anexo 1. - Repositorio Digital UTE

UNIVERSIDAD TECNOLOGICA EQUINOCCIAL
FACULTAD DE CIENCIAS DE LA INGENIERÍA
CARRERA DE INGENIERÍA AMBIENTAL Y MANEJO
DE RIESGOS NATURALES
FORMULACIÓN DE UNA SOLUCIÓN MELAZA-BACTERIAS
PARA EL TRATAMIENTO DE LIXIVIADOS EN EL RELLENO
SANITARIO DE MACHACHI CANTÓN MEJÍA
TRABAJO PREVIO A LA OBTENCIÓN DEL TÍTULO DE INGENIERA
AMBIENTAL Y MANEJO DE RIESGOS NATURALES
CAROLINA ESTEFANÍA DUQUE ALDANA
DIRECTORA: ING. IVONNE CARRILLO
Quito, Mayo 2014
© Universidad Tecnológica Equinoccial.2014
Reservados todos los derechos de reproducción
DECLARACIÓN
Yo CAROLINA ESTEFANÍA DUQUE ALDANA, declaro que el trabajo aquí
descrito es de mi autoría; que no ha sido previamente presentado para
ningún grado o calificación profesional; y, que he consultado las referencias
bibliográficas que se incluyen en este documento.
La Universidad Tecnológica Equinoccial puede hacer uso de los derechos
correspondientes a este trabajo, según lo establecido por la Ley de
Propiedad Intelectual, por su Reglamento y por la normativa institucional
vigente.
_________________________
CAROLINA DUQUE ALDANA
C.I.1717753808
CERTIFICACIÓN
Certifico que el presente trabajo que lleva por título “FORMULACIÓN DE
UNA SOLUCIÓN MELAZA-BACTERIAS PARA EL TRATAMIENTO DE
LIXIVIADOS EN EL RELLENO SANITARIO DE MACHACHI CANTÓN
MEJÍA”, que, para aspirar el título de Ingeniera Ambiental y Manejo de
Riesgos Naturales fue desarrollado por Carolina Estefanía Duque Aldana,
bajo mi supervisión en la Facultad de Ciencias de la Ingeniería; y cumple con
las condiciones requeridas por el reglamento de Trabajos de Titulación
artículos 18 y 25
___________________
ING. IVONNE CARRILLO
DIRECTOR DELTRABAJO
C.I. 1707281745
DEDICATORIA
A mis padres!
Por ser la luz de mi camino, por enseñarme a distinguir lo bueno de lo malo,
por creer en mí y mantenerse firmes a lado mío a pesar de mis innumerables
resbalones. A mi padre por su apoyo incondicional y a mi mami por ser mi
abogada y mi juez, por ser quien me cargaba cuando mis pies cansados ya
no podían caminar, por darme todo ese amor incondicional.
A mi hermana!
Por ser mi amiga y mi confidente, por sacar la mejor versión de mí, por esa
complicidad que espero sea para siempre
A mis abuelitos!
Por su paciencia, por sus enseñanzas, por esa calidez con la que me
recibían cada vez que acudía por un sabio consejo, especialmente se lo
dedico a mi angelito Efraín que desde el cielo esta ayudándome a conseguir
cada meta, siendo mi guía y mi protector como lo ha sido desde siempre.
A mis seres queridos!
A mi familia, mis amigos, quienes fueron partícipes en esta etapa de mi vida,
y a Rolando por ser mí complemento, mi compañero fiel de cada batalla.
AGRADECIMIENTOS
Agradezco especialmente a mi directora de tesis, la Ing. Ivonne Carrillo, por
su paciencia y dedicación al ayudarme en la realización de este trabajo de
titulación, y a su esposo, el Ing. Rodrigo Pareja por brindarme sus tan
valiosos conocimientos.
Mi gratitud al Municipio del Cantón Mejía por abrirme las puertas para
realizar allí mi proyecto de tesis, especialmente a la Lcda. Gloria Jiménez
por creer en este proyecto y por su gestión dentro del municipio, necesario
para la culminación de esta tesis.
Por último quiero extender mi gratitud al Laboratorio TRAHISA por su
colaboración prestada en el proceso técnico de la elaboración de este
proyecto.
ÍNDICE DE CONTENIDOS
Pág.
RESUMEN
IX
ABSTRACT
X
1
2
INTRODUCCIÓN
1.1
Objetivos de la investigación
4
1.1.1 Objetivo general
4
1.1.2 Objetivos específicos
4
2
MARCO TEÓRICO
6
2.1
Residuos sólidos
6
2.2
Lixiviados
7
2.2.1 Tratamiento de lixiviados
2.2.1.1 Tratamiento biológico
9
15
2.2.1.1.1 Lagunas de estabilización (LE)
15
2.3
Bacterias
19
2.4
Complejo microbiano comercial
20
2.4.1 Levaduras
20
2.4.2 Hongos
20
2.4.3 Bacterias ácido lácticas (BAL)
21
2.4.3.1 Clasificación y géneros de las BAL
23
2.4.3.2 Importancia de las bacterias ácido lácticas
24
2.4.4 Método de siembra de microorganismos (MO)
24
2.4.4.1 Siembra
2.5
Melaza
24
25
2.5.1 Composición de la melaza
26
2.5.2 Microorganismos presentes en la melaza
27
2.6
Marco contextual
2.6.1 Zona de estudio
3
METODOLOGÍA
28
28
35
3.1
Diagnóstico inicial
35
3.2
Determinación de puntos de muestreo
35
3.2.1 Materiales in situ
35
i
3.2.2 Materiales de laboratorio
3.3
Determinación de parámetros iniciales de la muestra
3.3.1 Experimento i
3.4
Determinación de la solución melaza-bacteria
3.4.1 Análisis microbiológico inicial
3.4.1.1 Siembra de la solución melaza-bacteria
36
37
37
41
42
42
3.4.1.1.1 Experimento I
42
3.4.1.1.2 Experimento II
44
3.4.2 Determinación de la concentración óptima del inóculo
44
3.4.3 Análisis microbiológico final
45
3.5 Análisis de la aplicación de lasolución óptima melaza-bacterias en el
lixiviado
46
3.6 Dosificación de la solución óptima melaza- bacterias en la piscina de
lixiviados
46
4
49
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
4.1
Diagnóstico inicial
49
4.2
Puntos de muestreo
56
4.3
Resultados de los parámetros iniciales de la muestra
56
4.3.1 ExperimentoI
4.4
56
Análisis de resultados de la determinación de la solución melaza-
bacterias
4.4.1 Análisis microbiológico inicial
57
57
4.4.1.1 Experimento I
57
4.4.1.2 Experimento II
58
4.4.2 Análisis de la concentración óptima del inóculo
61
4.4.3 Análisis microbiológico final
65
4.5
Resultados de la aplicación de la solución óptima melaza-bacterias en
el lixiviado
4.6
66
Cálculos de la dosificación de la solución óptima melaza-bacterias en
la piscina de lixiviados
67
5
71
5.1
CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES
Conclusiones
71
ii
5.2
Recomendaciones
73
GLOSARIO
75
BIBLIOGRAFÍA
76
ANEXOS
80
iii
ÍNDICE DE TABLAS
Tabla 1. Comparación de características típicas de lixiviado de rellenos
sanitarios
8
Tabla 2. Datos típicos sobre la composición de lixiviados procedentes de
vertederos nuevos y maduros
8
Tabla 3. Parámetros de muestreo de lixiviados
10
Tabla 4. Límites de descarga en un cuerpo de agua dulce
11
Tabla5. Procesos y operaciones biológicos, químicos y físicos
representativos, utilizados para el tratamiento de lixiviados
13
Tabla 6. Composición de la melaza de caña
27
Tabla 7. Generalidades de la parroquia machachi
28
Tabla 8. Descripción de los sistemas del cantón mejía
29
Tabla 9. Preparación de reactivos (solución fosfato)
38
Tabla 10. Medición del DBO punto 1
40
Tabla 11. Cantidad (gramos) de la solución melaza-bacterias (m/b)
41
Tabla 12. Preparación del agua peptonada y del agar mrs
42
Tabla 13. Número de muestras y diluciones preparadas
42
Tabla 14. Cantidad de inoculo introducido en la muestra
45
Tabla 15. Puntos de muestreo
56
Tabla 16. Datos de los parámetros iníciales de la muestra
56
Tabla 17. Recuento microbiano muestra no. 1. experimento i
58
Tabla 18. Recuento microbiano muestra no. 5. experimento ii
59
Tabla 19. Recuento microbiano muestra no. 4.experimento ii
60
Tabla 20. Recuento microbiano muestra no. 5. experimento ii
60
Tabla 21. Recuento microbiano muestra no. 6. experimento ii
61
Tabla 22. Recuento microbiano muestra blanco. experimento ii
61
Tabla 23. Resultado de la concentración óptima (co) del inóculo
62
Tabla 24. Recuento microbiano solución óptima inicial
65
Tabla 25. Recuento microbiano solución óptima final
66
Tabla 26. Datos y comparación de los parámetros finales de la muestra
66
iv
ÍNDICE DE FIGURAS
Figura 1.Esquema de la laguna facultativa
18
Figura 2. Mapa político del cantón mejía
28
Figura 3. Ubicación del complejo ambiental romerillos
31
Figura 4. Procesos que se llevan a cabo en el Complejo Ambiental
Romerillos
32
Figura 5. Croquis Complejo Ambiental Romerillos
33
Figura 6. Procedimiento de toma de muestras
36
Figura 7. Fotografía de la medición de parámetros de ph, ºt y ms
37
Figura 8. Fotografía de la medición de la turbidez de la solución 1/10
37
Figura 9. Fotografía de la segunda dilución
38
Figura 10. Fotografía de la preparación de la solución estándar para dbo 39
Figura 11. Fotografía de la medición de dbo
39
Figura 12. Fotografía de la medición del fe
40
Figura 13. Fotografía de la medición de dqo
40
Figura 14. Fotografía de las seis soluciones melaza-bacterias (m/b)
41
Figura 15. Fotografía de la siembra de la solución melaza-bacterias
43
Figura 16. Fotografía de la planta de separación
49
Figura 17. Fotografía de la planta de separación. punto de descargue
50
Figura 18. Fotografía de la planta de tratamiento de compostaje
50
Figura 19. Fotografía del vivero forestal
51
Figura 20. Fotografía de las celdas hospitalarias
51
Figura 21. Fotografía etapa uno y dos del relleno
52
Figura 22. Fotografía etapa tres del relleno
52
Figura 23. Fotografía etapa tres del relleno. cubeta dos
53
Figura 24. Fotografía etapa tres del relleno. cubeta uno. chimenea artesanal
53
Figura 25. Fotografía de la piscina de captación
54
Figura 26. Fotografía de la planta de tratamiento químico
54
Figura 27. Fotografía de la piscina de sedimentación
55
Figura 28. Fotografía del humedal artificial
55
v
Figura 29. Curva de DBO de la solución no. 1 de la CO
62
Figura 30. Curva de DBO de la solución no. 2 de la CO
62
Figura 31. Curva de DBO de la solución no. 3 de la CO
63
Figura 32. Curva de DBO de la solución no. 4 de la CO
63
Figura 33. Curva de DBO de la solución no. 5 de la CO
64
Figura 34. Curva de DBO de la solución no. 6 de la CO
64
vi
ÍNDICE DE ANEXOS
ANEXO 1.
Problemática de contaminación del recurso agua y deterioro de cuencas
hídricas
81
ANEXO 2.
Problemática de alteración y/o contaminación al componente abiótico (aire,
agua, suelo)
82
ANEXO 3.
Proyección del tonelaje y volúmenes a depositarse en el relleno
83
ANEXO 4.
Método 8008. hierro, total
84
ANEXO 5.
Método 8000. dqo.
85
ANEXO 6.
Fotografía de la presencia de microorganismos en la muestra no. 4 de la
solución m/b
86
ANEXO 7.
Fotografía de las bacterias lácticas incubada en agar mrs
86
ANEXO 8.
Certificado de los parámetros analizados en el laboratorio trahisa
87
vii
NOMENCLATURA
MOFBD
Materia Orgánica Fácilmente Biodegradable
LE.
Lagunas de Estabilización
AR.
Aguas Residuales
BAL.
Bacterias Ácido Lácticas
MO.
Microorganismos
MNPC.
Muy Numerosos Para Contar
EM.
Microorganismos Eficaces
CO.
Concentración óptima
TDS.
Sólidos Disueltos Totales
ST.
Sólidos Totales
DBO.
Demanda Biológica de Oxígeno
DQO.
Demanda Química de Oxígeno
viii
RESUMEN
El tratamiento de lixiviados es primordial para un correcto funcionamiento del
relleno sanitario en el que se generen. El presente trabajo tuvo como
objetivo principal formular una solución melaza-bacterias para el tratamiento
de lixiviados en el Complejo Ambiental Romerillos de la ciudad de Machachi,
donde se midió los siguientes parámetros: DBO, DQO, ST, TDS,
conductividad, turbidez, color, pH, Tº y hierro tanto del lixiviado puro, como
del lixiviado después de la aplicación de la solución óptima melaza-bacterias,
la cual se estableció que se encontraba en una proporción 1:4 y una carga
microbiana de 7.803*108 UFC/ml, cantidad que se determinó después del
recuento (para el cual se utilizó Agar MRS y agua peptonada). Al aplicar esta
solución en el lixiviado, se observó que la carga contaminante disminuye, el
principal parámetro tomado en cuenta fue el DBO, el cual se redujo en
aproximadamente un 20%, cuando se aplicó 2.5ml de solución melazabacterias en 100 ml de lixiviado.
Se determinó mediante un análisis
microbiológico que esta solución óptima melaza-bacterias en el lixiviado
después de cinco días, tiempo en el cual las bacterias están en su fase
exponencial, llegan a aumentar cien veces más su carga microbiana. Por
último, para poder dosificar la cantidad de la solución óptima melazabacterias en la piscina de sedimentación de lixiviados se calculó; volumen,
caudal, y tiempo de retención, con esto se concluyó que se necesita 0.00058
L/seg para lograr la disminución de los parámetros antes mencionados, pero
sin embargo se requiere la adición de otros tratamientos para lograr una
remoción óptima de acuerdo a la norma y así poder descargar el lixiviado en
cuerpos de agua aledaños.
ix
ABSTRACT
The leachate treatment is essential for proper operation of the landfill where it
is generated. This paper’s main objective was to formulate a molasses bacterial solution for the treatment of leachate in Romerillos Environmental
Complex in The city of Machachi, where the following parameters were
measured: BOD, COD, TS, TDS, conductivity, turbidity, color, pH, T ° and
iron. Both pure leachate as the leachate after application of the optimal
solution molasses - bacterias, which established that it was in a 1:4 ratio and
microbial load amount of 7,803 * 108 CFU / ml ,which was determined after
counting (for which the MRS agar and peptone water was used). By applying
this solution in the leachate was observed that the contaminant load
decreases, the main parameter taken into account is the BOD, which was
reduced by approximately 20% when 2.5ml of molasses - bacteria solution
was applied to 100 ml of leached. It was determined by a microbiological test
this solution optimal molasses - bacteria in the leachate after five days, at
which time the bacteria are in the exponential phase, reaching a hundredfold
increase the microbial load. Finally to be able to dispense the optimal amount
of molasses -bacterial solution in the sedimentation pool leachate was
calculated; volume, flow rate and retention time, with this it was concluded
that it takes 0.00058 L / sec to achieve the reduction of the aforementioned
parameters, yet adding additional treatments are needed for optimal removal
according to the rule so you can download the leachate in nearby water
bodies
x
1.-Introducción
1
1 INTRODUCCIÓN
La generación de lixiviados es un problema global que afecta principalmente
a los países en vías de desarrollo, los cuales debido a su baja economía no
tratan de manera adecuada sus residuos depositándolos en vertederos o
botaderos a cielo abierto agudizando la contaminación del sector. Este es el
caso del Ecuador, en cuál solo las ciudades grandes cuentan con rellenos
sanitarios adecuados para el manejo de los residuos urbanos que contienen
también tratamiento de lixiviados, los cuales deben ser tratados hasta
cumplir con los Límites máximos Permisibles y posteriormente poder ser
vertidos en un afluente de acuerdo a las normas vigentes en el país.
La producción de desechos sólidos siempre va a traer consigo la generación
de lixiviados entendiendo a este según el TULSMA, 2003 como: “Líquido que
percola a través de los residuos sólidos, compuesto por el agua proveniente
de precipitaciones pluviales, escorrentías, la humedad de la basura y la
descomposición de la materia orgánica que arrastra materiales disueltos y
suspendidos.”
El efecto que provocan los lixiviados al percolarse, es generar contaminación
tanto en aguas superficiales, subterráneas, suelos, y la atmósfera; esta
contaminación trae deterioro a la biota y de una manera tanto indirecta como
directa a la salud de la población, debido a que se usan estos ecosistemas
para satisfacer sus necesidades de alimentación, agua, etc.
Encontrar un tipo de tratamiento óptimo para el manejo de lixiviados es una
tarea difícil debido a la composición, caracterización, cantidad, y otros
factores que influyen en estos líquidos tóxicos, por lo tanto es muy necesario
tratar este tema, sobre todo en lugares donde el clima y la precipitación
provocan que aumenten, como es el caso de la ciudad de Machachi; es así
que este estudio es de importancia no solo en el ámbito ambiental, sino
también en el ámbito social y económico ya que los efectos de no tratar los
2
lixiviados podrían ser más costosos y más difíciles de reparar que darles
tratamiento en el momento en el que se generen.
El presente trabajo analiza la utilización de una solución melaza-bacterias
para el tratamiento de lixiviados en el Relleno Sanitario de la Ciudad de
Machachi, al cual también se los conoce como Complejo Ambiental de
Romerillos; mediante la medición de parámetros en puntos determinados de
la piscina de lixiviados, antes y después de la aplicación de dicha solución.
En el capítulo inicial se detalla el marco teórico donde abarca temas como:
definición de residuos sólidos, definición y composición del lixiviado,
tratamientos de lixiviado, lagunas de estabilización, composición de la
melaza, definición y composición del complejo microbiano utilizado, y
métodos de siembra de microorganismo.
El siguiente capítulo define la metodología utilizada en la medición de
parámetros físicos, químicos, y biológicos en el laboratorio.
El capítulo cuatro analiza los resultados obtenidos de acuerdo a la eficiencia
de remoción de los parámetros estudiados debido a la utilización de una
solución óptima melaza-bacterias en el lixiviado.
3
1.1 OBJETIVOS DE LA INVESTIGACIÓN
1.1.1 OBJETIVO GENERAL
Formular una solución melaza – bacterias para el tratamiento de
lixiviados en el Relleno Sanitario de Machachi, Cantón Mejía.
1.1.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS
Realizar un diagnóstico inicial del Relleno Sanitario de Machachi.
Determinar los parámetros iniciales de la muestra.
Formular y aplicar una solución óptima melaza - bacterias para el
tratamiento biológico en la piscina de Lixiviados del Relleno Sanitario.
Proponer una dosificación de la solución óptima melaza-bacterias de
acuerdo al caudal de la piscina de lixiviados del Relleno Sanitario.
4
2.-Marco Teórico
5
2 MARCO TEÓRICO
2.1 RESIDUOS SÓLIDOS
Los residuos sólidos se entienden como cualquier material susceptible de
ser desechado, los métodos de disposición final de estos residuos son:
botaderos a cielo abierto, quema al aire libre, depósito en cuerpos de agua,
aunque la disposición final más óptima sería en vertederos controlados o
también llamados Rellenos Sanitarios, entendiendo a estos según el
TULSMA, 2003 como: “Una técnica para la disposición de los desechos
sólidos en el suelo sin causar perjuicio al medio ambiente y sin causar
molestia o peligro para la salud y seguridad pública”.
La acumulación de residuos sólidos en rellenos sanitarios es una de las
causas que contribuyen al calentamiento global por la generación de gases
efecto invernadero como el dióxido de carbono. Este proviene de la
descomposición de diversos materiales dispuestos allí. Dicha acumulación
se presenta como consecuencia de la producción, consumo y desecho
indiscriminado de productos al acabar su vida útil (Montoya & Martinez,
2013).
La importancia de los residuos sólidos como causa directa de enfermedades
no está bien determinada. Sin embargo, se les atribuye una incidencia en la
transmisión
de
algunas
enfermedades,
al
lado
de
otros
factores
principalmente por vías indirectas (Jaramillo, 2010), como la proliferación de
vectores sanitarios.
Los residuos sólidos se clasifican en peligrosos y no peligrosos. Los no
peligrosos se clasifican en reciclables y biodegradables. Los reciclables
están conformados por materiales como el plástico, el vidrio, el metal, el
papel, y el cartón, principalmente. Los biodegradables están compuestos por
materia orgánica que se descompone con facilidad, como residuos de
6
comida, cáscara de frutas y verduras, y residuos de jardinería (Montoya &
Martinez, 2013).
El almacenamiento de residuos sólidos en vertederos controlados ha
permitido un gran avance en la protección del medio ambiente; no obstante,
ha generado un problema por la aparición de un vertido altamente
contaminado, los lixiviados (Laines, Goñi, Adams, & Camacho, 2008).
2.2 LIXIVIADOS
Al enterrar los residuos sólidos urbanos (RSU) se hace necesario minimizar
los impactos de esta práctica. Para empezar, el agua que ha entrado en
contacto con la basura recoge gran cantidad de las sustancias que
originalmente estaban dentro del residuo, quedando de esa manera
altamente contaminada, a esta agua se denomina lixiviado.
La producción de lixiviados, sucederá únicamente cuando todo el relleno, o
al menos gran parte de él, se haya saturado con agua proveniente del
exterior y el líquido en exceso encuentre salida (Barras, 2013).
Estos líquidos percolados se caracterizan por poseer una alta concentración
de materia orgánica, la cual dependiendo de ciertos factores pueden
contener una importante fracción de material orgánico de difícil degradación
o refractaria, nitrógeno en sus diferentes formas y/o algunas sales como
Cloruros y metales pesados. (Pontificia Universidad Católica de Valparaiso,
s/f).
Los lixiviados están determinados por un conjunto de elementos entre los
que se encuentran la composición de los residuos sólidos, la forma de
operación del vertedero y las condiciones climáticas del lugar donde se
encuentra ubicado. Su composición varía según la antigüedad del vertedero
y la historia previa al momento del muestreo (Pellon, Matilde, & Espinosa,
7
2009). Se pueden encontrar tipos de lixiviados jóvenes (tienen mayor
biodegrababilidad), tipo de lixiviado maduro (si tienen unos años), y tipos de
lixiviados viejos (si tienen más de 5 años), se puede observar sus
respectivas características en la tabla 1 y 2.
Tabla 1. Comparación de características típicas de lixiviado de rellenos
sanitarios
CARACTERÍSTICA LIXIVIADO
JOVEN
DBO
Muy alto
DQO
Muy alto
Amoniaco
Muy alto
Fósforo
Usualmente
deficiente
Ph
Muy bajo
Detergentes
Muy alto
Sales disueltas
Muy alto
Agentes
Muy alto
incrustantes
(Fe,
Ca, Mg)
Metales pesados
Muy alto
LIXIVIADO
VIEJO
Bajo
Alto
Alto
Suficiente
Bajo
Bajo
Bajos
(relativamente)
Bajo
Bajo
(Giraldo, s/f)
Tabla 2. Datos típicos sobre la composición de lixiviados procedentes de
vertederos nuevos y maduros
Constituyente
DBO5
DQO
Total de sólidos en
suspensión
Ph
Total hierro
Vertedero nuevo
Vertedero maduro
Rango
Típico b
Rango
2000-30000
10000
100-200
3000-60000
18000
100-500
200-2000
4.5-7.5
50-1200
500
6
60
100-400
6.6-7.5
20-200
Fuente (Lutfi Al-Mefleh, 2003)
Modificado por: (Duque, 2014)
Los lixiviados en los países en vías de desarrollo generalmente se
caracterizan
por
altos
contenidos
de
materia
orgánica
fácilmente
biodegradable, MOFBD. La MOFBD tiene un contenido de humedad alto, y
como su nombre lo indica se degrada rápidamente en el relleno sanitario,
produciendo a su vez altas concentraciones de ácidos grasos volátiles y de
8
amoníaco- en general mucho más altas que las que se reportan típicamente
para lixiviados de países desarrollados- producto de la fermentación inicial. A
su vez, estos ácidos se diluyen fácilmente en el lixiviado del relleno sanitario,
le bajan el pH y contribuyen a la solubilización de los metales presentes en
los residuos dispuestos en el relleno. (Giraldo, s/f).
2.2.1 TRATAMIENTO DE LIXIVIADOS
Para poder encontrar el tratamiento o manejo de lixiviados más óptimo hay
que tomar en cuenta la calidad del lixiviado, la cantidad del lixiviado, la
cantidad de Compuestos Orgánicos Volátiles que se generen, así como
también la cantidad de lodos que genere el tipo de tratamiento escogido, que
para su desecho debe estar acorde con los parámetros de la legislación
ambiental vigente.
Los parámetros en general que se toma en cuenta para el muestreo de
lixiviados se puede observar en la tabla 3, y los límites máximos permisibles
designados por la normativa ecuatoriana se observa en la tabla 4.
9
Tabla 3. Parámetros de muestreo de lixiviados
FÍSICO
Aspecto
Ph
CONSTITUYENTES
ORGÁNICOS
Químicos orgánicos
Fenoles
Potencial
de DQO
reducción
oxidación
Conductividad
COT
Color
Acidos volátiles
Turbicidad
Tanino, ligninas
Temperatura
N-orgánico
Olor
Solubles en éter
(aceite y grasa)
Sustancias activas
al azul de metileno
(SAAM)
Grupos funcionales
orgánicos
según
sean requeridos
Hidrocarburos
clorados
CONSTITUYENTES BIOLÓGICOS
INORGÁNICOS
SS, STD
DBO
SVS, SDV
Bacterias
coliformes
(totales fecales,
fecales
estreptococo)
Cloruros
Recuento sobre
placas estándar
Sulfatos
Fosfatos
Alcalinidad y acidez
N-nitrato
N-nitrito
N- amoniaco
Sodio
Potasio
Calcio
Magnesio
Dureza
Metales
pesados
(Pb, Cu, Ni, Cr, Zn,
Cd, Fe, Mn, Hg, Ba,
Ag)
Arsenico
Cianuro
Fluor
Selenio
(Tchaoanoglous, Theisen, & Vigil, 1996)
10
Tabla 4. Límites de descarga en un cuerpo de agua dulce
PARÁMETROS
EXPRESADO
COMO
UNIDAD
Aceites y grasas
Sustancias
solubles en
hexano
LÍMITE MÁXIMO
PERMISIBLE
mg/l
0.3
Alkil mercurio
mg/l
no detectable
Aldehídos
mg/l
2.0
Aluminio
Al
mg/l
5.0
Arsénico total
As
mg/l
0.1
Bario
Ba
mg/l
2.0
Boro total
B
mg/l
2.0
Cadmio
Cd
mg/l
0.02
Cianuro total
CN-
mg/l
0.1
Cloro activo
Cl
mg/l
0.5
Cloroformo
Extracto
carbón
cloroformo
ECC
mg/l
0.1
Cloruros
Cl-
mg/l
1000
Cobre
Cu
mg/l
1.0
Cobalto
Co
mg/l
0.5
Coliformes fecales
Nmp/100ml
mg/l
Color real
color real
Inapreciable en
unidades de color dilución 1/20
Compuestos fenólicos
Fenol
mg/l
0.2
Cromo hexavalente
Cr+6
mg/l
0.5
Demanda Bioquímica
de Oxígeno (5 días)
DBO5
mg/l
100
Demanda Química de
Oxígeno
DQO
mg/l
250
Dicloroetileno
Dicloroetileno mg/l
1.0
Estaño
Sn
mg/l
5.0
Fluroruros
F
mg/l
5.0
Fósforo total
P
mg/l
10.0
Hierro total
Fe
mg/l
10.0
Hidrocarburos totales
de petróleo
TPH
mg/l
20.0
Remoción> al 99.9%
11
Continuación…
Tabla 4. Límite de descarga en un cuerpo de agua dulce
PARÁMETROS
EXPRESADO
COMO
UNIDAD
LÍMITE MÁXIMO
PERMISIBLE
Manganeso total
Mn
mg/l
2.0
Materia flotante
Visibles
mg/l
Ausencia
Mercurio total
Hg
mg/l
0.0
Níquel
Ni
mg/l
2.0
Nitratos + Nitritos
Expresado como
Nitrógeno (N)
mg/l
10.0
Nitrógeno Total Kjedahl
N
mg/l
15.0
Organo clorados totales
Concentración
organoclorados
totales
mg/l
0.1
Organofosforados
totales
Concentración
organofosforados
totales
mg/l
0.1
Plata
Ag
mg/l
0.1
Plomo
Pb
mg/l
0.2
Potencial de hidrógeno
pH
mg/l
5-9
Selenio
Se
mg/l
0.1
Sólidos Sedimentables
mg/l
1.0
Sólidos Suspendidos
mg/l
100
Sólidos totales
mg/l
1600
Sulfatos
SO4
mg/l
1000
Sulfitos
SO3
mg/l
2.0
Sulfuros
S
mg/l
0.5
Temperatura
ºC
mg/l
<35
Tensoactivos
Sustancias activas
al azul de metileno
mg/l
0.5
Tetracloruro de
Tetracloruro de carbono carbono
mg/l
1.0
Tricloroetileno
mg/l
1.0
mg/l
5.0
mg/l
(TULSMA, 2003)
5.0
Tricloroetileno
Vanadio
Zinc
Zn
Parámetros a ser comparados en este trabajo
12
La literatura aborda diferentes alternativas de tratamiento de lixiviados tanto
biológicos como físico químicos entre los que se encuentran la aplicación de
lodos
activados,
lagunas,
reactores
de
lotes
secuenciales,
filtros
percoladores, reactores UASB, procesos químicos de neutralización,
precipitación, intercambio iónico (Pellon, Matilde, & Espinosa, 2009).
En la tabla 5 se resume los diferentes tipos de procesos que se pueden
aplicar para el tratamiento de lixiviados.
Tabla 5. Procesos y operaciones biológicos, químicos y físicos
representativos, utilizados para el tratamiento de lixiviados
PROCESO
DE APLICACIÓN
TRATAMIENTO
PROCESOS BIOLOGICOS
Fangos activados
Separación de orgánicos
Reactores en serie
Separación de orgánicos
Estanques aireados de Separación de orgánicos
estabilización
Procesos de película fija Separación de orgánicos
(filtros
percoladores,
contactores
biológicos
rotatorios)
Nitrificación
/desnitrificación
Separación de nitrógeno
OBSERVACIONES
Pueden ser necesarios
aditivos
de
desespumamiento;
necesario
clarificado
separador
Similar a fangos activados,
pero no se precisa un
clarificador
separado;
solamente aplicable con
tasas
de
flujo
relativamente lentas
Requiere
una
gran
superficies de terreno
Requisitos de energía y
producción
de
fangos
menores que en los
sistemas
aerobios;
requiere
calefacción;
mayor potencial para la
inestabilidad del proceso;
más lento que los sistemas
aerobios
La
nitrificación/
desnitrificación
puede
llevarse
a
cabo
simultáneamente con la
separación de orgánicos
13
Continuación…
Tabla 6. Procesos y operaciones biológicos, químicos y físicos
representativos, utilizados para el tratamiento de lixiviados
PROCESOS QUÍMICOS
Neutralización
Control de Ph
De aplicación limitada para
la mayoría de los lixiviados
Precipitación
Separación de metales y Produce un fango, que
algunos aniones
posiblemente requiera la
evacuación como residuo
peligroso
Oxidación
Separación de orgánicos; Fuciona mejor con flujos
detoxificación de algunas de residuos diluidos; el
especies inorgánicas
uso de cloro puede
provocar la formación de
hidrocarburos clorados
Oxidación
por
aire Separación de orgánicos
Costoso; funciona bien
húmedo
con orgánicos refractarios
OPERACIONES FÍSICAS
Sedimentación /flotación
Separación de materia en Sólo tiene una aplicación
suspensión
limitada; puede utilizarse
conjuntamente con otros
procesos de tratamiento
Filtración
Separación de materia en Solamente
útil
como
suspensión
proceso de afino
Arrastre por aire
Separación de amoniaco Puede
requerir
u orgánicos volátiles
equipamiento de control
de
la
contaminación
atmosférica
Separación por vapor
Separación de orgánicos Altos costos energéticos;
volátiles
el vapor de condensado
requiere un tratamiento
adicional
Absorción
Separación de orgánicos
Tecnología
probada;
costes variables según
lixiviado
Intercambio iónico
Separación de inorgánicos Útil solamente como un
disueltos
paso de acabado
Ultrafiltración
Separación de bacterias y Propenso al atascamiento;
de orgánicos con alto de aplicación limitada para
peso molecular
lixiviados
Osmosis inversa
Disoluciones diluidas de Costoso; necesario un
inorgánicos
pretratamiento extensivo
Evaporación
Cuando no se permite la Los fangos
resultante
descarga de lixiviados
pueden ser peligroso;
puede ser costoso excepto
en zonas áridas
(Tchaoanoglous, Theisen, & Vigil, 1996)
14
Para lograr altos niveles de remoción de los distintos contaminantes
presentes en los lixiviados
provenientes de los rellenos sanitarios,
considerando además los caudales generados y la
normativa ambiental
existente, se propone la utilización de un sistema compuesto por distintas
etapas de tratamiento (Pontificia Universidad Católica Valparaíso, s/f).
Para el tratamiento de los lixiviados se pueden utilizar dos tipos de sistemas.
En su primera fase, el vertedero produce lixiviados con un alto contenido en
DQO/DBO. Para esta fase el mejor tratamiento sería un sistema anaerobio.
Una vez en pleno funcionamiento (10 años) el contenido en DQO/DBO
bajará muy rápidamente y el mejor sistema sería un aeróbico. (Lutfi AlMefleh, 2003).
2.2.1.1 TRATAMIENTO BIOLÓGICO
El tratamiento biológico trata sobre como los sistemas vivos microscópicos
reducen las sustancias orgánicas a sustancias poco oxidadas.
Existen varios antecedentes de tratamiento aerobio y anaerobio de
lixiviados, que van desde experiencias a escala laboratorio a experiencias a
escala real. El tipo de tratamiento aerobio más extendido es lodos activados
o lagunas aireadas. Otro sistema aerobio utilizado para el tratamiento de los
lixiviados es el reactor de biodiscos o RBC (Contactor Biológico Rotante).
En cuanto al tratamiento anaerobio de lixiviado, el sistema de mayor difusión
es el reactor UASB, el cual ha reportado muy buenos resultados (Alvarez &
Suárez, 2006).
2.2.1.1.1 LAGUNAS DE ESTABILIZACIÓN (LE)
Las lagunas de estabilización se proyectan para el tratamiento de aguas
residuales (AR) por medio de la interacción de biomasas (algas, bacterias,
protozoarios, entre otros) como grandes reservorios dentro de los cuales las
AR fluyen, saliendo después de un período de retención definido, contando
15
únicamente con los procesos naturales de purificación biológica que ocurren
en cualquier cuerpo natural de agua. Para su operación no se requiere
ninguna energía externa, además de la originada por la luz solar (Sánchez,
2012).
Las LE son usualmente el más apropiado método de tratamiento de AR de
origen doméstico y municipal en países en vías de desarrollo; son opciones
de bajo costo, requieren poco mantenimiento y presentan alta eficiencia, por
medio de mecanismos naturales y altamente sostenibles. Los sistemas de
tratamiento de LE suelen definirse como una única serie de laguas
anaeróbicas, facultativas y de maduración, o varias series de unidades en
paralelo. Las lagunas pueden clasificarse por su estado aeróbico y la fuente
del oxígeno para la asimilación bacteriana de la materia orgánica (MO) de
las AR. Los principales tipos de lagunas son: aerobias, facultativas, de
mezcla parcial, aireada y anaerobia (Sánchez, 2012).
Los factores químicos, tales como el pH, la alcalinidad y substancias tóxicas,
son indicadores del estado de funcionamiento de las lagunas de
estabilización (Sánchez, 2012).
Las lagunas aerobias que han sido referidas como fotosintéticas son
estanques de profundidad reducida (0.3m) y diseñadas para una máxima
producción de algas. Es estas lagunas se mantienen condiciones aeróbicas
a todo nivel y tiempo, y la reducción de materia orgánica es efectuada por
acción de organismos aeróbicos. Estas unidades han sido utilizadas
preferentemente para propósitos de producción y cosecha de algas, y su uso
en tratamiento de desechos no es generalizado (Yánez, s/f).
Las lagunas anaeróbicas son estanques de mayor profundidad (2.5-4) m y
reciben cargas orgánicas más elevadas de modo que la actividad
fotosintética de las algas es suprimida, encontrándose ausencia de oxígeno
en todos sus niveles. En estas condiciones, estas lagunas actuarán como un
digestor anaeróbico abierto sin mezcla y, debido a las altas cargas orgánicas
que soportan, el efluente contiene un alto porcentaje de materia orgánica y
16
requiere de otro proceso de tratamiento. En cuanto al mecanismo de
degradación, este es similar al proceso del desarrollo de dos grupos
específicos de bacterias (Yánez, s/f).
Existen dos tipos de LE facultativas: lagunas facultativas primarias, que
reciben el agua residual cruda (después de un tratamiento preliminar) y las
lagunas facultativas secundarias, que reciben el agua residual después de
un proceso de sedimentación (Sánchez, 2012).
Las lagunas facultativas son estanques de profundidades más reducidas (11.8m) y su contenido de oxígeno varía de acuerdo a la profundidad y hora
del día. El oxígeno disuelto disminuye con la exposición solar y profundidad
en un estrato de “oxidación aeróbica”. Inmediatamente debajo está
localizado un sustrato de degradación anaeróbica que opera con los
mecanismos de degradación discutidos anteriormente. El mecanismo
principal de las lagunas facultativas ocurre en el estrato superior y
corresponde a una simbiosis o comensalismo de bacterias aeróbicas y
algas. Las bacterias heterotróficas descomponen la materia orgánica
produciendo compuestos inorgánicos solubles y bióxido de carbono. La
cantidad de oxígeno requerida para esta degradación es suministrada
principalmente por el proceso de fotosíntesis. Este ciclo de comensalismo
está
sujeto
a
descripción
cuantitativa
por
medio
de
reacciones
estequiométricas (Yánez, s/f).
Según Yánez, la descomposición de materia orgánica puede describirse por:
Ca HbNcOd Pe +
O2 = aCO2 +
+cN
+e
En las lagunas facultativas el tratamiento consiste en la retención de las AR
por un período de tiempo lo suficientemente largo para que se desarrollen
los procesos naturales de estabilización de la MO. Sus principales ventajas y
desventajas están asociadas a la predominancia de los fenómenos
naturales, cuyo mecanismo de purificación de las AR ocurre en tres zonas:
una anaerobia, una aerobia y una facultativa. Este tipo de lagunas presentan
17
profundidades y tiempo de retención hidráulica (TRH) del orden de 1.5 a 2.5
m y 10 días; 1 a 1.5 m y 20 días; 1 a 2 m y 15 a 35 días (Sánchez, 2012).
Figura 1. Esquema de la Laguna Facultativa
(INTA, 2009)
2.2.1.1.1.1 FORMA DE LAS LAGUNAS
Hoy día se sabe, con base en resultados experimentales, que en las lagunas
de estabilización no hay mezcla completa, sino que hay flujo disperso; y que
el grado de dispersión depende de la geometría de las lagunas.(Sáenz,
1986)
Siendo el paralelepípedo rectángulo la figura geométrica más simple, se ha
llegado a producir modelos matemáticos que facilitan el dimensionamiento
de la laguna en función de L, W, Z.(Sáenz, 1986)
Las siguientes cinco ecuaciones permiten determinar la eficiencia de una
laguna de estabilización si además de sus dimensiones se conocen la
constante de reacción “kr”, la temperatura del agua promedio, el caudal
afluente (Q) y la concentración del sustrato bajo consideración (Ce; DBO 5,
NMP (CF) /100ml) (Sáenz, 1986).
18
V= L*W*Z
R=
a=
d=
Donde:
= constante de reacción (días -1)
V= volumen de la laguna (m3)
Q= caudal (m3/día)
R= período de retención (días)
T= temperatura del agua (ºC)
L,W,Z = dimensiones de la laguna (m)
a = parámetro
d = dispersión
Co= concentración des substrato en el afluente
Ce= concentración del substrato en el efluente
2.3 BACTERIAS
Las bacterias son microorganismos unicelulares que presentan un tamaño
de unos pocos micrómetros (entre 0,5 y 5 μm, por lo general) y diversas
formas incluyendo esferas (cocos), barras (bacilos) y hélices (espirilos). Las
bacterias son procariotas y, por lo tanto, a diferencia de las células
eucariotas (de animales, plantas, hongos, etc.), no tienen el núcleo definido
ni presentan, en general, orgánulos membranosos internos. Generalmente
19
poseen una pared celular compuesta de peptidoglicano. Muchas bacterias
disponen de flagelos o de otros sistemas de desplazamiento y son móviles
(Jaén, 2013).
2.4 COMPLEJO MICROBIANO COMERCIAL
AC- MICRO ACUÍCOLA es una herramienta biológica para descomponer
materia orgánica sólida o líquida, es un producto líquido compuesto de
sustancias 100% naturales, por lo tanto es completamente biodegradable e
inocuo para el ser humano (VIALTEC, 2012).
Su ingrediente activo se compone de un complejo microbiano de bacterias
lácticas, levaduras (Saccharomyces cerevisiae) y hongos descomponedores
Se encuentran dentro del grupo de bacterias Gram-positivas fermentadoras
tipo Cocos Gram-positivos de 0,5 a 1 µ m de diámetro, con metabolismo
mixto.
2.4.1 LEVADURAS
Las levaduras son microorganismo que se encuentran clasificados dentro de
los Ascomicetos y Basidiomicetos, no obstante las levaduras no forman un
grupo muy definido, ya que no son una entidad taxonómica natural que
guarde uniformidad morfológica (Kreger, 1984).
Las levaduras
sintetizan sustancias
antimicrobiales y útiles para el
crecimiento de las plantas a partir de aminoácidos y azúcares secretados por
bacterias fototróficas, materia orgánica y raíces de las plantas (Arias, 2007).
2.4.2 HONGOS
Los hongos se encuentran en hábitats muy diversos: pueden ser pirófilos
(Pholiota carbonaria) o coprófilos (Psilocybecoprophila). Según su ecología,
se
pueden
clasificar
en
cuatro
grupos:
saprofitos,
liquenizados,
micorrizógenos y parásitos. Los hongos saprofitos pueden ser sustrato
20
específicos: Marasmiusbuxio no específicos: Mycena pura. Los simbiontes
pueden ser: hongos liquenizados Basidiolichenes: Omphalinaericetorum
yascolichenes: Cladonia coccifera y hongos micorrízicos, (Sánchez and col,
2006).
Específicos: Lactarius torminosus (solo micorriza con abedules) y no
específicos: Hebeloma mesophaeum. En la mayoría de los casos, sus
representantes son poco conspicuos debido a su diminuto tamaño; suelen
vivir en suelos y juntos a materiales en descomposición y como simbiontes
de plantas, animales u otros hongos. Cuando fructifican, no obstante,
producen esporocarpos llamativos (las setas son un ejemplo de ello).
Realizan una digestión externa de sus alimentos, secretando enzimas, y que
absorben luego las moléculas disueltas resultantes de la digestión. A esta
forma de alimentación se le llama osmotrofia, la cual es similar a la que se
da en las plantas, pero, a diferencia de aquéllas, los nutrientes que toman
son orgánicos. Los hongos son los descomponedores primarios de la
materia muerta de plantas y de animales en muchos ecosistemas, y como
tales poseen un papel ecológico muy relevante en los ciclos biogeoquímicos
(Sánchez and col, 2006).
2.4.3 BACTERIAS ÁCIDO LÁCTICAS (BAL)
Son un grupo de bacterias que relacionadas producen acido láctico como
resultado de la fermentación de carbohidratos. Todas las bacterias lácticas
pueden crecer anaeróbicamente, pero pueden igualmente crecer en
presencia de oxígeno (aerotolerantes) (Nevárez, s/f).
Su clasificación se basa en la morfología, la forma de fermentar la glucosa,
su desarrollo a diferentes temperaturas, la configuración del ácido láctico
producido, la habilidad de crecer a altas concentraciones de sal, tolerancia a
la alcalinidad y acidez. El grupo de las BAL está formado por cocos,
cocobacilos o bacilos Gram positivos, generalmente inmóviles y no
21
esporulados, catalasa y oxidasa negativa, obtienen energía exclusivamente
por fermentación de azúcares (Peñaflor & Guerrero, 2007).
La mayoría de las BAL son mesófilas, aunque algunas son capaces de
crecer a temperaturas de 5 °C y otras a 45°C. Toleran bien concentraciones
relativamente altas de ácidos y valores de pH más bajos que el resto de las
bacterias. Una característica física debido a la ausencia de citocromos en las
BAL es la formación de colonias color blanco lechoso (Peñaflor & Guerrero,
2007).
Las bacterias ácido-lácticas que producen ácido láctico a partir de azúcares
y otros carbohidratos sintetizados por bacterias fototróficas y levaduras;
también aumentan la
fragmentación de los componentes de la materia
orgánica, como la lignina y la celulosa (Arias, 2007).
El metabolismo de las BAL está restringido por los azúcares y pueden ser
consideradas como homofermentativa o heterofermentativa (la diferencia de
una vía a otra viene marcada por la presencia o ausencia de la enzima
aldolasa, enzima clave en la glucólisis, (Peñaflor & Guerrero, 2007)). Se
dividen en tres categorías dependiendo de estos últimos: homofermentativa
estricta, heterofermentativa estricta y heterofermentativafacultativa. La
relación de las BAL con el oxígeno es compleja: por su incapacidad de
sintetizar porfirinashémicas, son consideradas como anaerobias. Sin
embargo, su sensibilidad al oxígeno puede ser muy variable según las
cepas: desde anaerobia estricta, aerotolerante e insensible. La ausencia de
una catalasa hémica es una característica importante de las BAL, pero bajo
ciertas condiciones, algunas bacterias son capaces de tomar grupos hemo
externos formando catalasas no hémicas llamadas pseudocatalasas
(Prescott, Harley, & Klein, 1999).
22
2.4.3.1 CLASIFICACIÓN Y GÉNEROS DE LAS BAL
Según Peñaflor & Guerrero (2007), existen doce géneros de BAL,
presentadas a continuación:
Carnobacterium
Enterococcus
Lactococcus
Lactobacillus
Lactosphaera
Leuconostoc
Oenococcus
Pediococcus
Streptococcus
Tetragenococcus
Vagococcus
Weissella
Aunque el grupo está definido con poca exactitud, todos los representantes
comparten la propiedad de producir ácido láctico a partir de las hexosas
(Peñaflor & Guerrero, 2007).
A pesar de la utilidad que tienen las BAL para la industria de los alimentos,
es reconocida la dificultad que representa el cultivarlas por la necesidad de
una gran cantidad de requerimientos nutricionales. Las vitaminas son los
factores de crecimiento que se necesitan con mayor frecuencia, ya que
funcionan formando parte de las coenzimas (Peñaflor & Guerrero, 2007).
Las bacterias ácido lácticas se pueden encontrar como microbiota natural en
la leche, carnes y hortalizas, y cuando desdoblan sus carbohidratos como
fuente de carbono producen una serie de metabolitos como ácidos
orgánicos, peróxidos y péptidos de bajo peso molecular, los cuales actúan
como agentes antimicrobianos (Gutierrez, Montoya, & Ruiz, 2005).
23
2.4.3.2 IMPORTANCIA DE LAS BACTERIAS ÁCIDO LÁCTICAS
Es conocido que las BAL son bacterias importantes para la industria
agroalimentaria, al emplearlas para la fabricación y conservación de los
alimentos.
Sin embargo, el ácido láctico es un compuesto esterilizante fuerte que
suprime microorganismos dañinos y ayuda a la descomposición de
materiales como la lignina y la celulosa fermentándolos, removiendo efectos
no deseables de la materia orgánica no descompuesta. Las bacterias acido
lácticas
tienen
la
habilidad
de
suprimir
enfermedades
incluyendo
microorganismos como fusarium, que aparecen en programas de cultivos
continuos. El uso de bacterias acido lácticas reducen las poblaciones de
nematodos y controla la propagación y dispersión de fusarium, y gracias a
ello induce un mejor ambiente para el crecimiento de los cultivos
(EMPROTEC, s/f).
2.4.4 MÉTODO DE SIEMBRA DE MICROORGANISMOS (M.O.)
2.4.4.1 SIEMBRA
Sembrar o inocular es introducir artificialmente una porción de muestra
(inoculo) en un medio adecuado, con el fin de iniciar un cultivo microbiano,
para su desarrollo y multiplicación. Una vez sembrado, el medio de cultivo se
incuba a una temperatura adecuada para el crecimiento (Santambrosio,
Ortega, & Garibaldi, 2009).
MEDIOS SÓLIDOS: Según Santambrosio, Ortega &Garialdi (2009), se
pueden utilizar los siguientes métodos:
Siembra por inmersión o vertido: se coloca el inoculo en una placa o
caja de Petri y sobre el mismo se vierte el medio de cultivo
24
previamente fundido. Este método se utiliza para microorganismos
aerobios.
Siembra en doble capa: se procede de la misma manera que por
inmersión. Una vez solidificado el medio se vierte una cantidad extra
de medio necesaria para cubrir la capa anterior (generalmente 10 ml.
aprox.). Este método se utiliza para microorganismos anaerobios
facultativos y microaerofílicos.
Siembra en superficie: se vierte sobre una placa de Petri el medio de
cultivo fundido, se deja solidificar y se coloca sobre la superficie el
inoculo. Con ayuda de una espátula de Drigalsky se extiende el
inoculo hasta su absorción total por el medio de cultivo. Este tipo de
siembra se recomienda para microorganismos aerobios estrictos.
Siembra en estría: se vierte sobre una placa de Petri el medio de
cultivo fundido y se deja solidificar.
2.5 MELAZA
Fajardo y Sarmiento, (2007), señalan que la melaza es una mezcla compleja
que contiene sacarosa, azúcar invertido, sales y otros compuestos solubles
en álcali que normalmente están presentes en el jugo de caña, así como los
formados durante el proceso de manufactura de la azúcar. Además de la
sacarosa, glucosa, fructosa y rafinosa los cuales son fermentables, las
melazas también contienen sustancias reductoras no fermentables. Estos
compuestos no fermentables reductores del cobre, son principalmente
caramelos libres de nitrógeno producidos por el calentamiento requerido por
el proceso y las melanoidinas que si contienen nitrógeno derivadas a partir
de productos de condensación de azucares y amino compuestos.
La melaza es la principal fuente energética para la fermentación de los
abonos orgánicos favoreciendo la multiplicación de la actividad microbiana,
25
es rica en potasio, Calcio y magnesio y contiene micronutrientes como el
boro (Ortega, 2012).
La melaza es el producto final de la refinación de la sacarosa procedente de
la caña de azúcar, este subproducto se utiliza como alimento para el hombre
y para alimentos concentrados de animales (Jaén, 2013).
La melaza como forma parte de los alimentos clasificados como energéticos,
su principal característica es contener un alto nivel de energía aprovechable.
En los últimos años se ha encontrado aplicaciones dentro de los cultivos en
granjas camaroneras tanto como aditivo al alimento balanceado como
sustrato para la obtención y fijación de cepas bacterianas debido a que es
rica como fuente de carbono necesaria dentro del ciclo vital de ciertos tipos
de bacterias. La implementación del uso de probióticos dio paso a la
utilización de fuentes de carbono entre ellas la melaza ya que presenta
ventajas económicas y nutricionales frente a otros medios de cultivo
comerciales (Fajardo y Sarmiento, 2007).
2.5.1 COMPOSICIÓN DE LA MELAZA
La composición de la melaza es muy heterogénea y puede variar
considerablemente dependiendo de la variedad de caña de azúcar, suelo,
clima, periodo de cultivo, eficiencia de la operación de la fábrica, sistema de
ebullición del azúcar, tipo, capacidad de los evaporadores, entre otros. Por
otro lado la melaza se caracteriza por tener grados de Brix o sólidos
disueltos de 68-75% y un pH de 5,0-6,1% (Fajardo y Sarmiento, 2007).
La composición de la melaza de forma detallada se presenta en la tabla 6
26
Tabla 7. Composición de la Melaza de Caña
COMPONENTES CONSTITUYENTES CONTENIDO
p/p
Componentes
Materia seca
78%
Mayores
Proteínas
3%
Sacarosa
60-63%
Azucares
3-5%
reductores
Sustancias
4-8%
disueltas (
diferentes azúcares)
Agua
16%
Grasas
0.40%
Cenizas
9%
Contenido de
Calcio
0.74%
Minerales
Magnesio
0.35%
Fosforo
0.08%
Potasio
3.67%
Contenido de
Glicina
0.10%
Aminoácidos
Leucina
0.01%
Lisina
0.01%
Treonina
0.06%
Valina
0.02%
Colina
600ppm
Niacina
48.86ppm
Contenido de
Ácido Pantotéico
42.90ppm
vitaminas
Piridoxina
44ppm
Riboflavina
4.40ppm
Tiamina
0.88ppm
(Téllez, 2004; Yepes, 1995)
2.5.2 MICROORGANISMOS PRESENTES EN LA MELAZA
Mediante ensayos adecuados con soluciones diluidas de melaza, se ha
demostrado que estas a pesar de su bajo contenido de fosforo, constituyen
un buen medio nutritivo para muchos organismos tales como las levaduras,
hongos
y
bacterias.
Se
considera
importante
la
presencia
de
microorganismos mesófilos y termófilos dentro de la melaza (Castro, 1993).
27
2.6 MARCO CONTEXTUAL
2.6.1 ZONA DE ESTUDIO
El Cantón Mejía está ubicado al sur-oriente de la Provincia de Pichincha en
la República del Ecuador, está conformado por ocho parroquias como lo
muestra la figura 2; una urbana, Machachi (cabecera cantonal), y siete
rurales: Aloag, Aloasí, Manuel Cornejo Astorga, Cutuglagua, El Chaupi,
Tambillo, y Uyumbicho; con una población total según el Censo del INEC
2010 de 81 335 habitantes. Las generalidades de la Parroquia Machachi se
observan en la tabla 7.
Tabla 8. Generalidades de la parroquia Machachi
PARROQUIA
Machachi
SUPERFICIE Km2
415.94
POBLACIÓN hab
27 623
(INEC, CENSO 2010)
Figura 2. Mapa político del cantón Mejía
(Equipo consultor, 2011)
En la tabla 8 se puede observar la descripción de los sistemas del cantón en
estudio
28
Tabla 9. Descripción de los Sistemas del Cantón Mejía
SISTEMA
Temperatura del sector
occidental del cantón
(cabecera cantonal)
Altitud del cantón
Precipitación promedio
mensual del cantón
Humedad relativa del cantón
Principales sistemas
naturales de la cabecera
cantonal
Flora del cantón
Hidrografía cabecera
cantonal
Suelos
Actividades Antrópicas
DESCRIPCIÓN
Entre 6ºC y 12ºC
Entre 600 y 4 750 m.s.n.m.
131mm
77.6%
-Refugio de vida silvestre Pasochoa
(49 844 km2 )
Parque nacional Cotopaxi (123.34 km2)
Tiene un extenso manto de verdura, presenta
ocho zonas de vida: Bosque húmedo Montano,
Bosque húmedo Montano bajo, Bosque pluvial
sub alpino, Bosque pluvial Montado, Bosque
muy húmedo Pre Montano, Bosque muy
húmedo Montano Bajo.
Sub cuenca: Río Guayllabamba
Cuerpo hídrico: Río San Pedro, Río Pedregal,
río Jambelí, río Pita, río Hualpaloma, río
Tamboyacu
CONTAMINACIÓN: Como se muestra en el
Anexo I, la mayor aparente contaminación de
los cuerpos de agua del cantón se debe a la
descarga de aguas residuales domésticas e
industriales, y por deforestación que provocan
la disminución de caudales.
Dentro de la Jurisdicción del cantón solo ha
existido un proyecto de recuperación de riberas
del río San Pedro mediante reforestación que
lo llevo a cabo el Consejo Provincial en
convenio con el Municipio. (Plan de Desarrollo
y Ordenamiento Territorial del Cantón Mejía)
La mayor parte del cantón corresponde a
suelos del orden de Inceptisoles, en cuanto a
la textura el mayor porcentaje corresponde a
moderadamente gruesa y media; este recurso
es uno de los principales para el desarrollo de
la región.
Alteraciones en los recursos agua y suelos por
mal manejo o residuos dentro de actividades
como: agricultura y ganadería, pesca,
explotación de madera y asentamientos
humanos.
Las comunidades no cuentan con plantas de
tratamiento de agua por lo tanto descargan sus
desechos en las fuentes de agua más
cercanas, contaminándolas. Aunque en el
cantón Machachi cuenta con una recolección
diferenciada los 5 días de la semana de
29
residuos sólidos, algunos pobladores continúan
arrojando basura a las fuentes de agua,
especialmente las comunidades alejadas. La
falta de un adecuado manejo de residuos
sólidos domésticos en las comunidades de las
parroquias, hace que la población queme la
basura que produce, especialmente materiales
plásticos, lanzando a la atmósfera diversas
partículas sólidas y gaseosas que pueden ser
tóxicas (en el caso de envases de
agroquímicos) que alteran la calidad del aire y
en consecuencia afectan principalmente a los
procesos naturales de los seres vivos y al
clima (Plan de Desarrollo y Ordenamiento
Territorial del Cantón Mejía).
Componente Abiótico
Como se muestra en el anexo II, tanto la falta
de tratamiento de aguas residuales, como el
crecimiento en la producción (industrial,
florícola, y artesanal) ha traído consigo
problemas como: ruido, humo, desechos con
malos olores, a más de la contaminación
localizada, las industrias contribuyen en gran
escala a la evacuación, a través de los ríos, de
desechos más o menos tóxicos no
biodegradables (Plan de Desarrollo y
Ordenamiento Territorial del Cantón Mejía).
Sistema Económico
La producción que funciona como motor de
desarrollo del cantón es la agrícola y ganadera:
actualmente los principales productos del
Cantón son la papa, el brócoli, la cebada, el
maíz y en los últimos años se ha incorporado
la actividad florícola para la exportación. (Plan
de Desarrollo y Ordenamiento Territorial del
Cantón Mejía)
Según las estadísticas del INEC 2010 la papa
es el producto de mayor producción. De
acuerdo a la producción pecuaria, el cantón es
el más importante de la provincia con un total
del 32% de producción.
Con 147 empresas (entre servicios varios,
transporte, agropecuarios, financieros, lácteos)
según el SISTEMA DE INFORMACIÓN
NACIONAL 2010, Machachi es donde se
concentra el mayor número a nivel cantonal
Fuente: (Plan de Desarrollo y Ordenamiento Territorial del Cantón Mejía, s/f)
Modificado por: (Duque, 2014)
Actualmente los residuos sólidos provenientes de Machachi, Aloag, Aloasí,
Cutuglagua, Chaupi, Manuel Cornejo Astorga, Uyumbicho y Tambillo, son
30
conducidos al denominado Complejo Ambiental de Romerillos, localizado a
13 Km de Machachi capital cantonal, este sitio se encuentra junto al cierre
técnico del botadero antiguo (Castillo, 2013). En la figura 3 se puede
observar la ubicación del relleno.
El relleno sanitario o complejo ambiental Romerillos limita al sur con la
quebrada La Unión, la cual es el límite provincial entre Pichincha y Cotopaxi.
Según datos del Municipio de Mejía para el segundo semestre de 2012 la
cantidad de residuos sólidos que son depositados en el Complejo, llegan a
un promedio de 48.17 Tn/día, de los cuales el material inorgánico
recuperado llega a un promedio mensual de 27.41 Tn. Según la proyección
realizada hasta el 2031 por el Plan Masa del Relleno Sanitario de Mejía para
el 2014, actualmente se depositan aproximadamente 48.74 Tn/día. En la
figura 4 se diferencian los distintos procesos que se llevan a cabo en cuanto
a la gestión de residuos sólidos dentro del relleno.
Figura 3. Ubicación del Complejo Ambiental Romerillos
(Google Earth. Equipo Consultor, 2013)
31
Figura 4. Procesos que se llevan a cabo en el Complejo Ambiental Romerillos
(Equipo consultor, 2013)
32
En la figura 5 se observa el croquis con las diferentes áreas del Complejo
Ambiental Romerillos.
Figura 5. Croquis Complejo Ambiental Romerillos
(Equipo consultor 2013)
Dada la profundidad del nivel freático en el terreno donde se ubica el
Complejo Ambiental Romerillos, existe una diferencia de
nivel de
aproximadamente 30 m entre la cota de la plataforma del relleno y la base
de la Quebrada La Unión. (Castillo, 2013), esto presume que el agua
subterránea no se ve alterada por la presencia del relleno sanitario.
Se debe mencionar que en la actualidad los lixiviados no son descargados
hacia la Quebrada La Unión y son recirculados hacia el interior del relleno
sanitario. (Castillo, 2013).
33
3.-Metodología
34
3 METODOLOGÍA
3.1 DIAGNÓSTICO INICIAL
Para poder realizar este trabajo se realizó mediante observación directa un
diagnóstico
del
estado
del
“CENTRO
COMPLEJO
AMBIENTAL
ROMERILLO” en donde se pudo observar los distintos procesos que se
llevan a cabo.
3.2 DETERMINACIÓN DE PUNTOS DE MUESTREO
Después de observar el lugar se procedió con la toma de muestras, esta fue
aleatoria, sin embargo se tomó en cuenta las recomendaciones basadas en
los
documentos: “Protocolo para la Toma de Muestras de Aguas
Residuales. Versión: 1.0-2010”, donde se centra en recolectar la muestra
básicamente en la entrada y salida del sistema; y el “Manual Operativo de la
Norma de Muestreo de las Aguas Residuales NCH411/10-2005, 2010”. La
figura 6 muestra mediante un diagrama de flujo el procedimiento usado para
la toma de muestras.
Es así que basados en estas recomendaciones se determinó 2 puntos de
muestreo, y los materiales a utilizar
3.2.1 MATERIALES IN SITU
Frascos esterilizados
Un cooler
Hielo
Agua destilada
Guantes
Mascarilla
Adhesivos
Libreta
Bolígrafo.
35
3.2.2 MATERIALES DE LABORATORIO
Balanza SEW – Series (SEW-6000)
Pipetas automáticas
pH-metro
Espectrofotómetro DR2800 HACH
Turbidímetro 2100P HACH
BOD TrakTMII HACH
Colorímetro AquaTester
Calentador para análisis de DQO, Reactor DQO DRB200 HACH
Probetas
Erlenmeyers
Vasos de precipitación
Cajas petri
Estufa
Cámara de flujo laminar
Tubos de ensayo
Gradillas
Autoclave
Figura 6. Procedimiento de toma de muestras
36
3.3 DETERMINACIÓN DE PARÁMETROS INICIALES DE LA
MUESTRA
3.3.1 EXPERIMENTO I
a) Con el equipo Conductímetro/pH-metro HACH se determinó los
valores iniciales de pH, temperatura, y conductividad de la muestra
recolectada, como se muestra en la figura 7.
Figura 7. Fotografía de la Medición de Parámetros de pH, ºT y mS
b) Se realizó una primera dilución utilizando 50ml de la muestra y
aforando en un erlenmeyer con agua destilada a 500ml (solución
1/10), con esta primera dilución se determinó la turbidez, presentada
en la figura 8, con el equipo HACH Turbidimeter 2100P utilizando
como base al rango bajo, uno de los tres rangos que tiene el equipo
(bajo, medio y alto)
Figura 8. Fotografía de la Medición de la Turbidez de la Solución 1/10
37
c) Se realizó una segunda dilución utilizando 5 ml de la solución 1/10 y
aforando a 50 ml con agua destilada y con ello determinar el color
con el equipo Colorímetro ECUATESTE, como se observa en la
figura 9.
Figura 9. Fotografía de la Segunda Dilución
d) Se preparó los reactivos a utilizarse para la determinación del DBO
en el equipo BODTrakTM 11, proceso detallado en la tabla 9.
Tabla 10. Preparación de Reactivos (Solución fosfato)
NOMBRE
Solución de tampón fosfato
Solución de sulfato de magnesio
Solución de cloruro de calcio
Solución de cloruro férrico
PREPARACIÓN
Disuélvase 0.85g de KH2PO4,
2.175g de K2HPO4, 3.34 de
Na2HPO4 - 7H2O y 0.17g de NH4Cl
en unos cuantos ml de agua
destilada y dilúyase hasta 100ml. El
pH de la solución debería ser de 7.2
sin ajustes adicionales. Deséchese el
reactivo o cualquiera de los
siguientes reactivos, si hay algún
signo de crecimiento biológico en
frasco de reserva
Disuélvase 2.25g de MgSO4.7H2O
en agua destilada y dilúyase hasta
100ml
Disuélvase 2.75g de cloruro de calcio
en agua destilada y dilúyase a 100ml
Disuélvase 0.025g de FeCl3.6H2O
en agua destilada y dilúyase a 100ml
(Manual HACH, 2008)
38
e) Se puso 1 cm3 de cada una de las soluciones detalladas en la tabla 9
por cada litro de agua destilada, mientras se aireaba, como se indica
en la figura 10.
Figura 10. Fotografía de la preparación de la Solución Estándar para DBO
f) Se colocó en las botellas de muestras para BODTrak el lixiviado más
la solución fosfato como se indica en la tabla 10, se vertió la solución
resultante en los frascos del equipo tapándolos con sus respectivos
tampones herméticos (en donde se colocó previamente un gránulo de
Hidróxido de potasio) con el objeto me medir el DBO, se programó el
equipo para que trabaje dentro del rango de 0-700 por 5 días a 20ºC,
como se puede observar en la figura 11.
Figura 11. Fotografía de la medición de DBO
39
Tabla 11. Medición del DBO punto 1
Punto
1
Solución fosfato
50ml
Muestra
50ml
g) Se hizo una dilución 1:4 de la muestra
y con la ayuda del
espectrofotómetro se midió la cantidad de Hierro presente siguiendo
el método 8008 de la HACH detallado en el Anexo V, en la figura 12
se puede observar el equipo espectofotómetro.
Figura 12. Fotografía de la medición del Fe
h) Se midió el DQO
de la muestras recolectada (con su respectiva
muestra paralela) en el reactor DRB200, utilizando viales para un
rango de 0-15000 ppm, como se muestra en la figura 13. Siguiendo el
método 8000 de la HACH detallado en el Anexo VI
Figura 13. Fotografía de la medición de DQO
40
3.4 DETERMINACIÓN DE LA SOLUCIÓN MELAZA-BACTERIA
a) Se pesó 100 g de melaza en cada uno de los seis erlenmeyers, y se
mezcló con diferentes concentraciones de bacterias diluidas de
acuerdo a la tabla 11, mostradas en la figura 14. Se dejó reposar en
un lugar sin presencia de luz
Tabla 12. Cantidad (gramos) de la solución melaza-bacterias (m/b)
No. de
Melaza
muestras (g)
1
2
3
4
5
6
100
100
100
100
100
100
Bacterias
diluidas
(g)
100
200
300
400
500
600
Figura 14. Fotografía de las seis soluciones melaza-bacterias (m/b)
b) Se preparó el agua peptonada y el Agar MRS detallado en el tabla
12, de acuerdo al número de muestras y diluciones para preparar la
siembra, mostradas en la tabla 13, y se esterilizó en el autoclave a
121ºC.
41
Tabla 13. Preparación del Agua peptonada y del Agar MRS
Agua peptonada
Se utiliza 20g de agua
peptonada en polvo por cada
1000ml de agua destilada
Agar MRS
Se utiliza 70 g de agar en polvo por cada
1000 ml de agua destilada, y se calienta
hasta llegar al punto de ebullición
Tabla 14. Número de muestras y diluciones preparadas
No. de muestra Muestras paralelas 10-1 10-2 10-3
1
1
2
3
2
1
2
3
3
1
2
3
4
1
2
3
5
1
2
3
6
1
2
3
7
1
2
3
*10-1: contiene 90 ml de agua peptonada
*10-2: contiene 9 ml de agua peptonada
*10-3: contiene 9 ml de agua peptonada
*La muestra número 7 se utilizó como blanco
3.4.1 ANÁLISIS MICROBIOLÓGICO INICIAL
3.4.1.1 SIEMBRA DE LA SOLUCIÓN MELAZA-BACTERIA
3.4.1.1.1 EXPERIMENTO I
a) Se calentó el Agar MRS (el cual se mantuvo en refrigeración desde
su preparación), y se desinfecto la cámara de flujo laminar
con
42
alcohol, se la encendió 10min antes de la siembra para
su
estabilización.
b) Se puso el material esterilizado en la cámara de flujo (21 frascos de
vidrio con 90ml de agua peptonada c/u, y 42 tubos de ensayo con 9
ml de agua peptonada c/u), y se rotuló el material.
c) En los frascos de vidrio con 90ml de agua peptonada se colocó 10ml
de la solución melaza bacteria de c/u de las seis muestras realizadas
incluyendo las tres muestras paralelas de las mismas (como se
muestra en la tabla 13), se la agito manualmente y dio como
resultado la primera dilución (10-1).
d) En los tubos de ensayo con 9ml de agua peptonada se colocó 1ml de
la primera dilución (10-1) de c/u de las seis muestras realizadas
incluyendo las tres muestras paralelas de las mismas (como se
muestra en la tabla 13), se la agito en el vortex por 5 segundos,
teniendo como resultado la segunda dilución (10 -2). Se repitió dicho
proceso para la tercera dilución (10 -3), tomando en cuenta que el
inoculo se tomo de la dilución anterior (1ml de la segunda dilución).
e) Para la siembra se utilizó la técnica de vertido como se muestra en la
figura 15, donde se puso 1ml de c/u de las diluciones realizadas en
cada
caja
petri,
e
inmediatamente
después
se
agregó
aproximadamente 20ml de agar por caja; se mezcló por rotación, se
dejó solidificar. Se colocaron las cajas petri con la siembra en una
incubadora a 37ºC por 24horas.
Figura 15.Fotografía de la siembra de la solución melaza-bacterias
43
f) Se hizo el recuento de las bacterias después de 24 h de incubación,
se cubrió las cajas petri con papel aluminio y se introdujo en la
autoclave manual para esterilizarlas y su posterior desecho.
3.4.1.1.2 EXPERIMENTO II
a) Se realizó un proceso preliminar para determinar la cantidad de
diluciones que se necesita que permitan contabilizar el número de
bacterias, para lo cual se tomó la muestra 5 (100g melaza+500g de
bacterias diluidas, siguiendo los pasos del Experimento I, pero con un
total de 9 diluciones, y sin realizar muestras paralelas.
b) Debido a las características visuales de las 6 muestras de la solución
melaza-bacterias, se volvió a preparar dicha solución pero solo las
muestras número 4, 5, 6, preparación que se indica en la tabla 11.
c) Se preparó agua peptonada y agar para realizar un total de siete
diluciones de cada una de las muestras no. 4, 5, 6, 7(blanco: 10ml de
melaza en 90ml de agua peptonada) y sus respectivas muestras
paralelas (3), procedimiento que se muestra en la tabla 13. Se siguió
los literales a,b,c,d del experimento I.
d) Se sembró las diluciones 10-5, 10-6, 10-7de cada una de las muestras
no. 4, 5, 6, 7(blanco: 10ml de melaza en 90ml de agua peptonada) y
sus respectivas muestras paralelas (3), siguiendo el procedimiento
del literal e del experimento I, con la única diferencia de que se dejó
la siembra en la incubadora por 48h.
3.4.2 DETERMINACIÓN DE LA CONCENTRACIÓN ÓPTIMA DEL
INÓCULO
a) Se realizó una nueva solución melaza- bacterias diluidas (solo
muestra 4: 400g bacterias + 100 g melaza)
b) Se colocó en las botellas de muestra para BODTrak 100ml de
lixiviado del punto uno, previamente aireado y se mezcló con la
muestra 4 (solución melaza-bacteria) según se muestra en la tabla 14.
44
Tabla 15. Cantidad de inoculo introducido en la muestra
No Muestra
lixiviado
(ml)
1
2
3
4
5
6
100
100
100
100
100
100
Solución
m/b
(melaza
bacterias)
0.0ml
0.5ml
1.0ml
1.5ml
2.5ml
5.0ml
c) Se programó el equipo para 10 días en un rango de 0-700 a 20ºC.
d) Se repitió los pasos de los literales a, b y c, pero solo tomando en
cuenta los No. 1, 4 y 5 de la tabla 14 y se realizó de estos sus
respectivas muestras paralelas, con el objeto de comprobar
resultados.
3.4.3 ANÁLISIS MICROBIOLÓGICO FINAL
a) Se recolecto muestras de lixiviado, solo del punto uno, debido a que
tanto en la piscina de lixiviados, como la piscina de sedimentación fue
colocado por parte del municipio un polvo orgánico (ECOSOL)
utilizado como tratamiento biológico.
b) Se preparó agua peptonada y Agar MRS para realizarse un total de 7
diluciones, en el primer frasco con 90ml de agua peptonada se vertió
10ml de la solución INICIAL No. 5 de la tabla 14 debido a que esta
solución se la encontró como la más óptima (creando la primera
dilución). Se tomó 1ml de la primera dilución (10 -1) y se lo vertió en el
primer tubo de ensayo con 9ml de agua peptonada creando la
segunda dilución (10-2), se tomó 1ml de la segunda dilución (10 -2) y se
lo vertió en el segundo tubo de ensayo con 9ml de agua peptonada
creando la tercera dilución (10 -3), se procedió con esta secuencia
hasta llegar a la séptima dilución (10-7).
45
c) Se realizó el mismo procedimiento del literal anterior, pero utilizando
la solución FINAL No. 5 de la tabla 14 la cual es después de cinco
días de su preparación.
d) Se realizó la siembra tanto de la solución inicial como de la final,
como se detalla en el literal e del Análisis Microbiológico Inicial del
Experimento I, con la única diferencia de que se dejó la siembra en
incubación por 48h.
e) Se envió las muestras tanto de lixiviado puro como de la solución
Final a un laboratorio certificado para comparar resultados.
3.5 ANÁLISIS DE LA APLICACIÓN DE LASOLUCIÓN ÓPTIMA
MELAZA-BACTERIAS EN EL LIXIVIADO
a) Se envió las muestras de la solución final a un laboratorio certificado
para obtener los resultados de los parámetros de DBO, DQO, ST,
SS, Ph, Fe y conductividad.
b) Se envió las muestras del lixiviado puro a un laboratorio certificado
para comparar los resultados obtenidos en el proceso.
3.6 DOSIFICACIÓN DE LA SOLUCIÓN ÓPTIMA MELAZABACTERIAS EN LA PISCINA DE LIXIVIADOS
Para poder determinar la cantidad de la solución óptima de melaza-bacterias
que se debería aplicar en la piscina de lixiviados se utilizó las siguientes
ecuaciones:
V= L*W*Z
R=
Estas ecuaciones se utilizaron para determinar el volumen de la piscina de
sedimentación, el tiempo de retención en la piscina de lixiviados y la dosis de
46
la solución óptima melaza-bacterias. Para ello se utilizó los datos de la
piscina de lixiviados, reportados por el supervisor Juan Carlos Camacho.
47
4.- Resultados y Discusión
48
4 RESULTADOS Y DISCUSIÓN
4.1 DIAGNÓSTICO INICIAL
Después de realizar la observación directa y recolectar información en las
fichas técnicas se detallan a continuación los procesos llevados a cabo
en el Complejo Ambiental Romerillos.
PLANTA DE SEPARACIÓN.- Después de la previa separación de los
desechos orgánicos e inorgánicos en los hogares, en esta etapa se
realiza una separación más profunda de estos por la gente de la
asociación Romerillos como se muestran en la figuras 16 y 17, y aquel
material que no está sujeto a comercialización regresa al relleno.
Figura 16.Fotografía de la planta de separación
49
Figura 17. Fotografía de la planta de separación. Punto de descargue
PLANTA DE COMPOSTAJE.- Según la auditoría ambiental septiembre 2013
aproximadamente se obtiene 4.17 Tn/mes de compost BOKASHI mediante
la tecnología EM, se puede observar la planta de compostaje en la figura 18.
Figura 18. Fotografía de la planta de tratamiento de compostaje
VIVERO FORESTAL.- En esta etapa siembran plantas tanto endémicas
como introducidas utilizando el compost que ellos realizan, como se observa
en la figura 19, con el objeto de usarlas para la reforestación de quebradas.
50
Figura 19. Fotografía del vivero forestal
CELDAS HOSPITALARIAS.- En esta etapa se entierran los desechos
enviados con tratamiento previo desde las casas de salud, como se indica
en la figura 20.
Figura 20. Fotografía de las celdas hospitalarias
ETAPA UNO Y DOS.- En esta etapa se realiza la producción de biogás (aún
no entra en funcionamiento), en la figura 21 se puede observar esta etapa
del relleno.
51
Figura 21. Fotografía etapa uno y dos del relleno
ETAPA TRES.- En esta etapa hay dos cubetos como se observa en las
figuras 22, 23 y 24, de aproximadamente un área de 7000m2 cada uno,
donde solo uno se encuentra en funcionamiento y actualmente tiene ya allí 4
m de profundidad de basura enterrada, no se observan vectores, sin
embargo existe un proceso de desratización cada quince días en esta etapa.
Figura 22. Fotografía etapa tres del relleno
52
Figura 23. Fotografía etapa tres del relleno. Cubeta dos (no en
funcionamiento)
Figura 24. Fotografía etapa tres del relleno. Cubeta uno. Chimenea
artesanal
PISCINA DE CAPTACIÓN.- En esta etapa es donde se almacenan los
lixiviados provenientes del relleno, sus medidas son: ancho= 7.50m, largo=
14.10m, profundidad= 4.50m; y receptan los lixiviados tanto de la etapa uno
y dos como de la etapa tres del relleno. En esta piscina mostrada en la figura
25, se observó presencia de una cantidad considerable de mosquitos.
53
Figura 25. Fotografía de la piscina de captación
TRATAMIENTO QUÍMICO.- Los lixiviados que se almacenan en la piscina
de captación por bombeo llegan a tanques de tratamiento donde se aplican
los procesos de coagulación y floculación con el fin de disminuir parámetros
contaminantes propios del lixiviado. En la figura 26 y 27 se observa esta
área del relleno.
Figura 26. Fotografía de la planta de tratamiento químico
54
Figura 27.Fotografía de la piscina de sedimentación
TRATAMIENTO BIOLÓGICO.- Después que el lixiviado es tratado en los
tanques de tratamiento químico (donde utilizan sulfato de aluminio y cal para
los procesos de coagulación y floculación respectivamente), por gravedad se
conduce a un humedal artificial, el cual se enseña en la figura 28, el mismo
que usa carrizos para su tratamiento final. (Todavía no entra en
funcionamiento)
Figura 28. Fotografía del humedal artificial
55
4.2 PUNTOS DE MUESTREO
Para el análisis de resultados se recogió la muestra de dos puntos de
muestreo como se indica a continuación en la tabla 15:
Tabla 16. Puntos de muestreo
Código
001
Nombre
Punto uno
002
Punto dos
Lugar del muestreo
Piscina de lixiviados
Piscina reposo
(después del
tratamiento químico)
4.3 RESULTADOS DE LOS PARÁMETROS INICIALES DE LA
MUESTRA
4.3.1 EXPERIMENTO I
La estabilización del equipo conductímetro/ pH-metro nos dio: Tº = 22.3ºC;
pH= 8.99, y el resultado de los parámetros pH, temperatura, conductividad,
turbidez, color, se muestran a continuación en la tabla 16
Tabla 17.Datos de los parámetros iníciales de la muestra
Parámetro
pH
Tº
Conductividad
Turbidez
Color
DBO
DQO
Fe
Unidad
ºC
uS
NTU
UC
mg/l
mg/l
mg/l
Resultado muestra Resultado
001
muestra 002
9,24
7,89
16,02
13,69
19000
18900
1790
1250
3600
1800
3200
6152
8,12
*Turbidez: Se multiplicó el valor que reportó el equipo por 10 (dilución previa)
*Conductividad: Se multiplicó el valor que reportó el equipo por 100 (debido al rango
en el que se midió)
*Color: Se multiplicó el valor estimado por 100 (debido a las diluciones previas) y se
restó el 10% del total debido a la interferencia que pudo haber habido por los SS
*DBO: se siguió el procedimiento del manual de DBO TrakTM
*DQO: Se siguió el procedimiento del Anexo VI
*Fe: Se reportó el valor que dio el equipo por 4 (debido a la dilución previa)
*El resultado de los valores de DBO DQO Y Fe de la muestra 002 no se pudo
reportar por la alteración de dicha muestra por parte del municipio
56
4.4 ANÁLISIS DE RESULTADOS DE LA DETERMINACIÓN DE
LA SOLUCIÓN MELAZA- BACTERIAS
4.4.1 ANÁLISIS MICROBIOLÓGICO INICIAL
4.4.1.1 EXPERIMENTO I
Para poder realizar la siembra y determinar mediante un análisis
microbiológico la cantidad de microorganismo presentes en la solución m-b
se preparó agua peptonada y Agar MRS para un total de tres diluciones
mediante los siguientes cálculos:
PREPARACIÓN DE AGUA PEPTONADA
Basándonos en la tabla 12 y la tabla 13 se llegó a un total de 21 frascos de
vidrio y 42 tubos de ensayo, se realizó una regla de tres simple para calcular
la cantidad de agua peptonada.
1 frasco de vidrio-------- 90ml de Agua Peptonada
21 frascos de vidrio ------ X1= 1890 ml de Agua peptonada
[1]
1 tubo --------------------- 9ml de Agua peptonada
42 tubos------------------- X2= 378 ml de agua peptonada
X1 + X2 = 2268 ml de Agua peptonada para el Experimento I
[2]
PREPARACIÓN DE AGAR MRS
Se preparó Agar para un total de 63 placas, ya que se sembró cada muestra
con su respectiva paralela (3) y tres diluciones de cada una.
1 placa----------------------- 20ml de agar
63 placas-------------------- X3 = 1260 ml de Agar para el experimento I
57
Después de 24h de incubado se hizo el recuento de las bacterias como se
muestra en la tabla 17
Tabla 18. Recuento microbiano muestra no. 1. Experimento I
No. de
muestra
Muestras
paralelas
1
Dilución
# UFC
Factor de dilución Resultado
-1
MNPC
********
-2
MNPC
********
3 10
MNPC
REPORTE DE
RESULTADOS
********
1 10
2 10
-3
********
El reporte de resultados que indica la tabla 17, es MNCP (Muy Numerosas
Para Contar), esto significa que la cantidad de microorganismo presentes en
el agar sobrepasa el rango (entre 30 y 300 bacterias) para poder
contabilizarlos por medio del recuento microbiano por cuadrantes, que es el
método utilizado, por lo tanto, esto demuestra que para poder hacer un
recuento microbiano de esta solución se necesita realizar mayor número de
diluciones.
4.4.1.2 EXPERIMENTO II
Para realizar el experimento preliminar se uso 1 frasco de vidrio y 8 tubos de
ensayo, por medio de una regla de tres simple se calculó un total de 162 ml
de Agua peptonada y 120ml de Agar.
Después de 48h de incubación se hizo el recuento de bacterias como se
muestra en la tabla 18.
58
Tabla 19. Recuento microbiano muestra no. 5. Experimento II
No. de
muestra Dilución
-1
5 10
# UFC
MNPC
-3
MNPC
-4
10
MNPC
10-5
MNPC
10
Resultado
MNPC
-2
10
Factor de
dilución
10-6
10-7
10-8
>10
10-9
PROMEDIO
REPORTE DE
RESULTADOS
>10
429
1000000
429000000
87
10000000
870000000
649500000
6.49*10 8 UFC/ml
La tabla 18 sirvió de base para determinar que las muestras de la solución
m/b debe tener un total de 7 diluciones para realizar el recuento microbiano.
Se realizó el experimento II con las nuevas muestras 4,5 y 6 de la solución
m/b después de 6 días de preparadas, se observó en las muestras un
aspecto algo degradado.
Para un total de 7 diluciones de cada una de estas nuevas muestras de
solución m-bd con sus respectivas muestras paralelas y el blanco por medio
de una regla de tres simple como se calcula a continuación se preparó un
total de 756 ml de Agua Peptonada.
4 (muestras) * 3 (paralelas)* 7 (diluciones) = 84 (12 frascos de vidrio + 72
tubos)
12 * 90 (ml de agua peptonada) = 108
72 * 9 (ml de agua peptonada) = 648
108+648 = 756 ml de Agua peptonada
Se sembró solo las diluciones 10 -5, 10-6, 10-7 en el Agar; por lo tanto se
preparó 720ml de Agar para un total de 36 cajas petri, y después de 48h de
59
incubación se hizo el recuento de bacterias como se muestra en la tabla 19,
20, 21 y 22.
Tabla 20. Recuento microbiano muestra no. 4.Experimento II
No. de
muestra
Muestras
paralelas
Dilución
-5
1 10
4
Factor de
dilución
# UFC
-6
1 10
380
1000000
380000000
89
10000000
890000000
728
1000000
728000000
109
10000000
1090000000
-7
1 10
-5
2 10
4
4
Resultado
MNPC
MNPC
2 10
-6
2 10
-7
3 10
-5
3 10
-6
744
1000000
744000000
-7
85
10000000
850000000
780333333
MNPC
3 10
PROMEDIO
7,803*10 8
UFC/ml
REPORTE DE
RESULTADOS
Tabla 21. Recuento microbiano muestra no. 5. Experimento II
No. de
muestra
Muestras
paralelas
5
5
5
Dilución
-5
1 10
Factor de
dilución
# UFC
Resultado
MNPC
-6
1 10
508
1000000
508000000
1 10
-7
85
10000000
850000000
2 10
-5
2 10
-6
528
1000000
528000000
2 10
-7
88
10000000
880000000
3 10
-5
-6
3 10
580
1000000
580000000
-7
77
10000000
770000000
686000000
3 10
PROMEDIO
REPORTE DE
RESULTADOS
MNPC
MNPC
6,86*10
UFC/ml
8
60
Tabla 22.Recuento microbiano muestra no. 6. Experimento II
No. de
muestra
Muestras
paralelas
6
Dilución
1 10
-5
1 10
-6
1 10
-7
-5
2 10
6
6
Factor de
dilución
# UFC
Resultado
MNPC
364
1000000
364000000
83
10000000
830000000
MNPC
2 10
-6
356
1000000
356000000
2 10
-7
55
10000000
550000000
3 10
-5
-6
3 10
372
1000000
372000000
-7
81
10000000
810000000
547000000
8
5,47*10
UFC/ml
MNPC
3 10
PROMEDIO
REPORTE DE
RESULTADOS
Tabla 23. Recuento microbiano muestra blanco. Experimento II
No. de
muestra
Muestras
paralelas
Blanco
Dilución
10-5
# UFC
Factor de
dilución
Resultado
10-6
10-7
REPORTE DE
RESULTADOS
No se encuentra
presencia de
mo
La comparación de las tablas 19, 20 y 21 demostraron que la concentración
de la solución m-b en la muestra no.4 resulta ser la de mayor crecimiento
microbiano, por lo tanto se consideró a dicha solución como la más óptima
para trabajar en el análisis final.
4.4.2 ANÁLISIS DE LA CONCENTRACIÓN ÓPTIMA DEL INÓCULO
El DBO se utilizó como principal parámetro a tomarse en cuenta en la
aplicación del inóculo en el lixiviado, en la tabla 23 se muestra como
disminuye el DBO frente a diferentes concentraciones del inoculo. Y en las
figuras aledañas se muestra las curvas del DBO referente a cada
concentración.
61
Tabla 24. Resultado de la concentración óptima (CO) del inóculo
Muestra Solución mlixiviado (ml) bd (ml)
Parámetro
100
0,0 DBO
100
0,5 DBO
100
1,0 DBO
100
1,5 DBO
100
2,5 DBO
100
5,0 DBO
No.
1 CO
2 CO
3 CO
4 CO
5 CO
6 CO
Resultado
(mg/L)
3513
3312
2246
3312
2722
-1187
Curvas de la concentración óptima del inóculo
DBO rango de 0-700 (mg/l)
Nº1 CO
0
2
4
6
8
10
12
tiempo ( 10 días)
Figura 29. Curva de DBO de la solución no. 1 de la CO
DBO rango 0-700 (mg/l)
Nº2 CO
0
2
4
6
8
10
12
tiempo (días)
Figura 30. Curva de DBO de la solución no. 2 de la CO
62
DBO rango 0-700 (mg/l)
Nº3 CO
0
2
4
6
8
10
12
tiempo (días)
Figura 31. Curva de DBO de la solución no. 3 de la CO
(En esta figura se encuentran inconsistencias en la forma de la curva, se
observó que en el canal 3 del equipo siempre reportaba datos
inconsistentes, por lo tanto no se tomó los datos reportados por este canal
como inválidos)
DBO rango 0-700 (mg/l)
Nº4 CO
0
2
4
6
8
10
12
tiempo (días)
Figura 32. Curva de DBO de la solución no. 4 de la CO
63
DBO rango 0-700 (mg/l)
Nº5 CO
0
2
4
6
8
10
12
tiempo (días)
Figura 33. Curva de DBO de la solución no. 5 de la CO
(Se encontró a la solución Nº 5 CO como la curva más óptima)
DBO rango 0-700 (mg/l)
Nº6 CO
0
2
4
6
8
10
12
tiempo (días)
Figura 34. Curva de DBO de la solución no. 6 de la CO
(A pesar de que la solución Nº 6 CO demuestra una rápida caída del DBO
no se la reportó como válida porque en ningún momento dentro del período
de prueba se llegó a observar una estabilización en la curva)
La comparación de los resultados del DBO de las seis muestras de la tabla
23 reflejan que existe disminución del DBO en cada una de las muestras
donde se vierte el inóculo; sin embargo se tomó en cuenta la muestra no. 5
como solución óptima para el análisis microbiológico final por ser la que
mayor DBO puede disminuir y estabilizarse en la misma periodo de tiempo.
64
4.4.3 ANÁLISIS MICROBIOLÓGICO FINAL
Para poder realizar la siembra y determinar mediante un análisis
microbiológico la cantidad de microorganismo presentes en la solución
óptima inicial y final (determinada en la tabla 23) se preparó agua peptonada
y agar para realizar 7 diluciones de cada solución (inicial y final) llegando a
un total de 288ml de agua peptonada y 280ml de Agar MRS.
2* 90 ml agua peptonada =180ml de agua peptonada
12 * 9 ml de agua peptonada =108ml de agua peptonada
180+108= 288ml de agua peptonada
14*20ml de agar = 280ml de Agar.
Se sembró todas las diluciones y después de 48h de incubación se hizo el
recuento de bacterias como se muestra en la tabla 24 y 25.
Tabla 25.Recuento microbiano solución óptima inicial
No. de
muestra Dilución
-1
1 10
-2
10
10
10
-4
>10
10
-5
>10
10
-6
REPORTE DE
RESULTADOS
Resultado
MNPC
-3
10-7
PROMEDIO
Factor de
dilución
# UFC
93
100
9300
528
1000
528000
268650
2.68*10 5
UFC/ml
65
Tabla 26. Recuento microbiano solución óptima final
No. de
muestra Dilución
-1
2 10
Factor de
dilución
# UFC
Resultado
MNPC
10
-2
1016
100
101600
10
-3
680
1000
680000
10-4
460
10000
4600000
10-5
252
100000
25200000
98
1000000
98000000
10-6
-7
10
PROMEDIO
REPORTE DE
RESULTADOS
>10
25716320
2.57*10 7
UFC/ml
La tabla 24 y 25 refleja que el inóculo después de cinco días de vertido,
aumenta cien veces más en la muestra
4.5 RESULTADOS DE LA APLICACIÓN DE LA SOLUCIÓN
ÓPTIMA MELAZA-BACTERIAS EN EL LIXIVIADO
En la tabla 26 se puede observar la comparación de los resultados iníciales
de la muestra, es decir, del lixiviado puro; y de los resultados finales de la
muestra (lixiviado con el inóculo en su concentración óptima).
Tabla 27. Datos y comparación de los parámetros finales de la muestra
Parámetro
pH
Conductividad
Sólidos Disueltos
Sólidos Totales
DBO
DQO
He
Unidad
uS
mg/l
mg/l
mg/l
mg/l
mg/l
Remoción
Solución óptima aproximada
Lixiviado Puro lixiviado m-bd
(%)
8,56
8,18
****
19000
17200
****
1490
600
60%
3600
1800
50%
3405
2875
20%
6210
5350
20%
8,12
10,5
****
Parámetros obtenidos en el laboratorio de la universidad
Parámetros reportados y comparados por el Laboratorio certificado
No se mide la remoción de todo lo que implique carga iónica ya que está comprobado que
las bacterias no influyen en ese parámetro.
66
La tabla 26 demuestra que al inocular la muestra con la solución óptima
melaza-bacterias, después de cinco días disminuyen los parámetros
estudiados.
4.6 CÁLCULOS DE LA DOSIFICACIÓN DE LA SOLUCIÓN
ÓPTIMA MELAZA-BACTERIAS EN LA PISCINA DE
LIXIVIADOS
Mediante los datos presentados a continuación se calculó la dosificación que
se debería aplicar en la piscina de sedimentación de lixiviados para lograr la
remoción de los parámetros estudiados.
PISCINA DE LIXIVIADOS
Largo (L)= 14.10m
Ancho (W)= 7.50m
Profundidad (Z)= 4.50m
Nivel del lixiviado (ZL)= 1.70m
Caudal (QP)= 3000 cm3/min
Primero se calculó el volumen total de la piscina utilizando la ecuación
VP= 14.1m*7.5m*4.5m = 475.9m3
Luego se calculó el tiempo de retención (R) con la ecuación
, tiempo en el
cual el lixiviado podría permanecer en la piscina de acuerdo al V P.
R=
=
158633.3 min
110 días
Los tratamientos biológicos de esta categoría tienen una eficiencia
remocional de la DBO entre el 85% al 95% (Freire, 2013). Es decir, si el
lixiviado se mantiene en reposo en la piscina por un determinado periodo de
tiempo, se logrará disminuir el DBO hasta en un 95%.
67
PISCINA DE SEDIMENTACIÓN
Largo (L)= 3m
Ancho (W)= 1.8m
Profundidad (Z)= 2.05m
Nivel del lixiviado (ZL)= 1.8m
Caudal (QP)= 1400m3/min
2.02 m3/día
Al igual que con la piscina de lixiviados se calculó el volumen total de la
piscina de sedimentación utilizando la ecuación
VPS= 3.0m* 1.8m* 2.05m = 11.07m3
Como muestra la figura 31. La curva de DBO disminuye y se estabiliza a los
4 días por lo tanto se tomó a este tiempo como tiempo de retención. Y con la
ecuación
, se calculó el volumen de lixiviados que se generarían en este
periodo.
VT= R * Q = 4días *
= 8.06 m3
Como a escala de laboratorio utilizamos 2.5ml de la solución óptima melazabacterias (m/b) en 100ml de lixiviado, por medio de una regla de tres simple
se determinó el volumen de la solución óptima melaza-bacterias para VT
X
m3
Litros de la solución óptima melaza-bacterias.
Por último se calculó el Q necesario para aplicar esta solución en la piscina
de sedimentación
Q=
Por lo tanto, para un volumen de 8.06 m3 de lixiviado se necesitaría 0.2 m3
de la solución melaza-bacterias, la cual se la dosificaría a 0.0058L/seg.
68
Estos valores obtenido teóricamente no toma en cuenta la precipitación
diaria del sector, ni se basan en las ecuaciones de Monod, por lo tanto
puede haber variaciones en los datos.
Las laguna de estabilización son una categoría en los procesos de
tratamiento biológico, debido a fundamentos teóricos y la realidad del relleno
se recomienda usar este tratamiento primero.
69
5.- Conclusiones y Recomendaciones
70
5 CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES
5.1 CONCLUSIONES
En el complejo ambiental Romerillos se encuentra una gran variedad
de procesos para la correcta disposición tanto de los desechos
sólidos, como para sus derivados. Sin embargo, en cuanto a el
tratamiento de lixiviados, tomando en cuenta que existe en operación
un sistema en base a un proceso físico-químico, se puede concluir
que el procedimiento que se utiliza actualmente en el Relleno no es el
más óptimo ya que
genera un producto final que sigue siendo
altamente tóxico encontrándose muy por encima de la normativa
ambiental vigente.
De acuerdo a los parámetros analizados del lixiviado proveniente del
relleno sanitario de Romerillos, se puede concluir que dicho producto
supera la norma establecida en el Texto Unificado de Legislación
Secundaria del Ministerio del Ambiente (TULSMA), ya que su DBO
es del orden de 3405 mg/l, cuando debería llegar como límite máximo
a 100 mg/l para poder ser descargado en cuerpos de agua dulce, por
lo que se hace necesario la implementación de un tratamiento óptimo
en dicho relleno.
Para aplicar el proceso bacteriológico con el fin de disminuir los
parámetros de contaminación se utilizó el complejo microbiano ACMICRO
ACUÍCOLA
que
es
una
herramienta
biológica
para
descomponer materia orgánica sólida o líquida, esta bacteria se la
encuentra en el mercado como agente de descontaminación en aguas
residuales. Utilizando la solución óptima (400g de bacteria en 100g de
melaza), se comprobó que estas bacterias también actúan como
agentes de descontaminación en lixiviados.
71
Se determinó que la mezcla óptima melaza-bacteria-lixiviado es
aquella en la que se combina 2.5 ml de la solución óptima melazabacteria, en 100ml de lixiviado; este procedimiento hace que el DBO y
el DQO bajen en aproximadamente un 20%, y el TDS y ST en
aproximadamente un 60% y 50% respectivamente, por lo que se
concluye que la aplicación de este componente microbiano activo
funciona como tratamiento biológico para el manejo de lixiviado, ya
que después de cuatro días de aplicada esta solución óptima en la
muestra disminuye considerablemente los parámetros contaminantes
propios del mismo.
La
proporción
optima
de
melaza-bacterias
(contiene
mayor
crecimiento microbiano) que se debe agregar a la piscina de
sedimentación de lixiviados representa un valor menor al 3% del
volumen total de lixiviado a tratar, por lo tanto la capacidad total de la
piscina a utilizarse en este tratamiento no implicaría costos extras de
redimensionamiento, ya que para dosificar a la piscina se necesita
0.00058L por segundo para obtener la remoción de los parámetros
indicados en este estudio.
A pesar de que la teoría sugiere que cuando el lixiviado es joven se
debe empezar con tratamientos anaerobios, se pudo demostrar que la
utilización de bacterias aerobias trata muy significativamente a este.
Utilizar la mezcla óptima melaza- bacterias para el tratamiento de
lixiviados como se presentó en este trabajo, resulta una manera
práctica y económica de tratamiento, lo que la hace factible para
utilizarla a nivel nacional.
72
5.2
RECOMENDACIONES
Uno de los parámetros más importante que debe ser considerado en
el estudio de tratamiento de lixiviados es la temperatura ambiente del
lugar de muestreo
Las lagunas de estabilización son una categoría en los procesos de
tratamiento biológico, debido a fundamentos teóricos y la realidad del
relleno en estudio se recomienda usar este tipo de tratamiento
primero ya que habría una disminución mayor al 80% del DBO, como
segundo proceso se recomienda utilizar el tratamiento químico de
floculación y coagulación ya que según la literatura se podría
conseguir una remoción del DBO de hasta un 40%, como tercero
proceso debería aplicarse la inoculación del complejo bacteriano
óptimo presentado en este trabajo, y por último se debería verter el
lixiviado en los humedales artificiales para conseguir que los
parámetros del lixiviado estén dentro de los límites máximos
permisibles por la legislación y así poder descargarlos en cuerpos de
agua
Es muy importante conocer el caudal y el tiempo de retención del
tanque de lixiviados para saber que volumen se está almacenando y
de esta forma saber cómo se deben dosificar la mezcla óptima
melaza- bacterias.
Se debería aplicar la mezcla melaza-bacterias en otros rellenos
sanitarios del país y comprobar los resultados obtenidos.
Se recomendaría probar la mezcla óptima presentada en este trabajo
en los desechos industriales de plantas de alimentos en los cuales el
DBO es muy alto.
73
No se recomendaría utilizar una dosificación mayor a la sugerida en
este trabajo, debido a que con cantidades mayores, la curva de DBO
no llega a estabilizarse.
La universidad debería invertir en más equipos y reactivos para la
carrera de Ingeniería Ambiental, y así poder realizar análisis más
profundos en las futuras investigaciones.
74
GLOSARIO
Bokashi: El Bokashi es un abono fermentado que se obtiene procesando
materiales que son producto de actividades agrícolas. (Unión Europea,
2011)
Conductividad: La conductividad es la capacidad que posee una solución
acuosa de conducir la corriente eléctrica, a 25ºC.(Ministerio de Vivienda,
Ordenamiento Territorial y Medio Ambiente, 1996)
DBO: Si la oxidación de un compuesto orgánico se efectúa mediante
microorganismos que usen ese compuesto como recurso alimenticio, al
oxígeno consumido se le llama Demanda Bioquímica de Oxígeno (Davis &
Masten, 2005)
DQO: La determinación de la demanda química de oxigeno proporciona la
cantidad de oxigeno requerida para oxidar bajo condiciones especificas, la
materia orgánica susceptible de oxidarse contenida en una muestra.(Torres
& Jimenez, 2006)
pH: El pH o la actividad del ión hidrógeno indican a una temperatura dada, la
intensidad de las características ácidas o básicas del agua. (Ministerio de
Vivienda, Ordenamiento Territorial y Medio Ambiente, 1996)
Sólidos Totales: Los sólidos totales son los residuos resultantes luego de la
evaporación y secado en una estufa a 103- 105ºC. Los sólidos totales
incluyen volátiles y fijo. (Ministerio de Vivienda, Ordenamiento Territorial y
Medio Ambiente, 1996)
Turbidez: La turbidez es una medida de la propiedad óptica que causa
dispersión y absorción de la luz con disminución de la transmisión en línea
recta. Se miden en unidades de turbidez nefelométrica (NTU). (Ministerio de
Vivienda, Ordenamiento Territorial y Medio Ambiente, 1996)
75
Bibliografía
76
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Sólidos. 433-436: Mcgraw- Hill.
78
Torres, C., & Jimenez, J. (31 de mayo de 2006). Procedimiento para la prueba para
la Demanda Química de Oxígeno (DQO). Recuperado el mayo de 2014, de
http://www.utp.ac.pa/sites/default/files/PCUTP-CIHH-LSA-201-2006.pdf
TULSMA. (2003). Libro VI. En Anexo I tabla 12 (págs. 331-333). Ministerio del
Ambiente del Ecuador.
Unión Europea. (febrero de 2011). Colección "Buenas Prácticas". Aboneras tipo
Bocashi . FAO.
VIALTEC. (2012). Ficha Técnica AC-MICRO Acuícola. Recuperado el Febrero de
2014, de http://www.vialtecsa.com/ft_acmicro_acu.pdf
Yánez, F. (s/f). Lagunas de Estabilización. Lima, Perú: Centro Panamericano de
Ingeniería Sanitaria y Ciencias del Ambiente.
79
Anexos
80
ANEXO 1. Problemática de contaminación del recurso
agua y deterioro de cuencas hídricas
NOMBRE
QUEBRADACUERPO
HÍDRICO
EVIDENCI
A
DE
CONTAMI
NACIÓN
Río Quitasol
Quebrada
Bomboli
Quebrada Seca
Quebrada
Casca
Quebrada de la
Puente
Quebrada
Tomajana
Quebrada
Cumbiteo
Río jambelí
Río Pilatón
Río Napa
Río toachi
Quebrada
Miraflores
Quebrada
Llugshi
Quebrada El
Soltero
Quebrada Moya
Quebrada El
Timbo
Quebrada
Simihuaycu
Río San Pedro
Quebrada
Tambilloyacu
Quebrada El
Belén
Mal olor y
presencia
de sólidos
en
suspensión
FACTOR
SECTOR
(ES)
Descarga de aguas servidas sin tratamiento
Descarga de aguas servidas sin tratamiento
Alóag
Alóag
Descarga de aguas servidas sin tratamiento
Descarga de aguas servidas sin tratamiento
Alóag
Alóag
Descarga de aguas servidas sin tratamiento
Alóag
Descarga de aguas servidas sin tratamiento
Chaupi
Descarga de aguas servidas sin tratamiento
Chaupi
Descarga de aguas servidas sin tratamiento
La población se ha concentrado a lo largo del
Pilatón. Todo el Cañón tiene un clima
insalubre por la descarga de aguas
lavadoras de autos, aguas servidas y
producción porcícola
Descargas de aguas de lavadoras de autos (
aceites, detergentes)
Chaupi
Manuel
Comejo
Astorga
Deforestación ha provocado la disminución
de su caudal
Descarga de industria textil
Descargas de producción agrícola para
exportación (Aloasí)
Atraviesa la cabecera cantonal, descargas
de producción agrícola
Descargas de producción avícola
Descargas de aguas servidas, descargas de
aguas industriales
Descargas de aguas servidas
Parte de sus guas son utilizadas para el
funcionamiento de la Planta Eléctrica
Municipal,la de Tesalia Spring, la de
Silllunchi en la cabecera cantonal y la
fábrica del Inca de Uyumbicho.
Descargas de parroquia Tambillo de aguas
servidas y de fábricas (trópico, KFC
bodegas)
Descarga de aguas servidas
Descarga de aguas servidas domésticas,
descarga de aguas industriales
(Equipo Consultor, 2011)
Manuel
Comejo
Astorga
Manuel
Comejo
Astorga
Tambillo
Alóag,
Aloasí
Aloasí
Aloasí
Machachi
Tambillo,
Aloasí
Tambillo,
Uyumbich
o,
Machachi
Tambillo
Cutuglagu
a
81
ANEXO 2. Problemática de alteración y/o contaminación
al componente abiótico (aire, agua, suelo)
PROBLEMÁTICA
UBICACIÓN/
SECTOR
Río San Pedro,
Quebrada El Timbo,
Quebrada Tomajana,
Quebrada Cumbiteo,
Río Jambelí, Río
Pilatón, Quebrada El
Belén
Florícolas (Aloasí,
Machachi, Chaupi)
Intercambiador El
Obelisco de Alóag
Quebrada Miraflores,
Quebrada Llugsi, Río
San Pedro,
Quebrada El Timbo,
Quebrada El Belén
Río Mapa, Río
Pilatón
Río Pilatón
Parroquia Chaupi
(páramos)
Áreas con
pendientes mayores
a 30%
Riveras con
pendientes, acequias
y quebradas con
pendientes mayores
a 15%
Evidencia de
contaminación/
alteración
Sólidos en
suspensión, mal olor,
presencia de ratas
Actividades
antrópicas
Incidencia al
recurso natural
Evacuación de
aguas servidas
Agua, suelo
Olor a pesticidas
Aire, agua y suelo
Colorantes, aceites,
sólidos en
suspensión
Fumigaciones con
agroquímicos
Circulación de
transporte pesado
Descarga de
producción industrial
de fábricas
Aceites y detergentes
Lavadoras de autos
Agua, suelo
Sólidos en
suspensión, mal olor,
presencia de ratas
Cambio de uso de
suelos (páramoreforestación con
especies exóticas;
pino)
Disminución de
reservas de agua
que provocan la
disminución de
caudales en esteros
y ríos
Erosión de suelo
Desertificación
Afloramiento de roca
Quema de pajonales
e incendios
Producción porcícola
Agua, suelo
Implantación de
plantaciones
forestales por Acosa
y Novopan
Agua, suelo
Disminución de
cobertura vegetal por
deforestación
Suelo
Smog
Aire
Agua, suelo
(Equipo consultor, 2011)
82
ANEXO 3. Proyección del tonelaje y volúmenes a
depositarse
en el CANTON
rellenoMEJÍA
PROYECCION
DE POBLACION
CUADRO 1
DATOS GENERALES
DENSIDAD COMPACTADA DE LOS RESIDUOS EN EL RELLENO (Kg/m3):
AREA UTIL TOTAL DEL TERRENO (Ha):
ALTURA DE RELLENO (m):
AÑO
2001
2002
2003
2004
2005
2006
2007
2008
2009
2010
2011
2012
2013
2014
2015
2016
2017
2018
2019
2020
2021
2022
2023
2024
2025
2026
2027
2028
2029
2030
2031
TOTAL
AL RELLENO
TON/DIA
46,75
47,40
48,07
48,74
49,42
50,11
50,82
51,53
52,25
52,98
53,72
54,47
55,24
56,01
56,79
57,59
58,40
59,21
60,04
60,88
61,73
TOTAL
AL RELLENO
TON/AÑO
17.063
17.302
17.544
17.790
18.039
18.292
18.548
18.807
19.071
19.338
19.608
19.883
20.161
20.443
20.730
21.020
21.314
21.612
21.915
22.222
22.533
700
4,4
12
M3/AÑO
EN RELLENO
24.376
24.717
25.063
25.414
25.770
26.131
26.497
26.868
27.244
27.625
28.012
28.404
28.802
29.205
29.614
30.028
30.449
30.875
31.307
31.746
32.190
M3
ACUMULADOS
24.376
49.093
74.157
99.571
125.341
151.472
177.968
204.836
232.080
259.705
287.717
316.121
344.923
374.127
403.741
433.770
464.219
495.094
526.401
558.147
590.337
(Plan masa del relleno sanitario de Mejía)
Elaborado por: Ing. Marcelo Castillo PROMODE GIZ/ MUNICIPIO MEJIA
FUENTE: HASTA EL 2001 DATOS DEMOGRAFICOS INEC.
DESDE 2011 PROYECCION GEOMÉTRICA.
83
ANEXO 4. Método 8008. Hierro, total
Hierro, total
Método Ferrover (0.02-3.00 mg/l)
1.- Seleccionar el Test
5. Seleccionar en la pantalla el símbolo de
temporizar y pulsar OK.
Comienza un periodo de reacción de 3 min
(Las muestras que contienen óxido de hierro
visible dejarlas reaccionar al menos 5 min)
2.- Insertar el adaptador con el alojamiento
para cubetas de una pulgada cuadrada de
cara al usuario
6.- Preparación del blanco: llenar otra cubeta
cuadrada de una pulgada de 10ml hasta la
marca de 10ml con muestra
3.- La muestra preparada: llenar una cubeta
cuadrada de una pulgada
de 10ml hasta
la marca de 10ml con la muestra.
7.- Después de que suene el temporizador,
limpiar bien el exterior de la cubeta (el
blanco) y colocar el blanco en el soporte
portacubetas con la marca de llenado de
cara al usuario.
Cerrar la tapa.
Seleccionar en la pantalla: cero
La pantalla indicará: 0.00 mg /L Fe
4.- Añadir el contenido de un sobre de
reactivo de hierro Ferrover en polvo. Agitar,
con rotación, para mezclar.
8.- Limpiar bien el exterior de la cubeta (la
muestra preparada) y colocar la cubeta en el
soporte portacubetas con la marca de
llenado de cara al usuario. Cerrar la tapa.
Después de añadir el reactivo se formará un
color anaranjado si existe hierro
El resultado aparecerá en mg/ L Fe
(SIW-1 Soil and Irrigation Water Manual, 1992)
84
ANEXO 5. Método 8000. DQO.
Demanda de oxígeno, química
Método de digestión del reactor DRB200
(3-150, 20-1500, 200-1500)
1.- Encender el reactor DRB200.
Método Colorimétrico
Precalentar a 150ºC
2.- Quitar las tapas de los tubos de
reactivos de digestión de DQO. (Cerciorarse
de utilizar los tubos para el rango adecuado)
1.- Seleccionar el análisis de rango
ultrabajo, bajo, o alto.
3.- Muestra preparada: sujetar un tubo a un
ángulo de 45º. Utilizar una pipeta
volumétrica limpia para añadir 2ml de
muestra al tubo
Utilizar una pipeta TenSette para añadir
0.20ml para el rango 200-15000mg/l
2.- Limpiar el exterior de los tubos, primero
con una toalla húmeda y luego con una
seca
4.- Preparación del blanco: Sujetar otro tubo
a un ángulo de 45º
Utilizar una pipeta volumétrica para añadir
2ml de agua desionizada al tubo
Utilizar una pipeta TenSette para añadir
0.20ml para el rango 200-15000mg/l
3.- Colocar el blanco en el soporte
portacubetas de 16-mm
5.- Tapar bien los tubos. Enjuagarlos con
agua y limpiarlos con una toalla de papel
limpio
4.- Seleccionar en la pantalla: Cero
La pantalla indicará: 0.0 mg/l DQO
6.- Sujetar los tubos por la tapa sobre una
pila. Invertirlo varias veces para mezclar.
Colocar los tubos en el reactor DRB200
precalentado. Cerrar la tapa protectora
Los tubos de muestra se calentarán mucho
durante la mezcla.
5.- Colocar el tubo de la muestra en el
soporte portacubetas de 16-mm.
Los resultados se expresan en mg/l DQO
7.- Calentar los tubos durante dos horas
6.- Si se utilizan tubos de reactivo de
digestión de DQO de alto rango plus,
multiplicar el resultado por diez
8.- Encender el reactor.
Esperar unos 20min a que los tubos se
enfríen hasta 120ºC o menos
9.- Invertir los tubos varias veces mientras
sigan calientes. Colocar los tubos en un
estante y enfriar a temperatura ambiente.
Pasar a determinación colorimétrica método
8000
(SIW-1 Soil and Irrigation Water Manual, 1992)
85
ANEXO 6. Fotografía de la presencia de
microorganismos en la muestra no. 4 de la solución m/b
ANEXO 7. Fotografía de las bacterias lácticas incubada
en Agar MRS
86
ANEXO 8. Certificado de los parámetros analizados en el
laboratorio TRAHISA
87
88
89