAD DE ODONTOLOGÍA
Investigadores responsables: Srta. Rubio Carrillo Liliana Alexandra.
Tutor: Sr. Dr. Juan Viteri
Objetivo: La presente encuesta tiene el objetivo de conocer información que será muy importante para el
desarrollo de esta investigación, por esta razón se le recomienda leer cuidadosamente cada pregunta y ser sincero.
Marque con una equis (X) frente a cada aspecto la respuesta que mejor represente su opinión.Sus respuestas
serán tratadas de forma confidencial y no serán utilizadas para ningún propósito distinto a la investigación.
¡Muchas gracias por su colaboración!
CUESTIONARIO PARA PACIENTES
Edad:
Sexo: Masculino
Femenino
Marque con una X la respuesta.
1.
Le han tratado de caries en los últimos.

1 a 3 meses

4 a 6 meses

6-12 meses o más
2.
Asiste al odontólogo por

Chequeo

Tratamiento

Dolor

Otros
3.
¿Ingiere bebidas alcohólicas con frecuencia?

Si

No

A veces
4.
Usted fuma frecuentemente

Si

No

A veces
101
Anexo 4
UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR
FACULTAD DE ODONTOLOGÍA
CARRERA DE ODONTOLOGÍA
BIOSEGURIDAD Y PROCEDIMIENTOS POSTERIORES A LA INVESTIGACIÓN
TEMA:
EVALUACIÓN DEL GRADO DE CONTAMINACIÓN MICROBIANA CON STREPTOCOCUS
MUTANS Y STREPTOCOCUS SANGUIS EN FRESAS DE DIAMANTE, POSTERIOR A LA
PREPARACIÓN CAVITARIA CLASE I SEGÚN BLACK, PREVIAMENTE AUTOCLAVADAS.
Investigadores responsables: Srta. Rubio Carrillo Liliana Alexandra
Tutor: Sr. Dr. Juan Viteri Moya.
BIOSEGURIDAD
La cadena de Bioseguridad es un proceso dinámico y equilibrado entre agente, huésped y
ambiente. La mayoría de los procedimientos odontológicos son invasivos y las actividades
relacionadas con éstos son de alto riesgo para el personal de salud y los pacientes. Por ello, es
necesario adoptar una actitud responsable que genere cambios de conducta y toma de
decisiones acertadas, tanto del personal de odontología, como de los planificadores y gerentes
en salud, en el desarrollo de las actividades inherentes a nuestra profesión (Montiel & Lam,
2001).
La bioseguridad es un conjunto de medidas destinadas a proteger la salud, cuyo propósito
es lograr un ambiente de trabajo seguro y ordenado (Amy, 2006).
Niveles de bioseguridad
102
El centro para el control y prevención de enfermedades de los Estados Unidos,
específica cuatro niveles de bioseguridad para el manejo de agentes biológicos, los cuales son
conocidos como niveles de bioseguridad del 1 al 4, la clasificación de cada laboratorio
identifica el riesgo biológico que representan para la salud los agentes que ahí se manejan
(Hamada & Slade , 1980).
Los niveles de bioseguridad clasifican a los agentes infecciosos en grupos de riesgo, según
su patogenicidad, modo de transmisión, disponibilidad de medidas de prevención
y o
tratamiento. Según la literatura el S. mutans y S. sanguis son designados al Grupo 2, ya que
son considerados como microorganismos que causan enfermedad en el hombre y en los
animales; pero no presentan un riesgo grave para el operador, la comunidad ni el medio
ambiente en el laboratorio (Montiel & Lam, 2001).
Sin embargo, Amy (2006) menciona que el profesional de laboratorio debe usar un equipo
protector para evitar la exposición directa a fluidos orgánicos que se consideren de riesgo
contaminante, mediante la utilización de materiales adecuados que se interpongan al contacto de los
mismos, como bata de laboratorio, guantes y protección para la cara según
los agentes
infecciosos en los cuales se trabajen. El personal debe despojarse de la ropa protectora
cuando abandona el área del laboratorio.
CLASIFICACIÓN DE LOS RESIDUOS
La clasificación de residuos de acuerdo a su peligrosidad se toma en cuenta enfatizando los
desechos infecciosos, siendo considerados dentro de este grupo a todo instrumental o material
corto-punzante, residuos microbiológicos, medios de cultivo y todo material empleado en
laboratorio, sangre y productos derivados de ella misma (Guarin , Rueda, & Perez, 2010).
103
Para Favi et al. (2013) Han catalogado como residuos especiales -categoría 3, en esta se
encuentran los principales residuos de un laboratorio clínico sospechosos de contener agentes
patógenos en concentración o cantidad suficiente para causar enfermedad a un huésped
susceptible. En esta categoría se incluyen: residuos líquidos, residuos sólidos, objetos
punzantes y cortantes.
Residuos líquidos: Caballero (2003) recomienda someter a los residuos líquidos a un
tratamiento en el autoclave y posteriormente eliminarse directamente por el desagüe con agua
abundante, según aceptan diversas reglamentaciones específicas y los manuales generales.
Residuos sólidos: la opción de la esterilización en autoclave sigue siendo la manera más
común de tratar este tipo de residuos en el propio laboratorio que los genera. Se asegurará que
el ciclo de la autoclave complete la esterilización en toda la masa de los residuos, siendo
aconsejable prolongar el tiempo y aumentar la presión del proceso de autoclavado; como
muestras biológicas almacenadas, placas de cultivo, residuos de cultivos (Resino, 2013)
Objetos punzantes y cortantes: estos materiales deben depositarse en recipientes
específicos que sean resistentes a la punción y con un cierre seguro. Una vez llenos, se
depositan en los recipientes rígidos destinados a los residuos sólidos (Favi, Guía de
Bioseguridad para Laboratorios Clínicos, 2013).
104
PROTOCOLO EN LABORATORIO DE MICROBIOLOGÍA DE
LA FACULTAD DE ODONTOLOGÍA DE LA UNIVERSIDAD
CENTRAL DEL ECUADOR
Agar mitis salivarium
MANEJO DE RESIDUOS ESPECIALES
Es la obligación de todo el personal del laboratorio separar, manipular y eliminar
apropiadamente todos los desechos desde que se generan hasta su disposición final; de esta
manera, se previene que el personal auxiliar y el medio ambiente, estén sujeto a riesgos no
controlados. El manejo de desechos comprende diferentes etapas que se describen a
continuación.
1. Segregación: En esta etapa clasificaremos los residuos en una de las categorías
mencionadas previamente para el adecuado manejo dentro del laboratorio y en las
zonas de acopio, así como su disposición final.
2. Almacenamiento o conservación: Una vez clasificado el residuo, debe determinarse
el contenedor en el que será eliminado de acuerdo a las siguientes especificaciones, es
importante mencionar que se utilizará bolsas especiales para residuos los cuales serán
autoclavados, logrando una descontaminación de estos residuos especiales, previo a
ser eliminados.
 Manejo de residuos químicos, en esta categoría se considerará todo material químico,
sus residuos y todos los materiales no reutilizables que estuvieron en contacto con
105
sustancias químicas. En esta investigación se utilizará tubos tioglicolato que contiene
residuos líquidos, serán sometidos a un tratamiento en la autoclave. Ya que los
residuos no presentan alguna de las características de líquidos tóxicos, ni se encuentran
incluidos en la “Tabla de Incompatibilidades Químicas”,
es considerado como
residuo no peligroso.
 Medios de cultivos bacterianos contenidos en tubos o placas, cepas almacenadas y
todo material que estuvo en contacto con muestras biológicas, se adoptará la opción de
la esterilización en autoclave siendo la manera más común de tratar este tipo de
residuos, posterior a la esterilización aquellos restos serán colocados en fundas rojas
que indican desechos infecciosos.
 Los desechos de material cortopunzante como tubos de ensayo que contenían el
tioglicolato, así como las cajas Petri después de la esterilización en la autoclave, los
hisopos usados para la toma de la muestra y las fresas redonda y en forma de pera se
colocarán en contenedores rígidos, resistentes al corte y la punción se cerrará
herméticamente.
 Posteriormente mediante ordenanza No. 323 publicada en el Registro Oficial 318 de
11 de noviembre de 2010, el Concejo Metropolitano de Quito creó la Empresa Pública
Metropolitana de Gestión Integral de Residuos Sólidos, encargada del servicio de
recolección y transporte de los desechos hospitalarios de riesgo biológico infecciosos
desde los establecimientos de salud del DMQ hacia la planta de tratamiento en el
Relleno Sanitario el Inga, la EMGIRS-EP ha contratado los servicios de PECKS
AMBIENTE, empresa que a partir del 27 de mayo de 2013 se encuentra en operación
dentro
del
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DMQ.
El tratamiento de los desechos se basa en la eliminación del riesgo a través de un
proceso de esterilización de los desechos hospitalarios infecciosos mediante la
aplicación de alta temperatura y presión por un determinado tiempo. Para este efecto,
se cuenta actualmente con tres equipos, denominados autoclaves, lo cuales utilizan
vapor para alcanzar elevadas temperaturas, que permiten la eliminación de los medios
de vida de bacterias, gérmenes, virus, entre otros agentes infecciosos. Posterior al
tratamiento de esterilización, los residuos hospitalarios inactivados son depositados en una
celda asignada para este fin, en el relleno sanitario El Inga.
Como se menciona en la literatura presentada y según el procedimiento rutinario que
realizan los profesionales clínicos no altera el medio ambiente, al cumplir con un estricto
protocolo en el manejo microbiológico de las muestras que se requiere para esta investigación.
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Anexo 6
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