Diapositiva 1 - Biblioteca UPIBI

INSTITUTO POLITÉCNICO NACIONAL
UNIDAD PROFESIONAL
INTERDISCIPLINARIA DE BIOTECNOLOGÍA
ACADEMIA DE BIOLOGÍA
MANUAL DE PRÁCTICAS DE LABORATORIO DE
BIOLOGÍA DE EUCARIOTES
Primera edición: 2007
Revisión: 2011
Profesores:
Oyuky Ishida Pinzón
Maira Jiménez Ríos
Carlos Antonio Montes
ÍNDICE
ORGANIZACIÓN Y REGLAMENTO DE LABORATORIO .......................................... i
Práctica N° 1. Método Científico............................................................................... 1
Práctica N° 2. Microscopía ........................................................................................ 5
Práctica N° 3. Observación de células y tejidos animales ................................... 12
Práctica N° 4. Observación de células y tejidos vegetales .................................. 15
Práctica N° 5. Transporte a través de la membrana ............................................. 19
Práctica N° 6. Fermentación ................................................................................... 24
Práctica N° 7. Fotosíntesis...................................................................................... 29
Práctica N° 8. Obtención de ADN ........................................................................... 36
Práctica N° 9. Mitosis en meristemo de cebolla.................................................... 40
Práctica N° 10. Observación de Hongos ............................................................... 44
Práctica N° 11. Observación de Algas y Protozoarios ......................................... 50
Manual de Prácticas de Laboratorio de Biología de Eucariotes
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REGLAMENTO DE LABORATORIO
Uno de los objetivos del trabajo de laboratorio es que, a través de los experimentos y procedimientos
aplicados, se adquieran habilidades y destrezas en el manejo de técnicas, de datos, de equipos y de
instrumentos de laboratorio.
El trabajo en el laboratorio requiere disciplina y orden, además es necesario que se lea cuidadosamente
cada una de las prácticas antes de cada sesión. Durante el desarrollo de las mismas, se debe poner
atención a las instrucciones del (la) profesor(a), ya que de esto depende la obtención de buenos resultados.
Las normas mínimas de seguridad y disciplina que se deben seguir son las siguientes:
1. Al ingresar al laboratorio, el(la) alumno(a) deberá traer puesta la bata blanca, debidamente abotonada, y
colocar sus pertenencias en el estante destinado para tal fin.
2. La asistencia con puntualidad al laboratorio es imprescindible, no habrá retardos y tendrá falta quien no
llegue a la hora establecida. La lista de asistencia se pasará 15 minutos después de haber iniciado la
sesión.
3. En caso de llegar después de la hora de tolerancia, ya no se permitirá la entrada y se considerará como
inasistencia.
4. Las faltas al laboratorio se calificarán con cero. Éstas se justificarán a criterio de los profesores de
laboratorio, mediante los comprobantes que presente el(la) alumno(a). Para la evaluación sólo se
tomará en cuenta la calificación del reporte de la práctica y, si procede, de la discusión de la misma.
5. En el laboratorio se debe guardar el comportamiento adecuado para evitar accidentes, puesto que es un
lugar de trabajo donde se manejan aparatos y equipos delicados y costosos, así como, en algunas
ocasiones, sustancias peligrosas.
6. Por razones de seguridad, queda estrictamente prohibido comer o fumar, masticar chicle y el consumo
de todo tipo de bebidas dentro del laboratorio.
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7. Se debe tener cuidado con el manejo de sustancias y organismos, por lo tanto, es necesario tomar las
debidas precauciones, asegurándose de lavarse las manos al inicio y al final de la sesión de
laboratorio.
8. Durante la sesión de laboratorio, queda prohibida la entrada a personas ajenas al grupo. De igual forma,
se prohíbe cualquier interrupción durante la misma.
9. El(la) alumno(a) deberá llenar un vale por el material de laboratorio que se le indique, teniendo cuidado
de revisar que el material recibido esté en buen estado, y en caso contrario, deberá reportarlo a
cualquiera de los profesores, al momento de entregar el vale con su credencial.
10. Al iniciar la práctica deberá limpiar su mesa de laboratorio con una franela.
11. Una vez terminada la práctica, el material utilizado durante su desarrollo, deberá entregarse limpio y en
buen estado.
12. El material y equipo roto, deteriorado o extraviado, deberá ser repuesto por la persona o equipo de
personas responsables de él, a más tardar dos semanas después de finalizar la práctica respectiva.
13. El(la) alumno(a) no deberá abandonar el laboratorio por ningún motivo, antes de que concluya la
práctica, a menos que el(la) profesor(a) lo autorice, en caso contrario se le cancelará su asistencia.
14. Ningún(a) alumno(a) podrá permanecer en el laboratorio después de concluida la sesión práctica.
15. La entrada de los(las) alumnos(alumnas) al laboratorio en horas que no correspondan a la sesión,
estará condicionada a la autorización y tiempo libre del (la) profesor(a) responsable de la práctica.
16. Es obligatorio el uso en cada sesión del Manual de Prácticas de Laboratorio, debidamente
engargolado.
17. El registro de datos y observaciones de cada práctica deberá hacerse en una bitácora personal.
18. El reporte de la práctica deberá hacerse en un cuaderno profesional destinado exclusivamente para
este fin.
19. Para aprobar el curso de laboratorio se deberá cubrir al menos el 80% de asistencia, así como el 80%
de las prácticas aprobadas, obteniendo un promedio mínimo de 6.
INSTRUCCIONES GENERALES
1)
El material que será utilizado de manera individual en cada sesión de laboratorio es el siguiente:
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Bata blanca y limpia, un trozo de franela, marcador indeleble, manual de prácticas engargolado,
bitácora personal y una fotografía infantil para su hoja de control (entregada a más tardar en la segunda
sesión).
2)
Cada equipo deberá traer:
Papel higiénico, masking tape, cerillos, dos agujas de disección, 1 caja de cubreobjetos y 1 caja de
portaobjetos, pinzas de punta roma, 250 g de azúcar, una jeringa estéril de 5 mL, 1 extensión y 1 cutter
o navaja con un solo filo.
3)
De igual forma deberán traer por grupo:
Un candado, un sobre de levadura en polvo, una caja de lancetas estériles, papel seda, palillos de
madera, 2 multicontactos, 2 focos de 60 W, 1 kg de sal de grano y una tira de Colodión.
4)
El(la) alumno(a) leerá cuidadosamente el procedimiento de cada práctica que se vaya a realizar, con el
propósito de conocer los elementos teóricos y las instrucciones para el desarrollo experimental. En su
bitácora personal, elaborará un Diagrama de Bloques del procedimiento a realizar. En caso de duda,
consultará al (la) profesor(a) responsable de ella.
5)
El(la) alumno(a) verificará que el material y el equipo que se requiere para el desarrollo de la práctica
esté disponible y bajo las condiciones necesarias. En caso de alguna omisión, informará de inmediato a
cualquiera de los profesores.
6)
El(la) alumno(a) realizará, bajo la guía del (la) profesor(a), el desarrollo experimental de cada práctica,
siguiendo el procedimiento indicado en el manual y anotará todos los detalles, modificaciones al
procedimiento, observaciones y resultados en una Bitácora de Prácticas.
7)
Al concluir el desarrollo experimental, resolverá los puntos marcados en el protocolo correspondiente,
en los rubros de resultados, de análisis de resultados y de la discusión, registrándolos en su bitácora,
consultando para ello la bibliografía recomendada para cada práctica.
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8)
La evaluación final de cada práctica desarrollada se hará basándose en 3 aspectos (se muestran los
valores de cada uno de ellos inmediatamente):
Trabajo en el laboratorio ................................. 4.0 puntos
Examen de la práctica ..................................... 3.0 puntos
Informe de la práctica ...................................... 3.0 puntos
9)
Para la evaluación del trabajo en el laboratorio, se considerarán los siguientes aspectos:
Participación y desempeño de las actividades ......... 2 puntos
Presentación del Diagrama de Bloques .................... 1 punto
Bitácora completa y actualizada ................................ 1 punto
10) Al finalizar cada práctica se deberá elaborar un informe escrito, de manera conjunta por los
integrantes de cada equipo, que deberá contener las siguientes secciones y cuyo valor en puntos se
indica enseguida:
Objetivos y Bibliografía.................................... 0.25 puntos
Resultados ........................................................ 0.75 puntos
Análisis de Resultados y Discusión ............... 1.25 puntos
Conclusiones .................................................... 0.75 puntos
11) El informe de la práctica será entregado al (la) profesor(a) responsable de la misma, una semana
después de concluida la sesión o sesiones correspondientes.
12) El (la) profesor(a) responsable de cada práctica revisará que todos los integrantes de cada equipo,
cuenten con su bitácora completa y actualizada.
13) El laboratorio representará el 30% de la calificación global de la asignatura.
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PRÁCTICA 1
MÉTODO CIENTÍFICO
1. INTRODUCCIÓN
La ciencia contiene un cuerpo de conocimientos e involucra un proceso que los cuestiona y que además
genera nuevos conocimientos, ya sea para satisfacción intelectual o con el fin práctico de transformar
nuestra realidad, lo cual se efectúa a través de un consenso de experiencias enunciadas en lenguaje preciso
y disponible a la discusión pública. También involucra metodologías surgidas de la experiencia, las cuales, al
igual que el conocimiento científico, están permanentemente en discusión en cuanto a su efectividad y
secuencia, predominando el criterio de que el mejor método es aquel que se practica y no el que se
mantiene en el terreno teórico.
Generalmente se habla de un método científico, lo cual es incorrecto, ya que en este caso son importantes
tanto los resultados como la práctica en sí y el método que se utiliza está más en la experiencia del
investigador o en la complejidad y avance del área de conocimiento, o incluso en los requisitos que nos
establecen los limitantes de una investigación.
El método científico incluye una secuencia lógica de pasos, que nos son útiles en la resolución de un
problema y abarca los siguientes puntos:
Observación. En el amplio sentido del concepto, involucra la conciencia, reconocimiento y descripción de
un objeto.
Problema. Identificación de una situación conflictiva que no se puede resolver automáticamente, sino que
requiere de una metodología. Involucra el reconocimiento del marco teórico.
Hipótesis. Es el planteamiento de uno o varios supuestos argumentos con bases científicas, en datos
referentes al problema.
Ley. Una o más hipótesis comprobadas que nos muestran la generalidad de un aspecto de la realidad.
Teoría. Hipótesis y/o leyes que nos explican un sector de nuestra realidad.
Es importante aclarar que estos pasos no son una serie de reglas infalibles e inflexibles que nos solucionan
un problema. Las investigaciones científicas, dependiendo de sus objetivos, tratarán los primeros tres o
todos los puntos del método.
A fin de cuentas, la metodología de la investigación científica, así como la presentación de un trabajo
científico, nos permite sistematizar la obtención y reporte de conocimientos, para poder optimar los recursos
con los que contamos y lograr una mejor comunicación.
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Hay que aclarar que el método científico, no es infalible ni obligado, es conveniente, busca minimizar
errores, dar guías generales de procedimientos. Por otro lado el método, también es una continua
confrontación dialéctica de hechos-teorías, empirismo-racionalismo, objetividad-subjetividad, determinismoindeterminismo,
esencia-contingencia,
inducción-deducción,
individual-grupal, análisis-síntesis,
reduccionismo-expansionismo, concreto-abstracto, racional-irracional.
El valor de una hipótesis reside en la capacidad para establecer relaciones entre los hechos, y de esa
manera permite explicarnos por qué se producen, para explicar fenómenos o nuestro fenómeno estudiado.
La hipótesis tiene como funciones: la generalización de experiencias, el desencadenamiento de inferencias,
dar una guía de investigación y ayudarnos a dar interpretaciones de los hechos y fenómenos.
Por último, como un aspecto formal importante de marcar: Las hipótesis se rechazan (lo que implica que
nuestra predicción pudiese tener una variable aún no considerada) o no se rechazan.
Bajo la concepción de Bunge, la teoría pretende explicar un sector de nuestra realidad, lo que involucra que
sea permisible incluir en su contenido el planteamiento de problemas, hipótesis y diversos conjuntos de
leyes.
Las teorías, por otro lado, tienen un carácter predictivo en relación a la universalidad de su planteamiento,
de tal forma que permite previsiones y generalizaciones, cuyo valor utilitario va desde ser fundamentos de
contrastación, guías de acción e incluso anticipación de nuevos conocimientos.
En el caso de la Biología, debemos tomar muy en cuenta que diversos problemas son de forma multivariada,
es decir, se consideran numerosas variables, aspecto contrastante a lo que se presenta en las ciencias
físicas o químicas, en donde la gran mayoría de los problemas que estudian, involucran proporcionalmente
muy pocas variables.
Si contabilizáramos la cantidad de teorías que se utilizan en las diversas ciencias naturales, es evidente que
existe un mayor número de teorías en la física, seguido de la química, y en cambio, en la biología son muy
pocas.
En la biología sobresalen dos teorías, por ser las primeras en establecerse y fundamentarse formalmente, la
Teoría Celular y la de la Evolución, aunque en los últimos años, han venido surgiendo nuevas teorías en la
Biología, particularmente con el advenimiento de las tecnologías moleculares de investigación, como es el
caso de la Teoría de los Genes.
En la Teoría Celular, se considera como base que la célula es la unidad biológica
fundamental, indivisible, anatómica y fisiológicamente. Las actividades de los
organismos, son las resultantes de las de todas y cada una de las células que lo
constituyen.
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En el caso de la Teoría de la Evolución, que actualmente cuenta con diversas corrientes de interpretación,
inicia su planteamiento formal con el reconocimiento de que los diferentes organismos tienen a lo largo del
tiempo diversos cambios, que les permiten una mejor adaptación y adecuación a su ambiente biótico y
abiótico, involucrándose la presencia de fuerzas que la producen, como lo es la selección natural.
En las teorías en Biología, se involucran diversos problemas, hipótesis y leyes, que relacionan hechos que
parecían aislados, además éstas cuentan con la capacidad de crecer en relación a hechos adicionales,
generando aplicaciones prácticas, que predicen nuevos hechos y permiten fundamentar nuevas relaciones
entre fenómenos.
2. OBJETIVOS.
El alumno comprenderá y aplicará los pasos del Método Científico en el desarrollo de una práctica o
investigación.
3. MATERIAL POR EQUIPO
El que sea señalado por el profesor(a) encargado de la práctica.
4. PROCEDIMIENTO
4.1. Se indicará en el momento de realizar la práctica.
5. RESULTADOS Y OBSERVACIONES
5.1. De acuerdo a los experimentos o proyectos realizados, anotará los datos obtenidos en su bitácora.
Deberá incluir esquemas, gráficas y cálculos, omitiendo la utilización de fotografías.
6. ANÁLISIS DE RESULTADOS.
6.1. Previa revisión del punto anterior, se hará un análisis minucioso de los resultados teniendo como
antecedente los conceptos teóricos; lo cual implica: proponer, cambiar o aceptar la hipótesis planteada,
justificando adecuadamente las propuestas.
7. CONCLUSIONES
Escríbelas en relación con lo que pudiste observar y deducir, en cuanto a la posibilidad de diversas técnicas
de laboratorio. De existir cambios en la hipótesis planteada, presentar una nueva.
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8. BIBLIOGRAFÍA
Baker, J. J. W. y G. E. Allen. 1970. Biología e investigación científica. F.C.E. México.
Bunge, M. 1972. La investigación científica. Ed. Aries. España.
Bunge M. 1973. La ciencia, su método y su filosofía. Ed. Siglo XX. Argentina.
DeGortari, E. 1979. El método de las ciencias. Ed. Grijalbo. México.
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PRÁCTICA 2
MICROSCOPÍA
1. INTRODUCCIÓN
Con la construcción de los primeros microscopios los naturalistas formaron, por primera vez, dos grandes
grupos de seres vivos: el de los macroscópicos y el de los microscópicos. Al emplear el microscopio
compuesto se cultivó el pensamiento científico para construir la “Teoría Celular” y con ésta explicar parte de
la naturaleza de la materia viva. Pudieron iniciarse y desarrollarse varias ramas importantes de la Biología,
las principales fueron la Histología, la Microbiología y la Biología Celular.
La función básica del microscopio es permitir observar una imagen considerablemente aumentada de
organismos, algunas partes específicas de éstos, de las células y las estructuras subcelulares. Un
microscopio se denomina compuesto debido a que emplea dos lentes o más para amplificar y obtener una
imagen del objeto de estudio. En cambio, a un microscopio que emplea sólo una lente se le considera
simple, tal es el caso de la lupa.
Los microscopios compuestos que funcionan empleando la luz poseen, en general, tres sistemas: el
mecánico, el óptico y el de iluminación. El sistema mecánico comprende todas las partes que soportan
las lentes, permiten la manipulación y sujeción de las mismas. Entre ellas se encuentran el brazo (para
trasladar y manipular el microscopio), el pie (es la base del microscopio y proporciona un punto de apoyo
para su traslado seguro), la platina y la pinza de la platina (en donde se colocan e inmovilizan las
preparaciones), el revólver (que contiene los lentes objetivo), el tubo del microscopio (soporta los lentes
oculares, éste se modifica enormemente cuando los microscopios cuentan con vista binocular), los tornillos
macro y micrométrico (permiten enfocar las imágenes por medio de movimientos amplios y finos,
respectivamente, pues acercan y/o alejan la platina de los objetivos) y los tornillos de la platina (posibilitan el
movimiento de la platina hacia delante, hacia atrás y hacia los lados).
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El sistema óptico del microscopio compuesto está formado por tres juegos de lentes: los objetivos, los
oculares y el condensador (González-Morán, 1996). Los objetivos están ubicados en el revólver del sistema
mecánico, reciben este nombre debido a que se encuentran situados cerca de las preparaciones que son el
objeto (objetivo) de estudio. La lente de menor aumento es la lupa, amplifica un campo 4 veces, es decir 4X.
Existen objetivos de 10X y 40X que se denominan seco débil y seco fuerte, respectivamente, pues no
requieren de un medio acuoso para que formen una imagen aumentada. En cambio, el objetivo 100X o de
inmersión, necesita aceite, glicerol u otra sustancia para que los haces de luz se condensen aún más en la
preparación y se logre obtenerla amplificada.
La lente del ocular se encuentra en la parte distal del tubo del microscopio y aumenta 10 veces más la
imagen. Además, en el tubo del microscopio, existe otra lente que amplifica 1.25X. Por consiguiente, el
aumento total se calcula multiplicando el aumento del objetivo empleado, por el de la lente del tubo del
microscopio y por el del ocular empleado. De esta forma se obtienen estructuras amplificadas de 50, 125,
500 y 1250 veces en el microscopio compuesto. Por último, la lente del condensador dirige la luz hacia la
preparación, iluminándola uniformemente.
El sistema de iluminación del microscopio compuesto está formado por una lámpara situada en la base del
mismo, el condensador (que dirige los haces de luz hacia un punto específico de la preparación), el
diafragma de la fuente de iluminación y el diafragma o iris del condensador (regulan el paso de luz y por lo
tanto la iluminación de la preparación). La iluminación de las muestras es determinante para su correcta
observación, posterior análisis e impresión permanente (microfotografía).
Con la iluminación Köhler se logra dirigir la luz que sale de la lámpara, concentrarla donde se encuentra la
preparación, de modo que queda con la mejor iluminación, y eliminar la mayor parte de rayos aberrantes. La
iluminación Köhler se obtiene gracias a la correcta ubicación del condensador y se logra por medio de sus
tres tornillos de ajuste, que se encuentran en la periferia del mismo, los cuales son de color plateado, uno
largo y dos pequeños, que se usan para desplazar el condensador con movimientos amplios y pequeños,
respectivamente.
Esta técnica consiste en una serie de pasos consecutivos que a continuación se resumen:
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Se enciende el microscopio, se modula la intensidad de iluminación a media (cómoda para el operador) y se
cierra lentamente el diafragma del la fuente de iluminación sin dejar de observar por los oculares. Es posible
identificar un polígono con sus lados bien definidos. Por el contrario, si se obtiene un círculo de luz intensa,
es posible enfocar el polígono subiendo y/o bajando el condensador por medio de su tornillo.
Posteriormente, éste se centra con ayuda de los tornillos de ajuste del condensador. Una vez ubicado en el
centro, se abre el diafragma y cada uno de los vértices del octágono (o hexágono, según el modelo del
microscopio) debe coincidir con la circunferencia del campo de visión. Si éste no es el caso, es necesario
ajustar de nuevo. El paso final es abrir por completo el diafragma, de modo que el polígono cubra todo el
campo visual.
También es posible lograr la iluminación Köhler con una preparación, sin embargo, ésta debe de contener
una capa delgada de células, pues de otra forma produciría una gran difracción, lo que dificultaría el enfoque
del polígono.
Las preparaciones que pueden ser analizadas en el microscopio pueden ser temporales o fijas. Las primeras
se elaboran con material biológico “fresco”, muchas veces aún vivo, y cuya duración, una vez construidas,
es de uno a tres días aproximadamente. Las segundas se obtienen gracias a un elaborado procedimiento en
donde secciones de pocos milímetros o micras son deshidratadas, teñidas, rehidratadas y conservadas en
medios especiales.
El efectuar mediciones en el microscopio es relativamente fácil y de gran utilidad cuando se desea conocer
el tamaño absoluto de estructuras o de organismos muy pequeños. Se sabe que existe una relación entre
los aumentos de los objetivos y el ocular con el diámetro de los campos.
Cálculo de aumentos o amplificación:
Aumento del ocular X aumento del objetivo
Ejemplo: (10X) por (10X) = 100X
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Así se tiene que con un ocular de 10X, según los objetivos utilizados, los aumentos serían:
Objetivo
Seco Débil
Ocular Aumento Total
(SD)
10X
10X
100X
Seco Fuerte (SF)
40X
10X
400X
Inmersión
100X
10X
1000X
MICROSCOPIO ESTEREOSCÓPICO
También conocido como Microscopio de Disección o de Epiiluminación, debido a que la iluminación se
puede hacer directamente sobre el objeto que se va a observar. Este microscopio es usado en Biología para
observar directamente disecciones y piezas biológicas grandes de las que se obtienen imágenes en tercera
dimensión.
PARTES DEL MICROSCOPIO ESTEREOSCÓPICO
Consta de un sistema mecánico y un sistema óptico.
a) Sistema Mecánico: Está formado por la base, la columna, los tubos del microscopio y el tornillo de
enfoque.
b) Sistema Óptico: Está constituido por las lentes oculares y objetivos, así como por la iluminación.
Oculares.- Vienen en diferentes graduaciones, existen oculares con retícula para realizar mediciones.
Objetivo.- Generalmente es uno solo, o bien, constituido por lentes de diferentes graduaciones (0.7X a
4.5X).
Iluminación.- Puede ser solo de epiiluminación, la lámpara puede girar para proporcionar una iluminación
total, y además, puede tener otra lámpara bajo la platina, lo cual permite diversas combinaciones.
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2. OBJETIVOS
2.1 Aprender el cuidado y uso adecuado de los microscopios compuesto y estereoscópico, para la
observación de material biológico.
2.2 Identificar las partes de los microscopios compuesto y estereoscópico.
2.3 Realizar la iluminación de Köhler para iluminar las preparaciones adecuadamente.
2.4 Seguir la secuencia de pasos para obtener un óptimo enfoque visual.
2.5 Observar y esquematizar preparaciones fijas y temporales de material biológico.
2.6 Realizar la limpieza y cuidados correctos del microscopio, antes y después de usarlo.
3. MATERIAL POR EQUIPO
1 Microscopio compuesto
1 Microscopio estereoscópico
10 Portaobjetos y 10 cubreobjetos
1 Frasco de aceite de inmersión
1 Caja de Petri
3 Torundas
2 Agujas de disección
1 Franela o manta de cielo (15 x 15 cm)
1 Block de papel seda
4 Preparaciones fijas (tejido animal y vegetal)
1 Navaja con un solo filo
2 Insectos
4. PROCEDIMIENTO
Siempre atienda las indicaciones del (la) profesor(a).
SESIÓN I. Iluminación de Köhler
4.1 Al recibir el microscopio compuesto revisa que esté completo y procede a limpiar los sistemas mecánico
y el de iluminación con la franela.
4.2 Efectúa la identificación de los componentes de los tres sistemas, con la ayuda de tu profesor(a).
4.3 Realiza la Técnica de Köhler para la correcta iluminación del campo visual.
SESIÓN II. Observación de Preparaciones
4.4 Observa cada una de las preparaciones proporcionadas a Seco Débil (S.D. o 10X), a Seco Fuerte (S.F.
o 40X) y con el objetivo de Inmersión (100X), haciendo uso del aceite de inmersión.
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4.5 Realiza esquemas de tus observaciones, y con la ayuda de tu profesor(a) identifica las estructuras
celulares.
4.6 Al concluir el trabajo, limpia correctamente el microscopio y entrégalo con cuidado al (la) profesor(a)
responsable.
Para trabajar con el microscopio estereoscópico realiza lo siguiente:
4.7 Identifica las partes del microscopio estereoscópico, haz un esquema y anota sus funciones.
4.8 Observa ejemplares como hojas, flores, insectos, arañas o cualquier otro organismo que te sea
proporcionado, siguiendo los pasos que se describen a continuación.
i. Ajusta los oculares a la distancia que hay entre tus ojos.
ii. Coloca cada ejemplar en el interior de una caja de Petri, céntralo sobre la platina y haz incidir la luz
de la lámpara sobre él.
iii. Acerca el objetivo al ejemplar por observar, luego súbelo poco a poco, por medio del tornillo de
enfoque, hasta obtener la imagen tridimensional precisa.
iv. Ilumina el organismo desde diferentes direcciones, y realiza los esquemas correspondientes.
5. RESULTADOS Y OBSERVACIONES
5.1 Construye un cuadro sinóptico anotando los componentes y sus funciones, de los sistemas mecánico,
óptico y de iluminación de cada uno de los microscopios empleados en la práctica.
5.2 Realiza, en cuadros como los siguientes, los dibujos de los organismos y de las estructuras celulares
observadas, anotando sus nombres. Las imágenes digitalizadas (fotografías) NO SON ACEPTADAS en
los informes.
Microscopio Compuesto
S.D. (10X)
S.F. (40X)
Inmersión (100X)
(Nombre de la muestra)
Microscopio Estereoscópico
(Nombre de la muestra)
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6. ANÁLISIS DE RESULTADOS
6.1 Desde el punto de vista óptico, ¿qué tipo de imagen es la que se percibe a través del microscopio
compuesto?
6.2 Explica brevemente qué función tiene el aceite de inmersión.
6.3 Describe el procedimiento para calcular el número de veces que está amplificada una imagen vista al
microscopio.
6.4 Escribe cinco medidas preventivas para mantener un microscopio en óptimas condiciones de servicio.
6.5 Anota tres diferencias básicas entre las imágenes observadas en los dos tipos de microscopios que
empleaste.
7. CONCLUSIONES
Expresa tus conclusiones en relación con lo que pudiste hacer y observar con el microscopio, y las
facilidades que representa este instrumento para el conocimiento de organismos y/o estructuras muy
pequeñas.
8. BIBLIOGRAFÍA
Chen A. Julian. 1993. Introduction to scaning teaching microscopy. Oxford University. New York.
González-Morán G. 1996. Técnicas en biología celular. AGT Editor. México.
Slaytr.M. Elizaberth. 1992. Light and electron microscopy. Cambridge University. New York.
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PRÁCTICA 3
OBSERVACIÓN DE CÉLULAS Y TEJIDOS ANIMALES
1. INTRODUCCIÓN
Una vez establecidos los postulados de la Teoría Celular se procedió a conocer más acerca de la célula.
Uno de los caminos fue saber de qué y cómo estaba constituido el interior de ella, resolver si entre la forma
y la función había cierta relación. Así como contestar preguntas fundamentales, tales como ¿podría
mantenerse la vida en los componentes aislados de la célula? ¿se podrían aislar los organelos sin dañarlos?
Con el avance de la microscopía, de las técnicas químicas de tinción, de las pruebas bioquímicas y del
fraccionamiento celular y aislamiento de organelos, se pudieron conocer algunos procesos que han
permitido avanzar en el entendimiento de cómo trabajan los distintos tipos de células.
Las células animales son las estructuras que más se han estudiado por razones de conveniencia
operacional, pues se usan para generar conocimiento y desentrañar los enigmas concernientes a los seres
humanos. Entre los organelos que constituyen a las células animales están la membrana plasmática, el
retículo endoplásmico rugoso y liso, el aparato de Golgi, el núcleo, el nucléolo, los ribosomas, las
mitocondrias y algunas vesículas de secreción.
La morfología celular y la predominancia de algunos de los organelos en las células animales, depende de
su grado de diferenciación y la función que desempeñen. Por ejemplo, las células del hígado se encuentran
organizadas como glándulas secretoras, con apariencia y distribución completamente diferentes a las
células musculares, mismas que presentan gran cantidad de mitocondrias. Los eritrocitos, contenidos en la
sangre, han perdido su núcleo celular por el alto nivel de diferenciación alcanzado. En contraparte, las
células de la médula ósea están poco diferenciadas, pues de ellas se derivan diversas estirpes celulares.
Para lograr observar los organelos de las células animales (ultraestructura) es menester preparar los tejidos
de forma tal que se preserven intactos. Lo anterior se logra fijando el material con formaldehído al 40 % en
solución fisiológica. Posteriormente se sigue el procedimiento de inclusión en parafina u otro material que dé
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consistencia al tejido y se obtienen secciones de milímetros o micras. A continuación se elimina el soporte
de las mismas (parafina) y se tiñen. Las técnicas de tinción son diversas para evidenciar determinados
componentes celulares y contrastar el núcleo del citoplasma. Del éxito del procedimiento de preparación de
la muestra depende la observación de estructuras celulares íntegras.
2. OBJETIVOS
2.1 Identificar y describir algunos de los organelos de células que forman parte de los tejidos animales.
2.2 Contrastar la diversidad de la forma celular.
3. MATERIAL POR EQUIPO
1 Microscopio compuesto
Preparaciones fijas de células de origen animal
10 Portaobjetos y 10 cubreobjetos
1 Frasco de aceite de inmersión
1 Caja Petri
5 Pipetas Pasteur
2 Agujas de disección
3 Torundas
1 Block de papel seda
1 Franela o manta de cielo (15 x15 cm)
1 Navaja con un solo filo
1 Frasco con xilol o alcohol
4. PROCEDIMIENTO
4.1 Observa cada preparación a seco débil (S.D.) y seco fuerte (S.F.) e identifica los tipos celulares y
localiza la membrana, el núcleo y secciones del citoplasma.
4.2 Compara las siluetas celulares para apreciar la diversidad de formas.
4.3 Distingue el arreglo celular en conjunto y relaciónalo con algunos aspectos de la función, según el
órgano al que pertenece.
4.4 Realiza dibujos de cada tipo celular observado.
5. RESULTADOS
5.1 Presenta, de manera ordenada, los dibujos de las células observadas, indicando los nombres de las
estructuras así como el tipo de tejido al que pertenecen.
5.2 Complementa las imágenes con ilustraciones de organelos obtenidas con otros tipos de microscopios.
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5.3 Presenta una tabla que muestre las dimensiones de distintos tipos de células que se observaron en el
grupo.
6. ANÁLISIS DE RESULTADOS
6.1 Deduce las relaciones entre la forma y la función celular de los materiales observados.
6.2 Consulta bibliografía especializada y describe el proceso que tiene lugar en alguna de las técnicas
empleadas en microscopía para observar la estructura fina de los organelos.
7. CONCLUSIONES
Comenta sobre la relación con las propiedades que tienen los órganos, tejidos y células (el tamaño, forma,
densidad y características químicas) y lo que pudiste observar y deducir, en cuanto a la posibilidad de
identificarlos por medio de diversas técnicas de laboratorio.
8. BIBLIOGRAFÍA
Berkaloff Andre. 1980. Biología y fisiología celular. Editorial Omega. España.
Ross – Pawlina. Histología. Texto y Atlas color con Biología Celular y Molecular. 5ª edición. Ed. Médica
Panamericana.
Geneser, Finn. 1998. Atlas color de Histología. Ed. Médica Panamericana.
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PRÁCTICA 4
OBSERVACIÓN DE CÉLULAS Y TEJIDOS VEGETALES
1. INTRODUCCIÓN
Desde el inicio de la microscopía, los tejidos y células vegetales fueron amplia e intensamente estudiados.
Representaban un tipo de material muy accesible y diverso aunque aparentemente menos llamativo que las
células animales. Poco a poco fue interesando la multiplicidad de formas y arreglos que presentan, a la par
de reconocer la riqueza de sus propiedades para beneficio de los requerimientos de los seres humanos.
Las células vegetales tienen contornos geométricos y poseen algunos organelos únicos que las caracterizan
y distinguen de las células animales, tales como pared celular, cloroplastos y enormes vacuolas. Por lo tanto
las técnicas para su obtención y estudio son diferentes. Asimismo, los tejidos vegetales están formados por
una diversidad de células que muestran morfologías de acuerdo con su localización y función, además
pueden carecer de los organelos característicos de las células vegetales (los cloroplastos) debido a su
diferenciación.
Las células vegetales que conforman a un órgano, como una hoja, son:
1. Células cilíndricas en un estrato o varios de ellos que constituyen la epidermis. Los organelos que
se observan son los núcleos y la pared celular.
2. Células con pared primaria, ovaladas o redondas, con dimensiones mayores a las de la epidermis,
con gran contenido de vacuolas y cloroplastos, son las células del parénquima. El parénquima
puede ser esponjoso o en empalizada, si se encuentran espacios sin células (espacios de aire) o
con gran cantidad de cloroplastos y en estratos.
3. Células que conforman a los estomas, con funciones diversas y especializadas, sus formas
recuerdan a semillas de frijol. En ellas se observan sus núcleos, varias vacuolas pequeñas,
cloroplastos y la pared celular.
4. Células de los haces vasculares son de dos tipos:
a. Traqueidas: son células muertas (es decir, sin protoplasto sólo la pared celular secundaria),
delgadas y largas, con pared celular secundaria en la cual se observan sitios puntuales sin
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engrosamiento secundario. Su disposición es tal que forman tubos que atraviesan todo el
cuerpo de la planta, desde la raíz hasta las yemas apicales. En un corte longitudinal, las
traqueidas se observan como largos espirales hialinos (refringentes). El xilema está formado
por estas células.
b. Vasos: son las células vivas del floema. Se caracterizan por ser cortas, anchas (a diferencia de
las del xilema) y con poros descritos por la falta de pared secundaria en sitios específicos. Se
observan sus núcleos muy reducidos en la periferia de las células.
5. Células que se modifican para dar origen a pelos radiculares, presentan gran cantidad de vacuolas.
6. Células de esclerénquima, en las que es conspicua la pared secundaria, describiendo formas
poliédricas, con grandes vacuolas y el núcleo pequeño en la periferia celular.
Las células de algunas especies vegetales están especializadas para almacenar productos de la
fotosíntesis. Por ejemplo, los amiloplastos de los tubérculos de papa se encargan de concentrar el almidón
sintetizado. Asimismo, existen plastidios en las semillas en los que se guardan los lípidos, derivados del
anabolismo celular. Estos organelos son los más abundantes en las células de estos órganos y tejidos
vegetales. Las macromoléculas contenidas en los plastidios (almidón y lípidos) pueden ser evidenciadas
diferencialmente con métodos para constituyentes celulares (con yodo y el colorante sudan III).
2. OBJETIVOS
2.1 Identificar y describir algunos de los organelos de células que forman parte de los tejidos vegetales.
2.2 Contrastar la diversidad de la forma celular.
2.3 Identificar algunos de los organelos más grandes de las células vegetales.
3. MATERIAL POR EQUIPO
1 microscopio compuesto
5 portaobjetos y 5 cubreobjetos
1 caja de Petri
1 pipeta Pasteur
2 agujas de disección
3 cacahuates, nueces o almendras (no procesados)
1 navaja con un solo filo
1 fragmento de corcho
Agua desionizada
1 cebolla (blanca o morada)
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Azul de Metileno
1 rama de apio
Lugol
1 papa chica (cruda)
Colorante Sudan III
1 rama de Elodea sp.
4. PROCEDIMIENTO
4.1 Con extremo cuidado (para no lastimarte) haz cortes lo más delgados y transparentes posible de cada
material biológico solicitado y colócalos sobre un portaobjetos.
4.2 A los cortes de corcho, apio y hoja de Elodea, adiciona una gota de agua, cubre la preparación con un
cubreobjetos y obsérvalas al microscopio.
4.3 A los cortes de cacahuate, nuez o almendra, agrega una gota de Sudan III, deja actuar un minuto y
enjuaga con agua, coloca el cubreobjetos y observa al microscopio.
4.4 Al corte de papa agrégale una gota de lugol, deja actuar medio minuto y enjuaga con agua, coloca el
cubreobjetos y observa al microscopio.
4.5 Separa una de las hojas internas de la cebolla y desprende la tenue membrana que está adherida por su
cara interior, coloca el fragmento de membrana en un portaobjetos con unas gotas de agua, estira el
trozo de epidermis, con ayuda de dos agujas de disección. Escurre el agua, añade dos gotas de azul de
metileno y deja actuar durante 5 minutos aproximadamente. ¡No debe secarse la epidermis por falta
de colorante o por evaporación del mismo! Elimina el exceso de colorante con agua abundante,
coloca el cubreobjetos y observa al microscopio.
4.6 Observa todas las preparaciones a S.D. (10X) y S.F. (40X)
4.7 Dibuja las estructuras identificadas y escribe sus nombres.
5. RESULTADOS
5.1 Presenta, de manera ordenada y con nombres, los dibujos de los organelos y células observadas.
Material Observado
Colorante empleado
S.D. (10X)
S.F. (40X)
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5.2 Complementa las imágenes con ilustraciones de fotografías de organelos obtenidas con otros tipos de
microscopios.
6. ANÁLISIS DE RESULTADOS
6.1 Comenta las posibles razones por las cuales sólo se observan estructuras como: pared celular, núcleo,
cloroplastos y vacuolas.
6.2 Describe la forma como funcionan los colorantes Sudan III, Azul de Metileno y Lugol.
6.3 Describe, de manera comparativa, la forma celular del material observado.
7. CONCLUSIONES
7.1 Elabora conclusiones a partir de la comparación de la forma celular con respecto a las células de origen
animal.
7.2 Comenta la relación entre las propiedades de las estructuras observadas y sus funciones de importancia
para la célula vegetal.
8. BIBLIOGRAFÍA
Paniagua, R. 2007. Citología e Histología Vegetal y Animal. 4ª edición. Ed. McGraw Hill. España
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PRÁCTICA 5
TRANSPORTE A TRAVÉS DE LA MEMBRANA
1
INTRODUCCIÓN
En todas las células y organismos unicelulares existe intercambio de materia, energía e información
genética. La membrana citoplasmática es la estructura celular responsable de lo que ingresa o sale de la
célula. Ésta es un organelo universal en todas las células, sin ella no podrían mantener su integridad como
un sistema químico coordinado. La membrana está formada por moléculas con propiedades fisicoquímicas
anfipáticas, es decir, que consisten de una parte que es hidrofóbica (insoluble en agua) y otra parte que es
hidrofílica (soluble en agua). Éstas son los fosfolípidos, mismos que se organizan en dos capas (bicapas).
Las membranas poseen propiedades que las caracterizan, ellas son asimétricas (sus dos superficies no son
idénticas), presentan fluidez (permite gran movilidad molecular) y funcionan seleccionando lo que transita a
través de ellas. Siendo ésta última propiedad determinante para la fisiología de la célula. La selectividad de
la membrana se debe a que tienen proteínas especializadas insertadas en ellas, que sirven para transportar
moléculas específicas de un lado a otro. Las proteínas transportadoras de la membrana determinan qué
moléculas entran o salen a la célula. Gracias a ellas y dependiendo de su tipo, la célula requerirá o no de
energía para el transporte de elementos y de pequeñas moléculas. Los procesos que se verifican en las
membranas celulares son la ósmosis, la difusión y el transporte activo; mismos que generan cambios
celulares en el aspecto de las células, en su tamaño y su comportamiento.
2. OBJETIVOS
2.1 Identificar los cambios celulares debidos a los modificadores de la membrana citoplasmática.
2.2 Describir el modo de actuar de las soluciones salinas sobre el aspecto celular y la dinámica de algunos
organelos como los cloroplastos y algunas células como los eritrocitos.
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3. MATERIAL POR EQUIPO
1 microscopio óptico
6 portaobjetos y 6 cubreobjetos
3 tubos de ensayo
Solución salina al 0.85 %, 2 % y 10 %
1 tubo sin fondo
Pipetas de 1 mL. Y 10 mL.
1 tira de masking tape (15 cm)
1 vaso de precipitados de 250 mL
2 pipetas Pasteur
1 probeta de 250 mL.
4 ligas y 2 palitos de madera
6 cm de Colodión (membrana biológica)
1 frasco de nitrato de plata
1 lanceta estéril y torundas de algodón
Una jeringa de 5mL
Una rama de Elodea sp.
4. PROCEDIMIENTO
4.1 Ósmosis en un tubo
4.1.1 A un tubo sin fondo, coloca en uno de los extremos un trozo de Colodión y asegúralo con las ligas.
¡Ten cuidado de no tocar con los dedos el centro de la membrana!
4.1.2 Agrega al tubo 8 mL de agua desionizada.
4.1.3 Con la tira de masking tape, elabora una regla, marcando cada centímetro y milímetro con un
marcador, y colócala de tal manera que coincida con el nivel inicial que alcanza el líquido en el tubo.
4.1.4 Introduce el tubo al vaso de precipitados, el cual contiene 180 mL de solución salina al 10 %. A
intervalos de 30 minutos, mide el nivel del líquido del interior del tubo hasta completar las dos horas.
4.1.5 Después de la última medición extrae 1 mL del líquido del tubo y agrégale 2 gotas de nitrato de plata.
También haz la prueba del nitrato de plata con 1 mL de agua desionizada. Describe si hay algún cambio
en ambas pruebas.
4.2 Ósmosis en la Elodea sp
4.2.1 Haz cuatro preparaciones temporales de hojas de Elodea sp. Observa una de ellas al microscopio, y
describe el tamaño celular y el comportamiento de los cloroplastos.
4.2.2 De las 3 preparaciones restantes, agrega a una de ellas tres gotas de solución salina al 10 %, a otra
agrega tres gotas de solución salina al 0.85 %, y a la tercera, adiciona tres gotas de agua desionizada.
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4.2.3 Observa al microscopio y describe, en cada preparación, el tamaño celular y el comportamiento de los
cloroplastos.
4.3 Osmosis en Eritrocitos
4.3.1 Limpia con alcohol el dedo índice de la persona que va a donar sangre. Pincha con una lanceta estéril
y coloca dos o tres gotas de sangre en 3 portaobjetos.
4.3.2 Agrega dos gotas de la solución salina al 2 % a uno de los portaobjetos y homogeniza con un aplicador
de madera. Al término de un minuto observa, comparando el grado de turbidez o transparencia contra
luz.
4.3.3 Coloca un cubreobjetos y observa al microscopio con los objetivos 10X y 40X, haz los dibujos o toma
las fotografías correspondientes.
4.3.4 Realiza el mismo procedimiento con solución salina al 0.85% en un portaobjetos, y con agua
desionizada en el tercer portaobjetos, en este último caso, observa de inmediato al microscopio.
5. RESULTADOS
5.1 Completa la siguiente tabla con los valores obtenidos en el experimento de ósmosis en un tubo:
Tiempo (min)
mm desplazados
Grado de turbidez al adicionarle
nitrato de plata
0
30
60
90
120
5.2 Describe el aspecto y la coloración del agua desionizada y del líquido del tubo al agregarles el nitrato de
plata.
5.3 Presenta ordenadamente los dibujos de las células vegetales para ilustrar su aspecto y la posición de los
cloroplastos, con las diferentes concentraciones de la solución salina. Indica si se observa alguno de los
siguientes eventos: Ciclosis, Plasmólisis, Turgencia, asimismo indica en cada caso si se trata de una
solución hipertónica, hipotónica o isotónica.
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Elodea con solución salina al 10 %
Elodea con solución salina al 0.85 %
Elodea con agua desionizada
S.D. (10X)
S.F. (40X)
5.4 Muestra el aspecto que tenían los eritrocitos, después de agregar las soluciones con diferentes
concentraciones de NaCl, indicando cuando se trate de una solución hipertónica, hipotónica o
isotónica. Además, indica si se presentó Lisis o Crenación en alguna de ellas.
Eritrocitos con
solución salina al 2%
Eritrocitos con
solución salina al 0.85 %
Eritrocitos con
agua desionizada
S.D. (10X)
S.F. (40X)
6. ANALISIS DE RESULTADOS
6.1 En el montaje del tubo para ósmosis, ¿qué factores físicos y químicos están presentes? ¿cuáles de ellos
determinaron la naturaleza del fenómeno?
6.2 Describe la reacción química que sucede entre la solución del tubo y el nitrato de plata. Explica este
resultado.
6.3 Describe las diferencias observadas en las preparaciones de Elodea sp y de los eritrocitos, en relación a
la adición de solución hipertónica, hipotónica e isotónica, y la ocurrencia de los siguientes eventos:
ciclosis, plasmólisis, turgencia, lisis y crenación.
6.4 Argumenta sobre las causas de las diferencias entre el comportamiento osmótico de la célula vegetal y
de la célula animal.
7. CONCLUSIONES
Concluye sobre la importancia de los fenómenos de transporte para mantener el equilibrio interno en las
células de Elodea sp. (una planta acuática) y los eritrocitos (una célula animal) presentes en el plasma
sanguíneo apoyándote en bibliografía reciente.
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8. BIBLIOGRAFIA
Avers Ch. 1991. Biología Celular. Ed. Iberoamericana. México.
Alberts B, Jonson A, Lewis J, Raff M, Roberts K, Walter P. 2002. Molecular Biology of the Cell. 4a. ed. Ed.
Garland Science. New York.1463 pp.
Giese A. 1983. Fisiología Celular y General. Ed. Interamericana. México. Págs. 574, 876 y 455.
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PRÁCTICA 6
FERMENTACIÓN
1. INTRODUCCIÓN
La fermentación es un proceso bioquímico mediante el cual algunos organismos obtienen energía a partir de
fuentes de carbono como los carbohidratos, generan CO2 y subproductos como el etanol y ácidos orgánicos,
como el ácido acético y el ácido láctico.
La producción de hongos a escala industrial requiere de un medio líquido enriquecido con sustancias
nutritivas, como el nitrógeno y, en menor proporción, vitaminas y azúcares. La sacarosa, glucosa o lactosa
son algunos de ellos, aunque también puede ser algún alcohol o producto residual como efluentes de
destilería o material de desecho de repostería.
Las levaduras son hongos unicelulares que son ampliamente empleados en la industria de la panadería y en
la fermentación de bebidas alcohólicas, como es el caso de Saccharomyces cerevisiae. Las levaduras son
organismos de gran importancia biotecnológica pues se utilizan en la producción de etanol a escala
industrial, el cual es materia prima en la industria química. El gasohol es etanol puro que ha sido producido
en Brasil por fermentación de azúcar de caña por levaduras. Éste es utilizado como carburante para coches
y es un energético que puede sustituir el uso de derivados de petróleo como la gasolina.
La presente práctica consta de dos sesiones de laboratorio. En la primera se preparará una serie de tubos
con concentraciones decrecientes de sacarosa y constante en la cantidad de levadura, para observar la
utilización de la primera por las levaduras y la producción de CO2 debido a su metabolismo respiratorio. En
la segunda sesión, se evaluará la producción de biomasa por un método analítico.
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2. OBJETIVO
Interpretar la relación que existe entre la degradación de azúcar, la producción de CO2 y el aumento de
biomasa en el proceso de fermentación en levaduras.
3. MATERIAL POR EQUIPO
1 paquete de levadura activa
1 probeta graduada de 100 mL
11 tubos de ensayo de 22 x 175 mm
11 tubos de ensayo de 13 x 100 mm
2 matraces Erlenmeyer de 250 mL
100 g de azúcar
1 gradilla
11 cuadros de papel aluminio de 4 x 4 cm
11 tiras de masking tape de 8 cm, marcadas en mm
1 rollo de cinta adhesiva
1 embudo de filtración
1 caja de Petri con 11 discos de papel filtro
1 pinza de disección de punta roma
100 mL de solución de sacarosa al 60 %
2 pipetas graduadas de 10 mL.
MATERIAL POR GRUPO
3 matraces Erlenmeyer con 650 mL de agua destilada estéril
1 paquete de gasa
1 paquete de algodón
4. PROCEDIMIENTO
PRIMERA SESIÓN
4.1 Pesa 1 g de levadura y disuelve en 100 mL de agua destilada estéril en un vaso de precipitados. Ten
cuidado de vaciar el agua poco a poco para lograr una mezcla uniforme y agita perfectamente.
4.2 Prepara una solución de sacarosa al 60 % (60 g en 100 mL de agua destilada).
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4.3 Rotula 11 tubos de 22 x 175 mm y agrega, a cada uno de ellos, las cantidades de solución de sacarosa,
agua destilada y solución de levadura que se indican en la siguiente tabla:
No. TUBO
SOLUCIÓN DE SACAROSA
AL 60 % (mL)
AGUA DESTILADA
(mL)
SOLUCIÓN DE LEVADURA
(mL)
1
25.0
0.0
5
2
12.5
12.5
5
3
6.25
18.75
5
4
3.12
21.88
5
5
1.56
23.44
5
6
0.78
24.22
5
7
0.39
24.61
5
8
0.19
24.81
5
9
0.09
24.91
5
10
0.04
24.96
5
11
0.02
24.98
5
4.4 Introduce 1 tubo de ensayo de 13 x 100 mm, en posición invertida, dentro de cada uno de los tubos
preparados en el punto anterior. Tapa los tubos grandes con parafilm y voltéalos horizontalmente con el
fin de introducir la solución dentro de los tubos pequeños, cuidando de no dejar burbujas de aire, ya que
esto puede interferir en los resultados. Al terminar, coloca tapones de gasa y algodón a cada uno de los
tubos grandes.
Serie de tubos preparados con concentraciones decrecientes de sacarosa y un tubo pequeño
invertido en su interior, para observar la producción de CO2.
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4.5 Coloca, por fuera de cada uno de los tubos grandes, la tira de masking tape con las marcas en mm
hasta una altura de 8 cm, cuidando la precisión. El inicio de la escala debe quedar en la base del tubo
pequeño.
4.6 Coloca los tubos en una gradilla, incúbalos durante 24 horas a temperatura ambiente en el sitio que te
indique tu profesor(a). Registra en tu bitácora las condiciones ambientales del sitio de ubicación de los
tubos (luz, temperatura y humedad).
4.7 Coloca los 11 papeles filtros de 10 X 10 cm, debidamente numerados, en una caja de Petri y mételos en
la estufa a 60°C durante 1 hora. Al terminar ese tiempo, pesa cada uno de ellos, anota el peso
correspondiente y guárdalos para su uso posterior.
4.8 Una vez transcurridas las 24 horas de incubación, observa y anota los cambios registrados en cada uno
de los tubos. Mide el cambio de nivel en el tubo pequeño.
4.9 Coloca los tubos en un bote etiquetado con los datos del equipo y grupo, almacénalos en el refrigerador
hasta la siguiente sesión.
SEGUNDA SESIÓN
4.10 Saca los tubos del refrigerador.
4.11 Toma los tubos del 1 al 11, cuidando de no agitarlos y mide el desplazamiento de la campana (tubo
pequeño), posteriormente decanta o extrae el líquido sobrenadante de cada tubo con la ayuda de una
pipeta Pasteur y deséchalo, lo que queda en el tubo se homogeniza y se filtra usando el papel filtro con
el número correspondiente a cada tubo.
4.12 Coloca los papeles filtros en una estufa a 60°C durante 24 horas. Transcurrido este tiempo pesa
nuevamente los papeles con el filtrado seco en la balanza analítica. Resta el peso del papel y haz la
operación de diferencia de peso final menos peso inicial, para saber la biomasa total.
5. RESULTADOS
5.1 Elabora una tabla que contenga: Concentración de sacarosa, mm de desplazamiento por el CO2
producido y g de biomasa.
5.2 Indica cuáles fueron las condiciones ambientales a las cuales crecieron las levaduras.
5.3 Construye una gráfica de concentración de sacarosa contra mm de desplazamiento por el CO2
producido.
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5.4 Construye una gráfica de concentración de sacarosa contra gramos de biomasa al final del experimento.
5.5 Elaboren un pan, documentando audiovisualmente los pasos que siguieron para hacerlo.
6. ANÁLISIS DE RESULTADOS
6.1 Explica la relación que existe entre la concentración de sacarosa, la producción de CO2 y la producción
de biomasa de levaduras.
6.2 ¿Qué otro sustrato puede usarse para hacer más eficiente el proceso de fermentación en levaduras?
6.3 De acuerdo con los resultados obtenidos ¿consideras que la sacarosa es un buen sustrato para el
metabolismo de levaduras?
6.4 ¿Cómo demuestras que las levaduras fermentaron en lugar de respirar?
6.5 Si el objetivo de la práctica fuera la respiración, ¿qué cambios en el diseño experimental tendríamos que
hacer?
6.6 Di cuáles son las aplicaciones biotecnológicas de este proceso metabólico.
6.7 ¿Cuál fue el resultado en la elaboración de pan? ¿Qué fuente de carbono utilizaron?
7. CONCLUSIONES
Explica la importancia que tiene la sacarosa como fuente de carbono en la fermentación de las levaduras y
la importancia de conocer este proceso para posibles aplicaciones biotecnológicas en el área ambiental.
8. BIBLIOGRAFÍA
Curtis H y Barnes N S 1994. Biología. 3ª reimp. de la 5ª ed. Ed. Médica Panamericana. México. 1199 pp.
Prescott J, Harley M, Klein E 2004. Microbiología. Ed. Mc Graw-Hill. New York.
Solomon, B M 2001. Biología. 5a ed. Ed. Mc Graw- Hill. México. Págs. 155-178.
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PRÁCTICA 7
FOTOSÍNTESIS: AISLAMIENTO DE CLOROPLASTOS Y REACCIÓN DE HILL
1. INTRODUCCIÓN
El sol es la principal fuente de energía en el planeta, esta energía llega a la tierra en forma de ondas, las
cuales forman parte de un espectro electromagnético. Éste está formado por ondas cortas, como los rayos
gama, que se miden en nanómetros, y ondas largas, como las de radio, que se miden en kilómetros. El
espectro visible lo forman los colores del arco iris que son detectados por el ojo humano, comprende
longitudes de onda (λ) que van de los 380 nm, como el color violeta, hasta el rojo de 760 nm; por arriba de
esta longitud encontramos los rayos infrarrojos.
Los organismos eucariotes capaces de transformar la energía luminosa en energía química son las algas y
las plantas verdes, mediante un proceso conocido como fotosíntesis. En este proceso, la luz solar es
captada en forma de fotones o paquetes de energía, los cuales activan los electrones de las moléculas de
clorofila en los cloroplastos. La fotosíntesis se divide en dos fases: una dependiente de la luz, conocida
como fotofosforilación, y otra independiente de la luz, conocida como Ciclo de Calvin.
La reacción química de la fotosíntesis se sintetiza de la siguiente forma:
6 CO2 + 12 H2O
Luz
C6 H12 O6 + 6 O2 + 6 H2 O
Cloroplastos
Los cloroplastos son organelos celulares que se encuentran principalmente en las hojas de las plantas,
poseen una membrana externa y una membrana interna. La membrana interna está formada por una matriz
denominada estroma, lugar donde se localizan las enzimas que participan en la formación de carbohidratos
durante la fase independiente de la luz. En esa matriz también se encuentra un conjunto de membranas
aplanadas conocidas como tilacoides, el conjunto de tilacoides recibe el nombre de grana.
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Las membranas de los tilacoides contienen los pigmentos fotosintéticos que captan la energía luminosa, los
principales son la clorofila a y b. Éstos absorben con mayor eficiencia la luz azul y roja del espectro visible.
Otros pigmentos fotosintéticos son los carotenoides que absorben otras longitudes de onda, también aportan
energía en el proceso fotosintético.
Las reacciones fotosintéticas pueden ser estudiadas y verificadas en condiciones in vitro (controladas), en
cloroplastos aislados de órganos fotosintéticos (hojas y tallos verdes). El aislamiento de los organelos
celulares se hace por medio de centrifugaciones diferenciales, aplicando diferentes gravedades (g) o
revoluciones por minuto (rpm) en forma consecutiva, o por medio de gradientes de densidad (continuos o
discontinuos) logrados por soluciones de sacarosa o Ficoll en concentraciones crecientes. Gracias a ellas es
posible obtener suspensiones de cloroplastos puras.
Una de las múltiples reacciones que se llevan a cabo dentro de los cloroplastos es la cadena de transporte
de electrones. Ésta se inicia cuando la energía solar excita una molécula de clorofila alojada en las
membranas de los tilacoides y desencadena una serie de reacciones de óxido-reducción mediada por
proteínas como plastocianina, ferredoxina, Coenzima Q, citocromo C, entre otras, que finalizan en la
formación de NADPH+ y ATP. Ésta es la llamada fase luminosa (dependiente de la luz) de la fotosíntesis.
Las reacciones de óxido-reducción de la cadena de transporte de electrones pueden demostrarse con la
aplicación del colorante 2, 4 – diclorofenolindofenol en cloroplastos previamente aislados. Las reacciones de
reducción se manifiestan por la decoloración del colorante en determinado tiempo, a este fenómeno se le
conoce como Reacción de Hill.
En la fase dependiente de la luz de la fotosíntesis, la energía solar también sirve para romper moléculas de
agua, de la cual se liberan electrones del hidrógeno, mismos que son utilizados para estabilizar la pérdida de
éstos en la clorofila. El oxígeno desprendido de la reacción de fotólisis del agua, se libera para ser
incorporado en el aire, de ahí la importancia de las plantas en la regulación de este elemento en la
atmósfera.
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Mientras el oxígeno es incorporado al ambiente, el CO2 presente en la atmósfera, es captado por las plantas
para la elaboración de carbohidratos durante la fase oscura (independiente de la luz) de la fotosíntesis, este
proceso es conocido como Ciclo de Calvin.
El CO2 fijado en la tierra por las plantas y las algas en los mares, contribuye a la regulación de este
compuesto en la atmósfera. Sin embargo, la tala indiscriminada de los bosques y el aumento de actividades
industriales han provocado el aumento en la concentración de este compuesto que, junto con otros,
provocan el llamado efecto invernadero, que conduce a cambios en los patrones climáticos. De ahí la
importancia de valorar el proceso fotosintético por el papel que juega en la regulación del CO 2 en la
atmósfera.
La presente práctica se llevará a cabo en dos sesiones de laboratorio. En la primera, se obtendrán los
cloroplastos de hojas de espinaca, y en la segunda parte, se emplearán para demostrar que en éstos ocurre
la cadena de transporte de electrones.
2. OBJETIVOS
2.1 Aplicar técnicas de centrifugación para el aislamiento de cloroplastos.
2.2 Interpretar la fase luminosa de la fotosíntesis a través de los procesos de oxidación y reducción en los
cloroplastos.
2.3 Evaluar la capacidad fotosintética de los cloroplastos sometidos a una fuente luminosa.
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PRIMERA SESIÓN DE LA PRÁCTICA
3. MATERIAL POR EQUIPO
1 mortero con pistilo, pre-enfriados
20 mL de solución de sacarosa 0.5 M
1 embudo de filtración
55 mL de solución de NaCl a 0.035 M
1 vaso de precipitados de 250 mL
1 probeta de 100 mL
6 tubos de 16 x 150 mm
1 pipeta de 5 mL
1 cutter o navaja con un solo filo
2 pipetas de 10 mL
5 cuadros dobles de gasa de algodón
1 pipeta de 1 mL
1 centrifuga refrigerada
Etanol o acetona
6 tubos para centrífuga de 50 mL
Sal en grano
Microscopio compuesto
Palangana con hielo
Papel seda
250 g de espinacas frescas
4. PROCEDIMIENTO
4.1 Prepara un baño de hielo y adiciona una cucharadita de sal de grano. Enfría previamente todo el
material que será utilizado.
4.2 Selecciona varias hojas de espinaca frescas y enjuágalas con agua de la llave y después con agua
destilada. Remueve las venas largas, jalándolas a lo largo de las hojas.
4.3 Pesa 6.0 g de hojas desvenadas y secas, y córtalas en trozos pequeños.
4.4 Adiciona los trocitos en un mortero frío conteniendo 5 mL de solución de sacarosa 0.5 M y macera el
tejido. Adiciona, paulatinamente, más solución de sacarosa hasta completar 15 mL.
4.5 Filtra el homogenizado a través de 5 capas de una gasa de algodón con ayuda de un embudo. Recibe el
filtrado en un vaso de precipitados, exprime la pulpa del tejido para recobrar toda la suspensión sin
residuos de espinaca.
4.6 Transfiere la suspensión de espinacas a tubos de centrífuga fríos (50 mL) y centrifuga a 1 000 rpm
durante 10 min a 4°C, para separar agregados celulares, células enteras y fragmentos de las mismas.
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4.7 Recupera por decantación el sobrenadante y colócalo en tubos de centrífuga de 25 mL, limpios y fríos.
Centrifuga a 2500 rpm por 10 min. El botón formado contiene los cloroplastos. Decanta y desecha el
sobrenadante.
4.8 Adiciona 5.0 mL de la solución 0.035 M de cloruro de sodio fría, y resuspende cuidadosamente por
repipeteo los cloroplastos del botón obtenido.
4.9 Cubre totalmente los tubos con papel aluminio y colócalos a temperatura de refrigeración (2 °C a 8 °C).
Ésta será la suspensión de cloroplastos que se usará en la siguiente sesión.
SEGUNDA SESIÓN DE LA PRÁCTICA
5. MATERIAL POR EQUIPO
1 pipeta de 5 mL
Solución de cloruro de sodio 0.035 M
3 Pipetas de 2 mL
Baño de agua hirviendo
6 tubos de 16 x 150 mm
Baño de hielo
1 pipeta Pasteur
22 mM de 2,6-Di-Cloro-Fenol-Indo-Fenol (DCPIP)
1 gradilla para tubos
0.1 M de solución amortiguadora de fosfatos, pH 6.5
Papel aluminio
1 piceta con agua destilada
Suspensión de cloroplastos
6. PROCEDIMIENTO
6.1 Toma 2 mL de la suspensión de cloroplastos en un tubo de ensayo, e incúbalo por 5 minutos a
temperatura de ebullición dentro de un baño de agua hirviendo. Inmediatamente después del término
del tiempo de incubación, colócalo en un baño de agua fría o hielo.
6.2 Mantén el resto de la suspensión de cloroplastos frescos en un baño de hielo a 4°C.
6.3 Prepara los 6 tubos de ensayo como se indica en la siguiente tabla:
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Tratamientos y condiciones experimentales para verificar la fase luminosa de la fotosíntesis a través
de los procesos de oxidación y reducción en los cloroplastos aislados mediados por el DiCloroFenol-Indo-Fenol (DCPIP).
Número de Tubo
3
4
Blanco
Soluciones:
1
Blanco
2
Solución amortiguadora de
fosfatos 0.1 M, pH 6.5 (mL)
DCPIP (mL)
Suspensión de cloroplastos
hervidos (mL)
Suspensión de cloroplastos
frescos (mL)
2.9
1.9
1.9
0.1
---
0.1
1.0
---
---
Condiciones de iluminación
5
6
2.9
1.9
1.9
0.1
---
0.1
---
0.1
1.0
0.1
---
1.0
---
---
1.0
Luz
Oscuridad
6.4 En cuanto termines de preparar los tubos del 1 al 3, mezcla perfectamente, compara color y turbidez de
cada tubo y anota tus observaciones.
6.5 Antes de preparar los tubos del 4 al 6, cúbrelos por completo con papel aluminio para conservarlos en
condiciones de oscuridad, adiciona las soluciones indicadas, mezcla perfectamente y, de inmediato.
¡Es muy importante que no entre nada de luz al interior de los tubos!
6.6 Coloca los tubos 1, 2 y 3 en una gradilla y sácalos al exterior del laboratorio, de manera que les dé la luz
del sol. Los tubos 4, 5 y 6 deben permanecer en el interior del laboratorio, durante todo el
desarrollo de la práctica.
6.7 Verificar si ocurrió algún cambio en la coloración de los tubos y anotarlos.
7. RESULTADOS Y OBSERVACIONES
7.1 Documenta el procedimiento de obtención de los cloroplastos aislados.
7.2 Describe la apariencia del contenido de los tubos antes y después de la incubación en condiciones de
luz y oscuridad.
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8. ANÁLISIS DE RESULTADOS Y DISCUSIÓN
8.1 ¿Por qué escoger espinacas para obtener cloroplastos? ¿Por qué se tienen que macerar las espinacas
para la obtención de sus cloroplastos?
8.2 ¿Por qué se trabaja con el material frío para la extracción de los cloroplastos?
8.3 ¿Cuál es el objetivo que persigue la centrifugación del homogeneizado de espinacas?
8.4 ¿Qué función desempeña el amortiguador de fosfatos?
8.5 ¿Qué tipo de solución es la de NaCl 0.035 M (isotónica, hipertónica o hipotónica)?
8.6 Indica en qué fase y explica cómo participa en el proceso de la fotosíntesis el 2,6-Di-Cloro-Fenol-IndoFenol (DCPIP). Esquematiza la reacción que se lleva a cabo.
8.7 Analiza a qué se deben los cambios en la coloración de los tubos en los diferentes tiempos de
incubación en luz y oscuridad.
9. CONCLUSIONES
Concluye sobre la importancia de la técnica de aislamiento de cloroplastos y explica la importancia de la
fotosíntesis en el planeta.
10. BIBLIOGRAFÍA
Curtis H y N S Barnes. 1994. Biología. 3ª reimp. de la 5ª ed. Ed. Médica Panamericana. México. 1199 pp.
Solomon B M. 2001. Biología. 5a ed. Ed. Mc Graw-Hill Interamericana. México. Págs. 177-199.
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PRÁCTICA 8
OBTENCIÓN DE ADN (MÉTODO CASERO)
1. INTRODUCCIÓN
Es posible estudiar a las células eucariotas desde sus elementos constituyentes, es decir, desde uno o
varios de sus organelos (como en la práctica anterior) o a partir de las moléculas que las conforman. Las
macromoléculas que generan mayor información sobre el estado fisiológico de las mismas son las proteínas
y los ácidos nucléicos: Ácido Desoxirribonucléico (ADN) y Ácido Ribonucléico (ARN) (nos referiremos
únicamente al primero para la presente práctica). Para obtener estas macromoléculas, es menester romper
las células y los organelos interiores contenidos en ellas, especialmente el núcleo, para que éstas sean
liberadas al sobrenadante (medio circundante en el que se encuentran las células). La lisis celular es un
procedimiento que es particular para los tipos de barreras que tienen las células eucariotas. Por ejemplo, las
plantas por presentar una pared celular requieren de mayores esfuerzos para su ruptura en comparación
con las células de origen animal que no tienen una pared, por lo que los protocolos para dicho fin serán
diferentes.
Para la lisis se emplean detergentes aniónicos, como el dodecil sulfato de sodio (SDS), además de sales de
sodio o de fosfato, para crear un ambiente iónico favorable para las macromoléculas, o de citrato, para
precipitar contaminantes, como los carbohidratos. Es necesaria una fuerte agitación o maceración con
perlas de vidrio para favorecer el rompimiento celular. Durante la lisis se desintegran las membranas, tanto
la plasmática de las células y como las de los organelos internos. Al mismo tiempo, se liberan de los
lisosomas y peroxisomas, entre los más importantes, las enzimas que degradan a las macromoléculas de
interés. Para evitarlo, se usan inhibidores de proteasas y nucleasas, agentes caotróficos (tiocianato de
guanidina), quelantes (quienes capturan iones divalentes como el Mg 2+ y Ca2+, útiles para la correcta
actividad de las enzimas degradadoras) y se baja la temperatura para establecer condiciones desfavorables
para la actividad enzimática. Es importante señalar que durante todo el procedimiento de extracción,
particularmente para ácidos nucléicos, es necesario trabajar con el material libre de ADNasas. Esta
condición se logra tratándolo con dietilpirocarbonato (DEPC) al 0.1 % y esterilizándolo a 121 °C por 15 min
para su desnaturalización, o usando material nuevo libre de ADNasas que se puede adquirir
comercialmente.
Después de la liberación de las proteínas y los ácidos nucléicos de las células, éstos se deben de separar
de los restos celulares (detritus) y entre ellos mismos. Lo anterior se logra por medio de centrifugaciones
diferenciales y, principalmente, empleando sus características físico-químicas. Se usan solventes
(cloroformo, fenol, alcohol isoamílico) para separar los componentes orgánicos, es decir, las proteínas,
lípidos y carbohidratos, quedando el ADN disuelto en la fase superior acuosa líquida (menos densa) y las
proteínas en la fase orgánica inferior (más densa que la fase líquida). Finalmente, y después de separar
cada una de las fases, se usan alcoholes (etanol absoluto) para favorecer la precipitación de ambas
macromoléculas.
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La cantidad de proteínas y ácidos nucléicos que se pueden obtener de las células eucariotas dependerá del
origen del tejido del que formen parte, del número de células contenidas en la muestra procesada y de la
cantidad de agua presente en ella. Su cuantificación exacta se logra por métodos espectrofotométricos
empleando colorantes que se unen a la estructura de las proteínas (método de Bradford o Lowry) o de
nuevo haciendo uso de las características fisicoquímicas de los ácidos nucléicos. El ADN presenta un pico
máximo de absorción a 260 nm. Una densidad óptica de 1 a 260 nm corresponde a aproximadamente 50
µg/mL para ADN de doble cadena, 40 µg/mL para ADN de una cadena y para ARN, y 20 µg/mL para
oligonucleótidos (Maniatis et al., 1982).
Por espectrofotometría, también es posible determinar la pureza del ADN separado, estimando la proporción
entre la Absorbancia (A) a 260 nm con respecto a la Absorbancia a 280 nm, que corresponde, ésta última, al
pico máximo de absorción de las proteínas. La razón A 260/A280 debe ser mayor a 1.8 y no pasar el valor de
2.0 para el ADN, lo que significa que la muestra presenta una cantidad pequeña o nula de proteínas y daría
cuenta de lo eficiente del protocolo de extracción para la macromolécula. En relación con el estudio de los
ácidos nucléicos, está la reacción en cadena de la polimerasa (PCR), transcripción reversa PCR (RT-PCR),
y el análisis de expresión de genes, entre otras. Todas estas reacciones se ven inhibidas por impurezas
contenidas en el ADN procedentes del proceso de extracción y remanentes del tejido original.
La integridad de las moléculas extraídas es de igual forma determinante para llevar a cabo algunas técnicas
moleculares para los ácidos nucléicos y durante la identificación de las proteínas. Para ADN, ésta se evalúa
por electroforesis en geles de agarosa, un polisacárido altamente purificado obtenido del agar.
2. OBJETIVO:
Extraer ADN a partir de tejidos de origen vegetal.
3. MATERIAL POR EQUIPO
25 g de fresas frescas
Licuadora
Baño de hielo
Varilla de vidrio
Probeta de 100 ml
Gradilla
4 tubos de ensaye de 16 X 150mm
Embudo y cuatro gasas de algodón
Detergente líquido para trastes
Ablandador de carnes
100 ml de alcohol etílico comercial
5 g de sal de grano
Agua destilada
Vaso de precipitados de 250 ml
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4.
PROCEDIMIENTO
4.1
Calentar la varilla de vidrio y hacerle espículas en una punta ayudándose con otra varilla más
pequeña.
4.2
En tanto se prepara la varilla, colocar 100 ml de alcohol en un baño de hielo.
4.3
Lavar la muestra con agua corriente.
4.4
Licuar la muestra con aproximadamente 100 ml de agua destilada y unos granos de sal durante
45 segundos.
4.5
Filtrar la solución y exprimir la gasa. Recuperar la solución.
4.6
A la solución anterior, adicionar 30 ml de detergente líquido para trastes, mezclar suavemente.
4.7
Dejar reposar 10 minutos.
4.8
Pasar la solución a los tubos de ensaye ocupando un tercio de su capacidad.
4.9
Adicionar a cada tubo una pequeña porción de ablandador de carne y mezclar suavemente.
4.10 Posteriormente, adicionar un volumen de alcohol frío resbalando por las paredes.
4.11 En la interfase se observará un precipitado de aspecto mucoso.
4.12 Recuperar el precipitado que contiene el ADN con la varilla de vidrio.
5. RESULTADOS
5.1
Haz un registro de lo que observaste.
6. CUESTIONARIO
6.1
Si para la extracción de ADN se utiliza una muestra de origen animal y otra de origen vegetal,
¿en cuál de las dos se obtendrían mejores resultados y por qué?
6.2
¿Se obtiene ADN puro?
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6.3
¿Qué puede hacerse para caracterizar al ADN y demostrar que en realidad es eso?
6.4
¿Cómo puede purificarse la muestra de ADN?
6.5
¿Es posible aplicar electroforesis para esta práctica? ¿Por qué?
6.6
¿Qué aplicaciones en Biotecnología ambiental puede tener la extracción del ADN?
7. ANÁLISIS Y DISCUSIÓN DE RESULTADOS
7.1
Explica por qué es posible separar las proteínas del ADN de la misma muestra con el
procedimiento descrito en la práctica.
7.2
Explica cuál es la función de la solución de la sal durante el procedimiento de extracción de las
macromoléculas.
7.3
Explica por qué el etanol favorece la precipitación del ADN y de las proteínas.
8. CONCLUSIONES
8.1
9.
Elabora tus conclusiones con base en la discusión de los resultados obtenidos y los objetivos
planteados.
BIBLIOGRAFÍA
Maniatis T, Fritsch EF y Sambrook J. 1982. Molecular cloning. A manual laboratory. 13a. reimp. Ed.
Cold Spring Harbor Laboratory. Nueva York. 545 pp.
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PRÁCTICA 9
MITOSIS EN MERISTEMO DE CEBOLLA
1. INTRODUCCIÓN
El ciclo celular consiste en tres fases: interfase, mitosis y citocinesis. Antes de que una célula eucariótica
pueda comenzar la mitosis y dividirse efectivamente, debe duplicar su ADN, sintetizar histonas y otras
proteínas asociadas con el DNA de los cromosomas, producir una reserva adecuada de organelos para las
dos células hijas y ensamblar las estructuras necesarias para que se lleven a cabo la mitosis y la citocinesis.
La fase M o Mitosis, es el proceso de división nuclear, el cual es dividido convencionalmente en cuatro
fases: profase, metafase, anafase y telofase. Durante este proceso se efectúa la distribución de los
cromosomas replicados en la interfase, fase en la cual los cromosomas aparecen como filamentos
enrollados, denominados cromatina.
La profase se caracteriza por la condensación de los cromosomas, los cuales se acortan y engrosan hasta
hacerse visibles individualmente. Aquí se puede apreciar que cada cromosoma consta de dos cromátides
hermanas unidas por un centrómero. Una vez condensados los cromosomas, el nucleolo empieza a
desaparecer.
Al iniciar la profase se encuentran presentes dos pares de centriolos (a excepción de las plantas superiores)
a un lado del núcleo. Durante esta fase, los pares de éstos se separan por la formación entre ellos de fibras
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del huso. En algunas células se forman pequeños filamentos, llamados áster, que salen de cada par de
centriolos como si fueran rayos. Al finalizar la profase, los centriolos se encuentran dispuestos en los polos
opuestos de la célula y la envoltura nuclear ha desaparecido totalmente.
Al inicio de la metafase, los cromosomas efectúan movimientos de vaivén dentro del huso, (como si fueran
atraídos primero hacia un polo y luego hacia el otro), hasta alinearse finalmente con su centrómero en el
plano ecuatorial del huso. Cada cromosoma se alinea en el ecuador orientándose de tal forma que los
centrómeros de cada par de cromátides hermanas se colocan dirigidos hacia los polos de la célula.
En la anafase, los centrómeros se dividen y las cromátides hermanas de cada cromosoma replicado son
atraídas a los polos opuestos de la célula, cada cromátide se convierte en un cromosoma completo que
actúa independientemente. Cada cromosoma es atraído por las fibras del huso adheridas al centrómero,
estas fibras se acortan cuando se aproximan a los polos.
Cuando se inicia la telofase, los cromosomas han llegado a los polos opuestos, el huso desaparece
paulatinamente, las dos series de cromosomas se ven rodeadas de la envoltura nuclear, se forman los
nucleolos y los cromosomas se desdoblan gradualmente adquiriendo el aspecto que tenían en la interfase.
La citocinesis consiste en la formación de una barrera entre las dos nuevas células hijas, permitiendo la
distribución más o menos homogénea del citoplasma y la separación de los núcleos hijos.
En las células animales y algunos protoctistas, la citocinesis comienza con la invaginación de la membrana
sobre la línea media donde se formó el huso, pero de manera perpendicular a éste, los cambios dan inicio
durante la telofase y el proceso recibe el nombre de formación del surco o segmentación. La constricción
en la línea media es generada por la contracción de filamentos de actina y miosina que se ensamblan en un
anillo contráctil actuando como cordón que cierra la célula.
2. OBJETIVOS
2.1
Estudiar la Mitosis en la raíz de la cebolla.
2.2
Diferenciar las fases de la Mitosis.
3. MATERIAL
Microscopio óptico
Portaobjetos y cubreobjetos
Bisturí
Tubo de ensayo de 16 X 150mm
Pinzas para tubo
Baño María a 60°C
Orceína acética
HCl 1N
Bulbo de cebolla con raíces
Papel absorbente
Un clip
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4. PROCEDIMIENTO
4.1
Coloca una cebolla sobre el borde de un vaso con agua a manera que la zona radicular de la
cebolla quede a un centímetro de la superficie y deja el vaso en un sitio con luz natural.
4.2
Espera unos diez días, hasta que las raicillas tengan unos cuantos centímetros de largo y una hora
previa al desarrollo de la práctica, coloca la cebolla en agua con hielo, sumergiendo con cuidado
las raicillas
4.3
Revisa el aspecto de las raíces, el extremo debe presentar un aspecto lechoso al revisar a contra
luz.
4.4
Corta un centímetro de la raíz de forma diagonal y coloca varios segmentos en un tubo de ensayo
conteniendo 5 ml de HCl 1N.
4.5
Calentar el tubo en un Baño María a 60° durante 2 minutos.
4.6
Decanta el contenido del tubo y sobre un papel secante coloca las raicillas.
4.7
Coloca las raíces en un portaobjetos y corta los 5 mm correspondientes al ápice, eliminando el
resto.
NOTA: EL PORTAOBJETOS DEBE ESTAR SOBRE PAPEL SECANTE.
4.8
Deposita sobre la muestra una gota de orceína acética y coloca un cubreobjetos.
4.9
Ejerce presión sobre la muestra y extiéndela utilizando un clip (Técnica de Squash).
4.10 Observa la preparación al microscopio, a diferentes aumentos.
5. RESULTADOS Y OBSERVACIONES
5.1
Identifica y esquematiza o fotografía las células en las diferentes fases del ciclo celular (interfase,
profase, metafase, anafase, telofase y citocinesis).
6. ANÁLISIS DE RESULTADOS Y DISCUSIÓN
6.1
¿Qué fases de la mitosis has observado y cuál es su significado?
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6.2
¿Por qué los cromosomas se tiñen de rojo?
6.3
¿Has observado el proceso de citocinesis? En caso afirmativo, descríbelo.
6.4
¿En qué se basa la técnica de tinción con Orceína Acética?
7. CONCLUSIONES
7.1
Elabora tus conclusiones con base en los objetivos establecidos, las observaciones, los resultados
obtenidos y el análisis efectuado.
8. BIBLIOGRAFÍA
Audesirk, Teresa. 2003. Biología. La vida en la Tierra. Pearson Education. México. 790 pp.
Gutiérrez Barba BE, Vivero Santos JM, Sánchez García ML, Herrera Colmenero NI, Macías Arredondo
JM y Mora Ramírez R. 1996. Manual de prácticas de laboratorio de Biología General. Instituto Politécnico
Nacional. México. 98 pp.
Lodish, Harvey. 2002. Biología celular y molecular. Médica Panamericana. España. 1053 pp.
Starr C y Taggart R. 2004. Biología: La unidad y diversidad de la vida. Thomson Learning. México. 804
pp.
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PRÁCTICA 10
OBSERVACIÓN DE HONGOS
1. INTRODUCCIÓN
La reproducción es un proceso común de los organismos vivientes que ha sido calificado como “esencia de
la vida” y que puede definirse como la capacidad de los seres vivos para perpetuar la especie a través del
tiempo y el espacio.
La supervivencia de cada especie, vegetal o animal, requiere que cada uno de sus miembros se multiplique,
que produzcan nuevos individuos fértiles para sustituir a los muertos por la acción de depredadores,
parásitos o por la edad avanzada.
La reproducción asexual supone un progenitor único el cual se divide, germina o se fragmenta para formar
dos o más descendientes, sin necesidad de la unión de dos gametos, cuyos caracteres hereditarios son
idénticos a los del progenitor. Este proceso reproductivo es común en bacterias, algas, hongos, musgos,
traqueofitas, en protozoarios, celenterados, briozoos y tunicados.
La reproducción asexual puede llevarse a efecto por diversos métodos específicos, uno de ellos es la
gemación, la cual consiste en que una pequeña parte del cuerpo del progenitor crece y se convierte en un
nuevo individuo. Puede permanecer unida, o bien, puede separarse de la célula progenitora y ser un
miembro más o menos independiente de la colonia. La gemación difiere de la fisión binaria, en que las
dos partes producidas no son de igual tamaño (división asimétrica).
Las levaduras e hidras se reproducen por gemación, en ellas se forma un abultamiento, que se denomina
yema, en cierta porción de la pared. El núcleo de la célula progenitora se divide y uno de sus núcleos hijos
pasa a la yema. En ciertos casos, la yema puede producir, a la vez, otra yema antes de que se separe
finalmente de la célula progenitora.
La mayoría de los hongos se reproducen por esporas, diminutas partículas de protoplasma rodeadas de
pared celular. El champiñón silvestre puede formar doce mil millones de esporas en su cuerpo fructífero;
asimismo, otras especies pueden producir varios billones.
La esporulación puede suceder de dos maneras. En el primer proceso, las esporas se originan después de
la unión de dos o más núcleos, lo que ocurre dentro de una o de varias células especializadas. Estas
esporas, que tienen características diferentes, heredadas de las distintas combinaciones de genes de sus
progenitores, suelen germinar en el interior de las hifas. Los cuatro tipos de esporas que se producen de
esta manera (oosporas, zigosporas, ascosporas y basidiosporas) definen los cuatro grupos principales
de hongos.
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Las oosporas se forman por la unión de una célula macho y otra hembra; las zigosporas se forman al
combinarse dos células sexuales similares entre sí. Las ascosporas, que suelen disponerse en grupos de
ocho unidades, están contenidas en unas bolsas llamadas ascas. Las basidiosporas, por su parte, se reúnen
en conjuntos de cuatro unidades, dentro de unas estructuras con forma de masa llamadas basidios.
El otro proceso más común de producción de esporas implica la transformación de las hifas en numerosos
segmentos cortos o en estructuras más complicadas de varios tipos. Este proceso sucede sin la unión previa
de dos núcleos. Los principales tipos de esporas reproductivas formadas así son: oídios, conidios y
esporangiosporas. Estas últimas se originan en el interior de unos receptáculos, parecidos a vesículas,
llamados esporangios. La mayoría de los hongos producen esporas sexuales y asexuales.
2.
3.
OBJETIVOS
2.1
Observar y dibujar o fotografiar las características de la reproducción asexual por gemación que
presentan las levaduras como representantes de los hongos unicelulares.
2.2
Comparar los diferentes tipos de estructuras reproductivas presentes en los mohos filamentosos.
2.3
Dibujar o fotografiar las estructuras de reproducción en hongos microscópicos, hongos
macroscópicos y líquenes.
MATERIAL
Aguja de disección
Portaobjetos y cubreobjetos
Microscopio óptico
Microscopio estereoscópico
Asa microbiológica para hongos
Navaja de un solo filo o bisturí
4.
Microscopio estereoscópico
Agua destilada con un poco de azúcar (sacarosa)
Azul de algodón lactofenol
Ejemplares de hongos macroscópicos y líquenes
Cultivos de mohos en pan, tortilla, etc.
Levadura
PROCEDIMIENTO
4.1 PARA LA LEVADURA
4.1.1
Disuelve un poco de levadura en un tubo de ensaye que contenga 1 mL de agua,
ligeramente azucarada, e incuba durante 10 minutos a temperatura ambiente.
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4.1.2
Coloca tres gotas de esta suspensión en un portaobjetos, coloca un cubreobjetos y
observa en el microscopio óptico a 10X, 40X y 100X, dibuja o toma fotografías de las
estructuras observadas y escribe sus nombres en cada uno de los esquemas.
4.1.3
Repite el paso anterior mezclando sobre el portaobjetos la suspensión acuosa de la
levadura con una gota de azul de algodón.
4.2 PARA EL MOHO MICROSCÓPICO EN MUESTRA DE PAN, TORTILLA O FRUTA
4.2.1
Describe la morfología colonial del moho como: color del micelio vegetativo y reproductor,
y su aspecto (aterciopelado, pulverulento o algodonoso).
4.2.2
Realiza una preparación temporal de los cultivos de moho e identifica el tipo de hifas y las
estructuras reproductivas que presenten.
4.2.3
Introduce el asa microbiológica en la flama de un mechero, hasta que se ponga al “rojo
vivo”, déjala enfriar y con ella desprende, con mucho cuidado, el moho crecido sobre el
agar de una caja de Petri. Colócalo sobre un portaobjetos que contenga una gota de azul
de algodón y posteriormente colócale un cubreobjetos. Seca el remanente de colorante
con papel absorbente y sella la preparación con barniz de uñas transparente.
4.2.4
Observa las preparaciones a 10X y 40X, y dibuja o toma fotografías de las estructuras
observadas. Con ayuda de la bibliografía, identifica de qué moho se trata.
4.3 PARA OBSERVAR EL HONGO MACROSCÓPICO
4.3.1
Describe las características macroscópicas de los ascomicetos, como el color del píleo y
del estípite (si lo hay). Haz esquemas o toma fotografías de lo observado.
4.3.2
Realiza un corte fino del cuerpo fructífero de un ascomiceto, colócalo en un portaobjetos
para hacer una preparación temporal. Observa con el objetivo seco débil y luego con el
seco fuerte, localizando las hifas, las ascas y las ascosporas.
4.3.3
Observa las características macroscópicas de los basidiomicetos, como color del píleo y
del estípite (si lo hay), presencia y color de láminas, poros o dientes. Haz esquemas o
toma fotografías de lo observado.
4.3.4
Realiza un corte fino de las láminas, poros o dientes de un basidiomiceto, colócalo en un
portaobjetos para hacer una preparación temporal. Obsérvala a seco débil y luego a seco
fuerte, localizando las hifas, los basidios y las basidiosporas.
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4.4 PARA OBSERVAR LOS LÍQUENES
5.
4.4.1
Observa los líquenes, describiendo su forma y color.
4.4.2
Haz una preparación temporal de un corte fino del líquen y obsérvalo en el microscopio
estereoscópico. Esquematiza o toma fotografías de tus observaciones.
RESULTADOS Y OBSERVACIONES
5.1 Haz esquemas o toma fotografías de cada una de tus observaciones hechas en el microscopio y
organízalas de la forma que indican los siguientes cuadros:
Observaciones microscópicas de levadura
Organismo
En suspensión acuosa con
agua azucarada
En suspensión acuosa con
lactofenol-safranina
Levadura
Observaciones de hongos microscópicos
Morfología colonial
Cultivo
Organismo en:
Pan
Tortilla o frutas
Color del micelio
vegetativo y reproductor.
Tipo de hifas y esporas.
Observaciones a
10X y 40X
Nombre del moho
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Observaciones de hongos macroscópicos
Ascomiceto
Color de:
Cuerpo fructífero
Píleo
Tipo de:
Hifa
Estípite
Asca
Láminas
Poros o Dientes
Basidiomiceto
Color de:
Ascospora
Cuerpo fructífero
Píleo
Tipo de:
Hifa
Estípite
Basidios
Láminas
Poros o dientes
Basidiosporas.
Observaciones de líquenes
Forma:
Color:
Observaciones:
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6.
ANÁLISIS DE RESULTADOS Y DISCUSIÓN
6.1 Indica qué función tiene la tinción.
6.2 ¿Cuál es la función del azul de algodón?
6.3 ¿Por qué debe calentarse el asa al rojo vivo antes y después de utilizarla?
7.
CONCLUSIONES
7.1 Elabora tus conclusiones con base en los objetivos establecidos, las observaciones y los
resultados obtenidos, y el análisis efectuado.
8.
BIBLIOGRAFÍA
Audesirk, Teresa. 2003. Biología. La vida en la Tierra. Pearson Education. México. 790 pp.
Lodish, Harvey. 2002. Biología celular y molecular. Médica Panamericana. España. 1053 pp.
Starr C y Taggart R. 2004. Biología: La unidad y diversidad de la vida. Thomson Learning. México. 804
pp.
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PRÁCTICA 11
OBSERVACIÓN DE ALGAS Y PROTOZOARIOS
1. INTRODUCCIÓN
En el Reino Protoctista se sitúan los microorganismos eucariotes y sus descendientes inmediatos: las
algas nucleadas (incluyendo las multicelulares), los hongos acuáticos, los undulipodiados (antes conocidos
como flagelados) y los protozoarios. Todos los protoctistas son acuáticos, algunos son de agua dulce, otros
son principalmente marinos y otros viven en los tejidos con alto contenido de agua de otros organismos. Los
organismos pluricelulares de este grupo no llegar a formar tejidos diferenciados; pueden ser autótrofos o
heterótrofos, con vida libre, parasitaria, móviles o sésiles. Los organismos pertenecientes a este reino
presentan una gran diversidad en cuanto a su organización celular, a su tipo de división celular, a su ciclo
vital y a su forma de nutrición.
Las algas están formadas por células eucariotas y podemos encontrar individuos unicelulares o
pluricelulares. Todas son autótrofas, esto es, forman materia orgánica a partir de materia inorgánica,
utilizando la luz como fuente de energía por medio de la fotosíntesis. Las algas se utilizan en la industria
alimentaria como espesantes de mermeladas y salsas. En medicina se utilizan para hacer los medios de
cultivo para las bacterias, también se extraen de ellas sustancias para producir medicamentos. La mayoría
poseen pared celular, que contiene carbonato de sílice. Su color varía, las hay verdes (clorofitas), rojas
(rodofitas), doradas (crisofitas) y cafés (feofitas). Las tres últimas, su color se debe a los pigmentos
accesorios, que le dan esa característica a las algas para poder atrapar la luz solar a distintas
profundidades.
Las algas pueden llegar a ser importantes constituyentes de la flora del suelo y pueden existir incluso en
situaciones tan extremas como sobre la nieve, entre las arenas del desierto o en aguas termales cuya
temperatura está por sobre los 80ºC. Sin embargo, su mayor desarrollo y diversidad se ha logrado en el mar.
Allí viven en dos tipos de situaciones muy distintas: algunas viven flotando en las capas más superficiales de
agua, son generalmente unicelulares y se les reconoce con el nombre general de algas planctónicas. Otro
grupo vive adherido a rocas, piedras y bolones, y se les conoce como algas bentónicas. Ambos grupos son
los productores más importantes en el mar y la base de todas las cadenas tróficas allí existentes; sin
embargo, sólo las algas bentónicas tienen importancia económica directa.
Las algas se clasifican en unicelulares y multicelulares. Las primeras son seres formados por una sola
célula, pueden vivir libres, como es el caso de la Euglena. También pueden asociarse y formar colonias,
como es el caso de Volvox.
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Algunas algas unicelulares se agrupan unidas por mucílagos formando un cenobio. De entre ellos es posible
distinguir:
- Unicelulares móviles por flagelos.
- Unicelulares inmóviles.
- Ameboides (no tienen pared celular).
Las algas multicelulares se agrupan formando tejidos filamentosos, acintados, cenocíticos y septados, en
forma de "hojas" (talo). Poseen pigmentos accesorios tales como la ficobilina, la xantofila y los carotenos.
Tienen clorofila A, B, C, D, E y la combinación de éstas, es decir, A1, B2, E2, etcétera. Los tipos de algas
están dadas por su pigmentación. Todas poseen sustancias de reserva (almacenan la energía producida por
el desdoblamiento de algunos organelos (ATP). Estas sustancias de reserva son almidón, paramilo, almidón
de florideas, sicolaminina, glucosa y aceites. Su movimiento se debe a los undulipodios, que están formados
por microtúbulos, 2 centrales y 9 periféricos. Su tamaño va desde unas micras hasta unos 100 m de largo. El
crecimiento de las algas puede ser generalizado (se divide por completo) o localizado (tiene la capacidad de
dividirse solo una parte en un sitio determinado).
El grupo de las algas se divide en los siguientes phyla:
Phylum Clorophyta (algas verdes): Está compuesto por organismos unicelulares que viven en agua dulce;
asociados con los hongos, forman líquenes. Poseen cloroplastos, por lo que están capacitados para realizar
fotosíntesis y producir almidón, el cual almacenan como sustancias de reserva.
Phylum Crisophyta (algas doradas): El nombre común de algas doradas, se les asigna por la presencia de
un pigmento café amarillento. Están provistos de clorofila, por lo que llevan a cabo la fotosíntesis. Se hallan
tanto en agua dulce como en agua de mar.
Phylum Feophyta (algas pardas): El nombre de algas pardas, se debe a la presencia de un pigmento de
color pardo, llamado fucoxantina. Los organismos de este phylum son pluricelulares fotosintéticos.
Phylum Rodophyta (algas rojas): Los organismos componentes de este phylum presentan un pigmento
llamado ficoeritrina, que es de color rojo. Poseen clorofila y son organismos pluricelulares que habitan en el
mar, a profundidades que varían entre 100 y 200 m.
Los protozoos son un grupo de transición que tiende a ser considerado más cercano a los animales, ya
que su actuación general respecto a la fisiología de su nutrición, locomoción y otras características más, así
lo indica. Este tipo de organismos se encuentra generalmente en formas libres o como parásitos del hombre
o de los animales.
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El grupo de los protozoarios es dividido de la siguiente manera:
1. SARCODINOS
Son considerados como los protozoarios más sencillos y presentan las siguientes características:
a) Son organismos que habitan tanto en medios dulceacuícolas como marinos.
b) Poseen movimiento por medio de prolongaciones formadas distintivamente en la membrana y en
el material citoplasmático llamadas pseudópodos, mismos que son utilizados también para atrapar
partículas alimenticias, las cuales con las enzimas digestivas producidas en su interior, son
transformadas en sustancias que son absorbidas, expulsando después los desechos por
exocitosis, al exterior de la célula.
c) Su forma de respiración se reduce a un simple intercambio gaseoso por difusión a través de la
membrana citoplasmática.
d) Su reproducción es por bipartición, es decir, el organismo alcanza un grado de madurez y se divide
en dos células con las mismas características.
2. CILIADOS
Reciben este nombre por la presencia de cilios o pestañas vibrátiles que rodean, total o parcialmente,
la superficie de su cuerpo; cabe distinguir en esta clase las siguientes características:
a) Presentan dos núcleos con diferentes funciones que son:
Micronúcleo: Contiene cromosomas y realiza la función de reproducción sexual y asexual del
organismo.
Macronúcleo: Realiza funciones metabólicas relacionadas con el desarrollo y el crecimiento.
b) Viven en aguas dulces o saladas, generalmente como parásitos.
c) Respiran por difusión, como todos los protozoarios.
d) Se reproducen asexualmente, por medio de bipartición, y sexualmente, por conjugación, que
comprende un intercambio de porciones del micronúcleo.
Un ejemplo muy común de los ciliados es el Paramecium, en el cual pueden observarse órganos
especializados para desempeñar funciones básicas.
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3. SUCTORIOS
Está constituido por organismos íntimamente relacionados con los ciliados, sus características
presuponen una distinción evolutiva importante. Se caracterizan principalmente por:
a) La presencia de cilios solamente durante la fase inmadura de su ciclo vital, mismos que son
reemplazados más tarde por tentáculos.
b) Son organismos sésiles, es decir, permanecen fijos en el medio acuático.
c) Se reproducen por fisión binaria y por medio de conjugación.
Un ejemplo de este grupo es el género Podophyra, que permanece fijo por medio de un pedicelo,
irradiando sus tentáculos desde la porción central de su cuerpo.
4. ESPOROZOARIOS
Este tipo de seres se encuentran en toda la biosfera, por el hecho de que las esporas son capaces de
soportar diversas condiciones ambientales desfavorables. El nombre de esporozoarios obedece a que
en una parte de su ciclo vital, y obligados por circunstancias especiales, dividen su cuerpo en
numerosos fragmentos –esporas o merozoítos–, resultado de la reproducción asexual. En los
esporozoarios, la carencia de movimiento y su forma de reproducción, son características
taxonómicas importantes.
Uno de los géneros más conocidos de los esporozoarios es el Plasmodium vivax, responsable en el
hombre de la malaria o paludismo por intermedio del mosquito.
2. OBJETIVO
Identificar las características de diferentes organismos pertenecientes al Reino Protoctista.
3. MATERIAL
Microscopio óptico
Microscopio estereoscópico
Cajas de Petri
Estuche de disección
Portaobjetos y cubreobjetos
Pipetas Pasteur
Muestras de agua estancada
Frascos gotero
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4. PROCEDIMIENTO
4.1 Con una pipeta Pasteur vierte en una mitad de caja de Petri una muestra de agua estancada,
tomada de tres niveles diferentes: superficie, medio y fondo, procurando no remover mucho el fondo
del cuerpo de agua. Obsérvalas al microscopio estereoscópico y esquematízalas, indicando el nivel
en que se tomó la muestra.
4.2 Haz una preparación temporal con las muestras de agua estancada de los tres niveles mencionados
anteriormente y obsérvalas al microscopio óptico, identificando los organismos que encuentres, con
ayuda de los anexos proporcionados. Toma fotografías o esquematiza tus observaciones, indicando
el nivel en que se tomó la muestra.
4.3 Realiza lo indicado en los puntos 4.1 y 4.2 con una muestra del cultivo de algas y protozoarios.
5. OBSERVACIONES Y RESULTADOS
5.1 Esquematiza tus observaciones, señalando y describiendo los diferentes tipos de organismos que
encuentres, indicando el nombre científico o el grupo (Género, Familia, Orden, Clase, etc.) de cada
ejemplar.
6. ANÁLISIS DE RESULTADOS Y DISCUSIÓN
6.1 Elabora un cuadro comparativo de los ejemplares observados, indicando las características que
presentan y las diferencias existentes entre cada uno de ellos.
7. CONCLUSIONES
7.1 Elabora tus conclusiones con base en los objetivos establecidos, las observaciones realizadas y el
análisis efectuado.
8. BIBLIOGRAFÍA
Alonso Tejeda ME. 2003. Biología: un enfoque integrador. McGraw Hill Interamericana. México. 279 pp.
Audesirk T. 2003. Biología. La vida en la Tierra. Pearson Education. México. 790 pp.
Lodish H. 2002. Biología celular y molecular. Médica Panamericana. España. 1053 pp.
Starr C y Taggart R. 2004. Biología: La unidad y diversidad de la vida. Thomson Learning. México. 804
pp.
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