Mahatma Gandhi Landa Cadena

UNIVERSIDAD VERACRUZANA
FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS
“Virus fitopatógenos de Capsicum spp. en la
zona central del estado de Veracruz”
TRABAJO DE EXPERIENCIA RECEPCIONAL
QUE PRESENTA:
Mahatma Gandhi Landa Cadena
XALAPA, VER.
JUNIO 2012
ÍNDICE
I.
INTRODUCCIÓN ............................................................................................. 1
II.
ANTEDEDENTES ............................................................................................ 3
2.1 El chile: Capsicum spp................................................................................ 3
2.1.1 Importancia socioeconómica del chile .................................................... 4
2.2 El cultivo de chile en México. ..................................................................... 6
2.3 Problemas fitosanitarios del cultivo de chile ............................................... 8
2.4 Importancia del diagnóstico serológico y molecular en enfermedades
virales de plantas. ........................................................................................... 13
III. HIPÓTESIS .................................................................................................... 16
IV. OBJETIVOS................................................................................................... 16
4.1 Objetivo General ...................................................................................... 16
4.2 Objetivos específicos ............................................................................... 16
V.
MÉTODO ....................................................................................................... 17
5.1 Colecta...................................................................................................... 17
5.2 Procesamiento de las muestras................................................................ 20
5.3 Prueba de ELISA para el diagnóstico del Virus “Y” de la papa (PVY) ...... 21
5.3 Prueba de PCR para el diagnóstico de Begomovirus ............................... 22
5.3.1 Aislamiento de ADN genómico .............................................................. 23
5.3.2 PCR (Reacción en Cadena de la Polimerasa) ...................................... 24
5.3.3 Secuenciación del ADN amplificado ...................................................... 25
VI
RESULTADOS.............................................................................................. 27
6.1 Diagnóstico del Virus “Y” de la papa......................................................... 27
6.2 Diagnóstico de Begomovirus mediante técnicas moleculares ................. 28
VII
CONCLUSIONES ......................................................................................... 33
VIII LITERATURA CITADA.................................................................................. 34
Índice de tablas
Página
Descripción
Tabla 1
Países productores de chile con mayor superficie
cosechada. Fuente: FAOSTAT 2009
Tabla 2
…...…………………………… 3
Estados productores de chile verde 2008 (miles de Ton.).
Tomado de FAOSTAT 2009 ……….………………………………..... 10
Tabla 3
Rendimientos por estado (Ton/Ha ̄ ¹).
Tomado de FAOSTAT 200 …..…………………………………..…... 12
Tabla 4
Relación de virus reportados para México. ………..………..……… 14
Tabla 5
Datos informativos del material de Capsicum spp.
colectado para el estudio.……………………………………………… 16
Tabla 6
Resultados del establecimiento de las identidades de las
secuencias de las muestras virales analizadas con secuencias
registradas en Gene Bank mediante BLAST ………………..…….. 17
Tabla 7
Relación de muestras de Capsicum spp. y su localidad de origen,
donde se detectó el Pepper Golden Mosaic Virus (PepGMV) ….... 18
Índice de figuras
Descripción
Página
Figura1
Superficie destinada al cultivo de chile verde por los tres
principales países productores según FAO del 2006
al 2008 …………………………………………………………….……... 5
Figura 2
Virus mosaico del tabaco (TMV) …………………………..….……... 11
Figura 3
Virus jaspeado del tomate (TEV) …………………………..….……... 11
Figura 4
Virus mosaico del pepino (CMV) …………………………..….……... 11
Figura 5
Localización geográfica de los sitios de colecta del
material vegetal de Capsicum spp. …………………………......….. 19
Figura 6
La gráfica muestra que las lecturas de absorbancia a los
60 min para la totalidad de las muestras se encontraron
estrechamente cercanas a las del control negativo.
Se observa la lectura sobresaliente del control positivo al
virus. ………………………………………………………...………….. 27
Figura 7
Se muestran los productos de amplificación de diez de las
muestras analizadas para la detección de Begomovirus.
M1 a M12: Muestra 1, 2, 3, 4, 5, 6, 7, 8, 9, 10, 11
y 12. mpm= Marcador de peso molecular. ……………..………….. 28
Figura 8
Aspecto morfológico de las muestra de Capsicum spp.
M9 y M10 (A y B, respectivamente, originarias de la
localidad de Aparicio, municipio de Vega de Alatorre,
Veracruz. ………………………….………………………...………….. 31
A:
Agradecimientos
Mis padres: Por haberme dado la vida y ser parte fundamental en mi desarrollo
profesional, estoy infinitamente agradecido con ellos por su apoyo incondicional en
todo momento, por enseñarme el valor de la vida así como tener responsabilidad
en todos mis actos.
Mis hermanos: Porque siempre han estado a mi lado apoyándome y dándome
ánimos para salir siempre adelante en momentos difíciles.
Mi hijo: Por el que me siento muy orgulloso, es el pilar de todos mis logros por su
apoyo y comprensión en esta etapa de superación.
Mi cuñado: Que siempre lo he visto como un hermano y ha estado también con su
apoyo en mi desarrollo profesional.
Mi novia: Que juntos hemos salido adelante, siempre incondicional y animándome
siempre en momentos difíciles.
La Universidad Veracruzana: Por darme la oportunidad de poder adquirir el
conocimiento en sus aulas, laboratorios y campo experimental.
Facultad de
Agronomía y todo el
Cuerpo Docente: Por haberme brindado el conocimiento científico, que me han
formado como profesional de las Ciencias Agrícolas.
Dr. Mauricio Luna Rodríguez: Por contribuir en todo momento en mi desarrollo
profesional, por su apoyo incondicional y su apoyo compartido, por guiarme en la
carrera y por brindarme siempre su calidad de enseñanza.
Dr. Ángel R. Trigos Landa. Director de LATEX. S.C. Por las facilidades brindadas
en el laboratorio para la realización del trabajo.
Dr. Omar Gpe. Alvarado Gómez: Por ser mi asesor externo de la Universidad
Autónoma de Nuevo León
Mis asesores: Ing. Gabriel May Mora y M.Cs Ángel Enrique Núñez Sánchez, por
sus conocimientos brindados y asesorías en todo momento, por enseñarme a ser
responsable, eficiente y disciplinado.
Todos mis amigos y compañeros: Porque siempre tuvimos buen compañerismo,
además de apoyarnos cuando lo necesitamos, por compartir risas y sonrisas en
momentos de alegría, abrazos y consuelo en momentos dolorosos, por las
felicitaciones en momentos de éxito.
Mis primos: Que siempre están al pendiente de mi desarrollo profesional así como
su apoyo incondicional cuando más lo he necesitado.
Tesis
I.
Mahatma Gandhi Landa Cadena
2012
INTRODUCCIÓN
El chile es una hortaliza que se cultiva en casi todo México en los dos ciclos
agrícolas, forma parte del grupo de los principales productos hortofrutícolas de
exportación, es el cultivo hortícola más importante en México considerando la
superficie que se siembra FAOSTAT (2005).
Está agrupado en el género Capsicum spp. en la Familia Solanaceae o
Solanáceas. Familia de gran importancia económica por incluir cultivos como la
papa, el jitomate, tomate, tabaco, así como, varias especies con utilidad medicinal.
(López-Riquelme, 2003; Cárdenas, 2010).
De acuerdo con cifras mundiales de comercio, México es el principal
exportador de chile verde y sexto lugar en ventas de chile seco FAOSTAT (2010),
parte de la problemática del cultivo son las enfermedades que contribuyen a que
haya una disminución en los rendimientos de los cultivares así como la pérdida de
la producción. Los principales agentes patogénicos son: hongos, nematodos,
bacterias y virus, siendo estos últimos los de gran importancia, por los daños que
causan en la agricultura ya que las pérdidas van del 20 hasta 100% de la
producción (Barrera-Pacheco et al., 2008).
Para México están reportados veinte de los cuarenta y tres virus
fitopatógenos reportados para chile a nivel mundial, donde los geminivirus ocupan
un lugar relevante. Las principales repercusiones son el bajo rendimiento, uso
excesivo de insecticidas así como el abandono de zonas agrícolas, Tal es el caso
del estado de Veracruz, que anteriormente ocupaba un lugar especial en la
producción de chile a nivel nacional.
El diagnóstico oportuno en zonas de producción agrícola es una
herramienta necesaria para el manejo eficiente de los cultivos, así como la
decisión para el cultivo que se quiera establecer. Las técnicas serológicas y
moleculares actualmente resultan muy eficaz para la identificación y el estudio de
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Tesis
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2012
patógenos virales de los cultivos, contribuyendo así en gran medida en la
agricultura mundial al poder precisar la distribución de estos en zonas cultivables.
El presente trabajo tuvo como propósito de conocer los tipos de virus
presentes en Capsicum spp. en la zona centro de Veracruz, para utilizar está
información como herramienta para el manejo de los cultivos de chile que oriente
para decisiones sobre especies o variedades a cultivar, buscar cultivos
alternativos e implementar técnicas culturales tradicionales o biotecnológicas que
garanticen mayor rendimientos.
2
Tesis
II.
Mahatma Gandhi Landa Cadena
2012
ANTEDEDENTES
2.1 El chile: Capsicum spp.
Desde que Cristóbal Colón, en la búsqueda de especias, confundió el chile con la
pimienta negra y llevó a España un cargamento de lo que él llamó “pimiento”, el
producto americano cuyo verdadero nombre era el náhuatl chilly, cautivó los
paladares europeos y asiáticos.
Capsicum es un género descrito por Carlo Linneo en su obra Species
Plantarum [1: 188-189] publicada en 1753. Se cree que el nombre asignado deriva
del griego kapto, que significa “picar” y que es su principal característica (Salazar y
Silva, 2004); sin embargo, López-Riquelme (2003) menciona que significa “caja”,
en alusión a que las semillas están encapsuladas en una especie de caja, aunque
de acuerdo a su tipo, el fruto es clasificado como una baya.
El género está agrupado en la Familia Solanaceae o Solanáceas. Familia
de gran importancia económica por incluir cultivos como la papa, el jitomate,
tomate, tabaco, así como, varias especies con utilidad medicinal (López-Riquelme,
2003; Cárdenas, 2010).
El género Capsicum agrupa a más de 26 especies, de las cuales sólo 12
son empleadas por el hombre. De estas, unicamente cinco han sido domesticadas
y aprovechadas como cultivos. Las especies más cultivadas son: Capsicum
annuum, Capsicum frutescens, Capsicum chinense, Capsicum baccatum y
Capsicum pubescens (López-Riquelme, 2003).
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De acuerdo con Zapata et al (1992), su clasificación taxonómica es la
siguiente:
Reino: Vegetal
Tipo: Fanerógama
División: Spermatophyta
Clase: Dicotiledónea
Subclase: Simpétala o Gamopétala
Orden: Solanales o Tubiflorales
Familia: Solanaceae
Género: Capsicum
2.1.1 Importancia socioeconómica del chile
El chile se ubica entre las siete hortalizas más cultivadas en el mundo con una
producción estimada en 24 millones de toneladas (Tm). Los principales países
productores son China (12.5 millones de Tm) y México (1.9 millones) (FAOSTAT,
2008).
El chile es una hortaliza que se cultiva en casi toda la República Mexicana
en los dos ciclos agrícolas y forma parte del grupo de los principales productos
hortofrutícolas de exportación, razón por la cual destaca a nivel mundial como uno
de los principales productores de chiles en el mundo. De acuerdo con FAOSTAT
(2005), es el cultivo hortícola más importante en México considerando la superficie
que se siembra.
En
2005
el chile era
el noveno cultivo de
importancia en México.
(FAOSTAT, 2005).
En 2010 se cosecharon en México cerca de 145,000 Ha ̄¹ (figura 1) con una
producción de más de
2 millones de toneladas (FAOSTAT, 2012). En 2005,
aproximadamente el 25% de la producción mexicana se exportó (FAOSTAT,
2005).
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Figura 1. Superficie destinada al cultivo de chile verde por los tres principales
países productores según FAO del 2006 al 2008.
De acuerdo con cifras mundiales de comercio de la FAOSTAT (2010), México es
el principal exportador de chile verde y sexto lugar en ventas de chile seco.
Según la FAO, en 2008,
México se encontraba entre los países con mayor
superficie cosechada (Tabla 1), donde India y China ocuparon los primeros sitios
(FAOSTAT 2009).
Tabla 1. Países productores de chile con mayor superficie cosechada. Fuente:
FAOSTAT 2009.
PAÍS
1
2
3
4
5
6
7
8
9
5
India
China
Etiopía
Indonesia
México
Nigeria
Myanmar
Turquía
Otros
Total
MILES DE HECTAREAS
PORCENTAJE
770.5
693.3
373.3
202.7
169.3
124.2
109
97
1050.1
3589.4
21.5
19.3
10.4
5.6
4.7
3.5
3
2.7
29.3
100
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2.2 El cultivo de chile en México.
Según los datos de SIAP-SIACÓN (2009), los estados de mayor producción de
chile verde fueron: Sinaloa, Chihuahua, Zacatecas, San Luis Potosí, Tamaulipas,
Jalisco, Michoacán, Baja California Sur, Sonora, Guanajuato, otros. Destaca
Sinaloa con una producción 29.8 % de la producción nacional (Tabla 2) y Colima
con el mayor rendimiento por hectárea (Tabla 3).
Tabla 2. Estados productores de chile verde 2008 (miles de Ton.). Tomado de
FAOSTAT 2009.
Tabla 3. Rendimientos por estado (Ton/Ha ̄¹). Tomado de FAOSTAT 2009.
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De acuerdo a Conaproch (2007) las condiciones climáticas y tecnológicas que
presentan las regiones donde se siembra el chile se dividen en:
Región norte y noreste.- Se caracteriza por tener alta tecnología adecuada.
Por lo general tienen buenos rendimientos y productividad en base a la adopción
de esta tecnología. Tienen condiciones ambientales más o menos estables y
adecuados canales de comercialización. Esta región está especializada en la
producción de chiles frescos para al consumo directo o la industria de proceso.
Región centro o bajío.- Se considera con mediana tecnología. Comprenden
zonas tradicionales de producción de chiles para deshidratar (anchos, mulatos,
pasilla, puya, guajillo). Por lo general tienen tecnología de producción y los
métodos de secado tradicionales, lo que ocasiona que tengan bajos rendimientos
y productos de mala calidad.
Región sur y sureste.- Tipificada como de baja tecnología. Se siembra
principalmente de secano y humedad residual, lo que origina altos riesgos e
inestabilidad de la producción. Las regiones de Veracruz, Oaxaca, Campeche y
Quintana Roo, han disminuido su área sembrada, en algunos casos, o bien
permanecen estables. La incidencia de plagas y patógenos es uno de los
principales problemas. Los rendimientos aún continúan siendo bajos y no
compiten en mercados exigentes de productos de calidad.
Para el país, las exportaciones de chile verde generaron en 2003 un ingreso
de 424 930 000 de dólares. Solo la cuarta parte de los estados mexicanos son
exportadores de chile entre los principales se encuentran Sinaloa, Sonora y
Tamaulipas (FAOSTAT 2007).
México es el primer exportador de chile verde a nivel mundial y el sexto de
chile seco; los principales clientes son Estados Unidos, Japón, Canadá, Reino
Unido y Alemania. Además de un producto con presencia mundial, éste es un
cultivo originario de nuestro país y parte simbólica del imaginario culinario y
cultural (SIAP 2010).
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2.3 Problemas fitosanitarios del cultivo de chile
El chile, como cualquier otro cultivo en México, se enfrenta a problemas de plagas
y patógenos, destacan entre ellos:
Nematodos
Se ha detectado en Aguascalientes y Zacatecas la presencia de Meloidogyne
incognita
y/o Meloidogyne spp., nematodos formadores de agallas, mal
formaciones en las raíces de las plantas. Estos producen heridas en las raíces
que facilitan la entrada a hongos patógenos, lo que representa un problema grave
en los almácigos tradicionales. Los nematodos además de infectar y debilitar a las
plántulas, en un sitio pueden diseminarse a otras áreas al movilizar el material de
propagación (Velásquez-Valle 2001; Velásquez et al., 2002).
La sintomas ocasionada por estos parásitos son: achaparramiento,
amarillamiento y marchitez durante los periodos con temperaturas altas, escaso
follaje, frutos pequeños y de baja calidad, las raíces pueden mostrar agallas
(Velásquez et al., 2002).
Hongos
Diversos hongos fitopatógenos subsisten en las plantas de distintos cultivos,
causando grandes daños a las raíces de las plantas, lo que interfiere seriamente
con su desarrollo. Entre los hongos del suelo que causan grandes pérdidas están:
Fusarium, Phytophthora, Pythium, Rhizoctonia y Verticillium los cuales afectan
gran cantidad de cultivos, por ejemplo, de algodón, arroz, cacahuate, café, cebolla,
chile, tabaco, tomate, etc. (Agrios, 2005).
Los daños ocasionados por estos patógenos varían de acuerdo con el año,
lugar, cultivo y problema del que se trate. Sin embargo, hay reportes de que en
Zacatecas y Aguascalientes, estos hongos tienen una incidencia de alrededor de
79.8% en los cultivos (Garza, 1996; Velásquez et al., 2004)
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Bacterias
Las bacterias son organismos unicelulares procariotas, de las cuales algunos
géneros tienen gran relevancia como patógenos de cultivos. En diversos estudios
en tomate, chile y otras hortalizas, se ha indicado que la pudrición bacteriana de
tallos es causada por la bacteria Erwina carotovora (Jones 1983), conocida
actualmente como Pectobacterium carotovorum, también causa marchitamiento,
pudriciones blandas de los tejidos y muerte de las plantas (Stall, 1993). La
marchitez bacteriana de las solanáceas causada por Ralstonia solanacearum, es
una de las enfermedades con efectos devastadores en cultivos de importancia
como tomate, papa, berenjena, chile y tabaco (Perea soto et al., 2011).
Otro problema fitosanitario es la mancha bacteriana causada, por
Xanthomonas campestris, se detectó en plantaciones de chile a cielo abierto en
Aguascalientes y Zacatecas. (Velázquez y Medina, 2005a). Las bacterias pueden
penetrar a las plantas a través aberturas naturales como estomas o bien por
medio de heridas provocadas por partículas de suelo que impulsa el viento o por
insectos, mientras que los frutos solamente pueden ser infectados por medio de
heridas. (Velázquez y Medina, 2005a)
Virus
Los virus fitopatógenos son agentes infecciosos que causan mucho daño a los
cultivos al generar una pérdida en la producción desde un 20 hasta un 100 %, ya
sea por ineficiencia fisiológica de la planta o por malformación de frutos (BarreraPacheco et al., 2008).
El 90% de los virus poseen genomas de ácido ribonucleico – ARN, mientras
que el 10% tienen genomas de ácido desoxirribonucleico – DNA (Perea-Araujo
2006). Los virus son parásitos obligados que realizan su replicación dentro del
núcleo de las células hospedantes (Hull, 2002; Nelson y Citovsky, 2005;
Wintermantel et al., 2005; Chen et al., 2010).
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Tesis
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Los virus, principalmente se propagan por acción de los insectos. Uno de
los principales insectos vectores de los virus es la mosquita blanca, Bemisia tabaci
(Hunter et al., 1998).
De allí la importancia de la mosquita blanca (Homoptera: Aleyrodidae), al
ser considerada una de las plagas más relevantes a nivel mundial. Debido a su
amplia distribución geográfica en el trópico, subtrópico y zonas templadas del
mundo, afecta un amplio rango de cultivos domésticados y silvestres (Cardona et
al., 1995).
A nivel mundial, se han reportado 45 virus fitopatógenos en el cultivo de
chile, 13 de los cuales fueron mencionados por Pardey (2008) y RoblesHernández et al. (2010) para México (Tabla 4).
Tabla 4. Relación de virus reportados para México.
Familia
Género
Nombre del virus
Potyviridae
Potyvirus
Virus Y de la Papa (PVY)
Virus Jaspeado del Tomate (TEV) (Figura 3)
Virus Moteado del Chile (PepMV),
Bunyaviridae
Tospovirus
Virus de la Mancha Necrótica del Impaciente
(INSV)
Virus del la Marchitez Manchada del Tomate
(TSWV)
Comoviridae
Nepovirus
Virus de la Mancha Anular del Tabaco (TRSV)
Virus de la Mancha Anular del Tomate (ToRSV),
Bromoviridae
Alfamovirus
Virus del Mosaico de la Alfalfa
Cucumovirus
Virus Mosaico del Pepino (CMV) (Figura 4)
Virus no ubicados en familia vírica
Tobamovirus
Virus Moteado Atenuado del Chile (PMMoV)
Virus Mosaico del Tabaco (TMV) (Figura 2)
10
Tobravirus
Virus Cascabel del Tabaco (TbRV)
Tombusvirus
Virus del Achaparramiento Arbustivo del Tomate
Tesis
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Figura 2.Virus del mosaico del tabaco (TMV)
Figura 3. Virus del jaspeado del tomate (TEV)
Figura 4. Virus del mosaico del pepino (CMV)
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Tesis
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Adicionalmente, se han determinado otros virus, tal es el caso del Virus del
chino del tomate” (CdTV), que a principios de los 70’s se reportó enchinamiento
en las hojas de las plantas de tomate
en cultivares del estado de Sinaloa
(González y Cervantes, 1973). La presencia de esta enfermedad se encontraba
asociada con grandes poblaciones de mosquita blanca (Brown y Nelson, 1988;
Gallegos, 1978). En 1984 se aisló y caracterizó el agente causal del CdTV, y se
encontró que corresponde al género Begomovirus de la familia Geminiviridae
(Brown y Nelson, 1988; Gallegos,1978). Actualmente se ha reportado que el virus
incide tanto en tomate como chile en los estados de Chiapas, Morelos y
Tamaulipas, con tendencia a diseminarse a través de todo el país debido a que su
rango de hospederos es amplio (Torres-Pacheco et al., 1996).
A finales de los 80’s se detectaron tres geminivirus pertenecientes al linaje
del SLCV, el primero fue Squash Leaf Curl Virus SLCV de la familia Geminiviridae
y el género Begomovirus, observado en 1977 afectando cultivos de calabaza en
Arizona, California y el valle de Mexicali en México (Flock y Mayhew., 1981); este
virus se encontró posteriormente en el valle del Mayo en Sonora dañando a
cultivos de calabaza (Delgadillo y et al., 1989).
El segundo virus se detectó por primera vez en 1990 en Texas y fue
conocido como Texas Pepper Virus [(TPV) (Stenger et al., 1990)], posteriormente
este nombre fue cambiado a Pepper Golden Mosaic Virus (PepGMV) del género
Begomovirus de la familia Geminiviridae. Este virus ha sido reportado para la
península de Baja California. (Tomato Magazine, 1997).
Dentro de la región de meseta huasteca (sur de Tamaulipas, Norte de
Veracruz y el Este de San Luis Potosí) se detectó un tercer geminivirus transmitido
por la mosquita blanca infectando cultivares de chiles serranos, tomate y frijol
(Leal y Quintero., 1989). Este virus fue llamado Pepper Huasteco Virus (PHV).
Actualmente se conoce como Pepper huasteco yellow vein virus (PHYVV) del
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2012
género begomovirus y se encuentra distribuido en los estados de Sinaloa,
Tamaulipas, Guanajuato y Quintana Roo (Torres-Pacheco et al., 2002).
A partir de 1989 se ha detectado en el estado de Sinaloa en cultivares de
tomate y chile a Tomato Leaf Curl Sinaloa Virus (ToLCSinV) del género
Begomovirus de la familia Geminiviridae (Brown et al., 1993). Así mismo, el Bean
Golden Yellow Mosaic Virus (BGYMV) de la familia Geminiviridae y el género
begomovirus, infecta cultivares de tomate, chile, calabaza y melón en Veracruz,
Tamaulipas, Chiapas y Yucatán (López-Salinas y Becerra, 1994). Este virus ya
había sido reportado en 1977 pero fue hasta 1994 que se corroboró mediante
técnicas moleculares.
2.4
Importancia del diagnóstico
enfermedades virales de plantas.
serológico
y
molecular
en
El proceso de identificar correctamente la causa de una enfermedad es
indispensable para dirigir adecuadamente las prácticas de manejo (Arauz 1998).
Debido a la importancia que han alcanzado lo virus como patógenos a escala
mundial, es necesario contar con métodos rápidos y seguros para su detección y
posterior identificación, lo cual facilita los estudios de epidemiología y de
diversidad genética del grupo.
La información del diagnóstico tiene consecuencias importantes para el
diseño de estrategias relacionadas con la resistencia a enfermedades y el manejo
integrado (Rojas et al., 1993).
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Tesis
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Técnicas para la detección e identificación de virus fitopatógenos
Dentro de las tecnicas de identificacion de virus, se encuentran la de identificacion
por sintomas, pruebas fisiológicas, en plantas indicadoras, pruebas serológicas y
de biología molecular. Sin embargo la identificacion de virus fitopatógenos por
sintomatologia no es confiable, debido a que los sintomas se pueden confundir
con desordenes nutricionales (Méndez-Lozano et al., 2002).
Las técnicas más eficientes y confiables son las serológicas como Elisa
(Enzyme-Linked Immuno Sorbent Assay) y las de biología molecular como RTPCR y PCR-MULTIPLEX (Polymerase Chain Reaction) por su alta sensibilidad
(Loreto-Robles et al., 2010)
ELISA es una técnica de inmunoensayo en la cual un antígeno inmovilizado
se detecta mediante un anticuerpo enlazado a una enzima capaz de generar un
producto detectable como cambio de color, quiere decir que se encontrará los
anticuerpos que hay en el organismo de un huésped es decir, que detecta
antígenos específicos (proteínas virales) o anticuerpos fabricados por el
hospedero infectado (Ascencio-Ibáñez et al., 1999).
Las técnicas moleculares han contribuido notablemente en el diagnóstico
fitosanitario al disminuir el tiempo para la identificación del patógeno y generar
resultados más precisos. Generalmente estas técnicas se basan en la Reacción
en Cadena de la Polimerasa (PCR) que consigue amplificar trazas de ADN
presentes en una muestra hasta niveles detectables, mediante la repetición de
ciclos en un equipo llamado termociclador y la visualización de estos fragmentos
en geles de agarosa o poliacrilamida, o bien en reportes informativos de la
generación de los productos mediante la detección luminosa a emplear sondas.
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De manera general la técnica de PCR, constituye la base de las técnicas
moleculares, misma que
consiste en tres etapas,
la desnaturalización,
alineamiento y elongación.
En la etapa de desnaturalización se separan la hebras del fragmento de
ADN. Este paso se realiza con un incremento de temperatura, donde comunmente
es de 92 a 95⁰ C. en la etapa de alineamiento, los oligos se unen a su secuencia
complementaria en el ADN molde. Para ello, es necesario bajar la temperatura a
50-70⁰ C durante 20-40 segundos, permitiendo así el alineamiento. Los puentes de
hidrógeno estables entre las cadenas de ADN, solo se forman cuando las
secuencia del oligo es muy similar a la secuencia del ADN molde. Los oligos
actuarán como límites de la región de la molécula que va hacer amplificada.
En la etapa de enlongación de la cadena, la ADN polimerasa toma de
molde el fragmento de ADN para sintetizar la cadena complementaria, partiendo
del oligo para la sintesis del nuevo ADN. Para lo anterior, la polimerasa va
añadiendo los dNTP’s complementarios en dirección 5’ – 3’ uniendo el grupo 5’fosfato de los dNTP’s con el grupo 3’- hidroxilo de la hebra del ADN creciente. La
temperatura y el tiempo para este paso depende de la ADN polimerasa empleada
y del tamaño del fragmento a amplificar.
La etapa de terminación, se lleva acabo a una temperatura de 70-74⁰ C
durante 5-15 minutos en el ultimo ciclo de PCR para asegurar que cualquier ADN
de cadena simple restante sea totalmente amplificada. Finalmente la etapa de
conservación se lleva acabo generalmente a 4⁰ C durante un tiempo indefinido
para conservar la reacción a corto plazo.
Para identificar que la PCR ha generado el fragmento de ADN deseado, se
emplean técnicas de electroforesis que se separan los fragmentos de ADN
generados de acuerdo a su carga, longitud y tamaño. La electroforesis se realiza
en geles de agarosa.
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Tesis
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III. HIPÓTESIS
Si el PVY y seis Begomovirus patógenos del cultivo de chile están reportados para
México y particularmente tres de ellos, fueron encontrados para la zona norte de
Veracruz, entonces, es posible que al menos uno de ellos esté presente en
plantas de chile de traspatio, silvestres o cultivadas en la zona central del estado
de Veracruz.
IV. OBJETIVOS
4.1 Objetivo General
Establecer si el PVY o alguno de los seis Begomovirus patógenos del cultivo
de chile reportados para México se encuentran infectando plantas de chile de
traspatio, silvestres o cultivadas en la zona central del estado de Veracruz.
4.2 Objetivos específicos
Determinar si la presencia del(os) virus detectado(s) en la zona, guardan al
guna relación particular con cualquiera de las especies de Capsicum spp.
analizadas.
Determinar si la presencia del(os) virus está influenciada por el gradiente
altitudinal desde el nivel del mar hasta 2450 m.
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Tesis
V.
Mahatma Gandhi Landa Cadena
2012
MÉTODO
5.1 Colecta
Se colectaron 43 muestras (Tabla 5) de material vegetal de chile (Capsicum spp.)
en cultivos establecidos, traspatio y potreros durante los meses de febrero a
noviembre del 2011. Se seleccionaron plantas con síntomas y sin síntomas de
virosis. El material vegetal se secciono y fue depositado en bolsas de papel de
estraza para ser trasladadas al laboratorio bajo condiciones de temperatura y
humedad ambientales.
Las colectas se realizarón en ocho localidades de la zona Centro del estado
de Veracruz (Figura 5) mismas que:
Tolome (Municipio de Paso de Ovejas). Se encuentra ubicado en el centro
del Estado en la zona semiárida, en las coordenadas 19° 17” latitud norte y 96° 26”
longitud oeste, a una altura de 40 metros sobre el nivel del mar. Con clima cálidoregular y una temperatura promedio de 25° C; su precipitación pluvial media anual
es de 1,500 mm.
Chalahuite (Municipio de Úrsulo Galván). Localizado en la zona centro del
Estado, en las coordenadas 19° 24’ latitud norte y 96° 18’ longitud oeste a una
altura de 20 metros sobre el nivel del mar. Su clima es tropical-húmedo, con una
temperatura media anual de 25.8° C; su precipitación pluvial media anual es de
1,017.7 mm.
Aparicio (Municipio de Vega de Alatorre, Ver.) Ubicado en la zona centro
del Estado, en las coordenadas 20° 02’ latitud norte y 96° 57’ longitud oeste a una
altura de 10 metros sobre el nivel del mar. El clima es cálido-regular, con una
temperatura media anual de 23.9° C y precipitación pluvial media anual es de
1368.7 mm.
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Tesis
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2012
Rancho nuevo (Municipio de Emiliano zapata). Se localiza en la zona
central del Estado, en las coordenadas 20º15´ de latitud Norte y 97º24´ de longitud
Oeste, a una altura de 885 metros sobre el nivel del mar. Su clima es templadohúmedo-regular con una temperatura promedio de 25.2º C.; su precipitación
pluvial media anual es de 2,779.1 mm.
Las Vigas de Ramírez (Municipio de Las Vigas de Ramírez). Situado
ubicado en la zona centro del Estado en las coordenadas 19° 38’ latitud norte y
97° 06’ longitud oeste a una altura de 2,420 metros sobre el nivel del mar. Su
clima es templado-húmedo-regular con una temperatura media anual de 24.7° C;
su precipitación pluvial media anual es de 1500 mm.
El Espinal (Municipio de Naolinco de Victoria). Se encuentra en la zona
central del Estado, en las coordenadas 20º15´ de latitud Norte y 97º24´ de longitud
Oeste, a una altura de 100 metros sobre el nivel del mar. Su clima es cálidoregular con una temperatura promedio de 23.8º C; su precipitación pluvial media
anual es de 1,889 mm.
Ignacio Allende (Municipio de Jalacingo). Se encuentra ubicado en la zona
centro del estado, en las coordenadas 19º48´ de latitud norte y 97º18´ de longitud
oeste, a una altura de 1944 metros sobre el nivel del mar. Su clima es templadohúmedo con una temperatura media anual de 15º C; su precipitación pluvial media
anual es de 2,029.5 mm.
Xalapa (Municipio de Xalapa). Con ubicación en la zona norte, en las
coordenadas 19° 32’ latitud norte y 96° 55’ longitud oeste a una altura de 1,460
metros sobre el nivel del mar. Su clima es templado-húmedo-regular con una
temperatura promedio de 18° C; su precipitación pluvial media anual es de 1,509.1
mm. (Servicio Meteorológico Nacional 2009).
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Tesis
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Figura 5. Localización geográfica de los sitios de colecta del material vegetal de
Capsicum spp.
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Tesis
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Tabla 5. Datos informativos del material de Capsicum spp. colectado para el
estudio.
Clave de
muestra
compuesta
M1
M2
M3
M4
M5
M6
M7
M8
M9
M10
M11
M12
M13
M14
M15
M16
M17
Número de
Planta
Nombre común
del chile
Localidad de
colecta
Ubicación de la
planta
1,2,4,5
7
8
3,6,9,10,11,12
13
14,15
17,18,19,20
21,22,25
26,27,28,29,30,
31,33
32
34,35,36,37
38,39,40,41
23
24
42
16
43
Chiltepín
Chile bolita
Chiltepín
Jalapeño
Jalapeño
Manzano
Manzano
Chiltepín
Chiltepín
Tolome
Tolome
Tolome
Tolome
Las vigas
Las Vigas
Xalapa
Espinal
Aparicio
Traspatio
Traspatio
Traspatio
Traspatio
Vivero
Traspatio
Traspatio
Traspatio
Potrero
Chile piquín
Habanero
Habanero
Chiltepín
Habanero
Chiltepín
Jalapeño
Chiltepín
Aparicio
Rancho Nuevo
Rancho Nuevo
Espinal
Espinal
Chalahuite
Ignacio Allende
Úrsulo Galván
Potrero
Cultivo
Cultivo
Traspatio
Traspatio
Traspatio
Potrero
Traspatio
5.2 Procesamiento de las muestras
Las muestras se procesaron en el Laboratorio de Alta Tecnología de Xalapa
(LATEX) para su análisis. El tejido vegetal se cortó en pequeños fragmentos con
tijeras y se almacenó en bolsas de papel de estraza en congelación a -20° C. Con
la finalidad de disminuir el número de muestras se prepararon mezclas
compuestas para cada sitio de colecta (Tabla 5). Las muestras se liofilizaron a
efecto de prolongar su vida útil y su aprovechamiento para estudios posteriores.
20
Tesis
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2012
5.3 Prueba de ELISA para el diagnóstico del Virus “Y” de la papa (PVY)
Para responder la pregunta sobre la presencia del Virus “Y” de la papa en las
muestras de Capsicum spp. se aplicó la técnica de DAS-ELISA conforme al
protocolo para el kit de diagnóstico de la Compañía AGDIA que consiste en:
La sensibilización de la placa. En esta etapa se diluyó la gammaglobulina
purificada (anticuerpo) guardando una relación 1:200, es decir, 1 µl de la solución
de anticuerpo por cada 200 µl de solución SOLAM. Se agregaron 100 µl de la
solución anterior (gammaglobulina purificada - anticuerpo) en cada pozo de la
placa de microtitulación considerando dos pozos por cada muestra a analizar. La
placa se incubó en cámara húmeda por 12 horas a 4º C. Para cada placa se
consideró la sensibilización de dos pozos por cada muestra, cuatro pozos para los
testigos negativos (dos con sólo buffer de extracción y dos con macerado de tejido
vegetal negativo al patógeno a diagnosticar); y por ultimo dos pozos para el testigo
positivo (material certificado positivo al patógeno a diagnosticar).
Lavado de la placa. Concluido el periodo de incubación, se procedió a lavar
de 3 a 5 veces la placa con solución PBS-T.
Colocación de la muestra (antígeno). Para la adición de las muestras,
primeramente el tejido vegetal se maceró con solución SOLAM en bolsas de
plástico de aproximadamente 10x15 cm guardando una proporción 1:10 (peso:
volumen). Una vez hecho lo anterior, se agregaron 100 µl de la solución del
macerado a un pozo de la placa. Posteriormente se incubó la placa en cámara
húmeda durante 2 horas a temperatura ambiente (20-25º C).
Lavado de la placa. Concluido el periodo de incubación, se lava de 3 a 5
veces la placa con solución PBS-T.
21
Tesis
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Adición del conjugado enzimático (anticuerpo-enzima fosfatasa alcalina). Se
diluyó el conjugado enzimático en proporción 1:200, conjugado enzimático –
SOLAM. Se agregó a cada pozo de la placa 100 µl del conjugado diluido, después
se incubó durante 2 horas a temperatura ambiente (20-25º C) en cámara húmeda.
Lavado de la placa. Concluido el periodo de incubación, se lava de 3 a 5
veces la placa con solución PBS-T.
Adición del sustrato. Se preparó el sustrato de la enzima diluyendo él paranitrofenol fosfato en SOLAM para sustrato en una relación de 1 mg/ml. Se
agregaron 100 µl (0.1 ml) de ésta solución de sustrato a cada pozo de la placa
sensibilizado y adicionado con las muestras. Posteriormente, se Incubó la placa
en cámara húmeda a temperatura ambiente (20-25º C) y a obscuridad. Se
tomaron las lecturas de absorbancia a 405 nm en el lector de microplacas en los
siguientes periodos de tiempo: inicial, a los 10 min posteriores a haber adicionado
el sustrato; intermedia, a los 30 min; y final, a los 60 min.
Análisis de las lecturas para la detección del patógeno. Debido a la
naturaleza de la prueba, dado que, la enzima al reaccionar sobre el sustrato
genera una respuesta cromática cuando el virus está presente y ésta puede ser
registrada por los valores de absorbancia, un resultado positivo se infiere tomando
como base que tres veces el valor medio de la absorbancia de los controles
negativos se considera positivo.
5.3 Prueba de PCR para el diagnóstico de Begomovirus
Dado que el material genético de los Begomovirus es el ADN, se aplicó la técnica
de PCR con iniciadores universales para este grupo de virus. Dicha técnica
consistió de las siguientes fases.
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5.3.1 Aislamiento de ADN genómico
Para el aislamiento del ADN total se trituraron 50 mg de tejido liofilizado en
morteros congelados. Para ello, se agregó 1 ml de solución amortiguadora de lisis
(CTAB). El extracto se depositó en tubos estériles para microcentrifugación de 2
ml, inmediatamente, la solución se incubó durante 60 min a 65⁰ C agitando
continuamente con suavidad. Se retiraron los tubos de la incubadora, dejándolos
enfriar durante 10 min y se agregaron 500 μl de cloroformo, y se mezcló por
inversión durante 5 minutos a temperatura ambiente.
La solución se centrifugó a 14000 rpm a temperatura ambiente durante 10
min. A continuación se recuperaron aproximadamente 750 μl de la fase superior
acuosa y se transfirió a un tubo nuevo estéril de 2.0 ml. Con la finalidad de tener
mayor pureza en el ADN se repitió el tratamiento con cloroformo en la fase
acuosa, para lo que se mezcló por inversión e incubó durante 30 min a 37° C.
Posteriormente, se agregaron
previamente enfriado
1 ml de isopropanol (2-propanol) al 100%
a -20 °C. Se mezcló por inversión para favorecer la
precipitación del ADN.
A continuación, la solución se centrifugó a 14000 rpm a temperatura
ambiente durante 10 min para precipitar y formar la pastilla de ADN en el fondo del
tubo. Se desechó el isopropanol por decantación y se agregó 1 ml de etanol al
75%. Se lavó suavemente la pastilla de ADN y se centrifugó a 14000 rpm a
temperatura ambiente durante 10 min. Se desechó el alcohol por decantación.
Finalmente, se dejó que el alcohol se evaporara a temperatura. Una vez seca la
pastilla, se adicionó 1 ml de agua bidestilada estéril. Se guardaron las muestras a
-20° C.
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Tesis
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El ADN fue analizado por electroforesis en gel de agarosa 0.8% con TBE
1X como solución de corrida. Se aplicaron 90 V durante 1 h y al finalizar el gel se
tiñó con 2 μl de bromuro de etidio (10 mg/ml) en 100 ml de solución TBE 0.5X
durante 20 minutos. Los geles fueron observados con un equipo analizador de
geles de la marca Microbis.
5.3.2 PCR (Reacción en Cadena de la Polimerasa)
Para la amplificación del ADN viral se empleó el protocolo de Wyatt y Brown
(1996)
con
los
iniciadores
5’GCCYATRTAYAGRAAGCCMAG
degenerados
3’
y
prV
prC889
324(+):
(-):
5’GGRTTDGARGCATGHGTACATG 3’, que amplifican el gen de la proteína de la
capside de Begomovirus.
La solución de amplificación consistió de 1 X de Buffer PCR, 2 mM de
MgCl2, 1.5 mM de dNTP’s, 1.25 U de taq DNA pol., 20 pM de cada iniciador (prV y
prC) y 1 mg de DNA total, en un volumen de reacción de 25 µl bajo el siguiente
programa térmico: desnaturalización inicial de 94° por 2 min; 35 ciclos de 92° por 1
min, 60° por 20 seg y 72° por 30 seg.
La separación de los productos amplificados se realizó por medio de
electroforesis en gel de agarosa 1.8% en buffer TBE 1X a 90 V en un sistema
horizontal BIORAD SUBCELL. Para la visualización de los productos amplificados,
los geles de agarosa fueron teñidos en 100 ml de solución TBE 0.5 X adicionado
con 2 μL de bromuro de etidio (10 mg/ml) e incubados durante 20 min. En cada
electroforesis se colocó en un pozo un marcador de peso molecular de la marca
AMRESCO´S producto K180-250UL.Los productos de amplificación fueron
fotografiados con un equipo transiluminador marca MICROBIS con ayuda del
software GELQUANT.
24
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5.3.3 Secuenciación del ADN amplificado
Purificación de los productos de amplificación.
Para la limpieza de las muestras se procedió a la eliminación del exceso de
nucleótidos, utilizando el kit Wizard SV Gel and PCR Clean-Up System de la
marca PROMEGA. El protocolo se describe a continuación:
i.
Se colocó una minicolumna SV dentro de un tubo colector por cada
muestra.
ii.
Se agregó el mismo volumen de solución de unión a la membrana al
producto de PCR, la mezcla se transfiere a la minicolumna previamente
montada.
iii.
Se centrifugó la minicolumna SV a 16,000g x 1 minuto. Se removió la
minicolumna para desechar la solución del tubo colector.
iv.
Se lavó la columna adicionando 700µL de solución de lavado de
membrana. Posteriormente se centrifugó por un minuto a 16,000g. De
nuevo se desechó la solución del tubo colector y se repitió el lavado de la
columna, esta vez con 500µL de solución de lavado de membrana, la
muestra se centrifugó a 16,000g x 5 minutos.
v.
Se removió la minicolumna SV del tubo colector, el precipitado fue
desechado y de nuevo se centrifugó la minicolumna a 16,000g x un minuto.
vi.
Se transfierió la minicolumna SV a un tubo limpio de 1.5mL, se adicionaron
a la membrana 50µL de agua libre de nucleasas. La muestra se incubó a
temperatura ambiente por un minuto para posteriormente centrifugarla a
16,000g x un minuto.
vii.
Se desechó la minicolumna, la solución en el tubo de 1.5mL contiene el
producto de PCR ya purificado. La solución se almacenó a -20oC para su
posterior uso.
Los productos de la purificación se corrieron en electroforesis en gel de
agarosa al 1.8% para comprobar su integridad.
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Tesis
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Cuantificación de productos de purificación y secuenciación.
Para establecer la calidad de los purificados se procedió a analizarlos mediante
un equipo NanoDrop, especializado en cualificar y cuantificar
los productos
amplificados para su posterior secuenciación.
Secuenciación y análisis de la secuenciación del ADN
Para la secuenciación, las muestras se enviaron a la compañía Macrogen USA
según las recomendaciones del laboratorio.
Una vez obtenidas las secuencias, éstas se editaron con ayuda de los
programas FinchTV y BioEdit para seleccionar las zonas a utilizar en la
identificación de los virus. Los productos se analizaron bajo el algoritmo BLAST
(Basic Local Alignment Search Tool) en la página del National Center for
Biotechnology Information (NCBI), para establecer las identidades de secuencias
de las muestras.
26
Tesis
VI
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RESULTADOS
6.1 Diagnóstico del Virus “Y” de la papa
De acuerdo a los resultados generados por la prueba de DAS-ELISA para el
diagnóstico del Virus “Y” de la papa, ninguna de las muestras de Capsicum spp.
analizadas se encontraron infectadas con este virus (Figura 6).
Figura 6. La gráfica muestra que las lecturas de absorbancia a los 60 min para la
totalidad de las muestras se encontraron estrechamente cercanas a las del control
negativo. Se observa la lectura sobresaliente del control positivo al Virus “Y” de la
papa.
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Tesis
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6.2 Diagnóstico de Begomovirus mediante técnicas moleculares
La amplificación del ADN que codifica para el gen de la cápside del grupo
Begomovirus mostró que de las 17 muestras analizadas, 11 generaron un
producto de amplificación ≈ 600 pb. De estas, seis muestras correspondieron a
chile chiltepín (M1, M2, M3, M8, M9 y M17), dos de chile habanero (M12 y M14),
dos a chile jalapeño (M4 y M5) y uno a chile manzano (M6) (tabla 7), por lo que se
pudo responder en primera instancia que en estas muestras se encontraba algún
tipo de Begomovirus ya que el tamaño del fragmento obtenido corresponde a la
talla reportada por Wyatt y Brown (1996) para esta prueba (Figura 7).
M1 M2 M3 M4 M5 M6 M7 M8 M9 M10 M11 M12 mpm
ADN viral
(600 pb)
Figura 7. Se muestran los productos de amplificación de diez de las muestras
analizadas para la detección de Begomovirus. M1 a M12: Muestra 1, 2, 3, 4, 5, 6,
7, 8, 9, 10, 11 y 12. mpm= Marcador de peso molecular.
De acuerdo al Comité Internacional de Taxonomía Viral, hasta el momento
se conocen 196 especies pertenecientes al género Begomovirus las cuales tienen
diferentes hospedantes en diferentes especies vegetales cultivadas y silvestres
(http://ictvonline.org/virusTaxonomy.asp?version=2009; 2012). De allí que para
precisar la especie de Begomovirus presente en las muestras analizadas, los
productos amplificados se enviaron al servicio de secuenciación.
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Tesis
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Los resultados del análisis de las secuencias arrojados por el análisis
BLAST con los datos de secuencias registradas en GeneBank para virus de
importancia fitopatógena indicaron que el Begomovirus presente en todas las
muestras analizadas poseían entre un 97 a 99% de similitud con el Pepper Golden
Mosaic Virus (PepGMV) específicamente con la secuencia con el registro
GU564594.1 (Tabla 6). Es de resaltar el hecho de que las secuencias con mayor
similitud fueron reportadas para cultivos de chile en el estado de San Luis Potosí
y Baja California en México.
Si bien, aparecen también otros nombres como el Texas Pepper Virus entre
los virus con mayor similitud a las secuencias en estudio (Tabla 6)., se aclara que
este fue el nombre con el cual se le conoció inicialmente al PepGMV. Este virus se
detectó por primera vez en 1990 en Texas, USA, de donde provino su nombre.
Entre otros lugares, el PepGMV ha sido reportado para Costa Rica
afectando a cultivos de tomate y de chile dulce (Rojas et al. 2005, Moriones y
Navas-Castillo 2008). Para México se ha encontrado además de los estados de
San Luis Potosí y Baja California para el estado de Tamaulipas, de allí que la
contribución del presente trabajo estriba en que es el primer reporte del PepGMV
para la zona centro del estado de Veracruz.
Por otra parte, es sobresaliente el hecho de que el virus se detectó en los
cuatro tipos de Capsicum spp. examinados (Tabla 6), el chiltepín, el jalapeño, el
habanero y el manzano, lo que demuestra un amplio rango de hospedantes del
virus dentro del género Capsicum, aunque el grado de sintomatología de las
muestras al momento de la colecta era más evidente para los primeros tres tipos.
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Tabla 6. Resultados del establecimiento de las identidades de las secuencias de las muestras virales analizadas con
secuencias registradas en Gene Bank mediante BLAST.
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Otros hechos relevantes fueron que la muestra M10 resultó negativa y ésta
corresponde a un tipo de chiltepín que se caracteriza por presentar menor tamaño
de frutos y hojas, de coloración verde intenso, nativo de la zona de Vega de
Alatorre (Figura 8), que se encontraba estrechamente cercano a las muestras que
conformaron la muestra M9, y por otro lado, que la muestra de chile habanero M11
no produjo amplificado, no obstante de haberse colectado del mismo lote de
cultivo correspondiente a la muestra M12, al respecto se argumenta que esto pudo
haberse debido a un error técnico.
Adicionalmente el virus se detectó a lo largo del gradiente altitudinal
muestreado que fue desde el nivel del mar como es el caso de la localidad de
Chalahuite, hasta los 2450 msnm, altura reportada para Las Vigas de Ramírez,
Veracruz.
A
B
Figura 8. Aspecto morfológico de las muestra de Capsicum spp. M9 y M10 (A y B,
respectivamente, originarias de la localidad de Aparicio, municipio de Vega de
Alatorre, Veracruz.
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En Centroamérica, el Caribe, México y Estados Unidos, un gran número de
Begomovirus han surgido durante los últimos 30 años, ocasionando pérdidas
económicas en cultivos de importancia, como el frijol (Phaseolus vulgaris), tomate
(Lycopersicon esculentum), chile dulce (C. annuum), calabaza (Curcubita pepo) y
okra (Albemoschus esculentus) (Ala-Poikela et al 2005, De La Torre-Almaráz et
al. 2006, Martínez et al. 2009, Nawaz-ul-Rehman y Fauquet 2009).
Tabla 7. Relación de muestras de Capsicum spp. y su localidad de origen, donde
se detectó el Pepper Golden Mosaic Virus (PepGMV).
Número de
muestra
compuestas
M1
M2
M3
M4
M5
M6
M7
M8
M9
M10
M11
M12
M13
M14
M15
M16
32
Nombre común
del chile
Localidad de colecta
Chiltepín
Chile bolita
Chiltepín
Jalapeño
Jalapeño
Manzano
Manzano
Chiltepín
Chiltepín
Chile piquín
Habanero
Habanero
Chiltepín
Habanero
Chiltepín
Jalapeño
Tolome
Tolome
Tolome
Tolome
Las vigas
Las Vigas
Xalapa
Espinal
Aparicio
Aparicio
Rancho Nuevo
Rancho Nuevo
Espinal
Espinal
Chalahuite
Ignacio Allende
Presencia de
Pepper Golden
Mosaic Virus
Positivo
Positivo
Positivo
Positivo
Positivo
Positivo
Negativo
Positivo
Positivo
Negativo
Negativo
Positivo
Negativo
Positivo
Positivo
Negativo
Tesis
VII
Mahatma Gandhi Landa Cadena
2012
CONCLUSIONES
Se detectó la presencia del Pepper Golden Mosaic Virus (PepGMV) en la mayoría
de las plantas de chile (Capsicum spp.) analizadas. Aparentemente, el virus no
tiene un hospedero específico en relación a las especies C. bacatum (chiltepín), C.
chinenses (habanero), C. pubences (manzano o cera) y C. annuum (jalapeño).
El virus se detectó a lo largo del gradiente altitudinal muestreado que fue
desde el nivel del mar hasta los 2450 msnm, altura reportada para Las Vigas de
Ramírez, Veracruz.
Este trabajo es el primer reporte del PepGMV para Capsicum spp. en la
zona centro del estado de Veracruz y tiene la finalidad de que en lo futuro, sirva
de base para que los productores y el personal que ofrece servicios agrícolas
establezcan medidas adecuadas en el manejo de los cultivos de chile y otros
cultivos que sirven de hospedante del virus. Así mismo, para el establecimiento de
proyectos de investigación que profundicen en su conocimiento y el desarrollo de
tecnologías para su control.
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Tesis
Mahatma Gandhi Landa Cadena
2012
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Tesis
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