determinacion de la calidad microbiologica del agua de piscina de

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RESUMEN
“DETERMINACION DE LA CALIDAD MICROBIOLOGICA
DEL AGUA DE PISCINA DE LA UNIVERSIDAD DE
CUENCA”
Se ha realizado el análisis microbiológico de 30
muestras de agua procedentes de la piscina de la
Universidad de Cuenca, con el fin de conocer el estado
higiénico – sanitario. La metodología analítica empleada
se ha basado en la actual reglamentación española, así
como en los métodos recomendados por el American
Public Health Association y el A.O.A.C.
De acuerdo con la investigación se encontró que un
73,33%
de
las
muestras
analizadas
estuvieron
contaminadas: 100% por coliformes totales, 81,8% con
aerobios mesófilos, un 68,2% con Enterococo D de
Lancefield, 63,6 % con E. coli. No se encontró E. aureus
y P. aeruginosa.
Las piscinas constituyen uno de los abastecimientos
públicos en los que se debe poner más atención, ya que
los elementos que la conjugan suponen un riesgo
potencial
para
la
salud
de
la
comunidad.
La
contaminación en las piscinas puede darse por dos
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factores: a) Los bañistas que se introducen gérmenes
que se encuentran en los elementos de excreción, la
saliva, las cremas, el pelo, sudor, las grasas; cuando
éstos proliferan es donde empiezan a hacerse presente
las infecciones. Las más comunes son conocidas como
onicominosis y el “pie de atleta”. La onicominosis se
produce por un grupo de hongos que alteran la queratina
de la uña dándole un aspecto opaco y quebradizo. El pie
de atleta tiene lugar en la planta de los pies y entre los
espacios comprendidos entre los dedos de éste; es
altamente
contagioso.
b)
Por
un
deficiente
mantenimiento del agua como de las estructuras del
estanque.
Palabras
claves:
microorganismos,
piscina,
contaminación,
metodología,
NMP,
agua,
muestreo,
infecciones.
INDICE
Resumen……………………………………………………….1
Introducción…………………………………………………..2
Dedicatoria………………………………………………..….10
Agradecimientos…………………………………………….11
Capítulo I
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1 El agua
1.1 Historia……………………………………………………14
1.2 Distribución del agua……………………………..…...14
1.3 El ciclo del agua…………………………………….…..15
1.4 Estructura del agua…………….………………………18
1.5 Tipos de agua…………………….……………………..20
1.6 Propiedades físicas………………….………………...23
1.7 Propiedades químicas…………………….….…….....25
1.8 Aspecto bioquímico y nutricional…………..…….…28
1.9 Alteraciones del metabolismo del agua………....…31
Capitulo II
2. Agua de piscina
2.1 Definición……………………….....…...…...….............34
2.2 Como funciona el agua de la piscina…...……........34
2.3. Requisitos microbiológicos para el agua de
piscina….........................................................................35
2.4Características del agua de piscina…………..…....36
2.4.1 El pH………………….………………….…...36
2.4.2 La dureza……………………………………. 37
2.4.3 Alcalinidad………………………………..….37
2.5 Contaminación de piscinas……………………..…..38
2.6
Factores
que
favorecen
la
contaminación
microbiológica……………………………………….…....38
2.7 Aspectos microbiológicos…………………….…....41
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2.8 Infecciones adquiridas en la piscina……………....46
2.8.1 Tinea pedis (tiña del pie; pie de atleta)…....46
2.8.2Tinea
unguium
(tiña
de
las
uñas,
onicomicosis)…………………………………………46
2.8.3 Tinea capitis (tiña del cuero cabelludo)….. 47
2.8.4 Tinea manum (tiña de las manos)………..... 47
2.8.5 Candidiasis superficial…………..……….…..48
2.8.6 Impetigo…………..………...………..………….48
2.8.7 Verrugas plantares…………..……..…….……49
2.8.8 Forunculosis ………………………...…...…….50
2.8.9 Conjuntivitis de las piscinas o de
inclusión…………………………………….………….51
2.8.10 Otitits externa u oído de nadador…......…. 51
2.8.11 Disentería………………………………...…….53
2.8.12 Gastroenteritis ………………………….....….53
2.8.13 Hepatitis A………………………….…….…… 55
2.9 Tratamiento del agua de piscina………………....….55
2.9.1 Deinfectantes…………………………............…...55
2.9.1.1 Cloro……………………………………..……..55
2.9.1.1.1 Demanda de cloro………………….……...57
2.9.1.1.2 Cloro residual libre…………………..…….58
2.9.1.1.3 Cloro activo combinado…….…………….68
2.9.1.1.4 Efectos del cloro para la salud……….….60
2.9.1.2 Ozono…………………………..………...........62
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2.9.1.3 Ionización cobre/plata…..………….............62
2.9.1.4 Electro cloración salina…………..…….......63
2.9.2 Floculantes……............................................…...63
2.9.2.1 Sulfato de alluminio…………………..….....64
2.9.2.2 Polihidróxicloruro de aluminio………..…..64
CAPITULO III
3. Metodología
3. 1 Muestreo para el análisis microbiológico del agua
de piscina………………………................................….…65
3.1.1Número de muestras……….……………………...65
3.1.2 Método de muestreo………………………………66
3.1.3 Equipo………………..………………………..…... 66
3.1.4Reactivos………………………………………..…..66
3.1.5 Condiciones para el muestreo…………….……67
3.1.6Procedimiento……………………………………...68
3.1.7Transporte y conservación de las muestras....70
3.2. Métodos de análisis………………………………....70
3.2.1 Preparación de diluciones decimales……….70
3.2.2 Diluyente……………………………………….….71
3.3.3 Técnica…………………………………………….71
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3.3
Técnica
del
microorganismos
número
(NMP)
más
y
de
probable
los
de
tubos
múltiples…………………………………….….…….………72
3.3.1 Fundamento……………………..………….…… 72
3.3.2 Cálculos para la técnica del NMP……….……..73
3.4 Determinación de coliformes totales, fecales y
escherichia coli por la técnica del número más
probable (NMP) y de los tubos múltiples……………...76
3.4.1 Fundamento de la identificación de bacterias
coliformes…………………………………………..…...76
3.4.2 Medios de cultivo……………..…………………77
3.4.3 Técnica para coliformes totales….....………...81
3.4.3.1 Interpretación…………..…………..…….. 83
3.4.3.2 Técnica para escherichia coli (e. Coli)/
coliformes fecales...............................................83
3.4.3.2.1 Prueba del indol para E. coli….....…..84
3.4.3.2.2 Técnica………………….…………….…84
3.5 Determinación de Enterococo D de Lancefield por la
técnica del número más probable (NMP) y de los tubos
múltiples…………....………………………………….…...86
3.5.1 Fundamento de la identificación de Enterococo
D de Lancefield………………………………….…..…86
3.5.2 Medios de cultivo……………..…………….…..87
3.5.3 Técnica.............................................................91
3.5.3.1 Interpretación……….…………………....92
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3.5.3.2 Confirmación………………………………92
3.5.3.3 0tras pruebas confirmatorias………..…93
3.6 Determinación de Estafilococo aureus por la técnica
del número más probable (NMP) y de los tubos
múltiples………………………………………………..…….95
3.6.1 Fundamento de la identificación de Estafilococo
aureus….......................................................................95
3.6.2 Medios de cultivo…………………………....……96
3.6.3 Técnica…………………………………………......99
3.6.3.1 Interpretación…………………………..…99
3.6.3.2 Confirmación………………………….….100
3.7 Determinación de Pseudomona aeuroginosa por la
técnica del número más probable (NMP) y de los tubos
múltiples………………………………………….…….…...101
3.7.1
Fundamento
de
la
identificación
de
Pseudomona aeuroginosa…………….…………….101
3.7.2 Medios de cultivo………………………..…......102
3.7.3 Técnica……………………….…………....……..103
3.7.3.1 Otras pruebas confirmatorias……..…104
3.7.3.2 Pruebas bioquímicas…………...…......105
3.8 Determinación del número de microorganismos
aerobios mesófilos por el recuento estandar en
placa………………………………………….………………106
3.8.1 Fundamento de la identificación aerobios
mesófilos…..…………………………………..…..……106
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3.8.2 Medio de cultivo………..………………...…….107
3.8.3Técnica……………………………………….….…108
3.9 Determinación de cloro residual (ortotolidina)…109
3.9.1 Fundamento……………………………..…..….109
3.9.1.1 Niveles óptimos de cloro en piscinas…….109
3.9.2 Reactivos………………………………..………..…110
3.9.3 Técnica…………..……………………..……………110
Capitulo IV
4. Resultados y Análisis de los resultados…………111
Capitulo V
5. Conclusiones y Recomendaciones
5.1 Conclusiones………………………...………….......117
5.2 Recomendaciones…….……………...…….……….119
BIBLIOGRAFIA
ANEXOS
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TEMA: “DETERMINACION DE LA CALIDAD
MICROBIOLOGICA DEL AGUA DE PISCINA DE LA
UNIVERSIDAD DE CUENCA”
TESIS PREVIA A LA OBTENCION
DEL
TITULO
DE
BIOQUIMICO-
FARMACEUTICO
AUTORA: JENNY ZHIÑA BENAVIDES
DIRECTOR: Dra. LOURDES JERVES
ASESORA: Dra. ADELINA ASTUDILLO
CUENCA – ECUADOR
2008
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DEDICATORIA
A mis padres y hermanos; en
especial a mi madre Piedad quién
desde mis primeros pasos caminó
siempre conmigo por la senda de la
superación
inculcándome
responsabilidad afán y dedicación a
fin de que yo pueda alcanzar mis
metas; una de ellas es la realización
de esta tesis y así culminar con mis
estudios para desarrollarme en la
vida profesional.
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AGRADECIMIENTOS
A mi directora la
Doctora Lourdes Jérves por haberme
guiado e impartido sus valiosos conocimientos; a la
asesora Doctora Adelina Astudillo y de manera especial a
la Doctora Beatriz Andrade por su apoyo en la parte
práctica; a mi familia y a todas las personas que de una u
otra manera me ayudaron para que yo pueda culminar con
este trabajo.
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INTRODUCCIÓN
Las piscinas constituyen uno de los abastecimientos
públicos en los que se debe poner más atención, ya que los
elementos que lo conjugan suponen un riesgo potencial
para la salud de la comunidad, riesgo cada día más
acentuado por parte de la población, no solo como lugares
de esparcimiento, sino también para la práctica del deporte
e incluso para la recuperación de ciertas patologías.
Indudablemente el aspecto más importante a controlar
dentro de la vigilancia epidemiológica de estas zonas
recreativas, es la calidad microbiológica de sus aguas, ya
que la condición que debe cumplir el agua de piscina es la
de su pureza bacteriológica, esto es, estar excenta de
microorganismos patógenos capaces de alterar la salud de
los bañistas.
Los microorganismos de preocupación son los que
provienen del cuerpo desnudo y sus orificios e incluyen
aquellos que causan infecciones de los ojos, oídos, sistema
alto de respiración, piel y sistemas intestinales y genitales.
Pseudomonas y Coliformes son organismos causantes de
la mayoría del porciento de las enfermedades relacionadas
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con
las
piscinas.
En
circunstancias
especiales,
Mycobacterium, Enterococos, Candida albicans pueden
estar asociados con riesgos a la salud en piscinas.
A diferencia del agua del grifo corriente, el agua de la
piscina está estancada y al aire libre, para más dificultad en
su cuidado nos bañamos en ella y dejamos rastros
orgánicos, a estos residuos orgánicos se suman la
contaminación ambiental, las algas y los hongos amantes
de la humedad.
El presente trabajo tuvo por objeto determinar la calidad
microbiológica del agua de piscina según la norma DIN
Stándar Alemana 9304/1985 y el Stándar métodos para el
análisis de agua y aguas contaminadas y sugerir medidas
preventivas si fuera necesario.
Para lograr este objetivo se realizó el análisis en 30
muestras tomadas durante el periodo marzo –mayo con
una
frecuencia
semanal.
Los
resultados
obtenidos
revelaron que el 73,33 % de la muestras estuvieron
contaminadas, siendo la principal causa la presencia de las
bacterias coliformes totales.
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CAPITULO 1
1. EL AGUA
1.1 HISTORIA
Hasta el siglo XVIII se creyó que el agua era un elemento,
fue el químico inglés Cavendish quien sintetizó agua a
partir de una combustión de aire e hidrógeno. Sin embargo
los resultados de este experimento no fueron interpretados
hasta años más tarde, cuando Lavoisier propuso que el
agua no era un elemento sino un compuesto formado por
oxígeno y por hidrógeno, siendo su formula H2O. (1)
1.2 DISTRIBUCIÓN DEL AGUA
El agua cubre el 72% de la superficie del planeta Tierra y
representa entre el 50% y el 90% de la masa de los seres
vivos. En la superficie de la Tierra hay unos 1.398.263.000
km³ de agua 72% que se distribuyen de la siguiente forma:
•
1.320.000.000 km³ (97%) son agua de mar.
•
40.000.000 km³ (3%) son agua dulce.
o
25.000.000 km³ (1,8%) como hielo.
o
13.000.000 km³ (0,96%) como agua subterránea.
o
250.000 km³ (0,02%) en lagos y ríos.
o
13.000 km³ (0,001%) como vapor de agua. (2)
(2)Ali Ismael, “Agua”, disponible en: http//platea.pntic.mec.es/agua/propieda. (fecha de consulta
6 de febrero del 2008).
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A estas cantidades hay que sumarle la que forma parte de
la composición del manto, la zona terrestre que representa
un 84% del volumen planetario.(2) Parte de esta agua
alcanza la superficie tras separarse de las masas
subterráneas de magma (agua juvenil) o en forma de
vapor, junto a otros volátiles, durante las erupciones
volcánicas.
1.3 CICLO DEL AGUA
La cantidad total de agua que existe en la Tierra en sus
tres estados: sólido, líquido y gaseoso, se ha mantenido
constante desde la aparición de la humanidad.
La atmósfera, océanos y continentes, principales
reservorios del agua, así como los ríos, las nubes y la
lluvia, están en constante cambio o, dicho de otra manera,
en una circulación continua: el agua de la superficie se
evapora, el agua de las nubes se precipita, la lluvia se filtra
por la tierra, etc. A esta serie de cambios que determinan la
circulación y conservación del agua en la Tierra se le llama
ciclo hidrológico, o ciclo del agua, el cual se mantiene por la
energía radiante del sol y por la fuerza de la gravedad. (3)
El ciclo del agua comienza con la evaporación del agua
desde la superficie del océano u otros cuerpos de agua
superficiales como lagos y ríos.
(2)Ali Ismael, “Agua”,disponible en:http://platea.pntic.mec.es/agua/propieda. (fecha de consulta
6 de febrero del 2008)
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A medida que se eleva, el vapor se enfría y se transforma en
agua, luego de haber recorrido distancias que pueden
sobrepasar los 1000 km; a este fenómeno se le llama
condensación. El agua condensada da lugar a la formación
de nieblas y nubes. Cuando las gotas de agua caen por su
propio
peso
se
presenta
el
fenómeno
denominado
precipitación.
Fig. 1.1. Ciclo hídrico (3)
Si en la atmósfera hace mucho frío, el agua se precipita en
su estado sólido, es decir, como nieve o granizo (con
estructura cristalina en el caso de la nieve y granular en el
caso del granizo). En cambio, cuando la temperatura de la
atmósfera es más bien cálida, el agua se precipita en su
estado líquido, o sea, en forma de lluvia.
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La precipitación incluye también el agua que pasa de la
atmósfera a la superficie terrestre por condensación del
vapor de agua o rocío, por congelación del vapor o heladas.
El agua que se precipita en tierra tiene varios destinos.
Una parte es aprovechada por los seres vivos, otra vuelve
directamente a la atmósfera por evaporación, otra más se
escurre por la superficie del terreno (lo que se conoce como
escorrentía superficial) y se concentra en surcos, originando
así las líneas de agua por donde fluirá hasta llegar a un río,
un lago o el océano.
Por otra parte, el escurrimiento subterráneo, especialmente
cuando se da a través de medios porosos, ocurre con gran
lentitud y sigue alimentando los cursos de agua mucho
después de haber terminado la precipitación que le dio
origen. Así, los cursos de agua alimentados por capas
freáticas presentan caudales más regulares.
El agua
restante se infiltra, esto es, penetra en el interior del suelo
formando capas de agua subterránea; a eso se le conoce
como percolación. El agua infiltrada puede volver a la
atmósfera por evapotranspiración, o bien puede alcanzar la
profundidad de las capas freáticas.
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Tanto el escurrimiento superficial como el subterráneo van a
alimentar los cursos de agua que desaguan en lagos y en
océanos. En algún momento, toda esta agua vuelve de
nuevo a la atmósfera, debida principalmente a la
evaporación. Por eso se dice que la cantidad total de agua
que existe en la Tierra se ha mantenido constante.
1.4 ESTRUCTURA
La molécula de agua está formada por dos átomos de
hidrógeno unidos a un átomo de oxígeno por medio de dos
enlaces covalentes.
El ángulo entre los enlaces H-O-H es de 104'5º y la
distancia de enlace O-H es de 0,96 A. (4).
Fig. 1.2. Molécula de agua (5)
La polaridad de la molécula de agua no sólo es
consecuencia de su geometría tetraédrica irregular, sino que
también de la naturaleza de sus átomos: hidrógeno y
oxígeno de alta electronegatividad que le permite atraer con
más fuerza a los electrones del hidrógeno.
(4) LARRAÑAGA Ildefonso, CARBALLO Julio, RODRIGUEZ María del Mar, FERNÁNDEZ
José, “Control e higiene de los alimentos”, s/e, Editorial Cobra, S.L., Madrid – España, 1998.
pg. 456.
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Fig. 1.3. Polaridad del agua (5)
Así la molécula de agua aunque tiene una carga total neutra,
presenta una distribución asimétrica de sus electrones, lo
que le convierte en una molécula polar, el oxígeno se queda
con una carga parcial negativa, mientras que el hidrógeno
queda desprovisto parcialmente de sus electrones y
adquiere una carga parcial positiva.
Por esta razón la molécula de agua se comporta como un
dipolo, así se establecen interacciones dipolo-dipolo entre
las propias moléculas de agua, formándose enlaces o
puentes de hidrógeno. La energía de los puentes de
hidrógeno es aproximadamente un 1% del enlace covalente.
Esta gran diferencia de energía hace la distinción entre el
enlace covalente, que es un enlace químico y por lo tanto
muy fuerte, y el mal llamado enlace de hidrógeno, que sólo
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es una asociación física, porque es una atracción dipolodipolo.
Fig. 1.4 Puente de Hidrógeno (5)
1.5 TIPOS DE AGUA
a) Según sus propiedades para el consumo:
* Potables: Son las aguas que son aptas para el consumo
humano, con un contenido de 0.1% de sólidos totales, debe
ser clara, inodora, neutra.
* No potables: Esta agua presenta condiciones físicoquímicas y caracteres microbiológicos o de radioactividad
tales,
que
impiden
el
consumo
humano.
Dentro de las aguas potables tenemos:
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a) Según la cantidad de minerales que tengan
disueltos:
¾ Duras: son las que tienen minerales como el calcio y el
magnesio. Las aguas duras suelen proceder de fuentes
subterráneas en las que el agua ha tenido que atravesar
diferentes capas de minerales, la disolución y arrastre de
estos minerales es lo que le proporciona la dureza.
¾ Blandas: Son las que tienen muy pocos minerales. Las
aguas de pozo o aquellas que proceden de aguas
superficiales suelen ser aguas blandas.
b) Según la cantidad de sales que tengan disueltos:
™ Agua salada: La concentración de sales es > de 10 000
mg/l. (4)
™ Agua salobre: La concentración del total de sales
disueltas está generalmente comprendida entre 1000 10 000 mg/l. Este tipo de agua no está contenida entre
las categorías de agua salada y agua dulce. (4)
™
(4) LARRAÑAGA Ildefonso, CARBALLO Julio, RODRIGUEZ María del Mar, FERNÁNDEZ
José, “Control e higiene de los alimentos”, s/e, Editorial Cobra, S.L., Madrid – España, 1998.
pg. 457 – 458.
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™ Agua dulce: Agua natural con una baja concentración de
sales, generalmente considerada adecuada, previo
tratamiento, para producir agua potable.
c) Según la procedencia de las aguas:
ƒ Aguas de pozo ordinario: Se habla igual de corrientes
freáticas o subsuelo. Son las llamadas ojos de agua o
manantial, salen a la superficie por presión. Son
resultado de la acción humana.
ƒ Aguas meteóricas: son las aguas de lluvia.
ƒ Aguas superficiales: Son las que proceden de los ríos,
los lagos, los pantanos o el mar. Estas aguas, para que
resulten potables, deben someterse a un tratamiento
que elimina los elementos no deseados, tanto las
partículas en suspensión como los microorganismos
patógenos. Estas partículas son fundamentalmente
arcillas que el río arrastra y restos de plantas o
animales que flotan en ella. A todo ello hay que sumar
los vertidos que realizan las fábricas y las poblaciones.
ƒ Aguas subterráneas: Son aquellas que proceden de un
manantial que surge del interior de la tierra o la que se
obtiene de los pozos. Estas aguas presentan
normalmente un grado de contaminación inferior a las
superficiales, pero, en la mayoría de los casos, deben
tener un tratamiento previo antes de ser aptas para el
consumo humano. El agua de los pozos se utiliza para
el suministro de aguas potables.
(4) LARRAÑAGA Ildefonso, CARBALLO Julio, RODRIGUEZ María del Mar, FERNÁNDEZ
José, “Control e higiene de los alimentos”, s/e, Editorial Cobra, S.L., Madrid – España, 1998.
pg. 457 – 458.
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ƒ Aguas
negras:
Agua
de
abastecimiento
de
una
comunidad después de haber sido contaminada por
diversos usos. Puede ser una combinación de residuos,
líquidos o en suspensión, de tipo doméstico, municipal e
industrial.
ƒ Aguas residuales.: Fluidos residuales en un sistema de
alcantarillado. El gasto o agua usada por una casa, una
comunidad, una granja o una industria, que contiene
materia orgánica disuelta o suspendida.
ƒ Agua bruta: Agua que no ha recibido tratamiento de
ningún tipo o agua que entra en una planta para su
tratamiento.
ƒ Aguas muertas: Aguas en estado de escasa o nula
circulación, generalmente con déficit de oxígeno.
1.6 PROPIEDADES FÍSICAS
El agua es un líquido inodoro e insípido, presenta un color
azul cuando se encuentra en grandes masas.
A la presión atmosférica (760 mmHg) el punto de fusión del
agua pura es de OºC (32ºF) y el punto de ebullición es de
100ºC (212º F).
Cristaliza en el sistema hexagonal, llamándose nieve o
hielo, según se presente de forma esponjosa o compacta,
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se expande al congelarse, es decir aumenta de volumen,
de ahí que la densidad del hielo ( 0,917 g/cc ) es menor
que la del agua y por ello el hielo que se forma flota sobre
el agua líquida. (1).
El agua alcanza su densidad máxima a una temperatura de
4ºC, que es de 1g/cc. (1). Este fenómeno es muy raro,
puesto que casi todas las sustancias se contraen al
solidificarse, permitiendo que los océanos, los lagos y los
ríos recongelen empezando por la superficie y la capa del
hielo que se forma protege a los seres vivos que habitan
dichas aguas.
El agua tienen una capacidad calorífica superior a la de
cualquier otro líquido o sólido con excepción del Litio por
encima de los 100ºC o del yoduro de litio a 50ºC, siendo su
calor específico de 1cal/g (1), esto significa que una masa
de agua puede absorber o desprender grandes cantidades
de
calor,
sin
experimentar
apenas
cambios
de
temperaturas, lo que explica que las grandes masas de
agua tal como los lagos y los mares, cambien de
temperatura mas lentamente que las rocas y el suelo que
constituyen las superficies terrestres y por ello tiendan a
regular del aire absorbiendo grandes cantidades de calor
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durante el período de verano y cediéndolas al enfriarse
durante los meses de invierno.
P. congelación:………………………... 0 oC.
Peso molecular:…………….. 18.016 g/mol
P ebullición:……………………….....100 oC.
Densidad:……………………………. 1g/cc
Temperatura crítica…………...… 374,2ºC
Presión crítica……….…………. 218,4 atm
Calor de fusión………..………….. 80 calg
Calor específico…….……..….. 1 calg (1).
1.7 PROPIEDADES QUIMICAS
a) Acción disolvente: El agua es el líquido que más
sustancias disuelve, esta propiedad se debe a su
capacidad para formar puentes de hidrógeno con
otras sustancias, ya que estas se disuelven cuando
interaccionan con las moléculas polares del agua.
(1)
Paramio
Juan,
“El
agua”,
disponible
en:http://www
monografias
.com
/
propiedades/agua.(fecha de consulta 4 de febrero del 2008).
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Fig. 1.5. Acción disolvente del agua (5)
(1) Paramio Juan, “El agua”, disponible en:http://www
monografias .com / propiedades/agua.(fecha de consulta 4
de febrero del 2008).
La capacidad disolvente es la responsable de dos
funciones importantes para los seres vivos: es el medio en
que
transcurren
las
mayorías
de las reacciones del metabolismo, y el aporte de
nutrientes y la eliminación de desechos se realizan a través
de sistemas de transporte acuosos.
b) Fuerza de cohesión entre sus moléculas: Los puentes de
hidrógeno mantienen a las moléculas fuertemente unidas,
formando una estructura compacta que la convierte en un
líquido casi incompresible.
c) Elevada fuerza de adhesión: El agua por su gran
potencial de polaridad, cuenta con la propiedad de la
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adhesión, es decir, el agua generalmente es atraída y se
mantiene adherida a otras superficies.
Fig. 1.6 Fuerza de adhesión (5)
f) Elevada constante dieléctrica: Por tener moléculas
dipolares, el agua es un gran medio disolvente de
compuestos iónicos, como las sales minerales, y de
compuestos covalentes polares como los glúcidos. Las
moléculas de agua, al ser polares, se disponen alrededor
de los grupos polares del soluto, llegando a desdoblar los
compuestos iónicos en aniones y cationes, que quedan así
rodeados por moléculas de agua. Este fenómeno se llama
solvatación iónica.
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g) Bajo grado de ionización.
De cada 107 de moléculas de agua, sólo una se encuentra
ionizada.
H2O
H3O+ + OHEsto explica que la concentración de iones hidronio (H3O+)
y de los iones hidroxilo (OH-) sea muy baja. Dado los bajos
niveles de H3O+ y de OH-, si al agua se le añade un ácido
o una base, aunque sea en poca cantidad, estos niveles
varían bruscamente.
h) Acción capilar el agua cuenta con la propiedad de la
acción capilar, con la que juntando sus propiedades de
adhesión y cohesión, es capaz de subir por conductos
tubulares pequeños.
1.8 ASPECTO BIOQUIMICO Y NUTRICIONAL
El agua es el compuesto químico más familiar para el ser
humano, el más abundante y el de mayor significación para
la vida.
Su importancia desde el punto de vista químico reside en
que casi la totalidad de los procesos químicos que ocurren
en la naturaleza, no sólo en los organismos vivos,
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animales, y vegetales, sino en la superficie no organizada
de la tierra, así como los que se llevan a cabo en el
laboratorio y en la industria, tienen lugar entre sustancias
disueltas en agua.
Las propiedades del agua son de gran importancia para la
regulación del organismo. El agua por su pequeño tamaño
molecular, puede atravesar las membranas y llegar a todas
partes del organismo, además de ser el solvente universal,
pues la mayor parte de las sustancias
son solubles en
agua.
El agua existe en todos los tejidos del organismo, en
algunos de ellos es el componente más importante,
mientras que en otros el porcentaje de agua es más bajo.
El volumen total de agua en el organismo oscila entre: el
55% del peso corporal, para los obesos, y el 70% para los
delgados. Las dos terceras partes del agua se encuentran
en las células, es decir es intracelular, y la otra tercera
parte fuera de ellas, líquido extracelular (intersticial y
plasma). En el líquido extracelular se divide en: 20% sangre
y 5% plasma. Existe una pequeña cantidad de agua 2,5%
llamada agua transcelular. (6)
(6) LAGUNA José, PIÑA Enrique, “Bioquímica”, 4 th Edición, Editorial Salvat, México,
1991.pg 598-612
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Las tres fuentes principales:
1. Agua visible: constituida por el agua de bebida y
los alimentos líquidos, y es alrededor de 1200 ml.
2. Agua oculta: formada por los alimentos sólidos
entre ellos frutas, verduras, etc. Y es alrededor
de 1000 ml
3. Agua de oxidación: producida por la unión de
hidrógeno provenientes del metabolismo de los
procesos oxidativos y del oxígeno respiratorio, y
es alrededor de 300 ml. (6)
Las principales vías de excreción del agua son:
1. Renal: El riñón excreta en general de 1200 a
1500 ml diarios a través de la orina.
2. Fecal: por medio de las materias fecales se
excreta 100 ml
3. Cutánea: por la piel a través de la sudoración en
situaciones de calor extremo suele perderse
hasta 1000 ml de agua en un día. (6)
Requerimiento diario: El requerimiento diario de agua en
el hombre es de 2000 a 2500ml, en los niños debido a que
su actividad física es mayor es de 160 ml/kg de peso. (6)
(6) LAGUNA José, PIÑA Enrique, “Bioquímica”, 4 th Edición, Editorial Salvat, México,
1991.pg 598-612
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Por supuesto en las siguientes situaciones, esta cantidad
debe incrementarse:
¾ Al practicar ejercicio físico.
¾ Cuando la temperatura ambiente es elevada.
¾ Cuando tenemos fiebre.
¾ Cuando tenemos diarrea.
En situaciones normales nunca existe el peligro de tomar
más agua de la cuenta ya que la ingesta excesiva de agua
no se acumula, sino que se elimina.
1.9 ALTERACIONES DEL METABOLISMO DEL AGUA:
Las principales alteraciones son:
1. Deshidratación
2. Retención
Deshidratación con aumento relativo de sales: La falta
de agua acompañada de aumento en la concentración de
sales se observa en enfermos débiles que por diversas
razones no ingieren agua, observándose una mayor
concentración
de
sales
en
los
líquidos
orgánicos,
proporcional al grado de deshidratación.
Ejemplo: la eliminación glucosa urinaria en los diabéticos,
la glucosa supera el umbral renal y es eliminada por la
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orina, ocupando el agua de reserva, por lo tanto ya no hay
agua para disolver las sales y estas quedan retenidas.
La misma situación sucede con la urea, como producto de
excreción del catabolismo de las proteínas, cuando se
exagera la administración de proteína en enfermos (como
los operados), la eliminación del exceso de urea por el
riñón se logra a costa de la excreción de cantidades
importantes de agua.
Deshidratación con pérdida de sales: La aldosterona es
la hormona producida en la corteza suprarrenal que permite
el cambio de Na por K (retiene Na a cambio de K que sale).
En insuficiencia de la corteza suprarrenal, no hay la
aldosterona por lo tanto la pérdida de sodio por la orina
suele ser la causa primaria del trastorno y aunque se pierde
agua la cantidad de sodio debe ser mayor.
Deshidratación paralela a la pérdida de sales: Se debe
principalmente a la pérdida de líquidos de las secreciones
del aparato digestivo (diarrea, vómito). Esta es la forma de
deshidratación común, se manifiesta por sequedad de la
piel y las mucosas, baja de la presión arterial.
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Retención de agua: También suele ser paralela con la
retención de sales, y es debido a una insuficiencia
cardiaca, cirrosis, enfermedades del riñón, etc. Se
manifiesta con el edema.
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CAPITULO II
2. AGUA DE PISCINA
2.1 DEFINICIÓN
Una piscina es un cuerpo limitado de agua contenido en
una estructura. El agua de la piscina es
generalmente
potable y tratada con la adición de desinfectantes. (7)
2.2 COMO FUNCIONA EL AGUA DE LA PISCINA
El agua de las piscinas se debe someter a algún tipo de
tratamiento para asegurar que está limpia y es apta para el
baño.
El agua se aspira del fondo de la piscina a través del
sumidero, llegando a filtros de remoción gruesos donde se
eliminan pelos, fibras, hojas y otras substancias.
La filtración es la operación más importante del tratamiento.
Una buena filtración reduce el consumo de desinfectantes.
Una mala filtración provoca el consumo de gran cantidad
de desinfectante y la producción de sustancias derivadas
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de la desinfección, como las cloraminas, que pueden tener
carácter irritante o toxico para los bañistas.
Después se añade un floculante
que provoca la
coagulación de materia orgánica, como fibras textiles o
tejido de la piel. Otros incluyen la saliva, restos de jabón y
productos
cosméticos,
grasas.
Cuando
estos
contaminantes son abundantes causan problemas de
turbidez en las aguas. Las partículas flotantes se eliminan
mediante un filtro de arena. Este filtro se regenera
periódicamente. Finalmente el agua retorna a la piscina a
través de las boquillas de impulsión para ser tratada con la
adición del desinfectante (5 mg/l de cloro con recirculación
de 4 horas).
2.3. REQUISTOS MICROBIOLÓGICOS PARA EL
AGUA DE PISCINA
Microorganismo
Limite permisible
S
Aerobios mesofílicos
200 UFC/ml
e
Coliformes totales
Ausencia o < a 3 NMP/ml
Coliformes fecales/ E. coli
Ausencia o < a 3 NMP/ml
g
Enterococo D de Lancefield
Ausencia o < a 3 NMP/ml
ú
Pseudomona aeruginosa
Ausencia o < a 3 NMP/ml
n
Estafilococo aureus
Ausencia o < a 3 NMP/ml
el
Stándard métodos 20 th edición y la Norma DIN
Stándard Alemana 9304/1985 para piscinas.
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2.4
CARACTERISTICAS
FÍSICAS
DEL
AGUA
DE
PISCINA
2.4.1 El pH entre 7,2 – 7,8. (8). Posibles problemas por
desajuste del pH.
Posibles problemas a pH < Posibles problemas a pH >
7,2
•
7,8
Irritación de ojos, piel y
•
mucosas.
•
Inestabilización
mucosas.
de
•
productos clorados.
•
Irritación de ojos, piel y
Consumo elevado de
desinfectante.
Cloración del agua.
•
Bloqueo de filtros.
•
Enturbiamiento.
(8)Norma DIN Stándar alemana 9304/1985.
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2.4.2 La Dureza
La dureza indica el contenido de sales de calcio y
magnesio disueltas en el agua y se mide en ppm de
carbonato cálcico. La dureza ideal oscila entre 150 - 250
ppm. (8) Posibles problemas por desajuste de dureza:
Dureza baja
•
Corrosión
Dureza alta
de
las
•
Bloqueo de filtros.
•
Enturbiamiento.
partes metálicas en
contacto con el agua.
2.4.3 Alcalinidad
Indica el contenido de carbonatos, bicarbonatos y
hidróxidos que contiene el agua. Estas sales actúan como
agentes tampón o reguladores de pH, amortiguando las
fluctuaciones del pH. La alcalinidad oscila entre 80 y 250
mg de carbonato de calcio por litro.(8). Posibles problemas
por desajuste de alcalinidad:
Alcalinidad >250
•
•
•
•
Alcalinidad <80
Agua turbia.
pH alto.
Incrustaciones.
Regulación difícil del
pH.
•
•
•
•
Variaciones bruscas de
pH.
pH bajo.
Corrosión.
Irritaciones.
(8)Norma DIN Stándar alemana 9304/1985.
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2.5 CONTAMINACIÓN DE PISCINAS
El agua es un elemento ideal para el crecimiento y el
desarrollo de muchas y distintas formas de vida, algunas de
ellas patógenas para el ser humano y otra poco salubres. A
diferencia del agua del grifo corriente, el agua de la piscina
está estancada y al aire libre, para más dificultad en su
cuidado nos bañamos en ella y dejamos rastros orgánicos,
a estos residuos orgánicos se suman la contaminación
ambiental, las algas y los hongos amantes de la humedad.
2.6
FACTORES
QUE
FAVORECEN
LA
CONTAMINACIÓN MICROBIOLÓGICA:
a) Temperatura elevada del agua que facilita el
desarrollo de microorganismos: la temperatura es uno
de los factores fundamentales que influyen en el
crecimiento de los microorganismos, ya sea de forma
directa, por las alteraciones que sufre el germen a
diferentes temperaturas, o de forma indirecta,
incrementando o disminuyendo su eficacia.
La mayoría de los microorganismos proliferan a
temperaturas iguales o superiores a 20ºC, aunque se
admite que las células microbianas pueden crecer a
temperaturas comprendidas entre -18ºC y 100ºC. (4)
(4)LARRAÑAGA Ildefonso, CARBALLO Julio, RODRIGUEZ María del Mar, FERNÁNDEZ
José, “Control e higiene de los alimentos”, s/e, Editorial Cobra, S.L., Madrid – España, 1998.pg.
74.
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b) Niveles de desinfectante bajos o ausentes.
c) Las superficies que no son lisas y son de difícil
limpieza y fácil acúmulo de suciedad pueden agredir la
piel mojada y blanda, lo que favorece la penetración
de algunos microorganismos. Por ejemplo la suciedad
en el suelo que rodea a la piscina se adhiere a los
pies de los usuarios y termina en el agua.
d) Los bañistas: cada usuario, tanto si está sano como
enfermo o convaleciente, elimina a través de la piel,
de las mucosas y del aparato genitourinario gérmenes
que se depositan en el agua.
La mayoría de estos gérmenes llegan al agua
envueltos con partículas de piel, de cosméticos y de
protectores solares, por lo que se encuentran muy
protegidos contra los desinfectantes habituales del
agua y eso dificulta su eliminación. Estas partículas se
concentran en la superficie del agua, más próxima a
los bañistas, dónde los desinfectantes se debilitan a
causa de las radiaciones solares.
e) Elementos que caen al agua: Sobre todo en las
piscinas descubiertas el aire arrastra elementos como
tierra, hojas de plantas, insectos vivos y muertos,
contaminación, elementos químicos contaminantes
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que transporta el viento y todo esto termina en
muchas ocasiones en el agua.
f) Elementos del mantenimiento: Los filtros sucios
pueden aumentar la contaminación.
g) La falta de renovación del aire: Las piscinas cubiertas
no se benefician de los efectos depuradores de los
rayos solares, además de la falta de ventilación,
aumenta el riesgo de contaminación.
h) Los no bañistas: contaminan a través del calzado.
Los nadadores son susceptibles de contagio por los
microorganismos en el agua, si esta no es tratada. Por:
¾ La toma del agua
¾ La exposición durante largo tiempo
¾ Un estado inmunitario deficiente del bañista que
favorezca la aparición de la enfermedad.
¾ La piel, es una barrera protectora contra las infecciones,
sin embargo hay que advertir que puede estar sometida
a maceración a causa del baño o puede haber heridas.
¾ Las mucosas, el 50% de las afecciones causadas por el
baño en piscinas se localizan en la rinofaringe, en los
ojos y en el oido, por los motivos siguientes:
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• Irritación de las mucosas (cloro). La vasodilatación
consiguiente del tejido conjuntivo facilita la entrada
del germen.
• Debilitación de la mucosa nasal.
• Cambios bruscos de presión (otitis, sinusitis, etc.).
2.7 ASPECTOS MICROBIOLÓGICOS
Una piscina puede contaminarse durante su utilización y,
por lo tanto, suponer uno peligro para sus usuarios.
Está contaminación se debe a:
a. Bacterias
Según las condiciones ambientales, las bacterias pueden
multiplicarse rápidamente o sobrevivir diversas semanas en
forma de esporas que, al mismo tiempo, pueden volver a
multiplicarse.
b. Virus
Estos gérmenes se desarrollan en células vivas, a las
cuales pueden llegar a destruir. Pueden encontrarse en el
agua y también en los suelos húmedos.
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c. Protozoos
Los parásitos, que viven en organismos vivos (por ejemplo,
las amebas). Los quistes de Giardia lambia son resistentes
a productos clorados.
d. Hongos
Su hábitat normal son las zonas húmedas y pueden
encontrarse en el suelo de los vestuarios, como también en
la ropa, en el calzado, etc, que hayan estado en contacto
con hongos.
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Tabla 2.1. Principales microorganismos patógenos susceptibles de ser encontrados en las
piscinas
Microorganismos
Origen
Protozoos
Telúrico,
Amebas
intestinal
Hongos
Piel (escamas)
contaminados
Patologías
Cutáneas
Agua
Dermatófitos
Piel (escamas
Levaduras
Sitios
Digestivas
Disentería
Diversas
Meningitis
• Micosis
Agua + suelo
(herpes
+ material de
circinado,
animación
mocosas)
ORL
pie de
atleta)
Mohos
• Candidiasis
(aspergillus)
• Infecciones
de los dedos
de los pies
(eritemas,
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pústulas,
ulceraciones
)
Bacterias
Piel, lesiones
Agua (capa,
• Forunculosis • Rinitis
Estafilococos
cutáneas
superficial),
• Piodérmia
• Faringitis
(impétigo,
rebosaderos,
absceso)
canalillos del
• Impétigo
• Anginas,
Estreptococos
vaso
Pseudomona
aeruginosa
Mucosas
Salmonella
(nasofaríngeas)
folicular
• Fiebre
tifoidea y
• Dermatitis
Agua
Colibacilos
otitis
• Conjuntivitis
• Otitis
paratifoide
a, diarreas
Piel, región
perianal
Shigellas
Mycobacterium
(contaminada
Polvos, agua
por gérmenes
de
fecales)
atmosférica
balnel
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alimentación
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• Disentería
• Granuloma
(codo,
rodilla)
bacil-lar
• Neumonía
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Agua + suelo
Legionella
Agua
Virus
Contacto
Poxvirus
directo, toallas
Coronavirus
• Diarreas
contagiosum
y material de
Piel
animación
Rotavirus
Suelo +
Papilomavirus
• Poliomelitis
• Molluscum
Piel y mucosas material de
animación
Poliovirus
• Meningitis
benigna
• Verrugas
• Faringitis
• Diarreas
plantares
(10%
bañistas)
• Epatitis
vírica
• Infecciones
agudas
• Conjuntivitis
epidémica
• Hepatitis A
Agua del vaso
Virus de la
hepatitis A
Adenovirus
(9)
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2.8 INFECCIONES ADQUIRIDAS EN LA PISCINA
Las infecciones dérmicas, de mucosas y gastrointestinales,
son las más importantes al ser estas las vías de entrada de
los gérmenes al organismo en contacto con el agua.
2.8.1 TINEA PEDIS (TIÑA DEL PIE; PIE DE ATLETA)
La tinea pedis es la más prevalente de toda la
dermatofitosis. Se presenta como una infección crónica en
los pliegues interdigitales del pie. Otras variedades son los
tipos
vesicular,
ulceroso
y
en
mocasín,
con
hiperqueratinosis de la planta del pie. Inicialmente hay
prurito, sudoración entre los dedos, mal olor y presencia de
pequeñas vesículas que se rompen y dejan salir líquido.
Las alteraciones suelen empezar entre el 4º y 5º dedo y
pueden extenderse al resto de los dedos, resto y a las
uñas.
2.8.2
TINEA
UNGUIUM
(TIÑA
DE
LAS
UÑAS,
ONICOMICOSIS)
Las manifestaciones más frecuentes de la enfermedad son
el incremento del grosor de la uña, la fragilidad de la
misma, la aparición de estrías y el cambio en la coloración
normal
conviertiéndose
oscurecerse.
La
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en
onicomicosis
/2008
amarillenta
además
pudiendo
produce
en
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numerosas ocasiones dolor, en los casos avanzados, se
produce una completa alteración de la forma de la uña.
2.8.3 TINEA CAPITIS (TIÑA DEL CUERO CABELLUDO)
La infección se inicia con invasión de hifas sobre la piel
cabelluda con propagación subsecuente hacia la pared
queratinizada del folículopiloso.
Aparecen zonas sin pelo y con escamas, a veces con
pústulas y costras, placas circulares de color gris oscuro,
en ocasiones la lesión desprende un olor a amoniaco.
2.8.4 TINEA MANUM (TIÑA DE LAS MANOS)
En las palmas de las manos y bordes de los dedos se
forman placas con descamación y vesículas con o sin
aumento del grosor de la piel. Pueden ser lesiones
parecidas a un eczema de contacto. Los hongos
responsables de estas infecciones son: Trichophyton
rubrum, T mentagrophytes, Epidermophyton floccosum
Microsporum canis. (13).
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2.8.5 CANDIDIASIS SUPERFICIAL
La candidiasis superficial (cutánea o mucosa) se establece
a consecuencia de un incremento en la población local de
cándida y del daño a la piel o el epitelio, que permite la
invasión local por levaduras y las seudohifas. La invasión
por levaduras en la mucosa vaginal produce vulvovaginitis,
caracterizada por irritación, prurito y secreción vaginal. (14)
Otras variantes de candidiasis cutánea incluyen invasión de
la piel. Las partes infectadas se muestran rojas y húmedas
y pueden presentar vesículas. La afección intedigital en los
dedos aparece después de inmersión prolongada y
repetida en el agua, es más común en los nadadores
profesionales.
2.8.6 IMPETIGO
El impétigo, una infección cutánea contagiosa que
generalmente cursa con ampollas o úlceras en la piel de
cualquier parte del cuerpo, aunque suele aparecer en la
nariz y la boca, las manos y los antebrazos.
Generalmente está provocado por una de dos bacterias: el
estreptococo del grupo A o el estafilococo (Staphylococcus
aureus). Cuando el impétigo está provocado por el
estreptococo del grupo A, inicialmente se manifiesta
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mediante pequeñas ampollas que acaban reventando y
dejan pequeñas áreas de piel roja y húmeda que pueden
supurar. Gradualmente, el área afectada se cubre de una
costra (“costras mielicericas”) de color amarillo sucio,
gruesas. El impétigo provocado por el estafilococo cursa
con ampollas de mayor tamaño que están llenas de líquido,
primero transparente y luego turbio. Esta lesión comienza
como un grupo de ampollas pequeñas que revientan,
seguido de supuración y formación de una costra gruesa,
color café o miel, que se adhiere firmemente a la piel.
2.8.7 VERRUGAS PLANTARES
Las verrrugas son producto de la infección por el virus del
papiloma humano
(VPH). Existen más de 100 serotipos distintos que tienen
predilección por diferentes áreas del cuerpo.
Los serotipos más frecuentemente implicados en las
verrugas plantares VPH serotipos1, 4; las planas VPH por
los serotipos 3, 10, 28, 41 y las palmares VPH serotipo 7.
(14). La humedad, hace que los poros de la piel se dilaten y
de esta manera facilita la penetración del virus a través de
la piel. Piscinas, playas, duchas, vestuarios son los
responsables de muchos contagios.
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El periodo de incubación va desde 4 semanas a 20 meses.
Son lesiones pequeñas de color de la piel, tienen la
apariencia de una coliflor y pueden tener pequeñas
manchas negras en su superficie, se trata de capilares que
provocan el sangrado de la lesión. Pueden llegar a tener
2cm de diámetro por uno de profundidad. Como resultado
de la presión constante del peso del cuerpo, estas verrugas
penetran en el tejido plantar como si de un clavo se tratase,
comprimiendo las terminaciones nerviosas y provocando
dolor.
2.8.8 FORUNCULOSIS
Es una infección estafilocócica local, pero profunda de la
piel. Consiste de varios forúnculos que se desarrollan
juntos, los cuales se expanden y se juntan para formar una
masa más grande, usualmente del tamaño de una arveja,
inflamadas rosadas o rojas. (18)
Los forúnculos se desarrollan lentamente y pueden ser tan
profundos que no drenan por su propia cuenta. Fiebre y
fatiga ocasionalmente.
Las infecciones de la piel por estafilococo son contagiosas;
pueden propagarse a otras áreas del cuerpo y también
pasar a otras personas.
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2.8.9
CONJUNTIVITIS
DE
LAS
PISCINAS
O
DE
INCLUSIÓN
Se trata de un tipo de conjuntivitis infecciosa. Comienza
con la inflamación de la conjuntiva y que se extiende a la
parte anterior del globo ocular. Suelen acompañarse de
una secreción abundante, amarillenta, enrojecimiento,
picazón y edema de los párpados, visión borrosa o
nublada. (9)
Causada por:
* Bacterias: Los Staphylococcus aureus, y los
Estreptococos.
* Virus: El Adenovirus.
*También puede ser provocada por contacto con
sustancias
irritantes
(jabones,
suciedad
y
especialmente el cloro de las piscinas).
2.8.10 OTITITS EXTERNA U OÍDO DE NADADOR
El oído de nadador (otitis externa) es bastante común y
consiste en la inflamación, irritación o infección del
conducto auditivo externo (tubito que conduce los sonidos
desde el exterior del cuerpo hasta el tímpano).
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No es contagiosa y afecta sobre todo a las personas que
pasan mucho tiempo en el agua.
Cuando el agua entra al oído, puede arrastrar bacterias y
hongos. Usualmente el agua vuelve a salir; el oído se seca,
y las bacterias y hongos no causan problemas.
Pero a veces el agua permanece atrapada en el conducto
auditivo externo y la piel queda húmeda.
Causada por:
•
Bacterias:
Estafilococo
aureus,
Pseudomona
aeruginosa responsable del 70% de los casos y
Escherichia coli.(9)
•
Hongos: El agente mas frecuente es el Aspergillus
niger. También la Cándida albicans. (9)
El dolor de oídos suele aparecer después de nadar o de
haber estado sumergido bajo el agua, es intenso, a veces
también duele al masticar, y el dolor puede ir precedido de
picor. También puede empezar a supurar un líquido que al
principio será transparente pero después es posible que
adopte un aspecto turbio y un color amarillento o purulento.
Es posible que la audición se vea afectada temporalmente.
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2.8.11 DISENTERÍA
La disentería es una enfermedad infecciosa asociada a
dolor abdominal, fiebre, diarrea acuosa con moco y sangre,
astenia, mialgia, cefalea, vómito, inflamación y ulceración
de la boca.
Hay dos grandes tipos:
Shigelosis o disentería bacilar causada por Shigella:
•
•
El agua es el vehículo de causa más común
•
Periodo de incubación: 1-3 días
•
Dosis infectante: de 10 a 100 células
•
Tasa de ataque: 1 - 50 %
•
Letalidad: 0.7 – 12 %
•
La forma de contagio es la fecal-oral
Disentería amebiana o amebiasis, causada por la
ameba Entamoeba histolytica.
2.8.12 GASTROENTERITIS
La inflamación de la mucosa del estómago se denomina
gastritis, mientras que la de los intestinos se conoce como
enteritis. Cuando son ambos órganos los afectados se
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produce una gastroenteritis, que es la irritación e
inflamación del conjunto del tracto digestivo.
Producida por:
•
Bacterias:
Escherichia
Campylobacter
Salmonella
coli
jejuni/coli,
sp.,Shigella
enterotoxigénico,
Yersinia
sp,
enterocolitica,
Enterococo
D
de
Lancefield.
•
Virus:
Rotavirus,Astrovirus,Calicivirus,
Enterovirus,
Adenovirus,
Coronavirus,
Reovirus,
Norovirus
(también conocidos como virus de Norwalk)
y el
Coxsackie.
•
Parasitos: Giardia lambia.(20)
Los síntomas a menudo comienzan con pérdida de apetito,
náuseas
o
vómitos.
Pueden
presentarse
murmullos
intestinales audibles, retortijones y diarrea moderada a
intensa con o sin presencia de sangre y moco. La persona
puede tener fiebre, sentirse decaída, sufrir dolores
musculares y notar cansancio extremo. Junto con los
líquidos
corporales
se
pierden
los
electrólitos,
particularmente el sodio y el potasio.
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2.8.13 Hepatitis A
La hepatitis A es una enfermedad infecciosa producida por
el Virus de Hepatitis A (VHA) que provoca una inflamación
aguda del hígado en la mayoría de los casos. (14).
La hepatitis A se propaga por medio de la agua
contaminada con hepatitis A (en las áreas del mundo
donde la higiene o las condiciones sanitarias son malas) .
El Virus de Hepatitis A (VHA) es un virus hepatotrópo que
no siempre produce hepatitis aguda, sintomática o ictérica.
Puede producir una hepatitis fulminante en un porcentaje
inferior al 5 % de los infectados o puede ser asintomática.
El periodo de incubación es de 30 días, los principales
síntomas son: náuseas, fiebre, perdida el apetito, fatiga,
ictericia, orina oscura, prurito generalizado, heces de color
claro.
2.9 TRATAMIENTO DEL AGUA DE PISCINA
2.9.1 DESINFECTANTES
2.9.1.1CLORO
El cloro mata patógenos como las bacterias y los virus,
rompiendo
las
uniones
químicas
moleculares.
Los
desinfectantes usados para esta aplicación consisten en
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compuestos de cloro que pueden intercambiar átomos con
otros compuestos, como enzimas en bacteria y otras
células. Cuando las enzimas entran en contacto con el
cloro, uno o mas de los átomos de hidrógeno es substituido
por el cloro. Esto provoca que la molécula se transforme o
se rompa. Si la enzima no funciona correctamente, causa
la muerte de la célula o bacteria.
Cuando se añade cloro al agua, se forma acido
hipocloroso: La formación de este ácido (cloro activo) se
potencia si el pH es bajo.
Cl2 + H2O -> HClO + H+ ClEl ácido hipocloroso se descompone en ácido clorhídrico y
oxígeno atómico. El átomo de oxígeno es el que le da el
poder desinfectante al cloro.
HCLO -> HCl + ½ O2
Los factores que determinan la efectividad de la
desinfección del cloro:
ƒ Concentración de cloro,
ƒ Tiempo de contacto,
ƒ Temperatura,
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ƒ Cantidad y tipos de microorganismos,
ƒ Concentración de materia orgánica en el
agua.
2.9.1.1.1 Demanda de cloro
Cuando vierte cloro al agua de la piscina ya sea en forma
de pastillas de cloro lento o de larga duración, parte de ese
cloro reacciona con los contaminantes y otra parte sobra.
La parte que reacciona químicamente se la denomina
“demanda de cloro”, es decir la cantidad mínima de cloro
que se necesita para provocar la oxidación de todos los
residuos orgánicos del agua de la piscina.
Nunca es aconsejable verter solo la cantidad demandada
ya que si no acertamos podemos dejar sin desinfectar la
piscina y sin cloro residual, lo que provocara que los restos
orgánicos
vivos
reproducirse
(algas,
rápidamente
microorganismos)
y
no
solo
puedan
eso,
los
microorganismos que no han sido eliminados también
podrán alimentarse con los residuos orgánicos que no han
sido oxidados.
En la fase AB todo el cloro que se añade es empleado en
combinarse
con
la
materia
orgánica
por
lo
que
consecuentemente el nivel de cloro residual es cero.
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2.9.1.1.2 Cloro residual libre
El cloro residual libre es la cantidad de cloro en el agua
en forma de ácido hipocloroso o hipoclorito. Es muy útil
ya que mantiene la piscina clorada hasta el nuevo
vertido.
En las piscinas con dosificador automático o pastillas de
cloración lenta, parte del cloro va reaccionando con las
materias orgánicas y parte de los nuevos vertidos
mantienen constante el cloro residual libre.
Al llegar a la fase BB’, el nivel de cloro residual aumenta,
pero todo este cloro se encuentra combinado.
2.9.1.1.3 Cloro activo combinado
El cloro combinado es un término genérico para determinar
los subproductos de las reacciones entre el cloro libre
activo con contaminantes orgánicos e inorgánicos de
nitrógeno.
Estos
contaminantes
son
generalmente
causados por los bañistas a través de excreciones, salivas,
restos de cremas, etc
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Son productos que tienen un bajo poder desinfectante y
producen un olor desagradable. Estos compuestos son los
causantes del llamado olor a piscina.
De B’ a C el cloro añadido se emplea en destruir las
cloraminas por lo que el cloro residual medido disminuye
hasta llegar a un mínimo en C llamado punto de ruptura.
Para alcanzar este punto de ruptura, se utiliza una supercloronizacion. Para ello, se utilizan concentradores de cloro
superior a 1mg/l de la concentración necesaria para la
desinfección.
A partir de este punto, todo el cloro añadido se emplea en
aumentar el cloro residual que se encontraría como cloro
libre y con mayor poder desinfectante que el cloro
combinado. Debe por tanto superarse este punto de
ruptura para tener cloro libre residual en la piscina y que el
cloro combinado sea el mínimo posible.
Una forma de eliminar los subproductos del cloro, tanto
trihalometanos,
como
cloraminas
y
todo
tipo
de
compuestos derivados del cloro es sustituir la precloración
antes del punto de ruptura C por otro agente oxidante como
el ozono que no forme estos subproductos. El ozono oxida
por completo toda la materia orgánica presente en el agua
por lo que la pequeña cantidad de cloro que se añada
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posteriormente pasa inmediatamente a cloro libre residual
dejando su propiedad desinfectante al agua.
2.9.1.1.4 Efectos del cloro para la salud
Las reacciones del cuerpo humano al cloro depende de la
concentración de cloro presente en el aire, la duración y
frecuencia de exposición.
El cloro reacciona con la materia orgánica del agua
formando una serie de compuestos derivados del cloro que
pueden resultar muy molestos y malolientes. De estos
compuestos, los más perjudiciales son los llamados
trihalometanos, de carácter cancerígeno para la salud
humana, el triclorometano o cloroformo (CHCl3), que
tradicionalmente era usado como anéstesico pero dejó de
utilizarse debido a su toxicidad. Estos compuestos tóxicos
traen asociados riesgos de cáncer de colon y vejiga y
daños en el riñón y en el hígado.
También pueden formarse otros subproductos perjudiciales
como compuestos orgánicos volátiles, cloritos, ácidos
cloroacéticos o cloruro de cianógeno.
Los efectos varían entre la tos y dolores en el pecho,
irritación de ojos y piel hasta la acumulación de fluidos en
los
pulmones.
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Los
nadadores
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profesionales
están
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expuestos durante muchas horas al agua de las piscinas.
Además durante su entrenamiento el esfuerzo físico que
realizan es muy alto. La inhalación es mucho más profunda
y poderosa que los nadadores ocasionales. Inhalan más
aire y absorben mas productos del cloro. Muchos
nadadores profesionales sufren de problemas como asma,
los niños también son afectados ya que inhalan más aire
por unidad de masa que los adultos.
Las piscinas desinfectadas a base de gas cloro pueden
producir acido hidroclórico con la exposición a la luz del sol,
son la causa de que los valores de pH disminuyan, cuando
estos son menores de 3.6, los bañistas pueden sufrir
abrasión dental. El esmalte de los dientes se disuelve
haciendo que los dientes sean mas flojos y sensibles.
En la investigación llevada a cabo en Holanda en 2001
refiere a la condiciones de trabajo en las piscinas. La
investigación muestra que muchas personas que trabajan
en las piscinas están afectados por fatiga, perdida de
memoria, catarros continuos, problemas en la voz, irritación
de los ojos, dolores de cabeza, dolores de garganta,
irritación de la piel e inflamaciones. También se pueden
ocasionar problemas de fertilidad. Todos estos problemas
son normalmente causados por las condiciones de trabajo.
Los trabajadores están expuestos durante largo tiempo a
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altas temperaturas, ambientes húmedos y expuestos a
subproductos
volátiles
químicos.
La
ventilación
es
generalmente insuficiente y los productos volátiles de
desinfección se mantienen. Normalmente estos problemas
son
reversibles.
La
utilización
de
desinfectantes
alternativos que producen menos subproductos de la
desinfección y aumento de la ventilación previene o al
menos minimiza los problemas.(22).
2.9.1.2 OZONO
El ozono (oxígeno triatómico) es un gas desinfectante muy
activo, que actúa por oxidación. Es irritante de los ojos y el
tracto respiratorio. Se genera "in situ" con un generador
eléctrico que transforma parte del oxigeno en ozono y
proporciona aproximadamente 20 g de ozono/m3 de aire.
La dosis mínima para su actividad desinfectante es 0,4 mg
de ozono/l de agua con un contacto mínimo de 4 minutos.
Para que el agua de piscina tenga poder desinfectante
residual, es necesario una desinfección complementaria
con otro desinfectante autorizado.
2.9.1.3 IONIZACIÓN COBRE/PLATA
El agua se hace circular a través de una unidad ionizadora
en la cual hay un número determinado de electrodos de
cobre y plata. Los dos metales son liberados en el agua en
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forma de iones. Estos iones tienen propiedades floculantes
y desinfectantes. Los iones de cobre fijan las partículas en
suspensión y forman flóculos que son retenidos por el filtro.
Los iones de plata tienen poder desinfectante actúan como
bactericidas, alguicidas y fungicidas.
2.9.1.4 ELECTRO CLORACIÓN SALINA
O también llamado cloración salina, es un sistema que
genera cloro a partir de agua salada o sal. Las células
electrolíticas se instalan en la línea de filtro, justo antes de
que el agua filtrada entre en la piscina. El proceso de
electrolisis convierte las sales del agua en hipoclorito de
sodio. La concentración optima de sal es de 1.5 – 3 g/litro.
El sistema puede aplicarse en piscinas con capacidades de
hasta 200 m3. Con este sistema no se necesita cloro
adicional.
2.9.2FLOCULANTES
Son unos productos químicos que agrupan las partículas
coloidales
que
están
en
suspensión
en
el
agua,
favoreciendo su decantación en un filtro o en el fondo de
las piscinas en forma de flóculos. Los productos más
utilizados son los siguientes.
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2.9.2.1 SULFATO DE ALUMINIO
Para que se forme el flóculo (hidróxido de aluminio) es
necesaria la suficiente alcalinidad en el agua. Es muy
estable en cualquier forma de almacenamiento. Las
soluciones floculantes se aplican en dosis de 5 a 20 g/m3.
2.9.2.2 POLIHIDROXICLORURO DE ALUMINIO
Se utiliza en soluciones estabilizadas y tiene la propiedad
de que forma siempre el flóculo independientemente del pH
de agua. Tiene una buena actividad cuando se aplica en
dosis de 0,5 a 2 g/m3.
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CAPITULO III
METODOLOGÍA
3. 1 MUESTREO PARA EL ANÁLISIS
MICROBIOLÓGICO DE EL AGUA DE PISCINA
El muestreo en Microbiología consiste principalmente en
obtener una muestra representativa para su análisis
inmediato y conseguir resultados fiables sobre su estado
higiénico, es necesario que la muestra en el momento de
su análisis reúna las mismas condiciones microbiológicas
que tenía al ser muestreada.
Por esta razón se necesita una serie de cuidados y
precauciones que se deben observar minuciosamente,
para la exactitud de los resultados, teniendo tanta
importancia la recolección, almacenamiento, transporte y
preparación de la muestra como el análisis mismo.
3.1.2NÚMERO DE MUESTRAS
Se procesan un total de 30 muestras recogidas los días:
lunes, miércoles, viernes, por diez semanas. La hora de
muestreo osciló entre las 11:00 y las 13:00 horas.
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3.1.2 MÉTODO DE MUESTREO
El método seleccionado para la toma de la muestra fue el
muestreo aleatorio simple, considerando a la piscina como,
una población finita, de la que se desea extraer una
muestra. Este proceso de extracción es tal que garantiza a
cada uno de los elementos de la población la misma
oportunidad de ser incluidos en dicha muestra.
3.1.3 EQUIPO
¾ Frascos adecuados para la recolección de la muestra,
esterilizables y protegidos convenientemente.
¾ Autoclave para esterilizar a 121ºC.
¾ Pinzas estériles para sujetar el frasco y extraer el
tapón bajo el agua.
¾ Etiquetas y material para marcar las muestras.
3.1.8REACTIVOS
¾ Tiosulfato de sodio. Solución al 10% de NaS2O3.
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3.1.5 CONDICIONES PARA EL MUESTREO
™ Recipientes: Use frascos de capacidad entre 120 a
480ml, que resistan la esterilización.
™ Decloración: Los frascos que se destinan para la
recolección de muestras de agua con cloro residual
deben llevar un agente declorador. El tiosulfato de
sodio es un agente de decloración satisfactorio. Su
presencia en
el momento de la recolección de la
muestra de agua clorada neutraliza el cloro durante el
tiempo que la muestra se encuentra en tránsito al
laboratorio. En tales condiciones, es probable que el
análisis microbiológico indique el verdadero contenido
de microorganismos en la muestra al momento del
muestreo.
El tiosulfato de sodio se debe agregar al frasco de muestra,
limpio y seco antes de la esterilización, en una cantidad
que proporcione una concentración de 100mg/l. Esta se
puede conseguir agregando 0,1 ml de solución de tiosulfato
al 10% en un frasco de 120 ml 0 0,4ml para un frasco de
480ml. A continuación, se tapa el frasco, se cubre y se
esteriliza. (7)
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™ Volumen de la muestra: Debe ser suficiente para
realizar todos los ensayos que se requieren, de
preferencia no menor a 100ml.
™ Datos de identificación: Todas las muestras deben ir
acompañadas de datos completos y exactos de
identificación y descripción.
(7) American Public Health Asociation, “Standar Métodos para el análisis de agua y
aguas contaminadas”, A.P.H.A, 20 th Edición, U.S.A, PC, 1985.pg.29
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3.1.6 PROCEDIMIENTO
1. Procurar que las muestras sean, en realidad,
representativas del agua en estudio, que no se
contaminen en forma alguna después del muestreo
antes del examen.
2. No destapar el frasco de muestra sino hasta el
momento del muestreo. Quitar el tapón con todo
cuidado para evitar que se ensucie; durante el
muestreo no tocar el interior, el tapón, ni la boca del
frasco; debiéndose protegerlos de la contaminación.
3. Cuando se toma la muestra, dejar un espacio de
aire en el frasco, para facilitar el mezclado de la
muestra por agitación, como paso previo a su
examen.
4. El punto para tomar muestras para evaluar la
contaminación debe ser agua abajo, lo suficiente
para
asegurar
la
mezcla
completa
de
la
contaminación y el agua, lo mas recomendado es
1m de profundidad.
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5. Introducir el frasco, retirar la tapa cuidadosamente,
llenarlo lentamente, con la boca del frasco siempre
delante de la mano, volver a colocar la tapa.
3.1.7TRANSPORTE
Y
CONSERVACIÓN
DE
LAS
MUESTRAS
Una vez tomada las muestras, se empaquetan de forma
adecuada, para evitar su rotura o deterioro.
El espacio de tiempo transcurrido entre la toma de
muestras y el comienzo del análisis en el laboratorio debe
ser lo más corto posible, para que en los resultados de los
análisis quede reflejada, con la mayor fidelidad, la flora
que, cualitativa y cuantitativamente, estaba presente en el
agua en el momento del muestreo.
3.2. MÉTODOS DE ANÁLISIS
3.2.1 PREPARACION DE DILUCIONES DECIMALES
La preparación de diluciones decimales a partir de una
muestra tiene por objeto efectuar diluciones progresivas de
dicha muestra, para poder realizar recuentos microbianos
posteriores.
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3.2.2 DILUYENTE
La característica principal del diluyente es que no produzca
modificaciones cualitativas ni cuantitativas en la flora del
agua que va a ser analizada, es decir, que mantenga lo
más fielmente posible la flora de la muestra, sin suprimirla
ni favorecer su desarrollo.
Para esta investigación se utilizó Agua de peptona 0,1 %:
COMPOSICION:
Peptona……………..0,1g
Agua destilada……100ml(23)
3.3.3 TÉCNICA
™ Medir, asépticamente, 25 ml de la muestra, añadir
225ml de agua de peptona al 0,1% para obtener la
dilución de 1:10, homogenizar.
™ A un tubo que contenga 9 ml de agua de peptona al
0,1% se transfiere 1ml de la dilución 1:10, mezclar.
Así se obtiene la dilución 1:100.
™ De la mezcla anterior y con una nueva pipeta estéril,
se incorpora 1ml a otro tubo que contenga 9ml de
(23) PASCUAL A. María del Rosario, “Metodología analítica para alimentos y bebidas”, s/e,
Editorial Díaz de Santos S.A., Madrid – España, 1992.pg.11
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™ agua de peptona al 0,1%, mezclar y así obtiene la
dilución de 1:1000.
3.3 TÉCNICA DEL NÚMERO MÁS PROBABLE DE
MICROORGANISMOS
(NMP)
Y
DE
LOS
TUBOS
MULTIPLES
3.3.1 Fundamento:
El conteo de bacterias por el método del Número Más
Probable (NMP) proporciona una estimación de los
organismos viables existentes en un sustrato. Este
concepto debe manejarse para una adecuada enumeración
de microorganismos, bajo las siguientes condiciones:
¾ Los microorganismos se distribuyen de un modo
homogéneo y al azar en el medio que los contiene.
¾ Fracciones iguales (muestras) que puedan separarse
del medio original contendrán igual número de células.
¾ Las
células
se
consideran
como
entidades
independientes. El método perderá exactitud si se
presentan agrupaciones celulares.
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¾ En caso de que se encuentren una sola célula, el
medio de cultivo empleado permitirá detectarla en
función de su crecimiento.
La técnica permite inocular tres o cinco tubos del mismo
nivel de diluciones de un banco de diluciones decimales de
la muestra; los límites de confianza son más precisos
conforme aumentan el número de tubos (Hasta 15 tubos)
por nivel, la información es más satisfactoria cuando el
mayor inóculo de muestra estudiada presenta gas en
alguno o en todos los tubos y el más pequeño evidencia
gas en ninguno o en la mayoría de los tubos.
Este método es más sensible que el Recuento Estándar en
Placa (R.E.P), porque pueden analizarse muestras de baja
densidad (menos de 10 células por ml) de microorganismos
y de un tamaño significativo.(7)
3.3.2 CÁLCULOS PARA LA TÉCNICA DEL N.M.P:
La densidad bacteriana puede calcularse mediante fórmula
o por medio de la tabla del NMP que utiliza el número de
tubos positivos en las diluciones múltiples.
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Para obtener el N.M.P. procedemos de la siguiente
manera:
Anotar el número de tubos positivos de cada una de las
disoluciones; por ejemplo:
Dilución 1:10= 2 tubos positivos
Dilución 1:100= 2 tubos positivos
Dilución 1:1000= 0 negativo
Buscar en la tabla del N.M.P. con el código igual a 220
correspondientes a los tubos positivos confirmados en el
ensayo, donde se obtendrá el recuento por mililitro de
muestra. Ejemplo: código 220= 21 NMP/ml
Para combinaciones que no aparecen en la tabla puede
calcularse mediante la siguiente fórmula de Thomas: (7).
Por ejemplo:
Dilución 1:10 (10 ml de muestra en cada tubo)= 2 tubos
positivos
Dilución 1:100 (1 ml de muestra en cada tubo)= 2 tubos
positivos
Dilución 1:1000 (0,1 de muestra en cada tubo)= 2 tubos
positivo
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Nº de tubos positivos x 100
NMP/ml=
ml de muestra en
x ml de muestra en
los tubos negativos
todos los tubos
Nº de tubos positivos= 6
ml de muestra en los tubos negativos= 11,1 ml
ml de muestra en todos los tubos= 33,3 ml
6x100
NMP/ml=
(11,1x33, 3)
NMP/ml=31
Cuando se utilizan diluciones diferentes se usa la siguiente
fórmula de corrección:
N° leído en la tabla x 10
NMP/ml=
Dilución inicial
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3.4 DETERMINACIÓN DE COLIFORMES TOTALES,
FECALES Y ESCHERICHIA COLI POR LA TÉCNICA DEL
NÚMERO MÁS PROBABLE (NMP) Y DE LOS TUBOS
MULTIPLES.
MÉTODO: Stándar métodos 20 ª edición
3.4.1 Fundamento de la identificación de bacterias
coliformes:
Las bacterias coliformes totales pertenecen a la familia
Enterobacteriacea incluye muchos géneros: Escherichia,
Shigella, Salmonella, Enterobacter, Klebsiella, Serratia,
Proteus, que representan contaminación fecal y no fecal,
su hábitat es el suelo, las heces de los seres humanos y de
los animales.
Son un grupo de bacilos gramnegativos aerobios y
anaerobios facultativos, no esporulados, dotados de
motilidad por flagelos perítricos o carecen de motilidad,
crecen sobre peptona o medios con extracto de carne,
fermentan la lactosa con producción de ácido y gas, mas o
menos en un periódo de 48 horas y con una temperatura
de incubación comprendida entre 30-37ºC. (23).
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La presencia de Escherichia coli (coliformes fecales) en el
agua de la piscina, es una indicación de que el material
fecal ha entrado en la piscina por medio de piel
contaminada, materia fecal que ha accidentalmente o
deliberadamente se introdujo, o por el abastecimiento de
agua contaminada. También indica que el tratamiento no
ha conseguido eliminar esta contaminación.
Desde el punto de vista bioquimico E. coli puede producir
indol a partir de triptofano, es positivo a la prueba rojo de
metilo, no utiliza el citrato como fuente de carbono, produce
aproximadamente igual cantidad de CO2 y de H2 a partir
de la glucosa, produce un resplandor metálico en el medio
de EMB, son microorganismos con movilidad, capaz de
crecer a temperatura de 44. 5 ºC. (4)
3.4.2 MEDIOS DE CULTIVO:
o SIM.- Medio para comprobar formación de sulfuro e
indol y motilidad de E.coli.
COMPOSICIÓN:
Peptona de caseína………………… 20 g
Peptona de carne………………….. 6.6 g
Citrato de amonio y hierro (III)……. 0.2 g
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Tiosulfato sódico………………….....0.2g
Agar-agar ……………………………...3 g
Agua destilada…………………...1000ml (24)
o Caldo lactosado biliado verde brillante (LBVB): Medio
para el enriquecimiento selectivo y numeración de E.
Coli mediante la determinación del título, o según la
técnica N.M.P.
La bilis y el verde brillante inhibe notablemente el
crecimiento de la flora indeseable acompañante, incluso
Clostridios degradadores de la lactosa. La fermentación de
la lactosa con formación de gas que es un indicativo de la
presencia de E. coli, los restantes coliformes no fecales
también crecen en este medio, pero casi siempre sin
formación de gas.
COMPOSICIÓN:
Peptona ……………….……..10g
Lactosa ……………………...10 g
Bilis de buey desecada...…. 20 g
Verde brillante………. .0,01 33 g
Agua destilada ………….1000ml (7)
(24)MERCK, “Manual de medios de cultivo”, 1994.pg.434
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Disolver los ingredientes, mezclar cuidadosamente y
caliente para disolver, distribuir en tubos de ensayo con
campana Durham a razón de 10 ml. Esterilizar en
autoclave a 121ºC durante 15 minutos. (7)
o Caldo EC: Medio para la demostración selectiva de
coliformes y de E. coli en tanto que el contenido en
lactosa favorece a las bacterias lactosa-positivas,
especialmente coliformes y E. coli las sales biliares
inhiben notablemente el crecimiento de gérmenes Gram
(+) o de especies microbianas no adoptadas al medio
ambiente intestinal.
COMPOSICIÓN:
Peptona de caseína o tripticasa………….…… 20 g
Lactosa………………………………….………….5 g
Mezcla de sales biliares……………………….1 .5 g
Cloruro de sodio ……………………………….....5 g
Fosfato monopotásico …………………….…..1 .5 g
Fosfato dipotásico…………………………….…. 4 g
Agua destilada………………………...... 1000ml(7)
(7) American Public Health Asociation, “Standar Métodos para el análisis de agua y
aguas contaminadas”, A.P.H.A, 20 th Edición, U.S.A, PC, 1985.pg.80
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Adicionar
los
ingredientes
al
agua,
mezclar
cuidadosamente y caliéntese para disolverlos. Antes de
esterilizar, colóquese la mezcla en los tubos con campana
Durham y en cantidad suficiente para que cubra, al menos
parcialmente la campana. Luego esterilize a 121ºC por 15
minutos.(7)
o Laurel sulfato triptosa de doble concertación (LST):
Medio selectivo para el ensayo previo, orientativo de
coliformes y para el enriquecimiento selectivo de
microorganismos en la investigación de agua. Por su
elevada calidad nutritiva y al tampón de fosfato que tiene
este medio de cultivo garantiza el rápido crecimiento y la
intensa formación de gas.
COMPOSICIÓN:
Triptosa…………………………………20,0g
Lactosa…………………………………..5,0g
Cloruro sódico…………………………..5,0g
Laurilsulfato, sal sódica………………..0,1g
Hidrogenofosfato dipotásico…………2,75g
Dihidrogeno fosfato potásico……..….2,75g
Agua destilada………………………..500ml (7)
Mezclar cuidadosamente y caliénte para disolver. Ajustar el
pH a 7,1. Distribuir en tubos con campana Durham a razón
de 10 ml. Esterilizar en autoclave a 121ºC durante 15
minutos.(7)
(7) American Public Health Asociation, “Standar Métodos para el análisis de agua y
aguas contaminadas”, A.P.H.A, 20 th Edición, U.S.A, PC, 1985.pg.80
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o Agar eosina- azul de metileno lactosa- sacarosa (EMB):
Agar selectivo para demostración y aislamiento de
enteróbacterias patógenas.
COMPOSICIÓN:
Peptona……………….…10,0g
Fosfodipotásico………….2,0g (24)
Lactosa……………………5,0g
Sacarosa………………….5,0g
Agar………………..........13,5g
Eosina…………………….0,4g
Azul de metileno………..0,,5g
Agua destilada……...1000ml (24)
Mézclar cuidadosamente y caliénte para disolver. Distribuir
en cajas petri a razón de 20 ml. Esterilizar en autoclave a
121ºC durante 15 minutos. (24).
3.4.3 TÉCNICA: Coliformes totales
o Se prepara en una gradilla de tres series de tres tubos
cada una. Cada tubo contendrá 10 ml de caldo lauril
sulfato triptosa (LST de potencia doble). En cada uno
de los tubos de la primera serie, se vierte 1 ml de la
dilución de la muestra al 1:10.En cada uno de los tubos
(7) American Public Health Asociation, “Standar Métodos para el análisis de agua y
aguas contaminadas”, A.P.H.A, 20 th Edición, U.S.A, PC, 1985.pg.80
(24)MERCK, “Manual de medios de cultivo”, 1994.pg.434
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de la segunda serie, se vierte 1 ml de la dilución de la
muestra al 1:100. En cada uno de los tubos de la
tercera serie, se vierte 1 ml de la dilución de la muestra
al 1:1000.
o Incubar las tres series a 37°C por 24 y 48 horas, con las
tapas flojas para permitir el intercambio de oxígeno y
así favorecer a la reacción de la fermentación de la
lactosa.
o Transcurrido dicho tiempo se realiza una primera
lectura de los tubos agitándose suavemente cada tubo
para observar así la producción de gas en la campana
de Durhan o un desarrollo de ácido (color amarillo), silo
hay, la prueba presuntiva es positiva en caso contrario
se reincuba otras 24 horas y se examina al final de
dicho tiempo registrándose la presencia o ausencia de
gas o ácido.
o Confirmar la presencia de coliformes, de los tubos
positivos de (LST), transfiriendo una asada a caldo bilis
verde brillante (LBVB), incubar a 37ºC por 24-48 horas.
o Realizar una primera lectura a la 24 horas, agite los
tubos, observar así la producción de gas en la campana
de Durhan, silo hay, la prueba es positiva en caso
contrario se reincuba otras 24. En caso de no
registrarse crecimiento con gas se considera la prueba
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como negativa. Si hay resultado para calcular el N.M.P.
de gérmenes por ml de muestra se anota el número de
tubos positivos que aparecen en cada una de las
diluciones y procedemos a buscar en la tabla de
posibilidades.
o Para
establecer
definitivamente
la
existencia
de
bacterias coliformes, usando una asa, transfiera una
asada de cada tubo positivo en caldo bilis verde
brillante a cajas con agar EMB o Endo, incubar 48h a
37ºC. Observar las colonias típicas.
3.4.3.1 INTERPRETACIÓN:
Las colonias son mucoides, convexas, circulares, elevadas,
de color rosado. E. coli forma colonias con birllo metálico
sobre el medio diferencial.
3.4.3.2 TÉCNICA: Escherichia coli (E. coli) / Coliformes
fecales:
o A partir de los tubos positivos de bilis verde brillante
(LBVB),
con la ayuda de un asa, inocular a los
medios de EC y SIM. Incubar por 24 horas en baño
termorregulador a 44.5ºC.
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Transcurrido dicho tiempo se observa la presencia de gas
en el medio de EC. Constituyendo el resultado positivo,
confirmándose así la presencia de E. coli fecal. En SIM
realizar la prueba de indol para E. coli.
o Cálculo del N.M.P, en los tubos de EC positivos se
determina la presencia de coliformes fecales.
3.4.3.2.1 PRUEBA DEL INDOL PARA E. COLI.
Varios tipos de microorganismos tienen ciertos sistemas
enzimáticos que les permite desanimar, hidrolizar o
descarboxilar
ciertos
aminoácidos,
degradándolos
en
componentes más sencillos. Además la capacidad de un
microorganismo para degradar aminoácidos, se detecta por
otros procedimientos, como en el caso del triptófano
degradado por Triptotasana, el triptófano se descompone
en ácido pirúvico, indol y amoniaco; entonces el indol se
detecta por medio de una reacción con un aldehído
indicador. (25)
3.4.3.2.2 TÉCNICA
o Distribuir 2ml del medio SIM por tubo, de los tubos
positivos en LBVB se inocula muestra con un asa
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recta y por picadura en el medio de SIM. incubar por
24 horas a 45ºC en baño de agua termorregulada.
o A las 24 horas, se le añade 1 ml del reactivo de
Kovacs, agitar suavemente el tubo y verificar la
formación de un anillo de color rojo- purpura en la
interfase del medio de cultivo y el reactivo.
o La aparición de anillo es considerada resultado
positivo. Ver anexo Nº 1.
o Los cálculos se realizan a partir de los tubos positivos
en caldo lactosa bílis verde brillante para coliformes
totales y para coliformes a partir de los tubos positivos
tanto en EC y SIM por la tecnca del NMP.
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3.5
DETERMINACIÓN
DE
ENTEROCOCO
D
DE
LANCEFIELD POR LA TÉCNICA DEL NÚMERO MÁS
PROBABLE (NMP) Y DE LOS TUBOS MULTIPLES.
MÉTODO: Stándar métodos 20 ª edición
3.5.1 Fundamento de la identificación de Enterococo D
de Lancefield:
Los miembros de este género se caracterizan por su forma
cocoide y por su agrupación en parejas o en cadenas. Son
generalmente inmoviles, no esporulados, grampositivos y
catalasa negativos.
Entre sus características peculiares, esta el poder crecer a
temperatura de 45ºC y en medio con 4% de bilis, capaces
de reducir el cloruro de 2,3,5- trifeniltetrazolio (TTC) a
formazan y de hidrolizar la esculina.(23)
De entro de este grupo se encuentra el Enterococo D
Lancefield. Por su hábitat normal el tubo digestivo, su
utilización como índice de contaminación fecal del agua y
su presencia en el agua de piscina indica la falta de higiene
de los bañistas o descuido en el mantenimiento de la
misma. Son muy resistentes a las condiciones adversas
(congelación, desecación, tratamiento térmico y otros).
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3.5.2 MEDIOS DE CULTIVO:
o Caldo glucosa azida sódica de concentración doble:
Para el ensayo previo y para enriquecimiento selectivo
de enterococo. La glucosa ácida sódica está presente
en una concentración que respeta al máximo a los
enterococos e inhibe notablemente la flora
gramnegativa que les puede acompañar.
COMPOSICIÓN:
Peptona de caseina…..15g
Extracto de carne…….4,8g
Glucosa. ……………...7,5g
Cloruro de sodio……...7,5g
Ázida sódica ………….0,2g (24)
Disolver en 500 ml de agua destilada, distribuir en tubos de
ensayo a razón de 10ml y esterilizar en autoclave 15
minutos a 121ºC. No recalentar. (24)
o Agar KF: Para la demostración y numeración de
enterococos,
medio
corresponde
a
las
recomendaciones dadas de la APHA para el análisis
de agua y alimentos.
(24) MERCK, “Manual de medios de cultivo”, 1994.pg.512
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La maltosa y la lactosa se utilizan por la mayoría de los
enterococos, con formación de ácido y por lo tanto
favorecen su crecimiento, en tanto que las especies
indeseables de gérmenes resultan ampliamente inhibidas
por la ácida sódica.
COMPOSICIÓN:
Proteosa-peptona…….10,0g
Extracto de levadura….10,0g
Cloruro sódico………….5,0g
Glicerofosfato sódico….10g
Maltosa……..20,0g
Lactosa………1,0g
Azida sódica…0,4g
Púrpura de bromocresol…0,015g
Agar agar…….15g (24)
Disolver el medio por calentamiento, dejar que hierva
durante 5 minutos, enfriar a 50 º o 60ºC, esterilizar a 121ºC
durante 10 minutos y luego colocar el indicador (1ml de
solución TTC 2,3,5-trifeniltetrazolio cloruro al 1% a cada
100ml de agar). (24)
(24) MERCK, “Manual de medios de cultivo”, 1994.pg.635.
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Solución de TTC
2,3,5-trifeniltetrazolio cloruro (TTC)…......1g
Agua....................................................100ml(24)
Se disuelve el indicador en agua, con agitación y se
esteriliza. Se debe proteger la solución de la acción de la
luz y descartarse cuando aparezca una coloracion rosada.
o Caldo cerebro corazón: Los enterococos, dentro del
grupo Enterococo D de Lancefield crecen en caldo
cerebro corazón (BHI) con 6,5% de Cloruro sódico.
COMPOSICIÓN:
Extracto de cerebro de ternera…………..12,50g
Extracto de corazón de buey………………5,00g
Triptosa……………………………………..10,00g
Cloruro sódico…………………………….....5,00g
Fosfato disódico…………………………......2,50g
Agua destilada……………………………...1000ml
Añadir 65g de Cloruro sódico por litro de medio.
(23)
Disolver por calentamiento y agitación, distribuir en tubos
de ensayo a razón de 10ml. Esterilizar en autoclave a
121ºC durante 15 minutos. (23).
(23) PASCUAL A. María del Rosario, “Metodología analítica para alimentos y bebidas”, s/e,
Editorial Díaz de Santos S.A., Madrid – España, 1992.pg. 92
(24) MERCK, “Manual de medios de cultivo”, 1994.pg.1243.
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o Agar bilis esculina: Todos los Enterococo D de
Lancefield crecen en el medio agar bilis esculina, al
tolerar la bilis en su crecimiento y ser capaces de
hidrolizar la esculina.
COMPOSICIÓN:
Extracto de carne…………………...3g
Peptona……………………………...5g
Sales biliares………………………40g
Citrato férrico amónico…………0,50g
Esculina……………………………...1g
Agar………………………………....15g
Agua destilada…………………..1000ml (23)
Calentar la mezcla hasta la completa disolución de los
ingredientes, esterilizar en autoclave a 121ºC durante 15
minutos. Enfriar a temperatura de 50ºC y añadir 100ml de
la solución de esculina al 1%, esterilizada. Distribuir,
asépticamente, en tubos de ensayo y dejar solidificar en
posición inclinada.(23)
(23) PASCUAL A. María del Rosario, “Metodología analítica para alimentos y bebidas”, s/e,
Editorial Díaz de Santos S.A., Madrid – España, 1992.pg. 92
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3.5.3 TÉCNICA:
o A partir de las diluciones decimales sembrar 1 ml de
cada dilución en cada uno de la primera serie de tres
tubos conteniendo 10ml de caldo presuntivo (Caldo
glucosa azida sódica de doble concentración). De las
dilución 1:100, sembrar 1 ml en cada uno de una
segunda serie de tres tubos con 10 ml del mismo
medio. De la dilución 1:1000, sembrar 1 ml en cada
uno de la tercera serie de tubos.
o Incubar a 37ºC durante 24 – 48 horas.
o Luego observar turbidez en cada tubo, considerando la
prueba positiva, se realiza la prueba confirmatoria.
o De cada tubo positivos en caldo, se resiembra una
asada
sobre
la
superficie
bien
seca
de
agar
confirmatorio KF, contenido en cajas petri.
o Incubar a 37ºC durante 24 horas.
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3.5.3.1 INTERPRETACIÓN:
o Se considera positivo la formación de colonias rojas,
debido a que los enterococos reducen el TTC dando
un formazano rojo y aparecen, por lo tanto colonias
rojas.
o
3.5.3.2 CONFIRMACIÓN:
o Para cada caja que muestre crecimiento picar una
colonia sospechosa con una aguja estéril y transferir,
las colonias a tubos que contienen 10ml de caldo
cerebro corazón (BHI). Incube por dos días a 45ºC.
o Se considera positivo cuando se observa turbidez en
los tubos.
o De los tubos positivos, se reincuba un 1ml en tubos
con 10 ml de caldo cerebro corazón con 6,5% NaCl,
incubar a 37ºC por 72 horas.
o Luego observar turbidez en cada tubo, considerando
la prueba positiva.
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o De cada tubo positivos en caldo BHI con 6,5 % NaCl,
se resiembra una asada sobre la superficie bien seca
de agar bilis esculina, incubar
48 horas a 37ºC,
confirmando asi la presencia de el grupo Enterococo
D de Lancefield. Ver anexo Nº 2.
o Los cálculos se realizan a partir de los tubos positivos
en caldo BHI con 6,5% de NaCl, por la técnica del
NMP.
3.5.3.3 OTRAS PRUEBAS CONFIRMATORIAS:
Catalasa
La catalasa es una enzima que descompone el peróxido de
hidrógeno
en
oxígeno
y
agua.
Excluyendo
los
Streptococcus, la mayoría de las bacterias aerobias y
anaeróbias descomponen el H2O2..
La catalasa transforma el peróxido de hidrógeno en agua y
oxígeno, como demuestra la siguiente ecuación:
H2O2
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H 2 O + O2
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(burbujas de gas)
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REACTIVOS:
Peróxido de hidrógeno al 3,0%
TÉCNICA:
o Se determina la presencia de catalasa añadiendo 1 –
2 gotas de agua oxigenada a la colonia sospechosa
en agar KF, pero nunca en medios que contenga
azida sódica. En caso positivo, se producen burbujas
por desprendimiento de oxígeno. El grupo Enterococo
D de lancefield es catalasa negativo.
Tinción de Gram:
El aspecto microscópico de los integrantes de este grupo
bacteriano es de
cococs agrupados en cadenas cortas y grampositivos.
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3.6 DETERMINACIÓN DE ESTAFILOCOCO AUREUS
POR LA TÉCNICA DEL NÚMERO MÁS PROBABLE
(NMP) Y DE LOS TUBOS MULTIPLES
MÉTODO: AOAC Oficial Method
3.6.1 Fundamento de la identificación de Estafilococo
aureus:
La técnica del Número más probable (NMP), se utiliza
cuando se sospecha que la cifra de Staphylococcus aureus
es < 100 gérmenes por gramo o mililitro.
El Staphylococcus aureus es un mesófilo típico con unas
temperaturas cardinales de 7ºC a 48ºC y cuya óptima
oscila entre 35ºC y 40ºC; está dotado de una
termoresistencia considerable. Su pH óptimo se encuentra
entre 6 y 7, es muy tolerante a una actividad acuosa
reducida y crece en valores de 0,83. Igualmente resiste a
altas concentraciones de sal, con máximos de hasta un
20%. (4). Los estafilococos son células esféricas
grampositivas, generalmente dispuestas en racimos
irregulares parecidos a racimos de uvas. Algunos son
miembros de la flora normal de la piel y mucosas de los
humanos.
Las especies que son de importancia clínica:
Staphylococcus aureus, S. epidermidis, S. saprophyticus, el
primero es coagulasa positivo. (4).
(4) LARRAÑAGA Ildefonso, CARBALLO Julio, RODRIGUEZ MarÍa del Mar, FERNÁNDEZ
José, “Control e higiene de los alimentos”, s/e, Editorial Cobra, S.L., Madrid – España, 1998.pg.
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Las principales fuentes de infección son las lesiones
humanas que los diseminan, los fómites contaminados
provenientes de estas lesiones, así como el aparato
respiratório y la piel de los humanos.
3.6.2 MEDIOS DE CULTIVO:
o Caldo soya tripticasa de doble concentración (CASO):
Las dos peptonas presentes favorecen el crecimiento
de una gran variedad de estafilococos, por su alto
contenido de sales inhibe la flora acompañante que
puede crecer en este medio.
COMPOSICIÓN:
Peptona de caseina……………………17g
Peptona de harinado soja…………….3,0g
d glucosa………………………….…….2,5g
cloruro sódico…………………….…….5,0g
hidrógeno fosfato dipotásico……...….2,5g
Agua destilada……………….…… ..500ml
Añadir cloruro de sodio al 10% y piruvato de sodio al 10%.
(26)
Disolver, esterilizar en autoclave durante 15 minutos a
121ºC. Distribuir en tubos a razón de 10ml. (26)
(26) A.O.A.C. “Métodos oficiales de análisis”, 1984. pg.52.
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o Agar Braid Parker: El medio para confirmar la
presencia de Staphylococcus aureus es el de Baird
Parker. Este medio contiene yema de huevo cuyo
elemento principal es la lipovitelina cuya degradación
por parte de la bacteria se evidencia por la aparición
de una zona clara alrededor de las colonias, también
se puede apreciar la aparición de un color blanco
debido a la precipitación de sales de magnesio y
calcio provenientes de los ácidos grasos liberados.
Otro de los componentes del medio que permite la
identificar los
microorganismos es el telurito de
potasio cuya utilización por parte de las bacterias da
un precipitado de color negro característico debido a
la reducción del telurito a teluro metálico.
Este medio presenta las siguientes caracteristicas:
1. Selectividad
2. No inhibición de los estafilococos estresados
3. Facilidad de reconocimiento de las colonias de
Estafilococo aureus.
COMPOSICIÓN:
Triptona………………………10,00g
Extracto de carne……………..5,00g
Extracto de levadura………….1,00g(26)
Piruvato sódico………………10,00g
Glicina………………………...12,00g
Cloruro de litio…………………5,00g
Agar ….......................................20g
Agua destilada………………1000ml (26)
(26) A.O.A.C. “ Métodos oficiales de análisis”, 1984. pg.52
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Disolver por calentamiento y agitación. Ajustar el pH a 6,9
+/- 0,2. Esterilizar en autoclave a 121ºC durante 20
minutos. Enfriar a 50ºC y añadir 50ml de emulsión de yema
de huevo-telurito. Mezclar uniformemente. (26)
Emulsión de yema de huevo-telurito
COMPOSICIÓN:
Lavar huevos frescos por un minuto con una solución de
alcohol, romper los asépticamente y separar las yemas de
las claras. Colocar las yemas en una probeta estéril,
batirlas con una varilla estéril, agregar solución salina batir.
Para 50 ml de emulsión de yemas de huevo agregar 10ml
de Telurito de potasio al 1% estéril. Mezclar y guardar a
4ºC. (26)
(26) A.O.A.C. “ Métodos oficiales de análisis”, 1984. pg.52
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3.6.3 TÉCNICA:
o A partir de las diluciones decimales sembrar 1 ml de
cada dilución en cada uno de la primera serie de tres
tubos conteniendo 10ml de caldo presuntivo de
concentración doble ( Caldo soya tripticasa con
cloruro de sodio al 10% y 1% de piruvato). De las
dilución 1:100, sembrar 1 ml en cada uno de una
segunda serie de tres tubos con 10 ml del mismo
medio. De la dilución 1:1000, sembrar 1 ml en cada
uno de la tercera serie de tubos .Incubar a 48 h a
37ºC.
o Luego observar turbidez en cada tubo, considerando
la prueba positiva, se realiza la prueba confirmatoria.
Usando una asa, transfiera una asada de cada tubo
positivo a cajas con Baird Parker, incubar 48h a 37ºC.
3.6.3.1 INTERPRETACION:
Las colonias de Estafilococos aureus son típicamente
circulares, suaves, convexas, húmedas de 2-3 mm de
diámetro, de grises a negras rodeadas por una zona opaca.
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3.6.3.2 CONFIRMACIÓN:
o Para cada caja que muestre crecimiento picar una
colonia sospechosa con una aguja estéril y transferir,
las colonias a tubos que contienen 10 ml de caldo
cerebro corazón (BHI). Incube por 18-24 h a 35-37ºC.
o A los cultivos de caldo cerebro corazón se le agrega
0,5 ml de plasma humano o de conejo
y mezclar
vigorosamente.
o Incube 35-37ºC y examine cuidadosamente hasta 6
horas para observar la formación de coagulo. Algún
grado de formación de coagulo es considerada
reacción positiva.
o Se puede observar pequeña o escasa formación de
coagulo si se da movimiento suave al tubo.
o Los cultivos coagulasa positivo son considerados
Estafilococos aureus. Rechequear los resultados
dudosos de coagulasa y se los deja incubando a 3537ºC por más de 18 horas pero no más de 48 horas.
Ver anexo Nº 3.
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o Los cálculos a partir de los resultados obtenidos en
caldo tripticasa soya con 10% de cloruro sódico y 1%
de piruvato, se determina el número de bacterias por
la técnica del NMP.
3.7 DETERMINACIÓN DE PSEUDOMONA AERUGINOSA
POR LA TÉCNICA DEL NÚMERO MÁS PROBABLE
(NMP) Y DE LOS TUBOS MULTIPLES
MÉTODO: Stándar métodos 20 ª edición
3.7.1 Fundamento de la identificación de Pseudomona
aeruginosa:
Las seudomonas se distribuyen ampliamente en el suelo y
en el agua. La Pseudomona aeruginosa a veces coloniza al
humano y es el principal patógeno humano del grupo,
considerandose
una
bacteria
oportunista.
Las
pseudomonas proliferan en ambientes húmedos, debe
presentarse especial atención a vertederos, tinas de baño,
regaderas, tuberías de agua caliente y otras áreas
húmedas.
Son bacilos gramnegativos, dotados de motilidad, aerobios,
algunos de los cuales producen pigmentos hidrosolubles,
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miden 0,6 x 2um, oxidasa positiva, pueden crecer dentro
de un rango de temperatura comprendidas entre 4 y 43ºC.
(14). Pseudomona aeruginosa presenta resistencia al cloro
superior a la de otros microorganismos aislados del agua.
La presencia de Pseudomona en aguas constituye un
indicador poco favorable para la calidad del agua.
3.7.2 MEDIOS DE CULTIVO:
o Agar acetamide: Contiene además de algunas sales
inorgánicas, acetamida como única fuente de carbono
y nitrógeno en él solo pueden crecer por tanto,
microorganismos que puedan aprovecharla como
Pseudomona
aeruginosa
e
inhibe
la
flora
acompañante.
COMPOSICIÓN:
Acetamide......................................10,0g
Cloruro de sódio...............................5,0g
Fosfato ácido de dipotasio.............1,39g
Sulfato de magnésio........................0,5g
Fosfato diacido de potasio.............0,73g
Agar..................................................15g
Água destilada...........................1000ml (7)
(14) BROOKS Geo, BUTEL Janet, MORSE Stephen, “Microbiología médica”, 22 th Edición,
Editorial Manual moderno, México – DF, 1991.pg.285
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Disolver 1,2g de rojo de fenol en 100 ml de NaOH 0,01N,
añadir el agar acetamide ya disuelto. Ajuste el pH a 7,1 –
7,3 antes de esterilizar. Distribuir en tubos a razón 8ml.
Esterilizar a 121ºC por 15 minutos, luego de la esterilizar
incline los tubos y deje solidificar. (7)
o Caldo asparragina: Para el ensayo previo y para
enriquecimiento selectivo de pseudomona.
COMPOSICIÓN:
Asparragina……………………….3,0g
Sulfato de magnesio………….….0,5g
Fosfato ácido de dipotasio………1,0g
Agua destilada………………..1000ml (7)
Disolver por calentamiento la mezcla, distribuir en tubos a
razón de 10ml y esterilizar a 121ºC por 15 minutos. Antes
de esterilizar ajustar el pH 6,9 – 7,2. (7).
3.7.3 TÉCNICA:
o A partir de las diluciones decimales sembrar 1 ml de
cada dilución en cada uno de la primera serie de tres
tubos conteniendo 10ml de caldo presuntivo ( Caldo
asparragina ). De las dilución 1:100, sembrar 1 ml en
cada uno de una segunda serie de tres tubos con 10
ml del mismo medio. De la dilución 1:1000, sembrar 1
ml en cada uno de la tercera serie de tubos. Incubar a
37ºC durante 48 horas.
(7)American Public Health Asociation, “Standar Métodos para el análisis de agua y
aguas contaminadas”, A.P.H.A, 20 th Edición, U.S.A, PC,1985.pg.33-34.
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o Luego observar turbidez en cada tubo y a la luz UV se
desarrolla
un
pigmento
verde
fluorescente
considerando la prueba positiva, se realiza la prueba
confirmatoria.
o De cada tubo positivos en caldo, se resiembra una
asada
sobre
la
superficie
bien
seca
de
agar
confirmatorio acetamida. Incubar a 37ºC durante 48
horas.
o Se considera positivo la formación de colonias de color
púrpura sobre la superficie del agar. Ver anexo Nº 4.
o Los cálculos se realiza con los resultados positivos en
caldo asparragina, se determina el número de
microorganismos por la técnica del NMP:
3.7.3.1 OTRAS PRUEBAS CONFIRMATORIAS:
Prueba de oxidasa (Citocromo Oxidasa):
El sistema citocromo es encontrado en los organismos
aerobios y microaerobios y anaerobios facultativos. Por lo
tanto, la prueba de oxidasa es importante en la
identificación de organismos que no poseen la enzima o
son anaerobios obligatorios. La prueba de citocromo
oxidasa utiliza reactivos colorantes para – amino – dimetil –
fenilenodiamina monidroclorteto, que actúan como
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aceptores artificiales de electrones sustituyendo al oxígeno.
La p- fenilenodiamina es incolora en el estado reducido,
pero en presencia de citocromo oxidasa y oxígeno
atmosférico se oxida formando azul de indofenol.
REACTIVOS:
P–amino-dimetilfenilenodiamina
monidrocloreto.1,0g
Agua destilada………………………………..100ml
(25)
Disolver, está preparación debe ser realizada en el
momento de la utilización y no puede ser almacenada.
TÉCNICA:
o Colocar, con ayuda de una pipeta estéril, algunas
gotas del reactivo sobre la colonia sospechosa.
INTERPRETACIÓN:
Si los microorganismos producen oxidasa, la colonia se
tornara rosada, roja y negra, en ese orden. Descartar las
placas después de 20 minutos.
3.7.3.2 PRUEBAS BIOQUIMICAS: Urea: negativo
Lisina: negativo
SIM: positivo
(25) BAILEY Scout, “ Diagnóstico microbiológico”, 7 th Edición, Editorial Panamericana,
Buenos Aires, 1989.pg.547
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3.8
DETERMINACIÓN
DEL
NÚMERO
DE
MICROORGANISMOS AEROBIOS MESÓFILOS POR EL
RECUENTO ESTANDAR EN PLACA (R.E.P).
MÉTODO: Stándar métodos 20 ª edición
3.8.1 Fundamento de la identificación de los aerobios
mesófilicos:
Los aerobios mesófilicos son aquellos microorganismos
que se desarrollan en presencia de oxígeno libre, a una
temperatura comprendida entre 20 y 45ºC con una zona
óptima entre 30 – 40ºC. (14).
El método se basa en la presunción de que cada
microorganismo presente en la muestra, al ser inoculado
en un medio sólido se desarrollará, formando una colonia
individual y visible. La prueba se pueden utilizar para
proporcionar la información de todas las bacterias aerobias
en la muestra y la tendencia indican la eficacia global del
sistema de desinfección.
(14) BROOKS Geo, BUTEL Janet, MORSE Stephen, “Microbiología médica”, 22 th Edición,
Editorial Manual moderno, México – DF, 1991.pg.335
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3.8.2 MEDIO DE CULTIVO:
o Agar peptona de caseína – glucosa – extracto de carne
(PCA):
medio
inhibidoras
y
de
de
cultivo
excento
indicadores,
de
sustancias
concebido
para
la
determinación del número total de gérmenes.
COMPOSICIÓN:
Peptona de caseína………………5,0g
Extracto de levadura…………….2,50g
Dextrosa …………………………..1,0g
Agar - agar………………………....14g
Agua destilada………………...1000ml (23)
Disolver los ingredientes en el agua por calentamiento,
distribuir en tubos o matraces y esterilizar en autoclave a
121ºC durante 15 minutos.(23)
(23) PASCUAL A. María del Rosario, “Metodología analítica para alimentos y bebidas”, s/e,
Editorial Díaz de Santos S.A., Madrid – España, 1992. pg.14
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3.9.3TÉCNICA:
o Utilizando una pipeta estéril colocar 0,1ml de la
muestra en una caja petri. Colocar el medio (PCA)
fundido y temperado a 45ºC. El tiempo transcurrido
entre el momento de depositar la muestra y verter
sobre ellas el medio de cultivo no debe ser superior a
10 minutos.
o Mezclar
el medio e inóculo haciendo movimientos
circulares a favor y en contra del sentido de las agujas
del reloj en forma de cruz, evitando al mismo tiempo
que el medio impregne la tapa. Dejar solidificar,
invertir las placas, incubar a 37ºC 24 – 48 horas. Ver
anexo Nº 5
o Para los cálculos se cuenta las UFC que se
desarrollan en la caja que se sembró 0,1ml de la
muestra, el valor obtenido multiplicar por el factor de
dilución, el cual corresponderá a las UFC.
REP/cm= (nxf) UFC/ml
REP= Recuento Estándar en Placa
n=Número de colonias contadas
f=Factor de dilución
UFC= Unidades Formadoras de Colonias
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3.10 DETERMINACIÓN DE Cloro Residual (Ortotolidina)
3.9.1 FUNDAMENTO
El
cloro
se
utiliza
para
destruir
o
desactivar
microorganismos que pueden causar enfermedades, esta
presente en el agua, nos sirve como un sello de seguridad
para saber como esta el agua y que garantía hay en ella.
Se encuentra en dos formas:
à
Cloro activo libre que puede ser gas o cloro.
à
Cloro activo combinado: esta las cloraminas que
puede estar presente bajo 2 naturalezas:
Orgánica CINHCH3 e Inorgánica CINHNa.
3.9.1.1
NIVELES
ÓPTIMOS
DE
CLORO
LIBRE
RESIDUAL EN PISCINAS
Cuando se aplica el cloro se tienen que tener en cuenta las
reacciones que provocan con el agua. La dosis debe ser
suficientemente alta para que exista una cantidad de cloro
residual para la desinfección.
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De acuerdo con la norma DIN Stándar Alemana 9304/1985
para piscinas el cloro libre residual (mg/l) será: valor
mínimo 3,9 mg/l en espacio abierto y 2,0 mg/l en cerrado.
La eliminación de bacterias requieren poca cantidad de
cloro alrededor de 0,2 – 0,4 mg/l.
3.9.2 REACTIVOS:
Se disuelven 1 ,35g de clorhidrato de ortotolidina
en 500 ml de agua destilada, luego esta mezcla se
incorpora a una solución de l50ml de HCl
concentrado más 350 ml de agua destilada.
3.9.3 TÉCNICA:
o 10 ml de muestra + 0, 1 de ortotolidina, se espera 5
minutos y se mide la intensidad cromática.
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CAPITULO IV
4. RESULTADOS Y ANÁLISIS DE LOS RESULTADOS
A partir de los objetivos planteados se realizará el análisis
de los datos para determinar la calidad microbiológica del
agua de piscina.
Se procesarón un total de 30 muestras, recogidas con una
frecuencia semanal entre marzo y mayo del 2008, la hora
de muestreo osciló entre las 11:00 y las 13:00 horas con la
máxima afluencia de bañistas los días lunes, miércoles y
viernes.
Los parámetros microbiológicos controlados en el estudio
fuerón: aerobios mesófilos, coliformes totales y fecales,
Enterococo D de Lancefield, Staphylococcus aureus,
Pseudomona aeruginosa.
En el anexo Nº 6 podemos observar los resultados
obtenidos en las diferentes determinaciones
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En la figura N º 1 se representa los recuentos de los
aerobios mesófilos, como puede observarse, la mayoría de
muestras analizadas tienen los recuentos por encima del
limite permitido (200UFC/ml).
Nº de Muestras
Fig. Nº 1 Distribución de los recuentos de aerobios
mesófilos
15
12
10
9
9
200‐300
Más de 300
5
0
50‐200
Más de 300
UFC /ml
La distribución del Número Mas Probable (NMP/ml) de
coliformes totales se representa en la figura Nº 2, se
encontró contaminación en 22 muestras superando así
el limite fijado por el Stándard métodos 20 th edición y
la Norma DIN Stándard Alemana 9304/1985 para
piscinas . (Ausencia o < a 3).
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Fig. Nº 2 Distribución del NMP/ml de coliformes totales
Nº de Muestras
14
12
12
10
8
Ausencia
8
6
4
4
4
30-50
50-150
2
2
0
Ausencia
3-10
10-30
NMP/ml
En la figura Nº 3 se representa la distribución del Número
Mas Probable (NMP/ml) de E.coli que indica que 14
muestras superan el valor (Ausencia o < a 3) señalado por
la normativa. (Stándard métodos 20 th edición y la Norma
DIN Stándard Alemana 9304/1985 para piscinas).
Nº de Muestras
Fig. Nº 3 Distribución del NMP/ml de Escherichia coli.
20
16
15
Ausencia
9
10
3-10
10-30
3
5
1
1
30-50
50-100
0
Ausencia
3-10
10-30
30-50
50-100
NMP/ml
Se encontró presencia de contaminación fecal con Número
Mas Probable (NMP/ml) de Enterococo D de Lancefield,
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superior a 3 UFC/ml para 15 muestras de las 30 tomadas,
la distribución se representa en la figura Nº 4.
Nº de Muestras
Fig. Nº4 Distribución del NMP/ml de Enterococo D de
Lancefield
20
15
A us enc ia
15
8
10
5
a
5
2
0
3‐10
10‐50
A us enc ia
3‐10
10‐50
50‐100
50‐100
NMP/ml
El promedio de los recuento de los aerobios mesófilos
durante el periodo de análisis fue de 230,6 UFC/ml por
lo tanto no cumple con el limite permitido (200 UFC/ml)
en el Stándard métodos 20 th edición y la Norma DIN
Stándard Alemana 9304/1985 para piscinas).
Fig. Nº 5 Promedio de los recuentos de aerobios mesófilos aislados en
el agua de piscina durante el período marzo-mayo
250
230,6
200
150
UFC/m l
100
50
0
1
Aerobios mesófilos
Para obtener el promedio del Número Más Probable
(NMP/ml) de Coliformes totales, Enterococo D de Lancefiel
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y E. Coli se remplazo el valor < 3 que significa ausencia
por
0
en
algunos
resultados
obtenidos
en
estas
determinaciones.
Fig. Nº 6 Promedio de las diferentes bacterias aisladas en el agua de
piscina durante el periodo marzo-mayo
25
22,3
20
15
11,2
NMP/m l
10
7,4
C oliformes totales
E. D de Lancefield
E. C oli
5
0
C oliformes totales
E. D de Lancefield
E. C oli
En el anexo Nº 7 se puede observar que de las 30
muestras
analizadas,
22
muestras
estuvieron
contaminadas; siendo la principal causa la presencia de
coliformes totales (22 muestras), seguida de
aerobios
mesófilos (18 muestras), Enterococo D de lancefield (15
muestras) y finalmente de E.coli (14 muestras).
En las
figuras Nº 7 y Nº 8 se observa el porcentaje de muestras
contaminadas.
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Fig. Nº 7 Porcenta entre las muestras
contaminada y no contaminadas del agua de piscina
% DE MUESTRAS
CONTAMINADAS 73,33%
100
%
% DE MUESTRAS NO
CONTAMINADAS 26,67%
50
0
1
Fig. Nº 8 Porcentaje de muestras contaminadas por la
diferentes bacterias recuperadas (22 muestras
contaminadas corresponden al 100%)
120
Coliformes totales
100
100
80
%
Aerobios mesofílicos
81,8
68,2
63,6
60
E. D de Lancefiel
E.coli
40
20
0
Coliformes totales Aerobios mesofílicos
E. D de Lancefiel
E.coli
De las 22 muestras contaminadas con coliformes totales, el
81,8% presentarón contaminación con aerobios mesófilos,
el 68,2% estuvieron también contaminadas con E. D de
Lancefield y finalmente el 63,6% evidenciarón presencia de
E. coli.
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/2008
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CAPITULO V
5. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES
5.1 Conclusiones:
¾ Según el analisis de los resultados, se encontró
que un
73,33 % de las muestras analizadas
estuvieron contaminadas. De éstas 22 muestras
(100%) presentarón un valor superior al permitido
(Ausencia o < a 3) para coliformes totales siendo
la principal causa de la contaminación del agua de
piscina; un 81,8 % estuvieron contaminadas con
aerobios mesófilos, un 68,2% con Enterococo D
de Lancefield y un 63,6% con E.coli; no
cumpliendo así con los requisitos microbiológicos
establecidos por el Stándard métodos 20 th
edición y la Norma DIN Stándard Alemana
9304/1985 para piscinas.
¾ El 40 % de muestras estudiadas superó el límite
máximo fijado para la concentración de cloro libre
residual (2 mg/l). Lo que puede ser perjudicial
para la salud de los bañistas por los efectos que
produce como ya lo mencionamos anteriormente.
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/2008
117
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¾ No
se
encontró
Staphylococcus
aureus,
Pseudomona aeruginosa en ninguna de las
muestras analizadas, lo que podría deberse al alto
nivel de cloro libre residual.
Sin embargo, la presencia de Enterococo D de
Lancefield se justifica porque dicha bacteria es
resistentente
a
cualquier
tratamiento
de
desinfección incluido el cloro.
¾ Aunque
según
Pseudomona
la
bibliografía
aeruginosa
es
consultada
la
más
frecuentemente aislada en agua de piscina,
presentando un dominio casi total sobre el resto
de los indicadores microbiológicos, en nuestro
caso no se recuperó
de ninguna muestra,
probablemente debido al nivel de cloro libre
residual, eliminando así la principal causa de otitis
en los bañistas.
¾ Según el anexo Nº 7 podemos concluir que los día
Miércoles el agua de la piscina se encuentra libre
de contaminación, debido a que este día recibe el
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tratamiento de desinfección y por lo tanto la
concentración de cloro libre residual es superior
(2mg/l), sin embargo conforme pasan los días hay
la presencia de microorganismos patógenos lo
que indica que el método de desinfección
empleado no es suficiente para mantener el agua
de la piscina libre de contaminación durante la
semana.
5.2 Recomendaciones:
o Medir el pH del agua y si es necesario ajustarlo
entre 7,2 y 7,8 con productos para ajustar el pH.
(ácido clorhídrico o bisulfato de sodio para
disminuirlo y hidróxido de sódico o carbonato y
bicarbonato sódico para incrementarlo).
o Controlar que los bañistas cumplan con las
normas establecidas para evitar la contaminación:
ducharse o enjuagar su cuerpo entero, antes y
después
de
usar
la
piscina,
usar
gorras,
o abstenerse de utilizar la piscina si está enfermo, si
ha tenido diarrea o gastroenteritis en la semana
anterior o tiene una herida abierta, notificar al
administrador de la piscina si el usuario o su
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familia desarrolla una enfermedad gastrointestinal
después de nadar.
o Revisar que los filtros por donde ingresa el agua a
la piscina estén bien limpios.
o Cambiar el agua dos veces por semana, los días:
miércoles y tal.
o Hacer controles diarios de la concentración de
cloro libre residual.
o Realizar
los
controles
microbiológicos
mensualmente del agua para tomar las medidas
correctivas si fueren necesarias.
o Emplear otros métodos de desinfección como el
tratamiento con ozono, ionización cobre/plata, o la
electro cloración salina; este último no necesita
cloro residual.
o Realizar
controles
en
otros
establecimientos
deportivos de la ciudad.
BIBLIOGRAFIA:
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.monografias. com/ propiedades.agua (fecha de consulta
4 de febrero del 2008)
JENNY ZHIÑA BENAVIDES
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los alimentos”, s/e, Editorial Cobra, S.L., Madrid –
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molécula”,disponible
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Edición, Editorial Salvat, México, 1991.pg (598,612).
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consulta 25 de marzo del 2008)
11)
“Salud enfermedades”,disponible en:
”www.esmas.com/.../infecciosas /429639.html
conjuntivitis.(fecha de consulta 25 de marzo del 2008)
JENNY ZHIÑA BENAVIDES
/2008
122
UNIVERSIDAD DE CUENCA
FACULTAD DE CIENCIAS QUIMICAS
ESCUELA DE BIOQUIMICA Y FARMACIA
12)
Berman
Kevin,
“Tinea
capitis”,disponible
en:www.nlm.nih .gov/.../ency/imagepages/2351 (fecha de
consulta 25 de marzo del 2008)
13)
“Tinea
manum”,
disponible
en:uvirtual.sld.cu/.../view?searchterm=manum (fecha de
consulta 25 de marzo del 2008)
14)
BROOKS Geo, BUTEL Janet,
MORSE Stephen,
“Microbiología médica”, 22 th Edición, Editorial Manual
moderno, México – DF, 1991.pg( 285,502,623,625,685).
15) “Candidiasis cutánea”, disponible en:http://medineplus.
gov/article/ 000880.(fecha de consulta 7 de abril del
2008)
16) Valdez
María,
“Impetigo”,
disponible
en:
www.visualdxhealth.com /child/impetigo.htm (fecha de
consulta 7 de abril del 2008)
JENNY ZHIÑA BENAVIDES
/2008
123
UNIVERSIDAD DE CUENCA
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ESCUELA DE BIOQUIMICA Y FARMACIA
17)
Borrell
Bárbara,
“Pro
pies”,
disponible
en:http://.propies.com.mx/573/4943
(fecha de consulta 7 de abril del 2008)
18)
Gonzales Patricia,“Factores de riesgo asociados a la
forunculosis”,
disponible
en.www.monografias.com/trabajo 22.(fecha de consulta
7 de abril del 2008)
19)
“Swimming” disponible
en:http://www.nlm.gov/medlineplus/ency/ imagepages/
1092.(fecha de consulta 12 de mayo del 2008)
20)
GUYTON Arthur, “Tratado de fisiología médica”, 4
th edición, Editorial Interamericana, Canada, 1977.pg
574.
21)
“Tratamiento
de
en:http://www.lenntech.com/
piscinas”,
disponible
Desinfeccion-del-
agua/tratamiento-piscinas.(fecha de consulta 4 de junio
del 2008)
JENNY ZHIÑA BENAVIDES
/2008
124
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22)
“Cloro”,disponible
en:http://www.lenntech.com/desinfección-del-agua
/desinfectantes-cloro. (fecha de consulta 4 de junio del
200).
23)
PASCUAL A. María del Rosario, “Metodología
analítica para alimentos y bebidas”, s/e, Editorial Díaz de
Santos
S.A.,
Madrid
–
España,
1992.pg.
(11,14,17,91,92).
24)
MERCK, “Manual de medios de cultivo”, 1994 pg.
(434,512,635,934,1243)
25)
BAILEY Scout, “ Diagnóstico microbiológico”, 7 th
Edición, Editorial Panamericana, Buenos Aires,
1989.pg (347,574).
26)
A.O.A.C. “ Métodos oficiales de análisis”, 1984.
Pg 52
27)
SOMMERS
MM,
GOOD
RC,
“Manual
de
microbiología clínica”, 4 th Edición, Editorial Médica
Panamericana, Buenos Aires,1987.pg 278.
JENNY ZHIÑA BENAVIDES
/2008
125
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ANEXOS
ANEXO Nº 1
TÉCNICA PARA COLIFORMES TOTALES Y FECALES
225 cc de agua de peptona 0,1%
25 cc de muestra
10ml
9cc
9 cc
1/10
1ml
9 cc
1/100
1ml
(agua de peptona 0,1%)
1/1000
1ml
(9ml de Caldo LST )
Incubar 24 – 48 horas a 37 º
(9ml de Caldo LBVB)
Incubar 24 – 48 horas a 37 º
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/2008
126
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Anotar los resultados
Prueba Confirmatoria: sembrar en cajas con Agar EMB los tubos (+)
(+) (+) (-)
ƒ
(+) (+) (-)
(+) (-) (-)
Incubar a 37°C por 24 – 48h y observar las colonias típicas en el
medio sólido.
COLIFORMES FECALES:
De los tubos positivos en Caldo LBVB : cada uno sembrar en SIM y EC
(+)
(+)
(-)
EC SIM EC SIM
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(+)
(+)
EC SIM EC SIM
/2008
(-)
(+)
(-) (-)
EC SIM
127
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Si:
-
Incubar en baño de agua a 45.5°C de 24h.
-
Anotar los tubos gas (+) en EC y los tubos indol (+) en SIM.
Gas EC (+) = coliforme fecal
Indol SIM (+) = coliformes fecales.
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/2008
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ANEXO Nº 2
TÉCNICA PARA ENTEROCOCO D DE LANCEFIELD
225 cc de agua de peptona 0,1%
10ml
25 cc de muestra
9cc
9cc
1/10
1/100
1ml
1ml
9cc (agua de peptona 0,1%)
1/1000
1ml
(10ml de Caldo Glucosa azida
sódica)
Incubar 24 – 48 horas a 37 ºC
(+) (+) (+)
(+) (+) (+)
(+) (+) (-)
Agar KF
20 ml
(+) (+) (-)
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(-) (+) (-)
/2008
(+) (-) (-)
129
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(10ml de Caldo BHI)
Incubar 48 horas a 45 ºC
(+)
(+)
(+)
(+)
(10ml de Caldo BHI con
6,5% NaCl)
Incubar 72 horas a 37 ºC
(+)
(+)
(+)
(+)
Agar bilis
Incubar 37ºC por
esculina 20ml
48 horas.
JENNY ZHIÑA BENAVIDES
/2008
130
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ANEXO 3
TÉCNICA PARA ESTAFILOCOCO AUREUS
225 cc de agua de peptona 0,1%
25 cc de muestra
10ml
9cc
9cc
1/10
1/100
1ml
1ml
9cc (agua de peptona 0,1%)
1/1000
1ml
(10ml Caldo soya tripticasa con
cloruro de sodio al 10% y 1% de
piruvato). Incubar 24 – 48 horas
a 37ºC.
(+) (+) (+)
(+) (+) (+)
(+) (+) (-)
Agar
Braid Parker
20 ml
JENNY ZHIÑA BENAVIDES
/2008
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(+)
(+) (-)
(-) (+) (-)
(+) (-) (-)
(10ml de Caldo BHI)
Incubar 18-24 horas a 37 ºC
(+)
(+)
(+)
(+)
A los cultivos de caldo cerebro corazón realiza la prueba de la coagulasa.
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/2008
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ANEXO Nº 4
TÉCNICA PARA PSEUDOMONA AERUGINOSA
225 cc de agua de peptona 0,1%
25 cc de muestra
10ml
9cc
9cc
1/10
1/100
1ml
1ml
9cc (agua de peptona 0,1%)
1/1000
1ml
(10ml Caldo asparagina)
Incubar 24 – 48 horas
a 37ºC.
(+) (+) (-)
(-) (+) (-)
(+) (+) (-)
De los tubos positivos realizar pruebas bioquímicas
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ANEXO Nº 5
TÉCNICA PARA EL RECUENTO DE AEROBIOS
MESOFILICOS
Muestra de agua de
piscina
0,1ml
Siembra por vaciado
(PCA)
20ml
ƒ
Incubar a 37°C por 24 – 48h y observar las colonias típicas en el
medio sólido.
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ANEXO 6
RESULTADOS OBTENIDOS EN LA DETERMINACIÓN DE LA CALIDAD MICROBIOLÓGICA
DEL AGUA DE PISCINA DE LA UNIVERSIDAD DE CUENCA.
E.
N° de
Día
muestra
Cl libre Vol. Aerobios Coliformes E. coli
residual ml mesófilos
mg/L
UFC/Ml
totales
E. D. de
P.
aeurus aeruginosa
NMP/ml Lancefield NMP/ml
NMP/ml
NMP/ml
NMP/Ml
1 Lunes
0,34 200
320
120
64
64
<3
<3
2 Miércoles
3,19 200
90
<3
<3
<3
<3
<3
3 Viernes
2,8 200
260
7
<3
7
<3
<3
4 Lunes
0,8 200
390
28
9
31
<3
<3
5 Miércoles
3,73 200
80
<3
<3
<3
<3
<3
6 Viernes
1,28 200
174
7
4
15
<3
<3
7 Lunes
0,34 200
292
150
28
64
<3
<3
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ESCUELA DE BIOQUIMICA Y FARMACIA
8 Miércoles
2,5 200
162
<3
<3
<3
<3
<3
9 Viernes
2,2 200
270
7
<3
<3
<3
<3
10 Lunes
0,98 200
360
31
9
14
<3
<3
11 Miércoles
1,16 200
110
7
4
7
<3
<3
12 Viernes
0,81 200
289
20
9
14
<3
<3
13 Miércoles
3,23 200
70
<3
<3
<3
<3
<3
JENNY ZHIÑA BENAVIDES
/2008
136
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ANEXO 6
RESULTADOS OBTENIDOS EN LA DETERMINACIÓN DE LA CALIDAD MICROBIOLÓGICA
DEL AGUA DE PISCINA DE LA UNIVERSIDAD DE CUENCA.
E.
N° de
Día
muestra
Cl libre Vol. Aerobios Coliformes E. coli
residual ml mesófilos
mg/L
UFC/Ml
totales
E. D. de
P.
aeurus aeruginosa
NMP/ml Lancefield NMP/ml
NMP/ml
NMP/ml
NMP/Ml
16 Lunes
0,65 200
330
9
4
9
<3
<3
17 Miércoles
2,68 200
90
<3
<3
<3
<3
<3
18 Viernes
1,17 200
210
4
<3
<3
<3
<3
19 Lunes
0,61 200
340
9
<3
<3
<3
<3
20 Miércoles
2,64 200
90
<3
<3
<3
<3
<3
21 Viernes
0,93 200
290
39
14
23
<3
<3
JENNY ZHIÑA BENAVIDES
/2008
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ESCUELA DE BIOQUIMICA Y FARMACIA
22 Lunes
23 Miércoles
24 Viernes
25 Lunes
26 Miércoles
27 Viernes
28 Lunes
29 Miércoles
30 Viernes
JENNY ZHIÑA BENAVIDES
0,17 200
410
75
14
9
<3
<3
1,5 200
130
7
7
4
<3
<3
0,44 200
220
31
9
13
<3
<3
0,1 200
430
64
39
39
<3
<3
3,34 200
80
<3
<3
<3
<3
<3
2,4 200
250
4
<3
<3
<3
<3
0,67 200
310
9
<3
<3
<3
<3
3,1 200
90
<3
<3
<3
<3
<3
0,98 200
210
7
<3
<3
<3
<3
/2008
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ANEXO 7
COMPARACIÓN ENTRE LAS MUESTRAS CONTAMINADAS Y NO CONTAMINADAS POR
LAS DIFERENTES BACTERIAS EN RELACIÓN A LA CONCENTRACIÓN DE CLORO LIBRE
RESIDUAL Y LOS DIAS DE TOMA DE LA MUESTRA.
E.
N° de
muestra
Aerobios
Coliformes
mesófilos
totales
UFC/ml
NMP/ml
E. coli
E. D. de
P
aeurus
.aeurigina Días
Cl libre
residural
NMP/ml Lancefield
NMP/ml
NMP/ml
mg/l
NMP/ml
1
320
120
64
64
<3
<3 Lunes
0,34
2
90
<3
<3
<3
<3
<3 Miércoles
3,19
3
260
7
<3
7
<3
<3 Viernes
2,8
4
390
28
9
31
<3
<3 Lunes
0,8
JENNY ZHIÑA BENAVIDES
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139
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ESCUELA DE BIOQUIMICA Y FARMACIA
5
80
<3
<3
<3
<3
<3 Miércoles
3,73
6
174
7
4
15
<3
<3 Viernes
1,28
7
292
150
28
64
<3
<3 Lunes
0,34
8
162
<3
<3
<3
<3
<3 Miércoles
2,5
9
270
7
<3
<3
<3
<3 Viernes
2,2
10
360
31
9
14
<3
<3 Lunes
0,98
11
110
7
4
7
<3
<3 Miércoles
1,16
12
289
20
9
14
<3
<3 Viernes
0,81
13
430
31
7
23
<3
<3 Lunes
0,37
14
70
<3
<3
<3
<3
<3 Miércoles
3,23
15
140
4
<3
<3
<3
<3 Viernes
2,12
JENNY ZHIÑA BENAVIDES
/2008
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ANEXO 7
COMPARACIÓN ENTRE LAS MUESTRAS CONTAMINADAS Y NO CONTAMINADAS POR
LAS DIFERENTES BACTERIAS EN RELACIÓN A LA CONCENTRACIÓN DE CLORO LIBRE
RESIDUAL Y LOS DIAS DE TOMA DE LA MUESTRA.
E.
N° de
muestra
Aerobios
Coliformes
mesófilos
totales
UFC/ml
NMP/ml
E. coli
E. D. de
P
aeurus
.aeurigina Días
Cl libre
residural
NMP/ml Lancefield
NMP/ml
NMP/ml
mg/l
16
330
9
4
9
<3
<3 Lunes
0,65
17
90
<3
<3
<3
<3
<3 Miércoles
2,68
18
210
4
<3
<3
<3
<3 Viernes
1,17
19
340
9
<3
<3
<3
<3 Lunes
0,61
20
90
<3
<3
<3
<3
<3 Miércoles
2,64
JENNY ZHIÑA BENAVIDES
/2008
141
UNIVERSIDAD DE CUENCA
FACULTAD DE CIENCIAS QUIMICAS
ESCUELA DE BIOQUIMICA Y FARMACIA
21
290
39
14
23
<3
<3 Viernes
0,93
22
410
75
14
9
<3
<3 Lunes
0,17
23
130
7
7
4
<3
<3 Miércoles
24
220
31
9
13
<3
<3 Viernes
25
430
64
39
39
<3
<3 Lunes
26
80
<3
<3
<3
<3
<3 Miércoles
27
250
4
<3
<3
<3
<3 Viernes
28
310
9
<3
<3
<3
<3 Lunes
29
90
<3
<3
<3
<3
<3 Miércoles
30
210
7
<3
<3
<3
<3 Viernes
JENNY ZHIÑA BENAVIDES
/2008
1,5
0,44
0,1
3,34
2,4
0,67
3,1
0,98
142