MÓDULO NEMATOLOGIA EN HORTALIZAS Y FRUTALES

UNIVERSIDAD PRIVADA JOSE CARLOS MARIATEGUI
FACULTAD DE INGENIERIA AGRONÓMICA
MÓDULO
NEMATOLOGIA EN HORTALIZAS Y FRUTALES
MOQUEGUA - PERÚ
INDICE
PRIMERA UNIDAD
LECCIÓN N° 1. GENERALIDADES DE LA NEMÁTOLOGIA
1. CONCEPTOS Y DEFINICIONES
2. CLASIFICACIÓN TAXONÓMICA
3. FILOGENIA
4. MORFOLOGIA DE LOS NEMÁTODOS
4.1. FORMA DEL CUERPO
4.2. COMPONENTES DEL CUERPO
4.3. COLOR DE LOS NEMÁTODOS
4.4. SIMETRÍA DE LOS NEMÁTODOS
4.5. CUBIERTA CORPORAL DE LOS NEMÁTODOS
4.6. CUTICULA O EXOESQUELETO
5. NUTRICIÓN DE LOS NEMÁTODOS
6. RESPIRACIÓN DE LOS NEMÁTODOS
7. DIGESTIÓN DE LOS NEMATODOS
8. EXCRECIÓN DE LOS NEMÁTODOS
9. ÓRGANOS DE LOS SENTIDOS
10. REPRODUCCIÓN DE LOS NEMÁTODOS
11. CICLO DE VIDA DE LOS NEMÁTODOS
12. SINTOMATOLOGÍA DE LAS ENFERMEDADES CAUSADAS POR NEMÁTODOS
LECCIÓN N° 2. NEMÁTODOS DAÑINOS A HORTALIZAS Y FRUTALES
1. MELOIDOGYNE SPP. (NEMÁTODOS AGALLADORES)
1.1. CULTIVOS SUCEPTIBLES A DAÑOS
1.2. BIOLOGIA
1.3. SINTOMAS
1.4. CONTROL
2. PRATYLENCHUS SPP. (NEMÁTODOS LESIONADORES)
2.1. CULTIVOS SUCEPTIBLES A DAÑOS
2.2. BIOLOGIA
2.3. SINTOMAS
2.4. CONTROL
3. GLOBODERA SPP. Y HETERODERA SPP. (NEMÁTODOS QUÍSTICOS)
3.1. CULTIVOS SUCEPTIBLES A DAÑOS
3.2. BIOLOGIA
3.3. SINTOMAS
3.4. CONTROL
4. DITYLENCHUS SPP. (NEMÁTODOS DE LOS TALLO Y LOS BULBOS)
3.1. CULTIVOS SUCEPTIBLES A DAÑOS
3.2. BIOLOGIA
3.3. SINTOMAS
3.4. CONTROL
SEGUNDA UNIDAD
LECCIÓN N° 3. PRINCIPIOS DEL CONTROL NEMATOLÓGICO
1. INTRODUCCIÓN
2. PREVENCIÓN
3. CONTROL QUIMICO
4. PLANTAS Y PRODUCTOS ALELOPÁTICOS
5. MEDIOS CULTURALES
5.1. BARBECHO
5.2. ROTACIONES
5.3. SOLARIZACIÓN
5.4. VAPOR DE AGUA
5.5 ENCHARCAMIENTO
5.6. ADICIÓN DE MATERIA ORGÁNICA Y BIOFUMIGACIÓN
6. RESISTENCIA
7. CONTROL BIOLÓGICO
LECCIÓN N° 4. MANEJO INTEGRADO DE ENFERMEDADES NEMATOLÓGICAS
1. INTRODUCCIÓN
2. TOMA DE MUESTRAS PARA DIAGNÓSTICO NEMATOLÓGICO
3. PRECAUCIONES PARA OBTENER RESULTADOS PRECISOS
4. HONGOS CAPTURADORES DE NEMÁTODOS
LECCIÓN N° 5. MÉTODOS PARA EXTRACCIÓN DE NEMÁTODOS DEL SUELO
1. MÉTODO DE LA BANDEJITA
2. MÉTODO DE TAMIZADO Y DECANTACIÓN DE COBB (1981) MODIFICADO
3. MÉTODO DE CHRISTIE Y PERRY (1951), MODIFICACIONES MÉTODO BAERMAN
4. MÉTODO DE CENTRIFUGACIÓN EN AZÚCAR
5. MÉTODO MODIFICADO DE FENWICK
6. MÉTODO DE LA ACETONA
7. MÉTODO DE BAUNACKE
8. MÉTODO DE LA COCA COLA
9. CONTAJE DE QUISTES Y DE HUEVOS DE GLOBODERA SP.
LECCIÓN N° 6. MÉTODOS PARA EXTRACCIÓN DE NEMÁTODOS DE TEJIDO
VEGETAL
1. MÉTODO DEL LICUADO
2. MÉTODO DEL LICUADO, TINCIÓN Y MICROONDAS
3. MÉTODO DE EXTRACCIÓN DE HUEVOS DE MELOIDOGYNE SP.
4. MÉTODO DE FUCSINA ÁCIDA-LACTOFENOL
LECCIÓN N° 7. PROCESO DE MUERTE, FIJACIÓN Y MONTAJE DE NEMÁTODOS
1. MUERTE
2. FIJACIÓN
3. MONTAJE
PRIMERA UNIDAD
LECCIÓN N° 1. GENERALIDADES DE LA NEMATOLOGIA
1. CONCEPTOS Y DEFINICIONES
La Nematología es la ciencia que estudia a los nemátodos. Los nemátodos son animales
multicelulares
generalmente
microscópicos
que
poseen
los
principales
sistemas
fisiológicos, con excepción del sistema respiratorio y circulatorio.
Los nemátodos (Nematoda Rudolphi, 1808) forman el mayor grupo de asquelmintos
(Aschelminthes GROBBEN, 1910) o nematelmintos (Nemathelminthes GEGENBAUER,
1859), con unas 80,000 especies descritas en la bibliografía científica. Algunos
investigadores calculan que existen realmente alrededor de un millón de especies. Se les
considera como una clase zoológica o, de acuerdo con un número creciente de zoólogos,
como un filo independiente.
La palabra "Nematodo" procede del término nematoide, que significa "similar a un hilo".
Incluye a organismos que reciben nombres comunes como "gusanos redondos",
"gusanos filamentosos", "lombrices" o "anguílulas".
Los
nemátodos están presentes en todos los ambientes y son casi imperceptibles a
simple vista. La mayor parte de ellos son microscópicos y transparentes, aunque algunos
nemátodos marinos pueden medir hasta 9 metros de longitud, pudiendo haber más de
un millón de nemátodos por metro cuadrado de suelo.
Figura N°1. Micrografía electrónica de un nemátodo fitoparásito
La caracterización de los nemátodos aún está sometida a revisión. Si bien hay
unas
10,000 especies de nemátodos en total, sólo existen en el suelo unas 1,000 especies. En
una sola muestra de tierra, es posible que sólo haya de 10 a 25 especies.
Los
nemátodos parasitan plantas y animales que habitan sobre el suelo. De esta
manera, son los responsables de los nudos de la raíz de la vid
y de la formación de
quistes en la soya. La mayor parte de las infestaciones patógenas de las plantas
causadas por nemátodos, sólo pertenecen a unas cuantas especies de nemátodos
fitopatógenos.
Los nemátodos
de
vida
libre
suelen
encontrarse en los 10 cm superiores del
contorno del suelo, habitando un 90% de éstos en los 15 cm superiores de éste.
De este modo, los nemátodos resultan activos en capas de agua, si bien algunos resisten
los ciclos de sequía, formando quistes, o bien atraviesan un período de reposo. Las
poblaciones de nemátodos son mayores en ambientes orgánicos con un pH neutro,
aunque su presencia no se restringe a estos ambientes. Asimismo, dichas poblaciones
son más numerosas cerca de las raíces de las plantas que en otros lugares.
Algunas especies de
alimentan
de
la
(población de la
nemátodos parasitan
rica
raíces
población microbiana
que
vivas,
habita
mientras
cerca
que
de
otras
estas
se
raíces
rizosfera). Estas poblaciones elevadas reflejan el alto contenido de
materia orgánica que hay cerca de las raíces.
Los nemátodos presentan altos niveles reproductivos, con cinco y seis generaciones
anuales. Pueden depositar miles de huevos, formando “paquetes”.
Los nemátodos
no
participan
directamente
en
la descomposición de la materia
orgánica. Por el contrario, son saprófitos o depredadores.
Los
nemátodos
de
vida
libre consumen microorganismos, mientras que los otros se alimentan de rotíferos
y protozoos. En vista de que los nemátodos pueden consumir hasta 5,000 células
por minuto, ayudan a regular las poblaciones microbianas del suelo. Los nemátodos son
parasitados, a su vez, por otros organismos del suelo y son consumidos como parte de la
cadena alimenticia del suelo.
Figura N°2. Nódulos en raíces
2. CLASIFICACIÓN TAXONÓMICA
Los nemátodos pertenecen al:
Reino: Metazoa
Sub reino: Eumetazoa
División: Bilateralia
Sub división: Protostonia
Super phylum: Pseudocelolates
Phyllum: NEMATA
Debido a su gran variedad de formas de vida, los nemátodos se han estudiado por
investigadores de distintas disciplinas interesados en grupos particulares. Por ello, se
han
investigado
independientemente
los
de
vida
libre,
los
zooparásitos
y
los
fitoparásitos, habiéndose propuesto diferentes formas de clasificación. Su ordenación en
géneros, familias y superfamilias es satisfactoria, pero la ordenación en grupos
superiores es controvertible.
La clasificación más aceptada de los nemátodos es la propuesta por B. G. Chitwood y M.
B. Chitwood (1950), según la cual forman un filo dividido en dos clases, Phasmidia y
Aphasmidia.
La clase Phasmidia (Fasmidios o Fásmidos) o Secernentea (Secernétidos) incluye a los
Nematodos provistos de fasmidios, órganos sensoriales, pares en forma de pequeñas
bolsas que se ubican en la zona caudal. Estructuras pares similares (anfidios) del
extremo anterior, están escasamente desarrolladas. Sistema excretor presente, con uno
o dos canales laterales, con o sin células glandulares asociadas.
Los Fásmidos comprenden parte de las especies que habitan en el suelo, la mayoría de
los parásitos animales y casi todos los parásitos de los vegetales. Entre los fásmidos se
encuentran los estrongilinos, los ascaridinos (grupo al que pertenecen los Ascaris y los
Oxiuros) y los espirulinos (al que pertenecen las filarias, como Wuchereria).
La clase Aphasmidia (Afasmidios o Afásmidos) o Adenophorea (Adenofóridos) incluye a
los que carecen de glándulas fasmidiales y poseen anfidios de formas variables,
generalmente bien desarrollados, detrás de los labios. Sistema excretor con una o más
células excretoras (renetas). Comúnmente con glándulas hipodérmicas y caudales. La
mayoría son de vida libre. Comprenden a casi todas las especies acuáticas, tanto
dulceacuícolas como oceánicas, parte de las especies del suelo, parte de los parásitos
animales (como las triquinas Trichinella y tricoféfalos Trichuris) y algunos parásitos de
los vegetales.
3. FILOGENIA
Antiguamente se consideró a los nemátodos como un grupo aislado evolutivamente. Hoy
no cabe duda que están emparentados con los Gastrotricos, cuyos representantes
marinos presentan claras afinidades con los nemátodos, especialmente por sus faringes
y cutículas. Posiblemente también tengan afinidades con los nematomorfos.
Según algunos zoólogos, los gastrotricos, nemátodos y nematomorfos derivan de un
único grupo de platelmintos turbelarios acélicos. En general, se considera que los
gastrotricos son más primitivos. Las relaciones evolutivas con otros grupos de
pseudocelomados son menos claras y muchos de sus caracteres comunes podrían
deberse a fenómenos de convergencia evolutiva. Dentro del grupo Nematodos es difícil
determinar líneas filogenéticas, aún se discute acerca de cuáles deben considerarse más
primitivo.
4. MORFOLOGIA DE LOS NEMÁTODOS
Los nemátodos son parecidos a los gusanos, con cuerpo vermiforme y un tubo digestivo
que recorre longitudinalmente su cuerpo desde la boca al ano. Miden menos de un
milímetro de longitud, por lo que se precisan potentes lupas binoculares o microscopios
para observarlos.
En algunas especies el cuerpo de la hembra difiere en su forma de la del macho,
presentando una silueta en forma de pera o casi esférica debida normalmente a la
presencia de huevos. Presentan un dimorfismo sexual marcado, sobre todo en la parte
final del cuerpo, el macho es más grueso y corto que la hembra, cuyo cuerpo es
absolutamente liso.
El cuerpo es homogéneo y carece de apéndices complementarios. Los
nematodos
fitopatógenos se caracterizan por la presencia en su cuerpo del llamado estilete,
una espina dura y hueca con la que absorben la savia de las plantas.
4.1. FORMA DEL CUERPO
Los nemátodos tiene formas diferentes interna y externamente, pero existe una
forma universal que incluso sirvió para darles nombre y es la forma fusiforme, en
donde se notan claramente dos ejes, uno longitudinal alargado y otro transversal
muy corto. El acortamiento o alargamiento de estos ejes le da forma característica
a cada tipo de nemátodo.
La forma típica, al corte transversal presente forma típicamente circular y los
diámetros anterior y posterior son menores que en el diámetro medio. De acuerdo
a las variaciones en las longitudes de los ejes las formas del cuerpo pueden ser:
Cilíndrica: Cuando los ejes transversales en sus tres puntos
son casi iguales:
Trichodorus.
Subcilindrica: El diámetro anterior es
de menor tamaño que el medio y el
posterior. Tylenchorhynchus, Helycotylenchus.
Fusiforme: Ditylenchus
Filiforme: El diámetro medio anterior y posterior similar a fusiforme pero el eje
longitudinal es bastante largo.
Vermiforme ensanchado: Agrandamiento del diámetro más que el anterior y
posterior.
Redondeada: Diámetro medio y posterior ensanchados grandemente, se produce
atrofia muscular y origina incapacidad de movimiento.
Piriforme: Meloydogine
Limón Rugoso: Heterodera
Ensanchado irregular: Rotylenchulus, Nacobbus, Tylenchulus
4.2. COMPONENTES DEL CUERPO
Esencialmente el cuerpo del nemátodo esta constituido por dos tubos o cilindros:
uno externo, otro interno y uno interno al tubo digestivo. Los arreglos musculares
o músculos de la pared se encuentran en forma longitudinal. Los órganos se
encuentran uno a continuación de otro dentro del cuerpo y no uno junto al otro.
Los órganos son seriados uno a continuación del otro. La cavidad del cuerpo
presente líquido pseudocelomático y la forma redondeada del cuerpo se debe a que
la cavidad del cuerpo se mantiene turgente en forma bastante significativa y
también a la presencia de la pared del cuerpo que es bastante rígida.
4.3. COLOR DE LOS NEMÁTODOS
Los nemátodos generalmente presentan el cuerpo incoloro, transparente. Cuando
se observa
coloreado es por el tipo de material alimenticio acumulado en el
intestino. Para su observación se requiere iluminación de abajo hacia arriba.
4.4. SIMETRIA DE LOS NEMÁTODOS
La simetría de los nemátodos debería ser bilateral, es decir, que todos los órganos
deberían estar por duplicado y al corte transversal deberían aparecer como un
espejo ósea uno frente al otro. Pero por procesos evolutivos la simetría bilateral es
mínima, predominan en el nemátodo posiciones asimétricas de órganos así como
posiciones radiales.
4.5. CUBIERTA CORPORAL DE LOS NEMÁTODOS
La pared corporal es un saco músculo-cutáneo, en el que se comprenden el aparato
excretor y el sistema nervioso. El saco músculo-cutáneo limita el pseudoceloma,
que contiene al aparato digestivo y el reproductor. El cuerpo está cubierto por una
cutícula resistente delgada, cubierta quitinosa que a menudo tiene un relieve en
forma de anillos y cubre la faringe, digestivo posterior y otras aberturas corporales.
La cutícula de la superficie corporal general suele presentar ornamentaciones
(punteaduras, verrugas, costillas, espinas o sedas).
A veces hay un conjunto variable de prominencias cuticulares (alas), que pueden
encontrarse a lo largo de la longitud del cuerpo, en la región cervical o en la región
caudal del macho (en algunos se encuentra allí una expansión formada por tres
lóbulos, con función copuladora).
La pared del cuerpo es la parte del cuerpo que lo pone al nemátodo en contacto
con el medio ambiente por un lado y por el otro con el pseudoceloma. Está
formado por tres partes fundamentales: la cutícula, la hipodermis (epidermis,
subcuticula o lámina media) y la capa muscular.
El rol de la pared es el intercambio gaseoso, movimiento y protección de los
órganos internos.
4.6. CUTICULA O EXOESQUELETO
La cutícula, gruesa, es un producto elástico de las células epidérmicas subyacentes.
Entrega un soporte resistente, protege de algunos compuestos tóxicos y permite
aumentar o disminuir el volumen corporal sin cambiar la presión del líquido
perivisceral.
En la cutícula predominan proteínas similares al colágeno, y la capa externa
contiene una proteína del tipo de las queratinas, cubierta por una película lipídica.
La cutícula consta de tres zonas: capa basal (estriada, laminada o con fibras
helicoidales), capa mediana, que varía entre una estructura granular uniforme
hasta varillas, fibrillas o canales, y capa cuticular externa, cortical o córtex
(frecuentemente anillada y dividida en parte externa e interna).
Estas capas están formadas por fibras entrecruzadas, que confieren cierta
elasticidad longitudinal, pero limitan la capacidad de extensión lateral. Las tres
capas pueden estar subdivididas en estratos y a ellas se agrega una epicutícula
delgada, que puede presentar una cubierta de quinona. La superficie cuticular
puede
tener
modificaciones,
punteaduras,
que
actúan
verrugas,
como
costillas,
órganos
espinas,
sensoriales
o
sedas
u
participan
otras
en
la
locomoción.
En los nemátodos el crecimiento se acompaña normalmente de cuatro mudas de la
cutícula. La cutícula antigua se separa de la epidermis subyacente empezando por
el extremo anterior y el animal segrega la cutícula nueva.
La cutícula antigua se desprende entera o en fragmentos, pero puede ser absorbida
parcialmente por la nueva cutícula. Antes de cada muda, la epidermis se engruesa
y forma una gran cantidad de ribosomas. En el animal adulto no hay mudas, pero
la cutícula continúa expandiéndose mientras el animal crece.
Bajo la cutícula existe una subcutícula o epidermis, generalmente celular, aunque
en parásitos a veces es sincicial. La epidermis consta de pocas series de células,
generalmente ocho. La epidermis secreta la cutícula, mantiene reservas de
nutrientes, contiene fibras de anclaje que unen la musculatura a la cutícula y en
algunas especies endoparásitas es una importante superficie de absorción de
nutrientes.
La epidermis de los nemátodos se expande hacia el interior, formando cuatro
crestas o prominencias longitudinales a lo largo de las líneas media dorsal, media
ventral y medias laterales (líneas o cordones longitudinales o crestas epidérmicas).
Estos cordones son menos prominentes en las zonas dorsal y ventral, y pueden
desaparecer en los extremos del cuerpo. Incluyen a los troncos nerviosos (líneas
medioventral y mediodorsal) y a los canales excretores (líneas laterolongitudinales)
que dividen a la musculatura en cuatro campos.
Generalmente los núcleos epidérmicos se restringen a estos cordones. Las zonas
de epidermis situadas entre las protuberancias son campos plasmáticos anucleados
y delgados. Ciertas especies parásitas, como triquina, carecen de campos laterales;
otras como el tricocéfalo presentan un revestimiento muscular no interrumpido
(holomiarios).
En muchas especies parásitas y de vida libre hay glándulas cutáneas. Son
especialmente constantes tres grandes glándulas adhesivas del extremo posterior
del cuerpo, con las cuales los animales pueden fijarse al substrato.
El sistema muscular está constituido por células mioepiteliales, las que forman una
capa muscular, que corresponde a la musculatura somática general, y músculos
especializados.
La
capa
muscular
está formada
por
células
mioepiteliales,
fusiformes, que forman fibras longitudinales, situadas en cuatro bandas o
cuadrantes (dos masas musculares dorsales y dos ventrales, separadas en sentido
longitudinal por una línea dorsal, una línea ventral y dos líneas laterales, formadas
por relieves de la subcutícula, entre los cordones longitudinales.
Muchos nemátodos tienen sólo entre dos y cinco músculos en cada campo
(meromiarios),
otros
tienen
muchas
células
musculares
en
cada
campo
(polimiarios). Las fibras pueden ser anchas y planas, o bien altas y estrechas,
según la especie. Los músculos somáticos comprenden dos tipos principales,
aunque pueden encontrarse formas intermedias: celomiarios y platimiarios. Los
músculos "celomiarios" presentan fibrillas contráctiles en la periferia, sobre tres
lados, faltando en la cara que va a la cavidad corporal; mientras que los músculos
"platimiarios" son aquellos en los que las fibrillas contráctiles se limitan a la capa
basal, junto a la epidermis.
Las células musculares de los nemátodos son las únicas que tienen extensiones
nerviosas, cada fibra muscular posee un brazo delgado que va hasta el cordón
nervioso longitudinal, dorsal o ventral, donde se produce la inervación. Los
músculos especializados se utilizan para el movimiento de partes especiales del
cuerpo, por ejemplo los músculos labiales para la prehensión de alimento,
músculos faríngeos para engullir, músculos rectales para la defecación y músculos
copuladores, asociados a los órganos reproductores, ya sea espículas o vulva.
De fuera a adentro, presenta las siguientes capas:
Cutícula, muy gruesa, está estratificada, compuesta fundamentalmente de
colágeno. Sirve para proteger al animal del ambiente hostil del hospedador, cuando
el animal es parásito. Le permite colonizar ambientes hostiles. Esta cutícula es
producida por la epidermis subyacente.
Epidermis, Monoestratificada. Puede ser celular o sincitial. Presenta cuatro
entrantes hacia el pseudoceloma que reciben el nombre de cordones epidérmicos,
que recorren longitudinalmente el cuerpo del animal; uno por la línea mediodorsal,
otro por la línea medioventral y otros dos mediolaterales. En los cordones están los
núcleos de las células epidérmicas. En el cordón epidérmico dorsal y ventral se
localizan los cordones nerviosos longitudinales. En los cordones epidérmicos
laterales se localizan los conductos excretores.
Musculatura, Es longitudinal y estriada. Son células exclusivas, ya que conectan
con el sistema nervioso mediante prolongaciones citoplasmáticas.
Bajo la
musculatura se localiza el pseudoceloma. El hecho de que la musculatura sea
longitudinal hace que el movimiento de estos animales esté reducido al serpenteo.
La musculatura está dividida en cuatro paquetes o campos musculares, separados
por los cordones epidérmicos.
Pseudoceloma, El pseudoceloma o pseudocele es una cavidad derivada del
blastocelo, ubicada entre las vísceras y la pared corporal, no está tapizada por
peritoneo y posee líquido perivisceral en su interior.
La cavidad se extiende desde la musculatura hasta el tubo digestivo, y rodea a los
órganos
reproductores.
Su
alta
presión
hidrostática
(fuerte
turgencia)
conjuntamente con la cutícula, actúan como antagonista elástico (hidroesqueleto)
de la capa longitudinal muscular, lo que se correlaciona funcionalmente con la
ausencia de músculos circulares.
En las especies pequeñas de vida libre, el pseudocele es reducido o no existe, en
las formas grandes, como Ascaris, es voluminoso, ocupado por un tejido muy laxo
con células que presentan enormes vacuolas. El líquido perivisceral, a presión,
funciona
como
un
hidrostato.
Contiene
metabolitos
orgánicos,
incluyendo
hemoglobina en algunas especies.
En nemátodos parásitos suele contener substancias tóxicas, especialmente
hemolíticas para el huésped. En las paredes del pseudoceloma existen células
fagocitarias fijas, importantes en la defensa interna.
5. NUTRICIÓN DE LOS NEMÁTODOS
Muchas especies de vida libre son carnívoras y otras fitófagas. Las formas marinas y de
agua dulce se alimentan de diatomeas, algas, hongos y bacterias.
Para muchas especies terrestres de nemátodos son importantes como alimento las algas
y los hongos. Abundan las especies terrestres que perforan las raíces vegetales para
succionar su contenido. Estos nemátodos producen grandes pérdidas comerciales.
También hay muchas especies que ingieren partículas de substrato (sedimentívoras),
que al igual que las que viven en materia orgánica muerta (estiércol, cadáveres) se
nutren en realidad de bacterias y hongos.
Algunas especies son saprófagas, se alimentan succionando cadáveres de pequeños
animales o plantas muertas, o sus restos en diversos estados de descomposición. El
nemátodo del vinagre, Turbatrix aceti, vive en el sedimento del vinagre sin pasteurizar.
Los nemátodos son el grupo de consumidores de bacterias y hongos más abundante y
cosmopolita, por lo que tienen gran importancia en las cadenas tróficas.
El aparato digestivo es casi rectilíneo, raramente ondulado. Se extiende entre la abertura
oral (anteroterminal) y la abertura anal (subterminal), que puede faltar. Comprende un
estomodeo (boca, cavidad bucal y faringe), un mesenterón (intestino medio) y un
proctodeo (intestino terminal, que puede ser recto o cloaca).
En la región bucal se manifiestan las mayores variaciones. La boca carece de probóscide,
pero a menudo está muy diferenciada y tapizada por cutícula. La superficie cuticular
puede espesarse y estar reforzada por bordes, varillas o placas, o llevar dientes afilados,
puntiagudos (onchia). La boca está rodeada por un número variable de lóbulos salientes
o de labios y sensilas de varios tipos.
En muchas especies marinas la boca está rodeada por 6 lóbulos en forma de labio, 3 a
cada lado. Debido a fusión, las formas terrestres y parásitas suelen tener sólo 3 labios.
Primitivamente los labios y la superficie anterior externa a ellos tienen 18 sensilas. La
boca conduce a una cavidad bucal o estoma, más o menos tubular y recubierta por
cutícula.
Los detalles estructurales de la cavidad bucal están relacionados con los hábitos
alimentarios y son importantes en la identificación de las especies. La cavidad bucal
puede ser un tubo estrecho o un espacio oval o con forma de taza.
Cuando la cavidad bucal está muy especializada, puede dividirse en una cámara anterior,
cerrada por los labios; un prostoma largo, y un telostoma.
En algunos carnívoros y vegetarianos, en la cavidad bucal hay un largo estilete oral o
lanza bucal, hueco o macizo, que puede salir de la boca mediante acción muscular. Los
estiletes sirven para punzar a la presa, y el estilete hueco actúa, además, como un tubo
por donde la faringe succiona. El estilete a veces se origina en una modificación del
epitelio de la cavidad bucal (estomatostilo) y otras veces por una importante
modificación de un diente (odontostilo).
Los Nematodos que viven en el interior de tejidos animales y los saprófagos de vida libre
se alimentan predominantemente de líquidos y su región bucal se reduce a un poro
diminuto que conduce a la faringe. En los Nematodos carnívoros hay frecuentemente
dientes, protuberancias grandes, placas cortantes, raspas o dentículos pequeños y
abundantes. Detrás de la boca puede haber una cápsula bucal con dientes en su base.
La cavidad bucal se abre hacia una faringe tubular denominada esófago o faringeesófago. La luz faríngea es trirradiada en sección transversal, contiene fibras musculares
radiales y también está revestida por cutícula. La pared tiene células mioepiteliales y
glandulares. En algunos casos es un tubo no especializado, pero generalmente está
especializada por regiones y varía ampliamente en cuanto a su forma y a la proporción
relativa de tejidos glandulares y musculares.
Muchos nemátodos vegetarianos poseen un engrosamiento oval alrededor del centro de
la faringe. Entre los zooparásitos la faringe puede presentar diferentes características.
Algunos presentan un ventrículo glandular no muscular y posterior, que puede alargarse,
o tienen la faringe dividida en una porción anterior corta y una porción muscular
posterior más ancha. Las glándulas faríngeas secretan enzimas que inician la digestión
del alimento o ayudan a la penetración de los nutrientes a través de la pared celular. Las
secreciones enzimáticas se proyectan fuera de la boca realizando una predigestión de los
alimentos, previa a su ingestión.
Algunos Nematodos tienen una o más protuberancias musculares (bulbos o ciegos) en el
extremo posterior de la faringe, que funcionan como bombas que llevan el alimento
líquido hacia el intestino. A menudo hay válvulas. Mientras la faringe se llena, una
válvula faringo-intestinal está cerrada, y cuando los músculos faríngeos empujan el
alimento hacia el intestino, se abre la válvula y la boca se cierra.
La digestión comienza en la luz del intestino y se completa intracelularmente. La
digestión intracelular, cuando existe, es poco importante. El epitelio intestinal secreta
enzimas digestivas. El intestino almacena alimentos y participa en la síntesis de vitelo.
Las reservas de glucógeno y grasas de las células intestinales se utilizan durante el
ayuno y la muda. A veces a su alrededor se encuentra una capa muscular. Una válvula
en cada extremo del intestino impide que el alimento sea expulsado por la presión del
líquido pseudocelómico.
Desde la faringe sale un intestino medio tubular, formado por una capa de células
epiteliales, que puede ser ciliado o tener un ribete en cepillo, y luego sigue un recto o
intestino terminal, corto y aplanado, que está recubierto por cutícula y puede contener
glándulas rectales unicelulares.
El intestino medio, es un tubo sencillo con alguna escasa especialización regional.
Presenta pocas variaciones, aunque el número de células que lo compone varía
ampliamente. En algunas especies, presenta en su extremo anterior unas evaginaciones
ciegas, y la superficie puede estar plegada. En algunos casos se puede distinguir,
histológicamente, una región anterior ventricular, una región media y una prerrectal.
El intestino terminal o recto, deriva del ectodermo y está tapizado por la cutícula. Se
extiende desde la válvula intestino-rectal hasta el ano, que está en la línea media
ventral, antes del extremo del cuerpo, y tiene forma de ojal. El labio del ano y la pared
rectal se levantan por acción de un músculo que ayuda a la defecación. La fuerza de
expulsión deriva de la presión del pseudocele. En especies parásitas son frecuentes las
glándulas rectales grandes y unicelulares. En los machos, el conducto reproductor se une
al recto formando una cámara llamada cloaca, aunque en ella no desembocan vías
excretoras.
Tubo digestivo, Es muy sencillo. Es completo. Comienza en una pequeña cavidad bucal
que desemboca en una faringe muy musculosa, también llamada hexófago, que ayuda a
la deglución. Se continúa con el intestino, que es muy largo y se extiende por todo el
cuerpo del animal hasta el extremo posterior del cuerpo, pare desembocar en el ano, en
el caso de las hembras.
En los machos, el recto es una auténtica cloaca, ya que en ella desembocan las vías
reproductoras. La cloaca comunica con el exterior por el orificio cloacal.
La faringe (estomodeo) y el recto (proctodeo) son ectodérmicos; están recubiertos por
cutícula.
La digestión es extracelular ya que en el intestino se segregan enzimas
digestivas a la vez que es intracelular.
Hay nemátodos carnívoros, que se alimentan de pequeños invertebrados. Los hay
fitófagos que perforan las raíces de las plantas. Hay nemátodos que pueden producir
grandes daños a los cultivos agrícolas. Otros se alimentan de algas, bacterias, hongos,
etc.
Otros son detritívoros y se alimentan de materia en descomposición. Los hay
parásito de plantas y animales, incluido el hombre.
6. RESPIRACIÓN DE LOS NEMÁTODOS
Los
nemátodos carecen de órganos respiratorios diferenciados. Los adultos que viven
como parásitos intestinales son principalmente anaerobios, en ellos falta el ciclo de Krebs
y el sistema de citocromos, pero todos pueden utilizar el oxígeno si está disponible.
Algunos nemátodos de vida libre y los estados libres de algunos parásitos, son aerobios
obligados, y por lo tanto poseen ciclo de Krebs y sistema de citocromos.
7. EXCRECIÓN DE LOS NEMÁTODOS
Los nemátodos excretan desechos en forma de amonio, que difunde a través de la pared
corporal. El sistema excretor carece de células en llama y de protonefridios. Unos pocos
nemátodos carecen de cualquier sistema de excreción. La osmorregulación, la regulación
iónica y, quizás, la excreción de otros desechos, se asocian generalmente con
estructuras especializadas particulares: una célula o células glandulares excretoras
(glándula ventral), sistema de canales excretores (conductos acuíferos), o ambos. Estos
sistemas aparecen solamente en nemátodos y dentro del grupo constituyen los órganos
más desarrollados. En ambos casos de trata de formaciones unicelulares. Cuando se
presentan tanto sistema de canales como glándulas, comparten el mismo poro hacia el
exterior.
La célula glandular excretora es grande, se encuentra a nivel de la unión de faringe con
el intestino medio, protruye en el pseudocele y tiene un conducto en forma de cuello que
desemboca medioventralmente en un poro. Su papel excretor es incierto, se han
sugerido otras funciones, como secreción de matriz gelatinosa alrededor de los huevos,
secreción de una cubierta de glicoproteínas sobre la cutícula y producción de exoenzimas
para iniciar la digestión de los tejidos del hospedador. El órgano excretor de tipo
glándula ventral se encuentra especialmente en formas de vida libre, así los Nematodos
marinos suelen tener una simple célula excretora sacciforme con su cuello abierto hacia
el poro excretor.
El sistema de canales excretores, sin cilios, se encuentra dentro de una célula, la célula
más grande del cuerpo del animal, generalmente tiene forma de H alargada (célula en
forma de H), los dos canales largos se sitúan en los cordones epidérmicos laterales y se
unen por uno o varios canales situados en la barra transversal. Este sistema sirve
especialmente para la regulación iónica. Del conducto transversal sale un conducto corto
impar que desemboca en la superficie del cuerpo en un poro de la región faríngea. A
veces el conducto se agranda y forma una ampolla que se llena y vacía rítmicamente. El
sistema de canales que corren a lo largo de cordones laterales se encuentra en muchos
parásitos y en especies del suelo. En algunos casos este tipo de sistema excretor
presenta un par de glándulas cervicales.
8. SISTEMA NERVIOSO
El Sistema nervioso es intraepitelial, localizado en la epidermis, la faringe y el digestivo
posterior. Existe un anillo nervioso circunfaríngeo, o collar periesofágico (comisura
cefálica), con varios ganglios asociados, que rodea al intestino anterior y sobre el cual
las células nerviosas se distribuyen generalmente en forma difusa, y varios cordones
longitudinales.
El anillo nervioso circunfaríngeo está formado principalmente por fibras nerviosas, los
cuerpos neuronales se ubican en ganglios. Del anillo nervioso circunfaríngeo, asociado a
un cerebro bilobulado, salen hacia adelante nervios que inervan los órganos sensoriales,
especialmente las sensilas y los anfidios. Hacia la parte posterior salen troncos nerviosos
dorsales, laterales y ventrales dentro de los cordones longitudinales, unidos por
comisuras. Algunos son motores (mediodorsal, medioventral, sublaterales), los otros son
sensitivos (laterales). Los extremos de las células musculares contactan con los nervios
dorsales y ventrales; los nervios laterales se asocian con los canales excretores.
El cordón nervioso dorsal, predominantemente motor, se encuentra en el cordón
epidérmico dorsal. Los troncos nerviosos laterales, predominantemente sensitivos, se
encuentran en los cordones epidérmicos laterales, atravesando los ganglios lumbares y
terminando en el ano.
El nervio principal es el tronco ventral, que a menudo tiene raíces pares y probablemente
deriva de la fusión de dos nervios. En Ascaris el cordón ventral presenta 55 fibras. Existe
un sistema simpático faríngeo. Los nervios viscerales inervan el intestino. En las vías
nerviosas hay ganglios, concentrados especialmente cerca del extremo posterior, donde
hay un ganglio anal o caudal, sencillo o doble.
El sistema nervioso es pues, intraepidérmico. Del anillo surgen los cordones nerviosos
longitudinales. Surge uno de cada ganglio (6). De ellos, los dorsales se fusionan para
forma un único cordón. Los ventrales corren independientes hasta el poro excretor,
donde se fusionan. Se localizan en los cordones epidérmicos. De los cuatro cordones que
quedan al final, sólo el ventral presenta ganglios.
9. ÓRGANOS DE LOS SENTIDOS
Poseen anfidios y fasmidios. Ambas estructuras son pares. Los anfidios se localizan en el
extremo anterior del cuerpo, y los fasmidios en el extremo posterior del cuerpo. Se
abren al exterior mediante sendos orificios. Tienen la misma estructura. Están rodeados
por una glándula, que vierte su secreción al saco. Hay células neurosensoriales ciliadas,
que llevan la información al Sistema Nervioso Central. Tanto anfidios como fasmidios son
quimioreceptores. Los fasmidios están especializados en la detección de individuos del
sexo contrario.
Los órganos sensoriales son relativamente sencillos. Están concentrados en el extremo
corporal anterior. Las formas libres las poseen en mayor número que las parásitas. En el
tipo fundamental se sitúan en tres círculos y en un par de fosetas laterales. Los círculos
constan de 4 o 6 órganos sensoriales.
Papilas labiales y cefálicas, Son pequeñas salientes de la cutícula en los labios y en la
cabeza. Probables mecanorreceptores. Los deiridios o papilas cervicales se encuentran
en muchas especies edáficas o parásitas, pero suelen faltar en las formas acuáticas.
Sedas o quetas, Son cerdas alargadas, en la cabeza y cuerpo. Son mecanoreceptores
que cuando se estimulan hacen que el animal se aleje del estímulo.
Anfidios, Son estructuras pares que desembocan al exterior por un poro cuticular que
expone los cilios al ambiente. Se consideran quimioreceptores. Los anfidios alcanzan su
máximo desarrollo en los Nematodos acuáticos, son invaginaciones ciegas, tubulares o
sacciformes de la cutícula, que contienen un poro exterior, un conducto y una bolsa
anfidial. Generalmente se ubican tras las sedas cefálicas. En algunos nemátodos, como
Ancylostoma, los anfidios se conectan con grandes glándulas anfidiales (glándulas
cefálicas), extendidas en la cavidad corporal.
Los receptores táctiles se presentan bajo la forma de papilas o de sedas, los
quimioreceptores, como los anfidios, varían desde un simple poro hasta una compleja
estructura tortuosa y espiralada. Los órganos sensoriales llevan una dendrita ciliada
englobada en una parte especializada de la pared corporal. En papilas, sedas y anfidios
hay una dendrita con un cilio distal.
Los fasmidios o glándulas precaudales, son un par de órganos de glándula
sensoriales unicelulares que desembocan separadamente a cada lado de la cola,
especialmente en especies parásitas. Constan de una glándula, un poro y terminaciones
nerviosas. Los fasmidios se relacionan con la reproducción y muestran dimorfismo
sexual.
Ocelos u ojos (manchas oculares), poco frecuente, va uno a cada lado de la faringe
en Nematodos acuáticos. Son ojos compuestos por ocelos, que tienen cúpula
pigmentaria y cristalina.
Receptores de estiramiento, o cordones epidérmicos, probablemente regulan los
movimientos locomotores.
10. REPRODUCCIÓN DE LOS NEMÁTODOS
La reproducción es siempre sexual y la fecundación interna. Casi todos los nemátodos
son de sexos separados (dioicos o bisexuales), y en la mayoría de los casos el macho es
menor que la hembra. Los machos presentan caracteres sexuales secundarios, tales
como glándulas ventrales y lóbulos caudales.
Existen algunos pocos nemátodos terrestres que son hermafroditas o partenogenéticos.
Hay casos en que se desconocen los machos. Las especies hermafroditas son
proterándricas, es decir los órganos masculinos y los espermatozoides se desarrollan
antes que los órganos femeninos y los óvulos. En ellas existe un ovotestículo. En general
se autofecundan. Los espermatozoides se desarrollan primero y son almacenados en las
vesículas seminales. La autofecundación ocurre después de la formación y maduración
de los óvulos. Periódicamente surge un pequeño número de machos que fecundan
cruzadamente a los hermafroditas.
El sistema reproductor es generalmente par. Las gónadas, en número de una o dos, se
comunica con el exterior por un poro único, la cloaca, en los machos, y un gonóporo o
vulva en las hembras. La posición de la vulva varía, siendo a veces posterior y otras
veces anterior.
En los machos, hay un testículo tubular, con forma de un cordón macizo apelotonado
sobre sí mismo. En algunos nemátodos hay dos testículos, orientados generalmente en
forma opuesta.
El o los testículos se convierten imperceptiblemente en un largo
espermiducto o conducto deferente. Cada espermiducto se ensancha en el extremo
posterior formando una larga vesícula seminal, donde se acumulan los espermatozoides.
Un conducto eyaculador muscular, con glándulas prostáticas, conecta las vesículas
seminales con la cloaca. Las secreciones prostáticas son adhesivas y posiblemente
facilitan la cópula.
La vesícula seminal desemboca en el recto, modificado en una cloaca. La pared de la
cloaca está evaginada formando dos sacos que se unen antes de desembocar en la
cámara cloacal.
La región posterior de los machos presenta una considerable variación. Suele estar
curvada en forma de gancho o la cutícula ensanchada en expansiones alares con forma
de abanico, constituyendo un accesorio copulador llamado bursa. A veces presentan
papilas pedunculadas, sedas sensoriales o expansiones a modo de ventosas.
El poro genital masculino está situado muy cerca del ano y tiene ganchos cuticulares
(espículas copuladoras), varillas utilizadas para asir a la hembra durante la cópula y para
mantener abierto el gonoporo femenino durante la transmisión de espermatozoides.
Cada saco contiene una espícula, que generalmente es corta, con forma de hoja aguzada
y curva. Las espículas asoman a través de la cloaca y salen por el ano o abertura,
mediante músculos especiales, pueden ser evaginadas y retraídas en la bolsa cutánea.
Las
espículas
copuladoras
del
macho
asoman
por
la
cloaca
y
el
ano.
Los
espermatozoides, de distintas formas (redondos, cónicos, sinuosos o alargados), se
pueden mover lentamente en forma ameboide y carecen de flagelo. Los espermatozoides
pueden estar formados por cabeza y cola, la cola suele poseer una larga mitocondria
central con microtúbulos laterales.
Puede haber uno o dos ovarios, tubulares, cordones apelotonados típicamente pares.
Normalmente una gónada está orientada hacia la parte anterior y la otra hacia la parte
posterior, con sus extremos opuestos enfrentados.
En muchas especies cada gónada se dobla sobre si misma y en algunas especies
parásitas cada gónada es larga y enrollada en espiral. La parte germinativa es terminal,
en las especies mayores las células suelen agruparse alrededor de un cordón nutricio
central (raquis). La célula más interna de cada gónada, la célula del extremo distal,
secreta una substancia promotora de la mitosis, que produce la proliferación de núcleos
de células germinales.
Cada ovario se prolonga poco a poco convirtiéndose primero en oviducto tubular y luego
en un útero largo y muy amplio. En algunos casos hay un ovario único y un solo
oviducto. El extremo superior del útero puede funcionar como receptáculo seminal. Cada
útero desemboca en un tubo muscular corto común, denominado vagina. La vagina
desemboca al exterior por el poro sexual generalmente impar (vulva), situado
ventralmente, generalmente en la zona media del cuerpo.
El poro sexual femenino está situado en la parte ventral del extremo anterior del cuerpo,
aunque a veces se traslada hacia las proximidades del ano.
Los huevos son pequeños, generalmente alargados y están rodeados por envolturas muy
duras, que les permiten esperar indefinidamente la aparición de condiciones ambientales
adecuadas. Existen tres cubiertas: una lipídica, otra cuticular y una tercera proteica, con
ornamentaciones. Son numerosos en las especies parásitas. Por ejemplo, una hembra de
ascáride pone muchos millones de huevos.
Figura N° 3. Masa de huevos de nemátodos hembras sobre raíces de Viola sp.
Se conocen casos de hembras que produjeron 27 millones de huevos, expulsando
200,000 diariamente. Esta elevada fertilidad puede producir deformaciones, la hembra
adquiere
forma
redondeada,
con
intestino,
sistema
nervioso
y
otros
órganos
involucionados, a veces se evagina la vagina y crece intensamente formando una
envoltura para el ovario, el útero y los embriones, quedando el cuerpo como un apéndice
diminuto.
Las hembras de algunas especies producen una feromona que atrae a los machos. La
fecundación es interna. Durante la cópula, las espículas cloacales del extremo posterior
en forma de gancho del macho son expulsadas por la abertura cloacal, se enredan en
torno a la región de los poros genitales de la hembra y se insertan en el gonoporo
femenino, manteniéndolo abierto. Los espermios ameboides migran hacia la vagina y se
dirigen al receptáculo seminal, en el extremo superior del útero, donde ocurre la
fecundación.
El óvulo fecundado secreta una gruesa membrana de fecundación, que se endurece. A
esta capa se agrega otra cubierta externa, secretada por las paredes uterinas, que a
menudo presenta estructuras características. La superficie de los huevos está esculpida
de diferentes formas específicas para cada especie. Los huevos son retenidos en el útero
durante algún tiempo antes de ser depositados. A veces el desarrollo comienza cuando
los huevos aún están dentro de la hembra.
Figura N° 4. Hembra y masa de huevos de Meloidogyne sp.
11. CICLO DE VIDA DE LOS NEMÁTODOS
Su ciclo de vida tiene una duración de unas tres o cuatro semanas en las condiciones
ambientales más adecuadas.
Las larvas de los nemátodos, morfológicamente muy parecidas a los adultos, sufren
durante su desarrollo cuatro mudas, una al final de cada etapa larvaria. La primera
muda se produce cuando aún se encuentran en el interior del huevo y la última es la que
define
el
sexo
del
nematodo
adulto
hembras e individuos hermafroditas).
(en
estos
organismos
existen
machos,
La reproducción de estos seres es generalmente sexual, pero en casos especiales puede
llevarse a cabo de forma paternogenética
(la hembra genera descendencia sin la
intervención del macho) o hermafrodita (con autofecundación).
12. SINTOMATOLOGIA DE LAS ENFERMEDADES CAUSADAS POR NEMÁTODOS
En campo las enfermedades causadas por nemátodos se suelen manifestar como
rodales irregulares de crecimiento pobre, de forma circular o elipsoidal, si los
síntomas
aparecen
en campo distribuidos de una forma regular, claramente el
problema no será debido a nemátodos.
Figura N°5. Daños producidos por
Heterodera en trigo
Los nemátodos pueden producir síntomas característicos en el sistema radicular como
agallas, lesiones necróticas en las raíces, proliferación de raíces secundarias y
pobre crecimiento radicular, lo que se traduce en clorosis y en general plantas débiles
con pobre crecimiento.
En cuanto a los síntomas causados por los nemátodos que atacan partas aéreas,
podremos observar manchas foliares, putrefacciones y distorsiones en cuello y bulbos,
así como agallas en las espigas de algunos cereales.
Los principales nemátodos parásitos de plantas y los síntomas que causan se muestran
en la siguiente tabla.
Cuadro N°1. Síntomas de cultivos susceptibles a los principales nematodos fitoparásitos.
NEMATODO
Meloidogyne
Pratylenchus
Globodera heterodera
Ditylenchus
Tylenchulus semipenetrans
SINTOMAS
CULTIVOS
Agallas en las raíces
Hortícolas,
Debilitamiento de la planta
frutales, ornamentales.
Lesiones y destrucción de raíces
Hortícolas,
Debilitamiento de la planta
frutales, ornamentales.
Cuentas de collar en raíces
Tabaco,
Debilitamiento de la planta
leguminosas, cereales.
Distorsiones en hojas y bulbos
Ajo, cebolla, otros bulbos,
Decoloración de los bulbos
cereales.
Deterioro radicular
Vid y cítricos.
papa,
cereales,
cereales,
remolacha,
Debilitamiento de la planta
Engrosamiento y necrosis radicular.
Xiphinema longidorus
Debilitamiento de la planta
Cultivos perennes
Transmisión de virus
Trichodorus paratrichodorus
Engrosamiento y necrosis radicular
Numerosos cultivos
Debilitamiento de la planta
Transmisión de virus
Aphelenchoides
Distorsiones y necrosis en las hojas
Fresa, crisantemos, lirios y
otras ornamentales.
Anguina de los cereales
Distorsiones
de
las
espigas
y
Cereales y pastos
granos
AUTOEVALUACIÓN
1. ¿A que profundidad se encuentran los nemátodos de vida libre, en el suelo?
2. ¿Cuál es el nivel reproductivo anual de los nemátodos?
3. ¿Cuál es la forma típica del cuerpo de los nemátodos?
4. ¿Cómo es la simetría realmente de los nemátodos?
5. ¿Qué sustancias contienen la hipodermis en la cubierta corporal de los nemátodos?
6. ¿Qué es el pseudoceloma?
7. ¿Como es el aparato digestivo de los nemátodos?
8. ¿A que se le denomina anfidios?
9. Explique los síntomas mas comunes de Meloidogyne sp. En el cultivo de hortalizas?
LECCIÓN N°2. NEMÁTODOS DAÑINOS A HORTALIZAS Y FRUTALES
1. MELOIDOGYNE SPP. (NEMÁTODOS AGALLADORES)
1.1. CULTIVOS SUSCEPTIBLES DE DAÑOS
Tienen
un
muy
amplio
rango
de
hospedadores,
incluyendo casi todos los
cultivos hortícolas.
1.2. BIOLOGÍA
Generalmente pasan el invierno en suelo en forma de huevos. En primavera
conforme la temperatura del suelo se incrementa, los juveniles de segundo
estado J2, eclosionan, emigran a través del suelo y penetran en las raíces de las
plantas hospedadoras, donde establecen sitios de alimentación. Durante el
crecimiento, los juveniles van engrosando y mudando hasta convertirse en
hembras adultas o machos. Las hembras son redondeadas e inmóviles, los machos
filiformes y generalmente abandonan la raíz pues no se alimentan. Las hembras
producen
hasta
3000
huevos
Generalmente los nemátodos
de
un
mes
dependiendo
envueltos
agalladores
de
en
completan
una
su
masa
ciclo
gelatinosa.
en
menos
la temperatura del suelo y por tanto puede tener
varias generaciones durante un cultivo.
1.3. SÍNTOMAS
Como otros muchos nemátodos no causan síntomas característicos en el follaje de
la planta. Las plantas infectadas por Meloidogyne sp, muestran amarillamientos,
marchitamientos y
raíces
reducciones
en
la
producción.
La
infección
de
las
produce engrosamientos característicos o agallas que pueden ser de varios
tamaños dependiendo del número de hembras que alberguen.
Figura N°6. Agallas en raíz de
Tomate (Meloidogyne sp.)
Figura
N°7.
Anguilulosis
de
la
raíz
(Meloidogyne sp.)
1.4. CONTROL
En primer lugar es necesaria la prevención de la entrada del nematodo, pues una
vez éste se ha establecido es virtualmente imposible erradicarlo, por lo que
importante el uso
de
semilla
y
plantones
certificados
es
y material limpio
nemátodos.
Aquellas parcelas en las que se encuentre Meloidogyne deberían mantenerse al
margen de
la Producción hortícola por un periodo entre 2 y 4 años. Cultivos no
hospedadores o
resistentes pueden cultivarse para reducir las poblaciones. Las
malas hierbas deben ser eliminadas para evitar que
alternativos
a
los
nemátodos.
En
sirvan
como
hospedadores
general, aquellas parcelas donde se vayan
a cultivar hortícolas susceptibles al nematodo deberían ser analizadas regularmente
para la presencia de nemátodos agalladores. Si los niveles detectados están por
encima del umbral económico de daño se recomienda el uso de un nematicida.
Hoy existe un marcado interés en el control biológico de nemátodos como por
ejemplo la bacteria Pasteuria sp., parásito obligado que ha sido encontrado sobre
Meloidogyne sp. A campo y en experimentos.
Tiene alta especificidad el
hospedante, tolerancia al calor, la desecación y a nematicidas. Produce endospora
y se fija sobre la cutícula del nemátodo.
Cuando el nemátodo entra a la raíz que infecta, las esporas van adheridas. La
bacteria germina en el interior del nemátodo hembra, y se transforma, más tarde,
en una bolsa de esporas. En consecuencia, la hembra no puede reproducirse y
muere al reventar bajo la presión de las esporas que se liberan nuevamente al
suelo y se reinicia el ciclo (Figura N° 8).
Cuadro N° 2. Evaluación de índice de masas de huevos en huéspedes diferenciados
utilizados para la identificación de especies y razas de Meloidogyne spp.
HUÉSPEDES
ÍNDICE DE MASAS DE HUEVOS
Algodón
0
Tabaco
0
Pimentón
4-5
Patilla
5
Maní
0
Tomate
5
2. PRATYLENCHUS SPP. (NEMÁTODOS LESIONADORES)
2.1. CULTIVOS SUSCEPTIBLES DE DAÑOS
Virtualmente casi todas las especies de plantas cultivadas.
2.2. BIOLOGÍA
Generalmente sobrevive la estación sin hospedador como juveniles dentro de las
raíces o en suelo. Penetran en las raíces jóvenes de las plantas hospedadoras, allí
migran a través de las raíces, a menudo destruyendo células.
Las hembras depositan los huevos de uno en uno en el tejido radicular o en suelo y
pueden producir hasta 100 huevos a lo largo de su vida. El ciclo de vida se
completa generalmente en tres o cuatro semanas dependiendo de la temperatura
del suelo, por lo que pueden producir varias generaciones por estación.
Figura N°9. Lesiones en raíz
(Pratylenchus sp.)
2.3. SÍNTOMAS
Los síntomas en planta son los mismos que en el caso de
los
nemátodos
agalladores. En raíces la penetración de los nemátodos produce pequeñas
lesiones necróticas que sirven de entrada a otros patógenos (Verticillium,
Rhizoctonia,
etc.).
Las plantas
infectadas
por
nemátodos
lesionadores,
generalmente tienen sistemas radiculares reducidos y las raíces alimenticias
destruidas.
2.4. CONTROL
El primer paso es usar semilla y plantones libres del nematodo. Debido a su
amplísimo rango de hospedadores es difícil controlar
rotación
de
sus
poblaciones
mediante
cultivos.
El espárrago se conoce como mal hospedador de casi todas las especies de
Pratylenchus. Campos en los que se detecte la presencia de Pratylenchus por
encima del umbral económico de daño deberían ser mantenidos en barbecho antes
de la siembra. Es muy importante mantener un barbecho limpio de malas hierbas.
En algunos casos rotaciones con espárrago, sorgo o pasto del sudan pueden ayudar
a reducir las poblaciones de Pratylenchus. En general, como control químico
se recomiendan nematicidas granulares no fumigantes.
3. GLOBODERA SPP. Y HETERODERA SPP. (NEMÁTODOS QUÍSTICOS)
3.1. CULTIVOS SUSCEPTIBLES DE DAÑOS
En general, las especies de nemátodos quísticos presentan un
rango
de
hospedadores bastante estrecho, Globodera rostochiensis y Globodera pallida
parasitan
solanáceas,
Heterodera
avenae
gramíneas,
Heterodera
glycines
leguminosas, Heterodera schachtii crucíferas.
Figura N°10. Hembras de
Globodera sp, en raíces
3.2. BIOLOGÍA
Los quistes son sacos de huevos rodeados por los restos muertos de las hembras,
pueden tener forma de limón Heterodera spp o redondeada Globodera spp. Los
nemátodos quísticos sobreviven a la estación sin cultivo como huevos dentro
de los quistes, Los exudados radiculares
estimulan
de
sus
plantas
hospedadoras
la eclosión de los huevos, los juveniles migran en el suelo hasta
las raíces donde generan sitios de alimentación y comienzan
hasta
llegar
a
adultos.
expuestas al suelo. Los machos son
filiformes y salen de la raíz parar fecundar a las
entre
50
y
engordar,
Las hembras alcanzan un tamaño que llegan a romper
el tejido radicular con lo que quedan
producen
a
hembras.
Las
hembras
100 huevos en una matriz fuera de sus cuerpos, pero
muchos más huevos permanecen dentro de sus cuerpos.
Los huevos
producidos
en
la
matriz
generalmente
eclosionan
rápidamente
tras ser producidos, mientras que los que permanecen dentro del quiste, pueden
tardar hasta 10 años en eclosionar.
3.3. SÍNTOMAS
En general producen los mismos síntomas inespecíficos que nemátodos agalladores
y lesionadores. Las hembras formadas pueden observarse durante el cultivo en las
raíces del cultivo hospedador como cuentas de collar.
3.4. CONTROL
Debido a que los quistes pueden contener huevos viables durante más de 10 años
las medidas preventivas para evitar la contaminación del suelo son de especial
importancia. Si el nematodo se establece en un campo, el agricultor debe aprender
a manejar sus poblaciones y
nemátodos.
Gracias
al
optimizar
estrecho
su
margen
producción
en
presencia
de
los
de hospedadores que presentan los
nematodos quísticos, la rotación de cultivos es en la mayoría de los casos una
buena estrategia para controlar sus poblaciones. El uso de nematicidas no es tan
efectivo como con otros nemátodos debido a la capacidad del quiste para proteger
a los huevos.
4. DITYLENCHUS SPP. (NEMÁTODOS DE LOS TALLO Y LOS BULBOS)
4.1. CULTIVOS SUSCEPTIBLES DE DAÑOS
Cebolla, remolacha, ajo, zanahoria, tomate, algunos cereales y bulbos.
Figura N°11. Daños en cebolla causados por Ditylenchus sp
Figura N°12. Daños en cebolla causados por Ditylenchus sp
4.2. BIOLOGÍA
Ditylenchus sobrevive la estación sin hospedador como juveniles de 4 estadios J4 y
adultos en un estado criptobiótico, ya sea en tejido vegetal o en suelo. Cuando la
humedad es la adecuada, los nemátodos migran hacia las hojas y tallos de
las
plantas
sobrevivir
jóvenes.
Las hembras
hasta 10 semanas. En
pueden
producir
hasta
500
huevos
y
condiciones óptimas el ciclo de vida puede
durar unas tres semanas. Los nemátodos de los tallos y bulbos pueden persistir
durante largo tiempo en suelo y son bastante resistentes a la sequía y a las bajas
temperaturas.
A
menudo
forman
agregados
de
un
gran
número
de
individuos que se conocen como algodón de gusanos, que actúan como forma de
resistencia. No obstante, las poblaciones decrecen rápidamente en ausencia de
hospedador.
4.3. SÍNTOMAS
Deformaciones en hojas y bulbos son
el
síntoma
más
característico
de
las
infecciones por Ditylenchus. A menudo, las plantas jóvenes pueden morir
cuando
las infecciones son altas. Los bulbos infectados presentan capas
concéntricas de hojas marrones y a menudo se pudren durante el almacenaje por
infecciones secundarias causadas por bacterias.
4.4. CONTROL
Evitar
plantar
semilla
o
plantones
infectados.
El
uso
de
rotaciones
o
barbechos reduce considerablemente las poblaciones de nemátodos de los tallos y
bulbos.
El tratamiento con agua caliente de bulbos y semilla mata a los nemátodos, no
obstante la temperatura del agua debe ser cuidadosamente mantenida entre
43-46 ºC durante una o dos horas. Como estos nemátodos se mueven por la
superficie de las hojas con el agua, la humedad sobre las hojas también debe ser
controlada.
AUTOEVALUACIÓN
1. ¿Qué cantidad produce las hembras de Meloidogyne sp?
2. ¿Que tipo de lesiones ocasiona Pratylenchus y que consecuencias tiene?
3. Defina Quiste y explique que genero de nematodos los produce?
4. ¿Cuál es el periodo de vida mas largo de Ditylenchus y en que condiciones se da?
5. ¿En general, cuales son las medidas de control mas recomendadas para los nemátodos?
LECCIÓN N° 3. PRINCIPIOS DEL CONTROL NEMATOLÓGICO
1. INTRODUCCIÓN
Hasta
hace
poco
dependían
de
las
opciones
disponibles
para
el
control
de
nemátodos
la intensidad y rentabilidad del cultivo. En cultivos hortícolas y
ornamentales de alta rentabilidad se usaban rutinariamente desinfestaciones del suelo
con
nematicidas,
económico
y/o
se
mientras que
usaban
variedades
en
programas
resistentes.
No
de
otros cultivos
manejo
obstante,
la
de
menor
rendimiento
integrado, incluyendo
preocupación
rotaciones
entre consumidores
y organizaciones por los riesgos ambientales de los nematicidas, así como el
énfasis
puesto
en
una
agricultura
sostenible
por
organismos
europeos
e
internacionales ha cambiado drásticamente la situación y de una excesiva confianza en
los nematicidas, se debe pasar urgentemente a otros sistemas que integren métodos
alternativos de control compatibles con el respeto al medio ambiente.
Existen diversos métodos de control nematológico alternativos al control químico,
desde los tradicionales como el barbecho o la rotación de cultivos, hasta los
más novedosos como resistencias
Todos
ellos
tienen
ventajas
incorporadas
mediante
biología
molecular.
e inconvenientes y ninguna estrategia por si sola,
parece ser satisfactoriamente efectiva, por lo que el acercamiento más productivo al
control nematológico debería involucrar la integración de varios métodos, como
prevención, medidas culturales, resistencia y control biológico.
2. PREVENCIÓN
En general, control nematológico es esencialmente prevención, porque una vez una
planta es parasitada, es imposible eliminar el nematodo sin destruir también el
hospedador.
encaminadas
No
obstante,
a
se
impedir la
entienden
como
medidas
preventivas
aquellas
extensión de un problema nematológico en una
determinada área.
Debido a que la mayoría de los nemátodos entra o se extiende en nuevas
áreas
por movimiento de tierras o plantas infectadas, el control fronterizo es
fundamental para evitar la introducción
en
el
país
de
nuevos
organismos
patógenos procedentes de otros países. Plantones y semillas certificadas deberían
ser usados siempre.
Una vez que la plaga es detectada en el campo las medidas de cuarentena e
higienización del material de labranza permiten controlar su expansión.
3. CONTROL QUÍMICO
Aunque
sigue
siendo
el
mayoría de los productos
fumigantes
o
no
método
químicos
de
control
nematológico
utilizados
fumigantes (granulares
como
y
más
efectivo,
nematicidas,
emulsiones)
ya
presentan
la
sean
riesgos
medioambientales, por lo que su uso debe ser limitado siempre que existan
alternativas. Por otra parte la economía de producción de la cosecha no permite
en muchos casos un retorno suficiente de la inversión para justificar el uso de
nematicidas.
4. PLANTAS Y PRODUCTOS ALELOPÁTICOS
Existen plantas que liberan productos nematicidas al suelo, bien durante su crecimiento
o bien como resultado de la descomposición de sus residuos.
Estos
productos
se
conocen
como aleloquímicos, por ejemplo las raíces de sorgo
contienen un compuesto químico, que se degrada en cianuro de hidrógeno que es
un
nematicida
poderoso.
Otro
ejemplo
son
los glucosinatos e isothiocianatos,
resultado de la descomposición de las Brasicas. No obstante, existe
una
tremenda
variabilidad dentro las especies de plantas antagonistas respecto a la supresión
a las diversas razas de nemátodos, por lo que su uso debe estar siempre
supervisado por personal técnico especializado.
5. MEDIOS CULTURALES
5.1. BARBECHO
Un barbecho estricto por 1-2 años normalmente reducirá las poblaciones
de nemátodos en un 80-90 por ciento. Este efecto puede lograrse en tan
sólo
una
estación introduciendo otras medidas culturales. Sin embargo,
barbechar puede ser inaceptable para el agricultor
perdida
de
productivo.
materia
orgánica,
peligro
de
debido
erosión
a
la
y perdida
potencial
de tiempo
Además
si
se
permite
el
crecimiento
de
malezas
durante el
barbecho,
algunos nemátodos pueden sobrevivir y reproducirse en ellas, haciendo esta
practica ineficaz.
5.2. ROTACIONES
La rotación con cultivos no hospedadores es a menudo adecuada por si misma
para impedir que las poblaciones nematológicas alcancen niveles perjudiciales
económicamente. Sin embargo es necesario disponer de una amplia base de
datos incluyendo variabilidad entre cultivares y razas de nemátodos.
5.3. SOLARIZACIÓN
La
solarización
es un método
de
pasteurización
del
suelo
que
permite
suprimir la mayoría de las especies de nemátodos patógenos eficazmente. Sin
embargo sólo es consistente en lugares con veranos cálidos y calurosos. La
técnica básica consiste en poner una o dos láminas de plástico transparente
encima
del suelo
ligeramente
humedecido
durante
el
verano
y
aproximadamente de seis a ocho semanas.
Figura N°13. Prueba de solarización en campo
5.4. VAPOR DE AGUA
Vapor a 80-100 ºC por 30 minutos controla efectivamente algunos nemátodos
patógenos. No obstante produce un impacto severo en la zona del suelo donde se
desarrollan las
raíces
(rizosfera),
a
la
que
fácilmente reinfectable por otros patógenos.
deja
con
un
vacío
biológico
5.5. ENCHARCAMIENTO
Donde el agua es abundante, el encharcamiento del campo se puede usar para el
control de nemátodos. La inundación del suelo durante 7-9 meses mata a
los nemátodos reduciendo la cantidad de oxigeno disponible para la respiración y
aumentando la concentración de sustancias toxicas como ácidos orgánicos,
metano
y sulfuro
de
hidrogeno. Sin
embargo
puede
llevar
varios
años
destruir todas las masas de huevos de Meloidogyne. Una alternativa al
encharcamiento
continuo
es
utilizar
ciclos
de
inundación,
(mínimo
dos
semanas) alternando secado y pases de disco. No obstante un insuficiente
o pobre manejo puede empeorar la situación, ya que algunas plagas y
enfermedades se pueden extender fácilmente cuando el suelo está encharcado.
5.6. ADICIÓN DE MATERIA ORGÁNICA Y BIOFUMIGACIÓN
Hay evidencias sustanciales de que la adición de materia orgánica o materiales
quitinosos en forma de abono o estiércol disminuyen las poblaciones de
nemátodos y el daño asociado a ellas, lo que parece ser debido a un
incremento
en
las
poblaciones
de
microorganismos
antagonistas
de
los
nemátodos.
6. RESISTENCIA
Las variedades resistentes son un método de control más eficaz contra las
especies de endoparásitos
quísticos
dentro
sedentarias
como
Meloidogyne
o
los
nemátodos
(Globodera, Heterodera) que pasan la mayor parte de su ciclo de vida
de
las
raíces.
Tomates
y sojas, en particular, han sido intensivamente
seleccionados para resistencia a los nemátodos.
No obstante, la obtención de nuevas variedades resistentes es complicada por la
habilidad de las especies de nemátodos de desarrollar razas o biotipos que superen la
resistencia. Cuando una
nemátodos
generalmente
variedad
resistente
se
planta,
las
poblaciones
de
disminuyen, pero en la estación siguiente, los pocos
nemátodos en una población capaces de superar la resistencia empiezan a aumentar,
con lo que al cabo de unas generaciones la resistencia ha sido rota, más del 80% de
las poblaciones de Meloidogyne incognita muestreadas en invernaderos japoneses
rompe la resistencia proporcionada por el gen Mi.
Por otra parte las fuentes de resistencia natural están limitadas a unas pocas
especies
de nemátodos y en ocasiones sólo son eficaces frente a una raza de ese
patógeno.
7. CONTROL BIOLÓGICO
Microorganismos antagonistas establecidos en el lugar de siembra antes o a la
vez que el patógeno pueden ser usados para prevenir la infestación. Varios
microorganismos
nemátodos.
han
Éstos
sido identificados
incluyen
las
como
enemigos
bacterias Pasteuria
naturales
penetrans
de
y
los
Bacillus
thuringiensis y los hongos Paecilomyces lilacinus, Verticillium chlamydosporium,
Hirsutella rhossiliensis, Catenaria spp. Sin embargo, para la mayoría de ellos las
formulaciones comerciales no están todavía disponibles.
AUTOEVALUACIÓN
1. ¿Cuál es la principal medida que permite controlar realmente la expansión de los
nemátodos?
2. ¿Que son los aleloquimicos?
3. Describa el proceso de la solarización
4. ¿Es conveniente emplear los métodos de control de encharcamiento, hasta que punto?
5. ¿Es efectiva la utilización de variedades resistentes al ataque de nemátodos?
LECCIÓN N° 4. MANEJO INTEGRADO DE ENFERMEDADES
NEMATOLÓGICAS
1. INTRODUCCIÓN
Con el desarrollo del concepto de manejo integrado de plagas, el seguimiento de las
plagas y enfermedades en campo se ha convertido en un componente importante
de la agricultura moderna. Mediante la toma de muestras periódica se determinan los
niveles de infestación en suelo, infección en planta y los modelos de distribución
en campo. Esta información se usa para determinar la estrategia de protección
del cultivo de forma que las poblaciones se mantengan a niveles que no causen
perdidas o bien que éstas sean tolerables.
Cuadro N°3. Esquema de un programa de control integrado de nematodos.
ESQUEMA DE UN PROGRAMA DE
CONTROL INTEGRADO DE NEMATODOS
IDENTIFICACIÓN DE NEMETODOS
Los Nematodos son identificados, al menos hasta el nivel de genero,
utilizando microscopio en laboratorio y técnicas moleculares
CUANTIFICACIÓN DE LOS NIVELES DE POBLACIÓN
Las densidades reales en suelo o raíces se estiman corrigiendo los valores
obtenidos en los recuentos, con la eficacia del método usado para la extracción
RELACIÓN ENTRE DENSIDADES DE NEMATODOS Y EL DAÑO EN EL CULTIVO
Las estimaciones de la densidad de población de nematodos se comparan con los
umbrales de daño establecidos para un nematodo y cultivo particular
No obstante, las dificultades del proceso de diagnosis nematológica y la creciente
complejidad de los programas de manejo integrado, implican que haya una creciente
demanda por parte del agricultor
decisiones
sobre
control
de
ayuda
profesional
en
la
toma
de
nematológico.
Generalmente, esta ayuda es proporcionada en un primer nivel por técnicos
agrícolas que trabajan en campo y poseen un conocimiento profundo del sistema
de cultivo empleado, los cuales,
diagnostico
y
en
colaboración
enviando
con
muestras
a
un
laboratorio
de
un nematólogo recomendarán al agricultor las
medidas de control apropiadas.
2. TOMA DE MUESTRAS PARA DIAGNÓSTICO NEMATOLÓGICO
Para la confirmación de un diagnóstico en campo, siempre será necesario el
análisis de muestras de suelo y raíces en el laboratorio que nos permitan confirmar
la presencia de los nemátodos
sospechados.
Debido
a
que
los
nemátodos
no
pueden
suelo
o
ser
observados directamente
muestras
vegetales
en
campo,
deben
ser
extraídos
del
y luego identificados y contados al microscopio.
Si el cultivo está en pie, deberán tomarse muestras de raíces y suelo, para confirmar
que los nemátodos son la causa del problema. En tal caso, el mejor momento para
hacer un muestreo de las poblaciones de nemátodos en campo es desde la mitad hasta
el final de la estación de crecimiento del cultivo hospedador, cuando los nemátodos
están más activos y las densidades son más elevadas.
Cuando el muestreo se realiza previo al cultivo, las muestras deben ser tomadas antes
de la siembra y siempre antes de cualquier tratamiento con `plaguicidas o fertilizantes.
Las densidades
en
suelo
de
nemátodos
obtenidas
permitirán
predecir
si
los
niveles
son suficientemente altos como para causar daños a los cultivos y si
algunas medias de control son necesarias. Del mismo modo, estos muestreos
predictivos son útiles en cultivos perennes en los que se efectúa un seguimiento regular
de las densidades nematológicas y según los datos decidir en que momento aplicar los
nematicidas.
Para la toma de muestras de suelo se pueden utilizar tanto una palita de jardinero
como diversos tomadores especialmente diseñados. El tomador de tipo Auger, es de
los mas utilizados y consiste en un cilindro de unos 2-3 cm de diámetro y entre 20 y 40
cm de longitud, abierto por un lado lo que permite obtener catas de estas
profundidades. El auger se introduce en el suelo hasta la profundidad deseada se gira
varias vueltas para cortar un cilindro de suelo y se saca. La columna de suelo se
deposita en una bolsa de plástico con la ayuda de una uña metálica o de madera. En
general una muestra se compone de varias catas.
Figura N°14. Tomador de suelo o auger
3. PRECAUCIONES PARA OBTENER RESULTADOS PRECISOS
1° En caso de cultivos establecidos, tomar las muestras de suelo en las áreas periféricas a
las zonas dañadas. No tomar nunca muestras en zonas donde las plantas estén muertas.
En caso de muestreos previos a un cultivo, tomar las muestra con distintas catas
distribuidas regularmente por la superficie de la parcela.
2° La precisión
el
número
de
de
catas.
nuestra
Sin
estimación mejorará con
embargo
el incremento
en
para minimizar costes y tiempo es importante
también reducir el número de catas tomadas. El método seguido para disminuir errores en
la estimación, es el de tomar un número elevado de catas en diferentes puntos del campo
a
muestrear
y
agruparlas
en
una
muestra
sencilla,
en
la
que
se
estimará
el
número medio de nemátodos. La superficie a incluir en una muestra no debe sobrepasar 2
Hay debe representar un área homogénea dentro de un campo según historial de cultivo,
tipo de suelo u otras variables. Campos más grandes deben ser divididos en subparcelas y
muestreados separadamente. En general se recomiendan densidades de toma alrededor de
60 catas por Ha. Combinar todas las catas en una bolsa o cubo de plástico, mezclar bien y
traspasar aproximadamente 500 cm3
de suelo a una bolsa de plástico para enviar al
laboratorio.
3° Las muestras deben ser tomadas preferentemente alrededor de las zonas de crecimiento
radicular, en general entre 5 y 30 cm. de profundidad, y deben incluir suelo y
raíces. El suelo no debe estar muy húmedo ni muy seco. En el caso de cultivos
arbóreos
se muestreará la llamada zona de goteo del árbol, en la vertical del borde
marcado por la copa de este.
4° Cuando tratemos de investigar
se seleccionarán
trozos
del
la
mismo,
presencia de
procurando
nemátodos en material vegetal,
que
pertenezcan
a
las
partes
afectadas, preferentemente en sus límites con zonas sanas.
5° Las muestras deben colocarse en bolsas de plástico cerradas para prevenir su
secado, mantenerse a temperatura fresca durante el transporte y evitar el contacto directo
con la luz solar.
6° Cerrar la bolsa e incluir nombre y número de muestra en una etiqueta dentro de la bolsa
y con un rotulador fuera de la bolsa, colocar la bolsa en un contenedor fuerte para prevenir
roturas y enviarlo al laboratorio de análisis, junto a un formulario semejante al siguiente,
en el que se debe incluir la mayor cantidad de información disponible, respecto al
cultivo, parcela, síntomas, etc.
4. HONGOS CAPTURADORES DE NEMÁTODOS
Para comprobar que existe algo parecido a la justicia en el mundo microbiano, basta
observar a ciertos hongos, que atrapan nemátodos para alimentase. Los hongos
realizan este trabajo de diversas maneras.
Los
Arthrobotrys forman anillos
contráctiles
inductibles,
los
cuales
se
engendran
cuando los nemátodos están en presencia de estos hongos.
Así,
los hongos pueden
reconocer
su presencia,
puesto que
disponen
de unos
receptores que detectan proteínas especiales, llamadas lectinas, en los nemátodos. Estos
anillos son sensibles a la presión. Cuando los nemátodos pasan a través de los anillos,
estos se contraen e inmovilizan a su presa.
Unas estructuras especializadas de los hongos llamadas
haustorios penetran en los
nemátodos. Asimismo, se forman anillos no contráctiles que actúan como laberinto por el
cual circulan los nemátodos, sin posibilidad de escapar. A continuación, se forman unos
botones adhesivos en los nemátodos, en los cuales se instalan los haustorios. Los
hongos también producen conidios que germinan en el interior de los nemátodos una vez
que se han consumido.
AUTOEVALUACIÓN
1. ¿En que circunstancias se deben de tomar muestras en el suelo, cunado aún no existe el
cultivo?
2. Explique dos precauciones que tomaría en cuenta para poder obtener buenos resultados
en el manejo integrado de enfermedades.
3. ¿En que consiste el auger? Descríbalo.
4. ¿Cuáles son los hongos mas comunes que capturan a los nemátodos?
LECCIÓN N° 5. MÉTODOS PARA EXTRACCIÓN DE NEMÁTODOS
DEL SUELO
1. MÉTODO DE LA BANDEJITA
Materiales:
•
Tubos de PVC de 10 cm de diámetro
•
Bandejitas de plástico con un diámetro superior de 11 cm y uno inferior de 9.
•
Mallas de tela o plástico
•
Papel higiénico
Procedimiento:
1° Cortar los tubos de PVC en anillos de un ancho de 5 cm. y adaptarlos a las
bandejitas de tal modo que no choque con la base de la bandejita, pegar la malla
en uno de los extremos del tubo.
2° Luego colocar un pedazo doblado de papel higiénico o papel facial por el interior
del colador de tubo de PVC de modo que lo cubra por completo.
3° Colocar 50 cc de suelo homogenizado dentro del tubo de PVC.
4° Colocar el tubo de PVC con el suelo dentro de la bandejita.
5° Llenar con una pizeta la bandejita de modo que el agua cubra el suelo.
6° Luego de 48 horas retirar el suelo y el agua de la bandejita con los nematodos,
pasarla por un tamiz de 38 micras.
7° Colectar en una placa petri, pequeña, rayada, que facilita el conteo de
nematodos del tamiz.
8° Ver al microscopio.
los
2. MÉTODO DE TAMIZADO Y DECANTACIÓN DE COBB (1918) MODIFICADO
Materiales:
• 100 ml de suelo
• 2 recipientes (baldes 1 y 2) de aproximadamente 4 litros de capacidad.
• 1 espátula
• Tamices de: 500 µm o 34 mesh∗
• 350 µm o 45 mesh
• 175 µm o 80 mesh
• 100 µm o 150 mesh
• 50 µm o 280 mesh
• 4 beakers (vasos) de 500 o 250 ml
• 1 pizeta
Procedimiento:
1° Coloque 100 ml de suelo en un recipiente o balde (1) con agua, más o menos 2
litros, agite bien con una espátula para separar los nematodos de las partículas de
suelo, deje reposar la suspensión por 5 segundos para permitir que las partículas
más grandes de suelo sedimenten.
2° Pase íntegramente toda la suspensión a través de un tamiz de 500 µm sobre el
otro recipiente o balde (2). Descarte el suelo que quedó en el balde (1) y el
material grueso que ha quedado en el tamiz de 500 µm, porque todos los
nematodos activos han pasado a través del tamiz y se encuentran en el recipiente
(2).
Algunos
nematodos
muy
largos
como
algunos Longidoridae no pasan
rápidamente y es conveniente agitar suavemente dentro del agua los restos que
quedaron en el tamiz. Lave el tamiz.
3° Agite la suspensión que contiene el recipiente (2) y pásela lentamente por el
tamiz de 350 µm sobre el recipiente (1). Al suelo que ha quedado en el recipiente
(2) agregue un poco más de agua, agite y pase esta suspensión lentamente por el
tamiz de 350 µm sobre el mismo recipiente (2), repita esta operación una tercera
vez. Descarte el suelo que quedó en el recipiente o balde (2) y deje limpio el
recipiente.
4° Lo que queda en el tamiz de 350 µm son los nematodos activos muy grandes
como Xiphinema. Para extraerlos enjuague el tamiz con una pizeta y recoja la
suspensión en un beaker que le llamaremos 1. Esta operación se realiza cada vez
que se pasa la suspensión del recipiente 2 a través del tamiz de 350 µm. Deje
limpio el tamiz de 350 µm.
5° Agite la suspensión que se colectó en el recipiente 1 del paso 3 y pásela
lentamente a través de un tamiz de 175 µm sobre el recipiente 2 el mismo número
de veces y de la misma manera como en el paso 3. Descarte el suelo que quedó en
el recipiente 1 y deje limpio el recipiente.
6° Lo que queda en el tamiz de 175 µm son nematodos medianos como por
ejemplo Helicotylenchus. Para extraerlos, enjuague el tamiz con una pizeta y
reciba la suspensión en un beaker que le llamaremos 2. Esta operación se realiza
después de cada vez que se pasa la suspensión del recipiente 1 sobre el tamiz de
175 µm. Deje limpio el tamiz de 175 µm.
7° Agite la suspensión que se colectó en el recipiente 2 del paso 5 y pásela
lentamente a través de un tamiz de 100 µm, sobre el recipiente 1 de la misma
manera y el mismo número de veces como en el paso 3 descarte el suelo que
quedó en el recipiente 2 y deje limpio el recipiente.
8° Lo que queda en el tamiz de 100 µm son nematodos pequeños como por
ejemplo Pratylenchus. Para extraerlos, enjuague el tamiz con la pizeta y reciba la
suspensión en un beaker al que llamaremos 3. Esta operación se realiza después de
cada vez que se pasa la suspensión del recipiente 2 sobre el tamiz de 100 µm. Deje
limpio el tamiz de 100 µm.
9° La suspensión que se recibió en el recipiente 1 del paso 7 se agita y pasa
lentamente a través de un tamiz de 50 µm, el mismo número de veces y de la
misma manera como en el paso 3. La suspensión que pasa el tamiz y el suelo que
quedó en el recipiente 1 se descarta. Deje limpio el recipiente.
10° Lo que queda en el tamiz de 50 µm son los nematodos más pequeños y larvas,
para extraerlos enjuague el tamiz con una pizeta y reciba la suspensión en
un beaker que llamaremos 4. Deje limpio el tamiz de 50 µm.
11° Los nematodos que se encuentran en los beakers 1, 2, 3 y 4 se observan
directamente o si las suspensiones
turbias,
se
pueden utilizar
el
tienen muchas partículas de suelo y están
método de
la
bandejita
para
clarificar
las
suspensiones.
3. MÉTODO DE CHRISTIE Y PERRY (1951) (Modificaciones del método de
Baerman, 1917)
Materiales:
• 100 cc de suelo seco.
• Embudos de vidrio de 100 mm de diámetro.
• Mangueritas de jebe de 8 – 15 cm de largo.
• Clips
• Tamiz de 500 µm (34 mesh).
• Tamiz de 50 µm (325 mesh).
• Recipiente o balde de aproximadamente 4 litros de capacidad.
• Pizeta.
• Solución de metileno (4 ppm) para preservar los nematodos del ataque de
hongos y bacterias.
• Papel filtro tipo muselina o papel facial.
• Mallas de metal de 90 mm de diámetro.
• Soporte de madera o metal para embudos.
Procedimiento:
1° Coloque los 100 cc de suelo en
balde y agregue aproximadamente 2 litros de
agua. Agite con una espátula para separar y suspender los nematodos y
partículas de suelo, deje reposar la suspensión por 5 segundos. Esto permite
que las partículas más grandes de suelo sedimenten.
2° Coloque el tamiz de 500 µm sobre el tamiz de 50 µm y a través de ellos, haga
pasar lentamente la suspensión del recipiente o balde, haciendo rotar el balde para
que las partículas de
tierra se vayan depositando en las paredes del balde.
Agregue nuevamente 2 litros de agua al suelo que quedó en el balde, deje reposar
5 segundos y pase esta suspensión por los tamices. Agregue por tercera vez 2 litros
de agua al suelo que quedó en el balde, deje reposar 5 segundos y pase esta
suspensión por los tamices.
3° Descarte el material grueso que quedó en el tamiz de 500 µm. Los nematodos y
las partículas de suelo más pequeñas quedan en el tamiz de 50 µm. Concentre los
nematodos en un solo lado del tamiz para facilitar su traslado al embudo.
4° Prepare el embudo conectando a su cuello, la manguerita de jebe y colóquelo en
el soporte de madera o metal. Cierre la manguerita con un clip y llene el embudo
con la solución de azul de metileno, hasta un poco más de la mitad del embudo.
Coloque la malla de metal y papel filtro o facial en la parte superior del embudo.
5° Con una pizeta conteniendo la solución de azul de metileno (0.01%), enjuague
el tamiz de 50 µm sobre el embudo trasladando los nematodos y las partículas de
suelo, que quedarán sobre el papel filtro y la malla de metal. Agregue suficiente
solución de azul de metileno hasta que cubra con una ligera capa, la suspensión
que contiene los nematodos.
Los nematodos por movimiento propio atravesarán
sedimentarán
en
la
parte
inferior
del
embudo.
el
Las
papel
partículas
filtro
de
y
suelo
quedarán retenidas en el papel filtro. Debe evitarse que los bordes del papel
sobrepasen el diámetro del embudo.
6° Al cabo de 48 horas, abra el clip y colecte 50 ml de la suspensión con los
nematodos. En una placa de Siracusa observe bajo el microscopio estereoscópico
los nematodos colectados.
4. MÉTODO DE CENTRIFUGACIÓN EN AZÚCAR
Materiales:
• 300 cc de suelo
• Recipiente graduado de 2 litros
• Espátula
• Tamiz de 500 µm
• Recipiente de 2 a 5 litros
• Tamiz de 44 µm
• Vaso de 200 ml
• Pizeta
• Centrifugadora con tubos de 100 a 200 ml
Procedimiento:
1° Colocar 200 cc de suelo en el envase graduado de 2 litros y completar con agua
hasta 800 ml. Agite bien con una espátula, para desmenuzar el suelo y éste se
suspenda. Agregue
agua hasta completar dos litros y agite para facilitar la
separación de los nematodos de las partículas de suelo.
2° Deje reposar 10 minutos para que las partículas más grandes de suelo,
sedimenten y pase la suspensión a través del tamiz de 500 µm, sobre el recipiente
de 2 a 5 litros. Elimine los restos que han quedado sobre el tamiz de 500 µm
(piedras pequeñas y restos orgánicos). Deje limpio el tamiz .
3° Agite bien con una espátula, l suspensión que recibió en el recipiente de 2 a 5
litros, deje reposar 10 minutos y pase la suspensión a través del tamiz de 44 µm,
mediante una corriente suave de agua, concentre el suelo con los nematodos en un
solo lado del tamiz de 44 µm y con una pizeta recójalos en el vaso de 200 ml.
4° Pase la suspensión a un tubo de centrífuga de 100 a 200 cc. Si es necesario
complete con agua hasta llenar el tubo. Agite la suspensión y centrifugue a 1250
rpm durante 3.5 minutos. Los nematodos con el suelo quedan en le fondo del
tubo,
en
el
tubo
queda
el
agua
sin nematodos y en la superficie del agua
algunos restos orgánicos. Elimine el agua y los residuos orgánicos.
5° Al mismo tubo que contiene el suelo, agregue la solución de azúcar al 50%,
hasta la mitad del tubo. Agite para suspender el suelo y los nematodos.
Llene el tubo con la solución de azúcar y centrifugue durante 2.5 minutos.
Los nematodos flotan en la solución azucarada, las partículas de suelo quedan en el
fondo de tubo.
6° Pase la solución de azúcar con los nematodos, del tubo del tubo de centrífuga,
a un tamiz de 35 µm e inmediatamente enjuáguelos con agua corriente,
para
eliminar el azúcar y evitar que los nematodos se plasmolicen. Concentrar,
los
nematodos
en
una
placa
petri
o
de Siracusa y observarlos bajo el
microscopio de disección. El método tiene la ventaja de ser rápido, pero el azúcar
siempre afecta a los nematodos, por lo cual los nematodos obtenidos por este
método no son útiles para montajes al microscopio o para inoculaciones.
5. MÉTODO MODIFICADO DE FENWICK (Para extracción de quistes)
En este método, es necesario hacer secar la tierra con quistes para que los quistes
secos, floten en el agua,
mientras que las partículas de suelo sedimenten. La
separación de los quistes del suelo, usando el principio de flotación se puede lograr
de
varias
maneras,
pero
a
continuación
se
indican
algunos
materiales
y
procedimientos que pueden ser usados.
El equipo Fenwick modificado, consiste en un embudo colocado sobre una especie de
jarra. El embudo tiene en la base de su parte ensanchada un tamiz de 1 mm de
tamaño de poro. La jarra tiene forma trapezoidal, en su parte superior presenta los
soportes del embudo y una aleta inclinada que bordea la jarra como collar, pero que
termina en un solo conducto. La jarra en su parte inferior tiene un tapón que se
retira para enjuagarla y limpiarla.
Figura N° 15. Equipo de Fenwick
El equipo de Fenwick esta compuesto por:
- Tamiz de 175 µm de tamaño de poro
- Embudo de más o menos 10 cm de diámetro
- Embudo de 15 cm de diámetro
- Papel filtro o papel facial
- Erlenmeyers de 500 ml de capacidad
- Fiolas de 250 ml de capacidad
- Placas petri
Materiales:
• 100 cc de suelo
• Equipo de Fenwick modificado
Procedimiento:
1° Colocar 100 cc de suelo sobre el tamiz del embudo de equipo de Fenwick
y coloque el tamiz de 175 µm para recibir lo que rebalsa de la jarra.
2° Lave el suelo colocado en el tamiz del embudo, hasta que solo queden retenidas
piedras, restos de raíces y material orgánico. Las partículas pesadas del suelo se
van depositando en la base
inclinada y la parte inferior de la jarra. Algunas
partículas pequeñas de suelo, quistes y restos orgánicos flotan, rebalsan, salen a
través de la aleta de la jarra y se depositan en el tamiz de 175 µm (si espera
encontrar especies de quistes más pequeños puede usar un tamiz de menor tamaño
de poro). Las partículas menores de 175 µm y agua pasan a través del tamiz. Los
quistes y restos orgánicos quedan retenidos en el tamiz. Retire el tapón de la parte
inferior de la jarra para desaguarla y deje limpio el equipo.
3° Coloque un pedazo de 10 x 10 cm de tela (tul fino) sobre un círculo de metal y
malla metálica, soldados a la parte superior de un soporte de metal.
4° Los quistes y material orgánico que quedaron en el tamiz de 175 µm
concéntrelos en un solo lado del tamiz y con una pizeta y un embudo transfiéralos a
un Erlenmeyer de 500 ml. Los quistes y restos orgánicos flotan,
orgánicos
y
partículas
de
suelo
sedimentan. Decante
Erlenmeyer sobre la tela del soporte de metal.
la
algunos
restos
suspensión
del
5° Los quistes y restos orgánicos quedan retenidos en la tela, el agua pasa a través
de la tela. Doble los bordes de la tela, asegúrelos con un clip y puede hacerlos secar
a temperatura ambiente o con un desecador.
6° Luego de secado la tela calada o
el papel filtro, se puede observar al
estereoscopio, pero esta muestra aún tendrá gran cantidad de estos orgánicos que
dificultaran el conteo. Por ello se utiliza un método complementario que es el
de la acetona.
6. MÉTODO DE LA ACETONA
Materiales:
• Fiola de 250 ml.
• Acetona
• Embudo
• Beakers
• Papel filtro
Procedimiento:
1° Cuando los quistes y restos orgánicos estén secos, se puede usar el
mismo principio del método de Fenwick para separarlos, es decir hacer flotar los
quistes y sedimentar los restos orgánicos. Para esto se transfieren los quistes con la
ayuda de un embudo a una fiola de 250 ml (puede utilizarse un embudo para que
esta operación sea más fácil). Llene hasta la mitad de la fiola con acetona; para que
los quistes floten con facilidad, agite la fiola para que los quistes se separen de los
restos orgánicos, llene con acetona, hasta 1 ó 2 cm del borde superior de la fiola. La
mayoría de restos orgánicos se depositan en la parte inferior de la fiola, los quistes
y algunos restos orgánicos afloran y se sitúan en la superficie de líquido.
2° Si usa acetona en la separación de quistes, puede realizar los siguientes
operaciones para recuperar la acetona. Coloque un embudo sobre el beaker
de 500 ml y un papel filtro puede estar rayado en forma de cono dentro del
embudo, (el papel filtro puede estar rayado en cuadros). Decante los quistes y
restos orgánicos que están en la superficie de la acetona, haciendo rotar la fiola
para que no retenga quistes.
Los quistes quedan retenidos en el papel de filtro y la acetona pasara al frasco.
Cuando no queden quistes en la fiola, agite, haga rotar la fiola y decante los restos
orgánicos sobre un embudo de mayor diámetro, que contenga papel facial y que
este colocado sobre un frasco 2 a 5 litros. Los restos orgánicos quedan retenidos en
el filtro y la acetona se recupera en el frasco.
3° Cuando la acetona del papel filtro del embudo se haya evaporado, retire el papel
filtro y colóquelo en una placa petri. Observe bajo el microscopio de disección. Si el
papel filtro está rayado en cuadros, le facilitará el contaje de número de quistes (use
iluminación de
arriba
hacia abajo). Cuando el número y restos orgánicos es
demasiado se puede contar por partes.
4° Para
separar
los
restos
orgánicos
hacerlos rodar a través de una hoja
y
aún
quedan
los
quistes,
puede
de papel. Los quistes ruedan y los restos
orgánicos quedan en el papel.
7. MÉTODO DE BAUNACKE (Para extraer quistes)
El principio de usado en este método, es hacer secar los quistes para que la masa
de huevos del suelo interior de cada quiste se contraiga y deje el mayor espacio en
aire. Esto permite que los quistes floten en la superficie del agua, mientras que las
partículas de suelo sedimentan.
Materiales:
• 50 ml de suelo seco
• Tamiz de 175 µm
• Recipiente blanco de más o menos 10 cm de profundidad y 20 cm de diámetro,
con los bordes inclinados (lavatorio, lavador o ponchera)
• Pincel fino (Nº 061)
• Papel filtro
•
Placa petri
• Contómetro
Procedimiento:
1° Coloque
50
ml
de
suelo
seco,
en
el
tamiz
de
175
µm
y
lávelos
cuidadosamente con agua. Lo que ha quedado en el tamiz, deposítelo en
el
recipiente blanco de bordes inclinados y llene con agua el recipiente hasta
más o menos 3 cm del borde superior.
2° Los quistes flotan en la superficie del agua y se dirigen a los bordes del recipiente
blanco. Por su color marrón contrastan con el recipiente y pueden ser extraídos con
el pincel.
3° En la placa petri coloque un disco de papel filtro rayado en líneas o en
cuadrículas, humedecer y depositar sobre este papel, los quistes colectar
4° Observar bajo el microscopio de disección, la placa de petri con los quistes. Use
iluminación directa (de arriba hacia abajo) y cuente los quistes.
8. MÉTODO DE LA COCA COLA
Materiales:
•
50 ml de suelo
•
Botella transparente de pico angosto
•
Papel filtro
•
Placa petri
Procedimiento:
1° Coloque 50 ml de suelo seco en la botella.
2° Agregue agua hasta la mitad de la botella y agite bien.
3° Llene con agua hasta 1 cm del pico.
4° Transfiera los quistes y la materia orgánica que han flotado en el pico al papel
filtro rayado en líneas o en cuadritos.
5° Cuente los quistes bajo el microscopio de disección
9. CONTAJE DE QUISTES Y DE HUEVOS DE GLOBODERA SP
Materiales:
•
Quistes
•
Homogenizador de Huijsman
•
Plaquita de contaje
•
Estereoscopio
Procedimiento:
Para el contaje de quistes deben eliminarse los quistes formados de hembras que
no han completado su desarrollo y
que generalmente son más claros y muy
pequeños.
Contaje de quistes:
Una vez obtenidos los quistes por cualquiera de los métodos anteriormente
señalados
se
colocarán
éstos
en
una
placa
de
conteo,
se
llevarán
al
estereoscopio y se procederá a su contaje con la ayuda del contómetro.
Contaje de huevos:
Para realizar el contaje de los huevos. Se dispondrá de quistes y se procederá de la
siguiente manera:
1° Coger 20 quistes, colocarlos en el homogenizador de Huijsman y proceder
a triturarlos.
2° Llevar la muestra triturada a una solución de 100 ml agregándole agua.
3° Homogenizar la solución con una bomba de pecera y extraer una alícuota
de 10 ml colocarla en una plaquita petri rayada para contaje y llevarla al
microscopio.
4° Realizar el conteo con la ayuda del estereoscopio.
5° Sacar el promedio del número por quiste, restarle de 10 a 20% del número de
huevos que representa el contenido residual en cada quiste.
AUTOEVALUACIÓN
1. ¿Cuáles son los métodos de extracción de nemátodos mas eficientes, económicos y
fácil de emplear, indistintamente? Explique por que.
2. ¿Que indica la medida mesh y a cuanto equivale?
3. Describa los componentes del equipo de Fenwick.
LECCIÓN N° 6. MÉTODOS PARA EXTRACCIÓN DE NEMÁTODOS DE
TEJIDO VEGETAL
1. MÉTODO DEL LICUADO
Materiales:
•
5 g de tejido vegetal
•
Licuadora
•
Pizeta
•
Tamices de 500 y 38 µm
•
Balanza
•
Fuente o bandeja plástica
•
Tijeras
•
Placa petri pequeña rayada en el fondo.
Procedimiento:
1° Se toma la muestra de tejido vegetal (raíces, bulbos, hojas) y con la ayuda de la
tijera se pican en trozos de 1 cm aproximadamente.
2° En la bandeja se homogeniza la muestra picada y al azar se cogen y pesan 5 g
de tejido vegetal.
3° La muestra de 5 g se introduce a una licuadora con aproximadamente
100 ml de agua y se agita a velocidad moderada por 10 segundos.
4° La muestra licuada se echa sobre la batería de tamices de 500 y 38 µm puestos
el primero sobre el segundo y se enjuaga con abundante agua corriente.
5° Con ayuda de la pizeta se colecta lo que queda en el tamiz de 38 µm en la placa
petri para el contaje.
2. MÉTODO DEL LICUADO, TINCIÓN Y MICROONDAS
Este
método
se
emplea
ensanchadas de raíces.
principalmente
para
extraer
hembras
adultas
Materiales:
•
Hipoclorito de sodio al 10%
•
Fucsina ácida
•
Raíces frescas
•
Licuadora
•
2 Tamices de 100 y 400 mesh
•
Vaso de vidrio
•
Horno microondas
Procedimiento:
1° Colocar
5
g
de
raíces
frescas
en
una
licuadora.
Agregar
20
ml
de
hipoclorito de sodio al 10% e incrementar el volumen a 200 ml agregando
agua de caño. Licuar por 30 segundos lavar las paredes de la licuadora y licuar por
30 segundos más.
2° Verter la suspensión sobre 2 tamices, en la parte de arriba 1 tamiz de 100 mesh
y en la parte de abajo en un tamiz de 400 mesh. Enjuagar los 2 tamices, descartar
lo que quedó en el tamiz de 100 mesh y colectar el material que quedó en el tamiz
de 400 mesh en un vaso de vidrio.
3° Teñir la muestra con fucsina ácida (agregar 1 gota de fucsina ácida por cada 10
ml de la suspensión).
4° Colocar la muestra en un horno microondas y calentar por 5 minutos.
5° Contar el número de hembras y otros estados en el estereoscopio.
3. MÉTODO DE EXTRACCIÓN DE HUEVOS DE MELOIDOGYNE
Este nemátodo no forma quistes sino nódulos y deposita sus huevos en una masa
gelatinosa ubicada en la parte posterior de su cuerpo.
Materiales:
•
Hipoclorito de sodio al 0.5% y 1%
•
Beaker con tapa de sellado hermético
•
5 g de raíces
•
Tamices de 180 y 38 µm
•
Pizeta
•
Bomba de pecera
•
Contómetro
Cuando se quiera obtener nematodos vivos para inoculación se debe emplear
hipoclorito de sodio al 0.5%. En caso
contrario, para propósitos de contaje
solamente, se emplea la solución al 1%.
Procedimiento:
1° Colocar en un beaker con tapa de sellado hermético 5 g de raíces mas la
solución de hipoclorito de sodio al 0.5% en cantidades suficiente que cubra a todo
el tejido vegetal luego proceder a taparlo y agitarlo por tres minutos.
2° Luego se disponen dos tamices de
180 y 38 µm de arriba hacia abajo
respectivamente. Se vierte las raíces tratadas con lejía y se procede a lavarlas con
abundante agua.
3° Seguidamente los huevos retenidos en el tamiz de 38 µm se juntan a un lado
con el agua de la pizeta y se vacea a un
beaker; se completa a 100 ml y se
homogeniza la solución con la bomba de pecera. Por último, se saca a placas petri
tres alícuotas de 10 ml cada una.
4° Finalmente se procede al conteo con la ayuda del contómetro, y se
determina el número de huevos por planta y el número de huevos por gramos de
raíz.
Se ha determinado que el hipoclorito de sodio diluye la masa que cubre a los
huevos, por lo cual se debe tener cuidado con el tiempo de exposición que no debe
mayor de 4 minutos para evitar su desintegración completa.
4. MÉTODO DE FUCSINA ÁCIDA - LACTOFENOL
Materiales:
•
Raíces infectadas libres de suelo
•
Lactofenol puro
•
Fenol líquido 94 ml
•
Acido láctico 63 ml
•
Glicerina 160 ml
•
Agua destilada 100 ml
•
Fucsina ácida al 0.1% del lactofenol
Procedimiento:
1° Lave cuidadosamente las raíces sumergidas en agua para quitar el suelo.
2° La tinción se puede hacer caliente o fría. Primero podría tratarse la tinción fría
para lo cual el material vegetal se transfiere a fucsina ácida lactofenol al 0.1 %. Se
deja allí 12 ó 24 horas dependiendo del grosor del material vegetal. Si no se
obtienen buenos resultados con la tinción fría se puede tratar con la tinción
caliente, para lo cual se sumerge el material vegetal en fucsina ácida lactofenol
0.1% caliente (80°C o más dependiendo del grosor del material vegetal).
3° Después de la tinción fría transfiera el material teñido directamente a lactofenol
puro para clarificar el tejido vegetal. Después de la tinción fría caliente el material
vegetal teñido a un recipiente conteniendo agua y lávelo con agua en circulación
para
eliminar
el
exceso
de
tinte. Transfiera el material vegetal teñido
a
lactofenol puro para clarificar el tejido vegetal.
4° Después de algún tiempo que puede ser 3 días o un mes, el material estará listo
para su observación. Los nematodos que estarán teñidos pueden ser vistos dentro
del tejido vegetal.
5° Los nematodos teñidos pueden ser montados en porciones de tejido vegetal en
lactofenol puro o pueden ser disecados del material vegetal y montados en
lactofenol puro, pero los porta objetos deben llevar un anillo de parafina, glicel o
esmalte de uñas para sostener el cubre- objeto. El cubre-objeto se coloca sobre
este anillo y así no se aplasta los nematodos.
6° Las partes del cubre - objeto que van a ser sellados límpielas con un hisopo
pequeño de algodón humedecido en etanol de 100 %. Fije el cubre -objeto con tres
gotas pequeñas de glicel o esmalte de uñas, mediante un pincel de pintar. Después
de 24 horas vuelva a aplicar glicel a todo el contorno del cubre-objeto.
7° Anotar en el montaje permanente:
•
El nombre especifico del nematodo.
•
El número, sexo o estado del nematodo.
•
El método de montaje.
•
Lugar del que se extrajeron los nematodos (suelo y el cultivo).
•
Número de slides en su colección.
•
Iniciales del nombre de la persona que realiza el montaje.
•
La fecha del montaje.
AUTOEVALUACIÓN
1. ¿Se puede sustituir algún material utilizado en el método del licuado con algún
otro mas domestico, diga cual?
2. ¿Especialmente, para que se emplea el método del licuado, tinción y microondas?
3. ¿Qué sustancia se debe usar en el método de extracción de huevos de
Meloidogyne sp para obtener nemátodos vivos para inocular?
4. Describa brevemente el proceso del método de fucsina.
LECCIÓN N° 7. PROCESO DE MUERTE, FIJACIÓN Y MONTAJE DE
NEMÁTODOS
1. MUERTE
1° Colectar los nematodos en una gota de agua sobre una luna de reloj.
2° Coloque en un tubo de vidrio cerrado, una mezcla de formalina y ácido
propiónico en la proporción 4:1 y caliente a Baño María (90º C). En otro tubo tenga
formalina al 4%. En lugar del ácido propiónico puede usar ácido acético (80º C).
3° Agregue
a
la
luna
de
reloj
que
contiene
la
gota
de
agua
con
los
nemátodos, 5 cc de FP 4:1, caliente a 90 ºC e inmediatamente agregue 50 cc de
formalina al 4%.
2. FIJACIÓN
Después de matar los nematodos, transfiéralos a una placa de fijación con
formalina al 4%. Tape la placa con una laminilla cubreobjeto y guárdela en
una placa petri conteniendo en el
fondo, papel filtro humedecido en formalina
al 4%. Mantenga los nematodos en este lugar por 10 a 15 días. Después de
matar
el
protoplasma
sin
causar distorsión, los diferentes tejidos deben ser
deshidratados y endurecidos para que los nematodos puedan ser montados.
La deshidratación se realiza con la finalidad de facilitar la penetración de la
glicerina, no soluble en agua, dentro de los tejidos del nematodo, esto se consigue
mediante los siguientes pasos:
1° Transfiera los nematodos de la placa de fijación con formalina al 4%, a otra placa
de fijación conteniendo la solución SEINHORST I:
Solución Seinhorst I:
•
Etanol al 96%, 26 partes
•
Glicerina, 1 parte
•
Agua destilada, 73 partes
2° Tape la placa de fijación con una laminilla cubreobjeto y colóquela en un vaso
conteniendo exceso de etanol de 0.6% (mas o menos la mitad del vaso). Cierre
herméticamente el vaso y deposítelo en una incubadora a 35 - 40º C por 16 horas.
3° Al cabo de 16 horas con una micropipeta, saque la solución de la placa de
fijación, chequeando bajo el estereoscopio que los nemátodos no sean sacados y
llénela con la solución Seinhorst II.
Solución Seinhorst II:
•
Glicerina deshidratada, 7 partes
•
Etanol 96%, 93 partes
4° Tape la placa de fijación con un cubre objeto y colóquela en una placa petri.
Guarde la placa petri en una incubadora a 30 - 40 º C. Después de 3 horas agregue
a la placa de fijación una gota de glicerina deshidratada tápela con la laminilla
cubreobjeto y déjela en la incubadora a 35 - 40ºC.
5° Al día siguiente retire la laminilla cubreobjeto y después de 4 a 5 horas, coloque
la placa de fijación en un desecador con CaCl2 o sílica gel por 4-5 días.
3. MONTAJE
1° Transfiera los nematodos procesados a glicerina deshidratada.
2° Limpie el cubre y portaobjeto con etanol al 96%. Coloque una gota de glicerina
deshidratada sobre el portaobjeto.
3° Coloque los nematodos
a montar en el centro de la gota de glicerina y en
posición radial a la gota tres fibras de vidrio de diámetro similar al de los
nematodos. Deposite suavemente
una laminilla cubreobjetos tibia para que
no
quede burbujas de aire. El cubre-objetos queda sobre las fibras de vidrio las que
impiden que los nematodos sean presionados por el cubreobjeto.
4° Si
la
gota
no
llena
el
cubreobjeto,
se
puede
añadir
deshidratada. Si lo sobrepasa retire el exceso con pedazos de papel filtro.
glicerina
5° Las partes del porta y cubreobjetos que van a ser sellados límpielas con un
hisopo de algodón humedecido en etanol al 100%. Fije el cubreobjeto con tres gotas
de glicel aplicados en tres puntos distintos. Después de 5 minutos selle
completamente con glicel mediante un pincel. Después de 24 horas vuelva aplicar
glicel en el contorno.
6° Rotule en el montaje permanente:
•
Nombre especifico del nematodo.
•
Número y sexo.
•
El método de montaje.
•
Lugar del que se extrajeron los nematodos (suelo y cultivo).
•
Número de slide en su colección.
•
Iniciales de la persona que realiza el montaje.
AUTOEVALUACIÓN
1. ¿Qué sustancias y materiales se emplean en el proceso de muerte de los
nemátodos?
2. ¿Con que finalidad se deshidratan los tejidos en el proceso de fijación?
3. ¿Cuáles son las especificaciones que debe ir en el montaje?
Cuadro N°4. Características básicas para la identificación al estereoscopio de algunos fitonemátodos.
GENERO DE LA
ESCLEROTIZACIÓN
ODONTOESTILETE
CABEZA
ESTOMATOESTILETE
Pratylenchus
Corto, desarrollado
Meloidogyne
Delgado c/porción hialina
Ventral subaguda
Helycotylenchus
Desarrollado
Ventral punta hemisférica
Heterodera
Desarrollado
Ventral aguda c/porción hialina
Globodera
Desarrollado
Xiphinema
Largo, desarrollado
Tylenchulus
Débil, no existe
Radopholus
Corto desarrollado
Rotylenchulus
Ligeramente desarrollado
Ditylenchulus
ONCHIO
SUPERPOSICIÓN
ESTILETE
Ventral cónica
COLA
DE LA
POSICIÓN
VULVA
OVARIOS
redonda
55-69%
02
No existe
Variable
50-55%
02
Dorsal redondeada
casi
59-60%
02
Ventral terminal redondeado
57-63%
02
Corto, no existe
Alongada, cónica terminal
80-85%
01
Hemicycliophora
Largo delgado
Hemisférica alongada aguda
Rotylenchus
Bien desarrollado
Dorsal redondeada
51-62%
02
Trichodorus
Curvado
No existe
Cilíndrica
50-60%
02
Hirschmaniella
Bien desarrollado
Ventral terminal puntiaguda mic
48-58%
02
Paratylenchus
Variable
No existe
Curvada ventral
76-86%
01
Tylenchorhynchus
Bien desarrollado
No existe
Cónica redondeada
46-60%
02
Scutellonema
Bien desarrollado
Escutelo
Dorsal hemisférica
50-60%
02
Tylenchus
Débil
No existe
Filiforme
55-78%
02
Psilenchus
Débil
No existe
Filiforme clavida
55-78%
02
Aphelenchus
Débil
Sin nódulos
Dorsal roma redond
74-78%
01
Aphelenchoides
Débil
Dorsal cónica
62-83%
01
Bursaphelenchus
Débil
Ligeramente dorsal
Larga c/punta redon.
Criconemoides
Largo, fuerte
No existe
Cilíndrica
Nacobbus
Fuerte dorsal redondeado
Term. puntiaguda subaguda
Cónica y aguda
01
85-96%
01